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TESIS
QUE PARA OBTENER EL TÍTULO DE:
INGENIERO EN PESQUERÍAS
PRESENTA:
CLARA DE LOS SANTOS NOYOLA
DIRECTOR:
DR. MARCO ANTONIO CADENA ROA
LA PAZ, B. C. S., ABRIL DE 2016
UNIVERSIDAD AUTÓNOMA DE
BAJA CALIFORNIA SUR
DEPARTAMENTO ACADÉMICO DE INGENIERÍA EN PESQUERÍAS
ÁREA DE CONOCIMIENTO DE CIENCIAS DEL MAR Y DE LA TIERRA
CARACTERIZACIÓN PARCIAL DEL CULTIVO DE CUATRO CEPAS
DE MICROALGAS Y DE UNA CIANOBACTERIA AISLADAS DE BAJA
CALIFORNIA SUR, MÉXICO.
AGRADECIMIENTOS
A mi alma máter la Universidad Autónoma de Baja California Sur.
A los colaboradores de la biblioteca de dicha, por las facilidades
proporcionadas para la obtención del material bibliográfico.
Muy particularmente, al Dr. Marco Antonio Cadena Roa por aceptar dirigir
el presente trabajo.
Mi gratitud para el Dr. Juan Manuel Pacheco Vega por la orientación y
disposición que siempre mantuvo sin importar el día y la hora.
Al Dr. Carlos Rangel Dávalos por su paciencia y por el apoyo otorgado en
la revisión del presente trabajo.
A la Ing. Elizabeth Pérez por todas las atenciones prestadas en el
laboratorio de microalgas de la Unidad Pichilingue.
A mis profesores: Q. Br. Ramona Lauterio, Dr. Federico Poujol, M.I. Oscar
Reséndiz, Ing. Jesús Valenzuela, Ing. Norma Álvarez, Dr. Miguel Ojeda, M.C. Manuel
Rodríguez, M.C. Jesús Fiol, Dr. José L. Cervantes, a los profesores del cuerpo
académico de Acuacultura y Química, y sobre todo al Dr. Alfredo Flores por las
clases extras.
A mis compañeros y amigos: Aracely, Yesenia, Madelein, M. Anahí, M.
Guadalupe, Gil, Danny, J. Carlos, Esteban, Tony, Ing. Saldaña (q.e.d.), a Miguel por
el apoyo en la instalación de los estanques utilizados en el cultivo de los
microorganismos, a Ricky por sus observaciones para el presente trabajo.
Al Profesor A. Peralta, Lic. Nahie, Patty, Chely, Rocío, Karina, Tina, Tico, Ing.
Eduardo, Chepe, Gaspar, y a mis queridas McDoñas por su valiosa amistad.
A mis entrañables hermanos adoptivos, Carmen, Cristy, David, D. Karina,
Emma, Érick, Juan Ca, Leo, L. Olea, L. Parra, Maite, Montserrath, Pablo, Xóchitl, y
sobre todo a Francisco por ayudarme en todo momento y por soportarme tanto
desde no sé cuándo.
Así mismo, a Jonah Milo por sus atinadas palabras de aliento.
DEDICATORIA
Con cariño, respeto y admiración a la memoria de una mujer ejemplar y
entrañable, mi abuela Ángela Medina Monjaraz quien aunque no está físicamente
presente, sus enseñanzas, convicciones y afecto continúan marcando cada
momento de mi existencia.
Al hombre para quien no tengo suficientes palabras que describan lo
valioso de su ser, Rodrigo Jerónimo de los Santos Medina mi caro padre.
A quienes son lo más apreciable en mi vida y me nutren con su
desmedido amor y apoyo incondicional, mis hermanos Gilberto, Heradia, Jerónimo
Rodrigo, Lizbeth, Eduardo Ángel, Cecilia y María Gerarda.
A mis sobrinos, Gilberto, Jesús Javier, Cielo, Génesis y Oluwakemi Jacsarah
por ser por ser parte de mis alegrías.
A mi madre María Aurora Noyola Chávez y demás familiares que me han
aportado tanto siempre.
¡Gracias a cada uno de ustedes hoy soy más fuerte!
ÍNDICE
RESUMEN ................................................................................................................... I
ABREVIATURAS Y SÍMBOLOS .................................................................................. II
I. INTRODUCCIÓN. ............................................................................................. 1
I.II. FASES DE CRECIMIENTO ............................................................................ 5
I.III. FICHAS TÉCNICAS DE LOS ASPECTOS GENERALES Y TAXONÓMICOS
DE LAS CEPAS UTILIZADAS .............................................................................. 7
CLASIFICACIÓN TAXONÓMICA ......................................................................... 7
II. ANTECEDENTES. .......................................................................................... 12
III. PLANTEAMIENTO Y DELIMITACIÓN DEL PROBLEMA. .............................. 14
IV. JUSTIFICACIÓN. ............................................................................................ 15
V. OBJETIVOS. ................................................................................................... 16
V.I. OBJETIVO GENERAL. ................................................................................. 16
V.II. OBJETIVOS ESPECÍFICOS........................................................................ 16
VI. HIPÓTESIS. .................................................................................................... 18
VII. METODOLOGÍA ............................................................................................. 19
1.- SISTEMA DE TRATAMIENTO DEL AGUA .......................................................... 19
2.- PROCESO DE ESCALAMIENTO ........................................................................ 19
3.- CURVAS DE CORRELACIÓN…………….. ......................................................... 20
4.- CULTIVO EN BOTELLAS EXPERIMENTALES ................................................... 21
5.- ANÁLISIS DE LOS DATOS .................................................................................. 24
VIII. RESULTADOS. .............................................................................................. 25
IX. DISCUSIONES ............................................................................................... 60
X. CONCLUSIONES. .......................................................................................... 62
XI. RECOMENDACIONES. .................................................................................. 63
XII. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS................................................................ 64
ANEXO 1: MEDIO DE CULTIVO F/2 MODIFICADO (GUILLARD, EN STEIN, 1973) 74
I
RESUMEN
CARACTERIZACIÓN PARCIAL DEL CULTIVO DE CUATRO CEPAS DE
MICROALGAS Y DE UNA CIANOBACTERIA AISLADAS DE BAJA CALIFORNIA
SUR, MÉXICO.
En el presente trabajo se cultivó a Chaetoceros sp, Grammatophora sp,
Navicula sp, Schizochytrium sp y Spirulina sp bajo diferentes tratamientos de
temperatura e intensidad luminosa con el fin de conocer estos parámetros óptimos
de crecimiento.
El primer cultivo se desarrolló bajo temperaturas de 22, 26, 30 y 34 ºC e intensidad
luminosa constante de 700 luxes y el segundo a una temperatura constante de 30 ºC
e intensidades luminosas de 700, 1 100, 1 500 y 1 900 luxes.
La concentración celular se determinó mediante la lectura de la densidad óptica a
una longitud de onda de 550 nm.
Encontrando que la temperatura óptima para Chaetoceros sp fue 26 ºC con 4.2 x 106
cel/ml, para Grammatophora sp fue 34 ºC con 1.7 x 106 cel/ml, para Navicula sp 34
ºC con 2.9 x 106, para Schizochytrium sp 30 ºC con 1.9 x 106 cel/ml
aproximadamente y para Spirulina sp 30 oC con 1.4 x 106 cel/ml. En tanto, la
intensidad luminosa óptima fue de 1 900 luxes para las cinco cepas, Chaetoceros sp
con 5 x 106 cel/ml, para Grammatophora sp con 1.8 x 106 cel/ml aproximadamente,
Navicula sp con 4.1 x 106, Schizochytrium sp con 2.3 x 106 cel/ml y Spirulina sp con
2.3 x 106 aproximadamente.
Palabras claves: caracterización, cepa, cianobacterias, cultivo, lux, microalga,
temperatura Chaetoceros sp, Grammatophora sp, Navicula sp, Schizochytrium sp,
Spirulina sp, intensidad luminosa.
II
ABREVIATURAS Y SÍMBOLOS B.C.S.: Baja California Sur.
°C: Grados centígrados.
et al (latín): Colaboradores.
CH: Chaetoceros sp.
Gram: Grammatophora sp.
Nav: Navicula sp.
Sch: Schizochytrium sp.
Sp: Spirulina sp.
sp: Especie.
FAO (en inglés): Organización de las Naciones Unidas para la Alimentación y la
Agricultura.
IL: Intensidad luminosa.
Km: Kilómetro.
nm: Nanómetro.
N: Norte.
μm: Micrometros.
T: Temperatura.
UABCS: Universidad Autónoma de Baja California Sur.
UNESCO (en inglés): Organización de las Naciones Unidas para la Educación, la
Ciencia y la Cultura.
W (en inglés): Oeste.
I. INTRODUCCIÓN
1
I. INTRODUCCIÓN.
Actualmente a la humanidad la aquejan diversos problemas, tales como los
cambios ambientales globales que pueden acarrear consecuencias graves para el
bienestar y la seguridad de la población del mundo entero. La situación es
apremiante porque esos cambios influyen en crisis sociales, económicas y políticas
(UNESCO, 2013). La FAO (2011) señala que las especies acuáticas que son
explotadas comercialmente mediante la pesca o la acuicultura contribuyen de forma
notable a la seguridad alimentaria, al empleo y a la generación de ingresos en
muchos países.
En México, a la acuicultura se le encuentra como una de las actividades con mayor
potencial y desarrollo en los últimos años, la cual arroja beneficios sociales y
económicos que se traducen en una fuente de alimentación para la población con un
elevado valor nutricional y costos accesibles. No obstante este desarrollo ha sido
insuficiente (Álvarez et al., 2012).
Recientemente se han venido utilizando cianobacterias y microalgas para mitigar
algunas crisis que padece la humanidad, tales como, alimentaria, energética y
medioambiental (Jiménez, 2012).
Las cianobacterias y las microalgas son organismos que forman parte del
fitoplancton y son capaces de realizar fotosíntesis con un elevado rendimiento
fotosintético así como de generación de biomasa, en la que pueden llegar a acumular
como material de reserva grandes niveles de azúcares o triacilgliceroles,
susceptibles de ser transformados en biocombustibles para automoción (Álvarez et
al., 2002).
I. INTRODUCCIÓN
2
Las cianobacterias en taxonomía antigua eran conocidas como algas verde-azules,
hoy día se sabe que son bacterias debido a las características anatómicas de sus
células procariotas. Estos organismos pueden ser unicelulares, coloniales o
filamentosos y poseen clorofila tipo a, ficocianina (azul) y ficoeritrina (rojo) cuyas
combinaciones les dan la coloración característica. Algunas pueden crecer en la
oscuridad pero más lentamente que a la luz pero las fotoautótrofas obligadas no se
desarrollan en la oscuridad (Frioni, 1999).
Las unicelulares poseen formas esféricas, ovoides o cilíndricas, las células coloniales
pueden arreglarse en colonias irregulares quedando unidas gracias a la matriz
secretada durante su crecimiento; en tanto, la morfología filamentosa es un resultado
de múltiples divisiones celulares en un solo plano, en ángulo recto al eje principal del
filamento. Su estructura celular consistente de una cadena de células llamada
tricoma, cuyas células vegetativas pueden diferenciarse en heterocistos y aquinetos.
