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EVALUACIÓN DE BIOADSORCIÓN DE COBRE EN AGUAS UTILIZANDO LA LEVADURA Saccharomyces cerevisiae ADOLFO CRUZ MARÍN JESÚS EFRÉN MARTÍN DELGADO ANDREA KATERINE TORRES CUERVO UNIVERSIDAD DISTRITAL FRANCISCO JOSÉ DE CALDAS FACULTAD DE MEDIO AMBIENTE Y RECURSOS NATURALES TECNOLOGÍA EN SANEAMIENTO AMBIENTAL BOGOTÁ D.C. 2015

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EVALUACIÓN DE BIOADSORCIÓN DE COBRE EN AGUAS UTILIZANDO LA

LEVADURA Saccharomyces cerevisiae

ADOLFO CRUZ MARÍN

JESÚS EFRÉN MARTÍN DELGADO

ANDREA KATERINE TORRES CUERVO

UNIVERSIDAD DISTRITAL FRANCISCO JOSÉ DE CALDAS

FACULTAD DE MEDIO AMBIENTE Y RECURSOS NATURALES

TECNOLOGÍA EN SANEAMIENTO AMBIENTAL

BOGOTÁ D.C.

2015

2

EVALUACIÓN DE BIOADSORCIÓN DE COBRE EN AGUAS UTILIZANDO LA

LEVADURA Saccharomyces cerevisiae

ADOLFO CRUZ MARÍN

20101085012

JESÚS EFRÉN MARTÍN DELGADO

20101085033

ANDREA KATERINE TORRES CUERVO

20101085054

Trabajo de grado en modalidad de investigación presentado para optar por el título

de Tecnólogos en Saneamiento Ambiental

DIRECTORA

GLORIA STELLA ACOSTA PEÑALOZA, MSc.

CODIRECTOR

JAYERTH GUERRA RODRIGUEZ

UNIVERSIDAD DISTRITAL FRANCISCO JOSÉ DE CALDAS

FACULTAD DE MEDIO AMBIENTE Y RECURSOS NATURALES

TECNOLOGÍA EN SANEAMIENTO AMBIENTAL

BOGOTÁ D.C.

2015

3

Nota de aceptación

__________________________

__________________________

__________________________

__________________________

__________________________

__________________________

__________________________

Firma Directora

__________________________

Firma Codirector

__________________________

Firma Jurado

Bogotá D.C., 2015

4

AGRADECIMIENTOS

Agradecemos a nuestra directora Gloria Stella Acosta Peñaloza, por su paciencia

y apoyo durante este proceso. A nuestro codirector Jayerth Guerra Rodríguez, por

su guía.

Agradecemos al laboratorio de microbiología de la Facultad de Medio Ambiente y

Recursos Naturales de la Universidad Distrital Francisco José de Caldas por el

préstamo del espacio y permitirnos el uso de equipos.

Agradecemos también a nuestras familias por el apoyo y la paciencia que nos han

brindado siempre.

5

TABLA DE CONTENIDO

TABLA DE CONTENIDO...................................................................................... 5

ÍNDICE DE TABLAS.............................................................................................. 7

ÍNDICE DE FIGURAS............................................................................................ 8

ÍNDICE DE ANEXOS............................................................................................. 9

RESUMEN............................................................................................................. 10

ABSTRACT............................................................................................................ 11

1. INTRODUCCIÓN.............................................................................................. 12

2. OBJETIVOS....................................................................................................... 14

2.1. Objetivo general…………........................................................................... 14

2.2. Objetivos específicos…………................................................................... 14

3. MARCO TEORICO…….....…............................................................................ 15

3.1. Biorremediación………………………………………….…………………….. 16

3.2. Bioadsorción…………………………………………….……………………… 16

3.2.1. Métodos de bioadsorción……………………..………………………. 18

3.2.2. Incidencia del pH en la bioadsorción…..………………………........ 18

3.3. Saccharomyces cereviseae....................................................................... 19

3.3.1. Características generales…………………………………………….. 19

3.3.2. Factores de crecimiento………………………………………..……... 20

3.3.3. Bioadsorción con Saccharomyces cerevisiae……………………… 21

3.4. Cobre…………………………………………………………………………….. 22

3.4.1. El cobre en el ambiente……………………………………………….... 22

3.4.2. El cobre en la salud………………………………………………….…. 23

6

4. METODOLOGÍA………………………………………………………….………….. 25

4.1. Activación y preparación de Saccharomyces cerevisiae……………….…. 25

4.1.1. Activación de Saccharomyces cerevisiae.………………………….. 25

4.1.2. Filtrado, muerte y secado de la biomasa……………………………26

4.2. Ensayo de bioadsorción………………………..……………………………… 26

4.3. Análisis estadísticos………………………….………………………………… 27

4.4. Evaluación de calidad analítica..………………………………….…………. 28

5. RESULTADOS Y ANALISIS DE RESULTADOS……………………………….. 30

5.1. Evaluación de la bioadsorción de Cu II por S. cerevisiae………...……….. 30

5.2. Efecto del pH en la bioadsorción de Cu II………………………………….... 30

5.3. Efecto de diferentes concentraciones de Cu II en la bioadsorción…...…... 34

5.4. Efecto del tiempo de contacto de Cu II con S. cerevisiae…….………… 38

6. CONCLUSIONES………………………………...…………………………………. 40

7. RECOMENDACIONES……………………………………………………………... 41

8. BIBLIOGRAFIA……………………………………………………………………… 42

9. ANEXOS…………………………………………………………………………….. 49

7

ÍNDICE DE TABLAS

Tabla 1. Ventajas y desventajas del proceso de bioadsorción con biomasa

viva……………………………………………………………………………………….. 17

Tabla 2. Ventajas y desventajas del proceso de bioadsorción con biomasa

muerta……………………………………………………………………………………. 17

Tabla 3. Concentración y pH de las muestras………………………………………. 27

Tabla 4. Pruebas de calidad analítica……………………………………………….. 28

8

ÍNDICE DE FIGURAS

Figura 1. Efecto del pH sobre el porcentaje de eficiencia de bioadsorción de Cu

II por S. cerevisiae en concentración de 10 mg/L durante 180 minutos del

estudio…………………………………………………………………………………… 31

Figura 2. Efecto del pH sobre el porcentaje de eficiencia de bioadsorción de Cu

II por S. cerevisiae en concentración de 20 mg/L durante 180 minutos del

estudio…………………………………………………………………………………… 32

Figura 3. Efecto del pH sobre el porcentaje de eficiencia de bioadsorción de Cu

II por S. cerevisiae en concentración de 50 mg/L durante 180 minutos del

estudio…………………………………………………………………………………… 32

Figura 4. Efecto del pH sobre el porcentaje de eficiencia de bioadsorción de Cu

II por S. cerevisiae en concentración de 100 mg/L durante 180 minutos del

estudio…………………………………………………………………………………… 33

Figura 5. Efecto del pH sobre el porcentaje de eficiencia de bioadsorción de Cu

II por S. cerevisiae en concentración de 150 mg/L durante 180 minutos del

estudio…………………………………………………………………………………… 33

Figura 6. Porcentaje de eficiencia de bioadsorción de Cu II por S. cerevisiae en

pH 4 durante 180 minutos del estudio, concentraciones 10 – 20 – 50 – 100 –

150......................................................................................................……………. 36

Figura 7. Figura 2. Porcentaje de eficiencia de bioadsorción de Cu II por S.

cerevisiae en pH 5 durante 180 minutos del estudio, concentraciones 10 – 20 –

50 – 100 – 150…………………………………………………………………………. 37

Figura 8. Porcentaje de eficiencia de bioadsorción de Cu II por S. cerevisiae en

pH 5 durante 180 minutos del estudio, concentraciones 10 – 20 – 50 – 100 –

150………………………………………………………………………………………. 37

9

ÍNDICE DE ANEXOS

Anexo 1. Elaboración de Agar Papa Dextrosa (PDA).……….…………………….. 49

Anexo 2. Cálculos para la solución stock de 300 mg/L Cu II….…………………... 50

Anexo 3. Soluciones de trabajo……………….……………………..……………….. 51

Anexo 4. Cálculo del conservante y reactivos……………………………………..... 54

Anexo 5. Resultado de muestras sin Saccharomyces cerevisiae (Controles)…... 56

Anexo 6. Análisis crudos de la evaluación de Cu II por bioadsorción

atómica…………………………………………………………………………………... 57

Anexo 7. Eficiencia de bioadsorción………………………………………………. 60

Anexo 8. Prueba ANOVA……………………………………………………………. 61

Anexo 9. Prueba Tukey……………………………………………………………… 65

Anexo 10. Coeficiente de variación…………………………………………………. 71

10

RESUMEN

En el estudio se evaluó la bioadsorción de cobre con biomasa inerte de

Saccharomyces cerevisiae en aguas contaminadas artificialmente con Sulfato de

cobre penta-hidrato (CuSO4·5H2O). El tiempo de exposición de la levadura al

metal fue de 3 horas tomando muestras cada hora, realizando una evaluación de

la bioadsorción a distintas concentraciones de cobre (10 – 20 – 50 – 100 – 150

mg/L Cu II) y variando el pH (4 – 5 – 6) de cada concentración a una temperatura

de 30°C y con agitación de 80 rpm, realizando triplicado cada ensayo (n=3). Las

concentraciones de Cu (II) trabajadas en el estudio se analizaron por

espectrofotometría de absorción atómica.

La levadura S. cerevisiae mostró que en todas las concentraciones y pHs el

contaminante fue removido, con el mejor desempeño de la bioadsorción a pH 5

con una adsorción del 22.1% a concentración de 150 mg/L Cu II, con tiempo de

contacto de 180 min.

Palabras Clave: Biorremediación, Bioadsorción de cobre, Saccharomyces

cerevisiae.

11

ABSTRACT

In the study the biosorption of copper with inert biomass of Saccharomyces

cerevisiae in artificially contaminated water Copper sulfate penta-hydrate (CuSO4 •

5H2O) was evaluated. The exposure time to metal yeast was 3 hours taking

samples each hour, making an assessment of the biosorption of copper at different

concentrations (10-20 - 50 - 100 - 150 mg / L Cu II) and varying the pH (4 - 5 - 6) of

each concentration at a temperature of 30 ° C and 80 rpm agitation, I made

triplicate per treatment (n = 3). The concentrations of Cu (II) worked on the study

were analyzed by atomic absorption spectrophotometry.

