alimentos.pdf
TRANSCRIPT
1
INSTITUTO TECNOLÓGICO SUPERIOR DE CINTALAPA
IBQ. Mariana Valdespino León.
Enero 2011
2
ÍNDICE.
Introducción .................................................................................................................. 03
Recomendaciones para el estudiante ........................................................................... 04
Práctica #01.- “Conteo de bacterias mesofílicas aerobias (carne, huevo)” ................... 06
Práctica #02.- “Conteo de organismos coniformes totales: Conteo por dilución
en tubo (NMP)” ..................................................................................... 10
Práctica #03.- “Recuento de Hongos y Levaduras (Cereales)” ..................................... 15
Práctica #04.- “Conteo de Staphylococus aureus (leche contaminada)” ....................... 16
Práctica #05.- “Conteo de Enterococos (mariscos, embutidos)” ................................... 17
Bibliografía .................................................................................................................... 18
Anexos .......................................................................................................................... 19
3
INTRODUCCIÓN.
El objetivo general del curso práctico de Microbiología de Alimentos es que el
alumno adquiera y desarrolle la habilidad en el control sanitario de agua, alimentos,
equipo e instalaciones, con la finalidad de evitar en lo posible las alteraciones de estos por
la acción de los microorganismos, así como conocer el efecto benéfico de los
microorganismos a nivel industrial.
Este manual está dirigido a estudiantes que continúan su experiencia en el manejo de los
microorganismos, enfocado principalmente al análisis microbiológico de los alimentos,
para determinar su vida útil, su calidad sanitaria y la eficiencia de los procesos de
conservación de alimentos.
Este manual contiene 5 prácticas diseñadas para que el estudiante enriquezca y
adquiera las herramientas más comunes en el análisis sanitario de los alimentos. El orden
de presentación corresponde al programa de curso teórico semestral de Microbiología de
Alimentos que forma parte del plan de estudio de la carrera de Ingeniería en Industrias
Alimentarias impartida en el Instituto Tecnológico Superior de Cintalapa.
En las primeras dos prácticas se presentan los objetivos y una breve introducción
para facilitar la comprensión de los mismos, después se indican los materiales necesarios
y procedimientos a realizarse en forma de instrucciones numeradas que se complementan
con figuras y esquemas, además se proponen formas de presentación de los resultados,
para que el alumno recopile sus observaciones y por último se incluyen cuestionarios que
el estudiante deberá resolver consultando materiales bibliográficos. En las siguientes
prácticas se plantean los objetivos a alcanzar y una breve introducción para que el
alumnos sea capaz de proponer su metodología de trabajo y la manera de reportar sus
resultados.
Se espera que este manual pueda ser de gran ayuda para profesores y estudiantes
del ITSC en el curso de Microbiología de Alimentos así como en las materias que
requieran el apoyo para realizar análisis sanitario de los alimentos.
IBQ. Mariana Valdespino León.
4
RECOMENDACIONES PARA EL ESTUDIANTE
REGLAS GENERALES DE LABORATORIO.
1. Durante las sesiones, siempre deberá usar bata blanca de laboratorio bien
abotonada.
2. No deberá sacar del laboratorio ningún equipo, medios o cultivos microbianos.
3. Evitar la acumulación sobre la mesa de trabajo de objetos no relacionados con la
práctica de laboratorio. Colocar todos los objetos personales (libros, mochilas, etc.)
en la zona indicada por el encargado del laboratorio.
4. Se prohíbe ingerir cualquier tipo de alimento o bebida dentro del laboratorio durante
la sesión de trabajo.
5. Se prohíbe fumar, aplicarse cosméticos o tocarse la cara con las manos o algún
otro objeto. Se deberá lavarse las manos meticulosamente con jabón y agua al
entrar y del laboratorio.
6. Por seguridad no se deberá pipetear oralmente ningún tipo de cultivo microbiano,
esta actividad deberá realizarse con perillas o jeringas conectadas a la pipeta.
