universidad tÉcnica estatal de...

UNIVERSIDAD TÉCNICA ESTATAL DE QUEVEDO

FACULTAD DE CIENCIAS PECUARIAS

ESCUELA DE INGENIERÍA AGROPECUARIA

TESIS DE GRADO

PREVIO A LA OBTENCIÓN DEL TÍTULO DE

INGENIERO AGROPECUARIO

TEMA

Integración de inductores de resistencia con aplicación foliar e inyección en el

control de la sigatoka negra (Mycosphaerella fijiensis Morelet) en banano y

plátano.

AUTOR

TOMAS GABRIEL NARVÁEZ VELOZ

DIRECTOR DE TESIS

Ing. MSc. Ignacio Sotomayor Herrera

QUEVEDO-ECUADOR

2014

v

A mi Madre Genara Veloz y mi Padre Euro Narváez quienes fueron un pilar

fundamental para hoy llegar a ser quien soy, además estuvieron presentes

todos los días para brindarme cariño, comprensión y valor, son aquellos que

velaron por mi salud, mis estudios, mi educación dentro y fuera de la casa, mi

alimentación entre otros.

A mis hermanos Christiam y Stalin Narváez, mis hermanas María, Angélica,

Clara y Nicole Narváez, quienes han estado acompañándome desde niños y

han compartido todos esos secretos y aventuras que solo se pueden vivir entre

hermanos y que han estado siempre alertas ante cualquier problema que se

me pudiera presentar a veces sin el conocimiento de mis padres, gracias.

A mi esposa Vanessa Benavides y mi hijo Mathías Narváez, quienes llegaron a

mi vida durante el trayecto de mi preparación, convirtiéndose en mi nueva

familia y por tanto en personas que dependían de mi responsabilidad y a

quienes cada dia me dieron el ánimo suficiente para sobrevivir y además a

quienes tengo que dar un buen ejemplo de superación y llegar a lograr todo lo

que me proponga para que algún día se puedan sentir orgullosos, muchas

gracias.

A la Escuela de Ingeniería Agropecuaria de la Facultad de Ciencias Pecuarias

perteneciente a la Universidad Técnica Estatal de Quevedo, particularmente a

los docentes y personal administrativo, por su apoyo y conocimientos

adquiridos durante mi etapa estudiantil.

A la Estación Experimental Tropical Pichilingue del INIAP, por permitirme y

facilitarme el uso de las instalaciones para la realización de la presente

investigación.

A la Secretaria de Educación Superior, Ciencia, Tecnología e Innovación

(SENESCYT) quienes junto al INIAP ofertaron la beca para realizar el presente

estudio.

Al Ing. Ignacio Antonio Sotomayor Herrera, quien aparte de ser mi Director de

tesis, mi jefe en el INIAP, lo considero mi amigo y un personaje esencial en el

desarrollo del aprendizaje adquirido, le agradezco por su asesoramiento

científico y estímulo para seguir creciendo personal e intelectualmente. Es

vi

verdaderamente un honor el haber realizado este trabajo bajo su dirección y le

aseguro que nunca lo decepcionaré y estaré siempre muy agradecido por

haber dedicado parte de su valioso tiempo a ello.

Al Ing. José Villacís, Director de la Estación Experimental Tropical Pichilingue

del INIAP, por su apoyo y las facilidades prestadas para poder realizar mi

investigación en esta institución.

Al Ing. Antonio Bustamante Gonzales por su acompañamiento y guía en las

actividades realizadas en el campo y en la oficina al momento de realizar mi

trabajo de investigación, por su compromiso y solidaridad, muchas gracias.

A mis compañeros del Programa de Banano, Plátano y otras musáceas de la

EET Pichilingue, en especial William Camacho, además Pedro Terrero, Luis

Intriago, Juan Yépez, Jorge López, Alexis Guerra y Byron Aguirre, quien

aportaron laboral y emocionalmente en la ejecución del presente estudio,

muchas gracias.

Al personal de la Unidad de Documentación de la EET Pichilingue conformado

por Ing. Verónica Zambrano, Ing. Eliana Velázquez y la Lcda. Isaura Llerena

Luna, quienes supieron brindarme su apoyo incondicional durante el desarrollo

del presente trabajo de investigación mi estancia en esta institución y la

duración de este trabajo de investigación, muchas gracias.

Finalmente a una persona muy importante durante la etapa del desarrollo de mi

trabajo de investigación, por haber insistido cada día e incitado a la lectura y a

la preparación profesional, siendo un referente y un ejemplo a seguir, y aunque

por razones profesionales tuvo que salir del país para realizar estudios de

postgrado, siguió apoyándome, gracias por todo compañero y amigo Ing. Galo

Cedeño García.

Al personal de campo, los señores Milton Carranza, Carlos Carranza y Mauricio

Vascones por su valiosa colaboración y apoyo en las labores realizadas en el

campo.

A todos quienes no menciono por la extensa lista que sería pero que de una u

otra forma contribuyeron a la realización del presente trabajo de investigación.

Y a todos aquellos a quien no menciono por lo extensa que sería la lista.

GRACIAS A TODOS

vii

El presente trabajo de investigación va dedicado a mi hijo Mathías, la fuente

más importante de mi inspiración, que todos y cada uno de los días me

impulsaba a seguir adelante.

A mi Madre Genara Veloz especialmente con todo mi amor, quien me ha

enseñado con su ejemplo a rebasar las barreras que la vida me ha presentado

y que estoy seguro me servirá para toda mi vida profesional y personal, quien

me enseñó además a querer ser mejor cada día, a entender que no hay nada

imposible y que tan solo sólo hay que proponerse un objetivo y de ser

necesario sacrificarse, para lograr las metas y los sueños que nos planteamos.

A mi Padre Euro Narváez por ser la fuente de mi fortaleza, mi inspiración, mi

coraje y motivación, para así enfrentar las desavenencias que la vida nos

depara y salir victorioso.

A mi querida compañera sentimental, mi amiga y esposa Vanessa Benavides,

por estar ahí en pie de lucha junto conmigo, soportando todos los buenos y

malos momentos que me tocó enfrentar en este trayecto de consecución del

título profesional.

A mis hermanos Christiam, Stalin, María Fernanda, Angélica, Clara y Nicole,

quienes me apoyaron emocional y económicamente, sin ellos y junto a todos

los anteriormente nombrados, no hubiese llegado hoy, en este documento a

estar escribiendo sus nombres y dedicándoles mi trabajo de tesis.

“Alguna vez solo fue un Sueño, luego se volvió una Meta, ahora ya es una

REALIDAD”

viii

ÍNDICE DE GENERAL

Contenido Página

v

vii

INDICE DE FIGURAS xii

RESUMEN xix

ABSTRACT xxi

CAPÍTULO I ........................................................................................................ 1

I. MARCO CONTEXTUAL DE LA INVESTIGACIÓN ......................................... 2

1.1. Introducción 2

1.2. Justificación 5

1.3. Objetivos 6

1.3.1. Objetivo General 6

1.3.2. Objetivos Específicos 6

1.4. Hipótesis de investigación 6

CAPÍTULO II ....................................................................................................... 7

II. MARCO TEÓRICO ......................................................................................... 8

2.1. Aspectos generales del cultivo de Musáceas 8

2.2. La Sigatoka negra 8

2.2.1. Clasificación taxonómica .................................................................... 10

2.2.2. Ecología y biología de la enfermedad ................................................ 10

2.2.3. Etiología y ciclo de la enfermedad ..................................................... 12

Figura 1. Ciclo de vida de M. fijiensis (El Hadrami, 2000) 13

2.2.4. Evolución de la enfermedad en la planta ........................................... 14

Figura 2. Etapas de desarrollo del hongo Mycosphaerella fijiensis en hojas

de plantas de banano. Tumbaco (2011). 15

2.2.4. Manejo de la enfermedad .................................................................. 16

2.2.4.1. Combate Químico ............................................................................. 16

2.2.4.2. Control Cultural .................................................................................. 17

2.2.4.3. Control Biológico ................................................................................ 18

2.2.5. Inducción de resistencia sistémica adquirida o Inducida en plantas 20

ix

2.2.6. Antecedentes en otros patosistemas 24

2.2.7. Antecedentes de inducción de resistencia en banano 25

CAPÍTULO III .................................................................................................... 27

III. METODOLOGÍA DE LA INVESTIGACIÓN ................................................... 28

3.1. Ubicación 28

3.1.1. Ubicación política 28

3.2. Diseño de la investigación 28

3.2.1. Tipo de investigación 28

3.3. Descripción de la metodología para experimentos en Plátano

(AAB) y Banano (AAA) 28

3.3.1. Dimensiones de los lotes experimentales. 29

3.3.2. Descripción de los tratamientos para Plátano y Banano 29

3.4. Cronograma de aplicaciones de tratamientos en Plátano y banano 30

3.5. Diseño experimental 31

3.6. Variables registradas 33

3.6.1. Índice y Promedio Ponderado de infección de Sigatoka Negra a la

floración y cosecha (%) (IIFC %). 33

3.6.2. Número de hojas funcionales a la floración y cosecha 33

3.6.3. Días a la floración y cosecha 33

3.6.4. Área foliar funcional a la floración y cosecha (m2) 33

3.6.5. Peso del racimo (kg) 34

3.6.6. Número de manos por racimo 34

3.6.7. Número de frutos por racimo 34

3.6.8. Diámetro del fruto 34

3.6.9. Altura de planta (m) 34

3.6.10. Perímetro del pseudotallo (cm) 35

3.6.11. Ratio. 35

3.6.12. Rendimiento (R) 35

3.7. Manejo Agronómico y sanitario de los experimentos 35

3.7.1. Deshije 35

3.7.2. Deshoje y cirugía fitosanitaria 35

3.7.3. Deschante 36

3.7.4. Fertilización 36

x

3.7.5. Control de Malezas 36

3.7.6. Riego 36

3.7.7. Labores de protección de la fruta 36

3.7.8. Deschive 37

3.7.9. Cosecha 37

3.7.10. Descripción de los productos Inductores de resistencia utilizados

en la investigación 38

3.7.10.1.Sa.bio SL 38

3.7.10.2.Rezist 38

3.7.10.3.Induktor 38

3.7.10.4.Inmuneguard 39

3.7.10.5.Fitoalexin 40

3.7.10.6.BSK 100 40

3.7.10.7.Concat G3 41

3.7.10.8.Plandak 41

CAPÍTULO IV .................................................................................................... 43

IV. RESULTADOS Y DISCUSIÓN ................................................................... 44

4.1.1. Índice de infección (%) de Sigatoka negra a floración y cosecha en

el cultivo de Banano 45

4.1.2. Área foliar funcional en banano (m2) 56

4.1.3. Número de hojas funcionales en el cultivo de banano 61

4.1.4. Días a floración y cosecha en el cultivo de banano 63

4.1.5. Perímetro del pseudotallo y altura de planta en el cultivo de banano 64

4.1.6. Peso del racimo, número de manos, número de frutos y grado del

fruto de banano. 64

4.1.7. Número de cajas por hectárea y racimos por caja en el cultivo de

banano 69

4.2. Los resultados y la discusión de los aspectos relacionados a la

aplicación de los productos inductores de resistencia a Sigatoka

negra por vía foliar e inyección al pseudotallo en el cultivo de

plátano se indican a continuación. 71

4.2.1. Índice de infección (%) de Sigatoka negra a la floración y cosecha

en el cultivo de plátano 72

4.2.2. Área foliar funcional en plátano (m2) 78

4.2.3. Número de hojas funcionales en plátano 80

xi

4.2.4. Días a floración y cosecha en el cultivo de plátano 83

4.2.5. Perímetro del pseudotallo y altura de planta en el cultivo de plátano 85

4.2.6. Peso del racimo, número de manos, número de frutos y grado de la

fruta de plátano 85

4.2.7. Número de cajas por hectárea y racimos por caja en el cultivo de

plátano 88

4.3. Evaluación semanal de Sigatoka negra en banano cv. Williams y

plátano cv. Barraganete 89

4.4. Análisis de regresión 92

4.4.1. Análisis de regresión entre las variables índice de infección de

Sigatoka negra a la etapa de floración y cajas/hectárea en el cultivo de

banano 92

4.4.2. Análisis de regresión entre las variables área foliar funcional a

floración y cajas/hectárea en el cultivo de banano 94

4.4.3. Análisis de regresión entre las variables hojas funcionales a

floración y cajas por hectárea en el cultivo de banano 95


Sigatoka negra a la floración y cajas por hectárea el cultivo de plátano. 97

4.4.5. Análisis de regresión entre las variables área foliar funcional a

floración y cajas por hectárea en el cultivo de plátano 98

4.4.6. Análisis de regresión entre las variables hojas funcionales a

floración y cajas por hectárea en el cultivo de plátano 100

CAPÍTULO V................................................................................................... 102

V. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES .............................................. 103

5.1. Conclusiones 103

5.2. Recomendaciones 103

CAPÍTULO VI .................................................................................................. 104

VI. LITERATURA CITADA ............................................................................. 105

ANEXOS ......................................................................................................... 120

xii

INDICE DE FIGURAS

Figura No Página

1. Ciclo de vida de M. fijiensis (El Hadrami, 2000) 13

2. Etapas de desarrollo del hongo Mycosphaerella fijiensis en hojas de

plantas de banano. Tumbaco (2011). 15

3. Interacción de los Métodos de aplicación con los productos Inductores

de Resistencia, en relación al índice de Infección en el cultivo de

banano. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos, 2013. 47

4. Promedios de Infección de Sigatoka negra en el cultivo de banano en

función de los productos Inductores de Resistencia. EET Pichilingue,

INIAP, Quevedo, Los Ríos, 2013. 48

5. Efecto de productos Inductores de Resistencia (Factor B) sobre la

Severidad y Control de Sigatoka negra a la cosecha en el cultivo de

banano. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos, 2013. 49

6. Relación entre el área foliar a la floración y los productos Inductores de

Resistencia a Sigatoka negra en el cultivo de banano. EET Pichilingue,


7. Interacción de los Métodos de aplicación con los productos Inductores

de Resistencia, en relación al área foliar funcional a la floración en el

cultivo de banano, de acuerdo a la escala de Stover modificada por

Gauhl. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos, 2013. 59

8. Relación entre el área foliar a la etapa de cosecha con los productos

Inductores de Resistencia a Sigatoka negra en el cultivo de banano.

EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos, 2013. 61

9. Relación entre las hojas funcionales a la etapa de la cosecha frente a

los productos Inductores de Resistencia a sigatoka negra en el cultivo

de banano. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos, 2013. 62

10. Interacción de los factores Métodos de aplicación por Inductores de

Resistencia, en relación al número de manos por racimo, en el cultivo

de banano. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos, 2013. 65


Resistencia en relación del número de frutos por racimo, en el cultivo

de banano. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos, 2013 67

12. Relación entre el peso neto del racimo (kg) de banano y los productos

Inductores de Resistencia a Sigatoka negra. EET Pichilingue, INIAP,

Quevedo, Los Ríos, 2013. 68

xiii

13. Promedios de cajas por hectárea en relación de los productos

inductores de resistencia, en el cultivo de banano. EET Pichilingue,

INIAP, Quevedo, Los Ríos, 2013 70

14. Relación entre la variable Índice de Infección de Sigatoka negra a la

etapa de cosecha y los productos inductores de resistencia, en el

cultivo de Plátano. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos, 2013. 73

15. Porcentaje de infección y control de la Sigatoka negra en relación a los

productos Inductores de Resistencia aplicados al follaje, en el cultivo de

plátano a la etapa de cosecha. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los

Ríos, 2013. 74


Resistencia, en relación a la variable Índice de Infección de Sigatoka

negra a la cosecha en el cultivo de plátano. EET Pichilingue, INIAP,



Resistencia, en relación a la variable área foliar funcional a la etapa de

cosecha, en cultivo de plátano. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los

Ríos, 2013. 79

18. Interacción Métodos de aplicación por Inductores de Resistencia, en

relación a la variable hojas funcionales a la etapa de cosecha, en el

cultivo de plátano. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos, 2013. 81

19. Interacción Métodos de aplicación por Inductores de Resistencia, en

relación a los días a floración, en el cultivo de plátano. EET

Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos, 2013 84

20. Interacción de los Métodos de aplicación por Inductores de Resistencia

en relación al número de frutos por racimo, en el cultivo de plátano.


21. Promedios de pesos/racimo de plátano en kilogramos, en relación a los

productos Inductores de Resistencia. EET Pichilingue, INIAP,


22. Promedios del número cajas por hectárea del cultivo de plátano, en

relación a los productos Inductores de Resistencia. EET Pichilingue,


23. Comportamiento semanal de la Sigatoka negra en banano con la

aplicación foliar de Inductores de Resistencia expresado en promedio

ponderado de infección (Musa AAA). 90

24. Comportamiento semanal de la Sigatoka negra en plátano con la

aplicación foliar de Inductores de Resistencia expresado en Promedio

ponderado de infección, (Musa AAB). 90

xiv

25. Comportamiento de la Humedad y Temperatura desde la semana 34 a

52 del año 2012 y desde la semana 1 hasta la 8 del año 2013. 91

26. Relación entre el Índice de infección a la floración y la producción

(cajas/ha) en el cultivo de Banano. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo,

Los Ríos, 2013. 93

27. Relación entre el área foliar funcional a la floración y la producción

(cajas/ha) en el cultivo de Banano. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo,

Los Ríos, 2013. 95

28. Relación entre el número de hojas funcionales a la floración y la

producción (cajas/ha) en el cultivo de Banano. EET Pichilingue, INIAP,


29. Relación entre el índice de infección de Sigatoka negra a la floración y

la producción (cajas/ha) en el cultivo de Plátano. EET Pichilingue,


30. Relación entre el área foliar funcional a la floración y la producción

(cajas/ha) en el cultivo de Plátano. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo,

Los Ríos, 2013. 99

31. Relación entre el hojas funcionales a la floración y la producción

(cajas/ha) en el cultivo de Plátano. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo,

Los Ríos, 2013. 101

xv

INDICE DE CUADROS

Cuadro No Página

1 Descripción de las aplicaciones de los tratamientos por aspersión

e inyección en Plátano y Banano. EET Pichilingue, INIAP,

Quevedo, Los Ríos, 2013 29

2 Cronograma de aplicaciones de tratamientos inductores de

resistencia en Plátano y Banano. EET Pichilingue, INIAP,


3 Esquema del análisis de varianza utilizado en la presente

investigación 31

4 Arreglo espacial de las parcelas experimentales de los cultivos de

plátano y banano 31

5 Cuadrados medios de las variables en estudio en el cultivo de

banano cv. Williams, en relación a los métodos de aplicación

(factor A), los productos inductores de resistencia (factor B) y a la

interacción AxB 42

6 Separación de medias en relación a la interacción de los factores

métodos de aplicación y los productos inductores de resistencia

en la variable índice de infección de Sigatoka negra a la etapa de

floración en el cultivo de banano. EET Pichilingue, INIAP,


7 Separación de medias de Índice de la Sigatoka negra en relación

a los productos inductores de resistencia (factor B), en cultivo de

banano en la etapa de cosecha. EET Pichilingue, INIAP,


8 Separación de medias del factor A (métodos de aplicación), factor

B (Inductores de resistencia) y de la interacción de métodos de

aplicación por inductores de resistencia, de la variable área foliar

funcional a la etapa de cosecha en el cultivo de banano. EET

Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos, 2013 56

9 Separación de medias del factor B, inductores de resistencia, en

cultivo de banano en la etapa de cosecha para la variable área

foliar funcional. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos,

2013 58



aplicación por inductores de resistencia, de la variable número de

manos por racimo en el cultivo de banano. EET Pichilingue,


xvi



aplicación por inductores de resistencia, en relación al número de

frutos por racimo en el cultivo de banano. EET Pichilingue, INIAP,


12 Cuadrados medios y significancia de las variables en estudio en

el cultivo de plátano cv. Barraganete, en relación a los métodos

de aplicación (factor A), los productos inductores de resistencia

(factor B) y a la interacción AxB 69

13 Separación de medias de los métodos de aplicación, inductores

de resistencia y de la interacción de estos factores, en relación al

índice de infección de Sigatoka negra a la etapa de floración en

el cultivo de plátano. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos,

2013 71

14 Separación de medias de los métodos de aplicación, inductores

de resistencia y de la interacción de estos factores, en relación al

área foliar funcional a la etapa de cosecha, en el cultivo de

plátano. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos, 2013 79

15 Separación de medias de los métodos de aplicación y de la

interacción del factor métodos de aplicación con los inductores de

resistencia en relación al número de hojas funcionales en la

etapa de cosecha, en el cultivo de plátano. EET Pichilingue,


16 Coeficientes de regresión y estadísticos asociados entre la

variable índice de infección y cajas por hectárea 91


variable área foliar a la floración y cajas por hectárea 92


variable hojas funcionales a la floración y cajas por hectárea 94


variable índice de infección y cajas por hectárea 95


variable área foliar a la floración y cajas por hectárea 97


variable hojas funcionales a la floración y cajas por hectárea 98

xvii

ÍNDICE DE ANEXOS

Anexo No

Página

1.

Resultados del análisis de suelo realizado a los lotes

experimentales de plátano y banano respectivamente.


2. Croquis de campo del experimento de Banano cv

Williams. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos, 201 121

3. Croquis de campo del experimento de plátano cv

Barraganete. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos,

2013. 122

4. Escala de Stover modificada por Gauhl. EET Pichilingue,


5. Hoja de registro de datos semanales de Sigatoka negra.


6. Cronograma de aplicación de fertilizantes a ensayos

experimentales de plátano y banano. EET Pichilingue,


7. Análisis de varianza realizado a la variable índice de

infección de Sigatoka negra a la etapa de floración y

cosecha, realizado al cultivo de banano. EET Pichilingue,


8. Análisis de varianza realizado a la variable área foliar

funcional a la etapa de floración y cosecha, realizado al

cultivo de banano. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los

Ríos, 2013. 126

9. Análisis de varianza realizado a la variable hojas

funcionales a la etapa de floración y cosecha, realizado al

cultivo de banano. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los

Ríos, 2013. 127

10. Análisis de varianza realizado a las variables días a la

floración y cosecha, realizado al cultivo de banano. EET

Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos, 2013. 127

11. Análisis de varianza realizado a las variables perímetro

del pseudotallo y altura de planta, realizado al cultivo de

banano. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos,

2013. 128

12. Análisis de varianza realizado a las variables peso del

racimo, número de manos, número de frutos por racimo y

grado de la fruta, realizado al cultivo de banano. EET


xviii

13. Análisis de varianza realizado a las variables racimos por

cajas y cajas por hectárea, realizado al cultivo de banano.


14. Análisis de varianza realizado a la variable índice de

infección de Sigatoka negra a la etapa de floración y

cosecha, realizado al cultivo de plátano. EET Pichilingue,


15. Análisis de varianza realizado a la variable área foliar

funcional a la etapa de floración y cosecha, realizado al

cultivo de plátano. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los

Ríos, 2013. 130

16. Análisis de varianza realizado a la variable hojas

funcionales a la etapa de floración y cosecha, realizado al

cultivo de plátano. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los

Ríos, 2013. 130

17. Análisis de varianza realizado a las variables días a la

floración y cosecha, realizado al cultivo de plátano. EET


18. Análisis de varianza realizado a las variables perímetro

del pseudotallo y altura de planta, realizado al cultivo de

plátano. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos,

2013. 131

19. Análisis de varianza realizado a las variables peso del

racimo, número de manos, número de frutos por racimo y

grado de la fruta, realizado al cultivo de plátano. EET


20. Análisis de varianza realizado a las variables racimos por

cajas y cajas por hectárea, realizado al cultivo de plátano.


xix

RESUMEN

El problema fitosanitario más importante que afecta a los cultivos de banano y

plátano en el país, es sin duda la Sigatoka negra (Mycosphaerella fijiensis

Morelet); pues, desde su ingreso al país en 1987, ha causado graves pérdidas

y año tras año, los costos de control se tornan más caros y difíciles debido a la

disminución de la sensibilidad del patógeno a los fungicidas utilizados para su

control. En la actualidad la tendencia es reducir el uso de agroquímicos

mediante la adopción de tecnologías amigables con el ambiente. Por esta

razón, se planteó la presente investigación orientada a la búsqueda de

productos que contengan moléculas inductoras de resistencia en las plantas.

Estos compuestos sintéticos se están utilizando en muchos cultivos con

excelentes resultados, lográndose reducir, aunque no sustituir, el uso de

plaguicidas y por ende disminuir la contaminación ambiental. El presente

estudio se realizó en la Estación Experimental Tropical Pichilingue del INIAP,

ubicada en el km 5 de la vía Quevedo- El Empalme, provincia de Los Ríos. En

una zona ecológica, Bosque húmedo tropical. El objetivo general consistió en

determinar el efecto de productos con propiedades inductoras de los

mecanismos de resistencia de las plantas, para su integración a programas de

manejo integrado de la Sigatoka negra en los cultivos de banano y plátano. Los

objetivos específicos fueron: 1) determinar el efecto de ocho productos con

propiedades inductoras de resistencia sobre la incidencia y severidad de la

Sigatoka negra en banano y plátano y (2) evaluar dos métodos de aplicación

de estos productos en banano y plátano. Los productos se aplicaron por vía

foliar y por inyección al pseudotallo, iniciándose a partir de los 5 meses de

edad hasta la cosecha de la primera generación. Las variables evaluadas

fueron: Índice de Infección (%IE), Promedio Ponderado semanal de Infección

(PPI) de Sigatoka negra, a floración y a cosecha, número de días a floración y

cosecha, hojas funcionales y área foliar funcional a floración y cosecha,

diámetro y altura del pseudotallo, peso neto del racimo, número de manos y

frutos por racimo, grado del fruto, y número de cajas por hectárea. Se utilizó un

diseño de parcelas divididas, con tres repeticiones. La separación de las

medias y significación estadística se la realizó con la prueba de rangos

xx

múltiples de Tukey al 5% de probabilidad. Los resultados del experimento,

indican que los productos inductores de resistencia mostraron efectos sobre el

Índice de infección, hojas funcionales y área foliar funcional, donde

sobresalieron los Plandak, Rezist, Inmuneguard y Fitoalexin. El método de

aplicación por la vía foliar resulto ser más adecuado para la aplicación de los

productos inductores de resistencia a Sigatoka negra. En el peso del racimo no

se observaron efectos significativos de los tratamientos en estudio; sin

embargo, los productos Plandak, en el caso del plátano y Sa. Bio SL para el

caso de banano, mostraron una ligera tendencia de mayor efecto en

comparación de los demás productos inductores de resistencia.

xxi

ABSTRACT

The most important phytosanitary problem affecting banana and plantain in this

country is undoubtedly Black Sigatoka, since its first appearance in 1987 it has

caused serious losses, and which costs more to control year after year due to

loss at sensitivity of the fungus to chemicals used to control it. In actuality the

strong tendency to reduce the use of agrochemicals through deployment of

environmentally friendly technologies. For this reason the present investigation

was undertaken, oriented toward a search for molecular inducers of resistance

in the plant, synthetic compounds used in others crops (than banana and

plantain) with excellent results, with which there has been success reducing-but

not eliminating-use of pesticides, thereby reducing environmental

contamination. The present study was carried out in the Pichilingue

Experimental Tropical Research Station of INIAP, located at kilometer 5 on the

Quevedo- El Empalme highway. The general objective was to determinate the

effect of products with inductive properties for resistance mechanisms in plants,

for possible integration into IPM programs for black Sigatoka in banana and

plantain. Specific objectives were: 1) determinate the effects of eight products

with inductive properties for resistance on the incidence and severity of black

Sigatoka on banana and plantain, and 2) evaluate two methods of application of

these products in banana and plantain. The treatments were applied as foliar

and/or injection applications to plants starting at five months of age and

continuing through harvest of the first generations or R0. Variables evaluated

were: weekly infection index (%IE) and weighted mean infection (PPI), of black

sigatoka; days to flowering and harvest; number of functional leaves, and

functional area at flowering and harvest, diameter and height of main stalk, net

weight at racemes, number or hands and fruits, grade of fruit; and number of

racemes and boxes of fruit per hectare. A split plot design with there

replications was used, separation of means was tested with tukey´s test the

5%probability level. Products which showed the best sanitary and productive

results were: Plandak, Inmuneguard, Sa.Bio.SL, Concat G3 y Rezist: all as

foliage applications for both banana and plantain.

xxii

We concluded that the products mentioned apparently release favorable

physiological reactions in the plants that lead to a larger functional foliage area

per leaf, a greater number of functional leaves; both leading to larger and higher

quality yields. This preliminary results will serve as the basis for a second phase

a research which will incorporate these and other new products in a

comparative study with conventional chemical treatments to determinate if

commercial use of these alternative products is feasible.