The yeast S. cerevisiae showed that all the pollutant concentrations and pH was

removed, but the best performance was presented to biosorption pH 5 with an

adsorption of 22.1% at a concentration of 150 mg / L Cu II, with contact time 180

min.

Key words: Bioremediation, biological cupper remotion, Saccharomyces

cerevisiae.

12

1. INTRODUCCION

Los residuos de diferentes procesos industriales tales como procesos

metalúrgicos, carrocerías, autopartes, explotaciones mineras y también plantas de

energía, son las fuentes detectadas como contaminantes de los cuerpos de agua y

suelos con metales pesados, proporcionando al ambiente un drenaje ácido y

posterior erosión. Los diversos cambios ambientales modifican la composición

química de los metales y en algunos casos la aglomeración de muchas partículas

externas como sales, causan disminución de la calidad del metal debido a la

aglomeración de fuentes externas y bajan la pureza de los metales generando

baja ley (Rivera, Camejo, Moya, López & Munguía, 2011). La bioadsorción es una

alternativa de bajo costo empleada para la recuperación de cuerpos de agua y

suelos, como para metales valiosos o tóxicos (Cañizares-Villanueva, 2000), que

emplea biomasa viva o muerta la cual retiene los metales en su interior, bien sea

utilizando adsorción o el intercambio iónico (Pinzón- Bedoya & Vera, 2009).

La levadura Saccharomyces cerevisiae, al igual que otros hongos es un

bioadsorbente muy importante, ya que la levadura viva o muerta tiene la facultad

de acumular metales en soluciones acuosas diluidas dentro de su estructura

(Cañizares-Villanueva, 2000). La levadura Saccharomyces cerevisiae es una

biomasa muy económica y de fácil adquisición, por esa razón es una excelente

opción para la remoción de metales pesados (Dimas, Miranda, Sosa, Cantú,

Rivera, Bustos, Fernández & Rodríguez, 2013).

El Cobre es un metal de color rojizo, esencial en la nutrición de los seres vivos, y

es consumido y bebido en pequeñas porciones (Departamento de Salud y

Servicios Humanos de los E.E.U.U., 2004). Es de vital importancia en reacciones

de oxidación implícitas en el metabolismo del hierro, en reacciones de

aminoácidos, como indicadores de neurotransmisores, en el tejido conjuntivo y de

13

la degradación de radicales libres (Menéndez, Weisstaub, Montemerlo, Alloatti,

Guidoni, Rusi, & de Portela, 2008). Como todo metal su nocividad para la salud es

determinado por la cantidad o el tiempo de exposición a la sustancia

(Departamento de Salud y Servicios Humanos de los E.E.U.U., 2004).

El cobre es un metal que se acumula o se mezcla con varios minerales, a nivel

industrial los más importantes son, el Sulfato de Cobre penta-hidrato

(CuSO4 . 5H2O), Acetato de Cobre (Cu(CH3COO)2), Cianuro Cuproso (CuCN),

Óxido Cuproso (Cu2O), Cloruro Cúprico (CuCL2), Óxido Cúprico (CuO) y Naftenato

de Cobre ([(CH2)nCOO]2Cu). El cobre al combinarse con otro elemento se vuelve

más difícil de bioadsorber, estos componentes generan acidez en cuerpos de

agua y en los suelos, ocasionando grandes impactos a los ecosistemas, tales

como la eliminación de flora por el cambio repentino de pH y la mortalidad de

fauna que depende de las aguas del lugar (Rivera et al., 2011).

El objetivo de la investigación fue evaluar el desempeño de la levadura

Saccharomyces cerevisiae bioadsorbiendo cobre (Cu II) en aguas contaminadas

artificialmente usando distintas concentraciones y pHs, a diferentes tiempos de

exposición. El desempeño de la adsorción fue evaluado con un espectrofotómetro

de adsorción atómica de llama - Perkin Elmer 2380.

14

2. OBJETIVOS

2.1. OBJETIVO GENERAL

Evaluar la bioadsorción de Cu II en aguas mediante el uso de la levadura

Saccharomyces cerevisiae a diferentes concentraciones de Cobre y con

variaciones de pH.

2.2. OBJETIVOS ESPECIFICOS

Determinar el porcentaje de adsorción de Cu II por la levadura Saccharomyces

cerevisiae.

Establecer la concentración de cobre (Cu) a la cual el microorganismo

Saccharomyces cerevisiae presenta una mayor adsorción.

Establecer el pH óptimo al cual la levadura permite su máximo grado de adsorción

de Cu II.

Establecer la eficiencia de la bioadsorción de cobre con la levadura

Saccharomyces cerevisiae.

15

3. MARCO TEORICO

Se conoce como contaminación industrial a toda sustancia que es desechada por

una empresa sin un tratamiento adecuado, dichas sustancias pueden llegar al

ambiente a través del agua residual doméstica o industrial, por la quema de

residuos sólidos y combustibles fósiles, por el uso de fertilizantes, pesticidas,

plaguicidas y por la producción abono a base de fosfato, de igual manera por

fuentes naturales (Incendios forestales, explosiones volcánicas y vegetación en

descomposición) (Agencia para Sustancias Tóxicas y el Registro de

Enfermedades. ATSDR, 2004). El cobre es un desecho abundante gracias al uso

de agroquímicos cúpricos, la extracción minera, empresas metalúrgicas y

manufactureras. Debido al inadecuado manejo que algunas de estas empresas e

industrias le dan a sus desechos, muchos seres vivos se ven afectados por la

toxicidad que este metal genera. La toxicidad del cobre afecta organismos vivos

cuando se encuentra en una concentración más alta de 100 mg, las moléculas

libres del metal se enlazan iónicamente con las proteínas del cuerpo, generando

vómito, cirrosis hepática, dolores musculares y la inhalación de cobre produce

hemorragias nasales llegando a perforar en casos extremos el tabique (Ginocchio

& Narváez, 2002). La capacidad del cobre de alterar las células al desnaturalizar

las proteínas, lo vuelven un metal peligroso para dejarlo sin control en el medio

ambiente (Cañizares-Villanueva, 2000).

Saccharomyces cerevisiae es un organismo de fácil adquisición, bastante usado

en la industria alimentaria, es una levadura que muestra compatibilidad con iones

metálicos, lo que la hace una excelente opción para ser usada en procesos de

bioadsorción para la descontaminación ambiental (García, Ramírez & Manzano,

2003).

16

3.1. Biorremediación.

Es un proceso natural, por el cual los microorganismos degradan, remueven o

transforman un compuesto tóxico de suelos, lodos o aguas contaminadas. Los

microorganismos utilizados pueden ser autóctonos de la zona a trabajar o pueden

ser introducidos para acelerar y mejorar la degradación. La biorremediación puede

ser trabajada en condiciones aerobias o anaerobias, in situ o ex situ (Martínez,

Pérez, Pinto, Gurrola & Osorio, 2011).

Entre las diversas técnicas que existen para biorremediar un sitio, la bioadsorción

emplea microorganismos vivos y muertos que pueden tratar, asimilar o almacenar

los tóxicos para así extraerlos del ambiente (García, Ramírez & Manzano, 2003).

3.2. Bioadsorción.

La bioadsorción es un proceso de bajo costo que emplea biomasa viva o muerta;

bacterias, hongos, levaduras y algas, que permite la extracción de metales nocivos

o valiosos de las disoluciones acuosas (Romero, González, Ballester, Blázquez, &

Muñoz, 2007). Estos microorganismos con capacidad de bioadsorción poseen

biopolímeros con grupos funcionales capaces de unir los iones metálicos al

microorganismo, a través de procesos fisicoquímicos como el intercambio iónico,

formación de complejos de coordinación, adsorción física, procesos de micro

precipitación y reacciones redox (García, Ramírez & Manzano, 2003).

Como todo proceso, la bioadsorción presenta ventajas y desventajas, estas limitan

o facilitan el trabajo de adsorción del microorganismo (Tabla 1; Tabla 2). Los

principales grupos ionizables para la unión catiónica con los biopolímeros del

microorganismo son carboxilos (COOH), fosfatos (PO43−) y sulfatos orgánicos

(SO42). La unión creada entre los grupos ionizables de biopolímeros adsorbentes y

los átomos metálicos de las sustancias acuosas presentan uno o más electrones

solitarios para donar (Acosta, Moctezuma – Zárate, Cardenas & Gutiérrez, 2007).

17

Tabla 1. Ventajas y desventajas del proceso de bioadsorción con biomasa viva.

Biomasa Viva

Ventajas Desventajas

Si la pared celular se satura, el sistema del microrganismo se

auto-restablece al crecer.

Solo pueden bioadsorber metales a bajas

concentraciones, ya que la toxicidad puede matar al

microorganismo.

El metabolismo de los microrganismos, ayuda a

degradar o a cambiar el estado de valencia de los compuestos.

Es necesario tener un flujo en el manejo del contaminante, ya que si el microorganismo es

expuesto mucho tiempo a este puede morir.

Hay cepas resistentes a la toxicidad de los metales.

Es necesario insertar nutrientes al medio para que los

microorganismos crezcan.

Se pueden emplear dos o más organismos.

La recuperación del metal por desorción es limitado, ya que estos pueden formar uniones

intracelulares.

Adaptado de Cañizares-Villanueva, 2000.

Tabla 2. Ventajas y desventajas del proceso de bioadsorción con biomasa muerta.

Biomasa Muerta

Ventajas Desventajas

No requiere de nutrientes para el crecimiento.

Se satura muy rápido.

Las cepas solo intercambian iones. Es sensible al pH.

No se limita por la toxicidad del metal o por temperatura.

Las especies no pueden alterar el estado de valencia del metal, por

consiguiente no queda más soluble.

Los metales se pueden recuperar con facilidad.

La sustancia de metal disuelta no puede ser metabolizada

Adaptado de Cañizares-Villanueva, 2000.

18

3.2.1. Métodos de Bioadsorción.

La bioadsorción implica dos fases; la sólida denominada sorbente o adsorbente y

la líquida llamada solvente, que contiene el metal disuelto (sorbato) y que en la

mayor parte de los casos es el agua. El sorbente tiene una gran afinidad con el

sorbato (iones metálicos), atrayéndolo así y capturándolo en sus biopolímeros. La

calidad del sorbente se determina por la cantidad de sorbato que puede retener de

forma inmóvil hasta su saturación (Cañizares-Villanueva, 2000).

