mi más sincero agradecimiento - chapingo.mx · mario, gaby, gerdiel, y lucas por todos los buenos...
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Mi más sincero agradecimiento:
Al Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología (CONACYT) por el apoyo económico para
poder obtener este grado.
A la Universidad Autónoma Chapingo por darme un lugar entre tantos que lo solicitamos.
Para el Dr. Clemente Villanueva Verduzco por su apoyo en cada una de las etapas de este
proyecto de investigación, mil gracias por su paciencia. Al Dr. Jaime Sahagún Castellanos
por ser parte de este proyecto y destinar parte de su tiempo en su revisión. Al Dr. Rogelio
Castro Brindis por tener disponibilidad para aclarar cualquier duda y al Dr. Aureliano Peña
Lomelí por disposición.
Al Dr. Juan Martínez Solís por todo el apoyo brindado.
Para llevar a cabo esta investigación tuve apoyo por parte del Sr. Maximino Ramírez,
muchas gracias. A mis compañeros de la maestría: Erick, Cuauhtémoc, Missael, Nestor,
Mario, Gaby, Gerdiel, y Lucas por todos los buenos ratos y muchos favores.
A mi compañero de vida, porque sin su apoyo no habría podido terminar esta etapa,
muchas gracias.
Mi familia:
Para José de Jesús, Crescenciano y Rosa María. Gracias por todo su apoyo,
amor y paciencia.
Para Julio César, Adriana, Joseph, Emmanuel e Issac… porque cuando nos
vemos nos disfrutamos.
TABLA DE CONTENIDO
LISTA DE CUADROS ............................................................................................. vi
LISTA DE FIGURAS ............................................................................................... vi
1. INTRODUCCIÓN ................................................................................................ 1
1.1 OBJETIVOS ................................................................................................... 3
1.2 HIPÓTESIS .................................................................................................... 3
2. REVISIÓN DE LITERATURA .............................................................................. 4
2.1 Descripción morfológica del chile de agua ..................................................... 4
2.2 Hongos micorrízicos arbusculares. ................................................................ 5
2.3. Micorrizas ...................................................................................................... 6
2.3.1 Endomicorriza .......................................................................................... 6
2.3.2 Estructura y función ................................................................................. 6
2.3.3 Efectos fisiológicos de las asociaciones micorrízicas en chile ................. 7
3. MATERIALES Y MÉTODOS ............................................................................ 10
3.1 Localización del experimento ....................................................................... 10
3.2 Materiales .................................................................................................... 10
3.3 Diseño experimental .................................................................................... 11
3.4 Variables a evaluar ...................................................................................... 12
3.5 Manejo del experimento ............................................................................... 12
3.6 Determinación del porcentaje de colonización ............................................. 15
3.7 Análisis estadístico ....................................................................................... 18
4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN .......................................................................... 20
4.1 Efecto de colectas de chile de agua ............................................................. 20
4.1.2. Efecto de las micorrizas ........................................................................ 20
4.1.3. Efecto de interacción de colectas x micorrizas ..................................... 20
4.1.4 Efecto de tratamientos (combinaciones de cepas y micorrizas) ............ 22
4.2 Comparación de medias .............................................................................. 24
4.2.1. Colectas de chile de agua ..................................................................... 24
4.2.2. Micorrizas aplicadas ............................................................................. 26
4.2.3 Tratamientos (combinaciones de colectas y micorrizas) ........................ 27
4.3 Correlaciones entre variables ...................................................................... 30
5. CONCLUSIONES .............................................................................................. 33
6. LITERATURA CITADA ..................................................................................... 34
LISTA DE CUADROS
Cuadro 1. Dosis aplicadas por cepellon de hongos endomicorrizicos ................... 11
Cuadro 2. Cuadrados medios del análisis de varianza factorial para cinco
caracteres evaluados en chile de agua hidropónico en invernadero. Santa María
Macuá, Hgo. 2012. ................................................................................................ 21
Cuadro 3. Cuadrados medios del análisis de varianza factorial para siete
caracteres evaluados en chile de agua hidropónico en invernadero. Santa María
Macuá, Hgo. 2012. ................................................................................................ 22
Cuadro 4. Cuadrados medios del análisis de varianza no factorial para siete
caracteres evaluados en chile de agua hidropónico en invernadero. Santa María
Macuá, Hgo. 2012 ................................................................................................. 23
Cuadro 5. Cuadrados medios para cinco caracteres evaluados en chile de agua
hidropónico en invernadero. Santa María Macuá, Hgo. 2012. .............................. 23
Cuadro 6. Comparación de medias de niveles factorial para caracteres evaluados
en chile de agua hidropónico en invernadero. Santa María Macuá, Hgo. 2012 ... 24
Cuadro 7. Comparación de medias de niveles factorial para caracteres evaluados
en chile de agua hidropónico en invernadero. Santa María Macuá, Hgo. 2012 ... 25
Cuadro 8. Comparación de medias de combinaciones de cuatro colectas y
micorrizas para caracteres evaluados en chile de agua hidropónico en
invernadero. Santa María Macuá, Hgo. 2012. ...................................................... 28
Cuadro 9. Comparación de medias de las combinaciones de cuatro colectas y
micorrizas para caracteres evaluados en chile de agua hidropónico en
invernadero. Santa María Macuá, Hgo. 2012. ...................................................... 29
Cuadro 10. Correlaciones fenotípicas entre caracteres de chile de agua
hidropónico en invernadero. Santa María Macuá, Hgo. 2012. ............................. 31
LISTA DE FIGURAS
Figura 1. Plántulas de chile de agua (Capsicum annuum L) una semana antes del
trasplante (8 de mayo del 2012). ........................................................................... 13
Figura 2. Aplicación de la fuente de micorrizas ..................................................... 14
Figura 3. Raíz en proceso de lavado ..................................................................... 16
PRODUCCIÓN HIDROPÓNICA EN INVERNADERO DE CHILE DE AGUA
(Capsicum annum L.) CON USO DE HONGOS ENDOMICORRIZICOS
GREENHOUSE HYDROPONIC PRODUCTION OF “CHILE DE AGUA”(Capsicum annum
L.) USING ENDOMYCORRHIZAL FUNGI
Resumen Abstract
El “chile de agua” (Capsicum annum L.) es un cultivo de importancia económica y cultural en el estado de Oaxaca, México. Las micorrizas arbusculares cumplen diversas funciones en las plantas; absorción de agua y nutrimentos son de las más conocidas, así como la protección contra patógenos, en situaciones de estrés hídrico; promueven el crecimiento vegetativo. Estudios también reportan incrementos en rendimiento en algunas hortalizas. El objetivo de este trabajo fue determinar el efecto de la inoculación con hongos endomicorrÍzicos en combinación con composta y cuatro colectas sobre el desarrollo, rendimiento y calidad del fruto. El diseño experimental usado es un bloques completos al azar con cuatro repeticiones. Se inocularon plántulas de cuatro colectas de chile (Abasolo, Tlacochahuaya, Zimatlán y Sola de Vega) con Micofos®, Hortic Plus® y Glomus mosseae más un testigo por colecta. El tratamiento Zimatlán + G. mosseae produjo 15.5 t·ha
-1 de
frutos de chile mientras que Zimatlán testigo menos productivo con 11.93 t·ha
-1. Abasolo +
G mosseae tiene los frutos más grandes (17.2 cm) de todos los tratamientos. La colecta Abasolo tuvo los frutos más grandes (16.6 cm) y con mayor peso (29.6 g) pero también la menor cantidad (15% menos). Glomus mosseae fue estadísticamente superior (p≤0.01) a las otras cepas para peso fruto (28.3 g) y rendimiento (15.3 t·ha
-1). El
porcentaje de colonización no mostró correlación significativa (p≤0.05) con rendimiento, solo con altura de planta.
