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INDICE

¿QUÉ ES BIOBLITZ? ………………………………………………………………………….…….………..……...1

OBJETIVOS .............………………………………………………………………………………….……...……….1

DESCRIPCIÓN TALLERES Y ACTIVIDADES…………………………………………………………….…….2

Figura 1. Mapa de las zonas de muestreo de los talleres ……………………….……….2

PROGRAMA…………..……………………………………………………………………………………….………….3

Taller 1. Invertebrados terrestres ……………………………………….………………………..…….…. 6

Figura 2. Mapa de las zonas de muestreo de invertebrados terrestres …………..7

Tabla 1. Cronograma de trabajo en campo y laboratorio…………………………………9

Taller 2.1. Vertebrados terrestres: mamíferos y reptiles …………..…………….…….………11

Figura 3. Mapa de las zonas de muestreo mamíferos y reptiles ………..….………13

Taller 2.2. Vertebrados terrestres: aves …………………………………………………….…………..14

Figura 4. Mapa de las zonas de muestreo de aves…………………………………….…..13

Taller 3. Plantas vasculares: silvestres y ornamentales ………………………………………... 16

Figura 5. Mapa de las zonas de muestreo de flora…………………………..…………….17

Actividad 1. Exposición fotográfica …………….……………………………………….………..………18

Actividad 2. Cine fórum “Segura: las voces del río”………………………..………………………19

Actividad 3. Visita al Museo José Loustau …………………………………………..………………...20

Actividad 4 y 5. Análisis de resultados y exposición poster..………………………………….21

ANEXOS ………………………………………………………………………………..………………………………..23

Anexo 1. Métodos de muestro de invertebrados terrestres ……………..…………………….25

Anexo 2. Lista de los principales grupos faunísticos con presencia potencial en el

Campus Universitario de Espinardo ……………………………………………………………………….. 27

Anexo 3. Hojas de campo y laboratorio……………………………………………………..….………..29

Hoja de campo de invertebrados terrestres …………………………………………….……………..31

Hoja de laboratorio de invertebrados terrestres ……………………………………….……………32

Hoja de campo de vertebrados terrestres: mamíferos y reptiles ……………..……….…...33

Hoja de campo de vertebrados terrestres: aves………………………..………………..…………..35

Hoja de campo de plantas vasculares ……………………………………………………………..……...37

NOTAS ……………………………………………………………………………………………………………………………….43

1

¿QUÉ ES BIOBLITZ?

BIOBLITZ es un periodo intenso y continuado en el que se lleva a cabo la

inspección de un determinado territorio para inventariar su biodiversidad.

Bioblitz es una forma efectiva de conectar al público con el medio

ambiente mientras se generan datos útiles para la ciencia y conservación.

En esta actividad participan expertos en diferentes disciplinas sobre los

diversos grupos de seres vivos a estudiar en la zona de campeo

acompañados de estudiantes de la Facultad de Biología. Para ello se

utilizan diversas técnicas que puedan ayudar a conocer la biodiversidad de

la zona de estudio.

OBJETIVOS

1. Favorecer interacciones entre investigadores y estudiantes de la

Facultad de Biología.

2. Incrementar el conocimiento de la comunidad universitaria sobre la

biodiversidad y su conservación.

3. Complementar la formación de los estudiantes de grados y máster

sobre el trabajo científico.

4. Realizar el primer inventario de biodiversidad en el Campus de

Espinardo de la Universidad de Murcia.

2

DESCRIPCIÓN TALLERES Y ACTIVIDADES

La I Jornada BioBlitz de la Universidad de Murcia comprende un total de 3 talleres y 5 actividades:

•Taller 1. Invertebrados terrestres

•Taller 2. Vertebrados terrestres: aves, mamíferos y reptiles

•Taller 3. Plantas vasculares: silvestres y ornamentales

• Actividad 1. Exposición fotográfica “Biodiversidad en la Región de Murcia”

•Actividad 2. Cine fórum “Segura, las voces del río” Proyecto LIFE+ SEGURA RIVERLINK

• Actividad 3. Visita al Museo José Loustau

• Actividad 4. Análisi de datos de los muestreos y realización de varios posters destacando los resultados principales sobre la I Jornada Bioblitz de la Facultad de Biología

• Actividad 5. Exposición de los posters sobre la I Jornada BioBlitz en el acto de celebración del sentimiento UMU

Figura 1. Mapa de las zonas de muestreo de los talleres

3

PROGRAMA Viernes (05/04/2019) • 15:00-15:45h. Inauguración y acreditación (Facultad de Biología)

- Vicerrectora de Estudios: Dª Sonia Madrid Cánovas - Decana de la Facultad de Biología : Dª Alfonsa García Ayala - Directoras técnicas: Dª María Mar Sánchez Montoya y Dª Núria García Bueno

Punto de encuentro: Sala de vídeo de la Facultad de Biología • 15:30-16:00h. Actividad 1. Inauguración de Exposición Fotográfica “Biodiversidad de la Región de Murcia” (Facultad de Biología) Responsable:

- Eugenio Martínez Noguera (Asociación de Fotógrafos de la Naturaleza de la Región de Murcia)

Punto de encuentro: Hall de la Facultad de Biología • 16:00-18:00h. Taller 1. Invertebrados terrestres (Campus de Espinardo) Responsables:

-Eulalia Clemente Espinosa, Mª Isabel Arnaldos Sanabria (Departamento de Zoología, Facultad de Biología), Jesús Miñano Martínez y Obdulia Sánchez Domingo (Departamento de Ecología e Hidrología, Facultad de Biología)

Punto de encuentro: Hall de la Facultad de Biología

• 18:00-19:00h. Taller 2. Vertebrados terrestres: mamíferos y reptiles (Campus de Espinardo) Responsables:

- José Manuel Zamora, Antonio Guillén Beltrán, Mar Torralva Forero (Facultad de Biología, Departamento de Zoología) y Obdulia Sánchez Domingo (Departamento de Ecología e Hidrología, Facultad de Biología)

