X Congreso Nacional Asociación Española de Bancos de Tejidos

Valencia, 9-11 de abril de 2008

www.aebt.org

COMITÉ DE HONOR

Comité de Honor

MOLT HBLE. SR. PRESIDENT DE LA GENERALITAT VALENCIANA

D. FRANCISCO CAMPS ORTIZ

EXCMA. SRA. ALCALDESA DEL AYUNTAMIENTO DE VALENCIA

Dª. RITA BARBERÁ NOLLA

HBLE. SR. CONSELLER DE SANITAT D. MANUEL CERVERA TAULET

ILMO. SR. DIRECTOR DE LA AGENCIA VALENCIANA DE SALUD

D. LUIS ROSADO BRETÓN

ILMA. SRA. DIRECTORA GENERAL DE ORDENACIÓN, EVALUACIÓN E

INVESTIGACIÓN SANITARIA Dª. PILAR VIEDMA GIL DE VERGARA

ILMO SR. COORDINADOR NACIONAL DE TRASPLANTES

D. RAFAEL MATESANZ ACEDOS

COORDINADOR AUTONÓMICO DE TRASPLANTES DE LA COMUNIDAD

VALENCIANA D. MANUEL DE LA CONCEPCIÓN IBAÑEZ

COMITÉ ORGANIZADOR

Comité Organizador

PRESIDENCIA Roberto J. Roig

VICEPRESIDENCIA

Mª. Ángeles Soler

SECRETARÍA CIENTÍFICA Pilar Solves

TESORERÍA Juana Belmar

SECRETARÍA TÉCNICA

Elena Mateu

SECRETARÍA GENERAL Vicente Mirabet

VOCALÍAS

COMISIÓN ORGANIZADORA Eusebio Romero

Luis Larrea Antonio Tascón Cándido Andión

Pilar Arias

COMISIÓN CIENTÍFICA

Mª Jesús Félix Esther Rendal

Elba Agustí Francisco J Blanco Francisco Quiles

Mª Dolores Planelles

PROGRAMA CIENTÍFICO

Programa Científico

DÍA 9, MIÉRCOLES

TALLER PARA PERSONAL TÉCNICO. Manipulación de Células y Tejidos para Trasplante. 10:30h-11:30h. Células y tejidos susceptibles de almacenamiento. Modalidades de preservación. 11:30h-13:30h. Procedimientos básicos en el banco de tejidos. Práctica de laboratorio.

Junta Directiva AEBT .

14:00h. Comida (sólo asistentes al taller).

SESIÓN FORMATIVA. Coordinador: Cándido Andión. Hospital Juan Canalejo (La Coruña). 16:00h-16:30h. Actualización legislativa y normativa relativa al banco de tejidos.

Gregorio Garrido. Organización Nacional de Trasplantes (Madrid). 16:30h-17:00h. Calidad y seguridad en el banco de tejidos.

Elba Agustí. Transplant Services Foundation (Barcelona). 17:00h-17:30h. Aloinjertos de tejido compuesto. trasplante de manos.

Pedro Cavadas (Valencia). 17:30h-18:00h. Vitrificación de ovocitos.

Ana Cobo. Instituto Valenciano de Infertilidad (Valencia).

19:30h. Acto de Bienvenida. Ayuntamiento de Valencia.

DÍA 10, JUEVES

8:30h Recogida de Documentación.

SESION I. DONACIÓN Y TRASPLANTE DE CÉLULAS Y TEJIDOS EN IBERO AMÉRICA. Moderador: Jacinto Sánchez. Coordinación Autonómica de Trasplantes de Galicia (Santiago de Compostela). 9:00h-9:30h. Colaboración con América Latina en materia de donación y trasplante de células y tejidos.

Rafael Matesanz. Organización Nacional de Trasplantes (Madrid). 9:30h-10:00h. Organización de las actividades de donación y procesamiento de células y tejidos en Uruguay.

Inés Alvarez. Instituto de Donación y Trasplante de Uruguay (Montevideo). 10:00h-10:30h. Experiencia de un banco hospitalario multitejidos en Argentina.

Oscar Schwint. Banco de Tejidos del Hospital Garraghan (Buenos Aires).

10:30h-11:00h. Descanso. Café. Presentaciones comerciales.

11:00h. Acto Inaugural.

SESION II. SISTEMAS DE CALIDAD EN EL BANCO DE TEJID OS. Moderadora: Mª Jesús Félix. Organització Catalana de Transplantament. 11:25h-12:25h. European quality system for tissue banking. Presentación de resultados.

Blanca Miranda, Esteve Trías y Clara Fernández. Transplant Services Foundation (Barcelona). 12:25h-12:45h. Discusión.

SESION III. CIRUGÍA ORTOPÉDICA Y TRAUMATOLOGÍA. Moderador: Francisco Quiles. Centro de Transfusión de la Comunidad Valenciana (Alicante). 12:50h-12:10h. Optimización de actividades en la gestión del banco de meniscos.

Josep Mª Segur y Oscar Fariñas. Hospital Clínic (Barcelona). 12:10h-13:30h. Hueso esponjoso ¿liofilizado o congelado? Ésta es la cuestión.

Antoni Gayá. Fundació Banc de Sang i Teixits de les Illes Balears. (Palma de Mallorca). 13:30h-13:40h. Comunicaciones Libres.

Estudio de la capacidad de proliferación celular de los condrocitos, frescos y criopreservados, procedentes de cartílago superficial versus profundo. Mª Esther Rendal y col. Hospital Juan Canalejo (La Coruña).

13:40h-13:55h. Discusión.

14:00h-15:30h. Comida.

Programa Científico

SESION IV. CIRUGÍA PLÁSTICA Y REPARADORA. Moderador: Julián Safont. Hospital La Fe (Valencia). 16:00h-16:30h. Análisis comparativo de los sustitutos biológicos de la piel.

Mª Dolores Pérez del Caz. Hospital La Fe (Valencia). 16:30h-16:40h. Comunicaciones Libres.

Utilidad de la membrana amniótica en pacientes quemados. Oscar Schwint y col. Banco de Tejidos del Hospital Garraghan (Buenos Aires).

16:40h-17:00h. Discusión.

17:00h-17:20h. Bioteck. Nuevos sitemas para el procesamiento de tejidos. Stefano Paganutti. Bioteck.

17:20h-17:40h. Centralised database for Tissue Bank Management in one EU Member State – Case Finland. Henrik Le Bell. BCB Medical Ltd.

Descanso. Consulta pósteres y acceso al foro en el aula informática.

18:00h. Asamblea General de la AEBT.

21:30h. Cena. Restaurante La Malquerida.

DÍA 11, VIERNES

SESION V. TERAPIA CELULAR. Moderadora: Mª Dolores Miñana. Fundación Hospital General Universitario (Valencia). 9:00h-9:20h. Situación actual de la terapia celular en España.

Francisco Blanco. Hospital Juan Canalejo (La Coruña). 9:20h-9:50h. Comunicaciones Libres.

El trasplante celular hepático como alternativa complementaria al trasplante de órgano entero. Ana Bonora y col. Hospital La Fe (Valencia). Desarrollo de un nuevo scaffold basado en albúmina. E. García Pérez y col. Centro de Sangre y Tejidos del Principado de Asturias (Oviedo). Diferenciación “in vitro” de una línea inmortalizada de células madre mesenquimales porcinas a cardiomiocitos, adipocitos u osteocitos. Isabel Moscoso y col. Hospital Juan Canalejo (La Coruña). Evaluación de la viabilidad de los cultivos de condrocitos mediante microanálisis por energía dispersiva de Rayos X. R. Ibáñez y col. Departamento de Histología, Universidad de Granada.

9:50h-10:00h. Discusión

10:05h-10:25h. Descanso. Café. Presentaciones Comerciales.

SESION VI. HEMATOLOGÍA Y HEMOTERAPIA. Moderador: Eusebio Romero. Centro Regional de Transfusión Sanguínea y Banco de Tejidos (Jerez). 10:30h-10:50h. Adaptación de los bancos de cordón al RD 1306/2006.

Mª Carmen Hernández. Centro Regional de Transfusión Sanguínea y Banco de Tejidos (Málaga). 10:50h-11:10h. Células Pluripotentes en Sangre de Cordón Umbilical.

Pilar Sepúlveda. Centro de Investigación Príncipe Felipe (Valencia). 11:10h-11:35h. Comunicaciones Libres.

Estudio comparativo del procesamiento de sangre de cordón umbilical (SCU): método manual De reducción de volumen vs método automático Sepax® –Bioarchive®. Catalina Mayorga y col. Centro Regional de Transfusión Sanguínea y Banco de Tejidos (Málaga) Procesamiento de Sangre de Cordón Umbilical con AXP. Pilar Solves y col. Centro de Transfusión de la Comunidad Valenciana (Valencia). Identificación de los genes inductores de apoptosis y su correlación con los patrones de viabilidad de las células de la gelatina de Wharton y endoteliales aisladas del cordón umbilical. A. Rodríguez y col. Departamento de Histología, Universidad de Granada.

11:35h-11:45h. Discusión.

Programa Científico

SESION VII. CIRUGÍA CARDIACA Y CIRUGÍA VASCULAR. Moderadora. Esther Rendal. Hospital Juan Canalejo (La Coruña). 11:50h-12:20h. Factores que limitan la durabilidad de los homoinjertos en cirugía cardíaca y vascular.

Rafael Villalba. Centro Regional de Transfusión Sanguínea y Banco de Tejidos (Córdoba). 12:20h-12:35h. Comunicaciones Libres.

Efecto del tiempo de almacenamiento sobre conductos valvulados cardiacos humanos criopreservados. Edurne Novella y col. Hospital Universitario Dr. Peset (Valencia). Utilidad del estudio histológico del corazón para definir la viabilidad final del donante de tejido valvular. Anna Vilarrodona y col. Transplant Services Foundation (Barcelona).

12:35h-12:45h. Discusión.

Descanso. Consulta pósteres y acceso al foro en el aula informática.

14:00h-15:30h. Comida.

SESION VIII. CÉLULAS Y TEJIDOS REPRODUCTORES. Moderador: Vicente Mirabet. Centro de Transfusión de la Comunidad Valenciana (Valencia). 16:00h-16:30h. Almacenamiento de células y tejidos reproductores. Situación actual.

María Sánchez. Hospital Dr. Peset (Valencia)/ Instituto Valenciano de Infertilidad (Valencia). 16:30h-16:50h. Comunicaciones Libres. 16:50h-17:00h. Discusión.

SESION IX. OFTALMOLOGÍA. Moderadora: Amparo Lanuza. Hospital General de Castellón.

17:05h-17:35h. Avances en el trasplante de células y tejidos en Oftalmología. Adela Miralles Marín. Banc de Sang i Teixits de Catalunya (Barcelona).

17:35h-17:45h. Comunicaciones Libres. Análisis del procedimiento de terapia biológica con colirio autólogo ante el “síndrome del ojo

seco”. Charo Román y col. Centro Regional de Transfusión Sanguínea y Banco de Tejidos (Málaga).

17:45h-17:55h. Discusión. Descanso. Consulta pósteres y acceso al foro en el aula informática. Recorrido Turístico por la Ciudad. Cena de Clausura. Entrega de Premios. En La Hípica

DÍA 12, SÁBADO

9:00h.-11:30h. Actividades Lúdicas (seleccionar una entre las siguientes): - Visita al entorno del la Ciudad de las Artes y las Ciencias. - Ruta en bicicleta por el Jardín del Turia. Distancia: 15km. Dificultad: baja. - Ruta en bicicleta por las playas de Pinedo y El Saler. Distancia: 25km. Dificultad: media-baja.

TALLER TÉCNICO

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MANIPULACIÓN DE CÉLULAS Y TEJIDOS PARA TRANSPLANTE Vicente Mirabet. Banco de Órganos y Tejidos de la Comunidad Valenciana. INTRODUCCIÓN

Ya en las civilizaciones más antiguas, el hombre imaginó el concepto de injerto o trasplante de tejidos. Así, cuenta la mitología griega que el gigante Tifón seccionó los tendones de manos y pies a Zeus, en la titánica contienda mantenida por ambos. Después, los escondió bajo la piel de un oso en una caverna, aunque Hermes y Pan los encontraron, reimplantándolos de nuevo al Señor del Olimpo que, con la fuerza renovada, logró vencer al gigante, aplastándolo con el Etna.

Con la llegada de la era cristiana, los mitos y las leyendas dieron paso a los milagros. El propio Jesucristo reimplantó la oreja del centurión que lo custodiaba, que había sido seccionada por la

espada de San Pedro en Getsemaní. San Antonio de Padua y San Marcos colocaron de nuevo en su posición anatómica un pie y un brazo, respectivamente, arrancados como consecuencia de sendas mutilaciones. Aunque, sin lugar a dudas, la referencia más frecuentemente citada y representada corresponde al milagro de San Cosme y San Damián que, durante el reinado

de Diocleciano (284-305), se aparecieron al sacristán de la iglesia erigida en sus nombres y sustituyeron su pierna derecha enferma por la de un etíope sepultado aquel mismo día. Al despertar de su sueño, el sacristán había sanado.

En un contexto más racional, mucho antes, en un documento fechado el año 800 a.c. en la India, se atribuye a un cirujano llamado Sushruta la realización de rinoplastias reconstructivas utilizando

colgajos pediculados. Aunque fueron muchas las aportaciones de este autor tanto a la Medicina como a la Cirugía, esta cita en concreto representa uno de los primeros hitos relacionados con el campo del trasplante. Por otro lado, considerando que la amputación de la nariz era una de las penas impuestas a los reos de la época, no resulta extraño que ésta fuera una de las técnicas quirúrgicas desarrolladas por tan insigne cirujano.

Más adelante, ya sobre la base del conocimiento hipocrático del hombre, se fueron añadiendo nuevos argumentos acerca del trasplante de tejidos. Así, en el siglo XVI, Tagliocozzi realizó autotrasplantes de piel para reconstrucciones faciales y, en 1822, Berger amplió el uso clínico del autotrasplante de piel. No obstante, no es hasta 1869 cuando se atribuye al cirujano suizo Reverdin el éxito del aloinjerto cutáneo humano. Paralelamente, Thiersch y Ollier describieron el injerto dermoepidérmico y, poco después, se añadió el de piel completa bajo el impulso de Hamilton, Whatson y Lefort, entre otros. En 1880, el escocés MacEwen efectuó el primer autotrasplante de hueso en humanos. Por otro lado, en 1908, Lexer aportó las primeras series de aloinjertos osteoarticulares.

Otras referencias de interés en el campo del trasplante son: el de córnea, efectuado en 1906 por el oftalmólogo austriaco Zirn; el de segmentos vasculares, realizado por Yamanouchi en 1911; el de conductos valvulados cardíacos, desarrollado por Murray, Shaw, Wheelock, Barrett-Boyes y Ross a mediados del siglo XX; y el de precursores hematopoyéticos de médula ósea, realizado por Thomas en 1968. Paralelamente a los avances en el campo quirúrgico, se han ido introduciendo otros en disciplinas directamente relacionadas con el trasplante.

Taller Técnico

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Así, podemos citar: la descripción de los grupos sanguíneos por Landsteiner en 1901; la identificación de las propiedades inmunosupresoras de la ciclosporina, por Borel en 1972; los trabajos de Dausset, Snell y Benacerraf en la década de los 50 sobre los antígenos de histocompatibilidad (HLA); y los estudios de Medawar, en esa misma década, sobre la tolerancia

inmunológica de los tejidos trasplantados. Prueba evidente de la importancia de estos acontecimientos en la historia reciente es que un buen número de los autores citados han sido galardonados con el premio Nobel.

El interés creciente por el trasplante de células y tejidos llevó a la necesidad de incrementar la disponibilidad de homoinjertos. Por otro lado, el imperativo ético de preservar la salud de los pacientes, exigió el establecimiento de pautas destinadas a garantizar la seguridad de los productos y los procedimientos aplicados sobre los mismos, incorporando normas para la gestión de la calidad. Estos argumentos resultaron definitivos para suscitar el interés por el desarrollo de medidas para el almacenamiento de los tejidos durante cierto tiempo, en condiciones que aseguraran la integridad de sus propiedades biológicas. La consecuencia directa fue la creación de bancos de tejidos.

El frío es un mecanismo bien conocido como medio de conservación en la naturaleza. Es por eso que los investigadores en el campo del almacenamiento de productos de origen biológico, fijaron su atención en la observación de seres vivos presentes en los ecosistemas fríos. De este modo, diversas especies de ranas, peces, insectos y gusanos, proporcionaron evidencias acerca de las distintas estrategias evolutivas de adaptación al entorno congelado.

En 1665, Boyle publicó New experiments and observations touching cold, en el que este prolífico investigador ya describía el efecto del frío sobre determinados seres vivos. En el último cuarto del siglo XIX, los estudios de Cailletet, Pictet, Omnes y Dewar aportaron metodologías para la licuación de gases, estableciendo un marco idóneo para la consecución de muy bajas temperaturas. Más recientemente, en 1949, de modo accidental, Polge descubrió el efecto crioprotector del glicerol. En 1963, Mazur comentó en una serie de experimentos los efectos de la congelación sobre las células proponiendo la «hipótesis de los dos factores».

Este entorno propició el desarrollo de la Criobiología. Ésta es una ciencia multidisciplinar que engloba el estudio del comportamiento físico y biológico de los seres vivos, analizando las interacciones de las células y tejidos con el medio ambiente, a bajas temperaturas. El frío ha sido y es todavía en la actualidad el método más utilizado para la conservación de células y tejidos.

Seguidamente, repasaremos algunos de los conceptos básicos relativos al trasplante de células y tejidos.

BANCO DE TEJIDOS Según la definición que se recoge en el Real Decreto 1301/2006, que regula este tipo de

actividades, se entiende por banco de tejidos o establecimiento de tejidos «aquella unidad donde se lleven a cabo actividades de procesamiento, preservación, almacenamiento o distribución de células y tejidos, después de su obtención y hasta su utilización clínica». Es responsabilidad del banco de tejidos asegurar la calidad de sus productos, proporcionando seguridad y eficacia clínica.

En España, la actividad de los bancos de tejidos adquiere relevancia en el último cuarto del siglo XX. Especialmente reseñable, por su carácter pionero, es la creación de bancos de homoinjertos óseos en algunos servicios de Traumatología y Cirugía Ortopédica, para su autoabastecimiento. No en vano, la primera referencia acerca de la creación de bancos de tejidos en nuestro país data del año 1951, y corresponde a un banco de hueso en Madrid. Este tipo de bancos, para uso exclusivo del propio servicio que obtiene los tejidos y generalmente destinados a la conservación de un solo

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tipo de tejido, son los llamados «bancos quirúrgicos». Además del tejido músculo-esquelético ya reseñado, los más habituales hacen referencia a la conservación de piel en Unidades de Quemados y la de córneas en servicios de Oftalmología.

El proceso evolutivo del desarrollo de los bancos de tejidos llevó en un buen número de casos a la adopción de criterios de centralización, con el objetivo de rentabilizar los recursos disponibles y aportar un carácter multidisciplinar. En este afán por conseguir una mayor eficiencia, algunos bancos quirúrgicos «salieron» de los hospitales, unificando sus actividades, integrándose una buena parte de ellos en los centros regionales de transfusión sanguínea, creados a su vez como consecuencia de la entrada en vigor del Real Decreto 1945/1985, que desarrollaba el Plan Nacional de Hemoterapia. Esta medida aportó importantes ventajas derivadas de las disponibilidades de uso común, por ejemplo: sistemas de promoción y organización de la donación, experiencia en las pruebas de laboratorio, requisitos reglamentados, normativa legal y hábito de inspección técnica, protocolos de control de calidad, manuales técnicos, y sistemas de comunicación. De hecho, un banco de sangre es un banco de tejidos.

En cualquier caso, ya sea desde centros de transfusión, centros hospitalarios o bien como instituciones sanitarias independientes, se aprecia una clara tendencia a la multidisciplinaridad en los servicios prestados por parte de estas unidades, dando lugar a los llamados «bancos regionales». En ellos, además de procesar diferentes tipos de tejidos, se atiende las necesidades de los servicios quirúrgicos de los diferentes centros de su entorno asistencial. La centralización, entendida como concentración de recursos técnicos y conocimiento experto, es una medida que aporta eficiencia para este tipo de actividades.

Actualmente, hay diferentes tipos de células y tejidos que pueden ser almacenados: tejido músculo-esquelético (hueso, tendón y cartílago), piel, válvulas cardíacas, segmentos vasculares, glándula paratiroides, corteza ovárica, membrana amniótica, córnea, células precursoras hematopoyéticas (médula ósea, sangre periférica, cordón umbilical), concentrados de hematíes,

etc. Paralelamente, el número de especialidades médico-quirúrgicas que se benefician de su disponibilidad ha ido creciendo: Traumatología y Cirugía

Ortopédica, Hematología y Hemoterapia, Oftalmología, Cirugía Plástica y Quemados, Cirugía Maxilofacial, Dermatología, Cirugía Torácica, Cirugía General, Cirugía Vascular, Cirugía Cardíaca, Neurocirugía, Endocrinología, etc.

El marco de actuación de los bancos de tejidos en España está regulado por el anteriormente citado Real Decreto 1301/2006, desarrollado como transposición del texto contenido en la Directiva 2004/23/ce del Parlamento Europeo y del Consejo relativa al establecimiento de normas de calidad y de seguridad para la donación, la obtención, la evaluación, el procesamiento, la preservación, el almacenamiento y la distribución de células y tejidos humanos. Nuestro país ha sido el principal impulsor del desarrollo del marco regulador en el entorno continental. No en vano, la contrastada eficacia del denominado «modelo español» de trasplantes, ha permitido a nuestro país representar un papel preponderante en el concierto mundial, no sólo en el caso de los órganos sino también en los tejidos.

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COORDINACIÓN DE ACTIVIDADES Cuando se habla de trasplante de tejidos, hay que tener presente que

se trata de un concepto que engloba diferentes actividades. Siguiendo el orden temporal en el que se suceden las distintas acciones a considerar, en primer lugar se encuentra la coordinación hospitalaria de trasplantes. Ésta es, sin duda, la pieza clave en el éxito del anteriormente citado «modelo español» de trasplantes. El coordinador de trasplantes es el principal responsable de llevar a buen término el proceso de la donación.

El perfil del coordinador de trasplantes responde a las siguientes características: • Profesional del ámbito sanitario. • Experto en la selección de donantes. • Experto en el diagnóstico de la muerte encefálica. • Experto en Patología Médica. • Competente y atento durante el proceso de solicitud de la autorización familiar. • Conocedor de los trámites administrativos y burocráticos relacionados. • Con disponibilidad permanente.

Una ajustada selección del donante aportará eficiencia en el desarrollo posterior de otros procedimientos, tanto desde el punto de vista de la bioseguridad como de la eficacia clínica. Con este fin, una vez conocida la historia médico-social del potencial donante y, después de contrastar los diferentes criterios de selección, se tomará la decisión sobre la continuidad del proceso.

Se pueden obtener tejidos para trasplante tanto de pacientes vivos, como de personas fallecidas. El ejemplo más frecuente para el primer caso es el de aquellas personas que, como consecuencia de una cirugía de cadera en la que su cabeza femoral resultará como residuo quirúrgico, en lugar de destinarla a la «basura», acceden a donarla. También se puede citar como ejemplo de este tipo de donación, la obtención de tejidos de un paciente con la finalidad de un eventual uso clínico para ese mismo paciente. Llegados a este punto, conviene distinguir las distintas modalidades de trasplante en función de la relación donante↔receptor:

• Autólogo: cuando tiene su origen en otro sitio del cuerpo que lo recibe. • Alogénico: el que se realiza entre individuos de la misma especie, pero de distinto genotipo.

También citado como homoinjerto. • Singénico: el que se realiza entre individuos de la misma especie y con el mismo genotipo. • Xenogénico: Si donante y receptor son de especies diferentes.

Por otro lado, hay otros tejidos que se obtienen de personas fallecidas. En estos casos, para que la donación pueda hacerse efectiva, hay que asegurarse de que el difunto no hubiera expresado en vida su oposición a la donación y, además, contar con la autorización familiar.

Seguidamente, se muestra una tabla con algunos de los tejidos más relevantes y el tipo de donante del que se pueden obtener.

Donante Vivo Donante Fallecido

Calota Craneal* Corteza Ovárica*

Glándula Paratiroides* Membrana Amniótica

Tendones Ligamentos

Huesos Completos Piel

Vasos Sanguíneos Córneas Cartílago

Fascia Lata Hueso Esponjoso

Válvulas Cardíacas *Autotrasplante

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La responsabilidad del proceso de extracción recae en profesionales expertos en las diferentes especialidades quirúrgicas relacionadas con los tejidos. El equipo quirúrgico debe asegurar la idoneidad de los procedimientos empleados, especialmente en lo que a los procesos de disección y toma de muestras para control de calidad se refiere. Además, en el caso de donantes fallecidos, se tomarán las medidas oportunas para paliar la ausencia de los tejidos extraídos.

A continuación, es el banco de tejidos el que se va a encargar de asegurar las condiciones adecuadas de conservación, para garantizar que los tejidos no pierden las propiedades biológicas que los hacen clínicamente útiles. La duración del período de almacenamiento viene condicionada principalmente por el tiempo necesario para conocer la totalidad de los resultados que comprenden el control de calidad (marcadores víricos, cultivos microbiológicos, estudios histológicos, etc.). Además, para atender aquellos casos en los que el tejido debe ajustarse a

las características físicas del paciente receptor, conviene disponer de piezas con diferentes dimensiones (diámetro, longitud, etc.), lo que implica la necesidad de acumular un stock suficiente.

El fin último de todas las acciones que hasta este momento se han citado no es otro que el del trasplante. Para ello, bien desde la coordinación de trasplantes del hospital o bien desde el propio servicio quirúrgico que demanda los servicios del banco, se establece el contacto oportuno para concertar todos aquellos detalles relativos a la intervención y garantizar la idoneidad de las piezas disponibles.

Como se observa, todos los actores implicados participan en el proceso de un modo interrelacional. La información fluye en direcciones diferentes y en ambos sentidos entre todos ellos. Considerando que el banco de tejidos termina por ser el nexo de la relación donante-receptor, no es infrecuente que el banco de tejidos actúe como centro de referencia para el sistema de información necesario para la gestión de datos relativos a las actividades de donación→conservación→trasplante.

ALMACENAMIENTO Dos son las «cadenas» que hay que mantener durante los procedimientos de manipulación de

células y tejidos: la de la asepsia, para minimizar el riesgo de contaminación; y la de la temperatura, asegurando las condiciones más adecuadas en cada paso del procesamiento.

En lo que respecta a la asepsia, el uso de cabinas de flujo laminar facilita un medio ambiente libre de partículas. Dependiendo de la dirección del flujo de aire, se puede distinguir: horizontal (imagen superior) y vertical (imagen inferior). El primer tipo resulta más adecuado para la manipulación de piezas de cierto tamaño (por ejemplo, un fémur), ya que permiten una mayor libertad de movimientos. Las de flujo vertical incorporan una pantalla en el frontal que, si bien aporta una mayor seguridad a la hora de procesar muestras fuera del envase, también permiten menos movilidad. Hay una serie normas generales a seguir para la correcta utilización de este tipo de dispositivos:

• Evitar las corrientes de aire: puertas, ventanas, ventilación, hablar, estornudar, toser, movimientos bruscos, etc. No tocarse la cara. Lavarse las manos las veces que sea necesario. Si se usan guantes, al sacarlos de la zona de trabajo estéril, desecharlos.

• La cabina se limpiará cuidadosamente y se conectará al menos 10 minutos antes de iniciar el trabajo.

• El material a utilizar en su interior debe estar libre de partículas. Si es necesario, se limpiará su superficie con una gasa estéril impregnada en alcohol al 70%. Evitar la utilización de: papel, madera, cartón, lápices, gomas de borrar y aquellos materiales que emitan gran

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cantidad de partículas. Al introducir un nuevo material en la cabina, esperar un mínimo de unos 3 minutos antes de continuar trabajando. Si se utiliza un mechero, evitar los de llama continua, ya que el calor generado puede provocar turbulencias y una llama excesiva puede quemar el filtro de la cabina o dañar sus superficies.

• Tener presente que, cuando el flujo de aire encuentra un obstáculo, no recupera su laminaridad hasta una distancia 2.5 veces el diámetro de dicho objeto.

En la actualidad, la normativa exige también que las cabinas de flujo se sitúen en un medio ambiente controlado. Con este fin, se han creado las «salas limpias». El trabajo en estos recintos exige ampliar las medidas de seguridad comentadas en el caso de las cabinas de flujo, por ejemplo, en lo que respecta a la indumentaria del operador. En el cuadro siguiente se resumen las características de los diferentes grados de ambiente, en función del número máximo de partículas permitido por m3, de acuerdo con su tamaño:

En Reposo En Funcionamiento Grado

0,5 µm 5 µm 0,5 µm 5 µm A 3.500 1 3.500 1 B 3.500 1 350.000 2.000 C 350.000 2.000 3.500.000 20.000 D 3.500.000 20.000 No definido No definido

A la hora de establecer un método para el almacenamiento de células y tejidos, como ya se ha

comentado anteriormente, la utilización de bajas temperaturas sigue siendo en la actualidad uno de los más utilizados. En el cuadro siguiente, se resumen las características más relevantes de los diferentes sistemas utilizados.

Temperatura Ventajas Incovenientes

Refrigeración Entre 1ºC y 10ºC

Viabilidad Celular Características Estructurales Propiedades Biomecánicas Sustancias Bioactivas

Inmunogenicidad Caducidad Corta

Congelación Simple Entre -30ºC y -80ºC

Procesamiento sencillo Características estructurales Propiedades Biomecánicas Sustancias Bioactivas Caducidad media

Células No Viables Inmunogenicidad

Criopreservación Entre 1ºC y 10ºC

Viabilidad Celular Características Estructurales Propiedades Biomecánicas Sustancias Bioactivas Caducidad Larga

Procesamiento Complejo Inmunogenicidad

Liofilización Temperatura Ambiente Almacenamiento Sencillo Caducidad Media

Células No Viables Procesamiento Complejo Alteración Propiedades Biomecánicas

Cultivo 37ºC

Viabilidad Celular Expansión Celular Ingeniería Tisular Control Exhaustivo

Procesamiento Complejo Inmunogenicidad

Con la refrigeración de los tejidos refrigerados, podemos asegurar una aceptable viabilidad

celular, así como el mantenimiento de las características estructurales, sus propiedades biomecánicas e incluso la presencia de las sustancias bioactivas (factores de crecimiento, citocinas, etc.) propias del tejido. No obstante, es necesario contar con un medio de cultivo adecuado que garantice la viabilidad y funcionalidad celular. Lógicamente, la viabilidad celular puede tener como consecuencia un mayor riesgo de respuesta inmunológica, cuando se utiliza el tejido como aloinjerto. Por otro lado, actualmente sólo se ha conseguido mantener los tejidos en estas condiciones durante unas pocas semanas, sin menoscabo de su eficacia clínica.

La congelación simple hace referencia a la introducción directa de los tejidos en un congelador. Puede embeberse la pieza en una solución

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fisiológica o bien prescindir de ella. Es necesario disponer de recipientes que mantengan la integridad a temperaturas bajas y, lógicamente, de aparatos congeladores. Hay que tener presente que si bien no se alteran significativamente las características estructurales de la pieza, la viabilidad celular sí se ve seriamente comprometida. No obstante, esta aparente desventaja facilita que el homoinjerto sea mejor tolerado desde el punto de vista inmunológico. Dependiendo de la temperatura de almacenamiento, la caducidad puede ir desde los 6 meses (-30ºC) hasta unos 5 años (-80ºC).

Con la criopreservación, además asegurar cierto grado de viabilidad celular, también se consigue un largo período de caducidad, ya que se emplean temperaturas muy bajas para el almacenamiento. Esto se consigue con el uso de nitrógeno, proporcionando una temperatura de -196ºC en la fase líquida y entre -140ºC y -170ºC

en la fase vapor. Los productos a almacenar tienen que ser envasados en recipientes adecuados para resistir estas temperaturas. Las bolsas de kapton-teflon se encuentran entre las más utilizadas para este fin. A la hora de diseñar un protocolo con este fin, hay que establecer medidas para contrarrestar los potenciales efectos nocivos del proceso. Básicamente, estas medidas tienen su fundamento en la

«hipótesis de los dos factores» descrita por Mazur, que se citó al comienzo del texto. Por una lado, se utilizan soluciones criprotectoras. Éstas están compuestas generalmente por un medio isotónico con sustancias nutritivas al que se añade una sustancia con propiedades protectoras para la integridad celular. Las más utilizadas son el dimetilsulfóxido (DMSO) y el glicerol. Además, para proporcionar una cinética de enfriamiento óptima para el tipo celular que se desea preservar, se emplean aparatos para el descenso térmico programado, como el que se ve en la figura de la izquierda. Una velocidad de congelación demasiado lenta tiene como consecuencia una deshidratación celular que puede llegar al límite de volumen crítico de reversibilidad para este efecto. Esta deshidratación tiene su origen en un proceso osmótico generado al congelarse el entorno extracelular, con lo que algunos solutos se añaden a la fracción que todavía se mantiene en estado líquido, incrementando así la concentración de ésta, que resulta superior a la del interior celular, con lo cual el agua sale de la célula por ósmosis. Cuando, por el contrario, la velocidad de enfriamiento es excesiva, el factor de riesgo se debe a la presencia de cristales de hielo que pueden destruir la célula. Los crioprotectores antes citados ejercen su efecto principalmente mediante las siguientes acciones:

• Desciende el punto de congelación. • Regulan la cinética de deshidratación. • Estabilizan la membrana plasmática. • Reducen la lesión mecánica. • Aseguran las fuerzas hidrofílicas.

