determinaciÓn de parÁsitos intestinales en psitÁcidos … marmolejo... · 2020. 11. 25. · el...

UNIVERSIDAD AGRARIA DEL ECUADOR

FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA

CARRERA DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA

DETERMINACIÓN DE PARÁSITOS INTESTINALES EN PSITÁCIDOS MANTENIDOS EN CAUTIVERIO

EN DIFERENTES PUNTOS COMERCIALES EN EL CENTRO DE GUAYAQUIL

TESIS

PORTADA

Trabajo de titulación presentado como requisito para la

obtención del título de

MÉDICO VETERINARIO ZOOTECNISTA

AUTOR

RIZZO MARMOLEJO CHRISTIAN RICARDO

TUTOR

M.V.Z. EDUARDO AUGUSTO HABLICH FREIRE MSc.

GUAYAQUIL – ECUADOR

2020

2




APROBACIÓN DEL TUTOR

Yo, Eduardo Augusto Hablich Freire, docente de la Universidad Agraria del

Ecuador, en mi calidad de Tutor, certifico que el presente trabajo de titulación:

Determinación de parásitos intestinales en psitácidos mantenidos en cautiverio en

diferentes puntos de comercialización en el centro de Guayaquil, realizado por el

estudiante RIZZO MARMOLEJO CHRISTIAN RICARDO; con cédula de identidad

N° 0930902218 de la carrera MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA, Unidad

Académica Guayaquil, ha sido orientado y revisado durante su ejecución; y cumple

con los requisitos técnicos exigidos por la Universidad Agraria del Ecuador; por lo

tanto, se aprueba la presentación del mismo.

Atentamente, M.V.Z. Eduardo Augusto Hablich. MSc. [email protected] Guayaquil, 08 de Octubre del 2020

3




APROBACIÓN DEL TRIBUNAL DE SUSTENTACIÓN

Los abajo firmantes, docentes designados por el H. Consejo Directivo como miembros del Tribunal de Sustentación, aprobamos la defensa del trabajo de titulación: “DETERMINACIÓN DE PARÁSITOS INTESTINALES EN PSITÁCIDOS MANTENIDOS EN CAUTIVERIO EN DIFERENTES PUNTOS DE COMERCIALIZACIÓN EN EL CENTRO DE GUAYAQUIL”, realizado por el estudiante RIZZO MARMOLEJO CHRISTIAN RICARDO, el mismo que cumple con los requisitos exigidos por la Universidad Agraria del Ecuador. Atentamente,

Dra. Gloria Mieles Soriano MS.c PRESIDENTE

Mvz. Mariella Chacón Morales MS.c Blgo. Edwin Moncayo Calderon MS.c EXAMINADOR PRINCIPAL EXAMINADOR PRINCIPAL

Mvz. Eduardo Hablich Freire MS.c EXAMINADOR SUPLENTE

Guayaquil, 13 de Noviembre del 2020

4

Dedicatoria

Dedico este trabajo a mi madre quien ha sido mi

apoyo incondicional y me ha impulsado a seguir

adelante a pesar de las adversidades.

5

Agradecimiento

Quiero expresar mi gratitud a Dios por todas

sus bendiciones, a mi madre que ha sido un

ejemplo de trabajo y honradez.

También quiero agradecer a todos mis

amigos y colegas que me han prestado todo

su apoyo durante el proceso de investigación

y redacción de este trabajo.

6

Autorización de autoría intelectual

Yo Christian Ricardo Rizzo Marmolejo, en calidad de autor del proyecto realizado,

sobre “DETERMINACIÓN DE PARÁSITOS INTESTINALES EN PSITÁCIDOS

MANTENIDOS EN CAUTIVERIO EN DIFERENTES PUNTOS DE

COMERCIALIZACIÓN EN EL CENTRO DE GUAYAQUIL” para optar el título de

MEDICO VETERINARIO Y ZOOTECNISTA, por la presente autorizo a la

UNIVERSIDAD AGRARIA DEL ECUADOR, hacer uso de todos los contenidos que

me pertenecen o parte de los que contienen esta obra, con fines estrictamente

académicos o de investigación.

Los derechos que como autor(a) me correspondan, con excepción de la presente

autorización, seguirán vigentes a mi favor, de conformidad con lo establecido en los

artículos 5, 6, 8; 19 y demás pertinentes de la Ley de Propiedad Intelectual y su

Reglamento.

Guayaquil, 13 de Noviembre del 2020.

RIZZO MARMOLEJO CHRISTIAN RICARDO C.I. 0930902218

7

Índice general

PORTADA .......................................................................................................... 1

APROBACIÓN DEL TUTOR ............................................................................... 2

APROBACIÓN DEL TRIBUNAL DE SUSTENTACIÓN ...................................... 3

Dedicatoria .......................................................................................................... 4

Agradecimiento ................................................................................................... 5

Autorización de autoría intelectual ...................................................................... 6

Índice general ..................................................................................................... 7

Índice de tablas ................................................................................................. 10

Resumen .......................................................................................................... 11

Abstract............................................................................................................. 12

1. INTRODUCCIÓN .......................................................................................... 13

1.1 Antecedentes del problema ..................................................................... 13

1.2 Planteamiento y formulación del problema ............................................. 14

1.2.1 Planteamiento del problema ............................................................. 14

1.2.2 Formulación del problema ................................................................ 15

1.3 Justificación de la investigación .............................................................. 15

1.4 Delimitación de la investigación .............................................................. 16

1.5 Objetivo general ...................................................................................... 16

1.6 Objetivos específicos .............................................................................. 16

1.7 Hipótesis ................................................................................................. 16

1.7.1 Hipótesis alternativa ......................................................................... 16

1.7.2 Hipótesis nula ................................................................................... 17

MARCO TEÓRICO .......................................................................................... 18

2.1 Estado del arte ........................................................................................ 18

2.2 Bases teóricas ......................................................................................... 18

2.2.1 Ecología parasitaria .......................................................................... 18

2.2.2 Protozoarios ..................................................................................... 19

2.2.2.1 Características morfológicas ...................................................... 20

2.2.2.2 Reproducción ............................................................................. 21

2.2.2.3 Género Eimeria .......................................................................... 22

2.2.2.4 Genero Giardia ........................................................................... 24

8

2.2.3 Nematodos ....................................................................................... 24


2.2.3.2 Reproducción ............................................................................. 26

2.2.3.3 Género Capillaria ....................................................................... 26

2.2.3.4 Género Ascaridia ....................................................................... 27

2.2.3.5 Género Trichostrongylus ............................................................ 27

2.2.4 Cestodos .......................................................................................... 28


2.2.4.2 Reproducción ............................................................................. 29

2.3 Marco legal .............................................................................................. 30

MATERIALES Y MÉTODOS ............................................................................ 32

3.1 Enfoque de la investigación .................................................................... 32

3.1.1 Tipo de investigación ........................................................................ 32

3.1.2 Diseño de investigación .................................................................... 32

3.2 Metodología ............................................................................................ 32

3.2.1 Variables ........................................................................................... 32

3.2.1.1 Variable independiente .............................................................. 32

3.2.1.2 Variable dependiente ................................................................. 32

3.2.2 Diseño experimental ......................................................................... 33

3.2.3 Recolección de datos ....................................................................... 33

3.2.3.1 Recursos .................................................................................... 33

3.2.4 Métodos y técnicas ........................................................................... 33

3.2.5 Análisis estadístico ........................................................................... 34

RESULTADOS ................................................................................................. 36

4.1 Clasificación de parásitos intestinales identificados en las muestras ...... 36

4.2 Determinación de factores de riesgo de la población. ............................. 38

4.3 Relación entre la presencia de parásitos con factores de riesgo ............ 40

DISCUSIÓN ..................................................................................................... 43

CONCLUSIONES ............................................................................................ 44

RECOMENDACIONES .................................................................................... 45

BIBLIOGRAFÍA ............................................................................................... 46

9

ANEXOS .......................................................................................................... 50

10

Índice de tablas

Tabla 1. Porcentajes de casos positivos y negativos de acuerdo a la presencia de

parásitos en muestras fecales .............................................................................. 36

Tabla 2. Clasificación de casos positivos y negativos según la especie de

psitácido ............................................................................................................... 36

Tabla 3. Clasificación de parásitos intestinales según especie de psitácidos ...... 37

Tabla 4. Factor de riesgo “Alimentación” .............................................................. 38

Tabla 5. Factor de riesgo “Agua de bebida” ......................................................... 38

Tabla 6. Factor de riesgo “Distribución de aves según la especie” ...................... 39

Tabla 7. Estimación de riesgo para el factor de riesgo Distribución de aves por

jaula. ..................................................................................................................... 39

Tabla 8. Odds ratios para el factor de riesgo Distribución de aves por jaula. ....... 39

Tabla 9. Distribución del chi cuadrado para el Factor de riesgo Alimentación ..... 40

Tabla 10. Distribución del chi cuadrado para el Factor de riesgo Agua de bebida.