Punto de encuentro: Quiosco EcoCampus

• 19:00-19:30h. Merienda (Facultad de Biología) Punto de encuentro: Cantina de la Facultad de Biología • 19:30-20:30h. Taller 2. Vertebrados terrestres: mamíferos y reptiles (Campus de Espinardo) Responsables:

- José Manuel Zamora, Antonio Guillén Beltrán y Mar Torralva Forero (Departamento de Zoología, Facultad de Biología)

Punto de encuentro: Aula Buitre de la Facultad de Biología

4

• 20:30-22:00h. Actividad 2. Cine fórum “Segura: las voces del río” (Facultad de Biología) Responsables:

- Eduardo Lafuente (Confederación Hidrográfica del Segura), Jorge Sánchez Balibrea (ANSE), Ana Sánchez Pérez (Departamento de Zoología, Facultad de Biología), y Alfonsa García Ayala (Departamento de Biología Celular e Histología, Facultad de Biología)

Punto de encuentro: Sala de vídeo de la Facultad de Biología

Sábado (06/04/2019) • 08:00-11:00h. Taller 2. Vertebrados terrestres: Aves (Campus de Espinardo) Responsables:

- Antonio Zamora, José Manuel Zamora Marín (Departamento de Zoología, Facultad de Biología), Obdulia Sánchez Domingo (Departamento de Ecología e Hidrología Facultad de Biología) y María Ángeles García de Alcaraz Peñas (Ambioma, Facultad de Biología)

Punto de encuentro: Hall de la Facultad de Biología • 11:00-13:00h. Taller 3. Plantas vasculares: silvestres y ornamentales (Campus de Espinardo) Responsables:

- Pedro Sánchez Gómez, Diego Rivera Núñez y José Luis Cánovas Rubio (Departamento de Biología Vegetal, Facultad de Biología)

Punto de encuentro: Quiosco EcoCampus • 13:00-14:30h. Actividad 3. Visita al Museo José Loustau (Facultad de Biología) Responsable:

- Manuel Ramón García (Facultad de Biología) Punto de encuentro: Hall de la Facultad de Biología

• 14:30-16:00h. Comida (Facultad de Biología) Punto de encuentro: Cantina de la Facultad de Biología • 16:00-18:00h. Taller 1. Invertebrados terrestres (Facultad de Biología) Responsables:

-Eulalia Clemente Espinosa, Mª Isabel Arnaldos Sanabria (Departamento de Zoología, Facultad de Biología) y Jesús Miñano Martínez (Departamento de Ecología e Hidrología, Facultad de Biología)

Punto de encuentro: Laboratorios F1 y F2 de la Facultad de Biología

5

• 18:00-20:00h. Actividad 4. Exposición de resultados y organización grupos de trabajo Póster (Facultad de Biología). Responsables:

Nuria García Bueno y María Mar Sánchez Montoya (Departamento de Ecología e Hidrología, Facultad de Biología)

Punto de encuentro: Aulas Buitre y Búho de la Facultad de Biología

Lunes (08/04/2019) • 09:30-14:00 h. Actividad 4. Realización de posters destacando los resultados principales sobre la I Jornada Bioblitz de la Facultad de Biología (Facultad de Biología) Responsables:

María Mar Sánchez Montoya y Nuria García Bueno (Departamento de Ecología e Hidrología, Facultad de Biología)

Punto de encuentro: Aula Buitre de la Facultad de Biología

Jueves (11/04/2019) • 13:00h. Entrega de Diplomas y Clausura. Actividad 5. Exposición del póster sobre la I Jornada BioBlitz en el acto de celebración del sentimiento UMU. Punto de encuentro: Sala de vídeo de la Facultad de Biología

Colaboradores:

José Francisco Calvo Sendín (Departamento de Ecología e Hidrología, Facultad de Biología) Miguel Ángel Cárceles Parra (Facultad de Biología)

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• Taller 1. Invertebrados terrestres

1.1. INTRODUCCIÓN

Los animales invertebrados, a diferencia de los vertebrados, están constituidos por muchos y

variados grupos faunísticos y taxonómicos que representan líneas evolutivas heterogéneas

con varios orígenes filogenéticos y una enorme complejidad taxonómica. En cualquier caso,

sólo algunos de estos grupos o taxones, recogen la mayoría de especies que pueden llegar a

constituir más del 90% de la biodiversidad de algunos de los ecosistemas continentales,

aportando la mayor riqueza específica en todos los hábitats.

En la Región de Murcia algunos de estos animales son importantes porque presentan gran

cantidad de especies con un alto interés conservacionista y muchas de ellas en peligro de

extinción local o regional. Es necesario favorecer el interés social por estos grupos de

animales, y fomentar su estudio para su salvaguarda patrimonial. Los maratones

taxonómicos (Bioblitzs), pueden jugar un papel sustancial en este acercamiento al público

interesado, al tiempo que aportan información faunística con gran interés científico. Sería

muy adecuado ampliar este tipo de iniciativas a los muchos espacios naturales donde es muy

poca la información de este tipo de fauna.

Los objetivos de este taller son:

Facilitar el acercamiento a la identificación de diferentes grupos de invertebrados y

favorecer el interés de los participantes por su conocimiento.

Recopilar los datos básicos sobre la biodiversidad de estos invertebrados en diferentes

ambientes del Campus Universitario.

2.1. METODOLOGÍA

Áreas de muestreo:

Dentro del Campus de Espinardo de la Universidad de Murcia, se han seleccionado 3

áreas (Zonas A, B y C) en espacios abiertos semi-naturalizados (Figura 1). Éstas son las zonas

para la recogida de datos sobre biodiversidad. Son zonas relacionadas con tres ambientes,

diferenciados en su estructura y propiedades intrínsecas de los hábitats que representan.

*Zona A: Rodal de fagáceas formada principalmente por encinas.

*Zona B: Rodal de coníferas formada por pinos de diferentes edades.

*Zona C: Zona de encharcamiento en rambla donde hay diversidad de vegetación

como cañas y Tamárix.

7

Figura 2. Mapa de las zonas de muestreo de invertebrados terrestres.

