27
Transformación del DDT en el ambiente
2.1 Introducción
El DDT grado técnico es una mezcla de tres especies isoméricas llamadas 1,1,1-tricloro-2,2-bis(4-
clorofenil)-etano (p,p´-DDT), 1,1,1-tricloro-2-(2-clorofenil), 2´-(4-clorofenil)-etano (o,p´-DDT) y 1,1-
dicloro-2,2-bis(4-clorofenil)-etano (DDD), además del 1-(4-clorofenil)-2,2,2-tricloroetanol (Figura
2.1). El 1,1-dicloro-2,2-bis(4-clorofenil)-eteno (p,p´-DDE) se presenta como contaminante (Figura
2.2.) y puede ser también producto de degradación del p,p´-DDT. Entre estos compuestos, el o,p´-DDT
es la única molécula quiral y está presente como un par de enantiómeros; (+)-o,p´-DDT y (−)-o,p´-
DDT [Thomas et al., 2008].
Cl Cl
Cl
Cl
Cl
Cl
Cl
Cl
Cl
Cl Cl Cl
H
Cl
Cl
Cl
Cl
Cl
Cl
OH
1-(p-clorofenil)-2,2,2-tricloroetanolaprox. 1.5 %
p,p´-DDD(4,4´-DDD)aprox. 4 %
p,p´-DDT(4,4´-DDT)65-80%
o,p´-DDT(2,4´-DDT)15-21%
Figura 2.1 Composición del DDT comercial
Cl Cl
Cl Cl
p,p´-DDE(4,4´-DDE)
Cl
Cl Cl
o,p´-DDE(2,4´-DDE)
Cl
H
Cl
Cl
Cl
o,p´-DDD(2,4´-DDD)
Cl
Figura 2.2 Otros subproductos del DDT
La persistencia en el ambiente del DDT, isómeros y subproductos, está determinada por sus
propiedades fisicoquímicas, su estado físico, su distribución en los diferentes compartimentos
ambientales y su reactividad en presencia de luz u otros factores abióticos, así como de la existencia de
organismos capaces de transformarlos. Por ejemplo, la ocurrencia del p,p´-DDT y sus metabolitos en el
aire depende de sus coeficientes de partición octanol/aire (Ko/a) y de sus correspondientes presiones de
vapor (PL), además de las condiciones ambientales. En el Cuadro 2.1 se muestran los valores de Ko/a y
PL del p,p´-DDT, p,p´-DDD, o,p´-DDT, o,p´-DDE y o,p´-DDD [Zhang et al., 2009; Shen y Wania,
28
2005]. Los valores para ambos isómeros de DDE y DDD son más bajos que el valor del p,p´-DDT (Ko/a
= 9.80), lo cual significa que estos metabolitos se distribuyen de manera preferente en el aire que en
suelo. También se puede predecir que los isómeros o,p´ son más fáciles de volatilizar del suelo al aire
que los correspondientes isómeros p,p´ debido a sus valores menores de Ko/a y mayores de PL con
respecto a los correspondientes isómeros p,p´.
Cuadro 2.1 Coeficientes de partición y presión de vapor de isómeros de DDT, DDE y DDD
Compuesto log Ko/a log PL (Pa)
p,p´-DDT 9.80 -3.30
o,p´-DDT 9.51 -2.97
p,p´-DDD 9.58 -3.05
o,p´-DDD 9.30 -2.77
p,p´-DDE 9.29 -2.75
o,p´-DDE 9.01 -2.48
Para estimar las transformaciones que puede sufrir el DDT en el ambiente, es necesario conocer las
propiedades fisicoquímicas del mismo, así como considerar la información descrita en la bibliografía
sobre los diversos métodos (abióticos y bióticos) usados en la degradación del contaminante y los
correspondientes mecanismos de reacción. La razón es que estos resultados experimentales dan idea de
la reactividad del DDT en los cuerpos de agua, aire o en suelo y pueden explicar su comportamiento y
el de sus principales productos de degradación. Por ello, en las siguientes secciones se mencionarán las
transformaciones que sufre el DDT bajo condiciones abióticas, bióticas y finalmente, se describirán
algunos estudios en campo para generar una conclusión sobre la degradación del DDT en el ambiente.
2.2 Degradación abiótica del DDT
2.2.1 Transformación del DDT mediante reacciones fotolíticas
Se ha demostrado que el DDT sufre reacciones de fotodegradación (desclorinación) en agua, y éstas
son afectadas por la presencia de materia orgánica. Se ha descrito que cuando se usa luz artificial para
degradar el DDT, la luz UV provoca una reacción más rápida que la luz visible; sin embargo, en
presencia de ácidos húmicos, la velocidad de reacción es mayor con luz visible que con luz UV
[Kulovaara et al., 1995]. Parece ser que los ácidos húmicos funcionan como fotosensibilizadores y
donadores de electrones ocurriendo las reacciones bajo luz UV y visible a través de diferentes
mecanismos. A continuación se ilustra (Figura 2.3) el mecanismo de la reacción de deshalogenación
bajo luz visible usando fotosensibilizadores [Epling et al., 1991]:
29
PS
hv visible
PS*
PS* + DE PS.-
+ DE.+
PS.-
+ RCl PS + RCl.-
RCl.- R
. + Cl-
R. RH
Hsustracción
Figura 2.3 Mecanismo de deshalogenación del DDT en presencia de fotosensibilizadores.
Los electrones de no unión o electrones pi del fotosensibilizador (PS) son excitados con la luz visible
(hv) y la molécula excitada PS* interacciona con una especie donadora de electrones ó base de Lewis
(DE); la molécula PS* excitada sustrae un electrón del DE y se forma un anión radical PS•‾ y un catión
radical DE•+
. El anión radical PS•‾ altamente energizado reacciona con el compuesto halogenado y se
produce otro radical anión en el halogenuro de alquilo ó arilo RCl•‾. Este intermediario libera el
halógeno como anión y el residuo alquilo o arilo como radical. El anión cloruro es una especie
relativamente estable y el radical R• sustrae un protón para estabilizarse.
Recientemente, se describieron las rutas de descloración bajo luz visible (19 días de irradiación a 150
W) en presencia de un fotosensibilizador (azul de metileno) y una fuente donadora de electrones
(trietilamina). A partir de los resultados obtenidos, se logró deducir dos posibles mecanismos de
degradación del p,p´-DDT: la transferencia electrónica y la eliminación térmica (Figura 2.4). El p,p´-
DDE fue producido principalmente a través del efecto de eliminación térmica por la pérdida de una
molécula de HCl (deshidrohalogenación), lo mismo se observa en la generación del 1-cloro-2,2-bis(p-
clorofenil)-eteno (DDMU) y 2,2-bis(p-clorofenil)-eteno (DDNU) a partir de DDD y 1-cloro-2,2-bis(p-
clorofenil)-etano (DDMS) respectivamente. La eliminación de cloro (deshalogenación) del DDT, DDD
y DDMS requiere la transferencia de un simple electrón conduciendo a la disociación de un enlace C-
Cl en cada paso y formación final del 2,2-bis(p-clorofenil)-etano (DDNS). La deshalogenación total se
observó asociada con la formación del doble enlace alifático C=C, razón por la que el DDE, DDMU y
DDNU son los productos principales [Lin y Chang, 2007].
