capÍtulo 11 hematologÍa de anfibios...en algunos animales es más fácil el trabajo desde el borde...
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CAPÍTULO 11
HEMATOLOGÍA DE ANFIBIOS
Kevin M. Wright, DVM 11.1 VOLUMEN DE SANGRE El pequeño tamaño del cuerpo de muchos anfibios a menudo disuade
al veterinario clínico de perseguir un tratamiento hematológico
en un paciente anfibio. La sangre
de muchas especies acuáticas es increíblemente alta,
a partir del 13.40/0 de la masa corporal en las pezuñas africanas
Xenopus laevis, al 25 % en cacilios acuáticos,
Typhlonectes spp. Las formas terrestres están más en consonancia
con otros vertebrados terrestres, con volumen de sangre de
aproximadamente 9.50/0 en el leopardo del norte
rana, Rana pipiens, y 7.40/0 en el sapo marino,
Bufo marinus (Boutilier et ai., 1992; Thorson, 1964).
Como regla general, es seguro tomar un volumen de sangre de
no más del 1 % del cuerpo de un anfibio sano, y no se debe tomar más de 0.50/0 de
un anfibio gravemente enfermo. Por ejemplo, no más de
0,1 ml de sangre debe ser extraída de una muestra de sangre sana.
10 g por rana, y no más de 0,05 ml de una rana enferma.
Rana de 10 g. Se puede obtener información valiosa de
incluso pequeñas muestras de sangre, por lo que se recomienda al médico
incluir la hematología como una parte estándar de la
la evaluación diagnóstica del anfibio.
11.2 UN ALGORITMO PARA LA MUESTRA Y SU
ELABORACIÓN
Una rana sana de 7 g puede proporcionar hasta 0,07 ml de
sangre (es decir, aproximadamente el volumen de un solo microhematocrito
), un volumen adecuado para evaluar
varios parámetros. Un algoritmo sugerido para analizar
pequeños volúmenes de sangre es para evaluar primero
una cantidad húmeda de sangre total para detectar tripanosomas y
otros hemoparásitos extracelulares. El Movimiento de la
Las células sanguíneas a menudo facilitan la detección de protozoos flagelados,
como los tripanosomas. Una película de sangre manchada puede
detectar la presencia de parásitos y eritrocitos.
morfología, diferencial leucocitario, presencia de trombocitos,
y el número de leucocitos contados por alto
(WBCIHPF). Esta evaluación debería ser realizada
antes de realizar la prueba de sangre blanca total real,
recuento de células (TWBC/mm3), ya que puede determinar si
o no realizar el TWBC/mm3 es una opción apropiada.
uso de la muestra de sangre restante. Se debe reservar una película de
sangre no manchada para técnicas de tinción adicionales si es necesario
Si el WBC/HPF parece excesivo
alto, o si es tóxico, granulocitos o fagocitos
se observan monocitos, entonces es razonable usar una porción
de la muestra de sangre para el TWBC/mm3. Decantar
la cantidad exacta de la muestra necesaria para una muestra real
del recuento total de glóbulos blancos (TWBC/mm3) y realizar el recuento.
Si hay un gran número de eritrocitos parasitados, realizar un recuento total de eritrocitos (RBC/mm3) y una concentración de hemoglobina puede ser un uso productivo de parte de la muestra de sangre restante Después de que el análisis celular haya sido completado,
el tubo del hematocrito se puede escanear bajo un microscopio de luz
para determinar si la microfilaria o los protozoos estan
moviéndose en la sangre. Después, el tubo del hematocrito
puede ser centrifugado. Nótese que hay microhematocritos calibrados
tubos de menor diámetro interior
que los tubos de hematocrito normales, por lo que se requiere un
menor volumen de sangre para su procesamiento. El volumen de las células compactadas
(PCV), porcentaje de buffy coat e índice ictérico
se puede obtener. Algunos anfibios pueden tener
plasma de color. La salamandra gigante japonesa,
Andrias japonicus, puede tener un tinte azulado en su
plasma, y tonos de verde y naranja han sido
observados en el plasma de otros anfibios aparentemente sanos
de vez en cuando. El tubo del hematocrito puede entonces ser
examinado a baja potencia en un microscopio para detectar
la microfilaria (Figura 11.1), y entonces el plasma puede
ser removido para analizar varios químicos y el total de
sólidos o proteína total hasta que la muestra se agote.
Con los analizadores químicos de película seca normalmente uno o dos
parámetros adicionales pueden ser medidos desde un pequeña
muestra. Los anfibios que pesan más de 40 g pueden proporcionar
un volumen suficiente de sangre para que se complete los
conteos sanguíneos y múltiples químicos plasmáticos.
A menos que se vaya a realizar un hemocultivo en el
es importante heparinizar la jeringa en el laboratorio.
la venopunción intenta evitar la coagulación de la sangre
antes de que se transfiera a la muestra apropiada.
tubo de sangre entero. Si se va a obtener una muestra de sangre
para el cultivo microbiano, no debe usarse ningún anticoagulante
Figura 11.1. Las microfilarias se pueden detectar en el tubo del hematocrito si
es escaneado por microscopía óptica con baja potencia antes y después de la
centrifugación para ver el volumen de las células envasadas. (Sandy McCampbell,
Jardín Zoológico de Filadelfia)
usado para tratar previamente la jeringa, la aguja o el tubo capilar,
ya que esto podría afectar el crecimiento de algunos organismos.
Sin embargo, el vidrio no heparinizado (por ejemplo, el hematocrito simple
) puede promover la coagulación de la sangre de los anfibios
(Zwemer, 1991), por lo tanto, la transferencia de la muestra de sangre a
los medios de cultivo deben ser rápidos.
11.3 ANTICOAGUIANTES
La heparina de litio es el anticoagulante de elección para el
pretratamiento de la jeringa y el almacenamiento de la sangre ya que
no parece afectar los valores de calcio en plasma,
sodio o amoníaco. Una pequeña cantidad de
agua destilada o derivada de la ósmosis inversa (es decir, 0,05
ml o menos) pueden ser colocados en un contenedor de heparina de litio.
(por ejemplo, Microtainer®, Becton Dickinson
y Compañía, Cockeysville, MD), y este líquido es
usado para pretratamiento de la jeringa. El líquido debe ser
soplado fuera de la jeringa por inmersión para purgar el aire
de la cámara de la jeringa. Gasometría arterial,
los kits contienen jeringas recubiertas con heparina de litio
(por ejemplo, BardParker® A-line Kit, Becton Dickinson Acute
Care, Franklin Lakes, N]), pero estos kits son caros
y sólo contienen jeringas de 3 ml. La Heparina de amonio
es una forma líquida común de heparina en la mayoría de las prácticas.
Se puede utilizar para pretratamiento de la jeringa, pero es
importante evitar el uso de heparina amónica
cuando se obtiene una muestra que debe analizarse en busca de
niveles de amoníaco (NH3) de lo contrario habra una lectura elevadamente alta
La heparina sódica se puede utilizar para pretratar
una jeringa, pero debe evitarse cuando evualuamos el electrolito.
Ácido etilendiamino-tetra-acético
(EDT A) puede lisar los eritrocitos de ciertas especies de
anfibios, por lo que no se recomienda este anticoagulante
para la sangre de anfibios a menos que su eficacia sea
conocida por la especie en cuestión. Una solución del 3 %.
EDT A en agua destilada es un anticoagulante eficaz
para la sangre del axolotl, Ambystoma mexicanum, y es el preferido por algunos autores (Zwemer, 1991).
11.4 EXTRACCIÓN DE SANGRE Hay varias opciones disponibles para obtener
sangre de una rana. Un procedimiento relativamente simple es
coger sangre del plexo venoso lingual que se encuentra inmediatamente
debajo de la lengua (Baranowski-Smith &
Smith, 1983) (Figura 11.2). Este método funciona bien
en ranas tan pequeñas como 25 g, aunque algunas especies (por ejemplo..,
ranas pipidas) no tienen lengüetas en su
anatomía. Se debe tener cuidado de abrir suavemente la
boca para evitar que se rompa la delgada mandíbula y sus
huesos. Una espátula de goma pequeña y firme funciona bien como
un espéculo en la boca, así como una película de rayos X , una
tarjeta de crédito de plástico, tarjeta de visita, o incluso un algodón
aplicador. En algunos animales es más fácil el
trabajo desde el borde lateral de la comisura oral,
mientras que en otros animales es más fácil insertar el espéculo
en el surco nasal, un pequeño agujero encontrado justo debajo
la punta de la nariz. Una vez que se abre la boca,
se utiliza un aplicador de punta de algodón para retirar la lengua
hacia adelante, como si la lengua se estuviera volviendo loca para atrapar a una presa.
