hematologia_clinica_cve_792

CVE 792

Patología Clínica

Escuela de Medicina Veterinaria

Hepatología Clínica

Jorge Correa Besa, Sergio Boassi Rocuant

Julio 2006

Hematología Clínica

CVE 792 Patología Clínica | © 2006 Universidad de las Américas 2

“ El clínico que trabaja sin exámenes de laboratorio es como un marino que navega sin su brújula. El médico que trabaja basándose sólo en exámenes es como un marino que navega

sin conocer su destino.”

“En ambos casos el paciente está en peligro.”

PASO PRÁCTICO 1



REALIZACIÓN DE TÉCNICAS HEMATOLÓGICAS

1. FROTIS SANGUÍNEO

Utilidad

Nos permite realizar el estudio morfológico de los elementos figurados sanguíneos y realizar el conteo diferencial de leucocitos.

Existen las técnicas del cubreobjeto y el portaobjeto. En la primera se obtiene una mejor distribución de las células, sin embargo, la superficie de observación es menor.

En la segunda los distintos tipos celulares tienden a adoptar posiciones más típicas dentro de la muestra.

Idealmente, el frotis debe realizarse antes de mezclar la sangre con el anticoagulante, especialmente si se quieren detectar parásitos intraeritrocitarios. Dentro de lo posible, los frotis deben ser delgados para obtener una mejor visualización de las células y evitar aglomeración de éstas.

Materiales

• Portaobjetos • Cubreobjetos de 22 x 22 mm • Tubo capilar

Técnica

Método del portaobjeto

Tomar un portaobjeto limpio entre los dedos pulgar y medio.

Colocar en uno de los extremos una gota pequeña de sangre previamente mezclada.

Realizar la extensión con otro portaobjeto de bordes lisos de manera de deslizarlo suavemente por delante de la gota de sangre hasta tomar contacto con ésta.

Luego se desplaza a lo largo del portaobjetos base en forma lenta y suave.

El ángulo del potaobjeto extensor determinará el grosor de la película. Se recomienda un ángulo de 30°.

Secar al calor del mechero o a temperatura ambiente.



Método del cubreobjeto

Sostener dos cubreobjetos separadamente con una mano, entre los dedos pulgar, índice y medio.

Colocar una gota de sangre, previamente mezclada, en uno de los cubreobjetos y luego depositar rápidamente el otro cubreobjeto sobre el primero de manera que queden cruzados.

Poco antes que termine de extenderse la sangre, separar (sin levantar) ambos cubreobjetos deslizándolos horizontalmente en sentidos contrarios.

Secar al calor del mechero o a temperatura ambiente.

TINCIÓN

Utilidad

Los colorantes de Romanowsky son aceptados universalmente para la tinción de frotis sanguíneos. Están formados por los derivados de la interacción el azul de metileno y la eosina. Los componentes celulares tienen afinidad por estos colorantes; es así como las nucleoproteínas el núcleo celular reaccionan con el azul de metileno (colorante básico) y el citoplasma alcalino de los leucocitos y los grupos básicos de la hemoglobina del eritrocito reaccionan con la eosina (colorante ácido).

Como los colorantes son solubles en alcohol, tienden a mantenerse en solución y así no son absorbidos por la célula. Para forzar a un colorante a precipitar se utiliza una solución buffer a un pH adecuado. Si el pH es alcalino se tiende a favorecer la acción del azul de metileno y, por lo tanto, el color azul va a predominar. Si el pH del buffer es muy ácido, va a producirse una sobretinción de la eosina, favoreciendo el color rojizo y dejando los núcleos descoloridos. Se debe usar un buffer a un pH aproximado entre 6.6 y 6.8.

Cuando se requiere ver un frotis en forma rápida, se usan las "tinciones vitales" como el "Nuevo azul de metileno" y el "Verde de Cresil brillante". Se usan sin fijar en el frotis y son de corta duración. El término vital se refiere a que la tinción sólo es tomada por las células vivas. El uso más corriente de estas tinciones es en el conteo de reticulocitos.

Las tinciones de Romanowsky más utilizadas son la Wright, Giemsa, WrightGiemsa y MayGrunwaldGiemsa.

Materiales

• Alcohol metílico • Agua destilada neutra o buffer fosfato (pH 6.8) • Solución comercial concentrada de Giemsa. • Vasos Coplin, corcho o tapón de goma.



Técnica

Cubrir los frotis secos con alcohol metílico por 3 a 5 minutos y luego secar a temperatura ambiente. Con esto se consigue la fijación del frotis y además actúa como mordiente, es decir, aumenta la afinidad de la célula por la tinción.

Preparar el colorante Giemsa diluido en la siguiente proporción: 1 ml de agua destilada o buffer por 2 gotas de solución Giemsa.

Cubrir los frotis con la tinción diluida y dejar que el colorante actúe al menos por 15 minutos. En estudios de hematozoarios se recomienda una exposiión no menor a 60 minutos.

Una vez transcurrio el tiempo necesario, lavar en agua corriente y dejar secar a temperatura ambiente.

Una vez seco, el frotis teñido esta en condiciones de observarse al microscopio.

2. VOLUMEN GLOBULAR AGLOMERADO (VGA)

Métodos

En la literatura también puede encontrarse con el nombre de volumen celular aglomerado (VCA) y se mide como el porcentaje de la columna de eritrocitos en relación a la sangre total una vez que se centrifuga.

Existen las técnicas del macrométodo y el micrométodo. El primero utiliza el tubo de Wíntrobe; el segundo utiliza tubos capilares. Normalmente hay una estrecha relación entre el número de eritrocitos, la concentración de hemoglobina y el VGA.

Existe una diferencia entre el VGA de ambos métodos debido a que la compactación de la columna de eritrocitos no es tan completa en el macrométodo ya que queda plasma atrapado entre las células. Por lo tanto, el valor del VGA del macrométodo siempre tenderá a ser superior que el valor entregado por el micrométodo. Ventajas del micrométodo sobre el macrométodo.

Más preciso y reproducible debido a que menos plasma queda atrapado entre las células.

Requiere menos tiempo (3 a 5 minutos) que el macrométodo (1 hora).

Se requiere menor cantidad de sangre para llenar el tubo capilar.

Desventajas del micrométodo respecto al macrométodo.

Requiere una centrífuga especial. El macrométodo sólo requiere una centrífuga clínica.

Requiere un lector o tabla especial.



Por lo pequeño de la muestra es difícil leer índice ictérico, no se puede medir la costra flogística y no se puede realizar eritrosedimentación.

La costra flogística es una capa de color blanco grisáceo que se puede observar sobre la columna de eritrocitos centrifugados. Generalmente está demarcada en su borde inferior por una línea oscura producto de la acción de los leucocitos sobre la hemoglobina, la cual se reduce dando un color oscuro. La costra flogística esta compuesta por plaquetas y leucocitos. En el macrométodo esta costra se puede medir y podría servir para tener una apreciación de la cantidad de leucocitos.

Técnica del micrométodo ó microhematocrito

Materiales

• Tubos capilares • Material sellador o plasticina • Centrifuga de microhematocrito

Procedimiento

Llena el tubo por capilaridad con la sangre previamente mezclada hasta ¾ de su capacidad.

Limpiar y sellar un extremo del tubo hundiéndolo en el material sellador.

Colocar en la centrífuga de microhematocrito con la parte sellada hacia fuera y centrifugar por 5 minutos mínimo.

Leer directamente el VGA ajustando el tubo a la escala de medición o midiendo los milímetros de la columna de eritrocitos. Se expresa en porcentaje.

3. MEDICIÓN DE PROTEÍNAS PLASMÁTICAS TOTALES

En general, las proteínas plasmáticas realizan funciones nutritivas, ejercen presión osmótica coloidal y ayuda en el balance ácidobase. Individualmente actúan como enzimas, anticuerpos, factores de coagulación, hormonas y transportando sustancias.

El suero fresco contiene todas las proteínas plasmáticas excepto las proteínas no enzimáticas de la coagulación (fibrinógeno y factores V y VIII), las cuales se consumen en la coagulación.

Las proteínas plasmáticas son bajas al nacimiento y aumentan después de la ingesta de calostro y empiezan a declinar entra 1 y 5 semanas y llegan a la concentración adulta entre los 6 meses y el año de edad a medida que el animal va tomando contacto con mayor número de antígenos.



Medición

Para su determinación pueden utilizarse métodos químicos y también físicos. Basado en lo último, el refractómetro de Goldberg es un aparato que mide sólidos totales en orina, plasma y suero, así como también en transudados y exudados.

Este instrumento mide el índice de refracción de la luz, lo que sirve para predecir sólidos totales. De esta manera nos permite medir, además, densidad urinaria.

Existen refractómetros manuales, de pie, con y sin fuente de luz propia.

Se requiere de una muestra transparente por lo que la hemólisis y la lipemia afectan seriamente la lectura. Una gota de plasma o suero es suficiente para realizar la medición.

Indicaciones

La determinación de proteínas plasmática totales como complemento del hemograma permite pesquizar, junto a los valores del VGA, la posible causa de una anemia o cuadros de deshidratación.

Materiales

• Refractómetro de Goldberg • Suero • Tubo capilar

Técnica

Se deposita una gota de suero sobre la superficie de lectura del refractómetro. Luego se observa y se confronta el horizonte con la escala de medición correspondiente a proteínas. El resultado se expresa en gramos por decílitro (g/dl).

PASO PRÁCTICO 2

REALIZACIÓN DE TÉCNICAS HEMATOLÓGICAS (Segunda parte)

4. RECUENTO TOTAL EN CÁMARA DE NEUBAUER

También denominado método del hemocitómetro, esta técnica tiene como finalidad determinar en forma manual el número aproximado de eritrocitos y leucocitos totales de una muestra sanguínea determinada por unidad de volumen. Esto se expresa en número total de células por microlitro (ul). Requiere la dilución de la muestra en pipetas adecuadas para cada tipo celular y con diluyentes especiales para cada caso.



En el caso de los eritrocitos se utiliza una pipeta especialmente calibrada, la cual posee una perla roja en su interior. Se diluyen con una solución isotónica para evitar la lisis y crenación celular que puede ser Hayen A, Gowers o simplemente puede usarse suero fisiológico. La pipeta, una vez llena, debe agitarse manual o mecánicamente.

En el caso de los leucocitos se usa una pipeta especialmente calibrada, la cual posee una perla blanca en su interior, y se diluyen con una solución ligeramente ácida que destruye las células anucleadas, dejando intactas las células nucleadas. Se puede utilizar la solución Hayen B (ácido acético al 2%). La pipeta debe agitarse manual o mecánicamente.

Una vez realizadas las diluciones, se depositan sobre la cámara de Neubauer la cual posee dos superficies de conteo, una central para eritrocitos y cuatro laterales para leucocitos (Figura 2.1.). Al final del capítulo hay un recordatorio con las pautas básicas de uso del microscopio.

Figura 2.1. Esquema de cámara de Neubauer

Materiales

• Pipetas para conteo de eritrocitos (perla roja) y leucocitos (perla blanca) • Manguerilla de goma con boquilla • Solución fisiológica • Solución Hayen B • Cámara de Neubauer

Procedimiento para conteo de eritrocitos

• Aspirar la sangre hasta la marca 0,5 de la pipeta. Luego, limpiar por fuera la pipeta antes de introducirla en la solución.

• Diluir la sangre con solución fisiológica hasta la marca 101. • Agitar sucesivamente en forma suave y lenta para mezclar la sangre con el

diluyente. • Cargar la cámara de Neubauer.



• Identificar en el microscopio, con el lente de menor aumento, los cuadrantes de conteo tal como se observa en la figura 1. Luego, enfocar paulatinamente con los siguientes lentes hasta enfocar la zona de conteo de eritrocitos.

• Realizar el conteo de eritrocitos en la zona central de la cámara utilizando los cuatro extremos y el centro (figura 2.2.).

• Multiplicar el número obtenido por el factor 10.000. Este factor es el resultante de la multiplicación de la dilución de la muestra (200 [proporción de 0.5 de sangre por 100 de diluyente]) por la profundidad de la cámara (10 [0.1 mm de profundidad]) por el número de cuadrantes usados para el conteo (5 [se usó la quinta parte de los 25 cuadrantes centrales]).

• El total se expresa en eritrocitos/ul.

Figura 2.2. Cuadrantes de conteo de eritrocitos.

Procedimiento para conteo de leucocitos

• Aspirar la sangre hasta la marca 0,5 de la pipeta. Luego, limpiar por fuera la pipeta antes de introducirla en la solución.

• Diluir la sangre con Hayem B hasta la marca 11. • Agitar sucesivamente en forma suave y lenta para mezclar la sangre con el

diluyente. • Cargar la cámara de Neubauer. • Identificar en el microscopio, con el lente de menor aumento, los cuadrantes de

conteo tal como se observa en la figura 1. Luego, enfocar paulatinamente con los siguientes lentes hasta enfocar una de las 4 zonas de conteo de leucocitos (figura 2.3).

• Con aumento mediano se cuentan los leucocitos y se obtiene el promedio • El número de células obtenidas se multiplica por un factor de 200. Este factor

resulta de la multiplicación de la profundidad de la cámara (10 [0,1 mm de profundidad]) por la dilución de la muestra (20 [proporción de 0.5 de sangre en 10 de diluyente]). En caso de contar en las cuatro zonas, el factor a aplicar es de 50 (200/4).

• El valor obtenido se expresa en leucocitos/ul.



Figura 2.3. Cuadrantes de conteo de leucocitos.

Técnica de conteo

El conteo de células en la cámara de Neubauer, especialmente de eritrocitos, puede resultar bastante engorroso y confuso si no se siguen ciertas pautas.

En primer lugar se debe identificar claramente el cuadrante en el que realizaremos el conteo y observar sus límites. Las células se observarán como pequeños discos transparentes y brillantes dispersos en el campo de observación.

Se recomienda comenzar el recuento en el cuadrante superior izquierdo incluyendo todas las células ubicadas sobre los bordes superior e izquierdo. Siguiendo este patrón en los cuadrantes siguientes nos aseguraremos de no omitir ninguna célula. Un ejemplo gráfico de lo expuesto se observa en la figura 2.4.

Figura 2.4. Patrón de conteo en cámara de Neubauer*



La letra A muestra tres cuadrantes con células dispersas al azar. En las letras B, C y D se grafica de color azul las células que son contadas en cada cuadrante, siguiendo un orden de conteo de izquierda a derecha.

ANEXO: PAUTA DE USO DEL MICROSCOPIO

El siguiente es un recordatorio básico de manejo de un microscopio.

• Enchufar • Encender lámpara • Bajar diafragma • Abrir totalmente el condensador del diafragma • Colocar el objetivo menor • Colocar portaobjeto con el extendido en la platina • Seleccione el objetivo para observar • Subir el condensador al máximo • Enfocar el plano de células • Abrir el diafragma lo suficiente para que ilumine la muestra. Se debe regular la

intensidad cuando corresponda. • Usar aceite de inmersión en los casos que se requiera observar en el aumento

mayor (100X). No olvidar limpiar el mismo una vez que se deja de usar así como el frotis. De esta manera se evita que el aceite de inmersión ensucie los otros objetivos.

• En el objetivo de mayor aumento (100X) enfocar sólo con el micrométrico y con cautela. De esta manera evitaremos romper algun frotis ($$$).

• Una vez que se desocupe el microscopio, dejar en el aumento menor, con su funda y desenchufado.

•

Referencias

• Greene, C.G. 1987. Problemas hematológicos. En Diagnóstico Médico de los pequeños animales. Lowers, M.D. y Cornelius, L.M. Editorial Acribia S.A. Zaragoza. España. Pp: 607 – 619.

• • Jain, N.C. 1993. Essentials of Veterinary Hematology. Ed. Lea & Febiger,

Philadelphia. pp: 42 48 • • Reagan, W.S, Sanders, T.G., De Nicola, D.B. 1998. Veterinary Hematology. Atlas of

common domestic species. 1° edición. Iowa State University Press.



PASO PRÁCTICO 3 y 4

MORFOLOGÍA DE CÉLULAS SANGUÍNEAS

En estos pasos se estudiarán las principales características morfológicas de los eritrocitos, leucocitos y plaquetas en diversas especies animales, tanto mamíferas como no mamíferas.

NOTA: Todas las imágenes de apoyo se encuentran el página web de la asignatura en formato powerpoint (.ppt)

ERITROPOYESIS

Los precursores eritrocíticos derivan de una célula monopotencial específica para la este tipo celular, la cual a su vez deriva de una célula madre pluripotencial (figura 3.1). Estos precursores pueden ser identificados por la forma del núcleo y el color del citoplasma (archivo:eritro2.ppt).

Figura 3.1. Eritropoyesis



Rubriblasto

Es el primer precursor mofológicamente reconocible en médula ósea. Es una gran célula redonda. Posee un núcleo de gran tamaño, redondo, con cromatina granular y nucleolos prominentes. Posee escasa cantidad de citoplasma azul oscuro.

Se divide para formar dos prorubricitos.

Prorubricito

Célula de igual tamaño y forma que el rubriblasto. Posee un núcleo redondo con un patrón cromatínico granular. Por lo general, el nucleolo no está presente. Posee escasa cantidad de citoplasma azul oscuro, usualmente con una prominente área perinuclear más clara.

Cada prorubricito da origen a dos rubricitos.

Rubricito

Es más pequeño que el prorubricito. El núcleo es redondo y el patrón cromatínico granular es más denso comparado con las fases anteriores. Poseen escaso citoplasma azul oscuro, aunque algunos rubricitos más maduros poseen citoplasma azul rojizo.

El rubricito se divide varias veces y luego madura a metarubricito.

Metarubricito

Es más pequeño que el rubricito. El núcleo es redondo o levemente ovalado. Puede ubicarse en forma central o excéntrica. Muestra un patrón cromatínico denso. Posee moderada cantidad de citoplasma de color azul o azul rojizo.

Desde esta etapa no hay replicación, sólo maduración.

El núcleo picnótico, altamente condensado, del metarubricito es extruido de la célula y ésta se torna policromático.

Reticulocito

Son eritrocitos sin núcleo y de citoplasma azuloso, el cual a medida que madura se va tornando rojo para dar forma, finalmente, al eritrocito maduro.