30
Cl
Cl
Cl
Cl
Cl
Cl
H
Cl
Cl
Cl
Cl
Cl
Cl
Cl
H
H
Cl
Cl
Cl
H
Cl
Cl
Cl
H
H
H
Cl
Cl
H
H
Cl
Cl
DDT
DDEDDD
DDMS DDMU
DDNUDDNS
eliminación términa
eliminación términa
eliminación términa
transferencia de electrones
transferencia de electrones
transferencia de electrones
transferencia de electrones
Figura 2.4 Rutas de descloración observada cuando el DDT es irradiado con luz visible. DDD = 1,1-
dicloro-2,2-bis(p-clorofenil)-etano; DDE = 1,1-dicloro-2,2-bis(p-clorofenil)-eteno; DDMU
= 1-cloro-2,2-bis(p-clorofenil)-eteno; DDNU = 1,1-bis(p-clorofenil)-eteno; DDMS = 1-
cloro-2,2-bis(p-clorofenil)-etano; DDNS = 2,2-bis(p-clorofenil)-etano. Tomado de Lin y
Chang [2007]
Otros productos de degradación obtenidos por reacciones fotoquímicas se han descrito en experimentos
efectuados bajo luz UV ( 254 nm, 1.2 kW, 8 min) (Figura 2.5), así también se observa la formación
directa del DDD y DDE a partir del DDT. La irradiación directa del DDD generó cantidades
31
significantes de DDMU y cantidades traza de los productos desclorinados DDNU, bis(4-clorofenil)-
metano (DDM), 3,6-dicloro-9-metilenfluoreno (M2), 1-cloro-2,2-bis(p-clorofenil)-etano (DDMS) y 2-
(p-clorofenil)-2-fenil-1,1-dicloroetano (M1). La irradiación directa de DDE generó el producto de
sustitución de Cl por H (DDMU), el producto de oxidación 4,4´-diclorobenzofenona (DCB) y
cantidades traza de DDD.
HC Cl
Cl
Cl Cl
C Cl
Cl
Cl Cl
DDD
DDE
HC H
Cl
Cl Cl
DDMU
Cl Cl
DDM
O
Cl Cl
DCB
O
Cl
DDT
HC Cl
Cl
Cl H
M1
HC H
Cl
Cl Cl
DDMS
CH2
Cl Cl
DDNU
CH2
Cl Cl
M2
OH
Cl Cl
Cl Cl
OH Cl
OH
Cl
O
Cl ClCl
O
Cl
OH
O
ClO
Cl
DBH
M3
M4
M5
M6
M7
M8
M9
Figura 2.5 Ruta de degradación del p,p´-DDT en agua cuando es irradiado con luz ultravioleta. DDD =
1,1-dicloro-2,2-bis(p-clorofenil)-etano; DDE = 1,1-dicloro-2,2-bis(p-clorofenil)-eteno,
DDMU = 1-cloro-2,2-bis(p-clorofenil)-etano; DDNU = 2,2-bis(p-clorofenil)-eteno; DDMS
= 1-cloro-2,2-bis(p-clorofenil)-etano; DBH = 2,2-bis(p-clorofenil)-metanol, DCB = p,p´-
diclorobenzofenona; DDM = 2,2-bis(p-clorofenil)-metano; M1 = 2-(p-clorofenil)-2-fenil-
1,1-dicloroetano; M2 = 3,6-dicloro-9-metilenfluoreno; M3 = o,p-diclorofenil-p´-
clorofenilmetanol; M4 = p-clorofenil-fenilmetanol; M5 = p-clorobenzofenona; M6 = p-
clorobenzofenona; M7 = p-clorobenzaldehído; M8 = ácido p-clorobenzoico; M9 = p-
cloroacetofenona. Tomado de Hong et al. [1997]
32
La irradiación de DCB generó DDM solamente a pH entre 1 y 2, sugiriendo que estas reacciones se
ven favorecidas en medio ácido, el cual es producido por los átomos de cloro alifáticos que va
perdiendo cada molécula. Como el DCB ya no posee átomos de cloro que puedan perderse como HCl,
el medio ya no es lo suficientemente ácido para que las reacciones de fotólisis continúen. También se
observaron reacciones de eliminación de cloro aromático en la obtención de 4-clorobenzofenona (M5)
a partir de DCB y 4-clorofenil-fenil-metanol (M4) formado a partir del DBH. Además, se observa
ruptura del enlace Califático-Caromático en el DCB y formación del 4-clorobenzaldehído (M7), el cual
posteriormente se oxida al ácido 4-clorobenzoico (M8). Una reacción de metilación es observada en la
generación de 4-cloro-acetofenona (M9) a partir de DCB. Entre otros productos se identificó la 4-
clorobenzofenona (M6) proveniente de la cloración aromática del bis(4-clorofenil)-metanol (DBH)
(Figura 2.5) [Hong et al., 1997].
2.2.2 Degradación del DDT catalizada con metales
El DDT puede experimentar reacciones de degradación en medio acuoso, aún sin la presencia de
catalizadores, por ejemplo se ha estimado un tiempo de vida media de 7 años, siendo el DDE su
producto principal, el cual es generado por una reacción de deshidrocloración. Este tiempo de vida
media es similar al descrito para otros compuestos orgánicos alifáticos halogenados [Schwarzenbach et
al., 2003]. Sin embargo, las reacciones abióticas pueden ocurrir más rápido cuando son catalizadas por
metales, óxidos metálicos y especies donadoras de electrones. Se ha demostrado que la combinación de
peróxido de calcio-hierro como CaO2-Fe° ó CaO2-FeS, los cuales generan ambientes reductores, es
capaz de provocar la transformación del 86% de DDT (solución acuosa) en 10 días de tratamiento y la
generación de DDE, DDD y DDMU que ya no fueron observados después de 30 días [Pirnie et al.,
2006]. El DDE es producto de la deshidrocloración del DDT y por lo tanto, también se puede formar
en el ambiente (condiciones abióticas) si las condiciones son favorables en pH y temperatura, entre
otros factores. Uno de estos factores es el tipo de iones presentes en un cuerpo de agua ó en la
disolución del suelo, los cuales pueden afectar las velocidades de reacción. Así, en experimentos en
laboratorio a 30°C y en presencia del surfactante SB3-16 (N-hexadecil-N,N-dimetil-3-amonio-1-
propanosulfonato), se demostró que la constante de velocidad (kobs) de deshidrocloración del DDT
disminuye con el incremento de la concentración de cloruros, y la magnitud de dicha disminución es
afectada por el tipo de catión presente. En la Figura 2.6 se observa que la kobs (1/s) de
deshidrocloración disminuye más si el catión es más pequeño, es decir, la mayor disminución de la
constante de velocidad kobs es cuando el contra-ión del cloruro es el catión litio y menor cuando el
catión es la tetrametilamina [Rodríguez et al., 2001].
33
Figura 2.6 Dependencia de la constante de deshidrocloración kobs (s-1
) para la reacción del DDT + HO•‾
sobre la concentración de cloruros en solución con un surfactante. Tomado de Rodríguez et
al. [2001]
El mecanismo de reacción en la degradación del DDT con metales, básicamente es la transferencia de
electrones del sistema metálico al DDT para su reducción y la formación consecutiva de especies con
menor número de átomos de cloro. En la Figura 2.7 se presenta un esquema del mecanismo de reacción
propuesto para la formación de DDD y DDE, a través de la hidrodescloración y deshidrocloración,
respectivamente. Los electrones son cedidos por el sistema Pd/trietilamina y favorecen la salida de un
radical cloro (Cl•) del DDT para formar el intermediario A, el cual puede perder HCl, que es
neutralizado por la trietilemina. El intermediario A también puede aceptar un radical hidrógeno (H•)
procedente del H2, catalizado por el Pd, y formar HCl y DDD [Monguchi et al., 2006].
