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UNIVERSIDAD TÉCNICA ESTATAL DE QUEVEDO

FACULTAD DE CIENCIAS PECUARIAS

CARRERA INGENIERÍA AGROPECUARIA

Proyecto de Investigación

previo a la obtención del título

de Ingeniera Agropecuaria.

Título del Proyecto de Investigación:

“ENRAIZAMIENTO DE ESQUEJES DE GUANÁBANA (Annona muricata Linn.)

MEDIANTE LA APLICACIÓN DE ÁCIDO NAFTALENACÉTICO (ANA) Y

ÁCIDO INDOLBUTÍRICO (AIB)”

Autora:

López Loor Mariana Katherine

Director de Proyecto de Investigación:

Dr. Orly Fernando Cevallos Fálquez

Quevedo – Los Ríos – Ecuador

2018

ii

DECLARACIÓN DE AUTORÍA Y CESIÓN DE DERECHOS

Yo, Mariana Katherine López Loor declaro que la investigación aquí descrita es de mi

autoría; que no ha sido previamente presentado para ningún grado o calificación

profesional; y, que he consultado las referencias bibliográficas que se incluyen en este

documento.

La Universidad Técnica Estatal de Quevedo, puede hacer uso de los derechos

correspondientes a este documento, según lo establecido por la Ley de Propiedad

Intelectual, por su Reglamento y por la normatividad institucional vigente.

______________________________

Mariana López Loor

C.C. 0503944548

iii

CERTIFICACIÓN DE CULMINACIÓN DEL PROYECTO

DE INVESTIGACIÓN

El suscrito, Orly Fernando Cevallos Fálquez, Docente de la Universidad Técnica Estatal de

Quevedo, certifica que la estudiante Mariana Katherine López Loor, realizó el Proyecto de

Investigación de grado titulado “ENRAIZAMIENTO DE ESQUEJES DE GUANÁBANA

(Annona muricata Linn.) MEDIANTE LA APLICACIÓN DE ÁCIDO

NAFTALENACÉTICO (ANA) Y ÁCIDO INDOLBUTÍRICO (AIB)” previo a la

obtención del título de Ingeniera Agropecuaria, bajo mi dirección, habiendo cumplido con

las disposiciones reglamentarias establecidas para el efecto.


DIRECTOR DEL PROYECTO DE INVESTIGACIÓN

iv

CERTIFICADO DEL REPORTE DE LA HERRAMIENTA DE

PREVENCIÓN DE COINCIDENCIA Y/O PLAGIO

ACADÉMICO.

Dando cumplimiento al Reglamento de la Unidad de Titulación Especial de la Universidad

Técnica Estatal de Quevedo y a las normativas y directrices establecidas por el

SENESCYT, el suscrito Dr. Orly Fernando Cevallos Fálquez, en calidad de Director del

Proyecto de Investigación titulado “ENRAIZAMIENTO DE ESQUEJES DE

GUANÁBANA (Annona muricata Linn.) MEDIANTE LA APLICACIÓN DE ÁCIDO

NAFTALENACÉTICO (ANA) Y ÁCIDO INDOLBUTÍRICO (AIB)” de autoría de la

estudiante MARIANA KATHERINE LÓPEZ LOOR, certifica que el porcentaje de

similitud reportado por el Sistema URKUND es de 7 %, el mismo que es permitido por el

mencionado software y los requerimientos académicos establecidos.

Atentamente


DIRECTOR DE PROYECTO DE INVESTIGACIÓN

v

UNIVERSIDAD TÉCNICA ESTATAL DE QUEVEDO

FACULTAD DE CIENCIAS PECUARIAS

INGENIERÍA AGROPECUARIA

Título:

“ENRAIZAMIENTO DE ESQUEJES DE GUANÁBANA (Annona muricata Linn.)

MEDIANTE LA APLICACIÓN DE ÁCIDO NAFTALENACÉTICO (ANA) Y ÁCIDO

INDOLBUTÍRICO (AIB).”

Presentado a la Comisión Académica como requisito previo a la obtención del título de

Ingeniera Agropecuaria.

Aprobado por:

Ing. Wilfrido Escobar Pavón M. Sc.

PRESIDENTE DEL TRIBUNAL

Ing. Jaime Vera Chang M. Sc. Ing. Rommel Ramos Remache M. Sc

MIEMBRO DEL TRIBUNAL MIEMBRO DEL TRIBUNAL

QUEVEDO – LOS RÍOS – ECUADOR

2018

vi

AGRADECIMIENTO

Agradezco a DIOS por su gran amor, que me ha permitido llegar hasta este momento que

ha forjado mis pasos en el camino de mi vida, porque hiciste realidad este sueño tan

anhelado.

A los docentes de la Facultad de Ciencias Pecuarias de la carrera de Ingeniería

Agropecuaria cuales impartieron sus conocimientos día a día y sus consejos para ser una

excelente profesional de la República del Ecuador.

Gracias mis padres y hermanos que me han apoyado con sus consejos que han sido el

motor para seguir hacia adelante en mi formación académica.

Gracias a mi esposo por su amor, ayuda incondicional y sacrifico he terminado mis

estudios, aunque hemos tenido momentos muy difíciles, pero por su comprensión y bondad

los hemos superados.

A mi tutor Dr. Orly Fernando Cevallos Fálquez por su visión crítica de muchos aspectos

cotidianos de la vida, por su rectitud en su profesión como docente, por sus consejos, que

ayudan a formarte como persona e investigador.

vii

DEDICATORIA

El presente proyecto se lo dedico a DIOS porque me ha

guiado en todo mi camino hacia mi formación

académica, a mis padres Juan Marcos López Salazar y

Mariana Monserrate Loor Tuarez por su apoyo.

A mi esposo John Sergio Carrión Rúales que con su

apoyo incondicional moral y económico y a nuestra hija

Katherine Johana Carrión López ustedes han sido mi

mayor inspiración para culminar esta etapa de mi vida y

poder tener un mejor futuro en nuestras vidas.

viii

RESUMEN

El cultivo de guanábana se presenta en la actualidad como una alternativa rentable para la

diversificación de los cultivos tradicionales. El objetivo de esta investigación fue evaluar el

efecto de la aplicación de hormonas sintéticas Ácido Naftalenacético (ANA) y Ácido

Indolbutírico (AIB) como inductores de formación de raíces a partir de tejido

meristemático. Se dispuso de material vegetal de las plantaciones de la Finca Experimental

La Represa. Durante el proceso de enraizamiento se controlaron las condiciones

ambientales mediante el empleo de una cámara enraizadora. Las dosis evaluadas fueron de

2500, 3000, 3500 y 4000 mg/Kg de ANA y AIB en partes iguales para los tratamientos T1,

T2, T3 y T4 respectivamente; más un testigo sin dosificación (T0). Las variables evaluadas

fueron porcentaje de formación de callo (FC) y enraizamiento (PE), número de raíces

formadas (NR), numero de brotes formados (NB) y longitud de brotes (LB). Los resultados

obtenidos demostraron que T2 alcanzo mayores valores de FC (82.5%), PE (75%), NR

(2.22), NB (2.43) y LB (2.48 cm); mientras que para el análisis económico se demostró

una mayor rentabilidad para el tratamiento T2 con 3.41, indicando un alto rendimiento

económico.

Palabras clave: Anonáceas, auxinas, callo, estacas, inducción.

ix

ABSTRACT

Soursop cultivation is currently a cost-effective alternative for the diversification of

traditional crops. The objective of this investigation was to evaluate the effect of the

application of synthetic hormones Naphthaleneacetic Acid (ANA) and Indolbutiric Acid

(AIB) as inducers of root formation from meristematic tissue. Plant material was available

from the plantations of the La Represa Experimental Farm. During the rooting process

environmental conditions were controlled by the use of a rooting chamber. The doses

evaluated were 2500, 3000, 3500 and 4000 mg / Kg of ANA and AIB in equal parts for the

treatments T1, T2, T3 and T4 respectively; plus a witness without dosage (T0). The

variables evaluated were percentage of callus formation (FC) and rooting (PE), number of

roots formed (NR), number of buds formed (NB) and length of shoots (LB). The results

obtained showed that T2 reached higher values of FC (82.5%), PE (75%), NR (2.22), NB

(2.43) and LB (2.48 cm); while for the economic analysis a greater profitability was

demonstrated for the T2 treatment with 3.41, indicating a high economic performance.

Key words: Anonáceas, auxinas, callus, stakes, induction.

x

TABLA DE CONTENIDO

Contenido……………………………………………………………………………….Pág.

Portada .................................................................................................................................... i

Declaración de autoría y cesión de derechos ......................................................................... ii

Certificación de culminación del proyecto de investigación ................................................ iii

Reporte de la herramienta de prevención de coincidencia y/o plagio académico. ............... iv

Certificado de aprobación por los miembros de tribunal ...................................................... v

Agradecimiento .................................................................................................................... vi

Dedicatoria........................................................................................................................... vii

Resumen ............................................................................................................................. viii

Abstract ................................................................................................................................. ix

Tabla de contenido................................................................................................................. x

Índice de tablas ................................................................................................................... xiii

Índice de anexos ................................................................................................................. xiv

CÓDIGO DUBLIN ............................................................................................................. xv

Introducción. .......................................................................................................................... 1

CAPÍTULO I ......................................................................................................................... 3

CONTEXTUALIZACIÓN DE LA INVESTIGACIÓN ....................................................... 3

1.1. Problema de la investigación. ..................................................................................... 4

1.1.1. Planteamiento del problema. ................................................................................... 4

1.1.2. Formulación del problema. ..................................................................................... 5

1.1.3. Sistematización del problema. ................................................................................ 5

1.2. Objetivos. .................................................................................................................... 5

1.2.1. Objetivo general. ..................................................................................................... 5

1.2.2. Objetivos específicos. ............................................................................................. 5

1.3. Justificación. ............................................................................................................... 6

CAPÍTULO II ........................................................................................................................ 7

FUNDAMENTACIÓN TEÓRICA DE LA INVESTIGACIÓN .......................................... 7

2.1. Marco conceptual. ...................................................................................................... 8

2.2. Marco referencial. ....................................................................................................... 9