7. No se admitirán visitas personales que distraigan la atención y pongan en riesgo la
seguridad en el trabajo que se realiza.
PROCEDIMIENTOS DE TRABAJO.
1. Antes y después de cada sesión de práctica los alumnos deberán limpiar las mesas
de trabajo con el desinfectante proporcionado para este fin.
2. Cuando se utilice mechero, este deberá colocarse alejado de equipos como el
microscopio así como de prendas de vestir, cuadernos, líquidos inflamables, etc.
3. Al concluir cada sesión, el estudiante deberá asegurarse de que los materiales de
desecho u objetos contaminados sean colocados en recipientes específicos para
ello, colocados en lugares apropiados que le indicará el profesor.
4. Siempre deberá dejar perfectamente limpios todos los equipos utilizados
(microscopios, balanza analítica, potenciómetro, etc.) y reportar el encargado de
laboratorio cualquier irregularidad en el funcionamiento de ellos.
5. En caso de producirse un incendio o herida personal, el alumno deberá conservar
la calma y notificarlo de inmediato al profesor. En el caso de derrame de cultivos o
rotura de recipientes con cultivos activos deberá conservar la calma y además
informar al profesor, seguir inmediatamente el siguiente procedimiento:
5
a) Colocar toallas de papel sobre el material derramado para evitar su dispersión.
b) Poner abundante solución desinfectante sobre las toallas.
c) Dejar transcurrir al menos 15 minutos, retirar las toallas y tirarlas en el
receptáculo destinado a la eliminación de materiales contaminados.
MATERIALES INDISPENSABLES EN CADA SESIÓN DE TRABAJO DE
LABORATORIO.
Por alumno:
Bata blanca de laboratorio, larga, de algodón 100%, manga larga, limpia y con
botones.
Manual de prácticas y cuaderno de anotaciones.
Cubrebocas y cofia.
Por equipo de trabajo o’ grupo:
Fibra para lavado de material.
Jabón desinfectante, de preferencia tricloro.
Encendedor o cerillos.
Franela de algodón limpia.
Cinta adhesiva (masking tape) de 1.27 cm de ancho.
Toallas absorbentes de papel.
Caja de pañuelos desechables.
Rollo de papel aluminio.
Marcador indeleble de punta chica.
Tijeras rectas.
Algodón plisado.
Tela pañalina.
Rollo de papel estraza.
Rollo de Kleen pack.
Alcohol de 96°.
Benzaldehído
6
PRÁCTICA No. 01.- “Conteo de bacterias mesofílicas aerobias.”
OBJETIVO: realizar un recuento de bacterias mesófilas viables en los alimentos como un
indicador microbiano de la calidad del alimento.
INTRODUCCIÓN:
Los recuentos de microorganismos viables se basan en el número de colonias que se
desarrollan en placas previamente inoculadas con una cantidad conocida de alimento e
incubadas en unas condiciones ambientales determinadas. Estos recuentos no pueden
considerarse como recuentos totales ya que solo son susceptibles del contaje aquellos
microorganismos capaces de crecer en las condiciones establecidas. Se puede conseguir
una amplia gama de condiciones variando la temperatura, la atmósfera, la composición
del medio y el tiempo de incubación.
En el grupo de los mesófilos aerobios se incluyen todas las bacterias, mohos y levaduras
capaces de desarrollarse a 30º C en las condiciones establecidas. En este recuento se
estima la microflora total sin especificar tipos de microorganismos; refleja la calidad
sanitaria de un alimento, las condiciones de manipulación, las condiciones higiénicas de la
materia prima.
Un recuento bajo de aerobios mesófilos no asegura la ausencia de patógenos o sus
toxinas, de la misma manera un recuento elevado no significa presencia de flora
patógena; sin embargo, salvo en alimentos obtenidos por fermentación, no son
recomendables los recuentos elevados. Un recuento elevado puede significar:
Excesiva contaminación de la materia prima.
Deficiente manipulación durante el proceso de elaboración.