Si importante es asegurar un proceso de congelación adecuado, no menos lo es proporcionar unas condiciones estables durante el tiempo de almacenamiento y, además, descongelar los tejidos siguiendo las pautas indicadas por el banco. Una deficiente descongelación puede, por ejemplo, favorecer la aparición de fenómenos de recristalización que tendrán como consecuencia efectos tanto a nivel de la integridad tisular como la viabilidad y funcionalidad celulares.

Por todo ello, la criopreservación es un procedimiento complejo que requiere, por un lado, una inversión importante para dotarse de los dispositivos necesarios y, por otro, personal entrenado en la utilización de esta tecnología y con experiencia en las actividades relativas a la donación y trasplante de tejidos.

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La liofilización es un proceso que consiste en el paso del estado sólido al gaseoso sin pasar por el líquido. Así pues, el producto se somete a un proceso de congelación y, posteriormente, se induce

la evaporación de la parte líquida que se ha congelado. Se consigue por tanto una deshidratación. Éste es un procedimiento que se utiliza principalmente para el almacenamiento de tejido óseo. Se conserva la matriz estructural, pero se pierde la viabilidad. La principal ventaja es que el producto obtenido puede ser almacenado a

temperatura ambiente. No obstante, hay que dotar al laboratorio de un dispositivo liofilizador adaptado a las necesidades del banco y, dependiendo de las condiciones ambientales durante la manipulación del tejido, puede ser necesario someter el producto final a un proceso de esterilización secundaria (generalmente, se utiliza la radiación gamma). Además, las propiedades biomecánicas de los tejidos se ven alteradas, por lo que este método de preservación es útil para tejidos de relleno o de sostén (como el hueso esponjoso, por ejemplo) pero no cuando se trata de elementos que van a estar sometidos a esfuerzos mecánicos (como los huesos largos, por ejemplo).

El cultivo celular, por su parte, consiste en el crecimiento de las células fuera del organismo, utilizando soluciones nutritivas específicas y unas condiciones ambientales controladas. De este modo, a partir de una pequeña biopsia de tejido, se puede obtener gran cantidad de células.

Ya en 1880, Roux fue capaz de cultivar tejidos de embrión de pollo durante algunos días, utilizando una solución salina. En 1907, Harrison demostró que el crecimiento in vitro de tejidos animales era posible. Un lustro después, las experiencias de Burrows y Carrel cultivando explantes de tejidos de animales adultos, proporcionaron una base científica par el desarrollo de líneas celulares. No fue hasta 1952 cuando Gey estableció la primera línea celular de origen humano (denominada HeLa, ya que procedía de una paciente llamada Henrietta Lacks). Pocos años después se formularon soluciones nutritivas para el cultivo celular que todavía hoy permanecen vigentes, como por ejemplo las propuestas por Eagle y Dulbecco. Hoy en día se han diseñado procedimientos para el cultivo y expansión de la mayor parte de las células que se encuentran en los tejidos humanos.

A la hora de afrontar la realización de un cultivo, el primer paso consiste en obtener un fragmento de tejido que contenga la estirpe celular que va a ser objeto de interés. Aunque pueda parecer obvio, es conveniente asegurarse bien de este extremo, ya que una elección incorrecta puede condicionar el resultado de nuestro trabajo. Seguidamente, hay que decidir la modalidad de cultivo, que va estar condicionada por las características propias de las células y las disponibilidades del laboratorio. En general, podemos distinguir tres tipos de cultivo:

• Explante: consiste en la colocación de pequeños fragmentos de tejido sobre la superficie de cultivo, de modo que se permite a las células «pasar» al recipiente, adherirse y comenzar el crecimiento. Esta metodología requiere una mínima manipulación del tejido por parte del operador.

• Suspensión: como su propio nombre indica, en este caso las células se mantienen sumergidas en un medio líquido pero no hay adhesión a la superficie del recipiente que las contiene. Requiere una digestión previa del tejido para deshacer la matriz y aislar las células (salvo que las células se encuentren ya suspendidas, como sucede en la sangre, por ejemplo).

• Combinando los dos métodos anteriores, podemos realizar cultivos a partir de una suspensión celular, pero con adhesión al recipiente de cultivo. De este modo conseguiremos mayor eficiencia, ya que ofreceremos la oportunidad de crecer a mayor número de elementos formes que con el explante. No obstante, las células deben tener la capacidad para adherirse al sustrato.

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Esta propiedad de adherirse a determinados soportes puede servir para seleccionar de un modo sencillo estirpes celulares específicas, retirando con el sobrenadante las células no adherentes. Otra opción con carácter selectivo es la centrifugación,

pudiendo «ordenar» las células en estratos en función de su diferente densidad. Algo más laboriosa resulta la selección mediante el uso de anticuerpos específicos que incorporan esferas microscópicas con propiedades paramagnéticas (pudiendo ser atrapadas con un imán). Quizá el

mayor grado de complejidad en lo que a métodos selección celular se refiere podemos encontrarlo en el empleo de citómetros de flujo que nos van a permitir, bien con la ayuda de marcadores específicos (basados en procesos inmunológicos) o bien en función de características morfológicas de la propia célula (como el tamaño, por ejemplo), refinar significativamente la fase de aislamiento de una determinada estirpe celular (aun cuando ésta se encuentre en desventaja proporcional frente a otras).

A la hora de decidir el medio nutritivo a utilizar, no resulta difícil consultar referencias acerca de la composición más adecuada para las células que van a ser objeto de cultivo. Diferentes empresas cuentan con catálogos que contienen esta información, con datos detallados de la formulación en cada caso. Estas soluciones nutritivas basales se suplementan con diferentes productos. En la mayor parte de los casos se incorpora suero, en una proporción entre el 10% y el 20%, que si bien inicialmente solía ser de origen bovino, cada vez con más frecuencia se está empleando el humano. Lógicamente, la importancia de utilizar

productos homólogos reviste especial trascendencia cuando pensamos en la posibilidad del trasplante. Por otro lado se pueden añadir también citocinas para estimular el crecimiento celular: factor de crecimiento epidermal (EGF), factor de crecimiento fibroblástico (FGF), factor de crecimiento derivado de plaquetas (PDGF), proteína morfogenética ósea (BMP), etc. En la actualidad hay una gran cantidad de factores disponibles para este fin.

En este momento, una vez aisladas las células y preparado el medio de cultivo, podemos iniciar el «cultivo primario». Éste es, sin duda, un paso de especial trascendencia, ya que después de

extraer las células de su entorno natural, las colocamos en uno creado artificialmente. Si el diseño de nuestra metodología es correcto, en 1 ó 2 semanas conseguiremos una «monocapa» sobre la superficie del recipiente y procederemos al «cultivo secundario». Este subcultivo puede realizarse con una densidad

notablemente inferior a la del primario, ya que las células están adaptadas a las condiciones in vitro. De este modo, se puede alcanzar un notable grado de expansión de la población celular inicial.

Un número elevado de células facilitará la consecución de resultados satisfactorios a la hora del trasplante. También disponiendo de una gran cantidad de células podremos afrontar el siguiente reto, la realización de «cultivos histotípicos». Esto es lo que se ha que se denomina ingeniería tisular, que consiste en la utilización de matrices tridimensionales en interacción directa con las células para obtener en el laboratorio análogos titulares, que en algunos casos reproducen fielmente las características de los tejidos in vivo.

Como soportes para este fin se emplean diferentes tipos de materiales, algunos se pueden obtener del propio individuo (fibrina, por ejemplo), mientras que otros proceden de fuentes alternativas (ácido algínico, de algas pardas, por ejemplo). En cualquier caso, deben ser sustancias bicompatibles y bien toleradas desde el punto de vista inmunológico.

Si a todos estos avances añadimos la posibilidad de emplear células con capacidad para generar diferentes tipos de tejidos, las «células madre», podemos hacernos una idea del gran potencial que esta tecnología supone para el futuro en el campo del trasplante. Actualmente, ha sido posible aislar

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células madre a partir de diferentes tejidos: médula ósea, cordón umbilical, sangre periférica, grasa, hueso trabecular, pulpa dentaria, etc. Este tipo de células se caracteriza, además de su carácter pluripotente, por su elevada capacidad proliferativa in vitro, lo que favorece su utilización para trasplante. Por tanto, una vez expandidas convenientemente, pueden estar dispuestas para su utilización clínica como elementos indiferenciados (para

que se diferencien in situ) o bien puede reemplazarse el medio de crecimiento por medio de diferenciación (añadiendo citocinas específicas para este fin) y así favorecer la generación de un determinado tipo de tejido. Otra de las características que hace estas células especialmente atractivas para el trasplante es que se ha observado que algunas de ellas parecen estar implicadas en fenómenos de inmunotolerancia, lo que podría facilitar su uso con carácter alogénico e incluso se ha planteado que podrían desempeñar un papel importante en el desarrollo de cierta tolerancia en el trasplante de órganos.

El banco de tejidos tiene que dar respuesta a las necesidades quirúrgicas de los cirujanos usuarios de sus servicios. Con este fin, es muy importante conocer en toda su extensión el significado del concepto «calidad» cuando hablamos de trasplante de tejidos.

GESTION INTEGRAL DE LA CALIDAD Los parámetros que modulan el concepto de calidad en el banco podemos resumirlos en los

siguientes: • Seguridad: minimización de riesgos tanto para la salud de los pacientes (donantes o

receptores) como los profesionales implicados en cada una de las actividades relacionadas. • Eficacia: utilización de procedimientos debidamente validados que no afecten de modo

significativo a las características propias de cada producto que lo hacen útil para una determinada indicación clínica.

• Confidencialidad: desarrollo de un sistema de información ajustado a la legislación vigente en materia de protección de datos de carácter personal.

• Trazabilidad: localización inequívoca de los productos y sus registros asociados (origen, destino, estatus, resultados analíticos, ubicación y procedimientos aplicados) en cualquier momento.

• Eficiencia: habilidad para obtener los resultados propuestos con el balance coste/beneficio más ventajoso.

Las medidas de «control de calidad» deben incorporarse en toda la cadena de procesamiento. De este modo es posible corregir errores y establecer medidas preventivas para evitarlos. El objetivo final es conseguir la coincidencia entre la calidad necesaria (que exige el cliente), la calidad programada (que se pretende obtener) y la calidad realizada (que cumple las especificaciones). A la hora de implantar un sistema de gestión integral de la calidad, se pueden seguir diversos modelos, como por ejemplo los propuestos desde la Joint Commission on Accreditation of Healthcare Organizations, los sistemas de aseguramiento de la calidad ISO y los sistemas de gestión de calidad total de la European Foundation for Quality Management. La utilización de estos sistemas persigue fomentar la cultura de la «mejora continua». Y, para alcanzar este objetivo, es necesario que los diferentes bancos de tejidos dispongan de «indicadores» que faciliten la aplicación del benchmarking. Este término, procedente del lenguaje de gestión, incide en la importancia de la búsqueda continua de modelos o referencias (benchmarks) con los que compararse, e incorporar aquellos aspectos que puedan llevar a mejorar el rendimiento.

Recientemente, se ha editado un documento desarrollado en el marco del grupo de trabajo European Quality System for Tissue Banking que incluye un manual de recomendaciones acerca de las actividades propias de los bancos de tejidos, así como una instructiva guía para la auditoría de este tipo de instalaciones.

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El primero de los apartados en el que fijaremos nuestra atención a la hora de seguir una pauta destinada a garantizar la calidad es la donación. Los puntos sensibles que requieren atención especial son:

• Selección: la valoración del historial médico y social, así como la utilización de unos criterios claros y actualizados para la toma de decisiones (con apartados específicos dependiendo del tipo de tejido a obtener) representa sin duda el aspecto más trascendente a la hora de establecer medidas para descartar el riesgo de transmisión de enfermedades.

• Autorización: el donante, sus familiares (en el caso de personas fallecidas) o bien la persona legalmente autorizada (si es el caso), deben dejar constancia de su consentimiento informado y consciente.

• Obtención: el cirujano responsable debe conocer el tipo de tejidos que el banco requiere. Por otro lado, la extracción quirúrgica de los tejidos representa el primer peldaño en el riesgo de contaminación microbiológica, por lo que debe tomarse especial precaución en relación con las siguientes circunstancias: obtención previa de órganos; causa de la muerte, y tiempo entre ésta y la obtención del tejido, si se trata de personas fallecidas; y, en todos los casos, composición del equipo quirúrgico (número de miembros y experiencia) y tipos de tejidos a extraer. En cualquier caso, es necesario disponer de muestras representativas para detectar eventuales contaminaciones.

• Pruebas analíticas: hay que establecer el tipo de muestras que se va a remitir al laboratorio y las diferentes determinaciones que se van a efectuar sobre las mismas, dirigidas, por un lado, a evitar el riesgo de transmisión de enfermedades y, por otro, a asegurar la idoneidad del tejido. También hay que contemplar la reglamentaria conservación de una seroteca, para la realización de pruebas adicionales, llegado el caso.

• Envío al banco: el tejido debe ser remitido desde el lugar de obtención en condiciones adecuadas para evitar su deterioro y el riesgo de contaminación.

Una vez en el banco, la primera medida es comprobar que la recepción del envío se adecua a los requisitos establecidos. Hay que asegurar la continuidad del sistema de calidad a lo largo del proceso:

• Control microbiológico: la manipulación del tejido en el banco supone una nueva posibilidad de riesgo en lo que a la contaminación respecta, lo que exige la necesidad de tomar muestras para cultivo de bacterias y hongos. Hay que tener presente que la congelación no es un sistema de esterilización, incluso se ha descrito la contaminación cruzada mediadas por el nitrógeno líquido utilizado en los tanques de conservación.

• Integridad tisular y viabilidad celular (en aquellos tejidos y suspensiones celulares en los que la presencia de elementos formes funcionales es determinante) tanto a tras su llegada al banco como después del almacenamiento.

• Límites de tolerancia en la utilización de sustancias crioprotectoras: se sabe que los compuestos empleados para reducir el daño criogénico pueden tener efectos adversos sobre las células de los tejidos, pero también es cierto que requieren de unas condiciones mínimas para penetrar en las células y ejercer su efecto protector.

• Protocolos de procesamiento debidamente validados: desinfección, esterilización, congelación, liofilización, cultivo, almacenamiento y distribución.

• Períodos de caducidad: dependiendo de las condiciones de conservación, especialmente en lo que a la temperatura se refiere, se establece el tiempo durante el cual se considera que el tejido se encuentra en condiciones óptimas.

• Distribución: condiciones de envío al centro hospitalario de trasplante: hay que asegurar que el tejido llega al destino sin que haya sufrido merma significativa de las propiedades que lo hacen útil para trasplante.

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En cuanto al trasplante, este acto quirúrgico representa la culminación de todo el proceso que se inició con la detección del donante y es la razón esencial de la existencia de los bancos de tejidos, por lo que la continuidad en el sistema de calidad se mantiene a este nivel:

• De nuevo el consentimiento informado y consciente, ahora por parte del paciente (o su representante legal), resulta estrictamente necesario.

• El cirujano que va a realizar el trasplante es el responsable de finalizar el control de calidad del producto antes de su uso quirúrgico. El seguimiento de su evolución clínica será el que determine la idoneidad del servicio prestado. El conocimiento de estos resultados es de gran trascendencia para el banco a la hora de asegurar la mejor calidad.

• No es infrecuente que en los centros hospitalarios se realicen determinaciones analíticas a los pacientes receptores, del mismo tipo que las propuestas para los donantes. En cualquier caso, también es una práctica extendida que los bancos de tejidos soliciten a los centros implantadores una muestra de sangre del receptor extraída antes del trasplante, lo que permite, además, el archivo de una alícuota en la correspondiente seroteca.

• El centro de recepción debe disponer de información acerca del envío y el modo en que éste debe ser manipulado.

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ACTUALIZACIÓN LEGISLATIVA Y NORMATIVA DE TEJIDOS Gregorio Garrido Cantarero. Jefe de Servicio. Organización Nacional de Trasplantes.

A continuación se presenta la normativa de aplicación a células, terapia celular y tejidos, tanto a nivel de obtención, procesamiento e implante.

Normativa de aplicación Directivas europeas: 1. Directiva 2003/63/EC de la Comisión que modifica la Directiva 2001/83/EC del Parlamento Europeo y del Consejo por la que se establece un código comunitario sobre medicamentos para uso humano.

2. Directiva 2004/23/CE del Parlamento Europeo y del Consejo relativa al establecimiento de normas de calidad y de seguridad para la donación, la obtención, la evaluación, el procesamiento, la preservación, el almacenamiento y la distribución de células y tejidos humanos.

Legislación nacional y trasposiciones de las directivas: 3. Transposición de la modificación del Anexo I de la Directiva Europea del Medicamento (2003/63/CE de la Comisión) mediante la ORDEN SCO/3461/2003, de 26 de noviembre, por la que se actualiza el anexo II del Real Decreto 767/1993, de 21 de mayo, por el que se regula la evaluación, autorización, registro y condiciones de dispensación de especialidades farmacéuticas y otros medicamentos de uso humano fabricados industrialmente.

4. REAL DECRETO 1301/2006, de 10 de noviembre, por el que se establecen las normas de calidad y seguridad para la donación, la obtención, la evaluación, el procesamiento, la preservación, el almacenamiento y la distribución de células y tejidos humanos y se aprueban las normas de coordinación y funcionamiento para su uso en humanos. 1. Directiva 2003/63/EC de la Comisión que modifica la Directiva 2001/83/EC del Parlamento Europeo y del Consejo por la que se establece un código comunitario sobre medicamentos para uso humano.

La Directiva 2003/63/EC de la Comisión modifica los anexos de la Directiva 2001/83/EC del Parlamento Europeo y del Consejo sobre medicamentos de uso humano, y en concreto una de las modificaciones realizadas es la consideración de que la terapia celular pasa a considerarse un medicamento.

A efectos del presente anexo, se entenderá por medicamentos de terapia celular somática la utilización en seres humanos de células somáticas vivas, tanto autólogas (procedentes del propio paciente), como alogénicas (de otro ser humano) o xenogénicas (de animales), cuyas características biológicas han sido alteradas sustancialmente como resultado de su manipulación para obtener un efecto terapéutico, de diagnóstico o preventivo por medios metabólicos, farmacológicos e inmunológicos. Dicha manipulación incluye la expansión o activación de poblaciones celulares autólogas ex vivo (p. ej., inmunoterapia adoptiva), la utilización de células alogénicas y xenogénicas asociadas con productos sanitarios empleados ex vivo o in vivo (p. ej., microcápsulas, matrices y andamiajes intrínsecos, biodegradables o no biodegradables).

Entre los “medicamentos” que incluyen de alguna manera la terapia celular somática se encuentran los siguientes:

• Células manipuladas para modificar sus propiedades inmunológicas, metabólicas o funcionales de otro tipo en aspectos cualitativos o cuantitativos

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• Células clasificadas, seleccionadas y manipuladas, que se someten posteriormente a un proceso de fabricación con el fin de obtener el producto terminado.

• Células manipuladas y combinadas con componentes no celulares (por ejemplo, matrices o productos sanitarios biológicos o inertes) que ejercen la acción pretendida en principio en el producto acabado.

• Derivados de células autólogas expresadas in vitro en condiciones específicas de cultivo. • Células modificadas genéticamente o sometidas a otro tipo de manipulación para expresar

propiedades funcionales homólogas o no homólogas anteriormente no expresadas.

2. Directiva 2004/23/CE del Parlamento Europeo y del Consejo relativa al establecimiento de normas de calidad y de seguridad para la donación, la obtención, la evaluación, el procesamiento, la preservación, el almacenamiento y la distribución de células y tejidos humanos.

La directiva de calidad y seguridad de células y tejidos se aplicará en los siguientes casos: Artículo 2 Ámbito de aplicación 1. La presente Directiva se aplicará a la donación, la obtención, la evaluación, el procesamiento, la preservación, el almacenamiento y la distribución de células y tejidos humanos destinados a su aplicación en el ser humano, así como de productos elaborados derivados de células y tejidos humanos destinados a su aplicación en el ser humano.

Cuando estos productos elaborados estén regulados por otras directivas, la presente Directiva solamente se aplicará a la donación, la obtención y la evaluación.

2. La presente Directiva no se aplicará a: a) las células y tejidos utilizados como injertos autólogos dentro del mismo procedimiento

quirúrgico; b) la sangre y los componentes sanguíneos tal como se definen en la Directiva 2002/98/CE; c) los órganos, o partes de órganos, si su función es la de ser utilizados en el cuerpo humano

con la misma finalidad que el órgano completo.

4. Transposición de la modificación del Anexo I de la Directiva Europea del Medicamento (2003/63/CE de la Comisión) mediante la ORDEN SCO/3461/2003, de 26 de noviembre, por la que se actualiza el anexo II del Real Decreto 767/1993, de 21 de mayo, por el que se regula la evaluación, autorización, registro y condiciones de dispensación de especialidades farmacéuticas y otros medicamentos de uso humano fabricados industrialmente.

Esta orden lleva a cabo la transposición del Anexo I de la directiva Europea del Medicamento, recogiendo entre los medicamentos de terapia avanzada a la terapia celular, tal y como aparece en la parte IV.

PARTE IV. Medicamentos de terapia avanzada.

Los medicamentos de terapia avanzada se basan en procesos de fabricación que se basan en diversas moléculas biológicas producidas por transferencia genética y/o en células terapéuticas modificadas biológicamente avanzados como sustancias activas o parte de las mismas.

2. Medicamentos de terapia celular somática (de origen humano y xenogénicos). A efectos del presente anexo, se entenderá por medicamentos de terapia celular somática la utilización en seres humanos de células somáticas vivas, tanto autólogas (procedentes del propio paciente), como alogénicas (de otro ser humano) o xenogénicas (de animales), cuyas características biológicas han sido alteradas sustancialmente como resultado de su manipulación para obtener un efecto terapéutico, de diagnóstico o preventivo por medios metabólicos, farmacológicos e inmunológicos. Dicha manipulación incluye la expansión o activación de

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poblaciones celulares autólogas ex vivo (p. ej., inmunoterapia adoptiva), la utilización de células alogénicas y xenogénicas asociadas con productos sanitarios empleados ex vivo o in vivo (p. ej., microcápsulas, matrices y andamiajes intrínsecos, biodegradables o no biodegradables).

5. REAL DECRETO 1301/2006, de 10 de noviembre, por el que se establecen las normas de calidad y seguridad para la donación, la obtención, la evaluación, el procesamiento, la preservación, el almacenamiento y la distribución de células y tejidos humanos y se aprueban las normas de coordinación y funcionamiento para su uso en humanos.

El objetivo y ámbito de este RD aparece recogido en el artículo 1: Artículo 1. Objeto y ámbito de aplicación.

1. Este real decreto regula las actividades relacionadas con la utilización de células y tejidos humanos y los productos elaborados derivados de ellos, cuando están destinados a ser aplicados en el ser humano. Las actividades reguladas incluyen su donación, obtención, evaluación, procesamiento, preservación, almacenamiento, distribución, aplicación e investigación clínica.

2. En el caso de que la elaboración, transformación, procesamiento, aplicación e investigación clínica de los productos derivados de las células y tejidos estén regulados por normas específicas, este real decreto sólo se aplicará a su donación, obtención y evaluación.

3. Quedan excluidos del ámbito de este real decreto: a) las células y tejidos utilizados como injertos autólogos dentro del mismo proceso

quirúrgico. b) la sangre, los componentes y los derivados sanguíneos tal y como se definen en el Real

Decreto 1088/2005, de 16 de septiembre, por el que se establecen los requisitos técnicos y condiciones mínimas de la hemodonación y de los centros y servicios de transfusión.

c) los órganos o partes de órganos, si su fin es el de ser utilizados en el cuerpo humano con la misma función que el órgano completo.

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CALIDAD Y SEGURIDAD EN EL BANCO DE TEJIDOS. Elba Agustí. Transplant Services Foundation. Corporació Sanitària Clínic. (Barcelona).

Todas las actividades que se desarrollan en un Banco de Tejidos deben ser realizadas siguiendo un sistema de control de calidad que permita maximizar la seguridad final de los tejidos que serán implantados así como la del personal implicado a lo largo del proceso. El cumplimiento de las normativas actualmente vigentes, principalmente el Real Decreto 1301/2006, nos exige realizar nuestro trabajo bajo unas condiciones definidas que tienen como finalidad salvaguardar la salud de los receptores de los tejidos.

Los diferentes sistemas de calidad existentes actualmente como la certificación ISO 9000 por ejemplo nos proporcionan herramientas para garantizar que todas las actividades se realizan siguiendo unos estandartes internacionales de calidad.

Las diferentes fases o etapas que se deben llevar a cabo desde la detección y selección del donante hasta disponer de un tejido apto para implante, su posterior distribución, trasplante y seguimiento deben ser realizadas con el mismo nivel de exigencia pues es difícil, por no decir imposible, que el resultado final sea el esperado si una de las fases del proceso no se realiza adecuadamente.

Si enumeramos todos los procesos implicados en el trabajo diario de un Banco de Tejidos nos damos cuenta de su complejidad:

• Detección, selección y evaluación del donante. • Extracción de los diferentes tejidos. • Conservación e identificación de los tejidos hasta su procesamiento. • Procesamiento, evaluación y controles microbiológicos. • Almacenamiento en fase de cuarentena. • Almacenamiento de los tejidos aptos para implante. • Distribución. • Seguimiento de los tejidos implantados.

Sin olvidar los procesos generales de soporte que permiten realizar las actividades anteriores y que en ocasiones requieren la firma de contratos con terceros:

• Formación del personal. • Compras y proveedores. • Mantenimiento de las instalaciones. • Esterilización y controles ambientales. • Laboratorio de microbiología y anatomía patológica. • Validación de procesos y cualificación de equipos. • Control de la documentación. • Trasporte. • Informática. • Limpieza.

Todos los procesos anteriormente enumerados deben estar cubiertos por el Sistema de Calidad que mediante una serie de acciones como auditorias internas y externas, seguimiento de acciones correctivas y preventivas, responsabilidades de la Dirección, entre otras nos permite realizar nuestro trabajo con el nivel de calidad y seguridad exigido.

Finalmente señalar la tendencia actual al seguimiento de las normas GMP (Good Manufacturing Practices) en la fase de procesamiento y almacenamiento de los diferentes tipos de tejidos y células.

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ALOINJERTOS DE TEJIDO COMPUESTO. TRASPLANTE DE MANOS. Pedro Cavadas (Valencia).

Resumen no disponible

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VITRIFICACIÓN DE OVOCITOS. Ana Cobo. Instituto Valenciano de Infertilidad (Valencia).

La criopreservación de ovocitos puede ser una herramienta muy útil para preservar la fertilidad de pacientes con cáncer en riesgo de perder la función ovárica debido a la terapia oncológica o en mujeres sanas que deseen retrasar la maternidad. Históricamente, los resultados obtenidos con diferentes técnicas de criopreservación han sido decepcionantes, en particular los obtenidos con la congelación lenta. Recientemente, otra metodología de criopreservación ha demostrado ser mucho mas eficiente, hecho que ha facilitado su incorporación a la clínica. Se trata de la vitrificación, que es un método de criopreservación ultrarápido en el que el material se solidifica a muy bajas temperaturas (-196ºC) en ausencia de cristales de hielo, adquiriendo una consistencia vidriosa, de ahí el nombre de esta técnica. No obstante, para conseguir que ocurra el fenómeno de la vitrificación, son necesarias altas cantidades de crioprotectores, que pueden resultar tóxicas para los ovocitos.

Para disminuir este efecto, se han desarrollado diferentes metodologías en las que los ovocitos o embriones quedan contenidos en volúmenes muy pequeños de solución de vitrificación, con lo que se consigue por un lado reducir la concentración de crioprotector empleada y elevar significativamente la velocidad de enfriamiento. Estos dos efectos se traducen en un incremento considerable de la viabilidad. Por otra parte, la reducción del tiempo de exposición de los ovocitos a las sustancias crioprotectoras se ha reducido a 1 minuto, hecho que contribuye a reducir la toxicidad. Existen varios dispositivos de mínimo volumen de última generación, siendo el Cryotop el que ha ofrecido los mejores resultados.

Esta técnica ha sido utilizada con éxito en diferentes latitudes, y en particular, en las clínicas IVI hemos conseguido tasas excepcionales de supervivencia, así como excelentes resultados clínicos tanto en pacientes infértiles como en pacientes que reciben ovocitos donados.

Gracias a estos resultados, hemos puesto en marcha el primer banco de ovocitos de España, así como un depósito de ovocitos para uso autólogo, en pacientes oncológicas o en mujeres sanas, que desean preservar su fertilidad sin indicación médica.

Esta técnica permitirá equiparar el potencial fértil masculino y femenino extendiendo la vida útil reproductiva en el caso de estas últimas. Por otra parte, la paciente oncológica podrá beneficiarse en gran medida de la criopreservación de sus propios ovocitos con el fin de ser utilizados en el futuro una vez superada la enfermedad maligna y en cuanto la paciente lo decida. Por las anteriores razones, la vitrificación de ovocitos constituye un hito en reproducción asistida que sin duda, será utilizada de manera sistemática en un futuro cercano como método para la preservación de la fertilidad femenina.

DONACIÓN Y TRASPLANTE DE CÉLULAS Y TEJIDOS EN

IBEROAMÉRICA

Donación y Trasplante de Células y Tejidos en Iberoamérica Ponencia

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EXPERIENCIA DEL BANCO DE TEJIDOS DEL HOSPITAL DE PEDIATRÍA J. P. GARRAHAN 1994-2007. Oscar Schwint. Banco de Tejidos del Hospital Garraghan (Buenos Aires).

HISTORIA En 1994 se reconoció en el Hospital de Pediatría J.P. Garrahan (HPJPG) la necesidad de contar con válvulas cardíacas criopreservadas para la corrección de cardiopatías congénitas.

Luego de investigar la factibilidad de reproducir los protocolos que gentilmente cedió Robert Parker del Banco de Homoinjertos del Royal Brompton Hospital de Londres (1) se obtuvieron las primeras válvulas conservadas a 4ºC que se implantaron exitosamente ese mismo año.

El trabajo continuó contribuyendo a generar una regulación nacional de esta actividad por parte del INCUCAI (Instituto Coordinador Unico de Ablación e Implante) dando como resultado la primera normativa a fines de 1995. En 1996, contando con un marco legal, el hospital inauguró el Banco de Homoinjertos, el primero en su tipo en el sector estatal de nuestro país. A partir de ese momento mediante un trabajo incesante y fructífero se obtuvieron tejidos de múltiples donantes, los cuales luego de su riguroso procesamiento fueron distribuídos a diversos centros públicos y privados del país.

En el año 2000, a pedido del INCUCAI, se comenzó a investigar sobre distintos métodos de preservación de membrana amniótica para uso oftalmológico. Se diseñaron distintos protocolos y se determinaron los más adecuados para el procesamiento de este tejido en nuestro laboratorio (2). Se participo en la elaboración de la norma regulatoria emitida por el INCUCAI en el año 2001. Así el HPJPG inauguro el banco de membrana amniótica que se constituyó durante un largo período en la única fuente de este tejido para uso oftalmológico en la Argentina. En 2002 se comenzó a utilizar como cubierta transitoria en los pacientes quemados de nuestro hospital, de manera que se incrementó significativamente la cantidad de tejido procesado (3).

Debido a la complejidad del tratamiento de los pacientes quemados y sabiendo que el mejor sustituto cutáneo es la piel cadavérica, se habilitó el Banco de Piel del hospital en 2003 luego de las investigaciones correspondientes. A partir de allí se ha trabajado incesantemente incrementando la actividad progresivamente. En el año 2005 se creo el Servicio Banco de Tejidos Hospital Garrahan (BTHG) con la finalidad de organizar las complejas estructuras funcionantes y de desarrollar nuevas actividades como el procesamiento de hueso y el desarrollo del cultivo celular terapéutico y la ingeniería tisular,.

A partir de ese momento se revisaron todas las normas de procedimientos operativos para estandarizarlas y tender a un sistema de garantía de calidad, requerido actualmente por los estándares mundiales, se diseñó un sistema informático que cubre las necesidades del banco y un programa de capacitación continua del personal; los resultados de las investigaciónes motivaron varias comunicaciones en reuniones científicas (5-11) además se organizó un sistema administrativo ágil que permite recuperar los costos de procesamiento de los tejidos provistos a pacientes con cobertura social.

