ingeniero bioquÍmico jaenie mibeth lÓpez pÉrez
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TECNOLÓGICO NACIONAL DE MÉXICO Instituto Tecnológico de Tuxtla Gutiérrez
TRABAJO PROFESIONAL
COMO REQUISITO PARA OBTENER EL TITULO DE:
INGENIERO BIOQUÍMICO
QUE PRESENTA:
JAENIE MIBETH LÓPEZ PÉREZ
CON EL TEMA:
“CRECIMIENTO VEGETATIVO Y CARACTERÍSTICAS DE LOS FRUTOS EN PLANTAS DE ZARZAMORA (Rubus
sp.) CULTIVADA CON INSUMOS ORGÁNICOS”
MEDIANTE:
OPCION I (TESIS PROFESIONAL)
DIRECTOR DE TESIS:
DR. FEDERICO ANTONIO GUTIÉRREZ MICELI
TUXTLA GUTIERREZ, CHIAPAS SEPTIEMBRE 2015
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Agradecimientos
La agradezco a Dios por haberme acompañado y guiado a lo largo de mi carrera, por ser mi fortaleza
en los momentos de debilidad y por brindarme una vida llena de aprendizajes, experiencias y sobre
todo de felicidad.
Le doy gracias a mis padres Misael y Elma por apoyarme en todo momento y por los valores que me
han inculcado y por haberme dado la oportunidad de tener una excelente educación en el
transcurso de mi vida. Sobre todo por ser un excelente ejemplo de vida a seguir. Por su paciencia y
amor en todo momento.
A mis hermanos Ale, Lore y Rafa, a mis sobrinos Briss y Alonsito por ser parte importante de mi vida
y presentar la unidad familiar, por llenar mi vida de alegrías por su amistad y cariño, por estar ahí
cuando más los necesito.
A Josué por ser parte de mi vida, iniciar este reto y terminar esta gran etapa juntos. Por haberme
apoyado en las buenas y en las malas por la paciencia, la mucha paciencia. Siempre estaré
agradecida contigo.
Les agradezco la confianza, apoyo y dedicación de tiempo a mis asesores y revisores. Dr. Federico
Gutierrez Miceli, M. C. Celina Lujan, Dr. Reiner Rincon y al Dr. Miguel Abud. Por sus consejos y por
haber compartido sus conocimientos conmigo.
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ÍNDICE
Índice de figuras……………………………………………………………………………………………………………. 6
Índice de cuadros…………………………………………………………………………………………………………… 6
Resumen………………………………………………………………………………………………………………………… 7
1. INTRODUCCIÓN…………………………………………………………………………………………………...... 8
2. ANTEDENTES…………………………………………………………………………………………………………. 10
2.1 Zarzamora (Rubus sp.)…………………………………………………………………………………….. 10
2.2 Descripción botánica y clasificación taxonómica……………………………………………… 11
2.3 Requerimientos de cultivo y nutricionales de Rubus sp……………………………………. 14
2.3.1 Labores y operaciones de cultivo…………………………………………………………….. 14
2.3.2 Fertilización…………………………………………………………………………………………….. 14
2.4 Composición nutrimental de los frutos de zarzamora…........……………………………. 15
2.5 Actividad nutracéutica y compuestos fitoquímicos………………………………………….. 15
2.6 Compuestos fenólicos …………………………………………………………………………………….. 17
2.7 Antocianinas……………………………………………………………………………………………………. 19
2.7.1 Generalidades………………………………………………………………………………………….. 19
2.7.2 Estructura química…………………………………………………………………………………… 20
2.7.3 Biosíntesis………………………………………………………………………………………………… 22
2.7.4 Estabilidad de antocianinas………………………………………………………………………. 24
2.8 Fertilizantes usados en agricultura orgánica…………………………………………………………… 26
2.8.1 Vermicomposta………………………………………………………………………………………… 27
2.8.2 Hongo micorrízico arbuscular…………………………………………………………………… 29
2.8.3 Roca fosfórica…………………………………………………………………………………………… 33
3. JUSTIFICACIÓN………………………………………………………………………………………………………. 36
4. OBJETIVOS…………………………………………………………………………………………………………….. 37
4.1 General…………………………………………………………………………………………………………….. 37
4.2 Específicos………………………………………………………………………………………………………… 37
5. MATERIALES Y MÉTODOS……………………………………………………………………………………… 38
5.1. Ubicación del Experimento……………………………………………………………………………… 38
5
5.2 Material vegetal……………………………………………………………………………………………….. 41
5.3 Características de los fertilizantes orgánicos…………………………………………………….. 41
5.3.1 Vermicomposta………………………………………………………………………………………… 41
5.3.2 Hongo micorrízico arbuscular…………………………………………………………………… 41
5.3.3 Roca fosfórica…………………………………………………………………………………………… 41
5.4 Diseño experimental………………………………………………………………………………………… 42
5.5 Variables de respuesta……………………………………………………………………………………… 42
5.5.1 Altura de la planta y diámetro del tallo……………………………………………………. 42
5.5.2 Caracterización fisicoquímica de los frutos de Zarzamora (Rubus sp.)……… 42
5.5.2.1 Contenido de solidos solubles…………………………………………………………. 42
5.5.2.2 Determinación de pH………………………………………………………………………. 43
5.5.2.3 Determinación de acidez titulable…………………………………………………… 43
5.5.3 Extracción por ultrasonido de antocianinas…………………………………………….. 44
5.5.4 Determinación de antocianinas totales (AT)……………………………………………. 44
5.6 Análisis estadístico…………………………………………………………………………………………… 45
6. RESULTADOS Y DISCUSIÓN……………………………………………………………………………………………. 46
6.1 Efecto de la biofertilización sobre la altura de la planta Rubus sp.……………………. 46
6.2 Efecto de la biofertilización sobre el diámetro del tallo de Rubus sp.……………….. 48
6.3 Efecto de la biofertilización sobre caracterización fisicoquímica de los frutos de
Rubus sp………………………………………………………………………………………………………………….
50
6.4 Efecto de la biofertilización y estimación de antocianinas totales (AT)…………….. 52
7. CONCLUSIONES………………………………………………………………………………………………………. 54
8. RECOMENDACIONES……………………………………………………………………………………………… 55
9. LITERATURA CONSULTADA……………………………………………………………………………………. 56
6
Índice de figuras
Figura 1. Morfología del cultivar de zarzamora (Rubus sp). Morfología de A) Flores;
B) Fruto; C) Hojas y Ramas; D) Cultivar comercial de tipo erecto, con tutores……………
12
Figura 2. Frutos de zarzamora (Rubus sp) en desarrollo en las diversas etapas de
madurez…………………………………………………………………………………………………………………….
13
Figura 3. Estructura básica de la antocianina………………………………………………………..…… 20
Figura 4. Ruta general de biosíntesis de las antocianinas…………………………………………… 23
Figura 5. Ubicación del sitio experimental…………………………………………………………………. 38
Figura 6. Distribución de plantas en bloques completamente aleatorizados con
cuatro repeticiones…………………………………………………………………………………………………….
40
Índice de cuadros
Cuadro 1. Clasificación taxonómica de la zarzamora (Rubus sp.)……………………………….. 13
Cuadro 2. Composición química del fruto de zarzamora por cada 100 g……………………. 17
Cuadro 3. Actividad antioxidante y compuestos fotoquímicos del fruto de la
zarzamora…………………………………………………………………………………………………………………..
17
Cuadro 4. Estructura y sustituyentes de las antocianinas…………………………………………… 21
Cuadro 5. Efecto de los tratamientos en la altura de las plantas de zarzamora en
diferentes etapas de crecimiento……………………………………………………………………………….
46
Cuadro 6. Efectos de los tratamientos en el diámetro del tallo de las plantas de
zarzamora en diferentes etapas de crecimiento…………………………………………………………
48
Cuadro 7. Efecto de los biofertilizantes en antocianinas, °Brix, pH y acidez titulable…. 552
7
Resumen
En el presente trabajo se evalúo el efecto de tres abonos: vermicomposta, roca fosfórica y
hongo micorrízico arbuscular sobre el cultivo de zarzamora (Rubus sp.) para este fin se
determinó el crecimiento de la planta y el diámetro del tallo, además de las características
fisicoquímicas del fruto; solidos solubles (°Brix), pH y acidez titulable. La concentración de
antocianinas totales en los frutos de Zarzamora se cuantificó con la técnica de pH
diferencial. Los resultados demostraron que la fertilización orgánica no tiene efecto sobre
el crecimiento y diámetro de la planta (p<0.05), sin embargo se observó que durante los
dos meses finales de la evaluación, la roca fosfórica (1g por planta) fue el tratamiento más
efectivo. En las determinaciones fisicoquímicas del fruto, la cantidad de solidos solubles
osciló entre 9.7 y 10.9 °Brix; el pH entre 3.1-3.5 y acidez titulable 3.5-4.6% equivalentes de
ácido cítrico. La biofertilización no influyo en los tres parámetros fisicoquímicos p<0.05). La
cantidad de antocianinas osciló entre 62.4-157.8 mg/100g de muestra. Sin embargo la
fertilización tuvo efecto estadístico significativo (p<0.05), siendo la vermicomposta el abono
orgánico que indujo mayor producción de antocianinas (157.8 mg/100g) en los frutos. El
aumento del contenido de antocianinas es un atributo favorable de calidad en los frutos de
zarzamora ya que tiene un gran impacto en el aspecto comercial y en la agricultura en
relación al alto valor nutritivo de la zarzamora fertilizada con vermicomposta.
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1. Introducción
La zarzamora (Rubus sp) es un arbusto perteneciente a la familia de las rosáceas, cuyos
frutos son apreciados por su color atractivo, aroma, sabor y la textura suave tanto como
por sus propiedades antioxidantes y por ser una fuente importante de pigmentos naturales;
entre los principales compuestos antioxidantes en dicho alimento se encuentran las
antocianinas y los compuestos fenólicos (Kopjar et al., 2009).
Los compuestos antocianinicos son pigmentos naturales que se encuentran en una gran
diversidad de plantas y frutos, algunos conocidos como berries (Ríos de Souza et al., 2014).
Hay un creciente interés en el uso de antocianinas en los alimentos funcionales y a la
industria farmacéutica ya que se tienen informes recientes sobre el potencial beneficioso
que tiene este metabolito (Ferreira et al., 2011).
La zarzamora (Rubus sp.) es de particular interés con respecto a la alta pigmentación y
contenido fenólico que contribuyen a su capacidad antioxidante. En particular la Cianidina-
3-glucosido, una antocianina común entre muchas frutas suaves (Ferreira et al., 2010).
Según Kopjar et al., 2009 esta antocianina es la de mayor capacidad antioxidante.
Se considera que un aumento en el contenido de antocianinas es un atributo favorable de
calidad, ya que tiene un gran impacto en el aspecto comercial en cuanto a la aceptación
organoléptica y al alto valor nutritivo de la zarzamora (Ferreira et al., 2010; Kopjar et al.,
2009).
La producción de antocianinas como metabolitos secundarios depende del cultivar,
estructura de los tejidos, ubicación geográfica, la posición de la fruta en el árbol y las
condiciones de cultivo (Kopjar et al., 2009).
