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I. INTRODUCCIÓN
En los últimos años ha surgido una mayor preocupación por la
calidad de ambiente en el interior de los inmuebles; gran cantidad de estos
problemas son atribuidos a la contaminación medioambiental (DAZA et al., 2015).
Un claro ejemplo es el Síndrome de Edifico Interno, ya que este determina la
calidad del aire, la cual se basa en los niveles esporas de hongos y/o
Hidrocarburos (WIRTANEM et al., 2002).
El comportamiento del aire como vehículo, hace que se pueda
transportar en él, esporas de hongos y también bacterias adheridas a partículas
de polvo o contenidas en gotitas microscópicas de líquido, denominados
aerosoles (DE LA ROSA et al., 2002).
En condiciones estándares la microbiota del aire puede coexistir con
los objetos y con las personas en un ecosistema específico sin causar grandes
daños. Sin embargo, en la medida que se produce un cambio inadecuado en las
condiciones ambientales (temperatura y humedad relativa alta), los
microorganismos pueden tener efectos negativos, tanto desde el punto de vista
del biodeterioro como desde el punto de vista patogénico (BORREGO et al.,
2011).
Por lo tanto, se podría decir que la presencia de microorganismos,
podrían causar afecciones en la salud, si no se toman medidas de control
sanitario.
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Es por ello, que debido a esta problemática se evaluará la calidad
microbiológica de la atmosfera en el interior del comedor de la Universidad
Nacional Agraria de la Selva (UNAS), donde se tendrá en cuenta las necesidades
de los trabajadores y alumnos, de tener un ambiente más limpio y/o saludable,
con un control ambiental y microbiológico.
1.1. Objetivos
1.1.1. Objetivo general
Determinar la calidad microbiológica del aire, en el interior del
comedor de la Universidad Nacional Agraria de la Selva.
1.1.2. Objetivos específicos
- Determinar la temperatura (°C) y la humedad (HR%) del aire, en
el interior del comedor, antes del almuerzo (11:00 am) y después
del almuerzo (2:00 pm).
- Determinar la biodiversidad de microorganismo del aire, en el
interior del comedor, antes del almuerzo (11:00 am) y después del
almuerzo (2:00 pm).
- Caracterizar los géneros de microorganismos patógenos del aire,
en el interior del comedor, antes del almuerzo (11:00 am) y
después del almuerzo (2:00 pm).
II. REVISIÓN DE LITERATURA
2.1. Calidad del aire en interiores
La mayoría de las actividades que realiza el hombre transcurren en
entornos cerrados, los cuales son domésticos o laborales, siendo este último un
ambiente que puede implicar un riesgo para la salud, ya sea por la naturaleza
del trabajo o porque este espacio no cuente con las condiciones óptimas
respecto a calidad del aire que se respira, es decir los factores físicos, químicos
y/o biológicos que interaccionan entre sí (DAZA et al., 2015).
Diversos estudios realizados por la Agencia de Protección Medio
ambiental de los Estados Unidos (EPA) sobre la exposición de humanos a
contaminantes del aire, indican que en el aire interior de recintos cerrados los
niveles de contaminación son de entre 2 a 5 y en algunos casos 100 veces más
concentrados que los niveles presentes en el aire exterior. Estos resultados han
llevado a los investigadores a realizar estudios de la calidad del aire en interiores,
ya que esto al ser un problema ambiental, se ha planteado que la contaminación
en interiores implica efectos negativos en la salud (DE LA ROSA et al.,2002).
2.1.1. Síndrome de edificios enfermos
Según la OMS la definición de la calidad de aire interior, se refiere a
la naturaleza del aire que afecta a la salud y el bienestar de sus ocupantes (REY
y VELASCO, 2007). Tal definición está relacionada al conocido Síndrome del
Edificio Enfermo, que, según este mismo organismo, se define como un conjunto
de enfermedades originadas o estimuladas por la contaminación del aire en
espacios cerrados; según el cual, la determinación de la calidad del aire se basa
en los niveles de esporas de hongos y/o el contenido de hidrocarburos (VIVAS,
2010). Diversos trabajos en Europa y Estados Unidos sobre edificios, han
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comprobado que sus sistemas de filtración de aire se encontraban en mal estado
o eran inadecuados, las entradas de aire exterior estaban cerradas, los ductos
del aire estaban excesivamente sucios y los sistemas de aire acondicionado
presentaban contaminación con materia orgánica diversa (DAZA et al., 2015).
2.2. Contaminación en el interior
Desde los años 80, la preocupación de la comunidad científica sobre
los efectos en la salud provocados por la calidad del aire al interior de los edificios
aumenta. Informes respecto a problemas de salud tales como cefaleas, irritación
de las mucosas, sensación de cansancio e incluso problemas de claustrofobia
en trabajadores que se encuentran en espacios confinados confirman el
problema. Al parecer, estos síntomas tienen relación con el clima generado al
interior de los inmuebles. Por ejemplo, la humedad relativa superior al 60 %
puede influir en la calidad del aire y de esta manera aumentar la presencia de
síntomas oculares y respiratorios, los cuales pueden agravarse durante la
jornada de trabajo (DAZA et al., 2015).
Se cree que el problema es reciente, con el tiempo los cambios en
los diseños de los edificios ideados para mejorar la eficiencia energética han
hecho que los hogares y las oficinas sean cada vez más herméticos. Los
avances tecnológicos en construcción han llevado al empleo, en mayor cantidad,
de materiales de construcción sintéticos, contribuyendo a ofrecer espacios
cómodos a un menor costo. Sin embargo, han propiciado que los ambientes
interiores alojen fácilmente contaminantes, como compuestos orgánico-volátiles
(COV) provenientes de diferentes fuentes, entre las que se destacan: la
calefacción, los microorganismos, e incluso los mismos materiales de
construcción como de pinturas, barnices, disolventes y conservantes (DAZA et
al., 2015).
Un estudio realizado en el 2007, demostró que los tableros de yeso,
tradicionalmente instalados al interior de edificios, emiten mayor concentración y
cantidad de sustancias químicas nocivas (acetona, nonanal y formaldehido) que
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otros materiales alternativos, demostrando así que sus materiales de
construcción inciden directamente en la calidad del aire a su interior (DAZA et
al., 2015) y aumentan el riesgo, cuando se presenta el deterioro de sus
estructuras dejando al descubierto materiales tóxicos como el asbesto.
2.2.1. Factores que intervienen en la contaminación en el interior
2.2.1.1. Actividad del agua
Los microorganismos necesitan la presencia de agua, en una forma
disponible, para crecer y llevar a cabo sus funciones metabólicas. La mejor forma
de medir la disponibilidad de agua es mediante la actividad de agua (Aw). El
crecimiento de hongos micotoxigénicos se produce con valores de Aw cercanos
a 0,78. La actividad del agua está regulada y tiene relación con diversos factores
como, por ejemplo, la humedad relativa, la presión atmosférica y la temperatura
(SOLIS, 2011).
2.2.1.2. Ventilación
La mayoría de edificios, ya sea industriales, comerciales y de
oficinas, poseen sistemas de ventilación mecánica, el cual puede ser filtrado,
calentado, enfriado o incluso humidificado. Los sistemas de ventilación, inciden
directamente en la dispersión o deposición de esporas, además modifican la
humedad relativa, así como la temperatura superficial. Los sistemas de
ventilación poseen dos funciones primordiales, suministrar aire fresco en
cantidad y calidad suficientes para mantener la calidad del aire en los espacios
interiores, y modificar las condiciones termo higrométricas del aire exterior que
se introduce en un edificio para conseguir un clima confortable en el interior
(BASÍLICO et al., 2002).
Se sabe que ambientes mal ventilados, favorecen la deposición de
esporas fúngicas, coadyuvando a la germinación de las mismas. Los sistemas
de ventilación mecánica, deben de estar acompañados de deshumificadores, ya
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que solo el sistema no es eficaz para evitar o reducir la germinación de esporas
en los ambientes interiores (BASÍLICO et al., 2002).
2.2.1.3. Humedad relativa
Es el factor determinante en el crecimiento de los microorganismos.
Cuando la humedad relativa del aire decrece, disminuye el agua disponible para
los microorganismos, lo que causa deshidratación y por tanto la inactivación de
muchos de ellos. El límite menor para el crecimiento de hongos es del 65 %. Las
bacterias requieren una mayor humedad. Las Gram negativas resisten peor la
desecación que las positivas; esto se refleja en que existe poca evidencia de
transmisión por el aire de bacterias Gram negativas (DAZA et al., 2015).
La humedad y la temperatura son los factores esenciales para la
viabilidad de los microorganismos presentes en suspensión dentro de la
atmosfera. Para cada microorganismo se tiene una temperatura y humedad
relativa óptima de crecimiento y desarrollo (HERRERA, 2009).
2.2.1.4. Temperatura
Está muy relacionada con la humedad relativa, por lo que es difícil
separar los efectos que producen ambas. Diversos estudios muestran que el
incremento de la temperatura disminuye la viabilidad de los microorganismos
(HERRERA, 2009).
La mayoría de las bacterias se desarrollan a un rango de
temperatura por encima de 30 °C, pero las temperaturas mínimas y máximas
varían considerablemente para las diferentes especies (LLOP et al., 2001). Las
bacterias patógenas al hombre crecen mejor a una temperatura cercana al
cuerpo humano (37 °C).
2.2.1.5. Polvo
El polvo contiene partículas microscópicas de polen, moho, fibras de
la ropa y telas, detergentes e insectos microscópicos, en su mayoría, ácaros. En
el año 1991, Leytán aisló Histoplasma capsulatum, agente causal de
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histoplasmosis, en la avenida Reforma de la ciudad capital de Guatemala, donde
obtuvo altos índices de contaminación por este género en el suelo, también
demostró con esto que la exposición al polvo que puede ser levantado por el aire
del suelo puede ser un factor de infección fúngica (SOLIS, 2011).
2.3. Diversidad de microorganismos
Los microorganismos se agrupan en dos categorías: procarióticos y
eucarióticos. En la primera están las archaeas y las bacterias, mientras que en
la segunda se encuentran hongos, algas y protozoarios (MONTAÑO et al, 2010).
En el aire se aíslan frecuentemente bacterias esporuladas de los
géneros Bacillus, Clostridium y Actinomicetos. Entre las bacterias también son
muy frecuentes los bacilos pleomórficos Gram positivos (Corynebacterium) y los
cocos Gram positivos (Micrococcus y Staphylococcus). Los bacilos Gram
negativos (Flavobacterium, Alcaligenes) se encuentran en menor proporción y
disminuyen con la altura. Cladosporium es el hongo que predomina en el aire,
tanto sobre la tierra como sobre el mar, aunque también es frecuente encontrar
otros mohos, como Aspergillus, Penicillium, Alternaria y Mucor y la levadura
Rhodotorula. Los virus también pueden encontrarse en el aire y ser
transportados por él (AIRA et al., 2003).