2. ERITROCITOS MAMÍFEROS (eritro=rojo, cito=célula)

Las características morfológicas de las células rojas maduras de caninos, felinos, equinos y rumiantes son, por lo general, muy similares. Carecen de núcleo, se tiñen de color rojizo anaranjado y poseen, generalmente, forma bicóncava discoidal (figura 3.2). Las mayores diferencias radican en el tamaño de la célula y el grado de palidez central, el cual es directamente proporcional al grado de biconcavidad de la célula (tabla 3.1).

En contraste, los eritrocitos de las llamas, y camélidos en general, son de forma elíptica y carecen de palidez central y biconcavidad. Al igual que el resto, carecen de núcleo y se tiñen de color rojizo (archivo eritro1.ppt).

.

Figura 3.2. Morfología clásica de un eritrocito.

Otras dos características morfológicas que pueden presentarse en animales normales son el rouleau y la anisocitosis.

Rouleau

El rouleau es la agrupación lineal organizada de los eritrocitos, uno sobre el otro, también denominada “pila de monedas”. Estos cambios pueden observarse en áreas gruesas del frotis. Es más marcado en equinos, pero pueden aparecer en menor grado en felinos y caninos (archivo: eritro1.ppt).

El rouleau se relaciona a cambios en las cargas de la superficie celular. En cuadros inflamatorios hay exceso de globulinas en la sangre, que pueden inducir cambios en las cargas eléctricas de las proteínas y consecuentemente a una unión entre membranas de distintos eritrocitos.

En bovinos y camélidos prácticamente no existe rouleau en estados fisiológicos.

Resulta de gran importancia diferenciar el rouleau de la aglutinación, la cual corresponde a una aglomeración desorganizada y tridimensional de glóbulos rojos formada, comúnmente, por reacciones antígenoanticuerpo entre membranas eritrocitarias (archivo: eritro1.ppt). El desarrollo de aglutinación siempre responderá a algún proceso patológico.



Anisocitosis

Se define como la variación en el tamaño de las células rojas (archivo: anemia1.ppt).

Tabla 3.1. Características morfológicas de las células rojas normales en mamíferos

Especie Diámetro (um)

Palidez central

Rouleau Anisocito sis

Canino Felino Equino Bovino Ovino Caprino Camélido

7.0 5.8 5.7 5.5 4.5 3.2

4.0 x 7.0*

++ +++ ++

+ ++ +++ + +

+ ++++

* Debido a que el eritrocito del camélido no es redondo, se entregan los valores de ancho y longitud.

+++: marcado, ++:moderado, + leve, +: ocasionalmente, : ausente.

3. LEUCOPOYESIS

La formación de leucocitos comprende el desarrollo de distintas líneas celulares que darán como resultado dos grupos celulares, los granulocitos y agranulocitos. Dentro del primer grupo encontramos a los neutrófilos, eosinófilos y basófilos, y dentro del segundo a los linfocitos y monocitos (figura 3.3).

Granulopoyesis

En médula ósea se identifican tres linajes de granulocitos, las líneas eosinofílicas, basofílicas y neutrofílicas. Predomina la línea neutrofílica y será la que se describa a continuación (figura 3.4 y archivo:leuco1.ppt).

Mieloblasto

Es el primer estado reconocible en médula ósea. Es una célula grande, con un núcleo redondo a ovalado, con un patrón cromatínico granular fino y uno o más nucleolos prominentes.

El citoplasma es escaso a moderado, de color azul.

Cada mieloblasto se divide en dos promielocitos.



Promielocito

Aspecto similar al mieloblasto, pero sin nucleolos. Puede presentar una zona perinuclear clara dentro del citoplasma. El rasgo distintivo del promielocito es que contiene gránulos color púrpura a rosado, muy pequeños, en su citoplasma. Se conocen como gránulos primarios. El promielocito se divide en dos mielocitos.

Figura 3.3. Leucopoyesis

Mielocito

Es más pequeño que sus precursores. Posee un núcleo levemente indentado y es de forma redonda a ovalada, con un patrón cromatínico granular fino a moderado. Posee moderada cantidad de citoplasma de color azul.

A este nivel, los gránulos primarios ya no se producen y comienzan a aparecer los gránulos secundarios, los cuales son de mayor tamaño que los primarios.



Los mielocitos neutrofílicos poseen gránulos de color rosado claro y son difíciles de reconocer con el microscopio óptico. El mielocito se divide en dos metamielocitos. Desde esta etapa las células ya no se dividen, sólo maduran.

Metamielocito

Es más pequeño que el mielocito y posee un núcleo arriñonado. El patrón cromatínico es moderadamente granular y más denso que el mielocito.

El citoplasma es azul y contiene gránulos primarios y secundarios. Ambos tipos de gránulos, en el metamielocito y etapas posteriores, no son fáciles de distinguir en el microscopio óptico.

El metamielocito madura a neutrófilo baciliforme

Baciliforme

Tambien denominada célula en banda, son redondas y más pequeñas que el metamielocito. Poseen un núcleo en forma de herradura y el citoplasma se observa en moderada cantidad y de color azul celeste.

El baciliforme madura a neutrófilo segmentado.

Fig. 3.4. Granulopoyesis neutrofílica



Los precursores eosinofílicos y basofílicos son escasos en médula ósea. La maduración de estas células es similar a la de los neutrófrilos y sólo se comentarán las particularidades.

El desarrollo es idéntico hasta la etapa de mielocito, momento en que el mielocito eosinofílico y basofílico pueden distinguirse por el color de los gránulos secundarios, mostrando colores rojo anaranjado y púrpura, respectivamente. Las etapas posteriores sólo se reconocen por el color de los gránulos citoplasmáticos.

Linfopoyesis

Los linfocitos provienen de la misma célula madre precursora que las otras células medulares (figura 3.3). Los precursores medulares no son reconocidos por el microscopio óptico, pero en sangre periférica pueden encontrarse dos tipos principales, los linfocitos T y B. No pueden diferenciarse morfológicamente pero poseen funciones muy distintas.

En médula pueden encontrarse linfocitos pequeños y rara vez linfocitos medianos y grandes.

Monocitopoyesis

Los precursores de los monocitos provienen de células madre comisionadas que son comunes con los linajes granulocíticos (figura 3.3). Es difícil encontrar precursores monocíticos en médula ósea.

Monoblasto

Primera célula reconocible en médula ósea, aunque podría ser muy difícil diferenciarlo de un mieloblasto. Da origen a los promonocitos.

Promonocito

Célula de gran tamaño con núcleo oval o levemente indentado, con patrón cromatínico reticular. Poseen escasa a moderada cantidad de citoplasma azul y puede ser difícil distinguirlo de los ielocitos o metamielocitos neutrofílicos.

Dan origen a los monocitos que son de mayor tamaño que los neutrófilos.



4. LEUCOCITOS MAMÍFEROS

Neutrófilo (archivo: neutro.ppt)

Constituye la primera línea de defensa contra agentes externos y es el leucocito más común, excepto en el bovino, especie en que el linfocito es la célula más numerosa.

Mide entre 10 y 12 um. Posee un núcleo con estrechamientos que dan origen a lóbulos (3 a 5) y presenta un patrón cromatínico denso con áreas más claras.

El citoplasma se tiñe de color rosado claro o en ocasiones azuloso, dependiendo del colorante.

En el bovino el citoplasma se tiñe más rosado y en el equino el estrechamiento del núcleo son menos notorios.

Eosinófilo (archivo: eosin.ppt)

Célula involucrada con los procesos alérgicos y la inmunidad parasitaria.

Posee un tamaño similar al neutrófilo pero con lóbulos nucleares no tan definidos.

El citoplasma se tiñe ligeramente de azul y se caracteriza por presentar gran cantidad de gránulos color rojo anaranjado. El número y tamaño de estos gránulos varía con la especie.

El felino presenta gránulos alargados que abarcan todo el citoplasma, cubriendo en ocasiones al núcleo. En el equino son de gran tamaño dando la impresión de un citoplasma espumoso. En los camélidos los gránulos son muy pequeños y rara vez llenan el citoplasma.

Basófilo (archivo: baso.ppt)

Posee funciones similares a las células cebadas. Es raro encontarlas en sangre periférica con excepción de la especie equina.

Posee un tamaño similar al eosinófilo. El núcleo es segmentado pero no tan marcado como el neutrófilo.

El citoplasma se tiñe de color lila y presenta gránulos característicos de color azul púrpura.



Linfocito (archivo: linfo.ppt)

Es fundamental en el inicio de la respuesta inmune y es el segundo leucocito más abundante. La excepción la entrega el bovino en que es la célula más representativa.

Posee un núcleo grande y redondo, a veces con leves indentaciones. Se tiñe intensamente y el patrón cromatínico es muy denso.

El citoplasma es escaso y se tiñe de color celeste claro.

En el bovino pueden aparecer linfocitos de varios tamaños los cuales poseen masyor cantidad de citoplasma.

Monocito (archivo: mono.ppt)

Célula de gran capacidad fagocítica, incluso mayor al neutrófilo. Es una de las más grandes dentro de los lecucocitos maduros, llegando a medir entre 15 y 20 um.

Cuando migra a los tejidos da origen a los macrófagos, célula fagocítica por excelencia.

Posee un núcleo pleomórfico, ovalado, lobulado o arriñonado. Esta última forma es la más clásica. El patrón cromatínico presenta pocas áreas densas.

Posee moderada cantidad de citoplasma, que se tiñe de color azul grisáceo. Por lo general presenta variable cantidad de vacuolas citoplasmáticas, aunque podría no tenerlas.

PLAQUETAS MAMÍFERAS

Las plaquetas, también llamadas trombocitos, son fragmentos citoplasmáticos de megacariocitos. Son pleomórficos exhibiendo notables variaciones en tamaño y forma. En forma clásica poseen forma discoidea u oval con un puntillado difuso o central de color rojizopúrpura dentro de una matriz pálida, todo rodeado por una delgada membrana.

Las trombocitos equinos tienden a teñirse pobremente y su forma varía de oval a alargada. Las plaquetas redondas miden aproximadamente 2.5 um y las formas ovales pueden alcanzar hasta 3.5 um de longitud (archivo: hemost.ppt). En ocasiones, las plaquetas grandes pueden alcanzar el tamaño de un eritrocito, especialmente en el felino, y son comunes en animales que se están recuperando de una trombocitopenia.

Los trombocitos activados pueden mostrar largos procesos membranosos proyectándose desde su superficie o, en ocasiones, adoptar formas globosas con pseudopodios irregulares (archivo: hemost.ppt).



La agregación plaquetaria puede ocurrir en muestras de sangre antes que se complete la mezcla con el anticoagulante. La agregación plaquetaria y la aparición de plaquetas gigantes puede afectar la precisión del conteo de leucocitos en contadores electrónicos, especialmente en el ratón y el gato.

Las plaquetas forman una capa distintiva de los leucocitos dentro de la costra flogística luego de centrifugar la muestra para microhematocrito.

Dentro de las especies domésticas, el equino es el que posee el menor conteo total de plaquetas y el bovino posee el más alto. El número de trombocitos en el ratón de laboratorio supera el millón y en los porcinos parece ser dependiente de la edad ya que es levemente mayor en los jóvenes que en los adultos.

En los felino de carácter excitable pueden haber alzas súbitas en el número de plaquetas por efectos adrenérgicos (contracción esplénica). En bovinos pueden haber variaciones durante el período estral.

La producción de nuevas plaquetas a partir de megacariocitos demora entre 3 y 4 días.

La vida media en circulación varía, dependiendo de la especie, de 3 a 11 días. Las plaquetas son fundamentales para mantener la hemostasis. Las reducciones marcadas del número (trombocitopenia) o función (trombocitopatía o trombastenia) de las plaquetas se traducirá en tendencias hemorrágicas en humanos y animales.

ACTIVIDAD 1

Observación en frotis

Se observarán frotis de distintas especies con la finalidad de lograr un adecuado nivel de identificación de los diversos tipos celulares, tanto en morfología como características de tinción.

ACTIVIDAD 2

Recuento diferencial de leucocitos

Tiene como finalidad determinar la proporción de los distintos tipos de leucocitos dentro de una muestra determinada.

Al realizar un frotis en portaobjetos los neutrófilos tienden a orientarse hacia los bordes de éste, los linfocitos tienden a quedar más al centro, mientras que los monocitos y eosinófilos se distribuyen homogéneamente. Por esto, el método en almena (figura 4.2. B) es el que da mejores resultados. En el método del cubreobjeto la distribución celular es más homogénea en la parte central.



Figura 4.2. Esquemas de observación de un frotis*

* A: Método en diagonal; B: Método en almena; C. Método horizontal.

Normalmente se diferencian cien leucocitos por frotis, aunque mientras más células se diferencien menor va a ser el error. Para realizar el recuento se requiere conocer el conteo total de leucocitos ya que este valor corresponderá a nuestro 100% y el conteo de cada tipo celular se expresará como porcentaje de este valor. Posteriormente, cada porcentaje obtenido debe transformarse a números absolutos basándose el número total de leucocitos.

Referencias


• Jain, N.C. 1993. Essentials of Veterinary Hematology. Ed. Lea & Febiger, Philadelphia. pp: 49 – 50

• Reagan, W.S, Sanders, T.G., De Nicola, D.B. 1998. Veterinary Hematology. Atlas of common domestic species. 1° edición. Iowa State University Press.



PASO PRÁCTICO 5

VARIACIONES DE LA SERIE ROJA Y PARÁSITOS

ERITROCITARIOS

En este paso se analizarán y comentarán los principales cambios patológicos que afectan a los eritrocitos, además de estudiar los parásitos sanguíneos que afectan a la serie roja.

El alumno deberá ser capaz de identificar las variaciones morfológicas de los eritrocitos en enfermedad y los microorganismos que los parasitan.


1. ANEMIA

Corresponde a la disminución de hemoglobina, del conteo eritrocitario total y del volumen globular aglomerado (VGA) bajo los niveles normales para la especie. Lo más frecuente es que la anemia se presente en forma secundaria a un proceso patológico o a una enfermedad generalizada.

Las principales causas de anemia son la pérdida aguda o crónica de sangre, hemólisis y disminución en la producción de eritrocitos por parte de la médula ósea (Tabla 5.1).

Las anemias se clasifican para obtener antecedentes que ayuden a explicar la causa de ésta y nos permita realizar un adecuado diagnóstico y tratamiento. Existen varios criterios de clasificación y algunas anemias pueden compartir más de un criterio.

Desde el punto de vista clínico es importante establecer su origen y determinar si hay respuesta medular adecuada y la consiguiente eritropoyesis efectiva.

Anemia absoluta

Hay un descenso real del volumen eritrocitario total.

Anemia aguda

Se relaciona a hemorragias y hemólisis de curso reciente y de gran magnitud.

Anemia crónica

Se asocia con problemas endocrinos, metabólicos ó nutricionales que se prolongan en el tiempo, ó a pérdidas imperceptibles de sangre (ej. lesiones gastrointestinales).



La clasificación de la anemia según morfología y respuesta medular son los puntos más importantes para una correcta interpretación clínica.

Anemia con variación morfológica

Esta clasificación se basa en el uso de los índice hematimétricos de Wintrobe. Estos índices analizan las variaciones en el tamaño de los glóbulos rojos y la concentración de hemoglobina en cada eritrocito. El primer aspecto es medido con el volumen corpuscular medio (VCM) y el segundo con la concentración de hemoglobina corpuscular media (CHCM).

Tabla 5.1. Clasificación etiológica de las anemias

Hemorragias Traumatismos Parásitos hematófagos Lesiones gastrointestinales Lesiones del tracto urinario Desórdenes de la hemostasis Neoplasias sangrantes Hemólisis Origen autoinmune e inmune Agentes infecciosos (ej. Mycoplasmas, babesia) Agentes tóxicos (ej. cobre, plomo, sustancias oxidantes) Eritropoyesis disminuida Causas nutricionales Deficiencia de cianocobalamina y ácido fólico Deficiencia de fierro y cobre Hipoproteinemia

Enfermedades crónicas Inflamaciones e infecciones que induzcan secuestro de fierro Insuficiencia hepática Insuficiencia renal

Destrucción de la médula ósea Agentes químicos Radiación Mielofibrosis o mieloptisis Neoplasias mielo y linfoproliferativas

Si el VCM es superior al rango normal para la especie la anemia se clasificará como macrocítica, si es normal se denominará normocítica, y si es menor de definirá como microcítica.



Si el CHCM es inferior al intervalo de referencia para la especie, la anemia se clasificará como hipocrómica y si es normal se denominará normocrómica. La hipercromía sólo se observa en muestras hemolizadas. La interpretación de ambos índices en conjunto se describe en la tabla 5.2.

ANEMIA CON RESPUESTA MEDULAR

Son aquellas anemias en que la médula ósea entrega un mayor número de células rojas inmaduras en respuesta a una demanda determinada, las cuales terminan su proceso de maduración en circulación. Este fenómeno es común a todas las especies excepto el equino, cuya médula sólo entrega células maduras a circulación.

Tabla 5.2. Clasificación morfológica de las anemias

VCM* CHCM** Interpretación Macrocítica Normocrómica Deficiencia de cianocobalamina y

ácido fólico Anemia transicional por aumento en la eritropoyesis

Macrocítica Hipocrómica Anemia regenerativa por aumento en la eritropoyesis

Normocític a

Normocrómica Falla medular, falla en la eritropoyetina, desvío de fierro y anemia en sus inicios (primaras 48 a 72 horas).

Normocític a

Hipocrómica Anemia transicional

Microcítica Hipocrómica Deficiencia de fierro o cobre Hemorragia crónica

* VCM: Volumen corpuscular medio; ** CHCM: Concentración de hemoglobina corpuscular media.

La respuesta medular puede determinarse mediante el análisis de la anisocitosis y policromasia y recuento de reticulocitos. Por lo general, estos tres factores varían en forma proporcional, sin embargo, el conteo de reticulocitos es el método más confiable para determinar el comportamiento de la médula ósea.

Anisocitosis

En anemias regenerativas la anisocitosis se manifiesta de forma moderada a marcada. Este hecho se debe a la mayor o menor presencia de reticulocitos en circulación, los cuales al poseer un mayor tamaño que el eritrocito maduro inducen un incremento en el grado de anisocitosis observado (archivo: anemia1.ppt).



Policromasia

Como su nombre lo indica, corresponde a la variación en la intensidad del color del glóbulo rojo. El comportamiento de este factor es similar al de la anisocitosis ya que los reticulocitos poseen menor cantidad de hemoglobina que el eritrocito maduro, lo que se traduce en la presencia de células de color gris azuloso de tono más o menos intenso (archivo: anemia1.ppt).