2.2.1. Antecedentes investigativos. ................................................................................... 9

xi

2.2.2. Generalidades del cultivo de guanábana. .............................................................. 10

2.2.3. Taxonomía. ........................................................................................................... 11

2.2.4. Exigencias climatológicas del cultivo de guanábana. ........................................... 12

2.2.5. Carcateristicas nutricionales de la guanábana....................................................... 12

2.2.6. Métodos de propagación de la guanábana. ........................................................... 14

2.2.6.1. Propagación vegetativa o asexual. .................................................................... 14

2.2.6.1.1. Propagación in vitro. ......................................................................................... 14

2.2.6.1.2. Esquejes. ............................................................................................................ 15

2.2.6.1.3. Injertos. .............................................................................................................. 15

2.2.6.2. Reproducción sexual. ........................................................................................ 17

2.2.7. Hormonas vegetales. ............................................................................................. 17

2.2.7.1. Auxinas.............................................................................................................. 18

2.2.7.2. Uso de hormonas sintéticas en la agricultura. ................................................... 18

CAPÍTULO III .................................................................................................................... 21

METODOLOGÍA DE LA INVESTIGACIÓN. .................................................................. 21

3.1. Localización.............................................................................................................. 22

3.2. Tipo de investigación. .............................................................................................. 22

3.3. Método de investigación. .......................................................................................... 22

3.3.1. Manejo del experimento. ...................................................................................... 23

3.3.1.1. Preparación del sustrato. ................................................................................... 23

3.3.1.2. Preparación de las hormonas enraizantes. ......................................................... 23

3.3.1.3. Selección y recolección de las varetas. ............................................................. 23

3.3.1.4. Siembra.............................................................................................................. 24

3.4. Fuentes de recopilación de información. .................................................................. 24

3.4.1. Fuentes primarias. ................................................................................................. 24

3.4.2. Fuentes secundarias. ............................................................................................. 24

3.5. Diseño de la investigación. ....................................................................................... 24

3.6. Instrumentos de investigación. ................................................................................. 25

3.6.1. Porcentaje de formación de callo. ......................................................................... 25

3.6.2. Porcentaje de enraizamiento. ................................................................................ 26

3.6.3. Número de raíces formadas. ................................................................................. 26

3.6.4. Número de brotes. ................................................................................................. 26

3.6.5. Longitud de brotes. ............................................................................................... 26

3.6.6. Análisis económico. .............................................................................................. 27

xii

3.7. Tratamiento de los datos. .......................................................................................... 27

3.8. Recursos humanos y materiales. ............................................................................... 28

CAPÍTULO IV .................................................................................................................... 30

RESULTADOS Y DISCUSIÓN ......................................................................................... 30

4.1. Resultados y discusión ............................................................................................. 31

4.1.1. Porcentaje de formación de callos y enraizamiento. ............................................. 31

4.1.2. Número de raíces formadas. ................................................................................. 33

4.1.3. Formación de brotes. ............................................................................................. 35

4.1.4. Análisis económico. .............................................................................................. 37

CAPÍTULO V ..................................................................................................................... 39

CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES .................................................................. 39

5.1. Conclusiones. ............................................................................................................ 40

5.2. Recomendaciones. .................................................................................................... 41

CAPITULO VI .................................................................................................................... 42

BIBLIOGRAFÍA ................................................................................................................. 42

6.1. Referencias bibliográficas. ....................................................................................... 43

CAPÍTULO VII ................................................................................................................... 50

ANEXOS ............................................................................................................................. 50

7.1. Anexo 1: Análisis de la varianza .............................................................................. 51

7.2. Anexo 2: Evidencia fotográfica ................................................................................ 53

xiii

INDICE DE TABLAS

Tabla…………………………………………………………………………………….Pág.

Tabla 1. Clasificación taxonómica de la guanábana (Annona muricata L.) ........................ 11

Tabla 2. Valores nutricionales de la guanábana (Annona muricata L.). ............................. 13

Tabla 3. Métodos de propagación para diferentes especies de Annonas. ............................ 16

Tabla 4. Condiciones meteorológicas de la zona de estudio. .............................................. 22

Tabla 5. Tratamientos a evaluar. ......................................................................................... 25

Tabla 6. Análisis de varianza. .............................................................................................. 27

Tabla 7. Porcentaje de formación de callo. ..................................................................... 31

Tabla 8. Porcentaje de enraizamiento.............................................................................. 32

Tabla 9. Numero de raíces formadas ............................................................................... 34

Tabla 10. Número de brotes formados. ............................................................................. 35

Tabla 11. Longitud de brotes formados............................................................................. 36

Tabla 12. Costos, ingresos y relación Beneficio/Costo ..................................................... 38

xiv

INDICE DE ANEXOS

Anexo................................................................................................................................Pág.

Anexo 1: Análisis de la varianza ......................................................................................... 51

Anexo 2: Evidencia fotográfica ........................................................................................... 53

Foto1. División de los segmentos para las U.E. .................................................................. 53

Foto 2. Umbráculo de enraizamiento .................................................................................. 53

Foto 3. Llenado del sustrato ................................................................................................ 53

Foto 4. Siembra de los esquejes........................................................................................... 53

Foto 5. Colocación de las hormonas en los esquejes ........................................................... 53

Foto 6. Cámara cerrada para iniciar el proceso de enraizamiento ....................................... 53

Foto 7. Seguimiento a los esquejes a los 30 días ................................................................. 54

Foto 8. Evaluacion del enraizamiento (formacion del primordio radicular) ....................... 54

Foto 9. Presencia de raices en los esquejes ......................................................................... 54

Foto 10. Presencia de brotes en los esquejes ....................................................................... 54

Foto 11. Desarrollo radicular ............................................................................................... 54

Foto 12. Raices formadas .................................................................................................... 54

Foto 13. Formación de raices .............................................................................................. 55

Foto 14. Formacion de raices .............................................................................................. 55

xv

CÓDIGO DUBLIN

Título:

“Enraizamiento de esquejes de guanábana (Annona muricata Linn.)

mediante la aplicación de ácido naftalenacético (ANA) y ácido

indolbutírico (AIB)”

Autor: Mariana Katherine López Loor

Palabras clave: Anonáceas, auxinas, callo, estacas, inducción.

Fecha publicación:

Editorial: Quevedo: UTEQ, 2018

Resumen: Resumen: El cultivo de guanábana se presenta en la actualidad

como una alternativa rentable para la diversificación de los cultivos

tradicionales. El objetivo de esta investigación fue evaluar el efecto

de la aplicación de hormonas sintéticas Ácido Naftalenacético

(ANA) y Ácido Indolbutírico (AIB) como inductores de formación

de raíces a partir de tejido meristemático. Se dispuso de material

vegetal de las plantaciones de la Finca Experimental La Represa.

Durante el proceso de enraizamiento se controlaron las condiciones

ambientales mediante el empleo de una cámara enraizadora. Las

dosis evaluadas fueron de 2500, 3000, 3500 y 4000 mg/Kg de ANA

y AIB en partes iguales para los tratamientos T1, T2, T3 y T4

respectivamente; más un testigo sin dosificación (T0). Las variables

evaluadas fueron porcentaje de formación de callo (FC) y

enraizamiento (PE), número de raíces formadas (NR), numero de

brotes formados (NB) y longitud de brotes (LB). Los resultados

obtenidos demostraron que T2 alcanzo mayores valores de FC

(82.5%), PE (75%), NR (2.22), NB (2.43) y LB (2.48 cm); mientras

que para el análisis económico se demostró una mayor rentabilidad

para el tratamiento T2 con 3.41, indicando un alto rendimiento

económico.

Abstract: Soursop cultivation is currently a cost-effective

alternative for the diversification of traditional crops, whose yield

has been reduced due to variable causes such as pests, diseases or

price fluctuations in the local or external market. The propagation

method most used in this crop is clonal through the use of grafts,

xvi

however, the percentage of capture is still low, which is why it is

intended to evaluate other methodologies of vegetative propagation

as the rooting of cuttings. This species has a recalcitrant

characteristic of its axillary buds, which is why rooting can be

affected in a natural way, for this reason the evaluation of synthetic

hormones (ANA and AIB) as root formation inducers from

meristematic tissue has been proposed. The doses evaluated were

2500, 3000, 3500 and 4000 mg / Kg of ANA and AIB in equal parts

for the treatments T1, T2, T3 and T4 respectively; plus a witness

without dosage (T0). The variables evaluated were percentage of

callus formation (FC) and rooting (PE), number of roots formed

(NR), number of buds formed (NB) and length of shoots (LB). The

results obtained showed that T2 reached higher values of FC

(82.5%), PE (75%), NR (2.22), NB (2.43) and LB (2.48 cm); while

for the economic analysis a greater profitability was demonstrated

for the T2 treatment with 3.41, indicating a high economic

performance.

Descripción: hojas + CD ROM

URI

Introducción.

La guanábana (Annona muricata) es una fruta originaria de América del Sur, donde el

Ecuador presenta las condiciones idóneas para cultivar la mejor fruta del mundo, puesto

que su sabor y fragancias únicas la han hecho preferidas a nivel internacional y es

consumida directamente o preparadas en jugos, mermeladas, yogures y otros productos;

hoy todos los elementos de la planta (pulpa, semilla y hojas) se utilizan con fines

medicinales y preventivos en el mundo. Los diversos estudios científicos afirman que el

consumo de esta planta brinda beneficios al organismo humano, con su alto nivel de

propiedades medicinales y nutricionales (1).

Las condiciones climáticas y la calidad de la fruta abren un mercado gigantesco para los

productores del país, sin embargo, esto representa conocer la parte técnica y empresarial,

permitiendo además mejorar las condiciones de vida de los agricultores elevando la calidad

y sistemas de cultivo de la planta, garantizando una rápida recuperación de la inversión e

ingresos superiores a cualquier otro cultivo (1).

México es principal productor de la guanábana en el mundo con una oferta de 19 mil 841

toneladas al año y un valor comercial de alrededor de 104 millones de pesos; actualmente,

se exporta su pulpa a Estados Unidos (2). De acuerdo con cifras del Banco Central del

Ecuador (BCE), en el 2007 se exportaron 0.12 toneladas de la fruta; en el 2015, la cifra

subió a 5.31 toneladas; mientras que en el 2009 la cifra bajó, siendo a partir de ese año que

se da la iniciativa de los productores de Esmeraldas para que garantice el mercado para

producir más con fines de exportación. Esta fruta se cosecha principalmente en las

provincias de Guayas y Santa Elena, en donde se calcula que ahora existen unas 120

hectáreas (ha) sembradas (3).

