FACULTAD DE CIENCIAS BIOLÓGICAS DEPARTAMENTO DE CIENCIAS BIOLÓGICAS

FISIOLOGÍA GENERAL y NEUROFISIOLOGÍA BIO – B70, 2014

GUIAS DE SEMINARIOS y TRABAJOS PRÁCTICOS

SEMINARIO MEMBRANAS y MECANISMOS DE TRANSPORTE

1. a) Utilizando la figura, señale los principales componentes de la membrana celular.

b) Mencione 3 funciones de la membrana plasmática. 2. a) Utilizando la figura, indique que tipo de proteínas se pueden encontrar en las membranas de

las células eucariontes.

b) Mencione a lo menos 3 funciones de las proteínas de membrana y de un ejemplo de cada una. c) ¿Por qué el transporte a través de la membrana plasmática es tan importante?

d) ¿Qué moléculas podrían atravesar una membrana que no presenta proteínas de transmembrana?

3. La siguiente figura muestra los distintos tipos de transporte que se presentan en la membrana plasmática. Indique la característica de cada uno de ellos, y mencione qué tipo de moléculas se transportan en cada caso.

4. ¿Cuáles de los siguientes procesos son ejemplos de transporte activo y cuáles lo son de transporte pasivo?

- difusión simple - difusión facilitada - exocitosis - osmosis - endocitosis

5. Se estudió la permeabilidad y la tasa de difusión de 4 solutos en una bicapa lipídica. La tabla muestra el radio molecular y el coeficiente de partición de cada uno de estos 4 solutos.

SOLUTO RADIO MOLECULAR, Å COEFICIENTE DE PARTICION

A 20 1.0

B 20 2.0

C 40 1.0

D 40 0.5

Utilice la información de la tabla para responder las siguientes preguntas:

a) ¿Qué ecuación describe el coeficiente de difusión para un soluto? ¿Cuál es la relación entre radio molecular y coeficiente de difusión?

b) ¿Qué ecuación relaciona la permeabilidad con el coeficiente de difusión? ¿cuál es la relación entre radio molecular y permeabilidad?

c) ¿Cuál es la relación entre coeficiente de partición y permeabilidad?

d) De los 4 solutos que se muestran en la tabla ¿Cuál es el que tiene la más alta

permeabilidad en la bicapa lipídica? ¿y la más baja?

e) Dos soluciones con diferente concentración del soluto A están separadas por una bicapa lipídica que tiene un área de 1 cm

2. La concentración de soluto A en el lado 1 es 20

mmol/ml y en el lado 2 es de 10 mmol/ml. La permeabilidad de la bicapa para el soluto A es 5 x 10

–5 cm/seg. ¿Cuál es la dirección y tasa neta de difusión del soluto A en la bicapa

lipídica? 6. La información que se muestra en la siguiente tabla corresponde a 6 diferentes soluciones.

SOLUCION SOLUTO CONCENTRACIÓN ( mmol/L )

g σ

1 Urea 1 1.0 0

2 NaCl 1 1.85 0.5

3 NaCl 2 1.85 0.5

4 KCl 1 1.85 0.4

5 Sacarosa 1 1.0 0.8

6 Albumina 1 1.0 1.0

a) ¿Cuál es la osmolaridad y como se calcula? b) ¿Qué es la osmosis? ¿qué es la presión osmótica? ¿qué es la presión osmótica efectiva?

c) ¿Hay algunas soluciones de la tabla que sean isoosmóticas?

d) ¿Qué solución de la tabla es hiperosmótica con respecto a otras? ¿Cuál es hipoosmótica? e) El manitol es un azúcar que no atraviesa la barrera hematoencefálica. Explique porqué se

puede describir al manitol como osmóticamente activo. ¿Cómo podría su administración clínica ayudar a evitar el edema cerebral en un traumatismo encéfalo-craneano?

7. Un sujeto sufre una hemorragia y pierde 1 litro de sangre. Explique:

a) ¿Qué sucederá con la osmolaridad del medio extracelular? b) ¿Qué sucederá con la concentración y la cantidad de Na

+ en el líquido extracelular?

c) ¿Qué sucederá con el volumen extracelular? d) ¿Qué medida implementaría Ud. para reponer el volumen perdido en forma inmediata?

¿Y a corto plazo?

8. a) Defina el término tonicidad b) ¿Qué determina la tonicidad de una solución respecto de una célula? c) Indique, a que tipo de medio (tonicidad) corresponde cado uno de los recuadros en A y

relacione con el efecto que tendría en la célula que se muestran en el recuadro B.

9. Francisco es un paciente que ha perdido volumen extracelular debido a una severa infección gastrointestinal. A Ud. le corresponde reponer este volumen.

a) ¿Qué características debería tener la solución que le va a administrar? b) ¿La administración será oral o intravenosa? ¿Por qué? c) ¿Qué sucedería si Ud. le administrara sólo agua?

10. Tomás es un niño que ha tenido problemas de salud casi constantes desde su nacimiento: episodios recurrentes de infecciones respiratorias, problemas digestivos y durante los últimos meses, pérdida de peso. Hace unos días atrás fue llevado al servicio de urgencias porque estaba con gran dificultad respiratoria, básicamente porque sus vías aéreas estaban llenas de mucosidades espesas. Lo más probable es que Tomás sufra de Fibrosis Quística. En la Fibrosis Quística, las mucosidades espesas causan congestión respiratoria que amenaza la vida y proporciona un caldo de cultivo para bacterias infecciosas. La mucosidades espesas son el resultado directo de CFTR defectuosos (Cystic fibrosis transmembrane conductance regulator).

a) Averigüe que es el CFTR y cuales son sus características. b) ¿En que parte de la célula se ubican los CFTR? c) ¿En qué tipo de células y sistemas orgánicos se encuentran los CFTR? d) ¿Por qué los CFTR defectuosos de Tomás, le generan mucosidades espesas en las vías

aéreas? Recuerde que el agua se mueve a través de una membrana en respuesta a un gradiente de concentración de soluto (osmosis).

e) ¿Qué otras fallas orgánicas podría tener Tomás, como consecuencia de sus CFTR

defectuosos?

A

B

SEMINARIO EXCITABILIDAD I 1. En el siguiente experimento (ver figura) se dispone de una célula en la que se registrará la diferencia de voltaje o potencial que hay a través de la membrana celular. La célula se pincha con un microelectrodo y la diferencia de potencial entre el medio extra e intracelular se registra, por ejemplo, en un osciloscopio. El amplificador en la figura permite aumentar el tamaño de la señal. El electrodo de referencia permanece fuera de la célula que está bañada en una solución salina.

a) ¿Cómo es la diferencia de voltaje cuando el electrodo de registro está fuera de la célula? b) Cuando la célula se pincha con electrodo ¿Qué sucede con la diferencia de voltaje que se

registra ahora? c) ¿Por qué las células tienen una diferencia de voltaje a través de la membrana? d) ¿Cómo es esa diferencia de potencial en el tiempo? e) ¿Cuál es la función que cumple la Na

+ K

+ ATPasa en relación al potencial de reposo de una

célula?

2. La siguiente tabla indica las concentraciones típicas de los iones Na

+ y K

+ en el medio

extracelular e intracelular de una célula de mamífero.

Ión Intracelular (mM)

Extracelular (mM)

Na+ 15 145

K+ 140 4,5

a) Con los datos de la tabla, indique el sentido del movimiento pasivo de Na

+ y K

+.

b) Por qué vía atraviesan los iones en forma pasiva la membrana plasmática? c) Con la siguiente figura y considerando la tabla anterior, explique hacia dónde están orientadas la

fuerza eléctrica y la química para el caso del K+.

d) Utilice esta figura para explicar hacia dónde están orientadas la fuerza eléctrica y la química para el caso del Na

+.

e) Suponga que la magnitud de la fuerza eléctrica es igual y contraria con la magnitud de la fuerza

química ¿Cómo se llamará esta condición? 3. ¿Qué es el potencial de equilibrio de un ión? ¿Cómo se puede calcular? 4. La siguiente tabla muestra el valor de potencial de equilibrio del Na

+, K

+ y Cl

- y el potencial de

membrana de una fibra muscular esquelética.

Ión Potencial de equilibrio (mV)

Potencial de membrana (mV)

Na+ +67 -90

K+ -95

Cl- -89

a) ¿Cuál especie iónica está más cerca y más lejos del equilibrio cuando la célula está en reposo? b) ¿Qué puede decir del potencial de equilibrio del K

+ en relación al potencial de membrana?

5.- Una fibra muscular tiene una concentración de K+ intracelular de 155 mM y de 4 mM en el medio

extracelular. Si el potencial de membrana medido es de –70 mVolt y la temperatura es 37°C. a) Determine si el K

+ está o no, en equilibrio electroquímico a través de la membrana

b) ¿Qué potencial de membrana debiera existir para que el K

+ esté en equilibrio?

6.- Una célula tiene una concentración intracelular de Na

+ de 10 mM y la concentración extracelular

es de 145 mM, a una temperatura de 37°C a) ¿Cuál será el potencial de equilibrio para el Na

+?

b) La ouabaina es una sustancia química de origen vegetal y animal que tiene la propiedad de

bloquear la Na+ K

+ ATPasa. Si la célula se incubara con ouabaina por largo tiempo ¿qué

esperaría Ud. que suceda con las gradientes de Na+ y K

+? ¿qué le pasaría al potencial de

reposo de la célula? Fundamente su respuesta. 7. ¿Se puede utilizar la ecuación de Nernst para calcular el potencial de reposo de una célula? Fundamente su respuesta. 8. Se tienen 3 situaciones experimentales y en cada una de ellas hay 2 compartimentos separados por una membrana con permeabilidad selectiva sólo para el K

+. En los 3 experimentos, la

temperatura es de 37°C.

a) ¿En cuál de los 3 experimentos el K+ está en equilibrio electroquímico?

b) ¿En cuál de los 3 experimentos el flujo neto de K+

es igual a cero? c) ¿En cuál de los 3 experimentos la gradiente de concentración es mayor que la fuerza

eléctrica? d) Si la gradiente de concentración es de mayor magnitud que la fuerza eléctrica, ¿hacia

donde el flujo de K+ es mayor, de 1 a 2 o de 2 a 1?

Fundamente sus respuestas.

9. En el siguiente experimento, se estimuló una neurona mediante un microelectrodo de estimulación y con otro electrodo se registró el potencial de membrana, tal como se muestra en la figura. A: esquema del montaje experimental y registro del potencial de membrana (Vrest: potencial de membrana en reposo). B: la estimulación se hizo mediante pulsos cuadrados de corriente que tenían intensidad y duración definidas.

a) Señale a qué tipo de cambio del potencial corresponden 1 y 2, 3 y 4. b) ¿Cuáles con las principales características que tienen este tipo de respuestas? c) Note que en 2, el potencial de membrana llega a cierto valor desde el que se genera un potencial

de acción. ¿Cómo se llama ese valor de potencial? d) ¿Cómo se llaman los estímulos que llevan el potencial de membrana hasta el punto donde se

gatilla un potencial de acción? 10. En la siguiente figura se muestra una neurona que está siendo estimulada con un estímulo de intensidad subumbral. A lo largo del axón se han colocado electrodos de registro (V0 a V4) con la finalidad de monitorear los cambios que se producen en el potencial de membrana de la célula, cada vez que se da un estímulo.