Se reproducen asexualmente, los organismos filamentosos pueden hacerlo por
fragmentación del tricoma o por la formación de hormogonios (Arzate, 2008).al
parecer son macroalgas.
En tanto, las microalgas son un grupo extremadamente heterogéneo de organismos
unicelulares o pluricelulares, pueden ser procariotas o eucariotas, contienen
pigmentos fotosintéticos y accesorios. Esta diversidad hace de ellas una fuente
potencialmente rica en una amplia gama de productos químicos con aplicaciones en
la alimentación, la estética e incluso en las industrias farmacéutica y de combustible
(Olaizola, 2003).
La mayoría de las microalgas son fotoautótrofas (obtienen la energía proveniente de
la luz del sol y el carbono de los compuestos inorgánicos como las sales), otras son
fotoheterótrofas (obtienen la energía proveniente de la luz del sol y el carbono de los
compuestos orgánicos), y algunas son mixotroficas (siendo la fuente de energía la
luz y la materia orgánica, obteniendo el carbono de compuestos orgánicos y del CO2)
(Kaplan et al., 1986).
I. INTRODUCCIÓN
3
Su reproducción en la mayoría de los casos ocurre por división celular binaria, por lo
cual se presenta un crecimiento rápido cuando se inoculan en un medio de cultivo no
limitante y se mantiene en condiciones adecuadas (Arredondo et al., 2007).
Las microalgas de la clase Bacillariophyceae llamadas comúnmente diatomeas,
predominan en aguas oceánicas almacenan carbono de maneras diversas, ya sea
como aceites o como crisolaminarina (polímero glucídico) y cuentan con un alto
potencial para ser usado como fuente de alimento vivo para los organismos que se
cultivan con interés comercial y que presenten hábitos bentónicos al menos en
alguna fase de su ciclo de vida (Siqueiros, 1994; Garibay et al., 2009).
Como las cianobacterias y las microalgas realizan fotosíntesis convirtiendo la energía
solar en energía química a través de la transformación de moléculas de carbono en
materia orgánica (Figueruelo, 2001), siendo la temperatura y la disponibilidad de luz
los principales factores limitantes; los nutrientes inorgánicos e incluso el CO2 pueden
ser incorporados al medio de cultivo en exceso, de forma que nunca sean limitantes
al crecimiento. Por el contrario, la luz debe ser continuamente suministrada al cultivo,
ya que la energía radiante no se puede acumular (Molina, 1996).
La temperatura óptima para el crecimiento de las cianobacterias es mayor que la
necesaria para el desarrollo de algas verdes y diatomeas, lo cual explica porque en
los cuerpos de agua templados y boreales se dan los florecimientos de
cianobacterias, principalmente durante el verano (Robarts et al., 1987).
Las especies de microalgas comúnmente cultivadas toleran temperaturas entre 16 y
27 ° C; en tanto, las inferiores a 16 ° C ralentizan el crecimiento siendo más sensibles
a la fotoinhibición que aquellos que se mantienen en el valor ideal, mientras que
aquellas más altas que 35 ° C son letales para un número de especies, dado que
afecta la composición bioquímica de las células pues algunas proteínas pueden sufrir
daños irreversibles (Madigan et al., 2004; Inouye, et al., 2006).
I. INTRODUCCIÓN
4
En cuanto a la intensidad luminosa se refiere, las cianobacterias tienen la capacidad
de captar longitudes de onda de 500 hasta 600, que difícilmente son empleadas por
otros microorganismos, incluso pueden vivir con solo luz verde, por lo que pueden
crecer a la sombra. Aunque, muchas ellas no pueden sobrevivir a intensidades
luminosas elevadas, lo que limita su distribución a ecosistemas más turbios y
eutróficos (Mur, 1999; Arzate, 2008).
Mientras que, las microalgas emplean la fracción del espectro de luz solar que es
fotosintéticamente activa, es decir entre 350 y 700 nm, lo que supone un 40% de la
radiación total del sol. La mayor parte de los ecosistemas naturales vegetales
presentan una eficiencia de conversión de energía lumínica en biomasa de alrededor
del 1%. Sin embargo, en el caso de las microalgas se han demostrado eficiencias de
conversión luz-biomasa entre 1 y 4% en sistemas abiertos como estanques y aún
mayores en fotobioreactores cerrados (Stephens, 2010).
Las cianobacterias y las microalgas también necesitan de aireación y agitación para
mantener a las células en suspensión, para asegurar que todas las células de la
población están igualmente expuestas a la luz, homogenizar los nutrientes, evitar la
estratificación térmica y para mejorar el intercambio de gases entre el medio de
cultivo y el aire (Suh, 2003).
También, requieren para su crecimiento de elementos inorgánicos que toman del
medio. Las cianobacterias necesitan en su actividad nutricional nitrógeno, oxígeno,
carbono, hidrógeno, fósforo y azufre, que intervienen en la formación de
carbohidratos, grasas y proteínas (Roldán, 1992). Ciertos grupos de microalgas
requieren nutrientes especiales o característicos, como sucede con las diatomeas y
el silicio (Araujo, 2011).
I. INTRODUCCIÓN
5
Las condiciones ambientales cambian con la edad del cultivo, por lo cual se modifica
también la velocidad de crecimiento poblacional. Permitiendo reconocer diferentes
fases de crecimiento poblacional y de esta forma se pueden reconocer diferentes
fases de crecimiento.
La cantidad de biomasa del fitoplancton se determina a partir de los recuentos
(células/ml), biovolumen (mm3/l), e indirectamente a través de la concentración de
clorofila (Arredondo et al., 2007). Existen procedimientos estandarizados para la
obtención de estas métricas y se han desarrollado nuevas técnicas basadas en la
fluorocitometría de flujo y nuevas generaciones de contadores de partículas
(contadores laser) que pueden ser de utilidad para el establecimiento del número y
biomasa algal (Frioni, 1999).
Creo q este párrafo debe ir unido al anteriorUsando un espectrofotómetro se tiene
una evaluación rápida de la concentración celular mediante la densidad óptica del
cultivo y en especial si se cuenta con una curva de calibración; sin embargo, esta
técnica de estimación indirecta es menos precisa que el conteo directo, debido a la
presencia de residuos y/o contaminación bacteriana (Arredondo et al., 2007).
I.II. FASES DE CRECIMIENTO:
i. Fase lag o de adaptación: El comportamiento inicial depende de las
condiciones de las células del inóculo, y de ellas depende el éxito del nuevo
cultivo. Cuando las células del inóculo no se encuentran en condiciones
metabólicas adecuadas se presenta una fase de retardo del crecimiento por lo
cual el cultivo no será exitoso.
ii. Fase de aceleramiento o crecimiento: En ésta fase, diferentes componentes
estructurales se incrementan secuencialmente, iniciando con el ARN, seguido
de las proteínas y del peso individual. La concentración celular es
generalmente la última que muestra este incremento.
I. INTRODUCCIÓN
6
iii. Fase exponencial: Durante este periodo, la velocidad de crecimiento adquiere
su valor máximo y, en vista de la falta de factores limitantes, permanece
aproximadamente constante. Por este motivo, la concentración celular
aumenta rápidamente, aunque en general no se alcanzan valores muy altos.
iv. Fase de desaceleración: En esta fase se empieza a notar un efecto de una
menor disponibilidad de uno de los factores que regulan el crecimiento, en
consecuencia, la tasa de división celular disminuye aunque, en vista del alto
número de células, la concentración celular alcanza su máximo valor.
v. Fase estacionaria: Durante esta fase las condiciones del cultivo son limitantes
y la natalidad es igual a la mortalidad, por lo cual la concentración celular y los
componentes de la biomasa permanecen sin cambios relevantes.
vi. Fase de muerte: La tasa de mortalidad es superior a la tasa de natalidad, por
lo cual la concentración disminuye. Además se registra una disminución de la
biomasa unitaria como resultado de un incremento en la proporción entre
respiración y fotosíntesis y a la ausencia de nutrientes, que conllevan a la
muerte o lisis celular (Fogg et al., 1987, Arredondo, 2007).
Figura 1.- Gráfica de las fases de crecimiento microalgal.
I. INTRODUCCIÓN
7
I.III. FICHAS TÉCNICAS DE LOS ASPECTOS GENERALES Y TAXONÓMICOS DE
LAS CEPAS UTILIZADAS:
1. Chaetoceros sp.- Diatomea marina céntrica y planctónica que tiene un tamaño
de 5.13 μm de ancho y una longitud de 5.76 μm, posee cuatro setas en sus
extremos las cuales miden 18.15, 18.39, 19.45 y 16.0 μm (Zumaya, 2013).
Contiene cloroplastos, su forma es rectangular en vista transversal y elíptica
en vista valvar, es unicelular y se reproduce vegetativamente por fisión binaria
(Hasle et al., 1997).
Clasificación taxonómica:
Reino: Chromalveolata
División: Heterocontophyta
Clase: Bacillariophyceae
Orden: Centrales
Suborden: Biddulphiineae
Familia: Chaetocerotaceae
Género: Chaetoceros (Ehrenberg, 1844)
Especie: Chaetoceros sp
Figura 2.- Chaetoceros sp aislada de la bahía de La Paz, B.C.S., fotografía con un
objetivo de 40X tomada en un microscopio Nikon Optiphot-2.
I. INTRODUCCIÓN
8
2. Grammatophora sp.- Es un organismo unicelular que pertenece al grupo de
diatomeas, es de color amarillo-marrón, generalmente pelágico pero también
se puede encontrar unido a las rocas, plantas o incluso animales (Hasle et al.,
1997).
Clasificación taxonómica:
Reino: Chromalveolata
División: Bacillariophyta
Clase: Bacillariophyceae
Orden: Pennales
Familia: Striatellaceae
Género: Grammatophora (Ehrenberg, 1840)
Especie: Grammatophora sp
Figura 3.- Grammatophora sp aislada de la bahía de La Paz, B.C.S., fotografía
tomada con un objetivo de 20X en un microscopio Nikon Optiphot-2.
I. INTRODUCCIÓN
9
3. Navicula sp.- Es una diatomea de color pardo debido a la presencia de
clorofila α y c, betarotenos, xantofilas y fucoxantina. Para este caso en
particular sus células se encuentran formando cadenas y formas de vida en el
fondo, válvulas lineales, lanceoladas o elípticas, rafe generalmente recta, rafe
no originada en una cresta (Hasle et al., 1997).
Clasificación taxonómica:
Reino: Chromalveolata
División: Bacillariophyta
Clase: Bacillariophyceae
Orden: Pennales
Familia: Naviculaceae
Género: Navicula (Bory de Saint-Vincent,
1822)
Especie: Navicula sp
Figura 4.- Navicula sp aislada de la bahía de La Paz, B.C.S., fotografía tomada con
un objetivo de 20X en un microscopio Nikon Optiphot-2.
I. INTRODUCCIÓN
10
4. Schizochytrium sp.- Es una microalga unicelular esférica de color verde.
Actualmente se cultivan comercialmente ciertas especies del género de
Schizochytrium porque producen grandes cantidades de DHA (ácido
docosahexaenoico), el cual es derivado de los ácidos grasos omega 3 que son
esenciales para el ser humano (Fedorova, 2011).