El plexo venoso lingual es entonces visible
en la parte inferior de la lengua y en el suelo bucal.
La mayoría de las ranas tienen la lengua de color pálido, por lo que el púrpura -
red de venas rojas es fácilmente aparente.
la vena grande puede ser perforada con un 26 o 25
y un microhematocrito heparinizado.
se puede utilizar un tubo para recoger la sangre que rezuma de
la vena. Una vez que se obtiene una muestra adecuada de sangre,
se aprieta la lengua. En la mayoría de los casos, esto sirve para
poner suficiente presión en la vena para que se detenga el
sangrando. Ocasionalmente es necesario poner directamente
Figura 11.2. Plexo venoso lingual en un plexo de labios blancos de Nueva Guinea
rana arbórea, Litoria infrafrenata. (Kevin Wright, Zoológico de Filadelfia
Jardín)
Presión en el sitio de la venopunción con un algodón seco,
para lograr la hemostasia. La desventaja
a esta técnica es que las muestras pueden estar contaminadas
con saliva y moco, pero esto se minimiza si se tiene cuidado de
limpiar la superficie con un hisopo con un aplicador de punta de algodón
seco antes de la venopunción. En el caso de un animal nervioso,
la recolección de sangre puede ser facilitada por sedación o
anestesiar al paciente con sulfonato de metano tricaina
(consulte la Sección 9.2.3, Anestésicos tópicos).
Las ranas y sapos grandes pueden sangrar fácilmente de
la línea media de la vena abdominal. Esta vena relativamente grande
corre subcutáneamente sobre la línea alba a lo largo del ventrículo
del animal (Figura 11.3). Usar calibre 26 o 27
La aguja se puede insertar con cuidado en dirección craneodorsal.
en esta vena, y una suave presión aplicada para
extraer sangre con la jeringa. Un buen lugar de inserción
es el punto medio entre el esternón y el pelvis.
Desafortunadamente, el paso a través de la perforación de
estas agujas de pequeño calibre tienden a distorsionar algunas
células sanguíneas, pero si se utiliza una aguja de mayor calibre
es un riesgo de lacerar la línea media de la vena abdominal.
Figura 11.3. Flebotomía de la línea media de la vena abdominal en el Sur Rana toro americana, Leptodactylus pentadactylus. (George Grall, N acional
Acuario en Baltimore)
Las salamandras pueden sangrar por la parte anterior (línea media)
vena abdominal de la manera descrita anteriormente,
pero es más difícil identificar el sitio de la venopunción
en este orden de anfibios. Una sonda doppler puede ayudar
localizar la vena. Un sitio adicional para la venopunción es
la vena caudal ventral, también llamada vena de la cola, que
recorre la ventral a los cuerpos vertebrales (Figura
11. 4 ). En las salamandras de menos de 80 g, un calibre 27
es la opción más práctica para los intentos de venopunción,
pero se puede usar una aguja de calibre 26 o 25 para
animales más grandes. Algunas salamandras y tritones tienen cola
autotomía, y en estas especies no se debe intentar
este método ya que podría resultar en la pérdida de la muestra.
durante el esfuerzo de la venopunción
.Figura 11.4. Flebotomía de la vena ventral de la cola de un paciente anestesiado
Salamandra gigante japonesa, Andrias japonicus. (Filadelfia Jardín Zoológico)
La cardiocentesis ha funcionado igualmente bien para los anuranos,
la mayoría de las salamandras, e incluso los caecilianos. Si el
animal es difícil de sujetar, debe ser sedado o
anestesiado con metansulfonato de tricaina para reducir al mínimo
el riesgo de pericardia I, ventricular o laceración auricular.
El animal se coloca en una posición de decúbito dorsal,
y su impulso cardíaco se identifica visualmente. con el uso de
la sonda doppler puede ayudar a localizar el corazón (Figura
11.5). Un instrumento con una fuente de luz fría
(p. ej., un artroscopio) se puede hacer avanzar hacia abajo por el
esófago en el estómago para la transiluminación interna
del corazón en algunos anfibios. Una vez que el corazon
se nota el impulso cardíaco o se define la imagen cardíaca,
se puede insertar una aguja de calibre 25, 26 ó 27
para penetrar el ápice del ventrículo. Suavemente
se aplica presión, y la aguja avanza lentamente
o se retira hasta que un destello de sangre sea visible en el tubo
de la jeringa. Si un líquido amarillo claro o turbio
en su lugar, la aguja debe ser extraída, ya que
la muestra es probablemente líquido del saco pericardio
. Si se obtiene suficiente líquido pericárdico, éste puede
Figura 11.5. Examen Doppler del corazón de un sapo gigante, Buro
Marinus. (Christine Steinert, Acuario Nacional de Baltimore)
ser analizado en busca de parámetros bioquímicos. Sin embargo,
por lo general es de pequeña cantidad y se examina mejor
por microscopía de luz para determinar si la inflamación de las
células u otros elementos anormales están presentes. En ocasiones
puede ser más productivo cultivar el liquido pericardio,
pero la heparina en la jeringa puede interferir
con crecimiento bacteriano. Una nueva aguja
se debe usar para un segundo intento. Allí
es un mayor riesgo de que surja un problema con cada
punción posterior del tejido pericárdico o cardíaco.
Si se detecta un destello de sangre, se debe liberar la presión de
la jeringa. Un ciclo de suave presión y liberación
con cada latido del corazón.
Una vez que se obtiene una muestra adecuada, se libera la presión
y la aguja es retirada de la cámara del ventrículo
En anfibios muy pequeños, el corazón puede ser perforado
con una aguja de calibre pequeño (es decir, calibre 28) y la
sangre extraída del centro con un tubo microhematocrito
Esta técnica ha demostrado su eficacia incluso en
anfibios tan pequeños como renacuajos de la rana de madera,
Rana Sylvatica (R. Boltz, comunicación personal,
1995).
La amputación digital y la amputación de la cola han sido
utilizado como vía de recogida de muestras de sangre de los animales
en el campo. Este método no es recomendable
para el paciente anfibio debido al dolor y
desfiguración asociada a estas opciones. Sin embargo,
si se está usando la punción de los pies como una forma de identificación,
puede realizarse una extracción de sangre concomitante.
Con cualquiera de los métodos descritos para obtener
sangre, se sugiere que el heparinizado microhematocrito en tubos
puede usarse para que cualquier sangre que se acumule
en la superficie del anfibio puede ser recolectado para
análisis. A veces esta sangre puede ser la única muestra
obtenida.
11.5 ANÁLISIS DE LA MUESTRA
11.5.1 Manchas
La solución de Wright (Camco Quik Stain, American Scientific
Productos, McGaw Park, Illinois) es la mancha de la
elección para evaluaciones hematológicas en la Universidad de Filadelfia
Zoológico. Cuando se trata con la tinción de Wright-Giemsa,
el eritrocito maduro tendrá un citoplasma eosinofílico
(rosa intenso a rojo) con una tinción basófila multilobulada
(azul). Los trombocitos tendrán un citoplasma gris pálido,
y pueden observarse. Los linfocitos tendrán
pequeñas cantidades de un citoplasma de gris a azul profundo, mientras que
los monocitos tendrán grandes cantidades de un color gris claro a un
citoplasma azul. El recuento diferencial de leucocitos
por lo general están fuertemente sesgados con granulocitos que tiñen basófilos
al usar la mancha de Wright-Giemsa. Es importante
para recordar que los granulocitos se describen en
la base de sus características de coloración, y que
Las clases de granulocitos no han sido probadas de manera concluyente.
Pueden ser homólogos o análogos a los
granulocitos de mamíferos con características de coloración similares.
