tesis de grado ingeniero forestal -...
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UNIVERSIDAD TÉCNICA ESTATAL DE QUEVEDO
FACULTAD DE CIENCIAS AMBIENTALES
CARRERA DE INGENIERÍA FORESTAL
TESIS DE GRADO
PREVIO A LA OBTENCIÓN DEL TÍTULO DE
INGENIERO FORESTAL
TEMA:
Efecto de la inoculación de hongos micorrízicos arbusculares
en plantas de Ochroma pyramidale (balsa), en fase de vivero.
AUTOR:
Wilter Guillermo Enríquez Montes
DIRECTOR DE TESIS:
Ing. M.Sc. Mercedes Carranza Patiño
QUEVEDO – LOS RÍOS – ECUADOR
2013
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DECLARACIÓN DE AUTORÍA Y CESIÓN DE DERECHOS
Yo, Wilter Guillermo Enríquez Montes, declaro que el trabajo aquí descrito es de mi
autoría; que no ha sido previamente presentado para ningún grado o calificación
profesional; y, que he consultado las referencias bibliográficas que se incluyen en este
documento.
La Universidad Técnica Estatal de Quevedo, puede hacer uso de los derechos
correspondientes a este trabajo, según lo establecido por la Ley de Propiedad Intelectual,
por su Reglamento y por la normatividad institucional vigente.
Wilter Guillermo Enríquez Montes
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CERTIFICACIÓN
La suscrita Ing. M.Sc. Mercedes Carranza Patiño, Docente de la Universidad Técnica
Estatal de Quevedo, certifica que el egresado Wilter Guillermo Enríquez Montes realizó
la tesis de grado previo a la obtención del título INGENIERO FORESTAL titulada “Efecto
de la inoculación de hongos micorrízicos arbusculares en plantas de Ochroma
pyramidale (balsa), en fase de vivero.”, bajo mi dirección, habiendo cumplido con todas
las disposiciones reglamentarias establecidas para el efecto.
Ing. M.Sc. Mercedes Carranza Patiño
DIRECTORA DE TESIS
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UNIVERSIDAD TÉCNICA ESTATAL DE QUEVEDO
FACULTAD DE CIENCIAS AMBIENTALES
CARRERA DE INGENIERÍA FORESTAL
TEMA:
“Efecto de la inoculación de hongos micorrízicos arbusculares en plantas de
Ochroma pyramidale (balsa), en fase de vivero.”
TESIS DE GRADO
Presentada al Honorable Comité Técnico Académico de la Facultad de Ciencias
Ambientales como requisito previo para la obtención del título de:
INGENIERO FORESTAL
INTEGRANTES DEL TRIBUNAL
Ing. M.Sc.………….……………………..
PRESIDENTE DEL TRIBUNAL
Ing. M.Sc. …………………………………
MIEMBRO DEL TRIBUNAL
Ing. M.Sc.…………………………………
MIEMBRO DEL TRIBUNAL
Ing. M.Sc. Mercedes Carranza Patiño
DIRECTOR DE TESIS
QUEVEDO – LOS RÍOS – ECUADOR
2013
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DEDICATORIA
A mi madre Kertty Robertina Montes Rivera por su apoyo y
dedicación en cada etapa de mi vida.
A mi abuela +Blanca Nieves Rivera Solórzano que con su
amor sacrificio y buena voluntad supo guiarme por el camino
del bien en épocas difíciles,
A mi amada esposa Isaura Carolina Méndez Mieles que es la
persona que me brindo todo su apoyo, por su paciencia y
dedicación en estos últimos años de vida universitaria.
A mis hijos Milena, Wilter, Yivanna, Jostyn, que son los que
me dan fuerza para seguir adelante y ser mejor cada día,
enseñarles con buenos ejemplos para que puedan alcanzar
sus metas propuestas.
Y a todas las personas que hicieron posible que me supere
profesionalmente brindándome sus conocimientos y
experiencias personales.
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AGRADECIMIENTOS
El autor deja constancia de su agradecimiento a la institución
y en especial a las siguientes personas.
A la Universidad Técnica Estatal de Quevedo, A la Facultad
de Ciencias Ambientales, A la escuela de Ingeniería
Forestal, y a los docentes quienes me brindaron sus
conocimientos para formarme académicamente.
Al Ing. M.Sc. Gary Ramírez Huila, Decano de la Facultad de
Ciencias Ambientales.
A la Ing. M.Sc. Francisca Contreras Mosquera Subdecana
de la Facultad de Ciencias Ambientales
Al Ing. M.Sc. Elías Cuasquer Fuel, Director de Escuela de
Ingeniería Forestal.
A la Ing. M.Sc. Mercedes Carranza Patiño Directora de
Tesis.
Al Ing. For. Oscar Prieto Benavides, integrante del
Laboratorio de Biotecnología.
A todas las personas que de una u otra manera han
colaborado para la culminación exitosa de la investigación
desarrollada.
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RESUMEN EJECUTIVO
Se instauró un ensayo para determinar cuál era el efecto de la inoculación con hongos
micorrízicos arbusculares en plantas de Ochroma pyramidale (balsa) en fase de vivero. El
experimento se llevó a cabo utilizando como sustrato un suelo bajo de nutrientes y
utilizando cuatro (4) tratamientos que estuvieron constituidos de la siguiente manera
Tratamiento 1: consorcio micorrízico del género Glomus spp., Tratamiento 2: Acaulospora
spp., Tratamiento 3: Scutellospora spp. y finalmente el Tratamiento 4: que no llevó inóculo
de hongo formador de micorriza arbuscular, es decir el testigo. Las plantas estuvieron en
condiciones controladas de invernadero y fueron regadas con agua destilada estéril cada
72 horas hasta el momento de la evaluación realizada a los 90 días. Finalmente se
tomaron en consideración las siguientes variables dasómetricas: Altura de planta, peso
húmedo y seco del área foliar, peso húmedo y seco del sistema radicular, largo total de
raíz por planta, longitud de raíz por volumen de suelo, número de esporas por cada 100
gramos suelo húmedo, porcentaje de colonización micorrízica y porcentaje de pelos
radicales. Al realizar las evaluaciones se obtuvieron como resultados que los mejores
tratamientos para la mayoría de las variables estudiadas fueron los que contenían
inóculos de hongos micorrízicos arbusculares y principalmente las plantas que fueron
inoculadas con el consorcio micorrízico Glomus spp. en comparación con el tratamiento
testigo.
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EXECUTIVE SUMMARY
Trial was to determine the effect of inoculation with arbuscular mycorrhizal fungi in plants
Ochroma pyramidale (balsa) under nursery was established. The experiment was carried
out using as a substrate a low floor of nutrients and using four (4) treatments were
comprised as follows: Treatment 1 Mycorrhizal consortium of the genus Glomus spp.,
Treatment 2 Acaulospora spp., Treatment 3: Scutellospora spp. and finally Treatment 4:
not carried forming inoculum arbuscular mycorrhizal fungi, ie the control. The plants were
under controlled greenhouse conditions and were irrigated with sterile distilled water every
72 hours until the evaluation performed 90 days. Finally dasometric the following variables
were considered: Plant height, wet and dry weight of leaf area, wet and dry weight of root,
total root length per plant, root length per volume of soil system, number of spores per 100
grams moist soil, mycorrhizal colonization percentage and percentage of root hairs. When
assessments were obtained as results the best treatments for most of the variables
studied were those containing inocula of arbuscular mycorrhizal fungi and especially the
plants that were inoculated with the consortium mycorrhizal Glomus spp. compared to the
control treatment.
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ÍNDICE DE CONTENIDOS
Pág. PORTADA i DECLARACIÓN DE AUTORÍA Y CESIÓN DE DERECHOS DE AUTOR ii CERTIFICACIÓN DEL DIRECTOR iii TRIBUNAL DE TESIS iv DEDICATORIA v AGRADECIMIENTOS vi RESUMEN EJECUTIVO vii EXECUTIVE SUMMARY viii ÍNDICE DE CONTENIDOS ix ÍNDICE DE CUADROS xii ÍNDICE DE FIGURAS xii CAPITULO I MARCO CONTEXTUAL DE LA INVESTIGACIÓN 1.1. INTRODUCCIÓN 2 1.2. OBJETIVOS 4 1.2.1. Objetivo general 4 1.2.2. Objetivos específicos 4 1.3. HIPÓTESIS 4 CAPITULO II MARCO TEORICO 2.1. FUNDAMENTACIÓN TEÓRICA 6 2.1.1. Características generales de la especie en estudio 6 2.1.1.1. Taxonomía 6 2.1.1.2. Descripción botánica 7
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2.1.1.3. Hábitat 8 2.1.1.4. Área de distribución natural 9 2.1.1.5. Usos de la madera 9 2.1.2. Micorrizas 10 2.1.2.1. Clasificación de las micorrizas 15 2.1.2.2. Infectividad de la micorriza arbuscular 15
CAPITULO III METODOLOGÍA DE LA INVESTIGACIÓN
3.1. MATERIALES Y MÉTODOS 20 3.1.1. Ubicación del área de estudio 20 3.1.2. Materiales de oficina 20 3.1.3. Materiales de campo 20 3.1.4. Reactivos 21 3.1.5. Equipos 21 3.2. METODOLOGÍA 21 3.2.1. Campo 21 3.2.2. Laboratorio 22 3.3. TRATAMIENTOS Y DISEÑO EXPERIMENTAL 25 3.3.1. Tratamientos 25 3.3.2. Diseño Experimental (comparación entre medias) 25 3.3.3. Modelo Matemático 26 3.3.4. Análisis estadístico 26 3.3.5. Variables evaluadas 26
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CAPITULO IV RESULTADOS Y DISCUSIÓN
4.1. RESULTADOS 30 4.1.1. Población de esporas de hongos MA 30 4.1.2. Densidad de colonización micorrízica en raíces de Ochroma
pyramidale (balsa) 31
4.1.3 Variables dasómetricas evaluadas en plantas de balsa a nivel de
vivero 32
4.1.3.1. Altura de Plantas 32 4.1.3.2. Peso Húmedo del sistema foliar de plantas de balsa 33 4.1.3.3. Peso Seco del sistema foliar de plantas de balsa 34 4.1.3.4. Peso Húmedo del sistema radicular de plantas de balsa 35 4.1.3.5. Peso Seco del sistema radicular de plantas de balsa 36 4.1.3.6. Longitud radical por planta 37 4.1.3.7. Longitud de raíz por volumen de suelo (RLv) 38 4.1.3.8. Porcentaje de pelos radicales en plantas de balsa 39 4.2. DISCUSIÓN 40
CAPITULO V CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES
5.1. CONCLUSIONES 45 5.2. RECOMENDACIONES 45
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CAPÍTULO VI CITAS BIBLIOGRÁFICAS
BIBLIOGRAFIA 48
INDICE DE CUADROS
Cuadro 1. Esquema del análisis de la varianza para el diseño experimental.