ClCl
Cl
e-
Cl-
Cl Cl
ClCl
Cl Cl
.
H
Pd(0) o Et3N Pd(I) o Et3N+.
e-
Cl-
ClCl
Cl Cl
HClEt3N
Et3N HCl
p,p´-DDT
A
p,p´-DDE
H2/Pd
ClCl
Cl Cl
.
H
A
ClCl
Cl Cl
p,p´-DDD
H
Ruta de la hidrodesclorinación
Ruta de la deshidrocloración
HClEt3N
Et3N HCl
Figura 2.7 Mecanismo de formación de DDD y DDE a partir del DDT por el sistema Pd/C Et3N.
Tomado de Monguchi et al. [2006]
34
Se ha descrito la catálisis de la oxidación del DDT en suelo, usando dióxido de titanio (TiO2) en
presencia de luz ultravioleta. La transferencia de electrones ocurre para la formación de especies
altamente oxidantes (HO•, O2
•-) que degraden el DDT a través de los intermediarios DDD, DDE y
DDMU [Quan et al., 2005].
Los catalizadores metálicos usados para la reducción consecutiva del DDT son: Fe° [Tian et al., 2009;
Aristov y Habekost, 2010; Boussahel et al., 2007], Pd° [Monguchi et al., 2006] y Ni° [Tian et al.,
2009]; en el Cuadro 2.2 se muestran algunos usados en la degradación (reducción y oxidación) del
DDT, incluyendo las condiciones de reacción y los productos de obtenidos. Como se observa, se han
probado catalizadores preparados como nanopartículas que hacen más eficiente la reacción, sin la
necesidad de calentar, usar luz ultravioleta o medios alcalinos. Así, las nanopartículas de Ni/Fe (en
relación molar 1:3.5) degradan DDT a los productos DDE y DDD entre 2 y 4 horas después de iniciado
el experimento en pH ligeramente ácido, neutro o alcalino. Sin embargo, se observó que a valores bajos
de pH (<4) ocurre la corrosión del Fe° y a valores altos (>10), el hierro precipita como hidróxido. Entre
estos resultados, los autores propusieron un mecanismo para la deshidrocloración e hidrodescloración
que se observa en la Figura 2.8; en condiciones alcalinas el ión ferroso (Fe2+
) precipita como hidróxido
ferroso (Fe(OH)2) y se deposita sobre el hierro metálico (Fe°), formándose numerosas celdas
galvánicas bajo la catálisis del Ni°, y se mejora la transferencia de electrones del Fe° al DDT. En la
deshidrocloración, después de que el DDT sustrae un electrón, se forman el radical alquilo-DDT y el
anión cloruro. El radical alquilo-DDT pierde el hidrógeno de la posición bencílica para formar el DDE,
mientras el HCl que se genera es neutralizado con NaOH, esta base también promueve la
deshidrocloración (-HCl). En la hidrodescloración, el agua sustrae electrones y es reducida haciendo
que el hidrógeno sea adsorbido sobre la superficie de Ni°; el DDT es adsorbido sobre la superficie del
catalizador Ni/Fe donde ocurre la ruptura del enlace C-Cl y el átomo de cloro es reemplazado por
hidrógeno. En condiciones alcalinas, los electrones provienen de la celda galvánica entre el Fe(OH)2 y
Fe°, mientras que en condiciones ácidas o neutras los electrones provienen de la corrosión del hierro
[Tian et al., 2009].
35
Cuadro 2.2 Algunos catalizadores metálicos usados en la degradación del DDT
Catalizador Condiciones Productos Referencia
DDT Ni/Fe
nanopartículas
Temperatura ambiente DDD, DDE Tian et al., 2009
DDT Pd/H2(g)/C
trietilamina
Temperatura ambiente.
DDD, DDE
1,1-difeniletano
1,1-dicloro-2,2-
difeniletano
Monguchi et al., 2006
DDT Ni-Raney 50°C, KOH, cloruro de
tricaprilmetil-amonio
(surfactante)
2,2-difenil-etano, 2-(4-
clorofenil)-2-fenil-etano,
DDE
Zinovyev et al., 2005
DDT Fe° tratado con
H2SO4
Reacción tipo Fenton
(H2O2), Temperatura
ambiente
CO2, H2O Boussaheol et al., 2006
DDT
DDE
Fe° Reactor 500-
275°C/Ca(OH)2 ó tolueno
1,1-difeniletileno, cloruro
y HCl
Aristov y Habekost,
2010
DDT TiO2 Luz UV DDE, DDD, DDMU Quan et al., 2005
Figura 2.8 Mecanismo de degradación propuesto en la reducción catalítica del grupo triclorometil del
DDT sobre nanopartículas de Ni/Fe. Tomado y modificado de Tian et al. [2009]
36
2.3 Degradación biótica
Las principales reacciones que los organismos han desarrollado para degradar compuestos
organoclorados son las siguientes:
Sustitución o desplazamiento hidrolítico: presente en la degradación de hidrocarburos
alifáticos clorados; ocurre la sustitución de -Cl por -OH mediante un grupo de enzimas
denominadas halohidrolasas.
Eliminación de HCl y formación de alquenos y cicloalquenos.
Desplazamiento reductivo como la principal reacción para la sustitución del cloro en
condiciones anaerobias.
Desplazamiento oxidativo mediado por dioxigenasas.
Los mecanismos anteriores están incluidos en las rutas de degradación aerobia y anaerobia observadas
principalmente en microorganismos, ya que existen pocos estudios que dan seguimiento a la
degradación del DDT en especies vegetales. Algunos ejemplos son los descritos para las plantas
acuáticas Elodea canadienses, Mariophyllum aquaticum y Spirodela oligorrhiza; el producto principal
fue el DDD proveniente de una reacción de descloración del DDT, aunque se observó como producto
minoritario el DDE [Garrison et al., 2000; Gao et al., 2000]. La generación de DDD y DDE se ha
observado en otras especies vegetales como Phragmites australis, Oryza sativa L [Chu et al., 2006a;
2006b], Cichorium intybus y Brassica juncea [Suresh et al., 2005], adicionalmente en estas dos últimas
también se identificó el DDMU, que es producto de deshidrocloración del DDD.
Se ha demostrado que los microorganismos poseen gran capacidad enzimática para degradar el DDT,
DDE y DDD; entre ellos se encuentran: Athrobacter sp, Escherichia coli, Enterobacter aerogenes,
Enterobacter cloacae, Flavimonas oryzihabitans, Klebsiella pneumoniae, Pseudomonas aeruginosa,
Micropseudomonas putida, Morganella morganii, Micrococcus sp, Nocardia sp, Streptomyces
aureofaciens, Pseudomonas acidovarans, Bacillus sp, Hydrogenomonas sp, Saccharomyces cerevisiae,
Phanerochaete chrysosporium, Terrabacter sp, Phanerochaete chrysoporium, Pleurothus
plumonarius, Alcaligenes denitrificans, Alcaligenes eutrophus (Ralstonia eutropha), Boletus edulis,
Gomphidius viscidus, Laccaria bicolor, Leccinum scabrum, Mucor circinelloides, Galactomyces
geotrichum y Vibrio sp, entre otros [Pollero y Pollero, 1978; Lal y Saxena, 1982; Neilson, 1996;
Aislabie et al., 1997; Hay y Fotch, 1998; Hay y Fotch, 2000; Barragán-Huerta et al., 2007; Huang et
al., 2007; Orozco-Borbón et al., 2008; Thomas et al., 2008; Purnomo et al., 2010a; 2010b; Wang et al.,
2010].