Por lo tanto, un granulocito de tinción eosinofílica
no se ha demostrado que en un anfibio esté relacionado con el parasitismo
o condiciones alérgicas como se supone generalmente
con el eosinófilo mamífero. Es importante documentar los
datos de recolección (por ejemplo, fecha y hora de recolección.
temperatura ambiente/temperatura corporal del animal, sexo
de animales, etc.), así como la enfermedad que acompaña al
animal con el fin de elucidar el papel de
los varios leucocitos que se ven en los anfibios.
Otras técnicas de tinción pueden estar justificadas, especialmente
En el uso de tintes que documentan las propiedades histoquímicas
(ver Alleman et ai., 1996; Mateo et ai., 1984:
Yam et aI., 1971), o la película de sangre no manchada puede ser
enviado a un laboratorio de diagnóstico para un análisis más profundo,
de la película de sangre que puede revelar la presencia de bacterias que soportan
un diagnóstico de bacteriemia. Rickettsia, protozoos e inclusiones
(cuerpos de inclusión) causados por virus pueden ser detectados
En un frotis de sangre adecuadamente manchado (Desser,
1992; Graczyk y otros, 1996; Marcus, 1981; Reichenbach.
Klinke & Elkan, 1965; Schmittner & McGhee,
1961). Los tripanosomas y la microfilaria son extraeritrocíticos
(Placa 11.1). Los parásitos de la hemogregarina son
inclusiones intraeritrocíticas basofílicas comunes en anfibios
(Placa 11.2). El porcentaje relativo de eritrocitos
afligido con las inclusiones puede ser un importante
indicador de pronóstico clínico. Debido al movimiento de
tripanosomas y microfilarias, una enfermedad en una muestra de sangre fresca
aun no manchada puede revelar más fácilmente estas
parásitos que en las manchas de sangre secas al aire. Los Niveles bajos de
los hemoparásitos probablemente no son importantes (Graczyk et al.
ai. 1996; Schmittner & McGhee, 1961), o puede que sólo
sea un factor menor que contribuya al desarrollo de los sigonos en los anfibios
Los niveles de inclusiones de moderados a altos pueden ser significativos,
especialmente si se combina con signos de anemia
como baja PCV o RBC, eritrocitos policromáticos, microcitosis,
o hipohemoglobinemia.
11.5.2 Recuento sanguíneo completo
Los conteos sanguíneos completos se pueden llevar a cabo
de la misma manera que se describe para las aves y los reptiles
(Campbell, 1996, 1988). La solución de Natt-Herrick
se usó por primera vez para evaluar las células sanguíneas de los pollos
(Natt & Herrick, 1952), pero desde entonces se ha utilizado con
éxito en anfibios (Cathers et ai., 1997; Wright,
1996). Esta técnica permite hacer un recuento de
leucocitos, eritrocitos y trombocitos de la
misma muestra utilizando un hemocitómetro y un eritrocito
en pipetas de dilución (por ejemplo, eritrocitos Unopette®, Becton
Dickinson, Rutherford, NJ) (Placa 11.3). Además,
el diferencial de leucocitos no tiene que ser
determinado para obtener el recuento total de leucocitos.
La principal desventaja de esta técnica es que la
La solución de Natt-Herrick debe ser hecha y diluido manualmente.
(ver Tabla 11.1). Parásitos como la microfilaria
se encuentran ocasionalmente en la cámara cargada
del hemocitómetro (Figura 11.6).
Cuadro 11.1. La solución de Natt-Herrick (Natt & Herrick, 1952).
NaCI 3.88 g
Na2S04 2.50 g
Na2HP04 *12H2 2.91 g
KH2P04 0.25 g
formalina (37%) 7.50 ml violeta de metilo 2 B 0.10 g agua, destilada
Disuelva todos los productos químicos en el orden indicado en el agua destilada. Una vez que se hayan disuelto todos los productos químicos, diluya la solución con agua destilada hasta un volumen total de 1000 ml. Deje que la solución de la noche a la mañana, luego filtrar a través de papel de filtro fino (Whatman #2). La solución de Natt-Herrick ya está lista para su uso. guarde en un recipiente sellado para evitar la evaporación.
Figura 11.6. Microfilarias y otros parásitos son descubiertos ocasionalmente
en la cámara cargada del hemocitómetro durante el
conteo de glóbulos blancos. (Sandy McCampbell, Filadelfia Zoológico
Jardín)
La solución de Natt-Herrick. Con el fin de realizar un total de
recuento de leucocitos o de glóbulos blancos totales por mm".
(TWBClmm3) usando la solución de Natt-Herrick, en
la muestra de sangre no coagulada se pipetea a un eritrocito
diluyendo la pipeta hasta un nivel de 0,5. NattHerrick's
la solución se introduce en la pipeta para
proporcionar una dilución de 1 :200. La pipeta de dilución debe
mezclarse a fondo mediante inversión repetida, y luego
parte de su contenido puede ser descargado en el hemocitómetro
cámara de conteo. El hemocitómetro recién cargado
se debe permitir que se siente en un lugar húmedo.
durante al menos 5 minutos o el recuento será inexacto.
El conteo debe limitarse a los grandes,
plaza central de la cuadrícula de Neubauer del hemocitómetro.
Ya que muchos anfibios poseen grandes eritrocitos,
un estudio de las cuatro esquinas y los cuadrados centrales
debe hacerse a baja potencia para determinar un conteo
de los eritrocitos en estas secciones.
Si esto se puede hacer, cuente y registre el numero de eritrocitos.
Si las células no son distintas a baja temperatura
de potencia, se deben utilizar lentes secas de mayor potencia. El
recuento total de eritrocitos en estas cinco cámaras se multiplica
en 10.000 para obtener el recuento total de eritrocitos
por mm3 de sangre. Una vez que la concentración de hemoglobina
se determinan los valores de eritrocitos, como la media
volumen corpuscular (VCM), hemoglobina corpuscular media
(HCM) y hemoglobina corpuscular media
(MCHC) puede determinarse en la norma
...de una manera muy facil. El recuento total de leucocitos (TWBClmm3)
se puede hacer con el mismo hemocitómetro cargado
sólo el recuento incluye todos los leucocitos en la cámara
nueve de los grandes cuadrados de la cuadrícula de Neubauer. El total
se incrementa en un 100/0 y entonces este nuevo total es
multiplicado por 200 para obtener el recuento total de leucocitos por
mm3 de sangre. El Recuento total de trombocitos por mm3 de
la sangre se realiza de manera similar a la del leucocito total
desde la misma cámara del hemocitómetro cargada.
Método Eosinophil Unopette®. Otra opción para
determinar el recuento total de leucocitos por mm3 de
sangre es usar un eosinophil Unopette® #5877 (Becton
Dickinson, Rutherford, NJ) para contar granulocitos
seguido de un recuento diferencial de leucocitos de una mancha en una
película de sangre para determinar el recuento total de glóbulos blancos.
Los Granulocitos heterófilos y granulocitos eosinófilos pueden
acumular el tinte de floxina B en la solución
dentro del eosinófilo Unopette® #5877 y aparece un
rojo más brillante que otras células (Placa 11.4). Basófilo
los granulocitos se distinguen fácilmente de los heterófilos
y eosinófilos durante el conteo real
ya que los gránulos basófilos refractan a la luz
y son bastante obvios. La pipeta de eosinófilos
se toma una muestra alícuota de sangre que se descarga
en el eosinófilo Unopette® #5877. El hemocitómetro
se carga con esta solución y se le permite
incubar en una cámara húmeda durante un mínimo de tiempo
de 10 minutos para permitir que las células sanguíneas se asienten y el
granulocitos pueda captar la mancha. Un conteo está hecho de
todas las células de tinción rojas en los nueve cuadrados grandes de la
Rejilla de Neubauer a ambos lados de la cámara de conteo
(un total de 18 cuadrados). Si el conteo difiere en más de
de 100/0 entre los dos lados, Entonces el conteo debe ser
considerado sospechoso (Dein et aI., 1994). Si la solución hay suficiente
restos, el hemocitómetro debe ser limpiado
y recargado. Si todavía hay una discrepancia, y suficiente
restos de sangre, se debe preparar una nueva solución
Una vez obtenido El recuento total de glóbulos
blancos por mm3 se calcula utilizando
el diferencial leucocitario, para
Obtener el conteo de heterófilos y eosinófilos
por mm3 (HE/mm3), multiplicar las células contadas por 320
y dividir este total por 18, el número de cuadrados
contados en la red de Neubauer. Un diferencial de leucocitos
es necesario para determinar el porcentaje total
de glóbulos blancos que son heterófilos y
eosinófilos (%HE). El recuento total de leucocitos por
mm3 (TWBC/mm3) se determina dividiendo el total
conteo de eosinófilos y heterófilos por mm3 por el total
porcentaje de eosinófilos y heterófilos en el
diferencial de leucocitos multiplicado por 100.