La posibilidad de que existan patógenos, pues estos son mesófilos.
La inmediata alteración del producto.
El recuento de mesófilos nos indica las condiciones de salubridad de algunos alimentos.
MATERIAL, EQUIPO Y REACTIVOS:
Placas Petri
Tubos de ensaye de 18 x 150 mm
Matraz Erlenmeyer de 250 ml
Pipetas de 1 ml
Pipetas de 5 ml
Pipetas de 10 ml
Probeta de 50 ml
Aza circular
Varilla acodada
Mechero de Bunsen o mechero de alcohol
Mortero con pistilo
7
Contador de colonias
Balanza electrónica
Incubadora
Campana de flujo laminar
Agar nutritivo
Agua peptonada al 0.1%
Agua destilada
METODOLOGÍA:
a) Cuenta en placa por siembra en difusión.
1. Preparar la muestra de alimento según su tipo, si es líquido hay que homogenizar, si es sólido hay que licuar o triturar la mezcla.
2. Preparar las diluciones correspondientes: de 10-1 a 10-4. 3. Agregar los inóculos a cada placa petri e inmediatamente después agregar a cada
placa el Agar Nutritivo fundido, este debe estar a 45 – 46 ºC (10 a 15 mL por placa). NOTA: se utilizaran 2 placas por dilución.
4. Hacer la mezcla agar + inóculo, la cuál se realiza de la siguiente manera: hacer rotaciones 5 veces sentido horario, 5 veces de abajo arriba, 5 veces antihorario y 5 veces derecha e izquierda.
5. Esperar que solidifique el medio y luego incubar de manera invertida a 29 – 31 ºC por 24h (dejando una placa control).
6. Realizar las lecturas a las 24 y 48 h. 7. Para contar se eligen placas que tengan de 30 a 300 colonias.
b) Cuenta en placa por extensión de superficie.
1. Colocar en el centro de las cajas de Petri con Agar Nutritivo sólido, 0.1 mL de una
suspensión bacteriana (correspondiente a cada dilución preparada). NOTA: se
utilizarán dos placas por cada dilución.
2. Colocar sobre la muestra una varilla de vidrio con un doblez que forme un ángulo
de 90°. Distribuir la muestra sobre la superficie del agar girando la varilla en un
ángulo de 360°.
Figura 1.- Aislamiento por varilla acodada.
3. Invertir las cajas e incubar las cajas 24 h a T de 35º C.
8
RESULTADOS:
Reportar los resultados de acuerdo a las siguientes tablas:
Tabla 1.- Colonias aisladas por el método de siembra en difusión.
CARACTERÍSTICA MUESTRA.
Dilución:--------
Forma
Color
Borde
Superficie
Elevación
Número de colonias en caja 1
Número de colonias en caja 2
Número de colonias promedio
UFC/ml
NOTA: Se realizará una tabla por cada dilución que presente de 30 a 300 colonias
aisladas.
Tabla 2.- Colonias aisladas por el método de extensión de superficie.
CARACTERÍSTICA MUESTRA.
Dilución:--------
Forma
Color
Borde
Superficie
Elevación
Número de colonias en caja 1
Número de colonias en caja 2
Número de colonias promedio
UFC/ml
NOTA: Se realizará una tabla por cada dilución que presente de 30 a 300 colonias
aisladas.
Para determinar las unidades formadoras de colonias (UFC) por cada ml de medio,
se aplicará la siguiente fórmula:
UFC/ml = Número de colonias x Factor de dilución x Volumen de la dilución
9
Donde:
Número de colonias = el promedio del número de colonias detectadas en las 2 cajas de la
última dilución.
Factor de dilución = 101, 102, 103, 104, 105, 106, 107, etc. (depende de la dilución
correspondiente a las placas)
Volumen de la dilución = 10 ml.
NOTA: En los resultados se pueden anexar dibujos y fotos de lo obtenido.
Se consultaran los valores permitidos de UFC/ml por las normas oficiales o el Códex
alimentario para analizar la calidad sanitaria de los alimentos evaluados.