Con respecto a las necesidades nutricionales de las plantas de zarzamora no se han
reportado estudios que clarifiquen como las plantas podrían responder al fertilizarse con
abonos orgánicos , sin embargo en algunas regiones del mundo la zarzamora crece en suelos
bien drenados, con un pH en torno a 6,5 aunque toleran en cierta medida suelos
ligeramente secos (Buczacki, 1994). Debido a que las prácticas comunes utilizadas en la
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agricultura tales como el uso excesivo de fertilizantes, degrada los suelos, promueve la
contaminación de fuentes de agua y contaminan la atmosfera, por ello son ampliamente
recomendable usar abonos orgánicos (Diacono y Montemurro et al., 2010).
Los abonos orgánicos también llamados biofertilizantes son tecnologías limpias que por lo
general contienen células vivas o cepas eficientes para fijar nitrógeno, solubilizar fosfato o
microorganismos celulíticos, usados en semillas directamente o en suelo, el objetivo de
estos abonos orgánicos es acelerar los procesos microbianos e incrementar la disponibilidad
de nutrientes en una forma que pueda ser fácilmente asimilable para las plantas.
Por ello en la presente investigación se da a conocer si la fertilización orgánica con Hongo
Micorrízico arbuscular (Glomus mossae), vermicomposta, Roca Fosfórica y sus
combinaciones influye en el crecimiento (altura y diámetro del tallo) de las plantas de
zarzamora y la contribución de los biofertilizantes en el desarrollo de los frutos sobre los
parámetros fisicoquímicos como pH, acidez titulable y solidos solubles, y si afecta a la
concentración de metabolitos secundarios en este caso antocianinas.
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2. Antecedentes
2.1 Zarzamora (Rubus sp.)
Procedente mayormente de América, Oeste de Europa, algunas zonas de Asia y del Ártico,
la zarzamora (Rubus spp.) figuró en el pasado como una especie invasiva, pero también
como una fuente de alimento interesante para diversas especies animales. Posteriormente
los frutos fueron considerados como un recurso alimentario de temporada y las plantas
fueron usadas por sus propiedades medicinales. Hasta finales del siglo XIX, la demanda por
los frutos permitió que se considerara como un cultivar (Clark y Finn, 2014).
La zarzamora, así como la frambuesa, arándano y fresa pertenecen al grupo de los llamados
berries. Los berries comprenden especies de cuatro géneros y constituyen la mayor parte
de los comúnmente llamados frutales menores. Estos géneros son: Fragaria, Rubus, Ribes,
Vaccinium; el género Rubus comprende alrededor de 500 especies distribuidas
prácticamente por todo el mundo; todas las especies han sido profusamente cruzadas entre
sí con innumerables subespecies e híbridos, ya sean naturales o inducidos (Cerón, 2008).
En México, las primeras investigaciones se hicieron en 1974 en el estado de México, donde
un colegio de post graduados evaluaron algunos cultivares “brazos” (una especie de
zarzamora) la más cultivada en México, sin embargo, en los últimos años, éste se ha
sustituido por otros cultivares, como Choctaw, Comanche y Cheyenne. De ahí se extendió a
otros estados, como Puebla, Hidalgo, Michoacán, Jalisco y Guanajuato (Parra et al., 2005).
Las zarzamoras se han convertido ahora en una fruta común en los canales de
comercialización, en particular en América del Norte y la Unión Europea. La zarzamora ha
sufrido expansión debido a una combinación de factores, incluyendo cultivares mejorados,
los esfuerzos de marketing ampliado y disponibilidad de frutas, y un aumento general de
consumo de zarzamora especialmente en fruta fresca, en muchas regiones del mundo. Se
estima que cultiva más de 25.000 hectáreas de zarzamora en todo el mundo (Clark y Finn,
2014).
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2.2 Descripción botánica y clasificación taxonómica.
De manera general, las diversas variedades de zarzamora son arbustos vigorosos con
numerosos tallos arqueados que brotan de la base de la planta, aristados y con facultad de
emitir raíces (Clark y Finn, 2014).
Los tallos (Figura 1.C) poseen numerosas espinas prominentes como ganchos, aunque
también se han obtenido variedades sin espinas. Son tallos bianuales que durante el primer
año se desarrollan y durante el segundo florecen. Permanecen erectos solo durante su
primer desarrollo para luego arquearse hasta tocar el suelo donde pueden enraizar
(Morales y Box, 2005).Las hojas (Figura 1.C) son trifoliadas y estipuladas con peciolos más o
menos espinosos, los foliolos son oblongos con el margen aserrado, de un verde oscuro y
brillante por el haz y blanquecinos por el envés, debido a la presencia de una vellosidad. Las
flores son hermafroditas y autofértiles, pentámeras con pétalos de color blanco o rosado,
agrupadas en inflorescencias en racimos, panículas o solitarias (Figura 1.A). Pueden ser
terminales o axilares (Morales y Box, 2005).
Las infrutescencias o zarzamoras(Figura 1.B) o zarzamoras son realmente una polidrupa de
1-2 cm de largo que está formada por varias pequeñas drupas carnosas de color verde, que
a medida que maduran pasan al rojo hasta llegar a un negro muy intenso y brillante (Figura
2). Cada drupilla contiene una diminuta semilla leñosa y cuando están bien maduras tienen
un agradable sabor dulzón (Berg, 2008).
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Figura 1. Morfología del cultivar de zarzamora (Rubus sp). Morfología de A) Flores; B) Fruto; C) Hojas y
Ramas; D) Cultivar comercial de tipo erecto, con tutores (Berg, 2008).
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Figura 2. Frutos de zarzamora (Rubus sp) en desarrollo en las diversas etapas de madurez (Berg, 2008).
Taxonómicamente la zarzamora pertenece a la familia botánica de las rosáceas, (Clark y
Finn, 2014) especie Rubus sp. (Cuadro 1) existen 250 especies próximas semejantes del
genero Rubus repartidas por los cinco continentes con innumerables subespecies e
hibridos. Esto debido a la facilidad que tienen estas especies para hibridarse y a la capacidad
que poseen muchas de ellas de desarrollar semillas sin polinización previa.
Cuadro 1. Clasificación taxonómica de la zarzamora (Rubus sp.) (USDA, 2015).
Dominio Eukaryota
Reino Plantae
Subreino Tracheobionta
Subdivisión Spermatophyta
División Magnoliophyta
Clase Magnoliopsida
Subclase Rosidae
Orden Rosales
Familia Rosaceae
Género Rubus
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2.3 Requerimientos de cultivo y nutricionales de Rubus sp.
El cultivo de zarzamora, es un cultivo autofértil, se aconseja plantar dos o más variedades
intercaladas para obtener frutos de mayor tamaño. El marco de plantación es de 0.5-1 m
entre plantas y de 2-3 m entre líneas.
Las zarzamoras se pueden propagar mediante semillas (solo para obtener nuevas
variedades) y por hijuelos (aunque es un método muy empleado no ofrece garantías
sanitarias). El estaquillado de raíz es el mejor método para obtener plantas de calidad,
empleando plantas madres sanas que se suelen obtener in vitro. A principios de invierno,
se extrae limpiamente la planta madre y se cortan las raíces que no tengan más de 4mm de
diámetro en fragmentos de 5-8 cm de largo, despreciando los 10 cm del extremo apical. Se
colocan horizontalmente en túnel de plástico hasta la brotación.
2.3.1 Labores y operaciones de cultivo
Para obtener mejores producciones es indispensable el entutorado de las ramas de la
zarzamora, siendo los dos métodos más empleados el seto vertical formado por tres
alambres alineados a distintas alturas sujetos a unos postes, y la formación en V en abanico
en la que los alambres se colocan formando dos planos inclinados en V apoyándose en
postes verticales con doble t a dos alturas distintas. Las variedades remontantes precisan
dos podas, una poda de verano tras la primera cosecha con la que se eliminan totalmente
las cañas que han fructificado, y una poda de invierno con la que se rebajan las ramas
dejando de 9 a 12 ramas por planta. Se deben eliminar también los retoños débiles de la
planta. Requiere riegos cortos pero frecuentes recomendándose el riego por
microaspersión.
2.3.2 Fertilización
En el abonado no excederse en el aporte de nitrógeno para no favorecer un excesivo
crecimiento vegetativo. El potasio es indispensables para obtener frutos de calidad. Dosis
orientativas son:
50-100 U/ha de N en dos aplicaciones, al inicio de la vegetación y otra después del cuajado
80-100 U/ha de P2O5 durante la parada invernal.
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130/180 U/ha de K2O, en forma de sulfato de potasio (K2SO4) durante la parada invernal
80 kg/ha de Mg SO4, al inicio de la vegetación.
2.4 Composición nutrimental
En todo el mundo los frutos que integran el grupo de los berries son valorados, reconocidos
y cotizados por su sabor dulce, aroma afrutado y actualmente por sus propiedades
nutracéuticas. La composición química de los frutos de zarzamora puede ser variable
dependiendo del cultivar, el lugar de establecimiento y el estado de madurez al ser
cosechado ya que estos frutos no son climatéricos con respecto a su producción y en
respuesta al etileno (Talcott, 2007; Tosun et al., 2008).
La zarzamora se componen de carbohidratos, vitaminas, minerales, fibra dietética, ácido
málico (siendo el ácido orgánico predominante), ácido ascórbico, ácido fólico, carotenoides;
este tipo de frutas son de las fuentes más importantes de antocianinas en la dieta. Tiene su
color característico debido a que las antocianinas son de los grupos principales de
pigmentos naturales y estos polifenoles concentrados le otorgan color y sabor a la misma.
(Talcott, 2007).Contiene del 75 a 90% de su peso total en agua, mientras que solo alrededor
de 1% es proteína careciendo de grasa, como se muestra en Cuadro 2 (Cerón, 2008).
2.5 Actividad nutracéutica y compuestos fitoquímicos.
Investigaciones actuales corroboran el hecho de que enfermedades de orden
cardiovascular como la arterioesclerosis, y crónicas degenerativas como el cáncer y la
diabetes se encuentran íntimamente ligadas a los hábitos alimenticios a los cuales se ha
acostumbrado el ser humano o bien, a los cuales está sometido por los ritmos de la vida
cotidiana actual, resultando en el incremento de la incidencia de las mismas (Ferreira et al.,
2011; Acosta-Montoya et al., 2010; Bowen-Forbes et al., 2010). Tales hábitos alimenticios
excluyen las porciones diarias recomendadas de frutas y vegetales, los cuales son
proveedores, en gran escala, de compuestos funcionales, como la fibra dietética, vitaminas,
y clorofila, los cuales promueven el buen funcionamiento del organismo, y nutracéuticos
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como los polifenoles, flavonoides, isoflavonas, y tocoferoles, que por su parte confieren un
efecto protector debido a sus capacidades antioxidantes, las cuales evitan que la célula
sufra posibles daños de tipo oxidativo causados por radicales libres, además de reducir los
niveles de grasa en sangre (Bowen-Forbes et al., 2010). Así los frutales conocidos como
berries, se distinguen por contener compuestos nutracéuticos (Cuadro 3), siendo
reportados como uno de los 50 productos mayormente consumidos y como uno de los
mayores suministros de compuestos antioxidantes en la dieta de norteamericanos y
europeos, aportando hasta 5.75 μmol/porción consumida (144 g, 1 taza). Como resultado
al conocimiento de tales hechos, en los últimos años, se ha despertado un gran interés en
los consumidores del mundo hacia la adquisición de frutos frescos de zarzamora (Talcott,
2007; Dai et al., 2009).