“Chile de agua” (Capsicum annum L.) is an
economically and culturally significant crop in
the state of Oaxaca, México. Arbuscular mycorrhizae have diverse functions in plants; absorption of water and nutrients are the best
known, but they also function in protection
against pathogens and water stress as well as in promotion of vegetative growth. Also,
studies on arbuscular mycorrhizae have reported increases in yield in other vegetables. The objective of this study was to determine the effect of inoculation with endomycorrhizal fungi in combination with compost on growth, yield and quality of chili fruits under greenhouse hydroponics. The experimental design was a randomized complete blocks with four replications. Chili fruits were collected from four locations (Abasolo, Tlacochahuaya, Zimatlán y Sola de Vega) and inoculated with Micofos®, Hortic Plus® and Glomus mosseae and a control per collection. The Zimatlán + G. mosseae had the highest yield (15.5 t•ha
-1)
more than the Zimatlán control, which had the
lowest yield of all (11.93 t•ha-1
). Abasolo + G. mosseae had the biggest chili fruits (17.2 cm) with all treatments. The collection from Zimatlán had the highest yield that all the collections. The collection from Abasolo had the lowest number of fruits per plant (15% least) but were of better weight (29.6 g). Yield (15.3 t·ha
-1) with Glomus mosseae was
statistically higher (p≤0.01) than that with Micofos® or Hortic Plus® and fruit height (28.3 g). The percentaje of colonization showed no significant correlation (p≤0.05) with yield, only plant height.
PALABRAS CLAVE.: micorrizas, chile de agua, hidroponia.
KEY WORDS: michorryzae, “chile de agua,” hydroponics
1
1. INTRODUCCIÓN
En México el chile (Capsicum annum L) es uno de los productos regularmente
consumidos en la alimentación por la población, al igual que maíz (Zea mays) y el
frijol (Phaseolus vulgaris). Nuestro país es considerado como centro de
domesticación del chile (Capsicum annum L.), especie domesticada por los
mesoamericanos, lo que permitió la expansión de éste en sus diversas
variedades. México es el segundo productor a nivel mundial, sólo después de
China con 2,131,740 Mt (FAOSTAT,2011).
El chile de agua es un cultivo de reconocida importancia económica y cultural en el
estado de Oaxaca. Es altamente demandado por los oaxaqueños aunque en los
últimos años ya se está consumiendo en otros estados como Puebla, Distrito
Federal, Guanajuato, Veracruz y Guerrero, entre otros.
En el 2010 se reportaron 450 ha cosechadas de chiles de agua. Su producción es
del orden de 3500 t de chile en fresco; sin embargo, su establecimiento es
reducido a los Valles Centrales de Oaxaca (OIEDRUS, 2010). El rendimiento por
hectárea es de 6 a 8 t·ha-1 y es considerado como bajo. El cultivo demanda
alrededor de 228 jornales (López, 2002); se siembra en el ciclo de primavera-
verano principalmente; su comercialización se lleva a cabo en los mercados
locales. Principalmente en la central de abastos de la ciudad de Oaxaca. El precio
unitario por fruto depende de la temporada y varía desde 50 centavos (mayo a
agosto) hasta 3 y 4 pesos (Noviembre a Enero). Actualmente el cultivo empieza a
ser producido bajo invernadero obteniendo mejores rendimientos que en campo
abierto y se pueden controlar factores decisivos como humedad y protección
contra plagas y fitopatógenos.
La inoculación de hongos micorrízicos arbusculares es una práctica que ha tenido
beneficios en la producción agrícola. La actividad simbiótica que presentan los
hongos micorrízicos arbusculares (HMA) puede constituir un componente
biotecnológico importante para el incremento de la productividad hortícola (Kaya et
al., 2003; Vosatka et al., 1999; Shama y Adholeya, 2000). Entre los beneficios que
aporta la simbiosis HMA-planta hospedante, están: promoción del crecimiento y
mayor nutrición mineral de la planta (Allen et al., 2001; Khalil et al., 1994;);
tolerancia a patógenos del suelo (Khalil et al., 1998; Graham et al., 1994); y a
condiciones abióticas adversas (Kaya et al., 2003; Copeman et al., 1996). Por lo
tanto, la inoculación micorrízica representa una práctica que debe ser incorporada
a los sistemas de producción (Ferrera-Cerrato y Alarcón, 2004). Aunque es
abundante el conocimiento sobre los impactos de los HMA en hortalizas que se
producen en campo abierto, aún quedan temas abiertos a la investigación con
micorrizas en condiciones de invernadero y sustratos artificiales.
Debido a los bajos rendimientos del chile de agua y la escasa investigación de
este cultivo es necesario llevar a cabo estudios que permitan cuantificar la relación
simbiótica de hongos micorrízicos y el chile de agua.
1.1 OBJETIVOS
Determinar el efecto de la inoculación con hongos endomícorrizicos en
combinación con composta sobre el desarrollo, rendimiento y calidad de chile de
agua en hidroponía en cuatro colectas en invernadero.
1.2 HIPÓTESIS
De tres fuentes diferentes de micorrizas aplicadas a cuatro colectas de chile de
agua, al menos una coloniza eficientemente las raíces aumentando el rendimiento
y calidad de chile de agua hidropónico.
2. REVISIÓN DE LITERATURA
2.1 Descripción morfológica del chile de agua
El chile de agua es una planta herbácea anual, con ramificación dicotómica, altura
promedio de 60 cm, raíz típica con un promedio de 27 cm y un gran número de
raíces secundarias; tallo erecto, hojas alternas y ovaladas, con ápice acuminado,
base atenuada, borde liso, pinnadamente nervadas y glabras en haz y envés. Las
flores son axilares, solitarias, completas y perfectas. El peciolo mide 3 cm de largo,
cáliz gamocépalo, formado por siete sépalos y es membranoso corto y resistente.
Corola fusionada hacia la base, pétalos blancos en número de cinco y deciduos. El
ápice está formado de lóbulos acutados y redondeados, epipétalos, hipogíneos y
de seis estambres con filamentos cortos. Las anteras son dehiscentes,
longitudinales y basificadas. El gineceo es súpero y el estilo corto. Sus estigmas
son capitados y de placentación axilar. El fruto es una baya de forma cónica
alargada con un tamaño medio de 14 cm de largo, 6 cm de diámetro en su base,
de color verde amarillo, verde oscuro, rojo intenso o brillante en su madurez. El
pericarpio mide de 1 a 3 mm de espesor, tiene un pedúnculo grueso (4 a 10 mm),
glabro y de aproximadamente 3 cm de largo. Las semillas son de forma reniforme,
lusas y sin brillo, de color blanco en fruto fresco y amarillentas en fruto seco. Su
diámetro promedio es de 4 mm, un gramo contiene de 160 a 170 semillas.
Conservan su poder germinativo hasta por diez meses posterior a este lapso la
tasa de germinación disminuye (López, 1989).
Las condiciones ecológicas requeridas para su producción, son suelos con textura
migajón arenosos, clima con rangos de temperatura entre 18 y 24°C y
normalmente cultivado bajo condiciones de riego.
La producción bajo invernadero en los últimos años se ha incrementado, sin
embargo, la heterogeneidad de los frutos, producto de la cruza de diferentes tipos
entre los diferentes sitios y localidades y la falta de mejoramiento genético en este
tipo de chile tienen como consecuencia que dentro de la misma parcela se
encuentren poblaciones de plantas con frutos que varían ampliamente en su forma
color, tamaño y picor.
2.2 Hongos micorrízicos arbusculares.
Los hongos micorrízicos arbusculares (HMA) son microorganismos del suelo que
forman simbiosis con el 80% de las plantas terrestres, formando arbúsculos,
vesículas e hifas, dentro de las células corticales de las plantas que colonizan. Su
distribución es amplia, ya que se encuentran en todos los ecosistemas y suelos;
puede ser muy heterogénea en un mismo sitio en cuanto a variedad y cantidad.
