SEP DGETI SEMS CENTRO DE BACHILLERATO TECNOLÓGICO Industrial y de servicios N° 107

TUXTEPEC OAXACA.

NOMBRE DEL ALUMNO: AUREA AIDA AGUILAR FELIPE

CATEDRÁTICO: YOLANDA VERGARA CORDERO

SUBMÓDULO PROFESIONAL: APLICAR TÉCNICAS DE VALORACION CLINICA

REPORTE DE LA PRÁCTICA: UROCULTIVO

SEMESTRE: 6° GRUPO: “AL”

FECHA DE ENTREGA: 06 DE JUNIO DEL 2011

INOCULACIÓN DE ORINA

o OBJETIVO: El estudiante identificara cada una de las bacterias, en los medios selectivos. o MATERIALES:

Mechero Fisher Asa bacteriológica Pinza de disección punta roma Muestra biológica o METODOLOGÍA:

a) Limpiar con franela húmeda la mesa de trabajo, secar, ahora limpiar con una torunda humedecida en FENOL al 5% toda la mesa de trabajo (iniciando la limpieza del centro hacia a afuera por ambos lados).

b) En el cuaderno de trabajo, ya tener los datos de la muestra biológica. (nombre de la muestra biológica, cantidad, color, aspecto, etc.) el examen que se efectuará.

c) Etiquetar las cajas petri que tienen los medios correspondientes (siglas del medio de cultivo) deben estar lejos del mechero Fisher. Nombre de la muestra biológica, estudio que se realizara, fecha, hora, semestre y grupo.

d) Ahora la muestra biológica y la caja petri del medio que se vaya a sembrar cerca del mechero Fisher, lo más rápido posible: pasar el asa bacteriológica sobre la flama del mechero para esterilizar (se torna de color rojo), quitarla y agitar cerca de la flama para enfriar (zona estéril), ya fría, destapar el frasco con la orina cerca de la flama e introducir el asa bacteriológica tomando una azada, se tapa de inmediato, rápidamente tomar el medio de cultivo y sembrar en tres cuadrantes (fino, separado, y aislado), tapar y esterilizar nuevamente el asa bacteriológica antes de hacer cualquier otra actividad. Al terminar el sembrado invertir la caja petri, con la tapa hacia abajo, alejarla un poco del mechero y encintarla, masking alrededor de la tapa y la caja, evitando que se vaya a contaminar.

e) Asi se hará con todas las cajas que se tengan que sembrar, siguiendo el procedimiento indicado (punto d).

f) Recordemos que lleva una etiqueta donde se escribe la hora en que se sembró y lo antes mencionado (punto b), a todas las cajas sembradas.

g) Cuando se termine de sembrar, se colocan las cajas petri en pilas de moneda, tapa hacia abajo, pegar una cinta masking que sujete todas las cajas petri, ahí se escribe: nombre del estudio, semestre, equipo, semestre y grupo, fecha y hora.

h) Llevarlas a la estufa bacteriológica previamente checado que: este limpia por dentro y por fuera, que tenga la temperatura de 37°C constante, que las rejillas tengan la separación suficiente, colocar las pilas de cajas petri encintadas (tapa hacia abajo). Colocarlas ordenadamente y separadas unas de otras (filas uniformes). Rápidamente cerrar la puerta de vidrio (evitar tener la puerta abierta mucho tiempo, porque baja o sube la temperatura, y ésta debe ser constante).

i) Ahí se quedaran las cajas petri sembradas, por 24 hrs, 48 ó 72 hrs. Lo ideal es que a las 24 hrs se identifique, pero por nuestro horario será cada 48 hrs la revisión e identificación macroscópicamente, tinción al gram, las resiembras, bioquímicas, etc.

j) La muestra biológica para desechar se le adiciona cloro, o fenol, etc. k) Lavar el material y entregarlos.

Resultados:

Examen macroscópico de la muestra biológica:

Paciente: Donají Francisco Reyes Edad: 6 años Sexo: F Fecha: 06 junio 2011 Hora: 9:20am Muestra: Orina Cantidad: 10 mls Color: Amarillo Aspecto: Turbio

IDENTIFICACION DE LA BACTERIA

o OBJETIVO: El alumno identifica cultivos, macroscópicamente, microscópicamente las bacterias.

o MATERIAL: Mechero Fisher Asa bacteriológica Pinza de diseccion Medios de cultivo y reactivos:

Goteros: Azul de metileno, Violeta de gentacia o cristal violeta o Lugol de gram, alcohol cetona, y safranina.

o METODOLOGÍA:

1. Limpiar la mesa de trabajo, esterilizar con fenol al 5%, en el centro de la mesa de trabajo colocar el mechero Fisher encendido. Colocar las cajas petri que contiene los cultivos a distancia del mechero Fisher y 2. Cuando tenga que abrir la caja petri para leer macroscópicamente cada colonia. Se realiza en el área estéril, se lee: Observan todas y se toman como mínimo 4 colonias (en este caso haremos solo una serie); considerando los siguientes datos:

Tamaño: son desde fracciones de milímetros de diámetro hasta 5-10 mm.

