revisÃo data nº elaboraÇÃo verificaÇÃo aprovaÇÃo …

PROCEDIMENTO OPERACIONAL PADRÃO

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I - CONTROLE HISTÓRICO

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PÁGINAS HISTÓRICO

ALTERAÇÃO ELABORAÇÃO VERIFICAÇÃO APROVAÇÃO

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inicial Maria Esther C. Meira

Paula M. F. Anjos Solange Pacheco Ricardo Lacerda

Ana Marina Campas de Faria

ASSINATURA E CARIMBO 1

TÍTULO: PASSO A PASSO NO EQUIPAMENTO YUMIZEN H2500

1. Introdução

Os contadores hematológicos YUMIZEN H2500 foram designados para realização do

hemograma automatizado, que realiza a contagem e diferencial de células hematológicas. As

anormalidades encontradas e sinalizadas pelo equipamento serão analisadas pelo observador,

mediante parâmetros estabelecidos pelo laboratório.

2. Objetivo

Este Procedimento Operacional Padrão (POP) foi elaborado pela Seção de Hematologia e

tem como produto final o passo a passo nos equipamentos YUMIZEN H2500.

3. Campos de aplicação

Setor de Hematologia.

4. Referências normativas

Resolução n° 302, de 13 de outubro de 2005: dispõe sobre regulamento técnico para

funcionamento de laboratórios clínicos.

5. Responsabilidade / competência

Médico patologista: análise citológica, avaliação e verificação do resultado do exame.

Biomédico: análise citológica, avaliação e verificação do resultado do exame.

Bioquímico: análise citológica, avaliação e verificação do resultado do exame.

Técnico de patologia clínica: realização do exame.

6. Definições

Não se aplica.


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7. Conteúdo do padrão

7.1 Recursos necessários

Mão de obra especializada

Reagentes

Equipamento YUMIZEN H2500

7.2 Principais passos

A. Mnemônico (s):

1. HCOS

2. RETS.

B. Sinonímia:

1. Para hemograma:

i. Hemograma Completo

ii. Hemograma com contagem de Plaquetas;

iii. Série Branca e Série Vermelha.

2. Para reticulócitos:

i. Índice Reticulocitário

ii. Índice de Produção de Reticulócitos

iii. Índice de Produção Eritrocitária

vi. Tempo de Maturação


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C. Princípio:

1. O Yumizen H2500 é um analisador hematológico automatizado quantitativo multi-

parâmetros, utilizado para realizar diagnósticos in vitro no rastreio de populações de

pacientes em laboratórios clínicos.

2. A partir das medições de absorbância e resistência dos leucócitos, desenvolve-se uma

matriz com volumes celulares no eixo X e absorbância no eixo Y. O estudo da imagem da

matriz permite clara diferenciação das populações de leucócitos. Os limiares das

populações celulares (alguns móveis, outros fixos) fornecem os limites de normalidade para

as morfologias dos leucócitos. As alterações na morfologia de determinada população são

expressas na matriz por um deslocamento em relação à população correspondente. Os

limiares fixos aparecem em azul, e os móveis, em vermelho, na imagem abaixo. Os

limiares pretos acompanham os vermelhos, quando a matriz é ajustada. A matriz permite

calcular a porcentagem da população de leucócitos de acordo com o seguinte diagrama:

Ruído de fundo baixo e Ruído de fundo alto não estão incluídos nas caixas de TNC. No modo 5DIFF, a porcentagem

é diferente do modo 8DIFF, pois o resultado é calculado com caixas de LMNE no lugar de TNC; mas o valor absoluto

é o mesmo.


