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Ingeniería en Biotecnología

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IBT502 - Microbiología

GUÍA PARA PRÁCTICAS DE LABORATORIO MICROBIOLOGÍA

INGENIERÍA EN

BIOTECNOLOGÍA


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Presentación

La presente Guía para Prácticas de Laboratorio ha sido desarrollada para que

los estudiantes de la asignatura de Microbiología dispongan de la información

necesaria para la realización de las prácticas correspondientes de acuerdo a

los temas, objetivos y resultados de aprendizaje definidos. En este documento

se incluye el proceso en el laboratorio de experimentación e investigación, con

los respectivos recursos y resultados esperados, para que el estudiante pueda

desarrollar su práctica-taller y la elaboración de sus respectivos informes o

cualquier otra evidencia de aprendizaje, que serán evaluadas con las rúbricas

que constan en los anexos.

La Guía presenta una secuencia donde se especifica cada sesión de prácticas

en laboratorio con su respectivo proceso didáctico y formativo.


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PRÁCTICA DE LABORATORIO # 1

1. TEMA: Preparación de medios de cultivo,

2. IDENTIFICACIÓN:

Asignatura: Microbiología

Sigla: IBT502

Período: 2018-1

Paralelos: 1 y 2

Sesiones: 2

Profesor: Blgo. Carlos Andrés Bastidas MSc.

3. OBJETIVOS

3.1. OBJETIVO GENERAL:

Aprender a preparar medios de cultivo y observar la ubicuidad de los microorganismos

3.2. OBJETIVOS ESPECÍFICOS:

• Preparar medios sólidos y líquidos

• Observar la presencia de microorganismos en diferentes muestras.

4. FUNDAMENTO TEÓRICO

La preparación de medios de cultivo y la fase de esterilización es de suma importancia en

microbiología ya que siempre se requiere trabajar en condiciones asépticas. El reconocer la

omnipresencia de microorganismos nos ayuda a prevenir contaminaciones a futuro y prever

posibles consecuencias cuando de microorganismos se trata (Madigan, Martinko & Parker,

2009).

5. MATERIALES Y REACTIVOS

5.1. MATERIALES

Probeta 250 ml

Matraz Erlenmeyer 500 ml

Varillas de vidrio

Papel aluminio


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5.2. REACTIVOS

Agar Nutritivo

Caldo Nutritivo

5.3. EQUIPOS

Autoclave

Incubadora

pHmetro

Agitador magnético con calentamiento

6. METODOLOGÍA

Preparar los medios de cultivo siguiendo las instrucciones dadas por el fabricante.

Una vez listo el medio proceder a colocar diferentes muestras en el medio y observar los

resultados a las 24 y 72 horas.

7. RESULTADOS (Indicaciones)

Colocar las fotos de los microorganismos generados después de la inoculación de la

muestra.

8. DISCUSIÓN (Indicaciones)

Discutir en base a:

- Medios de cultivo

- Condiciones asépticas

- Esterilización, desinfección, Pasteurización etc.

- Posibles microorganismos en cada muestra.

9. BIBLIOGRAFÍA

Madigan, M., Martinko, J., &Parker, J. (2009). Biología de los Microorganismos. New Jersey. Estados Unidos. Pearson Prentice Hall.


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1. TEMA: Siembra de Microorganismos y obtención de cultivos puros

2. IDENTIFICACIÓN:


Sigla: IBT502

Período: 2018-1

Paralelos: 1 y 2

Sesiones: 2


3. OBJETIVOS

3.1 GENERAL:

Aislar colonias a través de distintos métodos de siembra en estriado.

3.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS:

Aprender las técnicas de estriado por agotamiento y por ángulo recto.


Los microorganismos cuando se encuentran en hábitat naturales crecen en poblaciones

complejas y mixtas, que a su vez están constituidas por varias especies. Sin embargo, al

momento de realizar estudios acerca de un único microorganismo que se encuentra en un

medio mixto representa una gran dificultad, razón por la cual se necesita un cultivo puro. En

este tipo de cultivo, la población de células proviene de una sola célula que permita definir

una especie particular. Además, existen diversas maneras de preparar cultivos puros

(Prescott, Harley, & Klein, 2004).

Una colonia independiente se forma cuando sobre una superficie de agar se extiende una

mezcla de células, de manera que cada célula aislada se multiplicará y se define como una

“agrupación o formación macroscópicamente visible de microorganismos sobre un medio

sólido”. Un cultivo puro es representado por cada colonia (Prescott, Harley, & Klein, 2004).

Para obtener colonias aisladas se puede emplear el método de siembra en estrías o siembra

por extensión, no obstante para conseguir un buen aislamiento se necesita la separación

respectiva de las células (Tortora, Funke, & Case, 2013). También, se pueden emplear las

colonias que crecen en la superficie del agar para preparar cultivos puros y para inocular un

medio fresco (Prescott, Harley, & Klein, 2004).

El método de siembra en estriado fue fundado por el bacteriólogo alemán Robert Koch

(Prescott, Harley, & Klein, 2004) y es más beneficioso cuando el microorganismo que se

desea aislar se encuentra en grandes cantidades en relación a la población total. No


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obstante en casos contrarios, su cantidad debe incrementarse mediante enriquecimiento

selectivo antes de que sea posible su aislamiento (Tortora, Funke, & Case, 2013).

Además en el método de siembra en estriado, la muestra es colocada en un medio sólido de

crecimiento y es dibujada algunas veces sobre la superficie; existen algunas formas de

realizar el estriado. Cada estriado representa un proceso de dilución progresiva y se

obtienen células individuales a lo largo del estriado (Sharma, 2007).

El objetivo de la presente práctica es aislar colonias a través de distintos métodos de

siembra en estriado.


5.1 MATERIALES

• Asas

• Fósforo

5.2 REACTIVOS

Etanol 70%

Etanol 99%

Cajas Petri con Agar Nutritivo

5.3EQUIPOS

Incubadora

6 METODOLOGÍA

Todos los estudiantes deben ingresar al laboratorio con su respectivo mandil y proceder a

desinfectar su área de trabajo y sus manos. Luego se encienden los mecheros y en el área

de trabajo se coloca una caja Petri con cultivos de bacterias provenientes de una muestra

previa, dos cajas Petri con medios de cultivo sólido y un asa de inoculación. Las cajas Petri

se deben etiquetar con el nombre del estudiante, la fecha y el tipo de estriado.

Para el aislamiento de colonias se emplearán dos métodos, uno de ellos es el estriado por

agotamiento, en el cual se dividió al agar en tres secciones. Inicialmente, el asa de

inoculación se esteriliza al pasarla por el fuego, se deja enfriar y se toma una cierta cantidad

de la caja Petri con bacterias para luego hacer una inoculación a manera de zigzag

(estriado) en la primera sección del agar. Después, se esteriliza el asa, se deja enfriar en

una sección del agar y se hace el estriado en la segunda sección del agar teniendo en

cuenta que las líneas deben tocarse en dos puntos con el estriado anterior. A continuación,

se pasa por el fuego el asa para esterilizar, se deja enfriar en una esquina del agar y se

realiza el estriado en la tercera sección tomando en cuenta que debe tocarse en un punto

con el estriado de la segunda sección.

El segundo método consiste en estriado por ángulo recto, para lo cual se esteriliza el asa de

inoculación, se dejó enfriar en el agar y se escogió una pequeña cantidad de bacterias con


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el asa. Sobre el medio de cultivo de una nueva caja Petri se trazó una línea recta vertical,

después se esteriliza el asa, se deja enfriar y sobre toda la línea recta se realiza el estriado.

