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UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR
FACULTAD DE ODONTOLOGÍA
UNIDAD DE INVESTIGACIÓN, TITULACIÓN Y GRADUACIÓN
“ESTUDIO COMPARATIVO IN VITRO DEL EFECTO ANTIBACTERIANO DEL
EXTRACTO DE PROPÓLEO ECUATORIANO VS GLUCONATO DE
CLORHEXIDINA CONTRA STREPTOCOCCUS MUTANS”.
Proyecto de Investigación como Requisito previo para la Obtención del Grado Académico de
Odontóloga
AUTORA: MARÍA FERNANDA RUEDA JÁCOME
TUTOR DE TESIS: DRA. MARINA ANTONIA DONA VIDALE
QUITO JUNIO– 2015
ii
DEDICATORIA
A mi Jesús amado, quien me ha dado la sabiduría para poder lograr mi objetivo, junto a
su presencia que es el eje fundamental en mi vida.
A mi familia, especialmente a mi esposo Edwin, a mi Hijo Sebastián, quien con su apoyo,
me han permitido llegar lejos.
A mis padres Mónica y Rodrigo, quienes han velado por mi felicidad, mi educación y por
su constante e invalorable apoyo, los amo mucho.
A mí querido hermano Iván por su apoyo incondicional, además de su tiempo, junto a mí,
durante toda mi vida.
A mi Abuelita querida Lucilita, quien me enseñó a nunca darme por vencida y a luchar
por alcanzar un sueño.
iii
AGRADECIMIENTOS
A mi Tutora la Dra. Marina Dona, por su tiempo y aportes científicos para la realización
de mi trabajo de Investigación.
A la Dra. Rachide Acosta, al Dr. Darwin Roldan por sus conocimientos y la asesoría
teórica y técnica necesaria. Aportados en la parte microbiológica y Bioquímica de mi
trabajo.
A la Universidad Central Del Ecuador, a la Facultad de Odontología, por abrirme sus
puertas para adquirir nuevos conocimiento y así formarme profesionalmente, a cada Dr.
que me aportó sus conocimientos, para de esta forma lograr mi objetivo.
A mis amigas seres importantes en mi vida, ya que también aportaron muchas alegrías a
lo largo del desarrollo de mi carrera y por haber compartido mis logros: Vale y
Mariemilia.
A una gran amiga a la Ingeniera Yolanda Arguello y al Ingeniero Marcelo Vallejo por su
incondicional ayuda para la elaboración de mi proyecto.
iv
AUTORIZACIÓN DE LA AUTORÍA INTELECTUAL
Yo, María Fernanda Rueda Jácome en calidad de autora del trabajo de investigación de
tesis realizada sobre “ESTUDIO COMPARATIVO IN VITRO DEL EFECTO
ANTIBACTERIANO DEL EXTRACTO DE PROPOLEO ECUATORIANO VS
GLUCONATO DE CLORHEXIDINA FRENTE AL STREPTOCCUS MUTANS” por la
presente autorizo a la UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR, hacer uso de todos
los contenidos que me pertenecen o de parte de los que contienen esta obra, con fines
estrictamente académicos o de investigación.
Los derechos que como autora me corresponden, con excepción de la presente
autorización, seguirán vigentes a mi favor, de conformidad con lo establecido según los
artículos 5, 6, 8, 19 y además pertinentes de la Ley de Prioridad Intelectual del
Reglamento.
María Fernanda Rueda Jácome
C.I. 1718-97885-9
Correo: [email protected]
v
INFORME DE APROBACIÓN DEL TUTOR
En mi carácter de Tutor del trabajo de Grado, presentado por la señorita MARÍA
FERNANDA RUEDA JÁCOME, para optar el Titulo de Odontólogo, cuyo título es.
“ESTUDIO COMPARATIVO IN VITRO DEL EFECTO ANTIBACTERIANO DEL
EXTRACTO DE PROPÓLEO ECUATORIANO VS GLUCONATO DE
CLORHEXIDINA FRENTE AL STREPTOCCUS MUTANS”. Considero que dicho
Trabajo reúne los requisitos y méritos suficientes para ser sometido a la presentación
pública y evaluación por parte del jurado examinador que se designe. En la ciudad de
Quito, a los 9 días del mes de Marzo del 2015.
Dra. Marina Antonia Dona Vidale
C.I: 170888442-2
Directora del Proyecto
vi
CERTIFICACIÓN DEL TRIBUNAL
“ESTUDIO COMPARATIVO IN VITRO DEL EFECTO ANTIBACTERIANO DEL
EXTRACTO DE PROPÓLEO ECUATORIANO VS GLUCONATO DE
CLORHEXIDINA FRENTE AL STREPTOCCUS MUTANS”
AUTOR: María Fernanda Rueda Jácome
APROBACIÓN DEL JURADO EXAMINADOR
El presente trabajo de Investigación, luego de cumplir con todos los requerimientos
normativos, en nombre de la UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR, FACULTAD
DE ODONTOLOGÍA es aprobado; por lo tanto el jurado que se detalla a continuación,
autoriza al postulante la presentación a efectos de la sustentación pública.
Quito, 09 de Marzo del 2015
vii
ÍNDICE GENERAL
DEDICATORIA .............................................................................................................................. ii
AGRADECIMIENTOS ................................................................................................................ iii
AUTORIZACIÓN DE LA AUTORÍA INTELECTUAL ......................................................... iv
INFORME DE APROBACIÓN DEL TUTOR ........................................................................... v
CERTIFICACIÓN DEL TRIBUNAL ......................................................................................... vi
APROBACIÓN DEL JURADO EXAMINADOR .................................................................... vi
ÍNDICE GENERAL ....................................................................................................................... vi
ÍNDICE DE ANEXOS ................................................................................................................... x
LISTA DE FIGURAS .................................................................................................................... xi
LISTA DE TABLAS .................................................................................................................. xiii
LISTA DE GRÁFICOS .............................................................................................................. xiv
RESUMEN ..................................................................................................................................... xv
ABSTRACT ................................................................................................................................. xvi
INTRODUCCIÓN ........................................................................................................................... 1
CAPÍTULO I .................................................................................................................................... 2
1. PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA ....................................................................... 2
1.1. OBJETIVOS .............................................................................................................. 3
1.1.1. OBJETIVO GENERAL. ............................................................................................................. 3
1.1.2. OBJETIVOS ESPECÍFICOS ..................................................................................................... 3
1.2. JUSTIFICACIÓN E IMPORTANCIA ...................................................................... 4
1.3. HIPÓTESIS ............................................................................................................... 4
CAPÍTULO II .................................................................................................................................. 5
2. MARCO TEÓRICO .......................................................................................................... 5
2.1. PREVENCIÓN .......................................................................................................... 5
2.2. ECOLOGÍA BUCAL ................................................................................................ 7
2.3. CARIES DENTAL .................................................................................................... 9
2.3.1. ETIOLOGÍA ................................................................................................................................. 11
2.4. GÉNERO STREPTOCOCCUS ............................................................................... 13
2.4.1. ESTRUCTURA. .......................................................................................................................... 13
viii
2.5. GRUPO STREPTOCOCCUS MUTANS. .............................................................. 15
2.5.1. CARACTERÍSTICAS MICROBIOLÓGICAS .................................................................. 16
2.5.2. MEDIOS DE CULTIVO ........................................................................................................... 16
2.6. PROPÓLEOS .......................................................................................................... 17
2.6.1. ETIMOLOGÍA ............................................................................................................................. 17
2.6.2. DEFINICIÓN ............................................................................................................................... 17
2.6.3. RESEÑA HISTÓRICA .............................................................................................................. 18
2.6.4. DESCRIPCIÓN GENERAL .................................................................................................... 19
2.6.5. CARACTERÍSTICAS DEL PROPOLEO ........................................................................... 22
2.6.6. CARACTERÍSTICAS FÍSICAS ............................................................................................ 23
2.6.7. COMPOSICIÓN QUÍMICA .................................................................................................... 23
2.6.8. PROPIEDADES TERAPÉUTICAS DELPROPÓLEO ................................................... 24
2.6.9. MECANISMO DE ACCIÓN ................................................................................................... 26
2.6.10. REACCIONES ADVERSAS................................................................................................... 27
2.6.11. USO DE PROPÓLEO EN ODONTOLOGÍA .................................................................... 28
2.7. CLORHEXIDINA ................................................................................................... 32
2.7.1. DEFINICIÓN ............................................................................................................................... 32
2.7.2. HISTORIA .................................................................................................................................... 32
2.7.3. CARACTERÍSTICAS ............................................................................................................... 33
2.7.4. MECANISMO DE ACCIÓN ................................................................................................... 34
2.7.5. FARMACOCINÉTICA ............................................................................................................. 35
2.7.6. CONCENTRACIÓN .................................................................................................................. 35
2.7.7. INDICACIONES ......................................................................................................................... 36
2.7.8. EFECTOS ADVERSOS ............................................................................................................ 36
CAPÍTULO III .............................................................................................................................. 38
3. METODOLOGÍA ............................................................................................................ 38
3.1. RECURSOS INSTITUCIONALES ........................................................................ 38
3.2. TIPO DE INVESTIGACIÓN .................................................................................. 38
3.3. UNIVERSO Y MUESTRA ..................................................................................... 38
3.3.1. CRITERIOS DE INCLUSIÓN ................................................................................................ 39
3.3.2. CRITERIOS DE EXCLUSIÓN .............................................................................................. 39
ix
3.4. OPERACIONALIZACIÓN DE LAS VARIABLES .............................................. 40
3.5. ASPECTOS ÉTICOS .............................................................................................. 41
3.6. MATERIALES Y MÉTODOS ................................................................................ 41
3.6.1. ESQUEMA O FLUJOGRAMA DEL MÉTODO EXPERIMENTAL .................... 43
3.6.2. OBTENCIÓN DE LAS SUSTANCIAS ................................................................. 44
3.6.3. PROCEDIMIENTO PARA OBTENER EL EXTRACTO ACUOSO DE
PROPÓLEO ............................................................................................................. 44
3.6.4. PRUEBA MICROBIOLÓGICA DEL EXTRACTO REALIZADO ...................... 45
3.6.5. PROCEDIMIENTO PARA REALIZAR LA DISOLUCIÓN DEL PROPÓLEO A
LAS CONCENTRACIONES DESEADAS ............................................................ 46
3.6.6. ACTIVACIÓN DE CEPAS ..................................................................................... 48
3.6.7. PROCEDIMIENTO PARA LA PREPARACIÓN DEL AGAR ............................. 49
3.6.8. PREPARACIÓN DEL INÓCULO .......................................................................... 49
3.6.9. COLOCACIÓN DE LOS DISCOS ......................................................................... 51
3.6.10. ANTIBIOGRAMA POR DIFUSIÓN EN UN MEDIO SÓLIDO ........................... 52
3.6.11. GRUPOS DE ESTUDIO ......................................................................................... 53
3.6.12. MEDICIÓN DEL EFECTO ANTIMICROBIANO ................................................ 54
CAPÍTULO IV .................................................................................................................... 55
4. RESULTADOS ....................................................................................................... 55
4.1. DISCUSIÓN ............................................................................................................ 63
CAPÍTULO V ..................................................................................................................... 71
5. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES ...................................................... 71
5.1. CONCLUSIONES ................................................................................................... 71
5.2. RECOMENDACIONES ......................................................................................... 72
5.3. BIBLIOGRAFÍA ..................................................................................................... 73
ANEXOS ............................................................................................................................. 79
x
ÍNDICE DE ANEXOS
Anexo 1. informe generado por el servicio de análisis documental de urkund............. ¡Error!
Marcador no definido.
Anexo 2. certificado de traducción del resumen. .................... ¡Error! Marcador no definido.
Anexos 3. Tabla de resultados obtenidos .................................................................................. 79
Anexos 4. Certificado de realización de pruebas bacteriológicas. ......................................... 80
Anexos 5. Certificado de elaboración del extracto acuoso de propóleo. .............................. 81
Anexos 6. Resultados estadísticos adicionales obtenidos al realizar el estudio experimental
mediante el programa Stragrafics 6.0. ANOVA. ..................................................................... 86
xi
LISTA DE FIGURAS
Figura 1.Extracto Acuoso de propóleo Ecuatoriano. .......................................................... 45
Figura 2. Control Microbiológico del Extracto Acuoso de propóleo Ecuatoriano. ............ 46
Figura 3.Elaboración de las disoluciones del Extracto Acuoso de propóleo Ecuatoriano. 47
Figura 4 (A) Muestra microbiológica y (B) Empaque de la cepa. ..................................... 48
Figura 5. Sembrado de la cepa bacteriana en Agar Sangre. ............................................... 50
Figura 6. Colocación de sustancias antibacterianas en los discos de papel filtro, con la
ayuda de una pipeta automática. ....................................................................... 51
Figura 7. Colocación de los discos de papel filtro, impregnados de las sustancias
antibacterianas en el Agar Sangre..................................................................... 52
Figura 8. Muestras realizadas para verificar el antibiograma. ............................................ 53
Figura 9. (A) Calibrador. (B)Lectura de los halos de inhibición mediante el uso del
calibrador. ........................................................................................................ 54
Figura 10. Resultados de la actividad antibacteriana marcado por la presencia de halos de
inhibición para los antimicrobianos: Gluconato de Clorhexidina al 2%,
Extracto Acuoso de Propoleo al 30% y Extracto Acuoso de Propóleo al 50%,
ausencia de halo para el Agua Destilada. ......................................................... 55
Figura 11. Muestra de propóleo Ecuatoriano. .................................................................... 56
Figura 12. Lectura de los halos de inhibición mediante el uso del calibrador. .................. 57
Figura 13. Resultados del antibiograma con halos de inhibición para los antimicrobianos
Propóleo y Gluconato de clorhexidina. Gluconato de Clorhexidina al 2% (A),
B) Extracto Acuoso de Propoleo al 30%, C) Extracto Acuoso de Propóleo al
50%, D) Agua Destilada).Lectura realizada a las 48 horas. ............................. 58
Figura 14. Muestras realizadas para verificar el antibiograma. .......................................... 59
xii
Figura 15. Grafico de las medias de las sustancias y diferencia mínima significativa (LSD)
de Fisher. .......................................................................................................... 61
Figura 16. Actividad antibacteriana de diferentes concentraciones de propóleos y
Clorhexidina sobre “Streptococcus Mutans” ATTCC 25175, lectura a las 48
horas. ................................................................................................................. 61
xiii
LISTA DE TABLAS
Tabla 1: Mecanismo de acción de cada uno de los componentes del propóleo .................. 26
Tabla 2.Variables ................................................................................................................. 40
Tabla 3. Soluciones experimentales .................................................................................... 53
Tabla 4. Comparación de las medias. .................................................................................. 59
Tabla 5. Actividad antibacteriana de diferentes concentraciones de propóleos y
Clorhexidina sobre “Streptococcus Mutans” ATCC 25175 a las 48 horas. ........................ 60
xiv
LISTA DE GRÁFICOS
Grafico 1. “Streptococcus Mutans”.. .................................................................................. 15
Grafico 2. Abeja Apis mellifera.. ...................................................................................... 19
Grafico 3. Propóleo en estado natural. …. ........................................................................ 22
xv
UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR
FACULTAD DE ODONTOLOGÍA
UNIDAD DE INVESTIGACIÓN, TITULACIÓN Y GRADUACIÓN
RESUMEN
“ESTUDIO COMPARATIVO IN VITRO DEL EFECTO ANTIBACTERIANO DEL
EXTRACTO DE PROPOLEO ECUATORIANO VS GLUCONATO DE
CLORHEXIDINA FRENTE AL STREPTOCOCCUS MUTANS”
Autor: María Fernanda Rueda Jácome
Tutor: Dra. Marina Antonia Dona Vidale
Fecha: Junio 2015
El propósito del estudio fue comparar el efecto antibacteriano del extracto acuoso de
propóleo Ecuatoriano con el Gluconato de Clorhexidina. El estudio fue experimental in
vitro, se utilizó una cepa de “Streptococcus Mutans”; ATCC 25175; que se sembró en
cajas Petri con agar sangre; sobre la cual se colocó discos de papel filtro impregnados con
extracto Acuosos de Propóleo Ecuatoriano al 30%, extracto Acuosos de Propóleo
Ecuatoriano al 50% y Gluconato de Clorhexidina al 2%. Se realizó la lectura de los halos
de inhibición formados alrededor de cada disco trascurridas las 48 horas, en el cual se
evidencio mayor inhibición para el Gluconato de Clorhexidina que para los extractos
Acuosos de propóleo Ecuatoriano al 30% y al 50%; no descartando así el efecto
antibacteriano de los extractos acuoso de propóleo. Los resultados fueron procesados con
el SPSS 22 y Stragrafics 6,0 programas estadísticos, junto con la tabla de análisis ANOVA.
