universidad nacional agraria de la selva · 2018. 7. 16. · composición química de algunos...
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UNIVERSIDAD NACIONAL AGRARIA DE LA SELVA
FACULTAD DE RECURSOS NATURALES RENOVABLES
ESCUELA PROFESIONAL DE INGENIERÍA AMBIENTAL
PRÁCTICA PRE PROFESIONAL
“ELABORACIÓN DE BIOL A PARTIR DE GALLINAZA Y ESTIÉRCOL DE
GANADO VACUNO”
Ejecutor : Alvarado Garay, Susan Irene
Asesor : Ing. M.Sc. Víctor Manuel Beteta Alvarado
Lugar de Ejecución : LABORATORIO DE CALIDAD Y
TRATAMIENTO DE SUELOS - UNAS
Fecha de Inicio : 03 de febrero del 2017
Fecha de Culminación : 05 de junio del 2017
Tingo María – Perú
2018
ÍNDICE
Página
I. INTRODUCCIÓN ......................................................................................... 1
1.1. Objetivo General.................................................................................... 2
1.2. Objetivos Específicos ............................................................................ 2
II. REVISIÓN DE LITERATURA ...................................................................... 3
2.1. Antecedentes ........................................................................................ 3
2.2. Proceso de digestión anaerobia ............................................................ 7
2.2.1. Fases de la digestión anaerobia ................................................. 8
2.2.2. Variables del sistema ................................................................ 11
2.3. Biodigestores ....................................................................................... 19
2.3.1. Tipos de biodigestores .............................................................. 20
2.4. Biol ...................................................................................................... 21
2.4.1. Definición .................................................................................. 21
2.4.2. Características .......................................................................... 21
2.4.3. Aplicaciones del biol ................................................................. 23
2.4.4. Propiedades de los abonos orgánicos ...................................... 24
2.5. Ensayos de toxicidad ........................................................................... 25
2.5.1. Germinación de las semillas ..................................................... 25
2.5.2. Metodología de la prueba de ensayos ...................................... 26
2.5.3. Cálculo del Índice de Germinación (IG) .................................... 26
III. MATERIALES Y MÉTODOS ...................................................................... 28
3.1. Lugar de ejecución .............................................................................. 28
3.2. Equipos y materiales ........................................................................... 29
3.2.1. Equipos ................................................................................... 29
3.2.2. Materiales ................................................................................. 29
3.3. Metodología ......................................................................................... 29
3.3.1. Producción de biol a partir de gallinaza y estiércol deAAA
ganado vacuno ......................................................................... 30
3.3.2. Caracterización fisicoquímica del biol producido por gallinazaAAA
y estiércol de ganado vacuno ................................................... 31
3.3.3. Análisis microbiológico del biol producido por gallinaza yAAA
estiércol de ganado vacuno ...................................................... 31
3.3.4. Determinación de índice de germinación en semillas deAAA
Lepidium sativum (mastuerzo) .................................................. 32
IV. RESULTADOS .......................................................................................... 35
4.1. Producción de biol a partir de gallinaza y estiércol de ganado AAA
vacuno ................................................................................................. 35
4.2. Caracterización fisicoquímica del biol producido por gallinaza yAAA
estiércol de ganado vacuno ................................................................. 36
4.3. Análisis microbiológico del biol producido por gallinaza y estiércol deaaa
ganado vacuno .................................................................................... 38
4.4. Índice de germinación en semillas de Lepidium sativum del biolAAA
producido por gallinaza y estiércol de ganado vacuno ........................ 39
V. DISCUSIÓN .............................................................................................. 42
VI. CONCLUSIÓN .......................................................................................... 46
VII. RECOMENDACIONES ............................................................................. 47
VIII. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS .......................................................... 48
IX. ANEXOS ................................................................................................... 52
ÍNDICE DE CUADROS
Cuadro Página
Fase líquida y sólida de producción de biol ................................................ 5
Análisis proximal del estiércol de vacuno, cuy y gallina. ............................. 9
Tipo de ambiente según tiempo de retención. .......................................... 13
Tiempo de retención en el proceso de biodigestión. ................................. 13
Rango de temperaturas de acuerdo al tipo de bacteria ............................ 15
Comportamiento de la carga de fermentación dentro del biodigestor, deAAA
acuerdo con el valor del pH. ..................................................................... 18
Composición de materia seca de diferentes tipos de estiércol ................. 23
Composición química de algunos abonos orgánicos. ............................... 23
Relación de materia prima (estiércol: agua) .............................................. 31
Diluciones de biol por tratamiento ............................................................. 32
Biol producido a partir de gallinaza y estiércol de ganado vacuno. ........... 35
Análisis fisicoquímico de gallinaza. ........................................................... 36
Análisis fisicoquímico de estiércol de ganado vacuno. ............................. 37
Análisis microbiológico de gallinaza .......................................................... 39
Análisis microbiológico de estiércol de ganado vacuno ............................ 39
Índice de germinación de semillas de Lepidium sativum .......................... 40
Cuadro de resumen obtenido tras el ANOVA. .......................................... 41
Análisis de varianza obtenido en base a los datos de índiceAAA
de germinación ......................................................................................... 41
ÍNDICE DE FIGURAS
Figura Página
1
I. INTRODUCCIÓN
Preocupa a los gobiernos y a la ciudadanía en general el problema
de la contaminación ambiental, en donde los residuos orgánicos al acumularse
son sumamente agresivos y causan diversos daños a la ecología en general a
pesar de que estos pueden ser transformados para nuestro beneficio
(VÁSQUEZ, 2008). De las actividades humanas diarias se desprenden
numerosos residuos sólidos, tanto orgánicos como inorgánicos, en algunos
casos, sea por falta de conocimientos, recursos o voluntad, estos residuos son
desechados en su totalidad sin ser aprovechados o reutilizados, desperdiciando
una potencial fuente de ingresos y/o insumos.
Esto es particularmente aplicable en el ámbito agropecuario, en
donde se produce una gran cantidad de residuos orgánicos, incluyendo heces
de los animales y residuos de los cultivos; los cuales contienen numerosos
nutrientes que pueden ser utilizados para la producción de energía sostenible y
abono orgánico mediante un proceso de digestión anaerobia (ROJAS, 2014). La
digestión anaerobia convierte el estiércol de animales domésticos en un gas
combustible limpio y eficiente (biogás) con un alto contenido de metano y un
efluente (biol) con una gran concentración de nutrientes beneficiosas para la
planta, como también un manejo inadecuado de estos residuos generarán
contaminación del suelo por la cantidad de sales del estiércol, emisiones de
amoniaco al aire y lixiviación de nitratos al agua subterránea.
Por lo tanto, en esta práctica se planteó la elaboración de biol a partir
de gallinaza y estiércol de ganado vacuno, ambos provistos por la facultad de
zootecnia de la UNAS, mediante el proceso de digestión anaerobia en
biodigestores tipo batch con materiales económicos y de fácil acceso. Los dos
tipos de biol que se obtuvieron fueron evaluados para verificar si son aptos como
2
bioabono, efectuándose un análisis fisicoquímico y microbiológico, además de
realizarse su aplicación mediante ensayos de germinación en semillas de
Lepidium sativum.
1.1. Objetivo General
Elaborar biol a partir de gallinaza y estiércol de ganado vacuno
1.2. Objetivos Específicos
- Producir biol a partir de gallinaza y estiércol de ganado vacuno
- Realizar la caracterización fisicoquímica: pH, temperatura,
potencial REDOX, conductividad, sólidos disueltos totales y
salinidad del biol producido a partir de gallinaza y estiércol de
ganado vacuno
- Realizar el análisis microbiológico: coliformes totales y coliformes
fecales del biol producido a partir de gallinaza y estiércol de
ganado vacuno
- Determinar el índice de germinación en semillas de Lepidium
sativum (mastuerzo)
3
II. REVISIÓN DE LITERATURA
2.1. Antecedentes
MEDINA et al. (2015), menciona en su investigación, donde tuvo
como objetivo la evaluación de la calidad de dos abonos orgánicos líquidos
producidos a partir de estiércol de ovino, mediante dos procesos consecutivos –
la digestión anaerobia en biodigestores (Biol I-G) y la fermentación homoláctica
sobre el biol obtenido (Biol II-G) – simples y poco costosos, con el fin de
identificar alternativas ante el indiscriminado uso de fertilizantes químicos en la
agricultura. Por ello, los bioles fueron sometidos a un análisis de parámetros
físico-químicos como pH, conductividad eléctrica, concentración de materia
orgánica, C, N, P, K, Ca, Mg, Na, metales pesados (Pb, Cd, Cr) y microbiológicos
como cantidad de coliformes totales, coliformes fecales, Staphylococcus sp. y
Salmonella sp. Además, se evaluaron los efectos en la germinación y crecimiento
de semillas de lechuga en un ensayo de toxicidad Aguda. Los resultados de
laboratorio evidenciaron que el Biol II-G alcanzó valores de pH alrededor de 3.5,
un nivel mucho más ácido con respecto al que presentó el Biol I-G (entre 6.8-
7.8). Las concentraciones de nutrientes se incrementaron considerablemente al
finalizar el proceso de producción del Biol II-G, muchos de los elementos hasta
quintuplicaron sus valores. De igual manera, los metales pesados aumentaron
sus concentraciones, sin embargo no sobrepasaron los límites establecidos en
la normativa internacional. La carga patógena se redujo totalmente al finalizar el
segundo tratamiento, es decir se puede considerar al Biol II-G como un producto
inocuo para su aplicación como fertilizante orgánico.
Finalmente, el ensayo de fitotoxicidad demostró que las
concentraciones muy altas de los bioles (100% y 10% con Indice de Germinación
< 80%) inhiben la germinación de las semillas de lechuga y limitan el crecimiento
4
de la radícula. Mientras que las concentraciones del 1% y 0.01% se acercan a
las dosis óptimas en la utilización del Biol de I-G y Biol II-G, respectivamente.