UTEQ, 2013 25
Cuadro 2. Población de esporas de hongos MA aisladas por cada 100
gramos de suelo húmedo (gsh-1), a los 90 días después de las inoculaciones en cuatro tipos de tamices con diferente apertura de malla 500, 425, 90 y 25 µm, utilizando plantas de balsa, UTEQ 2013.
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INDICE DE FIGURAS
Figura 1. Porcentaje de densidad de colonización micorrízica en raíces de
balsa. Los valores representan la media de 150 raicillas evaluadas, con barras de desviación estándar, UTEQ 2013.
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Figura 2. Altura de plantas de balsa usando cuatro tratamientos a los 90
días después de las inoculaciones con hongos MA. Los valores representan la media de diez repeticiones con barras de desviación estándar. Medias seguidas por la misma letra no presentan diferencias estadísticas significativas (P ≤ 0,05), UTEQ 2013.
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Figura 3. Peso húmedo del sistema foliar de plantas de balsa usando
cuatro tratamientos a los 90 días después de las inoculaciones. Los valores representan la media de diez repeticiones, con barras de desviación estándar. Medias seguidas por la misma letra no presentan diferencias estadísticas significativas (P ≤ 0,05), UTEQ 2013.
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Figura 4. Peso seco del sistema foliar de plantas de balsa usando cuatro
tratamientos a los 90 días después de las inoculaciones. Los valores representan la media de diez repeticiones, con barras de desviación estándar. Medias seguidas por la misma letra no presentan diferencias estadísticas significativas (P ≤ 0,05), UTEQ 2013.
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Figura 5. Peso húmedo del sistema radicular de plantas de balsa usando
cuatro tratamientos a los 90 días después de las inoculaciones. Los valores representan la media de diez repeticiones, con barras
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de desviación estándar. Medias seguidas por la misma letra no presentan diferencias estadísticas significativas (P ≤ 0,05), UTEQ 2013.
Figura 6. Peso seco del sistema radicular de plantas de balsa usando
cuatro tratamientos a los 90 días después de las inoculaciones. Los valores representan la media de diez repeticiones, con barras de desviación estándar. Medias seguidas por la misma letra no presentan diferencias estadísticas significativas (P ≤ 0,05), UTEQ 2013.
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Figura 7. Longitud radical de plantas de balsa usando cuatro tratamientos a
los 90 días después de las inoculaciones. Los valores representan la media de diez repeticiones, con barras de desviación estándar. Medias seguidas por la misma letra no presentan diferencias estadísticas significativas (P ≤ 0,05), UTEQ 2013.
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Figura 8. Longitud total de raíz por volumen de suelo (RLv) en plantas de
balsa usando cuatro tratamientos a los 90 días después de las inoculaciones. Los valores representan la media de cinco repeticiones, con barras de desviación estándar. Medias seguidas por la misma letra no presentan diferencias estadísticas significativas (P ≤ 0,05), UTEQ 2013.
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Figura 9. Porcentaje de pelos radicales en plantas de balsa usando cuatro
tratamientos a los 90 días después de las inoculaciones. Los valores representan la media de diez repeticiones, con barras de desviación estándar. Medias seguidas por la misma letra no presentan diferencias estadísticas significativas (P ≤ 0,05), UTEQ 2013.
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CAPÍTULO I
MARCO CONTEXTUAL DE LA
INVESTIGACIÓN
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1.1. INTRODUCCIÓN
El interés en el estudio de los hongos formadores de micorrizas, según Sánchez
(1999), data desde el siglo XVIII y reseña que M. Janse nota la presencia de
micorrizas arbusculares en café en 1897. Por su parte, Cuenca et al. (2000),
menciona que el interés por las micorrizas se deriva principalmente porque los
hongos micorrízicos son capaces de varias funciones: a) son órganos de
captación de nutrimentos, b) afectan la fisiología de la planta, c) pueden ser
manipulados para mejorar la productividad vegetal, mientras que Mejías y
Palencia (2005), señalan que de la asociación simbiótica planta-hongo micorrízico,
las plantas obtienen mayor eficiencia en la absorción de nutrimentos, se promueve
el crecimiento foliar e intensifica la tasa fotosintética además fortalece las
condiciones propias de la planta para tolerar el estrés hídrico.
En este sentido, Toro y Herrera (1987); Sieverding y Barea, (1991); Guerrero et al.
(1995); Cuenca et al. (2000); Cuenca y Meneses (1996), entre otros, coinciden en
que los principales beneficios que recibe una planta colonizada por HMA son: a)
mejoran el enraizamiento, establecimiento y crecimiento de la planta,
principalmente en suelos con bajos contenidos de nutrimentos, b) incrementa la
captación de iones, c) mayor capacidad de absorción de nutrientes pocos móviles
del suelo: fósforo, zinc, cobre, d) mayor capacidad de absorción de agua y
tolerancia a la sequía, e) protección contra patógenos de la raíz, entre otros.
Guerrero et al. (1995), menciona que los beneficios de los HMA no deben
restringirse al ámbito de la productividad vegetal inmediata, sino que deben
considerarse los beneficios ambientales, tales como el control de la erosión o la
regeneración de la cobertura vegetal en suelos degradados, siendo enfáticos al
señalar que dentro de la concepción de desarrollo sustentable, los hongos
micorrízicos constituyen un factor de obligatorio manejo, puesto que no solamente
afecta positivamente la productividad vegetal, sino que también producen
beneficios ambientales en términos de un uso más racional de los fertilizantes y
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plaguicidas y de una mayor agregación del suelo a través del micelio extra radical
que se extiende en el suelo.
El Ecuador ha planteado implementar y ejecutar un plan nacional de forestación y
reforestación que contempla plantaciones para la protección y conservación de
sistemas agroforestales y plantaciones comerciales e industriales con el fin de
convertir al Ecuador en una potencia forestal. Una de las especies seleccionadas:
Ochroma pyramidale, nativa de la región, tienen un alto uso y valor comercial, es
de crecimiento rápido y el objetivo del programa es utilizar material genético de
origen certificado, que garantice la calidad de los productos maderables y certificar
la propagación con grado de calidad genética comprobado (Cevallos y Víctores-
Pérez, 2009).
El árbol de Balsa (Ochroma pyramidale) crece de forma natural en nuestro país
desde la provincia del Oro hasta la provincia del Carchi, y cultivos planeados en
las provincias de los Ríos, Manabí y Esmeraldas. La especie se ha cultivado con
menor éxito en localidades que tienen un clima similar al del Ecuador;
plantaciones de la India, Malasia, Vietnam, Borneo, Islas Salomón, Filipinas y
Nueva Guinea (Madepron, 2011).
La producción de madera en volumen para la balsa a una edad temprana o
cosechable en rodales puros en Ecuador es de 17 a 30 m3/ha/año, para hacer una
comparación con las plantaciones experimentales en Malasia que han crecido de
manera un poco más lenta 10 m3/ha/año o menos (Madepron, 2011).
Ecuador es actualmente el principal exportador de Balsa, con 80 – 90% del
volumen exportado, actualmente existen entre bosques naturales y reforestados
más de 20 mil hectáreas de plantaciones, en nuestro país la mayoría de las
plantaciones de Balsa se encuentran en la cuenca del río Guayas, de donde se
obtiene el 95 % de la cosecha mundial, a partir de las cuales ha generado
exportaciones a cerca de 45 países (Obregón, 2005).
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1.2. OBJETIVOS
1.2.1. Objetivo general
Analizar el efecto de la inoculación de hongos micorrízicos arbusculares en
plantas de Ochroma pyramidale (Balsa) en fase de vivero.
1.2.2. Objetivos específicos
Cuantificar el número de esporas existentes en las plantas de Ochroma
pyramidale (balsa) después de inocularlas con hongos micorrízicos
arbusculares.
Evaluar la infectividad micorrízica en raíces de Ochroma pyramidale (balsa)
en fase de vivero.
Determinar el crecimiento de las variables dasómetricas de las plantas de
Ochroma pyramidale (balsa).
1.3. HIPÓTESIS
La inoculación con hongos micorrízicos arbusculares estimulan a las plantas de
balsa a desarrollarse de mejor manera que las plantas no inoculadas.
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CAPÍTULO II
MARCO TEÓRICO
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2.1. FUNDAMENTACIÓN TEÓRICA
2.1.1. Características generales de la especie en estudio
2.1.1.1. Taxonomía
El árbol de Balsa Ochroma piramidale pertenece a la familia Bombacaceae, a
pesar de que su amplia distribución y cierto grado de variación llevó a los
botánicos a proponer varias especies y variedades de Ochroma, el género se
considera ahora como monotípico. Entre los sinónimos botánicos de Ochroma
pyramidale se encuentran: O. piramidale Sw., O. piramidale var., O. obtusa Rawl.,
O. tomentosa Willd., O. bicolor Rowlee, O. boliviana Rowlee, O. grandiflora
Rowlee, O. piramidale var. bicolor, O. limonensis Rowlee, O. peruviana Sohnst., O.
velutina Rowlee (Whitmore y Wooh-Khoon, 1983).