Pigmentación

Forma:

Margen o borde: pueden ser;

Elevación: Enumerar marcando la/las colonias que hayas considerado, a estas mismas colonias

hacerles frotis, bioquímicas y antibiograma, tal como se indica. 3. FROTIS, portaobjeto limpio y seco, marcarlo con un lápiz graso (siglas del medio, número de colonias, y analista (siglas)) en el cual colocará una gota de agua destilada estéril a cada uno. Esterilizar el asa bacteriológica, enfriarla en la zona estéril, abrir la caja petri y tocar la colonia seleccionada, cerrar la caja petri y mezcla la colonia en el portaobjeto, en dado caso que sean más colonias volver a repetir el proceso (todo en área estéril). Al terminar, fijar al calor, pasando el frotis sobre la flama y sobre el dorso de la mano, para probar que no se quemen las colonias, hasta que quede fijado el frotis (no haya humedad). 4. TEÑIR AL GRAM, a) cubrir el frotis fijado con cristal violeta, dejar actuar 1 minuto, desechar, y lavar con

agua de la llave, escurrir. b) Cubrir con lugol (mordiente), dejar actuar 1 minuto, desechar, y lavar con agua de la

llave, escurrir. c) Decolorar con alcohol acetona durante 10 segundos, desechar y escurrir. d) Cubrir con safranina (contracolor) dejar actuar durante 20 segundos, desecha, lavar

con agua de la llave, escurrir. e) Dejar inclinada la preparación en caso de realizar otra cosa, si se tiene prisa secar por

debajo de la preparación con un trozo de papel higiénico y secar a contra aire, ya seca, Ahora si…

5. OBSERVACIÓN MICROSCÓPICAMENTE, Con objetivo de 10x enfocar y pasar directamente a 100x (sin pasar por 40x) con aceite de inmersión. (Depositar 1-2 gotitas de aceite de inmersión en el extremo del frotis teñido, levantar el frotis para que escurra el aceite sobre las colonias teñidas y leer microscópicamente.

Examen macroscópico

Medio EMB

Medio SS

Medio ASA

Medio SIM

Medio ADS

Col. 1

Forma Irregular Irregular

Circular (PARA LEVADURAS) Tamaño 5mm 2mm 1mm

Borde Entero Entero Entero

Elevación Convexa Plana Plana

Pigmento Violeta Guinda

Rosa Lechoso

Examen microscópico

Gram ( )

Gram ( )

Filamentos

o

Enter

o

Lobulado Aserrado Ondulado

INTERPRETACION DE BIOQUIMICAS Y ANTIBIOGRAMA

BIOQUIMICAS

o OBJETIVO: El alumno sabrá diferenciar los colores, formas, reacciones y demás entre

bioquímicas y antibiograma.

o METODOLOGÍA: Observar las bioquímicas en área estéril y adicionas los reactivos

correspondientes si se requiere al igual que la observación de medios de cultivo.

Bioquímicas:

MIN Resultados: 1-Movilidad:

-Resultado positivo: presencia de turbidez o crecimiento más allá de la línea de siembra.

-Resultado negativo: crecimiento solamente en la línea de siembra.

2- Reducción de Nitritos a Nitratos: - Nitratos blancequecino, nitritos rojizo, especies reducidas;

coloración rojiza mas polvo de Zn (nitritos). - El nitrito reacciona con 2 reactivos: 1) acido sulfanilico y 2)

dimetil naftilamina. La reacción de color se debe a la formación de un compuesto.

CS Resultados: -Positivo: crecimiento y color azul en el pico, alcalinidad. -Negativo: el medio permanece de color verde debido a que no hay desarrollo bacteriano

y no hay cambio de color.

Negativo

Sin inocular

Positivo

AU Resultados: El medio lleva como indicador Rojo fenol. - Se torna amarillo cuando es negativo. - rosa cuando es positivo.

