evaluación de un protocolo anestésico basado en ketamina y

Universidad de La Salle Universidad de La Salle

Ciencia Unisalle Ciencia Unisalle

Medicina Veterinaria Facultad de Ciencias Agropecuarias

2016

Evaluación de un protocolo anestésico basado en ketamina y Evaluación de un protocolo anestésico basado en ketamina y

dexmedetomidina en aves psittacidas Ara ararauna del Bioparque dexmedetomidina en aves psittacidas Ara ararauna del Bioparque

Wakatá Wakatá

Lisette Reyes González Universidad de La Salle, Bogotá

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I

EVALUACIÓN DE UN PROTOCOLO ANESTÉSICO BASADO EN KETAMINA Y

DEXMEDETOMIDINA EN AVES PSITTACIDAS (Ara ararauna) DEL BIOPARQUE

WAKATÁ

Trabajo de grado para optar por el título de Médico Veterinario

Lisette Reyes González

Cód. 14082004

Universidad De la Salle

Facultad de Ciencias Agropecuarias

Programa de Medicina Veterinaria

Bogotá D.C, Colombia

2016

II

EVALUACIÓN DE UN PROTOCOLO ANESTÉSICO BASADO EN KETAMINA Y

DEXMEDETOMIDINA EN AVES PSITTACIDAS (Ara ararauna) DEL BIOPARQUE

WAKATÁ

Trabajo de grado para optar por el título de Médico Veterinario

Lisette Reyes González

Cód. 14082004

Director

Dr. Leonardo Arias Bernal

Universidad De la Salle

Facultad de Ciencias Agropecuarias

Programa de Medicina Veterinaria

Bogotá D.C, Colombia

2016

III

APROBACIÓN

DIRECTOR _______________________________________

Dr. LEONARDO ARIAS BERNAL

JURADO _______________________________________

Dr. FRANK HARRY SUAREZ SANCHEZ

JURADO _______________________________________

Dr. DIEGO SOLER TOVAR

IV

DIRECTIVOS

RECTOR Hno. Carlos Gabriel Gómez Restrepo

VICERRECTOR ACADÉMICO Hno. Carlos Enrique Carvajal Costa

VICERRECTOR DE PROMOCIÓN Hno. Frank Leonardo Ramos

Y DESARROLLO HUMANO

VICERRECTOR ADMINISTRATIVO Dr. Eduardo Ángel Reyes

VICERRECTOR DE INVESTIGACIÓN Dr. Luis Fernando Ramírez

Y TRANSFERENCIA

DECANO DE LA FACULTAD DE Dra. Claudia Aixa Mutis Barreto

CIENCIAS AGROPECUARIAS

DIRECTOR PROGRAMA Dr. Fernando Nassar

MEDICINA VETERINARIA

V

COMPROMISO

Los trabajos de grado no deben contener ideas que sean contrarias a la doctrina católica en

asuntos de dogma y moral.

Ni la Universidad, ni el director, ni el jurado calificador son responsables de las ideas expuestas

por el graduando.

VI

AGRADECIMIENTOS

Agradezco al Parque Jaime Duque – Bioparque Wakatá y a mi director Doctor Leonardo Arias

Bernal por el apoyo constante, por las enseñanzas y por creer en mis capacidades.

Al Doctor Cesar Augusto Díaz por ayudarme en la realización de este trabajo.

A mis jurados, Doctor Frank Suarez por ayudarme y guiarme en el trabajo.

A mis padres, mis hermanos por el apoyo moral y el amor para incondicional, por ayudarme a

crecer como persona y como profesional.

A cada una de las personas que aportaron a mi tesis, a mi desarrollo personal y profesional.

VII

TABLA DE CONTENIDO

pág.

RESUMEN XIII

ABSTRACT XIV

INTRODUCCIÓN 1

OBJETIVOS 4

Objetivo General 4

Objetivos Específicos 4

1. MARCO TEORICO 5

1.1 Antecedentes 5

1.1.1 Distribución 5

1.1.2 Hábitos 5

1.1.3 Aspectos biológicos 6

1.1.4 Alimentación 6

1.1.5 Aspectos reproductivos 7

1.1.6 Frecuencia de trafico 8

1.1.7 Medidas de conservación 8

1.2 Anestesia 8

1.2.1 Evaluación preanestésica 10

1.2.1.1 Ayuno 10

1.2.1.2 Premedicación 11

1.2.1.3 Preparación 12

VIII

1.2.1.4 Inducción y mantenimiento 12

1.2.1.5 Recuperación 12

1.2.2 Dexmedetomidina 13

1.2.3 Ketamina 15

1.2.4 Monitoreo anestésico 18

2. MATERIALES Y METODOS 20

2.1 Área a experimentar 20

2.2 Población y muestra 20

2.3 Materiales 20

2.3.1 Materiales para la sujeción 20

2.3.2 Materiales para el monitoreo de anestesia 21

2.3.3 Materiales para zoometría 21

2.3.4 Materiales farmacológicos 21

2.3.5 Materiales de escritorio y oficina 21

2.4 Variables 22

2.5 Métodos y procedimientos 22

2.5.1 Restricción Física 22

2.5.2 Restricción Química 23

2.5.2.1 Protocolo 1 23




IX

2.5.3 Monitoreo 25

2.5.3.1 Constantes fisiológicas 25

2.5.3.1.1 Frecuencia Cardiaca 25

2.5.3.1.2 Frecuencia Respiratoria 25

2.5.3.1.3 Temperatura 25

2.5.3.2 Evaluación de reflejos 25

2.5.3.2.1 Reflejo palpebral 25

2.5.3.2.3 Tono mandibular 25

2.5.3.2.4 Relajación muscular 26

2.6 Análisis estadístico 27

2.7 Medicamentos de emergencia 27

3. RESULTADOS 28

3.1 ESTADISTICA 28

3.1.1 ESTADISTICA DESCRIPTIVA 28

3.1.1.1 Frecuencia Cardiaca 28

3.1.1.1.1 Frecuencia cardiaca por protocolos anestésicos 28

3.1.1.1.2 Frecuencia cardiaca media por tiempo 29

3.1.1.2 Frecuencia Respiratoria 30

3.1.1.2.1 Frecuencia Respiratoria por los diferentes protocolos 30

3.1.1.2.2 Frecuencia respiratoria media por tiempo 31

3.1.1.3 Temperatura 32

3.1.1.3.1 Temperatura por los diferentes protocolos 32

3.1.1.3.2 Temperatura media por tiempo 33

X

3.1.1.4 Tiempo 34

3.1.1.4.1 Efecto inicial 34

3.1.1.4.2 Inducción 34

3.1.2 Análisis de varianza 35

3.1.2.1 Frecuencia cardiaca ANAVA y Prueba Tukey 35

3.1.2.2 Frecuencia respiratoria ANAVA y prueba de Tukey 35

3.1.2.3 Temperatura ANAVA y prueba de Tukey 36

3.1.3 Prueba de Chi cuadrado 37

3.1.3.1 Tono mandibular 37

3.1.3.2 Reflejo palpebral 37

3.1.3.3 Relajación muscular 38

4. DISCUSIÓN 39

5. CONCLUSIONES 45

6. RECOMENDACIONES 47

7. LISTA DE REFERENCIAS 48

8. ANEXOS 52

XI

LISTA DE FIGURAS

pág.

Figura 1. Distribución Geografía de Ara ararauna 5

Figura 2: Evaluación de constantes fisiológicas, frecuencia cardiaca,

frecuencia respiratoria y temperatura. 26

Figura 3. Media por tiempo frecuencia cardiaca. Protocolo 1 – 2 – 3 - 4 30

Figura 4. Media por tiempo frecuencia respiratoria. Protocolo 1 – 2 – 3 - 4 32

Figura 5. Media por tiempo temperatura. Protocolo 1 – 2 – 3 - 4 34

Figura 6: Restricción física, control de miembros inferiores y cabeza. 39

Figura 7: Evaluación de reflejos, relajación muscular y recuperación. 44

XII

LISTA DE TABLAS

pág.

Tabla 1. Población de Guacamayas Azules 20

Tabla 2. Dosis Básica Ketamina – Medetomidina 23

Tabla 3. Dosis Básica Ketamina – Dexmedetomidina 23

Tabla 4. Dosis básica, Medicamentos de emergencia 26

Tabla 5. Frecuencia Cardiaca por los diferentes protocolos 29

Tabla 6. Frecuencia Respiratoria por los diferentes protocolos 31

Tabla 7.Temperatura por los diferentes protocolos 33

Tabla 8. Efecto inicial por los diferentes protocolos 34

Tabla 9. Tiempo de inducción por los diferentes protocolos 34

Tabla 10. ANAVA frecuencia cardiaca y prueba de Tukey 35

Tabla 11. ANAVA frecuencia respiratoria y prueba de Tukey 36

Tabla 12. ANAVA temperatura a y prueba de Tukey 36

Tabla 13. Prueba Chi cuadrado para tono mandibular 37

Tabla 14. Prueba Chi cuadrado para reflejo palpebral 38

Tabla 15. Prueba Chi cuadrado para relajación muscular 38

XIII

RESUMEN

El presente estudio se realizó con el objetivo de evaluar un protocolo anestésico basado en

ketamina y dexmedetomidina, en Guacamayas (Ara ararauna) del Bioparque Wakatá. En total,

se incluyó 14 individuos adultos, distribuidos en 4 grupos al azar: Protocolo 1 (ketamina 3 mg/kg

- dexmedetomidina 0.06 mg/kg), protocolo 2 (ketamina 3 mg/kg - dexmedetomidina 0.07

mg/kg), protocolo 3 (ketamina 3 mg/kg - dexmedetomidina 0.08 mg/kg) y protocolo 4 (ketamina

4 mg/kg - dexmedetomidina 0.08 mg/kg). En cada grupo se evaluó el efecto anestésico, sobre la

frecuencia cardiaca, frecuencia respiratoria, la temperatura y Reflejos (palpebral, tono

mandibular, relajación muscular), a los 30 minutos se administró el antagonista atipamezol (DB:

0.3 mg/kg). El análisis estadístico se realizó mediante estadística descriptiva, Anova y prueba de

tukey de las variables cuantitativas y Chi cuadrado de las variables cualitativas. Se observó que el

protocolo 4, tuvo rápida inducción, así como estabilidad vascular y respiratoria, que brinda un

grado anestésico justo para procedimientos cortos, para el manejo de esta especie.

Palabras claves: Ara ararauna, ketamina, dexmedetomidina, anestesia.

