manual de practicas de entomologia

2011

Biólogo Francisco Dionicio López Gómez

TESH

01/01/2011

MANUAL DE PRÁCTICAS DE ZOOLOGÍA III


2011

Académico: Biólogo Francisco Dionicio López Gómez

PRACTICA NO. 1: CARACTERÍSTICAS GENERALES DEL PHYLLUM

ARTRÓPODA.

INTRODUCCIÓN

El estudio de los insectos es abordado por la entomología, una rama de las ciencias biológicas. Etimológicamente, la palabra entomología proviene de entomon: ‘insecto’ y logos: ‘estudio, tratado o acción’, por lo que significa: ‘estudio de los insectos’. El término insecto, viene a su vez del término latino insectum, que significa cortado en, lo que describe con gran acierto a estos animales ya que su cuerpo está dividido, ‘cortado’, en segmentos generalmente bien diferenciados (Coronado, 1985). Los insectos forman parte del grupo de animales más antiguo, y también el más diverso y numeroso desde que apareció la vida en el planeta: los artrópodos (Hoffman, 1988). Por lo mismo, antes de comenzar a hablar de los insectos, creemos conveniente señalar algunas de las características más importantes de este grupo.

Los artrópodos, cuyo nombre significa ‘de patas articuladas’ (del griego arthron: ‘articular’ y podos: ‘pie’), aparecieron en los mares del Cámbrico hace más de 500 millones de años y desde entonces ha sido, en cuanto al número de especies, el grupo dominante sobre la Tierra. Fueron, además, los primeros animales que pasaron del ambiente acuático al terrestre; incursionaron tierra adentro y se adaptaron a todos los hábitats de este medio.

Es imposible establecer cuál es el número de especies —y mucho menos el número de individuos— que han poblado y continúan poblando las aguas, el aire y el suelo del planeta, pero se estima que son alrededor de 10 millones, un número muy superior al de todas las demás especies de animales juntas (Hoffman, 1988). Forman el 80% de todos los animales que se conocen (Coronado, 1985).

Los primeros artrópodos conocidos fueron los trilobites, ya extinguidos desde hace mucho. Por los restos fósiles se sabe que durante 300 millones de años se propagaron por las aguas de los océanos y desaparecieron durante el periodo Pérmico. Durante todo ese tiempo fueron evolucionando en otras formas, dando así origen a todas las demás ramas de artrópodos que actualmente se conocen y que se encuentran distribuidas en todo el mundo, asociadas a todos los demás animales y adaptadas a todos los hábitats accesibles a la vida. Dentro del grupo de los artrópodos se encuentran muy diversos animales que reciben diferentes nombres comunes, entre ellos: alacranes, tarántulas, arañas, vinagrillos (todos pertenecientes a los Arachnida); garrapatas, turicatas, pinolillos, aradores, arañas rojas, etc. (Acarida); camarones, jaibas, langostas, cangrejos, etc. (Crustacea); milpiés (Diplopoda); ciempiés (Chilopoda); chapulines, escarabajos, mariposas, etc. (Insecta) (Hoffman, 1988), y son fácilmente reconocibles, entre otras, por las siguientes características:


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•Patas articuladas.

•Exoesqueleto (esqueleto externo).

•Simetría bilateral.

•Cuerpo segmentado.

•Metamorfosis (cambio en forma durante el ciclo de vida).

El phyllum Artrhopoda se divide en tres grandes subphylla: a) el de los Trilobitomorpha, que comprende a todas las formas fósiles de trilobites; b) el de los Chelicerata, el cual tiene quelíceros y pedipalpos (sin antenas y sin mandíbulas), donde se agrupan cacerolitas de mar, arácnidos, ácaros y arañas de mar y, c) el de los Mandibulata, que se caracteriza por tener antenas y mandíbulas (sin quelíceros ni pedipalpos) que incluye a los crustáceos, diplopodos, chilopodos y a los insectos.

Por muy diversos motivos, el hombre conoce muy bien a los artrópodos. Insectos como mariposas, escarabajos, chapulines, etc., llaman la atención por su relativo gran tamaño, sus vivos y llamativos colores y porque son los únicos invertebrados capaces de volar gracias a que tienen uno o dos pares de alas. Otros insectos, como los mosquitos, moscas, pulgas, piojos, chinches, etc., tienen que ser soportados frecuentemente por los seres humanos y los animales superiores como plagas muy molestas que, además, pueden ocasionar daños más o menos serios a su salud, no sólo por las toxinas que inyectan al alimentarse de ellos, sino por los gérmenes patógenos que suelen transmitir y que son causa de numerosas y graves enfermedades. Tabla 1.

Otras especies están catalogadas como plagas muy perjudiciales y destructoras de una gran variedad de plantas, así como de granos y otros productos almacenados.

No todos los insectos son dañinos para el hombre; hay muchos benéficos, como las abejas productoras de miel que reditúan grandes ganancias, o el gusano de seda, que es la larva de una mariposa secretora de la delicada sustancia con la que se manufacturan finas telas de gran valor comercial, y otros más.

Los ácaros forman un grupo muy grande, a pesar de lo que muchas de sus especies, tan frecuentes y numerosas como las de los insectos nombrados, son prácticamente desconocidas para los humanos. Esto se debe principalmente a su pequeño tamaño, que los hace pasar inadvertidos no obstante que se encuentran en todas partes. Las formas más grandes, que se designan con el nombre común de garrapatas, son las únicas que el hombre conoce bien, no sólo por su tamaño sino porque son parásitas del ganado y de otros animales domésticos.


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Tabla 1 Nombres comunes con los que se les conoce a los tres subphyllum del phyllum artrópoda.

Hay otras pocas especies frecuentemente reconocidas: aquellas que son plagas molestas o dañinas tanto para el hombre como para sus animales y campos agrícolas. Entre éstas se encuentran todos los ácaros fitófagos.

Todas estas especies han recibido diferentes nombres regionales, algunos de las cuales se usaban ya entre los antiguos mexicanos. Así, a las garrapatas se les designa en diferentes estados de la república como ‘tlalajes’, ‘turicatas’, ‘tostoneras’, ‘plateadas’, ‘conchudas’, ‘tullidoras’, etc. A su larva, mucho más pequeña, se le llama ‘pinolillo’, ‘mostacilla’, ‘güina’, etc. A ciertos ácaros que producen dermatitis, inflamaciones de la piel, y son muy molestos para el hombre, se les conoce con los nombres de ‘tlalzahuates’, ‘coloradillas’, ‘aradores’, etc. Dentro de este grupo se encuentran también los ‘corucos’ de las gallinas, las ‘arañas rojas’ y algunos más (Hoffmann, 1988).

Los insectos representan del 75 al 80% de todos los integrantes del reino animal y se han descrito alrededor de un millón de especies. Se encuentran distribuidos por todo el mundo, ocupando principalmente ecosistemas terrestres y dulciacuícolas. La mayor riqueza de especies se ubica en las regiones cercanas al Ecuador y va disminuyendo conforme se acercan a los polos.


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Los insectos se abrieron paso por doquier, invadiendo y monopolizando todos los rincones habitables, aprovechando la más insignificante fuente de alimento. A medida que este reino iba colonizando el planeta, se fueron formando especies con características distintivas que les permitían adaptarse a su ambiente y forma de vida. La evolución masiva de los insectos afectó de manera profunda la evolución de las plantas y de los restantes animales que estaban en contacto con ellos. Cada uno de estos últimos es actualmente resultado de la influencia de los insectos sobre sus antepasados (Farb, 1974).

Los insectos son reconocidos por las siguientes características generales:

Cuerpo dividido en 3 regiones: cabeza, tórax y abdomen.

Simetría bilateral.

Presentan metamorfosis (cambio en forma).

Apéndices articulados.

Son los únicos artrópodos que tienen alas.

Tienen exoesqueleto (esqueleto externo).

Tres pares de patas articuladas en los adultos (con algunas excepciones).

Dos pares de alas en los adultos (con excepciones).

Sistema circulatorio abierto.

Cordón nervioso ventral.

Sistema respiratorio con tráqueas.

Sistema excretor representado por tubos de Malpighio.

La forma, tamaño y color varían significativamente.

II. Morfología externa (forma externa)

La cabeza, cráneo o cápsula cefálica es la primera región del cuerpo de un insecto. En ella se encuentra un par de antenas de distintas formas y tamaños que cumplen una función sensorial, un par de ojos compuestos capaces de percibir imágenes y pueden existir 2 ó 3 pequeñas unidades llamadas ocelos que actúan como receptores de los cambios de intensidad de luz. Además, en la cabeza se localiza el aparato bucal, estructura relacionada con la alimentación de los insectos que puede ser: masticador, raspador-chupador o chupador.

El tórax está situado entre la cabeza y el abdomen. En él se encuentran los órganos locomotores, adaptados a cumplir una función determinada como saltar, caminar, cavar, nadar, excavar, posarse, colgarse, colectar polen, sujetarse y oír, entre otras, y las alas que permiten el vuelo. El tórax esta compuesto de tres partes (Barrientos, et. al. 1991) o segmentos (Metcalf y Flint, 1978).


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La primera es la que porta el primer par de patas; la segunda contiene las patas medias, además de incluir el primer par de alas (cuando existen) y de la tercera salen las patas posteriores y el segundo par de alas (cuando existen) (Metcalf y Flint, 1978).

El abdomen, la tercera región, es la parte posterior del cuerpo de los insectos. En él no hay patas o apéndices articulados. Está compuesto de segmentos que se unen entre sí por membranas intersegmentales que se extienden permitiendo los movimientos, en particular los respiratorios, la distensión del abdomen durante la maduración de los huevos y su alargamiento durante la postura. En el abdomen se ubica la mayor parte de los sistemas del insecto, como el reproductor, excretor y las vísceras. En cada segemento abodominal se puede observar un par de orificios en forma de ojal llamados espiráculos a través de los cuales penetra el aire al aparato respiratorio (Rojas, 1994).

En el abdomen existen dos tipos de apéndices: los asociados con la reproducción y los no asociados con ésta. Los últimos, llamados cercos, se localizan en los segmentos terminales y son estructuras de función sensorial (detectan cambios en la dirección del aire, de temperatura, de humedad, etc.); en algunos casos sirven al animal como defensa, como sucede en las tijerillas. Los apéndices asociados con la reproducción reciben el nombre de genitales externos o aparato genital y se localizan a partir del octavo segmento en las hembras y a partir del noveno en los machos (en los ortópteros).

Exoesqueleto o esqueleto externo

Los insectos presentan una estructura que los cubre totalmente, llamada exoesqueleto o esqueleto externo. Esta pared es resistente y le da protección y forma al cuerpo. A la capa externa se le llama cutícula

El color de un insecto se al efecto óptico de la luz sobre la superficie de la pared del cuerpo que cuenta con un pigmento. El color metálico iridiscente es resultado de la refracción de la luz.

La pared cuenta con numerosos procesos externos e internos. Los externos incluyen las setas, espinas y escamas. Algunos de ellos están constituidos únicamente por cutícula aunque siempre incluyen las tres capas de la pared. Las setas tienen un crecimiento hacia el exterior de las células epidérmicas y otras tienen un origen multicelular. Los procesos externos de la pared son plegaduras hacia dentro del organismo. A las invaginaciones de la pared del cuerpo se les llama apodemas y se pueden observar externamente en forma de estrías (sutura). Los procesos internos proporcionan áreas para la inserción de los músculos y fortalecen o refuerzan la pared.

Apéndices articulados

La mayoría de los adultos cuenta con tres pares de patas articuladas que están formadas por cinco piezas: coxa, trocánter, fémur, tibia y tarso.


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La principal función de las patas es la locomoción pero existen varias modificaciones de acuerdo con las funciones auxiliares que llevan a cabo. En la mantis, que es depredadora, el primer par de patas es prensil y cuenta con espinas en la tibia y fémur que le permiten atrapar a su presa. Los grillotopos tienen las tibias delanteras muy robustas y con extensiones para poder utilizarlas en la excavación. En los insectos saltadores los fémures de las patas posteriores están muy desarrollados en comparación con aquellos que utilizan poco sus patas, como es el caso de los mosquitos, que las tienen sumamente delgadas y débiles. En algunos insectos acuáticos las patas están adaptadas para la natación y por eso presentan una serie de pelillos.

La presencia de alas en los insectos ha sido una ventaja muy grande en su lucha por la existencia. Las alas los capacitan para movilizarse ampliamente con el fin de encontrar alimento adecuado, para alejarse rápidamente de sus enemigos y otros peligros, para dispersarse, para encontrar parejas y para localizar sitios para anidar que no sean accesibles a muchos de sus enemigos naturales. El número de alas en los insectos varía entre los diferentes órdenes. Los insectos nunca tienen alas funcionales sino hasta que están completamente desarrollados, o sea, en su forma adulta, aunque muchos insectos adultos no las poseen.

Los pescaditos de plata y las colas de resorte representan grupos de insectos sin alas cuyos ancestros, aparentemente, tampoco las tuvieron. Las pulgas, piojos y ciertas hormigas y pulgones son considerados formas degeneradas cuyos distantes ancestros poseyeron alas que se perdieron en el camino a una adaptación para una vida más sedentaria en el suelo o en el cuerpo de los animales o plantas. Las alas de algunos mayates se han atrofiado o son inútiles, de tal manera que son incapaces de volar. Otros insectos, como las termitas y las hormigas, rompen o cortan sus alas después de un solo vuelo nupcial y antes de empezar su vida en el suelo.

En los diferentes órdenes las alas varían muchísimo en forma y apariencia y son estructuras muy importantes en la clasificación de los insectos. La mayoría de los nombres de los insectos terminan en ptera, que significa ala. Así, los Díptera (moscas) son los insectos de ‘dos alas’, los Coleóptera (escarabajos, mayates) son los insectos de ‘alas de estuche’, los Lepidóptera (palomillas y mariposas) son los insectos con ‘alas de escamas’, los Hemíptera (chinches verdaderas) tienen ‘medias alas’, los Hymenóptera (avispas, abejas) son los insectos de ‘alas membranosas’ y los Orthoptera (chapulines, langostas entre otros) poseen las ‘alas rectas’ (Metcaif y Flint, 1978).

Simetría Bilateral

La simetría que presentan los insectos es bilateral, o sea que divide su cuerpo en dos mitades con características semejantes.


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III. Metamorfosis

Se le llama metamorfosis al cambio de forma que sufre la mayoría de los insectos a lo largo de su ciclo de vida. Inician ésta, generalmente, siendo huevos de fuertes caparazones con gran capacidad para resistir las condiciones más adversas. Los huevos de los insectos muestran gran variedad de formas y colores. Los individuos que surgen del huevo pueden tener tres tipos de forma. Los insectos primitivos, como los apterigotos (sin alas), surgen como reproducciones a pequeña escala de los adultos y llegan a la madurez rompiendo los exoesqueletos que les van quedando demasiado justos. Así, desde que deja el huevo hasta que muere el insecto es igual, salvo por el hecho de que aumenta de tamaño y madura sexualmente al avanzar su edad.

El segundo tipo de desarrollo incluye una etapa diferenciada antes de la madurez. El animal no sale del huevo como un adulto en miniatura, sino como ninfa. Ésta se parece al adulto en muchos aspectos, pero presenta diferencias importantes. Por ejemplo, en los insectos alados las ninfas carecen de alas. En algunos casos las ninfas emergen de huevos depositados en el agua y pasan su fase de estado inmaduro (náyade) respirando bajo el agua mediante branquias, como las libélulas y de caballitos del diablo. Ahí maduran y crecen hasta estar listas para salir como adultos. En cierto momento, se desprenden de su exoesqueleto por última vez y empiezan a respirar aire; unos brotes en el tórax, invisibles en las ninfas, se hacen alas y, por fin, se vuelven insectos adultos. La secuencia huevo-náyade-adulto, en la que la aparición de las alas marca la etapa final del desarrollo, se llama metamorfosis incompleta (com. per. Morón, 1992).

El tercer tipo de metamorfosis es aquella en que el individuo sale del huevecillo con una forma totalmente diferente a la que tendrá de adulto. El insecto, al salir del huevo, es conocido como larva y ésta, muy frecuentemente, vive en un ambiente diferente y tiene distintos hábitos que el animal adulto. Las larvas suelen tener piezas bucales masticadoras aunque los adultos las tengan de perforación o succión; carecen de ojos compuestos y pueden tener pares adicionales de patas en el abdomen o carecer totalmente de ellas. Las larvas antes de llegar a la edad adulta deben pasar por una etapa llamada pupa o crisálida.

En los insectos, los grandes cambios se producen después de salir del huevo. Esto se debe a que el crecimiento del insecto está marcado por una serie de aumentos bruscos y visibles de tamaño en cada muda del exoesqueleto. Entre las mudas, el insecto vive periodos en que le es imposible crecer a causa de la pared del cuerpo (exoesqueleto) que lo envuelve. Estos periodos de tamaño estático terminan con un crecimiento súbito que hace que el insecto se arrugue y comprima dentro de su armadura. A ello sigue la muda, y el insecto, ya libre, transforma su crecimiento casi imperceptible en un crecimiento visible porque su nuevo exoesqueleto puede expandirse. En esencia, el exoesqueleto de un insecto se compone de una capa exterior dura y una interior más flexible situadas ambas sobre la delgada capa de células vivas que podría llamarse ‘piel’.


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OBJETIVO

Determinar en algunos representantes del phyllum, las características más sobresalientes e importantes utilizadas en su clasificación y determinación taxonómica.

MATERIAL

Material biológico:*

Equipo: Cristalería: Reactivos: Varios:

Chelicerata Microscopio compuesto

Cajas Petri Alcohol 70% Agujas de disección

Crustáceo Microscopio estereoscópico

Portaobjetos Formol 10% Jeringas

Xifosura Cuentahílos Cubreobjetos Agua destilada Etiquetas Insecta Frascos viales Tijeras Miriápodo Vasos de

precipitados de 100 ml

Lápiz del # 2

Anélidos Probeta de 100 ml

Cartulina Bristol

Platelmintos Molusca

* El material biológico debe de proporcionarse por triplicado y buscar de preferencia cinco especies de cada clase.

PROCEDIMIENTO

Observe cada uno de los ejemplares y determine:

Tagmosis

Numero de segmentos que forman cada tagma

Numero de apéndices en cada uno de esos tagma

Modificaciones estructurales de los apéndices de cada tagma según sus funciones

Porciones de cada uno de los apéndices

Modificaciones para la reproducción

Diseccione y fotografié para evidenciar cada uno de los elementos antes descritos elabore de ser necesario cortes longitudinales transversales sagitales, para poder mostrar de forma eficiente cada una de las estructuras que te piden.


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RESULTADOS

Rellene el siguiente cuadro.

Tagmosis

Numero de segmentos

que forman

cada tagma

Numero de

apéndices en cada uno de

esos tagma

Modificaciones estructurales

de los apéndices de cada tagma según sus funciones

Porciones de cada

uno de los apéndices

Modificaciones para la

reproducción

Sp 1

Sp 2

Sp 3

Sp 4

Sp 5

Sp 6

Sp 7

Señale en cada fotografía los elementos Diseccione y fotografié para evidenciar cada uno de los elementos antes descritos elabore de ser necesario cortes longitudinales transversales sagitales, para poder mostrar de forma eficiente cada una de las estructuras que te piden.

CONCLUSIONES

¿Logro ver las estructuras que se le sugieren acerca de las características de los artrópodos, si no a que debe esto?

CUESTIONARIO

¿Qué diferencias y semejanzas existen entre los anélidos y los artrópodos? Cuál es la relación con la teoría del origen anélido artrópodo.

¿Qué características unifican a estos organismos dentro del phyllum artrópoda?

¿Qué características los separan en clases? Argumente su respuesta ampliamente.

¿A que hace referencia la tagmosis y como se presenta en cada clase?

FUENTES DE CONSULTA

Barnes R.D., 1996 Invertebrate zoology 6ta ed. Saunder College H. R. W. Filadelphia.

Hickman C. P. Jr., Roberts L. S. y Hickman F. M., 1984 Integrated principies of zoology 7ma ed. Times Mirror /Mosby College. Toronto.

Beutelspacher C. R., 1980. Mariposas de México. Ediciones científicas., L. P. M. M. México D.F.


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PRACTICA No. 2: Características generales de la clase Insecta.

INTRODUCCIÓN

La espectacular diversidad y abundancia alcanzada por los animales del phyllum Artrópoda logra en las especies de la clase Insecta su mejor expresión. Se conocen alrededor de un millón de especies de insectos, lo que representa un número semejante a tres veces el resto de los animales juntos. Se ha planteado que las especies de insectos puedan alcanzar una cifra entre 10 a 30 millones.

Esta enorme diversidad y la mantención de un modelo estructural muy constante, estimulan a hacer una primera aproximación del grupo, considerando procesos evolutivos conducentes a especiación, tales como posibilidades de variación, aislación geográfica y compatibilidad ecológica, tratando de comprender un éxito evolutivo de esa magnitud, cuando se le compara con otros grupos de animales, tales como cordados, esponjas, anélidos, etc.

Sin embargo, es necesario tener presente que hay numerosas especies de insectos, que por reproducción partenogenética producen solamente hembras y, por lo tanto, su prolificidad aumenta extraordinariamente, así como hay otros que disminuyen notablemente el número de descendientes por mayor inversión energética en las crías o mejor cuidado de ellas o por mantener los huevos en el cuerpo de la madre por tiempo más largo.

Drosophila no es un caso particularmente excepcional, ya que existen cifras de densidad poblacional, en algunas especies, que sobrepasan la imaginación, tanto a nivel de estados juveniles como de adultos. Años atrás, se colectó en el oeste de Anatolia, 6.000 toneladas de huevos y 11.000 toneladas de langostas adultas, lo que representa aproximadamente 18.000 billones de huevos y 88.000 millones de langostas. De acuerdo a cálculos bien fundados se estimaba, en los Estados Malayos Federados, que una manga de langostas incluía más de un millón de ejemplares y que en un año fueron destruidas aproximadamente 10.000 mangas. La mosca común muestra también densidades muy altas en buenas condiciones ambientales; observaciones hechas en estiércol amontonado, muestran 10.000 larvas por 8 kg de estiércol. Posiblemente, las hormigas excedan en cuanto a número de individuos a la mayoría de los insectos y probablemente también, los áfidos (pulgones de las plantas) tengan las más altas velocidades de reproducción, gracias a mecanismos que originan solamente hembras; tanto así,


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que varias veces se ha calculado el corto tiempo que demorarían en cubrir la Tierra, si no fuesen controlados por un gran número de parásitos y depredadores.