10
PRÁCTICA No. 02.- “Conteo de organismos coliformes totales: Conteo por dilución en tubo (NMP)”
OBJETIVO: Determinar la presencia de coliformes totales y fecales en diferentes muestras alimenticias por el método del Número Más Probable, utilizando la técnica de tubos de fermentación múltiple. INTRODUCCIÓN: El método del número más probable fue descrito por McCrady en 1915 y actualmente sigue siendo ampliamente utilizado. En un principio este método fue empleado para estimar el número de microorganismos en muestras de alimentos y aguas. Sin embargo, se ha demostrado que también puede ser aplicado para la determinación de microorganismos aerobios y anaerobios en lodos, sedimentos marinos y suelos contaminados, por tanto este método es aplicable para estimar el número de microorganismos en muestras de suelo y agua, tanto para bacterias aerobias como anaerobias. Los Coliformes Fecales son un subgrupo de los Coliformes totales, capaces de fermentar la lactosa a 44º C en vez de 37 ºC como lo hacen los totales. Aproximadamente el 95% del grupo de los Coliformes presentes en heces están formados por Escherichia coli y ciertas especies de Klebsiella. Ya que los Coliformes Fecales se encuentran casi exclusivamente en las heces de los animales de sangre caliente, se considera que reflejan mejor la presencia de contaminación fecal. Éstos últimos se denominan termotolerantes por su capacidad de soportar temperaturas más elevadas. Esta es la característica que diferencia a Coliformes Totales y Fecales. La capacidad de los Coliformes fecales de reproducirse fuera del intestino de los animales homeotérmicos es favorecida por la existencia de condiciones adecuadas de materia orgánica, pH, humedad. Desde hace mucho tiempo se han utilizado como indicador ideal de contaminación fecal. Su presencia se interpreta como una indicación de que los organismos patógenos pueden estar presentes y su ausencia indica que el agua o el alimento estudiado se hallan exentos de organismos productores de enfermedades. MATERIAL DE LABORATORIO: 04 Mecheros Bunsen 02 Mecheros de alcohol 10 tubos de 18 x 150 mm conteniendo 9 mL de agua de dilución estéril. 10 Pipetas de 1 mL estériles 05 Pipetas de 5 ml estériles 05 Pipetas de 10 ml estériles 30 tubos de 18 x 150 mm con campana Durham y tapón de rosca, conteniendo 9
ml de Caldo Lauril Sulfato estéril de concentración sencilla. 30 tubos de 18 x 150 mm con campana Durham y tapón de rosca, conteniendo 9
ml de Caldo Lactosa Bilis Verde Brillante estéril. 20 tubos de 18 x 150 mm con campana Durham y tapón de rosca, conteniendo 9
ml de Caldo E.C. estéril. 12 Cajas de Petri conteniendo Agar Eosina Azul de Metileno 10 Tubos de 18 x 150 mm con tapón de rosca conteniendo Agar nutritivo inclinado
estéril.