Finalmente, las dos cajas Petri se llevan a la incubadora.

Estriado por agotamiento

Estriado en ángulo recto

7 RESULTADOS (Indicaciones)

Colocar las fotos del aislamiento obtenido

8 DISCUSIÓN

Discutir en función de cuál método es mejor para el aislamiento de cultivos puros y la importancia

de tener un cultivo axénico

9 BIBLIOGRAFÍA

Prescott, L. M., Harley, J. P., & Klein, D. A. (2004). Microbiología (Quinta ed.). Madrid: McGraw Hill Interamericana.

Sharma, P. D. (2007). Microbiology. Meerut, IND: Rastogi Publications. ISBN: 9789350437872

Tortora, G., Funke, B., & Case, C. (2013). Microbiology: an introduction (Eleventh ed.). New York: Pearson Education.


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1. TEMA: Elaboración de una curva de Crecimiento bacteriano

2. IDENTIFICACIÓN:


Sigla: IBT502

Período: 2018-1

Paralelos: 1 y 2

Sesiones: 2


3. OBJETIVOS

a. OBJETIVO GENERAL:

Distinguir mediante la realización de una curva de crecimiento bacteriano las etapas de

desarrollo de un microorganismo bacteriano

b. OBJETIVOS ESPECÍFICOS:

Realizar una curva de crecimiento de la bacteria E. coli y asociar con los valores de

absorbancia a 600nm.


La espectrofotometría consiste en una técnica de química analítica cuantitativa

basada en la capacidad de las partículas de absorber longitudes de onda

determinadas y mide la absorbancia o cantidad de luz que no atraviesa a la muestra,

la cual es proporcional a la concentración de la misma. (Meah, Allum, & Kebede-

Westhead, 2012). El valor que se indica en la pantalla del dispositivo indica la

absorbancia, un valor logarítmico útil para la construcción de la gráfica que relaciona

a la cantidad de analito en dependencia del tiempo (Aneja, 2003).

La curva de crecimiento representa gráficamente la tasa de reproducción de

bacterias o de otras células en un medio determinado, generalmente líquido, de

manera que se distinguen cuatro fases principales: de adaptación o latencia (lag),

exponencial o logarítmica, estacionaria máxima y de declinación o muerte

logarítmica (Becker, Caldwell, & Zachgo, 1996; Romero, 2007).

Cabe destacar que las bacterias recién inoculadas deben acondicionarse al nuevo

medio al que están siendo expuestas, la duración de esta fase depende de factores

múltiples como edad, estado de salud, nutrientes, pH, disponibilidad de oxígeno,

presencia de toxinas y temperatura, básicamente de la diferencias del medio de

cultivo previo y el posterior (Hogg, 2013); aunque no haya fisión binaria, la actividad

metabólica es elevada (Romero, 2007).


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En la fase exponencial, identificada como trazo ascendente en la gráfica, es posible

calcular el tiempo de generación ya que las bacterias cuentan con las enzimas

necesarias para sobrevivir en el nuevo medio e inician su reproducción, sin

embargo, la fase puede verse afectada por factores externos que promueven la

transición a la fase estacionaria máxima, representada generalmente por una línea

horizontal recta en la curva de crecimiento, que se interpreta como velocidad

constante y por ende, equilibrio entre el índice de crecimiento y de mortalidad debido

a la disminución de la cantidad de nutrientes e incremento de desechos. En la etapa

final, en la cual la actividad celular decrece de forma progresiva hasta cesar

completamente. (Tortora, Funke, & Case, 2007).

El incremento de la turbidez o densidad óptica es un indicador eficiente al ser

proporcional a la cantidad de biomasa en el tiempo transcurrido tras la inoculación y

puede ser monitoreada por espectrofotometría (Tiwari, Hoondal, & Tewari, 2009)

empleando una longitud de onda de 600 nm.


5.1 MATERIALES

Matraz erlenmeyer 500 ml

Tubos de ensayo 20ml con tapa rosca

Asa de Drigalsky

Asas graduadas

Micropipeta 10-100ul con portapipeta

Micropipeta 100-1000ul con portapipeta

Vaso de precipitación 100 mL

Puntas 10-100uL

Puntas 1mL

Cubetas para espectrofotómetro.

Fósforos

5.2 REACTIVOS

Agar nutritivo

Caldo Nutritivo

5.3 EQUIPOS

Balanza analítica

Agitador

Espectrofotómetro

Cámara de flujo laminar

Shaker


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6. METODOLOGÍA

Los procedimientos serán llevados a cabo en condiciones asépticas, se inicia

con la inoculación del cultivo inicial que será empleado por todos los equipos de

trabajo siguiendo los procedimientos descritos a continuación en intervalos de

dos horas desde 8h00 hasta 17h00.

6.1 Espectrofotometría

El medio de cultivo sin inóculo (blanco) y el medio con bacterias serán previamente

colocados en matraces Erlenmeyer distintas. Para la manipulación de la muestra se

emplea la cámara de flujo laminar. Empleando una micropipeta, se toma 1 mL de cada

uno de los matraces y se colocó cuidadosamente en cubetas distintas para registrar los

datos de la absorbancia a longitud de onda de 600 nm.

6.2 Dilución seriada

Extraer 1 mL del medio de cultivo con microorganismos y diluir en 9 mL de medio de

cultivo vacío en un tubo de ensayo (1/10), del mismo modo, preparar diluciones 1/100,

1/1 000, y 1/10 000.

6.3 Plaqueo

Tomar 100 μl de cada una de las diluciones sembrar en un nuevo medio de cultivo sólido

con ayuda de un asa de Drigalsky, colocar en la Incubadora a 37 °C.

6.4 Conteo de Bacterias

Contabilizar las colonias presentes en cada una de las repeticiones de las diluciones,

seleccionar las que contienen de 25 a 250 colonias. Calcular el número de Unidades

Formadoras de colonias /mL.

7. RESULTADOS (Indicaciones)

Realizar un gráfico de absorbancia vs tiempo y otro de UFC/mL vs tiempo. Comparar

resultados obtenidos basándose en las etapas del crecimiento microbiano.

8. DISCUSIÓN (Indicaciones)

Discutir los resultados basándose en los resultados de absorbancia vs tiempo y

UFC/mL vs tiempo.

9. BIBLIOGRAFÍA


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Aneja, K. (2003). Experiments in Microbiology, Plant Patology and Biotechnology. New Age International.

Becker, J., Caldwell, G., & Zachgo, E. (1996). Biotechnology: A Laboratory Course. Burlington, MA, USA: Academic Press.

Hogg, S. (2013). Essential Microbiology. Somersent, Nueva Jersey, Estados Unidos: John Wiley & Sons.

Meah, M., Allum, J., & Kebede-Westhead, E. (2012). Essential Laboratory Skills for Biosciences. Hoboken, Nueva Jersey, Estados Unidos: John Wikey & Sons.

Romero, R. (2007). Microbiología y parasitología humana. Editorial Médica Panamericana.

Tiwari, R., Hoondal, G., & Tewari, R. (2009). Laboratory Techniques in Microbiology and Biotechnology. Chandigarh, India: Abhisek Publications.

Tortora, G. J., Funke, 0. R., & Case, C. L. (2007). Introducción a la microbiología. Editorial Médica Panamericana.