Clasificación taxonómica:
Reino: Chromalveolata
División: Heterocontophyta
Clase: Thraustochytridae
Orden: Thraustochytriales
Familia: Thraustochytriaceae
Género: Schizochytrium (Leipe, 1994).
Especie: Schizochytrium sp
Figura 5.- Schizochytrium sp aislada de la bahía de La Paz, B.C.S., fotografía
tomada con un objetivo de 20X en un microscopio Nikon Optiphot-2.
I. INTRODUCCIÓN
11
5. Spirulina sp.- Es una cianobacteria verde-azul con un tamaño de 28.54 de
largo y 7.78 μm de ancho (Zumaya, 2013), multicelular, filamentosa y
simbiótica, se reproduce por medio de fisión binaria, la forma elíptica de sus
filamentos es una característica del género. Crece vigorosamente a altas
temperaturas, bajo fuertes radiaciones solares y en condiciones altamente
alcalinas (FAO, 2008).
Clasificación taxonómica:
Reino: Bacteria
División: Cyanobacteria
Clase: Cyanophyceae
Orden: Oscillatoriales
Género: Spirulina
Especie: Spirulina sp
Figura 6.- Spirulina sp aislada de la bahía de La Paz, B.C.S., fotografía tomada con
un objetivo de 20X en un microscopio Nikon Optiphot-2.
II. ANTECEDENTES
12
II. ANTECEDENTES.
A lo largo de la historia, la población humana ha venido aprovechando los ricos
nutrientes presentes en las microalgas. Sin embargo, no ha sido sino hasta la
segunda mitad del siglo XX que se han investigado formas de uso industrial para
potenciar su aprovechamiento masivo, principalmente en las áreas de la alimentación
y la medicina (Chamorro, 1996). También son utilizadas en la descontaminación de
aguas residuales que contienen contaminantes orgánicos (Ferrera, 2006).
Asimismo, ciertas especies de microalgas son empleadas para la producción de
biodiesel en México y el mundo entero. Empero, los sistemas de cultivo presentan
ciertas limitantes, tales como la escasez de información para su escalamiento, los
elevados costos de operación para la producción y recolección de la biomasa, entre
otros (Garibay, 2009). Y cianobacterias como la Spirulina sp contribuyen al control de
enfermedades como diabetes, hiperlipidemia, enfermedades virales y del sistema
inmune (Chamorro, 2012).
Las diversas investigaciones realizadas para mejorar su aprovechamiento han
tomado en cuenta los factores físicos más importantes, la temperatura y la intensidad
luminosa.
En un estudio donde se analizaron las diferencias del crecimiento y del contenido en
pigmentos de cuatro especies de microalgas marinas cultivadas a diferentes
temperaturas e intensidades de luz, se encontraron los mejores crecimientos a la
mayor de las intensidades de luz ensayadas para las cepas Isochrysis galbana y
Phaeodactylum tricornutum; mientras que, en los cultivos de Tetraselmis suecica y
Dunaliella tertiolecta los mejores crecimientos se encontraron a 20 oC y a la mayor
intensidad de luz ensayada (Abalde et al., 1992).
II. ANTECEDENTES
13
En otro estudió acerca del efecto de intensidades luminosas sobre los parámetros de
crecimiento de dos tipos de cepas de la microalga Dunaliella salina. Se realizaron
cultivos en un fotoperíodo de 12:12, donde los resultados indicaron que las mayores
densidades y tasas de crecimiento se alcanzaron para ambas cepas a 10,000 luxes
(Arcas et al., 2008).
III. PLANTEAMIENTO Y DELIMITACIÓN DEL PROBLEMA
14
III. PLANTEAMIENTO Y DELIMITACIÓN DEL PROBLEMA.
La mayoría de las investigaciones realizadas sobre cianobacterias y microalgas
no se ocupan de la aplicación de cepas nativas pues parten de colecciones ya
establecidas y tampoco de analizar los parámetros físicos de primer orden, como lo
son la intensidad luminosa y la temperatura que regulan todos los procesos
biológicos y que afecta tanto el número como la composición cualitativa de la
comunidad (Frioni, 1999).
Por lo que al aislar en B. C. S., México a Chaetoceros sp, Grammatophora sp,
Navicula sp, Schizochytrium sp y Spirulina sp y tratar de dar un esquema general de
ellas, resulta necesario resolver la interrogante de la intensidad luminosa y la
temperatura óptimas para las cinco cepas nativas, pudiéndose de ésta forma
eficientar los sistemas de cultivo proporcionando las condiciones idóneas para cada
especie. Siendo ésta la finalidad del tema, el presente trabajo se delimitará a la
evaluación de la biomasa para identificar los valores más altos en el cultivo de las
cepas antes mencionadas bajo cuatro diferentes tratamientos para cada uno de
estos parámetros físico.
IV. JUSTIFICACIÓN
15
IV. JUSTIFICACIÓN.
Debido a la gran importancia comercial que últimamente han tenido las
cianobacterias y las microalgas para fines alimenticios, cosméticos, farmacéuticos,
energéticos y medio ambientales resulta una exigencia la optimización de la
producción masiva en la acuicultura, y como Chaetoceros sp, Grammatophora sp,
Navicula sp, Schizochytrium sp y Spirulina sp aisladas de B. C. S., México son cepas
nativas, representan una alternativa favorable para la acuicultura en el estado, pues
se caracterizan por tener una mayor tolerancia a la contaminación y a las
condiciones ambientales del ecosistema local (Bassi et al., 2009; Griffiths et al.,
2009).
Por otra parte, es importante destacar que las cianobacterias y las microalgas son
microorganismos que dependen directamente de la luz para sintetizan la energía
luminosa y transformarla en energía química y como requieren de márgenes precisos
de temperatura para su metabolismo; por lo tanto, la intensidad luminosa y la
temperatura son dos de los factores ambientales fundamentales que más inciden en
la obtención de altos rendimientos en los cultivos (Goldman, 1979 en Hernández et
al., 1996). Razón por la cual, la relevancia de esta investigación radica en conocer
estos parámetros óptimos mediante la evaluación de la producción de biomasa del
cultivo y la puntualización de los valores más altos de crecimiento en las cepas antes
mencionadas, las cuales representan un gran potencial acuícola.
De esta manera se podría obtener un mejor aprovechamiento en la producción de
biomasa traduciéndose en beneficios biotecnológicos, ecológicos y económicos que
aplicándolos en cultivos de los laboratorios locales pueden contribuir a la
sostenibilidad y al progreso social de nuestra región.
V. OBJETIVOS
16
V. OBJETIVOS.
V.I. OBJETIVO GENERAL.
Generar las bases técnicas y biológicas para el cultivo de Chaetoceros sp,
Grammatophora sp, Navicula sp, Schizochytrium sp y Spirulina sp aisladas de Baja
California Sur, México y encontrar las tasas de crecimiento máximo de dichas cepas
bajo diferentes temperaturas e intensidades luminosas.
V.II. OBJETIVOS ESPECÍFICOS.
i. Evaluar la producción de biomasa de Chaetoceros sp, Grammatophora sp,
Navicula sp, Schizochytrium sp y Spirulina sp bajo cuatro diferentes
condiciones de temperatura e intensidad luminosa.
ii. Determinar la temperatura óptima para el cultivo de Chaetoceros sp,
Grammatophora sp, Navicula sp, Schizochytrium sp y Spirulina sp.
iii. Encontrar la intensidad luminosa óptima para el cultivo de Chaetoceros sp,
Grammatophora sp, Navicula sp, Schizochytrium sp y Spirulina sp.
VI. HIPÓTESIS
17
VI. HIPÓTESIS.
Las cepas Chaetoceros sp, Grammatophora sp, Navicula sp, Schizochytrium sp y
Spirulina sp al ser mantenidas bajo condiciones de cultivo a altas temperaturas e
intensidades luminosas, la densidad celular de dichas cepas se incrementará debido
a que proceden de ambientes cálidos.
VII. METODOLOGÍA
18
VII. METODOLOGÍA.
El presente trabajo se llevó a cabo dentro de las instalaciones del Laboratorio de
Microalgas de la Universidad Autónoma de Baja California Sur (UABCS) Unidad
Pichilingue ubicado en el km 16 de la carretera La Paz-Pichilingue.
1.- SISTEMA DE TRATAMIENTO DEL AGUA
En dicho laboratorio, el agua utilizada para los cultivos proviene de la bahía de
Pichilingue siendo bombeada hasta un canal de llamada de 200 m (Figura 7) que
cuenta con una serie de piletas que decantan el agua (Figura 8) hasta llegar a
estanques de recepción. Posteriormente, el agua pasa a través de una serie de filtros
de arena que van desde 40, 20 y hasta 5 μm y se vierte en contenedores de
almacenamiento de donde es bombeaba al interior del laboratorio.
Dentro del laboratorio el agua pasa por cuatro filtros de algodón que van de 10, 5 y
hasta 1 μm, donde además recibe irradiación de cuatro lámparas UV de 30 W.
Figura 7.- Canal de llamada. Figura 8.- Pileta de decantación.
VII. METODOLOGÍA
19
2.- PROCESO DE ESCALAMIENTO
Las cinco cepas estudiadas en el presente trabajo forman parte de la colección
del laboratorio de microalgas de la UABCS unidad Pichilingue.
Chaetoceros sp, Grammatophora sp, Navicula sp, Schizochytrium sp y Spirulina sp
son mantenidas en el cepario en tubos de ensaye de 10 ml en medio de cultivo F/2
(Guillard, 1975) (ver anexo 1) bajo condiciones de temperatura de 21˚C e iluminación
y agitación constante.
Partiendo del cepario dichos ejemplares fueron escalados a volúmenes
gradualmente mayores, utilizando el medio F/2 (Guillard, 1975). Donde el material
utilizado debidamente limpio y el agua de mar fueron esterilizados en autoclave bajo
condiciones estándares de 120 oC – 15 lb/pulg2 y en ausencia de aire durante 20
minutos.
Los escalamientos antes mencionados, fueron llevados a matraces de vidrio de 50 ml
a partir de los tubos de 10 ml, con excepción de la Spirulina sp, ya que se inoculó en
un matraz de 25 ml.
Posteriormente fueron escalados a matraces de 1 L, a excepción nuevamente de la
Spirulina sp, la cual fue llevada a 500 ml (Figura 9).
Figura 9.- Inoculación en matraces de 500 ml y de 1 L.
VII. METODOLOGÍA
20
3.- CURVAS DE CORRELACIÓN
a) Se realizaron unas curvas de correlación construidas con cantidades de 1 ml
de las cepas utilizadas, a las cuales se les evaluó la concentración celular
mediante densidad óptica utilizando la lectura de un espectrofotómetro
Beckman a una longitud de onda de 550 nm.
b) En una hoja de cálculo de Excel 2010® se capturaron las lecturas arrojadas y
con ellas se diseñó un modelo de curvas de correlación que sirvió de patrón
para determinar el valor de la concentración celular de las lecturas posteriores
(Figura 10).
Figura 10.- Lectura de las muestras en el espectrofotómetro.