El BTHG acaba de ser habilitado para la ablación, procesamiento, conservación y distribución de tejidos osteo - tendinosos y es el único Banco de Tejidos de la Argentina que procesa los cuatro tejidos. Finalmente se proyecta la construcción de una nueva planta física con la finalidad de cumplimentar los requerimientos arquitectónicos que determinan las buenas prácticas de manufactura de tejidos.

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LEGISLACION SOBRE TEJIDOS EN LA ARGENTINA La Argentina cuenta con una Ley de Trasplante (N° 24.193 de marzo de 1993 y su modificatoria 26.066 del 30 de noviembre de 2005) que establecen las normativas para la actividad trasplantológica tanto de órganos como tejidos (http://www.incucai.gov.ar/institucional/legislacion.jsp).

Dentro de las atribuciones que le confiere la ley, el INCUCAI (debe regular las actividades trasplantológicas, coordinarlas y también producir normativas al respecto. Este organismo elaboró varias resoluciones que regulan las actividades relacionadas con los tejidos Resolución Nº 187/01 “Normas de procedimiento y organización de registros de solicitud de membrana amniótica para su implante.” Resolución Nº 148/01. “Normas para la habilitación de bancos de piel y para la acreditación de los profesionales para la práctica de la ablación, procesamiento, conservación, almacenamiento, distribución y transporte de la misma.” Resolución Nº 260/99. “Normas para la habilitación de banco de tejidos del sistema músculo esquelético y osteoarticular.” Resolución Nº 29/97. “Normas para la habilitación de banco de homoinjertos valvurales y vasculares y autorización de profesionales.”

Recientemente se acordó una nueva regulación para todos los tejidos similar a la normativa europea, con el agregado de un código de buenas prácticas de manufactura de tejidos, que se espera entre en vigencia a la brevedad.

Todos los donantes de tejidos en la Argentina son detectados y validados por personal especialmente capacitado que depende del INCUCAI o de las regionales provinciales, en concordancia con los protocolos de los bancos.

La mayor parte de los donantes provienen de hospitales pertenecientes a los distintos estamentos del estado (nacional, provincial y municipal) y una minoría del sistema de gestión privada de atención médica (Gráfico 1).

En todas las regiones del país existen equipos quirúrgicos capaces de extraer corazón para la obtención de válvulas, que es remitido a la Ciudad de Buenos Aires y el INCUCAI lo distribuye entre los bancos habilitados. Cuando existe un banco en una región donde se produce la donación, el tejido queda en el banco regional.

En el caso de la extracción de piel donde sólo se cuenta con equipos entrenados en la Capital Federal, la provincia de Buenos Aires y recientemente en la provincia de Chaco.

Prácticamente los equipos de extracción y los bancos de hueso se concentran en tres grandes conglomerados urbanos que son las ciudades de Buenos Aires, Córdoba y Rosario.

DESCRIPCION DEL BANCO DE TEJIDOS (BTHG) El Hospital de Pediatría J P. Garrahan, es de alta complejidad, de derivación nacional, cuenta con todas las especialidades pediátricas y se realizan todo tipo de trasplantes de órganos y tejidos en pacientes pediátricos.

El BTHG es un servicio más con el que cuenta el hospital. Su estructura cuenta con jefe (Director médico), una subjefa (Directora Técnica) y cinco instrumentadoras quirúrgicas (dos de ellas en entrenamiento) que son las que efectúan todas las tareas técnicas y administrativas. El BTHG también dispone de un equipo de ablacionistas propio constituído por cinco médicos cirujanos y cinco instrumentadoras quirúrgicas, que concurren a los hospitales cercanos (distancia no mayor de 60 km) para efectuar las extracciones correspondientes. Habitualmente, para la ablación de corazón para obtención de válvulas y piel el equipo está conformado por un cirujano y dos instrumentadoras quirúrgicas.

Donación y Trasplante de Células y Tejidos en Iberoamérica Ponencia

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El banco posee sala de procesamiento con gabinetes de flujo laminar y exclusas adecuadas para ingreso de material y personas, sector administrativo, sector de depósito, sector de almacenamiento criogénico y de criopreservación en el que se encuentran los dos freezers de -80C; un tanque de conservación criogénica de nitrógeno líquido y un equipo de descenso programado de temperatura (Figura 1).

El BTHG utiliza los laboratorios de microbiología, serología, esterilización y todos los servicios de apoyo con que cuenta el hospital con la finalidad de optimizar los costos y cumplir adecuadamente con las normativas nacionales y tender a poder cumplir las internacionales.

En Argentina la mayoría de los bancos procesan un solo tejido así es como en el país hay habilitados, incluyendo el nuestro, 5 bancos de tejidos cardiovasculares, (3 privados); 5 bancos de piel (dos de ellos privados); tres bancos de membrana amniótica (dos privados) y 16 bancos de hueso de los que solamente tres pertenecen al sector público.

La mayoría de estos bancos están localizados en la Ciudad de Buenos Aires o cercanos a ella o en las ciudades de Córdoba y Rosario.

ANALISIS DE LA ACTIVIDAD DEL BTHG ENTRE 1994 Y 2007 El BTHG posee registros foliados para asentar los datos correspondientes de los donantes y de los receptores de tejidos, permitiendo de esta manera la trazabilidad de los mismos. También cuenta con impresos específicos para registrar cada uno de los procedimientos técnicos a los que son sometidos los tejidos y por último, todos estos registros también se encuentran almacenados en forma electrónica.

El INCUCAI ha diseñado un sistema informático (SINTRA) que permite obtener gran cantidad de datos acerca de los donantes y también datos estadísticos referentes a la donación, procuración y trasplante.

Todos estos elementos fueron utilizados y revisados para elaborar el presente análisis. En esta oportunidad se centró la atención en los indicadores de actividad del BTHG y su relación con la situación en la Argentina comparada con el resto de los bancos de tejidos habilitados según el SINTRA.

Se revisaron la cantidad de donantes por tejido, la cantidad de tejidos procesados e implantados, también se registró el tipo de utilización de los tejidos, su destino y las patologías prevalentes en cada uno de ellos.

Para contar con unidades de medida comparables se contaron los tejidos cardiovasculares como unidades, la membrana amniótica como unidades de 4x4 cm. para uso oftalmológico o 10x10 cm. para otros usos; en el caso de la piel se consideró el dm2 como unidad de medida (unidades de producto).

Cada uno de los tejidos fue procesado de acuerdo a su protocolo específico. Brevemente, los tejidos cardiovasculares fueron disecados, decontaminados con antibióticos a 4 ºC durante una semana, luego se criopreservaron utilizando RPMI 1640 + albúmina humana al 5% y DMSO al 10% como criopreservante y un equipo de descenso programado de temperatura marca FORMA para ser conservados en cuarentena, en fase gaseosa de nitrógeno líquido hasta que todos los controles serológicos y microbiológicos resultaren negativos y ser transferidos al sector de almacenamiento definitivo.

En el caso de la membrana amniótica para uso oftalmológico se decontaminó con antibióticos y se criopreservó con RPMI 1640 + albúmina humana al 5% y glicerol al 15%, se conservó a una temperatura de – 80ºC en freezer mecánico. Para las membranas utilizadas en quemados (10x10 cm.) se procedió a irradiarlas con una dosis de 25 kGy. previa congelación con solución salina y glicerol al 15 % como protector y a conservarlas a – 80ºC.

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El protocolo de piel, similar al de membrana amniótica para quemados incluye una incubación de 24 horas en antibióticos previa a la congelación.

El protocolo de procesamiento del hueso fue gentilmente cedido por el Banco de Tejidos del Hospital Juan Canalejo de La Coruña, España.

Todos los tejidos fueron transportados en contenedores de transporte criogénico, en fase gaseosa de nitrógeno o en cajas térmicas con nieve carbónica.

En el período comprendido entre 1994 y diciembre de 2007 se procesaron los tejidos de 1673 (mil seiscientos setenta y tres donantes) representando 1020 (un mil veinte) donantes de tejidos cardiovasculares, 476 (cuatrocientos setenta y seis) de membrana amniótica y 177 (ciento setenta y siete) de piel (Gráfico 2).

Se obtuvieron un total de 2536 unidades de producto cardiovascular, divididas en 2040 válvulas cardíacas aórtica y pulmonar; 331 fragmentos de pericardio de distintas medidas y 165 conductos arteriales (aorta torácica). Del total de 4694 fragmentos de membrana amniótica, 1582 fueron de 4x4cm para oftalmología y 3112 de 10x10 cm para uso en quemados. Se procesó un total de 3201 dm2 de piel (Gráfico 3).

Se implantaron 1394 válvulas cardíacas, 297 fragmentos de pericardio y 109 conductos arteriales (total 1799 unidades); 1035 fragmentos de membrana amniótica para oftalmología y 2685 fragmentos para uso en quemados (total 3980 unidades) y 2661 dm2 de piel (Gráfico 4).

Los tejidos cardiovasculares se distribuyeron a múltiples instituciones públicas y privadas del país. El 85% de los receptores fueron de edad pediátrica, el 93% de las instituciones que los utilizaron están localizadas en la Ciudad de Buenos Aires y la Provincia de Buenos Aires; el 60% de los tejidos fueron utilizados por hospitales del sector público (Gráfico 5).

La membrana amniótica para uso oftalmológico se utilizó tanto en el sector público como en el privado. Las principales patologías que requirieron este tejido pueden ser agrupadas en corneales 60%; esclero-corneales 24% y conjuntivales 15%. Los resultados reportados son excelentes (Gráfico 6).

La piel y la membrana amniótica que se utilizaron en el tratamiento de los quemados fueron requeridas principalmente por la Unidad de Quemados del HPJPG; los resultados fueron muy adecuados de acuerdo a la gravedad de los pacientes que son derivados.

Se remitieron tejidos a todas las provincias de nuestro país con la dificultad operativa que conlleva debido a las enormes distancias que existen entre las distintas ciudades (Figura 2).

ACTIVIDAD DE BANCOS DE TEJIDOS EN ARGENTINA La base de datos del SINTRA comienza a partir de enero de 1998 por lo que se efectuarán las

comparaciones de procuración y procesamiento de tejidos cardiovasculares hasta el 2007 y de piel del periodo 2003-2007

De los 1834 corazones procurados por el sistema en este período, nuestro banco recibió 876 de los que 533 fueron extraídos por nuestro propio equipo de ablación. La cifra procesada por nuestro banco corresponde al 48% de los donantes de corazón para válvulas cardíacas, habiéndose mantenido constante a través del tiempo (Gráfico 7).

Dado que el banco comenzó a procesar piel en agosto de 2003, se analizó el período 2003-2007. En el que el banco recibió los tejidos de 172 donantes sobre un total de 232 procurados en todo el país, constituyendo el 74% de todos los donantes de piel (Gráfico 8).

La membrana amniótica no ha sido incluida en las estadísticas del SINTRA por lo que no se puede efectuar un análisis comparativo con respecto a lo que ocurre con esta actividad en la Argentina.

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En conclusión, el Banco de Tejidos Hospital Garrahan ha sido capaz de desarrollar una estructura altamente eficaz, capaz de procesar una proporción importante de los tejidos donados en la Argentina y distribuirlos a distintos centros asistenciales del país.

Gráfico 1. Procuración de tejidos de acuerdo al sector

Figura 1. Instalaciones del Banco de Tejidos Hospital Garrahan

0

50

100

%

PROCURACION DE TEJIDOS POR DEPENDENCIA EN ARGENTINA

PROVINCIAL MUNICIPAL PRIVADO OTROS

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Gráfico 2. Cantidad de donantes cuyos tejidos fueron procesados en el Banco de Tejidos Hospital Garrahan

Gráfico 3. Cantidad de tejidos procesados por el Banco de Tejidos del Hospital Garrahan

0

1000

2000

3000

4000

5000

PROCESAMIENTO DE TEJIDOS 1994-2007

valvulas pericardio conductos

MA oftalmología MA quemados piel

DONANTES DE TEJIDOS 1994-2007

177 1020476

0 500 1000 1500 2000

PIEL MEMBRANA AMNIOTICA CARDIOVASCULARES

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Gráfico 4. Tejidos distribuidos por el Banco de Tejidos Hospital Garrahan

Gráfico 5.

0

1000

2000

3000

4000

IMPLANTE DE TEJIDOS 1994-2007

válvulas pericardio conductosMA oftalmología MA quemados piel

8560

93

0

20

40

60

80

100

%

RECEPTORESPEDIÁTRICOS

HOSPITALESPÚBLICOS

CapFed + PCIA DE BSAS

TEJIDOS CARDIOVASCULARES DE ACUERDO A SU DESTINO

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Figura 2. Las flechas indican las provincias que recibieron tejidos del Banco de Tejidos Hospital Garrahan.

Gráfico 6. Uso de membrana amniótica en oftalmología

PRINCIPALES PATOLOGIAS OFTALMICAS

60%25%

15%

Corneal Esclero-corneal Conjuntival

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Gráfico 7. Proporción de corazones procesado por el Banco de Tejidos Hospital Garrahan en comparación con el total de procuración de Argentina.

Gráfico 8. Proporción de donantes de piel procesados por el Banco de Tejidos Hospital Garrahan

0

20

40

60

80

2003 2004 2005 2006 2007

PROCURACION DE PIEL 2003-2007

OTROS

BTHG

0

50

100

150

200

250

300

1998 1999 2000 2001 2002 2003 2004 2005 2006 2007

DONANTES CORAZON 1998-2007

OTROS

BTHG

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COLABORACIÓN CON AMÉRICA LATINA EN MATERIA DE DONACIÓN Y TRASPLANTE DE CÉLULAS Y TEJIDOS. Rafael Matesanz. Organización Nacional de Trasplantes (Madrid).

Resumen no disponible

ORGANIZACIÓN DE LAS ACTIVIDADES DE DONACIÓN Y PROCESAMIENTO DE CÉLULAS Y TEJIDOS EN URUGUAY. Inés Álvarez. Instituto de Donación y Trasplante de Uruguay (Montevideo).

Resumen no disponible

SISTEMAS DE CALIDAD EN EL BANCO DE TEJIDOS

Sistemas de Calidad en el Banco de Tejidos Ponencia

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EUROPEAN QUALITY SYSTEM FOR TISSUE BANKING (EQSTB). Martí Manyalich, Blanca Miranda, Esteve Trias, Clara Fernández, Aurora Navarro. Jan Koller, Bernard Loty, Arnaud de Guerra, Olivier Cornu, Grigory Vabels, Pier Maria Fornasari, Alessandro Nanni Costa, Martti Hirn, Norbert Franz, Ioana Siska, Artur Kaminski, Izabella Uhrynowska, Jeroen Van Baare, Theo de By, Stefan Poniatowski. OBJETIVOS

Este proyecto ha sido cofinanciado por la Comisión Europea; se trata de un proyecto SANCO DG (Dirección General de Sanidad y Protección del Consumidor) organizado por el Hospital Clínic de Barcelona. Ha durado 3 años, desde Mayo del 2004 hasta Mayo del 2007. 15 organizaciones nacionales y establecimientos de tejidos distintos de 12 países europeos han participado en este proyecto.

El objetivo de este proyecto es el de analizar a través de 4 áreas de trabajo distintas los factores que pueden influenciar la calidad y seguridad final de tejidos para trasplante, proporcionando finalmente un mayor beneficio a los pacientes. El propósito de este proyecto ha sido el de desarrollar el método para garantizar unos estándares de calidad y seguridad en las actividades de bancos de tejidos, solicitado por la implementación de la Directiva Europea de tejidos y células que fue aprobada en Marzo del 2004.

Para poder alcanzar los objetivos, las tareas se han dividido en 4 grupos de trabajo. El objetivo de cada uno de ellos se centra en un área específico:

1. Grupo de trabajo ‘Estándares’: Llevar a cabo un análisis comparativo de los distintos estándares que se siguen y utilizan en los países participantes para detectar los factores clave de calidad y seguridad de las actividades desarrolladas en establecimientos de tejidos. Definir el número de estándares o guías que se siguen y cuantificar las diferencias y similitudes que haya entre ellos. Estudiar la tasa de implementación de la Directiva Europea de Tejidos y Células. Elaborar la Guide of Recommendations for Tissue Banking definiendo los factores clave antes mencionados. 2. Grupo de trabajo ‘Registro’: Definir la terminología común y las variables de los procesos y labores de bancos de tejidos para crear un registro común con el fin de analizar la posibilidad de intercambiar tejidos entre establecimientos de distintos países europeos. Definir y crear un prototipo de red de registro de bases de datos para todos los procesos que se llevan a cabo en un establecimiento de tejidos: donación, procesamiento, preservación, trazabilidad, aplicación clínica y reacciones adversas posteriores al trasplante. Poner la base de datos en Internet con una función de búsqueda y validar el prototipo a través de una prueba piloto de introducción de datos. 3. Grupo de trabajo ‘Formación’: Diseñar y validar un modelo de formación especializado para el personal de bancos de tejidos con el fin de que posteriormente se convierta en el método de capacitación de personal y el modelo de formación recomendado por los miembros de la Unión Europea. Este modelo se basará en el perfil del personal de bancos de tejidos y en el conocimiento y necesidades detectadas. 4. Grupo de trabajo ‘Auditoría’: Diseñar un modelo europeo de auditoria de bancos de tejidos basado en las directivas europeas de tejidos y células así como en los factores claves de los procesos desarrollados en dichos establecimientos y el resto de resultados obtenidos por los distintos grupos de trabajo. Llevar a cabo 4 auditorias piloto usando el modelo de auditar para mejorar y validar el mismo. Desarrollar un informe de transmisión describiendo la aplicabilidad del modelo a nivel europeo.

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RESULTADOS ALCANZADOS 1. GT1 – Estándares. � Elaboración de la Guide of Recommendations for Tissue Banking

(Guía de Recomendaciones) que incluye: • Descripción de los distintos sistemas de calidad que se

pueden aplicar a bancos de tejidos y descripción de requerimientos generales de sistemas de calidad.

• Marco legal y regulador que envuelve las actividades de bancos de tejidos en Europa, exponiendo sus requisitos y fechas límite (Directiva Europea y anexos técnicos de tejidos y células).

• Descripción de los distintos estándares de tejidos que están disponibles en Europa.

• Descripción de los factores clave de calidad y seguridad que se consideran fundamentales en los establecimientos de tejidos.

� Tasa de implementación de la Directiva Europea: • Estudio y análisis de la tasa de implementación de las directivas europeas en los países

participantes.

2. GT2 – Registro. � Prototipo de un Registro de tejido musculoesquelético a través de una red de base de datos

europea. Definición y unificación de variables (a través de 4 sets de datos) y lista de productos musculoesqueléticos.

3. GT3 – Formación. � Diseño y validación de un modelo de formación especializado, estructurado en 2 cursos

complementarios: un curso virtual y un curso presencial. Los participantes se formaron en todas las áreas de banco de tejidos, y se vio una mejora en sus conocimientos después de participar en los cursos.

4. GT4 – Auditoría. � Creación de un modelo europeo de auditoria de bancos de tejidos para cumplir

con los requisitos de la Directiva europea.

� Elaboración de la Guide for Auditing Tissue Establishments (Guía para Auditar Establecimientos de Tejidos), que facilita todos los factores clave, consejos para los auditores en cómo realizar una auditoria y qué aspectos

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revisar, un cuestionario de auto-evaluación para los bancos de tejidos (para cada factor clave) y un informe de auditoria.

CONCLUSIONES La efectividad, sostenibilidad e impacto de los resultados del proyecto se analizaron y se

considera que las 2 guías que se han publicado son muy útiles tanto para bancos de tejidos y auditores con experiencia como para profesionales que empiezan a moverse en este sector y empiezan a crear nuevos establecimientos.

El prototipo de registro prueba que con una base de datos como ésta sería posible intercambiar tejidos entre establecimientos de tejidos por toda Europa. La harmonización de la lista de productos ha sido todo un reto y, por este motivo, en el futuro sería interesante tener un sistema de codificación común para todos los establecimientos de tejidos en Europa. En lo que respecta al modelo de formación, se ha visto que éste es efectivo en formar a personal del sector, y supone tener profesionales con excelentes conocimientos tanto teóricos como prácticos. Los Estados Miembros podrían adoptar y/o adaptar este modelo al personal de sus establecimientos.

Se recomienda que los logros del proyecto, principalmente la Guide of Recommendations, la Guide for Auditing y el modelo de formación, se actualicen periódicamente para que no se conviertan en obsoletos, ya que nuevos requisitos y recomendaciones pueden ir apareciendo en un futuro próximo. Por este motivo recomendamos que alguna organización, como por ejemplo la EATB, se haga responsable de ello e incluso quizás se cree un cuerpo de auditores de bancos de tejidos.

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ANÁLISIS PRELIMINAR DEL IMPACTO EN LA ADAPTACIÓN DEL RD 1301 /2006 SOBRE UN BANCO DE HUESOS. Rafael Villalba1, Pablo Navarro2, Gema Fornés1, Marcela Eisman1, Raquel Dueñas1, Rosa Carmona1, Antonia Ariza1, Jose Luis Gómez Villagrán1. 1Banco Sectorial del Tejidos del CRTS de Córdoba. 2Hospital Universitario Reina Sofía.

El tejido osteoarticular continúa en la actualidad representado el más demandado en los Bancos de Tejidos, en los que genera un importante volumen de actividad. Diversas publicaciones sobre efectos adversos, aparecidas en los últimos años han incidido sobre elementos de seguridad para este tejido, motivando una revisión actualizada de los procedimientos en el procesamiento y los niveles de control. La Directiva 2004/23/CE y su transposición a nuestro ordenamiento jurídico mediante el RD 1301 / 2006 ha supuesto un incremento significativo de exigencias de calidad. Esta circunstancia parece haber generado la percepción que el incremento en las exigencias darían lugar a un incremento en la desestimación de tejido y como consecuencia dificultades para el adecuado abastecimiento a los Hospitales.

El motivo de este trabajo ha consistido en el análisis preliminar del impacto sobre el Banco de Huesos con motivo de la adaptación de sus actividades a las exigencias del RD 1301 / 2006.

Metodología. Las variables que hemos analizado han sido: tipología del donante de hueso, nº de piezas generadas, nº de piezas distribuidas y nº de piezas desechadas sobre la base de criterios de aceptabilidad adaptados a las exigencias del RD 1301 / 2006. Igualmente durante el año 2007 se modificaron los criterios de procesamiento óseo mediante la incorporación de tratamiento antibiótico sistemático de la pieza y hasta tres nuevos controles microbiológicos: escobillonado tras procesamiento, esquirla y sobrenadante de antibióticos tras incubación.

Resultados. Hemos tenido un total para hueso de 17 donantes fallecidos y 97 donantes vivos con un número de piezas extraídas de 255. El número de piezas distribuidas fue de 185. Igualmente desestimamos un porcentaje del 19,6% de las piezas extraídas. Comparando estos resultados con los obtenidos entre los años 2004 a 2006, podemos observar que el número de piezas obtenidas y distribuidas incluso superaron los niveles medios de los últimos años (255 versus 218 para piezas extraídas y 185 versus 168 para piezas distribuidas), niveles a los que llegamos incluso con un marcado descenso de donantes vivos (67,7%) e incremento de donantes fallecidos (48,8%). Por tanto y si comparamos la rentabilidad para la donación observamos una media de provisión de 1,97 pieza / donante frente a la media que teníamos entre los años 2004 – 2006 de 1,4 pieza / donante. Igualmente el porcentaje de rechazo ha resultado marcadamente inferior 16,6% versus 29,8%, lo que nos ha permitido poder atender a la demanda generada de manera holgada y a menor coste.

Conclusión. Nuestros datos parecen mostrar que los cambios producidos con motivo de la adaptación del Banco de Huesos a los requerimientos del nuevo marco normativo repercuten favorablemente sobre la gestión del mismo. Esta circunstancia se explica sustancialmente por el incremento de donación de fallecido y la progresiva desaparición del donante vivo de hueso.

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HERRAMIENTAS PARA DESARROLLAR UN SISTEMA DE BIOVIGILANCIA EN CATALUÑA. Barrio Ruth, Félix MJ, Deulofeu R. Organización Catalana de Trasplantes (OCATT) (Barcelona).

El RD 1301/2006 establece la obligación de implantar un sistema de Biovigilancia que permita notificar, registrar y transmitir información sobre los efectos y reacciones adversas graves que puedan influir o haber influido en la calidad y seguridad de las células y tejidos que puedan atribuirse a los procesos de obtención, evaluación, procesamiento, almacenamiento y distribución.

Cataluña es la comunidad autónoma de España con mayor número de trasplantes de tejidos y células. En el año 2006, fueron 3.487 pacientes los que recibieron un trasplante de tejidos (ocular, osteotendinoso, piel, factor de crecimiento, válvulas, segmentos, membrana amniótica, preparados biológicos, condrocitos, cultivos celulares y progenitores hematopoyéticos).

Materiales y Métodos. Para desarrollar el sistema de Biovigilancia a nivel autonómico en Cataluña se han desarrollado las siguientes herramientas que están incluidas en el Manual de Biovigilancia de la Organización Catalana de Trasplantes (OCATT), que contiene:

• Un listado de centros y actividades de la Comunidad formado en la actualidad por 180 equipos.

• Un circuito de notificación donde se describen las funciones de los actores implicados agrupadas por niveles: coordinación, banco de tejidos e implantador, así como los niveles de urgencia y gravedad que pueden producirse.

• La elaboración de un listado de incidentes y reacciones adversas graves separados por donante vivo y receptor, elaborado por grupos de trabajo formados por profesionales de las Comisiones Asesoras de cada tipo de tejido, que servirán de base para iniciar las detecciones y notificaciones de los diferentes tejidos que se trasplantan en la Comunidad Autónoma de Cataluña.

• La creación de un grupo de trabajo operativo de Biovigilancia formado por profesionales del ámbito de la coordinación, de los establecimientos de tejido y del implante de tejidos y células, así como miembros de la Organización Catalana de Trasplantes (OCATT) que actuará como grupo asesor y de crisis.

Conclusiones. El implicar a los profesionales de los diferentes niveles de actuación en el grupo operativo de Biovigilancia y en la elaboración del listado de hechos a notificar, fomentará la detección de los mismos y concienciará la diseminación de la cultura de calidad y seguridad que exige el RD a todos los profesionales implicados en los ámbitos de obtención, banco y trasplante de tejidos.

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PROYECTO EUSTITE: AVANCES. Alvarez Marina1 Garrido Gregorio1 Novez Irene1, Kurz Johann2, Brankov Dimitar3, Hornez Thérèse4, Deguerra Arnaud4, Noel Luc5, Costello Patrick6, Masterson Sinead6, Koller Jan7, Cox Michael8, Teskrat Fewzi9, Martiniere Karine9 Kaminski Artur10, Izabela Tyszkiewicz10, Trish Davies11, Sullivan Stephanie11, Fehily Deirdre12, Delvecchio Caterina12, Alessandro Nanni Costa1. 1Spanish National Transplant Organisation; 2Federal Ministry of Health, Family and Youth, Austria; 3Bulgarian Executive Agency for Transplantation; 4Agence de la Biomédecine, France; 5World Health Organisation, Geneva; 6Irish Medicines Board; 7University Hospital, Bratislava, Slovakia; 8Danish Medicines Agency; 9Agence Francaise de Sécurité Sanitaire des Produit de Santé; 10The National Centre for Tissue and Cell Banking, Poland; 11Human Fertilisation and Embryology Authority, UK; 12Centro Nazionali Trapianti, Italy.

El proyecto Eustite (European Union Standards and Training for the Inspection of Tissue Establishments) pertenece al Programa de Salud Pública de la Comisión Europea (ver www.eustite.org), y tiene una duración de 3 años. El objetivo principal de este proyecto es optimizar y armonizar los estándares y métodos aplicados por las Autoridades Competentes en la Inspección de Establecimientos de Tejidos y la autorización para la obtención de tejidos, dentro de la Unión Europea (UE), de acuerdo con la Directiva 2004/23/EC, Artículos 5, 6 y 7, y sus directivas asociadas implementadas. Un objetivo secundario es proponer sistemas comunes para la definición, clasificación e información de efectos y reacciones adversas que sean consecuentes con otros sistemas similares en otras partes del mundo. El proyecto es llevado a cabo por un consorcio de organizaciones de 11 Estados Miembros de la UE y la Organización Mundial de la Salud (OMS), y esta liderado por el Centro Nacional de Trasplantes de Italia (CNT). La mayor parte de los socios son organizaciones, designadas como Autoridades Competentes, para el trasplante de tejidos y células (incluyendo células de progenitores hematopoyéticos) o para la reproducción asistida, con o sin experiencia en dichos campos a día de hoy. La OMS aporta un vínculo desde el proyecto a otros progresos globales en la regulación y vigilancia de tejidos y células.

El proyecto comenzó el 1 de diciembre de 2006. Los sistemas existentes, sus avances y desventajas, han sido estudiados en un cuestionario dirigido por la ONT y en un workshop, interactivo y de tanteo, realizado por la Comisión Medica Irlandesa en Dublín (Irlanda). Los consejos de inspección realizados y existentes han sido revisados por un grupo de trabajo para identificar los elementos claves que deben ser incluidos en las propuestas. Se han puesto en marcha una serie de visitas de intercambio para que los inspectores de tejidos y células de la UE puedan formarse, observando los procedimientos y prácticas de sus colegas en otros Estados Miembros. La primera edición de las Guías de Inspección ha sido presentada a la Comisión, y esta disponible en la página Web del proyecto. Una segunda edición estará a disposición del público el 7 de Marzo, y la versión final será presentada a la Comisión como Guía de Inspección de Células y Tejidos de la UE.

Dos workshops de gran importancia, que han contado con la presencia de expertos de todo el mundo, han examinado los métodos utilizados a nivel mundial para definir, clasificar y manejar los efectos y reacciones adversas. Han sido revisados los sistemas existentes para tejidos y células, y el informe final esta disponible en la página Web. Se ha elaborado un documento que define las herramientas propuestas para la definición, clasificación, análisis e informe de efectos y reacciones adversas, que esta en un estado avanzado, y será publicado para su consulta a finales de marzo. Estas herramientas serán probadas en un proyecto piloto de un año de duración, que comenzará en julio de 2008.

El último año del proyecto se centrará en la formación de inspectores, liderado por la organización austriaca. El primer curso tendrá lugar en Viena, durante el mes en septiembre. La etapa final recogerá conjuntamente todos los trabajos desarrollados por el proyecto, asegurando que los inspectores de la UE estén interpretándolos y aplicándolos de una manera consecuente.

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PROYECTO EUSTITE: ENCUESTA SOBRE SISTEMAS DE INSPECCIÓN. Alvarez Marina1 Garrido Gregorio1 Novez Irene1, Fehily Deirdre2, Delvecchio Caterina2, Nanni Costa Alessandro2, Matesanz Rafael.1

1Organización Nacional de Trasplantes España. 2Centro Nazionali Trapianti, Italia.

Esta encuesta forma parte del Proyecto Eustite (European Union Standards and Training for the Inspection of Tissue Establishments), que pertenece al Programa de Salud Pública de la Comisión Europea (ver www.eustite.org).

Objetivos. La encuesta trata de recoger información detallada sobre los sistemas de inspección existentes para tejidos y células humanos en los Estados Miembros de la Unión Europea (UE). Se centra con más profundidad en áreas específicas supervisión, inspección y autorización. La información recogida se reflejará en las Guías de Inspección sobre tejidos y células del EUSTITE.

Metodología. La encuesta fue elaborada por la ONT, con la colaboración de todos los miembros del EUSTITE y la aprobación de la Comisión Europea. La ONT la envió a todos los representantes de las Autoridades Competentes (ACs). Los cuestionarios que se cumplimentaron han sido revisados y analizados.

Resultados. El cuestionario fue enviado a 30 países de Europa (27 Estados Miembros de la UE y 3 No Estados Miembros de las UE): 26 (87%) países lo rellenaron y reenviaron.

Hay un registro oficial centralizado de Establecimientos de Tejidos (ETs) en 16 de 22 (73%) países. El sistema de inspección interactúa con otros sistemas de inspección de otras actividades en 10 de 21 (47%). Son aplicados otros sistemas de verificación, a parte de las visitas de los inspectores, en 12 de 21 (57%) países.

Las inspecciones de los ETs están estructuradas de la siguiente manera: siguiendo un registro, por el ET con la AC, 11 de 19; siguiendo una solicitud del ET a la AC, 15 de 19; el día es elegido por la AC, 9 de 17; el día es acordado entre el ET y la AC, 15 de 19. Finalmente, en 16 de 20 países existe la posibilidad de realizar una inspección no planeada sin avisársela al ET.

La estructura de la inspección tiene los siguientes puntos: el equipo de inspección tiene una media de 2-3 inspectores; dichos inspectores forman alrededor de 10 inspectores al año; la duración de una inspección suele ser de 2 días. Seis de 15 países (40%) tienen un programa estándar o agenda para cada inspección; y 6 de 16 (38%) tienen un procedimiento o guía donde se describe como debe se realizada la inspección.

