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UNIVERSIDAD TÉCNICA PARTICULAR DE LOJA

La Universidad Católica de Loja

ÁREA BIOLÓGICA

TITULACIÓN DE BIOQUÍMICO FARMACÉUTICO

“Establecimiento y validación de metodologías para el análisis de

nitrógeno, fósforo y potasio en tejidos vegetales foliares”

AUTOR: Silva Silva, Romina de los Ángeles

DIRECTOR: Capa Mora, Edwin Daniel

LOJA – ECUADOR

2014

iv

APROBACIÓN DEL DIRECTOR DEL TRABAJO DE FIN DE TITULACIÓN

Ingeniero.

Edwin Daniel Capa Mora

DOCENTE DE LA TITULACIÓN

De mi consideración:

El presente trabajo de fin de titulación: “Establecimiento y validación de metodologías para

el análisis de nitrógeno, fósforo y potasio en tejidos vegetales foliares”, realizado por Silva

Silva Romina de los Ángeles, ha sido orientado y revisado durante su ejecución, por

cuanto se aprueba la presentación del mismo

Loja, 28 de febrero de 2014

f)…………………………………….

v

DECLARACIÓN DE AUTORÍA Y CESIÓN DE DERECHOS

Yo, Silva Silva, Romina de los Ángeles declaro ser autora del presente trabajo de fin de

titulación “Establecimiento y validación de metodologías para el análisis de nitrógeno,

fósforo y potasio en tejidos vegetales foliares”, de la Titulación de Bioquímico

Farmacéutico siendo Edwin Daniel Capa Mora director del presente trabajo; y eximo

expresamente a la Universidad Técnica Particular de Loja, y a sus representantes legales

de posibles reclamos o acciones legales. Además certifico que las ideas, conceptos,

procedimientos y resultados vertidos en el presente trabajo investigativo, son de mi

exclusiva responsabilidad.

Adicionalmente declaro conocer y aceptar la disposición del Art. 67 del Estatuto Orgánico

de la Universidad Técnica Particular de Loja que en su parte pertinente que textualmente

dice: “Forman parte del patrimonio de la Universidad la propiedad intelectual de

investigaciones, trabajos científicos o técnicos de tesis de grado que se realicen a través,

o con el apoyo financiero, académico o institucional (operativo) de la Universidad”.

f) ------------------------------------

Silva Silva Romina de los Ángeles

1105001943

vi

DEDICATORIA

Esta tesis se la dedico a Dios y a la Virgen del Cisne, quiénes supieron guiarme por el

buen camino, darme fuerzas para seguir adelante y no desmayar en los problemas que se

presentaron, enseñándome a enfrentar las adversidades para no desfallecer en el intento.

A mi mamá Marcia, que hace todo en la vida para que pueda conseguir mis sueños y

objetivos planteados, y que hoy gracias a ella puedo ver alcanzada esta meta.

A mis hermanos, tíos y primos, ya que de una u otra manera contribuyeron para el logro

de mi meta y han fomentado en mí el deseo de superación.

vii

AGRADECIMIENTOS

Hago llegar mi profundo agradecimiento a la Universidad Técnica Particular de Loja,

especialmente a la Titulación de Bioquímica y Farmacia, por haberme brindado una sólida

formación universitaria.

Al Departamento de Ciencias Agropecuarias y de Alimentos, en especial al laboratorio de

Suelos Agrícolas; también al laboratorio de Química Analítica e Industrias de la UTPL, por

su apoyo en proporcionarme todo lo necesario para la ejecución del presente trabajo.

De manera especial, mi sincero agradecimiento a Daniel Capa M., por haberme guiado y

orientado en el cumplimiento de este trabajo investigativo, además por haberme brindado

su confianza, tiempo, y por compartir sus conocimientos profesionales para mi formación.

Así mismo al Dr. Juan Ignacio Burneo e Ing. Nataly Solano por haber formado parte de

este trabajo, guiándome y enseñándome en el periodo de becaria y tesista.

viii

ÍNDICE DE CONTENIDOS

CARATULA iii

CERTIFICACIÓN iv

DECLARACIÓN DE AUTORÍA Y CESIÓN DE DERECHOS v

DEDICATORIA vi

AGRADECIMIENTOS vii

ÍNDICE DE CONTENIDOS viii

ÍNDICE DE FIGURAS x

ÍNDICE DE TABLAS xi

ABREVIATURAS xii

RESUMEN xiv

ABSTACT xv

INTRODUCCIÓN xvi

CAPÍTULO 1. MARCO TEÓRICO 1

1.1. Análisis foliar 2

1.1.1. Importancia de los análisis foliares 2

1.1.2. Utilidad de los análisis foliares 2

1.2. Nutrientes en las planta 3

1.2.1. Nitrógeno 3

1.2.2. Fósforo 4

1.2.3.Potasio 5

1.3.Métodos usados para la determinación de análisis foliares 5

1.3.1.Digestión y determinación de nitrógeno por destilación y titulación manual

5

1.3.2.Calcinación y determinación de potasio por Espectrofotometría de absorción y emisión atómica

6

1.3.3.Calcinación y determinación por calorimetría del fosfo-vanadomolibdato

6

1.4. Validación de métodos analíticos 6

1.4.1. Validación 6

1.4.2. Clasificación de métodos de validación 6

1.4.3. Linealidad 7

1.4.4. Límite de cuantificación 7

1.4.5. Límite de detección 8

1.4.6. Exactitud 8 1.4.7. Precisión 8

1.4.8. Repetibilidad 8

1.4.9. Reproducibilidad 8

1.4.10. Incertidumbre 9

1.4.11. Sensibilidad 9

ix

1.4.12. Coeficiente de variación 9

1.5. Especie considerada para la validación de los métodos 10

1.5.1. Tomate de árbol 10 CAPÍTULO 2. MATERIALES Y MÉTODOS 11

2.1. Ubicación y descripción de la zona de estudio 12

2.2. Recolección de muestras foliares y de suelos 12

2.3. Análisis de tejidos vegetales foliares 13

2.3.1. Preparación de la muestra 13

2.3.2. Análisis de nitrógeno por método de micro-Kjeldhal. Espectrofotometría de UV. V.

15

2.3.3. Análisis de fósforo por el método de molibdato vanadato de amonio por Espectrofotometría de UV. V.

19

2.3.4. Análisis de potasio por el método de Espectrofotometría de Absorción Atómica

24

2.4. Análisis de suelos 28

2.5. Análisis estadísticos y de validación 31

CAPÍTULO 3. RESULTADOS Y DISCUSIÓN 33

3.1. Resultados validación de nitrógeno 34

3.2. Resultados validación de fósforo 41

3.3. Resultados validación de potasio 47

3.4. Resultados de análisis de suelos y foliares 54

3.5. Resultados de análisis foliares 55

3.6. Correlaciones entre nitrógeno, fósforo y potasio de la planta y suelo

58

CAPÍTULO 4. CONCLUSIONES 62

CAPÍTULO 5. RECOMENDACIONES 64

CAPÍTULO 6. BIBLIOGRAFÍA 66

CAPÍTULO 7. ANEXOS 73

x

ÍNDICE DE FIGURAS

Figura 1. Deficiencia de nitrógeno en solanáceas 4 Figura 2. Deficiencia de fósforo en solanáceas 4 Figura 3. Deficiencia de potasio en solanáceas 5 Figura 4. Mapa de la Estación Agroecológica de la UTPL 12 Figura 5. Muestreo de hojas en el cultivo de tomate de árbol (muestreo

al azar) 13

Figura 6. Diseño experimental de bloques completos 31 Figura 7. Curva de calibración de nitrógeno 35 Figura 8. Gráfico control para nitrógeno 39 Figura 9. Diagrama causa y efecto para fuentes de incertidumbre de

nitrógeno 39

Figura 10. Curva de calibración de fósforo 42 Figura 11. Gráfico control para fósforo 45 Figura 12. Diagrama causa y efecto para fuentes de incertidumbre de

fósforo 46

Figura 13. Curva de calibración de potasio 48 Figura 14. Gráfico control para potasio 52 Figura 15. Diagrama causa y efecto para fuentes de incertidumbre de

potasio 53

Figura 16. Resultados de las absorbancias de nitrógeno en análisis foliares

56

Figura 17. Resultados de las absorbancias de fósforo en análisis foliares 57 Figura 18. Resultados de las absorbancias de potasio en análisis foliares 57 Figura 19 Suelo desprovisto de materia orgánica en la plantación de

tomate de árbol. Estación Agroecológica UTPL 59

Figura 20 Deficiencias de macronutrientes en el cultivo de tomate de árbol.

60

xi

ÍNDICE DE TABLAS

Tabla 1. Reactivos utilizados para la determinación de nitrógeno 15 Tabla 2. Reactivos utilizados para la determinación de fósforo 20 Tabla 3. Reactivos utilizados para la determinación de potasio 25 Tabla 4. Valores de nitrógeno para la curva de calibración (linealidad) 34 Tabla 5. LDD Y LDQ para nitrógeno 35 Tabla 6. Repetibilidad para nitrógeno 36 Tabla 7. Reproducibilidad de nitrógeno. Prueba F para varianza 37 Tabla 8. Reproducibilidad de nitrógeno. Prueba T para 3 variables 37 Tabla 9. Recuperación de nitrógeno 38 Tabla 10. Incertidumbre nitrógeno 40 Tabla 11. Valores de fósforo para la curva de calibración (linealidad) 41 Tabla 12. LDD y LDQ para fósforo 42 Tabla 13. Repetibilidad para fósforo 43 Tabla 14. Reproducibilidad de fósforo. Prueba F para varianza 43 Tabla 15. Reproducibilidad de fósforo. Prueba T para variables 44 Tabla 16. Recuperación para fósforo 44 Tabla 17. Incertidumbre fósforo 46 Tabla 18. Valores de potasio para la curva de calibración (linealidad) 48 Tabla 19. LDD y LDQ para potasio 49 Tabla 20. Repetibilidad de potasio 50 Tabla 21. Reproducibilidad de potasio. Prueba F para varianza 50 Tabla 22. Reproducibilidad de potasio. Prueba T para variables 51 Tabla 23. Recuperación para potasio 51 Tabla 24. Incertidumbre potasio 53 Tabla 25. Porcentajes de nutrientes en el suelo del cultivo de tomate de

árbol 54

Tabla 26. Interpretaciones de los resultados obtenidos en suelos 55 Tabla 27 Porcentajes de nutrientes en la planta del cultivo de tomate de

árbol. 55

Tabla 28 Interpretaciones de los resultados obtenidos en foliares 55 Tabla 29 Correlaciones de Pearson para nitrógeno, fósforo y potasio

entre planta y suelo 58

xii

ABREBIATURAS

°C = Grados centígrados

% CV = Porcentaje de coeficiente de variación

% K = Porcentaje de potasio

% N = Porcentaje de nitrógeno

% P = Porcentaje de fósforo

Abs = Absorbancia

Ca = Calcio

Cf = Concentración final obtenida de la curva de calibración

cmol/Kg = Centimol por kilogramo

Cu = Cobre

cm = Centímetro

EAA = Espectrofotómetro de absorción atómica

exp = Exponente

Fe = Hierro

Fd = Factor de dilución

g = Gramo

g/l = Gramo por litro

ha = hectáreas

K = Potasio

Kg = Kilogramo

LDD = Límite de detección

LDQ = Límite de cuantificación

Mg = Magnesio

mg/Kg = miligramo por kilogramo

mg/l = Miligramo por litro

ml = Milímetros

Mn = Manganeso

Mol/l = Mol por litro

N = Nitrógeno

Na = Sodio

xiii

nm = Nanómetro

P = Fósforo

ppm = Partes por millón

r2 = Coeficiente de correlación

S = Desviación estándar

U = Incertidumbre

Wm = Peso de la muestra

V = Volumen

Zn = Zinc

xiv

RESUMEN

El trabajo se desarrolló en los laboratorios de suelos agrícolas de la UTPL. Se estableció

y validó metodologías para el análisis de nitrógeno, fósforo y potasio en tejidos foliares

(cultivo de tomate de árbol), además se realizó una correlación entre contenido de

nutrientes suelo - planta. Se hizo un muestreo inicial de hojas y suelo. Para validar las

metodologías de análisis foliares se usó: Nitrógeno por micro-Kjeldahl y

Espectrofotometría de Ultra Violeta Visible (UV-V.), Fósforo por Espectrofotometría de

UV-V. y potasio por Espectrofotometría de Absorción Atómica (AA). Los análisis de suelos

fueron: Nitrógeno, fósforo y potasio. El diseño experimental fue de bloques completos, y

los estadísticos usando Tukey (p<0,05) con SPSS Statistics 17.0; además se evaluó los

parámetros de validación: límite de detección, repetitibilidad, reproducibilidad

recuperación e incertidumbre. Los resultados indican que la validación para nitrógeno,

fósforo se han cumplido, no mostrando diferencia significativa en los análisis realizados;

mientras que para el potasio pese a que se cumplió la validación, se han presentado

inconvenientes a la hora de realizar los análisis, sin embargo no existió diferencia

significativa entre las repeticiones.

Palabras clave: macronutrientes, análisis químicos, fertilización.

xv

ABSTRACT

This research work was developed in the agricultural soils laboratories from UTPL. In

order to do this investigation were established the most suitable methodologies for the

analysis of nitrogen, phosphorus and potassium in plant leaf tissues (crop tree tomato);

furthermore, a correlation between nutrient content was performed soil – plant. An initial

sampling of leaves and soil was done. To support the analysis foliar methodologies was

used: Nitrogen by micro-kjeldahl and UV-V. Spectrophotometry, phosphorus by UV-V.

Spectrophotometry and potassium AA Spectrophotometry. Also, analysis to soils:

Nitrogen, phosphorus and potassium was accomplished. An experimental design of

complete block was raised, and statisticians with Tukey test (p <0.05) using the SPSS

Statistics 17.0; furthermore, the validation parameter were fulfilled: detection limit,

repeatability, reproducibility uncertainty recovery among others. The results point out the

validation for nitrogen, phosphorus were accomplished with total normality, there is not

significance difference among the process done; meanwhile for potassium despite that it

met necessary for validation, there have been drawbacks when taking readings in the AA

spectrophotometer, although there has been no significant difference between the

repetitions performed.

Key words: macronutrients, chemical analysis, fertilization.

xvi

INTRODUCCIÓN

El análisis de tejidos vegetales, consiste en la determinación de la composición química

de la planta. Actualmente se considera como una referencia indispensable para saber los

requerimientos nutricionales de plantaciones así como los estados carenciales de

elementos nutritivos (Legaz et al., 2005).

El análisis foliar da una indicación precisa de la absorción de los diferentes nutrientes por

la planta, debido a que las hojas son muy sensibles a los cambios de la composición del

medio nutritivo (Valenzuela et al., 2000). De los resultados obtenidos dependerán las

medidas a tomar para controlar los factores que limitan la absorción de macro y micro

nutrientes en el cultivo y así optimizar su nutrición (Gadahía, 2008).

Las dosificaciones acertadas de fertilización mineral u orgánica permitirán el adecuado

desarrollo de los cultivos agrícolas, lo cual se logra mediante un análisis físico - químico

de suelos y de tejidos vegetales (Legaz et al., 2005).

El laboratorios de suelos agrícolas de la UTPL tiene desarrollado las metodologías para

análisis físico químicos de los suelos, sin embargo se cree conveniente la implementación

de los análisis foliares, para brindar un mejor servicio de recomendaciones de fertilización,

ya sea en las investigaciones del Departamento, trabajos de consultorías o asesoramiento

a pequeños y grandes productores agrícolas.

Para asegurar la calidad de la implementación de un análisis foliar, es preciso la

validación de los métodos analíticos, siendo requisito indispensable en la práctica de los

análisis químicos; en estos procesos se evaluará si el método o métodos aplicados

cumplen con los requisitos necesarios; después de todo este proceso se verificará si el

método (s) serán idóneos y fiables para su aplicación (Duffau et al., 2010).

Para validar el proceso químico analítico es necesaria la asignación de responsabilidad a

un analista o laboratorista, este proceso debe ser efectuado de forma metódica,

ordenada, trazable y confiable. El método únicamente será validado cuando cumpla con

los parámetros de linealidad, precisión, exactitud y sensibilidad; lo que va a ayudar a

concluir que el método o métodos seleccionados son los correctos (Mínguez et al., 1991 y

Duffau et al., 2010).

Por todo lo comentado antes se ve la necesidad de implementar y validar una

metodología de análisis de tejidos vegetales foliares.

xvii

Para poder cumplir con el desarrollo de este trabajo se ha planteado los siguientes

objetivos.

Objetivo general

Establecer y validar los métodos para el análisis de nitrógeno, fósforo y potasio en tejidos

vegetales (cultivo de tomate de árbol Solanum betaceum Cav.).

Objetivos específicos

1. Establecer metodologías adecuadas para el análisis de nitrógeno, fósforo y potasio

en tejidos foliares.

2. Validar los procesos metodológicos establecidos para los análisis foliares.

3. Realizar correlaciones entre los resultados de análisis de tejidos foliares frente a

los resultados de suelos.