Reticulocitos

Comienzan a aparecer en circulación entre 48 a 72 horas post injuria. La mayoría de las especies poseen sólo un tipo de reticulocitos, sin embargo, la especie felina posee reticulocitos agregados y puntillados (archivo: anemia1.ppt). La diferencia radica en que los primeros poseen abundante retículo endotelial rugoso en su citoplasma y en los segundos es escaso.

Como se mencionó anteriormente, la especie equina no muestra reticulocitos en circulación durante una anemia regenerativa. En este caso, la respuesta medular sólo puede confirmarse mediante mielogramas ó hemogramas seriados.

Es importante señalar que en un frotis teñido con colorantes corrientes los reticulocitos se observan como eritrocitos gris azulosos teñidos de color más intenso en grados variables, lo que hace dificultosa su identificación. En este caso el reticulocito es mejor llamado eritrocito policromático (archivo: anemia1.ppt).

El recuento debe realizarse con tinciones vitales que tiñen el material de ARN que poseen en el citoplasma de color púrpura oscuro. De esta manera es fácil diferenciarlos de los eritrocitos maduros.

El recuento de reticulocitos se realiza contando al menos 500 eritrocitos. El valor se expresa en porcentaje. En el caso de los felinos sólo se deben contar los reticulocitos agregados ya que sólo ellos reflejan la magnitud de la respuesta medular.

Se ha determinado que el grado de reticulocitosis está en relación con el grado de anemia. Por lo tanto, para estimar la verdadera magnitud respuesta medular el recuento obtenido debe corregirse con el grado de anemia del paciente (Figura 4.1).

En la práctica se corrige usando el VGA del paciente y aplicándolo en la siguiente fórmula:

El VGA promedio para la especie canina y felina es de 45% y 37%, respectivamente.

Se considera que en un individuo normal, con eritropoyesis normal, los reticulocitos tienen una sobrevida de 24 horas antes de madurar a eritrocitos. Este período se prolonga en forma proporcional a la intensidad de la anemia. Por lo tanto, de acuerdo



al tiempo de maduración de los reticulocitos también se puede realizar el cálculo del índice de reticulocitos (IR) utilizando la siguiente fórmula:

El tiempo de maduración para un VGA de 45% es de 1 día, para un VGA de 35% es de 1.5 días, para un VGA de 25% es de 2 días y para un VGA del 15% es de 2.5 días.

Si el IR entrega un valor menor a 1 significa que la médula no esta respondiendo adecuadamente. Un rango de 1 a 2 nos muestra una médula ósea eritropoyeticamente activa. Un valor mayor a 2 corresponde a una eritropoyesis acelerada. En casos de respuestas regenerativas marcadas, como ocurre en cuadros de crisis hemolíticas o hemorrágicas, el IR puede entregar valores superiores a 3.

Otras formas para evaluar la respuesta de la médula ósea es la observación de cuerpos de Howell Jolly y glóbulos rojos nucleados.

Cuerpos de Howell Jolly

Corresponden a fragmentos remanentes de material nuclear en el eritrocito maduro. Su presencia durante una respuesta regenerativa puede deberse a la incapacidad de los macrófagos para remover completamente el núcleo desde el glóbulo rojo debido a su acelerada producción (archivo: anemia1.ppt).

Si hay cuerpos de Howell Jolly asociados a una inadecuada policromasia, se debe considerar la posibilidad de una función macrofágica deficiente, especialmente esplénica. De hecho, un animal esplenectomizado mostrará una considerable cantidad de cuerpos de Howell Jolly en circulación.

Eritrocitos nucleados

Corresponden a metarrubricitos o estados más inmaduros y representan una liberación normal de células desde médula ósea en estados de anemia importantes. Esta liberación es esperada en asociación con hiperplasia medular eritroide acompañada de reticulocitosis, policromasia y anisocitosis importantes (archivo: anemia1.ppt). Cuando la demanda fagocítica es muy alta, comienza una producción extramedular de glóbulos rojos en sitios como el hígado y bazo.

Cuando aparecen eritrocitos nucleados sin una adecuada policromasia, se puede sospechar de un problema medular subyacente. Un ejemplo clásico son los animales intoxicados con plomo.

La aparición de eritrocitos nucleados obliga a realizar una corrección el conteo total de leucocitos. Más detalles al respecto se describen en el paso práctico 5.



ANEMIA ARREGENERATIVA

En este caso la médula es incapaz de responder a la anemia. El problema patológico primario reside en la médula o la afecta. No hay manifetaciones del tipo anisocitosis, policromasia ni reticulocitosis. Se recomiendan exámenes generales y mielogramas.

CORPÚSCULOS ERITROCITARIOS

Además de los cuerpos de Howell Jolly, en ocasiones se pueden observar otro tipo de estructuras en el glóbulo rojo que suelen responder a causas específicas y su conocimiento pueden guiarnos en nuestro diagnóstico.

Cuerpos de Heinz

Aparecen en casos de daño oxidativo del glóbulo rojo. Esto puede ocurrir por procesos patológicos o por la exposición a ciertas drogas. La oxidación del grupo sulfhidrilo de la globina altera la configuración de las moléculas de hemoglobina y las torna inestables.

Cuando se alteran muchas moléculas de hemoglobina se forman los cuerpos de Heinz que suelen aumentar de tamaño si sigue la exposición al oxidante. Esto da origen a protuberancias en la membrana del eritrocito (archivo: anemia1.ppt). Además, las sustancias oxidantes pueden lesionar las membranas eritrocitarias por oxidación de ácidos grasos insaturados haciendo a la células más rígida. En este momento entra en acción el sistema reticulo endotelial (SRE) y retira al glóbulo rojo dañado de circulación.

Es importante destacar que los felinos, en comparación con otras especies, poseen dentro de su cadena de hemoglobina una mayor cantidad de sitios libres para captar sustancias oxidantes. Esto se traduce en la presencia de pequeñas cantidades de cuerpos de Heinz en los frotis felinos normales. Ya que estos corpúsculos no son de origen patológico se les ha denominado también cuerpos refráctiles.

Las anemias asociadas a estos corpúsculos suelen ser regenerativas. El CHCM puede aumentar por la hemólisis que afecta a la muestra. Sin embargo, la anemia ocurre principalmente en los sitios extravasculares, aunque en casos severos la lesión oxidativa puede lisar al eritrocito intravascularmente.

Los signos clínicos asociados a la anemia hemolítica por cuerpos de Heinz incluyen cianosis (si se asocia a metahemoglobinemia), palidez de mucosas, ictericia (si hay hiperbilirrubinemia), taquicardia y taquipnea (por hipoxia).

El diagnóstico se realiza mediante la observación de los corpúsculos en un frotis sanguíneo, idealmente con tinción vital. La presencia de excentrocitos también sugiere lesión oxidativa (archivo: poiquilo.doc). Es común encontrarlos en perros esplenectomizados. La anamnesis puede revelar exposición a una fuente oxidante. En la tabla 5.3 se describen las fuentes más comunes.



Tabla 5.3. Principales fuentes de sustancias oxidantes

Oxidante Metahemoglobinem ia*

Anemia *

Observación

Acetaminofen +++ +++ Los felinos son muy susceptibles. Cebollas +++ Zinc ? +++ Fuente: monedas antiguas, objetos

metálicos, unguentos dérmicos con zinc. Benzocaína +++ + Fuente: pulverizador laríngeo de

benzocaína, productos antipruriginosos. Azul de metileno

+++ Fuente: antisépticos ucales y de vías urinarias, colorantes endovenosos.

Fenazopiridina +++ ++ Analgésico de vías urinarias. Vitamina K ? + Es más hemolítica la vitamina K3

(menadiona) que la K1 (fitomenadiona). Propilengicol + Fuente: humectante para alimento

enlatado felino. Actualmente esta prohibido su uso.

* +++: Frecuente, ++: moderado, +: escaso, +: rara vez, : ausente, ?: no hay datos.

POIQUILOCITOSIS

Corresponde a la aparición en circulación de eritrocitos con diversas variaciones morfológicas. Los diversos tipos de poiquilocitos y sus características se describen en detalle en el archivo poiquilo.doc.

POLICITEMIA

Corresponde a un incremento del recuento total de eritrocitos, hemoglobina y volumen globular sobre el rango normal para la especie. También se le conoce como poliglobulia y eritrocitosis. Se clasifican en policitemias relativas y absolutas.

Policitemia relativa

Corresponde a un incremento de la serie roja sin aumento del volumen eritrocitario total. Puede presentarse por disminución del volumen plasmático (ej. deshidratación) o por aumento temporal del número de eritrocitos circulantes (ej. contracción esplénica). Ambas situaciones son transitorias y pueden diferenciarse midiendo las proteínas plasmáticas totales, específicamente las albúminas.



Policitemia absoluta

Se subdividen en primarias y secundarias.

Policitemia absoluta primaria

También conocida policitemia vera, corresponde a un desorden mieloproliferativo que afecta a las células pluripotenciales induciendo un aumento exagerado de las células comisionadas eritroides. Estos cambios desembocarán en una desmedida producción de glóbulos rojos, la cual es independiente de eritropoyetina. La vida media de estos eritrocitos es normal.

Policitemia absoluta secundaria

Se produce un aumento en la producción de eritropoyetina en respuesta a una mayor demanda de oxígeno (ej. hipoxia pulmonar, enfermedaf cardiovascular, descenso de la tensión de oxígeno ambiental).

Otra posibilidad es el aumento de eritropoyetina en forma independiente a la presión arterial de oxígeno (ej. neoplasia renal, hepatomas, hidronefrosis).

Clínicamente, se produce una hiperviscosidad sanguínea (VGA sobre el 60%) que lleva a problemas cardiovasculares y alteraciones de la hemostasis. Los signos neurológicos presentes se asocian a posible hipoxia del sistema nerviosos central

Para diferenciar las policitemias se requiere de una cuidadosa anamnesis y exámenes de laboratorio (ej. Oxígeno arterial [PO2] y concentración de eritropoyetina sanguínea).

PARÁSITOS ERITROCITARIOS

Dentro de los principales parásitos eritrocitarios nos referiremos a la Babesiosis y la Mycoplasmosis (antes denominada Haemobartonellosis).

Babesiosis

La Babesia sp. pertenece al grupo de los protozoarios y es transmitida por las garrapatas. En el canino se describen las especies B. Canis y B. Gibsoni. En el felino se destacan las especies B. Felis y B. Cati en gatos domésticos y la B. Herpailuri y B. Pantherae en felinos salvajes. Tamibién hay otras especies de babesia que afectan al equino, ovino y bovino. Las garrapatas vectoras correponden a las especies Riphicephalus sanguineus (garrapata marrón del perro), Dermacentor reticulatus y D. Marginatus. La babesia se ubica en las glándulas salivales de la garrapata y al alimentarse en el huesped transmite el parásito al torrente sanguíneo. En circulación, la babesia se aloja en el citoplasma de los eritrocitos provocando citólisis directa (hemólisis intravascular) o induciendo una respuesta del SRE, el cual retira el eritrocito afectado de circulación



para fagocitar al agente extraño (hemólisis extravascular). Las consecuencias de estos hechos se muestran en la figura 5.1.

Los principales diagnósticos diferenciales incluyen a la anemia hemolítica inmune (AHI), la intoxicación por zinc o cebollas y hemorragias gastrointestinales. El estudio hematológico no entrega datos claros.

La serie roja suele presentar una anemia normocítica normocrómica que puede progresar a macrocítica hipocrómica luego de 48 a 72 horas de instaurada la infestación. Es común encontrar una reticulocitosis proporcional al grado de la anemia.

El diagnóstico definitivo lo entrega la observación directa del parásito en un frotis sanguíneo (archivo: parasit.ppt). Puede encontrarse aislado o en pares y es de ubicación intracelular. Los mejores lugares para extraer sangre con el fin de detectar a la babesia son los microcapilares (ej. uña, oreja).

Figura 5.1. Patogenia de la babesiosis canina y felina.

El tratamiento consiste en realizar terapias con antibabesiales y, en casos más graves, aplicar tratamientos de apoyo como fluidoterapia o transfusiones sanguíneas de ser necesario. La prevención es un punto fundamental debido a que esta enfermedad es una zoonosis (B. microti). Además, se debe tomar en cuenta la dificultad de conseguir las drogas antibabesiales. Es importante controlar las garrapatas vectoras y realizar un control estricto a los donantes de sangre. En este último punto se recalca el control de perros Greyhound importados.



Mycoplasmosis hematógena

Esta enfermedad, llamada también haemobartonellosis y anemia infecciosa felina, es producida por parásitos del grupo de los mycoplasmas. El canino es afectado por la Haemobartonella canis. El felino sufrió un cambio de nomenclatura y la antigua Haemobartonella felis se ha redefinido en sus formas grande y pequeña como Mycoplasma haemofelis y M. Haemominutum.

La transmisión es hematógena a través de artrópodos hematófagos, principalmente pulgas en el felino y garrapatas en el canino. Existe contagio a la descendencia via transplacentaria y lactógena. Existe la posibilidad de transmisión iatrogénica por transfusiones con donantes infectados.

El signo clínico más relevante es la anemia, la cual puede variar de leve a severa, que se produce por daño directo del parásito al eritrocito (anemia intravascular) o por acción del SRE (anemia extravascular). El mayor daño se produce por este último mecanismo.

Dependiendo de la severidad de la infestación, el animal puede presentar buen ánimo y apetito o, por el contrario, decaimiento, anorexia, ictericia, esplenomegalia y palidez de mucosas.

El diagnóstico definitivo se realiza al observar el parásito en el frotis antes de iniciar la terapia. En la especie canina, el parásito se dispone en cadenas sobre la superficie del eritrocito. En la especie felina se observan estructuras cocoides en una posición también epicelular (archivo: parasit.ppt).

El examen hematológico muestra una anemia de tipo macrocítica hipocrómica con respuesta medular. La serie blanca presenta pocos cambios y la línea trombocítica suele estar normal.

Los principales diagnósticos diferenciales incluyen la observación de cuerpos de Howell Jolly, puntillado basófilo, reticulocitos puntillados (cerca del 10% de los reticulocitos normales del felino son de este tipo) y cualquier otro parásito de disposición epicelular.

El tratamiento comprende el uso de antibióticos del grupo de las tetraciclinas, especialmente doxiciclina. El pronóstico varía de bueno a reservado.

Referencias

• Dewhurst, E. 2002. Hallazgos hematológicos y citológicos de interés en gatos. En Actualidad Felina, Fort Dodge. The Feline Centre of University of Bristol. p.1

• Harvey, J.W. 1997. Metahemoglobinemia y anemia hemolítica por cuerpos de Heinz. En Kirk Bonagura. Terapéutica Veterinaria de pequeños animales XII. McGrawHill Interamericana editores S.A. de C.V. México D.F. pp: 481 – 485.

• Greene, C.G. 1987. Problemas hemtológicos. En Diagnóstico Médico de los pequeños animales. Lowers, M.D. y Cornelius, L.M. Editorial Acribia S.A. Zaragoza. España. Pp: 607 – 619.



• Jain, N.C. 1993. Essentials of Veterinary Hematology. Ed. Lea & Febiger, Philadelphia.

• Nelson, R.W., Couto, C.G. 2000. Anemia. En Medicina Interna de Pequeños Animales. Segunda edición. Ed. Intermédica, Buenos Aires, República Argentina. pp 1238 1254.




PASO PRÁCTICO 6

VARIACIONES DE LA SERIE BLANCA Y TROMBOCÍTICA

PARÁSITOS LEUCOCITARIOS Y PLAQUETARIOS

En este paso se analizarán y comentarán los cambios fisiológicos y patológicos que afectan a los leucocitos, además de una breve descripción de los parásitos que los afectan.

Se estudiarán las variaciones en la serie trombocítica y los microorganismos que pueden parasitar a las plaquetas.

El alumno deberá ser capaz de identificar las variaciones morfológicas de las elementos figurados de ambas series y los agentes que los parasitan.


RESPUESTAS LEUCOCITARIAS

Las respuestas de los leucocitos se clasifican en tres grupos principales: neutrofilia adrenérgica, neutrofilia inducida por corticosteroides y neutrofilia por demanda fagocítica. Los dos primeros son de origen fisiológico y el tercero responde a causas patológicas.

Neutrofilia adrenérgica

En animales en reposo, un número importante de neutrófilos permanece secuestrado en el pool marginal. La secreción de adrenalina que se produce en animales nerviosos, asustadizos o sometidos a ejercicio, induce una migración de leucocitos desde el pool marginal al circulante, traduciéndose en una neutrofilia fisiológica. El efecto es temporal, durando menos de 30 minutos.

Esta reacción es mucho más marcada en el felino que en el canino, lo que se explica por la diferencia en la proporción pool marginal pool circulante, que en el felino es de 3:1 y en al canino, prácticamente de 1:1.

En el felino y el equino la neutofilia fisiológica puede presentarse de manera diferente a otras especies, mostrando una neutrofilia asociada a linfocitosis. En ninguno de estos casos aparecen células inmaduras en circulación.

Neutrofilia inducida por corticosteroides

La liberación de corticoides desde la corteza adrenal en respuesta a estrés, dolor o enfermedad, puede inducir cambios importantes en el conteo diferencial de leucocitos.



Cambios similares pueden observarse después de la administración exógena de corticoides u hormona adenocorticotrófica (ACTH). La duración de estos cambios varía con la especie y el estado de salud del animal, así como con la dosis y el tipo de corticoide administrado.

La respuesta típica es una neutrofilia acompañada de linfopenia y eosinopenia (triada del estrés) que en ocasiones puede presentar sólo linfopenia y eosinopenia (dupla del estrés). En algunas especies, como el canino, la triada puede asociarse a monocitosis conformando una tétrada del estrés. La neutrofilia observada en estos casos esta compuesta sólo por células maduras.

La neutrofilia observada se atribuyen a la liberación de neutrófilos maduros desde el compartimento de almacenamiento medular, a una disminución en la migración de neutrófilos hacia los tejidos y, posiblemente, a un mayor movimiento de células desde el pool marginal al circulante.

La linfopenia es producto del secuestro de linfocitos en los tejidos linfoides y de procesos de linfólisis.

Las causas de la eosinopenia aún permanece en un punto especulativo.

Neutrofilia inducida por demanda fagocítica

Corresponde a la respuesta de la serie blanca frente a procesos infecciosos, toxémicos, septicémicos y necróticos.