Cuadro 2. Composición química del fruto de zarzamora por cada 100g (Talcott, 2007).
Contenido Químico del Fruto de Zarzamora
Compuesto Unidad Cantidad Vitaminas Unidad Cantidad Minerales Unidad Cantidad
Sacarosa % 0.12-0.26 Ac. Ascórbico total Mg 21 Calcio(Ca) mg 29
Fructosa % 2.11-3.38 Tiamina Mg 0.02 Hierro(Fe) mg 0.62
Glucosa % 1.58-2.61 Rivoflavina Mg 0.03 Magnesio (Mg) mg 20
Solidos solubles °Brix 10.8-11.4 Niacina Mg 0.65 Fosforo (P) mg 22
Solidos totales % 8.20-13.6 Ácido pantotenico Mg 0.28 Potasio (K) mg 162
Ácido málico % 0.06-1.10 Vitamina B6 mg 0.03 Sodio (Na) mg 1
pH pH 2.55-4.28 Folato total µg 25 Zinc (Zn) mg 0.53
Acidez titulable % 0.16-4.22 Vitamina A IU 214 Cobre (Cu) mg 0.17
α- tocoferol Mg 1.17 Manganeso (Mn) mg 0.65
β- tocoferol Mg 0.04 Selenio (Se) mg 0.4
∆- tocoferol Mg 0.9
Vitamina K mg 19.8
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Cuadro 3. Actividad antioxidante y compuestos fitoquímicos en el fruto de zarzamora (Wada y Ou, 2002).
Compuestos fitoquímicos nutraceuticos en fruto de
zarzamora
ORACA 175 µmol de TE/g*
COMPUESTOS FENÓLICOS
DE LOS CUALES: 30.94 mg/g*
ÁCIDO GÁLICO 0.13 mg/g*
RUTINA 1.50 mg/g*
QUERCETINA 2.5 mg/g*
ISOQUERCETINA 0.38 mg/g*
ÁCIDO ELÁGICO 1.50 mg/g*
CATEQUINA 1.40 mg/g*
EPICATEQUINA 11.20 mg/g*
ÁCIDO HIDROXIBENZOICO(SALICÍLICO) 3 mg/g*
ÁCIDO HIDROXICINÁMICO 8.8 mg/g*
ANTOCIANINAS
DE LAS CUALES: 5.69 mg/g*
CIANIDINA 3- GLUCÓSIDO 80.43 %
CIANIDINA 3-ARABINÓSIDO 10.19%
CIANIDINA 3-(6´-MALONIL)
GLUCÓSIDO
6.06%
OTRAS 3.40%
a(Capacidad de absorción de radicales de oxígeno) expresado en Equivalentes Trolox (análogo de vitamina E).*
Expresado por gramos de materia seca.
2.6 Compuestos fenólicos
Los compuestos fenólicos comprenden una gran diversidad de compuestos entre los que
destacan los flavonoides, estos compuestos se encuentran principalmente en alimentos de
origen vegetal como en frutos menores, como la zarzamora. Los flavonoides tienen diversas
estructuras que van desde la más simple hasta moléculas complejas (fenoles simples, ácidos
fenólicos, flavonoides, estilbenos, cumarinas, isocumarinas, taninos etc.) (Zoric et al., 2014).
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Los pigmentos fenólicos son sustancias con uno o más anillos aromáticos y al menos un
sustituyente hidroxilo. Existen dos grupos: los ácidos fenólicos (benzoico y cinámico) y los
flavonoides (flavonoides, antocianinas y taninos). Los flavonoides tienen dos anillos
fenólicos unidos por un anillo heterocíclico. Los pigmentos fenólicos reaccionan fácilmente
con un ácido orgánico o un azúcar, como los flavonoides y las antocianinas o entre sí para
formar polímeros, como los taninos (Badui, 2006).
Los compuestos fenólicos constituyen una de las principales clases de metabolitos
secundarios de las plantas, donde desempeñan diversas funciones fisiológicas, entre otras
intervienen en el crecimiento y producción de las plantas y procesos defensivos frente a
patógenos, predadores, radiación ultravioleta. Los compuestos fenólicos presentan un
anillo de benceno hidroxilado como elemento común en sus estructuras moleculares, las
cuales pueden incluir grupos funcionales como ésteres, metíl ésteres, glicósidos, etc. Las
distintas familias de compuestos fenólicos se caracterizan principalmente por el número de
átomos de carbono en su esqueleto básico molecular (Dai y Muper, 2010).
Así, los compuestos fenólicos comprenden desde moléculas simples como los ácidos
benzoicos hasta polímeros complejos como las ligninas. Dentro de cada familia, el número
de compuestos fenólicos existentes será más o menos variado. Por ejemplo, se conocen
más de 8000 flavonoides diferentes, distribuidos en varias subfamilias. Los compuestos
fenólicos están presentes en todo el reino vegetal y sus cantidades y tipos varían en función
de la especie vegetal y variedad, parte de la planta considerada (frutos, semillas, hojas,
tallos), horas de exposición solar, grado de madurez, condiciones de cultivo, procesado y
almacenamiento, entre otros. En los alimentos, los compuestos fenólicos habitualmente se
presentan conjugados con azucares como la glucosa, galactosa, arabinosa, ramnosa, xilosa
o los ácidos glucorónico o galacturónico. También pueden unirse a ácidos carboxílicos,
ácidos orgánicos, aminas y lípidos (Dai y Mumper, 2010).
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2.7 Antocianinas
2.7.1 Generalidades
La palabra antocianina deriva del griego anthos (flor) y kyanos (azul oscuro). Estos son
compuestos vegetales no nitrogenados pertenecientes a la familia de flavonoides de amplia
distribución en la naturaleza. Estos compuestos fenólicos son solubles en agua (Niculesco,
et al., 2013)
Al igual que otras sustancias polifenólicas, estos pigmentos encuentran en la naturaleza en
forma de glicósidos, siendo conocidas sus agliconas como antocianidinas. Se trata de
flavonoides, sustancias derivadas del núcleo flavano (Coultate, 1984).
Las antocianinas son las responsables de los colores rojos, azulados o violetas de la mayoría
de los frutos o flores, es el pigmento más importante, después de la clorofila, que es visible
al ojo humano (Niculesco, et al., 2013).Estos pigmentos son poco estables. El contenido en
pigmentos de las frutas resulta completamente modificado durante su maduración.
Las antocinaninas se localizan principalmente en la piel de las frutas como manzanas, uvas,
zarzamoras, ciruelas, de flores como Jamaica, rosas y verduras como col y cebolla morada.
La función que cumplen es la de atraer seres vivos, principalmente insectos y pájaros) para
propósitos de polinización y dispersión de semillas (Kopjar et al., 2009). La diferencia de
color entre frutas, flores y verduras depende de la naturaleza y concentración de
antocianinas.
2.7.2 Estructura química de las antocianinas
Las antocianinas son un grupo de los flavonoides, que contienen en su estructura base al 2-
fenilbenzopirilo, estas existen como glicósidos, es decir, contiene unidos covalentemente
carbohidratos como se observa en la figura 3. Cuando el azúcar es hidrolizado de la
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antocianina, el producto es una aglicona denominada antocianidina, de las cuales existen
diversas en la naturaleza. Las antocianidinas, son compuestos por dos anillos aromáticos A
y B unidos por una cadena de 3 C (Garzón, 2008).
Variaciones estructurales del anillo B resultan en seis antocianidinas conocidas (Cuadro 4).
Pelargonidina, cianidina, delfinidina, peonidina, petunidina y malvidina. Cada una de ellas
genera una intensidad de rojo diferente.
Figura 3. Estructura básica de la antocianina (Niculesco, et al., 2013).
Cuadro 4. Estructura y sustituyentes de las antocianinas (Garzón, 2008).
Aglicona Sustitución Λ MÁX. (NM)
R1 R2 Espectro visible
21
Pelargonidina H H 494(naranja
Cianidina OH H 506(naranja-rojo)
Delfinidina OH OH 508(azul-rojo)
peonidina OCH3 H 506(naranja-rojo)
Petunidina OCH3 OH 508(azul-rojo)
Malvidina OCH3 OCH3 510(azul-rojo)
El color de las antocianinas también depende del número y orientación de los grupos
hidroxilo y metoxilo de la molécula. Incrementos en la hidroxilación producen
desplazamientos hacia tonalidades azules mientras que incrementos en las metoxilaciones
producen coloraciones rojas (Garzón, 2008).
También hay un incremento del grado de metoxilación favorece la estabilidad, sin embargo
el aumento de la hidroxilación disminuye la estabilidad de las antocianinas (Martin-Bueno,
et al., 2012).
En la naturaleza, las antocianinas siempre presentan sustituciones glicosídicas en las
posiciones 3 y/o 5 con mono, di o trisacáridos que incrementan su solubilidad. Dentro de
los sacáridos glicosilantes se encuentran la glucosa, galactosa, xilosa, ramnosa, arabinosa,
rutinosa, soforosa, sambubiosa y gentobiosa (Garzón, 2008).
En estudios realizados varios autores han informado que las antocianinas diglucosidadas
son más estables a la decoloración por efecto de la luz y el calor que las monoglucosidadas
(Martin-Bueno, et al., 2012).
Otra posible variación en la estructura es la acilación de los residuos de azúcares de la
molécula con ácidos orgánicos. Los ácidos orgánicos pueden ser alifáticos, tales como:
malónico, acético, málico, succínico u oxálico; o aromáticos: p-coumárico, caféico, ferúlico,
sinápico, gálico, o p-hidroxibenzóico. Además se demostró que el tipo de sustitución
22
glicosídica y de acilación producen efectos en el tono de las antocianinas; es así como
sustituciones glicosídicas en la posición 5 al igual que acilaciones aromáticas, producen un
desplazamiento hacia las tonalidades púrpura (Garzón, 2008).
2.7.3 Biosintesis de las antocianinas
Las antocianinas se sintetizan a partir de la condensación de dos moléculas precursoras
(figura ): malonil CoA y p-cumaril-CoA, las que formaran anillos A y B respectivamente.
Se ha establecido experimentalmente que el anillo A de las antocianinas se sintetiza por la
ruta del ácido malónico con la condensación de tres moléculas de malonil-CoA, mientras
que el anillo B se sintetiza por la ruta del ácido shikímico. El acido shikímico da paso a la
fenilalanina que por acción de la fenilalanina amonio liasa (PAL), y despues de una perdida
de NH3 se combierte en ácido p-coumárico. El p-coumaril-CoA luego participa en una
reacción de condensación con las tres moléculas de malonil-CoA para formar una chalcona
de 15 C, reacción propiciada por una chalcona sintetasa, este compuesto intermedio de 15
carbonos es transformado en una flavanona en una reacción catalizada por una chalcona
isomerasa. Finalmente, la flavanona es transformada en la correspondiente antocianina por
una reacción de hidroxilación en el carbono 3 seguida por una deshidratación (figura). La
molécula de antocianidina se estabiliza por glicosilación del heterociclo, reacción en la que
interviene una glicosiltransferasa y posteriormente posibles reacciones de metilación de los
hidroxilos seguidas de acilaciones. (Garzón, 2008).