1

CAPÍTULO 1

MARCO TEÓRICO

2

1.1. Análisis foliar

El análisis foliar es un método de diagnóstico que hace uso del análisis químico aplicado a

partes representativas de la planta, para cuantificar las cantidades de nutrientes que ha

absorbido; y supone es una de las mejores formas de conocer las características de los

cultivos (Carvajal, 1978). Las partes a muestrear pueden ser secciones específicas de la

planta, como los peciolos, las raíces y las hojas siendo éstas las que mejor reflejan el

estado nutricional de la planta ya que ahí se efectúa la elaboración de las sustancias para

el crecimiento (Laboratorio A-L de México, 2011).

La composición mineral de las plantas dependerá de muchos factores como: de la

especie que se trate, de la edad, de la parte de la planta analizada, del clima, estación en

que se realice el muestreo y del suministro de nutrientes del suelo (Rodríguez, 1990).

1.1.1. Importancia de los análisis foliares

Son una referencia indispensable para determinar tanto las necesidades de abonado de

las plantaciones como los estados carenciales de macro y micro elementos. Esto se debe

a que los análisis foliares dan una indicación precisa de la absorción de los diferentes

elementos por la planta, ya que las hojas son muy sensibles a los cambios de

composición del medio nutritivo (Legaz et al., 1995).

Un análisis completo del tejido puede detectar una deficiencia nutricional antes de que los

síntomas aparezcan en la planta. El diagnóstico de "hambre oculta" a menudo le

proporciona al productor la oportunidad de corregir el problema durante la etapa de

crecimiento (Laboratorio A-L de México, 2011).

1.1.2. Utilidad de los análisis foliares

Las deficiencias nutricionales en la planta puede ser detectada a tiempo; en primera

instancia se lo realiza por la sintomatología observada, sin embargo es necesario la

confirmación de la deficiencia mediante análisis de planta (Barbazán, 1998).

Los análisis foliares son usados para revelar el estado nutricional de cultivos en un

sistema de producción determinado. Por otra parte siempre deben de ir acompañados con

análisis de los suelos representativos del área del sistema de producción, así como

también de la averiguación de otros factores de manejo que afectan el rendimiento

(Barbazán, 1998).

3

Los análisis pueden ser útiles para aclarar o interpretar una situación dada en los

sistemas productivos, o para ajustar las dosis de fertilizante a usar en las diferentes

etapas fenológicas del cultivo (Barbazán, 1998 y Legaz et al., 2005).

En la actualidad el análisis foliar es básico, de manera especial en los casos que se

trabaja con fertirrigación, ya que permite actuar de inmediato para corregir los

desequilibrios nutritivos que la planta pueda presentar, incorporando los nutrientes a

través del agua de riego, ya que de esta forma son rápidamente absorbidos por los

cultivos (INEA, s/f).

1.2. Nutrientes en las plantas

Son los elementos esenciales para el crecimiento de la planta, la cual los toma del suelo o

del agua. Los nutrientes primarios (nitrógeno, fósforo y potasio) son consumidos en

cantidades relativamente grandes; otros tres nutrientes secundarios (calcio, magnesio y

azufre) son tomados en menores cantidades, sin embargo pese a ser requeridos en

menores cantidades son esenciales para su crecimiento. Los micronutrientes o elementos

trazas son requeridos en cantidades muy pequeñas, pero igual que los anteriores son

importantes para el metabolismo vegetal (Dirección de Fomento de Tierras y Aguas,

1999).

1.2.1. Nitrógeno (N)

Este nutriente juega un rol esencial en el crecimiento del vegetal, ya que es constituyente

de moléculas como clorofila, aminoácidos esenciales, proteínas, enzimas,

nucleoproteínas, hormonas, y trifosfato de adenosina (ATP). Además, el N es esencial en

muchos procesos metabólicos (Reali, 2000).

El síntoma característico de la deficiencia de N se visualiza temprano en las hojas por

disminución en la formación de clorofila y dificultad en las actividades enzimáticas. La

deficiencia se la observa en el amarillamiento, que ocurre primero en las hojas maduras,

pero los síntomas se extienden rápidamente por tratarse de un nutriente muy móvil, hacia

las hojas jóvenes (Reali, 2000).

4

Figura 1. Deficiencia de nitrógeno en solanáceas. Fuente. http://blog.agrologica.es, consultado en noviembre del 2013

1.2.2. Fósforo (P)

Esencial para el crecimiento de las plantas, ya que desempeña un papel importante en la

fotosíntesis, la respiración, el almacenamiento, transferencia de energía y crecimiento

celular. Además ayuda a la rápida formación y crecimiento de raíces, y mejora la calidad

de la fruta, hortalizas y granos (Cevallos, 2008).

La primera señal de falta de P es una planta pequeña con hojas distorsionadas, cuando la

deficiencia es severa se desarrollan áreas muertas en la hoja, el fruto y el tallo. Las hojas

viejas se afectan antes que las jóvenes y retarda la madurez del cultivo. Los síntomas

visuales de la deficiencia de P no son tan claros como los de N y K. En muchos cultivos,

la deficiencia de P es difícil de detectar en el campo y en ciertas etapas de crecimiento la

carencia de P causa que el cultivo presente un color verde oscuro (Cevallos, 2008).

Figura 2. Deficiencia de fósforo en solanáceas. Fuente. http://blog.agrologica.es, consultado en noviembre del 2013.

5

1.2.3. Potasio (K)

El K es un nutriente esencial en la planta, es vital para la fotosíntesis, la síntesis de

proteínas, ayuda a controlar el balance iónico, es importante en la translocación de

metales pesados como el hierro (Fe), permite a la planta resistir los ataques de

enfermedades, es esencial en la formación de la fruta y mejora la resistencia de la planta

a las heladas (Cevallos, 2008).

Cuando existe deficiencia de K, la fotosíntesis se reduce y la respiración de la planta se

incrementa. Estas dos condiciones reducen la acumulación de carbohidratos, con

consecuencias adversas en el crecimiento y producción de la planta. La sintomatología de

la deficiencia de K se manifiesta porque las hojas se enrollan y se arrugan, apareciendo

unas zonas amarillas difusas en el limbo de las bandas transversales. La aparición de

nuevos brotes hace que esta sintomatología aparezca más en las hojas viejas, ya que el

K emigra de ellas hacia los nuevos órganos. Los brotes son débiles con hojas de tamaño

inferior al normal que caen con facilidad, los frutos son pequeños con corteza suave que

tienden a colorar prematuramente (Legaz et al., 2005).

Figura 3. Deficiencia de Potasio en solanáceas. Fuente. http://blog.agrologica.es, consultado en noviembre del 2013.

1.3. Métodos usados para la determinación de análisis foliares

1.3.1. Digestión y determinación de nitrógeno por destilación y titulación

manual

El principio de este método consiste que del filtrado resultante del “Método de Digestión

en tubo con H2SO4 - ácido salicílico–catalizador”, se determina la concentración de N-NH4

por destilación de NH3 y titulación manual (Sadzawka, 2004).

6

1.3.2. Calcinación y determinación de potasio por Espectrofotometría de

absorción y emisión atómica

Este método consiste en la determinación por calcinación en mufla a un temperatura de

500 ºC, el filtrado proveniente de la calcinación es el que se va a utilizar para determinar

la concentración de K por Espectrofotometría de absorción y emisión atómica (EAA) con

llama de aire - acetileno y agregando solución de lantano para minimizar las interferencias

(Sadzawka, 2004).

1.3.3. Calcinación y determinación por calorimetría del fosfo-vanadomolibdato

Del filtrado proveniente de la calcinación según el método de calcinación en mufla a 500

°C, se determina la concentración de P por colorimetría del complejo fosfo-

vanadomolibdato (Sadzawka, 2004).

1.4. Validación de métodos analíticos

1.4.1. Validación

Es la evaluación estadística de los resultados obtenidos en la aplicación de técnicas

analíticas, mediante pruebas convenientemente documentadas y demostrativas de que un

método es lo suficientemente fiable a fin de producir el resultado previo bajo condiciones

definidas (Pérez et al., 2007). Para la validación de los métodos se requiere que los

parámetros de desempeño se realicen usando equipos que cuenten con las

especificaciones técnicas correctas, y que estén calibrados adecuadamente. Así mismo,

el operador que realiza los estudios debe ser técnicamente competente en el campo de

estudio y debe poseer suficientes conocimientos sobre el trabajo a realizar, con el fin de

que sea capaz de tomar decisiones apropiadas a partir de las observaciones hechas

mientras avanza el estudio (Centro Nacional de Metrología, 1998).

1.4.2. Clasificación de métodos de validación

Los métodos se pueden clasificar de distinta forma, pero se debe establecer una

diferencia clara entre los métodos cualitativos y los cuantitativos.

Los métodos cualitativos exigen la definición de una serie de parámetros cuyo

cumplimiento es necesario para la validación:

Especificidad/selectividad

Límite de detección

7

Precisión (en condiciones de repetibilidad y/o reproducibilidad en laboratorio)

Estabilidad.

Cuando se trate de métodos cualitativos en los que sea necesario establecer un nivel de

concentración definido (un umbral) para reflejar resultados, deben determinarse los tres

parámetros adicionales siguientes:

Linealidad

Exactitud (sesgo) (en condiciones de repetibilidad y/o reproducibilidad en

laboratorio) en el umbral de concentración

Precisión (en condiciones de repetibilidad y/o reproducibilidad en laboratorio) en el

umbral de concentración.

Los métodos cuantitativos exigen, para su validación, que se determine las siguientes

series de parámetros que han de cumplirse:

Especificidad/selectividad

Límite de detección

Precisión (en condiciones de repetibilidad y/o reproducibilidad en laboratorio)

Linealidad y rango de trabajo

Exactitud (en condiciones de repetibilidad y/o reproducibilidad en laboratorio)

Recuperación

Incertidumbre de la medición

Estabilidad.

1.4.3. Linealidad

Es la capacidad del método analítico para obtener resultados directamente proporcionales

a la concentración o cantidad del analito en un rango definido. Se determina mediante el

tratamiento matemático de los resultados obtenidos en el análisis del analito a diferentes

cantidades o concentraciones. La selección del rango y del número de puntos

experimentales están estrictamente relacionados con la aplicación del método

(Velasteguí, 2011).

1.4.4. Límite de cuantificación

Es la cantidad más pequeña del analito en una muestra que puede ser cuantitativamente

determinada con exactitud aceptable. Es un parámetro del análisis cuantitativo para

8

niveles bajos de compuestos en matrices de muestra y se usa particularmente para

impurezas y productos de degradación. Se expresa como concentración del analito (Guía

de Validación de Métodos Analíticos, 2009).

1.4.5. Límite de detección

Cantidad más pequeña de analito en una muestra que puede ser detectada por una única

medición, con un nivel de confianza determinado, pero no necesariamente cuantificada

con un valor exacto. Es comúnmente expresado como concentración del analito (Guía de

Validación de Métodos Analíticos, 2009).

1.4.6. Exactitud (sesgo)

Medición de la diferencia entre los resultados previstos del análisis y el valor de referencia

aceptado, debido a un error sistemático del método y del laboratorio. Normalmente se

expresa en porcentaje. La exactitud y la precisión determinan el error total del análisis

(Centro Nacional de Metrología, 1998).

1.4.7. Precisión

Es una medida de cuán cerca están los resultados unos de otros, y generalmente se

expresa por medidas como la desviación estándar, que describe la dispersión de los

resultados (Velasteguí, 2011).

1.4.8. Repetibilidad

Precisión en condiciones de repetibilidad, es decir, condiciones según las cuales los

resultados independientes de una prueba se obtienen con el mismo método, sobre

objetos de prueba idénticos, en el mismo laboratorio, por el mismo operador, usando el

mismo equipo y dentro de intervalos de tiempo cortos (Centro Nacional de Metrología,

1998).

1.4.9. Reproducibilidad

Precisión bajo condiciones de reproducibilidad, es decir, condiciones según las cuales los

resultados de prueba se obtienen con el mismo método, sobre objetos de prueba

idénticos, en diferentes laboratorios, por diferentes operadores, usando diferentes equipos

(Centro Nacional de Metrología, 1998).

9

1.4.10. Incertidumbre

La incertidumbre de una medición es el parámetro asociado al resultado, es decir,

caracteriza la dispersión de los valores que razonablemente pueden ser atribuidos al

mesurando (Instituto de Salud Pública, 2010).

Las fuentes asociadas a la incertidumbre puede deberse a los siguientes factores:

La naturaleza de la magnitud que se mide.

El instrumento de medición.

El observador.

Condiciones externas.

Cada factor constituye una fuente de incertidumbre, la que contribuirá en mayor o menor

grado a la incertidumbre total o universal.

Detectar y evaluar las incertidumbres no es simple e implica conocer diversos aspectos de

la medición como:

Errores accidentales o aleatorios que aparecen cuando las mediciones

repetidas de la misma variable dan valores diferentes, con igual probabilidad de

estar por arriba o por abajo del valor real. Cuando la dispersión de las medidas es

pequeña se dice que la medida es precisa.

Errores sistemáticos que son una desviación constante de todas las medidas ya

sea siempre hacia arriba o hacia abajo del valor real y son producidas, por

ejemplo, por la falta de calibración del instrumento de medición.

Con todas las incertidumbres de los diferentes factores ya mencionados antes se calcula

la incertidumbre expandida, la cual contribuye a dar una incertidumbre total.

1.4.11. Sensibilidad

La sensibilidad es el cociente entre el cambio en la indicación de un sistema de medición

y el cambio correspondiente en el valor de la cantidad objeto de la medición (Instituto de

Salud Pública, 2010).

1.4.12. Coeficiente de Variación

Es la desviación estándar dividida por la media. También en conocida como desviación

estándar relativa (RSD). El coeficiente de variación puede ser expresado en porcentaje:

10

Siendo:

S= desviación estándar de las lecturas

X= promedio de la totalidad de la muestra

1.5. Especie considerada para la validación de los métodos

1.5.1. Tomate de Árbol

El tomate de árbol (Solanum betaceum Cav.) es originario de la región andina,

posiblemente de Bolivia (Bohs y Nelson, 1997). Los frutos de esta especie son

comestibles, de sabor agradable, ligeramente ácidos y con un alto contenido de

provitamina A, vitaminas C y B6 y minerales como el hierro y potasio (Chalampunte et al.,

2005 y Vasco et al., 2009). Es además una importante alternativa en la producción,

diversificación y mercadeo de productos no tradicionales, los cuales son una opción

importante en la comercialización (Hallam et al., 2004).

El tomate de árbol durante los cinco a siete primeros meses tiene un importante desarrollo

vegetativo, por lo que en esta etapa son importantes los aportes de N, P, K, Ca y micro-

elementos (León et al., 2004). Luego la planta entra en un estado de equilibrio productivo-

vegetativo debido a que se inicia la floración: las hojas son más abundantes pero de

menor tamaño y las ramas mantienen una alta producción de inflorescencias y frutos; en

este periodo se deben aplicar cantidades crecientes de N, K y Mg (Santillán, 2001 y León

et al., 2004). Durante el segundo año la planta presenta un estado más productivo, en

este periodo se deben estabilizar las cantidades de nutrientes aportando fórmulas

completas en que predominen principalmente el K y el N. Además, es importante

considerar que la aplicación combinada de agua y nutrientes (fertirrigación) es

satisfactoria para la productividad del cultivo y permite un adecuado manejo del suelo y

agua, por lo que su implementación es conveniente para el control de dichas condiciones.

En el Ecuador las provincias donde se cultivan estas frutas son; Carchi, Imbabura,

Pichincha, Tungurahua, Chimborazo, Cañar, Azuay y Loja. En total en el país se cultivan

14748 hectáreas y en la provincia de Imbabura 883 hectáreas, la provincia que más

produce tomate de árbol en el país es la provincia de Tungurahua son 8300 hectáreas

(Uquillas et al., 2010).

11

CAPÍTULO 2

MATERIALES Y MÉTODOS

12

2.1. Ubicación y descripción de la zona de estudio

Para el establecimiento y validación del proyecto de “Metodologías de análisis de tejidos

vegetales foliares” se utilizó como referencia el cultivo de tomate de árbol, dicha

plantación está situada en la Estación Agroecológica de la UTPL (Figura 4), la que se

encuentra ubicada en el sector sur oriental de la hoya de Loja, y cuenta con una superficie

de 17,2 ha. Y dentro de las siguiente coordenadas UTM (Municipio de Loja, 2006).

E: 702050 – 702700

N: 9527600 – 9558400

Figura 4. Mapa de la Estación Agroecológica de la UTPL. Fuente. Servicios Agropecuarios, 2006.

La clasificación climática de esta zona según Koppen, 2005 corresponde: templado

lluvioso, mesotérmico frío e isotermal, con temperatura media de 15,4 °C, precipitación

media de 780 mm por año y una altura de 2160 m s.n.m.