Los métodos fisicoquímicos convencionales de extracción para los metales en

efluentes y suelos son la oxidación, reducción, intercambio iónico, tecnologías de

membranas, precipitación, tratamiento electroquímico, recuperación por

evaporación y filtración. Estos métodos de extracción de metales en aguas son

muy costosos y sus resultados no siempre son efectivos, sobre todo cuando las

concentraciones de los metales en el efluente son muy bajas (Cañizares-

Villanueva, 2000). Por esto la bioadsorción, es una forma económica y eficiente de

acumulación y posteriormente de extracción para los metales que se encuentran

en los acuíferos, además al poder usarse biomasa muerta para adsorber

compuestos tóxicos. La eficiencia del método aumenta, ya que la biomasa muerta

funciona a altas concentraciones de metales pesados (Metales que aun en bajas

concentraciones no cumplen ninguna función en el organismo: Au, Ag, Pb, Cd), los

cuales resultan tóxicos para cualquier organismo vivo (García, Ramírez &

Manzano, 2003).

3.2.2. Incidencia del pH en la bioadsorción.

En la bioadsorción el pH es muy importante, ya que determina los procesos

metabólicos de los microorganismos y los metales disueltos que se encuentran en

el agua contaminada (Na, K, Mg, Ca, V, Mn, Fe, Co, Ni, Cu, Zn y Mo) (Navarro,

Ramos, Campos & Maldonado, 2006). El pH reacciona con los grupos funcionales

19

carboxilato (–COOH), fosfato (PO43−) y grupos amino (-NH2, -NRH o -NR2) los

cuales se encuentran en la pared celular del microorganismo (Enamorado,

Villanueva, Hernández, Coto & Pomares, 2011).

El efecto causado por el pH en el medio, es la afectación de la disponibilidad de

los iones metálicos y la activación de los puntos de adsorción en la superficie

microorgánica para el intercambio entre los grupos funcionales de la pared celular

y los metales en el proceso de adsorción (Navarro et al, 2006).

Saccharomyces cerevisiae ha mostrado pH de adsorción óptimo a 5. Usando esta

levadura como biomasa para la adsorción de plomo (Pb) los mejores resultados

obtenidos fueron para este pH (Pauro, Choque, Poccohuanca, & Mamani, 2009).

En otro estudio encontrado se corroboró que en pH 5 Saccharomyces cerevisiae

tiene una mayor eficiencia de remoción, en este estudio evaluaron diferentes

metales (Pb2+, Cd2+, Zn2+ y Cr2+) y su adsorción con cada uno fue óptima (Dimas

et al., 2013).

3.3. Saccharomyces cerevisiae.

Saccharomyces cerevisiae es un hongo unicelular, eucariota, heterótrofo, el cual

se reproduce por gemación. Forma parte de una de las familias de levadura más

abundante y más usada en investigación por su fácil manejo (Valdivieso, 2006).

3.3.1. Características generales.

S. cerevisiae es la especie más conocida del genero Saccharomyces spp, es una

levadura unicelular con forma esférica, ovoide, elipsoide o alargada, que al formar

colonias llega a tener una apariencia pastosa. Las dimensiones de una levadura

dependen principalmente de la especie, edad y nutrición, con respecto a S.

cerevisiae en general su tamaño al estar completamente desarrollado puede

oscilar entre 8 y 14 µm (Carrillo & Audisio, 2007).

20

S. cerevisiae suele crecer en espacios ricos en carbohidratos como frutos, flores o

cortezas de árboles y también se puede encontrar en algunos insectos como las

abejas. Es una levadura facultativa, fácil de manipular, no es exigente en cuanto a

su medio de cultivo y su respuesta al estrés ambiental muestra que es capaz de

cambiar su tolerancia a la toxicidad para mantener y proteger sus funciones

biológicas y seguir siendo un organismo eficiente (Garzón & Hernández, 2009;

Folch-Mallol, Garay-Arroyo, Lledias & Covarrubias, 2004).

Las levaduras son muy importantes en la dinámica de los ecosistemas, ya que

pueden inhibir el crecimiento de algunas bacterias y convivir con otras especies,

proporcionándoles así nutrientes y alimento (Uribe, 2007).

3.3.2. Factores de crecimiento.

Aunque en el estudio se usó biomasa inerte para la bioadsorción de Cu II, fue

necesario activar la levadura previamente para comprobar que su reproducción y

con esto que su pared celular estuviera en óptimas condiciones, pues de esto

depende el rendimiento de la bioadsorción del microorganismo.

Saccharomyces cerevisiae necesita varios nutrientes para su crecimiento

adecuado, entre los más importantes están el Carbono (C), Hidrógeno (H),

Oxígeno (O) y Fósforo (P). La concentración de todos los nutrientes afecta la

velocidad de crecimiento y rendimiento productivo del microorganismo (Nieto,

2009).

Para su crecimiento S. cerevisiae necesita contar con un rango de pH y

temperatura óptimos. La temperatura es muy importante para la velocidad

metabólica, puede afectar las proteínas o la membrana del microrganismo,

además de afectar su tasa de crecimiento. La temperatura óptima de crecimiento

de Saccharomyces cerevisiae es de 25 a 40 °C aproximadamente, siendo este un

microrganismo mesófilo. El pH óptimo de crecimiento para Saccharomyces

21

cerevisiae es de 4 a 6, si este no se cumple, puede afectar la pared celular del

microorganismo y con ello la eficiencia de la adsorción (Nieto, 2009).

3.3.3. Bioadsorción con Saccharomyces cerevisiae.

Saccharomyces cerevisiae cuenta con una pared celular gruesa y resistente, de

aproximadamente 200 nm de espesor, la cual está constituida principalmente por

polisacáridos, proteínas y lípidos, el grosor y la resistencia de la pared celular

dependen de la edad de la célula, de su alimentación, del pH que la rodea y de la

temperatura a la que está expuesta (Altamirano, 2013). S. cerevisiae puede

almacenar compuestos en su pared celular gracias al intercambio iónico, además

este microorganismo presenta afinidad por los iones metálicos libres en sustancias

solubles; esto combinado con el pH adecuado, presenta alta eficiencia en la

captura de iones metálicos en la pared celular para lograr así la descontaminación

de aguas (García, Ramírez & Manzano, 2003).

Para una mejor bioadsorción, al activar la levadura se debe prestar atención a los

factores que la afectan (temperatura, nutrientes, humedad y pH) ya que si este

proceso no se realiza correctamente, la pared celular se puede ver afectada, y con

esto la adsorción por el microorganismo no será la esperada ya que de esta

depende el intercambio iónico con los metales en el medio acuoso (Acosta et al.,

2007).

La cinética en la bioadsorción, es la velocidad en la que un organismo puede

adsorber un componente. Los parámetros que se tienen en cuenta, son la

velocidad con la que se adsorbe un compuesto y en cuanto tiempo lo hace, con

esto estadísticamente se entiende la eficiencia del microorganismo en la adsorción

(Sánchez, Garza, Almaguer, Sáenz & Liñán, 2008).

22

3.4. Cobre (Cu II).

El cobre se representa en la tabla periódica mediante el símbolo químico Cu y su

número atómico es 29, es un metal de transición de color rojizo y al ser un metal

de origen natural con capacidades casi ilimitadas de reutilización sin que pierda

sus capacidades mecánicas, este ha sido ampliamente usado desde la antigüedad

como el segundo mejor conductor de electricidad después de la plata (Grass,

Rensing & Solioz, 2011).

3.4.1. El cobre en el ambiente.

Entre el año 2011 y 2012 la producción mundial de cobre fue de más de 22

millones de toneladas (World Bureau of Metal Statistics (WBMS), 2012) con una

tasa de crecimiento del 3% anual de acuerdo al Servicio Geológico de los Estados

Unidos (Mineral Commodity Summaries, US Geological Survey (USGS), 2012),

por lo cual con el paso del tiempo la extracción de cobre sigue en aumento

aplicándose en cañerías, construcciones, telecomunicaciones y automotores,

entre otros; generando así una acumulación y disponibilidad algunas veces

excesiva para el ambiente (International Copper Association ICA, 2007).

En zonas aguas abajo de las explotaciones mineras, el contenido de cobre es

hasta 10 veces mayor que en zonas naturales, debido mayormente a residuos

dejados por las extracciones mineras que son transportados por escorrentía hasta

los cuerpos de agua. Así mismo en los suelos agrícolas el cobre aumenta su

concentración hasta en un 25% debido a que es usado mundialmente en los

fertilizantes comerciales (Ginocchio & Narváez, 2002).

Los procesos de descomposición de la materia orgánica se pueden ver afectados

por altas concentraciones de cobre en los suelos, así mismo en el agua cuando se

encuentra cobre en exceso este puede afectar el ciclo reproductivo de los peces

(Finn, 2011).

23

3.4.2. El cobre en la salud.

El cobre puede ser encontrado en muchos alimentos de una forma natural, su

concentración varía según el origen, tipo y procesamiento de estos, en las plantas

su relación se encuentra en el tipo de suelo en el que crecen y los tipos de

fertilizante usados durante su crecimiento, mientras que en los animales depende

directamente de la dieta que ellos mantengan (Internacional Programme on

Chemical Safety. IPCS, 1998). Los cárnicos tienen un mayor contenido de cobre

que los vegetales y las frutas, así mismo el agua potable tiene un contenido de

cobre habitualmente menor a 0.1 mg/L (Olivares, Pizarro, de Pablo, Araya & Uauy,

2004).

La ingestión de cobre es necesaria, porque es un elemento traza esencial para la

salud de los humanos, pero aunque los humanos pueden tolerar concentraciones

de cobre parcialmente altas (100 mg de Cu o menos), el exceso de cobre puede

también causar problemas de salud (International Copper Association. ICA, 2007;

Ginocchio & Narváez, 2002). La Organización Mundial de la Salud (OMS) ha

estimado que los requerimientos de cobre son de 12.5 mg/Kg de peso por día en

los adultos y alrededor de 50 mg/Kg de peso por día en menores de un año.

