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UNIVERSIDAD AUTÓNOMA DE
BAJA CALIFORNIA SURÁrea de Conocimiento Ciencias Agropecuarias
Departamento Académico de Zootecnia
PARÁSITOS GASTROINTESTINALES DEL GANADO BOVINO LECHERO DEL EJIDO CHAMETLA, BAJA CALIFORNIA SUR
TESISPRESENTADA COMO REQUISITO PARA OBTENER EL GRADO DE
MAESTRO EN CIENCIAS ZOOTÉCNICAS
TERMINAL SANIDAD ANIMAL
PRESENTA
M.V.Z. XIMENA LLINAS CERVANTES
DIRECTOR INTERNO DE TESIS
DR. RAMÓN CEPEDA PALACIOS
DIRECTOR EXTERNO DE TESIS
DR. CARLOS ELIUD ANGULO VALADEZ
Cd. Universitaria, La Paz, Baja California Sur. Mayo de 2012.
1
UNIVERSIDAD AUTÓNOMA DE
BAJA CALIFORNIA SURÁrea de Conocimiento Ciencias Agropecuarias
Departamento Académico de Zootecnia
PARÁSITOS GASTROINTESTINALES DEL GANADO BOVINO LECHERO DEL EJIDO CHAMETLA, BAJA CALIFORNIA SUR
TESISCOMO REQUISITO PARA OBTENER EL GRADO DE
MAESTRO EN CIENCIAS ZOOTÉCNICAS
TERMINAL SANIDAD ANIMAL
PRESENTA
M.V.Z. XIMENA LLINAS CERVANTES
DIRECTOR DE TESIS
DR. RAMÓN CEPEDA PALACIOS
DIRECTOR EXTERNO DE TESIS
DR. CARLOS ELIUD ANGULO VALADEZ
ASESOR
DR. JUAN MANUEL RAMÍREZ ORDUÑA
Cd. Universitaria, La Paz, Baja California Sur. Mayo de 2012.
AGRADECIMIENTOS
Al Dr, Ramón Cepeda Palacios, que me introdujo al maravilloso mundo de los parásitos. Además, siempre le agradeceré todo lo que ha hecho por mí y especialmente por brindarme
un preciado tesoro, su amistad, gracias por estar siempre.
A mi colega y amiga Abril García Álvarez, por su extraordinaria amistad y su gran ayuda en el trabajo de laboratorio.
Al M.C. Jesús Neftalí Gutiérrez del CIBNOR, le agradezco inmensamente el contribuir con éste trabajo, su apoyo fue desde el momento en que lo conocí, siempre incondicional.
Al Dr. Carlos Eliud Angulo Valadéz del CIBNOR, por su gran interés y colaboración en esta tesis.
Les estaré eternamente agradecida a los productores del ejido Chametla por su confianza, su sincera amistad y grandioso apoyo, por que sin ellos y sin sus nobles vacas, no hubiera
sido posible la realización de este trabajo.
Le agradezco al Dr. Philippe Dorchies por su valiosa guía y enseñanza desde el inicio de esta tesis.
A todos mis grandes maestros que me compartieron sus invaluables conocimientos y me formaron en esta etapa tan importante de mi vida.
A esta Universidad que me abrió sus puertas y me cobijó estos años de estudio.
DEDICATORIA
A Dios por el regalo de la vida y la bendición de una familia maravillosa.
Papá, a ti por tu infinito amor, guía, apoyo en todos mis proyectos y por impulsarme
siempre a superarme.
Mamá, por tu cariño inmenso y por ser el mejor ejemplo de superación de vida.
A mi esposo, por apoyarme siempre.
A mi hermana, que a pesar de la distancia, siempre estaremos unidas.
A todas las criaturas que Dios creó.
CONTENIDO Pág.AGRADECIMIENTOS….………………………………………………………….... iiiDEDICATORIA…………………………………….................................................... ivLISTA DE TABLAS…………………….………………..………………………….. viiRESUMEN………………………….……………………………………………….. ixINTRODUCCIÓN…………………………………………………………………… 1HIPÓTESIS…………………………………………………………………………... 4OBJETIVOS…………………………………………………………………………. 4REVISIÓN DE LITERATURA…………..……………………….………………… 5Parásitos gastrointestinales en el ganado bovino lechero………………...........….….. 5 Ostertagia spp …………………………………………………………………….. 7 Cooperia spp …………………….………………………………….…………….. 10 Haemonchus spp …………….…...…………………….………….……………… 12 Trichostrongylus spp……………………………………………………………………….. 15 Strongiloides spp..………………...…………………….………….……………… 17 Nematodirus spp…………………………….…………………………………….. 19 Oesophagostomum spp………………………………………………………………….. 21 Bunostomum spp………………………………..………………………………….………. 24 Eimeria spp. …………………………………………………………….………… 26 Buxtonella sulcata…………………………………………………………………………. 29 Moniezia spp. …………………………………………...……………….……….. 30 Fasciola hepática…………………………………………………………………..……… 32 Identificación por métodos moleculares……..…………………………….………..
35MATERIALES Y MÉTODOS………………………………...………………….... 38 Localización del área de estudio….…………………………………………… 38 Descripción de población y manejo del ganado lechero de campo…………….........
38 Muestreo de heces ..…………………….…………………………………..…. 38 Técnicas de laboratorio.……………..…….…………………………………… 39 Variables registradas………………...…………….…………………………… 42 Análisis estadístico de la información…………………………………………. 43RESULTADOS………………………………………………….…………….……. 44 Incidencia de parasitosis en los bovinos lecheros de Chametla, B.C.S…………
44 Prevalencia de nemátodos…………………………..……… ………… ………. 44 Géneros y frecuencia de nemátodos identificados………………….… ……….. 48 Prevalencia de Coccidiosis por Eimeria…..………………………… …………. 52 Frecuencia de especies identificadas del género Eimeria ………….……….….. 56 Céstodos…………………………………………………………………………. 60 Tremátodos (Fasciola hepática) …………………………...…………………… 60
DISCUSIÓN…………………………………………………………………………. 61CONCLUSIONES…………………………………………………………………… 70LITERATURA CITADA …………………………………………………….……… 70
LISTA DE TABLAS
Pag.
1
Prevalencia general de las parasitosis estimada por la presencia de huevecillos de parásitos nemátodos gastrointestinales y coccidas de bovinos lecheros infectados en la zona del Ejido Chametla, B.C.S.. ……………………………………………….... 4
5
2
Prevalencia de casos positivos y negativos a parásitos nemátodos gastrointestinales, estimada por la presencia de huevecillos en las heces fecales de bovinos lecheros de la zona del Ejido Chametla, B.C.S, con respecto a la estación del año……………………………………………………………………………………...
4
6
3 Efecto de la estación del año sobre el conteo huevecillos por gramo de heces de parásitos nemátodos en bovinos lecheros de la zona del Ejido Chametla, B.C.S……. 4
7
4 Efecto de la edad del hospedero sobre el conteo huevecillos por gramo de heces de parásitos nemátodos en bovinos lecheros de la zona del Ejido Chametla, B.C………
4
9
5Efecto del rancho de origen del hospedero sobre el conteo huevecillos por gramo de heces de parásitos nemátodos en bovinos lecheros de la zona del Ejido Chametla, B.C.S…………………………………………………………………………………... 5
0
6 Efecto del pastoreo sobre el conteo (huevecillos por gramo de heces) de parásitos nemátodos en bovinos lecheros de la zona del Ejido Chametla, B.C.S……………… 5
1
7Frecuencia de casos positivos y negativos a ooquistes de coccidias en bovinos lecheros de la zona del Ejido Chametla, B.C.S. respecto de la estación del año……. 5
3
8 Efecto de la estación del año sobre el conteo de ooquistes de coccidias por gramo de heces fecales en bovinos lecheros de la zona del Ejido Chametla, B.C.S…………… 5
4
9 Efecto de la edad del hospedero sobre el conteo ooquistes por gramo de heces de coccidias en bovinos lecheros de la zona del Ejido Chametla, B.C.S……………… 5
5
10
Efecto del rancho de origen del hospedero sobre el conteo de ooquistes por gramo de heces de coccidias en bovinos lecheros de la zona del Ejido Chametla, B.C.S… 5
7
11 Efecto del pastoreo sobre el conteo de ooquistes por gramo de heces (hpg) de coccidias en bovinos lecheros de la zona del Ejido Chametla, B.C.S……………… 5
8
12
Frecuencia relativa total a través del año de especies de Eimeria presentes en las heces de bovinos lecheros de la zona del Ejido Chametla, B.C.S………………….. 5
9
PARÁSITOS GASTROINTESTINALES DEL GANADO BOVINO LECHERO DEL
EJIDO CHAMETLA, BAJA CALIFORNIA SUR
Por Ximena Llinas Cervantes
RESUMEN
El objetivo fue estimar la prevalencia de parásitosis gastrointestinales (PGI) a través de la carga de
huevecillos (hpg) u ooquistes (opg) por gramo de heces e identificar los factores de riesgo en
bovinos lecheros en el Ejido Chametla, B.C.S., localidad con precipitación anual de 200 mm. El
manejo local es semi intensivo con pastoreo eventual sobre praderas irrigadas con aguas tratadas y
suplementación en corral. Se realizó durante un año un muestreo aleatorio (n= 245 bovinos) de siete
ranchos, agupados por edad (becerros, añojos y adultos >2 años), en las épocas de primavera (P),
verano (V), otoño (O) e invierno (I). Se tomaron muestras de heces del recto (n=507), y se
analizaron para hpg y opg mediante la técnica de Stoll modificada. Los parásitos se identificaron
por morfometría. El diagnóstico de tremátodos se realizó por sedimentación de heces. Se
compararon las medias de conteos hpg y opg por estación del año por medio de análisis de la
varianza. La prevalencia total de nemátodos fue de 45.2% y para coccidiosis de 40%. Los
nemátodos identificados y su frecuencia fueron: Cooperia (55.5%), Bunostomum (22.2%),
Oesophagostomum (16.7%) y Ostertagia (5.5%). A través PCR se confirmó el género Ostertagia.
No se detectaron huevecillos de Fasciola ni de tenias. La frecuencia de PGI fue de 45.9%, 39.1%,
52.8% y 41.7%, y los conteos promedio (±EE) hpg fueron de 179.8±28.5, 284.5±68.2, 394.2±94.5 y
382±82 para P, V, O, I respectivamente, con carga mayor en otoño (p<0.05). La frecuencia de
coccidiosis fue de 45.3%, 15.3%, 16.7%, 22.7%, y los conteos opg promedio fueron de 747.9±185,
341±68.7, 1088.7±456.3, y 1004.9 ±308.7 para P, V, O, I respectivamente. La frecuencia de
especies de coccidias fue de 50.2%, 16.6%, 2.1%, 14.7%, 16.3% y 0.1% para E. bovis, E. zurnii, E.
bukinodensis, E. cilindrica, E. auburnensis y otras especies, respectivamente. Origen de la muestra
(explotación), pastoreo, edad del animal, y época de año resultaron factores de riesgo de parasitosis
GI en el ganado lechero local. Los PGI de mayor prevalencia fueron nemátodos en adultos y
coccidiosis en bovinos jóvenes. Se recomienda utilizar estos resultados para diseñar programas
estratégicos y ambientalmente sustentables para el control parasitológico.
Esta investigación fue presentada como ponencia y apareció en las memorias de la XLVII Reunión Nacional
de Investigación Pecuaria. León, Guanajuato del 12 al 14 de octubre del 2011.
INTRODUCCIÓN
El incremento de las fuentes alimentarias para satisfacer las demandas de la población
humana mundial constituye un importante reto en el presente, donde los alimentos de alto
valor proteico, se hacen cada vez más costosos y difíciles de producir (Sandoval et al.,
2007). Entre las causas de mayor pérdida económica en la ganadería se encuentran las
infestaciones por parásitos y las enfermedades infecciosas (Rodríguez et al., 2001).
Durante el 2007 se produjeron 34,491,280 litros de leche a nivel nacional en 1,129,217
unidades de producción, de las cuales 4,796 unidades productivas proporcionaron 289,200
litros en el estado de Baja California Sur. El Municipio de La Paz produjo 91,510 litros con
1,897 unidades de producción (INEGI, 2009), teniendo grandes limitaciones en el manejo y
producción de la leche por falta de tecnificación, organización e idiosincrasia de los
productores (Pérez, 2005).
El Ejido Chametla se encuentra situado cercano a la Ciudad de La Paz, B.C.S. En éste
ejido, el sistema de producción lechera existente es de tipo semiintensivo. La mayoría de
los establos cuenta con corrales de estancia y pradera para pastoreo de medio día. Por lo
general, las praderas no reciben mantenimiento más allá del riego, que en su mayoría lo
realizan con aguas residuales. La raza predominante en el ejido, es la Holstein Friesian y
en segundo lugar, la cruza de Holstein×Pardo suizo. La alimentación del ganado está
basada en forraje de la pradera y suplementado con alimento concentrado. La mitad de los
productores suplementa con bloques de sal mineralizada, y la mayoría de ellos suministra
agua potable en bebedero. La edad promedio del primer parto de las vacas ocurre entre los
dos y tres años de edad, y por lo general, no se realiza inseminación artificial, por lo que se
1
lleva a cabo la monta natural. Las vacunaciones la realizan un 71% de los productores, y
constan de bacterina triple bovina y vs. ántrax. La mayoría de los productores desparasita
sólo externamente. En el ejido se cuenta en un 50% con ordeña mecanizada, sin embargo,
existen deficientes medidas sanitarias durante la ordeña (Pérez, 2005).
Las enfermedades más frecuentes en rumiantes originadas por parásitos gastrointestinales
como los helmintos y protozoarios, ocasionan pérdidas a la productividad mundial de los
rebaños (Enríquez et al., 2009). Existen pocos estudios enfocados a cuantificar las pérdidas
en producción por presencia de parásitos en los animales de interés zootécnico (Orihuela y
Vázquez, 2008); sin embargo, se estima que en México se pierden anualmente 48 millones
de kg de carne y 4.4 millones de litros de leche, debido al parasitismo gastrointestinal en el
ganado bovino (Domínguez et al., 1993).
Se acepta también que el parasitismo gastrointestinal causa enfermedades de tipo aguda o
crónica y de presentación clínica o subclínica, cuyos signos clínicos característicos son la
gastroenteritis, anemia y deterioro del estado general del organismo. Este padecimiento se
caracteriza por ser extenso, estacional y a menudo influenciado por otros factores tales
como el sistema de alimentación (pastoreo en praderas, sobre arbustivas, estabulados), su
calidad y abundancia, así como la edad, sexo, raza y resistencia adquirida (Ojeda, 2004).
