1
FACULTAD DE MEDICINA HUMANA Y CIENCIAS DE LA
SALUD
ESCUELA PROFESIONAL DE TECNOLOGÍA MÉDICA
ÁREA DE LABORATORIO CLÍNICO Y ANATOMÍA
PATOLÓGICA
“COMPARACIÓN DE LA TÉCNICA DE FAUST Y
SEDIMENTACIÓN SIMPLE PARA LA CONCENTRACIÓN DE
PARÁSITOS INTESTINALES EN MUESTRAS FECALES DE
PERSONAS ATENDIDAS EN EL CENTRO DE SALUD DEL
DISTRITO DE TUPAC AMARU”
TESIS PARA OPTAR EL TÍTULO DE LICENCIADO
TECNÓLOGO MÉDICO EN EL ÁREA DE LABORATORIO
CLÍNICO Y ANATOMÍA PATOLÓGICA
JACKELINE PATIÑO YAGUILLO
ASESORA: Mg. LUCY VERÓNICA GODOY LAURENTE
Ica, Perú
2018
2
HOJA DE APROBACIÓN
JACKELINE PATIÑO YAGUILLO
“COMPARACIÓN DE LA TÉCNICA DE FAUST Y SEDIMENTACIÓN SIMPLE PARA LA CONCENTRACIÓN DE PARÁSITOS
INTESTINALES EN MUESTRAS FECALES DE PERSONAS ATENDIDAS EN EL CENTRO DE SALUD DEL DISTRITO DE TUPAC
AMARU”
Esta tesis fue evaluada y aprobada para la obtención del título de Licenciado en Tecnología Médica en el área de Laboratorio Clínico y
Anatomía Patológica por la Universidad Alas Peruanas.
_________________________________________
_________________________________________
_________________________________________
ICA- PERU
2018
3
Se Dedica este Trabajo:
A Dios por haberme guiado cada día de mi
vida.
A mis padres Víctor y Emilia con sus
ejemplos de lucha me ayudaron a alcanzar
mis metas.
A mis hijos Carlos y Harold por ser el motivo
de inspiración de superación cada día.
A mi esposo Carlos Custodio por su
comprensión y apoyo constante.
4
Se agradece por su contribución para el
desarrollo de esta tesis:
A mi asesor Mag. Lucy Verónica Godoy
Laurente por su guía constante, gracias por
haberme brindado su conocimiento científico y
asesoramiento en lograr la realización de la
misma.
A mis maestros que a través de sus lecciones
y experiencias me formaron y prepararon para
enfrentar los retos que enfrentare con mi
profesión día a día.
A la Universidad Alas Peruanas por haberme
permitido alcanzar mi gran anhelo de estudiar
y concluir mi profesión.
Al Dr. Luis Mario Casma Medina jefe del C.S.
Tupac Amaru por su aceptación en la
elaboración de la tesis.
5
Sin laboratorios los hombres de ciencia son
como soldados sin armas. (LOUIS
PASTEUR)
6
RESUMEN
Las parasitosis intestinales son un problema de salud pública en Ica, y su
diagnóstico depende de pruebas de laboratorio, las cuales presentan
investigaciones distintas.
La presente tesis comparó los resultados obtenidos por el método de
Faust y sedimentación simple en muestras fecales de pacientes
evaluados en el laboratorio del Centro de Salud del distrito de Túpac
Amaru en el mes de Febrero del año 2017. Se diseñó un estudio analítico
de laboratorio, en el cual se obtuvieron muestras fecales (según diseño
muestral aleatorio) que según el examen coproparasitológico simple
fueron categorizados en dos grupos: parasitados (n=127) y no
parasitados (n=27); para aplicar las dos técnicas de concentración.
Los resultados evidencian que la frecuencia de parásitos intestinales en
el grupo de parasitados por el método de sedimentación simple fue para
E. coli, del 32.14%, G. lamblia 40%, E. vermicularis 75%, y no detectó
algún caso positivo para H. nana. En el análisis global, se evidenció que
la sedimentación simple fue capaz de detectar al 44.4% del total de no
parasitados como positivos. El método de Faust fue capaz de detectar al
100% todos los casos como positivos. El 96.6% de los casos resultaron
positivos para el parásito E. coli, 95.3% para G. lamblia, 83.3% para E.
vermicularis y 50% para H. nana. El método de Faust también evidenció
mayor frecuencia en la identificación de casos con poliparasitismo en
comparación a la sedimentación simple (8.6% vs 7.1%). La concordancia
entre el método de Faust y sedimentación simple fue baja
(kappa=38.2%), con diferencias significativas entre sus resultados
(p<0.01). Se concluye que el método de Faust genera resultados
significativamente diferentes en la concentración y recuperación de
parásitos intestinales en comparación a la sedimentación simple.
Palabras clave: Parasitosis intestinal, Método de sedimentación simple,
Método de Faust.
7
ABSTRACT
Intestinal parasitosis is a public health problem in Ica, and its diagnosis
depends on laboratory tests, which present different investigations.
This thesis compared the results obtained by the Faust method and
simple sedimentation in faecal samples from patients evaluated in the
laboratory of the Tupac Amaru district Health Center in February 2017. An
analytical laboratory study was designed, in which faecal samples were
obtained (according to random sample design) that according to the
simple coproparasitological examination were categorized into two
groups: parasitized (n = 127) and non-parasitized (n = 27); to apply the
two concentration techniques.
The results show that the frequency of intestinal parasites in the group
parasitized by the simple sedimentation method was for E. coli, 32.14%,
G. lamblia 40%, E. vermicularis 75%, and did not detect any positive case
for H nanny In the global analysis, it was evidenced that simple
sedimentation was able to detect 44.4% of the total of non-parasitized as
positive. Faust's method was able to detect 100% of all cases as positive.
96.6% of the cases were positive for the E. coli parasite, 95.3% for G.
lamblia, 83.3% for E. vermicularis and 50% for H. nana. The Faust
method also showed greater frequency in the identification of cases with
polyparasitism compared to simple sedimentation (8.6% vs 7.1%). The
concordance between the Faust method and simple sedimentation was
low (kappa = 38.2%), with significant differences between their results (p
<0.01). It is concluded that the Faust method generates significantly
different results on concentration and recovery of intestinal parasites
compared to simple sedimentation.
Kew words: Intestinal parasitism, Simple sedimentation method, Faust
method.
8
INDICE
CAPITULO I: PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA
1.1. Descripción de la realidad problemática 13
1.2. Formulación del problema 16
1.3. Objetivos 17
1.4. Justificación de la investigación 18
1.5. Limitación del estudio 19
CAPITULO II MARCO TEÓRICO
2.1. Antecedentes 20
2.2. Bases teóricas 28
2.4. Definición de términos básicos 44
CAPITULO III: HIPÓTESIS Y VARIABLES DE LA INVESTIGACIÓN
3.1. Hipótesis de la investigación 46
3.2. Variables de estudio y operacionalización 47
CAPITULO IV: METODOLOGIA
4.1. Diseño de la investigación 48
4.2. Diseño muestral 49
4.3. Técnicas de recolección de datos 51
4.4. Técnicas estadísticas para el procesamiento de la información 54
4.5. Aspectos éticos 54
CAPITULO V: ANÁLISIS Y DISCUSIÓN
5.1. Análisis descriptivo 56
5.2. Análisis inferencial y comprobación de hipótesis 64
5.3. Discusión y conclusiones 72
FUENTES DE INFORMACIÓN 80
ANEXO 1: CONSENTIMIENTO INFORMADO 90
ANEXO 2: COPROPARASITOLÓGICO DIRECTO SIMPLE 92
ANEXO 3: TÉCNICA DE SEDIMENTACIÓN SIMPLE 93
ANEXO 4: TÉCNICA DE FAUST 94
ANEXO 5: GRÁFICOS
ANEXO 6: FOTOS
95
97
9
ANEXO 7: SOLICITUD DE PERMISO
MATRIZ DE CONSISTENCIA
101
103
10
LISTA DE TABLAS
Pág.
Tabla 01. Frecuencia de parásitos según el coproparasitológico simple en el
grupo de parasitados
Tabla 02. Resultados obtenidos por el método de sedimentación simple en el
grupo de parasitados
Tabla 03. Resultados obtenidos por el método de sedimentación simple en el
grupo de no parasitados
Tabla 04. Distribución de parásitos obtenidos por el método de
sedimentación simple en el grupo de parasitados
Tabla 05. Distribución de parásitos obtenidos por el método de
sedimentación simple en el grupo de no parasitados
Tabla 06. Resultados obtenidos por el método de Faust en el grupo de
parasitados
Tabla 07. Resultados obtenidos por el método de Faust en el grupo de no
parasitados
Tabla 08. Distribución de parásitos obtenidos por el método de Faust en el
grupo de parasitados
Tabla 09. Distribución de parásitos obtenidos por el método de Faust en el
grupo de no parasitados
Tabla 10. Distribución de parasitismo según el método de sedimentación
simple, en el grupo de parasitados
Tabla 11. Distribución de parasitismo según el método de Faust, en el grupo
de parasitados
Tabla 12. Análisis de concordancia entre resultados obtenidos por el método
coproparasitológico simple y sedimentación simple
Tabla 13. Análisis de concordancia entre resultados obtenidos por el método
coproparasitológico simple y Faust
Tabla 14. Análisis de concordancia entre resultados obtenidos por el método
56
57
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58
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60
61
61
62
63
63
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65
66
11
de sedimentación simple y Faust
Tabla 15. Análisis de correlación entre resultados obtenidos por el método de
coproparasitológico simple y sedimentación simple
Tabla 16. Análisis de correlación entre resultados obtenidos por el método de
coproparasitológico simple y Faust
Tabla 17. Análisis de correlación entre resultados obtenidos por el método de
sedimentación simple y Faust
Tabla 18. Asociación entre resultados obtenidos por el método
coproparasitológico simple y sedimentación simple
Tabla 19. Asociación entre resultados obtenidos por el método
coproparasitológico simple y Faust
Tabla 20. Asociación entre resultados obtenidos por el método de
sedimentación simple y Faust
Tabla 21. Evaluación diagnóstica del método de sedimentación simple
Tabla 22. Evaluación diagnóstica del método de Faust
66
67
67
68
68
69
69
71
12
LISTA DE ABREVIATURAS
OMS: Organización Mundial de la Salud
ZnSO4: Sulfato de zinc
FEAc: Solución de formol éter acetato
MINSA: Ministerio de salud
13
CAPÍTULO I
PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA
1.1. DESCRIPCIÓN DE LA REALIDAD PROBLEMÁTICA
Las infecciones parasitarias causadas por helmintos y protozoarios
intestinales se encuentran entre las infecciones más frecuentes en
humanos en los países en desarrollo. En los países desarrollados, los
parásitos protozoarios causan comúnmente más infecciones
gastrointestinales en comparación con los helmintos. Los parásitos
intestinales causan una morbimortalidad significativa en los países
endémicos (1).
Se pueden utilizar diferentes procedimientos y técnicas para concentrar
elementos parasitarios en muestras fecales, cada uno con sus propias
ventajas y limitaciones. La flotación fecal se ha utilizado para diagnosticar
la mayoría de los parásitos gastrointestinales; es muy útil al evaluar la
mayoría de los parásitos que afectan a humanos e incluso animales (2).
Las técnicas de flotación tienen como ventaja la recuperación de huevos
y quistes de parásitos, además de ooquistes, basados en diferencias en
la gravedad específica de los huevos, desechos fecales y solución de
flotación, lo que facilita su identificación. Las estructuras parasitarias de
mayor peso molecular tales como los huevos de nemátodes (3), y la
mayoría de los huevos de céstodes presentan concentración limitada por
un método de flotación (4).
14
Por otra parte, las técnicas de sedimentación concentran mejor mediante
métodos de centrifugación o reposo. El principal problema con la
sedimentación es que la preparación contiene una gran cantidad de
detritus fecal.
Algunos investigadores recomiendan el uso de procedimientos de
flotación y sedimentación, ya que ninguna de las técnicas permite
identificar todos los parásitos en las muestras fecales; sin embargo, este
enfoque no es práctico para la mayoría de laboratorios (5). La falta de
instrumentación, automatización y desarrollo tecnológico todavía es
evidente en el campo del diagnóstico coproparasitológico (6).
Por tal motivo, la situación ideal es tener al menos dos técnicas
evaluadas y optimizadas dentro del laboratorio de parasitología a fin de
utilizarlas según se presente la necesidad de un diagnóstico con mayor
sensibilidad. En tal sentido, la propuesta de investigación buscó comparar
dos técnicas, una de flotación (Técnica de Faust) y otra de sedimentación
(sedimentación simple) a fin estimar si existen diferencias o similitudes en
la concentración de parásitos intestinales obtenidos a partir de heces
humanas.
La Organización Mundial de la Salud (OMS) estima que existen alrededor
de 1500 millones de personas que sufren de parasitosis intestinales, de
los cuales los más afectados son niños que desarrollan posteriormente
deterioro físico, nutricional y cognitivo (7). En América Latina, las
15
helmintiasis transmitidas por el suelo están presentes en toda la Región.
Se estima que una de cada tres personas está infectada por
geohelmintos y cerca 46 millones de niños entre 1 y 14 años están en
riesgo de infectarse por estos parásitos [aproximadamente 13 millones de
niños en edad pre-escolar (1 a 4 años) y 33,3 millones de escolares (de 5
a 14 años)], por falta de saneamiento básico y acceso a agua potable (8).
Las enteroparasitosis tienen un estrecho vínculo a factores de riesgo
tales como el nivel socioeconómico inferior (siendo el más importante la
ausencia de saneamiento básico), malos hábitos higiénicos y ausencia de
conocimientos sobre transmisión y prevención de las enfermedades
parasitarias presentan altos índices de parasitismo (9, 10). En el Perú no
se tienen cifras precisas de prevalencia de parasitosis intestinal a nivel
nacional, pero se puede afirmar que la prevalencia es alta ya que
diversos estudios realizados en departamentos de la sierra y selva
peruana muestran prevalencias mayores del 95%, mientras que la
prevalencia de enteroparásitos patógenos varía entre 62.3 y 64% (11-15).
La Oficina General de Epidemiología reportó entre los años 1981 y 2001
prevalencia para Ascaris lumbricoides es de 20.7%, trichuris trichuria de
14.1%, Himenolepys nana de 11.5%, Taenia sp de 3.9% y de Enterobius
vermicularis de 27.8%; siendo la parasitosis más alta para Blasoscystis
hominis el cual oscila entre 46 y 82% (16). Por otra parte, la mayoría de
laboratorios de parasitología carecen de metodologías para concentrar
parásitos intestinales e incrementar la sensibilidad del diagnóstico
Coproparasitológico; y en el caso de los pocos laboratorios que practican
estas técnicas, no todas están a disponibilidad y mucho menos se conoce
16
en qué casos deben emplearse según corresponda, aun cuando la
literatura señala que los métodos de sedimentación son eficaces pero
limita la gran cantidad de interferentes en la lectura del sedimento; y por
otro lado los métodos de flotación tienden a deteriorar la pared de quistes
y huevos limitando su reconocimiento microscópico (17).
1.2. FORMULACIÓN DEL PROBLEMA
1.2.1. Problema principal
¿Existen diferencias significativas entre los resultados obtenidos por el
método de Faust en comparación con el método de sedimentación simple
en muestras fecales de pacientes evaluados en el laboratorio del Centro
de Salud del distrito de Túpac Amaru en el mes de Febrero del año 2017?
1.2.2. Problemas secundarios
¿El método de Faust permite obtener una mayor concentración de
parásitos intestinales que el método por sedimentación simple en
muestras fecales de pacientes evaluados en el laboratorio del Centro de
Salud del distrito de Túpac Amaru en el mes de Febrero del año 2017?