XIV

ABSTRACT

This study was conducted with the objective of evaluating an anesthetic protocol based on

ketamine and dexmedetomidine in Macaws (Ara ararauna) in Bioparque Wakatá. 14 adult

individuals were included, divided into 4 groups randomly. Protocol 1 (ketamine 3 mg / kg -

dexmedetomidine 0.06 mg / kg), protocol 2 (ketamine 3 mg / kg - dexmedetomidine 0.07 mg /

kg), protocol 3 (ketamine 3 mg / kg - dexmedetomidine 0.08 mg / kg) and Protocol 4 (ketamine 4

mg/kg - dexmedetomidine 0.08 mg / kg). In each group was evaluated the anesthetic effect with

the heart rate, respiratory rate, temperature and reflexes (palpebral, jaw tone, muscle relaxation),

when 30 minutes pass was administered antagonist atipamezole (0.3 mg /kg). Statistical analysis

was performed using descriptive statistics, ANOVA and Tukey test for quantitative variables and

Chi square for qualitative variables. It was observed that protocol 4, had rapid induction, as well

as vascular and respiratory stability, which provides a fair degree anesthetic for short procedures

for the management of this species.

Keywords: Ara ararauna, ketamine, dexmedetomidine, anesthetic.

1

INTRODUCCIÓN

Después de Brasil, la biodiversidad colombiana es considerada una de las más ricas del

mundo. En promedio, en Colombia habita una de cada 10 especies de fauna y flora, siendo el país

con el mayor número de especies de aves. Donegan et al. (2015) afirma “El listado de aves de

Colombia aumentó nuevamente a 1,921 especies (excluyendo especies exóticas) de las cuales

1,846 han sido documentadas a través de registros confirmados en el continente” (p. 4).

Actualmente existe un interés en la conservación de psitácidos debido a que como

lo menciona Rodríguez & Hernández (2002) citado por Botero & Páez (2010, p.

97), así como la diversidad y los endemismos son altos en Colombia, las

amenazas para las aves también son considerables. Entre los grupos con más

presiones, en Colombia, se encuentra la familia Psittacidae, representada por 53

especies distribuidas en 17 géneros. Actualmente se reconocen 11 especies bajo

alguna categoría de amenaza por la Unión Internacional para la Conservación de

la Naturaleza (UICN), debido a un sin número de causas. Sin duda alguna, la

pérdida, fragmentación y degradación del hábitat, y la cacería y el saqueo de nidos

son las mayores presiones sobre sus poblaciones.

Para los zoológicos, Bioparques, centros de rescate y demás es una responsabilidad,

ofrecer el bienestar que es fundamental para que todos los animales conserven las características

propias de su especie. Los médicos veterinarios de fauna silvestre se enfrentan a casos más

complejos, ya que al contrario de la práctica con pequeños animales y grandes animales, se

enfrentan a obstáculos de anestesia en la mayoría de los casos y su interés se enfoca en el uso de

anestésicos que ofrezcan un plano anestésico ideal que no genere efectos adversos.

2

Años atrás “Wencker (1998) afirma que el uso de anestesia disociativa como

método de contención química es en la actualidad una práctica habitual y ha sido

usada efectivamente para inmovilizar una amplia variedad de animales silvestres

en cautiverio. Entre los fármacos que mayor aceptación han tenido en estas

especies, debido a su amplio rango de seguridad, sus dosis reducidas, y su fácil

aplicación intramuscular, se encuentra la Ketamina. Los sedantes son

administrados de forma rutinaria, como parte de la contención química, ya que

cuando se utilizan de forma apropiada, proporcionan un estado de calma y

sedación que permiten reducir el estrés y las dosis necesarias de anestésicos

generales” citado por (Vinueza, 2012, p. 2). Por otro lado Granholm & Mckusick

& Westerholm (2007) mencionan que los agonistas alfa-2 adrenérgicos han

adquirido una especial relevancia debido a sus efectos sedantes, analgésicos y

anticonvulsivantes. La dexmedetomidina es el miembro de agonistas alfa-2

adrenérgicos más joven, y se lo considera como un fármaco prometedor, debido a

la alta afinidad que posee sobre los receptores α2 adrenérgicos, potenciando así

sus efectos anestésicos.

Actualmente los conocimientos acerca de la anestesia de animales ha progresado

notablemente, a pesar de esto, animales de fauna silvestre pocas veces son anestesiados lo que se

ha considerado como un desafío importante.

La aparición de nuevos fármacos anestésicos, cada vez más eficaces y seguros, en el

campo de la medicina humana, obliga a su evaluación en medicina veterinaria, para determinar

sus efectos y de esta manera poder incluirlos en la terapéutica tradicional, para la confección de

protocolos anestésicos cada vez más seguros.

3

El objetivo del presente estudio es evaluar los efectos de administración de ketamina y

dexmedetomidina, para inmovilizar químicamente Psittacides mantenidos en cautiverio en el

Bioparque Wakatá y de esta manera disponer de un nuevo protocolo de uso veterinario.

4

OBJETIVO GENERAL

Evaluar los efectos de administración intramuscular de ketamina y dexmedetomidina, sobre las

frecuencias cardiaca, respiratoria y presentación de reflejos en Psittacides (Ara ararauna)

mantenidos en cautiverio en el Bioparque Wakatá.

Objetivos Específicos

Evaluar el efecto del protocolo anestésico ketamina y Dexmedetomidina sobre las variables

fisiológicas.

Establecer si las dosis planteadas en este estudio para Ketamina y Dexmedetomidina son

efectivas en Ara ararauna.

Determinar el nivel y profundidad de anestesia por medio de la valoración de reflejos y el

tiempo de inducción.

5

1. MARCO TEORICO

1.1 Antecedentes

1.1.1 Distribución

“El guacamayo es natural de las Américas. Su ubicación comprende Colombia, Panamá,

Venezuela (al sur del Orinoco), Ecuador (región Amazónica al este), Perú, Bolivia (región

Amazónica al norte y este), Paraguay y Brasil (Hasta Mato Grosso y Sao Paulo)” (Feliciano,

2014, p. 31)

Figura 1. Distribución Geografía de Ara ararauna (Birdlife International 2016).

1.1.2 Hábitos

Habita en zonas de bosque húmedo – tropical que se inunda todos los años y en

tierras pantanosas, se le documenta desde el nivel del mar hasta los 700 m.s.n.m,

es más frecuente a menos de 500 m.s.n.m. Se les observa en las palmeras altas,

pantanos y a lo largo de los cursos de los ríos, formando parejas y grupos que

pueden albergar a más de 25 individuos; no salen de los bosques densos durante

los meses secos, pero durante las estaciones lluviosas se desplazan a considerables

distancias (CITES,2015).

Nativa (residente)

6

Hay 17 especies de guacamayos que se dividen en 4 géneros. Estos son Ara, Diopsittaca,

Andorhynchus y Cyanopsittaque se encuentran en las selvas tropicales de América del Sur.

Muchas de las diferentes especies de guacamayas son consideradas hoy como los animales en

peligro de extinción.

Las aves han habitado todas las áreas de cada continente durante miles de años que van

desde costas, humedales, desiertos, todos los tipos de bosques, llanuras sin árboles, montañas,

país, tierras de cultivo y hasta las ciudades. Estas áreas de hábitat han permitido a las aves

adaptarse físicamente a las circunstancias que las rodean.

1.1.3 Aspectos biológicos

Longitud de unos 80 cm, de los cuales, la cola supone más o menos la mitad. Peso

entre 900-1.100 gr. Sexos similares en su aspecto: la frente es de color verde que

deriva en azul verdoso. El resto de la parte superior del cuerpo muestra un rico

azul celeste, incluido el anverso de la cola. La garganta es negra. La piel es blanca

presentando alguna hilera de plumas negras bordeando inferiormente al ojo. Un

plumaje amarillo anaranjado se extiende desde las coberteras de los oídos hasta

los laterales del cuello, un reborde verdoso con frecuencia presente donde se une

con el plumaje negro de la parte inferior de la garganta. Resto de la parte inferior

del cuerpo, incluidos los muslos pero con exclusión de las coberteras inferiores de

la cola que son azules, es asimismo amarillo, como el reverso de la cola. Pico

negro, patas negro grisáceas e iris amarillo claro. Los ejemplares jóvenes se

pueden distinguir de los adultos por su iris castaño oscuro. En libertad viven

grupos de 25 – 30 ejemplares (Feliciano, 2014, p. 31).

1.1.4 Alimentación

7

El guacamayo es un animal omnívoro y se alimenta de frutos secos y frutas en los árboles

a lo largo de insectos, huevos y pequeños mamíferos y reptiles.

El guacamayo tiene una gran y poderoso pico que puede romper las cáscaras de

nueces y semillas más fácilmente. Al igual que otras especies de loros, los

guacamayos tienen cuatro dedos en cada pie, con dos dedos de los pies hacia

adelante y dos mirando hacia atrás. Esta adaptación del pie ayuda a la guacamaya

para agarrar a la presa y ramas de árbol más fácilmente y permite a la guacamaya

posarse en los árboles sin deslizarse (Liza, 2006, p. 3).

1.1.5 Aspectos reproductivos

Las guacamayas tienen la misma pareja siempre y permanecen juntos de por vida,

es decir son monógamos, se mantienen entre sí hasta que una de las aves muere. A

diferencia de otras aves, los guacamayos tienen una tasa reproductiva baja. El

ciclo de reproducción también puede ser bajo debido a una falta de adecuada

anidación en sitios y áreas. A la edad de 3-4 años estas aves pueden alcanzar la

madurez sexual. Estas aves se reproducen cada 1-2 años entre los meses de

diciembre a mayo. Las caries en los altos árboles que ya fueron hechas por otros

animales suelen ser donde se encuentra el nido de guacamayo. Cuando estas aves

anidan normalmente ponen una nidada de 2-4 huevos que son elípticas (46-

36mm). La hembra incuba los huevos durante 24 a 28 días, mientras que el macho

traería comida para la hembra. Cuando los huevos eclosionan ambos padres tienen

el deber de alimentar a la joven, pero durante la primera semana después de que

los huevos son incubados sólo la hembra podría alimentar al joven por el proceso

de la regurgitación. Después de esto el macho también se alimenta a los jóvenes.

8

Al final de la temporada de cría de estas aves comienzan a mudar. La muda se

lleva a cabo durante varios meses. Con el fin de proteger a sus crías ambos padres

son extremadamente agresivos hacia los intrusos (CITES, 2015).

1.1.6 Frecuencia de tráfico

Es una de las aves más traficada y tenida en cautiverio, disminuyendo así sus poblaciones

naturales.

Lamentablemente como lo menciona Feliciano (2014) los guacamayos se han

vuelto muy populares como mascotas, y hay un floreciente mercado negro. Esto

sólo contribuye a su estado en peligro de extinción. Las disminución de las

poblaciones se debe también al hecho de que el hábitat natural de la selva tropical

de la guacamaya está siendo destruido debido a la deforestación, lo que está

sucediendo en todo América Central y del Sur a un ritmo alarmante.