............................................................................................................................. 41

Tabla 11. Distribución de chi cuadrado para el factor de riesgo Especies por jaulas

............................................................................................................................. 42

11

Resumen

El presente trabajo descriptivo y observacional, tiene como objetivo determinar la

presencia de parásitos intestinales en psitácidos ornamentales (Melopsittacus

undulatus, Nymphicus hollandicus y Agapornis sp.) que se encuentran en

cautividad para comercialización en diferentes puntos ubicados en el centro de la

ciudad de Guayaquil. La obtención de las muestras se realizó mediante la técnica

de isopado cloacal directo, las aves a muestrear eran separadas en jaulas

individuales según la especie de psitácido un día antes de la recolección,

posteriormente se procedía a recolectar las heces utilizando guantes estériles. Esto

se llevó a cabo cada 15 días, tiempo estimado en el cual ingresaba un lote nuevo

de aves a los locales. Una vez obtenidas las muestras se procedía a almacenar de

forma segura en envases para su posterior traslado y análisis en el laboratorio. El

método de diagnóstico empleado fue el de frotis directo. Bajo este método se

obtuvo los siguientes resultados: El total de aves muestreadas fueron 256, de las

cuales 132 (51,56%) dieron como resultado positivo y 124 (48,44%) resultaron

negativo a parasitosis. El mayor índice de parásitos al género Eimeria sp. con 83

aves positivas, el género que le sigue es el protozoo Giardia sp. con un total de 74

aves positivas, el siguiente es el nematodo del género Ascaridia sp. con 20 positivos

y para Capillaria sp. hubo 4 aves positivas. En menor índice se encontró el género

Cestodo sp. con 3 aves positivas de las 256 muestras analizadas.

Palabras clave: Psitácidos, Parásitos, Aves, Cautiverio

12

Abstract

The present descriptive and observational work aims to determine the presence of

intestinal parasites in ornamental parrots (Melopsittacus undulatus, Nymphicus

hollandicus and Agapornis sp.) That are in captivity for commercialization in different

points located in the center of the city of Guayaquil. The samples were obtained by

means of the direct cloacal isopation technique, the birds to be sampled were

separated in individual cages according to the parrot species one day before

collection, then the faeces were collected using sterile gloves. This was carried out

every 15 days, the estimated time in which a new batch of birds entered the

premises. Once the samples were obtained, they were safely stored in containers

for later transfer and analysis in the laboratory. The diagnostic method used was the

direct smear. Under this method the following results were obtained: The total

number of birds sampled was 256, of which 132 (51.56%) gave positive results and

124 (48.44%) were negative for parasitosis. The highest index of parasites to the

genus Eimeria sp. with 83 positive birds, the next genus is the protozoan Giardia

sp. with a total of 74 positive birds, the following is the nematode of the genus

Ascaridia sp. with 20 positives and for Capillaria sp. there were 4 positive birds. In

a lower index, the genus Cestodo sp. with 3 positive birds of the 256 samples

analyzed.

Key Words: Parrots, Parasites, Birds, Captivity

13

1. Introducción

1.1 Antecedentes del problema

La presencia de parásitos intestinales constituye un grave problema para la salud

de los animales. Debido al cambio climático, especies migratorias y a la

comercialización de especies en tiendas de mascotas han ido propagándose a

diversos lugares a nivel mundial (Martinez C. et al, 2015).

Estos organismos deterioran la salud de su hospedador, algunos endoparásitos

(nematodos, cestodos, helmintos, protozoos, etc) son imperceptibles al ojo

humano, para lo cual es necesario realizar análisis microscópicos para

identificarlos. (Bowman D., 2011).

En las tiendas de mascotas es común observar variedad de especies criadas en

cautividad para ser comercializadas, entre las que destacan las aves

ornamentales, estas pueden sufrir parasitismo, siendo entre los factores

predisponentes la sobrepoblación y la falta de aseo en los lugares de

comercialización. (Acosta I., 2009)

Entre las aves ornamentales comercializadas tenemos a los psitácidos

(Melopsittacus undulatus, Nymphicus hollandicus y Agapornis spp), los cuales, por

su atractivo plumaje y singular canto, son las aves que más llaman la atención en

las tiendas de mascotas.

Estas características han llevado a que muchas personas las adquieran,

proporcionándoles los cuidados necesarios para darles un estilo de vida

adecuado, sin embargo, debido a la falta de estudios muchos desconocen los

organismos que las parasitan, para lo cual es necesario realizar un estudio

14

coproparasitario, con la finalidad de identificar los principales parásitos que estas

albergan. (Silva M., 2011)

Algunos vermes (Ascaridia sp.), protozoos (Eimeria sp.) y bacterias (Salmonella

sp.) pueden producir cuadros críticos en los animales, el realizar una debida

identificación de la afección es tarea del médico veterinario (Troncoso I, et al,

2013).

Estas sintomatologías clínicas deben ser consideradas como urgencia dentro de

la medicina de especies exóticas, siendo en muchas ocasiones tratadas con un

esquema similar a las utilizadas en perros y gatos, sin embargo, existen

diferencias entre hospedadores y parásitos que los afectan.

El accionar rápido del equipo médico capacitado puede salvaguardar la vida del

paciente, siempre y cuando se conozca a que se están enfrentando, al igual que

los medicamentos y dosis a utilizar según la especie que se esté tratando (Soto

C., 2011).

1.2 Planteamiento y formulación del problema

1.2.1 Planteamiento del problema

Hoy en día las aves ornamentales forman parte de muchos hogares, algunas

personas las emplean como adorno, mientras que otras las ven como un miembro

más de la familia. Al ser muy vistosas por su plumaje y su canto característico de

cada especie, se las puede encontrar en casi todas las tiendas de mascotas.

Sin embargo, el problema recae en que estas aves pueden ser hospedadoras de

diversos parásitos y los estudios realizados en estas son escasos.

Entre las aves que más se comercializan encontramos a la especie

Melopsittacus undulatus (periquitos australianos), Nymphicus hollandicus

15

(cacatúas ninfas) y Agapornis spp. (agapornis), gracias a la experiencia obtenida

durante su crianza y reproducción, se ha podido ofrecer una mejor forma de vida

y cuidados para las mismas, sin embargo, las investigaciones acerca de los

endoparásitos que afectan estos psitácidos son muy escasas, y muchas veces

llegan a perecer debido a las afecciones que los pueden llegar a ocasionar.

Estos microorganismos pueden provocar lesiones en las aves y afectar su

condición corporal produciendo cuadros de anorexia, pérdida de peso, lento

crecimiento, diarreas, regurgitación, problemas reproductivos, llegando incluso

causar la muerte del hospedador, dependiendo de la carga parasitaria, tipo de

parasito intestinal que cause la afección y el estado inmunitario del ave

1.2.2 Formulación del problema

¿Es necesario realizar exámenes coproparasitario a las aves de

comercialización?

¿Se debería ofrecer información a los propietarios de los negocios sobre las

enfermedades que causan los parásitos intestinales en aves ornamentales?

1.3 Justificación de la investigación

Al momento de recopilar información acerca de parasitosis en psitácidos

ornamentales esta es escasa; es por ello que al determinar la presencia de

parásitos intestinales que afectan a estas aves por medio de un análisis

coproparasitario se podrá dar una pauta para investigaciones futuras y así ampliar

más la bibliografía de esta patología en el campo de la veterinaria en especies

exóticas.

16

1.4 Delimitación de la investigación

Espacio: El presente estudio se realizó en el centro de la ciudad de

Guayaquil, específicamente en la calle Eloy Alfaro, en la cual se encuentran

distribuidas las diferentes tiendas de mascotas.