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a. Linfócitos: Linfócitos são células arredondadas muito pequenas com citoplasma

condensado e núcleo grande. Estas células costumam posicionar-se na parte inferior do

eixo Y, bem como na parte esquerda do eixo X do volume, devido ao seu tamanho

pequeno.

b. Monócitos: Monócitos são células muito grandes de formato irregular com núcleo oval

ou em forma de rim, que pode ser dobrado. O citoplasma também é grande, com

material intracelular de natureza não granulada, podendo conter vacúolos. Estão

posicionados na parte inferior do eixo Y. Devido ao seu grande tamanho, os monócitos

ocupam a área à direita dos linfócitos.

c. Neutrófilos: Neutrófilos são células de tamanho médio. Eles contêm material granular

no seu citoplasma, juntamente com um núcleo segmentado. Por causa desses

elementos celulares, os neutrófilos são posicionados no eixo X entre os linfócitos e os

monócitos, mas mais acima no eixo Y, de acordo com sua maturidade. A

hipersegmentação e o aumento na quantidade de grânulos situam estas células em uma

região mais alta no eixo Y.

d. Eosinófilos: Os eosinófilos assemelham-se aos neutrófilos. Eles contêm material

granular e núcleo segmentado dentro do citoplasma. Devido à maior granulação, os


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eosinófilos ocupam a parte mais elevada do eixo Y. A hipersegmentação e o aumento da

quantidade de grânulos fazem esta população distribuir-se pela área superior direita da

matriz.

e. Basófilos: Devido à baixa percentagem de basófilos em comparação com o restante

dos leucócitos, eles têm sua própria medição separada, e seu próprio histograma.

f. Células grandes imaturas (LIC): As células grandes imaturas ocupam a parte direita do

eixo X, na matriz estendida. Elas se dividem em três populações distintas:

Os IML, situados na parte inferior da parte estendida da matriz, representam mais a

presença da linhagem linfoide imatura.

Os IMM, situados no centro da parte estendida, podem separar os monócitos

grandes e os elementos imaturos da linhagem monocítica.

Os IMG, situados na zona superior da parte estendida, geralmente contêm formas

imaturas de células granulocíticas com alto potencial de dispersão de luz (conteúdo

intracelular complexo). Células granulocíticas imaturas (IMG) são detectadas pelo

seu maior volume e pela maior quantidade de grânulos, que permitem maior

passagem de luz pelas células e aumentam a intensidade da difusão de luz.

Portanto, células como os metamielócitos são encontradas à direita dos neutrófilos e

quase ao mesmo nível. Mielócitos e promielócitos são encontrados em posição de

saturação à extrema direita da matriz. Metamielócitos, mielócitos e promielócitos são

todos classificados como LIC, e têm seus resultados incluídos no valor dos

neutrófilos. Os blastos costumam situar-se à direita dos monócitos e, assim,

aumentam a contagem de LIC. Um alarme de Blastos é gerado pelo aumento das

contagens dentro da área de LIC. Está correlacionado com a detecção de blastos no

histograma de basófilos.

g. Linfócitos atípicos (ALI): Linfócitos grandes são geralmente detectados na área de ALI,

onde também podem ser encontradas formas linfóides reativas, linfócitos estimulados e


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plasmócitos. Pequenos blastos são encontrados entre populações de monócitos e

linfócitos normais.

h. Eritroblastos (NRBC): Eritroblastos são hemácias imaturas com núcleo. O citômetro de

fluxo detecta os núcleos das células NRBC liberados depois que o Nucediff faz a lise de

suas membranas. Por causa de seu tamanho pequeno e baixa absorbância, esses

elementos são posicionados na parte esquerda da população de linfócitos da matriz.

Nessa zona, também encontramos os agregados plaquetários. O equipamento

consegue diferenciá-los dos eritroblastos, graças a algoritmos específicos. Em todos os

casos, os NRBC e os agregados plaquetários não são incluídos nas contagens de WBC.

i. Ruído de fundo: Divide-se em duas partes:

Ruído de fundo baixo: o ruído de fundo baixo encontra-se no canto inferior esquerdo

da matriz. Ele não é incluído nas caixas de TNC, por isso não conta no número de

células sanguíneas. São gerados alarmes quando os agregados plaquetários e restos

de fragmentos de células RBC são encontrados nessa área.

