evaluación de insecticidas biorracionales para el control
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Evaluación de insecticidas biorracionales para el control de mosquitos Aedes aegypti (L) = Stegomya aegypti en Guasave, Sinaloa.
TESIS
QUE PARA OBTENER EL GRADO DE
MAESTRÍA EN
RECURSOS NATURALES Y MEDIO AMBIENTE
PRESENTA:
CLAUDIA ELIZABETH LÓPEZ AGUILAR
GUASAVE, SINALOA, MÉXICO ENERO DE 2016
INSTITUTO POLITÉCNICO NACIONAL CENTRO INTERDISCIPLINARIO DE INVESTIGACIÓN
PARA EL DESARROLLO INTEGRAL REGIONAL UNIDAD SINALOA
Este trabajo de tesis se desarrolló en el Laboratorio de Bioinsecticidas en el
Departamento de Biotecnología Agrícola del Centro Interdisciplinario de Investigación
para el Desarrollo Integral Regional (CIIDIR) Unidad Sinaloa del Instituto Politécnico
Nacional (IPN). Bajo la dirección del Dr. Cipriano García Gutiérrez. El presente
trabajo fue apoyado económicamente por los proyectos SIP 20140490 y 20150084.
La alumna Claudia Elizabeth López Aguilar agradece el apoyo económico brindado
por el IPN como becario BEIFI (Becas de Estimulo Institucional de Formación de
Investigadores), así como al Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología (CONACYT)
por la beca otorgada durante la realización de este-trabajo-con-clave-559430.
DECICATORIAS
A DIOS
Por permitirme llegar a este momento, por cuidar mi camino y guiarme a lo
largo de mi vida, por mostrarme luz en momentos de obscuridad, por acompañarme
en la soledad, por su amor y por perdonar mis faltas. Por toda mi vida, por darme una
familia hermosa, mis hijos, un esposo compresible, unos padres que nunca me han
abandonado, unos amigos sinceros y por poner en mí camino gente con un gran-
ejemplo-para-seguir.-GRACIAS
A MI ESPOSO E HIJOS
Jaime, por apoyarme en este proyecto de vida y soportar mi mal humor e
histerias durante la realización de este trabajo de tesis, a mi más amado tesoro mis
hijos, Jaime Jezer, Carlos Eliab y Shaddai Elizabeth que tuvieron que sentir la
ausencia de su madre, los amo. Gracias
A MIS PADRES
Eliseo y Margarita, por su gran ejemplo, por todo el amor que me han dado,
por cuidarme, por guiarme, por sus oraciones, por escuchar mis problemas y siempre
tener palabras y una solución que dar. Por ser mí inspiración, por apoyarme con el
cuidado de mis hijos durante mi ausencia, pero sobre todo por siempre confiar en
mí. Porque después del amor de dios, el amor de los padres es lo mejor y más
grande del mundo, aquel que todo lo soporta y todo lo perdona. Gracias por ser mis
Padres
A MIS HERMANOS
Esaú, Rosa, Lupita y Adrián, Por estar siempre a mi lado para apoyarme y
defenderme, por ser mis hermanitos y por siempre tener una palabra de aliento que
darme, un consejo un abrazo, gracias a los cuatro hermanos.
A MI OTRA FAMILIA
La familia del Laboratorio de Bioinsecticidas con quienes comparti infinidad de
momentos felices, tristezas y alegrías.
AGRADECIMIENTOS
A Dios por permitirme llegar a la culminación de un escalón más en vida
profesional, darme vida, salud y guiarme por el camino del bien siempre.
Al Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología, a la Secretaria de Investigación
y Posgrado del IPN, por la ayuda y oportunidad para realizar mis estudios de
posgrado.
Al Dr. Cipriano García Gutiérrez, por su asesoría brindada y consejos para
realizar este trabajo.
A mi comité tutorial, Dr. Eusebio Nava Pérez, Dr. Juan Carlos Sainz
Hernández, Dr. Adolfo Dagoberto Armenta Bojórquez, M.C. Jesús Ricardo Camacho
Báez y al Dr. Manuel Mundo Ocampo, por sus consejos y aportaciones para la
realización de este proyecto.
A mis compañeros, amigos y hermanitos de Laboratorio de Bioinsecticidas,
Nadia, Arturo, Rojo, Marycarmen, Mónica, Héctor, Guadalupe, Cosme, Ricardo,
Israel, Yareli y Goretti, por hacer mi estancia más agradable, por esas platicas tan
intensas que teníamos donde todos aprendimos cosas nuevas e insólitas jajajajaja,
sé que me extrañaran. Por su amistad GRACIAS los quiero.
A Nadia Vázquez Montoya, por su amistad y apoyo incondicional, eres pieza
clave en el laboratorio para su funcionamiento, por todo esto y más, MIL GRACIAS
SIEMPRE.
A toda mi familia por su apoyo incondicional y siempre estar ahí cuando los necesite,
los amo a todosssss.
I
ÍNDICE GENERAL
ÍNDICE DE FIGURAS ................................................................................................ IV
ÍNDICE DE CUADROS .............................................................................................. VI
RESUMEN ................................................................................................................ VII
ABSTRACT .............................................................................................................. VIII
I. INTRODUCCIÓN ..................................................................................................... 1
II. ANTECEDENTES ................................................................................................... 2
2.1. Importancia de los mosquitos ............................................................................ 2
2.2. Mosquitos de importancia médica en México.................................................... 2
2.2.1. Culex spp. ................................................................................................... 2
2.2.2. Anopheles spp. ........................................................................................... 2
2.2.3. Aedes spp. .................................................................................................. 3
2.3. Generalidades de Aedes aegypti (L) ................................................................. 3
2.3.1. Descripción de Aedes aegypti = Stegomya aegypti ................................... 3
2.3.2. Clasificación taxonómica ............................................................................ 3
2.3.3. Ciclo de vida ............................................................................................... 4
2.3.4. Distribución y hábitat ................................................................................... 6
2.4. Epidemiologia y situación mundial de la enfermedad del dengue ..................... 6
2.5. El dengue en América ....................................................................................... 9
2.5.1. Descripción por sub-regiones ................................................................... 11
2.6. El dengue en México y Sinaloa ....................................................................... 12
2.7. Definición de control de plagas ....................................................................... 15
2.8. Tipos de control ............................................................................................... 15
2.8.1. Control mecánico o preventivo ................................................................. 15
2.8.2. Control químico ......................................................................................... 16
2.8.3. Control biológico ....................................................................................... 16
2.9. Insecticidas biotécnicos o biorracionales ........................................................ 16
2.9.1. Reguladores de crecimiento ..................................................................... 17
2.9.2. Inhibidores de la alimentación .................................................................. 17
II
2.9.3. Repelentes ................................................................................................ 17
2.10. Importancia de los metabolitos secundarios ................................................. 17
2.11. Extractos vegetales en el control de plagas .................................................. 20
2.12. Efectos de los insecticidas vegetales ............................................................ 20
2.12.1. Ventajas .................................................................................................. 22
2.13. Azadirachta indica Juss (Neem) ................................................................... 23
2.13.1. Composición química .............................................................................. 23
2.13.2. Actividad biológica .................................................................................. 24
2.13.3. Usos ........................................................................................................ 25
2.14. Melia azedarach Linneo (árbol de paraíso) ................................................... 26
2.14.1. Composición química .............................................................................. 26
2.14.2. Actividad biológica .................................................................................. 26
2.14.3. Usos ........................................................................................................ 27
2.15. Allium sativum L. (Ajo) .................................................................................. 28
2.15.1. Composición química .............................................................................. 28
2.15.2. Actividad biologica .................................................................................. 28
2.15.3. Usos ........................................................................................................ 29
2.16. Ricinus communis L. (Higuerilla) .................................................................. 29
2.16.1. Composición químico .............................................................................. 30
2.16.2. Actividad biológica .................................................................................. 30
III. JUSTIFICACIÓN .................................................................................................. 32
IV. HIPÓTESIS .......................................................................................................... 33
5.1. OBJETIVOS ESPECÍFICOS ........................................................................... 34
VI. MATERIALES Y MÉTODOS ................................................................................ 35
6.1. Colecta de insectos en campo ........................................................................ 35
6.2. Identificación de la especie ............................................................................. 35
6.3. Técnica de cría masiva de insectos ................................................................ 35
6.4. Colecta de huevecillos en laboratorio ............................................................. 36
6.5. Colecta del material vegetal ............................................................................ 37
6.6. Preparación de los extractos vegetales .......................................................... 37
6.6.1. Extractos etanólicos .................................................................................. 39
III
6.6.2. Extractos acuosos ..................................................................................... 40
6.7. Bioensayos en laboratorio para determinar dosis de extractos y mortalidad de
larvas de Ae. aegypti. ............................................................................................. 40
6.8. Diseño experimental en laboratorio ................................................................. 41
6.9. Pruebas de efecto repelencia en adultos Ae. aegypti. .................................... 41
6.10. Bioensayo en campo ..................................................................................... 42
6.11. Diseño experimental en campo ..................................................................... 43
VII. RESULTADOS .................................................................................................... 44
7.1. Trabajo de laboratorio ..................................................................................... 44
7.1.2. Cría masiva de Ae. aegypti ....................................................................... 44
7.1.3. Ciclo de vida ............................................................................................. 45
7.1.4. Preparación de biorracionales a base de extractos vegetales .................. 45
7.1.5. Pruebas de toxicidad en larvas en laboratorio .......................................... 47
a). Extractos acuosos ......................................................................................... 47
b). Extractos etanólicos....................................................................................... 48
c). Extractos acuosos y etanólicos ...................................................................... 49
7.1.6. Pruebas de toxicidad en adultos en laboratorio ........................................ 50
a). Extractos etanólicos....................................................................................... 50
7.1.7. Pruebas de repelencia en adultos en laboratorio ...................................... 51
7.2. Trabajo de campo .......................................................................................... 52
7.2.1. Pruebas de toxicidad en larvas en campo ................................................ 52
a). Extractos etanólicos....................................................................................... 52
IX. CONCLUSIONES ................................................................................................ 55
X. BIBLIOGRAFÍA ..................................................................................................... 56
XI. RECOMENDACIONES ........................................................................................ 63
XII. ANEXOS ............................................................................................................. 64
9.1. Determinación del costo de producción y materia prima para la obtención de
extractos ................................................................................................................ 64
IV
ÍNDICE DE FIGURAS
Figuras Contenido Pág.
1 Ciclo de vida de Ae. aegypti. 4
2 Países y áreas de riesgo de transmisión de dengue. 9
3 Mapa de Distribución de Casos en México 2013. 13
4 Casos de Fiebre por Dengue y Fiebre Hemorrágica por
Dengue, México.
14
5 Vías generales de las rutas biosíntéticas de los
metabolitos.
19
6 Estructura química de compuestos triterpenoides.
25
7 Estructura química de meliantrol y melianone.
27
8 Estructura química de la alicina.
29
9 Estructura química del ácido ricinoleico. 31
10 Colocación de ovitrampas domiciliarias.
35
11 Eclosión de huevecillos. Larvas contenidas en las
charolas. Pupas en su cámara de emergencia dentro de
las jaulas.
36
12 Alimentación de los insectos adultos. 36
13 Colecta de huevecillos en papel bond. 37
14 Secado de material vegetal a la sombra. 38
15 Triturado de hojas de material vegetal seco. 38
16 Empacado del producto triturado. 38
17 Extractos etanólicos de cuatro plantas reposados por 72h.
39
V
18 Filtrado de productos reposados. 39
19 Eliminación del solvente 40
20 Preparación de extractos acuosos. 40
21 Bioensayos con extractos acuosos y bioensayos con
extractos etanólicos.
41
22 Pruebas de efecto repelencia de los extractos etanólicos
y acuosos.