La forma de reproducción más usada en este cultivo es por semillas, aunque se propaga

también por acodo e injerto, para lo cual las semillas deben provenir de árboles sanos, no

muy altos (5m máximo), de producción precoz y buena; los frutos deben estar sanos y

tener pulpa blanca, blanda, jugosa y con pocas semillas (4).

2

Si la multiplicación se realiza por injertos, el de púas lateral permite lograr los mejores

rendimientos; el injerto se hace sobre un patrón de la misma variedad o de variedades

resistentes a enfermedades como Montana, Mc Fad, o una variedad rústica y resistente.

Para lograr aún mejores producciones, otra técnica es la polinización artificial, la cual se

consigue sacudiendo las flores con polen sobre las que se desea polinizar o colectando

polen y aplicándolo con un pincel sobre los estigmas de las flores receptoras (4).

Algunos estudios han especulado con sus posibles efectos en la cura contra el cáncer que

esta fruta posee, puesto que, si bien se ha observado una acción citotóxica de algunos

principios activos de la guanábana sobre las células cancerígenas, estos resultados sólo han

sido comprobados laboratorio (5).

CAPÍTULO I

CONTEXTUALIZACIÓN DE LA INVESTIGACIÓN

4

1.1. Problema de la investigación.

1.1.1. Planteamiento del problema.

En Ecuador la guanábana se presenta como un cultivo no tradicional que se proyecta como

una alternativa a los cultivos tradicionales que por distintas causas no satisfacen las

expectativas de los productores agrícolas. Este cultivo se presenta como una atractiva

opción para diversificar los sistemas tradicionales además de ser una alternativa rentable de

fácil manejo y de producción perenne.

El método de propagación asexual más empleado en este cultivo es mediante injerto, y una

de las principales limitantes es el bajo porcentaje de plantas obtenidas mediante

injertación, por lo que es necesario identificar alternativas de propagación que permitan

aprovechar un mayor porcentaje del material vegetativo con potencial genético y una de

estas técnicas es la realización de la práctica del enraizamiento.

Diagnóstico.

La escaza existencia de información técnica respecto a selección de material genético

productivo de guanábana, además de seleccionar la concentración idónea de hormonas

enraizadoras empleadas para la multiplicación vegetativa de esquejes idóneos, previamente

seleccionados de plantas élite, constituyendo una oportunidad para resolver no sólo

problema de la viabilidad productiva de las plantas de guanábana, sino que también

permitan mejorar la diversificación de los cultivos y economía familiar de los viveristas y

productores del sector.

Pronóstico.

El cultivo de guanábana es una alternativa económicamente rentable a los cultivos

tradicionales y la realización de la presente investigación constituiría una opción para

generar información técnica acerca de la metodología de propagación vegetativa mediante

el uso de hormonas enraizadoras de este cultivo en la zona de la provincia de Los Ríos.

5

1.1.2. Formulación del problema.

El problema se desarrolla en torno a la obtención de plantas de guanábana de forma más

acelerada, tomando en cuenta su potencial genético y productivo, razón por la cual se

plantean las siguientes interrogantes:

¿El uso de hormonas sintéticas ácido naftalenacético (ANA) y ácido indolbutírico (AIB)

permitirá el enraizamiento de esquejes de guanábana (Annona muricata)?

1.1.3. Sistematización del problema.

¿Las hormonas sintéticas Acido Naftalenacético (ANA) y Acido Indolbutírico (AIB)

mejorarían el porcentaje de enraizamiento de esquejes de guanábana (Annona muricata)?

¿Cuál es la concentración óptima de hormonas para el enraizamiento de esquejes de

guanábana (Annona muricata)?

¿El empleo de las hormonas enraizadoras Acido Naftalenacético (ANA) y Acido

Indolbutírico (AIB) permitirán alcanzar una rentabilidad aceptable en el cultivo de

guanábana (Annona muricata)?

1.2. Objetivos.

1.2.1. Objetivo general.

Evaluar la capacidad rizogénica en esquejes de guanábana (Annona muricata) gracias a la

aplicación de hormonas sintéticas Ácido naftalenacético (ANA) y Ácido indolbutírico

(AIB) en la zona Quevedo.

1.2.2. Objetivos específicos.

❖ Establecer la producción de raíces obtenidas mediante el empleo de Ácido

Naftalenacético (ANA) y Acido Indolbutírico (AIB) en esquejes de guanábana.

6

❖ Determinar la concentración óptima de las hormonas para el enraizamiento de esquejes

de guanábana.

❖ Estimar los costos de producción al emplear hormonas enraizantes en este cultivo.

1.3. Justificación.

Ante la gran demanda de plantas de guanábana que existe en la actualidad, es necesario

implementar nuevas formas de propagación asexual que garanticen la pureza del material

genético para el establecimiento de nuevas plantaciones tecnificadas. Con este propósito, la

presente investigación pretende establecer el efecto que tuvo el proceso de propagación

asexual (esquejes) mediante el empleo de hormonas enraizantes que contribuyan al

conocimiento de la efectividad de esta técnica de reproducción en este cultivo de gran

importancia socioeconómica debido a sus características organolépticas, valor alimenticio,

rusticidad y productividad, además de que muy recientemente se ha demostrado su valor

medicinal en el tratamiento del cáncer.

Internacionalmente existe una creciente demanda de esta fruta, sobre todo en el mercado

exterior, además los precios excelentes que permiten obtener una alta rentabilidad hacen de

este cultivo una opción muy atractiva, por lo que resulta importante ofrecer a los

productores y viveristas de la zona nuevas metodologías que contribuyan a la rápida

obtención de plantas para el cultivo, permitiendo obtener material vegetativo propio y

considerando además bajar los costos de producción y mantenimiento en menor tiempo en

comparación las plantas obtenidas mediante injertos.

CAPÍTULO II

FUNDAMENTACIÓN TEÓRICA DE LA INVESTIGACIÓN

2.1. Marco conceptual.

❖ Propagación vegetativa o asexual. - Consiste en la producción a escala de plantas a

partir de segmentos vegetales de una planta matriz o madre con el fin de que las plantas

resultantes posean las mismas características deseables de la planta progenitora. Las

estructuras para la multiplicación asexual son las yemas axilares, las cuales deben

poseer potencial para la generación de hojas, tallos y raíces (6).

❖ Esquejes. - Puede considerarse como el tallo, rama, brote o parte de una planta que se

emplea para injértalo en otra o para plantarlo en el suelo con el fin de que se pueda

generar otra planta con las mismas características de la planta proveedora (7).

❖ Auxinas. – Son hormonas de origen vegetal que intervienen en el metabolismo de la

planta y en funciones importantes como el elongamiento del tallo, la rizogenesis, la

inhibición de yemas laterales, la abscisión de las hojas, flores y frutos. Estas hormonas

son las responsables de que exista un alto porcentaje de estacas que formen raíces y

mejoren la uniformidad del enraizamiento durante una propagación vegetativa por

enraizamiento de estacas (8).

❖ Ácido naftalenacético. – Es un compuesto orgánico de propiedades hormonales

perteneciente a la familia de las auxinas que tiene usos diversos en las ciencias

agrícolas, entre los cuales sobresalen su utilización como agente de enraizamiento de

estacas, como inductor de raíces en explantos bajo condiciones de asepsia (cultivo de

tejidos vegetales in vitro), y como raleador químico de frutos (9).

❖ Ácido indolbutírico. - Es un fitorregulador auxínico sintético de crecimiento vegetal

comúnmente utilizado por su estabilidad, ya que es muy resistente a la oxidación por la

luz, enzimas u otros agentes para facilitar el enraizamiento de estacas de especies

hortícolas y frutales (10).

9

2.2. Marco referencial.

2.2.1. Antecedentes investigativos.

La investigación se centra en la propagación vegetativa de la guanábana mediante la

técnica de enraizamiento por esqueje con el empleo de hormonas enraizantes y como

referencia al tema propuesto existen diferentes investigaciones que avalan la capacidad de

esta especie para generar nuevos individuos de manera clonal.

En una investigación se estudió el comportamiento de especies de la familia Anonaceae

como la guanábana (Annona muricata Linn), la anona colorada (A. reticulata L), la

guanábana del Chocó (A. montana Mac) y la anona blanca (A. squamosa L) como patrones

para injertar guanábano, comparándose cinco tipos de injertos: parche, púa terminal,

empalme de costado, escudete de T invertida e injerto de doble yema. Los mayores

porcentajes de prendimiento se lograron con los injertos de parche en guanábano (82.5%),

los de empalme de costado en guanábano (47.5%), los de parche en guanábana del Chocó

(47.5%) y los de empalme de costado en anona colorada (35.0%). La guanábana del Chocó

presentó los brotes más largos en los injertos de parches y empalme de costado seguida por

la guanábana y la anona colorada (11).

En otras investigaciones el objetivo fue identificar la mejor posición de las ramas a

emplear como esquejes para reproducción asexual tomadas de una planta matriz de

guanábana cultivar "Gigante de las Ala”, además de la concentración del ácido

indolbutírico (AIB) que mejor estimula el enraizamiento de estas estacas, para lo cual se

realizó un experimento en diseño completamente al azar con tres repeticiones, en esquema

factorial 5x3, constituido por cinco concentraciones del AIB (0, 1000, 2000, 3000 y 4000

ppm) y tres tipos de estacas (apical, subapical y media). Las estacas se evaluaron por 60

días en cámara de nebulización. Los resultados demostraron que las estacas presentaron

enraizamiento, el mismo que fue incrementado con el empleo de AIB, estimándose que la

concentración idónea fue de 2887 ppm. El porcentaje de enraizamiento de las estacas fue

de 90.1 %, mostrando la viabilidad técnica para la producción plántulas (12).

10

2.2.2. Generalidades del cultivo de guanábana.

La guanábana (Annona muricata) es una planta originaria del neotrópico, perteneciente a la

familia de las Anonáceas, la cual está ampliamente distribuida en la región tropical. Es una

especie muy apetecida por su excelente sabor y por sus beneficios como fuente de fibra,

calcio, fosforo y vitamina C, además de poseer propiedades medicinales y sustancias

anticancerígenas como las acetogerinas (13), y mostrando también bioactividades en

especial la insecticida (14).