2.2. Recolección de muestras foliares y de suelos

El muestreo se lo realizó en una parcela de cultivo de tomate de árbol, la que tenía una

edad de dos años. La recolección de las muestras foliares se la hizo al azar y siguiendo

las recomendaciones dadas por Holland, et al. (1967), el que indica que un muestreo

óptimo y práctico para árboles frutales es el de establecer una muestra compuesta de 100

hojas (cuatro hojas por árbol para un total de 25 árboles por unidad de muestreo) (Figura

5).

13

Figura 5. Muestreo de hojas en el cultivo de tomate de árbol (muestreo al azar). Fuente. La Autora.

Las cuatro hojas de las plantas que conformaron la muestra, también fueron tomadas al

azar (Apéndice 1), pero asegurándonos que éstas pertenezcan a las que se han

desarrollado por completo y que no presenten algún tipo de daño causado por ataque de

plagas o enfermedades. Para el muestreo se utilizó una podadora manual y luego de cada

corte se realizó la respectiva desinfección.

Así mismo se recogió tres muestras de suelo de la parcela tomate de árbol, cada una de 1

Kg de peso, el muestreo se lo hizo una sola vez al inicio del proyecto. La recolección de la

muestra se la hizo con una barrena (20 cm de profundidad por 5 cm de ancho) a una

profundidad de 20 cm (horizonte mineral) que es donde se encuentra la mayor parte del

sistema radicular.

Las muestras tanto foliares como de suelos fueron trasladadas al Departamento de

Ciencias Agropecuarias y Alimentos (Laboratorios de Suelos Agrícolas), para sus

respectivos análisis.

2.3. Análisis de tejidos vegetales foliares

2.3.1. Preparación de la muestra

Las muestras foliares colectadas se sometieron al siguiente proceso de preparación

(Apéndice 1):

Limpieza de la muestra: La muestra fresca se lavó con abundante agua destilada

para eliminar polvo o rastros de contaminación.

Secado de la muestra: una vez realizada la limpieza de las muestras, se eliminó

el peciolo de las hojas, esto debido a que esta parte de la hoja contiene gran

cantidad de savia lo cual podría afectar al análisis foliar; posteriormente se sometió

a un secado en estufa durante 24 horas y a una temperatura de 80 o C.

14

Molienda: Una vez que la muestra estuvo seca, se trituró con un mortero

homogenizando en su totalidad, seguido se pasó por un tamiz de 2 mm.

Almacenamiento: Las muestras se almacenaron en bolsas plásticas libres de

humedad, para sus respectivos análisis de N, P y K (Calderón y Pavlona, 2001).

Apéndice 1. Procedimiento de recolección limpieza, secado, triturado y almacenado de la muestra

foliar.

Fuente. La Autora.

15

2.3.2. Análisis de nitrógeno por método de micro-Kjeldhal. Espectrofotometría

de UV-V.

Campo de aplicación

Este método tiene como objeto determinar el contenido de nitrógeno total en tejidos

vegetales. Por micro Kejldhal. Espectrofotometría de UV-V.

Principio

La determinación de N en foliares se basa en la digestión de la muestra foliar para destruir

compuestos no nitrogenados en un medio ácido (H2SO4) y en presencia de selenio y

sulfato de potasio como catalizadores a 350 ºC en el equipo micro-Kjeldhal. El producto

de esta reacción se lo llevó a un aforo de 50 ml, y se tomó una alícuota la cual se mezcla

con reactivo de color que está compuesta por fenol e hidróxido de sodio hasta que genere

color azul, posteriormente se leyó en el Espectrofotómetro UV-V. a una longitud de onda

de 660 nm (Bremmer, 1982).

Condiciones ambientales

Las condiciones ambientales en las que normalmente se trabajó son:

Temperatura media: 20 °C con mínimas de 17 °C y máximas de 24 o C

Humedad relativa: 45 – 75 %

Reactivos

Tabla 1. Reactivos utilizados para la determinación de nitrógeno.

Reactivo Fórmula Marca

Hidróxido de sodio NaOH MERCK

Selenio Se ALDRICH

Fenol C6H5OH MERCK

Hipoclorito de sodio. NaClO MERCK

Ácido sulfúrico concentrado

H2SO4 MERCK

Sulfato de amonio (NH4)2SO4 MERCK

Sulfato de potasio K2SO4 MERCK

Fuente. La Autora.

16

Preparación de Reactivos

a. Mezcla catalizadora.- se pesó 100 g de sulfato de potasio y 2 g de selenio en

polvo, se agitó hasta que haya una homogenización total.

b. Solución de fenol.- se pesó 10 g de hidróxido de sodio, luego 13 g de fenol (se

usó las cámaras extracción y equipo de protección ya que desprende olores fuertes y

tóxicos), los dos reactivos se los disolvió en aproximadamente 80 ml de agua destilada,

y se aforó a 100 ml.

c. Solución de hipoclorito de sodio.- se tomó 10 ml de hipoclorito de sodio (5,25

%) y se aforó a 100 ml con agua destilada.

d. Estándar de calibración de nitrógeno.- se pesó 4,714 de sulfato de amonio

(NH4)2SO4, y se aforó a 1000 ml con agua destilada.

De la solución estándar madre que contiene 1000 ppm de nitrógeno, se preparó un

estándar de 100 ppm en un balón de 50 ml, a partir del cual se realizó los estándares

de 25, 50, 75 y 100 ppm tomando alícuotas de 12,5; 25; 37,5 y 50 ml respectivamente

,y se aforó en balones de 50 ml.

Materiales y Equipos

Balanza analítica

Balones de aforo

Celdas plásticas para lectura en el Espectrofotómetro

Embudos

Espátula

Espectrofotómetro UV-V. con longitud de onda 660 nm.

Estufa con circulación de aire

Lunas de reloj

Digestor TECATOR

Papel filtro

Pera de succión

Pipetas

Tubos de ensayo

Tubos de vidrio pared gruesa

Vasos de precipitado

17

Varillas de agitación

Preparación del Material

Todo el material que se utilizó para la determinación fue lavado con jabón líquido, para

evitar posibles adherencias de residuos al material.

Determinación

La metodología utilizada fue en base a Cadahia (2008).

Digestión

Se pesó 0,10 g de muestra seca y triturada dentro de un tubo de ensayo de 100

ml de aforo.

NOTA: Se debe pesar tanto las muestras con y sin recuperación y también se

hace un blanco.

A las muestras y al blanco, se adicionó 0,50 g de mezcla catalizadora y 5 ml de

ácido sulfúrico concentrado (H2SO4).

Se encendió y precalentó el micro-Kjeldahl a una temperatura de 100 o C.

En el micro-Kjeldahl se colocó los tubos de ensayo con la muestra para realizar

la digestión. Los primeros 10 minutos se colocó a 100º C, luego se fue subiendo

la temperatura paulatinamente hasta llegar a los 350 °C. Aproximadamente

luego de haber transcurrido alrededor de cinco horas la muestra quedó

transparente e incolora (sin presencia de humos blancos).

Se dejó enfriar los tubos por aproximadamente 30 minutos.

Una vez fríos se añadió aproximadamente 25 ml de agua destilada.

Se dejó enfriar nuevamente y se aforó a 50 ml, se tapó con parafina y se agitó

para que se homogenicen los compuestos presentes, posterior a esto se colocó

los tubos verticalmente para que se precipiten todos los sólidos existentes.

Generación de color

De la digestión se tomó aproximadamente 10 ml y se filtró en tubos de ensayo.

Del filtrado se extrajo una alícuota de 2 ml y se los depositó en un tubo de

ensayo, se adicionó 8 ml de la solución de fenol y 10 ml de la solución de

hipoclorito de sodio (en este orden), se agitó y dejó reposar por una hora,

preferiblemente en oscuridad.

18

Se encendió el Espectrofotómetro y se calibró a una longitud de onda de 660

nm.

Una vez generado el color y pasado el tiempo de reposo de las muestras, se

procedió a leer la absorbancia de las muestras en el Espectrofotómetro UV-V.

(Las celdas no deberán presentar mal estado, ya que las lecturas posiblemente

varían y los resultados serán incorrectos).

Los resultados obtenidos se registraron en la hoja de cálculo para la realizar las

regresiones lineales (Bremmer, 1982) (Ver Apéndice 2)

Cálculos de los resultados

Siendo:

Cf: Concentración final obtenida de la curva de calibración

FD: Factor de dilución

Wm: Peso de la muestra

Expresión de los resultados

Los resultados se expresaron con tres cifras significativas.

En el informe del análisis, se indica el método usado y el resultado obtenido.

Además de mencionar cualquier condición no especificada en esta norma o

considerada como opcional, así como cualquier circunstancia que pueda haber

influido sobre el resultado.

Por otra parte se debe incluir todos los detalles para la completa identificación

de la muestra.

Eliminación de residuos

Todos los residuos que resultaron de los análisis fueron almacenados en recipientes

adecuados, para luego ser enviados al Centro de Remediación Ambiental (CRA), en

cartones identificados y con hoja técnica adjunta.

19

Apéndice 2. Esquema del proceso de determinación de nitrógeno por el método de micro-Kjeldhal.

Espectrofotometría de UV-V. (Ver anexo I).

Fuente. La Autora.

2.3.3. Análisis de fósforo por el método de molibdato vanadato de amonio por

Espectrofotometría de UV-V.

Campo de Aplicación

Este método tiene como objeto determinar el contenido de fósforo disponible en tejidos

vegetales mediante Espectrofotometría de UV-V.

Principio

El método para determinación de fósforo disponible en tejidos vegetales fue mediante

Espectrofotometría UV-V., este se basa en la extracción de K mediante la digestión con

mezcla ácida (HNO3 concentrado 65 % y HCLO4 concentrado 70 %) donde se produce la

liberación de los elementos minerales, el producto de esta mezcla ácida se filtra, del cual

se toma una alícuota que en presencia del reactivo molibdato-vanadato de amonio da

lugar a la formación de un complejo de color amarillo, siendo el siguiente paso dar lectura

20

en el Espectrofotómetro UV-V. a una longitud de onda de 430 nm (Calderón y Pavlona,

2001).


Las condiciones ambientales en las que normalmente se trabaja son:



Reactivos

Tabla 2. Reactivos utilizados para la determinación de fósforo.

Reactivo Fórmula Marca sugerida

Vanadato de amonio NH4VO3 Sigma-Aldrich

Molibdato de amonio heptahidratado

(NH4)6Mo7O24.4H2O MERCK

Ácido nítrico 65% HNO3 MERCK

Ácido perclórico HCLO4 MERCK

Potasio dihidrógeno fosfato

KH2PO4 MERCK

Ácido sulfúrico K2SO4 MERCK

Fuente. La Autora.

Preparación de reactivos

a. Mezcla ácida.- Se mezcló 250 ml de ácido nítrico (HNO3) concentrado al 65 % y

100 ml de ácido perclórico (HCLO4) concentrado al 70 %. Relación de mezcla

2,5:1.

b. Solución molibdato-vanadato de amonio

Molibdato de Amonio (NH4)6Mo7O24 4H2O al 5 % (Solución A).- Se pesó 12,5 g

de molibdato de amonio, seguidamente se agregó 150 ml de agua destilada, se

calentó suavemente hasta completar la disolución y se aforó a 250 ml.

Vanadato de Amonio NH4VO3 (Solución B).- Se pesó 0,625 g de vanadato de

amonio, se agregó 125 ml de agua destilada, se adicionó 62,5 ml de ácido nítrico

(NHO3) concentrado, se dejó enfriar y se aforó a 250 ml.

En un balón de 500 ml se disolvió la solución A (Molibdato de Amonio) sobre

solución B (Vanadato de Amonio) en una proporción 1:1.

21

c. Estándar de calibración de fósforo.- Se pesó 0,439 g de potasio dihidrógeno

fosfato, se agregó 300 ml de agua destilada y 10 ml de ácido sulfúrico a 10 N,

finalmente se aforó a 1000 ml con agua destilada.

De esta solución estándar que contiene 1000 ppm de fósforo se preparó

estándares de 3, 5, 8, 10 ppm tomando alícuotas de 1,5; 2,5; 4; y 5 ml

respectivamente, y se aforó en balones de 100 ml.

Materiales y equipos

Balanza analítica

Balones de aforo

Celdas para lectura en el Espectrofotómetro UV-V.

Embudos

Espátula

Espectrofotómetro UV-V. con longitud de onda 430 nm


Lunas de reloj

Papel filtro

Pera de succión

Pipetas

Tubos de ensayo


Vasos de precipitación

Digestor TECATOR

Preparación del material

Todo el material que se utilizó para la determinación fue lavado con jabón líquido, para

evitar posibles adherencias de residuos de material.

Determinación

La metodología utilizada fue en base a Calderón (2001).

Digestión

Se pesó 0,5 g de muestra seca y molida y se llevó a un tubo de ensayo de 100

ml.

22

NOTA: Se debe pesar tanto las muestras con y sin recuperación y también se

hace un blanco.

Se agregó 3 ml de mezcla ácida y se colocó en la placa de digestión, donde la

temperatura no debe pasar de 200 o C (a mayor temperatura se puede

volatilizar algo de fósforo).

Se tomó como punto final de la digestión cuando aparecieron humos blancos y

el digerido se tornó amarillo transparente, en este punto hubo aproximadamente

0,5 mililitros de solución.

Se dejó enfriar los tubos por aproximadamente 30 minutos, se agregó agua

destilada y se aforó a 25 ml.

Una vez aforado se filtró la muestra en balones de 25 ml, la cual se encuentra

lista para la lectura de P, además de: S, K, Ca, Mg, Mn, Cu, Fe, Zn, Na.

Extracción de fósforo y generación de color.

Se tomó una alícuota de 0,5 ml del filtrado de la digestión y se coloca en un tubo

de ensayo.

A las muestras y al blanco, se les adicionó 2 ml de agua destilada y 1 ml de

solución molibdato-vanadato de amonio, desarrollándose inmediatamente el color

amarillo, y se dejó 5 minutos en reposo.

Se encendió el Espectrofotómetro y se calibró a una longitud de onda de 430 nm.

Una vez generado el color de las distintas muestras y pasado el tiempo de reposo,

se leyó las mismas en el Espectrofotómetro mediante las celdas y se registró los

resultados (las celdas no deberán presentar señales de ralladura o estar en mal

estado ya que las lecturas variarán y los resultados serán incorrectos).

Los datos obtenidos se registraron en la hoja de cálculo para la regresión lineal.

(Calderón y Pavlona, 2001) (Ver apéndice 3).

Cálculos y expresión de los resultados

Siendo:

% P = Porcentaje de fósforo

Abs = Absorbancia

23

V = Volumen

K = Constante

0,5g = Peso de la muestra

0,25 = Factor de dilución


El resultado se expresó con tres cifras significativas.

En el informe del análisis, deben indicarse el método usado y el resultado

obtenido. Debe mencionarse, además, cualquier condición no especificada en esta

norma o considerada como opcional, así como cualquier circunstancia que pueda

haber influido sobre el resultado.

Se incluyen todos los detalles para la completa identificación de la muestra.

Eliminación de residuos

Todos los residuos que resulten del análisis deberán ser almacenados en recipientes

adecuados, para luego ser enviados al CRA (Centro de Remediación Ambiental), en

cartones identificados con hoja técnica adjunta.

24

Apéndice 3. Esquema del proceso de determinación de fósforo por Espectrofotometría de UV-V.

(Ver anexo II).

Fuente La Autora.

2.3.4. Análisis de potasio por el método de Espectrofotometría de Absorción

Atómica

Campo de aplicación

Este método tiene como objeto determinar el contenido de potasio disponible en tejidos

vegetales por el método de Absorción Atómica.

25

Principio

El método utilizado para la determinación de potasio disponible en tejidos vegetales fue

mediante Espectrofotometría AA, el cual se basa en la extracción de potasio mediante la

digestión con mezcla ácida (HNO3 concentrado 65 % y HCLO4 concentrado 70%), donde

se produce la liberación de los elementos minerales, el producto de esta mezcla ácida se

filtra, del cual se toma una alícuota agregando óxido de lantano para minimizar las

interferencias (Calderón y Pavlona, 2001).


Las condiciones ambientales en las que normalmente se trabaja son:



Tabla 3. Reactivos utilizados para la determinación de potasio.

Fuente. La Autora.

Reactivos

Preparación de reactivos

a. Mezcla ácida.- Se mezcló 250 ml de ácido nítrico (HNO3) concentrado al 65 % y

100 ml de ácido perclórico (HCLO4) concentrado al 70 %. Relación de mezcla

2,5:1.

b. Óxido de lantano.- Se pesó 58,64 g de óxido de lantano (La2O3), se agregó 200

ml de agua destilada y 200 ml de ácido clorhídrico concentrado (HCL), se agitó

hasta completa disolución se dejó enfriar y se aforó a 1 litro con agua destilada.

c. Estándar de potasio.- Se realizó estándar de potasio puro de 0,2; 0,4; 0,7 y 1

ppm tomando alícuotas de 5, 10, 18 y 25 µl respectivamente para cada uno de

ellos, y se aforó a 25 ml.