Ruído de fundo alto: o ruído de fundo alto encontra-se no lado esquerdo da matriz.

Ele contém as células RBC que resistiram à lise.

D. Parâmetros:

Abreviação Parâmetro

Células da Série Branca WBC Células da Série Branca LIN% Contagem proporcional de linfócitos LIN # Contagem absoluta de linfócitos MON% Contagem proporcional de monócitos MON # Contagem absoluta de monócitos NEU% Contagem proporcional de neutrófilos NEU # Contagem absoluta de neutrófilos EOS% Contagem proporcional de eosinófilos EOS # Contagem absoluta de eosinófilos BAS% Contagem proporcional de basófilos BAS# Contagem absoluta de basófilos LIC%* Contagem proporcional de células imaturas

grandes


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LIC#* Contagem absoluta de células imaturas grandes ALY%* Contagem proporcional de linfócitos atípicos ALY#* Contagem absoluta de linfócitos atípicos IMG%* Contagem proporcional de granulócitos imaturos IMG#* Contagem absoluta de granulócitos imaturos IML%* Contagem proporcional de linfócitos imaturos IML#* Contagem absoluta de linfócitos imaturos IMM%* Contagem proporcional de monócitos imaturos IMM#* Contagem absoluta de monócitos imaturos

Células da Série Vermelha RBC Células da Série Vermelha HGB Concentração de hemoglobina HCT Hematócrito VCM Volume Corpuscular Médio HCM Hemoglobina Corpuscular Média CHCM Concentração da Hemoglobina Corpuscular Média RDW Largura de Distribuição da Série Vermelha PLT Plaquetas PDW Largura de Distribuição Plaquetária VPM Volume Plaquetário Médio PCT Plaquetócrito

Reticulócitos

RET% Contagem Proporcional de Reticulócitos RET# Contagem Absoluta de Reticulócitos RETL% Reticulócitos imaturos

E. Linearidade dos Equipamentos:

LIMITES DOS PARÂMETROS PARÂMETROS AFETADOS

WBC > 150 X 103 /mm3 WBC e ERB#

RBC > 8 X 106 /mm3 RBC e RET#

HGB > 24g/dl HGB

HCT > 67% HCT

PLT > 1900 X 103 /mm3 PLT

RET% > 100% RET%

ERB% > 999% ERB%, ERB#


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Faz-se necessário diluição quando os parâmetros acima encontrarem-se acima desses

limites. O resultado vem associado a um sinalizador “D” e a diluição deve ser feita com o

reagente ABX Diluent (usualmente se faz diluição 1:2). Deve-se repassar a alíquota diluída

no equipamento novamente e analisar o parâmetro que saiu fora da linearidade; atentar

aos outros parâmetros, pois estes terão seus resultados pela metade devido a diluição 1:2.

NOTA: O sinalizador “D” sugere que se faça diluição quando os parâmetros encontram-se

fora da faixa de limites. Isso é diferente de SUBSTITUIR PLASMA, que interfere na

distribuição das células. Vide Anexo IX.

F. Limite de Quantificação do Equipamento

É a concentração mais baixa na qual o analito não só pode ser detectado de forma segura,

mas no qual são satisfeitos alguns objetivos predefinidos de viés e imprecisão.

PARÂMETROS LIMITE

WBC 0,2 X 103 /mm3

RBC 0,3 X 106 /mm3

HGB 0,8 g/dL

HCT 2%

PLT 10 X 103 /mm3

RET# 0,0 X 106 /mm3

G. Fase pré-analítica:

1. Material:

Sangue

2. Preparo do paciente:


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Jejum de 8 horas é desejável, embora casos urgentes ou hospitalizados não necessitem

deste preparo. Anotar medicamentos em uso nos últimos sete dias.