Es un arbusto que alcanza entre 5 - 9 m de altura, de madera y hojas suaves, perennes, de 6

a 20 cm de largo y de 2 a 7 cm de ancho, de forma oblonga o elíptica y de mal olor; posee

flores que son pequeñas con un tamaño que va desde los 4.5 cm de longitud y emergen en

cualquier lugar del tallo o ramas; crece bien en alturas inferiores a los 1000 msnm., en

zonas de clima cálido y seco con temperaturas medias de 25 a 28ºC, con una precipitación

anual de más de 1000 mm y una estación seca marcada. No es exigente en cuanto a suelos,

pero es sensible a la asfixia (15).

La guanábana tiende a florecer y fructificar en forma más o menos continua. La

fructificación de árboles provenientes de semilla se inicia entre los tres y cinco años y en

los árboles injertados, entre los veinte y veinticuatro meses, no obstante, la producción de

los árboles es generalmente baja debido a las características propias de las flores que

dificultan la polinización y al ataque de plagas y enfermedades, a pesar de esto el

rendimiento fluctúa entre veinticuatro y sesenta y cuatro frutos por árbol, con pesos que

van de 0.25 kg a 5 kg por fruto (16).

El fruto es una baya múltiple asimétrica, elipsoidal u ovoide y llega a medir entre 14 - 40

cm de largo y 12-18 cm de diámetro; su cáscara es delgada y coriácea de color verde

oscuro brillante, la misma que se torna un poco amarillenta al madurar y está recubierto de

espinas suaves. La pulpa es blanca, cremosa, jugosa, semi ácida, fibrosa y muy aromática.

Las semillas son numerosas, ovoides, comprimidas dorsalmente y pardo oscuro brillante

(17).

11

Las acetogeninas de las anonáceas son sustancias cerosas que resultan de la combinación

de ácidos grasos de cadena larga con una unidad de 2-propanol para formar una lactona;

mientras que otro de los componentes es la citotoxina que buscaría y destruiría cualquier

tipo de células cancerígenas manteniendo intactas las células buenas. Estas acetogeninas

exhiben su potente bioactividad por medio de agotamiento de niveles de ATP (vía

inhibición del complejo I de la mitocondria) inhibiendo el NADH (oxidasa de las

membranas del plasma de células tumorales) de este modo agotan los mecanismos de

resistencia de transmisión de ATP (18).

2.2.3. Taxonomía.

El guanábano (Annona muricata L.) es una planta frutícola perteneciente a la familia de las

Anonáceas. Las especies de esta familia son originarias de América Tropical, ubicándose

el centro de origen de la guanábana en Colombia o Brasil. Esta especie se encuentra

dispersa tanto en forma silvestre, como cultivada en las Antillas, el Sur de México, Brasil,

y las Islas del Pacífico; también, es cultivada en el Sur de Florida, Sureste de China hasta

Australia y tierras bajas y calientes del Este y Oeste del África (19).

En la siguiente tabla se presenta la clasificación taxonómica de la guanábana.

Tabla 1. Clasificación taxonómica de la guanábana (Annona muricata L.)

Categoría Taxón

Reino Plantae

Subreino Embryophyta

División Spermatophyta

Subdivisión Angiosperma

Clase Dicotiledónea

Subclase Archylamudeae

Orden Ranales

Familia Annonaceae

Género Annona

Especie muricata

Fuente: (16).

12

La familia Annonaceae comprende cerca de 2 500 especies agrupadas entre 130 y 140

géneros constituidos por árboles y arbustos, distribuidos en las regiones tropicales de

América, Asia, y Madagascar. Dentro de esta familia existen géneros que se caracterizan

por el interés económico de sus frutos, tal es el caso del género Annona, que consta de

aproximadamente 120 especies, de las que unas 20 se cultivan por dicho interés; citando

las especies más cultivadas se encuentran la Annona cherimola Miller, A squamosa, A

muricata y A reticulata, originarias de Sur o Meso-América, y ya desde 1982 se da inicio a

la investigación de las especies de este género, por el gran potencial biológico (20).

2.2.4. Exigencias climatológicas del cultivo de guanábana.

El cultivo de guanábana se desarrolla sin inconveniente en altitudes inferiores a 1.000

m.s.n.m, dentro de un clima cálido y seco, con variaciones de temperatura comprendidas

entre los 25ºC a 28ºC, sin embargo, cuando se presentan heladas o descensos súbitos de

temperatura por debajo de los 12 ºC, llega a sufrir defoliación, muerte de ramas jóvenes y

daños fisiológicos sobre la floración y fructificación (21).

En la etapa adulta, los árboles de guanabana toleran la sequía; sin embargo, las condiciones

ideales deben bordear precipitaciones de 800 a 1000 mm al año con una estación seca

definida. En cuanto al suelo, este cultivo no es muy exigente, no obstante los suelos

profundos, con buen drenaje y fertilidad son los ideales para este cultivo (21).

2.2.5. Carcateristicas nutricionales de la guanábana.

La composicion nutrcional del fruto de la guanábana es principalmente es agua, con un alto

valor calórico por la presencia de hidratos de carbono, aporte de minerales como el calcio,

fósforo, hierro, vitamina C y provitamina A (22).

La calidad de la guanábana está condicionada por sus características externas que

dependen de la variedad, forma, tamaño y grado de maduración del fruto; además de sus

características internas que están determinadas por el contenido de azúcares, vitaminas,

carbohidratos, aminoácidos, minerales y las características apreciadas por los sentidos

como lo es el olor, sabor, color y textura de la pulpa (23).

13

Conocer el cultivo de la guanábana, en lo que refiere al tipo de material sembrado, forma

de propagación utilizada y el plan de fertilización empleado, permiten establecer los

factores que influyen directamente en la calidad de los frutos obtenidos (24).

El contenido nutricional de la guanábana como fruta fresca se presenta en la siguiente

tabla.

Tabla 2. Valores nutricionales de la guanábana (Annona muricata L.).

Descripción Valores*

Agua 82.2 g

Energía 57 calorías

Lípidos 0.7 g

Proteína 0.9 g

Carbohidratos 16.3 g

Fibra 0.79 g

Calcio 10.3 mg

Fósforo 27.7 mg

Sodio 18 mg

Hierro 0.64 mg

Ceniza 0.6 g

Vitamina A 20 mg

Vitamina B 0.07 mg

Vitamina C 206 mg

Niacina 0.9 mg

Tiamina 0.11 mg

Riboflavina 0.05 mg

* Valores estimados en base a 100 g de fruta fresca.

Fuente: (15) (25).

Elaboración: Autora.

En lo que respecta a la forma de propagación de esta especie, se ha recomendado el empleo

de injertos, puesto que preserva las cualidades genéticas del material madre y prolonga la

vida útil de las plantas, esto comparado al caso de la propagación por vía sexual, la cual

origina poblaciones heterogéneas con alta variabilidad en cuanto a su capacidad

14

productiva, la forma y el tamaño del fruto, el rendimiento y el nivel de tolerancia a

enfermedades (24).

2.2.6. Métodos de propagación de la guanábana.

2.2.6.1. Propagación vegetativa o asexual.

Algunas de las propiedades de las plantas pueden ser mejoradas mediante la selección de

características óptimas, tanto en lo que respecta a su tolerancia a condiciones desfavorables

del suelo o del clima, como a aspectos relacionados con su productividad, por ejemplo,

velocidad de crecimiento, producción de follaje y calidad de los frutos. Estas técnicas son

bien conocidas y han sido aplicadas a numerosas especies., las más utilizadas en las plantas

anuales son los métodos de multiplicación vegetativa, que permiten obtener individuos a

partir de segmentos vegetales de plantas donadoras con potencial para regenerarse (26).

2.2.6.1.1. Propagación in vitro.

Existen dificultades para la propagación vegetativa de la guanábana, en especial la

propagación in vitro, puesto que se ha reportado que las yemas de los arboles adultos de

guanábana presentan cambios progresivos como la pérdida de la capacidad morfogénica y

su totipotencionalidad, así como también en su capacidad de crecimiento, floración y su

carga hormonal. El tejido vegetal de las plantas jóvenes tiene un mayor potencial para

generar órganos y plantas (13).

El desarrollo de estas especies de reciente interés comercial debe cimentarse en una base

genética amplia, en base a la alta variabilidad genética, donde la cantidad de especies

disponibles para procesos selectivos es limitada y, por lo tanto, resulta necesario establecer

una colección representativa de la riqueza genética de estas especies en el país. El conjunto

de accesiones obtenidas debe privilegiar materiales locales de agricultor, las cuales poseen

amplia diversidad, aspecto que debe categorizarse en sus atributos, para promover su

utilización sostenible (27).

15

2.2.6.1.2. Esquejes.

La propagación asexual por estacas o esquejes es uno de los métodos de reproducción

clonal más simples y rápidos de propagación vegetativa, en el cual es posible regenerar un

nuevo individuo a partir de segmentos (material vegetativo) de otra planta. Este método ha

demostrado ser eficiente al momento de propagar especies frutales de la familia Anonaceae

tales como la Annona cherimola Mill y Annona squamosa L., sin embargo, a pesar de sus

ventajas, la reproducción por varetas necesita algunos cuidados como la definición correcta

de la rama a ser recolectada y la posición de la estaca en la rama (12).

El enraizamiento de esquejes presenta ventajas como una rápida formación de brotes, los

cuales formaran futuras ramas, por lo tanto, las especies vegetales que pueden propagarse

mediante esquejes permiten obtener varias plantas a partir de pocas plantas madres que se

reproducen exactamente sin variabilidad genética. Por lo general los esquejes presentan

como características una longitud de 35 cm proveniente de tallos sanos y vigorosos de

buenas características, con diámetros en promedio de 1cm y estar provista de tres a cuatro

yemas activas (28).

La producción y calidad del producto a cosechar de una plantación depende de la calidad

del material de siembra. Las plantas propagadas sexualmente muestran variabilidad en su

crecimiento y producción en campo, es por esto que se considera como alternativa la

propagación vegetativa (29).