2.1.1. Muestreos en el campo (Viernes 5 de abril):

Procedimientos: Los alumnos trabajarán en grupo de 8 personas. Se establecerán tres

grupos y cada uno de ellos trabajará en una de las Zonas del Campus anteriormente

indicadas.

Métodos de Muestreo: En cada área de muestreo se aplicarán las siguientes metodologías

(Anexo 1):

Captura directa: recolectando en suelo, bajo piedras, troncos, fronde… utilizando

pinzas, aspirador de boca y pulverizador.

Vareo: recolectando en vegetación a distintos niveles, utilizando bateas, sábana,

aspirador bucal…

Manga entomológica: principalmente para recolectar artrópodos voladores

Trampas de caída y recogida de muestras de suelo: para captura de artrópodos de

suelo y edáficos

8

El cronograma con la distribución, duración y temporización de los muestreos en cada uno

de los grupos y zonas, queda reflejado en la Tabla 1.

Método de recogida de información. Para obtener la mayor cantidad de información de la

biodiversidad que encierran los hábitats propuestos, se procederá a la extracción o el

muestreo en sus refugios característicos. Para ello se realizarán muestreos estratificados

cada estrato se asociará a cada uno de los microambientes diferenciados dentro de su

hábitat. Los diferentes estratos ambientales se seleccionarán teniendo en cuenta sus

propiedades físicas y biológicas asociadas: tipo de sustrato o soporte, disponibilidad de

refugios, presencia de algún tipo de recurso alimenticio (descomponedores y niveles de

consumidores o predadores potenciales), parámetros ambientales (temperatura, humedad,

radiación…), etc.

Preparación y procesado de muestras. Las muestras de campo procedente de cada estrato y

de cada metodología aplicada, serán limpiadas, procesadas, separando los ejemplares de

estudio de los restos orgánicos e inorgánicos y preparando, conservando y etiquetando los

ejemplares para su identificación. En este procesado del material recolectado se hará una

pre-separación visual en el campo, separando el material en, al menos, grandes grupos

taxonómicos (Oligoquetos, Moluscos, Arácnidos, Insectos, Miriápodos, Crustáceos…). Para

facilitar este aspecto se utilizará el esquema ilustrado disponible en el Anexo II (Guía visual

de los principales grupos de invertebrados). A continuación se procederá a transportar el

material biológico recolectado para preservar los caracteres taxonómicos necesarios para

poder realizar una correcta identificación. De esta forma algunos ejemplares se

transportarán Individualmente in vivo, utilizando en función del taxón, bolsas, triángulos de

papel, frascos, fotografía-liberación) y otros en lotes de ejemplares agrupados y conservados

(botes de etanol al 75% o 96%).

2.1.2. Identificación en el laboratorio (Sábado 6 de abril):

Identificación. Identificación del material recolectado a nivel de los principales Órdenes de

Invertebrados, ensayando identificaciones hasta taxones de rangos inferiores según las

capacidades individuales de los participantes.

Se usarán claves de identificación para estos grupos principales y el uso de lupas binoculares

o microscopios.

Previo a la Sesión de Laboratorio: El material biológico capturado en el campo estará

agrupado por los especialistas (profesores) en tubos de taxones específicos enumerados. Se

asignará un número de identificación para cada taxón (morfoespecie), siendo el mismo para

cualquier estrato o hábitats que comparta los mismos taxones. Esto facilitará la

identificación del material.

9

Recuentos. Con los números específicos de diversidad y cantidad, se realizarán los recuentos

rellanando las tablas del guion de trabajo que se aportará (Anexo 3) con el número de

ejemplares y subtaxones para cada taxón de amplio rango (Clases y Órdenes) y por hábitat.

Esta información servirá para elaborar las gráficas del Póster-Resumen del Taller 1 -

Invertebrados continentales.

Tabla 1.- CRONOGRAMA DE TRABAJO EN CAMPO Y LABORATORIO VIERNES 5

Y SÁBADO 6 DE ABRIL

FECHA GRUPOS 16:00-16:25 16:25-16:40 16:40-17:00 17:00-17:10 17:10-17:30 17:30-17:55

Vie

rne

s, 5

M

UES

TREO

S EN

CA

MP

O

Grupo Encinar

5 personas Fronde de

Quercus con sábana

3 personas Hojarasca Tamices.

Muestra de suelo

Separar muestras en

bandejas

4 personas Recolecta

bajo piedras y suelo

4 personas

Vareo vegetación

con bandeja y aspirador de

boca

4 personas Captura en

hierbas y voladores con

manga entomológica

2 personas

Pulveriza troncos

2 personas Separan muestras

Recoger y limpiar

Trampas de caída

y bandeja de

voladores

Organizar y etiquetar todas las muestras

Grupo Pinar

5 personas Fronde de

Pinos-Tetraclinis

con sábana

3 personas Hojarasca Tamices

Muestra de suelo

Separar muestras en

bandejas


bajo piedras y suelo

4 personas

Vareo arbustos con

bandeja y aspirador de

boca

4 personas Captura en

hierbas y voladores con

manga entomológica

2 personas

Pulveriza troncos

2 personas Separa muestras

Recoger y limpiar

Trampas de caída

y bandeja de

voladores


Grupo Acuático

4 personas Separando acuáticos

4 personas

Vareo vegetación

Separar muestras en

bandejas


fronde Tamarix


bajo tarquines

5 personas Separa muestras

3 personas

Pulveriza troncos

Recoger y limpiar

Trampas de caída

Y bandeja de

voladores


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CRONOGRAMA DE TRABAJO EN LABORATORIO F-1 PROCESADO DEL

MATERIAL BIOLÓGICO

FECHA GRUPOS 16:00-17:30 17:30-18:00

Sáb

ado

, 6

LA

BO

RA

TOR

IO F

-1

Grupo Encinar

Alumnos y

Especialista

Determinación con Claves y Anexo 2 del

material biológico

Alumnos y Especialista

Rellenar todas las hojas de laboratorio y recuento final de

material para procesado de datos y póster

Grupo Pinar

Alumnos y

Especialista


material biológico




Grupo Acuático

Alumnos y

Especialista


material biológico




11

• Taller 2.1. Vertebrados terrestres: mamíferos y reptiles

2.2.1. INTRODUCCIÓN

El fototrampeo es una técnica basada en la toma de fotografías o vídeos de los animales a

través de cámaras que son activadas con el paso o movimiento de individuos. Esta

herramienta surgió de la aplicación de sistemas de seguridad con sensores de movimiento,

empleados para la vigilancia de propiedades públicas y privadas, al estudio de la fauna

silvestre. El empleo de esta herramienta ha permitido la detección de especies que se

creían extintas, como la Pantera nebulosa (Neofelis nebulosa) o el Leopardo de Amur