Las no-conformidades están clasificadas en términos de su severidad en 7 de 17 (41%) países; y los métodos utilizados durante la inspección son los siguientes: pregunta y respuesta, 15 de 17 (87%); observación de la actividades reales, 16 de 18 (90%); revisión de SOPs, 16 de 18 (90%); y revisión de los archivos de donación, procesamiento y distribución, 14 de 16 (87%). Además, se entrega un informe al ET el último día de la inspección en 13 de 15 (87%) países. Las reinspecciones son realizadas para seleccionar tipos de no-conformidades en 10 de 13 (80%).

Finalmente, sólo un país tiene una interacción formal entre la AC y la inspección JACIE y el sistema de acreditación para los centros de células de progenitores hematopoyéticos.

Conclusiones. El nivel de respuesta al cuestionario fue muy elevado, y se obtuvo una información muy útil por parte de los países participantes. La mayoría de los sistemas de inspección están en un nivel de desarrollo bajo, y no han sido implementados de momento de un modo comprensivo, cubriendo todas las células y tejidos. Los resultados muestran la necesidad de elaborar guías comunes y formar a los inspectores para asegurar un abordaje común, objetivos del Proyecto EUSTITE.

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OPTIMIZACION Y ACTIVIDADES DEL BANCO DE MENISCOS. Josep M. Segur, Oscar Fariñas. Banco de Tejidos del Aparato Locomotor. Hospital Clínic. Trasplant Services Foundation. Universidad de Barcelona. Barcelona.

El trasplante de aloinjerto meniscal fue publicado por primera vez por Milachowski [10] en 1989. Múltiples estudios experimentales en animales sobre su viabilidad, evolución morfológica, métodos de conservación, evolución clínica ya en humanos, tipo de implante, mediciones… se han realizado desde entonces, y, sin embargo, a diferencia de otros tejidos, aún no existen estudios a largo plazo que nos validen de forma absoluta dicha técnica para todo tipo de indicaciones. Esto hace que tanto los bancos de tejidos, como los cirujanos estemos aún sentando unas bases más o menos sólidas sobre este tema.

Anatomía Debemos considerar en primer lugar las características anatómicas de los meniscos [5]:

macroscópicamente, se tratan de estructuras fibrocartilaginosas en forma de C o de semicírculo con inserciones óseas en la parte anterior y posterior de la meseta, presentando una inserción periférica a la cápsula articular con diferencias dependiendo del menisco (el menisco interno presenta una fuerte fijación capsular y a la meseta tibial por lo que presenta una menor movilidad, mientras que el menisco externo dispone de una mayor movilidad por su débil fijación periférica); aunque existen múltiples variables, las inserciones óseas son siempre muy firmes. El menisco interno presenta una forma de C, mientras que el externo, de menor tamaño la tiene de semicírculo, presentando un área de no inserción periférica correspondiente al tendón poplíteo. En cuanto a la microestructura fibrocartilaginosa del menisco, éste presenta diferentes haces de fibras de colágeno; el más importante es el circunferencial, con algunas fibras radiales que impiden su ruptura; en la superficie meniscal, la orientación tiene una estructura de malla entrelazada que permite la distribución de tensiones de cizallamiento. El colágeno supone el 60-70% del peso del menisco. Las células meniscales son los fibrocondrocitos .

Un aspecto muy importante, tanto para la evolución de las lesiones como para su tratamiento es la vascularización del menisco. Solo el 10-25% del menisco lateral y el 10-30% del medial están vascularizados [2]; la vascularización proviene de un plexo capilar parameniscal, en la zona periférica del mismo; así pues, los dos tercios centrales del menisco son avasculares. También la distribución de las terminaciones nerviosas sigue el mismo patrón.

Funciones A pesar de que antiguamente se había descrito al menisco como “remanente sin función de los

músculos intrarticulares de la pierna”, y que hasta finales del siglo pasado en que la artroscopia tomó el relevo en el tratamiento de la cirugía meniscal abierta en el que el gold-standard era la meniscectomia total, está claro que los meniscos tienen unas funciones muy importantes en muchos aspectos de la fisiología de la rodilla. Cabe destacar la transmisión de cargas, absorción de impactos, reducción de las tensiones de contacto articulares, estabilización pasiva, aumento del área de congruencia y contacto, tope en los extremos de flexión y extensión, y propiocepción [5, 9]. Así pues, por ejemplo, una resección del menisco medial, reduce del 50% al 70% la superficie de contacto y aumenta el 100% la tensión de contacto. Todo ello nos conduce que cuando se realiza una meniscectomía, cuanto mayor sea su magnitud, se genera un paciente con un alto potencial de presentar una artrosis precoz del compartimento femoro-tibial afecto.

Indicaciones El trasplante de menisco representa una potencial solución biológica para los pacientes

meniscectomizados sintomáticos que no han desarrollado todavía una artrosis avanzada [8]. Existe

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cada vez más una evidencia que sugiere que con unas adecuadas indicaciones y una técnica precisa se puede obtener una disminución del dolor y una mejoría funcional a corto y medio plazo [7, 8, 9].

Actualmente las indicaciones definidas del trasplante meniscal son [7, 8]: Paciente joven, con historia de meniscetomia total, rodilla estable, bien alineada, y con discretos signos degenerativos; en los casos en los que se asocia una inestabilidad por deficiencia del ligamento cruzado anterior, se puede realizar una intervención combinada de reparación de éste junto al trasplante meniscal; igualmente se puede realizar una doble intervención en el caso de mala alineación asociada (osteotomía). Más dudosa es la indicación preventiva del paciente joven deportista al que se le ha realizado una meniscectomía total y que no presenta ninguna sintomatología; actualmente no se dispone de suficiente evidencia a largo plazo como para realizar dicha intervención, ya que el riesgo del trasplante no es nulo. Las contraindicaciones son patología inflamatoria o séptica de dicha rodilla, inmunodeficiencia, edad (aprox. >50), obesidad, inestabilidad, mala alineación miembro inferior, y gonartrosis establecida.

Riesgos y complicaciones Los riesgos del trasplante meniscal inherentes al implante de un aloinjerto se pueden clasificar en

tres grupos [8]: (1) transmisión de enfermedades; en este caso es básico contar con la confianza de un banco de tejidos en el que la selección de donante se realice siguiendo estrictamente los estándares [12], así como la utilización de un procesamiento que permita disminuir las posibilidades de infección (métodos químicos, físicos,...). (2) inmunológicos; es cierto que los meniscos presentan antígenos de histocompatibilidad, sin embargo sólo se ha descrito un caso evidente de rechazo de un menisco criopreservado [6]. (3) sinovitis por presencia de restos de productos de esterilización; es el caso del óxido de etileno. Como complicaciones propias de la técnica quirúrgica se pueden describir la infección postoperatoria, ruptura del menisco, desinserción de los bloques óseos o periférica, pérdida excesiva de tamaño del mismo, y evolución del proceso degenerativo [9] .

Técnica quirúrgica La técnica quirúrgica para el implante dependerá del cirujano y del implante, ya que tanto

mediante artroscopia [7, 8] como por artrotomía [4, 13] es posible la realización de la intervención. La ventaja de la artroscopia es la menor agresividad de la técnica y su más fácil rehabilitación, y la de la artrotomía una posible mejor fijación periférica del menisco. En cuanto a la elección del tipo de injerto existen diferente opciones: únicamente el menisco sin bloques óseos [13], con dos bloques óseos en las inserciones anterior y posterior, y con puente óseo (“Bridge in slot”).

Obtención, procesamiento, conservación de los meniscos La obtención y el procesamiento de los injertos debe realizarse siguiendo los estándares vigentes

de las diferentes sociedades científicas [1, 3], ya sea en cuanto a la selección del donante, que aparte de cumplir con las normas generales debe ser menor de 45 años, como de las características de la extracción (lugar y equipo adecuado, siguiendo el protocolo quirúrgico correcto). En nuestro caso el menisco se obtiene en un bloque con la tibia y la cápsula conservando la inserción meniscal intacta, junto con el aparato extensor a través de un incisión longitudinal de toda la extremidad inferior; en este momento se realiza un lavado con suero fisiológico, y tras la obtención de muestras para cultivo se empaqueta de forma estanca y estéril para depositarse posteriormente en un congelador a -80º en fase de cuarentena. En un segundo tiempo, una vez han llegado todos los resultados de las pruebas complementarias realizadas al donante (controles serológicos, hemocultivos, biopsias…) obtenemos la viabilidad de éste, se procede a la preparación específica de todos los injertos, y en concreto de los meniscos. La fase de procesamiento o preparación final de los injertos se realiza en una sala blanca clase B bajo un flujo laminar clase A. Con el objetivo de disponer de injertos meniscales aptos para ser utilizados con las diferentes técnicas quirúrgicas descritas en la literatura, unos se preparan con toda la plataforma tibial (a fin de que se puedan preparar tanto bloques óseos independientes para cada cuerno, como un puente entre ambos), y el otro menisco de la misma

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rodilla libre (dado que no podemos tener plataforma para ambos debido a la disposición de las inserciones meniscales anteriores y posteriores). La medición del injerto se realiza con un pie de rey en ambos ejes, antero-posterior (distancia entre el borde mas anterior y posterior de la meseta tibial) y látero-medial (distancia entre la espina tibial homolateral y el borde mas medial/lateral de la meseta tibial) de la meseta tibial. Tras un nuevo control microbiológico se realiza el empaquetado definitivo y traslado a un congelador -80º a la espera de los resultados finales para su viabilidad final.

Se han descrito cuatro métodos para la preservación de los meniscos [7, 8, 9]: fresco, liofilización, congelación, y criopreservación. Los injertos frescos han de ser preparados “in situ” (en el mismo momento de la extracción o de la cirugía de implante), requieren una logística dificultosa, y el trasplante debe realizarse en pocos días con lo que no podemos asegurar la no transmisión de patologías al no disponer del tiempo necesario para obtener la viabilidad del donante. La liofilización ha mostrado una pérdida de las características biomecánicas que la hacen inviable para el tejido meniscal. La congelación a –80º tiene un efecto lesivo para la viabilidad celular, pero mantiene las propiedades biomecánicas. La criopreservación, que implica la utilización de dimetilsulfóxido permite la supervivencia celular, sin embargo, su utilización no se ha mostrado superior a la congelación hasta el día de hoy. En nuestro banco de tejidos utilizamos la congelación con muy buenos resultados clínicos hasta el momento.

Medición Uno de los factores más importantes para el óptimo funcionamiento del implante meniscal es la correcta medición del lecho receptor. Mientras que medidas con RM de la rodilla contralateral no son aceptables dada la variabilidad entre ambos lados, y las mediciones de la rodilla a intervenir han mostrado infradimensionamientos, la radiología simple con adecuadas proyecciones en frente y perfil [11] ha tenido una excelente correlación: en primer lugar corregir la magnificación, la medición del plano coronal se relaciona con la distancia de la espina tibial correspondiente hasta el margen metafisario, y en el plano sagital, la distancia de la meseta tibial externa es el 70 % de la que se mide en la radiología de perfil, mientras que la de la meseta interna es el 80%. Otra posibilidad de asignación del injerto meniscal es realizar la correlación entre la talla/peso del donante y receptor. En nuestro banco de tejidos asignamos los injertos meniscales utilizando ambas metodologías puesto que los cirujanos las utilizan indistintamente al realizar la solicitud del tejido. No obstante en un estudio realizado en nuestro banco de tejidos llegamos a la conclusión de que el sistema de medición en el que se utiliza la correlación talla/peso del donante/receptor presenta una menor idoneidad debido al gran factor distorsionador que representa la variable peso (grandes variaciones desde obesidad a anorexia) sobre la variable talla. Por ello llegamos a la conclusión que el método de elección para la asignación de un injerto meniscal debe ser la correlación entre las mediciones directas realizadas sobre la meseta tibial en la fase de procesamiento del injerto, y las mediciones obtenidas en el receptor a partir de una radiología simple de rodilla o estudio de RM.

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Bibliografía

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2.- Arnoczky SP, Warren RF. Microvasculature of the human meniscus. Am J Sports Med. 1982 Mar-Apr;10(2):90-5

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4.- Goble EM, Verdonk R, Kohn D. Arthroscopic and open surgical techniques for meniscus replacement--meniscal allograft transplantation and tendon autograft transplantation. Scand J Med Sci Sports. 1999 Jun;9(3):168-76.

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11.- Pollard ME, Kang Q, Berg EE. Radiographic sizing for meniscal transplantation. Arthroscopy. 1995 Dec;11(6):684-7.

12.- Trias E., Ruiz A., Fariñas O., Vilarrodona A., Pinto H., Navarro A., Segur J.M., Manyalich M. Trasplante de tejido óseo: importancia de la selección del donante en las prevención de la transmisión de enfermedades. Clínica OsteoArticular VIII, nº1. 7-12, 2005.

13.- Verdonk R, Almqvist KF, Huysse W, Verdonk PC. Meniscal allografts: indications and outcomes. Sports Med Arthrosc. 2007 Sep;15(3):121-5.

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HUESO ESPONJOSO ¿LIOFILIZADO O CONGELADO? ÉSTA ES LA CUESTIÓN. Antoni Gayá. Fundació Banc de Sang i Teixits de les Illes Balears. (Palma de Mallorca).

Resumen no disponible

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ESTUDIO DE LA CAPACIDAD DE PROLIFERACIÓN CELULAR DE LOS CONDROCITOS, FRESCOS Y CRIOPRESERVADOS, PROCEDENTES DE CARTÍLAGO SUPERFICIAL VERSUS PROFUNDO. Mª Esther Rendal Vázquez1, Silvia Díaz Prado2,3, Enma Muiños López2, Margarita Rodríguez Cabarcos1, Tamara Hermida Gómez2, Javier Barallobre Barreiro2, P. Filgueira Fernández2, Mª José Sánchez Dopico2, Francisco Blanco García2, Cándido Andión Núñez1. 1Unidad de Criobiología. Hospital Juan Canalejo (La Coruña). 2Área de Terapia Celular. Hospital Juan Canalejo. CIBER-BBN La Coruña. 3 Departamento de Medicina Universidad de La Coruña. Objetivo. Comparar la capacidad proliferativa de los condrocitos procedentes de cartílago articular superficial versus profundo y estudiar el efecto de la criopreservación sobre la proliferación celular.

Materiales y Métodos. El estudio comprendió un total de 11 muestras de cartílago sano procedentes todas ellas de diferentes donantes de tejidos. De cada uno de los especimenes se procedió a separar el cartílago superficial del profundo y a someterlo a una digestión enzimática con colagenasa y tripsina. Se contaron las células y se separaron cuatro alícuotas con igual número de células, dos de ellas conteniendo células procedentes del cartílago superficial y las otras dos procedentes de cartílago profundo. Una alícuota de cada uno de los cartílagos se sembró en DMEM con un 20% de SBF. Para iniciar el ensayo de proliferación celular, el primer subcultivo se realizó en el mismo medio pero con un 10% de SBF. La proliferación celular se ensayó a los 3, 6 y 9 días, empleando para ello el azul de toluidina. Además, se desarrollaron micromasas para poder realizar estudios de inmunohistoquímica en cada uno de los pacientes. Las otras dos alícuotas de cada uno de los cartílagos se criopreservó a -196ºC dur! ante 3 meses. Transcurrido este tiempo se procedió a la descongelación y al cultivo de las mismas. Después de dos subcultivos se realizaron los mismos ensayos de proliferación que en los condrocitos frescos.

Resultados. De los 11 donantes de cartílago se obtuvieron 4 grupos de células a estudio: frescas procedentes de cartílago superficial (N=11); frescas procedentes de cartílago profundo (N=11), congeladas procedentes de cartílago superficial (N=8) y congeladas procedentes de cartílago profundo (N=10). En el grupo de las células frescas estimuladas, tanto procedentes de cartílago superficial como de profundo, y transcurridos 3 días se observó un incremento en la capacidad de proliferación con respecto al grupo control no estimulado, obteniéndose la mayor capacidad proliferativa a los 9 días (0.046 vs 0.028 p < 0.05). Para el caso de las células congeladas estimuladas, tanto procedentes de cartílago superficial como de profundo, y transcurridos también 3-6 y 9 días no se observó un incremento en la capacidad de proliferación con respecto al grupo control no estimulado (0,051 en superficial frente a 0,043 en profundo). El estudio inmunohistoquimico de las micromasas utilizando Ki67 y PCNA confirma estos resultados.

Conclusiones. Los mayores índices de proliferación celular se obtuvieron con condrocitos frescos procedentes de cartílago profundo. Estos resultados indican que la criopreservación celular afecta a la capacidad proliferativa de los condrocitos y por tanto a la capacidad de éstos para regenerar cartílago. Estas consideraciones deben tenerse en cuenta a la hora de su empleo en terapia celular para reparar lesiones focales del cartílago articular (autotransplante de condrocitos).

Financiación. Silvia Díaz Prado es beneficiaria de un contrato Isidro Parga Pondal (Xunta de Galicia, España).

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ESTUDIO COMPARATIVO ENTRE HISOPADO SUPERFICIAL Y SISTEMA DE FILTRACIÓN PARA CONTROL MICROBIOLOGICO DE HOMOINJERTOS ÓSEOS. ESTUDIO PRELIMINAR. M. Rodríguez Cabarcos1, Mª Consolación Mouriño Pena2, ME Rendal Vázquez1, RO Fernández Mallo1, G Bou Arevalo2, L García Rodriguez3, A. Fernández García4, S Pértega Díaz5, T. Bermúdez Gonzalez1, C Andión Núñez1. 1Unidad de Criobiología. Hospital Juan Canalejo (La Coruña). 2Servicio de Microbiología. Hospital Juan Canalejo (La Coruña). 3Servicio de Traumatología. Hospital Juan Canalejo (La Coruña). 4Coordinación de Transplantes. Hospital Juan Canalejo (La Coruña). 5Unidad de Investigación. Hospital Juan Canalejo (La Coruña). Objetivos. Análisis de resultados microbiológicos obtenidos en muestras de donantes de tejido óseo. Análisis del uso del sistema de filtración.

Material y Métodos. Se obtuvieron muestras de 11 donantes multiorgánicos. Se analizaron un total de 171 injertos óseos. En el quirófano se obtuvo el primer control microbiológico mediante hisopado de la superficie del hueso una vez realizada la extracción multiorgánica. Los tejidos óseos fueron enviados al Banco de Tejidos donde después de su procesado (eliminación de partes blandas y limpieza) se obtuvieron otros dos controles microbiológicos: el primero mediante hisopado de la superficie del hueso y el segundo control mediante filtrado. Para obtener este último control mediante filtración, en primer lugar se colocó el injerto óseo 10 minutos en agitación fuerte con suero caliente. Se enjuagó el bote con suero limpio y se hizo un segundo lavado con suero durante 1 minuto en agitación suave, para a continuación hacer un filtrado de dicho suero fisiológico utilizándose dicho filtro para control microbiológico. Finalmente los huesos fueron empaquetados en doble bolsa de aluminio y almacenados al -80ºC.

Resultados. Los resultados microbiológicos al analizar el primer control microbiológico (hisopado de la superficie realizado en el quirófano) fue de 33 injertos positivos (19%) para distintos microorganismos (Estafilococo coagulasa negativo, Propionibacterium, Corynibacterium, Micrococus, Bacilus). Los resultados microbiológicos mostraron gérmenes poco patógenos que no obligaron a descartar ningún injerto siempre que los otros dos controles microbiológicos fueran negativos. En el segundo control (hisopado después del procesado en el Banco de Tejidos) 16 injertos (9%) fueron positivos a distintos microorganismos (Aspergillus, Propionibacterium, Estafilococo coagulasa negativo). Finalmente el control del filtrado mostró 27 injertos óseos positivos (16%) a distintos microorganismos (Estafilococo coagulasa negativo, Propionibacterium, Corynibacterium, Proteus, E. Coli, Micrococcus).

Conclusiones. El sistema de filtración parece un método más seguro para el screening microbiológico que el hisopado superficial.

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ANÁLISIS COMPARATIVO DE LOS SUSTITUTOS BIOLÓGICOS DE LA PIEL. Mª Dolores Pérez del Caz. Hospital La Fe (Valencia).

El principal objetivo en el tratamiento del paciente quemado es la eliminación del tejido dañado irreversiblemente y la realización de una cobertura definitiva de la manera más precoz posible, para minimizar el riesgo de infección, sepsis y muerte del paciente, reduciendo así largos y dolorosos tratamientos y disminuyendo las secuelas.

En la actualidad, se defiende la precocidad y agresividad en el tratamiento quirúrgico, iniciándose el desbridamiento cuando el paciente está estable hemodinámicamente entre el 2º y 5º día postquemadura.

En quemaduras masivas no se puede realizar una escisión completa de todo el área quemada, con lo cual es necesario hacer una evaluación y estrategia de manera individualizada para cada paciente, con escisión quirúrgica seriada de todas las lesiones.

El reto que supone el tratamiento quirúrgico de los grandes quemados no reside actualmente en eliminar el tejido no viable, sino en la cobertura de las áreas cruentas. Actualmente disponemos de una serie de métodos que ofrecen una cobertura definitiva o temporal, si bien ninguno de ellos cumple las condiciones necesarias para definirlo como ideal.

Los sustitutos cutáneos biológicos se han desarrollado fundamentalmente en los bancos de piel que surgieron para solventar los problemas de cobertura cutánea que plantean los grandes quemados.

Actualmente en ellos se puede procesar almacenar y elaborar las siguientes coberturas cutáneas: 1. Xenoinjertos: 2. Homoinjertos 3. Cultivo de queratinocitos

A lo largo de la presentación desarrollaremos las características principales de cada una de ellas, así como la línea de investigación que se está desarrollando en este momento.

Al final de la presentación contrastaremos con diversos casos clínicos la aplicación de los diferentes sustitutos cutáneos.

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UTILIDAD DE LA MEMBRANA AMNIÓTICA EN PACIENTES QUEMADOS. Schwint O., Quijano S., Fano A., Panontin M., Garcia G., Gómez L, Ballester Becu E. Banco de Tejidos Hospital Garrahan (Buenos Aires).

La utilización de membrana amniótica (MA) para tratamiento de las quemaduras esta bien establecido, nuestro Banco la procesa desde el año 2002 con este fin. En 5 años, se procesaron placentas de 343 donantes provistas por BUENOS AIRES TRANSPLANTE Y recientemente CUCAI CHACO, obteniéndose 261.300 cm2. Se solicitaron 2.407 unidades de MA para ser implantadas en quemados, representando 240.700 cm2.

Se trataron 158 pacientes, realizándose 222 procedimientos de implante en las siguientes situaciones: quemaduras intermedias en su estadio tardío o post escarectomía, en las profundas como segunda elección luego de la piel cadavérica humana, como protección del autoinjerto y de áreas donantes así como en las quemaduras superficiales.

Se efectuaron 407 pedidos y las instituciones solicitantes fueron: INSTITUCIÓN CANTIDAD PEDIDOS UNIDADES cm2

HOSPITAL GARRAHAN 339 2235 223500 CLINICA BUEN PASTOR 33 70 7000 HOSPITAL TORNU 18 37 3700 HOSPITAL OTAMENDI 6 25 2500 HOSPITAL ALVAREZ 4 22 2200 SANATORIO DUPUYTREN 2 2 200 HOSPITAL BRITANICO 2 2 200 CLINICA LAGLEYZE 1 1 100 CLINICA TACHELA 1 8 800 INSTITUTO CARDIOLOGICO 1 5 500

Se concluye que la MA es útil en el tratamiento de estos pacientes facilitando la cicatrización, reepitelización, resistiendo la infección y aliviando el dolor.

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ESTERILIZACIÓN DE TEJIDOS PARA IMPLANTE POR RADIACIÓN GAMMA. 1Horak, Celina; 1Pachado, José; 1Spinosa, Mariana; 2Schwint, Oscar; 1Kairiyama, Eulogia. 1 Departamento Investigación y Desarrollo, Comisión Nacional de Energía Atómica, República Argentina. 2 Banco de Homoinjertos, Hospital de Pediatría J. P. Garrahan, Buenos Aires, República Argentina. Entre los métodos de esterilización de tejidos para implantes, la esterilización por radiación gamma es un proceso físico, seguro, que no modifica significativamente las propiedades biomecánicas del producto, ni deja residuos. La validación del proceso de esterilización por radiación gamma es cumplimentada de acuerdo a la Norma ISO 11137:2006 y la determinación de la dosis mínima de esterilización en base al Code of Practice for the Radiation Sterilization of Tissue Allografts: Requirements for Validation and Routine Control: 2004.

En el presente trabajo se hizo un relevamiento de datos experimentales provenientes de la carga microbiana y la dosis de esterilización correspondiente a 106 lotes de piel humana congelada para implante analizados durante los últimos 3 años.

La dosis mínima de esterilización por radiación gamma de tejidos para implante se determinó teniendo en cuenta la carga microbiana y radiosensibilidad de los microorganismos contaminantes. La irradiación se llevó a cabo en la instalación de irradiación del Centro Atómico Ezeiza – CNEA, provista de fuentes de radiación de 60Co con una actividad de 600 kCi.

El recuento de la carga microbiana se realizó de acuerdo a la Norma ISO 11737-1. Por cada lote producido, 10 porciones normalizadas de tejido (1 cm2) fueron analizadas por filtración y se determinaron las Bacterias aeróbicas totales. Basándose en el recuento obtenido se determinó la dosis de verificación (Dv) para un coeficiente de seguridad de esterilidad de 1/10, se irradiaron 10 porciones normalizadas con la Dv y se controló individualmente su esterilidad. Para la determinación de la dosis mínima de esterilización, por lote de procesamiento del tejido, se tuvo en cuenta como unidad de producto modelo una lámina de piel de 100 cm2 con el fin de comparar los datos obtenidos de la carga microbiana y la dosis de tratamiento.

Los resultados demostraron una gran variabilidad entre lotes de piel, tanto en los recuentos microbianos (10 a 162.700 UFC/100cm2) como en las dosis mínima de esterilización correspondientes (17,6 a 33,3 kGy). Varios lotes excedieron los límites indicados en el Código de Práctica del OIEA: < 1000 UFC/tejido para implante (43% en el 2005, 39% en el 2006 y 34 % en el 2007).

En base a estos resultados, se puede concluir que la determinación de la dosis mínima de esterilización por radiación gamma debe realizarse para cada lote de tejido producido debido a que las características entre donantes no se reproducen. También se puede ver que los lotes que exceden la carga microbiana/tejido para implante según lo indicado en el Código de Prácticas fue disminuyendo, lo que puede indicar una mejora en la forma de procesamiento, ablación y/o selección del donante.

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OBTENCIÓN, PROCESAMIENTO, DISTRIBUCIÓN Y UTILIDAD DE LA PIEL CADAVÉRICA CRIOPRESERVADA EN PACIENTES QUEMADOS. Quijano S., Ballester Becú E., García G., Gómez L., Panontin M., Fano A., Schwint O. Servicio Banco de Tejidos Hospital de Pediatría JP Garrahan (Buenos Aires).

La utilización de piel cadavérica criopreservada en el tratamiento de pacientes quemados ofrece numerosas ventajas sobre otros sustitutos cutáneos transitorios, en nuestro Banco se procesa desde el año 2003.

En 4 años se procesaron 305.698 cm2 de piel de acuerdo a las normas vigentes, liberándose: 285.327 cm2 y descartándose 20.371 cm2, provenientes de 240 donantes obtenidos por las siguientes regionales: Buenos Aires trasplante 165 (69%); CUCAIBA 69 (29%) e INCUCAI 6 (2%).Se hicieron 299 pedidos, solicitándose 254.463 cm2 de piel criopreservada , para ser implantada en 113 pacientes quemados, en 200 procedimientos quirúrgicos realizados.

INSTITUCION PEDIDOS cm2

HOSPITAL GARRAHAN 254 192273 HOSPITAL ALEMAN 29 39564 INSTITUTO PRIVADO DEL QUEMADO 2 5138 SANATORIO AGOTE 2 5090 CLINICA SAN CAMILO 3 4149 HOSPITAL DE NIÑOS DE JUJUY 1 3372 HOSPITAL PERRANDO 2 1625 HOSPITAL DE QUITO ECUADOR 1 1480 HOSPITAL DE COMODORO RIVADAVIA 1 1000 HOSPITAL ITALIANO BUENOS AIRES 1 358 HOSPITAL DE QUEMADOS 1 251 UNIQ 1 162

Los resultados quirúrgicos han sido adecuados sin registrarse reacciones adversas. El esfuerzo mancomunado de los distintos sectores involucrados en el tratamiento de estos pacientes ha puesto a disposición de los mismos un recurso de gran valor terapéutico.

Aunque las instituciones que se benefician de esta tecnología se encuentran principalmente en la Ciudad de Buenos Aires, se están efectuando las gestiones para que este recurso este disponible a nivel nacional.

Cirugía Plástica y Reparadora Comunicación Electrónica

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XENOINJERTOS DE PIEL DE CERDO: UNA ALTERNATIVA VIGENTE EN EL TRATAMIENTO DE PACIENTES QUEMADOS. Mª. Lourdes Reyes Frías. Banco de Tejidos Radioesterilizados del Instituto Nacional de Investigaciones Nucleares de México.

México es un país en el que la cultura de donación aún no es adecuada, por lo que es difícil obtener piel humana de cadáveres. De tal manera que, por más de siete años, los apósitos de piel de cerdo (xenoinjertos) han sido una alternativa excelente para pacientes que han sufrido quemaduras.

Desde el año 2001, en el Banco de Tejidos Radioesterilizados (BTR) del Instituto Nacional de Investigaciones Nucleares (ININ), se procesa piel de cerdo para obtener apósitos biológicos. Los apósitos de piel de cerdo se tienen disponibles en dos presentaciones: congelados y liofilizados. La piel se obtiene en una planta de sacrificio, de cerdos blancos y sanos los cuales son seleccionados por un médico veterinario. En el BTR se realiza el procesamiento de la piel, la cual se preserva en congelación a temperatura de -80°C, o bien, se deshidrata por liofilización. Una vez empacada e identificada se esteriliza con radiación ionizante a una dosis de 25kGy. Todas las etapas del proceso, desde la selección del cerdo hasta la aplicación clínica de los apósitos, son realizadas conforme a los procedimientos establecidos y siguiendo un estricto control de calidad.

El Sistema de Gestión de Calidad del Banco de Tejidos Radioesterilizados, aplicado al procesamiento de apósitos de piel de cerdo, está certificado bajo ISO 9001:2000 desde el año 2003. Durante siete años han sido distribuidos aproximadamente 250 000 cm2 de xenoinjertos de piel de cerdo para el tratamiento de pacientes quemados.

TERAPIA CELULAR

Terapia Celular Ponencia

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SITUACIÓN ACTUAL DE LA TERAPIA CELULAR SOMÁTICA EN ESPAÑA Francisco J Blanco. CH Universitario Juan Canalejo (La Coruña).

La terapia celular es la disciplina que estudia la utilización de productos fabricados con células o tejidos o derivados de ellos para el tratamiento de enfermedades. En los últimos años, la terapia celular ha experimentado un auge considerable, de la mano de nuevos conocimientos teóricos y técnicos de la biología celular que están permitiendo el desarrollo de posibles alternativas terapéuticas para el tratamiento de múltiples enfermedades.

El desarrollo de técnicas de terapia celular que permiten crear nuevos tejidos a partir de la diferenciación celular (células precursoras se diferencian a células más maduras, ya con la forma celular definitiva del tejido a regenerar) o del cultivo y expansión celular (células maduras se extraen del organismo y se cultivan y someten a técnicas de expansión, es decir, se multiplican en el laboratorio). En los casos de diferenciación, como fuente celular se pueden utilizar células madre embrionarias (células troncales toti o pluripotenciales embrionarias) o células madre adulta con diferentes grados de diferenciación: células pluripotenciales, células precursoras de la serie celular de la sangre u otras células precursoras de otras estirpes celulares. Combinación de estas técnicas de cultivo expansión y diferenciación con la utilización de matrices y/o biomoléculas de soporte, es lo que se ha denominado ingeniería tisular.

Actualmente existen múltiples líneas de investigación sin embargo, la mayor parte de los procedimientos de la terapia celular deben considerarse dentro del ámbito experimental. Para que una terapia celular sea considerada como de uso clínico deberá demostrar su eficacia y seguridad y esto se consigue utilizando el “método científico” clínico. Si tenemos en cuenta que la terapia celular está sujeta a la regulación de los medicamentos, la validación de una terapia celular para uso clínico asistencial debe demostrase en modelo pre-clínicos y clínicos con sus correspondientes fases de desarrollo. Si bien alguna de ellas podrían encuadrarse dentro de las denominadas Terapias Avanzadas y podrían recortar y/o evitar algunas de las fases de desarrollo que de forma clásica se realizan con los medicamentos.

La evidencia científica nos muestra que las terapias celulares somáticas (no incluidas las terapias celulares hematológicas) que cuentan con soporte bibliográfico para proponer su uso en clínica son: 1. Auto implante de queratinocitos (piel) para tratamiento de quemados. 2. Auto-implante de condrocitos para tratamiento de lesiones condrales en rodilla. 3. Islotes de páncreas para tratamiento de Diabetes Mellitus tipo 1. 4. Células troncales limbocorneales para tratar lesiones de la cornea. 5. Mini-implantes de láminas epidérmicas para tratamiento de vítiligo.