23
Figura 4. Ruta general de biosíntesis de las antocianinas (Delgado-Vargas, 2000).
24
2.7.4 Estabilidad de antocianinas
A pesar de que las antocianinas abundan en la naturaleza y de sus ventajas ya que estos
pigmentos se presentan como posibles sustitutos de los colorantes artificiales, su
incorporación al uso en industria alimenticia o productos farmacéuticos y cosméticos son
limitadas debido a su baja estabilidad durante el procesamiento, almacenamiento y las
difíciles técnicas de purificación de antocianinas (Badui, 2006).
Las antocianinas son sustancias relativamente inestables, teniendo una estabilidad
únicamente en medio ácido. Se degradan, cambiando de color, por el pH, calor, oxígeno,
sulfitos, ácido ascórbico, degradación enzimática y no enzimática.
El núcleo flavinio de los pigmentos de antocianinas es deficiente en electrones, por lo que
es muy reactivo. Las reacciones que ocurren hacen que los pigmentos se decoloren y
pierden su color atractivo importante para la industria alimentaria.
Las antocianinas son compuestos muy inestables ante diversos factores como: pH,
temperatura, enzimas, presencia de oxígeno y ácido ascórbico, concentración y actividad
de agua de la matriz, determinan la estabilidad del pigmento.
Efectos del pH
Este es uno de los factores más importantes. Las antocianinas presentan un cambio de color
ante las variaciones de pH (Fenema, 2000). Al madurar las frutas, el pH cambia con ello el
color. Estos cambios se deben a las modificaciones en su estructura (Badui, 2006).
Las antocianinas son más estables en un medio ácido que en un medio neutro o alcalino. En
condiciones acidas se conserva un color intenso en la antocianina y la acidez tiene un efecto
protector sobre la molécula. En soluciones acuosas a valores de pH inferiores a dos,
básicamente 100% del pigmento se encuentra en su forma más estable (catión flavilio) de
color rojo intenso (Garzón, 2008).
25
Las coloraciones variadas de las antocianinas se deben a la conversión del catión flavilo
formas secundarias de las antocianinas en medios acuosos. Por la deficiencia que estos
compuestos presentan en el núcleo del flavilo se puede decir que funcionan como
indicadores de pH (Garzón, 2008).
Conociendo esto, las antocianinas tienen su máxima expresión de color pH ácidos (pH 1), y
su forma incolora se produce a pH neutros o alcalinos, debido a esta característica se utilizan
a las antocianinas a pH ácido o ligeramente neutro en la industria alimenticia (Garzón,
2008).
Efectos de la Temperatura
El efecto de la temperatura sobre las antocianinas es muy importante ya que en presencia
de calor en el procesamiento y almacenamiento degrada a las antocianinas.
Los tratamientos térmicos influyen en la destrucción de las antocianinas. Existe una relación
logarítmica entre la retención de color y la temperatura de los procesos de estabilización o
almacenamiento (Badui, 2006). Por lo tanto, para mejorar la retención de pigmentos hay
que aplicar tratamientos térmicos a alta temperatura y corto tiempo, como también un
almacenamiento a bajas temperaturas (Kopjar et al., 2009); (Zoric et al., 2014).
Efecto de enzimas
Existe un número de enzimas, endógenas en la mayoría de los tejidos vegetales, las cuales
se relacionan con la decoloración de las antocianinas. Generalmente han sido identificadas
como glucosidasas o fenolasas las cuales catalizan la oxidación de compuestos fenólicos
(Kopjar et al., 2009).
Las glicosidasas y polifenoloxidasas, también llamadas antocianasas están involucradas en
la decoloración de las antocianinas. Los frutos y vegetales también cuentan con dichas
enzimas (Kopjar et al., 2009). Se ha demostrado que las peroxidasas actúan sobre los
26
antocianos decolorándolos rápidamente, en presencia del catecol. Se cree que este actúa
como compuesto intermediario, siendo oxidado, primero por la acción de la enzima O-
quinona, la cual oxida al antociano.
Efecto del Oxígeno
El oxígeno tiene efecto negativo en la estabilidad de las antocianinas. Esto es debido a que
la presencia del oxígeno molecular hace muy susceptible a la molécula de la antocianina
Existen diversos métodos para la eliminación de oxígeno, la remoción del oxígeno permita
que haya una prevalencia del color. Es por esto que el procesado de alimentos con
antocianinas se lleva a cabo bajo condiciones de vacío (Garzón, 2008); (Badui, 2006).
2.8 Fertilizantes usados en la agricultura orgánica.
El término “biofertilizantes” o “inoculantes microbianos” puede ser definido de manera
general como preparaciones que contienen células vivas o latentes de cepas eficientes para
fijar nitrógeno, solubilizar fosfato o microorganismos celulíticos, usadas para aplicarse en
semillas, suelo o áreas de composteo con el objetivo de aumentar el número de
microorganismos y acelerar los procesos microbianos para incrementar la disponibilidad de
nutrientes en una forma tal que puedan ser fácilmente asimilados por las plantas (Figueroa
y Gutiérrez, 2009). El término puede usarse para incluir a todos los materiales orgánicos
(abonos) que las plantas pueden utilizar para crecer y que se encuentren disponibles para
su absorción a través de los microorganismos o de las asociaciones o interacciones planta –
microorganismos (Figueroa y Gutiérrez, 2009).
Los biofertilizantes son tecnologías limpias apropiadas dentro de los esquemas de
certificación nacional e internacional, porque ofrecen soluciones a problemas de
deficiencia de nutrientes en el suelo, permiten la sustitución total o parcial de fertilizantes
de síntesis con restricciones para su uso en tecnologías limpias, contribuyen con la
27
disminución de los costos de producción y son compatibles con la protección al ambiente
(Gómez y Vélez, 2008).
2.8.1 Vermicomposta
La vermicultura es el cultivo de las lombrices, en donde la meta es incrementar
continuamente el número de lombrices para obtener una cosecha sustentable. El
vermicomposteo es el proceso por el cual las lombrices son usadas para convertir
materiales orgánicos (generalmente desechos) en un material parecido a humus conocido
como vermicomposta (Náfate, 2006). Una meta del proceso es que el material sea
producido tan rápida y eficientemente como sea posible. Estos procesos son similares pero
diferentes. Si lo que se desea es producir vermicomposta, es necesario tener una densidad
poblacional máxima de las lombrices en todo el tiempo del proceso. Si la meta es producir
lombrices, debe mantener la densidad poblacional de las lombrices en niveles bajos de tal
manera que la tasa reproductiva sea optimizada (Mandujano, 2006).
La vermicomposta se considera uno de los abonos orgánicos de fácil adquisición, manejo y
producción rápida. Tiene buenas características físicas, químicas, microbiológicas y
nutrimentales, y su uso mejora la estructura del suelo, la aireación, retención de agua,
drenaje, y aumenta el intercambio iónico y disponibilidad de fósforo. Por ello, se ha utilizado
como fertilizante orgánico con efectos favorables sobre el desarrollo de los cultivos
hortícolas y las plantas ornamentales en invernaderos (Náfate, 2006).
La vermicomposta es el producto de una serie de transformaciones bioquímicas y
microbiológicas que sufre la materia orgánica al pasar a través del tracto digestivo de las
lombrices; al utilizar este biofertilizante puede reducirse el uso de fertilizantes químicos
(Velasco et al., 2001).
La descomposición de la materia orgánica bajo condiciones ambientales variables es una
característica fundamental de los ecosistemas terrestres. En el caso del vermicomposteo,
las interacciones complejas entre residuos orgánicos, microorganismos, lombrices y otros
animales de la fauna del suelo provocan la bioxidación y estabilización de dichos residuos.
28
Una gran variedad de microorganismos y organismos invertebrados del suelo proliferan e
interactúan contribuyendo al “ciclo de la materia” dentro del vermicomposteo. El sistema
de vermicomposteo soporta complejas cadenas alimenticias, y al mismo tiempo, modifica
diferentes formas químicas de diversos elementos nutritivos contenidos en los compuestos
orgánicos, los cuales son importantes para la dinámica de los elementos nutritivos
(Mandujano, 2006).
La vermicomposta o lombricompuesto, es un material de color oscuro, limpio, suave al
tacto, con un agradable olor a mantillo de bosque y debido a su bioestabilidad no sufre de
procesos de fermentación y putrefacción, contiene además, una elevada carga enzimática
y bacteriana que aumenta la solubilización de los nutrientes haciendo que puedan ser
fácilmente absorbidos por las raíces y asimilables por las plantas evitando la lixiviación con
el agua de riego, manteniéndolos disponibles por más tiempo en el suelo e influye en forma
efectiva en la germinación de las semillas y en el desarrollo de las plantas, árboles y arbustos
en comparación con otros ejemplares de la misma edad (Náfate, 2006). Incrementa la
superficie activa de las partículas minerales favoreciendo la capacidad del intercambio
catiónico (CIC) de los suelos. Favorece e incrementa la actividad biótica del suelo. También
se ha demostrado que provoca aumento en la biomasa, en la actividad microbiana y
modifica la estructura de la comunidad bacteriana, estimulando el aumento de grupos
bacterianos de acción favorable, que disminuyen el impacto de fitopatógenos. Estos efectos
en la comunidad varían según la materia prima utilizada para elaborar la composta, el
periodo de curado (tiempo transcurrido luego de ser cosechada la composta) y la dosis de
aplicación (Robledo et al., 2010).
Su acción antibiótica aumenta la resistencia de las plantas en contra de plagas,
enfermedades y organismos patógenos. Se puede utilizar sin inconvenientes en estado
natural y se encuentra libre de nemátodos. Los ácidos húmicos y fúlvicos que contiene
regeneran las características químicas del suelo y, al igual que cierto tipo de hormonas de
crecimiento, favorecen el desarrollo de las especies vegetales; posee un pH neutro. Mejora
las características estructurales del terreno, desliga suelos arcillosos y agrega suelos
arenosos. Durante el trasplante previene enfermedades y evita el choque por heridas o
29
cambios bruscos de temperatura y humedad. Amortigua el efecto de los compuestos
químicos aplicados al suelo. Aumenta la retención hídrica de los suelos (4-27%)
disminuyendo el consumo de agua por los cultivos (Mandujano, 2006).
Neutraliza eventuales presencias contaminadoras (herbicidas, ésteres fosfóricos), evita,
facilita y aumenta la eficacia del trabajo mecánico del terreno, favorece e incrementa la
actividad biótica del suelo y aumenta la retennción hídrica de los suelos dismminuyendo el
consumo de agua por los cultivos (Náfate, 2006).
La vermicomposta presenta una gran área superficial, la cual le permite adsorber y retener
fuertemente los elementos nutritivos, los cuales se encuentran en formas que son
fácilmente asimilables para las plantas tales como los nitratos, el fósforo intercambiable,
potasio, calcio y magnesio solubles. En consecuencia, las vermicomposta pueden tener un
gran potencial en las industrias hortícolas y agrícolas como sustrato para el crecimiento de
la planta (Mandujano, 2006).