Esta asociación simbiótica entre el hongo y la planta actúa como un complemento
de la raíz de la planta en la toma de nutrientes, especialmente la absorción de P,
aumento de la tolerancia a condiciones de estrés abiótico, mejoramiento de la
calidad del suelo, fijación de nitrógeno y aumento en la diversidad y productividad
de las plantas en un ecosistema determinado (Giovanetti et a., 1998, Vierheiling,
2004., Douds et al., 1999., Sierverding 1986., Requena 2007, Azcón-Aguilar, et al.,
1997).
2.3. Micorrizas
El término micorriza que quiere decir hongo-raíz fue originado por Frank en 1885;
quien estaba seguro de que estas asociaciones eran importantes para la nutrición
de ambas partes. Las micorrizas son asociaciones multifacéticas que comprenden
diversas categorías morfológicas, funcionales y evolutivas (Brundrett, 2002).
2.3.1 Endomicorriza
Las asociaciones de micorrizas arbusculares, llamadas también micorrizas
glomeromicota son las más ampliamente distribuidas y las asociaciones más
comunes (Brundrett, 2004). Se consideran endomicorrizas debido a que las
asociaciones se forman dentro de las raíces.
2.3.2 Estructura y función
Los hongos se caracterizan por colonizar intracelularmente el córtex radical, las
hifas penetran al interior de las células epidérmicas y corticales de la raíz,
formando redes dicotómicas que al extenderse forman arbúsculos. Las esporas
varían entre 50 y 500 µm de diámetro. Son asexuales y el micelio es vegetativo
con estructuras intraradicales que son septadas y multinucleadas. Forma una red
de hifas que crece desde la raíz hasta el suelo desarrollando un micelio que se
encarga de colonizar y explorar la rizosfera formando su propia hifosfera
(Brundrett, 2004).
La inoculación de hongos micorrízicos arbusculares es una práctica que ha tenido
beneficios en la producción agrícola. La actividad simbiótica que presentan los
hongos micorrízicos arbusculares (HMA) puede constituir un componente
biotecnológico importante para el incremento de la productividad hortícola (Kaya et
al., 2003; Vosatka et al., 1999; Shama y Adholeya, 2000). Dentro de los beneficios
que aporta la simbiosis HMA-planta hospedante, están: promoción del crecimiento
y mayor nutrición mineral de la planta (Allen et al., 2001; Khalil et al., 1994;);
tolerancia a patógenos del suelo (Khalil et al 1998; Graham et al., 1994); y a
condiciones abióticas adversas (Kaya et al., 2003; Kaya et al., 2009, Copeman et
al., 1996). Por lo tanto, la inoculación micorrízica representa una práctica que debe
ser incorporada a los sistemas de producción (Ferrera-Cerrato y Alarcón, 2004).
Aunque es abundante el conocimiento sobre los impactos de los HMA en
hortalizas que se producen en campo abierto, aún quedan temas abiertos a la
investigación con micorrizas en condiciones de invernadero y sustratos artificiales.
2.3.3 Efectos fisiológicos de las asociaciones micorrízicas en chile
La micorriza arbuscular se presenta como un mejorador de la nutrición, tanto de
plantas como de suelo. Dentro de las funciones que se han investigado se
encuentra la contribución a la absorción de minerales por la planta, aumento de la
tasa fotosintética, redistribución del carbón fijado hacia las raíces, aumento de
biomasa y en diversidad de los microorganismos del suelo (y por lo tanto de
estabilidad del suelo), también se han reportado efectos inhibitorios o
estimulatorios sobre las bacterias fijadoras de N (Schroeder y Janos, 2005), las
solubilizadoras de P y sobre los patógenos de plantas como Verticillium sp y
Phytophthora capsici (Espinoza-Victoria et al., 2004) y uno muy importante
durante situaciones de estrés hídrico (Sreenivasa et al., 1993).
Las raíces del chile forman normalmente asociaciones simbióticas con hongos
micorrízicos arbusculares (AM) (Davies et al., 1992). En las asociaciones
micorrízicas, las plantas aportan al hongo fotosintatos, mientras el hongo apoya a
la absorción de nutrientes especialmente fosforo. El potencial de los hongos AM
para incrementar el crecimiento de las plantas bajo condiciones de suelos con bajo
contenido de fosforo ha sido documentado (Augé, 2001). Aunque también ha sido
documentado que algunas especies de Glomus aisladas han demostrado que
estimulan el crecimiento de la planta independientemente del estado nutricional
del fosforo o cuando no está limitado su disposición (Davies et al., 2000).
2.4 Porcentaje de colonización
La determinación del porcentaje de colonización sirve para identificar las raíces
micorrizadas. Inicia con la exposición de las raíces en una solución de KOH al
10%, que es posteriormente expuesta a calor controlado en una olla con una
presión de 10 lb durante 10 minutos, repitiendo el paso para la obtención de raíces
libres de pigmentos (taninos, polifenoles, etc). Posteriormente, las raíces son
enjuagadas con agua corriente para después exponerlas a agua oxigenada
comercial entre 10 y 15 minutos (Alarcón et al., 2004).
Las raíces se enjuagan nuevamente y se adiciona una solución de HCl al 10%
durante 10 minutos. Transcurrido dicho lapso el ácido se elimina y sin enjuagar,
las raíces son sumergidas en una solución colorante de azul tripano (0.05%) en
lactoglicerol (100 ml de ácido láctico comercial, 100 ml de glicerina comercial y
100 ml de agua destilada) (Alarcón et al., 2004).
Las raíces se exponen a calor (a ebullición o en olla de presión a 10lb), durante 10
minutos, para facilitar su tinción. Una vez teñidas las raíces, se cortan en
segmentos de 1.5 cm de largo (procurando que sean las raíces más finas) y se
colocan en forma paralela, sobre porta objetos con unas gotas de lactoglicerol. En
cada portaobjetos se montan 25 segmentos de raíz por cuatriplicado y finalmente,
se les coloca un cubreobjetos, quedando la preparación lista para su observación
al microscopio óptico a objetivo de inmersión 100x. Este procedimiento, a pesar de
ser tan laborioso, permite realizar una mejor estimación de la colonización de las
diferentes estructuras características de los hongos micorrízicos arbusculares en
las células corticales (Alarcón et al., 2004).
Una vez realizada la observación microscópica de las raíces y por haber procedido
a contar los segmentos radicales colonizados o no colonizados por los HMA, se
procede a calcular el porcentaje de la frecuencia de colonización.
El método consiste en colocar aproximadamente un gramo de raíces, previamente
teñidas, en cajas Petri cuadriculadas. Las raíces se distribuyen en el interior de la
caja y se les agrega un poco de agua para que no se deshidraten. La caja se
coloca bajo el microscopio estereoscópico y se comienza la observación,
siguiendo las líneas de la cuadrícula, empezando por las líneas de la cuadrícula
horizontal y al finalizar, continuar con las líneas de la cuadricula vertical (Alarcón et
al., 2004).
3. MATERIALES Y METODOS
3.1 Localización del experimento
El experimento se llevó a cabo en la localidad de Santa María Macuá en el
Municipio de Tula de Allende en el Estado de Hidalgo. Se encuentra a 2297 msnm
a 20°03´ de latitud Norte y a 99°21´ longitud Oeste. El clima es templado
semiseco, con una temperatura anual media de 17.6°C con heladas poco
frecuentes y una precipitación pluvial media de 730 mm. Se dispuso de un
invernadero de estructura metálica y cubierta de polietileno con sistema de riego
por goteo.
3.2 Materiales
3.2.1 Variedades de chile
El chile de agua es un tipo criollo de la zona de Valles Centrales de Oaxaca que
cuenta con sabor y picor muy apreciado; sin embargo se presenta mucha
variabilidad, En esta investigación se cuenta con material genético de cuatro
comunidades: Tlacochahuaya y Abasolo del Municipio de Tlacolula, Zimatlán de
Alvárez y Sola de Vega.
3.2.2 Composta
Se utilizaron 700 gramos de lombricomposta por cada maceta con el objetivo de
brindar las condiciones adecuadas para la colonización de las micorrizas. La
composta fue adquirida en una empresa en Texcoco que fabrica con base a
residuos orgánicos de basura urbana.