Los nombres comunes: Balsa, Balso real, Tucumo, Ceiba de lana, Lano, Palo de
balsa, Menudito, Balso de lana (Colombia); Topa, Huampo (Perú); Lano, Palo de
lana, Tacarigua (Venezuela); Tami (Bolivia); Pau de balsa (Brasil); Enea, Pin uru,
Piu, Pung, Nisperillo (Costa rica.); Balsa Wood, Guano (Estados Unidos de
Norteamérica.); algodón (Salvador.); Lanilla, Tambor, Puh (Guatemala); Guano
(Honduras.); Corkwood (Puerto rico.);Gatillo, Polak (Nicaragua); Gonote real,
Maho, Mo-ma-ah (México.); Bois flot(Jamaica.); Puero (Panamá.) (Whitmore y
Wooh-Khoon, 1983).
La Balsa está incluida en la siguiente clasificación taxonómica:
Nombre: Ochroma pyramidale
Género: Ochroma
Familia: Bombacaceae
Orden: Malvales
Clase: Magnoliopsida
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División: Phylum: Magnoliophyta
Reino: Plantae
2.1.1.2. Descripción botánica
Es una especie pionera de crecimiento extremadamente rápido, tan rápido es el
crecimiento que puede llegar a 30 metros de altura en tan sólo 10 años. Su
nombre común es Balsa, las hojas son grandes, acorazonadas. Algo vistoso en
ésta especie son las grandes flores blancas o cremas en forma de copa que
pueden ser de hasta 11 cm. de largo. El fruto es una cápsula alargada de hasta 25
cm. con el interior lanoso. Las semillas son numerosas envueltas en pelos largos
que forman el algodón que se conoce como kapok.
Las semillas son transportadas por el viento a grandes distancias.
Sorpresivamente, los árboles de balsa dan flores y frutos con tan sólo 3 ó 4 años
de edad. Este fenómeno se debe a que la especie es de longevidad corta,
llegando a vivir hasta 40 años aproximadamente. El árbol de balsa es de mucha
importancia tanto ecológica como comercialmente. En el primer caso el nutritivo
néctar de las flores sirve de alimento a muchas especies como pequeños
mamíferos, aves e insectos. Interesante es la polinización de esta especie, que se
pensaba era exclusiva de los murciélagos. Para ello las flores se abren durante la
noche y producen entre todas más de un litro de néctar, que atraen a estos
mamíferos, se llenan la cara de polen y lo transportaran a otros individuos de
balso más cercanos. Resulta que las flores producen mucho néctar en los tubos
florales de los cuales se alimenta los monos cariblancos, zarigüeyas, murciélagos,
aves como los caciques y colibríes, insectos como las abejas. Las fibras del kapok
son usadas por colibríes para hacer sus nidos. En la importancia industrial destaca
el material algodonoso que es usado para fabricar almohadas, flotadores y
salvavidas. En proyectos de reforestación es ideal para recuperar suelos
degradados (Francis, 2002). Las hojas de la Balsa están dispuestas en espiral,
simples; láminas de 13 por 13 a 35 por 35 cm, grandes, casi redondas,
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acorazonadas, margen entero o repando; nervios principales 7 a 9, muy
prominentes en el envés, pecíolo café rojo (Francis, 2002).
El Tronco es recto y cilíndrico, con raíces tubulares pequeñas (contrafuertes) en
los troncos grandes. Posee pocas ramas gruesas ascendentes, extendidas y
distanciadas. La corteza externa es lisa con algunas cicatrices lineares
protuberantes, pardo grisácea, con lenticelas pequeñas, suberificadas y
protuberantes. La corteza interna es de color crema amarillento a rosado,
cambiando a pardo rosado, fibrosa. Grosor total: 8 a 12 mm. Los frutos son
cápsulas de 15 a 25 cm de largo por 3 a 5 cm de ancho, verdosos semileñosos,
negros cuando maduran, alargados, con 8 a 10 costillas longitudinales
prominentes, muestran ranuras y están divididas en 5 partes; contienen de 500 a
800 semillas, las semillas son elongadas muy pequeñas, de 2,5 a 4 mm. de largo
por 1 a 1,5 mm. de ancho, presentan un extremo acuminado, son muy ligeras,
morenas, opacas, rodeadas por un abundante vello sedoso de color café
amarillento (Francis, 2002).
La forma del árbol es perennifolio, de 15 a 30 m (hasta 35 m) de altura, con un
diámetro a la altura del pecho de 20 a 40 cm (hasta 60 cm), la copa ancha,
abierta, redondeada o irregular. Florece en Noviembre, Diciembre a Marzo, los
frutos maduran de Marzo a Junio (Francis, 2002).
2.1.1.3. Hábitat
Se desarrolla en laderas y en sitios abiertos, claros de bosques y orilla de
caminos. La especie tiene su mejor crecimiento en suelos aluviales a lo largo de
ríos y es aquí en donde se le encuentra con mayor frecuencia. Se le encuentra en
zonas de litoral húmedo. Especie indicadora de climas húmedos. En su hábitat
natural la temperatura máxima es de 27 ºC y la mínima de 22 ºC, precipitación
anual de 1,300 mm aproximadamente (Beihefle, 1990).
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La balsa demanda una rica provisión de nutrientes y un suelo bien drenado, se
reporta que los árboles de balsa mueren con facilidad debido a las inundaciones.
La balsa coloniza suelos arcillosos, margosos y limosos. Prospera en terrenos
apropiados, no muy profundos; en suelos derivados de materiales calizos,
metamórficos e ígneos, pero no tolera los suelos de alta salinidad. Se desarrolla
muy bien en suelos que han sido sometidos a quemas. Entre los sitios
frecuentemente colonizados se encuentran los aluviones nuevos, relleno de
construcción, siembras abandonadas, áreas llanas como en pendientes
escarpadas, áreas severamente quemadas, áreas de corta total y claros causados
por la caída de árboles (Beihefle, 1990).
2.1.1.4. Área de distribución natural
El área de distribución natural de la balsa se extiende desde el sur de México
hasta Bolivia, hacia el este a través de la mayor parte de Venezuela, y a través de
las Antillas. Los extremos latitudinales son 22° N hasta alrededor de 15° S
(Francis, 2002).
2.1.1.5. Usos de la madera
El duramen de la balsa es de color marrón claro ó marrón rojizo y la albura que
provee la mayor parte de la madera comercial es de color blanco a moreno claro.
La madera de la balsa es de una textura de mediana a gruesa, lustrosa, de fibra
recta y sin anillos anuales (Francis, 2002).
La madera de balsa se seca rápidamente. El secado al horno, en particular con
provisiones de mayor grosor, rinde un producto mucho mejor que el secado al aire.
La madera de balsa tiene un 92 por ciento de aire en espacios y tiene una
conductividad termal muy baja (Francis, 2002). A pesar de poseer fibras cortas al
igual que la mayoría de otras especies de madera dura, la madera de balsa se ha
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usado de manera limitada para la producción de pulpa y papel. En muchos de sus
usos tradicionales, tal como boyas para la pesca y salvavidas (Beihefle, 1990).
La madera de balsa tiene un contenido de lignina relativamente bajo (26,5 %). Se
usa también como material aislante masivo y libre de fuerzas electrostáticas en
barcos para transporte criogénico (Beihefle, 1990). Es posible que el hecho de que
es un material orgánico que no contamina el medio ambiente ayude a mantener la
demanda en el futuro. La balsa se cultiva a veces como una planta ornamental
debido a sus grandes hojas y flores. La balsa se usa a menudo como una especie
índice en investigaciones de las propiedades físicas de maderas y su
susceptibilidad a la pudrición y los insectos (Francis, 2002).
2.1.2. micorrizas
El patólogo forestal alemán Frank “inventó” en 1885 el término micorriza,
proveniente del griego cuyo significado es: rrhiza raíz y mico fúngico (León, 2006).
Fitter y Moyerso en (1996) citados por Gosling et al., (2006) han dado una breve
definición de micorriza: interacción biotrófica no-patogénica sostenible entre el
hongo y la raíz de la planta‖, pero aunque con mérito, este concepto no enfatiza la
importancia de las fases intra y extraradical del hongo. Harley y Smith citados por
Makoi y Ndakidemi (2009) definen como: relación simbiótica no patogénica entre
las raíces de la planta y las hifas del hongo con una conexión fúngica entre el
suelo y el sistema radical, donde el huésped recibe nutrientes vía micelio
extraradical fúngico (micotrofismo) y el hongo heterotrófico recibe a cambio
carbono fotosintético de la planta (Schultz, 2001).
La micorriza es una relación que genera un beneficio de carácter biotecnológico,
que se originó con el nacimiento de la microbiología de suelos, y su uso y
desarrollo mejora el sistema de uso de tierras (Salami y Osonubi, 2002). Dentro
del campo de la agricultura, las micorrizas arbusculares pertenecientes al Phylum
Glomeromycota (Schultz, 2001) son las más importantes, pues son capaces de
24
asociarse con más del 80% de familias vegetales (Gosling et al., 2006). En la
actualidad existen cuatro órdenes, siete familias y ocho géneros reconocidos pero
más de 150 especies de hongos micorrízicos.
Estos hongos no pueden crecer sin la presencia de las raíces de plantas vivas;
debido a que son dependientes de la planta huésped como fuente de energía,
pues las esporas pueden germinar sin la presencia del sistema radical de una
planta (Öpik, 2004), pero no vivirán de sus reservas más que por unos 20 a 30
días (Schultz, 2001), estos microorganismos están asociados generalmente a
plantas herbáceas como el sorgo (Juárez, 1995).
Brundrett (1991) citado por Rhoda et al., (2002) dice que las asociaciones
micorrízicas no son específicas en gran medida, por lo que son capaces de
colonizar gran cantidad de plantas, pero si existen asociaciones preferenciales o
especifidad ecológica, lo cual en cierto tipo de situaciones beneficia a unos hongos
y detrimenta a otros (Blanco y Salas, 1997).
La existencia de muchas especies de hongos micorrízicos en el suelo sugiere la
competencia interespecífica de los mismos. Una abundante producción de
esporas es correlacionada con una baja producción de esporas por otros géneros.