Electrodo de estimulación

Electrodo de registro

Pulsos cuadrados de estimulación

2

1

3

4

a) Considerando que el estímulo es subumbral, grafique lo que sucederá con el potencial de membrana desde el primer al último electrodo de registro, en función de la distancia.

b) Suponga que se determina que a una distancia de 1.2 mm el potencial de membrana a decaído

en un 63%, pero para otra neurona se determina que el potencial a decaído en un 63% a los 2.8 mm ¿qué significado fisiológico tiene esta diferencia?

c) ¿Qué es la constante de longitud? ¿y la constante de tiempo? ¿cuál es su significado

fisiológico?

SEMINARIO EXCITABILIDAD II 1. La excitabilidad en neuronas y en fibras musculares se manifiesta como un cambio súbito y transitorio en el potencial de membrana que se conoce como potencial de acción. a) ¿Cuáles son las principales características de un potencial de acción? b) ¿Qué tipo de canales iónicos están involucrados la generación de potenciales de acción? c) ¿Qué otros tipos de canales iónicos conoce? Mencione sus principales características y de

ejemplos de cada uno de ellos. 2. La siguiente figura muestra un potencial de acción registrado en el axón de una motoneurona.

a) Señale el fenómeno asociado con cada número de la figura. b) En un potencial de acción ¿qué es el overshoot o sobretiro? c) ¿Qué fuerzas controlan el movimiento (transporte) de los iones a través de la membrana

plasmática? Explique. 3. La siguiente figura muestra registros de potenciales de acción obtenidos en condiciones normales y en distintos tipos de células excitables.

a) ¿Por qué el potencial de acción de un miocito ventricular tiene forma distinta al potencial de

acción de una fibra muscular esquelética? b) ¿Cuáles son las corrientes iónicas involucradas en cada tipo de potencial de acción? 4. Se estimula un axón con un estímulo de intensidad umbral y se genera un potencial de acción.

Con un intervalo de tiempo de 1 mseg. se da un segundo estímulo de intensidad umbral y no se produce potencial de acción.

a) ¿Por qué no se generó potencial de acción con el segundo estímulo? b) Si el segundo estímulo se aplica entre los milisegundos 2 y 3 ¿qué intensidad debiese tener el

segundo estímulo para que genere un potencial de acción? ¿Cómo se denomina este período? c) Discuta las bases iónicas en las que se fundamentan estos fenómenos; considere los distintos

estados conformacionales de los canales de sodio modulados por voltaje. 5. Existe una gran diversidad de toxinas que afectan los canales iónicos. Una de ellas es la tetrodotoxina (TTX), producida por una especie de pez globo. TTX bloquea los canales de sodio voltaje dependiente y por lo tanto tiene potentes efectos sobre el sistema nervioso. La saxitoxina, homologo químico de la TTX tiene una acción similar a ésta y es producida por algunos dinoflagelados. a) ¿Por qué no se deben consumir mariscos que han ingerido dinoflagelados de la marea roja? b) ¿Cuáles son los efectos de la ingesta de saxitoxina sobre las neuronas? 6. a) ¿Por qué cuando un paciente requiere hacerse una extracción dental se aplica anestesia

local? b) ¿Qué relación existe entre los anestésicos locales y los canales de sodio voltaje dependiente?

7. Las células de Schwann, proporcionan la vaina de mielina a los axones de neuronas del sistema nervioso periférico, tal como se muestra en la figura.

El siguiente gráfico muestra la relación entre la presencia de mielina, diámetro del axón y la velocidad de conducción.

a) ¿Qué función cumple la vaina de mielina en los axones? Fundamente su respuesta.

b) ¿Qué efecto tiene el diámetro del axón sobre la velocidad de conducción? Fundamente su respuesta.

c) ¿Cómo ocurre la conducción de potenciales de acción en los axones mielinizados? Explique.

8. Averigüe que es la Esclerosis Múltiple. ¿Que ocurre con la velocidad de conducción nerviosa en los pacientes que tienen esta patología? 9. La siguiente figura muestra la relación entre la intensidad umbral y la duración de un estímulo, aplicado a un axón.

a) ¿Qué tipo de relación hay entre la duración y la intensidad del estímulo? b) Averigüe que es la reobase y la cronaxia c) ¿Qué relación hay entre la cronaxia y la excitabilidad de una célula o de un tejido excitable? 10. La figura muestra el registro de potenciales de acción en un axón gigante de calamar en presencia de concentraciones extracelulares de sodio del 100%, 50% y 33%

a) ¿Qué relación se observa entre la concentración extracelular de sodio y la amplitud del potencial de acción?

b) ¿Qué cree Ud. que ocurriría si se alterara la concentración intracelular de sodio, manteniendo

constante la concentración extracelular? c) ¿Cómo se explica que la amplitud del potencial de acción en el axón sea dependiente de

sodio?

11. Ud. realizará el siguiente experimento: Recibirá un axón gigante de calamar mantenido en una solución fisiológica que contiene 4,5 mM de K

+ y 145mM de Na

+. En este momento decide medir el potencial de la membrana; su registro

muestra que el axón tiene un potencial de membrana de -90mV. Luego se le indica que incube su preparación con una solución fisiológica que contiene 7 mM de K

+.

Después de algunos minutos de incubación, observa que el axón generó espontáneamente (sin estímulo) un potencial de acción. Explique de qué manera un aumento de la concentración de K

+ en el medio extracelular pudo haber

provocado un potencial de acción.

K+K+

PRACTICO DE FISIOLOGÍA HUMANA ELECTROMIOGRAFIA (EMG)

OBJETIVO GENERAL El objetivo de esta sesión es explorar la actividad eléctrica de músculo esquelético. OBJETIVOS ESPECIFICOS En este laboratorio usted registrara el electromiograma de un voluntario, e intentará medir la velocidad de conducción de nervio. Una fibra muscular esquelética esta inervada por ramas de un axón motor. Bajo circunstancias normales, el potencial de acción neuronal activa todos los músculos inervados por la neurona motora. Este proceso de activación involucra un potencial de acción y una contracción de las fibras musculares. Por lo tanto, durante una contracción, hay actividad sincronizada en varias fibras del mismo músculo. La señal eléctrica registrada de un músculo contraído se llama electromiograma o EMG. Como en el electrocardiograma (ECG), esta actividad se puede detectar a través de electrodos puestos sobre la piel. Una contracción muscular voluntaria se produce por uno o más potenciales de acción en muchas fibras. La actividad del EMG no es una serie regular de ondas como el ECG, sino un estallido caótico de señales solapadas en forma de espiga. En este experimento, usted registrara la actividad del EMG durante contracciones voluntarias de los músculos bíceps y tríceps. La señal “cruda” del EMG obtenida durante las contracciones voluntarias, puede procesarse de varias maneras para indicar la intensidad de actividad del EMG. En el método usado aquí, la porción negativa del EMG es invertida y entonces la señal se integra de tal manera que suaviza las puntas, y hace mucho mas claro el cambio de actividad a lo largo del tiempo. Usted también registrará señales de EMG producidas por estímulos eléctricos de un nervio motor que inerva un músculo. El músculo abductor corto es uno del grupo de músculos de la eminencia tenar en la superficie palmar de la mano. El nervio de motor de este músculo (el nervio mediano) es fácil de estimular en la muñeca y codo. ADVERTENCIA Algunos ejercicios involucran aplicación de estímulos eléctricos a través de electrodos puestos en la piel. Las personas que tienen marcapasos cardíaco o quién padece desórdenes neurológicos o cardíacos no se deben ofrecer para esos ejercicios. MATERIALES: El PowerLab 4/20T conectado a un computador Cable Bio Amp [MLA 2540 ] Cuatro electrodos EEG/EMG [MLAWBT9] Electrodo Barra de estímulo [MLADDF30] Crema conductora para el electrodo [MLA1090] Alcohol 70% Almohadilla Abrasiva [MLA1092] Correa de tierra [MLAYDG] Cinta Adhesiva Cuatro libros de peso similar, aproximadamente 1 Kg Audífonos de u o un portavoz miniatura (optativo). METODO 1. Es importante que guarde sus registros a medida que avanza en el practico, además debe anotar en una hoja sus resultados que DEBE entregar a su tutor al final del practico. Sus datos deberá compartirlos con los otros tres grupos puesto que los necesitará para su informe.

2. El estudiante que se ofrece para el experimento se debe quitar el reloj y cualquier joya de su cuerpo. 3. Conecte el cable “Bio Amp” a la unidad Power/Lab como se señala en la figura 1. 4. Conecte el terminal de la correa de tierra en la conexión tierra del cable “Bio Amp” (figura 2), colocando la correa (un electrodo de tierra) alrededor de la muñeca. Debe asegurase que el lado suave de la correa de tierra esta por completo en contacto con la piel. 5. Prepárese para unir los electrodos al voluntario. Limpie suavemente el área dónde usted pondrá cada electrodo con una almohadilla abrasiva y luego con un algodón que contiene una solución de Etanol al 70%. Con un lápiz, marque ligeramente dos cruces pequeñas en el músculo bíceps, como se muestra en la figura 1. Las cruces deben tener una separación de 2-5 centímetros y se deben alinear con el eje largo del brazo. Desgaste ligeramente la piel marcada con una almohadilla abrasiva; ésto disminuye la resistencia de la capa exterior de la piel y asegura un buen contacto eléctrico.

Figura 1. Muestra las conexiones para realizar el EMG de Figura 2. Se observan los terminales del cable “Bio- Amp”

Bíceps y Tríceps.

6. Prepare la piel del músculo Tríceps para unir los electrodos tal como se indica en el paso anterior para Bíceps. La posición de los electrodos para el tríceps se muestra en la Figura 1. 7. Ponga una cantidad pequeña de crema conductora en el lado cóncavo de cada electrodo. Ponga los electrodos con sus lados cóncavos hacia abajo sobre la piel encima de las cruces, únalos firmemente en el lugar con la cinta adhesiva. Use la cinta extra para atar el cable del electrodo que está inmediatamente adyacente a los electrodos en la piel. 8. Una los terminales de los cuatro electrodos EEG/EMG en los cuatro terminales del cable “Bio Amp” Fig. 1 y 2. La polaridad en este caso no interesa pero si que los electrodos del bíceps o tríceps correspondan al canal correcto. En el canal 1 corresponde a los cables del bíceps y en el canal 2 a los del tríceps. 9. Verifique que todos los electrodos se conectaron apropiadamente al voluntario y al terminal de cable “Bio Amp”.