42
23 Diseño de jaula para bioensayos en campo. 43
24 Acomodo de los tratamientos en campo usando un
diseño experimental de Bloques Completos al Azar.
45
25 Identificación de la especie. 44
26 Producto final, extractos acuosos y etanólicos. 45
27 Mortalidad en larvas de Ae. aegypti por efecto de
extractos acuosos.
47
28 Mortalidad en larvas de Ae. aegypti por efecto de
extractos etanólicos.
48
29 Comparación de mortalidad en larvas de Ae. aegypti por
efecto de extractos etanólicos y acuosos.
49
30 Mortalidad en adultos de Ae. aegypti por efecto de
extractos etanólico.
50
31 Mortalidad en larvas de Ae. aegypti por efecto de
extractos etanólicos.
52
VI
ÍNDICE DE CUADROS
Cuadro Contenido Pag.
1 Estados con mayor casos de FD y FDH en Mexico, 2014-2015.
15
2 Duración de los estadios de desarrollo de Ae. aegypti. 45
3 Biorracionales a base de extractos vegetales.
46
4 Efecto de repelencia en adultos por extractos etanólicos y acuosos.
51
VII
RESUMEN
Los mosquitos son los principales vectores de un gran número de
enfermedades, como la fiebre amarilla, la fiebre equina, la malaria, y el dengue.
Estos insectos hematófagos son los más importantes para el hombre, debido a las
molestias que causan sus piquetes y la transmisión de enfermedades. El mosquito
Aedes aegypti encontró en el mundo moderno condiciones ambientales muy
favorables para su propagación. La lucha contra el dengue se ha orientado casi
exclusivamente al control del vector y una creciente proporción de los programas se
basan en medidas de lucha química contra el insecto, actualmente se están
utilizando productos biorracionales a base de extractos vegetales para el control de
este vector. Por esta razón, se realizó este trabajo con el objetivo de elaborar y
evaluar la toxicidad de biorracionales a base de extractos acuosos y etanólicos de
cuatro especies de plantas; Melia azederach (árbol de paraíso), Azadirachta indica
(neem), Allium sativum (ajo) y Ricinus communis (higuerilla) en larvas y adultos de
Ae. aegypti. Se aplicaron diferentes concentraciones de los extractos sobre larvas
del 4° instar de Ae. aegypti. Las variables evaluadas fueron: Grado de repelencia y
porcentaje de mortalidad de larvas y adultos. Con los datos de mortalidad de insectos
se realizó un análisis de varianza (ANOVA) y una prueba de comparación de medias
de Tukey (α=0.05). El mayor grado de repelencia (+++) fue del extracto etanólico de
A. sativum seguido por el extracto del A. indica y el que presento menor grado de
repelencia (+) fue M. azederach. Los porcentajes de mortalidad de larvas en
condiciones de laboratorio para R. communis fue de 100%, A. indica 98.3%, M.
azederach 91.6% y A. sativum 81.3%, la misma tendencia se encontró en el
experimento de campo. En condiciones de laboratorio, se evaluaron extractos
etanólicos en adultos de Ae. aegypti donde los porcentajes de mortalidad fueron para
A. indica 45. 6%, R. communis 36%, M. azederach 26% y A. sativum 21%. En el
presente estudio se encontró mayor efecto toxico en larvas de Ae. aegypti de 4°
instar fue la concentración de 5% del extracto etanólico de R. communis (EH) y A.
indica (EN).
VIII
ABSTRACT
Mosquitoes are the main vectors of many diseases such as yellow fever,
African horse sickness, malaria, and dengue. These blood-sucking insects are the
most important for man due to discomfort caused by their bites and disease
transmission. The mosquito Aedes aegypti found in the modern world very favorable
environmental conditions for its spread. The fight against dengue has been directed
almost exclusively to vector control and an increasing proportion of the programs are
based on measures of chemical control of the insect, currently being used
biorracionales products based on plant extracts to control this vector. Therefore, this
study was conducted in order to develop and evaluate the toxicity of biorracionales
based aqueous and ethanol extracts of four species of plants; Melia azedarach
(Paradise Tree), Azadirachta indica (neem), Allium sativum (garlic) and Ricinus
communis (castor) in larvae and adults of Ae. aegypti. Different concentrations of
extracts on 4th instar larvae were applied Ae. aegypti. Analized variables were:
degree of repellency and mortality rate of larvae and adults. Insect mortality data
were analyzed with (ANOVA) and a comparison test of Tukey (α = 0.05). The greatest
degree of repellency (+++) was the ethanol extract of A. sativum followed by the
extract from A. indica, and to present a lesser degree of repellency (+) was M.
azedarach. The percentages of mortality of larvae in laboratory conditions was R.
communis 100%, A. indica 98.3%, M. azederach 91.6% and A. sativum 81.3%, the
same trend was found in the field experiment. Under laboratory conditions, ethanolic
extracts were evaluated in adults Ae. aegypti where mortality rates were for A. indica
45. 6%, R. communis 36%, M. azedarach 26% and A. sativum 21%. In the present
study he found. The major toxic effect on larvae of Aedes aegypti in 4th instar was the
concentration of 5% of ethanol extract of R. communis (EH) and A. indica (EN).
1
I. INTRODUCCIÓN
Los insectos hematófagos más importantes para el hombre, mamíferos y aves,
son los mosquitos. Además de los molestos piquetes causados por las hembras a los
humanos estos les pueden transmitir varias enfermedades humanas como: la
malaria, la fiebre amarilla, el dengue, filaríasis y numerosos tipos de encefalitis (Cruz
et al., 2005).
En México, el método químico es el que más se utiliza por la Secretaría de
Salud, el Fondo Nacional al Turismo (FONATUR) y las compañías privadas para el
combate de mosquitos. El personal a cargo de las aplicaciones a menudo
sobredosifica y frecuentemente hace aplicaciones aún en ausencia de mosquitos.
Los insecticidas más utilizados por las instituciones anteriores para el control de
larvas y adultos, el temefos y los piretroides, los cuales pueden ocasionar problemas
de contaminación y resistencia si se emplean en forma arbitraria.
En la actualidad existen muchos productos biológicos potenciales que por su
selectividad no alteran ni dañan a los ecosistemas, pero si reducen
considerablemente a las poblaciones de mosquitos. Dentro de estos productos
destacan hongos entomopatógenos Beauveria bassiana y Metarhizium anisopla, las
bacterias como; Bacillus thuringiensis var. israeliensis (Bti) y Bacillus sphaericus así
como algunos extractos de plantas. Estos productos pueden ser una alternativa útil
dentro de los programas de control, ya que ayudarían a disminuir o evitar el problema
de resistencia de los insectos a los insecticidas convencionales.
Debido a que las características del mosquito vector pueden variar de acuerdo
a las particularidades de cada localidad, es necesario estudiar su comportamiento y
biología en las localidades infestadas, para decidir las acciones de control de
mosquitos para disminuir sus poblaciones y la transmisión de enfermedades.
2
II. ANTECEDENTES
2.1. Importancia de los mosquitos
Los mosquitos son los insectos hematófagos más importantes para el hombre,
debido a las molestias causadas por los piquetes y la transmisión de enfermedades.
La presencia de estos insectos hacen que algunas regiones del mundo sean casi
inhabitables y que extensas áreas se vuelvan insoportables por la presencia de estos
insectos, al afectar el desarrollo de bienes raíces, lo cual ocasiona que las áreas
potenciales de recreo se vuelvan inútiles (Badii y Landeros, 2007). Algunas
enfermedades que afectan al hombre que son transmitidas por mosquitos son la
malaria, la fiebre amarilla, el dengue, filariasis, y la elefantiasis (Harding et al., 2007).
2.2. Mosquitos de importancia médica en México
Los mosquitos pertenecen a la familia Culicidae, representada en México por
18 géneros y 220 especies. Por su importancia médica sobresalen tres géneros:
Culex, Aedes y Anopheles (Ibáñez, 1989).
2.2.1. Culex spp.
El género Culex está representado en México por 53 especies, de las cuales
la distribución más amplia corresponde a C. quinquefasciatus (Say), C. coronator
(Dyar y Knab), C. stimatosoma (Speiser), lo que constituye un gran potencial para la
transmisión de algunas enfermedades (Ibáñez, 1989).
2.2.2. Anopheles spp.
El paludismo o malaria humana, es transmitida al hombre por la picadura de
los mosquitos del género Anopheles y es esencialmente una enfermedad de los
trópicos y subtrópicos. En México este género está representado por 27 especies de
3
las cuales sobresalen por su importancia A. albimanus (wied) y A.
pseudopunctipennis (Theobald) (Ibañez, 1994).
2.2.3. Aedes spp.
De las 62 especies que pertenecen a este género (Ibáñez, 1994), solo algunas
destacan por su importancia en el país. Una de ellas es el mosquito de la fiebre
amarilla Aedes aegypti (Linneo), es el agente transmisor del dengue en las zonas
urbanas y rurales de México. Otra de las especies es el mosquito costero A.
taeniorhynchus (Wied.) que abunda en las zonas costeras y es el responsable de la
transmisión de la encefalitis equina venezolana.
2.3. Generalidades de Aedes aegypti (L)
2.3.1. Descripción de Aedes aegypti = Stegomya aegypti
El mosquito Ae. aegypti (L) tiene su origen en el continente africano y se
conocen tres variadesdas principales: Ae. aegypti var. Aegypti; Ae. aegypti var.
formosus, y Ae. aegypti var. queenslandensis. La variante aegypti es la que se
distribuye en México. Estos mosquitos son negros con escamas de color plateado en
el tórax y apéndices locomotores. Las escamas de la región dorsal del tórax
(mesonoto), tiene la apariencia de una lira (Badii y Landeros, 2007).
2.3.2. Clasificación taxonómica
Fuente (CENAVECE, 2009).
4
2.3.3. Ciclo de vida
El ciclo de vida de Ae. aegypti comprende lo siguiente: el huevo, cuatro
estadios larvales, un estadio pupal y el adulto (Figura 1). Los huevecillos son
depositados en las paredes de recipientes por encima del nivel de agua, pueden
conservar su viabilidad por seis meses o más. La duración del desarrollo larval
depende de la temperatura, la disponibilidad de alimento y la densidad de las larvas
en el recipiente.
Figura 1. Ciclo de vida de Ae. aegypti
Los huevos, de alrededor de un milímetro de largo, inicialmente de color
blanco, con el desarrollo del embrión se tornan negros. El embrión en condiciones
óptimas de temperatura y humedad se desarrolla en dos o tres días. Después de
este período los huevos son capaces de resistir desecación y temperaturas extremas
durante siete meses a un año. La mayor parte de los huevos es de eclosión rápida,
mientras que un porcentaje reducido es de huevos resistentes, inactivos o residuales
(Chico y Hidalgo- García, 2001).
5
Generalmente después de cada alimentación sanguínea se desarrolla un lote
de huevos. Sin embargo, este mosquito con frecuencia se alimenta con sangre más
de una vez entre cada postura, especialmente si es perturbado antes de estar
completamente lleno de sangre. Las alimentaciones escasas producen menos
huevos por lote y una alimentación muy reducida no los produce. Por otra parte, se
ha demostrado que Ae. aegypti presenta la habilidad de incrementar o disminuir la
duración de la alimentación requerida, lo cual se relaciona con interferencias
fisiológicas durante el proceso de la alimentación y consecuentemente aumenta su
eficiencia vectorial (Chadee et al., 2007).
Las larvas que emergen inician un ciclo de cuatro estadío larvales, creciendo a
lo largo de tres mudas desde un largo de un milímetro a los seis o siete milímetros
finales. Los caracteres morfológicos típicos de estas larvas son las siguientes: fuertes
espículas torácicas laterales quitinizadas, peine de escamas unilineal en octavo
segmento, sifón con forma de oliva corta que se destaca por su color negro, se
alimentan con el zoo y fitoplancton de los recipientes que habitan (Chico y Hidalgo-
García, 2001).