Reactivo

Fórmula Marca sugerida

Óxido de lantano La Sigma-Aldrich

Ácido clorhídrico HCL MERCK

Ácido nítrico 65% HNO3 MERCK

Ácido perclórico HCLO4 MERCK

Estándar de potasio MERCK

26

Materiales y equipos

Balanza analítica

Balones de aforo

Digestor TECATOR

Embudos

Espátula

Espectrofotómetro AA


Lunas de reloj

Papel filtro

Pera de succión

Pipetas


Vasos de precipitación

Preparación del material

Todo el material que se utilizó para la determinación fue lavado con jabón líquido,

para evitar posibles adherencias de residuos al material.

Determinación

La metodología utilizada fue en base a Calderón y Pavlona (2001).

Digestión

Se pesó 0,5 g de muestra seca y molida y se llevó a un tubo de ensayo de 100

ml.

NOTA: Se debe pesar tanto las muestras con y sin recuperación y también se hace

un blanco.

Se agregó 3 ml de mezcla ácida y se colocó en la placa de digestión, donde la

temperatura no debe pasar de 200 o C.

Se tomó como punto final de la digestión cuando aparecieron humos blancos y el

digerido se tornó amarillo transparente, en este punto hubo aproximadamente 0,5

ml de solución.

Se dejó enfriar los tubos por aproximadamente 30 minutos, se agregó agua

destilada y se aforó a 25 ml.

27

Una vez aforado se filtró la muestra en balones de 25 ml, el cual se encuentra

listo para la lectura de K, además de P, S, K, Ca, Mg, Mn, Cu, Fe, Zn, Na.

Determinación de potasio

Del filtrado de la digestión se tomó una alícuota de 0,5 ml y se colocó en un balón

de aforo de 50 ml.

A las muestras y al blanco, se adicionó 48,5 ml de agua destilada y 1 ml de óxido

al 5 %, de esto resultó una relación de dilución de 50/ 0,5.

Se encendió el Espectrofotómetro de AA y se realizó la curva de calibración.

Se homogenizaron las muestras y se leyeron.

Los datos obtenidos se registraran en la hoja de cálculo para la regresión lineal.

(Calderón y Pavlona, 2001) (Ver Apéndice 4).

Cálculos de los resultados.

Siendo:

ppm = Partes por millón

V = Volumen

ppm K = Partes por millón leídas de potasio

0,5g = Peso de la muestra

0,5 = Factor de dilución


Los resultados se expresaron con tres cifras significativas.

En el informe del análisis, se indica el método usado y el resultado obtenido.

Además mencionar cualquier condición no especificada en esta norma o

considerada como opcional, así como cualquier circunstancia que pueda haber

influido sobre el resultado.

Por otra parte se debe de incluir todos los detalles para la completa identificación

de la muestra.

28

Eliminación de los residuos.

Todos los residuos que resulten del análisis deberán ser almacenados en recipientes

adecuados, para luego ser enviados al CRA (Centro de Remediación Ambiental), en

cartones identificados con hoja técnica adjunta.

Apéndice 4. Esquema del proceso de determinación de potasio por Espectrofotometría de

Absorción Atómica.

Fuente. La Autora.

2.4. Análisis de suelos

Un vez tomadas e identificadas las muestras de suelo fueron llevadas al laboratorios de

suelos agrícolas de la UTPL, en donde comenzó su proceso de secado y luego tamizado

(tamiz menor a 2 mm).

Los parámetros determinados fueron N, P y K.

29

Nitrógeno

Mediante el método micro Kjeldahl y Espectrofotometría de UV-V. (Bremmer, 1982), que

se basa en la mineralización del nitrógeno orgánico del suelo a través de la digestión

(Digestor TECATOR), que es ejecutada al calentar la muestra con ácido sulfúrico (SO4H2)

concentrado. Y seguido se lee la absorbancia en el Espectrofotómetro UV-V. (Jenway

6400 serie 13309) a una intensidad luminosa de 660 nm (Apéndice 5).

Fósforo

La extracción del fósforo se hizo utilizando el método de Bray y Kurtz. Se emplea la

solución de Bray y Kurtz: Ácido clorhídrico (HCL 0,025 N); fluoruro de amonio (NH4F

0,03N a pH 2,6) La lectura se realizó en el Espectrofotómetro UV-V. a 882 nm (Jenway

6400 serie 13309) (Apéndice 6).

Potasio

Se utilizó la solución Olsen y Espectrofotometría de absorción atómica (Perkin Elmer

AAnalyst 400). A la muestra de suelo le adicionamos la solución Olsen modificada que

contiene bicarbonato de sodio (NaHCO3) y EDTA (Etilen diamino tetra acético), agitamos

30 minutos y filtramos. Realizamos la lectura de acuerdo a las especificaciones del equipo

(Suárez, 1996) (Apéndice 7).

30

Apéndice 5. Determinación de nitrógeno en suelos por micro Kjeldahl y Espectrofotometría de UV-

V.

Fuente. La Autora.

Apéndice 6. Determinación de fósforo en suelos por Espectrofotometría UV-V.

Fuente. La Autora.

31

Apéndice 7. Determinación de potasio en suelos por Espectrofotometría de AA.

Fuente. La Autora.

2.5. Análisis estadísticos y de validación

El diseño experimental usado para el análisis de tejidos vegetales foliares fue el de

bloques completos (Figura 6). Realizando seis repeticiones para cada parámetro (N, P y

K); cada repetición estuvo conformada por diez muestras. Los análisis fueron realizados

en fechas distintas para poder cumplir con la validación y verificación de los métodos.

Figura 6. Diseño experimental de bloques completos. Fuente. La Autora.

32

Validación y verificación de los métodos analíticos

Los métodos utilizados fueron evaluados y sometidos a las siguientes pruebas para

asegurar que los resultados obtenidos son válidos y coherentes con el objetivo previsto

(validación).

Para la validación de los métodos de análisis se realizó las siguientes pruebas:

Linealidad (Ver anexo IV)

Límite de detección y cuantificación (Ver anexo V)

Precisión (en condiciones de repetibilidad y/o reproducibilidad en laboratorio) (Ver

anexo VI y VII)

Exactitud (en condiciones de repetibilidad y/o reproducibilidad en laboratorio) (Ver

anexo VI y VII)

Recuperación (Ver anexo VIII)

Incertidumbre de la medición (Ver anexo IX)

Además se realizó análisis de varianza (ANOVA) de una vía, usando la prueba de Tukey

subconjuntos homogéneos con un nivel de significancia p<0,05, utilizando el programa

SPSS Statistics 17.0; esto para determinar si existe diferencia significativa entre las

diferentes repeticiones y muestras determinadas. Además y para cumplir con el tercer

objetivo se realizó un análisis de correlación de Pearson entre los análisis foliares y

edáficos con un nivel de significancia de p < 0,05.

33

CAPÍTULO 3

RESULTADOS Y DISCUSIÓN

34

Resultados para el primer y segundo objetivo:

Establecer metodologías adecuadas para el análisis de nitrógeno, fósforo y potasio

en tejidos foliares.

Validar los procesos metodológicos establecidos para los análisis foliares.

3.1. Resultados validación de nitrógeno

Los resultados presentados a continuación muestran la validación del método, en el cual

se ha examinado: límite de detección, límite de cuantificación, linealidad, repetibilidad,

reproducibilidad, recuperación e incertidumbre.

Título del método analítico

Determinación de nitrógeno por micro Kjendal y Espectrofotometría de UV-V.

Resultados del estudio de validación

Linealidad

Para determinar la linealidad del método se realizó una curva de calibración con los datos

de la Tabla 4, para realizar dicha curva se prepararon soluciones estándar de diferentes

concentraciones conocidas con sulfato de amonio.

Tabla 4. Valores de nitrógeno para la curva de calibración (linealidad).

X Concentración (mg/l) Y Absorbancia

25 0,305

50 0,329

75 0,365

100 0,409

125 0,442

Fuente. La Autora.

En la Figura 7 (Anexo IV) se observa la curva de calibración del método, en la cual

obtuvimos que la pendiente (y) es igual a 0,0014 y la intersección con el eje x es igual a

0,2638; así mismo con un coeficiente de correlación (r2) de 0,991. Por lo que podemos

decir que el método verifica con lo requerido, cumpliendo el criterio establecido por Oficina

de las Naciones Unidas Contra la Droga y el Delito (2010) y Gutiérrez et al. (2000) la que

menciona que debe existir una relación directamente proporcional entre la respuesta

obtenida cuando se aplica el método y la concentración del analito en la matriz dentro del

35

rango de concentraciones del analito buscado, y el coeficiente de correlación debe ser

mayor a 0,99.

Figura 7. Curva de calibración de nitrógeno Fuente. La Autora.

Límite de detección (LDD) y cuantificación (LDQ)

Para determinar tanto el límite de detección como el límite de cuantificación de nitrógeno

se hizo la lectura de 10 blancos (agua destilada) obteniendo así el límite más bajo en el

que puede ser detectado el analito como podemos observar en la Tabla 5 (Anexo V). El

análisis se hizo utilizando un Espectrofotómetro UV-V.

Tabla 5. LDD y LDQ para nitrógeno.

N° Ensayos Blancos para N

1 0,072

2 0,066

3 0,069

4 0,064

5 0,07

6 0,068

7 0,068

8 0,061

9 0,063

10 0,068

Media 0,067

S(des stand) 0,003

%CV 0,051

LDD 0,077

LDQ 0,083

Fuente. La Autora.

36

Se determinó el límite de detección en la concentración de absorbancia de 0,077, siendo

esta la cantidad mínima de nitrógeno en la muestra que puede ser detectada y un límite

de cuantificación con concentración de absorbancia de 0,083 la cual consta como la

cantidad mínima de nitrógeno en una muestra que puede cuantificarse. De esta forma se

determina que el método es capaz de detectar y cuantificar de manera confiable

cantidades mínimas de nitrógeno en una muestra. Cumpliendo así lo señalado por el

Instituto de Salud Pública (2010) y Herrera et al. (2004) donde nos dice que el LDD debe

ser menor al LDQ.

Repetibilidad

En la Tabla 6 se presentan los datos obtenidos del análisis de repetibilidad. En el cual se

realizó la prueba de varianza ANOVA mostrando resultados satisfactorios y similares para

los tres niveles. Se realizó el cálculo de los cuadrados medios y el nivel de significancia

respecto a la prueba F con un nivel de confianza del 95 % (Anexo VI).

Tabla 6. Repetibilidad para nitrógeno.

Nivel F experimental F crítico Diferencia Coeficiente de variación %

1 0,951 4,74 NO 3,74

2 0,985 4,74 NO 1,77

3 1,008 4,74 NO 1,22

Fuente. La Autora.

Se alcanzó un F crítico mayor al F experimental en todos los casos, lo que nos indica que

no existe diferencia significativa en el método, cumpliendo con el criterio de aceptación

que nos dice que el F crítico debe ser mayor al F experimental y verificando lo establecido

por el Department of Health and Human Services Food and Drug Administration (2001) y

Arriola (2012) que manifiesta que existe repetibilidad en el método cuando el coeficiente

de variación es menor al 15%.

Reproducibilidad

En la Tabla 7 podemos observar los resultados del análisis de reproducibilidad de

nitrógeno para los distintos niveles, donde se realizó la prueba Fisher, teniendo como

resultado que el F crítico es mayor al F experimental para los distintos niveles,

demostrando que no existe diferencia estadística significativa (p<0,05) (Anexo VII)

37

Tabla 7. Reproducibilidad de nitrógeno. Prueba F para varianza.

Nivel Media F experimental F Crítico Diferencia

1 29,34 1,028 6,38 NO

2 45,82 0,983 6,38 NO

3 103,32 O,998 6,38 NO

Fuente. La Autora.

La Tabla 8 nos indica la reproducibilidad del método, ya que no existe diferencia

estadística significativa debido a que el T crítico es mayor al T experimental, cumpliendo

el criterio de aceptación, el cual manifiesta que el T crítico debe ser mayor que el T

experimental, confirmando así la reproducibilidad del método.

Tabla 8. Reproducibilidad de nitrógeno. Prueba T para 3 variables.

Nivel T Calculado T Crítico Diferencia

1 0,4 2,35 NO

2 0,6 2,35 NO

3 0,9 2,35 NO

Fuente. La Autora.

Recuperación

Para establecer la recuperación del método (Tabla 9) se realizó 10 análisis de muestras

de hojas de tomate de árbol, para obtener el valor del analito que se encuentra en la

matriz. La muestra se enriqueció con estándar de nitrógeno en distintas concentraciones

(1,25; 2,5 y 5 ppm). Para cada nivel de concentración se prepararon 10 muestras

independientes. Los datos obtenidos se analizaron introduciéndolos en la fórmula de

porcentaje de recuperación (Travieso et al., 2011). Para su determinación se evaluó en

base a la cantidad de recuperación obtenida. (Anexo VIII).

38

Tabla 9. Recuperación para nitrógeno.

N° Muestra Concentraciones más muestra Recuperación %

Nivel 1 Nivel 2 Nivel 3 Nivel 1 Nivel 2 Nivel 3

1,25 ppm 2,5 ppm 5 ppm

1 0,257 0,303 0,337 0,424 92,00 80,00 83,50

2 0,259 0,307 0,339 0,422 96,00 80,00 81,50

3 0,252 0,305 0,340 0,421 106,00 88,00 84,50

4 0,258 0,307 0,340 0,421 98,00 82,00 81,50

5 0,256 0,305 0,338 0,421 98,00 82,00 82,50

6 0,258 0,307 0,339 0,422 98,00 81,00 82,00

7 0,259 0,305 0,339 0,422 92,00 80,00 81,50

8 0,252 0,304 0,339 0,426 104,00 87,00 87,00

9 0,258 0,303 0,338 0,425 90,00 80,00 83,50

10 0,256 0,306 0,341 0,422 100,00 85,00 83,00

Media 97,40 82,50 83,05

Fuente. La Autora.

El porcentaje de recuperación esperado debe encontrarse entre un 80 % y 120 %, según

la ecuación de Horwitz (Rivera., et al., 2001 y Jurado, 2008). En cada una de las

determinaciones de nitrógeno los porcentajes de recuperación se encuentran dentro del

rango establecido; como se puede observar en la Tabla 9 ningún valor es mayor al 120 %

o menor al 80 %.

Gráfico control

Con los datos obtenidos en la Tabla 9 se realizó el gráfico control de recuperación que se

presenta en la Figura 8.

39

Figura 8. Gráfico control para nitrógeno. Fuente. La Autora.

Todos los datos obtenidos del análisis de recuperación para nitrógeno están dentro de los

puntos máximos y mínimos en el gráfico de control.

Incertidumbre

En la Figura 9 se muestra la fuente de incertidumbre para nitrógeno que han sido

identificadas en el transcurso de la validación (Ver anexo IX).

Figura 9. Diagrama causa y efecto para fuentes de incertidumbre de nitrógeno. Fuente. La Autora.

2. V muestra

U calibración

U temperatura

U repetibilidad

3. U V aforo

U calibración

U temperatura

U repetibilidad

4. U concentración

U sol. Trabajo

U regresión

5. U repetibilidad

U Tiempo

U reacción

U equipo

1. V alicuota

U repetibilidad

U temperatura

NITROGENO

40

En la Tabla 10 se presenta la incertidumbre de validación de nitrógeno, los resultados

obtenidos se muestran por nivel de trabajo. La incertidumbre expandida reporta un 95%

de confianza en el valor del método.

Tabla 10. Incertidumbre nitrógeno

Concentración mg/l U expandida mg/l

25 1,845882

50 1,736126

75 1,697964

100 1,736126

125 1,845882

Fuente. La Autora.

Discusión del método usado para nitrógeno

El método Kjeldahl ha sido y sigue siendo usado por varios autores; por ejemplo

Rodríguez et al. (1997) realiza análisis foliares en un cultivo de tomate de riñón para

estimar las concentraciones de nitrógeno y clorofila; mencionando que el método para

analizar el N foliar es el de Kjeldahl. El autor da a conocer que los resultados obtenidos

tanto en análisis como en correlaciones son satisfactorios. En otro estudio realizado por

Alonso et al. (2008) en una población de Laurus nobilis en Galicia también determinan el

N foliar por Kjeldahl en esta especia, mostrando resultados satisfactorios para el método.

Por otra parte cabe mencionar y recalcar que la metodología de análisis foliar para N es

usada por autores como Calderón y Pavlona (2001), Bremer (1982) y Cadahia (2008), los

cuales recomiendan el uso de estas metodologías, ya que ellos han también han validado

el método. El método micro-Kjeldahl y Espectrofotometría UV-V. utilizado en este trabajo

es una simple variación del método micro-Kjeldahl mencionado anteriormente y certificado

por otros laboratorios de análisis químicos en plantas como Panreac de España

(www.panreac.com).

Como podemos ver los resultados de los autores antes mencionados son satisfactorios lo

que reafirman todo el proceso de establecimiento y validación de este trabajo; por lo cual

se puede decir que el método es aceptado.

http://www.panreac.com/

41

3.2. Resultado validación de fósforo





Determinación de fósforo por el método molibdato vanadato de amonio por

Espectrofotometría UV-V.