Además de este reto de aplicar la metodología científica de los medicamentos a la validación de una terapia celular, la aplicación en clínica humana plantea otros dos nuevos retos: la elaboración a escala clínica y la garantía de calidad. La elaboración de productos terapéuticos a escala clínica supone un cambio sustancial en los procedimientos. Se hace necesario aumentar entre cien y mil veces el número de células, el volumen de tejido, las cantidades absolutas de materias primas, las superficies de cultivo, etc. Con ello, han de cambiar los sistemas de cultivo, selección, purificación, concentración y cualquier otro proceso que interviene en la elaboración del producto. Hay que recurrir a dispositivos adaptados a esta escala, lo que en la mayoría de las ocasiones supone el diseño de un nuevo proceso o el desarrollo de nuevas aplicaciones de aparatos o sistemas de manipulación potencialmente adecuados, pero diseñados para otros usos.

Por su parte, la elaboración de un producto terapéutico humano supone asumir un exhaustivo sistema de garantía de calidad que permita minimizar los riesgos para los pacientes y asegurar el

Terapia Celular Ponencia

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rigor de los datos obtenidos. La elaboración de productos de terapia celular y tisular ha sido regulada recientemente en la Unión Europea por las directivas 2004/23/CE, 2006/17/CE y 2006/86/CE, transpuestas a la legislación española por el RD 1301/2006. En estas normativas, al igual que en otras que regulan la fabricación industrial de medicamentos y productos terapéuticos, se establecen estrictas medidas de control ambiental para los procesos de elaboración realizados en exposición abierta. En concreto, se hace preceptiva la manipulación en un entorno de flujo laminar de aire estéril ultrafiltrado dentro de instalaciones costosas y de muy exigente mantenimiento (un ejemplo son las “salas blancas”).

Un condicionante de gran importancia en la elaboración de productos de terapia celular y tisular es su carácter de tratamiento individualizado. En la inmensa mayoría de las ocasiones, se trata de productos terapéuticos elaborados “a la carta”, para un paciente concreto, a menudo de origen autólogo (células o tejidos del propio paciente modificados) o dirigidos desde un donante concreto compatible. La fabricación de estos productos, por tanto, se hace prácticamente paciente a paciente y dosis a dosis, una dinámica de producción muy alejada de la fabricación industrial farmacéutica, que es la que permite la viabilidad y la implantación de las normas GMP de correcta fabricación originales. Una alternativa para elaborar estos productos de acuerdo a normas de correcta fabricación (GMP) sin tener que recurrir a unas medidas tan costosas de control ambiental, podría ser la utilización de sistemas cerrados.

La terapia celular con células embrionarias humanas, además de lo dicho anteriormente, esta sujeta a una regulación todavía mas estricta y con ciertas particularidades en cada pais de la Comunidad Europea. En España se permite la investigación con celulas madre embrionarias humanas obtenidas a partir de embriones sobrantes o supernumerarios, procedentes de fertilizaciones in vitro, pero no se acepta la clonación terapeutica para tal fín. En Europa existe unl Registro Europeo de Células Madre Embrionarias Humanas en el que participan diez países de la UE: Alemania, Bélgica, Dinamarca, Finlandia, Francia, España, Holanda, Suecia, la República Checa y Reino Unido. El principal objetivo de este registro es proporcionar información sobre todas las líneas de células madre embrionarias derivadas en Europa y también fuera de Europa, que estén a disposición de la comunidad científica. En España se ha establecido también un sistema de promoción y coordinación en el ámbito de investigación con células y tejidos de origen embrionario humano, y destaca la regulación del Banco Nacional de Líneas Celulares, al que se reconoce una estructura en forma de red, con un nodo central, y la adscripción al Instituto de Salud Carlos III. Así mismo existe una Comisión de Garantías para la Donación y Utilización de Células y Tejidos Humanos, que es un órgano colegiado, adscrito al Instituto de Salud Carlos III, de carácter permanente y consultivo, dirigido a asesorar y orientar sobre la investigación y la experimentación con muestras biológicas de naturaleza embrionaria humana, y a contribuir a la actualización y difusión de los conocimientos científicos y técnicos en esta materia.

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EL TRASPLANTE CELULAR HEPÁTICO COMO ALTERNATIVA COMPLEMENTARIA AL TRASPLANTE DE ÓRGANO ENTERO. A. Bonora-Centelles1,2, M.T. Donato1,3, A. Lahoz4, E. Pareja2,5, J. Mir2,5, J.V. Castell1,2,3 y M. J. Gómez-Lechón1,2. 1 Unidad de Hepatología Experimental, Hospital Universitario La Fe, Valencia, España. 2 Unidad de Terapia Celular Hepática, Hospital Universitario la Fe, Valencia, España. 3 Departamento de Bioquímica y Biología Molecular, Universidad de Valencia, España. 4 Advancell. 5 Unidad de Cirugía y Trasplante Hepático, Hospital Universitario La Fe, Valencia, España.

El transplante de órganos ha sido uno de los grandes logros médicos del siglo XX. Sin embargo, las enfermedades hepáticas degenerativas afectan aproximadamente al 17.5% de la población mundial. De ellos, alrededor de un 1-2% requieren un transplante hepático. Dichas cifras, muy por encima de la actual tasa de donaciones, genera un desfase entre el número de pacientes que podrían beneficiarse del trasplante hepático y la actual disponibilidad de órganos. Es necesario, por tanto, la búsqueda de alternativas al trasplante hepático de órgano entero. La posibilidad de aplicar estrategias similares a las que de forma natural usa el organismo para la renovación de las células en un tejido dañado, es la idea central que subyace tras el concepto terapia celular. El principio en el que se apoya la terapia celular es en el transplante de células, en lugar del órgano entero, con el fin de lograr la recuperación de la capacidad funcional del órgano.

Objetivo. El objetivo principal del presente trabajo es establecer un recurso celular apto para terapia celular hepática mediante el desarrollo, la optimización y el análisis del aislamiento de hepatocitos a partir de órganos enteros descartados para implante.

Metodología. El aislamiento de hepatocitos se ha realizado mediante un procedimiento de digestión enzimática en dos pasos a partir de tejido hepático normal o con esteatosis sometidos a isquemia fria durante periodos de tiempo variables. Se ha investigado la influencia de la esteatosis, el tiempo de isquemia fria y el tamaño del tejido hepático procesado (hígado o lóbulo entero), la composición del medio de infusión de los hepatocitos a los pacientes y las condiciones para la infusión (hipotermia moderada o severa) sobre el rendimiento del aislamiento, viabilidad y funcionalidad celular. Los parámetros analizados han sido los siguientes: viabilidad celular, funcionalidad (metabolismo de xenobiótico-enzimas del sistema P450: etoxicumarina O-deetilasa, ECOD, y 6βOH-testosterona hidroxilasa, 6βOHT, y capacidad ureogénica), así como la adhesión a la placa de cultivo y formación de la monocapa celular.

Resultados. Los resultados muestran que el tiempo de isquemia y la esteatosis hepática son factores que ejercen una influencia ngativa sobre la viabilidad celular (t.isquemia 1-3h, 93.2±5.6 % vs. t.isquemia 15-17h, 69.1±30.8; esteatosis <30% 94 ± 5 %, vs. esteatosis >30% 82±23 %), así como sobre el rendimiento del proceso de aislamiento de hepatocitos (106células/gr tejido) (t.isquemia 1-3h, 9.5±4.9 vs. t.isquemia 15-17h, 6.6±4.0; esteatosis <30% 15.8±9.5 vs. Esteatosis >30% 6.1±5.0), acompañado de un descenso de la actividad de los enzimas del sistema P450 (esteatosis <30%: ECOD: 22.1±8.9 y 6βOHT: 119.7±56.7 pmol/mg proteína/min vs esteatosis >30%: ECOD: 14.6±12.4 y 6βOHT: 54.9±38.0 pmol/mg proteína/min). El rendimiento del aislamiento disminuye con el tamaño del fragmento de tejido hepático procesado. De los diferentes medios de infusión analizadas, el medio complementado con 2mM N-acetil-cisteina y 15mM de glucosa mostró mejores condiciones de preservación en cuanto a viabilidad celular, adhesión y funcionalidad.

Conclusión. Los resultados aquí mostrados han permitido establecer las condiciones óptimas para el aislamiento de hepatocitos a partir de órganos o lóbulos enteros, y el medio de infusión de los hepatocitos que proporciona la mejor preservación de la viabilidad y funcionalidad celulares necesarios para su uso clínico en terapia celular hepática.

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DESARROLLO DE UN NUEVO SCAFFOLD BASADO EN ALBUMINA. García-Pérez E. , Llames S.1,2, García V.3 , Pevida M.1, Martínez R. 1,Cañal P.1, Álvarez-Viejo M.4, Holguín A.5, Duarte B.5, Del Río M.2,5,Menéndez-Tévar F.,1 Meana A. 1,2

1 Centro de Sangre y Tejidos del Principado de Asturias. 2 CIBERER U714 3 Fundación IN-CLÍNICA. 4 Hospital Central de Asturias. 5 CIEMAT.

Diferentes materiales han sido empleados como scaffolds en Ingeniería Tisular. En este trabajo se describe tanto el desarrollo “in vitro” como los resultados preliminares del trasplante experimental de este scaffold basado en albúmina.

Material y Métodos. El scaffold está basado en la mezcla de proteínas globulares del plasma (albúmina) y un agente entrecruzante tipo aldehído (glutaraldehído). La albúmina ha sido obtenida a partir de concentrados o directamente a partir de plasma o suero.

La mezcla resultante fue congelada, liofilizada e hidratada. El comportamiento de este nuevo scaffold ha sido estudiado “in vitro” mediante el cultivo en su interior de diferentes tipos celulares (fibroblastos, condrocitos, osteoblastos) e “in vivo” mediante el trasplante experimental.

Resultados. Después de la liofilización e hidratación, la estructura obtenida es porosa y flexible, con poros y tabiques de diferente espesor dependiendo de la concentración de albúmina. El scaffold no es tóxico para las células, las cuales fueron capaces de adherirse al scaffold y expresar marcadores de diferenciación (colágeno tipo II, Von Kossa...).

Tras el trasplante del scaffold sin células, se observó una progresiva degradación del mismo sin reacción inflamatoria. Después de 3-4 meses de trasplante, el scaffold fue completamente digerido. Cuando el scaffold fue trasplantado de forma subcutánea con condrocitos diferenciados, se observó la formación de un tejido cartilaginoso completo.

Conclusiones. El scaffold basado en albúmina no es tóxico, es bien tolerado y de fácil obtención. Las células son capaces de adherirse y diferenciarse.

Puede ser utilizado para la regeneración de cartílago. Representa una alternativa a otros materiales utilizados en técnicas de Ingeniería Tisular.

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DIFERENCIACIÓN “IN VITRO” DE UNA LÍNEA INMORTALIZADA DE CÉLULAS MADRE MESENQUIMALES PORCINAS A CARDIOMIOCITOS, ADIPOCITOS U OSTEOCITOS. Isabel Moscoso, Javier Barallobre, Oscar Martínez de Ilarduya, Patrica Añón y Nieves Doménech. Unidad de Investigación. CHU Juan Canalejo (La Coruña).

En los últimos años han aumentado los estudios sobre la aplicación de las células madre para el transplante celular y regeneración de distintos tejidos en pacientes que sufren diferentes enfermedades. Las células madre mesenquimales (CMM) de médula ósea tienen especial interés debido a su capacidad de diferenciarse a distintas líneas de tejidos como son el tejido óseo, cartílago, músculo cardíaco y adiposo, entre otros. La especie porcina, fisiológicamente similar a la humana, puede ser un buen modelo experimental para definir el potencial terapéutico de estas células.

Objetivo. Nuestro objetivo fue el aislamiento, caracterización e inmortalización de CMM porcinas (pCMM) para estudiar su potencial de diferenciación “in vitro” en distintas células aptas para su aplicación en terapia celular.

Métodos. Las pCMM se obtuvieron a partir de aspirados medulares de fémur o costilla de cerdos Large-White. Las células adherentes (CMM) tras 4 semanas en cultivo, se inmortalizaron con el plásmido pRNS-1 para conseguir líneas estables de crecimiento continuo que se caracterizaron fenotípicamente mediante citometría de flujo con anticuerpos monoclonales. Para su diferenciación a cardiomiocitos, las células obtenidas se trataron 24 horas con 5-azacitidina 10uM y se determinó su fenotipo por inmunohistoquímica. Para su diferenciación a adipocitos las células se crecieron en un medio de diferenciación adipogénico y el fenotipo de las células diferenciadas se caracterizó a los 10 días por la tinción histoquímica de Oil Red-O, mientras que para obtener osteocitos se crecieron en medio osteogénico durante 21 días y el fenotipo de las células diferenciadas se caracterizó por tinciones como Rojo Alizarina y Von Kossa.

Resultados. Se obtuvieron 4 líneas estables de CMMs inmortalizadas, de ellas se escogió la denominada pBMC-2 para los estudios posteriores. La línea pBMC-2 presentó el siguiente fenotipo: CD29, CD31, CD44, CD46, SWC3 y SLA &#921; positivo y CD45, CD56 y CD106 negativo, marcadores descritos para las CMM primarias Tras la estimulación con 5-azacytidina, con la línea pBMC-2, obtuvimos un porcentaje variable (30-60%) de células con características de cardiomiocitos siendo positivas para α-actina, desmina y Conexina-43. En el caso de la inducción adipogénica a los 10 días, el 80% de las células presentaban vesículas lipídicas determinadas por su tinción con Oil Red O, característica de adipocitos, mientras que tras su cultivo en medio osteogénico, a los 21 días, entre el 30 y el 50 % de las células presentaban los depósitos de calcio propios de los osteocitos determinados por la tinción de Rojo Alizarina y/o Von Kossa.

Conclusion. La obtención, caracterización, inmortalización y diferenciación de pCMM a cardiomiocitos, adipocitos u osteocitos puede ser una útil herramienta para el desarrollo de modelos de terapia celular “in vivo” utilizando como modelo biomédico el cerdo.

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EVALUACIÓN DE LA VIABILIDAD DE LOS CULTIVOS DE CONDROCITOS MEDIANTE MICROANÁLISIS POR ENERGÍA DISPERSIVA DE RAYOS X. R. Ibáñez, A. Fernández Montoya, A. Montalvo, M. González Andrades, M. Alaminos, A. Campos. Grupo de Ingeniería Tisular, Departamento de Histología, Universidad de Granada. Centro Regional de Transfusión Sanguínea y Banco de Tejidos de Granada.

El reciente avance de las técnicas relacionadas con el cultivo celular y tisular ha posibilitado la generación de cultivos primarios de condrocitos para su eventual uso terapéutico. Sin embargo, y aunque es bien sabido que las células mantenidas en cultivo tienden a perder viabilidad durante los sucesivos subcultivos, existen muy pocos métodos que permitan evaluar la viabilidad de estas células de forma fiable y previamente a su implante en pacientes afectos de patología articular. A este respecto, la determinación del índice K/Na mediante microanálisis celular por energía dispersiva de rayos X es una de las técnicas más sensibles y específicas a la hora de analizar la viabilidad de una población celular.

Objetivo. El objetivo de este trabajo es evaluar la viabilidad de los condrocitos mantenidos en cultivo durante varios pases y determinar el momento en el que la viabilidad es adecuada para su utilización en protocolos de ingeniería tisular.

Metodología. En primer lugar, en este trabajo se establecieron cultivos primarios de condrocitos procedentes de la superficie articular del cóndilo de la mandíbula de ratas Wistar de laboratorio. Para ello, y tras sacrificar a los animales, se obtuvieron fragmentos de cartílago articular hialino del cóndilo mandibular, los cuales se trataron con colagenasa I durante 6 h para provocar la digestión de la matriz extracelular y aislar los condrocitos. Posteriormente, se recogieron las células mediante centrifugación, cultivándose en medio DMEM enriquecido con diversos factores de crecimiento. Una vez subconfluentes, los cultivos de condrocitos se subcultivaron hasta el 6º pase utilizando para ello tripsina-EDTA a 37ºC durante 10 minutos. En cada subcultivo, se analizó la viabilidad celular mediante tinción con azul tripán y mediante microscopía electrónica analítica (microanálisis por energía dispersiva de rayos X).

Resultados. Los resultados del ensayo con azul tripán mostraron porcentajes de supervivencia celular muy similares entre los distintos pases analizados, apreciándose un leve descenso en los últimos pases. Concretamente, los porcentajes de supervivencia celular en los pases 1 a 6 fueron del 99’2, 95’1, 97’4, 98’6, 89’4 y 87’3% respectivamente. Sin embargo, el microanálisis por energía dispersiva de rayos X mostró diferencias significativas entre los diferentes subcultivos, con índices K/Na de 0’07, 2’69, 15’61, 4’65, 2’46 y 1’48 para los 6 primeros pases celulares, respectivamente.

Conclusiones. Los resultados obtenidos en este trabajo muestran que la viabilidad de los condrocitos mantenidos en cultivo depende directamente del subcultivo al cual pertenecen las células, siendo máxima para el tercer subcultivo y disminuyendo significativamente a partir del cuarto. Todo ello sugiere que sólo las células correspondientes a los pases segundo a cuarto, especialmente el tercero, deberían ser usadas en ingeniería tisular.

Financiado por P06-CTS-2191.

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INGENIERÍA TISULAR DE CARTÍLAGO: CÉLULAS MESENQUIMALES OBTENIDAS DE TEJIDO ADIPOSO Y LÍQUIDO SINOVIAL OVINO. Elena Alegre-Aguarón, Felicito García-Alvárez, María Royo-Cañas, Paula Desportes, Tomás Castiella, Luis Larrad y María José Martínez-Lorenzo. Banco de Sangre y Tejidos de Aragón.

Las células mesenquimales (MSC) constituyen un modelo muy útil en aplicaciones clínicas para un gran número de enfermedades, tanto en terapia regenerativa como en terapia génica (Deans et al, 2000). Además de la médula ósea y el cordón umbilical, otra fuente alternativa de MSC es el tejido adiposo. El potencial diferenciador de estas células ha sido confirmada por diversos grupos (Zuk et al 2001). Una alternativa para la regeneración de cartílago debido a la escasa capacidad de proliferación que tienen los condrocitos aislados y cultivados in vitro, podría ser el uso de células mesenquimales.

Objetivo. Aislar, caracterizar y analizar la capacidad de diferenciación hacia la línea condroíde de las células mesenquimales obtenidas de grasa y líquido sinovial de oveja, para su uso como modelo animal en daño articular

Materiales y Métodos. Se obtuvieron muestras de tejido adiposo y líquido sinovial de 5 ovejas. Las células procedentes del tejido adiposo se obtuvieron mediante digestión mecánica y enzimática y fueron separadas por centrifugación. En el caso de células procedentes del líquido sinovial, éstas se obtuvieron por centrifugación. El cultivo de las células se realizó en un medio de expansión y se mantuvo a 37ºC en atmósfera húmeda con 5% de CO2. Para el estudio fenotípico las células se incubaron con anticuerpos monoclonales específicos, entre otros CD44, CD49d, CD90 y CD105. La diferenciación celular hacia condrocitos se realizó en un medio de diferenciación y las muestras se analizaron tras realizar cortes del tejido embebido en parafina y tinción con eosina-hematoxilina.

Resultados y Conclusiones. La cantidad de células obtenidas de líquido sinovial y tejido adiposo fue similar. Las células se dejaron crecer hasta aproximadamente un 80% de confluencia. El fenotipado se realizó a diferentes pases. Para comprobar que no había contaminación con adipositos se comprobó que dichas células eran positivas para el marcador CD36. Más del 90% de las células mesenquimales obtenidas fueron negativas para CD34 y CD45, marcadores de la línea hematopoyética, y positivas para CD13, CD29, CD44+, CD59 y CD166. El porcentaje de células que expresaban CD54 osciló entre un 50 y un 80%. La expresión de CD49d osciló entre un 40 y 80%, siendo menor la expresión en las células obtenidas del líquido sinovial (30%).

Los resultados obtenidos en los estudios anatomopatológicos indicaron que tanto las células mesenquimales obtenidas de tejido adiposo como de líquido sinovial tiene capacidad de diferenciar hacía condrocitos, células que componen el cartílago articular. Las células mesenquimales obtenidas de grasa y de líquido sinovial podrían ser utilizadas como alternativa al uso de condrocitos aislados del cartílago.

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UTILIDAD DE LA MEMBRANA AMNIÓTICA HUMANA EN TERAPIA CELULAR PARA REPARAR LESIONES DEL CARTÍLAGO ARTICULAR HUMANO. Mª. E. Rendal Vázquez1, S. Díaz Prado2,3, E. Muiños López2, T. Hermida Gómez2, M. Rodríguez Cabarcos1, J. Barallobre Barreiro2, M.ª J. Sánchez Dopico2, P. Filgueira Fernández2, T. Bermúdez Gonzalez1, F. Blanco García2, C. Andión Núñez1. 1Unidad de Criobiología. Hospital Juan Canalejo (La Coruña). 2Área de Terapia Celular. Hospital Juan Canalejo. CIBER-BBN La Coruña. 3 Departamento de Medicina Universidad de La Coruña.

La capacidad de reparación del cartílago articular es muy limitada debido principalmente a que es un tejido avascular. Los tratamientos farmacológicos y las técnicas quirúrgicas existentes no son eficaces para reparar lesiones focales del cartílago, pues sólo consiguen retardar su progresión. La mayoría de los esfuerzos realizados hasta el momento con la finalidad de reparar una lesión del cartílago articular están encaminados a superar las limitaciones que éste posee para cicatrizar las lesiones, implantar nuevas células con capacidad condrogénica y facilitar el acceso al sistema vascular.

Objetivo. Con la finalidad de poder superar alguno de estos inconvenientes se desarrolló un modelo de reparación in vitro basado en la utilidad de la membrana amniótica criopreservada como soporte para el cultivo de condrocitos. Este modelo persiguió como objetivo final no sólo la reparación de las lesiones condrales sino también la generación de un tejido de nueva formación sobre la zona de la lesión con iguales características a las del cartílago articular nativo.

Materiales y Métodos. Se desarrollaron 13 modelos de reparación in vitro de lesiones focales del cartílago articular humano. Para ello se cultivaron condrocitos humanos, obtenidos a partir de biopsias, sobre parches de membrana amniótica criopreservada de 6x6 cm durante 3-4 semanas hasta que alcanzaron una confluencia del 80-90%. La membrana se cortó en fragmentos de 0,7x0,7 cm y cada uno de ellos se colocó sobre 3 punch de cartílago (de 6 mm de diámetro) artrósico o de cartílago normal al que se le practicó una lesión condral (de 2 mm de diámetro) sobre la superficie articular. Los 3 punch se cultivaron durante 4, 8 y 16 semanas. Transcurrido cada uno de estos tiempos se tomaba uno de los 3 pünch que se incluyeron en parafina para su estudio posterior. La valoración de la reparación y/o regeneración del cartílago articular lesionado se realizó empleando técnicas histológicas e inmunohistoquímicas.

Resultados. Mediante técnicas histológicas (hematoxilina-eosina) e inmunohistoquímicas (colágeno tipo I y II), y en todos los modelos de reparación in vitro desarrollados, se observó que los condrocitos cultivados sobre la cara basal de la membrana amniótica expresaban colágeno tipo II pero no el colágeno tipo I, indicando que a pesar de estar en cultivo durante 3-4 semanas sobre la membrana amniótica, no se des-diferenciaron a fibroblastos. De los 13 modelos de reparación in vitro desarrollados, se observó reparación en los tres tiempos de cultivo ensayados (4, 8 y 16 semanas), sin poderse determinar un tiempo de cultivo en el que se obtuviese una mayor reparación de la lesión. El tejido generado expresa no sólo el colágeno tipo II sino también el colágeno tipo I. En cuanto a la calidad del tejido reparado podría decirse que en todos los modelos ensayados se forma un tejido fibrocartilaginoso.

Conclusiones. Los mayores índices de reparación de la lesión articular se obtuvieron indistintamente a las 4, 8 y 16 semanas de cultivo. El análisis del tejido de reparación reveló que se trata de un tejido fibrocartilaginoso. Estos resultados indican que la membrana amniótica criopreservada puede ser empleada como soporte para el cultivo de condrocitos en terapia celular para reparar lesiones del cartílago articular humano.

Financiación. Proyecto financiado por el Servizo Galego de Saúde (PS07/84). Silvia Díaz Prado es beneficiaria de un contrato Isidro Parga Pondal (Xunta de Galicia, A Coruña, España).

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EVALUACIÓN DE LA VIABILIDAD DE LOS FIBROBLASTOS EN PROTOCOLOS DE CRIOPRESERVACIÓN DE CORTO PLAZO M. Lobo, I. Garzón, I.A. Rodríguez, A. Fernández Montoya, M.C. Sánchez Quevedo, A. Campos. Grupo de Ingeniería Tisular, Departamento de Histología, Universidad de Granada. Centro Regional de Transfusión Sanguínea y Banco de Tejidos de Granada. Cátedra B de Histología, Facultad de Odontología, Universidad Nacional de Córdoba, Argentina.

El interés clínico que suscita la construcción de tejidos artificiales mediante ingeniería tisular para su aplicación terapéutica, exige el mantenimiento en los Bancos de Tejidos de células de los pacientes durante cortos periodos de tiempo antes de su utilización en la elaboración de constructos. Evaluar la viabilidad de células criopreservadas en un corto periodo de tiempo constituye un requisito imprescindible para la utilización clínica de estas células.

Objetivo. El objetivo de este trabajo es evaluar la viabilidad de fibroblastos humanos obtenidos a partir de biopsias y el efecto de una criopreservación de corta duración sobre la misma.

Metodología. En primer lugar, en este trabajo se establecieron cultivos primarios de fibroblastos humanos a partir de muestras de biopsia de mucosa oral extraídas bajo anestesia local utilizando colagenasa I durante 6 h a 37ºC. Posteriormente, se recogieron las células mediante centrifugación, cultivándose en medio DMEM con suero bovino fetal y antibióticos. Una vez subconfluentes, los cultivos de fibroblastos se subcultivaron hasta el 5º pase utilizando tripsina-EDTA a 37ºC durante 10 minutos. En cada subcultivo se utilizaron células mantenidas en medio de cultivo (fibroblastos en fresco) y células congeladas en nitrógeno líquido durante 30 días utilizando DMSO al 10% como agente crioprotector. En cada caso, se analizó la viabilidad celular mediante tinción con azul tripán.

Resultados. Nuestros resultados revelan que, en el periodo de criopreservación estudiado, los indicadores de viabilidad no se alteran de modo estadísticamente significativo en relación con los valores control en los cinco primeros subcultivos, si bien en los dos últimos subcultivos los valores de viabilidad son más altos en los fibroblastos criopreservados (viabilidad media 79,95% en fibroblastos no criopreservados y 83,25% en fibroblastos criopreservados).

Conclusiones. Nuestros resultados ponen de relieve que, aunque tanto los fibroblastos no criopreservados como los criopreservados muestran un grado de viabilidad semejante y pueden por tanto utilizarse para la elaboración de constructos, los valores obtenidos en este estudio nos permiten recomendar la utilización de fibroblastos no criopreservados en el caso de que se utilicen los tres primeros subcultivos, y de fibroblastos criopreservados cuando se utilicen los subcultivos cuarto y quinto.

Financiado por CM 2005/011.

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PRECURSORES HEMATOPOYÉTICOS EN EL TEJIDO ADIPOSO HUMANO. V. Mirabet1, P. Solves1, M.D. Miñana2, F. Carbonell-Uberos1, L. Larrea1, M.A. Soler1, C. Riol1, I. Plasencia1, A. Bernárdez1, I. Terrón1, L. Más1, R.J. Roig1. 1Centro de Transfusión de la Comunidad Valenciana. 1Fundación Hospital General Universitario (Valencia).

La grasa se ha revelado como una fuente alternativa a la médula ósea para la obtención de células pluripotentes. La mayor parte de los estudios realizados se refieren a su capacidad de diferenciación osteogénica, condrogénica, adipogénica y miogénica. Sin embargo, las opciones terapéuticas que requieren potencial hematopoyético, se basan en el uso de células de la médula ósea (MO, obtenidas in situ o bien de sangre periférica (SP), previa movilización) o de la sangre de cordón umbilical (SCU). El presente trabajo analiza la presencia de células precursoras hematopoyéticas en el tejido adiposo humano.

Para obtener la fracción correspondiente al estroma vascular, el tejido adiposo se digirió con colagenasa I (1mg/ml en M199) y, luego, se centrifugó (500xg 10min). El sedimento fue resuspendido en M199 (para los ensayos de centrifugación con hidroxietil almidón (HES) o Lymphoprep™) o solución de NH4Cl 160mM, con el fin de seleccionar la población celular nucleada. Seguidamente, las suspensión celular resultante de cada uno de los procedimientos utilizados (HES, Lymphoprep™ y hemolisis) se cribó utilizando un tamiz de 70mµ y se centrifugó (500xg 10min) para obtener un sedimento que se resuspendió en medio de cultivo (DMEM con suero humano 15% y gentamicina). El rendimiento del procedimiento fue, aproximadamente, 106 células nucleadas por cada gramo de tejido adiposo. La suspensión celular se sembró en frascos de cultivo (37ºC, humedad 95% y CO2 5%). Su perfil fenotípico se muestra en la tabla 1. Después de

48h en estas condiciones, se retiró el sobrenadante, que contenía el 9,8±4,3% de las células sembradas, y se añadió medio de cultivo fresco. Por su parte, el sobrenadante se centrifugó (500xg 10min) y el sedimento así obtenido se resuspendió en Iscove y se sembró en Methocult®. A los 14 días, se procedió a la lectura de los cultivos, diferenciando por tipos de colonias BFU-E, CFU-GM y CFU-GEMM. El

fenotipo de las células presentes en el sobrenadante (tabla 2) evidenció un enriquecimiento de la población CD45pos. No obstante, la presencia de células adherentes en el sobrenadante fue una constante, incluso cuando se demoró el primer cambio de medio hasta el día 5 de cultivo. Incrementar el tiempo de adhesión sólo facilitó la presencia en la superficie de cultivo de monocitos. El trasvase del primer sobrenadante sucesivamente hasta 3 veces (tras períodos de 48h), siempre dio lugar a crecimiento de células adherentes de tipo fibroblástico. Este hecho fue independiente de la densidad del inóculo.

En 2 de las 15 muestras de tejido adiposo procesadas no fue posible obtener colonias en los cultivos clonogénicos hematopoyéticos. No se identificó ninguna causa que pudiera justificar dicha ausencia (ocasionalmente, esto sucede con muestras de MO, SP o SCU). Por cada 105 células sembradas se obtuvieron 2,5±1,7 CFU-GM, 1,5±1,4 BFU-E y 0,3±0,5 CFU-GEMM. Hay que tener presente que una proporción significativa de las células sembradas corresponde, como se ha citado antes, a células fibroblásticas no adheridas en el cultivo primario. En principio, los diferentes sistemas utilizados para eliminar los hematíes residuales no mostraron diferencias significativas, aunque en este estudio sólo se incluyeron 5 de las muestras procesadas.

En cualquier caso, la grasa es una fuente abundante y con menor morbilidad que, por ejemplo, la MO. Además de las ya conocidas células fibroblásticas pluripotentes, ahora también los pericitos, las células de estirpe endotelial y los progenitores hematpoyéticos se añaden al arsenal terapéutico. El reto siguiente es el establecimiento de metodologías eficientes para la selección celular.

TABLA 1 (% poblacional)

CD45neg

64,8±18,1% CD45pos

35,1±18,2% CD90pos 85,2±10,7% 38,1±16,1% CD105pos 20,8±6,9% 39,4±18,7% CD13pos 78,9±12,3% 31,1±8,1% CD31pos 22,8±9,1% 30,1±8,6% CD34pos 84,3±12,6% 38,5±14,9%

TABLA 2 (% poblacional)

CD45neg

53,5±16,3% CD45pos

46,5±16,3% CD90pos 53,4±20,9% 23,1±9,5% CD105pos 39,3±20,5% 19,3±7,9% CD13pos 42,6±10,2% 14,7±11,1% CD31pos 41,8±6,9% 36,1±12,3% CD34pos 76,4±10,9% 20,3±11,5%

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ADAPTACIÓN DE LOS BANCOS DE CORDÓN AL RD1301/2006. Mª Carmen Hernández Lamas. CRTS. Banco Sectorial de Tejidos. Banco de Cordón de Andalucía ( Málaga).

Desde el punto de vista legal, la sangre del cordón umbilical (SCU) se consideraba hasta hace pocos años un producto de desecho. En la actualidad, en la mayoría de los países, está sujeta a normas que regulan su utilización terapéutica, aunque no son homogéneas. En España estas normas fueron establecidas en el Real Decreto 411/1996 del 1 de Marzo por el que se regulaban las actividades relativas a la utilización de tejidos humanos. Curiosamente a la SCU se le concedió la categoría de tejido humano, esto fue algo singular en relación a la legislación de otros países.