LIA Resultados: 1-Decarboxilación de la lisina:

-Prueba Positiva: Pico violeta/fondo violeta. -Prueba Negativa: Pico violeta/fondo amarillo. 2-Desaminación de la lisina:

-Pico rojizo/fondo amarillo. Esto sucede con cepas del género Proteus, Providencia y alguna cepas de Morganella spp. 3-Producción de ácido sulfhídrico:

-Prueba positiva: Ennegrecimiento del medio (especialmente en el límite del pico y fondo)

FA Resultados: Reactivo Cloruro Férrico (5 gotas)

Positivo à Color Verde

Negativo à Color Amarillo (original).

Agar Urea (-)

Agar Urea (+)

TSI Resultados: Pico alcalino/fondo alcalino: no hay fermentación de azucares. Característica de

bacterias no fermentadoras como Pseudomonas sp. · Pico alcalino/fondo ácido: Glucosa fermentada, lactosa ni sacarosa fermentadas.

Shigella spp. Pico alcalino/fondo negro: Glucosa fermentada, ni lactosa ni sacarosa fermentada,

producción de ácido sulfhídrico. Salmonella spp. Pico ácido/fondo ácido: Glucosa y lactosa y/o sacarosa fermentadas. Puede producirse

SH2 o no. Escherichia coli.

Sin inocular

KIA Resultados: 1-Picoalcalino / fondo ácido (pico rojo/fondo amarillo): el microorganismo solamente

fermenta la glucosa. 2-Pico ácido /fondo ácido (pico amarillo/fondo amarillo):el microorganismo fermenta

glucosa, y lactosa. 3-Pico alcalino/fondo alcalino (pico rojo/fondo rojo): el microorganismo es no fermentador

de azúcares. 4-La presencia de burbujas, o ruptura del medio de cultivo, indica que el microorganismo

produce gas. 5-El ennegrecimiento del medio: indica que el microorganismo produce ácido sulfhídrico.

MR-VP Resultados:

o MR Rojo de Metilo (Reactivo) [5 gotas] -Positivo: si se desarrolla de un color rojo estable. -Negativo: si no cambia de color.

o VP Reactivos A (alfa-naftol) [5 gotas]y Reactivo B (hidróxido de potasio) [2 gotas]

Positivo se torna rojo

Negativo no cambia.

ANTIBIOGRAMA:

o FUNDAMENTO DE LA PRUEBA: Se fundamenta en colocar un disco impregnado con determinada cantidad de

antimicrobianos, sobre un medio solido (Hinton mueller) inoculado con bacterias, el antimicrobiano difundirá hasta el interior de la difusión; el factor crítico será que el disco contenga la cantidad correcta de cada antimicrobiano.

☆ CADA MULTIDISCO CONTIENE APROX. ☆

→ MULTIDISCOS GRAM POSITIVOS ←

Ampicilina AM 10mcg Eritromicina E 15 mcg

Cefalofina CF 30 mcg Gentamicina GE 10 mcg

Cefotaxina CTX 30 mcg Pefloxacina PEF 5 mcg

Ceftazidina CAZ 30 mcg Penicilina PE 10 U

Cefuroxina CXM 30 mcg Tetraciclina TE 30 mcg

Dicloxaciclina DC 1 mcg Trimetropim SXT

Sulfametoxazol 25 mcg

→ MULTIDISCOS GRAM NEGATIVOS ←

Amikacina AK 30 mcg Cloranfenicol CL 30 mcg

Ampicilina AM 10 mcg Gentamicina GE 10 mcg

Carbenicilina CB 100 mcg Netilmicina NET 30 mcg

Cefalotina CF 30 mcg Nitrofunnanticina NF 300 mcg

Ceftriaxona CRO 30 mcg Trimetroprim SXT

Sulfametoxazol 25 mcg

→ MULTIDISCOS COMBINADOS ←

Amikacina AK 30 mcg Enoxacina ENX 10 mcg

Ampicilina AM 10 mcg Eritromicina E 15 mcg

Cefalotina CF 30 mcg Gentamicina GE 10 mcg

Celftriaxona CRO 30 mcg Netrilmicina NET 30 mcg

Cloranfenicol CL 30 mcg Penicilina PE 10 U

Dicloxaciclina DC 1 mcg Trimetropim SXT

Sulfametoxazol 25 mcg

o MANEJO DE LA PRUEBA

a) En una caja con Hinton Mueller, con 25 mls del medio solidificado, las placas se guardan en el refrigerador selladas y con la tapa hacia abajo; (para evitar contaminación) antes de usarse se sacaran las placas de HM para su ambientación (30 minutos antes) para eliminar la humedad excesiva.