2.3.1. Tipos de microorganismos
2.3.1.1. Hongos
2.3.1.1.1. Género Aspergillus
Es un hongo filamentoso (compuestos de cadenas de células,
llamadas hifas), su habitad natural son el heno y el compostaje. Es un hongo
oportunista y uno de los que toma ventaja de personas inmunocomprometidas
(GARCIA et al., 2001). Aspergillus es un hongo filamentoso hialino, saprofito,
perteneciente al filo Ascomycota. Se encuentra formado por hifas hialinas
septadas y puede tener reproducción sexual (con formación de ascosporas en el
interior de ascas) y asexual (con formación de conidios), (INSHT, s/a). Sin
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embargo, este hongo se ha convertido en el más prevalente de los hongos
patógenos en suspensión en el aire, debido a su capacidad para causar
infecciones en huéspedes con un sistema inmune debilitado, con al menos un
50% de tasa de mortalidad en los seres humanos. El hongo también está
asociado con asma grave y sinusitis (CHURBA, 2008).
2.3.1.1.2. Género Penicillium
Penicillium es un hongo filamentoso hialino, saprófito perteneciente
al filo Ascomycota. Es un contaminante habitual en los edificios formando parte
del polvo; principalmente en los edificios húmedos y mohosos donde deteriora
diferentes materiales de construcción o decoración (aglomerados de madera,
papel de decoración, gomas o sellos aislantes de puertas y ventanas, material
de aislamiento del sistema de ventilación y climatización, etc.). Además, es uno
de los principales productores de micotoxinas y de compuestos orgánicos volá-
tiles de origen microbiano (COVM) como: alcoholes, cetonas, hidrocarburos, etc
Penicillium es uno de los principales agentes causantes de las alergias
relacionadas con el moho en los edificios (INSHT, s/a).
2.3.1.1.3. Género Fusarium
Es un extenso género de hongos filamentosos ampliamente
distribuido en el suelo y en asociación con plantas. La mayoría de las especies
son saprofitas y son unos miembros relativamente abundantes de la microbiota
del suelo. Las esporas del hongo son fácilmente reconocibles al microscopio por
su forma de media luna o de canoa. Algunas especies producen micotoxinas en
los cereales y que pueden afectar a la salud de personas y animales si estas
entran en la cadena alimentaria. La principal toxina producida por estas especies
de Fusarium son fumonisinas. Son patógenos facultativos, capaces de sobrevivir
en el agua y suelo alimentándose de materiales en descomposición. Son
importantes agentes de contaminación en los laboratorios de microbiología
(PEMAN et al., 2001).
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2.3.1.1.4. Género Geotrichum
Geotrichum es un género de hongos que se encuentran en todo el
mundo en el suelo, el agua, el aire, y aguas residuales, así como en plantas,
cereales y productos lácteos; también se encuentra comúnmente en la flora
humana normal y está aislado de esputo y heces. El género Geotrichum incluye
varias especies: las más comunes especie es Geotrichum candidum,
Geotrichum clavatum y Geotrichum fici, (CONSTANTA, 2013).
2.3.1.1.5. Género Rhizopus
Es un género de mohos que incluye especies cosmopolitas de
hongos filamentosos hallados en el suelo, degradando frutos y vegetales, heces
animales y residuos. Las especies de Rhizopus producen esporas asexuales y
sexuales. Los esporangiosporos asexuales se producen dentro de una
estructura aguzada, el esporangium y son genéticamente idénticos a su padre.
En Rhizopus, el esporangio es soportado por una gran columela apofisada, y el
esporangióforo asoma entre rizpodes distintivos. Cigosporos negros se producen
después de dos fusiones compatibles de micelios durante la reproducción
sexual. Y hacen colonias que pueden ser genéticamente diferentes de sus
padres (ARENAS, 2003).
2.3.1.1.6. Género Epidermophyton
El género Epidermophyton es un dermatofito antropofílico con una
distribución mundial que causa a menudo tinea pedís, cruris, corporis y en caso
excepcionales onicomicosis. No se sabe que pueda invadir el pelo in vivo. Solo
forma macroconidios en forma de mazo con una o cinco células, integrando
colonias de color verdoso – amarillento, que muta con rapidez, formando un
desarrollo exagerado blanco estéril. Solo tiene dos especies conocidas, siendo
Epidermophyton floccosum la única patógena para el hombre y constituyendo la
especie tipo. Microscópicamente se caracteriza por presentar abundantes
macroconidias en racimos o aisladas y por la ausencia de microconidias. Las
macroconidias tienen forma de maza, la pared suele ser lisa y moderadamente
gruesa, los extremos redondeados y presentan de 1 a 9 septos.
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Macroscópicamente se presenta en colonias visibles a los 7 – 9 dias de
incubación, estas aparecen plegadas, pulverulentas y de color amarillo –
verdoso. Las colonias se blanquean rápidamente y se vuelven flocosas y
estériles (MOLINA, 2010).
2.3.1.2. Bacterias
2.3.1.2.1. Género Staphylococcus
Los Staphylococcus son microorganismos que están presentes en la
mucosa y en la piel de los humanos y de otros mamíferos y aves. Incluyendo a
35 especies y 17 subespecies, muchas de las cuales se encuentran en humanos.
Las especies que se asocian con más frecuencia a las enfermedades en
humanos son Staphylococcus aureus, Staphylococcus epidermidis,
Staphylococcus saprophticus, Staphylococcus capitis y Staphylococcus
haemolyticus (HERRERA, 2009). Los Staphylococcus patógenos casi siempre
causan hemólisis, coagulación del plasma y producen varias enzimas y toxinas
extracelulares (JAWETZ, 2010).
2.3.1.2.2. Género Enterobacter
Los microorganismos que pertenecen a este género raras veces
causan infecciones en huéspedes sanos, pero son aislados nosocomiales
frecuentes. Tres especies de Enterobacter (Enterobacter cloacae, Enterobacter
aerogenes y Enterobacter sakazakii), son responsables de la amplia mayoría de
infecciones. Pantoea agglomerans, hasta hace poco conocida como
Enterobacter agglomerans, es también un aislado frecuente que puede causar
una amplia variedad de infecciones, entre ellas neumonía. Estas bacterias
fermentan la lactosa, son móviles y forman colonias mucoides (MANDELL et al.,
2016).
2.3.1.2.3. Género Bacillus
El género de bacterias en forma de bastón y Gram positiva. Son
aerobios estrictos o anaerobios facultativos. Viven en el suelo, agua del mar y
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ríos, aparte de alimentos que contaminan con su presencia. Aunque
generalmente son móviles, con flagelos peritricos, algunas especies de interés
sanitario (Bacillus anthracis, causantes del carbunco) son inmóviles. Hay
especies productoras de antibióticos (HERRERA, 2009).
2.3.1.2.4. Genero Proteus
El género Proteus, que fue descrito por primera vez por Hauser en
1885, pertenece a la familia Enterobacteriaceae. El género Proteus actualmente
consta de cinco especies: Proteus mirabilis, Proteus vulgaris, Proteus penneri,
Proteus hauseri y Proteus myxofaciens, así como tres sin nombre
Genomospecies Proteo. Proteus myxofaciens es la única especie de Proteus sin
ningúna importancia en la patogenicidad de los humanos, ha sido aislado de
larvas vivas y muertas de la polilla gitana Porteria dispar (ROZALSKI et al.,
2012).
2.3.1.2.5. Genero Serratia
El género Serratia está formado por bacilos Gram negativos de 0,9
– 2 µm de largo y 0,5 – 0,8 µm de diámetro y forma parte de la familia
Enterobacteriaceae. Miembros del genero Serratia, particularmente la especie
Serratia marcescens, causan importantes infecciones en humanos, animales e
insectos. Hay 14 especies y 2 subespecies reconocidas en el género, Serratia
entomophila, Serratia ficara, Serratia fonticola, Serratia glossinae, Serratia
grimesii, Serratia liquefaciens, Serratia marcescens, Serratia sakuensis, Serratia
nematodiphila, Serratia odorifera, Serratia plymuthica, Serratia proteamaculans,
Serratia quinivorans, Serratia rubidaea, Serratia ureilytica (DI VENANZIO, 2014).
2.3.2. Medición de la biodiversidad
2.3.2.1. Diversidad alfa
Es la riqueza de especies de una comunidad particular que se
considera homogénea (MINAM, 2015).
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La diversidad alfa está representada por la riqueza especifica e
índices de diversidad los cuales son:
- Riqueza especifica
- Índice de Mergalef
- Índice de Simpson
- Índice de Shannon – Wiener
2.3.2.1.1. Riqueza especifica (S)
La riqueza específica se expresa a través de listas de especies
registradas en los diferentes hábitats de un determinado lugar. La riqueza
específica (S) es la forma más sencilla y más comparable de medir la
biodiversidad, ya que se basa únicamente en el número de especies presentes
en un lugar o en un área determinada, sin tomar en cuenta el valor de importancia
de las mismas. La forma ideal de medir la riqueza específica es contar con un
inventario completo que nos permita conocer el número total de especies (S),
encontradas en un tiempo y en espacio. Las curvas de acumulación de especies
ayudan a determinar el número total de especies esperadas (MINAM, 2015).
2.3.2.1.2. Índice de Mergalef
Transforma el número de especies por muestra a una proporción a
la cual las especies son añadidas por expansión de la muestra. Supone que hay
una relación funcional entre el número de especies y el número total de
individuos S = √(N)k
donde k es constante. Si esto no se mantiene, entonces el
índice varía con el tamaño de muestra de forma desconocida. Usando S – 1, en
lugar de S, da DMg = 0 cuando hay una sola especie (MINAM, 2015).
DMg =S − 1
1nN
Donde:
S = número de especies.
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N = número total de individuos.
2.3.2.1.3. Índice de Simpson
También conocido índice de dominancia es usado para cuantificar la
biodiversidad de un hábitat. Toma un determinado número de especies
presentes en el hábitat y su abundancia relativa. Está fuertemente influido por la
importancia de las especies más dominantes. El índice de Simpson representa
la probabilidad de que dos individuos, dentro de un hábitat, seleccionados al azar
pertenezcan a la misma especie (MINAM, 2015).
λ =∑pi2
Donde:
pi = abundancia proporcional de la especie i, es decir el número de
individuos de la especie i dividido entre el número total de
individuos de la muestra.
2.3.2.1.4. Índice de Shannon-Wiener
Asume que los individuos de las poblaciones proceden de muestras
registradas al azar y que las poblaciones son efectivamente infinitas. Además,
es sensible a especies raras (menos abundantes), lo que coincide con la
importancia otorgada a estas en las evaluaciones ambientales (MINAM, 2015).