La principal función de los neutrófilos es controlar las infecciones microbianas, especialmente del tipo bacteriano supurativo. En estos casos, las reservas de neutrófilos ubicadas en los lechos vasculares y la médula ósea son movilizados para combatir la infección, desarrollándose una neutrofilia. Si la infección es aguda, o peraguda, la demanda sobrepasará a la producción neutrofílica, lo que es traducirá en una neutropenia.

En cualquier caso, lo que caracteriza a esta neutrofilia es la liberación a circulación de leucocitos inmaduros, reacción que se conoce como desviación a la izquierda. En procesos patológicos severos pueden aparecer en circulación neutrófilos anormales también denominados neutrófilos tóxicos.

Desviación a la izquierda

Comúnmente, una desviación a la izquierda comprende la aparición de un gran número de baciliformes en circulación. Pero en ocasiones, si la demanda fagocítica así lo requiere, pueden aparecer leucocitos más inmaduros en circulación.

De este fenómeno deriva el primer criterio de clasificación de las desviaciones a la izquierda. Si en circulación sólo aparecen baciliformes la desviación será leve y si aparecen metamielocitos de clasificará como moderada. En caso de aparecer mielocitos o células más inmaduras, la desviación sera de tipo severa.



El segundo criterio de clasificación se relaciona con la eficiencia en la respuesta de la médula ósea frente a la demanda fagocítica. La desviación será regenerativa cuando el animal presente neutrofilia. En cambio, si el animal presenta neutropenia o el número de leucocitos inmaduros supera a los maduros la desviación se clasificará como degenerativa. Igual situación ocurrirá si el número de neutrófilos es normal.

Cambios tóxicos

Pueden aparecer en cualquier proceso infeccioso o inflamatorio y corresponde a un grupo de cambios morfológicos que afectan la maduración de los neutrófilos por efecto de sustancias tóxicas provenientes de la noxa.

Los principales cambios tóxicos se describen en la tabla 6.1 y pueden ser observados en el archivo leuco2.ppt.

ALTERACIONES EN LA SEGMENTACIÓN DE NEUTRÓFILOS

Las principales alteraciones corresponde a la hiposegmentación, también conocida como anomalía de PelgerHuet, y la hipersegmentación.

Anomalía de PelgerHüet

Se ha reportado en caninos y felinos y corresponde a una hiposegmentación de los granulocitos ( archivo: leuco2.ppt). Es una anormalidad genética de poco impacto clínico.

Hipersegmentación

Los neutrófilos hipersegmentados poseen 5 o más lobulaciones en su núcleo y aparecen en situaciones en que el neutrófilo es retenido en circulación por más tiempo de lo normal, aunque también pueden observarse en frotis realizados con sangre no fresca (archivo: leuco2.ppt).

También pueden observarse en Poodles con macrocitosis eritrocítica y en Schnauzers gigantes con deficiencia de cianocobalamina.

Lo más común es asociarlas con corticoterapias, síndrome de Cushing y cuadros inflamatorios crónicos. En el caso de la hipersegmentación puede hablarse de una desviación a la derecha.



Tabla 6.1. Cambios tóxicos en los neutrófilos

Cambio tóxico Descripción Basofilia difusa Corresponde a un incremento en el acúmulo de

ARN ribosomal Citoplasma espumoso

Se debe a la presencia de lisosomas de gran tamaño en el citoplasma

Cuerpos de Dohle Partículas citoplasmáticas pequeñas, de color azul grisáceo y de forma irregular. Corresponden a agregados laminares de retículo endoplasmático rugoso

Granulaciones tóxicas

Corresponden a la persistencia de los gránulos primarios, lo cuales alcanzan gran tamaño

Neutrófilos gigantes

Son células producidas y liberadas rápidamente de médula ósea, teniendo como consecuencia una maduración y división anormales

ALTERACIONES MORFOLÓGICAS DE LOS EOSINÓFILOS

Gránulos de gran tamaño

Los cambios marcados en el tamaño de los gránulos de los eosinófilos son comunes en caninos. Algunas células pueden presentar sólo unos pocos gránulos de gran tamaño y un número variable de vacuolas (archivo: leuco2.ppt).

Eosinófilos degranulados

Otra alteración corresponde a la degranulación de los eosinófilos, situación que puede observarse en varias especies pero se reconoce mejor en caninos. Aunque puede ocurrir en cualquier raza, los Greyhounds son los más representativos.

Al observarlos en un frotis pueden confundirse con los neutrófilos. Sin embargo, se pueden distinguir porque los eosinófilos degranulados son de mayor tamaño que los neutrófilos y suelen presentar vacuolas citoplasmáticas múltiples y de tamaño variable (archivo: leuco2.ppt).

Los gránulos de estas células pueden estar presentes en baja cantidad o ausentarse completamente.

ALTERACIONES MORFOLÓGICAS DE LOS LINFOCITOS

Linfocito reactivo

También conocidos como inmunocitos, se observan como linfocitos típicos con citoplasma azul oscuro y con mayor cantidad de citoplasma (archivo: leuco2.ppt).



Pueden presentar un área clara periuclear prominente. Pueden encontrarse en animales normales pero son típicos de individuos estimulados antigénicamente.

Células plasmáticas

También conocidos como linfocito reactivo plasmacitoide, son difíciles de encontrar en sangre periférica. Estas células poseen mucho más citoplasma que los linfocitos normales y reactivos. El citoplasma es de color azul oscuro a azul verdoso. También poseen un área clara perinuclear. El núcleo es redondo con cromatina marcadamente condensada en algunas áreas y más laxa en otras (archivo: leuco2.ppt).

Rara vez estas células pueden presentar múltiples vacuolas, de tamaño discreto, en el citoplasma y son conocidos como cuerpos de Russell.

Linfocito atípico

Existen varias definiciones para este término. En general, son aquellas células con morfología similar al linfocito reactivo, pero que además puede presentar citoplasma excesivamente abundante y anormalidades nucleares .

El núcleo de estas células posee profundas invaginaciones y/o múltiples indentamientos. La presencia de un linfocito atípico puede asociarse a grandes estímulos antigénicos, aunque un alto número de estas células puede indicarnos un desorden linfoproliferativo (archivo: leuco2.ppt).

Linfoblastos

Corresponden a un estado más inmaduro del linfocito y rara vez es observado en sangre periférica. De ocurrir lo contrario, el animal probablemente esté sufriendo un desorden linfoproliferativo (archivo: leuco2.ppt).

Debido a la marcada condensación de la cromatina en el linfocito grande bovino, estas células pueden ser mal interpretadas como linfoblastos.

ALTERACIONES MORFOLÓGICAS DE LOS MONOCITOS

Monocitos avacuolados

La principal variación en la morfología monocítica es la carencia de vacuolas citoplasmáticas. Puede ocurrir en cualquier especie y su aspecto puede confundirse con un baciliforme o un linfocito atípico (archivo: leuco2.ppt).

Si hay dificultad en la identificación pueden buscarse monocitos normlaes en la muestra para comparar. Además, la cromatina del monocito es más granular que la cromatina densa del baciliforme.



SÍNDROME DE CHÉDIAKHIGASHI

Corresponde a un trastorno que se observa en gatos persa azul humo con ojos amarillos. Los afectados tienen mayor susceptibilidad a infecciones bacterianas por defectos en la quimiotaxis, degranulación y lisis bacteriana de los neutrófilos. Este cuadro puede asociarse a episodios cíclicos de neutropenia.

Se asocia a signos clínicos de albinismo parcial, fotofobia, tendencia a hemorragias y melanocitos anormales.

Los neutrófilos, eosinófilos y monocitos poseen grandes gránulos citoplasmáticos producto de la fusión entre gránulos primarios y secundarios. A pesar de la disfunción de los neutrófilos, los afectados pueden vivir mucho tiempo con episodios poco frecuentes de sepsis bacteriana.

La terapia se enfoca hacia el transplante medular y la administración de factor estimulante de colonias granulocíticas recombinante humano (HRe GFSC).

PARÁSITOS LEUCOCITARIOS

Dentro de las enfermedades más importantes producidas por estos parásitos se describen la Ehrlichiosis, Hepatozoonosis y la Histoplasmosis.

Ehrlichiosis

Enfermedad transmitida por microorganimos del grupo de las rickettsias y transmitida por garrapatas. Según el leucocito afectado, la enfermedad se subdivide en granulocítica y monocítica. La Ehrlichia canis afecta a los monocitos y linfocitos mientras que la E. Ewingii afecta a los neutrófilos y eosinófilos.

La mórula de Ehrlichia sp. se observa como una estructura cocoide de color púrpura que mide varios um. Estas estructuras también se conocen como cuerpos elementales (archivo: parasit.ppt).

La garrapata posee al parásito en la saliva y lo transmite al animal al momento de alimentarse. Una vez en la sangre del hospedador, el microorganismo ataca a la célula blanco produciendo leucopenia. En una segunda etapa a los principales órganos del sistema reticulo endotelial: bazo, hígado y linfonódulos. En la etapa terminal el parásito coloniza la médula ósea desembocando en una pancitopenia severa.

Los hallazgos hematológicos se asocian principalmente a leucopenia que puede variar de leve a severa. Puede acompañarse de grados variables de anemia e hiperglobulinemia. En la fase crónica es común encontrar pancitopenia.

Los signos clínicos son multisistémicos y órgano específicos. Dentro de los primeros se observa anorexia, decaimiento, fiebre, linfoadenomegalia y esplenomegalia, principalmente. Dentro de los segundos se describen signos oculares (uveitis, retinopatías), neuromusculares y articulares (poliartritis) por señalar los más notables.



Hepatozoonosis

Producida por protozoos del phylum apicomplexa, afecta a los neutrófilos y monocitos.

Al frotis se observan gametocitos de gran tamaño, de forma oblonga a ovalada, en el citoplasma de la célula afectada. Estas estructuras pueden medir de 5 a 10 um (archivo: parasit.ppt).

Histoplasmosis

Enfermedad producida por hongos de tipo geofílico, parasita a neutrófilos, monocitos y eosinófilos.

Al frotis se observan estructuras de forma redonda a ovalada que pueden medir de 2 a 4 um. Pueden ser únicos o múltiples. Se tiñen de color celeste y contienen material nuclear granular de color rosado a púrpura, de ubicación excéntrica (archivo: parasit.ppt).

DESÓRDENES PLAQUETARIOS

Corresponde a fallas en la función o número de plaquetas, lo cual lleva a sangramiento espontáneo. Las hemorragias son del tipo petequia o equimosis. Por el contrario, un exceso de plaquetas predispone a enfermedades tromboembólicas.

Fallas en la función

Las causas pueden ser hereditarias o adquiridas. Dentro del primer grupo se describe la enfermedad de Von Willebrand (EvW) y las trombopatías. En el segundo grupo se incluyen la uremia, la coagulación intravascular diseminada (CID) y algunas drogas.

Enfermedad von Willebrand

El factor von Willebrand es una proteína plasmática que es fundamental para la adherencia plaquetaria ya que estabiliza al factor VIII, el cual disminuye el tiempo de destrucción. La deficiencia genética de este factor, por endogamia, produce este cuadro que esta descrita en perros, gatos y equinos. Hay falla en la adherencia plaquetaria, produciéndose una disminución relativa del factor VIII. Es común en razas como el Corgi Galés, Pastor Alemán, Golden Retriever, Poodle y Doberman Pincher. Por lo tanto, se produce una falla en la cascada de la coagulación.

Trombopatías

En este caso hay fallas en la agregación plaquetaria.



Uremia

Se describen fallas en la adhesión, agregación y liberación de sustancias desde las plaquetas (fosfolípidos).

Coagulación intravascular diseminada

Hay falla de agregación ya que los productos de degradación compiten con el fibrinógeno por los receptores plaquetarios.

Drogas

La aspirina y otros antiinflamatorios no esteroidales (AINEs) inhiben la formación del tromboxano (Ej. Ibuprofeno, fenilbutazona, indometacina, etc.), asi como también los corticoides.

Fallas en el número

Cuando el número total de plaquetas disminuye respecto a los rangos normales se habla de trombocitopenia. En caso contrario, si el número supera al máximo normal para la especie nos encontramos frente a una trombocitosis.

Trombocitopenia

Puede producirse por destrucción plaquetaria o por un exceso de consumo. La destrucción plaquetaria puede responder a causas inmunomediadas o ser inducida por agentes infecciosos.

Otra causa es la falla en la producción de plaquetas, asociadas a problemas medulares principalmente.

Una trombocitopenia relativa se produce en casos de hiperesplenismo con el consecuente secuestro plaquetario en el bazo.

Trombocitosis

Las causas primarias corresponden a neoplasias del tejido productor de plaquetas, el cual actúa en forma independiente de la trombopoyetina. Corresponde a una enfermedad mieloproliferativa.

Las causas secundarias se asocian a desórdenes hemostáticos de tipo crónico que inducen una alta producción de trombopoyetina con el consecuente aumento del número total de plaquetas.

En casos de contracción esplénica puede producirse una trombocitosis temporal. Se asocia a situaciones mediadas adrenérgicamente o asociadas al ejercicio.



PARÁSITOS PLAQUETARIOS

La principal enfermedad parasitaria que afecta a las plaquetas es la ehrlichiosis (E. Platys). La patogenia y diagnóstico son similares a la ehrlichiosis por parásitos leucocitarios. Los signos clínicos se asocian a problemas hemostáticos primarios por trombocitopenia (archivo: hemost.ppt).

Referencias

• Harvey, J.W. 1997. Metahemoglobinemia y anemia hemolítica por cuerpos de Heinz. En Kirk Bonagura. Terapéutica Veterinaria de pequeños animales XII. McGrawHill Interamericana editores S.A. de C.V. México D.F. pp: 481 – 485.


• Jain, N.C. 1993. Essentials of Veterinary Hematology. Ed. Lea & Febiger, Philadelphia. pp: 42 48

• Neer, T.M. 2000. Ehrlichiosis. En Enfermedades Infecciosas en perros y gatos. Greene, C.E. Editorial McGrawHill Interamericana editores S.A. de C.V. México D.F. pp: 153 – 169.

• Nelson, R.W., Couto, C.G. 2000. Anemia. En Medicina Interna de Pequeños Animales. Segunda edición. Ed. Intermédica, Buenos Aires, República Argentina. pp 1238 1254.


• Weiss, D.J. 1997. Síndrome de ChédiakHigashi. En Kirk Bonagura. Terapéutica Veterinaria de pequeños animales XII. McGrawHill Interamericana editores S.A. de C.V. México D.F. pp: 495.



APÉNDICE

OBTENCIÓN Y CONSERVACIÓN DE MUESTRAS DE SANGRE Y OTROS FLUIDOS ORGÁNICOS

Rotulación de las muestras

Cada muestra, cualquiera sea su origen, debe identificarse y rotularse de manera clara para evitar cualquier error en el manejo de ésta. En el rótulo deben incluirse datos del paciente como el nombre, especie, raza, sexo y edad, además de indicar claramente el o los exámenes requeridos, antecedentes clínicos y prediagnóstico.

SANGRE

Obtención de la muestra

Los diversos sitios de extracción de sangre en varias especies se detallan en la tabla 1.1.

Tabla 1.1. Sitios de extracción de sangre

Especie Sitio de extracción Mamíferos Canino Felino Equino Bovino Ovino y caprino Porcino

Aves Peces

Vena cefálica, safena externa, yugular Vena yugular, safena externa, cefálica Vena yugular Vena yugular, caudal, coccígea media Vena yugular Vena marginal externa del pabellón auricular, vena cava anterior

Vena braquial, metatarsial interna, punción cardíaca Vena caudal

La sangre debe obtenerse del animal en reposo y bajo condiciones de mínima excitación para minimizar las variaciones fisiológicas. La inmovilización de los animales con anestésicos o tranquilizantes ayuda a obtener la muestra pero puede afectar los valores sanguíneos. Por ejemplo, los valores de serie roja y linfocitos en el mono rhesus disminuyen significativamente 15 minutos después de una inyección de ketamina, ya que produce redistribución de estas células desde la circulación hacia el bazo y otros sitios extravasculares. Las concentraciones de proteínas plasmáticas totales y albúminas también disminuyen por hemodilución.

La sangre puede obtenerse por medio de tubos de vacío (ej. Vacutainer ®) que tienen códigos de colores para los distintos anticoagulantes. Cuando se utilizan éstos, deben



llenarse los tubos a su capacidad máxima para así no variar la relación volumen de sangreanticoagulante.

Siempre se debe depilar, limpiar y desinfectar la zona de extracción. En la tabla 1.2. se detallan ciertas recomendaciones para la obtención de una adecuada muestra de sangre.

Tabla 1.2. Protocolo para la extracción de sangre

1. Jeringa desechable nueva o tubo al vacío. 2. Uso de anticoagulante adecuado. 3. Cantidad adecuada de sangre para la cantidad de anticoagulante. 4. Ubicar una vena adecuada para obtener sangre al primer intento. 5. Usar aguja de calibre adecuado para la especie, para obtener una cantidad de sangre adecuada evitando ejercer una succión desmedida (ej. gatos y perros cachorros: aguja 23G; perro mediano a grande: aguja 21G) 6. Una vez obtenida la sangre, retirar la aguja y vaciar la sangre suavemente en el tubo con el anticoagulante adecuado. Si se debe realizar un frotis se recomienda hacerlo antes de colocar la sangre en el tubo, especialmente cuando se requiere identificar especies de mycoplasma (antes llamada haemobartonella). 7. Mezclar la sangre con el anticoagulante invirtiendo suavemente el tubo varias veces. Enviar el tubo lo antes posible al laboratorio para ser analizado. En caso contrario, refrigerar. Algunos laboratorios indican mantener la muestra a temperatura ambiente siempre que ésta sea enviada antes de 6 a 8 horas de extraída la sangre.

Esto debe acompañarse con una anamnesis y un examen físico completo. Los cambios anormales en un hemograma generalmente son inespecíficos, por lo que se pueden asociar a varias enfermedades o cuadros diferentes. Por lo tanto, la hematología no es diagnóstica salvo en ciertas casos como el hallazgo de células neoplásicas o parásitos sanguíneos.

Un hemograma único puede ser adecuado para corroborar un examen clínico, pero deben realizarse hemogramas secuenciales o seriados para seguir la recuperación o éxito de un tratamiento.

