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Septiembre-Diciembre, 2014. Vol-. I No. 2
Editorial
Zoonosis
Por: Dr. Zacarías Villarreal
Contenido:
1.- Editorial
2.- Monografía
3.- Chikungunya:
Una nueva lucha comienza.
4.- Feromonas
5.- Tratamientos Domésticos
Contra la Pediculosis
6.- Detección de resistencia a
insecticidas en mosquitos con énfasis
en Aedes aegypti
CONTENIDO Septiembre-Diciembre, 2014. Vol. I No. 2
1.- Editorial:
Por: Zacarías Villarreal
2.- Monografía: Carlos J. Finlay
Hernández Castillo C. y Ramírez Plascencia M.
3.- Chikungunya: Una nueva lucha comienza.
Arce-Martínez S. y Núñez-Ramírez F.
4.- Feromonas
Alejandro Gaitán y Samanta L. Del Río
5.- Tratamientos Domésticos Contra la
Pediculosis.
Trujillo G. y López M.
6.- Detección de resistencia a insecticidas en
mosquitos con énfasis en Aedes aegypti. Adriana E. Flores
Fotografías
Portada: Loxoceles devia, por Carlos Solís
Contenido: Gustavo Ponce García
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Secretario General
Dr. Juan Manuel Alcocer González
Secretario Académico
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Secretario de Extensión y Cultura
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Director de Publicaciones
Dr. Antonio Guzmán Velasco
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Dr. José Ignacio González
Sub-Director de la Facultad de
Ciencias Biológicas
Dr. Gustavo Ponce García
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Dr. Pedro Cesar Cantú Martínez
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Ing. Oscar Manuel Loaiza Jiménez
Dr. Saúl Lozano Fuentes
Diseño
Artrópodos y Salud, Año 1, Nº 2, Sep.-Dic. 2014. Es una
publicación tetramestral, editada por la Universidad
Autónoma de Nuevo León, a través de la Facultad de
Ciencias Biológicas. Domicilio de la publicación: Lab. de
Entomología Medica, Ave. Universidad s/n, Ciudad
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ambos otorgados por el Instituto Nacional del Derecho de
Autor, Registro de marca ante el Instituto Mexicano de la
Propiedad Industrial: En trámite. Responsable de la última
actualización de este Número, Unidad Informática, Ing.
Oscar Manuel Loaiza Jiménez, Albino Espinoza 1308, Col.
Obrera, C.P. 64010, Monterrey, Nuevo León México. Fecha
de última modificación: 1 de Mayo de 2014.
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A Los Lectores:
Estimados lectores bienvenidos a la edición número dos de la revista
de divulgación Artrópodos y Salud, agradeciendo el interés por la
lectura de este número. Esta publicación es publicada
tetramestralmente, en la cual les presentamos una serie de información
sobre tópicos relacionados con los artrópodos y su efecto en la salud,
humana, animal y vegetal.
En nuestra sección Editorial contamos con la participación del doctor
Zacarías Villarreal, quien nos da una semblanza del tema Zoonosis,
el cual aborda de manera general.
En la sección de monografías, se habla del Dr. Carlos Finlay, sus
obras y legado. Mientras que en apartado de artículos se presenta:
Detección de Resistencia a insecticidas, en el cual se hace una
revisión de como la vigilancia de la resistencia a insecticidas es un paso
esencial en el manejo integrado de vectores, así también se abordan
otros temas como el Virus Chikungunya: Una nueva lucha comienza,
se hace una revisión de lo que es el virus y cuales son las principales
consecuencias en la salud de los humanos, así también se abordan
otros temas como es la Feromonas y Tratamientos Domésticos
Contra la Pediculosis.
Los invitamos de la manera más atenta a que disfrute del contenido de
esta publicación, cuyo objetivo es divulgar conocimiento dentro del
apasionante tema de los Artrópodos y su efecto en la Salud en general.
CONSEJO EDITORIAL
1
Artrópodos y Salud Septiembre-Diciembre, 2014. Vol. I No. 2 Editorial: Zoonosis
2
ZOONOSIS
Dr. Jesús Zacarías Villarreal Pérez
Secretario de Salud del Estado de Nuevo León,
México.
Las enfermedades zoonóticas son aquellas que
son transmitidas de los animales al hombre. El
término zoonosis viene del griego zoon (animal)
y nosos (enfermedad) y el término fue acuñado
por Rudolf Virchow en el siglo XIX. La
organización mundial de la salud (OMS), en
1959; definió la zoonosis como aquellas
enfermedades e infecciones transmisibles de un
modo natural de los animales vertebrados al
hombre y viceversa, actualmente el término es
definido como una enfermedad humana
transmitida por medio de animales. La
importancia de las zoonosis está relacionada por
su gravedad desde el punto de vista sanitario, ya
que puede ser muy diversa, según el agente
causal, pudiendo ser benignas, graves e incluso
mortales. Algunas de estas enfermedades
producen sintomatología similar, tal es el caso
que se presenta entre las enfermedades del
dengue, chikungunya, ricketsiosis y
tripanosomiasis americana. Debido a que las
zoonosis se pueden transmitir de animales
silvestres y domésticos a los seres humanos,
constituyen una amenaza a la salud pública. Las
estrategias de prevención y control para esta
problemática, deberán ser innovadoras y
requerirán los esfuerzos combinados de diversos
campos. Será necesaria una colaboración
estrecha entre los veterinarios, biólogos,
médicos y profesionales de la salud pública. En
el ámbito de la salud individual, la evaluación
del potencial de transmisión de enfermedades
zoonóticas de los animales a los seres humanos
debe incluir la participación coordinada de
médicos y veterinarios, en especial para los
pacientes con alto riesgo, como los que están
inmunocomprometidos. En la salud poblacional,
la evaluación del riesgo de enfermedades
zoonóticas deberá incluir no solo la vigilancia
epidemiológica en los humanos sino también
sistemas de vigilancia que incluyan la fauna
silvestre y doméstica, lo que permitirá conducir
medidas de control más eficaces y eficientes.
Además, es imperativo establecer una buena
comunicación de todos los profesionales
involucrados con los ciudadanos para lograr la
prevención y control de la zoonosis. Finalmente,
es necesario enfatizar la importancia de la
investigación científica, en particular la
relacionada con medicina comparativa para
comprender mejor los agentes y sus mecanismos.
La información validada científicamente es
indispensable para diseñar políticas públicas y
programas efectivos para la prevención y control
de estas enfermedades.
Artrópodos y Salud Septiembre-Diciembre, 2014. Vol. I No. 2 Monografía: CARLOS J. FINLAY BARRÉS
3
El médico cubano Carlos J. Finlay descubrió
a finales del siglo XIX que el mosquito Aedes
Aegypti era el trasmisor de la fiebre amarilla.
Con este hallazgo, el Dr. Finlay ayudó a salvar
millones de vidas en todo el mundo.
Médico y biólogo cubano. Estudió en
Estados Unidos, graduándose en 1855 por el
Jefferson Medical College de Filadelfia, para
volver después a Cuba. Ya en 1868 propuso la
adopción de medidas profilácticas y sanitarias
durante una epidemia de cólera, sin mucho éxito.
Sin embargo, su principal trabajo consistió en
dilucidar cómo se producía la transmisión de la
fiebre amarilla por los mosquitos. Concluyó que
entre un sujeto infectado y otro sano, había un
agente independiente que transmitía la
enfermedad. Católico practicante, le confió a un
sacerdote que una noche mientras rezaba el
rosario, le llamó la atención un mosquito
zumbando a su alrededor. Entonces, dijo, se le
ocurrió investigar a los mosquitos.
Se estima que son entre 600 y 700 las
variedades de mosquitos. Con sus modestos
medios, él las sometió a prueba y fue capaz de
identificar al Culex o Aedes aegypti (se le
aplican también otros nombres). Más aun,
descubrió que era la hembra, ya fecundada de
esa especie, la que transmitía la enfermedad.
Sin nombrar al insecto porque aún no había
realizado las pruebas, habló de su hipótesis de un
agente transmisor en la Conferencia
Internacional de Sanidad, celebrada en
Washington D.C. el 18 de febrero de 1881. Su
declaración fue recibida fríamente. Nadie
formuló una sola pregunta.
De regreso a Cuba, en junio de 1881, hizo
que un mosquito Culex hembra, infectado,
picase a un voluntario sano, apto para reproducir
experimentalmente la enfermedad. Repitió la
experiencia en otros 4 casos, todos enfermaron
aunque él, conociendo cuáles eran las etapas más
y menos peligrosas, tuvo la precaución de no
provocar casos en los que la vida de los sujetos
corriera peligro. Por el contrario, descubrió
también que el individuo picado una vez por un
mosquito infectado, quedaba inmunizado contra
futuros ataques.
De allí nació la sueroterapia de la fiebre
amarilla: inyecciones subcutáneas de suero de
individuos inmunizados. El 14 de agosto de ese
año, ya comprobada su hipótesis, presentó ante
la Academia de Ciencias Médicas de La Habana,
su trabajo "El mosquito hipotéticamente
considerado como agente transmisor de la fiebre
amarilla".
Posteriormente en Cuba, junto a William
Gorgas, llevó a cabo la erradicación de la plaga
en la isla y luego en Panamá, lo que facilitó la
construcción del canal. Cuando ya por su edad,
casi setenta años, parecía imposible esperar más
de la actividad creadora del sabio, comienza el
doctor Finlay a desarrollar como higienista
social una labor de extraordinaria importancia al
fundar, organizar y dirigir el naciente sistema
sanitario estatal cubano. En 1902, al proclamarse
la república de Cuba, Finlay fue nombrado jefe
de la Delegación de Cuba, cargo que ocupó hasta
1909, junto al doctor Juan Guiteras Gener (1852-
Carlos J. Finlay Barrés
(1833-1915).
Artrópodos y Salud Septiembre-Diciembre, 2014. Vol. I No. 2 Monografía: CARLOS J. FINLAY BARRÉS
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1925), fue de los fundadores de la Oficina
Sanitaria Internacional de las Repúblicas de
América, en la actualidad, Organización
Panamericana de la Salud (OPS), en 1907 se crea
el Departamento Nacional de Sanidad,
nombrándose al frente de su dirección también al
doctor Finlay, en el año 1909 se retiró. Después
de su muerte, el gobierno cubano creó en su
honor el Instituto de investigación en Medicina
Tropical, y el día 3 de diciembre, aniversario de
su cumpleaños, se celebra en toda América el
"Día de la medicina americana".
Durante los seis años y medio de dirección
nacional sanitaria del doctor Finlay, se estableció
el Reglamento de Sanidad Marítima, se logró el
control de la epidemia de peste bubónica que nos
llegó de Veracruz (México), se completó la
erradicación definitiva de la fiebre amarilla del
país, se implantó nuevamente la vacunación
preventiva contra la viruela, se pudo bajar la
mortalidad por tétanos neonatal al ponerse en
práctica una medida recomendada por el propio
Finlay como investigador y se emprendió una
campaña contra el paludismo con las
limitaciones de sus pobres recursos.
Autores:
Hernández Castillo C. y Ramírez
Plascencia M. Universidad Autónoma de Nuevo
León. Facultad de Ciencias Biológicas. Materia
Entomología Médica y Agrícola. San Nicolás de
los Garza. Nuevo León.
Commemorative postage stamp issued by Cuba
in honor of Carlos Juan Finlay, 1933. http://jeffline.jefferson.edu/sml/archives/exhibits/notable_al
umni/juan_carlos_finlay.html
Artrópodos y Salud Septiembre-Diciembre, 2014. Vol. I No. 2 Chikungunya: Una nueva lucha comienza
5
Resumen
Transmitido a seres humanos por la picadura de dos tipos de mosquitos principalmente, Aedes aegypti
y Aedes albopictus, el virus de Chikungunya se ha convertido en una nueva amenaza para todos los países,
teniendo un impacto tanto social como económico en las regiones afectadas. Desde la aparición del primer
brote del virus en el año de 1952 en el sur de Tanzania, durante la última década, la infección por
Chikungunya ha aparecido cada vez más frecuentemente, llegando a América a finales del 2013. La
semejanza de los síntomas que presenta el virus de Chikungunya, con los síntomas del dengue, ha traído
dificultades en su diagnóstico y tratamiento. La única defensa contra la enfermedad se encuentra en el
control del mosquito y en evitar picaduras de estos en países endémicos. Nuevas estrategias sin duda
tendrán que surgir para poder combatir a este nuevo enemigo. Los propósitos de este artículo, son el de
informar a la población acerca del virus y crear una conciencia de prevención contra el mosquito.
Palabras clave: Virus de Chikungunya, vector, síntomas Chikungunya, distribución geográfica.
Introducción
La infección por el virus de Chikungunya es
una enfermedad provocada por un virus de RNA
del género alfavirus, familia Togaviridae,
transmitido a seres humanos por la picadura de
dos tipos de mosquitos, Aedes aegypti y Aedes
albopictus. Desde la aparición del primer brote
del virus en el año de 1952 en el sur de
Tanzanía, durante la última década, la infección
por Chikungunya ha aparecido cada vez más
frecuentemente, llegando a América a finales del
2013. Chikungunya, que en el idioma
Kimakonde significa ―doblarse o que te dobla‖,
haciendo referencia a la apariencia encorvada de
las personas infectadas por el virus, presenta
Chikungunya: Una nueva lucha comienza. Arce-Martínez Samantha y Núñez-Ramírez Francisco Freinet
Laboratorio de Entomología Médica, Universidad Autónoma de Nuevo León, Facultad de Ciencias Biológicas.
Artrópodos y Salud Septiembre-Diciembre, 2014. Vol. I No. 2 Chikungunya: Una nueva lucha comienza
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síntomas parecidos a los de la gripe,
acompañados de erupciones y dolor articular que
puede durar por largo tiempo aún después de
haber salido de la infección. Las similitudes que
presenta el virus con los síntomas del dengue, ha
traído dificultades en el diagnóstico y
tratamiento de este. La prevención contra la
enfermedad se basa únicamente en el control del
mosquito y en evitar picaduras de estos en países
endémicos.
Vectores de transmisión
Aedes aegypti y Aedes albopictus son los
responsables de la transmisión urbana del virus
de Chikungunya, al igual que del virus, causante
de la fiebre amarilla transmitido por Aedes
aegypti, y del virus del dengue, cuyos vectores
pueden ser ambos mosquitos, pero A. albopictus
con menor capacidad. El ciclo de vida del
mosquito empieza con la alimentación de la
hembra con sangre, después ésta ovipone de 50 a
200 huevos en lugares con agua. Dichos huevos,
pueden soportar hasta 1 año de desecación si las
condiciones en su medio no son óptimas para
pasar a su estado larvario. Una vez en estado
larvario, existen 4 estadíos por las que pasa la
larva, con un tiempo medio de 48 horas entre
cada uno, siendo la última fase acuática la pupa.
Después de aproximadamente una semana, el
mosquito adulto emerge del agua (Figura 1).