b) Con el asa bacteriológica estéril y fría, en el área estéril, se toma la colonia patógena de otra placa inoculada y se estría o se incuba mediante un emparrillado fino en la placa de HM, la inoculación debe ser homogénea al terminar se esteriliza el asa, se deja y

c) Tomamos una pinza, la introducimos en alcohol y la llevamos a la flama, la llevamos al área estéril que termine de arder, enfriar, ya estéril fría, tomamos una caja que contienen los sencidiscos, la destapamos en el área estéril y tomamos con la pinza un sencidisco, tapamos la caja (área estéril) tomamos con la otra mano la placa del emparrillado fino y colocamos el sencidisco con las letras hacia el fondo en el centro del emparrillado (área estéril) con la misma pinza presionamos el sencidisco en diferentes áreas del mismo para que se adhiera al emparrillado, cerramos la caja, Se sella la caja, se etiqueta y se lleva a incubar colocándola n la incubadora con la tapa hacia abajo a 37°C por 24hrs.

Pd. Después de haber pasado las 24 hrs. Se hace la observación; hay que recordar que se debe limpiar la mesa y encender el mechero Fisher antes de:

a) Quitamos el encintado, abrimos la caja en el área estéril, para visualizar los halos; es decir

la ausencia de bacterias o el desarrollo de ellas. b) La medición de los halos de inhibición se hace con una regla o plantilla para medir los mm

correspondientes, se requiere una fuente luminosa para visualizar la presencia o ausencia de los halos. La lectura se efectúa sobre la superficie del agar. (Caja sellada, a través del fondo se observan los halos, en los cuales se miden con la regla pegados a la caja petri en el halo correspondiente).

c) El velo o swamin que produce el Proteus spp se descarta. Porque cubren los halos y no permiten leerlos.

o INTERPRETACIÓN DE

RESULTADOS: Clasificación:

Resistentes ® Intermedios (I) o susceptibles (S) Dependiendo del diámetro del halo de

inhibición (incluyendo los 6mm del disco); según la tabla de referencia.

INTERPRETACION DE RESULTADOS

o OBJETIVO: El alumno identificara cada una de las características y reacciones macroscópicas

en cada medio y sensibilidad o resistencia en el antibiograma.

o METODOLOGÍA:

a) Limpiar la mesa y esterilizarla b) Sacar las bioquímicas de la estufa bacteriológica y el antibiograma, limpiarlas

para quitarles la humedad. c) Y en el área estéril interpretar e identificar las bioquímicas y el antibiograma.

o RESULTADOS:

BIOQUÍMICAS:

Resultados:

ANTIBIOGRAMA:

Salmonella Shigella (SS)

Sensibilidad Resistente

Gram Negativo

CF Total AM

CRO Total GE

CTX Total

SXT Total

NET Total

PEF Total

NF Total

AK Total

CL Total

CB Total

MIN CS AU LIA FA TSI KIA MR-VP

SS

COL

1

Motilidad (-)

(--)

Enzima Ureasa

(-)

Variable (Fenil-ananina (-)

* Gas

Kliger

(+)

(-)

Rojo de metilo: (-)

VP:

reacivo A [alpha-naphthol] (-)

Reactive B [Hidróxido de potasio] (-)

Indol (+)

Alcalini-zó:

Lactosa

Sacaro-sa

SH2 (+)

Reactivo: 1) acido

sulfanilico 2) dimetil & Naftilamina

.

Fermen-tó:

Glucosa

SEP DGETI SEMS Tuxtepec, OAX.

APLICAR TÉCNICAS BACTERIOLÓGICAS BÁSICAS

PRÁCTICA

UROCULTIVO

NOMBRE DEL PACIENTE: _ Donají Francisco Reyes__ SEXO: F EDAD: 6 AÑOS FECHA: 06/06/11 HORA: 9:40AM

REPORTE

EXAMEN MACROSCÓPICO:

Muestra: Orina Cantidad: 10 mls Color: Amarillo Aspecto: Turbio Cultivo:

SS: tamaño 2mm; margen Entero; elevación plana; pigmentación rosa.

EMB: tamaño 4-6mm; borde Entero; elevación convexa; pigmentación violeta rosácea. Colonia mucoide

Bioquímicas: motilidad (-), Indol (+), carbono (-), Fa (-), TSI

gas/fermentación de glucosa/alcalinización de lactosa y sacarosa/ H2S (+), KIA (+) H2S (+), MR-VP (-)

EXAMEN MICROSCÓPICO: Bacilos gram (-) (observación en microscopio de luz)

o Bacteria identificada: Enterobacter

OBSERVACIONES:

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ANALISTA:

AUREA AIDA AGUILAR FELIPE 6°“AL”

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