Las concentraciones de cobre en el aire son generalmente bajas, desde 1 ng/m³

hasta 200 ng/m³, pero si se está expuesto en un área de trabajo o en zonas de

influencia de explotación de cobre, estas concentraciones en el aire pueden llegar

a niveles altos (5,000 ng/m³). La exposición a altas concentraciones de este metal

genera usualmente dolores de cabeza e irritación en el cuerpo (Agencia para

Sustancias Tóxicas y el Registro de Enfermedades ATSDR, 2004).

Las personas que viven en casas que aún tienen tuberías de cobre están

expuestas a niveles más altos de concentración de este metal, aproximadamente

de 20 a 75 ppb aunque se conocen casos donde la concentración de cobre en el

24

agua por la corrosión de las tuberías ha alcanzado los 1000 ppb (Departamento de

Salud y Servicios Humanos de los E.E.U.U., 2004).

En un ambiente laboral el contacto continuo con cobre puede llevar a contagio de

una enfermedad conocida como la fiebre del metal. Esta fiebre pasará después de

dos días y es causada por una sobre sensibilidad. Exposiciones de largo periodo

al cobre pueden irritar la nariz, la boca y los ojos y causar dolor de cabeza, de

estómago, mareos, vómitos y diarreas. Una ingesta de altas concentraciones de

cobre puede causar daño al hígado y los riñones e incluso la muerte (Olivares et-

al., 2003).

25

4. METODOLOGÍA

La investigación realizada fue de tipo experimental por medio de la cual se buscó

una alternativa para la remoción de cobre usando biomasa inerte, proceso

desarrollado en el laboratorio de microbiología de la Facultad de Medio Ambiente y

Recursos Naturales de la Universidad Distrital Francisco José de Caldas. Los

ensayos de espectrofotometría de absorción atómica, para analizar las

concentraciones de cobre con las cuales se determinó la eficiencia de la

bioadsorción, se realizaron en el laboratorio de la empresa Asa Franco y Cia Ltda.

Esta investigación consistió en elaborar ensayos usando como biomasa muerta de

Saccharomyces cerevisiae mezclándola con concentraciones de10, 20, 50, 100 y

150 mg/L de Sulfato de Cobre penta-hidrato (CuSO4•5H2O), en pHs 4 – 5 – 6,

manteniendo una temperatura de 28 °C y agitación constante de 80 rpm durante

180 min; esto con el fin de evaluar el comportamiento de la levadura y la adsorción

de cobre en condiciones de laboratorio. Además se realizaron repeticiones de los

tratamientos evaluados por triplicado para garantizar la confiabilidad de los

resultados; el análisis de resultados se realizó aplicando las pruebas estadísticas

de análisis de varianza y Tukey (ANOVA, α=0.05; TUKEY, α=0.05) (Anexo 8;

Anexo 9).

4.1. Activación y preparación de Saccharomyces cerevisiae.

4.1.1. Activación de Saccharomyces cerevisiae.

Para la activación de la levadura se adicionaron 20 g de S. cerevisiae industrial y

250 mL de agua desionizada con 10 g de sacarosa (C12H22O11) (Pauro et al.,

2009), este cultivo se dejó en agitación constante a 150 rpm durante 2 horas

(Xiaona, Qiaoyu, Guomin, Wenqing, Zhanhui, Xingbing & Xingjun, 2009), a una

26

temperatura de 30 °C (Hernández, 2009). Posteriormente, la levadura se sembró

en Agar Papa Dextrosa (PDA) (Anexo 1), y fue llevada a incubación a 25 °C

durante 8 días para verificar su activación.

4.1.2. Filtrado, muerte y secado de la biomasa.

La levadura activa se filtró, se agregaron 20 mL de agua desionizada para

remover completamente los residuos y posteriormente fue inmersa durante 2 min

en 20 mL de formaldehido (CH2O) al 1%. Seguidamente se realizó un segundo

lavado con 20 mL de agua desionizada y filtrado para retirar el excedente de

formaldehido, y luego de esto la levadura fue llevada a un horno a 65 °C por 28

horas, con el fin de secarla completamente. Para verificar la muerte de la biomasa,

se sembró en un medio PDA y se incubo a 25 °C durante 8 días. Posteriormente la

biomasa muerta ya seca fue macerada en pequeños trozos hasta pasada por los

poros de un tamiz de 0,5 mm y se almacenó en una caja de petri a temperatura

ambiente hasta su evaluación (Xiaona et al., 2009).

4.2. Ensayos de bioadsorción.

Los ensayos de bioadsorción se llevaron a cabo con la biomasa muerta, utilizando

una solución stock de 300 ppm de Sulfato de Cobre penta-hidrato (CuSO4 * 5H2O)

(Anexo 2). Se prepararon las soluciones de trabajo, concentraciones de 10, 20, 50,

100, 150 mg/L Cu (II) (Anexo 3; Tabla 3). La concentración de biomasa evaluada

fue de 2000 mg/L (0.4 g de levadura en 200 mL de solución). Los ensayos fueron

ajustados a pH 4 – 5 – 6 con HCl y NaOH a diferentes concentraciones de

normalidad según fue requerido (Anexo 4) y fueron llevados a un agitador orbital a

una temperatura de 28 °C y una agitación de 80 rpm. Para la evaluación de la

bioadsorción del cobre por la levadura se tomaron muestras de 25 mL a los 0, 60,

120 y 180 min, las cuales se centrifugaron a 3600 rpm durante 10 minutos para

extraer el sobrenadante (Pauro et al, 2009).

27

Para la conservación de las muestras hasta su análisis, se aplicaron 5 gotas de

HNO3 al 30%, y se refrigeraron a 4 °C (American Public Health Association. APHA,

1992).

Para los controles, se usaron 200 ml de cada una de las concentraciones de Cu II

10 – 20 – 50 – 100 – 150 mg/L bajo las mismas condiciones de pH y tiempos sin

agregar la biomasa de S. cerevisiae (Anexo 5).

La evaluación de las concentraciones de cobre se realizó por medio de

espectrofotometría de adsorción atómica - Perkin elmer 2380 (Xiaona et al., 2009).

Los resultados fueron reportados en mg/L de Cu II, por el laboratorio de Asa

Franco & Cia Ltda.

Tabla 3. Concentración y pH de las muestras.

Concentraciones mg/L Cu II pH

10 4

10 5

10 6

20 4

20 5

20 6

50 4

50 5

50 6

100 4

100 5

100 6

150 4

150 5

150 6

28

4.3. Análisis estadísticos.

Para determinar si se presentó diferencia entre la bioadsorción de las diferentes

concentraciones se aplicó un análisis de Varianza (ANOVA) y un análisis de Tukey

(α=0.05) para determinar diferencias entre los tratamientos.

4.4. Evaluación de calidad analítica.

Con el fin de garantizar la confiabilidad en los resultados obtenidos durante el

estudio, se realizaron pruebas de calidad analítica (Tabla 4).

Para la preparación de la curva de calibración se usó una solución estándar

trazable de cobre = 1,000 +/- 0,002 g/L para absorción atómica marca Panreac

lote 0000335785.

Tabla 4. Pruebas de calidad analítica.

Sigla Descripción Concentración mg/L Cu II

B Agua Desionizada +

tratamiento Blanco

C Concentración conocida

de Cu II + tratamiento

10

20

50

100

150

R Replica de muestras +

tratamiento

10

20

50

100

150

CC Curva de calibración

0,1

0,3

0,5

1

29

* Tratamientos: Las muestras se ajustaron a los pH del estudio, realizando un

análisis cada hora durante 3 horas.

* B: Blanco: Se determina si hay contaminación del analito (Cu II) en el agua

desionizada, en el material y en los reactivos (HCl, NaOH y HNO3).

* C: Control: Permite analizar la eficiencia de la técnica.

* R: Replica: Verificar la reproductibilidad de los resultados obtenidos

* CC: Curva de Calibración: Con la cual se determinan las concentraciones

máximas y mínimas de detección de Cu II por absorción atómica.

30

5. RESULTADOS Y ANALISÍS DE RESULTADOS

5.1. Evaluación de la bioadsorción de Cu II por S. cerevisiae.

La bioadsorción del cobre se debe a que la superficie celular de Saccharomyces

cerevisiae contiene sitios activos o de captación que presentan una gran afinidad

por el cobre, éstos se encuentran entre los diferentes constituyentes de la pared

celular (Brady, Stoll & Duncan, 1994).

Gutiérrez, González, Sánchez & Mellano (2005) mencionan que diversos factores

influyen en la bioadsorción de metales pesados usando biomasa fúngica. Entre

estos factores se incluyen las propiedades químicas de la superficie celular y las

condiciones físico-químicas de la solución, entre ellas el pH, la temperatura, la

concentración inicial del metal, la fuerza iónica y la concentración de levadura,

entre otros.

5.2. Efecto del pH en la bioadsorción de Cu II.

En cuanto a la incidencia del pH sobre la bioadsorción Monge-Amaya, Valenzuela-

García, Acedo-Félix, Certucha-Barragan & Almendariz-Tapia (2008) encontraron

mayor eficiencia en la remoción de cobre usando una cepa de Escherichia coli con

una remoción del 73% en pH 5 y un tiempo de contacto de 75 minutos. Leung,

Wong, Chua, Lo, Yu & Leung (2000) reportaron una remoción superior al 61% en

cobre y plomo utilizando Pseudomonas y Micrococcus en pH 5.

El pH es un parámetro muy importante que influye en la bioadsorción ya que

afecta la solubilidad de los metales o la activación de los grupos funcionales en la

biomasa. Por lo tanto la interacción de los cationes metálicos con los sitios de

31

unión de la biomasa son muy sensibles a los valores de pH (Vázquez, 2005;

Torres & Juviña, 2005).

La determinación de Cu II por adsorción atómica estableció que la mayor remoción

se presentó en la concentración 150 mg/L en el mayor tiempo de contacto 180

minutos y a pH 5 (22.1%) (Figuras 1-5; Anexo 7). Tobin, Cooper & Neufer (1984)

encontraron que la mayor eficiencia de remoción de los metales pesados, plomo y

cadmio se obtuvo a pH 5.0, utilizando Rhizopus arrhizus. Igualmente, Say, Nalan

& Adil (2003) usando Penicillium purpurogenum obtuvieron eficiencias mayores al

72 %, y Pauro et al. (2009) empleando Saccharomyces cerevisiae obtuvieron

hasta el 90,16% empleando pH 5.

Usando S. cerevisiae se observó que en la concentración de 10 mg/L de Cu II la

remoción más alta se encontró a pH 5, los pHs 4 y 6 presentaron remociones más

bajas (Figura 1).