H′ =∑piLog2pi
𝑛𝑖 =𝑛𝑖𝑁
Donde:
ni = número de individuos de la especie i.
N = número total de individuos de todas las especies.
S = número total de especies.
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2.3.2.2. Diversidad beta
Es el grado de cambio o reemplazo en la composición de especies
entre diferentes comunidades en un paisaje (MINAM, 2015).
La diversidad beta se calcula mediante los índices de
similaridad/disimilaridad que son los siguientes:
- Coeficiente de similitud de Jaccard
- Coeficiente de similitud de Sorensen
2.3.2.2.1. Coeficiente de similitud de Jaccard
Expresa el grado en que las dos muestras son semejantes por las
especies presentes en ellas. Utilizado para datos cualitativos y se expresa
mediante la fórmula siguiente (MINAM, 2015):
IJ =c
a + b + c
Donde:
IJ = índice cualitativo de Jaccard.
a = número de especies presentes en el sitio A.
b = número de especies presentes en el sitio B.
c = número de especies presentes en ambos sitios A y B.
El intervalo de valores para este índice va de 0 cuando no hay
especies compartidas entre ambos sitios, hasta 1 cuando los dos sitios tienen la
misma composición de especies.
2.3.2.2.2. Coeficiente de similitud de Sorensen
Este índice permite estimar cuan semejante es una localidad con
respecto a otras y es uno de los índices más usados para ver el grado de cambio
o reemplazo en la composición de especies (MINAM, 2015).
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𝐼𝑆𝑆 =2c
2c + a + b
Donde:
𝐼𝑆𝑆= índice cualitativo de Sørensen.
a = número de especies en el sitio A.
b = número de especies en el sitio B.
c = número de especies presentes en ambos sitios.
III. MATERIALES Y MÉTODOS
3.1. Ubicación
3.1.1. Ubicación del área de estudio
La práctica se realizó en dos ámbitos, los cuales fueron: el comedor
y el laboratorio de Microbiología de la Facultad de Recursos Naturales
Renovables, de la Universidad Nacional Agraria de la Selva, que se encuentran
ubicado en el distrito Rupa – Rupa, provincia Leoncio Prado y región Huánuco.
Figura 1. Mapa de ubicación del comedor de la UNAS.
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3.1.2. Ubicación geográfica
El comedor se encuentra localizado en las coordenadas UTM (E:
390283M y N: 8970638M), y el laboratorio de microbiología se encuentra
localizado en las coordenadas UTM (E: 390533M y N: 8970291M).
3.1.3. Aspectos ambientales
Ecológicamente de acuerdo a la clasificación de zonas de vida o
formaciones vegetales del mundo y el diagrama bioclimático, Tingo María se
encuentra en la formación vegetal bosque muy húmedo Pre-montano Tropical
bmh – PT, y de acuerdo a las regiones naturales del Perú corresponde a Rupa
Rupa o Selva Alta, ubicado entre los 650 y 1,200 m.s.n.m. Hidrográficamente
pertenece a la cuenca del río Huallaga; el comportamiento climático es variable,
con una precipitación promedio anual de 3328.9 mm. La ciudad de Tingo María
es una zona eminentemente tropical, su clima constituye uno de sus principales
atractivos con una temperatura que oscila entre 18.7 °C y 30.5 °C (IGP, 2009),
siendo los meses más calurosos Abril a Setiembre y los meses de diciembre a
marzo se considera como meses de lluvia donde la Humedad Relativa alcanza
un 83% en el interior del mercado Modelo. La precipitación anual se considera
3472.8 mm (IGP, 2009).
3.2. Materiales
3.2.1. Medios de cultivo
Brain Heart Broth (BHI), Agar Manitol Salado, Agar Cistina – Lactosa
Deficiente en Electrolitos (CLED), Agar Mac Conkey, Agar glucosa 4% según
Sabouraud, Agar Plate Count.
3.2.2. Medios diferenciales para pruebas bioquímicas
Caldo peptona 0.1%, Caldo Rojo de Metilo, Voges – Proskauer
(RMVP), Agar Hierro – Triple Azúcar (TSI), Agar Lisina Hierro 4%, Agar Citrato
de Simmons, Caldo Malonato, Agar Úrea, Agar Sulfuro Indol (SIM).
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3.2.3. Reactivos
Reactivo de Indol según Kovacs, Rojo de Metilo, hidróxido de potasio
al 40%, Alfa Naftol, Suero Fisiológico, Cristal Violeta, Alcohol – Acetona, Lugol,
Safranina, Azul de Lacto fenol.
3.2.4. Materiales de laboratorio
Matraces Erlenmeyer, placas Petri, tubos de ensayo, termómetro,
jeringas 60ml, algodón, pipetas, pinzas, varillas de vidrio, porta objetos, cubre
objetos, gradillas para tubos de ensayo, mechero de busen, asa de siembra,
ansa micológica, agitadores, espátulas, papel mantequilla.
3.2.5. Equipos
Baño maría, autoclave, balanza, microscopio, contador de colonias,
termómetro, cámara fotográfica.
3.3. Métodos
3.3.1. Reconocimiento del área de estudio
Se realizó la visita al comedor de la Universidad Nacional Agraria de
la Selva, donde se reconoció los puntos de muestreo P1 (Puerta de ingreso de
la sala comedor), P2 (Sala comedor) y P3 (Cocina).
3.3.2. Muestreos
Se realizaron tres (3) muestreos, en semanas distintas entre los
meses de mayo – agosto; la cual consistió extraer dos (2) muestras de aire antes
del almuerzo (11:00 am) y después del almuerzo (2:00 pm) de cada punto (P1,
P2 y P3).
3.3.2.1. Toma de muestras de aire
La toma de muestras se realizó mediante el método volumétrico que
consiste en realizar aspiraciones con una jeringa estéril descartable de 60 mL
para cada muestreo, respecto a los puntos de muestreo (P1, P2 y P3), para
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después descargar el contenido de la jeringa dentro de un matraz con medio BHI
y dentro de otro matraz con BHI más antibiótico (Ceftriaxona) para hongos
(LOPEZ, 2004).
3.3.2.2. Determinación de los parámetros físicos del aire
Se determinaron los parámetros mediante el uso del termómetro
para la temperatura (°C), y la humedad (HR%) con un higrómetro la humedad.
3.3.3. Análisis microbiológico de aire
3.3.3.1. Recuento de microorganismos
Para la diversidad de microorganismos, se realizó el método de
recuento en placa, aplicando la técnica de vertido en placa. Con la ayuda de una
pipeta se obtuvo 0.1 mL de muestra de cada matraz colocando en una placa
Petri vacía y esterilizada para luego agregar 10 mL de agar Plate Count, se dejó
solidificar por unos 10 min para posteriormente llevar las placas a la estufa a
37°C por 48 horas. Después de este tiempo se realizó el conteo de
microorganismos utilizando el contador de colonias manual.
La fórmula para el conteo de microorganismos (m.o) es a siguiente
(LOPEZ, 2004).
“UFC/ml ó UFC/g = Nº colonias x Inóculo x Factor de dilución”
3.3.3.1.1. Medición de biodiversidad de microorganismos
- Cálculo de la riqueza específica (S)
Se identificará el número total de géneros e individuos obtenidos en
cada punto de muestreo, mediante la riqueza específica (S) que es la forma más
sencilla y más comparable de medir la biodiversidad (MINAM, 2015); la fórmula
para la riqueza especifica será la siguiente:
Riqueza especifica = N° total de géneros
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Abundancia = N° total de individuos
- Índice de diversidad de Shannon – Wiener
para microorganismos
Se determinó la biodiversidad de cada punto de muestreo en función
de la abundancia proporcional de géneros, el valor más alto será de aquel que
tenga más riqueza especifica con alta equidad en el número de individuos; ya
que los individuos de las poblaciones proceden de muestras al azar y que las
poblaciones son efectivamente infinitas (MINAM, 2015). Para este trabajo de
investigación el índice de Shannon – Wiener se aplicó para determinar la
diversidad de géneros bacterianos y de hongos.
H′ =∑piLog2pi
ni =niN
Donde:
ni = número de individuos del género i.
N = número total de individuos de todos los géneros.
S = número total de géneros.
3.3.3.2. Preparación de medios de cultivos
3.3.3.2.1. Preparación de medios de cultivos para el
muestreo
Para los muestreos se prepararon doce (12) matraces, con agar BHI,
considerando 3.7g para 100 ml de agua destilada en cada matraz; seis (6)
matraces para muestreos de bacterias y seis (6) matraces con antibiótico
(Ceftriaxona), (LOPEZ, 2004).
21
3.3.3.2.2. Preparación de medios de enriquecimiento
Los agares necesarios para el aislamiento de bacterias son los
siguientes y se preparó de la siguiente manera (LOPEZ, 2004):
Agar Manitol Salado: 400 mL de agua destilada con 4 g del agar
peptona, 0.4 gr de extracto de carne, 30 gr de cloruro sódico, 4 gr D (–) manita,
0.01 gr de rojo de fenol y 4.8 gr de Agar Agar.
Agar CLED: 500 mL de agua destilada con 18 g del agar.
Agar Mac Conkey: 500 mL de agua destilada con 25.8 gr del agar.
Agar M77: 400 mL de agua destilada con 2 gr de peptona, 0.2 gr de
KH2PO4, 0.08 gr de MgSO4 7H2O, 0.08 gr de NaCl, MnSO4 trazas, FeCl3.6H2O
trazas, 6 gr de manitol, 2 gr de extracto de levadura y 10 gr de Agar Agar.
Agar Plate Count: 300 mL de agua destilada con 7.05 gr del agar.
Para el crecimiento y aislamiento de hongos se utilizó:
Agar glucosa 4% según Sabouraud: 500 mL de agua destilada con
32.5 g del agar.
Todos los matraces se mezclaron bien de manera homogénea para
luego ser llevados a baño maría, después llevarlos a la autoclave para el proceso
de esterilización a 15 Lb de presión por 15 min a una temperatura de 121 °C, se
deja enfriar hasta 45 ºC para luego proceder a plaquear (LÓPEZ, 2004).
3.3.3.3. Siembra en las placas Petri con medios
enriquecedores
De los matraces con BHI y muestras de aire para bacterias
incubados a 37 ºC por 48 horas, se extrajo un inoculo con el asa de siembra, y
22
se procedió a sembrar en las placas Petri con medios de enriquecimiento (Agar
Cistina Lactosa Deficiente en Electrolitos (CLED), Agar manitol salado, Agar Mac
Conkey, Agar M77). El método de siembra se realizó por estrías. Seguidamente
las placas Petri ya sembradas se llevaron a incubación por 48 horas a una
temperatura de 37 ºC (LOPEZ, 2004).