3.2.3 Inoculo de micorriza
Se utilizaron tres fuentes de micorriza, Micofos®, Hortic Plus®. Estos productos se
encuentran en el mercado y son usados en su mayoría para producción de
hortalizas. Una tercera fuente fue una cepa de Glomus mosseae, obtenida del
Laboratorio de Edafología del Colegio de Posgraduados. Las cantidades
recomendadas de cada uno de ellos fueron aplicadas en maceta como se muestra
en el Cuadro 1. Las cantidades aplicadas varian en unidades ya que la
presentación de los mismos inóculos es diferente, para Micofos®, su presentación
es líquida, Hortic Plus® es un polvo y la cepa de G. mosseae es un granulado.
Cuadro 1. Dosis aplicadas por cepellon de hongos endomicorrizicos
Cepa Micofos® Hortic Plus® Glomus mosseae
Cantidad aplicada en sustrato
250 ml por Ha. 1.5 kg·m3. 5g por cepellón*
* cantidad recomendada por el Laboratorio de Edafología del Colegio de Posgraduados
3.3 Diseño experimental
El diseño usado fue bloques completos al azar, con cuatro repeticiones. La unidad
experimental estuvo constituida por un surco de 2.4 metros de largo con siete
plantas en macetas de plástico con capacidad para 12 kg, dispuestas a cuarenta
centímetros de separación entre ellas.
3.4 Variables a evaluar
Días a floración (anthesis). La unidad de medición se expresa en días
acumulados a partir de la siembra y hasta que el 50% de las plantas tengan
abierta la primera flor.
Vigor de la planta (mm). Será medido como diámetro del tallo en el nudo inferior
a la primera bifurcación, medidos con un vernier.
Altura de planta al primer y último corte (cm). Se tomó la medida desde el
cuello de la planta, se usó cinta métrica.
Número de frutos por planta. Total de frutos cosechados por planta durante el
ciclo.
Peso de frutos (g). Peso de cada fruto cosechado durante el ciclo, unidades en
gramos. Se utilizó báscula electrónica.
Rendimiento por hectárea (t). Obtenidos los pesos de los frutos de todos los
cortes por planta expresándolo en toneladas por hectárea de acuerdo a la
densidad de plantación.
Longitud de fruto (cm). Medido desde el primer al último corte en todas las
unidades de las unidades experimentales con una regla de 30 cm.
3.5 Manejo del experimento
Las semillas fueron sembradas el 11 de marzo del 2012 en charolas con 200
cavidades previamente desinfectadas, las cuales fueron llenadas con sustrato a
base de turba y regadas constantemente. Después de 15 días empezaron a
emerger las primeras plántulas. La testa de la semilla era muy dura ya que
frecuéntemente la plántula por sí misma no podía romperla y se mantenían dentro
de ella las hojas cotiledonales y muchas veces se deformaron. La colecta Abasolo
presenta mayormente este problema. Para solucionarlo, se humedeció la testa
para suavizarla y poder desprenderla; fueron trasplantadas hasta obtener la cuarta
hoja verdadera (con un tamaño de 15 cm); el 14 de mayo del 2012, setenta días
después de la siembra, más de lo acostumbrado debido a que la temperatura
promedio en el Municipio de Tula es de 17.5 °C.
Figura 1. Plántulas de chile de agua (Capsicum annuum L) una semana antes del
trasplante (8 de mayo del 2012).
El trasplante se realizó el 14 de mayo en macetas de plástico negro llenadas con
12 kg de arena volcánica (tezontle rojo) nueva de gránulos finos extraída de una
mina cercana al invernadero. Un día antes del trasplante se dio un riego pesado.
A cada maceta se aplicaron 700 g de lombricomposta en el centro y se removió un
poco para su distribución. Después del trasplante se aplicó riego a cada una de
ellas nuevamente.
La inoculación fue llevada a cabo de acuerdo a las especificaciones del producto
para cada una de las tres diferentes fuentes de micorriza y así mismo
manteniendo testigos de acuerdo al arreglo del experimento que consistió en la no
inoculación (Cuadro 1).
A los 40 días después del trasplante se tutorearon las plantas con rafia horizontal
y a los 60 días de forma vertical y se eliminaron los brotes y hojas anteriores a la
primera bifurcación.
Figura 2. Aplicación de la fuente de micorrizas
Durante el primer mes los riegos se administraron tres veces al día, con cintas de
goteo con goteros cada 20 cm durante 4 minutos; durante los cuarenta días
siguientes los riegos fueron por 6 minutos y por último ya en fase de producción se
aplicaron los seis riegos a ocho minutos, de acuerdo con la etapa fenológica se
administró la solución nutritiva universal de Steiner (1984), modificada por Pérez y
Castro (1999) por medio de sistema de riego por goteo.
Se aplicó Confidor® con una dosis de 1.5 l·ha-1, de acuerdo a las especificaciones
del producto y Beleaf® con una dosis de 150 g·ha-1 para prevenir Paratrioza
cockerelli.
Se llevó a cabo cortes uno o dos cortes por semana, el corte se hace cuando el
fruto alcanza un tono verde oscuro ya que inmediatamente tornara a “verde limón”
y posteriormente a rojos.
El corte se hizo con navaja, ya que él tallo es muy frágil pudiéndose cortar y
debido a que los frutos están en las bifurcaciones se comprometen varios frutos
y/o tallos en crecimiento si no se tiene suficiente cuidado.
Los frutos fueron clasificados en primera y segunda calidad esto fue de acuerdo
con el tamaño, considerando desde 10 cm los frutos de primera, los demás serían
de segunda calidad.
3.6 Determinación del porcentaje de colonización
Se procedió primero a elegir una muestra aleatoria de siete plantas por cada
repetición de los 16 tratamientos con las que se llevaría la determinación. Se cortó
el tallo y se sacó el sistema radical, las raíces estaban llenas de tezontle y debido
a la composta se lavaron varias veces en agua limpia cada una para poder
desprender los restos de sustrato hasta quedar limpias.
Figura 3. Raíz en proceso de lavado
Se escogieron las raíces más finas de cada una de las muestras y fueron
colocadas en frascos para su preparación.
Este proceso se hace para identificar las raíces micorrizadas. Se inicia con la
exposición de las raíces en una solución de KOH al 10% y expuesta a calor
controlado en una olla con una presión de 10 lb durante 10 minutos, repitiendo el
paso para la obtención de raíces libres de pigmentos (taninos, polifenoles, etc).
Posteriormente, las raíces son enjuagadas con agua corriente para después
exponerlas a agua oxigenada con peróxido de hidrógeno al 3% entre 10 y 15
minutos (Alarcón et al., 2004).
Las raíces se enjuagan nuevamente y se adiciona una solución de HCl al 10%
durante 10 minutos. Transcurrido dicho lapso el ácido se elimina y sin enjuagar,
las raíces son sumergidas en una solución colorante con azul tripano (al 0.05% de
concentración) con lactoglicerol. El lactoglicerol se compone de 100 ml de ácido
láctico comercial, 100 ml de glicerina comercial y 100 ml de agua destilada
(Alarcón et al., 2004).
Las raíces pueden permanecer durante 24 h sobre la solución colorante de tripano
con lactoglicerol para facilitar que el colorante las tiña. Una vez teñidas, estas se
cortan en segmentos de 1.5 cm de largo (procurando que sean las raíces más
finas) y se colocan en forma paralela, sobre porta objetos con unas gotas de
lactoglicerol. En cada portaobjetos se montan 25 segmentos de raíz y finalmente,
se les coloca un cubreobjetos, quedando la preparación lista para su observación
al microscopio óptico a objetivo de inmersión 100x. Este procedimiento, a pesar de
ser tan laborioso, permite realizar una mejor estimación de la colonización de las
diferentes estructuras características de los hongos micorrízicos arbusculares en
las células corticales (Alarcón et al., 2004).
Una vez realizada la observación microscópica de las raíces y por haber procedido
a contar los segmentos radicales colonizados o no colonizados por los HMA, se
procede a calcular el porcentaje de la frecuencia de colonización.
