MANUAL DE TOMA DE MUESTRAS

INTRODUCCIÓN El siguiente “MANUAL DE TOMA DE MUESTRAS” realizado por Laboratorio Campvs esta destinado para los profesionales y técnicos de las Áreas de Toma de Muestra de cada consultorio de atención primaria o centros médicos a los cuales nuestro laboratorio brinda servicios. Su objetivo es dar a conocer la metodología correcta y validada por Laboratorio Campvs para la toma de exámenes de laboratorio, a modo de minimizar dudas y problemas tanto en la toma como en el traslado de muestras. En cada consultorio de atención primaria se entregaran 2 copias de este manual que deberán ubicarse en el lugar de toma de muestra y otro en la dirección del consultorio. Es importante recordar que todo el material nombrado en este manual de procedimientos, será proporcionado por Laboratorio Campvs previa capacitación al personal para su adecuado uso. Las disposiciones del siguiente manual han sido establecidas por Laboratorio Campvs con el propósito de prevenir daños a las personas. Para el buen cumplimiento de este cometido se solicita la cooperación de todos los funcionarios del consultorio a los cuales se les brinda el servicio.

Dra. Myriam Lorca H. DIRECTOR TECNICO LABORATORIO CAMPVS

CRITERIOS PARA LA OBTENCION DE MUESTRAS DE LABORATORIO OBTENCION MUESTRAS DE SANGRE 1. - Por punción venosa. Las características previas que se deben cumplir son: • El recinto donde se obtiene la muestra debe ser iluminado, preferentemente con

luz natural o artificial (luz / día). • El paciente y el operador deben estar cómodos para realizar el procedimiento. • El paciente debe estar en reposo previo de 15 minutos antes de la extracción de

la muestra

El operador, especialmente capacitado para este procedimiento debe cumplir las siguientes etapas en forma secuencial: • Verificar que tiene todos los elementos necesarios: ligadura, algodón, alcohol o ,

Holder o sostenedor Vacutainer, agujas Vacutainer 20 o 21 G para adultos y, adaptador para mariposas Vacutainer en el caso de niños, tubos y etiquetas.

• Identificar al paciente y verificar sí a cumplido los requisitos necesarios para el

examen.( Ayuno, tiempo en las pruebas de sobrecarga o curvas, etc) • Considerar el estado emocional del paciente, especialmente en niños y garantizar

la privacidad. • Dar a conocer al paciente los procedimientos a realizar, con lenguaje sencillo

acorde al nivel educacional y preparación del paciente. Contestar sus interrogantes para obtener su cooperación.

• Seleccionar el sitio de punción, generalmente zona de venas cefálicas o mediana

cubital, cercanas al pliegue del antebrazo. • Practicar la técnica según normas de enfermería. Cuando esta es realizada por

técnico paramédico de laboratorio, debe contar con capacitación válida por la enfermera coordinadora del establecimiento y cumplir con todas las normas de bioseguridad.

• Recordar que el sistema Vacutainer es un sistema de llenado al vació (tubos de

llenado automático hasta nivel optimo) en el cual es necesario solo una punción y el cambio de tubos determina la cantidad de muestra

• Una vez obtenida la muestra, retirar la aguja, disponerla en receptáculos

descartadores Vacutainer especiales (de gran bioseguridad para evitar

punciones) y luego distribuir la sangre en los tubos rotulados previamente, vaciando suavemente la sangre por las paredes del tubo.

• Si el tubo contiene anticoagulante se debe mezclar la sangre con el ( Este

proceso se requiere para efectuar estudios en plasma. El anticoagulante empleado es adecuado al tipo de análisis a efectuar. Entre los más usados están la heparina, EDTA, citratos, oxalatos y fluoruros. Cada uno tiene sus indicaciones y contraindicaciones especificas, las que se deben conocer antes de usar.), Para mezclar y evitar la hemólisis de la sangre se debe agitar por inversión con movimientos moderados, evitando la formación de espuma.

• Enviar la muestra al laboratorio o almacenar apropiadamente hasta su envío. En términos generales, se deben tener presentes los siguientes aspectos: • No usar tubos con anticoagulantes que contienen sodio o potasio para

determinación de electrolitos. • No usar tubos que contienen EDTA, fluoruros, oxalatos ni citratos para

determinación de calcio. • No usar tubos que contiene fluoruros ni oxalatos par determinación de enzimas. Además con respecto al paciente es importante tener presente: • En el caso de la toma de exámenes de coagulación siempre preguntar al paciente

si es que ingiere anticoagulantes, nombre y dosis y anotarlo en cinta masking tape y adherirlo al tubo a modo que es información llegue al tecnólogo medico a cargo de la muestra.

• En el caso de muestras hormonales en mujeres siempre preguntar fecha de ultima regla y anotarlo en cinta masking tape y adherirlo al tubo a modo que es información llegue al tecnólogo medico a cargo de la muestra.

• En el caso de toma de muestras de exámenes con mas de una toma de muestras como pruebas de sobrecarga , células de lupus , etc. Es importante aparte de la rotulación general del tubo agregar con cinta masking tape datos importante como :

o Nº de muestra o Hora de obtención o Otro dato que se considere importante.