INICIANDO EL SOFTWARE Se requieren dos archivos para este experimento (su profesor preparó los archivos), abra el primero que se encuentra en la carpeta EMG con el nombre de “Ej1”; este archivo posee la configuración necesaria para trabajar con el equipo ( puede observar lo que se espera obtener durante el experimento, no se muestra en la figura). A partir de este archivo cree un nuevo archivo (Fig. 3). En el Canal 1 (Int. Bíceps) se muestra la integración de la señal sin procesar o “cruda” del bíceps obtenida en el Canal 3; Igualmente en el Canal 2 (Int. Tríceps) se observa la señal integrada del Tríceps registrada en el canal 4; Como se menciona anteriormente los Canales 3 (Bíceps) y 4 (Tríceps) muestran la señal o registro para el EMG sin procesar o “Cruda” de los músculos respectivos.

Fig. 3: Crear un Nuevo Documento

Usted está ahora listo para empezar los ejercicios.

EJERCICIO Nº 1: CAMBIO VOLUNTARIO EN LA FUERZA CONTRÁCTIL Objetivos:

Examinar la contracción muscular voluntaria y cómo la fuerza contráctil cambia con la demanda creciente. Procedimiento: 1. El voluntario debe sentarse en una posición relajada, con su codo doblado en 90° con la palma de la mano hacia arriba. Debe usar la otra mano para sostener la muñeca del brazo que tiene los electrodos. 2. Escoja la función Bio Amplifier en el Menú del canal 3 (Bíceps). 3. Pida al voluntario que haga una contracción fuerte del músculo del bíceps, intentando flextar el brazo y resistiendo este movimiento con su otro brazo o bien un compañero puede realizar esta función. Observe la señal (Figura 4).

Fig. 4: El cuadro de dialogo del “Bio-Amplifier” muestra una fuerte contracción del Bíceps.

4. Revise que los valores ajustados previamente sean los que se presentan en la Fig. 4. Pulse el botón de OK para cerrar la caja del diálogo. 5. Repita los pasos 2 a 4 para la señal del tríceps en el Canal 4 (Tríceps). El voluntario puede hacer una contracción fuerte del músculo del tríceps intentando forzar hacia abajo el brazo y resistiendo este movimiento con su otro brazo o un compañero puede realizar esta función. 6. Para empezar la grabación presione el botón INICIO (Start). Capte la señal en reposo inicialmente y luego el voluntario debe realizar una contracción máxima del bíceps y luego del músculo tríceps. Pulse el botón de Termino (Stop) y verifique que la señal integrada sea claramente visible en pantalla. Si no se ve claramente, use los botones de auto- escalar en el Eje de Amplitud o el Cursor para ajustar la escala vertical. 7. El voluntario debe sentarse ahora en una posición relajada, con su codo sin apoyo y en 90° con la palma hacia arriba. 8. Pulse el botón Inicio de nuevo, para reasumir sus grabaciones. Después de unos segundos, ponga un libro (o un peso similar) en la mano del sujeto de prueba, déjelo durante dos a tres segundos, grabe el cambio en el EMG, entonces quítelo. Repita este proceso para dos, tres y cuatro libros. 9. Pulse el botón “Stop” para detener la grabación. La forma de las ondas deben parecerse a aquéllas de la Figura 5.

Fig. 5: estallidos de actividad del bíceps mientras sostiene un peso: canal 1 corresponde a la señal integrada. La ventana de zoom muestra parte de la actividad de EMG “crudo” del bíceps.

Análisis 1. Revise los datos grabados y note los cambios en la actividad eléctrica en el Canal 3 (Bíceps). Note que también poniendo los pesos en la mano da una pequeña o ninguna actividad en el músculo del tríceps. Seleccione una parte pequeña de la actividad del Bíceps y examínelo en la ventana del Zoom. La señal del EMG “crudo” está compuesta por muchas espigas dirigidas hacia arriba y hacia abajo. 2. Note la relación entre el grafico “crudo” (Bíceps) y el grafico integrado (Int Bíceps). La altura del grafico integrado refleja la actividad global de la señal del EMG “crudo” y da una visión más simple de la actividad eléctrica del músculo. 3. Note los cambios en el gráfico integrado cuando se agregaron pesos y luego se quitaron. La altura del trazado se correlaciona con la fuerza producida por el músculo. EJERCICIO Nº 2: LA ACTIVIDAD ALTERNA Y COACTIVATION Objetivo Examinar la actividad de músculos antagonistas y el fenómeno de coactivación. Procedimiento 1. Cree un nuevo archivo a partir del archivo identificado como “Ej2”. 2. El voluntario debe sentarse en una posición relajada, con su codo en 90° con la palma hacia arriba. Debe usar la otra mano para resistir el movimiento sosteniendo la muñeca del brazo que tiene los electrodos. 3. Pida al voluntario que active bíceps y tríceps alternadamente. Debe practicar este modelo alterno hasta sentir que ambos músculos está activándose por igual. 4. Inicie el registro. Pídale al voluntario que use el modelo alterno de activación durante 20 a 30 segundos. 5. Detenga el registro. La forma de las ondas deben parecerse a las mostradas en la Fig. 6.

Figura 6: Actividad alternada del bíceps y tríceps, mostrando la coactivation.

Análisis 1. Observe los trazos de la EMG para los bíceps y tríceps. Note la alternancia de actividad en el bíceps y tríceps. 2. También note que cuando el músculo bíceps se activa enérgicamente, hay un aumento menor de actividad en el tríceps. Correspondientemente, hay un aumento menor de actividad, en el trazo del bíceps cuando el tríceps se activa. Este fenómeno se llama “coactivación”. Su significado fisiológico no se entiende bien, aunque podría servir para estabilizar la articulación del codo.

EJERCICIO Nº 3: ACTIVIDAD ELECTROMIOGRAFICA PROVOCADA Por favor lea las siguientes instrucciones cuidadosamente antes de continuar con este ejercicio. Note que en la contracción del músculo, sensaciones como punzadas o un dolor leve se asocian con el estímulo del nervio. Objetivos Observar las alteraciones del EMG provocadas por la estimulación del nervio mediano en la muñeca. Procedimiento Usted puede continuar con el mismo voluntario o puede cambiar. Las conexiones se deben realizar como se indica en la figura 7. Se utilizaran sólo dos de los cuatro electrodos EEG/EMG.

Fig. 7: Conexión de electrodos para estimulación el nervio mediano y registro del músculo abductor del pulgar.

1. Desconecte los terminales de los electrodos correspondientes al Canal 2 del cable “Bio Amp”, y quite los electrodos del tríceps. Quite los electrodos del bíceps, pero deje sus Terminales conectadas al Canal 1 del cable “Bio Amp”. No retire la correa de unión a tierra!! 2. Localice y abra el archivo correspondiente a Ej3. Después de un tiempo corto, en la pantalla del computador aparecerá un solo canal desplegado (Canal 3, 'EMG'). 3. Con un lápiz marque ligeramente con dos cruces pequeñas en la superficie del músculo abductor corto, en la posición que se muestra para los electrodos de la figura 8. Las cruces deben estar a una distancia de 2-3 centímetro. Desgaste ligeramente la piel marcada para reducir su resistencia eléctrica. 4. Ponga una pequeña cantidad de crema en el lado cóncavo de cada electrodo. Ponga los electrodos con sus lados cóncavos hacia abajo sobre la piel encima de las cruces, únalos firmemente en el lugar con la cinta adhesiva. La polaridad de los electrodos debe ser como se muestra en la Figura 8, con el electrodo negativo más cerca de la muñeca. 5. Conecte la barra de estímulo a la salida del “isolated stimulator” del PowerLab: el cable rojo al conector rojo (positivo) y el cable negro al conector negro (negativo) 6. Coloque una cantidad pequeña de crema en las dos almohadillas metálicas de la barra estimulante. 7. El electrodo de barra se debe colocar encima del nervio mediano a la altura de la muñeca como se muestra en la figura 7. El electrodo de estimulación debe quedar a lo largo del eje del brazo, con los terminales hacia la mano. Note que la unidad aisladora de estímulo“isolated stimulator” solo se pondrá activa al presionar “inicio”y se apaga internamente.

8. Para preparar el estímulo, vaya al menú “Stimulus Isolator” (set up menú). Debe asegurarse que las condiciones son igual a las que se muestran en la Figura 8. Note que en este ejercicio, se registrará una duración fija de 0.05 s y entonces automáticamente se detendrá.

Figura 8: Ventana de “Stimulus Isolator” que muestra las condiciones para el inicio del Ejercicio 3.

9. El aumento de la intensidad del estimulo se realizara en la ventana de “Stimulus Isolator” a 8 mA ingresando el valor o arrastrando el mando del deslizador (cierre la ventana). 10. Pulse el botón “Start” para aplicar un estímulo y registrar la respuesta. Ajuste el electrodo para encontrar la mejor posición para el estímulo. Si usted no puede conseguir una respuesta, aumente gradualmente la amplitud del estímulo. 11. En la ventana de Stimulus Isolator, aumente la amplitud hasta llegar a 20 mA con un incremento de 4 mA, cada vez y registre la respuesta al estímulo a cada amplitud. ESPERE 2 MINUTOS ENTRE CADA ESTIMULO. 12. Apague el estimulador. 13. Guarde sus archivos en la carpeta BIO-178; no olvide colocar a sus archivos la identificación correspondiente 14. Retire el electrodo de estimulación y marque los puntos entre las marcas de presión en la piel.

Análisis 1. Revise sus resultados y observe si existen cambios a medida que aumento la intensidad del estimulo. Escoja una de la ondas obtenidas en su experimento y luego busque en herramientas la opción zoom, sus resultados deben ser similares a lo presentado en la Figura 10. 2. En la ventana de Zoom, mida la latencia de una sola onda en el área de datos desplegados. La latencia es el tiempo transcurrido desde la inicio del estímulo – el inicio en cada bloque de datos - hasta el inicio de la respuesta inducida. Ponga el Cursor en el punto dónde la respuesta se inicia. El valor de latencia puede leerse entonces directamente en la parte superior de la ventana donde se indica el tiempo. Anote el valor de latencia. A veces se puede ver un artefacto del estímulo (pequeña depresión en la forma de la onda después del estímulo). Ignórelo y concéntrese en la respuesta que empieza como una fuerte inclinación.

EJERCICIO Nº 4: VELOCIDAD DE LA CONDUCCIÓN NERVIOSA Objetivo: Medir la velocidad de conducción de nervio a partir de los distintos valores de latencia entre respuestas evocadas por estimulación de nervio en la muñeca y el codo. Este ejercicio puede ser realizado inmediatamente después del ejercicio Nº 3.

Procedimiento: 1. Debe crear un nuevo archivo a partir de archivo utilizado en el ejercicio Nº 3 (Fig. 3). 2. Traslade el estimulador de barra como se indica en la figura (a la altura del codo donde deberá estar en contacto con el nervio mediano). Debe cerciorarse que la barra quedó firmemente unida a la piel (como trasladó la barra, debe colocar nuevamente crema conductora) puesto que en esta zona el nervio tiene una ubicación de mayor profundidad. La orientación de la barra debe ser igual a la anterior (revise la Fig. 7) 3. Repita los pasos del 8 al 13 del ejercicio Nº 3.