3.3.3.4. Pruebas bioquímicas
3.3.3.4.1. Siembra y reacción
Prueba de Indol: Se realizó la siembra de la colonia de bacterias
con el asa de siembra, mediante la siembra por inoculación o agitación en un
tubo de ensayo con caldo peptona (0.1%). Se incubó por 48 horas, para la
determinación se usó el reactivo de Kovacs, de 2 – 3 gotas Si da color o anillo
rojo es positivo a Indol (MACCFADDIN, 2004).
Prueba de Rojo de metilo (RM): Se realizó la siembra de la colonia
de bacterias, mediante la siembra por inoculación o agitación en un tubo de
ensayo con caldo RM/VP; se incubó por 48 horas y como reactivo se adicionó el
rojo de metilo de 2 – 3 gotas, si da color rojo es positivo a RM (MACCFADDIN,
2004).
Prueba de Voges-Proskauer (VP): Se realizó la siembra de la
colonia de bacterias mediante la siembra por inoculación o agitación en un tubo
de ensayo con caldo RM/VP y se incubó por 48 horas; como reactivo se utilizó
hidróxido de sodio (KOH) al 40% de 2 – 3 gotas y se adicionó el reactivo de alfa
naftol de 2 – 3 gotas (MACCFADDIN, 2004).
Prueba de TSI: Se realizó la siembra de la colonia de bacterias
mediante estrías el pico de flauta y punción del fondo en un tubo de ensayo con
Agar TSI, el orden se puede invertir si se prefiere; se incubó a 37 ºC por 48 horas;
23
el tipo de reacción positivo o negativo se conoció por el cambio de color
(MACCFADDIN, 2004).
Prueba de LIA: Se realizó la siembra de la colonia de bacterias
mediante estrías el pico de flauta y punción del fondo en un tubo de ensayo con
Agar LIA, el orden se puede invertir si se prefiere; se incubó a 37 ºC por 48 horas;
el tipo de reacción positivo o negativo se conoció por el cambio de color
(MACCFADDIN, 2004).
Prueba de Citrato de Simmons: Se realizó la siembra de la colonia
de bacterias mediante estrías el pico de flauta en un tubo de ensayo con Agar
Citrato de Simmons; se incubó a 37 ºC por 48 horas; el cambio a color azul indicó
reacción positiva (MACCFADDIN, 2004).
Prueba de Caldo Malonato: Se realizó la siembra de la colonia de
bacterias mediante la siembra por inoculación o agitación en un tubo de ensayo
con Caldo Malonato; se incubó a 37 ºC por 48 horas, se observó si hubo o no
reacción, es positivo si cambió a color azul (MACCFADDIN, 2004)
Agar Úrea: Se realizó la siembra de la colonia de bacterias por
punción en un tubo de ensayo con Agar Urea; se incubó a 37 ºC por 48 horas el
cambio de color nos mostró si hubo reacción positiva (MACCFADDIN, 2004).
3.3.3.5. Tinción de Gram
Se seleccionó la muestra a identificar para así poder tomar una
pequeña muestra de la cepa, posteriormente se hizo un frotis fino del material de
estudio fijando así la muestra al calor, flameándola en el mechero a gas. De
manera haciendo que el material no se desprenda durante el lavado (tinción),
(LOPEZ, 2004).
Se colocó el frotis en un soporte para tinción y recubrió la superficie
con solución de cristal violeta (2 o 3 gotas) se esperó de 1 – 3 minutos de
24
exposición al colorante (cristal violeta), se lavó exhaustivamente con agua
destilada, luego se cubrió el frotis con reactivo de lugol (2 o 3 gotas), durante 1
– 3 minutos. Nuevamente se lavó con agua destilada después se impregno la
superficie con 2 o 3 gotas de decolorante alcohol – acetona (haciendo
movimientos de vaivén), esto suele tomar 10 – 5 segundos, posteriormente se
lavó con agua corriente y colocó el frotis nuevamente en el soporte para tinción.
Se cubrió la superficie con la tinción de safranina (2 o 3 gotas) durante 1 minuto.
Se lavó con agua corriente, y se colocó el frotis en posición vertical en el soporte
para tinción, para permitir que el exceso de agua drene y el frotis se seque.
Después se agrega una gota de aceite de inmersión y se observa en el
microscopio a 100X (LOPEZ, 2004).
3.3.3.6. Análisis microbiológico de hongos
Para el aislamiento de hongos, se retiró un inóculo de cada
caldo BHI más antibiótico (Ceftriaxona) y se sembró por el método de simple
toque, en el agar sabouraud donde luego se incubó las placas a temperatura
ambiente por un tiempo de 5 – 8 días (LOPEZ, 2004).
3.3.3.7. Microcultivos
Se esterilizó las placas Petri conteniendo: un soporte de vidrio en
forma de herradura, un porta objeto y un cubre objeto.
Se preparó una placa Petri con medio agar de Sabouraud glucosa
4%, dividido en cubitos de aproximadamente 20 x 20 x 10 mm3. Cada cubito se
colocó sobre el porta objeto dentro de la placa de microcultivo y sobre la varilla
de vidrio.
Para el microcultivo, se eligieron colonias de hongos diferentes en
cada placa Petri, los cuales fueron marcados con una “X” sobre la tapa de la
placa Petri, con un plumón marcador.
25
Después de que se eligió la colonia de hongo, con la ayuda de un
asa micológica, se tomó un inoculo de la misma y se trasladó sobre el cubito de
medio de sabouraud que se colocó sobre el porta objeto dentro de la placa de
microcultivo. Se colocó el cubre sobre el cubito de agar, luego se puso dentro de
la placa un algodón húmedo asegurando la humedad y el crecimiento del hongo.
La placa de microcultivo se llevó a incubación a temperatura ambiente por un
tiempo de 3 – 5 días (LOPEZ, 2004).
3.3.3.8. Identificación de hongos por medio de la tinción de
azul de lactofenol
Al término de la incubación, se retiró suavemente con ayuda de una
pinza el cubre objeto de la placa de microcultivo y se colocó sobre un porta objeto
limpio y desengrasado al que ha colocado previamente 1 – 2 gotas de azul de
lactofenol. Con la ayuda de papel secante, se absorbió el exceso de colorante.
Se selló los lados laterales con esmalte de uñas transparente.
Luego se eliminó el cubito de medio sabouraud llevándolo a un
recipiente conteniendo lejía diluida al 10 %, se retiró el porta objeto de la placa
de microcultivo y agregó de 1 – 2 gotas de azul de lactofenol, se colocó un cubre
objeto limpio y desengrasado. Con papel secante, se absorbió el exceso de
colorante. Se selló los lados laterales con esmalte de uñas transparente.
Las muestras obtenidas, se observan al microscopio utilizando un
lente ocular de 10X y un lente objetivo de 40X, así el aumento total será de 10 x
40 = 400X aumentos (LOPEZ, 2004).
26
IV. RESULTADOS
4.1. Temperatura y humedad relativa
En el cuadro 1 se muestra la relación entre la temperatura promedio
y la humedad relativa promedio antes del almuerzo (11:00 am) del aire en el
interior del comedor de la Universidad Nacional Agraria de la Selva (UNAS);
donde la temperatura promedio máximo es de 31.2 °C en el P3 (Cocina) y el
mínimo es de 30.6 °C en el P2 (Sala comedor); la humedad relativa promedio
máximo es de 33.4% en el P1 (Puerta de ingreso de la sala comedor) y el
promedio mínimo de 33.1% en el P3 (Cocina), antes del almuerzo (11:00 am).
Cuadro 1. Temperatura promedio, humedad relativa promedio, antes del
almuerzo (11:00 am).
En el cuadro 2 se muestra la relación entre la temperatura promedio
y la humedad relativa promedio después del almuerzo (2:00pm) del aire en el
interior del comedor de la Universidad Nacional Agraria de la Selva (UNAS);
donde la temperatura promedio máximo es de 31.9 °C en los P1 (puerta sala
comedor), P3 (Cocina) y el mínimo es de 31.4 °C en el P2 (Sala comedor); la
humedad relativa promedio máximo es de 33.9% en el P3 (Cocina) y el mínimo
de 33.6% P1 (Puerta de ingreso de la sala comedor), después del almuerzo (2:00
pm).
Puntos de muestreo Temperatura
promedio (°C) Humedad relativa
promedio (%)
P1 (Puerta de ingreso de la sala comedor)
31.3 33.4
P2 (Sala comedor) 30.6 33.2
P3 (Cocina) 31.2 33.1
27
Cuadro 2. Temperatura promedio, humedad relativa promedio, después del
almuerzo (2:00 pm).
4.2. Diversidad de microrganismo
4.2.1. Riqueza especifica (S)
4.2.1.1. Riqueza especifica (S), de bacterias
En el cuadro 3 se muestra los géneros bacterianos, encontrados en
el P1 (Puerta de ingreso de la sala comedor), P2 (Sala comedor) y P3 (Cocina),
del aire en el interior del comedor de la Universidad Nacional Agraria de la Selva
(UNAS), antes del almuerzo (11:00 am).
Cuadro 3. Géneros bacterianos, encontrados en cada punto de muestreo, antes
del almuerzo (11:00 am).
En el cuadro 4 se muestra los géneros bacterianos, encontrados del
aire en el interior del comedor de la Universidad Nacional Agraria de la Selva
(UNAS, antes del almuerzo (11:00 am).
Puntos de muestreo Temperatura
promedio (°C) Humedad relativa
promedio (%)
P1 (Puerta de ingreso de la sala comedor) 31.9 33.6 P2 (Sala comedor) 31.4 33.8
P3 (Cocina) 31.9 33.9
Puntos Géneros Total
P1 (Puerta de ingreso de la sala comedor)
Enterobacter 4
P2 (Sala comedor) Enterobacter 6
P3 (Cocina) Enterobacter 5
Serratia 1
28
Cuadro 4. Géneros bacterianos, encontrados antes del almuerzo (11:00 am).
En el cuadro 5 se muestra los géneros bacterianos encontrados en
el P1 (Puerta de ingreso de la sala comedor), P2 (Sala comedor) y P3 (Cocina),
del aire en el interior del comedor de la Universidad Nacional Agraria de la Selva
(UNAS) después del almuerzo (2:00 pm).
Cuadro 5. Géneros bacterianos, encontrados en cada punto de muestreo
después del almuerzo (2:00 pm).
Puntos Géneros Total
P1 (Puerta de ingreso de la sala comedor)
Enterobacter 4
P2 (Sala comedor) Proteus 1
Enterobacter 5
P3 (Cocina) Enterobacter 5
En el cuadro 6 se muestra los géneros bacterianos, encontrados del
aire en el interior del comedor de la Universidad Nacional Agraria de la Selva
(UNAS), después del almuerzo (2:00 pm).
Cuadro 6. Géneros bacterianos, encontrados después del almuerzo (11:00 am).