Elección del anticoagulante

Oxalatos

Actúan quelando el calcio sanguíneo. Son tóxicos, por lo que no se deben usar en transfusiones. Generalmente se ocupan mezclas de sales para hemograma. No son usados pues alteran la forma del eritrocito e inducen cambios morfológicos en leucocitos y plaquetas. Tampoco se usa en bioquímica sérica porque altera algunas reacciones químicas (Ej. urea).



Citrato de sodio

Actúa quelando el calcio sanguíneo. Generalmente se usa como líquido, lo que podría alterar levemente el volumen de la muestra. Es el anticoagulante de elección para transfusiones sanguíneas (ACD= mezcla de ácido cítrico, dextrosa y citrato de sodio). Se prefiere para pruebas de coagulación y estudio de plaquetas.

Heparina

Anticoagulante natural, se produce en varios tejidos, especialmente el hígado. Se usa en cantidades mínimas pues es muy poderoso. Si el frotis no se hace rápidamente, la heparina afectará la tinción de éste. No sirve para realizar pruebas de coagulación. Es el anticoagulante de elección para realizar un perfil bioquímico.

Actúa interfiriendo la cascada de la coagulación, impidiendo la conversión de protrombina a trombina e interfiriendo en la transformación del fibrinógeno en fibrina que induce la trombina.

Ácido etilendiaminotetraacético (EDTA), sal sódica o potásica.

Actúa quelando el calcio sanguíneo. Es el anticoagulante de elección para el hemograma, aunque también se puede usar en pruebas bioquímicas. Mantiene la morfología celular en forma adecuada hasta por 24 horas si la sangre ha sido refrigerada.

Fluoruro de sodio

Actúa quelando el calcio sanguíneo. No sirve para hemograma ni perfil bioquímico, salvo para la determinación de glicemia, debido a que es el único capaz de detener la glicólisis.



MÉDULA ÓSEA

Extracción de la muestra

Las diversas zonas de extracción de muestras para mielogramas se detallan en la tabla 1.3.

Tabla 1.3. Sitios de extracción de médula ósea

Especie Sitio de extracción Canino Felino Equino Bovino Ovino

Cresta iliaca, trocánter mayor, costilla Cresta iliaca, trocánter mayor Esternón, costilla Esternón, costilla Esternón

Según el estado del animal, la extracción puede realizarse bajo los efectos de un anestésico local, general o sólo tranquilizantes.

La zona de extracción se debe depilar, limpiar y desinfectar. En la tabla 1.4. se detalla un protocolo de extracción de médula ósea.

Tabla 1.4. Protocolo para la extracción de médula ósea

1. Se realiza una pequeña incisión con un bisturí. 2. Se introduce un trócar con estilete ejerciendo presión constante y rotando suavemente. 3. Una vez que el trócar está fuertemente insertado en el hueso, se debe realizar succión suave para confirmar el ingreso a la cavidad medular. Un contenido grasoso y sanguinolento indica un ingreso exitoso. 4. Aplicar suficiente vacío para obtener al menos 0.5 cc de contenido medular (cantidad mínima). Una succión exagerada producirá ruptura de capilares y contaminación de la muestra. 5. Se realiza uno o más frotis, según se estime necesario, con el contenido de la jeringa y se fija y tiñe de la manera usual. 6. Si se requiere conservar una muestra de médula ósea, será necesario mezclar con EDTA en la misma proporción que se hace con la sangre.



ORINA

Indicaciones del urianálisis

Se utiliza en el diagnóstico y control de tratamientos de enfermedades renales y de tracto urinario bajo, así como también en el estudio de enfermedades sistémicas no relacionadas directamente con el riñón.

Extracción de la muestra

La orina puede obtenerse por micción, cateterización y cistocéntesis.

La micción puede ser espontánea o inducida por suave presión manual sobre la vejiga. Este método no es recomendable para el diagnóstico de infecciones urinarias por su alto riesgo de contaminación ambiental.

El uso de un catéter para la obtención de orina se asocia, generalmente, a enfermedades obstructivas del tracto urinario bajo, en las cuales el sondaje es parte del protocolo de abordaje.

La cistocéntesis, según el estado del animal, puede requerir o no de anestesia general o al menos de sedación profunda. Es el método de elección para la realización de urocultivos ya que entrega una orina libre de contaminación extraurinaria. La técnica requiere de plétora vesical para una adecuada punción y evitar el riesgo de iatrogenias.

Conservación de la muestra

La orina debe examinarse dentro de las dos primeras horas de obtenida la muestra. De lo contrario debe refrigerarse a 4°C para conservarla.

Para conservar el sedimento pueden agregarse a la muestra gotas de formalina al 40%, cristales de timol, tolueno o ácido bórico.

EFUSIONES ORGÁNICAS

Dentro de este grupo de fluidos nos referiremos a los transudados, exudados y líquido sinovial.

Sitios de extracción

Los sitios más comunes de acúmulo de efusiones del tipo transudado y exudado son la cavidad torácica y la cavidad abdominal.



Toracocéntesis

Se indica para la recolección de muestras en paciente caninos y felinos con efusión pleural, para remover aire o líquido pleural estabilizando la condición de casos con deterioro ventilatorio y antes de la evaluación roentgenográfica del tórax en presencia de líquido o aire pleural.

En el sitio de punción puede administrarse un anestésico local. La sedación rara vez es requerida. El sitio debe preparase quirúrgicamente (depilación y antisepsia). Los materiales mínimos necesarios son un catéter rígido (mariposa), llave de tres pasos y jeringa de 10 a 20 ml. El calibre de la mariposa dependerá del líquido a extraer. Fluidos muy viscosos pueden requerir agujas más gruesas, como ocurre en los exudados sépticos. La llave de tres vías se acopla al catéter para evitar que ingrese aire a la cavidad torácica durante las manipulaciones con la jeringa

Se coloca al paciente en decúbito lateral o esternal, buscando la postura que resulte menos estresante. El líquido o aire por lo usual se presentan en forma bilateral a través de todo el espacio pleural y se pueden recuperar desde el séptimo espacio intercostal mediante la colocación de una aguja o mariposa (calibre entre 21 a 25G) aproximadamente a dos tercios de la distancia desde la unión costocondral hacia la columna vertebral. Si los intentos de extracción son infructuosos, se prueban otros sitios cambiando la postura del animal.

Con la llave de tres pasos cerrada se ingresa la aguja a través de la piel. La aguja y la piel se mueven cerca de dos espacios intercostales hacia el sitio real de recolección. Esta técnica impide que el aire ingrese en el tórax a través del tracto de la aguja después del procedimiento. La aguja debe ingresar en forma inmediata delante de la costilla para evitar los vasos y nervios intercostales.

La aguja se mantiene con una mano apoyada sobre la pared torácica para que no se mueva en relación con las respiraciones o movimientos del animal. Durante el procedimiento puede ser necesaria cierta reubicación de la aguja para mantener el flujo del líquido o aire.

Después de tomar muestras para análisis citológico y microbiológico, se extrae todo el líquido o aire que sea posible, excepto en casos de hemotórax. En esta última situación sólo se extrae la sangre necesaria para estabilizar el patrón ventilatorio del paciente. El resto será reabsorbido por el paciente.

Abdominocéntesis ó paracéntesis

Se indica en casos que se requiera analizar líquido peritoneal o aliviar al paciente con ascitis severa.

La zona de punción recomendada es en la línea media abdominal en posición infraumbilical. El animal puede colocarse en decúbito lateral o incluso de pie para facilitar el descenso del líquido hacia ventral. La sedación puede no ser necesaria. La zona debe prepararse quirúrgicamente (depilación y antisepsia). Utilizar aguja de calibre dependiendo el tamaño del animal (19 a 25G) y jeringa de 10 a 20 ml.



Artrocéntesis

La recolección y análisis de líquido sinovial es un método valioso para establecer el diagnóstico de enfermedad articular. Es de máximo valor para confirmar la presencia de enfermedad dentro de una articulación y diferenciar de procesos inflamatorios y no inflamatorios. La recolección y análisis del líquido sinovial también puede rendir información referida a un diagnóstico específico.

La artrocéntesis demanda poca pericia o equipamiento, conlleva mínimo riesgo para el paciente, es económica y tiene un elevado rendimiento diagnóstico. Dependiendo la especie puede ser recolectado con o sin anestesia. Una tranquilización superficial puede ser útil en pacientes reacios o nerviosos.

Se práctica la preparación quirúrgica de la zona. Si se desea palpar la zona a puncionar se deben usar guantes estériles. En caninos y felinos suele requerir el uso de aguja de bajo calibre (23 a 25G) acoplada a una jeringa de 3 ml. Para el hombro, codo y rodilla de perros más grandes puede utilizarse una aguja de 21G x 1.5”.

Los puntos de referencia varían según las preferencias personales, pero los accesos recomendados se observan en la figura 1.1. Para mayores detalles remitirse a la literatura correspondiente.

Una vez que la punta de la aguja se encuentra en la articulación, se aplica presión delicada a la jeringa. Sólo es necesaria una pequeña cantidad de líquido articular (3 gotas) para determinar viscosidad, recuento celular, recuento diferencial de leucocitos y cultivo. La presión negativa sobre la jeringa debe liberarse antes de extraer la aguja. La presencia de sangre justifica detener la succión y extraer la aguja. Se deben realizar frotis inmediatamente empleando una gota del líquido por cada preparado.

Si se desean exámenes adicionales, el resto de la muestra puede mezclarse con heparina para uso posterior.



Figura 1.1. Sitios recomendados para la artrocéntesis en caninos y felinos.*

* Fuente: Nelson y Couto. Medicina Interna de Pequeños Animales. 2000.



CITOLOGÍA

Indicaciones

La evaluación de especímenes citológicos a menudo rinden información que puede emplearse para alcanzar un diagnóstico definitivo en una animal en que se sospeche de lesiones neoplásicas. Esta aproximación puede evitar la necesidad de realizar una biopsia quirúrgica, método altamente invasivo.

Si bien, la mayoría de los clínicos pueden estar capacitados para identificar y obtener suficiente información diagnóstica, un patólogo clínico veterinario certificado debe ser quien evalúe las muestras antes de tomar cualquier decisión pronóstica o terapéutica.

Técnica de obtención y conservación de la muestra

La técnica de aspiración con aguja fina es útil para obtener una muestra celular sencilla. Se indica el uso de agujas de pequeño calibre (21 a 25G) y de un largo conveniente para el órgano o masa de interés, acoplada a una jeringa de plástico, estéril de 10 a 20 ml. En algunos casos pueden obtenerse especímenes utilizando sólo la aguja.

Si se aspiran masas superficiales podría no ser necesario preparar la zona de extracción. Sin embargo, siempre deberían realizarse la tricotomía y preparación quirúrgica estéril si se aspiran órganos o masas dentro de cavidades corporales.

Una vez identificada la masa u órgano mediante palpación, radiología o ultrasonografía, se le debe, dentro de lo posible, aislar en forma manual. Luego se introduce la aguja acoplada a la jeringa en la masa u órgano y se aplica succión 3 ó 4 veces. Por lo regular es necesario realizar 6 a 8 ml de succión para obtener una muestra adecuada.

Si el tamaño de la masa u órgano lo permite, debe redirigirse la aguja 2 ó 3 veces hacia distintas zonas para obtener una muestra más diversa.

Antes de retirar la aguja debe eliminarse la succión para evitar la aspiración de sangre o aire que contaminarían o dificultarían el rescate de la muestra desde el tambor de la jeringa, respectivamente. Luego, se desacopla la aguja, se aspira aire dentro de la jeringa y se vuelve a colocar la aguja. De esta manera se expulsa la muestra sobre un porta o cubreobjeto.

En la mayoría de los casos no se observa el material extraído en la jeringa y el contenido de la aguja es suficiente para realizar 3 a 5 extendidos de buena calidad. Es importante que los extendidos sean delgados para una adecuada observación al microscopio.

Si se usa la técnica de aguja sola, la zona se prepara como se describió anteriormente y la aguja se inserta 4 a 6 veces dentro de la masa u órgano. Esto permite extraer muestras diminutas que estarán contenidas por completo dentro de la aguja. Una vez



obtenida la muestra, se carga una jeringa estéril con aire y se acopla a la aguja para expulsar el contenido en un cubre o portaobjeto.

Las masas superficiales ulceradas pueden muestrearse sin dificultad raspando la superficie con un bisturí estéril. Luego se realizan los extendidos sobre cubre o portaobjetos.

Si bien se prefieren los extendidos sobre cubreobjetos (son más delgados y homogéneos y producen menor daño celular), éstos son de mayor fragilidad y de rotulación engorrosa.

Una vez realizado el extendido, debe fijarse con metanol o algún fijador comercial.

Referencias

• Duncan, J.R., Prasse, K.W., Mahaffey, E.A. 1994. Veterinary Laboratory Medicine. Tercera edición. Iowa Press University, Ames, Iowa 50014. pp: 204 – 234.

• Jain, N.C. 1993. Essentials of Veterinary Hematology. Ed. Lea & Febiger, Philadelphia. pp: 8 9

• Nelson, R.W., Couto, C.G. 2000. Métodos diagnósticos para el canal alimentario. En Medicina Interna de Pequeños Animales. Segunda edición. Ed. Intermédica, Buenos Aires, República Argentina. pp: 411.

• Nelson, R.W., Couto, C.G. 2000. Sintomatología y métodos diagnósticos para las enfermedades articulares. En Medicina Interna de Pequeños Animales. Segunda edición. Ed. Intermédica, Buenos Aires, República Argentina. pp:1143 1144.

• Nelson, R.W., Couto, C.G. 2000. Citología. En Medicina Interna de Pequeños Animales. Segunda edición. Ed. Intermédica, Buenos Aires, República Argentina. pp:1166 1168.



GUIA DE EJERCICIOS

EJERCICIO N° 1

• Felino, hembra, 2 años, DLH, examen de salud.

HEMOGRAMA

Eritrocitos/ul: 12.500.000 (5 – 10) Hemoglobina (g/dl): 18 (8 15) VG (%) 52 (24 – 45) VCM (fl) 42 (39 – 55) CHCM (g/dl) 35 (30 – 36) Anisocitosis + (+) Policromasia + (+) Reticulocitos (%) 0.2 (0.2 – 1.6) Proteinas plasmáticas (g/dl) 7 (6 – 8) Fibrinógeno (mg/dl) 200 (100 – 400) Indice ictérico (U) 3 (2 – 5)

EJERCICIO N° 2

• Canino, macho, 6 años, Beagle.

HEMOGRAMA Eritrocitos/ul: 3.900.000 (5.5 – 8.5) Hemoglobina (g/dl): 10 (12 18) VG (%) 33 (37 55) VCM (fl) 85 (60 77) CHCM (g/dl) 30 (32 – 36) Anisocitosis +++ (+) Policromasia +++ (+) Cuerpos de Howell Jolly ++ (+) Reticulocitos (%) 7 (0.1 – 1.5) ES Observado 45 ES Anticipado 20 Proteinas plasmáticas (g/dl) 8.2 (6 – 8) Fibrinógeno (mg/dl) 1300 (200 – 400) Indice ictérico (U) 25 (2 – 5)



EJERCICIO N° 3

• Equino , macho, 3 años, FSC

HEMOGRAMA Eritrocitos/ul: 14.500.000 (6.9 – 12.9) Hemoglobina (g/dl): 22 (12 19) VG (%) 58 (32 50) VCM (fl) 40 (37 59) CHCM (g/dl) 38 (32 – 39) Proteinas plasmáticas (g/dl) 9 (5.8 – 8.7) Fibrinógeno (mg/dl) 500 (200 – 400) Indice Ictérico (U) 15 (5 20)

EJERCICIO N° 4

• Canino, hembra, 6 años, Fox Terrier pelo liso. Decaimiento progresivo.

HEMOGRAMA Eritrocitos/ul: 4.800.000 (5.5 – 8.5) Hemoglobina (g/dl): 10.8 (12 18) VG (%) 32 (37 55) VCM (fl) 67 (60 77) CHCM (g/dl) 34 (32 – 36) Anisocitosis + (+) Policromasia + (+) Reticulocitos (%) 0 (0.1 – 1.5) ES Observado 50 ES Anticipado 24 Proteinas plasmáticas (g/dl) 6 (6 – 8) Fibrinógeno (mg/dl) 1200 (200 – 400) Indice ictérico (U) 2 (2 – 5)



EJERCICIO N° 5

• Canino, hembra, 5 años, mestizo. Decaimiento, mucosa conjuntival pálida, melena.

HEMOGRAMA Eritrocitos/ul: 2.250.000 (5.5 – 8.5) Hemoglobina (g/dl): 4 (12 18) VG (%) 13 (37 55) VCM (fl) 58 (60 77) CHCM (g/dl) 31 (32 – 36) Anisocitosis ++ (+) Policromasia ++ (+) Reticulocitos (%) 3.6 (0.1 – 1.5) Proteinas plasmáticas (g/dl) 6.5 (6 – 8) Fibrinógeno (mg/dl) 400 (200 – 400) Indice ictérico (U) 5 (2 – 5)

EJERCICIO N° 6

• Canino, hembra, 5 años, Pomerania. Decaimiento, anorexia.

HEMOGRAMA Eritrocitos/ul: 4.500.000 (5.5 – 8.5) Hemoglobina (g/dl): 11 (12 18) VG (%) 35 (37 55) VCM (fl) 78 (60 77) CHCM (g/dl) 31 (32 – 36) Reticulocitos (%) 5 (0.1 – 1.5) Proteinas plasmáticas (g/dl) 4.5 (6 – 8) Fibrinógeno (mg/dl) 100 (200 – 400) Indice ictérico (U) 3 (2 – 5)



EJERCICIO N° 7

• Canino, macho, 3 años, Bouvier de Flandes.

Letargia, debilidad, anamnesis de corticoterapia prolongada.