ORGANIZACIÓN BÁSICA

El cuerpo se encuentra organizado de manera semejante a Annelida, en cuanto a disposición cilíndrica segmentada y tagmatización corporal, pero fuertemente modificado y definido por la rigidez del tegumento, lo que permite estructuras y funcionamiento grandemente diferentes a los que presentan los animales de cuerpo blando.

El esqueleto hidrostático de los Annelida es reemplazado en Insecta y en los demás Arthropoda por un exoesqueleto, que resulta como un producto del tegumento endurecido. Con esta disposición se consigue una forma corporal más constante, desarrollo de patas que levantan el cuerpo del suelo, áreas de inserción muscular localizadas y movimientos basados, fundamentalmente, en acción de palancas y no en presión hidráulica como sucede en animales de cuerpo blando. Si bien los organismos deformables presentan algunas ventajas interesantes en cuanto a acomodarse con facilidad en los espacios disponibles en el medio, la constan cia de las formas permite, en cambio, el desarrollo de estructuras más eficientes y complejas, lo que es especialmente importante en aquellos órganos cuyas relaciones espaciales deben mantenerse para un buen funcionamiento.

La disposición externa del esqueleto favorece, de manera muy especial, la mantención de formas por la constitución de cápsulas rígidas; esta circunstancia es particularmente notable en la cápsula cefálica y esqueleto torácico que muestran gran rigidez en insectos. Tal disposición si bien se presenta, en cierto modo, en varias otras especies de animales (mamíferos inclusive), es marcadamente más acentuada en insectos, demostrando la importancia de mantener relaciones espaciales constantes no sólo en la cabeza, sino también en el tórax que se observa altamente especializado en locomoción.

Desde el punto de vista mecánico, el exoesqueleto rígido ofrece ventajas evidentes frente a un endoesqueleto. Considerando para ambos sistemas la misma cantidad y calidad de materiales, el exoesqueleto es igualmente resistente a las fuerzas de compresión y tracción, pero su capacidad de resistencia frente a fuerzas de flexión es apreciablemente mayor, ya que ello depende del tamaño de la sección que se opone a la fuerza En aspectos mecánicos los insectos se muestran claramente favorecidos en relación a otros animales con endoesqueleto rígido (vertebrados, por ejemplo); sin embargo, la mayor eficiencia tiene una limitación de tamaño pues resulta que para poder crecer, el insecto debe mudar su esqueleto, ya que éste no crece junto al aumento de otros tejidos que experimenta el cuerpo durante su desarrollo. Tal circunstancia lo deja desprovisto de sostén durante el cambio de esqueleto, lo que es un factor limitante de tamaño; si hubiese


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una masa músculo - visceral grande, ella aplastaría al individuo contra el sustrato, desorganizando su estructura e impidiendo la adecuada formación de nuevas estructuras rígidas de soporte.

CUBIERTA CORPORAL

La doble función de la cubierta corporal, de sistema tegumentario y esquelético, requiere de una organización compleja que permita responder a las múltiples exigencias del medio. La mayoría de las propiedades de la cubierta corporal son llevadas a cabo por la cutícula, que aparece como un producto de las células epidérmicas.

Su estudio centra permanentemente el interés de numerosos investigadores que tratan de conocer sus características o de aplicar el conocimiento con fines prácticos, particularmente, en relación con insecticidas o con la capacidad de retención de agua de los insectos.

CUTÍCULA

Las observaciones realizadas con microscopía de luz han mostrado la existencia de dos capas en la cutícula, que responden preferentemente a funciones distintas. La más externa ha sido llamada epicutícula y está relacionada fundamentalmente con la mantención del medio químico del insecto, mientras que la interna es la procutícula, responsable de la mayoría de las características mecánicas del tegumento y tiene un rol esquelético predominante

La microscopía electrónica ha mostrado la naturaleza compleja de la epicutícula, que, aunque muy delgada en relación a la procutícula (uno de los valores más frecuentes es de 1 micrón), está formada por varias láminas cuya heterogeneidad parece favorecer su función. La impermeabilidad relativa necesaria se logra mediante un conjunto de barreras especializadas que reducen la pérdida de agua interna a valores mínimos dentro del Reino Animal y proporcionan protección eficiente contra el ingreso de microorganismos. Aunque la composición química es variable entre las especies, la secuencia de deposición de los distintos componentes resulta mejor conocida. En la formación, la superficie de la epidermis, que se encuentra entonces cubierta con vellosidades, origina placas de una proteína, la cuticulina, que se extienden horizontalmente hasta fusionarse en una capa continua. Por debajo de la cuticulina, se deposita una capa de proteína epicuticular formada por secreción de la superficie apical celular.

Esta última capa es penetrada por finos canales que terminan en la superficie de la lámina de cuticulina y forman, externamente, la capa de cera superficial de los insectos. El rol funcional de la cuticulina es apreciable en cuanto a:


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Permeabilidad, permitiendo selectivamente el paso de algunas sustancias, que digieren parcialmente la procutícula durante el proceso de la muda, e impidiendo el paso de otras.

Determinación de tamaño corporal, dada la no elasticidad de las capas proteicas, el tamaño alcanzado por cada estado juvenil es determinado por su extensión.

Características de diseño superficial, en cuanto a microesculpido, micropelos, etc., algunas características de superficie, por servir de soporte a otras capas.

La cera, químicamente compleja, tiene algún rol en la comunicación química de los insectos, defensa, control de temperatura, etc. Pero su función primaria reside en sus propiedades de impermeabilizante, como es evidenciado por la rápida desecación que sufren los ejemplares cuando esta capa es removida por abrasivos o por medios químicos.

En varias especies de insectos, la secreción de glándulas dérmicas forma aún más externamente una capa de cemento, que corresponde químicamente a una mezcla de materiales; la mejor idea que se puede tener de ella es a través de la laca, que corresponde básicamente a cemento puro (usada en barnices y secretada por una “conchuela”). Generalmente, este material desempeña un papel protector, pero también puede servir como reserva de lípidos, o redistribuidor de ceras para especies como las baratas (Blattodea), por ejemplo, que se encuentran frecuentemente expuestas a la acción abrasiva del medio.

La procutícula forma la mayor parte de la cutícula de los insectos; su espesor y dureza muestran un alto grado de variación principalmente en relación a las funciones mecánicas que realizan las distintas partes del cuerpo. Parece ser que los filamentos de quitina son los responsables primarios de las propiedades de tensión de cutículas altamente plásticas, mientras que ellos no parecen contribuir mayormente en las cutículas rígidas, donde la resistencia a la tensión es efectuada por una matriz proteica altamente estabilizada. En cutículas de rigidez intermedia, como en las partes duras del esqueleto torácico de una langosta, generalmente la parte más externa de la procutícula (exocutícula) presenta principalmente matriz estabilizada, mientras la más interna (endocutícula), más plástica, depende más de filamentos quitinosos en sus características.

La dureza de la cutícula o grado de esclerotización depende del número de enlaces entre las proteínas, estos se producen mediante moléculas de ortoquinonas derivadas de la tirosina (lo que justifica el aumento de concentración de tirosina antes de la muda de un insecto).

El proceso tiende a dejar un residuo cuyos compuestos provocan el oscurecimiento de la cutícula, proceso denominado tanización. Lo anterior explica


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que cuando uno observa ejemplares recién mudados de piel, ellos presentan color claro y tegumento flexible, mientras que el endurecimiento y oscurecimiento se advierten luego de algunas horas.

Procesos o compuestos que actúan inhibiendo el metabolismo de la tirosina y derivados son objeto de estudios intensos con fines insecticidas. Una de las proteínas mejor estudiadas es la resilina, que por sus propiedades elásticas, puede desempeñar varias funciones en insectos. La resilina puede ser estirada o comprimida algunas veces su tamaño inicial y mantenerse así por un largo tiempo, pero cuando la fuerza de tensión es eliminada hay una recuperación inmediata al tamaño original. La elasticidad depende de mecanismos moleculares semejantes a los presentes en la goma, que hacen posible que una pelota rebote contra el suelo. En términos de energía esta propiedad significa que la energía cinética puede ser almacenada como energía potencial y liberada posteriormente de nuevo como energía cinética. Tal circunstancia hace que la resilina sea particularmente utilizada en funciones relacionadas con locomoción o donde se requiera elasticidad del tegumento.

Áreas cuticulares menos esclerosadas, con aspecto membranoso, se presentan en varias regiones del cuerpo de los insectos que necesitan de un cierto grado de flexibilidad, correspondiendo principalmente a áreas intersegmentarias o a partes de apéndices. Opuestamente, la mayor rigidez se encuentra en zonas de inserción muscular, o en aquellas donde se requiere especial dureza, como es el caso de las mandíbulas, por ejemplo; estas últimas son capaces de rayar varias substancias, perforar algunos metales, como plomo, cobre o sustancias como plástico. El valor de cubierta protectora de tegumentos rígidos es relativo, ya que golpes o presiones son transmitidas sin absorción.

La dureza de la cutícula, aunque significa resistencia a presiones externas, no es exclusivamente responsable de las propiedades esqueléticas del tegumento. Mayor resistencia a la flexión se consigue por aparición de surcos, crestas o plegamientos, de la misma manera como se logra hacer rígida una lámina de zinc para techo

Plegamientos profundos con sección en T son frecuentes en cabeza y tórax, tanto como sistemas de protección ante fuerzas externas como para resistir, sin deformaciones, las presiones generadas por la musculatura propia. Los pliegues se prolongan a veces en láminas angostas, que llegan a ponerse en contacto con otras áreas tegumentarias alejadas, mejorando aún más la resistencia; estas láminas unidas pueden llegar a formar una especie de esqueleto interno como sucede en la cabeza, con la estructura llamada tentorio o con las invaginaciones del tagma torácico

Los pliegues de refuerzo se marcan en la superficie externa como líneas, que han sido llamadas suturas, desafortunadamente el mismo término ha sido usado para designar a líneas de flexibilidad y las de unión entre dos escleritos, de manera que el término resulta confuso desde el punto de vista funcional.


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La cubierta corporal, organizada como armadura protectora, confiere a los insectos una resistencia mecánica de enorme importancia. Aunque son conocidas las ventajas del tegumento de los insectos, como los élitros para los coleópteros por ejemplo, a veces no se aprecia bien la resistencia que presenta el cuerpo de una pulga ante la acción que ejerce un mamífero al rascarse; ello significa la aplicación de una enorme fuerza por unidad de Las características del tegumento tienden, por otra parte, a disminuir el roce cuando es necesario, ofreciendo una superficie muy lisa o fuertemente accidentada donde es preciso aumentarlo. En este sentido los lípidos de la epicutícula, probablemente, también juegan un rol importante.

La organización general de los insectos está, obviamente, en consonancia con una cubierta corporal tan particular, y es necesario observar y tratar de comprender esta relación en todos los sistemas y funciones básicas del animal, como se verá más adelante.

ESTRUCTURA CORPORAL: TAGMATIZACIÓN

Teniendo en cuenta una derivación a partir de un plan primitivo segmentado, el patrón estructural que diferencia a la clase Insecta de otros Arthropoda está organizado en base a tres tagmas:

Tagma cefálico, formado por lo menos por 4 segmentos,

Tagma torácico, formado por 3 segmentos, y un

Tagma abdominal, por 11 segmentos.

La base de esta organización de grupos de segmentos estrechamente asociados (tagmas), es una división del trabajo fisiológico, logrando mayor especialización y eficiencia. En los insectos actuales, cuando se presenta una segmentación externa, esta es claramente funcional y no se corresponde exactamente, por ejemplo, con la que presentan los Annelida. Una segmentación externa conspicua, con partes móviles, sólo se presenta en el abdomen, está totalmente ausente en la cabeza y, generalmente, es poco apreciable en el tórax, excepto por la existencia de apéndices.

CABEZA

Como en los demás animales de simetría bilateral, la parte anterior, por ser la primera en contacto con el medio, está relacionada con sensibilidad y captura de alimentos. También como en otros seres bilaterales, se observa una diferenciación


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de la cabeza, con desarrollo de receptores a distancia y de un sistema traductor e integrador de ubicación próxima a ellos.

Este desarrollo y especialización es apreciablemente mayor que en otros grupos de artrópodos, como Crustacea o Arachnida, donde no hay una separación neta de cabeza y tórax, y la mayor masa nerviosa está relacionada con la base de los apéndices torácicos. La organización cefálica de los insectos puede ser comprendida tomando en cuenta estos dos aspectos; ambos dependen de manera muy particular de la mantención de formas aunque con requerimientos distintos; mientras las necesidades de captura e ingestión de alimento requieren de musculatura poderosa y de puntos de inserción fijos, las conexiones nerviosas exigen posiciones geométricas muy definidas, que son críticas para su correcto funcionamiento. En la cabeza el tegumento se encuentra esclerosado, formando una cápsula continua que mantiene una forma constante, soporta órganos sensoriales fijos tales como ojos y pelos táctiles, o receptores químicos y móviles que corresponden a antenas primariamente olfativas, un cerebro integrador formado por tres masas nerviosas y los apéndices móviles, relacionados directamente con la alimentación.

Refuerzos cuticulares particulares, de resistencia mecánica, se encuentran en la cabeza alrededor de las principales aberturas de la cápsula e impidiendo la deformación originada por contracción de la musculatura propia de las piezas bucales. Tal es el caso de las suturas antenal, orbital, ocular, occipital, subgenal y epistomal, además de una sutura frontal.

La sutura antenal o alveolar, origina un pequeño cóndilo articular y una membrana que hacen posible los movimientos del primer segmento antenal, llamado escapo. Este primer segmento alcanza generalmente un desarrollo mayor que el resto y contiene la musculatura que mueve la parte distal de la antena, que ha sido llamada flagelo, dividida en anillos o flagelaremos; el flagelo tiene desarrollo variable y modificaciones con un significado funcional específico relacionado a una mayor superficie, así, en varias especies, se presentan más desarrolladas o ramificadas en los machos.

La sutura orbital presenta una inflexión cuticular apreciable, que aloja parte de la capa retiniana del ojo. El forámen magno, en la región posterior, se encuentra reforzado por dos suturas (occipital y postoccipital), la más posterior se proyecta internamente (impresión tentorial), originando los brazos posteriores del tentorio y separa un área postcervical que lleva un cóndilo a cada lado para los escleritos cervicales.

La gran abertura de la cápsula cefálica para las piezas bucales e ingreso al tubo digestivo se encuentra reforzada por la sutura peristomal, cuyos segmentos anterior, lateral y posterior reciben nombres distintos. La parte anterior de esta sutura (llamada epistomal) se aparta del margen, acercándose algo a los alvéolos antenales, con un diseño especialmente interesante, ya que impide deformaciones tanto en el plano vertical como horizontal y separa un esclerito (clípeo) donde se


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inserta musculatura dilatadora del cibario. Lateralmente, la sutura refuerza la articulación de la mandíbula (sutura genal o pleurostomal), y posteroventralmente, aumenta la resistencia para otras piezas bucales móviles (sutura hipostomal).

La sutura ecdisial refuerza un área dilatable, flexible, que se rompe en los juveniles para permitir la salida de la cabeza durante la muda de piel. Típicamente tiene la forma de una Y invertida, donde se distingue un segmento dorsal (sutura coronal) y dos brazos laterales (sutura frontal). La permanencia de esta sutura en insectos adultos es bastante variable, resultando homologías difíciles de establecer; en un buen número de grupos se mantiene una única línea que es llamada línea frontal. Desde el punto de vista morfológico, las suturas clásicamente han llamado la atención, por permitir reconocer áreas topográficas (escleritos), que tienen importancia funcional por ser superficies de origen de músculos (la inserción de aquellos que mueven apéndices, en cambio, es puntual).

La funcionalidad de las suturas sólo puede ser bien apreciada en la observación directa de ejemplares, lo mismo sucede con el tentorio, sin embargo, el rol de este último puede ser visualizado, en líneas generales, como mecanismo interno de resistencia a deformación y como punto de inserción de varios músculos: adductores ventrales de mandíbulas, maxilas, labio, retractor de la hipofaringe, dilatador de la cavidad preoral (cibario)

TÓRAX

La diferenciación del tagma torácico está más exclusivamente relacionada con locomoción que en la mayoría de los demás animales, lo que es más evidente aún en las especies voladoras. La zona tiende a ser completamente esclerosada, ya que la existencia de


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OBJETIVO

Reconocer las características generales de la clase insecta

MATERIAL



Insectos colectados

Microscopio compuesto


Microscopio estereoscópico


Cuentahílos Cubreobjetos Agua destilada Etiquetas Frascos viales Tijeras Trampa de

caida Vasos de precipitados de 100 ml

Lápiz del # 2

Probeta de 100 ml

Cartulina Bristol

* El material biológico debe de proporcionarse por triplicado y buscar de preferencia cinco especies de cada clase.

PROCEDIMIENTO

Determine coordenadas geográficas de zona de muestreo

Elabore una solución jabonosa de preferencia utilice jabón líquido para preparar la solución jabonosa

Prepara una solución alcohólica al 70%

Mezcle las dos soluciones en proporciones de 1:1 y llene los vasos con la solución anterior, procurando llenar solo 1/3 del vaso con la misma.

Coloque trampas de vaso elaborando un transepto en línea con los mismos, considere un tiempo aproximado de una semana antes de procesar la muestra.

Recoja la muestra con más de una semana y fíjela con una solución alcohólica al 70% en proporciones de 1:1

Filtre la muestra sobre un trozo de algodón prensado y retire todos los insectos separe por especies las muestras y fije las muestras con alcohol al 70%

Cuente los individuos presente en cada muestra y determine la abundancia por especies.


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RESULTADOS

Elabore un mapa de la zona de estudio donde ubique todos los sitios de muestreo.

Tome fotografías a cada una de las especies encontradas en la muestra y señale claramente en las mismas las características que le ayudaron a identificar el ejemplar, por ejemplo tipos de alas, antenas, aparato bucal, tipo de ojos y otras estructuras de importancia.

Identifique con las características los órdenes presentes en su muestra

Determine la abundancia, densidad relativa, dominancia relativa frecuencia relativa, frecuencia, densidad, dominancia y valor de importancia, dominancia e índice de diversidad.

CONCLUSIONES

Defina tipo, paratipo y holotipo y de acuerdo esto como las características o variaciones morfológicas interfieren en la determinación de especies.

La zona de muestreo y la técnica usada como interfieren en la toma de una muestra significativa.

CUESTIONARIO

Una zona de muestreo que forma puede tener.

Que es un muestreo sistemático?

A que nos referimos con muestra representativa?

Qué implicaciones éticas tiene la colecta de organismos, de acuerdo su código deontológico.


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FUENTES DE CONSULTA

García Acosta, R. (2001). Arthrópoda: guía de prácticas. México D. F.: AGT editor.

Gaviño de la Torre, G., Juárez López, C., & Figueroa Tapia, H. H. (1997). Técnicas biólogicas selectas

de laboratorio y de campo. Mexico D.F.: Limusa.

Hölldoble, B., & Wilson, E. O. (1996). Viaje a las hormigas: una historia de exploración científica.

Barcelona España: Crítica.

INIFAB. (2010). EL APICULTOR. MÉXICO: INIFAB.

Maynard, C. (2005). Bichos. Gran Bretaña: Planeta Pub Corp, .

Mille Pagaza, S. R., Parra Alcocer, M. d., & Pérez Chi, A. (1993). Guía para la indentificación de

invertebrados. México D. F.: Trillas.

Wikipedia. (6 de Enero de 2007). Wikiespecies. Recuperado el 20 de Julio de 2011, de

http://go.microsoft.com/fwlink/?LinkId=69157


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Practica No.3 USO DE CLAVES DICOTÓMICAS.

INTRODUCCIÓN

Los cientos de miles de nombres y de parejas de nombres, que han irrumpido en las nomenclaturas zoológica y botánica, desde Linneo hasta hoy, sirven para designar de manera unívoca a los géneros y especies de animales y plantas, que son la materia prima de la sistemática biológica.

Dichos nombres son latinos o latinizados por mero convenio entre los biólogos, convenio originado por el hecho histórico de que en la época linneana la lengua científica era el latín. Por otra parte, esos nombres deben cumplir la finalidad de reconocimiento y designación universales y el latín, como lengua ‘muerta”, cumple bien, esos fines a nivel internacional sin crear conflictos de tipo nacionalista.

Al lado de ese inmenso número de nombres de los géneros y especies, los relativamente limitados en número de las clases, de los órdenes, de las familias. De animales y plantas, tienen un menor interés y complicación.

Por ello cuando hablamos de nombres científicos solemos referirnos a la denominación launa de los géneros y de las especies, aunque en su recto sentido también son nombres científicos los de las clases, órdenes y demás taxones animales y vegetales, sobre todo si se dan latinizados, como se hace en las obras sistemáticas especializadas, por ejemplo (Clase Mamíferos): (Orden Rumiantes), (Fam. Cérvidos). etc.

Los problemas planteados ya desde mediados del siglo pasado, con el número creciente de nombres científicos que ingresaban en la sistemática biológica, provienen de los siguientes hechos:

Por dar autores diferentes el mismo nombre a géneros o especies que eran distintos. A esto se le llama homonimia.

Porque un mismo género o especie, con frecuencia. ha sido descrito por autores diferentes, recibiendo distintos nombres. A esto se le llama sinonimia.

Porque en las descripciones y dibujos de muchos autores, sobre todo de los más antiguos, resulta difícil reconocer los animales o plantas que ellos citaban. De allí la necesidad de establecer ‘‘tipos’’ representativos (método del tipo).

Porque autores diferentes han podido tener mío concepto diferente desde el punto de vista taxonómico, de un grupo determinado de animales o vegetales. Esto se ha expresado diciendo que un nombre designa a un taxón nominal, cuyo concepto taxonómico es el taxón taxonómico.


