tesis de maestria en ciencias
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DOCUMENTO (TESIS) DEL TRABAJO DE INVESTIGACIÓNTRANSCRIPT
COLEGIO DE POSTGRADUADOS
INSTITUCIÓN DE ENSEÑANZA E INVESTIGACIÓN EN CIENCIAS AGRÍCOLAS
INSTITUTO DE RECURSOS GENETICOS Y PRODUCTIVIDAD
PROGRAMA EN GANADERÍA
"EVALUACIÓN DE TÉCNICAS IN VITRO PARA EL ESTUDIO DE LA CAPACIDAD DESFAUNANTE DE FÁRMACOS Y PLANTAS”
ALEJANDRO LEY DE COSS
T E S I S
PRESENTADA COMO REQUISITO PARCIAL
PARA OBTENER EL GRADO DE:
MAESTRO EN CIENCIAS
MONTECILLO, TEXCOCO, EDO DE MÉXICO
2003
AGRADECIMIENTOS
Al Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología (CONACyT) por el financiamiento, para la
realización y culminación de mis estudios de maestría.
Al CONACyT-SAGARPA por el financiamiento, de esta investigación a través del proyecto No.
1149 intitulado “Tratamiento de acidosis ruminal subclínica (ARS) en ganado lechero y de carne
mediante el uso de un bacteriófago especifico contra Streptococcus bovis” a cargo del Dr. Mario
A. Cobos Peralta.
Al Colegio de Postgraduados, especialmente a la Especialidad de Ganadería, por haber
permitido realizar mis estudios de postgrado.
Al Ph D. Mario A. Cobos Peralta, por su empeño y dedicación para la culminación de esta
investigación. Además por toda su comprensión, tiempo dedicado a mi formación profesional y
por su amistad.
Al Dr. David Hernández Sánchez, por el apoyo y valiosas sugerencias, para el buen desarrollo
esta investigación.
A la Dra. Ma. Esther Ortega Cerrilla, por sus valiosas sugerencias para editar la presente
investigación.
A la MC. Ma. Magdalena Crosby Galván, por sus valiosas sugerencias para hacia esta
investigación
A los compañeros y amigos del laboratorio de Microbiología: Enrique Guerra Medina, Marcos
Pérez Sato, Serafín López Garrido y Edgar E. Chi Moreno, por sus valiosas sugerencias y
apoyo para el desarrollo de esta investigación.
Al técnico de laboratorio de microbiología: José A. Hernández Romero, por su apoyo en el
desarrollo de las técnicas requeridas en la presente investigación.
DEDICATORIA
A MI HIJA: ALEJANDRA LEY ARCE
Y ESPOSA: CONSEPCIÓN ARCE ESPINO
A MIS PADRES Y HERMANOS
A MIS AMIGOS:
CONTENIDO
Página
Índice de cuadros ……………………….…………….……………………………… iv
Resumen ………………………………….…………….……………………………… vi
Summary ………………………………………...……………………………………. vii
Introducción ………………………………...........…………………………………… 1
Objetivos ……………………………….……….……………………………….. 3
Hipótesis ……………………………….……….……………………………….. 4
Revisión de literatura ………………………..……….……………………………… 5
Protozoarios del rumen ………………………..……………………………………… 5
Cultivo in vitro de protozoarios ruminales ……..………….…………………………. 7
Problemas actuales en el estudio in vitro de los protozoarios ruminales ...…….... 9
Viabilidad de los protozoarios ruminales …………………….…………………...…. 10
Estudios de desfaunación …………………………………………..….…………..…. 12
Efecto de la desfaunación ……………………………………………….………….… 14
Efecto sobre el medio ambiente ruminal ………………………..……….…… 15
Efecto sobre el metabolismo ruminal ………………………….………….….. 19
Efecto de la desfaunación en rumiantes …………………….……………..… 20
Ventajas de la desfaunación …………………………………….………..…… 22
Desventajas de la desfaunación ………………………………….……….….. 24
Métodos de desfaunación ………………………………………………….……….… 26
Métodos químicos para desfaunar ……………………………….…………... 26
Métodos físicos para desfaunar rumiantes ………………………..…………. 30
Métodos desfaunantes por medio de leguminosas y arbustivas forrajeras 31
Método químico-farmacológicos…………………………….…….………..…. 35
Evaluaciones con secnidazol ………………………………………..………………... 36
Mecanismos de acción del secnidazol ………………………..…………….... 37
Farmacocinética del secnidazol ……………………………….…………..….. 38
Página
Materiales y métodos …………………………….………………………………..… 40
Ubicación geográfica del estudio …………………………..………………………… 40
Desarrollo de un medio de cultivo testigo para la sobrevivencia de protozoarios . 40
Obtención de la fracción soluble …………………………….………………... 42
Obtención del concentrado de protozoarios viables ………….…………..… 42
Técnica de inoculación de los medios de cultivo ……………….…………… 42
Procedimiento de conteo de protozoarios ……………………….………..…. 43
Capacidad desfaunante in vitro de las plantas seleccionadas …..…….………..… 44
Área de colección de material vegetal ……………………………….….…… 44
Condiciones de cultivo y tratamiento ………………………………..…….….. 45
Capacidad desfaunante in vitro e in vivo de los fármacos antiprotozoarios …….. 46
Obtención de los fármacos ………………………………………….…….…... 46
Dosis desfaunante …………………………………………………….……..…. 46
Efecto sobre la degradación de sustrato del secnidazol ………….……..…. 47
Efecto sobre concentración de bacterias totales y celulolíticas ………...…. 48
Capacidad y dosis desfaunante in vivo del secnidazol ……………….….… 49
Diseño y análisis estadístico …………………………………………………..…….... 49
Resultados y discusión …………………………………………………….……….. 50
Medio de cultivo anaerobio para crecimiento y sobrevivencia de protozoarios …. 50
Capacidad desfaunante in vitro de las plantas evaluadas …………….…...……… 52
Efecto de la fracción soluble en agua sobre protozoarios ruminales..…….. 52
Efecto en la concentración de protozoarios ………………….……….. 52
Efecto en la viabilidad de protozoarios ………………………….…...... 55
Efecto de la fracción insoluble de las plantas sobre la concentración y viabilidad de los protozoarios …………………………..……………...………
58
Capacidad desfaunante in vitro e in vivo de fármacos antiprotozoarios ……….... 62
Efecto in vitro sobre la concentración y viabilidad de los protozoarios ....... 62
Capacidad desfaunante in vitro del secnidazol …………….……………….. 64
Efecto del secnidazol sobre la digestibilidad in vitro de sustratos….. 67
Pagina
Efecto sobre la concentración de bacterias totales y celulolíticas del secnidazol …………………………………………………………………
68
Capacidad desfaunante in vivo del secnidazol ………….…………………... 69
Conclusiones ………………………….………………………………………………. 73
Literatura citada ….…………...…………….………………………………………… 75
INDICE DE CUADROS
Cuadro Titulo
Página
1 Protozoarios ciliados de mayor importancia en el rumen ………………….
6
2 Efectos de la desfaunación sobre el ambiente ruminal ……………......….
16
3 Efectos de la desfaunación sobre otros parámetros del ambiente ruminal
17
4 Efecto de la desfaunación sobre la digestibilidad ruminal ……..…..……...
19
5 Efecto de la desfaunación sobre variables productivas del animal…..…...
21
6 Métodos químicos utilizados para eliminar protozoarios del rumen …..….
28
7 Métodos físicos de desfaunación evaluados en rumiantes ……..………...
31
8 Métodos dietarios para desfaunar animales …………………..………..…..
32
9 Efecto de toxinas de algunas plantas sobre protozoarios del rumen …….
34
10 Composición del medio cultivo base (GCA-FR) para crecimiento y supervivencia de protozoarios ……………………………..…..……………..
41
11 Nombre común y científico de las plantas evaluadas ………….…..……...
44
12 Composición del medio para determinar degradación de sustrato …..…..
47
13 Evaluación de medio de cultivo anaerobio y sustratos sobre concentración (104 mL-1) y viabilidad (%) de protozoarios ruminales ...….
50
14 Evaluación de medio de cultivo anaerobio y sustratos sobre concentración (104 mL-1) y viabilidad (%) de protozoarios ruminales….…
51
15 Efecto de la fracción soluble de las plantas evaluadas sobre la concentración (104 mL-1) de protozoarios totales ……………..……..……..
52
16 Características nutritivas de plantas con capacidad desfaunante …..…… 54
17 Porcentaje y concentración (104 mL-1) de protozoarios viables y pH en medios de cultivo adicionados con la fracción soluble de las plantas evaluadas ……………………….…………………...………………….………
56
Cuadro Titulo
Página
18 Efecto in vitro sobre la concentración de protozoarios totales incubados con la fracción insoluble de diferentes plantas (104 mL-1) …………………………………………………………………………………….
59
19 Porcentaje y concentración (104 mL-1) de protozoarios viables y pH en medios de cultivo adicionados con la fracción insoluble de las plantas evaluadas ……………………………………………………………………….
60
20 Efecto in vitro sobre la concentración de protozoarios totales incubados con diferentes fármacos antiprotozoarios (104 mL-1)…………………….....
62
21 Porcentaje y concentración (104 mL-1) de protozoarios viables y pH en medios de cultivo adicionados con fármacos antiprotozoarios …………...
63
22 Proporción y concentración (104 mL-1) de protozoarios viables en medios de cultivo adicionados con secnidazol ….………………………….
65
23 pH en medios de cultivo adicionados con secnidazol ..………………...….
67
24 Efecto del secnidazol sobre la proporción de materia seca (MS) digestible de maíz, alfalfa, soya y rastrojo de maíz…………….…………..
68
25 Efecto del secnidazol sobre la concentración de bacterias totales y celulolíticas en medios de cultivo incubados con maíz, alfalfa, soya ó rastrojo de maíz (108) ………….………………………………………………
68
26 Capacidad desfaunante in vivo del secnidazol, concentración (104 mL-1) de protozoarios y proporción respecto al testigo ……….…………....…….
71
RESUMEN
Con el objetivo de desarrollar un medio de cultivo para protozoarios ruminales, se evaluaron diferentes medios de cultivo anaerobios, adicionados con el extracto soluble en agua de: avena, kikuyo, alfalfa o leche. El medio con avena mantuvo mayor concentración de protozoarios (103–104 mL-1) y viabilidades (>90%) por 72 h de incubación. Utilizando dicho medio como testigo, se evaluó la capacidad desfaunante de diferentes plantas incluyendo: Baccharis vaccinioides, Montanoa leucanta, Verbesina perymenioides, Buddleia cordata, Morus alba, Yucca schidigera, Chenopodium ambrosioides, Marrubium vulgare, Mentha piperita, Argemone mexicana, Chenopodium ambrosioides y Datura inoxia. También se estimó la capacidad desfaunante de los desparasitantes quinfamida, etofamida y secnidazol. La propiedad desfaunante se estimó inoculando 0.5 mL de un concentrado de protozoarios en 9 mL de medio de cultivo, adicionado con 150 µL del extracto soluble de cada planta. El conteo de protozoarios se hizo en una cámara Neubauer a las 0, 24, 48 y 72 h. Para la quinfamida se evaluaron dosis de 0.15 y 0.83 mg, y para etofamida y secnidazol de 0.65 mg por 10 mL de medio. El secnidazol mostró capacidad desfaunante y se evaluaron dosis de 0.08, 0.16, 0.32 y 0.65 mg en cultivos in vitro y 2 g en una prueba in vivo. La capacidad desfaunante se clasificó como: alta capacidad desfaunante (ACD) y mediana capacidad desfaunante (MCD). En comparación con el tratamiento testigo, C. ambrosioides, M. vulgare, M. piperita, Y schidigera, A. mexicana y V. perymenioides redujeron (P<0.05) la concentración de protozoarios a menos de 102 mL-1 de medio de cultivo entre 24 y 72 h de incubación y se clasificaron como plantas con ACD. De los desparasitantes evaluados, solamente el secnidazol presento ACD in vitro a una concentración de 0.65 mg por 10 mL de medio de cultivo; mientras que, in vivo se requirió de 2 g por animal, equivalente a 2.6 mg por 10 mL de fluido ruminal. Se concluye que el extracto soluble en agua de algunas plantas tiene ACD; sin embargo, el secnidazol presenta ACD en menor tiempo (3 a 6 h). Por lo que, se estima un mejor potencial del fármaco en estudios de desfaunación. Aunque es conveniente realizar futuras evaluaciones sobre su inocuidad en la salud del animal. Palabras claves: Medio de cultivo anaerobio, protozoarios, desfaunación.
SUMMARY Different anaerobic culture media added with the water soluble extract of: oat, kikuyu, alfalfa or milk powder, were evaluated with the objective of develop a culture medium for rumen protozoa. The medium containing oat, maintained the highest protozoa concentration (103-104 mL-1) and viability (>90%) after 72 h of incubation. Using this medium as control, the defaunation capacity of different plants including: Baccharis vaccinioides, Montanoa leucanta, Verbesina perymenioides, Buddleia cordata, Morus alba, Yucca schidigera, Chenopodium ambrosioides, Marrubium vulgare, Mentha piperita, Argemone mexicana, Chenopodium ambrosioides and Datura inoxia was avaluated. Also, defaunation capacity of drugs against intestinal parasites (quinfamide, etofamide and secnidazol) was evaluated. Defaunation capacity was estimated by inoculation 0.5 mL of a protozoa concentrated sample in 9 mL of culture medium, added with 150 μL of the water soluble extract of each plant. Protozoa were counted with a Neubauer chamber at 0, 24, 48 and 72 h. A dosage of 0.15 and 0.83 mg of quinfamide, and 0.65 mg of etofamide or secnidazol per 10 mL of medium were evaluated. The secnidazol showed defaunation capacity, and dosage of 0.08, 0.16, 0.32 and 0.65 mg in vitro, and 2 g in an in vivo study were estimated. The defaunation capacity was classified as: high defaunation capacity (HDC), and medium defaunation capcity (MDC). Compared with the control treatment, C. ambrosioides, M. vulgare, M. piperita, Y schidigera, A. mexicana and V. Perymenioides reduced (P<0.05) protozoa concentration to less than 102 mL-1 of culture medium, between 24 to 72 h of incubation, and they were classified as HDC plants. From the drugs evaluated, only secnidazol showed HDC in vitro at 0.65 mg per 10 mL of medium; while in vivo it was required 2 g per animal, that is equivalent to 2.6 mg per 10 mL of rumen fluid. It is concluded that the water soluble extract of some plants have HDC; however, the secnidazol drug develops HDC in less time (3 to 6 h). Therefore it is expected a better potential of this drug in defaunation studies. Although, it is suggested to do future evaluations about the product harmless in animal health. Key words: Anaerobic culture medium, protozoa, defaunation.
INTRODUCCIÓN
Entre los microorganismos presentes en el rumen se encuentran los protozoarios
ciliados a los cuales se les atribuyen diversas funciones. Las primeras investigaciones
los consideraban esenciales para el animal hospedero, pero, en la actualidad se ha
demostrado que los rumiantes pueden sobrevivir sin su presencia, sin ningún riesgo
para su salud o su fisiología digestiva (Coleman, 1986). Las investigaciones que buscan
esclarecer la función de los protozoarios en el rumen, son difíciles de realizar debido a
la dificultad de mantenerlos vivos fuera del ambiente ruminal, ya que no, se ha
establecido con certeza que nutrientes y factores de crecimiento son esenciales para su
cultivo in vitro; además de que los protozoarios, requieren de la presencia de bacterias
vivas en el medio de cultivo para su crecimiento. Diferentes medios de cultivo a base de
carbohidratos solubles, estructurales, soluciones minerales, soluciones reductoras entre
otras, han sido evaluados en diversos trabajos, sin la obtención de resultados
concluyentes, ya que, aunque muchos autores reportan largos periodos de
sobrevivencia, no se ha podido mantener una concentración de protozoarios similar a la
del rumen.
Por otro lado, en la búsqueda de técnicas para disminuir o eliminar a los protozoarios
ruminales, se han probado diversos métodos físicos y químicos, que en la mayoría de
los casos han producido problemas en la salud de los animales tratados, incluso la
muerte, sin que se logre obtener una disminución significativa en la concentración de
protozoarios ruminales. El uso de productos químicos y algunas estrategias de
alimentación a base de leguminosas y arbustivas han demostrado reducir la
concentración de protozoarios en los animales que consumen estas plantas, pero en la
mayoría de los casos, con poca eficacia. Otra posibilidad de la cual existen muy pocas
referencias es el uso de fármacos utilizados como desparasitantes en humanos, que en
teoría pueden tener efecto desfaunante en los rumiantes. Estos fármacos tienen una
alta eficiencia y un mínimo efecto secundario en la salud, lo que amerita que se evalúen
como agentes desfaunantes.
La presente investigación tuvo como un objetivo encontrar un medio de cultivo
anaerobio que permitiera cultivar a los protozoarios ruminales en concentraciones al
menos de 104 mL-1 de medio de cultivo por 48 a 72 h, a partir de un medio de cultivo
glucosa-celobiosa-almidón más fluido ruminal (GCA-FR), más diversos sustratos y
complementado con una dosis de antibióticos que regulan el crecimiento de bacterias
sin llegar a su total eliminación. Una vez obtenido el medio, se realizaron pruebas in
vitro para estimar la capacidad desfaunante del extracto soluble e insoluble en agua de
diversas plantas. También se evaluó la capacidad desfaunante de desparasitantes de
uso en humanos. Finalmente, se seleccionó un fármaco que mostró una alta capacidad
desfaunante in vitro (secnidazol) y se evaluó su potencial in vivo como agente
desfaunante.
Objetivos
1. Evaluar un medio de cultivo anaerobio con diversas fuentes de energía que
permita mantener una concentración de protozoarios similar a la del rumen.
2. Evaluar la capacidad desfaunante de algunas plantas mediante pruebas in vitro.
3. Evaluar in vitro la capacidad desfaunante en rumiantes de los fármacos
antiprotozoarios secnidazol, quinfamida y etofamida.