Palabras Clave: Caries dental, Streptococcus Mutans, Extracto de propóleo, Gluconato de
Clorhexidina.
xvi
UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR
DENTAL SCHOOL
INVESTIGATION, DEGREE AWARDING AND GRADUATION UNIT
ABSTRACT
“IN VITRO COMPARATIVE STUDY ON THE ANTIBACTERIAL EFFECT OF
ECUADORIAN PROPOLIS EXTRACT VS CHLORHEXIDINE GLUCONATE ON
STREPTOCOCCUS MUTANS”
Author: María Fernanda Rueda Jácome
Tutor: Dra. Marina Antonia Dona Vidale
Date: Junio 2015
The purpose of this study was compare the antibacterial effect of Ecuadorian aqueous
propolis extract versus Chlorhexidine gluconate. It was an experimental in-vitro study,
which used an ATCC strain of “Streptococcus Mutans”; this starin was planted in Petri
dishes with blood agar; on which filter paper discs soaked in Aqueous Extract of
Ecuadorian Propolis with a concentration of 30 % were placed, other with a concentration
of 50 %, Aqueous Extract of Ecuadorian Propolis and others with a 2 % concentration of
Chlorhexidine gluconate. The reading of the generated inhibition halos around each disc
was performed after 48 hours, in which it was Chlorhexidine gluconate proved to present
higher inhibition that those dishes with Aqueous Extract of Ecuadorian Propolis with a
concentration of 30 % an 50 %; not quite ruling out the antibacterial effect of the aqueous
extract of propolis. The results were processed using the SPSS 22 and Stragrafics 6.0
statistical programs, along with the ANOVA analysis table.
Keywords: Dental cavities, Streptococcus Mutans, Propolis extract, Chlorhexidine
gluconate.
1
INTRODUCCIÓN
La caries dental es la patología más frecuente en la cavidad oral según (Moromi, 2007), al
respecto la describió como un proceso de destrucción de los tejidos dentales que avanza en
forma progresiva y de forma irreversible, que se inicia superficialmente en la estructura
del diente para luego profundizarse. (Henostroza, 2007), mencionó el inicio y el desarrollo
de este trastorno está inseparablemente unido por la presencia de factores que son:
microorganismos, dieta y huésped. Entre los microorganismos involucrados tenemos;
Streptococcus Mutans, Streptococcus sabrinus, Actinomyces spp y Lactobacillus spp.
Con el objetivo de eliminar la acción cariogénica de esta bacteria se plantea la
investigación de medicamentos naturales para el desarrollo de medicamentos no solo para
usarlos directamente como agentes terapéuticos sino también como fuente para la síntesis o
modelos de compuestos bioactivos. Es así como (Huayhua, 2009), ha demostrado su
efectividad antimicrobiana del propóleo al mencionar que inhibe la unión de este
microorganismo a la superficie del esmalte, actuando sobre la enzima glucosiltransferasa
que ha sido reconocida como factor de virulencia en la patogenicidad de la “caries dental”.
En relación a sustancias antibacterianas (Torres, 2009), refirió que la clorhexidina ingresa
en el citoplasma e interfiere la función de la membrana, además inhibe la utilización de
oxígeno, lo que ocasiona una disminución de los niveles de ATP y la muerte celular.
Es por esta razón que en el presente proyecto de tesis pretendemos evaluar el efecto
antimicrobiano de dos sustancias antibacterianas: propóleo y clorhexidina, como
tratamiento profiláctico ante una de las principales cepas causantes de la caries dental
como el “Streptococcus Mutans”.
2
CAPÍTULO I
EL PROBLEMA
1. PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA
La “caries dental” ha sido una enfermedad infecciosa, de causas multifactoriales,
claramente identificadas que predispone un riesgo de padecerla en cualquier edad. La
existencia de bacterias orales cariogénicas establecerá la susceptibilidad genética y los
otros condicionantes biológicos y ambientales.
El objetivo prioritario en la Odontología es evitar el origen de esta enfermedad y sus
consecuencias posteriores; para evitar la destrucción prematura de piezas dentales, a cortas
edades.
Desde la antigüedad de los tiempos existe la necesidad de precisar nuevas alternativas
preventivas, para evitar la actividad de las bacterias responsables de la patología cariosa.
El “Streptococcus Mutans” principal microorganismo causal se lo vincula frecuentemente
con el inicio de lesiones cariosas.
El motivo de esta investigación consistió en verificar y comparar la efectividad
antibacteriana del extracto de propóleo Ecuatoriano, además se comparó con el Gluconato
de Clorhexidina para de esta manera descartar o afirmar su acción antibacteriana, sabiendo
que presenta una serie de efectos adversos sobre los tejidos bucales.
Debido a la problemática expuesta surgen las siguientes preguntas de investigación:
3
¿Qué sustancia de características antibacteriana inhibe el crecimiento de Estreptococo
Mutans, la de origen natural (extracto de Propóleo Ecuatoriano al 30% y 50%) o el
(gluconato de clorhexidina al 2%) de origen químico artificial?
¿Cuáles son los efectos adversos del extracto de propóleo Ecuatoriano y Gluconato de
Clorhexidina en el ser humano?
1.1. OBJETIVOS
1.1.1. OBJETIVO GENERAL.
Evaluar la actividad antibacteriana sobre el “Streptococcus Mutans”, del extracto
de propóleo ecuatoriano vs el gluconato de clorhexidina.
1.1.2. OBJETIVOS ESPECÍFICOS
Caracterizar físicamente al propóleo utilizado.
Analizar los diámetros de halo de inhibición para determinar susceptibilidad o
resistencia de los cultivos de “Streptococcus Mutans”, a las concentraciones de
extracto acuoso de propóleo Ecuatoriano y al gluconato de clorhexidina.
Valorar el diámetro de inhibición en relación al extracto acuoso de propóleo
Ecuatoriano y al gluconato de clorhexidina.
Comparar el promedio de los diámetros de halo de inhibición del “Streptococcus
Mutans” frente al extracto acuoso de propóleo Ecuatoriano y el gluconato de
clorhexidina.
4
1.2. JUSTIFICACIÓN E IMPORTANCIA
En la búsqueda de un método de control y prevención de la “caries dental” se han
empleado distintas estrategias, con las cuales no se ha conseguido una reducción de la
incidencia de la misma; debido a que la caries dental es una enfermedad de la cavidad oral
que se presenta en cualquier época de la vida, si no se da tratamiento temprano, pueden
ocasionar el deterioro de la unidad dentaria y posterior perdida de la misma.
En relación el presente proyecto de investigación plantea la utilización de sustancias
antimicrobianas de origen natural como el extracto de propóleo que inhibe el crecimiento
del “Streptococcus Mutans”, enfatizando que al ser natural, no generará alteraciones
futuras en la cavidad oral; no descartando la existencia de sustancias antimicrobianas
químicas como el Gluconato de Clorhexidina, que también es eficaz para la inhibición de
este microorganismo, recalcando que su utilización prolongada causa alteraciones en la
cavidad oral.
Sin embargo, con el presente proyecto de investigación surge de la inquietud por conocer
cuál de las dos sustancias es más efectiva al inhibir al microorganismos y si el uso de sus
principios activos ofrecen una medida profiláctica alternativa.
1.3.HIPÓTESIS
Puede el extracto de propóleo ecuatoriano vs gluconato de clorhexidina ejercer mayor
actividad antibacteriana in vitro sobre cultivos de “Streptococcus Mutans”.
5
CAPÍTULO II
2. MARCO TEÓRICO
2.1. PREVENCIÓN
En la actualidad como lo mencionó (Vignolio, 2011), existe suficiente conocimiento
científico sobre la etiología de la caries y sobre los factores causantes de este proceso para
que desarrollemos estrategias preventivas eficaces. No hay excusa para no utilizar este
conocimiento como intento de controlar la caries. Por lo tanto, el profesional odontológico
y las autoridades gubernamentales deben dar una alta prioridad a la prevención de caries
En contraste con la promoción de la salud, la prevención tiene como objetivo el reducir el
riesgo de una enfermedad específica.
La prevención se describe en tres niveles como lo refirió (Cuenca, 2005); primario,
secundario, terciario:
PREVENCIÓN PRIMARIA: tiene como objetivo disminuir la ocurrencia de las
afecciones o patologías, esta actúa directamente en el periodo prepatogenico de la
enfermedad; actúa sobre los factores causales y predisponentes o condicionantes
es decir previene la ocurrencia de lesiones nuevas de caries.
Presenta dos subniveles que son:
Prevención Inespecífica: que se refiere a las medidas aplicables al individuo, a la sociedad
o el medio, con el fin de evitar la aparición de la enfermedad en general.
6
Prevención Específica: previene a una enfermedad o afección determinada.
PREVENCIÓN SECUNDARIA: Actúa cuando la prevención primaria ha
fracasado o no ha existido de la caries es la detección temprana y la intervención
oportuna para detener lesiones tempranas de caries
PREVENCIÓN TERCIARIA: La enfermedad ya se ha establecido, con o sin la
presencia de secuelas, es allí donde aparece la prevención terciaria. En este caso de
la caries es la restauración de cavidades para prevenir la destrucción adicional,
eventualmente originando la pérdida del diente.
7
2.2. ECOLOGÍA BUCAL
En la cavidad oral (Rioboo, 2002), mencionó que la ecología comprende el estudio de las
relaciones entre los microorganismos y el ambiente. La cavidad bucal es considerada un
ambiente, por lo que las propiedades de este ambiente influyen en la composición y la
actividad de los microorganismos que se encuentran en él.
La microbiota de la cavidad bucal es compleja y comprende más de 300 especies, que
incluye microorganismos endógenos y exógenos capaces de colonizar y en algunos casos
comportarse como oportunistas si el medio bucal lo permite.
(Bordoni, 2010), explicó en la cavidad oral existen diferentes superficies donde pueden
colonizar los microorganismos:
Labios:
Es la zona de transición entre la microbiota de la piel y de la boca; los
microorganismos característicos de la piel son Staphylococcus, Micrococcus y
bacilos Gram negativos.
Mucosa yugal:
Predominan los Streptococcus mitis, Streptococcus sanguis y Streptococcus
salivarius.
Paladar:
Streptococcus, Lactobacillus y Haemophilus.
La deficiencia de la higiene oral favorece el desarrollo de un hongo levaduriforme
llamado Cándida albicans que produce diversas patologías.
8
Lengua:
Streptococcus salivarius, S. mitis y un bajo número de S. sanguis. También se han
aislado especies de Haemophilus, Lactobacillus, Veillonella, Neisseria,
Bacteroides, Fusobacterium y espiroquetas.
Un microorganismo llamado Stomatococcus mucilaginosus, también ha sido
aislado en la lengua y en la nasofaringe y se ha comprobado que produce en
polisacárido que aumenta su virulencia.
Saliva:
Esta no posee una microbiota propia.
Surco gingival:
En el estado de salud se detectan Gram positivas aerobios y anaerobios facultativos:
S. sanguis, S. Mitis, enterococos y bacilos filamentosos.
En el estado de enfermedad aparecen anaerobios Gram negativos: Porphyromonas,
Prevotella, Fusobacterium, Veillonellas y treponemas.
Porphyromonas, Prevotella, Fusobacterium, Veillonellas y trepopnemas.
9
2.3. CARIES DENTAL
(Silverstone, 1985), definió a la “caries dental”, como la destrucción o rompimiento de los
dientes, en donde existe una ruptura del tejido que conforma el diente como el esmalte,
dentina y cemento, que se produce por la acción de las bacterias en la superficie dental.
(Thysltrup, 1998), la enuncio como una enfermedad que presenta múltiples factores
causales, universal, que se caracteriza por la disolución química localizada, de los tejidos
duros del diente por la acción de los ácidos orgánicos, resultantes del metabolismo
bacteriano de azúcares.”
En efecto (Bordoni, 2010), citó a la “caries dental” como la enfermedad multifactorial,
que posee algunos aspectos etiológicos, lo cual tendrá influencia en su prevención y
tratamiento futuro.(Henostroza, 2007), la definió como un proceso de desmineralización
que se produce en los dientes, por el ácido bacteriano, que se inicia debajo de la superficie
dental.
Por las consideraciones anteriores (Henostroza, 2007) citó a (Miller 1890) quien llegó a la
conclusión de que la “caries dental” es el resultado de la descalcificación producida por el
ácido de las bacterias presentes en la cavidad oral; seguida de la colonización y destrucción
de los tejidos del diente. Es una de las enfermedades que se presenta con frecuencia y
continuará siendo una causa importante de pérdida de dientes.