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Y porque, finalmente, la nomenclatura biológica debe ser, por principio, universal, mero instrumento al servicio de la taxonomía, pero sin interferir con ella, por lo cual, un nombre científico introducido por cualquier autor entra en competencia con los demás de tal manera que, cumplidos los requisitos técnicos indispensables, es un nombre utilizable(criterio de utilidad), Ahora bien, la nomenclatura biológica ha de ser unívoca, por lo cual entre todos los nombres posibles para un taxón sólo debe prevalecer uno, que es el válido (criterio de validez). En general, el nombre más antiguo es el que prevalece (criterio de prioridad).

Se enfrentan, pues, los biólogos con el problema de dar nombres distintivos y estables a los taxones animales y vegetales y para ello hn tenido que reglamentar los usos nomenclatoriales de zoólogos y botánicos, estableciendo sendos Códigos de nomenclatura, a saber: el Código Internacional de Nomenclatura Zoológica

Ambos códigos son meros convenios y, cosa muy importante, sirven de auxilio a la taxonomía. Se basan en principios taxonómicos y en normas de sentid común o de valor puramente histórico. Tienen la ventaja de ser aceptados por todos los sistemáticos y de aplicarse por igual a las plantas y animales vivientes (neobotánica y neozoologia) como a las descripciones paleontológicas, o sea de las plantas y animales fósiles (paleobotánica y paleozoologia).

La redacción de los códigos ha sido muy laboriosa y muchas veces ha tenido que retocarse para mejorarla y darle más precisión; pero esa misma precisión impide su buen conocimiento, porque sus autores. en busca de la exactitud de expresión han huido de todo fin vulgarizador y han sacrificado al rigor técnico cualquier afán didáctico. De esa manera la nomenclatura es una de las materias más dificultosas de la sistemática biológica y cuenta con pocos partidarios, si es que tiene alguno.

Una herramienta de vital importancia para saber a qué grupo taxonómico pertenece un ser vivo es la clave. Se trata de un texto, usualmente con ilustraciones, en el que se hacen una serie de preguntas acerca de la morfología y hábitos de un organismo y que permite saber a qué grupo pertenece. Hay varias clases de claves y la que vamos a describir a continuación es del tipo tradicional donde usted debe iniciar el trabajo de identificación por la primera pregunta. Existen otras claves donde usted puede iniciar este trabajo por cualquier pregunta, sin orden aparente.

Por lo general la clave tiene parejas de descripciones en la que cada una es opuesta a la otra. Si las características del animal que usted tiene en la mano concuerdan con alguna de las opciones, entonces usted sigue al par de preguntas que le indica el texto. Luego de "contestar" cada pregunta y de seguir la ruta indicada, usted llegará a un nombre que es al que pertenece ese grupo.


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OBJETIVO

Usar claves dicotómicas como una herramienta para la determinación taxonómica.

MATERIAL



Insectos varios colectados por los alumnos.



Muestras problema a determinar en clase proporcionadas por el profesor.



Cuentahílos Cubreobjetos Agua destilada Etiquetas Frascos viales Tijeras Vasos de


Lápiz del # 2

Probeta de 100 ml

Cartulina Bristol

* El material biológico debe de proporcionarse por triplicado y buscar de preferencia cinco especies de cada orden.

PROCEDIMIENTO

Primero debe ser claro que es una clave para insectos, lo que significa que se debe emplear sólo con insectos. Por su estilo, esta clave tiene numeración y se debe comenzar por la opción 1 del anexo , es decir por el primera dicotomía Según las características del animal que estamos estudiando, debemos de ir excluyendo una opción y nos quedaremos con la opción que reuna las características que observamos en cuestión.

Esta clave es un paso indispensable para reconocer los órdenes de Insecta y entender mejor las discusiones posteriores. Para usarla les recomiendo empezar con un insecto de gran tamaño (Coleóptera) o una mariposa (Lepidóptera); obviamente ya tienen la respuesta de antemano, pero el ejercicio de "seguir la clave" será vital para entenderla y usarla con insectos menos conocidos. Con animales más pequeños consiga una microscopio estereoscópico de buena capacidad y trabaje en un sitio bien iluminado.


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La clave se puede usar con insectos adultos y sabemos que reconocer un adulto y distinguirlo de un inmaduro no siempre es fácil, por esto debemos reconocer cómo crece un insecto y sus características.

Otro aspecto importante a resaltar es que la taxonomía de Insecta ha cambiado desde la publicación de la clave que vamos a usar. En los lugares donde se llega a los órdenes Orthoptera, Homoptera y Hemiptera, éstos están entre comillas porque los taxónomos han decidido reorganizarlos y sacar de allí nuevos órdenes. Dada la complejidad de estos cambios, no hacemos una clave nueva sino que damos algunas características para reconocerlos.

Para la taxonomía reciente Protura, Colémbolo y Diplura no son parte de Insecta propiamente dicha, sino de una categoría superior llamada Hexápoda, por esto no se incluyen. Este grupo presenta el aparato bucal encerrado dentro de la cabeza (endopterigota) mientras que los Insecta no (exopterigota).

Dados algunos estudios sobre las relaciones de parentesco el orden Orthoptera fue separado en cinco órdenes Ordenes que surgieron son los siguientes:

Grylloblattaria: menos de 30 mm de largo, insectos sin alas (ápteros), cuerpo

pálido y cubierto de finos pelos, no tienen ocelos, antenas largas entre 23 y 45 segmentos, cercos largos de 5-8 segmentos; aparentemente no se encuentran en suramérica.

Phasmida: (maría palitos, insectos palo) no tienen los fémures posteriores

alargados como para el salto, cuerpo alargado como una rama, alas reducidas o ausentes, cercos cortos de un segmento.

Orthoptera (grillos, saltamontes) con o sin alas, las anteriores son endurecidas pero se ven muchas venas, antenas con muchos segmentos.

Mantodea (rezanderas, mantis religiosas) protórax articulado y muy desarrollado, patas anteriores prensiles con dientes que permiten sujetar la presa, coxa anterior muy larga.

Blattaria (cucarachas) tarsos con 5 segmentos, patas no saltadoras ni prensiles

cabeza encerrada dorsalmente por el pronoto, antenas largas.

El caso Homoptera y Hemiptera

Tradicionalmente estos dos ordenes se mantuvieron como tales gracias a las diferencias en el punto de salida de su aparato bucal y la dureza de sus alas. Así, Hemiptera se "reconocía" por que su aparato bucal sale de la parte anterior de la cabeza y las alas anteriores tienen su parte anterior dura y su parte posterior membranosa; en Homoptera en cambio, el aparato bucal sale de la parte basal de la cabeza, cerca del tórax, y las alas son uniformemente endurecidas.

No obstante, estudios recientes de las relaciones evolutivas indican que esto ya no puede seguir así. Hoy, los taxómonos en este grupo están de acuerdo en que


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Hemiptera es un orden que incluye a Homoptera, esto significa que Homoptera desaparece y solamente hablamos de Hemiptera. Otros ordenes que han sufrido cambios es Anoplura y Mallophaga pues ahora hacen parte de un sólo orden, Phthiraptera, se trata de los piojos de mamíferos y aves. La clave no incluye algunos ordenes como Microcoryphia, Embidiina, Zoraptera y Stresiptera.

RESULTADOS

Fotografiar y evidenciar las estructuras que le ayudaron a identificar mediante la clave anexa para el orden en cuestión no se olvide de señalar con flechas en la fotografía las estructuras que le sirvieron en la identificación taxonómica.

CONCLUSIONES

¿Es fácil seguir una clave dicotómica para la determinación taxonómica?

¿Logro identificar los órdenes problema cuales inconvenientes tuvo?

CUESTIONARIO

¿Las imágenes son de gran ayuda durante la determinación taxonómica a nivel de orden, si no, fundamente y argumente su respuesta?

Busque tres definiciones de “tipo, paratipo y holotipo”

De acuerdo a su respuesta anterior y con las tres definiciones de especie tipo, paratipo y holotipo ¿Cómo influye esto en la determinación y clasificación taxonómica de una especie?

FUENTES DE CONSULTA

Beutelspacher C. R., 1980. Mariposas de México. Ediciones científicas., L. P. M. M. México D.F.

Beutelspacher C. R., 1980. Mariposas diurnas del Valle de México. Ediciones científicas., L. P. M. M. México D.F.

Schuh R. 2000 Biological systematics: Principles and applications. Cornell University Press, Landers.

Morrone J. J.; Castañeda S. A. N.; Hernández B. B. E.; Martínez A. L. 2004 Manual de prácticas de sistemática UNAM Las prensas de ciencias. México D.F.


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ANEXO

ORDENES DE LA CLASE INSECTA SEGÚN SU ETAPA ADULTA.

1a. Insectos con alas y con metamorfosis (fig. 3.252) 5

1b. Sin alas, sin metamorfosis; aparato bucal masticador, ojos y antenas presentes o ausentes 2

2a. Insectos pequeños (de 0.5 mm hasta 1.0 cm aproximadamente), con antenas, sin ojos o bien ojos compuestos, rudimentarios. Aparato bucal entognato; generalmente con apéndices abdominales vestigiales 3

2b. Insectos diminutos (de 0.6 a 1:5 mm de longitud). Sin ojos y sin antenas, con tres pares de patas similares, la primera dispuesta hacia adelante. Habitan entre la hojarasca, humus y bajo la corteza de los árboles (fig. 3.253) Protura

3a. Abdomen con un par de cercos pequeños en forma de pinzas o multisegmentados. Sin ojos. Antenas largas multisegmentadas. Tarsos con un solo segmento. Habitan en suelos húmedos (fig. 3.254) Diplura

3b. Abdomen con un número variable de segmentos. Ojos compuestos rudimentarios. Antenas de tamaño variable. 4

4a. Abdomen nunca con más de seis segmentos; cuarto segmento abdominal con una estructura bifurcada, la fúrcula (fig. 3.255). Antenas de tamaño medio. Con o sin ojos rudimentarios. Habitan en el suelo bajo la hojarasca (colas de resorte) Colembola

4b. Abdomen con 10 a 11 segmentos con un par de cercos terminales y un filamento caudal medio. Antenas muy largas, multisegmentadas. Tarsos de uno a cuatro segmentos. Son cosmopolitas, entre hendiduras y oquedades (pescaditos de plata) (fig. 3.256) Thysanura


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5a. Adultos con dos pares de alas, de textura y forma variable 6

5b. Adultos con alas anteriores bien desarrolladas membranosas; alas posteriores reducidas a halterios o balancines (fig. 3.257). Aparato bucal cortador-succionador, chupador o lamedor (figs. 3.259 y 3.258). Antenas de tamaño variable. Insectos cosmopolitas (rábanos. moscas y mosquitos) . Diptera

6a. Alas completamente reducidas o presentes solo en una fase de su ciclo 7

6b. Alas bien desarrolladas de forma y tamaño variable 13

7a. Insectos con aparato bucal masticador (fig. 3.260) 8

7b. Aparato bucal picador-chupador 12

8a. Tarsos con dos o tres artejos (fig. 3.261). Antenas (fig.3.262) filiformes, multisegmentadas. Ojos compuestos, (fig. 3.263) sin ocelos. De vida libre, bajo la corteza de los árboles, entre la vegetación o en el suelo 9

8b. Tarsos con número variable de artejos 10

9a. Insectos de 4 a 7 mm de longitud, cuerpo alargado y deprimido. Hembras siempre ápteras. Machos generalmente alados. Abdomen con un par de cercos cortos. Tarsos de tres segmentos, el artejo basal del 1er. par de tarsos agrandado.Se encuentran en el suelo bajo las rocas y cortezade los árboles (tejedores) Embioptera

9b. Menos de 6 mm de longitud, ápteros o con alas membranosas. Tarsos de dos o tres segmentos. Habitan entre los libros, bajo la corteza de los árboles y entre la vegetación (piojos de los libros) Psocoptera

10a. Organismos de vida libre, sociales, con exoesqueleto poco quitinizado. Antenas cortas moniliformes o filiformes. Ojos compuestos ausentes. Fases sexuales con cuatro alas, rnernbranosas iguales (hormigas blancas o termitas) (fig. 3.264) Isoptera


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10b. Organismos parásitos con antenas cortas. 11

11a. Organismos diminutos, la mayoría endoparásitos de otros insectos. Con dimorfismo sexual muy marcado; machos alados, de vida libre, hembras sin alas, siempre parásitas. Antenas flabeladas. Tarsos de dos a cinco segmentos Strepsiptera

11b. Insectos de 0.1 a 0.5 mm de longitud. Ectoparásitos de aves y algunos mamíferos. Cabeza más ancha que la base del protórax, sin ojos; antenas de tres a cinco segmentos. Tarsos de uno a dos segmentos (piojos masticadores o de las aves) (fig. 3.265) Mallophaga

12a. Organismos aplanados de 2 a 5 mm de longitud, con cabeza más angosta que la base del protórax, sin ojos, antenas de tres a cinco segmentos. Tarsos unisegmentados, con una sola uña atrapadora. Ectoparásitos de mamíferos (piojos chupadores) Anoplura

12b. Cuerpo lateralmente comprimido (de 2 a 8 mm) con numerosas espinas y cerdas. Con o sin ojos, antenas mazudas de tres segmentos. Patas largas robustas y espinosas. Tarsos de cinco segmentos, con uñas fuertes. Ectoparásitos de mamíferos (pulgas) (fig. 3.266) Siphonaptera

13a. Insectos con alas membranosas (fig. 3.267) 14

13b. Alas anteriores engrosadas, completamente, coriáceas o endurecidas sólo en la mitad basal 22

14a. Alas con numerosas venas transversales 15

14b. Alas con venación reducida 21

15a. Los dos pares de alas similares, aparato bucal masticador 16

15b. Alas desiguales 18


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16a. Tarsos con tres segmentos. Antenas muy cortas a manera de cerdas. Cuerpo delgado y alargado de colores variables. Ojos compuestos que ocupan la mayor parte de la cabeza, con tres ocelos. Habitan cerca de cuerpos de agua (caballitos del diablo y libélulas) (fig. 3.268) Odonata

16b. Tarsos de 5 segmentos. Antenas largas multisegmentadas 17

17a. Cabeza redondeada, con ojos compuestos, sin ocelos o hasta tres de éstos. Abdomen redondeado posteriormente, sin cercos. En ocasiones mandíbulas muy grandes y potentes (hormiga león) (fig. 3.269) Neuroptera

17b. Cabeza alargada ventral mente formando un pico, con tres ocelos. Abdomen con un cerco pequeño. Habitan en bosques y zonas con mucha vegetación (fig. 3.270) Mecoptera

18a. Aparato bucal masticador. Ojos compuestos presentes, con o sin ocelos. Antenas largas o cortas muItisegmentadas. De tres a cinco artejos tarsales 19

18b. Aparato bucal de otro tipo. Ojos compuestos presentes, con o sin ocelos. Antenas delgadas largas o cortas. Tarsos de uno a cinco artejos. Insectos de cuerpo blando y frágil 20

19a. Alas anteriores coriáceas con venación notable. Cuerpo alargado generalmente con el pronoto grande formando un collar. Patas posteriores largas, tarsos con tres a cinco segmentos. Algunos representantes ápteros. Especies cosmopolitas (grillos, saltamontes, insectos palo) (fig. 3.271) Orthoptera

19b. Alas anteriores más estrechas que las posteriores, con venación reticulada. Ocelos siempre presentes. Tarsos de tres segmentos. Un solo cerco largo. Viven cerca de los arroyos (moscas de las piedras) Plecoptera


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20a. Alas anteriores largas y triangulares; posteriores cortas y redondeadas, ambas reticuladas. Ocelos presentes. Antenas muy cortas, con dos o tres filamentos caudales muy largos y delgados. Tarsos con uno o cinco segmentos. Habitan cerca de ríos y lagos (moscas de mayo) (fig. 3.272) Ephemeroptera

20b. Aparato bucal formando una proboscis chupadora "espiritrompa" (fig. 3.273). Alas anteriores muy grandes; posteriores de forma variable, ambas cubiertas de escamas. Sin ocelos. Antenas de forma variable. Tarsos de cinco segmentos. Cosmopolitas (mariposas y polillas) (fig. 3.274) Lepidoptera

21a. Con dos pares de alas iguales muy angostas, con o sin venas, y abundantes pelos largos. Aparato bucal raspador-chupador. Antenas cortas de cuatro a nueve segmentos. Ojos compuestos grandes. Tarsos con uno o dos segmentos, terminan en una almohadilla pretáctil., Algunos representantes ápteros. viven sobre flores u otras partes de la planta (trips) (fig.3.275) Thysanoptera

21b. Alas desiguales, las posteriores más pequeñas con pocas venas. Aparato masticador o masticadorlamedor. Antenas de forma y tamaño variables. Ojos compuestos, generalmente con tres ocelos. En la mayoría, el abdomen se une al tórax a través de una porción angosta. Cosmopolitas. Machos con comportamiento social (abejas, hormigas, avispas) (fig. 3.276) Hymenoptera

22a. Aparato bucal masticador, tarsos con tres o cinco segmentos, alas anteriores endurecidas 23

22b. Aparato bucal picador, tarsos con dos o tres segmentos, alas anteriores de composición variable, con ojos compuestos 24

23a. Primer par de alas corto y coriáceo, cubriendo sólo al tórax. Sin ocelos. Antenas largas multisegmentadas; tarsos con tres segmentos. Abdomen con cercos muy potentes, a manera de pinzas. Algunas especies ápteras: se encuentran bajo rocas, en oquedados o desechos (tijerillas) (fig. 3.277) Dermaptera


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23b. Primer par de alas coriáceo, en forma y tamaño variables (élitros). Segundo par membranoso más largo que el anterior. Sin ocelos. Antenas de 10 a 14 segmentos de diferente tipo. Cuerpo en general muy quitinizado. La mayoría terrestres en hábitats muy variados, algunas especies acuáticas (mayates, picudos, escarabajos, etc.) (fig. 3.278) Coleoptera

24a. Alas anteriores engrosadas en la mitad basal (hemélitros); el resto membranoso; el par posterior membranoso y más corto. Algunas especies ápteras. Con dos ocelos o sin ellos. Antenas cortas con tres artejos. El pico se origina desde el frente de la cabeza; muchas especies con glándulas odoríferas. Terrestres, acuáticos a chupadores de sangre (chinches) (fiq. 3.279) Hemiptera

24b. Alas anteriores ligeramente engrosadas; las posteriores, membranosas. Algunas especies ápteras, con dos o tres ocelos o sin el/os. Antenas muy cortas, largas y filiformes. Tarsos con dos o tres artejos. El pico se origina desde la parte posterior de la cabeza. Se encuentran siempre sobre plantas (cigarras, pulgones, cochinillas, etc.) (fiq. 3.280) Homoptera

Fig. 3.252 Insecta.

Fig. 3.253 Protura.


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Fig. 3.254 Diplura.

Fig. 3.255 Collembola

Fig. 3.256 Thysanura.

Fig. 3.257 Dipthera


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Fig. 3.258 Aparato bucal lamedor chupador

Fig. 3.259 Aparato bucal cortador succionador

Fig. 3.260 Aparato bucal masticador vista frontal y lateral.


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Fig. 3.260 Aparato bucal masticador detalles de

la mandíbula.

Fig. 3.261 Artejo (pata)

Fig. 3.262 Tipos de antenas.

Fig. 3.262 Tipos de antenas (continuación)


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Fig. 3.262 Tipos de antenas (continuación)

Fig. 3.263 Estructuras cefálicas

Fig. 3.264 Isóptera

Fig. 3.265 Mallophaga


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Fig. 3.266 Siphonapthera

Fig. 3.267 Venación en ala membranosa

Fig. 3.268 Odonata

Fig. 3.269 Neuróptera


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Fig. 3.270 Mecóptera

Fig. 3.271 Ortóptera

Fig. 3.272 Ephemeróptera.

Fig. 3.273 Prosbocis chupadora


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Fig. 3.274 lepidóptera

Fig. 3.275 Thysanóptera

Fig. 3.276 Himenóptera

Fig. 3.277 Dermáptera


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Fig. 3.278 Coleóptera

Fig. 3.279 Hemíptera

Fig. 3.280 Homóptera (Membracidae)


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PRACTICA No. 4: Identificación de géneros de hormigas mexicanas.

INTRODUCCIÓN

Las hormigas son uno de los grupos de animales más abundantes en ecosistemas terrestres (Mackay, 1981, 1985). Ocurren en todos los hábitats desde el Polo Norte hasta la Patagonia. Junto con las termitas, son los animales más abundantes en ecosistemas de áreas tropicales.

A pesar de toda su importancia, hay pocos estudios acerca de las hormigas. En Los Estados Unidos, la mayoría de las especies son conocidas por medio de claves y catálogos (Smith, 1943,1947a; Creighton, 1950), aunque todavía hay especies comunes que no son inedititas. Para la región Neotrópica (excluyendo la mayoría de México), existe el buen catálogo de Kempf (1972). Además hay trabajos de las hormigas de Chile (Snelling y Hunt, 1975), Argentina (trabajos de Kusnezov y Gallardo, citados en - Kempf, 1972) y Brasil (Mann, 1916; trabajos de Kempf y Borgmeier, citados en Kempf, 1972). La clave de Baroni-Urbani (1983) puede ser útil para la identificación de hormigas neotropicales.

México tiene la ventaja de estar compuesto de fauna de la región Neárctica y de la región Neotropica. Por eso es un país de mucho interés para la biología y biogeografía de los organismos (citation here). Desafortunadamente esto complica trabajo con los organismos por la dificultad para su identificación. Usualmente las claves son de organismos de Estados Unidos o son de especies neotrópicales y hay muy pocas claves o catálogos que incluyen todas las especies que ocurren en México. Por ejemplo, el catálogo de Kempf (Kempf, 1972) incluye solamente la fauna en el área tropical de México. El catálogo de Smith (1979) incluye solamente las especies que ocurren en el Norte. Las especies en el centro no están en ningún catálogo. Actualmente México es el país más desconocido del Nuevo Mundo en cuanto a fauna formicólogica.