3. Obtenção da amostra:

Punção venosa (e, em certos casos, arterial) com amostra colhida em anticoagulante

EDTA (ácido etilenodiamino tetra-acético) padronizado em tubos para volume de 1 a

5mL. O tubo deverá ser homogeneizado por inversão cuidadosamente por cerca de

cinco vezes sem agitação. Colher a amostra conforme orientações descritas no “PRS

LAB COL - 001 COLETA DE SANGUE VENOSO E ARTERIAL”.

4. Armazenamento e estabilidade da amostra:

i. Deve-se realizar o procedimento no menor intervalo de tempo possível;

ii. Após a recepção da amostra, a identificação deve ser observada;

iii. De uma maneira geral, o teste deve estar analisado dentro de 5 horas após a coleta,

mas caso haja problemas logísticos ou na aparelhagem, resultados aceitáveis

podem ser obtidos, para os parâmetros reticulócitos e série vermelha, pela

refrigeração das amostras com armazenamento na geladeira a 2-8ºC até por 48

horas, e para os parâmetros eritroblastos e contagem diferencial de leucócitos, por

até 24 horas em geladeira.

5. Critérios de rejeição da amostra:

i. Presença de coágulos;

ii. Uso de anticoagulante inadequado;

iii. Tempo inadequado ou armazenagem inadequada da amostra;

iv. Atenção especial deve ser dada a amostras onde pequenos volumes sejam

necessários, como no berçário e em Centro de Tratamento Intensivo infantis. Nestes

casos, volumes menores podem ser tolerados, mas coágulos devem ser

especialmente procurados e, se encontrados, as amostras devem ser rejeitadas.


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6. Substâncias com interferência conhecida:

i. Hemólise;

ii. Lipemia;

iii. Icterícia;

iv. Precipitação de imunoglobulinas;

v. Crioglobulinas;

vi. Aglutinação plaquetária;

vii. Hemácias aglutinadas.

H. Fase Analítica:

Reagentes:

ABX Diluent (20 litros) → para diluição de RBC/PLT, sistema sequencial e enxágue;

ABX Basolyse (5 litros, integrado) → para contagem de BAS;

ABX Cleaner (1 litro, integrado) → para limpeza;

ABX Fluocyte (500mL, integrado) → para contagem de reticulócitos e plaquetas no canal ótico;

ABX Lysebio (1 litro, integrado) → para medição de hemoglobina;

ABX Nucediff (1 litro, integrado) → para diferenciação de LMNE e células imaturas e contagem de

Eritroblastos;

Minoclair (Solução de limpeza) → para procedimento de limpeza concentrada;

Controle DIFFTROL PX (Hemograma);

Controle MINOTROL RETIC (Reticulócitos);

Minocal (Calibrador).


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Rotina de Trabalho

1. Para iniciar o Yumizen H2500: Se for o caso, verificar o recipiente de resíduos

2. Para reiniciar um instrumento H2500 após o modo de espera:

a. Um desligamento (shutdown) foi realizado antes ou o instrumento está no modo de espera

por causa de inatividade. Pressione o botão liga / desliga no lado direito do instrumento (na

frente)

b. A tela de LOGIN aparecerá

3. Para ligar o instrumento:

a. Pressione o botão do interruptor de energia na parte traseira do instrumento. Você pode

começar

b. Ligue o Compressor Yumizen. Aguarde que o instrumento seja inicializado. A tela LOGIN é

exibida

4. Para iniciar sessão na aplicação:

a. Você iniciou o instrumento e a janela LOGIN é exibida.

b. Selecione um nome de usuário e sua senha.

c. Selecione a opção Nova Sessão se quiser começar com uma nova lista de trabalho.

Criar uma nova sessão consiste em:

Excluir os pedidos não tratados da sessão anterior.

Excluir alarmes reconhecidos.

Arquivar os resultados da sessão anterior. A tela inicial é exibida.