La determinación del porcentaje de colonización se basa en la observación
microscópica de segmentos de raíz teñidos y en ellos, contabilizar los que
presentan estructuras fúngicas (hifas, arbúsculos y vesículas). El porcentaje de
colonización total se determina dividiendo el número de segmentos colonizados de
los no colonizados.
3.7 Análisis estadístico
Se realizó un análisis de varianza (ANAVA), prueba de comparaciones múltiples
de medias (Tukey) y correlaciones entre variables, con el paquete estadístico SAS
(Statistical Analysis System).
El análisis de varianza de la información del experimento se basó en el modelo
siguiente:
Yijk= µ + Mi + Cj + (M x C)ij + Bk + + Eijk
Dónde:
Yijk = respuesta al i-ésimo nivel del factor micorriza, j-ésimo nivel del factor
composta, k-ésimo bloque,.
µ= media general del experimento, en cada variable.
Mi= efecto del i-ésimo nivel del factor micorriza
Cj= efecto del j-ésimo nivel del factor colecta de chile de agua
(M x C)ij = interacción del i-ésimo nivel de micorriza por el j-ésimo nivel de colecta
Bk= efecto del k-ésimo bloque.
Eijk = error experimental asociado a la observación ijk.
Adicionalmente, se llevó a cabo un análisis de varianza no factorial con el
siguiente modelo:
Yij= µ + Ti + Bj + Eij
Dónde:
Yij =respuesta del i-ésimo tratamiento, j-ésimo bloque.
µ= media general del experimento, en cada variable.
Ti= efecto del i-ésimo tratamiento (combinaciones de niveles de factores con
colectas).
Bj= efecto del j-ésimo bloque.
Eij = error experimental asociado a la observación ij.
4. RESULTADOS Y DISCUSION
4.1 Efecto de colectas de chile de agua
Hubo diferencias estadísticas significativas (p≤0.05) entre colectas de chile de
agua para días a floración, total de frutos, peso y longitud de fruto; número de
frutos de primera y segunda calidad y rendimiento por planta y por hectárea.
Mientras que hubo diferencias altamente significativas (p≤0.01) solo para días a
floración (Cuadros 2 y 3).
Las medias generales para peso y longitud de fruto son 26.19 g y 15.6 para
rendimiento por planta y por hectárea son 428 g y 13.4 t·ha-1 respectivamente
(Cuadro 3) con respecto al ancho de los chiles fue en promedio de 5 cm por lo
cual este carácter no es mostrado en los Cuadros.
4.1.2. Efecto de las micorrizas
El análisis de varianza mostró diferencias significativas entre micorrizas para altura
de planta (AP), días a floración (DF), vigor de la planta, porcentaje de colonización
(COL), peso promedio de fruto (PF), longitud de fruto (LONG)y rendimiento por
planta (RP) y por hectárea (REND). No hubo diferencias significativas para total
de frutos por planta y número de frutos de primera y segunda calidad (Cuadros 2 y
3).
4.1.3. Efecto de interacción de colectas x micorrizas
La interacción de colectas de chile x micorrizas solo fue significativa para días a
floración y total de frutos, lo que indica que las diferencias entre colectas se
mantienen similares ante todas las cepas de micorrizas, para todas las variables
estudiadas, con excepción de días a floración y total de frutos. (Cuadros 2 y 3).
Estudios sobre los efectos de los hongos micorrízicos arbusculares mencionan
sobre su efecto en la absorción de nutrientes por parte de las plantas que han sido
relacionadas con un grado de selectividad entre la planta y el hongo y que las
diferentes especies de HMA tienen efectos diferentes sobre distintas especies de
plantas (Van Der Heijden, 2003).
Cuadro 2. Cuadrados medios del análisis de varianza factorial para cinco caracteres evaluados en chile de agua hidropónico en invernadero. Santa María Macuá, Hgo. 2012.
F.V. G.L. AP (cm)
DF (días)
VIGOR (mm)
COL (%)
TF (frutos ·tratamiento
-1)
FP (frutos· planta
-1)
MODELO 18 1676.9* 233.6** 3930.9* 8544.6* 4847.2* 98.9* COLEC 3 3.9ns 114.5* 225.1 ns 199.4ns 3627.1* 74.1 * MICO 3 1348.3* 52.9* 3043.39* 6942* 87.9 ns 1.8ns CxM 9 268.6 ns 65.6* 538.3 ns 1182.6ns 951.3* 19.4ns BLOQUE 3 56.0 ns 0.6 ns 124.3 ns 220.6 ns 180.9 ns 3.7 ns ERROR 45 354.7 9 1617.9 3143.3 863.3 17.6 TOTAL 63 2031.6 24 5548.9 11688 5710.4 116.5 CV (%) -- 2.8 3.9 4.3 30.3 3.7 3.8 MEDIA -- 97.6 29.2 139.0 27.54 115.2 16.5
F.V.: fuentes de variación; COLEC: colecta; MICO: fuente de micorriza; CxM: interacción colectas con cepas micorrízicas; CV(%): coeficiente de variación; MEDIA: media general del experimento; G.L.: grados de libertad; AP: altura de planta (cm); DF: días a floración después del trasplante, (70 días de siembra a trasplante); VIGOR (mm); COL: porcentaje de colonización (%); TF, total frutos por tratamiento; FP: frutos por planta. *significativo (p≤0.05),** altamente significativo (p≤0.01); ns: no significativo.
La variable de longitud de fruto (LONG, cm) presentó diferencias estadísticas
(P≤0.05) entre colectas y entre micorrizas (Cuadro 3), y entre el peso promedio de
los frutos (RPP, g·planta-1) entre ambos factores.
Las medias de peso de los frutos totales por planta evaluado (RP, g·planta-1)
mostraron diferencias significativas (p ≤ 0.05) tanto entre colectas como entre
micorrizas. En los números de frutos de primera y segunda calidad (NF1, NF2,
frutos·planta-1) hubo diferencias entre colectas pero no entre micorrizas.
Cuadro 3. Cuadrados medios del análisis de varianza factorial para siete caracteres evaluados en chile de agua hidropónico en invernadero. Santa María Macuá, Hgo. 2012.
F.V.
GL PF (g)
LONG (cm)
RP (g· planta
-1)
REND (t·ha
-1)
NF1 frutos· trat
-1.
NF2 frutos· trat
-1.
MODELO 18 133.5* 11.7* 17976.6* 17555287* 8623.3* 13598.1* COLEC 3 89.5* 5.9* 2014.1* 1966919.7* 447.1* 5816.31* MICO 3 32.3* 2.7* 10799.5* 10546411* 5841.5 ns 4757.6ns C*M 9 6.7ns 0.74ns 4985.1ns 4868282.2 ns 1720.3 ns 1886.43ns BLOQUE 3 4.9 ns 2.2 ns 177.8 ns 173673.5 ns 614.3ns 1137.6ns ERROR 45 22.9 5.8 1698.3 1658498.8 1681.6 2303.3 TOTAL 63 156.4 17.5 19674.9 19213785 10305 15901.4 CV (%) -- 4.9 4.3 2.5 2.5 11.5 11.2 MEDIA -- 26.2 15.6 428.6 13.4 53.1 62.1
F.V.: fuentes de variación; COLEC: colecta; MICO: fuente de micorriza; CxM: interacción colectas
con cepas micorrízicas; CV(%): coeficiente de variación; MEDIA: media general del experimento;
G.L.: grados de libertad; PF: peso promedio del fruto por planta, LONG: longitud del fruto (cm);
RP: rendimiento por planta (g·planta-1
); REND: rendimiento (t·ha-1
); NF1: número de frutos de
primera calidad; NF2: número de frutos de segunda calidad, *significativo(p≤0.05),** altamente
significativo(p≤0.01); ns: no significativo.