Aedes aegypti se encuentra principalmente en
áreas urbanas, con o sin vegetación. Este
mosquito pica, descansa, y ovipone dentro y
fuera de las casas. A. aegypti prefiere
alimentarse de sangre humana más que de
cualquier otro mamífero. Por su parte el Aedes
albopictus, se encuentra principalmente en áreas
con matorrales y una gran vegetación, por esta
razón es más común llegar a ser picado por estos
en espacios abiertos, y regularmente por la
tarde(3)
.
Transmisión
A finales de 2013, el virus de Chikungunya
llega a América, logrando de esta manera
establecerse en casi todos los continentes del
planeta. Existe evidencia histórica que
Chikungunya se originó en África y
posteriormente se propagó a Asia(9)
. Estudios
filogenéticos realizados en mosquitos colectados
en África y el Sudeste de Asia apoyan dicha
teoría, debido a la obtención de tres genotipos
distintos del virus provenientes del Oeste de
África, Centro y Este de África, y Asia(15)
. La
conservación y la transmisión del virus de
Chikungunya difiere de población a población.
Por ejemplo, en Asia el virus es conservado en
Artrópodos y Salud Septiembre-Diciembre, 2014. Vol. I No. 2 Chikungunya: Una nueva lucha comienza
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un ciclo humano-mosquito-humano mientras en
África el virus es conservado en un ciclo
selvático, envolviendo a especies primates
salvajes (además de otros animales), y mosquitos
Aedes que habitan en la selva(13, 6)
. Aunque Ae.
aegypti y Ae. Albopictus son los principales
vectores de Chikungunya en la mayor parte de
las regiones del mundo, no son las únicas
especies del género transmisoras del virus,
existen otras especies selváticas de Aedes de las
cuales el virus ha sido aislado también, como
Ae. africanus y Ae. furcifer-taylaroi, además de
otros géneros de mosquitos como Mansonia,
Culex y Anopheles(6, 16)
. Sin embargo, más
investigación es necesaria para definir la
capacidad vectora de Culex y Anopheles, ya que
sólo unos pocos casos aislados fueron reportados
y pruebas experimentales de transmisión del
virus resultaron negativas(19, 16)
. Otro punto a
resaltar es que, a diferencia del virus del dengue,
no existe evidencia de una transmisión
transovarial entre mosquitos portadores del virus
de Chikungunya. Por otro lado, hay casos bien
documentados de una trasmisión vertical madre-
feto en mujeres embarazadas infectadas con el
virus (18)
.
Distribución geográfica
Después del primer brote de Chikungunya
en el año de 1952, brotes esporádicos siguieron
ocurriendo aunque con muy poca actividad
reportada después de mediados de los años 80s.
Sin embargo, un brote en el 2004 originado en la
costa de Kenia logró propagar el virus a
Comoros, La Reunión, y varias otras islas del
océano Índico en un lapso menor a dos años. De
las islas del océano Índico, Chikungunya fue
introducido a India, donde en 2006 grandes
brotes azotaron la región con más de 1.93
millones de casos reportados para antes de
finalizar el año(14)
.
En 2007, probablemente
debido a viajeros provenientes de las áreas
afectadas, Chikungunya llega al continente
europeo con el primer caso autóctono
(transmisión humano - mosquito - humano)
reportado al norte de Italia(17, 4)
, alcanzando fama
internacional y confirmando de esta manera que
los brotes transmitidos por Ae. albopictus son
posibles en Europa. En diciembre de 2013, la
Organización Mundial de la Salud reportó las
primeras transmisiones locales del virus del
Chikungunya en el continente Americano con
casos de origen autóctono provenientes de la isla
caribeña de St. Martin(2)
. Cerca de 30 países del
caribe han sido reportados desde entonces con
brotes y transmisiones locales de Chikungunya
(Anguila, Antigua, Aruba, Bahamas, Barbados,
Islas Vírgenes Británicas, Islas Caimán,
Curaçao, Dominica, República Dominicana,
Granada, Guadalupe, Haití, Jamaica, Martinica,
Puerto Rico, San Bartolomé, San Cristóbal,
Artrópodos y Salud Septiembre-Diciembre, 2014. Vol. I No. 2 Chikungunya: Una nueva lucha comienza
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Santa Lucía, San Martín, San Vicente y las
Granadinas, Sint Marteen, Trinidad y Tobago,
Islas Turcas y Caicos e Islas Vírgenes). Hasta
mayo del presente año, un total de 103,018 casos
sospechosos y 4,406 casos confirmados fueron
reportados provenientes de estas áreas (12)
. De
acuerdo a estos autores, más del 95% de los
casos reportados provienen solamente de cinco
países: República Dominicana (38.656 casos),
Martinica (30.715), Guadalupe (24428), Haití
(6318), y San Martín (4113). El 26 de junio del
2014, la Secretaría de Salud confirma el primer
caso de Chikungunya en México. Una mujer del
Estado de Jalisco que recientemente había
viajado a islas caribeñas presentó síntomas del
virus. Al tratarse de un caso importado y aislado,
México no se considera aún un país con
presencia de Chikungunya autóctona (Figura 2),
aunque el riesgo de entrada del virus sigue
latente debido a la fuerte presencia de éste en
países vecinos. El 17 de julio del 2014, solo tres
semanas después del caso reportado en Jalisco,
Estados Unidos reporta su primer caso autóctono
de Chikungunya en el Estado de Florida. Hasta
el 19 de agosto del presente, se tienen reportados
4 casos locales del virus, todos en Florida (2)
.
Diseminación Vírica y Órgano Blancos.
La infección con el virus Chikungunya
inicia con la picadura intradérmica de un
mosquito portador del virus, entrando al área
subcutánea donde inicia su replicación
inmediatamente. El virus infecta a las células
susceptibles como los macrófagos, fibroblastos y
células endoteliales. Estas son transportadas
después a órganos secundarios linfoides cerca
del sitio de inoculación, donde ahí las células
infectadas migratorias reproducen el virus y
estos a su vez pueden infectar a células vecinas
susceptibles. Aún con una respuesta
inmunológica activa local, el virus se disemina
rápidamente al torrente sanguíneo. Los virus
producidos en los ganglios linfáticos, pasan al
sistema linfático para luego llegar de igual forma
al torrente sanguíneo. Una vez en la sangre, el
virus tiene acceso a diversas partes del cuerpo,
incluyendo el hígado, músculos, articulaciones y
el cerebro (Figura 3).
Síntomas y diagnostico
El tiempo de incubación del virus es de entre dos
y cuatro días pero puede llegar a durar hasta diez
días (10)
. El virus del Chikungunya puede causar
una enfermedad en tres etapas, aguda, subaguda
y crónica. Uno de los principales síntomas es la
fiebre (mayor a 39°C) la cual dura
aproximadamente una semana, esta puede ser
continua o intermitente y suele ser acompañada
por bradicardia relativa(14)
. Otros síntomas
observados son el dolor muscular y el severo
Artrópodos y Salud Septiembre-Diciembre, 2014. Vol. I No. 2 Chikungunya: Una nueva lucha comienza
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dolor en las articulaciones que normalmente se
presenta en áreas pequeñas del cuerpo como
manos, pies, muñecas y tobillos, pero pueden
verse afectadas las rodillas y los hombros
también. Entre el tercer y quinto día, aparecen
las erupciones en la piel en el área del tronco y
en extremidades, éstas pueden causar picazón.
Los niños no son muy propensos al dolor en las
articulaciones, en cambio presentan
convulsiones febriles, vómitos, dolor abdominal
y constipación(9)
. Hombres y mujeres de todas
las edades pueden ser afectados por el virus,
pero en los individuos muy jóvenes, en especial
neonatos, y los ancianos son más propensos a
desarrollar las formas más graves de la
infección(7-9, 21)
. Lamentablemente no existe un
tratamiento farmacológico antiviral específico
para Chikungunya, lo que se medica es un
tratamiento para cada síntoma.
Las pruebas utilizadas para diagnosticar
Chikungunya utilizan muestras de sangre o suero
y en casos neurológicos líquido cefalorraquídeo,
Estas muestras son tomadas durante la primera
semana del inicio de los síntomas y son
analizadas mediante métodos serológicos
(ELISA para detección de IgM e IgG) y
virológicos (RT-PCR y aislamiento).
Prevención
La única herramienta que tenemos para prevenir
la infección del virus de Chikungunya, es reducir
el contacto humano-vector. Por lo tanto es
necesario tomar medidas preventivas, como no
conservar agua en recipientes para así eliminar la
probabilidad de criaderos de mosquitos, tapar
tanques de agua de uso doméstico, barrer
charcos o aguas estancadas, utilizar mosquiteros
en ventanas y puertas, y como última opción el
uso de insecticidas(2)
.
Conclusión
Es importante tomar las medidas necesarias para
controlar el mosquito, que es la única medida
que tenemos para prevenir el virus del
Chikungunya. Por esta razón debemos
concientizar a la sociedad y difundir el
conocimiento que sobre el tema se tiene, para
que en colaboración con las autoridades
responsables evitemos una epidemia de
imprevisibles consecuencias.
Literatura citada
1. Alladi Mohan, DHN Kiran, I Chiranjeevi
Manohar, D Prabath Kumar (2010)
Epidemiology, clinical manifestations, and
diagnosis of chikungunya fever: lessons learned
from the re-emerging epidemic. Indian J
Dermatol. 2010 Jan-Mar; 55(1): 54–63.
2. CDC. Chikungunya virus. Atlanta, GA: US
Department of Health and Human Services;
2014. Disponible
en:http://www.cdc.gov/chikungunya.
3. CDC. Dengue. Atlanta, GA: US Department of
Health and Human Services; 2014. Disponible
en: http://www.cdc.gov/dengue/.
4. Charrel R. and de Lamballerie X. (2008).
Chikungunya in north-eastern Italy: a
consequence of seasonal synchronicity. Euro
Surveill, 13, pii: 8003.
5. Caglioti Claudia, Lalle Eleonora, Castilletti
Concetta, Carletti Fabrizio, Capobianchi Maria
Rosaria, Bordi Licia (2013). Chikungunya virus
infection: an overview. New Microbiologica, 36,
211-227.
6. Diallo M., Thonnon J., Traore Lamizana M. and
Fontenille D. (1999). Vectors of Chikungunya
virus in Senegal: current data and transmission
cycles; Am. J. Trop. Med. Hyg. 60 281–286
7. Economopoulou A, Dominguez M, Helynck B,
et al. Atypical chikungunya virus infections:
clinical manifestations, mortality and risk factors
for severe disease during the 2005-2006
Artrópodos y Salud Septiembre-Diciembre, 2014. Vol. I No. 2 Chikungunya: Una nueva lucha comienza
10
outbreak on Reunion. Epidemiol Infect. 2009;
137(4):534-541.
8. Gerardin P, Barau G, Michault A, et al.
Multidisciplinary prospective study of mother-
to-child chikungunya virus infections on the
island of La Reunion. PLoS Med. 2008;5(3):e60
9. Halstead SB. Arboviruses of the Pacific and
Southeast Asia. In: Feigin RD, Cherry JD (eds)
(1992). Textbook of Pediatric Infectious
Diseases (3rd ed). Philadelphia: WE Saunders;
1468-89.
10. I-C Sam, and S AbuBakar. (2006). Chikungunya
Virus Infection. Med J Malaysia Vol. 61
11. Lemant J, Boisson V, Winer A, et al. Serious
acute chikungunya virus infection requiring
intensive care during the Reunion Island
outbreak in 2005-2006. Crit Care Med. 2008;
36(9):2536-2541.
12. Marc Fischer and J. Erin Staples (2014).
Chikungunya Virus Spreads in the Americas —
Caribbean and South America, 2013–2014.
Morbidity and Mortality Weekly Report, Vol. 63
/ No. 22
13. McIntosh B. M., Jupp P. G. and Dos S. I. (1977).
Rural epidemic of Chikungunya in South Africa
with involvement of Aedes (Diceromyia) furcifer
(Edwards) and baboons; S. Afr. J. Sci. 73 267–
269.
14. Pan American Health Organization and CDC
(2011). Preparedness and response for
chikungunya virus: Introduction in the Americas.
Washington, DC: Pan American Health
Organization, World Health Organization.
15. Powers A. M., Brault A. C., Tesh R.B. and
Weaver S.C. (2000). Reemergence of
chikungunya and o'nyong-nyong viruses:
evidence for distinct geographical lineages and
distant evolutionary relationships. J Gen Virol;
81: 471-9.
16. Rao T. R., Singh K. R. P. and Pavri K. M.
(1964). Laboratory transmission of an Indian
strain of Chikungunya virus; Curr Sci. 33 235–
236.
17. Rezza G., Nicoletti L., Angelini R., Romi R.,
Finrelli A. C., Panning M., Cordioli P., Fortuna
C., Boros S., Magurano F., Silvi G., Angelini P.,
Dottori M., Ciufolini M.G., Majori G.C. Cassone
A. (2007). Infection with Chikungunya virus in
Italy: an outbreak in a temperate region. Lancet
370, 1840-1846.
18. Robillard P. Y., Boumahni B., Gérardin P.,
Michault A., Fourmaintraux A., Schuffenecker
I., et al. (2006) Vertical maternal fetal
transmission of the chikungunya virus. Ten cases
84 among pregnant women. Presse Med;
35:785–8.
19. Shah K. V., Gilotra S. K., Gibbs C. J. and
Rozeboom L. E. (1964). Laboratory studies of
transmission of Chikungunya virus by
mosquitoes: a preliminary report; Indian J. Med.
Res. 52 703–709
20. Sudeep A.P. and Parashar D. (2008).
Chikungunya: an overview; J. Biosci. 33 443–
449.
21. Touret Y, Randrianaivo H, Michault A, et al.
[Early maternal-fetal transmission of the
chikungunya virus]. Presse Med. 2006; 35(11
Pt1):1656-1658.
Artrópodos y Salud Septiembre-Diciembre, 2014. Vol. I No. 2 Feromonas
11
FEROMONAS
Alejandro Gaitán Burns y Samanta L. Del Río G.
Universidad Autónoma de Nuevo León. Facultad de Ciencias Biológicas. Lab. De Entomología
Médica. San Nicolás de los Garza, Nuevo León
Resumen
Las feromonas son cada vez más eficientes y no afectan adversamente a enemigos naturales, pueden
provocar a largo plazo reducción en las poblaciones de insectos que no se han podido disminuir con
insecticidas convencionales. Un clima cambiante con temperaturas estacionales más altas y
precipitaciones alteradas hace que el control de insectos nativos e invasivos sea un desafío cada vez más
urgente. La intensificación del uso de insecticidas no proporcionará una solución, pero las feromonas y
otros semioquímicos se pueden implementar para el desarrollo sostenible y así mejorar la seguridad
alimentaria para una población creciente. Aquí, revisaremos lo más importante y generalizado de las
feromonas para sus aplicaciones prácticas en el manejo de plagas.