Estos autores identificaron varias especies de parásitos gastrointestinales y hemoparásitos
en el estado de Sinaloa reportando la presencia de protozoos como Eimeria spp. y
Buxtonella sulcata, céstodos (Moniezia spp.), tremátodos como Fasciola hepatica, así
como los nemátodos Strongyloides spp., Haemonchus contortus y Cooperia spp. Para Baja
California Sur no existe a la fecha ningún reporte sobre la existencia y frecuencia de los
2
parásitos y las enfermedades parasitarias presentes en el ganado lechero. Sin embargo,
debido a las condiciones de crianza de ganado lechero que ocurren en la zona de Chametla,
es de esperarse que se encuentren parásitos gastrointestinales detectables en las heces, los
cuales pueden representar un riesgo para la salud animal y pérdidas en la producción.
3
HIPÓTESIS
1. La frecuencia de las parasitosis gastrointestinales de bovinos lecheros en el ejido
Chametla en B.C.S. varía de acuerdo a la estación del año, edad del hospedero, el
sitio de explotación y al pastoreo.
2. Las especies de parásitos gastrointestinales más frecuentes en el ganado lechero del
área de Chametla pertenecen a la clase Nematoda.
3. Los parásitos protozoarios presentes más frecuentes en las heces fecales del ganado
lechero del ejido Chametla, B.C.S. pertenecen al género Eimeria.
OBJETIVOS
Los objetivos del presente trabajo fueron:
1.- Determinar la prevalencia de los parásitos gastrointestinales y la frecuencia de las
especies de parásitos presentes.
2.- Identificar los factores de riesgo de las parasitosis gastrointestinales en el ganado
bovino lechero del Ejido Chametla, Municipio de La Paz, B.C.S.
4
REVISIÓN DE LITERATURA
Parásitos gastrointestinales en el ganado bovino lechero
Los parásitos se clasifican en cinco grandes grupos: protozoarios, platelmintos,
nematelmintos, acantocéfalos y artrópodos (Quiroz, 2008).
Los nemátodos pertenecen al phylum Nemathelminthes, clase Nematoda, orden
Strongylida, familia Trichostrongylidae (Urquhart et al., 2001). Se conocen alrededor de
12,000 especies, sin embargo, se cree que existen más de 500,000 especies. Son parásitos
fusiformes, cilíndricos y no segmentados. Contienen una cutícula no elástica, por lo cual
mudan periódicamente para crecer en longitud y espesor, es decir, tiene un crecimiento
discontinuo. La cutícula está formada por tres capas fibrosas, (córtex, estrato homogéneo y
endocutícula). Bajo la cutícula presentan estriaciones llamadas campos musculares. En el
extremo anterior del parásito se encuentran la boca y otros órganos sensoriales. En la
cavidad bucal presentan un estilete que sirve para perforar los tejidos del hospedero. Son
de alimentación herbívora, carnívora o saprófaga (ASOCAEO.N.G.D, sin fecha).
Los protozoarios se encuentran clasificados taxonómicamente en el phylum Protozoa,
contiene cuatro clases: Sarcodina, Mastigophora, Coccidia, Piroplasmida y Haemosporidia
(Urquhart et al., 2001). Alrededor de 45,000 especies han sido descritas y son considerados
los animales más primitivos por estar formados por una sola célula. Son eucarióticos,
contienen uno o más núcleos de varios tipos. Se mueven por medio de cilios, flagelos,
pseudópodos o membranas ondulantes, sin embargo, también pueden moverse por
contracciones. Su nutrición se lleva a cabo de varias formas, la holozóica con materia
5
inorgánica que es ingerida por estructuras temporales o permanentes parecidas a la boca,
como son la holozóica y autotrófica en fitoflagelados, por pinocitosis a través de vacuolas
o aberturas temporales; y la saprozoica, la cual no es especializada, donde los alimentos
pasan a través de la membrana del cuerpo. Su reproducción puede ser sexual (conjugación
y singamia) o asexual (fisión binaria, fisión múltiple y gemación) (Quiroz, 2008).
Los céstodos y tremátodos pertenecen al phylum Platyhelminthes, clase Cestoda, clase
Trematoda y también existe la clase Turbellaria que no son parásitos de los animales
domésticos (Quiroz, 2008).
A los céstodos también se les denomina tenias, son endoparásitos de cuerpo aplanado. En la
extremidad anterior se sitúa el escólex, que está formado por la cabeza y órganos de
fijación (ventosas, espinas, etc.) para asirse del hospedero. En el resto del cuerpo contiene
segmentos llamados proglótides. No poseen tubo digestivo, por lo que su forma de
alimentación es por medio de absorción a través de la vía cutánea. En su ciclo vital pueden
tener hospederos intermediarios. La larva se desarrolla en el interior del hospedero, donde
se presentan tres fases, procercoide, plerocercoide y cisticercoide. Al ser ingeridos por el
hospedero, se fijan por medio de los ganchos o ventosas del escólex a las paredes
intestinales, donde se desarrollan como adultos y producen nuevos segmentos con gran
cantidad de huevecillos (ASOCAEO.N.G.D, sin fecha). Son hermafroditas, teniendo
posibilidad de una fecundación cruzada o autofecundación (Urquhart et al., 2001).
Los clase Trematoda, se divide en subclase Monogenea y subclase Digenea. La primera
subclase comprende parásitos de ciclos biológicos directos y la segunda, ciclos biológicos
indirectos, es decir, requieren de un hospedero intermediario (Urquhart et al., 2001). Las
6
familias que pertenecen a la subclase Digenea son las de tienen importancia en medicina
veterinaria, se encuentran en la mayor parte vísceras, como son los conductos biliares y
pancreáticos, tracto digestivo, pulmón, aparato genitourinario, circulatorio y algunas formas
aberrantes en ojos y útero entre otros. Los tremátodos son gusanos aplanados
dorsoventralmente, de cuerpo no segmentado, con diferentes formas como son la foliácea,
lanceolada, conoide, ovoide, cilindroide o filiforme (Quiroz, 2008). Son de tamaño
variable, que va desde pocos milímetros hasta siete cm. Presentan órganos de fijación: una
ventosa oral y una ventral, de posición variable. El tremátodo Fasciola hepática pertenece
a la subclase Digenea, es una especie parásita el hígado y los canalículos biliares de
númerosas especies de mamíferos, incluido el hombre, y se considera el más importante de
los tremátodos (Urquhart et al., 2001; Vignau et al., 2005).
Ostertagia spp.
Este género se considera la causa principal de gastritis parasitaria en rumiantes de zonas
templadas, el parásito adulto se localiza en el abomaso de los rumiantes domésticos y
silvestres. La enfermedad se conoce como verminiosis gastroentérica, ostertagiasis, gusano
café del abomaso (Quiroz, 2008 y Urquhart et al., 2001). Afecta a animales jóvenes y
adultos y requiere de un lapso de tiempo más largo en comparación con la resistencia
adquirida frente a otros grupos de parásitos (Torres et al., 2007).
Taxonomía. Phylum Nemathelminthes, Clase Nematoda, Orden Strongyloidea, familia
Trichostrongylidae. El género Ostertagia comprende las especies O. ostertagi,
O.circumcicta, O. trifurcata, O. lyrata (Lapage, 1983) y O. occidentalis (Quiroz, 2008).
7
Distribución. Es de distribución mundial, especialmente importante en regiones templadas
y subtropicales con precipitaciones invernales (Urquhart et al., 2001).
Hospederos. Se presenta en el abomaso de bovinos, ovinos, caprinos y otros rumiantes
domésticos y silvestres (Quiroz, 2008).
Morfología. El parásito adulto de este género tiene un extremo anterior y una cavidad bucal
pequeños, una cutícula con 20 a 30 estrías longitudinales y papilas cervicales. La bolsa
copulatriz contiene los lóbulos laterales grandes, sus espículas son cortas, iguales que
terminan en dos o tres proyecciones. También contiene papilas prebursiales. La vulva de
localiza en el quinto posterior del cuerpo, la cual puede o no estar cubierta por un labio
cuticular (Quiroz, 2008). La medida del parásito adulto es de 6-10 mm en promedio, y la
del huevo es de 80 µm x 45 µm (Foreyt, 2001).
Ciclo evolutivo. Tiene un ciclo directo. Los huevecillos se eliminan en las heces, donde
bajo condiciones óptimas se desarrollan hasta terceras larvas y emigran de las heces hasta la
vegetación. Después de ser ingeridas se desenvainan en el rumen y se desarrollan en las
glándulas abomasales. Posteriormente, durante un lapso de tiempo de 18 días, mudan dos
veces más y emergen de la glándulas abomasales como L5, las cuales maduran sexualmente
en la superficie de la mucosa (Urquhart et al., 2001). Por lo general, el ciclo se completa en
tres semanas en promedio (Urquhart et al., 2001), sin embargo, las L4 pueden pasar a
desarrollarse a L5 como adultos o permanecer en forma aletargada en la mucosa, es decir
entran en hipobiosis. Las causas de este proceso son las inadecuadas condiciones
climáticas, de salud y nutrición del hospedero. Hasta el momento no se conocen totalmente
8
los mecanismos de desenquistamiento de las larvas, sin embargo, se tiene conocimiento de
que los niveles hormonales repercuten en este proceso (Vázquez, 2000).
Patogenia Dentro del sistema digestivo, la L3 (con pH ácido) muda en el rumen mediante
la secreción de la enzima leusinoaminopeptidasa que se produce en sus células
neurosecretoras (Espaine y Lines, 1983). Las larvas L3 penetran la membrana mucosa o
entran en las glándulas gástricas, donde se desarrollan a L4 donde permanecen entre 10 y
14 días, su desarrollo puede inhibirse temporalmente por condiciones fisiológicas adversas.
Posteriormente las L4 dejan la mucosa y se alojan en el lumen abomasal donde pasan a L5
(Vázquez, 2000).
Signos clínicos y lesiones. Los signos más comunes son la anemia, diarrea, pérdida
progresiva de peso, incapacidad para aumentar de peso, debilidad, pelo áspero, anorexia y
deshidratación. Estos signos pueden estar presentes y no haber huevecillos en heces (Bailey
et al., 1984). Las lesiones varían de acuerdo a la edad, número de parásitos, duración de la
infestación y estado inmunitario del animal. Las lesiones características son la presencia de
nódulos de 1-2 mm en mucosa, ulceraciones superficiales, de los nódulos, focos necróticos
blancos grisáceos en mucosa con abscesos como resultado de la penetración de los
parásitos, la mucosa también se encuentra engrosada y rugosa, y en ocasiones puede existir
edema en mucosa (Bailey et al., 1984).
Diagnóstico. Se realiza por medio de la anamnesis, signos clínicos, examen
coproparásitoscópico (flotación), respuesta al tratamiento antihelmíntico (Charlier et al.,
2009), incremento de niveles plasmáticos de pepsinógeno. En la necropsia la presencia de
lesiones nodulares en abomaso (Foreyt, 2001).
9
Epidemiología. De acuerdo con Wood (2001), en términos epidemiológicos, la incidencia
de una enfermedad es una medida dinámica de la ocurrencia de una enfermedad y describe
la probabilidad de que un nuevo caso se desarrolle durante un período de tiempo
especificado. En cambio, la prevalencia es una medida estática de la frecuencia de una
enfermedad en una población en un tiempo o momento dado y es también una medida de
los casos existentes basados en una prueba o examen realizado. Se considera a esta
parasitosis mas prevalente en el ganado vacuno (Urquhart et al., 2001). Ostertagia se
adapta mejor a climas templados y fríos (Benavides, 1996). La hipobiosis puede ser
considerado como un proceso de adaptación de éste parásito, donde bajo condiciones
desfavorables, las L4 detienen su desarrollo en la mucosa abomasal por varios meses hasta
que existan las condiciones adecuadas (Dopchiz et al., 2000).
Cooperia spp.
Éste género se encuentra en el intestino delgado de rumiantes domésticos y silvestres
(Lapage, 1983). La enfermedad que produce se conoce como cooperiasis y verminosis
gastroentérica y es de distribución mundial (Quiroz, 2008).
Taxonomía. phylum Nemathelminthes, clase Nematoda, orden Strongyloidea, familia
Trichostrongylidae. El género Cooperia comprende las especies C. curticei, C. punctata, C.
pectinata, C. oncophora y C. memasteri en animales domésticos (Lapage, 1983), pero en
total son aproximadamente 20 especies (Quiroz, 2008).
Distribución. Se encuentra distribuido en todo el mundo (Urquhart et al., 2001).
Hospederos. Sus hospederos pertenecen a los bóvidos, jiráfidos, cérvidos y camélidos. De
los rumiantes domésticos el bovino tiene una mayor receptividad que los ovinos y caprinos.
10
A las especies de Cooperia se les conoce como parásitos cosmopolitas del intestino delgado
(Morales et al., 1996).
Morfología. El parásito adulto mide de cuatro a ocho mm y los huevecillos miden 77 x 34
µm (Foreyt, 2001). El género tiene la característica principal de poseer una pequeña
vesícula cefálica y las estrías transversales de la cutícula en la región esofágica. Las
espículas normalmente tienen una expansión en forma de ala en la región media y en
ocasiones presentan crestas. No poseen gubernáculo. La vulva presenta una pequeña solapa
y un extremo posterior afilado y largo (Urquhart et al., 2001).
Ciclo biológico. Ciclo directo. Los huevecillos expulsados en las heces, se desarrolla hasta
larva 3 (infecciosa). Las necesidades de los estadios de vida libre varía de acuerdo a las
especies, C. oncophora y C. curtei se encuentran en zonas templadas, en las áreas cálidas se
encuentran C. punctata y C. pectinata. Las especies de zonas templadas se desarrollan en
la mucosa intestinal y las de zonas cálidas en epitelio. Cooperia presenta un periodo de
prepatencia de 15 a 18 días (Urquhart et al., 2001).
Patogenia. Son poco patógenas, producen lesiones superficiales en las criptas de
Lieberkühn donde se ubican; se alimentan de secreciones y células descamadas del epitelio.
(Vignau et al., 2005). Produce irritación de la mucosa duodenal por acción mecánica. La
acción expoliatriz la realiza sobre el contenido intestinal, es por esto que permanece en las
vellosidades intestinales sin penetrar la mucosa intestinal (Quiroz, 2008).