11
04 Gradillas para tubos de 18 x 150 y de 13 x 100 mm. 03 Matraces Erlenmeyer de 250 ml 03 Matraces Erlenmeyer de 500 ml 02 Tripiés 02 Telas de asbesto 02 Asas Bacteriológica 05 Vasos pp de 50 ml 03 Vasos pp de 100 ml 03 Vasos pp de 250 ml 02 Vasos de 500 ml 01 Probeta de 100 ml 01 Probeta de 50 ml 02 Espátulas 02 Pinzas de disección 02 Frascos de boca ancha con tapón esmerilado de aproximadamente 250 ml 02 Termómetros de 100ºC
EQUIPO: Incubadora Balanza analítica Balanza electrónica Campana de flujo laminar Estufa Baño María pH-metro
REACTIVOS:
Caldo Lauril Sulfato Caldo Lactosa Bilis Verde Brillante Caldo E.C Agar Eosina Azul de Metileno Agar nutritivo Fosfato monopotásico (KH2PO4) Sulfato de magnesio (MgSO4.7H2O) Solución de tiosulfato de sodio 10% Etanol NaOH 0.1 N HCl 0.1 N Soluciones reguladoras para pH-metro Agua destilada Benzaldehído
NOTA: si no existen los medios como tal, se requerirá:
Caldo Lauril Sulfato: Caldo Lactosa Bilis Verde Brillante al 2% Agar Eosina Azul de Metileno Agar nutritivo
12
INSUMOS:
Cerillos ó encendedor Papel Kraft Tela pañalina Algodón plisado Kleenex Etiquetas adhesivas Cubrebocas Cofia Guantes Franela Alcohol etílico Jabón líquido Papel estraza Toallas absorbentes Bandeja para material Bolsas de plástico de 2 kg Masking tape Marcador indeleble punta fina Kleenpack Papel aluminio
METODOLOGÍA: Muestreo. Prueba presuntiva:
1. Preparación del material y medios. 2. Realizar diluciones seriadas de la muestra de agua hasta 10 -3
en agua de dilución. 3. Realizar 5 pases de 1ml de cada una de las diluciones (10 -1,10-2,10-3) a tubos con 9
ml de caldo Lauril sulfato (Ver Anexo 2) 4. Incubar de 24 a 48 h a 35°C. 5. Después de 24 horas de incubación efectuar una primera lectura para observar si
hay tubos positivos, es decir, con producción de ácido, si el medio contiene un indicador de pH, turbidez y producción de gas en el interior de la campana Durham. Al hacer esta verificación es importante asegurarse que la producción de gas sea resultado de la fermentación de la lactosa, en cuyo caso se observará turbidez en el medio de cultivo, y no confundir con burbujas de aire. Para evitar este tipo de confusiones es recomendable revisar las campanas Durham antes de proceder a la inoculación y desechar aquellos tubos cuyas campanas contengan burbujas de aire ó de alguna manera eliminar éstas y así poder utilizarlos.
6. De los tubos que en la primera lectura den positivos, ya se pueden hacer las pruebas confirmatorias para coliformes totales y coliformes fecales. En caso de no apreciarse crecimiento en el resto de los tubos, continuarán en incubación 24 horas más. Después de 48 horas (±2h) a partir de la inoculación, se hace la lectura final. Si pasadas 48 h tampoco se aprecia crecimiento ni producción de gas, los tubos se toman como negativos.
13
Interpretación: - Si el total de tubos son NEGATIVOS: El examen se da por terminado, reportando
la AUSENCIA DE COLIFORMES TOTALES Y FECALES en la muestra analizada. - Todos aquellos tubos que den POSITIVOS para prueba presuntiva se anotarán
convenientemente y se procederá a realizar la PRUEBA CONFIRMATORIA para Coliformes Totales y Fecales.
Prueba Confirmatoria:
1. A partir de cada uno de los tubos que han resultado positivos en la prueba
presuntiva, agitándolos para homogeneizar, inocular con tres asadas tubos conteniendo caldo Lactosa Bilis Verde Brillante (LBVB).
2. Incubar durante 48 ± 3 h a 35 ± 0.5 °C. 3. Después de la incubación observar la presencia de turbidez y de gas.
Interpretación:
- Si se observa turbidez y producción de gas: La prueba se considera - POSITIVA, debiendo anotar el número de tubos positivos para posteriormente
hacer el cálculo del NMP. - Si en ninguno de los tubos se observa producción de gas, aun cuando se
observe turbidez: Se consideran NEGATIVOS, estableciéndose el Código 0,0,0
para efecto del cálculo del NMP - Si todos los tubos dan negativos ó todos dan positivos, con base en los
grados de dilución analizados, considerar la necesidad de repetir el análisis a partir de grados de dilución menores (mayores volúmenes de muestra) ó mayores (menores volúmenes de muestra), respectivamente.