5. Para verificar os reagentes ou trocar reagentes

Selecione a aba que aciona o alarme de reagente no analisador ou teclar em reagentes e

consumíveis


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a. Pressione Alterar na frente do reagente que deseja alterar;

b. Digite o número do lote do novo reagente (ou passe o leitor de código de barras);

c. Remova o reagente antigo e coloque o novo;

d. Selecione a opção do reagente prime se quiser iniciar o novo reagente;

e. Pressione Confirmar para validar.

6. Para realizar uma inicialização manual (Start-up):

A barra de status da tela inicial mostra:

Yumizen H2500: INICIALIZADO

a. Pressione Inic.

b. Equipamento realizará um branco (ruído de fundo). Quando finalizar aparecerá a tela de

ruído de fundo.

A tela da barra de status mostra PRONTO no analisador

** Você pode consultar os resultados de inicialização na tela Início> Registros > Verificação de

ruído de fundo.


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7. Calibração e Controle de Qualidade

7.1. Calibração

- Princípios básicos: A calibração é um procedimento sofisticado que só pode ser executado

por pessoal qualificado pela Assistência Técnica do fabricante, e/ou por pessoas

habilitadas. A calibração é feita com sangue calibrador comercial (Minocal) (sistema aberto)

e o procedimento segue o protocolo descrito no “Manual do Usuário”.

- Periodicidade: 1) Após manutenções corretivas extensas (por exemplo - com troca de

componentes principais) e após manutenção preventiva; 2) Quando indicada pelo Controle

Interno da Qualidade.

NOTA: A calibração deve ser considerada o último passo em uma sequência de correção de um

“troubleshooting”, pois a realização de calibrações desnecessárias pode mascarar um problema

subjacente.

7.2. Controle de Qualidade: O controle de qualidade no setor de hematologia é realizado de

duas maneiras, as quais

- Passagem de sangue controle comercial em três níveis: alto, baixo e normal para os

exames de hemograma e reticulócitos, sendo o controle Difftrol designado para a avaliação

do hemograma (Série Branca, Vermelha e Plaquetas) e o controle Minotrol Retic designado

para a avaliação dos reticulócitos;

- Passagem de sangue de paciente (10 vezes) para a análise de precisão (repetibilidade) no

módulo fechado (automático/rack).

- Teste de Repetibilidade (Controles Internos): A repetibilidade baseia-se no conjunto de

resultados obtidos das análises consecutivas da mesma amostra normal de sangue

humano fresco. A repetibilidade com amostras de pacientes é uma forma complementar

comum de controle de qualidade para se verificar a variabilidade do sistema analítico,

estabelecendo média e coeficiente de variação. No setor de Hematologia a amostra é

analisada repetidamente 10 vezes em módulo fechado (automático/racks) nos dois

equipamentos e nas mesmas condições. Para executar o procedimento, seguir os passos:


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i. Acesso: Menu → Garantia da Qualidade → “Repetibilidade” → “Nov Rep”;

ii. Insira ID da amostra escolhida;

iii. Selecione o teste a ser realizado entre DIF e DIR;

iv. Selecione modo automático;

v. Alterar “Nº de ensaios” para 10;

vi. Confirmar;

vii. Colocar a rack com a amostra no equipamento;

viii. Pressione In. anál. na barra de ferramentas contextual;

ix. Inserir o pen drive e “printar” a tela para a impressão dos resultados (6 “prints”

no total);

x. A repetibilidade é avaliada comparando o coeficiente de variação gerado após

as 10 passagens com valores preestabelecidos. Os dados de comparação,

segundo manual do fabricante, são:


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xi. Havendo discrepâncias, analisar a possível causa (limpeza das câmaras, troca

de amostras, etc.) ou entrar em contato com a assistência técnica para

devidas providências.

Como processar controle de qualidade:

a. Modo Rack:

Certifique-se de ter cadastrado o lote de controle antes de executá-lo para que ele não seja

executado como uma amostra de sangue. A amostra de controle é identificada com uma

etiqueta de código de barras.

Prepare seu sangue de controle de acordo com as instruções específicas detalhadas na

bula (temperatura, homogeneização, etc.).