PAUCAR (2015), menciona en su trabajo que se basa en la
elaboración de un biodigestor anaerobio de 80 litros de capacidad, y la puesta
en funcionamiento por 13 semanas con una proporción de 1/5 de agua y sólidos
totales respectivamente, teniendo como sustratos la codornaza en etapa de
postura y levante y la chala de maíz, que usó dos tratamientos que iniciaron con
una relación C/N = 30/1, se evaluaron en el proceso la temperatura interior del
reactor y el pH, así como el volumen de producción y calidad del biogás, y al final
del proceso se evaluó la concentración de macronutrientes y coliformes fecales
presentes en el biol. Los resultados fueron los siguientes: el pH tuvo valores
óptimos entre 6 a 8, la temperatura interior del proceso fue mayormente psicrófila
(entre 18 a 25°C) y algunos resultados estuvieron en el rango mesófilo (25 -
27.2°C), estos rangos de temperatura no son óptimos para la producción de
biogás (30 - 35°C). Los valores máximos de porcentaje de metano en el biogás
encontrados fueron 44.6% y 40%, lo que indica que estos no llegaron a tener
buena calidad (50%) probablemente por el comportamiento de la temperatura,
puede deberse también por la presencia de oxígeno, la baja actividad
metanogénica del inóculo o por el porcentaje de sólidos totales, el tratamiento
con codornaza de postura (100.83 litros de volumen acumulado) generó más
volumen de biogás que el tratamiento de codornaza de levante (99.25 litros de
volumen acumulado) aunque no fue significativo, el biol producido presenta
macronutrientes (nitrógeno, fosforo y potasio) siendo el tratamiento de
codornaza de levante el que presenta mayor concentración de estos elementos,
los organismos patógenos fueron removidos, aunque en el caso del tratamiento
de codornaza de postura no cumple con los estándares de calidad de agua de
riego según el MINAM y de fertilizante según la EPA. En ambos tratamientos, el
biol generado puede ser usado como abono orgánico con previa desinfección
del biol del tratamiento de codornaza de postura. Al finalizar la investigación se
concluye que el biogás en ambos tratamientos tiene similar comportamiento
mientras que en el caso del biol, el tratamiento a partir de codornaza de postura
presenta mejores características que del tratamiento de codornaza de levante.
5
ULLOA (2015), indica que su trabajo de investigación busca generar
un aporte respecto al manejo y gestión de los residuos ganaderos y agrícolas,
siendo su objetivo general la utilización de los residuos orgánicos (excremento
bovino, porcino, de cuyes y de gallinas), residuos vegetales para la producción
de biol y su aplicación en diferentes dosis en el cultivo de rábano Raphanus
sativus. Además, busca determinar cuál de los bioles presenta un mejor
comportamiento respecto al cultivo del rábano y su aporte al suelo, como las
características fisicoquímicas y bacteriológicas de todo el proceso. Para cumplir
con lo propuesto realizó la preparación de tres tipos de bioles utilizando como
materia base, el estiércol de vacuno, de cobayo, gallinaza y otros materiales
como la leche, miel de caña, alfalfa y levadura, obteniendo una producción de
biol como se muestra en el cuadro 1.
Fase líquida y sólida de producción de biol
Biol Fase líquida (kg) Fase sólida (kg)
Biol vacuno 40 25
Biol cobayo 43 22
Biol gallinaza 35 30
Fuente. ULLOA, 2015
Posterior a este proceso se diseñó el trazado de parcelas de 1,20 m
x 1,20 m en las cuales se sembraron 100 plantas por parcela, dando un total de
3600 plantas y en las cuales se aplicó tres tratamientos de cada biol (5 ml, 10 ml
y 15 ml por litro de agua). Luego de todo el proceso experimental se llegó a
concluir que los bioles sí tienen incidencia en el crecimiento, peso y tamaño del
rábano. El mejor tratamiento fue el de gallinaza T2, seguida del de gallinaza T3.
Una de las alternativas más recomendadas para mejorar la fertilidad
de los suelos es la obtención de fertilizantes biológicos a partir de insumos
disponibles. Su trabajo tuvo como objetivo la elaboración de dos bioles
artesanales, uno a base de estiércol bovino y otro de gallinaza en dos tiempos
de fermentación, y su caracterización física, química y microbiológica. Se
6
registraron los valores de pH y la temperatura. Se evaluó el olor y color de los
bioles, además de la relación C/N, MA, N, P, K, Ca, Mg y Zn, así como un análisis
microbiológico donde se evaluaron los Coliformes Fecales y Escherichia coli. El
estiércol de gallinaza a 45 días resultó el mejor tratamiento al tener los mayores
contenidos de nutrientes y ser el más inocuo. Los valores de C/N, MO y N para
las cuatro variantes estudiadas, no mostraron diferencias significativas. El P fue
superior en las variables con gallinaza, y a los 60 días de fermentación en el caso
del estiércol bovino. Los valores más altos de K detectados fueron en la gallinaza
a los 45 días y el estiércol bovino a los 60 días. Los mayores valores obtenidos
para los microelementos coinciden para el Ca y el Mg, donde la gallinaza a 45 y
60 días de fermentación, no tienen diferencias significativas; en el caso del
estiércol bovino a 45 días, mientras que hay similitud para ese mismo tratamiento
en el Mg (GARCÉS, 2017).
Actualmente no existen parámetros que definan el proceso de
elaboración de los bioles en el Perú. A consecuencia de ello, la calidad final del
biol producido artesanalmente varía sustancialmente. El objetivo de esta
investigación fue caracterizar el proceso de elaboración de biol y evaluar la
variación de las propiedades físicas (temperatura, color y olor), químicas (pH, CE
y, macro y micro nutrientes) y microbiológicas (población de bacterias, hongos y
actinomicetos), durante el proceso de digestión anaerobia. Se construyeron
biodigestores artesanales para ensayar 4 formulaciones de biol elaborados en
121 días. Cada formulación de biol (tratamiento) utilizó diferentes insumos. En el
producto final se determinó el contenido de precursores hormonales (giberelinas,
auxinas y citoquininas). El efecto de cada formulación de biol fue evaluado en la
germinación de semillas de algodón, lechuga y alfalfa. Los resultados de los
parámetros físicos mostraron: (1) temperaturas de biol superiores a la
temperatura ambiental, (2) color final de los bioles similar para tres tratamientos
(pardo olivo) y, (3) olor predominantemente normal y agradable. Los parámetros
químicos mostraron: (1) una fase de acidificación al inicio del proceso migrando
hacia la neutralidad con similar tendencia para todos los tratamientos, (2)
incremento gradual de la CE en todos los tratamientos, (3) contenido de macro
y micronutrientes con variación significativa; nitrógeno, potasio, calcio y boro
7
presentaron curvas de variación con similar tendencia. Los parámetros
microbiológicos mostraron una disímil variación poblacional de bacterias, hongos
y actinomicetos mesófilos entre los tratamientos. Los bioensayos permitieron
confirmar la presencia de sustancias de acción giberélica, auxínica y
citoquinínica en los bioles elaborados. El efecto en el porcentaje de germinación
fue mayor en semillas de algodón remojadas en biol al 5% y lechuga al 2%. El
mayor peso de los germinados de alfalfa se obtuvo al 2% (DÍAZ, 2017).
2.2. Proceso de digestión anaerobia
Es un proceso microbiológico que ocurre naturalmente en el
ambiente, ejemplo en el estómago de los rumiantes. Bajo condiciones
anaeróbicas la materia orgánica es degradada mediante un proceso
microbiológico complejo, este proceso en bioreactores da una excelente solución
para el tratamiento de residuos orgánicos. Los productos de este proceso son un
efluente que puede ser utilizado como fertilizante orgánico y la producción de
biogás como uso energético (FERRER, 2008). Este proceso es muy complejo
por las reacciones químicas y cantidades de microorganismos (MARTÍ, 2006),
para representar todo el proceso se dividen estas reacciones en fases.
El proceso de la primera fase es la hidrólisis cuyas bacterias
fermentativas transforman las partículas y moléculas complejas en compuestos
solubles, a partir de estos compuestos las bacterias acidogénicas producen
ácidos grasos de cadena corta, posteriormente estos son transformados en
acético, hidrógeno y CO2 por las bacterias acetogénicas. Por último, en la
metanogénesis se convierte el acético, H2 y CO2 en metano.
En la fase hidrólisis y acidogénesis las bacterias que participan son
facultativas, mientras que para la acetogénesis son anaerobios estrictos con una
tasa de crecimiento cinco veces menor que las de acidogénesis. Por tal razón si
las bacterias acetogénicas tuvieran problemas para reproducirse y consumir los
ácidos, estos se acumularán y generaran dificultades a las bacterias
metanogénicas para producir metano (ALMEIDA, 2007).
8
Las condiciones ambientales (pH, temperatura, potencial redox, etc)
pueden favorecer el desarrollo a un cierto grupo de bacterias de las fases
mencionadas, es importante mantener el equilibrio para asegurar un proceso
equilibrado de degradación (ALMEIDA, 2007). Por esta razón el control de las
condiciones ambientales es un factor clave, especialmente en relación con las
bacterias metanogénicas (anaerobios estrictos).
2.2.1. Fases de la digestión anaerobia
- Hidrólisis
La materia orgánica polimérica (proteínas, carbohidratos y lípidos)
es hidrolizada por enzimas extracelulares de los microorganismos hidrolíticos a
moléculas orgánicas solubles, proporciona sustratos orgánicos para la digestión
anaerobia. Los productos de la hidrólisis son azúcares sencillos, aminoácidos y
ácidos grasos, aunque la digestión de proteínas y aminoácidos forma amoniaco
e iones amonio. La hidrólisis depende de la temperatura del proceso, tiempo de
retención hidráulico, composición del sustrato (las lignocelulosicas limita el
proceso porque es muy resistente a la degradación), tamaño de partículas, pH y
concentración de NH4+.