Hasta la presente algunos de los trabajos sobre hormigas en México son: Alemán (1985) quien presenta una revisión del género Pseudomyrmex en Morelos, André (1898) - incluye hormigas mexicanas, Creighton y Gregg (1955) incluyen Pheidole

en el norte de México, González et al. (1989) tratan sobre la distribución de Cheliomyrmex morosus, Jeanne (1979) compara depredación por hormigas en

varios países, incluyendo - México, Mackay (1987) y Mackay et al. (1985) incluyen especies del norte del país, Rodríguez (1982) revisa las especies en - Nuevo León, Smith (1963) y Pescador (1980) discuten el género Atta en México, Snelling

(1968) tiene notas sobre las cephalotines en México, otras publicaciones de Snelling incluyen especies mexicanas de Myrmecocystus (1976) y Pogonomyrmex

(1981), Watkins (1982, 1989) presenta claves y distribuciones de la subfamilia


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Dorylinae en México, Pergande (1893, 1894, 1895) y Stitz (1937) publicaron sobre las hormigas en México, Wheeler incluyó especies mexicanas en algunas de sus publicaciones (1909, 1911,1914, 1934a,b, 1938) y Yensen et al. (1980) tratan las especies en la región del Golfo de México. Discussion of Central America here Este trabajo es una contribución a la solución de este problema y es parte de una revisión ya iniciada de toda la fauna de hormigas del región.

OBJETIVO

Aprender a identificar los principales géneros de hormigas mexicanas mediante el uso de una clave dicotómica especializada.

MATERIAL



Hormigas colectadas en la zona de estudio en cuestión.





Cuentahílos Cubreobjetos Agua destilada Etiquetas Frascos viales Tijeras Vasos de


Lápiz del # 2

Probeta de 100 ml

Cartulina Bristol

* El material biológico debe de proporcionarse por triplicado y buscar de preferencia cinco especies de cada orden.


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PROCEDIMIENTO

Sugerencias para el uso de esta clave:

1. Hay características difíciles de ver. Ejemplos incluyen el número de segmentos en la antena, número de espuelas tibiales y si estas son pectinadas. Si se encuentra en duda, tome una de las alternativas y siga hasta llegar a un género. Si le parece que no es corecto, regrese y tome la otra alternativa. Así uno puede llegar a la identificación de la hormiga omitiendo una característica. Incluyemos comentarios como "hormigas no comunes" para ayudarle en evaluar la probabilidad de que la identificación es correcta.

2. Una vez que el género esté identificado, se puede usar Mackay y Vinson (1989) como guía para la identificación de la especie.

3. Si es imposible identificar un género usando la clave, use las figuras para escoger entre uno u otro género, y después use la clave para conformar la identificación. Si ya tiene idea de cual género es, se puede utilizar Cuadro 1 para entrar la clave, y retroceder para confirmar la identificación.

4. Una vez que tenga algunos géneros es su colección, la identificación de los demás va a ser más fácil.

5. No todas los géneros ilustradas existen en México y América Central, y posiblemente hay géneros en la región que no han sido incluidos en la clave, debido a que hay pocas hormigas colectadas y probablemente hay géneros nuevos en México. La myrmecofauna de Colombia está más relacionada con la de America Central que con el resto de Sur America (Mackay y Mackay en prep.). Por lo general estos géneros son son comunes, y la clave presentada sirve para la mayoria de las hormigas en América Latina.


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RESULTADOS

Elabore un glosario visual con aquellas características que no logra visualizar, tome como referencia el glosario del articulo anexo denominado “CLAVE DE LOS GÉNEROS DE HORMIGAS EN MÉXICO (HYMENOPTERA – FORMICIDAE)”

Acomode sus resultados de cada hormiga colectada como se ilustra en la tabla siguiente. Tabla 1: ficha técnica de cada organismo colectado.

Numero de muestra:

Numero de catálogo:

LBIO1000

Fig No 1 Orden Coleopthera

Reino Animalia

Filo Artrópoda

Clase: Insecta

Subclase Pterigota

Infraclase Neoptera

Superorden Endopterygota

Orden Coleoptera Linnaeus, 1758

CARACTERÍSTICAS DIACRÍTICAS DE LA FAMILIA.

CARACTERISTICAS PRESENTES EN LA CLAVE DICOTOMICA

CATALOGO DE CARACTERISTICAS IDENTIFICADAS.

LITERATURA CITADA.


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CONCLUSIONES

¿Es fácil seguir una clave dicotómica para la determinación taxonómica, funciono el glosario ilustrado para conseguir este fin?

¿Logro identificar los órdenes problema cuales inconvenientes tuvo?

CUESTIONARIO

¿A cuanto correspondería en peso seco toda la biomasa de las hormigas dentro del mundo animal?

¿Qué importancia medica tiene la hormiga bala en estados unidos?

¿En México qué relación tienen las acacias con la myrmercofauna?

FUENTES DE CONSULTA

ALEMAN C., G. 1985. Contribución al conocimiento del género Pseudomyrmex

Lund (Hymenoptera: Formicidae) en el estado de Morelos. Tesis al Título de Biológo, Universidad Autónoma del Estado de Morelos.

ANDRE, E. 1898. Description de deux nouvelles fourmis du Mexique. Bull. Soc. Entomol. Francia. páginas 244-247.

BARONI-URBANI, C. 1975. Contributo alla conoscenza dei generi Belonopelta

Mayr e Leiopelta gen. n. Hymenoptera: Formicidae). Bull. Societe Entomol. Suisse

48:295-310.

BARONI-URBANI, C. 1983. Clave para la determinación de los géneros de hormigas neotropicales. Graellsia 39:73-82.

BROWN, W. L., W. W. KEMPF. 1960. A world revision of the ant tribe Basicerotini. Studia Entomol. (New series) 3:161-250.

BROWN, W. L. . W. W. KEMPF. 1967. Tatuidris, a remarkable new genus of

Formicidae. Psyche 74:183-190.

BROWN, W. L. Y W. W. KEMPF. 1969. A revision of the Neotropical dacetine ant genus Acanthognathus. Psyche 76:87-109.

CREIGHTON, W. S. 1950. The ants of North America. Bull. Mus. Comp. Zool., Harvard 104:1-585 + 57 plates.


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CREIGHTON, W. S., R. E. GREGG. 1955. New and little-known species of Pheidole (Hymenoptera: Formicidae) from the southwestern United States and northern Mexico. Univ. Colo. Stud. Ser. in Biol. 3:1- 46.

ETTERSHANK, G. 1966. A generic revision of the World Myrmicinae related to Solenopsis and Pheidologeton (Hymenoptera: Formicidae). Aust. J. Zool. 14:73-171.

GONZALEZ V., D. A., W. P. MACKAY, H. C. ARRENDONDO B., A. D. RODRIGUEZ R., A. REBELES M., Y S. B. VINSON. 1989. Nuevos registros para la hormiga Cheliomyrmex morosus en México (Hymenoptera: Formicidae).

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JEANNE, R. 1979. A latitudinal gradient of ant predation. Ecology 60:1211-1224.

KEMPF, W. W. 1972. Catálogo abreviado das formigas da regiao neotropical (Hym. Formicidae). Studia Entomol. 15:1-364.

MACKAY, W. P. 1981. A comparison of the nest phenologies of three species of Pogonomyrmex harvester ants (Hymenoptera: Formicidae). Psyche 88:25- 74.

MACKAY, W. P. 1985. A comparison of the bioenergetics of three species of Pogonomyrmex harvester ants. Oecologia 66:484-494.

MACKAY, W. P. 1987. El género Pogonomyrmex en México (Hymenoptera: Formicidae). Resumenes del xxii Congreso Nacional de Entomologia, páginas 193-194.

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MANN, W. M. 1916. The ants of Brazil. Bull. Mus Comp. Zool., Harvard 60:399-490.

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PERGANDE, T. 1894. Formicidae of Lower California, Mexico. Proc. Calif. Acad. Sci. 4:161-165.

PERGANDE, T. 1895. Mexican Formicidae. Proc. Calif. Acad. Sci. 5:858-896.

PESCADOR, A. 1980. Las hormigas arrieras. Naturaleza 11:278-290.


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Anexo B: CLAVE DE LOS GENEROS DE HORMIGAS EN MEXICO, BASADA EN LAS

OBRERAS

1. Región entre el propodeo (Fig. 1c) y el gaster (Fig.1d)

compuesto de 2 segmentos, el pecíolo (Fig. 1a) y el postpecíolo (Fig. 1b)

2

Fig. 1. Vista lateral de una obrera de Pseudomyrmex apache.

- Esta región compuesto de un solo segmento, el pecíolo (Fig. 2); el

postpecíolo forma parte del gáster (Fig. 2)

4

Fig. 2. Peciolo, postpeciolo, gáster y aguijón de una obrera de Odontomachus clarus. a=peciolo,

b= postpeciolo, c= aguijón.

Fig. 3. Cabeza de una obrera de Cerapachys augustae, a= carina frontal.

2(1). Carinas frontales (Fig. 3) colocadas muy cerca entre sí y no

cubren las inserciones de las antenas, que están colocadas cerca de la

base de las mandíbulas (Fig. 3)

3

- Carinas frontales (Fig. 4) no colocadas muy cerca entre sí y por

lo general tienen lóbulos que cubren parte o toda la inserción de las

antenas (Subfamilia Myrmicinae) (Fig. 4)

34


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Fig. 4. La cabeza de una obrera de Solenopsis xyloni. a = carina frontal

3(2). Ojo muy grande, cubre casi la mitad de la longitud de la cabeza

(Fig. 1); usualmente tienen 3 ocelos; cuerpo delgado (Subfamilia

Peudomyrmecinae)

Pseudomyrmex

Lund

- Ojo ausente o muy pequeño (Fig. 5a) (Subfamilia Ecitoninae) 7

Fig. 5. Cabeza de una obrera de Neivamyrmex harrisi.

4(1). Acidoporo (orificio de la glándula venenosa) en el ápice del

gaster, redondo y usualmente con coronula (corona de pelos) (Fig. 7b);

no aguijón presente (Subfamilia Formicinae)

92

Fig. 6. (7). Vista lateral del gáster de una obrera de Myrmecocoystus depilis.

- Acidoporo ausente (Fig. 4c)

5

5(4). Inserciones de las antenas expuestas (Fig. 8a); polimórficas,

mandíbulas de los soldados largas con 2 ó 3 dientes (Fig. 8)

Cheliomyrmex

Mayr

Fig. 7. (8) 9 Cabeza y vistal laterla de una obrera de Cheliomyrmex morosus, con la carina frontal (a) y la inserción de la antenna.


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- Inserciones de las antenas usualmente no expuestas (Figs. 3, 22);

monomórficas, dimórficas, o polimórficas, mandíbulas de los soldados

no así, usualmente cortas y con más de 3 dientos

6

6(5). Sin contricción entre el primero y segundo segmento del gáster

(Fig. 7); aguijón ausente; el integumento usualmente es blando y flexible

(Subfamilia Dolichoderinae)

85

- Usualmente con una constricción (Fig. 6d) entre el postpecíolo

(Fig. 6b) y el gastér (Fig. 6c), o si no, las mandíbulas son alargadas y con

3 dientes en el ápice (Fig. 22a); integumento duro; aguijón bien

desarrollado (Subfamilia Ponerinae)

10

Fig. 8. (6) Vista lateral del peciolo (a), postpeciolo (b), gáster (c), y constricción entre el

pospeciolo y g”aster (d).

7(3). El segundo segmento del funículo (Fig. 10b) de la antena por lo

menos 2 veces más largo que el primer segmento (Fig. 10a); las

mandíbulas de los soldados son grandes y en forma de ganzúas,

encorvadas hacia dentro (Fig. 10); se encuentran en regiones tropicales

Eciton

Latreille

Fig. 9. 10 Vista lateral de una obrera de Eciton burchelli, a = primer segmento del funículo, b=

el segundo segmento.

- El segundo segmento del funículo (Fig. 11b) de la antena es más

corto que 2 veces la longitud del primer segmento (Fig. 11a); cuando los

soldados ocurren, sus mandíbulas no son tan largas

8

Fig. 10. (11) Cabeza y vista lateral de una obrera de Nomamyrmex esenbecki.


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8(7). Uñas tarsales con dientecillos en la parte interior (Fig. 12a) 9

Fig. 11. (12) Uñas tarsales de una obrera de Nomamyrmex esenbecki y de una obrera de Neivamyrmex harrisi.

- Uñas tarsales sin dientecillos (Fig. 14) ………………......

Neivamyrmex Borgmeier

Fig. 12. 15, 16 Cabeza de una obrera de Neivamyrmex texanus y vista lateral de una obrera de N. harrisi.

9(8). Escapo muy grueso (Fig. 13a); borde basal (interior) de la

mandíbula sin dientes (Fig.13)

Nomamyrmex

Borgmeier

- Escapo y funículo cortos y delgados (Fig. 17); borde interior de la

mandíbula con dientes (Fig. 17)

Labidus

Jurine

Fig. 13. (17) 18 Cabeza y vista laterial de una obrera de de Labidus coecus.

10(6). Uñas tarsales pectinadas (Fig. 19a); la constricción detrás del

postpeciolo (primer segmento del gáster) es apenas marcada (Fig. 20a)

Leptogenys

Roger

Fig. 14. (19) Uñas tarsales de una obrera de Leptogenys elongata.

Fig. 15. 20 Vista lateral de una obrera de Leptogenys elongata. cleaned +


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- Uñas tarsales simples (Fig. 14) o con dientecillos (Fig. 39),

nunca pectinadas

11

11(10). Mandíbulas alargadas con 3 dientes en el ápice donde se

entrecruzan Fig. 22a); gáster con leve constricción detrás del

postpecíolo (Fig. 23a)

12

Fig. 16. (22) Cabeza de una obrera de Odontomachus erythrocephalus, a = tres dientes en las

mandíbulas elongadas. right side was cleaned up.

Fig. 17. (21). Vista lateral de una obrera de de Odontomachus bauri.

- Mandíbulas de otra forma (Figs. 28, 29, 31) o gáster con un

fuerte constricción (Fig. 32b)

13

12(11). Carina nuchal (parte de la cabeza que separa las superficies dorsal

y posterior) formando una "V" con líneas oscuras en la parte media (Fig.

22b)

Odontomachus

Latreille

- Carina nuchal redonda, no formando una "V" (Fig. 24a) …….… Anochetus

Mayr

Fig. 18. (24) clean Cabeza de una obrera de Anochetus bispinosus, a = carina nuchal.


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13(11). Pecíolo (Fig. 25a) unido en casi toda su superficie posterior

con el postpecíolo (primer segmento del gáster, Fig. 25b) (Fig.25c,

32a)

14

Fig. 19. (25) Peciolo y pospeciolo de una obrera de Prionopelta antillana, con la

articulación de los dos. +

- Unión entre el peciolo y postpeciolo angosto (Fig. 46) 17

14(13). Pigidio con un borde de espinas muy gruesas (Figs. 26a, 27);

el último segmento de la antena no forma una masa grande (Fig. 28);

antena con 12 segmentos

Acanthostichus

Mayr

Fig. 20.(27) replace Vista dorsal del pigidio de una obrera de Acanthostichus sanchezorum.

+

Fig. 21. 28, 26 Cabeza de una obrera de Acanthostichus sanchezorum. +

- Pigidio sin borde de espinas 15

15(14). Mandíbulas con 3 ó 4 dientes largos y agudos (Fig. 29);

pecíolo (Fig. 30a) con nodo más o menos agudo (Fig. 30)

Thaumatomyrmex

Mayr

Fig. 22. (29) Cabeza de una obrera de Thaumatomyrmex mutilatus. (30) Vista lateral de una obrera de Thaumatomyrmex mutulatus. +

- Mandíbulas no así (Fig. 31); nodo del pecíolo con cara anterior

pendiente y cara dorsal ancha (Fig. 34a) 16


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Fig. 23. 32. Vista lateral de una obrera de Prionopelta antillana, con la articulación entre el

peciolo y pospeciolo, y la constrición entre el pospeciolo y el resto del gáster. +

Fig. 24. (31). Cabeza de una obrera de Prionopelta antillana. +

16(15). Mandíbulas peqeñas con 3 dientes (Fig. 31); el clípeo

usualmente sin una serie de dentecillos en el bórde anterior Prionopelta Mayr

(en parte)

- Mandíbulas largas con más de 3 dientes, el diente apical es el

más grande y puncteagudo, o todos los dientes son bidenteados (Fig.

33), y el clipeo siempre es denticulado (Fig.33)

Amblyopone

Erichson

Fig. 25. (33). Cabeza de una obrera de Amblyopone pallipes. +

Fig. 26.34 Vista lateral de una obrera de Amblyopone elongata, a = peciolo. clean

17(13). Pigidio con espinas en los bordes laterales y posteriores (Fig.

27); escapo de la antena corto, grueso y aplanado; antena con 11

segmentos, el último formando una masa (Fig. 35)

Cerapachys Fr.

Smith


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Fig. 27. (35). Cabeza de una obrera de Cerapachys sp.+

- Sin las características anteriores; escapo usualmente largo y

delgado 18

18(17). Carinas frontales con lóbulos laterales y cubriendo las

inserciones de las antenas (Fig. 37b) 19

Fig. 28. (37) Cabeza de una obrera de Pachycondyla villosa, con la carina, y los lóbulos

sobre las inserciones de las antenas. +

- Carinas frontales no cubren los bulbos condilares de las

antenas ó si lo hacen, los lóbulos no son bien desarrollodos (Fig. 31)

27

19(18). Pronoto marginado en cada lado (Fig. 36a) y/o la mejilla con

una carina prominente que se extiende desde la base del ojo hasta el

clípeo (Fig. 37a)

Pachycondyla Fr.

Smith(en parte)

Fig. 29. (36) Vista lateral de una obrera de Pachycondyla harpax, con la carina pronotal.

- Pronoto no marginado en cada lado; mejilla sin carina

prominente 20


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20(19). Pronoto con 2 protuberancias grandes (Fig. 38a); 2 carinas

pasan paralelas al lado del escapo, y se extienden más allá del ojo

(Fig. 38a); Nicaragua al sur

Paraponera F.

Smith

Fig. 30. (38) Vista lateral de una obrera de Paraponera clavata, con el escrobo de laantena y la protuberancia en el pronoto. +

- Pronoto sin 2 proturbances, o si están (Fig. 61a), no tienen

carina así en la cabeza (Fig. 61) 21

21(20). Uñas tarsales con dientecillos (Fig. 39); solamente la sutura

promesonotal está presente en el dorso de la mesosoma (Fig. 40a);

clípeo plano (Fig. 41a); cuerpo cubierto de pubescencia

Platythyrea Roger

Fig. 31. (39) Garras tarsales de una obrera de Platythyrea punctata. +

Fig. 32. 40 Vista lateral de una obrera de Platythyrea punctata, con la sutura promesonotal. +

- Sin todas las características anteriores 22

22(21). Tibias medias y posteriores con 2 espuelas (Fig. 42, la espina

lateral puede ser muy pequeña, pero presente) 23

Fig. 33. 42 Tibias posteriores de obreras de Cryptopone gilva y Ponera pennsylvanica. +

- Tibias medias y posteriores con una sola espuela (Fig. 43) 26


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23(22). Clípeo con una punta aguda en la mitad de la margen anterior

(Figs. 44a, 47a); mandíbulas elongadas, y angostas, con 3 á 5 dientes

largos (Figs. 44, 47)

25

Fig. 34. (44) Cabeza de una obrera de Belonopelta deletrix (Liopelta). +

- Clípeo sin una punta aguda en la margen anterior (Fig. 41a);

mandíbulas no tan elongadas, usualmente con más de 5 dientes cortos

24

Fig. 35. (41). Cabeza de una obrera de Platythyrea punctata.

24(23). Hormigas de tamaño grande (más de 4.5 mm en total); ojos

grandes (Fig. 48), el diámetro máximo aproximademente igual a la

longitud del primer segmento del funículo (Fig. 48a)

Pachycondyla Fr.

Smith (en parte)

(= Mesoponera, =

Termitopone)

Fig. 36. (48) Vista lateral de una obrera de Pachycondyla constricta.

- Hormigas de tamaño mediano o pequeño (menos de 4 mm en

total); usualmente sin ojos (Fig. 49), o cuando presentes, son muy

pequeños

Cryptopone

Emery

Fig. 37. (49) 50 Cabeza y vistal lateral de una obrera de Cryptopone gilva.


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25(23). Cuerpo sin pelos rectos, con las excepciones del aparato bocal,

el clípeo y el ápex del gáster (Fig. 45); cuando las mandíbulas están

cerradas, hay 2 dientes visibles (en total son 5 dientes) (Fig. 44)

Belonopelta Mayr

(= Leiopelta

Baroni-Urbani)

Fig. 38. (45) Vista lateral de una obrera de Belenopelta deletrix. +

- Cuerpo con algunos pelos rectos además de los que están en el

clípeo y el ápex del gáster (Fig.46); cuando las mandíbulas están

cerradas, se pueden ver 3 a 6 dientes (Fig. 47)

Belonopelta Mayr

(= Simopelta)

Fig. 39. (46) Vista lateral de una obrera de Belonopelta attenuata (modificado de Baroni-Urbani, 1975). +

Fig. 40. (47) Cabeza de una obrera de Belonopelta attenuata (modificado de Baroni-Urbani, 1975). +

26(22). Palpos maxilares de 2 segmentos; pecíolo con una fenestra

ventral (Fig. 51a); cabeza usualmente con hoyuelos muy densos y

bien marcados; distribuidas en Estados Unidos

Ponera Latreille

Fig. 41. (51) Vista lateral de una obrera de Ponera pennsylvanica. +

- Palpos maxilares con solo un segmento (Fig. 52); pecíolo

sencillo sin una fenestra ventral (Fig. 53); cabeza sin hoyuelos o

cuando los hay no son densos ni bien marcados; común en México

Hypoponera

Santschi

Fig. 42. (52) Palpo maxilar de una obrera de Hypoponera opacior. +


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Fig. 43. (53) 54 Vista lateral de una obrera de Hypoponera opacior. +

27(18). Antena con masa de 3 ó 4 segmentos (Fig. 58); garras sencillas

sin dientes y no son bífidas

28

Fig. 44 (58) Vista lateral de una obrera de Typhlomyrmex rogenhoferi. +

- Antena sin masa (Fig. 61), o con masa de 1 segmento (Fig.