2. - Punción capilar • Sitio de punción: pulpejo del dedo, talón, lóbulo de la oreja. • Entibiar o golpetear la zona a puncionar para producir flujo sanguíneo libre. • Desinfectar, secar y puncionar con lanceta estéril desechable. • Eliminar la primera gota con un algodón seco. • Tomar la muestra por capilaridad. • Presionar el sitio de punción con algodón seco, hasta parar el sangramiento.

3.- Tiempo de sangría ( Método Duke) • Materiales requeridos:

o Lanceta estéril

o Cronometro

o Papel Filtro

o Torula de algodón con alcohol yodado

• Procedimiento

o Graduar un papel filtro cada 30 segundos

o Limpiar el lóbulo de la oreja con un algodón yodado ( sin frotar)

o Puncionar con lanceta estéril

o En el momento que aparece la primera gota se debe apretar el

cronometro.

o Cada 30 segundos, se va secando la gota ( sin tocar la piel del

lóbulo de la oreja)con el papel filtro graduado. Se repite hasta

que no haya sangramiento.

o El tiempo de sangría es el tiempo en que se seco la gota por

ultima vez.

4.- Punción arterial • Realizar procedimiento entre dos personas

• Lavado de manos según técnica.

• Colocarse guantes de procedimientos

• Reunir y preparar el material a usar .

• Evitar heparinización del venoflex, si se tomaran otros exámenes,

además de los gases sanguíneos.

• Localizar la arteria mediante palpación manual (canal del pulso)

• Fijar el antebrazo y mano del niño con la muñeca en extensión y

supinación. En el caso de adulto solicitar cooperación.

• Preparar la piel sobre la arteria, limpiando con algodón con alcohol 70º,

con movimientos circulares desde sitio de punción a la periferia, repetir

este procedimiento con 2ª tórula embebida en alcohol, dejar secar.

• Pincelar con alcohol dedos índice y medio del operador, ya que con

ellos ubicará el pulso, entre el tendón del músculo palmar mayor y la

apófisis estiloides del radio.

• Chequear el funcionamiento de la jeringa.

• Puncionar la piel sobre el área de pulsación y penetrar la arteria en

ángulo de 30-45 grados con el bisel hacia arriba y la aguja dirigida en

sentido proximal.

• Obtener la muestra de sangre y retirar la aguja.

• Comprimir el sitio de punción durante 5 minutos o hasta lograr

completa hemostasis.

• Verificar la existencia de un adecuado flujo sanguíneo periférico

después de la punción.

• Desconectar la jeringa del venoflex y adaptarla a tapa de jeringa,

cuidando de no contaminar la muestra con aire.

• Identificar la muestra y enviarla al laboratorio en una caja con hielo.

• Anotar los datos en la orden de examen.

4. Hemocultivo Se deben obtener muestras para inocular dos matraces con un periodo entre toma de

30 minutos a 1 hora. El volumen de sangre a recolectar es:

• Adultos: recolecte 10 a 15 ml de sangre por punción

• Niños: recolecte 1 a 5 ml de sangre por punción (de acuerdo a la edad)

Recuerde que el volumen de sangre es crítico en el rendimiento del Hemocultivo, ya

que la concentración de microorganismos en la sangre generalmente es baja,

especialmente en adultos. Además es ideal que el paciente este febril para la

obtención de la muestra.

Recolección de la muestra de sangre :

• Limpie el sitio de punción con agua y jabón si hay suciedad evidente

• Aplique alcohol 70º en el sitio de punción

• Frote concéntricamente desde el centro del sitio de punción con povidona yodada

• Permita que se seque el antiséptico y no vuelva a tocar el sitio de punción (salvo

con guantes estériles o desinfectados con el mismo procedimiento)

• Realice la punción y extraiga el volumen adecuado de sangre recomendado en

esta normativa

• Inocule el matraz de hemocultivo evitando la exposición prolongada del medio de

cultivo al ambiente y evitando contaminar el tapón del frasco

• Rotule el matraz con los datos completos del paciente y traslade a la brevedad al

laboratorio junto con la orden médica correspondiente

• Una vez finalizado el procedimiento, limpie la piel con alcohol 70º.

Recuerde que muchos microorganismos mueren a bajas temperaturas por lo cual los

matraces inoculados deben enviarse inmediatamente al laboratorio para ser

incubados a 37 º C .

5. Test de tolerancia a la glucosa • El paciente debe cumplir un ayuno estricto de un minimo 6 horas con un maximo

de 12 horas. Se debe corroborar este ayuno previo a la toma de muestra.

• Se debe identificar los 3 tubos fluoruro con el nombre del paciente y enumerarlos

del 1 al 3. Cada tubo se tomara para las siguientes muestras:

o Tubo 1: Control Basal

o Tubo 2: Control 60 min.

o Tubo 3: Control 120 min.

• Tomar muestra de sangre para control basal y realizar hemoglucotest previo a esta

, si el valor de este ultimo diera sobre 120 mg/dl, no podrá realizarse la prueba al

paciente, y se entregara al medico solo el valor del resultado basal.

• Dar al paciente la dosis de glucosa de acuerdo al siguiente esquema:

o Adulto : 75 gr. de glucosa

o Niño < 50 kilos: 50 gr. de glucosa (si lo supera dar dosis de adulto)

• La glucosa debe ser disuelta en aprox. 250cc de agua y se agrega ácido cítrico o

jugo de limón para minimizar la intolerancia.

• Una vez que el paciente termine de tomar su dosis de glucosa, anotar en la orden

medica y en cada tubo con cinta masking tape la hora en que corresponde tomar

las siguientes muestras. Para ese efecto se utilizara un cronometro o timer.