Linealidad

Se realizó la curva de calibración del método, para esto se prepararon soluciones de

diferentes concentraciones de estándar de fósforo puro, con los valores que podemos

observar en la Tabla 11 se pudo determinar la linealidad del método (Ver anexo IV).

Tabla 11. Valores de fósforo para la curva de calibración (linealidad).


0,05 0,307

0,1 0,310

0,15 0,314

0,2 0,317

0,25 0,322

Fuente. La Autora.

En la Figura 10 observamos la curva de calibración del método, en la cual obtuvimos una

pendiente (y) de 0,0726 y una intersección con el eje x de 0,3031, así mismo con un

coeficiente de correlación (r2) de 0,998. Por lo que podemos decir que el método cumple

con lo requerido, cumpliendo el criterio establecido por la Oficina de las Naciones Unidas

Contra la Droga y el Delito (2010) y Gutiérrez et al. (2000) que debe existir una relación

directamente proporcional entre la respuesta obtenida cuando se aplica el método y la

concentración del analito en la matriz dentro del rango de concentraciones del analito

buscado y el coeficiente de correlación debe ser mayor a 0,99.

42

Figura 10. Curva de calibración de fósforo. Fuente. La Autora.


Se analizaron 10 blancos (agua destilada) obteniendo así el límite más bajo que en el que

puede ser detectado el analito. En la Tabla 12 se muestran los resultados obtenidos para

el límite de detección y el límite de cuantificación (Ver anexo V).

Tabla 12. LDD y LDQ para fósforo

N° Ensayos Blancos para P

1 0,086

2 0,090

3 0,099

4 0,099

5 0,090

6 0,086

7 0,088

8 0,086

9 0,095

10 0,094

Media 0,091

S(des stand) 0,005

%CV 0,056

LDD 0,106

LDQ 0,117

Fuente. La Autora.

Los resultados obtenidos para fósforo, alcanzaron un límite de detección con

concentración de absorbancia de 0,106; siendo esta la cantidad mínima de analito en la

muestra que puede ser detectable, y un límite de cuantificación con concentración de

absorbancia de 0,117; siendo el límite de cuantificación la cantidad mínima de fósforo en

una muestra que puede cuantificarse. Por lo tanto se considera que el método es capaz

43

de detectar y cuantificar de manera confiable cantidades mínimas de fósforo en una

muestra. Cumpliendo así lo señalado por el Instituto de Salud Pública (2010) y Herrera et

al. (2004) donde nos dice que el LDD debe ser menor al LDQ.

Repetibilidad

En la Tabla 13 se presentan los datos obtenidos del análisis de repetibilidad. En el cual se


los tres niveles, Se realizó el cálculo de los cuadrados medios y el nivel de significancia

respecto a la prueba F con un nivel de confianza del 95% (Ver anexo VI).

Tabla 13. Repetibilidad para fósforo.

Nivel F experimental F crítico Diferencia Coeficiente de

variación %

1 0,175 4,74 NO 10,59

2 0,4698 4,74 NO 7,98

3 0,0538 4,74 NO 4,9

Fuente. La Autora.


no existe diferencia estadística significativa en el método, cumpliendo con el criterio de

aceptación que nos dice que el F crítico debe ser mayor al F experimental y verificando lo

establecido por el Department of Health and Human Services Food and Drug

Administration (2001) y Arriola (2012) que manifiesta que existe repetibilidad en el método

cuando el coeficiente de variación es menor al 15%.

Reproducibilidad

En la Tabla 14 se muestra los resultados del análisis de reproducibilidad donde se realizó

la prueba Fisher, obteniendo como resultado que el F crítico es mayor al F experimental

para los distintos niveles, demostrando que no existe diferencia significativa (Ver anexo

VII).

Tabla 14. Reproducibilidad de fósforo. Prueba F para varianza.

Nivel Media F

experimental F Crítico Diferencia

1 0,0946 0,951 6,38 NO

2 0,1525 0,985 6,38 NO

3 0,0506 1,008 6,38 NO

Fuente. La Autora.

44

En la Tabla 15 podemos observar la reproducibilidad del método, ya que no existe

diferencia estadística significativa debido a que el T crítico es mayor al T experimental,

cumpliendo el criterio de aceptación, el cual nos dice que el T crítico debe ser mayor que

el T experimental, confirmando así la reproducibilidad del método.

Tabla 15. Reproducibilidad de fósforo. Prueba T para 3 variables.


1 0,47 2,35 NO

2 0,35 2,35 NO

3 0,92 2,35 NO

Fuente. La Autora.

Recuperación

Para establecer la recuperación del método se realizó por triplicado el análisis de

muestras de hojas de tomate de árbol para así obtener el valor del analito que se

encuentra en la matriz, se enriqueció a la muestra base con estándar de fósforo en

distintas concentraciones de estándar puro de fósforo (0,1, 0,15 y 0,20 ppm), para cada

nivel de concentración se prepararon 10 muestras independientes. Los datos obtenidos se

analizaron introduciéndolos en la fórmula de porcentaje de recuperación (Travieso, et al

2011) (Ver anexo VIII). Para su determinación se evaluó en base a la cantidad de

recuperación obtenida (Tabla 16).

Tabla 16. Recuperación para fósforo.

N° Muestra Concentraciones Recuperación %


0,1 ppm 0,15 ppm 0,2 ppm

1 0,304 0,311 0,315 0,318 87,50 91,67 87,50

2 0,302 0,31 0,315 0,318 100,00 108,33 100,00

3 0,301 0,309 0,313 0,316 100,00 100,00 93,75

4 0,302 0,309 0,314 0,317 87,50 100,00 93,75

5 0,303 0,31 0,314 0,317 87,50 91,67 87,50

6 0,302 0,31 0,315 0,318 100,00 108,33 100,00

7 0,301 0,308 0,314 0,317 87,50 108,33 100,00

8 0,302 0,309 0,313 0,318 87,50 91,67 100,00

9 0,303 0,31 0,315 0,318 87,50 100,00 93,75

10 0,303 0,311 0,313 0,317 100,00 83,33 87,50

Media 92,50 83,33 94,38

Fuente. La Autora.

45

El porcentaje de recuperación esperado debe encontrarse entre un 80% y 120% según la

ecuación de Horwitz (Rivera et al., 2001 y Jurado, 2008). En cada una de las

determinaciones de fósforo los porcentajes de recuperación se encuentran dentro del

rango establecido, Como se puede observar en la Tabla 15 ninguno es mayor al 120 % o

menor al 80 % en cada una de las concentraciones.

Gráfico control

Con los datos obtenidos en la Tabla 15 se realizó el gráfico control de recuperación que

se presenta en la Figura 11.

Figura 11. Gráfico control para fósforo. Fuente. La Autora.

Como podemos observar en la figura 11 los tres niveles de fósforo se encuentra dentro de

los puntos máximos y mínimos del gráfico de control.

Incertidumbre

En la Figura 12 se muestran las fuentes de incertidumbre para fósforo que han sido


46

Figura 12. Diagrama causa y efecto para fuentes de incertidumbre de fósforo. Fuente. La Autora

En la Tabla 17 se presenta la incertidumbre de validación de fósforo, los resultados



Tabla 17. Incertidumbre fósforo.

Fuente. La Autora.

Discusión metodología de fósforo

El método de molibdato vanadato de amonio ha sido utilizado por diferentes autores como

Guerra et al. (2002) donde determina el contenido foliar de elementos nutricionales en tres

clones de guayaba, en el que el análisis utilizado para analizar la concentración de P es el

de molibdato vanadato de amonio, dando resultados satisfactorios para el método.

2. V muestra

U calibración

U temperatura

U repetibilidad

3. U V aforo

U calibración

U temperatura

U repetibilidad

4. U concentración

U sol. Trabajo

U regresión

5. U repetibilidad

U Tiempo

U reacción

U equipo

FOSFORO

2. V alícuota

U temperatura

U repettibilidad

Concentración mg/l U expandida mg/l

0,05 0,005671

0,1 0,005333

0,15 0,005216

0,2 0,005333

0,25 0,005671

47

Así mismo Bream et al. (2012) realiza un estudio del contenido mineral en hojas de

morera obtenidas durante el otoño y primavera, en el cual también determina la

concentración de P por el método de molibdato vanadato de amonio, mostrando

resultados satisfactorios en el análisis.

Otro estudio realizado por Delgado et al. (2012) compara la relación entre la nutrición de

plantas de las accesiones Patía, Cítrica y Típica de Lippia origanoides, donde determina

la cantidad de P presente en cada una de estas especies, para lo cual utiliza el método de

molibdato vanadato de amonio y obtiene resultados correctos y satisfactorios con este

método.

Cabe mencionar que la metodología utilizada en este trabajo de investigación para la

determinación de P ya ha sido validada por Calderón y Pavlona (2001), siendo así

recomendada para los análisis de foliares.

Como podemos observar los resultados de los autores antes mencionados son

satisfactorios, lo que confirma todo el proceso de establecimiento y validación, de este

trabajo, el mismo que ha cumplido satisfactoriamente las diferentes pruebas de validación

por el cual el método es aceptable y confiable.

3.3. Resultado de validación de potasio





Método por Absorción Atómica


Linealidad

Para determinar la linealidad del método se hizo una curva de calibración con los datos de

la Tabla 18, para esta curva se prepararon soluciones estándar de potasio de diferentes

concentraciones (Ver anexo IV).

48

Tabla 18. Valores de potasio para la curva de calibración (linealidad).


0,2 0,058

0,4 0,113

0,7 0,182

1 0,263

Fuente. La Autora.

En la Figura 13 se observa la curva de calibración del método, en la cual obtuvimos que la

pendiente (y) es igual a 0,2531 y la intersección con el eje x es igual 0,0085; así mismo

con un coeficiente de correlación (r2) de 0,998. Por lo que podemos decir que el método

cumple con lo requerido, cumpliendo el criterio establecido por la Oficina de las Naciones

Unidas Contra la Droga y el Delito (2010) y Gutiérrez et al. (2000) que debe haber una

relación directamente proporcional entre la respuesta obtenida cuando se aplica el

método y la concentración del analito en la matriz dentro del rango de concentraciones del

analito buscado y el coeficiente de relación debe ser mayor a 0,99.

Figura 13. Curva de calibración de potasio. Fuente. La Autora.


Para determinar tanto el límite de detección como el límite de cuantificación de potasio se

hizo la lectura de 10 blancos (agua destilada) obteniendo así el límite más bajo en el que

puede ser detectado el analito como podemos observar en la Tabla 19 (Ver anexo V).

49

Tabla 19. LDD y LDQ para potasio.

N° Ensayos Blancos para K

1 0,08

2 0,013

3 0,07

4 0,031

5 0,017

6 0,013

7 0,015

8 0,018

9 0,022

10 0,014

S(des stand) 0,025

%CV 0,85

LDD 0,103

LDQ 0,153

Fuente. La Autora.

Se determinó el límite de detección en la concentración de 0,103 mg/Kg; siendo ésta la

cantidad mínima de potasio en la muestra que puede ser detectada y un límite de

cuantificación de 0,153 mg/Kg siendo la cantidad mínima de potasio en una muestra que

puede cuantificarse. De esta forma se determina que el método es capaz de detectar y

cuantificar de manera confiable cantidades mínimas de potasio en una muestra.

Cumpliendo así lo señalado por el Instituto de Salud Pública (2010) y Herrera et al. (2004)

donde nos dice que el LDD debe ser menor al LDQ.

Repetibilidad

Se presentan los datos obtenidos del análisis de repetibilidad en la Tabla 20. En el cual se


los tres niveles. Se realizó el cálculo de los cuadrados medios y el nivel de significancia

respecto a la prueba F con un nivel de confianza del 95 % (Ver anexo VI).

50

Tabla 20. Repetibilidad para potasio.

Nivel F experimental F crítico Diferencia Coeficiente de variación

%

1 0,3769 4,74 NO 0,47

2 0,4838 4,74 NO 0,65

3 0,2676 4,74 NO 0,42

Fuente. La Autora.


no existe diferencia significativa en el método, cumpliendo con el criterio de aceptación

que nos dice que el F Crítico debe ser mayor al F experimental y verificando lo

establecido por el Department of Health and Human Services Food and Drug

Administration (2001) y Arriola (2012) que manifiesta que existe repetibilidad en el método

cuando el coeficiente de variación es menor al 15%.

Reproducibilidad

En la Tabla 21 se muestra los resultados del análisis de reproducibilidad donde se realizó

la prueba Fisher, teniendo como resultado que el F crítico es mayor al F experimental

para los distintos niveles, demostrando que no existe diferencia estadística significativa

(Ver anexo VII).

Tabla 21. Reproducibilidad de potasio. Prueba F para varianza.

Nivel Media F experimental F Crítico Diferencia

1 0,6706 1,000 6,38 NO

2 0,7146 1,027 6,38 NO

3 0,0506 1,012 6,38 NO

Fuente. La Autora.

En la Tabla 22 podemos observar y confirmar la reproducibilidad del método, donde el T

crítico es mayor al T experimental por lo tanto no existe diferencia significativa,

cumpliendo así el criterio de aceptación, el cual manifiesta que el T crítico debe ser mayor

que el T experimental.

51

Tabla 22. Reproducibilidad de potasio. Prueba T para 3 variables.

Fuente. La Autora.

Recuperación

Para establecer la recuperación del método se realizó 10 análisis de muestras de hojas de

tomate de árbol para así obtener el valor del analito que se encuentra en la matriz, se

enriqueció a la muestra base con estándar de potasio puro en distintas concentraciones

(0,20; 0,40 y 0,60 ppm), para cada nivel de concentración se prepararon 10 muestras

independientes. Los datos obtenidos se analizaron introduciéndolos en la fórmula de

porcentaje de recuperación (Travieso et al., 2011) Para su determinación se evaluó en

base a la cantidad de recuperación obtenida (Ver anexo VIII).

Tabla 23. Recuperación para potasio.

N° Muestra Concentraciones Recuperación


0,2 ppm 0,4 ppm 0,6 ppm

1 0,173 0,1774 0,1810 0,1850 110,00 100,00 100,00

2 0,174 0,1780 0,1825 0,1865 100,00 106,25 104,17

3 0,173 0,1769 0,1813 0,1860 97,50 103,75 108,33

4 0,174 0,1780 0,1828 0,1872 100,00 110,00 110,00

5 0,174 0,1779 0,1820 0,1870 97,50 100,00 108,33

6 0,174 0,1780 0,1824 0,1872 100,00 105,00 110,00

7 0,175 0,1790 0,1820 0,1860 100,00 87,50 91,67

8 0,174 0,1772 0,1810 0,1860 80,00 87,50 100,00

9 0,175 0,1790 0,1830 0,1882 100,00 100,00 110,00

10 0,173 0,1768 0,1812 0,1861 95,00 102,50 109,17

Media 98,00 100,25 105,17

Fuente. La Autora.

El porcentaje de recuperación esperado debe encontrarse entre 80% y 120%, esto según

la ecuación de Horwitz (Rivera et al., 2001) y (Jurado, 2008). En cada una de las

determinaciones de potasio los porcentajes de recuperación se encuentran dentro del


1 0,7808 2,35 NO

2 0,2887 2,35 NO

3 0,3771 2,35 NO

52

rango establecido, Como se puede observar en la Tabla 23 ninguno es mayor al 120 % o

menor al 80 % en cada una de las concentraciones.

Gráfico control

Con los datos obtenidos en la Tabla 23 se realizó el gráfico control de recuperación que

se presenta en la Figura 14.

Figura 14. Gráfico control para potasio. Fuente. La Autora.

En la Figura 14 podemos observar que los tres niveles de potasio se encuentran dentro

de los límites máximos y mínimos del gráfico control.

Incertidumbre

En la Figura 15 se muestran las fuentes de incertidumbre para potasio que han sido


53

Figura 15. Diagrama causa y efecto para fuentes de incertidumbre de potasio. Fuente. La Autora.

En la Tabla 24 se presenta la incertidumbre de validación de potasio, los resultados



Tabla 24. Incertidumbre potasio.

Concentración mg/l

U expandida mg/l

0,2 0,126588

0,4 0,129095

0,6 0,139439

Fuente. La Autora.

Discusión de metodología de potasio

El método de potasio por absorción atómica ha sido y sigue siendo muy utilizado por

diferentes autores, un ejemplo de ello es Schroeder (2011) que realizó la determinación

de las concentraciones foliares y dinámica estacional de nutrientes en Petiveria

alliacea L., mencionando que el método utilizado para determinar el K es por absorción

atómica, el autor nos da a conocer que los resultados obtenidos en los análisis son

satisfactorios.

2. V muestra

U calibración

U temperatura

U repetibilidad

3. U V aforo

U calibración

U temperatura

U repetibilidad

4. U concentración

U sol. Trabajo

U regresión

5. U repetibilidad

U Tiempo

U reacción

U equipo

1. U fd

U calib. U temp. U repet. U calib. U temp. U repet.