CAPÍTULO I

I. MARCO CONTEXTUAL DE LA INVESTIGACIÓN

1.1. Introducción

En Ecuador hasta el año 2011, se reportaron 207193,36 y 136323 hectáreas

sembradas de banano y plátano, respectivamente (INEC, 2013);

constituyéndose la actividad bananera y platanera en fuentes generadoras de

divisas, trabajo y alimentos. La industria bananera genera trabajo para un

millón de familias, lo que equivale a más 2,5 millones de personas. Esto

significa que alrededor del 18% de la población se beneficia en una u otra

forma de esta actividad. En el 2011, el sector bananero exportó 284’590.787

cajas (18,14 kilogramos, aproximadamente que equivalen a 7 millones 427 mil

Toneladas de fruta), lo que representó un ingreso aproximado para el país de

2,146 millones de dólares por concepto de divisas y de 260 millones por

concepto de impuestos al Estado. Esto lo convierte en el primer rubro de

exportación del sector privado del país y uno de los principales aportadores

para las arcas del Estado. El volumen de fruta exportada por el Ecuador

representa la tercera parte de la exportación mundial, cifra que representa el

32% del Comercio Mundial del Banano, el 2.5% del PIB total y el 23% de las

exportaciones privadas del país (AEBE, 2013).

El sector platanero por su parte, juega también un papel importante en la

socio-economía del país, pues se reportó en el 2011 una exportación de

217909 toneladas, equivalentes a 9474.304 cajas de 50 libras y al 36% de la

producción nacional. En consecuencia, se estima que al país ingresó

52´108,672 dólares para el sector platanero. Estas estadísticas indican que

alrededor del 64% de la producción nacional se destina para el autoconsumo,

siendo el Plátano uno de los más importantes rubros para la seguridad

alimentaria nacional. La productividad promedio del banano en el país es de

1700 cajas/año/ha, cifra que es menor en relación a la obtenida por los

principales competidores como: Colombia, Costa Rica, Filipinas y Guatemala,

los cuales alcanzan una productividad de 2200, 2500, 3000 y 3000

3

cajas/año/ha, respectivamente (AEBE, 2013). Por otra parte, la productividad

del plátano en el país también es relativamente baja, apenas de 5 t/ha, en

comparación con Colombia que es el principal productor y exportador en

América latina, cuya productividad sobrepasa las 20 t/ha (Belalcázar, 1991).

Se considera que la baja productividad registrada en el país es consecuencia

de muchos factores bióticos y abióticos, que en los últimos años se están

evidenciando con mayor severidad. Uno de estos problemas, quizás el más

importante que afecta al banano y plátano, es sin duda la Sigatoka negra

(Mycosphaerela fijiensis Morelet), pues desde su ingreso al país en 1987, ha

causado graves pérdidas, y año tras año los costos de manejo de la

enfermedad se tornan más caros y difíciles, debido a la disminución de la

sensibilidad del patógeno a los fungicidas utilizados para su control (Guzmán y

Vargas, 2000). La mayor presión de inóculo se debe más al inadecuado control

de la enfermedad en alrededor de 60.000 ha de banano y la presencia de

plataneras vecinas a bananeras que no realizan ningún tipo de manejo, lo cual

agrava aún más el problema. Las 60.000 ha de banano están en manos de

pequeños productores de bajos recursos económicos, quienes no tienen

asesoría técnica y por consiguiente solo realizan prácticas de control cuando

disponen de recursos económicos y usualmente las aplicaciones las realizan

con aspersoras motorizadas de espalda, sin obtener buena cobertura de los

tratamientos fungicidas .

Es por tal motivo que se ha intensificado la búsqueda de sistemas y productos

alternativos de control de esta enfermedad, con la finalidad de disminuir el uso

de agroquímicos y reducir los costos de manejo en los que se incurre para su

control, la cual ha traído consigo un sinnúmero de amenazas sobre el entorno

social, ambiental y económico que rodea este cultivo. Muchas de las

investigaciones que se realizan actualmente se han orientado en la búsqueda

de bioproductos de origen vegetal, animal o microbiano como formas de control

alternativo. También hay grandes expectativas en los inductores de resistencia;

debido a que en la naturaleza, las plantas se encuentran expuestas a muchos

microorganismos patogénicos, pero éstas tienen la capacidad de utilizar varias

4

estrategias de defensa, en función de la constitución genética que tienen tanto

el hospedero como el patógeno (Riveros et al., 2004). La tendencia es cada

vez mayor para reducir el uso de agroquímicos, mediante la utilización de

tecnologías amigables con el ambiente, razón por la cual los investigadores

están encaminando sus investigaciones a la búsqueda de moléculas inductoras

de resistencia hacia enfermedades importantes como la Sigatoka negra.

La inducción de Resistencia Sistémica Adquirida (SAR) o Resistencia

Sistémica Inducida (ISR) en las plantas, es un concepto antiguo pero que

recientemente se empieza a comprender su funcionamiento y en la actualidad

se desarrollan muchos estudios encaminados a manejar este conocimiento.

Las plantas a través de su proceso evolutivo han adquirido la capacidad de

auto defenderse de sus enemigos nocivos, mediante la biosíntesis de

compuestos preformados o inducidos. En las plantas existe un excelente

potencial de “metabolitos secundarios” (compuestos preformados) presentes en

concentraciones variables en todos los tejidos, cuya función prioritaria es la

defensa contra microbios nocivos, a diferencia de las fitoalexinas que se

sintetizan o inducen en respuesta a una invasión microbiana (Agrios 2005). La

resistencia es la capacidad que tiene una planta para retardar el desarrollo de

una enfermedad, siendo un concepto relativo ya que todas las plantas cuentan

con resistencia o de lo contrario éstas se habrían extinguido (Aráuz, 1998).

La resistencia está determinada genéticamente y puede ser innata, si no

requiere de una inducción previa al ataque del patógeno, o ser inducida por

métodos biológicos, químicos o físicos. La resistencia inducida es un fenómeno

cuyo estudio y aplicación son relativamente nuevos, pero las perspectivas de

su uso en la agricultura son grandes (Aráuz, 1998), ya que es más difícil que

los patógenos logren desarrollar resistencia a los métodos de control biológicos

(Gutiérrez, 1996). Además, la inducción de resistencia tiene la ventaja de tener

la promoción de crecimiento como fenómeno relacionado. Este crecimiento se

da como consecuencia de la eliminación de la actividad de microorganismos

deletéreos, es decir, aquellos organismos que afectan en forma negativa el

5

crecimiento de las plantas, pero no necesariamente parasitan el tejido vegetal,

por lo que se presenta una condición secundaria favorable relacionada con el

mayor vigor de la planta (Gutiérrez, 1996).

Con el conocimiento de las reacciones de defensa de las plantas y los

compuestos bioquímicos que intervienen en el proceso, se han sintetizado

compuestos bioquímicos análogos a los que utiliza la planta en sus reacciones

de defensa. Estos compuestos sintéticos inductores de resistencia, se están

utilizando en muchos cultivos, dando excelentes resultados; con los cuales se

ha logrado reducir aunque no sustituir, el uso de pesticidas y por ende reducir

la contaminación ambiental (Ordeñana, 2002). Dada la importancia de los

cultivos de Banano y Plátano en Ecuador y América Latina, y como respuesta

a la necesidad existente de buscar nuevas herramientas tecnológicas que

contribuyan al manejo de Sigatoka negra, la presente investigación tuvo como

objetivo evaluar el efecto de diferentes productos considerados con

propiedades inductoras de resistencia para el manejo de la enfermedad en los

cultivos de Banano y Plátano.

1.2. Justificación

El uso de productos que contienen inductores bioquímicos de resistencia tales

como ácido salicílico, monosilísico, shiquímico, Jasmónico, etc., ha sido una

temática muy estudiada en los últimos años para inducir Resistencia Sistémica

Adquirida (SAR) o Resistencia Sistémica Inducida (ISR) en las plantas

afectadas por organismos patógenos. La resistencia natural de los vegetales

a organismos patógenos, es básicamente el efecto combinado de barreras

preformadas y mecanismos inducibles en las plantas. La utilización

indiscriminada y contaminante de fungicidas sintéticos utilizados para el control

de Sigatoka negra, así como la pérdida de sensibilidad de su agente causal

Mycosphaerella fijiensis hacia las principales moléculas utilizadas para su

control, amerita un esfuerzo por buscar factores de resistencia inducida que

contribuyan a una resistencia fisiológica adquirida de las plantas hacia ésta y

otras enfermedades.

6

Las sustancias inductoras de resistencia son moléculas señalizadoras que se

sintetizan naturalmente en el metabolismo secundario de las plantas, cuando

éstas activan sus mecanismos de defensa. Sin embargo, bajo ciertas

circunstancias los vegetales son incapaces de activar ese mecanismo. Por

estas razones, las últimas investigaciones orientadas a fortalecer el sistema

defensivo de las plantas, se han encaminado a la aplicación exógena de

inductores sintéticos disponibles en el mercado, dando resultados

satisfactorios en muchos cultivos. Por las razones y problemáticas ya descritas,

se hizo necesario llevar a cabo varias actividades y experimentos a nivel de

campo, para poder cumplir con los objetivos planteados en el presente

proyecto de investigación.

1.3. Objetivos

1.3.1. Objetivo General

Establecer el efecto de productos inductores de resistencia con

aplicación foliar e inyectado al pseudotallo a fin de controlar la Sigatoka

negra en los cultivos de banano y plátano.

1.3.2. Objetivos Específicos

Determinar el efecto de 8 productos con propiedades inductoras de

resistencia sobre la incidencia y severidad de la Sigatoka negra en

banano y plátano.

Especificar las ventajas de dos métodos de aplicación de los productos

en banano y plátano

1.4. Hipótesis de investigación

Hay productos que poseen propiedades inductoras de resistencia a la

Sigatoka negra en banano y plátano.

Los métodos de aplicación de los productos inductores de resistencia a

Sigatoka negra en banano y plátano tienen efectos diferenciados.

7

CAPÍTULO II

8

II. MARCO TEÓRICO

2.1. Aspectos generales del cultivo de Musáceas

Los bananos y plátanos (Musa spp.) son plantas herbáceas, poliploides y

perennes ampliamente adaptadas a regiones tropicales y subtropicales. En

este tipo de plantas se distinguen tres piezas importantes: el cormo con

hijuelos y el sistema radical, el pseudotallo con el sistema foliar y el racimo o

inflorescencia. Dos especies diploides de 22 cromosomas cada una, M.

acuminata Colla (genoma A) y M. balbisiana Colla (genoma B), son los

ancestros comunes de todas las variedades triploides y tetraploides conocidas

(Simmonds y Shepherd, 1955; Robinson y Saúco, 2010). El tamaño del

genoma de Musa fue determinado como 550 Mbp en M. balbisiana y 600 Mpb

en M. acuminata (Lisak et al., 1999). Este es más grande que los genomas de

algunas especies como arroz o Arabidopsis thaliana, pero más pequeño que

algunos cereales como la cebada o el centeno. Los 11 cromosomas que

conforman el conjunto haploide son relativamente pequeños y todos tienen un

tamaño similar con 50 Mpb de DNA (Osuji et al.,1998).

La especie Banano de Musa acuminata es una de las más importantes

cultivadas más importante en el mundo en términos de producción y consumo.

Este cultivo se cosecha en los trópicos de muchos países en desarrollo, en

donde proporciona un alimento básico para gran parte de la población. Se

considera un alimento de alto nivel energético, rico en minerales y vitaminas,

con un periodo de vida media (Manrique, 2007; Robinson y Saúco, 2010).

2.2. La Sigatoka negra

La Sigatoka negra es causada por el hongo Mycosphaerella fijiensis Morelet

(Pseudocercospora fijiensis (Morelet) Deighton, anamorfo. También se conoce

como mancha negra de la hoja y es considerada la enfermedad foliar más

destructiva y costosa de los plátanos y bananos a nivel mundial (Carlier et

al.,2000, Pasberg-Gauhl et al.,2000). Es la enfermedad económicamente más

importante en Latinoamérica y el Caribe que afecta a los cultivares de Musa.

Actúa a nivel foliar causando la destrucción progresiva del follaje, acompañada

de una fuerte necrosis que afecta al proceso fotosintético, tanto por la acción

9

del patógeno como de las toxinas difundidas por el patógeno, haciendo que la

planta llegue a la floración con un reducido número de hojas funcionales,

perjudicando el eficiente llenado de frutos y acelerando el proceso de

maduración de la fruta, lo que genera grandes pérdidas en la fase de

comercialización (Mourichon et al., 2000; Barrios, 2006).

La severidad de la enfermedad se magnifica en un sistema agrícola como el de

las Musáceas, en el cual la propagación vegetativa (reproducción asexual) y el

cultivo en grandes extensiones de tierra de un clon genéticamente uniforme, lo

hace altamente vulnerable a ataques epidémicos de la enfermedad (Clay y

Kover, 1996). La enfermedad tiene la capacidad de reducir la producción en un

50% o más en fincas de pequeños productores, al no realizar las prácticas de

manejo adecuado. Su impacto en los países productores ha sido devastador en

los últimos 30 años; ocasionando importantes pérdidas en la producción. En

Ecuador hasta el 2002 se invertían más de 60 millones de dólares anuales en

fungicidas aplicándose alrededor de 25 a 29, 20 a 24 y 12 a 16 ciclos/ha/año,

en las provincias de Los Ríos, Guayas y El Oro, respectivamente (Martillo y

Solano, 2003).

En los últimos años el hongo causante de la enfermedad, ha desarrollado

resistencia a los fungicidas sistémicos reduciendo su efectividad en más del

50%. En la actualidad el problema es aún manejable para los grandes

productores dedicados a la exportación, pero no para los medianos

cultivadores, dado el alto costo que representa un control (Osorio, 2006;

Espinoza, 2007). Por otra parte, la naturaleza compleja de este patógeno, le

da un gran potencial de adaptación a nuevas condiciones climáticas, a nuevos

fungicidas y genotipos hospederos (Ploetz, 2000).

Las evaluaciones en campo bajo condiciones de infección, han sido durante

mucho tiempo el único método disponible para evaluar y seleccionar genotipos

de Musa resistentes a M. fijiensis (Chaerani, 2006) las mismas que deben

estar validadas por comparación de los genotipos de interés con cultivares de

referencia en pruebas multilocales (Mourichon, 1997; Carlier et al., 2003). Sin

embargo, Pérez et al., (2006), manifiestan la potencialidad del empleo de

fragmentos de hojas como una metodología para comparar la agresividad en

10

un solo ciclo infectivo de diferentes poblaciones de M. fijiensis bajo condiciones

controladas de inoculación así como para evaluar la reacción de resistencia

parcial de clones de Musa spp. al patógeno basándose en la velocidad de

evolución de las lesiones.

2.2.1. Clasificación taxonómica

El patógeno M. fijiensis tiene la siguiente clasificación (Agrios, 2002).

Subdivisión : Ascomicotina

Orden : Dothideales

Familia : Dothiadeaceae

Género : Mycosphaerella

Especie : fijiensis

2.2.2. Ecología y biología de la enfermedad

M. fijiensis presenta una gran capacidad patogénica y afecta numerosos

cultivares de diversos genomas (AA, AAB y ABB). La susceptibilidad del

subgrupo de plátano comercial AAB, respecto a otros cultivares ABB, trae

consecuencias serias en la producción de este cultivo y en casos extremos,

puede llegar hasta la pérdida completa de la cosecha (Mourichon y Fullerton,

1990).

La Sigatoka negra presenta una dinámica estacional, determinada por las

variaciones de la temperatura y la pluviometría a lo largo del año. La severidad

de la enfermedad está caracterizada por zonas con precipitaciones de más de

1400 mm/año y humedades relativas por encima del 80%. La germinación y el

crecimiento de las esporas (conidias y ascosporas) son óptimos cuando existe

una película de agua sobre la hoja, factor que también favorece la producción

de pseudotecios (peritecios) e incremento en descarga de ascosporas, y es

aun mayor cuando hay presencia de lluvias excesivas. Respecto a la lluvia,

11

esta tiene su mayor efecto en el proceso de liberación del inóculo, y provee las

condiciones de humedad favorables para el desarrollo de la infección (Osorio,

2006).

La temperatura óptima para la germinación de las esporas y crecimiento de

los tubos germinativos del patógeno en Banano es de 22 a 28ºC. En plátano, el

rango óptimo de germinación de las esporas varía entre 17 y 28ºC y la

temperatura ideal para el crecimiento de los tubos germinativos es de 25ºC.

Para que ocurra la germinación de la ascospora se requieren temperaturas

más altas que los conidios; siendo la temperatura óptima para el desarrollo

completo de la enfermedad de 26ºC. El viento y el agua son mecanismos

determinantes en la dispersión de la enfermedad, por tanto las variables agro

meteorológicas son muy importantes ya que proveen las condiciones ideales

para la germinación de ascosporas, conidios y en general, el desarrollo

extensivo de la enfermedad (Belalcázar et al., 1991.; Osorio, 2006).

M. Fijiensis es un hongo perfecto que se caracteriza por presentar dos formas

reproductivas claramente diferenciadas, su fase sexual (estado teleomorfo) y

asexual (estado anamorfo). Esto último le proporciona una amplia capacidad de

infección y mayor plasticidad genética, gracias a la recombinación. Los estados

anamórficos y teleomórficos están presentes en las hojas infectadas siendo la

producción de ascosporas producidas en el estadio sexual, determinantes en

el desarrollo de la epidemia ya que contribuye con la mayor cantidad de inóculo

(Mourichon y Zapater, 1990).

En su fase asexual el patógeno, se caracteriza por la presencia de 1 a 4

conidióforos simples de color café o verde oliva, de 15-65 micras de largo y 3 a

7 micras de ancho, con una o varias cicatrices en donde se hallaban prendidos

los conidios. Los conidióforos emergen de los estomas de las hojas, una vez

que los mismos han sido colonizados (Díaz, 2003).

El conidio es hialino o ligeramente coloreado, filiforme, ahusado, con una a diez

septas, pero comúnmente de cinco a siete, con un hilum basal engrosado y una

cicatriz muy evidente en el punto de inserción al conidióforo. Los conidios se

forman a partir de los conidióforos, ya sea uno por cada conidióforo o en

12

pequeños grupos compuestos por 4 a 8 conidios. Estos poseen una longitud de

30 a 120 micras y un diámetro de 2 a 4 micras (Stover y Simmonds, 1987;

Belalcázar et al., 1991).

Los pseudotecios (peritecios) se forman a partir de las cámaras estomáticas

colonizadas por M. fijiensis, presentan forma globular con un diámetro entre 47

a 85 micras, incrustados en el tejido de la hoja los que se pueden visualizar en

ambas superficies, aunque son más abundantes en el envés que en el haz. Las

paredes del pseudotecio son de color marrón oscuro y están formadas por tres

o cuatro capas de células con forma poligonal. Dentro del peritecio se forman

en promedio ocho ascas bitunicadas, las cuales portan ocho ascosporas,

elípticas, hialinas, biceladadas con una longitud de 14-20 micras y 4-6 micras

de ancho (Díaz, 2003).

Los espermagonios son los órganos sexuales masculinos del hongo, dentro de

los cuales se forman centenares de espermacias, las cuales maduran en

presencia de rocío o lluvia. Las espermacias se dirigen hacia los peritecios

jóvenes donde se unen a las estructuras primarias periteciales en un acto de

fertilización dando origen a las ascosporas del hongo (Fernández, 2006).

M. fijiensis germina especialmente sobre la superficie abaxial de las hojas,

penetrando con sus hifas los estomas e inician con ello un proceso rápido de

colonización del mesófilo foliar en los genotipos susceptibles (Meredith y

Laurence, 1970). Esta vía de entrada de M. fijiensis a las hojas ocurre aún en

los cultivares que muestran una alta resistencia a la enfermedad.

2.2.3. Etiología y ciclo de la enfermedad

Es un hongo holomórfico que se encuentra en la naturaleza bajo dos formas

diferentes: en estado sexual (teleomorfo) representado por Mycosphaerella

fijiensis Morelet. y en estado asexual (anamorfo) representado por

Pseudocercospora fijiensis (Morelet) Deigthon, constituyendo ambas, fases

diferentes de un mismo individuo.

13

El ciclo de vida de M. fijiensis (Figura 1) se inicia con la deposición en las hojas

de las ascosporas (esporas sexuales) o conidios (esporas asexuales) del

hongo, que se encuentran en el aire. Bajo condiciones favorables de humedad,

temperatura y en presencia de agua libre en la superficie de la hoja, el proceso

de germinación ocurre en una hora aproximadamente. La penetración al

hospedero está condicionada por el tiempo que dure la película de agua sobre

la hoja y la humedad relativa, pero normalmente ocurre en un lapso de dos a

tres días. El periodo de incubación, referido como el tiempo entre germinación

y aparición de la primera pizca o síntoma, dura en banano 17 días y en plátano

29 (Belalcázar et al., 1991). Posterior a la penetración del patógeno, la hifa del

hongo coloniza las células adyacentes en no menos de 7 días sin que existan

síntomas de la enfermedad o destrucción de las células (Marín et al., 2003). El

periodo de generación o sea hasta la aparición de conidióforos y conidios,

ocurre 28 días después de la infección en banano y 34 días en plátano

(Banalcázar et al., 1991). Al igual que en el período de incubación, el período

de generación se ve influenciado por las condiciones climáticas,

susceptibilidad del hospedero y la intensidad de la infección. Este período, se

encuentra en un rango de 25 días bajo condiciones de alta humedad y 70 días

en la temporada seca. Durante la época húmeda, se presenta una alta

descarga de ascosporas y

un rápido desarrollo de la

infección (Marín et al.,

2003). Las ascosporas

maduras del hongo se

pueden observar 49 días

después de la infección en

banano y 64 días después

en plátano. El ciclo

culmina con la liberación

de ascosporas o

conidios al aire para su

diseminación.

(Balalcázar

Figura 1. Ciclo de vida de M. fijiensis (El Hadrami, 2000)

14

et al., 1991).

2.2.4. Evolución de la enfermedad en la planta

Las esporas del patógeno depositadas en las hojas inician su proceso

germinativo, si las condiciones de humedad son buenas, emitiendo su tubo

germinativo que penetra luego por los estomas, para ramificarse y colonizar

varias células vecinas produciendo primero el síntoma característico

denominado “pizca”, y posteriormente las manchas y la necrosis generalizada

(Betancourt, 1998). Cuando las condiciones no son las adecuadas, la

estructura del hongo entra en un periodo de latencia hasta obtener condiciones

favorables (Osorio, 2006). Con el desarrollo de la lesión (Figura 2), las

cámaras estomáticas colonizadas por el hongo, son rápidamente utilizadas

para la formación de pseudotecios (peritecios) del hongo. Los peritecios

aparecen cuando el tejido se necrosa y adquiere una coloración café claro a

gris (Belalcázar et al., 1991).

Foúre (1985), clasificó los síntomas observados en las hojas de plantas

infectadas en seis diferentes estadios, tal como se describen a continuación:

Estado 1: Corresponde a una pequeña decoloración aproximadamente 1 mm

de largo, clorótica o amarilla en la fase inicial y visible únicamente en el envés

de la hoja. Para observarla, debe exponerse el envés de la hoja a la luz, ya

que al trasluz no puede determinarse.

Estado 2: La decoloración se convierte en una estría de 2-3 mm de largo,

pudiendo ésta ser observada tanto en el envés como en el haz de la hoja. A

esta fase se le denomina comúnmente “pizca”.

Estado 3: La estría aumenta sus dimensiones haciéndose más larga y más

ancha. Es a partir de esta fase cuando aparecen los conidióforos que dan lugar

a la producción de conidios.

Estado 4: Se presenta como una mancha oval que adquiere una coloración

marrón o pardo oscuro en el envés y negra en el haz de la hoja.

15

Estado 5: Se caracteriza por la presencia de una mancha totalmente negra

con tendencia elíptica y rodeada por un halo amarillo cuyo centro empieza a

deprimirse.

Estado 6: El centro de la mancha se seca y llega a ser blanco-grisáceo, en el

que pueden apreciarse claramente la presencia de pseudotecios (peritecios).

Figura 2. Etapas de desarrollo del hongo Mycosphaerella fijiensis en hojas de

plantas de banano. Tumbaco (2011).

La diseminación de la enfermedad se lleva a cabo en dos fases: la primera a

través de la liberación propiamente de conidios o ascosporas y la otra consiste

en el transporte de esos inóculos. Los conidios cuando están maduros son

liberados con la ayuda del golpe del agua sobre las lesiones de la hoja. En el

caso de las ascosporas, el asca permanece en el peritecio una vez fertilizado,

cuando éste se humedece y las ascosporas están maduras son expulsadas y

diseminadas por el viento. Los conidios son transportados principalmente por

el agua, tratándose de un traslado vertical, responsable de las infecciones de

las plantas vecinas o de hijuelos y también de las reinfecciones. Las

ascosporas en cambio son transportadas por las corrientes de aire, tratándose

de un movimiento lateral y ascendente y que eventualmente podría ser

responsable de la diseminación a largas distancias (Betancourt, 1998).