¿Existen diferencias significativas entre los resultados obtenidos de la
aplicación del método de Faust, sedimentación simple y
Coproparasitológico directo en muestras fecales de pacientes evaluados
en el laboratorio del Centro de Salud del distrito de Túpac Amaru en el
mes de Febrero del año 2017?
17
¿Cuál será el nivel de concordancia entre los resultados obtenidos del
método de Faust y el método de sedimentación simple en muestras
fecales de pacientes evaluados en el laboratorio del Centro de Salud del
distrito de Túpac Amaru en el mes de Febrero del año 2017?
¿Cuál es el nivel de concordancia entre los resultados obtenidos del
método de Faust y el examen Coproparasitológico directo en muestras
fecales de pacientes evaluados en el laboratorio del Centro de Salud del
distrito de Túpac Amaru en el mes de Febrero del año 2017?
1.3. OBJETIVOS DE LA INVESTIGACIÓN
1.3.1. Objetivo general
Determinar los resultados obtenidos por el método de Faust en
comparación con el método de sedimentación simple en muestras fecales
de pacientes evaluados en el laboratorio del Centro de Salud del distrito
de Túpac Amaru en el mes de Febrero del año 2017
1.3.2. Objetivos específicos
Determinar si el método de Faust permite obtener una mayor
concentración de parásitos intestinales que el método por sedimentación
simple en muestras fecales de pacientes evaluados en el laboratorio del
Centro de Salud del distrito de Túpac Amaru en el mes de Febrero del
año 2017
18
Comparar los resultados obtenidos de la aplicación del método de Faust,
sedimentación simple y coproparasitológico directo en muestras fecales
de pacientes evaluados en el laboratorio del Centro de Salud del distrito
de Túpac Amaru en el mes de Febrero del año 2017
Determinar si existen concordancias entre los resultados obtenidos del
método de Faust y el método de sedimentación simple en muestras
fecales de pacientes evaluados en el laboratorio del Centro de Salud del
distrito de Túpac Amaru en el mes de Febrero del año 2017
Determinar si existen concordancias entre los resultados obtenidos del
método de Faust y el examen Coproparasitológico directo en muestras
fecales de pacientes evaluados en el laboratorio del Centro de Salud del
distrito de Túpac Amaru en el mes de Febrero del año 2017
1.4. JUSTIFICACIÓN E IMPORTANCIA DE LA INVESTIGACIÓN
1.4.1. Importancia de la investigación
Teniendo en cuenta que la mayoría de laboratorios de parasitología no
implementan métodos de concentración y los que tienen acceso a ellos,
solo ejecutan métodos de sedimentación simple y en pocos casos la
técnica de Ritchie (la cual emplea formol, compuesto carcinogénico; y
éter, producto altamente corrosivo, irritante y además insumo controlado
por la DINANDRO); el empleo de la técnica de Faust resulta en una
oportunidad de contar con un método debidamente evaluado y
19
optimizado para incrementar la sensibilidad del diagnóstico
Coproparasitológico en el laboratorio clínico. Esto resulta crucial, puesto
que el tratamiento y pronóstico de las enfermedades enteroparasitarias
dependen específicamente del diagnóstico y su monitoreo mediante las
pruebas coproparasitológicas. Además, la técnica de Faust no requiere
de insumos químicos peligrosos o controlados, factores importantes a
considerar desde el punto de vista de la salud y protección a los
trabajadores.
1.4.2. Viabilidad de la investigación
La investigación presentó alta viabilidad considerando que las muestras
utilizadas para la comparación de las técnicas de concentración de
parásitos intestinales fueron colectadas aleatoriamente de los pacientes
que se atendieron en el laboratorio del Centro de Salud Túpac Amaru; el
cual además proporcionó los materiales, insumos, personales y equipos
de laboratorio para que la ejecución se lleve en su totalidad.
1.5. LIMITACIONES DEL ESTUDIO
No hubieron limitaciones logísticas durante la ejecución del estudio,
considerando que se tuvo el apoyo integral del Centro de Salud de Túpac
Amaru; sin embargo, es importante señalar que al seleccionar muestras
fecales de personas que se atienden en un establecimiento de salud,
puede generarse sesgo de admisión, el cual es conocido en
epidemiología como “sesgo de Berkson”; sin embargo, siendo el objetivo
del estudio la comparación de métodos, el nivel de influencia de dicho
sesgo es bajo, ya que no se busca estimar una relación de causalidad.
20
CAPÍTULO II
MARCO TEÓRICO
2.1. ANTECEDENTES
Se consideraron como antecedentes de estudio, a publicaciones
científicas indicadas a bibliotecas y librerías virtuales de alto impacto a
nivel nacional e internacional, tales como Scielo Perú e internacional,
BIREME y PubMed NCBI de los Estados Unidos. En líneas generales,
hubo estudios de fechas antiguas, pero que sirven debido a los hallazgos
reportados, y otros dentro de los últimos 10 años. Los antecedentes
fueron divididos en nacionales e internacionales. No se encontraron
artículos originales publicados que hayan sido ejecutados en el
departamento de Ica.
Antecedentes internacionales
Yanet et al (Cuba, 2017) compararon tres técnicas coproparasitológicas,
Paratest®, Faust y montaje húmedo directo para el diagnóstico de
infecciones parasitarias intestinales en 82 pacientes con sospecha de
síndrome de malabsorción. El grado de acuerdo fue casi perfecto cuando
se compararon todas las técnicas parasitológicas para todas las
infecciones por protozoos. Sin embargo, el acuerdo entre Paratest® y el
método de Faust fue ligeramente menor porque este último método fue
superior para las infecciones intestinales con comensales. La técnica de
Faust mostró un 100% de sensibilidad para las infecciones por protozoos
en general. Sin embargo, el montaje húmedo directo y el Paratest®
21
mostraron una sensibilidad menor. Cuando todas las técnicas se
compararon solo para las infecciones sin protozoos patógenos, el
Paratest® tuvo la menor sensibilidad y un menor valor predictivo para los
negativos. El método de Faust mostró una superioridad superior a la de
Paratest® para el diagnóstico de infecciones de protozoos intestinales en
este grupo de pacientes (18).
Facco de Sá et al (Brasil, 2017) evaluaron los métodos de Bailenger,
Faust y Willis en la recuperación de estructuras parasitarias de estiércol
de cerdos. Se evaluaron 37 muestras y se procedió al análisis
parasitológico. La recuperación de huevos mediante el método Bailenger
modificado fue significativamente más efectiva y recuperó un 57% más de
huevos que con el método Bailenger original. El método Willis, el método
de Faust modificado y la técnica de sedimentación simple solo
recuperaron 4.4%, 13.9% y 26% de huevos, respectivamente, en
comparación con el método Bailenger modificado, lo que indica que los
ajustes realizados al método Bailenger fueron clave para mejorar la
recuperación de estructuras parasitarias (19).
Barbosa et al. (Brasil, 2016) compararon y evaluaron el rendimiento de
las técnicas de Lutz, Ritchie modificado, Faust, Sheather modificado y
técnicas de examen directo para detectar quistes de Balantidium coli.
Entre 2012 y 2014, se recolectaron 1905 muestras fecales de animales
en cautiverio en el estado de Río de Janeiro. De estos, 790 se obtuvieron
del recto de cerdos y 1115 de recintos ocupados por primates no
22
humanos. Los quistes de B. coli fueron más evidentes a través del
examen directo (22.4% de las muestras) y la técnica de Lutz (21%). Se
alcanzó una tasa de acuerdo (Kappa = 0.41; p <0.05) solo entre el
examen directo y Lutz. Las técnicas de flotación (Faust y Sheather
modificado) no mostraron una buena recuperación de los quistes. Se
encontró diferencia significativa (p <0.05) en la frecuencia de quistes
entre cerdos y primates no humanos, la cual solo se pudo observar a
través del examen directo y la técnica de Lutz. El método más eficiente
para diagnosticar esta parasitosis fue la asociación entre el examen
directo y la técnica de sedimentación espontánea (20).
Lopes et al (Brasil, 2016) evaluaron la sensibilidad de los métodos Faust
y sedimentación espontánea. Los análisis se realizaron con muestras de
control que contenian Giardia lamblia. Los resultados mostraron
diferencia estadística mediante la prueba McNemmar (p = 0,0156) y las
estadísticas de Bland y Altman a través del análisis gráfico mostraron
bajas correlaciones entre las técnicas utilizadas en este estudio, lo que
sugiere que la técnica de Faust es más sensible para la detección de
quistes de protozoarios (21).
Inés et al (Colombia, 2016) evaluaron la concordancia entre el método de
flotación con sulfato de zinc y la sedimentación centrífuga en la
recuperación de parásitos en muestras fecales de 330 niños de
guardería. La flotación fecal en sulfato de zinc diagnosticó
significativamente más casos de infección por Trichuris trichiura en
23
comparación con la sedimentación centrífuga (39/330, 11.8% vs. 13/330,
3.9%, p <0.001), con baja concordancia diagnóstica entre los métodos
(kappa = 0.264 ; IC del 95%: 0,102-0,427). Además, todas las muestras
positivas para huevos de Enterobius vermicularis (n = 5) y larvas de
Strongyloides stercoralis (n = 3) se diagnosticaron solo con sulfato de
zinc. No se observaron diferencias estadísticas entre los métodos para la
identificación de protozoos. Los resultados mostraron que la flotación
centrífuga en solución de sulfato de zinc era significativamente más
probable que detectara huevos de helmintos ligeros como los de T.
trichiura y E. vermicularis en las heces que el proceso de sedimentación
centrífuga (22).
Gates et al (Pensilvania, 2009) compararon los resultados de 335
muestras de heces obtenidas de perros callejeros por exámenes de
flotación pasiva con zinc-sulfato. Los resultados mostraron que la técnica
sirvió para evidenciar que el 75,0% de los casos presentaron
Ancylostoma caninum, 71,4% Toxocara canis, 54,2% Trichuris vulpis,
26,7% Cystoisospora spp. y 14,7% para Giardia lamblia (23).
Shanker et al (Praga, 2016) determinaron la mejor técnica de
concentración para identificar el número máximo de parásitos intestinales.
Se evaluaron 836 muestras fecales de pacientes con síntomas de
infestación parasitaria y fueron sometidas a (1) examen macroscópico (2)
examen microscópico directo mediante el uso de la preparación de
solución salina y yodo y tinción de Ziehl Neelson (3) modificado después
24
de la fijación con metanol (4) técnica de concentración: (a) técnica de
flotación en solución salina (b) técnica de flotación de sulfato de zinc (c)
técnica de sedimentación concentración éter formol (d) técnica de
sedimentación merthiolate yodo formalina. De las 836 muestras, la tasa
de detección mediante diversos métodos fue de 286 (34,2%) para
huevos, quistes de protozoos, helmintos y coccidios. En comparación con
las mujeres (29,75%), los hombres (38%) fueron más afectados. El frotis
en solución salina sólo pudo detectar el 36%, mientras que la detección
máxima del 66% de parasitismo intestinal fue con la técnica éter
formalina. Entre los protozoos intestinales, Entamoeba histolytica
(53.49%) fue el más común y los quistes de Giardia (08,04%). Parásitos
coccidios como Cryptosporidium parvum e Isospora beli se detectaron en
pacientes infectados por el VIH únicamente. Ascaris lumbricoides (16:
43%) seguida de ancylostoma duodenele (09.09%) fueron las infecciones
por helmintos comunes. Concluyeron que el diagnóstico temprano y
oportuno de la infección parasitaria intestinal es importante, además de la
morbilidad y la mortalidad que contribuye a la desnutrición, retraso del
crecimiento y la disminución de la capacidad de trabajo (24).
Antecedentes Nacionales
Tello et al (Lima, 2012) evaluaron el desempeño de la SSTT (Técnica de
sedimentación espontánea) en comparación con otras técnicas
parasitológicas. La SSTT se comparó con el examen directo, el método
de concentración con éter-formalina (EFCM), y la técnica de flotación con
sulfato de zinc (SZFT) que se usó en cuatro estudios diferentes. Cuando
25
el método SSTT se comparó con el examen directo de 1.441 muestras,
hubo una identificación superior y altamente significativa para la mayoría
de los helmintos y algunos protozoarios en las heces. La SSTT fue
también significativamente mejor en comparación con el EFCM para 194
muestras. El método SSTT puntuó muy bien contra el método SZFT para
huevos de lombrices y quistes de protozoarios en 108 muestras. Los
autores concluyeron que el potencial de la SSTT como herramienta de
diagnóstico para los parásitos intestinales en las zonas endémicas es
prometedor, pero se necesitan más estudios como la comparación con la
técnica de Kato-Katz y otras técnicas. Las ventajas principales de la
técnica SSTT son su costo de material relativamente baja, alrededor de
tres centavos de dólar y su simplicidad de uso en sitios de salud pobres
(25).
Machicado et al (Lima, 2010) describieron el número de casos humanos
cuyo examen de heces reveló huevos de Fasciola hepática detectados
mediante la Técnica de Sedimentación Rápida de Lumbreras (TSRL) en
un laboratorio de práctica privada de la ciudad de Cajamarca, Perú. Se
realizó examen directo y TSRL en todas las muestras de heces
examinadas entre enero 2009 - julio 2010. Las muestras provinieron de
pacientes con sospecha de parasitosis intestinal. Un total de 23 muestras
fecales (rango de edad 2-59 años; 61 % mujeres) fueron positivas al
hallazgo de huevos de Fasciola hepática mediante la TSRL, pero ninguna
por el examen directo (p<0.05). Todos los casos vivían en zona urbana
de la ciudad de Cajamarca al momento de proporcionar la muestra de
26
heces y pertenecían a clase socioeconómica alta. Este estudio es el
primero en describir la detección de casos de fasciolosis crónica, tras
implementar la TSRL en un laboratorio privado de una zona endémica en
Perú (26).
Terashima et al (Lima, 2009) midieron la eficacia diagnóstica de la técnica
de sedimentación espontánea en tubo descrita por Tello (TSET), en
comparación con el examen directo y otras técnicas de concentración,
cuando se usa para determinar la prevalencia de enteroparasitosis en
trabajos de campo y laboratorio en zonas rurales de la sierra y selvas
peruanas. Realizaron un estudio prospectivo (2000 – 2004) donde se
incluyeron 1 802 muestras de heces de diversas zonas del Perú: Iquitos
(N=74), Puno (N=399), Junín (N=1241), Lima (N=88). La TSET presentó
mayor sensibilidad para la detección de helmintos y protozoarios en
comparación con las otras técnicas convencionales empleadas
simultáneamente (P<0.000). Aunque no se debe prescindir de otras
técnicas coprológicas, como Baermann para diagnóstico de Strongyloides
stercoralis y la Técnica de Sedimentación Rápida de Lumbreras (TSR)
para Fasciola hepatica, la TSET contribuye a un diagnóstico eficaz y
oportuno de las enteroparasitosis. Debido a su bajo costo, fácil ejecución
y adaptabilidad en la realización, tanto en el trabajo dentro de laboratorios
como en los trabajos de campo, se constituye en un hecho de necesidad
urgente su implementación en los laboratorios de áreas rurales, así como
la capacitación del personal de salud encargado del diagnóstico, como un
primer paso en la lucha contra la parasitosis intestinal en el Perú (27).
27
Castro Sánchez (Tacna, 2013) determinaron el grado de contaminación
de parásitos intestinales en verduras crudas expendidas en
establecimientos de consumo público de alimentos del distrito de Ciudad
Nueva – Tacna, entre enero y noviembre de 2011; donde se recolectaron
al azar 131 muestras de ensaladas de Lactuca sativa “lechuga” de
comedores populares, restaurantes, cebicherías, pollerías y
sandwcherías dentro de la zona de estudio, las mismas que fueron
procesadas y analizadas por el método de Faust, método directo de
observación y por la técnica de coloración de Ziehl Neelsen modificado,
encontrándose que 61 muestras dieron positivo a la presencia de alguna
forma parasitaria, con un porcentaje de contaminación parasitaria de
46,56 % (28).