Figura 1. Efecto del pH sobre el porcentaje de eficiencia de bioadsorción de Cu II por S.

cerevisiae en concentración de 10 mg/L durante 180 minutos del estudio.

0,0

1,0 1,0

2,0

0,0

1,7

2,6

3,0

0,0

0,7 0,7

1,3

0,0

0,5

1,0

1,5

2,0

2,5

3,0

3,5

EFIC

IEN

CIA

DE

BIO

AD

SOR

CIO

N (

%)

TIEMPO DE CONTACTO (MINUTOS)

pH 6

pH5

pH 4

32

Figura 2. Efecto del pH sobre el porcentaje de eficiencia de bioadsorción de Cu II por S.

cerevisiae en concentración de 20 mg/L durante 180 minutos del estudio.

Las remociones de S. cerevisiae en concentración de 20 y 50 mg/L de Cu II,

presentaron mejor desempeño a pH 5, mientras que a pH 4 y a pH 6 se

presentaron bajas remociones (Figura 2; Figura 3).

Figura 3. Efecto del pH sobre el porcentaje de eficiencia de bioadsorción de Cu II por S.

cerevisiae en concentración de 50 mg/L durante 180 minutos del estudio.

La gráfica que representa la remoción hecha por S. cerevisiae para la

concentración de 100 mg/L de Cu II, muestra el mejor desempeño en pH 5 con

0,0 1,3

5,7

8,9

0,0

3,2

7,7

11,7

0,0

2,3

5,4

6,9

0,0

2,0

4,0

6,0

8,0

10,0

12,0

14,0

EFIC

IEN

CIA

DE

BIO

AD

SOR

CIO

N (

%)

TIEMPO DE CONTACTO (MINUTOS)

pH 6

pH5

pH 4

0,0

5,0

9,9

13,9

0,0

6,9

14,1

16,4

0,0

2,4

6,8

11,1

0,0

2,0

4,0

6,0

8,0

10,0

12,0

14,0

16,0

18,0

EFIC

IEN

CIA

DE

BIO

AD

SOR

CIO

N (

%)

TIEMPO DE CONTACTO (MINUTOS)

pH 6

pH5

pH 4

33

uno de los porcentajes más altos de remoción en tiempo 180 min, presentando en

el pH 4 la segunda mejor remoción (Figura 4).

Figura 4. Efecto del pH sobre el porcentaje de eficiencia de bioadsorción de Cu II por S. cerevisiae en concentración de 100 mg/L durante 180 minutos del estudio.

En la concentración de 150 mg/L de Cu II la remoción más eficiente de toda la

investigación hecha por S. cerevisiae es a pH 5, en comparación con pH 4 y 6

(Figura 5).

Figura 5. Efecto del pH sobre el porcentaje de eficiencia de bioadsorción de Cu II por S. cerevisiae en concentración de 150 mg/L durante 180 minutos del estudio.

0,02,8

6,3

11,8

0,0

4,9

16,1

21,0

0,0

1,9

7,6

17,0

0,0

5,0

10,0

15,0

20,0

25,0

EFIC

IEN

CIA

DE

BIO

AD

SOR

CIO

N (

%)

TIEMPO DE CONTACTO (MINUTOS)

pH 6

pH5

pH 4

0,0

4,2

8,9

16,2

0,0

6,8

18,0

22,1

0,0

3,2

6,8

11,8

0,0

5,0

10,0

15,0

20,0

25,0

EFIC

IEN

CIA

DE

BIO

AD

SOR

CIO

N (

%)

TIEMPO DE CONTACTO (MINUTOS)

pH 6

pH5

pH 4

34

5.3. Efecto de diferentes concentraciones de Cu II en la bioadsorción.

La remoción de cobre se determina por el intercambio de los grupos funcionales

de la pared celular de la biomasa (Carboxilos (COOH), fosfatos (PO43−) y sulfatos

orgánicos (SO42)) con los iones metálicos libres (Ilhan, Nurbas, Kilicarslan &

Ozdag, 2004).

Los resultados mostraron que la mayor eficiencia de remoción usando S.

cerevisiae a una concentración de 2000 mg/L de biomasa se encuentra a las más

altas concentraciones estudiadas de Cu II, 100 y 150 mg/L con 21.0% y 22.1%,

respectivamente (figuras 6-8; anexo 6).

Esta afirmación se sustenta con lo encontrado en la bibliografía, comparando el

uso de diversos metales a altas concentraciones. La investigación hecha por

Higuera, Escalante, & Laverde (2005) muestra que usando la biomasa Sargassum

sp a una concentración de 0.02 mg/L, bioadsorbe el 85% de Cr6+, a una

concentración de 400 mg/L a un tiempo de contacto de 10 minutos; Monge-Amaya

et al. (2008) reportaron que en una solución acuosa con 150 mg/L de Cu II se usó

como bioadsorbente a Escherichia coli a una concentración de 1000 mg/L, y esta

removió el 73% del metal en 75 min de tiempo de contacto. Así mismo, los

resultados arrojados por el estudio de Xiaona et al. (2009), muestran que

Bjerkandera sp a concentración de 2000 mg/L de biomasa fúngica inerte adsorbe

el 97 % de Cu II en una solución acuosa de 100 mg/L de concentración del metal

en un tiempo de exposición de 12 horas.

En la investigación se evidenció que a mayores concentraciones iniciales del

metal, mayor es la eficiencia de bioadsorción hecha por la biomasa inerte de S.

cerevisiae, ya que en estas concentraciones, este presenta un mayor contacto con

los grupos funcionales en la pared celular de la levadura, tal como lo corrobora el

estudio hecho por Gutiérrez (2015), donde uso biomasa seca de Serratia

35

marcescens obteniendo una remoción de hasta el 92.60% a una concentración de

400 mg/L de Cadmio, con un tiempo de contacto de 120 min. Por otro lado,

Bishnoi, Pant & Garima (2004) validaron este comportamiento utilizando 0.5 mg/L

del alga Spirogyra sp, con un tiempo de contacto de 30 minutos, obteniendo a una

concentración inicial de 1mg/L Cu II una eficiencia de 50% de remoción y a una

concentración de 40 mg/L mayor remoción del metal (91%). Adicionalmente estos

invesigadores sugieren que estos resultados pueden obtenerse en la bioadsorción

de Cu (II) utilizando biomasa fúngica.

Debido a la composición de los metales se ha encontrado que existen ciertos

factores que los hacen más afines a los componentes de la pared celular del

microorganismo, mejorando así la bioadsorción, como es el caso del radio atómico

(Morales & Ruiz, 2008). El radio atómico es la distancia media que hay entre los

núcleos que se encuentran unidos mediante un enlace; la afinidad de los ligandos

de la pared celular con el metal es directamente proporcional con el tamaño del

radio atómico, entre más grande, menor es la afinidad que hay con los

microorganismo. Esto se refleja en el estudio de Dimas et al. (2013), donde hacen

una evaluación de bioadsorción con varios metales (Cd2+, Cr3+, Pb2+, Zn2+) usando

como adsorbente la levadura Saccharomyces cerevisiae. De los metales

evaluados el que reportó mejor desempeño al ser bioadsorbido fue el Cr3+,

teniendo 1,27 Å (Angstrom) de radio atómico (El más bajo del grupo), con una

remoción del 41,1%; con la menor eficiencia de remoción está el Cd2+ con 1,54 Å

de radio atómico, este es el más alto de los metales usados en el estudio, la

cantidad de metal removido por bioadsorción fue 15,3% (Lenntech, en línea).

Para esta investigación se usó Cu, el cual tiene un radio atómico de 1,28 Å, la

remoción más alta hecha por S. cerevisiae a este metal fue de 22,1% en pH 5, a

28 °C y 80 rpm, a 180 min de tiempo de contacto. Dimas et al. (2013), muestra

que el Cromo con 1,27 Å de radio atómico, más bajo que el cobre, tiene una

mayor remoción usando la misma biomasa y el mismo pH. En cuanto al Cadmio

36

que posee 1,54 Å de radio atómico, presenta en comparación una remoción más

baja, por lo cual es probable que el radio atómico tenga una relación directa con

los porcentajes de remoción de cobre por medio de la biomasa S. cerevisiae

(Lenntech, en línea).

Figura 6. Porcentaje de eficiencia de bioadsorción de Cu II por S. cerevisiae en pH 4

durante 180 minutos del estudio, concentraciones 10 – 20 – 50 – 100 – 150.

El mejor porcentaje de remoción hecho por S. cerevisiae a pH 5 fue a la

concentración de 150 mg/L de Cu II, aunque el porcentaje de remoción de la

concentración de 100 mg/L Cu II, también fue eficiente, las demás

concentraciones no tuvieron buen porcentaje de remoción (Figura 7).

0,00,7 0,7

1,3

0,0

2,3

5,4

6,9

0,0

2,4

6,8

11,1

0,0

1,9

7,6

17,0

0,0

3,2

6,8

11,8

0,0

2,0

4,0

6,0

8,0

10,0

12,0

14,0

16,0

18,0

EFIC

IEN

CIA

DE

BIO

AD

SOR

CIO

N (

%)

TIEMPO DE CONTACTO (MINUTOS)

[ ] 10

[ ] 20

[ ] 50

[ ] 100

[ ] 150

mg/L Cu

II

37

Figura 7. Porcentaje de eficiencia de bioadsorción de Cu II por S. cerevisiae en pH 5

durante 180 minutos del estudio, concentraciones 10 – 20 – 50 – 100 – 150.

El porcentaje de remoción más eficiente logrado por S. cerevisiae a pH 6 fue el de

150 mg/L de Cu II, aunque a este pH los porcentajes de remoción fueron bajos

(Figura 8).

Figura 8. Porcentaje de eficiencia de bioadsorción de Cu II por S. cerevisiae en pH 6

durante 180 minutos del estudio, concentraciones 10 – 20 – 50 – 100 – 150.