(Barrancos, 2006), recopiló definiciones de la “caries dental” y encontró que Bhaskar, la
describió como una enfermedad que se presenta frecuentemente en el ser humano; como
resultado de varios procesos de destrucción claramente localizada en los tejidos duros
10
dentarios que se desarrollan en forma progresiva e irreversible al comenzar en la superficie
externa del diente y avanza en profundidad.
(Henostroza, 2007), definió a la “caries dental” es la enfermedad infecciosa y contagiosa
de las piezas dentales, que se desarrolla como una desintegración en progreso de los tejidos
calcificados, en presencia de microorganismos los cuales actúan sobre los carbohidratos
fermentables provenientes de la alimentación. Consecuencia de esto se produce la
desmineralización de la porción mineral y la disgregación de la parte orgánica,
(Henostroza, 2007), citó a (Magitot, 1886) quien también definió a la “caries dental” como
proceso que deteriora la estructura del diente, que se presenta avanzado, cuyo desarrollo
inicia antes de que se las pueda observar sus consecuencias: cavidades u orificios.
Al respecto (Mount, 1999), consideró que la “caries dental” es una alteración persistente
en la cavidad oral, debido a agentes etiológicos que favorecen la desmineralización y
predominan sobre los que favorecen la re mineralización y reparación de estos tejidos.
En relación (Mount, 1999) cita a (Bunting1953;Holmen y cols., 1885), ya que describieron
a la “caries dental” como una enfermedad crónica que se presenta multifactorial, de
evolución lenta, auto limitada, que en ocasiones se detiene (inactiva) y de no tratarla
oportunamente, destruye por completo los dientes.
11
2.3.1. ETIOLOGÍA
Cuando se menciona la Etiología de la “caries dental”, nos referimos a una enfermedad de
múltiples factores y por lo tanto existen diversas teorías al respecto (Negroni, 2009), refirió
la existencia de tres factores que intervienen en la formación de “caries dental” que
representan la triada de Keyes: un factor que está representado por el “microorganismo”
que frente a un factor “sustrato” consigue afectar a un tercer factor “hospedador” en este
caso el (diente). Además argumentó que se necesita que transcurra un periodo considerable
para la formación de procesos cariosos, por lo que el tiempo forma parte de dichos factores
de riesgo.
(Escobar, 2009), evidenció que la placa dental es un prerrequisito indispensable para dar
origen a la caries dental.
La teoría quimioparasitaria (acidogénica) refiere que la caries inicia a partir de ácidos
(principalmente ácido láctico), producido principalmente por los microorganismos bucales
a consecuencia de la fermentación de los carbohidratos de la dieta que provoca una serie de
cambios que ocurren por el desequilibrio iónico en el proceso de desmineralización y
mineralización de los tejidos duros del diente.
En relación (Ketterl, 1994),corroboró que la ingesta elevada de azucares en la dieta,
provocará un aumento del crecimiento bacteriano, así como, una hiperactividad metabólica
de dichas bacterias que consecuentemente darán lugar a la desmineralización de las piezas
dentarias, estos microorganismos pueden desarrollarse en superficies dentarias, formar
ácidos y sintetizar polisacáridos a partir de los azucares, así como, tolerar elevadas
12
concentraciones de ácidos; casi todas las especies de microorganismos encontrados en la
cavidad oral del ser humano reúnen una o más de estas características.
En efecto y aportando sus conocimientos (Shafer, 1986), argumentó que existen grupos de
microorganismos predominantes dentro de la placa dental siendo estos los estreptococos
(S. Mutans, S. sanguis, S. mitis y S. Salivarius), actinomices (A. viscosus, A. naeslundii, A.
israelii y veillonellae (V. parvula, V. alcalescens), considerando al Streptococcus Mutans
como el factor etiológico principal en la caries dental.
Así mismo (Ketterl, 1994), sostuvo que los microorganismos potencialmente cariogénicos
crecen ilimitadamente mediante secreciones de saliva y moco (constituido
fundamentalmente por glicoproteínas), además de líquido fisiológico del surco gingival.
Sin embrago, la abundante ingesta de azucares altera la normalidad y provoca un daño en
el huésped. Al existir un incremento en el aporte de sustratos esto favorece al aumento de
acumulaciones bacterianas conocida como placa dental.
13
2.4.GÉNERO STREPTOCOCCUS
(Negroni, 2009), describió al género como cocos Gram positivos que se presentan
morfológicamente, de forma esférica de manera ordenada; ya sea en cadenas o pares;
durante su crecimiento no forman esporas y no son móviles, son anaerobios facultativos,
forman ácido láctico como producto resultante principal de la fermentación de la glucosa.
2.4.1. ESTRUCTURA.
(Liebana, 1995), citó que de acuerdo a las especies pueden distinguirse, además del ADN
cromosómico, citoplasma, otros elementos de gran interés son:
a) Ácidos teicoicos y lipoteicoicos: Intervienen en procesos de adhesión.
b) Carbohidratos de la pared celular: Intervienen en procesos de adhesión.
c) Proteínas de la pared celular: Estos cumplen varias funciones como la
adhesión, actividad enzimática, algunas se portan como adhesinas fijándose
a superficies blandas, también puede actuar como elementos receptores de
glucanos y también tienen acción fagocitaria.
d) Fimbrias: Intervienen en la adhesión y en los fenómenos de agregación y
congregación.
e) Capa mucosa: Es de gran importancia en los procesos de adhesión.
(Negroni, 2009), definió al “Streptococcus Mutans” como un microorganismo que forma
parte permanente de la cavidad oral posterior a la erupción dental, debida específicamente
a que requiere de tejido duro no descamativo para su colonización. Los niños lo adquieren
por la saliva de sus madres, estas evidencias provienen de varios estudios realizados que
14
muestran un patrón idéntico al ADN cromosomal en las bacterias de los niños y sus
madres.
Según (Cawson, 2009), pruebas realizadas indican que los estreptococos serán esenciales
para el desarrollo de “caries dental”, sobre todo en las superficies lisas de la estructura
dental.
Este microorganismo Gram positivo, fue aislado e identificado por el Dr. Clake en 1924
quien fue citado por (Nolte, 1971), a este microorganismo lo aisló a partir de lesiones
cariosa en seres humanos. Lo denominó Streptococo por las formas que presento en su
estudio las cuales se presentaban mutantes: coco bacilo (forma ovalada) en un medio ácido
y coco (forma redonda) en un medio alcalino. En los cultivos de agar sangre, las colonias
se podrá diferenciar fácilmente: altas, convexas, turbinadas, mucoides de 0.5 a 1mm de
diámetro, y opacas con un aspecto similar al vidrio esmerilado.
15
2.5.GRUPO STREPTOCOCCUS MUTANS.
En relación (Liebana, 1995)describió al “Streptococcus Mutans” como un microorganismo
acidógeno y acidúrico que se ha asociado a la caries dental.
Además (Liebana, 1995), citó a Loesche, 1986, quién introdujo el concepto de
“Streptococcus Mutans” para aquellos Streptococcus que fermentan el manitol, el sorbitol
y producen glucanos extracelulares a partir de sacarosa y son cariogénicos. En forma
concomitante con la síntesis de dextrano a partir de la sacarosa, las colonias de este
microorganismo segregan un exudado acuoso en la superficie del medio de cultivo, a
menudo lo suficientemente abundante para que corra y forme un charco en torno a la
colonia.
Grafico 1. “Streptococcus Mutans”. Fuente: Liébana, 1995.
(Negroni, 2009), refirió que se desarrollan en medios de cultivo que contienen sacarosa
pueden producir polisacáridos extracelulares, estos van adquiriendo una apariencia opaca,
rugosa y blanca, no adherente al medio de cultivo y ocasionalmente rodeada de polímeros
de glucanos de aspecto húmedo. Estos Streptococcus no hidrolizan el almidón y fermentan
la inulina, manitol y sorbitol. Del metabolismo de la sacarosa, producen principalmente
ácido láctico, que es fundamental en la virulencia, debido a que es el ácido más potente que
interviene en la desmineralización del diente.
16
2.5.1. CARACTERÍSTICAS MICROBIOLÓGICAS
En cuanto a las características que presentan microbiológicamente, las describió como
cocos Gram positivos que se asocian en parejas y cadenas que pueden ser largas o cortas,
además son anaerobios facultativos.
Cuando se desarrollan en presencia del aire, su crecimiento se ve favorecido por una
atmosfera que contenga de 5-10 % de CO2. La temperatura óptima para su crecimiento es
de 36+1ºC.(Silverstone, 1985).
2.5.2. MEDIOS DE CULTIVO
(Totora, 2007), indicó los medios de cultivos idóneos para el crecimiento del
“Streptococcus Mutans”, al mencionar que necesitan de albumina para poder crecer de
manera inicial.
A esta albumina se la acompañada de suero de sangre. Después que se aclimate a estas
sustancias puede desarrollarse en agar común.
En medios de cultivo sólidos se presentaran formando colonias pequeñas, redondeadas,
ligeramente convexas y opacas, son como pequeñas cadenas cortas. En medios de cultivos
líquidos el aspecto que presentaran es granuloso, formándose unos grupos que tienden a
depositarse en el fondo de los tubos, al medio ambiente mueren de 3 a 5 días y en caldo
duran 8 días.
17
2.6. PROPÓLEOS
2.6.1. ETIMOLOGÍA
(Perelli, 2012), definió el significado de la palabra propóleo; deriva del griego “Pro” que
significa defensa de; y “polis” que significa panal.
2.6.2. DEFINICIÓN
(Perelli, 2012), definió al propóleo como una sustancia de características resinosas que las
abejas en su edad adulta producen, con el fin de garantizar la asepsia de la colmena.
Al respecto(Carrillo, 2011), lo denominó como un producto natural, resinoso, verde pardo,
castaño o incluso negro, según su origen botánico y es elaborado por las abejas con las
secreciones que ellas recogen en los álamos, sauces y algunas plantas herbáceas.
(Lacalle, 2010), nombró al propóleo como una sustancia resinosa que las abejas recolectan
de las yemas de los árboles y algunos vegetales.
(Mayta, 2009), lo refirió como una sustancia compleja por estar constituida por una gran
variedad de compuestos químicos, su composición varía de acuerdo a la zona de
procedencia.
(Huayhua, 2009), lo describió como un producto de origen apícola que las abejas los
recolectan de las resinas secreciones de las yemas del álamo, roble, y otros arbol4es
especialmente coníferas.
18
De la misma manera (Eguizábal, 2007), definió al propóleo como una mezcla de sustancias
resinosas, gomosas y balsámicas, recogidas de ciertas plantas como: las coníferas (pinos,
abetos, cedro), frutales (ciruelo, cerezo, manzano, mango, palto, peral), algarrobo, álamo,
acacia, sauce, eucalipto, pequeños arbustos y herbáceas.
2.6.3. RESEÑA HISTÓRICA
(Eguizábal, 2007), recopiló datos sobre la utilización del propóleo desde tiempos muy
antiguos. Los sacerdotes del antiguo Egipto lo utilizaban muy frecuentemente como
sustancia medicinal y como parte integrante de los ungüentos cremas de embalsamar.
Aristóteles (384 – 322), elaboró una colmena transparente para estudiar la vida de las
abejas y éstas se lo impidieron cubriendo las paredes con una sustancia oscura. En sus
escritos él citó al propóleo como el “remedio ideal para golpes, contusiones” y fueron
precisamente los griegos quienes le dieron el nombre de "propóleos": pro que significa
"defensa o delante " y polis que quiere decir ciudad, ósea “defensa de la ciudad de las
abejas”.
Galeno en el siglo II, mencionó al propóleo en sus trabajos, y el famoso médico y filósofo
persa Avicena, en el siglo XI, dice del mismo: "Tiene la cualidad de curar las heridas de
puntas de flechas y las espinas, vivifica, limpia fácilmente y ablanda fuertemente.."En el
primer libro médico, libro de preparación de medicamentos para todas las partes del cuerpo
humano, escrito en el período de Ebers (1700 AC) se mencionó la cera y el propóleos
como medicinas, a partir de entonces el propóleos se usó por casi todas las civilizaciones,
China, India, Romanos, Persas, los Incas lo utilizaban cuando se presentaba un cuadro de
19
infecciones febriles y en el continente Europeo lo usaron los franceses en los siglos XVIII
y XIV para el tratamiento de llagas.
Cuando se descubre la penicilina y demás antibióticos se olvidan del propóleo, pero por los
efectos adversos que estos causan a la salud se lo volvió a utilizar al propóleo, con
múltiples aplicaciones.
Su utilización se ha mantenido durante siglos hasta nuestros días, en que se están
realizando varias investigaciones científicas sobre el empleo de preparados a base de
propóleo en los campos de la biología, la medicina humana y la odontología.
2.6.4. DESCRIPCIÓN GENERAL
(Perelli, 2012), citó a las especies de abejas que producen propóleo entre ellas tenemos:
“Apis mellifera, Melipona quadrifasciata, Melipona Compressipes”, sin embargo han
demostrado estudios que los propóleos de las abejas de procedencia africana (Apis
mellifera) presentaron mayor efectividad antimicrobiana que las abejas que tienen
procedencia europea.
Grafico 2. Abeja Apis mellifera. Fuente: Torres,2011.
20
(Lacalle, 2010), describió la utilización que las abejas le dan al propóleo: Lo recogen y
transforman para desinfectar la colmena y como agente antimicrobiano, les permite tapizar
la colmena para evitar contaminantes internos, reforzar y construir panales, proporciona
mayor estabilidad, sellan grietas del panal para evitar corrientes de aire, es el responsable
directamente de garantizar la asepsia de la colmena, ya que este lugar es prolifero para el
desarrollo de virus y bacterias, debido a que presenta humedad y temperatura adecuadas
para dicho motivo.
(Eguizábal, 2007), enunció más utilidades que le dan las abejas al propóleo: Evitar las
vibraciones de las colmenas, Amortiguar los sonidos intensos, Mantener estable la
temperatura de la colmena (30º C), Mantener estable el nivel de humedad, Momificar y
aislar los cadáveres de aquellos enemigos que no pueden eliminarlos por su tamaño.
(Mayta, 2009), argumentó que el propóleo se puede presentar aromático debido a su
contenido de aceites esenciales y según el origen botánico y la época de recolección puede
presentarse con un sabor amargo, ligeramente picante o insípido de consistencia sólida
generalmente. Cabe considerar que respecto a la coloración y consistencia del propóleo
existen diferentes descripciones (Peña, 2008), enunció que puede ser ocre, rojo, pardo,
marrón claro o verde algunos pueden desintegrarse fácilmente, mientras que otros son
gomosos y elásticos a la vez.