Esto puede deberse al antagonismo existente, pues está comprobado la presencia
de mejores competidores (León, 2006). Diferentes especies del hongo pueden
colonizar el sistema radicular de una planta específica Molina (1978) y Rosendahl
et al., (1990) citado por León (2006). Mientras que Hodge (2001) demostró que en
la relación hongo-planta, esta última es capaz de seleccionar el hongo micorrízico
que le otorgue mejores características. Van der Heijden et al., (1998) citado por
Dodd et al., (2000) mencionan que existen interacciones únicas de hongos
individuales y de diferentes consorcios micorrízicos con diferentes huéspedes. Los
beneficios de una sola especie fúngica experimentalmente probados son
inconsistentes, y los resultados de diferentes combinaciones planta-hongos es
altamente variable. De manera que la diversidad de hongos involucrados es un
25
importante determinante del beneficio de la colonización (Kernaghan, 2005). Los
cambios inducidos por los hongos micorrízicos en el huésped varían de acuerdo a
diferentes especies, pero el crecimiento o reducción depende de las
combinaciones entre planta-hongo (Solaiman y Abbott, 2003).
Diferentes aislamientos de Glomales coexisten en la misma planta y desempeñan
diferentes roles. La coexistencia de varias especies micorrízicas de diferentes
géneros permite la variación de compatibilidad entre el huésped y el hongo
dependiendo del estado de desarrollo de la planta (Dodd, 2000). En ecosistemas
sin cambios externos, los hongos micorrízicos forman una red permanente con su
micelio externo y las plantas son unidas por una red micelial común, siendo esta la
primera fuente de inóculo para la colonización de las plantas. Una característica
importante es la presencia de hifas en el interior de las células radicales y en la
superficie radical. Los arbúsculos presentes en el interior de la raíz conforman el
área de intercambio de nutrientes (Entry et al., 2002). Las raíces se encuentran
cubiertas por un manto fúngico laxo, de donde se originan las hifas y grandes
zigosporas (color perla) y clamidosporas (Leon, 2006).
Desde el punto de vista del hongo, la unión de las plantas por esta red está
conformada de manera estratégica, para permitir al microorganismo regarse por
mayor superficie y maximizar la captura de carbono por la colonización activa en
las raíces asegurando crecimiento y actividad (Hodge, 2000). Un criterio
ampliamente aceptado es que las estructuras extraradicales de la micorriza, y no
solamente la raíz, es el órgano de absorción de nutrientes del suelo (Öpik, 2004),
pues cumplen la función de extensión del sistema radicular de una manera
altamente eficiente (Juárez, 1995), extendiéndose más que los pelos absorbentes
llegando a alcanzar hasta los 9 cm contrastando con 2 mm de la rizosfera (Blanco
y Salas, 1997; Bernal y Morales, 2006). Pero Smith y Gianinazzi-Pearson (1988)
citado por Schultz (2001) afirman que en promedio las hifas extraradicales
alcanzan 1m cm-1 de raíz, aunque también se han encontrado hasta de 10 a 14 m
26
cm-1 de raíz. Blanco y Salas (1997) redefinen la rizosfera como: zona de influencia
directa de las raíces en la biología del suelo, como micorrizosfera.
El uso solamente de la población de esporas no da conclusiones concretas sobre
la diversidad de las poblaciones de hongos, pues la cantidad de esporas no
reflejan la presencia de hongos no esporulantes ni el nivel de colonización de
especies particulares en las raíces (León 2006, Clapp et al., 1995 citado por Öpik,
2004), pues algunas especies esporulan pasado el umbral de colonización. El
nivel de colonización varía en las especies, lo que es importante debido a que un
número alto de esporas no es criterio para definir una colonización eficiente en la
raíz. Además, la producción de esporas depende de factores como la planta y el
tipo de suelo (León, 2006). La profundidad del suelo determina la abundancia y
diversidad de las especies del hongo, pues capas subterráneas pueden ser una
fuente oculta de diversidad, como es el caso de Scutellospora sp. que incrementa
su población con la profundidad (Oehl et al., 2005).
La clasificación de las esporas se realiza basándose en sus caracteres
morfológicos, pero estas características pueden cambiar de acuerdo al estado de
desarrollo de las estructuras, complicando su identificación taxonómica (Öpik,
2004). Además, las esporas de los hongos son muy similares morfológicamente y
su diversidad genética es altísima, incluso dentro de una misma especie (Leon,
2006).
Los hongos micorrícicos son propagados y dispersados mediante las esporas del
suelo, el micelio extraradical y los fragmentos de raíces colonizadas,
denominándose a esta fuente de propagación el “propagule bank” (Öpik, 2004).
Pero no todos los hongos utilizan las estructuras mencionadas para infectar una
raíz, por lo que tienen diferentes estrategias de colonización entre los miembros
de Glomineae y Gigasporineae (Klironomos y Hart, 2002).
27
Las esporas pueden mantener su habilidad de germinar por varios años en el
suelo, y su supervivencia es favorecida por la dormancia que mantiene su
población, pues permite sincronizar la germinación en raíces con rápido
crecimiento y condiciones favorables (Öpik, 2004). Las esporas pueden ser
dispersadas gracias a la acción del viento, agua o pequeños insectos (lombrices,
saltamontes o roedores). El viento puede llevar hasta aproximadamente 2 km de
distancia pequeñas esporas (Öpik, 2004). Los métodos tradicionales para estudiar
comunidades micorrízico arbusculares naturales incluyen la identificación de
esporas mediante “plantas trampa” (Stuts y Morton, 1996 citado por Öpik, 2004),
de manera que el sorgo permite propagar masivamente los hongos (Juárez, 1995),
por ser una planta micotrófica facultativa de buena respuesta, ya que se ha
encontrado formando una simbiosis efectiva con hongos micorrízicos nativos
(Nwaga et al., 2004). Blanco y Salas (1997) describen que ciertas plantas son más
fácilmente colonizables que otras por ciertos hongos micorrízicos, y por tanto
producen más micelio y esporas.
La distribución fúngica de las esporas no es al azar en comunidades naturales,
pues pueden ser afectadas por factores bióticos y abióticos, como huésped,
ecosistema, pH del suelo, humedad del suelo, carbono y nitrógeno total del suelo,
temperatura, estación, entre otros (Gosling et al., 2006). De todas maneras la
mayor parte de los hongos micorrízicos se adaptan aparentemente a las
condiciones de pH del suelo cercano del que fueron aislados (Clark, 1997). Los
monocultivos pueden seleccionar los hongos micorrízicos que necesitan,
determinando una reducción de los beneficios potenciales para la planta (Gosling
et al., 2006). Además la restauración de los suelos puede ser logrado
incrementando la población de endófitos micorrízicos nativos, reintroduciendo
especies pre-existentes (Fracchia et al., 2000).
28
2.1.2.1. Clasificación de las micorrizas
Los hongos micorrízicos están clasificados en tres familias: Acaulosporaceae
(Acaulospora y Entrophospora), Gigasporaceae (Gigaspora y Scutellospora) y
Glomaceae (Glomus y Sclerocystis).
Estructuralmente los hongos micorrízicos son de dos tipos: Arum y Paris, la
diferencia radica en la presencia (Arum) o ausencia (Paris) de hifas intracaelulares
dentro de la unidad de colonización (Bago, 2000). El micelio micorrízico es
multinucleado y coenocítico (Dodd, 2000).
2.1.2.2. Infectividad de la micorriza arbuscular
La colonización inicial se da a partir de micelio intacto o de raíces infectadas
(McGee, 1989 citado por Öpik, 2004). Hart y Reader (2005) comprobaron que las
diferencias en la estructura del micelio externo son responsables, en cierto modo,
de la variación en la estrategia de colonización. Por lo tanto, una tasa de
colonización rápida fue debido a la presencia de gran cantidad de estructuras
infectivas (hifas y raíces) y que las raíces colonizadas más largas tienen unidades
de infección más largas, debido a las divisiones celulares específicas de las hifas
que generan arbúsculos y vesículas (León, 2006).
El grado de la infección y el desarrollo de las estructuras fúngicas se encuentra
influenciado por señales de la planta como: exudados radicales, secreciones de la
semilla y gases como dióxido de carbono (CO2), geometría de la raíz, cantidad de
nutrientes del suelo, luz o sombra, temperatura y tasas de crecimiento vegetativo
(Makoi y Ndakidemi, 2009). Además la disponibilidad de nutrientes (principalmente
P) controla la formación/iniciación de la simbiosis, pues el Zn está directamente
relacionado con la simbiosis (Gosling et al., 2006).
29
Una respuesta del huésped contra una infección es la producción de la enzima
hidrolítica peroxidasa, la cuál ha sido estudiada para la presencia de micorrizas
arbusculares. Al inicio de la infección la enzima eleva su concentración, pero casi
de inmediato la actividad y transcripción disminuyen, probablemente debido al
reconocimiento entre los simbiontes, de manera que se preserva su integridad
(Santos et al., 2001).
El proceso de preinfección para la simbiosis involucra los mecanismos de
germinación, crecimiento o alargamiento de la hifa fúngica, formación del
apresorio, infección y colonización del tejido cortical del sistema radicular del
hospedero. La colonización micorrízica en la raíz es favorecida por la presencia de
exudados radicales del huésped, pues se cree que una deficiencia de fósforo hace
más permeable las membranas facilitando la secreción de exudados. En estos se
encuentran compuestos posiblemente moléculas señales como compuestos
fenólicos tales como los flavonoides (flavonas, flavononas, fenoles,
isoflavonoides). La presencia de exudados permite la germinación de las esporas
del hongo, el crecimiento y bifurcación de las hifas y la formación del apresorio,
pues los compuestos son señales que permiten el contacto entre simbiontes
(Juárez, 1995).
La infección se inicia con los propágulos del suelo, sean esporas latentes o
fragmentos de raíces. La hifa germinativa penetra la raíz entre las células
epidermales formando un apresorio en las células. La hifa colonizadora penetra a
través de las células corticales (Juárez, 1995), creciendo longitudinalmente en los
espacios intercelulares de las células corticales, extendiéndose profundamente en
las células radialmente. Las hifas intracelulares proveen un esqueleto para la
unidad infectiva. Cuando se encuentran en el interior comienzan a formar las
estructuras denominadas arbúsculos. Durante la infección, la membrana celular
del huésped invagina los arbúsculos, los que quedan localizados fuera de la célula
dentro del compartimiento apoplástico periarbuscular (Bago, 2000). Las hifas
rodean el plasmalema de la célula pero lo deja intacto, siendo esta una amplia
30
superficie de contacto para el intercambio de nutrientes (Juárez, 1995). Al finalizar
la colonización, algunos géneros micorrízicos forman vesículas intra o
intercelulares (Bago, 2000).