Introducción
Los semioquímicos (del griego semeon, una
señal) son productos químicos que sirven de
intermediarios en las interacciones entre
organismos6. Están subdivididos en
aleloquímicos y feromonas dependiendo de si las
interacciones son interespecíficas o
intraespecíficas, respectivamente. Las feromonas
son, por tanto, substancias químicas producidas
y segregadas al exterior por un individuo, y
percibidas olfativamente por otros individuos de
su misma especie, en los cuales produce un
cambio en el comportamiento o en su proceso de
desarrollo10
. Las feromonas se clasifican según
la función que realizan o el comportamiento que
desencadenan: sexuales, de alarma, de
agregación, de marcado, etc., siendo las
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feromonas sexuales las más utilizadas en el
control de plagas7.
Varían enormemente entre las especies y a
pesar de que son una forma casi omnipresente de
la comunicación, la comprensión de cómo ha
surgido esta diversidad y los procesos que
impulsan la evolución de las feromonas, es
menos desarrollada que la de las señales visuales
y auditivas10
. Cientos de feromonas y otros
semioquímicos se han descubierto y se utilizan
para controlar la presencia y abundancia de los
insectos14
.
Semioquímicos: Feromonas
Muchos de los comportamientos de los
insectos se basan en el sentido del olfato, siendo
los semioquímicos especialmente importantes en
diferentes situaciones como la alimentación,
reproducción, oviposición, peligro, explotación
de algún recurso, reconocimiento, etc.11,15
En los
años 50’s cuando las feromonas fueron
reconocidas por primera vez, se definieron como
las sustancias que son secretadas al exterior por
un individuo y recibidas por un segundo
individuo de la misma especie en la que se
generan una reacción específica7. El término se
deriva de la palabra griega pherein que significa
llevar o transportar y de horman que significa
excitar4. Son detectables en cantidades
extremadamente pequeñas y son producidas por
glándulas exócrinas que son modificaciones de
células epidermales8.
Tipos
Existe un tipo de feromona específico para
diferentes actividades que realizan los insectos.
Los insectos no producen todos los tipos de
feromonas que aquí se indican, depende del
grado de complejidad que alcance en su relación
con otros individuos de su especie.
Los tipos más importantes de feromonas
son6,8
:
Marcadores de pista. Son sustancias que dejan
marcas olorosas para indicar el camino de vuelta
a la colonia, cuando los “exploradores” tienen
éxito en su búsqueda de alimento. Son típicas de
insectos sociales, como hormigas y algunas
termitas. También se han descrito en la
procesionaria del pino Thaumetopoea
pityocampa.
Regulación de castas. Se dan en insectos
sociales, aunque sólo las produce la reina de la
colonia. Son típicas de las termitas, en las que la
reina produce una serie de sustancias que se
distribuyen por la colonia, entre los individuos,
mediante la saliva. Según la feromona ingerida
se produce una serie de cambios (aunque
también intervienen otros factores) en los
individuos que las ingieren, dando lugar a
diferencias en su desarrollo que originan las
castas: obreros, soldados, reproductores
secundarios. Se pueden considerar también como
feromonas morfogénicas.
Agregación. Son un tipo de feromonas que
inducen la formación de grandes agregados,
temporales o persistentes. Se da en las abejas
cuando forman los enjambres, en los Coleópteros
escolítidos cuando buscan un lugar para
aparearse y alimentarse, en algunas especies de
Coleópteros coccinélidos cuando van a invernar,
o en la cucarachas.
Alarma. Es un conjunto de sustancias que
producen algunos insectos que viven en
comunidades, para avisar a sus congéneres de
algún peligro. Estas feromonas hacen que los
insectos que las perciban corran o vuelen más
activamente, muestren un comportamiento
agresivo, o traten de huir. Se ha encontrado en
muchas hormigas, pulgones, abejas y algunas
termitas.
Morfogénicas. Son feromonas que afectan al
desarrollo de los individuos que las ingieren,
especialmente en el desarrollo sexual. En la
langosta (Schistocerca gregaria) los machos
maduros producen una sustancia que promueve
Artrópodos y Salud Septiembre-Diciembre, 2014. Vol. I No. 2 Feromonas
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la maduración sexual de otros machos. En la
abeja de la miel (Apis mellifera) la reina produce
otra feromona (la llamada sustancia de la reina)
en una glándulas que posee en las mandíbulas,
que inhibe el desarrollo de los ovarios de las
obreras, y que también tiene efecto sobre su
comportamiento, evitando que construyan celdas
reales y críen nuevas reinas.
Sexuales. Son las feromonas más investigadas
actualmente. Las más conocidas son las
producidas por Lepidópteros, especialmente en
aquellas especies que pueden ser plagas
agrícolas, aunque se conocen en otros muchos
órdenes de insectos (Dípteros, Homópteros, etc.).
En los Lepidópteros las feromonas sexuales son
producidas fundamentalmente por las hembras
en unas glándulas que poseen en el abdomen,
con el fin de atraer a los machos hacia ellas, y
facilitar así el encuentro y apareamiento. Muchas
de estas feromonas se han identificado
químicamente y se sintetizan compuestos
análogos en laboratorio, estando disponibles en
el mercado para aplicación en el control de
especies plaga.
Antiafrodisiacas. Usadas por los machos para
marcar a la hembra apareada, ayudando a
garantizar su “paternidad”.
Epideícticas. Son colocadas sobre algún recurso
como una fruta, un huevo parasitado, para
indicar que ya ha sido explotada, reduciendo la
competencia de la progenie.
Antiagregación. Emitida cuando un recurso está
en riesgo de ser sobre-explotado, beneficia a los
emisores y a los receptores, porque reduce la
competencia interespecífica.
Los machos (de Lepidópteros y de otros
muchos insectos) también producen sus
feromonas sexuales, que actúan cuando están
cerca de la hembra, induciéndola al
acoplamiento.
Uso de las feromonas en Manejo Integral de
Plagas (MIP)
Un importante elemento en el enfoque del
MIP es la explotación de químicos que
modifican el comportamiento, usualmente en
forma de productos naturales, en particular las
feromonas12
, las cuales son usadas en la
agricultura, la horticultura, la silvicultura, los
productos almacenados y en insectos vectores de
enfermedades3,14
.
El uso de feromonas en el control de plagas
puede realizarse por diferentes vías:
Detección y Monitoreo. El principal uso de las
feromonas sexuales de insectos es atraer insectos
a trampas para detección y determinación de su
distribución temporal. En la mayoría de los
casos, son los machos los que responden a
feromonas sexuales producidas por las hembras.
Entonces, se diseñan trampas atrayentes que
reproducen de manera muy cercana la
proporción de componentes químicos.
Idealmente, una trampa atrayente debería disipar
uniformemente su contenido de feromonas a
través del tiempo y en el proceso, no retenerlas o
degradarlas en forma permanente13
. A través de
los años se han probado muchos diseños de
cebos, pero los de uso común hoy son: fibras
huecas de plástico de polivinilo (emiten por
ambos extremos), fibras huecas selladas y bolsas
(emiten por las paredes) y flecos de plástico
laminado (emiten por las paredes y bordes
expuestos). Para que la trampa sea efectiva para
el monitoreo de poblaciones de insectos, el
diseño también es crítico.
Las trampas varían en diseño y tamaño
dependiendo del comportamiento de los insectos
objetivo1. Para las evaluaciones de poblaciones,
umbrales de aspersión y comparaciones de unos
años con otros, son esenciales protocolos de
captura consistentes1. La información de las
capturas de las trampas puede ser muy útil para
la toma de decisiones de aplicación de
insecticidas y otras medidas de control. Por
ejemplo, las capturas en trampas pueden indicar
una pérdida del efecto de la feromona sobre la
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alteración del apareamiento y la necesidad de
aplicar de nuevo el tratamiento de la feromona.
El monitoreo cuidadoso y la experiencia para
interpretar los datos recolectados son
importantes para el éxito. Las trampas también
se pueden colocar con el objetivo de destruir los
machos para control de la población12
.
Alteración del Apareamiento. Con la
disponibilidad comercial de feromonas sexuales
de insectos para varias plagas agrícolas en los
años 1970, los científicos y empresarios pusieron
su atención en la alteración del apareamiento
como un enfoque "bioracional" para el control de
insectos1. En teoría, la alteración del
apareamiento se puede lograr de dos maneras
principales: seguir rastros falsos o confusión11
.
El seguimiento de rastros falsos resulta de
colocar muchos más puntos de fuentes de
feromonas (fibras huecas, escamas u otros
puntos como fuentes) por hectárea de los
números anticipados de hembras en el cultivo.
Las probabilidades de que los machos
encuentren hembras al final del rastro de
feromona debe reducirse mucho. La emisión de
feromonas es relativamente baja en cada punto,
de modo que el rastro se crea viento abajo y no
se pierde en un fondo de feromonas liberadas2.
Se cree que los machos que siguen estas pistas
gastan sus energías de apareamiento en
persecución de las fuentes de feromonas
artificiales5.
Respecto a la confusión de los machos, se
cree que ésta es el resultado de que la feromona
en el ambiente está en concentraciones
suficientes para ocultar los rastros de las
hembras que llaman a los machos (grandes dosis
de fuentes difusas tales como microcápsulas o
dosis mayores de feromona en dispensadores de
fuentes puntuales tales como cordones de
polietileno); el resultado neto de la confusión es
que el macho no se puede orientar hacia ninguna
fuente de feromona y seguir el rastro de una
pareja viento arriba9.
Cebos tóxicos. Los cebos tóxicos son mezclas
de una sustancia atrayente con un insecticida.
Los cebos generalmente están orientados a
controlar insectos adultos por que la movilidad
de los individuos es fundamental para la
eficiencia del cebo. En algunos pocos casos se
usan cebos contra larvas como en el control de
larvas de noctuidos. La gran ventaja del cebo
tóxico es que el efecto insecticida se restringe a
la especie dañina que es atraída por el cebo. De
esta manera se confiere especificidad al
tratamiento evitando dañar a los insectos
benéficos. Al mismo tiempo se ahorra insecticida
porque la aplicación es localizada. En general, el
tratamiento tiende a ser más económico y
selectivo12
.
Conclusiones
La feromonas como método de control de
insectos es posible gracias a sus principales
ventajas: altamente específicas, no tóxicas en su
gran mayoría y activas en cantidades mínimas.
Otras ventajas son que reducen las poblaciones a
largo plazo, tienen mayor potencia a menor
densidad de insectos, no inducen plagas
Artrópodos y Salud Septiembre-Diciembre, 2014. Vol. I No. 2 Feromonas
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secundarias y permiten la recuperación de
insectos benéficos. También son efectivas en
insectos difíciles de controlar con insecticidas
tradicionales. Sus desventajas consisten en su
elevado precio y su efecto es bastante retardado
en comparación de los insecticidas mayormente
utilizados.
Literatura citada
1. ARN, H. 1990. Pheromones: prophecies,
economics, and the ground swell, pp. 717–
722, in R. L. Ridgway, R. M. Silverstein, M.
N. Inscoe (eds.). Behavior-modifying
Chemicals for Insect Management:
Applications of Pheromones and Other
Attractants. Marcel Dekker, New York.
2. ARN, H. and LOUIS, F. 1996. Mating
disruption in European vineyards, pp. 377–
382. In R.T. Cardé and A.K. Minks (eds.).
Pheromone research new directions.
Chapman and Hall, New York.
3. Brechelt, A. 2008. Manejo Ecológico de
Plagas y Enfermedades. Fundación
Agricultura y Medio Ambiente. Santo
Domingo, República Dominicana.
4. Cardé, R. T. y J.G. Millar. 2009.
Pheromones. In: Encyclopedia of Insects.
Resh, V.H. y R.T. Cardé, editors. 2nd
edition.
Elsevier. 766-770.
5. Cardé, R. T. and Minks, A. K. 1995. Control
of moth pests by mating disruption:
successes and constraints. Annu. Rev.
Entomol. 40: 559-585.
6. Chapman, R.F., Simpson, S.J., Douglas,
A.E. 2013. The insects: structure and
function. 5th edition. Cambridge university
press. Part V, Chapter 27. Chemical
communication: pheromones and
allelochemicals. 858-898
7. Gullan, P.J. and P.S. Cranston. 2010. The
insects an outline of entomology. 4t. edition.
Wiley-Blacwell.
8. Klowden, M.J. Physiological Systems in
Insects. 2007. Elsevier. USA. 612-627.
9. Koch, U. T., Doye, E., Schumann, K., and
Andrick, U. 2009.Circe an addition to the
toolbox for assessment / improvement of
mating disruption. IOBC wprs Bulletin
41:17–24.
10. Symonds, M. T. y M. A. Elgar. 2008. The
evolution of pheromone diversity. Trends in
Ecology & Evolution. 220-228.
11. Tortböjn, N. 2007. Semiochemicals for
insect pest management. Pure Appl Ch. 79:
2129-2136.
12. Shani, A. 2000. Chemical Communication
Agents (Pheromones) in Integrated Pest
Management. Drug Development Research
50:400–405.
13. Witzgall, P., Bäckman, A.-C., Svensson, M.,
Koch, U. T., Rama, F., El-Sayed, A.,
Brauchli, J., Arn, H., Bengtsson, M., and
Löfqvist, J. 1999. Behavioral observations of
codling moth, Cydia pomonella, in orchards
permeated with synthetic pheromone.
BioControl 44:211–237.
14. Witzgall, P., P., Kirsch and A., Cork. 2010.
Sex Pheromones and Their Impact on Pest
Management. J. Chem. Ecol. 36:80–100
15. Wyatt, T.D. 2003. Pheromones and Animal
Behaviour. Cambridge University.
Artrópodos y Salud Septiembre-Diciembre, 2014. Vol. I No. 2 Tratamientos domésticos contra la pediculosis
16
Tratamientos domésticos contra la pediculosis. Gerardo Trujillo R. , Martha López R.
La pediculosis es la infestación con el piojo
de cabeza y cuerpo humano, Pediculus humanus.
Hay dos subespecies, el piojo de la cabeza (P. h.
Capitis) y el piojo del cuerpo (P. h. Humanus).
Son ectoparásitos cuyo único conocido
anfitriones son los seres humanos. Datos
moleculares recientes sugieren que las dos
subespecies son ecotipos de la misma especie y
que la evolución entre las dos poblaciones tiene
lugar continuamente. (CDC)
A lo largo de la historia se ha buscado
controlar el problema de la pediculosis ya que es
un padecimiento muy común en niños y
adolescentes siendo más persistente en el género
femenino, esto debido a la presencia de cabello
abundante. Hoy en día existen factores que
permiten que este artrópodo prevalezca, ya que
existen estudios donde se reportan la presencia
de mutaciones que generan resistencia a los
insecticidas, es por eso que los piojos son
resistente ante los tratamientos que existen en el
mercado.