4.1.4 Efecto de tratamientos (combinaciones de cepas y micorrizas)
Existieron diferencias estadísticas entre tratamientos para altura de planta (AP,
cm), frutos por planta (FPP), total de frutos, peso de fruto por planta (g), longitud
de fruto (LONG, cm) y número de frutos de primera y segunda calidad (NF1 y
NF2, frutos·planta-1). También hay diferencias altamente significativas entre
tratamientos para días a floración después del trasplante (DF), rendimiento por
planta (g·planta-1) y por hectárea (t·ha-1) (Cuadros 4 y 5).
Cuadro 4. Cuadrados medios del análisis de varianza no factorial para siete caracteres evaluados en chile de agua hidropónico en invernadero. Santa María Macuá, Hgo. 2012
F.V. G.L. AP (cm)
DF (días)
VIGOR (mm)
COL (%)
TF (frutos ·tratamiento
-1)
FP (frutos· planta
-1)
TRAT 18 1676.9* 233.6** 3930 8544.6* 4847.1* 98.9*
BLOQUE 3 56.1 0.6 124.2 220.6 180.9 3.7
ERROR 45 354.7 8.3 1617.9 3143.3 863.3 17.6
TOTAL 63 2031 242 5548.8 11688 5710.4 116.5
CV (%) -- 2.8 1.4 4.3 30.4 3.7 3.7
MEDIA -- 97.5 29.2 139.1 27.5 115.2 16.4
F.V.: Fuentes de variación; TRAT: tratamiento; CV(%): coeficiente de variación; MEDIA: media
general del experimento; G.L.: grados de libertad; AP: altura de planta (cm); DF: días a floración
(70 días de siembra a trasplante); VIGOR (mm); COL: porcentaje de colonización (%); TF, total
frutos por tratamiento; FP: frutos por planta; *significativo (p≤0.05),** altamente significativo
(p≤0.01); ns: no significativo.
Los genotipos tanto de los hospedantes como de los HMA involucrados en la
simbiosis son diferentes y ambos determinan la respuesta de la inoculación con
los HMA, de tal forma que no necesariamente influyan sobre el crecimiento de la
planta (Alarcón et al., 2004).
Cuadro 5. Cuadrados medios para cinco caracteres evaluados en chile de agua hidropónico en invernadero. Santa María Macuá, Hgo. 2012.
F.V. G.L. PF (g)
LONG (cm)
RP (g· planta
-1)
REND (t·ha
-1)
NF1 (frutos· trat
-1)
NF2 (frutos· trat
-1).
TRAT 18 133.4* 11.7* 17976.6** 17.5** 8623.3* 13598.1*
BLOQUE 3 4.9 2.27 177.8 17.3 614.3 1137.6
ERROR 45 22.9 5.8 1698.3 16.5 1681.6 2303.3
TOTAL 63 156.4 17.5 19674.9 19.2 10305 15901.4
CV (%) -- 4.9 4.3 2.5 2.5 11.5 11.5
MEDIA -- 14.5 15.6 428.6 13.3 53.1 62.0
F.V.: fuentes de variación; TRAT: tratamiento; CV(%): coeficiente de variación; MEDIA: media
general del experimento; G.L.: grados de libertad; PF: peso promedio del fruto por planta, LONG:
longitud del fruto (cm); RP: rendimiento por planta (grs·planta-1
); REND: rendimiento (t·ha-1
); NF1:
número de frutos de primera calidad; NF2: número de frutos de segunda calidad.*significativo
(p≤0.05),** altamente significativo (p≤0.05); ns: no significativo.
4.2 Comparación de medias
4.2.1. Colectas de chile de agua
La colecta Abasolo superó estadísticamente (p≤0.05) a las colectas
Tlacochahuaya, Zimatlán y Sola de Vega en peso (29.68 g) y longitud de fruto
(16.6 cm) en número de frutos de primera calidad (56.3 frutos) días a floración
(antesis) 31.5 días después del trasplante, lo que significa que es la colecta más
tardía (Cuadros 5 y 6). Es importante señalar que este chile se comercializa por
unidad por lo que entre más grandes obtienen mejor precio.
Cuadro 6. Comparación de medias de niveles factorial para caracteres evaluados
en chile de agua hidropónico en invernadero. Santa María Macuá, Hgo. 2012
FACTOR AP (cm)
DF (días)
VIGOR (mm)
COL (%)
FT (frutos ·tratamiento
-1)
FP (frutos· planta
-1)
COLECTA
TLACO 97.4 a 28.1 b 139.8 a 25.1 a 120.1 a 17.1 a
ZIMATLAN 97.5 a 28.4 b 137.9 a 27.1 a 118.9 a 16.9 a
ABASOLO 98 a 31.5 a 141.6 a 27.8 a 102.3 b 14.6 b
SOLA DE VEGA 97.4 a 29 b 136.7 a 30.1 a 119.8 a 17.1 a
DMSH 2.6
0.4
5.6
7.9
4.1
0.6
MICORRIZA
MICOFOS ® 104.4 a 28.8 b 142.8 a 44 a 116.2 a 16.6 a
HORTIC PLUS® 98.5 b 28.8 b 142.6 a 24.3 b 115.1 a 16.4 a
Glomus mosseae
95.3 c 28.5 b 143.6 a 26.6 b 116.4 a 16.6 a
DMSH 2.6
0.4
5.6
7.9
4.1
0.6
TLACO: Tlacochahuaya; AP: altura de planta (cm), DF: días a floración después del trasplante (70 días a
trasplante), VIGOR (mm), COL: porcentaje de colonización (%); FT: total frutos por tratamiento; FP: frutos por
planta; DMSH: diferencia minima significativa honesta. Medias con letras iguales en la columna no son
estadísticamente diferentes (Tukey; 0.05)
La colecta Zimatlán resulto ser la más rendidora por planta y por hectárea (436
g·planta-1 y 14.6 ton·ha-1) aunque estadísticamente solo supero a Tlacochahuaya y
a Sola de Vega. En altura de planta todas las colectas fueron estadísticamente
iguales, cercanas a un metro, lo mismo ocurrió con el vigor de la planta (139 mm)
y el porcentaje de colonización (COL, 27.5%) de acuerdo con lo presentado en los
Cuadros 6 y 7. Esto se debe a que podemos encontrar diferentes grados de
respuesta y dependencia a la actividad de los hongos micorrízicos arbusculares
entre variedades de una misma especie (Brundrett, 2002).
Cuadro 7. Comparación de medias de niveles factorial para caracteres evaluados
en chile de agua hidropónico en invernadero. Santa María Macuá, Hgo. 2012
FACTOR PF (g)
LONG (cm)
RPP (g·planta
-1)
REND (t·ha
-1)
NF1 (frutos· trat
-1)
NF2 (frutos· trat
-1).
COLECTA
TLACO 24.3 c 15.0 b 416.8 b 13.8 b 54.9 ab 64.7 a
ZIMATLAN 26.1 b 15.5 b 443.5 a 14.6 a 51.6 ab 67.3 a
ABASOLO 29.7 a 16.6 a 431.6 ab 14.2 ab 56.3 a 45.9 b
SOLA DE VEGA 24.7 c 15.3 b 422.5 b 13.9 b 49.6 b 70.3 a
DMSH 0.6 0.3
5.8
1.8
5.7
6.8
MICORRIZA
MICOFOS ® 25.8 b 15.2 b 425.8 b 14.0 b 59.7 a 56.4 b
HORTIC PLUS® 25.8 b 15.9 a 421.8 b 13.9 b 58.3 a 56.3 b
Glomus mosseae 28.3 a 16.0 a 465.7 a 15.3 a 57.7 a 58.6 b
DMSH 0.6 0.33
5.79
1.8
5.7
6.7
PF: peso promedio del fruto por planta, LONG: longitud del fruto (cm); RPP: rendimiento por planta
(g·planta-1
); REND: rendimiento (t·ha-1
); NF1: número de frutos de primera calidad (frutos·planta-1
); NF2:
número de frutos de segunda calidad (frutos·planta-1
); DMSH: diferencia significativa honesta. Medias con
letras iguales en la columna no son estadísticamente diferentes (Tukey; 0.05)
El porcentaje de colonización no parece estar asociado directamente a un mayor
vigor y rendimiento en general (por planta y por hectárea) dado que no hubo
diferencias entre grado de colonización entre colectas pero si las hubo entre
rendimiento de las mismas (Cuadros 7 y 8).