16

2.2.4. Manejo de la enfermedad

Para el control de la enfermedad se utilizan algunas estrategias que buscan

reducir el nivel de inóculo y su impacto en el rendimiento y calidad del racimo.

Diferentes metodologías se aplican de forma integrada con la finalidad de

lograr un equilibrio entre la rentabilidad, la protección del ambiente y la salud

del ser humano.

Desde el punto de vista operativo, el manejo de la enfermedad posee dos

dimensiones diferentes, la prevención de los problemas y la reacción ante los

problemas que se van presentando (Aráuz, 1998).

Sin embargo, en el trópico húmedo las condiciones climáticas de alta

temperatura y humedad relativa, favorecen la severidad de la enfermedad y

dificultan su control. Por lo tanto, en los trópicos húmedos hay mayores

factores predisponentes al desarrollo de esta enfermedad que en climas como

trópicos secos o templados. Temperaturas entre 24 °C y 32 °C y humedad

relativa alta, favorecen la liberación de las ascosporas, la germinación,

penetración en las hojas y la colonización interna de los tejidos (Romero,

1998).

2.2.4.1. Combate Químico

En banano el control químico, es el método comúnmente utilizado dentro de la

estrategia de manejo de la Sigatoka negra. Sin embargo, debido al desarrollo

de altos niveles de resistencia del patógeno a la mayoría de los fungicidas

utilizados convencionalmente, los altos costos que esto implica, e innumerables

problemas de contaminación y efectos nocivos para la salud humana y animal,

ha surgido la necesidad de encontrar un mecanismo de control que no

ocasione pérdidas económicas ni daños ambientales (Díaz, 2003).

Los productos utilizados han logrado de cierta manera la disminución del

ataque masivo en la producción bananera, pero no logran detener por completo

el avance del hongo, debido posiblemente a la baja resistencia de los clones

del subgrupo Cavendish, la virulencia del patógeno y la emisión foliar semanal

de las plantas que impiden la protección total del área foliar.

17

En un inicio, el control se basó en la aplicación de Caldo Bordelés, el cual tiene

un efecto fungicida por tener cobre como ingrediente activo, y aceite mineral

teniendo un efecto fungistático (Stover, 1989). La mayor producción de

conidias ocurre en el segundo estado de estría con mayor habilidad

esporulativa y facilidad de diseminación por causa del viento y el agua; por tal

razón, las conidias son el principal objetivo al cual se orientan las medidas de

manejo, para lo cual la práctica más utilizada ha sido la aplicación de productos

químicos con base en fungicidas protectantes como Mancozeb y Clorotalonil, y

sistémicos como Propiconazole y Benzimidazole (Bustamante y Patiño, 2003).

Como métodos predictivos para realizar alguna aplicación se usa como base

sistemas de preaviso biológicos y fisiológicos (Romero, 1996). Algunos utilizan

registros climáticos, los que permiten obtener información con fines de

pronóstico y control, mientras otros como la “Regresión paso a paso” el cual

predice el periodo de latencia de la Sigatoka utilizando datos de infección

obtenidos en diferentes localidades (Hernández, et al., 2005).

El manejo basado sólo en el uso de productos químicos ha incrementado en el

patógeno la presión de selección, lo que crea poblaciones resistentes a la

aplicación indiscriminada de fungicidas, además del impacto de los pesticidas

sintéticos sobre los humanos y el ambiente (Vergara, 1994 y Villa, 1999).

Esta situación conduce a los investigadores a retomar los antiguos métodos de

manejo de enfermedades como la utilización de extractos vegetales, el control

biológico dentro del marco de manejo integrado de plagas, mediante el empleo

de substratos, antagonistas, enmiendas orgánicas y el uso de moléculas

inductoras de resistencia; y ahora último el uso de la diversidad genética intra

e inter específica en arreglos espaciales, como estrategia para reducir el

impacto de epidemias, lo que a futuro se espera permita una producción

agrícola más sostenible y menos contaminante (Guzmán, 2002).

2.2.4.2. Control Cultural

El control cultural es una de las principales estrategias para el manejo de la

enfermedad ya que tiene como objetivo fundamental crear condiciones

microclimáticas que no favorezcan al desarrollo del patogeno. La remoción de

18

las hojas viejas, la poda sanitaria, cirugía y la aplicación de urea para acelerar

la descomposición del tejido vegetal en el suelo, se han utilizado como

estrategias para reducir la densidad del inóculo. Adicionalmente, la

implementación de un sistema eficiente de drenaje y un programa de

fertilización balanceada de las plantas ha permitido contribuir a un manejo

eficiente de la enfermedad (Belalcázar, 2000).

Otras prácticas agronómicas se integran también al manejo cultural de la

enfermedad y como el control de la población de plantas por unidad de

superficie a través del desoje. El deshoje es una práctica que se realiza con la

finalidad de reducir la cantidad de inóculo a través de la eliminación de las

hojas o partes de ellas, que tienen tejido quemado (cirugía), procurando colocar

las hojas con el envés hacia el suelo para que no liberen las ascosporas en el

aire (Castellanos, 1999 y Orozco, et al., 2002)

2.2.4.3. Control Biológico

Agrios (1996) menciona que el control biológico de enfermedades consiste en

el uso de microorganismos o los productos de su metabolismo, para destruir

total o parcialmente las poblaciones de un patógeno o para proteger

directamente a las plantas de los patógenos en el sitio de infección antes o

después de que ocurra la infección. Por su parte Krishna, et al (2006) indican

que es la aplicación de organismos vivos antagonistas al patógeno o que por

competencia reducen el inóculo o la actividad del mismo en su forma activa o

latente, ya sea esto en forma natural o a través de manipulación del ambiente.

El control biológico para esta enfermedad no ha sido exitoso porque está

relacionada con características del filoplano, la cual se puede considerar un

ambiente hostil para los microorganismos antagonistas, debido a que su

superficie está expuesta a fuertes cambios de temperatura y humedad en

periodos cortos de tiempo (ambiente inestable con altas condiciones de estrés)

y a su baja y heterogénea disponibilidad de nutrientes como carbohidratos y

proteínas (Blakeman, 1982; Ceballos, 2012). Por la particularidad de la

naturaleza policíclica de la enfermedad, la agresividad del patógeno de la

19

Sigatoka Negra, la alta susceptibilidad de los clones utilizados en las

plantaciones, la presencia de plantas en todos los estados de desarrollo en

todo momento y la producción continúa de tejido susceptible a infección el

control biológico representa un gran reto (Marín et al., 2003).

Los microorganismos antagonistas pueden tener la capacidad de producir

sustancias antibióticas o enzimas líticas que actúen sobre las esporas o tubos

germinativos del hongo (Andrews, 1992). Un ejemplo claro sería la utilización

de microorganismos quitinolíticos o gluconolíticos que han demostrado ser de

gran utilidad puesto que la pared celular de dichos hongos como M fijiensis

está constituida principalmente por microfibrillas de quitina y glucanos sensibles

al ataque de enzimas especialmente a nivel de la hifa (Salazar, et al., 2006).

En investigaciones realizadas con la aplicación de microorganismos

antagónicos como Serratia marcescens, Bacillus cereus y Serratia

entomophyla, no se encontraron diferencias significativas. Sin embargo, se

conoce que estos organismos tienen la habilidad de producir quitinasas, las

cuales actúan en las paredes del hongo. La aplicación de estos organismos

junto con un sustrato de quitina genera una probabilidad del aumento en la

población de otros microorganismos quitinolíticos en el filoplano; donde

conjuntamente afectan al patógeno (González, et al., 1996).

Otro punto importante es que la quitina aplicada a la superficie de la hoja sirve

como un sustrato alimenticio para las poblaciones de microorganismos

quitinolíticos, aumentando de esta manera el número poblacional ayudando de

cierta forma a la degradación de las paredes del hongo patógeno (González, et

al., 1996). La aplicación de quitina como sustrato junto con la bacteria Bacillus

cereus ha demostrado resultados positivos, debido al incremento poblacional

de esta bacteria sobre las hojas; controlando de esta forma la enfermedad de la

mancha foliar en maní, cuyo agente causal es Cercospora arachidicola

(Kishore, et al., 2005).

Al evaluar el efecto de varias cepas de Trichoderma spp, se encontraron ocho

que presentaron inhibición del hongo M fijiensis en la fase in vitro, mientras que

dos d éstas tuvieron un comportamiento agresivo sobre el crecimiento del

20

fitopatógeno en la fase de vivero, por tanto los autores recomiendan el uso de

estas en campo. (Arzate et al, 2006). En tanto Cobos (2010) encontró que

cepas nativas de Trichoderma spp (Paisaje, Machala y Bonanza) aisladas en

condiciones in vitro, demostraron una gran actividad antagónica en contra del

patógeno Paracercospora fijiensis, las mismas que alcanzaron los menores

incrementos radiales diarios, considerándose de esta manera los más

antagónicos para controlar la enfermedad.

Carr (2009), aisló y evaluó hongos del filoplano de banano con propiedades

Quitinolíticas y se ha encontrado que algunos aislamientos son capaces de

producir metabolitos secundarios con una alta actividad fungicida contra M.

fijiensis en condiciones in vitro y en invernadero, mientras tanto investigadores

como Patiño et al., (2007) han evaluado el uso de sustratos foliares como una

estrategia para modificar la filosfera del banano y promover el crecimiento y

proliferación de microorganismos nativos (quitinolíticos y gluconolíticos) que

compitan y antagonicen a M. fijiensis. Los resultados han sido muy

interesantes en la reducción de ciclos de aplicaciones de fungicidas necesarios

para combatir la enfermedad.

2.2.5. Inducción de resistencia sistémica adquirida o Inducida en plantas

Los vegetales disponen de varios mecanismos de autodefensa que van desde

las barreras físicas hasta las reacciones bioquímicas que desencadenan

sustancias tóxicas que eliminan o inhiben el ataque de fitopatógenos. En teoría,

todas las plantas poseen genes de resistencia para responder a la invasión; sin

embargo, esta respuesta puede ser en forma constitutiva, al estar presente

permanentemente en las plantas o inducida cuando ocurre el ataque de un

patógeno, lo que desencadena reacciones tóxicas en las plantas que bloquean

la posesión del patógeno y posterior desarrollo de la enfermedad (Riveros,

2001).

Las defensas inducibles y las constitutivas, se han venido entrelazando en el

transcurso de la evolución, pues se hallan sujetas a presiones selectivas

similares, y a pesar de las innumerables clases de moléculas naturales que una

planta es capaz de sintetizar y acumular, no son muchos los que sirven como

21

defensas químicas inducibles (Vivanco et al., 2005). Entre las moléculas

conocidas como activadoras, señalizadoras o inductoras de resistencia están el

ácido salicílico, ácido shiquímico, ácido jasmónico, jasmotatos

(octadecanoides), fosfonatos de K y Ca, MAP-cinasas, fitoalexinas, etc.; las

cuales actúan ya sea como inductores directos o como señalizadores de rutas

enzimáticas para la activación de genes de resistencia (Riveros, 2001). Por

ejemplo, el ácido salicílico se ha sugerido como un excelente inductor de

resistencia en el cultivo de tabaco para controlar muchas enfermedades (Willits

y Ryals, 1998).

Una vez que las plantas detectan que están siendo atacadas por patógenos,

reconfiguran rápidamente su metabolismo induciendo una cascada de señales

que terminan en la síntesis de diversos compuestos de defensa.

La activación de las defensas de la planta debe contar con un sistema de

detección que le permita reconocer un posible ataque. Las señales que la

planta reconoce y que estimulan la activación de los sistemas de defensa se

llaman inductores; estos inductores pueden presentarse como moléculas en la

superficie del patógeno, moléculas secretadas por el patógeno o fragmentos de

la misma planta liberadas por la acción del patógeno, ocasionando una

interacción con los receptores específicos del hospedante agilizándose las

señales internas para la activación de los mecanismos de defensa (ArgenBio,

2007).

Esto es asociado a cambios bioquímicos en el metabolismo de las plantas y

estas pueden ser estimuladas a través de diferentes métodos (Arauz 1998).

Entre los cambios celulares se da la incorporación de iones de calcio al medio

intracelular, la activación de proteínas, la producción de especies reactivas del

oxígeno y del nitrógeno y el aumento en la concentración de ciertas hormonas

vegetales (etileno, ácido jasmónico y ácido salicílico).

Los inductores pueden ser considerados como moléculas activadoras capaces

de inducir la síntesis de fitoalexinas en la planta, en ausencia del patógeno.

Este concepto es ampliamente aplicado a múltiples reacciones de defensa que

se inducen y agrupan tanto a nivel histológico de barrera física como

bioquímico con la síntesis de novo de proteínas relacionadas con la

22

patogenicidad (PR, Protein Related). La naturaleza química de estos inductores

es muy variada, tales como: ácidos grasos, RNA levaduras, glicoproteínas,

proteínas, péptidos, glicolípidos, lípidos, lipoproteínas, lipopolisacáridos,

oligosacáridos, polisacáridos, entre otros. Se pueden encontrar inductores de

tipo exógeno y endógeno, dependiendo de cómo son producidos.

Se reporta una amplia gama de inductores exógenos abióticos de naturaleza

química, semisintéticos no naturales, que han sido utilizados como inductores

de resistencia a enfermedades en trabajos de laboratorio, invernadero y/o en

campo. En general, los inductores son moléculas de bajo peso molecular, no

cuentan con una actividad antimicrobiana, muestran acción de protección local

inducida y en otras, se vuelven sistémicos e incluso pueden ser de amplio

espectro, protegiendo contra enfermedades causadas por diversos

microorganismos (hongos, bacterias, micoplasmas, virus y nematodos, entre

otros) (Riveros, et al., 2004)

Las señales internas para la activación de los mecanismos de defensa de la

planta consisten primeramente en la producción excesiva de especies reactivas

de oxígeno, en las cuales los radicales libres de hidroperoxilo (HO2 •) y el

hidroxilo libre (OH•), pueden provocar peroxidación de lípidos causando

destrucción de la membrana celular, teniendo un efecto tóxico directo sobre el

patógeno o también pueden contribuir en la muerte de células del hospedante

en el punto de infección por el patógeno (Arauz, 1998)

Después de la fase de reconocimiento directo o indirecto de un inductor

específico codificado por un gen del patógeno, se inicia una respuesta de

hipersensibilidad (HR) (Medina, 2006). La reacción hipersensible fue descrita

por primera vez por Stakman (1915) ocurriendo únicamente en plantas

resistentes. La reacción hipersensible está asociada al bloqueo en el

desarrollo del patógeno (bacteria, hongo o virus), por la aparición de gránulos

cafés que se tornan rápidamente en puntos necróticos coalescentes que se

extienden al citoplasma de la célula invadida (Riveros, 2001) Esto conlleva

muerte celular programada en el sitio de ingreso de patógeno y una posterior

mailto:[email protected]

23

activación de mecanismos de defensa sistémicos. Medina (2006), indica que

esto se da teniendo como punto inicial la reacción incompatible patógeno-

hospedante que están asociadas a pequeños puntos necróticos, que contienen

células muertas del hospedante en el punto de ataque por el patógeno.

Otra barrera física es la deposición de callosa (polisacárido común de la pared

de las células de las áreas cribosas, puede observarse también en las células

parenquimatosas como consecuencia de lesiones) en las paredes celulares, de

tal forma que el bloqueo de plasmodesmos con callosa impide el movimiento

del patógeno de célula a célula. En las primeras etapas del desarrollo de los

mecanismos de defensa de la planta se genera un refuerzo de las paredes

celulares, luego se forman papilas que son barreras físicas que se crean

alrededor de la hifa de penetración, bloqueándose su desarrollo (Arauz, 1998).

Las plantas también producen metabolitos secundarios que juegan un rol

importante en la defensa contra el ataque de todo tipo de patógenos.

Numerosos estudios han demostrado que las plantas sintetizan una gran

variedad de pequeñas moléculas con efectos tóxicos o antinutritivos para los

patógenos. Algunos de estos compuestos con características defensivas e

insecticidas son alcaloides, terpenoides, taninos, saponinas y

glucosinolatos. Todos estos cambios fisiológicos y moleculares también se

producen en otras partes de la planta que no fueron atacadas.

En estas áreas los mecanismos de defensa se desencadenan de forma

preventiva por cualquier posible ataque o daño. Otro mecanismo de defensa

originado a partir de la acción de los inductores de resistencia, es la

acumulación de sustancias que no estaban presentes antes en la planta, o las

mismas se encontraban en bajas cantidades llamadas Fitoalexinas, las cuales

funcionan como agentes antimicrobianos o reguladores de otros mecanismos

(ArgenBio, 2007).

Riveros (2010), define a las fitoalexinas como compuestos antimicrobiales de

bajo peso molecular producidos por las plantas en respuesta a una infección,

agentes químicos, daño mecánico o a estrés. Agrios (1996) indica que las

fitoalexinas se sintetizan en células sanas adyacentes a las células dañadas y


24

se acumulan tanto en tejidos necróticos resistentes, como susceptibles es

decir, se producen restringidamente en un sitio alrededor de la infección. La

resistencia ocurre cuando uno o más fitoalexinas alcanzan una concentración

suficiente para inhibir el desarrollo del patógeno. Taiz y Zeiger (1991) describen

que antes de una infección, las fitoalexinas se encuentran en una

concentración casi detectable pero después de una infección son sintetizadas

rápidamente, casi en horas después del ataque del patógeno y son tóxicas

para amplio espectro de hongos y bacterias patógenas.

2.2.6. Antecedentes en otros patosistemas

El benzothiadiazole (BTH) es un inductor de Resistencia Sistémica Activada

(SAR) que ha mostrado buenos resultados en la inducción de resistencia para

el mildiú velloso en las crucíferas; en la cual la duración del efecto protector se

extendió entre 15 – 30 días después de aplicado el tratamiento.

Los metabolitos secundarios como compuestos pertenecientes a los grupos de

alcaloides, terpenoides y fenilpropanoides; participan activamente en la muerte

directa del patógeno o restringiendo su invasión al resto de la planta. Pero no

todos los metabolitos son necesariamente antibacterianos y antifúngicos

(Vivanco, 2005). Algunos inhiben la germinación de esporas, como también

destruyen especies reactivas de oxígeno que son tóxicas para la misma célula

vegetal, las mismas que se sintetizan durante las primeras etapas de la

respuesta de defensa en la planta.

Un ejemplo sobre este caso fue en la investigación sobre la actividad

antifúngica de Inula viscosa (familia compositae), con preparados de solventes

orgánicos; la cual mostró resultados positivos sobre el control de enfermedades

foliares como: mildíu velloso del pepino causado por Pseudoperonospora

cubensis; tizón tardío de la papa y el tomate causado por Phytohpthora

infestans; mildíu polvoriento del trigo causado por Blumeria graminis y tizón del

girasol causado por Puccinia helianthi (Wang, et al., 2004).

En el caso del patosistema pepino (Cucumis sativus) Podosphera xanthii,

causante del mildíu polvoriento, fue utilizado un inductor exógeno proveniente

de las hojas de Reynoutria sachalinensis. Se observó la síntesis de una

25

fitoalexina, C-glycosdsil comúnmente conocida como cucumarina, la cual se

acumula en el sitio de penetración del hongo jugando un papel importante en el

bloqueo, colonización y supervivencia del patógeno; como también la

lignificación de la pared celular y el aumento en actividad de las enzimas

quitinasas y peroxidasas (Fofana, et al., 2004).

2.2.7. Antecedentes de inducción de resistencia en banano

En los cultivos de banano y plátano, la inducción de resistencia está siendo

recientemente estudiada para el control de Sigatoka negra. Sin embargo,

continúa la búsqueda de nuevos productos que puedan servir para disminuir el

efecto de este patógeno que afecta a la producción de estas musáceas y por

ende a la economía de los productores.

En países como Colombia y Costa Rica, se han realizado investigaciones,

entre las cuales se encontró que en condiciones de invernadero la combinación

de fungicidas convencionales con ácido salicílico, presentó un aumento

significativo en el control de Sigatoka negra; mientras que en condiciones de

campo el mismo tratamiento mostró un 30% más de control. En otros

experimentos realizados en Costa Rica, el uso de inductores de resistencia

conocidos como Acibenzolar-s-metil (ASM), ácido salicílico, ácido giberélico, en

mezcla con aceite mineral y fosfonatos, redujeron evidentemente los niveles de

severidad de la Sigatoka negra (Washington, 2006).

La utilización de Acibensolar-S-methyl, es una molécula capaz de activar el

mecanismo de Resistencia Sistemática Activada (SAR) en plantas. Según

Patiño (2002) el Acibensolar-s-methyl hizo que un cultivar altamente

susceptible, se asemejara a los niveles de defensa que posee FHIA 23;

indicando que a pesar de su condición de susceptibilidad es posible activar

genes relacionados con la defensa hacia Sigatoka Negra en fase de

Invernadero. Además Zuluaga et al., (2007) demostraron que la aplicación de

ASM en rotación y en mezcla con fungicidas convencionales presentó un

control de la enfermedad hasta un 50% mayor al obtenido con el control

convencional, evidenciado esto en los valores más bajos del área bajo la curva

del índice de severidad de la enfermedad (IS) y más altos de hojas sanas (HS)

al momento de la floración. Márquez, et al., (2009) realizaron un estudio donde

26

introdujeron semillas del cultivar Dominico Hartón en diferentes dosis de ASM

durante 60 minutos, identificando que la dosis más baja (0,005 mLL-1 de agua)

presentó los niveles más bajos de grado de evolución de síntomas y severidad

de la enfermedad.

En un estudio donde se incluyó Ácido Salicílico en rotación y mezcla con

fungicidas convencionales, al igual que el producto Biofun en rotación y en

mezcla con ASM, mostraron un control de la enfermedad estadísticamente

igual al obtenido con el control convencional, lo cual reveló una reducción de 46

- 100% de la cantidad de fungicidas convencionales usados en el control de la

Sigatoka Negra

CAPÍTULO III

28

III. METODOLOGÍA DE LA INVESTIGACIÓN

3.1. Ubicación

La presente investigación se desarrolló en la Estación Experimental Tropical

Pichilingue del Instituto Nacional Autónomo de Investigaciones Agropecuarias

(INIAP), en el Cantón Quevedo, Provincia de Los Ríos, Km 5 vía a El Empalme.

El centro experimental cuenta con una altura promedio de 75 msnm,

temperatura media de 250C, humedad relativa de 87% y una heliofanía de

919,73 horas/año. Las coordenadas geográficas son 1006 Latitud Sur y 79025

de Longitud Occidental. Según la clasificación de zonas de vida de. Holdridge,

el ensayo se ubicó en una zona de Bosque Tropical Húmedo.

3.1.1. Ubicación política

Provincia : Los Ríos

Cantón : Quevedo

Lugar : Estación Experimental Tropical Pichilingue del INIAP, km. 5 vía

Quevedo-El Empalme

3.2. Diseño de la investigación

3.2.1. Tipo de investigación

Este tema de investigación corresponde a la línea 2 dentro de los parámetros

de la Universidad Técnica Estatal de Quevedo:

“Desarrollo de conocimiento y tecnologías de agricultura alternativa aplicable a

las condiciones del trópico húmedo y semihúmedo del Litoral Ecuatoriano”.

3.3. Descripción de la metodología para experimentos en Plátano

(AAB) y Banano (AAA)

29

3.3.1. Dimensiones de los lotes experimentales.

En el experimento de plátano que ocupó una superficie de 9.348 metros

cuadrados, se utilizaron cormos del cultivar Barraganete (Musa AAB). En el

caso de banano, se utilizaron 2950 metros cuadrados, en el cual se utilizó

vitroplantas del cultivar Williams (Musa AAA) de 8 semanas de edad.

En el anexo 1, se muestran los resultados del análisis de suelo realizado en

cada uno de los lotes experimentales.

3.3.2. Descripción de los tratamientos para Plátano y Banano

En estos experimentos se evaluaron 8 productos inductores de resistencia,

utilizando dos métodos de aplicación: al Follaje e Inyectado al pseudotallo,

convirtiéndose en 16 tratamientos más 2 testigos, uno por cada método. En el

anexo 2 y 3, se muestra la distribución y nomenclatura de los tratamientos para

el caso de banano y plátano, respectivamente.

El primer tratamiento fue el testigo 1 sin aplicación y del segundo tratamiento

en adelante se aplicaron los productos en estudio al follaje de las plantas e

identificados de la siguiente manera: T2 Concat G3, T3 Inmuneguard, T4

Induktor, T5 Fitoalexin, T6 BSK 100, T7 Sa. Bio SL, T8 Rezist, T9 Plandak. El

tratamiento 10 fue el testigo 2, el cual sirvió como comparación para los

tratamientos posteriores que fueron inyectados al pseudotallo de las plantas,

siendo: T11 Concat G3, T12 Inmuneguard, T13 Induktor, T14 Fitoalexin, T15

BSK 100, T16 Sa. Bio SL, T17 Rezist, T18 Plandak.

La aplicación de los tratamientos en Plátano, se ejecutó con una frecuencia

mensual en la época seca y cada 20 días en temporada lluviosa, mientras

que para Banano, la frecuencia fue de 20 días en la época seca y 10 días en

la época lluviosa. Las aplicaciones se realizaron en horas de la mañana,

cuando las condiciones ambientales fueron las adecuadas, es decir que no

hubo presencia de lluvias y/o vientos fuertes.

Para la aplicación de los tratamientos aplicados al follaje se utilizó una

aspersora motorizada de espalda con capacidad de 12 litros, en el caso de

Plátano, y para el caso de banano esta labor se realizó con una aspersora

CP3 de 20 litros adaptada para cubrir todos los espacios de las hojas a

30

aplicar. Los tratamientos inyectados al pseudotallo se aplicaron al mismo

momento que los foliares utilizando para al efecto una Jeringa de 22

centímetros cúbicos y una cánula intramamaria.

Las especificaciones de las aplicaciones se detallan en el cuadro 1, tanto

para banano como para plátano.

Cuadro 1. Descripción de las aplicaciones de los tratamientos por aspersión e

inyección en Plátano y Banano. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo,

Los Ríos, 2013.

APLICACIONES FOLIARES

Productos No.