(Lacalle, 2010), refirió las características morfológicas al decir que varían dependiendo de
las condiciones que rodean a la colmena, en relación al clima y vegetación circundante;
además describió el color que podría presentarse verde, verde castaño, amarillento hasta
negro.
21
(Dussart, 2007), describió cómo se realiza el proceso de recolección del propóleo por parte
de las abejas; lo desprenden y se lo llevan en la corbícula(es el mismo sitio en el tercer par
de patas donde aglutinan los granos de polen). Lo descargan de sus extremidades con la
ayuda de otras abejas de la colmena y lo procesan mezclándolo con enzimas, polen, ceras y
a veces cierta cantidad de tierra o cenizas para que obtenga mayor consistencia.
(Perelli, 2012), enunció que los compuestos identificados en el propóleo provienen de tres
fuentes: exudados de plantas colectadas por las abejas, sustancias segregadas por el
metabolismo de las abejas y materias que han sido introducidas durante su elaboración.
(Eguizábal, 2007), refirió la existencia de dos teorías sobre la procedencia del propóleos
elaborado por las abejas.
La primera mencionó que es recolectado por las abejas de más de 15 días que, con sus
mandíbulas, toman las partículas resinosas que hay sobre las yemas de diferentes plantas y
árboles, para almacenarla en los cestitos del polen. Las enzimas de su boca participan
también en la operación para evitar su adherencia.
La segunda manifiesta que se trata de un producto resultante de la digestión del polen y
que se efectúa en un pequeño órgano que la abeja posee entre el buche y el intestino medio.
22
2.6.5. CARACTERÍSTICAS DEL PROPOLEO
Grafico 3: Propóleo en estado natural. Fuente: Torres ,2011.
(Eguizábal, 2007), indicó las características que constituyen las propiedades primarias de
esta sustancia:
• Aspecto: Esferas, granos, briquetas. Existe una estrecha relación con el método
de cosecha empleado.
• Estructura: Espesa, no homogénea, presencia de impurezas mecánicas y de
cera, el cual depende del método de cosecha, pero no debe ser excesivo.
• Color: Verde oscuro, amarillo, amarillo-verdoso, pardo, pardo rojizo, pardo
oscuro, hasta negro.
• Consistencia: A temperaturas superiores a 300C es blando y menores de 15
0C
duro y quebradizo.
• Olor: Resinoso, aromático, denota la presencia de aceites esenciales y miel en el
producto. Pero también existen propóleos inodoros.
• Sabor: Generalmente amargo, picante e insípido en raras ocasiones.
23
2.6.6. CARACTERÍSTICAS FÍSICAS
(Eguizábal, 2007) y (Lacalle, 2010), describieron algunas características físicas que puede
presentar el propóleo:
Punto de Fusión: oscila desde 590C hasta 70
0 u 80
0C
Solubilidad: Baja e insoluble en agua, pero puede ser disuelto en solventes como
alcohol etílico, acetona, benceno y soda cáustica; siendo el alcohol etílico el
solvente más recomendado ya que permite extraer con más eficiencia los principios
activos y bajas concentraciones de cera.
Densidad: Superior a la de la cera
2.6.7. COMPOSICIÓN QUÍMICA
Con respecto a la composición química del propóleo se plantea varias investigaciones; a
pesar que de que no ha sido determinada con exactitud, (Perelli, 2012), lo definió como
compleja y variable de acuerdo al origen botánico, en relación (Eguizábal, 2007),
mencionó que cada región presenta condiciones de flora diversa, dependientes de
fenómenos locales, influenciados por la temperatura, la precipitaciones, el tipo de suelo, la
humedad relativa y brillo solar.(Perelli, 2012), resumió que presenta en su composición
química terpenos, polisacáridos, ácidos aromáticos, polifenoles, esteres de ácidos
fenólicos, minerales, vitaminas y aminoácidos. En relación (Peña, 2008), describió que se
han descrito más de 300 compuestos químicos que contiene el propóleo. Además (Dussart,
2007), añadió que el propóleo posee sustancias que están presentes constantemente, pero
puede variar en cuanto a su cantidad relativa según la flora del lugar y la estación del año.
Con referencia a lo anterior (Huayhua, 2009), describió cuales son los compuestos que
frecuentemente se presentan y los describió así; bálsamos y resinas, los que contienen:
24
Flavonoides y ácidos fenólicos y esteres (50%);
Ceras en cantidades variables (75% a 35%),
Aceites volátiles (10%);
Polen (5%)
Impurezas (4,4% a 19,5%).
Pequeñas cantidades de terpenos, taninos, restos de la secreción de las glándulas
salivales de las abejas y posibles contaminantes.
2.6.8. PROPIEDADES TERAPÉUTICAS DELPROPÓLEO
Existen diversos estudios tanto en Europa como en Latinoamérica en referencia a las
propiedades terapéuticas del propóleo entre las cuales se destacan los mencionados por
(Perelli, 2012).
Antibacteriano: Importante actividad sobre distintos géneros como Gram positivo
y en menor grado frente a Gram negativo, en particular con Staphylococcus
aureus, Escherichia coli, Salmonella spp y Streptococcus sp. Micrococcus sp,
Bacillus sp; Pseudomona Aeruginosa, Klepsiella pneumoniae. Los principales
responsables son los Flavonoides: Galangina y Pinocembrina.(Carrillo, 2011),
aportó mencionando al Enterococus sp, Salmonella enteriditis y S. Typhimurium.
Además (Huayhua, 2009), incluye a microorganismos como Bacillus larvae, B.
subtilis, Bacilo de Koch, Shigella, Giardia lambia, incluso contra algunos
resistentes a los antibióticos, como el Streptococcus piogenes.
Fungicidas: Por su acción antimicótica se han obtenido excelentes resultados en
micosis cutáneas, bucales e incluso genitales causadas por Cándida albicans.
25
Al respecto(Huayhua, 2009), señaló que se presenta en distintos grados con acción
fungicida, frente a especies como Aspergillus niger, Botrytis cinérea .Frente a
Cándida Albicans, en cavidad oral el extracto etanólico de propóleo al 20% se
presenta más activo que la nistatina y supera a otros fúngicos como el fluconazol,
clotrimazol.
Antiviral: El propóleo inactiva los virus de herpes simple tipo 1 y 2. De la misma
manera (Huayhua, 2009), aportó que posee efectos inhibitorios frente al virus de
viruela, influenza, gripe aviaria, el virus de la gripe de Hong Kong.
Los Flavonoides como apigenina, acacetina y pectolinarigenina que están presentes
en las yemas del álamo y del abedul están relacionados a esta actividad.
Antiprotozoaria: Se ha descrito cuatro compuestos de propóleo bacilo activo
contra Trypanosoma cruzi, Y este efecto se obtiene a las 24 horas en que
desaparecen los tripomastigotas. También evita la infección protozooria causada
por los macrófagos peritoneales.
Antiinflamatoria y Analgésica: Esta propiedad se debe a la presencia de
Flavonoides como, galangina. Este compuesto es capaz de inhibir la ciclooxigenasa
(COX) y la actividad lipooxigenasa. Otro compuesto, el éster fenetil ácido caféico
(CAPE), también presentes en el propóleo, muestra actividad antiinflamatoria
inhibiendo la liberación de ácido araquidónico de la membrana celular, lo que
conduce a la supresión de la COX-1 yCOX-2.
26
Antioxidante: Se debe a su actividad anti radicales y al efecto inhibidor sobre el
ión cuproso. La capacidad antioxidante del propóleo se debe principalmente a los
compuestos fenólicos y los Flavonoides que contiene.
Antitoxica: la galangina, Flavonoides que abunda en el propóleo, con propiedades
antioxidantes y capaces de modular la actividad enzimática y de suprimir la
genotoxicidad de muchos productos químicos, se ha propuesto para la prevención
del cáncer.
Actividad cicatrizante: favorece la cicatrización, ya que estimula la regeneración
epitelial y la micro circulación, por ello, desde la antigüedad se utiliza junto con la
miel y en forma de apósitos o vendajes oclusivos, en el tratamiento de heridas y
lesiones ulcerosas de diferente etiología, incluso para la lepra.
2.6.9. MECANISMO DE ACCIÓN
En relación a los compuestos presentes en el propóleo que tienen acción terapéutica
(Vargas, 2013), ha recopilado esta información; que se describe a continuación:
Tabla 1: Mecanismo de acción de cada uno de los componentes del propóleo.
Propiedad Terapéutica Compuesto Químico que permite
la acción terapéutica
Antibacteriano Pinocembrina,Kaemferol y ácido
caféico
Antimicotico Pinocembrina,ácidoáceticoycaféico
Antiviral Acidocaféico,luteolina y quercetina
Antiséptico Acido Benzoico
Antimutagenica Acidoferúlico,acidocinámilo y
acidocoumárico
Citotoxicidad y
Antitumoral
Acidocaféico,fenetilester,quercetina
y crisina
27
Anestésico Local Pinocembrina
Antihemorragico Flavonoides
Cicatrizante Acidos fenólicos y Flavonoides
Efecto aglutinante Acidoferúlico
Estimula la mitosis y
aumenta la biosíntesis de
las proteínas
Arginina
Curación de ulceras
gastroduodenales
Luteolina,apigenina.pinocembrina
y galangina
Histaminopectina Quercetina
Antioxidante Flavonoides,acidocaféico y
fenetilester
Antiinflamtorio Falavonoides y acidocaféico
Espasmolitico Quercetina y kaempferide
Promueve el desarrollo
de colágeno y elastina
Acidoferulico
Fuente: Biotecnia Revista de ciencias Biológica y de la salud. Elaborado por: (Vargas,
2013).
Adicionalmente (Vargas, 2013), explicó el mecanismo de acción de la galangina, que
consiste en degradar la membrana citoplasmática de las bacterias, lo que conduce a una
pérdida de iones de potasio, provocando autolisis de la célula. La quercetina, aumenta la
permeabilidad de la membrana, y disipa su potencial, haciendo que las bacterias pierdan su
capacidad de motilidad, transporte de membrana y síntesis de ATP, haciéndolas más
vulnerables al ataque inmunológico y potenciando a los antibióticos. Mientras que la
capacidad antibacteriana de los Flavonoides es clara, no parece haber una causa específica,
lo que sugiere que hay un efecto combinado o sinérgico en el trabajo.
2.6.10. REACCIONES ADVERSAS
En cuanto a las reacciones adversas que presenta el propóleo (Huayhua, 2009), describió al
propóleo como atoxico y que al ingerir dosis diarias de 1,4 gramos por kilogramo de peso
no causa ningún efecto negativo en estudios en ratones.
28
A pesar de lo referido anteriormente existe la presencia de efectos; en los apicultores al
estar expuestos como dolor de cabeza, y masticar grandes cantidades de propóleo produce
náuseas y trastornos digestivos. (Huayhua, 2009), recomendó antes de iniciar un
tratamiento con propóleo, realizar una prueba de alergia bien por aplicación tópica del
producto en la zona del antebrazo o por vía oral, adoptando las debidas precauciones.
Las reacciones adversas a la aplicación local de propóleo son escasas y se refieren
generalmente a reacciones alérgicas de hipersensibilidad de tipo dermatitis de contacto,
como lo refirió (Peña, 2008).Al respecto (Moreno, 2007), ha recopilado un total de 250
casos de alergias por dermatitis de contacto al propóleos. Dichos reportes mencionados se
describen con dermatitis en las zonas palmares y dedos, correspondiente a la manipulación
de partes de la colmena que contienen propóleo, o bien, se han visto reacciones alérgicas
en la mucosa oral, mucosìtis orales agudas con ulceraciones, debido a la ingesta de grageas
o gotas de propóleo. Además (Eguizábal, 2007), mencionó que el principal agente
sensibilizante descubierto en la composición de propóleo corresponde a 3-metil-2-
butenilcafeato y feniletilcafeato. Posiblemente existan otros alérgenos no descubiertos a la
fecha, que estén contenidos en el propóleo.
2.6.11. USO DE PROPÓLEO EN ODONTOLOGÍA
Algunos autores plantean la utilización del propóleo en la odontología como agente
antibacteriano para el control de la placa o en el tratamiento de diversas infecciones que se
puedan presentar en la cavidad oral.
Uso en Odontopediatría y Prevención: (Premoli, 2009), mencionó el potencial
anticariogénico del propóleo ha sido demostrado a través de varios estudios los
cuales han revelado la reducción de la incidencia de caries y acumulación de placa
29
dental in vitro e in vivo; sugiriendo que existen dos mecanismos asociados con las
propiedades anticariogénicas/ antiplaca del propóleo como son la actividad
antimicrobiana contra bacterias cariogénicas y la inhibición de la enzima
glucosiltransferasa.
El propóleo inhibe la glucosiltrasferasas, enzimas producidas por el “Streptococcus
Mutans”, puede sintetizar determinados exopolisacáridos y destruir al diente.
En presencia de algún antibiótico, los exopolisacáridos impiden que esas bacterias
les brinden un método para adherirse a otras y formar lo que conocemos como
placa dentobacteriana, que ocasiona la perdida de piezas dentales. al inhibir las
glucosiltrasferasas y evitar la síntesis de polisacáridos, el propóleo altera la
formación de placa dentobacteriana, por eso se incorpora actualmente a algunos
dentífricos y enjuagues.
Se lo considera anticariogénico debido a que las colonias de “Streptococcus
Mutans”, decrece considerablemente por consiguiente la infección.
Uso en Periodoncia: (Torres G. , 2011), mencionó el uso en Periodoncia al
describir el efecto positivo del propóleo sobre el periodonto ha sido demostrada su
actividad antiinflamatoria, antimicrobiana, anestésica y cicatrizante, en casos de
gingivitis crónicas y úlceras bucales recurrentes e inespecíficas.
Uso en Endodoncia: Hasta el momento se han utilizado diversidad de
medicamentos para la irrigación y limpieza del conducto radicular siendo el
hidróxido de calcio Ca(OH)2 el tratamiento endodóntico de elección; sin embargo
emplearon un propóleo acuoso al 22% como tratamiento pulpo radicular y lo
compararon contra el Ca(OH)2 observando que a los 21 días del tratamiento, el
30
82,2% (54/70) de los pacientes tratados con el propóleo acuoso al 22% presentaron
sus conductos en condiciones de ser obturados, en contraste con el 85,7% (60/70)
tratados con Ca(OH)2, y a los 28 días del tratamiento el 92,8% (65/70) de los
pacientes tenían sus conductos listos para ser obturados sin presentar casos de
empeoramiento o alergia al medicamento con respecto al 97,1% (68/70) del grupo
control (Ca(OH)2); indicando que el Propóleo Acuoso al 22% es un producto eficaz
en el tratamiento endodóntico ya que sus resultados son similares a los obtenidos
con el tratamiento de los conductos radiculares con Ca(OH)2. De tal manera que el
propóleo representa una alternativa de tratamiento, donde el costo por paciente es
muy bajo, además que no afecta la coloración del diente.