Prueba confirmatoria para coliformes fecales:
1. A partir de cada uno de los tubos que han resultado positivos en la prueba
presuntiva, agitándolos para homogeneizar, inocular con tres asadas tubos conteniendo caldo E.C. (Escherichia coli).
2. Incubar durante 24 horas a 44.5 ± 0.2 °C. y después de este período, observar presencia de turbidez y gas.
Interpretación:
- Si se observa turbidez y producción de gas: La prueba se considera POSITIVA,
debiendo anotar el número de tubos positivos y establecer el código para posteriormente hacer el cálculo del NMP, (Figs. 18.2 y 18.3)
- Si no se observa producción de gas, aun cuando se observe turbidez: Se consideran negativos, estableciéndose el Código 0,0,0 para efecto del cálculo del
NMP. - Si todos los tubos dan negativos ó todos dan positivos, con base en los
grados de dilución analizados, considerar la necesidad de repetir el análisis a partir de grados de dilución menores (mayores volúmenes de muestra) ó mayores (menores volúmenes de muestra), respectivamente.
Prueba complementaria:
14
1. Se marca las placas de agar eosina azul de metileno correspondiendo cada una a un tubo de caldo lactosado verde brillante bilis. 2. Sembrar el inóculo, esparciendo en la superficie del primer cuadrante de la placa petri, cuidando de no romper el agar; girar la placa y continuar el esparcimiento en el segundo cuadrante a partir del inóculo del primer cuadrante. 3. Continuar de esta forma hasta completar el esparcimiento en toda la superficie del agar. (Ver Anexo 2) 4. Cerrar e incubar la placa en posición invertida durante 24 h a 35 ºC. 5. Observar el desarrollo de las colonias una vez transcurrida la incubación. Interpretación:
- Las colonias positivas son las colonias típicas de color rosado oscuro, con núcleo centra, con o sin brillo verde metálico; o las colonias atípicas rosadas, mucoides, opacas y sin núcleo.
- Las colonias negativas son las transparentes. - De las colonias positivas, se recomienda aislar en tubos con agar nutritivo
inclinado, para su posterior uso y/o preparación de tinciones. CALCULOS De acuerdo a los tubos positivos en las pruebas confirmativas para Coliformes Totales y Fecales, establecer los códigos correspondientes para calcular por referencia en las tablas estadísticas (Tablas 17.1-17.4) el NMP de Coliformes Totales y Fecales en 100 mL de agua. En caso de no encontrar en las tablas la combinación de tubos adecuada, emplear para los cálculos la siguiente ecuación:
ELABORACION Y PRESENTACION DE RESULTADOS.
Los resultados se elaboran de la siguiente manera:
Si se han realizado diluciones, se ha de obtener una serie final con valor cero.
A continuación se establece el triplete de valores correspondiente a las tres series anteriores a la del valor cero que podrá ser leída en la tabla del NMP.
Para efectos de expresar el valor obtenido basándose en 100 mL de muestra habrá de dividirse el resultado de la tabla por el volumen real de muestra inoculada en cada tubo de la serie central de cada triplete escogido.
En general se tiene:
Los resultados obtenidos se expresarán de la siguiente manera: NMP DE COLIFORMES TOTALES: __________ / 100 mL NMP DE COLIFORMES FECALES: __________ / 100 mL
15
PRÁCTICA No. 03.- “Recuento de Hongos y Levaduras (Cereales)”
OBJETIVO: realizar el conteo de hongos y levaduras presentes en cereales.
INTRODUCCIÓN.
Los hongos y levaduras son microorganismos que tienen interés como causa de
alteración y como elementos biológicos utilizados en la manufactura de algunos
alimentos: quesos, cerveza, pan, etc.
Ciertos hongos pueden producir al desarrollarse en animales y en el hombre, sustancias
que genéricamente reciben el nombre de micotoxinas.
Los hongos se encuentran distribuidos ampliamente en la naturaleza, como en la tierra y
en el polvo, las levaduras se desarrollan con facilidad en los utensilios que no han sido
perfectamente lavados, utilizados en las industrias de carbohidratos.