Su desarrollo se completa en condiciones favorables de nutrición y con
temperaturas de 25 a 29ºC, en cinco a siete días, estando dotadas de movimientos
característicos verticales, entre fondo y superficie, disponiéndose en forma de ese
(S) durante los mismos. Son incapaces de resistir temperaturas inferiores a 10ºC y
superiores a 42°C. La pupa no requiere alimentación y entre 28º y 32ºC, completa su
desarrollo hasta la emergencia del adulto en uno a tres días; las variaciones
extremas de temperatura pueden dilatar o acelerar este período. El ciclo completo de
Ae. aegypti, de huevo a adulto, se completa en óptimas condiciones de temperatura
y alimentación, en 10 días (Hoeck y Ramberg, 2003).
El adulto emergente es un mosquito de color negro, con diseños blanco-
plateados formados por escamas claras que se disponen simulando la forma de una
"lira", en el tórax, y mostrando un anillado característico a nivel de tarsos, tibia y
fémures de las patas. Las hembras son hematófagas y poseen hábitos de
alimentación diurnos, en cercanía a los domicilios humanos y tienen gran afinidad por
6
la alimentación sobre el hombre. Estudios realizados en Tucson Arizona en el
análisis de la sangre del estómago de hembras mostraron que el 80% se alimentaron
sobre humanos (Hoeck y Ramberg, 2003).
2.3.4. Distribución y hábitat
Ae. aegypti se distribuye en las regiones tropicales alcanzando algunas
regiones con climas templados (Otero et al., 2006). La mayoría de los mosquitos
adultos no viajan lejos del agua donde pasaron la etapa larval, A. aegypti rara vez
viaja más de unos cientos de metros de donde emerge (Badii y Landeros 2007);
puede llegar a desplazarse hasta 800 m en 6 días (Alves et al., 2003). Este insecto
presenta una distribución ecológica cerca de los asentamientos humanos, debido a la
alimentación sanguínea antropofílica de la hembra (Moncayo et al., 2004; Williams et
al., 2008); tiene mayor preferencia por ambientes de ciudades que por los del área
rural (Harding, 2007). Los depósitos artificiales, especialmente tanques y recipientes
pequeños situados a la sombra y en el exterior de las viviendas (Bisset y Marquetii
2006; Bisset y Marquetii, 2008).
Ae. aegypti no se aleja mucho de sus criaderos, algunas observaciones hacen
suponer que pueden alejarse unos 200 o 300 metros y algunos creen que hasta un
kilómetro o más. La distancia de dispersión aceptada para este mosquito es de
menos de 150 metros. Con excepción del hallazgo de Reiter y Nathan (2001), quién
pudo demostrar en Puerto Rico una dispersión máxima de 840 metros, la mayoría de
las investigaciones documentan la distancia de 100-150 metros (Liew y Curtis, 2004).
La reducción de sitios de cría en áreas con presencia de este vector favorece la
dispersión del mismo (Harding y Brown, 2007).
2.4. Epidemiologia y situación mundial de la enfermedad del dengue
El dengue es una enfermedad vírica transmitida por mosquitos que se ha
propagado rápidamente en todas las regiones de la OMS en los últimos años. El
virus del dengue se transmite por mosquitos hembra principalmente de la especie
7
Ae. aegypti y, en menor grado, de Ae albopictus. La enfermedad está muy extendida
en los trópicos, con variaciones locales en el riesgo que dependen en gran medida
de las precipitaciones, la temperatura y la urbanización rápida sin planificar (Bhatt, et
al., 2012).
El dengue grave (conocido anteriormente como dengue hemorrágico) fue
identificado por vez primera en los años cincuenta del siglo pasado durante una
epidemia de la enfermedad en Filipinas y Tailandia. Hoy en día, afecta a la mayor
parte de los países de Asia y América Latina y se ha convertido en una de las causas
principales de hospitalización y muerte en los niños de dichas regiones (Brady, et al.,
2012)
Se conocen cuatro serotipos distintos, pero estrechamente emparentados, del
virus: DEN-1, DEN-2, DEN-3 y DEN-4. Cuando una persona se recupera de la
infección adquiere inmunidad de por vida contra el serotipo en particular. Sin
embargo, la inmunidad cruzada a los otros serotipos es parcial y temporal. Las
infecciones posteriores causadas por otros serotipos aumentan el riesgo de padecer
el dengue grave (Bhatt, et al., 2012; Brady, et al., 2012).
En las últimas décadas ha aumentado enormemente la incidencia de dengue
en el mundo. El número real de casos de dengue está insuficientemente notificado y
muchos casos están mal clasificados. Según una estimación reciente, se producen
390 millones de infecciones por dengue cada año (intervalo creíble del 95%: 284 a
528 millones), de los cuales 96 millones (67 a 136 millones) se manifiestan
clínicamente (cualquiera que sea la gravedad de la enfermedad) (OMS, 2015).
En otro estudio sobre la prevalencia del dengue se estima que 3900 millones
de personas, de 128 países, están en riesgo de infección por los virus del dengue.
Los Estados Miembros de tres regiones de la OMS notifican sistemáticamente el
número anual de casos. En 2010, se notificaron casi 2,4 millones de casos. Aunque
la carga total de la enfermedad a nivel mundial es incierta, el comienzo de las
actividades para registrar todos los casos de dengue explica en parte el pronunciado
aumento del número de casos notificados en los últimos años. Otra característica de
8
la enfermedad son sus modalidades epidemiológicas, en particular la
hiperendemicidad de los múltiples serotipos del virus del dengue en muchos países y
la alarmante repercusión en la salud humana y en las economías nacionales y
mundiales (OMS, 2015).
Antes de 1970, solo nueve países habían sufrido epidemias de dengue grave.
Sin embargo, ahora la enfermedad es endémica en más de 100 países de las
regiones de África, las Américas, el Mediterráneo Oriental, Asia Sudoriental y el
Pacífico Occidental. Las regiones más gravemente afectadas son el Asia Sudoriental
y el Pacífico Occidental.
En 2008, en las regiones de las Américas, Asia Sudoriental y Pacífico
Occidental se registraron en conjunto más de 1,2 millones de casos, y en 2013, más
de 3 millones (según datos oficiales presentados por los países miembros a la OMS).
En fecha reciente el número de casos notificados ha seguido aumentando. En 2013,
se notificaron 2,35 millones de casos tan solo en la Región de las Américas; 37 687
de ellos fueron de dengue grave.
Además de que el número de casos aumenta a medida que la enfermedad se
propaga a nuevas zonas, se están produciendo brotes epidémicos de carácter
explosivo. Europa ya se enfrenta con la posibilidad de brotes de dengue y la
transmisión local de la enfermedad se notificó por vez primera en Francia y Croacia
en 2010, y se detectaron casos importados en otros tres países europeos. En 2012,
un brote de dengue en el archipiélago de Madeira (portugal) ocasionó más 2000
casos, y se registraron casos importados en otros 10 países europeos, además de
Portugal continental (AMSE, 2012).
En 2013 ha habido casos en Florida (Estados Unidos de América) y la
provincia de Yunnan (China). Además, el dengue sigue afectando a varios países de
América central, especialmente Costa Rica, Honduras y México. En Asia se ha
notificado un aumento del número de casos al cabo de varios años en Singapur, y
también se han notificado casos en Laos. Las tendencias observadas en 2014
9
indican un aumento del número de casos en China, Fiji, las Islas Cook, Malasia y
Vanuatu, y que el virus del dengue de tipo 3 (DEN 3) está afectando a los países
insulares del Pacífico tras un periodo de 10 años. El dengue se ha notificado también
en el Japón tras un lapso de más de 70 años. En 2015 se ha notificado un aumento
del número de casos en Brasil y en varios países vecinos. Se han seguido
registrando casos en estados insulares del Pacífico: Fiji, Tonga y Polinesia francesa
(AMSE, 2012).
La incidencia anual se estima en unos 40 millones de personas, con unas
500.000 hospitalizaciones por dengue hemorrágico o shock del dengue. El 90% de
los casos generales se dieron en menores de 15 años. La tasa promedio de
mortalidad es del 5%, con unas 24.000 muertes anuales por esta enfermedad y sus
complicaciones.
Figura 2. Países y áreas de riesgo de transmisión de dengue (naranja).
(Fuente: OMS, 2012).
2.5. El dengue en América
Al cierre del año 2014, se reportaron en las Américas la suma total de 1,
176,529 casos de dengue, 16,238 casos graves y 761 muertes, para una tasa de
letalidad por esta enfermedad del 0.06%. La incidencia promedio del dengue fue de
194 casos/100,000 habitantes. A pesar del aumento histórico en el número de casos
reportados por esta enfermedad, el año 2014 reportó una reducción aproximada del
50% en el número de casos, casos graves y muertes por dengue comparado con el
10
año 2013. Sin embargo, la tasa de letalidad mantuvo su mismo valor (0.06%) (OPS,
2015).
En el año 2015, al cierre de la semana epidemiológica (SE) número 21, se han
contabilizado 1, 206,172 casos de dengue en todo el continente, para una incidencia
promedio de 198 casos/100,000 habitantes. Los datos registrados hasta la fecha,
superan desde ya el total de casos reportados al cierre del 2014. Sin embargo, cabe
mencionar y resaltar, que a pesar de este incremento en el número de casos, la
cantidad de casos graves (2,824) y muertes (459) aún se mantienen muy por debajo
de los valores observados durante el 2014. La tasa de letalidad promedio para las
Américas es de 0.04%. Brasil, Colombia y México han reportado la co-circulación
simultánea de los cuatro serotipos del virus del dengue (OPS, 2015).
El dengue es una enfermedad estacional, por lo tanto, en el hemisferio norte
del continente la mayoría de los casos ocurren durante la segunda mitad del año, en
cambio, en el hemisferio sur, los casos ocurren mayormente en el primer semestre
del año. Es por esta razón, que hasta la SE 21 del 2015, la sub-región del Cono Sur
suma 1, 054,188 casos, es decir, el 87% de todos los casos del continente, seguido
de la sub-región Andina y la sub-región de Centroamérica-México con un aporte cada
uno del 6%. Únicamente Brasil, aporta el 85% de todos los casos del continente
(1,021,004 registros). Los países y territorios con una tasa de incidencia superior al
valor de la tasa regional son; Brasil (507.9 casos/ 100,000 habitantes), Paraguay
(444.5 casos/100,000 habitantes), Guyana Francesa (399.6 casos/ 100,000
habitantes), San Martín (269.6 casos/100,000 habitantes) y Honduras (234.6 casos/
100,000 habitantes).
El mayor número de casos graves se observan en la sub-región de Norte y
Centroamérica, con un total de 1,415 registros, es decir la mitad del total de los
casos graves del continente, seguido de la sub-región del Cono Sur (736 casos
graves, 26%) y la sub-región Andina (647 casos graves, 23%). A pesar que la
mayoría de los casos graves se observan en el hemisferio norte, es la sub-región del
Cono Sur quien aporta el 82% (378 muertes) de las defunciones por esta
11
enfermedad, todas ellas ocurridas en Brasil, seguida de la sub-región Andina (11%,
52 muertes), en donde Colombia y Perú aportan la mayor cantidad de fallecidos en
esa sub-región. Los países del continente con una tasa de letalidad superior a la
regional (0.04%) son; República Dominicana (1.54%), Perú (0.12%), Guatemala
(0.07%) y Colombia (0.07%) (OPS, 2015).
2.5.1. Descripción por sub-regiones
Norte y Centroamérica: el total de casos reportados es de 72,683 para una
incidencia promedio de 43.4 casos/100,000 habitantes, con 1,415 registros de casos
graves y 3 muertes. México (30,497) y Honduras (20,471) son los países con el
mayor número de casos de esta sub-región, siendo este último país quien reporta
también la mayor incidencia. Todas las muertes registradas en esta sub-región
ocurrieron en Guatemala.