Plantas Plátano

No. Plantas Banano

Dosis producto/L

Cantidad de agua

utilizada en Plátano

Cantidad de agua utilizada

en Banano

Total del producto

usado/Plátano

Total del producto

usado/Banano

Concat G3 27 18 5 g 5 litros 4 Litros 25 g 20 g

Inmuneguard 27 18 5 ml 5 litros 4 Litros 25 cc 20 cc

Induktor 27 18 5 ml 5 litros 4 Litros 25 cc 20 cc

Fitoalexin 27 18 5 ml 5 litros 4 Litros 25 cc 20 cc

BSK 100 27 18 5 ml 5 litros 4 Litros 25 cc 20 cc

Sa.Bio SL 27 18 5 ml 5 litros 4 Litros 25 cc 20 cc

Rezist 27 18 5 ml 5 litros 4 Litros 25 cc 20 cc

Plandak 27 18 5 ml 5 litros 4 Litros 25 cc 20 cc

APLICACIÓN INYECTADA AL PSEUDOTALLO

Productos No.

Plantas Plátano

No. Plantas Banano

Dosis producto/L

Cantidad de agua

utilizada en Plátano

Cantidad de agua utilizada

en Banano

Dosis en cc de mescla/planta

Plátano

Dosis en cc de mescla/planta

Concat G3 27 18 5 gr 1 litro 900 cc 37 50

Inmuneguard 27 18 5 ml 1 litro 900 cc 37 50

Induktor 27 18 5 ml 1 litro 900 cc 37 50

Fitoalexin 27 18 5 ml 1 litro 900 cc 37 50

BSK 100 27 18 5 ml 1 litro 900 cc 37 50

Sa.Bio SL 27 18 5 ml 1 litro 900 cc 37 50

Rezist 27 18 5 ml 1 litro 900 cc 37 50

Plandak 27 18 5 ml 1 litro 900 cc 37 50

3.4. Cronograma de aplicaciones de tratamientos en Plátano y banano

Las fechas de las aplicaciones y el número de éstas se detallan en el cuadro

2, en donde se expone la frecuencia para los dos cultivos. Se debe

mencionar que la época seca se considerada aproximadamente desde la

31

semana 25 hasta la 52 del año, mientras que la época lluviosa se inicia a

partir de la semana 1 del año 2013.

Cuadro 2. Cronograma de aplicación de los tratamientos inductores de

resistencia en Plátano y Banano. EET Pichilingue, INIAP,

Quevedo, Los Ríos, 2013.

Mes

APLICACIÓN DE PRODUCTOS INDUCTORES DE RESISTENCIA EN PLATANO, AÑO 2012-2013

N0

de Aplicaciones Fechas de aplicación de

productos IR. Semana del

año

OCTUBRE 1 10-oct 41 NOVIEMBRE 1 12-nov 46 DICIEMBRE 1 10-dic 50 ENERO 2 10-31-ene 2-5 FEBRERO 1 21-feb 8 MARZO 1 13 -Marzo 11 ABRIL 1 5- Abril 14

Mes

APLICACIÓN DE PRODUCTOS INDUCTORES DE RESISTENCIA EN BANANO AÑO 2012-2013

No

de Aplicaciones/mes

Fechas de aplicación de productos IR.

Semana del año

AGOSTO 2 6-24 32-34 SEPTIEMBRE 1 13 37 OCTUBRE 2 3-23 40-43 NOVIEMBRE 1 12 46 DICIEMBRE 2 3-24 49-52 ENERO 3 3-12-23 1-2-4 FEBRERO 3 4-14-25 6-7-9 MARZO 3 8-19-29 10-12-29 ABRIL 2 12-25 15-17

3.5. Diseño experimental

El ensayo se lo estableció bajo un diseño de parcelas divididas en bloques

completos al azar con 3 repeticiones; donde la parcela principal fue el método

de aplicación Foliar e Inyectado (Factor A) y las subparcelas correspondieron

a los Inductores (Factor B). Los tratamientos constaron de 25 plantas, de las

cuales las 9 centrales fueron consideradas como útiles, y las 16 restantes

fueron las consideradas como borde en el caso de Plátano. En el caso de

Banano las parcelas constaron de 6 plantas utilices y se utilizaron como bordes

plantas ya establecidas anteriormente. Para el análisis de varianza utilizó el

adeva, mostrado en el cuadro 3.

32

Cuadro 3. Esquema del análisis de varianza utilizado en la presente

investigación.

Las comparaciones de las medias de los tratamientos se ejecutaron con las

prueba de Tukey al 0,05% de probabilidad.

Cuadro: 4. Arreglo espacial de las parcelas experimentales de los cultivos de

plátano y banano.

Descripción Plátano Banano

Distancia entre repetición: 5m 10m

Distancia entre subparcelas: 4m 5m

Distancia entre Unidades Experimentales: 3m 2,5m

Distancia entre plantas en la Unidad Experimental: 2,5m 1,5mx2,5m

Superficie de la Unidad Experimental (m2): 100 m2 7,5 m2

Superficie total del ensayo (m2):: 9348 m2 3480 m2

Plantas por Unidad Experimental: 25 6

Plantas útiles dentro de la Unidad Experimental: 9 6

Modelo matemático

Yijkl= µ + αi + βj + δk + (α. β)ij + Pk + €ijkl

FUENTE DE VARIACION GRADOS DE LIBERTAD

Repetición r-1 2

Factor A (Métodos) a-1 1

2

8

8

32

53

Error (a) (r-1)(a-1)

Factor B Inductores b-1

Métodos x Inductores (a-1)(b-1)

Error (b) a(r-1)(b-1)

Total r x a x b -1

33

3.6. Variables registradas

3.6.1. Índice y Promedio Ponderado de infección de Sigatoka Negra a la

floración y cosecha (%) (IIFC %).

Este parámetro se evaluó mediante la utilización de la escala de Stover

modificada por Gauhl (1994) (Anexo 4), la cual permitió determinar el

promedio del Promedio Ponderado de Infección, Índice de Infección, en cada

uno de los tratamientos en estudio. El registro de este dato se lo ejecutó en

una hoja de evaluación (anexo 5), iniciándose cuando las plantas tenían 5

meses de sembradas (semana 42, del 2012), labor que se llevó a cabo

posteriormente con frecuencia semanal, hasta el momento de la floración

(semana 8 del 2013) de las plantas. Esto permitió establecer la curva del

comportamiento de la enfermedad en cada tratamiento.

3.6.2. Número de hojas funcionales a la floración y cosecha

Esta variable se registró utilizando la Escala de Stover modificada. Para el

efecto, se consideró como hojas funcionales a aquellas que presentaron

hasta el grado 3 de la referida escala.

3.6.3. Días a la floración y cosecha

Este dato se lo obtuvo contando los días desde la siembra hasta que el 50%

de las plantas evaluadas de cada tratamiento emitió su bellota, cuando la flor

estaba totalmente fuera de la planta. Los datos de cosecha se obtuvieron

contando los días transcurridos desde la siembra hasta que se cosechó el

50% de las plantas evaluadas de los tratamientos en estudio.

3.6.4. Área foliar funcional a la floración y cosecha (m2)

Esta variable se la determinó en el caso del plátano mediante la metodología

propuesta por Belalcázar, et al., (1990) la cual consiste en multiplicar el largo

por el ancho de la tercera hoja por la constante 0.80 por el número de hojas.

En el caso de Banano se utilizó el método del nuevo factor propuesto por

Kumar et al (2002) que consiste en multiplicar el largo por el ancho de la

tercera hoja por la constante 0.80 por el número de hojas y por el factor

34

0,662. La medición del área foliar se realizó con una cinta graduada en

centímetros midiendo el largo y ancho de la lámina foliar.

3.6.5. Peso del racimo (kg)

Esta variable se la registró al momento de la cosecha, después de 11 o 12

semanas posteriores a la floración para el caso de banano y 10 u 11

semanas para el caso de plátano. Se registró el peso neto de racimo y se

consideró frutos que cumplían con las normas para la exportación, es decir,

sin rastros de daños por insectos o quemazón de sol, con poca curvatura y

dedos dobles.

3.6.6. Número de manos por racimo

Esta variable se registró al momento de la cosecha, contando el número de

manos en cada racimo.

3.6.7. Número de frutos por racimo

Esta variable se determinó al momento de la cosecha, contabilizando los

frutos aptos para la exportación, con las mismas normas antes mencionada.

3.6.8. Diámetro del fruto

Se lo determinó midiendo el diámetro de tres frutos seleccionados al azar de

la segunda mano de los racimos que se evaluaron, para obtener luego el

promedio. Para el efecto, se utilizó un calibrador Vernier de hasta 63 grados,

siendo un grado equivalente a 0,798 mm.

3.6.9. Altura de planta (m)

Esta variable se determinó midiendo con una regla graduada en centímetros,

la altura de las plantas al momento de la floración, desde el nivel del suelo

hasta la altura del raquis del racimo para luego obtener el promedio de la

parcela.

35

3.6.10. Perímetro del pseudotallo (cm)

Esta variable se la obtuvo midiendo la circunferencia del pseudotallo de las

plantas evaluadas a una altura de 0.50 m desde el nivel del suelo. Se realizó

al momento de la floración con una cinta graduada en centímetros.

3.6.11. Ratio

Se estimó la relación racimos/cajas en todos los tratamientos en estudio.

3.6.12. Rendimiento (R)

Se determinó en kg/ha/año, en base a los promedios de los pesos de los

racimos evaluados en cada tratamiento.

3.7. Manejo Agronómico y sanitario de los experimentos

En los experimentos se replicaron todas las labores que requieren los

cultivos, necesarias para cumplir con los requerimientos para la fruta de

exportación. Las actividades desarrolladas se detallan a continuación:

3.7.1. Deshije

Esta labor se inició cuando las plantas cumplieron 5 meses de edad donde se

realizó la selección del hijo más vigoroso o el mejor ubicado, después esta

labor se la realizó con una frecuencia de 8 semanas o cuando haya

presencia de nuevos hijuelos, eliminádnoslo de una forma cuidadosa sin

dañar a la planta madre y al hijo seleccionado con anterioridad.

3.7.2. Deshoje y cirugía fitosanitaria

Estas labores se cumplieron al mismo momento, desarrollándose con una

frecuencia quincenal y semanal en Plátano y Banano, respectivamente. El

deshoje consistió en la eliminación de hojas agobiadas y de aquellas que

tenían más del 50% de su superficie afectada por la Sigatoka negra. La

práctica de “cirugía” consistió en la eliminación solamente de las partes

necróticas de las hojas, labor que permitía aprovechar el resto del área

fotosintética de la hoja.

36

3.7.3. Deschante

Esta práctica se realizó cada 6 y 4 semanas en la época seca y lluviosa,

respectivamente. Consistió en eliminar las chantas o vainas viejas o

podridas que estaban adheridas al pseudotallo.

3.7.4. Fertilización

La aplicación de fertilizantes se la realizó siguiendo las recomendaciones del

Departamento de Manejo de Suelos y Aguas de la EET- Pichilingue,

basadas en el análisis de suelo realizado antes de la siembra. Esta labor se

inició a la semana 8 después de la siembra. En el anexo 5, se muestra el

cronograma de aplicación de fertilizantes para los dos cultivos.

3.7.5. Control de Malezas

El manejo de malezas se realizó de forma manual, mecánica y química.

La aplicación de herbicidas se la realizó cuando ya el control manual y

mecánico no era eficiente. Para este caso se usaron herbicidas Verdict

(Heloxyfop-R metil ester) y Basta (Glufosinato de Amonio).

3.7.6. Riego

En este experimento se realizaron riegos en la época seca, los cuales se

proporcionaron cada 15 días, con una duración de tres horas por parada,

utilizando el sistema de gran cañón, con una descarga de 12 mm de agua por

metro cuadrado.

3.7.7. Labores de protección de la fruta

Para el adecuado control de la calidad de la fruta obtenida se realizaron las

siguientes actividades:

Enfunde. En el caso de plátano, esta labor consistió en colocar fundas de

Polietileno con especificaciones 35x68x0,0004 Biflex PH A/D.

En Banano en cambio se utilizaron fundas de Polietileno con las

especificaciones 37x60x0,0004 impregnados con insecticidas. Se usaron

37

cintas de plástico de 10 colores diferentes, para llevar el cronograma de

enfunde y cosecha por edad de los racimos.

En el caso de Banano al momento del enfunde se colocó en la parte superior

del raquis un “corbatín” que es una cinta plástica con características

2x32x0,003 Azul, Impregnado con clorpirifos, para el control de insectos. Otro

de estos corbatines se colocó en la parte inferior del raquis después de realizar

el deschive.

3.7.8. Deschive

En Plátano esta labor se realizó cuando la inflorescencia estaba totalmente

abierta, y consistió en eliminar los dedos que no alcanzaron su normal

desarrollo y la última mano útil de todos los racimos.

En banano consistió en eliminar la mano considerada falsa (mano deforme)

más un número determinado de manos útiles, en este caso más 2, número

que dependió de las condiciones ambientales imperantes, riego y drenaje,

además de la densidad de siembra. Se efectuó la cirugía en los racimos que

consistió en la eliminación de los dedos laterales de todas las manos de

racimo.

En plátano esta actividad se la realizó cuando los racimos cumplieron 11

semanas después del enfunde, en Banano se la realizó cuando los racimos

cumplieron 12 semanas o máximo 13 después del enfunde.

3.7.9. Cosecha

En Plátano esta actividad se la realizó cuando los racimos cumplieron 11

semanas después del enfunde. En banano cuando los racimos cumplieron 12

semanas o máximo 13 después del enfunde.

38

3.7.10. Descripción de los productos Inductores de resistencia utilizados

en la investigación

3.7.10.1. Sa.bio SL

Composición química:

Quitosan Oligosacarina 20-50 g/litro, Otros componentes orgánicos 100 g/litro,

Potasio 20 g/litro.

Es un bioestimulante natural de última generación que activa y fortalece los

mecanismos de defensa de las plantas (hipersensibilidad), ya sea estimulando

la formación de fitoalexinas, oxígeno activo, quitinasas, lignina, etc., o

acelerando la respuesta de las plantas al ataque de patógenos.

Por su velocidad y efectividad en la activación de las defensas, SA.BIO puede

cumplir funciones similares a las de un fungicida, bactericida, nematicida, etc.

Es un elÍcitor biológico derivado de la quitina que coadyuva a la formación de

quitinasas e hidroliza las paredes celulares de hongos, bacterias y quitinolíticos

(nematodos, ácaros, huevos, etc.), entre otros.

3.7.10.2. Rezist

Formulación líquida

Composición química: cobre (cu) 1.75%, Manganeso (mn) 1.75%, Zinc (zn)

1.75%, Incrementa la resistencia natural de la planta contra las toxinas de las

enfermedades y de los nemátodos mediante la activación de la Resistencia

Sistémica Adquirida de la planta. Activa la resistencia contra el estrés biótico

(Hongos, Bacterias, Virus, Nemátodos) y abiótico (salinidad, inundaciones,

sequías, etc.) Contiene innovadores componentes que aumentan la expresión

genética responsable de la activación de la Resistencia Sistémica Adquirida.

Controla la producción de Etileno causado por cualquier estrés biótico o

abiótico. Dirige el Ciclo de la Metionina (Ciclo SAM) a la producción de super

Poliaminas, responsables de la Resistencia Sistémica Adquirida.

3.7.10.3. Induktor

Concentrado emulsionado, compuesto de Criptococcinacinas, polisaccharides,

PRIVs 400 g/L, Acido butanoico 150 g/L, Aceites esenciales polinsaturados

100 g/L, Fitoquel, prolinic phytohormons, metabolitos microbianos 80 g/L,

39

Macro y micro nutrientes, enzimas, péptidos 500 g/L, C-K-Silicatos 60 g/L,

Niacina 8000 ppm, Metil Jasmonatos-Leu-Iso-Valina 2000 ppm, Total

ingredientes Activo por litro 1000 g/L

Es un bioestimulante, activador de un amplio espectro de reacciones inmunes

de tipo vegetal cuyo elicitores son hongos ficomicetos, tipo Botritis,

especialmente en las porciones aéreas de la planta. Es un potente reactivador

y optimizador fisiológico, reconstructor de membranas y paredes celulares.

Posee metabolitos microbianos, péptidos, proteínas, obtenidas por vías

multidireccionales originarias de varias cepas de levaduras de Cryptococcus

spp, Aureobasidium sp., Actinomyces sp., localizadas en microecosistemas

aéreos vegetales. Contiene además sustancias naturales biológicamente

activas, como biopolímeros, exopolisacáridos, macro y micro nutrientes,

enzimas y fitoquelatinas, bases hormonales prolinicas, auxínicas, jasmonatos,

nicotínicos, lignosulfonatos. Estos se encuentran contenidos dentro de una

suspensión de extractos microbianos naturales y biomoleculas específicas

(BE), enriquecidas con oligoelementos minerales.

3.7.10.4. Inmuneguard

Composición: Pirrolnitrin, µ-polisaccharides, PRIVs 400 g/L Fitoquel, prolinic

phytohormons, metabolitos microbianos 100 g/L. Macro y micro nutrientes,

enzimas y fitoquelatinas microbianos 500 g/L. Total ingredientes Activo por litro

1000 g/L. Bioestimulante, activador de reacciones inmunes vegetal, reactivador

y optimizador fisiológico, robustecedor de membranas, paredes celulares y su

fisiología. Posee metabolitos procedentes del cultivo in vitro obtenidos por

diferentes mecanismos de tipo multidireccional inducido de patosistemas. Es

originario de varias cepas de Pseudomonas fluorescens, localizadas en

microecosistemas vegetales, sustancias naturales biológicamente activas,

como biopolímeros, exopolisacáridos, macro y micro nutrientes, enzimas y

fitoquelatinas, precursores hormonales auxínicos, citoquinínicos. Estos se

encuentran contenidos dentro de una suspensión de extractos microbianos

naturales y biomoléculas específicas, enriquecidas con oligoelementos

minerales. Se trata de sustancias naturales biológicamente activas, como

biopolímeros, exopolisacáridos, macro y micro nutrientes, enzimas y

40

fitoquelatinas, precursores hormonales, que actúan como agentes de inducción

de resistencia vegetal.

3.7.10.5. Fitoalexin

Composición: Fósforo (P2O5) 42 %, Potasio (K2O) 28%.

Tiene la propiedad de estimular en la planta la producción de sustancias

naturales denominadas fitoalexinas, las cuales ejercen una acción protectora

frente al ataque de Phytophtora y Mildiú, ya que estimula la protección biológica

inducida, produciendo un fortalecimiento del tronco, cuello, raíz y tallo. Además

tiene múltiples indicadores en todo tipo de cultivos, como nutriente y

estimulante del crecimiento vegetativo, favoreciendo al desarrollo del sistema

radícular y otros órganos de la planta, mejora el estado nutricional de la planta,

especialmente en los momentos de mayor actividad: brotación, floración,

desarrollo y maduración de los frutos.

3.7.10.6. BSK 100

Composición.

Aceites vegetales esenciales polinsaturados : 10.00%

Ácidos grasos del grupo Ω 3 : 5.00%

Extractos de plantas aromáticas : 3.00%

Ácidos grasos butíricos : 4.00%

Extractos vegetales inductores de resistencia : 40.00%

Complejo compensador fisiológico : 9.00%

Poly-d glucosamina : 2.00%

Cis jasmonato : 2000 ppm

Ácido nicotínico : 5000 ppm

Lignosulfonatos y silicatos : 4.50%

Agentes emulsificantes : 6.00%

Acondicionadores y diluyentes naturales : 15.80%

Total : 100.00%

Es un producto de acción de generación avanzada, de tecnología vanguardista,

potenciando su uso para el manejo integrado, bajo condiciones de alta presión

de la Sigatoka negra, así como la Sigatoka amarilla que afectan severamente el

41

follaje de las plantas de Banano y Plátano, causando importantes pérdidas

económicas, así como la secadera del follaje en condiciones de alta presión de

la enfermedad, provocando una reducción severa del rendimiento y la

continuidad de la producción.

3.7.10.7. Concat G3

Composición: 10 % de extracto de Carophilaceas

Es un reconstituyente biológico, activa con éxito los agentes naturales para la

autodefensa de las plantas en forma permanente; permite que las plantas

tengan un crecimiento constante y rápido, ya que induce a la resistencia de los

factores de estrés y/o agentes patógenos que afecten al cultivo.

Contiene extractos puros de plantas que al ser aplicados sobre el cultivo tiende

a producir un equilibrio biótico, simulando una diversidad ecológica,

provocando así que las sustancias activas de Concat Induzcan el Sistema de

Resistencia (IRS), e influyan positivamente sobre las plantas del cultivo

generando una mayor cantidad de sustancias protectoras (PR-Proteína) y

energía química (ATP), permitiendo un descanso armónico del cultivo.

3.7.10.8. Plandak

Composición % p/p % p/v

Carbohidratos (oligosacáridos condensados) 1.65% 1.68%

Ácidos orgánicos 0.55% 0.56%

Vitamina C 0.10% 0.10%

Es una fórmula bioestimulante de la fisiología vegetal, que además promueve

la activación de los mecanismos naturales de defensa del plátano/banano. Sus

ingredientes de origen natural carecen de efectos biocidas, es decir, no atacan

a los agentes patógenos. Usado de manera regular, como preventivo, aumenta

la capacidad de respuesta del cultivo a los ataques de patógenos; también

puede integrarse en los estadios iniciales de la enfermedad dentro de

programas de manejo integrado, con el objeto de reducir el uso de ingredientes

activos biocidas de tipo sistémico.

42

En musáceas, se puede aplicar conjuntamente con la emulsión de aceite,

recomendándose hacer una prueba previa de compatibilidad. En general se

recomiendan las aplicaciones periódicas, cada 7-15 días, sobre todo en épocas

de mayor probabilidad de estrés biótico por causa de patógeno.

43

CAPÍTULO IV

44

IV. RESULTADOS Y DISCUSIÓN

4.1. Los resultados y discusión de los aspectos relacionados a la aplicación

de los productos Inductores de resistencia a Sigatoka negra por vía foliar

e inyección al pseudotallo en el cultivos de banano se indican a

continuación.

En el cuadro 5, se presentan los cuadrados medios de las variables en estudio,

para tener inicialmente una perspectiva de los resultados obtenidos.

Cuadro 5. Cuadrados medios de las variables en estudio en el cultivo de

banano cv. Williams, en relación a los Métodos de aplicación

(factor A), los productos Inductores de Resistencia (factor B) y a la

interacción AxB.

Variables

Métodos de aplicación (A)

Productos inductores de resistencia (B)

Interacción A x B

CM SE CM SE CM SE

Índice de infección Sigatoka negra a la floración 10,01 ns

22,15 ns

28,39 *

Índice de infección Sigatoka negra a la cosecha 229 ns

458 * 116

ns

Área foliar funcional a la floración 18,38 * 3,65

* 3,87

*

Área foliar funcional a la cosecha 1,233 ns

0,38 * 0,04

ns

Hojas funcionales a la floración 0,05 ns

0,87 ns

0,98 ns

Hojas funcionales a la cosecha 7,11 ns

2,92 * 0,22

ns

Días a la floración 104 ns

149 ns

213 ns

Días a la cosecha 254 ns

557 ns

209 ns

Altura de planta 0,006 ns

0,03 ns

0,03 ns

Perímetro del pseudotallo 23,34 ns

5,905 ns

10,35 ns

Peso del racimo 23,34 ns

5,56 ns

16,8 ns

Número de manos/ racimo 0,06 ns

0,73 ns

0,87 *

Número de frutos/ racimo 516 ns

150 ns

690 *

Grado de la fruta 0,482 ns

0,305 ns

0,16 ns

Racimos/ caja 0,01 ns

0 ns

0,01 ns

Cajas/ hectárea 2097 ns

1200 ns

3630 ns

Análisis realizado con el paquete estadístico “Infostat Profesional versión 2008”

CM=Cuadrado medio. SE= Significancia estadística. ns= no significativo. * = significancia al 0,05%.

45

4.1.1. Índice de infección (%) de Sigatoka negra a floración y cosecha en el

cultivo de Banano

Al realizar el análisis de varianza a la variable Índice de Infección (%) a la

etapa de floración, se puede apreciar diferencias significativas solo para la

interacción A x B (Métodos x Inductores), mientras que para los factores A

(Métodos) y B (Inductores de resistencia), no se reportó diferencia significativa

(Anexo 7).

En el cuadro 6, se muestra la separación medias de la interacción de los

factores métodos de aplicación por inductores de resistencia, con la prueba de

Tukey al 0,05% de probabilidad.

Cuadro: 6. Separación de medias en relación a la interacción de los factores

Métodos de aplicación y productos Inductores de Resistencia en la

variable índice de infección de Sigatoka negra a la etapa de

floración en el cultivo de banano. EET Pichilingue, INIAP,


Inductores de resistencia

Método de aplicación foliar

Método inyectado al pseudotallo

Medias del factor B (Inductores de

resistencia) Media s SE Medias SE

Concat G3 9,84 a 15,54 ab 12,69

Inmuneguard 14,55 ab 11,95 ab 13,25

Induktor 17,31 ab 11,17 ab 14,24

Fitoalexin 13,57 ab 13,95 ab 13,76

BSK-100 9,15 a 15,38 ab 12,27

Sabio S.L. 12,59 ab 15,71 ab 14,15

Rezist 15,42 ab 19,95 b 17,69

Plandak 10,72 ab 10,68 ab 10,7

Testigo 14,25 ab 10,82 ab 12,54

Métodos de aplicación 13,04 a 13,91 a 13,48 SE= Significancia estadística, (Tukey al 0,05% de probabilidad), letras distintas en una misma columna indican diferencia estadística.

Se puede evidenciar las medias de cada uno de los productos inductores de

resistencia, observándose que los productos no actuaron en similares

condiciones, dependiendo del método utilizado. Se puede notar que el nivel

más bajo de infección se da con el tratamiento BSK-100 aplicado foliarmente,

el cual alcanzó 9,15% de índice de infección. Por otra parte, los tratamientos

46

Concat G3 foliar (9,84%), Plandak inyectado (10,68%) y foliar (10,72%),

presentan bajos promedios superados solo por BSK 100. Seguidos en el

mismo nivel de significación se presentan a los tratamientos Induktor

inyectado, Inmuneguard inyectado, Sabio S.L. foliar y el Fitoalexin foliar con

11,17%, 11,95%, 12,59% y 13,57%, en su orden. Finalmente se puede

observar a los tratamientos Concat G3 inyectado, Sabio S.L. inyectado,

Induktor foliar y Rezist inyectado, que presentan los más altos niveles de

infección de Sigatoka negra a floración con valores de 15,54%, 15,71%,

17,31% y 19,95% respectivamente.