2.8.2 Hongo Micorrízico arbuscular
La micorriza es una simbiosis mutualista que se establece entre ciertos hongos del suelo y
las raíces de muchas plantas. Los organismos asociados pertenecen al reino fungí
(basidiomicetos, ascomicetos, zigomicetos) y a la mayor parte de las plantas vasculares
(José, 2010). Por lo que estas asociaciones micorrícicas involucran interacciones entre los
hongos, la planta y los factores del suelo.
La asociación micorrícica probablemente surgió como un mecanismo de supervivencia para
ambos socios en ambientes terrestres de baja fertilidad, sequia, enfermedades y
temperaturas extremas donde no hubieran podido establecerse solos (José, 2010).
La importancia agronómica de la micorriza vesículo-arbuscular radica en el papel que juega
en el crecimiento de las plantas de interés agrícola, frutícola, forestal y en los ecosistemas
naturales (Pérez, 1998).
30
Hasta hace pocos años, el uso de hongos formadores de micorrizas arbusculares (HMA) se
encontraba restringido a aquellos cultivos que necesitan de una fase inicial de
establecimiento y crecimiento antes de quedar definitivamente establecidos en el campo,
tales como los semilleros de hortalizas, los viveros en frutales y la fase de adaptación en
vitroplantas. En esos casos, los volúmenes de inóculos eran aceptables; sin embargo, no se
recomendaban para los cultivos de siembra directa aun cuando los efectos eran positivos.
Se puede considerar que una de las principales causas que limitan la obtención de
micorrizas por los productores, puede estar dada por su forma de reproducción, ya que el
fertilizante biológico se obtiene a partir de la inoculación previa de una determinada cepa
de HMA a plantas hospederas (ya sea en el momento de la siembra o por recubrimiento de
sus semillas), que incluyen por lo general las especies de Sorghum vulgare y Brachiaria
decumbens, entre otras, y su posterior desarrollo en el sistema radical. El inoculante está
listo cuando se cumple el ciclo reproductivo de dichas plantas y es extraído conjuntamente
con el sustrato, el cual incluye todos los propágulos infectivos del hongo micorrizógeno
(esporas, raicillas infectadas y fragmentos de hifas). No obstante, este puede ser extraído
en cualquier otro momento, en dependencia de la cantidad de propágulos existentes en el
sustrato (Noda, 2009).
Clasificación de los principales tipos de micorrizas
Aproximadamente unas 5 000 especies de hongos (principalmente Basidiomycetes) están
asociados a los árboles forestales en las regiones boreales y templadas, estableciendo un
tipo de micorrizas. Las raíces de los árboles de las selvas tropicales, de los árboles frutales y
de casi la totalidad de las demás plantas verdes, están asociadas a hongos inferiores, la
mayoría microscópicos. Estos hongos, aunque presentes en casi todo el planeta, asociados
con casi todas las plantas verdes, establecen otro tipo de micorrizas y pertenecen a seis
géneros y alrededor de un centenar de especies (Noda, 2009).
Las micorrizas se han agrupado tradicionalmente, sobre la base de la anatomía de las raíces
que colonizan; en:
31
a) Ectomicorrizas: Se caracterizan por la penetración intracelular del micelio fúngico
en la corteza radicelar, que forma la “red de Harting” y el “manto” que se
desenvuelve alrededor de los segmentos de raíces colonizados, provocando
cambios anatómicos evidentes que producen el crecimiento dicotómico de estas
raíces (Pérez, 1998).
b) Ectendomicorrizas: Son generalmente ectomicorrizas con penetración intracelular.
Existen diferencias anatómicas en función de la planta hospedera, de manera que
se diferencian los subgrupos de las pinaceae y de las Ericales (géneros Arbutus y
monótropas, micorrizas arbutoides) (Pérez, 1998).
c) Endomicorrizas: Se caracterizan por la inter e intracelular pero sin formación del
manto ni modificaciones morfológicas evidentes en las raíces. Cumplan con estas
condiciones los tipos de micorrizas ericoides, orquidoides y las vesículoarbusculares,
siendo las micorrizas vesículoarbusculares las de más amplia distribución, tanto
geográfica como florística (Pérez, 1998).
Los dos tipos más comunes y más conocidos son las ectomicorrizas y las endomicorrizas.
Cada tipo se distingue sobre la base de la relación de las hifas del hongo con las células
radicales del hospedero. Plantean que en las ectomicorrizas el micelio invade la raíz sin
entrar en el interior de las células; en el caso de las endomicorrizas el micelio invade la raíz,
inicialmente es intercelular, pero luego penetra en el interior de las células radicales, desde
la rizodermis hasta las células corticales. Se señala que este tipo de micorrizas es muy
frecuente y están extendidas en todo el Planeta. Se distribuyen además, en la mayoría de
los árboles de las zonas tropicales y algunos árboles de bosques templados (Noda, 2009).
Estos hongos inferiores que forman endomicorrizas vesículo arbusculares pertenecen a un
solo grupo, las Glomales (Zygomycetes), con seis géneros y muchas especies distribuidas en
todos los continentes; son estrictamente simbióticos y no pueden ser cultivados en cultivo
puro, o sea en ausencia de su hospedero, contrariamente a los hongos ectomicorrícicos
(Noda, 2009).
32
Los arbúsculos de las endomicorrizas son estructuras altamente ramificadas, típicamente
intracelulares, que se localizan en las células cercanas al cilindro vascular, y su función es la
transferencia de nutrimentos desde el suelo hasta el huésped; las vesículas son
protuberancias que quedan revestidas por la membrana plásmatica. Las hifas, por otra
parte, se extienden varios centímetros por fuera de la raíz, incrementando la cantidad de
nutrientes absorbidos. En este sentido, las hifas no están septadas, es decir, ausentes de
tabiques que separan las células y las asociaciones hongo/ hospedante no son muy
específicas. Muchas gramíneas las presentan: Andropogon, Bromus,Festuca, Panicum, Poa,
Saccharum, Sorghum, Sporobolus, Stipa y Zea mays. El intercambio entre el hongo y el
hospedante tiene lugar en los arbúsculos, que se llenan de gránulos de fosfatos (Noda,
2009).
La utilización de las micorrizas como biofertilizante no implica que se puede dejar de
fertilizar, sino que la fertilización se hace más eficiente y que puede disminuirse la dosis a
aplicar hasta en un 100% (Pérez, 1998).
Entre los factores que han estimulado el interés en la micorriza es que incrementa el grado
de crecimiento de las plantas debido a una mayor absorción de fosforo y otros nutrimentos,
así como el agua, incrementa la salinidad y longevidad de las raíces, incrementa la tolerancia
a la sequía, a altas temperaturas del suelo, a la toxicidad por metales pesados a pH extremos
y al estrés al trasplante; también juega un papel importante en la nutrición mineral,
principalmente mejorando la absorción del fosforo en suelos de baja fertilidad y otros
nutrimentos poco móviles. Además se ha mostrado que tienen un efecto en la formación
de agregados semiestables en suelos sueltos, induce a la tolerancia a patógenos y favorece
la adaptación de las plantas a condiciones limitantes así como al estrés ambiental (Pérez,
1998).
33
2.8.3 Roca fosfórica
Después de nitrógeno, el fósforo (P) es el fertilizante mineral más influyente para el
crecimiento vegetal, y es el segundo mayor producto químico agrícola del mundo (Fateh et
al., 2011).
Roca fosfórica es un nombre colectivo utilizado para denominar todos los minerales que
contienen fosfatos. Las rocas fosfóricas constituyen un recurso natural finito, no renovable
y los depósitos geológicos de diferente origen se encuentran en todo el mundo. En la
actualidad son explotados pocos yacimientos de roca fosfórica y cerca del 90% de la
producción mundial es utilizada por la industria para la fabricación de fertilizantes
fosfatados, mientras que el resto se emplea para la producción de alimentos para animales,
detergentes y otros productos químicos.
Además es uno de los principales elementos nutritivos para las plantas y animales que
restringe en mayor grado la producción agropecuaria. Este problema puede corregirse
mediante la aplicación de abonos químicos fosfatados de alta solubilidad como el súper
fosfato simple (SFS) o el súper fosfato triple (SFT) o con la aplicación de fuentes menos
solubles, pero al mismo tiempo, más económicas, como es el caso de las rocas fosfóricas.
Solucionando la deficiencia de P en el suelo, la producción de biomasa incrementará y por
ende la productividad (Arévalo et al., 2003).
Las rocas fosfóricas son la materia prima básica para la producción de los fertilizantes
fosfatados. El compuesto fosfatado en las rocas fosfóricas es algún tipo de apatita. Según el
origen del depósito de la roca fosfórica y su historia geológica, las apatitas pueden presentar
propiedades físicas, químicas y cristalográficas diferentes. Con las rocas fosfóricas se hallan
asociados grupos definidos de minerales accesorios de diversos orígenes y edades
geológicas. Por lo tanto, es imperativo establecer procedimientos simples para la
caracterización normalizada de las rocas fosfóricas, definir las normas de calidad para fines
de la aplicación directa y luego clasificarlas. Las fuentes de roca fosfórica de calidad
conocida pueden ser utilizadas como materiales de referencia para los fines de comparación
(Marschner, 1993).
34
Las características mineralógicas, químicas y texturales de los minerales de fosfatos y sus
concentrados determinan: i) su conveniencia para los diversos tipos de procesos de
«beneficio» o enriquecimiento para mejorar la calidad de los minerales y eliminar las
impurezas, ii) su adecuación a los varios tipos de procesamiento químico y, iii) su capacidad
para ser utilizada como roca fosfórica para la aplicación directa. Los factores más
importantes en su evaluación para la aplicación directa son: el grado o ley, la conveniencia
para el beneficio y la reactividad de la apatita. Una matriz completa de caracterización
basada en la integración de todos los datos obtenidos por varios métodos analíticos
determina el potencial de beneficio y los mejores usos posibles de la roca fosfórica en la
producción de los fertilizantes fosfatados solubles o como fertilizante de aplicación directa.
El fósforo en el sistema suelo-planta
El fósforo es un elemento ampliamente distribuido en la naturaleza y ocurre conjuntamente
con el nitrógeno y el potasio como constituyente primario de los seres vivos, vegetales y
animales. El fósforo posee una serie de funciones en el metabolismo vegetal y es uno de los
nutrientes esenciales requeridos para el crecimiento y el desarrollo de las plantas.
Desempeña funciones estructurales en las macromoléculas como los ácidos nucleicos y de
transferencia de la energía en los procesos metabólicos de biosíntesis y degradación. A
diferencia de los nitratos y sulfatos, los fosfatos no son reducidos en la planta y permanecen
en su forma más altamente oxidada (Marschner, 1993).
El fósforo es absorbido principalmente durante el crecimiento vegetativo y luego la mayoría
del fósforo absorbido es movilizado a los frutos y semillas durante las etapas reproductivas.
Las plantas con deficiencias de fósforo tienen un crecimiento retardado (reducción del
crecimiento celular y de la expansión foliar así como de la fotosíntesis y de la respiración) y
a menudo presentan un color verde oscuro (más alta concentración de clorofila) y rojizo
(aumento de la formación de antocianinas). Se ha indicado que el nivel de abastecimiento
de fósforo durante los estados reproductivos regula el fraccionamiento entre las hojas y los
órganos reproductivos, siendo este efecto esencial para las leguminosas fijadoras de
nitrógeno (Marschner, 1993). Los animales y los seres humanos en buena salud requieren
35
también cantidades adecuadas de fósforo en sus alimentos para que sus procesos
metabólicos sean normales (FAO, 1984, 1995a).