2.2.6.1.3. Injertos.

Injertar es el arte de unir dos segmentos de un vegetal de tal forma que estos puedan unirse,

y posteriormente desarrollarse hasta formar un nuevo individuo; por lo que, el injerto

consta de dos partes o porciones, una que constituye el sistema radicular de la planta

llamada porta injerto o patrón, y la parte superior o injerto, que va a constituir el árbol que

se desea propagar, la misma que debe tener compatibilidad con el patrón (30).

El empleo de este método de propagación asexual está justificado solo si la planta que se

desea clonar es de alta productividad, puesto que se demuestra que el árbol de guanábana

injertado difícilmente será más precoz que el árbol obtenido por semilla. La mayoría de

16

investigadores concuerdan que el método de injerto para esta especie que mejores

rendimientos en cuento a plantas obtenidas ha alcanzado es el enchapado lateral (31).

Tabla 3. Métodos de propagación vegetativa y por semilla, recomendaciones comerciales

y viabilidad para diferentes especies de Annonas.

Método Anonáceas

Chirimoya Custar Apple Guanábana Sugar Apple

Semillero Altamente

variable

Variable Uniforme Baja

Variabilidad

Comercial

(Semillero)

No

recomendada

Como rizomas Elevado;

incluso rizoma

Regular a

bueno

Estacas de

tallos y ramas

<25% Desconocido Exitoso Solo algunos

Cultivares

Acodo Desconocido Desconocido Desconocido Alto, con

técnica

modificada

Injerto >70% >70% >80% >70%

Micropropagación Exitoso Desconocido Exitoso Desconocido

Fuente: (21)

Para seleccionar el material vegetal a injertar debe tenerse en cuenta que las ramas deben

ser jóvenes mayores a un año, ubicadas en la parte baja del árbol y de consistencia

semileñosa, con el fin de alcanzar prendimientos de hasta 90%. El autor recomienda

preparar las ramas con anterioridad cortando las hojas 20 días antes para forzar la savia y

vigorizar las yemas (31).

El injerto debe realizarse entre los 5 a 8 meses de crecimiento de la plántula porta injerto

en el vivero, adicionalmente, un mes antes de la realización del injerto es recomendable la

fertilización edáfica del patrón con fertilizante NPK en formula 10-30-10 en dosis de 5

gramos por planta. Una vez realizado el injerto se debe proporcionar a la planta los

cuidados necesarios como el caso de un suministro permanente de agua y eliminar los

brotes que se generen en el patrón, los cuales deben ser cortados de arriba hacia abajo hasta

el nivel del injerto. De 3 a 4 meses deben permanecer las plantas en vivero hasta que estén

aptas para la siembra en suelo definitivo (32).

17

2.2.6.2. Reproducción sexual.

En diversos géneros y especies de la familia Annonaceae se ha reportado la presencia de

latencia morfológica y morfofisiológica de la semilla; la primera ocurre en las semillas con

embriones rudimentarios y laminares, en las cuales la mayoría de la simiente está ocupada

por el endosperma mientras que el embrión corresponde aproximadamente a un 1% del

volumen de la unidad de propagación sexual, presentando diferenciación sin estar latentes

y simplemente necesitan tiempo para crecer y germinar (27).

En el segundo caso mencionado, adicionalmente al embrión rudimentario, un mecanismo

fisiológico inhibe la germinación de la semilla, por lo cual hay que emplear protocolos de

estratificación, los que, en algunos casos, pueden remplazarse por aplicación de ácido

giberélico. Dentro de este contexto, se ha reportado latencia morfológica en especies de la

familia Annonaceae de los géneros Cyathocalix, Rollinia y Annona (A. squamosa y A.

cracifolia) y morfofisiológica en taxa de los géneros Goniothalamus, Mitrephora,

Monocarpia, Paeaunthus, Polyanthia, Xylopia, Unonopsis y Annona, específicamente en

A. coriaceae y A. spraguei; de la misma manera, se ha encontrado latencia fisiológica y

embriones inmaduros en Annona crasiflora (27).

2.2.7. Hormonas vegetales.

Las hormonas vegetales son compuestos sintetizados por la planta que regulan muchos

procesos tales como: crecimiento, desarrollo y metabolismo. Se clasifican en auxinas,

giberelinas, citoquininas, etileno, ácido abscísico, brasinosteroides y jazmonatos. Las

auxinas estimulan la maduración de frutos y la floración; las citoquininas influencian la

división celular, alargamiento de órganos y formación de estróbilos; mientras que las

giberelinas incrementan el crecimiento de tallos, inducen brotación de brotes y promueven

el desarrollo de frutos y estróbilos (33).

Los compuestos hormonales son fabricados determinados sitios de la planta, donde

posteriormente se trasladan a otro órgano de la misma donde actúan en concentraciones

bajas regulando funciones importantes como el crecimiento, desarrollo y metabolismo del

vegetal (34).

18

2.2.7.1. Auxinas.

Las auxinas corresponden un grupo de fitohormonas que tienen como función el

regulamiento del crecimiento vegetal, provocando la elongación de las células. Estas

hormonas se sintetizan en las regiones meristemáticas del ápice de los tallos y ramas, y

desde allí se desplazan hacia otras partes de la planta, mayormente en la base,

estableciéndose así un gradiente de concentración. Este flujo hormonal se realiza mediante

el parénquima que rodea a los haces vasculares. Las auxinas también tienen efecto sobre el

crecimiento del tallo y de la raíz, en el proceso de inhibición de las yemas laterales, la

abscisión o caída de las hojas y de los frutos maduros, así como en muchas otras

actividades fisiológicas vegetales (35).

El efecto de las auxinas en el tejido vegetal depende de la concentración presente de la

auxina en el tejido, así como de otras hormonas; uno de estos efectos es la inducción del

tejido calloso, alterando la fisiología programada genéticamente de los tejidos de toda

planta. Las células que responden a las auxinas se vuelven a un estado indiferenciado y

empiezan a dividirse. La auxina más utilizada en los cultivos para la formación de tejido

calloso es el 2.4D, sin embargo, puesto que los cultivos que se originan en 2.4D se vuelven

genéticamente variables, varios investigadores prefieren usar ANA o AIA (36).

2.2.7.2. Uso de hormonas sintéticas en la agricultura.

Sin número de variedades de árboles frutales se cultivan injertados sobre diferentes

portainjertos que demuestran características particulares para la adaptación a las

propiedades físico-químicas de los distintos tipos de suelos y la resistencia a los patógenos

presentes en los mismos; siendo la mayoría de estos obtenidos mediante germinación de

semillas, no obstante, un gran número de estos se obtienen por enraizamiento a partir de

estaquillas con distinto grado de lignificación. La obtención de estas plantas a partir de

material vegetal requiere por lo general, de procedimientos de cultivo in vitro los cuales

requieren la presencia de determinados niveles de auxinas y citoquininas sintéticas (37).

19

En muchas plantas el enraizamiento es un proceso espontáneo, mientras que, en las

especies recalcitrantes se ha comprobado que la aplicación de ácido indolacético (AIA) y

las auxinas sintéticas ácido indolbutírico (AIB) y ácido naftalenacético (ANA) estimulan el

enraizamiento (38).

El compuesto natural que se acepta como auxina es el AIA, aunque también se consideran

como auxinas naturales el ácido fenilacético, algunos cloro-indoles y, recientemente, el

AIB. Esta última se pensó en un principio que era sólo una auxina sintética activa, pero se

ha observado que se genera en hojas de maíz y en varias dicotiledóneas, por lo que estará

muy difundida en el reino vegetal. El AIA es químicamente similar al aminoácido

triptofano, por lo que durante muchos años se ha considerado a este aminoácido el

precursor de la síntesis del AIA. Actualmente se acepta que el AIA puede sintetizarse

también a partir de un precursor del triptófano (38).

2.2.8. Fisiología del enraizamiento.

Numerosos factores anatómicos fisiológicos y ambientales afectan el enraizamiento de

estacas, todos ellos deben ser optimizados para un enraizamiento exitoso; sin embargo, la

minimización del estrés hídrico en las estacas es considerado como punto fundamental en

el proceso. El efecto inmediato del estrés hídrico es el cierre de los estomas, lo que a su vez

restringe la fotosíntesis y la producción consecuente de carbohidratos, el crecimiento y la

división celular y la translocación de metabolitos a los primordios en desarrollo. Resulta

probable que el estrés hídrico reduce el suministro de cofactores, los cuales sinergizan con

las auxinas en la formación de raíces adventicias (39).

La calidad intrínseca de los tallos y todo tratamiento que mejore la capacidad de

enraizamiento y el potencial de brotación, contribuye al mejoramiento del cultivo, puesto

que, el enraizamiento es determinante en el rendimiento que condiciona el éxito de la

plantación y el logro de un adecuado número de plantas. Las estacas obtenidas de los tallos

son seleccionadas apropiadamente a partir de plantas madres maduras y sanas (40).

20

Existen factores que afectan considerablemente el proceso de multiplicación vegetativa que

pueden ser de característica genética, fisiológica o externa a la planta. El factor más

importante es la aptitud natural de enraizar, la cual varía según la especie y constituye un

valor hereditario que es muy diferente entre una especie a otra y aun entre individuos de la

misma especie. La edad del árbol padre es otro factor muy importante para el

enraizamiento de las estacas, puesto que existe una relación inversa entre la edad del árbol

y el porcentaje de enraizamiento, puesto que a medida que la edad aumenta el

enraizamiento disminuye (41).

A pesar de que en muchas especies vegetales se presentan naturalmente mecanismos de

reproducción vegetativa, es posible que mediante intervención humana se hagan más

eficientes y se generen nuevos tipos de multiplicación. El éxito de la propagación

vegetativa depende de muchos factores como, por ejemplo, el tipo de especie que se quiere

reproducir, el método de reproducción vegetativa que se emplee, las características

fisiológicas del material a multiplicar, el genotipo empleado y la metodología de manejo

utilizada durante el proceso de propagación (42).

El proceso rizogénesis puede dividirse en cuatro etapas: Primero la diferenciación de las

células cercanas al anillo del tejido vascular, frecuentemente en células del parénquima

cercana al xilema y floema inmaduro o secundario; Segundo, la formación de células

iniciales en las nuevas áreas meristemáticas; Tercero, la organización de las células en los

primordios radicales y por ultimo crecimiento y emergencia. Los requerimientos para la

formación de las raíces están regulados por factores genéticos y el estado fisiológico de la

planta, mientras que la elongación de las raíces es más sensible a factores ambientales (43).