4. Estimar el efecto de la desfaunación sobre la concentración de protozoarios
viables a diferentes horas de incubación.
5. Estimar mediante pruebas in vitro el efecto del secnidazol sobre la concentración
de bacterias totales y celulolíticas; así como, sobre la degradabilidad anaerobia
de diferentes ingredientes alimenticios.
6. Evaluar in vivo la capacidad desfaunante del secnidazol en ovinos tratados con
una dosis única
Hipótesis
• Es posible producir un medio de cultivo anaerobio que permita mantener
concentraciones de protozoarios similares a las que se presentan en el rumen
por al menos 72 h de incubación.
• En la fracción soluble e insoluble en agua de arbustivas y leguminosas se
encuentran los compuestos tóxicos para los protozoarios.
• Fármacos de uso permitido en humanos para el tratamiento de enfermedades
parasitarias son efectivos para eliminar protozoarios del rumen sin efecto
negativo en la salud del animal.
• El fármaco seleccionado por su alta capacidad desfaunante no tienen efectos
secundarios negativos sobre la concentración de bacterias totales y celulolíticas.
• El fármaco con capacidad desfaunante no afecta negativamente la degradación
bacteriana de ingredientes de uso común en la formulación de dietas para
rumiantes.
REVISIÓN DE LITERATURA
Protozoarios del rumen
En el rumen existe una amplia variedad de flora y fauna microbiana que mantiene un
equilibrio en su composición (Ogimoto e Imai, 1981), predominando principalmente
bacterias y protozoarios ciliados y una población menor de protozoarios flagelados,
hongos y bacteriófagos. La microfauna, al igual de la microflora depende para su
desarrollo, de una variedad de factores que incluyen tipo, cantidad y frecuencia de
alimentación, manejo de los animales y de las interacciones entre los microorganismos
ruminales (Church, 1993; Dehority, 1998).
La microfauna que habita el rumen de acuerdo a su morfología está dividida en
protozoarios flagelados y ciliados, siendo los de mayor importancia por su
concentración y actividad los ciliados, con cerca de 30 géneros y alrededor de 300
especies y una concentración de 105 a 106 protozoarios por mL de fluido ruminal
(Ogimoto e Imai, 1981; Williams y Coleman, 1992). Así mismo los protozoarios ciliados
se han clasificado de acuerdo a su morfología en tres ordenes de importancia:
Prostomatida, Trichostomatida y Entodiniomorphida, la cual considera número y
posición de los cilios, posición y forma del macro y micronúcleo, presencia y número de
placas esqueléticas, así como de vacuolas contráctiles. Dentro de la familia Isotrichidae,
orden Trichostomatida, sobresalen por su concentración los géneros Isotricha,
Dasytricha y Oligoisotricha, los cuales presentan cilios en la totalidad o mayor parte de
su superficie, y utilizan material soluble como alimento. De la orden Entodiniomorphida
prevalece la familia Ophryoscolecidae con los géneros Entodinium, Diplodinium,
Epidinium y Ophryoscolex, estos se caracterizan por presentar cilios localizados en la
zona cercana al peristomo (orificio bucal), los cuales le ayudan en la motilidad e
ingestión de partículas de alimento y bacterias (Ogimoto e Imai, 1981; Yokohama y
Johnson, 1988; Dehority, 1993).
Cuadro 1. Protozoarios ciliados de mayor importancia en el rumen. Reino: Protista Phylum: Ciliophora Clase: Kinetofragminophora Orden 1: Prostomatida Familia: Buetschliidae Género: Buetschlia Orden 2: Trichostomatida Familia: Isotrichidae Géneros: Isotricha, Oligoisotricha y Dasytricha Orden 3: Entodiniomorphida Familia: Ophryoscolecidae Géneros: Entodinium, Diplodinium, Eodinium, Eremoplastron Eudiplodinium, Diploplastron, Polyplastron, Metadinium Enoploplastron, Ophryoscolex, Epidinium, Caloscolex Ogimoto e Imai, (1981).
Los protozoarios son organismos unicelulares complejos, que presentan dentro de su
citoplasma un núcleo diferenciado, aparato de Golgi, retículo endoplásmico, vacuolas
de digestión, hidrogenosomas y placas esqueléticas. Su biomasa es similar a la de las
bacterias (Hobson y Jouany, 1988) e inclusive puede ser superior hasta tres veces,
dependiendo de la dieta, se calcula que los protozoarios representan el 2% del peso del
contenido del rumen, el 40% de nitrógeno microbiano total y proporciona el 60% de los
productos de la fermentación microbiana del rumen (Hungate, 1966; Yokohama y
Johnson, 1988). Abe et al. (1981) indican que existe una gran masa de protozoarios
principalmente holotrícos en el retículo-rumen de novillos después de un largo período
de ayuno. Su velocidad de división es lenta, entre 6 a 38 h para holotricos (Coleman,
1979), y de 13.5 hasta 58 h para Entodinomorfos (Dehority, 1998). Se han observado
reducción en la concentración de entodiniomorfidos después de la alimentación;
mientras que, la concentración de holotricos se incrementa al doble una hora antes de
la alimentación de los animales (Abe et al., 1981). La tasa de generación de los
protozoarios es muy lenta comparada con la de las bacterias ruminales que va de 0.25
a 0.5 h-1 (Orpin y Greenwood, 1986), las cuales además tienen mayor predominancia y
diversidad metabólica (Lee et al., 2000). Por tanto, los protozoarios evitan su salida del
rumen a través de su migración hacia el retículo durante la alimentación fenómeno
conocido como “secuestro” de protozoarios, también se ha demostrado una firme
adherencia de los protozoarios a las partículas de alimento (Orskov y Ryle, 1990).
Cultivos in vitro de protozoarios ruminales
Existe una variedad de sustratos disponibles para el cultivo de protozoarios, Coleman
(1981) evaluó el crecimiento de ciliados en harinas de plátano, yuca y arroz, reportando
el desarrollo de Entodinium caudatum, Epidinium ecaudatum, Ophryoscolex caudatus y
Eudiplodinium maggii a concentraciones de 1.20X104, 2.90X103 y 4.60X103
respectivamente. Trabajos citados por Coleman (1981) indican la utilización de forrajes
secos de alfalfa, ryegrass perenne y pasto bromo como substratos para el crecimiento
de protozoarios en medios de cultivo anaerobios. Los medios inoculados se incubaron a
38º C y cada semana se transferían a medios de cultivo frescos. Yokohama y Johnson
(1988) en un estudio determinaron que los protozoarios son muy versátiles en la
capacidad para degradar y fermentar una amplia gama de sustratos, así mismo,
también se sabe que ingieren partículas de alimento de granos y forrajes fraccionados.
A pesar de su versatilidad para nutrirse de diferentes sustratos, todavía no se cuenta
con un medio de cultivo adecuado para realizar estudios in vitro, de manera que
diversas investigaciones han utilizado una variedad de compuestos tales como: NaCl,
NaHCO3, CH3COONa, KH2PO4, K2HPO4, MgSO4-7H2O y CaCl2-2H2O, con la finalidad
de mantener un pH de 6.7 a 7.2 en los medios de cultivo. También se han utilizado
diferentes agentes reductores como por ejemplo, el sulfido de sodio, cisteina y
ditiotreitol, que permiten mantener un ambiente altamente reductivo libre de oxígeno
(Hungate, 1950; Coleman, 1981; Williams y Coleman, 1992; Dehority, 1993).
El desarrollo de medios de cultivo adecuados se complica, ya que, de acuerdo a
Coleman (1979), algunos protozoarios por ejemplo Polyplastron spp. requieren de la
presencia de otros protozoarios del genero Epidium y Diplodinium como fuente de
alimento para su crecimiento. Este fenómeno establece una relación antagonista entre
Polyplastron multivesiculatum y Epidinium ecaudatum, que resulta en una reducción en
la concentración de E. ecaudatum en el medio de cultivo (Coleman, 1980). Otro factor
importante a considerar para el cultivo in vitro de protozoarios ruminales, es que no
tienen la capacidad de sintetizar aminoácidos del medio y por tanto no pueden ser
cultivados in vitro en ausencia de bacterias, las cuales parecen ser su principal fuente
de compuestos nitrogenados (Coleman, 1980; Dehority 1993, 1998). También se ha
reportado que los protozoarios requieren ciertos factores de crecimiento como ciliatina
(ácido 2-aminoetilfosfónico) como estimulador del crecimiento en cultivos in vitro (Hino y
Russell, 1986).
Problemas actuales en el estudio in vitro de los protozoarios ruminales
El conocimiento acerca del metabolismo de los protozoarios es limitado, principalmente,
debido a su dependencia de bacterias en el medio de cultivo, esto, ha complicado su
cultivo in vitro afectando principalmente el tiempo de generación y la sobrevivencia de
protozoarios ruminales por largos periodos de incubación, aunque se ha sugerido que
esta dependencia de bacterias, no es principalmente como una fuente de alimento, si
no más bien, por otros factores desconocidos (Onodera y Henderson, 1980). Coleman
(1979) y Dehority (1998) indican que un factor muy relacionado con la dificultad de
cultivar protozoarios es su lenta tasa de generación, la cual disminuye el
establecimiento de un crecimiento logarítmico in vitro importante, lo que explica que se
hayan reportado tasas de generación de hasta 58 h (Warner 1962, citado por Dehority
1998). Mientras que Hungate (1950), reporta que un organismo puede sobrevivir en un
sistema de cultivo siempre y cuando su tasa de generación sea igual o menor de 0.69
h. Al respecto Dehority (1998) coincide en que el crecimiento logarítmico, se encuentra
influenciado por la duración de la fase Lag, la cual puede ser indefinida en el cultivo de
protozoarios in vitro.
Otros factores que complican aún más el cultivo de protozoarios son la acumulación de
productos finales del metabolismo, reducción de pH del medio, falta de sustratos
alimenticios (fuentes de energía) y posiblemente la deficiencia de algunos nutrientes o
factores de crecimiento indispensables para los protozoarios. Por otro lado Fondevila y
Dehority (2001) indican que la falta de crecimiento de los protozoarios en medios de
cultivo anaerobios evaluados a la fecha, se debe principalmente a la disminución en la
concentración de nutrientes presentes originalmente en el medio, por lo que
recomienda la adición de medio de cultivo fresco (50%) durante intervalos de tiempo de
cultivo que pueden ir de los 13.3 h a 24 y 48 h, pero que pueden llegar a ser de 30.8 h
cuando el período de incubación es de 120 h.
Otro problema en el cultivo de protozoarios ruminales es el excesivo crecimiento de las
bacterias (Dehority 1998), que resulta en una disminución en pH y por consiguiente una
inhibición en el crecimiento de protozoarios. Una manera de prevenir la alta
concentración de bacterias en los medios, se basa en adicionar pequeñas cantidades
de alimento al medio de cultivo o usando un sustrato particulado que los protozoarios
ingieran fácilmente y a su vez limiten la disponibilidad de alimento para las bacterias.
Williams y Coleman (1992), Dehority (1998), Fondevila y Dehority (2001), han reportado
el uso de antibióticos en los medios de cultivo para eliminar a las bacterias. Sin
embargo, es más recomendable adicionar antibióticos en una concentración que sólo
disminuya su crecimiento sin que provoque su total eliminación, ya que son
indispensables para el crecimiento de los protozoarios (Fondevila y Dehority, 2001)
Williams y Coleman (1992), reportan que actualmente no existe una técnica
comprobada que sea capaz de permitir el crecimiento de todos o la mayoría de los
protozoarios del rumen.
Viabilidad de los protozoarios ruminales
Dehority (1998), al evaluar los tiempos de generación de protozoarios entodinomorfos
mediante la técnica anaeróbica de Hungate (1950), indicó que el tiempo de generación
está influenciada por la duración de la fase Lag, los productos finales del metabolismo,
la reducción de pH, la deficiencia de nutrientes y factores de crecimiento. Fondevila y
Dehority (2001), evaluaron la adición de antibióticos (estreptomicina y penicilina) en
medios de cultivo que tenían como sustrato almidón de arroz, maíz o heno de orchard,
sobre la concentración de entodinomorfos, reportando que la concentración de
protozoarios no fue afectada por la ausencia de bacterias hasta las 48 h, pero después
de 72 h la concentración y digestibilidad del almidón fue mayor en medio con bacterias
vivas, indicando una posible dependencia de bacterias por parte de los protozoarios.
Williams y Coleman (1992), indican que la ingestión de bacterias por parte de los
protozoarios incrementa su concentración y la digestibilidad de las fuentes de energía.
Fondevila y Dehority (2001), reportan crecimiento y sobrevivencia de protozoarios de
las 0 a las 96 horas, con mayores concentraciones en los medios con bacterias viables,
seguido por los de bacterias muertas y por último los medios sin bacterias tratados con
antibióticos.
Williams y Coleman (1992) reportan que en diversos estudios, en los cuales se
adicionaron diferentes mezclas de antibióticos como penicilina, ampicilina, neomicina,
cloranfenicol, estreptomicina en medios de cultivos para protozoarios, disminuyó la
concentración de bacterias, sin observarse efectos sobre la viabilidad y concentración
de protozoarios, mientras que, en otras investigaciones en donde se utilizaron altas
concentraciones de antibióticos, se produjo la eliminación total de las bacterias y se
limitó la sobrevivencia de los protozoarios, indicando la necesidad de que en los medios
de cultivo exista cierta concentración de bacterias viables. Fondevila y Dehority (2001),
reportan un tiempo de sobrevivencia de protozoarios de 90 a 120 horas en medios de
cultivo donde las muestras para conteos fueron fijadas en una solución con
formaldehído. Sin embargo, aunque el tiempo de sobrevivencia reportado por los
autores es suficiente para realizar estudios in vitro con protozoarios, la técnica utilizada
para fijar las muestras y determinar la concentración de protozoarios, tiene la
desventaja de que al utilizar formaldehído todos los protozoarios mueren y no es
posible diferenciar entre protozoarios viables y no viables.
Estudios de desfaunación
Desde su descubrimiento en 1843, se asumió que los protozoarios ruminales eran
importantes en el metabolismo y nutrición de los rumiantes, dado que constituyen una
parte integral en la masa microbiana presente en el rumen, lo cual, es reflejado por su
participación en los procesos de fermentación del alimento consumido por el animal. Sin
embargo, el beneficio de los protozoarios para los rumiantes, hasta el momento sigue
siendo tema de debate (Williams y Coleman, 1992). Algunos trabajos han demostrado
que la digestibilidad del alimento y la ganancia de peso es más eficiente cuando el
rumen contiene protozoarios (Bird y Leng, 1984). Las concentraciones de amoniaco y
de ácidos grasos volátiles totales son mayores cuando están presentes los
protozoarios, indicando una mayor fermentación y digestibilidad del alimento. Por otro
lado, estudios realizados con animales desfaunados demuestran que su carencia no
afecta a los animales de forma adversa, sugiriendo que los protozoarios no realizan
funciones específicas que sean esenciales para el rumiante (Yokohama y Johnson,
1988).
Incluso, se ha reportado que la presencia de protozoarios en el rumen tiene efectos
negativos sobre variables productivas de los animales (Cottle, 1988a; Williams y
Coleman, 1992). Por lo que actualmente existe a nivel mundial una línea de
investigación que intenta disminuir o eliminar a los protozoarios, condición a la que se
denomina desfaunación.
Según Orskov y Ryle (1990), los protozoarios parecen tener los mismos requerimientos
fisicoquímicos del ambiente ruminal que las bacterias, pero tienen otras características
como mayor movilidad, colonizan el substrato más rápidamente que las bacterias,
presentan mayor capacidad de almacenar carbohidratos, son más susceptibles a
condiciones ácidas, no son esenciales para la fermentación y vida del rumiante, no
pueden sintetizar aminoácidos a partir de NNP, siendo las bacterias del rumen su
principal fuente de aminoácidos; además, debido a su lento tiempo de generación,
permanecen más tiempo en el rumen (Coleman, 1980; Hobson y Jouany, 1988). Se ha
reportado que de la masa microbiana que llega al duodeno solo un 15 a 30% son
protozoarios (Coleman, 1979; Towne y Nagaraja, 1990), por lo que los protozoarios no
constituyen un importante suplemento de nutrientes para el rumiante (Nagaraja et al.,
1992).
Los estudios de desfaunación ruminal total o parcial permiten evaluar el desempeño de
los rumiantes en presencia o ausencia de protozoarios, lo que permitirá aclarar la
controversia actual que existe sobre la importancia de los protozoarios tanto en la
degradación del alimento ingerido, como en la productividad del rumiante (Veira e Iván,
1983; Chaudhary y Srivastava, 1995). Existen reportes sobre diversos tratamientos
químicos, físicos o dietarios que se han utilizado con el propósito de eliminar a los
protozoarios del rumen, los métodos utilizados para desfaunar deben ser selectivos y
no deben tener efectos adversos sobre los animales o sobre otros microorganismos del
rumen. Sin embargo, los resultados obtenidos con diferentes tratamientos utilizados
para desfaunar indican que no existe hasta el momento un método satisfactorio que
permita tal práctica sin efectos secundarios (Williams y Coleman, 1992). Muchos
tratamientos han provocado efectos negativos sobre la salud del animal causandoles
incluso la muerte (Lovelock et al., 1982; Jouany et al., 1988) o bien, han sido poco
efectivos, por ejemplo, los protozoarios del omaso no son eliminados y pueden reiniciar
la inoculación de protozoarios en el rumen (Towne y Nagaraja, 1990).
Efectos de la desfaunación
La importancia de los protozoarios del rumen en la salud, crecimiento y desarrollo de los
rumiantes, ha sido tema de gran debate desde Becker en 1929, quien fue el primer
investigador en reportar que los rumiantes pueden sobrevivir normalmente cuando los
protozoarios ciliados son retirados del rumen por medios químicos. Sin embargo
también existen evidencias de que el crecimiento de borregos y terneros se incrementa
ligeramente por la presencia de protozoarios. Otros autores reportan que los efectos de
la desfaunación dependen del tipo de alimentación, por ejemplo en dietas de pobre
calidad, lo protozoarios pueden afectar negativamente el crecimiento de animales
jóvenes (Williams y Coleman, 1992).