U aforo U alícuota

POTASIO

54

En otro estudio realizado por Molero et al. (2008) determina los niveles de N, P, K, Ca,

Mg, Zn, Cu, Fe, y Mn en tejido foliar del cultivo Musa AAB, en el cual el método utilizado

para la determinación de K también fue por absorción atómica, el cual arrojó resultados

confiables para la investigación efectuada.

Así mismo, el método realizado en este trabajo de K por absorción atómica ha sido

establecido y validado por Calderón (2001) y utilizado por la CNA (2004), los que

recomiendan el uso de esta metodología.

Todos los resultados de los autores antes mencionados son satisfactorios lo que reafirma

todo el proceso de establecimiento y validación de este trabajo de investigación, por lo

que se puede decir que el método es confiable y aceptable para su aplicación.

En nuestro caso los análisis de K han resultado con cierta variabilidad entre las

repeticiones, sin mostrar diferencias significativas; estas posibles variaciones de lecturas

de K entre las repeticiones realizadas se atribuye posiblemente a factores como: la

calibración del equipo, lectura de diferentes parámetros en el mismo equipo y de

diferentes tipos de muestras y a que la cantidad de K que posee la muestra usada pueda

ser muy baja.

Resultados para el tercer objetivo

Realizar correlaciones entre los resultados de análisis de tejidos foliares frente a

los resultados de suelos.

3.4. Resultados de análisis de suelos y foliares

Las siguientes Tabla 25 y 26 muestran los resultados obtenidos y sus interpretaciones

para los análisis de suelos del cultivo de tomate de árbol.

Tabla 25. Porcentajes de nutrientes en el suelo del cultivo de tomate de árbol.

Repetición N (mg/Kg)

N (%)

P (mg/Kg)

P (%)

K (mg/Kg)

K (cmol/Kg)

K (%)

1 2499,8 0,25 2,79 0,00027 439,5 1,13 0,043

2 2059,8 0,21 1,38 0,00014 502,5 1,29 0,050

3 2088,8 0,21 1,74 0,00017 410,0 1,05 0,041

Fuente. La Autora.

55

Tabla 26. Interpretaciones de los resultados obtenidos en suelos (Tabla 25).

Interpretación N (mg/Kg)

N (%)

P (mg/Kg)

P (%)

K (mg/Kg)

K (cmol/Kg)

K (%)

1 Medio Bajo Alto

2 Medio Bajo Alto

3 Medio Bajo Alto

Fuente. La Autora.

3.5. Resultados de análisis foliares (Cultivo de tomate de árbol).

Tabla 27. Porcentajes de nutrientes en la planta del cultivo de tomate de árbol.

Nro. N

(mg/Kg) N

(%) P

(mg/Kg) P

(%) K

(mg/Kg) K

(cmol/Kg) K

(%)

1 31870,58 3,187 391,15 0,039 136,25 0,349 0,014

2 32213,72 3,221 398,11 0,040 135,00 0,346 0,014

3 32066,66 3,207 389,16 0,039 135,00 0,346 0,014

4 32703,92 3,270 387,67 0,039 136,25 0,349 0,014

5 31870,58 3,187 391,15 0,039 137,50 0,353 0,014

6 33047,05 3,305 378,72 0,038 137,50 0,353 0,014

7 32360,78 3,236 384,19 0,038 138,75 0,356 0,014

8 32360,78 3,236 382,20 0,038 140,00 0,359 0,014

9 32360,78 3,236 391,15 0,039 136,25 0,349 0,014

10 32556,86 3,256 378,72 0,038 137,50 0,353 0,014

Fuente. La Autora.

Tabla 28. Interpretaciones de los resultados obtenidos en foliares (Tabla 25) (Ver anexo X).

Repetición N

(mg/Kg) N

(%) P

(mg/Kg) P

(%) K

(mg/Kg) K

(cmol/Kg) K

(%)

1 normal deficiente Deficiente










Fuente. La Autora.

56

En el siguiente apartado se menciona los resultados de análisis foliares en el cultivo:

Nitrógeno

No existe diferencia estadística significativa (p<0,05) entre muestras y repeticiones en

diferentes fechas de los análisis foliares, lo que indica que el método está funcionando de

manera adecuada. En la Figura 16 se puede observar los resultados obtenidos en los

análisis de este elemento. Las siglas R significan cada una de las repeticiones realizadas

en diferentes periodos de tiempo. Las letras sobre las barras de desviación estándar son

los diferentes grupos a los que pertenecen.

Figura 16. Resultados de las absorbancias de nitrógeno en análisis foliares (Ver anexo XI).

Fuente. La Autora.

Fósforo

De manera similar al N, no se aprecia diferencia estadística significativa (p<0,05) entre

muestras y repeticiones de los análisis foliares; por tal razón se puede nuevamente

verificar que el método de análisis foliar usado para el fósforo es el apropiado. En la

Figura 17 se ve los datos en los análisis de este elemento. Las siglas R significan cada

una de las repeticiones realizadas en diferentes periodos de tiempo. Las letras sobre las

barras de desviación estándar son los diferentes grupos a los que pertenecen.

57

Figura 17. Resultados de la absorbancias de fósforo en análisis foliares (Ver anexo XII).

Fuente. La Autora.

Potasio

Los análisis de K son los que mayores variaciones tuvieron entre repeticiones, mostrando

una pequeña inestabilidad en el método usado; sin embargo los análisis estadísticos no

mostraron diferencia estadística significativa (p<0,05); por lo que el método se cree

conveniente para su uso. En la Figura 18 se ve los datos en los análisis de este elemento.

Las siglas R significan cada una de las repeticiones realizadas en diferentes periodos de

tiempo. Las letras sobre las barras de desviación estándar son los diferentes grupos a los

que pertenecen.

Figura 18. Resultados de las absorbancias de potasio en análisis foliares (Ver anexo XIII). Fuente. La Autora.

58

3.6. Correlaciones entre nitrógeno, fósforo y potasio de la planta y suelo.

Para detectar correlaciones entre los contenidos de nutrientes en suelos y planta se

realizó análisis foliares del cultivo, con un total de 60 repeticiones, cabe recalcar que estos

análisis servirán solamente para el desarrollo de este objetivo (tres), además de fortalecer

la validación como la repetitibilidad y reproducibilidad de los análisis foliares establecidos.

Las muestras del cultivo de tomate de árbol y de los suelos de esta plantación han dado

como resultado lo siguiente:

Para las correlaciones, se usó una prueba de normalidad de Shapiro Wilk y una z score.

Una vez que se comprobó la normalidad de los datos se realizó un análisis de correlación

mediante la prueba de Pearson (r<0,05). Obteniendo como resultado que existen

correlaciones tanto positivas como negativas entre los macronutrientes de plantas y

suelos (Tabla 29). Sin embargo las correlaciones dadas no tienen diferencias significantes

en ninguno de los parámetros analizados.

Tabla 29. Correlaciones de Pearson para nitrógeno, fósforo y potasio entre planta y suelo.

N suelo P suelo K suelo

N planta Correlación de Pearson -0.906 -0.962 0.667

Sig. (bilateral) 0.278 0.176 0.535

P planta Correlación de Pearson -0.408 -0.548 0.992

Sig. (bilateral) 0.733 0.631 0.081

K planta Correlación de Pearson 0.996 0.970 -0.205

Sig. (bilateral) 0.055 0.157 0.869

Fuente. La Autora.

Discusión correlación entre análisis de suelo y planta

Nitrógeno

Con respecto al N se puede apreciar que tanto el suelo como la planta tienen contenidos

medios de este elemento, esto se puede evidenciar con observación directa en la planta

en campo, ya que ve que su crecimiento es adecuado; sin embargo se comienza ver

principios de deficiencias (Figura 20) esto posiblemente se deba a que este nutriente se

ve afectado por factores como: aportes externos de fertilizantes no acertados, formas

disponibles de N no están presentes en el suelo, y la extracción de la planta por cosecha.

Ansorena (1995) comenta que la concentración del N en el suelo puede ser afectada

debido a la absorción de la planta y microorganismos, a la fertilización realizada ya sea

59

orgánica o química, a lixiviación y pérdida gaseosa. En la parcela muestreada y como ya

se lo mencionó puede estar ocurriendo que el contenido medio de nitrógeno en planta y

suelo se deba a los factores ya comentados.

El contenido bajo de materia orgánica también puede ser otra causa de los principios de

deficiencias mostrados en la planta, ya que el suelo al recibir poco aporte de materia

orgánica el contenido de N ligado a la misma va a decrecer en valores (Figura 19).

Fósforo

El nutriente P tanto en el suelo y en la planta es bajo, las posibles razones para esto

puede ser a que el pH del suelo es ácido, lo cual disminuye la disponibilidad del P, otra de

las posibles razones podría ser la textura gruesa del suelo, ya que este tipo tiene menor

contenido de agua que el suelo de con textura fina a cualquier succión matriz, y por lo

tanto la difusión de P en la planta será menor. Todo esto concuerda con lo mencionado

por Sanzano (s/f) en su publicación técnica del fósforo del suelo; además menciona la

disponibilidad del P está ligada a la materia orgánica, ya que a mayor contenido de

materia orgánica mayor cantidad de P tanto en suelos como en plantas, lo que es otro

indicador del bajo contenido de este nutriente en suelos y plantas muestreados en este

trabajo (Figura 19).

Figura 19. Suelo desprovisto de materia orgánica en la plantación de tomate de árbol. Estación Agroecológica UTPL.

Fuente. La Autora.

Con respecto a la fertilización a base de fósforo en la estación agroecológica se puede

mencionar que la cantidad de fertilizante utilizado no es el adecuado para cumplir y

satisfacer las necesidades requeridas por el cultivo; esto se puede evidenciar en las

cantidades bajas que existe tanto en suelo como en planta. Ansorena (1995) dice que el P

añadido al suelo como fertilizante aumenta a inicios de la fertilización y posterior decrece

la cantidad de P disponible.

60

Figura 20. Deficiencias de macronutrientes en el cultivo de tomate de árbol. Fuente. La Autora.

En la figura 20 se aprecia deficiencias de P, ya que al observar el cultivo se ve en sus

hojas zonas distorsionadas y en algunos casos áreas muertas. Barbazan (1998) indica

que en general los síntomas de deficiencias en plantas aparecen en hojas ya sean

jóvenes o viejas, en la que las deficiencias se manifiestan en forma asimétrica y

relacionadas a las nervaduras, estas formas pueden ser difusas angulares y en algunos

casos se puede producir necrosis y muerte en la planta.

Potasio

En los contenidos de K se ve resultados opuestos, en el suelo existe niveles altos,

mientras en la planta los contenidos son bajos. Ansorena (1995) dice que el potasio junto

con el calcio es muy abundante en la corteza terrestre, comentando que la proporción de

este elemento va a depender de la naturaleza y grado de mineralización en suelo.

También indica que la capacidad del suelo para suministrar potasio a la planta va a

depender de la cantidad almacenada como reserva en forma intercambiable. Mientras que

para las plantas (Figura 20) se aprecia síntomas de deficiencia de potasio, viendo que los

síntomas aparecen en las hojas más viejas las cuales comienzan a volverse amarillas en

los bordes y más tarde se vuelven cafés e inclusive podrían llegar a arrugarse y verse

manchas necróticas.

Los valores altos en el suelo se puede mencionar que tal vez se deban a las altas

aplicaciones de muriato de potasio realizadas por los técnicos de la Estación

Agroecológica, por otro lado la textura del suelo al ser arcillosa va a retener más cantidad

de potasio. Uribe y Mestre (1976) ha registrado respuestas positivas con el aporte de

potasio al suelo cosa similar a lo que se piensa está ocurriendo en las parcelas para que

tenga altos contenidos de potasio en el suelo; mientras que se cree que los bajos

contenidos de potasio en la planta se deban a la gran extracción de la floración y

fructificación en las plantas.

61

De manera general se puede atribuir que existen balances desnutricionales en los suelos

y cultivo de tomate, indicando que estas falencias se puedan deber a que la fertilización

ha sido llevada únicamente con análisis físico químico de suelos, sin embargo no se han

realizado análisis foliares lo que sería de mucha importancia a la hora de realizar

dosificaciones en cada fertilización.

62

CAPÍTULO 4

CONCLUSIONES

63

En base a los análisis realizados en la validación se llegó a las siguientes

conclusiones:

Los métodos analíticos establecidos y validados presentaron resultados similares o

equivalentes, lo cual es favorable ya que ha permitido comprobar que los

procedimientos usados son útiles para la determinación de nitrógeno, fósforo y

potasio en plantas (análisis foliares) y por lo tanto pueden ser validados.

La exactitud, repetitibilidad, reproducibilidad y recuperación de los análisis

realizados son aceptables según los criterios considerados para la validación.

Pese a que existen correlaciones ya sea positivas o negativas entre los

macronutrientes de la planta y suelo, éstas no presentan diferencia significativa, lo

que hace pensar que la planta no solamente está absorbiendo nutrientes por la vía

edáfica, sino también posiblemente de la fertilización mineral, orgánica ya sea en

forma directa al suelo o por vía foliar.

64

CAPÍTULO 5

RECOMENDACIONES

65

La muestra seca y triturada debe estar guardada en una funda bien sellada y libre

de humedad.

Al momento de tomar la muestra necesaria para la digestión para cualquiera de los

métodos se debe homogenizar todo el contenido.

En el proceso de digestión deben desaparecer completamente los humos blancos

presentes en las muestras.

Realizar la lectura de absorbancia de las muestras lo más pronto posible y si se

necesita guardar las muestras cubrirlas con papel aluminio y guardarlas en un

lugar oscuro, ya que el exceso de luz puede afectar a las concentraciones de

nutrientes de la muestra.

Los reactivos utilizados deben ser preparados en el día para obtener mejores

resultados.

Utilizar celdas limpias y en lo posible sin rayaduras.

La revisión y calibración de equipos es necesaria para minimizar los errores de los

métodos.

Realizar ejercicios de validación en diferentes cultivos para reafirmar el adecuado

funcionamiento de los métodos.

66

CAPÍTULO 6

BIBLIOGRAFÍA

67

A. Alvarado, J. Yglesias, O. Guell. (2005). Análisis multielemental de material foliar

por medio de ICP-MS. Agronomía Costarricense.

A. Sadzawka, R. Grez, M. Carrasco, M. Mora. (2004). Métodos de análisis de los

tejidos vegetales. Comisión de normalización y acreditación. Sociedad Chilena de

la ciencia del suelo. Recuperado de:

http://www.nutricaodeplantas.agr.br/site/downloads/unesp_jaboticabal/metodoanali

sechile_extensao.pdf

Sanzano A. Suárez. (2012). Manual de muestreo foliar para recomendación de

fertilización. Proyecto de gestión sostenible de los recursos naturales y cuencas

del corredor biológico mesoamericano en el atlántico hondureño. Recuperado de:

http://procorredor.org/uploaded/content/category/1881615223.pdf.

B. Duffau, F. Rojas, I. Guerrero. M. Aguilera. (2010). Validación de métodos y

determinación de la incertidumbre de la medición: “Aspectos generales sobre la

validación de métodos” 1(1):21

C. Gadahía. (2008). La savia como índice de fertilización. Cultivos

agroenergéticos, hortícolas, ornamentales y frutales. Ediciones Mundi Prensa.35-

66.

C. Rivera, M. Rodríguez. (2006). Uso de la ecuación de Horwitz en laboratorios de

ensayo. Recuperado de:

https://www.cenam.mx/sm2010/info/pviernes/sm2010-vp03c.pdf

C. Vasco, J. Avila, J. Ruales, U. Svanberg, A. Kamal-Eldin. (2009). Physical and

chemical characteristics of golden-yellow and purple-red varieties of tamarillo fruit

(Solanum betaceum Cav.). Int J Food Sci Nutr 60:278-288.

Centro Nacional de Metrología. (1998). Métodos Analíticos Adecuado a su

Propósito. Guía de Laboratorio para la Validación de Métodos y Temas

Relacionados. Segunda Edición. Recuperado de:

http://www.metroquimica.com.ar/descargas/Eurachem-Guia-Validacion-CNM-

MRD-030-2da-Ed.pdf

Dirección de Fomento de tierras y aguas. (1999). Guía para el manejo eficiente de

la nutrición de las plantas. Organización de las naciones unidas para la agricultura

y la alimentación. Recuperado de ftp://ftp.fao.org/agl/agll/docs/gepnms.pdf

D. Chalampunte, P. Prado. (2005). Caracterización morfoagronómica y molecular

de la colección de tomate de árbol del Banco de Germoplasma del INIAP,

Ecuador.

http://www.nutricaodeplantas.agr.br/site/downloads/unesp_jaboticabal/metodoanalisechile_extensao.pdf


http://procorredor.org/uploaded/content/category/1881615223.pdf

https://www.cenam.mx/sm2010/info/pviernes/sm2010-vp03c.pdf

http://www.metroquimica.com.ar/descargas/Eurachem-Guia-Validacion-CNM-MRD-030-2da-Ed.pdf

http://www.metroquimica.com.ar/descargas/Eurachem-Guia-Validacion-CNM-MRD-030-2da-Ed.pdf

68

D. Hallam, P. Liu, G. Lavers, P. Pilkauskas, G. Rapsomanikis, J. Claro. (2004). The

market for non-traditional agricultural exports. FAO Commod Trade Techn Paper 3.