Andina: se registran un total de 75,698 casos, para una incidencia promedio de 55
casos/100,000 habitantes, 647 casos graves y 52 muertes. Colombia y Perú aportan
la mayor cantidad de casos (43,228 y 20,698 respectivamente), siendo este último
país quien reporta la tasa de letalidad más alta de la sub-región. Cabe mencionar
que Venezuela aún no hace una publicación de sus datos sobre esta enfermedad
para este año.
Cono Sur: históricamente es la sub-región que aporta entre el 50-60% de los casos
de dengue en las Américas. Se registran un total de 1, 054,188 casos (incidencia de
409.1 casos/100,000 habitantes), 736 graves y 378 muertes. Cómo se describió
previamente, es Brasil quien aporta el mayor número de casos, seguido de Paraguay
(30,749 casos).
Caribe Hispano: Se han registrado únicamente 2,426 casos de dengue (incidencia
9.5 casos/100,000 habitantes), sin embargo, es la sub-región con la mayor tasa de
letalidad (1.07%) del continente. Es el país de República Dominicana quien reporta
todas las defunciones ocurridas en esta sub-región, en donde del total de casos
graves (26 registros) todos fallecieron. Cabe señalar que Cuba aún no publica los
datos correspondientes a este año.
12
Caribe Inglés-Francés-Holandés: Se suman a la fecha 1,177 casos de dengue, sin
embargo, por ser una sub-región con una población pequeña, la tasa de incidencia
es 198.5 casos/100,000 habitantes. Es la única sub-región que no reporta muertes
por esta enfermedad.
2.6. El dengue en México y Sinaloa
La historia reciente del dengue en México se inicia en 1966-1967 con la
reintroducción del vector que favorece la circulación del DEN-1 a finales de la década
de los setenta, su pico de actividad había sido en 1980, desde entonces la incidencia
mostraba un descenso continuo e irregular. El serotipo DEN-1 muy probablemente
ha estado presente en todas las regiones del país en donde ha ocurrido este
padecimiento. En 1983 son identificados los serotipos DEN-2 y DEN-4. La dispersión
geográfica del vector ha aumentado el número de localidades con transmisión,
actualmente 29 estados han reportado ocurrencia de casos autóctonos.
El primer reporte des caso de dengue hemorrágico en México ocurrió en un
brote causado por DEN-4 en el estado de Yucatán en 1984, en el que se reportaron
seis casos hemorrágicos, de los cuales cuatro fallecieron (SS,1995).
En la actualidad el dengue representa un problema importante de salud
pública en nuestro país. Con el control de Ae. aegypti en la década de los años 60,
México estuvo libre de dengue hasta 1978 cuando fue invadido nuevamente por este
vector. Desde entonces la enfermedad presenta un patrón anual, con picos en los
meses de lluvia. La incidencia del dengue ha aumentado de manera constante en
México, de 1.7 casos por 100 000 habitantes en al año 2000 a 43.03 casos por 100
000 habitantes en el 2012, debido a la urbanización creciente, sin controles
adecuados, a la migración humana, a factores asociados al cambio climático con
modificaciones en el ámbito ecológico, que han redundado en una expansión de los
vectores, Ae. aegypti y Ae. albopictus. Este último, también un vector eficiente de
este y otros virus, se introdujo en el continente americano a través del estado de
Texas (1985) y se dispersó a Tamaulipas, Coahuila y Nuevo León; también se tienen
13
registros documentados en Quintana Roo y Morelos. En el transcurso del 2015, la
mayor parte de los casos reportados se concentra en Colima, Chiapas, Guerrero,
Jalisco, Michoacán, Puebla, Quintana Roo, Sonora, Veracruz (SINAVE., DGE., SS.,
2015).
Figura 3. Mapa de Distribución de Casos en México 2013 (CENAPRECE,
2013).
En la actualidad, los brotes de importancia ocurren en prácticamente todo el
territorio nacional, tanto en poblaciones urbanas como en rurales. La situación actual
de la enfermedad del dengue en México según el Departamento General de
Epidemiologia de la Secretaria de Salud, hasta la semana 51 del 2015:
14
Fuente: SINAVE/DGE/SALUD/Sistema Especial de Vigilancia Epidemiológica
de Dengue, 2015.
Figura 4. Casos de Fiebre por Dengue y Fiebre Hemorrágica por Dengue, México
2014-2015*(SINAVE., DGE., SS., 2015).
15
A nivel Nacional en el 2014 se confirmaron 23,201 de FD y 8,577 de FDH, de
los cuales 1,779 casos de FD y 1,783 corresponden a Sinaloa, según el reporte
emitido por el DGE de la Secretaria de salud Sinaloa ocupa el lugar número 11 en
casos confirmados de dengue con un aumento del mas 100% con respecto al 2013,
mientras que el 2015 se redujo considerablemente en más un 50% (DGE., SS.,
2015).
Cuadro 1. Estados con mayor casos de FD y FDH en Mexico, 2014-2015.
2.7. Definición de control de plagas
El control de plagas es la regulación y el manejo de algunas especies referidas
como plagas, por tratarse de especies que afectan la salud de los habitantes, la
ecología y la economía.
2.8. Tipos de control
2.8.1. Control mecánico o preventivo
El control mecánico se basa estrictamente en la gestión del medio, es decir, la
inclusión de programas comunitarios para que los habitantes de zonas de riesgo
eliminen adecuadamente los recipientes tales como baldes, tarros, latas, etc. los
cuales son utilizados como criaderos por los mosquitos hembra. En general se basa
en la mejora de las prácticas de almacenamiento de agua potable.
16
2.8.2. Control químico
El control químico se basa en la aplicación de productos químicos como
insecticidas y larvicidas, de acuerdo con la sensibilidad de los mosquitos para
asegurar una elección apropiada. Entre los más importantes están: Malathion
(insecticida, excelente para controlar larvas y adultos) y Temephos 1 % (larvicida
abate).
2.8.3. Control biológico
El control biológico se basa en el uso de otros seres vivos que sirven como
depredadores del mosquito, entre los cuales están los siguientes: mosquitos que en
estado larval depredan otras larvas (Toxorhynchites), peces larvívoros (Gambussia
affinis, Poecilica reticulata, tilapia), bacterias que producen la muerte a la larva
(Bacillus thuringiensis), hongos, organismos microscópicos como los protozoarios y
los insecticidas biorracionales.
2.9. Insecticidas biotécnicos o biorracionales
Son los denominados insecticidas de 3ª generación. Presentan un menor
riesgo ecológico por tener menos toxicidad y por ser selectivos con la plaga a tratar.
Los productos biorracionales en general son derivados de microorganismos, plantas
o minerales. También lo son las moléculas sintéticas y análogas a las naturales, las
cuales se caracterizan por tener algún efecto favorable en las plantas en las que se
usan y un efecto desfavorable en insectos plaga y patógenos que causan
enfermedades (insecticida, repelente, disuasivo, inhibición, retardo en el desarrollo)
(Eiras y Resende, 2009). Los biorracionales invariablemente deben tener muy baja
toxicidad en humanos y otros vertebrados. Dentro de este grupo encontramos tres
tipos de insecticidas:
17
2.9.1. Reguladores de crecimiento
Efecto que se manifiesta de diversas formas. Por un lado, se presentan
moléculas que inhiben la metamorfosis, al evitar que esta se produzca en el
momento preciso. Otros compuestos hacen que el insecto tenga una metamorfosis
precoz y se desarrolle así en una época poco favorable. También se ha observado
que determinadas moléculas pueden alterar la función de las hormonas que regulan
estos mecanismos, de modo que se producen insectos con malformaciones, estériles
o muertos (Silva et al., 2002).
2.9.2. Inhibidores de la alimentación
Es el modo de acción más estudiado de los compuestos vegetales como
insecticidas. Un inhibidor de alimentación es un compuesto que luego de una
pequeña prueba, hace que el insecto se deje de alimentar y muera por inanición.
Muchos de los compuestos que muestran esta actividad pertenecen al grupo de los
terpenos y se han aislado principalmente de plantas medicinales originarias de África
y la India (Cuttler y Schmutteres, 1999).
2.9.3. Repelentes
El uso de plantas como repelentes es muy antiguo, pero no se le ha brindado la
atención necesaria para su desarrollo (Tripathi et al. 2000). Esta práctica se realiza
con compuestos que tienen mal olor o efectos irritantes, como el ají y el ajo. Un
ejemplo se observa en las prácticas realizadas por indígenas de Costa Rica, que
espolvorean con ají los recipientes en los que almacenan maíz y fríjol para que no se
infesten de plagas (Silva et al., 2002).
2.10. Importancia de los metabolitos secundarios
Los compuestos químicos sintetizados por las plantas realizan determinadas
funciones, como dispersión de semillas, defensa frente a determinadas agresiones o
18
la captación de los insectos polinizadores, son un elemento importante y necesario
ya que en el reino vegetal representan una ventaja competitiva. Cada familia de
plantas utiliza precursores químicos comunes originando diferentes resultados.
También son importantes para los humanos, pues presentan incontables
aplicaciones en los campos de la farmacología, industria agrícola, de alimentos y la
cosmética (Buchanan et al., 2000).
El reconocimiento de propiedades biológicas en los metabolitos secundarios
ha alentado el desarrollo de este campo, por ejemplo en la búsqueda de nuevas
drogas, antibióticos, insecticidas y herbicidas. Además, la creciente apreciación de
diversos efectos biológicos de los metabolitos secundarios ha llevado a reevaluar los
diferentes roles que poseen en las plantas especialmente en el contexto de las
interacciones ecológicas (Campbell et al., 2002).
La diversidad del metabolismo vegetal es el origen de varias decenas de
millares de estructuras que pueden agruparse en tres grandes categorías:
compuestos fenólicos, terpenos y alcaloides. Proceden principalmente de varias
rutas biosíntéticas: ácido shikímico, acetil-CoA, ácido mevalónico y de algunos
aminoácidos, por lo que existen lazos estrechos entre las grandes funciones
fisiológicas de los vegetales (fotosíntesis y respiración) y la producción de
metabolitos secundarios potencialmente alelopáticos (Regnault et al., 2004).
La biosíntesis de los metabolitos secundarios parte del metabolismo primario
de las plantas, en la Figura 5 se presentan las vías generales de sus rutas
biosíntéticas.
19
Figura 5. Vías generales de las rutas biosíntéticas de los metabolitos.
Las vías generales del metabolismo secundario de las plantas, que producen
los 3 tipos generales de compuestos secundarios: Productos nitrogenados,
compuestos fenólicos y terpenoides (Taiz y Zeiger, 2002).
Las plantas, organismos sésiles, están obligadas a discriminar entre los
diferentes retos que les plantea su entorno y responder a ellos. Las respuestas a su
rambiente biótico y abiótico permite la mejor distribución de sus recursos para crecer,
reproducirse y defenderse. Gran parte de las reacciones de defensa se reflejan en
una diversidad bioquímica que tienen muy pocos paralelos con otros grupos de
organismos, de hecho el repertorio bioquímico de las plantas es único.
Considerando las interacciones entre plantas e insectos, ciertos compuestos
con estructuras muy similares pueden ejercer actividades disimiles, desde
insecticidas, repelentes o incluso atrayentes (Vivanco et al., 2005).
En la actualidad, se han realizado estudios con diversas familias vegetales:
Meliaceae, Annonaceae, Rutaceae, Labiateae, Cannellaceae, Phytolaccaceae,
20
Sapindaceae, Solanaceae, Astereacea, Piperaceae entre otras (De Souza et al.
2009) que pueden suministrar información de sustancias con acción insecticida,
fungicida o herbicida.