60); garras usualmente con dientes ó bífidas

30

Fig. 45. (61) Vista lateral de una obrera de Ectatomma tuberculatum.+

28(27). Articulación (Fig. 25c) del pecíolo (Fig. 25a) y postpecíolo

(Fig. 25b) no mucha más angosta que el pecíolo (Fig. 32a)

Prionopelta

Mayr (en parte)

Fig. 46. (32) Vista lateral de una obrera de Prionopelta antillana, con la articulación entre

el peciolo y pospeciolo, y constricción entre el pospeciolo y el resto del gáster. +

- Articulación del pecíolo y pospecíolo mucha más angosta que

el pecíolo (Fig. 58a)

29


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Fig. 47. 56 Cabeza y una vista lateral de Gnamptogenys tornata, a=constricción entere el

peciolo y pospeciolo, b= pedúnculo del peciolo. +

29(28). Pecíolo angosto y distinctamente formado y con

pedúnculo en la base (Fig. 58b); cuerpo no con arrugas muy

fuertes

Typhlomyrmex

Mayr

- Pecíolo sin pedúnculo en la base (Fig. 56b); cuerpo con rugas

muy fuertes (Fig. 57)

Gnamptogenys

Roger(en parte)

Fig. 48. 57 Peciolo de una obrera de Gnamptogenys tornata. +

30(27). Lóbulos de las carinas frontales más o menos elevados,

dejando las inserciones de las antenas visibles (Fig. 59a); gáster

encorvado hacia la parte ventral (Figs. 60a, 64a)

31

Fig. 49. 59 Cabeza y vista lateral de una obrera de Discothyrea neotropica, los números de los segmentos antenales están indicados. +

- Lóbulos de las carinas frontales cubren los bulbos condilares

de las antenas (Fig. 62); gáster no encorvado así (Fig. 61) 32

Fig. 50. 62 Cabeza de una obrera de Ectatomma tuberculatum. +


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31(30). Mandíbulas pequeñas (Fig. 59) situadas casi totalmente debajo

del clípeo (cuando cerradas); antena con 9 ó menos segmentos, el

último (#7, Fig. 59) muy grande

Discothyrea

Roger

- Mandíbulas de tamaño normal y no situadas totalmente debajo

del clípeo (Fig. 63); antena con más de 9 segmentos (Fig. 63)

Proceratium

Roger

Fig. 51. 63. Cabeza y vista lateral de una obrera de Proceratium silaceum. +

32(30). Pronoto usualmente con 3 protuberancias (Fig 61a); mesonoto

(Fig. 61b) redondo y prominente circundado con suturas; mesonoto y

propodeo separados por una sutura (grieta) profunda (Fig. 61c)

Ectatomma Fr.

Smith

- Mesonoto y propodeo vistos de perfil, más ó menos continuo

(Fig. 64); pronoto no tiene protuberancias (Fig. 64)

33

33(32). Las carinas frontales se extienden desde el clípeo hasta el

vértice de la cabeza (Fig. 66a); propodeo con 2 espinas largas (Fig.

65a); nodo del pecíolo elongado en forma de espina (Fig. 65b)

Acanthoponera

Mayr

Fig. 52. 66 Cabeza de una obrera de Acanthoponera mucronifera, y p 65 Peciolo de una

hembra de Acanthoponera mucronata.+

- Las carinas frontales no se extienden así (Fig. 55); usualmente el cuerpo cubierto con arrugas longitudinales (Fig. 57)

Gnamptogenys Roger (en parte)

34(2). Antena con 6 segmentos (Fig. 67) . 35

Fig. 53. 67 Antena de una obrera de Strumygenys louisiana.

- Antena con 7 a 12 segmentos (Figs. 78, 108) 39


2011


Fig. 54. 78. Antena de una obrera de Rhopalothrix stannardi.

- Antena con 7 segmentos (Fig. 78) 39


Fig. 55. 77 Antena de una obrera de Octostruma iheringi.


Fig. 56. 81 Antena de una obrera de Oligomyrmex longii. +

- Antena con 10 segmentos (Fig 83) 44

Fig. 57. 83 Antena de una obrera de Solenopsis xyloni.


Fig. 58. 119 Antena de una obrera de Xenomyrmex mexicanus. +


2011



Fig. 59. 108 Antena de una obrera de Procryptocerus scrabriusculus. +

35(34). Mandíbula muy elongada, delgada, con 2 ó más dientes

bien formados en el ápice (Fig. 67) 36

- Mandíbula no muy elongada (Fig. 74) 37

Fig. 60. 74 Cabeza de una obrera de Tatuidris tatusia. (modificada de Brown y Kempf,

1967). +

36(35). Los 2 dientes principales del ápice de la mandíbula reducidos y

casi iguales en tamaño (Fig. 71)

(= Neostruma

Brown)

Fig. 61. 71 Cabeza de una obrera de Neostruma zetelki (modificada de Brown y Kempf,

1960). not cleaned

- Uno ó usualmente ambos de los dientes principales del ápice

de la mandíbula son prominentes y elongados (Fig. 67) .....

_____________

(= Strumigenys

Fr. Smith)

Fig. 62. 68 Cabeza y vista lateral de una obrera de Strumigenys louisianae. +

37(35). Borde anterior del clípeo nunca con escamas ó pelos raros,

aunque pelos normales pueden estar allá

38


2011


- Pelos abundantes en la cabeza; borde anterior del clípeo con

escamas ó pelos raros (Fig. 69) Smithistruma

Brown

Fig. 63. 69. 70 Cabeza y vista lateral de una obrera de Smithistruma margaritae. not

cleaned

38(37). Cabeza opaca con escultura fina; vértice con un par de pelos

espatulados y rectos (Fig. 72a)

Trichoscapa

Emery

Fig. 64. 72) Vista lateral de una obrera de Trichoscapa membranifera, a=pelo en la esquina

occipital de la cabeza. not cleaned

- Cabeza casi ó complemente lisa, el vértice no tiene un par de

pelos ó no son así Glamyromyrmex

Wheeler

Fig. 65. 73 Vista lateral de una obrera de Glamyromyrmex appretiatus. not cleaned

39(34). Antena con 7 segmentos (Fig. 78) 40

- Antena con más de 7 segmentos (Fig. 77) 42

40(39). Mandíbulas triangulares, con dientes muy pequeños (Fig. 76),

cuando están cerradas, sus bordes masticadores están en contacto

sobre toda su superficie (Fig. 76)

41


2011


Fig. 66. 76 Cabeza de una obrera de Eurhopalothrix floridana.

- Mandíbulas con menos de 10 dientes, el ápical más largo que

los demás, los bordes masticadores no están en contacto sobre toda su

superficie, o se cruzan cerca de sus ápices (Fig.78)

Rhopalothrix

Mayr

Fig. 67. 78 Cabeza de una obrera de Rhopalothrix stannardi (modificada de Brown y

Kempf, 1960). +

41(40). Cabeza con pelos largos (Fig. 75), espuelas de las tibias de en

medio y posterior pectinadas; El Salvador …………………..

……………….. Tatuidris Brown y Kempf

Fig. 68. 74 75 Cabeza y vista lateral de una obrera de Tatuidris tatusia (modificada de

Brown y Kempf, 1967).+

- Cabeza con pelos espatulados (Fig. 76); espuelas de las tibias

de en medio y posterior no pectinadas Eurhopalothrix

Brown y Kempf

42(39). Antena con 8 segmentos, el segmento apical del funículo muy

largo (Fig. 77) Octostruma Forel

Fig. 69. 77 Octostruma iheringi. +


2011


- Antena con más de 8 segmentos (Fig. 79) 43

43(42). Obreras monomórphicas; antena con 9 segmentos (Fig. 79); la

masa no está formada de los últimos 2 segmentos; Guatemala y

México; no común

Perissomyrmex

M. Smith

Fig. 70. 80 79 Cabeza y vista lateral de una obrera de Perissomyrmex snyderi (modificada

de Smith, 1947b). +

- Antena con 10 a 12 segmentos, o si son de 9, la masa está

formada de 2 segmentos y las obreras son dimórficas 44

44(43). Antena con 9 a 11 segmentos y con masa de 2 segmentos, bien

definida (Fig. 81, 83a); obreras dimórficas; ojos de los soldados

pequeños (con 0 - 28 omatidios), usualmente ausentes en las obreras;

propodeo con 2 dientes o ángulos (Fig. 82); en áreas tropicales

Oligomyrmex

Mayr (=

Erebomyrma

Wheeler)

Fig. 71. 81 82 Cabeza y vista lateral de una obrera de Oligomyrmex longii. +

- Antena de la obrera con 10 ó más segmentos, si la masa está

compuesta de 2 segmentos, no hay ángulos en el propodeo;

usualmente monomórficas; comunes en todos los habitats

45

45(44). Antena con 10 segmentos en obreras y soldados (Fig. 83), los

últimos 2 formando una masa (Fig. 83a); las especies más comunes

son dimórficas; pronoto sin espinas; clípeo bicarinado (Fig. 3)

Solenopsis

Westwood

Fig. 72. 83. Vista lateral de una obrera de Solenopsis xyloni. +

- Antena con 11 ó 12 segmentos (Fig. 86, 108) 46

46(45). Antena con 11 segmentos (Fig. 86) 47


47(46). Mandíbulas muy alargadas, con dientes en el ápice (Fig. 84);

de Guatemala hasta Brasil

Acanthognathus

Mayr


2011


Fig. 73. 84 Cabeza de una obrera de Acanthognathus rudis, y vista lateral de una obrera. +

- Mandíbulas no así; muy comunes en México y América

Central

48

48(47). El postpecíolo conectado a la superficie dorsal del gáster (Fig.

86b); gáster en forma de corazón, visto desde arriba, con ápice agudo

Crematogaster

Lund

Fig. 74. 86 Vista lateral de una obrera de Crematogaster larreae. +

- El postpecíolo no conectado a la superficie dorsal del gáster 49

49(48). La región entre la mandíbula y el borde anterior del ojo con

una carina longitudinal que se extiende hacia el borde posterior de la

cabeza (la carina frontal) (Fig. 87a); pronoto usualmente con

protuberancias ó espinas dirigidas hacia arriba (Fig. 88a, 89a), si las

protuberancias están ausentes, el cuerpo está cubierto con pelos

dorados (Figs. 96, 101); comunes

50

Fig. 75. 87 88 Cabeza y vista lateral de una obrera de C.wheeleri. +

- La región entre la mandíbula y el borde anterior del ojo sin una

carina longitudinal que se extiende hacia el borde posterior de la

cabeza, o si la hay, la mesosoma no tiene protuberancias ó espinas, ó

si están presentes, consisten en un par de espinas en el propodeo (Fig.

109) ó espinas y protuberancias dirigidas hacia los lados en forma

horizontal (Fig. 107)

58

50(49). Gáster liso o punteado (Fig. 89) 51

- Gáster con tubérculos (Fig 92) 56


2011


Fig. 76. 89 Vista lateral de un soldado de Atta colombica, a=espinas de la mesosoma.+

Fig. 77. 92 Vista lateral de un soldado de Acromyrmex octospinosus. +

51(50). Pelos en la parte dorsal del cuerpo escamosos ó apresados

(pueden ser muy pequeños y plateados) 52

- Pelos en la parte dorsal del cuerpo sencillos ó ausentes 53

52(51). Carinas frontales bien desarrolladas y divergentes, formando

escrobos que se extienden hasta el borde posterior de la cabeza (Fig.

87a); pronoto sin espinas, pero con tubérculos o carinas (Fig. 88a);

comunes

Cyphomyrmex

Mayr

- Escrobos no bien desarrollados y no se extienden hasta el

borde posterior de la cabeza (Fig. 94); no comunes

Myrmicocrypta

Fr. Smith

Fig. 78. 94 Cabeza y vista lateral de una obrera de Myrmecocrypta sp. +

53(51). Superficie dorsal de la mesosoma sin espinas ni tubérculos

(Fig. 96), pero con muchos pelos flexosos; no comunes

Apterostigma

Mayr

Fig. 79. 96 97 Vista lateral de una obrera de Apterostigma mayri. +


2011


- Superficie dorsal de la mesosoma con espinas y/o tubérculos (a

veces con pelos flexosos); comunes 54

54(53). Ocho espinas del pronoto situadas en forma de círculo (Fig.

99); hormigas monomórficas y pequeñas (2 - 3mm) Mycocepurus

Forel

Fig. 80. 98, 99 Vista lateral, y vista dorsal de la mesosoma de Mycocepurus smithi. +

- Espinas de la mesosoma no en forma de círculo; hormigas más

grandes (mayor de 3 mm) y usualmente polimórficas

55

55(54). Cabeza sin espinas o tubérculos occipitales (Fig. 100);

mesosoma sin espinas, pero tubérculos presentes (Fig. 101); pelos

flexosos sobre todo el cuerpo (Fig. 101); tamaño mediano (3 - 5mm)

Sericomyrmex

Mayr

Fig. 81. 100 101 Cabeza y vista lateral de una obrera de Sericomyrmex aztecus. +

- Cabeza con 1 par de espinas o tubérculos ocipitales por lo

menos (Fig. 91a); el dorso de la mesosoma con 2 ó 3 pares de espinas

agudas (Fig. 89a); cuerpo sin pelos flexosos o con algunos en la

cabeza (Fig. 91b); polimórficos (de 1.5 - 12mm)

Atta Fabricius

Fig. 82. 90, 91 Cabeza de una obrera de Atta cephalotes. +


2011


56(50). Los escrobos de las antenas se extienden hasta el borde

posterior de la cabeza (Fig. 102); espinas de la mesosoma

relativemente pequeñas, consisten en un par en el pronoto, un par en

el mesonoto, y un par en el propodeo (Fig. 103), además de algunos

tubérculos; muy escasas y no han sido reportadas en México

(E.U.A.y Brasil)

Mycetosoritis

Wheeler

Fig. 83. 102 103 Cabeza y vista lateral de una obrera de Mycetosoritis hartmanni. +

- Dorso del mesonoto con más de 3 pares de espinas (Fig. 104);

los escrobos no se extienden hasta el borde posterior de la cabeza (Fig.

105a); comunes

57

57(56). Los escrobos distintos y extendiéndose casi hasta el borde

posterior de la cabeza (Fig. 105a); monomórficas, longitud del cuerpo

2.5 mm; usualmente de color oscuro

Trachymyrmex

Forel

Fig. 84. 105 Cabeza y vista lateral de una obrera de Trachymyrmex smithi. +

- Escrobos indistintos y no se extienden hasta el borde posterior

de la cabeza (Fig. 93); color rojo oscuro; polimórficas, longitud del

cuerpo 2.3 - 6mm

Acromyrmex

Mayr

Fig. 85. 89 Acromyrmex octospinosus. +

58(49). Carinas frontales extendiéndose hasta, o casi hasta el borde

posterior de la cabeza (Fig. 106a); usualmente formando escrobos

para recibir los escapos de las antenas (Fig. 106)

59


2011


- Carinas frontales no extendiéndose hasta el borde posterior de

la cabeza, no formando escrobos para recibir los escapos; no comunes 62

59(58). Obreras dimórficas (ó polimórficas), 3 - 6mm; cuerpo

aplanado y muy duro, lados de la mesosoma marginado con espinas

irregulares (Fig. 107); carinas frontales muy extendidas, cubriendo las

mejillas vista desde el frente de la cabeza (Fig. 106); los escapos no se

extienden más allá del borde anterior del ojo cuando están

descansando en el escrobo (Fig. 106); se encuentran en árboles ..

…..... ____________

Cephaolotes (=

Zacryptocerus

Wheeler)

Fig. 86. 107 106 Cabeza y vista lateral de una obrera de Cephalotes minutus. +

- Obreras monomórficas; cuerpo no aplanado; mesosoma sin

margenes con espinas; escapo se extiende más allá del borde

posterior del ojo cuando está descansando en el escrobo (Fig. 108); las

carinas frontales no cubren las mejillas; en árboles ó más común

con nidos en el suelo

60

60(59). Masa de la antena compuesta de 2 ó 3 segmentos (Fig. 109);

color café ó amarillo; nidos usualmente en el suelo 61

Fig. 87. 110, 109 Cabeza y vista lateral de una obrera de Wasmannia auropunctata. +

- Antenas sin masa (Fig. 108); color negro ó muy oscuro; la

punta del último segmento de la antena de color café o naranja;

tamaño 3.5 - 8.5mm; de regiones tropicales; nidos en árboles o

cavidades de plantas

Procryptocerus

Emery

Fig. 88. 108 Procryptocerus scabriusculus. +


2011


61(60). Hormigas pequeñas (menos de 2 mm); ocurren en áreas

tropicales y semitropicales; son plagas en dichas áreas Wasmannia

Forel

Fig. 89.109 Wasmannia auropunctata. delete???

- Hormigas de tamaño mediano (entre 3 y 4 mm); usualmente

ocurren en zonas áridas y semiáridas

Tetramorium

Mayr (en parte)

Fig. 90. 111 Vista lateral de una obrera de Tetramorium spinosus.

62(58). Propodeo sin espinas (Fig. 115); integumento liso o

conescultura muy fina; masa de la antena con 3 segmentos (Fig. 116) 63

Fig. 91. 116 Antena de una obrera de Tranopelta gilva. +

- Propodeo con espinas o por lo menos con dientecillos o

ángulos (Fig. 113a); integumento con escultura variante; masa de la

antena no bien definida, de 3, 4 ó 5 segmentos; más comunes en

bosques de pinos, aunque hay especies en áreas tropicales hasta zonas

áridas

Leptothorax

Mayr (subgéneros

Myrafant Smith y

Leptothorax

Mayr)

Fig. 92. 113 Vista lateral de una obrera de Leptothorax stenotyle. +


2011


63(62). Ojos pequeños con menos de 25 omatidios (Fig. 114); nodo del

pecíolo bien formado (Fig. 115); de Honduras al sur hasta Brasil Tranopelta Mayr

Fig. 93. 114 115 Tranopelta gilva.

- Ojos más grandes, de 40 ó más omatidios; nodo del pecíolo no

bien formado (Fig. 118); E.U.A sur hasta Panama Xenomyrmex

Forel

Fig. 94. 117 118 Cabeza y vista lateral de una obrera de Xenomyrmex mexicanus. +

64(46). Cabeza y escapos con pelos espatulados (Fig. 120); Honduras

a Brasil Basiceros Schulz

Fig. 95. 120 Basiceros convexiceps.

- Cabeza y escapos sin pelos muy espatulados; comunes en

México 65

65(64). Propodeo con 2 pares de espinas, el par anterior más pequeño

que el par posterior (Fig. 121); pecíolo no pedunculado; patas cortas

con las fémoras y tibias incrasinadas (voluminosas en la mitad); ojos

pequeños; antena con masa bien definida de 3 segmentos (Fig. 122)

Myrmecina

Curtis

Fig. 96. 121 122 Myrmecina americana.

- No cumple con las características anteriores 66


2011


66(65). Masa de la antena compuesta de 2 (ó 3) segmentos (Fig. 123),

el último segmento más grande que los otros; propodeo con un par de

espinas (Fig. 124); tibias posteriores sin espuelones; de áreas

tropicales, no comunes

67

- Masa de la antena indistincta o no compuesta de 2 segmentos;

tibias posteriores usualmente con espuelones; comunes 68

67(66). Margen anterior del clípeo redondo, cabeza con escrobos

laterales profundos que cubren el escapo de la antena cuando está en

reposo (Fig. 125) ..

Lachnomyrmex

Wheeler

Fig. 97. 125 Lachnomyrmex plaumanni.

- Margen anterior del clípeo con lóbulo truncado que sobresale

las mandíbulas (Fig. 123a); cabeza sin escrobos laterales profundos

Adelomyrmex

Emery

Fig. 98. 123 Adelomyrmex silvestrii.

68(66). Clípeo elevado en forma de carina al frente de las inserciones

de las antenas (Fig. 112a)

Tetramorium

Mayr (en parte)

Fig. 99. 112 Tetramorium spinosus.

- Clípeo no elevado en forma de carina 69

69(68). Espuelas pectinadas en las tibias medias y posteriores (Fig.

127a) (observable con aumento de 60 ó más veces); hormigas

principalmente en áreas áridas y semiáridas

70


2011


Fig. 100. 126 Pogonomyrmex rugosus.

- Espuelas de las tibias medias y posteriores no pectinadas 74

70(69). Constricción entre el mesonoto y propodeo presente (Fig.

128a); superficie ventral de la cabeza sin psamofora (Fig. 126c); de

bosques en el norte del país

71

- Constricción entre el mesonoto (Fig. 127a) y propodeo (Fig.

127b) ausente o no pronunciado (Fig. 127); nodo del pecíolo

usualmente punteado (Fig. 127); propodeo usualmente con espinas

(Fig. 127b); más comunes en áreas secas

72

71(70). Propodeo sin espinas (Fig. 128), o con un par de

protuberancias pequeñas; escapo sin lóbulo (Fig. ); no ha sido

reportado en México ni América Central (E.U.A.)

Manica Jurine

Fig. 101. 128 129 Manica invidia.

- Propodeo con un par de espinas (Fig. 130); escapo de la antena

a veces con un lóbulo en la base (Fig. 131a); común en bosques de

pinos en el norte de México

Myrmica

Latreille

Fig. 102. 130 131 Myrmica mexicana.

72(70). Nodo del pecíolo no bien formado (Fig. 132); de áreas

tropicales Hylomyrma Forel


2011


Fig. 103. 132 133 Cabeza y vista lateral de una obrera de Hylomyrma sagax. +

- Nodo del pecíolo bien formado, usualmente la cara anterior

forma un ángulo agudo con la cara posterior (Fig. 127, 134)

73

73(72). Superficie ventral de la cabeza con psamofora bien

desarrollada (Fig. 126c); usualmente con un par de espinas en el

propodeo, cuando están presentes, no están unidas por una carina .

Pogonomyrmex

Mayr

Fig. 104. 127 Pogonomyrmex rugosus.