VII. METODOLOGÍA
21
4.- CULTIVO EN BOTELLAS EXPERIMENTALES
4.1 Evaluación del efecto de la temperatura en los cultivos: 22, 26, 30 y 34˚C
bajo una intensidad luminosa constante de 700 luxes.
a) Usando 4 estanques de plástico de color blanco de 1 m2 como
contenedores, se colocaron en baño maría 60 botellas experimentales de
plástico transparente de 1.5 L en réplicas de 3 para cada una de las cepas,
distribuyendo 15 botellas en cada uno de los estanques. A cada una de las
botellas se les añadió 1.5 L de agua de mar y 1.5 ml de una solución de
hipoclorito de sodio comercial marca cloralex para su desinfección,
dejando actuar por 24 horas.
b) En dichos estanques se instalaron lámparas que generaban una intensidad
luminosa constante de 700 luxes, y en tres de ellos calentadores que
proveían una temperatura de 26, 30 y 34 ºC respectivamente; mientras
que, en el otro estanque la temperatura fue de 22 ºC. En todas las botellas
experimentales se mantuvo una aireación constante durante todo el
proceso.
c) Consecutivamente, para neutralizar el hipoclorito de sodio (NaClO) se le
adicionaron 1.5 ml de tiosulfato de sodio (Na2S2O3) a cada una de las
botellas experimentales, dejando actuar por 30 minutos.
Pasado este tiempo, se cultivaron en dichas botellas las 5 cepas por
triplicado, enriqueciendo el cultivo con 1.5 ml de macronutrientes, 1.5 ml de
micronutrientes, 1.5 ml de silicatos y 0.75 ml de vitaminas.
VII. METODOLOGÍA
22
d) Posteriormente, se le añadieron 80 ml del cultivo de la cepa contenida en
el matraz de 1 L a cada botella experimental correspondiente pero para la
Spirulina sp se agregaron tan solo 41 ml.
e) Se tomaron (3) muestras de 1 ml para realizar un conteo celular con ayuda
de una cámara de Neubauer y un microscopio compuesto y paralelamente
también se tomaron muestras para realizar lecturas de las cepas
cultivadas y determinar la concentración celular, esto mediante la densidad
óptica en un espectrofotómetro Beckman a una longitud de onda de 550
nm durante siete días. Se obtuvo una ecuación de correlación para cada
cepa y de esta manera se estimaron las concentraciones celulares para la
elaboración de las curvas de crecimiento bajo las diferentes temperaturas e
intensidad luminosa.
El cálculo de la concentración celular se calculo con la fórmula siguiente:
C = (número de células x 10.000) / número de cuadros.
Figura 11.- Conteo celular de la cepa Navicula sp.
VII. METODOLOGÍA
23
4.2 Evaluación del efecto de la intensidad de luz en los cultivos: 700, 1 100, 1
500 y 1 900 luxes y a una temperatura constante de 30 oC.
a) En este período se utilizó un nuevo cultivo madre siguiendo la técnica
expuesta al inicio.
b) Después, se limpiaron y desinfectaron las botellas experimentales y se
sembraron las cepas del mismo modo en que se realizó el tratamiento 1.
Con la excepción de que para este tratamiento se emplearon diferentes
intensidades luminosas en los cuatro estanques (700, 1 100, 1 500 y 1 900
luxes respectivamente) mientras que la temperatura se mantuvo constante,
siendo de 30 oC en cada uno de ellos (Figura 12).
c) Se tomaron las lecturas de la concentración celular de las cinco cepas
cultivadas durante un período de 7 días, tal y como se describió en el
inciso “e” del tratamiento anterior.
Figura 12.- Inoculación en botellas experimentales.
VII. METODOLOGÍA
24
5.- ANÁLISIS DE LOS DATOS.
a) En Excel 2010® con los valores de las lecturas de la densidad óptica se
graficaron las curvas de crecimiento de cada una de las cepas cultivadas
bajo los diferentes tratamientos, mediante la ecuación y = a + bx
Donde y = variable dependiente (cel/ml)
a = ordenada al origen
b = pendiente
x = variable independiente (absorbancia).
b) Finalmente, se efectuó un análisis estadístico utilizando el programa de
Statistic 7® para conocer el efecto de la temperatura y de la intensidad
luminosa en la concentración celular de las cepas empleadas elaborando
un análisis de una vía y otro de dos vías para los diferentes tratamientos.
En ambos casos se verificaron los postulados de la homogeneidad de
varianza y normalidad.
VIII. RESULTADOS
25
VIII. RESULTADOS.
Se obtuvieron 5 curvas de correlación de las cepas tratadas y su respectiva
ecuación de la recta, las cuales se muestran a continuación (Figuras 13-17): donde
sus valores indicaron correlación para realizar estimaciones de las concentraciones
celulares.
Figura 13.- Curva de correlación de Chaetoceros sp con n = 6.
Figura 14.- Curva de correlación de Grammatophora sp con n = 6.
y = 7E-08x - 0.0021 R² = 0.9932
0
0.02
0.04
0.06
0.08
0.1
0.12
0.14
0.16
0.18
0.00E+00 5.00E+05 1.00E+06 1.50E+06 2.00E+06 2.50E+06 3.00E+06
Ab
sorb
anci
a (n
µ)
Densidad (Cel/ml)
Chaetoceros sp
y = 1E-07x - 0.0035 R² = 0.9901
0
0.05
0.1
0.15
0.2
0.00E+00 5.00E+05 1.00E+06 1.50E+06 2.00E+06
Ab
sorb
anci
a (n
µ)
Densidad (Cel/ml)
Grammatophora sp
VIII. RESULTADOS
26
Figura 15.- Curva de correlación de Navicula sp con n = 6.
Figura 16.- Curva de correlación de Schizochytrium sp con n = 6.
y = 2E-08x - 0.0015 R² = 0.9124
0
0.005
0.01
0.015
0.02
0.025
0.03
0.00E+00 5.00E+05 1.00E+06 1.50E+06 2.00E+06
Ab
sorb
anci
a (n
µ)
Densidad (Cel/ml)
Navicula sp
y = 9E-08x + 0.0216 R² = 0.9479
0
0.01
0.02
0.03
0.04
0.05
0.06
0.07
0.08
0.09
0.1
0.00E+00 1.00E+05 2.00E+05 3.00E+05 4.00E+05 5.00E+05 6.00E+05 7.00E+05 8.00E+05
Ab
sorb
anci
a (n
µ)
Densidad (Cel/ml)
Schizochytrium sp
VIII. RESULTADOS
27
Figura 17.- Curva de correlación de Spirulina sp con n = 6.
y = 1E-07x - 0.0328 R² = 0.988
0
0.05
0.1
0.15
0.2
0.25
0.00E+00 5.00E+05 1.00E+06 1.50E+06 2.00E+06 2.50E+06
Ab
sorb
anci
a (n
µ)
Densidad (Cel/ml)
Spirulina sp
VIII. RESULTADOS
28
Tratamiento 1.- Cultivo de las cinco cepas experimentales bajo cuatro
diferentes temperaturas y a una intensidad luminosa constante.
Los resultados correspondientes a la cepa Chaetoceros sp cultivada bajo 22,
26, 30 y 34 oC y a una IL de 700 luxes, indicaron que durante un período de 7 días el
crecimiento más alto obtenido se presentó bajo la temperatura de 26 oC con 4.2 x 106
cel/ml aproximadamente. Por lo anterior, 26 oC resulta de todas las temperaturas
ensayadas, la temperatura óptima para la cepa antes mencionada.
Por otro lado, el comportamiento que siguió dicha cepa bajo las condiciones de este
tratamiento se puede apreciar en la figura 18; la cual exhibe además, las fases de
crecimiento. Aquí se observa que la fase lag o de adaptación ocurrió a partir del día 0
y se mantuvo hasta el día 2, la fase de aceleramiento apareció en el día 3, la fase
exponencial en el día 4 y permaneció hasta el día 5, y la fase de desaceleración en el
día 6; excepto para la temperatura de 26 oC, donde la fase exponencial persistió
hasta el día 7.
Figura 18.- Curvas de crecimiento de Chaetoceros sp cultivada a 700 luxes y a T =
22, 26, 30 y 34 oC.
0.00E+00
5.00E+05
1.00E+06
1.50E+06
2.00E+06
2.50E+06
3.00E+06
3.50E+06
4.00E+06
4.50E+06
0 2 4 6 8
De
nsi
dad
ce
lula
r (c
el/m
l)
Tiempo (Días)
Chaetoceros sp
T = 22 °C
T = 26 °C
T = 30 °C
T = 34 °C
VIII. RESULTADOS
29
De la misma forma, se puede observar que cuando ciertas temperaturas se acercan
al valor de la temperatura óptima, también los valores de la densidad celular se van
acercando; tal y como ocurre a 22 y 26 oC. Y se alejan mientras más difieren del
valor de la densidad celular bajo la T óptima, como ocurre a 30 y 34 oC.
El análisis de varianza indicó diferencia significativa (p< 0.05) para las densidades
celulares al comparar las cuatro temperaturas a intensidad luminosa constante, como
lo indica la figura 19 del análisis estadístico de una vía aplicado a la cepa
Chaetoceros sp con un intervalo de confianza del 95%.
Chaetoceros sp
bajo 4 temperaturas
22 26 30 34
Temperatura (oC)
1E+06
2E+06
2E+06
3E+06
3E+06
4E+06
4E+06
5E+06
5E+06
Den
sid
ad
celu
lar
(cel/m
l)
Figura 19.- ANOVA de una vía aplicada a Chaetoceros sp cultivada a 700 luxes y a T
= 22, 26, 30 y 34 oC.
VIII. RESULTADOS
30
En la tabla 1 se muestran los resultados de la prueba de Tuckey, donde se puede
observar que la densidad celular de la cepa Chaetoceros sp obtenida bajo la
temperatura de 22 oC presenta diferencias significativas en relación a la conseguida
a 26 y 34 oC; pero no, respecto a 30 oC.
Mientras que, las densidades celulares alcanzadas a 30 y 34 oC no presentan
diferencias significativas entre sí.
Individual 95% CIs For Mean Based on Pooled StDev
Level N Mean StDev +---------+---------+---------+---------
22 3 3139048 252475 (-----*-----)
26 3 4185238 37371 (-----*-----)
30 3 2262381 529929 (-----*-----)
34 3 2034286 399946 (----*-----)
+---------+---------+---------+---------
1600000 2400000 3200000 4000000
Tabla 1.- Prueba de Tuckey para Chaetoceros sp cultivada a 700 luxes y T = 22, 26,
30 y 34 oC.
Por otra parte, los resultados obtenidos por la cepa Grammatophora sp
cultivada bajo 22, 26, 30 y 34 oC y a una IL de 700 luxes por un período de 7 días,
arrojaron que la densidad celular más alta se logró bajo la temperatura de 34 oC con
1.7 x 106 cel/ml aproximadamente; por ello, de todas las temperaturas probadas, 34
oC resulta ser la temperatura óptima para esta cepa.
De igual manera, el comportamiento de la cepa Grammatophora sp cultivada bajo
este tratamiento se representa gráficamente en la figura 20, donde también se
pueden apreciar sus fases de crecimiento. Dicha figura señala que la fase lag o de
adaptación se presentó a partir del día 0 y permaneció hasta el día 1, la fase de
VIII. RESULTADOS
31
aceleramiento comenzó a partir del día 2 y continuó hasta el día 3, la fase
exponencial inició en el día 4 y se prolongó hasta el día 7 en todos los casos.