El tratamiento Testigo tanto foliar como inyectado, presentó un

comportamiento intermedio en cuanto al índice de infección a floración, lo que

posiblemente se debió a que en el sorteo de las parcelas experimentales para

su ubicación dentro del ensayo, se dio en los bordes del experimento, donde

estuvieron en contacto con cultivos de palma africana y caucho que

circundaban al ensayo, lo cual redujo la presión de la enfermedad. Al contrario

sucedió con los tratamientos con inductores de resistencia, que por ubicación

estuvieron expuestos a una mayor presión de la enfermedad, dado que en el

centro del experimento se originó mayor inóculo por efecto del monocultivo de

banano.

Adicionalmente, se muestran las medias y la significación estadística de los

métodos de aplicación, los cuales se observan bastantes similares con una

ligera ventaja del método aplicado al follaje.

Para que los resultados de la interacción sean más fácilmente observados se

presenta en la figura 3, un gráfico de puntos, donde se puede evidenciar la

tendencia de cada uno de los productos inductores en cada uno de los

métodos de aplicación.

47

Figura 3. Interacción de los Métodos de aplicación con los productos

Inductores de Resistencia, en relación al índice de Infección en el

cultivo de banano. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos,

2013.

Al analizar estadísticamente esta variable a la etapa de cosecha, la que se

muestra en el Anexo 7, se observa que el factor B (Inductores de Resistencia)

muestra significancia, mientras que para el factor A (Métodos de aplicación) y

la interacción A x B, no se observó diferencia estadística alguna. Por tanto, se

puede mencionar, que los inductores de resistencia ejercieron un claro efecto

sobre la presencia de la enfermedad en la etapa de cosecha,

independientemente del método de aplicación utilizado.

En el cuadro 7, se presenta la separación de medias realizada al factor B

(Inductores de resistencia), en la etapa de cosecha, se puede apreciar

respecto al índice de infección de Sigatoka negra que el Testigo sin aplicación

al igual que Concat G3, son estadísticamente iguales y diferentes de los

demás, pues éstos obtuvieron los niveles más altos de infección a ésta etapa.

Por su parte, Fitoalexin, Rezist, Inmuneguard, BSK 100, Induktor y Plandak, se

diferenciaron del resto por presentar las medias más bajas de IE.

Aplicacion foliar Aplicación por inyección

Induktor Rezist Inmuneg Testigo Fitoalexin Sa.Bio Plandak Concat BSK8,00

11,50

15,00

18,50

22,00

Índic

e d

e infe

cció

n d

e S

igato

ka n

egra

(%

)17,31

15,4214,55

13,57 12,59

10,729,84

9,15

11,17

19,95

11,95

10,82

13,95

15,71 15,54 15,38

17,31

15,4214,55

13,57 12,59

10,729,84

9,15

11,17

19,95

11,95

10,82

13,95

15,71 15,54 15,38

Aplicacion foliar Aplicación por inyección

48

Cuadro 7. Separación de medias de Índice de la Sigatoka negra en relación a

los productos Inductores de resistencia (factor B), en cultivo de

banano en la etapa de cosecha. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo,

Los Ríos, 2013.

Inductores de resistencia Medias de Inductores de resistencia

Medias SE

Concat G3 92,7 a

Inmuneguard 75 b

Induktor 77,3 b

Fitoalexin 73,6 b

BSK-100 75,8 b

Sabio S.L. 85 ab

Rezist 74,7 b

Plandak 78 b

Testigo 97,7 a SE= Significancia estadística con (Tukey al 0,05% de probabilidad). Letras diferentes en una misma columna indican diferencia estadística.

Referente al cuadro mencionado, mediante un diagrama de barras (Figura 4),

se presenta la separación de medias realizada a los productos inductores de

resistencia a la etapa de cosecha en el cultivo de banano. En esta figura se

observa al testigo con el más alto nivel de infección de Sigatoka negra con

relación a los productos inductores de resistencia, los cuales muestran una

similitud de resultados, excepción de los productos Concat G3 y Sa. Bio SL,

quienes obtuvieron los porcentajes más altos de los inductores de resistencia.

Figura 4. Promedios de Infección de Sigatoka negra en el cultivo de banano

en función de los productos Inductores de Resistencia. EET

Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos, 2013.

Testigo Concat Sa.Bio Plandak Induktor BSK Inmuneg Rezist Fitoalexin20,0

40,0

60,0

80,0

100,0

Índi

ce d

e in

fecc

ión

de S

igat

oka

negr

a

97,7

92,7

85,0

78,0 77,3 75,8 75,0 74,7 73,6

97,7

92,7

85,0

78,0 77,3 75,8 75,0 74,7 73,6

49

Por otra parte, en la Figura 5 se presenta el porcentaje de control y de

infección de cada uno de los productos inductores de resistencia y el testigo en

el cultivo de banano a cosecha, en donde se puede apreciar que el porcentaje

de infección más bajo lo obtuvo el producto Fitoalexin 73,6% con un 26,4% de

control, mientras que los más altos fueron para el Testigo y Concat G3 con

97,7 y 92,7% con 2,3 y 7,3% de control, respectivamente.

Figura 5. Efecto de productos Inductores de Resistencia (Factor B) sobre la

Severidad y Control de Sigatoka negra a la cosecha en el cultivo de

banano. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos, 2013.

Cabe mencionar que el crecimiento y desarrollo de las plantas se dio durante

la época seca, siendo esta la condición para un manejo natural de la infección,

sin embargo, la etapa de floración, llenado del fruto y cosecha se llevó a cabo

durante la época lluviosa, motivo por el cual se detuvo la emisión foliar y

aumentó la presión del hongo, lo que pudo haber influido en el exagerado

incremento del IE en la etapa de cosecha. La presencia de las lluvias favorece

la producción, liberación y germinación de ascosporas del hongo de la

Sigatoka negra, por ende la pronta infección de las hojas.

50

En la Figura 5, se observa que el Fitoalexin ejerció un 26,4% de control sobre

la Sigatoka negra en comparación al Testigo y los demás tratamientos. Este

efecto posiblemente se puede atribuir al alto contenido de fosfito de potasio en

su formulación, dado que los fosfitos se caracterizan por su alta solubilidad y

movilidad tanto de forma ascendente como descendente, lo cual facilita su

acción sobre la nutrición y defensa de la planta. Las aplicaciones foliares de

fosfitos inducen una protección sistémica hacia patógenos en cultivos de ciclo

corto y perennes (Lovatt y Mikkelsen, 2006).

La eficacia del fosfito potásico se atribuye a un efecto directo e indirecto. Por

una parte, Lobato et al., (2007), demostraron que el efecto directo del fosfito es

de una naturaleza fungistática, ya que en condiciones in vitro logró restringir el

crecimiento de Pythium y además inhibió su esporulación. Por otra parte,

Daniel et al., (2005), sugirieron que el efecto del fosfito también se lleva a cabo

de una forma indirecta, ya que mediante rutas metabólicas se activan algunos

sistemas de resistencia adquirida (SAR) tanto para fitopatógenos como para

insectos plaga. En este cultivo el efecto de los fosfitos para el control de

Sigatoka negra fue comprobado por Washington (2006), pues al aplicar fosfitos

de forma foliar combinados con ácido giberélico y aceite agrícola, observó

efectos muy significativos sobre la incidencia y severidad de la enfermedad.

La eficacia del producto Rezist sobre Sigatoka negra se muestra en la Figura

5, en donde se mostró un control del 25% de control de la enfermedad. La

actividad inductiva de resistencia del producto Rezist se atribuye según Stoller

(2009), a los altos contenidos de ácido salicílico y poliaminas en su

formulación, además de contener minerales tales como Cu, Mn y Zn. Según

Burnell (1988), el Mn juega un importante papel en la defensa de las plantas

contra patógenos, ya que es un co-factor importante de muchas enzimas que

intervienen en la biosíntesis de metabolitos secundarios tales como el ácido

shiquímico, aminoácidos aromáticos, cumarinas, ligninas y flavonoides.

Por otra parte, el Cu también interviene en la biosíntesis de metabolitos

secundarios de las plantas, por lo tanto es de mucha importancia en el

fortalecimiento de la resistencia de los vegetales hacia enfermedades. Esto se

debe a que interviene en la formación de ligninas, interponiendo así una

51

barrera mecánica que interfiere en la entrada de organismos patógenos,

además de contribuir a la formación de sustancias como las fitoalexinas, que

también ayudan a la resistencia de las plantas, al inhibir el desarrollo y la

germinación de los hongos (Kirkby y Römgeld, 2008). Existe también la

evidencia de que el Zn contribuye a la defensa de las plantas hacia

organismos patógenos, al mantener la integridad y controlar la permeabilidad

de la membrana. Esto se ha demostrado en experimentos con deficiencias de

Zinc, donde se ha comprobado que las membranas pierden permeabilidad lo

cual ayuda a la liberación de carbohidratos y aminoácidos que actúan como

atrayentes de plagas y enfermedades (Kirkby y Römgeld, 2008).

El ácido salicílico (AS) ha sido reportado como un excelente inductor abiótico

de resistencia en las plantas hacia plagas y enfermedades. En un estudio

White (1979), demostró por primera vez la participación del AS en la

resistencia de plantas a enfermedades, pues observó que al inyectar aspirina

(un derivado del AS) a las hojas de tabaco infectadas con virus del mosaico del

tabaco (TMV), observó que la planta logró producir niveles significativos de

proteínas relacionadas a la patogenicidad o más conocidas como PR, logrando

reducir hasta un 90% el número de lesiones causadas por el virus. Vlot et

al.,(2009) mencionan que muchas plantas tratadas con AS inducen la

expresión de genes PR, otorgando resistencia a virus, bacterias y hongos

patógenos. Finalmente como resultado de muchas investigaciones, se ha

comprobado que el AS influye en muchos aspectos de la defensa vegetal, sea

esta como una respuesta de hipersensibilidad (RH) o muerte celular

programada, la manifestación de proteínas relacionadas a la patogenicidad

(PR), así como la inducción de resistencia sistémica y local a muchas

enfermedades. Al parecer el AS utiliza algunos mecanismos para activar estas

defensas, además de interactuar con otro grupos de hormonas en la

señalización de las respuestas de SAR (Rangel et al., 2010).

Los resultados obtenidos con el producto Rezist basado en AS y Mn, Cu y Zn,

coinciden con los expuestos por Zuluaga et al., (2007), quienes determinaron

que el AS utilizado en mezcla y rotación con fungicidas convencionales, logró

reducir hasta en 46% la cantidad de fungicidas convencionales usados en el

52

control de Sigatoka negra, lo que atribuye a los mecanismos de defensa que

indujo el ácido salicílico (AS). Así mismo Vawdrey y Grice (2005), reportaron

que en evaluaciones de campo realizadas con el producto Acibenzolar

(análogo del ácido salicílico), y fungicidas convencionales (triazoles,

estrobirulinas y protectantes) para el control de Sigatoka amarilla en South

Johnstone, Australia, encontraron que con el referido producto, el índice de

severidad de la enfermedad fue menor que el de los protectantes e incluso que

el del tratamiento con Propiconazole, indicando el potencial del ácido salicílico

en el manejo integrado de la enfermedad.

Espinoza (2007), demostró que al mezclar medios de cultivo con diferentes

dosis de B, Mn, Cu, Zn y Si, y al establecer colonias de M. fijiensis en esos

medios, se logró inhibir a diferentes niveles el desarrollo del patógeno, siendo

de todos los elementos evaluados el Cu el más efectivo en mostrar elevados

niveles de control in vitro. Estos resultados coinciden con los reportados por

Alvarado (2007), quien al evaluar el efecto combinado de Ca y B con el

fungicida Mancozeb, observó una significativa reducción en los niveles de

severidad de la Sigatoka negra.

El efecto de los productos Inmuneguard e Induktor sobre la enfermedad se

mostró bastante significativo en comparación al Testigo, ya que según lo

observado en la Figura 5, muestra un 25% y 22,7% de control, presentando

un comportamiento bastante similar al mostrado por Fitoalexin sobre el control

de Sigatoka negra. El efecto de ambos inductores puede deberse a los altos

contenidos de metabolitos microbianos procedentes de cepas de

Pseudomonas fluorescens, Cryptococcus spp, Aureobasidium sp.,

Actinomyces sp. Según Riveros (2008), la inducción de resistencia

proporcionada por microorganismos, se debe a la habilidad de producir

sustancias o metabolitos que actúan por medio de antibiosis sobre el

patógeno, inhibiendo la germinación y la esporulación en muchos casos.

Las principales sustancias y metabolitos encontrados en los inductores de tipo

biótico son glicoproteínas, péptidos, quitina, glucano, polisacáridos y lípidos,

53

los mismos que han sido aislados de extractos, fluidos y filtrados de cultivos de

hongos y bacterias (Riveros, 2002). En este mismo contexto Blandón et

al.1999, confirmaron que algunos grupos de bacterias, P. fluorescens,

levaduras y actinomicetos, encontrados en bioles derivados de la pulpa del

café, ejercieron control significativo sobre algunas enfermedades.

Patiño (2002) encontró que cepas de la rizobacteria P. fluorescens

incrementaron la resistencia del banano FHIA-23 a la Sigatoka negra, cuando

éstas se aplicaron en combinación con fuentes orgánicas de energía.

El efecto del producto BSK-100 sobre Sigatoka negra se muestra también en

la Figura 5, donde se puede apreciar un 24,2%, lo cual puede deberse a que

su mayor composición se basa en extractos y aceites de origen vegetal, los

cuales según Kagale et al., (2004), activan procesos de defensa en las plantas,

brindando así protección preventiva hacia plagas y enfermedades. Por otra

parte, Wang et al., (2004) observaron que al aplicar extractos a base de

aceites esenciales de Inula vicosa en algunos cultivos, estos mostraron

actividad antifúngica de amplio espectro contra una variedad de fitopatógenos

foliares. Por su parte, Apablaza et al., (2002) mencionaron que la actividad

biológica de los extractos vegetales se debe a la presencia de sustancias

fenólicas, terpenoides, flavonoides, saponinas y algunos ácidos orgánicos.

Los resultados obtenidos con BSK-100, coinciden con los reportados por

Osorio (2006), que al realizar pruebas en campo con extractos de Momordica

charantia y Senna reticulata, encontró que éstos ejercieron un control

significativo sobre Sigatoka negra en comparación al Testigo no tratado,

aunque ninguno de los dos extractos superó al Testigo químico. Estos

resultados también coinciden con los encontrados por Marín et al.,(2006),

quienes al evaluar el efecto de extractos y aceites vegetales sobre Sigatoka

negra, encontraron niveles de severidad de la enfermedad más bajos que en el

Testigo no tratado, sin embargo, los extractos fueron superados por el Testigo

químico de referencia.

En la Figura 5, se puede observar también que el producto Plandak mostró un

22% de control sobre la Sigatoka negra, lo cual supera ampliamente al Testigo,

54

coincidiendo con los resultados obtenidos por la empresa SAS (2013), quien

en ensayos realizados con este producto en Colombia, Costa Rica y Ecuador,

observaron menores índices de severidad de la Sigatoka negra en

comparación al tratamiento Testigo. Incluso en pruebas de hoja simple, el

Plandak se comportó mejor que los fungicidas protectantes, aunque los

sistémicos lo superaron en el nivel de control de la enfermedad.

Este efecto se puede atribuir a que el producto Plandak contiene compuestos

Oligosacáridos que activan rutas metabólicas para la expresión de genes de

resistencia, los mismos que codifican la síntesis de PR’s (Proteínas

relacionadas a la patogenicidad) tales como PAL, gluconasas, quitinasas y

peroxidasas. Estas a su vez activan la producción de compuestos fenólicos

(Ácidos clorogénico, cafeico y ferrúlico) que son precursores de fitoalexinas

específicas de musáceas del grupo de las FENILFENALENONAS del tipo

FEN4 – FEN5 – FEN6, las mismas que desempeñan un papel fundamental en

los mecanismos de resistencia inducida en plantas del género Musa (SAS

2013; Luis et al., 1993; Otalvaro et al., 2002).

En este contexto, Kamo et al.,(1998) reportaron que los frutos de banano y

plátano en estado verde producen fenilfenalenonas antifúngicas cuando son

afectados por Colletotrichum musae; compuestos metabólicos que están

estrechamente relacionados con los mecanismos de defensa de Musa, lo cual

al parecer no deja desarrollar al patógeno hasta que los frutos maduren. Por su

parte, Quiñonez et al., (2000) mencionan que algunas fenilfenalenonas

naturales y análogas estructurales, ejercen una actividad antifúngica contra

Mycosphaerella fijiensis.

La mayoría de fenolenonas se activan o aparecen cuando la planta es atacada

por fitopatógenos o sufren daños físicos, razón por la cual el Plandak

proporciona fenolenonas de este tipo (SAS 2013). Sin embargo, Luis et al.,

(1997) mencionan que muchas fenolenonas están presentes en bajas

concentraciones en las plantas de Musa sanas a manera de antibióticos

naturales, razón por la cual algunas de ellas han sido denominadas como

fitoanticipinas. Al parecer estos compuestos juegan un papel preventivo

(fitoanticipinas) y post-inductivo (fitoalexinas) en el sistema defensivo de las

55

plantas del género Musa, razón por la cual se ha sugerido denominar a las

fenilfenalenonas de este tipo con el nombre de fitoresistinas debido a su

dualidad (Luis et al., 1995). Finalmente cabe mencionar que el producto

Plandak no es un fungicida como tal, sino que mediante sus componentes es

capaz de activar estas rutas metabólicas específicas para el género Musa.

Esto ha sido comprobado en pruebas in vitro, al tratar esporas de M. fijiensis

directamente con el producto, éstas no se vieron afectadas y continuaron su

desarrollo de manera normal, mientras que las esporas expuestas con

extractos de hojas de banano previamente tratadas con el Plandak,

presentaron un significativo nivel de inhibición de su tubo germinativo (SAS

2013).

En la Figura 5, se puede también observar que el producto Sabio S.L. mostró

un 15% de control de la Sigatoka negra a la cosecha, en contraste al

tratamiento Concat G3 y el Testigo, los cuales mostraron los valores más bajos

de control de la enfermedad. Si bien es cierto el producto Sabio S.L. no fue el

mejor producto, sin embargo, es evidente que un 20% de control es positivo

desde todo punto de vista, debido a que en este ensayo no se usó ningún tipo

de fungicida químico. Este pequeño pero importante nivel de control obtenido

con Sabio S.L., puede deberse a la concentración de oligosacarinas y

quitosano en la composición del producto, lo cual fortalece el sistema

defensivo de la planta, tal como lo menciona Bettiol (2006).

En este sentido Porras et al., (2009), demostraron que en ensayos de

laboratorio el quitosano tuvo el potencial de inhibir en gran porcentaje el

crecimiento de las bacterias Erwinia carotovora y Xanthomonas spp., mientras

que el desarrollo de Fusarium oxysporum y Botrytis cinerea no fue significativo.

Sin embargo, estos estudios señalan que al combinar el quitosano con el

cinamaldehído, se logró inhibir ampliamente el crecimiento de F. oxysporum y

B. cinerea en comparación al tratamiento control, lo cual sugiere que el

cinamaldehído potencializa la acción antifúngica del quitosano. Por su parte,

Gurgel et al (2005) demostraron en pruebas tempranas, que la aplicación de

56

quitosano antes de la inoculación, mostró un efecto bastante significante en el

control de Fusarium oxysporum f.sp. lycopersici en tomate.

Entre los metabolitos secundarios que induce el quitosano, está la enzima

fenilalanina amonio liasa (PAL), la cual es clave para la inducción de

resistencia, además de otras enzimas tales como las B-1,3 glucanasas,

quitinasas y quitosanasas (Inui et al., 1997). En este mismo contexto,

Rodríguez et al.,(2006) demostraron que al tratar semillas de arroz con el

quitosano se logró inducir mayores niveles de la enzima PAL, lo cual se tradujo

en una menor severidad del hongo Pyricularia grisea causante de la quemazón

en el cultivo de arroz, en comparación al tratamiento Testigo.

Por último, tal como se ilustra en la Figura 5, los tratamientos Concat G3 y el

Testigo fueron los más afectados por la enfermedad, reflejando de esta

manera el bajo efecto del Concat G3 sobre la variable índice de infección.

4.1.2. Área foliar funcional en banano (m2)

Después de haber realizado el análisis de varianza a la variable área foliar

funcional en la etapa de floración el cultivo de banano (Anexo 8), se presentó

diferencia estadística en los factores A (Métodos de aplicación) y B (Inductores

de resistencia) y en la interacción de éstos. Esto demuestra que sobre el área

foliar funcional a la floración tienen una influencia directa los métodos de

aplicación, inductores de resistencia y la interacción de éstos.

En el cuadro 8, se muestra la separación de medias de los factores A y B,

además de la interacción de éstos con su respectiva significación estadística.

Se puede observar que para el factor métodos de aplicación, se muestra al

método por inyección como diferente estadísticamente del método foliar, pues

obtuvo un promedio de 15,55 metros cuadrados, mientras que el método de

aplicación al follaje fue de 14,39 metros.

57

Cuadro: 8. Separación de medias del factor A (Métodos de aplicación), factor

B (Inductores de Resistencia) y de la Interacción de métodos de

aplicación por inductores de resistencia, de la variable área foliar

funcional a la etapa de cosecha en el cultivo de banano. EET

Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos, 2013





resistencia)

Media s SE Medias SE Medias SE

Concat G3 14,57 bcde 16,47 ab 15,52 a Inmuneguard 13,63 cde 14,57 bcde 14,10 ab Induktor 12,37 e 14,37 bcde 13,37 b Fitoalexin 13,87 cde 15,73 abc 14,80 ab BSK-100 14,8 abcd 16,4 ab 15,60 a Sabio S.L. 15,77 abc 15,7 abc 15,74 a Rezist 15,9 abc 14,2 bcde 15,05 ab Plandak 13,17 de 17,1 a 15,14 ab Testigo 15,4 abcd 15,43 abcd 15,42 a

Métodos de aplicación 14,39 b 15,55 a 14,97

SE= Significancia estadística, (Tukey al 0,05% de probabilidad), letras distintas en una misma columna indican diferencia estadística.

En el cuadro 8, se observa además la separación de medias del factor B

(inductores de resistencia), presenta a los productos Concat G3, Sa.Bio SL,

BSK 100 y el Testigo se ubican en un mismo rango de significancia, siendo

éstos los mejores promedios a esta etapa, sin embargo, los productos

Plandak, Rezist, Fitoalexin e Inmuneguard, se ubican en un segundo rango y

por último se encuentra Induktor con 13,37 metros cuadrados. Se puede notar

que el testigo se encuentra por encima de la media de los tratamientos, esto

puede deberse al mismo motivo mencionado en la variable anterior, en

referencia del testigo.

Es este mismo cuadro (8) se presenta la separación de medias de la

interacción de los factores métodos de aplicación por inductores de resistencia.

Se puede observar que el método de aplicación, por inyección al pseudotallo

obtuvo las mejores medias en esta variable, siendo Plandak aplicando por

inyección el que logró obtener mayor área foliar funcional a esta etapa con

17,1 metros cuadrados a floración, siendo estadísticamente distinto a todos los

otros tratamientos, independientemente del método de aplicación utilizado. Se

58

puede evidenciar además que la prueba de Tukey dividió a las medias en 7

rangos de diferenciación, mostrando en el último rango al producto Induktor

con 12,37 metros cuadrados.

Adicionalmente en mediante de un diagrama de barras (Figura 6) se presenta

el comportamiento de los productos inductores de resistencia frente al testigo,

en la variable área foliar funcional a la etapa de floración, donde se puede

notar que el testigo sin aplicación obtuvo valores de área foliar superiores a

cinco de los productos inductores de resistencia utilizados (Induktor,

Inmuneguard, Fitoalexin, Rezist y Plandak).

Figura 6. Relación entre el área foliar a la floración y los productos Inductores

de Resistencia a Sigatoka negra en el cultivo de banano. EET


En la Figura 7, utilizando un gráfico de puntos se presenta la separación de

medias de interacción de los factores métodos de aplicación por inductores de

resistencia. Se puede apreciar que el producto Plandak aplicado por inyección

obtuvo mayor área foliar funcional a esta etapa (17,10 m2), seguido del Concat

G3 (16,47) y BSK 100 (16,40), con el mismo método de aplicación. Por el

contrario, los productos aplicados al follaje demostraron menor cantidad de

área foliar, lo que demuestra que el método de aplicación o las condiciones en

que fueron aplicados los inductores influyeron para lograr estos resultados.

Testigo Sa.Bio BSK Concat Plandak Rezist Fitoalexin Inmuneg Induktor8,00

10,00

12,00

14,00

16,00

Áre

a fo

liar

func

iona

l a la

flor

ació

n

15,4215,73 15,60 15,52

15,13 15,0514,80

14,10

13,37

15,4215,73 15,60 15,52

15,13 15,0514,80

14,10

13,37

59

Figura 7. Interacción de los Métodos de aplicación con los productos

Inductores de Resistencia, en relación al área foliar funcional a la

floración en el cultivo de banano, de acuerdo a la escala de Stover

modificada por Gauhl. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos,

2013.

Por su parte en la etapa de cosecha en el análisis de varianza, en este

mismo cultivar no se mostró diferencia estadística para el factor A, ni para la

interacción de los factores A x B (ver anexo 8). Sin embargo, se notó

diferencia significativa para el factor B, la separación de medias se observa

en el cuadro 9.

Los resultados del análisis de varianza indican que sobre el área foliar

funcional a la cosecha, no hubo efecto de los métodos de aplicación ni de la

interacción de los dos factores, pero si fue influenciado por los productos

inductores de resistencia independiente del método de aplicación.

En siguiente cuadro (9), se ilustra los rangos de diferenciación, de la

separación de medias del factor B (Inductores de resistencia), en banano a

la etapa de cosecha. En este se muestra únicamente al producto

Inmuneguard con mayor área foliar funcional a cosecha, con 1,63 metros

cuadrados, relegando a un segundo rango al resto de los productos y a un

tercer rango donde solo se encuentra al testigo con 0,77 metros cuadrados.

Aplicación foliar Aplicación por inyección

Rezist Sa.Bio Testigo BSK Concat Fitoalex Inmuneg Plandak Induktor10,00

12,25

14,50

16,75

19,00

Áre

a fo

lia

r fu

ncio

na

l a

la

flo

ració

n (

m2

)15,90 15,77

15,4014,80 14,57

13,87 13,6313,17

12,37

14,20

16,40 16,47

15,73

14,57

17,10

14,37

15,90 15,7715,40

14,80 14,57

13,87 13,6313,17

12,37

14,20

16,40 16,47

15,73

14,57

17,10

14,37


60

Cuadro 9. Separación de medias del factor B, Inductores de Resistencia, en

cultivo de banano en la etapa de cosecha para la variable área

foliar funcional. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos, 2013.