(Panthera pardus orientalis). En España es una técnica que en sus inicios sirvió para el

estudio de los grandes mamíferos como el Lince ibérico (Lynx pardinus), el Lobo ibérico

(Canis lupus signatus) y el Oso pardo ibérico (Ursus arctos pyrenaicus), y que está ayudando

enormemente a conocer aspectos de su biología y ecología. Además, ha servido para

detectar especies exóticas invasoras que se han establecido en los últimos años en el

territorio nacional, como el Visón americano (Neovison vison) o el Mapache boreal (Procyon

lotor). No obstante, en la actualidad son múltiples las aplicaciones del fototrampeo al

estudio de los mamíferos y es la herramienta más empleada para: inventariar comunidades,

evaluar el uso de determinados recursos por las diferentes especies (bebederos, carroñas,

pasos de fauna, etc), conocer patrones de actividad o comportamiento e incluso permitir el

estudio de especies extremadamente esquivas. Además en la gestión cinegética, el uso del

fototrampeo está a la orden del día para evitar casos de furtivismo, seguimiento de cotos, o

monitorización de bebederos y comederos. Además, se utiliza también para el monitoreo de

nidos de aves con el objeto de conocer la tasa de depredación, identificar los depredadores

e incluso ofrecer información sobre aspectos reproductivos (cuidado biparental, patrones de

incubación y de ceba).

Una cámara convencional de fototrampeo tiene los siguientes componentes:

Cuerpo de la cámara: componente en el que se ensamblan todos los componentes,

suele estar cubierto por una carcasa de colores crípticos para favorecer el camuflaje.

Sensores de movimiento: pilare fundamentales de las cámaras de fototrampeo, de

este componente depende la capacidad para detectar a los seres vivos que se mueven

delante de la cámara. Encontramos una dualidad entre sensores infrarrojos pasivos

(PIR) y activos (AIR).

Batería: todos los dispositivos de fototrampeo tienen un sistema de baterías, ya sea a

través de pilas (desechables o recargables) o de baterías externas recargables

mediante conexión con la corriente eléctrica.

12

Pantalla: las cámaras más modernas presentan una pequeña pantalla (generalmente

de 3 pulgadas) que permite visualizar los videos y ajustar la configuración de trabajo.

En la mayoría de los casos, la pantalla no supera las 3 pulgadas.

Ranura para tarjeta de memoria: aunque existan cámaras que tienen una amplia

memoria interna, la mayoría incluye la opción de incorporar una tarjeta SD (máximo

32 GB) que permite almacenar gran cantidad de videos y fotos.

Además de los componentes, las cámaras tienen una serie de características a tener en

cuenta a la hora de elegir un modelo determinado:

Resolución: esta característica indica el detalle de la imagen, es decir, la capacidad de

ampliar la imagen y de conseguir una observación de mayor calidad.

Híbrida (combinación modo vídeo con modo foto).

Campo de detección: En este apartado diferenciamos el campo óptico (el campo de

visión que tiene la cámara para obtener la fotografía), campo de detección (área que el

sensor puede detectar) y el campo de iluminación (área que puede ser iluminada a

través de nuestro sistema de infrarrojos o LED).

Velocidad de disparo: va a estar determinada por la diferencia entre la activación de

la cámara y el momento en el que se realiza la fotografía.

Velocidad de recuperación: después de haber realizado la fotografía, la cámara

necesita un tiempo para volver a activarse y fotografiar.

2.2.2. METODOLOGÍA

Con anterioridad se ha de hacer un estudio de la zona. No nos referimos a un exhaustivo

estudio en detalle, sino más bien, conocer el terreno y encontrar algún posible indicio que

evidencie la presencia de fauna silvestre. Aunque a priori parezca complicado, la detección

de rastros (huellas, excrementos, letrinas, zonas de paso, dormideros…) es más fácil de lo

que parece. Una vez localizados estos posibles puntos de colocación, debemos tener en

cuenta una serie de consideraciones al colocar la cámara: ¿Hay mucha vegetación que pueda

interferir con la cámara? ¿Es posible que se encuentre en una zona de riada con algún

episodio de lluvias importante? ¿Está muy a la vista o en una zona muy transitada?

¿Tenemos un buen soporte de sujeción? Así, encontramos una serie de consejos y

precauciones a la hora de la colocación:

El uso de cámaras de fototrampeo requiere de un permiso explícito de la

administración competente en materia de medio ambiente.

La cámara debe colocarse en un ángulo entre 90 y 45 grados con respecto al suelo.

Evitar enfocarla a zonas con hierbas, ramas o vegetación que, con su movimiento al

soplar el viento, puedan interferir en el correcto funcionamiento de la cámara. Una

tarjeta de 32 GB puede llenarse en un solo día con videos de ramas moviéndose. Aun

13

así, será necesario despejar la zona de ramas, tallos o restos vegetales que puedan

interferir en el funcionamiento de la cámara.

Tener en cuenta la situación del sol y las sombras que a lo largo del día se puedan dar

en la zona de colocación, así como la salida y puesta del sol.

A la hora colocarla, evitar salir al campo con comida que huela fuerte así como el uso

de colonias que perturben la zona de estudio.

El uso de cebos debe estar condicionado por la finalidad del estudio, y siempre ha de

tenerse en cuenta que su uso puede perturbar o modificar el comportamiento de las

especies. Los cebos más utilizados son atún, sardina, valeriana, orina de gato,

carroñas. Es importante tener en cuenta el impacto que puede suponer el uso de

cebos.