Otros estudios refieren a (Manara, 2010), quién observó la regeneración de la
pulpa dental con gangrena a través de tratamiento con propóleo en comparación
con el hidróxido de calcio, destacando que la respuesta pulpar no se presentaron
diferencias significativas entre la aplicación del propóleo y el hidróxido de calcio.
Ambos materiales son utilizados para el recubrimiento pulpar y fueron comparados
en relación a la reorganización y vascularización normal de la pulpa, indicando que
el propóleo demostró mejor respuesta en todas las categorías comparadas después
de 7 días, excepto para la deposición de dentina reparativa; después de 14 días el
hidróxido de calcio demostró ser ligeramente superior al propóleo en mantener una
buena respuesta inflamatoria y estabilizar la población bacteriana. Sin embargo, es
necesario llevar a cabo más estudios en el tratamiento y control de las infecciones
endodónticas.
Uso en Cirugía: (Romero, 2009), refirió la utilización del propóleo en cirugía oral,
utilizado en heridas quirúrgicas (alvéolos) post extracciones dentarias; realizando
31
experimentos con una solución hidroalcohólica al 10% de propóleo y una solución
hidroalcohólica pura aplicados en alvéolos inmediatamente post extracción,
evaluando su efecto sobre la epitelización de las heridas y aceleración de la
cicatrización, se han encontrado efectos positivos.
(Da Silva G.2008), realizó un estudio comparando la actividad antibacteriana de 2
pastas de extracto de propóleo asociado a hidróxido de calcio, determinando que las
pastas que contiene propóleo presentan mayor actividad biocida frente a
microorganismos de piezas dentarias con signos de necrosis y fistula.
El efecto anti fúngico ha sido revisado por (Rodriguez, 2007), quienes comprobó
que es una buena alternativa al tratamiento de la candidiasis oral, al presentar
actividad fungicida frente a C. albicans y remitir las lesiones características de esta
enfermedad. En Periodoncia vemos que propóleo tiene actividad biocida frente a un
microorganismo aislado como es P. gingivalis según (Del Rio, 2009), además se
comprobó que es efectivo frente a microorganismos presentes en bolsas
periodontales .También se ha utilizado propóleo como componente de cremas
dentales (Gispert, 2000)o como enjuagues demostrando en ambos casos buenos
resultados, así como al compararlo frente a clorhexidina (Ozan, 2012), quienes
demuestran que los preparados de propóleo pueden ser utilizados como enjuague
bucal siendo su efecto citotóxico menor.
32
2.7.CLORHEXIDINA
2.7.1. DEFINICIÓN
(Negroni, 2009), definió a la clorhexidina como una bisguanida catiónica de carga positiva,
que posee un amplio espectro de acción sobre varios microorganismos. Presenta baja
toxicidad y una fuerte capacidad para adherirse a mucosas, a la película adquirida y a los
microorganismos.
(Maya, 2011), definió que en base es mínimamente soluble en agua, pero la forma en sal,
el digluconato, es mucho más soluble.
2.7.2. HISTORIA
La “clorhexidina” se desarrolló en Inglaterra en la década de 1940, inicialmente se
comercializó como antiséptico para heridas de piel en el año 1954.(Bordoni, 2010).
Posteriormente se la comenzó a utilizar en el ámbito médico como una sustancia pre
quirúrgica para la piel ya sea para el paciente o para el personal médico, en el ámbito de
urología cirugía, ginecología, obstetricia.
En el ámbito Odontológico (Lindhe, 2009), relató su uso a inicios de 1970 como enjuague
bucal, por ser un agente anti placa y para prevenir la formación de alteraciones de las
encías como la gingivitis.
33
Löe y Schiott en 1970, demostraron que un enjuague de 60 segundos dos veces al día con
una solución de gluconato de clorhexidina al 0,2% en ausencia de cepillado normal, inhibía
la formación de placa y consecuentemente el desarrollo de gingivitis.
2.7.3. CARACTERÍSTICAS
La clorhexidina es un fármaco derivado del clorofenil biguanido, que presenta ciertas
características como lo describió (Gonzáles, 2010), al referir que tiene una propiedad muy
importante que es la “sustantividad”, la cual le permite que se una a la hidroxiapatita del
esmalte, a la película adquirida y a las proteínas salivales y se va liberando paulatinamente
durante 12 o 24 horas y esto impide la colonización de las bacterias. Por tanto se considera
a la clorhexidina es un agente antibacteriano de segunda generación.
Asimismo (Gonzales, 2011), describió a la clorhexidina como un antiséptico tópico potente
con muy poca posibilidad de absorción; con su acción sobre bacterias Gram positivas y
Gram negativas. En relación (Maya, 2011), mencionó que también se presenta activo
contra anaerobias facultativas y aerobias y, en menor medida, contra hongos y levaduras.
Baja actividad contra Mycobacterium tuberculosis no es esporicida. Además una de las
características más importantes es su actividad in vitro contra virus encapsulados, tales
como el herpes simple, el VIH, el citomegalovirus, el de la influenza, presenta mayor
actividad contra virus no encapsulados. Posee actividad residual por 6 horas, el efecto
antimicrobiano se ve afectado en mínima cantidad por material orgánico en este caso la
sangre. Por ser una molécula catiónica su actividad se ve reducida, por jabones naturales,
cremas de manos que contengan agentes anionicos.
34
Al respecto (Herrera, 2005), citó estudios similares realizados por (Emilson, 1977), que
refieren que el “Streptococcus Mutans” es altamente sensibles a la clorhexidina, en la
cavidad bucal; lo que ocasiona una reducción significativa de procesos cariosos.
2.7.4. MECANISMO DE ACCIÓN
El mecanismo de acción de la clorhexidina fue explicado por (Gonzales, 2011), lo
describió como una un antiséptico tópico, este penetra a la membrana celular microbiana e
ingresa al citoplasma e interfiere con su función; además inhibe la utilización de oxígeno,
lo cual disminuye los niveles de ATP y muerte celular.
Además (Torres, 2009), mencionó que en la cavidad oral se adsorbe rápidamente a las
superficies, incluidos los dientes con película adquirida, proteínas salivales y a la
hidroxiapatita La clorhexidina adsorbida se libera gradualmente en 8-12 horas en su forma
activa, después de 24 horas aún pueden recuperarse concentraciones bajas de clorhexidina,
lo que evita la colonización bacteriana durante ese tiempo.
En relación (Wang, 2007) mencionó, que a bajas concentraciones produce un aumento de
la permeabilidad con filtración de los componentes intracelulares incluido el potasio
(efecto bacteriostático), en concentraciones más altas produce la precipitación del
citoplasma bacteriano y muerte celular (efecto bactericida).
35
2.7.5. FARMACOCINÉTICA
(Torres, 2009), explico que una vez que la clorhexidina ingresa al organismo,
aproximadamente el 30 % del principio activo, se retiene en la cavidad oral después del
enjuague, la cual se libera lentamente en los fluidos orales.
Los niveles plasmáticos de clorhexidina alcanzan un pico de 0,206 pg/g en humanos 30
minutos después de la ingestión de 300 mg de dicho fármaco. No se observan niveles
detectables en plasma de clorhexidina después de 12 horas de la ingesta. La excreción de
clorhexidina se realiza fundamentalmente por las heces (90 %); menos del 1 % se excreta
por la orina.
2.7.6. CONCENTRACIÓN
La clorhexidina suele presentarse en dos concentraciones, como lo mencionó (Licéaga,
2009), estas son al 0,12 % al 0,2 %,
La posología es un buche con 10 ml de producto a una concentración del 0,2 % y de 15 ml
al 0,12 %.
En altas concentraciones se comporta como bactericida, mientras que a bajas
concentraciones su acción es bacteriostática. Al respecto (Licéaga, 2009), mencionó el
gluconato de clorhexidina es un potente antiséptico.
36
2.7.7. INDICACIONES
(Gonzáles, 2010), mencionó las indicaciones de la clorhexidina en el aspecto odontológico
al indicándolo como agente antiplaca, para el tratamiento de gingivitis y periodontitis, en
cirugía periodontal, como irrigador en alveolitis, como desinfectante en estomatitis por
dentaduras (candidiasis subplaca), como tratamiento de ulceraciones aftosas y como
coadyuvante en halitosis. La recomendación de su uso es de dos veces al día, como
enjuague oral debe ser usado por lo menos 30 segundos. No se debe ingerir y debe
expectorarse después de enjuagarse.
Al respecto (Herrera, 2005), citó estudios similares realizados por (Emilson, 1977), que
refieren que el “Streptococcus Mutans” es altamente sensibles a la Clorhexidina, en la
cavidad bucal; lo que ocasiona una reducción significativa de procesos cariosos.
Adicionalmente (Gonzales, 2011) citó a (Nelson, 2000), quien mencionó que la utilización
de enjuagues a base de gluconato de clorhexidina, es beneficioso en la reducción de
“Streptococcus Mutans” y otros microorganismos de la cavidad oral.
Según (Camejo, 1999), demostró que el “Streptococcus Mutans” fue sensible al Gluconato
de clorhexidina, observando la formación de halos de inhibición alrededor de los discos
impregnados con este antiséptico, en los cuales se determinó una media de 8,2 mm entre
todas las muestras.
2.7.8. EFECTOS ADVERSOS
De igual importancia se describieron los efectos adversos por (Torres, 2009), al mencionar
que el efecto adverso más común es la pigmentación marrón de los dientes, de algunos
37
materiales de restauración y de las mucosas sobre todo del dorso de la lengua. La causa
que produce tinción no es del todo clara, al parecer se produce una interacción entre la
molécula que por un grupo catiónica está unida a la superficie del diente y por el otro
grupo e vez de unirse a bacterias se une a sustancias dietéticas ricas en taninos
produciéndose una pigmentación. Otro efecto descrito frecuentemente es la alteración del
gusto, que podría reducirse evitando enjuagarse con agua después de la aplicación de
clorhexidina.
38
CAPÍTULO III
3. METODOLOGÍA
3.1.RECURSOS INSTITUCIONALES
Laboratorio Clínico de la Facultad de Ingeniería Química de la Universidad Central del
Ecuador.
3.2.TIPO DE INVESTIGACIÓN
Transversal: el presente estudio se lo realizó durante un tiempo determinado en los
meses de Diciembre 2014 – Marzo 2015.
Comparativo: Se evaluó si existe diferencia significativa entre los agentes
antimicrobianos (extracto acuoso de propóleo Ecuatoriano y gluconato de
clorhexidina) utilizados para el control de S. Mutans.
Experimental in vitro: Las variables fueron sometidas a experimentación en
condiciones controladas, y posteriormente se describió las causas por las que se
producen los resultados.
3.3.UNIVERSO Y MUESTRA
La muestra fue escogida bajo la referencia de; (Telleria, 2013); la misma que evaluó 20
unidades experimentales del estudio que realizo, para evitar errores en la experimentación
se realizaron 30 unidades experimentales, evaluado a partir de una cepa de patrón
39
liofilizado de “Streptococcus Mutans” con referencia ATCC 25175 en (cajas Petri con
Agar Sangre).
3.3.1. CRITERIOS DE INCLUSIÓN
Cepa liofilizada de “Streptococcus Mutans” ATCC 25175
Extracto acuoso de propóleo al 30% y 50%
Gluconato de clorhexidina al 2%
3.3.2. CRITERIOS DE EXCLUSIÓN
Cepas de “Streptococcus Mutans” que no pertenezcan al grupo viridans
Extracto de propóleo que difiera de 30% y 50%
Gluconato de clorhexidina que no corresponda al 2%
40
3.4.OPERACIONALIZACIÓN DE LAS VARIABLES
Tabla 2.Variables
VARIABLES
DEFINICIÓN
CONCEPTUAL
DEFINICIÓN
OPERACIONAL
DETERMINANTES INDICADOR ESCALA
INDEPENDIENTES
Sustancias
Antimicrobianas
Extracto de
Propóleo
Ecuatoriano
Sustancia resinosa
producida por las abejas
con propiedades
antimicrobianas.(Eguizábal,
2007)
Sustancias que
inhiben el
crecimiento o
reproducción de
las bacterias
Concentración: 30%
Cantidad:
Tiempo: 24-48 horas
Temperatura: 37 °C
Halos de
Inhibición
milímetros.
Gluconato de
Clorhexidina
Antiséptico utilizado para
la disminución de
formación de película
adquirida y altera el
desarrollo
bacteriano.(Lindhe, 2009)
Concentración: 2%
Cantidad:
Tiempo: 24-48 horas
Temperatura: 37 °C
Halos de
Inhibición
milímetros.
DEPENDIENTE
Acción
Antimicrobiana in
vitro sobre
Streptococcus
mutans ATCC 25175
Estreptococo
Mutans
Microorganismo Gram
positivo, asociado al
desarrollo de Caries
Dental.(Negroni, 2009)
Capacidad
Inhibitoria del
crecimiento
bacteriano de una
cepa liofilizada de
“Streptococcus
Mutans”
Tiempo: 24-48 horas
Temperatura: 37 °C
Halos de
Inhibición de
crecimiento
bacteriano
milímetros.
Acción
Antibacteriana
Capacidad inhibitoria del
crecimiento bacteriano: de
Streptococo.(Farrinango,
2013)
milímetros.
41
3.5.ASPECTOS ÉTICOS
La investigación que se realizó no presentó ningún riesgo, ya que este estudio se lo
realizó in vitro, en las cuales tampoco se puso a prueba ningún tipo de sustancia que
pueda afectar la integridad ni la salud de las personas; debido a que la investigación
consistió en observar el comportamiento del Estreptococo Mutans frente a dos
sustancias con característica antimicrobiana y comprobar cuál de las dos es más eficaz
en su efecto de inhibir al principal agente causal de la caries dental.
Se dio a conocer al Comité de ética de la Facultad de Odontología siguiendo las normas
de presentación y dando cumplimiento a las modificaciones y sugerencias emitidas por
dicho comité.