Figura 20.- Curvas de crecimiento de Grammatophora sp cultivada a 700 luxes y T =
22, 26, 30 y 34 oC.
Así mismo, se puede observar que el crecimiento siguió el mismo patrón de
comportamiento en todas las temperaturas a excepción de la temperatura de 34 oC
que durante el período de los días 5 y 6 la concentración celular continuaba
aumentando rápidamente y con ello alcanzó los niveles más altos que el reto en el
mismo período.
La figura 21 muestra un análisis estadístico de una vía aplicado a la cepa ensayada
Grammatophora sp, con respecto a su densidad celular y bajo cuatro diferentes
temperaturas e intensidad luminosa constante, con una P = 0.0 y un intervalo de
confianza del 95%. Dicho análisis indica que si existe diferencia en las densidades
celulares al comparar las cuatro temperaturas a intensidad luminosa constante.
0.00E+00
2.00E+05
4.00E+05
6.00E+05
8.00E+05
1.00E+06
1.20E+06
1.40E+06
1.60E+06
1.80E+06
0 2 4 6 8
Den
sid
ad c
elu
ula
r (c
el/
ml)
Tiempo (Días)
Grammatophora sp
T = 22 ˚C
T = 26 ˚C
T = 30 ˚C
T = 34 ˚C
VIII. RESULTADOS
32
Grammatophora sp
bajo 4 temperaturas
22 26 30 34
Temperatura (oC)
9E+05
1E+06
1E+06
1E+06
1E+06
1E+06
2E+06
2E+06
2E+06
2E+06
2E+06
2E+06
Den
sid
ad
Celu
lar
(cel/m
l)
Figura 21.- ANOVA de una vía aplicada a Grammatophora sp cultivada a 700 luxes y
a T = 22, 26, 30 y 34 oC.
La tabla 2 de la prueba Tuckey señala que las densidades celulares de la cepa
Grammatophora sp alcanzadas a temperaturas de 22, 26 y 30 oC no presentan
diferencias significativas entre sí; pero, sí con respecto a la lograda a 34 oC.
Individual 95% CIs For Mean Based on Pooled StDev
Level N Mean StDev +---------+---------+---------+---------
22 3 1149667 12055 (-----*-----)
26 3 1182667 40204 (-----*-----)
30 3 1297667 70543 (-----*-----)
34 3 1665333 216472 (------*-----)
+---------+---------+---------+---------
1000000 1250000 1500000 1750000
Tabla 2.- Prueba de Tuckey para Grammatophora sp cultivada a 700 luxes y T = 22,
26, 30 y 34 oC.
VIII. RESULTADOS
33
Mientras que los resultados logrados por la cepa Navicula sp cultivada bajo
22, 26, 30 y 34 oC y a una IL de 700 luxes indican que el crecimiento más alto
obtenido esta cepa durante un período de 7 días, se obtuvo bajo la temperatura de
34 oC con 2.9 x 106 cel/ml aproximadamente; por lo cual, 34 oC es la T óptima para
esta cepa de todas las temperaturas ensayadas.
El comportamiento que siguió la cepa Navicula sp cultivada bajo este tratamiento, se
representa gráficamente en la figura 22, donde se señalan las fases de crecimiento
de dicha cepa. Ella indica que, la fase lag o de adaptación surgió en el día 0, la fase
de aceleramiento apareció en el día 1 y se mantuvo hasta el día 2, la fase
exponencial empezó en el día 3 y perduró hasta el día 7.
Figura 22.- Curvas de crecimiento de Navicula sp cultivada a 700 luxes y a T = 22,
26, 30 y 34 oC.
0.00E+00
5.00E+05
1.00E+06
1.50E+06
2.00E+06
2.50E+06
3.00E+06
3.50E+06
0 1 2 3 4 5 6 7 8
Den
sid
ad c
elu
lar
(cel
/ml)
Tiempo (Días)
Navicula sp
T = 22 °C
T = 26 °C
T = 30 °C
T = 34 °C
VIII. RESULTADOS
34
Además, en dicha figura se puede apreciar que durante el período de 7 días, el
crecimiento alcanzado por Navicula sp no consiguió desarrollar el resto de las fases
de crecimiento, tal y como ocurrió con las cepas anteriores.
También, se puede ver que la densidad celular a 34 oC en el día 1 tenía el valor más
alto que el resto pero para los días 2 y 3 todos eran similares entre sí, y para el día 4
la densidad celular a 34 oC volvió a ser la más elevada, manteniéndose de esta
manera hasta el día 7.
En la figura 22 se muestra un análisis estadístico de una vía aplicado a la cepa
Navicula sp respecto a su densidad celular y bajo cuatro diferentes temperaturas e
intensidad luminosa constante, con una P = 0.0 y un intervalo de confianza del 95%.
El cual indicó diferencia significativa para las densidades celulares al comparar las
cuatro temperaturas a intensidad luminosa constante.
Navicula sp bajo 4 temperaturas
22 26 30 34
Temperatura (oC)
2E+06
2E+06
2E+06
2E+06
2E+06
3E+06
3E+06
3E+06
3E+06
3E+06
4E+06
Den
sid
ad
celu
lar
(cel/m
l)
Figura 23.- ANOVA de una vía aplicada a Navicula sp cultivada a 700 luxes y a T =
22, 26, 30 y 34 oC.
VIII. RESULTADOS
35
La tabla 3 señala que las densidades celulares de la cepa Navicula sp
obtenidas bajo las temperaturas de 22, 26 y 30 oC no presentan diferencias
significativas entre sí. En tanto, las logradas a 34 oC sí presentan diferencias
significativas respecto a las alcanzadas a 22 y 26 oC pero no con respecto a 30 oC.
Individual 95% CIs For Mean Based on Pooled StDev
Level N Mean StDev ------+---------+---------+---------+---
22 3 2143333 115036 (---------*--------)
26 3 2201667 79425 (--------*--------)
30 3 2293333 261072 (--------*---------)
34 3 2911667 471071 (--------*--------)
------+---------+---------+---------+---
2000000 2400000 2800000 3200000
Tabla 3.- Prueba de Tuckey para Navicula sp cultivada a 700 luxes y T = 22, 26, 30 y
34 oC.
Vale la pena destacar que, el conteo celular de la cepa Navicula sp se llevó a cabo
en un microscopio compuesto empleando una cámara de Neubauer. Esto debido a
que dicha cepa forma colonias tendiendo a depositarse en el fondo e impidiendo de
esta manera una lectura correcta en el espectrofotómetro.
En los resultados obtenidos por la cepa Schizochytrium sp cultivada a 22, 26,
30 y 34 oC y a una IL de 700 luxes se representa gráficamente en la figura 24
muestran que, el más alto crecimiento adquirido por dicha cepa durante un período
de 7 días, se logró bajo la temperatura de 30 oC con 1.9 x 106 cel/ml siendo 30 oC la
T óptima de todas las temperaturas ensayadas para dicha cepa.
VIII. RESULTADOS
36
El comportamiento que presentó la cepa la cepa Schizochytrium sp cultivada a bajo
este tratamiento se representa gráficamente en la figura 24, la cual muestra las fases
de crecimiento de esta cepa, donde se puede apreciar que la fase lag o de
adaptación apareció en el día 0, la fase de aceleramiento del día 2 al día 3, la fase
exponencial empezó a partir el día 4 hasta el día 7.
Figura 24.- Curvas de crecimiento de Schizochytrium sp cultivada a 700 luxes y a T
= 22, 26, 30 y 34 oC.
En la figura 25 se muestra un análisis estadístico de una vía aplicado a la cepa
estudiada Schizochytrium sp respecto a su densidad celular y bajo cuatro diferentes
temperaturas e intensidad luminosa constante, que mostró diferencia significativa con
una P = 0.0 y un intervalo de confianza del 95%.
0.00E+00
5.00E+05
1.00E+06
1.50E+06
2.00E+06
2.50E+06
0 2 4 6 8
Den
sid
ad c
elu
lar
(cel
/ml)
Tiempo (Días)
Schizochytrium sp
T = 22 °C
T = 26 °C
T = 30 °C
T = 34 °C
VIII. RESULTADOS
37
Schizochytrium sp
bajo 4 temperaturas
22 26 30 34
Temperatura (oC)
8E+05
1E+06
1E+06
1E+06
2E+06
2E+06
2E+06
2E+06
2E+06
Den
sid
ad
celu
lar
(cel/m
l)
Figura 25.- ANOVA de una vía aplicada a Schizochytrium sp cultivada a 700 luxes y
a T = 22, 26, 30 y 34 oC.
Los resultados obtenidos de la prueba de Tuckey se muestran en la tabla 4, donde
se observa que las densidades celulares de Schizochytrium sp obtenidas bajo las
temperaturas de 22, 26 y 30 oC no presentan diferencias significativas entre sí. En
tanto que, a 34 oC sí presentan diferencias significativas respecto a las logradas a 26
y 30 oC; pero, no con respecto a 22 oC.
Individual 95% CIs For Mean Based on Pooled StDev
Level N Mean StDev ---+---------+---------+---------+------
22 3 1260741 79445 (-----*-----)
26 3 1585556 176918 (----*-----)
30 3 1947407 207550 (-----*----)
34 3 1134074 69711 (----*-----)
---+---------+---------+---------+------
1050000 1400000 1750000 2100000
Tabla 4.- Prueba de Tuckey de Schizochytrium sp bajo 700 luxes y T = 22, 26, 30 y 34 oC.
VIII. RESULTADOS
38
Los resultados conseguidos por la cepa Spirulina sp cultivada bajo 22, 26, 30 y
34 oC y a una IL de 700 luxes, señalan que el crecimiento más alto obtenido por
dicha cepa durante un período de 7 días fue bajo la temperatura de 30 oC con 1.4 x
106 cel/ml; por lo que, resulta la T óptima de todas las temperaturas ensayadas en el
tratamiento 1 para la cepa antes mencionada.
El comportamiento que siguió la cepa Spirulina sp cultivada bajo este tratamiento
representa gráficamente en la figura 26 donde se muestran las fases de crecimiento
alcanzadas, pudiendo apreciar en ella que la fase lag o de adaptación se mantiene
desde el día 0 hasta el día 2, la fase de aceleramiento en el día 3, la fase
exponencial comenzó en el día 4 y permaneció hasta el día 7.
Figura 26.- Curvas de crecimiento de Spirulina sp cultivada a 700 luxes y a T = 22,
26, 30 y 34 oC.
0.00E+00
2.00E+05
4.00E+05
6.00E+05
8.00E+05
1.00E+06
1.20E+06
1.40E+06
1.60E+06
0 2 4 6 8
Den
sid
ad c
elu
lar
(cel
/ml)
Tiempo (Días)
Spirulina sp
T = 22 °C
T = 26 °C
T = 30 °C
T = 34 °C
VIII. RESULTADOS
39
Además, se puede ver que la densidad celular de la cianobacteria Spirulina sp a 22 y
a 26 oC exhibieron el mismo comportamiento; esto mismo ocurría bajo 30 y 34 oC
pero en este último caso se irrumpió con una notable diferencia, justo al presentarse
la fase de crecimiento exponencial en el día 4. Siendo en 30 oC donde la
concentración celular aumentó más rápidamente.