0,0

1,72,6 3,0

0,0

3,2

7,7

11,7

0,0

6,9

14,1

16,4

0,0

4,9

16,1

21,0

0,0

6,8

18,0

22,1

0,0

5,0

10,0

15,0

20,0

25,0

EFIC

IEN

CIA

DE

BIO

AD

SOR

CIO

N (

%)

TIEMPO DE CONTACTO (MINUTOS)

[ ] 10

[ ] 20

[ ] 50

[ ] 100

[ ] 150

0,01,0 1,0

2,0

0,0

1,3

5,7

8,9

0,0

5,0

9,9

13,9

0,0

2,8

6,3

11,8

0,0

4,2

8,9

16,2

0,0

2,0

4,0

6,0

8,0

10,0

12,0

14,0

16,0

18,0

EFIC

IEN

CIA

DE

BIO

AD

SOR

CIO

N (

%)

TIEMPO DE CONTACTO (MINUTOS)

[ ] 10

[ ] 20

[ ] 50

[ ] 100

[ ] 150

mg/L Cu

II

mg/L Cu

II

38

5.4. Efecto del tiempo de contacto de Cu II con S. cerevisiae

La mayor remoción de Cu II en todas las concentraciones evaluadas se presentó

en un tiempo de contacto de 180 minutos (Anexo 9). Para la concentración de 10

mg/L de Cu II a pH 5 en un tiempo de contacto de 180 min se presentó la más

baja remoción con un 3.0% (TUKEY, α=0,05) (Figuras 6-8; Anexo 7).

En la concentración de 20 mg/L de Cu II se encontró la mayor remoción a 180 min

a pH 5 con una remoción de 11,7 % (TUKEY, α=0,05) (Figuras 6-8; Anexo 7).

En la concentración de 50 mg/L de Cu II se evidencia que a pH 5 y a 180 minutos

de tiempo de contacto se obtuvo una eficiencia de remoción de 16,4 %, mientras

que la eficiencia de remoción a pH 4 y 6 con esta concentración y el mismo tiempo

de contacto fue de 11,1 % y 13,9 % respectivamente (TUKEY, α=0,05) (Figuras 6-

8; Anexo 7).

El porcentaje de remoción más eficiente hecho por S. cerevisiae a la

concentración de 100 mg/L de Cu II fue a pH 5 con un tiempo de contacto de 180

minutos, presentando una remoción del 21,0 %, pero se evidenció en este caso

que a esta concentración, en el pH 4 se presenta la segunda mejor eficiencia de

remoción con 17,0 % (TUKEY, α=0,05) (Figuras 6-8; Anexo 7).

Por último, en la concentración de 150 mg/L de Cu II con un pH 5 a 180 minutos

de contacto se encuentra la mejor remoción hecha por S. cerevisiae con un

porcentaje de 22.1 % (TUKEY, α=0,05) (Figuras 6-8; Anexo 7). Sin embargo en la

concentración de 100 mg/L de Cu II en el tiempo de 180 minutos a pH 5 estuvo

próximo a la eficiencia de remoción de la concentración de 150 mg/L Cu II (Figura

7); mientras que en la concentración 100 mg/L la máxima remoción es a 180

minutos con pH 4 (Figura 6), y en la concentración de 50 mg/L Cu II a pH 6

presentó una remoción mayor que la concentración de 100 mg/L Cu II (Figura 8).

39

De acuerdo a los resultados obtenidos en la investigación de la remoción de Cu II

usando S. cerevisiae, se observó que el proceso de bioadsorción es dependiente

de las variables evaluadas en el estudio; concentración inicial del metal, pH y

tiempo de contacto, y que cualquier modificación de las variables afecta la

adsorción realizada por la biomasa (Muñoz, 2007).

40

6. CONCLUSIONES

Se encontró que la biomasa muerta de Saccharomyces cerevisiae tiene la

capacidad de adsorber Cu (II) y así ser útil para remover este metal de aguas

contaminadas.

A mayor concentración de Cu (II) la levadura presenta una mayor remoción del

metal en aguas a diferentes pHs.

El pH óptimo de remoción por bioadsorción de Cu (II) por Saccharomyces

cerevisiae se presenta a pH 5.0.

A tiempo de contacto de 180 minutos, la biomasa muerta de Saccharomyces

cerevisiae presenta la mayor remoción (22.1%) a pH 5.0 a una concentración

de 150 mg/L de Cu (II).

41

7. RECOMENDACIONES

Para estudios futuros en esta área se recomienda:

Evaluar diferentes concentraciones de la biomasa y así poder evaluar su

incidencia en la bioadsorción del metal.

Determinar la mayor eficiencia de remoción del metal mediante la evaluación

de tiempos de contacto mayores.

Implementar la adsorción por biomasa inerte inmovilizada utilizando

Saccharomyces cerevisiae.

42

8. BIBLIOGRAFIA

Acosta, I., Moctezuma-Zárate, M. G., Cárdenas, J. F., & Gutiérrez, C., (2007).

Bioadsorción de Cadmio (II) en Solución Acuosa por Biomasas Fúngicas.

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Uso de Biomasa Microbiana. Revista Latinoamericana de Microbiología, 42,

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49

9. ANEXOS

ANEXO 1. Elaboración de Agar Papa Dextrosa (PDA).

El medio PDA se preparó siguiendo las recomendaciones del fabricante, se

tomaron 7.8 g los cuales se diluyeron en 200 ml de agua desionizada. Esto se

calentó en una estufa hasta su ebullición y posteriormente se esterilizo en un

autoclave a 125 °C por 30 min.

50

ANEXO 2. Cálculos para la solución stock de 300 mg Cu II/L

Se preparó un stock de 300 mg Cu II/L de Sulfato de Cobre penta-hidrato

(CuSO4·5H2O), de este se tomó la cantidad necesaria para diluir y llegar a las

concentraciones de 10 – 20 – 50 – 100 - 150 mg Cu II/L.

Para elaborar la solución stock se usó la siguiente fórmula:

300𝑚𝑔 𝐶𝑢 𝐼𝐼

𝐿∗

1 𝑔

1000 𝑚𝑔∗

249.68 𝐶𝑢𝑆𝑂4 · 5𝐻2𝑂 𝑔

63.54 𝐶𝑢 𝑔∗ 15 𝐿 ∗

100 %

99%

= 17.8613𝑔 𝐶𝑢 𝐼𝐼

𝐿

El stock se almaceno en un frasco plástico transparente, refrigerado a 4 °C

(American Public Health Association (APHA), 1992).

51

ANEXO 3. Soluciones de trabajo.

Las concentraciones de Cu II 10 – 20 – 50 – 100 – 150 mg/L que se usaron en el

estudio, se prepararon a partir de la solución stock.

Se usó la fórmula de concentración y volumen, para preparar las concentraciones

requeridas:

C1 * V1 = C2 * V2

*C1: Concentración inicial

*V1: Volumen inicial

*C2: Concentración requerida

*V2: Volumen Requerido

a. Concentración 10 mg Cu II/L:

V1= 200 𝑚𝑙 ∗10

𝑚𝑔 𝐶𝑢 𝐼𝐼

𝐿

300 𝑚𝑔 𝐶𝑢 𝐼𝐼

𝐿

V1= 6.7 ml

La concentración de 10 mg Cu II/L se preparó tomando 6.7 ml del stock, esto

se diluyo con agua desionizada hasta llegar a 200 ml en un Erlenmeyer de 250

ml.

b. Concentración 20 mg Cu II/L:

V1= 200 𝑚𝑙 ∗ 20

𝑚𝑔 𝐶𝑢 𝐼𝐼

𝐿

300 𝑚𝑔 𝐶𝑢 𝐼𝐼

𝐿

V1= 13.4 ml

52

La concentración de 20 mg Cu II/L se preparó tomando 13.4 ml del stock, esto

se diluyo con agua desionizada hasta llegar a 200 ml en un Erlenmeyer de 250

ml.

c. Concentración 50 mg Cu II/L:

V1= 200 𝑚𝑙 ∗ 50

𝑚𝑔 𝐶𝑢 𝐼𝐼

𝐿

300 𝑚𝑔 𝐶𝑢 𝐼𝐼

𝐿

V1= 33.4 ml

La concentración de 50 mg Cu II/L se preparó tomando 33.4 ml del stock, esto

se diluyo con agua desionizada hasta llegar a 200 ml en un Erlenmeyer de 250

ml.

d. Concentración 100 mg Cu II/L:

V1= 200 𝑚𝑙 ∗100

𝑚𝑔 𝐶𝑢 𝐼𝐼

𝐿

300 𝑚𝑔 𝐶𝑢 𝐼𝐼

𝐿

V1= 66.7 ml

La concentración de 100 mg Cu II/L se preparó tomando 66.7 ml del stock,

esto se diluyo con agua desionizada hasta llegar a 200 ml en un Erlenmeyer

de 250 ml.

e. Concentración 150 mg Cu II/L:

V1= 200 𝑚𝑙 ∗150

𝑚𝑔 𝐶𝑢 𝐼𝐼

𝐿

300 𝑚𝑔 𝐶𝑢 𝐼𝐼

𝐿

V1= 100 ml

53

La concentración de 150 mg Cu II/L se preparó tomando 100 ml del stock, esto

se diluyo con agua desionizada hasta llegar a 200 ml en un Erlenmeyer de 250

ml.

54

ANEXO 4. Cálculo del conservante y reactivos.

Para la elaboración de cada concentración de los compuestos químicos se usó la

fórmula de concentración y volumen:

C1 * V1 = C2 * V2

*C1: Concentración inicial

*V1: Volumen inicial

*C2: Concentración requerida

*V2: Volumen Requerido

a. Preparación de la normalidad deseada del Hidróxido de Sodio (NaOH):

El NaOH se preparó a diferentes concentraciones de normalidad, para legar al

pH requerido en cada muestra del estudio.

Se partió de un reactivo estándar de 1 N, para los cambios de pH se usaron

las concentraciones de NaOH de 1 N y 0.3 N. Utilizando la fórmula de la

concentración y el volumen, se diluyo la muestra de 1 N para crear una de 50

ml de 0.3 N.

V1= 50 𝑚𝑙∗0.3 𝑁

1 𝑁

V1= 15 ml

Se tomaron 15 ml del reactivo para alcanzar la concentración de 0.3 N de

NaOH.

55

b. Preparación de la normalidad deseada de Ácido Clorhídrico (HCl)

El HCl se preparó a diferentes concentraciones de normalidad, para legar al

pH requerido en cada muestra del estudio.

Se partió de un reactivo estándar de 1 N de HCl, en el estudio para los

cambios de pH se usaron las concentraciones de HCl 0.2 N y 0.3 N. Usando

la fórmula de la concentración y el volumen, se diluyo la muestra de 1 N para

crear una de 50 ml de 0.2 N y una de 0.3 N.