Cuando la colonización interna se ha esparcido por la raíz, la hifa extraradical
crece abarcando mayor superficie para formar más puntos de penetración con la
raíz huésped, pero también formando una red tridimensional entrando en contacto
con las partículas del suelo (Juárez, 1995). Las hifas extraradicales corredoras son
el esqueleto extraradical del hongo, y son más complejas de lo pensado
anteriormente. Las hifas corredoras de segundo y superiores órdenes forman
estructuras enrolladas que son las hifas absorbentes (branched absorbing
structures BAS), los mismos que son generados luego de la infección intraradical.
Friese y Allen (1991) citado por Bago (2000) denominan a las estructuras
extraradicales como “hifas absorbentes en red” y consisten en una serie de redes
ramificadas en forma de ventilador, que exploran agua y minerales.
Las BAS originan a partir de los ápices de las hifas corredoras, y se desarrollan en
siete días luego de que las hifas han alcanzado su madurez (aproximadamente
cinco semanas). Pero la vida de las BAS puede llegar hasta tres meses,
dependiendo de las esporas que están en ellas. Su actividad metabólica es muy
grande y la inmadurez de sus paredes celulares permite el alargamiento de estas
estructuras alcanzando mayor superficie de absorción de nutrientes (Bago, 2000).
Glomus sp. tiene la capacidad de formar anastomosis con sus hifas, en
Acaulospora no ha sido estudiada y en Scutellospora y Gigaspora no se ha visto.
Esta anastomosis crea una red micelial, capaz de tener flujo multidireccional de
nutrientes en distintas partes, incluyendo posiblemente el crecimiento en regiones
destruidas (Öpik, 2004).
Los arbúsculos son indicativo de que la actividad metabólica de nutrientes a través
de las membranas se da activamente, y por lo tanto existe mayor intercambio de
31
nutrientes en el apoplasto (León, 2006). Los arbúsculos son (presumiblemente) el
principal sitio de transferencia de nutrientes (fósforo). La formación de las esporas
comienza, en la mayoría de hongos, en la semana 3 o 4 luego de la colonización,
de manera que la planta trampa, el suelo y el clima pueden afectar el tiempo y
cantidad de esporulación (León, 2006). La esporulación se da solamente después
de que el umbral crítico ha sido pasado por la biomasa micorrízica establecida en
la raíz, y luego continúa con el desarrollo del hongo. Por lo tanto, es un mito que la
esporulación inicia cuando existe estrés de nutrientes en el cultivo.
32
CAPÍTULO III
METODOLOGÍA DE LA INVESTIGACIÓN
33
3.1. MATERIALES Y MÉTODOS
3.1.1. Ubicación del área de estudio
Los análisis de las diferentes variables en plantas de Ochroma pyramidale (balsa),
fueron realizados en el laboratorio de Microbiología Ambiental y Vegetal de la
UTEQ.
3.1.2. Materiales de oficina
Ordenador
Impresora
Tinta
Hojas blancas A4
Cartas topográficas, IGM, INAMHI
3.1.3. Materiales de campo
Algodón
Asas de inoculación
Cajas petri
Cartuchos de tinta a color y blanco y negro
Cubre objetos
Erlenmeyer
Fundas de papel
Gasa
Hojas de bisturí
jeringuillas
Lápiz demográfico
Mangos de bisturí
Mascarillas
Pipetas
Piscetas
Porta objetos
Probetas graduadas
Resmas de papel bond A4
Soporte universal
Semillas de Balsa
34
Tamices
Tubos de ensayo
Vasos de precipitación 3.1.4. Reactivos
Ácido clorhídrico
Ácido láctico
Azul de bromatimol
Azul de tripano
Glicerol
Hidróxido de potasio
Peróxido de hidrogeno
3.1.5. Equipos
Agitador magnético
Balanza de precisión
Computadora
Estéreo microscopio
Flash memory
Impresora
Microscopio
Centrifuga
Autoclave
Refrigeradora
3.2. METODOLOGÍA
3.2.1. Campo
Se inocularon plantas de balsa con 30 esporas de hongos micorrízicos
arbusculares previamente identificados a nivel de género, las plantas crecieron en
un sustrato de suelo más arena estéril y fueron regadas con agua destilada estéril
se realizó una evaluación a los 90 días después de las inoculaciones, las variables
que se evaluó son las siguientes: Altura de plantas, peso húmedo y seco del
sistema foliar y radicular, largo total de raíz (RL), densidad radicular (RLv), número
35
de esporas de hongos micorrízicos en 100 g de suelo húmedo (gsh-1) por maceta,
porcentaje de densidad visual (micorrización) y pelos radicales.
3.2.2. Laboratorio
El método que se utilizó para el aislamiento y conteo de esporas del suelo fue el
descrito por Gerderman y Nicholson (1963) que consiste en el tamizado y
decantación en húmedo, con modificaciones. A continuación se describe el
proceso.
Se pesó 100 g de suelo y se colocó en un vaso de precipitación, al que
se le añadió 1000 mL-1 de agua y agitó durante 3 a 5 minutos,
dependiendo del tipo de suelo. Con la agitación se produjo la
disgregación de los terrones.
La suspensión se dejó reposar durante 2 minutos y se pasó a través de
tamices con apertura de mallas de 425, 90 y 25 µm para separar las
esporas de acuerdo a su tamaño.
La agitación y decantación se repitió tres veces.
El material que quedó atrapado en los diferentes tamices se recogió con
cuidado y se vertió en vasos de precipitación de 100 mL-1 con 40 a 50
mL-1de agua destilada.
En tubos de centrifuga de 15 mL-1 se colocaron 5 mL-1 de solución de
sacarosa al 20%. Luego se agregó 5 mL-1 de solución de sacarosa al
60%, pero está última solución se vertió en el fondo de la anterior para
formar una gradiente de sacarosa. Por último, se agregó 5 mL-1de la
solución del suelo recogido de los tamices, de manera que la solución
quedara por debajo del suelo suspendido en agua.
36
Se equilibraron y sellaron los tubos con parafilm y colocaron en la
centrífuga durante 3 minutos a 3000 r.p.m.
Una vez cumplido el tiempo de centrifugación, los tubos se sacaron
cuidadosamente de la centrifuga, teniendo la precaución de no romper
la interfase agua-sacarosa.
El contenido de los tubos se vertió en un tamiz de 25 µm y se lavó con
agua destilada para eliminar la sacarosa.
El contenido del tamiz se recogió en envases de vidrio y posteriormente
se agregó de a poco en cajas de Petri cuadriculadas de
aproximadamente 1,25 cm entre líneas, para hacer el conteo de
esporas.
Tinción de raíces
Para determinar el porcentaje de colonización micorrízica en las raíces de balsa se
usó el método de Philips y Hayman (1970) que consiste en:
Lavar las raíces con abundante agua corriente.
Cubrir las raíces con solución de Hidróxido de potasio (KOH) al 10% y
colocarlas al baño de María (90°C) durante 15 minutos.
Eliminar el hidróxido de potasio, lavando con agua corriente las raíces,
utilizando preferiblemente un tamiz adecuado para evitar pérdidas
durante el enjuague.
Si las raíces son muy oscuras y pigmentadas, un tratamiento adicional
de blanqueo con peróxido de hidrogeno (3 %) por 20 minutos será
37
necesario. Las raíces clareadas y blanqueadas se lavaron con
abundante agua.
Lavar las raíces por inmersión en solución fresca de KOH al 10% y
H2O2 al 10 % mezclado en proporción 1:1 (V/V) por 10 minutos.
Lavar en agua corriente las raíces de soya.
Acidificar con una solución de ácido clorhídrico (HCl) al 1N durante 10
minutos.
Decantar el HCl y sin lavar adicionar Azul de Tripano al 0.05% en
lactoglicerol o cualquier otro colorante y colocar las raíces al baño de
María por 15 minutos.
Retirar el colorante y guardarlo en un recipiente.
Lavar las raíces en agua destilada y dejarlas en reposo por 12 horas
para eliminar el exceso de colorante, o desteñirlas durante la noche con
lactoglicerol o glicerol (50 %).
Montar en lámina y laminilla, 50 raíces de más o menos 1 cm de largo
cada una y observar al microscopio.
Por cada muestra se realizaron montajes al microscopio. En una lámina porta
objetos se colocaron 50 segmentos de raíces adicionando gotas de glicerol (50
%). Se efectuaron 3 repeticiones. Las observaciones se realizaron en un
microscopio a 40x.
La frecuencia (%) de colonización radicular se determinó considerando los
segmentos colonizados y los no colonizados. Se obtuvo la relación del total de
38
segmentos colonizados con respecto a los segmentos totales evaluados. Se
contabilizó con base a colonización total por arbúsculos o/y por vesículas.
3.3. TRATAMIENTOS Y DISEÑO EXPERIMENTAL
3.3.1. Tratamientos
En la presente investigación se utilizaron cuatro tratamientos (inoculantes) con
diez repeticiones para cada tratamiento. Los tratamientos se describen a
continuación:
T1: Consorcios micorrízicos del género Glomus
T2: Consorcios micorrízicos del género Acaulospora
T3: Consorcios micorrízicos del género Scutellospora
T4: Testigo (Agua destilada estéril)
3.3.2. Diseño Experimental (comparación entre medias)
Los tratamientos se dispusieron en un Diseño Completamente al Azar.
Cuadro 1. Esquema del análisis de la varianza para el diseño
experimental. UTEQ, 2013
Fuente de Variación G.L.
Tratamientos t-1 = 3
Error t(r-1) = 36
Total (t*r) -1 = 39
39
3.3.3. Modelo Matemático
El modelo matemático utilizado en cada experimento y que describe el
comportamiento de las variables de respuesta es el siguiente:
Yik= + i + ik
= Media poblacional
Ti = Efecto del i-ésimolocalidad
ik = Error experimental para cada observación.
