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DESEMPEÑO REPRODUCTIVO Y CALIDAD DE LOS DESOVES DEL PARGO LUNAREJO, Lutjanus guttatus (STEINDACHNER, 1869) EN
CAUTIVERIO
TESIS
QUE PARA OBTENER EL GRADO DE MAESTRIA EN CIENCIAS EN
MANEJO DE RECURSOS MARINOS
PRESENTA
MARGARITA ROSA RANGEL DURÁN
LA PAZ, B.C.S., JUNIO DE 2014
´
RECONOCIMIENTO
El presente trabajo de investigación se desarrolló con financiamiento de los
proyectos institucionales SIP-IPN: “Evaluación y seguimiento de la calidad de los
desoves de pargo lunarejo Lutjanus guttatus en cautiverio” con número de registro:
20121105, SIP-IPN: “Evaluación del desempeño reproductivo y caracterización
bioquímica de los desoves espontáneos de Lutjanus guttatus en cautiverio” con
número de registro: 20130543 y SIP-IPN: “Fisiología digestiva durante el
desarrollo larval del pargo lunarejo Lutjanus guttatus: caracterización de la
actividad enzimática digestiva” con número de registro: 20131190.
AGRADECIMIENTOS
Al Instituto Politécnico Nacional y al Centro Interdisciplinario de Ciencias Marinas, por la formación académica obtenida a través del grupo de investigadores y docentes.
Al Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología (CONACYT) y al Programa de Formación de Investigadores (PIFI) del Instituto Politécnico Nacional, por las becas otorgadas.
Al Dr. Renato Peña y la Dra. Silvie Dumas por darme la oportunidad de trabajar bajo su dirección, de recibirme como su estudiante sin tener el privilegio de conocerlos personalmente, por brindarme todo su apoyo durante el inicio, desarrollo y desenlace de esta experiencia, por sus certeros consejos y sugerencias, por mantener siempre la mejor disposición a la hora de las asesorías, por su amistad.
Al comité revisor: M. en C. Felipe Neri Melo Barrera, Dr. Víctor Cruz Escalona, M. en C. Mauricio Contreras Olguín por contribuir con sus valiosos comentarios y observaciones.
Al personal de la Unidad Piloto de Maricultivo: Biol. Laura Flores Montijo, M. en C. Ivette Moguel Hernández, M. en C. Mauricio Contreras Olguín, Dr. Iram Zavala Leal por su apoyo y colaboración en el desarrollo de este trabajo, pero de manera especial por su invaluable amistad.
Al C.P. Humberto Ceseña Amador y Cesar Casas Nuñez, por su colaboración eficiente en todos los trámites escolares y administrativos, y a Maria Magdalena Mendoza por el apoyo en todo lo referente a las becas.
A la Dra. Elena Palacios Mechetnov por permitir el procesamiento de las muestras para la determinación de ácidos grasos en el laboratorio de Metabolismo de lípidos del CIBNOR y por su asesoría al respecto, a la M. en C Olivia Arjona López por el apoyo, paciencia y amistad durante este proceso.
A todas las personas maravillosas que conocí en este país, que con el transcurrir de los días y la convivencia se convirtieron en grandes amigos. A todos ustedes que me brindaron apoyo y ánimo para continuar, sin su presencia en esta etapa de mi vida, la carga hubiese sido más pesada ¡Gracias!
A mi familia por su apoyo desde la distancia. A ti madre por estos años de ausencia física con los cuales permitiste que viviera, lo que debía vivir. Y finalmente a ti Fabián David, porque siempre has creído más en mí que yo misma, por motivarme y apoyarme a cumplir con esta meta, este sueño que también fue tuyo y que hoy nos hace decir con orgullo…lo logramos! .
I
INDICE
LISTA DE FIGURAS .............................................................................................. III
LISTA DE TABLAS .................................................................................................. V
LISTA DE ANEXOS ............................................................................................... VI
GLOSARIO ........................................................................................................... VIII
RESUMEN ........................................................................................................... VIII
ABSTRACT ............................................................................................................ IX
1. INTRODUCCIÓN ........................................................................................... 1
1.1. ANTECEDENTES ......................................................................................... 4
1.2. JUSTIFICACIÓN ........................................................................................... 7
2. HIPÓTESIS ................................................................................................... 8
3. OBJETIVOS .................................................................................................. 8
3.1. Objetivo general ............................................................................................ 8
3.2. Objetivos particulares .................................................................................... 8
4. MATERIALES Y MÉTODOS ......................................................................... 9
4.1. Obtención de los huevos ............................................................................... 9
4.2. Evaluación del desempeño reproductivo ....................................................... 9
4.3. Obtención y procesamiento de muestras para análisis de ácidos grasos ... 11
4.4. Análisis estadísticos .................................................................................... 12
5. RESULTADOS ............................................................................................ 14
5.1. Generalidades de los desoves .................................................................... 14
5.2. Criterios de calidad de los desoves ............................................................. 19
6. DISCUSIÓN ................................................................................................. 30
7. CONCLUSIONES ........................................................................................ 37
II
8. RECOMENDACIONES ............................................................................... 39
REFERENCIAS ..................................................................................................... 40
ANEXOS ............................................................................................................... 53
III
LISTA DE FIGURAS
Figura 1. Medidas de huevos de pargo lunarejo, Lutjanus guttatus: a. Diámetro
glóbulo de aceite, b. Diámetro de huevo. .............................................................. 10
Figura 2. Esquema de medición de las larvas de L. guttatus: a. Longitud total de la
larva (Lt), b. Diámetro del glóbulo de aceite (DG), longitud del vitelo (LV), altura
máxima del vitelo (hmáx), altura mínima del vitelo (hmin). ........................................ 11
Figura 3. Frecuencia y volumen de los desoves de L. guttatus durante las
temporadas reproductivas de 2011 y 2012. La línea roja indica la temperatura
registrada en el tanque de reproductores. ............................................................. 15
Figura 4. Análisis de variables canónicas de tipo discriminante para corroborar la
existencia de dos períodos durante la temporada reproductiva. ........................... 17
Figura 5. Características reproductivas de los desoves de L. guttatus en las
temporadas reproductivas de 2011 y 2012. A) volumen de los desoves. B)
proporción de huevos viables. Letras diferentes indican diferencias significativas (P
< 0.05) entre los períodos de cada una de las temporadas. (1) y (2) hacen
referencia a los períodos. ...................................................................................... 18
Figura 6. Comparación de los criterios de calidad de los desoves de L.guttatus en
las temporadas reproductivas de 2011 y 2012. Letras diferentes indican
diferencias significativas (P<0.05) entre los períodos (1 y 2) dentro de cada una las
temporadas. A: porcentaje de eclosión, B: diámetro del huevo, C: volumen del
glóbulo de aceite, D: longitud total de la larva vitelina, E: volumen del vitelo y F:
volumen del glóbulo de aceite a la eclosión. ......................................................... 20
Figura 7. Tendencias observadas de las características reproductivas y los
criterios de calidad durante las temporadas reproductivas de Lutjanus guttatus de
2011 y 2012. Los círculos claros y la línea punteada representan la temporada de
2012, los círculos oscuros y la línea contínua a la temporada de 2012. ............... 22
IV
Figura 8. Correlación entre el diámetro del huevo y el volumen del glóbulo de
aceite. .................................................................................................................... 24
Figura 9. Correlación entre el volumen del vitelo y el volumen del glóbulo de aceite
a la eclosión. ......................................................................................................... 24
Figura 10. Correlación entre la longitud total de la larva y el volumen del glóbulo de
aceite a la eclosión. ............................................................................................... 25
Figura 11. Correlación entre el volumen del glóbulo de aceite a la eclosión y el
diámetro del huevo. ............................................................................................... 25
V
LISTA DE TABLAS
Tabla 1. Características de los desoves de los reproductores de pargo lunarejo
Lutjanus guttatus en las temporadas de 2011 y 2012. .......................................... 14
Tabla 2. Sumario del análisis de variables canónicas. Lambda de Wilk’s (λ)=
0.0546596 aprox. F. (27, 140)= 8.894995 p < 0.0000. Prueba de Chi-cuadrada
con remoción sucesiva de raíces. VC= Variable Canónica, gl= Grados de libertad,
R= correlación canónica, P= nivel de significancia. ............................................... 16
Tabla 3. Matriz de clasificación de los periodos dentro de las temporadas
reproductivas L. guttatus durante 2011 y 2012. .................................................... 16
Tabla 4. Coeficientes estandarizados que se derivan del AVC aplicado a las
temporadas reproductivas 2011 y 2012 por medio de características reproductivas,
criterios de calidad y la temperatura. ..................................................................... 18
Tabla 5. Valores promedios de los criterios de calidad de los desoves de L.
guttatus durante las temporada reproductivas de 2011 y 2012. ............................ 21
Tabla 6. Matriz de coeficientes de correlación de los criterios de calidad de los
desoves de L. guttatus durante las temporadas reproductivas 2011 y 2012. ........ 23
Tabla 7. Correlaciones entre las proporciones de ácidos grasos monoinsaturados y
esenciales en acilglicéridos y la proporción de huevos viables y los criterios de
calidad de los desoves. ......................................................................................... 28
Tabla 8. Correlaciones entre proporciones de ácidos grasos monoinsaturados y
esenciales en fosfolípidos con la proporción de huevos viables y los criterios de
calidad de los desoves. ......................................................................................... 29
VI
LISTA DE ANEXOS
Anexo 1. Ácidos grasos acilglicéridos (porcentaje del total de ácidos grasos) en
huevos de L. guttatus en cautiverio durante las temporadas reproductivas de 2011
(n=21) y 2012 (n=32). ............................................................................................ 53
Anexo 2. Ácidos grasos fosfolípidos (porcentaje del total de ácidos grasos) en
huevos de L. guttatus en cautiverio durante las temporadas reproductivas de 2011
(n=21) y 2012 (n=32). ............................................................................................ 54
Anexo 3. Ácidos grasos acilglicéridos (porcentaje del total de ácidos grasos) en
huevos de L. guttatus en cautiverio durante 2011. ................................................ 55
Anexo 4. Ácidos grasos acilglicéridos (porcentaje del total de ácidos grasos) en
huevos de L. guttatus en cautiverio durante 2012. ................................................ 56
Anexo 5. Ácidos grasos fosfolípidos (porcentaje del total de ácidos grasos) en
huevos de L. guttatus en cautiverio durante la temporada reproductiva de 2011. 57
Anexo 6. Ácidos grasos fosfolípidos (porcentaje del total de ácidos grasos) en
huevos de L. guttatus en cautiverio durante la temporada reproductiva de 2012. 58
Anexo 7. Ácidos grasos acilglicéridos (porcentaje del total de ácidos grasos)
relacionados con la proporción de huevos viables de L. guttatus obtenidos durante
las temporadas reproductivas de 2011 y 2012. ..................................................... 59
Anexo 8. Ácidos grasos fosfolípidos (porcentaje del total de ácidos grasos)
relacionados con la proporción de huevos viables de L. guttatus obtenidos durante
las temporadas reproductivas de 2011 y 2012. ..................................................... 60
Anexo 9. Ácidos grasos acilglicéridos (porcentaje del total de ácidos grasos)
comparado con los porcentajes de eclosión obtenidos durante las temporadas
reproductivas de 2011 y 2012 de L. guttatus. ....................................................... 61
VII
Anexo 10. Ácidos grasos fosfolípidos (porcentaje del total de ácidos grasos)
comparado con los porcentajes de eclosión obtenidos durante las temporadas
reproductivas de 2011 y 2012 de L. guttatus. ....................................................... 62
VIII
GLOSARIO
Ácidos grasos: Son los componentes mayoritarios de los lípidos. Ácidos
orgánicos saturados o insaturados de cadenas largas de carbonos unidas a un
grupo carboxilo terminal (Gunstone & Herslof, 2000).
Ácidos grasos altamente insaturados (HUFA): Ácidos grasos con más de 20
carbonos y tres insaturaciones.
Ácidos grasos esenciales (AGE): son los ácidos grasos poliinsaturados (series
n-3 y n-6) que no pueden ser sintetizados ó solo en pequeñas cantidades y deben
ser obtenidos del alimento porque son necesarios para la vida de los organismos
(Gunstone & Herslof, 2000).
Ácidos grasos monoinsaturados (MUFA): Ácidos grasos con un doble enlace,
generalmente tienen configuración cis (Z) (Gunstone & Herslof, 2000).
Ácidos grasos poliinsaturados (PUFA): Ácidos grasos con más de un doble
enlace. Los dobles enlaces tienen por lo general configuración cis y son metilenos
interrumpidos (Gunstone & Herslof, 2000).
Ácidos grasos saturados: Ácidos grasos sin doble enlace carbono-carbono
(Gunstone & Herslof, 2000).
Asincronía: Presencia simultánea de ovocitos en todos los estados de desarrollo
(Guraya, 1986a).
Calidad del huevo: Potencial del huevo para producir crías viables (Kjørsvik et al.,
1990).
Eclosión: Proceso en el cual se rompe el corión o envoltura del huevo y emerge
la larva vitelina (Balon, 1984).
IX
Ésteres metílicos: Un éster derivado de un ácido carboxílico y metanol. Los
ésteres metílicos son producidos por esterificación o metanólisis (Gunstone &
Herslof, 2000).
Esterificación: Reacción por la cual los ésteres son formados de un alcohol y un
ácido carboxílico, usualmente en presencia de un catalizador ácido (Gunstone &
Herslof, 2000).
Glóbulo de aceite: Lípidos neutros, con alta proporción de ácidos grasos
monoinsaturados (MUFA). Considerados como reserva de energía (Wiegand,
1996).
Lípido: Se denota a un grupo químicamente heterogéneo de sustancias que
tienen en común la propiedad de ser insolubles en agua pero solubles en
disolventes no polares como cloroformo, hidrocarbonos ó alcohol (Gurr &
Harwood, 1991).
Viabilidad: Porcentaje de huevos con potencial de desarrollo, con respecto al lote
de huevos totales obtenidos en un desove (Rodriguez-Trejo, 2008).
Vitelo: Sustancia nutritiva del embrión al iniciarse el desarrollo, que se encuentra
acumulado en la célula sexual femenina; sus componentes principales son:
proteínas, fosfolípidos y en menor grado grasas neutras y carbohidratos
(fosfoglucolipoproteínas) (Balinsky et al., 1978).
VIII
RESUMEN
Se evaluaron desoves espontáneos de Lutjanus guttatus en cautiverio
desde junio a noviembre de 2011 (n=45) y de mayo a octubre en 2012 (n=44). Se
analizaron características reproductivas (volumen de los desoves y proporción de
huevos viables), criterios de calidad (porcentaje de eclosión, diámetro del huevo,
volumen del glóbulo de aceite, longitud total de la larva vitelina, volumen del vitelo
y volumen del glóbulo de aceite a la eclosión) y a nivel bioquímico se determinó la
composición de ácidos grasos en muestras de huevos viables. El volumen
promedio de los desoves fue de 86.2 ml en 2011 y 116.3 ml en 2012, con 89 y
68% de huevos viables y 77-80% de eclosión, respectivamente. La frecuencia de
desoves fue de 3-4 días, cada temporada se presentó un período donde no hubo
desoves, por lo cual, las temporadas reproductivas se dividieron en dos períodos.