CAPÍTULO III

METODOLOGÍA DE LA INVESTIGACIÓN

22

3.1. Localización.

La presente investigación se llevó a cabo en el Campus Experimental “La María”

propiedad de la Facultad de Ciencias Pecuarias de la Universidad Técnica Estatal de

Quevedo (UTEQ), localizada en el Km 7.5 de la vía Quevedo – El Empalme. Las

condiciones agro meteorológicas de la zona de estudio se presentan en la siguiente tabla.

Tabla 4. Condiciones meteorológicas de la zona de estudio.

Parámetros Valores medios

Temperatura (°C) 25.3

Humedad Relativa (%) 82.0

Heliofanía (horas luz/año) 1041.1

Precipitación (mm/año) 3229.3

Zona ecológica Bosque Húmedo Tropical bh-T

Fuente: (44).

3.2. Tipo de investigación.

La presente investigación fue de tipo experimental exploratoria, en la misma se busca el

enraizamiento de esquejes de guanábana (Annona muricata L.) mediante el empleo de

ácido naftalenacético (ANA) y ácido indolbutírico (AIB) como hormonas enraizantes a

diferentes concentraciones.

3.3. Método de investigación.

Los métodos que fueron empleados se basaron en la observación directa de los fenómenos

ocurridos durante el ensayo, empleándose el método deductivo partiendo desde una

problemática general y logrando los objetivos propuestos al inicio del presente estudio.

Se empleó el método analítico y estadístico, partiendo de los datos recopilados durante la

investigación de campo y posteriormente someterlos a análisis estadístico, lo que permitió

obtener información precisa sobre el enraizamiento de esquejes de guanábana (Annona

muricata L.) empleando hormonas enraizadoras.

23

3.3.1. Manejo del experimento.

3.3.1.1. Preparación del sustrato.

La preparación del sustrato se realizó en base a una mezcla de arena de río y ceniza,

mezcladas en proporciones iguales (1:1), posteriormente este sustrato fue desinfectado con

solución fungicida Vitavax al 5% y llenado en la cámara de enraizamiento.

3.3.1.2. Preparación de las hormonas enraizantes.

La preparación de las hormonas consistió en pesar 20 g de talco y medir las cantidades de

las diferentes concentraciones hormonales, las cuales fueron 0.05, 0.06, 0.07 y 0.08 ml de

Naphthalene acetic acid extra pure (ANA) y 0.05, 0.06, 0.07 y 0.08 ml de Indole-3-butyric

acid (AIB) para los tratamientos T1, T2, T3 y T4 respectivamente; posteriormente estas se

diluyeron en un vaso de precipitación al cual se le agregó alcohol y se mezcló con la ayuda

de una espátula hasta lograr formar una masa consistente. Se combinaron las hormonas

para los respectivos tratamientos, las cuales una vez mezcladas, se envasaron y se ubicaron

en un lugar provisto de luz solar para asegurar su deshidratación. El tiempo que

permanecieron las hormonas allí fue por un lapso de 24 horas (45).

3.3.1.3. Selección y recolección de las varetas.

Las plantas madres que se seleccionaron como donadoras de las varetas fueron extraídas de

la Finca Experimental “La Represa” propiedad de la UTEQ, las cuales presentaron buenas

condiciones sanitarias y nutricionales. El estado fisiológico de las plantas fue de pleno

crecimiento vegetativo y las varetas se cortaron con una tijera de podar aérea la cual fue

desinfectada con alcohol después de realizar cada corte para evitar una contaminación

cruzada. Las ramas seleccionadas presentaron 30 cm de longitud aproximadamente y entre

6-8 mm de diámetro, estas fueron tomadas del tercio superior del árbol. Los esquejes se

envolvieron en papel humedecido cubriéndole el corte para evitar su deshidratación

durante su traslado al vivero. Previo a la siembra se realizó la desinfección de las varetas

sumergiéndolas en una solución con fungicida comercial Vitavax al 5% diluido en agua

destilada a una concentración de 5g/L durante 10 min.

24

3.3.1.4. Siembra.

La siembra se realizó cortando en bisel la parte basal de los esquejes a la altura de una

yema axilar, posteriormente se cubre el corte con las hormonas de acuerdo a los

tratamientos establecidos y posteriormente se enterraron a una profundidad de 2 cm en el

sustrato. Después de la siembra se cerró el umbráculo, asegurándose de que no exista

entradas de aire lo que permitió que se cree un microclima adecuado para el enraizamiento.

Se suministró de riego a los esquejes para asegurar su humedad sin llegar al

encharcamiento.

3.4. Fuentes de recopilación de información.

3.4.1. Fuentes primarias.

Las fuentes primarias corresponden a la observación directa de los fenómenos ocurridos

durante el periodo de evaluación, el registro de los datos obtenidos y la experiencia

adquirida durante el ensayo.

3.4.2. Fuentes secundarias.

Las fuentes secundarias de la investigación estuvieron basadas en la información obtenida

a través de medios informativos como revistas científicas indexadas, libros, documentos de

internet y otras fuentes bibliográficas actualizadas.

3.5. Diseño de la investigación.

Para esta investigación se empleó un diseño experimental completamente al azar,

evaluándose el efecto de cuatro concentraciones de hormonas enraizantes (ANA) y (AIB)

en el enraizamiento de esquejes de guanábana más un tratamiento testigo, para lo cual se

emplearon diez esquejes por cada repetición y cuatro repeticiones por cada tratamiento,

obteniéndose un total de 200 esquejes sembrados. Los tratamientos a evaluar se presentan

en la Tabla 5.

25

Tabla 5. Tratamientos evaluados.

Tratamientos Esquejes Rep. Total esquejes

T0 Sin hormona 10 4 40

T1 2500 mg/Kg de ANA + 2500 mg/Kg de AIB 10 4 40




Total 200

En vista que el experimento se realizó bajo condiciones controladas, el diseño planteado en

la investigación responde al siguiente modelo matemático expuesto a continuación.

(Ecuación 1)

𝛾𝑖𝑗 = 𝜇 + 𝜏𝑖 +∈𝑖𝑗

Donde:

𝛾𝑖𝑗 Variable dependiente o variable de respuesta

𝜇 Efecto de la media general

𝜏𝑖 Efecto del i-ésimo tratamiento

∈𝑖𝑗 Error experimental del tratamiento

3.6. Instrumentos de investigación.

Los instrumentos de investigación permitieron evaluar cuantitativamente el efecto de las

hormonas enraizantes sobre el enraizamiento de los esquejes de guanábana. Las variables

fueron medidas trascurridos 60 días después de la siembra.

3.6.1. Porcentaje de formación de callo.

Para esta variable se contabilizaron el número de esquejes que presentaron callo formado y

se las relacionó con el número total de esquejes sembrados de acuerdo al tratamiento

respectivo. El porcentaje se estimó empleando la siguiente formula:

26

(Ecuación 2)

% Formación de callo =# de estacas con callo

Total de estacas sembradas x 100

3.6.2. Porcentaje de enraizamiento.

Para esta variable se contabilizaron el número de esquejes que emitieron raíces y se los

relacionó con el número total sembrados de acuerdo al tratamiento respectivo. El

porcentaje se estimó empleando la siguiente formula:

(Ecuación 3)

%Enrraizamiento =# de estacas enraizadas

Total de estacas sembradas x 100

3.6.3. Número de raíces formadas.

Se contabilizó el número de raíces formadas de acuerdo a los tratamientos evaluados.

3.6.4. Número de brotes.

Se contabilizaron los brotes emitidos de los esquejes durante el proceso de enraizamiento

de acuerdo a los tratamientos evaluados, donde posteriormente se obtuvo un promedio de

brotes emitidos por cada esqueje.

3.6.5. Longitud de brotes.

Los brotes emitidos fueron medidos con la ayuda de un calibrados pie de rey, tomando en

cuenta desde donde se origina el brote hasta el ápice del mismo. El valor obtenido se

registró en centímetros.

27

3.6.6. Análisis económico.

El análisis económico de los tratamientos evaluados se realizó empleando la relación

beneficio/costo para lo cual se consideró lo siguiente: El costo total de los tratamientos se

obtuvo de la suma de los costos incurridos en cada tratamiento específico; de la misma

forma el beneficio neto se lo obtuvo restando el ingreso generado por la venta de las

plantas generadas y el costo total.

El cálculo de relación beneficio costo se la realizó empleando la siguiente formula:

(Ecuación 4)

𝑅𝐵/𝐶 =𝐵𝑒𝑛𝑒𝑓𝑖𝑐𝑖𝑜 𝑛𝑒𝑡𝑜

𝐶𝑜𝑠𝑡𝑜𝑠 𝑡𝑜𝑡𝑎𝑙𝑒𝑠𝑥100

3.7. Tratamiento de los datos.

Las variables evaluadas fueron organizadas en hojas de cálculo gracias al programa

Microsoft Excel 2016, y posteriormente se procedió a someter los datos a un análisis de la

varianza y la comparación de medias mediante el Test de Tukey a una probabilidad del 5%

(p≤0.05). El análisis estadístico de los datos se realizó empleando software estadístico

libre.

El esquema del análisis de varianza de las fuentes de variación de la presente investigación

se presenta en la Tabla 6.

Tabla 6. Análisis de varianza.

Fuente de variación Grados de libertad

Tratamientos t - 1 4

Error experimental t (r-1) 15

Total (t*r)-1 19

28

3.8. Recursos humanos y materiales.

El recurso humano requerido para el desarrollo de la presente investigación estuvo

conformado por el Dr. Orly Cevallos Fálquez en calidad de Director del proyecto de

Investigación y la estudiante de Agropecuaria Mariana López Loor en calidad de Autora.

Los materiales empleados se presentan en la siguiente lista a continuación.