• El paciente deber permanecer en reposo y sin ingerir ni alimentos ni agua, durante

todo la duración del examen

6. Glucosa Post Prandial y Post Carga • Si el medico indica glucosa basal y post prandial, deberá tomarse la primera

muestra al paciente y luego se deberá indicar que tome su desayuno de

costumbre. Terminando este deberá anotar la hora, y transcurridas 2 horas tomar

la muestra de glucosa post prandial. Recordar numerar los tubos y poner hora en

cada tubo con cinta masking tape.

• Si el medico no indica glucosa basal y post prandial, basta con indicar al paciente

que tome su desayuno en forma habitual. Terminado este deberá anotar la hora, y

transcurridas 2 horas deberá tomar su muestra de glucosa post prandial. Recordar

anotar hora de ingesta de alimentos y toma de muestra en tubo con cinta masking

tape.

• Si el medico indica glucosa post carga, el paciente deberá reemplazar el desayuno

por una sobrecarga de glucosa de 75 gr. Igualmente transcurridas 2 horas se

deberá tomar la muestra de sangre correspondiente a la post carga.

• En todos los casos el paciente deberá cumplir ayuno de 8 –12 hrs luego la carga y

reposo durante toda la duración del examen.

OBTENCIÓN DE MUESTRAS DE ORINA 1. - Orina completa y Urocultivo • Instruir al paciente en forma clara y precisa entregando, además, instructivos

escritos. • Se debe preferir la primera orina de la mañana, por ser de mayor concentración y,

la segunda micción para evitar contaminación externa. • La muestra debe obtenerse en forma aséptica en tubo estéril, o en tubo limpio

después de un aseo prolijo del área genital con agua y jabón. Enjuague con abundante agua.

• Si la paciente es mujer en menstruacion, se debe colocar tapón vaginal de algodón para impedir la contaminación de la muestra de orina con secreción vaginal.

• Si el envío al laboratorio demora mas de una hora, la orina se debe mantener y transportar refrigerada.

2. - Recolección orina 24 horas • Empezar con la primera orina de la mañana, orinando a fondo y eliminándola. • Juntar toda la orina del resto del día y noche (en un envase grande y limpio)

manteniéndolo en lugar fresco, incluyendo la primera de la mañana del día siguiente. Esta última debe ser emitida a la misma hora de la primera orina que se eliminó el día anterior.

• Durante la recolección, mantener el frasco con orina en un lugar fresco • Rotular los frascos con nombre completo del paciente, peso y talla. • Durante el periodo de recolección, ingerir líquido en forma NORMAL. • Enviar la totalidad de la orina al laboratorio. 3. - Orina de lactantes y menores de 3 años • Se deben utilizar recolectores, los que se instalan luego de un aseo cuidadoso

con agua limpia. • La utilización de recolector no excederá un tiempo de 30 minutos (por riesgos de

contaminación de la muestra), si sucede debe cambiarse por otro. • Se puede utilizar máximo 3 recolectores en un día, ya que el adhesivo puede

causar daños en la piel. Si no se obtiene la muestra se debe citar al lactante o niño al día siguiente.

OBTENCIÓN DE MUESTRAS BACTERIOLÓGICAS • Dado que el procesamiento depende de la etiología sospechosa, la solicitud del

examen debe ser muy completa, indicar el origen anatómico de la muestra y diagnostico probable.

• Obtener la muestra antes de iniciar cualquier tratamiento antimicrobiano. Si existe tratamiento previo, informarlo en la solicitud del examen. o anotarlo con cinta masking tape directamente en el tubo de obtención de muestra.

• Obtener la muestra en zonas que aseguren la presencia de microorganismos causales.

• Efectuar asepsia previa, muy rigurosa, para evitar contaminar la muestra con microorganismos de la superficie corporal próxima a la zona afectada, del medio ambiente o de quien toma la muestra ( Ej. Uso de mascarilla).

Es importante respetar el periodo optimo de recolección en las siguientes muestras: • En el curso de la segunda semana de la infección para reacciones de

aglutinación. • Para urocultivo, la primera orina del día.

• Para estudios virales usar dos muestras pareadas: la primera en el periodo agudo de la enfermedad y la segunda, 15 días después, en la fase convaleciente de la enfermedad.

• Colectar la muestra en envases estériles y en las condiciones requeridas, según las normas particulares del laboratorio.

• Transportar al laboratorio en el tiempo mínimo posible (2 horas), dejando las muestras a temperatura ambiente, a excepción de orinas y expectoración, que deben mantenerse en el refrigerador a 4°C.

Estas muestras deben ser recolectadas por personal especializado y en recintos adecuados. No se recomienda tomar el examen por el paciente en su casa. 1. Abscesos, fístulas y heridas:

• Limpie la superficie del absceso o herida con solución salina estéril o alcohol etílico al 70%.

• Si el absceso es cerrado, preferiblemente aspire con aguja la muestra de la base o de la pared de la lesión.

• En caso absceso abierto, fístula o herida, introduzca un hisopo profundamente en la base bordes activos de la lesión, sin tocar el área superficial ya que puede introducir en la muestra bacterias que están colonizando la superficie y no están envueltas en el proceso infeccioso.

• La muestra puede ser refrigerada por 1 hora antes de enviase al laboratorio.