Durante los primeros periodos se registraron altos volúmenes de desoves. Siendo
significativamente mayores en este período la longitud total, el diámetro del huevo
y el volumen del glóbulo de aceite mientras que el volumen del vitelo y el volumen
del glóbulo de aceite a la eclosión no presentaron diferencias significativas. El
volumen de los desoves presentó una correlación negativa con la temperatura. El
porcentaje de EPA y ARA fueron significativamente mayores en la segunda
temporada tanto en fosfolípidos como en acilglicéridos. El DHA en fosfolípidos fue
correlacionado con el diámetro del huevo, mientras que el EPA en acilglicéridos
fue correlacionado con el volumen del vitelo. Los resultados sugieren que las
condiciones del cultivo y la alimentación de los reproductores presentan un efecto
sobre el desempeño reproductivo y la calidad de los desoves de L. guttatus.
IX
ABSTRACT
Spontaneous spawning of Lutjanus guttatus in captivity were evaluated from
June to November during 2011 (n=45) and from May to October in 2012 (n=44).
Reproductive characteristics (volume of the spawns and viable eggs) and quality
criteria (hatching rate, egg diameter, oil globule volume, larva length, yolk volume,
at hatching) and fatty acid concentration in viable eggs were determined and
compared between reproductive seasons. The mean volumes were 86.2 ml in
2011 and 116.3 ml in 2012, with 89 y 68% viable eggs and hatching 77-80%,
respectively. Spawning frequency was 3-4 days, but each season was
characterized by a period where no spawns were registered, thus dividing the
reproductive season into two periods. Highest volumes of spawns were recorded
during the first period. Larva length, edd diameter and oil globule volume were
significantly higher in the first period of the season while yolk volume and oil
globule volume at hatching were not significantly different. Spawn volumes
showed a negative correlation with temperature. EPA and ARA concentrations
were significantly higher in the second season both phospholipids and
acylglicerides. DHA in phospholipids was correlated to egg diameter, while EPA in
acylglycerides was correlated to yolk volume. The results suggest that broodstock
culture conditions and feeding influence reproductive performance and egg quality
in L. guttatus
1
1. INTRODUCCIÓN
Actualmente la industria del cultivo de peces marinos se encuentra en
expansión, sin embargo, la incorporación de especies marinas promisorias se ha
visto obstaculizada por la baja obtención de juveniles. Se ha identificado que una
parte importante del problema es la calidad de huevos y larvas producidos, la cual
es afectada tanto por factores endógenos (genotipo, edad y tamaño de los
reproductores, maduración gonadal, el tamaño del huevo, etc.) como exógenos
(temperatura, foto-período, salinidad, la alimentación de los reproductores, la
colonización bacteriana de la superficie del huevo, etc.) (Baynes & Howell, 1996;
Tveiten & Johnsen, 1999; Ballestrazzi et al., 2003; Tamada, 2009).
El desempeño reproductivo que puede ser definido como la cuantificación de
la capacidad reproductiva de un organismo en términos de fecundidad relativa
(número de huevos/peso, hembra/desove, proporción de huevos viables o total de
huevos producidos), cantidad y frecuencia de los desoves, volúmenes de desove,
duración de la temporada reproductiva, porcentaje de eclosión y porcentajes de
supervivencia a la eclosión y/o a la primera alimentación (Ali & Wootton, 1999;
Bautista-Teruel et al., 2001; Djunaidah et al., 2003; Emata, 2003; Mylonas et al.,
2004).
Se han usado diversos criterios de los desoves como indicadores de la
calidad considerando incluso, en la fase de gametogénesis, la presencia o
ausencia de alveolos corticales y, en etapas más avanzadas, el tamaño y forma
del huevo, del vitelo y del glóbulo de aceite, la flotabilidad positiva de los huevos y
la simetría de los blastómeros (Kjørsvik et al., 2003; Papanikos et al., 2003; Salze
et al., 2005; Papanikos et al., 2008; Kohn & Symonds, 2012). En las larvas, se han
usado medidas morfométricas tales como la longitud total, longitud del vitelo,
diámetro del glóbulo de aceite, etc. (Brooks et al., 1997). Debido a que los
porcentajes de eclosión y de supervivencia son las características reproductivas
más empleadas para caracterizar la calidad de los desoves, estos han sido
relacionados con los diferentes criterios para evaluar el desempeño reproductivo
2
con el propósito de establecer otros indicadores de calidad de los desoves
(Kamler, 2008).
Estos indicadores son limitados ya que son afectados por las condiciones
particulares del cultivo (Lavens & Sorgeloos, 1991), aunque al ser relacionados
con criterios bioquímicos indican la existencia de una interacción entre los
nutrientes que componen la dieta de los reproductores y los diversos procesos
relacionados con el desempeño reproductivo y la calidad de los desoves (Guraya,
1986b; Lavens & Sorgeloos, 1991; Izquierdo et al., 2001; Faulk & Holt, 2008).
Dentro de los criterios bioquímicos más estudiados se encuentran los análisis
del perfil de lípidos, que constituyen la mayor reserva energética durante el
desarrollo embrionario y larvario de los peces (Fraser et al., 1988). En los lípidos
se destaca el papel de los acilglicéridos, que son el mayor constituyente de la gota
lipídica (usados como reservas energéticas) y los fosfolípidos, que son
componentes de la membrana celular y citoplasmática; ambos también pueden
encontrarse en el vitelo (Santamaría-Miranda, 2010). Los lípidos, de igual forma,
son importantes en el transporte y absorción de otros nutrientes, incluyendo las
vitaminas liposolubles A, D, E y K, así como de pigmentos naturales. Además, son
precursores de varios metabolitos funcionales encargados de las redes de
comunicación celular más complejas del organismo llamados eicosanoides.
Tanto los acilglicéridos como los fosfolípidos están compuestos por ácidos
grasos saturados, monoinsaturados y poliinsaturados y las cantidades en las que
se presenten estos ácidos grasos dependerán de la función que desempeñen.
Todas las especies de vertebrados tienen requerimientos de ciertos ácidos grasos
poliinsaturados que deben ser suministrados en la dieta (Sargent et al., 1995).
Cuando un organismo está sujeto a una dieta deficiente en uno o varios ácidos
grasos y como consecuencia manifiesta una disminución en el crecimiento,
alteraciones en la reproducción y patologías diversas, se considera que es un
ácido graso esencial (AGE). Este término incluye, a los ácidos grasos de la serie
n-6 derivados del ácido linoléico (18:2 n-6) y de la serie n-3 derivados del ácido
linolénico (18:3 n-3) (Sargent et al., 1995; Sargent et al., 2002).
3
Los requerimientos de AGE entre las especies de peces de agua dulce y
marinos, varían tanto cualitativamente como cuantitativamente, ya que en los
peces de agua dulce los requerimientos de AGE pueden ser provistos por el ácido
linolénico y linoléico. Mientras que en los peces marinos los requerimientos de la
serie n-3 son provistos por el ácido eicosapentaénoico EPA (20:5 n-3) y el ácido
docosahexaénoico DHA (22:6 n-3) y de la serie n-6, por el ácido araquidónico ARA
(20:4 n-6) (Watanabe, 1993; Rainuzzo et al., 1997; Sargent et al., 2002; Bell &
Sargent, 2003).
Estas diferencias en los requerimientos de ambos grupos, se deben
básicamente a la limitada capacidad de todos los peces marinos que se han
estudiado hasta el momento, para convertir el 18:3 n-3 a EPA y DHA, y el 18:2 n-6
a ARA (Watanabe, 1993; Sargent et al., 2002; Bell y Sargent, 2003). Esta
limitación se debe a una insuficiencia metabólica que ha sido identificada como la
relativa deficiencia de una o dos enzimas en la vía de conversión, del 18:3 n-3 a
EPA, por ejemplo, en el complejo de multienzimas elongasas del C18 al C20 o de
la Δ5-desaturasa de ácidos grasos. Por otra parte, la deficiencia de una o ambas
enzimas, aparte de bloquear la conversión del 18:3 n-3 a EPA, también pueden
producir una inhabilidad similar en la conversión de 18:2 n-6 al ARA (Bell &
Sargent, 2003).
Varios autores señalan que el éxito de la reproducción de peces marinos se
relaciona con adecuados niveles de ácidos grasos altamente insaturados en la
dieta (HUFA por sus siglas en inglés: Highly Unsaturated Fatty Acids) (Izquierdo et
al., 2001; Ling et al., 2006; Santamaría-Miranda, 2010; Atalah et al., 2011).
Palacios et al. (2007) indican que el DHA transferido de los alimentos consumidos
por los reproductores a los huevos representan más del 30% del total de ácidos
grasos y que este porcentaje varía entre especies. Por tanto, se requiere de una
adecuada proporción de estos ácidos grasos, principalmente, de las series n-3 y n-
6 en los huevos, ya que su deficiencia puede afectar la fertilización y la eclosión
(Sargent et al., 1999), mientras que el exceso en la serie n-3 incide negativamente
en la proporción de huevos flotantes (Faulk & Holt, 2008). La flotabilidad positiva
4
en los huevos de los peces es un indicador de su viabilidad demostrando que
durante la etapa de maduración la hidrólisis de las proteínas se efectuó
correctamente (Seoka et al., 2003).
Bajo este marco, con el propósito de optimizar el manejo y la producción de
larvas durante el cultivo, en el presente trabajo se pretende evaluar el desempeño
reproductivo del pargo lunarejo Lutjanus guttatus a lo largo de dos temporadas de
reproducción (2011-2012), considerando diferentes características reproductivas
(como duración de la temporada, número, volumen y frecuencia de los desoves,
proporción de huevos viables), así como hacer un seguimiento de diferentes
aspectos como el porcentaje de eclosión, el tamaño de huevos y del glóbulo de
aceite, el volumen del vitelo y del glóbulo de aceite a la eclosión, la longitud de la
larva vitelina y adicionalmente, a nivel bioquímico, evaluar la concentración de
ácidos grasos en los huevos considerados viables.
1.1. ANTECEDENTES
Muchos estudios han mostrado que los desoves en las especies marinas
sujetas a cultivo no son constantes en términos de cantidad y calidad de los
huevos, lo que podría comprometer el éxito del cultivo (Kjørsvik et al., 1990;
Hernández-Palacios & Izquierdo, 1997; Emata, 2003; Mylonas et al., 2004;
Nguyen et al., 2012). En los últimos años, se han reportado diversos estudios en
las especies marinas promisorias para el cultivo con el objeto de explicar esas
fluctuaciones o para predecir la calidad de los desoves obtenidos en cautiverio.
En este sentido, Nguyen et al. (2012) evaluaron la calidad de los huevos de
Rachycentron canadum considerando relaciones entre criterios morfológicos,
fisiológicos y bioquímicos. Encontraron una correlación positiva entre la proporción
de huevos viables y la supervivencia de la larva vitelina, concluyendo que es un
predictor adecuado de la supervivencia larval. Mientras que, en Lutjanus peru, se
establecieron relaciones negativas entre las anormalidades durante la
segmentación y el porcentaje de eclosión y la supervivencia a la primera
alimentación (Moguel-Hernández et al., 2013).
5
Por otra parte, diversos autores han considerado aspectos nutricionales y
reportan que existe una interacción entre los nutrientes que componen la dieta de
los reproductores (proteínas, ácidos grasos y vitaminas) y los diversos procesos
relacionados con el desempeño reproductivo (Watanabe, 1982; Watanabe et al.,
1984a; Watanabe et al., 1984b; Rainuzzo et al., 1997; Dabrowski & Ciereszko,
2001; Yanes-Roca et al., 2009; Nguyen et al., 2012). Sobre la base de este
conocimiento, Ali & Wootton (1999) reportaron que cuando la cantidad de alimento
es baja durante el cultivo de Gasterosteus aculeatus, la frecuencia de los desoves,
la cantidad y el tamaño de los huevos disminuyen significativamente.
Otros autores reportan que la calidad de los desoves es afectada de manera
desfavorable por la concentración de nutrientes en la dieta de los reproductores,
particularmente, por la deficiencia de ácidos grasos. Al mejorar la calidad
nutricional se ha observado una mejora en la calidad de los desoves (Bautista-
Teruel et al., 2001; Izquierdo et al., 2001; Ling et al., 2006; Cahu et al., 2009;
Santamaría-Miranda, 2010). Zakeri et al. (2011) suministraron a tres grupos de
reproductores de Acanthopagrus latus, dietas isonitrogenadas cuya fuente de
lípidos fue aceite de girasol, aceite de pescado y otra con la mezcla de ambos.
Evaluaron el efecto sobre los desoves encontrando mayor fecundidad relativa,
porcentajes de eclosión y de supervivencia en el grupo alimentado con la dieta
elaborada a partir de aceite de pescado. De igual forma, en Menidia estor se
suministraron dietas con suplemento de ARA y se observó que un nivel alto de
ARA (7%) estimuló un mayor contenido de lípidos en la gónada de las hembras y
una mayor producción de huevos. También se encontró que los huevos, el glóbulo
de aceite y las larvas fueron de mayor tamaño (Salgado-García, 2009). Es por ello
que diversos autores sugieren determinar la composición química de los huevos
de los peces, la cual está íntimamente relacionada con el éxito del desove, ya que
los nutrientes almacenados en el huevo deben satisfacer las demandas
nutricionales y energéticas para el adecuado desarrollo embrionario y el
crecimiento larvario (Sandnes et al., 1984; Craik, 1985; Harel et al., 1994).
6
Se denomina pargos a los peces de la familia Lutjanidae, en su gran mayoría
marinos y clasificados como organismos demersales (Allen, 1987; Anderson,
1987). Su cultivo en México inició en 1990 con la adaptación y una tasa de
crecimiento adecuada que presentó el huachinango del pacífico, L. peru, bajo
condiciones de cultivo en jaulas flotantes (Avilés-Quevedo & Mazón-Suástegui,
1996). Posteriormente, con el desarrollo de técnicas de maduración y el control de
la reproducción de la especie en cautiverio, Dumas et al. (2004) y Papanikos et al.
(2008) definieron criterios que permitieron obtener gametos de calidad durante
varias temporadas. A partir de estos resultados, la tecnología desarrollada fue
aplicada a otras especies como el pargo lunarejo, L. guttatus.
Mediante el uso de implantes de GnRHa, Ibarra-Castro & Duncan (2007)
lograron inducir el desove de hembras maduras de L. guttatus, encontrando que el
tamaño de los peces afectaba el diámetro de los ovocitos, produciendo
variaciones en la cantidad y calidad de los huevos. Además, se han desarrollado
experimentos que han ocasionado altos porcentajes de eclosión, así como huevos
y larvas de tamaños similares a los reportados para otros lutjánidos, permitiendo
establecer protocolos de inducción al desove (Ibarra-Castro & Alvarez-Lajonchere,
2009).