Torres Gonzales evaluaron la contaminación de los parques públicos con
huevos de parásitos de importancia en salud pública. Las muestras
recogidas, en los 42 parques; fueron en 5 ubicaciones distintas
distribuidas en las 4 esquinas y otra en el centro del lugar. Se utilizó el
método de "flotación con sulfato de zinc al 33%" para el procesamiento
de las muestras, el grado de contaminación del suelo se clasifico de
acuerdo al número de huevos observados en la muestra como ligera ( 1 a
5 huevos), moderada (6 a 10 huevos) e intensa ( > 10 huevos) huevos/50
g de suelo. Se encontró una contaminación por huevos de Toxocara spp.
de 83,3 %. El alto porcentaje de parques contaminados con Toxocara
spp. indica que estos sitios constituyen un factor de riesgo para la
28
presentación de la enfermedad parasitaria zoonótica de gran relevancia
en salud pública en los distritos de Moquegua y Samegua (29).
2.2. BASES TEÓRICAS
2.2.1. Estado situacional de las parasitosis intestinales en Perú
Dentro de los problemas de salud pública que el país debe enfrentar, uno
en especial, ha elevado su tasa de prevalencia y se ha convertido en una
grave dificultad entre sectores de menos recursos, se trata del
parasitismo intestinal, problema que agrava más la ya deteriorada salud
de la población. La presencia de factores desfavorables para la salud de
la comunidad, como el fecalismo, el deficiente saneamiento ambiental, la
pobreza, el bajo nivel educativo y los hábitos de higiene inadecuados,
permiten la presencia y expansión del parasitismo intestinal,
preferentemente en el grupo de menor edad. Los parásitos intestinales
son protozoos y helmintos que en sus estadios evolutivos pueden
observarse en las heces, secreciones, fluidos y frotis perianal de las
personas. Estos parásitos afectan el desarrollo intelectual y nutricional de
la población y se convierte en otro factor que afecta la economía (30).
Los datos epidemiológicos sobre parasitosis intestinales causadas por
helmintos son cruciales para conocer la prevalencia y su distribución
según diversos factores tales como sexo, grupos etarios, ubicación
geográfica, antecedentes mórbidos, entre otros. Uno de los documentos
que reúne información detallada sobre la prevalencia de parasitosis
29
intestinales en el Perú es el publicado por la Oficina General de
Epidemiología del Ministerio de Salud, el cual recoge datos de estudios
en todo el Perú, considerando reportes desde el año 1981 hasta 2001.
Los resultados de dicho estudio muestran que la prevalencia global de
Taenia sp. En 15 716 sujetos fue 3,91% (0,10 – 40.00), en 4 provincias
de Junín fue 4,75% en 5033 sujetos, Costa 6,84% (0,10 – 40,00) en 4687
individuos y Selva Alta 3,29% (2,21 – 3,10) en 1 012 sujetos, en
población de consulta externa 6,78% (0,50 – 24,30) y en población
general 6,15% (0,40 – 40,00) en 1119 y 6553 individuos,
respectivamente. Para Diphyllobothrium pacificum en 42 738 sujetos de 8
departamentos y del Callao fue 1,85% (0,13 – 7,48), en 3 provincias de
Piura (3,44%) en 2894 sujetos, Costa fue 2,09% (0,29 – 7,48) en 34 897
sujetos, en 29 069 sujetos de consulta externa fue 2,72% (0,29 – 7,48) y
en 3483 escolares fue 1,79% (0,30 – 4,30). Para Hymenolepis nana (=
Vampirolepis nana) fue 11,57% (0,62 – 46,60) en 139 240 sujetos de 22
departamentos y del Callao, en 6 provincias de Ayacucho fue 24,77%
(13,95 – 40,00) en 3508 individuos y en Pasco 16,98% (4,64 – 42,70) en
584 individuos, en la región Puna 19,32% (4,64 – 42,70) en 22 060
sujetos y Quechua 14,69% (1.40 – 40.00) en 24 213 individuos, en 1377
adultos 20,96% (9,52 – 32,00) y en 39 124 escolares 16,81% (1,23 –
46,60). Para Ascaris lumbricoides en 116 873 individuos de 23
departamentos y del Callao fue 20,74% (0,20 – 91,00), en 5 provincias de
Loreto fue 62,43% (30,00 – 91,00) y en Pasco 46,44% (15,60 – 88,90) en
3853 y 981 sujetos, respectivamente; en Selva Baja 45,30% (3,49 –
91,00) en 8809 sujetos y en Yunga 40,50% (1,60 – 88,90) en 9760
30
individuos, en adultos 33,16% (14,28 – 59,30) y en población general
26,45% (0,37 – 80,00) en 1188 y 17 150 sujetos, respectivamente. Para
Trichuris trichiura en 69 091 sujetos de 22 departamentos y del Callao fue
14,10% (0,25 – 85,07), en 4 provincias y una no determinada de Loreto
fue 56,35% (27,50 – 59,70) y en 3 de Ayacucho 26,89% (0,73 – 42,72) en
2741 y 412 sujetos, respectivamente, en Selva Baja 37,72% (1,70 –
85,07) y Yunga 27,19% (0,90 – 65,30) en 7019 y 7790 sujetos,
respectivamente; en 15 497 sujetos de población general 18,85% (0,37 –
85,07) y en 418 manipuladores de alimentos 18,09% (8,18 – 28,00). Para
Strongyloides stercoralis en 44 514 sujetos de 19 departamentos y del
Callao fue 6,67% (0,10 – 61,69), en 3 provincias y en uno no determinado
de Loreto fue 14,68% (3,00 – 36,00) en 1850 sujetos, en 5504 sujetos de
Selva Alta fue 18,48% (5,79 – 61,69) y en 5719 individuos de Selva Baja
fue 12,17% (1,70 – 85,07), en 2066 militares 12,89% (3,00 – 16,10) y en
10794 sujetos de población general 7,72% (0,37 – 85,07). Para
uncinarias en 32 779 sujetos de 15 departamentos y del Callao fue 9,64%
(0,15 – 72,60), en 4 provincias de Cusco fue 19,96% (3,26–55,60) en 986
individuos, en 2663 sujetos de Selva Baja 23,31% (1,70–36,00) y en 5435
individuos de Selva Alta 16,49% (5,79–61,69), en 5021 individuos de
población general 4,01% (0,21-83,58) y en 5174 escolares 9,21% (0,20-
55,60). Para Enterobius vermicularis en 55 125 sujetos fue 28,30% (0,67–
79,50), en 3 provincias de Puno 53,88% (28,1–71,79) en 1161 sujetos, en
Selva Baja 40,65% (15,92-76,00) y en Yunga 34,80% (2,00-76,50) en
1151 y 29576 sujetos, respectivamente (31).
31
2.2.2. Diagnóstico de las parasitosis intestinales
Los helmintos son organismos pluricelulares. Los nemátodos (gusanos
redondos), cestodes (tenias) y trematodos (gusanos planos) están entre
los helmintos más comunes que habitan el intestino humano. Por lo
general, los helmintos no pueden multiplicarse en el cuerpo humano. Los
parásitos protozoarios que tienen son unicelulares pueden multiplicarse
dentro del cuerpo humano. Existen cuatro especies de parásitos
helmínticos intestinales, también conocidos como geohelmintos y
helmintos transmitidos por el suelo: Ascaris lumbricoides, Trichiuris
trichiuria, Ancylostoma duodenale y Necator americanicus. Estas
infecciones son más frecuentes en las regiones tropicales y subtropicales
en países en vía de desarrollo, donde no existen suficientes instalaciones
de agua y saneamiento básico (32, 33). Estimaciones recientes sugieren
que A. lumbricoides puede infectar más de mil millones, T. trichiura 795
millones, y anquilostomas 740 millones de personas (34). Otras especies
de helmintos intestinales no son muy frecuentes. Los helmintos
intestinales raramente causan la muerte. En cambio, la carga de la
enfermedad está relacionada con una menor mortalidad que con los
efectos crónicos e insidiosos sobre la salud y el estado nutricional del
huésped (35, 36). Además de sus efectos en la salud, las infecciones por
helmintos intestinales también perjudican el crecimiento físico y mental de
los niños, frustran los logros educativos y dificultan el desarrollo
económico (37, 38).
32
Los parásitos protozoarios intestinales más comunes son: Giardia
intestinalis, Entamoeba histolytica, Cyclospora cayetanenensis y
Cryptosporidium spp. Las enfermedades causadas por estos parásitos
protozoarios intestinales se conocen como giardiasis, amebiasis,
ciclosporiasis y criptosporidiosis respectivamente, y se asocian con
diarrea (39). G. intestinalis es la causa parasitaria más frecuente de la
diarrea en el mundo desarrollado, y esta infección también es muy común
en los países en vías de desarrollo. La amebiasis es la tercera causa de
muerte por enfermedades parasitarias en todo el mundo, con su mayor
impacto en la población de los países en desarrollo. La Organización
Mundial de la Salud (OMS) estima que aproximadamente 50 millones de
personas en todo el mundo sufre de infección amebiana invasiva cada
año, lo que resulta en 40-100 mil muertes al año (40, 41). La
criptosporidiosis es cada vez más frecuente en los países desarrollados y
en desarrollo entre los pacientes con SIDA y entre los niños menores de
cinco años. Varios brotes de enfermedades diarreicas causadas por C.
cayetanensis han sido reportados durante la última década (42). La
propagación de estos parásitos protozoarios en los países en desarrollo
se produce principalmente a través de la contaminación fecal como
resultado de las aguas residuales pobres y la mala calidad del agua. Se
han producido brotes de estos parásitos protozoarios en los alimentos y
en el agua, y la forma quística infecciosa de los parásitos es
relativamente resistente al cloro (43). Otras especies de parásitos
protozoarios también pueden encontrarse en el intestino humano, pero no
son patógenos, excepto Microsporidia sp.
33
En un artículo publicado por Jacobsen et al se estimó la prevalencia de
parásitos intestinales en niños quichuas jóvenes en el altiplano (44). Se
encontró una alta prevalencia de parásitos intestinales, especialmente los
parásitos protozoarios intestinales. Se utilizó la técnica microscópica
tradicional para diagnosticar infecciones parasitarias intestinales. En total,
se examinaron 203 muestras de heces de niños de 12-60 meses de edad
y se encontró que el 85,7% de ellos tenían por lo menos parásito. La
prevalencia general de parásitos protozoarios intestinales fue: E.
histolytica/E. dispar y E. mesnili 1,7%, mientras que la prevalencia de
parásitos helmínticos intestinales en este estudio fue: A. lumbricoides
35,5%, T. trichiura 0,5%, E. coli 34,0%, G. intestinalis 21,1%, C. parvum
8,9% %, H. diminuta 1,0%, y S. stercoralis 0,7%. Un estudio en Nicaragua
en individuos asintomáticos encontró que el 12,1% (58/480) fueron
positivos para E. histolytica/E. Dispar por microscopía, pero E. histolytica
y E. dispar fueron positivos por reacción en cadena de la polimerasa
(PCR) sólo en tres y cuatro muestras de heces, respectivamente, entre
las muestras microscópicas positivas (datos no publicados). Este estudio
demuestra una vez más que el diagnóstico de E. histolytica/E. dispar no
es ni sensible ni específica cuando se hace por microscopía. Para
comprender la prevalencia real de la infección asociada a E. histolytica,
se debe utilizar un método molecular para su diagnóstico.
Durante los últimos años, se ha visto nuevos enfoques para el
diagnóstico, tratamiento y prevención de parásitos protozoarios
intestinales. Sin embargo, el diagnóstico y tratamiento de las infecciones
34
intestinales por helmintos no se han modificado mucho, y el método
microscópico tradicional puede utilizarse para su diagnóstico. Las
pruebas de detección de antígenos están ahora comercialmente
disponibles para el diagnóstico de los tres parásitos protozoarios
intestinales principales. El diagnóstico de E. histolytica ya no puede
realizarse por microscopía, ya que este parásito es morfológicamente
similar al parásito no patógeno E. dispar.
El diagnóstico de la giardiasis se realiza mejor mediante la detección del
antígeno Giardia en las heces, ya que el examen microscópico clásico es
menos sensible y específico. Un estudio comparó nueve diferentes
pruebas de detección de antígeno demostrando que todos tenían alta
sensibilidad y especificidad, excepto uno (45). Pruebas de detección de
antígeno específicas de Giardia también están disponibles
comercialmente en varias compañías de diagnóstico, y su rendimiento es
bastante bueno, excepto unos pocos. Además de las pruebas de
detección de antígenos, también se ha reportado la prueba basada en
PCR para la detección de G. intestinalis (46). La genética poblacional de
Giardia es compleja. Sin embargo, un estudio de vinculación genética
confirmó la distinta agrupación de Giardia en dos tipos principales (47).
Estos dos genotipos principales de G. intestinal son comúnmente
conocidos como: el ensamblaje A y el ensamblaje B de G. intestinalis. La
diferenciación de estos dos conjuntos de G. intestinalis sólo puede
hacerse mediante pruebas basadas en PCR. Se han publicado los
hallazgos del mayor estudio de casos y controles realizado hasta la fecha
35
sobre la relación entre los genotipos de G. intestinalis y los síntomas de
los pacientes (48). Este estudio ha demostrado que la asociación Giardia
se asocia con diarrea. En contraste, la infección por Giardia se asocia
significativamente con infección asintomática, que se encontró a una tasa
significativamente más alta (18,0%) que la detectada por la prueba de
detección de antígeno (48). El enfoque basado en la PCR permitió la
resolución de la infección al nivel del genotipo y aportó cierta claridad a
los hallazgos de la giardiasis asintomática. Es necesario llevar a cabo
estudios de casos y controles a gran escala similares en otras realidades
para comprender mejor la asociación de las asociaciones de Giardia con
la diarrea y la disentería.
El diagnóstico de la criptosporidiosis también se logra mejor mediante la
detección de Cryptosporidium spp. Antígeno en muestras de heces, ya
que el examen microscópico clásico es menos sensible, y se requiere una
tinción ácido-rápida modificada. En varios estudios se ha utilizado la
prueba de detección de antígeno específico de Cryptosporidium spp. y se
ha encontrado que es sensible y específica en comparación con el
examen microscópico clásico y la prueba basada en la PCR (49, 50). Hay
dos especies principales de Cryptosporidium que infectan a humanos: C.
hominis (genotipo I) y C. parvum (genotipo II). La prueba basada en la
PCR es necesaria para la diferenciación de estas dos especies de
Cryptosporidium spp. (51). Tanto C. hominis como C. parvum se han
encontrado en seres humanos. Hay algunas otras especies de
Cryptosporidium que también se pueden encontrar en seres humanos
36
(52-54). Tambien se disponen de pruebas rápidas de diagnóstico para la
detección de G. lamblia y Cryptosporidium spp. (55, 56). La PCR
Multiplex para la detección de E. histolytica, G. intestinalis y
Cryptosporidium spp., y el desarrollo de la prueba de detección de
antígeno multiplex para estos tres parásitos protozoarios intestinales
comunes y patógenos se encuentra en fase de desarrollo (57). Estas
modernas pruebas de detección de antígenos y pruebas basadas en PCR
necesitan ser utilizadas para comprender la prevalencia real y la
epidemiología de estos parásitos protozoarios.
Las infecciones por helmintos transmitidas por el suelo son
invariablemente más frecuentes en las zonas más pobres de las
poblaciones de las zonas endémicas de los países en desarrollo. El
objetivo es reducir la morbilidad de las infecciones por helmintos
transmitidas por el suelo a niveles tales que estas infecciones ya no son
de importancia para la salud pública. Una meta adicional es mejorar la
capacidad de desarrollo, funcional e intelectual de los niños afectados
(58).