Existen diversos tipos de control para este
padecimiento, la mayoría de ellos son métodos
de control caseros. Dichos métodos varían en
resultados, así mismo algunos pueden causar
efectos secundarios como irritación.
El contenido de este informe es sólo para
fines informativos. Nada en este informe está
destinado a diagnosticar cualquier enfermedad o
a proporcionar cualquier consejo médico o
sustituto de los consejos de su médico de
atención a la salud. Siempre asegúrese de
consultar con su médico antes de empezar
cualquier nuevo programa o tratamiento.
Remedios domésticos contra la pediculosis
Tratamiento a base de vinagre de manzana y
esencia de tomillo.
- ½ taza de vinagre de manzana (ojalá de
campo).
- 8 gotitas de esencia de tomillo (opcional).
Mezclar los ingredientes y masajear con esta
preparación la cabeza, colocar un gorro o bolsa
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plástica. Dejar actuar por 2 horas y luego lavar.
Revisar y peinar con un peine de dientes
pegados. Repetir 2 veces a la semana por un
mes.
Esta receta es ideal para soltar o despegar
las liendres (huevos). Su acidez es especialmente
eficaz contra la sustancia que adhiere las liendres
al pelo (1).
Tratamiento a base de vinagre y agua tibia.
Después de cada lavado, hacer el último
enjuague con 3 cucharadas de vinagre en 3 litros
de agua tibia sin aclarar. El olor a vinagre es
mínimo, se puede disimular con un poco de
colonia. Otro beneficio de este enjuague: deja el
pelo limpio, suave y brillante (1).
Tratamiento a base del árbol del té.
- Aceite de árbol de té (Tea Tree Oil). Se
consigue en algunos herbolarios o droguerías.
Opción 1: Mezclar algunas gotas de aceite del
árbol del té en el champú y lavar como de
costumbre.
Opción 2: Aplicar mediante una bolita de
algodón directamente al cuero cabelludo durante
algunos minutos antes del lavado. Este aceite es
un poderoso agente antiséptico, antiviral y
fungicida natural sirve para el acné y también
para la caspa (1).
Tratamiento a base de eucalipto y jugo de
limón.
- 2 puñados de hojas de eucalipto.
- Jugo de 1 limón.
- 1lt de agua.
Hervir las hojas durante 15 minutos en el
agua. Dejar reposar y agregar el jugo de limón.
Masajear con esta preparación la cabeza, colocar
un gorro o bolsa plástica. Dejar actuar por 30
minutos, luego lavar el cabello como de
costumbre (1).
Tratamiento a base de chirimoya y aceite de
almendra.
- 10 Pepas Negras de Chirimoya
(aproximadamente).
- 2 cucharadas de aceite de almendra.
Secar y moler hasta reducir a polvo las
pepitas negras de chirimoya y mezclar con el
aceite de almendra. Aplicar sobre la cabeza en el
pelo seco y colocar en un gorro o bolsa plástica
sobre la cabeza. Lavar la cabeza a la mañana
siguiente (1).
Tratamiento a base de ajo.
- 1 cabeza de ajo molida.
- ½ lt de agua.
Verter el ajo molido en medio litro de agua.
Dejar reposar por varias horas y colar y frotar
con esta preparación el cuero cabelludo y
envolver la cabeza con un gorro o bolsa plástica.
Aceite de árbol del té, http://otramedicina.imujer.com
Peine de cerdas finas,
http://otramedicina.imujer.com
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Dejar puesta toda la noche y lavar a la mañana
siguiente (1).
Tratamiento a base del árbol de Cuasia.
- Corteza de Cuasia (Quassia Amara). Se puede
conseguir en yerberias.
- 250cc de Alcohol de 96°grados.
Meter la corteza en el frasco del alcohol y
tapar. Dejar macerar una semana al sol, y aplicar
con un algodón en todo el cabello. Envolver el
pelo con un gorro o bolsa plástica por una hora,
luego lavar como de costumbre. Repetir cada 1-2
semanas. La hierba y corteza de este árbol es
muy ácida y cambia el ph del cuero cabelludo,
impidiendo la existencia del piojo, es eficaz y no
es nocivo para la salud (1).
Tratamiento a base de palta y ruda.
- 5 cuescos de Palta.
- 2 ramitas de Ruda (Ruta Graveolens).
- 4 litros de agua.
Picar los cuescos y poner a hervir junto a la
ruda en el agua. Lavar el pelo como de
costumbre y aplicar como si fuera una loción,
masajeando suavemente. Envolver con una gorra
o bolsa plástica y dejar actuar por 2 horas. Peinar
detalladamente para retirar los parásitos y lavar
(1).
Tratamiento a base de ruda fresca y toronjil.
- 40-50 grs de ruda fresca (Ruta Graveolens).
- 40-50 grs de toronjil.
- 1lt de agua.
Hervir la ruda y toronjil en 1 litro de agua
durante 30 minutos. Mojar el pelo con la
preparación y envolver con una gorra o bolsa
plástica y dejar actuar entre 1 a 2 horas. Peinar
detalladamente para retirar los parásitos y lavar (1).
Tratamiento a base de hojas de melia.
- 10 grs de hojas frescas de Melia o Cinamomo
(Melia azedarach).
- 250 ml. de agua.
Éste árbol es muy común en plazas como
ornamentación, su fruto, cuando está muy
maduro al aplastarlo expele un mal olor. Hervir
durante 5 minutos. Se deja enfriar y se agrega la
preparación por el cabello con un algodón o un
paño (1).
Tratamiento a base de aceite de oliva.
Aplicar 4 cucharadas de aceite de oliva
sobre la cabeza para asfixiar a los piojos. Cubrir
la cabeza con una gorra de ducha, dejar puesta
de cuatro a seis horas. Repetir la operación tres o
cuatro veces por semana (5).
Tratamiento a base de aceite de oliva y aceite
de lavanda.
Mezclar 3 cucharadas de aceite de oliva y 3
de aceite esencial de lavanda. Cubrir la cabeza
con una gorra de ducha de cuatro a seis horas por
tres a cuatro días (5).
Tratamiento a base de vinagre de manzana y
tomillo (usando peine de cerdas finas).
Mezclar media taza de vinagre de sidra de
manzana y 8 gotitas de esencia de tomillo.
Después, masajear con esta preparación la
cabeza, colocar un gorro de plástico y dejar
puesto por 5 horas. Pasado ese tiempo, se debe
quitar el gorro y pasar un peine que tenga los
dientes pegados (5).
Tratamiento a base de enjuague de cabello y
vinagre de manzana.
Agregar al agua del enjuague del cabello 4
cucharadas de vinagre de sidra de manzana para
ayudar a aflojar las liendres (5).
Tratamiento a base de aceite de citronela.
Colocar en el champú diario o en la crema
de enjuague una proporción 5 gotas de aceite
esencial de citronella, 7 gotas de eucalipto y 5
Aceites y vinagre
http://otramedicina.imujer.com/2008/08/13/piojos-
trucos-caseros-para-eliminarlos
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gotas de mejorana. Igualmente, se pueden
elaborar lociones con estos aceites el cual resulta
más beneficioso para la salud que los productos
sintéticos contra piojos que venden, derivados de
órganos fosforados, prohibidos para uso humano.
(Remedio proveniente de la aromaterapia) (5).
Tratamiento a base de cedro en alcohol.
Poner 100 gr. de la corteza de cedro santo en
1/2 litro de alcohol. Dejar reposar durante por 24
horas y al día siguiente, empapar una bolita de
algodón con esta preparación y pasar por todo el
cuero cabelludo (5).
Tratamiento a base del hueso de aguacate.
Picar y machacar 5 huesos de aguacate.
Hervir, junto con un puñado de ruda, en ¼ litro
de agua durante 10 minutos. Retirar del fuego y
dejar refrescar. Lavar bien el cabello y aplicar
esta preparación mediante suaves masajes
circulares por todo el cabello. Luego, colocar
una gorra de baño plástica en la cabeza y
envolver encima con una toalla. Dejar puesta por
2 horas. Pasar una peina delgada para retirar los
piojos desprendidos (5).
Tratamiento a base de acelga.
Hervir 1 litro de agua y luego agregar 50 gr.
de hojas y raíces de acelga. Lavar la cabeza con
esta preparación. Este remedio es eficaz para
eliminar las liendres (huevos del piojo) (5).
Tratamiento a base de aceite de andrioba.
Poner unas gotas de aceite de andiroba
(árbol de la selva amazónica y cuyo aceite se
adquiere en las farmacia botánicas). En las
puntas de los dedos y repartirlo de forma
uniforme por todo el cabello. Este remedio
preventivo se puede aplicar a diario antes de ir al
colegio en el caso de los niños (5).
Tratamiento a base de mayonesa.
Este es uno de los métodos más sencillos y
fáciles de hacer en casa, así que toma nota para
que sea efectivo.
- Toma toda la mayonesa que sea necesaria,
aplícala generosamente sobre tu cabello y cuero
cabelludo, una vez que todo esté cubierto, toma
una bolsa y colócala sobre la parte tratada, deja
actuar al menos 2 horas.
- Una vez que pase el tiempo necesario, enjuaga
tu cabello con shampoo del que utilizas
habitualmente, lava 2 o 3 veces para que se
quiten todos los restos de mayonesa y piojos que
vayan muertos en la mezcla.
- Utiliza el peine para piojos y liendres para
retirar todos los animales de tu cabeza, toma el
tiempo necesario hasta que quedes satisfecha de
haber conseguido el objetivo.
- Repite este método al menos 2 veces en un
lapso de una semana, si lo haces de forma
correcta, te olvidarás de los piojos para siempre,
si la plaga continúa, asegúrate de aplicar el
método con todas aquellas personas con las que
convivas en tu casa, para que no vuelva a tu
cabeza (4).
Tratamiento a base de enjuague bucal.
Aunque no lo creas, el Listerine es uno de
los enjuagues bucales que funcionan muy bien
para eliminar a los piojos, esto quizá sea por la
cantidad de alcohol que poseen, la verdad no sé a
ciencia cierta, pero sirve bastante bien.
- Antes de salir a trabajar puedes aplicar algún
enjuague bucal (de preferencia los que vienen
listos para usarse) directamente sobre tu cabello
y cuero cabelludo, da un masaje y deja actuar
por 30 minutos, luego date un buen baño y al
salir utiliza el peine de liendres para retirar todos
los animalitos que quedaron muertos.
- Antes de utilizar este método te recomiendo
que apliques una pequeña cantidad sobre una
zona de tu cabeza, para determinar si tu cabello
no se siente demasiado sensible por el efecto
refrescante de las sustancias, si todo está bien,
hazlo (4).
Tratamiento a base de aceite de coco.
Aceite de coco. Este lo puedes conseguir en
cualquier farmacia o tienda de productos
naturales, sirve para peinar y deja el cabello
bastante humectado, hidratado y liso, además
ayuda a prevenir la presencia de piojos (4).
Tratamiento a base de aceite de neem.
Aceite esencial de neem: este aceite también
lo consigues en tiendas naturistas, es muy fuerte
y los piojos lo odian, por ello es recomendable
aplicarlo en tú brillantina o crema para peinar,
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aplica unas gotas al producto con el que te
peinas, de esa forma tendrás protección extra a la
hora de que los piojos quieran llegar a tu cabeza
(4).
Tratamiento a base de champú, sal, vinagre
blanco, aceite de pimienta y árbol del té. Un
champú natural
Se trata de un remedio casero en forma de
champú en el que se combinan champú para
bebé, una cucharada de sal, dos cucharadas de
vinagre blanco, cinco gotas de aceite esencial de
pimienta y cinco gotas de aceite esencial de
árbol de te. La mezcla se aplica perfectamente
sobre el cabello y cuero cabelludo y se da un
masaje hasta conseguir una espuma,
posteriormente se deja que la mezcla actúe
durante al menos 10 minutos para finalmente
lavar con agua, haciendo uso de un peine para
piojos.
La mezcla de los ingredientes con forma
uno de los mejores remedios caseros contra los
piojos ya que los aceites esenciales matan y
repelen a los piojos, y la sal en combinación con
el vinagre ayuda a eliminarlos fácilmente con el
peine (2).
Lo más efectivo para acabar con los piojos y
las liendres es usar un tratamiento para piojos en
shampoo o solución y peinar el cabello de la
persona infestada con un peine especial para
piojos y liendres.
También es importante que si ya detectaras
los piojos:
Revises a todos los miembros de la familia
(niños y adultos) y sólo si tienen piojos darles el
mismo tratamiento.
Des aviso en la escuela o guardería si tu hijo
tiene piojos.
No uses insecticidas en aerosol (sprays)
pues pueden ser tóxicos o causar reacción
alérgica.
Lava la ropa personal y de cama de la
persona infectada a una temperatura extra
caliente o llévala a la tintorería. Lo que no se
lava (muñecos de peluche, juguetes)
empaquétalo en un bolsa de plástico y séllala por
21 días.
Aspira los muebles, alfombras, cascos de
deportes y asientos de coche.
Recuerda que fumigar los salones y
autobuses escolares con insecticidas para
eliminar los piojos es un método inefectivo e
innecesario.
Una vez iniciado el tratamiento, se
recomienda aplicarlo de nuevo a la semana
siguiente, ya que después de este periodo las
liendres que pudieron quedar vivas o adheridas
al cabello son piojos adultos. Si los piojos
persisten, consulta a tu médico de confianza pues
el uso repetido e indiscriminado de estos
productos puede generar resistencia (3).
Referencias.
(1).http://abcdeladestruccion.wordpress.com/201
2/07/29/tratamientos-naturales-contra-piojos-y-
liendres/.
(2).http://salud.ellasabe.com/remedios-
caseros/175-remedios-caseros-para-los-piojos
(3).http://www.herklin.com.mx/como_erradicarl
os
(4).-http://www.holaoaxaca.mx/remedios-para-
eliminar-definitivamente-piojos-liendres/
(5).http://www.remediospopulares.com/Pediculo
sis.html.
Artrópodos y Salud Septiembre-Diciembre, 2014. Vol. I No. 2 Detección de resistencia a insecticidas en mosquitos con
énfasis en Aedes aegypti
21
Detección de resistencia a insecticidas en mosquitos con énfasis en
Aedes aegypti
Adriana E. Flores
Universidad Autónoma de Nuevo León, Facultad de Ciencias Biológicas. Av. Universidad s/n Cd.
Universitaria, San Nicolás de los Garza, N.L. 66455. México. [email protected],
Resumen
La vigilancia de la resistencia a insecticidas es un paso esencial en el manejo integrado de vectores,
para proveer datos que permitan programar y planear la selección adecuada y racional de insecticidas con
un impacto económico y ambiental bajo. De igual manera, el detectar la resistencia en etapas tempranas
permitirá también la implementación de una estrategia de manejo de la resistencia además de otras
alternativas de control. Varias técnicas se han desarrollado para la detección de la resistencia a insecticidas
en mosquitos vectores de enfermedades, aquí se presentan y contrastan las técnicas basadas en bioensayos
y se mencionan algunas otras para estudios más extensivos sobre los mecanismos responsables de la
resistencia.