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1. TEMA: Observación de microorganismos: Tinciones

2. IDENTIFICACIÓN:


Sigla: IBT502

Período: 2018-1

Paralelos: 1 y 2

Sesiones: 2


3. OBJETIVOS

3.1 OBJETIVO GENERAL:

Realizar tinción Gram y de esporas bacterianas


Aprender a elaborar un frotis bacteriano

4 FUNDAMENTO TEÓRICO

Una de las etapas fundamentales para las tinciones simples o compuestas es el frotis, que

consiste en extender un cultivo bacteriano sobre un portaobjetos para visualizar estructuras

específicas de las bacterias. La tinción de Gram es una tinción compuesta que utiliza 4

reactivos distintos: el cristal violeta cuya función es proporcionar color a las células, el lugol

que forma el complejo cristal violeta-yodo, el alcohol-acetona que es un agente decolorante y

la safrinina que es un reactivo de contratinción (Rojas Triviño, 2011). Además, la tinción

Gram proporciona colores dependiendo del tipo de pared celular que tenga la bacteria

(Arauz Cavallini, 1998). Las bacterias de tipo Gram positivas reservan el color azul o violeta

debido a que su pared celular consta de un gruesa pared celular compuesta en su gran

mayoría por peptidoglicano (Salton & Kim, 1996), mientras que las Gram negativas

adquieren tonalidades rojas o rosadas debido a que su pared celular posee solo una capa

(Ellner, 2000).

Otra forma de evaluar la reacción Gram puede ser mediante la adición de KOH al 3% a una

solución que esté concentrada de bacterias, debido a que este reactivo libera ácido

desoxirribonucleico al destruir las paredes celulares (Meurant, 1987); de manera que si la

solución se torna viscosa, indicando que las bacterias presentes en la solución son Gram

negativas. En su gran mayoría las bacterias gramnegativas son especies fitopatógenas

(Arauz Cavallini, 1998).

Por otra parte, las endosporas son enormemente deshidratadas y resistentes, poseen

además un conjunto de cubiertas mínimamente permeables; provocando que sean difíciles

de teñir a menos que sean calentadas para permeabilizarlas. El tamaño y la localización


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cambia de acuerdo a la especie bacteriana; las esporas son producidas por Clostridium,

Bacillus, entre otras (Rodríguez Cavallini, Gamboa Coronado, Hernández Chavarría, &

García Hidalgo, 2005).

De manera tal, que el objetivo de la presente práctica es determinar el tipo de bacterias

presentes en un cultivo mediante tinción Gram y prueba de KOH. Además, se pretende la

visualización de esporas mediante una tinción especial en la que se involucra gran cantidad

de calor.

5 MATERIALES Y REACTIVOS

5.1 MATERIALES

• Asas

• Fósforos

• Portaobjetos

• Pinzas

• Goteros

• Guantes

5.2 REACTIVOS

Etanol 70%

Etanol 99%

Agua destilada

Cristal Violeta

Lugol

Alcohol cetona

Safranina

Verde de Malaquita

KOH

Aceite de Inmersión

5.3 EQUIPOS

Incubadora

Microscopio

6 METODOLOGÍA

Todos los estudiantes se colocan el mandil al momento de ingresar al laboratorio y

desinfectan su área de trabajo y sus manos, además se encendieron los mecheros.

Posteriormente se procede a realizar el frotis, para lo cual se coloca una gota de agua

destilada en un portaobjetos y con un asa de inoculación se recoge una pequeña cantidad


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de bacterias, provenientes de una muestra y con ella se frota sobre la gota de agua para que

la muestra quede totalmente distribuida. Seguidamente, el portaobjetos se pasa por la llama

del mechero hasta que el agua se evapora y la muestra se fija. A continuación, se coloca

una cantidad suficiente de cristal violeta sobre el frotis hasta cubrirlo y se espera por 1

minuto; transcurrida esa cantidad de tiempo se lava la muestra y se añade Lugol para

cubrirlo y se espera por un minuto. Se lava con alcohol cetona tratando de eliminar el cristal

violeta empleado. Finalmente, se añade safranina y se espera por un minuto, se lava con

agua.

Se procede a observar la muestra. Primero se coloca el portaobjetos en el microscopio y se

enfocó con el lente de 4X, posteriormente se enfoca con los lentes de 10X y 40X.

Finalmente, se coloca aceite de inmersión para observar con el lente de 100X.

Mientras que para la prueba de KOH, se coloca una gota de KOH al 3% en el portaobjetos y

con el asa de inoculación se recoge una pequeña cantidad de bacterias provenientes de una

muestra, en una portaobjetos y con movimientos de abajo hacia arriba sobre el reactivo se

espera 1 minuto para ver si ocurría alguna reacción, se forma un hilo viscoso al momento de

mover el asa (Gram Negativo).

Para la tinción de esporas, se realiza un frotis y se coloca un papel filtro sobre la muestra.

Después sobre el papel filtro se añade verde de Malaquita hasta que el papel se empapa

totalmente. Luego, se pasa por el fuego hasta que el verde de Malaquita se evapora.

Posteriormente, se repite el proceso de añadir y luego evaporar el verde de Malaquita

durante 10 min. Se retira el papel filtro y se añade safranina por 1 minuto. Finalmente se

lava la muestra y se la observó en el microscopio.

7 RESULTADOS

Colocar las fotos de cada una de las tinciones.

8 DISCUSIÓN

Discutir en función de cuál tipo de bacterias poseen esporas y cuáles son Gram positivas y

negativas.

9 BIBLIOGRAFÍA

Arauz Cavallini, L. F. (1998). Fitopatología: Un enfoque agroecológico (Primera ed.). San José: Editorial de la Universidad de Cosa Rica.

Ellner, R. (2000). Microbiología de la leche y de los productos lácteos. Madrid: Díaz de Santos.

Meurant, G. (1987). Methods in Microbiology. Orlando: Academic Press.

Rodríguez Cavallini, E., Gamboa Coronado, M., Hernández Chavarría, F., & García Hidalgo, J. (2005). Bacteriología General: Principios y prácticas de laboratorio. San José: Editorial Universidad de Costa Rica.

Rojas Triviño, A. (2011). Conceptos y prácticas de microbiología general. Recuperado el 13 de Octubre de 2015, de Universidad Nacional de Colombia: http://www.bdigital.unal.edu.co/4999/1/albertorojastrivino.2011.pdf

Salton, M. & Kim, K. (1996). Medical microbiology (Fourth ed.). Galveston: University of Texas Medical Branch. Capítulo 2. Recuperado el 14 de Octubre de 2015 de: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/books/NBK8477/

http://www.bdigital.unal.edu.co/4999/1/albertorojastrivino.2011.pdf

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/books/NBK8477/


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1. TEMA: Pruebas Bioquímicas y medios selectivos

2. IDENTIFICACIÓN:


Sigla: IBT502

Período: 2018-1

Paralelos: 1 y 2

Sesiones: 2


3. OBJETIVOS


Identificar la importancia de los medios selectivos y pruebas boquímicas


Conocer el fundamento bioquímico de cada uno de los tests.

4 FUNDAMENTO TEÓRICO

Para identificar bacterias a menudo se emplean pruebas bioquímicas debido a que las

distintas especies generan diferentes enzimas. Por lo tanto, la finalidad de tales pruebas es

determinar la presencia de enzima (Tortora, Funke, & Case, 2013). Un tipo de prueba

bioquímica tiene como base la detección de enzimas que se encargan de catabolizar

aminoácidos relacionados con los procesos de descarboxilación y deshidrogenación

(Tortora, Funke, & Case, 2013).