1.1.7 Medidas de conservación

La conservación de hábitats naturales y la restauración de parchas de bosque, pueden

disminuir a presión antrópica sobre esta especie. Igualmente evitando su venta y compra como

mascota, disminuirá de igual forma su amenaza.

1.2 anestesia

Históricamente, la anestesia aviar ha sido un problema lleno de continuos debates y hay

muchos puntos de vista conflictivos con respecto a los intervalos de dosificación y la elección del

protocolo anestésico. Al igual que en otras especies animales, la anestesia general en las aves

pueden llevarse a cabo, ya sea con agentes anestésicos inyectables o inhalables. El objetivo de la

9

anestesia de un paciente es seleccionar el fármaco más seguro que permite que la cantidad

mínima de cambios fisiológicos.

Los principios básicos de evaluación de mamíferos es aplicable al paciente aviar.

Murrel & Hellebrekers (2005) afirman que numerosos investigadores han utilizado

diferentes fármacos para la premedicación anestésica entre los cuales se

encuentran los adrenérgicos α2 agonistas, utilizados principalmente en la clínica

de pequeños animales por su potente sedación y sus propiedades analgésicas, al

igual que en grandes animales especialmente en los equinos. Los adrenérgicos α2

agonistas han sido utilizados en medicina veterinaria desde hace ya varias décadas

con el objeto de proporcionar, de forma dependiente de la dosis, sedación,

analgesia y relajación muscular. La xilazina se sintetizó en el año de 1962 en

Alemania y fue el primer adrenérgico α2 agonista utilizado en la clínica

veterinaria como sedante y analgésico. Las publicaciones sobre la eficacia de la

xilazina como coadyuvante anestésico empiezan a aparecer en la década de los

70’, pero hasta el año de 1981 la acción de la xilazina no fue relacionada con la

estimulación de los receptores centrales α2 adrenérgicos.

Los α2 Receptores son receptores de membrana celular obligados a proteínas G ,

que causa efecto clínico por la inhibición de la adenilato ciclasa, la activación

canales de K, y la inhibición de Ca2, conductancia que resulta en la

hiperpolarización de la membrana; otras vías de señalización también están

implicadas, incluyendo la estimulación de la fosfolipasa A2. Los diversos efectos

clínicos producido por α2 agonistas, incluye la sedación, analgesia, hipotensión o

hipertensión y bradicardia, son el resultado de permutaciones de diferentes

10

proteínas G de acoplamiento para una variedad de mecanismos efectores

(Pandharipande & Maze, 2006, p.44).

La introducción de la dexmedetomidina como producto veterinario se ha

combinado con la retiro de Medetomidina en algunos países (por ejemplo, el

EE.UU.). Por consiguiente, el uso de la combinación Dexmedetomidina con

ketamina (DK) se ha incrementado, con tasas de dosis en base a supuestos

derivados de los pocos estudios en otras especies. Debido a que la

dexmedetomidina fue identificada como el enantiómero activo de la

Medetomidina, la dosis de dexmedetomidina administrada es normalmente media

a la de la Medetomidina; esto es debido a la ausencia de levomedetomidina que

comprende 50% de la Medetomidina (Burnside & Flecknell & Cameron &

Thomas, 2013, p. 2).

La anestesia de aves se considera un procedimiento delicado, que necesita de los

suficientes conocimientos de la función cardiopulmonar, la farmacocinética y efectos de los

anestésicos. Debido a que en la práctica ha presentado altas mortalidades.

1.2.1 Evaluación Anestésica

Se debe hacer una evaluación por lo menos un día antes y si es posible un examen clínico.

1.2.1.1 Ayuno.

El ayuno preanestésico en aves depende del estado de salud, la especie y la edad del ave.

El ayuno evita la broncoaspiración por regurgitación desde el buche, aumentando

la eficiencia de la ventilación (Brieva, 2014). Harcourt -Browm & Chitty (2004)

consideran que existen controversias en cuanto a la longitud de tiempo que un ave

debe estar en ayunas antes de la inducción anestésica, debido a la alta tasa

11

metabólica de un ave y el reducido almacenamiento de glucógeno hepático, se

recomienda que el ayuno debe limitarse a no más de 2 – 3 horas, Sin embargo,

cuando se trabaja con Cockatiels y aves grandes en buena condición física, la

eliminación de su comida la noche anterior y su agua 2 - 3 horas antes de la

procedimiento anestésico no parece tener ningún efecto nocivo (p. 87).

Sin embargo Brieva (2014) afirma que “en las especies pequeñas (paseriformes,

periquitos, palomas, colibríes) no se debe hacer un ayuno prequirurgico debido a que poseen

metabolismo rápido, por ello es riesgoso aplicar el ayuno, ya que puede conducir a hipoglicemia

y muerte”.

1.2.1.2 Premedicación.

Gunkel & Lafortune (2005) mencionan que la restricción de las aves requiere un

poco de experiencia para garantizar seguridad y menos tensión al ave. La

Premedicación es raramente utilizada en la medicina aviar para evitar episodios

repetidos de manipulación. Sin embargo, el uso de Premedicación para la sedación

puede ser ventajoso en episodios de ansiedad, aves asustadas o excitadas.

Además, estos fármacos puede disminuir la cantidad de anestésico inhalado

requerido con la reducción de efectos secundarios cardiovasculares. Las

benzodiazepinas (midazolam, diazepam) y opioides (butorfanol) se utilizan

comúnmente para premedicar aves. Parasimpaticolıticos (atropina, glicopirrolato)

se utilizan sólo en pacientes con antecedentes de bradiarritmias. El uso rutinario

de parasimpaticolıticos puede resultar en el engrosamiento traqueobronquial

secreciones y aumento de saliva. Esto puede conducir a un mayor riesgo de

obstrucción de las vías respiratorias, en particular aves pequeñas. Por esta razón,

12

el uso rutinario de los anticolinérgicos no se recomienda como premedicación en

aves. (p. 267)

1.2.1.3 Preparación.

Preparar con anticipación el equipo de anestesia y una fuente de calor Calcular las

dosis de fármacos de emergencia. Las complicaciones más frecuentes en esta fase

son las arritmias, la bradicardia y la apnea, que llevan a paro respiratorio y a paro

cardíaco. Estas pueden evitarse disminuyendo el estrés, trabajando en un lugar

oscuro y tranquilo (Brieva, 2014).

1.2.1.4 Inducción y mantenimiento.

El ave debe posicionarse en decúbito lateral, sin impedir la respiración, y

facilitando el monitoreo. La temperatura debe monitorearse continuamente, ya que

la hipotermia induce bradicardia e hipotensión, e interfiere con el metabolismo

normal. El monitoreo cardiorespiratorio sigue los principios del monitoreo en

mamíferos. Para procedimientos largos se aconseja usar anestesia inhalada,

mientras que para procedimientos cortos es útil el empleo de anestesia fija

inyectable. Como mínimo se debe monitorear la frecuencia cardiaca, frecuencia

respiratoria, y temperatura corporal. Pueden usarse monitores que incluyan ECG y

Doppler. Los pulso-oxímetros están calibrados para mamíferos, por ello su

confiabilidad es incierta en aves. Administrar fluidos y proporcionar una fuente de

calor, principalmente en aves pequeñas. Las áreas principales de pérdida de calor

son las patas y los sacos aéreos, se debe mantener una fuente externa de calor y

envolver las patas del ave en una tela que mantenga el calor (Brieva, 2014).

1.2.1.5 Recuperación.

13

Es un periodo crítico, por lo que debe monitorearse al ave para evitar depresión

cardiorespiratoria. Se debe tener en cuenta la posición en decúbito lateral para

evitar broncoaspiración.

La recuperación debe hacerse en un lugar tranquilo, cómodo, oscuro y tibio

(20ªC), como un guacal kennel o una caja, utilizando bolsas de agua tibia para

facilitar la pronta recuperación de la temperatura corporal normal. Las bolsas no

deben estar muy calientes porque pueden quemar al ave o inducir hipertermia

(Brieva, 2014).

1.2.2 Dexmedetomidina

Es un agonista extremadamente selectivo del adreno-receptor alfa-2 (1,600 veces

mayor para el receptor alfa-2 que para el receptor alfa-1), por lo cual posee

propiedades sedantes, hipnóticas, ansiolíticas, simpaticolíticas y analgésicas;

presenta una estructura imidazólica común a los agonistas alfa-2 adrenérgicos y

farmacológicamente constituye la forma activa del dextroenantiómero de la

medetomidina, un analgésico y sedante utilizado en medicina veterinaria que a su

vez es producto de la metilación de la etomidina (Carrillo, Pliego, Gallegos &

Santacruz, 2014).

Es un agonista alfa- 2 que es dos veces más potente que la medetomidina. En

humanos y mamíferos ha demostrado ser un fármaco de gran utilidad en primer

instante por ser el único sedante que no produce depresión respiratoria, se puede

utilizar en pacientes con insuficiencia renal, es reversible y disminuye la

concentración de catecolaminas en sangre por lo que disminuye el riesgo de

eventos isquémicos en periodos de estrés (Pandharipande, 2006).

14

El uso de la dexmedetomidina se ha incrementado, como lo menciona Lin et al. (2008) la

dexmetomidina se utiliza no solo como sedante o en combinación con otros fármacos para

preanestesia, sino como fármaco intraoperatorio en infusión continúa tanto en medicina

veterinaria como humana.

La dexmedetomidina (+) -4-[1-(2,3, dimetilfenil) Etil]-1 H-imidazol es el

adrenérgico α agonista de más reciente aprobación para su uso clínico en perro y

gatos, posee gran especificidad y selectividad α2/α1, siendo superior a la

selectividad de fármacos pertenecientes al mismo grupo como los son: clonidina,

detomidina o xilazina; esta mayor selectividad sobre los receptores α le confieren

una mayor potencia sedante y analgésica, provocando una menor depresión

cardiovascular. Estas características hacen de la dexmedetomidina el α2 agonista

comercial más potente hoy en día (Cabrejo, 2011).

La respuesta analgésica a la administración de dexmedetomidina parece

producirse a nivel de la neurona de la raíz dorsal, donde los agonistas alfa 2

bloquean la liberación de la sustancia P en la vía nociceptiva. Se considera que

estos efectos analgésicos aparecen gracias a su mecanismo de acción sobre la

proteína G inhibitoria sensible a la toxina del pertussis, que incrementa la

conductancia a través de los canales del potasio (Carrillo et al, 2014, p.31).

Además Carrillo et al, (2014) Considera que También está mediada por la

activación de las vías inhibitorias descendentes, gracias al bloqueo de los

receptores del aspartato y glutamato. De esta forma, se puede atenuar la

hiperexcitabilidad espinal, lo que ejerce un verdadero efecto preventivo al dolor.