Fig. 9: serie de bloques de datos con las respuestas evocadas por la estimulación del nervio mediano: la ventana de zoom muestra el período de latencia

Análisis: La velocidad de conducción de nervio se puede estimar a partir del tiempo extra que requiere el impulso nervioso para llegar al músculo, cuando la estimulación se realizó a nivel del codo comparado con la muñeca. 1. Mida y registre las distancia entre la marca en el codo y en la muñeca. Esta es la distancia entre los sitios de estimulación. 2. Mida la latencia en la ventana de zoom con los datos obtenidos de la estimulación en el codo. Revise los pasos realizados en el ejercicio Nº 3. y registre el valor de latencia 3. Usando la formula de velocidad, calcule la velocidad de conducción nerviosa y exprésela en mm/ms o en su equivalente m/s). Velocidad = distancia entre los sitios de estimulación nerviosa (mm) --------------------------------------------------------------------

Diferencia entre las latencias (ms) Discusión: 1. Defina Electromiografía, y como se relaciona con la contracción muscular. Explique en pocas palabras la diferencia entre la señal del EMG “crudo” o sin procesar y el Integrado.

2. A diferencia de la forma de la onda de un electrocardiograma, la forma de la onda de un electromiograma es irregular. ¿Por que cree usted que ocurre esto? 3. ¿Cómo cambia el trazado del EMG cuando añade peso a su brazo? ¿Qué indican estos resultados? 4. Describa la coactivación. ¿por que cree que ocurre este fenómeno? 5. Al revisar sus resultados, ¿cambió el periodo de latencia con el incremento en la amplitud del estimulo? 6. Basados en sus resultados y cálculos de la velocidad de conducción de nervio, ¿cuanto tiempo le tomara a un impulso nervioso autopropagarse desde la medula espinal hasta el dedo del pie? .Asuma que la distancia que se autopropaga es de un metro. 7. Averigüe cual es la utilidad de la electro miografía en el estudio clínico de los pacientes con trastornos neuro-musculares.

SEMINARIO – MÚSCULO ESQUELETICO 1. En las figuras que se adjuntan, identifique las principales estructuras que forman parte del tejido muscular y de la fibra muscular esquelética.

2. La siguiente figura muestra el resumen de varios experimentos realizados en una preparación neuromuscular de mamífero. Se incubó la preparación en un medio fisiológico normal y se estimuló el axón motor con estímulos únicos de intensidad umbral. Se registró mediante microelectrodos el potencial de acción generado en el axón motor y en la fibra muscular y simultáneamente se registró la respuesta mecánica de la fibra muscular.

a) ¿Qué función cumple el potencial de acción que llega a la zona de la placa motora? b) ¿Por qué los dos potenciales de acción (axón y fibra muscular) no ocurren en forma simultánea? c) ¿Cómo se denomina la respuesta mecánica que se observa en la figura? ¿qué diferencia tiene

esta respuesta con una contracción tetánica? d) Si esta preparación neuromuscular se hubiera incubado en medio fisiológico con toxina

botulínica ¿Qué hubiese pasado con el potencial de acción del axón? ¿y con el potencial de acción del sarcolema? Fundamente su respuesta.

e) ¿A qué corresponde el lapso de tiempo entre el potencial de acción en el sarcolema y el

desarrollo de tensión? f) Si la preparación neuromuscular se hubiera incubado en un medio extracelular sin calcio

¿Existiría desarrollo de tensión? Fundamente su respuesta.

3.- Utilizando las figuras que se adjuntan, explique la secuencia de eventos que ocurren, desde la llegada del potencial de acción al terminal sináptico de la alfa moto neurona hasta el inicio del fenómeno contráctil de la fibra muscular esquelética.

4. ¿Qué son los túbulos T y cual es su importancia funcional en el acoplamiento excitación- contracción? 5. ¿Cuál es la importancia funcional del retículo sarcoplasmático?

6.- Utilizando la siguiente figura describa el acoplamiento excitación – contracción en las fibras musculares esqueléticas.

7. Utilizando la misma figura, localice las siguientes proteínas, indicando la función de cada una de ellas en el mecanismo de acoplamiento excitación – contracción: a) Receptor de Dihidropiridina b) Receptor de Rianodina c) Calcio ATPasa d) Calsecuestrina 8. Utilizando las siguientes figuras, describa el ciclo de funcionamiento actina-miosina durante el proceso contráctil. Indique el rol del Calcio y el rol del ATP.

9.- Discuta las condiciones necesarias para que el músculo esquelético se relaje. 10. Defina los siguientes términos o conceptos: a) contracción isotónica b) contracción isométrica 11. La siguiente figura muestra 3 tipos de contracciones musculares que pueden ocurrir en un mismo músculo, dependiendo de la técnica de estimulación. La mancuerna de color indica el inicio de la acción.

a) Explique los cambios en la longitud muscular que se producen en cada caso.

b) ¿Qué sucede con el número de puentes cruzados que se forman en c versus a y b? c) ¿Cómo explica Ud. que en una contracción isométrica se genere tensión a pesar que la longitud muscular permanece aparentemente sin cambios visibles? d) ¿Qué pasa si en a se aumenta la carga hasta el punto de no lograr el acercamiento de ambos

puntos de inserción? 12.- ¿Qué tipos de fibras musculares conoce y cuales son sus características? (mioglobina, mitocondrias, enzimas glicolíticas, enzimas oxidativas, resistencia a la fatiga, capacidad de desarrollar potencia, ATPasa miosínica, etc.) 13. ¿Qué es la fatiga muscular? ¿Cuáles son los factores que pueden generar fatiga muscular? ¿Qué se entiende por fatiga central? ¿Qué neurotransmisores están involucrados en la aparición de fatiga central?

14. Las fibras musculares dependen de un aporte continuo de ATP. ¿De qué modo las fibras musculares esqueléticas generan ATP? ¿Qué se utiliza como fuente energética de reserva? ¿Cuáles son las principales ventajas y desventajas de los distintos sistemas que aportan ATP a las fibras musculares?

PARALISIS PERIODICA HIPOKALEMICA PRIMARIA

CASO: Jaime es un joven de 16 años que realiza deporte en un equipo de la escuela. Recientemente, después de haber completado una práctica, se sentía muy cansado y sus piernas fláccidas. Cuando ingería principalmente carbohidratos, empeoraba su situación. Luego de las comidas, era incapaz de caminar y tenía que dejar las pistas de entrenamiento. Sus padres estaban muy preocupados y lo llevaron a una evaluación médica. El médico midió las concentraciones de potasio, las cuales eran normales (4.5 mEq/L), sin embargo, el médico no quedando conforme con los resultados ordenó realizar el examen inmediatamente después de un esfuerzo físico. Luego del test, las concentraciones de potasio de Jaime eran extremadamente bajas (2.2 mEq/L). A Jaime se le diagnosticó Parálisis Periódica Hipokalémica Primaria y se le realizó un tratamiento con suplementos de potasio. PREGUNTAS:

1. ¿Cuál es la distribución normal de potasio entre los fluidos intracelulares y extracelulares? ¿dónde se encuentra mayoritariamente el potasio? ¿cuales son las concentraciones del potasio en el intracelular y en el extracelular?

2. ¿Cuáles son los principales factores que alteran la distribución del potasio intra y

extracelular?

3. ¿Qué relación existe entre las concentraciones séricas de potasio y el potencial de membrana en reposo de células excitables (nervio-músculo esquelético)?

4. ¿Cómo una disminución de la concentración de potasio sérico altera el potencial de

membrana en reposo del músculo esquelético?

5. Proponga un mecanismo en el cual la disminución de potasio sérico produzca un

debilitamiento muscular. 6. ¿Por qué Jaime se siente débil luego de realizar ejercicio? ¿Por qué la ingesta de

carbohidratos exacerba el debilitamiento muscular?

7. ¿Cómo se espera que los suplementos de potasio mejoren la condición de Jaime?

Otra alteración inherente llamada Parálisis Periódica Hiperkalémica Primaria genera periodos iniciales de contracciones musculares (espasmos) seguido de un prolongado debilitamiento muscular. Usando sus conocimientos de las bases iónicas del potencial de acción muscular, proponga un mecanismo en el cual las concentraciones aumentadas de potasio sérico generan contracciones espontáneas seguidas.

PRACTICO DE FISIOLOGIA HUMANA MÚSCULO ESQUELÉTICO

OBJETIVO GENERAL El objetivo de este laboratorio es explorar como trabajan los músculos esqueléticos y examinar algunas de las propiedades de la fatiga muscular. OBJETIVOS ESPECIFICOS En este laboratorio usted estimulará eléctricamente nervios (en la zona del antebrazo) que inervan músculos de la mano y, modificando los parámetros de estimulación, demostrará reclutamiento, sumación y tétanos. INTRODUCCIÓN Los músculos esqueléticos están compuestos por células largas, multinucleadas llamadas fibras. Un potencial de acción en un axón motor, produce un potencial de acción en las fibras musculares que inerva. El efecto del potencial de acción es aumentar el nivel de calcio intracelular por un periodo breve, aportando la señal a la maquinaria contráctil molecular dentro de la fibra y generándose una breve contracción denominada “sacudida muscular”. Un músculo completo puede estar inervado por cientos de axones motores. Una forma a través de la cual, el sistema nervioso puede controlar la fuerza de contracción es controlando el número de axones motores que generan potenciales de acción y en consecuencia, el número de fibras musculares que se contraen. Este proceso se denomina “reclutamiento”. Una segunda forma a través de la cual el sistema nervioso controla la fuerza de contracción es variando la frecuencia de los potenciales de acción en los axones motores. A frecuencias menores de 5 Hz, hay tiempo suficiente para que el calcio intracelular vuelva a sus valores normales entre potenciales de acción; se producen entonces, sacudidas musculares separadas. A frecuencias entre 5 – 15 Hz, la concentración de calcio intracelular en una sacudida muscular, se ha recuperado solo parcialmente cuando llega el siguiente potencial de acción. La fibra muscular produce tensión pulsátil (suma de contracciones) y la tensión que se genera es mayor que en una sacudida muscular única: entre pulsos, la tensión nunca cae a cero. A frecuencias mayores, no se observa el componente pulsátil y la fibra genera una contracción permanente y de mayor magnitud (tétanos) ADVERTENCIA Algunos ejercicios involucran aplicación de estímulos eléctricos a través de electrodos colocados en la piel. Las personas que tienen marcapasos cardiaco o quién padece desordenes neurológicos o cardiacos no se debe ofrecer como voluntarios para estos ejercicios. MATERIALES PowerLab 4/20T conectado a un computador Transductor de fuerza conectado a un conector MLT1030/D Electrodo de estimulación de barra MLADDF30 Crema conductora para electrodos MLA1090 Dinamómetro de mano MLT003 Cinta adhesiva METODO

1. Conecte el transductor de fuerza al input 1 de la unidad PowerLab y asegúrelo con cinta adhesiva sobre el mesón del laboratorio, como se indica en la figura N°1.