Es recomendable registrar las coordenadas donde la cámara ha sido colocada,

facilitando así la localización del dispositivo cuando se vaya a retirar y permitiendo

además conocer el punto exacto de nuestras citas.

En el presente taller de fototrampeo se dispondrán un total de 5 cámaras en el entorno del

Campus de Espinardo, que serán instaladas y recogidas por los participantes para poner en

práctica esta técnica de estudio.

Figura 3. Mapa de las zonas de muestreo de mamíferos y reptiles

14

• Taller 2.2. Vertebrados terrestres: aves

2.1.1. INTRODUCCIÓN

El anillamiento científico es una herramienta ampliamente utilizada para el estudio y

conservación de la avifauna. Esta técnica consiste en el marcaje de las aves con una anilla

metálica en el tarso que, a modo de DNI, nos permite individualizar a cada ejemplar y nos

ofrece información relativa a su condición física, edad, sexo y las regiones que frecuenta,

entre muchos parámetros

A pesar de que en sus inicios el anillamiento surgió como una técnica para el estudio de la

migración, son numerosas las aplicaciones actuales que ofrece esta herramienta,

permitiendo abordar estudios de supervivencia, tendencia poblacional, comportamiento

social y reproductivo, entre muchos otros. No obstante, en la actualidad los avances

tecnológicos han permitido el desarrollo de otras metodologías que, sin ser excluyentes,

ayudan de forma complementaria a desvelar multitud de aspectos intrigantes sobre la

migración y los movimientos de las aves (radioemisores, GPS satélite, etc.).

En la actualidad, ante los continuos procesos de deterioro y pérdida de hábitats, se hace

indispensable el seguimiento de las poblaciones de aves para determinar el impacto de estas

amenazas sobre la avifauna, así como la respuesta de este grupo faunístico a diferentes

escalas. En este sentido, el anillamiento científico es una de las escasas herramientas que

permiten abordar investigaciones a nivel individual de las aves, ofreciendo información

básica sobre la biología de las aves que resulta imprescindible para gestionar la

biodiversidad. Además, las nuevas aplicaciones del anillamiento están permitiendo evaluar

las respuestas de las aves al cambio global y conocer a fondo los mecanismos que regulan

esas respuestas.

2.1.2. METODOLOGÍA

El fin último del anillamiento científico es la obtención de información fiable sobre diversos

aspectos de la biología de las aves silvestres, que permita profundizar en su conocimiento y

contribuya, por tanto, a su mejor conservación. El primer paso para lograr dichos objetivos

es capturar y anillar a las aves. Esta labor será desarrollada por los anilladores, quiénes

deberán seguir unos protocolos de trabajo estandarizados que otorguen fiabilidad a sus

datos. Asimismo, los anilladores y asistentes deberán respetar escrupulosamente un código

ético de comportamiento en el campo, tanto en lo que respecta al propio bienestar y salud

de las aves, como en el trato respetuoso al medio natural donde se lleven a cabo las labores

de anillamiento.

15

El método más empleado para el trampeo de paseriformes (aves de pequeño tamaño) es la

colocación de redes de niebla, también conocidas como redes japonesas. Esta técnica pasiva

se basa en la colocación de redes en posición perpendicular al suelo, en zonas habituales de

paso de las aves, con el objeto de interceptar aquellas aves que se desplacen volando por la

zona. Los anilladores revisarán las redes y extraerán las aves capturadas con una frecuencia

de 45-60 min., siempre y cuando las condiciones meteorológicas sean favorables.

Posteriormente, las aves serán trasladadas a la zona de trabajo donde se procederá a la

identificación de las especies, anillamiento y registro de parámetros biológicos y medidas

biométricas. Tras obtener toda la información necesaria, las aves serán puestas en libertad.

Durante la presente jornada de anillamiento se dispondrán un total de 8 redes, con una

longitud total de 102 m (18m x2, 12m x4 y 9m x2), en tres hábitats diferentes: cultivos

herbáceos, cítricos y humedal. De esta forma se intentará resaltar la importancia de cada

uno de estos hábitats para la avifauna del campus como zonas de alimentación y

reproducción.

Figura 4. Mapa de las zonas de muestreo de aves.

16

•Taller 3. Plantas vasculares: silvestres y ornamentales

3.1. INTRODUCCIÓN

El Campus de la Universidad de Murcia cuenta con una rica flora distribuida por los diversos

jardines que pueblan el Campus de Espinardo. Muchos de estos jardines están dedicados a

diferentes áreas geográficas del planeta, como son el Jardín Australiano y del Pacífico,

ubicado en las inmediaciones del Centro Social Universitario; el Jardín Canario, presente

entre las facultades de Educación, Filosofía y el Aulario Ginés de los Ríos; el Jardín del

Mediterráneo Oriental y Asia, en las inmediaciones de la Biblioteca General; o Jardín del

norte de África, rodeando al Estadio Monte Romero o la Cueva del Barro. En estos jardines

se suele presentar una flora característica y, en muchos casos, endémica de cada territorio,

intentando remarcar el esplendor y la diversidad de cada uno de ellos.

Además de los Jardines dedicados a diferentes zonas del planeta, nos podemos encontrar

otros jardines dedicados a grupos concretos de plantas, como son el Jardín de las

Hespérides, ubicado a las espaldas de la Facultad de Biología y donde se presentan más de

100 variedades de cítricos; o la Rosaleda, rodeando a las facultades de Documentación y de

Economía y Empresa, donde se pueden ver diferentes tipos de variedades y especies del

género Rosa.

Alternando con los diversos jardines presentes en el Campus, podemos encontrar también

una serie de plantas autóctonas, en muchos casos formando parte de manera natural de los

matorrales que acompañan a los pinares u otras formaciones arbóreas, y en otros casos

plantados de manera aislada o incluso formando setos, reflejo de la gran riqueza florística

que ofrece la Región.

3.2. METODOLOGÍA

La actividad consistirá en un recorrido por el “Camino Verde” que recorre el Campus de la

Universidad de Murcia, desde el aparcamiento trasero de la Facultad de Biología hasta las

Facultades de Educación y Filosofía y Aulario Ginés de los Ríos. Durante el trayecto se irán

realizando diferentes paradas donde se indicará y hablará sobre la flora presente, tanto

cultivada como silvestre.