Signos clínicos y lesiones. Se presenta pérdida de apetito, disminución de la ganancia de
peso, en infecciones con C. punctata y C. pectinata, se observa diarrea, grave pérdida de
peso y edema submandibular (Urquhart et al., 2001). Las lesiones son principalmente en
11
duodeno, consisten en inflamación catarral con exudado fino de material fibrinonecrótico,
engrosamiento de la pared intestinal, hemorragias. Los parásitos se encuentran en la
mucosa y serosa, donde producen congestión del duodeno, placas de Peyer y edema en
abomaso y mesenterio, también causa enteritis aguda (Quiroz, 2008).
Diagnóstico. Anamnesis, signos clínicos, por medio de la identificación de los huevecillos
por examen coproparasitoscópico, pero la identificación definitiva se hace por medio de
parásitos adultos en el intestino obtenidos de la necropsia (Foreyt, 2001).
Epidemiología. Pueden hallarse en cargas muy elevadas en animales menores de un año de
zonas templadas y cálidas. Sus larvas pueden entrar en hipobiosis en alguna estación del
año Su mayor incidencia ocurre en climas tropicales y subtropicales (Vignau et al., 2005).
En áreas templadas se da la hipobiosis de las L4 en otoño e invierno del hemisferio norte, y
primavera y verano en el hemisferio sur (Urquhart et al., 2001).
Haemonchus spp.
Éste organismo es uno de los parásitos hematófagos más importantes por su extensa
patogenicidad (Molento et al., 2011). Se localiza en el abomaso de rumiantes domésticos y
silvestres de cualquier parte del mundo (Urquhart et al., 2001). Produce la enfermedad
llamada hemoncosis (Quiroz, 2008), también es llamado gusano de alambre, gusano en
poste de barbero o gran gusano del estómago (Lapage, 1983). Tiene un alto potencial
reproductivo, desarrollándose grandes cargas parasitarias que se pueden incrementar en las
épocas secas y calurosas, pudiendo llevar a la muerte a los animales (Torres et al., 2007).
12
Taxonomía. El género pertenece al phylum Nemathelminthes, la clase Nematoda, al orden
Strongyloidea, la familia Trichostrongylidae (Lapage, 1983). El género Haemonchus
incluye las especies H. contortus, H. placei y H. disimilis (Quiroz, 2008).
Distribución. Su distribución es mundial, tomando gran importancia en áreas tropicales y
subtropicales (Urquhart et al., 2001).
Hospederos. Se localiza en abomaso de bovinos, ovinos, caprinos y rumiantes silvestres
donde se alimenta de la succión activa de sangre (Isakovich et al, 1978).
Morfología. El macho adulto mide de 10 a 20 mm y las hembras de 18 a 30 mm de
longitud. Los huevecillos son ovales con cascaron delgado miden 70 a 85 µm de largo por
41 a 48 µm de ancho. En la cavidad bucal contiene una lanceta dorsal que permite la
erosión de la mucosa del abomaso. La cutícula es bastante transparente que se observa el
intestino rojizo por el contenido de sangre ingerida, en hembras se puede ver los ovarios y
úteros blancos dobles enrollados alrededor del intestino (Lapage 1971).
Ciclo biológico. Tiene ciclo biológico directo, dividido en fase no parásita (fuera del
hospedero) y fase parásita (dentro del hospedero) (Lapage, 1983). La fase no parásita
comienza cuando los huevecillos en estado de mórula salen por las heces, donde se
desarrolla la L1 dentro del huevo en condiciones adecuadas de humedad, temperatura y
oxígeno. La primera larva eclosiona al primer día o dos, la segunda y tercera larva se
desarrollan en una semana. La L3 conserva la muda y entra en letargo sin alimentarse hasta
que es ingerida por el hospedero, es aquí donde empieza la fase parásita. En esta fase las
larvas mudan y penetran la mucosa gástrica donde se desarrolla la L4, posteriormente, sale
al lumen y madura sexualmente en un periodo de 15 a 21 días con su respectiva producción
13
de huevecillos (Quiroz, 2008) de aproximadamente 5,000 a 10000 por día (Leite-Brownin,
2006).
Patogenia. Después de que el hospedero ingiere pasto infestado con L3, esta larva hurga o
fistula en la capa interna del abomaso (Leite-Brownin, 2006). Ejerce una acción mecánica y
traumática ocasionando una formación de coágulos pequeños donde provoca la acción
expoliatriz al alimentarse de sangre y exudado tisular. El consumo diario de sangre en
promedio es de 0.05 ml por gusano. También tiene acción tóxica por las sustancias
anticoagulantes que infiltra en los tejidos al succionar la sangre, sin embargo al pasar a otro
lugar, la lesión anterior sigue sangrando (Quiroz, 2008).
Signos clínicos y lesiones. La intensidad de las lesiones depende de la cantidad de larvas
infectantes, de la susceptibilidad del hospedero y del estado de inmunidad. Los hospederos
jóvenes, adultos enfermos o débiles y las hembras gestantes o lactantes padecen los signos
más severos (Lapage, 1983). Existe variación en las lesiones según si son producidas por
larvas o adultos o si se encuentran en combinación con otros agentes parásitos. Los signos
clínicos más frecuentes son la anemia, palidez de mucosas, diarrea, deshidratación, letargia
depresión, pelaje áspero, edema submandibular (mandíbula de botella), torácico y ascitis
(Leite-Brownin, 2006).
Diagnóstico. Se establece mediante el examen clínico (signos), historia clínica (condiciones
epidemiológicas, presentación estacional, tipo de explotación, entre otros), examen
coproparásitoscópico con técnica cuantitativa de McMaster y de Stoll. También se pueden
realizar técnicas más especificas como el coprocultivo e identificación de la L3 (Quiroz,
2008).
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Epidemiología. El proceso de infección tiene complicaciones por la combinación de
factores extrínsecos e intrínsecos. Tiene presentación aguda, sobreaguda y crónica.
Predomina en climas tropicales y subtropicales (Quiroz, 2008).
Trichostrongylus spp.
Este género se encuentra en el intestino delgado de rumiantes, équidos y aves (Lapage,
1983), es de distribución mundial y se conoce como verminosis gastroentérica (Quiroz,
2008). En zonas subtropicales es una de las principales gastroenteritis parasitarias
(Urquhart et al., 2001).
Taxonomía. phylum Nemathelminthes, clase Nematoda, orden Strongyloidea, familia
Trichostrongylidae, a éste género pertenecen la especies T. colubriformis, T. vitrinus, T.
axei, T. longispicularis, T. probolurus, T. falculatus, T. rugatus, T. capricola y T.
drepanoformis (Lapage, 1983).
Distribución. Es de distribución cosmopolita (Urquhart et al., 2001).
Hospederos. Se encuentra en abomaso e intestino delgado de rumiantes (Quiroz, 2008).
Morfología. Son parásitos pequeños, con una porción cefálica delgada, sin capsula bucal ni
pailas. Su bolsa copulatriz presenta grandes lóbulos laterales con rayo dorsal simétrico.
Contiene papilas prebursales pequeñas. Sus espículas son cafés, con bordes y gruesas. No
contiene gubernáculo. La vulva se ubica a corta distancia de la línea media del cuerpo y por
lo general tiene labios prominentes. El útero es de tipo amfidelfo. Los huevecillos tienen
cascarón delgado y al ser puestos se segmentan (Quiroz, 2008). El parásito adulto mide de
cuatro a ocho milímetros y los huevecillos 80 x 40 µm. (Foreyt, 2001). Las hembras de
15
éste género, producen menos huevecillos que los otros parásitos nemátodos del estómago
(Bailey, 1984), en promedio de 100 a 200 huevecillos por día (Hansen y Perry, 1994).
Ciclo evolutivo. Tiene un ciclo directo, se eliminan los huevecillos en las heces, donde las
larvas se desarrollan de L1 a L3 en la vegetación en un lapso de tiempo de tres a siete días
según temperatura y otros factores climáticos. Los rumiantes las ingieren con el pasto y
éstas L3 penetran la mucosa del abomaso o intestino delgado y se desarrollan hasta L5.
Generalmente los parásitos adultos comienzan a eliminar los huevecillos a las tres semanas
después de la infección (Lapage, 1983).
Patogenia. Al llegar las L3 al intestino, penetran las criptas epiteliales de la mucosa
formando túneles por debajo del epitelio y por encima de la lámina propia. Después de 10 a
12 días los jóvenes parásitos salen de éstos túneles, produciendo hemorragia y edema,
liberándose proteínas plasmáticas a la luz intestinal. Se produce enteritis, aplanamiento de
las vellosidades. En infecciones masivas se produce diarrea, pérdida de peso, descenso del
depósito de proteínas, calcio y fósforo (Urquhart et al., 2001).
Signos clínicos y lesiones. Se presenta diarrea, deshidratación, mandíbula de botella, estrés
y emaciación (Foreyt, 2001). Las lesiones incluyen inflamación, arrugas en la mucosa,
engrosamiento del epitelio, hiperemia e infiltración linfocítica. La mucosa puede verse con
puntos rojos con descamaciones y placas de material necrótico de color blanco adheridas a
la superficie. Éstas lesiones tiene a ser crónicas después de infestaciones de más de ocho a
12 semanas (Quiroz, 2008).
Diagnóstico. Anamnesis, examen clínico, examen coproparásitoscópico (flotación) y en la
necropsia se observan las lesiones y parásitos adultos (Foreyt, 2001).
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Epidemiología. Los huevecillos y las L3 tienen una gran capacidad para sobrevivir bajo
condiciones adversas (frio y desecación). En zonas templadas la hipobiosis juega un papel
importante en la epidemiologia y estacionalidad (Urquhart et al., 2001).
Strongiloides spp.
Los miembros de éste género se encuentran comúnmente en el intestino delgado de
rumiantes, équidos, porcinos, carnívoros (perros y gatos) y pollos. La enfermedad es
llamada estrongiloidosis o también conocida como verminosis gastroentérica o nematodosis
intestinal. Se encuentra en todo el mundo y sus vías de infestación son la oral y cutánea
(Quiroz, 2008 y Urquhart et al., 2001).
Taxonomía. Pertenece al phylum Nemathelminthes, clase Nematoda, orden Strongyloidea
familia Rhabditidae, el género Strongyloides comprende las especies S. papillosus
(rumiantes), S. westeri, S. ransomi, S. stercoralis, S. tumefasciens y S. avium (Lapage,
1983).
Distribución. Este género cuenta con una distribución mundial (Urquhart et al., 2001).
Hospederos. Es capaz de infectar a la mayoría de los animales, sobre todo jóvenes. En el
hospedero se encuentra el parásito adulto en intestino delgado. Sin embargo, en estados
inmaduros su puede encontrar en estado transitorio en sangre, piel pulmones y ubre
(Urquhart et al., 2001).
Morfología. Los parásitos adultos son pequeños, filiformes, miden máximo 6 mm de
longitud. Las hembras son partenogenéticas y las únicas parasitarias. Los adultos
sexualmente activos viven libres en el exterior.
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Los adultos miden de tres a seis mm y los huevecillos miden 50 x 22 µm y cuando son
arrojados en las heces ya están las larvas desarrolladas (Foreyt, 2001).
Ciclo biológico. Son capaces de tener ciclos reproductivos parásitos y de vida libre. La fase
parasita se compone hembras en el intestino delgado que producen huevecillos larvados por
partenogénesis, es decir, se desarrolla un huevo no fertilizado. Después de eclosionar las
larvas pueden desarrollarse por medio de cuatro estadios larvarios, donde se convierten en
machos y hembras adultos de vida libre y así podrán continuar con sucesiones de
generaciones de vida libre. Otra vertiente, es que bajo ciertas condiciones, las L3 pueden
desarrollarse como parásitos, en la cual infectan al hospedero por medio de la penetración
de la piel o por ingestión y migrar a través del sistema venoso a los pulmones y tráquea,
después migran como hembras adultas a intestino delgado (Urquhart et al., 2001).
Patogenia. Las larvas ejercen acción traumática al penetrar piel y demás tejidos hasta que
llegan a los pulmones, donde hay ruptura de pared capilar y alveolar. También se ejerce una
acción tóxica por medio de las secreciones de enzimas proteolíticas, mecánica por
obstrucción en vasos sanguíneos pequeños y mecánica por presión sobre tejidos
circunvecinos. Además provoca acción expoliatriz histófaga de exudado tisular y sangre
durante su trayecto. Existe una acción bacterífera al penetrar por vía cutánea. En intestino
se ejerce acción traumática en epitelio y submucosa al destruirse (Quiroz, 2008).
Signos clínicos y lesiones. Los principales signos clínicos en las primeras etapas son
inflamación, dermatitis difusa edema, urticaria, infiltración leucocitaria en la superficie de
la dermis y descamación de la superficie epitelial. Durante la migración causan
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congestión, enfisema, petequias y equimosis pulmonares. En intestino causan enteritis
catarral, erosión del epitelio y petequias y equimosis en duodeno y yeyuno (Quiroz, 2008).
Diagnóstico. Se realiza por medio de anamnesis, signos clínicos, técnicas
coproparásitoscópicas, coprocultivo, necropsia, digestión artificial de intestino con método
de Baermann (Quiroz, 2008).
Epidemiología. Las larvas infectantes carecen de vaina por lo que no soportan condiciones
climáticas extremas. Sin embargo, la humedad y el calor favorecen su desarrollo
permitiendo la acumulación de gran cantidad de estadios infectantes (Urquhart et al., 2001).
Nematodirus spp.
Éste género se encuentra en todo el mundo, es más frecuente en zonas templadas y sus
hospederos (rumiantes) albergan los parásitos en el intestino delgado (Urquhart et al.,
2001). Es conocido como verminiosis gastroentérica, nematodiriasis (Quiroz, 2008).
Taxonomía. Se encuentra en el phylum Nemathelminthes, clase Nematoda, orden
Strongyloidea, familia Trichostrongylidae, éste género incluye las especies, N. spathiger, N.
helvetianus, N. filicollis, N. abnormalis, N. battus, N. lanceolatus y N. davtiani (Quiroz,
2008).
Distribución. Se encuentra mundialmente distribuido, siendo más frecuente en zonas
templadas (Urquhart et al., 2001).
Hospederos. Se encuentra en intestino delgado de bovinos, ovinos, caprinos y otros
rumiantes domésticos y silvestres (Quiroz, 2008).