FIGURA N° 1

2. Conecte el electrodo de estimulación de barra a la salida de la unidad aisladora de estímulo: el cable rojo (positivo) a la salida roja y el cable negro (negativo) a la salida negra.

3. Coloque una pequeña cantidad de crema conductora a ambas placas metálicas de la barra estimuladora.

4. Abra el programa CHART. Se requieren 4 archivos para estos experimentos (su profesor preparó los archivos), abra el primero que se encuentra en la carpeta BIO-178 con el nombre de “músculo- Ej. 1” y que tiene la configuración necesaria para trabajar con el equipo. A partir de este archivo cree un nuevo archivo como lo muestra la figura N°2

EJERCICIO N°1: EFECTOS DE ESTIMULACIÓN NERVIOSA Objetivos Explorar los efectos sensoriales y motores de la estimulación eléctrica, utilizando los nervios del antebrazo. Procedimiento En este primer ejercicio, la unidad Power/Lab se utiliza sólo como un estimulador, sin registrar. Ud. sólo deberá observar las respuestas musculares mirando la mano del voluntario. El transductor de fuerza se utilizará en el ejercicio 2 y Chart estará activo pero sin registrar.

1. Entre a set-up y abra la ventada del estimulador aislado; asegúrese que la programación sea la siguiente:

Modo: continuo Rango: Hz Frecuencia: 1 Hz

Duración del pulso: 200 s Corriente de pulso: 10 mA

2. Coloque el estimulador en posición off ; esto desconecta los terminales del estimulador.

Verifique que la luz del estimulador se encienda cada un segundo (amarillo o verde). El color amarillo indica que el estimulador no puede pasar la corriente de estimulación requerida, el color verde se observa cuando el estimulador está en posición on y los electrodos están correctamente colocados sobre la piel, permitiendo que la corriente fluya.

3. Coloque la barra de estimulación sobre el nervio ulnar a la altura de la muñeca, como lo indica la figura N° 3

FIGURA N° 3

4. Ponga el estimulador en posición on 5. Note que las sacudidas musculares afectan el dedo pulgar y los otros dedos. Ajuste la

posición del electrodo hasta que observe sacudidas de mayor magnitud. 6. Estimule otras zonas del antebrazo; cada vez que usted cambie la posición del electrodo

debe limpiar la pasta conductora que quedó sobre la piel. Si la luz del estimulador cambia de verde a amarillo, entonces usted deberá colocar nuevamente pasta conductora en la barra de estimulación.

Los efectos motores que usted puede observar son:

Flexión de la muñeca (músculos flexor radial del carpo y flexor lunar del carpo)

Flexión de los últimos segmentos de los dedos (músculos flexores largos de los dedos)

movimiento de todos los dedos, combinado con un tirón del pulgar hacia el dedo índice (músculos intrínsecos de la mano inervados por el nervio ulnar)

elevación del pulgar (músculos tenares en la base del pulgar, inervados por el nervio mediano)

Note que en la mayoría de las zonas estimuladas, se siente una leve molestia. En algunas zonas hay un mayor efecto sensorial: se puede sentir dolor en el antebrazo o en la mano, lejos del sitio de estimulación (hacia los dedos). En estas zonas se está estimulando un nervio sensorial cutáneo. EJERCICIO N°2: SACUDIDA MUSCULAR Y RECLUTAMIENTO Objetivos Medir una respuesta de sacudida muscular gatillada por estimulación nerviosa y mostrar reclutamiento en la respuesta de sacudida cuando aumenta la intensidad del estímulo. Abra el segundo archivo que se encuentra en la carpeta BIO-178 con el nombre de “músculo- Ej. 2” . A partir de este archivo cree un nuevo archivo como lo muestra la figura N°2. Procedimiento

1. Asegúrese que el transductor de fuerza esté firmemente unido al mesón, no debe moverse cuando se le aplique fuerza a las hojas

2. Coloque su mano como lo muestra la figura N°4; con los dedos bajo el mesón y la punta del pulgar descansando suavemente sobre las hojas metálicas del transductor.

FIGURA N° 4

3. En el canal 1 (fuerza) abra la ventana del amplificador. La entrada del amplificador debería

mostrar una lectura basal estable. Cuando usted presione suavemente con la yema del dedo, la línea de base debería desplazarse hacia abajo. La señal no está calibrada en mV y los números exactos no tienen significación, pero están linealmente relacionados con la fuerza y permiten comparar fuerzas que se aplican a un mismo transductor. Ajuste la escala vertical de tal manera que muestre desde –10 hasta 120-150 mV

4. Presione el botón OK y vuelva a la ventana de Chart. 5. Coloque la barra de estimulación sobre el nervio ulnar a la altura de la muñeca y fíjelo

firmemente en este lugar 6. Encienda el estimulador. Elija Set-up y mueva la caja de dialogo del estimulador aislado lo

más a la izquierda posible. Coloque la corriente del pulso de estimulación en 0 mA 7. Presione el botón de inicio de la ventana de Windows. Chart realizará un registro de

duración fija de 0.5 seg. y luego se detendrá automáticamente. 8. Aumente la corriente de estimulación a 1 mA y presione el botón de inicio en la ventana de

Chart. Vaya aumentando la corriente de estimulación en 1 mA cada vez hasta que se detecte una respuesta. Para la mayoría de los sujetos, el umbral de estimulación está entre 3-8 mA. Anote en su registro el umbral de estimulación que usted encontró (Ctrl.+ k).

9. Una vez detectado el umbral, aumenta la intensidad de la corriente de estimulación 0.5 mA cada vez hasta que la respuesta no aumente más. Para la mayoría de los sujetos, este estímulo máximo está entre 6-15 mA.

10. Cierre la ventana del estimulador y apáguelo. Anote todos los datos en su registro y guarde en la carpeta correspondiente.

11. Sus datos deberían parecerse a los de la figura N° 5

FIGURA N° 5

Análisis 1. Use el cursor para medir la amplitud de cada pico. Para visualizar mejor su registro expanda

el eje horizontal 1:1 2. Llene con los datos obtenidos la siguiente tabla y grafique la relación entre corriente de

estimulación y tamaño de la respuesta obtenida. 3. Anote la intensidad del estímulo a la cual apareció por primera vez la máxima respuesta

obtenida.

ESTIMULO RESPUESTA ESTIMULO RESPUESTA ESTIMULO RESPUESTA

0.0 mA 7.0 mA 14.0 mA

0.5 mA 7.5 mA 14.5 mA

1.0 mA 8.0 mA 15.0 mA

1.5 mA 8.5 mA 15.5 mA

2.0 mA 9.0 mA 16.0 mA

2.5 mA 9.5 mA 16.5 mA

3.0 mA 10.0 mA 17.0 mA

3.5 mA 10.5 mA 17.5 mA

4.0 mA 11.0 mA 18.0 mA

4.5 mA 11.5 mA 18.5 mA

5.0 mA 12.0 mA 19.0 mA

5.5 mA 12.5 mA 19.5 mA

6.0 mA 13.0 mA 20.0 mA

6.5 mA 13.5 mA

Preguntas 1. ¿Pudo usted evocar una sacudida muscular visible con un estímulo de 0 mA?¿Cuál será el

número de fibras musculares que se contraen con esta corriente de estimulación? 2. ¿Cuál fue la corriente más pequeña requerida para producir una contracción (corriente

umbral)? ¿Qué proporción de las fibras del músculo piensa usted que se están contrayendo al producir esta pequeña respuesta?

3. ¿Cuál fue la corriente mínima necesaria para provocar una contracción máxima? ¿Qué proporción de las fibras musculares se estarán contrayendo con esta intensidad de estimulo?

4. ¿Qué concluye usted con respecto al número de fibras que se contraen cuando la corriente del estímulo pasa desde una intensidad umbral hasta la intensidad requerida para gatillar una contracción máxima?

5. ¿Qué es una unidad motora? 6. ¿Por qué al variar la intensidad del estímulo se modifica la fuerza de contracción?

EJERCICIO N° 3: SUMACIÓN y TETANOS Objetivos Demostrar los efectos que tiene cambiar el intervalo entre estímulos pareados y observar una corta contracción tetánica. Procedimiento

1. Cierre el documento que tiene abierto y abra el tercer archivo que se encuentra en la carpeta BIO-178 con el nombre de “músculo- Ej. 3” y que tiene la configuración necesaria

para trabajar con el equipo. A partir de este archivo cree un nuevo archivo como lo muestra la figura N°2

2. Ingrese a set-up y abra la ventana de dialogo del estimulador aislado. Asegúrese que la configuración del equipo sea igual a la que se muestra en la figura N° 6

FIGURA N° 6

3. Asegúrese que los electrodos de estimulación están colocados como en la figura N° 3 y encienda el estimulador. En la ventana de diálogos del estimulador aislado, coloque la intensidad de la corriente 5 mA más que el máximo estímulo anotado en el ejercicio N°2. Mantenga la ventana de diálogo abierta y desplácela hacia la izquierda.

4. Presione el botón de inicio de Chart y estimule. Chart realizará un registro de duración fija de 5 seg. y luego se detendrá automáticamente. Cuando el registro se detenga, anote la frecuencia de estimulación (1 Hz).

5. Aumente la frecuencia a 2 Hz y registre. 6. Repita la estimulación a frecuencias de 5, 10 y 20 Hz 7. Cambie el número de pulsos de 2 a 3. Sea cuidadoso al colocar el número de pulsos : un

tétanos prolongado puede producir dolor. 8. Inicie el registro y estimule con 3 pulsos a 20 Hz. Anote en su registro que éste, es un

“estimulo tetánico” 9. Coloque la corriente de estímulo en 0 mA y cierre la ventana de dialogo del estimulador. 10. Apague el estimulador y desconecte el transductor de fuerza y la barra de estimulación. 11. Guarde sus registros. Sus datos deberían parecerse a los de la figura N°7

FIGURA N° 7

Análisis

1. ¿Cuál es la relación entre la frecuencia del estímulo y el tiempo entre estímulos? Convierta las frecuencias que usted usó, en diferencias de tiempo entre estímulos. Note que con intervalos largos (> 0.5 s), la respuesta observada, son sacudidas musculares separadas.

2. Con intervalos mas cortos, la segunda respuesta se produce en la “cola” de la primera respuesta y por lo tanto genera una tensión levemente superior. Identifique el intervalo más largo donde se puede observar esta sumación.

3. Examine la respuesta tetánica y observe que esta respuesta es de mayor amplitud que la de una sacudida única.

4. Destaque la respuesta tetánica y abra la ventana de Zoom. A la frecuencia de estimulación usada (20Hz), los estímulos se dan cada 50 ms.; éste es comúnmente el intervalo para detectar “pasos” en la fase de ascenso de la respuesta. Por lo tanto, éste no es un tétanos completo. El tétanos completo se generaría con estímulos de mayor frecuencia (> 25 Hz).

Preguntas

1. ¿Cuales son las 2 formas principales a través de las cuales el sistema nervioso puede controlar la fuerza generada por un músculo esquelético?