Se han desarrollado trabajos relacionados con los efectos de ciertos factores,
determinando salinidades óptimas entre 30-35%, así como temperaturas entre 24
y 28°C, condiciones que no afectan el desarrollo embrionario ni la eclosión
(Duncan et al., 2008; Abdo-de la Parra et al., 2010; Ibarra-Castro et al., 2012). A
nivel nutricional, Santamaría-Miranda (2010) comparó la composición de ácidos
grasos esenciales en larvas provenientes de reproductores silvestres y en
cautiverio. Encontró deficiencias en ARA y DHA en acilglicéridos en larvas cuyos
desoves provenían de reproductores cautivos. Observó también una correlación
positiva entre la supervivencia y los niveles de ARA en fosfolípidos de los desoves
de organismos silvestres. Recientemente se han logrado desoves en cautiverio
garantizando un suministro considerable de desoves para la producción de
juveniles (Ibarra- Castro et al., 2012), sin embargo, la capacidad reproductiva de L.
7
guttatus y la calidad de los desoves es desconocida, factores de gran relevancia
para desarrollar la actividad de manera exitosa a escala comercial.
1.2. JUSTIFICACIÓN
El pargo lunarejo, Lutjanus guttatus, es una especie de gran importancia
comercial en México, que junto con otras especies de la familia Lutjanidae, ha
estado bajo una constante presión por pesca. Desde décadas la captura de
pargos en el litoral Pacífico ha cambiado de 6 mil toneladas a inicios de los 80’s
hasta mil toneladas en los últimos años. En el caso del L. guttatus, los reportes de
los últimos 30 años indican que la captura corresponde al 4% aproximadamente
de la captura total reportada para la familia en el litoral mencionado, durante 2010
se desembarcaron 139.5 t, y para 2011 fue de tan solo 87 t (CONAPESCA, 2012).
Debido a su demanda en el mercado, se ha propuesto que el cultivo de la especie
puede ser una alternativa para subsanar la demanda de este recurso. A partir de
proyectos ejecutados por distintas instituciones en el Pacífico mexicano, se han
logrado avances relacionados a su crecimiento, nutrición y reproducción en
cautiverio, los cuales han permitido caracterizar el recurso como una especie con
potencial para llevar a cabo su cultivo.
Se ha reportado que es una especie con reproducción asincrónica y desoves
parciales, que ha sido sometida a diferentes experimentos exitosos de inducción al
desove utilizando hormona gonadotropina coriónica humana (GCH) (Boza-Abarca
et al., 2008; Mejía-Narváez et al., 2009; Ibarra- Castro et al., 2012). En la Unidad
Piloto de Maricultivos del CICIMAR-IPN (UPIMA) se han obtenido desoves
espontáneos y también algunos cultivos larvarios en condiciones intensivas (datos
no publicados), los cuales no han sido constantes en términos de cantidad y
calidad de los huevos, lo que se ha reflejado en tasas variables de supervivencia
al momento de la eclosión y durante el cultivo larvario.
Se reconoce que en muchos casos, particularmente en aquellos en los que
se incursiona con nuevas especies en la acuicultura, el desempeño reproductivo
es un factor limitante e importante para la producción exitosa de juveniles
8
(Izquierdo et al., 2001; Mejía-Narváez et al., 2009). Por tanto, surge la necesidad
de realizar una investigación más detallada sobre el desempeño reproductivo de L.
guttatus en cautiverio, con el propósito de aportar información que asegure la
sostenibilidad del cultivo de tal manera que sea posible su planeación y
optimización.
2. HIPÓTESIS
Al ser Lutjanus guttatus un desovador parcial las variaciones en sus
características reproductivas, criterios de calidad de los desoves y en las
proporciones de ácidos grasos en los huevos reflejarán las condiciones de cultivo.
3. OBJETIVOS
3.1. Objetivo general
Evaluar el desempeño reproductivo de un lote de Lutjanus guttatus mantenido en
cautiverio durante las temporadas reproductivas 2011y 2012.
3.2. Objetivos particulares
Evaluar las temporadas reproductivas a partir de la comparación de las
características reproductivas: volumen de los desoves y proporción de
huevos viables.
Evaluar las temporadas reproductivas a partir de la comparación de los
criterios de calidad de los desoves: porcentaje de eclosión, diámetro del
huevo, volúmenes de glóbulo de aceite y vitelo, longitud total de la larva y
volumen del glóbulo de aceite a la eclosión.
Evaluar la existencia de fluctuaciones en las concentraciones de ácidos
grasos (MUFA, PUFA y HUFA) en los desoves de L. guttatus.
Definir el periodo de mejor desempeño reproductivo durante cada
temporada reproductiva.
9
4. MATERIALES Y MÉTODOS
4.1. Obtención de los huevos
Durante las temporadas de 2011 y 2012 se obtuvieron huevos mediante
desoves espontáneos de un lote de reproductores de pargo lunarejo conformado
por cuatro machos (1-1.6 kg) y cinco hembras (1.2-2.3 kg) de dos años de edad
aproximadamente, los cuales se mantuvieron bajo techo en las instalaciones de la
Unidad Piloto de Maricultivos (UPIMA) del CICIMAR-IPN, en un tanque rectangular
de concreto (3.75 m x 2.45 m x 0.72 m), con 5 m3 de agua de mar, con flujo
abierto y continuo de 7.5 l/min. Las condiciones de iluminación fueron naturales y
la temperatura del agua fluctuó gradualmente conforme a los cambios de estación
del año y las condiciones prevalecientes del pozo de infiltración ubicado a pie de
playa. Por lo cual, la temperatura se registró al momento de recolectar los
desoves.
En caso de desove, los huevos eran arrastrados por la corriente, a través del
tubo de rebose de PVC de 2”, ubicado a la mitad del tanque y los huevos eran
retenidos en un colector de malla de nylon de 500 µm inmerso en un recipiente. En
ambas temporadas de evaluación los organismos fueron alimentados a saciedad
aparente cada dos días con trozos de sardina y calamar, y en 2011 de manera
adicional se les proporcionó langostilla.
4.2. Evaluación del desempeño reproductivo
Diariamente, durante ambas temporadas, se revisó por las mañanas el
colector de huevos y en caso de desove, se realizó la evaluación volumétrica y
mediante el método de flotabilidad se separaron los huevos viables de los no
viables. Los huevos que flotaban fueron considerados huevos viables mientras los
que se hundieron fueron considerados no viables. Los huevos no viables se
retiraron con sifón y los viables se colocaron en un recipiente con 5 l de agua de
mar y aireación. Posteriormente se tomó una muestra de 50 huevos viables, los
cuales fueron fotografiados con una cámara digital (Hitachi KP-D50) integrada a
10
un microscopio-estereoscopio graduado (Olympus, SZ-CTV). Con la ayuda del
software ImagePro Plus® v 6.0 (Media Cybernetics, MD, EUA) se midió el
diámetro del huevo y del glóbulo de aceite (Figura 1).
Figura 1. Medidas de huevos de pargo lunarejo, Lutjanus guttatus: a. Diámetro glóbulo de aceite, b.
Diámetro de huevo.
Para evaluar el porcentaje de eclosión se tomó una alícuota, una muestra
con aproximadamente 100 huevos viables que se colocaron en bolsas plásticas
con cierre hermético de 4 l (3 réplicas por cada desove). Estas se llenaron con dos
litros de agua de mar tratada (filtración mecánica, irradiación con UV, clorada y
neutralizada) y oxigenada, y se colocaron en incubación en baño María en un
tanque de 600 l a una temperatura constante de 26°C, mantenida con
calentadores sumergibles con termostato. Transcurridas 24 horas, la muestra se
concentró en un tamiz de 100 μm y se depositó en una caja Petri cuadriculada
para facilitar el conteo de las larvas y de los huevos sin eclosionar. Finalmente, se
añadió el anestésico 2-fenoxietanol (4 ppm) y se fotografiaron treinta larvas
aproximadamente para medir la longitud total de las larvas vitelinas, el volumen
del vitelo y del glóbulo de aceite (Figura 2).
El volumen del vitelo se determinó a través de la fórmula:
0.0833 ∗ á ∗ á
Donde LV es la longitud del vitelo, hmáx es la altura máxima del vitelo y hmin es la
altura mínima del vitelo (Heming & Buddington, 1988).
11
El volumen del glóbulo de aceite se calculó así:
1.33 ∗
Donde DG es el diámetro del glóbulo de aceite (Heming & Buddington, 1988).
Figura 2. Esquema de medición de las larvas de L. guttatus: a. Longitud total de la larva (Lt), b.
Diámetro del glóbulo de aceite (DG), longitud del vitelo (LV), altura máxima del vitelo (hmáx), altura
mínima del vitelo (hmin).
4.3. Obtención y procesamiento de muestras para análisis de ácidos
grasos
Para los análisis de ácidos grasos se tomaron muestras de al menos 0.1 g de
los huevos viables de cada desove. Los lípidos fueron extraídos con 6 ml de una
mezcla de cloroformo:metanol (2:1), de acuerdo con Bligh & Dyer (1959). A cada
muestra se le adicionaron 10 μl de terbutil-hidroxitolueno (BHT) como antioxidante,
10 μl de 23:0 y 5-α-colestano como estándares internos. Posteriormente, la
muestra se almacenó a –20ºC por 24 horas, fue macerada con una varilla de vidrio
y se agitó por 15 min utilizando frecuencias ultrasónicas (Sonicator BRANSON
2510, Danbury, CT, EUA). Los extractos se separaron en fracciones neutras y
polares por elución diferencial en micro-columnas empaquetadas con sílice
hidratada al 6%, utilizando 10 ml de una mezcla cloroformo:metanol (98:2) para la
fracción neutra y 15 ml de metanol para la fracción polar, a la cual se le agregó 10
μl de C23:0 y 10 μl de BHT. Cada fracción se evaporó a sequedad por medio de
a. b.
12
un evaporador centrífugo al vacío (JOUAN RCT90, Saint-Herblain, Francia).
Posteriormente, se llevó a cabo la derivatización con BF3–metanol (Trifloruro de
Boro al 14% en metanol) a 85°C durante 15 min. Una vez enfriados los tubos, se
les añadió 1 ml de hexano y se realizaron de 3 a 4 lavados que consistieron en
adicionar 1 ml de agua destilada para eliminar las impurezas del hexano, donde se
encontraban los metil-ésteres de ácidos grasos (FAME). Las muestras fueron
centrifugadas a 2000 rpm a 5°C por 5 min (Centrifuga Eppendorf refrigerada
modelo 5810) después de cada lavado. Los restos de agua fueron eliminados por
congelación a –20°C y el hexano se transfirió a viales ámbar de 1 ml con tapa de
teflón, a partir de los cuales se inyectó 1 μl de cada muestra en el cromatógrafo de
gases (Agilent technologies 6890N, Network GC system).
El cromatógrafo está equipado con una columna de sílice DB-23 de sílica
fundida, 50% cianopropil-50% metilpolisiloxano, (30 m × 0.25 mm de diámetro
interno × 0.25 μm de grosor de capa), un detector de ionización de flama (CG-FID)
que usa aire, hidrógeno y nitrógeno con helio como gas acarreador (0.8 ml min–1)
y una rampa de temperatura de 110ºC a 220ºC. Los FAME fueron identificados
comparando sus tiempos de retención con los de estándares externos (Sigma,
Bellefonte, PA, EUA). La determinación cuantitativa de los ácidos grasos se realizó
integrando las áreas de cada uno (programa HPCHEM, de Agilent Technologies,
Shangai, China) y comparando con el área del estándar interno por medio de una
macro programada en Excel®.
4.4. Análisis estadísticos
Antes del análisis de los datos se verificaron los supuestos de normalidad y
homocedasticidad mediante las pruebas de Shapiro Wilks y Levene,
respectivamente. En el caso de los datos de los criterios de calidad morfométricos
(diámetro del huevo, volumen del glóbulo de aceite, longitud de la larva vitelina,
volumen del vitelo, volumen del glóbulo de aceite a la eclosión) debido a que
cumplieron con los supuestos se les realizó análisis de varianza a una vía en cada
temporada considerando como factor los períodos en cada año. Los datos se
representan como promedio (± la desviación estándar).
13
Al no cumplir con los supuestos de normalidad y homocedasticidad, se
sometieron a una prueba no paramétrica de Kruskal-Wallis el volumen de los
desoves, la proporción de huevos viables, el porcentaje de eclosión y la mayoría
de los datos de las proporciones de los ácidos grasos. Todos los datos de las
proporciones de los ácidos grasos se representan como promedio (± error
estándar) y, con aquellos que cumplieron con los supuestos, se realizaron pruebas
paramétricas (se indica en Anexo 1 al 10).
Mediante un análisis multivariado de ordenación se validó la presencia de
dos períodos en cada temporada y a partir de este resultado tanto las
características reproductivas como los diferentes criterios de calidad de los
desoves se evaluaron para determinar el período con mejor desempeño
reproductivo.
Para cada temporada, se llevaron a cabo análisis de regresión de las
características reproductivas (volumen de los desoves y proporción de huevos
viables) y de los criterios de calidad (porcentaje de eclosión, diámetro del huevo,
volumen del glóbulo de aceite, longitud de la larva vitelina, volumen del vitelo,
volumen del glóbulo de aceite a la eclosión) para identificar tendencias a lo largo
de las temporadas.
Posteriormente, se hicieron correlaciones entre los diferentes criterios de
calidad considerando los datos de ambas temporadas. Así como entre los ácidos
grasos esenciales y los MUFA tanto de los acilglicéridos como en los fosfolípidos y
la proporción de huevos viables y los criterios de calidad.
14
5. RESULTADOS
5.1. Generalidades de los desoves
Los desoves de la temporada reproductiva de 2011 iniciaron el 27 de junio y
finalizaron el 3 de noviembre, mientras que la temporada de 2012 comprendió del
3 de mayo al 13 de octubre. Un total de 89 desoves espontáneos fueron
colectados, registrando 45 desoves para el año 2011 y 44 para el año 2012. La
temperatura en el tanque de los reproductores durante ambas temporadas
reproductivas mostró un patrón similar (Figura 3). Los mayores registros de
temperatura fueron en septiembre, siendo de 30ºC para la temporada 2011 y
29.5°C para 2012. Se presentó una relación negativa significativa entre la
temperatura y el volumen de los desoves (r = -0.51, P<0.001), aun cuando éste,
tuvo amplia variabilidad durante la temporada de 2011.
Durante la temporada de 2012, la frecuencia de los desoves disminuyó a
medida que la temperatura aumentaba, pero en 2011 el patrón fue diferente
(Figura 3). Al respecto, durante la primera temporada, los desoves se presentaron
en promedio cada tres días, mientras que en la segunda la frecuencia fue cada
cuatro días. Durante 2012 se colectó un volumen total de 5100 ml de huevos,
siendo superior a lo colectado en 2011 (Tabla 1).