Según MARTÍ (2006), cualquier sustrato se compone de tres tipos
básicos de macromoléculas:
- Proteínas, son fuentes de carbono y energía por lo cual es un
sustrato muy importante en el proceso de digestión anaerobia pues sus
productos tienen un elevado valor nutricional. Las proteínas son hidrolizadas por
enzimas proteasas en péptidos y aminoácidos, parte de estos aminoácidos son
utilizados directamente en la síntesis del nuevo material celular y el resto son
degradados a ácidos grasos volátiles, dióxido de carbono, hidrógeno, amonio y
sulfuro en las siguientes fases del proceso.
- Lípidos, su degradación en condiciones anaerobios comienza con
la ruptura de las grasas por la acción de las enzimas lipasas produciendo ácidos
grasos de cadena larga y glicerol.
9
- Materiales lignocelulósicos, compuestos principalmente por lignina,
celulosa y hemicelulosa, su degradación es lenta que suele ser la etapa limitante
del proceso hidrólisis pues la lignina es muy resistente a la degradación por parte
de las bacterias anaeróbicas. IPARRAGUIRRE (2007), realizó un análisis
proximal % de grasa, proteína y fibras de tres tipos de estiércol como se muestra
en el cuadro 2.
Análisis proximal del estiércol de vacuno, cuy y gallina
Estiércol Grasa (%) Proteína (%) Fibra (%)
Vacuno 0.62 16.67 23.13
Cuy 1.39 17.74 11.91
Gallina 1.6 9.32 10.46
Fuente. IPARRAGUIRRE, 2007
- Acidogénesis
La acidogénesis se define como un proceso anaeróbico microbiano
con producción de ácido sin un donador o aceptar externo de electrones. Las
moléculas orgánicas solubles de la primera fase son degradadas a compuestos
acéticos y liberando como productos hidrógeno y dióxido de carbono que son
utilizados directamente por bacterias metanogénicas (MARTÍ, 2006).
Esta reacción es endoexenérgetica pues demanda energía para ser
realizada y es posible gracias a la estrecha relación simbiótica de las bacterias
acetogénicas con las metanogénicas que substraen los productos finales del
medio para disminuir su concentración, esto activa la reacción y actividad de los
compuestos orgánicos más reducidos que luego serán oxidados por las
bacterias acetogénicas (HILBERT, 2006). El pH se encuentra en la zona ácida
5.1 a 6.8 (GUEVARA, 1996).
10
En esta fase se da los siguientes procesos (MARTÍ, 2006):
- Fermentación de carbohidratos solubles, la principal ruta
metabólica para degradar ácidos orgánicos a glucosa es Embden - Meyerhof,
esta fermentación se realizar por diferentes microorganismos. Los Clostridium
son los principales microorganismos que convierten la glucosa en butírico,
acético, CO2 y H2.
- Fermentación de aminoácidos, los principales productos son los
ácidos grasos de cadena corta, succínico, aminovalerico e H2, esta fermentación
consiste en un proceso rápido que no limitan la velocidad de degradación de
compuestos proteicos. Las bacterias que participan en el proceso son
Clostridium, Peptococcus y Bacteroides.
- Acetogénesis
En esta fase, la degradación de ácidos orgánicos a acetato es un
proceso de oxidación sin aceptar interno de electrones, por lo cual se necesita
organismos que oxidan los ácidos orgánicos para utilizar un aceptor de
electrones adicional como el ion hidrógeno o el CO2, y estos son consumidos por
organismos metanógenos (RIVERA, 2010). El pH se encuentra en la zona ácida
6.6 y 6.8 (GUEVARA, 1996).
La oxidación del acetato en condiciones mesófilas se incrementa
conforme aumenta la concentración de sales, principalmente amoníaco y ácidos
grasos volátiles. Uno de los principales inhibidores de esta fase es la
acumulación de hidrógeno molecular porque provoca la acumulación rápida de
sustratos. Al respecto, los metanógenos hidrogenotróficos juegan un rol crucial
en la eliminación constante de H2 y produciendo metano para hacer
energéticamente posible la oxidación por organismos consumidores de H2.
Así, la asociación entre oxidadores de sustrato y metanógenos
consumidores de H2 es indispensable para sostener el proceso completo de
degradación anaeróbica (RIVERA, 2010). Las bacterias representantes de esta
fase son Syntrophomonaswolfei y Syntrophobacterwolin (MARTÍ, 2006).
11
- Metanogénica
Los microorganismos metanogénicos mediante la formación de
metano a partir de sustratos monocarbonados como el acetato, H2/CO2, formato,
metanol y algunas metilaminas completan el proceso de digestión anaerobia. Se
establece dos grupos de microorganismos en función al sustrato principal que
metabolizan: hidrogenotróficos quienes consumen H2/CO2 y fórmico y los
acetoclasticos, consumen acetato, metanol y algunas aminas. Los dos
mecanismos de producción de metano son:
Se ha demostrado que el 70% del metano producido en reactores
anaeróbicos se forma a partir de acetato, solo dos géneros que tienen especies
acetotróficas pueden utilizar acetato y son Methanosarcina y Methanothrix.
(MARTÍ, 2006). El pH se encuentra entre 6.9 a 7.4 (GUEVARA, 1996). Se
compara las propiedades de las dos fases principales la acidogénica y
metanogénica para lograr comprender el equilibrio y funcionamiento óptimo de
un biodigestor (HILBERT, 2006).
2.2.2. Variables del sistema
Para que las bacterias aseguren su ciclo biológico en el proceso de
digestión anaerobia es necesario que se presenten en condiciones óptimas de
temperatura, tiempo de retención, presión, hermetismo, etc. (SORIA et al, 2000).
Los factores que influyen en la productividad de los biodigestores son:
• Parámetros cinéticos de la fermentación
Son aquellos que se fijan antes de iniciado el proceso, señalando las
condiciones a las cuales va a trabajar el sistema. Entre estos se encuentra: la
dilución o la concentración de la carga, tiempo de retención, sustrato, nutrientes
y la relación C/N (SASSE, 2004).
- Tipo de materia prima (sustrato)
Los sustratos ideales son los desechos orgánicos húmedos de
origen agrícola, industrial, doméstico y municipal, así como las excretas de
12
origen humano y animal porque contienen nutrientes como carbono, nitrógeno y
azufre. Normalmente las sustancias orgánicas como los estiércoles y lodos
cloacales presentan estos elementos en proporciones adecuadas (HILBERT,
2006). Es importante la proporción de carbono y nitrógeno entre 20 a 30, si la
cantidad de nitrógeno aumenta produce la formación de amonio y este puede
ser inhibitorio para la fermentación anaeróbica y tóxico para las bacterias
metanogénicas. En este sentido no se recomienda utilizar un solo tipo de
sustrato, más bien de combinar materiales ricos en nitrógeno con materiales
abundantes en carbono para obtener un buen balance de nutrientes que
promueva el adecuado crecimiento de los microorganismos que degradan la
materia orgánica dentro del biodigestor (RIVAS, 2010).
- Contenido de agua de la mezcla
Las bacterias y otros microorganismos no pueden funcionar
efectivamente cuando el contenido de agua de la mezcla es demasiado bajo, ya
que la cantidad de biogás producido será pequeña. Cuando la mezcla es
demasiado diluida, se puede digerir relativamente poca materia orgánica y la
producción del biogás es limitada. El uso primordialmente de excreta humana y
orines, estiércol, y desechos de agricultura, como alimento para el digestor,
deberá conllevar a una razón de biomasa a agua entre 1:1 y 1:2; y por cada 100
Kg de heces y orina, se requerirán entre 100 y 200 litros de agua. Cuando el
material de alimento consta principalmente de residuos vegetales, se requiere
más agua, en una razón de 1:3 o 1: 4. La actividad de mezclar, debe realizarse
en forma adecuada y uniforme en el tanque del digestor para promover una
digestión efectiva, especialmente si se utiliza biomasa cruda con alto contenido
leñoso (PAUCAR, 2015).
- Tiempo de retención
Es el tiempo promedio en que la materia orgánica es degradada por
los microorganismos. Se ha observado que para tiempos largos de retención se
obtendrá un rendimiento bajo de biogas, pero el biol con excelentes
características como fuente de nutrientes (RIVERA, 2010).
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El tiempo de retención es definido como el periodo de tiempo en que
permanece la materia orgánica dentro del sistema para alcanzar la degradación
y está directamente relacionado con la temperatura ambiente y en condiciones
óptimas del proceso, con una temperatura de 30 ºC, el tiempo de retención (Tr)
debería ser de 20 días; sin embargo, como se muestra en el cuadro 3 y 4,
algunos autores han sugerido para cada ambiente los respectivos tiempos de
retención, que comúnmente se presentan en biodigestores, debido a la variación
de la temperatura, la cual es difícil de controlar.
Tipo de ambiente según tiempo de retención
Ambiente Tiempo de retención (días)
Psicrofílico >40
Mesofílico 10 - 40
Termofílico <10
Fuente. OLAYA, 2006
Tiempo de retención en el proceso de biodigestión
Temperatura en el biodigestor (°C) 10 15 20 25 30 35
Tiempo de retención (días) 90 60 45 32 30 25
Fuente. CASTILLO, 2012
Según OLAYA (2006), el rango de temperatura y el periodo de
retención dentro del biodigestor, clasifican la fermentación de la siguiente
manera:
*Fermentación psicrofílica, para un rango de temperatura entre 10 y
20ºC y más de 100 días de retención.
*Fermentación mesofílica, para un rango de temperatura entre 20 y
35ºC y aproximadamente 30 a 40 días de retención.
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*Fermentación termofílica, para un rango de temperatura entre 50 y
60ºC y más de 8 días de retención. Este tipo de fermentación no es apropiada
para plantas.
- Nutrientes
El proceso de digestión anaerobia requiere baja necesidad de
nutrientes por los bajos índices de producción de biomasa que presentan los
microorganismos anaerobios. Los principales nutrientes son el carbono,
nitrógeno y fósforo, y una serie de elementos minerales a nivel trazas como S,
K, Na, Ca, Mg y Fe. (MARTÍ, 2006).