Normalmente se espera que el efecto de la desfaunación se refleje en variables
productivas (ganancia de peso, consumo de alimento, conversión alimenticia). Sin
embargo, es importante que se considere como un efecto en cascada, donde
primeramente, la eliminación de los protozoarios, provocará un aumento en la
concentración de bacterias ruminales, que a su vez, aumenta la tasa de síntesis
microbiana y la cantidad de masa bacteriana ruminal que llega al duodeno (Kayouli et
al., 1984; Itabashi et al., 1984; Veira, 1986); el cambio en la concentración de bacterias
y en sus poblaciones, puede iniciar un cambio en la degradación y tipo de fermentación
bacteriana de los carbohidratos de la dieta, lo cual repercutirá en la digestibilidad
ruminal del alimento ingerido y en la cantidad de AGV disponibles para el animal como
fuente de energía (Kreuzer et al., 1986; Jouany et al., 1988). Por lo anterior, es
importante que los efectos de la desfaunación sean estudiados y analizados
parcialmente como efectos en el ambiente ruminal (químicos y microbianos),
metabólicos y sobre variables productivas del animal. La información generada debe
ser a su vez analizada de manera conjunta con la meta de tener una mejor
interpretación de las ventajas o desventajas de la desfaunación.
Efectos sobre el medio ambiente ruminal
Williams y Withers (1991) reportan que las actividades enzimáticas implicadas en la
hidrólisis del alimento se encuentran ampliamente distribuidas entre los protozoarios del
rumen. Aunque se continua especulando que su acción se debe en parte, a las enzimas
de las bacterias que son fagocitadas por los protozoarios (Cobos, 2002, Apuntes de
curso). En el Cuadro 2, se reporta algunos efectos en el ambiente ruminal debido a la
desfaunación.
Cuadro 2. Efectos de la desfaunación sobre el ambiente ruminal. Concentración de NH3
% molar de propiónico
% molar de butirico
% molar de acético
% molar de lactato
AGV Metano Referencia
↓ Bird y Leng, 1984
↓ ↑ ↓ ↓ Whitelaw et al., 1984
↓ ↑ ↓ NS Ushida et al., 1986
↑ ↑ Jouany et al., 1988
↑ ↓ NS Bird y Leng, 1978
NS NS NS NS Rowe et al., 1985
↑ ↓ NS ↑ ↑ Van Nevel et al., 1993
↑ ↑ ↓ ↓ ↑ ↓ Demeyer y Van Nevel, 1979
↓ ↑ ↓ ↓ NS ↑ Mendoza et al., 1993
NS ↑ ↓ NS ↑ Nagaraja et al., 1992.
NS: no significativo; ↑: aumento; ↓; disminución
Se ha reportado una menor concentración de amoniaco en borregos desfaunados en
dietas altas en granos (Bird y Leng, 1984) y en dietas con alto contenido de heno de
alfalfa (Ushida et al., 1986). Con relación a la fermentación de carbohidratos Whitelaw
et al. (1984), reportan una mayor producción de AGV y lactato (Van Nevel et al., 1993) y
un cambio en la proporción molar de AGV, reflejada en un aumento en la concentración
de propionato y valerato y una reducción de acético, butírico, isovalerato. Mendoza et
al. (1993) reportan resultados similares pero sin cambios en lactato y valerato. La
modificación en la proporción de ácidos grasos volátiles, por ausencia de protozoarios,
también se ha relacionado con una disminución en la concentración de metano (ver
cuadro 2) en dietas bajo alimentación restringida. En cultivos in vitro la menor
concentración de AGV en presencia de protozoarios es debida a que estos
microorganismos ingieren y almacenan gránulos de almidón protegiéndolos de la
degradación y fermentación bacteriana. Sin embargo Rowe et al. (1985) y Ushida et al.
(1986), reportan que no hay diferencias significativas en la concentración de AGV
cuando se aumentó la cantidad de heno en la dieta, además, Bird y Leng (1978)
encontraron mayor proporción de butirato en animales desfaunados, así mismo Rowe et
al. (1985), reportaron que no hay diferencias significativas en la concentración de ácido
acético, propiónico y butírico. Mientras que Demeyer y Van Nevel (1979) y Jouany et al.
(1988), indican que la desfaunación incrementa la concentración ruminal de amoniaco y
AGV. Nagaraja et al. (1992) encontraron resultados similares, pero no encontraron
diferencias significativas en la concentración de amoniaco.
En general la desfaunación como se muestra en el Cuadro 3 incrementa la
concentración de bacterias ruminales, además Rowe et al. (1985) reportaron mayor
proporción de bicarbonato (HCO3) y bióxido de carbono (CO2) en animales
desfaunados, sin variación del pH entre desfaunados y faunados, y concluyen que el
80% del metano producido en el rumen libre de protozoarios fue derivado del HCO3.
Cuadro 3. Efectos de la desfaunación sobre otros parámetros del ambiente ruminal. Población bacteriana
HCO3 CO2 pH ruminal Flujo de NH3 a duodeno
Nitrógeno microbiano
Referencia
↑ ↑ ↑ NS Rowe et al., 1985
↑ ↑ ↑ Van Nevel et al., 1993
↑ Demeyer y Van Nevel, 1979
↓ Newbold et al., 1997
↑ Hungate, 1966
↑ Kayouli et al., 1984
↑ NS Nagaraja et al., 1992.
↓ Groummer et al., 1983
↑ ↓ Itabashi et al., 1989
↓ Kreuzer, 1986
NS: no significativo; ↑: aumento; ↓; disminución
Aunque existen pocos estudios sobre el efecto de la desfaunación en bacterias
ruminales especificas, se ha reportado que la desfaunación provoca un aumento en la
concentración de bacterias amilolíticas (Itabashi et al., 1989), mientras que Moore y
Dehority (1993), Navas-Camacho et al. (2001) encontraron un aumento en la
concentración de bacterias celulolíticas, con aumento en la cantidad de nitrógeno de
origen bacteriano que llega al duodeno (Van Nevel et al., 1993), debido a la reducción
en actividad desaminativa y proteolítica de los protozoarios y un incremento en el flujo
de salida de proteína bacteriana (Ushida et al., 1986), aunado con un aumento en la
cantidad bacterias ruminales que llegan al duodeno (Hungate, 1966; Kayouli et al.,
1984). También se ha indicado un incremento en la proteína de origen microbiano
disponible para el rumiante cuando se utiliza amoníaco como fuente de nitrógeno, e
incrementos en la concentración de nitrógeno en rumen como consecuencias de la
desfaunación (Ushida et al., 1986; Veira, 1986; Bird et al., 1994).
Ushida et al. (1984 citado por Demeyer, 1988) reportan que cuando los animales
desfaunados recibieron una dieta rica en almidón, se redujo la concentración de AGV
en el rumen en comparación con animales faunados, pero, se mantuvo sin diferencias
cuando los animales recibieron dietas ricas en forraje, sin efectos en el pH ruminal;
mientras que, Groummer et al. (1983) y Kreuzer et al. (1986) observaron reducciones
en el pH: además, Itabashi et al. (1989), indican que la disminución del pH también se
relaciona con mayores fluctuaciones en los valores de pH ruminal en animales
desfaunados que faunados. Newbold et al. (1997) también encontraron una reducción
en el pH ruminal de animales desfaunados. Mientras que Rowe et al. (1985) y Nagaraja
et al. (1992) reportaron que no hay diferencia significativa en los cambios de pH ruminal
entre animales desfaunados y faunados.
Efectos sobre metabolismo ruminal
Desde el trabajo de Gruby y Delafond en 1843, se han realizado varios trabajos sobre el
metabolismo de los protozoarios y sobre los efectos de la desfaunación en la
digestibilidad ruminal de diferentes nutrientes de la dieta. Ushida et al. (1986) y Van
Nevel et al. (1993) encontraron una disminución por efecto de la desfaunación en la
digestibilidad ruminal de la materia orgánica (MO), también se ha observado una
disminución en la digestibilidad de materia seca (MS), celulosa, fibra detergente ácido
(FDA), fibra detergente neutro (FDN) y hemicelulosa (Itabashi et al., 1984; Veira e Iván,
1983; Bird et al., 1994; Chaudhary y Srivastava, 1995).
Cuadro 4. Efecto de la desfaunación sobre la digestibilidad ruminal. Digest. de MO
Digest. de MS
Digest. de Celulosa
Digest. de FDA
Digest. de FDN
Digest. de Hemicelulosa
Flujo de N2
Digest. de Almidón
Referencia
↓ ↑ Ushida et al., 1986
NS ↑ NS Rowe et al., 1985
↓ Van Nevel et al., 1993
↓ ↓ Bird et al., l994
↓ ↓ ↓ ↓ ↓ ↓ Chaudhary y Srivastava,
1995 NS Cottle, 1988b
↑ Mendoza et al., 1993
↓ ↓ ↓ ↑ Itabashi et al., 1984
↑ Bird et al., 1994
↓ ↓ ↓ ↓ Veira e Iván, 1983
↑ Jouany et al., 1988
NS: no significativo; ↑: aumento; ↓; disminución
Sin embargo Jouany et al. (1988) y Mendoza et al. (1993) reportan incrementos en la
digestión del almidón en animales desfaunados. Los resultados de los diferentes
reportes indican como se puede ver en el cuadro 4, aunque no de manera concluyente,
que la desfaunación disminuye la digestibilidad de carbohidratos estructurales y
aumenta la de carbohidratos de reserva o fácil degradación (almidón). Esta información
debe ser considerada al investigar bajo qué condiciones alimenticias es conveniente
desfaunar a los animales.
Efecto de la desfaunación en rumiantes
En el Cuadro 5 se presenta algunas respuestas obtenidas en animales que fueron
sometidos a diferentes tratamientos desfaunantes. En la mayoría de los reportes sobre
desfaunación se indica un incremento en la ganancia de peso (Bird y Leng, 1979; Bird y
Leng, 1984; Díaz et al., 1993), aunque también existen otros trabajos en los cuales la
desfaunación redujo la ganancia de peso (Ravo y Raghavan, 1981 citado por Bird et al.,
1994) o no se mostraron diferencias significativas (Veira e Iván 1983; Chaudhary y
Srivastava 1994; Bird et al., 1994). Así mismo, se reporta que no existen diferencias
significativas en cuanto a consumo de alimento y conversión alimenticia (Bird y Leng,
1984). Bird et al. (1994) reportaron aumento en la producción de lana en animales
desfaunados. Lo que concuerda con lo reportado por Bird y Leng (1979) y Bird y Leng
(1984), debido a un aumento en el flujo de aminoácidos azufrados hacia el intestino
delgado de los animales desfaunados. El mayor flujo de proteína microbiana hacia tubo
digestivo (Veira et al., 1983), tiene un marcado efecto en el desarrollo del rumiante
sobre todo en dietas bajas en proteína (Ushida et al., 1986), ya que en animales
desfaunados existe un incremento en el flujo de masa microbiana y del nitrógeno de la
dieta comparado con animales faunados.
Navas-Camacho et al. (2001) indican que la desfaunación aumenta la ganancia de peso
y que la respuesta a la eliminación de protozoarios se encuentra condicionada a la
calidad de la dieta (ver cuadro 5), concluyendo que solamente se incrementa la
ganancia de peso, cuando la cantidad de proteína que llega al duodeno incrementa en
dietas altas en energía (Ushida et al., 1991).
Cuadro 5. Efecto de la desfaunación sobre variables productivas del animal. Ganancia de
peso Consumo de
alimento Conversión alimenticia
Producción de lana
Referencia
↑ ↑ ↑ ↑ Bird y Leng, 1979
↓ ↑ ↓ Ravo y Raghavan, 1981
NS NS NS Veira e Iván, 1983
↑ NS NS ↑ Bird y Leng, 1984
↑ ↑ Díaz et al., 1993
↑ ↑ ↑ Navas-Camacho et al., 2001
NS NS NS ↑ Bird et al, 1994
↑ Ushida et al., 1991
NS NS NS Chaudhary y Srivastava, 1995
NS Moore y Dehority, 1993
↑ NS ↑ NS Fahmy et al., 2000
NS: no significativo; ↑: aumento; ↓: disminución
Por otro lado, se ha sugerido que la desfaunación tiene poco o ningún efecto sobre la
producción animal, aunque los estudios se han realizado en dietas altas en almidón y
con altos niveles de proteína (Bird y Leng, 1979). Bird y Leng (1979, 1984) reportan que
animales alimentados con bajos niveles de proteína en la dieta y desfaunados,
incrementaron su crecimiento y la conversión alimenticia, los mismos autores
observaron que dicho resultado no se presentó en animales con altos niveles de
proteína y concluyen que la ausencia de protozoarios incrementa la disponibilidad tanto
de energía como de aminoácidos y la eficiencia en la utilización del alimento. Estos
resultados indican que la cantidad de proteína microbiana puede ser reducida por la
presencia de protozoarios debido a su actividad bacteriófaga, limitando la productividad
del animal, en particular cuando los niveles de proteína de la dieta son bajos.
En general no se ha reportado un aumento en consumo de alimento pero si, una mejor
conversión alimenticia en animales desfaunados alimentados con una dieta baja en
proteína. Es importante señalar que los tratamientos utilizados para desfaunar incluidos
en el cuadro 5 no fueron 100% eficientes o afectaron la salud de los animales
desfaunados, por lo que los efectos de la desfaunación en variables productivas no
están cabalmente demostrados.
Ventajas de la desfaunación
En general los efectos positivos de la desfaunación son: reducción en la metanogénesis
(Whitelaw et al., 1984; Kreuzer et al., 1986; Domínguez et al., 1993), aumento en el flujo
de compuestos nitrogenados hacia el duodeno (Leng y Nolan, 1984; Bird y Leng, 1984;
Veira, 1986; Cottle, 1988b; Itabashi et al., 1989; Ushida et al., 1991). Demeyer y Van
Nevel (1979) y Bird et al. (1994), indican que existe aumento en la eficiencia en la
utilización del nitrógeno debido a una reducción de la actividad depredadora de los
protozoarios hacia las bacterias. Itabashi et al. (1984) reportan mayor concentración de
péptidos en el rumen de animales desfaunados, mayor concentración de aminoácidos
esenciales y no esenciales en plasma, mayor concentración de gástrina, alantoína y
aumento en la degradación de lignocelulosa.
Parece ser que al eliminar los protozoarios del rumen se puede mejorar el rendimiento
de los animales bajo determinadas condiciones dietéticas, como pueden ser dietas ricas
en almidón, con elevado contenido de nitrógeno no proteínico (NNP). Además, al evitar
la actividad depredadora sobre las bacterias, se aumenta la concentración de bacterias
ruminales; como consecuencia hay un aumento en la tasa de síntesis de proteína
bacteriana en el rumen y en la cantidad de proteína microbiana que sale del rumen
(Yokohama y Johnson, 1988; Bird et al., 1994).
En dietas con altos niveles de energía y bajo de proteína Bird et al. (1994) observaron
una ineficiente utilización del alimento ingerido por borregos faunados con respecto a
los desfaunados, aunque indican que los efectos encontrados con animales libres de
protozoarios no pueden atribuirse totalmente al agente desfaunante o a la falta de
protozoarios en el rumen, con excepción del aumento en la producción de lana, la cual
incrementada, debido a un incremento en la disponibilidad de proteína digestible que
llega al intestino delgado como resultado de una reducción en el consumo de bacterias
por parte de los protozoarios, un incremento en la disponibilidad de masa bacteriana en
el duodeno y una reducción en el reciclaje de nitrógeno proteínico bacteriano en el
rumen. También se ha encontrado, que los protozoarios reducen la disponibilidad de
nutrientes, principalmente de proteína al ingerir bacterias y pequeñas partículas de
alimento que son retenidos en el rumen (Coleman, 1979, Rowe et al., 1985).
Desventajas de la desfaunación
Los protozoarios ejercen un efecto estabilizador en la fermentación ruminal, al ingerir
partículas de alimento y almacenarlas como polisacáridos de reserva, de esta manera,
controlan el nivel de substrato disponible para la fermentación microbiana, lo que
permite mantener una fermentación más uniforme entre tomas de alimento. La ingestión
de bacterias por lo protozoarios también sirve como un control de la tasa de
fermentación cuando las dietas son ricas en cereales (Yokohama y Johnson, 1988), así
también se ha reportado que la fauna ruminal puede disminuir los problemas de
acidosis ruminal por reducción en la velocidad y digestión del almidón (Mendoza et al.,
1993).
En dietas con bajo contenido de proteína los protozoarios pueden constituir una fuente
continua de proteína en el rumen, debido a su retención en el rumen, lo que permite
que tanto el animal como las bacterias, dispongan de una fuente de nitrógeno contínuo
con la muerte y lisis de los protozoarios (Yokohama y Johnson, 1988). Los protozoarios
además, presentan un mejor balance de aminoácidos en comparación con las
bacterias.
Por otro lado, las ventajas de la presencia de protozoarios en rumen, es variable debido
a que las diferentes especies de protozoarios ruminales tienen diferentes funciones
metabólicas y afectan de manera distinta la fermentación ruminal. Por ejemplo, Iván et
al. (2000) inocularon fluido ruminal que contenía diferentes grupo de protozoarios
ruminales a animales desfaunados, y obtuvieron efectos diversos por cada grupo de
protozoarios inoculados. En cada grupo el pH vario, siendo más alto con el grupo que
contenía Dasytricha ruminantium, Polyplastrum multivesiculatum, Isotricha intestinales y
Entodinium caudatum, y mas bajo en el grupo Dasytricha ruminantium, Polyplastrum
multivesiculatum, Epidinium ecaudatum y Eudiplodinium maggi, al igual que en los
animales libres de ciliados. Los mismos autores observaron también una mayor
concentración de AGV en este último grupo y en el de animales libres de protozoarios.