Los fármacos de dosis única altamente eficaz y seguros, como el
albendazol, ya disponible, pueden dispensarse a través de los servicios
de salud, los programas de salud escolar y las intervenciones
comunitarias dirigidas a los grupos vulnerables (59). Dado que estas
infecciones son endémicas en las comunidades pobres, un control más
permanente sólo será factible cuando la quimioterapia se complementa
37
con un mejor suministro de agua y saneamiento, fortalecido por la
educación sanitaria. A largo plazo, este tipo de control de transmisión
permanente sólo será posible con mejores condiciones de vida a través
del desarrollo económico. Los protozoarios intestinales se multiplican
rápidamente en sus huéspedes, y como no hay vacunas eficaces, la
quimioterapia ha sido la única forma practicada de tratar a los individuos y
reducir la transmisión.
2.2.3. Métodos de concentración para parásitos intestinales
Examen directo macroscópico
Permite observar directamente las características morfológicas de los
parásitos adultos, enteros o fraccionados, así como los cambios en las
características organolépticas de las heces eliminadas, (color, presencia
de sangre o moco, consistencia, etc.).
Examen directo microscópico
Observe, principalmente en muestras frescas, la presencia de formas
evolutivas móviles o quistes, ooquistes, larvas o huevos de parásitos de
tamaño microscópico (trofozoítos, quistes de protozoos: Entamoeba
histolytica, Giardia lamblia, Balantidium coli, Isospora, Cryptosporidium,
etc.; así como larvas o huevos de helmintos: Strongyloides stercoralis,
Ancylostoma o Necator, Trichostrongylus sp., Paragonimus, Fasciola
hepatica, etc.).
38
Métodos de concentración
Los trofozoítos, quistes, ooquistes, larvas y huevos, pueden concentrarse
por diversos procedimientos, ello permite corroborar lo hallado en el
método directo y conocer la intensidad del enteroparasitismo. Estos
procedimientos de concentración pueden ser: flotación, sedimentación, o
por combinación de ambos métodos. La elección de cada procedimiento
dependerá de las facilidades del laboratorio, el adiestramiento del
personal, la procedencia de la muestra (zona geográfica), el conocimiento
de la prevalencia de los parásitos (zona costeña, andina y selvática o
área rural o urbana), y la especie del parásito que se desea investigar.
Métodos de concentración por sedimentación
Técnica de la sedimentación espontánea en tubo TSET (técnica de
concentración por sedimentación, sin centrifugación)
Se basa en la gravidez que presentan todas las formas parasitarias para
sedimentar espontáneamente en un medio menos denso y adecuado
como la solución fisiológica. En este método es posible la detección de
quistes, ooquistes, trofozoítos de protozoarios, huevos y larvas de
helmintos.
Método de sedimentación rápida (MSR) (concentración por
sedimentación)
Se basa en la gravidez de los huevos que, por su tamaño y peso,
sedimentan rápidamente cuando se suspenden en agua.
39
Técnica de Faust: Método de sedimentación y flotación por centrifugación
con sulfato de zinc al 33% y densidad 1180.
Se basa en que los quistes y/o huevos de los parásitos flotan en la
superficie por ser de menor densidad que el sulfato de zinc al 33,3%,
cuya densidad es 1180. Es útil para la búsqueda de quistes y/o huevos
de parásitos y, excepcionalmente, se observan larvas. Se recomienda
controlar la densidad del sulfato de zinc y usar agua filtrada para el
lavado previo de la muestra
Métodos de concentración por flotación
Sheather Sugar: método de concentración por flotación con
centrifugación en una solución de azúcar
Se basa en la flotación de quistes, ooquistes y huevos de parásitos en
una solución de azúcar que posee mayor densidad que ellos. Esta
técnica es útil para la concentración de quistes y ooquistes de protozoos
y huevos de helmintos y se usa como método preferencial en el
diagnóstico de los coccidios: Cryptosporidium, Cyclospora, Isospora, etc
Método de Parodi Alcaraz (métodos de concentración por flotación sin
centrifugación, en solución sobresaturada de azúcar):
Se basa en la propiedad que tienen los quistes y/o huevos de flotar en la
superficie de una solución saturada de azúcar, debido a su menor
densidad. El método es útil para la detección de quistes de protozoarios y
huevos de helmintos.
40
Método de Ritchie o de sedimentación por centrifugación y flotación
(mixto, con fijador)
Se basa en la concentración de los quistes y huevos por sedimentación
mediante la centrifugación, con la ayuda de formol y éter para separar y
visualizar los elementos parasitarios
Método de Baermann (método de concentración por migración)
Se basa en los tropismos positivos: geotropismo, termotropismo e
hidrotropismo de los trofozoítos de protozoos y larvas de helmintos. Es
útil principalmente para Balantidium coli y larvas de Strongyloides
stercoralis.
Método cualitativo: técnica de Kato o método de concentración por
tamizado
Método que consiste en la diafanización o aclaración de las heces con el
uso de glicerina, que permite preparar una capa transparente y observar
las formas parasitarias.
Método cuantitativo de Kato – Katz (análisis cuantitativo = hgh)
Se basa en la técnica de Kato Katz que permite cuantificar la presencia
de huevos de helmintos. Se expresa en número de huevos por gramo de
heces (30).
41
2.2.4. Bases legales
Normativa internacional
ISO 9001:2015. Es la base del sistema de gestión de la calidad ya que es
una norma internacional y que se centra en todos los elementos de
administración de calidad con los que una empresa debe contar para
tener un sistema efectivo que le permita administrar y mejorar la calidad
de sus productos o servicios (60).
ISO 15189. Es una norma internacional desarrollada por ISO
(International Organization for Standardization) para el laboratorio de
análisis clínicos que quiere especificar los requisitos generales para su
competencia técnica. Bajo esta norma los laboratorios clínicos pueden
acreditarse en la ejecución de un determinado ensayo, incluye al examen
parasitológico y sus diversas técnicas de concentración (61).
BPL. Es un conjunto de reglas, de procedimientos operacionales y
prácticas establecidas y promulgadas por determinados organismos
como la Organización Mundial de la Salud (OMS) Organization for
Economic Cooperation and Development (OCDE), o la Food and Drug
Administration (FDA), etc.), que se consideran de obligado cumplimiento
para asegurar la calidad e integridad de los datos producidos en
determinados tipos de investigaciones o estudio (62).
42
Normativa nacional
Ley Nº 26842, Ley General de Salud. Norma sobre el cual se rige todo el
sistema nacional de salud en Perú. Es de aplicación y alcance para
instituciones estatales y privadas (63).
NTS Nº 0021- MINSA/DGSP V.01. Este documento busca contribuir a la
mejora de la organización de los servicios de salud estableciendo
claramente las categorías de establecimientos necesarios para cada nivel
de atención. Esta norma técnica se aprobó con Resolución Ministerial Nº
769-2004/MINSA, Norma Técnica de Categorías de Establecimientos del
Sector Salud (64).
NTP-ISO 15189:2004. Esta norma fue aprobada con Resolución Nº 0071-
2004/CTR-INDECOPI y especifica los requisitos relativos a la calidad y la
competencia de los laboratorios clínicos y además para uso de los
laboratorios clínicos en el desarrollo de sus sistemas de gestión de la
calidad y la evaluación de sus propias competencias, y para uso por los
organismos de acreditación en la confirmación o reconocimiento de la
competencia de los laboratorios clínicos (65).
Resolución Ministerial Nº 588–2005/MINSA, Listado de Equipos
Biomédicos Básicos para establecimientos de Salud. Esta norma enlista
los equipos de equipos biomédicos básicos que deben ser utilizados en
los establecimientos del primer, segundo y tercer nivel de atención (66).
43
NTS Nº 050–MINSA/DGSP-V02. Norma Técnica de Salud para la
Acreditación de Establecimientos de Salud y Servicios Médicos de Apoyo.
Esta norma fue aprobada con Nº 777-2007/MINSA y busca contribuir a
garantizar a los usuarios y al sistema de salud que los establecimientos
de salud o servicios médicos de apoyo, según su nivel de complejidad,
cuenten con capacidades para brindar prestaciones de calidad sobre la
base del cumplimiento de estándares nacionales previamente definidos
(67).
NTS N° 072-MINSA/DGSP-V.01. Norma que busca establecer los
criterios para la organización y el funcionamiento de la UPS de Patología
Clínica, que permita una adecuada gestión en la misma. También permite
(i) regular las condiciones de infraestructura, equipamiento y recursos
humanos para brindar el servicio de Patología Clínica, (ii) establecer los
criterios referidos a gestión, organización y prestación de servicios de la
UPS de Patología Clínica con énfasis en la calidad, seguridad y
oportunidad y (iii) asegurar el flujo adecuado de los recursos destinados a
la atención de los pacientes en la UPS de Patología Clínica, así como
promover el uso racional de los mismos (68).
Manual de procedimientos de laboratorio para el diagnóstico de parásitos
intestinales del hombre. Es un documento técnico distribuido por el
Instituto Nacional de Salud a través del Centro Nacional de Salud Pública
en el cual se describen procedimientos técnicos normalizados para su
ejecución dentro de los laboratorios de parasitología (30).
44
2.3. DEFINICION DE TÉRMINOS BÁSICOS
BPL. Siglas en castellano que indican Buenas Prácticas de Laboratorio y
es un conjunto de directrices que deben cumplirse en cada actividad
desarrollada dentro del laboratorio clínico, incluido los laboratorios de
parasitología.
Examen coproparasitològico. Es una prueba de laboratorio que consiste
en la revisión microscópica de las muestras fecales de un posible
afectado por un parasito intestinal, y cuyo objetivo de la prueba es
evidenciar alguna estructura parasitaria que indique infección.
ISO. Siglas que proviene de los términos en inglés “International
Organization for Standardization”, institución dedicada a la creación de
estándares internacionales compuestos por diversas organizaciones
nacionales de estandarización.
Parásito intestinal. Es un organismo uni o pluricelular que vive a
expensas del ser humano y que tiene por hábitat para ejercer su acción,
cualquier tramo que constituya el aparato digestivo, en particular los
intestinos.
Método de concentración. Es un procedimiento que se realiza sobre las
muestras fecales para incrementar la probabilidad de encontrar
estructuras parasitarias y diagnosticar confirmatoriamente una parasitosis
intestinal.
Microscopía. Es el conjunto de técnicas y métodos destinados a hacer
visible los objetos de estudio que por su pequeñez están fuera del rango
de resolución del ojo normal
45
Variabilidad. Es una cualidad que permite valorar el grado de tendencia
de un conjunto de variables.
46
CAPÍTULO III
HIPÓTESIS Y VARIABLES
3.1. HIPÓTESIS DE LA INVESTIGACIÓN
3.1.1. Hipótesis general
Existen diferencias significativas entre los resultados obtenidos por el
método de Faust en comparación con el método de sedimentación simple
en muestras fecales de pacientes evaluados en el laboratorio del Centro
de Salud del distrito de Túpac Amaru en el mes de Febrero del año 2017
3.1.2. Hipótesis específicas
El método de Faust permite obtener una mayor concentración de
parásitos intestinales que el método por sedimentación simple en
muestras fecales de pacientes evaluados en el laboratorio del Centro de
Salud del distrito de Túpac Amaru en el mes de Febrero del año 2017
Existen diferencias significativas entre los resultados obtenidos de la
aplicación del método de Faust, sedimentación simple y
Coproparasitológico directo en muestras fecales de pacientes evaluados
en el laboratorio del Centro de Salud del distrito de Túpac Amaru en el
mes de Febrero del año 2017
Existe un nivel de concordancia baja entre los resultados obtenidos del
método de Faust y el método de sedimentación simple en muestras
47
fecales de pacientes evaluados en el laboratorio del Centro de Salud del
distrito de Túpac Amaru en el mes de Febrero del año 2017
Existe un nivel de concordancia baja entre los resultados obtenidos del
método de Faust y el examen Coproparasitológico directo en muestras
fecales de pacientes evaluados en el laboratorio del Centro de Salud del
distrito de Túpac Amaru en el mes de Febrero del año 2017
3.2. VARIABLES DE ESTUDIO Y OPERACIONALIZACIÓN
*El reporte de resultados es según lo establecido en el Manual de Procedimientos para al diagnóstico de parasitosis intestinales del Instituto Nacional de Salud, Lima, Perú (2003)
**El reporte es según revisión microscópica a un aumento de 10X o 40X
VARIABLE DEFINICION INDICADOR NATURALEZA ESCALA TECN. E
INSTRUM.
Independiente:
Técnicas de
concentración
Conceptual: Proceso
dirigido a aumentar la
oportunidad de encontrar
estructuras parasitarias en
muestras fecales.
Operacional: Técnica de
sedimentación o flotación
aplicada a la muestra fecal.
Positivo
Negativo
Cualitativa
Nominal
Dicotómica
Microscopía
en luz visible
y ficha de
recolección
de datos
Dependiente:
Concentración
de parásitos
Conceptual: Es el número
de parásitos que se
encuentra en un volumen o
peso de matriz biológica.
Operacional: Es el número
de estructuras parasitarias
halladas en una muestra
fecal, pero expresada
cualitativamente
Presencia de parásitos
Ausencia de
parásitos
Cualitativa Nominal
Dicotómica
48
CAPÍTULO IV
METODOLOGIA DE LA INVESTIGACIÓN
4.1. DISEÑO DE LA INVESTIGACIÓN
4.1.1. Tipo de investigación
Según Roberto Hernández Sampieri et al. En su libro “Metodología de la
Investigación” publicado en 2006 (69), realiza la clasificación de los
estudios de investigación de acuerdo a los siguientes parámetros:
Según la manipulación de la variable
Estudio observacional: las variables de estudio fueron medidas tal cual se
presentaron al momento de la evaluación. No hubo manipulación de
variables ni intervención del investigador en modificación de las mismas.
Según la fuente de toma de datos
Prospectivo: La fuente de recolección de datos se realizó durante el mes
de Febrero del año 2017. Esto implica la obtención de muestras fecales
para su análisis respectivo mediante la aplicación de dos métodos de
concentración de parásitos intestinales, con generación de resultados de
forma progresiva sin la necesidad de recolectar datos históricos.
Según el número de mediciones
Transversal: Las variables fueron medidas en una sola ocasión,
supeditado al resultado del examen de screening el cual fue el
parasitológico directo en soluciones de suero fisiológico y lugol.
49
Según el número de variables a analizar
Analítico: Ya que se busca establecer diferencias significativas entre los
resultados generados por dos técnicas de concentración de parásitos
intestinales mediante la comparación y contrastación estadística.
4.1.2. Diseño:
Según Hernández Ávila, M. (70), la tesis correspondió a un diseño
analítico de laboratorio, considerando que se buscó comparar dos
técnicas para establecer cuál de ellas recupera mayor cantidad de
parásitos intestinales en muestras fecales.
4.1.3. Nivel de investigación
Nivel comparativo: Considerando que se realizó el contraste de hipótesis
mediante el empleo de estadística inferencial en un modelo bivariado.
4.1.4. Método
Se utilizó un método comparativo basado en resultados de muestras
fecales obtenidas por un diseño muestral. Por lo tanto, se aplicó un
modelo de estudio inductivo-deductivo para poder establecer inferencias
sobre la población de estudio.
50
4.2. DISEÑO MUESTRAL
4.2.1. Población
Estuvo constituido por todas las muestras fecales que tuvieron solicitud de
examen Coproparasitológico directo simple y que fueron procesadas
dentro del Centro de Salud del Distrito de Túpac Amaru.
Criterio de Inclusión:
Muestras que tengan solicitud de examen coproparasitológico
Muestras frescas y colectadas durante los primeros 60 minutos
Criterio de Exclusión:
Muestras que no cumplan con las condiciones pre-analíticas establecidas
por el Centro de Salud Túpac Amaru, tales como: muestra insuficiente,
recipiente inadecuado, traslado al laboratorio mayor a las 2 horas,
muestra tratada con fijadores.