2.11. Extractos vegetales en el control de plagas
El uso extensivo e indiscriminado de insecticidas sintéticos ha ocasionado
contaminación en suelo y agua, causando efectos tóxicos sobre organismos
benéficos, personas y otros vertebrados, ha generado el desarrollo de resistencia en
los insectos plaga que se pretendía controlar (Rossetti et al., 2008). Debido a esto,
se ha iniciado la búsqueda de nuevos insecticidas que sean compatibles con el
medio ambiente y económicos.
En las últimas dos décadas se ha enfatizado el desarrollo de nuevos
pesticidas naturales, los cuales pueden sustituir a los pesticidas sintéticos. La
actividad de extractos naturales en insectos han sido estudiados y con doble
demanda por la producción de productos orgánicos y la selectividad de enemigos
naturales (De Souza et al., 2009).
Sin embargo, es difícil saber exactamente dónde y en qué momento
empezaron a utilizarse en forma sistemática plantas o extractos de las plantas en la
protección de los vegetales y con más generalidad en la agricultura (Regnault et al.,
2004).
2.12. Efectos de los insecticidas vegetales
Los metabolitos de algunas plantas producen efectos tóxicos al ser ingeridos
por los insectos, varios documentos han reportado propiedades entomotóxicas de
extractos crudos en diferentes especies vegetales (Ulrichs et al., 2008; Regnault-
Roger et al., 2004).
21
Los extractos actúan de varias maneras, ya sea paralizando el sistema
nervioso o deteniendo la respiración del insecto; una de las características
importantes de estos insecticidas, es que penetran la cutícula y no necesitan ser
ingeridos; por otro lado tienen una vida muy corta (horas o días), por lo que es
indispensable que el insecto sea tocado por las gotas del insecticida (Lagunes y
Villanueva, 1999).
Para que un compuesto cause un efecto adverso es necesario que penetre en
el organismo. La exposición depende de la cantidad y tipo de compuestos, periodo
de desarrollo en el cual éste afecta al receptor de la exposición (plaga y/o bacteria).
Aunque los productos naturales aplicados de manera exógena deben considerarse
como no naturales desde el momento en que la concentración a la que se utiliza es
un biotopo determinado que supera la concentración en el estado natural. Es
imperativo que un pesticida natural se someta a numerosos estudios bioquímicos
(estudios del modo de acción) y químicos (síntesis total y modelización de análogos
sintéticos) (Regnault et al., 2004).
Se ha estudiado numerosos metabolitos secundarios con actividad
antialimentaria en insectos (Vivanco et al., 2005). La mayor parte de estos
metabolitos presentan otras propiedades biológicas, entre las que aparecen con
frecuencia la actividad insecticida o, incluso, alteraciones hormonales. Algunos
compuestos se reconocen generalmente al nivel de los receptores gustativos por ello
han sido una herramienta ideal para comprender los mecanismos moleculares de
reconocimiento de las señales químicas por las papilas gustativas de los insectos y
comprender los fenómenos de reconocimiento de la planta hospedante (Regnault et
al., 2004).
La ingestión de metabolitos secundarios puede afectar la nutrición de los
insectos, que pueden medirse utilizando diferentes índices nutricionales tales como
el consumo relativo, tasas y eficiencia en crecimiento (Ulrichs et al., 2008).
Los metabolitos que inducen en los insectos una disminución en la ingesta
alimentaria, o inhibición del reflejo de esta ingesta, no debe considerarse en forma
22
general como pesticida. La inhibición de la ingesta alimentaria, incluso aunque sea
fácilmente observable y cuantificable, probablemente sea la traducción o la
consecuencia de una actividad biológica ampliamente más compleja que una simple
emisión de un mensaje de alerta como consecuencia del reconocimiento de una
molécula a nivel de los receptores gustativos del insecto, por lo que un efecto
antialimentario está presente.
Aunque la mayoría de los extractos de especies vegetales que se utilizan
como insecticidas no eliminan al insecto por intoxicación sino que generalmente
inhiben el desarrollo normal de estos al actuar como repelentes o disuasivos de
alimentación u ovoposición (Silva et al., 2002).
Las moléculas que presentan actividad antialimentaria, en forma general se
pueden distinguir con más frecuencia tres clases principales: compuestos
poliaromáticos (polifenoles, taninos, flavonoides, etc.), alcaloides y compuestos
terpénicos y polihidroxilados (azadiractina, drimanos del tipo poligodial) (Regnault et
al., 2004).
2.12.1. Ventajas
Los compuestos botánicos constituyen una alternativa para el control de
insectos plaga ya que cuentan con la ventaja de degradarse rápidamente en el
ambiente y de ser más específicos que los insecticidas sintéticos; además
disminuyen la probabilidad de generar especies resistentes (Rossetti et al. 2008).
Son más eco confiables, biodegradables y no residuales en comparación con los
pesticidas sintéticos (Regnault et al., 2004).
Por otra parte, el uso de compuestos naturales presenta un espectro de
toxicidad más estrecho y tienen un impacto ambiental menor. Estos compuestos,
cuando se biosintetizan son fácilmente degradados por vías enzimáticas (Regnault et
al., 2004).
23
Los compuestos naturales presentes en plantas aromáticas y medicinales
están siendo ampliamente utilizados; los avances tecnológicos y de síntesis orgánica
han ido desplazando cada vez más a las sustancias artificiales (Castañeda et al.,
2007).
La evolución ha dotado a los organismos biológicos con mediadores químicos
implicados en la comunicación entre especie (aleloquímicos), presentando una gran
variedad de efectos, en los metabolitos secundarios se han identificado numerosas
moléculas que presentan una acción defensiva en los vegetales frente al ataque de
insectos perjudiciales inventariándose más de 2000 especies dotadas con
propiedades insecticidas (Regnault et al., 2004).
2.13. Azadirachta indica Juss (Neem)
El árbol del Neem, Azadirachta indica Juss, familia Meliaceae, es una especie
tropical y subtropical de la India y Sudeste de Asia. Varias partes del árbol del Neem
han sido utilizadas por indígenas en la cocina, medicina tradicional y como pesticida
natural. Los frutos maduros y semillas de Neem presentan un aceite que emiten un
fuerte aroma a ajo, algunos atribuyen eficacia y reputación medicinal del aceite de
Neem a los compuestos sulfurosos que contiene (Kurose y Yatagai, 2005).
Los extractos de Neem actúan en los insectos como efecto antialimentario,
inhibidor de crecimiento, prolonga las etapas inmaduras ocasionando la muerte,
disminuye la fecundidad y la oviposición, disminuye los niveles de proteínas y
aminoácidos en la hemolinfa e interfiere en la síntesis de quitina (Mordue, 2004).
2.13.1. Composición química
Azadiractina, uno de los tres limonoides (triterpenoides, Figura 6)
predominante del árbol de Neem, es un bioplaguicida conocido. La bioactividad de la
azadiractina en los insectos varía, el insecticida de Neem ha demostrado que tiene
24
un amplio espectro que se caracteriza por efectos antialimentarios y tóxicos en
muchas plagas de cultivos agrícolas (Reed y Majumdar 1998).
Numerosos constituyentes terpénicos: diterpenos (derivados del abietano) y
más de cincuenta tetranortriterpenoides: azadiractina, nimbólido, ácido nimbidínico,
azadirona, nimbina, etc., se han identificado en la especie. El más interesante, la
azadiractina se comporta como un antinutriente para los insectos (Pavela et al.,
2009). La mayor parte de los principios activos se encuentran en la fruta del Neem,
semillas, ramas, tallos y corteza de la raíz. Los núcleos de la semilla produce el
complejo azadiractina tetranortriterpenoide y sus análogos (Isman, 1997).
2.13.2. Actividad biológica
La azadiractina se utiliza ampliamente en el medio ambiente como plaguicida
seguro para la agricultura, no sólo inhiben el crecimiento y la multiplicación de los
insectos sino también que es inofensivo para los animales y los seres humanos. Un
número ilimitado en informes de prensa indican que los extractos de Neem son
tóxicos para algunos vertebrados y mamíferos e inofensivo a los demás (Reed y
Majumdar, 1998).
En las últimas décadas las esperanzas se han depositado sobre el uso de
insecticidas botánicos como una alternativa sustentable en la protección fitosanitaria.
Extractos del árbol del Neem, Azadirachta indica Juss (Meliaceae), son algunos de
los insecticidas botánicos más eficientes y se han producido comercialmente algunos
agentes (por ejemplo, NeemAzal T/S; Trifolio-M GmbH, en Alemania y Aza Direct
distribuido por BASF) que también puede ser utilizado oficialmente en la agricultura
orgánica. La alta actividad insecticida se debe a las grandes concentraciones del
isómero tetranotriterpenoide de azadiractina A, que está presente en el extracto de
semillas de Neem. La azadiractina es bien conocida como un potente inhibidor del
crecimiento en insectos fitogenéticos (Pavela, 2007). Inhibe la alimentación y el
crecimiento de los insectos pertenecientes a varios órdenes, como Lepidópteros,
25
Dípteros, Ortóptera, Hemíptera, Coleóptera, etc., interviniendo en eventos endocrinos
(Pavela et al., 2009).
Diversos insectos plaga presentan diferentes respuestas a la azadiractina en
el nivel de disuasión alimentaria (o gustativa), la capacidad de ingerir derivados en
los niveles sensoriales es importante en muchas especies de lepidópteros y algunos
ortópteros. El producto natural estimula células específicas quimiorreceptoras y
también bloquea el disparo de las células receptoras de azúcar, que normalmente
estimulan la alimentación (Mordue, 2004).
También se ha demostrado que causa efectos profundos en los procesos
reproductivos de los insectos machos y hembras (degenerado ovarios). En los
insectos tratados con azadiractina interfiere en la síntesis de vitelogenina de la grasa
corporal y su absorción por los huevos lo que resulta en una reducción en la
fecundidad y el incremento a la esterilidad (Tanzubil y McCaffrey, 1990).
2.13.3. Usos
El Neem (Azadirachta indica) es un árbol de usos múltiples, cuyos productos
se han utilizado durante siglos como insecticidas, anticonceptivos, antipirético y
propósitos antiparasitarios. También se utiliza como fuente de madera en los
programas de reforestación y un proveedor de sombra. El fruto produce aceite que
se usa en jabones y detergentes, mientras que otros subproductos se utilizan en
abonos (Mordue, 2004).
Figura 6. Estructura química de compuestos triterpenoides
26
2.14. Melia azedarach Linneo (árbol de paraíso)
El paraíso es una planta originaria del pie de los Himalayas, se cultiva en
varias regiones de Asia y se ha naturalizado en zonas cálidas y templadas de todo el
mundo debido a sus propiedades medicinales e insecticida (Sanabria et al., 2009).
2.14.1. Composición química
Se han identificado componentes como la catequina, procianidina B1,
procianidina B2, procianidina B3, procianidina B4, procianidina trímero, procianidina
galato trímero (Erazo, 2004). Ac. Ρ-cumarico + kaempferol, Kaempferol, Ac. Ρ-
cumarico, Ac. Fetarico y triterpenoides (melianone, melianol, meliantriol, Figura. 7).
2.14.2. Actividad biológica
La parte activa de Melia Azedarach se obtiene principalmente de los frutos,
pero se puede encontrar en hojas, tallos y semillas. Se han aislado numerosos
compuestos responsables del efecto insecticida (Erazo, 2004) destacando la
presencia de los siguientes grupos activos: catequina, kaempferol y meliartenin.
Las catequinas son un grupo de flavonoides que presenta una actividad
anticancerigena reconocida, aunque sus propiedades son muy amplias, como agente
insecticida inhibe la proliferación de virus, bacterias y parásitos. Las procianidinas
son agentes que reducen el efecto alimentario de diversos organismos.