En resumen, el recuento total de leucocitos es de dos pasos
cuando se utiliza el método eosinophil Unopette®:
Paso 1. Conteo de heterófilos y eosinófilos.
HE/mm3 = {320 X (# granulocitos en la caja cuenta)}118
Paso 2. Conteo total de leucocitos.
TWBC/mm3 = {(HE/mm3)/(0/oHE)}} X 100
El método eosinophil Unopette® puede no funcionar en
todas las especies de anfibios. En el zoológico de Filadelfia,
funcionó bien en el sapo gigante Buro marinus, ornamentado
rana de cuernos, Ceratophrys ornata, América del Sur
bullfrog, Leptodactylus pentadactylus, bullfrog, Rana
catesbeiana, hellbender, Cryptobranchus alleganiensis, Salamandra gigante japonesa, Andrias japonicus,
El axolotl de Anderson, Ambystoma andersoni, el menor
sirena, Siren intermedia, el cacilian mexicano, Dermophis
mexicanus, entre otros. El eosinófilo Unopette
La técnica ® puede ser aplicable a una amplia variedad
de anfibios. Para cada especie encontrada, se recomienda
que la técnica eosinophil Unopette
no se utilizará hasta que se verifique para esa especie. Este
puede realizarse realizando recuentos simultáneos utilizando
la solución de Natt-Herrick con el método de Unopette y
el método eosinófilo Unopette® (Dein et aI., 1994).
Si los conteos están consistentemente dentro del 50/0 uno del otro,
entonces se puede utilizar el método eosinophil Unopette
sobre futuros especímenes hematológicos de esa especie. Una de
Las ventajas del método eosinophil Unopette® es que
es mucho más fácil contar los granulocitos teñidos
que distinguir los leucocitos de los eritrocitos.
en la solución de Natt-Herrick. Además, en algunos
de los anfibios los linfocitos, trombocitos libres
los núcleos de eritrocitos pueden parecer muy similares cuando
se realiza con la mancha en la solución de Natt-Herrick. Sin embargo, con
formación adecuada la solución de Natt-Herrick permite
un TWBC/mm3 preciso e independiente del conteo diferencial del granulocito
Esto es importante ya que en los anfibios
los granulocitos han sido mal descritos
y puede variar enormemente en las características de la tinción
y morfología bruta entre especies. Se desconoce
si muchas de las células que parecen basofílicas son por
una tinción de Wright-Giemsa que absorbe la floxina B. Considerablemente
se necesitan conocimientos especializados para lograr un diferencial leucocitario preciso
utilizando cualquiera de los dos métodos.
11.5.3 Química
Con la llegada de pequeños y económicos analizadores de película seca
(por ejemplo, Kodak Ektachem DT60 Analyzer, Eastman
Kodak Co. de Rochester, NY), son prácticos para obtener
química de plasma en anfibios. Típicamente
estos analizadores pueden analizar muestras de plasma para determinar el total de:
proteína, albúmina, aspartato (AST), alanina aminotransferasa
(ALT), nitrógeno ureico en sangre (BUN), calcio,
fósforo, glucosa, electrolitos y varias
otras sustancias químicas. El pequeño volumen de muestra necesario
para el análisis por estas máquinas (es decir, 10 /-Ll) permite incluso
una muestra de plasma de 0,5 ml para obtener los resultados de hasta
cinco químicos diferentes. Las muestras de sangre deben ser
centrifugan poco después de la extracción y se decantan con plasma
del componente celular.
11.5.4 Citología
Una excelente revisión de la hematología de los anfibios
(Turner, 1988) y un atlas de la hematología de la
Rana de garras africana, Xenopus laevis, (Hadji-Azimi et
aI., 1987).
Eritrocito. Los eritrocitos de los anfibios incluyen
el mayor volumen medio de células de todos los
vertebrados. Dependiendo de la especie, el eritrocito
varía de 10 a 70 /-Lm de diámetro, con un diámetro de
volumen de eritrocitos (volumen celular medio o MCV) que
es variable (Tabla 11.2).
los eritrocitos inmaduros pueden encontrarse en la sangre circulante,
y puede anunciar una infección viral en algunas especies
(Gruia-Grey & Desser, 1992). La mayoría de los anfibios
sus eritrocitos son células elípticas nucleadas, y el núcleo
probablemente permite la síntesis y ajuste de proteínas
de los procesos metabólicos (Boutilier et ai., 1992).
En algunos anfibios, especialmente los anuros terrestres
y salamandras sin pulmones, sus eritrocitos anucleados
(también conocidos como eritroplastias o plasmocitos)
se han documentado a niveles específicos de cada especie que van desde
el 2 % en la salamandra de lomo rojo, Plethodon
cinereus (Turner, 1988), a 900/0 en salamandras delgadas
Batrachoseps spp. (Cohen, 1982; Emmel,
1924). Se asume que la pérdida del núcleo está asociada
con una capacidad mejorada para absorber y
Cuadro 11.2. Valores promedio para hematocrito, hemoglobina, recuento de eritrocitos, volumen de eritrocitos
y eritrocitos
dimensiones para algunos anfibios. Adaptado de Boutilier et aI, 1992, Cathers et el, 1997, Duellman y Trueb,
1986a, b, Jerret y Mays, 1973, y Pfeiffer et aI., 1990.
Especies Htc % Hb g/dl RBC+ 106/ uL MCV um3 Dimensiones um
GYMNIOPHONA Boulengerula
taitanus 40.0 10.3 0.68 588 22.1x15.6
Tiflonectas
compresicaudus
37.6 11.3
CAUDATA Ambystoma
mexicanum (sin branquias)
27.7 7.5
Ambystoma
mexicanum (metamorfoseado)
29.8 7.6
Amphiuma
tridactylum 23.0 5.7
Anfíma significa
0.03 13,857 62.5x36.3
Cryptobranchus
alleganiensis 40.0 – 43.3 8.32 – 10.07 00.7 7,425 40.5x21.0
Cynops
pyrrhogaster 40 :!: 1.9 00.23
Desmognathus
fuscus 28.0 7.5
Dicamptodon
ensatus 24.2 4.4 0.05 4,938 51.4x29.3
Necturus
maculosus 19.0 4.5 0.02 10,070 52.8x28.2
T aricha
granulosa 36.7 9.5
ANURA
Chiromantis
petersi 21.1
Hyla versicolor 09
Rana
catesbeiana (larva)
20.9 3.7
Rana
catesbeiana (adu Ita)
22.2 – 23.5 5.7-6.3 0.44 670 24.8 x 15.3
Rana
catesbeiana (adulta)
22.1 4.72
Rana esculenta 27.3 7.8 0.43 659 Rana pipiens
0.32 768 23.8 x 16.2
Telmatobius
culeus 27.9 8.1 0.73 394 17.0 x 12.0
Xenopus laevis 28.3-38.7 8.3-11.3
transportar oxígeno. Se pueden encontrar núcleos de eritrocitos
libres en la sangre, pero es poco probable que persistan. En
los anfibios estudiados, los eritrocitos nucleados tienden
a vivir más de 100 días (Porter, 1972), un hecho
quizás relacionado con la habilidad de controlar y alterar
su metabolismo. La longevidad de los eritrocitos puede
hacer de la transfusión de sangre una opción terapéutica viable
para los grandes anfibios que son anémicos, pero
no se han publicado investigaciones clínicas que
documenten los intentos de transfusión.
Proporcionando flexibilidad, el oxígeno mental es la sustancia
de apoyo recomendada en la actualidad para la
terapia en un anfibio anémico.
El bazo es el sitio principal de eritropoyesis en
anfibios adultos, aunque el riñón (mesonefroi),
la médula ósea y el hígado también tienen capacidad eritropoyética
en muchos anfibios adultos (Turner, 1988). Eritropoyesis
en los anfibios larvales, ocurre en el riñón
(pronefroi o mesonefroi) e hígado con el bazo
jugando un papel menor.