Dicho de otro modo, su acción analgésica es debida a la inhibición de la liberación

15

de neurotransmisores excitadores en la médula espinal, donde existe gran número

de excitadores alfa-2 adrenérgicos p.31.

En general los α2 agonistas en comparación con otros sedantes, muestran unas

tasas altas de aclaramiento y una vida media relativamente más cortas. Estudios de

farmacocinética sobre la dexmedetomidina y levomedetomidina en las especies

ovina y caprina han determinado que la distribución y eliminación de este tipo de

medicamentos en la anestesia general es muy rápida (Cabrejo, 2011).

Cuando se utiliza en forma intramuscular, la concentración plasmática máxima se

alcanza de 1.6 a 1.7 horas, con una vida media de eliminación de 1.6 a 2.4 horas y

un aclaramiento plasmático total de 0.7 a 0.9 L/h/kg; volumen aparente de

distribución de 2.1 a 2.6 L/kg (Carrillo et al, 2014, p.28).

Adicionalmente Carrillo et al (2014) menciona que “la dexmedetomidina es eliminada

por vía renal en un 95%, en forma de conjugados metil y glucurónidos y la depuración total de la

dexmedetomidina en el organismo se calcula en 39 L/h (0.54 L/h/kg)”p.29.

1.2.3 Ketamina

La ketamina, un derivado de la fenciclidina originalmente conocido como CI-581,

se sintetizó en la década de 1960 como un anestésico agente con propiedades

únicas, incluyendo mínimos efectos negativos sobre el sistema cardiorespiratorio.

El uso clínico en la anestesia fue reportado por primera vez en 1966 y desde

entonces la ketamina se ha convertido en un fármaco anestésico estándar

principalmente utilizado para la inducción en pacientes hemodinámicamente

inestables o como un complemento para la analgesia o sedación (Gorlin &

Rosenfeld & Ramakrishna, 2016, p.160).

16

La Ketamina es un (clorhidrato de 2-(o-clorofenil)-2-(metilamino) ciclohexanona,

anestésico disociativo de acción ultracorta, derivado de la fenciclidina, único

antagonista del receptor NMDA utilizado en la práctica clínica. Es un agente

farmacológico con propiedades anestésicas, sedantes, amnésicas y analgésicas. De

uso corriente en animales, utilizado principalmente para la inducción y el

mantenimiento de la anestesia. Es soluble en agua, no es irritante, su inicio de

acción es rápido tras la inyección intravenosa y proporciona un nivel anestésico

aceptable. La ketamina también puede tener un efecto anestésico local y se ha

usado para la anestesia regional intravenosa (Cruz, Giraldo, Fernández & Tovar,

2009, p.69).

La ketamina se utiliza como un medicamento para anestesia en un largo período de

tiempo en aves. Sin embargo, la ketamina causa una anestesia disociativa y su potencia

analgésica es insuficiente para diferentes procedimientos. Además, no da como resultado en el

músculo la relajación y el ave puede llegar a ser muy excitable durante la recuperación. Debido a

esto Lierz & Korbel (2012), Afirman que “la ketamina no debe ser utilizado como un agente

anestésico solo, pero puede ser utilizado en combinación con una alfa- 2 - agonista o una

benzodiacepina” (p.49).

Cruz et al, (2009) “menciona que las vías comunes de administración de la ketamina han

sido la intravenosa, intramuscular, oral y rectal, con escasa irritación de los tejidos. La ketamina

también ha sido administrada por vía epidural para analgesia postoperatoria y para dolor

intratable” (p.69).

Navarrete, (2014) destaca ciertas propiedades que considera hacen que la ketamina

sea una droga de las más versátiles que el anestesiólogo encuentra en su arsenal

17

terapéutico están son; disminuye la adhesión de leucocitos y plaquetas, bloquea los

receptores NMDA, reduce la liberación presináptica de glutamato, antagoniza los

receptores muscarínicos y nicotínicos de la acetilcolina, inhibe la formación de

factor de crecimiento neural, inhibe la formación de ácido nítrico, disminuye la

recaptación de catecolaminas, disminuye la activación de los granulocitos y

suprime la producción de citoquinas proinflamatorias (p.s243).

Las propiedades analgésicas de la ketamina, y su papel como coadyuvante en

anestesia y analgesia locorregional, han sido y son ampliamente demostradas por

varios estudios, mostraron efectos antinociceptivos de ketamina racémica y

describieron una potencia analgésica suficiente para el tratamiento del dolor por

inflamación, también observaron en sus estudios que al combinar la ketamina con

un anestésico local el efecto analgésico era más prolongado (Cruz et al, 2009, p.69).

Es entonces cuando se conoce que clínicamente “la ketamina produce tanto anestesia

local como anestesia general y se ha publicado su interacción con los receptores: N-metil-D-

aspartato (NMDA), opioides, monoaminérgicos, muscarínicos, adrenorreceptores alfa2, de los

canales de potasio y sodio, y los canales voltaje sensibles al calcio” (Cruz et al, 2009, p.69).

La ketamina se metaboliza en el hígado por enzimas del citocromo microsomal

P450, principalmente CY3A4. Tres días después de una sola dosis de ketamina,

sólo el 2,3% se excreta en la orina sin cambios, 1,6% como norketamina, 16,2%

como dehydronorketamine, y 80% como derivados hidroxilados. Norketamine y

dehydronorketamine tienen un tercio y 1 / 100 de la potencia de la ketamina,

respectivamente, y el resto de los metabolitos se cree que es inactivo (Gorlin,

Rosenfeld & Ramakrishna, 2016, p.163).

18

Existe una extensa experiencia clínica e investigativa con la ketamina, los estudios

muestran que bajas dosis de ketamina son más eficaces después de la

administración epidural que después de la administración IV o IM; minimizando

así los efectos secundarios dosis dependiente. A pesar de ello, las investigaciones

que la incluyen en la actualidad son muy numerosas. Sus efectos analgésicos a

dosis subanestésicas están siendo estudiados intensamente (Cruz et al, 2009,

p.69).

Gorlin et al, 2016 afirma que “la ketamina tienen una fase de distribución rápida (vida

media de distribución de 11 a 16 min). La semivida de eliminación es de 2-3 horas y la

depuración es 12 a 17 ml / kg / min”(p.163).

1.2.4 Monitoreo anestésico

El monitoreo anestésico es de vital importancia, todos los procedimientos necesitan de ser

supervisados por un veterinario asignado.

La evaluación manual de la profundidad de la anestesia requiere el seguimiento de:

La frecuencia respiratoria: el ave debe respirar anestesiado al menos una vez cada

2-7 segundos. En un plano de la luz La anestesia de la frecuencia respiratoria y el

carácter puede ser rápida y profunda. Como el plano anestésico se profundiza, la

respiración se ralentiza y se vuelve menos profunda. Como sólo se produce el

intercambio de oxígeno. Cuando hay movimiento de aire a través del tracto

respiratorio, los períodos de apnea pueden resultar en el paro cardíaco mucho

antes de lo que se observa en perros y gatos (Doneley, 2016 p. 378).

La frecuencia cardiaca y el ritmo. Las disminuciones o cambios en las la

frecuencia cardíaca y el ritmo a menudo se reflejan y puede ser precedida por

19

cambios en la respiración. Auscultación se debe realizar con frecuencia, si no de

forma continua. El pulso se detecta generalmente fácilmente.

El reflejo palpebral (cierre palpebral inducido por la estimulación del canto medial

ocular) desaparece rápidamente cuando el plano anestésico se profundiza

(Doneley, 2016 p. 378).

El reflejo corneal (movimiento de tercer párpado en respuesta a la manipulación

de la córnea) lento, pero puede permanecer presente incluso en planos quirúrgicos

de anestesia (Doneley, 2016 p. 378).

20

2. MATERIALES Y METODOS

2.1 Área a experimentar

LUGAR: PARQUE JAIME DUQUE - BIOPARQUE WAKATÁ

DEPARTAMENTO: Cundinamarca

MUNICIPIO: Tocancipá

2.2 Población y muestra

Se toman 14 guacamayas de distintas edades, sexos y tamaños con pesos que oscilaban

entre 1,00 – 1,4 kg. Todos los animales pertenecen a la colección del Parque Jaime Duque:

Tabla 1. Población de Guacamayas Azules.

Población de guacamayas azules del Bioparque Wakatá, seleccionadas para la investigación con su número de

registro y peso.

2.3 Materiales

2.3.1 Materiales para la sujeción

+ Redes de nylon para captura.

Nombre Común Nombre

Científico

Edad Microchip Peso kg

Guacamaya Azul Ara Ararauna Adulto 982009102039145 1.005














21

+ Guantes de carnaza.

+ Guacal para transporte.

+ Mantas negras.

+ Guantes quirúrgicos.

2.3.2 Materiales para el monitoreo de anestesia

+ Fonendoscopios.

+ Termómetro digital.

+ Cronómetro.

2.3.3 Materiales para zoometría

+ Scanner AVID.

+ Báscula digital.

+ Bolsa negra.

2.3.4 Materiales farmacológicos

+ Dexmedetomidina.

+ Ketamina.

+ Atipamezol.

2.3.5 Materiales de escritorio y oficina

+ Formato de anestesia.

+ Computador.

+ Impresora.

+ Papelería.

+ Historias clínicas.

+ Fichas de anestesia.

22

2.4 Variables

Se tienen en cuenta variables cuantitativas y cualitativas de cada individuo.

Como variables cuantitativas se tomaron la frecuencia cardiaca, respiratoria y temperatura

y los reflejos como variables cualitativas.

2.5 Métodos y procedimientos

El presente trabajo se lleva a cabo en el Bioparque Wakatá ubicado en Tocancipá, con la

población de Psittacidos (Ara Ararauna,) que habitan en los lugares de exhibición. La sujeción se

realiza durante los meses del año 2015.

2.5.1 Restricción Física

Se realiza verificación de todos los materiales necesarios para la sujeción y el

procedimiento.

Antes de la administración del pre anestésico o el anestésico, es necesario realizar

una restricción física del ave, en el caso de los psitaciformes la restricción de la

cabeza es muy importante para prevenir heridas en las manos. La técnica

comúnmente utilizada es utilizar una toalla para cubrir la cara, esta deberá ser

acorde al tamaño del ave, también debe hacerse uso de guantes de carnaza

(Nevarez, 2005, p.278).

Para la captura y sujeción de las aves se selecciona dos personas que ingresan a la

exhibición con gafas, guantes de carnaza, redes de nylon y un trapo negro.