El objetivo principal de investigación en el laboratorio es descubrir las fuentes de
contaminación y la defectuosa conservación de algunos alimentos. Por ello la técnica se
ha diseñado para estimar su abundancia y no sólo su presencia.
La prueba no se aplica a cualquier tipo de alimento, sino sólo aquellos en los que de
acuerdo con la experiencia, permite correlacionar su hallazgo, por encima de ciertos
límites, con prácticas sanitarias defectuosas en la producción y almacenamiento del
alimento.
MATERIALES, EQUIPO Y REACTIVOS.
De acuerdo a la metodología propuesta, se determinara el tipo y cantidad de material a
utilizar.
METODOLOGÍA.
Se propondrá la metodología a realizar tomando en cuenta los siguientes aspectos:
- Preparación de materiales y medios.
- Toma de muestras.
- Análisis microbiológico.
- Toma y reporte resultados.
RESULTADOS
Se expresaran de acuerdo a la metodología propuesta.
16
PRÁCTICA No. 04.- “Detección y conteo de Staphylococus aureus (leche
contaminada)”
OBJETIVO: detectar y realizar el conteo de Staphylococus aureus en leche contaminada.
INTRODUCCIÓN.
El crecimiento de Staphylococcus aureus en alimentos tiene gran importancia por tratarse
de un microorganismo capaz de producir una poderosa enterotoxina que al ingerirse
causa intoxicaciones alimentarias.
Entre las razones para determinar el Staphylococcus aureus en alimentos están:
Confirmar la presencia de este microorganismo como agente causal de una
enfermedad de origen alimentario.
Determinar si un alimento o ingrediente es fuente potencial de este microorganismo
enterotoxigénico.
Demostrar la contaminación postproceso la cual es usualmente debida a contacto
humano o con superficies inadecuadamente sanitizadas.
Los alimentos sujetos a contaminación postproceso con tipos enterotoxigénicos de
Staphylococcus aureus representan un riesgo por la ausencia de flora competitiva que
normalmente restringe el crecimiento del Staphylococcus aureus y la producción de
enterotoxinas.
Este tipo de alimentos se vuelven más peligrosos, si además son sujetos a un inadecuado
manejo o son mantenidos a temperaturas de conservación inapropiadas.
Los alimentos perecederos tales como: carnes crudas y procesadas, ensaladas,
productos de pastelería y productos de leche, son los más comúnmente asociados con
intoxicación estafilocócica.
MATERIALES, EQUIPO Y REACTIVOS.
De acuerdo a la metodología propuesta, se determinara el tipo y cantidad de material a
utilizar.
METODOLOGÍA.
Se propondrá la metodología a realizar tomando en cuenta los siguientes aspectos:
- Preparación de materiales y medios.
- Toma de muestras.
- Análisis microbiológico.
- Toma y reporte resultados.
RESULTADOS
Se expresaran de acuerdo a la metodología propuesta.
17
PRÁCTICA No. 05.- “Detección de Enterococos (mariscos, embutidos)”
OBJETIVO: detectar y realizar el conteo de enterococos en muestras cárnicas.
INTRODUCCIÓN:
Los enterococos son cocos gram positivos, que se encuentran aislados, de a pares, o
formando cadenas cortas. Ellos pertenecieron, clásicamente, a los Streptococcus grupo D
de Lancefield; sin embargo, a mediados de la década de 1980 fueron oficialmente
clasificados en su propio género. Son catalasa negativa, anaerobios facultativos, capaces
de crecer en condiciones un tanto extremas. Las características bioquímicas
sobresalientes incluyen: la habilidad de crecer en presencia de NaCl al 6,5%, a
temperaturas entre 10°C y 45°C, y hasta en un pH de 9,6. Tienen la capacidad de
hidrolizar la esculina, crecer en presencia de bilis al 40%, sobrevivir 30 min a 60°C e
hidrolizar la L-pirrolidonil ß-naftil-amida (PYR); esta habilidad ha sido usada como parte de
un test rápido para detección de enterococos en el laboratorio.