- Relación C/N
La relación óptima de C/N es de 30: 1 para el crecimiento de los
microorganismos, cuando la relación es muy estrecha (10: 1) hay pérdidas de
nitrógeno asimilable, lo cual reduce la calidad del material digerido. Si la relación
es muy amplia (40:1) se inhibe el crecimiento debido a falta de nitrógeno. (SORIA
et al., 2000).
• Parámetros de control
Son aquellos parámetros que permiten evaluar el desarrollo del
proceso, por lo tanto, previenen y/o explican fenómenos que afectan el normal
desenvolvimiento del digestor y permiten calcular la eficiencia.
Dentro de los parámetros de control hallamos la: temperatura,
contenido de ácidos volátiles, alcalinidad, pH, nitrógeno amoniacal y a la
producción y composición del biogás.
- Temperatura
Se habían definido tres ambientes anaeróbicos, en función de la
temperatura. Un adecuado funcionamiento del biodigestor para cada ambiente
recomienda los siguientes rangos de temperatura: 0 – 20 ºC, para el ambiente
psicrofílico; 20 – 45 ºC, para el ambiente mesofílico; y 45 – 97 ºC, para el
15
ambiente termofílico (ALCAYAGA, 1999). Las bacterias que crecen en cada uno
de estos ambientes son organismos diferentes que sugieren controlar la
temperatura, para aumentar la eficiencia, usando serpentines de agua caliente
dentro del digestor, con el objetivo de aumentar la temperatura del efluente.
La temperatura de la mezcla en el digestor es un factor importante
para la eficiencia del proceso de digestión. La mayoría de las bacterias
anaerobias funcionan mejor en el rango de 30 a 35°C, donde la producción de
biogás es óptima. La temperatura en el tanque digestor siempre debe estar por
encima de 20°C, porque a temperaturas menores, se produce poco biogás y por
debajo de 10°C la digestión cesa completamente (SILVA, 2002).
La temperatura es un factor de gran influencia en la velocidad de la
digestión anaerobia porque la velocidad de reacción de este proceso depende
de la velocidad de crecimiento de los microorganismos involucrados que a su
vez dependen de la temperatura.
Variaciones bruscas de temperatura pueden provocar la
desestabilización del proceso por ello se recomienda un sistema adecuado de
agitación y controlador de temperatura (MARTI, 2006).
Existen tres rangos de temperatura de acuerdo con el tipo de
bacterias que predominan, esto se presenta en el Cuadro 5.
Rango de temperaturas de acuerdo al tipo de bacteria
Bacterias Rango de Temperaturas Sensibilidad
Psicrofílicas Menos de 20°C +/- 2°C/hora
Mesofílicas Entre 20°C y 40°C +/- 1°C/hora
Termofílicas Más de 40°C +/- 0.5°C/hora
Fuente. CASTILLO, 2012
16
El régimen mesofílico de operación es el más utilizado, estas
temperaturas se pueden alcanzar en zonas tropicales de manera natural. La
actividad de las bacterias desciende si estamos por encima o por debajo del
rango de temperaturas óptimas de trabajo. En reactores sin sistema de
calefacción depende de la temperatura ambiente que en muchas regiones es
inferior al rango de temperaturas óptimas. A menores temperaturas se sigue
produciendo biogás, pero de manera más lenta. A temperaturas inferiores a 5°C
se puede decir que las bacterias quedan dormidas y ya no producen biogás. Por
ello es necesario estimar un tiempo de retención según la temperatura a la que
se trabaje. El tiempo de retención es la duración del proceso de digestión
anaerobia, es el tiempo que requieren las bacterias para digerir el lodo y producir
biogás. Este tiempo, por tanto, dependerá de la temperatura de la región donde
se vaya a instalar el biodigestor. Así a menores temperaturas se requiere un
mayor tiempo de retención que será necesario para que las bacterias que
tendrán menor actividad, tengan tiempo de digerir el lodo y de producir biogás
(MARTÍ, 2006). Periodos de retención de 10 a 25 días para la mezcla en el
tanque digestor son usuales para la mayoría de países tropicales. Si las
temperaturas ambientes son altas, por ejemplo, en promedio entre 30 y 35°C,
puede ser suficiente un período de retención más corto, de 15 días. En climas
más fríos, son comunes periodos de retención más largos, de 80 a 90 días
(SILVA, 2002).
Existe un intervalo máximo dentro de cada rango de temperatura,
determinando así la temperatura de trabajo óptima en cada uno de los rangos
posibles de operación. El rango psicrofílico ha sido poco estudiado por ser poco
viable debido al gran tamaño del reactor, el rango mesofílico es el más utilizado
a pesar que en la actualidad el rango termofílico puede conseguir una mayor
velocidad del proceso pues a medida que aumenta la temperatura, aumenta la
velocidad de crecimiento de los microorganismo y acelera el proceso de
digestión, pero este régimen presenta mayores problemas de inhibición del
proceso por la mayor toxicidad de determinados compuestos (nitrógeno
amoniacal o ácidos grasos de cadena larga) a elevadas temperaturas. Las
variaciones bruscas de temperatura en el digestor pueden provocar la
17
desestabilización del proceso por ello se recomienda un sistema adecuado de
agitación y controlador de temperatura (MARTÍ, 2006). Al mismo tiempo se
deberá tener en cuenta que al no generar calor el proceso la temperatura deberá
ser lograda y mantenida mediante energía exterior (HILBERT, 2006).
La temperatura del proceso también actúa en la solubilidad de los
gases generados, los gases NH3, H2 y H2S descienden al aumentar la
temperatura favoreciendo la transferencia líquido - gas. La desventaja es el
descenso de CO2 porque provocaría un aumento de pH. Lo que generaría
posibles situaciones de inhibición por NH3.
Por otra parte aumentaría las mayoría de las sales de manera que
la materia orgánica es más accesible para los microorganismos aumento así la
velocidad del proceso (MARTÍ, 2006).
La temperatura está íntimamente relacionada con los tiempos que
debe permanecer la biomasa dentro del digestor para completar su degradación
(Tiempo de retención Hidráulica, TRH). A medida que se aumenta la temperatura
disminuyen los tiempos de retención y en consecuencia se necesitará un menor
volumen de reactor para digerir una misma cantidad de biomasa, además de
menores necesidades de agitación (HILBERT, 2006).
- pH y alcalinidad
El pH está en función de la concentración de CO2 en el gas, de la
concentración de ácidos volátiles y de la propia alcalinidad de la materia prima.
Las bacterias responsables del mecanismo de producción de biogás son
altamente sensibles a cambios en el pH, oscilando entre 6 y 8 (es deseable un
valor entre 7 y 7.2).
El pH del lodo de fermentación indica si el proceso de fermentación
transcurre sin problemas, y su medición indica el comportamiento de la carga de
fermentación dentro del digestor, para la producción de biogás, como es
mostrado en el cuadro 6 (GARCÉS, 2017).
18
Comportamiento de la carga de fermentación dentro del
biodigestor, de acuerdo con el valor del pH
pH Comportamiento
7 - 7.2 Óptimo
6.2 Retarda la acidificación
7.6 Retarda la amonización
Fuente. GARCÉS, 2017
El pH aparte de medir las concentraciones del ion hidrógeno o el ion
hidroxilo también determina la composición del nitrógeno amoniaco total; el
amonio e iones hidrógeno (H+) se encuentran a bajos niveles de pH mientras
que el amoníaco e iones hidroxilo dominan a altos pH. Además, determina la
producción y composición del gas, el pH no debe bajar de 6 ni subir de 8, si el
pH fuera menos de 6 produciría un biogás pobre en metano que tiene menores
cualidades energéticas.
Los diferentes grupos bacterianos presentes en el proceso de
digestión presentan unos niveles de actividad óptima: fermentativos; entre 7.2 y
7.4, acetogénicos; entre 7.0 y 7.2; metanogénicos; 6.5 y 7.5. El pH es una
variable utilizada en el diagnóstico de los sistemas anaerobios ya que muchos
fenómenos tienen influencia sobre el mismo. El pH también determina la
inhibición o toxicidad de las bacterias metanogénicas, ocurriendo esta patología
cuando es inferior a 6.0. Un adecuado funcionamiento se presentará con un pH
en el biodigestor entre 6.5 y 7.5 (VARGAS, 2006).
- Color
Los bioles del grupo control presentaron un color marrón claro, muy
similar al de la carga inicial, indicando una escasa degradación de la materia
orgánica. Por el contrario, los bioles de los tratamientos restantes mostraron una
coloración marrón verdosa oscura. Numerosas experiencias en investigaciones
con biodigestores, demuestran que, cuando se utiliza materia fecal como
19
sustrato para una biodigestión, los colores oscuros, principalmente el verde
obscuro y el negro, indican un estado avanzado de degradación, sobre todo si el
color se contrasta de forma visible con el de la carga inicial.
- Olor
Según SILVA (2002), los bioles del grupo control presentaron un olor
fecal y de putrefacción relativamente intenso. El olor de los bioles de los
tratamientos fue mucho menos intenso, pero aún perceptible. Aun así, no fue un
olor de putrefacción, sino de fermentación. Nuevamente, este parámetro
subjetivo demuestra a simple vista la diferencia del nivel de descomposición de
los tratamientos. El principal causante de los malos olores provenientes de la
materia fecal es el amoníaco, además de otros compuestos nitrogenados
derivados de la descomposición microbiana. Debido a que es una sustancia
oxidativa, apoya la putrefacción, los malos olores y el desarrollo de
microorganismos indeseables y patógenos. El amoníaco, además; es tóxico para
las bacterias metanogénicas y en concentraciones altas puede inhibir el proceso
de biodigestión. Los Microorganismos Eficaces aceleran la descomposición del
amoniaco y disminuyen su volatilización, disminuyendo o hasta suprimiendo los
malos olores que gracias a su efecto catalizador, los Microorganismos Efectivos
garantizan que se lleve a cabo una fermentación en lugar de una putrefacción
durante la descomposición de la materia orgánica.