Por último, las colectas Abasolo y Zimatlán presentan la mayor cantidad de frutos
de primera calidad, los frutos con más peso y de mayor tamaño (longitud).
4.2.2. Micorrizas aplicadas
La cepa de micorrizas que resulto estadísticamente (p≤0.05) superior a Micofos®
y Hortic Plus® para peso de fruto (28.3 g), rendimiento por planta (465.7 g·planta-
1) y rendimiento por hectárea (14.3 t·ha-1) fue Glomus mosseae; sin embargo,
Micofos® fue la cepa que produjo el mayor porcentaje de colonización (44%),
hecho que solo se reflejó en una superioridad en el porte de altura de la planta,
pero no así en el rendimiento de fruto y sus componentes (Cuadros 7 y 8)
Las medias de número de frutos de primera y segunda calidad, días a floración,
vigor de la planta y total de frutos fueron estadísticamente iguales entre cepas de
micorrizas (cuadros 7 y 8). En la eficiencia de los hongos micorrizico-arbusculares
son la agresividad, infectividad y capacidad de dispersión son los factores más
importantes, por lo que algunas veces las condiciones de infectividad y efectividad
del hongo micorrízico depende no sólo del simbionte, sino también de las
condiciones ambientales. La compatibilidad que se tenga entre ambos genotipos
(hospedante-simbionte) será determinante en el éxito a utilizarla (Alarcón, 2004).
La cepa micorrízica Glomus mosseae produjo mayor peso de fruto y rendimiento
unitario de fruto de las tres cepas micorrízicas aplicadas de chile de agua.
4.2.3 Tratamientos (combinaciones de colectas y micorrizas)
El tratamiento 7 (Colecta Zimatlán + Glomus mosseae) fue estadísticamente el
mejor para rendimiento por planta (496 g) y por hectárea (15.5 t) y estuvo entre los
cuatro mejores tratamientos para número total de frutos (121) (Cuadros 7 y 8). La
misma colecta de Zimatlán inoculada con la cepa Micofos® (tratamiento 5) de
micorriza fue la de mayor vigor (146.75 mm) y altura de planta (109.25 cm). Sin
embargo esta superioridad para rendimiento de los tratamientos 5 y 7
(combinaciones de Zimatlán con Glomus mosseae y con Micofos®
respectivamente no tienen ninguna relación con el porcentaje (grado) de
colonización logrado (43.0 y 29.75% respectivamente) ya que el mayor nivel de
colonización lo presento el tratamiento 1 (colecta Tlacochahuaya + Micofos®)
con un rendimiento de 13.12 t·ha-1, contra 14.51 t·ha-1 y 15.5 t·ha-1 de los
tratamientos 5 (Zimatlán + Micofos®) y 7 (Colecta Zimatlán + Glomus mosseae).
Los mejores tratamientos 5 y 7 (ambos de la colecta Zimatlán) superaron (p≤0.05)
con 21 y 29% a su respectivo testigo (Colecta Zimatlán) sin inoculación de
micorriza.
Se observó que la colecta de chile de agua Zimatlán inoculada con Glomus
mosseae obtuvo el rendimiento por planta estadísticamente mayor mientras que
Zimatlán testigo que fue el de rendimiento más bajo de todos y que la colecta
Abasolo inoculada con Glomus mosseae tiene los frutos más grandes, con más
peso y la planta más vigorosa de todos los tratamientos (Cuadro 9).
Cuadro 8. Comparación de medias de combinaciones de cuatro colectas y
micorrizas para caracteres evaluados en chile de agua hidropónico en
invernadero. Santa María Macuá, Hgo. 2012.
TRAT COLECTA MICO AP
(cm) DF
VIGOR (mm)
COL (%)
TF (frutos· Trat
-1)
FP (frutos· planta
-1)
1 Tlaco Micofos ® 105 ab 28.5 fg 146.7 a 47.5 a 118 ab 16.8ab
2 Tlaco Hortic P. ® 96.5 cdef 28 fgh 145 ab 19 cd 121.2 a 17.3 a
3 Tlaco Glomus m. 95.7 cdef 27 h 141.7 ab 22.2 bcd 122.5 a 17.5 a
4 Tlaco Testigo 92.2 f 29 ef 125.7 d 11.7 d 118.5 ab 16.9ab
5 Zimatlán Micofos ® 109.2 a 27 h 146.7 a 43 ab 127.2 a 18.1 a
6 Zimatlán Hortic P. ® 97.5 cdef 27.5 gh 138 abcd 21 cd 117.5 ab 16.7ab
7 Zimatlán Glomus m. 92.7ef 29.7 de 141.2 abc 29.7 bcd 121.5 a 17.3 a
8 Zimatlán Testigo 90.5 f 29 ef 125.7 d 14.5 d 109.2 bc 15.6bc
9 Abasolo Micofos ® 103.2 abc 32 b 144.2 ab 43 ab 100.7 c 14.3c
10 Abasolo Hortic P. ® 99.7 bcde 29.7 de 144.7 ab 19 cd 102.2 c 14.6c
11 Abasolo Glomus m. 97.2 cdef 30.5 cd 147 a 30 abc 98 c 14c
12 Abasolo Testigo 91.7 f 33.7 a 130.7 bcd 19 cd 108 bc 15.4bc
13 Sola de V Micofos ® 100.2 bcd 27.5 gh 133.5 abcd 42.5 ab 118.5 ab 16.9ab
14 Sola de V Hortic P. ® 100.5 bcd 30 de 142.5 ab 38 abc 119.2 ab 17.0ab
15 Sola de V Glomus m. 95.5 def 27 h 144.75 ab 24 bcd 123.7 a 17.6a
16 Sola de V Testigo 93.5 def 31.5 bc 126.2 cd 15.7 d 118 ab 16.8ab
DMSH 7.4 1.1 15.3 21.3 11.9 1.7
TRAT: tratamiento; Tlaco: Tlacochahuaya; MICO: fuente de micorriza; AP: altura de planta (cm),
DF: días a floración después del trasplante (70 días de siembra a trasplante), VIGOR (mm), COL:
porcentaje de colonización (%); FT: total frutos por tratamiento; FP: frutos por planta; DMSH:
diferencia minima significativa honesta. Medias con letras iguales en la columna no son
estadísticamente diferentes (Tukey; 0.05)
Los factores que se deben tomar para el establecimiento de los hongos
endomicorrízicos son la agresividad, la capacidad de infectividad y de dispersión.
Estas variaran por la condiciones ambientales, al mismo tiempo debe existir
capacidad para ser compatibles tanto la raíz hospedante así como el hongo
micorrízico.
Cuadro 9. Comparación de medias de las combinaciones de cuatro colectas y
micorrizas para caracteres evaluados en chile de agua hidropónico en
invernadero. Santa María Macuá, Hgo. 2012.
TRAT COLECTA MICO PF
(g)
LONG (cm)
RP (g·planta
-1)
REND (t·ha
-1)
NF1 (frutos· trat
-1)
NF2 (frutos· trat
-1).