Las cumarinas se consideran un grupo de metabólicos secundarios de las
plantas, que comparten la misma vía biosintética y esqueleto químico, la mejor
propiedad conocida de las cumarinas es su rol en la defensa de las plantas siendo
este grupo uno de los más eficaces.
El meliartenin es un limonoide presente en las hojas y frutos, muestra
actividad antialimentaria en dosis de 5.5 a 27.6 µg/cm2, provoca actividad inhibitoria
para la mayoría de las especies tratadas mostrando resultados comparables a la
27
azadirachtina, (Valladares, 1997). Es soluble en éter, alcohol puro y ácido acético
glacial.
El mecanismo de acción de la mayoría de las substancias provenientes de M.
azedarach consiste en inhibir la acción de las oxidasas en el intestino medio, por lo
que el insecto inmaduro muere o se convierte en pupa o adulto anormal por
deficiencia de nutrientes o interferencia en los procesos fisiológicos. Esto se traduce
en inhibición de la alimentación, disminución del crecimiento y desarrollo, descenso
de la tasa metabólica relativa, emergencia de adultos deformes, inhibición de la
oviposición o mortalidad (Vergara et al., 1997; Carpinella et al., 2003).
2.14.3. Usos
Las hojas se usan en dolencias de estómago, contra la fiebre y diarrea. Es
considerado abortivo. El extracto que se obtiene por maceración de hojas y frutos
tiene propiedades insecticidas que han sido investigadas para control biológico de
plagas. Los frutos son usados en medicina popular como purgantes, antiparasitarios
y antihelmínticos. La raíz es considerada catártica, vomitiva, tónica, estimulante y se
usa contra la fiebre. Estas propiedades medicinales e insecticidas se deben al alto
contenido de alcaloides.
Figura 7. a) Estructura química de meliantrol. b) melianone
28
2.15. Allium sativum L. (Ajo)
Es una planta perene con hojas planas y delgadas, de hasta 30 cm de
longitud. Las raíces alcanzan fácilmente profundidades de 50 cm o más. El bulbo, de
piel blanca, forma una cabeza dividida en gajos que comúnmente son llamados
dientes. Cada cabeza puede contener de 6 a 12 dientes, cada uno de los cuales se
encuentra envuelto en una delgada capa de color blanco o rojizo. Cada uno de los
dientes puede dar origen a una nueva planta de ajo, ya que poseen en su base una
yema terminal que es capaz de germinar incluso sin necesidad de plantarse
previamente.
2.15.1. Composición química
El análisis de la composición química de la parte comestible del ajo arroja una
riqueza importante en hidratos de carbono (cerca del 30%) y proteínas
(aproximadamente el 6%), su riqueza mineral está constituida por potasio, fosforo,
magnesio, zinc, yodo y dentro del contenido vitamínico se destacan las vitaminas del
grupo B, como la B1, B3, B6 y con cantidades pequeñas de vitamina C y E. Además
están contenidas sales de selenio, azucares, lípidos, saponosidos, terpenos,
enzimas, flavonoides y otros compuestos fenólicos.
2.15.2. Actividad biologica
Los efectos antimicrobianos del ajo son conocidos desde la antigüedad. La
sustancia activa mas importante es la alicina la cual tiene efectos inhibitorios
potentes sobre ciertas enzimas como las cistein-proteinasas y alcohol-
deshidrogenasas, las cuales cumplen papeles importantes en las infecciones por
hongos, bacterias y virus. La alicina tambien inhibe ciertas enzimas con grupos tioles
(azufrados), que influyen en la biosintesis de colesterol.
29
En algunas plagas tiene un efecto natural no toxico repelente-disuasivo y en
algunas larvas provoca hemorragias y dificulta los procesos de coagulación, y
cuando se ingiere provoca una cierta irritación en tracto digestivo.
2.15.3. Usos
El ajo tiene diversos usos desde el inicio de la humanidad, como alimento
condimentador. En la actualidad, el ajo es una medicina naturista y tiene una amplia
utilización farmacológica. Es eficaz como antibiótico, combatiendo numerosos
hongos, bacterias y virus (se ha usado en al menos un paciente con Síndrome de
inmunodeficiencia adquirida (Sida) para tratar una toxoplasmosis, una enfermedad
protozoaria; en el control de enfermedades cardíacas, ya que reduce el bloqueo de
las arterias) reduce la presión arterial y el colesterol, incrementa el nivel de insulina
en el cuerpo; controla los daños causados por la arterioesclerosis y el reumatismo.
También se relaciona con la prevención de ciertos tipos de cáncer, ciertas
complicaciones de la diabetes mellitus, en la reversión del estrés y la depresión. En
agricultura se utiliza para el control de plagas de diversos cultivos.
Figura 8. Estructura química de la alicina
2.16. Ricinus communis L. (Higuerilla)
La higuerilla es un arbusto que crece silvestre que crece en la mayor parte de
las regiones tropicales. Sus semillas son venenosas por lo cual no se consumen
30
directamente sino que se prensan y se someten a extracción con solventes para
obtener aceite y una pasta llamada torta.
2.16.1. Composición químico
Las hojas de la higuerilla contienen flavonoides, astragaslín, hiperosido, el
rutinósido y xilopiranósido de camferol, quersetina y sus derivados el glucósido y
rutinósido y la rutina, los triterpenos beta-amirina, lupeol y 30-nor-lupan-3-beta-ol-20-
ona, beta-sitosterol y estigmasterol, el alcaloide dimetil-ricinina, el ácido fórbico y la
toxina de origen protéico; ricina, que también se localiza en la semilla. En esta última
se encuentra alrededor del 50% en peso de un aceite fijo rico en un triglicérido del
ácido ricinolénico, además de esteroles, beta-caroteno y el alcaloide ricinina. En las
flores se han detectado dos derivados dihidroxi-metoxilados de la cumarina y los
flavonoides hiperósido y rutina. La raíz contiene ácido indol-acético.
2.16.2. Actividad biológica
Los metabolitos secundarios de las plantas tienen diversos mecanismos de
acción sobre insectos, los cuales pueden ser a nivel hormonal, reproductivo,
neurológico, nutricional o enzimático (Agnihtri, 1999).
En la higuerilla se han identificado distintas moléculas con actividad insecticida
que tienen un efecto antialimentario ya que contiene alcaloides (ricina y ricinoleina) y
ácidos orgánicos (Figura 9) (ácido cianhídrico) con acción de contacto, útil para
regular poblaciones de insectos con aparato bucal masticador y chupador, tanto de
cuerpo duro y blando (mosquita blanca (Trialeurodes vaporariorum), pulgones,
ácaros, trips y chicharrita (Empoasca sp). Confunde a los insectos en su búsqueda
de alimentos. Provoca hemólisis de los músculos cuando es consumido y altera el
ritmo fisiológico del sistema digestivo hasta su destrucción; por contacto actúa a nivel
de la sinapsis neuronal produciendo excitación del sistema nervioso del insecto
(ataxia), dificultando el vuelo y la oviposición, disminuyendo las poblaciones de
insectos. Puede provocar malformaciones fisiológicas y morfológicas en los insectos.
31
Las partes de la higuerilla más utilizadas para la elaboración de extractos
aplicados al control de plagas han sido las semillas y las hojas, aunque en algunas
ocasiones se utilizan raíces, bagazo y frutos.
2.16.3. Usos
Esta planta es una maleza en zonas agrícolas y urbanas, no obstante se ha
estudiado por sus propiedades secantes, medicinales y el uso de su aceite en la
industria para la elaboración de biocombustible, para la fabricación de pinturas,
jabones, cosméticos, barnices, fibras sintéticas, resinas y lubricantes en el área
automotriz y aeronáutica (Turner et al., 2004; Conceicao et al., 2005). En el área
agrícola, la torta o gabazo de la higuerilla se utiliza como fertilizante orgánico,
además de que hojas y semillas son usadas como materia prima para elaboración de
extractos para el control de insectos plaga, roedores, moluscos y fitopatogenos, con
resultados exitosos (Cuadra, 1981; Upasani et al., 2003; Rodriguez, 2005).
Figura 9. Estructura química del ácido ricinoleico.
ACIDO RICINOLEICO
32
III. JUSTIFICACIÓN
Los mosquitos son los principales vectores de un gran número de
enfermedades, como: la fiebre amarilla, la fiebre equina, la malaria, y el dengue.
Estos insectos hematófagos son los más importantes para el hombre, debido a las
molestias que causan sus piquetes y la transmisión de enfermedades.
El mosquito Ae. aegypti, encontró en el mundo moderno condiciones
ambientales muy favorables para su propagación (PAHO, 1994). En Latinoamérica la
lucha contra el dengue se ha orientado casi exclusivamente al control del vector y
una creciente proporción de los programas se basan en medidas de lucha química
contra el insecto. Se mantiene una adecuada vigilancia entomológica, sin descartar
el hecho de que algunas especies puedan adaptarse a nuevas condiciones
ecológicas (Rojas, 2003).
Actualmente el método de control más utilizado en la región de Guasave,
Sinaloa, es el control químico. Para el control de adultos de Ae. aegypti se utiliza el
malatión, mientras que para larvas se usa el temephos o mejor conocido como abate.
Se sabe que estos productos químicos han provocado la selección de poblaciones
de insectos con cierta resistencia a ellos. Estos productos contaminan al medio
ambiente, provocando daños fuertes a la flora y fauna así como a la salud humana.
Esta es la razón principal por lo que se están buscando nuevas alternativas de
control para este mosquito vector. Sea más compatible con el ambiente. Un método
de control con extractos biorracionales sería una buena alternativa, ya que estas
plantas además de presentar cualidades insecticidas tienen uso medicinal, por lo que
no representan ningún riesgo para los humanos.
33
IV. HIPÓTESIS
Los extractos de plantas de Melia azederach (árbol de paraíso), (neem)
Azadirachta indica, Allium sativum (ajo) y Ricinus communis (higuerilla) tienen
actividad toxica y/o efecto repelente para el control de Ae. Aegypti en laboratorio y
campo.
34
V. OBJETIVO GENERAL
Elaborar y evaluar la toxicidad y/o efecto repelencia de biorracionales a base
de extractos acuosos y etanólicos de cuatro especies de plantas en larvas y adultos
de Ae. aegypti.
5.1. OBJETIVOS ESPECÍFICOS
Establecer la cría masiva de Ae. aegypti en el laboratorio.
Elaborar productos biorracionales a base de extractos acuosos y etanólicos de
cuatro especies de plantas Melia azederach, Azadirachta indica, Allium
sativum y Ricinus communis.
Evaluar en laboratorio productos biorracionales a base de extractos acuosos y
etanólicos de cuatro especies de plantas con actividad insecticida y/o
repelencia para Ae. aegypti.
Evaluar en campo la actividad insecticida de los productos biorracionales de
extractos vegetales para el control de larvas Ae. aegypti.
35
VI. MATERIALES Y MÉTODOS
La metodología que se utilizó en laboratorio fue basada en los experimentos
realizados por Sanabria y colaboradores (2009) con algunas modificaciones,
probando extractos etanólicos de M. azedarach, A. indica, A. sativum y R. communis
a concentraciones 2.5, 5 y 10% en larvas de Ae. aegypti de 4° instar para evaluar los
efectos tóxicos y de repelencia.
6.1. Colecta de insectos en campo
Se colectaron 267 larvas, 32 pupas y 204 huevecillos de Ae. aegypti mediante
ovitrampas (Figura 10) en los meses de julio y agosto del 2014 en la localidad de
Adolfo Ruíz Cortines, Guasave, Sinaloa, las cuales se utilizaron para iniciar el pie de
cría.
Figura 10. Colocación de ovitrampas domiciliarias
6.2. Identificación de la especie
Para la identificación del insecto se tomaron 10 individuos de cada jaula, los
cuales fueron llevados al estereoscopio para ser analizados e identificados mediante
claves taxonómicas para mosquitos de Ibáñez (1998).