Tiempo: La recolección de muestras y su respectivo análisis de laboratorio

se llevaron a cabo desde el 1 de Junio hasta el 1 de Agosto del 2020, con

una duración de dos meses.

1.5 Objetivo general

Determinar la presencia de parásitos intestinales en psitácidos ornamentales

(Melopsittacus undulatus, Nymphicus hollandicus y Agapornis sp.) que se

encuentran en cautividad para comercialización en diferentes puntos ubicados en

el centro de la ciudad de Guayaquil.

1.6 Objetivos específicos

Clasificar los parásitos intestinales encontrados en las muestras analizadas.

Determinar los factores de riesgo de la población.

Relacionar la presencia de parásitos con los factores de riesgo.

1.7 Hipótesis

1.7.1 Hipótesis alternativa

La presencia de parásitos es alta considerando los factores de riesgos de las

aves mantenidas en cautiverio.

17

1.7.2 Hipótesis nula

La presencia de parásitos no es alta considerando los factores de riesgos de las

aves mantenidas en cautiverio.

18

Marco teórico

2.1 Estado del arte

Acosta I., 2009, en su publicación “Presencia de Giardias en periquitos

australianos en Cuba”, nos dice que la presencia de Giardia en M. undulatus fue

reportado en aves que pesentaban cuadros diarreicos, clasificandolo como G.

psittaci. Dicho estudio se realizó en dos aviarios criaderos en el cuál el resultado

fue un 60% positivo de la población analizada.

Por otra parte, Lew S. et al., 2015, en su estudio denominado “Occurrence of

gastrointestinal parasites in wild animals in State of Paraná, Brazil”, dice lo

siguiente “La taza de positividad en aves estudiadas fue de un 37.9% a la

presencia de quistes, huevos y trofozoitos de parasitos, en N. hollandycus fue de

un 20%”.

Sciabarrasi A. & Gervasoni S., 2009, en su estudio denomidado “Parásitos

gastrointestinales hallados en Psitaciformes de la Estación la Estación Zoológica

Experimental ¨Granja la Esmeralda¨, Santa Fe, Argentina”, obtuvo como resultado

que la presencia de parasitos en psitacidos fue de un 33.3% de casos positivos a

ooquistes de coccidias.

2.2 Bases teóricas

2.2.1 Ecología parasitaria

Según ¨Cordero M. et all, 2001¨, dice que la población parasitaria está

relacionada directamente con la de los hospedadores de manera binominal, es

decir que estos se correlacionan a causa de la existencia de poblaciones

hospedadoras tomando en cuenta la carga parasitaria de cada individuo que

19

puede ser baja y asintomática hasta aquellos con altas cargas parasitarias y que

manifiestan signos clínicos.

Por otra parte la viabilidad y transmisión de los microorganismos y la presencia

de enfermedades se ven influenciados por los diversos factores ambientales.

Dichos factores pueden ser abióticos, tal es el caso del clima, el cual favorece al

ciclo biológico de los parásitos debido a condiciones como temperatura y

humedad optimos para el desarrollo de los comensales (Padilla & Osorio, 2018).

Entre los factores bióticos se puede considerar la alimentación en base de

plantas, las cuales en ciertos casos inhiben la proloferación microbiologica y en

otras ocaciones facilitan su multiplicación en el huesped.

Entre los factores que intervienen en la presentación de enfermedades

parasitarias tenemos, los cambios estacionales y los cambios en la población

parasitaria tanto cualitativa como cuantitativa. En cuanto a su distribición

geográfica el cambio climatico se puede definir como el principal factor para la

presencia de microorganismos parasitarios. (Cordero M. et all, 2001).

2.2.2 Protozoarios

Integrantes del reino protista, son microorganismos unicelulares eucariotas.

Presentan uno o varios núcleos y un citoplasma en el cual se encuentran

organoides que cumplen diferentes funciones (Vignau M. et al, 2005).

Estos organismos comúnmente son de vida libre, sin embargo, una parte de ellos

parasitan a diversas especies incluido el hombre. Determinados protozoos

intestinales se multiplican cuando el hospedador presenta un estado inmunitario

deteriorado, dando como resultado la presencia de un gran número de estos en

muestras fecales (Valencia, 2017).

20

Por otra parte, existen protozoos que se comportan como patógenos primarios y

son los causantes de enfermedades importantes en los hospedadores (Bowman

D., 2011).

2.2.2.1 Características morfológicas

Presentan una vesícula nuclear verdadera o núcleo, propia de los protozoos

parasitarios en cuyo interior se encuentra un endosoma o nucléolo, el cual se halla

separado del resto del citoplasma por una membrana doble. La membrana

plasmática es un recubrimiento de 6 a 10 nanómetros de espesor, conformada

por una doble capa lipídica, cuya función principal es la de controlar la entrada y

salida de moléculas mediante el mecanismo de endocitosis y exocitosis (Cordero

M. et all, 2001).

En el citoplasma podemos diferenciar dos partes, la primera, constituida por el

núcleo, retículo endoplasmático y aparato de Golgi, y la segunda denominada

citosol, este último contiene proteínas y enzimas responsables del movimiento

intracelular, en el encontramos el citoesqueleto y los orgánulos de membrana

(Cordero M. et all, 2001).

Estos organismos poseen uno o más núcleos, en los ciliados el núcleo es

vesicular sin acido desoxirribonucleico, podemos encontrarlo en tripanosomas,

amibas parasitarias y fitoflagelados, otro tipo de núcleo vesicular puede estar

constituido por uno o más nucléolos, comúnmente se encuentran en

esporozoarios, flagelados, hipermastigóridos, opalinos, dinoflagelados y

radiolarios (Quiroz H., 2005).

21

Ciertos protozoarios presentan dos tipos de núcleos, un micronúcleo encargado

de mantener y coordinar las funciones reproductivas y un macro núcleo el cual

dirige las funciones vegetativas (Vignau M. et al, 2005).

La locomoción está dada por estructuras externas que pueden ser cilios, flagelos,

seudópodos o membranas ondulantes, las cuales les permiten a estos

microorganismos la movilidad. También pueden trasladarse por contracciones,

esta característica se observa en el toxoplasma, sarcocystis y merozoitos de

coccidias (Quiroz H., 2005).

En cuanto a la nutrición, aquellos protozoos de vida libre son autótrofos, es decir,

obtienen su energía a partir de la síntesis de compuestos orgánicos, química o

lumínica, mientras que los protozoos de vida parasitaria son heterótrofos, y su

energía la obtienen de su hospedador (Cordero M. et all, 2001).

2.2.2.2 Reproducción

El tipo de reproducción presente en los protozoarios puede ser asexual o sexual,

algunos como los apicomplejos alternan su mecanismo de reproducción. En los

organismos parasitarios comúnmente predomina la reproducción clonal (Cordero

M. et all, 2001).

La reproducción asexual puede ser mediante fisión binaria, fisión múltiple o

esquizogonia, endodiogenia y quistes. Por otra parte la reproducción sexual se da

mediante gametogonia, dando origen a un cigoto el cual sufre múltiples divisiones

post cigóticas, la esporogonia se forma después de la fusión de los gametos dando

lugar a un ooquistes inmaduro, el cual se transforma mediante procesos de

división celular en un ooquiste maduro, posterior a este se forman los

22

esporozoitos, los cuales pueden o no estar recubiertos por una capsula (Vignau

M. et al, 2005).

Dentro de los protozoarios que han sido reportados en especies de psitácidos

ornamentales (N. hollandicus, Agaporni sp. y M. undulatus) se encuentran el

género Eimeria spp y Giardia spp, estos fueron hallados en muestras fecales

realizados en diferentes estudios (Acosta I., 2009), (Silva M., 2011), (Troncoso I,

et al, 2013), (Ferrer D. et al., 1998), (Lew S. et al., 2015), (Patel P. et al, 2000),

(Santana V. et al, 2016).

2.2.2.3 Género Eimeria

La Eimeria spp es la responsable de producir la coccidiosis en las aves,

pertenece al Phylum Apicomplexa, clase Conoidasida, orden Eucoccidiorida,

Familia Eimeriidae. Esta enfermedad se produce principalmente por la ingesta de

ooquistes esporulados, originándose cuadros clínicos o subclínicos, los cuales se

caracterizan por la presencia de diarrea (Cordero M. et all, 2001).