HEMOGRAMA Eritrocitos (x10 6 )/ul: 1.79 (5.5 – 8.5) Hemoglobina (g/dl): 4.4 (12 18) VG (%) 15 (37 55) VCM (fl) 84 (60 77) CHCM (g/dl) 29 (32 – 36) Anisocitosis +++ (+) Policromasia +++ (+) Reticulocitos (%) 24 (0.1 – 1.5) Eritrocitos nucleados/100 leucocitos 6 Morfología: esferocitosis Leucocitos/ul 44700 (corregidos) (6000 – 11500) Neutrófilos/ul 35760 (3000 – 11500) Linfocitos/ul 447 (1000 – 4800) Monocitos/ul 4023 (150 – 1350) Eosinófilos/ul 0 (100 – 1250) Baciliformes/ul 4470 (1 – 300) Trombocitos/ul 88.000 (200.000 – 500.000)



EJERCICIO N° 8

• Felino, hembra, 2 años, DSH

HEMOGRAMA Eritrocitos/ul: 11.200.000 (5 – 10) Hemoglobina (g/dl): 17.5 (8 15) VG (%) 49 (24 – 45) VCM (fl) ? (39 – 55) CHCM (g/dl) ? (30 – 36) Anisocitosis + (+) Proteinas plasmáticas (g/dl) 7 (6 – 8) Fibrinógeno (mg/dl) 200 (50 – 300) Leucocitos /ul 21000 (5500 – 19800) Neutrófilos /ul 60% (2500 – 12500) Linfocitos /ul 35% (1500 – 7000) Monocitos /ul 3% (1 – 850) Eosinofilos /ul 2% (1 – 1500)

EJERCICIO N° 9

• Equino , macho, 3 años, FSC

Anorexia, depresión, fiebre, ictericia por 1 semana

HEMOGRAMA Eritrocitos/ul: 5.400.000 (6.9 – 12.9) Hemoglobina (g/dl): 10.2 (12 19) VG (%) 30 (32 50) VCM (fl) ? (37 59) CHCM (g/dl) ? (32 – 39) Proteinas plasmáticas (g/dl) 6.3 (5.8 – 8.7) Fibrinógeno (mg/dl) 1200 (200 – 400) Indice Ictérico (U) 30 (5 20) Leucocitos /ul 7800 (5400 – 14300) Metamielocitos /ul 2200 Baciliformes /ul 3550 (1 – 1000) Neutrófilos /ul 1620 (2200 8500) Linfocitos /ul 400 (1500 – 7700) Monocitos /ul 30 (25 – 1000) Eosinófilos /ul 0 (25 – 1000)

* Cuerpos de Dohle



EJERCICIO N° 10

• Felino, macho, 1 año, DLH

HEMOGRAMA Eritrocitos/ul: 6.800.000 (5 – 10) Hemoglobina (g/dl): 8.7 (8 15) VG (%) 27 (24 – 45) VCM (fl) 40 (39 – 55) CHCM (g/dl) 32 (30 – 36) Anisocitosis ++ (+) Policromasia ++ (+) Reticulocitos (%) 3.5 (0.2 – 1.6) Proteinas plasmáticas (g/dl) 8.5 (6 – 8) Fibrinógeno (mg/dl) 400 (50 – 300) Leucocitos /ul 22550 (5500 – 19500) Neutrófilos /ul 18378 (2500 – 12500) Linfocitos /ul 1465 (1500 – 7000) Monocitos /ul 902 (1 – 850) Eosinofilos /ul 0 (1 – 1500) Baciliformes /ul 1465 (hasta 300)

* Algunos cuerpos de Dohle



EJERCICIO N° 11

• Canino, hembra, 8 años, Poodle miniatura.

Presentada por hemorragia gingival.

HEMOGRAMA Eritrocitos/ul: 1.750.000 (5.5 – 8.5) Hemoglobina (g/dl): 4.9 (12 18) VG (%) 18 (37 55) VCM (fl) 103 (60 77) CHCM (g/dl) 27 (32 – 36) Anisocitosis +++ (+) Policromasia +++ (+) Reticulocitos (%) 57 (0.1 – 1.5) ES Observado 1 ES Anticipado 54 Eritrocitos nucleados / 100 leucocitos 28 Proteinas plasmáticas (g/dl) 5.4 (6 – 8) Fibrinógeno (mg/dl) 200 (200 – 400) Cuerpos de Howell Jolly ++ Trombocitos / ul 50000 (200.000 – 500.000) Leucocitos/ul 82425 (5500 – 19500) Neutrófilos /ul 70% (2500 – 12500) Linfocitos /ul 1.5% (1500 – 7000) Monocitos /ul 15.5% (1 – 850) Eosinofilos /ul 1% (1 – 1500) Baciliformes /ul 6% (hasta 300) Metamielocitos /ul 4.5%



EJERCICIO N° 12

• Canino, hembra, 5 años, Pitbull terrier

Celo hace un mes, anorexia, abdomen distendido, vómitos, fiebre, deshidratación.

HEMOGRAMA Eritrocitos/ul: 4.340.000 (5.5 – 8.5) Hemoglobina (g/dl): 10.5 (12 18) VG (%) 31 (37 55) VCM (fl) 70 (60 77) CHCM (g/dl) 34 (32 – 36) Reticulocitos (%) 0.2 (0.1 – 1.5) Proteinas plasmáticas (g/dl) 9.2 (6 – 8) Fibrinógeno (mg/dl) 600 (200 – 400) Trombocitos / ul 260000 (200.000 – 500.000) Leucocitos/ul 30800 (5500 – 19500) Neutrófilos /ul 5852 (2500 – 12500) Linfocitos /ul 1540 (1500 – 7000) Monocitos /ul 4312 (1 – 850) Eosinofilos /ul 0 (1 – 1500) Baciliformes /ul 18172 (hasta 300) Metamielocitos /ul 924

* Basofilia difusa en neutrófilos y precursores



EJERCICIO N° 13

• Equino , macho, 3 años, FSC.

HEMOGRAMA Eritrocitos/ul: 12.300.000 (6.9 – 12.9) Hemoglobina (g/dl): 19.5 (12 19) VG (%) 49 (32 50) VCM (fl) 39 (37 59) CHCM (g/dl) 39 (32 – 39) Proteinas plasmáticas (g/dl) 8 (5.8 – 8.7) Fibrinógeno (mg/dl) 450 (200 – 400) Leucocitos /ul 3320 (5400 – 14300) Baciliformes /ul 1540 (1 – 1000) Neutrófilos /ul 360 (2200 8500) Linfocitos /ul 1060 (1500 – 7700) Monocitos /ul 360 (25 – 1000) Eosinófilos /ul 0 (25 – 1000)



EJERCICIO N° 14

• Canino, macho, 5 años, Scottish Terrier.

Fue esplenectomizado y al año siguiente volvió por decaimiento y pérdida ponderal progresiva.

HEMOGRAMA Hemoglobina (g/dl): 9 (12 18) VG (%) 27 (37 55) VCM (fl) 73 (60 77) CHCM (g/dl) 33 (32 – 36) Anisocitosis ++ (+) Policromasia ++ (+) Reticulocitos (%) 1.5 (0.1 – 1.5) Eritrocitos nucleados / 100 leucocitos 0.6 Fibrinógeno (mg/dl) 300 (200 – 400) Leucocitos/ul 24000 (corregidos) (6000 17000) Neutrófilos /ul 13838 (3000 11500) Linfocitos /ul 1759 (1000 4800) Monocitos /ul 1598 (150 1350) Eosinofilos /ul 158 (100 – 1250) Baciliformes /ul 1198 (hasta 300) Metamielocitos /ul 1299

ELECTROFORESIS DE PROTEÍNAS Proteínas plasmáticas (g/dl) 9.8 (5.4 – 7.1) Albúminas (g/dl) 0.86 (2.3 – 3.2) α globulina (g/dl) 0.41 (0.3 – 1.1) β globulina (g/dl) 0.8 (0.6 – 1.2) χ1 globulina (g/dl) 3.87 (0.5 – 1.3) χ2 globulina (g/dl) 3.85 (0.59 – 1.1) Relación A/G 0.09 (0.59 – 1.1)

Laparotomía exploratoria: Evidencia de múltiples abscesos en órganos y peritoneo.



EJERCICIO N° 15

• Canino, macho, 8 años, Bedlington Terrier.

Se presenta por emésis, polidipsia, poliuria y anorexia.

HEMOGRAMA Eritrocitos/ul: 4.900.000 (5.5 – 8.5) Hemoglobina (g/dl): 11 (12 18) VG (%) 32 (37 55) VCM (fl) 61 (60 77) CHCM (g/dl) 34 (32 – 36) Anisocitosis + (+) Policromasia + (+) Reticulocitos (%) 0.2 (0.1 – 1.5) Fibrinógeno (mg/dl) 300 (200 – 400) Leucocitos/ul 5000 (6000 17000) Neutrófilos /ul 2500 (3000 11500) Linfocitos /ul 3200 (1000 4800) Monocitos /ul 100 (150 1350) Eosinofilos /ul 100 (150 – 1250) Baciliformes /ul 100 (hasta 300) Trombocitos /ul 120.000 (200.000 – 500.000)

ELECTROFORESIS DE PROTEÍNAS Proteínas plasmáticas (g/dl) 14.7 (5.4 – 7.1) Albúminas (g/dl) 1.9 (2.3 – 3.2) α1 globulina (g/dl) 0.3 (0.2 – 0.5) α2 globulina (g/dl) 0.09 (0.3 – 1.1) β globulina (g/dl) 0.44 (0.6 – 1.2) χ2 globulina (g/dl) 3.85 (0.59 – 1.1)

Laparotomía exploratoria: filtración de células plasmáticas en miocardio, hígado, linfonódulos, riñón, páncreas y médula ósea.



EJERCICIO N° 16

• Canino, hembra, 6 años, Samoyedo.

Tuvo un episodio de diarrea 5 días antes de la consulta. Llega con decaimiento, anorexia, fiebre, vómitos e ictericia.

HEMOGRAMA Eritrocitos/ul: 5.000.000 (5.5 – 8.5) Hemoglobina (g/dl): 9.2 (12 18) VG (%) 30 (37 55) VCM (fl) 60 (60 77) CHCM (g/dl) 32 (32 – 36) Anisocitosis + (+) Reticulocitos (%) 0.2 (0.1 – 1.5) Leucocitos/ul 26500 (6000 – 17000) Neutrófilos /ul 22312 (2500 – 12500) Linfocitos /ul 1593 (1000 – 4800) Monocitos /ul 1327 (150 – 1300) Eosinofilos /ul 0 (100 – 1200) Baciliformes /ul 797 (hasta 300) Indice Ictérico 25 (2 – 5)

PERFIL BIOQUIMICO Proteinas plasmáticas (g/dl)5.2 (6 – 8) Fibrinógeno (mg/dl) 1000 (200 – 400) Albúminas (g/dl) 1.8 (2.6 – 3.3) Globulinas (g/dl) 3.4 (2.7 – 4.4) ALAT (UI/LT) 32 (21 – 102) Fosfatasa Alcalina (UI/LT) 509 (20 – 156) GGT (UI/LT) 17 (1.2 – 6.4) Bilirrubina total (mg/dl) 3.3 (0.07 – 0.61) Bilirrubina indirecta (mg/dl) 1.5 (0.01 – 0.49) Bilirrubina directa (mg/dl) 1.8 (0.06 – 0.12)



EJERCICIO N° 17

• Equino , hembra, 20 años, FSC

Anorexia y depresión

HEMOGRAMA Eritrocitos/ul: 7.640.000 (6.8 – 12.9) Hemoglobina (g/dl) 13.6 (12 19) VG (%) 35 (32 53) VCM (fl) 46 (37 58) CHCM (g/dl) 38 (32 – 39) Leucocitos /ul 20600 (5400 – 14300) Baciliformes /ul 1854 (1 – 100) Neutrófilos /ul 16686 (2200 8500) Linfocitos /ul 1648 (1500 – 7700) Monocitos /ul 206 (25 – 1000) Eosinófilos /ul 0 (25 – 1000) Indice Ictérico 50 (5 – 20)

PERFIL BIOQUIMICO ASAT (UI/LT) 580 (1 – 270) CK (UI/LT) 45 (1 – 150) SDH (UI/LT) 54 (1 – 8) GGT (UI/LT) 251 (1 – 50) Fosfatasa alcalina (UI/LT) 589 (1 – 305) Proteinas plasmáticas (g/dl) 7 (5.8 – 8.7) Albúminas (g/dl) 2.9 (2.6 – 3.7) Globulinas(g/dl) 4.1 (2.6 – 4) Bilirrubina total (mg/dl) 28.2 (0.2 – 2) Bilirrubina directa (mg/dl) 9.8 (0.1 – 0.4) Bilirrubina indirecta (mg/dl) 18.4 (0.1 – 1.6) Ión amonio (NH3 ) 179 (13 – 109)



EJERCICIO N° 18

• Equino , hembra, 5 años, FSC

Llega a la clínica por malas carreras

HEMOGRAMA Eritrocitos/ul: 13.200.000 (6.8 – 12.9) Hemoglobina (g/dl): 19.8 (12 19) VG (%) 55 (32 53) VCM (fl) 42 (37 59) CHCM (g/dl) 36 (32 – 39) Leucocitos /ul 17200 (5400 – 14300) Neutrófilos /ul 15000 (2200 – 8600) Linfocitos /ul 1500 (1500 – 7700) Monocitos /ul 700 (1 – 1000) Eosinófilos /ul 0 (1 900) Baciliformes / ul 600 (1 – 300) Indice Ictérico 40 (1 – 20)

PERFIL BIOQUIMICO ASAT (UI/L) 450 (1 – 270) CK (UI/L) 195 (1 – 150) GGT (UI/L) 8 (1 – 50) Fosfatasa alcalina (UI/L) 301 (1 – 305) Proteinas plasmáticas (g/dl) 7.3 (5.8 – 8.7) Albúminas (g/dl) 3.8 (2.6 – 3.7) Globulinas (g/dl) 3.5 (2.6 – 4.2) Bilirrubina total (mg/dl) 2.5 (0.2 – 2) Bilirrubina directa (mg/dl) 0.1 (0.1 – 0.4) Bilirrubina indirecta (mg/dl) 2.4 (0.1 – 1.6)



EJERCICIO N° 19

• Equino , hembra, 3.5 años, FSC

Llega a la clínica por mal rendimiento.

HEMOGRAMA Eritrocitos/ul: 10.500.000 (6.8 – 12.9) Hemoglobina (g/dl): 16 (12 19) VG (%) 44 (32 53) VCM (fl) 42 (37 59) CHCM (g/dl) 36 (32 – 35) Leucocitos /ul 15800 (5400 – 14300) Neutrófilos /ul 15000 (2200 – 8600) Linfocitos /ul 1500 (1500 – 7700) Monocitos /ul 700 (25 – 1000) Eosinófilos /ul 0 (25 1000) Baciliformes / ul 600 (1 – 400) Indice Ictérico 15 (1 – 20)

PERFIL BIOQUIMICO ASAT (UI/L) 295 (1 – 270) CK (UI/L) 210 (1 – 150) GGT (UI/L) 52 (1 – 50) Fosfatasa alcalina (UI/L) 340 (1 – 305) Proteinas plasmáticas (g/dl) 7 (5.8 – 8.7) Albúminas (g/dl) 3.1 (2.6 – 4.7) Globulinas (g/dl) 3.9 (3.2 – 4.7)



EJERCICIO N° 20

• Equino , hembra, 3.5 años, FSC

Rehusa caminar. Evidencia dolor a la palpación de la grupa.

HEMOGRAMA Eritrocitos/ul: 13.900.000 (6.8 – 12.9) Hemoglobina (g/dl): 21.5 (12 19) VG (%) 57 (37 51) VCM (fl) 41 (35 54) CHCM (g/dl) 38 (32 – 39) Leucocitos /ul 13500 (5400 – 12500) Neutrófilos /ul 9800 (2200 – 8600) Linfocitos /ul 1800 (2047 – 7700) Monocitos /ul 1900 (25 – 1000) Eosinófilos /ul 0 (25 1000) Indice Ictérico 5 (1 – 20)

PERFIL BIOQUIMICO ASAT (UI/L) 1106 (1 – 270) CK (UI/L) 3336 (1 – 150) Fosfatasa alcalina (UI/L) 310 (1 – 305) Proteinas plasmáticas (g/dl) 8 (5.8 – 8.7) Albúminas (g/dl) 4.3 (2.6 – 4.0) Globulinas (g/dl) 3.7 (3.2 – 4.7)



EJERCICIO N° 21

• Bovino, hembra, mestiza, 5 años de edad.

Anorexia, depresión, linfoadenopatía generalizada.

HEMOGRAMA VG (%) 27 (24 48) Leucocitos /ul 326.000 (4000 12000) Neutrófilos /ul 3912 (600 4000) Linfocitos /ul 319.480 (2500 – 7500) Monocitos /ul 2608 (25 – 840) Eosinófilos /ul 0 (0 2400)

Frotis: Se observan gran cantidad de linfocitos inmaduros y atípicos.

PERFIL BIOQUIMICO Proteinas plasmáticas (g/dl) 8.6 (2.5 – 7.5)



EJERCICIO N° 22

• Canino, macho, 7 meses, Pastor Alemán.

Decaimiento progresivo. Presencia de ascitis.

HEMOGRAMA Eritrocitos/ul: 4.200.000 (5.5 – 8.5) Hemoglobina (g/dl): 9.2 (12 18) VG (%) 26 (37 55) VCM (fl) 62 (60 77) CHCM (g/dl) 35 (32 – 36) Anisocitosis + (+) Reticulocitos (%) 0.1 (0.1 – 1.5) Leucocitos/ul 11800 (6000 – 17000) Neutrófilos /ul 10856 (3000 – 11500) Linfocitos /ul 0 (1000 – 4800) Monocitos /ul 236 (150 – 1350) Eosinofilos /ul 0 (100 – 1250) Baciliformes /ul 590 (hasta 300) Metamielocitos /ul 118

* Algunos neutrófilos y precursores tóxicos

PERFIL BIOQUIMICO Proteinas plasmáticas (g/dl) 5 (6 – 8) Fibrinógeno (mg/dl) 1000 (200 – 400) Albúminas (g/dl) 2 (2.6 – 3.3) Globulinas (g/dl) 3 (2.7 – 4.4) ALAT (UI/LT) 105 (21 – 102) Fosfatasa Alcalina (UI/LT) 300 (20 – 156) GGT (UI/LT) 1.5 (1.2 – 6.4) Bilirrubina total (mg/dl) 0.3 (0.1 – 0.61) Bilirrubina indirecta (mg/dl) 0.2 (0.01 – 0.49) Bilirrubina directa (mg/dl) 0.1 (0.06 – 0.12) Bromosulfaleína (BSP)% 10 (5% a los 30 minutos)



EJERCICIO N° 23

• Equino, hembra, 4 años, FSC.

Llega con decaimiento, anorexia, ictericia y pérdida ponderal por varias semanas.