En la figura 22 se muestra un análisis estadístico de una vía aplicado a la cepa
estudiada Spirulina sp respecto a su densidad celular y bajo cuatro diferentes
temperaturas e intensidad luminosa constante que indica diferencia significativa, con
una P = 0.0 y un intervalo de confianza del 95%.
Spirulina sp bajo 4 temperaturas
22 26 30 34
Temperatura (oC)
5E+05
6E+05
7E+05
8E+05
9E+05
1E+06
1E+06
1E+06
1E+06
1E+06
2E+06
2E+06
Den
sid
ad
celu
lar
(cel/m
l)
Figura 27.- ANOVA de una vía aplicada a Spirulina sp cultivada a 700 luxes y a T =
22, 26, 30 y 34 oC.
Así mismo, se puede ver que las densidades celulares de Spirulina sp conseguidas a
las temperaturas de 22, 26 y 30 oC presentan diferencias significativas entre sí. Pero,
con respecto a las logradas a 34 y 26 oC sí no existen diferencias significativas entre
ellas; mientras que, bajo 22, 30 y 34 oC sí existen diferencias significativas (tabla 5).
VIII. RESULTADOS
40
Individual 95% CIs For Mean Based on
Pooled StDev
Level N Mean StDev -----+---------+---------+---------+----
22 3 693667 17898 (--*--)
26 3 837667 10599 (--*-)
30 3 1415667 106143 (--*--)
34 3 949000 17521 (--*--)
-----+---------+---------+---------+----
750000 1000000 1250000 1500000
Tabla 5.- Prueba de Tuckey para Spirulina sp cultivada a 700 luxes y T = 22, 26, 30 y
34 oC.
VIII. RESULTADOS
41
La densidad celular promedio de cada una de las diferentes cepas estudiadas
es mostrada en la figura 28; donde también se aprecian que los valores de densidad
celular mayores fueron para las cepas Chaetoceros sp y Navicula sp, que
Grammatophora sp, Schizochytrium sp y Spirulina sp presentaron las
productividades de densidad celular más bajas.
Cepas cultivadas bajo 4 diferentes T e IL constante
Ch Gram Nav Sch Sp
Cepas cultivadas
0E-01
5E+05
1E+06
2E+06
2E+06
3E+06
3E+06
4E+06
4E+06
De
ns
ida
d c
elu
lar
(ce
l/m
l)
Figura 28.- Análisis estadístico de dos vías aplicado a las cepas estudiadas respecto
a la densidad celular bajo diferentes T e IL constante, con una P = 0.00207 y un
intervalo de confianza del 95%.
Al realizar el análisis de varianza de dos vías para comparar las densidades celulares
obtenidas de las cepas utilizadas se encontró una diferencia significativa (P˂0.05)
donde las cepas Grammatophora sp, Schizochytrium sp y Spirulina sp bajo el
tratamiento de T = 22 oC no presentan diferencias significativas entre ellas, y
tampoco tienen diferencias significativas entre ellas Grammatophora sp y
Schizochytrium sp a esta temperatura respecto a la de 26 oC pero sí con el resto de
las cepas.
VIII. RESULTADOS
42
Así mismo, tampoco existen diferencias significativas entre Grammatophora sp,
Schizochytrium sp y Navicula sp 26 oC pero sí existen respecto a Chaetoceros sp y
Navicula sp.
Para Chaetoceros sp y Navicula sp no existen diferencias significativas bajo T
= 30 oC, tampoco entre la Navicula sp a 30 oC y la de 34 oC, pero sí con respecto al
resto de las cepas. En tanto, Spirulina sp a 22 oC sí presenta diferencias
significativas respecto a la Spirulina sp bajo 26, 30 y 34 oC.
Por otro lado, las cepas tratadas bajo 34 oC presentan diferencias significativas entre
sí y bajo el resto de las temperaturas (ver tabla 6).
CEPA PROMEDIO T = 22 oC T = 26 oC T = 30 oC T = 34 oC
Sp 974,000 **** ---
Gram 1,323,833 **** **** ---
Sch 1,481,944 **** **** ---
Nav 2,387,500 **** **** ---
Ch 2,905,238 **** ---
Tabla 6.- Prueba de Tukey de grupos homogéneos para las cepas estudias bajo
diferentes T e IL constante con un α = 0.05.
De las cinco cepas utilizadas una de ellas obtuvo su T óptima a 26 oC, otras dos de
ellas a 30 oC y las otras dos restantes a 34 oC. Se puede decir que la mayoría de
ellas obtuvo su T óptima a rangos más altos de 26 oC; razón por la cual, se decidió
realizar el segundo tratamiento a una temperatura constante de 30 oC, pues en la
siguiente etapa las altas intensidades luminosas pudieron haber causado
fotoinhibición a 34 oC (ver tabla 7).
VIII. RESULTADOS
43
Tabla 7.- Información general de las T óptimas de las 5 cepas utilizadas.
Cepa T óptima Densidad celular
Ch 26 oC 4.2 x 106 cel/ml
Gram 34 oC 1.7 x 106 cel/ml
Nav 34 oC 2.9 x 106 cel/ml
Sch 30 oC 1.9 x 106 cel/ml
Sp 30 oC 1.4 x 106 cel/ml
VIII. RESULTADOS
44
Tratamiento 2.- Cultivo de las cinco cepas experimentales bajo cuatro
diferentes intensidades luminosas y temperatura constante.
Los resultados que corresponden a la cepa Chaetoceros sp cultivada bajo
700, 1 100, 1 500 y 1 900 luxes y a una T = 30 oC, indican que el crecimiento más
alto conseguido por ésta durante un período de 7 días se logró bajo la intensidad
luminosa de 1 900 luxes con 5 x 106 cel/ml; por lo que, 1 900 luxes resulta de todas
las intensidades luminosas ensayadas la IL óptima para la cepa antes mencionada.
El comportamiento que obtenido por la cepa Chaetoceros sp cultivada bajo este
tratamiento, se puede ver en la figura 29, la cual también muestra las fases de
crecimiento. En dicha figura se puede observar que la fase lag o de adaptación
comenzó a partir del día 0 y se conservó hasta el día 1, la fase de aceleramiento
empezó en el día 2, la fase exponencial apareció en el día 3 manteniéndose hasta el
día 7.
Figura 29.- Curvas de crecimiento de Chaetoceros sp cultivada a 700, 1 100, 1 500 y
1 900 luxes y a 30 oC.
0.00E+00
1.00E+06
2.00E+06
3.00E+06
4.00E+06
5.00E+06
6.00E+06
0 2 4 6 8
Den
sid
ad c
elu
lar
(cel
/ml)
Tiempo (Días)
Chaetoceros sp
IL = 700 luxes
IL = 1100 luxes
IL = 1500 luxes
IL = 1900 luxes
VIII. RESULTADOS
45
El análisis estadístico de una vía indicó diferencia significativa en Chaetoceros
sp respecto a su densidad celular y bajo cuatro diferentes intensidades luminosas y
temperatura constante, con una P = 0.0 y un intervalo de confianza del 95% (figura
30).
Chaetoceros sp bajo 4
intensidades luminosas
700 1100 1500 1900
Intensidad luminosa (luxes)
3E+06
3E+06
4E+06
4E+06
5E+06
5E+06
6E+06
6E+06
De
nsid
ad
celu
lar
(cel/m
l)
Figura 30.- ANOVA de una vía aplicada a Chaetoceros sp cultivada a 700, 1 100, 1
500 y 1 900 luxes y a 30 oC.
Así mismo, se puede ver que las densidades celulares de Chaetoceros sp
conseguidas a las intensidades luminosas de 700, 1 100 y 1 500 luxes no presentan
diferencias significativas entre sí. Pero, con respecto a las obtenidas bajo 1 900 y
700 luxes sí se hallan diferencias significativas entre ellas; mientras que, bajo 1 900,
1 100 y 1 500 luxes no existen diferencias significativas (tabla 8).
VIII. RESULTADOS
46
Individual 95% CIs For Mean Based on Pooled StDev
Level N Mean StDev -+---------+---------+---------+--------
700 3 3524761 * (------*------)
1100 3 4209524 491446 (-----*-----)
1500 3 4439524 133021 (-----*------)
1900 3 5060000 548863 (------*-----)
-+---------+---------+---------+--------
2000000 3000000 4000000 5000000
Tabla 8.- Prueba de Tuckey para Chaetoceros sp cultivada a 700, 1 100, 1 500 y 1
900 luxes y a 30 oC.
Por otro lado, en el crecimiento obtenido por la cepa Grammatophora sp
cultivada a 700, 1 100, 1 500 y 1 900 luxes y a una T = 30 oC se puede observar que
la densidad celular más alta se alcanzó bajo la intensidad luminosa de 1 900 luxes
con 1.8 x 106 cel/ml aproximadamente; por lo que resulta, de todas las intensidades
luminosas ensayadas la IL óptima para esta cepa.
El comportamiento de la Grammatophora sp cultivada bajo este tratamiento, se
puede representar gráficamente en la figura 31, donde se aprecia la fase lag o de
adaptación comenzó desde el día 0 hasta el día 1, la fase de aceleramiento a partir
del día 2, la fase exponencial desde el día 3 hasta el día 7; a excepción de la IL de 1
900 luxes donde la fase de aceleramiento se presentó en el día 1 y de la IL a 700
luxes mostrando la fase de desaceleración en el día 7.
VIII. RESULTADOS
47
Figura 31.- Curvas de crecimiento de Grammatophora sp cultivada a 700, 1 100, 1
500 y 1 900 luxes y a 30 oC.
En la figura 32 se observa un análisis estadístico de una vía aplicado a la cepa
estudiada Grammatophora sp respecto a su densidad celular y bajo cuatro diferentes
intensidades luminosas y temperatura constante, con una P = 0.0 y un intervalo de
confianza del 95%.
0.00E+00
2.00E+05
4.00E+05
6.00E+05
8.00E+05
1.00E+06
1.20E+06
1.40E+06
1.60E+06
1.80E+06
2.00E+06
0 2 4 6 8
Den
sid
ad c
elu
ula
r (c
el/m
l)
Tiempo (Días)
Grammatophora sp
IL = 700 luxes
IL = 1100 luxes
IL = 1500 luxes
IL = 1900 luxes
VIII. RESULTADOS
48
Grammatophora sp bajo 4
intensidades luminosas
700 1100 1500 1900
Intensidad luminosa (luxes)
8E+05
1E+06
1E+06
1E+06
2E+06
2E+06
2E+06
2E+06
De
ns
idad
celu
lar
(cel/m
l)
Figura 32.- ANOVA de una vía aplicada a Grammatophora sp cultivada a 700, 1 100,
1 500 y 1 900 luxes y a 30 oC.
De igual forma, se puede ver que la densidad celular de Grammatophora sp
conseguida a las intensidades luminosas de 700 y 1 100 luxes no presentan
diferencias significativas entre ellas; pero, 700 sí presenta diferencias significativas
respecto al resto. Por otro lado, entre 1 100 y 1 500 luxes no existen diferencias
significativas; pero, sí hay diferencias significativas entre 1 500 y 700 luxes.