La mayoría de las especies de Eimerias parasitarias se encuentran en el intestino

de las aves. Presentan un ciclo biológico directo y su transmisión se da por medio

de alimentos contaminados (Quiroz H., 2005).

Ciclo Biológico

El ciclo biológico de la Eimeria implica la reproducción sexual como la asexual,

la primera finaliza con la aparición de los ooquistes, los cuales son expulsados por

medio de las heces. Este género de protozoario se encuentra presente en un solo

huésped, en donde sus primeros estadios se desarrollan (esquizogonia y

gametogonia), para luego esporularse en el suelo, esta última fase de

23

esporulación es conocida como esporogonia, la cual es altamente infectante y

muy resistente en el medio ambiente (Quiroz H., 2005).

‘Bowman D., 2011 indica que los hospedadores de las eimerias pueden ser

parasitados por diferentes especies, es decir, en un mismo individuo se pueden

identificar varios parásitos, pudiendo ser diferenciados mediante los ooquistes

expulsados en las heces.

La Eimeria comienza su ciclo en el medio ambiente, como ooquistes, los cuales

como se mencionó anteriormente, son liberados en las heces de individuos con

alta carga parasitaria. Una vez en el exterior, estos comienzan el proceso de

esporulación, cada ooquiste esporulado puede contener hasta 8 trofozoitos, los

cuales ingresan al hospedador mediante la ingesta (Camareno, Chávez, & Pinedo,

2016).

Ingerido el ooquiste se rompe liberando los trofozoitos, que invaden las células

de la mucosa intestinal, y se multiplican rápidamente mediante reproducción

asexual, dando lugar a la siguiente fase, la esquizogonia y luego se producen los

esquizontes que albergan en su interior un gran número de trofozoitos, estos son

liberados y el ciclo asexual se repite durante 2 a 3 generaciones (Montero,

Salamanca, & Ticona, 2016).

Posteriormente los trofozoitos maduros dan lugar a las gametogonias, en donde

se da la reproducción sexual mediante la fecundación originándose los ooquistes

no esporulados, estos se liberan en las heces y esporulan para resistir las

condiciones ambientales e infestar un nuevo huésped (Bowman D., 2011).

24

2.2.2.4 Genero Giardia

Las giardias pertenecen al Phylum Sarcomastigosphorea, clase

Zoomastigosphora, Orden Diplomonadida, familia Hexamitidae. Existen diferentes

especies estos protozoarios, las que afectan a aves se denominan Giardia psittaci

(Bowman D., 2011).

Estos presentan una forma ovoide con una ventosa en el centro, la cual le

permite fijarse a la mucosa del intestino, además de poseer dos núcleos y ocho

flagelos como órganos de locomoción (Quiroz H., 2005).

Ciclo biológico

Comienza por la ingesta de quistes presentes en el agua y alimentos

contaminados, una vez ingresan se liberan de los quistes los trofozoitos

infectantes, los cuales están adaptados para fijarse a las células epiteliales del

intestino delgado. Posteriormente se dividen mediante fisión binaria, y se

transforman en quistes antes de ser expulsados en las heces. Cada quiste puede

contener dos trofozoitos en su interior (Bowman D., 2011)

2.2.3 Nematodos

Integrantes del reino animalia, los nematodos son un grupo numeroso de

gusanos redondos no segmentados, que parasitan a una gran cantidad de

vertebrados. Están presentes en una variedad de hábitats, algunos son de vida

libre. Aquellos que parasitan a los vertebrados domésticos producen grandes

daños a la salud de los mismos, debido a que tienen una gran morbilidad, en

algunos casos los cuadros clínicos llegan a ser crónicos y provocan la muerte del

huésped (Quiroz H., 2005).

25


Se encuentran cubiertos por una cutícula constituida por varias capas

proteínicas, en ciertos casos esta se encuentra recubierta por otra envoltura rica

en hidratos de carbono. Más profundo se ubica una capa mucho más delgada

denominada hipodermis la misma que tiene la función de secretar las células que

forman la capa más exterior (Cordero M. et all, 2001).

Tienen un sistema muscular conformado por dos tipos, uno por músculos no

especializados, los cuales tienen la función de facilitar la movilidad y coordinar los

movimientos del parasito. Los músculos especializados se encuentran formando

parte de los órganos internos y su función es la de controlar los movimientos de

estos (Quiroz H., 2005).

El tracto digestivo está constituido por un largo conducto que inicia por la

abertura oral, en la cual se encuentran estructuras que se asemejan a dientes, a

continuación se encuentra la capsula bucal, el esófago, seguido de la válvula

intestinal, el intestino en cuya pared presenta microvellosidades con función de

absorción, para finalmente desembocar en el recto y el ano (Quiroz H., 2005).

El aparato reproductor, en varios nematodos se puede diferencia ya que

presentan sexos separados, el macho tiene uno o dos testículos tubulares, una

vesícula seminal y el conducto eyaculador que desemboca en la cloaca (Lima &

Bravo, 2019).

Adicional presenta unas estructuras denominadas espículas, las cuales

intervienen en la copula y facilita la entrada de los espermatozoides. La hembra

presenta uno o dos ovarios, en donde se forman los óvulos y son transportados

por el oviducto hasta los úteros que desembocan en la vagina (Quiroz H., 2005).

26

En cuanto a nutrición, los nemátodos parásitos se nutren de material pre digerido

del huésped. Dependiendo del estadio en el que se encuentren, se distribuirán y

alimentaran según la zona, los primeros estadios se encuentran en la primera

porción del intestino delgado y se nutren del quimo, a medida que se desarrollan

irán descendiendo por el tracto digestivo del huésped (Cordero M. et all, 2001).


Al presentar dimorfismo sexual, el tipo de reproducción es sexual, los machos

producen espermatozoides y las hembras óvulos los mismos que son fecundados

luego de la cópula, posterior a esto los huevos se recubren por tres capas, la

externa formada por lipoproteínas, una media quitinosa y una capa interna vitelina.

Los huevos pueden ser puestos de dos maneras, la vivípara, en la que los

embriones han alcanzado un desarrollo casi completo y la ovovivípara, en la que

los embriones se desarrollan según las condiciones presentes (Cordero M. et all,

2001).

2.2.3.3 Género Capillaria

Son un grupo extenso de vermes que parasitan a diversidad de vertebrados,

pertenecen al Phylum Nematoda, Clase Adenophorea, Orden Trichurida, Familia

Trichinellidae. Se distribuyen en diferentes órganos del huésped, siendo

identificados en cavidad nasal, bronquios, intestinos, aparato urinario y en el

hígado (Cordero M. et all, 2001).

Ciclo biológico

La Capillaria spp. tiene un ciclo biológico directo, los huevos son expulsados por

medio de las heces infectando el agua de bebida y alimentos, en el medio

ambiente las larvas se L1 se desarrollan dentro del huevo en un periodo de dos a

27

tres semanas, luego el huésped ingiere los huevos y las larvas se liberan en el

lumen intestinal en donde pasan a L2 en nueve días y continúan su desarrollo

hasta la etapa adulta en tres semanas (Qamar, Butt, & Ehtisham, 2017).

Los adultos machos fecundan a las hembras y estas liberan los huevos al lumen

intestinal y estos salen al medio externo por las excretas del ave (Cordero M. et

all, 2001).

2.2.3.4 Género Ascaridia

Se encuentran dentro de los nematodos de mayor tamaño que afectan al aparato

digestivo. Los huevos presentan una cubierta resistente lo que les permite resistir

por periodos prologados en el ambiente (Bowman D., 2011).

Ciclo biológico

Presentan un ciclo biológico directo, transmitiéndose por ingesta de agua y

comida contaminadas. En el medio externo las larvas comienzan a desarrollarse

dentro del huevo y en un periodo de 10 a 14 días se generan las larvas infectantes

(Canales, Pérez, Ruvalcaba, & Irene, 2018).

Los huevos salen junto con las heces, estos son ingeridos por los hospedadores

en donde las larvas se liberan en el proventrículo, en un periodo de 8 días migran

a la mucosa intestinal, las larvas que se encuentran en el intestino pasan por un

proceso de muda en dos ocasiones hasta convertirse en adultas y reproducirse,

donde se generan nuevos huevos que son fecundados y liberados al exterior

(Quiroz H., 2005).