FAO, Rome, Italia, 181 pp.

D. Suárez. (1996). Methods of soil analysis: Beryllium, Magnesium, Calcium,

Strontium. SSSA, Madison, WI.

Estación Experimental Santa Catalina, Programa de Fruticultura, Granja

Experimental Tumbaco, Quito, Ecuador, 51 pp.

E. Guerra, D. Bautista. (2002). Contenido foliar de elementos nutricionales en tres

clones de guayaba (Psidium guajava L.) en época de alta actividad de crecimiento.

Posgrado de horticultura. Decano de Agronomía. Universidad Centroccidental

“Lisandro Alvarado”. Recuperado de:

http://www.ucla.edu.ve/bioagro/Rev14(2)/6.%20Contenido%20foliar%20de%20ele

mentos.pdf

F. Calderón. S., M. Pavlova. (2001). Metodologías de análisis foliar. Recuperado

de:

http://www.drcalderonlabs.com/MÉTODOS/Analisis_Foliar/MÉTODOS_Analisis_Fo

liares.htm

F, Legaz, M. Serna, E. Primo. (1995) Sintomatología de las deficiencias y excesos

minerales en los cítricos. Instituto Valenciano de Investigaciones Agrarias.

F. Legaz, D. Serna, P. Ferrer, V. Cebolla, E. Primo-Millo. (2005). Análisis de hojas,

suelos y aguas para el diagnóstico nutricional de plantaciones de cítricos. Análisis

de hojas, suelos y aguas para el diagnóstico nutricional de plantaciones de

cítricos. Procedimiento de toma de muestras. Gráficas Fortuny S.L.

Department of Health and Human Services Food and Drug Administration.

(2001).Guidance for industry bioanalytical method validation. Recuperado de:

http://www.fda.gov/downloads/Drugs/.../Guidances/ucm070107.pdf

Guía de validación de métodos analíticos. (2009) Ministerio de salud. Recuperado

de:

http://www.ministeriodesalud.go.cr/empresas/protocolos/guiavalidacionMÉTODOS

analiticos.pdf

H. Uribe, M. Mestre. (1976). Efecto de nitrógeno, el fósforo y el potasio sobre la

producción de café. Cenicafé 27(41:158-173)

http://www.ucla.edu.ve/bioagro/Rev14(2)/6.%20Contenido%20foliar%20de%20elementos.pdf

http://www.ucla.edu.ve/bioagro/Rev14(2)/6.%20Contenido%20foliar%20de%20elementos.pdf

http://www.drcalderonlabs.com/Metodos/Analisis_Foliar/Metodos_Analisis_Foliares.htm

http://www.drcalderonlabs.com/Metodos/Analisis_Foliar/Metodos_Analisis_Foliares.htm

http://www.ministeriodesalud.go.cr/empresas/protocolos/guiavalidacionmetodosanaliticos.pdf

http://www.ministeriodesalud.go.cr/empresas/protocolos/guiavalidacionmetodosanaliticos.pdf

69

Instituto de Salud Pública. (2010). Validación de métodos y determinación de la

incertidumbre de la medición: “Aspectos generales sobre la validación de métodos.

Recuperado de:

http://www.ispch.cl/sites/default/files/documento_tecnico/2010/12/Guia%20T%C3%

A9cnica%201%20validaci%C3%B3n%20de%20M%C3%A9todos%20y%20determi

naci%C3%B3n%20de%20la%20incertidumbre%20de%20la%20medici%C3%B3n_

1.pdf

Instituto Geográfico Agustín Codazii – IGAC, Laboratorio de Suelos (2010)

Recuperado de:

http://www.igac.gov.co/wps/portal/igac/raiz/iniciohome/tramites/FueraDeServicio/!ut

/p/c4/04_SB8K8xLLM9MSSzPy8xBz9CP0os3hHT3d_JydDRwN3A083A08jJ1MDlx

BXYwsnE_2CbEdFAGrs9jg!/?WCM_PORTLET=PC_7_AIGOBB1A0G0IF0I2B50D

TE38R4_WCM&WCM_GLOBAL_CONTEXT=/wps/wcm/connect/Web++Tramites+

y+Servicios/Servicios/Servicios/Laboratorio+de+Suelos

J. Ansorena. (1995). Fertilidad del suelo: disponibilidad y pérdidas de nutrientes.

Laboratorio Agrario. Dpto. de Agricultura y Espacios Naturales. Recuperado de:

http://www.fraisoro.net/articulos/37_38_42.pdf

J. Bremner, S. Mulvaney. (1982). Nitrogen total. In: Page, A. L., R. H. Miller, and D.

R. Keeney (eds). Methods of Soil Analysis. Part II. Am. Soc. Agron. No 9 in

Agronomy Series. Madison, Wisconsin. USA. pp: 595–624.

J. Brem, M. Ortíz, H. Trulls, C. Bernatenes, A. Zach. (2012). Contenido mineral en

hojas de morera obtenidas durante el otoño y primavera en los ensayos de

evaluación de su valor forrajero para pequeños rumiantes. Recuperado de:

http://www.unne.edu.ar/unnevieja/investigacion/com2012/CV-002.pdf

J. Carvajal. (1998). El diagnóstico del estado nutricional de los cultivos. Agronomía

Costarricense.

J. Delgado, J. Menjivar, M. Sánchez, C. Bonilla. (2012). Efecto de la fertilización en

la producción de materia seca y extracción de nutrientes en tres accesiones

de Lippia origanoides H.B.K. Universidad Nacional de Colombia.

J. Jurado. (2008). Aplicación de Microsoft Excel a la Química Analítica: validación

de métodos analíticos. Departamento de química analítica. Recuperado de:

http://personal.us.es/jmjurado/docs/AQAEXCEL.pdf.

http://www.ispch.cl/sites/default/files/documento_tecnico/2010/12/Guia%20T%C3%A9cnica%201%20validaci%C3%B3n%20de%20M%C3%A9todos%20y%20determinaci%C3%B3n%20de%20la%20incertidumbre%20de%20la%20medici%C3%B3n_1.pdf




http://www.igac.gov.co/wps/portal/igac/raiz/iniciohome/tramites/FueraDeServicio/!ut/p/c4/04_SB8K8xLLM9MSSzPy8xBz9CP0os3hHT3d_JydDRwN3A083A08jJ1MDlxBXYwsnE_2CbEdFAGrs9jg!/?WCM_PORTLET=PC_7_AIGOBB1A0G0IF0I2B50DTE38R4_WCM&WCM_GLOBAL_CONTEXT=/wps/wcm/connect/Web++Tramites+y+Servicios/Servicios/Servicios/Laboratorio+de+Suelos





http://www.unne.edu.ar/unnevieja/investigacion/com2012/CV-002.pdf

http://personal.us.es/jmjurado/docs/AQAEXCEL.pdf

70

J. León, P. Viteri, G. Cevallos. (2004). Manual del cultivo de tomate de árbol

(Manual No.61). Instituto Nacional Autónomo de Investigaciones Agropecuarias

(INIAP).

J. Murphy, R. Riley. (1962). A modified single solution method for the determination

of phosphate in natural waters. Anal. Chim. Acta 27: 31-36.

J. Rodríguez. (1990). Sección de Pastos y Forrajes. Servicios de Activación y

Mejora.

J. Murphy, R. Riley. (1962). A modified single solution method for the determination

of phosphate in natural waters. Anal. Chim. Acta 27: 31-36.

J. Velasteguí. (2011). Validación del método analítico de valoración de amoxicilina

en polvo para suspensión oral producido por betapharma S.A. mediante HPLC.

Escuela Superior Politécnica de Chimborazo. Recuperado de:

http://dspace.espoch.edu.ec/bitstream/123456789/1584/1/56T00267.pdf.

K. Cevallos. (2008). Práctica en docencia en la asignatura de abonos y

fertilizantes, aplicando técnicas pedagógicas y metodológicas innovadoras.

Universidad Técnica de Manabí. Facultad de Ingeniería Agrícola. Recuperado de:

http://repositorio.utm.edu.ec/bitstream/123456789/125/1/TESIS%20KATTY%20CE

VALLOS.pdf.

Laboratorios A-L de México, S.A de C.V. (2011). Análisis foliares. Recuperado de:

http://www.agroanalisis.com.mx/descargas/intro/analisis-foliar.pdf

L. Arriola. (2012) Validación de métodos analíticos, fisicoquímicos, y

microbiológicos. Recuperado de:

http://www.usac.edu.gt/archivos/econtCurso_Validacion_de_métodos_analiticos_c

on_formulas.pdf.

L. Uquillas, M. Tenorio, Y. Chang. (2010). Creación de una empresa de producción

comercialización y exportación de tomate de árbol en el área de Sangolqui

provincia del Pichincha. (Escuela Superior Politécnica del Litoral facultad de

Economía y negocios). Recuperado de:

http://www.dspace.espol.edu.ec/bitstream/123456789/10688/2/TOMATE%20DE%

20ARBOL.pdf.

M. Barbazán. (1998). Análisis de plantas y síntomas visuales de deficiencia de

nutrientes. Universidad de la República. Montevideo- Uruguay. Recuperado de:

http://dspace.espoch.edu.ec/bitstream/123456789/1584/1/56T00267.pdf

http://repositorio.utm.edu.ec/bitstream/123456789/125/1/TESIS%20KATTY%20CEVALLOS.pdf

http://repositorio.utm.edu.ec/bitstream/123456789/125/1/TESIS%20KATTY%20CEVALLOS.pdf

http://www.agroanalisis.com.mx/descargas/intro/analisis-foliar.pdf

http://www.usac.edu.gt/archivos/econtCurso_Validacion_de_Metodos_Analiticos_con_formulas.pdf

http://www.usac.edu.gt/archivos/econtCurso_Validacion_de_Metodos_Analiticos_con_formulas.pdf

http://www.dspace.espol.edu.ec/bitstream/123456789/10688/2/TOMATE%20DE%20ARBOL.pdf

http://www.dspace.espol.edu.ec/bitstream/123456789/10688/2/TOMATE%20DE%20ARBOL.pdf

71

http://www.fagro.edu.uy/~fertilidad/publica/AnPlantas.pdf.

M. Pérez, Q. Farm, G. Ramírez, M. Pérez, P. Restreoi. (2007). Validación del

método analítico para la determinación de valsartán en plasma humano por

HPLC/UV con adición de estándar empleando losartán como estándar interno.

M. Schroeder, A. Burgos. (2011). Concentraciones foliares y dinámica estacional

de nutrientes en Petiveria alliacea (L.). Facultad de Ciencias Agrarias. Universidad

Nacional del Nordeste (UNNE). Corrientes, Argentina. Revista Cubana de Plantas

Medicinales versión ISSN 1028-4796. Recuperado de:

http://scielo.sld.cu/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S1028-47962011000400009.

M. Molero, L. Gutiérrez, Q. Contreras, C. Rondón, P. Carrero, E. Rojas. (2008).

Determinación de los niveles de: K, P, N, Ca, Mg, Zn, Cu, Fe, y Mn en muestras de

suelos y tejido foliar del cultivo Musa AAB, subgrupo plátano cv. ‛Hartón’.

Universidad Nacional Experimental Sur del Lago. Laboratorio de Análisis Químico

(LAQUNESUR) Santa Bárbara de Zulia Venezuela. Recupera de:

http://www2.unesur.edu.ve/investigacion/descargas/Rev_Vol1_No1/Molero%20et%

20al2._%202008.pdf.

M. Travieso, A. Betancourt, A. Escobar, A. Linares, Y. Rodríguez, T. Pérez. (2011).

Validación del método de cuantificación de taninos totales en formulaciones

semisólidas de Rhizophora mangle L. (mangle rojo). Revista cubana de plantas

medicinales.

Oficina de las Naciones Unidas Contra la Droga y el Delito. (2010). Directrices

para la validación de métodos analíticos y la calibración del equipo utilizado para el

análisis de drogas ilícitas en materiales incautados y especímenes biológicos.

Recuperado de:

http://www.unodc.org/documents/scientific/Validation_Manual_STNAR41_Ebook_S

.pdf.

O.Valenzuela, P. Ariño. (2000). Concentración de nutrimentos en distintas hojas

del cultivo de maíz. Actas CD. XVII Congreso Argentino de Ciencia del Suelo. Mar

del Plata, Buenos Aires, Argentina.

(Pontificia Universidad Católica del Ecuador). Recuperado de:

http://dspace.pucesi.edu.ec/bitstream/11010/227/1/T70743.pdf

P. Reali. (2000). Daños por falta de boro. Disminución de la rentabilidad forestal de

Eucalyptus globulus ssp. Globulus en el sureste de Uruguay. Revista forestal

N°15.

http://www.fagro.edu.uy/~fertilidad/publica/AnPlantas.pdf

http://scielo.sld.cu/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S1028-47962011000400009

http://www2.unesur.edu.ve/investigacion/descargas/Rev_Vol1_No1/Molero%20et%20al2._%202008.pdf

http://www2.unesur.edu.ve/investigacion/descargas/Rev_Vol1_No1/Molero%20et%20al2._%202008.pdf

http://www.unodc.org/documents/scientific/Validation_Manual_STNAR41_Ebook_S.pdf

http://www.unodc.org/documents/scientific/Validation_Manual_STNAR41_Ebook_S.pdf

http://dspace.pucesi.edu.ec/bitstream/11010/227/1/T70743.pdf

72

R. de Mínguez, S. Lamas, E. Chamorro. (1991). Análisis foliar en el cultivo de maíz

I. Revista Facultad de Agronomía. Universidad de Buenos Aires. 12:23-38.

R. Castro. (2000). Principios Básicos de Espectroscopia. Editorial UACh. México,

pág. 123-203.

R. González. (2004). Curso: Calibración de Espectrofotómetros Ultravioleta-

Visible. CASMET. Querétaro, Qro. México.

R. Sadzawka, Z. Grez, R. Carrasco, G. Mora. (2004). Comisión de Normalización y

Acreditación Sociedad Chilena de la Ciencia del Suelo. Métodos de análisis de

tejidos vegetales. Recuperado de:

http://www.nutricaodeplantas.agr.br/site/downloads/unesp_jaboticabal/metodoanali

sechile_extensao.pdf.

S, Santillán. (2001). Manual del cultivo sustentable de tomate de árbol.

Universidad de Cuenca, Uediciones, Cuenca, Ecuador, 53 pp.

Universidad Politécnica de Madrid. (1984). Prácticas de Laboratorio Agrícola.

Madrid España.

V. Herrera, J. Ticona, E. Udaeta, R. Chuqui, A. Giménez. (2004). Validación del

método analítico para la cuantificación de alcaloides quinolínicos del extracto de

Galipea longiflora Krause Kallunk. Instituto de Investigaciones Fármaco

Bioquímicas. Comunidad de Santa Rosa de Maravilla. Recuperado de:

http://www.scielo.org.bo/pdf/rbfb/v16n1/v16n1a09.pdf.

W. Kopen. (2005). Calsificación climática.

Y. Gutiérrez, M. Martínez, N. Torres, A. Rodríguez. (2000). Validación de dos

métodos espectrofotométricos para la cuantificación de taninos y flavonoides

(quercetina) en Psidium guajaba, L. Instituto de Farmacia y Alimentos. Universidad

de la Habana.



http://www.scielo.org.bo/pdf/rbfb/v16n1/v16n1a09.pdf

73

CAPÍTULO 7

ANEXOS

74

ANEXO I

Nitrógeno en foliares

INSTRUCTIVO

MUESTRA FRESCA

SECADO

Secar la muestra a (60˚C por 24h)

TAMIZADO

Tamizar la muestra con tamiz (2 mm)

PESADO

Pesar 0,10 g de muestra seca y triturada en un tubo de ensayo de 100 ml de aforo

DIGESTION

Adicionar 0,5 gramos de mezcla catalizadora

Adicionar 5 ml de ácido sulfúrico

Precalentar el equipo digestor a 100o C

Ubicar los tubos con la muestra en los orificios del equipo digestor y subir la temperatura

paulatinamente hasta llegar 350o C. Se toma como punto final de la digestión cuando

desaparecen los humos blancos y ya el digerido se encuentra totalmente trasparente

ENFRIAMIENTO

Apagar el equipo digestor y dejar enfriar los tubos por aproximadamente 30 minutos

Agregar aproximadamente 25 ml de agua destilada y se dejar enfriar nuevamente,

seguido se afora a 50 ml, se tapa con parafilm y se agita para homogenizar los

compuestos presentes.

75

Se coloca los tubos verticalmente para que se precipiten los sólidos existentes.

DETERMINACION

Tomar una alícuota de 2 ml del sobrenadante transparente y colocarlo en tubo de ensayo

Adicionar 8 ml de la solución de fenol

Adicionar 10 ml de la solución de hipoclorito de sodio

Agitar y se dejar reposar por 1 hora (Preferentemente en oscuridad) hasta que la muestra

genere color azul

Una vez generado el color leer el en el Espectrofotómetro a una longitud de onda de 660

nm.