Para la de 0.2 N de HCl:

V1= 50 𝑚𝑙∗0.2 𝑁

1 𝑁

V1= 10 ml

Se tomaron 10 ml del HCl al 1 N para alcanzar la concentración de 0.2 N.

Para la de 0.3 N de HCl:

V1= 50 𝑚𝑙∗0.3 𝑁

1 𝑁

V1= 15 ml

Se tomaron 15 ml del HCl al 1 N para alcanzar la concentración de 0.3 N.

c. Conservante:

Para conservar las muestras hasta su análisis, se usó HNO3 al 30 % el cual se

diluyo de una muestra más concentrada, para este fin se usó la fórmula de

concentración y volumen:

V1= 200 𝑚𝑙 ∗ 30 %

65 %

V1= 92.30 ml

56

ANEXOS 5. Resultado de muestras sin Saccharomyces cerevisiae

(Controles).

Se realizaron controles para corroborar los datos de la adsorción de

Saccharomyces cerevisiae al Cu II.

Tabla Controles (mg/L)

Concentraciones pH Tiempo (minutos)

0 60 120 180

10

4 10,1 10,1 10,1 10,1

5 10,1 10,1 10,1 10,1

6 10,1 10,1 10,1 10,1

20

4 19,9 19,9 19,9 19,9

5 19,9 19,9 19,9 19,9

6 19,9 19,9 19,9 19,9

50

4 50 50 50 50

5 50 50 50 50

6 50 50 50 50

100

4 100,1 100,1 100,1 100,1

5 100,1 100,1 100,1 100,1

6 100,1 100,1 100,1 100,1

150

4 150,2 150,2 150,2 150,2

5 150,2 150,2 150,2 150,2

6 150,2 150,2 150,2 150,2

57

ANEXO 6. Datos crudos de la evaluación de Cu II por bioadsorción atómica.

Datos Concentración 10 mg/L de Cu II

Concentración mg/L Cu II pH Muestras 0 60 120 180

10

4

n = 1 10,1 10,1 10,1 10,1

n = 2 10,1 10 10 9,9

n = 3 10,1 10 10 9,9

Promedio 10,1 10,0 10 10

Desviación 0 0,1 0,1 0,1

5

n = 1 10,1 9,9 9,9 9,8

n = 2 10,1 9,9 9,7 9,7

n = 3 10,1 10 9,9 9,9

Promedio 10,1 9,9 9,8 9,8

Desviación 0 0,1 0,1 0,1

6

n = 1 10,1 10,0 10 9,9

n = 2 10,1 10 10 9,9

n = 3 10,1 10 10 9,9

Promedio 10,1 10,0 10 9,9

Desviación 0 0 0 0

Datos Concentración 20 mg/L de Cu II

Concentración mg/L Cu II pH Muestras 0 60 120 180

20

4

n = 1 19,9 19,2 18,5 18,2

n = 2 19,9 19,6 19,2 18,8

n = 3 19,9 19,5 18,8 18,6

Promedio 19,9 19,4 18,8 18,5

Desviación 0 0,2 0,4 0,3

5

n = 1 19,9 19,6 18,4 17,7

n = 2 19,9 19,1 18,6 17,8

n = 3 19,9 19,1 18,1 17,2

Promedio 19,9 19,3 18,4 17,6

Desviación 0 0,3 0,3 0,3

6

n = 1 19,9 19,7 18,9 17,9

n = 2 19,9 19,5 18,5 18,2

n = 3 19,9 19,7 18,9 18,3

Promedio 19,9 19,6 18,8 18,1

Desviación 0 0,1 0,2 0,2

58

Datos Concentración 50 mg/L de Cu II

Concentración mg/L Cu II pH Muestras 0 60 120 180

50

4

n = 1 50 48,2 47 44,1

n = 2 50 49,3 46,7 44,4

n = 3 50 48,9 46,1 44,8

Promedio 50 48,8 46,6 44,4

Desviación 0 0,6 0,5 0,4

5

n = 1 50 45,8 42,2 41,6

n = 2 50 48,6 43,8 40,2

n = 3 50 45,3 42,8 43,6

Promedio 50 46,6 42,9 41,8

Desviación 0 1,8 0,8 1,7

6

n = 1 50 47,1 44,8 42,4

n = 2 50 47,2 45,1 42,6

n = 3 50 48,2 45,2 44,1

Promedio 50 47,5 45 43

Desviación 0 0,6 0,2 0,9

Datos Concentración 100 mg/L de Cu II

Concentración mg/L Cu II pH Muestras 0 60 120 180

100

4

n = 1 100,1 98,8 91,9 83,7

n = 2 100,1 97,4 92,3 81,4

n = 3 100,1 98,4 93,3 84

Promedio 100,1 98,2 92,5 83

Desviación 0 0,7 0,7 1,4

5

n = 1 100,1 96,1 85,3 79,4

n = 2 100,1 93,3 81,1 77,3

n = 3 100,1 96,1 85,7 80,4

Promedio 100,1 95,2 84 79

Desviación 0 1,6 2,5 1,6

6

n = 1 100,1 97,3 92,3 88,6

n = 2 100,1 97,2 93,4 88

n = 3 100,1 97,3 95,8 88,2

Promedio 100,1 97,3 93,8 88,3

Desviación 0 0,1 1,8 0,3

59

Datos Concentración 150 mg/L de Cu II

Concentración mg/L Cu II pH Muestras 0 60 120 180

150

4

n = 1 150,2 145,5 139,9 135,1

n = 2 150,2 146,9 141,8 130,2

n = 3 150,2 143,8 138,4 132,3

Promedio 150,2 145,4 140 132,5

Desviación 0 1,6 1,7 2,5

5

n = 1 150,2 140,1 126,6 117,3

n = 2 150,2 138 122,9 112,6

n = 3 150,2 141,8 120,1 121,3

Promedio 150,2 140 123,2 117,1

Desviación 0 1,9 3,3 4,4

6

n = 1 150,2 144,3 138,9 122,8

n = 2 150,2 142,6 135,9 125,7

n = 3 150,2 144,8 135,8 128,9

Promedio 150,2 143,9 136,9 125,8

Desviación 0 1,2 1,8 3,1

60

ANEXO 7. Eficiencia de bioadsorción.

La eficiencia de bioadsorción (EBA) se calculó mediante la siguiente formula:

𝐸𝐵𝐴 = [𝐶𝑢0] − [𝐶𝑢𝐹]

[𝐶𝑢0]∗ 100

Dónde: 𝐶𝑢0= concentracion de cobre inicial en solución acuosa; 𝐶𝑢𝐹=

concentración de cobre final en solución acuosa (Pauro et al, 2009).

DATOS DE TRABAJO

Eficiencia de bioadsorción (%)

Concentraciones mg/L Cu II pH Tiempo (minutos)

0 60 120 180

10

4 0,0 0,7 0,7 1,3

5 0,0 1,7 2,6 3,0

6 0,0 1,0 1,0 2,0

20

4 0,0 2,3 5,4 6,9

5 0,0 3,2 7,7 11,7

6 0,0 1,3 5,7 8,9

50

4 0,0 2,4 6,8 11,1

5 0,0 6,9 14,1 16,4

6 0,0 5,0 9,9 13,9

100

4 0,0 1,9 7,6 17,0

5 0,0 4,9 16,1 21,0

6 0,0 2,8 6,3 11,8

150

4 0,0 3,2 6,8 11,8

5 0,0 6,8 18,0 22,1

6 0,0 4,2 8,9 16,2

61

ANEXO 8. Prueba ANOVA.

Para la aplicación del Análisis de Varianza (ANOVA) se usó la siguiente formula:

Resultados ANOVA 10 mg/L Cu II.

Promedio de las repeticiones de cada tiempo.

Resultado prueba de Análisis de Varianza de un Factor (ANOVA).

Origen de las

variaciones

Suma de cuadrados

Grados de

libertad

Promedio de los

cuadrados F Probabilidad

Valor crítico para F

Entre grupos

0,074444 3 0,024815 4,19 0,047 4,07

Dentro de los grupos

0,047407 8 0,005926

Total 0,121852 11

Grupos Cuenta Suma Promedio Varianza

Promedio Tiempo 0 min

3 30,3 10,1 0

Promedio Tiempo 60 min

3 29,9 9,9666667 0,003333

Promedio Tiempo 120 min

3 29,8 9,9333333 0,013333

Promedio Tiempo 180 min

3 29,666667 9,8888889 0,007037

2

xxSST ij

62

Resultados ANOVA 20 mg/L Cu II.

Promedio de las repeticiones de cada tiempo.

Grupos Cuenta Suma Promedio Varianza

Promedio Tiempo 0 min 3 59,7 19,9 0

Promedio Tiempo 60 min

3 58,3 19,433333 0,023333

Promedio Tiempo 120 min

3 56 18,666667 0,053333

Promedio Tiempo 180 min

3 54,2 18,066667 0,203333

Resultado prueba de Análisis de Varianza de un Factor (ANOVA).

Origen de las

variaciones

Suma de cuadrados

Grados de

libertad

Promedio de los

cuadrados F Probabilidad

Valor crítico para F

Entre grupos

5,93666667 3 1,97888889 28,27 0,00013 4,07

Dentro de los grupos

0,56 8 0,07

Total 6,49666667 11

Resultados ANOVA 50 mg/L Cu II.

Promedio de las repeticiones de cada tiempo.

Grupos Cuenta Suma Promedio Varianza

Promedio Tiempo 0 min 3 150 50 0

Promedio Tiempo 60 min

3 142,9 47,633333 1,223333

Promedio Tiempo 120 min

3 134,5 44,833333 3,443333

Promedio Tiempo 180 min

3 129,2 43,066667 1,693333

63

Resultado prueba de Análisis de Varianza de un Factor (ANOVA).

Origen de las

variaciones

Suma de cuadrados

Grados de

libertad

Promedio de los

cuadrados F Probabilidad

Valor crítico para F

Entre grupos

84,1366667 3 28,0455556 17,64 0,00069 4,07

Dentro de los grupos

12,72 8 1,59

Total 96,8566667 11

Resultados ANOVA 100 mg/L Cu II.

Promedio de las repeticiones de cada tiempo.