2.2.3.5 Género Trichostrongylus

Pertenecen al Reino Animalia, Phylum Nematoda, Orden Strongylida, Género

Trichostrongylus. Son nemátodos de pequeño tamaño, poseen una porción

28

cefálica delgada y carecen de cápsula bucal. Presentan espículas de color café.

Los huevos son de cascaron delgado y puestos de manera segmentada (Cordero

M. et all, 2001).

Ciclo biológico

Estos nemátodos tienen un ciclo biológico directo. Las larvas se desarrollan en

el medio externo en condiciones adecuadas de temperatura y humedad, el tiempo

de desarrollo depende de la temperatura presente, así si la temperatura es de 18

°C las larvas se desarrollaran en 8 a 10 días, por otra parte, si la temperatura es

de 12 °C desarrollan de 16 a 20 días.

Una vez alcanzado el estadio infectante pueden sobrevivir a bajas y altas

condiciones climáticas. Posteriormente dentro del hospedador las larvas rompen

su cubierta protectora en el lumen intestinal y penetran la mucosa de este en

donde pasan una muda, luego las larvas emergen e ingresan en las pequeñas

arteriolas del intestino para migrar a través de las arterias cólica y cecal, llegan a

la arteria mesentérica craneal y durante dos a cuatro meses viajando a través del

torrente sanguíneo (Cooper, Cerutti, & Torrents, 2016).

Posteriormente llegan a las arteriolas de la pared subserosa de la mucosa

intestinal, provocan inflamación en estas, pasan nuevamente por una última muda

y se liberan los adultos inmaduros, estos penetran la mucosa intestinal para

madurar y salir comenzar el proceso de reproducción (Bowman D., 2011).

2.2.4 Cestodos

Los cestodos conforman un grupo de gusanos aplanados con forma de cinta,

carecen de cavidad corporal y tubo digestivo, se localizan principalmente en el

intestino y conductos biliares. Son de tamaño variable que van desde unos

29

cuantos milímetros a varios metros. Durante su desarrollo requieren uno o más

hospedadores intermediarios ya sean vertebrado o invertebrado (Quiroz H., 2005).


Cuando son adultos presentan una tonalidad blanco-amarillenta o gris claro,

poseen 3 regiones, la primera denominada escólex, en la cual tiene los órganos

de fijación, la segunda denominada cuello, se sitúa inmediatamente después del

escólex, este puede ser alargado o corto, y por último la tercera región, formada

por las proglótides, los cuales se clasifican en inmaduros, maduros y grávidos.

Cada proglótide posee un par de órganos reproductores (Cordero M. et all, 2001).

En cuanto a nutrición, los cestodos carecen de aparato digestivo, por tanto, se

alimentan a través de la pared corporal absorbiendo nutrientes del material

semidigerido presente en el intestino del hospedador (Quiroz H., 2005).


Todos los cestodos son hermafroditas, es decir, tanto el aparato reproductor

masculino como el femenino se encuentran ubicados en las proglótides. El

aparato reproductor masculino está conformado por uno o varios testículos,

distribuidos en el parénquima medular, en cambio el aparato reproductor femenino

está conformado por un solo ovario. La fecundación se lleva a cabo en el ootipo

(Quiroz H., 2005).

30

2.3 Marco legal

LEY ORGÁNICA DE SANIDAD AGROPECUARIA DEL ECUADOR

CAPITULO IV DEL BIENESTAR ANIMAL

Art. 48.- Del bienestar animal.- Las disposiciones relativas al bienestar animal,

observarán los estándares establecidos en la Ley de la materia y en los

instrumentos internacionales. La Agencia de Regulación y Control Fito y

Zoosanitario reglamentará y controlará los estándares de bienestar animal en las

explotaciones productivas pecuarias industriales destinadas al mercado de

consumo, tomando en consideración las necesidades que deben ser satisfechas

a todo animal, como no sufrir: hambre, sed, malestar físico, dolor, heridas,

enfermedades, miedo, angustia y que puedan manifestar su comportamiento

natural.

REGLAMENTO GENERAL DE LA LEY ORGÁNICA DE SANIDAD

AGROPECUARIA

SECCIÓN III DE LA REGULACIÓN PARA ACTIVIDADES DE INVESTIGACION

Art. 244.- De la regulación para actividades de investigación, educación,

recreación y actividades culturales en el ámbito de bienestar animal.- Para la

regulación de la utilización de animales para actividades de investigación,

educación, recreación o actividades culturales, la Agencia tomará como base los

lineamientos internacionales que en la materia de bienestar animal ha establecido

la Organización Mundial de Sanidad Animal.

Art. 245.- De la utilización de animales en actividades de educación e

investigación.- La utilización de animales para estos fines tendrá lugar cuando, en

virtud de actividades de educación y/o investigación, se busque verificar una

hipótesis científica, probar un producto natural o sintético, producir sustancias de

31

uso médico o biológico, realizar demostraciones docentes, efectuar intervenciones

quirúrgicas y, en general, estudiar y conocer el comportamiento de los animales,

lo que deberá acogerse a los lineamientos que la Agencia establezca con este fin,

los cuales estarán acorde a las normas establecidas por la Organización Mundial

de Sanidad Animal.

CÓDIGO ORGÁNICO INTEGRAL PENAL, COIP

PARÁGRAFO ÚNICO

Art. 249.- Maltrato o muerte de mascotas o animales de compañía.- La persona

que por acción u omisión cause daño, produzca lesiones, deterioro a la integridad

física de una mascota o animal de compañía, será sancionada con pena de

cincuenta a cien horas de servicio comunitario. Si se causa la muerte del animal

será sancionada con pena privativa de libertad de tres a siete días.

32

Materiales y métodos

3.1 Enfoque de la investigación

3.1.1 Tipo de investigación

El presente estudio se lo considera investigación de tipo descriptiva; que

cumplirá con la recolección de muestras en los puntos de comercialización de las

aves y su posterior análisis en laboratorio.

3.1.2 Diseño de investigación

Es una investigación de tipo no experimental, porque se investigará la presencia

de parásitos en aves ornamentales, específicamente en tres especies de

psitácidas, al igual que se realizará un análisis para determinar los factores de

riesgos asociados a la parasitosis.

3.2 Metodología

3.2.1 Variables

3.2.1.1 Variable independiente

La Manejo de las aves en lugares de comercialización: alimentación,

agua de bebida, población.

Tipo de parasito encontrado: Nematodo, Cestodo, Protozoario.

Especie: psitácidos M.undulatus, Agapornis sp. y N. hollandicus.

3.2.1.2 Variable dependiente

La Presencia de parásitos intestinales en muestras fecales.

33

3.2.2 Diseño experimental

El estudio no presentara diseño experimental debido que se considera descriptivo

y observacional.

3.2.3 Recolección de datos

3.2.3.1 Recursos

Equipos de laboratorio: Microscopio

Materiales de Campo

Envase para muestras

Hisopos

Guantes

Marcador

Materiales de Laboratorio

Guantes

Mandil

Portaobjetos

Cubreobjetos

Cubrebocas

Lugol

Recursos Humanos

Director de tesis:

Tutor Estadístico: Ing. David Octavio Rugel.

Investigador: Christian Ricardo Rizzo Marmolejo

3.2.4 Métodos y técnicas

Para la ejecución del proyecto fue necesario realizar una pequeña serie de

preguntas a los propietarios de los diferentes locales, con el fin de proporcionar la

información necesaria para determinar la población de estudio, la cual consistió

34

en 256 aves distribuidas de la siguiente manera; 49 del género N. hollandicus, 40

del género Agaporni spp y 167 del género M.undulatus.

La obtención de las muestras se realizó mediante la técnica de hisopado cloacal

directo. Las aves que ya habían sido muestreadas fueron marcadas para evitar

reincidir con el muestreo de estas. Esto se llevó a cabo cada 7 días, tiempo

estimado en el cual ingresaba un lote nuevo de aves a los locales, aquellas que

ya habían sido marcadas eran colocadas en jaulas separadas para su posterior

comercialización.

Una vez obtenidas las muestras se procedía a almacenar de forma segura para

su traslado y análisis en el laboratorio en la Clínica Mundo Veterinario, ubicada en

el cantón Durán.

El método de diagnóstico empleado fue el frotis directo, el cual consiste en tomar

una muestra directamente de la cloaca con un hisopo, se extiende sobre una placa

porta objetos y posteriormente se añade una gota de solución lugol para su

observación al microscopio (Martinez C. et al, 2015).