• No obtener solo pus, ya que ésta no es representativa de la lesión.

2. Quemaduras:

• Limpiar y desbridar la superficie de la quemadura antes de proceder a coleccionar la muestra.

• Una pequeña cantidad de tejido puede ser apropiada para el cultivo.

• Realizar cultivo aerobio solamente.

3. Catéter:

• Limpie la piel alrededor del catéter con alcohol etílico al 70%.

• Asépticamente remueva el catéter y corte 5 cm de la punta distal y colóquela en un tubo o envase estéril sin medio de cultivo.

• Transporte inmediatamente al laboratorio para prevenir la desecación.

4. Ulcera de decúbito:

• Limpie la superficie con solución salina estéril.

• Tome una muestra de biopsia de tejido o un aspirado con jeringuilla de la lesión.

• Un hisopo no es la mejor elección para colectar la muestra, sin embargo, cuando no es posible de otra forma, presione vigorosamente la tórula en la base y bordes activos de la lesión para tomar la muestra.

5. Oído:

• La timpanocentesis está reservada para casos complicados, recurrentes, que no responden a la antibioterapia y otitis media crónica.

• El espécimen de escogencia es un aspirado del tímpano, ya que éste fluido representa el proceso infeccioso, no así la flora del canal externo del oído.

• El hisopo no es recomendado para la colección de muestra para diagnosticar otitis media, ya que puede contaminarse con la flora externa. Solo en caso de rompimiento de tímpano, se puede usar el hisopo para recoger el líquido.

• En éste caso se debe limpiar previamente con un antiséptico el canal del oído externo.

• La orden médica debe indicar si se trata de secreción de oído interno, o externo o líquido de timpanocentesis. Además se debe anotar con cinta masking tape en el tubo de recolección.

• No refrigere la muestra.

• Realizar cultivo para aerobios solamente.

• Transporte la muestra rápidamente al laboratorio.

6. Ojos:

• Tome muestra de cada ojo con diferentes hisopos previamente humedecidos con solución salina estéril, rotando el algodón por la superficie de la conjuntiva.

• Esto es independiente de que solo un ojo esté infectado, ya que la muestra del ojo sano puede servir de control de la flora normal del paciente, y compararlo con el reporte del ojo infectado.

• La orden médica y la muestra deben indicar si es ojo derecho o izquierdo. Además se debe anotar con cinta masking tape en el tubo de recolección.

• Utilice otro hisopo para colectar muestra para frotis.

• En el caso de raspado corneal, el método es el mismo, solo que se utiliza una espátula estéril para realizar el raspado de la lesión.

• No se debe utilizar el término " ojo " u " ocular " para identificar la muestra. Sea más específico al describirla: Secreción conjuntival, secreción corneal, secreción acuosa o vítrea.

7. Nasal:

• Inserte un hisopo humedecido con solución salina estéril alrededor de 2 cm dentro de la fosa nasal.

• Rote el hisopo contra la mucosa nasal.

• Envíe al laboratorio rápidamente.

• El cultivo de la fosa nasal anterior, solo está reservado para la detección de portadores de Staphylococcus aureus, Streptococcus B hemolíticos o en caso de lesión.

• No refrigere la muestra.

• El cultivo nasal no predice el agente etiológico de infecciones en oído medio o el tracto respiratorio inferior.

• Realizar solo cultivo aerobio.

8. Nasofaringeo:

• La muestra debe ser tomada evitando la contaminación con la flora nasal u oral.

• Lentamente inserte un hisopo de alginato de calcio dentro de la Nasofarínge posterior, vía las fosas nasales.

• Rote lentamente el hisopo para absorber secreción.

• El cultivo rutinario de la Nasofarínge no es recomendado.

9. Faringe:

• Utilizando un depresor, presione la lengua hacia abajo para observar el fondo de la faringe y el área tonsilar para localizar el área de inflamación y exudado.

• Utilizando un hisopo (alginato de calcio o de Dacrón), rote el mismo sobre el área de exudado, amigdalas y faringe posterior.

• No toque el resto del área de la cavidad oral o los dientes.

• Envíe al laboratorio rápidamente.

• Si el transporte demora, la muestra puede ser refrigerada por 1 hora.

• La realización de frotis directo de faringe no se recomienda.

• La orden debe indicar si hay sospecha de otro patógeno diferente a Estreptococos betahemolíticos.

• El cultivo de faringe está contraindicado en pacientes con epiglotis inflamada.

10. Esputo por expectoración:

• El esputo podría no ser la muestra apropiada para determinar el agente etiológico de neumonía bacteriana. La sangre, el lavado bronquial o el aspirado transtraqueal son más seguros.

• Es recomendable que la muestra sea tomada en la mañana al levantarse.

• Coleccione la muestra bajo supervisión de la enfermera o el médico idealmente.

• Haga que el paciente se enjuague la boca con agua antes de expectorar, para remover la flora superficial oral.

• Si el paciente tiene dentadura postiza, se la debe quitar.

• Instruya al paciente para que tosa con fuerza y profundo, tal que obtenga un esputo que provenga del tracto respiratorio inferior.

• Depositarlo directamente en un envase estéril. Además se debe anotar con cinta masking tape en el tubo de recolección, los datos del paciente.

• No colecte saliva. No colecte fluido post-nasal.

• Para pacientes pediátricos que no pueden producir la muestra apropiada, un terapista respiratorio puede colectar la muestra por succión.