2.3. Biodigestores
Un biodigestor es un recipiente cerrado o tanque, que puede ser
construido con diversos materiales, ya sea ladrillo y cemento, metal o plástico.
Tiene forma cilíndrica o esférica, con un ducto de entrada a través del cual se
suministra la materia orgánica en forma conjunta con agua, y un ducto de salida
para el material ya digerido por acción bacteriana (GARCÉS, 2017). Un
biodigestor en su forma más simple, es un contenedor cerrado, hermético e
impermeable (llamado reactor), dentro del cual se deposita el material orgánico
a fermentar (excrementos de animales y humanos, desechos vegetales, etc.) en
determinada dilución de agua para que se descomponga, produciendo biogás y
20
abonos orgánicos. Un biodigestor es un sistema natural que aprovecha la
digestión anaerobia (proceso en ausencia de oxígeno) de las bacterias que
habitan en el estiércol, para transformarlo en biogás y abono orgánico. Según
CASTILLO (2012), el biogás que se obtiene de los biodigestores puede ser
empleado como combustible en las cocinas, calefacción o iluminación, y en
grandes instalaciones se pueden utilizar para alimentar un motor que genere
electricidad. El fertilizante, llamado biol se está tratando con la misma
importancia, que el biogás, ya que provee un abono orgánico natural que mejora
fuertemente el rendimiento de las cosechas.
2.3.1. Tipos de biodigestores
De acuerdo a la forma en que se realiza el proceso de carga, es decir
la introducción o vertido del residuo al biodigestor, se distinguen tres tipos:
• Batch o discontinuos
• Semi Continuos
• Continuos
A. Sistema de Batch: Los biodigestores se cargan con material en
un solo lote, cuando el rendimiento del gas decae a un bajo nivel, después de un
periodo de fermentación, se vacían los digestores por completo y se alimenta de
nuevo (GUEVARA, 1996). Por lo general el sistema tipo batch consiste en
tanques herméticos con una salida de gas la cual es conectada a un gasómetro
flotante, donde se almacena el biogás.
B. Sistema Semi Continuos: La primera carga que se introduce,
consta de gran cantidad de materiales; cuando va disminuyendo gradualmente
el contenido del gas se agregan nuevas materias primas y se descarga el
efluente regularmente en la misma cantidad (GUEVARA, 1996). Este tipo de
biodigestor es el de uso más común en las zonas rurales, debido a que se tratan
de diseños pequeños para uso doméstico. Dentro de este tipo, los más populares
son el tipo hindú y chino.
21
C. Sistema Continuo: Cuando la fermentación en el digestor es
ininterrumpido, el efluente que descarga es igual al material que entra, la
producción de gas es uniforme en el tiempo; este proceso se aplica en zonas
ricas con materiales residuales y digestores de gran tamaño, mayor de 15 m3, y
de tamaño mediano, entre 6.3 y 15 m3 (GUEVARA, 1996).
2.4. Biol
2.4.1. Definición
El biol es el efluente líquido que se descarga del biodigestor.
Dependiendo del tipo de biodigestor, este puede obtenerse, en forma frecuente
o intermitente. Por medio de filtración y/o floculación se separa la parte líquida
de la sólida (MEDINA et al., 2015). El biol es una fuente de fitorreguladores, actúa
como estimulante orgánico porque promueve el crecimiento y desarrollo de las
plantas (CASTILLO, 2012).
2.4.2. Características
El biol es la fracción líquida resultante del lodo proveniente de
fermentador o biodigestor. Este lodo es decantado o sedimentado obteniéndose
una parte líquida a la cual se llama biol. Según ALARCÓN (2004),
aproximadamente el 90% del material que ingresa al biodigestor se transforma
a biol, esto depende del tipo de material a fermentar y las condiciones de
fermentación. Investigaciones realizadas, permiten comprobar que los bioles
aplicados foliarmente a los cultivos (alfalfilla, papa, hortalizas) en una
concentración entre 20 y 50 % estimulan el crecimiento, mejoran la calidad de
los productos e incluso tienen cierto efecto repelente contra las plagas, el efecto
del biol en el crecimiento y el rendimiento de los cultivos se debe a que en su
composición se encuentran diversos precursores hormonales como el ácido
indol acético, giberelinas y vitaminas entre otros; además, las experiencias en
campo han demostrado que la mayor respuesta (a aplicaciones de biol) se
encuentra en suelos de baja fertilidad. Permite un mejor intercambio catiónico en
el suelo, con ello amplia la disponibilidad de nutrientes del suelo. Asimismo,
22
mantiene la humedad del suelo y a la creación de un microclima adecuado para
las plantas. El abono líquido conocido como biol es también una fuente orgánica
de fitoreguladores que, a diferencia de los nutrientes, en pequeñas cantidades
es capaz de promover actividades fisiológicas y estimular el desarrollo de las
plantas.
El biol influye sobre actividades agronómicas como el enraizado
(aumentando y fortaleciendo la base radicular), acción sobre el follaje (ampliando
la base foliar), mejora la floración y el poder germinativo de las semillas,
traduciéndose todo esto en un aumento significativo de la cosecha (SASSE,
2004).
- Composición química del biol
Las bacterias fermentan el material orgánico en ausencia de aire (es
decir, fermentación anaeróbica) y producen biogás; este material de
fermentación está constituido por sustancias sólidas orgánicas, inorgánicas y
agua (el cual incrementa la fluidez del material de fermentación, característica
importante para el funcionamiento de una planta de biogás).
El proceso de fermentación se compone de tres fases principales:
una primera fase, de hidrólisis, donde las bacterias fermentativas o acidogénicas
hidrolizan los polímeros y las convierten a través de la fermentación en ácidos
orgánicos solubles; una segunda fase, de acidificación, donde las bacterias
acetogénicas causan una metabolización de los complicados ácidos orgánicos
en acetatos (CH3COOH), dihidrógenos (H2) y carbodióxidos (CO2); y una
tercera fase, de metanización, donde las proteínas, hidratos de carbono y grasa,
los aminoácidos, alcoholes y ácidos grasos que se formaron en las fases
anteriores, se convierten en metano, bióxido de carbono y amoníaco. En la última
fase el material de fermentación se vuelve más líquido.
Diversos factores influyen en el funcionamiento del biodigestor, los
cuales son descritos en el cuadro 7 y 8.
23
Composición de materia seca de diferentes tipos de estiércol
Materia seca de diferentes tipos de estiércol
Especie animal Materia seca %
Vacuno (f) 6
Vacuno (s) 16
Cuyes (f) 14
Gallinas (s) 47
Fuente. SILVA, 2002
Composición química de algunos abonos orgánicos
Característica Tipo de abono orgánico
Vacuno Gallinaza Vermi-
composta Composta
Pulpa de
café
Paja de
arroz
Humedad (%) 36.0 30.0
pH 8.0 7.6 7.6 7.7 5.80 7.20
Materia orgánica (%) 70.0 70.0
89.6 7.70
N total (%) 1.5 3.7 1.1 2.1 1.68 0.50
Relación C/N 16 15 19 15 30.90 9.49
Tasa de mineralización
(%/Año) 35 90
Fuente. GUEVARA, 1996
2.4.3. Aplicaciones del biol
El biol tiene diferentes funciones dependiendo del tipo, existe tres
tipos de biol: el biol biocida cuya finalidad es controlar plagas y enfermedades;
el biol para suelos y hojas, nutrir a la planta y mejorar la fertilidad del suelo y el
biol abono foliar, nutre directamente a la planta.
24
Este último tipo, tiene mayor ventaja porque acelera el crecimiento
de las plantas e incrementa los rendimientos.
El biol puede ser utilizado en labores agrícolas para una gran
variedad de plantas sea de periodos vegetativos cortos o largos, gramíneas,
forrajeras, leguminosas, frutales, hortalizas, raíces, tubérculos y ornamentales
con aplicaciones dirigidas al follaje, suelo, semilla y/o raíz (AEDES, 2006).
2.4.4. Propiedades de los abonos orgánicos
Según el Manual para elaborar y aplicar abonos y plaguicidas
orgánicos, elaborado en septiembre del 2010, auspiciada por el Fondo para la
Protección del Agua-FONAG con el apoyo de USAID, Agencia de los Estados
Unidos para el Desarrollo Internacional, exponen que “los abonos orgánicos
calientan el suelo y favorecen el desarrollo de las raíces, principal vía de nutrición
de plantas; en las tierras en donde no existen su presencia, el suelo se vuelve
frío y de pésimas características para el crecimiento.
Su uso es recomendable para toda clase de suelos, especialmente,
para aquellos de bajo contenido en materias orgánicas, desgastados por efectos
de la erosión y su utilización contribuye a regenerar suelos aptos para la
agricultura.
• Propiedades físicas
El abono orgánico por su color oscuro absorbe más las radiaciones
solares, con lo que el suelo adquiere más temperatura y se pueden absorber con
mayor facilidad los nutrientes. El abono orgánico mejora la estructura y textura
del suelo, haciendo más ligeros a los suelos arcillosos y más compactos a los
arenosos. Mejoran la permeabilidad del suelo, ya que influyen en el drenaje y
aireación de éste.
Disminuyen la erosión del suelo, tanto de agua como de viento.
Aumentan la retención de agua en el suelo, por lo que se absorbe más el agua
25
cuando llueve o se riega, y retienen durante mucho tiempo, el agua en el suelo
durante el verano.
• Propiedades químicas
Los abonos orgánicos aumentan el poder tampón del suelo, y en
consecuencia reducen las oscilaciones de pH de éste. Aumentan también la
capacidad de intercambio catiónico del suelo, con lo que aumentamos la
fertilidad.