Morfología. El parásito adulto es delgado, mide de 10 a 25 mm y los huevecillos miden 200
x 90 µm (Foreyt, 2001). Tiene boca circular con cutícula en sierra denticulada, con seis
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papilas grandes detrás. El extremo anterior es vesiculado. Tiene un diente en la porción
dorsal del esófago. La cutícula presenta 18 estrías longitudinales sin papilas cervicales. La
bolsa copulatriz tiene los grandes lóbulos laterales y uno dorsal pequeño poco definido.
Tiene espículas largas y filiformes unidas por una membrana (Quiroz, 2008). La hembra
tienen la parte posterior más ancha que la anterior y presenta una espina que también
presenta la L3 (Lapage, 1983).
Ciclo evolutivo. Entre la familia Trichostrongylidae es un caso único la fase preparásita,
debido a que el desarrollo hasta la L3 se lleva a cabo dentro del huevo. Por lo general, este
desarrollo es lento y tarda por lo menos dos meses en climas templados. El abandono del
huevo por la L3 también es lento (Urquhart et al., 2001). Nematodirus no penetra la
mucosa, permanece en las vellosidades y alcanza su madurez sexual en el período
prepatente de 21 a 26 días (Quiroz, 2008).
Patogenia. Una ingestión grande de L3 altera la mucosa intestinal, principalmente en íleon,
de 10 a 12 días después de la infección se desarrolla a L5, que provoca graves daños a las
vellosidades y erosión de la mucosa, lo que supones una atrofia en las vellosidades. Por lo
anterior el intestino disminuye su capacidad de intercambiar fluidos y nutrientes (Urquhart
et al., 2001).
Signos clínicos y lesiones. se presenta diarrea, disminución del apetito y decaimientos
(Quiroz, 2008). La diarrea aguda se en animales jóvenes pudiendo llegar hasta la muerte en
casos severos (Foreyt, 2001). Las lesiones son mayores en el periodo prepatente, con
hipofosfatemia e hipoglicemia, disminución de proteínas séricas, incremento de la albúmina
y globulinas alfa y gamma, sin existir anemia (Quiroz, 2008).
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Diagnóstico: Examen coproparásitoscópico (flotación). En la necropsia se observan los
parásitos adultos en el intestino (Foreyt, 2001).
Epidemiología. A excepción de la especie N. battus, las larvas no son muy exigentes para
su desarrollo, y es común encontrarlas junto con otros estrongilídeos. En las necropsias de
han encontrado L4 aparentemente inhibidas en su desarrollo, parece probable que se
acumulen debido a la resistencia del hospedero que por la hipobiosis (Urquhart et al.,
2001).
Oesophasgostomum spp.
Éste género es responsable de enteritis en rumiantes y cerdos de todo el mundo, sin
embargo tiene mayor importancia en los trópicos y subtrópicos donde se relaciona con la
presencia de nódulos en el intestino (Urquhart et al., 2001). La enfermedad es conocida
como esofagostomiasis o gusano nodular (Quiroz, 2008).
Taxonomía. Pertenece al phylum Nemathelminthes, clase Nematoda, orden Strongyloidea,
familia Strongilidae, subfamilia Oesophagostominae, el género incluye las especies O.
columbianum, O. venulosum, O. radiatum, O. asperum, O. dentatum (Lapage, 1983), O.
brevicaudum y O. cuadrispinulatum, estas últimas dos especies corresponden a cerdos
(Quiroz, 2008).
Distribución. Éste género se distribuye ampliamente en países tropicales y subtropicales,
donde los pastos constituyen la base de la alimentación de los rumiantes y las condiciones
de temperatura y humedad son las adecuadas para estos parásitos (Villar, 1997; Quiroz,
2008). Oesophagostomum ha demostrado tener una mejor adaptación en las regiones
cálidas (Benavides, 1996).
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Hospederos. Se encuentra en intestino grueso de rumiantes domésticos y silvestres (Quiroz,
2008).
Morfología. Éste género se caracteriza por tener una cápsula bucal cilíndrica, estrecha
generalmente y una corona foliácea. El parásito adulto presenta un surco cervical
transverso, detrás del poro excretor, una cutícula dilatada que forma una vesícula cefálica.
Algunas veces el cono cefálico se encuentra dilatado y contiene lancetas. La vulva se
localiza a corta distancia del extremo anterior del ano. Las espículas poseen un gubernáculo
(Quiroz, 2008). El parásito adulto mide de 14 a 22 mm y los huevecillos miden 80 µm x 40
µm (Foreyt, 2001).
Ciclo evolutivo. Es similar a los otros strongilídeos. Tiene un ciclo biológico directo, con
dos fases, una exógena y otra endógena. La fase exógena inicia con la expulsión de
huevecillos en las heces fecales del animal parasitado. Después los huevecillos eclosionan
dando origen a las larvas L1, las cuales pasan al estadio de L2 con un desprendimiento de
cutícula, estas larvas L1 y L2 se alimentan de bacterias presentes en las heces fecales.
Posteriormente se lleva a cabo otra muda y pasan al estadio L3 (infectante), la cual no se
puede alimentar y depende de sus reservas, estas L3 migran al pasto y son activas (Soulsby,
1988). Esta fase exógena se lleva a cabo de siete a 10 días aproximadamente, dependiendo
de las condiciones ambientales, en las cuales las temperaturas más frescas prolongan este
periodo. La fase endógena comienza con la ingestión de la L3 en el pasto y concluye con el
desarrollo a fase adulta en intestino grueso, copula, producción y salida de huevecillos. El
ciclo de vida de Oesophagostomum se completa a las seis semanas aproximadamente. Este
22
género produce entre 5 000 y 10 000 huevecillos por día aproximadamente (Hansen y
Perry, 1994).
Patogenia. Se localiza en cualquier lugar del tracto gastrointestinal, desde el píloro al recto,
formando ovillos sobre la capa muscular de la mucosa, produce estructuras quísticas en las
paredes de la porción final del intestino delgado y el colon (Torres et al., 2007). Las larvas
infestantes (L3) penetran la lámina de la pared intestinal, donde se forman nódulos fibrosos
que emergen en el lumen del intestino después de dos semanas aproximadamente y
maduran en promedio a las cuatro semanas siguientes. En animales que previamente han
sido infectados, las larvas pueden pasar un período de tiempo prolongado (de tres a cinco
meses) en los nódulos, muchas pueden morir y finalmente calcificarse (Hansen y Perry,
1994).
Signos clínicos y lesiones. Los signos clínicos en la presentación aguda (al séptimo día) son
la hipertermia, anorexia, adinamia, cólicos y diarreas oscuras fétidas. En este momento
puede haber muerte en casos graves. Los casos crónicos son después del día 20, en
animales jóvenes es grave, presentando diarrea, enflaquecimiento y anemia. Las lesiones
de este parásito produce irritación en grandes infestaciones en las regiones de yeyuno e
íleon, donde la mucosa se encuentre edematosa, enrojecida y con puntos rojos (Quiroz,
2008). En la necropsia se puede encontrar líquido ascítico en cavidades peritoneal y pleural,
nódulos miden de dos a 10 mm en intestino y en las zonas donde se encuentran los
parásitos adultos la mucosa se encuentra engrosada y enrojecida. También puede existir
peritonitis en casos severos (Lapage, 1983).
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Diagnóstico. Se realiza por historia clínica, signos clínicos y examen coproparasitoscópico
(flotación). En la necropsia, se observan nódulos en intestinos delgado y grueso, los
parásitos adultos se observan solo en intestino grueso. (Foreyt, 2001).
Epidemiología. Los animales parasitados representan la fuente de infestación al defecar en
el suelo, donde se desarrollan las larvas L1, L2 y L3. La supervivencia de estas larvas en el
suelo húmedo es de tres meses con una temperatura óptima de 30°C. Los huevecillos no
soportan la desecación y las L3 requieren de una humedad del 100% (Quiroz, 2008).
Bunostomum spp.
Este género se localiza en el intestino delgado de los rumiantes de cualquier parte del
mundo (Urquhart et al., 2001). Se le conoce como anquilostomiasis, verminiosis
gastroentérica o nematodosis entérica (Quiroz, 2008). Se caracteriza por provocar enteritis
hemorrágica y anemia. Generalmente la infestación es por vía cutánea, sin embargo,
también puede ser por vía oral (Quiroz, 2008).
Taxonomía: Se encuentra en el phylum Nemathelminthes, clase Nematoda, orden
Strongyloidea, familia Ancylostomatidae, subfamilia Necatorinae, en este género se
encuentran las especies B. phlebotomum en bovinos y B. trigonocephalum, en ovinos y
caprinos (Lapage, 1983).
Distribución. Es de distribución mundial (Urquhart et al., 2001).
Hospederos. Se encuentra en bovinos, ovinos, caprinos y otros rumiantes domésticos y
silvestres. (Quiroz, 2008).
Morfología. Se considera uno de los nemátodos más grandes del intestino delgado de los
rumiantes (Urquhart et al., 2001), mide de 1 a 2.8 cm el parásito adulto y sus huevecillos
24
miden 95 x 50 µm (Foreyt, 2001). En su extremo anterior presenta forma de gancho muy
característica. La cápsula bucal es grande y posee en el margen un par de placas cortantes e
internamente un cono dorsal (Urquhart et al., 2001).
Ciclo evolutivo. Es de ciclo directo, los huevecillos son morulados cuando son puestos por
las hembras dentro de sus hospederos, y se liberan al medio ambiente con la materia fecal,
donde se lleva a cabo el desarrollo de las L1 a L3 infectiva (Vignau et al., 2005). La L3 no
permanece en las heces ni se desplaza a la vegetación. La infección se lleva a cabo por
contaminación fecal de la piel, la larva llega a los capilares cutáneos y por la vía sanguínea
se desarrolla al estado adulto. La infección oral no es tan común ni eficiente. El periodo
prepatente por la piel es de 40 a 70 días y por vía oral es de 64 a 84 días (Quiroz, 2008).
Patogenia. El parásito se adhiere a la mucosa intestinal dañándola y accediendo a la lámina
propia donde se alimenta de sangre, líquidos y células. Provoca hemorragias cuando cambia
de sitio de alimentación, por lo que la anemia es el signo más importante de su acción
patógena. Puede penetrar a través de la piel por ingestión o por vía permucosa. En caso de
infección cutánea o mucosa alcanza la circulación venosa, llega al pulmón donde muda por
tercera vez, a los 11 días post-infección se halla en el intestino delgado y completa el
desarrollo hasta la postura de huevecillos en 30 a 56 días (Vignau et al., 2005).
Signos clínicos y lesiones. Al ser hematófagos producen anemia, sobre todo cuando la
infección va de 100 a 500 individuos. Se produce anemia, hipoalbuminemia, pérdida de
peso y en ocasiones diarrea. En terneros, la penetración de las larvas en la piel puede
producir prurito esto a su ver provocar que pateen y anden incómodos (Bataier et al., 2008;
Urquhart et al., 2001). En el intestino la mucosa se encuentra edematosa con puntos
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hemorrágicos, con parásitos adheridos en la mucosa y contenido hemorrágico. Se puede
observar edemas en cavidades. En la dermatitis pruriginosa y piógena, hay invasión
bacteriana en sitios de penetración, neumonía los pulmones con puntos hemorrágicos
(Quiroz, 2008).
Diagnóstico. Anamnesis, examen clínico, examen coproparásitoscópico (flotación) y en la
necropsia se observan las lesiones y parásitos adultos (Foreyt, 2001).
Epidemiología. Las infecciones patógenas son más comunes en las regiones tropicales, por
lo que no son habituales en países templados (Urquhart et al., 2001).
Eimeria spp.
Los integrantes de éste género son parásitos son protozoarios de gran importancia en
medicina veterinaria. La enfermedad que causa se conoce como coccidiosis, chorro prieto
o disentería bovina (Quiroz, 2008). Se localizan en las células epiteliales del intestino
delgado de rumiantes, sin embargo existen algunas especies que se encuentran en los
riñones de ocas y en el hígado de conejos (Urquhart et al., 2001). Son de ciclo directo y se
transmiten por medio de fomites contaminados con heces fecales o a través del agua de
bebida en abrevaderos (Quiroz, 2008).
Taxonomía. Se encuentra en el phylum Apicomplexa clase Sporozoea, orden
Eucoccidiidae, familia Eimeriidae, el género Eimeria incluye 19 especies que afectan al
ganado bovino, de las cuales E. zuernii y E. bovis son las más patógenas y los responsables
de la coccidiosis bovina caracterizada por diarrea hemorrágica (Quiroz, 2008).
Distribución. El género Eimeria se encuentra distribuido en todo el mundo (Urquhart et al.,
2001).
26
Morfología. Los ooquistes de E. bovis son de forma ovoides y miden 23 a 34 por 17 a 23
µm, con una capa externa sin color y una interna de color café amarillento. Los ooquistes
de E. zuernii son de forma esférica y miden 12 a 29 µm por 10 a 21 µm (Quiroz, 2008).
Ciclo biológico. El género Eimeria spp posee un ciclo de vida con dos fases, una fase
asexual y una sexual. Comienza con la salida de los ooquistes en las heces fecales del
hospedero. El protoplasma de los ooquistes esporula formando 4 quistes secundarios
(esporocistos), cada quiste contiene 2 esporozoítos. Cuando el hospedero ingiere a los
ooquistes esporulados, los esporozoítos abandonan el ooquiste e invaden las células
intestinales. Los esporozoítos se desarrollan dentro de la célula formando esquizontes
multinucleados que dan origen a más esporozoítos (merozoítos) que invaden a otras células.
Algunos de los esporozoítos se desarrollan en macrogametocitos (hembras) y
microgametocitos (machos). Los macrogametocitos fertilizados producen ooquistes que se
liberaran en las heces fecales (Lapage, 1983).
Patogenia. La patogenia está relacionada con los cambios provocados por las especies de
Eimeria en la mucosa intestinal. La gravedad se relaciona con el grado de parasitación y la
localización de los parásitos en la mucosa. La infección da lugar a cambios en la estructura
de las vellosidades, pérdida de células epiteliales y consecuente atrofia vellosa e hiperplasia
de las criptas. Al existir un gran número de células epiteliales destruidas, el epitelio
restante es estimulado para reemplazar las células perdidas. Este proceso ocasiona algunas
veces hiperplasia del epitelio formando largos frondes papilares al reemplazarse en exceso
la pérdida de células epiteliales. Las células de las vellosidades inmaduras y la reducción de
la superficie del área disponible para la absorción provoca un cuadro de mal absorción de
27
nutrientes, fuerte diarrea y deshidratación. Las especies más patógenas producirán la
ruptura de vasos sanguíneos con pérdida de sangre. Los merozoítos y gametocitos son las
etapas patógenas y producen ruptura de las células que invaden con exfoliación
subsiguiente del epitelio de revestimiento del intestino es notable que el recuento de
oocistos es con frecuencia muy bajo cuando la enfermedad se halla en sus fase máxima en
que los oocistos no se han formado todavía. Se deben considerar las complicaciones con
bacterias oportunistas. Además, E. coli, clostridios y rotavirus son los principales agentes
secundarios oportunistas, y que incrementan notablemente la patogenia de la coccidiosis
(González y López, 2009).