3.2.5 Análisis estadístico

Análisis descriptivo no experimental.

Prueba Chi 2

Para el análisis estadístico de comprobación de la hipótesis estadística se realizó

la prueba de chi2 mediante la siguiente formula:

35

Donde:

f = número de filas

c = número de columnas

o = Son las frecuencias observadas

E = Son las frecuencias esperadas o teóricas

36

Resultados

En animales que están en cautiverio es muy común que se presenten infecciones

intestinales, las cuales pueden ser por varios factores, como es la alimentación,

la distribución del agua, limpieza de las jaulas, la distribución de las aves, medidas

de higiene implementadas, etc. Dentro de este contexto se procedió a realizar los

siguientes análisis y a su vez se obtuvieron los siguientes resultados.

4.1 Clasificación de parásitos intestinales identificados en las muestras

Tabla 1. Porcentajes de casos positivos y negativos de acuerdo a la presencia de parásitos en muestras fecales

Presencia de Parásitos

Frecuencia Porcentaje

Positivos 132 51,56%

Negativos 124 48,44%

Total 256 100% Fuente: Investigación de Campo Autor: Rizzo, 2020

El total de aves muestreadas fueron 256, de las cuales 132 (51,56%) dieron

como resultado positivo y 124 (48,44%) resultaron negativo a parasitosis.

Tabla 2. Clasificación de casos positivos y negativos según la especie de psitácido

Frecuencia Porcentaje

N. hollandicus 49 Positivos 20 40,80% Negativos 29 59,20%

Agapornis spp. 40 Positivos 17 42,50% Negativos 23 57,50%

M. undulatus 167 Positivos 95 56,90%

Negativos 72 43,10% Fuente: Investigación de Campo Autor: Rizzo, 2020

37

Del total de la población se distribuyeron las tres especies de psitácidos, de las

cuales 49 (19%) correspondían al género N.hollandicus, 40 (16%) al género

Agaporni spp y 167 (65%) a el género M. undulatus.

Los resultados obtenidos se detallan a continuación; del total muestreado para

N. hollandicus, 20 (40.8%) fueron positivas y 29 (59,2%) negativas, para Agaporni

spp, 17 (42,5%) fueron positivas y 23 (57,5%) fueron negativas, por ultimo para

M. undulatus, 95 (56,9%) positivas y 72 (43,1%) fueron negativas a presencia de

parásitos.

Tabla 3. Clasificación de parásitos intestinales según especie de psitácidos Parásitos intestinales encontrados

Especie de aves

Protozoarios Nematodos Cestodos TOTAL

Eimeria sp. Giardia sp. Ascaridia

sp. Capillaria

sp. Cestodo

sp. de muestras

(Ooquistes) (Ooquistes) (Huevos) (Huevos) (Huevos)

+ + + + +

N.hollandicus 16 33 0 49 8 41 4 45 1 48 49

Agapornis sp 8 32 7 33 5 35 0 40 2 38 40

M. undulatus 59 108 67 100 7 160 0 167 0 167 167

TOTAL 83 173 74 182 20 236 4 252 3 253 256

Fuente: Investigación de Campo Autor: Rizzo, 2020

En la tabla 3 se representa el total de casos positivos y negativos por especie de

psitácido y la clasificación de los parásitos intestinales encontrados en las

muestras de heces.

El mayor índice de parásitos al género Eimeria sp. con 83 aves positivas de las

256, el género que le sigue es el protozoo Giardia sp. con un total de 74 aves

positivas de las 256. El siguiente es el nematodo del género Ascaridia sp. con 20

positivos de los 256 y para Capillaria sp. hubo 4 aves positivas de las 256. En

menor índice se encontró el género Cestodo sp. con 3 aves positivas de las 256

muestras analizadas.

38

4.2 Determinación de factores de riesgo de la población.

Para determinar los factores que conllevan a la presencia de parásitos en las

aves, fue necesario realizar una breve encuesta a los propietarios de los locales.

Dentro de los posibles factores de riesgo se incluyó la Alimentación (Mixtura,

legumbres o ambas), Agua de bebida, Limpieza de las jaulas, Distribución de las

aves según especie y Limpieza de los utensilios (bebederos y comederos).

Tabla 4. Factor de riesgo “Alimentación”

Factor de riesgo Alimentación Mixtura y Legumbres

SI NO Total

+ 132 ----- 132

Presencia de parásitos

124 ----- 124

Total 256 ----- 256


En la tabla 4 se muestra el factor de riesgo tipo de alimentación, esta incluye

mixtura (semillas varias) y legumbres (alfalfa, apio, espinaca, brócoli, etc.) las

cuales eran proporcionadas a todas las aves como parte de su dieta alimenticia

en todos los puntos en donde se comercializaban.

Tabla 5. Factor de riesgo “Agua de bebida”

Factor de riesgo Agua de bebida

Suministrada directamente

del grifo

Suministro de agua tratada

Total

Presencia de parásitos

+ 132 ------ 132

124 ------ 124

Total 256 ------ 256 Fuente: Investigación de Campo Autor: Rizzo, 2020

En la tabla 5, se detalla el origen del agua de bebida que era suministrada a las

aves, la cual provenía directamente del grifo, siendo este un factor relevante para

la presencia de parásitos.

39

Tabla 6. Factor de riesgo “Distribución de aves según la especie”

Factor de riesgo Especies de aves por jaula

Frecuencia N. hollandicus M. undulatus

N. hollandicus

con M. undulatus

Agapornis sp.

Total

+ 12 61 42 17 132

17 50 34 23 124

Total 29 111 76 40 256


En la tabla 6 se detalla el factor de riesgo Distribución de aves según la especie,

en la cual podemos observar que las especies N. hollandicus y M. undulatus

compartían la misma jaula, mientras que la especie Agaporni sp. estaban

distribuidas en jaulas separadas.

Tabla 7. Estimación de riesgo para el factor de riesgo Distribución de aves por jaula.

Negativos Positivos Total

N.hollandicus y M.undulatus en jaulas separadas

N. hollandicus y M.undulatus

en la misma jaula

67 73 140

34 42 76

Total 101 115 216

Tabla 8. Odds ratios para el factor de riesgo Distribución de aves por jaula.

Valor

Intervalo de confianza de 95%

Inferior Superior

Odds Ratio para Especies (N.hollandicus y M.undulatus en jaulas

separadas- N.hollandicus y M.undulatus en misma jaula)

1.13

0.64

1.98

Para cohorte Frecuencia/ Negativo 1.07 0.78 1.45

Para cohorte Frecuencia/ Positivo 0.94 0.73 1.22

40

En las tablas 7 y 8 podemos observar el análisis para la estimación de riesgo

mediante Odds Ratios indicándonos que la razón entre la presencia de parásitos

versus el factor de riesgo Distribución de aves por jaula es 1,13 veces mayor en

especies distribuidas en jaulas separadas en comparación a especies que se

encontraban en la misma jaula. Esta asociación es estadísticamente significativa,

es decir que lo observado es poco probable que se haya dado al azar.

4.3 Relación entre la presencia de parásitos con factores de riesgo

Tabla 9. Distribución del chi cuadrado para el Factor de riesgo Alimentación

N.

hollandicus Agapornis

sp. M.

undulatus Total

Frecuencia + 25,26 20,63 86,11 132

23,73 19,38 80,89 124

Total 49 40 167 256

Fuente: Investigación de Campo Autor: Rizzo C., 2020

Grado de libertad = 2

Margen de error = 0,05%

Chi2 de la tabla = 5.9915

Chi2 calculado = 5.47

5.47 < 5.9915

5.47 > 5.9915

Ha: Existe relación entre el factor de riesgo Alimentación con la presencia de

parásitos.

Ho: No existe relación entre el factor de riesgo Alimentación con la presencia

de parásitos.

De acuerdo con la tabla se obtuvo 5.47 del Chi2 calculado comparado con el Chi2

de la tabla se observa que es menor a 5.9915, con el resultado obtenido se anula

41

la Hipótesis nula dando validez a la Hipótesis alternativa. Por consiguiente, si

existe relación entre el factor de riesgo y la presencia de parásitos debido a que

el alimento suministrado a todas las aves era el mismo.

Tabla 10. Distribución del chi cuadrado para el Factor de riesgo Agua de bebida.