En el cuadro 7 se muestra los géneros bacterianos, encontrados del
aire en el interior del comedor de la Universidad Nacional Agraria de la Selva
(UNAS), antes del almuerzo (11:00 am) y después del almuerzo (2:00 pm).
Géneros Total
Enterobacter 15 Serratia 1
N° Número total de individuos (N) 16
N° Número total de géneros (S) 2
Géneros Total
Enterobacter 14 Proteus 1
N° total de individuos (N) 15
N° total de géneros (S) 2
29
Cuadro 7. Resumen de géneros bacterianos, encontrados antes del almuerzo
(11:00 am) y después del almuerzo (2:00 pm).
En el cuadro 8 se muestra las bacterias presumibles, encontradas
del aire en el interior del comedor de la Universidad Nacional Agraria de la Selva
(UNAS), antes del almuerzo (11:00 am).
Cuadro 8. Bacterias presumibles, encontradas antes del almuerzo (11:00 am).
En el cuadro 9 se muestra las bacterias presumibles, encontradas
del aire en el interior del comedor de la Universidad Nacional Agraria de la Selva
(UNAS), después del almuerzo (2:00 pm).
Cuadro 9. Resumen de bacterias presumibles, encontrados después del
almuerzo (2:00 pm).
4.2.1.2. Riqueza especifica (S) de hongos
En el cuadro 10 se muestra los géneros de hongos, encontrados en
el P1 (Puerta de ingreso de la sala comedor), P2 (Sala comedor) y P3 (Cocina),
Géneros Total
Enterobacter 29 Serratia 1 Proteus 1
N° total de individuos (N) 31
N° total de géneros (S) 3
Géneros Total
Staphylococcus 8 Bacillus 9
Géneros Total
Staphylococcus 8 Bacillus 3
30
del aire en el interior del comedor de la Universidad Nacional Agraria de la Selva
(UNAS), antes del almuerzo (11:00 am).
Cuadro 10. Géneros de hongos, encontrados en cada punto de muestreo antes
del almuerzo (11:00 am).
En el cuadro 11 se muestra los géneros de hongos, encontrados del
aire en el interior del comedor de la Universidad Nacional Agraria de la Selva
(UNAS), después del almuerzo (11:00 am).
Cuadro 11. Géneros de hongos, encontrados antes del almuerzo (11:00 am).
En el cuadro 12 se muestra los géneros de hongos, encontrados en
el P1 (Puerta de ingreso de la sala comedor), P2 (Sala comedor) y P3 (Cocina),
del aire en el interior del comedor de la Universidad Nacional Agraria de la Selva
(UNAS), después del almuerzo (2:00 pm).
Puntos Géneros Total
P1 (Puerta de ingreso de la sala comedor)
Geotrichum 2
Rhizopus 1
P2 (Sala comedor)
Oidium 1
Penicillum 2
Geotrichum 1
Fusarium 1
P3 (Cocina) Penicillum 1
Rhizopus 1
Géneros Total
Geotrichum 3
Rhizopus 2
Oidium 1
Fusarium 1
Penicillum 3
N° número total de individuos (N) 10
N° Número total de géneros (S) 5
31
Cuadro 12. Géneros de hongos, encontrados en cada punto de muestreo
después del almuerzo (2:00 pm).
En el cuadro 13 se muestra los géneros de hongos, encontrados del
aire en el interior del comedor de la Universidad Nacional Agraria de la Selva
(UNAS), después del almuerzo (2:00 pm).
Cuadro 13. Géneros de hongos, encontrados después del almuerzo (2:00 pm).
En el cuadro 14 se muestra los géneros de hongos, encontrados del
aire en el interior del comedor de la Universidad Nacional Agraria de la Selva
(UNAS), antes del almuerzo (11:00 am) y después del almuerzo (2:00 pm).
Cuadro 14. Resumen de los géneros de hongos, encontrados antes del
almuerzo (11:00am) y después del almuerzo (2:00 pm).
Géneros Total
Geotrichum 5
Aspergillus 2
Penicillum 10 Oidium 1
Fusarium 1
Puntos Géneros Total
P1 (Puerta de ingreso de la sala comedor)
Geotrichum 2
Penicillum 2
Aspergillus 1
P2 (Sala comedor) Penicillum 2
Aspergillus 1
P3 (Cocina) Penicillum 3
Rhizopus 1
Géneros de hongos Total
Geotrichum 2
Aspergillus 2
Penicillum 7 Rhizopus 1
N° Número total de individuos (N) 13
N° Número total de géneros (S) 4
32
Rhizopus 3
N° Número total de individuos (N) 23
N° Número total de géneros (S) 6
En el cuadro 15 se muestra el hongo presumible, encontrado del aire
en el interior del comedor de la Universidad Nacional Agraria de la Selva (UNAS),
después del almuerzo (2:00 pm).
Cuadro 15. El presumible hongo, encontrado después del almuerzo (2:00 pm).
Género Total
Epidermophyton 1
4.2.2. Índice de Shannon – Wiener
En el cuadro 16 se muestra la proporción de géneros bacterianos en
el PI (Puerta de ingreso de la sala comedor), P2 (Sala comedor) y P3 (Cocina),
encontrados del aire en el interior del comedor de la Universidad Nacional
Agraria de la Selva (UNAS), antes del almuerzo (11:00 am).
Cuadro 16. Proporción de géneros bacterianos, antes del almuerzo (11:00 am).
Géneros ni pi Ln(pi) pi*Ln(pi)
Enterobacter 15 0.94 -0.06 -0.06
Serratia 1 0.06 -2.77 -0.17
En el cuadro 17 se muestra la proporción de géneros bacterianos en
el PI (Puerta de ingreso de la sala comedor), P2 (Sala comedor) y P3 (Cocina),
encontrados del aire en el interior del comedor de la Universidad Nacional
Agraria de la Selva (UNAS), antes del almuerzo (11:00 am) y después del
almuerzo (2:00 pm).
33
Cuadro 17. Proporción de géneros bacterianos, antes del almuerzo (11:00 am)
y después del almuerzo (2:00 pm).
Géneros ni pi Ln(pi) pi*Ln(pi)
Enterobacter 14 0.93 -0.07 -0.06
Serratia 1 0.07 -2.71 -0.18
En el cuadro 18, para hallar el índice de Shannon – Wiener, para
bacterias solamente aplicó la formula H′ = ∑piLog2pi
Cuadro 18. Índice de Shannon – Wiener para géneros bacterianos en cada
punto de muestreo antes del almuerzo (11:00 am), y después del
almuerzo (2:00 pm).
En el cuadro 19 se muestra la proporción de géneros de hongos, en
el PI (Puerta de ingreso de la sala comedor), P2 (Sala comedor) y P3 (Cocina),
encontrados del aire en el interior del comedor de la Universidad Nacional
Agraria de la Selva (UNAS), después del almuerzo (11:00 am).
Cuadro 19. Proporción de géneros de hongos, de cada punto de muestreo
antes del almuerzo (11:00 am).
Géneros ni pi Ln(pi) ni*Ln(pi)
Geotrichum 3 0.30 -1.20 -0.36
Rhizopus 2 0.20 -1.61 -0.32
Oidium 1 0.10 -2.30 -0.23
Penicillum 3 0.30 -1.20 -0.36
Fusarium 1 0.10 -2.30 -0.23
En el cuadro 20 se muestra la proporción de géneros de hongos, en
el PI (Puerta de ingreso de la sala comedor), P2 (Sala comedor) y P3 (Cocina),
Antes del almuerzo (11:00 am)
Después del almuerzo (2:00 pm)
H’ H’
0.23 0.24
34
encontrados del aire en el interior del comedor de la Universidad Nacional
Agraria de la Selva (UNAS), después del almuerzo (2:00 pm).
Cuadro 20. Proporción de géneros de hongos, en cada punto de muestreo
después del almuerzo (2:00 pm).
Géneros ni pi Ln(pi) ni*Ln(pi)
Geotrichum 2 0.17 -1.79 -0.30
Penicillum 7 0.58 -0.54 -0.31
Aspergillus 2 0.17 -1.79 -0.30
Rhizopus 1 0.08 -2.48 -0.21
En el cuadro 21, para hallar el índice de Shannon – Wiener,
solamente aplicamos la formula H′ = ∑piLog2pi
Cuadro 21. Índice de Shannon – Wiener para hongos, antes del almuerzo
(11:00 pm) y después del almuerzo (2:00 pm).
4.3. Géneros microbianos patógenos del aire, en el interior del comedor,
antes del almuerzo (11:00 am) y después del almuerzo (2:00 pm).
4.3.1. Géneros bacterianos patógenos
En el cuadro 22 se muestra la patogenicidad de los géneros
bacterianos, encontrados del aire en el interior del comedor de la Universidad
Nacional Agraria de la Selva (UNAS), antes del almuerzo (11:00 am) y después
del almuerzo (2:00 pm).
Antes del almuerzo (11:00 am)
Después del almuerzo (2:00 pm)
H’ H’
1.50 1.12
35
Cuadro 22. Géneros de bacterianos patógenos, encontrados antes del
almuerzo (11:00 am) y después del almuerzo (2:00 pm).
En el cuadro 23 se muestra la patogenicidad de las bacterias
presumibles, encontrados del aire en el interior del comedor de la Universidad
Nacional Agraria de la Selva (UNAS), antes del almuerzo (11:00 am) y después
del almuerzo (2:00 pm).
Cuadro 23. Bacterias presumibles patógenas, encontradas antes del almuerzo
(11:00 am) y después del almuerzo (2:00 pm).
4.3.2. Géneros de hongos patógenos
En el cuadro 24 se muestra la patogenicidad de los géneros de
hongos, encontrados del aire en el interior del comedor de la Universidad
Nacional Agraria de la Selva (UNAS), antes del almuerzo (11:00 am) y después
del almuerzo (2:00 pm).
Géneros Patogenicidad Afecciones
Enterobacter Oportunista Artritis, sinovitis, infecciones nosocomiales
Serratia Oportunista
Conjuntivitis, queratitis e infecciones en heridas, riñones y vías urinarias, así como infecciones respiratorias, meningitis y endocarditis.
Proteus Oportunista
Infecciones urinarias (más del 10% de complicaciones del tracto urinario incluyendo cálculos y lesiones celulares del epitelio renal), enteritis (especialmente en niños), abscesos hepáticos, meningitis, otitis media y neumonía con o sin empiema.
Bacterias Patogenicidad Afecciones
Staphylococcus Patógeno Infecciones cutáneas o mucosas
Bacillus Toxiinfección Disentería Hemorrágica
36
Cuadro 24. Géneros de hongos patógenos, encontrados antes del almuerzo
(11:00 am) y después del almuerzo (2:00 pm).
En el cuadro 25 se muestra la patogenicidad del hongo presumible,
encontrado del aire en el interior del comedor de la Universidad Nacional Agraria
de la Selva (UNAS), después del almuerzo (2:00 pm).