Las rutas metabólicas observadas en la degradación del DDT y sus productos (DDE, DDD) se han
clasificado en los tipos anaerobia y aerobia. En la Figura 2.9 se presenta la propuesta de la ruta de
degradación anaerobia [Baczynski et al., 2010], en la cual se observa la descloración de la cadena
37
alifática del DDT, generándose el DDMU, DDMS y finalmente el DDNU. Este intermediario es
oxidado, pasando por el 2,2-bis(p-clorofenil)-etanol (DDOH) hasta la formación del ácido 2,2-bis(p-
clorofenil)-acético (DDA). El DDA experimenta descarboxilación y se forma el bis(p-clorofenil)-
metano (DDM), que es oxidado para formar primero el bis(p-clorofenil)-metanol (DBH) y luego el
p,p´-diclorobenzofenona (DCB).
DDT
DDD
DDMS
DDOH
Cl Cl
ClCl
Cl
Cl Cl
ClCl
H
Cl Cl
ClH
H
Cl Cl
CH2
Cl Cl
HO
Cl Cl
HO O
Cl Cl
Cl Cl
OH
Cl Cl
O
Cl Cl
ClDDMU
DBH
DCB
DDM
DDADDNU
Figura 2.9 Ruta de degradación anaerobia del DDT. DDMS = 1-cloro-2,2-bis-(p-clorofenil)-etano;
DDMU = 1-cloro-2,2-bis(p-clorofenil)-eteno; DDNU = 1,1-bis-(p-clorofenil)-eteno; DDOH
= 2,2-bis(p-clorofenil)-etanol; DDA = ácido 2,2-bis(p-clorofenil)-acético; DDM = bis(p-
clorofenil)-metano; DBH: bis(p-clorofenil)-metanol; DCB = p,p´-diclorobenzofenona.
Tomado de Baczynski et al. [2010]
38
Cabe destacar que el primer producto principal de la degradación anaerobia del DDT es el DDD y si
existe DDE, éste también puede ser metabolizado bajo las mismas condiciones, siguiendo una ruta muy
similar a la del DDD, es decir: DDE → DDMU → DDNU → DDOH → DDA → DDM → DBH →
DCB. Mediante hidrogenación del 1,1-bis(p-clorofenil)-eteno (DDNU) también se forma el 2,2-bis(p-
clorofenil)-etano (DDNS) (Figura 2.10) [Zook y Feng, 2008].
DDE
DDOH
Cl ClCl Cl
CH2
Cl Cl
HO
Cl Cl
HO O
Cl Cl Cl Cl
OH
Cl Cl
O
Cl Cl
Cl
DDMU
DBH DCBDDM
DDA
Cl Cl
DDNU
Cl Cl
CH3
DDNS
Figura 2.10 Ruta de degradación anaeróbica del DDE (1,1-dicloro-2,2-bis(p-clorofenil)-eteno; DDMU
= 1-cloro-2,2-bis(p-clorofenil)-eteno; DDNU = 1,1-bis(p-clorofenil)-eteno; DDOH = 2,2-
bis(p-clorofenil)-etanol; DDNS = 2,2-bis(p-clorofenil)-etano; DDA = ácido 2,2-bis(p-
clorofenil)-acético; DDM = bis(p-clorofenil)-metano; DBH = bis(p-clorofenil)-metanol;
DCB = p,p´-diclorobenzofenona. Modificado de Zook y Feng [2011]
La ruta de degradación aerobia para el DDT y DDE se presenta en la Figura 2.11, en donde se
proponen algunas de las enzimas responsables de las transformaciones. En la formación del DDE
interviene una DDT deshidroclorinasa, posteriormente la acción de una deshalogenasa genera el
DDMU. La acción de dioxigenasas permite la oxidación del DDT, del 1,1,1-tricloro-2-(p-clorofenil)-2-
(p-cloro-o,m-dihidroxifenil)-etano (compuesto H) y del 1,1-dicloro-2-(p-clorofenil)-2-(p-cloro-1,2-
dihidroxifenil)-eteno (compuesto A) para la formación de cis-1,1,1-tricloro-2-(p-clorofenil)-2-(4-cloro-
5,6-dihidroxi-1,3-ciclohexadienil)-etano (compuesto G), la sal del ácido 2Z,4Z-3,8,8,8-tetracloro-2-
hidroxi-6-oxo-7-(p-fenil)-2,4-octadienoico (compuesto I) y la sal del ácido 2Z,4Z-3,8,8-tricloro-2-
hidroxi-6-oxo-7-(p-fenil)-2,4,7-octatrienoico (compuesto B), respectivamente. La ruptura oxidativa del
anillo aromático se observa en los compuestos en donde ha ocurrido la formación de 1,2 dioles como
sucede en A y H. La acción de las deshidrogenasas provoca la re-aromatización de uno de los anillos
del compuesto G y la oxidación del grupo aldehído en F para producir el ácido correspondiente. Otra
39
enzima identificada es una hidrolasa que promueve la ruptura de la cadena lateral de B para generar la
sal del ácido 3-cloro-2-(p-fenil)-propenoico. En la formación de los siguientes compuestos: 1,1-
dicloro-2-(p-clorofenil)-2-(p-cloro,1,2-dihidroxifenil)-eteno (A), sal del ácido 2-(p-fenil)-etanoico (D),
p-cloroacetofenona (E), p-clorobenzaldehído (F) y la sal del ácido p-clorobenzoico (J), no se han
identificado las enzimas que generan estos compuestos [Zook y Feng, 2008].
DDT
Cl Cl
ClCl
Cl
Cl Cl
Cl Cl
Cl ClHO
OH
ClO
Cl
OH
O-
O
O-
ClO
Cl H
Cl H
Cl Cl
Cl Cl
O-
ClO
Cl
O
H
Cl
O
Cl ClHO
OH
Cl ClCl
Cl Cl ClO
Cl
OH
O-
O
Cl ClCl
Cl ClHO
OH
Cl ClCl
O-
Cl
O
DDE
DDMU
A
BC
E
F
G
H
J
D
I
Figura 2.11 Ruta de degradación aerobia del DDT y DDE. DDE = 1,1-dicloro-2,2 bis(p-clorofenil)-
eteno; DDMU = 1-cloro-2,2-bis(p-clorofenil)-eteno; A = 1,1-dicloro-2-(p-clorofenil)-2-(p-
cloro-1,2-dihidroxifenil)-eteno , B = sal del ácido 2Z,4Z-3,8,8-tricloro-2-hidroxi-6-oxo-7-
(p-clorofenil)-2,4,7-octatrienoico; C = sal del ácido 3-cloro-2-(p-fenil)-propenoico; D = sal
del ácido 2-(p-fenil)-etanoico; E = p-cloroacetofenona; F = p-clorobenzaldehído; G = cis-
1,1,1-tricloro-2-(p-clorofenil)-2-(4-cloro-5,6-dihidroxi-1,3-ciclohexadienil)-etano; H =
1,1,1-tricloro-2-(p-clorofenil)-2-(p-cloro-o,m-dihidroxifenil)-etano; I = sal del ácido 2Z,4Z-
3,8,8,8-tetracloro-2-hidroxi-6-oxo-7-(p-fenil)-2,4-octadienoico; J = sal del ácido p-
clorobenzoico. Modificado de Zook y Feng [2011].