En cuanto a la concentración ruminal de nitrógeno amoniacal, aminoácidos totales y
nitrógeno bacteriano, fue mayor a medida que se aumentó la concentración de ciliados
en el rumen, aunque el flujo de nitrógeno amoniacal, aminoácidos totales y nitrógeno
bacteriano hacia el tubo digestivo posterior fue estadísticamente menor cuando se
agregaron los grupos de protozoarios en comparación con los desfaunados. En esa
misma investigación Iván et al. (2000), no encontraron diferencias en la digestibilidad de
la MO en los animales inoculados con el primer grupos de protozoarios, pero si para el
segundo, sin diferencias en digestibilidad de FDN para animales faunados y
desfaunados.
La mayoría de la literatura reporta inhibición en la digestibilidad de materia orgánica
(DMO), materia seca (DMS), celulosa (DC), fibra detergente ácida (DFDA), fibra
detergente neutro (DFDN), y de hemicelulosa (DH) en el rumen cuando los animales
son desfaunados. Demeyer (1988), establece que son varias las razones por la que se
da tal situación entre ellos; tipo de pared celular de la parte vegetal de la dieta, técnica
de desfaunación, régimen de alimentación, método para determinar la digestibilidad,
población bacteriana y protozoaria presente en animales faunados y la especie animal
utilizada en el experimento.
Métodos de desfaunación.
Para obtener animales libres de protozoarios, se han probado diferentes métodos, que
podemos agrupar en físicos, químicos y alimenticios. Otro método con potencial, es el
uso de fármacos con acción desparasitante. Bird y Leng (1984), mencionan que los
métodos de desfaunación utilizados hasta la fecha para estudiar y evaluar la función de
los protozoarios en el rumen y la productividad del rumiante, presentan en la mayoría
de los casos el inconveniente de tener efectos negativos en la salud del animal.
Métodos químicos para desfaunar
Los primeros estudios para eliminar protozoarios del rumen incluían el uso de ácido
clorhídrico, ácido acético y sulfato de cobre (Becker, 1929; citado por Williams y
Coleman, 1992), el uso de estos compuestos fue posteriormente eliminado cuando se
demostró con estudios in vitro que varias infusiones orgánicas de estos compuestos
eran tóxicas no sólo para los protozoarios del rumen, si no también, para las bacterias
(Eadie y Oxford, 1957). Los surfactantes aniónicos como sal de sodio y alfil sulfato,
fueron también usados para destruir ciliados (Oxford 1951; Williams y Coleman, 1992).
Actualmente existen reportes de una amplia gama de productos químicos utilizados
como agentes desfaunantes, por ejemplo: detergentes surfactantes aniónicos
(sulfosuccinato de sodio, alkanatos) y no-aniónicos (téricos; etoxilatos de nonilfenol,
alcoholcetiloleil, polipropilenglicol), y alcoholes sintéticos de cadena ramificada
(Campbell et al., 1982; Williams y Coleman, 1992). Uno de los procedimientos más
efectivos para desfaunar rumiantes es la adición de químicos como el sulfosuccinato
dioctil de sodio (DSS, por sus siglas en inglés) directamente al rumen (Rowe et al.,
1985; Bird et al., 1994) el cual ha tenido gran efectividad in vitro a dosis de 30 µg /mL
(Orpin, 1977).
En una prueba en caballos con dosis de 240 mL de una solución que contenía 5% de
DSS por día, se mantuvo a los animales libres de protozoarios por los 112 días del
período experimental, aunque el único efecto no deseado fue la reducción en la
concentración de bacterias, las cuales retornaron a su concentración normal a las dos
semanas de iniciado el tratamiento (Moore y Dehority, 1993). Debido a que algunos
tratamientos químicos son nocivos para el animal, en algunos estudios se recomienda
que los animales desfaunados descansen durante cuatro semanas, lo que permite una
recuperación del rumen, que de acuerdo con Orpin y Letcher (1984), permite que las
bacterias del rumen se recuperen y no influyan en los resultados de la desfaunación. En
el cuadro 6 se da una lista de diferentes compuestos químicos utilizados para desfaunar
y algunas de sus características.
Cuadro 6. Métodos químicos utilizados para eliminar protozoarios del rumen. Tratamiento Técnica/Dosis Efectividad (%) Efecto sobre el
animal Días sin
protozoarios Referencia
Ac. Acético o Sulfato de cobre
Directa al rumen 100 Daños en anatomía digestiva
Durante el tratamiento
Becker, 1929, citado por Williams y
Coleman, 1992
Peroxido de calcio
Directa al rumen 100 No reporta efecto Durante el tratamiento
Demeyer, 1988
Sulfosuccinato dioctil de sodio
(DSS)
In vitro dosis 30µg/mL 100 Redujo concentración de
bacterias
Orpin, 1977
Sulfosuccinato dioctil de sodio
240 mL/día en caballos con fístulas en ciego y
colon
100 Sin efectos negativos en el
animal
112 días de tratamiento
Moore y Dehority, 1993
Nonil fenol etoxilato
Dosis de 100 g en 800 mL de agua
100 Sin efectos negativos,
refaunación
Dos semanas Bird y Leng, 1978; Veira e
Iván, 1983
Nonil fenol etoxilato
Directa al rumen Sin efectos negativos
Bird et al., 1994
Sulfosuccinato dioctil de sodio
120 mL solución al 10% por 3 días
100 Bird et al., 1994
Sulfosuccinato dioctil de sodio
10 g en 250 mL de agua vía ruminal
Baja (Contaminación a las dos semanas)
Pérdida de apetito y muerte del 50% de los animales
Máximo 24 horas Lovelock et al., 1982
Sulfosuccinato dioctil de sodio
10 g/ 100 kg de PV en 200 mL de agua vía ruminal por dos días
60
después de los 80 días
Baja el consumo de MS hasta los
10 días
120 días con aislamiento de los
animales
Chaudhary y Srivastava, 1995
Lauril dietoxilato sulfato de sodio
20 mL en 100 mL de agua directa al rumen
por 3 días
Muerte de animales y refaunación
Durante el tiempo de estudio
Bird y Leng, 1984
Sulfosuccinato dioctil de sodio
8 g en días consecutivos
100 8 semanas Rowe et al., 1985
Nonil fenol etoxilato
15 g en 120 mL de agua
75 hasta las 4 semanas y 100 con una segunda dosis
Sin efecto negativo
Durante toda la prueba
Bird y Leng, 1979
ácido láctico 20 a 30 g por día Reducción del consumo
Mendoza et al., 1993
Diferentes reportes en los cuales se trabajó con desfaunación de ovejas, indican que no
hay un procedimiento efectivo para eliminar protozoarios del rumen por un extenso
período de tiempo. Algunos reportes puntualizan la dificultad de obtener animales
desfaunados usando tratamientos con detergentes como el sulfosuccinato dioctil de
sodio (Bird et al., 1994). Los efectos adversos en la salud del animal que se han
asociado particularmente con este compuesto químico, comprometen la validez de este
método de desfaunación (Lovelock et al., 1982). También se ha reportado la muerte de
animales al usar tratamientos desfaunantes (Bird y Leng, 1984; Jouany et al., 1988). Es
evidente que los métodos de desfaunación de rumiantes no son confiables a la fecha,
es por ello, que para obtener animales libres de protozoarios es necesario seleccionar
cuidadosamente algún producto o metodología.
En varios estudios (Abou y El-Shazly, 1964; Lovelock et al., 1982; Moore y Dehority,
1993), reportan que el uso del detergente sulfosuccinato dioctil de sodio (DSS) es
efectivo para desfaunar y no presenta efectos negativos en la salud del animal y
mantiene a los animales libres de ciliados por lo menos dos semanas. También Orpin
(1977), señala que el DSS y el alcohol etoxilato tienen una buena toxicidad contra
protozoarios ciliados del rumen sin efectos negativos en las ovejas desfaunadas.
El nonil fenol etoxilato se ha usado exitosamente para desfaunar rumiantes grandes
(Bird y Leng, 1978) y pequeños (Bird y Leng, 1979; Veira e Iván, 1983). Este producto
no produjo problemas en la salud de los animales a dosis de 100g en 800 mL de agua o
15 g en 120 mL de agua. No obstante, se ha observado que con un mal manejo en las
dosis, se puede provocar una intoxicación en los animales, así como, repercusiones
secundarias sobre las bacterias ruminales (Lovelock et al., 1982). El uso de DSS ha
sido usado eficientemente como desfaunante, a dosis de 20 a 30 µm mL-1 en cultivos in
vitro, con gran efectividad contra holotricos y entodinomorfos (Abou et al., 1968). Sin
embargo, otro estudio in vivo Williams y Coleman (1992) indican que dosis de 10 g de
DSS, 24 h antes de alimentar el animal y 5 g después de 24 h, redujeron
inmediatamente el consumo voluntario de borregos, en comparación con animales no
tratados. Actualmente se han evaluado alrededor de 170 agentes con actividad
antiprotozoario, como detergentes aniónicos y no aniónicos, de los cuales se concluye
que los primeros son más efectivos. Otro agente el nonil fenol etoxilato del grupo de
surfactantes no aniónicos (alcoholes de cadena larga que contienen oxido de etileno,
alcohol etoxilato) tienen una alta efectividad para desfaunar (Bird y Leng, 1978 y 1979).
Aunque se han reportado efectos negativos sobre los animales, así como también
efectos negativos sobre la población de bacterias (Orpin, 1977; Lovelock et al., 1982).
Otros aditivos alimenticios no surfactantes que tienen potencial para desfaunar incluyen
peróxido de calcio (Demeyer, 1988) y aceites (Van Nevel et al., 1993), aunque el uso de
aceites redujo el consumo en los primeros días de tratamiento (Seng et al., 2001) y
cambios en el metabolismo fermentativo del rumen (Van Nevel et al., 1993).
Métodos físicos para desfaunar rumiantes
Diversos estudios de desfaunación, se han efectuado mediante el uso de métodos
mecánicos y subsecuentemente el uso de compuestos químicos. Eadie y Oxford (1957)
reportan una técnica que consistió en el vaciado del rumen, filtración del contenido por
medio de gasas, calentamiento de los sólidos a 55 ºC por 15 minutos y finalmente
reingreso del contenido al rumen. Jouany y Senaud (1979), usaron un método similar al
anterior, con la diferencia de que en este proceso, después del retiro del contenido
ruminal, la cavidad ruminal fue lavada con formaldehído o ácido acético (Jouany et al.,
1988). Aunque pudieran considerarse como métodos efectivos, los resultados obtenidos
indican que no eliminan en su totalidad a los protozoarios, además de que, dañan la
salud del animal. Abou y El-Shazly (1964) y Whitelaw et al. (1984), mencionan que el
método más eficaz para mantener a los animales libres de protozoarios, consiste en
separar al animal recién nacido del hato y mantenerlo aislado en instalaciones
especiales libres de protozoarios como medida para evitar la inoculación natural que se
efectúa mediante el contacto con animales portadores de protozoarios. En el cuadro 7
se describen algunos métodos físicos de desfaunación reportados.
Cuadro 7. Métodos físicos de desfaunación evaluados en rumiantes. Técnica Efectividad
(%) Efecto sobre el
animal Días libre de protozoarios
Referencia
Vaciado, calentamiento y filtración del contenido ruminal
50 Alto estrés, reducción del consumo y alteración de
la salud del animal
Ninguno, existe refaunación rápida
Eadie y Oxford, 1957
Vaciado ruminal y posterior lavado del rumen con ácido
acético
Estrés, reducción del consumo y daños a la
salud y muerte de animales
Ninguno, existe refaunación rápida
Jouany et al., 1988
Aislamiento del recién nacido 100 Sin efecto nocivo Durante tratamiento Whitelaw et al., 1984
Remoción del contenido del rumen y lavado del rumen con formaldehído al 0.15% en agua
50 Reducción del consumo del alimento, muerte de
animales
16 días los respondieron al tratamiento y 24 horas en
otros animales
Lovelock et al., 1982
Vaciado ruminal y posterior lavado del rumen con una
dilución de formaldehído, más agua
100 Poco efecto sobre la salud del animal
6 meses Jouany y Senaud, 1979
Métodos desfaunantes por medio de leguminosas y arbustivas forrajeras
Muchos agentes químicos antiprotozoarios evaluados experimentalmente, no son de
uso práctico debido a problemas de toxicidad secundaria, tanto en bacterias ruminales
como en el propio animal (Williams y Coleman, 1992). Se ha sugerido que metabolitos
naturales contenidos en plantas tienen un efecto tóxico hacia protozoarios ruminales
por lo que dichas plantas tienen potencial como agentes desfaunantes (Navas-
Camacho, 1994; Espinosa, 1999). Dentro de los componentes químicos que se han
encontrado en diferentes plantas están: alcaloides, aminoácidos no proteínicos,
micotoxinas, terpenoides, esteroides, lecitinas, inhibidores de proteasas y fenoles que
son producidos naturalmente en ciertas plantas como un mecanismo de defensa contra
otras plantas, animales, insectos depredadores e infecciones microbianas (Newbold et
al., 1997; D’Mello, 1992). Se ha encontrado que Sesbania sesban, una leguminosa de
clima tropical contiene un compuesto tóxico capaz de eliminar fácilmente a los
protozoarios del rumen, resultando en un aumento de la productividad de los animales
tratados (Navas-Camacho, 1994).
La búsqueda de opciones para lograr una total desfaunación a partir del manejo de
dietas que contengan leguminosas o arbustos forrajeros tóxicos para protozoarios, tiene
la ventaja de que se pueden utilizar como suplementos proteínicos, además de lograr el
efecto desfaunante, lo que puede proporcionar un beneficios extra para rumiantes
alimentados con forrajes de baja calidad nutritiva. En el cuadro 8, se dan algunas
características de diferentes métodos dietarios utilizados para desfaunar.
Cuadro 8. Métodos dietarios para desfaunar animales. Tratamiento Técnica Efectividad (%) Efecto sobre los
animales Referencia
Aceite mineral Adición de 5 mL / kg de peso vivo vía ruminal
50 Sin efecto Seng et al., 2001
Dietas altas en concentrados
Provoca acidosis crónica Afecta variables productivas
Whitelaw et al., 1984
Dietas altas en concentrados
Dietas con 40% de concentrado y 60% de forraje
Reducciones en la concentración de
protozoarios
Sin efecto Moore y Dehority, 1993
Enterolobium ciclocarpon
Complemento en dietas como forraje con dosis de 100 a
300 g/día
Reducciones en la concentración de
protozoarios
Aumento de flujo de proteína con mayor
absorción en duodeno
Navas-Camacho et al., 2001
Sesbania sesban Complemento en dietas como forraje con dosis de 250 g/día
100 Sin efecto Newbold et al., 1997
Dieta alta en granos
40 y 60% de concentrado 0 Sin efecto Franzolin y Dehority,1996
Dietas con alto contenido de grano (60%) han producido una desfaunación parcial
(Cottle, 1988a), otros autores mencionan que dietas con 75% de concentrados
disminuyen el crecimiento de protozoarios, mientras que dietas a base de heno no
presentaron efectos desfaunantes y la concentración de protozoarios fue normal (7.6 X
105 mL-1). En una dieta a base de paja de avena se reporta 3.5 X 105 protozoarios por
mL, indicando que dietas altas en forraje no tienen efectos negativos (Newbold et al.,
1997). Varios factores influyen sobre la composición y concentración de protozoarios
del rumen, incluyendo composición de la dieta, pH, tasa de degradación ruminal,
frecuencia y nivel de alimentación, entre otros. Dietas con 40 y 60% de concentrados
mantienen altas concentraciones en número y especies de protozoarios (Franzolin y
Dehority, 1996). Se ha observado que entre 2 o 3 semanas los protozoarios son
eliminados del rumen cuando los animales han sido alimentados con dietas altas en
concentrado ofrecidas ad libitum, pero algunos pequeños protozoarios
inexplicablemente reaparecen 15 semanas después en animales que continuaron con
el mismo régimen alimenticio (Hristrov et al., 2000). Lo que indica un proceso de
adaptación y pone en duda trabajos previos que indican que dietas altas en granos
mantienen un rumen libre de protozoarios (Moore y Dehority, 1993). También Franzolin
y Dehority (1996), demostraron la presencia de protozoarios en dietas altas en granos;
pero Eadie et al. (1970), reportan una desfaunación completa con dietas altas en grano
de cebada en consumo ad limitum, y la presencia de algunos protozoarios (Epidinium e
Isotricha) en dietas de mediana y alto contenido de cebada, mientras que, Dasytricha
sp. no fue encontrada en las diferentes muestras de líquido ruminal.
Es importante mencionar que no todos los metabolitos secundarios de las plantas son
tóxicos para los protozoarios. Por ejemplo, análogos de la tirosina (mimosina y
productos de su degradación). El 3,4 dihidroxipiridina, es la forma activa de la mimosina
que se encuentra en Leucaena leucocefala, Mimosa púdica y Pithecelobium ondulatum,
se ha demostrado que la forma activa de la mimosina es tóxica para el rumiante, pero
no, para los protozoarios, resultados similares se han reportado con el 3,4
dihidroxifenilalanina (DOPA), que se encuentra en Vicia faba, Mucuna spp y
Stizolobium deeringiamin. Los efectos de estos compuestos como se puede ver en el
Cuadro 9, producen cambios en el metabolismo ruminal con aumentos en la
concentración de ácidos grasos volátiles y reducción de amoniaco en la mayoría de los
casos, pero sin ningún efecto sobre la concentración de protozoarios existiendo en
algunos casos incremento en la población de los mismos (Domínguez et al., 1993 y
Navas-Camacho et al., 2001).
Cuadro 9. Efecto de toxinas de algunas plantas sobre los protozoarios del rumen. Toxina Dosis Efecto en rumen Amoniaco en rumen Efecto en protozoarios
3,4 Hidroxipiridina 4 y 8 mg/L ↑ pH ↓ Nulo
3,4 Dihidroxifenilalanina
(DOPA)
4 y 8 mg/L ↑ AGV ↓ Nulo
Mimosina 4 y 8 mg/L ↑ AGV ↑ ↑ 25%
Canavannina 0.6 y 1.2 mg/L ↑ AGV ↓ ↑ 25%
Ac. Nicotínico 4 y 8 mg/L ↑ AGV ↓ Nulo
CAMECOL 4 y 8 mg/L ↓ AGV, ↑ pH ↓ Nulo
↑: Aumento; ↓:Reducción; AGV: Ácidos grasos volátiles (Domínguez et al. 1993; Navas-Camacho et al. 2001).