Cuadro 25. El hongo presumible patógeno, encontrado después del almuerzo
(2:00 pm).
Géneros Patogenicidad Afecciones
Geotrichum Oportunista Geotricosis Rhizopus Oportunistas Alveolitis, zigomicosis Oidium Patógeno de vegetales Infección, efectos alérgicos
Penicillum Oportunista Peniciliosis
Fusarium Oportunista Mitocoxicosis, infecciones sistémicas en pacientes inmunocomprometidos
Aspergillus Oportunista Aspergilosis, onicomicosis, otomicosis, sinusitis alérgica
Género Patogenicidad Afecciones
Epidermophyton Patógeno humano Infección, efectos alérgicos
37
V. DISCUSIÓN
5.1. Parámetros de temperatura (°C) y humedad (HR%) en el interior del
comedor, antes del almuerzo (11:00 am) y después del almuerzo
(2:00 pm).
Según CRUZ y JIMENEZ (2006) señala que la humedad relativa
disminuye cuando la temperatura aumenta; en otras palabras, se podría decir
que la temperatura es inversamente proporcional a la humedad; esto se debería
a que la capacidad del aire para contener humedad se relaciona con la
temperatura (Ver cuadro 1 y 2).
La presencia de hongos y bacterias es debido a factores como
temperatura, humedad relativa y exposición a luz solar (DE LA ROSA et al.,
2002). Para Tingo María su clima constituye uno de sus principales atractivos
con una temperatura que oscila entre 18.7 °C y 30.5 °C (IGP, 2009), siendo los
meses más calurosos de Abril a Setiembre y los meses de diciembre a marzo se
considera como meses de lluvia donde la Humedad Relativa alcanza un 83%.
5.2. Biodiversidad de microorganismos del aire, en el interior del
comedor, antes del almuerzo (11:00 am) y después del almuerzo
(2:00 pm).
De los resultados obtenidos (Ver cuadro 7 y 14), se registró un total
de 3 géneros bacterianos, 2 bacterias presumibles, 6 géneros de hongos y un
hongo presumible, donde se demuestra que del aire en el interior del comedor
de la Universidad Nacional Agraria de la Selva (UNAS), es insalubre, el cual
38
pudiera deberse a que el ambiente que le rodea posee una elevada
contaminación microbiana, que se introduce a través de las ventanas, puertas o
como consecuencia de la propia actividad de los mismos estudiantes, y
trabajadores. Igualmente, también pueden ser transportadas por los zapatos y
por el polvo suspendido en el piso la cual se remueve cuando las personas
caminan sobre él (BORREGO et al., 2011).
Del cuadro 7 se puede apreciar que el género Enterobacter es el que
mayor cantidad presenta, el cual se podría deber a la presencia de agua en el
suelo; según el MANUAL DE MICROBIOLOGÍA CLÍNICA DE LA ASOCIACIÓN
ARGENTINA DE MICROBIOLOGÍA (s/a), este género se encuentra como
comensal en el medio ambiente en fórmulas alimentarias, en la piel y en el tracto
intestinal de humanos y animales.
Bacillus, la segunda bacteria que en mayor cantidad se presenta
(Ver cuadro 7); según BORREGO et al., (2011) establece que niveles altos en el
aire de interiores es generalmente indicativo de daños provocados por el agua o
por la necesidad de realizar un mantenimiento constructivo en el edificio La
causa de la existencia de este género bacteriano correspondería con la elevada
humedad relativa del local.
El género Penicillum es el hongo microscópico que mayor cantidad
se encontró (Ver cuadro 14) durante el estudio a comparación de otros géneros
de hongos; ya que se reporta que este género como predominante en climas
subtropicales, también considerado como agente biodeteriorantes (SOLIS,
2011).
Para los valores del índice de Shannon – Wiener, se encontró
diferencia en cuanto a la diversidad de géneros. Los valores del índice de
Shannon se hacen más grandes mientras las abundancias de las especies sean
más cercanas una de otras. Según ORTIZ (2016) el índice contempla la cantidad
39
de especies presentes en el área de estudio (riqueza de especies), y la cantidad
relativa de individuos de cada una de esas especies (abundancia) normalmente
toma valores entre 1 y 4.5; valores encima de 3 son típicamente interpretados
como “diversos”. Para este trabajo de investigación el índice de Shannon –
Wiener se aplicó para determinar la diversidad de géneros bacterianos y de
hongos en cada punto de muestreo antes del almuerzo (11:00 am) y después
del almuerzo (2:00 pm).
5.3. Géneros de microorganismos patógenos en el aire del interior del
comedor, antes del almuerzo (11:00 am) y después del almuerzo
(2:00 pm).
Los microorganismos o microbios son el elemento clave en tanto
hablamos de biocontaminación y de riesgo infeccioso. Es por ello que es hacia
los microorganismos tienen un gigantesco control sobre la salud, el desarrollo
humano y la calidad de la vida (MONTAÑO et al., 2010). Para esta investigación
la bacteria patógena para el hombre es el presumible Estaphylococcus, y el
hongo patógeno para el hombre es el presumible Epidermophyton.
Staphylococcus, es una bacteria anaerobia Gram-positiva
productora de enterotoxina termoestable ampliamente distribuida en el medio
ambiente, en las mucosas de los animales y personas (ELIKA, 2013). Las
especies que se asocian con más frecuencia a las enfermedades en humanos
son Staphylococcus aureus (el miembro más virulento y conocido del género),
Staphylococcus epidermidis, Staphylococcus saprophyticus, Staphylococcus
capitis, Staphylococcus afarensis y Staphylococcus haemolyticus (HERRERA,
2009).
Epidermophyton es un hongo patógeno en humanos; constituido por
una sola especie Epidermophyton floccosum puede vivir en distintas superficies,
en el suelo, en el agua dulce, salada y meses en escamas de la piel a
temperatura ambiente (INSHT, s/a).
40
Según HUANG et al., (2002) los materiales aerotransportables
contienen organismos tales como bacterias y hongos, se han identificado como
una fuente de enfermedades infecciosas y de las reacciones alérgicas tales
como asma, neumonía, rinitis, sinusitis alérgica, hipersensibilidad, y fatiga, la
presencia de microcorganismos, como hongos.
41
VI. CONCLUSION
1. El valor máximo registrado de temperatura en el interior del comedor antes
del almuerzo (11:00 am) fue de 31.3 °C y el valor mínimo de 30.6 °C;
después del almuerzo (2:00 pm) el valor máximo de temperatura fue de
31.9 °C y el valor mínimo de 31.4 °C.
2. El valor máximo del porcentaje de humedad relativa antes del almuerzo
(11:00 am) fue de 33.4% y el valor mínimo de 33.1%; después del almuerzo
(2:00 pm) el valor máximo de humedad relativa fue de 33.9% y el valor
mínimo de 33.6%.
3. Se registraron dos (2) géneros bacterianos antes del almuerzo (11:00 am)
los cuales fueron Enterobacter y Serratia; dos (2) géneros bacterianos
después del almuerzo (2:00 pm) los cuales fueron Proteus y Enterobacter.
4. Se registraron dos (2) bacterias antes del almuerzo (11:00 am) y después
del almuerzo (2:00 pm), los cuales fueron los presumibles Staphylococcus
y Bacillus.
5. Se registraron cinco (5) géneros de hongos antes del almuerzo (11:00 am)
los cuales fueron Penicillum, Geotrichum, Rhizopus, Oidium y Fusarium;
cuatro (4) géneros de hongos después del almuerzo (2:00 pm), que fueron
Aspergillus, Penicillum, Geotrichum, y Rhizopus
6. Se registró un (1) hongo después del almuerzo (2:00 pm) que fue el
presumible Epidermophyton.
42
7. Según el índice de biodiversidad de Shannon – Wiener; de los resultados
para bacterias donde H’=0.5 antes del almuerzo (11:00 am) y H’=0.2
después del almuerzo (2:00 pm); para hongos H’=1.50 antes del almuerzo
(11:00 am) y H’=1.30 después del almuerzo (2:00 pm); estos datos nos
indican que existe mayor diversidad en los hongos que en las bacterias, ya
que los valores en las bacterias se encuentran por debajo del valor de uno
(1).
8. La bacteria patógena registrada es el presumible Staphylococcus.
9. El hongo patógeno registrado es el presumible Epidermophyton.
10. El aire interno del comedor indica una presumible insalubridad, debido a la
presencia de microorganismos patógenos.
11. Los valores registrados de temperatura, humedad relativa y de los géneros
de bacterias y hongos, fue entre los meses de mayo – agosto.
12. En el Perú no se cuenta con una normativa nacional que determinen los
parámetros de hongos y bacterias.
.
VII. RECOMENDACIONES
1. Implementar medidas de bioseguridad.
2. Sensibilizar al personal de trabajo, estudiantes y administrativos sobre la
limpieza ambiental.
3. Incluir muestreos periódicos del aire en el interior del comedor, así como
mecanismos para asegurar la salud del personal de trabajo Administrativo y
estudiantes.
4. Continuar estudios epidemiológicos de calidad del aire en el interior del
comedor que permitan establecer la influencia de del mismo en la salud.
44
VIII. REFERENCIA BIBLIOGRAFICA
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IX. ANEXOS
51
9.1. Identificación de bacterias
Cuadro 26. Identificación de bacterias según tinción Gram del primer muestreo,
antes del almuerzo (11:00 am).
Puntos CLED Mac Conkey M77 Manitol Salado
P1 Staphylococcus Ausencia Ausencia Staphylococcus
P2 Bacillus (Gram +) Ausencia Ausencia Bacillus (Gram +)
P3 Enterobacter Ausencia Ausencia Staphylococcus
Cuadro 27. Identificación de bacterias según tinción Gram del primer muestreo,
después del almuerzo (2:00 pm).
Puntos CLED Mac Conkey M77 Manitol Salado
P1 Bacillus (Gram+) Ausencia Ausencia Staphylococcus
P2 Staphylococcus Ausencia Ausencia Bacillus (Gram+)
P3 Ausencia Ausencia Ausencia Ausencia
Cuadro 28. Identificación de bacterias según tinción Gram del segundo
muestreo, antes del almuerzo (11:00 am).
Puntos CLED Mac Conkey M77 Manitol Salado
P1 Staphylococcus Ausencia Bacillus (Gram -) Bacillus (Gram +)
P2 Enterobacter Ausencia Bacillus (Gram +) Staphylococcus
P3 Bacillus (Gram -) Ausencia Staphylococcus Bacillus (Gram+)
Cuadro 29. Identificación de bacterias según tinción Gram del segundo
muestreo, después del almuerzo (2:00 pm).