4.2.2. Técnica de muestreo
Determinación del tamaño de la muestra
La muestra ha sido determinada con el programa para análisis
epidemiológico de datos Epidat versión 4.1 utilizando un modelo de
muestreo probabilístico basado en el intervalo de confianza para pruebas
diagnósticas (según Duffau. (71)) tomando como referencia lo siguiente:
Sensibilidad esperada: 95,000%
Especificidad esperada: 99,000%
Nivel de confianza: 99,0%
51
Teniendo como resultado final:
Precisión (%) Tamaño de la muestra (n)
Parasitados No parasitados Total
5,000 127 27 154
Elección de los miembros de la muestra
La selección de las muestras fecales fue aleatoria en función a los
resultados preliminares que se tuvieron para el examen
coproparasitológico directo simple, para posteriormente aplicar la técnica
de sedimentación simple y Faust.
4.3. TÉCNICAS DE RECOLECCIÓN DE DATOS
4.3.1. Técnicas
Observación: Es un proceso intelectual que requiere un acto de atención,
es decir una concentración selectiva de la actividad mental, sobre todo al
momento de realizar el reconocimiento de los enteroparásitos por revisión
microscópica.
4.3.2. Instrumentos
Coproparasitológico directo simple: Es el método más empleado para el
diagnóstico parasitológico, y además permitió seleccionar que muestras
fueron positivas y negativas para posteriormente aplicar las otras dos
técnicas de concentración: sedimentación simple y técnica de Faust. El
procesamiento se realizó según las instrucciones establecidas en el
52
manual de procedimientos para el diagnóstico de parásitos intestinales del
Instituto Nacional de Salud (30). Ver Anexo 2
Sedimentación simple: Es un método de concentración de enteroparásitos
que se comparó con los resultados obtenidos en la técnica de Faust. El
procesamiento se realizó según las instrucciones establecidas en el
manual de procedimientos para el diagnóstico de parásitos intestinales del
Instituto Nacional de Salud (30). Ver Anexo 3
Técnica de Faust: Método de sedimentación y flotación por centrifugación
con sulfato de zinc al 33% y densidad 1180. Se basa en que los quistes
y/o huevos de los parásitos flotan en la superficie por ser de menor
densidad que el sulfato de zinc al 33,3%, cuya densidad es 1180. Es útil
para la búsqueda de quistes y/o huevos de parásitos y, excepcionalmente,
se observan larvas. Se recomienda controlar la densidad del sulfato de
zinc y usar agua filtrada para el lavado previo de la muestra. El
procesamiento se realizó según las instrucciones establecidas en el
manual de procedimientos para el diagnóstico de parásitos intestinales del
Instituto Nacional de Salud (30). Ver Anexo 4
4.3.3. Procedimientos para la recolección de los datos
a. Técnicas para el procesamiento
Las técnicas para el procesamiento de datos comprendieron las
siguientes etapas:
53
Obtención de datos
Los datos fueron obtenidos de la aplicación de los instrumentos (técnicas
de concentración de parásitos intestinales y microscopia de luz visible)
para ser registrados en un formulario de trabajo. Cada muestra será
identificada mediante la asignación de un código de trabajo alfa numérico.
Clasificación de datos
En esta etapa se dio inicio al procesamiento de los datos con el propósito
de crear la base de datos en un paquete estadístico a fin de facilitar su
análisis, el procedimiento tuvo carácter exhaustivo y excluyente para
discriminar datos incongruentes e incompletos. Los resultados
preliminares fueron clasificados como positivos o negativos en función al
examen coproparasitológico directo simple.
Codificación
Se procedió asignar valores numéricos a las categorías que se pueden
tener, para poder otorgar un puntaje a cada variable y facilitar la
descripción correspondiente. Esta codificación estará incluida en la ficha
de recolección de datos, así como en la base de datos del paquete
estadístico.
Tabulación de datos
La información fue ingresada en el paquete estadístico SPSS versión 24,
en columna las variables y en filas los casos con el propósito de
consolidar y totalizar en cifras a los resultados obtenidos, y generar
54
información a través de los valores representativos y de estas el
conocimiento para facilitar su posterior análisis e interpretación.
4.3.4. Criterios de validez y confiabilidad de los instrumentos
Para garantizar los datos a obtener de los instrumentos a ejecutar, se
seleccionó a 2 personas capacitadas en la lectura del examen
parasitológico en heces y que realicen los procedimientos a doble ciego; o
sea estos analistas no conocieron los resultados preliminares que
definieron si la muestra es positiva o negativa al examen de screening
(parasitológico directo en solución salina y lugol) (72). Además, las
personas que ejecutaron los procedimientos fueron evaluados mediante el
programa de evaluación externa de la calidad utilizando pooles de
muestras fecales positivas a diferentes parásitos intestinales provistos por
el Instituto Nacional de Salud a través del Centro Nacional de Salud
Pública y el laboratorio de parásitos intestinales.
4.4. TÉCNICAS DE ANÁLISIS E INTERPRETACIÓN DE DATOS
Los datos fueron presentados inicialmente de forma univariada
(frecuencias absolutas y relativas) y bivariada (tablas de contingencia). La
comparación de los resultados obtenidos de las 2 técnicas de
concentración de parásitos se realizó usando la prueba del chi cuadrado
de Pearson, análisis de correlación de Spearman (73) y análisis de
concordancia según Kappa ponderado (74), considerando como
significativo un valor p<0.05. Además, el empleo de las tablas 2x2 permitió
el cálculo aproximado de parámetros tales como sensibilidad,
55
especificidad, valor predictivo positivo, valor predictivo negativo,
correspondiendo a parámetros de validación diagnóstica (75). Se utilizó el
software SPSS versión 24 para el análisis estadístico.
4.5. ASPECTOS ÉTICOS
El presente estudio no tuvo como unidad de análisis a las personas, sin
embargo dado que se obtuvieron muestras biológicas humanas, se
procedió a obtener el consentimiento informado de cada individuo;
además la información que fue obtenida en el laboratorio, fue utilizada
poniendo énfasis en el correcto manejo y tratamiento de datos de un
modo confidencial, y garantizando el anonimato de los resultados;
además de respetar los principios bioéticos de confidencialidad,
beneficencia, no maleficencia, equidad y justicia (76). Ver anexo 1
56
CAPÍTULO V
ANÁLISIS Y DISCUSIÓN
5.1. Análisis descriptivo
La ejecución de la presente investigación generó resultados procedentes de
la aplicación de dos métodos de concentración para parásitos intestinales, la
técnica de sedimentación simple y Faust, las cuales fueron comparadas
estadísticamente. Para ello, se utilizó un diseño analítico, en el cual se
reclutaron 127 individuos con diagnóstico de parasitosis intestinal (utilizando
el método coproparasitológico directo, como prueba de selección) y 27
individuos sin parasitosis intestinal (definidos como tal, según el método
coproparasitológico directo). Los resultados obtenidos se muestran de modo
descriptivo mediante el empleo de frecuencias absolutas y relativas, y
posteriormente las pruebas para contraste de hipótesis.
Tabla 1. Frecuencia de parásitos según el coproparasitológico simple en el grupo de
parasitados
Parásito Frecuencia
absoluta
Frecuencia
relativa (%)
Frecuencia
acumulada (%)
Entamoeba coli 28 22.05 22.05
Giardia lamblia 85 66.93 88.98
Enterobius vermicularis 12 9.45 98.43
Hymenolepis nana 2 1.57 100.00
Total 127 100.00
Fuente: Centro de Salud Tupac Amarú, Pisco 2017
57
Se muestra los diferentes parásitos intestinales hallados en el grupo de
parasitados (n=127), seleccionados según el examen coproparasitológico
simple, y se evidencia que el 88.98% corresponde a infecciones por
protozoos, siendo de estos el más frecuente G. lamblia. En cuanto a parásitos
helmintos, solo se identificaron E. vermicularis e H. nana, con frecuencias
relativamente bajas, sobre todo ésta última.
En grupo de muestras no parasitadas (n=27), no se encontró parásito
intestinal alguno con el examen de coproparasitológico simple.
Tabla 2. Resultados obtenidos por el método de sedimentación simple en el grupo
de parasitados
Sedimentación simple Frecuencia
absoluta
Frecuencia
relativa (%)
Frecuencia
acumulada (%)
Negativo 73 57.48 57.48
½ + 1 0.79 58.27
1+ 18 14.17 72.44
2+ 21 16.54 88.98
3+ 14 11.02 100.00
Total 127 100.00
Fuente: Centro de Salud Tupac Amarú, Pisco 2017
Se evidencia que en el grupo de parasitados, el método de sedimentación
simple detectó el 42.52% de casos positivos distribuidos en reportes
58
dispersos, siendo el más frecuente (16.54%) el hallazgo de 2+ (equivalente a
estructuras parasitarias entre 6-10 por campo microscópico).
Tabla 3. Resultados obtenidos por el método de sedimentación simple en el grupo
de no parasitados
Sedimentación simple Frecuencia
absoluta
Frecuencia
relativa (%)
Frecuencia
acumulada (%)
Negativo 15 55.56 55.56
½ + 3 11.11 66.67
1+ 6 22.22 88.89
2+ 2 7.41 96.30
3+ 1 3.70 100.00
Total 27 100.00
Fuente: Centro de Salud Tupac Amarú, Pisco 2017
Se muestran los resultados obtenidos por el método de sedimentación simple
en el grupo de no parasitados, y se aprecia que el 44.44% fueron detectados
como casos positivos, siendo el reporte más frecuente el de 1+ (equivalente a
estructuras parasitarias entre 2-5 por campo microscópico).
Tabla 4. Distribución de parásitos obtenidos por el método de sedimentación simple
en el grupo de parasitados
Sedimentación
simple
Parásito 1, n (%) Total
E. coli G. lamblia E. vermicularis H. nana
Negativo 19 (67.86) 51 (60.00) 3 (25.00) 0 (0.00) 73 (57.48)
½ + 0 (0.00) 1 (1.18) 0 (0.00) 0 (0.00) 1 (0.79)
59
1+ 0 (0.00) 8 (9.41) 8 (66.67) 2 (100.00) 18 (14.17)
2+ 7 (25.00) 13 (15.29) 1 (8.33) 0 (0.00) 21 (16.54)
3+ 2 (7.14) 12 (14.12) 0 (0.00) 0 (0.00) 14 (11.02)
Total 28 (100.0) 85 (100.0) 12 (100.0) 2 (100.00) 127 (100.0)
Fuente: Centro de Salud Tupac Amarú, Pisco 2017
Se muestra la frecuencia de parásitos intestinales obtenidos por el método de
sedimentación simple en el grupo de parasitados. Para el parásito E. coli, el
método sólo detectó el 32.14% de los casos como positivos, para G. lamblia
detectó el 40% como positivos, para E. vermicularis detectó el 75% como
positivos, y no pudo detectar algún caso positivo para H. nana.
En el análisis global, se corrobora que el método fue capaz de detectar el
42.52% del total de casos positivos en el grupo de no parasitados.
Tabla 5. Distribución de parásitos obtenidos por el método de sedimentación simple
en el grupo de no parasitados
Sedimentación
simple
Parásito 1, n (%) Total
E. coli G. lamblia E. vermicularis
Negativo 3 (50.00) 11 (68.75) 1 (20.00) 15 (55.56)
½ + 1 (16.67) 0 (0.00) 2 (40.00) 3 (11.11)
1+ 1 (16.67) 3 (18.75) 2 (40.00) 6 (22.22)
2+ 1 (16.67) 1 (6.25) 0 (0.00) 2 (7.41)
3+ 0 (0.00) 1 (6.25) 0 (0.00) 1 (3.70)
Total 6 (100.0) 16 (100.0) 5 (100.0) 27 (100.0)
Fuente: Centro de Salud Tupac Amarú, Pisco 2017
60
Se muestra la frecuencia de parásitos intestinales obtenidos por el método de
sedimentación simple en el grupo de no parasitados. Se aprecia que el
método fue capaz de detectar la presencia de 3 parásitos intestinales con un
porcentaje global de 44.44%, de los cuales E. vermicularis fue el que tuvo
mayor tasa de detección (80.0%), en comparación con E. coli (50.0%) y G.
lamblia (31.25%).
Tabla 6. Resultados obtenidos por el método de Faust en el grupo de parasitados
Método de Faust Frecuencia
absoluta
Frecuencia
relativa (%)
Frecuencia
acumulada (%)
Negativo 8 6.30 6.30
1+ 39 30.71 37.01
2+ 38 29.92 66.93
3+ 42 33.07 100.00
Total 127 100.00
Fuente: Centro de Salud Tupac Amarú, Pisco 2017
Se muestra que el método de Faust fue capaz de detectar el 93.7% de los
casos como positivos en el grupo de parasitados, con reportes similares en
los casos positivos 1+, 2+ y 3+, con frecuencias de 30.7, 30.0 y 33.1%,
respectivamente.
61
Tabla 7. Resultados obtenidos por el método de Faust en el grupo de no parasitados
Método de Faust Frecuencia
absoluta
Frecuencia
relativa (%)
Frecuencia
acumulada (%)
½ + 4 14.81 14.81
1+ 13 48.15 62.96
2+ 8 29.63 92.59
3+ 2 7.41 100.00
Total 27 100.00
Fuente: Centro de Salud Tupac Amarú, Pisco 2017
Se muestra que del total del grupo de no parasitados, el método de Faust fue capaz
de detectar al 100% todos los casos como positivos, con diferentes niveles de
positividad, siendo el más frecuente la calificación de 1+ (correspondiente a
estructuras parasitarias entre 2-5 por campo microscópico).
Tabla 8. Distribución de parásitos obtenidos por el método de Faust en el grupo de
parasitados
Método de
Faust
Parásito 1, n (%) Total
E. coli G. lamblia E. vermicularis H. nana
Negativo 1 (3.57) 4 (4.71) 2 (16.67) 1 (50.00) 8 (6.30)
1+ 7 (25.00) 24 (28.24) 7 (58.33) 1 (50.00) 39 (30.71)
2+ 11 (39.29) 24 (28.24) 3 (25.00) 0 (0.00) 38 (29.92)
3+ 9 (32.14) 33 (38.82) 0 (0.00) 0 (0.00) 42 (33.07)
Total 28 (100.0) 85 (100.0) 12 (100.0) 2 (100.0) 127 (100.0)
Fuente: Centro de Salud Tupac Amarú, Pisco 2017
62
Se muestra la tasa de detección del método de Faust por cada parásito encontrado
en el grupo de parasitados. El 96.6% de los casos resultaron positivos para el
parásito E. coli, 95.3% para G. lamblia, 83.3% para E. vermicularis y 50% para H.
nana.
Tabla 9. Distribución de parásitos obtenidos por el método de Faust en el grupo de
no parasitados
Método de
Faust
Parásito 1, n (%) Total
E. coli G. lamblia E. vermicularis
½ + 2 (7.41) 2 (7.41) 0 (0.00) 4 (14.81)
1+ 1 (3.70) 7 (25.93) 5 (18.52) 13 (48.15)
2+ 2 (7.41) 6 (22.22) 0 (0.00) 8 (29.63)
3+ 1 (3.70) 1 (3.70) 0 (0.00) 2 (7.41)
Total 6 (22.22) 16 (59.26) 5 (18.52) 27 (100.0)
Fuente: Centro de Salud Tupac Amarú, Pisco 2017
Se muestra la tasa de detección del método de Faust por cada parásito
encontrado en el grupo de no parasitados. Considerando que todos los casos
negativos fueron reportados como positivos por el método de Faust, se
evidencia que de dichos casos, el parásito que tuvo mayor frecuencia de
hallazgo fue G. lamblia con 59.3% de los casos, seguido de E. coli con 22.2%
y E. vermicularis con 18.5%.
Es importante señalar, que la selección de los parasitados con el método
coproparasitológico, solo evidenció la presencia de un parásito en las
63
muestras de heces de cada individuo, el cual fue catalogado como mono
parasitismo. Los métodos de sedimentación simple y Faust tuvieron
diferentes tasas de detección, sobre todo en el grupo de no parasitados,
generando que se evidencien casos de personas con poli parasitismo.