Signos clínicos y lesiones. Los signos clínicos que presenta el animal son anemia, síndrome
de mala absorción, enteritis proliferativa, diarrea, debilidad, deshidratación y anorexia. Las
lesiones de mayor importancia son en los últimos 30 cm del íleon intestinal, el colon y el
ciego. La mucosa muestra congestión, edema y petequias o hemorragia difusa (Quiroz,
2008).
Diagnóstico. El diagnóstico se realiza por medio de un examen clínico,
coproparásitoscópico y cuantificación (Quiroz, 2008).
Epidemiología. Ciertos tipos de manejo relacionados con el alojamiento, ofrecen
condiciones de temperatura y humedad óptimas para la esporulación de los ooquistes. El
riesgo se incrementa con el hacinamiento. Los ooquistes esporulan a los dos días de haber
salido de las heces, sin embargo, este proceso puede detenerse durante años. También el
ciclo puede interrumpirse en la fase de esquizogonia y continuarse varios meses
28
posteriores. Después de la infección se desarrolla inmunidad donde el mecanismo de
respuesta es una combinación de factores humorales y celulares (Urquhart et al., 2001).
Buxtonella sulcata
Este parásito es un organismo pequeño ovoide que se encuentra en el ciego del bovino, sin
embargo, se considera inofensivo (Lapage, 1983). El nombre de la enfermedad que causa
éste parásito es buxtonelosis y su transmisión es por fomites contaminados con heces
fecales (Al-Saffar et al., 2010).
Taxonomía. Pertenece al phylum Ciliophora, clase Kinetofragminophora, orden
Trichostromatida, familia Pyenotrichidae. (Al-Saffar et al., 2010).
Distribución. Diferentes estudios han demostrado su presencia en Europa, Asia y América
(Al-Saffar et al., 2010).
Hospederos. Habita en el colon de bovinos (Al-Saffar et al., 2010).
Morfología. En el medio ambiente se encuentra en forma de quiste oval (Göz et al, 2006),
mide 55 por 124 µm de largo y 40 a 72 µm de ancho. Poseen un citostoma en un extremo y
pestañas en toda la superficie del cuerpo con una hendidura curva de un extremo a otro
(Lapage, 1983).
Ciclo biológico. La infección ocurre cuando el animal come o bebe agua contaminada con
quistes (Göz et al, 2006). Se reproduce por fisión binaria y por conjugación, su ciclo
biológico similar al de Balantidium coli (Tomczuk et al., 2005). El ciclo biológico se
divide en dos fases, en el colon como trofozoíto y en el exterior como quiste. En el colon se
alimenta del contenido intestinal y tejidos reproduciéndose a intervalos. Cuando las
condiciones no son favorables se enquista y se eliminan por las heces (Lapage, 1983).
29
Patogenia. Se sabe que este parásito es un comensal del intestino grueso, sin embargo se
considera que puede ser causante de diarrea en becerros, sobre todo en presencia de gran
cantidad de quistes. Los valores de pH del ambiente del intestino dependen de los cambios
del sistema de alimentación, así como, sobre la incidencia de desórdenes (trastornos) en la
motilidad y el funcionamiento del sistema digestivo del rumiante. Los sistemas de
alimentación incorrectos pueden promover la multiplicación de las formas vegetativas del
protozoario, así como los cambios de la virulencia del parásito. La consecuencia de esto
puede ser la diarrea o la mala condición corporal (Tomczuk et al., 2005, Al-Saffar et al.,
2010). El daño se da en la mucosa del intestino grueso, donde causa una infección
bacteriana secundaria y aumento de los cambios patológicos (Göz et al, 2006).
Signos clínicos y lesiones. La alta incidencia de este parásito provoca palidez, ligera
deshidratación, diarrea y condición corporal deficiente (Tomczuk et al., 2005).
Diagnóstico. Se realiza por medio del examen coproparasitoscópico con técnicas de
sedimentación y flotación (Göz et al, 2006; Al-Saffar et al., 2010).
Epidemiología. Existen fluctuaciones estacionales en el predominio de la infección y en las
tasas de excreción de quistes que se relacionan con cambios en la dieta. El curso clínico de
la parasitosis depende de la virulencia del patógeno, la sensibilidad del hospedero, las
condiciones ambientales así como la intensidad de invasión (Tomczuk et al., 2005).
Moniezia spp.
El género Moniezia incluye a los gusanos planos de distribución mundial. Contiene sólo
dos especies, las cuales se encuentran en el intestino delgado de los rumiantes como
30
parásitos adultos, y los cisticercoides se encuentran en los ácaros como hospederos
intermediarios (Lapage, 1971 y Urquhart et al., 2001).
La enfermedad que provocan se denomina monieziosis, teniasis o cestodosis y se
caracteriza por producir problemas intestinales, mala digestión y diarrea (Quiroz, 2008).
Taxonomía. Pertenece al phylum Platyhelmintos, clase Cestoda, orden Cyclophyllidea,
familia Anoplocephalidae, El género Moniezia incluye las especies expansa y benedeni
(Lapage, 1983).
Distribución. Se encuentra distribuido en todo el mundo. Son los únicos céstodos en
rumiantes del oeste de Europa (Urquhart et al., 2001).
Hospederos. El parásito se aloja en el intestino delgado de bovinos, ovinos, caprinos y otros
rumiantes (Quiroz, 2008). Los hospederos intermediarios son ácaros del pasto,
principalmente de la familia Oribatidae (Urquhart et al., 2001).
Morfología. El parásito adulto mide 6 m de longitud (Lapage, 1983), tiene 4 ventosas y su
escólex mide 0.8 cm. Los huevecillos miden 56 x 67 µm (Quiroz, 2008).
Ciclo biológico. Los proglótides maduros o huevecillos se eliminan con las heces fecales, y
en el pasto, son ingeridos por ácaros oribátidos. Los embriones migran a la cavidad
corporal del ácaro y se desarrollan hasta cisticercoides en un lapso de tiempo de uno a
cuatro meses. La infección de hospedero definitivo se lleva a cabo por ingestión de ácaros.
El periodo prepatente es de seis semanas con proglótides grávidos y los periodos patentes
son de tres meses (Quiroz, 2008; Urquhart et al., 2001).
Patogenia. Este parásito ejerce acción mecánica ocupando un espacio en el intestino, que
debería estar ocupado por el alimento. La acción irritante se considera principalmente en
31
parásitos grandes. Las manifestaciones entéricas se deben a la acción tóxica por la
presencia y acción de productos metabólicos del parásito o de la destrucción de proglótides
(Quiroz, 2008).
Signos clínicos y lesiones. La presentación aguda se da en animales jóvenes principalmente,
las cuales consisten en inflamación del intestino delgado, algunos casos con aspecto
mucoso o hasta hemorrágico. La forma crónica se caracteriza por provocar anemia y
caquexia, además de edemas e infiltración de serosas de manera discreta (Quiroz, 2008).
Los animales jóvenes presentan debilidad, retardo en el crecimiento y pelaje áspero
(Lapage, 1983).
Diagnóstico. Se lleva a cabo en base a signos clínicos, que en ocasiones no son muy
evidentes. La confirmación se da en base a la presencia de proglótides con huevecillos o
huevecillos libres en heces y la presencia de parásitos adultos en la necropsia (Foreyt, 2001
y Urquhart et al., 2001).
Epidemiología. La infección es común en terneros durante el primer año de vida. Existe
fluctuación estacional de la incidencia en zonas templadas, que al parecer se relaciona con
los periodos activos de los ácaros del pasto en verano. Durante el invierno los cisticercoides
pueden sobrevivir dentro de los ácaros (Urquhart et al., 2001).
Fasciola hepatica
Éste parásito de distribución mundial tiene como hospederos a la mayoría de los
mamíferos, sin embargo, los más importantes son el ganado bovino y ovino. Tienen un
ciclo indirecto, por que requieren a los caracoles del género Lymnaea como hospederos
intermediarios (Urquhart et al., 2001). Fasciola parasita el parénquima hepático y los
32
conductos biliares y produce de manera crónica trastornos digestivos y de la nutrición. La
enfermedad se denomina fasciolasis, y otros nombres son distomatosis hepática, palomilla
o conchuela del hígado picado, hígado podrido y mal de botella (Quiroz, 2008).
Taxonomía. Se encuentra en el phylum Platyhelminthes, clase Trematoda, orden Digenea,
familia Fasciolidae (Lapage, 1983).
Distribución. Fasciola hepatica tiene distribución mundial (Urquhart et al., 2001).
Hospederos. Se aloja en parénquima, vesícula biliar y conductos biliares de bovinos, ovinos
caprinos, equinos, cerdos, conejos, venados, hombre y otros animales silvestres. En raras
ocasiones puede llegar a pulmones y tejido subcutáneo (Quiroz, 2008).
Morfología. El parásito tiene forma de hoja, aplanado de color rojo grisáceo o gris parduzco
(vivo o recién muerto) (Lapage, 1983). En estado adulto mide de 18 a 50 por 4 a 14 mm, es
hermafrodita, sus huevecillos tienen cáscara delgada en tonos amarillos por los pigmentos
biliares (Quiroz, 2008).
Ciclo evolutivo. El parásito adulto se localiza en los conductos biliares del bovino
(hospedero definitivo). Una fasciola produce alrededor de 3,000 a 3,500 huevecillos por día
que vierte a la bilis pasando al intestino delgado y por último al exterior con las heces. La
fase no parásita abarca el estado de huevo a miracidio (Lapage, 1983). Los huevecillos
expulsados requieren de un medio hídrico o con alta humedad para desarrollarse y formar el
miracidio alrededor de nueve días a 26 °C aproximadamente. Este mide 150 por 40 µm,
posee una mancha ocular, un espolón cefálico y glándulas, además, requiere de un
hospedero intermediario en un máximo de 24 horas en vida libre o pocos días a
temperaturas bajas. El miracidio se desplaza a la superficie del agua atraído por la acción
33
fototrópica de la mancha ocular, donde busca un caracol (hospedero intermediario) del
género Limnaea (en México L. bulimoides, L.cubensis o L. humilis) y lo penetra con apoyo
del espolón cefálico (Quiroz, 2008). Aquí comienza la primer fase parasita (Lapage, 1983),
que en función del clima, dura de 4 a 8 semanas y se desarrollan sucesivamente a
esporocistos, redias y cercarías. Cada miracidio es capaz de producir 600 cercarias. Cuando
las cercarias maduran, abandonan el hospedero intermediario, y pasan a desarrollarse como
metacercarias al perder la cola, enquistarse y se adherirse a la vegetación. Las
metacercarias son ingeridas en la pastura por el hospedero definitivo, al llegar al intestino,
lo atraviesan pasando a cavidad abdominal, donde, durante 3 meses migran hasta llegar al
hígado. Durante 6 a 8 semanas, atraviesan el tejido hepático hasta alcanzar los conductos
biliares y completan su madurez además de comenzar su reproducción (Junquera, 2010).
Signos clínicos y lesiones. Los signos principales son la anemia, edema (mandíbula de
botella), fiebre, diarrea o estreñimiento, disminución de la producción lechera y cárnica
(Junquera, 2010), síndrome hepatoperitoneal con dolor del hipocondrio derecho (Gasque,
2008). En sangre se detecta hiperleucocitosis, eosinofilia, hipoalbuminemia, glubulinemia
(indicador electroforético de alfa y beta globulinas) y elevación de gamma glutamil
transpeptidasa (GGT) (Dorchies y Alzieu, 2008).
Patogenia. El principal daño se debe a la migración desde el hígado hasta los conductos
biliares, causando destrucción del tejido hepático, hemorragias, inflamación, fibrosis y
muerte celular. Algunas fasciolas llegan a enquistarse. Los conductos biliares dañados se
inflaman y forman calcificaciones. El funcionamiento general del hígado se ve alterado por
34
efecto de sustancias tóxicas producidas por el parásito, además de la susceptibilidad a
infecciones secundarias (Junquera, 2010).
Diagnóstico. Método coproparásitoscópico por sedimentación de huevecillos, serológico
como el método ELISA, hemoglutinación pasiva y le inmunofluorescencia indirecta.
También están el diagnostico en leche, las pruebas enzimática y hematológica (Dorchies y
Alzieu, 2008). La evaluación de los valores de la química sanguínea y la citología (biopsia
hepática) son métodos a considerar en el diagnóstico (Gasque, 2008).
Epidemiología. A pesar de que la fasciolasis está ampliamente distribuida en el mundo,
existe variación en su frecuencia de una región a otra, de un rancho a otro y entre los
animales del mismo rebaño (Quiroz, 2008).