El personal utiliza redes de nylon para la captura y con la ayuda de guantes de carnaza

manipula el ave realizando una fijación cuidadosa de las alas y el cuerpo. Su inmovilización se

realiza con ayuda de guantes de carnaza, se toma el ave dentro de la red se recoge sosteniéndola

de la cabeza entre los dedos: pulgar, corazón e índice y con la otra mano se toman las miembros

23

posteriores dejando el dedo índice en medio de ellas y con el dedo corazón y pulgar se rodean las

patas.

2.5.2 Restricción Química

Para la inmovilización se utiliza un protocolo de sujeción química completamente al azar

a 4 grupos de guacamayas:

Ketamina + dexmedetomidina

Tabla 2. Dosis Básica Ketamina – Medetomidina.

Dosis Básica

Ketamina 3 – 7 mg/kg IM

Medetomidina 0.075 – 0.10 mg/kg IM

Dosis Básica establecida para aves psitácidas por Longley (2008).

Tabla 3. Dosis Básica Ketamina – Dexmedetomidina.

Concentración Dosis Básica

Ketamina 50 mg/ml 3 – 5 mg/kg IM

Dexmedetomidina 0.5 mg/ml 0.05 – 0.08 mg/ kg IM

2.5.2.1 Protocolo 1 (3 mg / kg K - 0,06 mg / kg DXT)

Se anestesiaron 3 animales.

Administración de ketamina (Ketamina 50, Holliday-Scott S.A, Bs As) DB: 3 mg/kg

+ Dexmedetomidina (Dexdomitor, orion pharma, Finlandia) DB: 0.06 mg/kg.

Administración intramuscular (IM) a nivel de los músculos pectorales.

24

Administración de atipamezol (Antisedan) DB: 0.3 mg/kg.

Administración de Meloxicam (0,2 mg/kg).






















25

Para la inducción farmacológica se emplea la vía intramuscular (IM), para ello se realiza

punción a nivel del musculo pectoral con aguja 27G y jeringa de 1 ml, la desinfección de la zona

se realiza con una gasa impregnada de clorhexidina, la punción del musculo se realiza

introduciendo la aguja en un ángulo de 45° posteriormente se aspira para verificar que no se

encuentra en un vaso sanguíneo, una vez verificado esto se deposita la mezcla farmacológica en

una sola jeringa en el musculo pectoral. En un ambiente en silencio durante la sujeción y

anestesia. Durante el procedimiento de anestesia se registró el tiempo de administración de los

fármacos y se procedió a la identificación del animal por la lectura de su chip AVID; al pesaje

del animal en una balanza digital, con la ayuda de una bolsa negra; se realiza toma de constantes

fisiológicas cada 5 minutos hasta los 30 minutos se administra el antagonista (atipamezol) y se

realiza monitoreo hasta la recuperación del animal.

2.5.3 Monitoreo

2.5.3.1 Constantes fisiológicas figura 2

2.5.3.1.1 Frecuencia Cardiaca.

Monitoreo con fonendoscopio.

Medición cada 5 minutos.

2.5.3.1.2 Frecuencia Respiratoria.

Monitoreo a través de la observación directa del tórax o abdomen, fonendoscopio.

Medición cada 5 minutos.

2.5.3.1.3 Temperatura.

Monitoreo con termómetro digital en cloaca.

Medición cada 5 minutos

2.5.3.2 Evaluación de reflejos.

26

2.5.3.2.1 Reflejo palpebral.

Monitoreo con ayuda de un hisopo, estimulando el reflejo en el ojo.

Evaluación cada 5 minutos.

2.5.3.2.3 Tono mandibular.

Monitoreo directo tomando la parte mandibular y abriendo el pico.


2.5.3.2.4 Relajación muscular.

Monitoreo directo extensión del ala y extensión de miembros.


Se realiza un registro en hoja de anestesia de todos los datos obtenidos durante el

procedimiento.

Figura 2: Evaluación de constantes fisiológicas, frecuencia cardiaca, frecuencia respiratoria y

temperatura.

27

2.6 Análisis estadístico

La estadística descriptiva se realizó con las variables cuantitativas con el fin de determinar

diferencias entre los 4 protocolos. Con el programa Statistix versión 8.0.

Regresiones lineales con el programa Excel para las variables cuantitativas de cada protocolo.

Se realizó análisis de varianza para las variables cuantitativas y pruebas de tukey con el

programa Statistix versión 8.0.

Para las variables cualitativas se utilizó la prueba de Chi cuadrado con el programa Statistix

versión 8.0.

2.7 Medicamentos de emergencia

Teniendo en cuenta algunos eventos de emergencia como depresiones respiratorias,

paradas respiratorias, o paradas cardiacas, (Samour, 2010) dispone de algunos medicamentos de

emergencia como los que se muestran a continuación.

Tabla 4. Medicamentos de emergencia.

Medicamento Dosis mg/kg Indicación

Atropina 0.01- 0.02 Sc/Im Bradicardia (Gunkel, 2005)

Adrenalina 0.5-1 Arresto cardiaco (Carpenter, 2005)

Doxapram 5-20 Apneas (Gunkel, 2005)

Atipamezol 5 x dosis de

dexmedetomidina

Reversor de alfa 2

agonista

(Carpenter, 2005)

Dosis Básica medicamentos de emergencia para aves.

28

3. RESULTADOS

3.1 Estadística

3.1.1 Estadística descriptiva

Se obtuvo a partir de las variables cuantitativas utilizadas en el estudio (frecuencia

cardiaca, frecuencia respiratoria, temperatura).

3.1.1.1 Frecuencia Cardiaca.

Rango normal: 120 – 400 Lat / min (Longley, 2008).

3.1.1.1.1 Frecuencia cardiaca por protocolos anestésicos.

Teniendo en cuenta la frecuencia cardiaca según cada uno de los protocolos, en promedio,

tendieron a reducirse. Como se muestra en la tabla 5, La media más baja fue la del protocolo 2 (3

mg / kg K - 0,07 mg / kg DXT) con 124.61 latidos por minuto. El protocolo 1 (3 mg / kg K - 0,06

mg / kg DXT) tuvo una media de 139.1 latidos por minuto, El protocolo 3 (3 mg / kg K - 0,08 mg

/ kg DXT) tuvo una media de 141.10 latidos por minuto y la media más alta fue la del protocolo

4 (4 mg / kg K - 0,08 mg / kg DXT) con 144.04 latidos por minuto. El valor mínimo fue el del

protocolo 2 con 79 latidos por minuto y el valor máximo del protocolo 4 con 195 latidos por

minuto. El valor que más se repitió (moda) para el protocolo 1 fue de 120 latidos por minuto,

para el protocolo 2 fue de 100 latidos por minuto, para el protocolo 3 fue de 152 latidos por

minuto y para el protocolo 4 fue de 160 latidos por minuto. El valor de la variable de posición

central (mediana) fue para el protocolo 1 de 132 latidos por minuto, para el protocolo 2 de 124

latidos por minuto, para el protocolo 3 de 141.5 latidos por minuto y el protocolo 4 de 148 latidos

por minuto.

Tabla 5. Frecuencia Cardiaca por los diferentes protocolos.

29

Protocolo 1

3 mg / kg K - 0,06

mg / kg DXT

Protocolo 2

3 mg / kg K - 0,07

mg / kg DXT

Protocolo 3

3 mg / kg K - 0,08

mg / kg DXT

Protocolo 4

4 mg / kg K - 0,08

mg / kg DXT

Media 139.1 Media 124.61 Media 141.10 Media 144.04

Mediana 132 Mediana 124 Mediana 141.5 Mediana 148

Moda 120 Moda 100 Moda 152 Moda 160

Mínimo 105 Mínimo 79 Mínimo 107 Mínimo 103

Máximo 192 Máximo 164 Máximo 165 Máximo 195

Desviación

Estándar

25.996 Desviación

Estándar

26.225 Desviación

Estándar

16.319 Desviación

Estándar

23.245

3.1.1.1.2 Frecuencia cardiaca media por tiempo.

Se tomaron las medias de cada protocolo por cada tiempo que se midió la frecuencia

cardiaca desde la administración de los fármacos.

Como se observa en la figura 3, según las medias el protocolo que más disminuyo a los 5

minutos fue el protocolo 2 con 128.5 lat/min, a los 10 minutos el protocolo 2 con 119.75 lat/min,

a los 15 minutos el protocolo 2 con 119.75 lat/min, a los 20 minutos el protocolo 2 con 119.25

lat/min, a los 25 minutos con 118.25 lat/min y finalmente a los 30 minutos el protocolo 4 con

122.25 lat/min.

30

Figura 3. Media por tiempo frecuencia cardiaca. Protocolo 1 – protocolo 2 – protocolo 3 – protocolo 4.

3.1.1.2 Frecuencia Respiratoria.

Rango normal: 8 – 36 Resp /min (Longley, 2008).

3.1.1.2.1 Frecuencia Respiratoria por los diferentes protocolos.

Las frecuencias respiratorias en los protocolos como se aprecia en la tabla 6, la media más

baja fue la del protocolo 4 (4 mg / kg K - 0,08 mg / kg DXT) con 25.179 resp/min. El protocolo 1

(3 mg / kg K - 0,06 mg / kg DXT) tuvo una media de 37.5 resp/min y El protocolo 3 (3 mg / kg K

- 0,08 mg / kg DXT) tuvo una media de 38.89 resp/min, la media más alta fue la del protocolo 2

(3 mg / kg K - 0,07 mg / kg DXT) con 40.6 resp/min. El valor mínimo fue el del protocolo 1 con

6 resp/min y el valor máximo el del protocolo 1 con 96 resp/min. El valor que más se repitió

(moda) para el protocolo 1 fue de 40 resp/min, para el protocolo 2 fue de 40 resp/min, para el

protocolo 3 fue de 24 resp/min y el protocolo 4 de 20 resp/min. El valor de la variable de

posición central (mediana) fue para el protocolo 1 de 37 resp/min, para el protocolo 2 de 40

resp/min, para el protocolo 3 30 resp/min y el protocolo 4 de 23 resp/min.

110

120

130

140

150

160

170

180

0 5 10 15 20 25 30

Protocolo 1

Protocolo 2

Protocolo 3

Protocolo 4

31

Tabla 6. Frecuencia Respiratoria por los diferentes protocolos.

Protocolo 1

3 mg / kg K - 0,06

mg / kg DXT

Protocolo 2

3 mg / kg K - 0,07

mg / kg DXT

Protocolo 3

3 mg / kg K - 0,08

mg / kg DXT

Protocolo 4

4 mg / kg K - 0,08

mg / kg DXT


Mediana 37 Mediana 40 Mediana 30 Mediana 23

Moda 40 Moda 40 Moda 24 Moda 20



Desviación

Estándar

25.660 Desviación

Estándar

19.332 Desviación

Estándar

21.584 Desviación

Estándar

9.8997

3.1.1.2.2 Frecuencia respiratoria media por tiempo.

Se tomaron las medias de cada protocolo por cada tiempo que se midió la frecuencia

respiratoria desde la administración de los fármacos.


minutos fue el protocolo 4 con 29.5 resp/min, a los 10 minutos el protocolo 4 con 27.75 resp/min,

a los 15 minutos el protocolo 3 con 15.5 resp/min, a los 20 minutos el protocolo 4 con 20.25

resp/min, a los 25 minutos el protocolo 1 con 21.33 resp/min y finalmente a los 30 minutos el

protocolo 1 con 19.33 resp/min.