Puntos CLED Mac Conkey M77 Manitol Salado
P1 Ausencia Ausencia Enterobacter Staphylococcus
P2 Staphylococcus Ausencia Staphylococcus Bacillus (Gram - )
P3 Staphylococcus Ausencia Enterobacter Staphylococcus
Cuadro 30. Identificación de bacterias según tinción Gram del tercer muestreo,
antes del almuerzo (11:00 am).
Puntos CLED Mac Conkey M77 Manitol Salado
P1 Staphylococcus Ausencia Enterobacter Ausencia
P2 Staphylococcus Ausencia Ausencia Bacillus (Gram +) P3 Enterobacter Ausencia Bacillus (Gram -) Ausencia
52
Cuadro 31. Identificación de bacterias según tinción Gram del tercer muestreo,
después del almuerzo (2:00 pm).
Puntos CLED Mac Conkey M77 Manitol Salado
P1 Staphylococcus Ausencia Bacillus (Gram -) Bacillus (Gram +)
P2 Bacillus(Gram +) Ausencia Staphylococcus Staphylococcus
P3 Staphylococcus Ausencia Bacillus (Gram -) Bacillus (Gram +)
53
9.2. Pruebas bioquímica
Cuadro 32. Tabla de pruebas bioquímicas.
Pruebas bioquímicas
ESCHERI CHEAE
EDWA RDSIE LLEAE
SALMONELLEAE KLEBSIELLEAE PROTEEAE
Esch eri
chia
Shig ella
Edw ard sie lla
Salm one lla
Ari zo na
Citrobacter Klebse llapne
um onia
Enterobacter Serratia Proteus Providencia
Freu ndi
Diver sus
Cloa cae
Aer og en es
Hafn iae
Agglom erans
Marc esce ns
Lique fasci ens
ribid aea
Vulg aris
Mira bilis
Morg anii
Rett geri
Alcal ifasci ens
Situa rtii
INDOL (+) (+o-) (+) (-) (-) (-) (+) (-) (-) (-) (-) (+o-) (-) (-) (-) (+) (-) (+) (+) (+) (+) MOTILITY
(SIM) (+o-) (-)
(+) (+) (+) (+) (+) (-) (+) (+) (+) (+o-) (+) (+) (+o-) (+) (+) (+o-) (+) (+) (+)
METHYL RED
(+) (+)
(+) (+) (+) (+) (+) (+o-) (-) (-) (+o-) (+o-) (+o-) (+o-) (+o-)
(+) (+) (+) (+) (+) (+)
VOGES PROSKAUES
LISINE (-) (-)
(-) (-) (-) (-) (-) (+) (+) (+) (+o-) (+o-) (+) (+o-) (+) (-) (+o-) (-) (-) (-) (-)
DESCARBOXY LASE (TSI9
(d) (-)
(+) (+) (+) (-) (-) (+) (-) (+) (+) (-) (+) (+o-) (+o-) (-) (-) (-) (-) (-) (-)
GRAS FROM GLCUCOSE
(TSI) (+) (-)
(+) (+) (+) (+) (+) (+) (+) (+) (+) (+o-) (+o-) (+o-) (d) (+o-) (+) (+o-) (+o-) (+o-) (-)
HIDROGENO SULFI (TSI)
(-) (-)
(+) (+) (+) (+o-) (-) (-) (-) (-) (-) (-) (-) (-) (-) (+) (+) (-) (-) (-) (-)
SIMONS CITRATE
(-) (-)
(-) (d) (+) (+) (+) (+) (+) (+) (d) (d) (+) (+) (+o-) (d) (+o-) (-) (+) (+) (+)
MALONATE (-) (-) (-) (-) (+) (+o-) (+) (+) (+o-) (+o-) (+o-) (+o-) (-) (-) (+o-) (-) (-) (-) (-) (-) (-)
UREA (-) (-) (-) (-) (-) (d) (d) (+) (+o-) (-) (-) (d) (d) (d) (d) (+) (+) (+) (+) (-) (-)
54
Cuadro 33. Pruebas bioquímicas del primer muestreo, antes del almuerzo
(11:00 am).
Pruebas bioquímicas
CLED Mac Conkey
P1 P2 P3 P3
Indol - - - -
SIM - - - -
RM + - - -
VP - + + +
Citrato - - - +
TSI K/K K/K K/K K/K
LIA A/A A/A K/A K/A
Malonato - - - -
Úrea + + + +
Géneros Enterobacter agglomerans
Enterobacter agglomerans
Enterobacter hafniae
Serratia marcescens
Cuadro 34. Pruebas bioquímicas del primer muestreo, después del almuerzo
(2:00 pm).
Pruebas bioquímicas
CLED
P1 P2 P3
Indol - - - SIM - - - RM + - - VP - + +
Citrato - - + TSI K/K K/K K/A LIA A/A A/A K/A
Malonato - - + Úrea + + +
Géneros Enterobacter aerogenes
Enterobacter agglomerans
Enterobacter cloacae
55
Cuadro 35. Pruebas bioquímicas del segundo muestreo, antes del almuerzo
(11:00 am).
Cuadro 36. Pruebas bioquímicas del segundo muestreo, después del almuerzo
(2:00 pm).
Pruebas bioquímicas
CLED M77
P1 P2 P3 P2
Indol - - - -
SIM - - - -
RM - - - +
VP + + + -
Citrato - - - -
TSI K/K K/K K/K A/A
LIA K/A K/A K/A K/A
Malonato - - - -
Úrea - - - +
Género Enterobacter
cloacae Enterobacter
hafniae Enterobacter
cloacae Enterobacter agglomerans
Pruebas bioquímicas
CLED Mac Conkey M77
P1 P2 P2 P2 P3
Indol - - - - - SIM - - - - - RM + + - - - VP - - + + +
Citrato - - - - - TSI K/A K/K K/K K/K A/A LIA K/A K/K K/K K/A K/K
Malonato - - - - - Úrea - - - - -
Géneros Enterobacter agglomerans
Enterobacter agglomerans
Enterobacter cloacae
Enterobacter hafniae
Enterobacter agglomerans
56
Cuadro 37. Pruebas bioquímicas del tercer muestreo, antes del almuerzo (11:00 am).
Pruebas bioquímicas
CLED Mac Conkey M77
P1 P2 P3 P2 P1 P2 P3
Indol - - - - - - -
SIM - - - - - - -
RM + - - + + + +
VP - + + - - - -
Citrato - + - + - - -
TSI K/K K/K A/A K/K K/K K/K K/K
LIA K/A K/K K/K K/K A/A K/K A/K
Malonato - - - + - - -
Úrea - - + - - - -
Géneros Enterobacter agglomerans
Enterobacter hafniae
Enterobacter agglomerans
Enterobacter hafniae
Enterobacter agglomerans
Enterobacter hafniae
Enterobacter agglomerans
57
Cuadro 38. Pruebas bioquímicas del tercer muestreo, después del almuerzo (2:00 pm).
Pruebas bioquímicas
CLED Mac Conkey M77
P2 P3 P1 P2 P3 P1 P3
Indol - - - - - - -
SIM - - - - - - -
RM - + - - + + +
VP + - + + - - -
Citrato + - - - + - -
TSI K/K K/A K/K K/K A/A K/A+H2S K/K
LIA K/K A/A K/A K/K K/K K/K K/A
Malonato + - - + - - -
Úrea + - - - - - -
Géneros Enterobacter agglomerans
Enterobacter aerogenes
Enterobacter agglomerans
Enterobacter aerogenes
Enterobacter aerogenes
Proteus mirabilis
Enterobacter cloacae
58
9.3. Galería de imágenes
Figura 2. Muestreo de hongos y bacterias en el interior del comedor.
Figura 3. Aislamiento de bacterias en las placas Petri.
59
Figura 4. Recuento de microorganismos.
Figura 5. Coloración Gram.
60
Figura 6. Preparación de medios enriquecedores (CLED, Mac Conkey, Manitol
Salado, M77).
Figura 7. Medios enriquecedores preparados.
61
Figura 8. Aislamiento de las bacterias de los matraces hacia los medios
enriquecedores.
Figura 9. Crecimiento de bacterias en medios enriquecedores.
62
Figura 10. Preparación de las pruebas bioquímica.
Figura 11. Siembra en los tubos de ensayos para las pruebas bioquímicas.
63
Figura 12. Resultados de las pruebas bioquímicas después de las 48 horas.
Figura 13. Lectura de las pruebas bioquímicas.
64
Figura 14. Variación en las pruebas bioquímicas (Indol, SIM, RM y Citrato de
Simmons).
Figura 15. Variación en las pruebas bioquímicas (TSI, LIA, Malonato y Úrea).
65
Figura 16. El presumible Staphylococcus observado mediante la visualización
microscópica (microscopio con aumento de 100X).
Figura 17. El presumible Bacillus observado mediante la visualización
microscópica (microscopio con aumento de 100X).
66
Figura 18. Enterobacter sp, observado mediante la visualización microscópica
(microscopio con aumento de 100X).
Figura 19. Crecimiento de hongos.
67
Figura 20. Preparación para el microcultivo de hongos.
Figura 21. Muestras de hongos en láminas porta objetos y cubre objetos.
68
Figura 22. Penicillium sp observado mediante la visualización microscópica
(microscopio con aumento de 100X).
Figura 23. Geotrichum sp observado mediante la visualización microscópica
(microscopio con aumento de 100X).
69
Figura 24. Aspergillus sp observado mediante la visualización microscópica
(microscopio con aumento de 100X).
Figura 25. Rizophus sp observado mediante la visualización microscópica
(microscopio con aumento de 100X)
70
Figura 26. Oidium sp observado con mediante la visualización microscópica
(microscopio con aumento de 100X).
Figura 27. El presumible Epidermophyton observado mediante la visualización
microscópica (microscopio con aumento de 100X).
71
Figura 28. Fusarium sp observado mediante la visualización microscópica
(microscopio con aumento de 100X).