El paso de los años, el vertiginoso desarrollo del empleo de células y tejidos, y la publicación de una normativa europea al respecto: Directiva 2004/23/EC del Parlamento Europeo y del Consejo Europeo, dejó obsoleto dicho RD al publicarse, el RD 1301 /2006, donde priman los estándares de calidad para la buena practica de esta disciplina. Este RD incorpora a nuestro ordenamiento jurídico la directiva anterior del Parlamento Europeo y del Consejo de 31 de Marzo de 2004 y la directiva 2006/17/CE de la Comisión de 8 de febrero de 2006, por la que se aplica la Directiva 2004/23/CE del Parlamento Europeo y del Consejo en lo relativo a determinados requisitos técnicos para la donación, obtención y evaluación de células y tejidos humanos. De igual forma se contemplen algunos aspectos sobre la donación autóloga que presentaba un vacío legal hasta el momento en España.

Real Decreto 1301/2006, más que una ley reguladora, es un manual de estándares de calidad, mandatos de obligado cumplimiento, donde se contemplan todos y cada uno de los pasos de un tejido y concretamente del cordón umbilical desde la obtención hasta su salida para trasplante, incluyendo la trazabilidad y el nuevo t érmino de biovigilancia.

Tuve la oportunidad de trabajar sobre el borrador de este RD, canalizándose nuestras opiniones a través de la Coordinación Autonómica de Trasplantes de Andalucía y todas nuestras propuestas junto a las de la Coordinación fueron rechazadas.

Así pues intentaré hacer un análisis sobre las adaptaciones de los bancos de cordón a este RD Entre las definiciones preliminares encontramos el término de establecimiento de tejidos. Establecimiento de tejidos: banco de tejidos, unidad de un hospital o cualquier otro centro donde se lleven a cabo actividades de procesamiento, preservación, almacenamiento o distribución de células y tejidos humanos después de su obtención y hasta su utilización o aplicación en humanos. El establecimiento de tejidos también puede estar encargado de la obtención y evaluación de tejidos y células. Art.2, 1, n.

El Banco de Cordón como establecimiento de tejidos puede ser el responsable de la obtención y es quien evalúa la calidad de las unidades de SCU extraídas para su posterior procesamiento. El Establecimiento de Cordón umbilical debe estar autorizado por la auto-ridad sanitaria competente, siguiendo las bases generales de autorización de centros, servicios y establecimientos sanitarios que establece el Real Decreto 1277/2003, de 10 de octubre. Esta autorización se extenderá por un periodo de tiempo determinado no inferior a dos años ni superior a cuatro. El establecimiento de cordón estará bajo la responsabilidad técnica de un facultativo titulado superior en medicina o ciencias biomédicas.

Quizás lo mas interesante de este R.D en cuanto a normas de buen funcionamiento es la obligatoriedad de que el establecimiento de tejidos y por tanto el establecimiento de cordón, tenga la implantación y mantenimiento de un sistema de calidad y de su gestión integrado en las directrices y estrategias del propio banco de cordón.(Articulo 16).

De todos es conocido que un sistema de calidad esta basado en el conjunto de la estructura de la organización, de responsabilidades, de procedimientos, de procesos y de recursos que se implantan en un establecimiento de cordón para llevar a cabo la gestión de

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la calidad. También sabemos, pero no está de nada más recordarlo que un sistema de calidad tiene sus puntos críticos en los siguientes parámetros:

• Organización. • Selección y formación del personal. • Validación/calibración. • Cualificación de proveedores. • Control de los procesos. • Documentación /Registros. • Etiquetas. • Quejas y reacciones adversas. • Auditorías internas. • Mejora de los procesos.

Realizada esta introducción preliminar haremos el recorrido de una donación de sangre de cordón umbilical desde su obtención hasta su implante de acuerdo a la nueva normativa.

Centro de obtención: 1.- La obtención de tejidos y células (SCU) podrá realizarse sólo en aquellos centros o unidades sanitarias que estén debidamente autorizados por la autoridad sanitaria com-petente, según lo dispuesto en el Real Decreto 1277/2003, de 10 de octubre, por el que se establecen las bases generales sobre autorización de centros, servicios y establecimientos sanitarios Art.9, 1

2.-Característica de la donante de SCU: la donante de SCU podrá donar si es mayor de edad, cuenta con plena capacidad de obrar y su estado de salud es adecuado y ha prestado por escrito su consentimiento informado. Articulo7.1.

3.-Selección y evaluación de la donante: la donante de SCU debe ser evaluada y seleccionada por personal con la formación y experiencia adecuadas. Dicha evaluación quedara documentada y firmada por dicho personal. Articulo 10.

La formación del personal de extracción de SCU será responsabilidad del banco de referencia y además coordinada por la Organización Autonómica de Trasplante de cada comunidad.

De lo anterior se desprende o se interpreta que junto a la donación de SCU deben de acompañarse tres documentos claramente diferenciados:

• El Consentimiento Informado de Donación. • Hoja de evaluación clínica de la donante incluida su inspección física. Donde se

contemplaran todos y cada uno de los datos que aparecen en el Anexo II del RD. • Hoja de extracción con los datos relativos a la misma.

En esta hoja se recogen: Los datos de Identificación del donante (nombre, apellidos y fecha de nacimiento con su equivalente identificativo). En el caso de donaciones de neonatos o sangre de cordón o cualquier otro tejido o grupo celular obtenido en el momento del parto, se registrarán el nombre y fecha de nacimiento de la madre, la fecha de nacimiento del donante y su nombre si se conoce. Anexo 5.1.4

Además, se incluyen los siguientes datos: • Fecha y hora de la recogida • Descripción e identificación de los tejidos y células extraídos y de las muestras

obtenidas para la evaluación. • Identificación del responsable del grupo de extracción y firma del mismo. • Incidentes ocurridos durante la extracción.

Estos últimos datos se contemplan igualmente en el Anexo V de este RD.

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4.-La obtención de la sangre de SCU se realizara mediante procedimiento operativo estandarizado y validado garantizando por un lado la salud e intimidad de la madre y del niño y por otro la viabilidad celular de la scu. Articulo 11.

Para ello el BSCU elaborara este procedimiento junto con la maternidad del hospital, donde aparezcan los siguientes puntos: material de extracción, momento de la recogida, los tubos de control, los formularios a cumplimentar y la descripción detallada de todo el proceso. De igual forma se velara por la viabilidad celular estableciendo las condiciones de temperatura y tiempo durante su permanencia en la maternidad.

Siempre que sea posible se utilizarán materiales con certificación UE y se entrenará adecuadamente al staff implicado para el manejo de dicho instrumental. Anexo V 1.3.10.

En este momento las bolsas de recogida para SCU están todas homologadas por la CE.

La bolsa de sangre de recogida para cumplir con otro de los artículos de la normativa debe llevar una etiqueta parcial donde conste la siguiente información:

En los contenedores internos de células y/o tejidos para uso humano debe figurar una etiqueta que contenga, al menos, la siguiente información:

α)Código de identificación del donante. β)Tipo de célula y/o tejido.

En el caso de que el contenedor lo permita, en virtud de sus dimensiones, deberá figurar además:

α)Fecha y hora de la obtención. β)Precauciones (si procede). χ)Aditivos utilizados (si procede). δ)En caso de donaciones directas debe identificarse el receptor.

ε)En caso de donaciones autólogas deberá figurar: «Sólo para uso autólogo».Anexo V.1.6.1,1.6.2

5.-Transporte y envío al BSCU. En el caso de que los tejidos y/o células vayan a ser enviados a un establecimiento de tejidos para su procesamiento, el procedimiento de obtención, empaquetado, etiquetado, mantenimiento y transporte hasta dicho centro deberá constar en un documento acordado entre la unidad de obtención y el establecimiento de tejidos.

Articulo 11.3.Este documento de forma consensuada que establece el BSCU con la maternidad debe cumplir con la normativa de trasporte vigente. ADR 2005

Los bancos públicos de cordón existentes en España cumplían con anterioridad al RD con la nueva normativa pues, tenían implantado un sistema de calidad, como eran las (Normas ISO 9000), además trabajaban bajos las directrices de estándares de calidad Netcord que se pueden encuadrar dentro de esta normativa.

Los aspectos que ahora voy a analizar son de nueva incorporación en la dinámica de los bancos de cordón.

6.-En cuanto a su procesamiento y control de calidad el RD.1301/2006 ha realizado un cambio importante en las determinaciones analíticas a la SCU con la incorporación del Anti-core de hepatitis B y PCR de hepatitis C (Anexo3.1.1) de obligado cumplimiento. Además, se establece un nuevo concepto: la obligatoriedad de realizar la analítica a la madre y al cordón (Anexo 3.2.5).Este último punto es tan escueto como confuso ¿Qué se determina en el cordón? ¿Los mismos marcadores infecciosos? ¿Tiene esto sentido? ¿No está más que probado que una madre cuya sangre es negativa es también negativa la sangre de cordón? Es más, sacrificamos unidades repetidamente reactivas de madres, aunque la unidad de SCU pudiera resultar negativa.

La determinación de marcadores infecciosos a la SCU, si es a eso a lo que se refiere el

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RD plantea dos grandes problemas a los bancos:

La muestra de plasma fetal, correspondiente a unidades de SCU procesadas con procedimientos de selección celular mediante HES, conlleva a una hemodilución, con la necesidad de validación de la técnica, para determinar su fiabilidad serológica.

El segundo de los problemas se plantea al realizar el inventario de unidades anteriores al RD, que si bien la inmensa mayoría disponen de seroteca fetal, tienen un número considerable de unidades que no disponen de seroteca, pués se criopreservaba a volumen total y por tanto no se tiene seroteca de plasma fetal.

Si se dispone de seroteca fetal se podrá dar cumplimiento a las determinaciones serológicas de la unidad de SCU.

Me atrevo a añadir un tercer problema: el coste que supone la duplicidad de determinaciones en muestras de la madre y de la unidad “cordón”. Esto se podría paliar realizando tanto las determinaciones serológicas a la madre de forma inicial, como también a la unidad en reserva para trasplante. Así se daría cumplimiento al RD y al mismo tiempo se abaratarían costes. Eso si, supone la creación de un banco de muestras simultaneo de ágil y continua gestión.

Otro aspecto de control de calidad que contempla el RD es la determinación de: “En algunas circunstancias se realizarán tests adicionales dependiendo de la historia del donante o las características de las células o tejido a utilizar (CMV, T. cruzi, toxoplasma, malaria, Dengue, VEB, HLA, RhD)”. (Anexo3.1.4). Se tendrán que tener en cuenta las zonas endémicas de determinados procesos infecciosos, debido a la población inmigrante, cada vez mayor en España, correspondiente sobre todo a población femenina en edad fértil y por lo general multípara.

En cuanto a la frecuencia de realización de las determinaciones serológicas, también el RD, obliga a una segunda determinación a los 180 días (Anexo III.2.5.b) o sustituirla por técnicas de ampliación geonómica de la muestra de donación. Hago un inciso para resaltar el error de impresión que tiene el RD en este punto que supongo, se refiere a hepatitis B, C y VIH. Realizar esta segunda determinación a todas las unidades de SCU supondría un gran gasto para los BSCU, que se podría paliar haciendo dicha prueba solo a las madres de unidades en reserva para trasplante. Si no es posible su localización, siempre tendríamos la alternativa de técnicas de ampliación genómica de la seroteca de la muestra de donación.

Por último, quisiera hacer unas consideraciones sobre los bancos privados de sangre de cordón umbilical que contempla este RD.

Como cuestión previa diré que personalmente estoy en contra de su encuadramiento jurídico en esta legislación. Insisto: en esta legislación.

Cuando el borrador de este RD estaba ya en la mesa de las autoridades sanitarias, un hecho significativo y socialmente impactante perturbó a toda la ciudadanía en general y a las madres embarazadas en particular. Esto fue que los medios de comunicación publicaran que el cordón umbilical de la Infanta heredera a la Corona había sido llevado al extranjero para su almacenamiento y guarda en un banco privado. Falto a la verdad si no digo que, en el momento en que se produjo este hecho, no había legislación alguna al respecto y tuvo que darse una solución rápida a un hecho consumado y sin marco legal que lo justificara.

No sé si la rapidez del tema, o la confusión, quizás, de forma intencionada en la libre interpretación del texto justifican la dificultad de su análisis en este sentido. Entiendo como un derecho de los el que estos guarden la sangre de cordón umbilical de sus hijos para ellos mismos, sin tener en consideración aspectos como la solidaridad o el altruismo. Considero que hay que regular este derecho de los ciudadanos de forma fácil, veraz, y de manera separada al RD 1301/2006.

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En este RD aparece en primer lugar un nuevo concepto, el de “Uso autólogo eventual: las células y/o tejidos son obtenidos con la finalidad de ser preservados para su aplicación hipotética futura en la misma persona, sin que exista una indicación médica establecida en el momento de la obtención e inicio de la preservación” . Entiendo que este término esta en contradicción con el principio general establecido en este mismo RD que dice: La donación de células y tejidos será, en todo caso, voluntaria y altruista, no pudiéndose percibir con-traprestación económica o remuneración alguna ni por el donante ni por cualquier otra persona física ni jurídica. Art.3. Partimos de la base que el uso autólogo eventual no es una donación, es la conservación de sangre para uso autólogo o familiar de una muestra cuyos propietarios son los representante legales del recién nacido, es decir sus padres.

La donación de SCU se refiere, según artículo 618 del Código civil a una cesión, perdiendo la titularidad del derecho los padres sobre la muestra. Según este premisa, creo que el uso autologo eventual es un derecho de la persona, pero debe estar regulado en otro contexto jurídico.

En segundo lugar el RD establece el polémico Artículo 7.2, que plantea no pocos quebraderos de cabeza a los propios letrados que interpretan este texto:

“En el supuesto de uso autólogo eventual, el contenido de la información facilitada con anterioridad a la obtención deberá incluir, además de lo previsto en el apartado anterior, la indicación de que las células y tejidos así obtenidos estarán a disposición para su uso alogénico en otros pacientes en el caso de existir indicación terapéutica; la información actual, veraz y completa sobre el estado de los conocimientos científicos respecto de los usos terapéuticos o de investigación; las condiciones de procesamiento y almacenamiento en los establecimientos autorizados; y cualquier otra cuestión relacionada con la utilidad terapéutica de la obtención de células y tejidos sin indicación médica establecida en el momento de la obtención e inicio de la preservación”.

¿Cómo puede una propiedad dejar de serla en un momento determinado? El RD no distingue, o no quiere separar, dos conceptos contradictorios y no complementarios por naturaleza, como son la conservación y la donación.

No estoy en contra de los bancos privados de SCU ni de la conservación autologa eventual, solo que no me parece este el marco legislativo adecuado.

La Organización Nacional de Trasplante ha redactado la interpretación del RD en su página oficial del Ministerio de Sanidad de forma clara, concisa y eficaz con un argumentario fácil y asequible para todos:

¿Puedo guardar la sangre del cordón de mi hijo para uso autólogo (es decir para almacenarlo para el eventual uso en el propio niño)?

La legislación actual (Real Decreto 1301/2006) reconoce la capacidad de los padres de poder guardar la sangre de cordón umbilical (SCU) de su hijo para uso autólogo eventual.

Actualmente, existe la posibilidad de almacenar la SCU de su hijo en alguno de los bancos de SCU para eventual uso autólogo autorizados en nuestro país o usted puede enviar la SCU de su hijo a cualquier banco de SCU fuera de nuestro país siempre que se cumplan las condiciones que recoge el real decreto anteriormente mencionado.

Las condiciones que especifica nuestra legislación son: • Que el centro donde nazca su hijo tenga una autorización específica para extraer SCU. • Que exista un convenio o acuerdo entre la maternidad donde nazca su hijo y el banco donde

se almacene la SCU de su hijo.

Además debe saber que todas las unidades de SCU almacenadas en este tipo de bancos de nuestro país quedarán a disposición del Registro Español de Donantes de Médula Ósea (REDMO) y

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podrán ser utilizadas para tratar a cualquier paciente que necesite un trasplante de SCU y sea compatible con alguna de las unidades de SCU

¿Puedo sacar la sangre del cordón de mi hijo fuera de España? De acuerdo con el RD 1301/2006 usted puede sacar la sangre del cordón umbilical (SCU) de su

hijo fuera de nuestro país siempre que lo desee, sin embargo deben cumplirse las siguientes circunstancias:

• El centro donde nazca su hijo debe tener una autorización específica para extraer SCU • El banco de SCU al que usted envíe la unidad de SCU de su hijo debe estar autorizado para

la actividad de almacenamiento. • Debe existir un convenio o acuerdo entre la maternidad donde nazca su hijo y el banco

donde se almacene la SCU de su hijo.

Además, y en el caso de que el banco a donde envíe la SCU de su hijo se encuentre fuera de la Unión Europea, usted debe cursar una solicitud de salida de nuestro país de la unidad de SCU de su hijo a la Organización Nacional de Trasplantes.

¿Cuándo hay que solicitar permiso a la Organización Nacional de Trasplantes para sacar de nuestro país una sangre del cordón para uso autólogo (es decir para almacenarlo para el eventual uso en el propio niño), quién debe hacerlo y cómo debe cursarse esta solicitud?

Cuando la unidad de SCU de su hijo vaya a ser enviada para almacenamiento a un banco de SCU que se encuentre fuera de la Unión Europea, la maternidad debe cursar una solicitud al Director de la Organización Nacional de Trasplantes para que se le autorice la salida de dicha unidad de SCU de nuestro país. Para ello, junto con la solicitud, deberá presentar:

• Certificación o documento que demuestre que el banco de SCU al que usted vaya a enviar para almacenamiento la unidad de SCU de su hijo está autorizado para tal actividad.

• Certificación o documento que demuestre la existencia de un convenio o acuerdo entre la maternidad donde nazca su hijo y el banco donde se almacene la SCU de su hijo.

¿Qué requisitos tiene que cumplir un banco de sangre de cordón umbilical para eventual uso autólogo para ser autorizado?

Para que un banco de SCU de estas características pueda ser autorizado debe cumplirlas siguientes condiciones:

• Cumplir los requisitos que aparecen especificados en los puntos 2 y 3 del Anexo I del RD 1301/2006.

• Desarrollar su actividad sin ánimo de lucro, al igual que los restantes establecimientos de células y tejidos.

• Mantener los mismos estándares de calidad en la obtención, procesamiento y almacenamiento que los bancos de SCU públicos.

• Asegurar que en caso de cese de actividad las unidades de SCU almacenadas serán transferidas a otro banco sin ningún riesgo de pérdida ni deterioro.

• Poner a disposición del Registro Español de Donantes de Médula Ósea (REDMO) todas las todas las unidades almacenadas para que puedan ser utilizadas para tratar a cualquier paciente que necesite un trasplante de SCU y sea compatible con alguna de las unidades almacenadas en el banco.

Tras la lectura de esto se puede concluir que todo está muy claro, pero no es así, pues en este momento es una práctica irrealizable. Las maternidades, dependiendo de la comunidad autónoma, pueden estar autorizadas en número considerable para desarrollar el programa de donación de cordón, pero, el convenio entre el banco y la maternidad es algo que está por desarrollar. Sobre la mesa están los borradores de trabajo, juristas, bancos privados, autoridades sanitarias, responsables técnicos, días y días de trabajo, todavía sin ninguna solución.

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Es una realidad las llamadas que se producen diariamente al banco público o a la Coordinación Autonómica para buscar una solución ante el deseo de almacenamiento autólogo eventual. Clandestinamente salen al día unidades de cordón para uso autólogo eventual.

Como mensaje gratificante y de forma paralela se producen cada vez más donaciones altruistas, sin ánimo de lucro, en los hospitales españoles autorizados con destino a los bancos públicos españoles.

Cordones hay muchos y debe haber solución para todas las propuestas, esperemos que no falte mucho para la realización de un convenio de colaboración entre los bancos privados y las maternidades autorizadas. ¡Ojalá! que el día de mi charla en el congreso tenga que rectificar esta leyenda.

Por último, Los establecimientos de tejidos que preserven células y tejidos para usos autólogos eventuales vienen obligados además a suscribir un seguro que cubra los costes de procesamiento, preservación y almacenamiento para el supuesto de que se produzca la cesión o el envío de esas células y tejidos a otro establecimiento, centro o unidad sanitaria para usos alogénicos en procedimientos terapéuticos con indicaciones médicas establecidas en receptores adecuados. El seguro cubrirá también la cesión en los casos de cese de la actividad del establecimiento Artículo 15.4.

Existen artículos de este RD que no se han analizados al ser el tiempo limitado y estar cumpliéndose en los bancos de cordón, desde el RD. 411/1996. Quedan algunas cuestiones sin resolver que no dependen de los bancos, como puede ser la codificación única, que esta en manos de la Coordinación Nacional de Trasplantes.

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CÉLULAS PLURIPOTENTES EN SANGRE DE CORDÓN UMBILICAL. Pilar Sepúlveda. Centro de Investigación Príncipe Felipe (Valencia).

La sangre de cordón umbilical contiene precursores hematopoyéticos y endoteliales que se han

utilizado fundamentalmente en el tratamiento de enfermedades hematológicas. Sin embargo, más recientemente se ha demostrado la capacidad de estas células para inducir neoangiogenesis durante el tratamiento de enfermedades asociadas a la isquemia tales como el infarto de miocardio o la falta de riego sanguíneo en las extremidades de pacientes con diabetes. En esta sesión se discutirán los métodos de obtención de dichos precursores, los mecanismos moleculares que se desencadenan tras su transplante y los principales ensayos clínicos realizados o en marcha con este tipo de precursores en el tratamiento de las enfermedades provocadas por la isquemia.

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ESTUDIO COMPARATIVO DEL PROCESAMIENTO DE SANGRE DE CORDÓN UMBILICAL (SCU): MÉTODO MANUAL DE REDUCCIÓN DE VOLUMEN VS MÉTODO AUTOMÁTICO SEPAX® – BIOARCHIVE®. Mayorga Pastrana, Catalina; Falcón Morales, Francisco; Díaz Díaz, Aurora; Galeote Padilla, Antonieta; Martín Béjar, Mª Teresa; Rizo Alfaro, Pascual; Hernández Lamas, Mª Carmen; Prat Arrojo, Isidro. Centro Regional de Transfusión Sanguínea y Banco Sectorial de Tejidos de Málaga.

En Marzo de 2006 se centraliza en Málaga la recogida de las donaciones de SCU de los hospitales públicos de Andalucía autorizados. Entre los meses de abril y mayo se realiza un programa de formación y autorización de las unidades obstétricas. Por este motivo, ha aumentado considerablemente el procesamiento de las unidades de SCU, precisando de un sistema de selección automático para la separación celular (Sepax®) y un sistema de congelación y almacenamiento (BioArchive®), creándose un programa informático específico de registro de SCU. Previamente, el Banco de Cordón de Málaga, procesaba las unidades de SCU con un método manual de reducción de volumen mediante doble centrifugación con Hidroxy-etil-almidón (HES).

Objetivos. Nos proponemos comparar ambos métodos, evaluando: fases del procedimiento, tiempo de procesamiento, espacio de almacenamiento, recuperación celular.

Metodología. Estudio descriptivo del procedimiento de recepción, validación y crioconservación de las unidades de SCU según ambos métodos. Se midieron los tiempos empleados en el procesamiento de cada unidad de SCU desde que se recepciona hasta que se almacena. Se realiza un muestreo aleatorio simple de las unidades almacenadas mediante ambos métodos. Estadísticamente se utilizaron test no paramétricos, Mann-Whitney/Wilcoxon, para el análisis de los resultados obtenidos. Se consideró un valor de p<0.05 para significación estadística.

Resultados. La tabla 1 muestra las fases del procesamiento. El procesamiento manual de la SCU es lento y laborioso. La tabla 2 muestra el número de donaciones que se pueden procesar en una jornada de trabajo (7 horas). Los contenedores de almacenamiento de Nitrógeno Líquido convencionales son esencialmente distintos a los contenedores automatizados de criopreservación sistema BioArchive®, no tanto en tamaño sino en su concepción y diseño robotizado. Un contenedor convencional puede almacenar unas 400 unidades de SCU, por 3620 del sistema BioArchive® 3620. Se incluyeron en el estudio 541 resultados de cada método. Los datos de la distribución de las muestras se recogen en la Tabla 3 (% recuperación celular). El test de Mann-Whitney nos permite rechazar la hipótesis de igualdad entre las dos distribuciones (p=0.0001).

Conclusiones. Disminuye considerablemente la manipulación de la bolsa de SCU, por lo que se evitan contaminaciones microbiológicas a la vez que se reduce la exposición a riesgos biológicos del profesional. Se duplican las unidades de SCU procesadas durante el turno de trabajo. Es evidente el ahorro de espacio físico de almacenamiento. Con el método manual, la recuperación de células nucleadas totales es mayor que con el método automático.

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PROCESAMIENTO DE LAS UNIDADES DE SANGRE DE CORDÓN CON EL SISTEMA AXP. A. Andrés, M. Guillén, I. Aznar, A. Torres, M. Manrique, L. Larrea, P. Solves, V. Mirabet, R.J. Roig. Banco de Cordón. Centro de Transfusión de la Comunidad Valenciana.

La reducción de volumen de las unidades de sangre de cordón (SCU) permite la depleción de hematíes y la criopreservación de progenitores hematopoyéticos así como su almacenamiento posterior en un volumen y espacio mínimos. Hasta la fecha se han utilizado métodos diversos desde la sedimentación con HES hasta métodos automáticos como el Sepax. En los últimos años se ha desarrollado el sistema AXP.

Material y Métodos. Para la reducción de volumen de la SCU utilizamos el sistema AXP que consta de 2 aparatos que se colocan en una estación-base. La SCU se transfiere a un kit de 3 bolsas, que posteriormente se colocan en el sistema AXP. Durante 2 centrifugaciones, se separan de manera automática el plasma, los hematíes y los progenitores en cada una de las bolsas del kit. El software de adquisición de datos garantiza la trazabilidad del procedimiento. El sistema de bolsas permite la toma de muestras en estéril así como la incorporación del crioprotector gracias a un filtro estéril que llevan incorporado. Además el sistema es compatible con el sistema BioArchyve.

Resultados. La duración del procedimiento de reducción de volumen es de aproximadamente 45 minutos. Los resultados se muestran en la siguiente tabla (n=15).

Parámetro Media±DE Mediana Mínimo Máximo DATOS PRE-PROCESAMIENTO

Volumen 109.9±23.4 108.4 74.5 140 CNTx107 133.6±52.0 122.3 70.6 240.1

Hematíesx109/µl 3.5±0.5 3.5 2.2 4.4 CD34x105 57.5±15.4 54.1 40 79.2

DATOS POST-PROCESAMIENTO Volumen 24.1±0.3 24 24 25

CNT 106.4±36.6 91.9 62.3 178.3 Hematíesx109/µl 2.2±0.4 2 1.9 3.3

CD34 x 105 43.9±12.5 43.9 24.5 71.3 DATOS DE RECUPERACIÓN CELULAR

Rec. CNT (%) 78.7±8.6 77.5 67.2 99 Rec. CD34 (%) 81.3±15.2 84 61.2 101.3

Depl. Hematíes (%) 84.6±9.4 89 61 91.5 Conclusiones. El sistema AXP permite la reducción de volumen de manera automática y en circuito cerrado de la sangre de cordón umbilical, con recuperación de progenitores hematopoyéticos superior al 80%.

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IDENTIFICACIÓN DE LOS GENES INDUCTORES DE APOPTOSIS Y SU CORRELACIÓN CON LOS PATRONES DE VIABILIDAD DE LAS CÉLULAS DE LA GELATINA DE WHARTON Y ENDOTELIALES AISLADAS DEL CORDÓN UMBILICAL. A. Rodríguez Morata, M. Alaminos, B. Pérez Köhler, A. Fernández Montoya, J. Buján, A. Campos. Grupo de Ingeniería Tisular, Departamento de Histología, Universidad de Granada. Centro Regional de Transfusión Sanguínea y Banco de Tejidos de Granada. Departamento de Ciencias Médicas, Universidad de Alcalá. Servicio de Cirugía Vascular, Hospital Virgen de la Victoria, Málaga. Una de las fuentes más abundantes y accesibles de células madre es el cordón umbilical. En concreto, en el cordón umbilical podemos encontrar células mesenquimales multipotenciales de la gelatina de Wharton y células endoteliales vasculares (HUVEC), las cuales pueden obtenidas y almacenadas en Bancos de Tejidos para su utilización para la generación de órganos y tejidos artificiales mediante ingeniería tisular.

Objetivo. Comparar la viabilidad de células de la gelatina de Wharton y HUVEC en cultivo primario y determinar qué tipo celular presenta mayor viabilidad para su utilización en ingeniería tisular.

Metodología. Para la generación de cultivos primarios de HUVEC y de células mesenquimales de la gelatina de Wharton a partir del cordón umbilical humano, se utilizó tripsina y colagenasa I. Una vez generados los cultivos primarios, se procedió a evaluar la viabilidad celular de éstos mediante ensayos de exclusión de colorantes vitales (tinción con azul tripán). Para el análisis de expresión de genes relacionados con la apoptosis, se procedió a la extracción y purificación del ARN celular total, el cual se marcó y se hibridó frente al sistema de microarray U133 plus 2.0 de Affymetrix. Finalmente, se analizaron los genes involucrados en la ruta de las caspasas, determinándose los valores de expresión relativa de las células HUVEC respecto a las de la gelatina de Wharton para cada gen.

Resultados. El estudio de viabilidad celular mediante tinción con azul tripán mostró una mayor supervivencia de las células de la gelatina de Wharton en comparación con las HUVEC (96,7% frente a 90,5%). En segundo lugar, el análisis de microarray reveló que la mayor parte de los genes relacionados con caspasas se encontraban sobreexpresados en los cultivos primarios de HUVEC en comparación con los cultivos de células de la gelatina de Wharton, especialmente las caspasas 12, 10, 1, 6 y 7. Por el contrario, la expresión de caspasa 9 fue superior en las células de la gelatina de Wharton que en las HUVEC.

Conclusiones. Nuestros resultados muestran que la viabilidad de los cultivos de células de la gelatina de Wharton es superior a la de las HUVEC. El incremento en la expresión de caspasas de las HUVEC sugiere que algunas de estas células podrían estar experimentando un proceso de muerte celular por apoptosis. Por todo ello, se recomienda utilizar preferentemente células de la gelatina de Wharton para llevar a cabo protocolos de ingeniería tisular.

Financiado por FIS PI06/1784.

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DONACIONES DIRIGIDAS EN EL BANCO DE CORDÓN DE ANDALUCÍA. 2007. Muñoz Mérida, Mª Luz. Fernández Espejo, Ana. Diaz Vallejo, Aurora. Galeote Padilla, Antonieta. Martín Bejar, Mª Teresa. Hernández Lamas, Mª Carmen. Prat Arrojo, Isidro. Centro Regional de Transfusión Sanguínea. Banco Sectorial de Tejidos (Málaga).

Para considerar el término de donación dirigida, se deben cumplir los siguientes criterios: • La donante deberá tener un hijo con una enfermedad considerada subsidiaria de trasplante

alogénico con progenitores hematopoyéticos. • El médico del enfermo indicará la extracción y almacenamiento de la sangre de cordón

mediante un informe que hará llegar con antelación suficiente al Banco de Cordón. -La extracción y almacenamiento de sangre de cordón umbilical dirigida debe tener lugar en una maternidad acreditada por la autoridad competente con personal perfectamente entrenado. El banco de cordón de Andalucía, está procesando cordones dirigidos desde 1995 y desde marzo de 2006, las madres no tienen que ser trasladadas a Málaga para poder realizar la donación de su cordón ya que ésta puede hacerse en cualquier hospital público de la comunidad que posea la autorización .Estas unidades no entran en registro de donantes (REDMO) y están a la espera de ser utilizadas por el enfermo al que van dirigidas. En este momento existe un borrador de un Plan Nacional de Cordón Umbilical (PNC) donde se contemplan detalladamente todos los aspectos concernientes a la donación dirigida, y en la que se establece que todas las peticiones que no entran en los supuestos anteriores pasarían a un comité de evaluación previo.

Métodos y materiales. Se estudiaron todas las donaciones que como “dirigidas”, se procesaron el Banco de Cordón de Andalucía, durante el año 2007, analizándose los siguientes parámetros: patología subsidiaria de trasplante, grado de parentesco entre donante y paciente, solicitud medica de la recogida.

Resultados. De los 42 cordones trabajados como dirigidos, 25 cumplen todos los requisitos tanto de patología susceptible de trasplante, como grado de consanguinidad, 8 cumplen grado de parentesco, pero la patología no está establecida por el momento como subsidiaria de trasplante (parálisis cerebral, retinopatía, diabetes, sarcoma (3), retinoblastoma, angiomatosis hepatocutanea), 3 estaban dirigidas a la propia donante (leucemia en remisión, lesión medular por accidente de trafico, patología tiroidea), 6 por problemas onco-hematológicos familiares pero sin cumplir grado de parentesco. Un cordón dirigido fue trasplantado en enero de 2008.