El uso de plantas arbustivas y árboles como fuente de nutrientes para los rumiantes, no
es una práctica reciente (Benavides, 1994). Sin embargo, el efecto sobre la población
ruminal es un tema que ha retomado interés en forma reciente. De acuerdo con El
Hassan et al. (1995) y Domínguez et al. (1993) los protozoarios ruminales son
afectados por los compuestos químicos presentes en algunas plantas utilizadas como
forrajes. Al evaluar la fracción saponígea de Sesbania sesban se encontró que el
extracto redujo la concentración de los protozoarios al 16% con respecto al tratamiento
testigo, después de cuatro horas de incubación, por lo que, se concluye que las
saponinas de la planta son las responsables de la capacidad desfaunante. Lo mismo
observó Espinosa (1999) quién encontró que esta planta redujo (in vitro) la
concentración de protozoarios en casi 100%. Cabe señalar que en algunas de las
plantas con efecto desfaunante sobre los protozoarios ruminales, no se detectó la
presencia de compuestos químicos que se han reportado como tóxicos para los
protozoarios (saponinas, alcaloides o taninos; Espinosa, 1999). Por lo que se estima
que el efecto desfaunante en algunas plantas se debe a la presencia de metabolitos
diferentes a los reportados en la literatura.
Métodos químicos-farmacológicos
La efectividad para lograr una desfaunación con diferentes métodos ha sido variable y
actualmente no se conoce un procedimiento efectivo que a su vez no ponga en riesgo
la salud del huésped. En teoría, es posible experimentar con fármacos utilizados para el
tratamiento de parásitos internos en humanos. Estos fármacos han sido evaluados en
cuento a su inocuidad, o efectos no deseables en la salud, y existe la posibilidad de que
sean efectivos para desfaunar rumiantes sin que afecte su salud.
Al respecto Padilla et al. (1995), Rodríguez y Rodríguez (1994) indican que el producto
1-dicloro acetil quinolinol (quinfamida) y el dicloroacetamida (etofamida) utilizados
comercialmente para el tratamiento de parásitos internos en humanos, tienen la
característica de ser eliminados en un 90% en heces y el 10% en orina, una vez
administrados en dos tomas con una eficacia desparasitante del 96%. En cuanto a su
inocuidad, los tratamientos fueron aplicados a pacientes con quistes de Entamoeba
histolytica, y se determinó que ambos medicamentos presentaron efectos secundarios
en 10% de los pacientes que presentaron síntomas de dolor abdominal, nauseas,
hipoxia, distensión abdominal y diarreas. En otro estudio Padilla et al. (1995)
encontraron una efectividad desparasitante del 100%, reduciéndose por completo la
presencia de síntomas secundarios, concluyendo que la quinfamida es una buena
opción para el tratamiento de la amibiasis intestinal no disentérica. Otro factor que debe
considerarse para su posible uso en rumiantes, es la facilidad en la aplicación del
tratamiento bajo condiciones de campo, por ejemplo la etofamida presenta la
desventaja de que debe aplicarse por 3 o 5 días consecutivos a diferencia de la
quinfamida que sólo se aplica una vez en dos tomas.
Evaluaciones con secnidazol
Estudios efectuados en humanos para el tratamiento de infestaciones fuertes de
Entamoeba histolytica, parásito que en ocasiones, además de invadir el intestino
grueso, puede infestar órganos como el hígado, pulmón y cerebro, demuestran que el
tratamiento con secnidazol, a dosis de 30 mg kg-1 de peso vivo en una dosis única, han
presentado una efectividad del 85.19%, la cual es muy alta si se considera que cuando
un protozoarios migra del intestino delgado a otros órganos es muy difícil de erradicar
(Latham et al., 2000).
Terashima et al. (2000) reportan una efectividad del 100% para el control de amibiasis
intestinal aguda utilizando 2 g de secnidazol en dosis única y 1.5 g para amibiasis
hepática, aunque es posible, que dosis elevadas de secnidazol produzcan efectos
secundarios como las glositis (inflamación de la lengua), irritación del tracto
gastrointestinal, vómito, nauseas, diarreas, disminución del apetito y en casos raros
orina oscura. Alvar (2001), determinó que para el control del protozoario flagelado
intestinal Giardia intestinales, la administración de una dosis única de 2 g de secnidazol
tiene alta efectividad. Estudios realizados con el secnidazol en animales de laboratorio
han demostrado, que una dosis de 30 mg kg-1 de peso vivo por vía oral y en dosis única
es suficiente para el tratamiento de amibiasis cólica disentérica e invasora sin que se
presenten efectos secundarios (Latham et al., 2000).
Mecanismos de acción del secnidazol
Los nitroimidazoles que incluyen al metronidazol, tinidazol, ornidazol y secnidazol son
profármacos de acción tisular. El secnidazol, posee una toxicidad selectiva sobre
organismos anaeróbicos y células hipóxicas o anóxicas, debido a que se activa en el
interior de las células sensibles reduciendo su grupo nitro, que a su vez, sustituye o
reacciona con la ferrodoxina del parásito, formando un compuesto reactivo que
interfiere en el transporte de electrones, inhibe la síntesis de ADN ó lo hidroliza,
haciéndole perder su estructura helicoidal. Este grupo de fármacos poseen actividad
contra protozoarios y algunas bacterias, el espectro antibacteriano y antiprotozoario de
los nitroimidazoles incluyen microorganismos como: Bacteroides fragilis,
Fusobacterium, Clostridium perfringens, Clostridium difficile, Gardenella vaginalis,
Helicobacter pylory, Entamoeba histolitica, Giardia lamblia, Tricomona vaginalis.
(Ciencia Fisiológica, 2000).
El secnidazol es administrado comúnmente por vía oral, se absorbe en el intestino
delgado y se difunde vía sanguínea en los tejidos, parte de la droga que no es
absorbida y de los metabolitos absorbidos por diferentes tejidos son eliminados por la
bilis, lo que permite una acción parcial contra parásitos presentes en la luz intestinal.
Debido a su rápida asimilación, la concentración sérica del secnidazol es elevada entre
48 y 72 horas después de administrar una dosis única de 2 g por vía oral (Aventis
2001). Estudios clínicos reportan una efectividad en pacientes con colitis amibiana no
disentérica y en giardiasis, superior a la de otros fármacos, al igual que en la
tricomoniasis. Este medicamento se presenta comercialmente en comprimidos de 500
mg y se recomienda una dosis única de 2 g para el tratamiento de amibiasis y giardiasis
(Álvarez et al., 1988).
Farmacocinética del secnidazol
Después de la administración oral única de 2 g de secnidazol en forma de comprimidos
de 500 mg, los niveles séricos máximos del fármaco se presenta a las 3 h, la vida media
en plasma del producto es de alrededor de 25 h. La eliminación es lenta y
principalmente vía orina (alrededor del 50% de la dosis ingerida se excreta en 120
horas). El secnidazol, actúa reduciendo a la enzima piruvato-ferredoxin-
oxidorreductasa del parásito, también actúan como aceptor de electrones uniéndose de
forma covalente a las moléculas del ADN provocando la pérdida de su estructura
helicoidal, con la consiguiente muerte del trofozoíto. Además, son capaces de inhibir la
respiración del trofozoíto y liberan radicales tóxicos que reaccionan con componentes
celulares esenciales de G. lamblia.
Existen otros fármacos del grupo de los nitroimidazoles como por ejemplo:
metronidazol, timidazol, ornidazol (Álvarez et al., 1988) que por su efectividad también
podían ser utilizados como desfaunantes. Aunque en la literatura consultada no se
encontraron trabajos efectuados con rumiantes, es de interés estimar si los fármacos
antiprotozoarios para uso en humanos, tienen efecto tóxico sobre los protozoarios
ruminales. Es importante destacar que estos productos presentan una efectividad
cercana al 100% sobre protozoarios de alta resistencia presentes en el tubo digestivo y
mínima presencia de efectos secundarios, lo que sustenta el objetivo de evaluar su
efectividad para producir una desfaunación ruminal sin que se afecte negativamente la
salud del animal.
MATERIALES Y MÉTODOS
1) Ubicación geográfica del estudio
El presente trabajo de investigación se desarrolló en las instalaciones de la granja
experimental y laboratorio de microbiología aplicada a producción animal del Programa
de Ganadería, IREGEP, del Colegio de Postgraduados, ubicada en Montecillo,
Texcoco, Estado de México.
2) Desarrollo de un medio de cultivo testigo para la sobrevivencia de protozoarios
Con la finalidad de contar con un medio de cultivo anaerobio que permitiera la
sobrevivencia de protozoarios por al menos 72 h, con una concentración de 103 ó 104
protozoarios por mL de medio, se evaluó mediante pruebas de ensayo-error la adición
de la fracción soluble e insoluble en agua de avena, alfalfa, pastos kikuyo (P.
clandestinum) o leche en polvo, además se evaluó el efecto de la adición de acetato de
sodio al 1.5 % (Dehority, 1998), penicilina y estreptomicina, así como también se
prepararon medios con o sin 0.1% de agar. Los medios fueron preparados usando la
técnica anaeróbica descrita por Hungate (1950). Los componentes del medio de cultivo
GCA-FR se describen en el cuadro 10.
Cuadro 10. Composición del medio cultivo base (GCA-FR) para crecimiento y supervivencia de protozoarios. Compuesto Cantidad por cada 100 mL de medio Agua destilada 47.42 mL Líquido ruminal clarificado (1) 30.0 mL Solución mineral I (2) 5.0 mL Solución mineral II (3) 5.0 mL Carbonato de sodio, solución 8% (4) 5.0 mL Acetato de sodio, 1.5 % (5) 5.0 mL Solución sulfido-cisteína (6) 2.0 mL Solución rezarsurina al 0.1% (7) 0.1 mL Tripticasa-peptona 0.20 g Extracto de levadura 0.10 g Glucosa 0.06 g Celobiosa 0.06 g Almidón 0.06 g
(1) Líquido ruminal clarificado previamente filtrado en una gasa triple y centrifugado a 10, 000 rpm, por 15 minutos a 4 °C, esterilizado 20 minutos a 15 psi, 121°C; (2) Conteniendo (por 1000 mL) 6 g de K2HPO4; (3) Conteniendo (por 1000 mL) 6 g de KH2PO4; 6 g (NH4)2SO4; 12 g NaCl; 2.45 g MgSO4 y 1.6 g de CaCl2*H2O; (4) 8 g de carbonato de sodio en 100 mL de agua destilada; (5) 1.5 g de acetato de sodio en 100 mL de agua destilada; (6) 2.5 g de L–cisteína (disuelta en 15 mL de 2N NaOH) + 2.5 g de Na2S-9H2O (en 100 mL de H2O); (7) 0.1 mL de resazurina en un volumen final de 100 mL, calentado hasta que el indicador pierde su coloración y esterilizado.
Para cada sustrato, (avena, alfalfa, kikuyo y leche en polvo) se procedió de la siguiente
manera. En tubos de ensayo de 18 X 150 mm se adicionaron 9.5 mL de medio de
cultivo GCA-FR a los cuales se agregaron 0.1 g del sustrato alimenticio o 0.10 a 0.15
mL de la fracción soluble en agua de los mismos, además 20000 UI de penicilina y 25
mg de estreptomicina al medio de cultivo (cantidades previamente evaluadas que
permiten mantener cierta concentración de bacterias viables en los medios de cultivo
sin que lleguen a constituir la población microbiana dominante). Se evaluó también el
efecto que tiene la posición de tubo al momento de incubarlos, haciendo pruebas con
medios acomodados verticalmente u horizontalmente con 10º de inclinación en charolas
construidas especialmente para este fin.
Obtención de la fracción soluble
Para la obtención del extracto soluble de los sustratos evaluados, se pesaron 2 g (Base
seca) y se colocaron en tubos de ensayo (18 X 150 mm), se agregaron 20 mL de agua
destilada, después se agitaron en un vortex durante 3 minutos y se dejaron reposar por
30 minutos. Posteriormente se obtuvo el sobrenadante (fracción soluble), se colocaron
en tubos de ensayo (13 X 100 mm). Este método también se utilizó para obtener la
fracción soluble de las plantas que se evaluaron para estimar su capacidad
desfaunante.
Obtención del concentrado de protozoarios viables
Se obtuvieron 250 mL de fluido ruminal de borregos alimentados con una dieta a base
de concentrado (20%) de paja de avena (80%), mediante una sonda esofágica,
posteriormente se depositaron 10 mL de fluido ruminal en un tubo de ensayo de 18 X
150 mm que contenía 9.0 mL de medio de cultivo base (GCA-FR, Cuadro 10). Para
obtener el concentrado de protozoarios viables, se dejó sedimentar la muestra durante
15 minutos en baño María a 39 ºC, para evitar la muerte de protozoarios por
enfriamiento. Después se retiró el sobrenadante (aproximadamente 16 mL) y el material
precipitado (masa blanquecina) representó el concentrado de protozoarios que se utilizó
como inóculo.
Técnica de inoculación de los medios de cultivo
Los tubos con cada medio de cultivo anaerobio adicionado con el sustrato alimenticio a
evaluar, se mantuvieron en baño María a una temperatura de 39 ºC, con la finalidad de
mantener una temperatura similar a la del ambiente ruminal. La inoculación de los
medios de cultivo con el concentrado de protozoarios viables (0.5 mL), se realizó bajo
flujo de CO2, para mantener un ambiente de anaerobiosis. Posteriormente, para el
conteo de protozoarios se homogenizo el medio y se retiró un mL de medio de cultivo
inoculado a las 0, 24, 48 y 72 h bajo flujo de CO2. Para efectuar el conteo y determinar
la concentración de protozoarios existentes en el medio de cultivo se utilizó una cámara
Neubauer y un microscopio de contrastes (Zeiss) a 400 magnificaciones totales para
cada tiempo de conteo, también se tomó una muestra de 2 mL del medio de cultivo
para determinar el pH mediante un potenciómetro (Orión 250A).
Procedimiento de conteo de protozoarios
El procedimiento para conteo de protozoarios fue el siguiente: con una pipeta Pasteur
se extrajo de 0.5 mL a 1 mL de medio inoculado con protozoarios y se llenaron las dos
cámaras Neubauer por capilaridad, posteriormente se observaron en un microscopio
de contraste de la marca Zeiss (objetivo 40X). El conteo se realizó primeramente en la
cámara uno, registrando el numero total de los protozoarios de los nueve cuadros. El
mismo procedimiento se hizo en la cámara dos, en total se contaron los protozoarios de
18 cuadros. El número de protozoarios por mL de medio de cultivo se estimó de
acuerdo con la siguiente fórmula:
Protozoarios mL-1 = (Promedio de las cámaras) (104)
Al momento de realizar el conteo, se diferenciaron entre protozoarios vivos y muertos,
con la finalidad de determinar el porcentaje de viabilidad en los medios de cultivo
evaluados. Los conteos se realizaron por triplicado de cada tratamiento evaluado, y los
resultados se calcularon y analizaron estadísticamente mediante el programa Microsoft
Excel y procedimiento de mediciones repetidas de Wilcoxon (SAS, 1999),
respectivamente.
3) Capacidad desfaunante in vitro de las plantas seleccionadas
Mediante esta prueba se pretendió demostrar la capacidad desfaunante de la fracción
soluble e insoluble en agua de cada planta, para lo cual, se siguió el procedimiento
descrito anteriormente.
Área de colección de material vegetal
Las muestras de plantas, se recolectaron en la región de Texcoco y en los Estados de
Chiapas y Tabasco. Se recolectaron un total de 15 plantas (ver cuadro 11).
Cuadro 11. Nombre común y científico de las plantas evaluadas. Nombre común Nombre científico
Avena Avena sativa Bacaris Baccharis vaccinioides Montanoa Montanoa leucanta Verbesina Verbesina perymenioides Buddleia Buddleia cordata Morera Morus alba Tulipán Hibiscus rosa-sinesis Yuca Yucca schidigera Yuca Maninot esculenta Kikuyo Penicetum clandestinum Hierbabuena Mentha piperita Chicalote Argemone mexicana Epazote Chenopodium ambrosioides Manrrubio Marrubium vulgare Tolohache Datura inoxia Pino Pinus sp
Todas las muestras se deshidrataron por un período 72 horas en estufa de secado a
60º C hasta obtener una humedad constante de 10 a 20%, posteriormente se molieron
en un molino Willey (criba de 1 mm) y se almacenaron en recipientes de vidrio hasta su
posterior uso.
Condiciones de cultivo y tratamientos
La capacidad desfaunante in vitro de cada planta se analizó por triplicado, haciendo
conteos de protozoarios con el uso de la cámara Neubauer mediante la técnica
anteriormente descrita. Las concentraciones totales como el porcentaje de viabilidad
de los protozoarios se determino a las 0, 24, 48 y 72 h después de haber adicionado
150 µL de extracto soluble ó 0.1 g del extracto insoluble de cada planta. Los medios
inoculados se incubaron a una temperatura de 39º C y siempre se manipularon bajo
flujo de CO2. Los diferentes muestreos se realizaron lo más rápido posible para evitar
que el medio se enfriara y se produjera la muerte de protozoarios.
El tratamiento testigo consistió en adicionar al medio de cultivo base (9.5 mL) 150 µL de
extracto soluble de avena, 20000 UI de penicilina y 25 mg de estreptomicina, inoculado
0.5 mL del concentrado de protozoarios. Cada 24 horas a partir de la hora inicial se
efectuó el conteo de protozoarios, en un cuarto tubo (para cada tratamiento) se retiraba
la cantidad de 2 mL para determinar el pH de medio a las diferentes horas de muestreo.