Palabras clave: insecticidas, resistencia, mosquitos.
Introducción
Dengue es una de las mayores
preocupaciones en salud pública en regiones
tropicales y sub-tropicales del mundo. Es la
enfermedad viral transmitida por vectores de
más amplia distribución, con un incremento de
30 veces en su incidencia global en los últimos
50 años. La organización Mundial de la Salud
(38
) estima que al menos la mitad de la población
mundial vive en zonas donde el dengue es
endémico, ocurriendo de 50-100 millones de
infecciones cada año, con una rápida
propagación en zonas anteriormente no afectadas
(14, 26
); cada año, cientos de miles de casos
severos surgen, incluyendo 2000 defunciones
(24
). Números reales de la enfermedad son
probablemente peores, debido a que existe un
sub-registro y una clasificación errónea de casos
de dengue (48,3
).
Para el 2012, el dengue representa la
enfermedad viral más importante transmitida por
Artrópodos y Salud Septiembre-Diciembre, 2014. Vol. I No. 2 Detección de resistencia a insecticidas en mosquitos con
énfasis en Aedes aegypti
22
mosquitos a nivel mundial. Los brotes superan la
carga en los sistemas de salud y la economía de
la mayoría de los países tropicales. La
emergencia y diseminación de los cuatro
serotipos de virus de dengue (DENV) de Asia a
las Américas, África y regiones mediterráneas
del este representa una amenaza de pandemia.
Aunque la carga mundial total de la enfermedad
es aún incierta, los patrones son alarmantes para
la salud humana y la economía.
La disponibilidad de una vacuna segura y
eficaz alteraría significativamente la idea de la
prevención de dengue. Sin embargo, el futuro de
la misma aún es incierto (38
).
El mosquito Aedes aegypti (L.) es el
principal vector de dengue, aunque Ae.
albopictus es un vector secundario en Asia, se
encuentra distribuido en Norte América y
Europa. Además de estas dos especies bien
establecidas Ae. polynesiensis (en la Polinesia
Francesa, Islas Cook y Wallis y Futuna) y Ae.
sctutellaris (en Nueva Guinea) han mostrado ser
vectores eficientes (42
). Ae. hensilli fue
identificado como un vector en la Micronesia (45
)
y Ae. frucifer y Ae. luteocephalus son
reconocidos como probables vectores selváticos
en el oeste de África.
El control de los vectores de dengue consta
principalmente de una reducción de fuentes de
proliferación de los mosquitos: eliminación de
los depósitos favorables para ovoposición y
desarrollo de las forma acuáticas. Algunas veces
esto va acompañado de tapar los recipientes o
matando a las formas acuáticas con el uso de
larvicidas, los cuales pueden tener una variada
persistencia y/o eficacia. Aunado a esto, la
constante vigilancia entomológica para
identificar criaderos productivos puede ser más
efectivo que tener que tratar todos los criaderos
potenciales (49
). El grado en el cual las
poblaciones inmaduras son reducidas por la
acción de estas acciones de control, impacta
significativamente en la incidencia de la
enfermedad en cualquier localidad endémica.
Por otro lado, la aplicación espacial de
insecticidas para las formas adultas es
recomendada para el control de los vectores
durante epidemias, sin embargo su eficacia en
otras situaciones no ha sido aún bien
documentada (21
). La aplicación dentro de las
casas es una labor intensiva y en muchas
regiones impráctica cuando suceden brotes de la
enfermedad. Los tratamientos residuales están
destinados a reducir la densidad de vectores y su
longevidad. Aunque la aplicación de insecticidas
dentro de las casas es con frecuencia exitosa para
el control de los vectores de malaria, su efecto en
Aedes spp con frecuencia no es comparable
porque la preferencia de posarse dentro de la
casa es incierta. Se requiere aún más
investigación acerca del efecto de insecticidas
residuales sobre cortinas, cubiertas de depósitos,
pantallas y otros materiales que tengan
aceptación por la comunidad.
El uso de insecticidas químicos, ha
constituido la herramienta más poderosa y de uso
más extendido para controlar las enfermedades
transmitidas por vectores. La aplicación
sistemática e indiscriminada de plaguicidas y el
deterioro de los programas de control se debe en
gran parte a la resistencia que los vectores han
desarrollado hacia los insecticidas.
La resistencia a insecticidas ha sido objeto
de múltiples estudios, no solo por ser ejemplo de
adaptabilidad de los insectos, sino porque es el
principal motivo que favorece la transmisión de
muchas enfermedades. Se han estandarizado
bioensayos, técnicas bioquímicas y más
recientemente pruebas de diagnóstico genético
para detectar y cuantificar la resistencia (8,9,16
).
Los bioensayos permanecen como el “estándar
de oro” para cuantificar la resistencia a
insecticidas. Los mosquitos se exponen a varias
dosis de insecticidas, ya sea grado técnico o
formulaciones de los insecticidas y/o sinergistas
y la mortalidad se monitorea a través del tiempo
o a través de varias generaciones. Este tipo de
ensayos sin embargo no identifican los
mecanismos de resistencia los cuales pueden ser
de tipo: 1) resistencia metabólica por niveles
elevados o actividad modificada de enzimas
previniendo que el insecticida alcance su sitio de
acción, o 2) resistencia en el sitio blanco la cual
involucra alteración de aminoácidos
responsables para el anclaje del insecticida en su
Artrópodos y Salud Septiembre-Diciembre, 2014. Vol. I No. 2 Detección de resistencia a insecticidas en mosquitos con
énfasis en Aedes aegypti
23
sitio de acción resultando en una pobre eficacia
del insecticida(8)
. Los ensayos bioquímicos
permiten la detección de mecanismos específicos
de resistencia. Son útiles para determinar
potencialmente existencia de resistencia cruzada
y seleccionar insecticidas alternativos para una
rotación apropiada cuando se presenta resistencia
a un insecticida de uso común. En el área de
genética de la resistencia se han identificado
marcadores moleculares para detectar resistencia
al derribo (knock-down kdr) en mosquitos
vectores de enfermedades incluyendo Ae.
aegypti (4,30,31,40,41,44,43
). Kdr es un término
genérico aplicado a los insectos que fallan en
perder coordinación seguido de la exposición a
insecticidas como el DDT y piretroides, esto,
debido a una o más mutaciones en el gen para
del canal de sodio dependiente de voltaje.
A pesar de la disponibilidad del bioensayo,
pruebas bioquímicas y recientemente pruebas de
diagnóstico molecular, el monitoreo y manejo de
la resistencia a insecticidas es casi nulo o poco
desarrollado en muchos países donde los
insecticidas son usados extensivamente en
programas de control de vectores. Esto es
desafortunado, ya que en 1986 el Consejo
Nacional de Investigaciones Científicas (NRC
1986) reportó las estrategias para el manejo de
resistencia a insecticidas, considerando la
susceptibilidad a insecticidas como un “recurso
natural” en riesgo de agitarse si no se gestiona
adecuadamente. Esta línea de pensamiento ha
llevado al concepto de manejo de resistencia a
insecticidas (MRI) (8,12,16,18
).
En el presente documento se presentan los
métodos para el detección de la resistencia a
insecticidas en mosquitos con especial énfasis en
Aedes aegypti (L.), se contrastan ventajas y
limitaciones, y se detallan recomendaciones. El
monitoreo de la resistencia es necesario para
garantizar el uso de insecticidas efectivos y que
la política de cambio/rotación se haga con un
sólido fundamento científico. Esto deberá estar
coordinado a nivel local en conjunto con otros
programas de manejo de vectores además de
considerar el impacto del uso de los plaguicidas
de uso agrícola.
1. Técnicas para detección de resistencia
1.1 OMS Dosis-Respuesta
Este método se basa en el uso de
concentraciones fijas de un insecticida en un
tiempo de exposición determinado. Los
resultados se reportan en porcentaje de
mortalidad y/o efecto knockdown.
La OMS ha definido tradicionalmente sus
concentraciones discriminantes en una de dos
maneras como:
■ el doble de la concentración más baja que
dio sistemáticamente una mortalidad del 100%
después de 60 minutos exposición y un periodo
de mantenimiento de 24 horas con una cepa
susceptible o una población susceptible; o
■ dos veces el valor de CL99.9 según lo
determinado por las pruebas de susceptibilidad
de línea de base de una cepa susceptible o una
población susceptible.
Para la obtención de la concentración
discriminante o concentración diagnóstico es
necesario obtener la línea base de susceptibilidad
de referencia para cada insecticida en una
población “susceptible” de la especie
determinada (población susceptible es aquella
que no ha sido sometida a presión con
insecticida y en el que la presencia de individuos
resistentes es rara o ausente). Esto se consigue
mediante la exposición a una serie de
concentraciones de un insecticida dado (o a una
serie de tiempos a una concentración fija), y
trazando el porcentaje de mortalidad contra la
exposición en papel log-probabilidad con el fin
de estimar las dosis requerida para producir
diversos niveles de mortalidad (alternativamente,
este cálculo puede ser hecho usando un modelo
estadístico log-probit). Por este medio, es posible
derivar la concentración correspondiente a
99.9% de mortalidad (el valor de la CL99.9); a
este concentración existe una muy alta
probabilidad de obtener un 100% de mortalidad
en una población susceptible. Esta concentración
se conoce convencionalmente como la
concentración diagnóstico o discriminante
porque permite la discriminación de la respuesta
de insectos: los que morirán después de la
Artrópodos y Salud Septiembre-Diciembre, 2014. Vol. I No. 2 Detección de resistencia a insecticidas en mosquitos con
énfasis en Aedes aegypti
24
exposición están etiquetados como susceptibles y
los que sobreviven como resistentes.
Una vez que se tienen las concentraciones
discriminantes establecidas para cada insecticida
bajo condiciones estandarizadas de laboratorio
utilizando cepas o poblaciones susceptibles ésta
se multiplica por un factor de 2, 3 o 4 para
determinar la dosis diagnóstico. La elección del
factor de multiplicación depende en el nivel de
discriminación deseado. Como se mencionó
anteriormente, la recomendación de la OMS es
del doble de la concentración más baja que
proporciona sistemáticamente el 100% de
mortalidad en una cepa o población susceptible
(33
).
Es importante reconocer que para las
especies de mosquitos que no son monitoreadas
rutinariamente y / o bajo situaciones nuevas en
las que no se dispone de datos de la línea base,
es necesario establecer primero la línea base de
susceptibilidad al insecticida deseado.
La Organización Mundial de la Salud ha
establecido el uso de concentraciones o dosis
diagnóstico para algunos insecticidas. En el caso
de adulticidas se hace a través de “kits” de
prueba los cuales consisten en cámaras de
exposición y papeles impregnados con el
insecticida.
El principio de este ensayo es exponer a los
mosquitos durante un tiempo dado en un tubo de
plástico especialmente diseñado forrado con un
papel de filtro tratado con una concentración
diagnóstico de insecticida. El kit puede ser
adquirido con instrucciones completas sobre su
uso (36
). Las dosis o concentraciones sugeridas
por la OMS (34
) se basan en ensayos realizados
en laboratorios de referencia.
Como tal, esta prueba está destinada a ser
utilizada como un sistema de vigilancia de
campo y herramienta de laboratorio con la
limitación de que se da poca información sobre
el mecanismo(s) responsable(s) de la resistencia
detectada. Además, para llevarla a cabo requiere
de la compra de todos los componentes de una
fuente centralizada. Este requisito elimina
algunos errores del operador y ayuda a asegurar
que los resultados pueden ser comparados entre
años y sitios. Sin embargo, también aumenta los
costos y la complejidad logística del ensayo y
limita su uso a las dosis de insecticida y
compuestos técnicos que se proporcionan de
forma centralizada. No se puede utilizar para
producir información relevante a nivel local
sobre la eficacia y la calidad de formulaciones de
insecticidas; además laboratorios locales no
puede modificar la dosis discriminante para
tratar, por ejemplo, con especies de mosquitos,
más pequeñas.
Para el caso de larvas la OMS también
establece las directrices sobre los ensayos en su
última revisión en el 2005 (37
).
La OMS (39
) en su reciente revisión sobre
“Test procedures for insecticide resistance
monitoring in malaria vector mosquitoes”
establece que las pruebas de susceptibilidad
establecidas por ese organismo deberán seguir
siendo el principal método por el cual se detecte
la resistencia. Sin embargo, se consideró
necesario, como una cuestión de cierta urgencia,
de actualizar las directrices existentes de
vigilancia de la resistencia con el fin de reflejar
las nuevas prioridades y las necesidades de
información y, en particular, para poner de
relieve la necesidad de precisión en la
identificación de las especies de mosquitos bajo
prueba. Lo anterior en virtud de que la
resistencia a los insecticidas también necesita ser
descrita en términos genéticos, por lo que se
recomienda además que el monitoreo de la
susceptibilidad rutinario sea complementado por
pruebas genéticas adicionales y pruebas
bioquímicas. Todas en conjunto son
herramientas importantes en la toma de
decisiones para el manejo de insecticidas a nivel
país.
1.1.1 Técnica de la OMS para la medición
de susceptibilidad en mosquitos adultos (OMS
2013).
Los papeles de la OMS son hojas de papel
filtro (12 X 15cm) impregnadas con la dosis
diagnóstico del adulticida, para el caso de Ae.
aegypti se presentan en la tabla 1 según la
publicación más actualizada (34
). Los papeles
Artrópodos y Salud Septiembre-Diciembre, 2014. Vol. I No. 2 Detección de resistencia a insecticidas en mosquitos con
énfasis en Aedes aegypti
25
impregnados son preparados por un laboratorio
certificado en la Universidad Sains Malasia,
ubicada en Penang, Malasia. Cada una de las
hojas es insertada en forma de cilindro en cada
uno de los tubos de exposición. Se prepararán 4
tubos con papel impregnado con insecticida y 2
funcionarán como controles los cuales están
impregnados con aceite. La hojas deberá estar lo
más posible adheridas a las paredes de los tubos,
para ellos deberán colocarse sujetadores tipo clip
(incluidos en los “kits”) para asegurar la posición
del cilindro de papel dentro de cada tubo. Al
menos 20 a 25 mosquitos hembra sin
alimentación sanguínea y no más de 3 a 5 días de
edad deberán colocarse en los tubos de
exposición. El total de mosquitos para cada
insecticida será de 120 a 150. Una vez que los
mosquitos son transferidos a los tubos de
exposición estos deberán cerrarse y se expondrán
por el lapso de 1h (60 min). En caso de que haya
algún mosquito dañado al momento de ser
transferido deberá eliminarse. Pasado el tiempo,
los mosquitos serán forzados a moverse a los
tubos de observación y se les proporcionará en
algodón una solución azucarada. Los mosquitos
serán mantenidos en los tubos de recuperación
por un lapso de 24h (período de recuperación).