INDICE
Página
I. INTRODUCCIÓN ......................................................................................... 1
1.1. Objetivos……………………………………………………………………. 2
1.1.1. Objetivo general………………………………………………...…… 2
1.1.2. Objetivos específicos……………………………………...………... 2
II. REVISIÓN DE LITERATURA .................................................................... 3
2.1. Calidad del aire en interiores……………………………………………... 3
2.1.1. Síndrome de edificios enfermos…………………………...………. 3
2.2. Contaminación en el interior……………………………………………… 4
2.2.1. Factores que intervienen en la contaminación en el interior………. 5
2.3. Diversidad de microbiana en el aire………………………………...…… 7
2.3.1. Tipos de microorganismos……………………………………...….. 7
2.3.2. Medición de la diversidad…………………………………………. 11
III. MATERIALES Y MÉTODOS ................................................................... 16
3.1. Ubicación………………………………………………………………….. 16
3.1.1. Ubicación del área de estudio…………………………………….. 16
3.1.2. Ubicación geográfica………………………………………………. 17
3.1.3. Aspectos ambientales……………………………………………... 17
3.2. Materiales…………………………………………………………………. 17
3.2.1. Medios de cultivo…………………………………………………… 17
73
3.2.2. Medios diferenciales para pruebas bioquímicas……………...... 17
3.2.3. Reactivos………………………………………………………….… 18
3.2.4. Materiales de laboratorio………………………………………….. 18
3.2.5. Equipos……………………………………………………………… 18
3.3. Métodos………………………………………………………………...…. 18
3.3.1. Reconocimiento del área de estudio…………………………….. 18
3.3.2. Muestreos………………………………………………………...… 18
3.3.3. Análisis microbiológico de aire………………………………...…. 19
IV. RESULTADOS ........................................................................................ 26
4.1. Temperatura y humedad relativa………………………………...…….. 26
4.2. Diversidad de microrganismo…………………………………………… 27
4.2.1. Riqueza especifica (S)…………………………………………….. 27
4.2.2. Índice de Shannon – Wiener……………………………………… 32
4.3. Géneros microbianos patógenos del aire, en el interior del
comedor, antes del almuerzo (11:00 am) y después del almuerzo
(2:00 pm)………………………………………………………………..… 34
4.3.1. Géneros bacterianos patógenos…………………………………. 34
4.3.2. Géneros de hongos patógenos…………………………...……… 35
V. DISCUSIÓN ............................................................................................. 37
5.1. Parámetros de temperatura (°C) y humedad (HR%) en el interior
del comedor, antes del almuerzo (11:00 am) y después del
almuerzo (2:00 pm)………………………………………………………. 37
5.2. Diversidad de microorganismos del aire, en el interior del comedor,
antes del almuerzo (11:00 am) y después del almuerzo (2:00 pm)… 37
5.3. Géneros de microorganismos patógenos en el aire del interior del
comedor, antes del almuerzo (11:00 am) y después del almuerzo
(2:00 pm)………………………………………………………………..… 39
74
VI. CONCLUSIÓN ......................................................................................... 41
VII. RECOMENDACIONES ............................................................................ 43
VIII. REFERENCIA BIBLIOGRAFICA ............................................................. 44
IX. ANEXOS .................................................................................................. 50
9.1. Identificación de bacterias………………………………………………. 51
9.2. Pruebas bioquímica……………………………………………………… 53
9.3. Galería de imágenes…………………………………………………….. 58
75
INDICE DE CUADROS
Cuadros Página
1. Temperatura promedio, humedad relativa promedio, antes del almuerzo
(11:00 am)…………………………………………………………………...….. 26
2. Temperatura promedio, humedad relativa promedio, después del
almuerzo (2:00 pm)…………………………………………………………….. 27
3. Géneros bacterianos, encontrados en cada punto de muestreo, antes
del almuerzo (11:00 am)……………………………………………………..... 27
4. Géneros bacterianos, encontrados antes del almuerzo (11:00 am)…….... 28
5. Géneros bacterianos, encontrados en cada punto de muestreo después
del almuerzo (2:00 pm)………………………………………………………... 28
6. Géneros bacterianos, encontrados después del almuerzo (11:00 am)….. 28
7. Resumen de géneros bacterianos, encontrados antes del almuerzo
(11:00am) y después del almuerzo (2:00 pm)………………………………. 29
8. Bacterias presumibles, encontradas antes del almuerzo (11:00 am) y
después del almuerzo (2:00 pm)………...…………………………………… 29
9. Resumen de bacterias presumibles, encontrados antes del almuerzo
(11:00am) y después del almuerzo (2:00 pm)………………………………. 29
10. Géneros presumibles de hongos, encontrados en cada punto de
antes dantes del almuerzo (11:00 am)………………………………...…….. 30
11. Géneros de hongos, encontrados antes del almuerzo (11:00 am)……..... 30
12. Géneros de hongos, encontrados en cada punto de muestreo después
del almuerzo (2:00 pm)………………………………………………………... 31
76
13. Géneros de hongos, encontrados después del almuerzo (2:00 pm). ........ 31
14. Resumen de los géneros de hongos, encontrados antes del almuerzo
(11:00 am) y después del almuerzo (2:00 pm). ......................................... 31
15. El presumible hongo, encontrado después del almuerzo (2:00 pm)…....... 32
16. Proporción de géneros bacterianos, antes del almuerzo (11:00 am)…….. 32
17. Proporción de géneros bacterianos, antes del almuerzo (11:00 am) y
despues del almuerzo (2:00 pm)……… ……………………………………. 33
18. Indice de Shannon – Wiener para géneros bacterianos en cada punto
de muestreo antes del almuerzo (11:00 am), y después del almuerzo
(2:00 pm)………………………………………………………………………... 33
19. Proporción de géneros de hongos, de cada punto de muestreo antes
almuerzo (11:00 am). ................................................................................. 33
20. Proporción de géneros de hongos, en cada punto de muestreo después
del almuerzo (2:00 pm). ............................................................................. 34
21. Índice de Shannon – Wiener para hongos, antes del almuerzo (11:00
pm) y después del almuerzo (2:00 pm)……………………………………… 34
22. Géneros de bacterianos patógenos, encontrados antes del almuerzo
(11:00 am) y después del almuerzo (2:00 pm)……………………………... 35
23. Bacterias presumibles patógenas, encontradas antes del almuerzo
(11:00 am) y después del almuerzo (2:00 pm)……………………………... 35
24. Géneros de hongos patógenos, encontrados antes del almuerzo
(11:00 am) y después del almuerzo (2:00 pm). ......................................... 36
25. El hongo presumible patógeno, encontrado después del almuerzo
(2:00 pm)………………………………………………………………………… 36
26. Identificación de bacterias según tinción Gram del primer muestreo,
antes del almuerzo (11:00 am)……………………………………………….. 51
27. Identificación de bacterias según tinción Gram del primer muestreo,
despues del almuerzo (2:00 pm)…………….. ............................................ 51
77
28. Identificación de bacterias según tinción Gram del segundo muestreo,
antes del almuerzo (11:00 am). ................................................................. 51
29. Identificación de bacterias según tinción Gram del segundo muestreo,
después del almuerzo (2:00 pm). .............................................................. 51
30. Identificación de bacterias según tinción Gram del tercer . muestreo,
antes del almuerzo (11:00 am). ................................................................. 51
31. Identificación de bacterias según tinción Gram .del tercer muestreo,
después, del almuerzo (2:00 pm). ............................................................. 52
32. Tabla de pruebas bioquímicas. .................................................................. 53
33. Pruebas bioquímicas del primer muestreo, antes del almuerzo (11:00
am). ........................................................................................................... 54
34. Pruebas bioquímicas del primer muestreo, después del almuerzo (2:00
am). ........................................................................................................... 54
35. Pruebas bioquímicas del segundo muestreo, antes del almuerzo (11:00
am)………………………………………………………………………………. 55
36. Pruebas bioquímicas del segundo muestreo, después del almuerzo
(2:00 pm). .................................................................................................. 55
37. Pruebas bioquímicas del tercer muestreo, antes del almuerzo (11:00
am). ........................................................................................................... 56
38. Pruebas bioquímicas del tercer muestreo, después del almuerzo (2:00
pm). ........................................................................................................... 57
78
INDICE DE FIGURAS
Figuras Página
1. Mapa de ubicación del comedor de la UNAS………. ................................. 16
2. Muestreo de hongos y bacterias en el interior del comedor. ...................... 58
3. Aislamiento de bacterias en las placas Petri…… ...................................... 58
4. Recuento de microorganismos…….. ......................................................... 59
5. Coloración Gram………………………… .................................................... 59
6. Preparación de medios enriquecedores (CLED, Mac Conkey, Manitol
Salado, M77)……………… ........................................................................ 60
7. Medios enriquecedores preparados…... .................................................... 60
8. Aislamiento de las bacterias de los matraces hacia los medios
enriquecedores…….. ................................................................................. 61
9. Crecimiento de bacterias en medios enriquecedores. ............................... 61
10. Preparación de las pruebas bioquímicas….. ............................................. 62
11. Siembra en los tubos de ensayos para las pruebas bioquímicas…… ....... 62
12. Resultados de las pruebas bioquímicas después de las 48 horas. ........... 63
13. Lectura de las pruebas bioquímicas………... ............................................. 63
14. Variación en las pruebas bioquímicas (Indol, SIM, RM y Citrato de
Simmons)................. .................................................................................. 64
15. Variación en las pruebas bioquímicas (TSI, LIA, Malonato y Úrea)……… 64
16. El presumible Staphylococcus observado mediante la visualizacion
microscopica (microscopio con aumento de 100X). .................................. 65
79
17. El presumible Bacillus observado mediante la visualizacion microscopica
(microscopio con aumento de 100X) ......................................................... 65
18. Enterobacter sp observado mediante la visualizacion microscopica
(microscopio con aumento de 100X). ........................................................ 66
19. Crecimiento de hongos. ............................................................................. 66
20. Preparación para el microcultivo de hongos. ............................................. 67
21. Muestras de hongos en láminas porta objetos y cubre objetos. ................ 67
22. Penicillium sp observado mediante la visualizacion microscopica
(microscopio con aumento de 100X). ........................................................ 68
23. Geotrichum sp observado mediante la visualizacion microscopica
(microscopio con aumento de 100X). ........................................................ 68
24. Aspergillus sp observado mediante la visualizacion microscopica
(microscopio con aumento de 100X). ........................................................ 69
25. Rizophus sp observado mediante la visualizacion microscopica
(microscopio con aumento de 100X). ........................................................ 69
26. Oidium sp observado mediante la visualizacion microscopica
(microscopio con aumento de 100X). ........................................................ 70
27. El presumible Epidermophyton observado mediante la visualizacion
microscopica (microscopio con aumento de 1000X). ................................ 70
28. Fusarium sp observado mediante la visualizacion microscopica
(microscopio con aumento de 100X). ........................................................ 71
80
UNIVERSIDAD NACIONAL AGRARIA DE LA SELVA
FACULTAD DE RECURSOS NATURALES RENOVABLES
ESCUELA PROFESIONAL DE INGENIERIA AMBIENTAL
PRÁCTICA PRE-PROFESIONAL
CALIDAD MICROBIOLOGICA DEL AIRE, EN EL INTERIOR DEL COMEDOR
DE LA UNIVERSIDAD NACIONAL AGRARIA DE LA SELVA
EJECUTOR : LINO DURAN, Kelly Melyzza
ASESOR : Ing. BETETA ALVARADO, Víctor M.
INSTITUCIÓN : Laboratorio de Microbiología – UNAS
FECHA DE INICIO : 08 de mayo 2017
FECHA DE CULMINACIÓN : 08 de agosto 2017
TINGO MARÍA, PERÚ
2018