La prueba de la catalasa tiene como principio detectar la presencia de la enzima catalasa.

Además, en la mayoría de las bacterias aerobias y anaerobias facultativas que poseen

citocromos está presente la catalasa, mientras que los anaerobios obligados carecen de

catalasa. En algunas bacterias, la catalasa se sintetiza en respuesta a O2, H2O2 o alguna

otra sustancia formada cuando el H2O2 está presente, confiriéndole el término de enzima

inducible. La catalasa se encarga de descomponer el peróxido de hidrógeno u oxidar

sustratos secundarios (MacFaddin, 2003).

Dentro del grupo de mecanismos para identificar bacterias encontramos al sistema Microgen

GN-ID, el cual emplea 12 (GN A) o 24 (GN A+B) sustratos bioquímicos, los cuales se

encuentran normalizados y deshidratados. Las tiras de prueba GN A y GN B de micropocillos

se utilizan conjuntamente para producir un sistema de sustrato de 24 que permite la

identificación de bacilos Gram negativa (oxidasa negativo y positivo), además de todas las

especies actualmente reconocidas de la familia Enterobacteriaceae. La tira de prueba GN A

de micropocillos está destinada a la identificación de oxidasa negativa, nitrato positivo,

fermentadores de glucosa que comprenden los géneros más comúnmente ocurrentes de la

familia Enterobacteriaceae (Microgen Bioproducts, 2007).


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La prueba de citrato se basa en determinar si un microorganismo tiene la capacidad de

emplear como única fuente de carbono al citrato para metabolizar y crecer con alcalinidad.

Además, el citrato se utiliza para la identificar a la familia Enterobacteriaceae,

microorganismos gramnegativos y bacterias no fermentadoras (MacFaddin, 2003).

El agar de TSI (Hierro- triple azúcar) es un medio diferencial que se emplea para determinar

la fermentación de carbohidratos, la producción de H2S y el gas proveniente del metabolismo

de los carbohidratos. Además, el TSI identifica a las bacterias en función de la fermentación

de lactosa, glucosa y sacarosa, y en la producción de sulfuro de hidrógeno; dado que el TSI

contiene glucosa (0,1%), sacarosa (1%) y lactosa(1%). A menudo se utiliza TSI para la

identificación de la familia Enterobacteriaceae y de bacterias Gramnegativas (Lehman,

2013).

El medio SIM se emplea para detectar la producción de sulfuro, la formación de indol y la

motilidad. Sulfato de amonio ferrosos y tiosulfato de sodio son los componentes de este

medio y al actuar en conjunto sirven como indicadores de la producción de H2S al formar un

precipitado de color negro (Hardy Diagnostics, 2009).

La prueba de la ureasa tiene como principio determinar si un microorganismo es capaz de

hidrolizar la urea mediante la acción de la enzima ureasa en dos moléculas de amoníaco.

Además, la ureasa en una enzima microbiana muy importante que se relaciona con la

descomposición de compuestos orgánicos (MacFaddin, 2003).

La prueba del almidón tiene como principio determinar si un microorganismo tiene la

capacidad de hidrolizar por medios enzimáticos al almidón y permite además probar si el

almidón desaparece a través de un reactivo que contenga yodo (MacFaddin, 2003).

El agar Sangre facilita el crecimiento de microorganismos, los cuales requieren una nutrición

exigente. Además en este agar se puede visualizar de forma clara las reacciones de

hemólisis, dichas reacciones de hemólisis se pueden dividir en alfa, beta y gamma (Britania

Lab, 2010).

El agar MacConkey es selectivo y diferencial que está compuesto por el colorante violeta

cristal, el cual inhibe el crecimiento de las bacterias grampositivas y de los hongos, de forma

que solo facilita el crecimiento de bacilos gramnegativos. La fermentación de lactosa

produce ácido, ocasionando que el pH del medio disminuya y otorgándole un color rosa a las

colonas bacterianas. Las bacterias que no son fermentadoras de la lactosa se presenta de

forma incolora y traslúcidas (Forbes, et al., 2009)

La prueba de la oxidasa permite identificar a los microorganismos que carecen de la enzima

citocromo oxidasa o a los que son anaerobios obligados. El sistema citocromo puede

encontrarse en microorganismos aerobios o microaerofílos y anaerobios facultativos. Como

un control positivo se puede tomar Pseudomonas aeruginosa y como control negativo a

Escherichia coli (Koneman, et al., 2008).

5 MATERIALES Y REACTIVOS


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5.1 MATERIALES

• Asas

• Fósforos

• Goteros

5.2 REACTIVOS

Etanol 70%

Etanol 99%

Agua destilada

Aceite mineral

Tiras de Microgen

Medio TSI

Medio SIM

Agar MacConkey.

Agar Urea

Medio SIM

Agar Sangre

5.3 EQUIPOS

Incubadora

6 METODOLOGÍA

Para realizar la prueba de catalasa, se procede a colocar una gota de peróxido de

hidrógeno sobre un portaobjetos y con una punta de micropipeta se toma una pequeña

cantidad de muestra e inmediatamente se la coloca sobre la gota del peróxido de

hidrógeno haciendo movimientos envolventes.

En cuanto a la pruebas de GN A, se realiza una solución bacteriana y en cada uno de

los 12 pocillos se colocan 100 uL de dicha solución con una micropipeta; se agrega

además a los pocillos 1,2,3 y 9, 3 gotas de aceite mineral. Se deja en la incubadora y al

día siguiente se añaden reactivos para revelar determinadas pruebas según el manual

Microgen GN-ID.

Para las pruebas de TSI, SIM, citrato y ureasa, se esteriliza una aguja de inoculación.

Después, con esa aguja se toma una pequeña porción bacteriana y se inocula cada uno

de los tubos que contiene el agar específico para cada prueba. Se perfora el agar con la

aguja y sobre la parte del agar inclinado se realiza un pequeño estriado. Se incuba.

Se procede a esterilizar un asa de inoculación y se toma una pequeña porción

bacteriana. A continuación, se procede a hacer un estriado en el agar MacConkey.

Además, se repitió el mismo proceso para hacer un estriado en el agar Sangre.


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Para la prueba de almidón, se procede a añadir Lugol sobre una caja Petri que contiene

la bacteria en cuestión. Se espere 1 minuto y se desecha el reactivo en exceso para

poder revelar el resultado.

7 RESULTADOS

Colocar las fotos de cada una de las pruebas.

8 DISCUSIÓN

Discutir en función de los resultados el tipo de microorganismo con el que estamos trabajando.

9 BIBLIOGRAFÍA

Britania Lab. (2010). Sangre Agar Base. Recuperado el 27 de Noviembre de 2015, de Britania

Lab: http://www.britanialab.com/productos/360_hoja_tecnica_es.pdf

Forbes, B., Sahm, D., & Weissfeld, A. (2009). Bailey & Scott: diagnóstico microbiológico

(Doceava ed.). Buenos Aires: Médica Panamerica .

Hardy Diagnostics. (2009). SIM (Sulfide, Indole, Motility) Medium. Recuperado el 27 de

Noviembre de 2015, de Catalog Hardy Diagostic:

https://catalog.hardydiagnostics.com/cp_prod/Content/hugo/SIMMedium.htm

Koneman, E., et al. (2008). Koneman diagnóstico microbiológico (Sexta ed.). Buenos Aires:

Médica Panamericana.