6.3. Técnica de cría masiva de insectos
Los huevos se colocaron en charolas de plástico con 1000 ml de agua de la
llave, adicionando una dieta comercial para peces, para la alimentación de las larvas.
36
Cuando las larvas pasaron a la etapa pupal, se colocaron en una cámara de
emergencia, las cuales se introdujeron dentro de jaulas (Figura 11) estas no
requieren alimento, por ser un periodo de reposo; sin embargo, la pupa se mantiene
respirando y con movimientos en forma de saltos. Para la etapa adulta se utilizan
jaulas de 900 cm2. Los adultos emergidos en el caso de las hembras se alimentaron
con sangre animal cada 24 horas durante un periodo de 1 hora por jaula, mientras
que los machos se alimentaron con una solución de miel con agua al 5% (Figura 12).
Se tomó nota de las condiciones y duración de cada etapa de desarrollo del insecto.
Figura 11. a) Eclosión de huevecillos b). Larvas contenidas en las charolas
c). Pupas en su cámara de emergencia dentro de las jaulas.
Figura 12. Alimentación de los insectos adultos.
6.4. Colecta de huevecillos en laboratorio
Los huevecillos se colectaron en hojas de papel bond, las cuales se colocaron
alrededor de las charolas con agua que se encontraban dentro de las jaulas para que
las hembras grávidas ovipositarán sobre las hojas (Figura 13), las hojas fueron
37
sustituidas por hojas nuevas cada 24 horas. Las hojas que se retiraban se
sometieron a un secado al ambiente, para posteriormente ser fechados y guardados
hasta el momento de su utilización.
Figura 13. Colecta de huevecillos en papel bond.
6.5. Colecta del material vegetal
Se colectaron hojas y semillas de A. indica y R. communis en el campo, en el
sector La Cruz Guasave., mientras que M. azederach se colecto en el ejido El
Campesino, Guasave. Los bulbos de A. sativum se colectaron en una siembra de
traspatio.
6.6. Preparación de los extractos vegetales
El material vegetal se secó a la sombra por un periodo de 15 días (Figura 14),
posteriormente las hojas se trituraron en un molino eléctrico (Figura 15) en el
laboratorio de bionsecticidas del CIIDIR- SIN., la trituración se repitió tres veces
hasta obtener el tamaño de partícula deseada, luego el polvo obtenido se empacó en
bolsas de plástico que a su vez se colocaron en frascos ámbar de boca ancha
(Figura 16) hasta el momento de su utilización.
38
Figura 14. Secado de material vegetal a la sombra, a) A. indica (Neem),
b) R. communis (Higuerilla), y c) M. azederach (Paraíso).
Figura 15. Triturado de hojas de material vegetal seco.
Figura 16. Empacado del producto triturado.
39
6.6.1. Extractos etanólicos
Se utilizaron 50 g de producto (polvo de hojas secas y trituradas),
posteriormente se le añadieron 500 mL de alcohol al 95%, se dejó reposar por 72 h
(Figura 17), después se filtró con papel filtro whatman No.1 en una bomba de vacío
(Figura 18) en el laboratorio de bionsecticidas del CIIDIR-SIN. Luego el líquido se
destilo a 40°C en un rotavapor marca Buchi R-210 (Figura 19) en el laboratorio de
alimentos funcionales del CIIDIR-SIN. El material obtenido se envasó en botellas de
vidrio ámbar con capacidad para 250 mL, después se guardaron a 4°C hasta su
utilización.
Figura 17. Productos de extractos etanólicos de cuatro plantas reposados por 72 h.
Figura 18. Filtrado de los productos reposados
40
Figura 19. Eliminación del solvente
6.6.2. Extractos acuosos
Se utilizaron 50 g de producto (polvo de hojas secas y trituradas) de las cuatro
plantas, posteriormente se le añadieron 500 mL de agua destilada, se agito en una
placa magnética a 50°C para obtener una mejor incorporación del producto, se dejó
reposar por 24 h, después se filtró con papel filtro whatman No.1 en una bomba de
vacío en el laboratorio de bionsecticidas del CIIDIR-SIN, el líquido obtenido se
envaso en frascos de vidrio ámbar con capacidad para 1000 mL y se refrigero a 4°C
hasta el momento de su utilización (Figura 20).
Figura 20. Preparación de extractos acuosos
6.7. Bioensayos en laboratorio para determinar dosis de extractos y mortalidad
de larvas de Ae. aegypti.
Se utilizaron 5 tratamientos (neem, higuerilla, paraíso, ajo y temephos) y un
control, con tres repeticiones cada uno. Se colocaron 20 larvas de 4° instar en vasos
de plástico con capacidad para 30 mL, al cual se le adicionaron los tratamientos en
41
diferentes concentraciones (10%, 5% y 2.5%) (Figura 21). Posteriormente se hizo el
conteo de insectos vivos y muertos cada 24, 48 y 72 horas.
6.8. Diseño experimental en laboratorio
Se utilizó un Diseño completamente al azar con 5 tratamientos, un control y 3
repeticiones de cada uno (Figura 21). A los datos de mortalidad de larvas se les
realizo un análisis de varianza SAS. Para buscar diferencias significativas, los datos
de cada tratamiento fueron evaluados para saber su distribución normal y
homosedasticidad. Se optó por un análisis ANOVA y comparación de medias de
Thukey con un alfa de 0.05
Figura 21. a) Bioensayos con extractos acuosos, b) Bioensayos con extractos
etanólicos.
6.9. Pruebas de efecto repelencia en adultos Ae. aegypti.
Se tomaron 20 mL de cada uno de los extractos y se colocaron en un
atomizador de plástico con capacidad para 50 ml, se asperjo en el brazo de una
persona y se introdujo en una jaula con hembras y machos adultos de Ae. aegypti,
para medir el efecto repelencia de cada uno de los extractos (Figura 22), se dejó el
brazo aproximadamente cinco minutos cada tratamiento y se contabilizo el números
42
de individuos que se posaron en brazo para alimentarse, se calificó como efecto
repelente; -=negativo, +=positivo, ++=repelente y +++=muy repelente.
Figura 22. Pruebas de efecto repelencia de los extractos etanólicos y acuosos.
6.10. Bioensayo en campo
Se partió de los resultados que arrojaron los bioensayos de laboratorio, los
biorracionales que presentaron mayor porcentaje de mortalidad se probaron en
bioensayos de campo. Se hizo un acomodo de bloques completos al azar (Figura
23), el bioensayo se llevó a cabo en las instalaciones del CIIDIR-Sinaloa.
Se tomaran 30 larvas de 4° instar de desarrollo de la cría establecida en
laboratorio (Temperatura de 28° a 36° y una HR de 60 a 70 %) de A. aegytpi, las
cuales se colocaran en recipientes con capacidad para 1L, los recipientes fueron
colocados en jaulas de alambre de acero inoxidable del # 20 de 30x30 cm cubiertas
con malla de tricort para evitar contaminación de otras especies de mosquitos (Figura
23), posteriormente se aplicaron los productos biorracionales con una pipeta
graduada para campo con capacidad para 25 ml a una concentración única del 5%
para todos los tratamientos seleccionados (Temephos, extractos etanólicos de neem,
higuerilla, paraíso y ajo) y después se tomó lectura de los efectos de toxicidad cada
24, 48, 72 h.
43
Figura 23. Diseño de jaula para bioensayos en campo
6.11. Diseño experimental en campo
Los 6 tratamientos fueron distribuidos en un Diseño de Bloques Completos al
Azar, un control y 3 repeticiones cada uno (Figura 24). Los datos de mortalidad de
larvas fueron analizados en un paquete estadístico SAS (ANOVA).
Figura 24. Acomodo de los tratamientos en campo usando un diseño experimental
de Bloques Completos al Azar (N=neem, H=higuerilla, P=paraíso, A=ajo).
44
VII. RESULTADOS
7.1. Trabajo de laboratorio
7.1.1. Identificación de la especie
Durante la identificación se observó la coloración obscura con escamas
plateadas características de la especie y mesonoto con líneas de escamas plateadas
formando un diseño similar a una lira, manchas pleurales de escamas blancas
plateadas, bandas blancas en la base de los segmentos tarsales. Patas obscuras
con fémures y tibias revestidas de escamas claras en las superficies posteriores
medianas. La hembra presenta una probóscide con palpos cortos y antenas pilosas
mientras que el macho tiene antenas filiformes (Figura 25).
Figura 25. Ae. aegypti. a) Vista lateral (♀). b) vista lateral (♂). c) Segmentos
tarsales. d) Corte del mesonotum.
7.1.2. Cría masiva de Ae. aegypti
En total se colectaron 267 larvas, 32 pupas y 204 huevecillos, lo que se utilizó
como pie de cría del insecto. Se obtuvieron 3300 huevecillos de los cuales se
45
utilizaron 3000, de estos solo eclosionaron 2136 larvas, cabe mencionar que los
huevecillos se sometieron a eclosión por periodos de 24 a 48 hr., según se iban
requiriendo para cada bioensayo. Estas incluyeron 332 larvas que murieron al ser
infectadas por microsporidias. En total se utilizaron 1800 larvas para biensayos de
las cuales 360 se dejaron llegar a la etapa de adulto o imago para llevar acabo el
bioensayo con adultos y el resto se utilizó en larvas de 4° instar.
7.1.3. Ciclo de vida
El ciclo de vida de Ae. aegypti se completó bajo condiciones de laboratorio
pasando por sus diferentes estados y estadios de desarrollo las cuales se midieron
en días (Cuadro 2), el cual tuvo una duración de 12-15 días con una temperatura
que oscilo de los 28°C a 36°C.
Cuadro 2. Duración de los estadios de desarrollo de Ae. aegypti
7.1.4. Preparación de biorracionales a base de extractos vegetales
Mediante el método de extracción anteriormente citado se logró obtener hasta
el momento cuatro extractos vegetales (Cuadro 3) los cuales fueron probados
mediante bioensayos en laboratorio.
46
Cuadro 3. Biorracionales a base de extractos vegetales
Los productos de los extractos fueron envasados y etiquetados en botellas de
vidrio color ámbar de 1000 y 250 ml listos para usarse (Figura 26), los frascos con los
extracto fueron resguardados por 3 meses en un refrigerador a 4°C. Estos productos
fueron utilizados en todos los bioensayos, tanto en larvas como adultos.
Figura 26. Producto final, a) Extractos acuosos, b) Extractos etanólicos y
c) Extractos acuosos y etanolicos.
47
7.1.5. Pruebas de toxicidad en larvas en laboratorio
a). Extractos acuosos
El porcentaje de mortalidad en larvas de A. aegypti del 4° instar después de
ser tratadas con extractos acuosos mostró diferencias estadísticas significativas en
los efectos de los tratamientos con las cuatro especies de plantas utilizadas. El
mayor efecto se manifestó en las concentraciones más altas (10%) de R. communis
(higuerilla), A. indica (neem), M. azederach (paraíso) y A. sativum (ajo), en
comparación con el resto de los tratamientos y el control (Figura 24). Lo anterior
dado, se debe a que en las concentraciones menores el efecto tóxico no se
manifestó aun después de las 72 horas (Figura 27).
Figura 27. Mortalidad en larvas de A. aegypti por efecto de extracto acuoso de R.
communis (higuerilla), A. indica (neem), M. azedeach (paraíso) y A. sativum (ajo) en
laboratorio. *Tratamientos con la misma letra no presentan diferencias estadísticas
significativas (α=0.05).
48
b). Extractos etanólicos
El porcentaje de mortalidad en larvas de A. aegypti del 4° instar que se
observó en laboratorio al ser tratadas con extracto etanólico de higuerilla, neem,
paraíso y ajo mostró diferencias estadísticas significativas en los efectos de los
tratamientos en las cuatro especies de plantas. El mayor efecto se manifestó en las
tres concentraciones utilizadas (2.5%, 5% y 10%) de R. communis (higuerilla), A.
indica (neem), M. azederach (paraíso) y A. sativum (ajo) con referencia al control
(Figura 28).