40
En la degradación aerobia del DDD, se ha propuesto la formación del 1,1-dicloro-2-(4-clorofenil)-2-(4-
cloro-1,2-dihidroxifenil)-etano, un compuesto similar al H pero con un cloro menos, el cual sufre
hidrólisis y se transforma en la sal del ácido 2Z,4Z-3,8,8-dicloro-2-hidroxi-6-oxo-7-(4-clorofenil)-2,4-
octadienoico, un análogo de I (con solo dos átomos de cloro en la cadena alifática). Posteriormente,
éste genera por hidrólisis un derivado del ácido butanoico, el cual formará los productos finales que
son los ácidos 4-clorobenzoico y 2-(4-clorofenil)-etanoico (Figura 2.12). [Hay y Folcht, 2000].
Cl ClCl ClHO
OH
ClO
Cl
OH
O-
O
O
Cl
Cl Cl
Cl ClCl Cl
O-
ClO
Cl
O
H
Cl
O
Cl Cl
O-
Cl
O
DDD
O-O
sal del ácido 2-(p-clorofenil)-etanoicosal del ácido p-clorobenzoico
1,1-dicloro-2-(p-clorofenil)-2-(p-cloro-o,o-dihidroxifenil) etano
sal del ácido 2Z,4Z-3,8,8-dicloro-2-hidroxi-6-oxo-7-(p-clorofenil)-2,4-octadienoico
p-cloroacetofenonap-clorobenzaldehído
sal del ácido 4,4-dicloro-3-(p-clorofenil)-2-oxo-butanoico
Figura 2.12 Ruta de degradación aerobia del DDD. Tomada de Hay y Folcht [2000]
2.4 Transformaciones del DDT en el ambiente
Cuantificar la degradación del DDT y su persistencia a escala regional es complicado por la existencia
de diversas rutas de degradación microbiana, la naturaleza meta estable de sus metabolitos y las
diferentes condiciones ambientales de temperatura, humedad, radiación solar y potenciales de
reducción de los medios en donde se encuentre el contaminante. Sin embargo, comúnmente los
metabolitos encontrados en suelo y agua son el DDE y el DDD. En un estudio en un suelo arenoso
húmedo en Canadá, se determinó que los tiempos de vida media del DDT para su transformación a
DDE fueron entre 20 a 50 años, observándose como el metabolito más abundante, probablemente
41
porque puede generarse por las rutas anaerobia y aerobia de degradación biótica. En suelos inundados
se observó la formación casi igual de DDE y DDD [Crowe y Smith, 2007].
La persistencia del DDT en suelo es atribuida al envejecimiento del compuesto en el suelo o a su
secuestración, y está muy relacionada con el contenido de materia orgánica del suelo (MOS). Se ha
descrito que la materia orgánica es el componente más importante del suelo porque limita la
disponibilidad y movilidad de los plaguicidas. Los posibles mecanismos que pueden explicar la
persistencia de los compuestos organoclorados son: a) Interacción con la materia intraorgánica (materia
orgánica en los microporos del suelo), b) Difusión intraparticular (transporte del contaminante hacia
los espacios más internos del suelo) y c) Reacciones con la MOS.
Imaginar la reacción de compuestos organoclorados con la MOS es difícil por la naturaleza hidrofóbica
del DDT o sus similares; sin embargo, es posible entender esto si se considera que la MOS se puede
fraccionar en ácidos húmicos, fúlvicos y huminas [Essington, 2004]. Las huminas pueden ser separadas
en las fracciones lipídica y de ácidos húmicos unidos o ligados a material del suelo (BHA), además de
un residuo insoluble (IA). Esta división es de acuerdo a las propiedades de la solubilidad dependiente
del pH de las sustancias húmicas, y el fraccionamiento de las huminas es según el método de la metil-
isobutil-cetona (Figura 2.13) [Kohl y Rice, 1998].
Las huminas son una forma especial de sustancia húmica débilmente asociadas a la matriz mineral y a
los residuos de plantas y hongos en diversos estados de descomposición, además pueden contener
residuos de combustión incompleta como el hollín y el carbón vegetal. Existen estudios que relacionan
al DDT con las huminas más que con los otros componentes de la materia orgánica; así cuando el DDT
entra en contacto con las sustancias húmicas se asocia inicialmente con los ácidos fúlvicos, ácidos
húmicos y las huminas, pero con el paso del tiempo la fracción unida a las huminas se incrementa y las
asociadas a los otros dos componentes disminuye. Se ha demostrado que en suelos con materia
orgánica significativa, el DDT no está lábil ni tampoco está disponible para las plantas dado que se
encuentra asociado a las fracciones IA y lipídica de las huminas de la MOS [Zhang et al., 2007].
42
Figura 2.13 Diagrama de flujo para el fraccionamiento de las sustancias húmicas y de las huminas.
MIBC = metil-isobutil-cetona; BHA = ácido húmico unido. Modificado de Essington
[2004] y de Kohl y Rice [1998]
Las asociaciones de la MOS con el DDT y los otros mecanismos de secuestración son los responsables
de que existan residuos no extractables (compuestos orgánicos no extraíbles mediante extracción
exhaustiva con disolventes polares y no polares). Así se ha descrito que del total de DDT que existe en
suelo, los residuos no extractables representan del 6 al 25% dependiendo de: tipo de suelo, condiciones
ambientales, actividad biológica [Xie et al., 1997] y del tiempo de estancia en el suelo del compuesto
organoclorado. Lo anterior se debe a que entre más tiempo permanezca en contacto el DDT con el
suelo, el porcentaje de residuo no extractable se incrementará [Northcott y Jones, 2000]. Por lo tanto, el
transporte del DDT, DDE y DDD del suelo hacia las plantas parece ser mínimo, y si se encuentran
estos contaminantes en ellas, entonces provienen de la atmósfera, principalmente en regiones frías, tal
y como lo describe Calamari et al. [1991].
Estudios en México del comportamiento del DDT, DDE y DDD en la atmósfera, demostraron la deposición
neta de los tres compuestos del aire al suelo a través de la determinación de las fracciones de fugacidad
43
(ff) [Wong et al., 2010]. Sin embargo, se ha demostrado la presencia de estos contaminantes en la
atmósfera de regiones donde no son usados, y cuyas fuentes de contaminación están muy alejadas. Así,
en EUA se han detectado DDT, DDE y DDD en concentraciones de hasta 2.2, 9.9 y 1 pg/m3,
respectivamente; mientras que en Belice, donde se sigue usando el DDT, las concentraciones de DDT,
DDE y DDD fueron hasta 464, 220, y 61 pg/m3, respectivamente [Shen et al., 2005].