3.6.MATERIALES Y MÉTODOS
Agar Sangre
Propóleo acuoso al 30% y 50%
Gluconato de Clorhexidina al 2%
Agua Destilada Estéril tipo II
INSTRUMENTOS
Asas bacteriológicas
Cajas Petri de 90x15mm # 35
Discos de Papel Absorbente
Matraz Aforado
Pipeta Automática
42
Gasas Estériles
Hisopos
Tubos de ensayo
Discos de papel filtro de 6 mm
EQUIPO
Cámara de Fotografía Digital
Cámara de flujo laminar marca
Jarra Gaspak
Incubadora
Estufa
Balanza analítica marca Pioneer
43
3.6.1. ESQUEMA O FLUJOGRAMA DEL MÉTODO EXPERIMENTAL
Metodología
Sustancias Experimentales
Extractos de Acuosos propóleo
Solución madre
216 mg de solidos disueltos en 1 litro de agua
destilada tipo II
extracto acuoso de propóleo al
30%
Diluir 1ml de solucion madre
en 7.2 ml de agua destilada Tipo II
extracto acuoso de propóleo al
50%
Diluir 1ml de solucion madre
en 4.4 ml de agua destilada Tipo II
Origen: Valle de Tumbaco
Naturin
Gluconato de Clorhexidina
2 % Marca Lir@
Antibiogramas
Activación de cepas: ATCC
25175 "Streptococcus
Mutans"
Siembra de 30 unidades
experimentales, en agar sangre.
Colocacion de discos de papel filtro con
soluciones experimentales:
extracto de proóleo al 30 % y 50 % y gluconato de clorhexidina al 2% y agua destilada como
grupo control.
Incubacion por 24 horas sin eidenciar
resultados,.
Lectura de halos a las 48 horas.
Resultados
44
3.6.2. OBTENCIÓN DE LAS SUSTANCIAS
El propóleo fue recolectado mediante condiciones de higiene, las cuales impidieron la
contaminación del mismo, la procedencia es del Valle de Tumbaco de la provincia de
Pichincha, por parte de un Apicultor certificado por la Asociación de Apicultores de
Pichincha, de la casa comercial es “Naturin”; el cual se encuentra ubicado en la Av.
América y Bogotá ; el apicultor procedió a la separación de algunos componentes que
no forman parte del mismo, como restos de madera, hojas que podría alterar su
composición.
El transporte fue por medio de un frasco estéril, color ámbar para llevarlo a la Facultad
de Química de la Universidad Central del Ecuador, para su posterior procesamiento.
3.6.3. PROCEDIMIENTO PARA OBTENER EL EXTRACTO ACUOSO DE
PROPÓLEO
El extracto acuoso de propóleo se obtuvo basándose en la metodología utilizada por
(Carrillo M. , 2011) de la siguiente manera:
Se pesaron 30 gramos de propóleo sólido y se colocaron en un frasco de percolación de
250 ml.
1. Se colocó en el frasco una solución extractora compuesta por 70 ml de agua
destilada tipo II, 20 ml de alcohol etílico de 98 ° GL y 10 ml de propanodiol.
2. Se realizó la maceración por 8 días a temperatura ambiente y con agitación en
intervalos de 3 horas/ día
3. Una vez obtenido el extracto se filtró al vació en papel filtro poro 50.
45
4. Al filtrado obtenido se le realizó una evaporación de los cosolventes utilizados
(etanol y propanodiol) por medio de un Soxlelet.
5. Una vez eliminados los cosolventes, se procedió a realizar el análisis de sólidos
totales contenidos en el extracto de propóleo, el cual fue utilizado como solución
madre para la elaboración de las soluciones a ensayar.
Figura 1.Extracto Acuoso de propóleo Ecuatoriano. Fuente: Laboratorio Clínico de la Facultad de
Química de la UCE. Autor: María Fernanda Rueda Jácome.
3.6.4. PRUEBA MICROBIOLÓGICA DEL EXTRACTO REALIZADO
Una vez realizado el extracto acuoso de propóleos procedió a realizar una prueba
microbiológica; para descartar contaminación del mismo en este caso un cultivo del
extracto para descartar presencia de bacterias en el mismo.
Se extrajo una cantidad de extracto de propóleo, con la ayuda de un hisopo estéril y se
lo sembró en agar PSA y se lo incubó por 48 horas, a una temperatura de 350
C +- 20 C y
se observaron resultados.
Transcurrido el tiempo, se evidenció que no existe presencia de bacterias en el extracto
de propóleo realizado, por lo cual se procederá a realizar las disoluciones.
46
Figura 2. Control Microbiológico del Extracto Acuoso de propóleo Ecuatoriano. Autor: María Fernanda
Rueda Jácome. Fuente: Laboratorio Clínico de la Facultad de Química de la UCE.
En cuanto al Gluconato de Clorhexidina al 2%,se lo seleccionó el que se encuentra de
venta comercial con la marca Lir@, y el agua destilada como control fue utilizada la
que es elaborada por el Laboratorio Clínico de la Facultad de Química; debido a que
esta se encontraba en un 100% libre de gérmenes.
3.6.5. PROCEDIMIENTO PARA REALIZAR LA DISOLUCIÓN DEL
PROPÓLEO A LAS CONCENTRACIONES DESEADAS
Se partió para la elaboración de una solución madre la cual contenía 216 miligramos de
propóleo en 1 litro de solución de agua destilada (Tipo II); para cada solución
experimental se diluyo la solución madre del propóleo acuoso de la siguiente manera:
Con la ayuda de una pipeta automática y puntas estériles, se recogió la cantidad de 1ml
de propóleo acuoso del frasco, todo este proceso en la cámara de flujo laminar; lo
introducimos en un tubo de ensayo estéril y le agregamos 7.2 ml de agua destilada
47
estéril, pipeteamos para juntar la solución, y obtenemos la concentración al 30 % y la
marcamos con un lápiz de color azul, se tapó con una gasa estéril y se colocó en un
porta tubos de ensayo.
Figura 3.Elaboración de las disoluciones del Extracto Acuoso de propóleo Ecuatoriano. Autor: María
Fernanda Rueda Jácome. Fuente: Laboratorio Clínico de la Facultad de Química de la UCE.
De la misma manera con la ayuda de una pipeta automática y puntas estériles, se
recogió la cantidad de 1ml de propóleo acuoso del frasco, todo este proceso en la
cámara estéril; lo introducimos en un tubo de ensayo estéril y se agregó 4.4 ml de agua
destilada estéril, se pipeteó para juntar la solución, y obtenemos la concentración al
50%, y la marcamos con un lápiz de color azul, se tapó con una gasa estéril y colocamos
en un porta tubos de ensayo.
Solución de propóleo acuoso al 30 %; se diluyo en 7.2 ml de agua destilada
(Tipo II).
Solución de propóleo acuoso al 50 %; se diluyo en 4.4 ml de agua destilada
(Tipo II).
Solución de control agua destilada (Tipo II).
48
3.6.6. ACTIVACIÓN DE CEPAS
La metodología utilizada se basa en (Alvarez.M., 1995),en la realización de la parte
microbiológica a continuación descrita.
El cultivo de las cepas se realizó en el Laboratorio Clínico de la Facultad de Química,
bajo la supervisión de una bioquímica, antes de realizar el cultivo las cepas crio
preservadas.
Figura 4. (A) Muestra microbiológica y (B) Empaque de la cepa. Autor: María Fernanda Rueda Jácome.
Fuente: Laboratorio Clínico de la Facultad de Química de la UCE.
Las cepas ATCC 25175 utilizadas se encontraban almacenadas en congelación -200C,
para su reconstitución se trabajó a -00C y 4
0C.
Se prepara sembrando cuatro o cinco colonias juntas en 5ml de caldo tripticasa soja, e
incubando de dos a seis horas a 350C +- 2
0C, hasta que el crecimiento bacteriano
produzca una ligera opacidad. Entonces, visualmente se ajusta con solución salina hasta
una cantidad análoga, a la que presenta la mitad del estándar número 1 de MacFarland.
A B
49
La mencionada turbidez equivale a 4x107-9x10
7 unidades formadoras de colonias
(UFC) por ml en el caso se “Streptococcus Mutans” Este patrón se conservó estable en
tubos de ensayo de vidrio tapados.
En este estudio se obtuvo un inóculo suspendiendo directamente, en 5ml de solución
salina estéril, algunas colonias procedentes de un cultivo joven, homogenizado, para
luego ajustar su turbidez durante 10 segundos.
3.6.7. PROCEDIMIENTO PARA LA PREPARACIÓN DEL AGAR
Para la preparación de las placas de Agar –sangre, destinadas al aislamiento y cultivo de
diversos microorganismos, sobre todo de patógenos exigentes, y para su identificación
se realizó lo siguiente en base a la metodología de(Alvarez.M., 1995) :
Disolver40g/litro, esterilizar en autoclave (15 minutos. a121oC), dejar enfriar a 45-50
oC,
incorporar 5 a 8% de sangre desfibrinada y verter en las cajas Petri, su pH será de 6,8 +-
0,2.
El medio de cultivo fue preparado es, antes de la adición de la sangre, claro y amarillo
parduzco y posteriormente a la adición de la sangre del color de la misma y no
hemolizado.
Se guardó las placas en refrigeración, para su posterior uso y pueden permanecer en un
máximo de 3 meses. Sembramos en superficie.
3.6.8. PREPARACIÓN DEL INÓCULO
50
Una vez que se reconstituyó el inóculo, se procedió a sumergir el hisopo de algodón en
la suspensión microbiana y se eliminó el exceso haciéndolo rotar contra la pared del
tubo. El escobillón así preparado se pasó por la superficie del agar en varias direcciones,
con el fin de sembrar uniformemente el medio de cultivo, el cual se dejó secar
posteriormente por un espacio de diez minutos.
Figura 5.Sembrado de la cepa bacteriana en Agar Sangre. Autor: María Fernanda Rueda Jácome.
Fuente: Laboratorio Clínico de la Facultad de Química de la UCE.
51
3.6.9. COLOCACIÓN DE LOS DISCOS
Se escogieron los discos que se utilizaron, en este caso son discos estériles de papel
filtro de 6mm; en cada caja Petri cada uno de ellos impregnados con 20 μl (micro litros)
de; Agua destilada estéril como grupo de control (A), Gluconato de Clorhexidina al
2% (C),Extracto de propóleo al 30% (30%),y Extracto de propóleo al 50% (50%).El
grupo control fue utilizado para comprobar si este tenía actividad antimicrobiana, en
relación a las sustancias empleadas.
Figura 6.Colocación de sustancias antibacterianas en los discos de papel filtro, con la ayuda de una
pipeta automática. Autor: María Fernanda Rueda Jácome. Fuente: Laboratorio Clínico de la Facultad de
Química de la UCE.
Se impregnó cada uno de los discos, con la ayuda de una pipeta automática, con puntas
estériles que contienen 20 μl (micro litros); la colocación se la efectuó individualmente
mediante pinzas flameadas, asegurándose de que mantiene contacto con la superficie del
agar.
52
Figura 7.Colocación de los discos de papel filtro, impregnados de las sustancias antibacterianas en el
Agar Sangre. Autor: María Fernanda Rueda Jácome. Fuente: Laboratorio Clínico de la Facultad de
Química de la UCE.
3.6.10. ANTIBIOGRAMA POR DIFUSIÓN EN UN MEDIO SÓLIDO
Este método consiste esencialmente en someter a un determinado microorganismo
procedentes de un mismo inóculo, a la acción de una varias sustancias y
concentraciones antimicrobianas, y observar después de la oportuna incubación si se
produce o no crecimiento.
Este método realizado proporcionó mediante unas curvas de concordancia
(regresión),el diámetro del halo de inhibición de crecimiento, que se produjo alrededor
del disco, al difundir por el medio el antimicrobiano en ellos contenido. Se incubó en la
estufa a 350C, durante veinte horas, realizándose 30 repeticiones del experimento.
53
Figura 8. Muestras realizadas para verificar el antibiograma. Autor: María Fernanda Rueda Jácome.
Fuente: Laboratorio Clínico de la Facultad de Química de la UCE.
3.6.11. GRUPOS DE ESTUDIO
Tabla 3. Soluciones experimentales
Soluciones Gluconato de
Clorhexidina
al 2%
Extracto de
propóleo
Extracto de
propóleo
Agua
destilada
Estéril
Streptococcus
mutans
(C) (30%) (50%) (A)
54
3.6.12. MEDICIÓN DEL EFECTO ANTIMICROBIANO
La lectura e interpretación de los resultados del efecto antibacteriano de las diferentes
sustancias ante el “Streptococcus Mutans”, se determinó a través de la técnica de
medición de los halos de inhibición que se formaron alrededor de cada uno de los discos
colocados en las placas, previamente impregnados con las sustancias antimicrobianas
seleccionadas para posteriormente medirlos, esta lectura se la realizó a las 48 horas; con
la ayuda de un calibrador, el cual determinara las medidas de los halos en mm.
Figura 9.(A) Calibrador. (B)Lectura de los halos de inhibición mediante el uso del calibrador. Autor:
María Fernanda Rueda Jácome. Fuente: Laboratorio Clínico de la Facultad de Química de la UCE.
A
B
55
CAPÍTULO IV
4. RESULTADOS
La presentación de resultados se realizó mediante cuadros y figuras. Las pruebas
estadísticas se realizaron en base a datos obtenidos en la parte experimental; los
programas estadísticos utilizados fueron SPSS 22 y Stragrafics 6.0, y análisis en
ANOVA.
Evaluación de la actividad antibacteriana
En el presente estudio se comprobó la existencia de la actividad antibacteriana frente al
“Streptococcus Mutans” ATCC 25175, obteniendo mejores resultados de actividad
antibacteriana para el gluconato de clorhexidina al 2%, en segunda opción el extracto
acuoso de propóleo Ecuatoriano al 50 % y por último el extracto acuoso de propóleo
Ecuatoriano al 30 %; confirmando que el extracto acuoso de propóleo Ecuatoriano sería
una buena alternativa en la disminución de “Streptococcus Mutans” en la cavidad oral y
por lo tanto disminución de “caries dental”.
Figura 10.Resultados de la actividad antibacteriana marcado por la presencia de halos de inhibición para
los antimicrobianos: Gluconato de Clorhexidina al 2%, Extracto Acuoso de Propóleo al 30% y Extracto
Acuoso de Propóleo al 50%, ausencia de halo para el Agua Destilada. Autor: María Fernanda Rueda
Jácome. Fuente: Laboratorio Clínico de la Facultad de química de la UCE.
56
Caracterización Física del propóleo utilizado.
Es una resina de color café obscuro verdoso, que se presenta pegajosa al manipularla;
además se observa presencia de impurezas como restos de madera que son provenientes
del panal de abejas, restos de hojas, pétalos de flores e inclusive resto de abejas, cuyo
peso es de 30 gramos. Su olor es muy similar a la miel.