Lehman, D. (2013). Triple Sugar Iron Agar Protocols. Recuperado el 27 de Noviembre de 2015,

de American Society for Microbiology:

http://www.microbelibrary.org/component/resource/laboratory-test/2842-triple-sugar-iron-agar-

protocols

MacFaddin. (2003). Pruebas Bioquímicas para la Identificación de Bacterias de Importancia

Clínica (Tercera ed.). Buenos Aires: Médica Panamericana.

Microgen Bioproducts. (Julio de 2007). Microgen GnA+B-ID System. Recuperado el 26 de

Noviembre de 2015, de Microgen Bioproducts: http://www.medica-tec.com/arg/files/MICROGEN-

GN-ID-MID65%20y%20MID641.pdf

Tortora, G., Funke, B., & Case, C. (2013). Microbiology: an introduction (Eleventh ed.). New

York: Pearson Education.

http://www.britanialab.com/productos/360_hoja_tecnica_es.pdf



http://www.medica-tec.com/arg/files/MICROGEN-


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1. TEMA: Morfología Fúngica, test de antagonismo

2. IDENTIFICACIÓN:


Sigla: IBT502

Período: 2018-1

Paralelos: 1 y 2

Sesiones: 2


3. OBJETIVOS


Identificar las estructuras fúngicas y pruebas de antagonismo hongo-bacteria


Aprender la replicación de hongos


Los hongos filamentosos se definen como aerobios facultativos que tienen la capacidad de

reproducirse mediante esporas, o de forma asexual o sexual. Además, su pared celular es

rígida debido a que está conformada por quitina. A diferencia de otros microorganismos, los

hongos se nutren mediante materia orgánica previamente fabricada, dado que no poseen

clorofila y aquello les impide realizar fotosíntesis. Por otra parte, los hongos poseen una

estructura conformada por un complejo, el cual se denomina talo o micelio y este por su

parte está formado por un sin número de hifas o filamentos, pese a que la gran mayoría de

estos hongos son inmóviles algunos de ellos poseen células reproductoras móviles (Arias &

Piñeros, 2008).

El crecimiento exorbitante de microorganismos perjudiciales puede ser imposibilitado al

establecer microflora normal que brinde beneficios al huésped. Este evento es denominado

exclusión competitiva o antagonismo microbiano. Dentro del antagonismo microbiano se

puede incluir a la competición entre microbios. Como resultado de tal competencia, la

microflora normal le proporciona protección al huésped, dado que no permite la colonización

de posibles microbios patógenos. Todo ello se debe a que se genera una competencia por

los nutrientes, genera sustancias que son perjudiciales para los microbios invasores.

Además, afecta algunas condiciones como por ejemplo: la disponibilidad de oxígeno y el pH.

Al alterarse el equilibrio entre los microbios patógenos y la microflora normal surgen

enfermedades (Tortora, Funke, & Case, 2013).

Las poblaciones de organismos se pueden reducir por eventos naturales, los cuales son

causados por parásitos, depredadores, enfermedades y antagonistas, tal proceso se

denomina “control natural”. Mientras que se llama control biológico o biocontrol, cuando el


20

objetivo del proceso es controlar plagas. El antagonismo microbiano consiste en la inhibición,

disminución o muerte de una especie de microorganismos debido a la gestión de otra; puede

consistir además en una relación entre dos poblaciones, en la que una de las dos genere

efectos letales o negativos para la otra (Pérez, Gonzalez, & Muñoz, 2014).

A finales del siglo XIX, Pasteur y Joubert realizaron las primeras investigaciones acerca del

antagonismo entre bacterias, centrándose principalmente en el estudio de tres tipos de

antagonismo que incluyen: virus que tienen la capacidad de lisar bacterias, bacterias que

destruyen a otras bacterias y el bloqueo de receptores celulares del huésped a través de

filtrados bacterianos. Sin embargo, al final se encontró que los hongos son aún más

eficientes en cuanto a los combates homicidas y algunos de ellos pueden derrotar a varias

especies bacterianas (Ledermann, 2013). Por otra parte, hay algunas especies bacterianas

que generan antibióticos, los cuales se han empleado como agentes de control biológico

para combatir hongos patógenos. Existen además algunos microbios que secretan enzimas

de forma extracelular como quitinasa, glucanasa, proteasa y celulasa, las cuales digieren los

micelios de los hongos (Ahmed Sheikh, 2010).

Varios fungicidas químicos se han empleado para control Fusarium, el cual es un hongo

patógeno. Sin embargo, estos fungicidas son altamente contaminantes para el ambiente,

por lo que en la actualidad se emplean microorganismos o sus metabolitos como agentes de

biocontrol. Se han encontrada algunas especies de Bacillus que son altamente efectivos

contra patógenos de plantas, entre ellos se encuentran los B. subtilis y B. amyloliquefaciens

(Zhang, et al., 2012).


5.1 MATERIALES

• Asas

• Fósforos

• Bisturí

• Mechero de alcohol

• Vaso de precipitación 100mL

• Pipeta Pasteur

• Pinzas

• Cámara de Neubahuer

5.2 REACTIVOS

Etanol 70%

Etanol 99%

Tubos con agua destilada

Azul de lactofenol

Medio PDA

Medio Sabouraud


21

5.3 EQUIPOS

Incubadora

Microscopio

Cámara de Flujo laminar.

6. METODOLOGÍA

Para obtener una visión microscópica del hongo se emplea la técnica de cinta pegante,

para lo cual se corta una cinta de un tamaño específico y se la enrolla de manera tal que

la parte adhesiva queda hacia afuera. Luego, se presiona firmemente sobre la superficie

del hongo a estudiar. La tira de cinta se coloca sobre un portaobjetos, en el cual

previamente se ha colocado una gota de azul de lactofenol.

Para la prueba de antagonismo hongo versus bacteria, se procede a sumergir un bisturí

en alcohol 90% y seguidamente se lo pasa por la llama del mechero para conseguir

esterilizarlo. Luego, se corta un fragmento rectangular del hongo se lo coloca en el

centro de un nuevo medio de cultivo (PDA).Seguidamente, se esteriliza una pipeta

Pasteur de vidrio y con ella se realizaron cuatro perforaciones sobre un medio de cultivo

que contenía una determinada bacteria a ser testada, posterior a ello se esteriliza un

bisturí y con sumo cuidado se retiran las cuatro perforaciones de forma circular y se las

colocaron de tal forma que rodean a el hongo.

7. RESULTADOS

Colocar las fotos de los tests de antagonismos y de las visualizaciones del hongo en el

microscopio. Señalando las estructuras.

8. DISCUSIÓN

Discutir en función de los resultados de antagonismo e identificación de los hongos.

9. BIBLIOGRAFÍA

Ahmed Sheikh, H. (2010). Antimicrobial activity of certain bacteria and fungi isolated from soil

mixed with human saliva against pathogenic microbes causing dermatological diseases. Saudi

Journal of Biological Sciences(17), 331-339.

Arias Cifuentes, E., & Piñeros Espinosa, P. (2008). Aislamiento e identificación de hongos

filamentosos de muestras de suelos de los parámos de Guasca y Cruz verde. Recuperado el 2

de Diciembre de 2015, de Pontificia Universidad Javeriana:

http://www.javeriana.edu.co/biblos/tesis/ciencias/tesis226.pdf

Ledermann, W. (2013). Antagonismo microbiano en la terapia de las enfermedades infecciosas.