N.

hollandicus Agapornis

sp. M.

undulatus Total

Frecuencia + 25,26 20,63 86,11 132

23,73 19,38 80,89 124

Total 49 40 167 256 Fuente: Investigación de Campo Autor: Rizzo C., 2020

Grado de libertad = 2




5.47 < 5.9915

5.47 > 5.9915

Ha: Existe relación entre el factor de riesgo Agua de bebida con la presencia

de parásitos.

Ho: No existe relación entre el factor de riesgo Agua de bebida con la

presencia de parásitos.



la Hipótesis nula dando validez a la Hipótesis alternativa. Lo que nos indica que si

existe relación entre el agua suministrada a las aves como factor de riesgo y la

presencia de parásitos identificados en las muestras debido a que el agua era

administrada directamente del grifo para todas aves.

42

Tabla 11. Distribución de chi cuadrado para el factor de riesgo Especies por jaulas

N.

hollandicus M.

undulatus

N.hollandicus Agaporni

sp. Total

M.undulatus

Frecuencia + 14,95 57,23 39,19 20,63 132

14,05 53,77 36,81 19,37 124

Total 29 111 76 40 256 Fuente: Investigación de Campo Autor: Rizzo C., 2020 Grado de libertad = 3




3.44 < 7.8147

3.44 > 7.8147

Ha: Existe relación entre el factor de riesgo Distribución de especies por jaula

con la presencia de parásitos.

Ho: No existe relación entre el factor de riesgo Distribución de especies por

jaula con la presencia de parásitos.



la hipótesis nula dando validez a la hipótesis alternativa. Por consiguiente, el factor

de riesgo está relacionado a la presencia de parásitos debido a que en algunos

casos las aves no se encontraban distribuidas exclusivamente por la especie, tal

es el caso de N.hollandicus con M. undulatus.

43

Discusión

En un estudio realizado en Colombia por Diego García, Se encontró que el 96%

de las aves presentaban alguna entidad parasitaria, siendo Coccidia el parasito

de mayor prevalencia (93%), dentro del grupo de aves estudiadas, donde las

familias Psittacidae y Ramphastidae presentaron mayor cantidad de entidades

parasitarias. (Corredor, Parada, Medellín, & Becerra, 2013).

Sciabarrasi A. & Gervasoni S., 2009, en su estudio denomidado “Parásitos

gastrointestinales hallados en Psitaciformes de la Estación la Estación Zoológica

Experimental ¨Granja la Esmeralda¨, Santa Fe, Argentina”, obtuvo como resultado

que la presencia de parasitos en psitacidos fue de un 33.3% de casos positivos a

ooquistes de coccidias, de la muestra fecal de un total de 18 especies diferentes

(Sciabarrasi & Gervasoni , 2009). .

De acuerdo con los estudios citados, el de Colombia destaca con un porcentaje

del 93% de mayor prevalencia de parásitos dentro de las familias Psittacidae y

Ramphastidae, el de argentina con un 33% de casos positivos, comparados con

nuestros resultados, podemos decir que tenemos un porcentaje moderado de

parásitos encontrados en las muestras fecales de la familia Psittacidae que fueron

un total de 256, siendo el informe positivo de presencia de parásitos con el

(51,56%) y 124 (48,44%) resultaron negativo a parasitosis.

44

Conclusiones

En esta investigación se logró la Clasificación de parásitos intestinales

identificados en las 256 muestras, de las cuales 132 (51,56%) dieron como

resultado positivo y 124 (48,44%) resultaron negativo a parasitosis, La prevalencia

de especies de parásitos encontrados fue del género Eimeria sp. con 83 aves

positivas de las 256, el género que le sigue es el protozoo Giardia sp. con un total

de 74 aves positivas, el siguiente es el nematodo del género Ascaridia sp. con 20

positivos y para Capillaria sp. hubo 4 aves positivas. En menor índice se encontró

el género Cestodo sp. con 3 aves positivas..

También se pudo determinar los factores de riesgo de la población que conllevan

a la presencia de parásitos en las aves, con la encuesta realizada a los

propietarios de los locales. Siendo un factor de riesgo la Alimentación (Mixtura,

legumbres o ambas), el agua de bebida, la limpieza de las jaulas, Distribución de

las aves según especie y Limpieza de los utensilios (bebederos y comederos).

Siendo el enfoque de estudio de las aves en cautiverio, se pudo observar la

relación entre la presencia de parásitos con los factores de riesgos. Por

consiguiente, si existe relación entre el factor de riesgo y la presencia de parásitos

debido a que el alimento suministrado a todas las aves era el mismo, con respecto

al agua surtida a las aves de igual manera, debido a que el agua era administrada

directamente del grifo para todas aves, en relación a la distribución por especies,

estas no estaban distribuida exclusivamente tal es el caso de N.hollandicus con

M. undulatus.

45

Recomendaciones

Fomentar buenas prácticas de manejo en los centros de fauna silvestre a

nivel nacional con el fin de garantizar el bienestar y supervivencia de aves

en cautiverio.

Realizar estudios posteriores de aves en cautiverio con el fin de

determinar la interacción entre agente patógeno, hospedador y medio

ambiente.

Que exista una regulación por parte del Municipio de Guayaquil en donde

se inspeccione la conserva y venta de estas aves, evitando de esta

manera las enfermedades producidas por parásitos intestinales.

A los locales comerciales visitados se les recomienda replantear los

métodos de conserva y manejo de productos orgánicos, para poder

brindar alimentos en correcto estado a las aves.

46

Bibliografía

Acosta I. (2009). Presencia de Giardias en pericos australianos (Melopsittacus

undulatus) en Cuba. Cuba: REDVET.

Balán, M. (2019). Prevalencia de cestodos encontrados, a través de los reportes

de necropsia, de las especies Amazona autumnalis, Amazona albifrons,

Pionus senilis y Ara macao, en Asociación de Rescate y Conservación de

Vida Silvestre (ARCAS), Petén, febrero a julio 2016. Doctoral dissertation,

Universidad de San Carlos de Guatemala, Guatemala.

Birmelin, I. (2009). Periquitos Sanos y Felices. Hispano Europa S.A, 25.

Bowman D. (2011). Parasitología para veterinarios. Novena Edicion. Barcelona-

España: ELSEVIER.

Camareno, E., Chávez, A., & Pinedo, R. (2016). Prevalencia de Eimeria spp en

alpacas de dos comunidades del distrito de Macusani, Puno, Peru. Revista

de Investigaciones Veterinarias del Perú, 23(3), 573-580.

Canales, R., Pérez, C., Ruvalcaba, & Irene. (2018). Prevalencia parasitaria en el

gorrión altiplanero (Spizella wortheni): especie endémica de México y en

peligro de extinción. Huitzil, 19(1), 79-84.

Casana, C. (2018). Prevalencia de Giardia spp. en roedores (Rattus spp.)

procedentes de un zoológico de Lima Metropolitana. Universidad Nacional

de San Marcos, LIma.

Cooper, L., Cerutti, J., & Torrents, J. (2016). Eficacia del monepantel para el

control de aislamientos de Haemonchus contortus y Trichostrongylus spp.

con resistencia múltiple (ivermectina y febendazole) en caprinos. Facultad

de Ciencias Veterinarias de Esperanza, Universidad Nacional del Litoral, 4.

Cordero M. et all. (2001). Parasitología Veterinaria. Madrid-España: McGraw-Hill.

Corredor, D. J., Parada, O. J., Medellín, M. O., & Becerra, R. J. (2013).

Identificación de parásitos gastrointestinales en aves silvestres en

cautiverio. Recuperado el 21 de 8 de 2020, de

http://redalyc.org/pdf/959/95926665004.pdf

Dewir, A., & Elshannat, S. (2017). Preliminary coproscopic examination of

ornamental birds in Alexandria Province, Egypt. Egyptian Veterinary

Medical Society of Parasitology Journal, 13(1), 99-107.

Díaz, A. (2020). Casuística de exámenes radiográficos en Psitácidos del Género

Amazonas atendidos en el Ambulatorio de aves de la Facultad De Medicina

Veterinaria y Zootecnia de la Universidad de São Paulo durante el periodo

2009-2019. Bucaramanga: Universidad Cooperativa de Colombia.

47

Dirk, V. (2005). Agapornis. Barcelona-España: Hispano Europea S.A.