Tabla 1. Características de los desoves de los reproductores de pargo lunarejo Lutjanus guttatus
en las temporadas de 2011 y 2012.
Criterio Temporada
2011 2012
Duración de la temporada (días) 130 165
Total de desoves 45 44
Frecuencia desoves (días) 3 4
Volumen total de desoves (ml) 3800 5100
Total de huevos viables (ml) 3252 3430
15
Cada temporada se caracterizó por tener un período donde no se
registraron desoves. Esta ausencia duró 19 días en 2011 (15 de agosto al 3 de
septiembre) y 17 días en 2012 (12 al 30 de julio) separando las temporadas en
dos períodos. Para corroborar la existencia de estos dos periodos por temporada,
se realizó un Análisis de Variables Canónicas (AVC) de tipo discriminante para las
temporadas reproductivas con las variables volumen del desove (Vol), porcentaje
de eclosión (% E), proporción de huevos viables (HV), diámetro del huevo (DH),
volumen del glóbulo de aceite (VGA), longitud total de las larvas (LT), volumen del
vitelo (VV), volumen del glóbulo de aceite a la eclosión (VGAE) y la temperatura
(Temp).
Figura 3. Frecuencia y volumen de los desoves de L. guttatus durante las temporadas
reproductivas de 2011 y 2012. La línea roja indica la temperatura registrada en el tanque de
reproductores.
Los períodos dentro de cada temporada se establecieron a priori
considerando la fase donde no se presentaron desoves. Siendo para la temporada
reproductiva de 2011 un período del 27 de junio al 15 de agosto y otro del 3 de
septiembre al 3 de noviembre. Mientras que para la temporada de 2012 fue del 3
de mayo al 12 de julio y el siguiente período abarcó del 30 de julio al 13 de octubre
16
(Figura 3). El análisis de variables canónicas discriminó significativamente los dos
periodos considerados para cada temporada (Lambda de Wilk’s (λ) = 0.0546596
aprox. F.(27, 140) = 8.894, P< 0.00) (Tabla 2). Los períodos fueron clasificados
correctamente en un 93.33% por las funciones canónicas (Tabla 3).
Tabla 2. Sumario del análisis de variables canónicas. Lambda de Wilk’s (λ)= 0.0546596 aprox. F.
(27, 140)= 8.894995 p < 0.0000. Prueba de Chi-cuadrada con remoción sucesiva de raíces. VC=
Variable Canónica, gl= Grados de libertad, R= correlación canónica, P= nivel de significancia.
VC Eigenvalor R Lambda Wilk’s Chi- cuad. g.l P
1 4.39 0.90 0.05 152.60 27 0.00
2 1.05 0.72 0.29 64.16 16 0.00
3 0.65 0.63 0.60 26.39 7 0.00
Tabla 3. Matriz de clasificación de los periodos dentro de las temporadas reproductivas L. guttatus
durante 2011 y 2012.
Período Porcentaje 2011-1 2011-2 2012-1 2012-2
2011-1 90.00 9 1 0 0
2011-2 85.00 1 17 1 1
2012-1 100.00 0 0 22 0
2012-2 100.00 0 0 0 8
Total 93.33 10 18 23 9
Se obtuvieron tres variables canónicas (funciones discriminantes) que totalizaron
el 100% de la variación entre los períodos de las dos temporadas reproductivas,
con 72% en la VC1, 17% en VC2 y 11% en VC3. Las correlaciones canónicas en
estas tres funciones indicaron una alta proporción de la variancia compartida entre
los períodos y las variables seleccionadas con las funciones discriminantes
generadas (Tabla 2). El plano formado por los dos primeros ejes canónicos
ejemplifican las divisiones formadas por las variables canónicas. La VC1 reveló la
17
separación de las temporadas mientras que la VC2 muestra la separación de los
períodos dentro de las temporadas (Fig. 4).
Figura 4. Análisis de variables canónicas de tipo discriminante para corroborar la existencia de dos
períodos durante la temporada reproductiva.
La separación de las temporadas reproductivas (VC1) fue considerada a
partir de los mayores valores en los coeficientes estandarizados del VV, LT y
Temp. Para la separación de los períodos dentro de cada temporada (VC2) el DH,
HV y el % E fueron las variables que permitieron la ordenación, mientras que para
VC3 el VGA, Vol y la LT fueron los factores discriminantes (Tabla 4).
Por otra parte, se observó en ambas temporadas una amplia variación en el
volumen de los desoves, principalmente durante 2011. Debido a esto, las
diferencias significativas (P<0.05) en el volumen de los desoves solo fueron
evidentes entre los periodos de la temporada de 2012 (Figura 5A). Sin embargo,
los mayores volúmenes se presentaron al inicio de las temporadas, siendo para
2011 de 106.6 (± 60.7) ml y de 73.8 (± 62.0) ml para el final (segundo período) y
en el primer periodo de 2012 fue de 148.1 (± 51.8) ml y 71.9 (± 36.6) ml al finalizar.
18
Tabla 4. Coeficientes estandarizados que se derivan del AVC aplicado a las temporadas
reproductivas 2011 y 2012 por medio de características reproductivas, criterios de calidad y la
temperatura.
Variable Raíz 1 (VC1) Raíz 2 (VC2) Raíz 3 (VC3)
Vol -0.07 0.21 0.53
% E -0.08 0.29 -0.12
HV -0.18 0.30 0.19
DH -0.13 0.55 -0.52
VGA -0.37 0.26 0.73
LT 0.87 -0.37 0.36
VV 0.92 -0.71 -0.30
VGAE -0.10 0.27 0.34
Temp -0.53 -0.68 0.32
Eigenvalor 4.39 1.05 0.65
% acumulado 0.72 0.89 1.00
Se resalta en negritas las variables con mayor contribución. Volumen del desove (Vol), porcentaje de eclosión
(% E), proporción de huevos viables (HV), diámetro del huevo (DH), volumen del glóbulo de aceite (VGA),
longitud total de las larvas (LT), volumen del vitelo (VV), volumen del glóbulo de aceite a la eclosión (VGAE) y
la temperatura (Temp).
Figura 5. Características reproductivas de los desoves de L. guttatus en las temporadas
reproductivas de 2011 y 2012. A) volumen de los desoves. B) proporción de huevos viables. Letras
diferentes indican diferencias significativas (P < 0.05) entre los períodos de cada una de las
temporadas. (1) y (2) hacen referencia a los períodos.
A B
19
En cuanto a la proporción de huevos viables no hubo diferencias
significativas ni entre temporadas ni entre periodos, pero se observó que la
variabilidad fue menor durante el primer periodo de 2011 (Figura 5B).
5.2. Criterios de calidad de los desoves
El porcentaje de eclosión ha sido considerado uno de los criterios más
importantes para determinar la calidad de los desoves. Al respecto, no se
presentaron diferencias significativas entre los períodos dentro de cada una de las
temporadas reproductivas. Al inicio de ambas temporadas se observó una gran
variación, en promedio, el porcentaje de eclosión fue de 76.9 (± 20.8) para la
primera temporada y 79.9 (± 19.4) para la segunda (Figura 6A). Se observaron
diferencias significativas (P<0.05) en el diámetro de los huevos entre los períodos
de la temporada 2012, para el primer período el promedio fue de 0.74 (± 0.02)
mm, mientras que para el período final fue 0.72 (± 0.02) mm (Figura 6B).
Sin embargo, el glóbulo de aceite presentó una disminución significativa
(P<0.05) en el segundo período de cada temporada. Durante 2011 el volumen del
glóbulo de aceite en el huevo fue 0.011 (± 1.5x10-3) mm3 en el período inicial y
0.010 (± 1.3x10-3) mm3 en el final. Mientras que en 2012 fue 0.010 (± 9x10-4) mm3
y 0.010 (± 7x10-4) mm3 para inicio y final de la temporada, respectivamente (Figura
6C).
Por su parte la longitud total de las larvas a la eclosión manifestó una
tendencia similar, siendo mayores en el primer período de ambas temporadas no
obstante, solo en la temporada de 2012 la diferencia fue significativa (P<0.05,
Figura 6D, Tabla 5). También se observó que el volumen de vitelo durante la
temporada de 2012 fue ligeramente mayor mientras que el volumen del glóbulo de
aceite a la eclosión, presentó una gran variabilidad que no permitió detectar
diferencias significativas entre los periodos de cada temporada (Figura 6 E, F;
Tabla 5).
20
Figura 6. Comparación de los criterios de calidad de los desoves de L.guttatus en las temporadas
reproductivas de 2011 y 2012. Letras diferentes indican diferencias significativas (P<0.05) entre los
períodos (1 y 2) dentro de cada una las temporadas. A: porcentaje de eclosión, B: diámetro del
huevo, C: volumen del glóbulo de aceite, D: longitud total de la larva vitelina, E: volumen del vitelo y
F: volumen del glóbulo de aceite a la eclosión.
Los análisis de regresión realizados para cada año con las características
reproductivas y con los criterios de calidad mostraron cierta tendencia a disminuir
al final de las temporadas. Durante la temporada de 2012, esta disminución fue
significativa (P<0.05) en la mayoría de los casos, excepto en la proporción de
huevos viables, el porcentaje de eclosión, los volúmenes del vitelo y del glóbulo de
21
aceite en a la eclosión. Sin embargo en 2011, solo la regresión del volumen del
glóbulo de aceite en el huevo fue significativa (P<0.05, Figura 7).
Tabla 5. Valores promedios de los criterios de calidad de los desoves de L. guttatus durante las
temporada reproductivas de 2011 y 2012.
Criterio 2011 2012
1 2 1 2
%E 75.70 ± 29.5 a 77.70 ± 13.5 a 82.90 ± 21.2 a 73.40 ± 13.1 a
DH (mm) 0.73 ± 0.02 a 0.75 ± 0.03 a 0.74 ± 0.03 a 0.72 ± 0.02 b
VGA (mm3) 0.011 ± 1.5x10-3 a 0.010 ± 1.3x10-3 b 0.010 ± 9x10-4 a 0.010 ± 7x10-4 b
LT (mm) 2.50 ± 0.1 a 2.36 ± 0.2 a 2.71 ± 0.1 a 2.52 ± 0.2 b
VV (mm3) 0.04 ± 9x10-3 a 0.05 ± 1x10-2 a 0.06 ± 1x10-2 a 0.06 ± 1x10-2 a
VGAE (mm3) 0.005 ± 1.2x10-3 a 0.006 ± 1.6x10-3 a 0.006 ± 1x10-3 a 0.006 ± 1.2x10-3 a
%E: porcentaje de eclosión, DH: diámetro del huevo, VGA: volumen del glóbulo de aceite, LT: longitud total
larva vitelina, VV: volumen del vitelo y VGAE: volumen del glóbulo de aceite a la eclosión. Letras diferentes
indican diferencias significativas (P<0.05) dentro de cada temporada. Los datos representan promedio ±
desviación estándar.
A partir de un análisis de correlación entre los criterios que involucran calidad
de huevos y de larvas, considerando los datos de ambas temporadas, se
identificaron relaciones significativas positivas (P<0.05) entre el porcentaje de
eclosión con la longitud total de la larva vitelina, entre el diámetro del huevo con
los volúmenes del glóbulo de aceite en el huevo y a la eclosión y además, entre el
volumen del vitelo con el volumen del glóbulo de aceite a la eclosión. Mientras que
las correlaciones entre el diámetro del huevo con la longitud total de la larva, el
volumen del glóbulo de aceite a la eclosión con el porcentaje de eclosión y la
longitud total de la larva fueron negativas (Tabla 6).
22
Figura 7. Tendencias observadas de las características reproductivas y los criterios de calidad
durante las temporadas reproductivas de Lutjanus guttatus de 2011 y 2012. Los círculos claros y
la línea punteada representan la temporada de 2012, los círculos oscuros y la línea contínua a la
temporada de 2012.
23
Tabla 6. Matriz de coeficientes de correlación de los criterios de calidad de los desoves de L.
guttatus durante las temporadas reproductivas 2011 y 2012.
Criterio Eclosión DH VGA LT VV VGAE
(%) (mm) (mm3) (mm) (mm3) (mm3)
Eclosión (%) -
DH (mm) -0.01 (72)S -
VGA (mm3) 0.13 (72)S 0.27*(80)
S -
LT (mm) 0.45*(64)S -0.18(63)
S 0.13 (63)P -
VV (mm3) -0.14 (61)S 0.11 (60)
S 0.01 (60)P 0.01 (61)
P -
VGAE (mm3) -0.35*(61)S 0.32*(60)
S 0.04 (60)P -0.34*(61)
P 0.64*(61)P -
*P < 0.05. Los valores entre paréntesis indican los desoves empleados para el análisis. S: correlación de Spearman, P: correlación de Pearson. DH: diámetro del huevo, VGA: volumen del glóbulo del aceite, LT: longitud total, VV: volumen del vitelo, VGAE: volumen del glóbulo de aceite a la eclosión.
Las correlaciones que se llevaron a cabo en cada período de cada
temporada, mostraron una correlación positiva significativa entre el diámetro del
huevo y el volumen del glóbulo de aceite pero solamente entre los períodos de la
temporada de 2012 (Figura 8). También se observó una correlación positiva
significativa entre los volúmenes del vitelo y del glóbulo de aceite a la eclosión en
la temporada de 2011 y en el segundo periodo de 2012 (Figura 9). En los
segundos períodos de ambas temporadas, se observó una correlación negativa
entre la longitud total y el volumen del glóbulo de aceite a la eclosión (Figura 10) y
otra correlación positiva entre el volumen del glóbulo de aceite a la eclosión y el
diámetro del huevo. Esta última correlación fue significativa en el primer período
de 2012 (Figura 11).
24
Figura 8. Correlación entre el diámetro del huevo y el volumen del glóbulo de aceite.
Figura 9. Correlación entre el volumen del vitelo y el volumen del glóbulo de aceite a la eclosión.
25
Figura 10. Correlación entre la longitud total de la larva y el volumen del glóbulo de aceite a la
eclosión.
Figura 11. Correlación entre el volumen del glóbulo de aceite a la eclosión y el diámetro del huevo.