Revista Chilena Infectol, 30(4), 446-450.

Pérez, R., Gonzalez, T., & Muñoz, J. (2014). Antagonismo microbiano asociado a cepas

bacterianas provenientes de jitomate (Lycopersicum esculentum Mill) y maíz (Zea Mays). Revista

Iberoamericana de Ciencias, I(3), 53-60.




22

Tortora, G., Funke, B., & Case, C. (2013). Microbiology: an introduction (Eleventh ed.). New

York: Pearson Education.

Zhang, S.-M., Wang, Y.-X., Meng, L.-Q., Li, J., Zhao, X.-Y., Cao, X., y otros. (2012). Isolation and

characterization of antifungal lipopeptides produced by endophytic Bacillus amyloliquefaciens

TF28. African Journal of Microbiology Research, 6(8), 1747-1755.


23


Sigla: IBT502

Período: 2018-1

Paralelos: 1 y 2

Sesiones: 2


1. TEMA: Antibiograma

2. IDENTIFICACIÓN:

3. OBJETIVOS



Determinar la sensibilidad bacteriana a distintos antibióticos


Determinar el mejor tratamiento antibiótico mediante la observación de halos inhibitorios

de crecimiento en la muestra bacteriana.


Las pruebas de sensibilidad antibiótica de las bacterias o antibiograma, son procedimientos

muy útiles, los cuales se ejecutan con mucha frecuencia en laboratorios clínicos para el

diagnóstico de enfermedades de carácter bacteriano y sobre todo la selección del antibiótico

más adecuado para el tratamiento de dicha enfermedad (Prescott, Harley, & Klein, 2004).

La siembra y el método de difusión en el medio de cultivo es muy sencillo, tan solo se basa

en la colocación de discos absorbentes impregnados con el antibiótico a ensayar. La

determinación de los resultados es netamente visual, ya que se observará un halo, en el cual

no hay proliferación de bacterias, mientras que si la bacteria resulta resistente al antibiótico

esta crecerá uniformemente y no se presentará ningún halo de inhibición en torno al disco de

papel.


5.1 MATERIALES Isopo

Fósforos

Mechero de alcohol

Vaso de precipitación 100mL

Pipeta Pasteur

Pinzas

Cámara de Neubahuer


24

5.2 REACTIVOS

Etanol 70%

Etanol 99%


Mueller Hinton

Brain Heart Infusion BHI

Cloranfenicol

Erytromycin

Penicilina

Ampicilina

Oxacilina

Gentamicina

5.3 EQUIPOS

Incubadora


6 METODOLOGÍA

Con ayuda de un hisopo inocular la bacteria en el medio de cultivo formando un tapiz.

Seguidamente colocar los discos a evaluar sobre el agar.

7 RESULTADOS

Colocar las fotos de los tests y dimensiones de los halos de inhibición.

8 DISCUSIÓN

Discutir en función de los resultados: tipo de antibiótico y bacteria. Incluyendo terminología de

concentración mínima inhibitoria.

9 BIBLIOGRAFÍA

Prescott, L. M., Harley, J. P., & Klein, D. A. (2004). Microbiología (Quinta ed.). Madrid: McGraw Hill Interamericana.


25


1. TEMA: Análisis microbiológico de la contaminación ambiental y de manipulación de

alimentos

2. IDENTIFICACIÓN:


Sigla: IBT502

Período: 2018-1

Paralelos: 1 y 2

Sesiones: 2


3. OBJETIVOS


Comprobar la ubicuidad de los microorganismos en diferentes ambientes de común

acceso en aire, superficie y alimentos.


Obtener muestras de superficie a partir de mesas y mesones en la cafetería

universitaria.

Atrapar esporas de hongos contenidas en el ambiente en placas de agar Sabouraud

Determinar la presencia de microorganismos como Lactobacillus en alimentos de

consumo masivo.


En la actualidad el aumento de la población y de la recurrencia a lugares ha provocado un

incremento de la flora microbiológica dispersa en los ambientes de recurrencia. Las

personas, y animales son los principales portadores de microorganismos, de los cuales

aquellos determinados como patógenos representan la mayor amenaza en cuanto a la

transmisión de enfermedades.

Los lugares destinados a las prácticas de sanidad y alimentación requieren de un control

exhaustivo y frecuente de la contaminación microbiológica ya que de lo contrario se puede

poner en riesgo la seguridad y calidad de los productos y consumidores. Para ello, se han

creado normas de control las cuales establecen protocolos a seguir para determinar la

inocuidad del lugar y parámetros a cumplirse con el fin de garantizar la seguridad y buen

servicio por parte del proveedor al consumidor.

El control se lo puede realizar bajo diferentes parámetros, para ello es importante realizar un

muestreo específico para delimitar la zona de análisis. El estudio microbiológico se lo puede

realizar tanto de aire como de superficie (Madigan, Martinko & Parker, 2009).

.


26


5.1 MATERIALES

• Asas

• Fósforos

• Asa de Drigalsky

5.2 REACTIVOS

Etanol 70%

Etanol 99%


PCA (plate count agar)

VRBG (Violet Red Bile Agar) (rojo violeta bilis)

Tripticasa soya Agar

Medio MRS

Medio LB

5.3 EQUIPOS Incubadora

6

METODOLOGÍA


Destapar las tapas de PCA en las cafeterías de la Universidad de las Américas sede

Queri y examinar la contaminación a los 30 minutos, 60 minutos y 90 minutos.

Finalmente, se taparon las placas y se dejó incubar la muestra durante 48 horas a 37ºC.

Elegir una superficie , emplear placas de PCA con la finalidad de recuperar los

aerobios totales. Presionar la placa sobre la superficie elegida, tapar la caja Petri e

incubar la muestra durante 48 horas. Aislar microorganismos (Lactobacillus) de

alimentos como frutas y lácteos.

7 RESULTADOS

Colocar las fotos de los crecimientos.

8 DISCUSIÓN

Discutir en función de los resultados: morfología bacteriana y fúngica

9 BIBLIOGRAFÍA

Madigan, M., Martinko, J., &Parker, J. (2009). Biología de los Microorganismos. New Jersey. Estados

Unidos. Pearson Prentice Hall.


27


1. TEMA: Análisis microbiológico de agua: Recuento de coliformes totales y E. coli por filtración

2. IDENTIFICACIÓN:


Sigla: IBT502

Período: 2017-1

Paralelos: 1 y 2

Sesiones: 2


3. OBJETIVOS


Analizar la presencia de coliformes y E. coli en muestras de alimentos susceptibles a la contaminación


A colocar por el estudiante


La presencia y el nivel de contaminación fecal constituye un factor importante en la

evaluación de la calidad de una masa de agua y del riesgo de infección que representa

para la salud humana. El análisis de muestras de agua para detectar la presencia de

Escherichia coli, que normalmente habita en el tracto intestinal de hombres y otros

animales de sangre caliente, proporciona una indicación de este tipo de contaminación. Los

resultados del análisis de bacterias coliformes pueden resultar más difíciles de interpretar

dado que algunas bacterias coliformes viven en el suelo y en las aguas dulces superficiales

y, por tanto, no tienen siempre un origen intestinal. La presencia de bacterias coliformes,

aunque no pruebe de forma concluyente una contaminación de origen fecal, si puede

indicar fallos en el tratamiento o en la distribución del agua. La identificación de las cepas

aisladas puede permitir en ocasiones obtener información acerca de su origen (Norma

INEN- NTE INEN-ISO 9308-1 Primera edición 2014-01).