17

Figura 5. Mapa de las zonas de muestreo de flora.

18

• Actividad 1. Exposición fotográfica “Biodiversidad en la Región de

Murcia”

La Región de Murcia se localizada en la cuenca del Mediterráneo reconocida como una de

las 34 áreas de conservación prioritaria definidas a escala global por reunir un gran número

de especies endémicas. Por tanto, dicha región se caracteriza por una enorme diversidad

tanto de especies y como de ecosistemas. Esto le confiere una responsabilidad prioritaria en

la conservación de la biodiversidad mundial. Además, su localización dentro del sureste

ibérico, de gran singularidad ambiental en el contexto mediterráneo, acentúa su interés de

conservación.

La exposición fotográfica “Biodiversidad en la Región de Murcia”, que se localiza en el Hall de

la Facultad de Biología, descubre la biodiversidad a lo largo de unas 20 imágenes obra de

prestigiosos fotógrafos de naturaleza de la Región de Murcia. El objetivo de dicha exposición

es dar a conocer la biodiversidad de la Región de Murcia y concienciar de su necesidad de

conservación.

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• Actividad 2. Cine fórum “Segura, las voces del río” Proyecto LIFE+

SEGURA RIVERLINK

Se trata de un documental rodado en el contexto del proyecto LIFE+ Segura Riverlink que se

llevó a cabo entre 2013 y 2017 con la finalidad de recuperar un tramo del río Segura de 54

kms entre Calasparra y Archena. Para conseguir su objetivo, se implicaron diferentes

instituciones: coordinado por la Confederación Hidrográfica del Segura y como socios la

Comunidad Autónoma de la Región de Murcia, la asociación naturalista ANSE y las

universidades de Murcia y Valladolid, contó además con la participación de ayuntamientos,

propietarios de fincas y gran cantidad de voluntarios.

Como colofón a este proyecto, se contó con Nacho Ruiz y Alberto Saiz de la productora

Natura HD para rodar este documental, donde se recoge testimonio gráfico del ecosistema

fluvial de la cuenca del río Segura: su flora, fauna y la vida de las personas que viven ligadas a

la ribera del río. Con el uso de drones y cámaras subacuáticas se filmaron espectaculares

escenas donde podremos disfrutar de nutrias, barbos, garzas y otros habitantes de nuestro

río en su hábitat natural.

Tras la proyección del documental, se abrirá una mesa redonda que contará con los

profesionales implicados en la ejecución del proyecto de restauración fluvial y en el rodaje

del documental. Los asistentes podrán lanzar sus preguntas acerca del making off del

documental, los resultados del proyecto Segura Riverlink o cualquier curiosidad que surja en

relación a la restauración fluvial en el Segura.

20

• Actividad 3. Visita al Museo José Loustau

El Museo José Loustau tiene sus raíces en 1916, año de la llegada a Murcia de D. José

Loustau para tomar posesión de su recién ganada Cátedra de Mineralogía y Botánica, en la

también recientemente creada Universidad de Murcia y de la que fue su primer Rector en

1918. Este laboratorio se utilizó inicialmente para Prácticas de Ciencias Naturales en un

curso preparatorio para las Licenciaturas en Farmacia y Medicina de otras Universidades.

El Museo está ubicado en la Planta Baja de la Facultad de Biología en una sala rectangular de

160 metros cuadrados de superficie total, incluyendo una biblioteca de 23 y un despacho de

18 metros cuadrados. Sustancialmente se conservan la mayoría de los medios materiales

sobre Ciencias de la Vida que se han ido acumulando en este Museo a lo largo del tiempo,

que son de un gran valor histórico y que permiten introducirse en la vertiente científica de la

historia de la Universidad de Murcia.

21

• Actividad 4 y 5. Análisis de resultados y exposición posters

Los datos obtenidos de los talleres 1, 2 y 3 serán analizados en al Aula Buitre de la Facultad

de Biología el lunes 8 de abril. Se realizará el recuento de taxones (o especies) totales

recolectados durante la jornada, y la interpretación de los resultados principales.

Dichos resultados serán plasmados en 4 posters, que serán presentados por los propios

estudiantes el día 11 de abril durante la jornada de “Sentimiento UMU” de la Facultad de

Biología.

23

ANEXOS

25

ANEXO 1

MÉTODOS DE MUESTRO DE INVERTEBRADOS TERRESTRES

CAPTURA DIRECTA :

Fuente: http://paveca3.blogspot.com/2010/10/instrumental-quirurgico.html Fuente: http://pblequipo2.wordpress.com

VAREO Y FRONDEO CON ASPIRADORES DE BOCA

Fuente:http://pblequipo2.wordpress.com

MANGA ENTOMOLÓGICA

Fuente:http://www.enthoscolombia.com/productos_muestreo_captura.html

26

TRAMPAS DE CAÍDA

Fuente: http://ecoplexity.org/node/591?page=0,2

MUESTRAS DE SUELO: (MÉTODO BERLESSE) TRAMPA DE LUZ

http://luzcontroldeplagas.com/wp-content/uploads/2014/04/perforacion_arbol.jpg

PULVERIZAR TRONCOS

https://www.bing.com/images/search?view=detailV2&id=A94A9AB07989B547980C7EA5ED8C0243D0EC53BE&thid=OIP.vznaUlHA

tF9r6V9xgvAsPwHaDt&exph=300&expw=600&q=pulverizador+de+insectos&selectedindex=208&ajaxhist=0&vt=0

27

ANEXO 2 Lista de los principales grupos faunísticos con presencia potencial en el