3.3.4. Análisis estadístico
Las comparaciones de medias se realizaron mediante la prueba de Tukey al 5 %
de probabilidades de error. Los resultados se tabularon con el paquete estadístico
INFOSTAT 2013.
3.3.5. Variables evaluadas
Colonización micorrízica: Esta variable se evaluó a los 90 días para lo cual
se aplicó el método de clarificación y tinción de raíces, siguiendo la técnica de
Phillips y Hayman (1970), se usó una escala de 0 a 5 para calcular la
colonización endomicorrízica, propuesta por Giovannetti y Mosse (1980) (ver
anexo 1). El método consiste en distribuir homogéneamente en una placa de
Petri reticulada, una muestra de raíces de peso conocido, decoloradas
previamente con solución alcalina y posterior tinción en medio acido.
Posteriormente se observa al microscopio estereoscópico y se contabilizaron
las raíces interceptadas por el reticulado de la placa, mediante un recorrido
ordenado. La determinación de la frecuencia e intensidad de la micorrización,
se lo hizo indicando el valor de la clase correspondiente.
40
Número de esporas por cada tratamiento: Para la cuantificación de las
esporas se utilizó el método descrito por Gerderman y Nicholson (1963),
descrito anteriormente.
Altura de las plantas: Se midieron diez plantas de cada repetición, tomando
desde la base de la planta (cuello) hasta la última hoja visible del extremo
superior, usando una cinta métrica. Se expresó en centímetros.
Producción de materia húmeda y seca foliar (%): Se tomó el peso fresco de
la planta, para luego colocarla en la estufa por 48 horas a 75º C, registrando
finalmente el peso seco. Esta variable se evaluó a los 90 días.
Producción de materia húmeda y seca radicular (%): Se tomó el peso
fresco de la masa radicular por planta, para luego colocarla en la estufa por 48
horas a 75º C, registrando finalmente el peso seco. Esta variable se evaluó a
los 90 días.
Pelos radicales (%): se realizó la evaluación de los pelos radicales siguiendo
la metodología propuesta Giovannetti y Mosse (1980).
Longitud total de raíces por planta (RL): Es la longitud total del sistema
radicular de las plantas, sumado todas las longitudes de cada raíz individual.
Está expresado en cm y la fórmula con la que se calculó, es la que a
continuación se detalla (Jungk y Claassen 1997). Las mediciones se
efectuaron a los 90 días después de la siembra.
Donde RLs = Largo especifico de la raíz
41
Longitud de raíz por volumen de suelo (RLv): Es el parámetro que estima
la competición interradicular por nutrientes. Se expresa en cm cm-3 (Jungk y
Claassen, 1997; Claassen y Steingrobe 1999; Jungk 2002). A continuación se
detalla la ecuación que se empleó para su cálculo.
suelo) de densidad suelo de(Volumen
maceta)por plantas de (número x RL
VRL
42
CAPÍTULO IV
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
43
4.1. RESULTADOS
4.1.1. Población de esporas de hongos MA
En la presente investigación se evaluaron tres tipos de inoculantes conteniendo
hongos micorrízicos arbusculares, se inició con una concentración de 50 esporas
por cada uno y al finalizar la evaluación a los 90 días después de las
inoculaciones, el tratamiento que presentó mayor concentración de esporas de
hongos MA por cada 100 gramos de suelo húmedo (gsh-1) fue el tratamiento que
contenía el consorcio micorrízico del género Glomus spp. con un total de 450
esporas, seguido del tratamiento que contenía el consorcio micorrízico del género
Acaulospora spp. con un total de 252 esporas, mientras que el menor número se
encontró en el tratamiento Scutellospora spp. Con 126 esporas. Para la
recolección de esporas se utilizaron cuatro tipos de tamices con aperturas de
mallas diferentes y se colocaron en el siguiente orden descendente 500, 425, 90 y
25 µm para recolectar las esporas de hongos MA de acuerdo a su tamaño (Cuadro
2).
Cuadro 2. Población de esporas de hongos MA aisladas por cada 100 gramos de suelo húmedo
(gsh-1
), a los 90 días después de las inoculaciones en cuatro tipos de tamices con diferente apertura de malla 500, 425, 90 y 25 µm, utilizando plantas de balsa, UTEQ 2013.
Apertura de Tamiz Glomus spp. Acaulospora spp. Scutellospora spp.
500 µm 2 13 0
425 µm 17 21 3
90 µm 156 96 48
25 µm 275 122 75
TOTAL 450 252 126
44
23,48 a
14,66 b
14,95 b
0 c
0
5
10
15
20
25
30
Glomus spp. Acaulospora spp. Scutellospora spp. Testigo
Den
sid
ad
de
co
lon
iza
ció
n m
ico
rriz
ac
ión
Tratamientos
4.1.2. Densidad de colonización micorrízica en raíces de Ochroma
pyramidale (balsa)
En relación al porcentaje de densidad de colonización micorrízica obtenidas en
raíces de balsa a los 90 días después de las inoculaciones, se encontraron
diferencias estadísticas significativas entre los tratamientos, donde el tratamiento
que contenía el consorcio micorrízico del género Glomus spp. fue ampliamente
superior a los demás tratamientos con una densidad visual de micorrización de
23,48 % demostrando una alta capacidad de infección de los integrantes de este
género, mientras que los tratamientos Acaulospora spp. y Scutellospora spp. no
difirieron estadísticamente entre sí, obteniendo porcentajes de colonización
micorrízica similares (14,66 y 14,95) respectivamente. En cuanto al tratamiento
testigo no se observó colonización micorrízica como estaba previsto, ya que estas
plantas permanecieron en un suelo estéril todo el tiempo sin inóculo de hongos
MA (Figura 1).
Figura 1. Porcentaje de densidad de colonización micorrízica en raíces de balsa. Los valores representan la media de 150 raicillas evaluadas, con barras de desviación estándar, UTEQ 2013.
45
52,44 a 49,99
a
45,27 b
36,69 c
0
10
20
30
40
50
60
Glomus spp. Acaulospora spp. Scutellospora spp. Testigo
Alt
ura
de
pla
nta
s d
e b
als
a e
n c
m
Tratamientos
4.1.3. Variables dasómetricas evaluadas en plantas de balsa a nivel de
vivero
4.3.1.1. Altura de Plantas
Dentro de las variables dasómetricas que se evaluaron en las plantas de balsa, se
analizó la altura de plantas, esta variable presentó diferencias estadísticas
significativas entre los tratamientos como se puede observar en la figura 2. Los
mejores tratamientos fueron Glomus spp. y Acaulospora spp. con valores de 52,44
y 49,99 cm respectivamente siendo similares estadísticamente entre sí y difiriendo
con el otro tratamiento que contuvo hongos MA, es decir, Scutellospora spp. con
45,27 cm de altura, finalmente el tratamiento testigo con 36,69 cm de altura de
plantas obtuvo el valor más bajo para esta variable.
Figura 2. Altura de plantas de balsa usando cuatro tratamientos a los 90 días después
de las inoculaciones con hongos MA. Los valores representan la media de diez repeticiones con barras de desviación estándar. Medias seguidas por la misma letra no presentan diferencias estadísticas significativas (P ≤ 0,05), UTEQ 2013.
46
90,17 a
90,85 a
85,87 a
71,09 b
0
20
40
60
80
100
120
Glomus spp. Acaulospora spp. Scutellospora spp. Testigo
Pe
so
hú
me
do
de
l s
iste
ma
fo
lia
r (g
)
Tratamientos
4.3.1.2. Peso Húmedo del sistema foliar de plantas de balsa
En lo que respecta al peso húmedo del área foliar de las plantas de balsa, en esta
variable se observaron diferencias estadísticas significativas entre los tratamientos
a los 90 días después de las inoculaciones con hongos MA según el análisis
ANOVA realizado, dónde, el tratamiento Acaulospora spp. (90,85 g/planta) obtuvo
el valor promedio más elevado en relación a los demás tratamientos que
contuvieron hongos MA aunque no difiriendo estadísticamente de ellos, en vista
que los tratamientos Glomus spp. y Scutellospora spp. obtuvieron pesos húmedos
foliares promedios de 90,17 g/planta y 85,87 g/planta respectivamente. En cuanto
al tratamiento Testigo (agua destilada estéril) con 71,09 g/planta fue el que menor
valor obtuvo en lo que respecta a esta variable, siendo estadísticamente el valor
más bajo (figura 3).
Figura 3. Peso húmedo del sistema foliar de plantas de balsa usando cuatro tratamientos a los 90 días después de las inoculaciones. Los valores representan la media de diez repeticiones, con barras de desviación estándar. Medias seguidas por la misma letra no presentan diferencias estadísticas significativas (P ≤ 0,05), UTEQ 2013.
47
21,15 a
18,27 b
15,66 c
13,85 c
0
5
10
15
20
25
Glomus spp. Acaulospora spp. Scutellospora spp. Testigo
Pe
so
se
co
de
l s
iste
ma
fo
lia
r (g
)
Tratamientos
4.3.1.3. Peso Seco del sistema foliar de plantas de balsa
Respecto a la variable dasométrica peso seco del sistema foliar de las plantas de
balsa, se encontraron diferencias estadísticas significativas entre tratamientos a
los 90 días después de las inoculaciones con hongos micorrízicos arbusculares. El
tratamiento que contenía el consorcio micorrízico Glomus spp. fue el más
sobresaliente de todos con un valor promedio de 21,15 g/planta seguido del
tratamiento Acaulospora spp. con 18,27 g/planta y Scutellospora spp. con 15,66
g/planta, es decir todos los tratamientos que contenían inoculo de hongos MA
fueron superiores al tratamiento Testigo que solo obtuvo 13,85 g/planta
constituyéndose en el promedio más bajo de todos (figura 4).
Figura 4. Peso seco del sistema foliar de plantas de balsa usando cuatro tratamientos a los 90 días después de las inoculaciones. Los valores representan la media de diez repeticiones, con barras de desviación estándar. Medias seguidas por la misma letra no presentan diferencias estadísticas significativas (P ≤ 0,05), UTEQ 2013.