Durante este tiempo es importante mantener los
tubos con los mosquitos en la obscuridad y evitar
cambios extremos de temperatura, lo ideal sería
un insectario. Al término del período de
recuperación (24h) se contará y registrará el
número de mosquitos muerto. Cualquier adulto
capaz de volar se considerará vivo
independientemente del número de patas que le
queden. Cualquier mosquito derribado
independientemente si ha perdido patas o alas se
considerará moribundo y será considerado como
muerto.
Para completar cada prueba de
susceptibilidad, los mosquitos deberán ser
transferidos a tubos tipo Eppendorf (por
separado vivos y muertos) hasta que pueda ser
transferido a una instalación disponible para
verificar la especie o realizar pruebas
suplementarias en caso de que sea necesario.
1.1.1.1. Especímenes de prueba
Dentro de los factores a considerar al
momento de la selección de los especímenes de
prueba están las características de obtención de
los mismos y condiciones apropiadas para
someterlos a bioensayo. La edad, sexo, estado
fisiológico, la generación de prueba, la obtención
en campo, todos pueden ser factores que afecten
los resultados de los bioensayos. El uso de
machos no es recomendado para el monitoreo de
la resistencia ya que son más pequeños y frágiles
que las hembras, por lo que tienden a tener
mayor mortalidad en el control. Estudios
realizados con hembras adultas han demostrado
que la edad y el estado fisiológico puede influir
en la susceptibilidad a los insecticidas. Por lo
general se ha observado que a mayor edad las
hembras son menos resistentes a los insecticidas,
especialmente cuando la resistencia es conferida
por la presencia de enzimas de desintoxicación
cuya actividad tiende a declinar con la edad (11
).
Es por eso que se recomienda que las hembras
usadas en las pruebas de susceptibilidad se hagan
en hembras no alimentadas con sangre y de 3 a 5
días post-emergidas.
Para estandarizar la edad de las hembras, es
recomendable usar ya sea adultos obtenidos de
colectas de larvas (opción de preferencia) o si no
es posible usar la progenie F1 de mosquitos
hembra de campo. Si se obtienen larvas de
campo del mismo sitio de colecta en el mismo
tipo de criadero, las muestras deberán juntarse
con la finalidad de tener suficientes individuos
para las pruebas de susceptibilidad. Sin embrago,
las colecciones de larvas idealmente deberán ser
realizadas de un numero de diferentes criaderos
con la finalidad de evitar colectar individuos
provenientes de un simple lote de huevos
producto de una ovipostura. Lo anterior con la
finalidad de evitar tener en la muestra alta
proporción de individuos emparentados.
Considerando también que la variabilidad
genotípica de la progenie de una hembra adulta
está igualmente limitada, hembras silvestres
deberán ser capturadas idealmente de diferentes
sitios para garantizar una muestra representativa
de la población local. En la práctica esto
significa que al menos 30 lotes de huevos, más si
Artrópodos y Salud Septiembre-Diciembre, 2014. Vol. I No. 2 Detección de resistencia a insecticidas en mosquitos con
énfasis en Aedes aegypti
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hay una mezcla de especies, se deberán obtener
de las hembras silvestres.
Otra opción menos favorable es el uso de
hembras silvestres capturadas directamente en
campo. En este caso es necesario registrar el
estado fisiológico de los adultos antes de la
prueba (alimentación y gravidez). Si es necesario
las hembras pueden mantenerse con una solución
azucarada hasta que las pruebas se lleven a cabo.
Sin embargo, usar hembras directamente de
campo representa una desventaja en el sentido de
que los resultados en las pruebas de
susceptibilidad serán muy variables, se puede
subestimar la resistencia (28
).
1.1.1.2. Tamaño de muestra
Al menos 100 mosquitos deben ser probados
para cualquier insecticida en el a la dosis
diagnóstico, con al menos 4 repeticiones de 20-
25 mosquitos por prueba. Cuando no es posible
probar este número de mosquitos en un solo día,
las pruebas se pueden realizar en varios días. En
este caso, y para evitar múltiples
manipulaciones, los papeles impregnados pueden
permanecer en los tubos de prueba siempre que
se envuelvan en papel de aluminio y se
mantengan a 4°C entre las pruebas sucesivas.
Hay que considerar que se especifica un mínimo
de dos controles (50 mosquitos) con el fin de
mejorar la validez estadística de los resultados.
1.1.1.3. Condiciones ambientales
Múltiples investigaciones han establecido
que la temperatura ambiente puede influir en la
toxicidad de los insecticidas; del mismo modo la
humedad relativa se ha demostrado que afectan a
la supervivencia de los mosquitos durante el
periodo de mantenimiento. Por ello se
recomienda, que la temperatura y la humedad se
controlen durante los ensayos y los periodos de
mantenimiento (recuperación). Si es posible, las
pruebas deberán llevarse a cabo a 25 ° C ± 2 ° C
y 80% ± 10% HR. Durante el período de
exposición de 1h y el período de recuperación de
24h posterior, tanto la humedad relativa y la
temperatura (no deberá exceder 30°C) deberán
ser controladas y los valores máximos y mínimos
registrados al comienzo del período de
exposición y de nuevo al final del periodo de
recuperación (24h).
1.1.1.4. Frecuencia de las evaluaciones
La recomendación para el análisis de la
susceptibilidad de a las cuatro clases de
insecticidas aprobados por la OMS es de
probarse varias veces durante un año de acuerdo
con los cambios de estación y/o basado en el
calendario de los diferentes cultivos agrícolas de
la zona. Considerando el tiempo y la frecuencia
del análisis de la susceptibilidad se proponen
diversas estrategias:
A. El monitoreo de la resistencia a
insecticidas podría llevarse a cabo a través de
una red de sitios centinela, y que los sitios
seleccionados representen la variedad de zonas
ecológicas y de transmisión de enfermedades
particulares del vector.
B. Las pruebas podrían repetirse en los
mismos lugares con el fin de monitorear los
cambios en la susceptibilidad del mosquito con
el tiempo, dependiendo del tamaño de la
población de vectores.
C. Áreas en las que se utiliza el mismo
insecticida tanto para el control de vectores y
para fines agrícolas puede requerir supervisión
más intensiva debido al potencial para la
selección adicional en poblaciones del vector por
plaguicidas de uso agrícola.
1.1.1.5. Re-uso de los papeles impregnados
La eficacia de los papeles impregnados
disminuye con el número de usos y el número de
mosquitos probado, especialmente con
piretroides. La recomendación actual es que un
papel impregnado con insecticida no deberá
usarse más de 6 veces, el equivalente a exponer
aproximadamente 150 mosquitos. Para papeles
impregnados con insecticidas no-piretroides
permiten mayor re-uso (hasta 20 veces).
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énfasis en Aedes aegypti
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1.1.1.6 Efecto de derribo (knockdown) y
mortalidad
Los piretroides y el DDT son insecticidas de
acción rápida que tienen un efecto knock-down).
Cuando se trata de la resistencia knock-down
(KDR), se ha demostrado que la tasa de derribo
(KD) es un indicador sensible para la detección
temprana de la resistencia. Las observaciones de
la cantidad de mosquitos derribados se hacen
durante la exposición en el período de 1h. Un
mosquito se considera derribado si no puede
permanecer de pie o volar en una forma
coordinada; éstos por lo general caen al fondo
del tubo de exposición. Se recomienda realizar
observaciones a intervalos regulares,
generalmente después de 10, 15, 20, 30, 40, 50 y
60 min, con la última observación justo antes de
transferir al tubo de observación. Si, después de
60 min, la tasa de derribados (KD) es inferior al
80%, se deberá hacer otro registro a los 80 min
de los mosquitos en los tubos de observación. En
poblaciones muy susceptibles, el registro de
derribo hacerse con mayor frecuencia, cada 3
min. Con estos datos se puede calcular la KD-50
o KD-95, sin embargo estas mediad no son
usadas rutinariamente para el monitoreo de la
susceptibilidad desde el punto de vista operativo.
1.1.1.7 Interpretación de resultados
Una mortalidad en el rango de 98-100%
indica susceptibilidad. Una mortalidad menor al
98% sugiere resistencia y requiere de mayor
investigación. Si la mortalidad observada
(corregir si es necesario) se encuentra en el
rango de 90-97%. La presencia de resistencia en
la población deberá ser confirmada. Esto debe
hacerse mediante bioensayos adicionales con el
mismo insecticida en la misma población o en la
progenie de los mosquitos que sobrevivieron
previamente (criados bajo condiciones de
insectario) y/o a través de ensayos moleculares
para los mecanismos de resistencia conocidos. Si
al menos dos ensayos de susceptibilidad
adicionales consistentemente muestran
mortalidad menor al 98%, la resistencia es
confirmada. Si la mortalidad es inferior al 90%,
la confirmación de la existencia de genes de
resistencia en la población de prueba con
bioensayos adicionales pueden no ser necesarios,
siempre y cuando los ensayos originales se
hayan realizado con un mínimo de 100
mosquitos. Sin embargo, la investigación
adicional de los mecanismos y distribución de
resistencia deben llevarse a cabo.
Cuando se confirma la resistencia, se deben
tomar medidas preventivas para manejar la
resistencia a insecticidas y para asegurar que la
eficacia de los insecticidas utilizados para el
control del vector se conserve.
Tabla 1. Dosis diagnóstico (concentraciones) (%) y tiempos de exposición (h) de adulticidas para
Aedes aegypti (OMS 1998).
Insecticida DD (%) Tiempo de exposición (h)
DDT 4 0.5
Dieldrin 0.4 1
Fention 0.25 1
Malatión 0.8 1
Propoxur 0.1 1
Lambda-cialotrina 0.03 1
Permetrina 0.25 1
1.1.2 Técnica de la OMS para la medición de
susceptibilidad en larvas de mosquitos (OMS
1981, 2005).
Los experimentos relacionados con el
establecimiento de dosis diagnóstico para el
monitoreo de la resistencia en larvas de
mosquitos forma parte de estudios fase I dentro
de la secuencia de la evaluación de larvicidas
(37
). El propósito de las pruebas de
susceptibilidad es el detectar la presencia de
Artrópodos y Salud Septiembre-Diciembre, 2014. Vol. I No. 2 Detección de resistencia a insecticidas en mosquitos con
énfasis en Aedes aegypti
28
resistencia en una población larval tan pronto
como sea posible con la finalidad de planear
alternativas de control. Los bioensayos de tipo
dosis-respuesta son la base para determinar la
dosis discriminante de los insecticidas sobre
larvas de mosquitos.
1.1.2.1 Línea base de susceptibilidad y dosis
discriminante para larvas
Inicialmente, las larvas de mosquito son
expuestas a un rango de concentraciones
determinar el rango de actividad de los
insecticidas a prueba. Después de determinar la
mortalidad de las larvas en este rango
concentraciones, se establece un rango más
estrecho (de 4-5concentraciones, que arroje entre
10% y 95% de mortalidad en 24h-48h). Estos
resultados se utilizarán para determinar valores
de CL50 y CL90.
Lotes de 25 larvas de tercer o cuarto instar
se transfieren a recipientes, conteniendo de 100-
200 ml de agua. Las larvas dañadas deben ser
eliminadas y reemplazadas. La profundidad del
agua de los vasos debe permanecer entre 5 cm y
10 cm; niveles más profundos pueden causar una
mortalidad excesiva.
Se añade el volumen apropiado de la
solución stock en un disolvente orgánico
(alcohol) del insecticida a los 100 ml o 200 ml
de agua en cada vaso para obtener las
concentraciones deseadas. Al menos 4
repeticiones deberán establecerse por
concentración y un número igual de controles
simultáneamente. Cada ensayo deberá correrse
tres veces en tres días diferentes. Para
exposiciones largas deberá suministrarse
alimento a las larvas. Los vasos deberán
mantenerse a 25-28°C y un fotoperiodo 12:12.
Después de 24h de exposición, la mortalidad
de las larvas se registra. Para insecticidas de
acción lenta pueden ser necesarias 48h lectura.
Las larvas moribundas con consideradas
muertas, siendo éstas últimas aquellas que no
pueden moverse cuando se cuándo son
estimuladas con una aguja. Larvas moribundas
son los que son incapaces de elevarse a la
superficie o no muestran la reacción de buceo
característica cuando el agua es perturbada. Se
realizan 3 ensayos con 6 concentraciones y 4
repeticiones por concentración. En caso de que
las larvas pupen, estas se eliminan del conteo
original. Si más del 10% de las larvas del control
pupan, el bioensayo se descarta. Si se obtiene un
rango de mortalidad en el control del 5 al 20 %
se deberá corregir la mortalidad de los
tratamientos por Abbott (1).
Los resultados de todas las repeticiones
deberán agriparse para el cálculo de CL50 y CL90
con un programa apropiado.
1.1.2.2 Dosis diagnóstico
La concentración discriminante se determina
a partir las líneas de regresión dosis-respuesta de
ensayo (sección 1.2.1) en especies de mosquitos
vectores susceptibles. La concentración
diagnóstico es el doble del valor estimado de
CL99.99.
Tabla 2. Dosis diagnóstico (concentraciones) (mg/l) de insecticidas para larvas de Aedes aegypti (35
).
Insecticida DD
DDT 0.012
Dieldrin 0.025
BHC 0.012
Malation 0.125
Fenitrotion 0.02
Fention 0.025
Temefos
Clorpirifos
Bromofos
0.012
0.002
0.05
Artrópodos y Salud Septiembre-Diciembre, 2014. Vol. I No. 2 Detección de resistencia a insecticidas en mosquitos con
énfasis en Aedes aegypti
29
En la tabla 2 se presentan las dosis
diagnóstico para Aedes aegypti establecidas
hasta el momento para algunos insecticidas por
la OMS (35
).
1.2.3. Interpretación de resultados
Igual que para las pruebas con adulticidas
(inciso 1.1.2).
1.2 CDC bioensayo de botella
Este método es considerado por la OMS
como complementario para la detección de
resistencia a los insecticidas en las poblaciones
de vectores y es ampliamente utilizado para el
monitoreo de poblaciones de mosquitos. En
contraste con el bioensayo de la OMS que mide
la tasa de mortalidad en los mosquitos expuestos
a una alta concentración de insecticida por un
período fijo de tiempo, el ensayo de botella del
CDC (2010) toma como medida el tiempo que se
necesita para matar a una muestra de mosquitos
adultos expuestos a una concentración conocida
de insecticida. Al igual que el bioensayo de la
OMS, la prueba puede ser estandarizada para la
determinación de las dosis diagnóstico y tiempos
de exposición para insecticidas individuales y
cada especie de vector usando cepa o población
susceptible.
La dosis diagnóstico es la dosis de
insecticida que mata el 100 % de mosquitos
susceptibles en un tiempo dado. El tiempo
esperado para que el insecticida cumpla este
objetivo (100% de mortalidad) es llamado
tiempo diagnóstico. Estos parámetros se usan
como puntos de referencia para compararlos con
los resultados del ensayo biológico. Se asume
que existe resistencia en una población si una
proporción significativa de esta sobrevive a la
dosis diagnóstica en el tiempo diagnóstico.