Los tratamientos desfaunantes fueron similares al tratamiento testigo, pero en lugar de
adicionar avena, se adicionó 150 µL del extracto soluble de cada planta ó 0.1 g de la
fracción insoluble. Los extractos tanto solubles e insolubles en agua de cada planta, en
todos los casos, se adicionaron únicamente a la hora 0. El procedimiento de conteo de
protozoarios fue similar al descrito anteriormente.
4) Capacidad desfaunante in vitro e in vivo de los fármacos antiprotozoarios
Obtención del fármaco
La quinfamida se obtuvo en forma de sal pura (Lab. Química Alkano, S.A.), el
secnidazol y la etofamida se compraron en su presentación comercial en una farmacia.
Dosis desfaunante
La dosis toxica de los fármacos secnidazol, quinfamida, etofamida, fueron avaluadas
por separado en un medio de cultivo similar al testigo (con avena) donde se adicionó
150, 300 µg de quinfamida, 0.65 mg de etofamida ó secnidazol por cada 10 mL del
medio de cultivo inoculado. Todos los medio inoculados se incubaron a 39º C. La
evaluación se realizó por triplicado, y un cuarto tubo de cultivo inoculado se utilizó para
determinar cambios en el pH del medio. Los conteos de protozoarios se realizaron a las
0, 24, 48 y 72 horas posteriores a la adición de inóculo concentrado de protozoarios.
Una vez que se comprobó el efecto desfaunante del secnidazol a dosis elevada (0.65
mg), en una evaluación posterior se probaron dosis menores 0.65, 0.325, 0.1625 y
0.08125 mg de secnidazol en 10 mL de medio de cultivo, con la finalidad de estimar la
dosis mínima efectiva del fármaco.
Efecto sobre la degradación de sustratos del secnidazol
Con la finalidad de evaluar si el fármaco que presentó actividad desfaunante
(secnidazol) afectaba la degradación bacteriana de ingredientes de uso común en la
formulación de dietas para rumiantes, se realizó la siguiente prueba.
En tubos de ensayo de 18 X 150 mm (por triplicado) se adicionó 0.05 g de maíz,
alfalfa, soya o rastrojo de maíz, previamente esterilizados, se agregaron 9 mL del
medio (Cuadro 12), bajo flujo de CO2, de acuerdo a Hungate (1950) y Cobos y
Yokohama (1995). La degradabilidad bacteriana de los sustratos se midió a las 0, 24,
48 y 72 horas de incubación a 39 ºC, después de inocular con 1 mL de fluido ruminal
fresco bajo flujo de CO2. Los tratamientos consistieron en adicionar secnidazol (0.65
mg) o no (testigo) a cada sustrato inoculado. Los diferentes tratamientos se realizaron
por triplicado y se preparó un blanco (medio sin sustrato) para restar el material
adicionado al momento de la inoculación (masa bacteriana y partícula de alimento del
líquido ruminal).
Cuadro 12. Composición del medio para determinar degradación de sustrato. Compuesto Cantidad por cada 100 mL de medio Agua destilada 52.6 mL Líquido ruminal clarificado (1) 30.0 mL Solución mineral I (2) 5.0 mL Solución mineral II (3) 5.0 mL Carbonato de sodio, solución 8% (4) 5.0 mL Solución sulfido-cisteína (5) 2.0 mL Solución rezarsurina al 0.1% (6) 0.1 mL Tripticasa-peptona 0.2 g Extracto de levadura 0.1 g
(1) Líquido ruminal clarificado previamente filtrado en una gasa triple y centrifugado a 10, 000 rpm, por 15 minutos a 4 °C, esterilizado 20 minutos a 15 psi, 121°C; (2) Conteniendo (por 1000 mL) 6 g de K2HPO4; (3) Conteniendo (por 1000 mL) 6 g de KH2PO4; 6 g (NH4)2SO4; 12 g NaCl; 2.45 g MgSO4 y 1.6 g de CaCl2*H2O; (4) 8 g de carbonato de sodio en 100 mL de agua destilada; (5) 2.5 g de L–cisteína (disuelta en 15 mL de 2N NaOH) + 2.5 g de Na2S-9H2O (en 100 mL de H2O); (6) 0.1 mL de resazurina en un volumen final de 100 mL, calentado hasta que el indicador pierde su coloración y esterilizado.
Una vez concluidos los diferentes tiempos de incubación (0, 24, 48 y 72 h) se filtró el
material residual en papel filtro Whatman No 541 (previamente pesado), con ayuda de
una bomba de vacío. Para medir material residual (no degradado), se seco en una
estufa por 24 horas hasta peso constante, después se pesó el residuo en una balanza
analítica, el porcentaje de sustrato no degradado se calculó por medio del programa
Microsoft Excel.
Efecto sobre concentración de bacterias totales y celulolíticas
Para estimar si el secnidazol también tiene efectos tóxicos en bacterias ruminales, se
estimó la concentración de bacterias totales y celulolíticas a las 48 h después de la
incubación en cada uno de los sustratos evaluados (maíz, alfalfa, soya y rastrojo de
maíz) con o sin la adición de secnidazol (0.65 mg en 10 mL de medio), se utilizó el
medio de cultivo anaerobio (GCA-FR) para bacterias totales y para celulolíticas, se
sustituyó el contenido de glucosa, celobiosa y almidón por una tira de papel Whatman
como fuente única de carbohidratos (Cobos y Yokohama, 1995), todos los medios se
prepararon mediante técnicas de anaerobiosis. Todos los medios se inocularon (0.5
mL) con fluido ruminal fresco de borregos alimentados con una dieta a base de
concentrado (20%) y paja de avena (80%). Se incubaron a 39 ºC y se estimó la
concentración de bacterias totales a las 48 h y a los 10 días, para celulolíticas mediante
la técnica del NMP (Harrigan y Mc Cance, 1979).
Capacidad y dosis desfaunante in vivo del secnidazol
Seis borregos criollos machos de 22 kg de peso promedio, recibieron una dieta a base
de concentrado (20%) y paja de avena (80%). A tres animales se les suministró por
sonda esofágica 2000 mg de secnidazol disueltos en 500 mL de agua. Posteriormente
por la misma vía se extrajo a todos los animales 200 mL de fluido ruminal a las 0, 6, 12,
24, 48, 72, 120 y 168 h después de aplicar el tratamiento, con la finalidad de medir la
concentración de protozoarios y detectar el efecto desfaunante con relación al tiempo
de aplicación del fármaco. A las muestras de líquido ruminal colectadas se les adicionó
solución para conteo de protozoarios (3:3 vol:vol); compuesto de 100 mL de agua
destilada más 5 mL de solución mineral I y II. Además de 200 µL de formaldehído
(37%), se homogenizaron las muestras y se procedió al conteo de protozoarios
(Dehority, 1984), así como también, se midió pH en el liquido ruminal.
Diseño y análisis estadístico
Todos los tratamientos tuvieron un diseño completamente al azar. La evaluación del
medio de cultivo anaerobio, así como la capacidad desfaunante in vitro de los fármacos
y las plantas se analizaron mediante el procedimiento de mediciones repetidas de
Wilcoxon (SAS, 1999). Todas las medias fueron comparadas por medio de la prueba de
Tukey (Steel y Torrie, 1988).
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
Medios de cultivo anaerobios para el crecimiento y sobrevivencia de protozoarios
El método utilizado para concentrar protozoarios a partir de fluido ruminal fresco y el
medio de cultivo anaerobio (cuadro 11) adicionado con la fracción soluble de diferentes
sustratos, resultó adecuado para mantener una buena concentración y viabilidad de los
protozoarios ruminales. En el cuadro 13 se puede notar que al inicio la concentración y
proporción de protozoarios viables fue similar (P > 0.05) entre los diferentes
tratamientos. Sin embargo, a medida que aumentó el tiempo de incubación, se
observaron reducciones en la concentración de protozoarios viables en todos los
tratamientos. A partir de las 24 h de incubación el medio de cultivo con leche en polvo
fue en el que se redujo en mayor medida (P<0.05) la concentración y viabilidad de los
protozoarios. A las 48 h de incubación la disminución en el porcentaje de viabilidad fue
menor (P<0.05) en los medios con avena que en los que contenían kikuyo, alfalfa y
leche. A final del período de incubación (72 h) se encontró que los medios adicionados
con avena y alfalfa fueron los que mantuvieron una mayor viabilidad de protozoarios,
comparados con el kikuyo y la leche. En este último sustrato, no se determinó la
presencia de protozoarios a las 72 h de incubación.
Cuadro 13. Evaluación de medio de cultivo anaerobio y sustratos sobre concentración (104 mL-1) y viabilidad (%) de protozoarios ruminales.
Tiempo (h)
Avena Alfalfa Kikuyo Leche [ ] % [ ] % [ ] % [ ] %
O 0.89 97a 0.72 93a 0.70 95a 1.0 93a 24 0.44 85a 0.38 62b 0.25 66b 0.22 48c 48 0.19 65a 0.13 44b 0.074 21c 0.88 25c 72 0.082 40b 0.085 59a 0.097 24c 0 0d
a,b,c,d Valores con diferente letra en la misma hilera, son diferentes (P < 0.05); [ ]:Concentración de protozoarios
En evaluaciones posteriores solo se, utilizó la fracción soluble de la avena y la alfalfa
(ver cuadro 14), la adición de agar al medio de cultivo no causó diferencias (P<0.05) en
la concentración y proporción de protozoarios viables en los tratamientos y tiempos de
conteo (0, 24, 48 y 72 h), lo que indica que el desarrollo de protozoarios ruminales no
se beneficia con la adición de agar al medio. Se confirmó mediante observaciones al
microscopio que los sustratos utilizados favorecieron una alta concentración de
protozoarios y la continuidad de su reproducción por división asexual a través de los
diferentes períodos de incubación; lo que puede ser interpretado como una adaptación
de los protozoarios al medio utilizado.
Cuadro 14. Evaluación de medio de cultivo anaerobio y sustratos sobre concentración (104 mL-1) y viabilidad (%) de protozoarios ruminales. Tiempo (h) Avena * Alfalfa * Avena ** Alfalfa **
[ ] % [ ] % [ ] % [ ] % O 0.83 98a 1.5 97a 1.4 97a 1.1 96a 24 0.51 92a 0.53 88a 0.38 96a 0.44 94a 48 0.58 93a 0.47 95a 0.84 96a 0.61 92a 72 0.32 89a 0.35 96a 0.63 94a 0.56 92a
a Valores con diferente letra en la misma hilera, son diferentes (P < 0.05); [ ]:Concentración; * Medio con agar; ** Medio sin agar.
A diferencia del estudio de Fondevila y Dehority (2001), donde se reporta el desarrollo
de un medio de cultivo especifico para cierta clase de ciliados (Entodinium sp), con el
medio utilizado se observó el crecimiento de protozoarios tanto de la familia
Entodinomorphida como Isotrichidae, por tanto, los medios evaluados en esta
investigación permiten mantener poblaciones múltiples de ciliados. Considerando que la
avena es un sustrato menos variable en su composición química que la alfalfa, se
decidió utilizarla como tratamiento testigo en las siguientes evaluaciones.
Capacidad desfaunante in vitro de las plantas evaluadas
Efecto de la fracción soluble en agua sobre protozoarios ruminales
Efecto en la concentración de protozoarios
El análisis estadístico de mediciones repetidas indicó que existen diferencias en las
concentraciones de protozoarios por mL de medio de cultivo, entre plantas y por tiempo
de incubación como se presenta en el cuadro 15, donde se observa la población total
de protozoarios totales en los diferentes períodos de incubación.
Cuadro 15. Efecto de la fracción soluble de las plantas evaluadas sobre la concentración (104 mL-1) por mL de protozoarios totales.
Tratamiento Hora de incubación 0 24 48 72
Avena sativa (Testigo) 6.7b 4.7b 2.1b 1.0c
Argemone mexicana 1.1de 5.3ab 0.03e 0.07f
Baccharis vaccinioides 2.5c 2.2e 1.2cd 0.32e
Buddleia cordata 2.0cd 1.9e 1.2cd 0.31e
Chenopodium ambrosioides 1.7d 0.55g 0.06e 0f
Datura inoxia 1.4d 3.2d 3.1a 1.6b
Marrubium vulgare 1.6d 0.37g 0.14e 0.04f
Mentha piperita 1.5d 0.47fg 0.04e 0.04f
Montanoa leucanta 2.3c 1.6ef 0.72de 0.42de
Morus alba 7.0b 7.4a 1.7dc 1.1c
Pinus sp 1.7d 2.3e 2.1ba 1.1c
Verbesina perymenioides 2.5c 1.5ef 0.9cde 0.38e
Maninot esculenta 2.6c 3.9cd 3.4a 3.2a
Yucca schidigera* 3.7c 1.3ef 0.17e 0.005f
Coeficiente de variación 3.2 7.9 8.9 6.7 a b c d e f g Distinta letra en la misma columna son diferentes (P< 0.05).* Contiene polietilenglicol y benzoato de sodio.
La alta concentración de protozoarios mantenida durante los distintos períodos de
incubación en el tratamiento testigo confirma la efectividad del medio de cultivo base
(MCB) para mantener a estos microorganismos en forma viable. Varias de las plantas
evaluadas presentaron una reducción significativa (P<0.05) en la concentración de
protozoarios ó mantuvieron una concentración similar con respecto al testigo. La
reducción en la concentración de protozoarios en dichas plantas, es mas probable que
se deba a una baja disponibilidad de nutrientes requeridos por los protozoarios, más
que aun efecto desfaunante. Sin embargo, en algunas plantas la diferencia estadística
fue mayor numéricamente por ejemplo, en el extracto soluble de Y. schidigera.
En el estudio de Espinosa (1999), se reporta una capacidad desfaunante a partir de las
24 h de incubación en medios de cultivo in vitro, así también, determinaron la
composición química de las plantas V. perymenioides, B. vaccinioides, M. leucanta, B.
cordata y Sesbania sesban. Como podemos observar en el cuadro 16, hay diferencias
en la composición química nutritiva de cada planta, también se observa que, a medida
que aumenta el contenido de paredes celulares y lignocelulosa, se reduce la
digestibilidad de la planta, lo que podría provocar reducción de nutrientes disponibles
para un período mayor de tiempo (48 o 72 h), y que coincide con el tiempo en el cual
estas plantas presentaron una eliminación total de protozoarios. Aunque el contenido de
PC en las plantas es aceptable para la nutrición animal, estas plantas también
contienen elevadas cantidades de paredes celulares, lignocelulosa, lo que reduce
fuertemente la proporción de carbohidratos solubles, que son indispensables para el
crecimiento y sobrevivencia de los protozoarios del rumen.
Cuadro 16. Características nutritivas de plantas con capacidad desfaunante. Composición química V.
perymenioidesB.
vaccinioidesM.
leucanta B.
cordata S.
sesban Materia Seca (MS) 94.7 94.5 93.1 92.9 93.3 Proteína Cruda (PC) 12.4 15.8 21.9 7.5 22.2 Paredes celulares 39.2 41.1 51.1 48.8 32.7 Lignocelulosa 37.7 37.2 47.6 39.9 21.6 Digestibilidad 59.7 54.6 56.9 65 64.1 Espinosa, 1999.
Por lo anterior y con la finalidad de no confundir un efecto desfaunante con un efecto de
falta de nutrientes, se clasifica como planta con mediana capacidad desfaunante
(MCD), a aquellas que redujeron la concentración de protozoarios en 103 mL-1 de
medio, y como plantas con alta capacidad desfaunante (ACD), a aquellas que redujeron
la concentración de protozoarios en 102 mL-1 de medio o menos. De esta manera a las
24 h sólo 3 plantas mostraron MCD: C. ambrosioides, M. vulgare y M. piperita. A las 48
h, 4 plantas presentaron MCD: M. vulgare, M. leucanta, V. perymenioides y Y.
schidigera, e inicia a detectarse la presencia de plantas con ACD en A. mexicana, C.
ambrosioides y M. piperita. A las 72 h de incubación estas plantas mantienen su ACD y
se suman otras dos: M. vulgare y Y. schidigera. Tanto M. leucanta como V.
perymenioides se reportan como desfaunantes (Espinosa, 1999). Sin embargo, como
se puede ver existen plantas con una mayor capacidad desfaunante.
Cabe hacer mención que con la yuca comercial (M. esculenta) la concentración de
protozoarios fue superior al tratamiento testigo, mientras que con la yuca (Y. schidigera)
que se utiliza para el tratamiento de malos olores en explotaciones porcinas se observó
capacidad desfaunante. Este producto contiene además de Yuca, polietilenglicol y
benzoato de sodio, por lo que se estima que estos productos tienen efecto desfaunante.
Esta suposición se basa en el hecho de que una amplia gama de productos químicos
utilizados como agentes desfaunantes, contienen polipropilenglicol y otros alcoholes
sintéticos (Williams y Coleman, 1992).
Efecto en la viabilidad de los protozoarios
En la mayoría de los estudios de desfaunación, la metodología que se usa para conteo
de protozoarios incluye el tratamiento de la muestra en una solución que contiene
glutaraldehído (Dehority, 1984; Bird et al., 1994; Fondevila y Dehority, 2001). La fijación
con glutaraldehído, tiene por objeto mantener la integridad de la célula hasta por 30
días en refrigeración o a temperatura ambiente, hasta su lectura. La desventaja de la
fijación con glutaraldehído, es que mata al instante a todos los protozoarios de manera
que no es posible, distinguir que porcentaje de la concentración total de protozoarios
estaba viva o viable en la muestra. En este estudio, no se fijaron las muestras con
glutaraldehído, por lo que se pudo observar y cuantificar la cantidad de protozoarios
viables durante los diferentes períodos de incubación. En el cuadro 17 se indica la
proporción y concentración de protozoarios que se encontraban vivos al momento de
realizar el conteo de protozoarios incubados con las diferentes fracciones solubles de
las plantas evaluadas.