Grupos Cuenta Suma Promedio Varianza

Promedio Tiempo 0 min 3 300,3 100,1 3,02923E-28

Promedio Tiempo 60 min

3 290,7 96,9 2,37

Promedio Tiempo 120 min

3 270,3 90,1 28,33

Promedio Tiempo 180 min

3 250,3 83,433333 21,76333333

Resultado prueba de Análisis de Varianza de un Factor (ANOVA).

Origen de las

variaciones

Suma de cuadrados

Grados de

libertad

Promedio de los

cuadrados F Probabilidad

Valor crítico para F

Entre grupos

495,04 3 165,013333 12,58 0,0021 4,07

Dentro de los grupos

104,926667 8 13,1158333

Total 599,966667 11

64

Resultados ANOVA 150 mg/L Cu II.

Promedio de las repeticiones de cada tiempo.

Grupos Cuenta Suma Promedio Varianza

Promedio Tiempo 0 min 3 450,6 150,2 0

Promedio Tiempo 60 min

3 429,3 143,1 7,77

Promedio Tiempo 120 min

3 400,1 133,36667 79,92333333

Promedio Tiempo 180 min

3 375,4 125,13333 59,62333333

Resultado prueba de Análisis de Varianza de un Factor (ANOVA).

Origen de las

variaciones

Suma de cuadrados

Grados de

libertad

Promedio de los

cuadrados F Probabilidad

Valor crítico para F

Entre grupos

1085,57667 3 361,858889 9,83 0,0047 4,07

Dentro de los grupos

294,633333 8 36,8291667

Total 1380,21 11

65

ANEXO 9. Prueba tukey.

Para elaborar la prueba Tukey se usó la siguiente formula:

Se tomaron los resultados de la prueba ANOVA para cada concentración de Cu II,

y con estos se desarrolló el método Tukey, esta ayuda a encontrar cuál de los

tiempos del estudio es el que presenta mejor bioadsorción en cada concentración.

Para que la prueba tenga valores significativos, se compara el valor de Diferencia

honestamente significativa (HSD) con los valores que se encuentran en el cuadro

de tiempos 0-60-120-180, los valores mayores al HSD son los que causan las

diferencias y permiten que estos se puedan comparar.

10 mg/L Cu II:

Tabla de promedios resultados de bioadsorción en la concentración 10 mg/L

CU II.

Promedio Tiempo 0

min

Promedio Tiempo 60

min

Promedio Tiempo 120

min

Promedio Tiempo 180 min

10,1 10 10 10,0

10,1 9,9 9,8 9,8

10,1 10 10 9,9

Media aritmética 10,1 9,97 9,93 9,89

66

Datos usados para desarrollar la prueba Tukey

Diferencia honestamente significativa (HSD) 0,2013

Valor q alfa de la prueba de TUKEY 4,53

Cuadrado del error medio (Mse) 0,0059

Tamaño de la muestra de cada uno de los grupos

3

Diferencias de remoción entre los tiempos evaluados, la casilla señalada

muestra la diferencia significativa:

Tiempo 0 Tiempo 60 Tiempo

120 Tiempo

180

Tiempo 0 0,13 0,17 0,21

Tiempo 60 0,03 0,08

Tiempo 120 0,04

Tiempo 180

20 mg/L Cu II:

Tabla de promedios resultados de bioadsorción en la concentración 20 mg/L

CU II.

Promedio Tiempo 0

min

Promedio Tiempo 60

min

Promedio Tiempo 120

min

Promedio Tiempo 180 min

19,9 19,4 18,8 18,5

19,9 19,3 18,4 17,6

19,9 19,6 18,8 18,1

Media aritmética 19,9 19,43 18,67 18,07

67

Datos usados para desarrollar la prueba Tukey

Diferencia honestamente significativa (HSD) 0,692

Valor q alfa de la prueba de TUKEY 4,53

Cuadrado del error medio (Mse) 0,07

Tamaño de la muestra de cada uno de los grupos

3

Diferencias de remoción entre los tiempos evaluados, la casilla señalada

muestra la diferencia significativa:

Tiempo 0 Tiempo 60 Tiempo

120 Tiempo

180

Tiempo 0

0,47 1,23 1,83

Tiempo 60

0,77 1,37

Tiempo 120

0,60

Tiempo 180

50 mg/L Cu II:

Tabla de promedios resultados de bioadsorción en la concentración 50 mg/L

CU II.

Promedio Tiempo 0

min

Promedio Tiempo 60

min

Promedio Tiempo 120

min

Promedio Tiempo 180 min

50,0 48,8 46,6 44,4

50,0 46,6 42,9 41,8

50,0 47,5 45,0 43,0

Media aritmética 50 47,63 44,83 43,07

68

Datos usados para desarrollar la prueba Tukey.

Diferencia honestamente significativa (HSD) 3,30

Valor q alfa de la prueba de TUKEY 4,53

Cuadrado del error medio (Mse) 1,59

Tamaño de la muestra de cada uno de los grupos

3

Diferencias de remoción entre los tiempos evaluados, la casilla señalada

muestra la diferencia significativa:

Tiempo 0 Tiempo 60 Tiempo

120 Tiempo

180

Tiempo 0

2,37 5,17 6,93

Tiempo 60

2,80 4,57

Tiempo 120

1,77

Tiempo 180

100 mg/L Cu II:

Tabla de promedios resultados de bioadsorción en la concentración 100 mg/L

CU II.

Promedio Tiempo 0

min

Promedio Tiempo 60

min

Promedio Tiempo 120

min

Promedio Tiempo 180 min

100,1 98,2 92,5 83,0

100,1 95,2 84,0 79,0

100,1 97,3 93,8 88,3

Media aritmética 100,1 96,9 90,1 83,433

69

Datos usados para desarrollar la prueba Tukey.

Diferencia honestamente significativa (HSD) 9,47

Valor q alfa de la prueba de TUKEY 4,53

Cuadrado del error medio (Mse) 13,11583333

Tamaño de la muestra de cada uno de los grupos

3

Diferencias de remoción entre los tiempos evaluados, la casilla señalada

muestra la diferencia significativa:

Tiempo 0 Tiempo 60 Tiempo

120 Tiempo

180

Tiempo 0

3,20 10,00 16,67

Tiempo 60

6,80 13,47

Tiempo 120

6,67

Tiempo 180

150 mg/L Cu II:

Tabla de promedios resultados de bioadsorción en la concentración 150 mg/L

CU II.

Promedio Tiempo 0

min

Promedio Tiempo 60

min

Promedio Tiempo 120

min

Promedio Tiempo 180 min

150,2 145,4 140,0 132,5

150,2 140,0 123,2 117,1

150,2 143,9 136,9 125,8

Media aritmética 150,2 143,1 133,37 125,13

70

Datos usados para desarrollar la prueba Tukey.

Diferencia honestamente significativa (HSD) 15,87

Valor q alfa de la prueba de TUKEY 4,53

Cuadrado del error medio (Mse) 36,82916667

Tamaño de la muestra de cada uno de los grupos

3

Diferencias de remoción entre los tiempos evaluados, la casilla señalada

muestra la diferencia significativa:

Tiempo 0 Tiempo 60 Tiempo

120 Tiempo

180

Tiempo 0

7,10 16,83 25,07

Tiempo 60

9,73 17,97

Tiempo 120

8,23

Tiempo 180

71

ANEXO 10. Coeficiente de variación.

Para obtener los coeficientes de variación de los resultados de cada concentración

e Cu II del estudio se usó la siguiente fórmula:

El coeficiente de variación se saca a partir de los datos obtenidos de la prueba

ANOVA, este ayuda a saber el porcentaje de dispersión de los datos, para así

saber que tan confiable es el promedio.

Concentración 10 mg/L Cu II:

Tabla de promedios resultados de bioadsorción en la concentración 10 mg/L

CU II.

Promedio Tiempo 0

min

Promedio Tiempo 60

min

Promedio Tiempo 120

min

Promedio Tiempo 180 min

10,1 10 10 10,0

10,1 9,9 9,8 9,8

10,1 10 10 9,9

Media aritmética 10,1 9,97 9,93 9,89

Cuadrado del error medio 0.0059

Media de los promedios 9.97 mg/L Cu II

Coeficiente de variación 0.77 %

72

Concentración 20 mg/L Cu II:

Tabla de promedios resultados de bioadsorción en la concentración 10 mg/L

CU II.

Promedio Tiempo 0

min

Promedio Tiempo 60

min

Promedio Tiempo 120

min

Promedio Tiempo 180 min

19,9 19,4 18,8 18,5

19,9 19,3 18,4 17,6

19,9 19,6 18,8 18,1

Media aritmética 19,9 19,43 18,67 18,07

Cuadrado del error medio 0,07

Media de los promedios 19,02 mg/L Cu II

Coeficiente de variación 1,39 %

Concentración 50 mg/L Cu II:

Tabla de promedios resultados de bioadsorción en la concentración 20 mg/L

CU II.

Promedio Tiempo 0

min

Promedio Tiempo 60

min

Promedio Tiempo 120

min

Promedio Tiempo 180 min

50,0 48,8 46,6 44,4

50,0 46,6 42,9 41,8

50,0 47,5 45,0 43,0

Media aritmética 50 47,63 44,83 43,07

Cuadrado del error medio 1,59

Media de los promedios 46,38 mg/L Cu II

Coeficiente de variación 2,72 %

73

Concentración 100 mg/L Cu II:

Tabla de promedios resultados de bioadsorción en la concentración 100 mg/L

CU II.

Promedio Tiempo 0

min

Promedio Tiempo 60

min

Promedio Tiempo 120

min

Promedio Tiempo 180 min

100,1 98,2 92,5 83,0

100,1 95,2 84,0 79,0

100,1 97,3 93,8 88,3

Media aritmética 100,1 96,9 90,1 83,433

Cuadrado del error medio 13,12

Media de los promedios 92,63 mg/L Cu II

Coeficiente de variación 3,91 %

Concentración 150 mg/L Cu II:

Tabla de promedios resultados de bioadsorción en la concentración 100 mg/L

CU II.

Promedio Tiempo 0

min

Promedio Tiempo 60

min

Promedio Tiempo 120

min

Promedio Tiempo 180 min

150,2 145,4 140,0 132,5

150,2 140,0 123,2 117,1

150,2 143,9 136,9 125,8

Media aritmética 150,2 143,1 133,37 125,13

Cuadrado del error medio 36,82

Media de los promedios 137,97 mg/L Cu II

Coeficiente de variación 4,39 %