La dosis diagnóstico y el tiempo diagnóstico
deben ser definidos para cada insecticida, cada
región geográfica a estudiar y cada especie de
vector que se va a evaluar. Ambos parámetros
deben ser validados usando una población
susceptible. Una vez que se han determinado la
dosis diagnóstico y el tiempo diagnóstico para
una especie, estos parámetros serán utilizados
para realizar pruebas con la población de
vectores de una región en particular; sin embargo
puede partirse de dosis diagnóstico y tiempo
diagnóstico reportados por el CDC para Aedes
spp (14
) (Tabla 3).
Tabla 3. Dosis diagnóstico (concentraciones) (µg/botella) y tiempos diagnóstico de adulticidas para
Aedes spp (14
).
Insecticida DD (µg/botella) Tiempo diagnóstico (min)
Bendiocarb 12.5 30
Ciflutrina 10 30
Cipermetrina 10 30
DDT 75 45
Deltametrina 10 30
Fenitrotion 50 30
Lambdacialotrina 10 30
Malation 50 30
Permetrina 15 30
En comparación con el ensayo de la OMS,
algunos de los componentes del ensayo de
botella son más fáciles y baratos de obtener, sin
embargo se requiere del uso de insecticidas
grado técnico (puro) los cuales puede ser caros y
difícil de acceder localmente. Otras componentes
del ensayo de botella pueden ser difíciles de
obtener, como es el caso de la acetona, la cual su
venta tiene restricciones en alguna regiones de
América del Sur. En común con el ensayo de la
Artrópodos y Salud Septiembre-Diciembre, 2014. Vol. I No. 2 Detección de resistencia a insecticidas en mosquitos con
énfasis en Aedes aegypti
30
OMS, la dosis discriminante puede enmascarar
bajos niveles de resistencia en algunas especies
(35, 52
).
Algunas modificaciones a los protocolos
existentes podría ayudar a que éstos sean más
robustos y relevantes a nivel internacional. En
Perú por ejemplo, mostraron que algunas
limitaciones en los bioensayos con botella
podrían superarse simplemente mediante la
sustitución de acetona por etanol para la
preparación de las botellas y utilizando
formulaciones de los insecticidas en lugar de
grado técnico (52
). Con una evaluación final a
una hora encontraron este ensayo más manejable
que el de la OMS (que tiene una observación
final a las 24h).
Algunas de las innovaciones y adaptaciones
serán altamente específico; el laboratorio
Peruano mostró que las botellas impregnadas
con piretroides podían ser utilizado varias veces
e incluso almacenarse por largos períodos en
condiciones ambientales; sin embargo, esto sería
menos aplicable a los organofosforados por su
alta volatilidad.
Sin embargo se recomienda que todas las
adaptaciones y modificaciones locales a los
diferentes protocolos deban ser publicadas para
que a su vez estas sean criticadas o adaptadas por
otros (20
).
1.2.1. Preparación de soluciones stock
Las botellas destinadas para el ensayo
biológico deben ser recubiertas en su interior con
la dosis diagnóstico del insecticida a evaluar. Por
practicidad, se aconseja la preparación de
soluciones stock con las mismas concentraciones
de insecticida que las requeridas para recubrir las
botellas.
Para preparar las soluciones stock de
insecticidas se diluye la cantidad apropiada de
insecticida (sea producto de grado técnico [puro]
o de formulación) en acetona o etanol de grado
técnico (puro). El insecticida de grado técnico
puede ser sólido o líquido y hay que tener en
cuenta que este debe ser de buena calidad y no
caducados. Es importante etiquetar la botella de
solución stock con el nombre del insecticida, su
concentración y la fecha de preparación. La
solución stock preparada puede ser almacenada
en el refrigerador (4°C) en botellas a prueba de
luz (botellas de color ámbar o envueltas en papel
de aluminio si son transparentes) hasta el
momento de ser usadas. En el CDC, se han
usado soluciones stock de numerosos
insecticidas mantenidas refrigeradas durante 2 a
3 años sin que se haya observado degradación
de la actividad. Es recomendable que las
soluciones stock se saquen del refrigerador por
lo menos una hora antes de realizar el ensayo
biológico para que alcancen la temperatura
ambiente antes de ser usados. La solución stock
debe ser agitada suavemente antes de usarse para
homogeneizarla.
1.2.2. Manipulación de los mosquitos
Los mosquitos hembra que serán usados en
el ensayo biológico pueden ser capturados en
campo como adultos (siendo de edad y estado
fisiológico variado) o pueden ser adultos de edad
conocida obtenidos en laboratorio a partir de
larvas de campo. No se recomienda el uso de
mosquitos obtenidos de huevos obtenidos en el
insectario para este ensayo. Si se usan hembras
adultas de campo, se debe registrar en la hoja de
resultados su estado fisiológico (Ej., no
alimentada, alimentada con sangre, fecundada).
Los mosquitos hembra deben ser
alimentados sólo con solución azucarada (10%)
el día antes de la prueba. Se recomienda un
mínimo de 100 mosquitos, divididos en cuatro
botellas prueba para realizar la prueba de un
insecticida a una concentración dada. Cuando no
sea posible disponer de tal número de, mosquitos
en una misma ocasión, se pueden combinar los
resultados de múltiples ensayos biológicos de
días diferentes para lograr el tamaño de muestra
recomendada de 100 mosquitos. En cualquier
caso, cada ensayo biológico debe incluir una
botella control (sin insecticida) con 10–25
mosquitos.
1.2.3. Ensayo
Usando un aspirador, introduzca entre 10 y
25 mosquitos en la botella control. No es
necesario contar los mosquitos ya que el número
Artrópodos y Salud Septiembre-Diciembre, 2014. Vol. I No. 2 Detección de resistencia a insecticidas en mosquitos con
énfasis en Aedes aegypti
31
exacto no tiene importancia, haga lo mismo con
las botellas prueba. Es necesario examinar las
botellas en el tiempo 0 y contar el número de
mosquitos muertos y/o vivos. A partir de aquí
registre los mosquitos muertos (caídos) cada 15
min hasta que la totalidad de mosquitos haya
muerto, o hasta que se cumplan 2 horas desde el
inicio; no es necesario continuar con el ensayo
luego de 2 horas. Sin embargo la mortalidad en
el tiempo diagnóstico es la crítica ya que
representa el límite entre la susceptibilidad y
resistencia (Tabla 3). En caso de que se hubiese
obtenido mortalidad en el control entre el 3 y el
10% a las 2h de exposición la mortalidad en las
botellas tratamiento deberá corregirse por Abbott
(1). Si la mortalidad en el control supera el 10% a
las 2h el ensayo deberá ser descartado.
En una misma botella se puede evaluar más
de un grupo de mosquitos en un mismo día. Sin
embargo, el principal factor limitante para usar
repetidamente las botellas recubiertas es la
humedad que podría acumularse dentro de ellas
con las sucesivas introducciones de mosquitos,
especialmente si se trabaja en condiciones
húmedas. Si las botellas van a ser usadas
nuevamente el mismo día, es recomendable dejar
transcurrir un tiempo entre cada ensayo (2–4
horas, o más tiempo si las condiciones son muy
húmedas), para permitir que las botellas se
sequen (destapadas) antes de introducir más
mosquitos. Si las botellas serán usadas
nuevamente al día siguiente, se pueden dejar
secar las botellas destapadas durante la noche
evitando el contacto con luz directa. Si las
botellas no se van a usar inmediatamente
después de ser recubiertas con el insecticida, es
posible guardarlas para su uso posterior. Cuando
las botellas estén secas, deben guardarse
destapadas en un lugar oscuro (como una
gaveta). El tiempo que las botellas pueden
guardarse depende del insecticida usado, y puede
variar de 12 horas a 5 días.. Para saber si una
botella que fue almacenada es todavía adecuada
para hacer pruebas, se puede hacer una
evaluación de la misma con mosquitos
susceptibles. Si los mosquitos mueren en el
límite de tiempo esperado (dentro del tiempo
diagnóstico), la botella puede ser usada. Las
botellas pueden ser recubiertas con insecticida en
un solo laboratorio central y ser enviadas para su
uso en el campo.
1.2.4. Interpretación de resultados
La mortalidad registrada a la dosis
diagnóstico (DD) en el tiempo diagnóstico (TD)
para un insecticida en particular será el
parámetro más importante para esta prueba. Los
resultados se registrarán en porcentaje. Para la
interpretación de los resultados referirse al punto
1.1.2. de acuerdo con la OMS (39
).
2. Investigación adicional, detección de
mecanismos de resistencia
2.1 Ensayos bioquímicos
La resistencia metabólica es un proceso más
dinámico, que implica la regulación del sistema
de desintoxicación de mosquitos con el fin de
contrarrestar la agresión química causada por
insecticidas. La resistencia metabólica consiste
en niveles elevados o el incremento de la
actividad de las enzimas sobre el insecticida,
resultando en una proporción suficiente de
moléculas de insecticidas que está siendo
metabolizada antes de alcanzar su objetivo el
sistema nervioso de los mosquitos (11
). Tal
mecanismo originalmente derivado de la co-
evolución planta-insecto se ha asociado a la
resistencia a diversas toxinas de plantas y todo
tipo de productos químicos, incluyendo
insecticidas(19,22,27,46
). Enzimas de
desintoxicación generalmente ligadas a la
resistencia a insecticidas se compone de 3
grandes familias de genes, las monooxigenasas
dependientes de citocromo P450 (CYP) o P450s, las
carboxil esterasas/colina (CCE) y los glutatión-s-
transferasas (GSTs), pero otras familias de
enzimas también pueden estar involucrados
como UDP glucosyl - transferasas (UGT) (25 27
).
La desintoxicación al insecticida puede ser la
consecuencia de la sobre -producción o la
modificación estructural de una sola enzima,
pero diferentes enzimas de las mismas o
diferentes familias también puede actuar juntas
de forma simultánea o secuencialmente para
conferir resistencia.
Artrópodos y Salud Septiembre-Diciembre, 2014. Vol. I No. 2 Detección de resistencia a insecticidas en mosquitos con
énfasis en Aedes aegypti
32
Varios protocolos para la determinación de
enzimas involucradas en la resistencia a
insecticidas han sido publicados (10, 6, 17, 50
). O
también referirse al manual de métodos para
investigación con Anopheles, disponible en
http://www.mr4.org/Publications/MethodsinAno
phelesResearch.aspx.
2.2. Pruebas moleculares
El segundo mecanismo de resistencia más
común encontrado en los insectos es resistencia
en el sitio blanco. Los insecticidas generalmente
actúan en un sitio específico dentro del insecto,
típicamente dentro del sistema nervioso. El sitio
de acción puede ser modificado en las cepas
resistentes de los insectos de tal manera que el
insecticida ya no se une de manera efectiva.
Las aplicaciones de adulticidas son
comúnmente hechas a través de aplicaciones
espaciales de tipo ULV (ultra bajo volumen),
neblina térmica o aplicaciones aéreas durante
epidemias y los piretroides representan el grupo
de insecticidas preferido para este tipo de
aplicaciones. Estos insecticidas alteran la
función de los canales de sodio dependientes de
voltaje en la membrana de los axones de
neuronas (29
). La resistencia a piretroides es
conferida por dos mecanismos, insensibilidad en
el sitio blanco y/o incremento en desintoxicación
metabólica. La resistencia por insensibilidad en
el sitio blanco involucra cambios estructurales en
los canales de sodio dependientes de voltaje en
las neuronas ocasionando un anclaje reducido
del piretroide. Dependiendo de la dosis del
insecticida el insecto no exhibirá el efecto de
derribe (knockdown) que es usualmente referido
a la resistencia de tipo kdr.
La resistencia kdr (knockdown resistance)
se debe a la presencia de mutaciones puntuales
en el gen que codifica para el canal de sodio
(VGSC, por sus siglas en ingles), donde el
aminoácido resultante ocasiona una reducción en
la unión al insecticida sin pérdida de la función
primaria del sitio blanco. Se han identificado
algunas de estas mutaciones en Ae. aegypti:
G923V, L982T, I1011M, I1011V, V1016I,
V1016G, D1794Y, F1534C, S989P (4,44,15,51,47
).
Las pruebas moleculares para detección de
resistencia en el sitio blanco de acción de los
insecticidas se puede llevar a cabo post-ensayo.
Para ello, los mosquitos deberán ser
almacenados adecuadamente colocados
individualmente en tubos de plástico tipo
Eppendorf® conteniendo etanol absoluto o
soluciones específicas, por ejemplo RNA-Later®
a -20°C o en seco a -80°C. Además deberá
identificarse cada tubo con las características del
material almacenado, es decir, si proviene de
bioensayos, con que insecticida, a que dosis, el
tiempo de exposición al insecticida y si resultó
vivo o muerto.
Al igual que para las pruebas bioquímicas
deberá referirse a los protocolos reportados
según la mutación kdr específica o mecanismo
bajo sospecha.
Discusiones
Actualmente la vigilancia de la resistencia
en mosquitos vectores de enfermedades depende
de los resultados obtenidos a través de
bioensayos, ya sea, utilizando concentraciones y
tiempos de exposición fijos. La exposición de los
mosquitos se hace ya sea sobre papeles
impregnados (39
) o botellas de vidrio estándares
cubiertas internamente con insecticida (14
), sin
embargo en estudios donde se contrastan ambas
técnicas se evidencian algunos aspectos que nos
conducen a concluir que ambas técnicas no son
intercambiables.
Aizoun et al. (2) en un estudio en donde
contrastan las técnicas de la OMS y del CDC
para establecer la susceptibilidad a la
deltametrina en Anopheles gambiae en Africa
encontraron discrepancia entre ambos técnicas.
Ellos encontraron una disminución en la
mortalidad con la técnica del CDC en
comparación con la de la OMS; siendo entonces
que los mosquitos resultaron susceptibles con la
técnica de OMS y para la técnica del CDC el
porcentaje de mortalidad resultó en el rango
confirmatorio para resistencia. Los autores
discuten que, el tiempo en el que los mosquitos
son expuestos al insecticida (tiempo diagnóstico)
son bastante cortos en el caso de la técnica del
CDC por lo que ésta característica puede
Artrópodos y Salud Septiembre-Diciembre, 2014. Vol. I No. 2 Detección de resistencia a insecticidas en mosquitos con
énfasis en Aedes aegypti
33
ocasionar que se sobre-estime la resistencia.
Ellos se apoyan en evidencia previamente
reportada por Fonseca et al. (23
) quienes
concluyeron que poblaciones de Anopheles
nuneztovari de Colombia resultaron susceptibles
al fenitrotion usando los papeles impregnados de
la OMS y resultaron resistentes en pruebas con
botella, obteniendo un 20% de supervivencia en
ésta última; aduciendo la diferencia a los tiempos
de exposición (2 h en papeles impregnados y 30
min en botellas).