26
Para la evaluación de los ácidos grasos se procesaron 53 muestras de
huevos, de las cuales 21 correspondieron a la temporada 2011 y 32 fueron de la
temporada 2012. Se observaron diferencias entre las temporadas tanto en las
proporciones de algunos acilglicéridos como en fosfolípidos (Anexo 1). Se
identificaron 32 ácidos grasos en los acilglicéridos, presentando mayores
proporciones en la temporada de 2011 los siguientes: 14:0, 15:0, 16:0, 17:0,
18:1n-5, 20:1n-9, 20:1n-7, 18:3n-3, 20:3n-3, 22:5n-3, el total de ácidos grasos
saturados (∑SAT) y la relación DHA/EPA mientras que en 2012 fueron más altos
los 18:0, 16:1n-9, 16:1n-7, 24:1n-9, 20:4n-6, 20:5n-3, 21:4n-6 y el total de ácidos
grasos monoinsaturados. Con respecto a los fosfolípidos, se identificaron 29, de
los cuales el 15:0, 16:0, 17:0, 20:0, 22:0, 18:1n-7, 20:1n-9, 20:1n-7, 24:1n-9,
20:2n-6, 20:3n-3, ∑SAT y la relación n-3/n-6 estuvieron en mayor proporción en
2011 mientras que en 2012 fueron más altos 18:0, 16:1n-9, 16:1n-7, 20:4n-6,
20:5n-3 y los ácidos grasos poliinsaturados y altamente insaturados totales (Anexo
2).
Los ácidos grasos acilglicéridos con mayor proporción en los huevos de L.
guttatus fueron los PUFA con 42.4% en la temporada 2011 y 45.6% en 2012,
seguido por HUFA (38.3% en 2011 y 39.5 en 2012%), ácidos grasos saturados
(29.4% en 2011 y 27.4 en 2012%) y por último MUFA (27.5% en 2011 y 29.4 en
2012%). De igual forma ocurrió en los fosfolípidos pero con niveles superiores
exceptuando los MUFA que fueron más bajos (15.6% en 2011 y 15.1% en 2012).
Al comparar las proporciones de los ácidos grasos entre los períodos de cada año,
se encontró que en acilglicéridos fueron significativamente superiores en el primer
período de la temporada de 2011 (P<0.05) 22:1n-11, 18:4n-6 y la relación
ARA/EPA (Anexo 3). Mientras que, en la segunda temporada ninguno de los
ácidos grasos esenciales presentó diferencias entre períodos aunque, los ácidos
grasos monoinsaturados y la relación n-3/n-6 fueron significativamente superiores
en el primer período (Anexo 4).
Por otra parte, los ácidos grasos de los fosfolípidos para la temporada de
2011 que mostraron porcentajes superiores en el primer período fueron 16:1n-5,
27
18:1n-9, 18:4n-3, 21:4n-6, 22:4n-6 y los MUFA totales (Anexo 5), y en la
temporada de 2012, para el mismo período fueron 17:0, 16:1n-9, 16:1n-7, 18:1n-9,
18:1n-7, 20:3n-3, 20:6n-3, MUFA, PUFA, HUFA y la relación n-3/n-6 (Anexo 6).
Además, no hubo diferencias significativas en acilglicéridos en la
composición de los ácidos grasos en los desoves con las mayores (>50%) y
menores (<50%) proporciones de huevos viables entre temporadas (Anexo 7). Sin
embargo en fosfolípidos, 18:2n-6 presentó un nivel significativamente superior en
aquellos desoves cuya proporción de huevos viables fue menor al 50% del
volumen total del desove (Anexo 8).
Cuando se compararon las proporciones de ácidos grasos entre desoves que
presentaron eclosiones mayores y menores del 70%, se observó que en
acilglicéridos fueron significativamente mayores: 22:4n-6, DHA, PUFA y los HUFA
en aquellos desoves cuya eclosión superó el 70% (Anexo 9). Mientras que en los
fosfolípidos se presentaron algunas diferencias significativas pero ninguna
correspondió con los ácidos grasos esenciales (Anexo 10).
Se encontraron correlaciones positivas significativas entre algunos criterios y
características reproductivas con las proporciones de los ácidos grasos esenciales
y MUFA. En acilglicéridos fueron LT-MUFA, LT-ARA y VV-EPA (Tabla 7). En tanto
que, en los fosfolípidos se presentaron correlaciones de %E-MUFA, LT-MUFA, LT-
EPA y DH- DHA (Tabla 8).
28
Tabla 7. Correlaciones entre las proporciones de ácidos grasos monoinsaturados y esenciales en acilglicéridos y la proporción de huevos viables
y los criterios de calidad de los desoves.
Criterios
MUFA ARA EPA DHA
n
R P R P R P R P
Proporción de huevos viables 0.01 0.98 -0.02 0.90 -0.19 0.17 -0.22 0.11 52
Porcentaje de eclosión 0.25 0.08 0.04 0.78 -0.16 0.26 -0.02 0.90 50
Diámetro del huevo -0.01 0.97 -0.05 0.72 0.08 0.60 0.05 0.73 51
Volumen del glóbulo de aceite 0.23 0.11 0.19 0.18 0.04 0.78 -0.06 0.68 51
Longitud larva 0.39 0.01 0.35 0.02 0.14 0.36 -0.04 0.80 44
Volumen del vitelo 0.08 0.63 0.10 0.53 0.31 0.05 -0.04 0.81 43
Volumen del glóbulo de aceite a
la eclosión 0.01 0.94 0.15 0.33 -0.06 0.69 -0.11 0.49 43
Las negrillas indican significancia estadística (P<0.05), R: coeficiente de correlación de Spearman, n: desoves empleados para el análisis.
MUFA= Ácidos grasos monoinsaturados, ARA= Ácido araquidónico, EPA= Ácido eicosapentanoico y DHA= ácido docosahexaénoico.
29
Tabla 8. Correlaciones entre proporciones de ácidos grasos monoinsaturados y esenciales en fosfolípidos con la proporción de huevos viables y
los criterios de calidad de los desoves.
Criterios
MUFA ARA EPA DHA
n
R P R P R P R P
Proporción de huevos viables -0.10 0.46 -0.24 0.08 -0.13 0.37 0.02 0.88 52
Porcentaje de eclosión 0.34 0.01 0.07 0.64 -0.03 0.85 -0.24 0.10 50
Diámetro del huevo -0.20 0.15 -0.24 0.09 0.07 0.60 0.34 0.01 51
Volumen del glóbulo de aceite 0.17 0.21 -0.30 0.03 0.08 0.59 0.19 0.19 51
Longitud larva 0.30 0.05 0.09 0.57 0.50 0.00 0.07 0.64 44
Volumen del vitelo -0.09 0.57 0.19 0.22 0.20 0.19 0.16 0.30 43
Volumen del glóbulo de aceite a
la eclosión -0.13 0.41 -0.23 0.13 -0.14 0.35 0.26 0.09 43
Las negrillas indican significancia estadística (P<0.05), R: coeficiente de correlación de Spearman, n: desoves empleados para el análisis.
MUFA= Ácidos grasos monoinsaturados, ARA= Ácido araquidónico, EPA= Ácido eicosapentanoico y DHA= ácido docosahexaénoico.
30
6. DISCUSIÓN
La temporada de desoves espontáneos de Lutjanus guttatus en cautiverio,
tuvo lugar a finales de junio hasta comienzos de noviembre en 2011 y en 2012 de
principios de mayo hasta mediados de octubre. Esto coincidió de manera parcial
con lo señalado por Cruz-Romero et al. (1991) para esta misma especie en el
medio natural, quienes encontraron dos períodos reproductivos, un período largo
de julio a noviembre y uno corto de febrero a abril siendo, resultados reportados
también por Rojas-Morales (1997) en Costa Rica, y Arellano-Martínez et al. (2001)
en las costas de Guerrero. Al parecer, los desoves parciales y las prolongadas
temporadas reproductivas, son característicos de especies subtropicales y
tropicales como las de la familia Lutjanidae (Rojas-Morales, 1997; Arellano-
Martínez et al., 2001).
Ibarra-Castro & Alvarez-Lajonchère (2011) reportan que cuando la
temperatura en los tanques de reproductores de pargo lunarejo se encuentra entre
los 26 y 28°C, obtienen mayor frecuencia de desoves espontáneos y mayor
cantidad de huevos. Lo que no se evidenció en el presente trabajo ya que a
temperaturas inferiores a las reportadas hubo mayor frecuencia y volumen de los
desoves, principalmente durante 2012, lo cual pudo ser la razón por la que esta
temporada tuviera mayor duración y producción de huevos que en 2011. De igual
forma, la relación encontrada entre los volúmenes de los desoves y la temperatura
se ajusta a la naturaleza de la especie ya que el incremento de la temperatura
disminuye la capacidad reproductiva como respuesta al aumento de la tasa
metabólica, provocando que la energía empleada para ciertas actividades y
funciones fisiológicas sea reducida para suplir todas las demandas energéticas
(Angilletta, 2009; Donelson et al., 2010).
También se observó que los volúmenes de los desoves presentaron una
amplia variación durante la temporada de 2011, coincidiendo con el segundo ciclo
reproductivo del lote de reproductores. Se reconoce que L. guttatus es un
desovador parcial y se ha reportado que este tipo de organismos presentan
fluctuaciones en los volúmenes de los desoves y en la duración de las temporadas
31
reproductivas debido a la edad y talla de los individuos, como se ha reportado para
el huachinango del Pacífico L. peru (Fitzhugh et al., 2012).
Por otra parte, la proporción de huevos viables durante la primera temporada
se mantuvo por arriba del 0.8, registrando durante el primer período en tres
ocasiones el total del volumen del desove como huevos viables, a diferencia de la
temporada de 2012, donde esta proporción tuvo una amplia variación. Watanabe
et al. (1984a) y Harel et al. (1994) evaluaron el efecto de los niveles de ácidos
grasos esenciales de la dieta de los reproductores sobre la calidad de los huevos
de besugo, Pagrus major y de la dorada, Sparus aurata, estableciendo que
mayores niveles de n-3 HUFA en la dieta, confieren mayor flotabilidad y por
consecuencia mayor viabilidad. Dado que la relación n-3/n-6 en los fosfolípidos en
la temporada de 2011 fue significativamente mayor (P<0.05), es posible que la
presencia de mayores niveles de n-3 favorecieron la viabilidad de los huevos. Sin
embargo, al comparar los desoves que presentaron huevos viables con más del
50% con los de menor porcentaje, no se observó ninguna diferencia al respecto.
En ambas temporadas el porcentaje de eclosión promedio fue inferior al
80%, siendo mayor a lo reportado en desoves espontáneos de L. argentimaculatus
(Emata, 2003) y en desoves inducidos del L. peru (Santamaría-Miranda, 2010).
Aunque se reconoce que la eclosión es uno de los parámetros reproductivos más
afectados cuando hay deficiencias en ácidos grasos en la dieta de los
reproductores, particularmente la proporción de DHA (Xu et al., 1994), en el
presente estudio no se encontró correlación entre DHA y el porcentaje de eclosión.
Sin embargo, se estableció una correlación positiva significativa entre el
porcentaje de eclosión y los MUFA en fosfolípidos, lo que sugiere que L. guttatus
emplea mucha energía durante su desarrollo embrionario y larval. Se ha reportado
que de acuerdo a los eventos fisiológicos y a las demandas de energía, cualquier
tipo de lípido (fosfolípido ó acilglicérido) se puede usar como fuente de energía y
los MUFA son empleados para el catabolismo en la etapa embrionaria. El
catabolismo de glóbulos de aceite con frecuencia se retrasa hasta últimas etapas
de desarrollo (Wiegand, 1996). Además, las diferencias significativas encontradas
32
en acilglicéridos en las proporciones de PUFA y HUFA de los desoves con
eclosión superior al 70% soportan que entre mayor sea la cantidad de ácidos
grasos de este tipo, mayor será el porcentaje de eclosión. Silversand et al. (1996)
observaron que durante y después del proceso de eclosión se requiere de mucha
energía, tal podría ser el caso de L. guttatus dado los resultados obtenidos en el
presente trabajo.
El tamaño del huevo se considera un criterio de calidad, bajo el supuesto que
refleja la cantidad de nutrientes almacenados, los cuales favorecen la
supervivencia de las larvas durante la fase de alimentación endógena (Einum &
Fleming, 1999, 2000). Emata (2003) y Boza-Abarca et al. (2008) mediante
desoves inducidos con hormonas obtuvieron huevos de L. guttatus de 0.80 mm y
0.85 mm de diámetro, respectivamente. Mientras que Santamaría-Miranda (2010)
e Ibarra-Castro & Alvarez-Lajonchère (2011) observaron en organismos
madurados en cautiverio, huevos en el orden de los 0.73 mm, siendo similar al
tamaño de los huevos obtenidos en el presente estudio (0.72-0.75 mm).
Se presentaron diferencias significativas del diámetro del huevo en 2012
siendo mayores en el primer período. Sin embargo, durante el período final de la
temporada de 2011 se observó que el tamaño de los huevos fue más grande. Es
importante mencionar que el lote de huevos obtenidos en un desove podía incluir
los huevos de más de una hembra dando como resultado la variabilidad
encontrada. De igual forma, se ha reportado que el tamaño del huevo es afectado
por factores como la talla y edad de las hembras, la duración de la temporada
reproductiva (Brooks et al., 1997; Coward & Bromage, 2000; Saillant et al., 2001;
Kamler, 2005), así como de las reservas energéticas de la hembra y del número
de desoves que ha tenido a lo largo de la temporada como se ha observado en
otras especies, Fundulus heteroclitus, Pagrus pagrus, Oncorhynchus mykiss y
Coregonus albula (Brooks et al., 1997; Mihelakakis et al., 2001; Kamler, 2005).
Por todo lo anterior, las valoraciones de calidad de los huevos se
complementan con otros factores, como el tamaño (volumen ó diámetro) del
glóbulo de aceite, considerando que el glóbulo de aceite está compuesto
33
principalmente por lípidos neutros ó triacilglicéridos (un glicerol unido a tres ácidos
grasos) con una alta proporción de MUFA que son usados preferentemente en el
metabolismo energético de la larva. Moguel-Hernández (2010) reporta volúmenes
del glóbulo de aceite entre 0.0008 – 0.0014 mm3 en huevos de organismos
silvestres y madurados en cautiverio de L. peru siendo menores a los obtenidos en
este trabajo para L. guttatus.
Este último criterio es empleado para establecer indicadores de calidad al
relacionarlo con el tamaño de huevos y de larvas, así como con el porcentaje de
eclosión y la supervivencia (Moguel-Hernández, 2010). En este estudio se observó
una relación positiva entre el volumen del glóbulo de aceite y el diámetro del
huevo. También se observó que en ambas temporadas en el segundo período el
tamaño del glóbulo de aceite fue significativamente menor. La disminución de su
tamaño representa una disminución en la reserva energética para las larvas, lo
cual podría comprometer su supervivencia llegado el momento de dar inicio a la
alimentación endógena.
La longitud de las larvas presentó el mismo patrón que el volumen del
glóbulo de aceite en el huevo. Las larvas de mayor longitud estuvieron al inicio de
las temporadas. Se ha reportado que los HUFA en fosfolípidos intervienen en el
crecimiento y supervivencia larval (Watanabe, 1993; Rainuzzo et al., 1997; Furuita
et al., 2007; Wold et al., 2007; Cahu et al., 2009). En este estudio, se encontraron
correlaciones positivas significativas entre la longitud de la larva y la proporción de
EPA en fosfolípidos y con ARA en acilglicéridos. Además las larvas durante la
temporada de 2012 presentaron mayores longitudes que en 2011 coincidiendo con
las mayores y significativas proporciones de ARA y EPA.