Este elemento nutritivo es absorbido por las plantas a partir de la solución suelo como
aniones ortofosfato monovalente (H2PO4) y divalente (HPO4), cada uno representando un
50 por ciento del fósforo total en la solución a un pH cercano a la neutralidad (pH 6-7). A un
pH entre 4 y 6, el anión ortofosfato monovalente (H2PO4) representa casi el 100 por ciento
del fósforo total en la solución. A un pH 8, el anión monovalente (H2PO4) constituye el 20
por ciento y el divalente (HPO4) el 80 por ciento del fósforo total en la solución (Black, 1968).
La físico-química del fósforo en los suelos minerales es bastante compleja debido a la
ocurrencia de una serie de reacciones simultáneas e instantáneas tales como solubilización,
precipitación, adsorción (retención)/desorción y oxido-reducción.
Los compuestos solubles del fósforo presentan reactividad muy alta, solubilidad baja y
movilidad reducida. La mineralización e inmovilización son procesos importantes del ciclo
del fósforo en los suelos con alto contenido de materia orgánica (Black, 1968; FAO, 1984).
Cuando se aplica al suelo un fertilizante fosfatado soluble en agua, este reacciona
rápidamente con los compuestos del suelo. Los productos resultantes son compuestos de
fósforo menos solubles y el fósforo que es adsorbido sobre las partículas coloidales del
suelo (FAO, 1984). Una pequeña concentración de fósforo en la solución del suelo es por lo
general adecuada para el desarrollo normal de las plantas.
3. JUSTIFICACIÓN
36
La zarzamora es un fruto muy atractivo por su sabor dulce y aroma, además por sus
propiedades nutracéuticas por el contenido de vitaminas (A, B, C) y porque son
consideradas como la fuente más importante de antocianinas; compuestos fenólicos que al
ingerirlos tienen como beneficio la prevención de enfermedades carcinogénicas,
inflamatorias, cardiovasculares, alérgicos y virales. El objetivo de esta investigación fue
evaluar si la fertilización orgánica promueve una mayor producción de antocianinas en los
frutos de zarzamora.
Debido al interés en el cultivo de zarzamora por la identificación de metabolitos secundarios
de alto valor agregado, es necesario dar a conocer a los agricultores que existen varias
alternativas de cultivo distintas a lo tradicional, ya que con el empleo de fertilizantes
químicos se erosiona el suelo. Por lo que es necesario sustituir y promover el uso de
biofertilizantes, algunos de estos pueden ser producidos por los mismos agricultores o
adquirirlos a bajos costos.
Las principales justificantes científicas es que no se tienen reportes del uso de
vermicomposta, roca fosfórica y hongo micorrízico arbuscular como biofertilizantes y el
efecto que tienen sobre el crecimiento de la planta de zarzamora y la producción de
antocianinas.
4. OBJETIVOS
37
4.1 Objetivo general
Evaluar el efecto de vermicomposta, hongo micorrízico arbuscular y roca fosfórica sobre el
crecimiento de la planta, características fisicoquímicas y contenido de antocianinas en los
frutos de zarzamora (Rubus sp.)
4.2 Objetivos específicos
Analizar el efecto del hongo micorrízico, la roca fosfórica y la vermicomposta; sobre la altura
y diámetro del tallo de la planta de zarzamora (Rubus sp.).
Determinar el pH, la acidez titulable y los sólidos solubles del fruto de zarzamora (Rubus sp.)
cuyas plantas fueron biofertilizadas con roca fosfórica, vermicomposta y hongo micorrízico.
Cuantificar la concentración de antocianinas totales en el extracto metanólico de los frutos
de zarzamora (Rubus sp.) cuyas plantas fueron biofertilizadas con roca fosfórica,
vermicomposta y hongo micorrízico.
38
5. Materiales y métodos
5.1 Ubicación del sitio experimental
La presente investigación se llevó a cabo en las instalaciones de la empresa Luanda, planta
de vermicomposta en sus áreas de cultivo, la empresa está ubicada en Km 10.5 carretera
Ocozocoautla – Villaflores, Chiapas con coordenadas 16°40’44 de latitud norte y 93°24’47
de longitud oeste (figura 5), con un clima cálido subhúmedo con abundantes lluvias en
verano y la temperatura media anual es de 22. 2 °C
Figura 5. Ubicación del sitio experimental (Google, 2015)
39
Las cantidades de fertilizantes orgánicos se pesaron en balanza analítica en el laboratorio
de Biología Molecular del Instituto tecnológico de Tuxtla Gutiérrez, Chiapas
Se pesaron 80 bolsas con 1 g de roca fosfórica, 80 bolsas con 10 g de vermicomposta, y 80
bolsas con 1 g de hongo micorrízico arbuscular.
Para cada unidad experimental se cabo un agujero de 50 cm de profundidad y se fueron
colocando los tratamientos según el bloque que correspondía; se trasplanto la plántula y se
cubrió con tierra.
Los tratamientos fueron los siguientes:
Tratamiento 1: Hongo micorrízico arbuscular (HMA)
Tratamiento 2: Roca Fosfórica (RF)
Tratamiento 3: Vermicomposta (V)
Tratamiento 4: HMA + RF + V
Tratamiento 5: HMA + RF
Tratamiento 6: HMA +V
Tratamiento 7: V + RF
Tratamiento 8: Testigo
El orden de los bloques fue completamente aleatorizados con 4 repeticiones (figura 6).
40
Figura 6.Distribucion de plantas en bloques completamente aleatorizados con cuatro
repeticiones.
Un mes después se realizó la primera lectura de crecimiento del tallo, así como su diámetro,
estas lecturas se realizaron durante 5 meses.
41
5.2 Material vegetal
Se obtuvieron 160 plantas de zarzamora de una cultivo de zarzamora ubicado en la
autopista a Coatzacoalcos Km. 184, perteneciente al municipio de Berriozábal, Chiapas
entre los paralelos 16°43’ y 17°20’ de latitud norte y los meridianos 93°12’ y 93°26’ de
longitud oeste, con un clima cálido subhúmedo con lluvias en verano.
5.3 Características de los fertilizantes orgánicos
5.3.1 Vermicomposta
La vermicomposta fue obtenida en la empresa Luanda, planta de vermicomposta, ubicada
en Km 10.5 carretera Ocozocoautla – Villaflores, Chiapas. Las características del compost de
lombriz son un pH de 8.25, una conductividad eléctrica 1.44dS m-1, la capacidad de
intercambio catiónico (CIC) de 98.6kg-1cmol, fósforo total 341.4mg kg-1, fósforo extraíble
472 mgkg-1, la materia orgánica 20.17% y el nitrógeno total 132mg kg-1. La densidad
aparente fue 0,69g mL-1, la concentración de ácido húmico 4.34% y la concentración de
ácido fúlvico3.99% del contenido total de C de la vermicomposta. El humus de proporción
de ácidos fúlvicos fue de 1.08 (León et al., 2011).
5.3.2 Hongo micorrízico arbuscular
Glomus mosseae fue obtenido de la colección microbiana del Cinvestav-Irapuato (México)
(León et al., 2011).
5.3.3 Roca fosfórica
La roca fosfórica fue obtenida de una compañía con el nombre de Calizas Industrializadas
de Hidalgo S. A. de C.V., México. Con una densidad de 1700g/cc, soluble en agua, utilizado
por su alto contenido en fósforo.
42
5.4 Diseño experimental
El diseño experimental fue de bloques completamente aleatorizados con cuatro
repeticiones, con tres factores: roca fosfórica, vermicomposta y hongo micorrízico
arbuscular y sus combinaciones; los factores tuvieron un nivel, los 8 tratamientos se
distribuyeron de manera aleatorizada para disminuir los factores ruido con veinte
repeticiones. Con dos niveles (testigo y variables independientes) dando como resultado
160 unidades experimentales para usadas para la investigación.
5.5 Variables de respuesta
5.5.1 Altura de la planta y diámetro del tallo
La altura de la planta se midió utilizando un flexómetro y el diámetro del tallo con un vernier
digital. Las mediciones se realizaron cada 30 días durante cinco meses.
5.5.2 Características fisicoquímicas de los frutos de la planta de zarzamora (Rubus sp.)
Las zarzamoras se seleccionaron evitando que tuvieran magulladuras o porciones en
descomposición. Estas se almacenaron en congelación a -18°C durante una semana.
5.5.2.1 Contenido de sólidos solubles (azúcares).
El análisis del contenido de sólidos solubles se realizó según el método descrito por la
A.O.A.C. Una vez descongeladas las muestras de zarzamora, se pesaron 10g de muestra y
se maceraron con un mortero. Posteriormente se toma una gota del macerado y se colocó
en el refractómetro, se anotó el contenido y el resultado fue expresado en % de °Brix. Todas
las determinaciones se hicieron por triplicado.
5.5.2.2 Determinación de pH
Se pesaron 10g de muestra de zarzamora descongelada, se prosiguió a macerar con
mortero, una vez macerada la muestra ésta se diluyó con 100 mL. de agua destilada hervida
43
y fría en un vaso de precipitado y se dejó reposar durante 10 min. Posteriormente la
muestra se filtró con una gasa simple para quitar las partículas grandes como las drupas y
la semilla del fruto, posterior a esto se filtró al vacío con papel filtro para eliminar partículas
más pequeñas. Finalmente, la muestra se ajustó a un volumen final de 100 mL. Se tomó una
alícuota de 10 mL. y se midió el pH con un potenciómetro. Los análisis fueron realizados por
triplicado y los resultados fueron expresados como tal.
5.5.2.3 Determinación de acidez titulable
Se empleó la técnica indicada por la A.O.A.C. para la determinación de la acidez titulable.
Se pesaron 10 g de muestra descongelada de zarzamora, se maceraron y se diluyó en 100
mL de agua destilada, se dejó reposar durante 10 min. La muestra se filtró con gasa y papel
filtro y se ajustó a un volumen final de 100mL Se tomaron 3 alícuotas de 10 mL en matraces
Erlenmeyer de 50 mL y se titularon con una solución de NaOH 0.1 N usando fenolftaleína
como indicador. Las determinaciones se realizaron por triplicado. Los resultados se
expresaron en: g ácido cítrico con la ecuación 1.
𝑔 𝑑𝑒 𝑎𝑐𝑖𝑑𝑜 𝑐𝑖𝑡𝑟𝑖𝑐𝑜
100 𝑔 𝑑𝑒 𝑚𝑢𝑒𝑠𝑡𝑟𝑎=
𝐴∗𝑁∗𝑚𝑒𝑞
𝑚∗ 100…………………….. Ecuación 1
Donde:
A= mL de NaOH gastados.
N= concentración del NaOH.
meq= peso equivalente de ácido cítrico
m= peso de la muestra.
44
5.5.3 Extracción por ultrasonido de antocianinas
Para la extracción de antocianinas se pesó un gramo de zarzamora, se macero y se le
adicionaron 15 mL de una solución de metanol-HCl 1%. La muestra se transfirió a tubos
falcón de 50 mL forrados de papel aluminio para protegerlos de la luz y se mantuvieron 20
horas en refrigeración.