1 Tlaco Micofos ® 24.9 de 14.6 c 419.7 defg 13.1 defg 52 bcdef 66 abc
2 Tlaco Hortic P. ® 24.1 de 15.7abc 418.7 defg 13.1 defg 66.7 ab 53 cde
3 Tlaco Glomus m. 25.5cde 15.2 abc 445.8 bcd 13.9bcd 65.2 abc 57.2 bcde
4 Tlaco Testigo 22.6e 14.6 c 382.8 hi 11.9 hi 35.7 g 82.7 a
5 Zimatlán Micofos ® 25.5cde 15.2 bc 464.3 b 14.5 b 66.7 ab 60.7 bc
6 Zimatlán Hortic P. ® 25.7 cde 15.6 abc 432bcdef 13.5 cdef 50 cdefg 67.5 abc
7 Zimatlán Glomus m. 28.5bc 16.1 abc 496a 15.5 a 53 abcde 68.5 abc
8 Zimatlán Testigo 24.4de 14.9 c 381i 11.9 i 36.7 fg 72.7 ab
9 Abasolo Micofos ® 28.2bc 15.8 abc 406.1fghi 12.6 fghi 60 abcd 40.7 def
10 Abasolo Hortic P. ® 29.2b 17.1 ab 425.1defg 13.2defg 68.2 a 34 f
11 Abasolo Glomus m. 32.9 a 17.2 a 458.4bc 14.3bc 58.5 abcd 39.5 ef
12 Abasolo Testigo 28.3bc 16.2 abc 436.8 cde 13.6bcde 38.7 efg 69.5 abc
13 Sola de V Micofos ® 24.4de 15.1 bc 413.2 efg 12.9efg 60.2 abcd 58.2 bcd
14 Sola de V Hortic P. ® 24.1 de 15.3abc 411.3 efgh 12.8ghi 48.5 defg 70.7 abc
15 Sola de V Glomus m. 26.1bcd 15.7 abc 462.4 b 14.4 b 54.2 abcd 69.5 abc
16 Sola de V Testigo 23.9de 15.1 bc 402.9ghi 12.5ghi 35.5 g 82.7 a
DMSH 1.04 15.9 499 499 18.4
TRAT: tratamiento; Tlaco: Tlacochahuaya; MICO: fuente de micorriza; PF: peso promedio de un fruto (g);
LONG: longitud del fruto (cm); RP: rendimiento por planta (g·planta-1
); REND: rendimiento (t·ha-1
); NF1:
número de frutos de primera calidad; NF2: número de frutos de segunda calidad; DMSH: diferencia mínima
significativa honesta. Medias con letras iguales en la columna no son estadísticamente diferentes (Tukey;
0.05)
El efecto positivo que se obtiene en plantas inoculadas se debe en parte al
crecimiento del micelio, la superficie de contacto para aumentar el transporte de
nutrimentos y agua (Alarcón, 2004) así mismo también se han detectado que las
micorrizas apoyan en la formación de agregados (Sheng et al., 2012) con lo que
se mejora la calidad del suelo.
4.3 Porcentaje de Colonización
El porcentaje de colonización (COL,%) detectó diferencias significativas (p≤0.05)
entre micorrizas (Cuadro 2), no así para la colecta. Una causa puede ser la cepa
de hongo y la dinámica de interacción con la planta mostrando diferencias de
Micofos® a los otros dos productos (Cuadros 1 y 7). Los porcentajes de
colonización son bajos; Sreenivasa (1992) reporto porcentajes de colonización
para tratamientos control de 40% sobre suelos no esterilizados, esto depende del
tipo de sustrato usado. Para este trabajo se usó tezontle rojo que no contiene
materia orgánica; otra causa puede ser las altas temperaturas registradas en los
meses de junio (35°C a las 2 pm), Martín C. et al. (2004) reportaron que plantas de
chile infectadas con Glomus intraradices presentaron valores bajos en las raíces
colonizadas al someterse a altas temperaturas versus temperaturas moderadas.
De la misma forma, Udaiyan K. et al. (1996) indicaron que la colonización de
raíces de Acacia farnesiana por G. fasciculatum y G. geosporum se correlacionó
negativamente al incrementarse la temperatura.
4.3 Correlaciones entre variables
El rendimiento por hectárea (REND) mostró correlación positiva y significativa con
peso de fruto (PF; r=0.46*). El peso de fruto (PF) también tuvo correlación con
longitud de fruto (LONG, r=0.61*) y rendimiento por planta (RPP, r=0.54*) (Cuadro
9).
El porcentaje de colonización (COL) presento correlación directa, positiva y
significativa con altura de planta máxima (AP; r=0.62*). La variable total de frutos
(TF) mostro una correlación negativa y significativa con días a floración, (DF, r=-
0.58*). La variable peso de fruto (PF) mostró una correlación negativa y
significativa con total de frutos (TF, r=-0.71*); es decir a mas frutos por planta el
peso de estos disminuye (Cuadro 9).
Cuadro 10. Correlaciones fenotípicas entre caracteres de chile de agua hidropónico en invernadero. Santa María Macuá, Hgo. 2012.
VIGOR (mm)
DF COL (%)
TF (frutos· Trat
-1)
FP (fruto· planta-1)
PF (g)
LONG (cm)
RP (g·planta
-
1)
REND (t·ha
-1)
NF1 (frutos· trat
-1)
NF2 (frutos· trat
-1)
AP 0.54* -0.25ns 0.62* 0.13ns 0.13ns 0.18ns 0.21ns -0.008ns -0.008 ns
-0.25ns 0.07ns
VIGOR
-0.20 ns
0.39ns -0.017 ns
-0.01ns -0.017 ns
0.21 ns 0.46* 0.46* 0.53 ns -0.44ns
DF -0.07ns
-0.58* -0.58* 0.37ns 0.28ns -0.15ns -0.15ns -0.38* -0.03ns
COL 0.15ns 0.15ns -0.005ns -0.032 ns
0.19ns 0.19ns 0.28ns -0.13ns
TF 1* -0.71* -0.37* 0.2 ns 0.2ns 0.26ns 0.57ns
FPP -0.017 -0.37* 0.20ns 0.20ns 0.026ns 0.57*
PF 0.61* 0.54* 0.53* 0.26 -0.64
LONG 0.39 ns 0.39ns 0.33ns -0.49*
RPP 1* 0.39ns -0.19 ns
REND 0.39ns -0.19
NF1 -0.8 ns
NF2
AP: altura de planta (cm); DF: días a floración después del trasplante, (fueron 70 días más de
siembra a trasplante); VIGOR (mm); COL: porcentaje de colonización (%); TF, total frutos por
tratamiento. LONG: longitud del fruto (cm); RPP: rendimiento por planta (g·planta-1
); REND:
rendimiento (t·ha-1
); NF1: número de frutos de primera calidad; NF2: número de frutos de segunda
calidad; *significativo,** altamente significativo; ns: no significativo
Contrario a lo esperado, no existe correlación alta ni significativa (0.19) entre el
porcentaje de colonización y rendimiento por hectárea, concordando a lo reportado
por Castillo et al., (2009) donde se inocularon chiles con G. intrarradices
considerada como una cepa superior y con un alto grado de infectividad para
muchos cultivares. Se ha comprobado que los conceptos de infectividad y de
efectividad no están relacionados y aunque se determine que los hongos
micorrízicos arbusculares puedan tener abundante colonización micorrízica (80-
90%) no necesariamente inducirán mayores efectos, ya que colonizaciones de
menor proporción (15-40%) pueden mostrar excelentes efectos en la nutrición y
crecimiento de la planta (Alarcón et al., 2004). Martínez (2013) obtuvo resultados
similares en calabacita inoculadas con las mismas fuentes de hongos micorrízicos
donde no obtuvo correlación alta y significativa entre el porcentaje de colonización
y rendimiento por hectárea.
5. CONCLUSIONES
1. La colecta Abasolo presenta la mayor cantidad de frutos de primera calidad,
los frutos con más peso y de mayor tamaño (longitud).
2. La cepa micorrízica Glomus mosseae obtuvo mayor peso de fruto y
rendimiento unitario de fruto en chile de agua (Capsicum annuum L).
3. La colecta de chile de agua Zimatlán inoculada con Glomus mosseae
obtuvo el rendimiento por planta estadísticamente mayor mientras que
Zimatlán testigo que fue el de rendimiento más bajo de todos.
4. La colecta Abasolo inoculada con Glomus mosseae. tiene los frutos más
grandes, con más peso y la planta más vigorosa de todos los tratamientos.
5. El porcentaje de colonización no mostro una correlación significativa con
rendimiento por hectárea pero si con altura de planta.
6. LITERATURA CITADA
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