Cuadro 17. Porcentaje y concentración (104 mL-1) de protozoarios viables y pH en medios de cultivo adicionados con la fracción soluble de las plantas evaluadas. Tratamiento Hora de incubación
0 24 48 72 % [ ] pH % [ ] pH % [ ] pH % [ ] pH
Testigo 98ª 6.6 6.9 96ª 4.5 6.7 92ab 1.9 6.7 85cd 0.84 6.7
A. mexicana 97ª 1.2 6.9 91ª 4.8 6.6 100ª 0.03 6.6 100ab 0.07 6.6
B. vaccinioides 92ª 2.3 7.0 86ab 1.9 6.9 68c 0.82 6.9 41f 0.13 6.9
B. cordata 95ª 1.9 7.1 79b 1.5 6.9 84ab 1.0 6.9 71d 0.22 6.8
C. ambrosioides 98ª 1.6 6.8 87ab 0.48 6.7 50d 0.03 6.5 0g 0 6.6
D. inoxia 94ª 1.3 6.9 98ª 3.1 6.6 92ab 2.9 6.6 88bcd 1.4 6.6
M. vulgare 98ª 1.6 6.9 89ab 0.33 6.7 79b 0.11 6.5 50ef 0.02 6.6
M. piperita 94ª 1.4 6.9 94ª 0.44 6.8 100ª 0.04 6.7 50ef 0.02 6.7
M. leucanta 98ª 2.2 7.1 91ab 1.46 6.8 82ab 0.59 6.7 60e 0.25 6.6
M. alba 94ª 6.6 6.9 90ab 6.7 6.8 88ab 1.5 6.7 90abc 0.99 6.6
Pinus sp 96ª 1.6 6.8 95ab 2.2 6.6 93ab 2.0 6.6 97abc 1.1 6.6
V. perymenioides 96ª 2.4 7.0 87ª 1.3 6.6 87ab 0.78 6.7 60e 0.23 6.7
M. esculenta 97ª 2.5 6.9 98ª 3.8 6.7 97ª 3.3 6.6 97abc 3.1 6.5
Y. schidigera* 60b 2.2 6.9 10c 0.13 6.7 5c 0.09 6.7 0g 0 6.6
Coef. de variación 2.3 4.2 4.9 4.9 a b c d e f g Distinta letra en la misma columna son diferentes (P< 0.05); [ ]: Concentración de protozoarios.* Contiene polietilenglicol y benzoato de sodio. A las 24 h, cuatro plantas presentaron MCD, la diferencia con la clasificación que se
realizó considerando la concentración total de protozoarios (cuadro 15) es que se suma
a esta lista la Y. schidigera. A las 48 h de incubación, cuatro plantas presentaron MCD:
B. vaccinioides, M. vulgare, M. leucanta y V. perymenioides y otras cuatro ACD: A.
mexicana, C. ambrosioides, M. piperita y Y. schidigera. Finalmente a las 72 h de
incubación se estableció una ACD en la fracción soluble en agua de cinco plantas: A.
mexicana, C. ambrosioides, M. vulgare, M. piperita y Y. schidigera. En comparación con
la clasificación realizada con base a la concentración total de protozoarios (cuadro 15),
la clasificación de MCD y ACD con base a la concentración de protozoarios viables es
más estricta. De acuerdo a estos resultados, se puede ver con más claridad el efecto
desfaunante de algunas de las plantas evaluadas. En caso de la Y. schidigera la
disminución en la viabilidad de los protozoarios fue más marcada (60, 10, 5 y 0% a las
0, 24, 48 y 72 h, respectivamente). Para la planta C. ambrosioides la disminución en la
viabilidad de protozoarios fue menos acelerada, hasta las 48 h se determinó una
disminución del 50% de viabilidad, pero a las 72 h no se detectó la presencia de
protozoarios viables en el medio. De acuerdo a los valores de pH estimados en las
diferentes horas de incubación, se estima que el pH de los medios (6.6 a 7.0), se
mantuvo valores dentro del rango óptimo (Hobson y Jouany, 1988), por lo que, la
disminución en el porcentaje de viabilidad en los diferentes tratamientos no se asoció
con efectos negativos del pH.
La capacidad desfaunante de las plantas evaluadas, se asocia a la presencia de
compuestos químicos tóxicos presentes de forma natural. Semarnap-Procymaf (2000)
indica, por ejemplo que la chicalota (A. mexicana) es una planta toxica para el ganado
por el contenido de alcaloides tóxicos como berberina, protopina, argemonima,
sanguinarina, dihydro-sanguinarina y celeriterina. En el epazote (C. ambrosioides) se
señala la presencia de compuestos antihelmínticos, antitripanosoma y amebicida
conocidos como monoterpentenos (ascaridole) y aceites esenciales, para la
hierbabuena (M. piperita) se reportan más de 100 compuestos químicos con amplia
variedad de efectos (antibacterial, antiviral, antifungal y vermífugo). Entre los
identificados se encuentran aceites esenciales como mentol, mentona, metil-esteres y
monoterpentenos (puleguna, piperitona, mentofurano y jasmona). En bacaris (B.
vaccinioides) se indica la presencia de taninos y en Verbesina (V. perymenioides) de
saponinas más taninos (Espinosa, 1999). Así también se ha observado que la fracción
soluble en agua de la Yuca (Y. schidigera) contiene una alta concentración de
saponinas, resveratrol (3,4,5 trihydroxistilbeno), fenoles, 3,3,5,5, tetrahidroxi-4-
metoxitilbeno y yucaols A y C. (Sen et al., 1998).
Efecto de la fracción insoluble de plantas sobre la concentración y
viabilidad de los protozoarios.
Se evaluó la fracción insoluble en agua, esperando encontrar en esta fracción
compuestos capaces de eliminar protozoarios ruminales, en el Cuadro 18 se presentan
algunos efectos sobre las concentraciones de protozoarios en cultivos in vitro a los
cuales se les adicionó la fracción insolubles en agua de algunas plantas que
presentaron efectos desfaunantes en la fracción soluble en agua (Cuadro 15 y 17).
Aunque se muestran diferencias estadísticas en la concentración de protozoarios
totales, las concentraciones observadas indican MCD en V. perymenioides, M leucanta
y Y. schidigera, ya que existió una reducción en la concentración de protozoarios de 104
a 103 mL-1 de medio de cultivo a partir de las 24 h de incubación. Solo la Y. schidigera**
(producto comercial que contiene polietilenglicol y benzoato de sodio), mostró ACD,
incluso la reducción en la concentración total de protozoarios por mL de medio fue más
notable llegando a 0 a las 72 h de incubación. El extracto insoluble en agua de la Y.
schidigera, se puede clasificar como MCD, ya que se observó reducción en la
concentración de protozoarios, lo que indica que la propiedad desfaunante de la yuca
se encuentra en la fracción insoluble en agua. Aunque varias plantas presentaron
capacidad desfaunante no es importante, se estima que su utilidad práctica o de campo
puede ser limitada, ya que, se requieren hasta 72 h para que se active el o los
compuestos tóxicos para los protozoarios. Dicho tiempo coincide con el tiempo máximo
promedio de permanencia de sólidos en rumen, por lo que a medida que se activan los
metabolitos tóxicos, también estarán saliendo del rumen.
Cuadro 18. Efecto in vitro sobre la concentración de protozoarios totales incubados con la fracción insoluble de diferentes plantas (104 mL-1).
Tratamiento Hora de incubación 0 24 48 72
Testigo (Avena sativa) 1.80b 1.80b 0.90bc 0.80b
Hibiscus rosa-sinesis 7.30a 6.70a 2.50a 1.90a
Verbesina perymenioides 2.40b 0.85bc 1.20b 0.85b
Montanoa leucanta 2.30b 0.52c 0.54c 0.61b
Yucca schidigera 1.20b 0.65c 0.39d 0.14c
Yucca schidigera** 1.30b 0.074d 0.014e 0cCoeficiente de variación 12.2 4.4 6.1 5.7 a b c d e Distinta letra en la misma columna son diferentes (P< 0.05). ** Producto que contiene polietilenglicol y benzoato de sodio (aplicado sin retirar la fracción soluble) Es importante destacar que la fracción insoluble de las plantas V. perymenioides, M.
leucanta, presentaron un efecto desfaunante similar al reportado en la fracción soluble
en agua (Cuadro 15 y 17) lo que indica que el compuesto tóxico es de estructura
bipolar. En cuanto a la proporción de protozoarios viables, no se determinaron efectos
negativos del pH, ya que mantuvo valores de 6.3 a 6.9 que no afectan la viabilidad de
los protozoarios (Hobson y Jouany, 1988) en el medio de cultivo (ver cuadro 19).
Aunque la Y. schidigera, presentó capacidad desfaunante se, estima que dicho efecto
puede estar influido por la presencia de polietilenglicol y benzoato de sodio en la harina
de esta planta. Sin embargo, Wang et al. (1998), evaluaron in vitro un extracto de
saponina proveniente de Y. schidigera (dosis de 0.5 mg mL-1 de medio de cultivo) y
reportaron que la concentración de protozoarios fue reducida drásticamente, aunque no
se logró una desfaunación total. En un trabajo similar Klita et al. (1996) evaluaron un
extracto de saponina de la alfalfa y reportaron que hubo una reducción lineal en la
concentración de ciliados de rumen 16.5 hasta 1.9 X104 protozoarios por mL de fluido
ruminal a medida que se aumentó la proporción del extracto en la dieta (0 a 4%). Por lo
anterior, es posible que la Y. schidigera tenga un efecto desfaunante debido a la
presencia de saponinas, sin embargo, es necesario que se realicen estudios con el
extracto soluble o insoluble en agua, que no tenga la presencia de polietilenglicol o
benzoato de sodio.
Cuadro 19. Porcentaje y concentración (104 mL-1) de protozoarios viables y pH en medios de cultivo adicionados con la fracción insoluble de las plantas evaluadas. Tratamiento Hora de incubación
0 24 48 72 % [ ] pH % [ ] pH % [ ] pH % [ ] pH
Testigo 98ª 1.76 6.9 98ab 1.76 6.6 95ª 0.86 6.6 97ª 0.78 6.5H. rosa-sinesis 95ª 6.9 6.8 87b 5.8 6.7 80b 2.0 6.6 95ª 1.8 6.6V. perymenioides 99ª 2.37 6.8 98ab 0.83 6.6 100ª 1.2 6.3 98ª 0.83 6.0M. leucanta 97ª 2.23 6.9 100ª 0.52 6.5 100ª 0.54 6.4 100ª 0.61 6.3Y. schidigera 75b 0.90 6.8 94ab 0.61 6.6 100ª 0.39 6.7 100ª 0.14 6.6Y. schidigera** 75b 0.98 6.8 0c 0 6.7 0c 0 6.6 0b 0 6.5Coef. de variación 5.4 3.9 3.9 3.2
a b c Distinta letra en la misma columna son diferentes (P< 0.05)); [ ]: Concentración de protozoarios; ** Producto tal cual que contiene polietilenglicol y benzoato de sodio (aplicado sin retirar la fracción soluble) En otros estudios se ha reportado capacidad desfaunante de plantas forrajeras y
leguminosas como Sesbania sesban (Newbold et al., 1997), V. perymenioides, M.
leucanta, B. cordata y B. vaccinioides (Espinosa, 1999), al adicionar 150 µL de un
extracto soluble de cada planta. En esta investigación también se encontró efecto
desfaunante para V. perymenioides, B. vaccinioides, M. leucanta y B. cordata al
adicionar una dosis similar de la fracción soluble en agua a los medios de cultivo. Sin
embargo la reducción en la concentración de protozoarios viables o totales fue de 103
mL-1 del medio de cultivo a las 72 h de incubación. Por lo que la capacidad desfaunante
de las plantas no es alta y se pueden clasificar como plantas con MCD.
Existen varios trabajos que han evaluado la capacidad desfaunante de leguminosas y
arbustivas forrajeras como: Sesbania sesban, Acacia angustissima, A. saligna,
Chamaecysticus palmensis, Leucaena pallida (Odenyo et al., 1997; Newbold et al.,
1997) Sapindus saponaria (Díaz et al., 1994), donde se adicionaron dichas plantas a
una dieta base para animales en sistemas de producción extensivo principalmente
como fuente de proteína. Los mismos autores reportan que no hay una eliminación total
de protozoarios ruminales, únicamente una reducción en la concentración, similar a lo
presentado en algunas plantas evaluadas en esta investigación, que aunque, no tienen
uso en producción animal, se ha demostrado su efecto tóxico en humanos (usados
como desparasitantes naturales). En este estudio, se observó que A. mexicana, C.
ambrosioides, M. vulgare, M. piperita y Y. schidigera presentaron alta capacidad
desfaunante (ACD) en los medios de cultivo con efectos considerables sobre la
viabilidad de los protozoarios en los diferentes períodos (0, 24, 48 y 72 h) de
incubación.
En este estudio se estimó que no todas las plantas tienen propiedades desfaunantes y
que la disminución en la concentración de protozoarios puede estar más relacionada
con la poca disponibilidad de nutrientes de las plantas. Es importante remarcar que
para clasificar con mayor veracidad la capacidad desfaunante in vitro de plantas, es
más recomendable hacer los conteos sobre la concentración de protozoarios viables
que sobre la concentración de protozoarios totales. Esta técnica ya ha sido utilizada
recientemente en algunas investigaciones donde han mantenido protozoarios viables
por más de un mes (Dehority, 1998; Fondevila y Dehority, 2001), con la diferencia de
que el medio utilizado en el presente estudio permitió mantener una concentración de
protozoarios que incluye tanto Entodinomorfos como Holotrícos.
Capacidad desfaunante in vitro e in vivo de fármacos antiprotozoarios
Efecto in vitro sobre la concentración y viabilidad de los protozoarios Como se mencionó en la sección de materiales y métodos se evaluaron 3 fármacos que
se utilizan como desparasitantes en humanos. En el cuadro 20 se presenta el efecto in
vitro sobre la concentración de protozoarios de la quinfamida, etofamida y secnidazol a
diferentes períodos de incubación (0, 24, 48 y 72 h), utilizando diferentes dosificaciones
de estos fármacos: 0.30 y 0.83 mg para quinfamida, y de 0.65 mg por tubo de 10 mL de
medio de cultivo para etofamida y secnidazol.
Cuadro 20. Efecto in vitro sobre la concentración de protozoarios totales incubados con diferentes fármacos antiprotozoarios (104 mL-1).
Tratamiento Hora de incubación 0 24 48 72
Testigo (A. sativa) 1.80ab 1.70bc 1.50b 0.88ab
Quinfamida 1 1.30b 1.30c 0.63c 0.30b
Quinfamida 2 1.10b 1.10cd 0.74c 0.45b
Etofamida 3 2.80a 2.90a 2.00b 1.30a
Secnidazol 6 2.90a 1.40e 0.018d 0.018cCoeficiente de variación 4.6 7.8 8.6 5.6 a b c d e Distinta letra en la misma columna son diferentes (P< 0.05); 1: 0.30 mg; 2: 0.83 mg; 3: 0.65 mg; 4.
Se encontraron diferencias estadísticas (P<0.05) con una disminución en la
concentración de protozoarios en los diferentes periodos de incubación (0, 24, 48 y 72
h). De acuerdo a los resultados, solamente el secnidazol presentó una ACD, ya que a
partir de las 48 h de incubación, redujo la concentración de protozoarios a 102 mL-1 de
medio de cultivo. Mientras que la quinfamida sólo disminuyó la concentración de
protozoarios totales de 103 mL-1 del medio de cultivo, por lo que se pueden clasificar
como fármaco con MCD. En la etofamida, no presento capacidad desfaunante en
ninguno de los periodos de incubación evaluados.
Al analizar los datos con base a la concentración de protozoarios viables (cuadro 21),
se confirmó que el secnidazol es un fármaco con ACD, pero además, se observó que el
efecto inicia desde las 24 h de incubación. En el mismo cuadro se puede observar que
el pH de los medios se mantuvo dentro del rango óptimo para el desarrollo de
protozoarios (Hobson y Jouany, 1988). Por lo tanto, la disminución en la concentración
de protozoarios no fue afectada por el pH de los medios.
Cuadro 21. Porcentaje y concentración (104 mL-1) de protozoarios viables y pH en medios de cultivo adicionados con fármacos antiprotozoarios.
Tratamiento Hora de incubación 0 24 48 72
% [ ] pH % [ ] pH % [ ] pH % [ ] pH Testigo 96ª 1.72 7.0 96ª 1.63 6.8 87ab 1.30 6.8 85ª 0.75 6.8
Quinfamida1 97ª 1.26 7.2 62c 0.81 7.2 52ed 0.33 7.2 60b 0.18 7.2
Quinfamida2 96ª 1.06 7.3 73b 0.80 7.1 42e 0.31 7.1 50b 0.23 7.2
Etofamida 3 95ª 2.70 6.9 96ª 2.78 6.5 89ª 1.78 6.5 91ª 1.18 6.5
Secnidazol4 92ª 2.66 6.9 0d 0 6.6 0f 0 6.5 0c 0 6.6CV 3.1 4.5 6.8 6.5
a b c d e f Distinta letra en la misma columna son diferentes (P< 0.05); 1: 0.30 mg; 2: 0.83 mg; 3: 0.65 mg; 4: 0.65 mg; [ ]: Concentración de protozoarios.
Aunque los fármacos utilizados en esta prueba, no son para uso en animales, la
investigación pretendía encontrar un producto con una capacidad de eliminar
protozoarios del rumen similar a la que se ha reportado para eliminar infecciones
parasitarias en humanos, principalmente amibiasis (Entamoeba histolytica), giardiasis
(Giardia lamblia) y triconomiasis (Tricomonas vaginalis) (Álvarez, 1994). Los resultados
indican que la efectividad de la quinfamida, etofamida contra protozoarios ruminales no
es importante y mucho menos se acerca a la efectividad que estos fármacos han
demostrado contra la enfermedades parasitarias en humanos, donde estos derivados
nitroimidazólicos de acción intestinal y luminar presentan una efectividad del 92 al 98%
con dosis de 1000 y 300 mg día-1 para la etofamida y quinfamida, respectivamente
(Aguilar, 1994). Sin embargo, el secnidazol, también pertenece a este grupo de
fármacos conocidos como nitroimidazoles. Es posible que la mejor respuesta obtenida
con el secnidazol, se deba en parte a que tiene una vida de 19 a 20 horas y mantiene
concentraciones séricas importantes por más de 72 h; además de que el fármaco tiene
una efectividad del 96 a 98% con una sola dosis, mientras que, en los otros fármacos
evaluados (etofamida y quinfamida) se recomienda mantener una dosis por 3 días para
lograr la misma efectividad (González, 1989; Aguilar, 1994).