• Propiedades biológicas
Los abonos orgánicos favorecen la aireación y oxigenación del
suelo, por lo que hay mayor actividad radicular y mayor actividad de los
microorganismos aerobios. Los abonos orgánicos constituyen una fuente de
energía para los microorganismos, por lo que se multiplican rápidamente.
2.5. Ensayos de toxicidad
El ensayo de toxicidad es una prueba estática de toxicidad aguda
(120 horas de exposición) en las que se evalúan los efectos fitotóxicos de
compuestos puros o de mezclas complejas en el proceso de germinación de las
semillas y en el desarrollo de las plántulas durante los primeros días de
crecimiento. La evaluación de los efectos fitotóxicos se determina por la
inhibición en la germinación y la inhibición en la elongación de la radícula y del
coleóptilo (CASTILLO, 2012).
2.5.1. Germinación de las semillas
La semilla es una fuente de nutrientes, las cuales se pueden agotar
por diversos factores, para que la planta obtenga la mayor parte de los nutrientes
en sus primeras etapas de desarrollo, dependerá de los nutrientes que es capaz
de obtener del suelo o complementos que se añaden al mismo.
Así, el proceso de germinación es la recuperación de la actividad
biológica por parte de la semilla, para esto se debe dar una serie de condiciones
26
ambientales favorables como un sustrato húmedo, suficiente disponibilidad de
oxígeno y una temperatura adecuada para los procesos metabólicos y el
desarrollo de la plántula (CASTILLO, 2012).
2.5.2. Metodología de la prueba de ensayos
La prueba de ensayo de toxicidad con semillas de mastuerzo
(Lepidium sativum) realizada por Sobrero y Ronco (CASTILLO, 2012) tomaron
los siguientes pasos:
- Colocar en cada caja Petri un disco de papel de filtro.
- Marcar correctamente cada caja con la dilución correspondiente,
así como la fecha y hora de inicio y término del bioensayo.
- Saturar el papel de filtro con 4 o 5 mL de la dilución evitando que
se formen bolsas de aire.
- Con la ayuda de una pinza, colocar cuidadosamente 20 semillas,
dejando espacio suficiente entre las semillas para permitir la
elongación de las raíces.
- Tapar las cápsulas y colocarlas en bolsas plásticas para evitar la
pérdida de humedad.
- Incubar por 120 horas (5 días) a una temperatura de 22 ± 28 °C.
- Realizar tres repeticiones para cada dilución ensayada.
2.5.3. Cálculo del Índice de Germinación (IG)
El cálculo del índice de germinación (IG) según el test de Sobrero
(CASTILLO, 2012) consiste en hallar primero el porcentaje de germinación
relativo tal como se muestra en la ecuación (1), seguidamente se hallará el valor
del crecimiento radicular relativo, ecuación (2), estos dos valores encontrados
serán necesarios para hallar el índice de germinación, tal como se muestra en la
ecuación (3).
27
PGR= N° de semillas germinadas en el extracto x 100
N° de semillas germinadas en el testigo
CRR= Elongación de la radícula en el extracto x 100
Elongación de radícula de testigo
IG= PGR x CRR
100
Dónde:
- PGR : Porcentaje de Germinación Relativo
- CRR : Crecimiento de Radícula Relativo
- IG : Índice de Germinación
(1)
(2)
(3)
28
III. MATERIALES Y MÉTODOS
3.1. Lugar de ejecución
El trabajo se realizó en las instalaciones del Laboratorio de Calidad
y Tratamiento de Suelos de la especialidad de Ingeniería Ambiental en la
Universidad Nacional Agraria de la Selva, ubicado en la ciudad de Tingo María,
distrito de Rupa Rupa, provincia de Leoncio Prado, región Huánuco, a una altitud
de 647 msnm.
Figura 1. Mapa de ubicación del Laboratorio de Calidad y Tratamiento de
Suelos de Ingeniería Ambiental
29
3.2. Equipos y materiales
3.2.1. Equipos
- Balanza analítica PCE-LS 3000, grado de exactitud de 0.0001 g
- Equipo Multiparámetro Mi 180 Milwaukee, 06 parámetros
- Estufa Memmert UN 30
- Refrigeradora LG Modelo Gt21
- Cámara digital Sony DSC-H300
- Soporte de madera
- Cámara germinadora de semillas
- 02 biorreactores tipo Batch
3.2.2. Materiales
- 02 frascos de vidrio con tapa de jebe
- Placas Petri vidrio 150 x 30 mm
- Papel filtro Whatman N° 40
- Semillas de mastuerzo (Lepidium sativum)
- Vaso de precipitación Kimax 100 ml
- Matraz Erlenmeyer Kimax 300 ml
- Probeta de vidrio graduada Kimax 300 ml
- Embudos de vidrio 85 mm
- 02 goteros
- Abrazaderas (Ø=10cm)
- Mangueras transparentes
- Jeringa de plástico
- Mascarillas
- Guantes
- Bolsas de plástico
3.3. Metodología
Para la determinación de la calidad del biol producido por gallinaza
y estiércol de ganado vacuno, se sigue el siguiente esquema de trabajo:
30
3.3.1. Producción de biol a partir de gallinaza y estiércol de ganado
vacuno
Como se muestra en la figura 2, se construyó 02 biorreactores tipo
batch con contenedores de vidrio transparentes de 1 L de capacidad operacional
cada uno, con sus respectivos orificios que se conectaban a 02 botellas con agua
para controlar la salida de gas, estos contenedores fueron sellados
herméticamente para evitar cualquier fuga de metano u otros gases.
Normalmente estos biorreactores se construyen con tanques herméticos con una
salida de gas conectada a un gasómetro flotante, donde se almacena el biogás,
pero en esta práctica la experimentación del almacenamiento del gas solo fue
referencial, pues el objetivo principal es el estudio de la calidad de los bioles.
Figura 2. Modelo del biorreactor
Las muestras quedaron establecidas por dos tipos de sustrato, la
primera de gallinaza y la segunda de estiércol de ganado vacuno, los que se
colectaron en las instalaciones de zootecnia de la Universidad Nacional Agraria
de la Selva. La selección de los sustratos usados fue mediante una toma de
31
muestras al azar, las que fueron colocadas en bolsas herméticas debidamente
rotuladas y transportadas al Laboratorio de Calidad y Tratamiento de Suelos.
Se usó 250 gr de gallinaza y 750 ml de agua destilada y 500gr de
estiércol de ganado vacuno y 500 ml de agua destilada, usando un total de 1l de
cada muestra, tal como se muestra en el cuadro 9.
Relación de materia prima (estiércol: agua)
Estiércol Agua Estiércol: agua Muestra total
Gallinaza 250 g 750 ml 01:03 1000 ml
Vacuno 500g 500 ml 01:01 1000 ml
Fuente. SUQUILANDA, 1995
3.3.2. Caracterización fisicoquímica del biol producido por gallinaza y
estiércol de ganado vacuno
Pasado los 30 días de digestión anaerobia, se procedió a separar el
biosol del biol mediante filtración simple y se realizó la caracterización de estos
mediante el análisis fisicoquímico y microbiológico que se realizó en el
Laboratorio de Calidad y Tratamiento de Suelos y el Laboratorio de Microbiología
de la Universidad Nacional Agraria de la Selva respectivamente. Para la
caracterización fisicoquímica se utilizó el multiparámetro Milwaukee Mi 180, que
tiene sensores para la medición de pH, temperatura, potencial REDOX,
conductividad, sólidos disueltos totales y salinidad. Los parámetros
fisicoquímicos mencionados se midieron antes y después del proceso de
digestión anaerobia a cada uno de los tratamientos.
3.3.3. Análisis microbiológico del biol producido por gallinaza y
estiércol de ganado vacuno
Para la caracterización microbiológica se llevaron las muestras al
Laboratorio de Microbiología de la Universidad Nacional Agraria de la Selva,
32
donde realizaron un análisis para verificar la ausencia de coliformes totales y
fecales. Para tener un criterio más amplio sobre la calidad de los bioles, se
procedió a tomar dos muestras de los dos tratamientos, la primera fue en el
momento que se estaba elaborando el biol y la segunda muestra cuando se
cosechó, estas muestras fueron transportadas asegurándome de que los
recipientes estén completamente herméticos para que no se puedan alterar los
resultados.
3.3.4. Determinación del índice de germinación en semillas de
Lepidium sativum (mastuerzo)
Luego de evaluar los resultados de los análisis microbiológicos y
fisicoquímicos se procedió a realizar el ensayo del efecto del biol en la
germinación de semillas de mastuerzo (Lepidium sativum) que fueron facilitados
por el Laboratorio de Calidad y Tratamiento de Suelos de la UNAS, se consideró
usar estas semillas por su rápida germinación. Los ensayos de germinación se
realizaron según el test de SOBRERO y RONCO (2004) que es una de las
metodologías para el cálculo del índice de fitotoxicidad de compuestos puros
solubles (calidad de aguas), además de lixiviados de suelos, sedimentos, lodos
u otras matrices sólidas. A través de la prueba de germinación se evaluó el efecto
de la adición de diferentes dosis de los bioles en las semillas. Se usaron 04
diluciones de biol/agua para evaluar el porcentaje de índice de germinación, las
cuales fueron de 5:100, 10:100, 20:100 y 30:100 en los dos tipos de tratamientos
con 03 repeticiones cada uno más un tratamiento control sin adición tal como se
muestra en el cuadro 10.
Diluciones de biol por tratamiento
Tratamiento Gallinaza Ganado Vacuno
Blanco R1
R2
R3
5/100 R1 R1 R2 R2 R3 R3
33
10/100 R1 R1 R2 R2 R3 R3
20/100 R1 R1 R2 R2 R3 R3
30/100
R1 R1
R2 R2
R3 R3
Donde:
R1: Repetición 1, R2: Repetición 2; R3: Repetición 3.