Figura 28. Mortalidad en larvas de A. aegypti por efecto de extracto etanólico de R.
communis (higuerilla), A. indica (neem), M. azederach (paraíso) y A. sativum (ajo) en
laboratorio. *Tratamientos con la misma letra no presentan diferencias estadísticas
significativas (α=0.05).
49
c). Extractos acuosos y etanólicos
El porcentaje de mortalidad en larvas de A. aegypti del 4° instar que se
observó en laboratorio al ser tratadas con extracto etanólico mostró diferencias
estadísticas significativas en los efectos de los tratamientos de las cuatro especies.
El mayor efecto se manifestó en las tres concentraciones utilizadas (2.5%, 5% y
10%) de R. comunis (higuerilla), A. indica (neem), M. azederach (paraíso) y A.
sativum (ajo) con respecto al control, mientras que el porcentaje de mortalidad de
larvas tratadas con extracto acuoso mostró diferencias estadísticas significativas en
los efectos de los tratamientos de las cuatro especies de plantas, presentando mayor
efecto en la concentración más alta (10%). Las concentraciones más bajas no
presentaron efecto inmediato aun después de las 72 horas. (Figura 29).
Figura 29. Comparación de mortalidad en larvas de A. aegypti por efecto de extracto
etanólico (E) y extracto acuoso (A) de R. communis (H), A. indica (N), M. azederach
(p) y A. sativum (A) en laboratorio. *Tratamientos con la misma letra no presentan
diferencias estadísticas significativas (α=0.05). T=Temephos.
50
7.1.6. Pruebas de toxicidad en adultos en laboratorio
a). Extractos etanólicos
El porcentaje de mortalidad en adultos de A. aegypti que se observó en
laboratorio al ser tratadas con extractos etanólicos mostró diferencias estadísticas
significativas en los efectos de toxicidad en los tratamientos de las cuatro especies
de plantas. El mayor efecto se manifestó en A. indica (neem), seguido de R.
communis (higuerilla), M. azederach (paraíso) y A. sativum (ajo) con referencia a el
control (Figura 30).
Figura 30. Mortalidad en adultos de Ae. aegypti por efecto de extracto etanólico de
A. indica (neem), R. communis (higuerilla), M. azederach (paraíso) y A. sativum (ajo)
en laboratorio. *Tratamientos con la misma letra no presentan diferencias
estadísticas significativas (α=0.05).
51
7.1.7. Pruebas de repelencia en adultos en laboratorio
El comportamiento de los extractos etanólicos al momento de evaluar el efecto
repelencia en adultos de Ae. aegypti (Cuadro 3) difiere al efecto observado con los
extractos acuosos de las cuatro especies. Entre los extractos etanólicos se
observaron diferencias significativas en el efecto repelencia de A. indica (neem), R.
communis (higuerilla), M. azederach (paraíso) y A. sativum (ajo), el cual mostro el
mayor efecto repelente que los demás tratamientos. Donde el extracto etanólico de
A. indica y A. sativum son los que presentaron mayor efecto repelente (+++=muy
repelente).
Cuadro 4. Efecto de repelencia en adultos de extractos etanólicos y acuosos
ESPECIE
NOMBRE COMÚN
TIPO DE
EXTRACTO
EFECTO DE
REPELENCIA
A. indica neem Etanólico +++
R. communis higuerilla Etanólico ++
M. azederach paraíso Etanólico +
A. sativum ajo Etanólico +++
A. indica neem Acuoso +
R. communis higuerilla Acuoso +
M. azederach paraíso Acuoso -
A. sativum ajo Acuoso ++
Grado de repelencia:
52
7.2. Trabajo de campo
7.2.1 Pruebas de toxicidad en larvas en campo
a). Extractos etanólicos
El porcentaje de mortalidad en larvas de A. aegypti del 4° instar que se
observó en campo al ser tratadas con extracto etanólico mostró diferencias
estadísticas significativas en los efectos de los tratamientos de las cuatro especies.
El mayor efecto se manifestó en R. communis (higuerilla), seguido de A. indica
(neem), M. azederach (paraíso) y A. sativum (ajo) con referencia a el control. La
concentración utilizada fue de 10% para todos los tratamientos (Figura 31).
Figura 31. Mortalidad en larvas de Ae. aegypti por efecto de extracto etanólico de R.
communis (higuerilla), A. indica (neem), M. azederach (paraíso) y A. sativum (ajo) en
campo. *Tratamientos con la misma letra no presentan diferencias estadísticas
significativas (α=0.05).
53
VIII.DISCUSIÓN
La producción de extractos vegetales ha ido incrementando, ya que muchas
especies de plantas superiores producen metabolitos secundarios, a los cuales se
les atribuye funciones ecológicas y de defensa contra microorganismos, plagas y
enfermedades. Por lo que se consideran insecticidas de 3a de generación o
biorracionales, que prometen ser una alternativa sustentable, para el control de
plagas y enfermedades en el mundo.
En laboratorio se observó que los extractos etanólicos, mostraron mayor
efectividad que los acuosos, ya que la mortalidad en larvas de Ae. aegypti 4° instar
fue mayor, siendo R. communis la especie que presento el mayor porcentaje de
mortalidad del 100% a las 24 horas, después de la exposición al tratamiento,
corroborando nuevamente que esta especie produce efectos múltiples tanto
antialimentarios como tóxicos. Mientras que los extractos que presentaron menor
porcentaje de mortalidad fueron A. indica con un 90.4%, M. azederach con un 81% y
A. sativum con un 74.5%.
Estos resultados son semejantes a los reportados por Parra-Henao et al,
(2007), donde obtuvo un porcentaje de mortalidad de 100% en larvas de Ae. aegypti
4° instar con extractos etanólicos de R. communis y un 90% con M. azederach.
Gonzales-Villegas, et al, (2013), evaluó en laboratorio extracto hexanico de A. indica
en larvas de Culex tarsalis 4° instar y obtuvo un porcentaje de mortalidad de 80% a
las 24 horas y un 100% a las 48 horas después de la aplicación.
Por otro lado, los extractos acuosos presentaron porcentajes de mortalidad
mucho menor, comparado con el control positivo que se utilizó (temephos 1%),
donde R. communis fue el tratamiento que presento mayor porcentaje de mortalidad
con un 76.6%, A. indica de 48.8%, M. azederach de 40% y A. sativum 16.1%. Pérez-
Pacheco, et al. (2004), evaluó extractos acuosos de R. communis, A. indica, M.
azederach y A. sativum, los cuales no presentaron actividad larvicida contra larvas de
Culex quinquenfasciatus 4° instar. Sanabria et al, (2009), evaluó en condiciones de
laboratorio extracto acuoso de M. azederach donde obtuvo como resultado 17.1% de
54
mortalidad a las 72 horas después de la aplicación en larvas de Ae. aegypti 4° instar.
Por lo que ellos no recomiendan los extractos acuosos para el control de culícidos.
Los extractos etanólicos evaluados en adultos de Ae. aegypti, se observó un
porcentaje de mortalidad mucho menor con referencia al control positivo que se
utilizó (Cipermetrina al 1%), resultando con mayor porcentaje de mortalidad A. indica
con 45. 6%, R. communis 36%, M. azederach 26% y A. sativum 21%.
Debido a la baja mortalidad que presento el extracto acuoso (Figura 28) en
larvas de Ae. aegypti 4° instar, este no fue evaluado en adultos en laboratorio y en
campo.
En campo se evaluó una concentración única que fue de 5%, con un acomodo
de los tratamientos de Bloques Completos al Azar, donde los resultados obtenidos
coinciden con los obtenidos en laboratorio, presentando porcentajes de mortalidad
muy similares, siendo R. communis con 100% y A. indica 98.3% las dos especies
que presentaron mayor porcentaje de mortalidad. Mientras que M. azederach 91.6%
y A. sativum 81.3% fueron las que presentaron menor porcentaje.
Finalmente los mejores tratamientos en fueron los extractos etanólicos de las
especies de plantas R. communis 100% y A. indica 98.3%, a una concentración de
5%, y con un tiempo de mortalidad de 24 horas después de la exposición al toxico.
Mientras que los extractos de M. azederach 91.6% y A. sativum 81.3% también
presentaron un porcentaje de mortalidad aceptable, con un tiempo de mortalidad de
48 horas, lo que demuestra que R. communis y A. indica actúan mucho más rápido
que el resto de las especien de plantas.
55
IX. CONCLUSIONES
1. La técnica de cría masiva utilizada para la reproducción de Aedes aegypti en
laboratorio es efectiva para la colecta y preservación de huevecillos para
estudios de laboratorio.
2. El mayor efecto toxico en larvas de Aedes aegypti de 4° instar fue la
concentración de 10 % (EH) del extracto etanólico de Ricinus communis
(higuerilla) y Azadirachta indica (neem).
3. El menor efecto en el porcentaje de mortalidad fue el extracto acuoso de Melia
azederach (paraíso) y Allium sativum (ajo) con respecto al control positivo
(temephos al 1%), y en el extracto etanólico la concentración media 5% (EH)
de Ricinus communis (higuerilla) presentó el mayor efecto que el resto de los
tratamientos.
4. La especie que presentó mayor toxicidad en larvas de Aedes aegypti de 4°
instar en laboratorio y campo fue Ricinus communis seguida de Azadirachta
indica y el menor efecto se observó en Allium sativum.
5. La especie que presentó mayor porcentaje de mortalidad en adultos de Aedes
aegypti en laboratorio fue Azadirachta indica seguida por Ricinus communis y
la menos efectiva fue Allium sativum.
6. El extracto etanólico fue más toxico que el acuoso en laboratorio y campo
debido a la presencia de diferentes tipos de metabolitos secundarios.
7. Los productos biorracionales de extractos etanólicos de cuatro especies de
plantas presentaron mayor efecto en larvas de Aedes aegypti de 4° instar que
en adultos de Aedes aegypti.
56
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63
XI. RECOMENDACIONES:
1. La obtención y caracterización de metabolitos de las dos especies de plantas
que presentaron mayor porcentaje de mortalidad utilizadas como
biorracionales con actividad insecticida contra larvas y adultos de Aedes
aegypti.
2. Realización de análisis cromatógrafos en HPLC para la identificación de los
metabolitos presentes en las especies de plantas de neem e higuerilla que
fueron las que presentaron mejores resultados.
3. Producir un producto a base de extracto de neem y/o higuerilla que sea toxico
para Ae. aegypti y otras especies de mosquitos presentes en la región de
importancia médica.
64
XII. ANEXOS
9.1. Determinación del costo de producción y materia prima para la obtención
de extractos
Costo de producción:
Contenedores: $330.00
Mallas: $204.00
Molinos: $ 610.00
Balanza granataria: $ 650.00
Accesorios (material de plástico): $ 300.00
Total: $ 2,334.00
Costo por kilogramo de materia prima seca:
Hoja de neem: $ 50.00
Hoja de árbol de paraíso: $ 90.00
Bulbo de ajo: $ 800.00
Hoja de higuerilla: $ 135.00
Total: $ 1,175.00
Inversión: $ 2,334.00 + $ 1,175.00 = $ 3,509.00 mn
Precio por litro de extracto:
Hoja de neem: $ 26.00
Hoja de árbol de paraíso: $ 72.00
Bulbo de ajo: $ 300.00
Hoja de higuerilla: $ 117.50
Precio comercial para cada extracto:
Hoja de neem: $ 110.00
Hoja de árbol de paraíso: $ 130.00
65
Bulbo de ajo: $ 345.00
Hoja de higuerilla: $ 155.00
Con estos precios comerciales se estima recuperar la inversión en menos de un año
si se obtienen extractos mensualmente.