Los estados de maduración de los eritrocitos han sido
de la eritropoyesis inducida experimentalmente
en el tritón crestado, Triturus cristatus (Grasso,
1973a, b). "Precursores de eritroides" puede ocurrir en varios,
pero típicamente parecen similares a los linfocitos.
Un precursor de eritrocitos o eritrocitos de primera etapa
es redondeado, con una alta relación entre el núcleo y el citoplasma,
un nucleo grande, grupos de cromatina débilmente basófila
en el núcleo, y un citoplasma que está débilmente
basófilo o transparente (mancha de Wright-Giemsa). Basófilo
los eritroblastos son la siguiente etapa de maduración, y son
similar en apariencia al precursor de eritrocitos
pero con un citoplasma basófilo más intenso.
los eritroblastos son los siguientes, y tienen
menos citoplasma basófilo que en la etapa anterior.
El núcleo redondeado es ligeramente más pequeño y más
condensado que en el eritroblasto basófilo, y
el nucleolo es menos obvio. El policromatófilo
eritroblasto no puede sintetizar el ARN aunque continúa
para producir hemoglobina. El reticulocito tiene un
citoplasma heterocromático a medida que la hemoglobina comienza a
ser acumula. El reticulocito tiene una forma ligeramente ovalada.
y el núcleo está comenzando a alargarse. El nucleo
puede que no sea visible en este momento. El
el reticulocito es la última etapa que todavía puede pasar a
mitosis (Placa 11.5), y es la última etapa para la cual
las vacuolas prominentes son normales. El eritrocito maduro
es elíptico y aplanado, con un intenso
citoplasma homogéneo eosinófilo y citoplasma profundamente basófilo con
núcleo alargado. El nucleolo ya no está
visible, y el citoplasma carece de vacuolas u otro material visible en las
inclusiones.
La maduración de los eritrocitos también se ha descrito en
la rana de garras africana, Xenopus laevis (Chegini et ai..,
1979; Stearner, 1950), y sigue el mismo esquema
delineado para el tritón. En la rana toro, Rana catesbeiana, eritrocitos larvarios procedentes del riñón
son más grandes (27 J.1m) y tienen un núcleo periférico mientras que
los eritrocitos que se originan en el hígado son más pequeños
(24 J.1m) y tienen un núcleo centralizado (Broyles et aI..,
1981). Una diferencia entre el citoplasma del adulto
eritrocitos y eritrocitos larvarios se observó utilizando
microscopía de campo oscuro (Tyler et aI., 1982). Los Eritrocitos larvarios
tenía una luminiscencia granular que faltaba
en eritrocitos adultos.
Varios tipos diferentes de eritrocitos circulantes
han sido descritos en el Río Cauca caecilian, Typhlonectes compressicauda (Boschini, 1979) y Koh
Isla Tao caecilian, Ichthyophis kohtaoensis (Zapata
et aI., 1982). Boschini (1979) y Zapata et al.
(1982) describieron al menos cuatro tipos de eritrocitos:
1) un eritrocito redondeado que posee una forma claramente visible del
nucleo, una alta relación entre el núcleo y el citoplasma y un
núcleo lleno de cromatina floculante (eritroides
precursor);
2) un gran eritrocito redondeado que carece de un
nucleo visible, una proporción menor de núcleo a citoplasma,
un núcleo redondo que contiene más fuertemente condensada la
cromatina, y citoplasma que puede contener ocasionalmente
gránulos azurofílicos (eritroblastos policromáticos);
3) un eritrocito discoide grande con un óvalo denso en el
núcleo, relación muy baja entre el núcleo y el citoplasma y
abundantes pequeños gránulos azurofílicos (reticulocitos);
4) un eritrocito discoide maduro con un intenso
basófilo, núcleo ovalado denso (tinción de Wright-Giemsa),
una relación muy baja entre el núcleo y el citoplasma, y un
citoplasma eosinofílico homogéneo.
Trombocito. El trombocito anfibio es un trombocito nucleado
elíptico a célula en forma de hueso. El núcleo
puede variar en forma de redonda a ovalada. La variable
morfología del trombocito puede estar influenciada por
la presión utilizada en la preparación de la placa de sangre, aunque
ciertamente los procesos in vitro pueden alterar su apariencia.
La fragmentación de un trombocito puede producir
objetos anucleares análogos a los de los mamíferos
(Foxon, 1964). Este proceso es más
común entre las salamandras pletodóncicas que
cualquier otra familia de anfibios estudiada hasta la fecha (Porter,
1972).
Los trombocitos son similares en apariencia a los linfocitos
por microscopía de luz. En el triton con vientre de fuego
Cynops pyrrhogaster, los trombocitos fueron
Reportados en que tienen un citoplasma de apariencia más densa que el de
Los linfocitos (Pfeiffer et aI., 1990). En otras especies
los trombocitos pueden tener un citoplasma claro que se asemeja a
el citoplasma del neutrófilo mamífero. Una hendidura
ha sido descrita en el leopardo del norte
Rana, Rana pipiens, (Campbell, 1970) y una rana pegajosa
caecilian, Ichthyophis sp., (Welsch & Storch, 1982);
esto se distingue más fácilmente por la microscopía electrónica
y es de poca ayuda en la evaluación clínica
de una película de sangre.
Es raro encontrar trombocitos inmaduros (es decir..,
tromboblastos) en la sangre circulante de un anfibio
excepto en una muestra esplenectomizada (Fey,
1965, 1966, citado en Turner, 1988). Los tromboblastos
también se puede confundir con los linfocitos. En
la rana de garras, Xenopus laevis, el tromboblasto
puede diferenciarse del linfocito por su excentricidad.
colocado en un núcleo de forma irregular, con fina
cromatina y citoplasma débilmente basófilo (Fey,
1965, citado en Turner, 1988). Experimentalmente, el
nivel de trombocitos circulantes en el leopardo del norte
la rana, Rana pipiens, se ve poco afectada por la radiación
mientras que los linfocitos disminuyen notablemente (Stearner, 1950).
Los trombocitos se pueden encontrar solos o en grupos agregados
(Pfeiffer et aI., 1990), y esta característica ayuda a distinguir
los linfocitos, ya que los linfocitos
raramente se agregan. Los Trombocitos en anfibios rara vez
tienen forma de balsas de varias células.
El agregado de trombocitos anfibiarianos
más comúnmente consiste en unas pocas células. Es problemático
para obtener un recuento preciso de trombocitos ya que
las células se agregan y se distribuyen de forma no aleatoria
a través de la cámara de un hemocitómetro o en una
película de sangre manchada.
Los trombocitos de varias especies de anfibios
han sido analizados cito-químicamente y un excelente
cuadro sinóptico publicado (Turner, 1988). Como general
para los anuros, los trombocitos tiñen la fosfatasa alcalina.
positiva mientras que los linfocitos tiñen alcalinos
fosfatasa negativa. En dos géneros de salamandras,
Ambistoma y Triturus, ambos trombocitos y linfocitos
son positivos a la fosfatasa alcalina, y comparten
características citoquímicas similares para la prueba de peroxidasa,
prueba de fosfatasa ácida, prueba de esterasa y prueba periódica de
ácido-Schiff. Los trombocitos del caciliano acuático,
Typhlonectes compressicaudus, eran periódicos en
ácido-Schiff-positivo mientras que los linfocitos no fueron
(Boschini, 1980, citado en Turner, 1988).
El trombocito anfibio juega un papel importante en
coagulación como lo hace la plaqueta de los mamíferos. La Fibrina
del trombocito puede contribuir al desarrollo de la enfermedad.
a la formación de coágulos. El trombocito rápidamente
se desintegra una vez que ha producido estos hilos.
Leucocitos. La relación entre leucocitos y eritrocitos
en la sangre de los anfibios está generalmente entre 1:20 y 1:20.
1:70, y el tamaño del leucocito es alrededor de 30-32
f.. Lm de longitud (Duellman & Trueb, 1986b). Normal
los recuentos de leucocitos son conocidos por unas pocas especies, y pocos son
los estudios que han abordado los cambios en los leucogramas con la enfermedad
(Cathers et aI., 1997; Kaplan 1951; Pfeiffer et aI..,
1990).