Se realizó la extracción asistida por ultrasonido (UAE) en un dispositivo ultrasónico, los
tubos que contenían las muestras se sumergieron en el agua en el dispositivo de ultrasonido
durante 10 min, la temperatura fue controlada y mantenida a 30° C periódicamente
adicionándole hielo en el baño de agua (Oancea et al., 2013). Posterior a la extracción
ultrasónica, las muestras fueron centrifugadas (centrifuga eppendorf 5810-R Hamburg,
Alemania) a 4000 rmp durante 15 min, recuperándose el sobrenadante. En todas las
muestras el sobrenadante se filtró con un filtro millipore de 0.22 μm.
5.5.4 Determinación de antocianinas totales (AT)
La cuantificación de antocianinas se realizó por el método de pH diferencial. Éste es un
método espectrofotométrico que se basa en la transformación estructural de las
antocianinas con el cambio de pH (pH 1 coloreadas y pH 4.5 incoloras) (Martinez-Cruz et al.,
2011). Se prepararon diluciones del extracto metanólico con dos sistemas tampón: Cloruro
de potasio (KCl) 0.0025M a pH 1 y acetato de sodio (CH3COONa) 0.4M a pH 4.5. A 200 µl de
extracto se añadieron 7 mL de la correspondiente solución tampón y se midió la absorbancia
frente a un blanco. Se midió la absorbancia de cada muestra a la longitud de onda de
máxima absorbancia (λmax=515 nm) y a 700 nm (Cerón, 2008). Se calculó la absorbancia
final a partir de la ecuación 2:
𝐴 = (A máx. vis – A700 nm) pH 1.0 – (A máx. vis − A 700 nm) pH 4.5 …………………Ecuación 2
45
Para conocer la concentración de Antocianinas totales se utilizó la ecuación 3:
𝐴𝑛𝑡𝑜𝑐𝑖𝑎𝑛𝑖𝑛𝑎𝑠 𝑚𝑜𝑛𝑜𝑚𝑒𝑟𝑖𝑐𝑎𝑠 (𝑚𝑔
100𝑔 𝑑𝑒 𝑚𝑢𝑒𝑠𝑡𝑟𝑎 ) =
𝐴∗𝑃𝑀∗𝐹𝐷∗1000∗𝑣
ℇ∗1∗𝑚……….Ecuación 3
Donde A es la absorbancia, PM es el peso molecular (449.2 g mol-1), FD el factor de dilución,
v volumen de solución extractora (mL), m el peso de la muestra (g) y Ɛ el coeficiente de
absorción molar (26900 L cm-1 mol-1) (Giusti y Wrolstad, 2001). Este último corresponde a
la cinidina-3- glucósido.
5.6 Análisis estadístico
Los resultados obtenidos fueron analizados mediante un ANOVA y la prueba de
comparación de medias DMS (Diferencia Mínima Significativa) con un nivel de significancia
α=0.05. Para evaluar el efecto en altura y diámetro de tallo se utilizó el programa SAS System
para Windows 7, y en el caso de los resultados de solidos solubles, pH, acidez titulable y
concentración de antocianinas se utilizó el software Statgraphic Plus.
46
6. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
6.1 Efecto de la biofertilización sobre la altura de la planta Rubus sp.
La altura de las plantas obtenidas durante los cinco meses de evaluación se muestra en el
cuadro 5.
Cuadro 5. Efecto de los tratamientos en la altura de las plantas de zarzamora en diferentes etapas de crecimiento.
La altura de las plantas obtenidas durante los cinco meses de evaluación se muestra en el
cuadro 5. Los resultados fueron analizados estadísticamente con un ANOVA (p<0.05) y se
observó que la biofertilización empleada no tuvo efecto estadístico significativo (Cuadro 5).
Altura de las plantas (cm.)
Tratamiento Primer mes Segundo mes Tercer mes Cuarto mes Quinto mes
1. HMA 27.9 ± 6.3 ab 29.4 ± 6.8 ab 35.8 ± 10.5 b 68.7 ± 17.9 ab 96.7 ± 18.1 ab
2. RF 27.4 ±10.2 ab 30.6 ± 10.3 a 36.1 ± 9.5 b 70.4 ± 16.7 a 105.5 ± 17.3 a
3. VERMICOMPOSTA 25.2± 8.9 ab 27.4 ± 6.4 ab 32.3 ± 8.5 b 62.6 ± 12.7 ab 91.4 ± 11.7 b
4.HMA + RF + VERMI 30.2 ± 8.6 a 32.0 ± 8.4 a 35.6 ± 8.1 b 65.0 ± 14.5 ab 93.7 ± 16.5 b
5. HMA + RF 29.0 ±6.6 ab 28.6 ± 7.2 ab 32.9 ± 11.2 b 59.9 ± 13.6 b 98.2 ± 18.8 ab
6. HMA+VERMI 29.0± 9.5 ab 31.5 ± 10.7 a 36.4 ± 11.1 b 63.6 ± 12.9 ab 94.1 ± 11.5 b
7. VERMI + RF 24.2 ± 9.9 b 24.4 ± 6.9 b 30.6 ± 10.2 b 64.7 ± 18.7 ab 95.5 ± 20.4 ab
8.TESTIGO 27.0 ± 7.9 ab 28.5 ± 7.9 ab 34.1 ± 11.8 b 68.5 ± 11.6 ab 97.9 ± 17.5 ab
DMS (0.05) 5.4 5.1 6.4 9.4 10.5
Letras iguales dentro de una misma columna denotan que no existió diferencia estadística significativa entre los
tratamientos (P<0.05).
HMA, hongo micorrízico arbuscular; RF, roca fosfórica; V, vermicomposta; DMS, diferencia mínima significativa.
47
Durante los primeros dos meses las plantas biofertilizadas con la mezcla de HMA, RF y
vermicomposta (tratamiento 4) promovieron una mayor altura del tallo, mientras que el
tratamiento 7 (Vermicomposta y roca fosfórica) en el cuál no está presente el HMA se
observó que la altura del tallo fue menor. Este comportamiento se puede atribuir a que el
HMA facilita la incorporación y asimilación de los nutrientes en la planta.
Bagyaraj et al. (2015), menciona que los hongos micorrízicos arbusculares mejoran el
crecimiento de las plantas, lo que se atribuye principalmente a la facilitación de la llegada
de nutrientes a la planta de elementos como P, Zn, Cu, etc. en el suelo. Además en el mismo
estudio Bagyaraj et al. (2015), discute que el fosforo es el segundo elemento más
importante en el crecimiento de las plantas, en especial en forma de roca fosfórica, puesto
que las plantas lo requieren principalmente en las primeras etapas de crecimiento para un
cultivo óptimo. En cuanto a la vermicomposta; Duran y Enríquez (2010), mencionan que el
aporte de N y C al suelo puede ser muy significativo y favorece la humificación, además de
N y C también aporta otros elementos como P, Ca, Mg y K.
En el tercer mes, la altura de planta fue de 34.22 cm en promedio y de acuerdo al ANOVA
(p<0.05) no hay diferencia estadística significativa entre los tratamientos (Cuadro 5).
Durante los últimos dos meses la roca fosfórica (tratamiento 2) fue el tratamiento que
promovió mayor altura. Este efecto se atribuye a que el fosforo se mantiene en la
concentración adecuada para un óptimo crecimiento. Según Ramírez, (2006), el proceso de
liberación del P de la roca fosfórica es lento, por lo que su efecto en la planta se observa de
manera tardía. Además Fox y Kamprath (1970) y Barber (1995) mencionan que la
concentración de fosforo suficiente para alcanzar un crecimiento optimo en las plantas es
de 0.2 ppm. Además, si se considera que las plantas sólo fueron biofertilizadas al momento
del trasplante en suelo, es posible que los nutrientes provenientes de la vermicomposta se
48
hayan agotado durante este tiempo y por ende la acción del HMA también se haya visto
disminuida.
También se observó que a partir del 4 mes de monitoreo, la presencia de HMA en los
tratamientos tenían un efecto negativo en el crecimiento de la planta, posiblemente porque
el HMA en ese tiempo ya desempeñaba una función parasitaria en la planta en lugar de una
actividad simbiótica, en donde el HMA consume nutrientes provenientes de la planta.
Seguel, (2014), menciona que los HMA reciben compuestos carbonados provenientes de la
fotosíntesis de la planta, necesarios para su metabolismo por tratarse de un simbionte
obligado.
6.2 Efecto de la biofertilización sobre el diámetro del tallo de Rubus sp.
El diámetro del tallo de las plantas durante los cinco meses se muestra en el cuadro 6.
Cuadro 6. Efecto de los tratamientos en el diámetro del tallo de las plantas de zarzamora en diferentes etapas de crecimiento.
Diámetro del tallo de las plantas (cm.)
Tratamiento Primer mes Segundo mes Tercer mes Cuarto mes Quinto mes
1. HMA 0.42 ± 0.09 b 0.45 ± 0.11 b 0.51 ± 0.14 b 1.06 ± 0.36 ab 1.34 ± 0.37 b
2. RF 0.42 ± 0.09 b 0.48 ± 0.09 ab 0.57 ± 0.12 b 1.10 ± 0.27 a 1.44 ± 0.35 b
3. VERMICOMPOSTA 0.41 ± 0.08 b 0.45 ± 0.09 b 0.51 ± 0.15 b 1.00 ± 0.24 ab 1.38 ± 0.35 b
4.HMA + RF + VERMI 0.46 ± 0.12 ab 0.47 ± 0.13 ab 0.52 ± 0.14 b 0.92 ± 0.25 b 1.37 ± 0.34 b
5. HMA + RF 0.51 ± 0.14 a 0.54 ± 0.17 a 0.58 ± 0.19 b 1.03 ± 0.24 ab 1.34 ± 0.28 b
6. HMA+VERMI 0.46 ± 0.11 ab 0.50 ± 0.13 ab 0.55 ± 0.14 b 0.91 ± 0.23 b 1.26 ± 0.20 b
7. VERMI + RF 0.44±0.09 b 0.47 ± 0.16 ab 0.51 ± 0.16 b 0.9 ± 0.18 b 1.26 ± 0.23 b
8.TESTIGO 0.46 ± 0.10 ab 0.46 ± 0.08 ab 0.52 ± 0.1 b 0.95 ± 0.27 ab 1.32 ± 0.31 b
DMS (0.05) 0.06 0.08 0.09 0.16 0.19
Letras iguales dentro de una misma columna denotan que no existió diferencia estadística significativa entre los
tratamientos (P<0.05).
HMA, hongo micorrízico arbuscular; RF, roca fosfórica; V, vermicomposta; DMS diferencia mínima significativa.
49
El ANOVA realizado mostró que la biofertilización aplicada no tuvo efecto estadístico
significativo en el diámetro del tallo (cuadro 6). Durante los primeros dos meses las plantas
suministradas con el tratamiento de HMA con roca fosfórica (tratamiento 5) promovieron
mayor diámetro del tallo.
Esto es ocasionado al igual que en la altura, por la presencia del HMA debido a que las
plantas con mayor crecimiento fueron suministradas con el, además de la adición de otro
biofertilizante ya sea vermicomposta o Roca fosfórica, que proporcionan nutrientes para la
planta. Por lo que, el HMA promovió a la planta mayor absorción de nutrientes y la roca
fosfórica aporto el fosforo necesario para el crecimiento de la planta.