En acilglicéridos también se presentó una correlación positiva entre el EPA y
el volumen del vitelo. Rønnestad et al. (1998) y Sargent et al. (2002) indican que
los HUFA, incluyendo el EPA, son empleados de manera diferencial por algunas
especies para el desarrollo larvario. Sin embargo, no se puede concluir sobre el
uso diferencial del EPA en el desarrollo larvario de L. guttatus ya que los
34
muestreos incluyeron solamente la larva recién eclosionada sin seguir su posterior
desarrollo.
Se destaca que en términos generales las proporciones de ácidos grasos
fueron muy similares en ambas temporadas y las diferencias encontradas, en la
mayoría de los casos, explican las variaciones de los criterios evaluados para
determinar la calidad de los huevos de L. guttatus. En los peces, los HUFA (DHA,
EPA y ARA) en fosfolípidos están involucrados en la formación y función de la
membrana celular. Los niveles de estos ácidos grasos esenciales, e incluso los
MUFA, 18:1n-9, ácidos grasos saturados y 16:0, cuantificados en este estudio, son
similares a los reportados para Gadus morhua, Hippoglossus hippoglossus y
Clupea arengus (Wiegand, 1996).
Existe controversia en cuanto a los requerimientos de ARA. Por ejemplo, Bell
& Sargent (2003) observaron que niveles altos de ARA (2% de los ácidos grasos
totales) en fosfolípidos aseguran una calidad de los desoves buena en lo que
respecta a porcentajes de eclosión y de supervivencia. En el mismo sentido,
Fernández-Palacios et al. (1995) aseguran que, en Sparus aurata, los niveles
elevados de ARA mejoran la fertilización. En contraparte, Nguyen et al. (2012)
reportaron que altos contenidos de ARA (3.1 - 3.7%) encontrados en huevos de
Rachycentron canadum fueron relacionados con la disminución de la fecundidad
parcial y la producción de larvas. En este estudio, los niveles de ARA estuvieron
relativamente bajos en acilglicéridos (1.8% en 2011 y 2.1% en 2012) lo que
sugiere una deficiencia de este ácido graso en la dieta suministrada a los
reproductores. Estas diferencias indican que las necesidades dietéticas de ARA
pueden ser específicas de la especie y que un nivel adecuado de ARA en la dieta
de los reproductores es esencial para el desove y la calidad de huevos (Furuita et
al., 2003).
Sin embargo, Santamaría-Miranda (2010) reporta en desoves de L. guttatus
en cautiverio niveles de ARA entre 2.5 – 4.2% tanto en acilglicéridos como en
fosfolípidos. Desafortunadamente Santamaría-Miranda (2010) no relaciona estos
niveles de ARA con algún criterio de calidad, que permitiera compararlos con este
35
estudio. Generalmente, las deficiencias de ARA en la dieta tiene implicaciones
sobre el crecimiento y supervivencia de las larvas tal como se ha observado en
Paralichthys olivaceus. (Furuita et al., 1998; Furuita et al., 2003). En este trabajo la
variabilidad presentada en el volumen de los desoves, la proporción de huevos
viables y el porcentaje de eclosión podría ser un reflejo de esa deficiencia.
Se ha establecido que los huevos de las especies marinas presentan altas
proporciones de n-3 PUFA (Sargent, 1995; Dantagnan et al., 2007; Memon et al.,
2011) debido al papel que juegan estos ácidos grasos en el proceso de
osmoregulación (Tocher et al., 1995). DHA y EPA fueron los PUFA que
predominaron en la composición de los huevos de L. guttatus, lo cual puede
deberse en parte, a la dieta ofrecida a los reproductores durante ambas
temporadas (sardina, calamar y en 2011 adicionalmente se les suministró
langostilla). Pierce et al. (1969) y Van der Veen et al. (1971) reportaron que la
langostilla (Pleuroncodes planipes), contiene entre 12%-17% de EPA y 22%-28%
de DHA, mientras que Santamaría-Miranda (2010) indicó que el calamar cuenta
con 11.6% de EPA y 32.2% de DHA y la sardina con 22.3% de EPA y 33.2% de
DHA.
También se observó una mayor concentración de DHA en fosfolípidos que en
los acilglicéridos. Aunque no se siguió el desarrollo de las larvas después de la
eclosión, es posible pensar que estas altas concentraciones hubieran favorecido el
desarrollo. El DHA en fosfolípidos es el responsable de la formación de las
membranas y su presencia confiere buena estructura y funcionamiento, además
ha mostrado ser el ácido graso más importante en el crecimiento y el desarrollo
del sistema nervioso central, y en particular del cerebro, ojos y órganos
reproductivos (Wiegand, 1996).
Durante la temporada del 2012 los niveles de EPA fueron significativamente
superiores que en 2011, tanto en acilglicéridos como en fosfolípidos, lo que puede
ser reflejo de haber proporcionado mayores cantidades de sardina a los
reproductores. El EPA es importante para una salud cardiovascular y juegan un
papel esencial en ciertas respuestas inmunológicas (Watanabe et al., 1989; Bell et
36
al., 1995; Benítez-Santana et al., 2014). Fernández-Palacios et al. (1995)
observaron que el incremento de contenido de EPA en la dieta de los
reproductores de S. aurata afecta negativamente la fecundidad relativa. Es posible
que en este estudio, ocurriera lo contrario, dado que los volumenes de los desoves
de 2012 fueron mayores que en 2011.
Diversos autores han reportado que bajos y altos niveles de n-3 HUFA en la
dieta de los reproductores tiene efectos negativos en la producción y calidad de
los desoves lo que se ha observado en especies como Chrysophrys major (0.5%
n-3 HUFA), S. aurata (1.6% n-3 HUFA), P. olivaceus (0.8% n-3 HUFA) y
Scophthalmus maximus (0.8% n-3 HUFA) (Watanabe et al., 1984a; Fernández-
Palacios et al., 1995; Lavens et al., 1999; Furuita et al., 2000; Furuita et al., 2002).
Estas variaciones en las cantidades de n- 3 HUFA requeridos en las dietas para
reproductores demuestran que pueden variar según la especie. Sin embargo, se
concluyó que el nivel óptimo de n-3 HUFA en la dieta debe estar entre 11–20% del
total de ácidos grasos, independientemente de la especie (Furuita et al., 2002).
Por consiguiente, dada la importancia de los n-3 HUFA sobre la calidad de
los desoves, las correlaciones positivas significativas establecidas entre el EPA y
el volumen del vitelo, el volumen del glóbulo de aceite a la eclosión y la longitud de
la larva confirman que L. guttatus no sólo requiere de DHA para su normal
crecimiento y desarrollo larval. Aunque las relaciones DHA/EPA y ARA/EPA son
igualmente importantes, porque revelan el balance entre ellos para definir la
calidad de los desoves, se ha sugerido no establecer comparaciones entre
estudios ya que son específicos de la especie, debido a que sus proporciones
dependerán del ambiente y las condiciones en las que se desarrollan (Bell &
Sargent, 2003).
L. guttatus, es un desovador parcial y presenta desarrollo ovárico
asincrónico. En este estudio se observaron disminuciones significativas del
volumen de los desoves, el porcentaje de eclosión, diámetro del huevo, volumen
del glóbulo de aceite y la longitud total de la larva a lo largo de las temporadas
reproductivas. En otras especies también se ha observado una disminución en
37
algunos de los criterios de calidad (e.g. R. canadum) y lo relacionan con la
reducción en la actividad alimenticia de los reproductores durante la temporada de
desoves, lo que produce un agotamiento de las reservas de energía de las
hembras (Evans et al., 1996; Lavens et al., 1999; Nguyen et al., 2012).
Las fluctuaciones encontradas en el presente trabajo, tanto en las
características reproductivas como en los criterios de calidad y en las proporciones
de los ácidos grasos sugieren que las condiciones del cultivo presentan un efecto
sobre el desempeño reproductivo y la calidad de los desoves de L guttatus. De
acuerdo a esto y dado que al inicio de las temporadas se presentaron los mejores
resultados se ha identificado como el mejor período para asegurar el éxito del
cultivo.
7. CONCLUSIONES
La temporada reproductiva de L. guttatus bajo condiciones de cautiverio
ocurre de mayo a noviembre, con dos períodos de desoves, divididos por
una pausa de 18 días aproximadamente.
El porcentaje de eclosión resultó ser un criterio de calidad de las larvas de
L. guttatus, dado que se presentaron correlaciones entre este y algunos de
los criterios de calidad morfométricos.
El mejor desempeño reproductivo y calidad de los desoves de L. guttatus
tuvo lugar al inicio cada temporada reproductiva.
Las proporciones de los ácidos grasos MUFA, PUFA y HUFA permitieron
explicar en gran medida, las variaciones encontradas en las características
reproductivas y en los criterios de calidad de los desoves de L. guttatus.
38
La tendencia a disminuir al final de la temporada reproductiva de los
diferentes criterios: volúmenes de los desoves, el porcentaje de eclosión, el
diámetro del huevo, el volumen del glóbulo de aceite y la longitud de la larva
vitelina pueden ser reflejo del desgaste o agotamiento reproductivo de L.
guttatus dada su condición de desovador parcial. Sin embargo, se requiere
incorporar otro tipo de indicadores que permitan evaluar la condición física
de los reproductores al final de la temporada reproductiva.
39
8. RECOMENDACIONES
Los resultados obtenidos en el presente trabajo permiten hacer las siguientes
sugerencias para futuros estudios relacionados con el desempeño reproductivo y
la calidad de los desoves de L. guttatus.
Considerar el efecto de la salinidad sobre la calidad de los huevos debido a
que este factor influye sobre el tamaño.
Evaluar la cantidad y la proporción de alimento que se suministra a los
reproductores.
Complementar el estudio con la composición de ácidos grasos de los
alimentos que se ofrecen durante la temporada a los reproductores para
comprobar el efecto sobre la calidad de los desoves.
Ampliar el número de muestra para análisis de ácidos grasos, cuando se
desee comparar proporciones entre períodos.
Considerar la incorporación de suplementos alimenticios como ARA y
vitaminas C y E a la dieta de los reproductores y evaluar el efecto sobre la
calidad de los desoves con respecto al porcentaje de eclosión y
supervivencia larvaria hasta la absorción del vitelo.
Incorporar análisis genéticos para dilucidar aspectos como el número de
hembras que desovan durante un evento reproductivo, evitar situaciones de
parentesco entre progenitores, etc.
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Zakeri, M., P. Kochanian, J.G. Marammazi, V. Yavari, A. Savari & M. Haghi. 2011.
Effects of dietary n-3 HUFA concentrations on spawning performance and
fatty acids composition of broodstock, eggs and larvae in yellowfin sea
bream, Acanthopagrus latus. Aquaculture, 310(3), 388-394.
53
ANEXOS
Anexo 1. Ácidos grasos acilglicéridos (porcentaje del total de ácidos grasos) en huevos de L. guttatus en cautiverio durante las temporadas reproductivas de 2011 (n=21) y 2012 (n=32).
Ácido Graso 2011
Promedio ± error est
2012
Promedio ± error est P
14:0 2.05 ± 0.08 1.78 ± 0.07 0.035 15:0 0.31 ± 0.01 0.25 ± 0.01 0.000
16:0 19.84 ± 0.40 16.90 ± 0.33 0.000*
17:0 0.52 ± 0.01 0.44 ± 0.01 0.001
18:0 6.25 ± 0.34 7.49 ± 0.28 0.003
20:0 0.40 ± 0.04 0.44 ± 0.03 0.467
22:0 0.09 ± 0.01 0.11 ± 0.01 0.611
14:1n-8 0.02 ± 0.01 0.01 ± 0.00 0.185
16:1n-9 0.81 ± 0.04 1.01 ± 0.03 0.000
16:1n-7 2.72 ± 0.10 3.42 ± 0.08 0.000
18:1n-9 15.42 ± 0.66 17.06 ± 0.54 0.167
18:1n-7 3.67 ± 0.10 3.57 ± 0.08 0.203
18:1n-5 0.40 ± 0.06 0.16 ± 0.05 0.001
20:1n-11 0.09 ± 0.02 0.04 ± 0.02 0.144
20:1n-9 1.10 ± 0.05 0.94 ± 0.04 0.023*
20:1n-7 0.25 ± 0.06 0.18 ± 0.05 0.079
24:1n-9 2.72 ± 0.17 3.00 ± 0.14 0.066
18:2n-6 1.48 ± 0.09 1.37 ± 0.08 0.127
18:3n-6 0.33 ± 0.05 0.23 ± 0.04 0.757
18:3n-3 1.24 ± 0.10 0.77 ± 0.08 0.000
18:4n-3 0.67 ± 0.05 0.58 ± 0.04 0.244
20:2n-6 0.30 ± 0.02 0.23 ± 0.02 0.000
20:3n-6 0.19 ± 0.03 0.14 ± 0.02 0.308
20:3n-3 0.57 ± 0.07 0.25 ± 0.05 0.000
20:4n-6 (ARA) 1.85 ± 0.11 2.10 ± 0.09 0.000
20:5n-3 (EPA) 6.56 ± 0.24 7.58 ± 0.20 0.002*
21:4n-6 0.10 ± 0.05 0.39 ± 0.04 0.001
22:4n-6 0.36 ± 0.10 0.19 ± 0.08 0.942
22:5n-6 0.11 ± 0.04 0.02 ± 0.03 0.102
22:5n-3 2.12 ± 0.10 1.97 ± 0.08 0.060
22:6n-3 (DHA) 26.54 ± 0.61 26.73 ± 0.50 0.985
∑ SAT 29.41 ± 0.56 27.39 ± 0.45 0.003
∑ MUFA 27.50 ± 0.67 29.47 ± 0.55 0.066
∑ PUFA 42.43 ± 0.75 45.60 ± 0.61 0.689
∑ HUFA 38.31 ± 0.74 39.56 ± 0.60 0.136
n-3/n-6 8.77 ± 0.37 8.17 ± 0.30 0.216
DHA/EPA 4.10 ± 0.11 3.60 ± 0.09 0.000
ARA/EPA 0.28 ± 0.02 0.28 ± 0.01 0.960*
P: nivel de significancia (P<0.05), * prueba paramétrica.
54
Anexo 2. Ácidos grasos fosfolípidos (porcentaje del total de ácidos grasos) en huevos de L. guttatus en cautiverio durante las temporadas reproductivas de 2011 (n=21) y 2012 (n=32).