Leucocitos granulocíticos. A pesar de que ha habido
algunos trabajos para esclarecer la estructura y la histoquímica de
propiedades de los leucocitos en reptiles (Alleman et aI., 1996;
Cooper et aI, 1985; Frye, 1991; Hawkey & Dennett, 1989; Mateo et aI., 1984), comparativamente a habido poca atención
a los leucocitos granulocíticos que son
en sangre de anfibios (Fey, 1962; Fey, 1967b como
citado en Turner, 1988). Los granulocitos anfibios son
nombrados de acuerdo a su descripción morfológica
cuando se prepara utilizando la mancha de Wright-Giemsa, a menudo
se presta poca atención a las propiedades histoquímicas, produciendo
los términos granulocitos eosinofílicos (grandes
leucocito en gránulos eosinófilos), granulocito heterófilo
(pequeño leucocito en gránulo eosinófilo), basófilo
granulocitos, granulocitos neutrófilos y azurofílicos
granulocito (Cannon & Cannon, 1979; Cowden et aI..,
1964; Hawkey & Dennett, 1989; Jerret & Mays, 1973;
Pfeiffer y otros, 1990; Surbis, 1978). La abreviatura en
términos eosinófilo, heterófilo, basófilo, neutrófilo y
azurophil se utilizará en este texto, sin embargo, está implícito
que esto no define en modo alguno su(s) función(es) funcional(es) que
aguardan en nuevas investigaciones citológicas. Etapas de la banda
que sugieren granulocitos inmaduros son ocasionalmente dados.
(Pfeiffer et aI., 1990).
Los eosinófilos comúnmente contienen eosinófilos redondos u ovales.
gránulos de tamaño variable. Algunos anfibios
pueden tener dos tipos distinguibles de granulos eosinófilos
(Surbis, 1978). El eosinófilo tiene
un núcleo más suave y menos lobulado que el heterófilo.
Los eosinófilos suelen tener el mismo tamaño que los heterófilos circulantes.
Se sabe que los eosinófilos son capaces de alterar el tegumento
del trematodo, Gorgoderina vitelliloba (Mitchell, 1982). Existen pruebas que sugieren que
los eosinófilos no son igualmente eficaces en todas las etapas de la vida
de un anfibio o de muchos otros parásitos metazoicos
(Elkan, 1976). Los eosinófilos son poco fagocíticos,
y parecen jugar poco o nada en el combate contra la
enfermedad bacteriana o fúngica.
Los heterófilos tienen gránulos eosinófilos más pequeños que los
eosinófilos, y los gránulos son típicamente en forma de varilla
en lugar de redonda u ovalada (Placas 11.6, 11.10, 11.14.)
11.15,11.18). Los gránulos eosinofílicos del heterófilo
puede tener una forma irregular en lugar de ser consistente
en forma de varilla. Como estos gránulos son más pequeños
que los que se encuentran en los eosinófilos, puede ser más sencillo
definir estas células como un pequeño gránulo eosinofílico
leucocito (heterófilo) o un gránulo eosinófilo grande
leucocito (eosinófilo). Las Descripciones histoquímicas de
heterófilos varían según la especie (Turner, 1988), pero típicamente
el heterófilo da peroxidasa positiva mientras que los basófilos
y los eosinófilos son negativos a la peroxidasa.
Los heterófilos son capaces de fagocitar las bacterias.
la población circulante de heterófilos a menudo aumenta
en las etapas iniciales de la infección bacteriana, pero puede disminuir
a medida que los heterófilos se agotan. La "Banda" de heterófilos,
donde el núcleo es menos lobulado,
rara vez se ven excepto en las infecciones crónicas.
Los neutrófilos se sinonizan con los heterófilos segun
Algunos autores (Turner, 1988). Sin embargo, los granulocitos
d la pequeña mancha de Wright-Giemsa es a veces
obsevado en pequeñas cantidades, a menudo menos del 5% de leucocitos
diferencial. Basado en esta mancha neutra, estos
los leucocitos pueden denominarse granulocitos neutrófilos
o neutrófilos (Placa 11.13), y puede ser considerada una
población distinta de granulocitos en lugar de una subpoblación
de heterófilos. Si esta microscopía de luz para
distinción es necesaria y merecida a la espera de la histoquímica para la
descripción de estos neutrófilos en una especie, y posterior
comparación con las características de los heterófilos
de esa especie.
Los basófilos son típicamente menos del 1 % de los que circulan en la
población de leucocitos para la mayoría de las especies de anfibios
(Cannon & Cannon, 1979), pero a veces puede
ser el granulocito predominante en otros
(Cowden, 1965; Pfeiffer et aI., 1990; Takaya, 1968).
como se cita en Turner, 1988) (Placas 11.7, 11.11, 11.16,
11.18). Los basófilos son de tamaño variable entre
especies, y tal vez más pequeñas, del mismo tamaño o más grandes
que los heterófilos y los eosinófilos. El basófilo,
el núcleo es redondo, y los gránulos basófilos pueden ser
redondos a ovalados.
Los basófilos se observan comúnmente en el proceso de
degranulacion en películas de sangre de anfibios, hechas en
el zoológico de Filadelfia, y esto ha sido comentado
en el tritón de vientre de fuego japonés, Cynops
pyrrhogaster (Pfeiffer et aI., 1990), y otros tritones
(Cowden et aI., 1964). Las sustancias similares a la heparina
ha sido descrito en los basófilos de algunos anfibios
(Turner, 1988). La degranulación de los basófilos
que se observan en los anfibios enfermos pueden contribuir al desarrollo
de petequias y equimosis independientes de
hemolisinas bacterianas. Vigilancia de Basophils May Playa
y reclutar eosinófilos en el caso de
infección por helmintos como se conoce para otros vertebrados.
Los mastocitos se pueden confundir con los basófilos. Típicamente
el mastocito tiene un núcleo ovalado a elíptico,
en lugar del núcleo redondeado de un basófilo, y
los mastocitos tienen mucho más citoplasma que el
basófilo (Csaba et aI., 1970, citado en Turner, 1988;
Kapa et aI, 1970, citado en Turner, 1988). Además,
el mastocito a menudo tiene gránulos más pequeños y finos
que el basófilo (Cowden et aI., 1964). Si
el basófilo y el mastocito son meramente diferentes en cuanto a su desarrollo
pero no se ha resuelto, aunque Cowden
et aI. (1964) demostraron una histoquímica similar en
propiedades para los dos en el tritón manchado rojo, Notophthalmus
viridescens.
Los azurófilos poseen un citoplasma de color gris-azul claro.
dentro de la cual puede distinguirse irregularmente
en forma de gránulos. Se cree que el azurofílo es
el mismo tipo de célula que el monocito mamífero (Hawkey
& Dennett, 1989: Montali, 1988) o posiblemente el neutrófilo
en reptiles (Cooper et aI., 1985) (Placas 11.8,
11.14). Es posible que el neutrófilo anfibio
y el azurofílo son, de hecho, inmaduros o senescentes
granulocitos de otras líneas celulares granulocíticas o
monocitos inmaduros o senescentes en lugar de un monocito,
tipo de célula.
Linfocitos. Los linfocitos generalmente son los más pequeños
leucocitos, de la mitad del tamaño de un eritrocito o más pequeño que éste
o granulocitos, de forma redonda a ovoide, y
con una pequeña cantidad de citoplasma (Placas 11.9, 11.12,
11.17, 11.18). El núcleo es generalmente redondo
(Turner, 1988) pero en algunas especies el núcleo puede ser
biloba o con hendidura (Herrmann, 1989; Pfeiffer et aI..,
1990).
El linfocito a menudo se confunde con el trombocito.
(ver Trombocito). En el tritón con vientre de fuego,
Cynops pyrrhogaster, el citoplasma del linfocito
es más ligero que en un trombocito de apariencia similar
(Pfeiffer et aI., 1990), pero este no es el caso en
muchas otras especies en las que el citoplasma es intensamente
basófilar. Los linfocitos generalmente se encuentran solos,
mientras que los trombocitos pueden acumularse. Son Distintos
los gránulos azurofílicos que se encuentran en el citoplasma de los
linfocitos de algunas ranas.