• Si la muestra no puede ser llevada al laboratorio, puede refrigerarse.

• La orden médica debe indicar los microorganismos de interés, ya sean bacterias, hongos o micobacterias.

11. Esputo inducido:

• Haga que el paciente se enjuague la boca con agua.

• Con ayuda de un nebulizador, haga que el paciente inhale 25 ml de solución salina estéril al 3-10%.

• Colecte el esputo inducido en un envase estéril. Además se debe anotar con cinta masking tape en el tubo de recolección, los datos del paciente.

12. Aspirado traqueal:

• Colecte el espécimen a través de una traqueotomía o tubo endotraqueal.

• Con cuidado pase el catéter a través del sitio dentro de la tráquea.

• Aspire el material de la tráquea utilizando una jeringuilla o un succionador intermitente.

• Remueva el catéter y descarte la jeringuilla.

• Envíe al laboratorio rápidamente o coordine para su pronta entrega.

• No refrigere la muestra. 14. Orina por cateterización:

• Limpie la porción del capilar donde se va a tomar la muestra de orina con alcohol etílico al 70 %.

• Inserte la aguja dentro del capilar y colecte la orina dentro de la jeringuilla.

• Transfiera la orina a un envase estéril.

• Enviar inmediatamente al laboratorio. En caso contrario refrigerar la orina por no más de cuatro horas.

• La colección de la orina por cateterización uretral tiene algún riesgo de forzar hacia la vejiga, parte de la flora normal uretral durante la inserción del catéter.

• No recoja orina de la bolsa del catéter.

• No desconecte el catéter de su bolsa durante la colección de la muestra.

• Paciente con catéter por 48h – 72h pueden ser colonizados con múltiples microorganismos.

• La orden médica debe indicar cuando la orina ha sido colectada por cateterización.

15. Orina por aspiración suprapubica:

• Descontamine y anestesie el área de la punción.

• Introduzca la aguja calibre 22 dentro de la vejiga entre el pubis y el ombligo.

• Aspire alrededor de 20 ml de la vejiga y transfiera la orina asépticamente a un envase estéril.

• Enviar inmediatamente al laboratorio, o refrigerar por no más de cuatro horas.

• Esta técnica evita la contaminación de la orina por microorganismos de la uretra o perianales.

• Es útil cuando se sospecha infección por anaerobios, en pacientes pediátricos si hay problema en la colección de la orina, pacientes con trauma en la médula espinal y en general en aquellos en que el método del vaciado directo o cateterización no ha sido posible.

• La orden médica debe indicar cuando la orina ha sido colectada por punción suprapúbica.

OBTENCION MUESTRAS DE DEPOSICIONES

• La muestra debe tomarse lo antes posible, en la fase aguda de la enfermedad y antes de comenzar el tratamiento antibiótico.

• En la toma de muestra de pacientes ambulatorios lo ideal es la deposición fresca recién emitida, si es sólida en una cantidad de 1 a 2 gramos y si se trata de deposición líquida 3 a 4 ml son suficientes.

• La muestra puede ser enviada al Laboratorio sin ningún cuidado especial en un frasco limpio con cierre hermético y no necesariamente estéril, lo anterior solo si va a ser sembrada dentro de 1 o 2 horas después de emitida, ya que la rápida proliferación de los microorganismos comensales provocan la destrucción de los enteropatógenos, en especial gérmenes lábiles como Shigella.

• En caso de que el transporte al Laboratorio tarde más, en lactantes y niños, pacientes con diarrea activa y en caso de sospecha de Shiguella tanto en proceso agudo como en convaleciente y portadores se recomienda el empleo de tórula rectal y el uso de medio de transporte Cary y Blair que permite un mayor tiempo de transporte y viabilidad de los enteropatógenos.

• Cuando la muestra es obtenida con tórula esta debe introducirse alrededor de 3 centímetros en el recto, imprimiendo un movimiento de rotación amplio para arrastrar mucosidad de la pared y un movimiento circular pequeño para obtener deposición (la obtención de un mayor número de muestras aumenta la positividad). Y luego se debe depositar n medio de transporte Cary Blair.

1. Leucocitos Fecales

• Se debe tomar una muestra de deposición en un frasco de boca ancha estéril o limpio

• No sirve la muestra tomada con torula

• Debe ser procesada lo antes posible (2 horas) , sino mantenerla refrigerada hasta su entrega al laboratorio.

2. Rotavirus

• La muestra deber ser de deposición obtenida en frasco de boca ancha estéril o limpio .

• No sirve la muestra de deposición tomada con torula

• Debe ser procesada lo antes posible (2 horas) , sino mantenerla refrigerada hasta su entrega al laboratorio.

3. Ph y azucares

• La muestra deber ser de deposición obtenida en frasco de boca ancha estéril o limpio .

• No sirve la muestra de deposición tomada con torula

• Debe ser procesada lo antes posible (2 horas) , sino mantenerla refrigerada hasta su entrega al laboratorio.

4. Coprocultivo. • Se le entregará tubo con medio de transporte (medio Cary blair, blanco) rotulado

con su nombre y tórula para tomar muestra. • Ocupe para tomar la muestra, un recipiente limpio, enjuagado con agua hervida

(pelela o similar). • Emita la deposición en recipiente, cuidando que no se contamine con orina. • En caso de niños menores de 2 años la muestra se toma desde pañal de

deposición recién emitida. • Tome con la tórula en tubo llegando hasta el fondo para que el algodón de la

tórula quede cubierto con medio de transporte. Deje colocada la tórula y tape con el algodón del tubo.