HEMOGRAMA Eritrocitos/ul: 13.200.000 (6.8 – 12.9) Hemoglobina (g/dl): 19.8 (12 19) VG (%) 55 (32 50) VCM (fl) 42 (37 58) CHCM (g/dl) 36 (32 – 38) Indice Ictérico 40 (5 – 20) Leucocitos /ul 17200 (5400 – 14300) Neutrófilos /ul 15000 (2200 – 8600) Linfocitos /ul 1500 (1500 – 7700) Monocitos /ul 700 (25 – 1000) Eosinófilos /ul 0 (25 1000) Baciliformes /ul 2500 (hasta 1000)

* Neutrófilos y precursores con basofilia difusa

PERFIL BIOQUIMICO ASAT (UI/LT) 390 (1 – 270) CK (UI/LT) 95 (1 – 150) GGT (UI/LT) 62 (1 – 50) Fosfatasa alcalina (UI/LT) 420 (1 – 305) Proteínas plasmáticas (g/dl) 8.1 (6 8) Albúminas (g/dl) 4 (2.6 – 3.7) Globulinas (g/dl) 4.1 (2.6 – 4) Fibrinógeno (mg/dl) 1200 (200 – 400) Bilirrubina total (mg/dl) 5.2 (0.2 – 2) Bilirrubina directa (mg/dl) 2.2 (0.2 – 1.6) Bilirrubina indirecta (mg/dl) 3.6 (0.1 – 0.4)



EJERCICIO N° 24

• Canino, hembra, 5 años, Poodle miniatura.

Dolor abdominal y vómitos.

HEMOGRAMA Eritrocitos/ul: 9.200.000 (5.5 – 8.5) Hemoglobina (g/dl): 18.9 (12 18) VG (%) 58 (37 55) VCM (fl) 63 (60 77) CHCM (g/dl) 33 (32 – 36) Leucocitos/ul 27300 (6000 – 17000) Neutrófilos /ul 21294 (3000 – 11500) Linfocitos /ul 546 (1000 – 4800) Monocitos /ul 546 (150 – 1350) Eosinofilos /ul 0 (100 – 1250) Baciliformes /ul 4914 (hasta 300)

PERFIL BIOQUIMICO Proteinas plasmáticas (g/dl) 9.3 (6 – 8) Albúminas (g/dl) 4.5 (2.6 – 3.3) Globulinas (g/dl) 4.8 (2.7 – 4.4) ALAT (UI/LT) 78 (21 – 102) Fosfatasa Alcalina (UI/LT) 101 (20 – 156) GGT (UI/LT) 4.1 (1.2 – 6.4) Amilasa (UI/LT) 2902 (185 – 700) Lipasa (UI/LT) 400 (13 – 200)



EJERCICIO N° 25

• Felino, macho, 2 años, Persa.

Presentado en la clínica por anorexia, pérdida de peso y depresión.

HEMOGRAMA Eritrocitos/ul: 4.100.000 (5 – 10) Hemoglobina (g/dl): 7 (8 15) VG (%) 21 (24 – 45) VCM (fl) 51 (39 – 55) CHCM (g/dl) 33 (30 – 36) Fibrinógeno (mg/dl) 200 (50 – 300) Indice Ictérico (U) 10 (2 – 5) Leucocitos /ul 6533 (5500 – 19500) Neutrófilos /ul 3887 (2500 – 12500) Linfocitos /ul 1731 (1500 – 7000) Monocitos /ul 98 (1 – 850) Eosinófilos /ul 196 (1 – 1500) Baciliformes /ul 621 (1 – 300)

PERFIL BIOQUIMICO NUS (mg/dl) 30 (20 – 30) Proteinas plasmáticas (g/dl) 7.8 (6 – 8) Albúminas (g/dl) 3.3 (2.1 – 3.3) Globulinas (g/dl) 4.5 (2.6 – 5.1) ALAT (UI/LT) 398 (6 – 83) GGT (UI/LT) 7 (1.3 – 5.1) Fosfatasa alcalina (UI/LT) 104 (25 – 93) Bilirrubina total (mg/dl) 3.5 (0.15 – 0.2) Bilirrubina directa (mg/dl) 2.1 Bilirrubina indirecta (mg/dl) 1.4



EJERCICIO N° 26

• Canino, macho, 5 años, San Bernardo.

Presentado al veterinario por anorexia, depresión y aumento de volumen bilateral a nivel pre escapular.

HEMOGRAMA Eritrocitos/ul: 4.200.000 (5.5 – 8.5) Hemoglobina (g/dl): 10.8 (12 18) VG (%) 30 (37 55) VCM (fl) 71 (60 77) CHCM (g/dl) 36 (32 – 36) Reticulocitos (%) 0.1 (0.1 – 1.5) Leucocitos /ul 14000 (6000 – 17000) Neutrófilos /ul 11300 (3000 – 11500) Linfocitos /ul 900 (1000 – 4800) Monocitos /ul 1000 (150 – 1350) Eosinófilos /ul 800 (100 – 1250)

PERFIL BIOQUIMICO Proteinas plasmáticas (g/dl) 11.6 (6 – 8) Albúminas (g/dl) 3 (2.6 – 3.3) Globulinas (g/dl) 8.6 (2.7 – 4.4) ALAT (UI/LT) 90 (21 – 102) Fosfatasa alcalina (UI/LT) 250 (20 – 156) GGT (UI/LT) 4.2 (1.2 – 6.4) NUS (mg/dl) 60 (10 – 28) Creatinina (mg/dl) 4.2 (0.5 – 1.5) Calcio (mg/dl) 19 (9 – 11.3) Fósforo inorgánico (mg/dl) 8 (2.6 – 6.2)

URIANÁLISIS (micción) Color: Amarillo ámbar Aspecto: Turbio pH: 6 (5 – 7) Densidad: 1011 (1015 – 1045) Proteina: + Glucosa: Bilirrubina: Cetonas: Sangre Oculta: Urobilinógeno: Normal

Sedimento: Células descamativas de transición y renales en regular cantidad Cilindros granulares finos en regular cantidad



EJERCICIO N° 27

• Equino, hembra, 5 años, Chileno.

Presentado al veterinario por sudoración profusa y dolor a la presión en la zona del anca.

HEMOGRAMA Eritrocitos/ul: 7.800.000 (5.5 – 7.5) Hemoglobina (g/dl): 13.5 (8 13) VG (%) 48 (24 44) VCM (fl) 53 (37 58) CHCM (g/dl) 35 (31 – 38) Trombocitos /ul 290.000 (250.000 – 500.000) Plasma amarillo transparente Leucocitos /ul 14100 (6000 – 12000) Neutrófilos /ul 11914 (2100 – 9000) Linfocitos /ul 415 (900 – 6000) Monocitos /ul 1288 (120 – 1200) Eosinófilos /ul 0 (120 – 1440) Baciliformes /ul 483 (hasta 240)

PERFIL BIOQUIMICO Proteinas plasmáticas (g/dl) 7.8 (5.8 – 8.7) Albúminas (g/dl) 3.9 (2.6 – 3.7) Globulinas (g/dl) 3.9 (2.6 – 4) ASAT (UI/LT) 1420 (226 – 365) Fosfatasa alcalina (UI/LT) 300 (143 – 395) NUS (mg/dl) 70 (10 – 24) Creatinina (mg/dl) 4.7 (1.2 – 1.9) CK (UI/LT) 320 (hasta 23) Glucosa (mg/dl) 112 (65 – 118) Fósforo inorgánico (mg/dl) 6.2 (3.1 – 5.6)

URIANÁLISIS (micción) Color: Café Aspecto: Turbio pH: 7.5 (7 8) Densidad: 1031 (1020 – 1050) Proteina: ++++ Glucosa: Negativo Bilirrubina: Negativo Cetonas: Negativo Sangre Oculta: ++++ Sedimento: Cristales de carbonato de calcio abundantes

Cilindros granulares escasos



EJERCICIO N° 28

• Equino, macho, 12 años, Percherón.

Presentado al veterinario por anorexia, depresión e ictericia.

HEMOGRAMA Eritrocitos/ul: 5.500.000 (6.9 – 12.9) Hemoglobina (g/dl): 11.2 (12 18) VG (%) 25 (32 53) VCM (fl) 45 (37 55) CHCM (g/dl) 44 (32 – 38) Leucocitos /ul 14800 (5400 – 14300) Neutrófilos /ul 13764 (2260 – 8580) Linfocitos /ul 592 (1500 – 7700) Monocitos /ul 444 (25 – 1000) Eosinófilos /ul 0 (25 1000) Trombocitos/ul 250.000 (200.000 – 500.000)

PERFIL BIOQUIMICO Proteinas plasmáticas (g/dl) 7.8 (5.8 – 8.7) Albúminas (g/dl) 3.9 (2.6 – 3.7) Globulinas (g/dl) 3.9 (2.6 – 4) ASAT (UI/LT) 518 (hasta 270) NUS (mg/dl) 150 (10 – 24) Creatinina (mg/dl) 5.6 (1.2 – 1.9) Bilirrubina total (mg/dl) 11.6 (0.1 – 2) Bilirrubina directa (mg/dl) 1.8 (0.05 – 0.5) Biirrubina indirecta (mg/dl) 9.8 (0.05 – 1.5)

URIANÁLISIS (micción) Color: Rojo Aspecto: Turbio pH: 8 (7 9) Densidad: 1015 (1020 – 1050) Proteina: +++ Glucosa: Negativo Bilirrubina: Cetonas: Negativo Sangre Oculta: ++++ Urobilinógeno: +++ Sedimento: Cristales de carbonato de calcio abundantes

Cilindros granulares escasos



EJERCICIO N° 29

• Canino, macho, 2 años, Old English Sheepdog.

Letargia, debilidad, mucosas pálidas, ictericia, actualmente en corticoterapia.

HEMOGRAMA Eritrocitos (x10 6 )/ul: 1.79 (5.5 – 8.5) Hemoglobina (g/dl): 4.4 (12 18) VG (%) 15 (37 55) VCM (fl) 84 (60 77) CHCM (g/dl) 29 (32 – 36) Anisocitosis +++ (+) Policromasia +++ (+) Reticulocitos (%) 24 (0.1 – 1.5) Eritrocitos nucleados/100 leucocitos 6 Morfología: esferocitosis Leucocitos/ul 44700 (corregidos) (6000 – 11500) Neutrófilos/ul 35760 (3000 – 11500) Linfocitos/ul 447 (1000 – 4800) Monocitos/ul 4023 (150 – 1350) Eosinófilos/ul 0 (100 – 1250) Baciliformes/ul 4470 (1 – 300) Trombocitos/ul 88.000 (200.000 – 500.000)

PERFIL BIOQUÍMICO Proteinas plasmáticas (g/dl) 6.5 (6 – 8) Albúminas (g/dl) 2.9 (2.6 – 3.3) Globulinas (g/dl) 3.6 (2.7 – 4.4) CK (UI/LT) 11 (1 – 23) ALAT (UI/LT) 536 (21 – 102) Fosfatasa alcalina (UI/LT) 625 (20 – 156) GGT (UI/LT) 3 (1.2 – 6.4) Bilirrubina total (mg/dl) 9.8 (0.07 – 0.61) Bilirrubina indirecta (mg/dl) 5.5 (0.01 – 0.49) Bilirrubina directa (mg/dl) 4.3 (0.06 – 0.12) NUS (mg/L) 18 (10 – 28) Creatinina (mg/dl) 0.5 (0.5 – 1.5) Glucosa (mg/dl) 93 (65 – 118) Calcio (mg/dl) 9.9 (9 – 11.3)

URIANÁLISIS (micción) Color: Amarillo Aspecto: Transparente pH: 7 (5 – 7) Densidad: 1027 (1015 – 1045) Proteina: Negativo Glucosa: Negativo Bilirrubina: ++



Cetonas: Negativo Sangre Oculta: Negativo Urobilinógeno: Normal Sedimento: Gotas de grasa

OTRAS PRUEBAS Test de Coombs: positivo Ehrlichia sp.: negativo



EJERCICIO N° 30

• Canino, macho, 5 años, Dachshund de pelo duro.

Presentado al veterinario por diarrea intermitente, pérdida ponderal. Buen apetito.

PERFIL BIOQUIMICO NUS (mg/dl) 32 (10 – 28) Creatinina (mg/dl) 1.8 (0.5 – 1.5) Proteínas totales (g/dl) 4.3 (6 – 8) Albúminas (g/dl) 1.6 (2.6 – 3.3) Globulinas (g/dl) 2.7 (2.7 – 4.4) Relación A/G 0.59 (0.59 – 1.1) Fosfatasa alcalina (UI/LT) 102 (20 – 156) ALAT (UI/LT) 42 (21 – 102)

URIANÁLISIS Color: Amarillo ámbar Aspecto: Transparente pH: 6.5 (5 – 7) Densidad: 1050 (1015 – 1045) Proteina: Bilirrubina: Cetonas: Sangre Oculta: Urobilinógeno: Normal Sedimento: Uratos amorfos escasos

PRUEBA DE ABSORCIÓN DE GRASAS

Muestra previa: plasma transparente Muestra post 2 hrs: plasma transparente

PRUEBA DE ABSORCIÓN DE GRASAS ADICIONANDO ENZIMAS PANCREÁTICAS

Muestra previa: plasma transparente Muestra post 2 hrs: plasma transparente



EJERCICIO N° 31

• Canino, hembra, 6 años, Norwegian Elkhound.

Presentado al veterinario por depresión, diarrea, pérdida ponderal y poliuria. Aumento de volumen vulvar y secreción mucosa abundante.

HEMOGRAMA Eritrocitos (x10 6 )/ul: 4.1 (5.5 – 8.5) Hemoglobina (g/dl): 9.9 (12 – 18) VG (%) 30 (37 – 55) VCM (fl) 72 (60 – 77) CHCM (g/dl) 33 (32 – 36) Anisocitosis + (+) Policromasia + (+) Reticulocitos (%) 0.5 (0.1 – 1.5) Leucocitos/ul 11325 (6000 – 17000) Neutrófilos/ul 10300 (3000 – 11500) Linfocitos/ul 704 (1000 – 4800) Monocitos/ul 301 (150 – 1350) Eosinófilos/ul 20 (100 – 1250)

PERFIL BIOQUIMICO Proteinas plasmáticas (g/dl) 5.1 (6 – 8) Albúminas (g/dl) 2 (2.6 – 3.3) Globulinas (g/dl) 3.1 (2.7 – 4.4) Creatinina (mg/dl) 1 (0.5 – 1.5) ALAT (UI/LT) 100 (21 – 102) Fosfatasa alcalina (UI/LT) 150 (20 – 156) NUS (mg/dl) 10 (10 – 28) Glucosa (mg/dl) 220 (65 – 118) Amilasa (UI) 200 (185 – 700) Lipasa (UI) 150 (13 – 200)

URIANÁLISIS (micción) Color: Amarillo pálido Aspecto: Turbio pH: 6 (5 – 7) Densidad: 1014 (1015 – 1045) Proteina: Glucosa: ++++ Bilirrubina: Cetonas: +++ Sangre Oculta: + Urobilinógeno: Normal Sedimento: abundante cantidad de células escamosas,

eritrocitos en regular cantidad



EJERCICIO N° 32

• Canino, hembra, 13 años, Greyhound.

Presentado en la clínica por abdomen penduloso y alopecia. Atrofia muscular generalizada, poliuria, polidipsia, normorexia.

HEMOGRAMA Eritrocitos (x10 6 )/ul: 9.2 (5.5 – 8.5) Hemoglobina (g/dl): 18.9 (12 18) VG (%) 58 (37 55) VCM (fl) 63 (60 77) CHCM (g/dl) 33 (32 – 36) Anisocitosis + (+) Policromasia + (+) Reticulocitos (%) 0.5 (0.1 – 1.5) Leucocitos/ul 16700 (6000 – 17000) Neutrófilos/ul 14524 (3000 – 11500) Linfocitos/ul 696 (1000 – 4800) Monocitos/ul 1480 (150 – 1350) Eosinófilos/ul 0 (100 – 1250)

PERFIL BIOQUÍMICO Proteinas plasmáticas (g/dl) 7.5 (6 – 8) Albúminas (g/dl) 3.6 (2.6 – 3.3) Globulinas (g/dl) 4.4 (2.7 – 4.4) ALAT (UI/LT) 80 (21 – 102) Fosfatasa alcalina (UI/LT) 1463 (20 – 156) GGT (UI/LT) 3 (1.2 – 6.4) Bilirrubina total (mg/dl) 0.4 (0.07 – 0.61) Bilirrubina indirecta (mg/dl) 0.3 (0.01 – 0.49) Bilirrubina directa (mg/dl) 0.1 (0.06 – 0.12) NUS (mg/dl) 31 (10 – 28) Creatinina (mg/dl) 1.1 (0.5 – 1.5) Glucosa (mg/dl) 144 (65 – 118)

URIANÁLISIS (cistocéntesis) Color: Amarillo ámbar Aspecto: Transparente pH: 6.5 (5 – 7) Densidad: 1014 (1015 – 1045) Proteina: Bilirrubina: Cetonas: Sangre Oculta: Urobilinógeno: Normal Sedimento: Uratos amorfos escasos



PRUEBAS DE ESTIMULACIÓN CON ACTH

Cortisol basal (nmol/L): 4.2 (0.5 3.0) Cortisol postestimulación con ACTH (nmol/L): 9.9

PRUEBA DE SUPRESIÓN CON DEXAMETASONA A DOSIS ALTA

Cortisol basal (nmol/L): 4.15 (0.5 3.0) Cortisol post supresión con dexametasona (nmol/L): 2.9

OTROS EXÁMENES

Hormona antidiurética (ADH): Baja actividad



EJERCICIO N° 33

• Canino, hembra, 2 años de edad, Doberman Pinsher.

Leve hemorragia vaginal desde su parto hace 8 semanas.