Se realizó el método de Sobrero y Ronco adaptado para biol
(ALARCÓN, 2004).
a. Se colocó el papel filtro en el fondo de la placa Petri.
b. Se añadió la dilución establecida en cada placa.
c. Se colocó 10 semillas de mastuerzo por placa.
d. Se instaló un tratamiento control con 10 ml de agua destilada.
e. Se evaluó el porcentaje de germinación y longitud de la radícula.
Previo al cálculo de índice de germinación (IG) se calcularon dos
valores: el porcentaje de germinación relativo (PGR) y crecimiento de radícula
relativo (CRR) de cada tratamiento, teniendo al tratamiento control como testigo
(PAUCAR, 2015).
• Análisis estadístico
El análisis estadístico que se aplicó en la presente práctica fue la
prueba ANVA que se utilizó para saber si existía diferencia significativa en el
Índice de Germinación del biol producido a base de estiércol de ganado vacuno
y gallinaza (CASTILLO, 2012).
34
• Hipótesis estadísticas planteadas
Hipótesis Nula (Ho): No existe diferencia estadísticamente
significativa en el índice de germinación de los 2 tipos de biol
evaluados, con 95 % de confianza.
Hipótesis Alternativa (Ha): Existe diferencia estadísticamente
significativa en el índice de germinación de los 2 tipos de biol
evaluados, con 95 % de confiabilidad.
• Nivel de Significación
Se realizó el análisis estadístico, utilizando un nivel de significancia
del 95% (CORDERO, 2010).
35
IV. RESULTADOS
4.1. Producción de biol a partir de gallinaza y estiércol de ganado vacuno
En el cuadro 11 se aprecia los dos tipos de sustrato que se utilizó
para la obtención del biol y la relación de estiércol y agua que se usaron
totalizando 1l de cada muestra.
Biol producido a partir de gallinaza y estiércol de ganado vacuno
Estiércol Agua Relación
estiércol: agua
Muestra
total Biol
Gallinaza 250 g 750 ml 01:03 1000 ml 190 ml
Vacuno 500g 500 ml 01:01 1000 ml 210 ml
En la figura 3, se muestra la producción total de biol, en un periodo
de 30 días de digestión anaerobia a partir del sustrato de gallinaza y estiércol de
ganado vacuno, obteniendo un mayor valor en este último.
Figura 3. Biol producido a partir de gallinaza y estiércol de ganado vacuno
190
210
180
185
190
195
200
205
210
215
Gallinaza Vacuno
Bio
l (m
l)
36
4.2. Caracterización fisicoquímica del biol producido por gallinaza y
estiércol de ganado vacuno
En el cuadro 12 observamos los resultados obtenidos respecto a la
gallinaza, los cuales fueron medidos mediante el multiparámetro antes de pasar
por el proceso de digestión anaerobia y luego en la obtención del biol. Los
parámetros fisicoquímicos evaluados fueron pH, temperatura, P. REDOX,
conductividad, Sólidos Disueltos Totales y Salinidad.
Análisis fisicoquímico de gallinaza
Parámetros Input Output
pH 7.56 5.45
Temperatura (°C) 25.4 25.2
P. REDOX (Mv) -99.1 78.7
Conductividad (mS) 12.12 27.42
Sólidos Disueltos Totales (g/L) 6.06 13.73
Salinidad (%NaCl) 23.6 52.3
En la figura 4 se aprecia la variación de los parámetros
fisicoquímicos durante el proceso, donde el pH y la temperatura disminuyeron,
el potencial REDOX tuvo mayor notoriedad en su variación ya que de un valor
abismalmente negativo, aumentó significativamente. La conductividad eléctrica,
sólidos disueltos totales y salinidad mostraron un aumento proporcional.
Estos resultados nos muestran la degradación de la materia
orgánica que hubo durante los 30 días de digestión anaerobia del estiércol de
gallinaza.
37
Figura 4. Variación de parámetros fisicoquímicos de gallinaza
En el cuadro 13 observamos los resultados obtenidos respecto al
estiércol de ganado vacuno, los cuales fueron medidos mediante el
multiparámetro antes de pasar por el proceso de digestión anaerobia y luego en
la obtención del biol. Los parámetros fisicoquímicos evaluados fueron pH,
temperatura, P. REDOX, conductividad, Sólidos Disueltos Totales y Salinidad.
Análisis fisicoquímico de estiércol de ganado vacuno
Parámetros Input Output
Ph 8.03 5.12
Temperatura (°C) 26.6 25.7
P. REDOX (Mv) -54.7 136.9
Conductividad (mS) 3.59 6.99
Sólidos Disueltos Totales (g/L) 1.8 3.45
Salinidad (%NaCl) 7 13.5
-100
-80
-60
-40
-20
0
20
40
60
80
PH Temperatura (°C)
P. REDOX(mV)
Conductividad(mS)
SólidosDisueltosTotales (
g/L)
Salinidad(% NaCL)
Input 7.56 25.4 -99.1 12.12 6.06 23.6
Output 5.45 25.2 78.7 27.42 13.73 52.3
38
En la figura 5 se aprecia la variación de los parámetros
fisicoquímicos, donde el pH y la temperatura disminuyeron, el potencial REDOX
tuvo mayor notoriedad en su variación ya que de un valor abismalmente
negativo, aumentó significativamente. La conductividad eléctrica, sólidos
disueltos totales y salinidad mostraron un aumento proporcional.
Figura 5. Variación de parámetros fisicoquímicos de estiércol de vacuno
4.3. Análisis microbiológico del biol producido por gallinaza y estiércol de
ganado vacuno
En el cuadro 14 se muestra los resultados de los análisis de
coliformes totales y coliformes fecales que se realizó a la gallinaza antes de
iniciar el proceso de biodigestión anaerobia y una vez obtenido el biol, donde se
puede evidenciar la disminución de concentración hasta <10 UFC/ml en los dos
casos.
-60
-40
-20
0
20
40
60
80
100
120
140
PH Temperatura (°C)
P. REDOX(mV)
Conductividad(mS)
SólidosDisueltosTotales (
g/L)
Salinidad(% NaCL)
Input 8.03 26.6 -54.7 3.59 1.8 7
Output 4.32 25.7 136.9 6.99 3.45 13.5
39
Análisis microbiológico de gallinaza
Ensayos Microbiológicos Elaboración
(mezcla) Biol
Coliformes totales (UFC/ml) 184 x 106 < 10
Coliformes fecales (UFC/ml) 76 x 106 < 10
En el cuadro 15 se muestra los resultados de los análisis de
coliformes totales y coliformes fecales que se realizó al estiércol de ganado
vacuno antes de iniciar el proceso de biodigestión anaerobia y una vez obtenido
el biol, donde se puede evidenciar la disminución de concentración hasta 3 x 103
UFC/ml en los dos casos.
Análisis microbiológico de estiércol de ganado vacuno
Ensayos Microbiológicos Elaboración
(mezcla) Biol
Coliformes totales (UFC/ml) 240 x 106 3 x 103
Coliformes fecales (UFC/ml) 62 x 106 3 x 103
4.4. Índice de germinación en semillas de Lepidium sativum del biol
producido por gallinaza y estiércol de ganado vacuno
Como se puede evidenciar en el cuadro 16, se dispusieron 4
diluciones para cada tratamiento sumadas a un control. Con relación a la
germinación de las semillas, se logró el desarrollo normal de estas presentando
sus más bajos porcentajes de índice de germinación con las dosis de 20 % y
30% de biol de gallinaza y vacuno.
40
Índice de germinación de semillas de Lepidium sativum
Tratamiento N° semillas
germinadas PGR (%)
Elongación
de radícula
(mm)
CRR
(%) IG (%)
Control 0% 6 - 15 - -
Tratamiento 1
(Biol
gallinaza)
5% 7 116.67% 15.7 105% 122%
10% 5 88.89% 12.87 86% 76%
20% 3 50.00% 9.47 63% 32%
30% 1 22.22% 8.30 55% 12%
Tratamiento 2
(Biol vacuno)
5% 5 83.33% 15.00 100% 83%
10% 7 111.11% 15.30 102% 113%
20% 2 38.89% 13.75 92% 36%
30% 1 16.67% 11.20 75% 12%
En la figura 6 se refleja la variación del porcentaje de índice de
germinación respecto a las dosis usadas en cada tratamiento. Referente al biol
de gallinaza se obtuvo un mayor índice de germinación con dosis de 5% y un
menor índice de germinación con 30%, en el caso de biol proveniente de estiércol
vacuno se mostró un mayor índice de germinación con dosis de 10% y un menor
porcentaje de índice de germinación con 30% de biol.
Figura 6. Variación de porcentaje de índice de germinación en diferentes dosis
0%
20%
40%
60%
80%
100%
120%
140%
Tratamiento 1 (Biolgallinaza)
Tratamiento 2 (Biol vacuno)
IG (
%) 5%
10%
20%
30%
41
• Análisis estadístico
El cuadro 17 nos muestra el resumen obtenido después del análisis
de varianza.
Cuadro de resumen obtenido tras el ANOVA
RESUMEN
Grupos Cuenta Suma Promedio Varianza
Columna 1 12 829.262087 69.1051739 2688.97186
Columna 2 12 839.338422 69.9448685 2319.71246
En el cuadro 18 se puede ver que el valor P obtenido con la prueba
ANOVA es mayor que 0.05 (0.968>0.05), supera el valor de significancia por lo
que aceptamos de manera directa la hipótesis nula y decimos que No existe
diferencia estadísticamente significativa en el IG de los 2 tipos de biol evaluados,
con 95 % de confianza.