Campus Universitario de Espinardo INVERTEBRADOS NO ARTROPODOS (8 grupos potenciales) Nematoda (Gusanos cilindricos) Clase Adenophorea o Aphasmida Ord. Dorylaimida, (terrestres suelo) Ord. Monohysterida (algunos acuáticos) Clase Secernentea o Phasmida (parásitos de vertebrados, no confundir phasmoidea o insectos palo) Ord. Oxyurida (Parásitos de insectos y arañas) Moluscos Clase Gastropoda Pulmonata Ord. Neotaenioglossa (Hidróbidos) Ord. Basommatophora Algunos caracoles acuáticos Ord. Stylommatophora. Caracoles y Babosas Anélidos Clase Clitellata (incluye antiguos Oligochaeta e Hirudinea) Oligochaeta Ord. Crassiclitelata o Opisthopora (Lombrices de tierra) Ord. Tubificida (Tubiflex acuáticos) INVERTEBRADOS ARTRÓPODOS (49 grupos potenciales) Arácnidos Clase Arachnida Ord. Araneae (Arañas Ord. Opiliones (Papa pataslargas) Ord. Scorpiones (Escorpiones) Ord. Solpugides (=Solífugos) Ord. Pseudoscorpiones (Falsos escorpiones) Acaros s.l. Ord. Mesostigmata (=Gamasida) Ord. Ixodida (Garrapatas) Ord. Prostigmata Ord. Astigmata Ord. Oribatida (Cryptostigmata) Crustáceos Clase Branchiopoda Ord. Anomopoda (Cladoceros – “pulgas” de agua) Clase Ostracoda Ord. Podocopida (Cyprididae “alubias” de agua) Clase Malacostraca

28

Ord. Anfipoda (“pulgas” acuáticas) Ord. Isopoda (Cochinillas de la humedad) Clase Maxyllopoda - Orden Cyclopoida (Copépodos dulceacuícolas) Miriápodos (mil pies y ciempiés) Clase Diplopoda Ord. Polyxenida (Milpiés emplumados) Ord. Polydesmida (Milpiés de expansiones - introducido) Ord. Julida (milpiés o rosquillas) Clase Chilopoda Leach, 1814 Ord. Scutigeromorpha (Escutigeras) Ord. Lithobiomorphae (Ciempiés de dos anillos) Ord. Scolopendromorpha (Escolopendras) Ord. Geophilomorpha (Ciempiés alargados) Clase Symphyla (Mini-ciempiés de la oscuridad) Hexápodos Entognatha (Hexápodos mandibulados primitivos) Clase Diplurata Boudreaux, 1979 Ord. Diplura (jampoidea Clase Collembola Lubbock, 1870 (“Pulgas” de suelo) Ord. Poduromorpha Ord. Entomobryomorpha Ord. Neelipleona Ord. Symphipleona

Insecta (Insecto verdaderos, en orden alfabético) Ord. Microcoryphia (=Archaeognatha) (Pececillos saltarines) Ord. Blattodea (Cucarachas) Ord. Coleoptera (Escarabajos) Ord. Dermaptera (Tijeretas) Ord. Diptera (Moscas y mosquitos, tábanos, típulas) Ord. Embioptera (Tejedores) Ord. Ephemeroptera (Efímeras o "moscas" de mayo) Ord. Hemiptera (Chinches, Cigarras, cicaras, pulgones) Ord. Hymenoptera (Hormigas, avispas, Abejas y abejorros) Ord. Isoptera (Termitas) Ord. Lepidoptera (Mariposas y polillas) Ord. Mantodea (Mantis) Ord. Megaloptera (Sialidos o "moscas" de la umbrosidad) Ord. Neuroptera (Moscas de encaje, crisopas, hormigas-león) Ord. Odonata (Libélulas y caballitos del diablo) Ord. Orthoptera (Saltamontes y grillos) Ord. Phthiraptera (Piojos de aves y mamíferos) Ord. Psocoptera (Insectos de los sustratos inertes: rocas, suelos, cortezas, líquenes) Ord. Siphonaptera (Pulgas verdaderas) Ord. Thysanura o Zygetoma (Pececillos de la celulosa) Ord. Thysanoptera (Thrips) Ord. Trichoptera (Friganeas)

29

ANEXO 3

Hojas de Campo y Laboratorio

31

Hoja de campo: Taller 1 (Invertebrados terrestres)

Nº Referencia Zona Muestreo Hábitat Taxón Nº Individuos

1

2

3

4

32

Hoja de laboratorio: Taller 1 (Invertebrados terrestres)

HABITAT:

Referencia Taxón Nº Individuos

33

Hoja de campo: Taller 2.1 (Vertebrados terrestres: mamíferos y reptiles)

PARAJE: CUADRÍCULA UTM 10x10:

COMARCA O SIERRA: FECHA: / /

MUESTREADORES::

HORARIO DE ACCIÓN:

METEOROLOGÍA:

DE A HORAS

OBSERVACIONES GENERALES:

Nº

CÓDIGO CÁMARA

COORDENADAS

UTM TIPO

HABITAT CEBO

ALTURA Y SUSTRATO ANCLAJE

FECHA Y HORA COLOCACIÓN

FECHA Y HORA RETIRADA

FORMATO GRABACIÓN

OBSERV.

1

2

3

4

5

6

34

Nº

CÓDIGO CÁMARA

COORDENADAS

UTM TIPO

HABITAT CEBO

ALTURA Y SUSTRATO ANCLAJE

FECHA Y HORA COLOCACIÓN

FECHA Y HORA RETIRADA

FORMATO GRABACIÓN

OBSERV.

7

8

9

10

11

12

13

14

15

16

17

18

35

Hoja de campo: Taller 2.2 (Vertebrados terrestres: aves)

PARAJE: Nº HOJA: DE

T. MUNICIPAL: FECHA: / /

HABITAT: HORARIO DE ACCIÓN:

METEOROLOGÍA: OBSERVACIONES:

DE A HORAS

O REDES ( ) O CEPOS ( ) O NIDOS

DIMENSIONES: CEBO:

ANILLADORES:

COLABORADORES:

Nº

ANILLA

A

R

ESPECIE

ED

AD

SE

XO

GR

AS

A

PL

AC

A

MU

SC

U

ALA

PE

SO

HORA DE

CAPT.

ES

TA

T

Observaciones

1 2

3

4

5

6

7

8

9

10

11

12

13

14

15

16

17

18

19

20

21

22

23

24

25

26

27

28

29

30

31

32

33

34

35

37

Hojas de campo: Taller 3 (Plantas vasculares)

PARADA 1 – APARCAMIENTO TRASERO DE LA FACULTAD DE BIOLOGÍA Y JARDÍN

DE LAS HESPÉRIDES

TAXON

Bauhinia tomentosa L.