Inductores de resistencia Medias de Inductores de resistencia

Media s SE

Concat G3 0,93 ab

Inmuneguard 1,63 a

Induktor 1,2 ab

Fitoalexin 1,34 ab

BSK-100 1,27 ab

Sabio S.L. 1,11 ab

Rezist 1,05 ab

Plandak 1,31 ab

Testigo 0,77 b

Media de los inductores de resistencia 1,18


En la figura 8, se presentan estos promedios mediante un diagrama de

barras, donde se observa el comportamiento de cada uno de los productos y

del testigo. En este se muestra al producto Inmuneguard con un mayor área

foliar funcional con 1,63 m2, mientras que el testigo sin aplicación y el

producto Concat se muestran como los promedios más bajos con 0,77 m2 y

0,93 m2. Los demás productos inductores de resistencia presentaron media

que están entre 1 y 1,35 metros cuadrados de área foliar.

Hay que mencionar que el testigo sin aplicación a la etapa de floración

obtuvo un importante número de metros cuadrados de área foliar funcional,

pero a la cosecha no mostró el mismo resultado, lo que demuestra que no

fue capaz de mantener un buen promedio durante la etapa del llenado del

fruto.

61

Figura 8. Relación entre el área foliar a la etapa de cosecha con los productos

Inductores de Resistencia a Sigatoka negra en el cultivo de banano.

EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos, 2013.

4.1.3. Número de hojas funcionales en el cultivo de banano

El análisis de varianza a la variable hojas funcionales en el cultivo de banano a

la floración se muestra en el Anexo 9, no se observa diferencia estadística

para ninguno de los factores en estudio. Esto demuestra que ni los métodos de

aplicación ni los productos inductores de resistencia solos o en interacción

produjeron algún cambio que fuera estadísticamente diferente entre los

tratamientos.

Al analizar esta variable a la etapa de cosecha en el cultivo de banano

(Anexo 9), no se evidenció diferencia estadística para el factor A (métodos

de aplicación) ni para la interacción del factor AxB, sin embargo, si se

muestra diferencia estadística para el factor B (Inductores de resistencia), lo

que indica que los productos aplicados tienen un efecto directo sobre el

número de hojas funcionales a la cosecha en el cultivo de banano,

independientemente del método de aplicación utilizado.

Los resultados de la separación de medias realizado al factor B, se muestra

en la Figura 9, donde se indica que fueron los productos aplicados quienes

mostraron efecto sobre este parámetro estudiado en banano. Se puede

apreciar que el producto Inmuneguard fue el que llegó a mantener un mayor

Testigo Inmuneg Fitoalexin Plandak BSK Induktor Sa.Bio Rezist Concat0,00

0,45

0,90

1,35

1,80

Áre

a folia

r fu

ncio

nal a la c

osecha

0,77

1,63

1,34 1,31 1,271,20

1,111,05

0,93

0,77

1,63

1,34 1,31 1,271,20

1,111,05

0,93

62

número de hojas funcionales hasta la cosecha con 2,5 hojas, seguido de los

producidos Fitoalexin con 1,42, Plandak con 1,37 y BSK con 1,28, luego

Induktor con 1 hoja. En un último rango se encuentran Rezist, Concat y el

Testigo con 0,62, 0,43 y 0,1 hoja, respectivamente.

Hay que mencionar que a la etapa de floración se llegó a finales de la época

seca, sin embargo durante el llenado del fruto se mantuvo la época lluviosa,

lo cual podría haber incidido de una manera exagerada en el excesivo

aumento de la infección, lo que podría haber provocado la pérdida de varias

hojas durante esta etapa hasta llegar a cosecha.

Por razones de análisis estadístico, se realizó la transformación de datos,

utilizando para el efecto la siguiente fórmula: X = √0,5 + (valores de cero)

para los valores que contenían ceros, mostrándose en la separación de

medias, los promedios de cada uno de los productos analizados, más no los

datos transformados.

Figura 9: Relación entre las hojas funcionales a la etapa de la cosecha frente

a los productos Inductores de Resistencia a sigatoka negra en el


2013.

Como sucedió en el caso de área foliar funcional, el testigo sin aplicación no

soportó las condiciones ambientales imperantes en la época lluviosa, lo cual

permitió que obtuviera el más bajo promedio de hojas funcionales a la

Testigo Inmuneg Fitoalexin Plandak BSK Induktor Sa.Bio Rezist Concat0,00

0,66

1,31

1,97

2,62

Hoja

s funcio

nale

s a

la c

osecha

0,10

2,50

1,42 1,371,28

1,000,88

0,62

0,43

0,10

2,50

1,42 1,371,28

1,000,88

0,62

0,43

63

cosecha, lo que demuestra que es imposible llevar a cabo una explotación

bananera sin aplicaciones de productos para el manejo de la Sigatoka negra.

Adicionalmente, se debe mencionar que ninguno de los resultados obtenidos

en este cultivo a la cosecha no son los suficientes para poder obtener una

fruta de calidad de exportación.

Soto (1985), menciona que para que una planta de banano pueda llegar a

obtener un racimo en condiciones idóneas para la exportación debe contar a

la etapa floración con un mínimo de 12 hojas. Por su parte, Satyanarayana

(1986), explicó que este número de hojas es el mínimo necesario, para que

la planta pueda llegar a sintetizar la suficiente cantidad de hidratos de

carbono que sirva para que el fruto llegue con el grado necesario a la

cosecha. Por su parte Daniels, et al., (1994), sugieren que la planta debe

mantener de 9 a 10 hojas desde floración a cosecha.

Robinson y Brower (1998), afirman que la planta de banano puede conservar 8

hojas desde la etapa de floración sin afectar directamente el peso del fruto. Por

el contrario, si el número de hojas es solo cuatro pueden resultar en una

pérdida notable de la producción. Leopold y Kriedemann (1975) señalan que

este comportamiento está relacionado a que la interceptación de la luz está

determinada por el tamaño, la forma, la posición y la distribución de las hojas

en la planta, además porque no todas las hojas contribuyen de igual forma al

llenado del racimo, efectuando mayor actividad fotosintética las hojas más

viejas con relación a las más jóvenes en banano (Eckstein y Robinson 1995;

Segura et al., 2005). En base a esto Belalcázar, et al., 1995, manifiestan, que

es el tipo de hoja eliminada y no la intensidad de la defoliación, lo que

determina el efecto de la remoción de hojas sobre el rendimiento.

4.1.4. Días a floración y cosecha en el cultivo de banano

En el análisis de varianza realizado a estas variables en el cultivo de banano a

la etapa de floración y cosecha, no presentó diferencia estadística alguna en

ninguno de los casos, como se muestra en el Anexo 10, lo cual indica que los

productos inductores de resistencia y los métodos de aplicación utilizados no

influyeron estadísticamente en acelerar o disminuir la llegada de las etapas de

64

floración y cosecha.

4.1.5. Perímetro del pseudotallo y altura de planta en el cultivo de banano

En el análisis de varianza realizado a estas variables (Anexo 11), no se

encontró diferencias estadísticas en ninguno de los factores en estudio, lo que

muestra que los productos inductores de resistencia ni los métodos de

aplicación de los mismos influyen sobre las variables en mención.

4.1.6. Peso del racimo, número de manos, número de frutos y grado del fruto

de banano.

Los análisis de varianza realizados a estas variables se muestran en el anexo

12, donde se puede observar que para el caso del peso neto y grado de la

fruta, no se observó diferencia estadística en ninguno de los factores

estudiados ni en la interacción de los mismos.

Por lo contrario para el caso del número de manos (cuadro 10) y número de

frutos por racimo (cuadro11), se observaron diferencias estadísticas en la

interacción de los factores entre métodos de aplicación por los productos

inductores de resistencia.

En el cuadro 10, se muestra la separación de medias de la interacción de los

factores AxB, para la variable número de manos por racimo. Pero hay algo

importante que mencionar, pues el análisis de varianza reportó diferencia

estadística para la interacción, más la separación de medias con la prueba de

Tukey no separa medias es decir la diferencia mínima significativa de esta

prueba no puede separar estos promedios por lo cercano que están uno del

otro.

En lo que refiere al análisis de varianza del factor b (inductores de resistencia),

mostrado también en el cuadro 10, donde se presenta en un primer rango de

diferenciación al producto Concat G3, con 8,92 manos por racimo siendo este

diferente estadísticamente del producto Induktor con 7,73 manos, con los

demás tratamientos es estadísticamente similar.

65


B (Inductores de Resistencia) y la interacción de Métodos de

aplicación por Inductores de Resistencia, de la variable número

de manos por racimo en el cultivo de banano. EET Pichilingue,

INIAP, Quevedo, Los Ríos, 2013





resistencia)


Concat G3 9 a 8,83 a 8,92 a Inmuneguard 7,57 a 8,63 a 8,10 ab Induktor 7,43 a 8,03 a 7,73 b Fitoalexin 8,1 a 8,63 a 8,37 ab BSK-100 8,33 a 7,83 a 8,08 ab Sabio S.L. 8,97 a 7,8 a 8,39 ab Rezist 8,53 a 7,77 a 8,15 ab Plandak 8,1 a 8,9 a 8,50 ab Testigo 8,53 a 7,83 a 8,18 ab

Métodos de aplicación 8,28 a 8,25 a 8,27


De igual manera en la figura 10, se muestra un gráfico de puntos, donde se

observa el comportamiento del número de manos, según los métodos de

aplicación, en el cual se evidencia una conducta similar entre los métodos de

aplicación con todos los tratamientos.

Figura 10. Interacción de los factores Métodos de aplicación por Inductores de

Resistencia, en relación al número de manos por racimo, en el


2013.


Concat Sa.Bio Testigo Rezist BSK Plandak Fitoalexin Inmuneg Induktor7,00

7,63

8,25

8,88

9,50

Nú

me

ro d

e m

an

os p

or

racim

o

9,00 8,97

8,53 8,53

8,33

8,10 8,10

7,577,43

8,83

7,80

8,73

7,77 7,83

8,90

8,63 8,63

8,03

9,00 8,97

8,53 8,53

8,33

8,10 8,10

7,577,43

8,83

7,80

8,73

7,77 7,83

8,90

8,63 8,63

8,03


66

La separación de medias de la interacción de los factores métodos de

aplicación por inductores de resistencia en la variable número de frutos, se

muestra en el cuadro 11, en el mismo se puede evidenciar que el producto

Sa.Bio SL aplicado al follaje obtuvo el mayor número de frutos, mientras que

Inmuneguard por esta misma vía de aplicación presento el menor número de

frutos.


B (Inductores de Resistencia) y de la interacción de Métodos de

aplicación por Inductores de Resistencia, en relación al número

de frutos por racimo en el cultivo de banano. EET Pichilingue,






resistencia)


Concat G3 142,27 abc 152,73 ab 147,50 a Inmuneguard 120,13 c 153,77 ab 136,95 a Induktor 127,93 bc 150,4 abc 139,17 a Fitoalexin 126,07 bc 148,5 abc 137,29 a BSK-100 146,03 abc 148,23 abc 147,13 a Sabio S.L. 163,97 a 131,43 bc 147,70 a Rezist 151,1 ab 128,63 bc 139,87 a Plandak 131,37 bc 146,8 abc 139,09 a Testigo 145,73 abc 149,73 abc 147,73 a

Métodos de aplicación 139,40 a 145,58 a 142,49


De la misma forma, mediante un gráfico de puntos (Figura 11) se muestra la

interacción de esta variable, donde se observa a varios productos que

mantienen una media similar a la de Sa. Bio SL, y no se muestra tendencia

diferenciada de los métodos de aplicación.

67


Resistencia en relación del número de frutos por racimo, en el


2013

Se consideró necesaria la presentación de los promedios de los pesos de los

racimos por cada producto inductor de resistencia y el Testigo sin aplicación,

para esto en la Figura 12, se muestra el comportamiento de los productos

inductores de resistencia independientemente del método de aplicación

utilizado, notándose que es el producto Sa. Bio SL el que obtuvo el mejor

promedio de peso neto en el racimo para el cultivo de banano con 27,8 kg,

seguidamente se encuentra el producto Concat G3 con 27,2 kg y BSK 100 con

26,2 kg. Por otra parte, se nota que el Testigo sin aplicación obtuvo 25,9 kg, lo

que indica que los productos no tienen un efecto marcado sobre el peso de la

fruta cosechada.


Sa.Bio Rezist BSK Testigo Concat Plandak InduktorFitoalexin Inmuneg114,0

128,0

142,0

156,0

170,0

Nú

me

ro d

e fru

tos p

or

racim

o

164,0

151,1

146,0

145,7142,3

131,4127,9 126,1

120,1

131,4128,6

148,2 149,7153,8

146,8150,4

148,5152,7

164,0

151,1

146,0

145,7142,3

131,4127,9 126,1

120,1

131,4128,6

148,2 149,7153,8

146,8150,4

148,5152,7


68

Figura 12. Relación entre el peso neto del racimo (kg) de banano y los

productos Inductores de Resistencia a Sigatoka negra. EET


Adicionalmente, se puede observar que a mayor peso (Figura 12) mayor

número de manos y frutos (Figuras 10 y 11), siendo los productos Sa.Bio y

Concat los que lograron obtener mayor peso y número de manos y frutos,

independientemente del método utilizado.

Los promedios obtenidos en la presente investigación para el caso del cultivo

de banano, en lo que refiere a las variables peso del racimo, número de manos

y frutos con valores de 26 kg, 8 manos y 144 frutos por racimo, son bastantes

similares a los obtenidos por Cuellar y Morales (2005), quienes al evaluar el

efecto de dos densidades y sistemas de siembra obtuvieron promedios de 26,5

kilogramos, 6,5 manos y 103 dedos por racimo en la primera generación, con

una calibración promedio de 45 grados en la última mano de abajo hacia

arriba, contrario a esta investigación en la cual se cosechó con un promedio de

grado de 39 grados en la segunda mano de abajo hacia arriba. Soto (1985),

indica que el grado de la fruta calibrado desde arriba hacia abajo disminuye

dependiendo del número de manos.

Los ventaja obtenida por el producto Sabio SL en banano con 27,80 kg de

peso, 8,3 manos y 147 dedos por racimo sobre los demás tratamientos, puede

deberse que el producto mostró un buen efecto sobre el control de Sigatoka

negra, logrando así una mayor área foliar funcional, y por ende un mejor

Testigo Sa.Bio Concat BSK Induktor Plandak Rezist Fitoalexin Inmuneg20,0

22,0

24,0

26,0

27,9

Peso d

el r

acim

o e

n K

ilogra

mos

25,9

27,8

27,2

26,225,9 25,8

25,2 25,224,8

25,9

27,8

27,2

26,225,9 25,8

25,2 25,224,8

69

llenado de los frutos. Esto es confirmado por Velandia et al., (2012) quienes

señalan algo similar al utilizar productos similares al Sabio SL en combinación

con fungicidas en el control de hongos en el cultivo de Cebolla. Por su parte,

Bosch y Currah (2002), establecieron que el mayor impacto negativo del

patógeno en la producción de cebolla de bulbo, ocurre si la pérdida de tejido

foliar se presenta en la fase de bulbificación, es decir, similar a lo que acurre

cuando la Sigatoka negra es más severa en el periodo de llenado de racimos.

4.1.7. Número de cajas por hectárea y racimos por caja en el cultivo de banano

En el análisis de varianza realizado a estas variables, el cual se muestra en el

Anexo 13, se observa que no presenta diferencia significativa para ninguno de

los factores en estudio ni para la interacción de los mismos. Es decir, no existe

influencia marcada de los productos inductores de resistencia, ni los métodos

de aplicación. Esto indica que los tratamientos en estudio no tuvieron influencia

sobre el número de cajas por hectárea ni para el ratio (racimos por cajas).

Sin embargo, se hace pertinente mostrar los promedios de cajas por hectárea

y racimos por cajas del cultivo de banano.

En el caso de banano cv Williams, se presenta un gráfico de comportamiento

de los promedios de cajas por hectárea obtenidos por cada uno de los

inductores de resistencia y el Testigo sin aplicación (Figura 13), en donde, si

bien el análisis de varianza y la separación de medias no encontró diferencia

estadística, se nota una clara diferencia numérica entre éstos, habiendo una

diferencia entre el Testigo y los productos Sa.Bio SL y Concat de 280 y 189

cajas, respectivamente. Quizás esta diferencia pudo deberse al efecto de los

productos además de las buenas condiciones del cultivo.

70

Figura 13. Promedios de cajas por hectárea en relación de los productos

inductores de resistencia, en el cultivo de banano. EET Pichilingue,


Testigo Sa.Bio Concat BSK Induktor Plandak Fitoalexin Rezist Inmuneguard2000

2538

3075

3613

4150

Caj

as p

or h

ecta

rea

3806

40863995

3853 3804 37893709 3708

3642

3806

40863995

3853 3804 37893709 3708

3642

71

4.2. Los resultados y la discusión de los aspectos relacionados a la

aplicación de los productos inductores de resistencia a Sigatoka negra

por vía foliar e inyección al pseudotallo en el cultivo de plátano se

indican a continuación.

En el cuadro 12 se presentan los cuadros medios y la significancia de las

variables estudiadas en el cultivo de plátano, en relación a los factores A y B,

(métodos de aplicación e inductores de resistencia) respectivamente y la

interacción de estos.

Cuadro: 12. Cuadrados medios y significancia de las variables en estudio en

el cultivo de plátano cv. Barraganete, en relación a los Métodos

de aplicación (factor A), los productos Inductores de Resistencia

(factor B) y a la interacción AxB.

Variables

Métodos de aplicación (A)

Productos inductores de resistencia (B)

Interacción A x B

CM SE CM SE CM SE

Índice de infección de Sigatoka negra a la floración 0,24

ns 3,04

ns 0,51

ns

Índice de infección de Sigatoka negra a la cosecha 1943

* 248

* 313

*

Área foliar funcional a la floración 25 ns

18 ns

12 ns

Área foliar funcional a la cosecha 126 ns

17 ns

23 *

Hojas funcionales a la floración 0,1 ns

0,57 ns

0,96 ns

Hojas funcionales a la cosecha 39,2 ns

5,8 ns

12,2 *

Días a la floración 0,00 ns

90,8 ns

137 *

Días a la cosecha 0,02 ns

85 ns

133 ns

Altura de planta 80 ns

1176 ns

732 ns

Perímetro del pseudotallo 14,9 ns

42,7 ns

42,1 ns

Peso del racimo 2,08 ns

2,4 ns

2,82 ns

Número de manos/ racimo 0,02 ns

0,31 ns

0,23 ns

Número de frutos/ racimo 4,7 ns

11,3 ns

16,3 *

Grado de la fruta 39,19 ns

1,69 ns

9,94 ns

Racimos/ caja 0,05 ns

0,05 ns

0,05 ns

Cajas/ hectárea 1078 ns

1260 ns

1480 ns

Análisis realizado con el paquete estadístico “Infostat Profesional versión 2008”

CM=Cuadrado medio. SE= Significancia estadística. ns= no significativo. * = significancia al 0,05%.

72

4.2.1. Índice de infección (%) de Sigatoka negra a la floración y cosecha en el

cultivo de plátano

Al realizar el análisis de varianza en la etapa de floración no se observa

diferencia estadística, tanto para los factores como para la interacción. Caso

contrario ocurrió en la etapa de cosecha, donde se pudo evidenciar diferencia

estadística para los factores A y B, y en la interacción de éstos, es decir hubo

influencia de los productos aplicados y los métodos de aplicación sobre el

porcentaje de infección de Sigatoka negra, como se muestra en el análisis de

varianza (anexo 14 muestra adevas de la etapa de la floración y cosecha).

La separación del factor A (Métodos de aplicación), mostrada en el cuadro 13

muestra que el método aplicado foliarmente fue diferente estadísticamente,

pues obtuvo un menor porcentaje de infección con 55,21%. Por su parte el

método de inyección al pseudotallo alcanzó 67,21%, indicando esto que los

productos aplicados al follaje son mejor absorbidos por la planta por medio de

la cutícula de la hojas.

En cambio para los productos inductores de resistencia (factor B), no se

presenta separación estadística de las medias con la prueba de Tukey, es

decir no hay diferencia significativa entre los inductores de resistencia, como

se observa en el análisis de varianza cuadro 13. Sin embargo, en la Figura 14,

se muestra la distribución de los productos inductores de resistencia junto con

el Testigo. Se observa que hay diferencias numéricas entre los productos

utilizados, donde el producto BSK 100 y el Testigo sin aplicación obtuvieron los

más altos índices de infección, mientras que los productos Rezist, Plandak,

Fitoalexin e Inmuneguard, mostraron los más bajos índices de infección de

Sigatoka negra en este cultivar.

Adicionalmente en el cuadro 13, también se presentan los resultados de la

interacción según la prueba de Tukey, la cual muestra al producto Rezist

aplicado al follaje como el mejor producto para el control de sigatoka negra con

40,91 %.

73

Cuadro: 13. Separación de medias de los Métodos de aplicación, Inductores

de Resistencia y de la interacción de estos factores, en relación

al índice de infección de Sigatoka negra a la etapa de floración en

el cultivo de plátano. EET. Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos,

2013.





resistencia)


Concat G3 66,01 abcde 64,68 abcde 65,30 a

Inmuneguard 46,01 bcde 69,59 ab 57,80 a

Induktor 42,88 de 75,57 a 59,22 a

Fitoalexin 44,3 cde 67,49 abcde 55,90 a

BSK-100 67,68 abc 73,11 ab 70,39 a

Sabio S.L. 66,82 abcde 60,29 abcde 63,55 a

Rezist 40,91 e 66,72 abcde 53,81 a

Plandak 50,95 abcde 58,32 abcde 54,63 a

Testigo 71,37 abc 69,24 abcd 70,30 a

Métodos de aplicación 55,21 b 67,22 a 61,22


Figura 14. Relación entre la variable Índice de Infección de Sigatoka negra a la

etapa de cosecha y los productos inductores de resistencia, en el

cultivo de Plátano. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos,

2013.

Testigo BSK Concat Sa.Bio Induktor Inmuneg Fitoalexin Plandak Rezist40,00

47,81

55,61

63,42

71,22

Índic

e d

e infe

cció

n d

e S

igato

ka n

egra

70,30 70,39

65,30

63,55

59,2257,80

55,9054,63

53,81

70,30 70,39

65,30

63,55

59,2257,80

55,9054,63

53,81

74

En la Figura 15, se muestra el porcentaje de infección y control de la Sigatoka

negra de cada uno de productos y el Testigo, en el cultivo de plátano a la

cosecha. En este se evidencia la supremacía en el control sobre la Sigatoka

negra de los productos Rezist, Plandak y Fitoalexin como en el caso de

banano, mostrando con el más alto promedio de infección al Testigo y al

producto BSK 100 con 70% de infección.

Figura 15. Porcentaje de infección y control de la Sigatoka negra en relación a

los productos Inductores de Resistencia aplicados al follaje, en el

cultivo de plátano a la etapa de cosecha. EET Pichilingue, INIAP,


Rezist se presenta como el más eficaz en el control de Sigatoka negra como

se puede observar en la Figura 15, mostrando un control del 46% de control de

la enfermedad. Por las razones encontradas por otras investigadores como

Stoller (2009), Burnell (1988), (Kirkby y Römgeld., 2008) en el capítulo de

banano, al igual que White (1979), Rangel et al., (2010), Zuluaga et al., (2007),

Vawdrey y Grice (2005) y Espinoza (2007), quienes hacen referencia de las

bondades que presenta productos a base de estas sustancias.

75

En la Figura 15, se presentan también los resultados del producto Plandak el

cual mostró un 45% de control sobre la Sigatoka negra, valor que se encuentra

muy distanciado del obtenido por el testigo sin aplicación.

Para este producto la empresa SAS (2013), Luis et al., (1993); Otalvaro et al.,

(2002), mencionan que estas sustancias activan la producción de compuestos

fenólicos (Ácidos clorogénico, cafeico y ferrúlico), siendo estos precursores de

fitoalexinas específicas de musáceas.

En esta misma figura, se puede observar que el producto Fitoalexin ejerció un

44%, de control sobre la Sigatoka negra en comparación al Testigo. Lovatt y

Mikkelsen (2006), hablan de las beneficios fisiológicos que pueden ocasionar

el uso de las sustancias de las cuales está compuesto el Fitoalexin De igual

manera tal como se mencionó en el caso de banano Lobato et al., (2007),

Daniel et al., (2005) y Washington (2006), corroboran la información sobre el

uso de los fosfitos, elementos presentes en su formulación.

Inmuneguard e Induktor mostraron resultados bastante diferenciados al

Testigo, pues como se observa en la Figura 15, obtuvieron un 42% y 41%,

respectivamente, datos similares a los de Fitoalexin sobre el control de

Sigatoka negra. La acción de cepas de Pseudomonas fluorescens,

Cryptococcus spp, Aureobasidium sp., Actinomyces sp, componentes de estos

productos son mencionadas por Riveros (2008), Blandón et al., (1999), y

Patiño (2002) como ya se explicó en el caso del cultivo de banano.

En la Figura 15, se muestra también el producto Sabio S.L. el cual mostró un

36,5% de control de la Sigatoka negra a cosecha en contraste con los el

producto BSK 100 y el Testigo, quienes obtuvieron los niveles más bajos en el

control de la enfermedad. La concentración del Quitosano entre sus

componentes puede haber sido las razones de este resultado según lo

manifiestan Bettiol (2006), Iniu et al, (1997) y Rodríguez et al., (2006)

Por otra parte el producto BSK-100, presenta 29,26% de control, pero

demuestra un menor índice de infección al del testigo, lo cual puede deberse a

la presencia de extractos y aceites de origen vegetal, entre sus componentes,

76

los cuales según Kagale et al., (2004) y Wang et al., (2004), actúan en

procesos de defensa en las plantas, ejerciendo acción preventiva contra los

patógenos, con actividad antifúngica de amplio espectro.

Para el caso del tratamiento Testigo en el cultivo de plátano mostrado en la

Figura 15, el porcentaje presentado es de 30%, lo cual puede deberse a la

resistencia natural que posee el cultivo, debido a que su genoma (AAB) se

compone de una unidad del genoma Balbisiana representado por la letra B, el

cual le otorga cierto nivel de tolerancia a la Sigatoka negra en comparación al

cultivo de banano que su genoma (AAA) se compone de un juego triple

Acuminata.