Capacidad desfaunante in vitro del secnidazol
De acuerdo a la efectividad mostrada por el secnidazol para eliminar protozoarios
ruminales, se decidió estimar el tiempo en que empieza a actuar para disminuir la
concentración y viabilidad de los protozoarios; así, como la dosis mínima necesaria
(0.08125, 0.1625, 0.325 y 0.65 mg por 10 mL de medio de cultivo) para que se presente
una ACD.
Como se puede observar en el Cuadro 22, existe efecto del secnidazol a partir de las 3
h de incubación sobre el porcentaje de protozoarios viables de 37, 43, 1 y 1% para las
dosis de 0.08125, 0.1625, 0.325 y 0.65 mg por 10 mL de medio de cultivo
respectivamente, en comparación con el tratamiento testigo (94% de viabilidad). Sin
embargo, a medida que pasó el tiempo de incubación (48 a 72 h) con las dosis de
0.08125, 0.1625 y 0.325 mg de secnidazol, las concentraciones de protozoarios viables
fueron aumentando paulatinamente, sobre todo con la dosis de 0.08125 mg
recuperando una viabilidad del 72% que representa una concentración de 1.73X104 de
protozoarios vivos en el medio de cultivo. Este aumento sugiere tres posibilidades: 1)
que no hay efecto desfaunante severo del secnidazol a las dosis arriba indicada, 2) que
los protozoarios se volvieron resistentes al fármaco y 3) que la vida media del fármaco
es de solo 24 h.
Cuadro 22. Proporción y concentración (104) de protozoarios viables en medios de cultivo adicionados con diferentes dosis de secnidazol.
Tratamiento Hora de incubación 0 3 6 12 24 48
% [ ] % [ ] % [ ] % [ ] % [ ] % [ ] Testigo 99ª 5.94 94ª 6.01 94ª 6.01 97ª 6.21 96ª 6.4 90ª 2.52
Secnidazol(1) 96ª 5.85 37b 2.22 53b 2.49 80b 3.76 90ª 4.41 72b 1.73
Secnidazol(2) 96ª 5.47 43b 2.19 47b 2.30 60c 2.58 49b 1.91 65b 0.72
Secnidazol(3) 97ª 5.72 1c 0.05 10c 0.39 13d 0.39 20c 0.40 46c 0.92
Secnidazol(4) 97ª 5.43 1c 0.05 0d 0 0e 0 0d 0 0d 0 Coef. variación 2.9 5.6 5.4 7.8 9.8 9.5
a b c d e Distinta letra en la misma columna son diferentes (P< 0.05); (1): Dosis de 0.08125 mg; (2):0.1625 mg; (3):0.325 mg; (4):0.65 mg; [ ]: Concentración de protozoarios.
Mientras que la dosis de 0.65 mg, presentó una ACD y eliminó los protozoarios
ruminales a partir de las 3 h de incubación, causando una total desfaunación a partir de
las 6 h de incubación (ver cuadro 22). A partir de esta prueba se indica que el
secnidazol es un agente desfaunante de rápida acción, pero que, se requiere de una
dosis de 0.65 mg por 10 mL de medio de cultivo para que mantenga su efecto. La
efectividad del secnidazol para eliminar protozoarios del rumen, se encuentra
ampliamente relacionada con su efectividad bajo condiciones anaerobias (Levandowsky
y Hutner, 1980; Pascuzzo, 2002) reportaron que el modo de acción de los
nitroimidazoles (metronidazol, timidazol, ornidazol y secnidazol), sobre microorganismos
anaerobios es debido a la reducción del grupo nitro del fármaco por el microorganismo
y la consecuente producción de ferrodoxina, seguidas por reacciones de fosforilación
hasta que el compuesto nitro es completamente reducido, en este proceso de reducción
se producen compuestos intermediarios que alteran macromoléculas del protozoario, en
especial el ADN, inhibiendo la división por fisión binaria del protozoario.
En este estudio también se midió el pH en los medios de cultivo a diferentes horas. No
se determinaron variaciones importantes. El rango se encontró entre valores de 6.5 a
6.9 (ver cuadro 23) que son normales en el ambiente ruminal y que favorecen el
crecimiento de los microorganismo ruminales, por lo tanto no se considera que el pH de
los medios de cultivo estén relacionados con la disminución en la concentración y
viabilidad de los protozoarios determinada en cada tratamiento.
Cuadro 23. pH en medios de cultivo adicionados con secnidazol. tratamiento 0 3 6 12 24 48
pH pH pH pH pH pH Testigo 6.9 6.7 6.7 6.7 6.6 6.6
Secnidazol(1) 6.8 6.7 6.7 6.7 6.5 6.5
Secnidazol(2) 6.8 6.7 6.7 6.7 6.5 6.5
Secnidazol(3) 6.9 6.7 6.7 6.7 6.5 6.5 (1): Dosis de 0.1625 mg; (2):0.325 mg; (3):0.65 mg.
Efecto del secnidazol sobre la digestibilidad in vitro de sustratos
Con excepción de la pasta de soya se determinó una diferencia estadísticas (P<0.05)
en la digestibilidad a las 24 y 72 h de incubación para el maíz, y a las 72 h en la alfalfa y
rastrojo de maíz. En los tratamientos con (0.65 mg) o sin secnidazol. Se puede observar
en el Cuadro 24, que la digestibilidad fue mayor (P<0.05) en los tratamientos con el
agente desfaunante en los sustratos maíz, alfalfa y rastro de maíz, incluso en la pasta
de soya pero sin diferencias estadísticas en los diferentes tiempos de incubación. Los
resultados obtenidos indican que la desfaunación producida por el secnidazol, aumenta
la digestibilidad in vitro de la MS de ingredientes de uso común en el balanceo de
dietas. Dicho resultado es importante, debido que la mayoría de la literatura, indica
reducción en la digestibilidad de la materia seca y materia orgánica (ver cuadro 4) por
efecto de la desfaunación (Chaudhary y Srivastava, 1995; Ushida et al., 1986; Veira e
Iván, 1983), ó sin un efecto significativo (Cottle, 1988b; Rowe et al., 1985; Matsmuto et
al., 1994). Los datos de esta investigación coinciden con lo reportado por Luther et al.
(1966), y Kurar y Madhu (1990), quienes reportan una tendencia a incrementar la
digestibilidad de la MO y MS en animales desfaunados, pero sin diferencia estadística
significativa. Considerando que en los tratamientos con secnidazol, no existían
protozoarios, se atribuye el aumento en la degradación in vitro de los ingredientes
evaluados, a la actividad de las bacterias ruminales presentes en los medios de cultivo.
Cuadro 24. Efecto del secnidazol sobre la proporción de materia seca digestible (MSD) de maíz, alfalfa, soya y rastrojo de maíz.
Hora Tratamiento Maíz Alfalfa Soya R. Maíz
Ss* Cs* Ss Cs Ss Cs Ss Cs 0 0.63d 0.63d 0.27d 0.27d 1.35d 1.35d 0.93c 0.93c
24 16.83c 38.96b 18.12c 24.21bc 16.66c 18.31c 0.54c 0.92c
48 36.00b 41.02b 25.84bc 29.00b 35.90b 37.60b 30.85b 34.53ab
72 43.50b 53.70a 27.75b 38.01a 48.69ab 58.00a 32.85b 45.05a
a b c d Distinta letra en la hilera de cada sustrato son diferentes (P< 0.05); * Ss: Sin secnidazol; Cs: Con secnidazol (0.65 mg/10 mL de medio de cultivo)
Efecto del secnidazol sobre la concentración de bacterias totales y
celulolíticas
Como se puede observar en el Cuadro 25 a las 48 h de incubación no hay diferencias
estadísticas (P>0.05) significativas en cuanto a la concentración de bacterias totales y
celulolíticas para el grano de maíz y rastrojo de maíz, mientras que, para la alfalfa y la
pasta de soya la concentración de bacterias totales y celulolíticas respectivamente, fue
superior (P<0.05) en los tratamientos que se adicionó el secnidazol.
Cuadro 25. Efecto del secnidazol sobre la concentración de bacterias totales y celulolíticas a las 48 h de incubación en medios de cultivo con maíz, alfalfa, soya ó rastrojo de maíz (108).
Bacterias Tratamiento Maíz Alfalfa Soya R. Maíz
Ss* Cs* Ss Cs Ss Cs Ss Cs Totales 1100a 1100a 1.1b 75a 110a 140a 4.5a 15a
Celulolíticas 0.0014b 0.0014b 0.014c 0.014c 0.0002c 0.11b 1.1b 1.2b
a b c Distinta letra en la hilera de cada sustrato son diferentes (P< 0.05)* Ss: Sin secnidazol; Cs: Con secnidazol (0.65 mg/10 mL de medio de cultivo)
El incremento significativo (P<0.05) en la concentración de bacterias totales en los
medios con alfalfa mas secnidazol, con respecto al tratamiento sin secnidazol (7.5X109
contra 1.1X108 respectivamente), pueden explicar el aumento en la degradabilidad de la
MS de la alfalfa, aunque la concentración de bacterias celulolíticas (1.4X106) fue similar
para ambos tratamientos. Para el rastrojo de maíz también se observó aumento en la
concentración de bacterias totales en los medios que se adicionó secnidazol, con
respecto a los medios sin secnidazol (1.5X109 contra 4.5X108, respectivamente),
aunque la diferencia (P>0.05) no fue estadísticamente significativa. En general,
resultados obtenidos indican que el secnidazol tiene un efecto selectivo sobre
protozoarios ruminales, sin efecto secundario sobre las poblaciones de bacterias
ruminales, aunque, algunos autores han reportado que los nitroimidazoles como el
secnidazol, pueden afectar a bacterias anaerobias (Levandowsky y Hutner, 1980;
Pascuzzo, 2002). Todavía queda por explicar, a que se debe que haya aumentado la
degradación in vitro de la MS del rastrojo de maíz y el grano de maíz, sin que esté
involucrado un aumento en la concentración de bacterias totales o celulolíticas. Es
probable que las bacterias ruminales tengan una mayor eficiencia en la degradación
cuando no hay protozoarios en el medio, sin embargo esta posibilidad debe ser
evaluada en otro estudio.
Capacidad desfaunante in vivo del secnidazol
Inicialmente y considerando un volumen promedio de 7.7 l, se evaluó una dosis única
de secnidazol de 500 mg animal-1 similar a la utilizada en los estudios in vitro (0.65 mg
por 10 mL de medio de cultivo). Sin embargo, no se detectaron efectos en la
concentración de protozoarios en el rumen de los animales tratados con el fármaco.
Con base a estos resultados y después de realizar otras pruebas preliminares de
incremento en la dosis, se determinó que una dosis única de 2 g de secnidazol vía
ruminal tiene efecto desfaunante in situ, y equivale a aplicar 2.6 mg de secnidazol por
cada 10 mL de fluido ruminal.
En el cuadro 26 se presentan los resultados obtenidos con la dosis mencionada. La
concentración de protozoarios en rumen se estimó antes de dosificar a los animales y
posteriormente cada 24 h hasta que se reestableció la concentración de protozoarios
ruminales, con el objetivo de estimar la duración del efecto desfaunante del fármaco. A
partir de las 24 h después de tratar a los animales con secnidazol, se determinó una
disminución en la concentración de protozoarios equivalente al 98.53% de la
concentración de los animales del tratamiento testigo. El efecto desfaunante se
mantuvo hasta las 48 h después de la dosificación y posteriormente a las 72 y 96 h la
concentración de protozoarios comenzó a aumentar representando el 11 y 14%
respectivamente, de la concentración de protozoarios determinada en el rumen de los
animales del tratamiento testigo. A partir de las 120 h, la concentración de protozoarios
se igualó a la de los animales del tratamiento testigo. En promedio, se observó que el
pH ruminal de los animales tratados con secnidazol fue más elevado y con excepción
de la medición hecha a las 120 h post-tratamiento, la cual fue baja en los tratamientos
con o sin secnidazol. Sin embargo el valor promedio de pH ruminal del que presenta el
rumen de animales faunados y desfaunados cumplió con el mínimo requerido para una
máxima actividad de los microorganismos ruminales (Hobson y Jouany, 1988).
Cuadro 26. Capacidad desfaunante in vivo del secnidazol, concentración (104 mL-1) de protozoarios y proporción respecto al testigo
Tiempo (h) Tratamientos Sin secnidazol Con secnidazol*
Concentración pH Concentración % respecto al inicial pH0 28.0a 6.4 38.0a 135 6.3
24 17.0a 6.3 0.25b 1.47 6.7
48 17.0a 6.6 0.95b 5.59 6.9
72 17.0a 6.4 1.90b 11.18 6.8
96 18.0a 6.5 2.60b 14.44 6.7
120 8.6a 5.7 8.40a 97.67 6.0
168 7.3b 5.7 10.0a 136.99 6.2
Media 6.23 6.51 a b Distinta letra en la misma hilera son diferentes (P< 0.05); * 2000 mg de secnidazol por animal
Dado el mecanismo de acción del secnidazol (Levandowsky y Hutner 1980; Pascuzzo,
2002), se sugiere que la acción del fármaco es sobre trofozoitos, que son los que
pueden reproducirse y desarrollarse. Debido a que el secnidazol es un agente
antiamibiano luminal (trofozoitos del colon) y tisular (trofozoitos en la mucosa del colon
o de otros tejidos), seria importante evaluar si el secnidazol tienen efecto en otras
secciones del tubo digestivo. Aunque se estima que dada su rápida absorción de 19 a
20 h (Aguilar, 1994), la interacción con microorganismos intestinales puede ser mínima,
por lo que su efecto puede estar limitado al rumen. El corto período de acción
desfaunante del secnidazol (48 h post-tratamiento), puede deberse a varios factores
incluyendo: la rápida absorción tisular del producto, a su inactivación en rumen ó a su
salida en la fase líquida del contenido ruminal, todo lo anterior limita el contacto del
fármaco con los protozoarios del rumen; por tanto, se requiere de otros estudios que
permitan establecer la dosis ruminal adecuada para desfaunar y mantener el efecto por
un mayor tiempo, que además consideren posibles efectos no deseados en el animal,
ya que como mencionan Aguilar (1994) y Pascuzzo (2002), dosis elevadas del fármaco
pueden provocar toxicidad, causando diversos trastornos gastrointestinales, desde
irritación intestinal, reducción del consumo, náuseas, vómitos, oscurecimiento de la
orina, hasta padecimientos como mutagénesis y/o carcinogénesis.
Con la dosis de 2 g de secnidazol aplicada a los animales, no se detectó ningún signo
clínico como: salivación excesiva, temblores musculares, anoxia o dolor abdominal, que
indicara problemas en la salud de los animales tratados. Sin embargo es importante
evaluar su efecto por un mayor periodo de tiempo. En parte para evaluar si el
secnidazol mantiene su efecto con dosis continúas por ejemplo cada 48 a 72 h y no
menos importante, para evaluar los efectos en la productividad y salud de los animales
tratados. Comparado con otros tratamientos químicos desfaunantes el secnidazol
presentó una mayor eficiencia que el reportado con sulfosuccinato dioctil de sodio
(Chaudhary y Srivastava, 1995), con nonil fenol etoxilato (Bird et al., 1979) o con lauril
dietoxilato sulfato de sodio (Bird y Leng, 1984), en donde este último incluso produjo la
muerte de los animales tratados.
CONCLUSIONES
Los resultados obtenidos, bajo las condiciones experimentales de este estudio, permite
concluir que:
1) Es posible mantener una alta concentración y viabilidad de protozoarios ciliados del
rumen por 72 h, utilizando un medio de cultivo anaerobio adicionado con la fracción
soluble en agua de la avena.
2) Las plantas evaluadas tienen diferente capacidad desfaunante, la fracción soluble de
A. mexicana, B. vaccinioides, C. ambrosioides, M. vulgare, M. piperita, V.
perymenioides, Y. schidigera, y la fracción insoluble de Y. schidigera y M. leucanta
presentaron alta capacidad desfaunantes en los cultivos in vitro a partir de las 48 o 72 h
de incubación, con reducción en la proporción y concentración de protozoarios viables
respecto al tratamiento testigo.
3) La fracción soluble en agua de las plantas B. cordata, M. leucanta, M. alba, e
insoluble de B. vaccinioides, V perymenioides presentaron una mediana capacidad
desfaunante a las 48 y 72 h de incubación con reducciones en la concentración y
viabilidad de los protozoarios, sin llegar a un efecto desfaunante importante en los
medios de cultivo.
4) De los fármacos evaluados in vitro únicamente el secnidazol tuvo una alta capacidad
desfaunante, a dosis de 0.65 mg en 10 mL de medio de cultivo Sin encontrarse efectos
negativos en las concentraciones de bacterias totales y celulolíticas.
5) En los tratamientos con secnidazol en medio de cultivo anaerobio se observó mayor
digestibilidad in vitro de la MS y MO con los sustratos maíz, alfalfa y rastrojo de maíz a
las 72 h de incubación, con excepción de la pasta de soya.
7) El secnidazol a una dosis única de 2 g por animal, mostró una importante acción
desfaunante a las 24 y 48 h de aplicado el fármaco, con una reducción en las
concentraciones de protozoarios del 1.47 a 5.59% con respecto a la determinada en los
animales del tratamiento testigo. A las 72 y 96 horas de aplicado el secnidazol todavía
se detecta una baja concentración de protozoarios en el rumen de animales tratados.
8) Se requieren otros estudios que permitan determinar la dosis adecuada para
mantener el efecto desfaunante por mayor tiempo, aunado a una prueba que permita
estimar posibles efectos no deseados en la salud de los animales tratados.
LITERATURA CITADA
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