Ácido Graso 2011 2012
P Promedio ± error est Promedio ± error est
14:0 0.80 ± 0.11 0.88 ± 0.09 0.506
15:0 0.35 ± 0.01 0.32 ± 0.01 0.005
16:0 24.58 ± 0.36 22.08 ± 0.29 0.000*
17:0 0.73 ± 0.02 0.67 ± 0.02 0.024
18:0 9.20 ± 0.26 9.98 ± 0.21 0.025 20:0 0.22 ± 0.02 0.17 ± 0.02 0.005
22:0 0.14 ± 0.02 0.04 ± 0.02 0.000
14:1n-8 0.03 ± 0.01 0.04 ± 0.00 0.158
15:1n-8 0.19 ± 0.02 0.16 ± 0.01 0.164
16:1n-9 0.51 ± 0.03 0.60 ± 0.02 0.003
16:1n-7 0.94 ± 0.03 1.18 ± 0.03 0.000
16:1n-5 0.34 ± 0.03 0.30 ± 0.03 0.617
18:1n-9 10.82 ± 0.41 10.33 ± 0.33 0.187
18:1n-7 1.77 ± 0.07 1.61 ± 0.05 0.031
18:1n-5 0.13 ± 0.05 0.09 ± 0.04 0.636
20:1n-9 0.46 ± 0.02 0.37 ± 0.01 0.010*
20:1n-11 0.08 ± 0.01 0.09 ± 0.01 0.467
20:1n-7 0.17 ± 0.04 0.09 ± 0.03 0.010
24:1n-9 0.18 ± 0.02 0.12 ± 0.01 0.010
18:2n-6 0.58 ± 0.07 0.71 ± 005 0.368
18:3n-6 0.16 ± 0.01 0.15 ± 0.01 0.935
18:3n-3 0.35 ± 0.05 0.28 ± 0.04 0.194
18:4n-3 0.13 ± 0.01 0.12 ± 0.01 0.617
20:2n-6 0.18 ± 0.01 0.16 ± 0.01 0.004
20:3n-6 0.13 ± 0.01 0.14 ± 0.01 0.877
20:3n-3 0.20 ± 0.01 0.10 ± 0.01 0.000
20:4n-6 (ARA) 3.20 ± 0.08 3.48 ± 0.07 0.005
20:5n-3 (EPA) 9.60 ± 0.28 11.17 ± 0.23 0.000*
21:4n-6 0.18 ± 0.02 0.19 ± 0.02 0.530
22:4n-6 0.19 ± 0.02 0.17 ± 0.02 0.723
22:5n-3 9.60 ± 0.28 11.18 ± 0.23 0.579
22:6n-3 (DHA) 31.90 ± 0.76 31.97 ± 0.61 0.408
∑ SAT 36.08 ± 0.57 34.19 ± 0.46 0.000
∑ MUFA 15.67 ± 0.44 15.18 ± 0.36 0.279
∑ PUFA 48.19 ± 0.83 50.63 ± 0.68 0.001
∑ HUFA 46.57 ± 0.89 49.08 ± 0.72 0.001
n-3/n-6 9.32 ± 0.34 8.28 ± 0.28 0.034
DHA/EPA 0.91 ± 0.02 0.91 ± 0.02 0.408
ARA/EPA 0.33 ± 0.01 0.32 ± 0.01 0.204*
P: nivel de significancia (P<0.05), * prueba paramétrica.
55
Anexo 3. Ácidos grasos acilglicéridos (porcentaje del total de ácidos grasos) en huevos de L. guttatus en cautiverio durante 2011.
Ác. Graso
2011 P
Período
1 214:0 1.90 ± 0.21 2.09 ± 0.10 0.788 15:0 0.32 ± 0.03 0.31 ± 0.01 0.858
16:0 18.65 ± 1.24 20.13 ± 0.60 0.300*
17:0 0.48 ± 0.04 0.53 ± 0.02 0.473
18:0 6.72 ± 1.15 6.14 ± 0.56 0.858
20:0 0.50 ± 0.08 0.38 ± 0.04 1.000
22:0 0.07 ± 0.02 0.09 ± 0.01 0.179
14:1n-8 0.02 ± 0.02 0.02 ± 0.01 0.477
16:1n-9 0.73 ± 0.07 0.83 ± 0.03 0.210
16:1n-7 2.51 ± 0.21 2.77 ± 0.10 0.420
18:1n-9 15.33 ± 2.14 15.45 ± 1.04 0.928
18:1n-7 3.56 ± 0.26 3.69 ± 0.13 0.788
18:1n-5 0.45 ± 0.20 0.39 ± 0.10 0.720
20:1n-11 0.02 ± 0.07 0.10 ± 0.03 0.200
20:1n-9 1.07 ± 0.12 1.01 ± 0.06 0.816*
20:1n-7 0.68 ± 0.21 0.15 ± 0.10 0.324
22:1n-11 0.65 ± 0.30 0.00 ± 0.12 0.039
24:1n-9 2.07 ± 0.30 2.87 ± 0.12 0.060
18:2n-6 1.60 ± 0.17 1.45 ± 0.08 0.720
18:3n-6 0.63 ± 0.17 0.25 ± 0.08 0.929
18:3n-3 1.77 ± 0.31 1.11 ± 0.15 0.210
18:4n-3 0.95 ± 0.14 0.60 ± 0.07 0.073
20:2n-6 0.45 ± 0.08 0.27 ± 0.04 0.929
20:3n-6 0.35 ± 0.10 0.16 ± 0.05 1.000
20:3n-3 0.94 ± 0.23 0.49 ± 0.11 1.000
20:4n-6 (ARA) 2.51 ± 0.31 1.69 ± 0.15 0.370
20:5n-3 (EPA) 6.02 ± 0.41 6.70 ± 0.20 0.160*
21:4n-6 0.04 ± 0.09 0.11 ± 0.04 0.782
22:4n-6 1.04 ± 0.35 0.20 ± 0.17 0.420
22:5n-6 0.34 ± 0.12 0.06 ± 0.06 0.356
22:5n-3 2.52 ± 0.29 2.03 ± 0.14 0.324
22:6n-3 (DHA) 23.79 ± 1.47 27.19 ± 0.71 0.039
∑ SAT 28.63 ± 1.68 29.67 ± 0.81 0.654
∑ MUFA 27.77 ± 1.87 27.44 ± 0.91 0.858
∑ PUFA 42.97 ± 1.83 42.30 ± 0.89 0.591
∑ HUFA 37.22 ± 1.65 33.76 ± 38.57 0.370
n-3/n-6 6.45 ± 1.00 9.32 ± 0.48 0.089
DHA/EPA 4.10 ± 0.29 4.09 ± 0.14 0.244
ARA/EPA 0.40 ± 0.04 0.25 ± 0.02 0.021*
P: nivel de significancia (P<0.05), * prueba paramétrica. Los datos representan promedio ± error estándar
56
Anexo 4. Ácidos grasos acilglicéridos (porcentaje del total de ácidos grasos) en huevos de L. guttatus en cautiverio durante 2012.
Ác. Grasos 2012
P Períodos 1 2
14:0 1.76 ± 0.07 1.81 ± 0.10 0.258
15:0 0.25 ± 0.01 0.24 ± 0.01 0.827
16:0 16.49 ± 0.26 17.65 ± 0.36 0.014*
17:0 0.47 ± 0.01 0.40 ± 0.02 0.008
18:0 7.52 ± 0.20 7.43 ± 0.28 0.706
20:0 0.42 ± 0.05 0.47 ± 0.06 0.796
22:0 0.12 ± 0.02 0.08 ± 0.02 0.060
14:1n-8 0.01 ± 0.00 0.01 ± 0.01 0.855
16:1n-9 1.08 ± 0.04 0.88 ± 0.05 0.002
16:1n-7 3.57 ± 0.10 3.13 ± 0.14 0.027
18:1n-9 17.52 ± 0.42 16.20 ± 0.58 0.054
18:1n-7 3.67 ± 0.09 3.37 ± 0.12 0.071
18:1n-5 0.18 ± 0.03 0.11 ± 0.04 0.150
20:1n-11 0.05 ± 0.02 0.02 ± 0.02 0.282
20:1n-9 0.93 ± 0.05 0.97 ± 0.07 0.661*
20:1n-7 0.21 ± 0.02 0.12 ± 0.03 0.007
22:1n-11 0.01 ± 0.02 0.09 ± 0.03 0.022
24:1n-9 3.00 ± 0.20 2.97 ± 0.27 0.439
18:2n-6 1.16 ± 0.08 1.77 ± 0.11 0.000
18:3n-6 0.27 ± 0.01 0.24 ± 0.02 0.293
18:3n-3 0.71 ± 0.05 0.88 ± 0.07 0.013
18:4n-3 0.57 ± 0.03 0.60 ± 0.05 0.512
20:2n-6 0.24 ± 0.01 0.22 ± 0.01 0.065
20:3n-6 0.14 ± 0.01 0.14 ± 0.01 0.565
20:3n-3 0.28 ± 0.02 0.20 ± 0.03 0.034
20:4n-6 (ARA) 2.09 ± 0.06 2.13 ± 0.09 0.827
20:5n-3 (EPA) 7.65 ± 0.28 7.43 ± 0.38 0.642*
21:4n-6 0.36 ± 0.05 0.45 ± 0.08 0.461
22:4n-6 0.17 ± 0.01 0.22 ± 0.01 0.001
22:5n-6 0.02 ± 0.01 0.02 ± 0.01 0.681
22:5n-3 1.86 ± 0.07 2.19 ± 0.10 0.004
22:6n-3 (DHA) 26.57 ± 0.56 27.04 ± 0.78 0.706
∑ SAT 27.03 ± 0.42 28.08 ± 0.58 0.077
∑ MUFA 30.29 ± 0.53 27.91 ± 0.74 0.013
∑ PUFA 42.09 ± 0.73 43.53 ± 1.01 0.312
∑ HUFA 39.30 ± 0.77 44.08 ± 1.06 0.513
n-3/n-6 8.55 ± 0.25 7.44 ± 0.34 0.015
DHA/EPA 3.55 ± 0.10 3.67 ± 0.14 0.766
ARA/EPA 0.28 ± 0.01 0.29 ± 0.02 0.680*
P: nivel de significancia (P<0.05), * prueba paramétrica. Los datos representan promedio ± error estándar
57
Anexo 5. Ácidos grasos fosfolípidos (porcentaje del total de ácidos grasos) en huevos de L. guttatus en cautiverio durante la temporada reproductiva de 2011.
Ác. Grasos
2011 P
Períodos
1 214:0 0.80 ± 0.07 0.79 ± 0.03 0.928 15:0 0.37 ± 0.02 0.34 ± 0.01 0.324
16:0 25.58 ± 0.87 24.34 ± 0.42 0.215*
17:0 0.76 ± 0.03 0.72 ± 0.02 0.474
18:0 9.02 ± 0.39 9,24 ± 0.20 0.474
20:0 0.34 ± 0.06 0.19 ± 0.03 0.858
22:0 0.27 ± 0.08 0.10 ± 0.04 0.244
15:1n-8 0.24 ± 0.04 0.17 ± 0.02 0.788
16:1n-9 0.51 ± 0.08 0.50 ± 0.04 0.324
16:1n-7 0.94 ± 0.04 0.94 ± 0.02 0.788
16:1n-5 0.62 ± 0.07 0.27 ± 0.03 0.002
18:1n-9 11.74 ± 0.39 10.60 ± 0.20 0.015
18:1n-7 1.79 ± 0.07 1.76 ± 0.03 0.720
18:1n-5 0.17 ± 0.14 0.12 ± 0.07 0.636
20:1n-11 0.08 ± 0.04 0.09 ± 0.02 1.000
20:1n-9 0.37 ± 0.04 0.48 ± 0.02 0.036*
20:1n-7 0.19 ± 0.14 0.17 ± 0.07 0.210
24:1n-9 0.30 ± 0.06 0.15 ± 0.03 0.128
18:2n-6 0.63 ± 0.05 0.57 ± 0.02 0.370
18:3n-3 0.45 ± 0.15 0.33 ± 0.07 0.591
18:4n-3 0.16 ± 0.02 0.12 ± 0.01 0.050
20:2n-6 0.20 ± 0.02 0.18 ± 0.01 0.282
20:3n-6 0.16 ± 0.07 0.13 ± 0.02 0.858
20:3n-3 0.15 ± 0.03 0.21 ± 0.02 0.324
20:4n-6 (ARA) 2.89 ± 0.11 3.27 ± 0.05 0.020
20:5n-3 (EPA) 8.80 ± 0.43 9.78 ± 0.21 0.534*
21:4n-6 0.31 ± 0.06 0.13 ± 0.03 0.050
22.4n-6 0.30 ± 0.05 0.16 ± 0.02 0.037
22:5n-3 1.27 ± 0.08 1.34 ± 0.04 0.474
22:6n-3 (DHA) 29.76 ± 1.08 32.40 ± 0.52 0.282
∑ SAT 37.28 ± 1.02 35.80 ± 0.49 0.370
∑ MUFA 17.26 ± 0.58 15.30 ± 0.28 0.032
∑ PUFA 45.24 ± 1.29 48.88 ± 0.63 0.060
∑ HUFA 43.50 ± 1.32 47.30 ± 0.64 0.070
n-3/n-6 8.86 ± 0.48 9.43 ± 0.23 0.856
DHA/EPA 0.85 ± 0.03 0.93 ± 0.01 0.282
ARA/EPA 0.33 ± 0.01 0.34 ± 0.01 0.714*
P: nivel de significancia (P<0.05), * prueba paramétrica. Los datos representan promedio ± error estándar
58
Anexo 6. Ácidos grasos fosfolípidos (porcentaje del total de ácidos grasos) en huevos de L. guttatus en cautiverio durante la temporada reproductiva de 2012.