32

Figura 4. Media por tiempo frecuencia respiratoria. Protocolo 1 – protocolo 2 – protocolo 3 – protocolo 4.

3.1.1.3 Temperatura.

Rango normal: 39 – 42 oC (Longley, 2008).

3.1.1.3.1 Temperatura por los diferentes protocolos.

Teniendo en cuenta la temperatura tendió a reducirse como se muestra en la tabla 7.La

media más baja fue la del protocolo 3 (3 mg / kg K - 0,08 mg / kg DXT) con 39.032 grados

centígrados. El protocolo 1 (3 mg / kg K - 0,06 mg / kg DXT) tuvo una media de 39.279 grados

centígrados, El protocolo 2 (3 mg / kg K - 0,07 mg / kg DXT) tuvo una media de 39.579 grados

centígrados y la media más alta fue la del protocolo 4 (4 mg / kg K - 0,08 mg / kg DXT) con

39.918 grados centígrados. El valor mínimo fue el del protocolo 3 con 35.5 grados centígrados y

el valor máximo fue el del protocolo 4 con 41.9 grados centígrados. El valor que más se repitió

(moda) para el protocolo 1 fue de 39.1, para el protocolo 2 fue de 39.7 grados centígrados, para el

protocolo 3 fue de 40.4 grados centígrados y para el protocolo 4 39.7 grados centígrados. El valor

10

20

30

40

50

60

70

80

0 5 10 15 20 25 30

Protocolo 1

Protocolo 2

Protocolo 3

Protocolo 4

33

de la variable de posición central (mediana) fue para el protocolo 1 de 39.2 grados centígrados,

para el protocolo 2 de 39.7 grados centígrados, para el protocolo 3 39.3 grados centígrados y el

protocolo 4 de 39.6 grados centígrados.

Tabla 7. Temperatura por los diferentes protocolos.

Protocolo 1

3 mg / kg K - 0,06

mg / kg DXT

Protocolo 2

3 mg / kg K - 0,07

mg / kg DXT

Protocolo 3

3 mg / kg K - 0,08

mg / kg DXT

Protocolo 4

4 mg / kg K - 0,08

mg / kg DXT


Mediana 39.2 Mediana 39.7 Mediana 39.3 Mediana 39.6

Moda 39.1 Moda 39.7 Moda 40.4 Moda 39.7

Mínimo 37.4 Mínimo 37.4 Mínimo 35.5 Mínimo 38.5

Máximo 40.9 Máximo 41.2 Máximo 40.9 Máximo 41.9

Desviación

Estándar

0.9349 Desviación

Estándar

1.1503 Desviación

Estándar

1.4099 Desviación

Estándar

1.0597

3.1.1.3.2 Temperatura media por tiempo.

Se tomaron las medias de cada protocolo por cada tiempo que se midió la temperatura

desde la administración de los fármacos.


minutos fue el protocolo 1 con 39.95 grados centígrados, a los 10 minutos el protocolo 3 con

39.8 grados centígrados, a los 15 minutos el protocolo 1 con 39.3 grados centígrados, a los 20

minutos el protocolo 3 con 38.4 grados centígrados, a los 25 minutos el protocolo 3 con 38.33

grados centígrados y finalmente a los 30 minutos el protocolo 3 con 37.4 grados centígrados.

34

Figura 5. Media por tiempo temperatura. Protocolo 1 – protocolo 2 – protocolo 3 – protocolo 4.

3.1.1.4 Tiempo.

3.1.1.4.1 Efecto inicial.

Tabla 8. Efecto inicial por los diferentes protocolos.

Protocolo 1

3 mg / kg K - 0,06

mg / kg DXT

Protocolo 2

3 mg / kg K - 0,07

mg / kg DXT

Protocolo 3

3 mg / kg K - 0,08

mg / kg DXT

Protocolo 4

4 mg / kg K - 0,08

mg / kg DXT

Media 8.3333 Media 6.5 Media 7 Media 4



3.1.1.4.2 Inducción.

Tabla 9. Tiempo de inducción por los diferentes protocolos.

Protocolo 1 Protocolo 2 Protocolo 3 Protocolo 4

37

38

39

40

41

0 5 10 15 20 25 30

Protocolo 1

Protocolo 2

Protocolo 3

Protocolo 4

35

3 mg / kg K - 0,06

mg / kg DXT

3 mg / kg K - 0,07

mg / kg DXT

3 mg / kg K - 0,08

mg / kg DXT

4 mg / kg K - 0,08

mg / kg DXT

Media 15.3333 Media 14 Media 13.66 Media 7.5



3.1.2 Análisis de varianza

Se usó análisis de varianza para comprobar si había diferencias significativas entre los

protocolos, con diseños al azar.

3.1.2.1 Frecuencia cardiaca ANAVA y Prueba Tukey.

El análisis de varianza al azar de los datos obtenidos de frecuencia cardiaca de los

protocolos tabla 10, determino que había diferencias significativas entre los protocolos siendo P

< 0.05. Se realizó una prueba de diferencia mínima significativa honesta de tukey con la que se

determinó que el protocolo 4 (4 mg / kg K - 0,08 mg / kg DXT) presentó valores altos de

frecuencia cardiaca (media de 144 lat /min).

Tabla 10. ANAVA frecuencia cardiaca y prueba de Tukey

Source DF SS MS F P

PROTOCOLO 3 6108.8 2036.27 3.66 0.0152

Error 93 51733.3 556.27

Total 96

PROTOCOLO Mean Homogeneous Groups

4 144.04 A

3 141.10 AB

1 139.10 AB

2 124.61 B

Nota: (DF) Grados de libertad, (SS) Suma de cuadrados, (MS) Cuadrados medios, (F) razón F

Snedecor, (P) Significancia estadística.

3.1.2.2 Frecuencia respiratoria ANAVA y prueba de Tukey.

36

El análisis de varianza al azar de los datos obtenidos de frecuencia respiratoria de los

protocolos tabla 11, determino que había diferencias significativas entre los protocolos siendo P

< 0.05. Se realizó una prueba de diferencia mínima significativa honesta de tukey con la que se

determinó que el protocolo 2 (3 mg / kg K - 0,07 mg / kg DXT) presentó valores altos de

frecuencia respiratoria (media de 40 resp/min).

Tabla 11. ANAVA frecuencia respiratoria y prueba de Tukey

Source DF SS MS F P

PROTOCOLO 3 4029.4 1343.12 3.60 0.0164

Error 92 34291.1 372.73

Total 95


2 40.679 A

3 38.895 AB

1 37.571 AB

4 25.179 B

Nota: (DF) Grados de libertad, (SS) Suma de cuadrados, (MS) Cuadrados medios,

(F) razón F Snedecor, (P) Significancia estadística.

3.1.2.3 Temperatura ANAVA y prueba de Tukey.

El análisis de varianza al azar de los datos obtenidos de temperatura de los protocolos

tabla 12, determino que no había diferencias significativas entre los protocolos siendo P > 0.05.

Se realizó una prueba de diferencia mínima significativa honesta de Tukey con la que se

determinó que entre los protocolos no se presentó diferencias significativas.

Tabla 12. ANAVA temperatura a y prueba de Tukey

Source DF SS MS F P

PROTOCOLO 3 10.152 3.38412 2.59 0.0577

Error 90 117.561 1.30623

Total 93


4 39.918 A

2 39.579 A

1 39.279 A

3 39.032 A

Nota: (DF) Grados de libertad, (SS) Suma de cuadrados, (MS) Cuadrados medios,

(F) razón F Snedecor, (P) Significancia estadística.

37

3.1.3 Prueba de chi cuadrado

Se realizó prueba de Chi cuadrado a las variables cualitativas para medir las tendencias de

los reflejos de cada protocolo.

3.1.3.1 Tono mandibular.

Como se muestra en la tabla 13, el tono mandibular estuvo ausente 16 veces en el

protocolo 1, 22 veces en el protocolo 2, 17 veces en el protocolo 3 y 19 veces en el protocolo 4.

El tono mandibular estuvo disminuido 2 veces en el protocolo 1, 1 veces en el protocolo 2, 1

veces en el protocolo 3 y 1 veces en el protocolo 4. El tono mandibular estuvo presente 3 veces

en el protocolo 1, 5 veces en el protocolo 2, 3 veces en el protocolo 3 y 8 veces en el protocolo 4.

Tabla 13. Prueba Chi cuadrado para tono mandibular.

PROTOCOLO

Tonomand 1 2 3 4

+-----------+-----------+-----------+-----------+

Ausente Obs | 16 | 22 | 17 | 19 | 74

Expected | 15.86 | 21.14 | 15.86 | 21.14 |

Cell Chi-Sq | 0.00 | 0.03 | 0.08 | 0.22 |

+-----------+-----------+-----------+-----------+

Disminuido Obs | 2 | 1 | 1 | 1 | 5

Expected | 1.07 | 1.43 | 1.07 | 1.43 |

Cell Chi-Sq | 0.80 | 0.13 | 0.00 | 0.13 |

+-----------+-----------+-----------+-----------+

presente Obs | 3 | 5 | 3 | 8 | 19

Expected | 4.07 | 5.43 | 4.07 | 5.43 |

Cell Chi-Sq | 0.28 | 0.03 | 0.28 | 1.22 |

+-----------+-----------+-----------+-----------+

21 28 21 28 98

3.1.3.2 Reflejo palpebral.

Como se muestra en la tabla 14, el reflejo palpebral estuvo ausente 14 veces en el

protocolo 1, 15 veces en el protocolo 2, 15 veces en el protocolo 3 y 18 veces en el protocolo 4.

El reflejo palpebral estuvo disminuido 0 veces en el protocolo 1, 1 veces en el protocolo 2, 0

veces en el protocolo 3 y 1 veces en el protocolo 4. El reflejo palpebral estuvo presente 7 veces

en el protocolo 1, 12 veces en el protocolo 2, 6 veces en el protocolo 3 y 9 veces en el protocolo

4.

38

Tabla 14. Prueba Chi cuadrado para reflejo palpebral.