Brillantaisia ulugurica Lindau

Citrus aurantium L.

Citrus medica L.

Cupressus sempervirens L.

Dichrostachys cinerea (L.) Wight & Arn.

Ficus benjamina L.

Ginkgo biloba L.

Hibiscus acetosella Welw. ex Hiern

Jasminum officinale L.

Justicia aurea Schltdl.

Lantana camara L.

Laurus nobilis L.

Lavandula dentata L.

Limoniastrum monopetalum (L.) Boiss.

Lippia alba (Mill.) N.E.Br. ex Britton & P.Wilson

Megaskepasma erythroclamys Lindau

Montanoa bipinnatifida (Kunth) C.Koch

TAXON

Moringa oleifera Lam.

Morus alba L.

Odontonema cuspidatum (Nees) Kuntze

Phoenix canariensis Chab.

Pinus halepensis Mill.

Prunus cerasifera Ehrh. (= Prunus pissardii Carrière)

Prunus laurocerasus L.

Salvia microphylla Kunth

Schinus molle L.

Tetradenia riparia (Hochst.) Codd

Teucrium fruticans L.

Thevetia peruviana (Pers.) K.Schum. (= Cascabela thevetia (L.) Lippold)

Ulmus pumila L.

Viburnum odoratissimum Ker Gawl. (=V. lucidum auct.)

38

PARADA 2 – ZONA DE KIOSKOS Y AGRICULTURA ECOLÓGICA Y PUENTE JUNTO A

LA DEPURADORA

TAXON

Ceratonia siliqua L.

Citrus aurantium L.

Ficus rubiginosa Desf. ex Vent. “Australis”

Handroanthus impetiginosus (Mart. ex DC.) Mattos (=Tabebuia impetiginosa (Mart. ex DC.) Standl. = Tabebuia avellanedae Lorentz ex Griseb.)

Limoniastrum monopetalum (L.) Boiss.

Lonicera japonica Thunb.

Morus alba L.

Morus alba L.

Nerium oleander L.


Phoenix dactylifera L.

Populus alba L.

Tamarix canariensis Willd.

Typha domingensis (Pers.)Steud.

TAXON

39

PARADA 3 – ALREDEDORES DEL AULARIO GENERAL Y FACULTADES DE CIENCIAS

DE LA DOCUMENTACIÓN Y DE ECONOMÍA Y EMPRESA

TAXON

Anthyllis cytisoides L.

Asparagus horridus L.

Atriplex prostrata Boucher ex DC.

Carpobrotus acinaciformis (L.) L. Bolus


Cupressus sempervirens L.

Handroanthus impetiginosus (Mart. ex DC.) Mattos (=Tabebuia impetiginosa (Mart. ex DC.) Standl. = Tabebuia avellanedae Lorentz ex Griseb.)

Helichrysum stoechas (L.) Moench

Lygeum spartum L.

Mesembryanthemum nodiflorum L.

Myrtus communis L.

Nerium oleander L.

Nicotiana glauca Graham.

Phagnalon saxatile (L.) Cass.


Phyllostachys bambusoides Siebold.&Zucc.

TAXON

Pinus eldarica Medwd.

Pittosporum heterophyllum Franch.

Rosa gallica L. (y otras especies)

Salsola genistoides Juss. ex Poir.

Syagrus romanzoffiana (Cham.) Glassman

Tetraclinis articulata (Vahl) Mast.

Teucrium fruticans L.

Trachycarpus fortunei (Hook.)H.Wendl.

Vitex trifolia L. “Purpurea”

Washingtonia robusta H.Wendl.

40

PARADA 4 – CUEVA DEL BARRO Y ALREDEDORES DE LA FACULTAD

CIENCIAS DEL TRABAJO

TAXON

Aizoon hispanicum L.

Anthyllis cytisoides L.

Asparagus horridus L.

Capparis sicula Duhamel


Cupressus dupreziana A.Camus

Diplotaxis harra subsp. lagascana (DC.) O. Bolòs & Vigo

Frankenia pulverulenta L.

Helichrysum stoechas (L.) Moench

Lavandula multifida L.

Limonium echioides (L.) Mill.

Lygeum spartum L.

Mesembryanthemum nodiflorum L.

Myrtus communis L.

Nicotiana glauca Graham

TAXON


Phyllirea angustifolia L.

Pinus eldarica Medwd.

Pistacia lentiscus L.

Punica granatum L.

Rhamnus alaternus L.

Saccharum ravennae (L.) L.

Salsola genistoides Juss. ex Poir.

Schinus molle L.

Tamarix canariensis Willd.

Tetraclinis articulata (Vahl) Mast.

Thymus hyemalis Lange

Vitis vinifera L.

41

PARADA 5 – FACULTADES DE FILOSOFÍA Y DE EDUCACIÓN Y AULARIO GINÉS DE

LOS RÍOS: JARDÍN CANARIO

TAXON

Acokanthera oppositifolia (Lam.) Codd (=Acokanthera venenata (Burm.f.) G.Don

Aeonium arboreum Webb & Berthel.

Alocasia macrorrhizos (L.) G.Don

Aloe vera L.

Brugmansia candida Pers.

Cercis siliquastrum L.

Dracaena draco (L.) L.

Duranta erecta L.

Echium candicans L.f.

Musa acuminata Colla (= M. cavendishii Lamb.)

Myrtus communis L.

Rumex lunaria L.

Saccharum officinarum L.

Senna surattensis (Burm.f.) H.S.Irwin & Barneby

TAXON

Solandra longiflora Tussac (=Solandra macrantha Dun.)

Strelitzia alba (L.f.) Skeels (=Strelitzia augusta Thunb.)

Strelitzia reginae Banks (= Heliconia bihai J.F.Mill.)

Yucca rostrata Engelm. ex Trel.

43

NOTAS

indice - um.es · en esta actividad participan expertos en diferentes disciplinas sobre los...

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