5.1 MATERIALES

Mechero Bunsen

Incubadora

Equipo de


28

filtración

Kitasato

1000 ml

Esteril

5.2 REACTIVOS

Placas de Agar tergitol TTC *6

Placas de Agar nutritivo AN *6

Reactivo de oxidasa

Reactivo de Kovacs

6. METODOLOGÍA

Advertencia: si se presume que el agua contiene un alto contenido de microorganismos

realizar diluciones seriadas

Armar el equipo de filtración que debe estar estéril, de tal modo que establezca las

siguientes partes: recipiente de vidrio 250 mL con base para embudo esmerilado, frasco

erlenmeyer de 1000 ml pinza, porta-filtro, bomba y membrana de 0.2 um de poro. Filtrar 100

ml de muestra, medida en una probeta estéril

Retirar la membrana con ayuda de una pinza estéril y colocarlo sobre la superficie del agar

TTC

Incubar a 37°C, 24horas. Posteriormente contar las colonias de color amarillo o naranja y

transferirlas a placas con AN

Incubar las placas con AN por 24 horas y realizar la prueba de oxidasa.

Inocular una colonia en el tubo triptona sal a 44°C durante 24 horas y revelar la presencia

de indol mediante la adición de reactivo de KOVACS.

Mediante el contaje en TTG, oxidasa negativa y expresarla como UFC/100ml considerarlas

COLIFORMES TOTALES. Considerar E. coli, aquellas colonias típicas en TTG, oxidasas

negativos e indol positiva

7. RESULTADOS

Colocar las fotos de l a s p l a c a s y las identificaciones en cada una,

8. DISCUSIÓN

Discutir en función de los resultados obtenidos en cada grupo.

9. BIBLIOGRAFÍA



29


1. TEMA: Análisis microbiológico de alimentos: Recuento de coliformes por la técnica del Número más probable

2. IDENTIFICACIÓN:


Sigla: IBT502

Período: 2018-1

Paralelos: 1 y 2

Sesiones: 2


3. OBJETIVOS


A Investigar la presencia mediante el recuento de coliformes totales por razón de la técnica del número más probable


Aprender el desempeño e importancia de esta técnica.


Método de detección de coliformes: Los tubos que presentan opacidad o producción de gas en el medio liquido de enriquecimiento selectivo y cuyos subcultivos han producido gas en Caldo EC e indol en agua de peptona a 44 °C se considera que contienen Escherichia coli presuntiva. Método de enumeración El número más probable de Escherichia coli presuntiva es determinado por medio de la tabla MPN, acorde con el número de tubos con medios de concentración simple o doble cuyos subcultivos han producido gas in el caldo EC e indol en agua peptonada a 44°C. Pruebas INVIC para determinación de Escherichia coli La determinación de Escherichia coli se realizan mediante la aplicación de las pruebas bioquímicas INVIC. Prueba de indol. Se determina si la bacteria posee una enzima (triptofanasa). La triptofanasa hidroliza el triptófano en indol y alanina. El indol se detecta empleando un reactivo específico (Reactivo de Kovacs). El triptófano forma parte de las peptonas del medio. Escherichia coli es positive a la prueba de indol.


30

Prueba de rojo de metilo. Detecta la fermentación ácido-mixta. Se acumulan ácidos (acético, fórmico, etc.), relativamente fuertes y bajan el pH del medio hasta 4-5. Dicho cambio de pH se detecta añadiendo un indicador (rojo de metilo) al cultivo. Escherichia coli es positiva a la prueba de rojo de metilo.


5.1 MATERIALES

Espátulas metálicas estériles

Tubos con 10 ml CP estéril

Tubos con 9 mL de caldo verde brillante-bilis-lactosa. BGBL Adicionado la campana de Durhan

5.2 REACTIVOS

Caldo Peptona 90 mL en frasco boeco con tapa, estéril

5.3 EQUIPOS

Mechero Bunsen

Balanza +/- 0.1 g

Pipetas automáticas

Puntas estériles

6. METODOLOGÍA

Pesar en condiciones asépticas aproximadamente 10 g del alimento problema previamente homogenizado (stomacher) dentro del frasco con 90 mL de CP, esta será conocida como dilución madre, ó 10-1.

Agitar por 5 minutos y proceder a realizar diluciones seriadas, colocando 1 mL en el tubo que contiene 9,0 mL de CP (1:10), tomar 1 mL y suspenderlo en 9,0 ml de CP (1:100) y tomar 1 mL, colocar en 9 mL (1:1000)

Colocar 1 ml de cada dilución (1:10),(1:100),(1:1000), en una serie de 3 tubos de caldo BGBL+campana, incubar los tubos por 24-48 horas a 37°C.

Calcular los el NMP de coliformes totales según la combinación de los tubos obtenida, según la tabla 25-1 pag. 157 (Gamazo,2005)

7. RESULTADOS

Colocar las fotos de la cepa aislada con sus características principales.

8. DISCUSIÓN

Discutir en función de los microorganismos fijadores de nitrógeno

9. BIBLIOGRAFÍA

Wang, E. T., Martínez Romero, J., López Lara, I., Martínez Romero, E., & Martínez Romero, J. C.


31

(2001). Rhizobium y su destacada simbiosis con plantas. Microbios.(Eds. E. Martínez Romero y JC

Martínez Romero). Centro de Investigaciones sobre Fijación de Nitrógeno. Universidad Nacional

Autónoma de México, México.


32


1. TEMA: Urocultivo y coprocultivo

2. IDENTIFICACIÓN:


Sigla: IBT502

Período: 2018-1

Paralelos: 1 y 2

Sesiones: 2


3. OBJETIVOS


Identificar los microorganismos presentes en orina y heces


Identificar los microorganismos patógenos en orina y heces

Diferenciar otras características presentes en orina y heces con síntomas de

infección urinaria o gastrointestinal


El urocultivo es un examen de laboratorio para analizar si hay bacterias u otros microbios en

una muestra de orina. Puede ser utilizado para buscar una infección urinaria en adultos y

niños. Un examen "positivo" o anormal es cuando se encuentran bacterias o cándidas en el

cultivo. La presencia de E. coli por ejemplo es anormal.Esto probablemente significa que se

tiene una infección urinaria o vesical. Es un examen de laboratorio para encontrar

organismos en las heces (materia fecal) que puedan causar enfermedad y síntomas

gastrointestinales. La presencia de Salmonella o Shigella sería un resultado anormal

(Madigan, Martinko & Parker, 2009).


5.1 MATERIALES

• Tubos con agua destilada

• Cubreobjetos

• Portaobjetos

• Tubos para centrífuga

• Puntas 100-1000uL

5.2 REACTIVOS


33

Etanol 70%

Etanol 99%

McConkey

Base Sangre Agar

Urea Base Agar

Agua destilada

Medio CLED

Medio Hektoen

Cristal Violeta

Lugol

Alcohol cetona

Safranina

5.3 Equipos

Microscopio

Incubadora

Centrifuga

6. METODOLOGÍA

Sembrar directamente la orina en los medios de cultivo. De las heces hacer una dilución.

En un segundo paso centrifugar la orina para observar los cristales en el microscopio

7. RESULTADOS

Colocar las fotos de la cepa aislada con sus características principales.

8. DISCUSIÓN

Discutir en función de los microorganismos encontrados en las muestras.