Conclusiones. En el Banco Andaluz de Cordón Umbilical, existen 18 cordones trabajados en 2007 como dirigidos sin cumplir alguno de los requisitos necesarios. Es necesario que el Plan Nacional de Cordón este vigente para que las solicitudes puedan ser evaluadas por una comisión técnica. Todavía existe poca información tanto a nivel medico como de la población en general de la utilidad real de la sangre de cordón umbilical. Se pretendió dar una solución a los padres que emocionalmente estaban angustiados ante la patología familiar que presentaban.

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INFLUENCIA DE LA ENFERMEDAD DE CHAGAS EN CUANTO A DONACIÓN DE SANGRE DE CORDÓN (SCU). Muñoz Mérida, Mª Luz; Fernández Espejo, Ana; Álvarez Mérida, Soledad; Galeote Padilla, Antonieta; Arenas Aguilar, Purificación; Martín Bejar, Mª Teresa; Rodríguez Pena, Rebeca; Hernández Lamas, Mª Carmen; Prat Arrojo, Isidro. Centro Regional de Transfusión Sanguínea. Banco Sectorial de Tejidos de Málaga.

La enfermedad de Chagas, es una enfermedad endémica propia de Sudamérica y América Central ocasionada por un parásito protozoo (Tripanosoma cruzzi). Se transmite cuando este defeca sobre la picadura que provoca y cursa con cardiopatías y trastornos digestivos severos que pueden provocar la muerte. La enfermedad es transmisible a través de productos sanguíneos, mediante transplante de órganos infectados y transmisión transplacentaria. España es uno de los países europeos con mayor nº de inmigraciones procedentes de Latinoamérica por lo que se ha convertido en un importante problema a solventar. En cumplimiento con el R.D. 1301/2006 del anexo III p. 1.4, en vigor desde el 1 de Noviembre de 2007, es obligatorio la realización de test adicionales y específicos para descartar la enfermedad o ser portador de ella, a las mamás donantes de cordón (scu) originarias de las zonas problemas y/o viajeras con estancia en áreas endémicas. El banco de cordones de Andalucía con sede en Málaga, introdujo en su protocolo de Control de Calidad de scu, la determinación de Chagas en Septiembre 2007.

Metodología y Materiales. Cordones recibidos desde Septiembre hasta Diciembre de 2007 de madres procedentes de Latinoamérica o que hayan viajado a la zona, a las que se le hace analítica específica para detección de Chagas. El protocolo consiste en el screening inicial basado en la detección cualitativa de anticuerpos IgG frente a antígenos de Tripanosoma Cruzi mediante técnica ELISA Abbott®.Las técnicas de confirmación son: la repetición de un nuevo ELISA IgG ,una inmunofluorescencia indirecta IgG y finalmente PCR para Chagas, para detectar ADN de Tripanosama Cruzy. Esta última consiste en la amplificación de Kinetoplasto (minicirculos ADN de 330 pb y una secuencia repetitiva de un ADN satélite de 195 pb).

Resultados. De este estudio podemos decir que de un total de 1168 cordones que se han procesado en el banco desde el mes de Septiembre hasta Diciembre de 2007, han sido analizados de Chagas 24, de los cuales ha resultado positivo un cordón que ha sido desechado.

Conclusiones. La detección de Chagas como screening a las madres donantes de países con riesgo es una medida aparte de obligatoria según RD.1301/2006, totalmente indicada debido a la población inmigrante que se encuentra en Andalucía, la mayoría en edad fértil y subsidiaria de realizar donación de scu. Además, es interesante por el diagnostico precoz de cara al recién nacido, que seria tratado muy rápidamente y la enfermedad de este modo seria controlada.

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ENFERMEDAD DE CHAGAS, TRANSMISIÓN VERTICAL, DIAGNOSTICADA A TRAVÉS DE SANGRE DE CORDÓN UMBILICAL. Parada MC, Torres A, Guillén M, Aznar I, Andrés A, León C, Blanquer A, Mirabet V, Larrea L, Solves P, Villalba JV, Roig RJ. Banco de Sangre de Cordón Umbilical del Centro de Transfusión de la Comuniad Valenciana.

El descubrimiento de que la sangre de cordón umbilical contiene gran cantidad de células madre ha hecho que éstas puedan ser utilizadas para el tratamiento de enfermedades hematológicas y de tipo genético. Sólo requiere de la autorización de las madres que dan a luz, a sabiendas de que esta donación altruista y anónima no supone ningún riesgo para ella o el futuro bebé. Aunque no todas las madres pueden hacerlo, se descartan las afectadas por enfermedades transmisibles o con antecedentes de malformaciones congénitas y patologías hereditarias.

En nuestro centro al hacer la analítica de enfermedades infectocontagiosas en la sangre de cordón umbilical, realizamos el cribado para detectar la Enfermedad de Chagas. Teniendo en cuenta la gran cantidad de partos realizados a mujeres procedentes de Latinoamérica (área endémica para la patología) y que donan el cordón umbilical. Con el objetivo de evitar la transmisión la transmisión de la enfermedad por esta vía.

Metodología. La población estudiada son las donantes de cordón umbilical que procedan de zonas endémicas; se les realiza serología para detectar anticuerpos frente a Trypanosoma cruzi, mediante la técnica de Inmunoprecipitación -IP- (ID-PaGIA, DiaMed), confirmados por Inmunoflourescencia indirecta -IFI- (Inmunoflour Chagas – Inverness Medical). En caso de dar positiva la serología, se realiza examen parasitológico directo (Strout, Microhematocrito y Hemocultivo en medio de Tobie o NN).

Resultados. Durante tres años, hemos realizado 161 pruebas, encontrando un caso positivo por serología, parasitológico directo y cultivo.

Citamos a la madre y al niño, a la madre se les realizó nuevamente la serología IP, confirmada por IFI, y al niño: Strout, microhematocrito e IFI para detectar la IgM. Técnicas incluidas en el protocolo de actuación para diagnosticar la transmisión vertical, todas las pruebas dieron positivas.

Conclusión. Los resultados obtenidos, nos colocan ante el primer caso de transmisión vertical de la enfermedad de Chagas en la Comunidad Valenciana, el niño y la madre fueron remitidos a Pediatría y a la Unidad de Medicina Tropical del Hospital General Universitario, para su seguimiento y/o tratamiento.

Además nos demuestra la necesidad de realizar la prueba de detección de anticuerpos frente al parásito, en todas las donantes de cordón umbilical que procedan de zonas endémicas para la patología.

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FACTORES QUE LIMITAN LA DURABILIDAD DE LOS INJERTOS EN CIRUGÍA CARDIACA Y VASCULAR. Rafael Villalba, Jose Luis Gómez Villagrán. Centro Regional de Transfusión Sanguínea y Banco Sectorial de Tejidos de Córdoba.

En el año 1956 Gordon Murray publicó el uso de un homoinjerto valvulado fresco, implantado en la aorta torácica para el tratamiento de una insuficiencia valvular (1). Este trabajo dio paso con posterioridad a las publicaciones en 1962 de Donald Ross en Inglaterra y Barrat Boyes en Nueva Zelanda sobre el uso clínico al empleo de homoinjertos aórticos, lo que abrió un enorme campo dentro de la Cirugía Cardiovascular (2).

Como consecuencia de la limitación en la disponibilidad de donantes y por tanto en la disponibilidad de tejido para trasplante, las investigaciones se orientaron al incremento en los tiempos de almacenamiento mediante diferentes técnicas. El resultado final ha sido la creación de manera efectiva de los Bancos de Válvulas, estructuras que perduran hasta la actualidad.

Si bien gran número de procedimientos de preservación se han evaluado hasta la fecha, la criopreservación se mantiene como el más adecuado (3) ofreciendo los mejores resultados sobre durabilidad del tejido una vez implantado.

A pesar de una meticulosa técnica en la manipulación de los injertos, con frecuencia concurre un deterioro estructural; manifestado como la calcificación y degeneración de la válvula, lo que con frecuencia ocasiona la alteración funcional y obliga a la reintervención (4). A nivel de componentes celulares, los primeros cambios parecen observarse tras uno o dos días de implante, mediante una marcada pérdida de estos elementos, observación puesta de manifiesto mediante tinciones de hematoxilina-eosina así como inmunohistoquimca.

Hacia los dos meses tras implante, la gran mayoría de componentes celulares parecen corresponder a células mononucleares de carácter inflamatorio (macrófagos y linfocitos T) que con toda probabilidad derivan del receptor.

Entre los 6 meses y el año la estructura trilaminar aparece hialinizada. (4).

La evidencia científica en este campo es numerosa y hoy en día tenemos un conocimiento mas profundo sobre la biología de los injertos cardiovasculares, su comportamiento tras implante así como de los factores que parecen pueden contribuir a su durabilidad.

En primer lugar el periodo de isquemia caliente ha sido considerado uno de los primeros parámetros críticos. Mediante estudios de microscopía electrónica y análisis morfométricos, tras un tiempo de 2 horas de isquemia caliente el daño celular se aprecia ya en el 37% de las células, porcentaje que aumenta a un 73% tras un periodo de 6 horas (5).

A estas observaciones se añadieron los trabajos en los que se puso de manifiesto mediante cromatografía de alta afinidad la existencia de una depleción de los nucleótidos de adenina como consecuencia de la manipulación de las estructuras, quedando los componentes celulares en una situación de teórico “agotamiento” haciéndolas mas susceptibles a un ulterior daño de isquemia- repercusión (6).

El grupo de Hilbert (7) observa el desarrollo de cambios acontecidos hacia los 2 días de implante, con un pico máximo hacia los 14 días, consistiendo pérdida de la capacidad mitótica de las células y daño por apoptosis, sugiriendo por tanto que el control de factores que minimicen estos fenómenos podría contribuir a mitigar sus efectos.

Otros autores han sugerido la necesidad de revitalización del tejido una vez descongelado. En este sentido se ha observado que la incubación de las válvulas una vez descongeladas en cultivo a

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37ºC en medio con 15% de suero durante 8 días restaura en la población celular normal las reservas de energía y la composición de la matriz (8).

No obstante nuestro grupo ha podido observar, que aún con un estricto control de las variables de criopreservación y evitando el periodo de isquemia caliente existe 23,5% de muerte celular por apoptosis (9), daño irreversiblemente cuantificado independiente de las alteraciones bioquímicas.

Lu (10) pudo caracterizar de manera mas precisa ciertas alteraciones bioquímicas mediante la reducción de las sales de tetrazolio, apreciando un marcado descenso de la actividad metabólica, aún mas significativo si añadimos la criopreservación, sugiriendo por tanto que la cadena respiratoria queda severamente dañada (10)

Se vuelve de nuevo a enfatizar sobre la preservación celular, como elemento en el mantenimiento de la homeostasis del injerto, al menos durante un tiempo tras implante, hasta quedar consolidado el quimerismo celular con los componentes celulares del receptor (11)

El conocimiento existente en la actualidad sobre la matriz extracelular es importante, circunstancia que parece contribuir a una mejor preservación de la viabilidad celular y por tanto a la durabilidad de los injertos. La evidencia acumulada parece mostrar que el daño que se induce tras criopreservación, depende en gran medida de la formación de hielo extracelular sugiriéndose que técnicas de vitrificación podrían minimizar estos fenómenos (12).

No obstante la discusión sobre el objetivo de mantener la viabilidad celular al máximo existe, sobre la base de conferir un mayor grado de inmunogenicidad y por tanto posibilidad de degeneración (13, 14, 15). La implantación de injertos valvulares se realiza rutinariamente sin tener en cuenta una compatibilidad HLA además de no usar agentes inmunosupresores. Los homoinjertos viables han demostrado que son capaces de poner en marcha una respuesta inmunológica, tanto celular como humoral frente a determinante HLA del donante (16). En este sentido aquellas variables que dan lugar a injertos de mayor viabilidad: donantes jóvenes o corto periodo de almacenamiento, parecen ocasionar estenosis pulmonar en la técnica de Ross (17).

Esta circunstancia ha llevado a barajar la posibilidad de trabajar sobre injertos descelularizados los cuales y a pesar de prometedores estudios iniciales (18), comienzan a mostrar significativas limitaciones (19).

En estudios inmunohistoquímicos se ha demostrado que el principal grupo de células que expresan antígenos de histocompatibilidad clase II son probablemente las células dendríticas situadas por debajo del endotelio y en la matriz de la válvula. Taylor (20) ha publicado que este grupo de células muestran una óptima supervivencia tras someterse a velocidades de enfriamiento entre 0,3 y 1,5ºC pero reduciéndose marcadamente su supervivencia si aceleramos esta velocidad.

Ketheesan (21) observa que criopreservando válvulas a una velocidad de enfriamiento de 1ºC/min se conserva su potencial inmunógeno, por el contrario elevando esta velocidad a 10ºC/min se reduce significativamente su inmunogenicidad.

Schenke-Leyland (22) ha descrito una técnica de vitrificación a la que junto al empleo de una mezcla de crioprotectores, incrementa la velocidad de enfriamiento, alcanzándose buena preservación tanto de las células como de la matriz extracelular, sugiriendo la vitrificación como un método adecuado de conservación.

De ser operativo en la práctica clínica las técnicas de vitrificación, podríamos encontrarnos ante una modalidad de conservación que, paralelamente a la conservación de stocks de injertos durante periodos prolongados de tiempo, conservaríamos satisfactoriamente la matriz extracelular, así como el componente celular, pero que paralelamente y por el comportamiento criobiológico dañaríamos las células presentadoras de antígeno y por tanto su potencial inmunógeno.

En base al conocimiento existente minimizar el estrés oxidativo durante el procesamiento así como tras implante podría ser otro factor añadido al mantenimiento de estructuras de larga duración.

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Referencias.

1. Murray G. Homologous aortic valve segment transplants as surgical treatment for aortic and mitral insufficiency. Angiology 1956; 7:466-471.

2. Hopkins R. From cadaver harvest homograft valves to tissue-engineered valve conduits. Progress in Pediatric Cardiology 2006; 21:137-152.

3. O’Brien MF, et al. The homograft aortic valve: a 29 year, 99.3% follow up of 1,022 valve replacements. J Heart Valve Disease 2001; 10: 334-344.

4. Mitchell RN, et al. Structure function correlations in cryopreserved allograft cardiac valves. Ann Thorac Surg 1995; 60:5108-5113.

5. Crescenzo DG, et al. Donor heart valves: electron microscopic and morphometric assessment of cellular injury induced by warm ischemia. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery 1992; 103: 253-258.

6. Messier Jr RH, et al. High-energy phosphate depletion in leaflet matrix cells during processing of cryopreserved cardiac valves. Journal Surgery Research 1992; 52: 483-488.

7. Hilbert SL, et al. Allograft heart valves: the role of apoptosis-mediated cell loss. J Thorac Cardiovasc Surg 1999; 117: 454-462.

8. Messier R, et al. Interstitial cellular matrix restoration of cardiac valves following cryopreserved. J Thorac Cardiovasc Surg 1999; 118: 36-49.

9. Villalba R, et al. Characterization of ultrastructural damage of valves cryopreserved under standard conditions. Cryobiology 2001, 43: 81-84.

10. Lu JH, et al. Metabolic detriment in donor heart valves induced by ischemia and cryopreservation. Ann Thorac Surg 1998; 65:24-27.

11. Koolbergen DR, et al. Tissue chimerism in human cryopreserved homograft valve explants demonstrated by in situ hybridization. Ann Thorac Surg 1998; 66:S225-232.

12. Schenke-Layland K, et al. Impact of cryopreservation on extracellular matrix structures of heart valve leaflets. Ann Thorac Surg 2006; 81:918-927.

13. Hoekstra F, et al. Stimulation of immune competent cells in vitro by human cardiac valve derived endothelial cells. Ann Thorac Surg 1995; 60:S131-134.

14. Armiger L. Postimplantation leaflet cellularity of valve allografts: are donor cells beneficial or detrimental? Ann Thorac Surg 1998; 66:S233-235.

15. Khatib H, et al. Antigenicity of fresh and cryopreserved rat valve allografts. Transplantation 1990; 49: 765-767.

16. Oei FB, et al. The presence of immune stimulatory cells in fresh and cryopreserved donor aortic and pulmonary allografts. J Heart Valve Dis 2002; 11: 315-324.

17. Raanani E, et al. Risk factors for late pulmonary homograft stenosis after the Ross procedure. Ann Thorac Surg 2000; 70:1953-1957.

18. Elkins RC, et al. Decellularized human valve allografts. Ann Thorac Surg 2001; 71:S428-432.

19. Simon P, et al. Early failure of the tissue engineered porcine heart valve SYNERGRAFT in pediatric patients. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery 2003; 23; 1002-1006.

20. Taylor MJ, et al. The cryobiology of rat and human dendritic cells: preserevation and destruction of memebrane integrity by freezing. Cryobiology 1990; 27: 269-278.

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21. Ketheesan N, et al. The effect of cryopreservation on the immunogenicity of allogenic cardiac valves. Cryobiology 1996; 33, 41-53.

22. Schenke-Layland K, et al. Optimized preservation of extracellular matrix in cardiac tissues: implications for long term graft durability. Ann Thorac Surg 2007; 83: 1641-1650.

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EFECTO DEL TIEMPO DE ALMACENAMIENTO SOBRE CONDUCTOS VALVULADOS CARDIACOS HUMANOS CRIOPRESERVADOS. Novella-Maestre E1,2, Mirabet V3, Carda C2, Solves P3, , Carbonell- Uberos3 F, Larrea L3, Soler MA3, Pamplona T3, Ródenas T3, García MJ3, Alavés F3, Roig RJ3. 1Departamento de Ginecología, Hospital Universitario Dr. Peset (Valencia). 2Departament de Patología, Facultat de Medicina i Odontología, Universitat de Valencia. 3Banco de Tejidos. Centro de Transfusión de Valencia.

La criopreservación en nitrógeno líquido es el método más utilizado para el almacenamiento de conductos valvulados cardíacos (CVC). Sin embargo, no se ha definido un plazo para su caducidad científicamente validado.

En el presente estudio hemos evaluado el efecto que tiene el tiempo de congelación sobre la integridad tisular y la viabilidad celular.

Una vez disecados los tejidos, se colocaron en recipientes con solución desinfectante (Vancomicina, Tobramicina, Cotrimoxazol y Fungizona) y se remitieron al banco. En estas condiciones se incubó entre 2 y 20 horas. Luego, se colocó el tejido embebido en una solución crioprotectora (M199 con albúmina humana 5% y DMSO 10%). Para la congelación se utilizó un controlador programable, siendo la tasa de enfriamiento de 1ºC/min (temperatura final -120ºC). El almacenamiento definitivo se efectuó en nitrógeno líquido (-196ºC). La descongelación se verificó en tres fases consecutivas: 8-10 horas en nitrógeno vapor, 5 minutos a temperatura ambiente y 1 minuto a 42ºC. Una vez descongelado el tejido, se procedió al lavado por dilución continua de la solución crioprotectora, utilizando solución salina fisiológica. Finalmente, se tomaron muestras del tejido vascular y de las valvas para los análisis correspondientes.

Se realizó estudio histólogico de 15 válvulas aórticas (VA) y 12 pulmonares (VP) (19 de donantes multiorgánicos y 8 de pacientes receptores de trasplante cardíaco). El rango de edad de los donantes fue de 6 a 60 años. El período de almacenamiento comprendió desde 1,6 hasta 13,7 años.

El estudio estructural de fragmentos de pared vascular y valva se realizó a nivel de microscopía óptica (hematoxilina-eosina, tricrómico de Masson y Van Giesson), microscopía electronica e inmunohistoquimica (alfa actina de musculo liso, vimentina, fibronectina y condroitin sulfato). Mediante cultivo celular “in vitro” (DMEM con suero humano 10%) se estudió la viabilidad y la capacidad proliferativa, analizando la expresión CD90 y CD31 por citometría de flujo.

En todos los cultivos realizados se obtuvo crecimiento celular. La tabla siguiente muestra porcentualmente las poblaciones celulares generadas en cultivo. Predominaron las células de estirpe

estrómica (CD90) frente a la endotelial (CD31).

La presencia de hallazgos morfológicos indicativos de lesión celular irreversible (por ejemplo, cariolisis) en el estudio ultraestructural fue escasa. Algunos signos de lesión con carácter reversible (por ejemplo, edema citoplásmico), fueron observados con mayor frecuencia.

No hubo diferencias significativas para los parámetros evaluados en función del tiempo de almacenamiento. Tampoco el tipo de donante y su edad influyeron en los resultados.

Por todo ello, parece razonable pensar que el período de 5 años de caducidad ampliamente difundido en los bancos de tejidos para las válvulas almacenadas en nitrógeno líquido podría ampliarse, al menos, hasta el doble.

Pared Vascular Valva%CD90+ VA 32±18,5

VP 52,5±21,4

66,5±19,8 90,3±5,9VP 46,9±21,6

0,9±1,9 0,9±0,41,2±0,9

0,6±1,6 0,5±0,9

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UTILIDAD DEL ESTUDIO HISTOLÓGICO DEL CORAZÓN PARA DEFINIR LA VIABILIDAD FINAL DEL DONANTE DE TEJIDO VALVULAR. Anna Vilarrodona, Elba Agustí, David Paredes, José Ramirez*. Transplant Services Foundation (TSF). Barcelona. España. *Servicio de Anatomía Patológica. Hospital Clínic. Barcelona. La actividad de procesamiento de homoinjertos valvulares en nuestro Banco se inició en el año 1990. Tras 3 años iniciales de investigación y estudios, para definir todos los factores implicados en la viabilidad final de los injertos, se establecieron unos protocolos de selección del donante, extracción y procesamiento que en su base se mantienen en la actualidad. A lo largo de los años se han detectado posibles puntos de mejora que, tras el correspondiente estudio inicial y periodo de validación, se han acabado incorporando en nuestros protocolos con la finalidad de mejorar la calidad y la seguridad de los injertos.

En este trabajo nos planteamos la utilidad de realizar estudios histológicos, en el miocardio restante post extracción valvular, de todos los corazones procesados en nuestro Banco de Tejidos para detectar posibles patologías que no constaran en la historia medico social del donante y/o acabar de determinar la causa de muerte en algunos casos. Entre Octubre del 2006 y Octubre del 2007 se procesaron 177 donantes valvulares (2 receptores de trasplante cardiaco, 20 donantes a corazón parado, 49 exitus y 106 en muerte encefálica), para el estudio inicial se han seleccionado los donantes exitus y los donantes en muerte encefálica con informe de anatomía patológica siendo un total de 133 los corazones incluidos en el presente análisis.

Los objetivos del estudio son: • Cuantificar la incidencia de infiltrados linfocitarios miocárdicos • Investigar factores predisponentes para la aparición de infiltrados linfocitarios, en los

donantes de tejido valvular • Determinar el significado clínico de los infiltrados linfocitarios

De los resultados obtenidos se deduce que la presencia de infiltrados es independiente de la causa de muerte, maniobras realizadas y antecedentes médicos cardiovasculares. Se observa mayor infiltrado en sexo femenino, situaciones de patología cerebral y muerte encefálica. El ecocardiograma fue anormal en los 6 (4,5 %) casos que presentaron infiltrado. En el periodo de tiempo estudiado se han descartado 3 (2,2 %) donantes por el informe de anatomía patológica (2 por severidad del infiltrado, 1 por desconocimiento de la trascendencia del infiltrado).

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EXPERIENCIA EN EL PROCESAMIENTO Y DISTRIBUCIÓN DE TEJIDOS CARDIOVASCULARES A LO LARGO DE 12 AÑOS . Ballester Becú E., Gómez L., García G., Panontin M., Fano A., Schwint O. Banco de Tejidos Hospital Garrahan, Buenos Aires.

Se presenta la experiencia acumulada entre 1994 y 2006 referente a tejidos cardiovasculares. Se recibieron tejidos de 904 donantes provenientes de todas las regionales del país, aunque las predominantes fueron CUCAIBA, BUENOS AIRES TRASPLANTE y CUDAIO. Se procesaron 1808 válvulas, 319 fragmentos de pericardio y 145 conductos arteriales.

Se implantaron 1257 válvulas cardíacas, 969 en receptores pediátricos. De acuerdo a la ubicación del centro de trasplante se utilizaron en:

Ciudad de Buenos Aires 965 Provincia de Buenos Aires 203 Provincia de Mendoza 35 Provincia de Corrientes 34 Provincia de Córdoba 13 Provincia de Santa Fe 5 Provincia de La Rioja 1 Provincia de Tucumán 1

Se implantaron 91 conductos, mayoritariamente (86) en pacientes pediátricos en la Provincia de Buenos Aires y en Capital Federal.

Doscientos cuarenta y tres fragmentos de pericardios fueron utilizados en cirugía cardiovascular, oftalmología, urología, neurocirugía.

Aproximadamente el 60% de estos tejidos se utilizaron en instituciones públicas.

De los estudios clínicos efectuados se desprende que el resultado quirúrgico con estos tejidos es similar a la experiencia internacional alentando al equipo a continuar con esta tarea.

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CONTROL MICROBIOLÓGICO DE CONDUCTOS VALVULADOS CARDIACOS. V Mirabet, P Solves, L Larrea, MA Soler, T Pamplona, T Ródenas, MJ García, F Alavés, RJ Roig. Centro de Transfusión de Valencia.

La contaminación microbiológica es la causa principal de eliminación de piezas en el banco de tejidos. Para asegurar la disponibilidad de conductos valvulados cardíacos, hay que optimizar los procedimientos técnicos y quirúrgicos, así como establecer medidas de control microbiológico. El objetivo de este estudio es parametrizar eficientemente dichas medidas.

Se han analizado 497 válvulas cardíacas (231 aórticas y 266 pulmonares). Los conductos se disecaron en dos centros sanitarios, a partir de bloques cardíacos de donaciones generadas en el propio centro o bien procedentes de otro hospital. Luego, los conductos se colocaron individualmente en recipientes con solución desinfectante (Vancomicina, Tobramicina, Cotrimoxazol y Fungizona) y se remitieron al banco. Después de un período de desinfección entre 2 y 20 horas, cada tejido se introdujo en una bolsa de kaptón-teflón y se añadió solución crioprotectora (M199 con albúmina humana y DMSO 10%). Después de una congelación programada (1,5ºC/min) se almacenó en nitrógeno líquido (-196ºC). Previamente a su uso clínico, se descongelaron en baño a 42ºC y se lavaron con solución salina fisiológica.

Los controles realizados correspondieron a las muestras siguientes: M1, fragmento de tejido obtenido en la disección; M2, solución de transporte al banco; M3, fragmento de tejido post-desinfección; M4, solución crioprotectora; y M5, solución de lavado post-descongelación.

El 8,1% de las piezas evidenciaron algún cultivo positivo. En función del tipo de tejido, el índice de contaminación (IC) en las aórticas (VA) fue 7,4% y en las pulmonares (VP) 8,6%. Los tejidos procedentes de donante multiorgánico (81,3% del total) proporcionaron un IC=7,7% (VA 7,6%; VP 7,7%), y los de paciente receptor de corazón (18,7 del total) un IC=9,7% (VA 5,7%; VP 12,1%). Cuando las válvulas se generaron en el mismo hospital donde se disecaron el IC fue 9,2% (VA 7,3%; VP 9,4%), si procedía de otro centro de nuestra provincia fue 35,7% (VA 25%; VP 37,5%), si venía de otra provincia de nuestra CCAA fue 4,6% (VA 4%; VP 5) y, si se originó en otra CCAA fue 2,9% (VA 6,2%; VP 0%). Los resultados del IC dependiendo del tiempo de desinfección (TD) fueron los siguientes:

Tejido 2h≤TD≤8h 8h<TD≤14h 14h<TD≤20h VA 5,4% 15% 6,7% VP 8,9% 9,5% 0%

Total 7,3% 12,2% 3,1% Para cada una de las muestras antes citadas se obtuvieron los siguientes resultados de IC,

diferenciando entre bacterias (B) y hongos (H): M1 M2 M3 M4 M5

Tejido B H B H B H B H B H

VA 7,1% 1,4% 0 0,5% 1,7% 2,2% 0,9% 0,4% 0 0 VP 5,2% 0 0,4% 0 1,5% 3,5% 2,3% 1,9% 2,1% 0

Total 6,1% 0,7% 0,2% 0,2% 1,6% 2,9% 1,6% 1,2% 1,2% 0 Entre las bacterias, se aisló principalmente Staphylococcus coagulasa negativo (45,8%), Serratia

marcescens (12,5%) y Streptococcus sp (12,5%). Entre los hongos, Aspergillus fumigatus (43,5%) y Aspergillus niger (17,4%). De total de tejidos contaminados, el 15% dio cultivos positivos en 2 de las muestras y el 2,5% en 3 de ellas.

El efecto del procedimiento de desinfección evidenció su eficacia en el caso de las bacterias, pero no en el de los hongos, probablemente debido a que la solución de transporte/desinfección se almacenada congelada hasta su uso, lo que podría alterar la actividad de la Fungizona.

Cirugía Cardiaca y Vascular Comunicación en Póster

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PROTOCOLO DE OBTENCIÓN Y EMPLEO DE SEGMENTOS ARTERIALES CRIOPRESERVADOS. EXPERIENCIA INICIAL. M. Arrébola1, V. Mirabet2, F. Guerrero1, I. Sánchez1, L. Larrea2, R. Roig2, M. Miralles1. 1 Unidad de Angiología y Cir. Vascular. H.U. “La Fe”(Valencia). 2 Banco de Tejidos de Valencia. Introducción. Los segmentos arteriales criopreservados son útiles en aquellos casos de infección de prótesis vascular, fístulas aortoentéricas o en la cirugía de revascularización distal en la que el paciente no dispone de material autólogo para la realización del procedimiento.

Presentamos la puesta en marcha de un protocolo diseñado para la extracción de segmentos arteriales de donantes multiorgánicos.

Material y Métodos. La Unidad de Angiología y Cirugía Vascular del H.U. “La Fe”, junto con el Banco de Tejidos de Valencia y la Coordinadora de Trasplantes puso en marcha un protocolo para la extracción de segmentos arteriales de donantes multiorgánicos para su posterior criopreservación. Se definieron unos criterios de inclusión y exclusión de los pacientes, la estandarización en el procesado del tejido así como las técnicas de congelación y posterior descongelación, establecidas éstas según las pautas del Banco de Tejidos.

Resultados. Desde agosto de 2007 hasta febrero 2008, se han obtenido segmentos arteriales de diferente localización: aorta torácica, carótidas internas, arterias ilíacas externas y arterias femorales superficiales. Todas ellas se incluyen en un registro que se actualiza mensualmente con los segmentos disponibles para su utilización clínica.

Ya se han utilizado para cirugía de revascularización distal los primeros segmentos procedentes de nuestros explantes con excelente resultado clínico.

Conclusiones. Llevar a cabo este programa permite a una Unidad de Cirugía Vascular disponer de material criopreservado en aquellas cirugías complejas que lo requieran. Asimismo, permite conocer el material del que se dispone en cada momento e implementar los depósitos en función de las necesidades. La estrecha relación con el Banco de Tejidos permite mejorar la calidad con la que llegan los segmentos arteriales a la cirugía.

Cirugía Cardiaca y Vascular Comunicación en Póster

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EVOLUCIÓN DE HOMOINJERTOS CRIOPRESERVADOS: IDENTIFICACIÓN DE FACTORES PARA EL FALLO VALVULAR TRAS EL IMPLANTE. Bartual MC, Pérez M, Heredia T, Mata D, Castelló A, Mirabet V, Caffarena JM, Montero JA. Hospital La Fe (Valencia). Centro de Transfusión de la Comunidad Valenciana. Objetivos. Presentar nuestra experiencia en el uso de homoinjertos así como identificar factores de mal pronostico en la evolución a largo plazo.

Material y Métodos. Desde Octubre de 1993 hasta Octubre de 2007, hemos implantado 128 homoinjertos (29 aórticos y 99 pulmonares). La edad media fue de 18,8 años (rango 1 mes – 74 años). La indicación fue en su gran mayoría patología congénita infantil. Se analizan una serie de variables para identificar posibles factores de mal pronóstico en la evolución a corto, medio y largo plazo.

Resultados. La mortalidad precoz fue del 18% (24/128). Hubo 7 muertes tardías durante el seguimiento. Un total de 21 homoinjertos (18%) tuvieron que ser reemplazados debido a estenosis (14), insuficiencia severa (3) o ambas (4). La libertad de reintervención fue del 85 %, 67% y 46% a los 5, 10 y 15 años. La libertad de fallo del homoinjerto (reintervención o disfunción) fue del 62%, 36% y 18% a 5,10 y 15 años. Se identificó como factor de mal pronostico para el fallo del homoinjerto el tiempo de crioperservación. En cuanto a los factores que aumentaban la mortalidad encontramos la edad del donante, la diferencia de edad donante-receptor, el tamaño del homoinjerto, el tipo de patología y la posición del homoinjerto (pulmonar vs aórtico). En un análisis multivariado donde hemos tenido en cuenta todos estos factores no se ha podido determinar ningún factor pronóstico para mortalidad ni para fallo, ya que todo el análisis univariado tiene como fondo una clara diferencia entre los pacientes infantiles y adultos. Por ello concluimos que con nuestra experiencia no hay ningún factor que nos permita conocer a priori como va a evolucionar el paciente que recibe un homoinjerto.