48
33,22 a
26,61 b
21,99 c
19,12 d
0
5
10
15
20
25
30
35
40
Glomus spp. Acaulospora spp. Scutellospora spp. Testigo
Peso
Hú
med
o d
el sis
tem
a r
ad
icu
lar
(g)
Tratamientos
4.3.1.4. Peso Húmedo del sistema radicular de plantas de balsa
En la figura 5, se puede apreciar los resultados obtenidos después del análisis
estadístico ANOVA para la variable peso húmedo del sistema radicular en plantas
de balsa, dónde se encontraron diferencias estadísticas significativas entre los
tratamientos a los 90 días después de las inoculaciones con hongos MA. El
tratamiento que contenía hongos MA del género Glomus fue el que mayor
promedio alcanzo con 33,22 g/planta, seguido de Acaulospora spp. con 26,61
g/planta y Scutellospora spp. con 21,99 g/planta. En cuanto al tratamiento Testigo
que no contenía hongos MA, obtuvo 19,12 g/planta siendo este el valor más bajo
de todos los tratamientos utilizados en el presente trabajo.
.
Figura 5. Peso húmedo del sistema radicular de plantas de balsa usando cuatro tratamientos a los 90 días después de las inoculaciones. Los valores representan la media de diez repeticiones, con barras de desviación estándar. Medias seguidas por la misma letra no presentan diferencias estadísticas significativas (P ≤ 0,05), UTEQ 2013.
49
15,89 a 14,79
ab 14,18 ab
12,25 b
0
2
4
6
8
10
12
14
16
18
20
Glomus spp. Acaulospora spp. Scutellospora spp. Testigo
Pe
so
se
co
de
l s
iste
ma
ra
díc
ula
r (g
)
Tratamientos
4.3.1.5. Peso Seco del sistema radicular de plantas de balsa
En la figura 6, se puede apreciar el peso seco del sistema radicular de las plantas
de balsa en la evaluación realizada a los 90 días después de las inoculaciones con
los cuatro tratamientos usados en la presente investigación, donde, se encontró
diferencias estadísticas significativas entre tratamientos. El tratamiento que
contenía como inoculo la micorriza arbuscular Glomus spp., con 15,89 g/planta
numéricamente fue superior a Acaulospora spp. y Scutellospora spp. con valores
de 14,79 y 14,18 g/planta respectivamente, aunque estadísticamente no se
reportaron esas diferencias y fueron similares entre sí, En cuanto al testigo si bien
numéricamente nuevamente reporto el promedio más bajo como ha sido la
constante en las variables anteriores, en vista que solo obtuvo 12,25 g/planta no
difirió estadísticamente de los tratamientos Acaulospora spp. y Scutellospora spp.
Figura 6. Peso seco del sistema radicular de plantas de balsa usando cuatro tratamientos a los 90 días después de las inoculaciones. Los valores representan la media de diez repeticiones, con barras de desviación estándar. Medias seguidas por la misma letra no presentan diferencias estadísticas significativas (P ≤ 0,05), UTEQ 2013.
50
84,08 a 77,94
b 76,18
b
56,63 c
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
Glomus spp. Acaulospora spp. Scutellospora spp. Testigo
Lo
ng
itu
d r
ad
ical
de p
lan
tas d
e b
als
a (
cm
)
Tratamientos
4.3.1.6. Longitud radical por planta
En cuanto al análisis de longitud radical que se realizó a las plantas de balsa a los
90 días después de las inoculaciones, se determinó la existencia de diferencias
estadísticas significativas entre los tratamientos (figura 7). El mejor tratamiento fue
Glomus spp. con 84,08 cm/planta, seguido de los tratamientos que también
contuvieron inoculantes de micorriza arbuscular quienes se comportaron similares
estadísticamente entre sí pero fueron superiores al tratamiento testigo que obtuvo
un promedio de 56,635 cm de raíz/planta, mientras que los que tenían hongos MA
Acaulospora spp. y Scutellospora spp. reportaron valores de 77,94, 76,18 cm
raíz/planta respectivamente, esto demuestra la capacidad que tienen estos hongos
para aumentar el área radicular en relación a las plantas que no fueron inoculadas
con hongos MA.
Figura 7. Longitud radical de plantas de balsa usando cuatro tratamientos a los 90 días después de las inoculaciones. Los valores representan la media de diez repeticiones, con barras de desviación estándar. Medias seguidas por la misma letra no presentan diferencias estadísticas significativas (P ≤ 0,05), UTEQ 2013.
51
1,09 a
0,8 b
0,56 c
0,56 c
0
0,2
0,4
0,6
0,8
1
1,2
1,4
Glomus spp. Acaulospora spp. Scutellospora spp. Testigo
Lo
ng
itu
d d
e r
aíz
po
r vo
lum
en
de s
uelo
(cm
cm
3)
Tratamientos
4.3.1.7. Longitud de raíz por volumen de suelo (RLv)
En lo que concierne a la variable longitud de raíz por volumen de suelo, se
encontró diferencias estadísticas significativas entre los tratamientos a los 90 días
después de las inoculaciones en las plantas de balsa. En la figura 8 se puede
apreciar que el mejor de los cuatro tratamientos utilizados en la presente
investigación fue Glomus spp., con 1,09 cm cm-3, seguido por el tratamiento
Acaulospora spp. con 0,8 cm cm-3 mientras que los tratamientos Scutellospora
spp. y el tratamiento testigo (agua destilada estéril) fueron estadísticamente
similares entre sí con un valor de 0,56 cm cm-3 para cada uno de ellos siendo los
valores más bajos para la variable longitud de raíz por volumen de suelo.
Figura 8. Longitud total de raíz por volumen de suelo (RLv) en plantas de balsa usando cuatro tratamientos a los 90 días después de las inoculaciones. Los valores representan la media de cinco repeticiones, con barras de desviación estándar. Medias seguidas por la misma letra no presentan diferencias estadísticas significativas (P ≤ 0,05), UTEQ 2013.
52
2,78 a
2,39 ab
2,26 b
1,36 c
0
0,5
1
1,5
2
2,5
3
3,5
Glomus spp. Acaulospora spp. Scutellospora spp. Testigo
Cate
go
riia
pelo
s r
ad
icale
s
Tratamientos
4.3.1.8. Porcentaje de pelos radicales en plantas de balsa
En la Figura 9, se observa un efecto significativo (p<0,05) al evaluar el porcentaje
de pelos radicales en plantas de balsa a los 90 días después de las inoculaciones,
dónde, el tratamiento Glomus spp. fue el que más pelos radicales presento con un
valor de 2,78 % aunque se mostró similar estadísticamente al tratamiento
Acaulospora spp. que alcanzo un porcentaje de 2,39 % en la evaluación realizada,
el tratamiento Scutellospora spp. obtuvo un promedio de 2,26 % y por último el
tratamiento testigo que no contuvo inoculo de hongos micorrízicos arbusculares
obtuvo un porcentaje de 1,36 % de pelos radicales, siendo nuevamente el que
menor promedio alcanzo como ha sido la tendencia en las demás variables
evaluadas.
Figura 9. Porcentaje de pelos radicales en plantas de balsa usando cuatro tratamientos
a los 90 días después de las inoculaciones. Los valores representan la media de diez repeticiones, con barras de desviación estándar. Medias seguidas por la misma letra no presentan diferencias estadísticas significativas (P ≤ 0,05), UTEQ 2013.
53
4.2. DISCUSIÓN
El ANOVA realizado en la presente investigación muestra la existencia de
diferencias estadísticas significativas. Los valores de alta densidad visual sugieren
que los consorcios micorrízicos se establecieron rápidamente con las raíces de las
plantas de balsa (Ochroma pyramidale), pues el proceso de infección pudo haber
sido rápido a los 90 días después de las inoculaciones logrando visualizar buena
densidad del hongo dentro de la raíz. Al respecto, Tobar-Franco (2006) encontró
que la infección con Acaulospora foveata fue lenta y muy escasa aún a los 180
días después de las inoculaciones. También pudo deberse a la especificidad que
han desarrollado evolutivamente los hongos por su huésped original, pues como
menciona Blanco y Salas (1997) las micorrizas arbusculares son capaces de
colonizar gran cantidad de plantas, pero presentan especificidad ecológica, de
manera que los monocultivos pueden seleccionar los hongos micorrízicos que
necesitan, determinando una reducción de los beneficios potenciales para otras
plantas (Gosling et al., 2006). Por esta razón los consorcios micorrízicos se han
adaptado al hábitat de varios cultivos durante muchos años.
Es importante tener en cuenta el género de planta usado como planta trampa,
pues Morales y Durango (2008) obtuvo mejores resultados a los encontrados en la
presente investigación con la propagación de esporas de hongos micorrízicos
usando sorgo (S. vulgare), además Juárez (1995) menciona que el sorgo permite
propagar masivamente los hongos. Durante la inoculación de los consorcios
micorrízicos a la plantas trampa es posible que hubiera la presencia también de
hongos saprófitos del suelo, como es el caso de Trichocladium sp. Este hongo es
aislado comúnmente del suelo (Goh y Hyde, 1999) y de madera en
descomposición (Seidl, 2010) y ha sido encontrado en raíces de sistemas de
cultivo de Arroz-trigo (Iram et al., 2003), lo que sugiere la posibilidad de que viva
en la rizosfera asociado a gramíneas.
54
En cuanto a la población de esporas todos los consorcios micorrízicos
incrementaron su población micorrízica, la mayor población de esporas las obtuvo
el consorcio micorrízico Glomus spp., alcanzó 450 esporas/100gss, un inóculo
pequeño comparado con el alcanzado por Enríquez et al. (2010) de 20.400
esporas/100gss, pero suficiente para lograr los propósitos de inoculación, pues
Enríquez (2008) inoculó en plantas de palmito aproximadamente 500
esporas/planta de micorrizas FUNGIFERT logrando buenos resultados.