Tabla 10. Distribución de parasitismo según el método de sedimentación simple, en
el grupo de parasitados
Sedimentación simple Frecuencia
absoluta
Frecuencia
relativa (%)
Frecuencia
acumulada (%)
Monoparasitismo 118 92.91 92.91
Poliparasitismo 9 7.09 100.00
Total 127 100.00
Fuente: Centro de Salud Tupac Amarú, Pisco 2017
Se muestra que el 7.1% de los casos con mono parasitismo, fueron
detectados con poli parasitismo usando el método de sedimentación simple.
Tabla 11. Distribución de parasitismo según el método de Faust, en el grupo de
parasitados
Método de Faust Frecuencia
absoluta
Frecuencia
relativa (%)
Frecuencia
acumulada (%)
Monoparasitismo 116 91.34 91.34
Poliparasitismo 11 8.66 100.00
Total 127 100.00
Fuente: Centro de Salud Tupac Amarú, Pisco 2017
64
Se muestra que el 8.7% de los casos con mono parasitismo, fueron
detectados con poli parasitismo usando el método de Faust.
5.2. Análisis inferencial y comprobación de hipótesis
De esta sección hacia adelante, se presentan resultados generados del
análisis de contraste de hipótesis estadística, a través del uso de pruebas
tales como análisis de concordancia kappa, chi cuadrado, análisis de
correlación no paramétrica según spearman, y estimación de sensibilidad y
especificidad diagnóstica con cálculo de intervalos de confianza al 95%.
Cabe señalar que para el análisis de correlación las variables de estudio
fueron analizadas como ordinales, mientras que para las pruebas de
concordancia, chi cuadrado y cálculo de sensibilidad y especificidad, fueron
analizadas como dicotómicas.
Tabla 12. Análisis de concordancia entre resultados obtenidos por el método
coproparasitológico simple y sedimentación simple
Parasitosis Sedimentación simple Total
Negativo Positivo
Negativo 15 12 27
Positivo 73 54 127
Total 88 66 154
65
Acuerdo Acuerdo
esperado
Kappa Error
estándar
Z p-valor
44.81% 45.36% -0.0102 0.0555 -0.18 0.5728
Fuente: Centro de Salud Tupac Amarú, Pisco 2017
Se evidencia un acuerdo ponderado de 44.8%, el cual es considerado como
bajo para una prueba diagnóstica.
Tabla 13. Análisis de concordancia entre resultados obtenidos por el método
coproparasitológico simple y Faust
Parasitosis Método de Faust Total
Negativo Positivo
Negativo 0 27 27
Positivo 8 119 127
Total 8 146 154
Acuerdo Acuerdo
esperado
Kappa Error
estándar
Z p-valor
76.97% 78.84% -0.0884 0.0654 -1.35 0.9116
Fuente: Centro de Salud Tupac Amarú, Pisco 2017
Se evidencia un acuerdo ponderado de 77.0 %, el cual es considerado como
moderado para una prueba diagnóstica.
66
Tabla 14. Análisis de concordancia entre resultados obtenidos por el método de
sedimentación simple y Faust
Sedimentación
simple
Método de Faust Total
Negativo Positivo
Negativo 0 88 86
Positivo 8 58 66
Total 8 146 154
Acuerdo Acuerdo
esperado
Kappa Error
estándar
Z p-valor
38.16% 44.11% -0.1066 0.0321 -3.32 0.9995
Fuente: Centro de Salud Tupac Amarú, Pisco 2017
Se evidencia un acuerdo ponderado de 38.2 %, entre ambas pruebas, siendo
de nivel bajo.
Tabla 15. Análisis de correlación entre resultados obtenidos por el método de
coproparasitológico simple y sedimentación simple
Número de observaciones = 127
Rho de Spearman = 0.012
Ho: Resultados del coproparasitológico y Faust son independientes
p-valor = 0.894
67
Se muestra que no hay correlación (rho=0.012), además de no hallarse
diferencias significativas (p=0.894) entre los resultados obtenidos de ambos
métodos.
Tabla 16. Análisis de correlación entre resultados obtenidos por el método de
coproparasitológico simple y Faust
Número de observaciones = 127
Rho de Spearman = 0.4557
Ho: Resultados del coproparasitológico y Faust son independientes
p-valor = 0.000
Fuente: Centro de Salud Tupac Amarú, Pisco 2017
Se muestra que hay moderada correlación (rho=0.456), además de hallarse
diferencias significativas (p<0.05) entre los resultados obtenidos de ambos
métodos.
Tabla 17. Análisis de correlación entre resultados obtenidos por el método de
sedimentación simple y Faust
Número de observaciones = 127
Rho de Spearman = -0.0035
Ho: Resultados del coproparasitológico y Faust son independientes
p-valor = 0.9685
Fuente: Centro de Salud Tupac Amarú, Pisco 2017
68
Se muestra que no existe correlación (rho=-0.0035), además de no
encontrarse diferencias significativas (p=0.969) entre los resultados obtenidos
de ambos métodos.
Tabla 18. Asociación entre resultados obtenidos por el método coproparasitológico
simple y sedimentación simple
Sedimentación
simple
Parasitosis Total
No parasitado Parasitado
Negativo 15 73 88
Positivo 12 54 66
Total 27 127 154
p-valor=0.854, chi cuadrado de Pearson
Fuente: Centro de Salud Tupac Amarú, Pisco 2017
Los resultados muestran que no existe diferencias significativas (p=0.854)
entre el método coproparasitológico simple y sedimentación simple.
Tabla 19. Asociación entre resultados obtenidos por el método coproparasitológico
simple y Faust
Método de Faust Parasitosis Total
No parasitado Parasitado
Negativo 0 8 8
Positivo 27 119 146
Total 27 127 154
p-valor=0.177, chi cuadrado de Pearson
Fuente: Centro de Salud Tupac Amarú, Pisco 2017
69
Los resultados muestran que no existe diferencias significativas (p=0.177)
entre el método coproparasitológico simple y Faust
Tabla 20. Asociación entre resultados obtenidos por el método de sedimentación
simple y Faust
Sedimentación
simple
Método de Faust Total
Negativo Positivo
Negativo 0 88 88
Positivo 8 58 66
Total 8 146 154
p-valor=0.001, chi cuadrado de Pearson
Fuente: Centro de Salud Tupac Amarú, Pisco 2017
Los resultados muestran que existe diferencias significativas (p<0.05) entre el
método de sedimentación simple y Faust.
Tabla 21. Evaluación diagnóstica del método de sedimentación simple
Sedimentación
simple
Parasitosis Total
No parasitado Parasitado
Negativo 54 12 66
Positivo 73 15 88
Total 127 27 154
70
Prevalencia
Intervalo de confianza 95 %
43 % 35 % 51.1 %
Sensibilidad (%) 81.8 70.4 90.2
Especificidad (%) 17 9.87 26.6
Área ROC 0.494 0.433 0.556
Razón de verosimilitud + 0.986 0.851 1.14
Razón de verosimilitud - 1.07 0.536 2.12
Odds Ratio 0.925 0.406 2.1
Valor predictivo + (%) 42.5 33.8 51.6
Valor predictivo – (%) 55.6 35.3 74.5
Fuente: Centro de Salud Tupac Amarú, Pisco 2017
Se muestran los resultados de sensibilidad y especificidad para la prueba de
sedimentación simple. Se evidencia que la sensibilidad del método fue de
81.8% con un intervalo de confianza de 70.4 - 90.2%; mientras que la
especificidad tuvo un valor de 17.0% con un intervalo de confianza de 9.87 -
26.6%. El valor predictivo positivo fue de 42.5% con un intervalo de confianza
de 33.8 - 51.6%; mientras que el valor predictivo negativo fue de 55.6% con
un intervalo de confianza de 35.3 - 74.5%.
71
Tabla 22. Evaluación diagnóstica del método de Faust
Método de Faust Parasitosis Total
No parasitado Parasitado
Negativo 119 27 146
8 8 0 8
Total 127 27 154
Prevalencia
Intervalo de confianza 95 %
95% 90% 97.7%
Sensibilidad (%) 81.5 74.2 87.4
Especificidad (%) 0 0 36.9
Área ROC 0.408 0.376 0.439
Razón de verosimilitud + 0.815 0.754 0.881
Razón de verosimilitud - - - -
Odds Ratio 0 0 2.19
Valor predictivo + (%) 93.7 88 97.2
Valor predictivo – (%) 0 0 12.8
Fuente: Centro de Salud Tupac Amarú, Pisco 2017
Se muestran los resultados de sensibilidad y especificidad para la prueba de
sedimentación simple. Se evidencia que la sensibilidad del método fue de
81.5% con un intervalo de confianza de 74.2 - 87.4%; mientras que la
especificidad tuvo un valor de 0.0% (ver sección de discusión para
interpretación real de este valor). El valor predictivo positivo fue de 93.7% con
un intervalo de confianza de 88.0 - 97.2%; mientras que el valor predictivo
72
negativo fue de 0.0% (ver sección de discusión para interpretación real de
este valor).
5.3. Discusión
El método de Faust es una técnica de flotación muy usada para concentrar
parásitos intestinales, y su aplicación estuvo por mucho tiempo restringida a
la concentración de ooquistes de organismos apicomplexos (22); sin embargo
a la fecha es considerado junto a otras técnicas como método de referencia
de concentración en laboratorios de parasitología a nivel nacional (25).
No obstante, el método de Faust presenta algunas limitaciones logísticas
para su implementación en los laboratorios de parasitología, como por
ejemplo la adquisición del sulfato de zinc, que a pesar de no ser un producto
controlado ni que genere daño a la salud debido a su exposición, es limitada
su compra e importación en las distribuidoras peruanas. Por ende, se han
popularizado otras técnicas que son sencillas de implementar, tales como la
sedimentación simple que sólo necesita suero fisiológico, pero que sin
embargo presenta limitaciones metodológicas tales como el exceso de
detritus fecal en las preparaciones que se observan al microscopio,
generando interferencias en la lectura y reporte final (21).
En ese sentido, la implementación del método de Faust y su utilidad como
prueba de soporte para el diagnóstico parasitológico depende de la validez de
los resultados generados, razón por la cual resulta importante en validar la
técnica a través de parámetros estadísticos tales como la sensibilidad,
73
especificidad, y valores predictivos (65), datos que también han sido
considerados en los resultados de la presente tesis de investigación.
Las muestras fecales evaluadas presentaron en general positividad para 2
protozoos (E. coli y G. lamblia) y helmintos (E. vermicularis e H. nana), con
frecuencias relativas muy variables, siendo G. lamblia la de mayor frecuencia
(67%). En el grupo de parasitados (seleccionados por el coproparasitológico
simple), las técnicas de sedimentación simple y Faust permitieron identificar
como positivos al 43% y 93% de los casos, respectivamente, lo cual
evidencia que el método de Faust tuvo una tasa de recuperación superior al
50% sobre el método de sedimentación simple.
Por otra parte, en el grupo de muestras fecales de personas no parasitadas
(seleccionados por el coproparasitológico simple), el método de
sedimentación simple detectó como positivos al 45% de los casos, mientras
que el método de Faust detectó como positivos al 100% de los casos. Este
aspecto es importante a considerar, porque es señalada como una limitación
en la selección del grupo de no parasitados y evidencia claramente que el
método coproparasitológico simple no es una técnica adecuada para tamizar
e identificar casos positivos con una sensibilidad adecuada. Este dato es
importante, porque los casos que fueron catalogados como negativos,
realmente son positivos a la aplicación de las dos técnicas de concentración,
y eso genera una interpretación ficticia y sesgada sobre los valores de
especificidad, que para el caso de la sedimentación simple y Faust fueron de
17% y 0%; y por tal razón no deben ser consideradas en la interpretación final
74
de los resultados. Más aún, porque las técnicas de concentración
parasitológica (sedimentación y flotación), no son técnicas que soporten al
diagnóstico confirmatorio de una parasitosis intestinal (donde es
trascendental e importante que los métodos tengan elevada especificidad),
sino más bien sean técnicas que permitan mejorar el screening o tamizaje de
personas con riesgo de estar parasitadas (en cuyo caso es importante y
trascendental que tengan elevada sensibilidad). Diversos estudios han
reportado valores de sensibilidad para el método de flotación se Faust, que
oscilan entre 40-60% (17, 64); en tal sentido nuestros hallazgos superan
dichos valores, al encontrarse un valor promedio de la sensibilidad de 81.5%;
aunque cabe señalar que solo permitió la identificación de E. coli, G. lamblia y
E. vermicularis; en contraste con el hallazgo reportado por otros autores,
siendo la principal aplicación como método de concentración de coccideas
intestinales tales como ooquistes de isospora sp, cryptosporidum sp, etc. (2,
20-23).
Comparando los resultados obtenidos entre el método de sedimentación
simple y Faust, ésta última detectó no solo más casos positivos en el grupo
de parasitados y no parasitados, sino que identificó más de un parásito por
muestra fecal evaluada, generando casos de poliparasitismo, una aspecto
relevante a tener en cuenta desde el punto de vista terapéutico, considerando
que el tratamiento para parasitosis intestinales causadas por protozoos es por
imidazoles como albendazol o mebendazol; mientras que las infecciones por
helmintos es tratada por fármacos como la ivermectina, niclosamida y
praziquantel (66).
75
Las diferencias halladas entre los resultados de ambas técnicas, fueron
estadísticamente significativas (p<0.05), razón por la cual los niveles de
concordancia entre ellas, fueron bajas (38% de acuerdo ponderado); por lo
que se concluye que el método de Faust genera mejores tasas de
recuperación de parásitos intestinales en comparación a la sedimentación
simple; incluso con una tasa de acuerdo que casi llega al 80% con respecto al
total de muestras fecales evaluadas. También, es importante considerar que
los resultados globales obtenidos por el método de Faust es diferente
significativamente a lo reportado con el coproparasitológico simple (p<0.05),
sobre todo en los casos que fueron clasificados como no parasitados
inicialmente, encontrándose valores de probabilidad muy bajos (p<0.001),
valor para replantear futuros diseños que consideren validación diagnóstica
dentro de sus propuestas de investigación.
En resumen, se puede inferir que el método de Faust es adecuada para la
concentración de parásitos intestinales, pero que necesita ser validada
correctamente para definir su utilidad clínica, al margen que presenta una
elevada sensibilidad según los resultados presentados en la tesis de
investigación.
76
CONCLUSIONES
Los resultados obtenidos por el método de Faust son diferentes
significativamente a los obtenidos por el método de sedimentación simple en
muestras fecales de pacientes evaluados en el laboratorio del Centro de
Salud del distrito de Túpac Amaru en el mes de Febrero del año 2017.
El método de Faust permite obtener una mayor concentración de parásitos
intestinales que el método por sedimentación simple en muestras fecales de
pacientes evaluados en el laboratorio del Centro de Salud del distrito de
Túpac Amaru en el mes de Febrero del año 2017.
La sensibilidad obtenida por el método de Faust es elevada, en comparación
a la sedimentación simple en muestras fecales de pacientes evaluados en el
laboratorio del Centro de Salud del distrito de Túpac Amaru en el mes de
Febrero del año 2017.
Existe un nivel de concordancia baja entre los resultados obtenidos del
método de Faust y el método de sedimentación simple en muestras fecales
de pacientes evaluados en el laboratorio del Centro de Salud del distrito de
Túpac Amaru en el mes de Febrero del año 2017.
Existe un nivel de concordancia alta entre los resultados obtenidos del
método de Faust y el coproparasitológico simple en muestras fecales de
77
pacientes evaluados en el laboratorio del Centro de Salud del distrito de
Túpac Amaru en el mes de Febrero del año 2017.