Materiales:

❖ Esquejes de guanábana

❖ Tijeras de podar

❖ Cinta métrica

❖ Sarán

❖ Plástico de invernadero

❖ Manguera

❖ Espátulas

❖ Vaso de precipitación

❖ Balanza gramera

❖ Balanza analítica

❖ Guantes

❖ Mandil

Equipos de oficina:

❖ Cámara

❖ Libreta de campo

❖ Calculadora

❖ Computadora

❖ Lápiz

❖ Hojas

❖ Pendrive

29

Reactivos:

❖ Ácido Naftalenacético (ANA)

❖ Ácido Indolbutírico (AIB)

❖ Talco

❖ Alcohol

CAPÍTULO IV

RESULTADOS Y DISCUSIÓN

31

4.1. Resultados y discusión

4.1.1. Porcentaje de formación de callos y enraizamiento.

De acuerdo con el análisis de varianza aplicado los tratamientos mostraron diferencias

significativas en su capacidad para formar callos en los esquejes sembrados, (p<0.05). El

tratamiento que mayor capacidad de formación de callo obtuvo fue mediante el empleo de

3000 mg/Kg de ANA + AIB con el 82.50 % de esquejes, mientras que el tratamiento

testigo alcanzó el 47.50%. Las concentraciones de 2500, 3500 y 4000 mg/Kg no

demostraron diferencias significativas entre sí. El coeficiente de variación alcanzado fue de

15.41%. Estos valores pueden observarse en la Tabla 7.

Tabla 7. Porcentaje de formación de callo durante la evaluación de diferentes

concentraciones de ANA y AIB en el enraizamiento de esquejes de guanábana

(Annona muricata), 2018.

Tratamientos Porcentaje de formación de callo

T0 Sin hormona 47.50 c

T1 2500 mg/Kg de ANA + 2500 mg/Kg de AIB 67.50 ab

T2 3000 mg/Kg de ANA + 3000 mg/Kg de AIB 82.50 a



�̃� 66.50

C.V. (%) 15.41

Los tratamientos demostraron un comportamiento similar en cuanto a la tendencia que

siguen las estacas (Figura 1), demostrando un mayor número de estacas con presencia de

callo sin que esta pudiera efectivamente originar raíces, sin embargo, demuestra que el

factor tiempo puede llegar a ser determinante en la obtención de un mayor número de

estacas enraizadas. Bettiol et al. (46) señala en su investigación que la formación de raíces

adventicias en estacas puede estar directa e indirectamente controlada por genes y este

varía de especie a especie e incluso entre individuos de la misma especie, puesto que el

aspecto genético que influye en el proceso de enraizamiento de estacas no ha sido

investigado.

32

Figura 1. Porcentaje de formación de callo de esquejes de guanábana

(Annona muricata) mediante empleo de ANA y AIB como

hormonas enraizantes en la zona de Quevedo, 2018.

Existieron diferencias significativas entre los tratamientos evaluados en función a su

capacidad para generar raíces (p<0.05). Al emplearse una concentración de 3000 mg/Kg se

demostró una mayor capacidad de enraizamiento con el 75 % de las estacas sembradas en

comparación con el testigo cuyo tratamiento alcanzó apenas el 30% de enraizamiento. En

especial para las especies del género Bursera (B. lancifolia y B. bicolor) lo cual marca el

potencial de estas auxinas para generar raíces. El coeficiente de variación alcanzado fue de

14.28, valores que pueden observarse en la Tabla 8.

Tabla 8. Porcentaje de enraizamiento durante la evaluación de diferentes

concentraciones de ANA y AIB en esquejes de guanábana (Annona muricata),

2018.

Tratamientos Porcentaje de enraizamiento


T1 2500 mg/Kg de ANA + 2500 mg/Kg de AIB 47.50 b


T3 3500 mg/Kg de ANA + 3500 mg/Kg de AIB 55.00 b


�̃� 53.50

C.V. (%) 14.28

y = 0.006x + 50.954R² = 0.5594

30

40

50

60

70

80

90

0 1000 2000 3000 4000 5000Po

rcen

taje

de

form

acio

n d

e ca

llo

mg/kg ANA + AIB

33

Los resultados alcanzados (Figura 2) demuestran que para el caso de Annona muricata la

concentración de mayor enraizamiento fue de 3000 mg/Kg de ANA + AIB,

comportamiento similar al alcanzado por Bettiol et al. (46), quienes demostraron un mayor

porcentaje de estacas enraizadas, número de callos formados y porcentaje de estacas

brotadas al emplear AIB en el enraizamiento de dos tipos de estacas para porta injerto de

Anonáceas en la zona de Sao Paulo.

Figura 2. Porcentaje de enraizamiento de esquejes de guanábana (Annona

muricata) mediante empleo de ANA y AIB como hormonas

enraizantes en la zona de Quevedo, 2018.

Similares características de enraizamiento se observaron en investigaciones realizadas por

Carranza et al. (48), quienes alcanzaron mayor porcentaje de enraizamiento al emplear

concentraciones altas de ANA + AIB alcanzado una mayor formación de raíces en

comparación a las demás concentraciones y el testigo en brotes epicórmicos inducidos de

Cordia alliodora gracias al uso de citoquininas bencilaminopurina (BAP) y ácido

indolacético (AIA).

4.1.2. Número de raíces formadas.

Existió diferencias significativas en la capacidad de formar raíces por parte de las dosis

evaluadas, donde la dosis 3000 mg/Kg ANA+AIB alcanzó un promedio de 2.22 raíces

formadas por esqueje enraizado, en comparación con el tratamiento testigo que alcanzó

1.11 raíces por esqueje. Se alcanzó valores de 15.17% en el coeficiente de variación. Estos

valores pueden observarse en la Tabla 9.

y = 0.0083x + 31.856R² = 0.6139

0

10

20

30

40

50

60

70

80

0 1000 2000 3000 4000 5000

Po

rcen

taje

de

enra

izam

ien

to

mg/kg ANA + AIB

34

Tabla 9. Numero de raíces formadas durante la evaluación de diferentes concentraciones

de ANA y AIB en el enraizamiento de esquejes de guanábana (Annona

muricata), 2018.

Tratamientos Número de raíces formadas


T1 2500 mg/Kg de ANA + 2500 mg/Kg de AIB 1.49 bc




�̃� 1.75

C.V. (%) 15.17

La capacidad de emitir raíces por parte de los esquejes de guanábana se vio afectado

notablemente por la concentración hormonal empleada, por lo que se observó un mayor

número de raíces formadas por esqueje al emplear 3000 mg/Kg, no obstante, al superar

esta concentración existe un descenso en el número de raíces emitidas sin que exista

diferencias entre las concentraciones de 3500 y 4000 mg/Kg. Investigaciones realizadas

por Ruiz et al. (49), demostraron que se puede alcanzar un mayor número de raíces

formadas al emplear mayores dosis de AIB (2.0 mg/g), resultados obtenidos al evaluar la

capacidad de enraizado de Gmelina arbórea.

Estos resultados del mayor número de raíces obtenidas, además de los brotes alcanzados

llegan a estar relacionados con la velocidad de enraizado, puesto que Ruiz et al. (49),

demostró que estos resultados pudieron incrementarse posteriormente a la fecha del

término de evolución, condiciones similares a las obtenidas en la presente investigación

donde se observó un gran número de callos formados que no emitieron raíces, pero las

estacas si originaron brotes aéreos.

Dos Santos et al. (12), alcanzaron en su investigación valores promedios de raíces

formadas similares a los obtenidos en la presente investigación, donde no demostraron

diferencias significativas entre dosis evaluadas y tipo de estacas para el número de raíces

formadas con una media de 3.5 raíces, sin embargo, si existió diferencias entre las dosis y

el testigo.

35

4.1.3. Formación de brotes.

Los brotes originados de las estacas enraizadas no presentaron diferencias significativas en

cuanto al número de brotes por estaca (p>0.05), sin embargo, se observa en la Tabla 10 que

el tratamiento T2 alcanzó el mayor promedio de brotes formados en comparación con el

tratamiento testigo que alcanzó una media de 1.46 brotes. El coeficiente de variación

registrado fue de 27.98 %. Castillo et al. (50), demostró en sus investigaciones que existe

una relación directa entre la cantidad de brotes y raíces formadas y la cantidad de follaje

que conserve la estaca durante su enraizado, puesto que, las estacas aprovechan las hojas

para sintetizar hormonas, carbohidratos y cofactores de enraizamiento lo cual permite un

mayor contenido de asimilados dentro de la estaca.

Tabla 10. Número de brotes formados durante la evaluación de diferentes concentraciones

de ANA y AIB en el enraizamiento de esquejes de guanábana (Annona

muricata), 2018.

Tratamientos Número de brotes formados

T0 Sin hormona 1.46 a





�̃� 2.10

C.V. (%) 27.98

La formación de brotes no se vio afectado por la concentración hormonal aplicada, no

obstante, se observa una mayor producción de brotes con la aplicación de 3000 mg/Kg de

ANA + AIB, estos resultados son corroborados por los expuestos en investigaciones

realizadas por Mazariegos (51), quien demostró un mayor número de brotes formados al

emplear concentraciones de 3000 mg/Kg de AIB en enraizamiento de estacas semileñosa

de Annona diversifolia Saff, demostrando la capacidad de formación de brotes por parte

de las especies del género Annona.

36

Sin embargo, de acuerdo a Ruíz y Mesén (52), el efecto de no aplicar auxinas se ve

reflejado cuando el brote empieza a desarrollarse en la vareta antes que las raíces, un

comportamiento que también ha sido observado en varias otras especies, lo cual crea un

punto de atracción de asimilados hacia los brotes en competencia con la base de la

estaquilla, lo que reduce así la capacidad de esta para emitir raíces.

La longitud de los brotes formados si se vio afectada significativamente por las dosis

evaluadas (p<0.05) demostrando que la dosis de 3000 mg/Kg de ANA + AIB permite

lograr longitudes de brotes de hasta 2.48 cm comparados con el testigo que alcanzo

longitudes de 1.14 cm. El coeficiente de variación registrado fue de 23.83%, estos valores

pueden ser corroborados en la Tabla 11.

Tabla 11. Longitud de brotes formados durante la evaluación de diferentes

concentraciones de ANA y AIB en el enraizamiento de esquejes de guanábana

(Annona muricata), 2018.