Identificación de parásitos por métodos moleculares
En los últimos años, con objeto de incrementar la sensibilidad y especificidad de
diagnóstico en nemátodos (NGI), nuevos métodos de diagnóstico molecular como la
reacción en cadena de la polimerasa (PCR), la técnica de polimorfismo en la longitud de los
fragmentos de restricción en conjunto con PCR (PCR-RFLP), la técnica de hibridación y
análisis de ADN, y la construcción de bibliotecas de expresión de ADN, entre otras, están
siendo integradas en la identificación y cuantificación de NGI, así como para obtener genes
de importancia en la interacción hospedero-parásito. Actualmente existen técnicas para
procesar pequeños fragmentos de ADN con objeto de identificar las diferentes especies de
un mismo género como Haemonchus spp. y Ostertagia spp. Esta metodología tiene la gran
ventaja de poder aplicarse a otros NGE, lo cual disminuye el tiempo invertido en estudios
35
coproparasitoscópicos cuantitativos y cualitativos. Debido a la alta sensibilidad de estas
pruebas es posible detectar individuos mutantes en los cuales esté implicada la resistencia
antihelmíntica con base en su ADN para poder determinar medidas preventivas de
manejo. Si bien las nuevas técnicas sofisticadas de diagnóstico son costosas, el futuro que
se observa con el uso de estas técnicas moleculares vislumbra un mejor panorama en el
diagnóstico para un mejor control de los NGI en rumiantes, así como un mecanismo
preventivo y no correctivo de estas parasitosis. Sin embargo, los métodos tradicionales de
diagnóstico que siguen siendo sencillos, prácticos y económicos, no deben descartarse pues
son excelentes herramientas de diagnóstico. La utilización de ambas metodologías deben
ser consideradas como complementarias para lograr un mejor diagnóstico y sirvan de apoyo
al médico veterinario y al productor (López, 2003)
La investigación genómica en parasitología puede dividirse en dos sectores, uno está
dirigido a generar investigación (bancos de clones, secuencias, anotación de genes,
plataformas genómicas funcionales), y otro es un hipótesis dirigida a investigar los patrones
y procesos en la estructura, expresión y evolución de genomas. Los genomas de
protozoarios, nemátodos y platelmintos difieren en sus formas de genómicas y en su
metodología de análisis, sin embargo, los objetivos en biología molecular son los mismos:
determinar la secuencia completa del genoma de un organismo, identificar los códigos de
genes o secuencias (proteína y ARN), la predicción de función de cada gen (con regiones de
operador, promotor y control), la integración funcional, secuencia y arquitectura para
modelos estructurales de cromosomas, así como su interacción entre las partes expresadas
del genoma, y la investigación de la variación natural del genoma en el contexto de
36
hospedero, población, tratamiento con fármacos y otras capacidades selectivas (Marr et al.,
2003).
En los últimos años se han desarrollado nuevas técnicas moleculares de tipificación basadas
en la reacción en cadena de la polimerasa (PCR) que han supuesto un importante avance en
el estudio de las enfermedades (Fernández-Cuenca, 2004).
Los métodos de tipificación se clasifican en dos grandes grupos: fenotípicos (basados en
características fisiológicas o bioquímicas) y genotípicos (basados en el estudio del ADN).
Los métodos fenotípicos de tipificación son menos reproducibles y poseen menor poder de
discriminación que los métodos genotípicos. Ello se debe a que la expresión de un carácter
fenotípico es el resultado de la interacción del genotipo con el ambiente y, por tanto, es
susceptible de modificarse cuando las condiciones ambientales varían (Fernández-Cuenca,
2004).
El extraordinario avance de la biología molecular en los últimos años ha permitido
desarrollar nuevos métodos genotípicos de tipificación. La electroforesis en gel de campo
pulsante (PFGE) es la técnica estándar de referencia para tipificar la mayoría de bacterias,
hongos y parásitos con importancia clínica, debido a que posee un elevado poder de
discriminación y una excelente reproductibilidad. Esta técnica de tipificación tiene el
inconveniente de que es muy laboriosa y tardada (la mayoría de los protocolos de trabajos
requieren más de 4 días para poder obtener y analizar los pulsotipos), por lo que su uso
diario en el laboratorio es poco práctico. Esto hace que sea necesaria la búsqueda de otros
métodos de tipificación alternativos a la PFGE que sean más flexibles y rápidos, y menos
laboriosos (Fernández-Cuenca, 2004)
37
MATERIALES Y MÉTODOS
Localización del área de estudio
El trabajo se realizó en el ejido Chametla, ubicado en el municipio de La Paz, Baja
California Sur. El ejido Chametla se localiza a 6 kilómetros sobre la carretera al norte de
La Paz Baja California Sur, en las coordenadas geográficas 24° 06’ 05´´ latitud Norte 100°
22’ 20´´ longitud Oeste y a 5 msnm. El clima es cálido y seco, con lluvia en verano,
invierno y escasa el resto del año. En la temporada cálida, la temperatura oscila entre los
26.2°C y 30°C en promedio por mes, y su temperatura media anual es de 23.6°C (Pérez,
2005).
Descripción de la población y manejo del ganado lechero de campo
El muestreo se llevó a cabo en 7 ranchos del ejido Chametla donde existe una población
total de 245 bovinos de todas las edades. La raza predominante es Holstein, y algunas
cruzas con Pardo Suizo. Las vacas adultas pesaban en promedio 600±50 kg de peso y su
edad aproximada era de 2-7 años. Los bovinos jóvenes muestreados eran crías destetadas
y vaquillas de reemplazo que pesaban de 40-240 kg con una edades de 1 mes a un año de
edad. El manejo va desde estabulación total a la semiestabulación. En este caso se hace uso
del pastoreo sobre praderas irrigadas con aguas residuales provenientes de la Cd. de La Paz.
Muestreo de heces
Se tomaron muestras durante cada estación o estación del año. Se muestrearon al menos 10
adultos y 8 bovinos jóvenes en cada rancho y estación del año (50% de la población). Se
colectaron por lo menos 100 g de heces directamente del recto de cada animal por
muestreo. Los muestreos iniciaron en julio de 2010 y terminaron en junio de 2011. Se
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tomaron un total de n= 507 muestras de heces fecales en las diferentes estaciones del año,
ranchos y edades de los bovinos incluidos en el presente estudio. Los animales
seleccionados para el estudio fueron aquellos que no habían sido desparasitados
internamente en los últimos 60 días, previa entrevista con el productor.
Técnicas de laboratorio
Para cada muestra de heces se realizó:
1) Análisis de flotación para determinación rápida de la presencia de ooquistes y
huevecillos.
2) Conteo total de ooquistes y nemátodos por la Técnica de Stoll modificado.
3) Técnica de coprocultivo en aserrín para identificación de parásitos nemátodos.
4) Técnica de identificación de coccidias por micromedición.
5) Técnica de sedimentación para tremátodos.
6) Identificación de los géneros y especies presentes y su frecuencia.
7) Identificación de géneros de nemátodos por técnica de reacción en cadena de la
polimerasa (PCR), utlizando larvas L3 obtenidas a partir de los coprocultivos.
Análisis de flotación simple.
1) Para elaborar la solución salina saturada, se agregaron 500 ml de agua en un vaso de
precipitado y se colocó a 90°C, se le fueron incorporando 150 gr de sal común hasta
que se disolvieron.
2) Se mezclaron 70 ml de solución de flotación ya preparada, con 5 gr de heces.
39
3) La suspensión se filtró a través de un cedazo, y se pasó a otro vaso de precipitado.
4) Se llenó la cámara McMaster con pipeta de transferencia.
5) Se llenó un tubo de ensaye hasta el borde y se colocó un cubreobjetos sobre él.
6) Se dejó reposar cinco minutos.
7) Se retiró el cubreobjetos con cuidado y se colocó sobre un portaobjetos.
8) Se observó en microscopio empezando por el objetivo 10x y cuando se localizó el
huevecillo cuyas características eran dudosas, se usó el objetivo de seco fuerte 40x.
Técnica cuantitativa para ooquistes y nemátodos por método de Stoll modificado (Medina
et al., 1994).
1) Se realizó conteo en la cámara McMaster previamente llenada en el análisis de
flotación simple.
Técnica de coprocultivo para identificación de parásitos nemátodos por método en fresco.
1) Se colocó viruta hasta la mitad de un frasco o vaso.
2) Se adicionó 50 g de heces y 30 mL de agua, se mezcló con la viruta a partes iguales,
agregando agua.
3) Se espolvoreó una pequeña capa de nistatina (Nistatina M.R. Alpharma
Laboratorios. México) por única vez y mezcló.
40
4) Se colocó un pedazo de tela de tul y después un pedazo de papel aluminio con
agujeros pequeños, después se ajustó con una liga.
5) Se agitó el coprocultivo y se revisó diariamente y se les agregó agua cuando fue
necesario.
6) A los 18 días se colocaron las muestras en aparato de Baerman y se dejaron reposar
de seis a ocho horas.
7) Se recuperó la primera porción de líquido y se colocó en una caja de Petri.
8) Se observó en el microscopio estereoscópico, donde se recuperaron las larvas y se
pasaron a un portaobjetos, se cubrieron con cubreobjetos y se observaron al
microscopio.
9) Se identificaron las larvas de nemátodos por sus características morfológicas y
medidas.
Técnica de identificación de coccidias por micromedición
Después de tener el examen positivo a coccidia se realiza la medición del diámetro
longitudinal y transversal con el micrómetro bajo el seco fuerte.
Técnica de sedimentación para tremátodos.
1) En un vaso de precipitado se colocó una cucharada de heces de cada una de las
muestras.
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2) Se disolvió con agua corriente y se filtró con un cedazo pasándolo a una copa con
fondo en forma de embudo.
3) Se dejó reposar 15 minutos y se vació el líquido con cuidado de no remover el
fondo.
4) Se llenó nuevamente con agua y se repitió el paso anterior.
5) Se dejó reposar 24 horas.
6) Con una pipeta de transferencia, se tomó solución del fondo de la copa y se colocó
en un portaobjetos.
7) Se observó al microscopio.
Identificación de parásitos nemátodos basada en la técnica de PCR
Extracción de ADN con DNeasy Tissue Kit (50) Qiagen.
Para la reacción de PCR se llevaron a cabo las siguientes condiciones: 1.5 mM MgCl2,
0.132 mM dNTPs, 100 ng DNA, 2.6 µg/ml cada primer y 0.04 U/µl DNA Taq polimerasa
en 1X taq Buffer (50 mM KCl, 10 mM Tris–HCl, 0.1% Triton X-100 at pH 9.0), para un
volumen total de 12.5 µl. la desnaturalización inicial duró 3 minutos a 94°C, seguido por 40
ciclos de temperatura alternantes: desnaturalización por 1 minuto a 94°C, el alineamiento
por 1 minuto a 60.3°C y extensión por 1 minuto a 72°C. El juego de primers fueron
probados en larvas obtenidas a partir de coprocultivos de heces de ganado lechero
procedentes del ejido Chametla (Rodríguez et al., 1996).
42
Variables registradas
Se registraron por parte de cada explotación el sistema de alimentación (pastoreo,
estabulación total).
Por parte del animal y cuando hubo registros suficientes: el sexo, la edad (becerro, añojo,
adulto), signos clínicos de parasitosis como diarrea, la administración previa y tipo de
antiparasitarios.
En el análisis coproparasitoscópico se realizó: registro de color y consistencia de las heces
y coproscopía en fresco. Si existían cargas importantes de parásitos (>2 huevecillos
parásitos por campo) entonces se realizó el conteo de huevecillos u ooquistes por gramo de
heces (opg).
Análisis estadístico de la información
Se realizó un análisis general de la frecuencia de casos positivos y negativos a la infección
por nemátodos y coccidiosis. Las frecuencias de casos positivos a nematodosis o
coccidiosis por estación del año fueron comparadas a través de un análisis de chi cuadrada.
Las cargas promedio de huevecillos de nemátodos y de ooquistes de coccidias por estación
del año, edad del hospedero, rancho de origen y régimen de pastoreo fueron comparadas
por medio de análisis de la varianza de una vía. Cuando existieron diferencias
significativas debido al factor principal bajo análisis, se realizó prueba de Duncan para
identificar las diferencias entre medias. Todos los análisis estadísticos fueron llevados a
cabo utilizando el software Statistica (StatSoft, 1998).
43
RESULTADOS
Incidencia de parasitosis en los bovinos lecheros de Chametla, B.C.S.
La incidencia general de parasitosis causada por nemátodos de bovinos positivos a
huevecillos de parásitos nemátodos y a ooquistes de coccidias se muestra en la Tabla 1. Fue
de 45.2% (229 bovinos) y 40% (203 bovinos infectados) respectivamente, durante un año
que duró el estudio. Resultaron estadísticamente similares (p>0.05) el porcentaje de casos
positivos y negativos en el caso de nemátodos y en cambio, el porcentaje de casos
negativos a ooquistes de coccidias fue significativamente menor (p<0.05) para casos
negativos a través del año. Lo anterior indica que desde un punto de vista probabilístico y
en términos anuales, la infección por nemátodos siguió un patrón de distribución similar en
positivos y negativo. En cambio la infección por ooquistes de coccidias en términos
generales parece seguir un patrón que responde a factores diversos.
Prevalencia de nemátodos
Con respecto a la prevalencia de casos positivos a huevecillos de nemátodos entre
estaciones del año (Tabla 2) se encontró una diferencia estadística significativa (p< 0.05) en
otoño (52.8%) en comparación con primavera (45.9%), verano (39.1%) e invierno (41.7%)
a las demás estaciones del año. La media general de la carga de huevecillos por gramo
(hpg) de nemátodos en las muestras fecales analizadas por estación del año resultaron ser
de 291.9 (Tabla 3). Otoño (394.2) resultó se la estación en que se encontró la mayor
(p<0.01) carga comparada con las estaciones de primavera (179.8), verano (284.5) e
invierno (382).
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Tabla 1. Prevalencia general de las parasitosis estimada por la presencia de huevecillos de parásitos nemátodos gastrointestinales y coccidas de bovinos lecheros infectados en la zona del Ejido Chametla, B.C.S.b
Nemátodos CoccidiasStatus n % n %Infectados 229 45.2 203 40.0aNo infectados 278 54.8 304 60.0bGeneral 507 100.0 507 100.0
ab Porcentajes con literales diferentes indican diferencia estadística significativa (p<0.05)
45
Tabla 2. Prevalencia de casos positivos y negativos a parásitos nemátodos gastro intestinales, estimada por la presencia de huevecillos en las heces fecales de bovinos lecheros de la zona del Ejido Chametla, B.C.S, con respecto a la estación del año.
Estación Positivosn
Positivos(%)1
Negativosn
Negativos(%)
Total
Primavera 89 45.9a 105 54.1 194.0Verano 36 39.1a 56 60.9 92Otoño 56 52.8b 50 47.2 106Invierno 48 41.7a 67 58.3 115General 229 45.2 278 54.8 507
ab Porcentajes con literales diferentes indican diferencias estadísticas significativas entre estaciones del año (p<0.05)
46
Tabla 3. Efecto de la estación del año sobre el conteo huevecillos por gramo de heces de parásitos nemátodos en bovinos lecheros de la zona del Ejido Chametla, B.C.S.
Estación n Media EEPrimavera 89 179.8a 28.5Verano 36 284.5a 68.2Otoño 56 394.2b 94.6Invierno 48 382.0a 82.0General 229 291.9 32.9
ab Medias de estaciones con literales diferentes indican diferencias estadísticas significativas (p=0.01).