Conclusiones. Los homoinjertos siguen siendo una opción útil a corto y medio plazo aunque el problema fundamental sigue radicando en su disfunción a largo plazo.

CÉLULAS Y TEJIDOS REPRODUCTORES

Células y Tejidos Reproductores Ponencia

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ALMACENAMIENTO DE CÉLULAS Y TEJIDOS REPRODUCTORES. SITUACIÓN ACTUAL. María Sánchez. Hospital Dr. Peset (Valencia)/ Instituto Valenciano de Infertilidad (Valencia).

Resumen no disponible

OFTALMOLOGÍA

Oftalmología Ponencia

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AVANCES EN EL TRASPLANTE DE CÉLULAS Y TEJIDOS EN OFTALMOLOGÍA. Adela Miralles Marín. Banc de Sang i Teixits de Catalunya (Barcelona).

En los últimos años en el ámbito de la oftalmología están surgiendo conceptos que dan un nuevo enfoque a patologías que contaban hasta entonces con limitadas posibilidades diagnósticas y terapeuticas. Estos conceptos vienen determinados por nuevos conocimientos estructurales y fisiológicos y que han derivado en el desarrollo de nuevas estrategias terapéuticas. En este sentido cabe destacar dos procedimientos quirúrgicos que han promovido un cambio drástico en el pronóstico de determinadas enfermedades: el trasplante de membrana amniótica y el trasplante de limbo esclero-corneal.

La superficie ocular sana se compone de dos tipos de células epiteliales: el epitelio córneal y el epitelio conjuntival. El epitelio córneal, estratificado y no queratiniizado, recubre la superficie anterior de la córnea y es esencial para la buena visión. En córneas sanas, el epitelio corneal está formado por 5 ó 6 capas de células estratificadas que se renuevan constantemente. En la unión córneo-conjuntival existe una zona de transición denominada limbo. En esta zona el epitelio consta de más de diez capas de células, siendo la de mayor grosor de toda la superficie ocular. En ella se sitúan las células madre epiteliales (1) y de ahí migran hacia el centro de la cornea diferenciandose durante el proceso en células epiteliales maduras. A su vez, estas células madre crean una barrera física y previenen la migración epitelial conjuntival hacia la superficie corneal.

En una córnea dañada, en ausencia de epitelio limbal, las células epiteliales conjuntivas vecinas invaden la superficie córneal y el ojo se cubre con una conjuntiva anormal. Este proceso se suele acompañar de inflamación crónica, defectos epiteliales persistentes, cicatrices estromales, neovascularizacion, pérdida de agudeza visual y malestar severo (2-3).

Estas enfermedades corneales se pueden dividir en dos categorías principales según la pérdida de la población de células madre limbares sea a causa de su destrucción o de su disfunción.

La destrucción puede ser traumática por quemaduras químicas o térmicas, síndromes mucosinequiantes (Stevens-Johnson, necroepidermolisis tóxica, síndrome de Lyell, etc) operaciones múltiples o crioterapias en la región limbar, queratopatía inducida por lentes de contacto o infecciones microbianas severas, entre otras.

Las enfermedades que se caracterizan por la disfunción limbar incluyen diversas causas como la aniridia, queratitis asociadas a deficiencias endocrinas múltiples, queratoconjuntivitis alérgica evolucionada, queratopatías neutrófica, inflamación periférica, queratitis ulcerativa o limbitis, queratopatía idiopática y pterigión, entre otras.

En estos casos, única manera de prevenir la invasión conjuntival de la superficie córneal es mediante la restauración del limbo corneal y el trasplante de epitelio corneal o queratoepitelioplastia limbal, en combinación con el trasplante de membrana amniótica, esta ofreciendo buenos resultados (4-6) pero requiere 2 semanas o más para cubrir la superficie córneal entera con células epiteliales derivadas de la biopsia de limbo implantada. La rápida cobertura es especialmente importante si los pacientes tienen inflamación severa ya que a veces esta inhibe la migración epitelial y da lugar a defectos epiteliales persistentes después de la cirugía.

El tratamiento de aplicación más reciente, implica el uso del trasplante de limbo córneal cultivado in vitro. Ésta es la metodología más novedosa para reconstruir las superficies oculares dañadas por deficiencias límbicas y sus posibilidades de aplicación han sido ya demostradas (7-11) dependiendo el éxito de la misma, de la causa que haya provocado la deficiencia. El porcentaje de éxito de esta técnica se sitúa en el 80 % de los casos tratados, aunque dependiendo de varios

Oftalmología Ponencia

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factores, como la disponibilidad de un área sana aunque sea pequeña en la superficie ocular del paciente o en el ojo contralateral.

Sin embargo, en pacientes con una deficiencia total de las células limbares bilateral esta técnica es de aplicación limitada pues hay que recurrir al alotrasplante de donante emparentado o cadáver y requiere inmunosupresión (11-13), con los efectos secundarios y riesgos asociados que esta puede conllevar, habiendose descrito observado una incidencia de rechazo inmunológico en un 30% de los casos. Como alternativa en estos caso, quizás se debería considerar el uso de tejido de donante histocompatible.

Referencias.-

1. Schermer A, Galvin S, Sun TT. Differentiation-related expression of a major 64K corneal keratin in vivo and in culture suggests limbal location of corneal epithelial stem cells. J Cell Biol 1986;103:49–62.

2. Shapiro MS, Friend J, Thoft RA. Corneal re-epithelialization from the conjunctiva. Invest Ophthalmol Vis Sci 1981;21:135–42.

3. Dua HS, Forrester JV. The corneoscleral limbus in human corneal epithelial wound healing. Am J Ophthalmol 1990;110:646–56.

4. Tsubota K, Satake Y, Ohyama M, et al. Surgical reconstruction of the ocular surface in advanced ocular cicatricial pemphigoid and Stevens-Johnson syndrome. Am J Ophthalmol 1996;122:38 –52.

5. Shimazaki J, Yang HY, Tsubota K. Amniotic membrane transplantation for ocular surface reconstruction in patients with chemical and thermal burns. Ophthalmology 1997;104:2068–76.

6. Tseng SCG, Prabhasawat P, Barton K, et al. Amniotic membrane transplantation with or without limbal allografts for corneal surface reconstruction in patients with limbal stem cell deficiency. Arch Ophthalmol 1998;116:431– 41.

7. Nakamura T, Koizumi N, Tsuzuki M, et al. Successful regrafting of cultivated corneal epithelial transplantation using amniotic membrane as a carrier in severe ocular surface disease. Cornea. 2003;22:70–71.

8. Pellegrini G, Traverso CE, Franzi AT, et al. Long-term restoration of damaged corneal surfaces with autologous cultivated corneal epithelium. Lancet 1997;349:990 –3.

9. Pellegrini G. Changing the Cell Source in Cell Therapy? N.Engl J Med 2004; 351:12; 1170-72.

10. Schwab IR, Reyes M, Isseroff RR. Successful transplantation of bioengineered tissue replacements in patients with ocular surface disease. Cornea 2000;19:421– 6.

11. Tsubota K, Toda I, Saito H, et al: Reconstruction of the corneal epithelium by limbal allograft transplantation for severe ocular surface disorders. Ophthalmology 1995;102: 1486–96.

12. Williams KA, Coster DJ: Rethinking immunological privilege:implications for corneal and limbal stem cell transplantation. Mol Med Toda, 1997; 3: 495–501.

13. Leanne J. C, Nigel J. F, Noriko K, Takahiro N, Shigeru K. An Investigation of Removed Cultivated Epithelial Transplants in Patients After Allocultivated Cornea Epithelial Transplantation. Cornea 2004; 23:235-42

Oftalmología Comunicación Oral

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ANÁLISIS DEL PROCEDIMIENTO DE TERAPIA BIOLÓGICA CON COLIRIO AUTÓLOGO ANTE EL “SÍNDROME DEL OJO SECO”. Roman Morilla, Charo; Mayorga Pastrana, Catalina; Falcón Morales, Francisca; Galeote Padilla, Antonieta; Rizo Alfaro, Pascual; Garín Ferreira, Rafael*; Hernández Lamas, M Carmen; Prat Arrojo, Isidro. Centro Regional Transfusión Sanguínea. Banco Sectorial Tejidos. Málaga. *Servicio de Oftalmología. Hospital Regional Carlos Haya. Málaga.

El 30% de los pacientes que acuden a la consulta de oftalmología, lo hacen por el llamado “síndrome del ojo seco”, que es aquella circunstancia en que la película lagrimal no conserva su estabilidad, ocasionando la sequedad de la cornea y como consecuencia alteraciones en la calidad de la visión. Son sus síntomas: sensación de sequedad, pesadez de los párpados, escozor, quemazón, enrojecimiento de ojos, sensación de cuerpo extraño (de que tenemos una “arenilla” o una pestaña dentro del ojo), dificultad para parpadear, cansancio ocular, e incluso dolor intenso ante la complicación de una úlcera corneal. Normalmente el tratamiento de estos pacientes es el empleo de lágrima artificial a base de ácido hialurónico y polividona, pero carentes de efecto humectante. El líquido lagrimal se compone de tres capas: una de lípidos, una acuosa y la capa de mucina, que tienen como misión la correcta lubrificación de la cámara anterior del ojo sano. Los componentes de las lágrimas se encuentran también en el suero sanguíneo, pudiéndose obtener lágrimas artificiales autólogas más humectantes, capaces de regenerar la superficie ocular dañada, con la ventaja de que proceden del propio suero del paciente y se evita el riesgo de rechazo, alergia o reacción de cuerpo extraño. El Banco Sectorial de Tejidos de Málaga a petición del servicio de oftalmología tiene establecido el procedimiento de elaboración de colirio autólogo desde el año 1999.

Objetivo. Análisis retrospectivo de los pacientes en programa, durante estos años.

Metodología. Se analizaron los siguientes parámetros: la distribución por años de los pacientes, número total de pacientes en programa, el % por sexos, la media de edad a la prescripción, la media de viales preparados por paciente, el tiempo medio de tratamiento por venopunción, % por etiología.

Resultados. En las tablas adjuntas.

Conclusiones. El aumento de los pacientes de forma gradual es debido a la eficacia probada por la evidencia científica. Es un método sencillo y barato que mejora la sintomatología de los pacientes. La distribución por edad y patología confirman los datos encontrados en la literatura científica.

Oftalmología Comunicación en Póster

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UTILIZACIÓN DE MEMBRANA AMNIÓTICA EN OFTALMOLOGÍA EN LA ARGENTINA. Fano A., Panontin M., García G., Gómez L., Ballester Becú E., Schwint O. Banco de Tejidos Hospital Garrahan (Buenos Aires). La utilización de membrana amniótica (MA) en el tratamiento de diversas enfermedades oculares está difundida mundialmente.

Entre 2001 y 2006 se recibieron 485 placentas procuradas por Buenos Aires Trasplante de las que se destinaron 56 para uso oftalmológico, obteniéndose 1370 fragmentos de MA de 4x4 cm. de lado procesados con antibióticos y criopreservados.

Se implantaron un total de 946 fragmentos principalmente en patología corneal (60%), esclero-corneal (24%) y conjuntival (15%).

Las enfermedades individuales más frecuentes fueron: Patología Nº Pterigion 92 Ulcera corneal 57 Glaucoma 53 Quemadura 50 Leucoma 41

El Banco de Tejidos ha sido capaz de remitir fragmentos de MA a lo largo del país utilizando transporte tanto aéreo como terrestre en contenedores térmicos con hielo seco para tal fin. Han solicitado tejidos centros oftalmológicos tanto públicos como privados de: Buenos Aires, Capital Federal, Catamarca, Córdoba, Entre Ríos, Formosa, Jujuy, La Pampa, Mendoza, Neuquén, Río Negro, Santa Fe y Tucumán.

Un sistema donde las regionales del INCUCAI fiscalizaran más activamente estos procesos sería de suma utilidad en la optimización de esta actividad que se encuentra en continuo crecimiento.

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TÍTULO: ESTUDIO COMPARATIVO A CORTO Y MEDIANO PLAZO DE LOS MÉTODOS DE CONSERVACIÓN PARA LA MEMBRANA AMNIÓTICA CON FINALIDAD BIO-SUSTITUTIVA Y TERAPÉUTICA. Ricardo P. Casaroli-Marano1,2,3, Eva M. Martínez-Conesa1,3, Nausica Otero1, Elba Agustí1, Alfredo Adán2, Esteve Trías1, Blanca Miranda1. 1Transplant Services Foundation. Corporació Sanitària Clínic. Hospital Clínic de Barcelona. 2Institut Clínic d’Oftalmologia. Hospital Clínic de Barcelona. 3Departmento de Biología Celular. Universidad de Barcelona. Objetivo. La membrana amniótica (MAM) preservada se emplea ampliamente en la actualidad, con finalidad bio-sustitutiva y terapéutica, en los diferentes desórdenes de la superficie ocular. La optimización de métodos para su crio-conservación es un aspecto importante y se considera un punto crítico para la excelencia de los resultados reconstructivos finales. El objetivo del presente estudio es el de comparar tres distintos métodos empleados para la conservación y mantenimiento de MAM con finalidad terapéutica.

Metodología. La MAM fue obtenida bajo condición aséptica, lavada abundantemente con soluciones estériles de PBS y antibióticos, y recortada sobre soportes individuales y estériles de nitrocelulosa de 0.22 µm. Posteriormente los fragmentos de MAM fueron acondicionados en tres métodos distintos de conservación tal y cómo se describe a continuación: a) Medio RPMI / Albúmina / DMSO (8:1:1) y conservados en N2 líquido a -196ºC; b) Medio DMEM / Glicerol (1:1) y congelados a -80ºC; y c) Medio DMEM / Glicerol (1:1) y congelados a -20ºC. Los especímenes correspondiente a cada condición de criopreservación fueron descongelados progresivamente al 1º, 3º y 6º meses de almacenamiento. Las muestras fueron fijadas e incluidas en parafina para su evaluación histológica mediante microscopía óptica. Los extractos proteicos se obtuvieron mediante homogenización mecánica en tampón de lisis apropiado y posterior tratamiento con ultrasonidos. Los perfiles proteicos fueron analizados mediante electroforesis de proteínas por SDS-PAGE y Western-blot para la presencia de proteínas específicas. Fragmentos de MAM fresca fueron utilizados como control para los experimentos de identificación de proteínas y para la comparación histológica.

Resultados. Las concentraciones de proteínas de las muestras criopreservadas decrecían aproximadamente la mitad en comparación con la muestra control. Las tinciones de Coomassie, Rojo Ponceau y amplificación con Plata mostraron una disminución discreta y selectiva de las proteínas de alto peso molecular (>90 kDa) así como de polipéptidos (<30 kDa) de manera directamente proporcional al tiempo de conservación del tejido. En todas las condiciones analizadas, los marcadores epiteliales (queratinas 1/5/10/14 y E-cadherina) y los marcadores específicos de láminas basales (laminina y colágeno tipo IV) se mantuvieron conservados, aunque se observó una discreta disminución de fragmentos de colágeno IV en las muestras con mayor tiempo de conservación en más altas temperaturas. Sin embargo, el colágeno tipo III -el principal componente estromal de la MAM- presentó evidencias de degradación en las muestras mantenidas a más altas temperaturas a partir del 3ª mes de preservación. El estudio histológico no evidenció alteraciones estructurales significativas entre los diferentes métodos de crioconservación.

Conclusiones: Los métodos de conservación a muy bajas temperaturas (-80ºC y -196ºC) fueron efectivos para mantener las características de integridad histológica de la MAM en nuestro estudio pese a que la degradación de alguna proteína pudo ser observada a los 6 meses de almacenamiento. El método de conservación a -80ºC parece presentar una relación coste-beneficio satisfactoria para la preservación de la MAM con finalidad bio-sustitutivas y terapéuticas.

MISCELÁNEA

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EL BANCO DE TEJIDOS EN LA FORMACIÓN DEL ESTUDIANTE DE MEDICINA. EVALUACIÓN DIAGNÓSTICA. A. Fernández Montoya, C. Delgado Calvo-Flores, I. Garzón, A. Montalvo, M. Alaminos, A. Campos. Grupo de Ingeniería Tisular, Departamento de Histología, Universidad de Granada. Centro Regional de Transfusión Sanguínea y Banco de Tejidos de Granada. La formación de los estudiantes de la Licenciatura en Medicina debe ser una formación integral que incluya conocimientos y habilidades relacionados con la naturaleza y las funciones de los Bancos de Tejidos en la enseñanza de la Histología y la Ingeniería Tisular. Por este motivo, la percepción de utilidad por parte de los alumnos de pregrado de sus estancias formativas en los mismos constituye un indicador necesario a la hora de programar las futuras acciones docentes en el desarrollo de los nuevos planes de estudio.

Objetivo. El presente trabajo tiene por objetivo evaluar la percepción de los alumnos de la Licenciatura en Medicina durante su estancia un Banco de Tejidos en el contexto de su formación en Histología e Ingeniería Tisular.

Metodología. Como herramienta, se planteó un cuestionario de evaluación a 30 alumnos de la Licenciatura en Medicina de la Universidad de Granada que realizaron estancias formativas en el Centro Regional de Transfusión Sanguínea y Banco de Tejidos de Granada y Almería. En el cuestionario se incluyeron 10 ítems vinculados a cuestiones relacionadas con los objetivos educativos y su desarrollo, con la metodología utilizada y con la interrelación de los mismos con el equipo docente-asistencial del Banco. Los resultados se expresaron en forma de porcentaje, calculándose la media de los 30 alumnos en cada ítem.

Resultados. El resultado de la evaluación puso de relieve porcentajes superiores o iguales al 75% en los distintos ítems analizados, destacando en un extremo el alto grado de integración del estudiante con el equipo docente-asistencial en el desarrollo del proceso de enseñanza-aprendizaje (90%) y, en el otro, la metodología aplicada (75%) que, siendo elevada, refleja la necesidad de adaptar a los nuevos criterios pedagógicos la innovación que supone la participación de los Bancos en la formación de los estudiantes de Medicina. En un indicador intermedio, asimismo elevado (77,7%), se encuentra el contenido temático seleccionado.

Conclusiones. Los resultados de este trabajo demuestran el elevado grado de percepción positiva y de utilidad con el que los alumnos de pregrado de la Licenciatura de Medicina valoran la participación de los Bancos de Tejidos y del personal docente-asistencial vinculado a los mismos en el desarrollo de su formación curricular.

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CUANDO UNA SECRECIÓN SE CONVIERTE EN UN TEJIDO: EL BANCO DE LECHE DE LAS ILLES BALEARS. Antoni Gayà, Aina Arbós, Javier Calvo. Banco de Tejidos. Fundació Banc de Sang i Teixits de les Illes Balears. La leche es una secreción humana carente de células y de tejido conectivo, por lo que no cumpliría la definición legal de tejido. No obstante, la metodología de un establecimiento de tejidos es totalmente aplicable a un Banco de Leche. Un Banco de Leche es el dispositivo sanitario establecido para la obtención de leche materna a fin de recogerla, procesarla, almacenarla y dispensarla, con todas las garantías sanitarias, a los pacientes que precisan de este producto biológico. En esta comunicación presentamos la Guía de Procedimientos que hemos establecido para el funcionamiento de nuestro Banco de Leche y en la que distinguimos los siguientes apartados:

1.- Selección de donantes. Son candidatas a donante las mujeres que estén lactando durante los primeros seis meses de vida de su hijo, y que gocen de buena salud. Todo ello se verifica mediante una anamnesis estructurada y la firma de un consentimiento informado. Existe un listado de exclusiones provisionales y definitivas. Todas las donantes potenciales se someten a un estudio serológico idéntico al donante de tejidos convencional.

2.- Recogida y transporte. La leche es recogida por la donante en su propio domicilio, almacenándola en su congelador en los envases proporcionados por el Banco de Leche. Antes de 15 días de su obtención es transportada congelada por un mensajero al Banco de Leche donde se conserva a –80º C.

3.- Procesamiento de la leche materna. La leche es descongelada y manipulada en cámara de flujo laminar. Se toman muestras para estudio microbiológico, descartándose aquellas que muestren la presencia de patógenos potenciales o de más de 105 ufc/ml de flora saprofita. Se mezcla la leche procedente de diferentes madres para obtener un producto más homogéneo, se distribuye en envases de 50, 100 ó 250 ml y se pasteuriza mediante incubación de 30’ a 62º C con posterior enfriamiento a 4º C. Se toma una muestra para estudio microbiológico y valoración nutricional. Los envases se conservan debidamente etiquetados a -80º C durante un máximo de 12 meses.

4.- Dispensación y administración. La dispensación se hace bajo prescripción facultativa en la que deben constar los datos del receptor, el diagnostico o la indicación. En caso de no disponer de leche suficiente, el Banco de Leche distribuye la leche disponible priorizando a los receptores en base a su necesidad y teniendo en cuenta el diagnóstico, la severidad de la enfermedad, la disponibilidad de tratamientos alternativos y la historia de uso previo de leche. Una vez descongelada, la leche debe conservarse a 4º C y administrarse en el plazo de máximo de 48 horas, 24 horas desde la apertura del envase.

5.- Registros del Banco de Leche. Toda la información relativa a donantes, donaciones, unidades pasteurizadas y receptores se registra de tal manera que en todo momento exista una trazabilidad de todas las donaciones individuales administradas a cualquier paciente. Para ello se siguen procedimientos estándar para la donación de cualquier tejido humano. Asimismo, todos los datos se incluyen en un fichero que se atiene a lo dispuesto en la LOPD.

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IMPLICACIÓN DE LA COORDINACIÓN DE TRASPLANTES EN LA OBTENCIÓN DE TEJIDOS: EXPERIENCIA DEL HOSPITAL UNIVERSITARIO LA FE. Puri Gironés, Pepa Campos, Juan Galán, Manoli Sánchez, Jerónimo García, Antonio Vela, Luisa Lopez, Ricardo Gimeno y Ana Domene. Coordinación de Trasplantes. H. U. La Fe (Valencia). El donante multiorgánico es actualmente la fuente mas importante de donación de tejidos, aunque lamentablemente la efectividad de dichas donaciones, respecto a la obtención de tejidos, es menor de la deseada. Diversos problemas influyen en esta circunstancia. El presente trabajo pretende analizar las causas de perdidas de tejidos en los donante multiorgánicos del Hospital La Fe en los últimos 10 años.

Material y Método. Hemos revisado nuestros registros de donantes en el periodo 1998-2007, para valorar el número de donantes de los diversos tipos de tejidos y el de no donantes y las causas de no donación para investigar las perdidas de tejidos en la donación multiorgánica.

Resultados. En dicho periodo hemos tenido 355 donantes, de los cuales 301 han donado corneas, 142 huesos y 212 piel, siendo la efectividad de estas donaciones de un 83 %, 89 % y 82 % respectivamente, encontrándose un primer grupo de causas de perdida básicamente por negativa familiar o por contraindicación clínica. Ateniéndonos a los protocolos de donación de tejidos se han perdido 52 donantes de cornea, 110 de huesos y 121 de piel, que podrían haber sido teóricos donantes de tejidos.

Discusión. Aún siendo alta la tasa de efectividad de donación, hay un porcentaje no despreciable de donantes de tejidos que no ha sido aprovechado porque no se ha llevado a cabo la extracción de dichos tejidos. Nuestra revisión no nos ha permitidor en la totalidad de los casos saber las causas concreta de estas perdidas ya que hay un evidente fallo en el registro (no recogemos las causas por la que no se donan los tejidos) pero analizando nuestras datos, dichas causas se pueden atribuir a: priorización de la obtención de órganos sólidos en los casos en que la entrevista familiar ha sido complicada, problemas logísticos en la extracción, básicamente prolongación de la extracción en horario de cirugía programada con el correspondiente bloque de quirófano, ausencia de equipo extractor, contraindicaciones clínicas a la donación de tejidos o negativa familiar a los tejidos que no se ha registrado. Como conclusiones pensamos que una mayor sensibilización del equipo de coordinación y del resto del personal del hospital en la importancia de la donación de tejidos redundaría en un aumento de dichas donaciones, y un mejor registro de las perdidas nos permitiría conocer las causas exactas de la no donación.

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ESTUDIO DE MARCADORES DE VHB EN LA POBLACIÓN DONANTE DEL BANCO DE TEJIDOS DE LA COMUNIDAD VALENCIANA. P. Solves, V. Mirabet, M. Álvarez, F. Quiles, A. Torres, A. Andrés, C. León, M. Guillén, I. Aznar, A. Blanquer, L. Larrea, T. Pamplona, G. López, L. Lorente, S. Pérez, M.A. Soler, R.J. Roig. Centro de Transfusión de la Comunidad Valenciana.

El virus de la hepatitis B (VHB) puede transmitirse por transfusión sanguínea y trasplante de tejidos. Para reducir este riesgo, además de los criterios de selección de donantes, las pruebas de cribado incluyen la detección del antígeno Australia (HBsAg) y el anticuerpo frente al antígeno core (anti-HBc).

Material y Métodos: Analizamos retrospectivamente los resultados de los marcadores para VHB en 6855 donantes (4756 mujeres y 2099 hombres) del Banco de Tejidos de la Comunidad Valenciana. Entre los donantes de nuestro banco se distingue: vivo (uso alogénico, cabeza femoral y sangre de cordón umbilical; y uso autólogo, corteza ovárica, paratiroides y calota craneal) y multiorgánico (se obtienen distintos tipos de tejidos). Cuando el anti-HBc fue positivo, se determinó el anticuerpo contra el antígeno de superficie (anti-HBs). Desde julio de 2006 se incorporó la técnica de ácidos nucleicos (NAT) para el VHB, que se ha realizado a 1310 donantes.

Resultados. Se detectó HBsAg en 23 donantes vivos (0.36%). Respecto al anti-HBc, fue positivo en 80 donantes multiorgánicos (12.94 %), 599 donantes vivos (17.84 %) y 103 donantes de sangre de cordón (3.57 %), resultando la diferencia entre los grupos estadísticamente significativa (p<0.005). El anti-HBc positivo aislado se detectó en 12 donantes multiorgánicos (1.94 %), 126 donantes vivos (3.75 %), y en 8 donantes de sangre de cordón (0.28%). No hubo ningún caso con el perfil serológico de anti-HBc positivo, anti-HBs mayor que 0 UI/L y NAT positivo. Los resultados por edad y sexo se detallan en la tabla siguiente:

Rango de edad (años) Serología HBV Sexo <15 15-45 46-60 > 60 p

N Hombre

Mujer 22 20

343 3237

468 293

1266 1206

Anti-HBc Positivo

Hombre Mujer

p

2 (9.1%) 2 (10%)

ns

37 (10.8%) 130 (4.1%)

0.06

85 (18.2%) 45 (15.3%)

ns

276 (21.8%) 205 (16.9%)

ns

ns ns

Anti-HBs =0

Hombre Mujer

p

0 1 (50%)

ns

7 (2.1%) 12 (0.4%)

ns

14 (2.9) 8 (2.7%)

ns

58 (4.6%) 46 (3.8%)

ns

ns ns

Anti-HBs > 0 y ≤ 10 UI/L

Hombre Mujer p

1 (50%) 0

ns

1 (2.7%) 9 (6.9%)

ns

6 (7.1%) 4 (8.9%)

ns

33 (11.9%) 23 (11.2%)

ns

<0.05 <0.005

Anti-HBs > 10 y ≤ 100 UI/L

Hombre Mujer

p

0 0

12 (32.4%) 28 (21.5%)

ns

33 (38.8%) 15 (33.3%)

ns

83 (30.1%) 53 (25.8%)

ns

ns ns

Anti-HBs >100 UI/L

Hombre Mujer

p

1 (50%) 1 (50%)

ns

17 (45.9%) 81 (62.3%)

<0.05

32 (37.6%) 18 (40%)

ns

102 (36.9%) 83 (40.5%)

ns

ns ns

Comentarios. El trasplante de tejidos no suele enmarcarse en un entorno de urgencia vital y, además, los tejidos pueden ser almacenados durante meses o incluso años, sin deterioro de sus propiedades. Por tanto, se pueden incluir en las pruebas de cribado medidas eficaces para reducir al máximo el período ventana. Sin embargo, se deben diseñar algoritmos de decisión que establezcan reglas seguras y eficientes para el manejo de los donantes en el banco de tejidos.

Comunicación en Póster

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EL TRASPLANTE BILATERAL DE ANTEBRAZOS: ESTRATEGIA DE LA COORDINACIÓN DE TRASPLANTES. Juan Galán, Puri Gironés, Pepa Campos, Manoli Sanchez, Jerónimo García, Antonio Vela, Luisa López, Ricardo Gimeno y Ana Domene. Coordinación de Trasplantes. H. U. La Fe (Valencia). El progreso técnico y los buenos resultados en los diferentes tipos de trasplantes ha conducido a un aumento de la demanda de los mismos, no solo con una ampliación de indicaciones, sino con el desarrollo de programas de trasplantes que hace un tiempo parecían imposibles, en este apartado se encuentra el trasplante de tejido compuesto y específicamente el de antebrazos. En nuestro Hospital se inicio en el año 2005, en el marco de una colaboración entre instituciones públicas (Conselleria de Sanitat y Hospital Universitario La Fe) y privadas (Fundación Pedro Cavadas) los trabajos para implementar un programa de trasplante de antebrazos. Esta comunicación pretende describir el desarrollo de las bases organizativas de dicho programa y explicar la estrategia desarrollada por el equipo de coordinación para obtener dicha donación.

Metodología. Se revisan las bases organizativas del programa y del desarrollo de dicho protocolo, definiendo los niveles de participación de cada una de las instituciones implicadas. Se describen los criterios de selección de donantes y la estrategia de la coordinación para obtener la donación.

Resultados. Esta organización ha permitido ya la realización de dos trasplantes bilaterales de antebrazo.

Discusión. El desarrollo de dicho programa represento una novedad importante por sus peculiaridades organizativas, ya que el equipo quirúrgico era externo al Hospital y este aportaba toda su infraestructura relacionada con los trasplantes. Fue necesario un importante esfuerzo institucional para articular dicha colaboración sin problemas. La peculiaridad fundamental que presenta para el equipo de coordinación este programa es que en contra de lo habitual (generación de unos órganos y tejidos con búsqueda posterior del receptor) en estos trasplantes hay que buscar un tejido compuesto, antebrazos en este caso, para un receptor concreto, con la particularidad que esta donación lleva aparejada una mutilación externa del cadáver lo que la convierte en una donación muy sensible y cuidadosa. El modelo español de donación y trasplante ha vuelto a demostrar su eficacia ya que el apoyo de la ONT en todo el proceso ha sido fundamental para lograra el éxito en este proceso.

Comunicación en Póster

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ESPAÑA DONA. Laura Vázquez Lamas, Isabel Cortizas Gómez, María Dolores Varela Curto, Rosa Vázquez Lamas. Hospital Juan Canalejo (La Coruña).

La utilización de tejidos humanos como instrumento terapéutico, no ha sido hasta décadas recientes, una práctica común como terapia clínica. El banco de tejidos pionero en esta práctica, es el de la Fundación Clínica de San Francisco que cumple todas y cada de las normativas exigibles (R.D. 411 / 1996) y en España, la Organización Nacional de Trasplantes, que con su deseo de servir a la sociedad lleva a cabo una labor encomiable. Es nuestra intención clarificar con la poesía adjunta, el sentido y diseño de la presente comunicación.

España Dona España nos da su piel, Con sus arterias nos riega; La dureza de sus huesos, De fortaleza nos llena; El sol con sus rayos fiel, Nos libra de la ceguera.

Objetivos. Concienciar a los profesionales de la salud y por extensión a toda la comunidad, de la necesidad de incrementar la donación de órganos y tejidos.

Método. Las herramientas básicas utilizadas por los profesionales relacionados con la donación son:

• La información a las familias del posible donante. • La potenciación de la docencia, centros de trabajo, colegios, zonas rurales…. • La coordinación y ejecución de todo tipo de actuaciones, legales, quirúrgicas…

Cuya finalidad sea que la donación se lleve a cabo.

Resultados. Tras una revisión de datos estadísticos, nos encontramos que los 580 donantes habidos en el año 1989, se han ido incrementando y con los datos que tenemos en la actualidad, hemos alcanzado la cifra de 1500, estableciéndose un gradiente diferencial notable. Conclusiones. España es un país puntero en donaciones de tejidos y órganos, aunque por otra parte los profesionales de la salud, y en la actualidad, gracias a los medios de comunicación, también el resto de la población, somos conscientes de que aún queda mucha labor por hacer. Siempre que exista un receptor que pueda mejorar su calidad de vida y que gracias a la generosidad y altruismo del donante y su familia, podamos conseguirlo.

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