• Lleve la muestra al laboratorio antes de 2 horas, en el horario que se le indique. 5. Hemorragias Ocultas

Para que el resulta de su examen sea confiable, cumpla las siguientes medidas:

Dieta: • Debe realizar dieta especial desde 3 días antes del comienzo de toma de

muestra hasta el final de la recolección (generalmente son 3 muestras). • Ingiera alimentos ricos en fibra, por ejemplo verduras, ensaladas, frutas, pan

integral. • Puede ingerir leche y sus derivados, pan, galletas, fideos, arroz, pescado y

pollo bien cocido. • No coma carnes rojas ni sus derivados ( salame, jamón etc...) • No ingerir crudos: brócolis, nabo, rabanito, melón.

Medicamentos: • No ingiera Vitamina C, Aspirina, Antiinflamatorios, Corticoides y

medicamentos que contengan fierro desde 2 días previos a recolección de muestra y hasta finalizar toma de muestra.

• Si los medicamento los está tomando por indicación medica, consulte a su médico previa suspensión de ellos. En caso de no poder suspenderlos, informe al momento de entregar las muestras.

Otros: • En caso de diarrea difiera el examen hasta tener una actividad intestinal

normal. • En la menstruación es recomendable retrasar la realización de test.

Toma de muestra: • Con una paleta tome una porción de deposición de dos diferentes áreas,

póngala en el franco entregado por el laboratorio y llévelo a la brevedad a la toma de muestra (durante el día).

• Repetir la operación según el número de muestras solicitadas, tomando una cada día.

OBTENCION DE MUESTRAS PARASITOLOGICAS

1. Parasitológico directo (diagnostico de parásitos directo en deposiciones)

• Solicitar 1 frasco con líquido especial en el laboratorio (PAFF)

• Colocar nombre, apellidos y edad en frasco

• Tomar la muestra de deposición fresca, sin mezclar con orina

• Poner en frasco con líquido una porción de deposición recién emitida del

tamaño de una aceituna si es consistente, o de una cucharada sopera si es líquida, mezclar bien y guardar en lugar fresco y seco.

• Una vez recolectada la muestra, entregarla ese mismo día en el laboratorio en

el horario indicado.

• Si se observan parásitos (gusanos), colocarlos en frasco aparte con agua y llevarlo al laboratorio junto al frasco del examen.

• Abstenerse de la ingestión de antiparasitarios, bario o bismuto ni laxantes

oleosos por lo menos 7 días antes de la toma de muestra.

• En lactantes, tomar muestra recién emitida del pañal.

• El líquido contenido en los frascos es tóxico. No dejar al alcance de los niños.

2. Parasitológico seriado de deposiciones

• Solicitar set de frascos con líquido (Paff o Telleman según orden médica) en el

Laboratorio (set de 3 frascos).

• Colocar nombre, apellidos y edad del paciente en la caja.

• Tomar las muestras en días separados, idealmente día por medio. No mezclar con orina.

• Poner en uno de los frascos con líquido una porción de deposición recién

emitida, del tamaño de una aceituna, si es consistente, o de una cucharada sopera si es líquida, mezclar bien y guardar en lugar fresco y seco. Repetir el procedimiento los otros días de recolección.

• Una vez recolectada las tres muestras, entregar la caja en el Laboratorio.

• Si se observan parásitos (gusanos) colocarlos en franco aparte con agua y

llevarlo al Laboratorio junto a los frascos del examen.

• Abstenerse de la ingestión de antiparasitarios, bario o bismuto, ni laxantes oleosos por lo menos 7 días antes de la toma de muestra.

• En lactantes, tomar muestra recién emitida del pañal.

• NOTA: El líquido contenido en los frascos es tóxico. No dejar al alcance de los

niños.

3. Test de Graham

• Solicitar Set de Graham en Toma de Muestra (sobre con 5 láminas de vidrios)

• Poner nombre y apellidos del paciente en el sobre (no en la lámina).

• Durante 5 mañanas antes de hacer aseo genital, desprender del vidrio la tira

engomada (scotch transparentes) y aplicarla varias veces en la región anal y perianal.

• Si al momento de tomar la muestra Ud. observa restos de deposición (zona

anal), no tome muestra ese día (interfiere con examen).

• Adherir a la placa de vidrio la tira engomada bien estirada en la misma posición previa a desprenderla.

• Si observa gusanos, ponerlos en un franco con agua y llevarlos al Laboratorio

junto con las placas.

• No debe aplicarse cremas ni talco en la zona genito-anal la noche previa a las tomas de muestras.

• Usar una placa diaria hasta completar las 5 y entregarlas al Laboratorio. • Lavarse bien las manos una vez terminado el procedimiento.

OBTENCION DE MUESTRAS DE SECRECIÓN VAGINAL Y URETRAL

• En la mujer la muestra debe ser obtenida utilizando una torula la cual debe ser rotada en fondo saco cervical, previa colocación de un especulo lubricado solamente con suero fisiológico tibio.