- Superficie ventral de la cabeza normalmente sin psamofora

(Fig. 134); 2 pares de espinas siempre presentes en el propodeo y

siempre unidas por una carina; escultura muy fuerte en el cuerpo, y en

forma corrugosa

Pogonomyrmex

Mayr (=

Ephebomyrmex

Wheeler)

Fig. 105. 134 Pogonomyrmex naegelii.

74(69). Propodeo sin espinas (Fig. 135a); masa de la antena con 3

segmentos (Fig. 135, 136); la superficie usualmente lisa y brillante

75

- Propodeo usualmente con espinas (Fig. 127), o cuando carece

de ellas, la antena no tiene masa de 3 segmentos

76

75(74). Clípeo siempre bicarinado, usualmente con 2 dientes que

continúan de las carinas y extienden sobre las bases de las mandíbulas

(Fig. 136); hormigas pequeñas (1.5 - 2.5 mm), y usualmente de color

negro brillante

Monomorium

Mayr

Fig. 106. 136 135 Cabeza y vista lateral de una obrera de Monomorium minimum. +


2011


- Clípeo liso o apenas bicarinado, nunca formando dientes que

extienden sobre las mandíbulas (Fig. 137); hormigas pequeñas a

grandes (2.3 - 10mm), usualmente de color cafe o amarillo

Megalomyrmex

Forel

Fig. 107. 137, 138Cabeza y vista lateral de una obrera de Megalomyrmex balzani. +

76(74). Clípeo extendido sobre las mandíbulas cuando es visto de lado

(Fig. 139a); hormigas pequeñas (1.6 - 2.5mm); antena con masa de 3

segmentos (Fig. 139); propodeo con un par de espinas (Fig. 139); no

comunes

Cardiocondyla

Emery

Fig. 108. 139 Vista lateral de una obrera de Cardiocondyla emeryi. +

- Clípeo no se extiende sobre las mandíbulas (visto de lado); no

tiene todas las características anteriores

77

77(76). Pecíolo (Fig. 140a) y postpecíolo (Fig. 140b) con espinas y

protuberancias (Fig. 140)

Leptothorax

Mayr (=

Nesomyrmex

Wheeler)

Fig. 109. 140 Propodeo, pecíolo y pospecíolo de una obrera de Leptothorax wilda. +

- Pecíolo sin espinas o protuberancias 78

78(77). Antena con masa de 3 segmentos (Fig. 141) 79

- Antena sin masa o no con masa de más de 3 segmentos 83

79(78). Constricción entre el mesonoto y propodeo en la superficie

dorsal de la mesosoma, ausente o no muy notoria (Fig. 141);

hormigas no comunes

80


2011


- Constricción entre el mesonoto y propodeo bien marcada

(Fig. 143a); hormigas comunes 82

80(79). Angulo inferior del pronoto agudo (Fig. 141a ); masa de la

antena (3 segmentos) casi tan larga como el resto del funículo; tibias

posteriores con espuelas pequeñas; propodeo con 2 espinas (Fig.

141)

Rogeria Emery

Fig. 110. 141 Vista laterial de una obrera de Rogeria foreli. + fix head……

- Angulos inferiores del pronoto no agudos o si lo son, la masa

de la antena no es tan larga como el resto del funículo

81

81(80). El dorso de la mesosoma convexo cuando visto de perfil (Fig.

142); fémoras incrasinadas (voluminosas en la mitad), especialmente

los pares posteriores; pedúnculo del pecíolo largo y delgado (Fig.

142a); espinas propodeales largas; pospecíolo acompañado (en forma

de campana), con la superficie muy amplia donde conecta n con el

primer segmento del gáster

Leptothorax

Mayr (=

Macromischa

Roger)

Fig. 111. 142 Vista lateral de una obrera de Leptothorax subdivitus. +

- No con todas las características anteriores; pecíolo reducido

donde conecta con el primer segmento del gáster

Leptothorax

Mayr (subgénero

Myrafant Smith)

82(79). Dimórficas o polimórficas, el soldado con cabeza 2 veces más

grande que el gáster (Fig. 143); pecíolo con pedúnculo largo; el

escapo de la antena de los menores usualmente se extiende más allá

del borde posterior de la cabeza (Fig. 144a); género muy común

Pheidole

Westwood


2011


Fig. 112. 143 144 Vista lateral de una obrera mayor (arriba) y de una obrera menor (abajo)

de Pheidole tucsonica. +

- Especies monomórficas; el escapo de la antena no se extiende

más allá del borde posterior de la cabeza Leptothorax

Mayr (subgéneros

Myrafant Smith,

Dichothorax

Emery)

83(78). Ojo pequeño (Fig. 145), el diámetro máximo es menos que

la longitud del primer segmento del funículo de la antena;

género no común en la region

Stenamma

Westwood

Fig. 113. 145, 146 Cabeza y vista lateral de una obrera de Stenamma manni. +

- Ojo grande, el diametro máximo es más largo que la longitud

del primer segmento del funículo (Fig. 149); comunes en la región 84

84(83). Los escapos de las antenas llegan más allá del borde

posterior de la cabeza (Fig. 147); cuerpo delgado (Fig. 148),

con patas largas; psamofora ausente; usualmente monomórficas; de

distribución amplia en la región, pero más común en el norte de

México en zonas áridas

Aphaenogaster

Mayr

(= Novomessor)

Fig. 114. 149 Vista lateral de una obrera de Aphaenogaster cockerelli. +


2011


Fig. 115. 147, 148 Cabeza y vista lateral de una obrera de Aphaenogaster texana. +

- Los escapos de las antenas no llegan (o apenas) hasta el borde

posterior de la cabeza (Fig. 150); cuerpo no tan delgado (Fig. 151);

patas no tan largas; psamofora a veces presente (Fig. 151a);

usualmente dimórficas o polimórficas; México (Sonora y Baja

California)

Messor Forel (=

Veromessor Forel)

Fig. 116. 150, 151 Cabeza y vista lateral de una obrera de Messor pergandei. +

85(6). Integumento blando, la escultura muy fina o ausente; espinas o

dientes ausentes en la mesosoma (Fig. 153), o con solamente un cono

presente en la parte posterior del propodeo (Fig. 152a); nunca con

ángulos en las 2 esquinas laterales del propodeo; comunes

86

- Integumento más duro, a veces con escultura y espinas o

dientes en la mesosoma (Fig. 161a), o el pecíolo (Fig. 161b), o con

ángulos en las esquinas laterales del propodeo (Fig. 162a); no muy

comunes en la región.

91

86(85). La parte posterior del propodeo terminando en forma de cono

(Fig. 152a); los palpos maxilares muy largos, con 6 segmentos (Fig.

152b); comunes

Dorymyrmex

Mayr

(= Conomyrma

Forel)

Fig. 117. 152 Vista lateral de una obrera de Dorymyrmex insanus. +


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- La parte posterior del propodeo nunca en forma de cono

87

87(86). Escama del pecíolo insignificante o ausente (Fig. 153a);

hormigas pequeñas Tapinoma

Foerster

Fig. 118. 153 Vista lateral de una obrera de Tapinoma sessile. +

- Escama del pecíolo a veces pequeña, pero presente y inclinado

hacia la mesosoma (Fig. 159)

88

88(87). Obreras dimórficas o polimórficas; ocelos usualmente

presentes, por lo menos en las obreras más grandes (Fig. 155a); nidos

usualmente en árboles o arbustos

89

- Obreras monomórficas; ocelos ausentes; nidos usualmente en

el suelo 90

89(88). Gáster cubierto con pubescencia gris; ocelos usualmente

presentes (Fig. ); mesosoma (vista de perfil) sin impresión antes del

propodeo (Fig. 154); nidos usualmente en árboles o troncos de encinos

en el norte del país (a veces con nidos bajo piedras o en el suelo)

Liometopum

Mayr

Fig. 119. 155 154Cabeza y vista lateral de una obrera de Liometopum apiculatum. +

- Sin todas las características anteriores; nidos en tallos de

plantas, en las elevaciones bajas al sur de México; la mesosoma con

una impresión entre el mesonoto y el propodeo (Fig. 156a); doblan

el gáster sobre la mesosoma, especialmente cuando son preservados

en alcohol (Fig. 156)

Azteca Forel

Fig. 120. 156 Vista lateral de una obrera de Azteca sp. +


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90(88). Pronoto usualmente con 2 pelos rectos y largos (Fig. 157a)

además de otros pelos más cortos; mandíbulas con 5 ó 6 dientes (Fig.

158); pelos curvos colocados encima del clípeo (Fig. 157b)

Forelius Emery

Fig. 121. 157, 158 Mandíbula y vista lateral de una obrera de Forelius foetidus. +

- Pronoto sin pelos rectos (Fig. 159), o muy cortos; mandíbulas

con más de 5 dientes, con dentecillos entre ellsos (Fig. 160); sin pelos

curvos en el clípeo (Fig. 159), aunque usualmente hay algunos pelos

rectos

Linepethema

(Iridomyrmex

Mayr)

Fig. 122. Mandíbula y vista lateral de una obrera de Linepethema humile. +

91(85). El nodo del pecíolo termina en punta o espina aguda (Fig.

161b); los lados laterales y anteriores del pronoto siempre con espinas

agudas (Fig. 161a) o ángulos agudos

Dolichoderus

(= Monacis

Roger)

Fig. 123. 161 Dolichoderus bispinosus.

- El nodo del pecíolo no termina en espina (Fig. 162); el

pronoto nunca tiene espinas (Fig. 162); el propodeo tiene un

par de ángulos en las esquinas laterales (Fig. 162a), o el propodeo

sobresale atrás sobre el pecíolo

Dolichoderus (=

Hypoclinea Mayr)

Fig. 124. 162, 163 Cabeza y vista lateral de una obrera de Dolichoderus diversus.


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92(4). Antena con 12 segmentos (Fig. 164); hormigas comunes 93

- Antena con menos de 12 segmentos (Fig. 180, 182), no tan

comunes

101

93(92). Mandíbula larga; en forma de hoz (Fig. 166); nodo del pecíolo

(visto de perfil) muy ancho (Fig. 167); color rojo; usualmente ocurre

en selvas de pinos; no comunes

Polyergus

Latreille

Fig. 125. 166, 167 Cabeza y vista lateral de una obrera de Polyergus breviceps.

- Mandíbula no en forma de hoz ...... 94

94(93). La base de la antena colocada distante del borde posterior del

clípeo (Fig. 165); la mesosoma (vista de perfil) es convexo (Fig. 164) 95

- La base de la antena colocada cerca del borde posterior del

clípeo (Fig. 175); la mesosoma (vista de perfil) no es convexa (Fig.

176)

96

95(94). Hormigas monomórficas; la cabeza es ovalada (Fig. 168); de

Honduras al sur

Camponotus

(subgénero

Dendromyrmex

Emery)

Fig. 126. 168. 169Cabeza y vista lateral de una obrera de Camponotus chartifex.

- Hormigas usualmente polimórficas o dimórficas, si son

monomórficas, la cabeza no es ovalada (Fig. 165); muy comunes en

todos habitats

Camponotus

Mayr

Fig. 127. 165. 164 Cabeza de una obrera de Camponotus atriceps. y vista lateral de una

obrera de C. vicinus


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96(94). Los ojos colocados hacia la mitad anterior de la cabeza (Fig.

170); región mesonotal (vista desde arriba) no muy delgada (Fig.

173); pronoto usualmente con pelos gruesos (Fig. 132)

Paratrechina

Motschoulsky

Fig. 128. 170 Cabeza y vista lateral de una obrera de Paratrechina vividula.

Fig. 129. 171 Vista lateral de una obrera de Paratrechina terricola.

- Los ojos colocados en la mitad posterior de la cabeza (Fig.

172, 175) 97

97(96). Palpos maxilares muy largos, con el segmento número 4 tan

largo como los segmentos 5 y 6 juntos (Fig. 7c); psamofora

usualmente presente; comunes en zonas áridas hasta selvas de pinos,

especialmente en el norte de México

Myrmecocystus

Wesmael

Fig. 130. 7 Vista lateral de una obrera de Myrmecocystus depilis.

- Sin todas estas características; no comunes en zonas áridas 98

98(97). Mesosoma delgada, con una constricción fuerte detrás del

mesonoto cuando visto desde arriba (Fig. 174a); pelos en el cuerpo

largos, gruesos y oscuros

Prenolepis Mayr


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Fig. 131. 172, 174 Cabeza y vista lateral de una obrera de Prenolepis imparis.

- Mesosoma no delgada así (Fig. 173) 99

99(98). Area frontal no bien definida; ocelos usualmente no

diferenciados, o ausentes; monomórficas, pequeñas (2 - 4mm); más

comunes en montaña con selvas de pinos

100

- Area frontal bien definida (Fig. 175a); ocelos presentes (Fig.

175b); hormigas polimórficas (2.5 - 9mm); ocurren en casi todo

México, especialmente en las montañas

Formica

Linneaus

Fig. 132. 175. Cabeza de una obrera de Formica browni. y vista lateral de una obrera de F.

perpilosa.

100(99).Palpos maxilares cortos y con 3 segmentos (Fig. 177a);

México

Acanthomyops

Mayr

Fig. 133. 177 Acanthomyops arizonicus.

- Palpos maxilares largos y con 6 segmentos (Fig. 178a); más

comunes en el norte de México, especialmente en las montañas Lasius Fabricius

Fig. 134. 178 Lasius sitiens.

101(92).Antena con 11 segmentos 102


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- Antena con menos de 11 segmentos (Fig. 182) 103

102(101).Palpos maxilares con 2 segmentos; palpos labiales con 3

segmentos (Fig. 179a); ojos pequeños; hormigas pequeñas de color

amarillo claro; escapo no muy largo (Fig. 180); subterráneas con nidos

alrededor de raíces de plantas; no colectadas con mucha frequencia

Acropyga Roger

(en parte)

Fig. 135. 180, 179 Acropyga quadriceps head, Acropyga sp. side view

- Palpos maxilares con 6 segmentos; palpos labiales con 4

segmentos (Fig. 181a); hormigas de tamaño mediano; escapo muy

largo (Fig. 181); usualmente colectadas cerca de pueblos y ciudades.

Anoplolepis

Santschi

Fig. 136. 181 Anoplolepis longiceps.

103(101). Antena con 8 a 10 segmentos (Fig. 180); mandíbulas largas

y delgadas, casi rectas (Fig. 180); no colectadas comunmente Acropyga Roger

(en parte)

- Antena con 9 segmentos (Figs. 182, 183); mandíbulas no

largas y delgadas; hormigas comunes 104

104(103). Antena sin masa definida (Fig. 182) Brachymyrmex

Mayr

Fig. 137. 182 Brachymyrmex minutus.

- Antena con masa de 3 segmentos (Fig. 183) Myrmelachista

Roger


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Fig. 138. 183. Myrmelachista sp.


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Practica #5 Colecta y almacenamiento de muestras.

INTRODUCCIÓN

La clase Insecta o hexápoda, que contiene más de 750000 especies descritas , es el grupo más extenso de animales , siendo tres veces mayor al de todos los animales juntos. Los insectos incluyen cerca de un 80 % de la totalidad de las especies de phyllum arthropoda. Se comprende que siendo tan numerosas; su distribución y adaptación a los diversos medios que habitan sean muy variadas. Casi en cualquier parte del ambiente terrestre, se pueden encontrar insectos, encontrándolos en habitas tan diversos que no por nada se dice que los insectos son exitosos biológica y evolutivamente hablando. Es por ello que la colecta de organismos requiere material específico, según el organismo que se colectara, de esta manera dependiendo de los objetivos de una investigación es conveniente identificar los posibles métodos de colecta y por ende el tipo de organismos que pueden caer en estas trampas.

Algunos científicos piensan que podrían haber hasta 10 quintillones (10,000,000,000,000,000,000) de insectos vivos al mismo tiempo, eso es alrededor de 1.6 billones de insectos por cada persona en el mundo, si hay tantos no deberíamos de cambiar el nombre de planeta tierra por el planeta de los insectos, lo creas o no los insectos tienen un impacto tremendo en nuestras vida cotidiana, los expertos estiman que una de cada 6 personas sufre alguna enfermedad transmitida por algún insecto, por otro lado los insectos desempeñan un función tan importante en la polinización de las plantas que sin ellos , desaparecían muchas de las especies de plantas del mundo , de las que tanto dependemos para la alimentación, así que hay muchas razones para ponerse a estudiar a este sorprendente grupo los insectos.

Los insectos son los principales competidores para el hombre, debido a que ocasionan pérdidas importantes en los cultivos agrícolas, basta como dato saber que en México se cultivan 8 millones de hectáreas de maíz y se cosechan cerca de 10 millones de toneladas de grano. El cultivo mencionado es infestado por 40 especies de insectos y algunas especies de ácaros, que ocasionan pérdidas del 20 al 30 % en el campo y un 20 % en almacén pero contrarrestando con estos efectos negativos, benefician al hombre en varios aspectos, por ejemplo, como recursos alimenticios (miel, polen y jalea real, o bien productos industriales como cera seda y colorantes. Por otra parte en nuestro país ha determinado la creación de diferentes organismos y programas, como el de la mosca del Mediterráneo, la comisión México - Americana para la erradicación del gusano barrenador del ganado, la campaña nacional para la erradicación del paludismo, o bien el centro de producción de insectos benéficos, entre otros.

La monografía titulada “The Ants” fue un éxito entre la comunidad de entomologistas y en especial en los mirmecólogos (no más de 500 en el mundo) quienes se sorprendieron ante esta publicación, que es un compendio de las


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hormigas del mundo y amplia el horizonte de conocimiento de las hormigas de Latinoamérica, y del viejo continente con la diversidad extrema de 9500 especies de hormigas en el mundo. Pero esto no acaba aquí según estimaciones las hormigas suponen el 10 % de la biomasa animal de los bosques de Finlandia y no solo eso una masa igual o incluso mayor de hormigas vivas que se encuentran en habitas tropicales suponen cerca de 1/3 de toda la biomasa animal, cuando se pesan todo tipo de animales de estas zonas, este tercio queda conformado por hormigas y termes.

OBJETIVO

Determinar el método de colecta más efectivo dependiendo del orden Insecta a estudiar.

Al final de la presente práctica el alumno será capaz de identificar y proponer un método de captura a partir de los objetivos del estudio o del orden a estudiar.

MATERIALES

El equipo y los materiales necesarios para instalar una trampa de caída son:

Vasos desechables o plásticos de 500 ml

Vasos o copas desechables de 25 ml

Pala

Machete

Alambre de calibre 14

Etanol al 70%

Atrayente

Bolsas de seguridad o frascos plásticos

Pinzas de punta fina, grandes y pequeñas

El equipo y los materiales necesarios para instalar una trampa interceptación de vuelo son:

Pala

Machete

Cuerda plástica

Marcos de tela tipo toldillo de 2 x 1.2 m de color oscuro (verde o negro)

10 bandejas plásticas blancas o amarillas de 50 x 25 x 10 cm

Etanol al 70%


Pinzas

Los materiales necesarios para la captura manual son:


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Pinzas

Etanol al 70%

El equipo y los materiales necesarios para instalar una trampa Winkler son:

Cernidor para hojarasca con frasco colector Saco Winkler con frasco colector

Bolsas plásticas gruesas de 50 x 40

Guantes

Machete

Etanol al 70%


Pinzas de punta fina

Pinceles

Los materiales necesarios para instalar un cebo y colectar los especímenes que son atraídos a él son:

Tubos plásticos, frascos de rollo de fotografía o frascos para centrífuga

Papel absorbente

Cebos

Etanol al 70%


Pinzas de punta fina, grandes y pequeñas

Pinceles

Los equipos y materiales necesarios para la captura manual son:


Pinzas de punta fina

Pinceles

Pica

Cronómetro

Etanol al 70%

Los materiales necesarios para la captura de mariposas con estos métodos son:

Jama

Trampas van Someren Rydon

Sobres para mariposas

Pinzas de filatelia

Jeringas para insulina

Etanol al 70% o acetato de etilo

Cebos


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Preparación de soluciones:

Formol al 10 % (formaldehido al 3.7 %)

FAA

Alcohol al 70 %

Solución de cloruro de sodio al 1%)

Cianuro

Cloroformo

Acetato de etilo

PROCEDIMIENTO

Colecta:

Las larvas de mosquitos, se colectan con cucharones y se transfieren a frascos viales con gotero, con una solución alcohólica, llenando el vial según la cantidad de muestra, mediante una pipeta.

Los ácaros y otros invertebrados pueden ser colectados mediante paraguas entomológico, el cual se arrastra sobre la vegetación, en el sitio de colecta y se transfieren con pinzas entomológicas a un vial con solución alcohólica.

Muchos insectos adultos se capturan con trampas de luz, formados con un embudo con un frasco en la parte inferior y arriba una fuente de luz cubierta, o bien con tubos que contienen cloroformo, acetato de etilo o cianuro, o con un tubo o frasco con fragmentos de papel o corcho empapados con cualquiera de etas sustancias, aunque existen ciertos inconvenientes derivados de la manipulación de sustancias por lo que es necesario tomar medidas de precaución dependiendo del compuesto químico que se use, en lo personal recomiendo el verificar la tarjeta se seguridad química del compuesto químico antes de usarlo.

En la búsqueda de ectoparásitos, los animales huéspedes se llevan a el laboratorio en sacas de tela de manta o mezclilla, se sacrifican o se anestesian los huéspedes y después de procede al peinado de los mismos, con un peine de dientes pequeños para poder retirarlos del pelaje de guardia o cobertor, se les retira y manipula del peine con un pincel del 0, 00, 000, según el tamaño del parasito y en algunos casos se pueden recolectar directamente con pinzas entomológicas, en el caso de las pulgas se pude aplicar algún shampoo anti pulgas en seco y proceder a peinarlo y recuperar las muestras.

Otra forma es buscarlos en su hábitat característico por ejemplo (debajo de rocas hojas de alguna especie de planta, dentro de hongos, estiércol por mencionar algunas) ya que estos micro habitas encuentran protección, por lo que se pueden colectar de manera directa, o mediante un aspirador, cabe hacer la aclaración de que no siempre se pueden colectar de manera directa, ya que no hay que despreciar la velocidad que estos tienen y por otro lado la potencial para ser


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ponzoñosos o venenosos pudiendo ser las reacciones de los colectores de leves a moderados, pudiendo pasar por una leve reacción alérgica, un shock anafiláctico e incluso la muerte, por eso aunque se vean insignificantes, cualquier forma de vida merece respeto. Y claro que considerar este hecho puede llegar a salvarnos la vida, por eso a la hora de colecta recomiendo la prudencia ante todo y sobre todo el conocimiento.