2. La electromiografía, con electrodos insertados en los músculos a través de la piel, ha sido usada para estudiar la frecuencia de activación de la fibra muscular durante contracción voluntaria en humanos. Durante contracciones débiles, la frecuencia de disparo es baja, de tal manera que cada fibra produce distintas sacudidas. Sin embargo, la fuerza producida por un músculo completo es relativamente lisa ¿Cómo cree usted que ocurre esto?

EJERCICIO N° 4: MEDICION DE FUERZA Objetivo Calibrar el dinamómetro con respecto a la máxima fuerza con que un voluntario, puede apretar la mano. Procedimiento

1. Remover todos los transductores y electrodos de la unidad Power/Lab y luego conectar el transductor de fuerza a la entrada 1, como lo indica la figura N° 8.

FIGURA N° 8

2. Elija cerrar desde el menú de archivos. Si la ventana de diálogos le pregunta si desea

guardar, marque NO. 3. En la carpeta BIO-178 abra el archivo “músculo- Ej. 4” ; este archivo tiene la

configuración necesaria para trabajar con el equipo. A partir de este archivo cree un nuevo archivo como lo muestra la figura N°2

4. El dinamómetro de mano está libremente apretado en el puño como lo muestra la figura N° 8

5. Presione el botón de inicio. El voluntario debe apretar el dinamómetro tan fuerte como sea posible, durante 1 o 2 segundos y luego relajar. Después de registrar por algunos segundos, nuevamente debe apretar con fuerza y soltar. Detenga el registro.

6. Seleccione un rango de datos que incluya fuerza y relajación, como lo indica la figura N° 9. Elija “conversión de unidades” para canal 1.

FIGURA N° 9

FIGURA N° 10

7. En la ventana de diálogos “conversión de unidades” (figura N° 10), seleccione parte del

trazado donde la fuerza fue cero, seleccione el botón de la flecha “punto 1”. Luego seleccione parte del trazado en la máxima amplitud y presione el botón de la flecha “punto 2”. Presione OK para volver a Chart Window. El transductor de fuerza debería estar ahora calibrado correctamente para la fuerza del voluntario

EJERCICIO N° 5: FATIGA MUSCULAR Objetivos Demostrar el descenso en la fuerza máxima durante una contracción sostenida y analizar algunas propiedades de la fatiga muscular Procedimiento El transductor de fuerza ya ha sido calibrado en el ejercicio anterior

1. Permita que el voluntario vea la pantalla del computador. Inicie el registro y pídale al voluntario que genere el 20% de la fuerza máxima mientras mira el trazado (en la esquina superior derecha de Chart aparece la representación porcentual de la fuerza)

2. Después de 20 segundos, pídale que se relaje y detenga el registro. 3. Espere 30 segundos para permitir que se recupere la función muscular 4. Repita el ejercicio con contracciones al 40%, 60%, 80% y 100% de la fuerza máxima

generada. La contracción se mantiene fácilmente a fuerzas bajas, pero aparece fatiga a fuerzas mayores: el voluntario no puede mantener por mucho tiempo contracciones al 100% de la máxima fuerza generada.

5. Coloque al voluntario de tal manera que no pueda ver la pantalla del computador 6. Inicie el registro y pídale que haga una contracción sostenida máxima. Después de 8 a 10

segundos o cuando la fuerza haya disminuido en forma visible, aliéntelo a apretar con más fuerza. Después de 8 a 10 segundos vuelva a animarlo con más vehemencia. Después de unos pocos segundos pídale que se relaje y detenga el registro.

Note que casi todos los sujetos pueden generar aumentos transitorios en la fuerza muscular durante una contracción muscular fatigante, cuando se les motiva verbalmente.

7. Inicie el registro y pídale al voluntario que haga una contracción máxima sostenida. Cada 8

a 10 segundos pídale que se relaje brevemente (menos de 1 segundo) y luego vuelva a la contracción máxima. Detenga el registro después de 30 – 40 segundos.

Note que aún con breves periodos de relajación se puede recuperar significativamente la fuerza muscular, pero que la recuperación es sólo transitoria.

8. Si al apretar el transductor se ha producido dolor, permita que el voluntario use la otra mano. En esta actividad el voluntario debe estar mirando la pantalla del computador. Inicie el registro y pídale que haga una contracción al 40% de la fuerza máxima mientras mira el trazado; después de 10 segundos presione “enter” para agregar un comentario (marque el tiempo); aquí el voluntario deberá cerrar sus ojos y tratar de mantener la misma fuerza de contracción durante 30 segundos.

9. Después de este periodo, pídale que abra los ojos y ajuste la fuerza de contracción al 40%. 10. Detenga el registro y analice el trazado.

Casi todos los sujetos mostrarán un descenso en la fuerza de contracción mientras sus ojos están cerrados (fatiga falsa). Esto, sin embargo, no es fatiga verdadera, debido a que se puede volver a generar con facilidad el 40% de la fuerza, cuando nuevamente se abren los ojos. Preguntas La fatiga es un fenómeno que actualmente se comprende bien. Algunos de los factores que explican la disminución de la fuerza durante la fatiga son: cambios en “la sensación del esfuerzo”, pérdida del “comando central”, falla en la propagación neuromuscular, reducción en la liberación de calcio en el acoplamiento excitación-contracción, cambios metabólicos en el músculo y reducción en el flujo sanguíneo muscular por compresión de los vasos sanguíneos.

1. ¿Sus experimentos le ayudan a decidir cuales factores son importantes? 2. ¿Qué explicaciones puede usted dar frente a la seudo-fatiga?

PRACTICO DE FISIOLOGÍA HUMANA ACTIVIDAD REFLEJA y SENSIBILIDAD SOMATICA

I. ACTIVIDAD REFLEJA La respuesta refleja del sistema nervioso es una manifestación directamente observable de la actividad de un cierto reducido grupo de neuronas. Este pequeño grupo de neuronas está interconectado en forma relativamente sencilla, de modo que responde de la misma manera frente a un mismo estímulo. Otro hecho importante es que dichos grupos de neuronas se encuentran "empaquetados" dentro de regiones (segmentos en el caso de la médula espinal) claramente definidos del neuroeje. Esta particular forma de organización de la arquitectura neuronal, nos proporciona una herramienta de incalculable valor para el análisis de la integridad, segmento a segmento, del sistema nervioso. En efecto, una vez estandarizada una cierta forma de estimulación, obtendremos siempre una respuesta invariable y estereotipada. Dicha respuesta refleja es un elemento de juicio objetivo; es una contestación libre de falsedades y errores a la pregunta del examinador: ¿Está funcionando intacto aquel sector del neuroeje que estoy estimulando? En la tarea de interpretación de las respuestas obtenidas, dos patrones en comparación asisten al examinador:

a) la comparación con exámenes previos realizados en sujetos normales b) la comparación con la misma respuesta obtenida en el lado opuesto del mismo sujeto que

se está examinando. Esto último es particularmente importante, ya que la simetría bilateral del ser humano se manifiesta también a nivel de los reflejos, de modo que cualquier asimetría en una respuesta dada tiene gran valor en el diagnóstico de un proceso patológico. Desde el punto de vista clínico los reflejos pueden dividirse en tres grupos:

a) Reflejos superficiales: evocados por la estimulación de la piel y de las mucosas. b) Reflejos profundos: evocados por la estimulación del aparato locomotor. c) Reflejos viscerales: evocados por la estimulación de las vísceras.

Cualquiera de estos tres tipos de reflejos pueden verse modificados por un proceso patológico. En estas condiciones pueden observarse las siguientes alteraciones de un reflejo dado:

a) Exaltación del reflejo: se produce generalmente por ausencia del efecto inhibidor de centros altos del neuroeje sobre el segmento, que se examina debido a algún daño en dichos centros.

b) Apagamiento o ausencia del reflejo: muchas veces debido a algún proceso patológico asentado en el mismo segmento del sistema nervioso que elabora la respuesta.

c) Aparición de reflejos no existentes en el sujeto adulto normal: muchos de estos reflejos son habitualmente normales en etapas precoces de la vida; traducen una "inmadurez" del neuroeje, por ejemplo: el reflejo de Babinski. Desaparecen en el adulto cuando los niveles más complejos del sistema nervioso asumen el control de niveles comparativamente más simples. Este tipo de reflejos aparece entonces cuando se instala alguna patología en los niveles complejos del neuroeje, liberando el control "superior" a niveles más "primitivos" del mismo.

En base a lo descrito, es fácil comprender porqué el análisis de los reflejos es un valioso elemento para el diagnóstico y la localización de procesos patológicos en el tejido nervioso.

Objetivos: a) Estudiar algunos reflejos profundos y superficiales en el hombre b) Familiarizar al alumno con algunos reflejos de uso clínico c) Que el alumno conozca los estímulos, vías aferentes, estructuras centrales, vía eferentes y

efectores de la respuesta refleja EJERCICIO N° 1: REFLEJO DE ESTIRAMIENTO Los músculos contienen estructuras sensoriales especiales, llamadas receptores de estiramiento. En términos generales, estos detectan longitud muscular. Una de las formas en que se utiliza esta información es para controlar la posición de una articulación a través de un reflejo simple. Al aumentar la longitud de un músculo, se activan estos receptores, los que envían impulsos nerviosos a la médula espinal. A través de sinapsis excitatorias, las motoneuronas aumentan la actividad motora del músculo y así tienden a acortarlo activamente. Este es un ejemplo de retroacción negativa: el estiramiento original es contrarrestado por la tendencia refleja de acortar el músculo. Objetivos Observar el reflejo miotático en un voluntario relajado y observar el efecto de otra actividad sobre el reflejo Material

Martillo de percusión Procedimiento a) Reflejo tricipital: con el martillo de reflejos, percuta el tendón del músculo tríceps, en su inserción distal, en tanto que el brazo se mantiene en posición flectada y los demás músculos del brazo en estado de completa relajación. b) Reflejo rotuliano o patelar: percuta el tendón del cuadriceps de un compañero que permanezca sentado con las piernas colgando libremente, sin tocar el suelo. Es esencial que la musculatura del muslo respectivo se encuentre en total relajación. c) Reflejo aquiliano: con el sujeto de rodillas sobre una silla y con los pies pendiendo libremente, percuta el tendón de Aquiles. d) Maniobra de Jendrassik: pídale al mismo sujeto que enganche ambas manos con los dedos flectados, tratando de separarlas con el máximo de fuerza. Durante esta maniobra repita Ud. la percusión del tendón del cuadriceps. EJERCICIO N° 2: REFLEJO PUPILAR La retina es capaz de responder a un amplio rango de intensidades de luz. Con luz brillante, la sensibilidad del ojo es baja pero cuando la luz es tenue, la sensibilidad aumenta. La mayoría de esta adaptación ocurre en los fotorreceptores pero parte de ésta, resulta de la regulación de la cantidad de luz que entra al ojo a través de la pupila. Objetivo Observar los reflejos pupilares y los efectos relacionados en un voluntario Material Linterna Lápiz Procedimiento

a) Reflejo fotomotor: pídale a un compañero que cierre los ojos durante 15 segundos. Aplique un haz de luz sobre el ojo y observe las variaciones del diámetro pupilar. b) Reflejo consensual: repita la misma operación sobre un ojo y observe la pupila del ojo del otro lado. c) Reflejo pupilar de acomodación: con iluminación normal, observe el diámetro pupilar en un compañero que mira primeramente un lápiz que se coloca en la proximidad de la cara (a 10 o 15 cm de distancia de los ojos) y luego observa un objeto colocado a gran distancia (infinito). Compare el diámetro pupilar en ambas circunstancias. EJERCICIO N° 3: TIEMPO DE REACCION Objetivos Medir el tiempo de reacción de un voluntario frente a una señal visual Material Unidad Power/Lab Transductor de pulso Marcador de tiempo Procedimiento 1. Abra el programa Chart y busque la carpeta “reflejos”, abra el archivo “tiempo de reacción” y a

partir de este archivo cree un nuevo archivo. 2. Envuelva la correa del velcro alrededor del transductor de pulso, de tal manera que cubra su

delgado diafragma. Esto protegerá al transductor de cualquier golpe fuerte. Coloque el transductor sobre un piso con el diafragma hacia arriba en un lugar donde no haya riesgo de golpearlo accidentalmente. Mantenga el transductor en su lugar con una cinta adhesiva colocada sobre el cable.