Finalmente se puede ver que entre 1 500 y 1 900 luxes no existen diferencias
significativas (tabla 9).
VIII. RESULTADOS
49
Individual 95% CIs For Mean Based on Pooled StDev
Level N Mean StDev +---------+---------+---------+---------
700 3 1054333 12055 (-----*-----)
1100 3 1370333 40204 (-----*-----)
1500 3 1652000 70543 (-----*-----)
1900 3 1799000 216472 (------*-----)
+---------+---------+---------+---------
1000000 1250000 1500000 1750000
Tabla 9.- Prueba de Tuckey para Grammatophora sp cultivada a 700, 1 100, 1 500 y
1 900 luxes y a 30 oC.
Mientras que, en el crecimiento conseguido por la cepa Navicula sp cultivada a
700, 1 100, 1 500 y 1 900 luxes y a una T = 30 oC se puede ver que la densidad
celular más alta se obtuvo bajo la intensidad luminosa de 1 900 luxes con 4.1 x 106
cel/ml; siendo de todas las intensidades luminosas ensayadas, la IL óptima para esta
cepa.
El comportamiento de la Navicula sp se representa gráficamente en la figura 33, en
ella se puede ver que la fase lag o de adaptación comenzó en el día 0, la fase de
aceleramiento en el día 1, la fase exponencial desde el día 3 hasta el día 7; a
excepción de la IL de 1 900 luxes donde la fase exponencial empezó en el día 2 y
para los días 3 y 4 no se observa un crecimiento acelerado sino hasta el día 5.
En ella también se observa que durante el período de 7 días, la cepa Navicula sp no
alcanzó a desarrollar el resto de las fases de crecimiento.
VIII. RESULTADOS
50
Figura 33.- Curvas de crecimiento de Navicula sp cultivada a 700, 1 100, 1 500 y 1
900 luxes y a 30 oC.
Por otro lado, en la figura 34 se observa un análisis estadístico de una vía aplicado a
la cepa estudiada Navicula sp respecto a su densidad celular y bajo cuatro diferentes
intensidades luminosas y temperatura constante, con una P = 0.0 y un intervalo de
confianza del 95%.
0.00E+00
5.00E+05
1.00E+06
1.50E+06
2.00E+06
2.50E+06
3.00E+06
3.50E+06
4.00E+06
4.50E+06
0 2 4 6 8
De
nsi
dad
ce
lula
r (c
el/
ml)
Tiempo (Días)
Navicula sp
IL = 700 luxes
IL = 1100 luxes
IL = 1500 luxes
IL = 1900 luxes
VIII. RESULTADOS
51
Navicula sp bajo 4
intensidades luminosas
700 1100 1500 1900
Intesidad luminosa (luxes)
2E+06
3E+06
3E+06
4E+06
4E+06
5E+06
5E+06
Den
sid
ad
celu
lar
(cel/
ml)
Figura 34.- ANOVA de una vía aplicada a Navicula sp cultivada a 700, 1 100, 1 500 y
1 900 luxes y a 30 oC.
En la tabla 10 se puede observar que las densidades celulares de Navicula sp
obtenidas bajo las intensidades luminosas de 700, 1 100 y 1 500 luxes no exhiben
diferencias significativas entre ellas. En tanto, 700 y 1 100 luxes presentan
diferencias significativas respecto a la adquirida a 1 900 luxes; finalmente, en 1 500 y
1 900 luxes no presentan diferencias significativas.
Individual 95% CIs For Mean Based on Pooled StDev
Level N Mean StDev ----+---------+---------+---------+-----
700 3 2830000 * (------*------)
1100 3 3235000 319648 (----*-----)
1500 3 3430000 239113 (-----*-----)
1900 3 4136667 262980 (----*-----)
----+---------+---------+---------+-----
2100000 2800000 3500000 4200000
Tabla 10.- Prueba de Tuckey para Navicula sp cultivada a 700, 1 100, 1 500 y 1 900
luxes y a 30 oC.
VIII. RESULTADOS
52
En tanto, el crecimiento alcanzado por la cepa Schizochytrium sp cultivada
bajo 700, 1 100, 1 500 y 1 900 luxes y a 30 oC exhibe que la densidad celular más
alta se consiguió bajo la intensidad luminosa de 1 900 luxes con 2.3 x 106 cel/ml; por
lo que, de todas las intensidades luminosas ensayadas resulta la IL óptima para
dicha cepa.
El comportamiento de la Schizochytrium sp cultivada se representa gráficamente de
la figura 35 donde la fase lag o de adaptación comenzó en el día 0 hasta el día 1, la
fase de aceleramiento en el día 2, la fase exponencial a partir del día 3 hasta el día 7.
Así mismo se puede ver que la densidad celular a 1 500 luxes para el día 5 era
superior al resto mientras que para el día 6 era similar a la de 1 900 luxes.
Figura 35.- Curvas de crecimiento de Schizochytrium sp cultivada a 700, 1 100, 1 500
y 1 900 luxes y a 30 oC.
0.00E+00
5.00E+05
1.00E+06
1.50E+06
2.00E+06
2.50E+06
0 2 4 6 8
Den
sid
ad c
elu
lar
(cel
/ml)
Tiempo (Días)
Schizochytrium sp
IL = 700 luxes
IL = 1100 luxes
IL = 1500 luxes
IL = 1900 luxes
VIII. RESULTADOS
53
En tanto, en la figura 36 se observa un análisis estadístico de una vía aplicado a la
cepa estudiada Schizochytrium sp respecto a su densidad celular y bajo cuatro
diferentes intensidades luminosas y temperatura constante, con una P = 0.0 y un
intervalo de confianza del 95%.
Schizochytrium sp bajo 4
intensidades luminosas
700 1100 1500 1900
Intensidad luminosa (luxes)
1E+06
1E+06
1E+06
2E+06
2E+06
2E+06
2E+06
2E+06
3E+06
De
ns
ida
d c
elu
lar
(ce
l/m
l)
Figura 36.- ANOVA de una vía aplicada a Schizochytrium sp cultivada a 700, 1 100, 1
500 y 1 900 luxes y a 30 oC.
En la tabla 11 se puede observar que las densidades celulares de Schizochytrium sp
obtenidas bajo las intensidades luminosas de 700 y 1 100 luxes no presentan
diferencias significativas entre ellas pero sí respecto a las adquiridas a 1 900 luxes.
Finalmente, la densidad celular bajo 1 500 luxes y con respecto a 1 100 y 1 900 luxes
no presentan diferencias significativas pero sí respecto a 700 luxes.
VIII. RESULTADOS
54
Individual 95% CIs For Mean Based on Pooled StDev
Level N Mean StDev --------+---------+---------+---------+-
700 3 1358888 * (--------*--------)
1100 3 1616296 34005 (---*----)
1500 3 1992962 196920 (---*----)
1900 3 2306296 192772 (---*----)
--------+---------+---------+---------+-
1000000 1500000 2000000 2500000
Tabla 11.- Prueba de Tuckey para Schizochytrium sp cultivada a 700, 1 100, 1 500 y
1 900 luxes y a 30 oC.
Mientras que, el crecimiento alcanzado por la cepa Spirulina sp cultivada bajo
700, 1 100, 1 500 y 1 900 luxes y a 30 oC muestra que la densidad celular más alta
se logró bajo la intensidad luminosa de 1 900 luxes con 2.3 x 106 cel/ml
aproximadamente; siendo de todas las intensidades luminosas ensayadas, la IL
óptima para dicha cepa.
El comportamiento de la Spirulina sp cultivada a 700, 1 100, 1 500 y 1 900 luxes y a
una T = 30 oC se representa gráficamente en la figura 37, aquí la fase lag o de
adaptación empezó desde el día 0 hasta el día 1, la fase de aceleramiento en el día
2, la fase exponencial a partir del día 3 hasta el día 7.
De igual modo, se observa que en todos los casos el crecimiento durante la fase
exponencial es paulatinamente lento en relación al crecimiento a 1 900 luxes.
VIII. RESULTADOS
55
Figura 37.- Curvas de crecimiento de Spirulina sp cultivada a 700, 1 100, 1 500 y 1
900 luxes y a 30 oC.
Al igual que, en el crecimiento de las cepas anteriores para el crecimiento alcanzado
por la cepa Spirulina sp durante un período de 7 días, tampoco se observaron las
fases de crecimiento de desaceleración, estacionaria y la fase de muerte.
Por otro lado, en la figura 38 se observa un análisis estadístico de una vía aplicado a
la cepa estudiada Spirulina sp respecto a su densidad celular y bajo cuatro diferentes
intensidades luminosas y temperatura constante, con una P = 0.0 y un intervalo de
confianza del 95%.
0.00E+00
5.00E+05
1.00E+06
1.50E+06
2.00E+06
2.50E+06
0 1 2 3 4 5 6 7 8
De
nsi
dad
ce
lula
r ce
l/m
l)
Tiempo (Días)
Spirulina sp
IL = 700 luxes
IL = 1100 luxes
IL = 1500 luxes
IL = 1900 luxes
VIII. RESULTADOS
56
Spirulina sp bajo 4 intensidades luminosas
700 1100 1500 1900
Intensidad luminosa (luxes)
6E+05
8E+05
1E+06
1E+06
1E+06
2E+06
2E+06
2E+06
2E+06
2E+06
3E+06
3E+06
Den
sid
ad
celu
lar
(cel/
ml)
Figura 38.- ANOVA de una vía aplicada a Spirulina sp cultivada a 700, 1 100, 1 500 y 1 900 luxes y a 30 oC.
En la tabla 12 se puede observar que las densidades celulares de Spirulina sp
obtenidas bajo las intensidades luminosas de 700 y 1 100 luxes no presentan
diferencias significativas entre ellas, pero sí respecto a la alcanzada a 1 900 luxes.
Mientras que, a 1 500 luxes y con relación a 700 y 1 900 luxes sí presentan
diferencias significativas, pero no entre 1 500 y 1 100 luxes.
VIII. RESULTADOS
57
Individual 95% CIs For Mean Based on
Pooled StDev
Level N Mean StDev --------+---------+---------+---------+-
700 3 1018333 * (-------*-------)
1100 3 1372333 34005 (---*----)
1500 3 1601667 196920 (---*----)
1900 3 2271000 192772 (---*----)
--------+---------+---------+---------+-
1000000 1500000 2000000 2500000
Tabla 12.- Prueba de Tuckey para Spirulina sp cultivada a 700, 1 100, 1 500 y 1 900 luxes y a 30 oC.
Las cinco cepas utilizadas obtuvieron su IL óptima bajo 1 900 luxes, por lo que se
puede decir que, Chaetoceros sp, Grammatophora sp, Navicula sp, Schizochytrium
sp y Spirulina sp obtienen densidades de crecimiento más altas bajo rangos de
intensidades luminosas altos (ver tabla 13).
Cepa IL óptima Densidad celular
Ch 1 900 luxes 5 x 106 cel/ml
Gram 1 900 luxes 1.8 x 106 cel/ml
Nav 1 900 luxes 4.1 x 106 cel/ml
Sch 1 900 luxes 2.3 x 106 cel/ml
Sp 1 900 luxes 2.3 x 106 cel/ml
Tabla 13.- Información general de las IL óptimas de las 5 cepas utilizadas.