• Se debe sembrar a lo menos en medio Stuart , y tubo con suero fisiológico • En caso de obtención de muestra para gonorrea la muestra debe sembrarse

en medio Thayer Martin, la muestra debe transportarse antes de una hora al laboratorio para su procesamiento en un medio adecuado o si no deber ser refrigerada hasta su traslado.

TRANSPORTE DE MUESTRAS Luego de ser obtenida la muestra de sangre, debe colocarse en un recipiente seguro (gradillas facilitadas por Laboratorio Campvs). Los tapones de goma pueden producir aerosoles cuando se abren en el laboratorio. Se debe tener especial cuidado en no contaminar la parte externa de los recipientes de muestra. Antes del transporte al laboratorio, estas muestras deben colocarse en un recipiente secundario a prueba de filtraciones, para el caso de ruptura accidental del recipiente primario. Una alternativa de recipiente secundario es una caja termorefrigerada (cooler) con gradillas para tubos en su interior, provista de una unidad refrigerante, y un segundo contenedor para frascos de orinas, cajas de baciloscopÍa, frascos parasitológicos, etc. No usar recipientes metálicos. Se debe agilizar al máximo el transporte de las muestras al laboratorio, porque existen factores que pueden alterar o deteriorar su estado. LOS ERRORES PREANALITICOS CONSTITUYEN CERCA DEL 30 % DE LA CAUSA DE ERROR EN LOS RESULTADOS DE LOS EXAMENES • Tiempo : La demora en el traslado es critica para algunas muestras, tales como,

líquidos orgánicos que coagulan rápidamente, muestras para cultivo bacteriológicos por el crecimiento bacteriano, muestras de sangre por alteraciones bioquímicas, etc. Hay exámenes cuyas muestras deben ser enviadas de inmediato al laboratorio, tales como gases arteriales, amonio, ácido láctico, estudios bacterianos , pruebas de coagulación, etc.

• Luz : Altera las determinaciones de algunos parámetros, como bilirrubina, falseando los resultados.

• Temperatura ambiente : (sobre 20°). Altera algunos resultados, como urocultivos,

glicemias, cultivos bacteriológicos, etc. Por lo que se aconseja transportar las muestras en depósitos que contengan hielo seco o unidades refrigerantes. ESTO ES ESPECIALMENTE RELEVANTE EN PERIODO DE VERANO

• Ruptura de envases o volcamiento: Los tubos deben ubicarse en recipientes

apropiados, en posición vertical. Los líquidos no deben mojar las torulas de los tubos estériles para recolección de muestras bacteriológicas.

• Hemólisis: Producida por movimientos bruscos de las muestras de sangre

durante el transporte o cambio de temperatura. Se puede evitar separando el suero o plasma si el tiempo de envió es superior a 3 horas.

CRITERIOS PARA EL RECHAZO DE MUESTRAS Algunas muestras no reúnen los requisitos para ser analizadas en el laboratorio. Considerando el axioma “Un examen no puede ser mejor que la muestra” se establecen los siguientes criterios: • Datos incompletos o ilegibles, especialmente si falta la identificación del paciente,

el RUT del medico o profesional solicitante, la procedencia o el nombre del examen.

• Discordancia entre los datos de la solicitud y del tubo de muestra. • Proporción inadecuada de sangre- anticoagulante, cuando se requiere plasma. • Empleo de tubos de recolección y/o anticoagulante que no corresponda al

examen solicitado. • Transporte inapropiado: influye tiempo transcurrido, temperatura y derrames de

muestras. • Presencia de interferentes con los métodos analíticos, tales como hemólisis,

turbidez, etc. • Presencia de micro coágulos que alteran los factores de coagulación, exámenes

hematológicos, etc. • Tiempo de recolección incorrecto en muestras de orina que requieren un tiempo

determinado 6,12 o 24 horas como es el caso de microalbuminuria, proteinuria y clearence de creatinina.

• Envío de plasma con anticoagulante, para un examen en el que se requiere

suero.

• Cantidad insuficiente de muestra, que no permite el análisis. • Envases o tapones estériles impregnados con el contenido de la muestra. • Llegada de la muestra fuera del horario de recepción establecido, especialmente en

técnicas que requieren mayor tiempo de ejecución como ELISA, IFI ,etc. • Exceso de muestra en frascos de deposiciones, e incluso deposición fuera del frasco. • Contaminación del material con elementos ajenos al examen solicitado, talco, aceite,

colonia

CARACTERISTICAS FISICAS DEL MATERIAL ENTREGADO A CADA TOMA DE MUESTRA TUBOS Y FRASCOS

• TAPA LILA: Contiene EDTA como anticoagulante, el cual se llena al vacío con 3

ml de sangre mezclando suavemente. Se utiliza para la determinación de hematocrito, hemograma y/o recuentos, además, se utiliza para medir la cinética de pacientes dializados con la determinación de Nitrógeno ureico post, para evitar la coagulación excesiva de la muestra. Lo más importante es mantener la relación entre sangre y anticoagulante para evitar falsos resultados. Una vez tomada la muestra se puede dejar a temperatura ambiente o refrigerar hasta su traslado.