Por otro lado que pasa con aquellos organismos que viven en cuevas y hoyos o insectos que son cavadores como las hormigas (Hölldoble & Wilson, 1996), o el escarabajo tigre, bueno en este caso el mejor aliado a la hora de colecta es un pico pequeño para espeleología y una pala, e incluso solo con la pala se puede hacer maravillas, también se puede recurrir a sacar escarabajos coprófagos con agua inundando sus galerías las cuales construyen debajo del estiércol, por cierto también es buena idea tamizar restos de excrementos en busca de micro artrópodos e insectos coprófagos, por lo cual se recomienda el uso de tamices de diferentes mallas y el auxilio de un microscopio estereoscopio de campo.

Bueno esto de revisar excrementos parecerá algo repulsivo pero aun esto no termina hay organismos que son necrófagos y por ende si hay que revisar organismos muertos, o exponer restos de organismos para atraerlos, una buena fuente de estos restos suelen ser sin duda laguna los organismos atropelladlos en el borde de la carretera.

También se puede buscar insectos de hábitos lignícolas debajo de ramas muertas, troncos en descomposición o corteza de árboles caídos.

Para capturar escarabajos coprófagos pueden utilizarse diferentes métodos; en este manual se propone el uso de tres de ellos, que son eficientes y capturan una gran cantidad de individuos: trampas de caída con atrayente, trampas de interceptación de vuelo y captura manual.

Trampas de caída con atrayente:

La trampa de caída está conformada por un vaso o recipiente de abertura circular que se entierra a ras de suelo; el principio de la misma consiste en atrapar los insectos que pasan sobre ella y caen en su interior; el atrayente que se le adiciona hace que los insectos lleguen con mayor rapidez. Para estas trampas se recomienda el uso de vasos desechables o plásticos de 500 ml de capacidad y de 10 cm de diámetro; es importante que el diámetro de los recipientes utilizados permanezca constante.

Una vez son enterrados deben llenarse hasta la mitad de su capacidad con etanol al 70%; después se ubica el atrayente de cualquiera de las formas que se indican en las figuras 6.1 y 6.2. El atrayente más efectivo para atrapar escarabajos coprófagos es el excremento humano, pero pueden utilizarse también frutas, hongos o carne en descomposición (preferiblemente pescado si los muestreos se realizan en zonas por debajo de los 1.000 m de altitud).


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Con fines de monitoreo y con un previo conocimiento de la fauna de escarabajos coprófagos de la localidad, es posible usar trampas de caída modificadas. La trampa consiste en un vaso de 500 ml al cual se le adapta un embudo plástico en la boca. El embudo permite la entrada de los individuos a la trampa reduciendo la probabilidad de su salida. Suspendido con un alambre sobre el vaso, se coloca un recipiente desechable de 25 ml con el atrayente o cebo. La base del recipiente de mayor tamaño debe perforarse finamente para evitar que se inunde a causa de la lluvia (Figura 6.2).

La principal ventaja de este método es la reducción de la mortalidad a causa del muestreo, ya que no utiliza etanol para la captura y conservación de los especímenes, permitiendo su cuantificación, marcaje y posterior liberación. Otra ventaja de esta trampa es que puede permanecer durante largo tiempo en el campo sin el atrayente; al usarla, el vaso de 25 ml puede ser reemplazado según las necesidades del muestreo y también se puede colocar una medida estándar de atrayente.

Las trampas de caída con atrayente, en especial con excremento humano o carroña, representan una de las técnicas más eficientes para la captura de una muestra representativa de la riqueza de especies de escarabajos coprófagos presentes en una localidad. Así mismo, permiten obtener valores de la abundancia relativa de las especies.

Trampa de interceptación de vuelo

Esta trampa está conformada por una tela, similar a la utilizada en los toldillos, de color oscuro (preferiblemente verde o negro), de 2 m de largo por 1.2 m de ancho, que debe templarse del tal manera que su borde inferior esté ubicado a ras del suelo; en el sitio donde se instala, se debe cavar una zanja de 2.5 m de largo por 50 cm de ancho y 10 cm de profundidad en donde se ubican varias bandejas a la misma profundidad de la zanja, a las cuales se les adiciona una mezcla de agua, alcohol y detergente para la captura y preservación de los individuos (Figura 6.3).

Esta técnica permite capturar especies raras, con baja densidad poblacional o con períodos de actividad muy cortos, que en muchas ocasiones no son capturadas en las trampas de caída.

Captura manual

Incluye la búsqueda activa y la captura con pinzas de individuos posados en la vegetación, en depósitos de detritus y al interior de troncos en descomposición. Para esta labor se recomienda la utilización de los caminos de acceso a los sitios de muestreo y áreas en donde están ubicados los transectos lineales. También es importante incluir en la búsqueda excretas de animales silvestres al interior del


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bosque y de animales domésticos en pastizales y zonas aledañas, en frutos en descomposición y en focos de luz artificial.

A través de la captura manual es posible realizar el registro de datos sobre algunas características de la historia natural de las especies, en especial sobre el uso de recursos, comportamiento y horas de actividad diaria.

Trampas Winkler

Esta trampa está diseñada especialmente para el muestreo de insectos de la hojarasca y constituye uno de los métodos más eficientes para la captura de las hormigas que habitan en ella. Está constituida por dos partes: un cernidor (Figura 6.4a), en donde una muestra de un 1 m2 de hojarasca es tamizada. Posteriormente este contenido se vierte en dos bolsas de tela, que son colocadas en la segunda parte de la trampa, el saco Winkler (Figura 6.4b), que contiene un frasco colector con etanol en su parte inferior, al cual caen por gravedad los insectos presentes en la muestra (Bestelmeyer et al. 2000). En condiciones de campo se recomienda colocar el saco Winkler en un sitio oscuro y preferiblemente cerca de una fuente de calor, lo que permite la salida de la mayor cantidad de individuos atrapados en la muestra de hojarasca.

Cebos

Algunos de los atrayentes o cebos que comúnmente se utilizan para la colección de hormigas son atún y salchicha. Estos pueden ponerse al interior de un pequeño tuboplástico, con perforaciones que pueden variar entre 2.5 y 5 mm de diámetro. Los frascos de rollos de fotografía o los tubos ependorlf para centrífuga (Figura 6.4d) también son adecuados para este fin. En el caso de no contar con estos, se pueden utilizar cuadrados de papel absorbente de 10 x 10 cm con un poco del atrayente localizado en el centro. En ambos casos, al momento de recoger los cebos se recomienda tomar parte del sustrato en una bolsa plástica con hojarasca y un poco suelo. Cada muestra debe ser revisada cuidadosamente, colocándola en una bandeja blanca con etanol al 70%.

Fig. 1 Frascos trampa para hormigas.


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Búsqueda manual

Esta técnica consiste en el examen cuidadoso de troncos en descomposición, hojarasca, depósitos de detritus, frutos caídos, corteza de árboles y arbustos, epífitas, ramas huecas y partes de flores, hojas y nectáreos (Figura 6.4e). Al igual que en escarabajos, este método permite la captura de especies raras o muy escasas, cuya probabilidad de captura con otros métodos es muy baja, como muchas de las hormigas arborícolas y permite colectar datos sobre la historia natural de las especies.

Jama o red entomológica

La jama o red entomológica es uno de los principales instrumentos para la captura de insectos voladores. Está formada por un aro metálico al que va adherido un tul de forma cónica, sostenido por una vara de madera o metal, que da soporte a todo el instrumento.

Si no le es posible comprarla, puede fabricarla de manera bastante sencilla como se explica en el siguiente recuadro (ver figura dentro del recuadro). Vale la pena recalcar que la jama nunca debe ser utilizada cuando la malla está mojada, ya que las mariposas capturadas quedan completamente destrozadas; para evitar esto es conveniente llevar durante las colectas una malla de repuesto y una bolsa plástica grande para cubrir el aro de la jama y la red cuando llueva.

Trampa van Someren Rydon

La trampa Van Someren-Rydon (Rydon 1964) está formada por un tubo cilíndrico recubierto por un velo de color blanco; en la boca inferior se coloca un plato ancho, en donde se adiciona el atrayente para las mariposas, que usualmente es excremento humano o pescado en descomposición, o ambos. Estas trampas también son fáciles de manufacturar como se explica en el siguiente recuadro (ver figura dentro del recuadro).

Arreglo espacial de las trampas en el campo e intensidad del muestreo

Para cada sitio de muestreo por localidad se recomienda instalar tres transectos lineales de trampas de caída con atrayente; cada uno debe tener una longitud de 300 m y debe contener diez trampas separadas 30 m entre sí. La distancia entre transectos debe exceder los 250 m. Las trampas deben permanecer con el atrayente por espacio de 48 horas en campo, como tiempo mínimo para garantizar una buena muestra de la coprofauna del lugar.


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Dependiendo del tamaño, forma y topografía del sitio de muestreo, también pueden disponerse las trampas en dos transectos de 15 trampas o un transecto de 30 trampas. De forma adicional, se deben instalar dos trampas de interceptación de vuelo separadas 250 m entre sí, las cuales deben permanecer en el campo durante el mayor tiempo posible (3 ó 4 días son suficientes); los especímenes deben ser recogidos cada 24 horas y puestos en recipientes independientes debidamente rotulados. Igualmente, se recomienda invertir cuatro horas diarias para la búsqueda manual en cada sitio de muestreo durante la fase de campo; de forma ideal, es conveniente acumular un total de 12 horas de búsqueda por sitio de muestreo.

Para la recolección de los especímenes de cada trampa se recomienda vaciar su contenido en un colador o cedazo y colocarlo en un recipiente adecuado con etanol al 70%. Recuerde que la muestra de cada trampa debe ser rotulada de forma independiente, consignando todos los datos que se deben incluir en las etiquetas de los ejemplares (ver Anexo 6.6).

La limpieza final debe hacerse en el laboratorio de forma cuidadosa para evitar la pérdida de especímenes de tamaño pequeño. Evite hacer esta tarea en el campo. Consulte el Anexo 6.6 sobre recomendaciones para la captura y el sacrificio en campo de los ejemplares. En condiciones de campo, una persona con un conocimiento previo en el manejo de técnicas de captura para invertebrados podría realizar el trabajo, sin embargo, se requiere de la supervisión de una persona capacitada en entomología, que pueda dirigir y ajustar los detalles del muestreo.

Una vez en el laboratorio, se recomienda realizar el montaje en seco (utilizando alfileres entomológicos) de una colección de referencia de la localidad, a medida que se avanza en el proceso de limpieza e identificación de las muestras. En la medida de lo posible esta colección debe incluir especímenes de ambos sexos y variaciones en tamaño y color, con el fin de facilitar el trabajo de los especialistas (ver Anexo 6.7). Durante el proceso de identificación y montaje en seco del material deben consignarse en tablas todos los datos asociados a cada individuo. En el Anexo 6.1 se sugiere un formato para la consignación de los datos obtenidos en los muestreos de campo de escarabajos coprófagos.

Atributos definidos para escarabajos coprófagos

Localidad: procedencia geográfica del registro, descrita hasta el mayor nivel de detalle posible. Contiene información de topónimos locales y regionales geográficamente relacionados, pertenecientes a la división político administrativa (país, departamento, municipio, corregimiento, inspección de policía y vereda), a la orografía (cordillera, macizo, serranía, alto, loma, cerro, cuchilla) y a la hidrografía, así como aquellos pertenecientes a aspectos socioculturales (parque nacional


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natural, parque municipal, resguardo indígena, reserva forestal, reserva privada, entre otros).

Coordenadas: valores de la latitud y la longitud del lugar del registro, estas preferentemente se expresan en grados minutos y segundos, aunque también se puede recurrir a unidades tipo UTM.

Altitud: rango altitudinal (altitud mínima y máxima) en el cual se encuentra

ubicado el registro. Para esto se requiere de un altímetro calibrado.

Fecha: día, mes y año en el que fue capturado el ejemplar. Para el caso de las

trampas que se dejan varios días, puede existir una columna para la fecha de instalación y otra para la fecha de recolección de las mismas. La fecha debe estar en formato DD/MM/AAAA.

Colector: nombre de la persona que capturó el ejemplar.

Hábitat: descripción del lugar donde fue capturado el ejemplar, teniendo en cuenta aspectos tales como:

1. Fisonomía de la vegetación: puede tener diferentes valores: a) bosque; b) selva; c) sabana; d) palmar; e) pastizal; f) agroecosistema.

2. Estado de conservación: puede tener diferentes valores: a) primario; b) secundario; c) rastrojo.

3. Tipo de bosque: puede tener diferentes valores: a) mixto; b) dominado por una sola especie.

4. Zona de vida: su valor depende de la ubicación del hábitat.

5. Ubicación de los muestreos dentro del hábitat: puede tener diferentes valores: a) interior de bosque; b) borde de bosque; c) borde de camino; d) cercas vivas; e) ecotono.

Número de captura: número consecutivo asignado a cada uno de los ejemplares

capturados (registros) en cada salida de campo.

Determinación taxonómica: contiene información sobre las categorías

taxonómicas (orden, familia, subfamilia, género, especie, subespecie) a las que pertenece el ejemplar capturado. En lo posible debe llegar hasta el nivel de especie.

Técnica de captura: nombre de la técnica de captura utilizada para colectar el

ejemplar. Puede tener diferentes valores: a) trampa de caída con excremento humano; b) trampa de interceptación de vuelo; c) captura manual.

Número del transepto: número del transepto en el cual se colectó el ejemplar.

Número de la trampa: número de la trampa en la cual se colectó el ejemplar.

Sexo: género al que pertenece el ejemplar capturado. Puede tener dos valores: a) macho; y b) hembra.


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Gremio: nombre asignado al grupo de especies que explotan el mismo tipo de recurso en forma similar. Puede tener diferentes valores: a) paracóprido; b) telecóprido; c) endocóprido.

Número de catálogo: acrónimo y número asignado a cada ejemplar al momento

de ingresar a una colección entomológica (p.e. IAvH=acrónimo de la colección entomológica del Instituto Alexander von Humboldt).

Ubicación en la colección: sitio de la colección entomológica en la que se encuentra preservado el ejemplar. Puede tener dos valores: a) colección en seco; y b) colección en líquido.

Comentarios: en este campo se puede registrar cualquier otra información

pertinente o interesante del registro.

Cabe mencionar que todo el proceso de colecta no tendría ningún sentido si no se rotulan adecuadamente las muestras, por ello haremos hincapié en el proceso de rotulado de muestras.

Rotulado de muestras:

Para agilizar el rotulado de de los insectos recolectados que resultan del trabajo de campo, es necesario tener una caligrafía excelente, para tener legible la información que se pone en las etiquetas pero al haber carencia de personas con estas características se pierde tiempo e información valiosas para la investigación.

En una etiqueta de 2 x 3 cm debe de incluirse información necesaria para poder reproducir en un momento dado una nueva recolecta, en dicha zona o bien la extrapolación de los datos geográficos del área de estudio y en ocasiones una interpretación del microhábitat o datos de la ecología de la especie por ejemplo huésped, sustrato de alimentación, aspectos conductuales y otros. Datos que no pueden faltar en un rotulo de colecta de campo son los siguientes: ubicación geográfica, fecha, colectores, altitud, sustrato de captura o método de recolecta, y tipo de vegetación se puede recurrir hasta 2 rótulos para meter la información anteriormente solicitada

Sacrificado:

Una técnica recomendable para matar insectos es colocarlos en agua caliente , así se evita la descomposición y decoloración , ya muertos se guardan secos en cajas pequeñas con naftalina o en alcohol al 70 %

Se puede utilizar acetato de etilo, Cianuro, Cloroformo.


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Almacenamiento:

Para conservar larvas de insectos y otros artrópodos tales como arañas garrapatas, ácaros, piojos y moscas, se utiliza alcohol al 70 % y se colocan las muestras en viales, aunque también se puede utilizar para resguardar las muestras procaina (la utilizan los dentistas) ya que esta sustancia protege tejidos delicados, aunque el tubo vial se debe de llenar y sacar el aire restante con una aguja hipodérmica, ya que el aire en el tubo puede afectar la conservación de la muestra.

Algunos entomólogos guardan especímenes en formol al 10 % (formaldehido al 3.7 %) y los especímenes que pueden ser atacados por microrganismos o anticuerpos, por mencionar algunos tipos de ataques, se pueden guardar en solución salina (solución de cloruro de sodio al 1%) (Mille Pagaza, Parra Alcocer, & Pérez Chi, 1993)

RESULTADOS

Resguardar las muestras adecuadamente dependiendo de la muestra y el orden al que pertenece el organismo tome en cuenta la información que se le brinda dentro de la metodología para tales efectos de colecta, asi mismo mencione los atributos de campo básicos que deben de estar en su libreta de campo.

Determine la intensidad de muestreo y la distribución espacial de las mismas.

Utilice una libreta de campo para información adicional, acerca de las muestras con las que esté trabajando.

Utilice las soluciones adecuadas dependiendo de los órdenes

Rotule las muestras como se le indican en el presente manual.

CONCLUSIONES

¿Puede utilizar cualquier trampa para atrapar insectos?, ¡explique su respuesta!.

¿Porque es importante considerar la intensidad de muestreo para la colecta? ¡explique su respuesta ampliamente!


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CUESTIONARIO

Que datos deben de estar en la bitácora de campo para el adecuado manejo de los datos

Porque es importante la intensidad de muestreo en la colecta científica

Que datos de interés ecológico se obtienen con la intensidad de muestreo y porke es importante considerar esto en la colecta científica.

FUENTES DE CONSULTA

García Acosta, R. (2001). Arthrópoda: guía de prácticas. México D. F.: AGT editor.

Gaviño de la Torre, G., Juárez López, C., & Figueroa Tapia, H. H. (1997). Técnicas biólogicas selectas de laboratorio y de campo. Mexico D.F.: Limusa.

Hölldoble, B., & Wilson, E. O. (1996). Viaje a las hormigas: una historia de exploración científica. Barcelona España: Crítica.

INIFAB. (2010). EL APICULTOR. MÉXICO: INIFAB.

Maynard, C. (2005). Bichos. Gran Bretaña: Planeta Pub Corp, .

Mille Pagaza, S. R., Parra Alcocer, M. d., & Pérez Chi, A. (1993). Guía para la indentificación de invertebrados. México D. F.: Trillas.

Wikipedia. (6 de Enero de 2007). Wikiespecies. Recuperado el 20 de Julio de 2011, de http://go.microsoft.com/fwlink/?LinkId=69157


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PRACTICA No. 6: COLECTA Y PRESERVACIÓN DE MICROARTRÓPODOS

EDÁFICOS.

“Si nosotros pudiéramos imaginar un macho de escarabajo dinastino, con su broncínea, pulida armadura y sus vastos cuernos, amplificado al tamaño de un caballo, o solamente al tamaño de un perro, sería uno de los animales más imponentes del mundo…” Charles Robert Darwin 1871

INTRODUCCIÓN

Un observador espontáneo de la naturaleza se sorprendería al saber que los suelos albergan algunas de las comunidades biológicas más diversificadas del planeta, ya que contienen de S a SO millones de especies animales pertenecientes, principalmente, a los artrópodos (Ciller et al. 1997). En un bosque de Europa, 1 g de suelo puede contener hasta 40,000 especies de bacterias (Tiedje 1995] y en 1 m de ese suelo puede haber más de 1000 especies de invertebrados (Schaefer y Schauermann 1990). A pesar de este extraordinario despliegue de formas de vida, la taxonomía de los organismos del suelo se conoce aún de manera insuficiente y hay muchos géneros taxonómicos cuyas especies no han podido aún ser identificadas ni clasificadas (Brussaard et al.


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1997; Ciller 1996; Ciller et al. 1997; Lavelle 1996). Se han descrito hasta la fecha unas 3700 especies de lombrices de tierra que son, probablemente, menos de la mitad del número real de especies existentes (Fragoso et al, 1999; Reynolds 1994). Este desconocimiento es mucho más notorio respecto a los suelos tropicales, que son actualmente los más amenados por los cambios ligados a una intensificación de la agricultura cuya secuela es la disminución de la biodiversidad (Giller et al. 1997].

Los Organismos del Suelo como Entidad Funcional de Diversidad

La biodiversidad en el sentido que le dan Wilson y Peter (1988), o sea, la diversidad biológica se define como “la cantidad y la estructura de la información biológica contenida en los ecosistemas vivos organizados jerárquicamente” (Elondel 1995). Se trata de un atributo de los sistemas vivos que puede ser considerado bajo diferentes niveles de organización, desde los genes hasta la biosfera, la cual abarca, a su vez, desde poblaciones de especies y comunidades hasta paisajes ecológicos (Solbrig 1991b, 1994). Un ecosistema que se caracterice por presentar una diversidad específica alta se define por la pluralidad de sus comunidades y por ias relaciones existentes entre los elementos constitutivos de dicha pluralidad (Elondel 1995).

Petersen y Luxton (1982) recopilaron la mayor parte de los datos obtenidos hasta la fecha sobre las comunidades de microorganismos, sobre los macroinvertebrados y sobre los equivalentes energéticos de ambos, dentro del Programa Biológico Internacional (159 de la Unión Internacional de Ciencias Biológicas (IUESJ. Swift et al. (1979] contribuyeron también a sintetizar los conocimientos disponibles sobre los procesos de descomposición, y desarrollaron una nueva concepción de las interacciones que ocurren entre los componentes biológicos, químicos y fisicos de tales procesos.

Durante la última década, la diversidad biológica ha sido un tema extenso de preocupación y de apuesta política debido a los cambios causados en los ecosistemas terrestres y acuáticos por el hombre a diferentes escalas, desde el paisaje ecológico hasta la biosfera (Elondel 1995; Schulze y Mooney 1994; Solbrig 1991b). Estos cambios son de naturaleza diversa: la intensificación agrícola, la modificación del ciclo del carbono y del nitrógeno, la contaminación, el efecto invernadero, la urbanización y la desertificación, entre otros (Asner et al. 1997; Pimm y Sugden 1994; Schulze y Mooney 1994; Solbrig 1991b, 1994). La pérdida de biodiversidad en un ecosistema conduce, inexorablemente, a una alteración de sus funciones principales.