En la Figura 16, se muestra la separación de medias realizada a la interacción

Métodos de aplicación por Inductores de resistencia para la variable Índice de

infección de Sigatoka negra a la cosecha. Se puede apreciar que el producto

Rezist aplicado al follaje mostró el menor índice de infección de Sigatoka

negra, seguido Induktor por la misma vía de aplicación. Cabe indicar que

según la distribución gráfica, se puede observar a los tratamientos aplicados

por el método foliar con los más bajos índices en relación con los aplicados al

pseudotallo, estando estos ubicados con porcentajes superiores al 55%,

siendo el producto Induktor el que presenta el más alto índice de infección

77


Resistencia, en relación a la variable Índice de Infección de

Sigatoka negra a la cosecha en el cultivo de plátano. EET


Cabe mencionar que en este cultivo al igual que en banano, el crecimiento y

desarrollo de las plantas transcurrió durante la temporada de ausencia de

lluvias, los cual pudo haber influido en la poca agresividad de la enfermedad,

por lo contrario el transcurso desde la floración a la cosecha se realizó durante

la temporada lluviosa, donde la emisión de hojas se detuvo y aumentó la

presión del hongo, lo cual pudo haber sido un efecto directo en el incremento

de la Sigatoka negra en el experimento y consecuencia de esto el aumento de

la infección en la plantación para la etapa de cosecha.

Los resultados obtenidos en el cultivo de plátano, difieren a los obtenidos por

Cedeño (1998) en su estudio de recolección y caracterización genética de

materiales de plátano, en el cual se determinó que el índice de infección a

floración y cosecha en el cv. Barraganete fue de 44,67 y 71,73%,

respectivamente.


Testigo BSK Sa.Bio Concat Plandak Inmuneg Fitoalexin Induktor Rezist30,00

42,50

55,00

67,50

80,00

Índ

ice

de

in

fecció

n d

e S

iga

toka

ne

gra

71,37

67,68 66,82 66,01

50,95

46,01 44,30 42,8840,91

69,2473,11

60,29 64,5858,32

69,5967,49

75,57

66,72

71,37

67,68 66,82 66,01

50,95

46,01 44,30 42,8840,91

69,2473,11

60,29 64,5858,32

69,5967,49

75,57

66,72


78

4.2.2. Área foliar funcional en plátano (m2)

El análisis estadístico de esta variable (Anexo 15), no muestra diferencia

estadística para ninguno de los factores en estudio, indicando esto que no

hubo efecto de los productos inductores ni de los métodos de aplicación

sobre el área funcional a la floración en este cultivo.

De igual manera, a la etapa de cosecha en plátano, no se mostró diferencia

estadística para el factor A (Métodos de aplicación) ni para el factor B

(Inductores de resistencia). Por el contrario, para la interacción de éstos si

se encontró diferencia estadística. Los resultados de la separación de

medias realizados a ésta se muestran en el cuadro 14. Las diferencias

encontradas entre los factores demuestran que el área foliar funcional a la

etapa de cosecha, estuvo influenciada por los productos y los métodos de

aplicación.

Cuadro 14. Separación de medias de los Métodos de Aplicación, Inductores

de Resistencia y de la interacción de estos factores, en relación al

área foliar funcional a la etapa de cosecha, en el cultivo de plátano.






resistencia)


Concat G3 7,6 abc 6,9 abc 7,3 a Inmuneguard 12,27 bc 4,86 abc 8,6 a Induktor 9,47 abc 2,6 a 6,0 a Fitoalexin 7,23 abc 4,3 ab 5,8 a BSK-100 5,67 abc 3,6 a 4,6 a Sabio S.L. 4,63 ab 7,87 abc 6,3 a Rezist 12,97 c 4,6 ab 8,8 a Plandak 9,83 abc 6,47 abc 8,2 a Testigo 3,5 a 4,5 ab 4,0 a Métodos de aplicación 8,1 b 5,1 a 6,6


En la Figura 17, se muestran las medias y los rangos de significancia

obtenidos en las separación de medias realizado a la interacción entre los

factores A x B. Se puede apreciar al producto Rezist aplicado al follaje como

79

el de mejor comportamiento, siendo diferente estadísticamente de los

tratamientos con 12,97 metros cuadrados, seguidos en un segundo rango de

diferenciación por el producto Inmuneguard aplicado por el mismo método

anterior con 12, 27 metros cuadrados. Por su parte, el tratamiento Testigo

foliar obtuvo 3,5 metros cuadros por encima de los resultados obtenidos por

Induktor inyectado con 2,5 metros cuadrados. Hay que tomar en cuenta que

los productos Rezist e Inmuneguard aplicados por el método de inyección,

obtuvieron promedios bastantes bajos en comparación con los aplicados de

manera foliar, lo que indica que es este método el más adecuado.


Resistencia, en relación a la variable área foliar funcional a la

etapa de cosecha, en cultivo de plátano. EET Pichilingue, INIAP,



Rezist Inmuneg Plandak Induktor Concat Fitoalexin BSK Sa.Bio Testigo1,50

4,88

8,25

11,63

15,00

Área f

oliar f

uncio

nal a la c

osecha

12,9712,27

9,83 9,47

7,60 7,23

5,674,63

3,504,60 4,86

6,47

2,60

6,904,30

3,60

7,87

4,50

12,9712,27

9,83 9,47

7,60 7,23

5,674,63

3,504,60 4,86

6,47

2,60

6,904,30

3,60

7,87

4,50


80

4.2.3. Número de hojas funcionales en plátano

En plátano cv. Barraganete al realizar el análisis de varianza a la floración

(anexo 16), no se encontró diferencia estadística en ninguno de los factores

estudiados.

Sin embargo, a la etapa de cosecha que se muestra en el Anexo 16, se

observa diferencia para la interacción de los factores (Métodos por Inductores

de resistencia) como se describe en el cuadro 15. Esto indica que los factores

antes mencionados, tuvieron efecto sobre el número de hojas funcionales a la

cosecha. Por el contrario, no se encontró diferencia estadística

independientemente para los factores A y B.

Cuadro 15. Separación de medias de los Métodos de aplicación y de la

interacción del factor Métodos de aplicación con los Inductores

de Resistencia en relación al número de hojas funcionales en la

etapa de cosecha, en el cultivo de plátano. EET Pichilingue,

INIAP, Quevedo, Los Ríos, 2013.





resistencia)


Concat G3 3,6 cd 4,6 bcd 4,1 a Inmuneguard 7,18 ab 2,87 cd 5,0 a Induktor 7,36 ab 2,2 d 4,8 a Fitoalexin 5,3 abcd 2,97 cd 4,1 a BSK-100 3,87 cd 2,1 d 3,0 a Sabio S.L. 2,8 cd 5,63 abc 4,2 a Rezist 8,45 a 3,23 cd 5,8 a Plandak 5,77 abc 4,83 bcd 5,3 a Testigo 2,67 cd 3,23 cd 3,0 a Métodos de aplicación

5,2 3,5 4,4


En la Figura 18, se presenta el resultado de la separación de medias de la

interacción de los factores métodos de aplicación por inductores de resistencia,

donde se observa que los productos inductores de resistencia que obtuvieron

los mejores promedios en la variable hojas funcionales a cosecha en plátano

son Rezist con 8,45, Induktor con 7,36 e Inmuneguard con 7,18 hojas, todos

81

aplicados por el método foliar. Cabe mencionar que estos productos no

presentaron buenos promedios por el método de inyección al pseudotallo, lo

que indica que el método de aplicación influyó en la obtención de estos

resultados. Además los mismos productos que llegaron con un mayor número

de metros cuadrados de área foliar a la cosecha en plátano (Rezist,

Inmuneguard, Induktor y Plandak), fueron aquellos que mantuvieron hasta

cosecha un mayor número de hojas funcionales, a diferencia del producto

Plandak el cual logró obtener mayor área foliar con un menor número de hojas.

Esto demuestra que las hojas fueron de mucho mayor tamaño, y por ende le

permitió mantener mayor superficie fotosintéticamente activa de la hoja.

Figura 18. Interacción Métodos de aplicación por Inductores de Resistencia,

en relación a la variable hojas funcionales a la etapa de cosecha,

en el cultivo de plátano. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los

Ríos, 2013.

Los resultados encontrados en el número de hojas funcionales a la floración y

cosecha en plátano difieren de los obtenidos por Cedeño (1998), quien reportó

a la floración un promedio de 6 hojas funcionales, mientras que a la cosecha

llegó con 0 hojas. Algo similar reportó Reyes (1995), quien a hasta la floración

de las plantas logró obtener 8 hojas, mientras que a la cosecha estas llegaron

con 0 hojas funcionales. Las similitudes de los resultados obtenidos por estos

investigadores podrían deberse a que ninguno utilizó algún método de manejo


Rezist Induktor Inmuneg Plandak Fitoalexin BSK Concat Sa.Bio Testigo1,00

3,00

5,00

7,00

9,00

Ho

jas fu

ncio

na

les a

la

co

se

ch

a

8,45

7,36 7,18

5,775,30

3,873,60

2,80 2,673,23

2,20

2,87

4,83

2,97

2,10

4,60

5,63

3,23

8,45

7,36 7,18

5,775,30

3,873,60

2,80 2,673,23

2,20

2,87

4,83

2,97

2,10

4,60

5,63

3,23


82

para la Sigatoka negra, a diferencia de lo realizado en la presente

investigación. Adicionalmente, las condiciones ambientales en las que se

manejaron los experimentos pudieron haber sido muy heterogéneas.

Los resultados obtenidos en plátano se explican en gran medida por la

presencia del genoma Balbisiana en su cadena de ADN, pues Cuellar, et

al.,(2011) encontraron mayores reacciones de resistencia a enfermedades

foliares en los genotipos de plátano que en los bananos. Conjuntamente

Tezenas (1990) y Belalcázar et al., (1991), afirman que la resistencia a

enfermedades en musáceas es mayor en aquellos materiales con genoma B

(Balbisiana “Plátanos) que aquellos cultivares con genoma A (Acuminata

“Bananos).

Por su parte, en la presente investigación las medias de hojas funcionales en

las plantas a la etapa de floración, superan lo recomendado por Belalcázar et

al., (1994) quien sugiere que para obtener un racimo de buen peso y calidad,

las plantas de plátano deben mantener, como mínimo, seis hojas funcionales

desde la floración hasta los 45 días de edad del racimo. Arcila et al., (1994)

explican que el desempeño productivo de la planta depende principalmente de

la actividad fisiológica realizada por la hoja, mientras tanto Cayón et al., (1995)

encontraron que plantas con seis y nueve hojas a floración produjeron racimos

de mayor peso en comparación con plantas que sólo conservaron tres hojas

funcionales.

En base a los resultados mostrados, se puede deducir que el efecto de los

inductores de resistencia se ve reflejado en esta variable manteniendo un

mayor número de hojas funcionales. Cayón (2004), menciona que el

crecimiento y producción de los bananos depende del desarrollo progresivo de

las hojas, las cuales deben mantenerse funcionales desde la emisión de la

inflorescencia y durante el desarrollo de los frutos.

La diferencia significativa encontrada en el análisis de este factor para los

productos Rezist, Induktor e Inmuneguard puede deberse a que estos últimos,

como ya se mencionó anteriormente lograron también buenos resultados

frente a la infección de Sigatoka negra, reduciendo la severidad de la

83

enfermedad, esto debido quizás a que ambos productos entre sus

componentes cuentan con cepas de Pseudomonas fluorescens. Al respecto

Riveros (2008), indica que éstas poseen la habilidad de producir sustancias

que por medio de antibiosis actúan sobre el patógeno, inhibiendo la

germinación y esporulación en muchos casos, al igual que Blandón et al.,

(1999) quienes encontraron que estas bacterias ejercieron control sobre

algunas enfermedades.

4.2.4. Días a floración y cosecha en el cultivo de plátano

Al analizar estadísticamente esta variable a la etapa floración en el cultivo de

plátano (Anexo 17), se observó diferencia significativa para la interacción de

los factores, mas no para los factores por si solos. Pero al realizar la

separación de medias de la interacción no se mostró tal diferencia, por tanto se

muestra en la Figura 19 las medias obtenidas por cada producto inductor de

resistencia. Vale la pena mencionar que la media a floración para los métodos

de aplicación fue de 242 días (8 meses) después de la siembra.

En la Figura 19 se muestran los resultados de la separación de medias para la

interacción de los factores métodos de aplicación e inductores de resistencia.

Se puede observar que los productos Plandak y Sa.Bio aplicados al

pseudotallo lograron llegar a la etapa de floración en un menor número de

días. De igual manera, se puede evidenciar una diferencia de 20 días, entre el

que presentó mayor y menor número de días hasta esta etapa, número de días

que fue muy poco, lo cual explica por qué la prueba de Tukey no fue capaz de

separarlas estadísticamente.

84

Figura 19. Interacción Métodos de aplicación por Inductores de Resistencia,

en relación a los días a floración, en el cultivo de plátano. EET


En cambio a la etapa de cosecha, en el análisis de varianza mostrado en el

Anexo 17, no se encontró diferencia para ninguno de los casos. Sin embargo,

se debe mencionar que se obtuvo un promedio de 316 días (10,5 meses) a

cosecha, para ambos métodos de aplicación. Los resultados obtenidos

demuestran que los métodos de aplicación ni los productos inductores de

resistencia aplicados, lograron tener algún efecto sobre este cultivo en lo que

respecta al número de días a la cosecha.

Los resultados obtenidos en la presente investigación para el caso de plátano

se asemejan con los obtenidos por Cedeño (1998), quien obtuvo resultados

similares en la etapa de cosecha a los 11 meses, pero difieren con los

obtenidos por Belalcázar (1991), cuando en este mismo cultivar al primer ciclo

y la etapa de cosecha se alcanzó a los 16 meses. Factores como la densidad

de plantación manejada y la altitud donde se ubican los cultivos, influyen en el

tiempo de cosecha, alargando o disminuyendo el tiempo transcurrido hasta la

floración y cosecha.


Fitoalexin Sa.Bio Concat Testigo Induktor BSK Plandak Inmuneguard Rezist225,00

233,75

242,50

251,25

260,00

Dia

s a

flo

ració

n249,33 248,33

245,00

242,33241,00

237,00 236,33234,67

246,00

232,67

238,00

248,33247,33

232,33

252,00

242,33

249,33 248,33

245,00

242,33241,00

237,00 236,33234,67

246,00

232,67

238,00

248,33247,33

232,33

252,00

242,33


85

4.2.5. Perímetro del pseudotallo y altura de planta en el cultivo de plátano

En análisis de varianza de estas variables, no se observó diferencia estadística

para ninguno de los casos, como se observa en el Anexo 18. Estos resultados

indican que los métodos de aplicación ni los productos utilizados

independientes o combinados, tuvieron algún efecto sobre este cultivo, lo que

demuestra que los inductores de resistencia no afectan de forma negativa o

positiva sobre el crecimiento y desarrollo de las plantas.

4.2.6. Peso del racimo, número de manos, número de frutos y grado de la fruta

de plátano

En el análisis de varianza realizado a las variables peso neto, número de

manos, número de frutos por racimo y grado de la fruta (Anexo 19), se mostró

diferencia estadística únicamente para la interacción de los factores métodos

de aplicación por inductores de resistencia en relación a la variable número de

frutos por racimo. Los promedios de la interacción se muestran en la Figura 20.

En la separación de medias, no se reportó diferencia estadística, por tanto,

solo se muestran los promedios de los productos inductores de resistencia en

la figura 20.

Para las demás variables, no se mostraron diferencias estadísticas entre

ninguna ellas, es decir el peso del racimo de plátano, el número de manos,

frutos por racimo y el grado de la fruta no es influenciado por ninguno de los

factores en estudio.

86

Figura 20. Interacción de los Métodos de aplicación por Inductores de

Resistencia en relación al número de frutos por racimo, en el

cultivo de plátano. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos,

2013.

Por otra parte en la Figura 21, se muestra el comportamiento de los productos

inductores de resistencia en referencia al peso del racimo, donde a pesar de

no presentar diferencia estadística entre éstas, se consideró necesario

presentar las medias obtenidas, evidenciando una pequeña diferencia de peso

entre el que más obtuvo (Plandak) y el que menos obtuvo (Induktor), estando

ubicado el Testigo con un peso intermedio de los obtenidos. Estos resultados

podrían deberse al buen manejo del cultivo, dándole a todos los tratamientos

las mismas condiciones.


Induktor Plandak Rezist Inmuneguard Concat Sa.Bio Fitoalexin BSK Testigo20,00

23,50

27,00

30,50

34,00

Núm

ero

de fru

tos p

or

racim

o

32,00 31,67 31,3330,67

30,00

28,6728,33

27,6726,33

25,33

32,33

29,00

26,00

31,67

29,33 29,33

28,33

30,00

32,00 31,67 31,3330,67

30,00

28,6728,33

27,6726,33

25,33

32,33

29,00

26,00

31,67

29,33 29,33

28,33

30,00


87

Figura 21. Promedios de pesos/racimo de plátano en kilogramos, en relación a

los productos Inductores de Resistencia. EET Pichilingue, INIAP,


Se puede evidenciar en la Figura 20 que el producto Plandak aplicado al

pseudotallo logró obtener el mayor número de frutos, al igual que el peso fue

superior a los demás (Figura 21).

Por otra parte, el producto Concat inyectado se muestra con un buen número

de frutos, sin embargo los productos Induktor y Plandak se muestran como los

mejores promedios por el método foliar. El comportamiento de los demás

productos y el Testigo se nota en un promedio que va de 25 a 30 frutos por

racimo, independientemente del método de aplicación (Figura 20).

Rodríguez et al., (1999), indican que el número de hojas funcionales afectan

significativamente al peso y tamaño del racimo. En este contexto Cayón

(2004), menciona que el área foliar y la fotosíntesis están estrechamente

relacionadas con la acumulación de materia seca y en base a ésto se puede

evaluar la capacidad fotosintética y predecir el desempeño productivo de las

plantas de banano y plátano. Estas pueden ser las razones por las cuales los

productos Rezist, e Inmuneguard presentan los valores más altos con

respecto al peso del racimo, pues éstos lograron obtener un mayor área foliar y

hojas funcionales a la floración y cosecha, respectivamente.

Testigo Plandak Concat Rezist Fitoalexin Sa.Bio Inmuneguard BSK Induktor8,00

9,75

11,50

13,25

15,00

Pes

o de

l rac

imo

en k

ilogr

amos

13,47

14,73

14,12 14,0213,85

13,4813,32

12,80 12,78

13,47

14,73

14,12 14,0213,85

13,4813,32

12,80 12,78

88

4.2.7. Número de cajas por hectárea y racimos por caja en el cultivo de plátano

Al realizar el análisis de varianza a estas variables mostrado en el anexo 20,

no mostró diferencia estadística en ninguno de los casos, los que indica que el

número de cajas por hectárea y racimos por cajas, no es influenciado

directamente por la aplicación de productos inductores de resistencia.

Sin embrago, se consideró necesario mostrar las medias del número de cajas

por hectárea, pues se mostraron diferencias numéricas importantes. Para el

efecto se ilustra en la Figura 22, el comportamiento de las medias en la

variable número de cajas por hectárea, donde se puede notar que el producto

Plandak muestra un comportamiento diferente al observado en el cultivo de

banano, pues en Barraganete se observa como el mejor de los promedios

teniendo una media de 1067 cajas por hectárea, seguida del producto Concat

con 1023 cajas. Por su parte, el Testigo presenta un promedio de 976 cajas es

decir 91 cajas menos que el producto que mayor número de cajas obtuvo

como promedio en el cultivo de plátano.

Figura 22. Promedios del número cajas por hectárea del cultivo de plátano, en

relación a los productos Inductores de Resistencia. EET


Se puede mencionar que las medias productivas y fenológicas obtenidas por

algunos tratamientos en comparación con el Testigo o con otros tratamientos,

pueden deberse en gran medida a que éstos fueron los mismos productos que

Testigo Plandak Concat Rezist Fitoalexin Sa.Bio Inmuneguard BSK Induktor800

875

950

1025

1100

Caja

s p

or

hecta

rea

976

1067

1023 10151003

977964

927 926

976

1067

1023 10151003

977964

927 926

89

lograron menor Índice de Infección, mayor número de hojas funcionales y por

ende mayor área foliar funcional, repercutiendo esto en lograr un mejor estado

fisiológico del cultivo que dio como resultado mejores rendimientos al finalizar

la investigación.

4.3. Evaluación semanal de Sigatoka negra en banano cv. Williams y plátano

cv. Barraganete

En la Figura 23, se presentan los resultados de las evaluaciones semanales

realizadas desde la semana 34 del año 2012 hasta la 8 del 2013 para el cultivo

de banano, mientras que en la Figura 24 se presentan los correspondientes al

plátano desde la semana 42 del 2012 hasta la semana 7 del 2013. Se puede

apreciar una similar tendencia para todos los tratamientos aplicados por vía

foliar en el cultivo de banano y plátano. Es decir, no se observa un claro efecto

de los productos sobre la Sigatoka negra, lo cual puede deberse a que las

condiciones propias de la época seca son inapropiadas para el desarrollo

severo de la enfermedad. En la época seca al existir humedad relativa baja

(por debajo del 80%) y temperaturas medias que no superaron los 27°C

(Figura 25), no se dieron las condiciones favorables para la esporulación de

Mycosphaerella fijiensis, puesto que la extensa época seca que se da en el

Litoral ecuatoriano está considerada como el mejor fungicida, razón por la cual

la mayoría de productores dejan de aplicar fungicidas sistémicos o realizan

aplicaciones con frecuencias más distantes entre ciclos. Sin embargo, se

puede observar en la Figura 25, que a partir de la semana 1 del año 2013, la

humedad relativa sobrepasa el 80% y por lo tanto se comienza visualizar a

partir de la semana 5 que los niveles de severidad comienzan a subir de

manera significativa, lo cual indica una clara relación del patógeno y el

ambiente.

90

Figura 23. Comportamiento semanal de la Sigatoka negra en banano con la

aplicación foliar de Inductores de Resistencia expresado en

promedio ponderado de infección (Musa AAA).

Figura 24. Comportamiento semanal de la Sigatoka negra en plátano con la

aplicación foliar de Inductores de Resistencia expresado en

Promedio ponderado de infección, (Musa AAB).

0,00

0,20

0,40

0,60

0,80

1,00

1,20

1,40

1,60

1,80

34 35 36 37 38 39 40 41 42 43 44 45 46 47 48 49 50 51 52 1 2 3 4 5 6 7 8

Semanas año 2012 Semanas año 2013

Pro

me

dio

po

nd

era

do

de

infe

cció

n d

e S

igat

oka

n

egr

a e

n B

anan

o

Testigo

Concat G3

Inmuneguard

Induktor

Fitoalexin

BSK-100

Sabio S.L.

Rezist

Plandak

0,00

0,10

0,20

0,30

0,40

0,50

0,60

0,70

0,80

0,90

S 42 S43 S 44 S 45 S 46 S 47 S 48 S 49 S 50 S 51 S 52 S 1 S 2 S 3 S 4 S 5 S 6 S 7

Semanas del año 2012 Semanas del año 2013

Pro

me

dio

po

nd

era

do

de

infe

ccio

n d

e

Siga

toka

ne

gra

en

Plá

tan

o

TESTIGO 1

CONCAT G3

INMUNEGUARD

INDUKTOR

FITOALEXIN

BSK 100

SABIO SL

REZIST

PLANDAK

91

Figura 25. Comportamiento de la Humedad y Temperatura desde la semana

34 a 52 del año 2012 y desde la semana 1 hasta la 8 del año 2013.

65,0

70,0

75,0

80,0

85,0

90,0

22,5

23,0

23,5

24,0

24,5

25,0

25,5

26,0

26,5

27,0

27,5

34 35 36 37 38 39 40 41 42 43 44 45 46 47 48 49 50 51 52 1 2 3 4 5 6 7 8

Hu

med

ad

rela

tiv

a (%

)

Tem

per

atu

ra

(°C

)

Semanas año 2012 - 2013

temperatura °C Humedad %

92

4.4. Análisis de regresión

En base a los resultados de los cuadros 5 y 12, se tomó la variable sanitaria

índice de infección de la Sigatoka negra a la floración, las variables fenológicas

área foliar funcional y hojas funcionales a la floración, para realizar un análisis

de regresión frente a una variable productiva como cajas por hectárea.

Se realizan con el objetivo principal de elaborar proyecciones con respecto a la

producción en cajas por hectárea de los cultivos de banano y plátano, en

referencia a las variables antes mencionadas a la etapa de floración. Si bien es

cierto hay que tener en cuenta las condiciones ambientales, de suelo y de

manejo que imperen en las zonas donde se realicen investigaciones, además

poder contar con mayor información de datos de campo en tiempo y espacio

para lograr realizar una proyección más precisa, la información presentada en

este documento servirá como fuente de comparación para el o los

investigadores que efectúen trabajos particularmente similares.


Sigatoka negra a la etapa de floración y cajas/hectárea en el cultivo

de banano

La variable dependiente es cajas por hectárea, el número de datos pares

utilizados es 54, el coeficiente de determinación R2 = 0,33 y el valor del

Coeficiente de Correlación r = 0,57.

La ecuación de la regresión lineal quedó expresada de la siguiente forma:

Cajas/ hectárea= 4085,8 – 19,62 IIF.

Donde: IIF = índice de Infección de Sigatoka negra a la Floración

Al interpretar los resultados arrojados por la regresión lineal (Figura 26) se

determinó que por cada unidad incrementada en el índice de infección en las

hojas, la producción se disminuye en 19,62 cajas/ha. Mientras que hay que

mencionar que los límites inferior y superior se encuentran muy distantes, lo

cual demuestra la heterogeneidad de los datos comparados.

93

Análisis de regresión lineal

Variable N R² r

R/cajas 54 0,33 0,57

Cuadro: 16. Coeficientes de regresión y estadísticos asociados entre las

variables índice de infección y cajas por hectárea.

Variables Media Error

Experimental

Límite Inferior (95%)

Limite Superior

(95%) T p-valor

Cajas/hectárea 4085,8 176,06 3732,57 4439,16 23,21 <0,0001 IIF -19,62 12,36 -44,43 5,19 -1,59 0,1185

Figura 26. Relación entre el Índice de infección a la floración y la producción

(cajas/ha) en el cultivo de Banano. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los

Ríos, 2013.

6,24 10,73 15,21 19,69 24,18

Indice de infección a floración

2852,69

3410,42

3968,15

4525,88

5083,60

caja

s/H

a

94

4.4.2. Análisis de regresión entre las variables área foliar funcional a floración y

cajas/hectárea en el cultivo de banano


utilizados es 54, el coeficiente de determinación R2 = 0,13 y el valor de r= 0,36.

La ecuación de la regresión lineal quedó expresada de la siguiente forma:

Cajas/hectárea= 2315,42 + 100,61AFFF.

Dónde: AFFF= área foliar funcional a floración

En la Figura 27, se muestra el resultado de la regresión realizada, la cual

indica que por cada 10 metros cuadrados de área funcional a la floración, se

tiene 2315,42 cajas/ha de banano y por el incremento de un metro cuadrado

en el área foliar a la floración, se incrementa la producción en 101 cajas/ha de

banano.