En suelo industrial de una planta de DDT en China, la cual funcionó en el periodo de 1968 a 1983,
parte del DDT residual fue degradado a DDD y DDE. En 2008 se encontraron residuos de hasta 390
mg/kg de p,p´-DDE, 191 mg/kg de p,p´-DDD, 596.7 mg/kg de o,p´-DDT y 1504.5 mg/kg de p,p´-DDT
[Liu et al., 2008]. Lo anterior refleja la gran estabilidad del DDT y su pequeña tasa de conversión a
DDE y DDD en al menos 25 años; en este tiempo, la cantidad de DDT es aún muy elevada con
respecto a las encontradas de sus principales productos de degradación. El 1-cloro-2,2-bis-(4-
clorofenil)-eteno (DDMU) también ha sido descrito en cuerpos de agua en concentraciones entre
0.047-0.21 ng/L [Xing et al., 2009], lo cual indica la existencia de reacciones de deshidrocloración del
DDD o descloración del DDE mediante rutas anaerobias, reacciones fotoquímicas a partir del DDD
(eliminación térmica), o la transferencia de electrones a partir del DDE (ver Figuras 2.4 y 2.10). Datos
más precisos sobre el destino del DDT en el ambiente son reportados en un estudio que sigue la
transformación del DDE, que es el principal producto de degradación del DDT en sedimentos de la
costa de Palos Verdes, California, EUA. El DDE es degradado por descloración reductiva para generar
el DDMU, el cual pierde cloro para formar el DDNU. La reacción de reducción del DDE siguió una
cinética de primer orden que permitió estimar las tasa de conversión del DDE, DDMU y DDNU, así
como sus respectivos tiempos de vida media que fueron 13.6, 10 y 4.4 años, respectivamente; no se
identificó el producto de degradación del DDNU [Eganhouse y Pontolillo, 2008]. Un estudio más
reciente reveló la diversidad estructural de los productos de degradación del DDT y compuestos
relacionados presentes en muestras de agua subterránea y contaminada por una fuente industrial. Se
identificaron los siguientes compuestos: DDE; DDD; DDMU; p,p´-diclorobenzofenona (DCB); ácido
2,2-bis(p-clorofenil) acético (DDA); N-metil amida del DDA (DDAMA); N-butil éster del ácido 2,2-
bis(p-clorofenil)-acético (DDABE); 2,2-bis(p-clorofenil)-etanonitrilo (DDCN); bis(p-clorofenil)-
metano (DDM); 1-(p-clorofenil)-etanol (CPE); 2-cloro-1-(p-clorofenil)-etanol (MCPE) y 2-2-dicloro-
1-(p-clorofenil)-etanol (DCPE) (Figura 2.14) [Frische et al., 2010].
Con el desarrollo de nuevas metodologías de análisis de contaminantes en matrices ambientales, se han
identificado en los residuos no extractables de sedimento marino los siguientes productos de
degradación: bis(p-clorofenil)-metano (DDM); 3,3-bis(p-clorofenil)-1-propeno (DDPU) y 1,1-bis(p-
clorofenil)-propano (DDPS), además de los ya identificados en el ambiente (DBP, DDA, DDD, DDMS
y DCB) (Figura 2.15) [Schwarzbauer et al., 2004; Kronimus et al., 2006].
44
Cl Cl
CN
Cl
DDCN
Cl
OO
DDABE
Cl Cl
NH
O
DDAMA
Cl
OH
CPE
Cl
OH
Cl
Cl
OH
Cl Cl
DCPEMCPE
Figura 2.14 Productos relacionados al DDT y de degradación encontrados en agua subterránea. DDCN
= 2,2-bis(p-clorofenil)-etanonitrilo; DDABE = N-butil éster del ácido 2,2-bis(p-clorofenil)-
acético; DDAMA = N-metil amida del ácido 2,2-bis(p-clorofenil)-acético; CPE = 1-(p-
clorofenil)-etanol; MCPE = 2-cloro-1-(p-clorofenil)-etanol; DCPE = 2-2-dicloro-1-(p-
clorofenil)-etanol. Tomado de Frische et al. [2010]
Cl Cl Cl
DDM
Cl Cl Cl
DDPU DDPS
Figura 2.15 Productos de degradación del DDT o relacionados al DDT encontrados en sedimentos
como residuos no extractables
En los lugares donde aún se usa el DDT, como en México, se reportan residuos de DDT y sus
principales metabolitos DDE y DDD, y ocasionalmente el DDMU. Los valores encontrados de estos
compuestos se encuentran en el orden de los picogramos y microgramos/kg en sedimento, suelos y
alimentos [Carvalho et al., 2002; González-Farías et al., 2002; Waliszewski et al., 2004]. Los datos
observados revelan la alta estabilidad del DDT en agua y sedimento, cuyo tiempo de vida media es
aproximadamente de 5 años, tiempo en el que la mitad de la concentración del DDT se transforma
principalmente a DDE. Otra conclusión de estas investigaciones es la rápida entrada del DDT a los
sistemas vivos en donde se almacena o metaboliza aún más que en suelo; así en estuarios donde se
45
monitorean las concentraciones de DDT en sedimento y tejido, la concentración del DDT puede ser
hasta 30 veces mayor en tejido [Carvahlo et al., 2009], y refleja mayor actividad metabólica
(conversión a DDE) en tejidos vegetales que en suelo [Waliszewski et al., 2004]. Como ya se ha
mencionado, los tiempos de vida media del DDT son variables y dependen de diversos factores, los
cuales son importantes de estudiar para el desarrollo de tecnologías de remediación de suelos o cuerpos
de agua contaminados con DDT, tema que se discutirá en un capítulo posterior. Entre los factores más
importantes que afectan la degradación del DDT, se encuentra la presencia de organismos capaces de
metabolizar el plaguicida; algunos de estos organismos ya fueron mencionados y pueden disminuir los
tiempos de vida media del DDT de 15 años a sólo algunos días [Purnomo et al, 2010a].
Estudios que describen las transformaciones del DDT en la atmósfera no son comunes, y se especula
que este compuesto es transformado por reacciones fotoquímicas. Existe una alta probabilidad de que
el plaguicida se deposite en suelo [Wong et al., 2010] y el remanente sea transportado a lugares
distantes de su emisión, y aún así sea detectado en niveles de pg/m3 [Shen et al., 2005]. En el periodo
2002 a 2004 en un área rural de Chiapas, se reportaron concentraciones atmosféricas de 2360 pg/m3,
mientras que en otra área rural de baja altitud (Tabasco) se encontraron 239 pg/m3 de DDT y las
cantidades de DDE y DDD encontradas representaron el 16 y 1 % respectivamente. En este estudio, se
manifiesta la importancia de las corrientes de aire que distribuyen el plaguicida y la contribución del
DDT que es emitido continuamente a la atmósfera [Alegria et al., 2008].
Los datos presentados hasta ahora reflejan la gran dificultad para que el DDT sea transformado en el
ambiente, y que el mayor número de transformaciones reportadas ocurren en ambientes anaerobios,
como los sedimentos o los cuerpos de aguas profundas. En el aire aparentemente solo es transportado
junto con sus metabolitos (DDE y DDD). En suelo, el DDT puede sufrir transformaciones en
ambientes reductores, y es menos móvil debido a su interacción con la materia orgánica,
específicamente con las huminas. El DDE y DDD también poseen tiempos de vida media largos siendo
persistentes como el DDT, tal como se describe en los estudios de monitoreo de estos compuestos en
suelos contaminados; los tiempos de vida media van de 4 a 50 años dependiendo de las condiciones
ambientales y de la presencia de organismos capaces de transformarlos. Por lo tanto, aún es difícil
conocer el tiempo que debe trascurrir para que los residuos de DDT sean transformados a moléculas
simples sin anillos aromáticos. De aquí, la importancia de desarrollar métodos de análisis novedosos y
modelos experimentales que permitan identificar todos los metabolitos o compuestos relacionados al
DDT y sus rutas de degradación en el ambiente. Afortunadamente, se han identificado un gran número
de microorganismos e incluso algunas especies vegetales, capaces de metabolizar el DDT que pueden
ser alternativas para disminuir el problema de la persistencia del DDT. Adicionalmente, existen
estudios de laboratorio sobre las propiedades fisicoquímicas, así como las condiciones abióticas y
46
bióticas que favorecen la degradación del DDT, los cuales van incrementando el campo del
conocimiento del plaguicida para estimar con mayor exactitud su destino en el ambiente y dirigir en el
menor tiempo posible su degradación.