47
La edad del hospedero (Tabla 4) fue un factor de riesgo que determinó la carga hpg en los
bovinos muestreados. Los becerros (517.3) y añojos (435.6) presentaron cargas hpg
significativamente (p= 0.04) más altas que los adultos (233). Donde los bovinos adultos
presentaron un mayor porcentaje de positivos, sin embargo, la media de hpg fue menor con
respecto a los becerros y añojos.
Resulta evidente que hubo grandes diferencias en la carga hpg promedio determinada en
las muestras fecales del ganado lechero de las diferentes explotaciones pecuarias que
abarcó el presente estudio (Tabla 5). El rancho Olas Altas resultó con la mayor carga hpg
promedio (504.8), sin embargo, fue similar a los ranchos El Paraíso (230.1), Rancho Nuevo
(281.0), San Joaquín I (279.6) y La Barca (327.4). En el Rancho Canané (36.4 hpg) se
encontró la carga hpg promedio más baja (p= 0.05). Los ranchos La Barca, San Joaquín I,
Rancho Nuevo y el Paraíso fueron similares en sus medias de cargas hpg promedio.
El pastoreo de los bovinos muestreados fue un factor significativo en el conteo de
huevecillos de parásitos nemátodos (Tabla 6). Los bovinos que pastorearon tuvieron una
media de 443.6 hpg que corresponden en su mayoría a bovinos adultos y añojos y en los
bovinos que no pastorearon fue de 247.3 hpg, que en este caso fueron de la etapa fisiológica
becerros.
Géneros y frecuencia de nemátodos identificados
Los géneros de parásitos nemátodos identificados (mediante su morfología y micrometría)
y su frecuencia fueron los siguientes: Cooperia (55.5%), Bunostomum (22.2%),
Oesophagostomum (16.7%) y Ostertagia (5.5%). Los géneros de parásitos nemátodos que
fueron identificados en la zona de Chametla B.C.S., pertenecen a las familias
48
Tabla 4. Efecto de la edad del hospedero sobre el conteo de huevecillos por gramo de heces de parásitos nemátodos en bovinos lecheros de la zona del Ejido Chametla, B.C.S.
Edad n Media1 EEBecerro 41 517.3a 104.7Añojo 9 435.6a 182.9Adultos 179 233.0b 32.51General 229 291.9 33.06
ab Medias con literales diferentes indican diferencias estadísticas significativas (p=0.04)
49
Tabla 5. Efecto del rancho de origen del hospedero sobre el conteo huevecillos por gramo de heces de parásitos nemátodos en bovinos lecheros de la zona del Ejido Chametla, B.C.S.
Rancho n Media EELa Barca 23 327.4ac 95.1San Joaquín I 36 279.6ac 77.2San Joaquín II 35 189.1a 41.6Rancho Nuevo 43 281.0ac 95.6Rancho Canané 14 36.4b 9.3El Paraíso 34 230.1ac 91.0Olas altas 44 504.8c 84.6General 229 291.9 33.1
abc Medias con literales diferentes indican diferencias estadísticas significativas (p=0.05).
50
Tabla 6. Efecto del pastoreo sobre el conteo (huevecillos por gramo de heces) de parásitos nemátodos en bovinos lecheros de la zona del Ejido Chametla, B.C.S.
Régimen n Media EENo pastorea 52 247.3a 33.9Pastorea 177 443.6b 86.1General 229 291.9 33.1
abMedias con literales diferentes indican diferencias estadísticas significativas (p=0.05).
51
Trichostrongylidae (Ostertagia y Cooperia), Cyathostomidae (Oesophagostomum) y
Ancylostomatidae (Bunostomum). Mediante la técnica de Reacción en Cadena de la Polimerasa
(PCR) se identificó el género Ostertagia, únicamente.
Prevalencia de coccidiosis por Eimeria
Nuestros resultados solo confirman la presencia de ooquistes de coccidiosis causada por
especies del género Eimeria (Tabla 7). Sin embargo, no se descarta la posibilidad de que
existan infecciones mixtas con el género Isospora u otros géneros de coccidias. Entre los
casos positivos a ooquistes de coccidias en cada estación del año se encontraron diferencias
significativas, donde primavera (47.4 opg) e invierno (40.0 opg) fueron diferentes a verano
(33.7 opg) y otoño (32.1 opg). No se detectaron diferencias estadísticas significativas para
el número promedio de ooquistes de Eimeria spp en las heces fecales estudiadas para las
estaciones primavera, verano, otoño e invierno (Tabla 8). La carga promedio general fue de
801.1 opg pero existió gran variación entre e intra estaciones. La carga opg promedio para
la estación de primavera fue de 341.0 mientras que la de otoño fue de 1,089 (ver Tabla 8).
Debido a la gran variación encontrada dentro de cada estación del año, es pertinente
mencionar que se realizó un análisis alternativo de los datos, en que la varianza fue
estabilizada a través de una transformación log 10 de la carga opg, sin embargo, los
resultados fueron similares a los obtenidos bajo la escala aritmética presentada en la Tabla
8.
Respecto al efecto de la edad sobre la carga opg (Tabla 9), se obtuvo que los bovinos
jóvenes o becerros mostraron una carga promedio (1170.5 opg) significativamente mayor
52
Tabla 7. Frecuencia de casos positivos y negativos a ooquistes de coccidias en bovinos lecheros de la zona del Ejido Chametla, B.C.S. respecto de la estación del año.
Estación Positivosn
Positivos(%)1
Negativosn
Negativos(%)
Total
Primavera 92 47.4a 102 52.6 194Verano 31 33.7b 61 66.3 92Otoño 34 32.1b 72 67.9 106Invierno 46 40.0ab 69 60.0 115General 203 40 304 60.0 507
ab Porcentajes con literales diferentes indican diferencias estadísticas significativas entre estaciones del año (p=0.06)
53
Tabla 8. Efecto de la estación del año sobre el conteo de ooquistes de coccidias por gramo de heces fecales en bovinos lecheros de la zona del Ejido Chametla, B.C.S.
Estación n Media1 EEPrimavera 92 747.9 185Verano 31 341.0 68.7Otoño 34 1088.7 456.3Invierno 46 1004.9 308.7General 203 801.1 133.7
54
Tabla 9. Efecto de la edad del hospedero sobre el conteo ooquistes por gramo de heces de coccidias en bovinos lecheros de la zona del Ejido Chametla, B.C.S.
Edad n Media1 EEBecerro 131 1170.5a 199.8Añojo 3 528.3 357.4Adultos 69 111.5b 20.6General 203 801.1 133.7
ab Medias con literales diferentes indican diferencias estadísticas significativas (p=0.04)
55
(p=0.04) que los adultos (111.5 opg). La baja cantidad de repeticiones incluida en la etapa
de bovinos jóvenes hizo necesario retirarlos del análisis. En estos pocos bovinos la carga
opg promedio fue de 528.3 lo cual, es bastante menor que la carga promedio general
determinada en todos los bovinos de 801.1 ooquistes por gramo de heces.
Como era de esperarse, hubo una gran variación en carga promedio opg entre las
explotaciones lecheras incluidas en el estudio (Tabla 10). En el caso de Rancho Nuevo,
esta fue la explotación
que tuvo la mayor carga promedio opg (1232.0), mientras que la explotación con la carga
opg mas baja fue para el rancho La Barca (197.4), pero similar al resto de las explotaciones
estudiadas, es decir, San Joaquín I, San Joaquín II, Rancho Canané, El Paraíso y Olas altas.
Estas diferencias en prevalencia de coccidiosis reflejan diferencias en manejo alimenticio y
sanitario en general.
Se observó el efecto de pastoreo del hospedero sobre la presencia de ooquistes en las heces
fecales de los bovinos muestreados en el estudio (Tabla 11). Los bovinos que pastorearon
sobre praderas irrigadas con aguas residuales tratadas mostraron diferencia estadística
significativa en una carga media de 1137.3 opg y los bovinos que no pastorearon tuvieron
una media de 132.9 opg. Es pertinente mencionar que a pesar de que los bovinos que
pastorearon resultaron más altos en sus cargas opg, la frecuencia de casos positivos fue
considerablemente menor que la frecuencia de bovinos que no pastorearon.
Frecuencia de especies identificadas del género Eimeria
En la Tabla 12 se muestra la frecuencia específica de coccidias identificadas y agrupadas
en la población total de bovinos muestreados a través del año. La mayor frecuencia de las
56
Tabla 10. Efecto del rancho de origen del hospedero sobre el conteo de ooquistes por gramo de heces de coccidias en bovinos lecheros de la zona del Ejido Chametla, B.C.S.
Rancho n Media EELa Barca 31 197.4a 56.8San Joaquín I 40 890.3a 356.2San Joaquín II 31 940.3a 323.2Rancho Nuevo 47 1232.0b 392.2Rancho Canané 19 902.7a 414.5El Paraíso 22 563.2a 187.0Olas altas 13 330.0a 129.8General 203 801.1 133.7
abMedias con literales diferentes indican diferencias estadísticas significativas (p=0.05).
57
Tabla 11. Efecto del pastoreo sobre el conteo de ooquistes por gramo de heces (hpg) de coccidias en bovinos lecheros de la zona del Ejido Chametla, B.C.S.
Régimen n Media EEPastorea 68 1137.3a 194.5No Pastorea 135 132.9b 26.6General 203 801.1 133.7
abMedias con literales diferentes indican diferencias estadísticas significativas (p=0.05).
58
Tabla 12. Frecuencia relativa total a través del año de especies de Eimeria presentes en las heces de bovinos lecheros de la zona del Ejido Chametla, B.C.S.
Especie de Eimeria nConteo total1
opg
Frecuencia (%)
E. bovis 150 81655 50.2E. zurnii 106 26955 16.6E. auburnensis 38 25965 16.0E. cilindrica 56 23910 14.7E. bukinodensis 14 3360 2.1Otras especies 6 920 0.6General 370 162765 100.0
1opg (ooquistes por gramo de heces fecales).
59
especies de coccidias presentes en las muestras analizadas correspondió a E. bovis (50%),
seguida de E. zurni (16.6%), después por E. auburnensis (16.0%). Otras especies de menor
importancia fueron E. cilíndrica (14%) y E. bukinodensis (2.1%). Dentro de un grupo
especial fueron subagrupadas algunas especies no identificadas que conformó el 0.6% de la
población total de ooquistes de Eimeria.
Céstodos
En ninguna de las muestras de heces fecales de los bovinos incluidos en el presente estudio
se observaron proglótides maduros o cualquier otro indicador de la presencia de huevecillos
de céstodos. Sin embargo, en observaciones (no publicadas) realizadas a nivel de rastro
Municipal de la Cd. de La Paz durante 2010 y 2011, se obtuvo que de una muestra total de
45 tractos gastrointestinales de bovinos adultos de campo examinados, en tres (6.6%) de
ellos se observaron adultos de Moniezia spp.
Tremátodos (Fasciola hepatica)
No se detectaron huevecillos de Fasciola hepatica en ninguna de las pruebas de
sedimentación realizadas en las muestras de heces fecales de los bovinos lecheros de la
zona de Chametla, Baja California Sur. Tampoco se detectaron adultos ni las lesiones
típicas de la fasciolasis en nuestras observaciones hechas a nivel de rastro, en bovinos
adultos provenientes de sistemas de producción de campo o de corrales de engorda
aledaños a la ciudad de La Paz.
60
DISCUSIÓN
En el presente estudio, el 45.2% de los bovinos muestreados tuvieron presencia de
huevecillos en las heces. Este resultado es notablemente mayor a los obtenidos para el
estado de Sinaloa, más particularmente en la región de Novolato y en la de Culiacán. En
dicho estudio, Enríquez et al. (2009) determinaron la presencia de parásitos internos
nemátodos identificados como estrongilídeos, con una prevalencia de 5.8%. Esta cifra sin
embargo es mucho menor a la prevalencia de 86% reportado en bovinos de dos a tres
meses de edad por Domínguez et al. (1993) para el estado de Yucatán bajo clima tropical y
precipitaciones de 600 a 1600 mm de precipitación pluvial y también menor a la de 60.6%
reportado por Rodríguez et al. (2001) para el mismo estado de Yucatán. En un contexto
global, se tienen datos comparables a los presentes resultados, como los obtenidos en las
regiones semiáridas de África, por ejemplo en el suroeste de Kenia, donde se han realizado
muestreos fecales de becerros a través de la técnica McMaster y se ha obtenido que la
prevalencia de nemátodos fue de 69.2% (Maichomo et al., 2004). En Zimbabue, por otra
parte, la prevalencia general de nemátodos estimada a través de conteo fecal de huevecillos
de nematodos en becerros fue de 43% (similar a nuestros resultados generales), y para
céstodos 4.8% (Pfukenyi et al. 2007). En un estudio se realizado en la región de Tucacas,
Venezuela, bajo condiciones de pastoreo y bajo clima subtropical y precipitaciones anuales
de 1,200 a 1,800 mm, Quijada et al. (2006) reportaron que la prevalencia total de
estrongilídeos determinada a partir del conteo hpg fue de 41.25% en bovinos muestreados
correspondientes a diferentes edades la cual es también bastante similar a la obtenida en
este trabajo.
61
Con respecto a la carga parasitaria de nemátodos, se obtuvo que la carga promedio general
hpg fue de 290.6±32.9 la cual puede ser considerablemente alta dependiendo de las
condiciones en que se desarrollen los bovinos. Por ejemplo en granjas lecheras de
Inglaterra, la carga parasitaria histórica ha sido de 1-12 hpg (Fox et al. 2007) lo cual es una
carga muy baja con respecto a nuestros resultados. Bajo condiciones tropicales por ejemplo
Quijada et al. (2006) reportaron que la carga total promedio de estrongiloides determinada
a partir del conteo hpg fue de 128.06 en bovinos muestreados correspondientes a diferentes
edades. Dicho estudio se realizó en la región de Tucacas, Venezuela, bajo condiciones de
pastoreo y bajo clima subtropical y precipitaciones anuales de 1,200 a 1,800 mm. En
contraste, Ojeda (2004), en su estudio realizado en Ñuble en Chile, encontró una carga
promedio de 1,235 hpg en terneras de carne de dos a tres meses de edad en pastoreo con
sus madres.