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Diversos autores han hallado una relación directa entre la abundancia de especies, la intensidad de ciertos procesos fundamentales como la respiración, la descomposición, el almacenamiento de nutrientes, la productividad primaria y la retención de agua (Asner et al. 1997; Pimm y Sugden 1994; Schulze y Mooney 1994; Solbrig 1991b, 1994). Los suelos, por ejemplo, albergan comunidades complejas de micro invertebrados que estimulan los procesos de descomposición de la materia orgánica (Coleman et al. 1998; Setálá et al. 1991; Vedder et al, 1996). En años más recientes, ciertos estudios han sugerido la posible existencia de especies redundantes o de equivalentes ecológicos (Lawton y Brown 1994). Estas especies realizan, en esencia, una misma función ecológica y, si una u otra especie faltara, no se apreciarían cambios en el funcionamiento del ecosistema: es una situación muy similar a la de una fábrica que puede continuar operando aunque falte uno de los trabajadores. Ahora bien, si un grupo funcional, es decir, un conjunto completo de especies que desempeñan, cada una, una función dada equivalente (Blondel 1995) desapareciera, se afectaría sin duda el funcionamiento del ecosistema, La presencia de esta redundancia confiere a los ecosistemas cierta estabilidad funcional frente a una disminución accidental de la diversidad específica de las comunidades (Blondel 1995; Lawton y Brown 1994). Los resultados experimentales de numerosos estudios recientes apoyan esta teoría (Crime 1997; Hooper y Vit ousek 1997; Tilman et al. 1996, 1997).

Las funciones que cumplen los invertebrados del suelo dependen, en gran medida, de la eficacia de su sistema digestivo el cual depende, a su vez, del tipo de interacción que mantiene con la microflora del suelo y de la naturaleza y la


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abundancia de las estructuras biológicas que esos invertebrados producen en el suelo (Lavelle 1996, 19W). Partiendo de estos dos criterios, se pueden distinguir tres grandes grupos funcionales de invertebrados (Figura 1-2).


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Microdepredadores

Este upo incluye a los invertebrados más pequeños, los protozoos y los nematodos. Estos organismos no producen ninguna estructura órgano-mineral (Lavelle 1996, 1997) y su efecto principal es estimular la mineralición de la materia orgánica (MO] (Coûteaux et al. 1991; Ingham et al. 1985).

Transformadores de la hojarasca

En este grupo se encuentran los representantes de la mesofauna y de parte de la macrofauna (Lavelle 1996). Cuando estos invertebrados reingieren sus deyecciones, que sirven de incubadoras de la microflora, asimilan los metabolitos liberados por la acción microbiana.

Ingenieros del ecosistema

Los “ingenieros del ecosistema o “ingenieros ecológicos” (Jones et al. 1994) son aquellos organismos que producen estructuras fisicas con las cuales modifican la disponibilidad o accesibilidad de un recurso para otros organismos. Su actividad y la producción de estructuras biogénicas pueden modificar la abundancia o la estructura de otras comunidades de organismos (Jones et al. 1994, 1997).

De las innumerables formas de vida que habitan los suelos, sólo un pequeño número de macroinvertebrados (lombrices, termitas y hormigas) se distinguen por su capacidad de horadar el suelo y producir una gran variedad de estructuras órgano-minerales: deyecciones, nidos, montículos, macroporos, galerías y cámaras, Estos organismos han sido descritos como ingenieros ecológicos del suelo, y las estructuras que producen han sido llamadas “estructuras biogénicas” (Anderson 1 QQS; Lavelle 1996, 1997). Se cree que ia acción funcional de estas estructuras en el ecosistema es importante y que representan sitios en que ocurren algunos procesos pedológicos fundamentales, como la estimulación de la actividad microbiana, la formación de la estructura dei suelo, la dinámica de la MO, y el intercambio de agua y gas en el suelo (Anderson 1995; Beare y Lavelle 1998; Lavelle 1996).

OBJETIVO

Determinar la composicon de la microfauna del suelo mediante un muestreo de dos zonas.

MATERIAL

Embudo tipo Berlesse.


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PROCEDIMIENTO

Se ontienen dos muestras de suelo de dos comunidades distintas (pastizal y bosque por ejemplo) usando una unidad de muestreo de 1000 cm3 (1000cm2 de superficie por 10 cm de fondo), están tienen que hacerse por triplicado, para que tengan valor estadístico; las muestras obtenidas se depositan en bolsas de platico, se rotulan y etiquetan y se transportan a el laboratorio, evitando el aumento de la temperatura.

Una vez en el laboratorio se hace una separación primaria de la fauna del suelo mediante embudos de separación tipo Berlesse, aprovechando el fototropismo negativo de la misma , la separación complementa examinando la muestra al microscopio estereoscópico. Una vez identificada y contada determine los phyllums y ordenes más representativos, de sus muestra de suelo, separe en frascos viales que contengan alcohol al 70% anote sus resultados en la tabla de trabajo que a continuación se le muestra, obtenga relaciones de densidad, abundancia, dominancia, e índice de diversidad para cada una de las comunidades y compárelas utilizando un análisis estadístico.

RESULTADOS

Anote sus resultados en la siguiente tabla y acuérdese de procesar por triplicado.

Phyllum Muestra 1 Muestra 2 Promedio

Utilice un modelo estadístico para comparar sus muestras de suelo, fundamente estadísticamente y matemáticamente el modelo que utilice para comparar su muestras de suelo.

CONCLUSIONES

A qué se deben que las muestras tengan esos valores de densidad, abundancia, dominancia, e índice de diversidad para cada una de las comunidades y compárelas utilizando un análisis estadístico.

CUESTIONARIO

¿Explique la importancia ecológica de la fauna del suelo, en el flujo de materia y energía del ecosistema del cual se extrajeron las muestras?.


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¿Qué relación se encontró entre la fauna del suelo y la comunidad establecida sobre este?.

¿Que sucedería si eliminara una parte de la fauna del suelo por el uso de insecticidas en el bosque?.

Esquematice la fauna trófica para la comunidad del suelo en general.


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FUENTES DE CONSULTA

Behan-Pelletier, V. M., S. B. Hill, A. Fjellberg, R. A. Norton & A. Tomlin. 1985. Soil Invertebrates: Major references Texts. Quaestiones Entomologicae 21: 675- 687.

Chapman, R. F. 1982. The insects: Structure and Function. Harvard University Press: Massachussets.

Hopkin, S. P. 1997. Biology of springtails (Insecta: Collembola) Oxford University Press, Oxford, 330 pp.

Krantz, G. W. 1978. A manual of Acarology. Oregon State University Bookstores: Corvallis.

Vázquez M. M. 1999 Catálogo de los ácaros oribátidos edáficos de Sian Ka’an Quintana Roo, México. UQROO. CONABIO México.

Vázquez M. M. 2001. Fauna edáfica de las selvas tropicales de Quintana Roo, México. CONACyT- UQROO-SEP Mex. 170 pp.

Wallwork, J. A. 1976. The distribution and Diversity of the Soil Fauna. Academic Press, London.


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Práctica 7: Montaje de larvas de zancudos.

INTRODUCCIÓN

La familia Culicidae (Diptera) incluye los llamados mosquitos o zancudos, los cuales tienen una distribución mundial. Los zancudos se distinguen facilmente de los otros dipteros por tener una proboscis larga y cubierta de escamas y el tener alas largas, angostas y también cubiertas de escamas. Sus piezas bucales estan compuestas de un labro, mandíbulas, lacinias e hipofaringe modificadas como estilete.

En el mundo existen unas 3450 especies (Kettle, 1995) y varias especies tienen gran importancia para el hombre ya que son vectoras de enfermedades tales como la fiebre amarilla, el dengue, la filariasis, la malaria y la encefalitis equina.

No obstante los zancudos uno de los grupos mas estudiados a nivel mundial y nacional, la mayoría de los estudios taxonómicos han sido realizados en zonas urbanas o suburbanas. Por lo anterior aún se desconocen las especies que pueden estar habitando en bosques primarios y aquellas especies que no tienen al hombre como hospedero. En muchos casos se desconocen las formas larvales de los adultos recolectados y el habitat en que se desarrollan. Un estudio comprendiendo tales aspectos permitirá un mejor entendimiento de la biología y taxonómia de este grupo tan importante de insectos

OBJETIVO

1) Determinar los microhabitats de las formas larvales.

2) Determinar la diversidad y distribución geográfica de las especies

3) Desarrollar una amplia colección de formas inmaduras (larvas-pupas) y de adultos a traves de una colección de láminas fijas y de adultos en alfiler.

4) Difundir el conocimiento biológico y taxonómico de los insectos a través de publicaciones científicas, publicaciones técnicas, y otros medios electrónicos y escritos disponible


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MATERIAL

Cianuro de potasio Fuente de luz Octenol o CO2 Refrigeradora Taza plástica Manguera de 2 metros de longitud Pipeta de 30 ml Red plana forrada de nylon crista Palangana Cedazo Bolsa plastica Colador Portaobjeto Agujas de disección Alcohol de 75% Koh al 5% Vial Alcohol isopropílico Euparal Lápiz punta de diamante Micropipeta

PROCEDIMIENTO

Recolecta de adultos

Estos son obtenidos en el campo mediante 2 técnicas. La primera consiste en la captura con red entomológica de los adultos que se acercan al cuerpo del recolector con intención de picar. Dichos adultos son luego succionados mediante un aspirador y transferidos a una morgue conteniendo cianuro de potasio.

La segunda técnica empleada por nuestro proyecto consiste en el uso de trampas que liberen octenol o CO2 y complementariamente tengan una fuente de luz (Fig. 1). Tales trampas permiten la captura de adultos en una bolsa de tela la cual se introduce posteriormente en una bolsa plastica con un frasco conteniendo cianuro


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de potasio para matar los adultos. En el caso de disponer de una refrigeradora la bolsa se puede refrigerar unas horas y luego montar los adultos.

Las técnicas de captura con red o trampas de luz/CO2 presentan las siguientes limitaciones para un estudio taxonómico:

a) permiten unicamente la captura de hembras ya que solo estas requieren la sangre para madurar los huevos y por tanto solo ellas se acercan al recolector o las trampas; la ausencia de machos limita el trabajo taxonómico ya que su genitalia es fundamental para la diferenciación de especies

b) en la mayoría de los casos los adultos, por su edad y actividad de vuelo, presentan pérdida de escamas en su cuerpo lo que limita su identificación

c) muchas especies estan asociadas con anfibios, reptiles u otros mamíferos diferentes al hombre y por ello el recolector no tiene contacto directo con ellas.

La recolecta y crianza de las formas larvales supera tales limitaciones y ofrece las siguientes ventajas:

a) se conocen las condiciones del microhabitat en que se desarrollan las formas inmaduras de la especie

b) se obtienen adultos con las escamas del cuerpo completas.

c) se obienen machos.

d) se logra una asociación del adulto con la larva y la pupa lo que permitirá el desarrollo de descripciones y claves para todas las fases del ciclo de vida.

Microhabitats larvales examinados y métodos de recolecta

En el campo se buscan y recolectan larvas en huecos de troncos. Para la recolecta en este hábitat se emplea una manguera de 2 metros de longitud, uno de los extremos se introduce en la columna de agua contenida en el hueco y por el otro extremo se hace succión depositando la materia orgánica y el agua en una taza plástica. Luego de extraer todo el material se adiciona un poco de agua limpia lavando las paredes del hueco y extrayendo nuevamente el contenido; de esa forma se asegura que no queden larvas o pupas adheridas a las paredes o en el fondo.

En internudos de bambú las larvas son recolectadas mediante succión con una pipeta de 30 ml de capacidad. Igualmente las paredes de los tallos de bambú son lavadas para extraer todas las larvas posibles.

En huecos en roca a la orilla de los ríos las larvas y pupas son obtenidas mediante un colador o una red pequeña para peces.

En charcos temporales y lagunas con plantas acuáticas se emplea una red plana forrada de nylon cristal la cual se hace correr sobre la superficie y abarcando una profundidad de unos 10 cm. La red en algunos casos es amarrada a tubos de


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extensión o ramas lo que permite incrementar el área de muestreo. También se emplean coladores los cuales han sido forrados con nylon cristal.

En el caso de larvas asociadas a plantas acuáticas (aquellas que obtienen el O2 perforando tejidos de las plantas) estas últimas son transferidas inmediatamente a palanganas grandes con agua y se agitan vigorosamente para que las larvas se suelten de las raíces. Luego el agua de la palangana se cuela en un cedazo y las larvas, junto con la materia orgánica y algunas plantas acuáticas, se transfieren a una bolsa plastica con agua limpia para su traslado al laboratorio.

Con bromelias e inflorescencias de heliconias se coloca una taza bajo tales plantas o flores y éstas se invierten rápidamente sobre la taza. En algunos casos es necesario cortar la bromelia o las flores de heliconias y revisar cuidadosamente ya que algunas larvas tienden a ubicarse muy cerca de la base de las hojas o las flores y se sujetan firmemente. Lo recomendable es lavar sobre un colador o una red todas las estructuras y frotarlas ligeramente para lograr el desprendimiento de cualquier larva sujeta a la materia vegetal.

El agua acumulada en la base de los pecíolos de plantas de la familia Araceae es un hábitat preferido por algunas especies de los géneros Sabethes y Wyeomyia entre otros. Es difícil extraer las larvas que se ubican entre los peciolos de las hojas ya que tales peciolos son gruesos y estan muy próximos al tallo. Una técnica apropiada es cortar unos centímetros arriba de la unión del peciolo con el tallo y abajo de tal unión. La sección de tallo con peciolo se invierte rápidamente sobre una taza con agua limpia y con una pipeta se extraen las larvas y se colocan en las bolsas de recolecta con agua limpia. Este último paso es muy importante hacerlo rápidamente ya que al cortar e invertir el tallo de la Araceae alguna savia se mezclará con el agua y ello puede afectar la sobrevivencia de las larvas.

Otros hábitas en los que se busca larvas y pupas son bracteas de palma; frutos caídos acumulando agua remansos de quebradas; recipientes artificiales como llantas, latas, botellas, maceteros y otros; en cuevas de cangrejo y en general en todo microhabitat donde pueda acumularse al menos una gota de agua.

Montaje de larvas de zancudos:

1) Se limpia la lámina portaobjeto y se etiqueta en la forma ya descrita.

2) En un portaobjetos se coloca una gota de alcohol de 75% para disectar la larva. Con dos agujas de disección se corta la cabeza y el abdomen en el septimo segmento. El cuerpo debe colocarse en una caja petri con alcohol de 75% mientras se procede a la clarificación de la cabeza.

3) La cabeza debe macerarse o clarificarse para poder observar claramente sus estructuras internas. Para ello se le coloca en un vial con KOH al 5% y se calienta en baño María por unos 4 o 5 minutos. Transcurrido este periodo la cabeza se examina bajo el estereoscopio, si aún presenta tejidos se debe remover el KOH.


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Para remover el KOH se coloca la cabeza en una caja petri y se le hacen 2 lavados con alcohol al 75% por 5 minutos cada uno. Luego de estos dos lavados la cabeza se transfiere a un vial con ácido láctico y se coloca en un baño María. Cada 5 minutos la cabeza debe ser revisada y si aún permance tejido se debe continuar la clarificación en el ácido láctico. Para determinar si la clarificación esta completa la cabeza se coloca en alcohol isopropílico por 2 o 3 minutos; si aún hay tejidos éstos se volverán blancos en dicho alcohol. Una vez clarificada se le coloca en una caja petri con alcohol al 75% por 5 minutos.

4) Se transfiere la cabeza y el resto del cuerpo a una caja petri con alcohol isopropílico por 5 minutos.

5) Se coloca la cabeza, el torax-abdomen y el segmento anal sobre una pequeña gota de Euparal en el portaobjetos previamente limpio y etiquetado. Las estructuras deben colocarse con su parte dorsal hacia arriba colocando la cabeza ligeramente arriba y a la izquierda del torax y el segmento anal ligeramente abajo y a la derecha del abdomen. Esta ubicación de las estructuras permitirá que si la larva es gruesa se mantenga equilibrado el cubreobjetos.

6) Para el secado y cuidado de la lámina se procede igual al paso 4 de montaje de

exuvias.

Montaje de genitalias

1) Se limpia la lámina portaobjeto con alcohol de 75% y se anota el código de

testigo en una etiqueta adhesiva en el lado izquierdo, en el derecho se anota el mismo código con un lápiz punta de diamante.

2) Para seccionar la genitalia de los adultos lo mejor es que estos esten frescos o suaves. Si han estado en la refrigeradora o están recién emergidos se procede a la disección. En los machos con una tijera fina de disección se corta a nivel del segmento 7 del abdomen. Lo anterior es necesario ya que es de valor taxonómico el borde anterior y posterior del octavo segmento y su montaje en lámina facilita la identificación, además esto asegura no destruir la genitalia. En el caso de hembras el corte se hace a nivel del segmento abdominal 6 para montar las espermatecas ubicadas en el segmento 7.

3) Si los adultos no están frescos se hace necesario la clarificación de la genitalia. Para ello se le coloca en un vial con acido láctico por 15 minutos o el tiempo que sea necesario para clarificar las estructuras.

4) Se coloca la genitalia en una caja petri con alcohol al 75% por 5 minutos.

5) Se transfiere la genitalia a otra caja petri con alcohol isopropílico por 5 minutos mas.


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6) Se coloca una gota de Euparal en el portaobjetos previamente limpiado y etiquetado y se coloca la genitalia disectando el tergito 9, el aedeagus, las piezas laterales y el segmento 8.

7) Se coloca la lámina al horno y se siguen los cuidados ya antes descritos.

Montaje de adultos en alfiler

os adultos se están montando en el sistema de triangulos. En este sistema el adulto es montado en posición horizontal colocando su costado derecho sobre una pequeña gota de goma en el triangulo, así las patas quedan dirigidas hacia el alfiler (Fig. 19). Este sistema ofrece una mejor protección del especimen ya que las patas, las cuales son muy frágiles, nunca tendrán contacto con las etiquetas de localidad o identificación que posteriormente se le pongan.

Crianza de larvas y de pupas en el laboratorio

En el laboratorio las muestras son vertidas en palangas plásticas y se cumplen los siguientes pasos:

a) se extraen las pupas con una micropipeta y se colocan en frascos plásticos de 35ml de capacidad y los cuales se llenan con unos 25 ml de agua sin cloro, en la tapa se anota el código de recolecta.

b) las larvas de último estadio se separan por morfoespecie en tazas plásticas con agua sin cloro y un poco de materia orgánica de la muestra original (Fig. 13), en la caja se anota el respectivo código de recolecta.

c) de cada morfoespecie se separan algunas larvas de último estadio para su

preservación y montaje, si las larvas tienen mucha materia orgánica en sus intestinos se colocan en una solución de sulfato de magnesio para ser purgadas. Las larvas se preservan colocándolas en agua caliente para matarlas y evitar que posteriormente se tornen negras, luego se transfieren a frascos con alcohol de 75% para su posterior montaje.

d) de cada caja con larvas se separan algunas en grupos de 2 o 3 y se colocan en

los frascos de 35 ml de capacidad con un poco de materia orgánica.

e) todos los días se revisa frecuentemente las tazas con la muestra original, las

tazas con larvas de ultimo estadio y las tazas con larvas individuales en busca de pupaciones.

El agua de las tazas de crianza es cambiada con cierta frecuencia para evitar el desarrollo de patógenos. En el caso de que las larvas permanezcan por mucho tiempo y se observen signos de hongos, se agrega una pequeña cantidad de Azul de Metileno para el combate de dichos hongos. En muchos casos tres días después de tener la muestra en el laboratorio la materia orgánica de las tazas es eliminada y la alimentación de las larvas se hace con alimento para peces (Tetra Min baby fish food) en cantidades muy pequeñas y cada 3-4 días. Las larvas

http://www.inbio.ac.cr/papers/culicidae/images/Fig-12.gif


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depredadoras se alimentan agregándoles una o dos larvas al día, de otro género no depredador.

Una vez que se encuentra una pupa, esta es transferida a un reciente especial para la emergencia del adulto. Tal recipiente consiste de un vial de 5 ml de capacidad donde se coloca la pupa y sobre esté se pone otro vial de 20 ml de capacidad. Este sistema permite que el adulto emerja de la pupa y una vez desarrollado, tenga cierta libertad de movimiento sin peligro de ahogarse o de dañarse las escamas de su cuerpo. La exuvia larval correspondiente se ha transferido previamente a un vial de ¼ dram con alcohol de 75% y mediante una liga de goma se le sujeta al vial de 20 ml. A este material se le asigna el código de recolecta y seguido de un punto se le asigna un codigo de crianza que es un número consecutivo correspondiente al número de pupas asociadas con exuvias larvales que se lleguen a encontrar (p.ej. LGCh 150.01; LGCh 150.02; etc).

Cuando emerge el adulto, la exuvia pupal se coloca en el vial con su exuvia larval. Los adultos son colocados en una caja oscura por 24 horas para permitir el endurecimiento de su cuerpo y que la genitalia de los machos rote 180° a su posición normal. Transcurrido ese tiempo ellos son almacenados en una refrigeradora para su muerte y conservación para el montaje.

La manipulación de las exuvias larvales y pupales debe hacerse con un palillo de madera húmedo con el fín de evitar la destrucción de setas y otras estructuras de las exuvias. Los adultos que se obtengan de estas pupaciones deberán tener el mismo código de sus correspondientes exuvias larvales y pupales.

RESULTADOS

CONCLUSIONES

CUESTIONARIO

FUENTES DE CONSULTA

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Practica 8: Montaje y transparentacion de alas de lepidópteros

INTRODUCCIÓN

OBJETIVO

MATERIAL

PROCEDIMIENTO

RESULTADOS

CONCLUSIONES

CUESTIONARIO

FUENTES DE CONSULTA

manual de practicas de entomologia

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