Siglas, abreviaturas y acrónimos
BHA ácidos húmicos unidos o ligados a material del suelo
CPE 1-(p-clorofenil)-etanol
DBH 2,2-bis(p-clorofenil)-metanol
DCB p,p´-diclorobenzofenona
DCB p,p´-diclorobenzofenona
DCPE 2-2-dicloro-1-(p-clorofenil)-etanol
DDA ácido 2,2-bis(p-clorofenil)-acético
DDABE N-butil éster del ácido 2,2-bis(p-clorofenil)-acético
DDAMA N-metil amida del DDA
DDCN 2,2-(p-clorofenil)-etanonitrilo
DDM 2,2-bis(p-clorofenil)-metano
DDMU 1-cloro-2,2-bis(p-clorofenil)-eteno
DDNS 2,2-bis(p-clorofenil)-etano
DDNU 1,1-bis(p-clorofenil)-eteno
DDOH 2,2-bis(p-clorofenil)-etanol
DDPS 1,1-bis(p-clorofenil)-propano
DDPU 3,3-bis(p-clorofenil)-1-propeno
DMS 1-cloro-2,2-bis(p-clorofenil)-etano
ff fracciones de fugacidad
IA residuo insoluble
MCPE 2-cloro-1-(p-clorofenil)-etanol
MOS materia orgánica del suelo
o, p´-DDT 1,1,1-tricloro-2-(o-clorofenil), 2´-(p-clorofenil)-etano
o,p´-DDD 1,1-dicloro-2-(o-clorofenil), 2´-(p-clorofenil)-etano
o,p´-DDE 1,1, dicloro-2-(o-clorofenil), 2´- (p-clorofenil)-eteno
p,p´-DDD 1,1-dicloro-2,2-bis(p-clorofenil)-etano
p,p´-DDE 1,1-dicloro-2,2-bis(p-clorofenil)-eteno
p,p´-DDT 1,1,1-tricloro-2,2-bis(p-clorofenil)-etano
47
Referencias
Alegria H. A., Wong F., Jantunen L. M., Bidleman T. F., Figueroa M. S., Gold-Bouchot G., Ceja-
Moreno V., Waliszewski S. M., Infanzon R., Organochlorine pesticides and PCBs in air of
southern Mexico (2002-2004). Atmos. Environ., (2008) 42: 8810-8818.
Aislabie J. M. Richards N. K., Boul H. L., Microbial degradation of DDT and its residues-a review. N.
Z. J. Agric. Res., (1997) 40: 269-282.
Aristov N., Habekost A., Heterogeneous dehalogenation of PCBs with iron/toluene or iron/quicklime.
Chemosphere, (2010) 80: 113-115.
Baczynski T., Pleissner D., Grotenhuis T., Anaerobic biodegradation of organochlorine pesticides in
contaminated soil-Significance of temperature and availability. Chemosphere, (2010) 78: 22-
28.
Barragán-Huerta B. E., Costa-Pérez C., Peralta-Cruz J., Barrera Cortés J., Esparza-García F.,
Rodríguez-Vázquez R., Biodegradation of organochlorine pesticides by bacteria grown in
microniches of the porous structure of green bean coffee. Int. Biodeterior. Biodegradation,
(2007) 59: 239-244.
Boussahel R., Harik D., Mammar M., Lamara-Mohamed S., Degradation of obsolete DDT by Fenton
oxidation with zero-valent iron. Desalination, (2007) 206: 369–372.
Calamari D., Bacci E., Focardi S., Gaggi C., Morosini M., Vighi M., Role of Plant biomass in the
global environmental partitioning of chlorinated hydrocarbons. Environ. Sci. Technol., (1991)
25: 1489-1495.
Carvalho F. P., Gonzalez-Farias F., Villeneuve J.-P., Cattini C., Hernandez-Garza M., Mee L. D.,
Fowler S. W., Distribution, Fate and Effects of Pesticide Residues in Tropical Coastal Lagoons
of Northwestern Mexico. Environ. Technol., (2002) 23: 1257-1270.
Carvalho F. P., Villeneuve J.-P. Cattini C., Rendón J., Mota de Oliveira J., Pesticide and PCB residues
in the aquatic ecosystems of Laguna de Terminos, a protected area of the coast of Campeche,
México. Chemosphere, (2009) 74: 988-995.
Chu W.K., Wong M.H., Zhang J., Accumulation, distribution and transformation of DDT and PCBs by
Phragmites australis and Oryza sativa L.: I. Whole plant study. Environ. Geochem. Health,
(2006a) 28:159–168.
Chu W.K., Wong M.H., Zhang J., Accumulation, distribution and transformation of DDT and PCBs by
Phragmites australis and Oryza sativa L.: II. Enzyme study. Environ. Geochem. Health,
(2006b) 28:169–181.
Crowe A.S., Smith J.E., Distribution and persistence of DDT in soil at a sand dune-marsh
environment: Point Pelee, Ontario, Canada. Can. J. Soil Sci., (2007) 87:315-327.
48
Eganhouse R. P., Pontolillo J., DDE in sediments of the Palos Verdes Shelf, California: In situ
transformation rates and geochemical fate. Environ. Sci. Technol., (2008) 42: 6392-6398.
Epling G.A., Wang Q., Qiu Q., Efficient utilization of visible light in the photoreduction of
chloroaromatic compounds. Chemosphere (1991) 22: 959-962.
Essington M. E., Soil and Water Chemistry. An integrative Aproach, (2004) CRC Press. 534 p
Frische K., Schwarzbauer J., Ricking M., Structural diversity of organochlorine compounds in
groundwater affected by an industrial point source. Chemosphere, (2010) 81: 500-508.
Gao J., Garrison A.W., Hoehamer C., Mazur C.S., Wolfe N.L., Uptake and Phytotransformation of
o,p´-DDT and p,p´-DDT by Axenically Cultivated Aquatic Plants. J. Agric. Food Chem.,
(2000) 48, 6121-6127.
Garrison A. W., Nzengung V. A., Avants J. K., Ellintong J. J., Jones W. J., Rennels D., Wolfe N. L.,
Phytodegradation of p,p´-DDT and enantiomers of o,p´-DDT. Environ. Sci. Technol., (2000)
34: 1663-1670.
González-Farías F., Cisneros-Estrada X., Fuentes-Ruiz C., Díaz-González G., Botello A. V., Pesticides
distribution in sediments of a tropical coastal lagoon adjacent to an irrigation district in
Northwest Mexico. Environ. Technol., (2002) 23: 1247-1256.
Hay A. G., Focht D. D., Cometabolism of 1,1-dichloro-2,2-bis(4-chlorophenyl)ethylene by
Pseudomonas acidovorans M3GY grown on biphenyl. Appl. Environ. Microbiol., (1998) 64:
2141–2146.