Además, hay que mencionar que los limites inferior y superior de la media

obtenida se encuentra en 29,54 y 171 con un valor del error de 35,42 (Cuadro

17).


Variable N R² r

R/cajas 54 0,13 0,36


variables área foliar a la floración y cajas por hectárea.


Experimental


Limite Superior

(95%) T p-valor

Cajas/hectárea 2315,42 532,97 1245,94 3384,9 4,34 0,0001

Área foliar F 100,61 35,42 29,54 171,69 2,84 0,0064

95

Figura 27. Relación entre el área foliar funcional a la floración y la producción

(cajas/ha) en el cultivo de Banano. EET Pichilingue, INIAP,


4.4.3. Análisis de regresión entre las variables hojas funcionales a floración y

cajas por hectárea en el cultivo de banano



La fórmula para la regresión polinómica de segundo orden es: Y=a+bx+cx2,

por tanto los resultados se expresaron de la siguiente forma:

Cajas por hectárea= -2909,58+ 888,01HFF– 29,02HFF^2.

Los resultados obtenidos por el análisis de regresión polinómica de segundo

orden se muestran en la figura 28, donde se demuestra que el aumento en la

producción de cajas por hectárea se elevó hasta 888,01, valor donde la curva

empieza a decaer (15 hojas funcionales). Este decrecimiento según los

resultados de la regresión es de 29,02 cajas por cada hoja funcional que

aumente en el eje de las x.

10,00 12,14 14,29 16,43 18,57

Área foliar funcional a floración

2500,00

3145,90

3791,80

4437,70

5083,60

caja

s/H

a

96

Análisis de regresión polinómica de segundo orden

Variable N R² r

R/cajas 54 0,03 0,17


variables hojas funcionales a la floración y cajas por hectárea.


Experimental


Limite Superior

(95%) T p-valor

Cajas/hectárea -2909,58 12448,42 -27900,83 22081,66 -0,23 0,8161

Hojas funcionales a floración 888,01 1812,77 -2751,27 4527,29 0,49 0,6263 Hojas funcionales a floración^

2 -29,02 65,85 -161,21 103,18 -0,44 0,6613

Figura 28. Relación entre el número de hojas funcionales a la floración y la

producción (cajas/ha) en el cultivo de Banano. EET Pichilingue,

INIAP, Quevedo, Los Ríos, 2013.

11,51 12,55 13,60 14,64 15,69

Hojas funcionales a floración

2852,69

3410,42

3968,15

4525,88

5083,60

caja

s/H

a

97

4.4.4. Análisis de regresión entre las variables índice de infección de Sigatoka

negra a la floración y cajas por hectárea el cultivo de plátano.

La variable dependiente es cajas por hectárea, los número de datos pares


La fórmula para la regresión polinómica de primer orden es: Y=a+bx+cx2, por

tanto quedó expresada de la siguiente forma:

Cajas por hectárea= -366,29+ 369IIF– 0,24 IIF^2.

Los resultados obtenidos por el análisis mediante la regresión polinómica de

estas variables demuestra el aumento en la producción de cajas por hectárea,

aumenta 369 por cada unidad que aumente el índice de infección, pero luego

se ve restringido el incremento al llegar al 8%, donde comienza a disminuir en

24,15 cajas por cada unidad que se incremente el índice de infección como se

observa en la figura 29.


Variable N R² r

R/cajas 54 0,53 0,73


variables índice de infección y cajas por hectárea.


Experimental


Limite Superior

(95%) T p-valor

Cajas/hectárea -366,29 208,84 -785,55 52,98 -1,75 0,0855

IIF 369,63 63,36 242,44 496,83 5,83 <0,0001

IIF^2 -24,15 4,7 -33,59 -14,72 -5,14 <0,0001

98

Figura 29. Relación entre el índice de infección de Sigatoka negra a la floración y la producción (cajas/ha) en el cultivo de Plátano. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos, 2013.

4.4.5. Análisis de regresión entre las variables área foliar funcional a floración y

cajas por hectárea en el cultivo de plátano



La fórmula para la regresión polinómica de primer orden es: Y=a+bx+cx2, por

tanto quedó expresada de la siguiente forma:

Cajas por hectárea= -56,16+78,53IIF–1,40 IIF^2.

Los resultados obtenidos por el análisis mediante la regresión polinómica de

estas variables, demuestra que el incremento en la producción es constante en

78,53 cajas/hectárea por metro cuadrado, hasta en plantas que obtuvieron un

promedio de 28 metros cuadrados. Sin embargo al superar este valor de área

foliar la producción empieza a disminuir en relación de 1,4 cajas por cada

unidad que aumente el área foliar. (Figura 30).

3,17 4,82 6,47 8,13 9,78

Indice de infección a floración

604,41

758,03

911,65

1065,28

1218,90

caja

s/H

a

99


Variable N R² r

R/cajas 54 0,36 0,60


variables área foliar a la floración y cajas por hectárea.


Experimental


Limite Superior

(95%) T p-valor

Cajas/hectárea -58,16 299,2 -658,84 542,51 -0,19 0,8466

Área foliar a floración 78,53 26,73 24,86 132,19 2,94 0,005

Área foliar a floración^

2 -1,4 0,59 -2,58 -0,22 -2,39 0,0208

Figura 30. Relación entre el área foliar funcional a la floración y la producción (cajas/ha) en el cultivo de Plátano. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos, 2013.

11,88 16,39 20,90 25,41 29,92

Area foliar floración

693,10

824,55

956,00

1087,45

1218,90

Ca

jas/H

a

100

4.4.6. Análisis de regresión entre las variables hojas funcionales a floración y

cajas por hectárea en el cultivo de plátano



La fórmula de regresión lineal quedó expresada de la siguiente forma:

Cajas por hectárea= 406,72 + 38,79HFF.

Este resultado da a entender que por cada hoja que aumenta en el eje de la X,

se incrementarán 38,79 cajas por hectárea como promedio, además los límites

inferior y superior de la media obtenida se encuentran en 1,14 y 76,15 (cuadro

22), siendo estos valores los mínimos y máximos alcanzados en estas

variables. Hay que mencionar que la tendencia mostrada de a entender que el

incremento puede ser lineal, pero habría que verificar hasta que número de

hojas seguirá esta tendencia pues no puede ser infinito. (Figura 31).


Variable N R² r

R/cajas 54 0,08 0,28


variables hojas funcionales a la floración y cajas por hectárea.


Experimental

Límite

Inferior (95%)

Limite

Superior (95%) T p-valor

Cajas/hectárea 406,72 278,68 -152,5 965,93 1,46 0,1505

Hojas funcionales

a la floración 38,79 18,62 1,44 76,15 2,08 0,0421

101

Figura 31. Relación entre el hojas funcionales a la floración y la producción

(cajas/ha) en el cultivo de Plátano. EET Pichilingue, INIAP,


12,08 13,30 14,53 15,75 16,97

Hojas funcionales a floración

693,10

824,55

956,00

1087,45

1218,90

caja

s/H

a

CAPÍTULO V

V. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES

5.1. Conclusiones

De acuerdo a los resultados obtenidos en la presente investigación se

puede concluir que los productos inductores de resistencia mostraron

efectos sobre el Índice de infección a Sigatoka negra, hojas funcionales

y área foliar funcional, donde sobresalieron los Plandak, Rezist,

Inmuneguard y Fitoalexin.

El método de aplicación por la vía foliar resultó ser más adecuado para

la aplicación de los productos inductores de resistencia a Sigatoka

negra.

Respecto al peso del racimo no se observó efectos significativos de los

tratamientos en estudio; sin embargo, los productos Plandak, en el

caso del plátano y Sa. Bio SL para el caso de banano, mostraron una

ligera tendencia superior a los demás productos inductores de

resistencia.

5.2. Recomendaciones

Se recomienda evaluar los productos inductores bajo nuevas

condiciones de manejo, realizando las primeras aplicaciones por vía

foliar a las 4 semanas después de la siembra, para tratar de inducir

tempranamente los mecanismos de resistencia esperados.

Incorporar un tratamiento testigo químico adicional (fungicidas

sistémicos y protectantes) que contemple la alternancia de ciclos de

aplicación de fungicidas para control de Sigatoka negra.

CAPÍTULO VI

105

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120

ANEXOS

Anexo 1. Resultados del análisis de suelo realizado a los lotes experimentales de plátano y banano respectivamente. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos, 2013.

ANALISIS DE SUELO LOTE PLÁTANO ANALISIS DE SUELO LOTE BANANO

Clase Textural

Arena Limo Arcilla Franco-Limoso

Clase Textural

Arena Limo Arcilla Franco-Limoso 36% 50% 14% 36% 50% 14%

pH 5,3 Acido pH 5,7 Medio Acido

MO 4,20% Medio MO 4,20% Medio

Contenido de Nutrientes Contenido de Nutrientes

Nutriente Contenido Unidad Interpretación Nutriente Contenido Unidad Interpretación

N 14 ppm Bajo N 13 ppm Bajo

P 30 ppm Alto P 63 ppm Alto

K 0,57 meq/100ml Alto K 0,95 meq/100ml Alto

Ca 8 meq/100ml Medio Ca 10 meq/100ml Alto

Mg 0,7 meq/100ml Bajo Mg 1,2 meq/100ml Medio

S 8 ppm Bajo S 9 ppm Bajo

Zn 4 ppm Medio Zn 8 ppm Alto

Cu 7 ppm Alto Cu 7,6 ppm Alto

Fe 446 ppm Alto Fe 388 ppm Alto

Mn 2,3 ppm Bajo Mn 2,5 ppm Bajo

B 0,21 ppm Bajo B 0,44 ppm Bajo

Fuente: Departamento de Manejo de Suelos y Aguas de la EET- Pichilingue.

121

Anexo 2: Croquis de campo del experimento de Banano cv Williams. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos, 2013.

2 Métodos de aplicación (Factor A) 9 Productos (Factor B)

BLOQUE 1

X X X X X X X X X X X X X X X X X X X X X X X X X X X X X X X X X X X X X X X

X O O O O O O O O O O O O O O O O O O X O O O O O O O O O X

X T6 T12 T17 T1 T11 T5 T14 T9 T3 X

X O O O O O O O O O O O O O O O O O O X O O O O O O O O O X


X O O O O O O O O O O O O O O O O O O O O O O O O O O O X

X T4 T10 T15 T7 T8 T16 T2 T13 T18 X



BLOQUE 2



X T18 T7 T10 T15 T14 T9 T12 T2 T11 X

X O O O O O O O O O O O O O O O O O O O O O O O O O O X



X T1 T5 T13 T8 T6 T16 T3 T17 T4 X



BLOQUE 3



X T10 T9 T1 T11 T7 T12 T17 T17 T16 X




X T3 T5 T5 T4 T18 T2 T13 T6 T8 X



122

Anexo 3: Croquis de campo del experimento de plátano cv Barraganete. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos, 2013.

Métodos de aplicación 8 Productos inductores de resistencia; testigo sin aplicación

X X X X X X X X X X X X X X X X X X X X X X X X X X X X X X X X X X X X X X X X X X X X X

Bloque 1

X

T6

X X

T12

X X

T17

X X

T1

X X

T11

X X

T5

X X

T14

X X

T9

X X

T3

X

X X X X X X X X X X X X X X X X X X




X

T4

X X

T10

X X

T15

X X

T7

X X

T8

X X

T16

X X

T2

X X

T13

X X

T18

X




Bloque 2


X

T18

X X

T7

X X

T10

X X

T15

X X

T14

X X

T9

X X

T12

X X

T2

X X

T11

X





X

T1

X X

T5

X X

T13

X X

T8

X X

T6

X X

T16

X X

T3

X X

T17

X X

T4

X




Bloque 3


X

T10

X X

T9

X X

T1

X X

T11

X X

T7

X X

T12

X X

T15

X X

T17

X X

T16

X





X

T3

X X

T5

X X

T14

X X

T4

X X

T18

X X

T2

X X

T13

X X

T6

X X

T8

X




123

Anexo 4. Escala de Stover modificada por Gauhl. EET Pichilingue, INIAP,


Escala de Stover Modificada por Gauhl: 0 = Sin síntomas; 1 = Hasta 10 manchas visibles; 2 = Menor al 5% de daño; 3 = del 6 al 15% de daño; 4 = del 16 al 33% de daño; 5 = del 34 al 50% de daño; 6 = Más del 50% de daño; HP = Hojas por planta; HMJE = Hoja más jóven con estría; HMJQ = Hoja más jóven con quema; HF = Hojas funcionales (Menor o igual a grado 3); HE = Hojas enfermas.

124

Anexo 5: Hoja de registro de datos semanales de Sigatoka negra. EET


Lugar------------------------ Fecha-------------- N° de Semana------------- Tratamiento N°---------------- Repetición N°------------

N° de

planta

Número o posición de la hoja

HP HMJE HMJQ HF HE

NHGI *IE

%

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 0 1 2 3 4 5 6

1

2

3

4

5

6

7

8

9

10

Total 106

* IE

(%) =

∑ (A x B) x

100

Promedio 10,6 Promedio IE %

K x N

% de Hojas Infectadas por Grado (% HIG)**

A = Valor numérico de la categoría de

daño (escala 0-6)

Promedio Ponderado de Infección (PPI)***

125

Anexo 6. Cronograma de aplicación de fertilizantes a ensayos experimentales de

plátano y banano. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos, 2013.

Dosis (g) y frecuencia de aplicaciones de fertilizantes en Plátano

Semana Urea MESZ

Muriato de

Potasio

Sulfato de

Amonio

Sulfato de

Magnesio Nutrimenores Total

g/planta 0

63

31 94

8 16

16 16 16 31 95 12 23

23 16 16 31 109

16 31

31 16 16 31 125 20 31

31 16 16 31 125

24 47

31

16

94 28 47

63

16

126

32 47

63

16

126 Total 242 63 258 64 112 155 768

Dosis (g) y frecuencia de aplicaciones de fertilizantes en Banano

Semana Urea 15-15-

15

Muriato de

Potasio

Sulfato de

Amonio

Sulfato de

Magnesio Nutrimenores Total

g/planta 0

50

50

8 30

30

30

90 12 50

50 30 30 16 176

16 63

63 30 30 16 202 20 63

63 30 30 16 202

24 63

63 30 30 16 202 28 63

63 30 30 16 202

Total 332 50 332 150 180 80 1124

126

Anexo: 7. Análisis de varianza realizado a la variable índice de infección de Sigatoka negra a la etapa de floración y cosecha,

realizado al cultivo de banano. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos, 2013.

Anexo: 8. Análisis de varianza realizado a la variable área foliar funcional a la etapa de floración y cosecha, realizado al cultivo de


Fuente de variación

Área foliar funcional a la floración Área foliar funcional a la cosecha

GL SC CM F p-valor SC CM F p-valor

Métodos de aplicación 1 18,38 18,38 30,54 0,031 1,23 1,23 4,27 0,175

Bloque 2 0,51 0,25 0,27 0,768 5,13 2,56 25,39 0,000

Error factor (A) 2 1,2 0,6 0,64 0,541 0,58 0,29 2,86 0,087

Inductores de resistencia (B) 8 29,2 3,65 3,87 0,010 3,04 0,38 3,76 0,012

Interacción AxB 8 30,96 3,87 4,1 0,008 0,32 0,04 0,4 0,907

Error factor (B) 16 31,39 1,96 2,08 0,077 2,56 0,16 1,59 0,183

Error total 16 15,09 0,94

1,62 0,1

Total 53 126,74 14,48

Fuente de variación Índice de infección de Sigatoka negra a la

floración Índice de infección de Sigatoka negra a la

cosecha


Métodos de aplicación 1 10,01 10 0,54 0,538 2296 2296 17,220 0,0535

Bloque 2 363,06 182 19,69 0,000 1259 629 13,900 0,0003

Error factor (A) 2 36,81 18 2 0,168 267 133 2,950 0,0814

Inductores de resistencia (B) 8 177,21 22 2,4 0,065 3663 458 10,110 0,0001

Interacción AxB 8 227,08 28 3,08 0,026 925 116 2,550 0,0526

Error factor (B) 16 184,44 12 1,25 0,330 745 47 1,030 0,4777

Error total 16 147,49 9

724 45

Total 53 1146,10 9878

127

Anexo: 9. Análisis de varianza realizado a la variable hojas funcionales a la etapa de floración y cosecha, realizado al cultivo de


Fuente de variación Hojas funcionales a la floración Hojas funcionales a la cosecha



Bloque 2 6,19 3,09 3,88 0,04 28,86 14,43 23,100 0,000

Error factor (A) 2 3,49 1,75 2,19 0,14 2,48 1,24 1,980 0,170


Interacción AxB 8 7,82 0,98 1,23 0,35 1,73 0,22 0,350 0,934

Error factor (B) 16 8,36 0,52 0,65 0,8 23,16 1,45 2,320 0,051


10 0,62

Total 53 45,67 96,68

Anexo: 10. Análisis de varianza realizado a las variables días a la floración y cosecha, realizado al cultivo de banano. EET



Días a la floración Días a la cosecha


Métodos de aplicación 1 104 104 1,55 0,34 254 254 0,51 0,55

Bloque 2 307 153 0,53 0,6 1434 717 1,98 0,17

Error factor (A) 2 135 67 0,23 0,8 990 495 1,37 0,28

Inductores de resistencia (B) 8 1194 149 0,51 0,83 4456 557 1,54 0,22

Interacción AxB 8 1707 213 0,73 0,66 1670 209 0,58 0,78

Error factor (B) 16 4175 261 0,9 0,58 6022 376 1,04 0,47

Error total 16 4653 291

5782 361

Total 53 12276 20608

128

Anexo: 11. Análisis de varianza realizado a las variables perímetro del pseudotallo y altura de planta, realizado al cultivo de



Altura de planta (Metros) Perímetro del pseudotallo (Metros)



Bloque 2 0,10 0,05 2,72 0,10 8,21 4,11 0,46 0,64

Error factor (A) 2 0,01 0,01 0,38 0,69 16,53 8,26 0,92 0,42


Interacción AxB 8 0,24 0,03 1,60 0,20 82,79 10,35 1,16 0,38

Error factor (B) 16 0,32 0,02 1,07 0,45 194,59 12,16 1,36 0,27


143,02 8,94

Total 53 1,24 515,72

Anexo: 12. Análisis de varianza realizado a las variables peso del racimo, número de manos, número de frutos por racimo y grado

de la fruta, realizado al cultivo de banano. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos, 2013.

Fuente de variación Peso del racimo (Kg) Número de manos/racimo Número de frutos/racimo Grado del fruto

GL SC CM F p-valor SC CM F p-valor SC CM F p-valor SC CM F p-valor

Métodos de aplicación 1 9,71 9,71 9,62 0,09 0,06 0,06 0,100 0,78 516 516 15,43 0,059 0,5 0,5 0,52 0,55

Bloque 2 27,88 13,94 2,08 0,16 4,35 2,17 7,080 0,01 397 199 1,02 0,382 0,6 0,3 1,33 0,29

Error factor (A) 2 2,02 1,01 0,15 0,86 1,15 0,57 1,870 0,19 67 33 0,17 0,844 1,9 0,9 4,31 0,03

Inductores de resistencia (B) 8 44,48 5,56 0,83 0,59 5,82 0,73 2,370 0,07 1200 150 0,77 0,63 2,4 0,3 1,42 0,26

Interacción AxB 8 134,46 16,81 2,51 0,06 6,97 0,87 2,840 0,04 5522 690 3,55 0,015 1,3 0,2 0,74 0,66

Error factor (B) 16 116,47 7,28 1,09 0,44 4,92 0,31 1,000 0,50 4389 274 1,41 0,249 5,5 0,4 1,61 0,18


4,91 0,31

3110 194

3,4 0,2

Total 53 442,21 28,18 15202 15,6

129

Anexo: 13. Análisis de varianza realizado a las variables racimos por cajas y cajas por hectárea, realizado al cultivo de banano.



Racimos por caja Cajas por hectárea


Métodos de aplicación 1 0,01 0,01 6,523 0,125 209739 209739 9,62 0,09

Bloque 2 0,02 0,008 1,839 0,191 602041 301020 2,08 0,157

Error factor (A) 2 0 0,002 0,335 0,72 43590 21795 0,15 0,861

Inductores de resistencia (B) 8 0,03 0,004 0,89 0,546 960751 120094 0,83 0,589

Interacción AxB 8 0,09 0,011 2,442 0,061 2904145 363018 2,51 0,056

Error factor (B) 16 0,08 0,005 1,117 0,414 2515690 157231 1,09 0,435


2315386 144712

Total 53 0,3 9551342

Anexo: 14. Análisis de varianza realizado a la variable índice de infección de Sigatoka negra a la etapa de floración y cosecha,

realizado al cultivo de plátano. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos, 2013.

Fuente de variación Índice de infección de Sigatoka negra a la

floración Índice de infección de Sigatoka negra a la cosecha



Bloque 2 7,61 3,805 1,561 0,24 629 314,5 4,760 0,02

Error factor (A) 2 9,58 4,792 1,966 0,172 43,61 21,8 0,330 0,72


Interacción AxB 8 4,10 0,512 0,21 0,98 2499,77 312,47 4,730 0,00

Error factor (B) 16 19,89 1,243 0,51 0,906 773,52 48,34 0,730 0,73

Error total 16 39,00 2,438

1057,79 66,11

Total 53 104,78 8932,37

130

Anexo: 15. Análisis de varianza realizado a la variable área foliar funcional a la etapa de floración y cosecha, realizado al cultivo

de plátano. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos, 2013.

Fuente de variación Área foliar funcional a la floración Área foliar funcional a la cosecha



Bloque 2 124,40 62,18 2,59 0,11 42,87 21,434 2,465 0,12

Error factor (A) 2 12,40 6,18 0,26 0,78 25,04 12,518 1,440 0,27


Interacción AxB 8 94,90 11,86 0,49 0,84 186,45 23,306 2,680 0,04

Error factor (B) 16 181,50 11,34 0,47 0,93 91,4 5,713 0,657 0,80

Error total 16 384,40 24,03

139,12 8,695

Total 53 962,90 749,95

Anexo: 16. Análisis de varianza realizado a la variable hojas funcionales a la etapa de floración y cosecha, realizado al cultivo de

plátano. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos, 2013.

Fuente de variación Hojas funcionales a la floración Hojas funcionales a la cosecha



Bloque 2 0,50 0,252 0,318 0,732 35,19 17,593 5,276 0,02

Error factor (A) 2 1,18 0,589 0,743 0,491 11,16 5,578 1,673 0,22


Interacción AxB 8 7,69 0,962 1,214 0,35 97,77 12,221 3,665 0,01

Error factor (B) 16 13,66 0,854 1,078 0,441 41,52 2,595 0,778 0,69

Error total 16 12,68 0,792

53,35 3,335

Total 53 40,35 324,53

131

Anexo: 17. Análisis de varianza realizado a las variables días a la floración y cosecha, realizado al cultivo de plátano. EET


Fuente de variación Días a la floración Días a la cosecha


Métodos de aplicación 1 0,00 0 0 1 0,02 0,02 0,000 0,99

Bloque 2 77,48 38,74 0,74 0,495 97,33 48,67 0,830 0,46

Error factor (A) 2 11,11 5,56 0,11 0,901 116,15 58,07 0,990 0,39


Interacción AxB 8 1099,00 137,38 2,61 0,05 1062,81 132,85 2,260 0,08

Error factor (B) 16 1286,52 80,41 1,53 0,203 780 48,75 0,830 0,65

Error total 16 842,89 52,68

942,52 58,91

Total 53 4043,70 3678,83

Anexo: 18. Análisis de varianza realizado a las variables perímetro del pseudotallo y altura de planta, realizado al cultivo de

plátano. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos, 2013.

Fuente de variación Altura de planta (Metros) Perímetro del pseudotallo (Metros)



Bloque 2 5258,49 2629,25 2,53 0,11 206,56 103,28 1,790 0,20

Error factor (A) 2 2074,57 1037,29 1 0,39 91,11 45,55 0,790 0,47


Interacción AxB 8 5852,15 731,52 0,7 0,68 336,52 42,07 0,730 0,67

Error factor (B) 16 5087,61 317,98 0,31 0,99 370,01 23,13 0,400 0,96

Error total 16 16633,45 1039,59

924,25 57,77

Total 53 44394,29 2285,03

132

Anexo: 19. Análisis de varianza realizado a las variables peso del racimo, número de manos, número de frutos por racimo y grado

de la fruta, realizado al cultivo de plátano. EET Pichilingue, INIAP, Quevedo, Los Ríos, 2013.

Fuente de variación Peso del fruto (Kg) Número de manos/racimo Número de frutos/racimo Grado del fruto

GL SC CM F p-valor SC CM F p-valor SC CM F p-valor SC CM F p-valor

Métodos de aplicación 1 2,08 2,08 0,37 0,61 0,02 0,02 0,080 0,81 4,70 4,74 0,24 0,671 39,2 39,2 14,01 0,06

Bloque 2 5,26 2,63 0,79 0,47 1,81 0,91 2,800 0,09 13,00 6,5 1,09 0,361 2,5 1,2 0,19 0,83

Error factor (A) 2 11,37 5,69 1,71 0,21 0,48 0,24 0,740 0,49 38,90 19,46 3,25 0,065 5,6 2,8 0,43 0,66

Inductores de resistencia (B) 8 19,22 2,4 0,72 0,67 2,48 0,31 0,960 0,50 90,00 11,25 1,88 0,13 13,5 1,7 0,26 0,97

Interacción AxB 8 22,59 2,82 0,85 0,58 1,81 0,23 0,700 0,69 130,60 16,32 2,73 0,04 79,5 9,9 1,52 0,23

Error factor (B) 16 36,59 2,29 0,69 0,77 3,85 0,24 0,740 0,72 83,00 5,19 0,87 0,611 104,5 6,5 1,00 0,50


5,19 0,32

95,70 5,98

104,7 6,6

Total 53 150,28 15,65 456,00 349,5

133

Anexo: 20. Análisis de varianza realizado a las variables racimos por cajas y cajas por hectárea, realizado al cultivo de plátano.


Fuente de variación Racimos por caja Cajas por hectárea


Métodos de aplicación 1 0,05 0,05 0,55 0,53 10781 10781 0,361 0,61

Bloque 2 0,08 0,04 0,61 0,55 27331 13666 0,784 0,47

Error factor (A) 2 0,20 0,1 1,47 0,26 59733 29867 1,714 0,21


Interacción AxB 8 0,37 0,05 0,69 0,70 118429 14804 0,850 0,58

Error factor (B) 16 0,63 0,04 0,58 0,86 191942 11996 0,688 0,77


278818 17426

Total 53 2,78 787853

universidad tÉcnica estatal de...

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