76

ANEXO II

Fósforo en foliares

INSTRUCTIVO

MUESTRA FRESCA

SECADO

Secar la muestra a (60˚C por 24 h)

TAMIZADO


PESADO

Pesar 0,50 g de muestra seca en un tubo de ensayo de 100 ml de aforo

DIGESTION

Adicionar 3 ml de mezcla ácida

Precalentar el equipo digestor a 50oC

Ubicar los tubos con la muestra en los orificios del equipo digestor y subir la

temperatura paulatinamente hasta 200o C; ya que a mayor temperatura se puede

volatizar el fósforo

Se toma como punto final de la digestión cuando desaparecen los humos blancos, y el

digerido se encuentre de color amarillo transparente

ENFRIAMIENTO


Agregar aproximadamente 24,5 ml de agua destilada; se filtra con papel filtro en un balón

de 25 ml, y tapar con parafilm

77

DETERMINACION

Agitar la muestra y tomar una alícuota de 0,5 ml del filtrado de la digestión y colocar en un

tubo de ensayo

Adicionar 2 ml de agua destilada

Adicionar 1 ml de la solución Molibdato- Vanadato de Amonio, desarrollándose

inmediatamente el color amarillo, se deja 5 minutos en reposo (De preferencia en

oscuridad)

Leer en el Espectrofotómetro UV-V.isible a una longitud de onda de 430 nm.

78

ANEXO III

Potasio en foliares

INSTRUCTIVO

MUESTRA FRESCA

SECADO

Secar la muestra a (60˚C por 24 h)

TAMIZADO


PESADO

Pesar 0,50 g de muestra seca en un tubo de ensayo de 100 ml de aforo

DIGESTION

Adicionar 3 ml de mezcla ácida

Precalentar el equipo digestor a 50o C

Ubicar los tubos con la muestra en los orificios del equipo digestor y subir la temperatura

paulatinamente hasta llegar 200o C, ya que a mayor temperatura se puede volatizar el

potasio

Se toma como punto final de la digestión cuando desaparecen los humos blancos y el

digerido se encuentra de color amarillo trasparente

ENFRIAMIENTO


79

Agregar aproximadamente 24,5 ml de agua destilada; filtrar con papel filtro en un balón de

25 ml, y se tapa con parafilm

DETERMINACION

Agitar la muestra, tomar una alícuota de 0,5 ml del filtrado de la digestión, y colocarlo en

un balón de 50 ml

Adicionar 48,5 ml de agua destilada

Adicionar 1 ml de óxido de lantano al 5 %

Agitar y leer en el Espectrofotómetro de absorción atómica

80

ANEXO IV

Cálculo de linealidad para fósforo

X(Concentración fósforo en mg/l) Y (Absorbancia)

0,05 0,307

0,1 0,310

0,15 0,314

0,2 0,317

0,25 0,322

Cálculo de pendiente e intercepto

N° x (concentración

de fósforo en mg/l)

Y (Area Medida)

XY X^2

1 0,05 0,307 0,01535 0,0025

2 0,1 0,310 0,03101 0,01

3 0,15 0,314 0,04712 0,0225

4 0,2 0,317 0,06348 0,04

5 0,25 0,322 0,08038 0,0625

sumatoria 1 1,570 0,237 0

Pendiente

0,0726

Intercepto

81

Coeficiente de correlación

X(P) (X-x) (X-x)2

Y

Y-y (Y-y)2 (X-x)2(Y-

y)2

1 0,05 -0,10 0,01 0,307 -0,007 0,000 0,0007

2 0,1 -0,05 0,00 0,310 -0,004 0,000 0,0002

3 0,15 0,00 0,00 0,314 0,000 0,000 0,0000

4 0,2 0,05 0,00 0,317 0,003 0,000 0,0002

5 0,25 0,10 0,01 0,322 0,007 0,000 0,0007

Sumatoria 1

0 1,570 0,000 0,0018

media 0,15

0,314

√

√

0,99902

82

ANEXO V

Cálculo del límite de detección (fósforo)

N° Ensayos Blancos para P

1 0,086

2 0,090

3 0,099

4 0,099

5 0,090

6 0,086

7 0,088

8 0,086

9 0,095

10 0,094

Media 0,091

S(des stand) 0,005

%CV 0,056

LDD 0,106

LDQ 0,117

mg/l

Cálculo límite de cuantificación (fósforo)

mg/l

83

ANEXO VI

Cálculo de Repetibilidad (fósforo)

Nivel 1

Absorbancias

0,308 0,306 0,306

0,307 0,307 0,308

0,306 0,307 0,307

0,308

Concentraciones

0,0671 0,040 0,040

0,0533 0,053 0,067

0,0395 0,053 0,053

0,067

Promedio de absorbancias y concentraciones

n1 3 T1 0,160 T12 0,026

n2 3 T2 0,146 T22 0,021

n3 4 T3 0,227 T32 0,052

Sumatorias 10 Tt 0,533 Tt2 0,284

∑∑

84

SCT= 0,001

SCA= 0,00011067

SCE= 0,001

∑

85

ANEXO VII

Cálculo de reproducibilidad (fósforo)

Prueba F para varianza de muestras

A B A-A B-B (A-A)^2 (B-B)^2

1 0,067 0,053 6,71E-02 5,33E-02 4,50E-03 2,84E-03

2 0,053 0,040 5,33E-02 3,95E-02 2,84E-03 1,56E-03

3 0,040 0,067 3,95E-02 6,71E-02 1,56E-03 4,50E-03

4 0,040 0,053 3,95E-02 5,33E-02 1,56E-03 2,84E-03

5 0,053 0,067 5,33E-02 6,71E-02 2,84E-03 4,50E-03

Sumatoria 0,01331 0,01625

Desviación 0,05768 0,06373

Varianza 0,12008 0,12622

Prueba F

A B

Media 0,0506 0,0561

Varianza 5,37E-02 5,37E-02

Observaciones 5 5

Grados de Libertad

4 4

F 4,6576

Valor crítico F 6,38

Diferencia NO

VA

86

4,6597

Prueba t para dos variantes correlacionadas

A B X

1 0,067 0,053 0,014

2 0,053 0,040 0,014

3 0,040 0,067 -0,028

4 0,040 0,053 -0,014

5 0,053 0,067 -0,014

MEDIA 0,051 0,056 -0,00551

Desviación Estándar

0,01152424 0,01152424 0,018

Grados de libertad

4 4 9

=

= 0,00550964

= 9,9606E-05

= 0,5

87

ANEXO VIII

Cálculos recuperación (fósforo)

Fórmula para el cálculo de recuperación

88

ANEXO IX

Cálculos para incertidumbre (fósforo)

Incertidumbre debido al aforo

2. V muestra

U calibración

U temperatura

U repetibilidad

3. U V aforo

U calibración

U temperatura

U repetibilidad

4. U concentración

U sol. Trabajo

U regresión

5. U repetibilidad

U Tiempo

U reacción

U equipo

FOSFORO

2. V alícuota

U temperatura

U repettibilidad

Marca Volumen Tolerancia

GERMANY 25 ± 0,03

Repeticiones Volumen

24,3556 24,8554

24,4208 24,9219

24,5040 25,0068

24,5903 25,0949

24,4649 24,9669

24,5501 25,0539

24,5049 25,0078

24,5034 25,0062

24,5741 25,0784

24,5048 25,0077

Temp. ºC 20

d(g/ml) 0,9798916

S 0,0717695

89

Incertidumbre debido a la Alícuota


Pipeta 0,5 ± 0,03


0,4920 0,5034

0,4875 0,4988

0,4811 0,4923

0,4821 0,4933

0,4900 0,5014

0,4923 0,5037

0,4933 0,5047

0,4861 0,4974

0,4852 0,4964

0,4971 0,5086

Temp. ºC 20

0,97734

S 0,005272919

√

√(

)

(

)

( )

√(

)

(

)

√

√(

)

(

)

( )

90

Incertidumbre del peso de muestra


GERMANY 0,5 ± 0,01


0,4990 0,4989

0,5000 0,4999

0,5010 0,5009

0,5020 0,5019

0,4980 0,4979

0,4990 0,4989

0,5000 0,4999

0,5010 0,5009

0,5020 0,5019

0,4990 0,4989

Temp. ºC 20

g/ml 1,0002

S 0,001370046

√(

)

(

)

U calibración

U temperatura

U repetibilidad

√

√(

)

(

)

( )

91

Incertidumbre de la concentración

Incertidumbre debido a la solución de trabajo

Incertidumbre debido a la pureza

Descripción ppm

Fósforo ± 5

√(

)

(

)

92

Incertidumbre debido al balón de 50


GERMANY 50 ± 0,1


49,8780 50,9015

49,2890 50,3005

49,3950 50,4086

49,7510 50,7719

49,9270 50,9516

49,1960 50,2056

49,7100 50,7301

49,7890 50,8107

49,9330 50,9577

49,7490 50,7699

Temp. ºC 20

g/ml 0,993234

S 0,274640081

Incertidumbre debido a la alícuota de 2,5 ml

√

√(

)

(

)

( )

√(

)

(

)

93


Pipeta/ BRAND 5 ± 0,03


4,9870 5,4092

4,7990 5,2053

4,8210 5,2292

4,9810 5,4027

4,7900 5,1956

4,9660 5,3865

4,9870 5,4092

4,8990 5,3138

4,8910 5,3051

1,9760 2,1433

Temp. ºC 20

g/ml 0,92194

S 1,007290894

Incertidumbre combinada debido a la solución de trabajo

√(

)

(

)

(

)

√(

)

(

)

(

)

√

√(

)

(

)

( )

√(

)

(

)

94

Incertidumbre de la curva de calibración

Pendiente (m) 0,0726

Intersección con el eje x (b) 0,3031

Como ejemplo se tomó la concentración de 0,05 mg/l de fósforo

Incertidumbre combinada debido a la concentración

√∑

√

√

√

√(

)

(

)

√(

)

(

)

95

Incertidumbre de la repetibilidad

Incertidumbre combinada fósforo

Incertidumbre expandida de fósforo para concentración de 0,1 ppm

U= 0,0865 => 2%

5. U repetibilidad

U Tiempo

U reacción

U equipo

0,01016

√(

)

(

)

(

)

(

)

√(

)

(

)

(

)

(

)

96

ANEXO X

Tabla de interpretación análisis foliar de tomate

Concentraciones de nutrientes en hojas completamente desarrolladas, cercanas a las ápice de

crecimiento

ELEMENTO DEFICIENTE NORMAL ALTO UNIDAD

Nitrógeno <3.0 4.5-5.5 >5.6 %

Fósforo <0.17 0.3-0.8 >0.81 %

Potasio <2.5 3.1-5.1 >5.1 %

Calcio <1.5 2.5-4.0 >4.1 %

Magnesio <0.3 0.4-0.6 >0.61 %

Hierro <60 120-300 >301 ppm

Manganeso <40 61-350 >351 ppm

Cobre <4.0 8-15 >16 ppm

Zinc <15 20-79 >80 ppm

Boro <20 35-60 >61 ppm

97

ANEXO XI

Análisis de nitrógeno en foliares desviación estándar y z score

Repetición Nitrógeno media desvest Z score

1 0,252 -0,929

1 0,254 -0,051

1 0,253 -0,490

1 0,257 1,266

1 0,252 -0,929

1 0,259 2,144

1 0,255 0,388

1 0,255 0,388

1 0,255 0,388

1 0,256 0,255 0,002 0,827

2 0,252 -0,929

2 0,256 0,827

2 0,251 -1,368

2 0,254 -0,051

2 0,258 1,705

2 0,256 0,827

2 0,260 2,583

2 0,255 0,388

2 0,254 -0,051

2 0,258 0,255 0,003 1,705

3 0,253 -0,490

3 0,254 -0,051

3 0,254 -0,051

3 0,252 -0,929

3 0,253 -0,490

3 0,256 0,827

3 0,256 0,827

3 0,255 0,388

3 0,255 0,388

3 0,258 0,255 0,002 1,705

4 0,255 0,388

4 0,254 -0,051

4 0,253 -0,490

4 0,254 -0,051

4 0,252 -0,929

4 0,253 -0,490

4 0,256 0,827

98

4 0,253 -0,490

4 0,252 -0,929

4 0,256 0,254 0,001 0,827

5 0,253 -0,490

5 0,253 -0,490

5 0,253 -0,490

5 0,255 0,388

5 0,252 -0,929

5 0,254 -0,051

5 0,251 -1,368

5 0,255 0,388

5 0,253 -0,490

5 0,254 0,253 0,001 -0,051

6 0,250 -1,807

6 0,254 -0,051

6 0,255 0,388

6 0,250 -1,807

6 0,249 -2,246

6 0,250 -1,807

6 0,253 -0,490

6 0,256 0,827

6 0,258 1,705

6 0,253 0,253 0,003 -0,490

Figura de z score para nitrógeno

99

ANEXO XII

Análisis de fósforo en foliares, desviación estándar y z score

Repetición Fósforo 1 media desvest z score

1 0,307

0,526

1 0,311

1,930

1 0,306

0,175

1 0,305

-0,175

1 0,307

0,526

1 0,300

-1,930

1 0,303

-0,877

1 0,302

-1,228

1 0,307

0,526

1 0,300 0,305 0,004 -1,930

2 0,307

0,526

2 0,307

0,526

2 0,306

0,175

2 0,304

-0,526

2 0,308

0,877

2 0,306

0,175

2 0,307

0,526

2 0,307

0,526

2 0,304

-0,526

2 0,304 0,306 0,001 -0,526

3 0,306

0,175

3 0,307

0,526

3 0,307

0,526

3 0,311

1,930

3 0,309

1,228

3 0,307

0,526

3 0,305

-0,175

3 0,308

0,877

3 0,301

-1,579

3 0,301 0,306 0,003 -1,579

4 0,309

1,228

4 0,301

-1,579

4 0,310

1,579

4 0,304

-0,526

4 0,303

-0,877

4 0,302

-1,228

4 0,309

1,228

100

4 0,307

0,526

4 0,300

-1,930

4 0,304 0,305 0,004 -0,526

5 0,310

1,579

5 0,305

-0,175

5 0,300

-1,930

5 0,304

-0,526

5 0,304

-0,526

5 0,309

1,228

5 0,300

-1,930

5 0,304

-0,526

5 0,304

-0,526

5 0,307 0,305 0,003 0,526

6 0,306

0,175

6 0,306

0,175

6 0,307

0,526

6 0,307

0,526

6 0,308

0,877

6 0,306

0,175

6 0,305

-0,175

6 0,308

0,877

6 0,306

0,175

6 0,305 0,306 0,001 -0,175

Figura z score para fósforo

101

ANEXO XIII

Análisis de potasio en foliares, desviación estándar y z score

Repetición Potasio Media Desvest z score

1 0,109 -0,59985308

1 0,108 -0,96711007

1 0,108 -0,96711007

1 0,109 -0,59985308

1 0,110 -0,23259609

1 0,110 -0,23259609

1 0,111 0,1346609

1 0,112 0,50191788

1 0,109 -0,59985308

1 0,110 0,110 0,00126491 -0,23259609

2 0,112 0,31828939

2 0,110 -0,41622459

2 0,113 0,86917487

2 0,108 -0,96711007

2 0,113 0,86917487

2 0,114 1,23643186

2 0,113 0,68554638

2 0,109 -0,78348158

2 0,114 1,23643186

2 0,112 0,112 0,00219596 0,50191788

3 0,111 0,1346609

3 0,111 -0,0489676

3 0,115 1,60368885

3 0,107 -1,33436706

3 0,107 -1,33436706

3 0,112 0,50191788

3 0,109 -0,59985308

3 0,114 1,23643186

3 0,114 1,23643186

3 0,114 0,11135 0,0029632 1,23643186

4 0,110 -0,23259609

4 0,112 0,50191788

4 0,113 0,86917487

4 0,109 -0,59985308

4 0,110 -0,41622459

4 0,113 0,86917487

4 0,112 0,50191788

4 0,113 0,86917487

102

4 0,114 1,23643186

4 0,112 0,112 0,00168737 0,50191788

5 0,113 0,86917487

5 0,106 -1,70162405

5 0,106 -1,70162405

5 0,105 -2,06888104

5 0,110 -0,23259609

5 0,112 0,50191788

5 0,117 2,33820283

5 0,112 0,50191788

5 0,115 1,60368885

5 0,109 0,1105 0,00403457 -0,59985308

6 0,110 -0,23259609

6 0,108 -0,96711007

6 0,111 0,1346609

6 0,108 -0,96711007

6 0,108 -0,96711007

6 0,111 0,1346609

6 0,103 -2,80339501

6 0,113 0,86917487

6 0,109 -0,59985308

6 0,109 0,109 0,00266667 -0,59985308

Figura z score para potasio

universidad tÉcnica particular de lojadspace.utpl.edu.ec/bitstream/123456789/9073/1/silva silva l...

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