Ác. Grasos
2012 P
Períodos
1 214:0 0.77 ± 0.13 1.10 ± 0.18 0.028 15:0 0.31 ± 0.01 0.33 ± 0.02 0.858
16:0 21.41 ± 0.28 23.35 ± 0.39 0.000*
17:0 0.71 ± 0.02 0.60 ± 0.03 0.002
18:0 9.90 ± 0.31 10.14 ± 0.43 0.394
20:0 0.17 ± 0.01 0.17 ± 0.01 0.889
22:0 0.04 ± 0.01 0.03 ± 0.01 0.346
15:1n-8 0.16 ± 0.02 0.16 ± 0.02 0.706
16:1n-9 0.63 ± 0.02 0.51 ± 0.03 0.001
16:1n-7 1.23 ± 0.04 1.08 ± 0.05 0.013
16:1n-5 0.31 ± 0.03 0.28 ± 0.04 0.226
18:1n-9 10.37 ± 0.51 10.26 ± 0.71 0.077
18:1n-7 1.66 ± 0.08 1.53 ± 0.11 0.022
20:1n-11 0.02 ± 0.00 0.01 ± 0.00 0.513
20:1n-9 0.38 ± 0.02 0.37 ± 0.02 0.894*
20:1n-7 0.08 ± 0.01 0.09 ± 0.00 0.796
24:1n-9 0.10 ± 0.01 0.13 ± 0.01 0.065
18:2n-6 0.60 ± 0.08 0.93 ± 0.11 0.003
18:3n-6 0.15 ± 0.00 0.16 ± 0.01 0.950
18:3n-3 0.29 ± 0.05 0.26 ± 0.07 0.984
18:4n-3 0.12 ± 0.00 0.12 ± 0.01 0.706
20:2n-6 0.15 ± 0.01 0.18 ± 0.01 0.060
20:3n-6 0.13 ± 0.01 0.16 ± 0.01 0.033
20:3n-3 0.11 ± 0.01 0.09 ± 0.01 0.041
20:4n-6 (ARA) 3.46 ± 0.10 3.53 ± 0.13 0.171
20:5n-3 (EPA) 11.53 ± 0.31 10.94 ± 0.43 0.600*
21:4n-6 0.17 ± 0.02 0.21 ± 0.03 0.393
22.4n-6 0.16 ± 0.01 0.20 ± 0.02 0.015
22:5n-6 0.57 ± 0.06 0.70 ± 0.09 0.984
22:5n-3 1.35 ± 0.09 1.38 ± 0.12 0.620
22:6n-3 (DHA) 32.49 ± 0.88 30.97 ± 1.22 0.092
∑ SAT 33.36 ± 0.59 35.77 ± 0.82 0.007
∑ MUFA 15.35 ± 0.52 14.86 ± 0.72 0.031
∑ PUFA 51.30 ± 0.93 49.36 ± 1.29 0.065
∑ HUFA 49.85 ± 1.00 47.60 ± 1.39 0.007
n-3/n-6 8.80 ± 0.38 7.27 ± 0.52 0.013
DHA/EPA 0.93 ± 0.02 0.88 ± 0.03 0.092
ARA/EPA 0.31 ± 0.01 0.34 ± 0.02 0.112*
P: nivel de significancia (P<0.05), * prueba paramétrica. Los datos representan promedio ± error estándar
59
Anexo 7. Ácidos grasos acilglicéridos (porcentaje del total de ácidos grasos) relacionados con la proporción de huevos viables de L. guttatus obtenidos durante las temporadas reproductivas de 2011 y 2012.
Ác. Grasos
Huevos viables por
Volumen desove
Huevos viables por
Volumen desove P
<50 % (n= 9) >50 % (n= 44)
14:0 1.82 ± 0.13 1.90 ± 0.06 0.78
16:0 17.63 ± 0.79 18.15 ± 0.36 0.55*
18:0 7.18 ± 0.56 6.96 ± 0.25 0.94
20:0 0.40 ± 0.06 0.43 ± 0.03 0.78
22:0 0.09 ± 0.02 0.10 ± 0.01 0.51
14:1n-8 0.01 ± 0.01 0.02 ± 0.00 0.95
16:1n-9 1.00 ± 0.06 0.92 ± 0.03 0.25
16:1n-7 3.35 ± 0.19 3.10 ± 0.09 0.46
18:1n-9 17.57 ± 1.03 16.18 ± 0.47 0.25
18:1n-7 3.63 ± 0.15 3.60 ± 0.07 0.83
18:2n-6 1.60 ± 0.14 1.37 ± 0.06 0.41
18:3n-6 0.27 ± 0.08 0.29 ± 0.03 0.69
18:3n-3 0.84 ± 0.17 0.97 ± 0.08 0.81
18:4n-3 0.60 ± 0.08 0.62 ± 0.03 0.70
20:2n-6 0.23 ± 0.04 0.30 ± 0.02 0.11
20:3n-6 0.14 ± 0.05 0.17 ± 0.02 0.81
20:3n-3 0.25 ± 0.11 0.40 ± 0.05 0.06
20:4n-6 (ARA) 1.94 ± 0.17 2.02 ± 0.07 0.62
20:5n-3 (EPA) 7.17 ± 0.41 7.18 ± 0.18 0.99*
22:4n-6 0.19 ± 0.16 0.27 ± 0.07 0.49
22:5n-6 0.01 ± 0.06 0.07 ± 0.02 0.16
22:5n-3 1.96 ± 0.16 2.05 ± 0.07 0.43
22:6n-3 (DHA) 26.21 ± 0.93 26.75 ± 0.42 0.57
∑ SAT 27.84 ± 0.92 28.29 ± 0.42 0.81
∑ MUFA 29.97 ± 1.06 28.45 ± 0.48 0.35
∑ PUFA 41.76 ± 1.15 42.68 ± 0.52 0.65
∑ HUFA 38.42 ± 1.15 39.20 ± 0.52 0.65
n-3/n-6 7.94 ± 0.57 8.50 ± 0.26 0.43
DHA/EPA 3.72 ± 0.19 3.80 ± 0.09 0.67
ARA/EPA 0.28 ± 0.02 0.28 ± 0.01 0.76*
P: nivel de significancia (P<0.05), * prueba paramétrica. Los datos representan promedio ± error estándar
60
Anexo 8. Ácidos grasos fosfolípidos (porcentaje del total de ácidos grasos) relacionados con la proporción de huevos viables de L. guttatus obtenidos durante las temporadas reproductivas de 2011 y 2012.
Ác. Grasos
Huevos viables por
Volumen desove
Huevos viables por
Volumen desove P
<50 % (n= 9) >50 % (n= 44)
14:0 1.23 ± 0.15 0.77 ± 0.07 0.62*
15:0 0.34 ± 0.02 0.33 ± 0.01 0.89*
16:0 22.79 ± 0.70 23.13 ± 0.31 0.66
17:0 0.68 ± 0.03 0.70 ± 0.01 0.78*
18:0 9.94 ± 0.42 9.70 ± 0.19 0.83*
20:0 0.19 ± 0.03 0.19 ± 0.01 0.77*
22:0 0.05 ± 0.04 0.08 ± 0.02 0.83*
15:1n-8 0.18 ± 0.03 0.17 ± 0.01 0.86*
16:1n-9 0.56 ± 0.05 0.55 ± 0.02 0.92*
16:1n-7 1.13 ± 0.06 1.07 ± 0.03 0.13*
16:1n-5 0.33 ± 0.05 0.31 ± 0.02 0.89*
18:1n-9 11.03 ± 0.63 10.42 ± 0.28 0.91*
18:1n-7 1.64 ± 0.10 1.68 ± 0.05 0.39*
20:1n-9 0.41 ± 0.03 0.41 ± 0.01 0.95
20:1n-7 0.08 ± 0.06 0.13 ± 0.03 0.11*
24:1n-9 0.13 ± 0.03 0.14 ± 0.01 0.94*
18:2n-6 0.94 ± 0.10 0.60 ± 0.04 0.06*
18:3n-6 0.16 ± 0.01 0.16 ± 0.01 0.48*
18:3n-3 0.29 ± 0.08 0.31 ± 0.04 0.15*
18:4n-3 0.12 ± 0.01 0.12 ± 0.00 0.76*
20:2n-6 0.17 ± 0.01 0.17 ± 0.00 0.94*
20:3n-6 0.14 ± 0.02 0.14 ± 0.01 0.59*
20:3n-3 0.12 ± 0.02 0.15 ± 0.01 0.46*
20:4n-6 (ARA) 3.33 ± 0.13 3.38 ± 0.06 0.91*
20:5n-3 (EPA) 10.26 ± 0.50 10.61 ± 0.23 0.53
21:4n-6 0.20 ± 0.04 0.18 ± 0.02 0.42*
22:4n-6 0.17 ± 0.03 0.18 ± 0.01 0.96*
22:5n-3 1.18 ± 0.10 1.38 ± 0.05 0.43*
22:6n-3 (DHA) 31.12 ± 1.15 32.11 ± 0.52 0.51*
∑ SAT 35.27 ± 0.92 34.87 ± 0.42 0.77*
∑ MUFA 15.97 ± 0.67 15.25 ± 0.30 0.64*
∑ PUFA 48.75 ± 1.33 49.85 ± 0.60 0.91*
∑ HUFA 46.93 ± 1.42 48.32 ± 0.64 0.81*
n-3/n-6 7.84 ± 0.53 8.86 ± 0.24 0.13*
DHA/EPA 0.89 ± 0.03 0.92 ± 0.01 0.51*
ARA/EPA 0.33 ± 0.02 0.32 ± 0.01 0.66
P: nivel de significancia (P<0.05), * prueba paramétrica. Los datos representan promedio ± error estándar
61
Anexo 9. Ácidos grasos acilglicéridos (porcentaje del total de ácidos grasos) comparado con los porcentajes de eclosión obtenidos durante las temporadas reproductivas de 2011 y 2012 de L. guttatus.
Ác. Grasos Eclosión <70% Eclosión >70%
P (n= 40) (n= 13)
14:0 1.92 ± 0.06 1.78 ± 0.11 0.17
15:0 0.27 ± 0.01 0.27 ± 0.01 0.72
16:0 18.10 ± 0.37 17.93 ± 0.66 0.82*
17:0 0.48 ± 0.01 0.45 ± 0.02 0.12
18:0 6.94 ± 0.27 7.20 ± 0.47 0.87
20:0 0.42 ± 0.03 0.43 ± 0.05 0.85
22:0 0.11 ± 0.01 0.08 ± 0.02 0.09
14:1n-8 0.01 ± 0.00 0.02 ± 0.01 0.91
16:1n-9 0.96 ± 0.03 0.84 ± 0.05 0.06
16:1n-7 3.25 ± 0.09 2.79 ± 0.15 0.03
18:1n-9 17.24 ± 0.44 13.86 ± 0.80 0.00
18:1n-7 3.71 ± 0.07 3.30 ± 0.12 0.01
18:1n-5 0.25 ± 0.05 0.26 ± 0.08 0.54
20:1n-9 0.98 ± 0.04 1.07 ± 0.07 0.27*
20:1n-7 0.18 ± 0.05 0.30 ± 0.08 0.33
22:1n-11 0.02 ± 0.06 0.23 ± 0.10 0.12
24:1n-9 2.89 ± 0.13 2.85 ± 0.22 0.85
18:2n-6 1.42 ± 0.07 1.39 ± 0.12 0.93
18:3n-6 0.26 ± 0.04 0.37 ± 0.06 0.85
18:3n-3 0.93 ± 0.08 1.03 ± 0.14 0.55
18:4n-3 0.62 ± 0.04 0.60 ± 0.06 0.17
20:2n-6 0.24 ± 0.02 0.32 ± 0.03 0.22
20:3n-6 0.17 ± 0.02 0.12 ± 0.04 0.12
20:3n-3 0.32 ± 0.05 0.56 ± 0.09 0.13
20:4n-6 (ARA) 1.91 ± 0.08 2.28 ± 0.13 0.10
20:5n-3 (EPA) 7.03 ± 0.19 7.62 ± 0.33 0.13*
22:4n-6 0.18 ± 0.07 0.48 ± 0.13 0.05
22:5n-6 0.04 ± 0.03 0.11 ± 0.05 0.75
22:5n-3 2.02 ± 0.07 2.05 ± 0.13 0.55
22:6n-3 (DHA) 26.13 ± 0.42 28.29 ± 0.73 0.01
∑ SAT 28.24 ± 0.44 28.14 ± 0.77 0.51
∑ MUFA 29.62 ± 0.44 25.83 ± 0.77 0.00
∑ PUFA 41.60 ± 0.48 45.41 ± 0.84 0.00
∑ HUFA 38.24 ± 0.49 41.62 ± 0.87 0.00
n-3/n-6 8.34 ± 0.27 8.61 ± 0.48 0.44
DHA/EPA 3.80 ± 0.09 3.76 ± 0.16 0.53
ARA/EPA 0.28 ± 0.01 0.30 ± 0.02 0.31*
P: nivel de significancia (P<0.05), * prueba paramétrica. Los datos representan promedio ± error estándar
62
Anexo 10. Ácidos grasos fosfolípidos (porcentaje del total de ácidos grasos) comparado con los porcentajes de eclosión obtenidos durante las temporadas reproductivas de 2011 y 2012 de L. guttatus.
Ác. Grasos Eclosión <70% Eclosión >70%
P (n= 40) (n= 13)
14:0 0.78 ± 0.07 1.05 ± 0.13 0.07*
15:0 0.32 ± 0.01 0.35 ± 0.01 0.07*
16:0 22.91 ± 0.32 23.58 ± 0.57 0.31
17:0 0.69 ± 0.01 0.70 ± 0.03 0.90*
18:0 9.80 ± 0.20 9.28 ± 0.34 0.14*
20:0 0.20 ± 0.01 0.16 ± 0.03 0.04*
22:0 0.08 ± 0.02 0.07 ± 0.03 0.88*
15:1n-8 0.18 ± 0.01 0.15 ± 0.02 0.31*
16:1n-9 0.54 ± 0.32 0.59 ± 0.04 0.58*
16:1n-7 1.10 ± 0.03 1.02 ± 0.05 0.11*
16:1n-5 0.32 ± 0.02 0.30 ± 0.04 0.72*
18:1n-9 10.38 ± 0.30 10.96 ± 0.52 0.59*
18:1n-7 1.73 ± 0.05 1.50 ± 0.08 0.07*
20:1n-9 0.40 ± 0.01 0.44 ± 0.03 0.47*
20:1n-7 0.10 ± 0.03 0.18 ± 0.05 0.82*
24:1n-9 0.14 ± 0.01 0.15 ± 0.02 0.12*
18:2n-6 0.63 ± 0.05 0.73 ± 0.09 0.65*
18:3n-6 0.16 ± 0.01 0.15 ± 0.01 0.17*
18:3n-3 0.29 ± 0.04 0.35 ± 0.07 0.98*
18:4n-3 0.13 ± 0.00 0.11 ± 0.01 0.07*
20:2n-6 0.17 ± 0.00 0.17 ± 0.01 0.25*
20:3n-6 0.14 ± 0.01 0.12 ± 0.01 0.56*
20:3n-3 0.14 ± 0.01 0.17 ± 0.02 0.44*
20:4n-6 (ARA) 3.41 ± 0.06 3.25 ± 0.11 0.32*
20:5n-3 (EPA) 10.62 ± 0.24 10.31 ± 0.42 0.52
21:4n-6 0.18 ± 0.02 0.19 ± 0.03 0.53*
22:4n-6 0.18 ± 0.01 0.17 ± 0.02 0.95*
22:5n-3 1.36 ± 0.05 1.31 ± 0.09 0.40*
22:6n-3 (DHA) 32.00 ± 0.55 31.76 ± 0.96 0.98*
∑ SAT 34.84 ± 0.44 35.23 ± 0.77 0.96*
∑ MUFA 15.28 ± 0.32 15.68 ± 0.56 0.71*
∑ PUFA 49.85 ± 0.63 49.07 ± 1.11 0.88*
∑ HUFA 48.31 ± 0.67 47.38 ± 1.18 0.77*
n-3/n-6 8.60 ± 0.26 8.96 ± 0.46 0.33*
DHA/EPA 0.91 ± 0.02 0.91 ± 0.03 0.98*
ARA/EPA 0.33 ± 0.01 0.32 ± 0.01 0.71
P: nivel de significancia (P<0.05), * prueba paramétrica. Los datos representan promedio ± error estándar