Estudios previos también han demostrado la
robustez de la técnica del CDC con respecto a la
de la OMS, sobre todo en países
latinoamericanos en donde la disponibilidad de
los insumos y la capacidad del personal técnico
es clave en un esquema de monitoreo de la
resistencia a nivel local. Sin embargo concluyen
que las redes nacionales de coordinación para el
manejo de insecticidas deberán retener los
ensayos de la OMS como una herramienta de
control de calidad para garantizar la
confiabilidad de los ensayos en botella (52
).
Ambas técnicas (OMS y CDC) nos
proporcionan información limitada con respecto
a la resistencia, mecanismos e incluso intensidad
de la misma. Métodos bioquímicos y ensayos
moleculares están disponibles y detectan
mecanismos específicos de resistencia; sin
embargo, estos deben realizarse como
complemento y no un sustituto los bioensayos.
Además, deberán realizarse por laboratorios y
personal calificado ya que requiere equipamiento
y capacidad especializada, con el que las
universidades y centros de investigación
cuentan. Devine y Ogusuku (20
) establecen que
los métodos de bioensayos deberán evolucionar
y adaptarse, siendo ésta última la clave para el
monitoreo de la resistencia.
Literatura Citada
1.- Abbott WS. 1925. A method of computing
the effectiveness of an insecticide. J Econ
Entomol. 18: 265–267.
2.- Aïzoun N, Ossè R, Azondekon R., Alia R,
Oussou O, Gnanguenon V, Aikpon1 R, Padonou
GG, Akogbéto M. 2013. Comparison of the
standard WHO susceptibility tests and the CDC
bottle bioassay for the determination of
insecticide susceptibility in malaria vectors and
their correlation with biochemical and molecular
biology assays in Benin, West Africa. Parasites
& Vectors 6:147
3.- Beatty ME, Beutels P, Meltzer MI, Shepard
DS, Hombach J, Hutubessy R, Dessis D,
Coudeville L, Dervaux B, Wichmann O,
Margolis HS, Kuritsky JN. 2011. Health
economics of dengue: A systematic literature
review and expert panel’s assessment. Am J of
Trop Med and Hyg. 84:473–488.
4.- Brengues C, Hawkes NJ, Chandre F,
McCarroll L, Duchon S, Guillet P, Manguin S,
Morgan JC, and Hemingway J. 2003. Pyrethroid
and DDT cross-resistance in Aedes aegypti is
correlated with novel mutations in the voltage-
gated sodium channel gene. Med Vet Entomol.
17:87-94.
5.- Brengues C, Hawkes NJ, Chandre F,
McCarroll L, Duchon S, Guillet P, Manguin S,
Morgan JC, Hemingway J. 2003. Pyrethroid and
DDT cross-resistance in Aedes aegypti is
correlated with novel mutations in the voltage-
gated sodium channel gene. Med Vet Entomol.
17:87-94.
6.- Brogdon WG, Barber AM. 1990. Microplate
assay of glutathione S-transferase activity for
resistance detection in single-mosquito triturates.
Comp Biochem Physiol. 96:339–342.
7.- Brogdon WG, McAllister JC. 1997. Heme
peroxidase activity measured in single
mosquitoes identifies individuals expressing an
elevated oxidase for insecticide resistance. J Am
Mosq Cont Assoc. 13: 233–237.
8.- Brogdon WG, McAllister JC. 1998a.
Insecticide resistance and vector control. Emerg
Infect Diseases 4:605-613.
9.- Brogdon WG, McAllister JC. 1998b.
Simplification of adult mosquito bioassays
through use of time-mortality determinations in
glass bottles. J Am Mosq Cont Assoc. 14:159-
164.
Artrópodos y Salud Septiembre-Diciembre, 2014. Vol. I No. 2 Detección de resistencia a insecticidas en mosquitos con
énfasis en Aedes aegypti
34
10.- Brogdon WG. 1989. Biochemical resistance
detection: an alternative to bioassay. Parasitol.
Today. 5: 56–60.
11.- Brooke BD, Koekemoer LL. 2010. Major
effect genes or loose confederations? The
development of insecticide resistance in the
malaria vector Anopheles gambiae. Parasites &
Vectors. 3, 74.
12.- Casida JE and Quistad GB. 1998. Golden
age of insecticide research: Past, present, or
future? Annu Rev Entomol. 43:1-16.
13.- CDC 2010. Locally acquired dengue – Key
West, Florida, 2009–2010. Morbidity and
Mortality Weekly Report, 59:577–581.
14.- CDC. 2010. Guideline for evaluating
insecticide resistance in arthropod vectors using
the CDC bottle bioassay. Centers for Disease
Control and Prevention, Atlanta, GA..
15.- Chang C, Shen WK, Wang TT, Lin YH,
Hsu EL, Dai SM. 2009. A novel amino acid
substitution in a voltage-gated sodium channel is
associated with knockdown resistance to
permethrin in Aedes aegypti. Insect Biochem Mol
Biol. 39: 272–278.
16.- Coleman M and Hemingway J. 2007.
Insecticide resistance monitoring and evaluation
in disease transmitting mosquitoes. J Pest Sci.
32:69-76.
17.- Coleman M, Hemingway J. 2007.
Insecticide resistance monitoring and evaluation
in disease transmitting mosquitoes. J Pest Sci.
32:69-76.
18.- Curtis CF, Miller JE, Hodjati MH,
Kolaczinski JH and Kasumba I. 1998. Can
anything be done to maintain the effectiveness of
pyrethroid-impregnated bednets against malaria
vectors? Philosophical Transactions of the Royal
Society of London Series B-Biological Sciences
353:1769-1775
19.- Despres, L, David JP, Gallet C. 2007. The
evolutionary ecology of insect resistance to plant
chemicals. Trends Ecol. Evol. 22, 298e307.
20.- Devine GJ, Ogusuku E. 2009. Adaptability
is key when monitoring insecticide resistance.
Bulletin of the World Health Organization
2009;87:887-887. doi: 10.2471/BLT.09.073502
21.- Ekpereonne E, Lenhart A, Smith L, Horstick
O. 2010. Effectiveness of peridomestic space
spraying with insecticide on dengue
transmission; systematic review. Trop Med Int
Health 15:619–631
22.- Feyereisen R. 2012. Insect CYP genes and
P450 enzymes. In: Gilbert, L.I. (Ed.). Insect
Biochem Molecular Biology. Elsevier Academic
Press, pp. 236e316.
23.- Fonseca-González I, Cárdenas R, Quiñones
ML, McAllister J, Brogdon WG. 2009.
Pyrethroid and organophosphates resistance in
Anopheles (N.) nuneztovari Gabaldón
populations from malaria endemic areas in
Colombia. Parasitol Res. 105: 1399-409.
24.- Gubler DJ, Meltzer MI. 1999. Impact of
dengue/ dengue hemorrhagic fever on the
developing world. Advances in Virus Research.
53:35–70.
25.- Hemingway, J., Hawkes, N.J., McCarroll,
L., Ranson, H., 2004. The molecular basis of
insecticide resistance in mosquitoes. Insect
Biochem. Mol. Biol. 34, 653e665.
26.- La Ruche G, Souares Y, Armengaud A,
Peloux-petiot F, Delaunay P, Despres P, Lenglet
A, Jourdain F, Leprac-Goffart I, Charlet F, Ollier
L, Mantey K, Mollet T, Fournier JP, Torrents R,
Leitmeyer K, Hilairet P, Zeller H, Van Bortel W,
Dejour-Salamanca D, Grandadam M, Gastellu-
Etchegorry M. 2010. First two autochthonous
dengue virus infections in metropolitan France,
September 2010, Eurosurveillance, 15, Issue 39,
30 September 2010.
27.- Li X, Schuler MA, Berenbaum, MR. 2007.
Molecular mechanisms of metabolic resistance
to synthetic and natural xenobiotics. Ann Rev
Entomol 52, 231e253.
28.- Lines JD, Nassor NS. 1991. DDT resistance
in Anopheles gambiae declines with mosquito
age. Med Vet Entomol. 5:261–26.
Artrópodos y Salud Septiembre-Diciembre, 2014. Vol. I No. 2 Detección de resistencia a insecticidas en mosquitos con
énfasis en Aedes aegypti
35
29.- Loughney K, Kreber R, Ganetzky B. 1989.
Molecular analysis of the para locus, a sodium-
channel gene in Drosophila. Cell 58: 1143–1154.
30.- Luleyap HU, Alptekin F, Kasap H, and
Kasap M. 2002. Detection of knockdown
resistance mutations in Anopheles sacharovi
(Diptera: Culicidae) and genetic distance with
Anopheles gambiae (Diptera: Culicidae) using
cDNA sequencing of the voltage-gated sodium
channel gene. J Med Entomol.39:870-874..
31.- Martinez-Torres D, Chandre F, Williamson
MS, Darriet F, Berge JB, Devonshire AL,
Guillet P, Pasteur N and Pauron D. 1998.
Molecular characterization of pyrethroid
knockdown resistance (kdr) in the major malaria
vector Anopheles gambiae s.s. Insect Mol Biol.
7:179-184.
32.- National Research Council. 1986. Pesticide
resistance: Strategies and tactics for
management. The National Academy,
Washington, D.C.
33.- OMS. 1981. Criteria and meaning of tests
for determining the susceptibility or resistance in
insects to insecticides. Geneva, World Health
Organization.
34.- OMS.1992. Vector resistance to pesticides.
Fifteenth report of the WHO Expert Committee
on Vector Biology and Control. Geneva, World
Health Organization (WHO Technical Report
Series,No. 181).
35.- OMS 1998. Report of the WHO Informal
Consultation. Test procedures for insecticide
resistance monitoring in malaria vectors,
bioefficacy and persistence of insecticides on
treated surfaces. WHO/CDS/ CPC/MAL/98.12.
Geneva, Switzerland 1998
[http://whqlibdoc.who.int/hq/1998/WHO_CDS_
CPC_MAL_98.12.pdf].
36.- OMS. 2001. Supplies for monitoring
insecticide resistance in disease vectors.
Procedures and conditions. Geneva, World
Health Organization.
37.- OMS. 2005. Guidelines for laboratory and
field testing of mosquito larvicides. Geneva,
World Health Organization.
38.- OMS 2012. Global strategy for dengue
prevention and control 2012-2020.
39.- OMS. 2013. Test procedures for insecticide
resistance monitoring in malaria vectors
mosquitoes. Geneva, World Health
Organization.
40.- Rajatileka S, Black IV WC, Saavedra-
Rodriguez K, Trongtokit Y, Apiwathnasorn C,
McCall PJ, and Ranson H. 2008. Development
and application of a simple colorimetric assay
reveals widespread distribution of sodium
channel mutations in Thai populations of Aedes
aegypti. Acta Trop. 108:54-57.
41.- Ranson H, Jensen B, Vulule JM, Wang X,
Hemingway J, Collins FH. 2000. Identification
of a point mutation in the voltage-gated sodium
channel gene of Kenyan Anopheles gambiae
associated with resistance to DDT and
pyrethroids. Insect Mol Biol. 9:491-497.
42.- Rodhain F, Rosen L 1997. Mosquito vectors
and dengue virus–vector relationships. In:
Gubler DJ, Kano G, eds. Dengue and dengue
haemorrhagic fever. CAB International
Wallingford, Oxon, UK:45–60.
43.- Saavedra-Rodriguez K, Strode C, Flores-
Suarez A, Salas IF, Ranson H, Hemingway J and
Black IV WC. 2008. Quantitative trait loci
mapping of genome regions controlling
permethrin resistance in the mosquito Aedes
aegypti. Genetics. 180:1137-1152.
44.- Saavedra-Rodriguez K, Urdaneta-Marquez
L, Rajatileka S, Moulton M, Flores AE,
Fernandez-Salas I, Bisset J, Rodriguez P, McCall
J, Donnelly MJ, Ranson H, Hemingway J, Black
WC. 2007. A mutation in the voltage-gated
sodium channel gene associated with pyrethroid
resistance in Latin American Aedes aegypti.
Insect Mol Biol. 16:785-798.
45.- Savage HM Fritz CL, Rutstein D, Yolwa A,
Vorndam V, Gubler DJ. 1998. Epidemic of
dengue-4 virus in Yap State, Federated States of
Micronesia, and implication of Aedes hensilli as
an epidemic vector. Am J of Trop Med and Hyg.
58:519–524.
Artrópodos y Salud Septiembre-Diciembre, 2014. Vol. I No. 2 Detección de resistencia a insecticidas en mosquitos con
énfasis en Aedes aegypti
36
46.- Scott JG. 1999. Cytochromes P450 and
insecticide resistance. Insect Biochem Mol Biol.
29, 757-777
47.- Srisawat R, Komalamisra N, Eshita Y,
Zheng M, Ono K, Itoh TQ, Matsumoto A,
Petmitr S, Rongsriyam Y. 2010. Point mutations
in domain II of the voltage-gated sodium channel
gene in deltamethrin-resistant Aedes aegypti
(Diptera: Culicidae). Appl Entomol Zool. 45:
275–282.
48.- Suaya J, Shepard DS, Beatty ME. 2007.
Dengue: burden of disease and costs of illness
[working paper 3.2]. In: Report of the Scientific
Working Group meeting on Dengue, Geneva, 1–
5 October 2006. Geneva, World Health
Organization, Special Programme for Research
and Training in Tropical Diseases: 35−49.
49.- Tun-Lin W, Lenhart A, Nam VS, Rebollar-
Tellez E, Morrison AC, Barbazan P, Cote M,
Midega J, Sanchez F, Marique-saide P, Kroeger
A, Nathan MB, Meheus F, Petzold M. et al 2009.
Reducing costs and operational constraints of
dengue vector control by targeting productive
breeding places: a multi-country noninferiority
cluster randomized trial. Trop Med Int Health.
14:1143–1153.
50.- Valle D, Montella IR , Ribeiro RA ,
Medeiros PFV , Martins-Jr AJ, Lima JBP. 2006.
Quantification methodology for enzyme activity
related to insecticide resistance in Aedes aegypti.
Fundação Oswaldo Cruz and Secretaria de
Vigilância em Saúde, Ministério da Saúde. Rio
de Janeiro and Distrito Federal 127p.
51.- Yanola J, Somboon P, Walton C,
Nachaiwieng W and Prapanthadara L. 2010. A
novel F1552⁄C1552 point mutation in the Aedes
aegypti voltage-gated sodium channel gene
associated with permethrin resistance. Pestic
Biochem and Physiol 96: 127–131.
52.- Zamora Perea E, Balta Leon R, Palomino
Salcedo M, Brogdon WG, Devine GJ. 2009.
Adaptation and evaluation of the bottle assay for
monitoring insecticide resistance in disease
vector mosquitoes in the Peruvian Amazon.
Malar J. 8: 208.
Instituciones Participantes