Figura 11.Muestra de propóleo Ecuatoriano. Autor: María Fernanda Rueda Jácome. Fuente: Laboratorio
Clínico de la Facultad de química de la UCE.
57
Extractos acuosos de propóleo
En cuanto a los extractos acuosos utilizados, estos se presentan a la observación de
color amarillento pálido, tanto el de 30 % y el de 50%, la densidad del mismo es de d =
0.9639 ml.
Figura 12. Lectura de los halos de inhibición mediante el uso del calibrador. Autor: María Fernanda
Rueda Jácome. Fuente: Laboratorio Clínico de la Facultad de Química de la UCE.
Análisis del de los halos de inhibición
Los halos de inhibición formados por las sustancias experimentales en presencia de la
cepa de “StreptococcusMutans”ATCC25175;a la observación, se presentaron uniformes
alrededor del disco ausencia de irregularidades, motivo por el cual fueron tomados en
cuanta para su posterior medición; el halo de inhibición alrededor de los extractos
acuosos de propóleo tanto para el 30 % y 50 % presentaron un color trasparente que se
lo confunde con el agar sangre, a diferencia del halo de inhibición formado alrededor
del gluconato de clorhexidina al 2 % que se observa de color amarillento. En cuanto al
grupo control que es el agua destilada no se observó formación de halos de inhibición.
58
Figura 13. Resultados del antibiograma con halos de inhibición para los antimicrobianos Propóleo y
Gluconato de clorhexidina. Gluconato de Clorhexidina al 2% (A), B) Extracto Acuoso de Propoleo al
30%, C) Extracto Acuoso de Propóleo al 50%, D) Agua Destilada).Lectura realizada a las 48 horas.
Autor: María Fernanda Rueda Jácome. Fuente: Laboratorio Clínico de la Facultad de química de la UCE.
Valoración de los diámetros de los halos de inhibición
Como resultado de la investigación se obtuvieron halos de inhibición con una media de
19,3 mm para los discos con Gluconato de clorhexidina al 2%, halos de 11,0mm para el
extracto acuoso de propóleo al 50% y halos de 8,53mm para el extracto acuoso de
propóleo al 30%, se evidenció que existen diferencias de los halos de inhibición entre
los tratamiento experimentales empleados sobre la cepa de “Streptococcus Mutans”
ATCC 25175.
A)
B)
C)
D)
59
Figura 14. Muestras realizadas para verificar el antibiograma. Autor: María Fernanda Rueda Jácome.
Fuente: Laboratorio Clínico de la Facultad de Química de la UCE.
Análisis de Varianza ANOVA
En la Tabla 4 se presenta la Tabla del análisis de Varianza ANOVA para comparar los
valores medios de HALO mm para los 3 diferentes niveles de Tratamiento, el cual nos
da un valor de 0 que es menor que 0.5 por lo tanto las muestras son estadísticamente
diferentes.
Tabla 4.Comparación de las medias.
Fuente Suma de
Cuadrados
Gl Cuadrado
Medio
Razón-F Valor-P
Entre grupos 1908,96 2 954,478 540,04 0,0000
Intra grupos 153,767 87 1,76743
Total (Corr.) 2062,72 89
Fuente: Resultados de la Investigación. Elaborado por: Ingeniera Yolanda Arguello
60
Comparación de los promedios de los diámetros del halo de inhibición
En la tabla 5 podemos observar el promedio de los halos de inhibición; para el
Gluconato de Clorhexidina es de 19.30 mm, seguido por el propóleo al 50%, el cual se
presentó de 11.0 mm y de 8.53 mm para el propóleo al 30 %; con lo cual podemos
mencionar que existe diferencias ente cada uno de los halos que se formó alrededor del
“Streptococcus Mutans” ATCC 25175, por lo tanto decimos que ningún tratamiento
empleado es igual.
Número de Observaciones: 90
Número de Tratamientos: 3
Tabla 5. Actividad antibacteriana de diferentes concentraciones de propóleos y Clorhexidina sobre
“Streptococcus Mutans” ATCC 25175 a las 48 horas.
Tratamiento Halo de inhibición (mm)1,2
PROPÓLEO 30% 8.53 ±1.106 c
PROPÓLEO 50% 11.0 ±1.702 b
GLUCONATO CH. 2% 19.30 ±1.088 a
Fuente: Resultados de la Investigación. Elaborado por: Ingeniera Yolanda Arguello
1 Valor promedio ± Desviación estándar para (n=30)
2 Letras minúsculas distintas en una misma columna significa que existen diferencias estadísticamente significativas
del Halo de inhibición (mm) entre los diferentes tratamientos experimentales ; con un nivel del 95,0% de confianza
en un 5% de probabilidad de error. El método empleado para discriminar entre las medias es el procedimiento de
diferencia mínima significativa (LSD) de Fisher = 0,261101
El método empleado para discriminar entre las medias es el procedimiento de
diferencia mínima significativa (LSD) de Fisher = 0,000 es menor a 0,05 (95% de
confiabilidad). No todas las medias de las muestras son similares.
61
Figura 15. Grafico de las medias de las sustancias y diferencia mínima significativa (LSD) de Fisher.
Fuente: Resultados de la Investigación. Elaborado por: Ingeniero Jaime Molina.
De igual manera se puede apreciar en el gráfico de barras (Figura 16), que la
clorhexidina aportó los mejores resultados con respecto a los diámetros con los halos de
inhibición, de los dos tratamientos restantes en cuanto al efecto antimicrobiano, la cual
está representada por la última columna en dicho gráfico
Figura 16. Actividad antibacteriana de diferentes concentraciones de propóleos y
Clorhexidina sobre “Streptococcus Mutans” ATTCC 25175, lectura a las 48 horas. Fuente: Resultados de
la Investigación. Elaborado por: Ingeniera Yolanda Arguello
PROPOLEO 30% PROPOLEO 50% GLUCONATO CH. 2%
Medias y 95,0% de Fisher LSD
Tratamiento
8
10
12
14
16
18
20
HA
LO
mm
8,53333
11
19,3
PROPOLEO 30% PROPOLEO 50% GLUCONATO CH. 2%
Hal
o d
e in
hib
ició
n (
mm
)
c
62
Comprobación de la Hipótesis
En relación a la comprobación de la hipótesis se puede decir que esta no se cumple.
Debido a que el Gluconato de clorhexidina ejerció mayor actividad antibacteriana sobre
el “Streptococcus Mutans” cepa ATCC 25175; que el extracto acuoso de propóleo
Ecuatoriano al 30 % y 50 % respectivamente. Con eso no se descarta la acción
antibacteriana del extracto acuoso de propóleo Ecuatoriano
63
4.1. DISCUSIÓN
Destacando que los antimicrobianos utilizados para realizar este estudio fueron el
gluconato de clorhexidina al 2% de origen químico y extracto acuosos de propóleo
Ecuatoriano al 30% y 50% de origen natural; hacemos referencia que al igual que otros
propóleos en el mundo; el propóleo Ecuatoriano tiene efecto antibacteriano para reducir
la cantidad de “Streptococcus Mutans” en la cavidad oral, y con esto la formación de
placa bacteriana y por consiguiente reducir el índice de caries dental. En este caso hubo
una mayor eficacia para el gluconato de clorhexidina al 2%; en relación al extracto
acuoso de propóleo Ecuatoriano al 50 % y 30 % respectivamente; ”, concordando con
lo mencionado por (Farrinango, 2013), que obtuvo en su estudio un mayor efecto
antimicrobiano con el gluconato de clorhexidina al 2%, sobre cepas de Enterococcus
Faecali s(cocos Gram positivos, anaerobios facultativos), en relación al
Paramonoclorofenol Alcanforado y concentraciones 25%, 50% y 75% del aceite
esencial de Matricaria chamomilla “manzanilla”.
En cuanto al efecto antibacteriano del Extracto Acuosos de Propóleo frente al
“Streptococcus Mutans”, coincidimos con lo expuesto por (Carrillo M. , 2011); cuando
mencionó en su estudio que el tiempo de exposición de las bacterias al extracto de
propóleo Acuoso es una variable importante en la evaluación de la actividad
antimicrobiana, en su estudio se evidenció que el 70 %de las muestras de propóleo
acuoso incrementaron su actividad luego de un tiempo de incubación de 48 horas, en
relación al efecto detectado a las 24 horas. Ratificando su hallazgo en este estudio se lo
evaluó a las 48 horas de exposición lo cual mejoró la capacidad inhibitoria, del mismo
por tal motivo también se utilizó dicha metodología. Además mencionó que las cepas
utilizadas en su estudio mostraron menor sensibilidad al Extracto Acuoso de Propóleo,
64
al igual que el estudio realizado en donde se muestra menor sensibilidad por parte del
“Streptococcus Mutans” ante el extracto de propóleo Acuoso utilizado.
Coincidiendo con lo expuesto por (Tolosa, 2002), al mencionar que el extracto de
propóleo acuoso, posee efecto bactericida contra bacterias Gram Positivas, por tal
motivo fue efectivo contra el “Streptococcus Mutans” utilizado en el estudio.
De tal manera se pudo corroborar que el gluconato de clorhexidina posee un mayor
efecto antibacteriano ante el “Streptococcus Mutans” que fue explicado por (Gonzales,
2011), cuando lo describió como un antiséptico tópico, cuya función de inhibición se
realiza cuando; penetra a la membrana celular microbiana e ingresa al citoplasma e
interfiere con su función; además inhibe la utilización de oxigeno, lo cual disminuye los
niveles de ATP y muerte celular.
Adicionalmente (Gonzáles, 2010), mencionó una propiedad muy importante que es la
“sustantividad”, la cual le permite que se una a la hidroxiapatita del esmalte, a la
película adquirida, a las proteínas salivales y se va liberando paulatinamente durante 12
o 24 horas, y esto impide la colonización de las bacterias.
Al respecto (Herrera, 2005), citó estudios similares realizados por (Emilson, 1977), que
refieren que el “Streptococcus Mutans” es altamente sensibles a la Clorhexidina, en la
cavidad bucal; lo que ocasiona una reducción significativa de procesos cariosos.
Concordando con lo mencionado por (Telleria, 2013), quién demostró que el extracto
acuoso de propóleo es un recurso eficaz, para el tratamiento de conductos en una
65
concentración al 22 %; se evidenció disminución del dolor y exudado de los conductos,
tras la aplicación del extracto acuoso de propóleo.
En relación al efecto antimicrobiano de la Tintura de Propólis (Huayhua, 2009), observó
que los halos de inhibición del propolis para es “Streptococcus Mutans” era de 24mm y
para el Streptococo Mitis de 15mm, lo cual discrepa con el estudio realizado ya que los
halos fueron menores en ambos casos del extracto acuoso de propóleo que se utilizo,
concordando únicamente en el efecto antimicrobiano que posee el propóleo mismo.
En cuanto a la caracterización del propóleo Ecuatoriano exactamente del valle de
Tumbaco podemos mencionar que se presenta de una coloración café verdosa, la cual a
la palpación es pegajosa; de consistencia dura resinosa, presenta impurezas y un olor a
miel muy característico. Concordando con lo expuesto con (Carrillo M. L., 2011), quien
mencionó que el propóleo de Huasteca Potosina (México) se presenta de color verde
pardo, castaño o incluso negro, resinoso ,según su origen botánico.(Telleria, 2013),
mencionó al propóleo utilizado de color es de una sustancia resinosa, de color pardo
rojizo o amarillo verdoso; todo lo expuesto dependerá del origen botánico del propóleo
y zona geográfica de origen. Al respecto (Mayta, 2009), menciono que el propóleo de
Oxampa (Perú), se presentó con presencia de impurezas como pequeños restos de
madera, de hojas y otros. Por tal motivo no podría existir discrepancia en cuanto a la a
caracterización física del propóleo; ya que esto varía de acuerdo a la zona de
recolección, época climática y vegetación existente; por esa razón variaría su coloración
y composición.
66
Los halos de inhibición formados por las sustancias experimentales en presencia de la
cepa de “Streptococcus Mutans” ATCC 25175;a la observación, se presentaron
uniformes alrededor del disco ausencia de irregularidades, motivo por el cual fueron
tomados en cuanta para su posterior medición; el halo de inhibición alrededor de los
extractos acuosos de propóleo tanto apara el 30 % y 50 % presentaron un color
trasparente que se lo confunde con el agar sangre, a diferencia del halo de inhibición
formado alrededor del gluconato de clorhexidina al 2 % que se observa de color
amarillento. En cuanto al grupo control que es el agua destilada no se observó
formación de halos de inhibición.
La lectura se lo realizó transcurridas las 48 horas, debido a que a las 24 horas no se
evidenció formación de halos para ninguna de las sustancias experimentales.
Coincidiendo con lo mencionado por (Moreno, 2007), quien expuso que a mayor
exposición de las bacterias al propóleo, estas mostraron un efecto superior; por tal
motivo también se realizó la lectura a las 48 horas.
En relación (Lacalle, 2010); describió la formación de halos de color amarillento
alrededor del “Streptococcus Mutans”, en una concentración de 0.4 % y 0.5%, debido a
que en este estudio se utilizó otro medio de cultivo, por tal motivo la coloración de los
halos será diferente a la que se obtuvo en el estudio realizado.
Al respecto (Carrillo M. L., 2011), mencionó en su investigación que existe un efecto
bactericida tanto del extracto etanólico como el acuoso, determinando que el Extracto
Etanólico de Propóleo es más efectivo contra bacterias Gram Positivas (Streptocococo
pyogenes y aureus) y Gram Negativas(S.typhi y Pseudomana aeruginosa),con una
67
concentración de 0.93 mg ml que significa sólidos disueltos en solución en relación al
Extracto acuoso que posee efecto bactericida pero en una mayor concentración de
3.75mg ml para bacterias Gram positivas y de 15 mg ml para bacterias Gram negativas.
Corroborando con el estudio realizado, con lo antes mencionado de que el extracto
acuoso de propóleo posee efecto bactericida pero en una mayor concentración se lo
pudo corroborar en el estudio realizado ya que el extracto acuoso de propóleo al 30%
inhibió el crecimiento pero mayor fue en la concentración de 50 %, en donde se
evidenció una mayor zona de crecimiento bacteriano
Valorar los diámetros de halos de inhibición; en el presente estudio realizado se obtuvo
un mayor efecto antibacteriano para el gluconato de clorhexidina al 2% frente al el
“Streptococcus Mutans” (ATCC 25175), al formar un halo de inhibición de 20 mm; a
diferencia del otro agente antibacteriano el extracto acuoso de propóleo al 30% en
donde se formó un halo de inhibición de 6mm y para el extracto acuoso de propóleo al
50% un halo de 8 mm. Enfatizando que al formar una mayor zona de inhibición para el
gluconato de clorhexidina al 2% este será el primer método para eliminar su presencia
en la cavidad oral; recalcando sus efectos adversos por lo tanto; el efecto antibacteriano
del extracto acuoso de propóleo Ecuatoriano al 30% y 50% respectivamente lo postula
que podría ser una alternativa natural para eliminar al “Streptococcus Mutans” y por lo
tanto la “caries dental”. Al respecto (Awawdeh, 2009), evaluó la actividad
antibacteriana in vitro del extracto acuoso de propóleo (EAP) a concentraciones de 5
%, 10 %, 20 % y 30 % sobre microorganismos de bolsas periodontales. Obtuvo que el
extracto acuoso de propóleo mostró sensibilidad en todas las concentraciones, en
anaerobios facultativos al presentar un halo de 16.2 mm correspondientes al 30 %.;
como también en bacterias microerófilas con un halo de 16.12 mm para EAP 30 %.