Análisis de varianza obtenido en base a los datos de índice de
germinación
Origen de
las
variaciones
Suma de
cuadrados
Grados
de
libertad
Promedio
de los
cuadrados
F Probabilidad
Valor
crítico
para F
Entre
grupos 4.2305227 1 4.2305227 0.002 0.968 4.300
Dentro de
los grupos 55095.5275 22 2504.34216
Total 55099.7581 23
42
V. DISCUSIÓN
La producción de biol de gallinaza y estiércol de ganado vacuno que
se obtuvo fue de 190 ml y 210 ml respectivamente, donde el mayor valor que se
registró fue proveniente del estiércol de ganado vacuno, pero no necesariamente
el de mejor calidad, tal como se indica en el cuadro 11, lo cual coincide con
ULLOA (2015), quien obtuvo mayor producción de biol proveniente de estiércol
de vacuno. Según SILVA (2002) la composición de cada tipo de estiércol varía e
influye en la producción total de biol e indica que el porcentaje de materia seca
variará dependiendo de su estado ya sea freso o seco, donde el porcentaje de
materia seca de estiércol de vacuno en estado fresco presenta un valor de 6% y
el de gallina en estado seco de 47%. Para la obtención de un biol de buena
calidad el tipo de estiércol desempeña un papel importante porque conforma la
parte sólida que tendrá la función de proveer nitrógeno, fósforo, potasio, calcio,
hierro, cobre y boro. El agua también es un elemento importante ya que para
saber la cantidad que se añadirá se debe tomar en cuenta el tipo de materia
prima que se usará porque el exceso o la falta de agua terminarán siendo
perjudicial para la producción, el agua tiene la función de facilitar el medio líquido
donde se multiplican todas las reacciones bioenergéticas y químicas de la
digestión anaeróbica del biofertilizante. Es importante resaltar que muchos
organismos presentes en este proceso viven uniformemente en la masa líquida
(ULLOA, 2015). El control fisicoquímico y microbiológico realizado a los bioles
tiene una gran importancia para que el producto final sea de buena calidad, para
ello se realizó un análisis en el momento de la preparación y en la producción de
los bioles, en los cuales se tomaron parámetros fisicoquímicos como el pH,
temperatura, potencial REDOX, conductividad eléctrica, sólidos disueltos totales
y salinidad.
43
Respecto al pH de la gallinaza y el estiércol de ganado vacuno
iniciaron con valores de 7.56 y 8.03 respectivamente. Después del proceso de
digestión anaerobia se obtuvieron valores de 5.45 y 5.12 de gallinaza y estiércol
de vacuno respectivamente, tal como se muestra en el cuadro 12 y 13, esto
indica una ligera acidez que demuestra que sí existió un cambio, lo que
concuerda con ULLOA (2015), que clasifica al biol de gallinaza y biol vacuno
como ligeramente ácido, lo cual es importante, ya que inhibe toda actividad de
los microorganismos patógenos; además indica que en todo biodigestor la
materia orgánica es hidrolizada para ser convertida en ácidos orgánicos, cuya
acumulación provoca una caída en el pH, la cual, si es excesiva; puede afectar
negativamente o incluso suprimir el proceso de biodigestión. Sin embargo, al
final del proceso de fermentación los ácidos orgánicos son convertidos en
metano por las bacterias metanogénicas, esto estabiliza el pH de la solución del
reactor y evita una excesiva acidificación.
La temperatura es uno de los más importantes parámetros que
afectan la actividad microbiana dentro de un digestor anaeróbico, en esta
práctica la temperatura que presentó el biol de gallinaza y de ganado vacuno
oscilo entre 25°C a 27°C, esto indica que existieron microorganismos
anaeróbicos mesofílicos; CASTILLO (2012) menciona que entre 25 y 40°C
actúan los microorganismos mesófilos, siendo un rango adecuado para una
óptima digestión anaerobia y en el que operan la mayoría de biodigestores.
Además OLAYA (2006) relaciona la temperatura con los tiempos que debe
permanecer la biomasa dentro del digestor para completar su degradación
(10 – 40 días) que pertenecen a un ambiente mesofílico, lo cual ocurrió en la
presente práctica ya que se trabajó en 30 días.
MEDINA et al. (2015), menciona que el potencial REDOX (Eh) es un
parámetro que tiene relación indirectamente proporcional al pH, es así que al
finalizar el proceso de biodigestión anaerobia en la presente práctica los valores
de pH disminuyeron y el potencial REDOX (Eh) presentó valores de 78 mV y 130
mV en el biol de gallinaza y estiércol de ganado vacuno respectivamente
indicando una ligera acidez de pH. RIVAS (2010) indica que valores muy
44
reducidos de potencial REDOX (Eh) favorecen el desarrollo de microorganismos
anaerobios; en el presente informe los valores iniciales de Eh de gallinaza y
estiércol de ganado vacuno fueron de -99.1 y -54.7 respectivamente lo cual
indica un ambiente óptimo para el desarrollo de los microorganismos.
La conductividad eléctrica, sólidos disueltos totales y salinidad son
parámetros directamente proporcionales. Se evidencia que durante el proceso
de digestión anaerobia los valores iniciales de conductividad eléctrica
aumentaron en los 02 tratamientos. Dicho parámetro es un indicador indirecto de
los sólidos disueltos totales, ya que esta es la capacidad para conducir la
corriente eléctrica, cuanto mayor es la cantidad de iones (sales disueltas)
presentes en la solución, mayor es la conductividad de la solución. La
conductividad alta, hace que el bioabono obtenido tenga que ser diluido antes de
su aplicación, para evitar toxicidad por sales en la planta, por esta razón los
bioles no fueron aplicados directamente a las semillas de Lepidium sativum, sino
diluidas en diferentes dosis (DEZUANE, 1997).
Respecto al análisis microbiológico se puede comprobar que los
microorganismos patógenos no encontraron un ambiente adecuado para su
reproducción, ya que, Escherichia coli, el principal representante del grupo de
los coliformes; requiere de un pH entre 6 y 7 para desarrollarse de manera óptima
ROJAS (2014). Sin embargo, la generación de ácidos orgánicos, fue superior, lo
cual habría dado lugar a una caída más pronunciada de pH, que llevó a una
mayor reducción de coliformes fecales, la cual nos indica que el proceso de
digestión anaerobia resultó eficiente y segura ante la disminución de estos
microorganismos patógenos (VÁSQUEZ, 2008).
Finalmente, siguiendo la metodología descrita por Sobrero y Ronco
(2004), se dispusieron 04 diluciones para cada biol (5%, 10%, 20% y 30%)
sumadas a un control. Con relación a la germinación de las semillas, se logró el
desarrollo normal de estas, con un valor más alto que el tratamiento control, en
las dosis de 5% para el biol de gallinaza y 10% para el biol de ganado vacuno,
los cuales también fueron determinantes para el crecimiento radicular en las
semillas de Lepidium sativum.
45
VARGAS (2006), afirma que un valor de IG ≤ 50% indica que hay
una fuerte presencia de sustancias fitotóxicas en la dilución por lo que en caso
no se inhiba completamente la germinación de las semillas utilizadas, por lo
menos se limitará el desarrollo de la radícula en estas, esto se comprueba con
los resultados obtenidos, ya que con valores menores de IG de 50% en el caso
de los dos tratamientos, solo germinaron de 1 – 3 semillas con bajo crecimiento
radicular a comparación del control y los valores de IG = 80% o mayores indican
que no hay sustancias fitotóxicas o están en muy baja concentración, por lo tanto
hay un adecuado desarrollo de la germinación de la semillas y el crecimiento de
la radícula. Este indicador para la presente investigación se refiere a la
identificación de concentraciones óptimas para el mejor desarrollo de las
plántulas.
46
VI. CONCLUSIÓN
1. Se produjo biol a partir de gallinaza y estiércol de ganado vacuno en un
proceso adecuado de digestión anaerobia durante 30 días.
2. Los parámetros fisicoquímicos que se midieron estuvieron dentro de los
rangos óptimos. De los cuales podemos resaltar la disminución del pH en los dos
tratamientos ya que confirma la aceleración de la degradación de la materia
orgánica, en el sentido de que su disminución favorece la eliminación de
microorganismos patógenos.
3. La cantidad de coliformes totales y fecales en los dos tipos de
bioles resultantes disminuyeron considerablemente sin ningún tipo de
pretratamiento.
4. Se determinó el índice de germinación en semillas de Lepidium sativum,
obteniendo el mayor porcentaje, con el tratamiento de gallinaza, con dosis de 5%
y respecto al biol de ganado vacuno se obtuvo el mayor índice de germinación
con una dosis de 10%.
47
VII. RECOMENDACIONES
1. Difundir y concientizar mediante campañas de información sobre el uso e
importancia ambiental del biol y su aplicación en los cultivos porque mejora la
calidad del cultivo, ayudándole a soportar con mayor eficacia el ataque de plagas
y enfermedades y los efectos adversos del clima.
2. Se recomienda producir biol con diferentes sustratos e incluir en su
preparación otros desechos agropecuarios, ya que no existe una guía
determinada, por lo que los insumos a utilizar pueden variar.
3. Es necesario planificar su producción anticipadamente, ya que el tiempo
de preparación puede ser largo dependiendo de las necesidades del biol.
4. Para el uso del biol en campo, se debe conocer el valor de la
conductividad eléctrica, ya que condiciona la dilución (dosis) en la que podrá ser
aplicado a los cultivos.
48
VIII. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS
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Escuela Superior Politécnica de Chimborazo. 115 p.
52
IX. ANEXOS
53
Figura 7. Recojo del estiércol de ganado vacuno y gallinaza en la Facultad de
Zootecnia.
Figura 8. Pesado de sustratos en el Laboratorio de Tratamiento de Suelos.
54
Figura 9. Ensamblado de los biorreactores, para digestión anaerobia de
gallinaza y estiércol de ganado vacuno.
Figura 10. Filtración del producto de digestión anaerobia para la separación del
biosol y biol.
55
Figura 11. Obtención de biol de gallinaza y estiércol de vacuno, listos para su
posterior análisis fisicoquímico y microbiológico.
Figura 12. Medición de parámetros fisicoquímicos a los bioles, con el uso del
multiparámetro.
56
Figura 13. Rotulado de placas Petri para ser colocadas en la cámara de
germinación.
Figura 14. Semillas de Lepidium sativum (mastuerzo) en diferentes dosis.