Los géneros identificados en nuestro estudio fueron Cooperia, Bunostomum,
Oesophagostomum y Ostertagia, en orden de abundancia donde se puede resaltar la
ausencia del género Haemonchus. Estos son géneros son cosmopolitas y comunes en
relación con las especies de nemátodos que parasitan a los bovinos en nuestro país, aunque
existen marcadas diferencias en las especies predominantes dependiendo de las condiciones
de explotación, la edad del hospedero y la estación del año. Así, se tiene que en el estado de
Campeche bajo condiciones de trópico húmedo se han identificado en bovinos los géneros
Haemonchus, Cooperia y Oesophagostomum en ranchos de esta región (Encalada et al.,
2007). En el estado de Sinaloa, las especies Haemonchus contortus y Cooperia spp.
representaron el 13.5% y 1.2% de todos los parásitos encontrados en la heces de bovinos
62
criados en la cercanías de Novolato y Culiacán (Enríquez et al., 2009). Por otra parte,
González et al. (1996) en un trabajo realizado a nivel de rastro a partir de tractos digestivos
de bovinos provenientes de los estados venezolanos de Apure, Barinas, Guárico y Zulia,
reportaron que tanto en bovinos jóvenes (14 a 24 meses) como en adultos (más de dos años)
observando dominancia de las especies de nemátodos Cooperia punctata y
Oesophagostomum radiatum en los bovinos jóvenes y de Cooperia punctata y
Haemonchus similis en los adultos.
Los factores de riesgo desde el punto de vista epidemiológico son aquellas condiciones
intrínsecas del hospedero o del ambiente que incrementan la probabilidad de contagio de
una enfermedad entre los miembros de una población. La edad del animal (becerros), la
estación del año (otoño), la actividad de pastoreo y el tipo de manejo de la explotación en
particular fueron en el presente trabajo factores de riesgo significativos para el contagio de
parasitosis causadas por nemátodos. En particular, el pastoreo expuso al riesgo de contraer
parasitosis GI a los animales jóvenes (ver resultados en Tabla 4), pero este dependió del
sistema de manejo de cada explotación debido a las rutinas particulares adoptadas.
A pesar que la frecuencia de casos positivos en relación al número total de casos positivos
se distribuyó uniformemente durante el año (ver Tabla 2), durante la primavera se registró
la máxima frecuencia el relación al total de casos estudiados y lo inverso ocurrió con el
verano, es decir, la probabilidad de encontrar casos positivos en primavera se incrementó en
casi 2.5 veces con respecto del verano, asimismo, los bovinos estudiados mostraron una
carga promedio hpg de 118% mayor en el otoño que el nivel más bajo registrado que fue
también en primavera. La razón de esta tendencia puede deberse a que durante la primavera
63
se incrementan los ritmos reproductivos de los parásitos y se infectan una proporción
mayor de hospederos, pero no es sino hasta el otoño en que los nemátodos adultos eliminan
un mayor número de huevecillos, probablemente coincidiendo con la etapa de preñez
avanzada de las vacas en ordeña o a condiciones de alimentación del hospedero más
favorables para la reproducción de los parásitos en el tracto GI (Martínez, 2006).
Estos factores han sido identificados en otros estudios similares y bajo condiciones muy
variadas, coincidiendo con los resultados obtenidos en este estudio. Pfukenyi et al. (2007),
demostraron un efecto de la ocurrencia de nemátodos gastrointestinales con prevalencia
más alta en bovinos que tenían menos de 12 meses y más baja en bovinos adultos. Estos
mismos autores señalan que la etapa fisiológica fue un factor que afectó la carga parasitaria
de nemátodos; las vacas preñadas y lactantes mostraron significativamente más altas
prevalencias que los toros, bueyes y las vacas secas. Similarmente, la tendencia general de
conteo de huevecillos por gramo y de ooquistes por gramo de heces se asoció al patrón de
lluvia en aéreas de pastoreo de Zimbabue en África, con las cargas de huevecillos y
ooquistes mas altas las cuales fueron registradas durante los meses de humedad o más alta
precipitación pluvial (Pfukenyi et al., 2007). Enríquez et al. (2009) por su parte atribuyeron
las diferencias en presencia de parásitos gastrointestinales en dos municipios del estado de
Sinaloa al tipo de alimentación (pastoreo) ya que por ejemplo, a Haemonchus contortus fue
más frecuente en hatos ganaderos localizados junto a canales y drenes de la zona de
Novalato, mientras que los bovinos muestreados en Culiacán, usualmente estaban retirados
de estos tipos de aguas e ingiriendo agua potable no contaminada, mostrando una menor
incidencia de hemoncosis. En ovinos también se han identificado factores de riesgo
64
asociados al manejo de cada explotación. Robles et al. (2010) en el Estado de México
evaluaron los factores de riesgo asociados a la prevalencia de parásitos gastrointestinales en
un rebaño de ovinos altamente infestado de nemátodos en infecciones mixtas (96.7%),
dentro de los cuales el nemátodo gastrointestinal más frecuente fue Chabertia sp., y
reportaron que el tipo de suelo de las instalaciones, limpieza de las instalaciones, tipo de
fármacos antiparasitarios, tiempo desde la última desparasitación y el régimen alimenticio
estuvieron asociados con la prevalencia de parásitos GI.
Los diferentes géneros de la superfamilia Trichostrongylidae tienen distribución geográfica
cosmopolita, sin embargo, en otros estudios se han encontrado zonas en donde predominan
unas especies y éstas a su vez tienen una variación estacional en su desarrollo y prevalencia
(Quiroz, 2008). Es interesante el hecho de que en el presente estudio no se encontraron
larvas del género Haemonchus a diferencia de otros estados que pertenecen a la región
noroeste como es el caso de Sinaloa donde ha sido diagnosticado como prevalente
(Enríquez et al., 2009). Por lo anterior, sería conveniente realizar estudios epidemiológicos
de mayor cobertura en el estado de Baja California Sur, mismos que permitan confirmar o
descartar la presencia de este importante parásito hematófago.
En el presente estudio, no de detectó la presencia de huevecillos de cualquier especie de
céstodo. Esto se debe probablemente a que Moniezia spp. no se encuentra en los potreros
de los bovinos bajo pastoreo en esta zona. Sin embargo, en zonas aledañas al área de este
estudio se han reportado infecciones por Moniezia en hatos de ganado de carne. En otros
estudios, se ha reportado que la prevalencia general de céstodos estimada a través de
conteo fecal de huevecillos en becerros fue de 4.8% (Pfukenyi et al., 2007).
65
Los resultados aquí obtenidos, dentro del período y número de animales muestreados
confirman la ausencia de Fasciola hepatica en el área de producción lechera del Ejido
Chametla. Desafortunadamente este hallazgo no pudo ser confirmado en necropsia y
exámenes del tejido hepático a nivel de rastro ya que la frecuencia de matanza de bovinos
lecheros en el Rastro Municipal de la Cd. de La Paz es muy baja ya que se matan
principalmente bovinos de campo y de engorda en sus instalaciones y en las visitas
realizadas a éste durante el estudio no permitieron confirmar los hallazgos de laboratorio.
En cuanto a coccidiosis, Haynes (1985) indica que Eimeira e Isospora son los dos géneros
patogénicos más comunes de coccidias y que hay muchas especies dentro de cada género.
Bailey (1984) por su parte menciona que existen cuando menos diez especies de coccidias
del género Eimeria que infecta los bovinos: E. ellipsoidalis, E. zurnii, E, bovis, E.
subespherica, E. alabamensis, E. cylindrica. E. canadensis, E. bukidnonensis, E.
auburnensis y E, brasiliensis. Las especies más comúnmente responsables de la coccidiosis
clínica son E. zurnii y E. bovis. Algunas de las otras especies pueden, bajo condiciones
favorables, ser responsables de la enfermedad. Debido a la estricta especificidad del
hospedero, los bovinos no son infectados con coccidias de otros rumiantes. La especie que
tiende a ser mas especifica en hospedero bovino es E. zurnii, la cual raramente infecta a
otros rumiantes. En nuestro país se cuenta con pocos estudios epidemiológicos de la
coccidiosis en ganado lechero bajo condiciones cálido secas. En África, por ejemplo, la
prevalencia general coccidias en becerros bajo pastoreo fue del 19.8% (Pfukenyi et al.,
2007) lo cual es comparativamente menor a la obtenida en este estudio.
66
Por otra parte, se señala a la coccidiosis puede ser considerada como una enfermedad
principalmente de los bovinos jóvenes, ya que los bovinos maduros aunque regularmente se
encuentran infectados, por lo general han desarrollado suficiente inmunidad, de manera que
no desarrollan signos clínicos, sino que periódicamente excretan ooquistes los cuales son
probablemente la fuente de infección de las generaciones de los bovinos jóvenes en la
granja (Haynes, 1985). Lo anterior se confirma en el presente estudio ya que los 203 casos
positivos registrado que conforman el 40% de todos los casos bajo estudio, 131 (64.5%)
correspondieron a becerros. Otro factor que afecta la prevalencia y carga de coccidias es la
etapa de la preñez tardía. Esto ha sido demostrado bajo condiciones locales del Valle de La
Paz, en el cual se demostró que las cabras preñadas incrementan el conteo opg durante el
último tercio de la preñez y esta fue la fuente principal de contaminación y el contagio
temprano de cocciodiosis causada por Eimeria arloingi e Eimeria ninakohlyakimovae,
especies altamente patogénicas en caprinos (González y López, 2009).
La tendencia general de conteo de ooquistes por gramo de heces se asoció al patrón de
lluvia en áreas de pastoreo de Zimbabue en África, con las cargas de ooquistes mas altas las
cuales fueron registradas durante los meses de humedad o más alta precipitación pluvial
(Pfukenyi et al., 2007).
Importantes diferencias se han reportado en prevalencia de coccidiosis en heces de bovinos.
Por ejemplo, Enríquez et al,. 2009, reportaron que en el municipio de Culiacán la presencia
de Eimeria spp. Ocurrió en 75.6% mientras que Buxtonella sulcata ocurrió en 28% de los
bovinos muestreados, a diferencia de los hallazgos en el municipio de Novalato, donde
Eimeria se encontró en el 79.2% y Buxtonella sulcata en el 34.2%.
67
Al igual que los hallazgos del presente estudio, Urriola y Rivera (1985) en un experimento
en que se llevó a cabo una infección experimental inoculando terneros lecheros mestizos
con ooquistes de Eimeria zurnii, E. bovis, E. auburnensis, entre otras, encontraron que E.
zurnii y E. bovis fueron las especies más abundantes y patógenas y las que se excretaron en
mayor proporción en las heces, con un periodo prepatente de 10 y 15 días respectivamente.
En lo referente a céstodos, en nuestro estudio no se detectaron huevecillos de Tenias o
cualquier otro género de céstodos. En observaciones a nivel de rastro, se han detectado
quistes hidatígenos de la tenia del perro Taenia hidatygena en cabras y ovejas pero su
presencia no ha sido demostrada en bovinos. La prevalencia general de estimada a través de
conteo fecal de céstodos fue de 4.8% en un estudio realizado en África (Pfukenyi et al.,
2007).
Con respecto a tremátodos, la ausencia de evidencias de la presencia de huevecillos en las
heces de los bovinos muestreados y de infección con adultos de F. hepatica o conchuela
del hígado o sus lesiones a nivel de rastro, confirma la idea general que en el estado de Baja
California Sur debido probablemente a sus condiciones extremas de calor y falta de
humedad, no existen las condiciones adecuadas para proliferación de este parásito. Sobre
todo porque no se ha confirmado a nivel local la presencia de su principal hospedero
intermediario, el cual es el caracol de agua dulce Fossaria humilis de la familia
Lymnaeidae (Cruz et al., 2002).
Los resultados generales obtenidos en frecuencia y carga parasitaria en el presente estudio
refleja la limitada atención que los médicos veterinarios de campo y los productores
lecheros ponen a las parasitosis internas de la zona de Chametla. A nivel local del Valle de
68
la Paz se ha reportado que por lo general no se realizan prácticas de desparasitación interna
o externa en el ganado Criollo de campo (Ortega et al., 2004); sin embargo, en otro estudio
realizado por estos autores se ha señalado que en cambio el 51% de los productores
lecheros, llevan a cabo prácticas de desparasitación interna, sin especificar el tipo de
fármacos empleados y los programas de desparasitación aplicados (Ortega et al. 2004). Es
un hecho conocido que los médicos veterinarios clínicos de campo que realizan su práctica
en bovinos lecheros del Valle de La Paz, no reconocen a los nemátodos gastroentéricos
como un problema serio de salud en el contexto de la producción lechera bovina local y es
por esto que con frecuencia se ha descuidado en los programas de manejo sanitarios el
incluir tratamientos tácticos o estratégicos y también se ha dejado de considerar el tipo y
eficacia de los fármacos empleados para el combate de estas parasitosis. Por otra parte, los
productores desean combatir tanto los problemas de parasitosis internas como externas de
manera conjunta y por ello prefieren aplicar parasiticidas de amplio espectro como son la
avermectinas, en especial la ivermectina, a pesar de los riesgos ambientales que implican el
uso de este tóxico (Lumaret et al., 1993; Liebig et al., 2010).
69
CONCLUSIONES
En conclusión este estudio contribuye al conocimiento de las parasitosis internas causadas
por nemátodos y protozoarios que afectan al ganado lechero semiestabulado en el ejido
Chametla, B.C.S.
La frecuencia de las parasitosis gastrointestinales de bovinos lecheros en el ejido Chametla
en B.C.S. varía de que acuerdo a la estación del año, edad del hospedero, la explotación y al
pastoreo, los cuales resultaron factores de riesgo de parasitosis gastrointestinales en el
ganado lechero local.
Los géneros de parásitos nemátodos más frecuentes en la zona de Chametla B.C.S.,
pertenecen a las familias Trichostrongylidae (Ostertagia y Cooperia), Cyathostomidae
(Oesophagostomum) y Ancylostomatidae (Bunostomum).
Los parásitos protozoarios encontrados más frecuentes en el ganado lechero del ejido
Chametla, B.C.S. pertenecen al género Eimeria.
Los resultados obtenidos en este estudio descartan la presencia de céstodos en el ganado
lechero, al menos en los ranchos muestreados del ejido Chametla. Asimismo se descarta la
presencia de Fasciola hepatica.
En la zona del Ejido Chametla que abarca el presente estudio y en contra de una creencia
general, el problema de los parásitos GI representan un riesgo latente ya que la frecuencia
de parásitos nemátodos internos detectada en el presente estudio no puede ser soslayada.
Por lo anterior, se recomienda a los médicos veterinarios que atienden la salud animal en
esta área, utilizar estos resultados para diseñar programas estratégicos y ambientalmente
sustentables para el control parasitológico en bovinos jóvenes y adultos de esta área.
70
LITERATURA CITADA
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