3. Instruya a un voluntario para que presione el marcador de tiempo tan pronto como vea que usted el da un ligero golpe al transductor

4. Coloque una mano justo sobre el transductor, pero no lo toque. Presione el botón de inicio de Chart. El sistema comenzará a registrar cuando reciba una señal del transductor.

5. Después de un retardo de 1 a 4 segundos, golpee ligeramente el transductor sin advertencia. 6. Ejecute 10 golpes ligeros con intervalos de 1 a 4 segundos. Detenga el registro y proceda al

análisis. Análisis

1. Seleccione el primer evento registrado y abra la ventana de Zoom 2. Mueva el cursor hasta ubicarlo sobre el inicio de la respuesta (en la ventana de Zoom) y lea el

tiempo debajo del título de la ventana. Este tiempo de reacción es el tiempo que transcurre desde que se da el estímulo (tiempo cero) hasta la señal de respuesta. En la figura que se adjunta el tiempo de reacción es de 0.2 segundos.

3. Repita la medición con los otros 9 registros. Saque un promedio.

EJERCICIO N°4: TIEMPO DE REACCION CON ADVERTENCIA Objetivos Medir el tiempo de reacción a una señal visual dada inmediatamente después de un aviso verbal. Material Unidad Power/Lab Transductor de pulso Marcador de tiempo Procedimiento 1. Descartar cualquier registro realizado previamente seleccionando New del menú Files. 2. Repita el ejercicio N° 3, pero advirtiéndole verbalmente al voluntario cada vez que usted

proceda a tocar el transductor. Análisis Determine el tiempo de reacción promedio usando el análisis automático y compare sus resultados con los del ejercicio 3. Análisis automático 1. Del menú Macro, elija “tiempo de reacción”. Este comando automatiza los pasos 2 y 3 del

ejercicio 3 y presenta los 10 resultados en una columna. Verifique que efectivamente el número de datos corresponda con el número de registros que usted realizó.

2. Omita los 2 valores extremos y promedie los 8 valores restantes. 3. Compare estos resultados con los del ejercicio N° 3. II. SENSIBILIDAD SOMATICA Los seres vivientes desarrollan sus actividades en un medio ambiente que es, en general, cambiante. A estos cambios del medio los denominaremos estímulos. Un estímulo puede implicar, para una especie en particular, la necesidad de dar una respuesta adecuada a él, con el objeto de sobrevivir, es decir, es una forma de adaptación del organismo a su medio ambiente. Así, existen al menos dos aspectos que se deben considerar dentro del proceso de adaptación:

a) el conocimiento del cambio energético b) la capacidad de dar una respuesta adecuada a él.

Para conocer el cambio energético existen estructuras denominadas receptores sensoriales cuya finalidad es transducir el cambio energético medio-ambiental a energía eléctrica (potenciales generadores), la que debidamente codificada, integrada y procesada puede dar origen a una respuesta adecuada. Los receptores han sido clasificados desde varios puntos de vista, así Sherrington los dividió en:

- Exteroceptores: receptores de los cambios habidos en el medio externo. - Interoceptores: receptores que captan las modificaciones internas de un organismo. - Propioceptores: receptores de los músculos, articulaciones y tendones.

Otra clasificación se basa en las características físicas o químicas del estímulo. El estímulo pertinente aplicado al receptor para obtener una respuesta debe poseer el mínimo de energía y se le denomina estímulo adecuado. Así se tienen:

- Mecanorreceptores: cuyo estímulo adecuado es una deformación provocada por un agente mecánico

- Quimiorreceptores: estimulados por sustancias químicas. - Termorreceptores: el estímulo adecuado son las variaciones de temperatura - Receptores de ondas magnéticas: vale decir el receptor visual.

Objetivos:

a) Estudiar las sensaciones que se originan a nivel de la piel: tacto, calor y frío. b) Analizar las relaciones que existen entre la magnitud del estímulo y la intensidad de la

sensación evocada (tacto y presión). Material:

- Agua a 40°C - Agua a temperatura ambiente (20°C) - Agua con hielo (4°C) - Compás de Weber - Reglas graduadas en milímetros

Procedimiento: 1.- Capacidad de localización: toque suavemente con la punta de un lápiz la piel del sujeto y pídale que con otro lápiz trate de localizar el punto tocado. Estimule en la frente, el dorso de la mano, antebrazo y espalda. Mientras se aplica el estímulo, el sujeto permanecerá con los ojos cerrados y sólo al contestar utilizará el control visual. Determine el margen de error midiendo la distancia que hay entre el lugar estimulado y el señalado. 2.- Discriminación de distancia: mediante las dos puntas de un compás toque al sujeto y pídale que diga si siente dos puntos o uno. Si dice sentir dos, acerque las puntas del compás, hasta que el sujeto vacile entre uno o dos puntos, mida la distancia entre ellos. En caso que al tocarlo con ambas puntas del compás, diga que siente sólo un punto, hay que separar las puntas del compás hasta que se obtenga la distancia mínima de separación entre dos puntos. Explore en diversas regiones del cuerpo: pulpejo de los dedos, dorso y palma de la mano, antebrazo, brazo, cara, labios, espalda. 3.- Sensibilidad térmica:

a) Efecto de la superficie: introduzca un dedo e inmediatamente después, toda la mano en agua a 40°C y compare la intensidad de ambas sensaciones. Repita el mismo experimento, utilizando agua con hielo (4°C).

b) Relatividad de las sensaciones térmicas: en tres recipientes con agua a diversas temperaturas (4, 20 y 40°C) y dispuestos en ese orden, se sumerge la mano derecha en el agua a 40°C, la mano izquierda en el agua con hielo y a continuación ambas manos en el

recipiente con agua a aproximadamente 20°C (temperatura ambiente). Anote las sensaciones percibidas.

CUESTIONARIO Al finalizar la actividad práctica, relacione estas preguntas con los datos obtenidos por su grupo y discútalas con su profesor: 1. ¿Qué es el huso muscular? ¿Cuales son sus funciones? Dibuje un huso muscular, su inervación sensorial y su inervación motora. 2. ¿Por qué al estimular el tendón del cuadriceps la pierna se extiende? En una persona sana ¿Cuantos milisegundos transcurren desde que se aplica el estímulo hasta que se produce un reflejo monosináptico? Haga un diagrama que muestre todas las estructuras que están involucradas en un reflejo miotático o de estiramiento. 3. ¿Cuál es el efecto de la luz sobre el diámetro pupilar? puede Ud. explicar porqué este reflejo podría ser beneficioso para una persona? 4. ¿Qué estructuras están involucradas en las respuestas reflejas oculares? Describa: receptores sensoriales, vías aferentes, estructuras centrales, vías eferentes y efectores. 5. ¿A qué nivel de la vía refleja se encontraría una lesión si el reflejo pupilar a la luz (directo) está conservado pero el consensual está abolido? 6. ¿El tiempo de reacción es el mismo en distintas condiciones experimentales? Proponga otras condiciones experimentales en las que usted podría medir en tiempo de reacción. 7. Complete los siguientes diagramas, colocando los nombres de las estructuras que forman parte de: un reflejo somático monosináptico (a), un reflejo somático polisináptico (b) y un reflejo autonómico (c). Dé un ejemplo de cada uno de ellos.

( c )

8. Localización de un estímulo táctil y sensación táctil ¿A qué se debe la diferencia en el error de localización al explorar las diferentes zonas del cuerpo? ¿Por qué al practicar una punción venosa en el dorso de la mano, un paciente siente más intensamente que si lo puncionan en el brazo? 9. Discriminación con el compás de Weber: Haga un gráfico con los resultados obtenidos. ¿Qué influencia puede tener el tamaño de los campos receptivos con los resultados obtenidos? 10. Señale las características de los receptores de calor y de frío y cuál es su importancia en los mecanismos adaptativos a diferentes temperaturas ambientales.

SEMINARIO: SENSIBILIDAD SOMATICA y DOLOR

1.- Señales las características del potencial generador o potencial de receptor. 2.- Discuta la relación que hay entre intensidad del estímulo y potencial generador. 3.- Discuta la relación que hay entre intensidad de estímulo y frecuencia de potenciales de acción en el axón sensitivo. 4.- Defina los siguientes conceptos: a) campo receptivo b) adaptación de un receptor c) dermatoma 5.- Utilizando la figura, describa como se transmiten las sensaciones táctiles, propiocepción, dolor y temperatura desde la periferia hasta la corteza cerebral.

6.- Describa las alteraciones sensitivas que espera encontrar en:

a) Sección de la raíz posterior T3 b) Hemisección medular derecha a nivel de T3 7. ¿Qué entiende por estereognosia? ¿En que condiciones se pierde? 8. ¿Cuáles regiones de la corteza cerebral participan en la integración somatosensorial? 9. ¿Cuáles son los receptores para el dolor? Haga una clasificación de estos receptores, mencionando sus principales propiedades. 10. En el procesamiento de los estímulos dolorosos, se producen 4 procesos fisiológicos: transducción, transmisión, modulación y percepción. Explique en que consiste cada uno de estos procesos. 11. Mencione la ubicación y efecto de las siguientes sustancias relacionadas con la transmisión del dolor:

a) sustancia P b) serotonina c) prostaglandinas d) bradiquininas

12. ¿Qué son los péptidos opioides? ¿Cómo alteran la sensación de dolor? ¿Cuántos tipos de receptores para opioides endógenos existen? ¿En qué tejidos u órganos se han encontrado receptores para opioides? 13. ¿Qué son los canabinoides endógenos?¿Qué relación tienen con las sensaciones de dolor? ¿Cuántos tipos de receptores para canabinoides se han descrito? ¿En que tejidos u órganos se han encontrado receptores para canabinoides? 14. Utilizando la figura y mediante la teoría de la compuerta explique la disminución de dolor que percibe un sujeto al frotarse la región afectada.