PROTOCOLO reflpalpe 1 2 3 4

+-----------+-----------+-----------+-----------+

Ausente Obs | 14 | 15 | 15 | 18 | 62

Expected | 13.29 | 17.71 | 13.29 | 17.71 |

Cell Chi-Sq | 0.04 | 0.42 | 0.22 | 0.00 |

+-----------+-----------+-----------+-----------+

Disminuido Obs | 0 | 1 | 0 | 1 | 2

Expected | 0.43 | 0.57 | 0.43 | 0.57 |

Cell Chi-Sq | 0.43 | 0.32 | 0.43 | 0.32 |

+-----------+-----------+-----------+-----------+

presente Obs | 7 | 12 | 6 | 9 | 34

Expected | 7.29 | 9.71 | 7.29 | 9.71 |

Cell Chi-Sq | 0.01 | 0.54 | 0.23 | 0.05 |

+-----------+-----------+-----------+-----------+

21 28 21 28 98

3.1.3.3 Relajación muscular.

Como se muestra en la tabla 15, la relajación muscular estuvo ausente 5 veces en el

protocolo 1, 8 veces en el protocolo 2, 7 veces en el protocolo 3 y 7 veces en el protocolo 4. La

relajación muscular estuvo disminuido 2 veces en el protocolo 1, 5 veces en el protocolo 2, 0

veces en el protocolo 3 y 1 veces en el protocolo 4. La relajación muscular estuvo presente 14

veces en el protocolo 1, 15 veces en el protocolo 2, 14 veces en el protocolo 3 y 20 veces en el

protocolo 4.

Tabla 15. Prueba Chi cuadrado para relajación muscular.

PROTOCOLO

relmusc 1 2 3 4

+-----------+-----------+-----------+-----------+

Ausente Obs | 5 | 8 | 7 | 7 | 27

Expected | 5.79 | 7.71 | 5.79 | 7.71 |

Cell Chi-Sq | 0.11 | 0.01 | 0.25 | 0.07 |

+-----------+-----------+-----------+-----------+

Disminuido Obs | 2 | 5 | 0 | 1 | 8

Expected | 1.71 | 2.29 | 1.71 | 2.29 |

Cell Chi-Sq | 0.05 | 3.22 | 1.71 | 0.72 |

+-----------+-----------+-----------+-----------+

presente Obs | 14 | 15 | 14 | 20 | 63

Expected | 13.50 | 18.00 | 13.50 | 18.00 |

Cell Chi-Sq | 0.02 | 0.50 | 0.02 | 0.22 |

+-----------+-----------+-----------+-----------+

21 28 21 28 98

39

4. DISCUSIÓN

Actualmente, los estudios de evaluación de protocolos anestésicos reversibles dirigidos a

contenciones químicas para intervenciones no invasivas o mínimamente invasivas en aves, son

escasos, existen menos protocolos anestésicos en estas especies que en los mamíferos. Es la

asociación de fármacos con la intención de evitar los efectos indeseables de un solo agente tanto

en la anestesia como en la recuperación. El presente, es el primer estudio que evalúa y compara

directamente cuatro protocolos de contención química Ketamina, dexmedetomidina en aves Ara

ararauna del Bioparque Wakatá.

En general, se obtuvo una adecuada inmovilización en la mayoría de los ejemplares

participantes; se realizó una restricción física apropiada figura 6, las guacamayas fueron

anestesiadas en una zona aislada, lejos del ruido, con temperatura y luz controladas.

Figura 6: Restricción física, control de miembros inferiores y cabeza.

La reducción de la frecuencia cardíaca en todos los protocolos se evidenció, como se

observa en la figura 3, todos los protocolos tendieron a disminuir uniformemente, siendo el

protocolo 3 (3 mg / kg K - 0,08 mg / kg DXT) el que presentó la disminución más constante y el

protocolo 2 (3 mg / kg K - 0,07 mg / kg DXT) el que obtuvo las medias más bajas con 118.25 lat/

min al minuto 25, a partir de este momento tendió a recuperarse más rápidamente que los demás

40

protocolos, lo que se asume como inicio de la recuperación del animal y recuperación de la

homeostasis.

El descenso de la frecuencia cardiaca se puede presentar por la administración de

dexmedetomidina, debido a la combinación de efecto inhibidor sobre los estimuladores del

sistema parasimpático y efectos simpaticomiméticos en el corazón, la ketamina sola causa un

aumento de la frecuencia cardíaca y la presión arterial. En cuanto a los α2 agonistas adrenérgicos

actúan sobre el sistema cardiovascular que causa una disminución estadísticamente significativa

en la frecuencia cardiaca, el gasto cardiaco, el flujo aórtico, un aumento inicial de la presión

sanguínea y la resistencia periférica seguido por una disminución de ambos.

Las acciones cardiovasculares de dexmedetomidina se deben a la estimulación de

receptores α2 adrenérgicos a nivel medular y cerebral y también periféricos. El

ascenso inicial de presión arterial tras la administración de dexmedetomidina se

debería al estímulo de receptores α2 pos sinápticos de localización vascular

periférica, siendo el descenso de frecuencia cardíaca de origen reflejo por

estimulación de los barorreceptores, mientras que la reducción subsiguiente de la

frecuencia cardíaca sería debida a una depresión simpática de origen central, que

dejaría el tono vagal sin oposición (Mato, Perez, & Otero 2002, p.411).

La combinación de ketamina con otro agente α2 agonista adrenérgico se han utilizado

para muchas especies a través de los años debido a su mecanismo de compensación

cardiovascular (Bollerhey, Baumgartner & Laacke – Singer, 2010).

Este protocolo ketamina y Dexmedetomidina indica que la frecuencia cardiaca

con los fármacos utilizados se puede comportar de manera más uniforme, a pesar

de que se produzca una disminución de la frecuencia cardiaca. El uso de estos

41

fármacos sinergistas con el fármaco inductor que en este caso es la ketamina, no

solo reduce la dosis efectiva de la ketamina, también produce una anestesia

balanceada reduciendo los efectos secundarios de la ketamina, entre los cuales se

encuentran la taquicardia (Bryant, 2010, p.265).

Al realizar el análisis de varianza y la prueba de Tukey tabla 9, se evidenció que el

protocolo 4 es el que presentaba diferencias significativas con los otros protocolos. Esto debido a

que este grupo presentó frecuencias cardiacas más altas con respecto a los otros protocolos,

comprobando que en esta prueba es más evidente el aumento de la frecuencia cardiaca que la

disminución generada por el protocolo 2 (3 mg / kg K - 0,07 mg / kg DXT).

La frecuencia respiratoria adquirida en los diferentes protocolos tendió a reducirse como

se observa en la figura 4, con la media más baja en el protocolo 4 (4 mg / kg K - 0,08 mg / kg

DXT) esto debido a que la depresión respiratoria en el uso de este tipo de fármacos puede ser

dosis dependiente. A pesar de esto la frecuencia respiratoria se mantuvo dentro del rango, siendo

el protocolo 4 (4 mg / kg K - 0,08 mg / kg DXT) el que presentó la disminución más constante y

el protocolo 3 (3 mg / kg K - 0,08 mg / kg DXT) el que obtuvo la media más baja con 15.5 resp/

min al minuto 15. La disminución de la frecuencia respiratoria en éstos protocolos puede ser un

efecto la dexmedetomidina que “produce una disminución en la frecuencia respiratoria a través

de un estado de sueño inducido al actuar sobre el locus coeruleus es decir un bloqueo simpático y

un aumento del tono parasimpático” (Belleville, Ward & Bloor, 1992). “En teoría la

dexmedetomidina tiene la propiedad única de producir sedación y anestesia sin depresión

respiratoria” (Wagner, 2006, p.78), que en éste estudio se produjo en todos los animales.

42

“La acción depresora de los agonistas α2 adrenérgicos sobre los centros respiratorios

produce disminución en la frecuencia respiratoria” (Adams, 2001), siendo este efecto marcado en

caso de emplearse dosis medias a altas del fármaco (Maddison, Page & Church , 2008).

Al realizar el análisis de varianza tabla 10, se encontraron diferencias significativas en

todos los protocolos y al realizar la prueba de tukey se evidenció que el protocolo 2 (3 mg / kg K

- 0,07 mg / kg DXT) es el que presentaba diferencias significativas con los otros protocolos. Esto

debido a que este grupo presentó frecuencias respiratorias más altas con respecto a los otros

protocolos, comprobando que en esta prueba es más evidente el aumento de la frecuencia

respiratoria que la disminución generada por el protocolo 4 (4 mg / kg K - 0,08 mg / kg DXT).

La temperatura por protocolo no genero diferencias significativas todas las medias se

mantuvieron dentro del rango en aves de 39 – 42oC, a pesar de que se obtuvieron valores

mínimos de 35.5 oC en el protocolo 3(3 mg / kg K - 0,08 mg / kg DXT), se controló consiguiendo

recuperar y mantener la temperatura dentro del rango. “En procedimientos anestésicos hay que

proporcionar calor durante la anestesia y en el periodo de recuperación, debido a que las aves

anestesiadas no pueden mantener su temperatura corporal central de forma adecuada” (Samour,

2010).

Anestesiar a un ave y colocarla en una mesa de operaciones fría puede producir una caída

rápida de la temperatura corporal, es por esto que durante el procedimiento se le ofreció a los

animales trapos que sirvieron como almohadillas y calentadores que les ayudaron a mantener el

calor, brindándoles un ambiente adecuado que evitara la pérdida del calor, teniendo en cuenta

también evitar el sobrecalentamiento del ave.

En cuanto a la evaluación de variables cualitativas se realiza prueba de Chi cuadrado. Los

reflejos a tener en cuenta fueron tono mandibular, reflejo palpebral y relajación muscular. Se

43

evaluó la presencia, ausencia y disminución de cada uno por protocolo en donde se evidencia que

a nivel del reflejo palpebral aparentemente no hay mayor diferencia por protocolo, a pesar de que

el protocolo 4 (4 mg / kg K - 0,08 mg / kg DXT) fue el presentó mayor ausencia del reflejo. El

tono mandibular estuvo ausente en el protocolo 2 por mayor tiempo pero también fue similar a

los demás protocolos y finalmente en cuento a la relajación muscular si se generó diferencia por

protocolo, observando que en el protocolo 4 (4 mg / kg K - 0,08 mg / kg DXT) se generó una

mayor cantidad de veces la presencia de este reflejo lo que indica que los animales estuvieron

mayor cantidad de tiempo con relajación muscular, esto debido a que este protocolo tiene la dosis

más alta de los fármacos, siendo esta respuesta dosis dependiente. Según la respuesta obtenida

por parte de los reflejos se considera que se logró un plano anestésico medio.