9. BIBLIOGRAFÍA




34


1. TEMA: Aislamiento de patógenos de plantas

2. IDENTIFICACIÓN:


Sigla: IBT502

Período: 2018-1

Paralelos: 1 y 2

Sesiones: 2


3. OBJETIVOS


Aislar microorganismos patógenos de distintas partes de la planta.


Realizar los postulados de Koch


En 1882, se determinaron los postulados de Koch para verificar si un organismo es o no

el que actúa como patógeno de una determinada enfermedad (Cifuentes, 1990). Los

postulados son: 1) En todos los casos de la enfermedad debe estar presente el

mismo patógeno. 2) El patógeno será aislado del huésped y cultivado axénicamente. 3) El

patógeno del cultivo axénico debe ser inoculado en un organismo sano de la misma

especie de donde fue aislado. 4) El patógeno se aisla a partir del organismo inoculado y

se deberá comprobar que es el organismo patógeno original.

Sintomatología se refiere al estudio de los síntomas y signos que puedan predecir

correctamente de qué enfermedad se trata, La enfermedad, en plantas, se relaciona con una

función o estructura anormal producto de estar expuesto a cierto patógeno. El síntoma es

más bien una variación anormal externa del material vegetal como color, olor, etc, Signo es

la visión de una parte del organismo patógeno como micelios y esporas (Cifuentes, 1990).

Existen hongos fitopatógenos como Penicillium, Rhizopus, Fusarium y Aspergillium entre los

más comunes, son frecuentes en frutas importadas y esto conlleva un peligro para el

bienestar de una población (Trigos et al., 2008). Por esta razón, la práctica presente es una

herramienta para aprender a identificar los patógenos que producen ciertas enfermedades

de interés.


5.1 MATERIALES


35

• Bisturí

• Asa de Drigalsky


• Aguja de disección

• Pinza

• Placas Petri de vidrio

• Mechero de alcohol

5.2 REACTIVOS

Etanol 70%

Etanol 99%

Cloro

Agua destilada

Agar Nutritivo

PDA

5.3 EQUIPOS


Estereomicroscopio

Incubadora

6 METODOLOGÍA

Para un aislamiento indirecto del patógeno se hace una desinfección superficial en el

material vegetal (tomando una parte con síntomas y otra sana) con cloro, etanol 70% y 3

lavados con agua estéril, se procede a sembrar en el medio de cultivo. Para el aislamiento

directo se observan esporas en el estereomicroscopio se toman con la aguja de disección y

se las coloca en el medio de cultivo.

7 RESULTADOS

Colocar las fotos de los patógenos aislados y su identificación.

8 DISCUSIÓN

Discutir en función de los microorganismos hallados y del cultivo que atacan.

9 BIBLIOGRAFÍA

Cifuentes, D. (1990). Prácticas de patología vegetal. Murcia: EDITUM.

Trigos, Á., Ramírez, K., & Salinas, A. (2008). Presencia de hongos fitopatógenos en frutas

y hortalizas y su relación en la seguridad alimentaria. Revista mexicana de micología,

28(SPE.), 125–129.


36


1. TEMA: Producción cerveza, Vino y Yogurt

2. IDENTIFICACIÓN:


Sigla: IBT502

Período: 2018-1

Paralelos: 1 y 2

Sesiones: 2


3. OBJETIVOS

a. OBJETIVO GENERAL:

Observarla utilización de microorganismos en la industria alimenticia


Producir cerveza, vino y yogurt


Los seres humanos han elaborado alimentos, como el pan, el yogurt o el vino, mediante

procesos de fermentación desde hace miles de años. Evidentemente, en el pasado no se

conocía el papel que ejercen los microorganismos en los procesos de obtención de los

alimentos fermentados. Fue Louis Pasteur, en la segunda mitad del siglo XIX, quien

descubrió la implicación de los microorganismos en estas técnicas. El trabajo de Pasteur

revolucionó la tecnología de la elaboración de los alimentos fermentados, permitiendo la

exclusión de microorganismos que pudieran contaminar el proceso de fermentación y la

selección de las cepas más eficientes.

En el sentido biológico, la fermentación es un proceso de transformación, en condiciones

anaeróbicas (ausencia de oxígeno), de moléculas orgánicas en alcohol, ácido láctico y gases

mediante la acción de ciertas bacterias y levaduras (Madigan, Martinko & Parker, 2009). .


5.1 MATERIALES


• Erlenmeyer 1000mL

• Papel aluminio

5.2REACTIVOS

Etanol 70%


37

Etanol 99%

Azúcar

Agua destilada

Yogurt natural

Leche

Frutas

Malta

Lúpulo

5.3 EQUIPOS

Incubadora

6 METODOLOGÍA

El yogurt se hace a través del proceso de fermentación (láctica) de la leche con bacterias

compatibles, en general Lactobacillus bulgaricus y Streptococcus thermophilus. Estas bacterias

se incorporan en la misma proporción y crecen a la vez alimentándose de lactosa, el azúcar de la

leche.

Durante el proceso de fermentación las bacterias metabolizan la lactosa produciendo ácido

láctico y el aroma y sabor característicos del yogurt.

Los ingredientes básicos para la elaboración de la cerveza son la malta, el lúpulo, el agua y la

levadura. A diferencia de la fabricación del vino, en la que mediante el prensado de la uva ya se

consigue un mosto con azúcares fermentables por la levadura, la elaboración de cerveza

requiere de unos procesos previos que permitan obtener este substrato.

Es necesario descomponer el almidón (un azúcar complejo) que contiene el cereal en azúcares

simples que puedan ser asimilados por la levadura. Para ello es necesario maltear y

posteriormente macerar el cereal malteado con agua a la temperatura adecuada. Esta

transformación la llevan a cabo unas enzimas contenidas en el grano de cereal llamadas

amilasas.

A continuación todo el mosto obtenido se calienta y se le añade la cantidad adecuada de lúpulo.

Durante esta cocción se esteriliza y se da amargor y aroma a la cerveza. Una vez enfriado el

mosto se introduce la levadura. La levadura más utilizada para la fabricación de cerveza es

Saccharomyces carlsbergensis, aunque también se puede utilizar Saccharomyces cerevisae

para obtener cerveza tipo ale. Este microorganismo llevará a cabo en ausencia de oxigeno el

proceso de fermentación alcohólica, y transformará así la maltosa del mosto en alcohol y dióxido

de carbono.

El mosto es el zumo de la uva resultante de su pisado, prensado, etc., o cualquier otra operación

que rompa los hollejos de las uvas y deje libre el líquido en ellas contenido.


38

La fermentación alcohólica es el proceso por el que los azucares contenidos en el jugo de la uva

o mosto se convierten en alcohol etílico. Para frenar la aparición de bacterias indeseables y otros

organismos limitantes de la fermentación.

Posteriormente se le añaden Saccharomyces cerevisae o Saccharomyces ellipsoideus. Estas

levaduras se alimentan de los azúcares contenidos en este jugo para crecer y fermentar. Tras

unos días de fermentación a la temperatura adecuada (los vinos blancos fermentan a

temperaturas relativamente bajas de 10º-15ºC y los vinos tintos a temperaturas mayores de 20º-

30ºC), se obtiene un producto final que pasará a un proceso de envejecimiento en el que se

produce una fermentación final que le proporciona el aroma y sabor característico.

7 RESULTADOS

Colocar las fotos de los resultados pH y especificaciones de cada uno.

8 DISCUSIÓN

Discutir en función de los resultados obtenidos y variables que influyen en la producción

9 BIBLIOGRAFÍA



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