Los linfocitos de varias especies de anfibios
han sido analizados cito-químicamente y con un excelente
cuadro sinóptico publicado (Turner, 1988). Es muy importante ya que
se encontró una diferencia con respecto a la citoquímica
diferencial entre los linfocitos de los
Sapo del Río Colorado, Bufo alvarius, y mamíferos
linfocitos; el linfocito bufónido carecía de glucunoridasa
y la actividad en la sulfatasa (Cannon & Cannon, 1979).
Los linfocitos también se pueden confundir con los monocitos
(ver Monocitos), células plasmáticas y eritroides inmaduros.
Las células plasmáticas son una célula extremadamente poco común en la sangre circulante (Fey, 1967b, citado en Turner,
1988), y por lo tanto es poco probable que se encuentren en
la mayoría de los pacientes anfibios. Células eritroideas inmaduras
poseen hemoglobina, y pueden ser distinguidos de
linfocitos con manchas específicas de hemoglobina.
La producción de inmunoglobulina se ha estudiado en
anfibios (Balls & Ruben, 1968; Evan & Cooper,
1990; Hadji-Azimi, 1979). Los linfocitos son conocidos
para producir tres isotipos de inmunoglobulina: IgM, IgY
(también conocido como isotipo similar a IgG), e IgX (Haynes et al.
aI., 1992). Las infecciones bacterianas estimulan los linfocitos
para producir sólo IgM de alto peso molecular, mientras que los virus,
Las infecciones causan la producción inicial de IgM seguida de
IgY de bajo peso molecular (Turner, 1988). La Inmunoglobulina y su
análisis merece ser explorado para desarrollar
su potencial como herramienta práctica de diagnóstico para el
paciente anfibio.
Se cree que los linfocitos están involucrados en muchas
otras funciones inmunológicas de los anfibios, tales como
citotoxicidad mediada por células dependientes de anticuerpos. Un Adicional
análisis funcional de linfocitos en anfibios
requerirá mejores métodos de cosecha
de la sangre circulante (McKnight et aI., 1982).
Monocitos La mayoría de los monocitos son sólo ligeramente más grandes
que un granulocito, aunque pueden variar en tamaño
de mucho más pequeño a mucho más grande que los granulocitos.
Un monocito generalmente tiene una mayor proporción
de citoplasma que un linfocito maduro. Un WrightGiemsa de
monocito manchado típicamente tiene un color azul claro a un
citoplasma azul grisáceo, ocasionalmente con pequeños
gránulos azurofílicos visibles. El citoplasma puede contener
unas pocas o muchas vacuolas, o el citoplasma puede aparecer
espumoso sin vacuolas evidentes. Los Pseudopodos
pueden ser detectados en monocitos, pero puede ser difícil
para diferenciar los pseudopodios verdaderos de las distorsiones
causadas por el procesamiento de la muestra de sangre.
La morfología del núcleo de los monocitos varía.
con especies, y pueden ser redondos, en forma de riñón o
en forma de herradura (Cannon & Cannon, 1979; Fey,
1962 citado en Turner, 1988; Hildeman & Haas,
1962, citado en Turner, 1988; Jordan, 1938, citado
en Turner, 1988). A veces un monocito vacuolado
puede ser confundido con un azourófilo, pero generalmente el
el monocito tiene un núcleo más redondeado que nunca es
lobulado. Los Monocitos fagocíticos que contienen bacterias
y otros escombros a veces pueden ser vistos en la zona de circulación de la
sangre (Placa 11.19). Si se permite una muestra de sangre
un día o más antes de procesar, los monocitos
pueden en realidad fagocitar otras células sanguíneas.
La actividad fagocítica se puede determinar en el laboratorio
por absorción de carbono o látex, los monocitos, no
linfocitos, fagocitarán esas partículas.
Los monocitos pueden ser difíciles de distinguir de los linfocitos.
Una constante que se mantiene a través de los diferentes
especies de anfibios es que los monocitos son positivos a la peroxidasa
mientras que los linfocitos son negativos a la peroxidasa.
La mancha de May-Grunwald puede distinguir a los monocitos de
linfocitos en algunos anfibios (Schermer, 1967).
Los monocitos son fagocíticos y pueden salir de la sangre.
para convertirse en macrófagos en los tejidos. Además de la gestión directa de
matanza de patógenos ingeridos, los monocitos y
los macrófagos parecen procesar ciertos antígenos
que estimula la producción de anticuerpos por parte de los linfocitos.
Los conteos de monocitos a menudo se elevan con una
enfermedad infecciosa.
Célula de plasma Las células plasmáticas rara vez se detectan en anfibios en su
sangre circulante, o al menos permanecen sin identificar
en este momento (Fey, 1967b como citado en Turner,
1988). Sin embargo, las células plasmáticas se identifican fácilmente en
preparados histopatológicos cuando estén presentes.
Miscelánea
Células que no encajan fácilmente en
las categorías descritas de células sanguíneas se pueden encontrar ocasionalmente
en la sangre circulante de los anfibios.
Se observaron dos tipos de células inusuales en los japoneses
tritón panzón, Cynops pyrrhogaster, una gran
célula macrófaga con pseudopodos finos y un nucleo gigante
que contiene granulocitos (Pfeiffer et aI., 1990).
Leucocitos multinucleados y otras morfologías inusuales
puede ser notado. Estas células inusuales pueden representar
células inmaduras de la célula hematopoyética
células derivadas de otras células madre aún por definir,
o el resultado de procesos patológicos. En los Anfibios
las células sanguíneas tienden a ser más pleomórficas y con
más variación en sus características de coloración que
las células sanguíneas de aves y mamíferos. Estas características
han hecho avances en la hematología de los anfibios
limitados, ya que muchos laboratorios no están equipados para el programa especial de
manchas y procedimientos de recolección necesarios para
definir la función de la célula.
11.6 INTERPRETAR EL HEMOGRAMA
La amplia gama de valores hematológicos publicados
para los anfibios "sanos" está indudablemente influenciado por
variaciones en las técnicas de muestreo, condiciones de muestreo,
tamaño limitado de la muestra, técnicas analíticas y fisiológicas de
estado, género, estación, patologías no reconocidas,
e incluso una identificación errónea en
anfibios, lo que oculta el valor del hemograma.
Hay poco o ningún valor clínico en la mayoría de las publicaciones con
informes sobre hematología de anfibios. Sólo hay
un informe actual de los valores normales de un anfibio,
la rana toro, Rana catesbeiana (Cathers et aI., 1997),
y este estudio tiene un valor limitado, ya que se basa en un
tamaño de la muestra de catorce ranas anestesiadas y una sola
de cada rana.
Dibujar suposiciones basadas en la sabiduría convencional
está lleno de trampas, porque el cuerpo del conocimiento
utilizado en la interpretación del hemograma de mamíferos
no se ha demostrado su validez en anfibios. El hemograma
debe interpretarse con el cuadro clínico
del anfibio, y se le recuerda al clínico que un
hemograma sin anomalías aparentes sigue siendo
útil en el proceso de diagnóstico. Es beneficioso obtener
muestras seriadas del anfibio afectado,
así como muestras de controles clínicamente normales con el fin de
poder evaluar más a fondo el hemograma. Siempre que los
especímenes sanos de la misma especie están disponibles como
del paciente, deben utilizarse como base de referencia para complementar
el hemograma del anfibio enfermo.
Siempre que un anfibio es retenido manualmente,
hay algún daño en la delgada epidermis. Para ello
los guantes de látex humedecidos deben ser usados por el clinico
para mejorar la lesión cutánea del paciente.
Aunque el humoral y el inmunológico mediado por células
La respuesta de los anfibios está mal delineada,
los monocitos son los responsables de la fagocitosis
eliminación de restos celulares y bacterias (Kollias, 1984;
Turner, 1988). Debido a la presencia de lesiones epiteliales en
células después de su manipulación, el monocito de un anfibio
puede mostrar un aumento relativo y absoluto en el conteo de
perfiles leucocitarios posteriores.
Glucocorticoides, ya sean exógenos (por ejemplo, dexametasona)
o endógena (por ejemplo, asociada a la restricción)
estrés), resultan en linfopenia y "neutrofilia".