78
RECOMENDACIONES
Al Centro de salud Túpac Amarú: Los casos que sean seleccionados para el
grupo de no parasitados deberían idealmente pasar por al menos “tres
técnicas de concentración” para emitir un juicio y diagnóstico definitivo de
“persona sin enfermedad parasitaria”.
A futuros tesistas: Ampliar la cobertura de la selección de muestras,
considerando que la prevalencia de las parasitosis intestinales son muy
variables debido a la presencia de muchos factores de riesgo que
condicionan dicha variación, tales como saneamiento básico, alimentación,
estratos económicos, entre otros; a fin de estimar resultados que sean más
atribuibles a la población en general.
A la DIRESA Ica y microredes: Dada la alta frecuencia en el hallazgo de G.
lamblia, debería implementarse un sistema de monitoreo biológico a cargo
del Centro de Salud en el Distrito de Túpac Amaru, empleando al menos el
método de Faust para incrementar la posibilidad de hallar casos positivos
para parasitosis intestinales.
Al laboratorio del CS Túpac Amarú: Implementar la validación diagnóstica del
método de Faust, que siendo un método cualitativo no solo está restringido la
determinación de parámetros como sensibilidad, especificidad y valores
predictivos, sino también selectividad, trazabilidad, valores falsos positivos,
falsos negativos; tomando como referencia un diagnóstico en función a una
prueba de oro, o un proxi a ello, considerando lo difícil que es establecer
dicha característica.
79
Dado que los niveles de concordancia entre las técnicas de concentración
son bajas, el reemplazo de una técnica por otra puede generar resultados
falsos negativos en aquellos pacientes que si están parasitados; razón por la
cual deben seleccionarse con sumo cuidado el uso de estas técnicas.
80
REFERENCIAS BIBLOGRÀFICAS
1. Davis AN, Haque R, Petri WA Jr. Update on protozoan parasites of the
intestine. Curr Opin Gastroenterol. 2002;18(1):10-4.
2. Dryden, M.W., Payne, P.A., Ridley, R., Smith, V. Comparison of common
fecal flotation techniques for the recovery of parasite eggs and oocystis.
Veterinary Therapeutics: Research in Applied Veterinary Medicine. 2005;6:15-
28.
3. Broussard, J.D. Optimal fecal assessment. Clinical Techniques in Small
Animal Practice. 2003;18:218-30.
4. Robertson, I.D., Irwin, P.J., Lymbery, A.J., Thompson, R.C. The role of
companion animals in the emergence of parasitic zoonoses. International
Journal for Parasitology. 2000;30,1369-77.
5. García, L.S. Diagnostic Medical Parasitology. ASM Press, Washington. 2001.
6. Perry, J.L., Mathews, J.S., Miller, G.R. Parasite detection efficiencies of five
stool concentration systems. Journal of Clinical Microbiology. 1990;28:1094-
109.
7. Organización Mundial de la Salud. Helmintiasis transmitidas por el suelo.
Nota descriptiva, Enero de 2017.
8. Organización Panamericana de la Salud. Datos clave de las enfermedades
infecciosas desatendidas. Hoja Informativa, 2014.
9. Hagel et al. Factores que influyen en la prevalencia e intensidad de las
parasitosis intestinales en Venezuela. Gac Méd Caracas 2001;109(1):82-90.
81
10. Botero D, Restrepo M. Parasitosis humanas. Cuarta Edición. Medellin:
Corporación para Investigaciones Biológicas, 2003.
11. Rodriguez Ulloa, C. et al. Prevalencia y factores de riesgo asociados a
parasitosis intestinal en escolares del distrito de Los Baños del Inca, Perú.
UCV-Scientia. 2011;3(2):181-6
12. Romaní R, Terashima A; Florencio L ; Quijano C; Canales M; Tello R Estudio
Comparativo, Prevalencia de Hymenolepsis Nana y otros enteroparásitos en
el Distrito de San Lorenzo de Quinti, Huarochirí. Diagnóstico (Perú):
2005;44(3):128-31.
13. Marcos L; Maco V;Terashima A ;Samalvides F;Gotuzzo E. Prevalencia de
Parasitosis Intestinal en Niños del Valle del Mantaro, Jauja, Perú. Rev Med
Hered: 2002; 13(3):85-9.
14. Flores et al. Distribución De La Enteroparasitosis en El Altiplano Peruano:
Estudio En 6 Comunidades Rurales Del Departamento De Puno, Perú. Ver
Gastroenterol Perú. 2002;22:304-9.
15. Ibáñez H. et al. Prevalencia del Enteroparasitismo en Escolares de
Comunidades Nativas del Alto Marañón, Amazonas, Perú. Rev Gastroenterol
Perú: 2004;21(3):126-33.
16. Oficina General de Epidemiología. Helmintos Intestinales en el Perú: Análisis
de la Prevalencia (1981-2001). 2003.
17. B. M. Shanker Venkatesh, S. Rajeshwar Rao, N.Vivekanand, B.M.Shanker
Venkatesh. A Comparative Study of Concentration Techniques for Detection
of Intestinal Parasitic Infections to Evaluate the Prevalence and to Identify a
82
Better Method of Concentration Technique at a Tribal Tertiary Care Hospital.
Journal of dental and Medical Sciences. 2016;15(7):42-6.
18. Yanet FS, Fidel Angel NF, Guillermo N, Sergio SP. Comparison of
parasitological techniques for the diagnosis of intestinal parasitic infections in
patients with presumptive malabsorption. J Parasit Dis. 2017 Sep;41(3):718-
722.
19. Sá, Mariangela Facco de, Gonçalves, Ricardo Aymay, Marder, Cristiana,
Baldissera, Matheus Dellamea, Oliveira, Camila Belmonte de, Noll, Jessica
Caroline Gomes, Silva, Filipe, & Monteiro, Silvia Gonzalez. Adapted Bailenger
method improves the rate of Ascaris suum eggs recovery from liquid pig
manure compost. Ciência Rural. 2017;47(4), e20160837.
20. Barbosa Ada S, Bastos OM, Uchôa CM, Pissinatti A, Bastos AC, Souza IV,
Dib LV, Azevedo EP, Siqueira MP, Cardozo ML, Amendoeira MR.
Comparison of five parasitological techniques for laboratory diagnosis of
Balantidium coli cysts. Rev Bras Parasitol Vet. 2016 Jul-Sep;25(3):286-92.
21. Lopes F, Ribeiro R, Barbosa A, Zamboni A, Silva K, Alencar C, Souza P,
Roman H, Sena A. Evaluación de la sensibilidad de los métodos Faust y
sedimentación espontánea para el diagnóstico de giardiasis. Revista Cubana
de Medicina Tropical. 2016;68(2):28-33.
22. Inês EJ, Pacheco FT, Pinto MC, Mendes PS, Da Costa-Ribeiro H Jr, Soares
NM, Teixeira MC. Concordance between the zinc sulphate flotation and
centrifugal sedimentation methods for the diagnosis of intestinal parasites.
Biomedica. 2016 Dec 1;36(4):519-524.
83
23. Maureen C. Gates and Thomas J. Nolan. Comparison of Passive Fecal
Flotation Run by Veterinary Students to Zinc-Sulfate Centrifugation Flotation
Run in a Diagnostic Parasitology Laboratory. Journal of Parasitology
2009;95(5):1213-4.
24. B. M. Shanker Venkatesh, S. Rajeshwar Rao, N.Vivekanand, B.M.Shanker,
Venkatesh. IOSR Journal of Dental and Medical Sciences. 2016;15(2):42-46.
25. Tello R., Terashima A., Marcos L., Machicado J., Canales M., Gotuzzo E.
Highly effective and inexpensive parasitological technique for diagnosis of
intestinal parasites in developing countries: spontaneous sedimentation
technique in tube. International Journal of Infectious Diseases.
2012;16(6):414-6.
26. Machicado J., Marcos L., Ramon C., Canales M., Terashima A.
Implementación de la técnica de sedimentación rápida de Lumbreras para el
diagnóstico de fascioliosis humana en práctica privada de un área endémica.
Revista Peruana de Parasitología. 2010;18(1):18-23.
27. Terashima, Angélica et al. Técnica de sedimentación en tubo de alta
sensibilidad para el diagnóstico de parásitos intestinales. Rev. gastroenterol.
Perú [online]. 2009, vol.29, n.4 [citado 2017-09-14], pp. 305-310.
28. Castro Sánchez, Hevelin. Contaminación de Lactuca sativa “lechuga” con
formas evolutivas de parasitos intestinales que se expenden como alimento
en los establecimientos de consumo público del Distrito de Ciudad Nueva –
Tacna. Tesis para licenciatura em Biología. Universidad Nacional Jorge
Basadre Grohmann. Tacna, 2013.
84
29. Torres Gonzales, Grisveli Cristina. Contaminación de los parques públicos
con huevos de parásitos de importancia en salud pública em los distritos de
Moquegua y Samegua- 2010. Tesis para optar por el título de Médico
Veterinario y Zootecnista. Universidad Nacional Jorge Basadre Grohmann.
Tacna, 2011.
30. Beltrán Fabián de Estrada, María; Tello Casanova, Raúl; Náquira Velarde,
César. Manual de procedimientos de laboratorio para el diagnóstico de los
parásitos intestinales del hombre. Lima, Ministerio de Salud, Instituto
Nacional de Salud, 2014.
31. Oficina General de Epidemiología. Helmintos Intestinales en el Perú: Análisis
de la Prevalencia (1981-2001). 2003.
32. Savioli L, Albonico M. Soil-transmitted helminthiasis. Nat Rev Microbiol.
2004;2:618–9.
33. Cappello M. Global health impact of soil-transmitted nematodes. Pediatr Infect
Dis J. 2004;23:663–4.
34. De Silva NR, Brooker S, Hotez PZ, Montresor A, Engles D, Savioli L. Soil-
transmitted helminth infections: updating the global picture. Trends Parasitol.
2003;19:547–51.
35. Stephenson LS, Latham MC, Ottesen EA. Malnutrition and parasitic helminth
infections. Parasitology. 2000;121:S23–38.
36. Stoltzfus RJ, Chway HM, Montresor A, Tielsch JM, Jape JK, Albonico M. Low
dose daily supplementation improves iron status and appetite but not anemia,
85
whereas quarterly anthelminthic treatment improves growth, appetite and
anemia in Zanzibari preschool children. J Nutr. 2004;134:348–56.
37. Drake LJ, Jukes MCH, Sternberg RJ, Bunday DAP. Geohelminth infections
(ascariasis, trichiuriasis, and hookworm): cognitive and development impacts.
Sem Paediatr Infect Dis. 2000;11:245-51.
38. Guyatt HL. Do intestinal nematode affect productivity in adulthood. Parasitol
Today. 2000;16:153-8.
39. Davis AN, Haque R, Petri WA., Jr. Update on protozoan parasites of the
intestine. Curr Opin Gastroentrol. 2002;18:10-4.
40. World Health Organization. Amoebiasis. WHO Weekly Epdemiol Rec.
1997;72:97–100.
41. Petri WA, Jr., Haque R, Lyerly D, Vines RR. Estimating the impact of
amebiasis on health. Parasitol Today. 2000;16:320-21.
42. Herwaldt BL. Cyclospora cayetanensis: review, focusing on the outbreaks of
cyclosporiasis in the 1990s. Clin Infect Dis. 2000;31:1040–57.
43. Okhuysen PC, White AC., Jr. Parasitic infections of the intestine. Curr Opin
Infect Dis. 1999;12:467-72.
44. Jacobsen KH, Ribeiro PS, Quist BK, Rydbeck BV. Prevalence of intestinal
parasites in young Quichua children in the highlands of rural Ecuador. J
Health Popul Nutr. 2007;25:399–405.
86
45. Aldeen WE, Carroll K, Robison A, Morrison M, Hale D. Comparison of nine
commercially available enzyme-linked immunosorbent assays for detection of
Giardia lamblia in fecal specimens. J Clin Microbiol. 1998;36:1338–40.
46. Ng CT, Gilchrist CA, Lane A, Roy S, Haque R, Houpt ER. Multiplex real-time
PCR assay using Scorpion probes and DNA capture for genotype-specific
detection of Giardia lamblia on fecal samples. J Clin Microbiol. 2005;43:1256–
60.
47. Le Blancq SM, Adam RD. Structural basis of karyotype heterogeneity in
Giardia lamblia. Mol Biochem Parasitol. 1998;97:199–208.
48. Haque R, Roy S, Kabir M, Stroup SE, Mondal D, Houpt ER. Giardia
assemblage A infection and diarrhea in Bangladesh. J Infect Dis.
2005;192:2171–3.
49. Zhu G, Marchewka MJ, Ennis JG, Keithly JS. Direct isolation of DNA from
patient stools for polymerase chain reaction detection of Cryptosporidium
parvum. J Infect Dis. 1998;177:1443–6.
50. Weitzel T, Dittrich S, Möhl I, Adusu E, Jelinek T. Evaluation of seven
commercial antigen detection tests for Giardia and Cryptosporidium in stool
samples. Clin Microbiol Infect. 2006;12:656–9.
51. Garcia LS, Shimizu RY. Evaluation of nine immunoassay kits (enzyme
immunoassay and direct fluorescence) for detection of Giardia lamblia and
Cryptosporidium parvum in human fecal specimens. J Clin Microbiol.
1997;35:1526–9.
87
52. Chalmers RM, Ferguson C, Cacciò S, Gasser RB, Abs EL-Osta YG, Heijnen
L. Direct comparison of selected methods for genetic categorisation of
Cryptosporidium parvum and Cryptosporidium hominis species. Int J
Parasitol. 2005;35:397–410.
53. Matos O, Alves M, Xiao L, Cama V, Antunes F. Cryptosporidium felis and C.
meleagridis in persons with HIV, Portugal. Emerg Infect Dis. 2004;10:2256–7.
54. Stroup SE, Roy S, Mechele J, Maro V, Ntabaguzi S, Siddique A. Real-time
PCR detection and speciation of Cryptosporidium infection using Scorpion
probes. J Med Microbiol. 2006;55:1217–22.
55. Garcia LS, Shimizu RY, Novak S, Carroll M, Chan F. Commercial assay for
detection of Giardia lamblia and Cryptosporidium parvum antigens in human
fecal specimens by rapid solid-phase qualitative immunochromatography. J
Clin Microbiol. 2003;41:209–12.
56. Regnath T, Klemm T, Ignatius R. Rapid and accurate detection of Giardia
lamblia and Cryptosporidium spp. antigens in human fecal specimens by new
commercially available qualitative immunochromatographic assays. Eur J Clin
Microbiol Infect Dis. 2006;25:807–9.
57. Haque R, Roy S, Siddique A, Mondal U, Rahman SM, Mondal D, et al.
Multiplex real-time PCR assay for detection of Entamoeba histolytica, Giardia
intestinalis, and Cryptospordium spp. Am J Trop Med Hyg. 2007;76:713–7.
58. Bundy DA, Wong MS, Lewis LL, Horton J. Control of geohelminths by delivery
of targeted chemotherapy through schools. Trans R Soc Trop Med Hyg.
1990;84:115–20.
88
59. World Health Organization. Prevention and control of schistosomiasis and
soil-transmitted helminthiasis; report of a WHO expert committee. Geneva:
World Health Organization; 2002. p. 63. WHO technical report series no. 912.
60. International Organization for Standardization. ISO 9001:2015: Quality
management systems - Requirements. Geneva Switzerland. 2015.
61. International Organization for Standardization. ISO 15189:2012. Medical
laboratories - Requirements for quality and competence. 2012.
62. World Health Organization. Good Clinical Laboratory Practice (GCLP). 2008.
Ministerio de Salud. Ley N° 26842: Ley General de Salud. 1997.
63. Ministerio de Salud. Norma Técnica de Salud N° 021-MINSA/DGSP versión
1.0. 2011.
64. Instituto Nacional de Defensa de la Competencia y de la Protección de la
Propiedad Intelectual (INDECOPI). Norma Técnica Peruana ISO 15189:2004.