Es posible que el tiempo de multiplicación en la planta trampa durante la fase de
invernadero no fuera el suficiente. Al respecto, León (2006) menciona que la
formación de las esporas comienza, en la mayoría de hongos, en la semana 3 ó 4
luego de la colonización, de manera que la planta trampa y el suelo pueden
afectar el tiempo así como la cantidad de esporulación.
A pesar de que la cantidad de esporas en la etapa final de evaluación no alcanzó
un número similar al de otras reproducciones, como la de Enríquez et al. (2010),
no se concluye sobre la diversidad de las poblaciones de hongos ahí presentes
basándose en la cantidad, pues la población de esporas usadas para la
inoculación no reflejan el nivel de colonización en las raíces de las planta (León
2006, Clapp et al. 1995 citado por Öpik, 2004), ya que la esporulación se da
solamente después de que la biomasa ha pasado el umbral crítico en la raíz, y
luego continúa con el desarrollo del hongo. Los resultados obtenidos permiten
relacionar la densidad visual con la población de esporas, de manera que es
necesario incrementar el porcentaje de estructuras micorrízicos dentro de la raíz
para producir una población de esporas alta.
La significancia estadística presentó diferencias para todas las variables
evaluadas en la presente investigación, lo que sugiere que los consorcios
otorgaron cantidades diferentes de materia húmeda y seca a las plantas huésped,
debido a la alta densidad del endófito en las raíces, de manera que aportaban
cantidades de nutrientes que marcaron la diferencia en el crecimiento vegetativo
55
de la planta. Entry et al. (2002) menciona en sus ensayos que la colonización
micorrízica ha resultado en el incremento del área foliar, la biomasa total y radical
de las plantas asociadas, lo que sería logrado con una buena colonización
micorrízica. En vista de que la densidad visual fue alta, la efectividad de la
simbiosis fue potenciada de gran manera, por lo que se presentaron diferencias
entre los consorcios micorrízicos. Además, como existió diversidad en los
consorcios micorrízicos utilizados ya que no poseían las mismas poblaciones de
morfoespecies, la planta huésped se comportaron diferentes de acuerdo al inóculo
que poseían.
Según el ANOVA realizado para la variable altura de planta, existieron diferencias
estadísticas significativas a los 90 días después de las inoculaciones. Al respecto
Motta y Munévar (2005) encontraron que la altura de planta no presentó
diferencias significativas a los 270 días después de inocular, sino hasta los 480
días. Por otro lado, Cruz (2007) tampoco encontró diferencias significativas a los
315 días, datos que corroboran el retardo simbiótico entre micorrizas arbusculares
y plantas.
El simbionte micorrízico requiere de un período inicial de incubación, que puede
ser variable de acuerdo al hospedero (Enríquez, 2008). Los efectos de los hongos
micorrízicos en las plantas de balsa no han sido muy estudiados a nivel mundial,
debido a que la balsa tiene una gran capacidad de adaptación, crecimiento y
demás características que hacen de la balsa una especie pionera en el Ecuador,
sin embargo, siempre se puede hacer algo más y con estos hongos benéficos se
puede lograrlo.
En cuanto a la variable Longitud de raíz por planta (RL), las plantas de balsa
inoculadas con consorcios micorrízicos del género Glomus, Acaulospora y
Scutellospora obtuvieron una longitud promedio de raíz más grande que el testigo.
Estos resultados coinciden con los obtenidos por Moreta (2002) quien evaluando
hongos micorrízicos en una gramínea como B. decumbens la longitud radicular a
56
los 90 días después de las inoculaciones encontró longitudes de 150 cm de raíz
para las plantas que tenían inoculo de hongos micorrízicos, frente a las plantas sin
inocular (97 cm). Por otro lado, Castillo (2005) utilizando como plantas hospederas
dos especies distintas Triticum aestivum L. y Avena sativa L. obtuvo resultados
superiores en las plantas inoculadas respecto a las sin inocular, su mejor resultado
lo obtuvo con el inóculo de Glomus claroideum una especie con una alta tasa de
efectividad.
Mientras que para la variable longitud raíz por volumen de suelo (cm cm3) RLv a
los 90 días después de las inoculaciones, en la presente investigación el
tratamiento que más densidad radicular mostró fue el conformado por Glomus spp.
con 1,09 cm cm-3, seguido por el tratamiento Acaulospora, mientras que
Scutellospora spp. y el testigo fueron similares. Estos resultados coinciden con los
obtenidos por Saénz (2002) quien en su investigación en Phaseolus vulgaris L.
(frijol) y dos tipos de pastos el Panicum maximum Jack. (Tanzania) y Digitaria
decumbens Stent. (Transvala) encontró una mayor densidad radicular en las
plantas que tenían micorrizas en relación a las que no tenían el inóculo. Por otro
lado, Moreno (1988) en su investigación realizada en Solanum tuberosum (papa) y
inoculando con consorcios micorrizicos de Glomus fasciculatum, también obtuvo
una mayor densidad radicular de las plantas micorrizadas frente a las no
micorrizadas.
57
CAPITULO V
CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES
58
5.1. CONCLUSIONES
Se acepta la hipótesis planteada al inicio de la investigación, en virtud de que la
inoculación con micorrizas arbusculares nativas ayudó a las plantas de balsa a
mejorar las condiciones fenotípicas, obteniéndose un efecto benéfico a los 90 días
después de las inoculaciones.
Las plantas de balsa inoculadas con hongos micorrízicos arbusculares
respondieron significativamente a la infección y esporulación, en mención de esto
se da a conocer un antecedente válido para futuros trabajos de asociación
micorrízica con esta especie.
El consorcio micorrízico Glomus extraído de sistemas agroforestales con cacao de
la zona de Quevedo fue el que mejor resultado mostró para las variables
evaluadas en las plantas de balsa.
La simbiosis de los hongos micorrízicos se logra permitiendo la infección de las
raíces de la planta con el hongo, con un sustrato con buen contenido de materia
orgánica y buena estructura, de manera que las condiciones sean adecuadas para
el crecimiento de las raíces y del hongo.
5.2. RECOMENDACONES
Las plantas de Ochroma pyramidale (balsa) inoculadas en fase de vivero deben
ser evaluadas en el sitio de trasplante definitivo para observar su comportamiento
en campo.
La producción de un inoculante a base de micorrizas arbusculares puede
realizarse con el consorcio Glomus spp. precedente de sistemas agroforestales
con cacao de la zona de Quevedo.
59
La inoculación de micorrizas arbusculares para el cultivo de balsa debe realizarse
en fase de vivero, para tener mayor control en las condiciones para el desarrollo
del hongo.
Se recomienda la identificación de las morfoespecies presentes en el consorcio
Glomus spp. a nivel de especie para determinar los hongos presentes y su
evolución para la adaptación con las condiciones ecológicas del cultivo de balsa.
Estudiar el movimiento del fósforo con isotopos radiactivos para comprobar el
ingreso de fosforo marcado a la planta mediante los hongos.
60
CAPITULO VI
CITAS BIBLIOGRAFICAS
61
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68
CAPITULO VII
ANEXOS
69
Anexo 1. Escala para evaluación de densidad de colonización micorrízica (Visual)
en raíces de soya.
CATEGORIAS MICORRIZACIÓN
0 1 2 3 4 5
DENSIDAD VISUAL (%) 0 1¸0 2,5 15,5 35,5 47,5
CATEGORIAS PELOS RADICALES
0 1 2 3 4 5
CANTIDAD AUSENTES MUY POCOS
POCOS POCOS MUCHOS MUCHOS
LONGITUD CORTOS O
LARGOS
CORTOS O LARGOS
CORTOS Y LARGOS
CORTOS Y LARGOS
LARGOS
Anexo 2. Análisis de varianza de las variables evaluadas en la presente
investigación.
Altura de plantas
Fuente de variación G.L. Suma de cuadrados Media F Calculada Probabilidad
Tratamientos 3 1445,64 481,88 40,08 < 0.05
Error 36 432,80 12,02
Total 39 1878,45
Peso húmedo del sistema foliar
Fuente de variación G.L. Suma de cuadrados Media F Calculada Probabilidad
Tratamientos 3 2541,76 847,25 26,40 < 0.05
Error 36 1155,17 32,08
Total 39 3696,93
70
Peso seco del sistema foliar
Fuente de variación G.L. Suma de cuadrados Media F Calculada Probabilidad
Tratamientos 3 303,37 101,12 22,21 < 0.05
Error 36 163,9 4,55
Total 39 467,26
Peso húmedo del sistema radicular
Fuente de variación G.L. Suma de cuadrados Media F Calculada Probabilidad
Tratamientos 3 1135,74 378,58 74,34 < 0.05
Error 36 183,33 5,09
Total 39 1319,07
Peso seco del sistema radicular
Fuente de variación G.L. Suma de cuadrados Media F Calculada Probabilidad
Tratamientos 3 69,83 23,75 4,55 < 0.05
Error 36 183,85 5,10
Total 39 253,68
71
Longitud total raíz por panta RL (m)
Fuente de variación G.L. Suma de cuadrados Media F Calculada Probabilidad
Tratamientos 3 4232,57 1410,85 56,15 < 0.05
Error 36 904,43 25,12
Total 39 5137,00
Longitud total raíz por volumen de suelo RLv (cm cm3)
Fuente de variación G.L. Suma de cuadrados Media F Calculada Probabilidad
Tratamientos 3 1,902 0,634 22,01 < 0.05
Error 36 1,037 0,028
Total 39 2,939
Porcentaje de densidad visual micorrización
Fuente de variación G.L. Suma de cuadrados Media F Calculada Probabilidad
Tratamientos 3 2849,27 949,758 187,22 < 0.05
Error 36 182,621 5,072
Total 39 3031,89
72
Porcentaje de pelos radicales
Fuente de variación G.L. Suma de cuadrados Media F Calculada Probabilidad
Tratamientos 3 10,81 3,60 33,00 < 0.05
Error 36 3,93 0,10
Total 39 14,74
Anexo 3. Fotografías de la presente investigación.
Plantas de Ochroma pyramidale (balsa) inoculadas con hongos
micorrízicos arbusculares
73
Observación de micorrización en raíces de Ochroma pyramidale
(balsa).