15. Un hombre pierde su mano derecha en un accidente laboral. Después de varios años presenta episodios de dolor intenso en la mano faltante. Señale como se llama este fenómeno y cómo se podría explicar. 16. Defina los siguientes términos: a) Analgesia d) Hiperalgesia secundaria b) Alodinia e) Neuralgia c) Hiperalgesia primaria 17. ¿Que es el dolor neuropático? Discuta los mecanismos generadores de este tipo de dolor en el

sistema nervioso periférico. De ejemplos de dolor neuropático.

18. Describa y explique las bases fisiológicas del dolor referido.

19. Un hombre padece cáncer de colon descendente. A medida que avanza la enfermedad, aparecen intensos dolores en la pelvis. Se administra morfina sistemáticamente para contrarrestar el dolor. Sin embargo, si la dosis no llega a los niveles que originan somnolencia, el alivio del dolor es insuficiente. Claramente se necesita un método alternativo para neutralizar el dolor de este paciente. El tratamiento elegido es una bomba de morfina para su infusión epidural a través de un catéter situado sobre la médula espinal lumbosacra. a) ¿Por qué razón hay probabilidades de que este método sea satisfactorio? b) ¿Por qué razón es más probable el éxito de la morfina en este caso que el de un anestésico

local? 20. Una mujer se despierta con una sensación de entumecimiento en el lado izquierdo de su cuerpo. También tiene dificultades para mover el brazo y la pierna izquierda. Su médico descubre que no es capaz de distinguir una moneda de un clip con la mano izquierda y con los ojos cerrados. Su capacidad para reconocer la estimulación simultanea de dos puntos separados en la piel es mucho peor en el lado izquierdo que en el derecho. No consigue identificar la vibración de un diapasón situado en su muñeca o en su tobillo izquierdo. Este lado es más insensible que el derecho al pinchazo de un alfiler. Varias semanas después del episodio inicial, empieza a sentir quemazón en el lado izquierdo, e incluso un contacto ligero de cualquier objeto con la piel del brazo o la pierna izquierdos origina más dolor. a) ¿Cuál es la localización más probable de la lesión causante de estos síntomas? b) Si la capacidad de esta paciente para sentir los pinchazos con un alfiler se encuentra reducida

¿por qué razón puede percibir el dolor espontáneo y la alodinia?

SEMINARIO SISTEMAS DE CONTROL MOTOR 1

1. Todo nuestro repertorio de acciones dirigidas hacia el ambiente, desde las mas elementales, como la retirada refleja de un miembro ante un estímulo nociceptivo, hasta las acciones conductuales mas complejas como bailar o tocar un instrumento musical, dependen de la capacidad del sistema nervioso para gobernar los músculos esqueléticos. Las estructuras que generan la actividad motora somática se organizan, de manera jerárquica y también en paralelo. ¿A qué se refiere la organización jerárquica de los sistemas motores? ¿Y la organización en paralelo? 2. Utilizando las siguientes figuras, describa como la corteza motora y los núcleos motores del tronco encefálico se comunican con los núcleos motores de la médula espinal. Coloque los nombres a los tractos o fascículos donde corresponda.

3. Utilizando las siguientes figuras, discuta la distribución de los núcleos motores de la médula espinal.

4. ¿Qué entiende por choque espinal? ¿Cuáles son los probables mecanismos que dan cuenta de él? 5. ¿Qué es el reflejo en masa? ¿Por qué se produce después de la sección de la médula espinal? 6. Describa la función de la corteza motora primaria. ¿De qué manera el daño en esta zona cortical altera la conducta motora? 7. ¿Está la corteza motora bajo control sensitivo? 8.- ¿Qué es el signo de Babinski? ¿Cuál es su significado fisiológico y patológico?

9. La siguiente figura corresponde a un experimento realizado en monos: En a el mono está sentado ante un panel de luces. La tarea consiste en esperar un estímulo de instrucción que le informará del movimiento necesario para recibir un jugo de frutas como recompensa; entonces realizará el movimiento cuando se presente el estímulo desencadenante. Durante la tarea, se registra la actividad de una neurona del área promotora. En b se produce el estímulo de instrucción en el momento indicado por la flecha ascendente En c el mono ejecuta el movimiento de la mano

a) ¿Qué ocurre con la actividad eléctrica de la neurona del APM cuando se inicia el estímulo de instrucción? b) ¿Qué ocurre con la actividad eléctrica de la neurona del APM poco después de iniciarse el movimiento? c) En base a los resultados de este experimento ¿Con que función motora estarían asociadas las neuronas del APM? d) ¿Qué podría ocurrir con el movimiento si al mono se te inyectara una sustancia que bloquee temporalmente la actividad eléctrica de las neuronas del APM?

10. ¿Qué es el área motora suplementaria? ¿Cuáles son sus funciones? ¿De qué manera las lesiones del área motora suplementaria afectan la conducta motora? 11. ¿Qué entiende por tono muscular? ¿Cuáles son las estructuras centrales que participan en la regulación el tono muscular? 12. ¿Qué es la espasticidad? ¿Y la rigidez? ¿Qué diferencias hay entre ambas? 13. En muchas situaciones naturales la postura corporal, es desafiada por fuerzas imprevistas. Entonces actúan mecanismos reflejos que intentan contrarrestar dichas fuerzas. Las respuestas compensadoras reflejas se originan en información sensorial que permite evaluar el impacto postural de las fuerzas ambientales. Estos son: el aparato vestibular, la visión, los receptores musculares y articulares y los mecanorreceptores superficiales. Utilizando las figuras adjunta describa: a) Los componentes del aparato vestibular b) A que son sensibles los receptores vestibulares y cual es su mecanismo de transducción

c) Como funcionan las distintas estructuras que forman el aparato vestibular y como contribuyen a la

mantención de la postura y el equilibrio corporal. d) Que son los reflejos vestíbulo-oculares y los reflejos vestíbulo-espinales. 14.-Después de caerse por las escaleras, una mujer sufre pérdida parcial del movimiento voluntario del lado derecho del cuerpo y pérdida de las sensaciones de dolor y temperatura del lado izquierdo, por debajo de la región medio torácica. ¿Cuál es la probable lesión que ella tenga? 15. Un hombre descubre repentinamente que no puede mover ni el brazo ni la pierna izquierda. El examen clínico pone de manifiesto debilidad en el brazo y en la pierna izquierdos, especialmente en las porciones distales. También tiene dificultad para mover los mover los músculos de la región inferior de la cara y el lado izquierdo de su lengua es más débil que el derecho. En el lado izquierdo estaba presente el signo de Babinski. En una exploración clínica 1 mes después, la distribución de la debilidad no se había modificado, aunque en general ya no era tan intensa. Los reflejos bicipital, tricipital, rotuliano y aquiliano izquierdos estaban notablemente exaltados y había clono del pié en ese mismo lado. La capacidad del paciente para identificar estímulos táctiles y vibratorios estaba reducida en el lado izquierdo de la cara y el tronco y había una alteración en la propiocepción del brazo y de la pierna izquierdos. a) ¿Cuál es la porción del sistema nervioso afectada con mayor probabilidad por este accidente

vascular cerebral? b) ¿Cuál de los siguientes rasgos aporta la prueba que indica que la parálisis que afecta a este

paciente es de tipo espástico?

Signo de Babinski

Clono y reflejos miotáticos hiperactivos

Deficiencia en la sensibilidad somática

Parálisis de la lengua

Debilidad del brazo y la pierna Fundamente su respuesta.

SEMINARIO SISTEMAS DE CONTROL MOTOR 2

1.- La cito arquitectura morfológica del cerebelo comprende la sustancia gris dispuesta en una corteza superficial y varios núcleos profundos de nominados: dentado, interpuesto (formado por el globoso y el emboliforme) y fastigio. Las fibras de salida de las neuronas de los núcleos se proyectan fuera del cerebelo a través de los pedúnculos cerebelosos. La corteza cerebelosa presenta una estructura de tres capas: capa molecular, capa de las células de Purkinje y capa granular o profunda. Mencione los tipos de neuronas que forman las distintas capas de la corteza cerebelosa, describa su morfología, que neurotransmisores secretan y función de cada una de ellas. 2.- Enumere las principales funciones motoras del cerebelo. 3. Las tres grandes divisiones anatomo-funcionales del cerebelo son: - vestíbulo cerebelo - espino cerebelo - cerebro cerebelo En la siguiente figura, ubique las tres divisiones morfofuncionales del cerebelo, indique aferencias y eferencias y señale con que funciones está relacionada cada división.

4. ¿Desempeña el cerebelo algún papel en el aprendizaje? ¿Cuál es el significado de aprendizaje motor? Investigue que es lo que actualmente se conoce acerca de las bases moleculares del aprendizaje motor. 5. ¿En qué otras funciones “no motoras” está involucrado el cerebelo? 6. ¿Cuáles son las características clínicas mas comunes que se observan en la disfunción cerebelosa? 7. ¿Cuáles son los núcleos que forman los ganglios basales? de donde reciben las principales aferencias? hacia donde proyectan sus eferencias? 8. ¿Cuáles son las principales funciones motoras de los ganglios de la base? 9. El siguiente diagrama, muestra el circuito esqueleto – motor de los ganglios basales. En este circuito se describen a lo menos 3 grandes vías de interacción neuronal: la vía directa, la vía indirecta y la vía nigro-estriatal. Describa cada una de las vías y cual es su función en el control motor.

10. ¿Cuál es el papel de los ganglios basales en relación con el tálamo motor? 11. ¿Qué alteraciones motoras indican la presencia de un trastorno en los ganglios basales?

12.- Utilizando la siguiente figura explique que pasa en el circuito esqueleto-motor de los ganglios basales, en los pacientes que tienen enfermedad de Parkinson: cuales son las estructuras y neurotransmisores involucrados. Discuta las principales alteraciones motoras que se observan en estos pacientes.

13. Mencione tres fármacos que se emplean en el tratamiento de Parkinson y explique por qué se utilizan. 14. Averigüe que es la corea de Huntington, la corea de Sydenham y el síndrome de Gilles de la Tourette. 15. Una mujer percibe que sus movimientos son más lentos y que le tiemblan las manos cuando está en reposo. Estos cambios se fueron desarrollando a lo largo de varios años. Su cara es inexpresiva. Cuando se desplazan sus articulaciones pasivamente, hay una resistencia al movimiento, que cede y después reaparece repetidamente a medida que se realiza el desplazamiento. Los reflejos miotáticos son normales igual que la fuerza muscular. a) ¿Cuáles son las estructuras del sistema nervioso central que tienen una mayor probabilidad de

estar afectadas en esta paciente?

b) ¿Cuál de las siguientes sustancias puede aliviar parte de los síntomas en un tratamiento restitutivo? Adrenalina, Dopamina, Sustancia P, GABA, Glutamato Fundamente su respuesta.