Hay A.G., Focht D.D., Transformation of 1,1-dichloro-2,2-(4-chlorophenyl)ethane (DDD) by
Ralstonia eutropha strain A5. FEMS Microbiol. Ecol., (2000) 31: 249-253.
Hong J., Yoo J.-S., Jung S.-T., Kim K.-J., Identification of Photodegradation Products of DDT in
Water. Anal. Sci., (1997) 13: 75-82
Huang Y., Zhao X., Luan S., Uptake and biodegradation of DDT by 4 ectomycorrhizal fungi. Sci.
Total Environ., (2007) 385: 235–241.
Kohl S. D., Rice J. A., The binding of contaminants to humin: A mass balance. Chemosphere, (1998)
36: 251-261.
Kronimus A., Schwarzbauer J., Ricking M., Analysis of non-extractable DDT-related compounds in
riverine sediments of the Teltow Canal, Berlin, by pyrolysis and thermochemolysis. Environ.
Sci. Technol., (2006) 40: 5882-5890.
Kulovaara M., Backlund P., Corin N., Light-induced degradation of DDT in humic water. Sci. Total
Environ., (1995) 170: 185-191.
Lal R., Saxena D. M., Accumulation, metabolism, and effects of organochlorine insecticides on
microorganisms. Microbiol. Rev., (1982) 46: 95-127.
49
Lin C., Chang T. Ch., Photosensitized reduction of DDT using visible light: The intermediates and
pathways of dechlorination. Chemosphere, (2007) 66: 1003-1011.
Liu W., Li C., Zheng M., Wang L., Li S., Ba T., Su G., Gao L., Zhang L., Distribution of DDT in a
typical DDT waste contaminated site. Bull Environ. Contam. Toxicol., (2008) 80:280–282.
Monguchi Y., Kume A., Sajiki H., Facile and catalytic degradation method of DDT using Pd/C-Et3N
system under ambient pressure and temperature. Tetrahedron, (2006) 62: 8384-8392.
Neilson A. H., An Environmental Perspective on the Biodegradation of Organochlorine Xenobiotics.
Int. Biodeterior. Biodegradation, (1996) 37: 3-21.
Northcott G.L., Jones K.C., Experimental approaches and analytical techniques for determining
organic compound bound residues in soil and sediment. Environ. Pollut., (2000) 108: 19-43.
Orozco-Borbón M. V., de la Rosa-Vélez J., Ramírez-Álvarez N., Macías-Zamora V., Gutiérrez-
Galindo E .A. , Muñoz-Barbosa A., DDT in sediments from the northwest coast of Baja
California (Mexico) and its biotransformation by Vibrio sp. Cienc. Mar., (2008) 34, 419-432.
Pirnie E. F., Talley J. W., ASCE M., Hundal L. S., Transformation of DDT and its metabolites by
various abiotic methods. J. Environ. Eng., (2006) 132: 560-564.
Pollero R., de Pollero S. C., Degradation of DDT by soil Amoeba. Bull. Environ. Contam. Toxicol.,
(1978) 1: 345-350-
Purnomo A. S., Koyama F., Mori T., Kondo R., DDT degradation potential of cattle manure compost.
Chemosphere, (2010a) 80: 619-624.
Purnomo A.S., Mori T., Kondo R., Involvement of Fenton reaction in DDT degradation by brown-rot
fungi. Int. Biodeterior. Biodegradation, (2010b) doi:10.1016/j.ibiod.2010.06.008
Quan X., Zhao X., Chen S., Zhao H., Chen J., Zhao Y., Enhancement of p,p´-DDT photodegradation
on soil surfaces using TiO2 induced by UV-light. Chemosphere, (2005) 60: 266–273.
Rodríguez A., Graciani M. del M., Muñoz M., Moya M. L., Influence of the Nature of the Cation on
the Reaction DDT + OH- in Sulfobetaine Micellar Solutions in the Presence of Added Salts.
Langmuir, (2001) 17: 1860-1863.
Schwarzbauer J., Ricking M., Littke R., DDT-Related compounds bound to nonextractable particulate
matter in sediments of the Teltow Canal, Germany. Environ. Sci. Technol., (2004) 37: 488-
495.
Schwarzenbach R. P., Gschwend P. M., Imboden D. M., Environmental organic chemistry. 2da ed.
Wiley-Interscience (2003) 1313p
Shen L., Wania F., Compilation, Evaluation, and Selection of Physical-Chemical Property Data for
Organochlorine Pesticides. J. Chem. Eng. Data, (2005) 50: 742-768.
50
Shen L., Wania F., Lei Y. D., Teixeira C., Muir D. G. C., Bidleman T. F., Atmospheric distribution and
long-range transport behavior of organochlorine pesticides in North America. Environ. Sci.
Technol., (2005) 39: 409-420
Suresh B., Sherkhane P. D., Kale S., Eapen S., Ravishankar G. A., Uptake and degradation of DDT by
hairy root cultures of Cichorium intybus and Brassica juncea. Chemosphere, (2005) 61: 1288-
1292.
Tian H., Li J., Mu Z., Li L., Hao Z., Effect of pH on DDT degradation in aqueous solution using
bimetallic Ni/Fe nanoparticles. Sep. Purif. Technol., (2009) 66: 84–89.
Thomas J. E., Ou L.-T., Al-Agely A., DDE Remediation and Degradation. In Reviews of
Environmental Contamination and Toxicology. (2008) D.M. Whitacre (ed.) Springer p55-66.
Waliszewski S. M., Carvajal O., Infanzon R. M., Trujillo P., Aguirre A. A., Maxwell M. J., Agric.
Food Chem., (2004) 52: 7045-7050.
Wang G., Zhang J., Wang L., Liang B., Chen K., Li S., Jiang J., Co-metabolism of DDT by the newly
isolated bacterium, Pseudoxanthomonas sp. Wax. Braz. J. Microbiol., (2010) 41: 431-438.
Wong F., Alegria H.A., Bidleman T.F., Organochlorine pesticides in soils of Mexico and the potential
for soil-air exchange. Environ. Pollut., (2010) 158: 749-755.
Xie H., Guetzloff T. F., Rice J. A., Fractionation of pesticide residues bound to humin. Soil Sci.,
(1997) 162: 421-429.
Xing Y.-N., Guo Y., Xie M., Shen R.-L., Zeng E. Y., Detection of DDT and its metabolites in two
estuaries of South China using a SPME-based device: First report of p,p’-DDMU in water
column. Environ. Pollut., (2009) 157: 1382-1387.
Zhang J.-j., Wen B., Shan X.-q., Zhang S., Khan S. U., Temporal change in the distribution patterns of
hexachlorobenzene and dichlorodiphenyltrichloroethane among various soils organic matter
fractions. Environ. Pollut., (2007) 150: 234-242.
Zhang N., Yang Y., Liu Y., Tao S., Determination of octanol-air partition coefficients and supercooled
liquid vapor pressures of organochlorine pesticides. J. Environ. Sci. Health B, (2009) 44: 649-
656.
Zinovyev S. S., Shinkova N. A., Perosa A., Tundo P., Liquid phase hydrodechlorination of dieldrin and
DDT over PD/C and Raney-Ni. Appl. Catal. B, (2005) 55: 39-48.
Zook C., Feng J. UMBBD website (http://umbbd.msi.umn.edu/ddt/ddt_map.html). Reproducido por
Ellis LBM, Roe D, Wackett LP 2011, “The University of Minnesota
Biocatalysis/Biodegradation Database”