68
En relación al Gluconato de clorhexidina (Aguilera, 2011),demostró la sensibilidad in
vitro del “Streptococcus Mutans” a tres enjuagues bucales comerciales compuestos por
Triclosán al 0,03% (Colgate Plax®), cloruro de cetilpiridinio al 053% (Oral B®) y
clorhexidina al 0,12% (Peridont®);mencionando que el triclosán tuvo mayor
efectividad observándose halos de inhibición de 35mm, frente al cloruro de cetilpiridino
en el que se evidenciaron halos de 3mm y gluconato de clorhexidina en el cual se
obtuvieron valores de 8mm lo cual difiere con el presente ya que la Clorhexidina obtuvo
halos de inhibición de 20mm, recalcando que la concentración utilizada fue al 2%
siendo el “Streptococcus Mutans”, más sensible a este antiséptico mencionado.
Según (Camejo, 1999),determinó la sensibilidad in vitro del “Streptococcus Mutans”
ante tres enjuagues bucales, sanguinaria (Veadent), compuesto fenólico (Listerine) y
gluconato de clorhexidina (Peridex),y concluyó que el “Streptococcus Mutans” fue
sensible al gluconato de clorhexidina, observando la formación de halos de inhibición
alrededor de los discos impregnados con este antiséptico, en los cuales se determinó una
media de 8,2 mm entre todas las muestras, difiriendo de los resultados obtenidos en este
estudio de manera que la clorhexidina obtuvo una media de 20mm. Sin embrago se
concuerda en que la clorhexidina logra tener un efecto inhibitorio ante el “Streptococcus
Mutans”.
Además (Perelli, 2012), al evaluar la actividad bacteriostática y bactericida de los
Extractos de propóleo tanto Acuosos como etanólico sobre bacterias entero patógenas
dedujo que los extractos etanólicos son más efectivos que los acuosos por la poca
solubilidad del propóleo frente al agua. Mediante el estudio realizado se puede
concordar con lo antes evaluado ya que el extracto de propóleo Ecuatoriano utilizado se
69
lo elaboro mediante la utilización de agua destilada, por tal motivo se coincide con la
poca solubilidad del propóleo en agua.
En relación (Tolosa, 2002), mencionó en su estudio las concentraciones requeridas para
inhibir a las bacterias fue menor para de los extractos etanólicos que para los acuosos, lo
que indica que los primeros son más efectivos, concordando con lo mencionado, en el
estudio realizado las concentraciones que se utilizaron para el extracto acuoso, la que
inhibió en mayor nivel fue la de 50%. En cuanto a los rendimientos de manera general
se obtuvieron valores superiores en el total de sólidos solubles extraídos con el etanol
que al utilizar agua como solvente, lo que explica que la actividad bactericida de los
extractos también depende del tipo de solvente utilizado en la extracción.
(Mayta, 2009), Demostró que el Extracto Etanólico de Propóleo fue al 30% tuvo mayor
efectividad antimicrobiana in vitro que el Extracto Etanólico de Propóleoal10% frente al
Streptococo Aureus, en comparación con los controles positivos de Clorhexidina al
0,12% y a amoxicilina. Difiriendo con los resultados obtenidos para la Clorhexidina ya
que en el estudio realizado se obtuvo mayor efecto antimicrobiano para la Clorhexidina
al 2% que para el extracto acuosos de propóleo que se utilizó al 30% y 50%.
(De Luca, 2014),demostró en su estudio la Sensibilidad in vitro del “Streptococcus
Mutans”(SM), Streptococo Sanguis(SG), Streptococo Salivarius(SS) y Lactobacillus
Casei (LC), frente a un barniz de Propóleo que contenía tres concentraciones de de
etanol las cuales fueron al 5%, 10% y 15% respectivamente, las tres concentraciones de
propóleo incorporadas fueron eficaces en la inhibición de crecimiento de todos los
microorganismos, pero sin diferencia significativa entre las zonas de inhibición
70
observadas a las 24 horas de realizado el estudio. En base al estudio realizado se pudo
observar que las zonas de inhibición y por lo tanto la acción antibacteriana del propóleo
se potencia las 48 horas de realizado el estudio, por lo tanto se concuerda con lo
expuesto anteriormente que las zonas de inhibición a las 24 horas no se presentan
significativas para ninguna concentración utilizada.
71
CAPÍTULO V
5. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES
5.1. CONCLUSIONES
El efecto antibacteriano sobre el “Streptococcus Mutans” fue mayor para el
Gluconato de Clorhexidina al 2% en relación al extracto acuoso de propóleo
Ecuatoriano, a las concentraciones del 30 % y 50 %, destacando la presencia
de actividad antibacteriana también para los extractos acuosos de propóleo
Ecuatoriano en menor medida.
El propóleo Ecuatoriano se presentó de coloración color café obscuro
verdoso, se presentó pegajoso a la manipulación; esto determinó las
características del propóleo Ecuatoriano.
Los diámetros de los halos de inhibición obtenidos nos demostraron la
susceptibilidad del “Streptococcus Mutans” a los tratamientos aplicados; ya
que estos eran uniformes y definidos en toda su extensión, para su valoración.
Los halos de inhibición que se obtuvieron fueron para el Gluconato de
Clorhexidina de 20 mm, en relación a los halos que se obtuvieron con el
Extracto Acuoso de propóleo Ecuatoriano al 30% los cuales fueron de 10mm
y halos de 14 mm para el Extracto Acuoso de propóleo Ecuatoriano al 50%.
El promedio de los halos de inhibición fue diferente en cada uno de los
tratamientos aplicados sobre “Streptococcus Mutans”, con lo cual se
comprobó la efectividad de cada uno.
72
5.2. RECOMENDACIONES
Es recomendable la utilización de Gluconato de clorhexidina al 2%, contra el
“Streptococcus Mutans” ya que presentó un mayor efecto antibacteriano,
recordando sus efectos adversos en la cavidad oral; por tal motivo es una
alternativa el uso de extracto acuoso de propóleo al 50%, es decir en mayor
concentración ya que obtendremos un efecto antibacteriano en mayor medida,
como alternativa de tratamiento preventivo, en la reducción de este
microorganismo en la cavidad oral.
El propóleo Ecuatoriano presenta características específicas; es por eso que se
incentiva para continuar con investigaciones referentes a las características de
cada propóleo que puede existir en nuestro país.
Investigar con mayores concentraciones al extracto acuoso de propóleo
Ecuatoriano; para verificar la susceptibilidad del “Streptococcus Mutans” y de
esta manera postular la utilización de sustancias antibacterianas naturales.
Al obtener diámetros de inhibición uniformes para los extractos acuosos de
propóleo Ecuatoriano; se recomienda la utilización alternativa, de enjuagues
bucales en pacientes niños y embarazados por la ausencia de etanol en su
composición.
Se proponer realizar análisis más exhaustivos para la valoración de los halos de
inhibición en relación a los extractos acuosos de propóleo Ecuatoriano; los
cuales determinaran y ratificaran su uso en la odontología preventiva.
73
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58. Torres, G. (2011). Uso del propóleo en Odontología. Revista Cubana , 15-25.
59. Torres, M. (2009). La clorhexidina, bases estructurales y aplicaciones en; la
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60. Totora, G. (2007). Introcducción a la Microbilogía. (9 ed.). Buenos Aires:
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61. Vargas, R. D. (2013). Mecanismos involucrados en la actividad antioxidante y
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62. Vignolio, J. (2011). Niveles de atención, de prevención y atención primaria de la
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63. Wang, L. (2007). Estudio Comparativo de la efectividad antibacteriana de la
sociación de clorhexidina al 2%,hidróxido de calcio, puntas de hidróxido de
calcio y puntas de clorhexidina frente al Enterococcus faecalis. Kiru , 14-16.
79
ANEXOS
Anexos 3. Tabla de resultados obtenidos
80
Anexos 4. Certificado de realización de pruebas bacteriológicas.
81
Anexos 5. Certificado de elaboración del extracto acuoso de propóleo.
82
Resultados Estadísticos complementarios realizados en el
programa Estadístico Stragrafics 6.0.
ANOVA Simple - HALO mm por Tratamiento
Variable dependiente: HALO mm
Factor: Tratamiento
Número de observaciones: 90
Número de niveles: 3
El StatAdvisor
Este procedimiento ejecuta un análisis de varianza de un factor para HALO mm.
Construye varias pruebas y gráficas para comparar los valores medios de HALO mm
para los 3 diferentes niveles de Tratamiento. La prueba-F en la tabla ANOVA
determinará si hay diferencias significativas entre las medias. Si las hay, las Pruebas de
Rangos Múltiples le dirán cuáles medias son significativamente diferentes de otras. Si
le preocupa la presencia de valores atípicos, puede elegir la Prueba de Kruskal-Wallis la
cual compara las medianas en lugar de las medias. Las diferentes gráficas le ayudarán a
juzgar la significancia práctica de los resultados, así como le permitirán buscar posibles
violaciones de los supuestos subyacentes en el análisis de varianza.
Tabla ANOVA para HALO mm por Tratamiento
Fuente Suma de
Cuadrados
G
l
Cuadrado
Medio
Razón-F Valor-P
Entre
grupos
1908,96 2 954,478 540,04 0,0000
Intra
grupos
153,767 8
7
1,76743
Total
(Corr.)
2062,72 8
9
Fuente: Resultados de la Investigación. Elaborado por: Ingeniera Yolanda Arguello
83
El StatAdvisor
La tabla ANOVA descompone la varianza de HALO mm en dos componentes: un
componente entre-grupos y un componente dentro-de-grupos. La razón-F, que en este
caso es igual a 540,036, es el cociente entre el estimado entre-grupos y el estimado
dentro-de-grupos. Puesto que el valor-P de la prueba-F es menor que 0,05, existe una
diferencia estadísticamente significativa entre la media de HALO mm entre un nivel de
Tratamiento y otro, con un nivel del 95,0% de confianza. Para determinar cuáles
medias son significativamente diferentes de otras, seleccione Pruebas de Múltiples
Rangos, de la lista de Opciones Tabulares.
Tabla de Medias para HALO mm por Tratamiento con intervalos de confianza del
95,0%
Error Est.
Tratamiento Cas
os
Media (s
agrupada
)
Límite
Inferior
Límite
Superior
PROPOLEO 30% 30 8,533
33
0,242723 8,1922 8,87447
PROPOLEO 50% 30 11,0 0,242723 10,6589 11,3411
GLUCONATO
CH. 2%
30 19,3 0,242723 18,9589 19,6411
Total 90 12,94
44
Fuente: Resultados de la Investigación. Elaborado por: Ingeniera Yolanda Arguello
El StatAdvisor
Esta tabla muestra la media de HALO mm para cada nivel de Tratamiento. También
muestra el error estándar de cada media, el cual es una medida de la variabilidad de su
84
muestreo. El error estándar es el resultado de dividir la desviación estándar
mancomunada entre el número de observaciones en cada nivel. La tabla también
muestra un intervalo alrededor de cada media. Los intervalos mostrados actualmente
están basados en el procedimiento de la diferencia mínima significativa (LSD) de
Fisher. Están construidos de tal manera que, si dos medias son iguales, sus intervalos se
traslaparán un 95,0% de las veces. Puede ver gráficamente los intervalos seleccionando
Gráfico de Medias de la lista de Opciones Gráficas. En las Pruebas de Rangos
Múltiples, estos intervalos se usan para determinar cuáles medias son significativamente
diferentes de otras.
Pruebas de Múltiple Rangos para HALO mm por Tratamiento
Método: 95,0 porcentaje LSD
Tratamiento Cas
os
Media Grupos
Homogéneos
PROPOLEO 30% 30 8,533
33
X
PROPOLEO 50% 30 11,0 X
GLUCONATO
CH. 2%
30 19,3 X
Contraste Si
g.
Diferenc
ia
+/-
Límites
PROPOLEO 30% - PROPOLEO
50%
* -2,46667 0,68227
2
PROPOLEO 30% - GLUCONATO
CH. 2%
* -10,7667 0,68227
2
PROPOLEO 50% - GLUCONATO
CH. 2%
* -8,3 0,68227
2
* indica una diferencia significativa.
Fuente: Resultados de la Investigación. Elaborado por: Ingeniera Yolanda Arguello
85
El StatAdvisor
Esta tabla aplica un procedimiento de comparación multiple para determinar cuáles
medias son significativamente diferentes de otras. La mitad inferior de la salida muestra
las diferencias estimadas entre cada par de medias. El asterisco que se encuentra al lado
de los 3 pares indica que estos pares muestran diferencias estadísticamente
significativas con un nivel del 95,0% de confianza. En la parte superior de la página, se
han identificado 3 grupos homogéneos según la alineación de las X's en columnas. No
existen diferencias estadísticamente significativas entre aquellos niveles que compartan
una misma columna de X's. El método empleado actualmente para discriminar entre las
medias es el procedimiento de diferencia mínima significativa (LSD) de Fisher. Con
este método hay un riesgo del 5,0% al decir que cada par de medias es
significativamente diferente, cuando la diferencia real es igual a 0.
Fuente: Resultados de la Investigación. Elaborado por: Ingeniera Yolanda Arguello
Se puede ver gráficamente los intervalos del Gráfico de Medias. Los intervalos
mostrados están basados en el procedimiento de la diferencia mínima significativa
PROPOLEO 30% PROPOLEO 50% GLUCONATO CH. 2%
Medias y 95,0% de Fisher LSD
Tratamiento
8
10
12
14
16
18
20
HA
LO
mm
86
(LSD) de Fisher. Están construidos de tal manera que, si dos medias son iguales, sus
intervalos se traslaparán un 95,0% de las veces.
Anexos 6. Resultados estadísticos adicionales obtenidos al realizar el estudio
experimental mediante el programa Stragrafics 6.0. Anova.