Elisângela , S., & Cardoso, W. (2016). Isolation of Salmonella spp. and

Escherichia coli from psittacine: public health importance. Arquivos do

Instituto Biológico, 83.

Ferrari, E., Nakumura, A., & Moraes, A. (2018). Cryptosporidium spp. in caged

exotic psittacines from Brazil: Evaluation of diagnostic methods and

molecular characterization. Experimental parasitology, 109-114.

Ferrer D. et al. (1998). Giardia sp. infections in budgerigars (Melopsittacus

undulatus) in Spain. Asociación de Parasitólogos Españoles (A.P.E), 1-2.

Gale, J. (2017). A high prevalence of beak and feather disease virus in non-

psittacine Australian birds. 30.

Galindo, S. (2020). Prevalencia de toxoplasmosis en primates y carnívoros

silvestres atendidos en el centro de atención y valoración de fauna silvestre

san emigidio. Universidad cooperativa de Colombia.

Garcés, C. (2016). Suelo de Saladeros como Suplemento de Macro Minerales

Adicionales a la Dieta de Psitácidos (en cautiverio). UNIVERSIDAD SAN

FRANCISCO DE QUITO, Quto.

Girard, R. (2003). Manual de Parasitología. Nueva Orleans-Estados Unidos:

Universidad de Tulane.

Gonzalez, G. (2012). New reports of helminthes in captive exotic psittacine birds in

Chile. Arch. med. vet. [online]., 44(1), 87-91.

Jiménez, L., & Torres, A. (2017). Hallazgos coproparasitarios en muestras de

aves y reptiles remitidas al Laboratorio Clínico Veterinario. Bachelor's

thesis, Universidad de ciencias aplicadas y ambientales .

Lew S. et al. (2015). Occurrence of gastrointestinal parasites in wild animals in

State of Paraná, Brazil. Scielo, 1-8.

Lima, I., & Bravo, R. (2019). Nematodos fitoparásitos asociados al cultivo de

quinua en la región de Puno-Perú. Revista de Investigaciones Altoandinas,

21(4), 257-263.

Majda, G., & Nikola, P. (2017). Occurrence of endoparasites in captive birds

between 2005 to 2011 as determined by faecal flotation and review of

literature. Berliner und Münchener Tierärztliche Wochenschrift, 130(1), 11-

12.

Martinez C. et al. (2015). Identificacion de parásitos gastrointestinales en aves de

la familia Psitacidae del Parque Zoológico Nacional de El Salvador. El

Salvador.

48

Massiel, R. (2017). Determinación de la presencia de parásitos gastrointestinales

en loros nuca amarilla Amazona auropalliata ubicados en el departamento

de escuintla, guatemala. Doctoral dissertation, Universidad de San Carlos

de Guatemala, Guatemala.

Montero, C., Salamanca, C., & Ticona, E. (2016). Evaluación de la susceptibilidad

in vitro sobre trofozoitos de Giardia lamblia frente a extractos de plantas de

la Medicina Tradicional Tacana. Revista Con-Ciencia, 4(1), 105-112.

Ojeda, N. (2013). Manual de prácticas de parasitología veterinaria. Tabasco-

Mexico: Universidad Juarez Autonoma de Tabasco.

Ombugadu, A., Echor, B., & Jibril, A. (2019). Impact of Parasites in Captive Birds:

A Review. Current Research in Environment and Biodiversity, 1(2), 12.

Padilla, P., & Osorio, D. (2018). Helmintofauna del aparato digestivo y respiratorio

de aves acuáticas (Anatidae: Anatinae) del humedal de Atlangatepec,

Tlaxcala, México. Acta zoológica mexicana, 34(3), 20-35.

Parra G. et al. (2011). Manual de prácticas de parasitología veterinaria.

Guadalajara: CUSUR.

Patel P. et al. (2000). Prevalence of gastro-intestinal parasites in captive birds of

Gujarat Zoos. Zoos´print Journal, 1-2.

Pedraglio, R. (2007). Periquitos australianos. Crianza y cuidados. Ripalme.

Pedraglio, R. (2008). LOROS, Tipos, manejo y cuidados. Ripalme.

Qamar, M., Butt, A., & Ehtisham, S. (2017). Attributable risk of Capillaria species

in domestic pigeons (Columba livia domestica. Arquivo Brasileiro de

Medicina Veterinária e Zootecnia, 69(5), 1172-1180.

Quiroz H. (2005). Parasitología y enfermedades parasitárias en animales

domésticos. Mexico: LIMUSA.

Santana V. et al. (2016). Gastrointestinal parasites of exotic birds living in captivity

in the state of Sergipe, Northeastern Brazil. Scielo, 1-4.

Santiago, D. (2012). erebrospinal nematodiasis outbreak in an urban outdoor

aviary of cockatiels (Nymphicus hollandicus) in southern California. SAGE

Journal, 1-6.

Sciabarrasi , A., & Gervasoni , S. (2009). Parásitos gastrointestinales hallados en

Psitaciformes de la Estación la. Vecomunicaciones. Recuperado el 2020,

de

https://www.vetcomunicaciones.com.ar/uploadsarchivos/parasitos_de_loros

._febr_10.pdf

49

Serrano F. (2010). Manual práctico de parasitología veterinaria. España:

Universidad de Extremadura. Servicio de Publicaciones.

Silva M. (2011). Diagnostico y tratamiento de parasitos intestinales en pericos

australianosen la ciudad de Ambato. Guaranda-Ecuador.

Siqueira, R., Maciel, W., & Vasconcelos, R. (2017). Pathologic and microbiologic

aspects of pet psittacine infected by Escherichia coli and Salmonella

Typhimurium. . Pesquisa Veterinária Brasileira, 37(4), 379-384.

Siqueira, R., Temístocles, S., & Guerra, R. (2017). Clinical, pathological and

parasitological aspects of ascaridiasis in Blue-fronted parrots (Amazona

aestiva) from illegal wildlife trade in Northeastern Brazil. Brazilian Journal of

Veterinary Pathology, 10(2), 43-46.

Soto C. (2011). Medicina de urgencia en aves ornamentales. REDVET. Vol. 12,

29.

Troncoso I, et al. (2013). Parásitos gastrointestinales en doce especies de loros

(AVES, Psittacidae) mantenidas en cautiverio en un Zoológico. Rev.

IBERO-LATINOAMERICANA.

Valencia, I. (2017). Factores ambientales que producen Síndrome Diarreico

Agudo ocasionado por Protozoario Urbanorum . Bachelor's thesis,

UNIVERSIDAD ESTATAL DE MILAGRO.

Vega, E. (2004). Diagnostico preliminar de algunas parasitosis en aves del

zoologico Metropolitano. VET Santiago-Chile.

Vignau M. et al. (2005). Parasitología práctica y modelos de enfermedades

parasitatias en animales domesticos. Argentina: Universidad Nacional de

La Plata.

Weeks, P. (2012). Checklist of helminth parasites of birds in New Zealand. New

Zealand Journal of Zoology, 1-11.

50

Anexos

Anexo A. Evidencia fotográfica

Foto 1. Aves del género N.hollandicus. Distribución por jaulas.

Foto 2. Aves del género M. undulatus. Distribución por jaulas.

51

Foto 3. Aves del género Agapornis sp. Distribución por jaulas.

Foto 4. Aves del género N. hollandicus y M. undulatus. Distribución por jaulas.

52

Foto 5. Toma de muestra mediante isopado en ave del genero N. hollandicus.

Foto 6. Toma de muestra mediante isopado en ave del genero M. undulatus

Foto 7. Muestras para análisis de laboratorio. Foto 8. Observación microscópica en laboratorio.

53

Foto 9. Ooquistes de Eimeria sp. Identificado en muestra de M.undulatus. Vista x40.

Foto 11. Ooquiste de Giardia sp. Identificado en muestra de M. undulatus. Vista x40.

Foto 10. Huevo de Capillaria sp. Identificado en

muestra de N.hollandicus. Vista x40.

Foto 12. Huevo de Ascaris sp. Identificado en muestra de N.hollandicus. Vista x40.

54

Foto 13. Huevo de Cestodo sp. Identificado en muestra de Agaporni sp. Vista x40.

Foto 14. Huevo de Capillaria sp. Identificado en muestra de N.hollandicus. Vista x40.

determinaciÓn de parÁsitos intestinales en psitÁcidos … marmolejo... · 2020. 11. 25. · el...

Documents