• TAPA AMARILLA: Es un tubo que contiene un gel que permite la separación de

la muestra especialmente utilizado para muestras de bicarbonato, lo importante es que también es al vacío con 4 ml de sangre y no se homogeniza ya que al

momento de centrifugar separa los elementos mas pesados dejando solo el suero para medir. Esta muestra se debe colocar en hielo y transportar rápidamente al laboratorio si no es así se deja refrigerado y además un pocillo con hielo esto se puede mantener así hasta 2 horas después de tomada la muestra

• TAPA ROJA: Este tubo no contiene anticoagulante, por lo tanto, sirve para las

determinaciones bioquímicas de rutina: creatinina, transaminasas, etc., además de las determinaciones serologicas. Una vez tomado el volumen requerido se puede dejar refrigerado. Las determinaciones de glucosa y de potasio, son las únicas que se verían alteradas pasadas mas de 4 horas.

También se utiliza para las mediciones de electrolitos y bicarbonato de monitores. • TAPA GRIS: Este tubo posee como anticoagulante fluoruro de sodio, el cual es

especifico para la determinación de glicemia evitando que se altere su medición, también se llena al vacío con 3 ml de sangre y se mezcla suavemente se puede dejar a temperatura ambiente o bien refrigerado hasta su traslado al laboratorio

• TAPA CELESTE: Este tubo contiene citrato como anticoagulante, el cual se

utiliza para pruebas de coagulación, cabe señalar que solo es necesario un tubo con 2 ml para medir tiempo de protrombina, TTPK y no uno para cada determinación se procede de igual manera llenando el volumen requerido, mezclando suavemente y guardando a temperatura ambiente o refrigerada hasta su traslado que de preferencia no exceda las 2 horas después de tomado.

• TAPA DE GOMA CAFÉ: Es un tubo sin anticoagulante, estéril de 10 ml que

permite el transporte para calculo de Ktv, exámenes liquido peritoneal, dializado nocturno, etc. Una vez tomados se deben refrigerar.

• TORULA TAPA AZUL: Es un medio de transporte llamado Stuart, el cual ayuda

al traslado de muestras tomadas de heridas para ser cultivadas bacteriológicamente, brindando las condiciones adecuadas para ala viabilidad del posible patógeno que se quiere buscar. Una vez tomada la muestra de debe mantener a temperatura ambiente hasta su traslado. Usualmente se utiliza en muestras tomadas de orificio de salida.

• TORULA TAPA ROJA: Es también un medio de transporte y se utiliza solamente

para muestras de coprocultivo. • FRASCOS DE ORINA TAPA ROJA: Son tubos estériles boca ancha de 50 ml

que se utiliza principalmente para urocultivos, orina completa y también proteinuria y/ o microalbuminuria .Además, se utilizan en el transporte de aguas de monitores para estudio bacteriológico. Una vez tomadas se puede refrigerar hasta 2 horas para ser enviadas al laboratorio.

SISTEMA VACUTAINER

HOL DER O SOSTENEDOR:

Contenedor plástico de color amarillo o transparente en donde se ensambla la aguja y que en su parte inferior posee una capucha en donde se insertan los tubos para la toma de muestra. AGUJAS:

Están dentro de cápsulas verdes y tiene 2 partes una cubierta de goma en donde se insertan los tubos, y la aguja que es con la cual se punciona al paciente solo una vez. ADAPTADOR MARIPOSA:

Este permite adaptar el sistema Vacutainer para uso de mariposas, en pacientes de difícil acceso venoso o en lactantes y niños. DESCARTADOR CORTOPUNZANTE:

Son contenedores plásticos que en su extremo superior poseen un dispositivo que permite el descarte rápido y efectivo de las agujas, reduciendo en un amplio porcentaje el riesgo de accidentes. Bibliografía.

• Manual de Procedimientos de Enfermería , Elisa Aguayo Torres, Santiago, Chile : Pontificia Universidad Católica de Chile, Facultad de Medicina, Escuela de Enfermería, 1998

• Manual de Procedimientos de enfermería , Departamento de Massachussett, Hospital General de Boston, Helen M Kukuk, Eleanor R Murphy, Tard Humberto Bravo Orellana, Barcelona Santiago, Chile : Salvat,, 1984.

• Manual de Protocolos y Procedimientos Generales de Enfermería, Hospital

Universitario Reina Sofía, Córdoba, España, 3ra Edición , 2001.

• Manual de Procedimientos y Cuidado de Enfermería Neonatal, Elisa Riquelme A, José Manuel Novoa P., Santiago, Chile : : Mediterráneo,, c2004

• “Normas técnico – administrativas laboratorios clínicos”, división de salud de

las personas, Series Minsal, 2003.

• “Manual de Seguridad en Laboratorios”, Asociación Chilena de Seguridad (ACHS), 2000.

Revisión:

• Mat. Fernanda Soto Lorca. Diplomada en Gestión de Calidad para Empresas de Salud. Coordinadora Laboratorio Campvs.

• Paulo Villanueva, Gerente Administrativo, Laboratorio Campvs.

• Dra. Myriam Lorca Herrera, Director Técnico, Laboratorio Campvs. • E.U. Luisa Oyarzo, Enfermera jefe Diálisis Ñuñoa.

• Mat. Rodrigo Orellana Cole, Coordinador Toma de Muestras, Ilustre

Municipalidad de Renca. Santiago, Chile.

• E.U. Asunción Luckwasky. Coordinadora Toma de Muestras Ilustre Municipalidad de Independencia. Santiago, Chile.

• Marcelo Alvarado Maldonado, Prevencionista en Riegos, INP Sector Activo,

Dirección Región Metropolitana FECHA ÚLTIMA REVISION: ENERO 2010 PROXIMA REVISION: S/A