En las aves, los reflejos que pueden vigilarse son los reflejos palpebrales, el

reflejo corneal, el reflejo de la punción en los dedos y el tirón de alas figura 7. A

medida que la anestesia del ave es más profunda, los reflejos estándar se hacen

más lentos y disminuyen en intensidad, y posteriormente desaparecen. Los

reflejos del dedo y el ala desaparecen cuando el ave entra en un plano medio de

anestesia. El reflejo corneal generalmente es el último reflejo que desaparece y

demuestra que el ave está en un plano muy profundo de anestesia. También debe

evaluarse el tono de la mandíbula; se vuelve menos tenso cuando el ave entra en

un plano medio de anestesia (Samour, 2010).

44

Figura 7: Evaluación de reflejos, relajación muscular y recuperación.

Se evaluó el efecto inicial, siendo este el momento en el que animal presentó el primer

signo de inicio a la inducción anestésica y el tiempo de inducción que es el lapso de tiempo

medido en minutos a partir de que se administró el fármaco hasta cuando se alcanzó la inducción

anestésica deseada. Por medio de la estadística descriptiva tabla 8, se evidenció que el efecto

inicial se obtuvo primero en el protocolo 4 (4 mg / kg K - 0,08 mg / kg DXT) a los 3 minutos al

igual que la inducción anestésica completa que fue a los 6 minutos, esto debido a que en este

protocolo se administraron las dosis más altas trabajadas en esta investigación, lo que permite

determinar que si se desea una anestesia con tiempos de inducción rápida esta sería la dosis ideal

de administración teniendo en cuenta que se obtuvo un plano anestésico deseado con estabilidad

cardiovascular, respiratoria y ausencia de reflejos. A pesar de que en los otros protocolos también

se consiguió un plano anestésico bueno su tiempo de inducción no es el ideal ya que fue mucho

más prolongado como en el caso del protocolo 1 (3 mg / kg K - 0,06 mg / kg DXT) en el que el

tiempo de inducción anestésica se obtuvo hasta los 13 minutos.

45

5. CONCLUSIONES

Con esta investigación se busca evaluar los efectos de administración intramuscular de

ketamina con dexmedetomidina, sobre las constantes fisiológicas y la presentación de reflejos.

Según los resultados obtenidos los protocolos produjeron una anestesia satisfactoria con la

relajación muscular y la anestesia adecuada para procedimientos clínicos de hasta 30 minutos,

teniendo en cuenta que este fue el punto máximo en el que se evaluaron los animales, ya que

posterior a los 30 minutos se le administro el antagonista atipamezol. Se puede considerar que el

grado anestésico logrado fue medio y profundo que cumple con las propiedades de un protocolo

anestésico ideal en donde las constantes fisiológicas se mantienen y los reflejos palpebral y

mandibular se encuentran ausentes con una relajación muscular óptima.

Comparando los 4 protocolos, los resultados indican que las dosis planteadas en el

protocolo 1(3 mg / kg K - 0,06 mg / kg DXT) y 2 (3 mg / kg K - 0,07 mg / kg DXT) cada uno

de ellos producen una anestesia no óptima ya que su tiempo de inducción fue prolongado y el

inicio de respuesta de los reflejos también fue retardado a partir de los 15 minutos. Mientras que

el protocolo 4 (4 mg / kg K - 0,08 mg / kg DXT) si produjo una anestesia profunda con

estabilidad vascular y respiratoria, con tiempo de inducción rápida y ausencia de reflejos que

permitirían el desarrollo de procedimientos a tiempos de 30 minutos o tal vez más, teniendo en

cuenta que se usó antagonista a los 30 minutos.

Ningún fármaco puede considerarse idóneo para todos los eventos anestésicos, ya que

todos poseen ventajas y desventajas. A pesar de esto, a partir de esta investigación una buena

alternativa de anestesia es esta combinación de Ketamina y Dexmedetomidina, La

46

dexmedetomidina produce un alto grado de sedación que permite disminuir la dosis efectiva y

disminuir los efectos secundarios o indeseables de la ketamina.

El uso de Ketamina y Dexmedetomidina en las dosis mencionadas, producen bajas en los

registros de las constantes fisiológicas sin que esto represente peligro para la vida ya que se

mantienen en el rango ideal que no perjudica la vida del paciente.

Los pacientes sometidos a los 4 protocolos anestésicos durante la investigación no

presentaron ninguna complicación, estableciéndose un adecuado margen de seguridad para los

animales del Bioparque. Por lo que pueden ser considerados seguros y eficientes en estas

especies.

Es indispensable en cualquier procedimiento que incluya anestesia en aves, mantener la

temperatura ambiental óptima preferida para la especie, debido a que en el evento anestésico es

usual que se presente el descenso de la temperatura corporal, en esta investigación fue esencial

proporcionar un calentamiento suplementario a las aves para reducir al mínimo la perdida de

calor durante la anestesia y en la recuperación.

La evaluación a partir del reflejo palpebral, tono mandibular y relajación muscular fue

satisfactorio ya que permiten evaluar la profundidad anestésica en aves, debido a que son fáciles

de evaluar y no requieren de equipos específicos para su medición

El presente trabajo representa un avance en el estudio de la anestesiología en Psitácidos

en cautiverio del Bioparque Wakatá ya que se podría considerar este un nuevo protocolo de uso

veterinario.

47

6. RECOMENDACIONES

Usar el protocolo Dexmedetomidina y Ketamina en Psittacidos en el caso de

procedimientos cortos (de 30 minutos).

Profundizar en el estudio de agentes farmacológicos para la sujeción química en estas

especies en particular.

Ampliar este trabajo de la anestesiología en Psitácidos que requiere de más

investigaciones, para poder utilizarlo en procedimientos esenciales.

Capacitar a los estudiantes, como futuros profesionales, en actividades relacionadas con el

estudio y protección de fauna silvestre y exótica.

Pensar primero en el paciente, priorizando sus necesidades y generando un bienestar

animal.

48

7. LISTA DE REFERENCIAS

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52

8. ANEXOS

BIOPARQUE WAKATÁ

FORMATO DE EVALUACION ANESTESICA EN AVES

Fecha: Anestesista:

Especie: Nombre común:

Identificación: Peso:

Valores Pre - Anestésicos

Fc (l/m): Fr (r/m): To:

Fármaco Vía

(IM, IV,

SC)

Dosis Básica

(mg/kg)

Concentración

(mg/ml)

Dosis aplicada

(ml)

Hora

Efecto inicial: Inducción: Recuperación:

EVALUACION ANESTESICA

Plan Anestésico

Inicio 5

mints

10

mints

15

mints

20

mints

25

mints

30

mints

35

mints

40

mints

45

mints

Relajación muscular

Reflejo corneal

Reflejo palpebral

Punción de dedos

Tirón de alas

Tono mandibular

Presente (+) Disminuido (+/-) Ausente (-)

CONSTANTES FISIOLOGICAS

Hora

Fc (l,m)

Fr(r/m)

To

Observaciones:_________________________________________________________________

______________________________________________________________________________

______________________________________________________________________________

__________________________________________________

53

Anexo. Datos de todos los protocolos por animales anestesiados.

PROTOCOLO DOSIS INDIVIDUO TIEMPO FC FR T relmusc reflpalpeb Tonomand

1 3 K - 0,06 DXT 977170000058171 0 190 42 40,9 Ausente presente presente

1 3 K - 0,06 DXT 5 188 19 Ausente presente Ausente

1 3 K - 0,06 DXT 10 192 11 40,6 presente Ausente Ausente

1 3 K - 0,06 DXT 15 132 12 39,7 presente presente Ausente

1 3 K - 0,06 DXT 20 128 6 presente Ausente Ausente



1 3 K - 0,06 DXT 977200005509656 0 164 96 39,6 Ausente Presente presente

1 3 K - 0,06 DXT 5 141 86 39,5 Disminuido Presente Disminuido

1 3 K - 0,06 DXT 10 112 49 39,2 Disminuido Ausente Disminuido

1 3 K - 0,06 DXT 15 105 40 39,1 Presente Ausente Ausente


1 3 K - 0,06 DXT 25 112 26 39 Presente Ausente Ausente


1 3 K - 0,06 DXT 977170000059602 0 151 72 40.4 Ausente presente presente

1 3 K - 0,06 DXT 5 149 68 40.4 Ausente presente ausente

1 3 K - 0,06 DXT 10 140 52 40 presente ausente ausente

1 3 K - 0,06 DXT 15 148 40 39,1 presente ausente ausente



1 3 K - 0,06 DXT 30 120 30 37.4 presente ausente ausente

2 3 K - 0,07 DXT 977170000056383 0 160 92 39,7 Ausente Presente Presente



2 3 K - 0,07 DXT 15 129 38 39,2 presente Presente Ausente





2 3 K - 0,07 DXT 5 162 68 40,8 Disminuido Presente Disminuido

2 3 K - 0,07 DXT 10 164 43 41,2 Disminuido Presente Ausente

2 3 K - 0,07 DXT 15 159 40 41 Presente Ausente Ausente







2 3 K - 0,07 DXT 15 91 16 40 Ausente Ausente Ausente

2 3 K - 0,07 DXT 20 104 12 39,3 Ausente Ausente Ausente

2 3 K - 0,07 DXT 25 79 20 38 Ausente Ausente Ausente



2 3 K - 0,07 DXT 5 116 40 39,9 Disminuido presente presente

2 3 K - 0,07 DXT 10 100 48 39,4 presente Ausente ausente

2 3 K - 0,07 DXT 15 100 68 39,2 presente Ausente ausente

2 3 K - 0,07 DXT 20 96 54 39 presente Disminuido ausente

2 3 K - 0,07 DXT 25 94 36 37,5 presente presente ausente


54


3 3 K - 0,08 DXT 5 143 72 Ausente Ausente Ausente


3 3 K - 0,08 DXT 15 140 Presente Ausente Ausente

3 3 K - 0,08 DXT 20 137 60 39,7 Presente Presente Ausente


3 3 K - 0,08 DXT 30 39 Presente Ausente Ausente


3 3 K - 0,08 DXT 5 163 38 40,8 Ausente Presente Ausente





3 3 K - 0,08 DXT 30 139 24 37.8 Presente Ausente Ausente


3 3 K - 0,08 DXT 5 146 43 39,3 Ausente presente Disminuido










4 4 K - 0,08 DXT 20 122 10 39,6 presente ausente presente

4 4 K - 0,08 DXT 25 106 14 39,1 presente ausente presente

4 4 K - 0,08 DXT 30 103 12 39.1 presente ausente presente


4 4 K - 0,08 DXT 5 153 37 39,6 Ausente presente presente




4 4 K - 0,08 DXT 25 120 23 39 Ausente ausente ausente

4 4 K - 0,08 DXT 30 114 23 38.9 Ausente ausente ausente







4 4 K - 0,08 DXT 30 160 18 40 disminuido ausente ausente






4 4 K - 0,08 DXT 25 136 33 38,7 presente disminuido disminuido


evaluación de un protocolo anestésico basado en ketamina y

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