HEMOGRAMA Eritrocitos (x10 6 )/ul: 5.6 (5.5 – 8.5) Hemoglobina (g/dl): 12.1 (12 18) VG (%) 37 (37 55) VCM (fl) 66 (60 77) CHCM (g/dl) 33 (32 – 36) Anisocitosis ++ (+) Policromasia ++ (+) Reticulocitos (%) 2 (0.1 – 1.5) Leucocitos/ul 25000 (6000 – 11500) Neutrófilos/ul 23150 (3000 – 11500) Linfocitos/ul 900 (1000 – 4800) Monocitos/ul 950 (150 – 1350) Eosinófilos/ul 0 (100 – 1250) Trombocitos/ul 250.000 (200.000 – 500.000)

PERFIL BIOQUÍMICO Proteinas plasmáticas (g/dl) 6.5 (6 – 8) Albúminas (g/dl) 2.8 (2.6 – 3.3) Globulinas (g/dl) 3.7 (2.7 – 4.4) ALAT (UI/LT) 40 (21 – 102) Fosfatasa alcalina (UI/LT) 100 (20 – 156) GGT (UI/LT) 5.6 (1.2 – 6.4) Glucosa (mg/dl) 90 (65 – 118)

PERFIL HEMOSTÁTICO Tiempo de sangría (min): 28 (1 – 5) Tiempo de coagulación (min): 14 (3 – 13) Tiempo de protrombina (seg): 12 (9 – 14) Tiempo de tromboplastina parcial (seg): 25 (14 – 22) Tiempo de trombina (seg): 8 (7 12) Fibrinógeno (mg/dl) 100 (200 – 400)



EJERCICIO N° 34

• Canino, macho, 8 semanas de edad, Pointer alemán.

Melena y palidez de mucosas hace varios días.

HEMOGRAMA Eritrocitos (x10 6 )/ul: 1.59 (5.5 – 8.5) Hemoglobina (g/dl): 3.9 (12 18) VG (%) 13 (37 55) VCM (fl) 81 (60 77) CHCM (g/dl) 30 (32 – 36) Anisocitosis +++ (+) Policromasia +++ (+) Reticulocitos (%) 16.6 (0.1 – 1.5) Eritrocitos nucleados/100 leucocitos 3 Leucocitos/ul 17500 (6000 – 11500) Neutrófilos/ul 13650 (3000 – 11500) Linfocitos/ul 2625 (1000 – 4800) Monocitos/ul 525 (150 – 1350) Eosinófilos/ul 700 (100 – 1250) Baciliformes/ul 10 (1 – 300) Trombocitos/ul 653.000 (200.000 – 500.000)

PERFIL BIOQUÍMICO Proteinas plasmáticas (g/dl) 3.8 (6 – 8) Albúminas (g/dl) 1.8 (2.6 – 3.3) Globulinas (g/dl) 2.0 (2.7 – 4.4)

PERFIL HEMOSTÁTICO Tiempo de sangría (min): 4 (1 – 5) Tiempo de coagulación (min): 8 (3 – 13) Tiempo de protrombina (seg): 12 (9 – 14) Tiempo de tromboplastina parcial (seg): 15 (14 – 22) Tiempo de trombina (seg): 5 (4 – 7) Productos de degradación de fibrina (ug/ml) 30 (hasta 32)

TEST COPROPARASITARIO Ancylostoma (huevos): positivo



EJERCICIO N° 35

• Canino, hembra esterilizada, 2 años de edad, Bulldog Inglés.

Epistaxis, equimosis en mucosa oral, anorexia y depresión.

HEMOGRAMA Eritrocitos (x10 6 )/ul: 3.8 (5.5 – 8.5) Hemoglobina (g/dl): 8.3 (12 18) VG (%) 25 (37 55) VCM (fl) 64 (60 77) CHCM (g/dl) 33 (32 – 36) Anisocitosis ++ (+) Policromasia ++ (+) Reticulocitos (%) 1.8 (0.1 – 1.5) Fibrinógeno (mg/dl) 50 (200 – 400) Leucocitos/ul 35.300 (6000 – 11500) Neutrófilos/ul 23.827 (3000 – 11500) Linfocitos/ul 706 (1000 – 4800) Monocitos/ul 3001 (150 – 1350) Eosinófilos/ul 0 (100 – 1250) Baciliformes /ul 7.060 (1 – 300) Trombocitos/ul 83.000 (200.000 – 500.000)

PERFIL HEMOSTÁTICO Tiempo de sangría (min): 11 (1 – 5) Tiempo de coagulación (min): 18 (3 – 13) Tiempo de protrombina (seg): 19.1 (9 – 14) Tiempo de tromboplastina parcial (seg): 42.2 (14 – 22) Tiempo de trombina (seg): 18.2 (7 12) Productos de degradación de la fibrina (mg) 128 (1 – 64)



EJERCICIO N° 36

• Canino, macho, 10 años, Spitz.

Criptorquideo bilateral, próstata aumentada de volumen, disuria.

HEMOGRAMA Eritrocitos (x10 6 )/ul: 2.21 (5.5 – 8.5) Hemoglobina (g/dl): 5.3 (12 18) VG (%) 15.1 (37 55) VCM (fl) 68 (60 77) CHCM (g/dl) 35 (32 – 36) Anisocitosis + (+) Policromasia + (+) Reticulocitos (%) 0.3 (0.1 – 1.5) Leucocitos/ul 1600 (6000 – 11500) Neutrófilos/ul 464 (3000 – 11500) Linfocitos/ul 928 (1000 – 4800) Monocitos/ul 16 (150 – 1350) Eosinófilos/ul 16 (100 – 1250) Baciliformes/ul 176 (1 – 300) Trombocitos/ul 6.000 (200.000 – 500.000)

URIANÁLISIS (catéter) Color: Amarillo Aspecto: Turbio pH: 8 (5 – 7) Densidad: 1035 (1015 – 1045) Proteina: + Glucosa: Negativo Bilirrubina: + Cetonas: Negativo Sangre Oculta: Negativo Urobilinógeno: Normal Sedimento: Abundantes leucocitos, moderada cantidad

de eritrocitos, abundante cantidad de células escamosas

ASPIRADO DE MÉDULA ÓSEA

Resultado: Partículas hipocelulares, grasosas y pequeñas, compuestas principalmente de células de estroma medular.



EJERCICIO N° 37

• Canino, hembra esterilizada, 5 años, Bullmastiff.

Letargia, debilidad, mucosas pálidas, melena.

HEMOGRAMA Eritrocitos (x10 6 )/ul: 2.25 (5.5 – 8.5) Hemoglobina (g/dl): 4.0 (12 18) VG (%) 12.8 (37 55) VCM (fl) 57 (60 77) CHCM (g/dl) 31.3 (32 – 36) Anisocitosis ++ (+) Policromasia ++ (+) Reticulocitos (%) 3.6 (0.1 – 1.5) Eritrocitos nucleados/100 leucocitos 2 Leucocitos/ul 40100 (6000 – 11500) Neutrófilos/ul 35689 (3000 – 11500) Linfocitos/ul 1203 (1000 – 4800) Monocitos/ul 2807 (150 – 1350) Eosinófilos/ul 100 (100 – 1250) Baciliformes/ul 401 (1 – 300) Trombocitos/ul 771.000 (200.000 – 500.000)

URIANÁLISIS (catéter) Color: Amarillo Aspecto: Transparente pH: 7 (5 – 7) Densidad: 1017 (1015 – 1045) Proteina: Negativo Glucosa: Negativo Bilirrubina: Negativo Cetonas: Negativo Sangre Oculta: Negativo Urobilinógeno: Normal Sedimento: Cristales amorfos

ASPIRADO DE MÉDULA ÓSEA

Resultado: Tejido hipercelular, megacariocitos aumentados, relación M:E normalalta, gran cantidad de rubricitos y metarrubricitos, ausencia de fierro en macrófagos.



EJERCICIO N° 38

• Canino, macho, 1.3 años, Mestizo.

Presentado al veterinario por acúmulo de líquido en el abdomen por aproximadamente 3 semanas.

PERFIL BIOQUIMICO Proteinas plasmáticas (g/dl) 5.6 (6 – 8) Albúminas (g/dl) 1.2 (2.6 – 3.3) Globulinas (g/dl) 4.4 (2.7 – 4.4) ALAT (UI/LT) 18 (21 – 102) GGT (UI/LT) 2 (1.2 – 6.4) Fosfatasa alcalina (UI/LT) 22 (20 – 156) Bilirrubina total (mg/dl) 0.2 (0.07 – 0.61) NUS (mg/dl) 5.5 (10 – 28) Amonio sanguíneo (ug/dl) 140 (19 – 120) Bromosulfaleína (%) 13.5 (hasta 5)

ANALISIS DE FLUIDO ABDOMINAL Color: Incoloro Aspecto: Transparente Proteinas: 1.8 g/dl Células totales: 210/ul Sedimento: Escasos neutrófilos y células mesoteliales.



EJERCICIO N° 39

• Felino, macho castrado, 4 años, siamés.

Presentado en la clínica por anorexia, abultamiento abdominal por 1 a 2 semanas, letargia, hemorragia iridal, condición corporal 1.5 – 2.0.

HEMOGRAMA Eritrocitos/ul: 4.250.000 (5 – 10) Hemoglobina (g/dl): 7.8 (8 15) VG (%) 21 (24 – 45) VCM (fl) 51 (39 – 55) CHCM (g/dl) 33 (30 – 36) Reticulocitos (%) 0.1 (0.1 – 1.5) Fibrinógeno (mg/dl) 200 (50 – 300) Indice Ictérico (U) 4 (2 – 5) Leucocitos/ ul 20600 (5500 – 19500) Neutrófilos /ul 15769 (2500 – 12500) Linfocitos /ul 1090 (1500 – 7000) Monocitos /ul 515 (1 – 850) Eosinófilos /ul 0 (1 – 1500) Baciliformes 1236 (1 – 300)

PERFIL BIOQUÍMICO NUS (mg/dl) 25 (20 – 30) Proteinas plasmáticas (g/dl) 9.3 (6 – 8) Albúmina (g/dl) 1.9 (2.1 – 3.3) Globulinas (g/dl) 7.4 (2.6 – 5.1) ALAT (UI/LT) 33 (6 – 83) GGT (UI/LT) 2.1 (1.3 – 5.1) Fosfatasa alcalina (UI/LT) 44 (25 – 93) Bilirrubina total (mg/dl) 0.18 (0.15 – 0.2) Bilirrubina directa (mg/dl) 0.1 Bilirrubina indirecta (mg/dl) 0.08



EJERCICIO N° 40

• Canino, macho, 7.5 años, Pug.

Presentado al veterinario por vómitos, anorexia y aumento de volumen abdominal.

HEMOGRAMA Eritrocitos (x10 6 )/ul: 2.5 (5.5 – 8.5) Hemoglobina (g/dl): 6.3 (12 18) VG (%) 18 (37 55) VCM (fl) 71 (60 77) CHCM (g/dl) 35 (32 – 36) Reticulocitos (%) 0.1 (0.1 – 1.5) Trombocitos 290.000 (250.000 – 500.000) Leucocitos/ul 20100 (6000 – 17000) Neutrófilos/ul 16894 (3000 – 11500) Linfocitos/ul 704 (1000 – 4800) Monocitos/ul 301 (150 – 1350) Eosinófilos/ul 20 (100 – 1250)

PERFIL BIOQUÍMICO Proteinas plasmáticas (g/dl) 3.4 (6 – 8) Albúminas (g/dl) 0.7 (2.6 – 3.3) Globulinas (g/dl) 2.7 (2.7 – 4.4) ALAT (UI/LT) 21 (21 – 102) Fosfatasa alcalina (UI/LT) 243 (20 – 156) NUS (mg/dl) 133 (10 – 28) Creatinina (mg/dl) 4.1 (0.5 – 1.5) Relación A/G 0.26 (0.59 – 1.1) Glucosa (mg/dl) 112 (65 – 118) Calcio (mg/dl) 19 (9 – 11.3) Fósforo inorgánico (mg/dl) 9.3 (2.6 – 6.2)

URIANÁLISIS Color: Amarillo pálido Aspecto: Turbio pH: 7 (5 – 7) Densidad: 1010 (1015 – 1045) Proteina: ++++ Glucosa: Negativo Bilirrubina: Negativo Sangre Oculta: Negativo Urobilinógeno: Normal Sedimento: Células descamativas de transición y renales

en regular cantidad Cilindros granulares finos en regular cantidad



ANALISIS DE FLUIDO ABDOMINAL Color: Incoloro Aspecto: Transparente Proteinas: 1.9 g/dl Células totales: 200/ul Frotis: Linfocitos, células mesoteliales y neutrófilos

escasos.



EJERCICIO N° 41

• Canino, macho, 11 años, Yorkshire terrier.

Presentado en la clínica porque tose mucho cuando se ejercita.

HEMOGRAMA Eritrocitos (x10 6 )/ul: 8.8 (5.5 – 8.5) Hemoglobina (g/dl): 20 (12 18) VG (%) 62 (37 55) VCM (fl) 70 (60 77) CHCM (g/dl) 32 (32 – 36) Anisocitosis ++ (+) Policromasia ++ (+) Reticulocitos (%) 5 (0.1 – 1.5)

Leucocitos/ul 17000 (6000 – 11500) Neutrófilos/ul 14430 (3000 – 11500) Linfocitos/ul 990 (1000 – 4800) Monocitos/ul 1500 (150 – 1350) Eosinófilos/ul 80 (100 – 1250)

PERFIL BIOQUÍMICO Proteinas plasmáticas (g/dl) 7 (6 – 8) Albúminas (g/dl) 2.7 (2.6 – 3.3) Globulinas (g/dl) 4.3 (2.7 – 4.4) ALAT (UI/LT) 40 (21 – 102) Fosfatasa alcalina (UI/LT) 95 (20 – 156) GGT (UI/LT) 3 (1.2 – 6.4) Bilirrubina total (mg/dl) 0.3 (0.07 – 0.61) Bilirrubina indirecta (mg/dl) 0.2 (0.01 – 0.49) Bilirrubina directa (mg/dl) 0.1 (0.06 – 0.12) NUS (mg/L) 35 (10 – 28) Creatinina (mg/dl) 3.1 (0.5 – 1.5)

URIANÁLISIS Color: Amarillo Aspecto: Transparente pH: 6.3 (5 – 7) Densidad: 1050 (1015 – 1045) Proteina: Negativo Glucosa: Negativo Sangre Oculta: Negativo Urobilinógeno: Normal Sedimento: Cristales de Urato, amorfos, escasos.



ANALISIS DE FLUIDO ABDOMINAL Color: Amarillo pálido Aspecto: Turbio Proteinas: 4.9 g/dl Células totales: 1500/ul Sedimento: 80% linfocitos, 20% células mesoteliales.



EJERCICIO N° 42

• Canino, macho, 6 años, Pointer.

Presentado al veterinario por vómitos, anorexia y aumento de volumen abdominal.

HEMOGRAMA Eritrocitos/ul: 2.510.000 (5.5 – 8.5) Hemoglobina (g/dl): 6.3 (12 18) VG (%) 18 (37 55) VCM (fl) 71 (60 77) CHCM (g/dl) 35 (32 – 36) Reticulocitos (%) 0.1 (0.1 – 1.5) Trombocitos /ul 290.000 (250.000 – 500.000)

Leucocitos /ul 20100 (6000 – 17000) Neutrófilos /ul 16894 (3000 – 11500) Linfocitos /ul 704 (1000 – 4800) Monocitos /ul 301 (150 – 1350) Eosinófilos /ul 0 (100 – 1250)

PERFIL BIOQUIMICO Proteinas plasmáticas (g/dl) 3.4 (6 – 8) Albúminas (g/dl) 0.7 (2.6 – 3.3) Globulinas (g/dl) 2.7 (2.7 – 4.4) ALAT (UI/LT) 21 (21 – 102) Fosfatasa alcalina (UI/LT) 43 (20 – 156) NUS (mg/dl) 133 (10 – 28) Creatinina (mg/dl) 4.1 (0.5 – 1.5) Relación A/G 0.26 (0.59 – 1.1) Glucosa (mg/dl) 112 (65 – 118)

URIANÁLISIS Color: Amarillo ámbar Aspecto: Turbio pH: 7 (5 – 7) Densidad: 1016 (1015 – 1045) Proteina: ++++ Glucosa: Negativo Bilirrubina: Negativo Sangre Oculta: Negativo Urobilinógeno: Normal Sedimento: Células descamativas de transición y renales

en regular cantidad Cilindros granulares finos en regular cantidad



ANALISIS DE FLUIDO ABDOMINAL Color: Incoloro Aspecto: Transparente Proteinas: 1.9 g/dl Células totales: 200/ul Frotis: Linfocitos, células mesoteliales y neutrófilos

escasos.



EJERCICIO N° 43

• Canino, macho, 5 meses, Braco Italiano.

Presentado en la clínica por claudicación de elevación en miembro anterior izquierdo.

HEMOGRAMA Eritrocitos (x10 6 )/ul: 4.1 (5.5 – 8.5) Hemoglobina (g/dl): 9.9 (12 18) VG (%) 30 (37 55) VCM (fl) 72 (60 77) CHCM (g/dl) 33 (32 – 36) Anisocitosis +++ (+) Policromasia +++ (+) Reticulocitos (%) 4.5 (0.1 – 1.5) Proteinas plasmáticas (g/dl) 5.2 (6 – 8) Fibrinógeno 150 (200 – 400)

PERFIL BIOQUÍMICO Proteinas plasmáticas (g/dl) 7 (6 – 8) Albúminas (g/dl) 2.7 (2.6 – 3.3) Globulinas (g/dl) 4.3 (2.7 – 4.4) ALAT (UI/LT) 100 (21 – 102) Fosfatasa alcalina (UI/LT) 95 (20 – 156) GGT (UI/LT) 3 (1.2 – 6.4) Bilirrubina total (mg/dl) 0.3 (0.07 – 0.61) Amonio sanguíneo (ug/dl) 100 (19 – 120)

URIANÁLISIS Color: Rojo Aspecto: Turbio pH: 6.5 (5 – 7) Densidad: 1040 (1015 – 1045) Proteina: ++++ Glucosa: Negativo Cetonas: Negativo Sangre Oculta: ++++ Urobilinógeno: Normal Sedimento: Eritrocitos abundantes

PERFIL HEMOSTÁTICO Tiempo de sangría (min): 4 (1 – 5) Tiempo de coagulación (min): 4 (3 – 13) Tiempo de protrombina (seg): 30 (9 – 14) Tiempo de tromboplastina parcial (seg): 35 (14 – 22) Tiempo de trombina (seg): 5 (4 – 7) PDF (ug/ml): 30 (hasta 32) Plaquetas/ul: 200.000 (200.000 – 500.000)



ANALISIS DE LIQUIDO SINOVIAL (Miembro anterior izquierdo). Color: Rojo Aspecto: Turbio Prueba de Mucina: Gran número de pequeños coágulos

Muestra sin heparina coagulada Células totales: 5000/ul Frotis: Abundante cantidad de eritrocitos, 80%

linfocitos y monocitos, 20% neutrófilos.

hematologia_clinica_cve_792

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