Treseder, (2013), menciona que el HMA facilita el crecimiento de muchas plantas por
mejoramiento de adquisición de nutrientes sólidos. Además Fateh et al. (2011), menciona
que el fosforo es el segundo fertilizante mineral más influyente para el crecimiento vegetal.
Y Ali et al. (2012), menciona que la aplicación de fosforo promueve el crecimiento de la
planta en altura y diámetro de tallo.
En el tercer mes, el diámetro de la planta fue de 0.53 cm en promedio y de acuerdo al
ANOVA (p<0.05) no hay diferencia estadística significativa entre los tratamientos (Cuadro
6).
Durante el cuarto mes la roca fosfórica (tratamiento 2) fue el tratamiento que promovió
mayor diámetro del tallo. Probablemente ocasionado a que en etapas tardías la roca
fosfórica tiene mejor efecto entre los tratamientos suministrados, debido a que el fosforo
se mantiene en la cantidad adecuada para su crecimiento y la planta necesita cierta
concentración de fosforo para un crecimiento óptimo, ocasionado por una menor consumo
debido a la falta de un medio que facilite su absorción o porque el fosforo en la roca empezó
a consumirse.
Como ha reportado Ramírez (2006), donde menciona que el proceso de liberación del P de
la roca fosfórica es lento.
50
En el quinto mes, el diámetro de la planta fue de 1.33 cm en promedio y de acuerdo al
ANOVA (p<0.05) no hay diferencia estadística significativa entre los tratamientos (Cuadro
3).
6.3 Efecto de la biofertilización sobre caracterización fisicoquímica de los frutos de Rubus
sp.
La concentración de antocianinas, °Brix y la acidez titulable de la pulpa de los frutos de
zarzamora fertilizada orgánicamente se muestra en el cuadro 7.
°Brix
La concentración de solidos solubles totales en la pulpa de zarzamora varió entre 9.7 y
10.9 °Brix. El ANOVA realizado mostró que el tipo de fertilización aplicado no tiene efecto
estadístico significativo en la concentración de carbohidratos (Cuadro 7). Según, Hirsch et
al. (2012) en sus resultados la cantidad de carbohidratos totales oscilaba entre 7.3 a
10.2 °Brix. Muyeol y Kim (2008) obtuvieron un rango de 6.9 -16.9 °Brix en un estudio
realizado en 20 distintos tipos de moras y frambuesas. El cambio más importante durante
el proceso de maduración de los frutos es la degradación de los hidratos de carbono
poliméricos. Por lo que la astringencia y acidez se reducen continuamente aumentando los
niveles de azúcar y su sabor agradable. Estas transformaciones tienen un doble efecto a
cambiar no solo el sabor si no también la textura del fruto. El aumento del contenido de
azúcares hace que se incremente la aceptabilidad de los frutos. En el caso de las zarzamoras
que son frutos no climatéricos, la calidad óptima se halla asociado al incremento de
azúcares aunque en este caso no procedan de la degradación de sus reservas amiláceas sino
de la savia que llega al fruto (Wills, 1999).
pH
El pH de los frutos de zarzamora osciló entre 3.1-3.5 por lo que es considerado como un
fruto ácido. Realizando un ANOVA con un nivel de significancia del 95% se observa que la
51
fertilización orgánica no tuvo efecto estadístico significativo en la concentración de iones
hidrógeno (Cuadro 7). Hirsch et al. (2012) reportaron valores en un rango entre 2.8-3.1 en
frutos de zarzamora cultivados en la región sureste de Brasil, mientras que Cerón (2008)
reporto un promedio de 3.65. En las frutas, la concentración de los iones hidrógeno y su
variación pueden relacionarse con los cambios que se producen durante el proceso de
maduración de los frutos, en el cual ocurre una disminución en la acidez total titulable y con
esto, una disminución de la concentración de iones hidrógeno presentes (Fenema, 2000).
La relevancia del pH se relaciona con la capacidad amortiguadora del conjunto de ácidos
orgánicos predominantes en el sistema biológico, la cual está asociada, a la presencia de
sales, proteínas y otros compuestos coloidales, que permiten al sistema biológico conservar
el pH, aun cuando haya una pequeña variación en la cantidad de ácidos o bases presentes,
o por la adición de estos. La estabilidad de las antocianinas según Fenema (2000) en
soluciones acuosas a valores de pH inferiores a 2, básicamente 100% del pigmento se
encuentra en su forma más estable de color rojo intenso.
Acidez titulable
Los frutos de zarzamora presentaron una acidez total titulable en un rango entre 3.5 – 4.6 %
expresado como equivalentes de ácido cítrico. El ANOVA que se realizó señala que el tipo
de fertilización empleada no tuvo efecto estadístico significativo en la acidez del fruto.
Diversas investigaciones han reportado concentraciones porcentuales en frutos rojos que
oscilan entre 1.3 – 4.27 % (Hirsch et al. 2012, Muyeol y kim, 2008, Cerón, 2008). La acidez
de los frutos disminuye significativamente a medida que avanza el estado de maduración
de la fruta como consecuencia de la hidrólisis y degradación de los carbohidratos
poliméricos (sustancias pecticas y hemicelulosa), aumentando los azúcares en solución. La
acumulación de agua en los primeros estados del desarrollo del fruto disminuye la acidez.
En este sentido Wilson (1980) señala que la acidez cambia con el cultivar y con la época del
año desde 0.33 hasta 3.20 mg de ácido cítrico/100g de pulpa, destacando que esta
variabilidad probablemente se deba a la diferenciación en el contenido de ácido málico
entre las variedades de zarzamora. El balance entre los ácidos orgánicos no volátiles y los
azúcares contribuyen al sabor de los frutos.
52
6.4 Efecto de la biofertilización y estimación de antocianinas totales (AT)
Los resultados de la cuantificación de antocianinas presente en los frutos de zarzamora
biofertilizados se muestran en el Cuadro 7. De acuerdo al ANOVA (p<0.05) el tipo de
fertilización orgánica si tiene efecto estadístico significativo sobre la producción de
antocianinas en el fruto de zarzamora.
Cuadro 7. Efecto de los biofertilizantes en antocianinas, °Brix, pH y acidez titulable.
TRATAMIENTO Antocianinas
(mg/100g)
°Brix pH Acidez titulable
(g/100g de
muestra) ácido
cítrico
1. HMA 94.8 ± 14.4 c 10.4 ±0.85 a 3.1 ± 0.3 a 4.6±0.6a
2. HMA+RF 129.2 ± 19.2 b 9.7 ± 0.08 a 3.4 ± 0.2 a 3.7 ±0.7a
3. HMA+RF+V 138.6 ± 16.1 ab 9.7 ± 0.50 a 3.3±0.3a 4.1 ±0.4a
4. HMA+V 130.2 ± 1.2 b 10.9 ± 0.51 a 3.5±0.1a 3.6 ±0.3a
5. RF 89.8 ± 1.4 c 10.7 ± 2.5 a 3.4±0.7a 4.5±0.8a
6. T 62.4 ± 11.9 d 10.0 ± 0.72 a 3.5±0.1a 3.8±0.6a
7. V 157.8 ± 13.8 a 10.6 ± 1,3 a 3.2±0.3a 4.02±0.1a
8. V+RF 120.0 ± 12.6 b 10.9 ± 0.25 a 3.2±0.2a 3.8 ±0.4a
DMS (0.05) 22.3 1.9 0.54 1.18
Letras iguales dentro de una misma columna denotan que no existió diferencia
estadística significativa entre los tratamientos (P<0.05).
HMA, hongo micorrízico arbuscular; RF, roca fosfórica; V, vermicomposta; DMS
diferencia mínima significativa.
El tratamiento con el que se obtuvo la mayor concentración de antocianinas fue con la
aplicación de Vermicomposta. Puesto que la vermicomposta tiene elementos nutritivos
fácilmente asimilables, dentro de este biofertilizante hay una gran carga enzimática y
53
bacteriana que aumenta la solubilización de los nutrientes (Mandujano, 2006) y a su vez
contiene nitrógeno, fósforo, ácidos húmicos y fúlvicos que funcionan como fitohormonas
de crecimiento (León-Anzueto, 2011). Además le da a la planta la capacidad de retención
hídrica (Mandujano, 2006). Y gracias a los nutrientes al ser metabolizados se cubren los
requerimientos primarios, proporcionando un aumento de biomasa (Robledo, 2010) de las
plantas en cuanto a formación de raíces, tallos, hojas. Posteriormente, cubiertas las
necesidades primarias de las plantas; debido a la retención de agua y a la nutrición
proporcionada por la vermicomposta, ocurre la formación de metabolitos secundarios, ya
que durante la fotosíntesis se obtiene gliceraldehido-3-fosfato que puede entrar a la
glucolisis obteniendo piruvato y posteriormente se transforma en acetil-CoA, el acetil CoA
puede formar malonil-CoA, ya que se ha establecido experimentalmente que el anillo A de
las antocianinas se sintetiza por la ruta del ácido malónico con la condensación de 3
moléculas de malonil-CoA, mientras que el anillo B se sintetiza por la ruta del ácido
shikímico (Garzón, 2008).
7. CONCLUSIÓN
Con base en los resultados se puede concluir lo siguiente:
54
1. La biofertilización con Vermicomposta, Hongo Micorrízico Arbuscular y Roca
Fosfórica no tuvo efecto estadístico sobre el crecimiento de la planta y el diámetro
del tallo. Sin embargo, se observó que los tratamientos con Roca fosfórica
promovieron mayor altura en la planta y diámetro del tallo a diferencia de los otros
tratamientos.
2. El empleo de Vermicomposta a las concentraciones evaluadas, no promovió el
crecimiento de la planta, sin embargo si indujo mayor contenido de antocianinas en
el fruto (157.8 ± 13.8 mg/100g).
3. La fertilización orgánica empleada suministró los macro y micronutrientes
necesarios en la planta, por lo consiguiente las características fisicoquímicas del
fruto como el pH, la concentración de sólidos solubles (carbohidratos) y la acidez
titulable se encontraron dentro del rango obtenido con fertilizaciones químicas.
4. Estos resultados afirman que la vermicomposta es un abono que por su calidad
nutricional biosintetiza metabolitos secundarios de calidad en la planta de
zarzamora, dando al fruto alto valor agregado. Por lo que en la agricultura
chiapaneca el uso de este biofertilizante es ampliamente recomendable para tener
frutos de calidad, por su alta concentración de antocianinas y gracias a su capacidad
antioxidante hace que el consumo de frutos de zarzamora sea benéfico para la
salud.
8. RECOMENDACIONES
La experiencia obtenida durante el desarrollo del presente trabajo de investigación me
permite hacer las siguientes sugerencias:
55
1. Es recomendable hacer un análisis del suelo de la zona de plantación ya que por ser
un suelo nutrido, no se pudo apreciar la diferencia entre el testigo y las plantas
biofertilizadas.
2. Se sugiere evaluar el efecto antirradical, para ver la capacidad de las antocianinas
de eliminar radicales libres con la técnica DPPH.
9. LITERATURA CONSULTADA
56
Acosta M. O., Vaillant F., Cozzano S., Mertz C., Perez A. M., Castro M.V. (2010) Phenolic
content and antioxidant capacity of tropical highland blackberry (Rubus adenotrichus
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