VIII. RESULTADOS
58
La densidad celular promedio de cada una de las diferentes cepas estudiadas
es mostrada en la figura 39; donde también se aprecian que los valores de densidad
celular mayores fueron para las cepas Chaetoceros sp y Navicula sp, que
Grammatophora sp, Schizochytrium sp y Spirulina sp presentaron las
productividades de densidad celular más bajas.
Cepas cultivadas bajo 4 diferentes IL y T constante
Ch Gram Nav Sch Sp
Cepas cultivadas
5E+05
1E+06
2E+06
2E+06
3E+06
3E+06
4E+06
4E+06
5E+06
5E+06
De
ns
ida
d c
elu
lar
(ce
l/m
l)
Figura 39.- Análisis estadístico de dos vías aplicado a las cepas estudiadas respecto
a la densidad celular bajo diferentes IL y T constante, con una P = 0.0 y un intervalo
de confianza del 95%.
Al realizar el análisis de varianza de dos vías para comparar las densidades celulares
obtenidas de las cepas utilizadas se encontró una diferencia significativa (P˂0.05)
donde la cepa Grammatophora sp y de la Spirulina sp bajo el tratamiento de IL = 700
luxes no presentan diferencias significativas entre ellas pero sí presentan respecto a
Chaetoceros sp, Navicula sp y Schizochytrium sp. Pero, Spirulina sp a 700 luxes sí
presenta diferencias significativas respecto a la Spirulina sp bajo 1 100, 1 500 y 1
900 luxes.
VIII. RESULTADOS
59
Mientras que la Grammatophora sp y la Schizochytrium sp a 1 100 luxes no
presentan diferencias significativas pero sí respecto a Chaetoceros sp, Navicula sp y
Spirulina sp; también se puede observar que, no existen diferencias significativas
entre la Grammatophora sp a 700 luxes y la de 1 100 luxes.
Por otro lado, la cepa Navicula sp presenta diferencias significativas con
Chaetoceros sp, Grammatophora sp, Schizochytrium sp y Spirulina sp a IL = 1 500
luxes, así como también con la navicula sp a 700, 1 100 y 1 900 luxes (ver tabla 10).
CEPA: PROMEDIO: IL = 700
LUXES
IL = 1 100
LUXES
IL = 1 500
LUXES
IL = 1 900
LUXES
Sp 1,468,917 ****
Gram 1,565,833 **** ****
Sch 1,818,611 ****
Nav 3,409,583 ****
Ch 4,308,452 ****
Tabla 10.- Prueba de Tukey de grupos homogéneos para las cepas estudias bajo
diferentes IL y T constante con un α = 0.05.
VIII. RESULTADOS
60
IX. DISCUSIONES.
De acuerdo a los resultados obtenidos en el presente trabajo se sabe que el
crecimiento máximo alcanzado por la cepa Chaetoceros sp fue bajo la temperatura
de 26 oC con 4.2 x 106 cel/ml aproximadamente y a una intensidad luminosa de 1 900
luxes con 5 x 106 cel/ml. Algunos autores como Renaud et al. (2002), encontraron
que la diatomea Chaetoceros sp presentan sus mayores tasas de crecimiento entre
27-30 °C. Siqueira y Aidar (1993), hallaron que la intensidad luminosa óptima para
Chaetoceros sp va de 2 000 a 4 000 luxes.
Mientras que la temperatura óptima para la cepa Grammatophora sp fue de 34 oC
con una densidad celular 1.7 x 106 cel/ml aproximadamente y bajo una intensidad
luminosa óptima de 1 900 luxes con1.8 x 106 cel/ml. Montes et al. (2005), hallaron
que la temperatura promedio a la que se encuentran algunas especies de
Grammatophora spp en el medio es de 18.5 oC y según McGee (2009) el rango de la
intensidad luminosa para este género fluctúa entre 650 y 800 luxes.
Por otro lado, el mayor crecimiento obtenido por la cepa Navicula sp fue a la
temperatura de 34 oC con una densidad celular de 2.9 x 106 cel/ml aproximadamente
y con una intensidad luminosa de 1 900 luxes con 4.1 x 106 cel/ml. Curbelo et al.
(2006) obtuvieron concentraciones de Navicula sp de 600 x 103 cel/ml a 27 °C y a 1
000 luxes según indicaron Ferreira et al. (2014). Vale la pena mencionar que en el
presente trabajo, se llevó el cultivo a escalas de temperaturas más altas.
En tanto, la temperatura óptima para Schizochytrium sp fue de la temperatura de 30
oC con una densidad celular de 1.9 x 106 cel/ml y la intensidad luminosa óptima de 1
900 luxes con 2.3 x 106 cel/ml. Hammer (1986), halló que la temperatura óptima para
Schizochytrium spp es de 32° C y la intensidad luminosa es de va desde los 530 a 3
445 luxes.
VIII. RESULTADOS
61
Finalmente, para la cepa Spirulina sp el crecimiento máximo logrado fue bajo la
temperatura de 30 oC siendo con 1.4 x 106 cel/ml y a una intensidad luminosa de 1
900 luxes con una densidad celular de 2.3 x 106 cel/ml aproximadamente. González
(1995), encontró que la máxima velocidad de crecimiento que alcanza Spirulina spp
oscila entre los 35 – 38 ºC y que por encima de esta temperatura, hay riesgo de la
destrucción rápida del cultivo y según Vonshak, (in Gitelson, 1996), la intensidad
lumínica puede variar entre 2 000 y 5 000 luxes.
Al encontrar los parámetros óptimos de temperatura e intensidad luminosa en el
cultivo de Chaetoceros sp, Grammatophora sp, Navicula sp, Schizochytrium sp y
Spirulina sp aisladas de BCS, México, el presente estudio cumplió con los objetivos
planteados al inicio, y ello servirá a las industrias pues se trata de cepas con gran
potencial acuícola. Así mismo, es importante puntualizar que las condiciones
climatológicas del ambiente local no representan grandes inconvenientes para el
cultivo de estas cepas pues son nativas y por tanto se encuentran aclimatadas a
dichas condiciones.
Debido a que los resultados obtenidos en el presente trabajo arrojaron que la
mayoría de las cepas cultivadas presentaron la mayor concentración celular a
temperaturas altas en el primer tratamiento y bajo intensidades luminosas de 1 900
luxes en el segundo tratamiento, estos resultados confirman la certeza de la hipótesis
de trabajo.
X. CONCLUSIONES
62
X. CONCLUSIONES.
De acuerdo a los resultados obtenidos en el presente trabajo, para el caso de
Chaetoceros sp, se concluye que la temperatura óptima para su cultivo es de 26 ˚C
y una intensidad luminosa óptima de 1 900 luxes.
Mientras que, para Grammatophora sp la temperatura e intensidad luminosa óptimas
para su cultivo son de 34 oC y 1 900 luxes.
Para el caso de Navicula sp la temperatura óptima es de 34 oC y la intensidad
luminosa de 1 900 luxes.
Schizochytrium sp tiene como temperatura e intensidad luminosa óptimas 30 oC y 1
900 luxes.
Por último, se encontró que para el cultivo de Spirulina sp la temperatura e intensidad
luminosa óptimas son 30 oC y 1 900 luxes.
Con esto se puede decir que los respectivos cultivos de Chaetoceros sp,
Grammatophora sp, Navicula sp, Schizochytrium sp y Spirulina sp podrían
desarrollarse en los laboratorios locales a la intemperie y en lugares donde se
registren temperaturas altas durante el día, mientras que por la noche se podría
recurrir al uso de la energía y luminosidad artificiales, lo que posiblemente ayudaría a
reducir los costos de producción de dichos cultivos.
XI. RECOMENDACIONES
63
XI. RECOMENDACIONES.
Las condiciones climatológicas con las que cuenta Baja California Sur hacen de
éste estado un lugar propicio para el cultivo masivo de cepas de microalgas y
cianobacterias que crecen a temperaturas e intensidades luminosas altas. La
elevada velocidad de crecimiento y el contenido de los nutrientes de dichas cepas las
convierten en una fuente de interés para la industria alimenticia, cosmética y
farmacéutica.
Debido a las exigencias actuales para encontrar nuevas alternativas en las técnicas
de cultivos microalgales, se debe tomar en cuenta que en el medio local existe una
gran variedad de microalgas y cianobacterias que no han sido descritas como las
que se presentan en éste trabajo, por lo que su aislamiento y estudio ayudarían a
maximizar sus cultivos, pudiendo además representar una gran ventaja debido a su
origen y a las cualidades de cultivo que esto les ofrece.
En el presente trabajo, el período de cultivo correspondiente a las cepas
Chaetoceros sp, Grammatophora sp, Navicula sp, Schizochytrium sp y Spirulina sp
fue corto y no permitió observar todas las fases de crecimiento por lo que, se
recomienda para estudios posteriores usar un período más amplio en el cultivo de
estas cepas experimentales.
De igual forma, se recomienda tomar en cuenta otros factores físicos que
representen una influencia en el crecimiento de las cepas Chaetoceros sp,
Grammatophora sp, Navicula sp, Schizochytrium sp y Spirulina sp.
Así como también, tomar en consideración rangos de temperatura e intensidad
luminosa más amplios para los cultivos de las cepas antes mencionadas y de esta
manera contar con una mayor precisión de los rangos óptimos de crecimiento.
XII. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS
64
XII. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS.
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ANEXOS
74
ANEXO 1: MEDIO DE CULTIVO (AGUA DE MAR) F/2 MODIFICADO
(GUILLARD, EN STEIN, 1973):
A) Macronutrientes:
Reactivos Concentración
CaCl2.2H2O 36.76 g/l
MgSO4.7H2O 36.97 g/l
NaHCO3 12.60 g/l
K2HPO4 8.71 g/l
NaNO3 85.01 g/l
Na2SiO3.9H2O 28.42 g/l
De esta solución rotulada como “A” se obtiene 1 ml y se le adiciona a 1 litro de agua
esterilizada.
B) Micronutrientes:
Reactivos Concentración
Na2EDTA 4.36 g/l
FeCl3.6H2O 3.15 g/l
CuSO4.5H2O 0.01 g/l
ZnSO4.7H2O 0.022 g/l
CoCl2.6H2O 0.01 g/l
MnCl2.4H2O 0.18 g/l
Na2MoO4.2H2O 0.06 l
De esta solución rotulada como “B”, se obtiene 1 ml y se le adiciona a 1 litro de agua
esterilizada.
ANEXOS
75
C) Silicatos:
Reactivos Concentración
Na2SiO3.5H2O 10.5 gr
A esta solución rotulada como “C” se le adicionará 1 litro de agua esterilizada;
posteriormente, se esterilizará mediante filtración a través de un filtro de vidrio, y se
reservará en un envase de polipropileno esterilizado.
D) Vitaminas:
Reactivos Concentración
Biotina 0.5 g/l
Cianocobalamina 0.5 g/l
Tiamina 0.1 mg/l
De esta solución rotulada como “C”, se obtiene 1 ml y se le adiciona a 1 litro de agua
esterilizada.
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