Tratamientos Longitud de brotes (cm)

T0 Sin hormona 1.14 b





�̃� 1.84

C.V. (%) 23.83

La altura de los brotes respondió a las diferentes concentraciones hormonales, alcanzando

una mayor altura al emplear 3000 mg/Kg de ANA + AIB. Investigaciones realizadas por

Vera (53), demuestran que se obtuvo valores de hasta 2.93 cm de longitud de brotes

formados en estacas de Nephelium lappaceum L. empleando concentraciones de 2000

mg/Kg, valores superiores al testigo (0.63 cm) y a concentraciones superiores.

Veliz (54), en su investigación también establece que el empleo de concentraciones de

3500 mg/Kg de ANA y AIB permiten alcanzar una mayor longitud de los brotes formados,

en comparación con concentraciones menores evaluadas en el enraizamiento de esquejes

37

de Hylocereos undatus; valores que fueron similares a los registrados en la presente

investigación.

4.1.4. Análisis económico.

El análisis económico realizado a los tratamientos evaluados durante la presente

investigación, permitió determinar que la mayor concentración evaluada incurrió en los

costos más altos por efecto de una mayor concentración hormonal, sin embargo, el

tratamiento T2 con dosis de 3000 mg/Kg al alcanzar mayores enraizamientos permitió

desarrollar más plantas con aptitud para la venta, logrando mejores ingresos en

comparación con las otras dosis evaluadas.

El tratamiento empleando una concentración de 3000 mg/Kg (T2) alcanzó una relación

beneficio/costo de 3.41, lo que demuestra una mayor rentabilidad en comparación con el

tratamiento testigo, quien alcanzó 1.22; lo cual permite establecer que al emplear la dosis

T2 se logra recuperar la inversión y ganar $ 3.41 por cada dólar invertido. Las dosis de

3500 y 4000 mg/Kg alcanzaron índices beneficio/costo de 2.51 y 2.64 respectivamente.

Estos valores pueden observarse en la Tabla 12.

Tabla 12. Costos, ingresos y relación Beneficio/Costo de las dosis de hormonas evaluadas en el enraizamiento de varetas de guanábana

(Anonna muricata), 2018.

Rubros

TRATAMIENTOS

Testigo

(2500 mg/kg ANA

+ 3000 mg/kg AIB)

(3000 mg/kg ANA

+ 3000 mg/kg AIB)

(3500 mg/kg ANA

+ 3500 mg/kg AIB)

(4000 mg/kg ANA

+ 4000 mg/kg AIB)

USD USD USD USD USD

Hormonas ANA 0.00 0.21 0.25 0.29 0.33

Hormonas AIB 0.00 0.21 0.25 0.29 0.33

Alcohol 0.00 0.15 0.15 0.15 0.15

Talco 0.00 0.35 0.35 0.35 0.35

Recipientes 0.00 0.25 0.25 0.25 0.25

Costos variables 0.00 1.17 1.25 1.33 1.41

Arena 0.40 0.40 0.40 0.40 0.40

Vitavax 0.55 0.55 0.55 0.55 0.55

Plástico 0.82 0.82 0.82 0.82 0.82

Jornales 2.00 2.00 2.00 2.00 2.00

Varetas 12.00 12.00 12.00 12.00 12.00

Costo fijo 15.77 15.77 15.77 15.77 15.77

Costo total 15.77 16.94 17.02 17.10 17.18

Plantas obtenidas (unidades) 14 19 30 24 25

Precio/planta 2.5 2.5 2.5 2.5 2.5

Total de ingresos 35.00 47.50 75.00 60.00 62.50

Beneficio neto 19.23 30.56 57.98 42.90 45.32

Relación beneficio costo 1.22 1.80 3.41 2.51 2.64

CAPÍTULO V

CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES

40

5.1. Conclusiones.

❖ El empleo de ANA y AIB demuestra la capacidad de enraizamiento de esquejes de

guanábana (Annona muricata), permitiendo alcanzar un mayor número de plantas

propagadas. Los datos alcanzados durante el periodo de evaluación demostraron un

mayor porcentaje de formación de callo por sobre la formación de raíces.

❖ El tratamiento T2 con la concentración de 3000 mg/Kg de ANA + AIB alcanzó un

mayor porcentaje de formación de callo y emisión de raíces formadas a partir de los

esquejes; alcanzando mayores valores en relación a los otros tratamientos evaluados.

❖ El número de brotes formados no presento diferencias estadísticas en cuento a las

concentraciones empleadas, sin embargo, se detectó un mayor número de brotes para

tratamiento T2; del mismo modo, la longitud promedio alcanzada por los brotes

demostró un mayor crecimiento de en las varetas sembradas con esta concentración

hormonal.

❖ El tratamiento T2 demostró una mayor rentabilidad al alcanzar un índice beneficio

costo de 3.41, obteniendo mayores ingresos en menor tiempo empleando esta

concentración.

41

5.2. Recomendaciones.

Aplicar la presente metodología en la propagación de plantas de guanábanas mediante

esquejes, empleando la concentración de 3000 mg/Kg de ANA + AIB como alternativa de

producción para viveristas de la zona.

Prolongar el periodo de enraizamiento de esquejes de guanábana a tres meses, puesto que,

durante los dos meses de investigación se observó un gran porcentaje de formación de

callo mayor al enraizamiento.

CAPITULO VI

BIBLIOGRAFÍA

43

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Ciencia y Tecnología. 2016 Junio; 9(1): p. 37-43.

49. Ruiz R, Vargas J, Cetina VM, Villegas A. Efecto del ácido indolbutírico (AIB) y tipo

de estaca en el enraizado de Gmelina arborea Roxb. Revista Fitotecnia Mexicana.

2005; 28(4): p. 319-326.

50. Castillo P, Muñoz RB, Rubí M, Cruz JG. Métodos de propagacion del Chirimoyo

(Annona cherimola Mill.). Chapingo Serie Horticultura. 1997; 3(2): p. 59-62.

51. Mazariegos L. Efecto de cuatro concentraciones de acido indolbutírico (IBA) y tres

niveles de consistencia de estacas en la propagación asexual de Papausa (Annona

diversifolia Saff; Anonaceae) Coatepeque: Universidad Rafael Landívar; 2011.

52. Ruiz H, Mesén F. Efecto del ácido indolbutírico y tipo de estaquilla en el

enraizamiento de Sacha inchi (Plukenetia volubilis L.). Agronomía Costarricense.

2010; 34(2): p. 259-267.

53. Vera G. Enraizamiento de esquejes de achotillo (Nephelium lappaceum L.) mediante la

aplicación de ácido naftalenacético (ANA) y ácido indolbutírico (AIB) Quevedo,

Ecuador: Universidad Tecnica Estatal de Quevedo; 2017.

54. Veliz R. Hormonas ANA y AIB para la propagación asexual en estacas de la pitahaya

49

roja (Hylocereos undatus) Quevedo, Ecuador: Universidad Tecnica Estatal de

Quevedo; 2017.

CAPÍTULO VII

ANEXOS

51

7.1. Anexo 1: Análisis de la varianza

Nueva tabla : 22/2/2018 - 14:40:25 - [Versión : 17/11/2016]

Análisis de la varianza

Enraizamiento

Variable N R² R² Aj CV

Enraizamiento 20 0,76 0,70 15,64

Cuadro de Análisis de la Varianza (SC tipo III)

F.V. SC gl CM F p-valor

Tratamiento 3730,00 4 932,50 12,16 0,0001

Error 1150,00 15 76,67

Total 4880,00 19

Test:Tukey Alfa=0,05 DMS=19,11855

Error: 76,6667 gl: 15

Tratamiento Medias n E.E.

T2 75,00 4 4,38 A

T4 62,50 4 4,38 A B

T3 60,00 4 4,38 A B

T1 47,50 4 4,38 B C

T0 35,00 4 4,38 C Medias con una letra común no son significativamente diferentes (p > 0,05)

Callo


Callo 20 0,27 0,07 17,17



Tratamiento 850,00 4 212,50 1,37 0,2906

Error 2325,00 15 155,00

Total 3175,00 19


Error: 155,0000 gl: 15


T2 82,50 4 6,22 A

T4 77,50 4 6,22 A

T3 70,00 4 6,22 A

T1 67,50 4 6,22 A

T0 65,00 4 6,22 A Medias con una letra común no son significativamente diferentes (p > 0,05)

Raiz


Raiz 20 0,35 0,18 23,07



Tratamiento 1,40 4 0,35 2,06 0,1368

Error 2,55 15 0,17

Total 3,95 19


Error: 0,1698 gl: 15


52

T2 2,05 4 0,21 A

T3 1,99 4 0,21 A

T4 1,94 4 0,21 A

T1 1,59 4 0,21 A


Numero de brotes


Numero de brotes 20 0,12 0,00 25,07



Modelo. 0,66 4 0,17 0,52 0,7211

Tratamiento 0,66 4 0,17 0,52 0,7211

Error 4,77 15 0,32

Total 5,43 19


Error: 0,3180 gl: 15


T3 2,51 4 0,28 A

T0 2,42 4 0,28 A

T4 2,16 4 0,28 A

T2 2,11 4 0,28 A


Longitud de brotes


Longitud de brotes 20 0,47 0,33 28,24



Modelo. 3,26 4 0,81 3,37 0,0370

Tratamiento 3,26 4 0,81 3,37 0,0370

Error 3,62 15 0,24

Total 6,88 19


Error: 0,2414 gl: 15


T1 2,39 4 0,25 A

T4 1,84 4 0,25 A B

T3 1,72 4 0,25 A B

T2 1,60 4 0,25 A B

T0 1,14 4 0,25 B Medias con una letra común no son significativamente diferentes (p > 0,05)

53

7.2. Anexo 2: Evidencia fotográfica

Foto1. División de las UE Foto 2. Umbráculo de enraizamiento

Foto 3. Llenado del sustrato Foto 4. Siembra de los esquejes

Foto 5. Colocación de las hormonas Foto 6. Cámara de enrraizamiento cerrada

54

Foto 7. Seguimiento a los 30 días Foto 8. Evaluacion del enraizamiento

Foto 9. Presencia de raices en los esquejes Foto 10. Presencia de brotes en los esquejes

Foto 11. Desarrollo radicular Foto 12. Raices formadas

55

Foto 13. Formación de raices Foto 14. Formacion de raices

universidad tÉcnica estatal de quevedo · 2020. 12. 18. · obtenidos demostraron que t2 alcanzo...

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