Laboratorios Clínicos. Requisitos particulares para la calidad y la
competencia.
65. Ministerio de Salud. RM Nº 588-2005- MINSA. Listados de Equipos
Biomédicos Básicos para Establecimientos de Salud. 2005.
66. Ministerio de Salud. Norma Técnica Peruana Nº 050–MINSA/DGSP- versión
02. 2007.
67. Ministerio de Salud. Dirección General de Salud de las Personas. Dirección
de Servicios de Salud. Norma técnica de salud de la unidad productora de
servicios de patología clínica. NTS Nº 072-MINSA/DGSP-versión 01. 2009.
68. Harsh Ahmed Amin & Shahnaz Abdul Khader Ali ; International Journal of
Current Microbiology & Applied Sciences. 2015;4(5):991-6
89
69. Hernández Sampieri, R. Metodología de la investigación. Ed. Mc Graw Hill.
México, 2006.
70. Hernández Ávila, M. Diseño de estudios epidemiológicos. Salud pública de
México. 2000;42(2):144-54
71. Duffau T., Gastón. Tamaño muestral en estudios biomédicos. Rev. chil.
pediatr. [online]. 1999;70(4):314-24.
72. Kappagoda S, Singh U, Blackburn BG. Antiparasitic Therapy. Mayo Clinic
Proceedings. 2011;86(6):561-583.
73. Restrepo B, Luis F, & González L, Julián. De Pearson a Spearman. Revista
Colombiana de Ciencias Pecuarias. 2007;20(2):183-92.
74. Azzimonti Renzo, JC. La concordancia entre dos tests clínicos para casos
binarios: problemas y solución. Acta bioquím. clín. latinoam. [online].
2005;39(4):435-44.
75. Trullols E., Rui Sánchez I., Rius F. Validation of qualitative analytical methods.
Trends in Analytical Chemistry 2004 [citado 2016 Dic 23];23(2):137-45.
76. Lolas S Fernando. Aspectos éticos de la investigación biomédica: Conceptos
frecuentes en las normas escritas. Rev. méd. Chile [Internet]. 2001;
129(6):680-4.
90
ANEXO 1: CONSENTIMIENTO INFORMADO
“COMPARACIÓN DE LA TÉCNICA DE FAUST Y SEDIMENTACIÓN SIMPLE PARA LA CONCENTRACIÓN DE PARÁSITOS INTESTINALES EN MUESTRAS FECALES DE
PERSONAS ATENDIDAS EN EL CENTRO DE SALUD DEL DISTRITO DE TUPAC AMARU” RESPONSABLE DE LA INVESTIGACIÓN: JACKELINE PATIÑO YAGUILLO Bachiller Tecnóloga Médico en Laboratorio Clínico y Anatomía Patológica Universidad Alas Peruanas Filial Ica Teléfono: 956641166, email: [email protected]
Por favor, lee (a) el texto abajo. Si no puedes leer, el investigador lo hará por ti paso a paso.
PROPÓSITO DEL ESTUDIO:
Comparar los resultados obtenidos por el método de Faust en comparación con el método de sedimentación simple en muestras fecales de pacientes evaluados en el laboratorio del Centro
de Salud del distrito de Túpac Amaru en el mes de Febrero del año 2017
El estudio será necesario para poder:
Identificar la mejor técnica coproparasitológica para la concentración de parásitos intestinales en muestras fecales
PARTICIPACIÓN, PROCEDIMIENTOS Y RIESGOS
1. Está garantizada toda la información que yo solicite, antes, durante y después del
estudio.
2. Los resultados del procedimiento serán codificados usando un número de identificación
y por lo tanto, serán anónimas.
3. Se entregará un frasco de plástico boca ancha para la colección de heces la cual no
deberá pasar las 8 horas hasta su entrega en el laboratorio
4. Los resultados serán entregados a cada participante del estudio en forma individual por
el responsable del estudio con las recomendaciones pertinentes.
BENEFICIOS:
Se te informará de tu estado de salud en relación a la presencia de parásitos intestinales y derivado al médico correspondiente para la asignación del tratamiento antiparasitario. COMPENSACIÓN:
Mi participación en la investigación es voluntaria no incurrirá en costos personales, y también no recibiré ningún tipo de auxilio financiero, resarcimiento o indemnización por esta participación.
CONFIDENCIALIDAD DE LA INFORMACIÓN:
91
Estoy consciente que los resultados obtenidos durante esta investigación serán divulgados en publicaciones científicas, de forma a preservar a confidencialidad de los datos.
PROBLEMAS O PREGUNTAS:
En caso haya algún problema o pregunta, o algún daño relacionado con la investigación, podré contactar al investigador responsable, JACKELINE PATIÑO YAGUILLO, Bachiller en Tecnología Médica de la Universidad Alas Peruanas, Filial Ica, responsable del proyecto. CONSENTIMIENTO /PARTICIPACIÓN VOLUNTARIA:
1. Tengo a libertad de desistir o interrumpir la colaboración en este estudio en el momento en que deseo, sin necesidad de cualquier explicación, bastando informar oralmente o por escrito al investigador de mí recusa.
2. Si alguna de las preguntas durante la entrevista le parecen incómodas, tiene usted el derecho de hacérselo saber al investigador o de no responderlas.
3. El abandono no causará ningún prejuicio.
Yo....................................................................................... , identificado con DNI ............................. , concuerdo de libre y espontánea voluntad participar en el estudio. Declaro que obtuve toda la información necesaria y fui esclarecido(a) de todas las dudas presentadas. Fecha: ____________________ Firma: __________________________________________ Si no puede firmar, ponga su huella digital en el espacio abajo:
92
ANEXO 2: COPROPARASITOLÓGICO DIRECTO SIMPLE
Colocar en un extremo de la lámina portaobjeto una gota de suero fisiológico y,
con ayuda de un aplicador, agregar 1 a 2 mg de materia fecal, emulsionarla y
cubrirla con una laminilla cubreobjeto.
Colocar en el otro extremo de la lámina portaobjeto, una gota de lugol y
proceder a la aplicación de la muestra fecal como en el párrafo anterior.
Con el suero fisiológico, los trofozoítos y quistes de los protozoarios se
observan en forma natural, y con lugol, las estructuras internas, núcleos y
vacuolas.
Observar al microscopio a 10X ó 40X. No es aconsejable usar objetivo de
inmersión (100X), pues se puede ensuciar el microscopio.
Recorrer la lámina siguiendo un sentido direccional, ejemplo: de derecha a
izquierda, o de arriba a abajo.
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ANEXO 3: TÉCNICA DE SEDIMENTACIÓN SIMPLE
Tomar una porción de heces (1 - 2 g) y homogeneizar con suero fisiológico en
un tubo limpio o en el mismo recipiente en que se encuentra la muestra.
Colocar una gasa, hundiéndola en la abertura del tubo y sujetándola con una
liga alrededor de ella.
Filtrar el homogeneizado a través de la gasa, llenando el tubo hasta la cuarta
parte de su contenido.
Agregar suero fisiológico hasta 1 cm por debajo del borde del tubo.
Ocluir la abertura del tubo con una tapa, parafilm o celofán.
Agitar enérgicamente el tubo por 15 segundos aproximadamente.
Dejar en reposo de 30 a 45 minutos. En caso que el sobrenadante esté muy
turbio, eliminarlo y repetir la misma operación con solución fisiológica o agua
filtrada.
Aspirar la parte media del tubo con una pipeta y colocar 1 ó 2 gotas en una
lámina portaobjeto.
Aspirar el fondo del sedimento con una pipeta y depositar 1 ó 2 gotas del
aspirado en los extremos de la otra lámina portaobjeto.
Agregar 1 o 2 gotas de solución lugol a una de las preparaciones.
Cubrir ambas preparaciones con las laminillas de celofán y observar al
microscopio
Examinar primero la preparación con solución fisiológica para observar formas
móviles y de menor peso específico (trofozoítos, quistes y larvas) y luego la
preparación con lugol para observar sus estructuras internas, de estos y de
otros parásitos de mayor peso específico (huevos, larvas).
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ANEXO 4: TÉCNICA DE FAUST
Materiales
- Gradilla para tubos de ensayo - Tubos de prueba 15 x 150.
- Tubos de prueba 13 x 100 - Láminas portaobjetos.
- Laminillas cubreobjetos - Embudo pequeño de vidrio.
- Bajalengua o bagueta - Gasa.
- Sulfato de zinc 33,3%, densidad 1180 - Solución de lugol
Procedimiento.
Coloque 1 a 2 g de la muestra de heces en el tubo de prueba 13 x 100 o 15 x
150 mm y agregue de 7 a 10 mL de agua filtrada o destilada. Realice una buena
homogenización con ayuda del bajalengua.
Coloque en el tubo la muestra homogenizada hasta alcanzar 1 cm por debajo del
borde del tubo
Centrifugue entre 2000 a 2500 r.p.m. durante 2 a 3 minutos.
Decante el sobrenadante, adicione agua al sedimento, homogenice y repita la
centrifugación 1 o 2 veces, hasta que el sobrenadante se observe limpio.
Elimine el sobrenadante y agregue la solución de sulfato de zinc (3-4 mL),
homogenice y complete con la misma solución hasta 1 cm del borde del tubo.
Centrifugue de 1 a 2 minutos entre 2000 a 2500 r.p.m.
Coloque el tubo en la gradilla y agregue, con ayuda de un gotero, la solución de
sulfato de zinc hasta formar un menisco en la boca del tubo.
Coloque una laminilla cubreobjeto sobre el menisco y deje en reposo durante 5 a
6 min.
Deposite una gota de solución lugol en la lámina portaobjeto.
Retire la laminilla cubreobjeto, colocarla sobre la lámina con lugol, o con asa de
Kolle colocar 3 o 4 asadas en la lámina y cubrir con una laminilla cubreobjeto
luego observar al microscopio.
Observación
Se observan principalmente quistes y huevos de parásitos.
Resultado
Informe el nombre y estadio evolutivo encontrado, así como la cantidad de
elementos observados por campo
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ANEXO 5: GRÁFICOS
Gráfico 1. Frecuencia de parásitos intestinales identificados al examen coproparasitológico
directo
Gráfico 2. Frecuencia de resultados obtenidos por el método de sedimentación simple y Faust
en el grupo de parasitados
96
Gráfico 3. Frecuencia de resultados obtenidos por el método de sedimentación simple y Faust
en el grupo de no parasitados
Gráfico 4. Frecuencia de resultados obtenidos por el método de sedimentación simple y Faust
según mono y poliparasitismo
97
ANEXO 6: FOTOGRAFÍAS
Fotografía 1. Manipulación de muestras fecales para estudio
coproparasitológico
Fotografía 2. Ejecución de examen coproparasitológico
98
Fotografía 3. Ejecución de técnicas de sedimentación simple y Faust
Fotografía 4. Preparación de láminas para lectura microscópica
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Fotografía 5. Lectura microscópica para identificación de parásitos intestinales
Fotografía 6. Quistes de G. lamblia en muestra procedente del examen
coproparasitológico (Aumento: 400 veces)
100
Fotografía 7. Quistes de G. lamblia en muestra procedente de la técnica de
sedimentación simple (Aumento: 400 veces)
Fotografía 8. Quistes de G. lamblia en muestra procedente de la técnica de
Faust (Aumento: 400 veces)
101
ANEXO 7: SOLICITUD DE PERMISO
102
103
MATRÍZ DE CONSISTENCIA
TÍTULO: COMPARACIÓN DE LA TÉCNICA DE FAUST Y SEDIMENTACIÓN SIMPLE PARA LA CONCENTRACION DE PARÁSITOS INTESTINALES
EN MUESTRAS FECALES DE PERSONAS ATENDIDAS EN EL CENTRO DE SALUD DEL DISTRITO DE TUPAC AMARU
PROBLEMA OBJETIVO HIPOTESIS VARIABLES INSTRUMENTOS
General:
¿Existen diferencias significativas entre
los resultados obtenidos por el método
de Faust en comparación con el método
de sedimentación simple en muestras
fecales de pacientes evaluados en el
laboratorio del Centro de Salud del
distrito de Túpac Amaru en el mes de
Febrero del año 2017?
Específico:
¿El método de Faust permite obtener una mayor concentración de parásitos intestinales que el método por sedimentación simple en muestras fecales de pacientes evaluados en el laboratorio del Centro de Salud del distrito de Túpac Amaru en el mes de Febrero del año 2017? ¿Existen diferencias significativas entre los resultados obtenidos de la aplicación del método de Faust, sedimentación simple y Coproparasitológico directo en muestras fecales de pacientes evaluados en el laboratorio del Centro
General:
Determinar los resultados obtenidos por
el método de Faust en comparación con
el método de sedimentación simple en
muestras fecales de pacientes
evaluados en el laboratorio del Centro
de Salud del distrito de Túpac Amaru
en el mes de Febrero del año 2017
Específico:
Determinar si el método de Faust
permite obtener una mayor
concentración de parásitos intestinales
que el método por sedimentación
simple en muestras fecales de
pacientes evaluados en el laboratorio
del Centro de Salud del distrito de
Túpac Amaru en el mes de Febrero del
año 2017
Determinar los resultados obtenidos de
la aplicación del método de Faust,
sedimentación simple y
coproparasitológico directo en muestras
General:
Existen diferencias significativas entre los
resultados obtenidos por el método de
Faust en comparación con el método de
sedimentación simple en muestras fecales
de pacientes evaluados en el laboratorio del
Centro de Salud del distrito de Túpac
Amaru en el mes de Febrero del año 2017
Específico:
El método de Faust permite obtener una mayor concentración de parásitos intestinales que el método por sedimentación simple en muestras fecales de pacientes evaluados en el laboratorio del Centro de Salud del distrito de Túpac Amaru en el mes de Febrero del año 2017 Existen diferencias significativas entre los resultados obtenidos de la aplicación del método de Faust, sedimentación simple y Coproparasitológico directo en muestras fecales de pacientes evaluados en el laboratorio del Centro de Salud del distrito de Túpac Amaru en el mes de Febrero del año 2017
Técnicas de
concentración
Concentración de
parásitos
Microscopía en luz
visible
Ficha de recolección
de datos
104
de Salud del distrito de Túpac Amaru en el mes de Febrero del año 2017? ¿Cuál será el nivel de concordancia entre los resultados obtenidos del método de Faust y el método de sedimentación simple en muestras fecales de pacientes evaluados en el laboratorio del Centro de Salud del distrito de Túpac Amaru en el mes de Febrero del año 2017? ¿Cuál es el nivel de concordancia entre los resultados obtenidos del método de Faust y el examen Coproparasitológico directo en muestras fecales de pacientes evaluados en el laboratorio del Centro de Salud del distrito de Túpac Amaru en el mes de Febrero del año 2017?
fecales de pacientes evaluados en el
laboratorio del Centro de Salud del
distrito de Túpac Amaru en el mes de
Febrero del año 2017
Determinar si existen concordancias
entre los resultados obtenidos del
método de Faust y el método de
sedimentación simple en muestras
fecales de pacientes evaluados en el
laboratorio del Centro de Salud del
distrito de Túpac Amaru en el mes de
Febrero del año 2017
Determinar si existen concordancias
entre los resultados obtenidos del
método de Faust y el examen
Coproparasitológico directo en
muestras fecales de pacientes
evaluados en el laboratorio del Centro
de Salud del distrito de Túpac Amaru
en el mes de Febrero del año 2017
Existe un nivel de concordancia baja entre los resultados obtenidos del método de Faust y el método de sedimentación simple en muestras fecales de pacientes evaluados en el laboratorio del Centro de Salud del distrito de Túpac Amaru en el mes de Febrero del año 2017 Existe un nivel de concordancia baja entre los resultados obtenidos del método de Faust y el examen Coproparasitológico directo en muestras fecales de pacientes evaluados en el laboratorio del Centro de Salud del distrito de Túpac Amaru en el mes de Febrero del año 2017