Las especies de enterococos clínicamente importante son: E faecalis, E faecium, E
durans, E avium, E gallinarum, E casseliflavus, E raffinosus, E malodoratus, E hirae, E
mundtii, E solitarius, E pseudoavium. E faecalis es el patógeno humano más frecuente
representando el 60% al 90% de los aislamientos clínicos de enterococos. E faecium es la
segunda especie aislada en frecuencia, representando el 5% al 16% de los aislamientos
clínicos.
MATERIALES, EQUIPO Y REACTIVOS.
De acuerdo a la metodología propuesta, se determinara el tipo y cantidad de material a
utilizar.
METODOLOGÍA.
Se propondrá la metodología a realizar tomando en cuenta los siguientes aspectos:
- Preparación de materiales y medios.
- Toma de muestras.
- Análisis microbiológico.
- Toma y reporte resultados.
RESULTADOS
Se expresaran de acuerdo a la metodología propuesta.
18
BIBLIOGRAFÍA.
Aquihuatl Ramos M., Pérez Chabela M.;(2004); Manual de Prácticas del
Laboratorio de Microbiología General; 1°Edición; Universidad Autónoma
Metropolitana, México D.F.
NMX-F-255. Método de conteo de hongos, y levaduras.
NMX-F-285. Muestreo y transporte de la muestra.
MX-F-304. Investigación de Salmonella método general. (Método general de
investigación de Salmonella).
NMX-F-308. Cuenta de organismos coliformes fecales.
NMX-F-310-S. Alimentos para humanos. Microbiológicos. Cuenta de
Staphylococcus aureus, coagulasa positiva.
Madigan M.T., J.M. Martinko, J. Parker, Brook, (1998); Biología de los
microorganismos; 8° Edición; Prentice Hall; España.
Prescott L.M., Harley J.P.; Klein D.A.; (1999); Microbiología; 4° Edición; Mc Graw
Hill Interamericana, México.
www.britanialab.com.ar
19
Anexo 01.
Figura 02.- Siembra en placa para Prueba Complementaria. Anexo 02.
Tabla 03.- Ejemplo de tabla para selección de código
20
Anexo 03.
21
Anexo 04.
INSTRUCTIVO PARA EL USO DEL AUTOCLAVE.
1. Cerciórese que la autoclave se encuentre limpio y cuente con todas sus piezas.
2. Coloque la parrilla interna en su lugar.
3. Llene la autoclave con agua corriente, hasta la marca interna.
4. Coloque y acomode el material a esterilizar de manera que tubos y matraces con
medios de cultivo se coloquen en forma vertical, asegurándose que no existan
derrames. El material de cristal vacio debe acomodarse que de manera que no
caiga o se pueda romper.
5. Cierre los cierres tipo mariposa de la tapa del autoclave, en forma de “cruz”, es
decir, por extremos opuestos.
6. Siente la autoclave en la parrilla destinada para su calentamiento, encienda los
mecheros necesarios y colóquelos debajo de la parrilla de calentamiento.
7. Espere a que comience a salir vapor de agua por la válvula de escape, cuando el
flujo de vapor sea constante, deberá cerrar perfectamente la válvula de escape.
8. Se debe monitorear el manómetro de la autoclave, cuando la aguja de éste llegue a
15 lb se comienzan a contar 15 minutos y se controla el calentamiento de manera
que la aguja se mantenga constante en 15 lb.
9. Cuando hayan transcurrido los 15 minutos, se deberán apagar todos los mecheros
y se debe dejar enfriar hasta que la aguja del manómetro llegue nuevamente a 0.
10. Cuando la aguja este en 0, se debe abrir con cuidado la válvula de escape, para
liberar la presión interior.
11. Después de liberar el vapor, se procederá a abrir la tapa de la autoclave y se
retirará el material estéril.
12. Finalmente se procede a la limpieza del equipo, para su posterior uso.
Figura 05.- Autoclave.