(Garrido et aI., 1987). La neurofilia se interpreta como
un aumento de los heterófilos y neutrófilos circulantes
en lugar de los eosinófilos que manchan profundamente
y basófilos. Linfocitosis y una caída severa en
el hematocrito ha sido asociado con amputaciones de la cola
en el tritón de vientre de fuego japonés, Cynops
pyrrhogaster (Pfeiffer et ai., 1990). Estos procesos
puede ocurrir en cuestión de horas o puede tomar varios días.
La monitorización en serie del hemograma de anfibios está garantizada.
ya que las muestras individuales pueden dar lugar a un diagnóstico erróneo con
suposiciones.
En muchos casos la morfología de los eritrocitos
y los leucocitos son la faceta más importante de
el hemograma. Inclusiones virales, parásitos y bacterias
observadas en la placa de sangre puede sugerir una enfermedad grave
a pesar de los parámetros aparentemente normales en el hematocrito
y el recuento total de glóbulos blancos. Infección por iridovirus
de anuros puede dar lugar a cambios sustanciales en
los parámetros eritrocíticos (Graczyk et aI., 1996;
Gruia-Gray & Desser, 1992). En la rana toro, Rana
eatesheiana, el volumen de eritrocitos (MCV) puede aumentar
hasta 200/0 durante la infección por iridovirus, y
puede ser observado un aumento de los eritrocitos inmaduros circulantes
(Gruia-Gray & Desser, 1992). El eritrocito
El conteo puede caer cerca de 300/0 mientras el hematocrito permanece
mínimamente cambiado. Sin embargo, en el mono gigante
rana, Phyllomedusa vicolor, una disminución en el
volumen de eritrocitos se observó en los eritrocitos con virus e
inclusiones (Graczyk et aI., 1996).
11.7 INTERPRETACIÓN DEL PLASMA
BIOQUÍMICA
Las fuentes documentadas del nivel de glucosa en plasma
varian dentro de la rana leopardo del norte, Rana pipiens,
incluyen lo siguiente: la localidad de recolección (es decir, la zona geográfica)
origen de una población), estación, hora del día,
manejo y envío, anestesia y el ensayo
(Baranowski-Kish & Smith, 1976; Baranowski-Kishi
Smith & Smith, 1983; Farrar & Frye, 1979;
Hutchison & Turney, 1975; Jungreis, 1970; Jungreis
& Hooper, 1970; Mizell, 1965). Las Diferencias relacionadas con el sexo
se han observado en la proteína plasmática, el calcio,
y en los valores de sodio en la rana toro, Rana eatesheiana (Cathers et aI., 1997). Esta variación para una sola sustancia bioquímica
es indicativo de la dificultad generada
en la obtención de una visión significativa de una sola
muestra de plasma tomada de un paciente anfibio,
una dificultad que se multiplica para los valores que
reciben poca atención en la literatura (por ejemplo, AST,
BUN).
Son Fuentes comunes de hiperglucemia en los anfibios.
Las manipulaciones necesarias para el transporte del
paciente desde su recinto hasta la sala de exploración,
así como la restricción manual y la anestesia necesaria para
obtener la muestra. La hiperglucemia debe ser interpretada
en el contexto de la orden delos anfibio, que tiene valores
significativamente más bajos que los observados en aves y mamíferos,
e incluso reptiles. Los valores de glucosa en plasma son
comúnmente por debajo de 50 mg/di. En un estudio, la media de
la glucosa en plasma era de 30,1 ± 1,0 mg/dl antes de su manipulación
y el nivel de hiperglucemia fue de 38,1 mg/dl ±
1,0 mg/dl después de la manipulación (Baranowski-Smith & Smith,
1983). Esto es casi un aumento del 250/0 en circulación de
glucosa, sino el bajo valor absoluto de la glucosa
en comparación con pacientes de animales más familiares, puede variar
a menos que el médico esté en la conclusion correcta.
Los anfibios con tetania deben ser evaluados
para la hipoglucemia, así como para la hipocalcemia. La Sangre de
los anfibios sospechosos de intoxicación por amoníaco pueden ser
que el plasma tenga que ser analizado inmediatamente.
Se puede sospechar una enfermedad renal si
La osmolalidad se eleva en la cara de un anfibio bien hidratado.
La osmolalidad de un anfibio bien hidratado ha de ser de
200 mOsm (Bentley, 1971). Para aumentar su capacidad de absorción de agua,
un anfibio puede retener selectivamente más
solutos para que pueda extraer agua de mucho
suelos más secos. Ya que el riñón del anfibio no puede concentrarse la
orina por encima de la osmolalidad del plasma, uno de los
los principales métodos de conservación del agua son la capacidad de
tolerar una amplia fluctuación en la osmolalidad y
composición de su plasma. Esta adaptación fisiológica
puede ofuscar la interpretación de una sola
bioquímica plasmática en el anfibio, por lo tanto una múltiple
bioquímica (es decir, electrolitos), suficiente para evaluar la osmolalidad plasmática, puede ser necesaria para una completa
evaluación diagnóstica del anfibio.
Se han observado variaciones de las aloximas en los siguientes casos
Enzimas plasmáticas (por ejemplo, lactato deshidrogenasa o LDH).
de los anuros (por ejemplo, Prakash, 1995), y
se han observado albúmina sérica y proteínas (por ejemplo, Cei
& Bertini, 1961; Hass et aI., 1995). Desafortunadamente
el médico que trabaja en esta área se ha centrado en la taxonomía y la
preguntas y no ha sido evaluado como una herramienta de diagnostico
Desafortunadamente, dada la escasez de medicamentos clínico-patológicos con
información sobre anfibios, incluso con suero los
datos químicos y valores hematológicos sigue siendo
más de un arte que de una ciencia para interpretar la clínico-patología y los
valores en el contexto del cuadro clínico
de un anfibio (véanse las tablas 11.3A-l1.3I). Siempre que sea
posible, mirar las muestras de un anfibio de control (es decir, no afectado)
deben someterse a análisis concomitantemente
con muestras del anfibio enfermo con el fin de mejorar,
detectar e interpretar anormalidades, así como establecer
valores de referencia para una especie. Si un sistema consistente y sistemático
se mantiene el enfoque de la evaluación de un
anfibio, entonces cada practicante tendrá el potencial
para contribuir al desarrollo de este campo de la
medicina veterinaria.
Cuadro 11.3A. Hemogramas y química plasmática de una rana toro cautiva, Rana catesbeiana (400109), con enfermedad ósea metabólica.
Cuadro 11.3B. Hemogramas y química plasmática de una rana toro cautiva, Rana catesbeiana (400157), con enfermedad ósea metabólica. La rana toro se complementó con glubionato de calcio/vitamina D después del diagnóstico el 6 de septiembre de 1994.
* Anisocitosis moderada, poikilocitosis, policromías e hipocromías marcadas observadas en los eritrocitos.
Cuadro 11.3C. Hemogramas y química plasmática de una rana toro en libertad, Rana catesbeiana.
Tabla 11.3D. Valores promedio para hemogramas de ranas toro cautivas anestesiadas, Rana
catesbeiana,se mantiene a 20-2S°C. (Cathers et aI., 1997)
Cuadro 11.3E. Los valores promedio para la química sérica de las ranas toro cautivas anestesiadas,
Rana catesbeiana, se mantuvieron en 20-2SOC. (Cathers et aI., 1997)
Cuadro 11.3F. Hemogramas y química plasmática de dos ejemplares de la salamandra gigante japonesa,
Andrias japonicus. Las salamandras fueron inmovilizadas con metansulfonato de tricaína sin amortiguar para los exámenes físicos previos a la expedición.
* El plasma era azul claro. VetBooks
Cuadro 11.3G. Hemogramas y química plasmática de un macho adulto de rana toroidea sudamericana,
Leptodactylus pentadactylus (400038), con enfermedad ósea metabólica.
Tabla 11.3H. Hemogramas y química plasmática de una rana toroidea adulta sudamericana,
Leptodactylus pentadactylus (400037), con lipidosis corneal. Nota que esta fue alimentada con la misma dieta que la # 400038 (arriba).
* El plasma era azul claro.
tabla 11.3I hemogramas y química plasmática del ambistoma del axolote femenino adulto y del ambistoma mexicano (400015) con neoplesia ovárica
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