Verificar que a posição da etiqueta está visível para o leitor de código de barras interno.

Não coloque amostras de controle com amostras de pacientes no mesmo rack.

Coloque o suporte na bandeja de carga do instrumento (parte de baixo).

Pressione In. rack.

Quando a análise é concluída, os resultados de CQ são adicionados automaticamente ao

CQ Tela de resultados

A rack é ejetada na bandeja de ejeção do instrumento (parte de cima)

O indicador CQ da barra de status fica vermelho se uma das regras Westgard habilitadas

no equipamento forem violadas; se o status ficar verde, então os controles foram validados.

b. Modo STAT ou MANUAL:


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Pressione o modo Mod. Urg.

Digite o número do lote no campo Sample ID (manualmente ou usando o leitor de código

de barras externo

Pressione Tubo controle. Os campos serão preenchidos automaticamente

- Tipo de amostra

- Teste

- Caixa de seleção do tubo de controle selecionada.

Misture delicadamente o sangue de controle.

Coloque o tubo no suporte do tubo

Certifique-se de que o suporte do tubo esteja na posição apropriada (veja a figura)

Certifique-se de que a tampa do tubo pode ser perfurada. Caso contrário, remova a tampa.

Pressione Iniciar análise

Quando a porta se abrir, retire o tubo do suporte do tubo e reensaie, se necessário.

8. Como inserir controle de Qualidade no Yumizen (via USB) – NOVO LOTE

OBS: Primeiramente tem que entrar no site e salvar no pendrive:

Entrar no Google em: Banco de Documentos Horiba

Clicar em Banco de Documentos Horiba

Clicar em: Go to Horiba-ABX Documentation Data Base

Clicar em: Hematology

Em Documents escolhe: Quality Control Target; Em Instruments: escolhe o equipamento


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Search

Depois escolhe a opção do controle com lysebio e o equipamento

Salvar no pendrive a opção (laranja): Download Target Values de acordo com o lote

a. Clicar em:

b. Clicar em:

c. Clicar em novo lote:

d. Após abrir esta janela:

e. Clicar no teclado:

f. Clicar em importar:

g. Clicar em confirmar:

h. A opção ATIVAR LOTE, desativa o lote anterior automaticamente.

Se for trabalhar com média própria, NÃO ATIVAR na hora da instalação, acompanhar

aproximadamente 20 corridas antes de ativar

9. Como inserir / mudar média própria do controle:

Garantia da Qualidade

Resultados de CQ


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Valores

Editar Alvos

Alvo (digitar os novos valores de cada parâmetro)

10. Como inserir controle de Qualidade no Yumizen (manual) – NOVO LOTE

a. Clicar em:

b. Clicar em:

c. Clicar em novo lote:

d. Após abrir esta janela:

e. Coloca o lote (pistola o cód. de barras) e a data de expiração.

f. Cadastra os valores dos 3 níveis, conforme a bula.

g. Confirmar:

11. Como analisar os controles:

a. Clicar em:

b. Clicar em Resultados de CQ

c. Clicar em Valores, aparecerá:


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Para ver os parâmetros, utilizar a seta de rolamento

d. Para ver os gráficos de Leving Jenning, teclar em Lev-Jenn

Aparecerá a tela acima. Para mudar os parâmetros, teclar em Próx. Parâm. Vai aparecendo na

tela outros parâmetros.


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12. Como processar amostra em MODO RACK:

a. Coloque os tubos em qualquer rack e posição com a etiqueta em posição visível (o número

da rack deve estar virado para o operador)

b. Pressionar In. Rack

13. Como processar amostra de paciente em MODO ABERTO ou URGÊNCIA:

a. Pressione o modo Mod. Urg.

b. Digite o número do lote no campo ID Amostra (manualmente ou usando o código de barras

externo leitor).

c. Pressione consulta GD. Os campos da ordem são preenchidos automaticamente

Tipo de amostra (exceto Líquidos Biol.)

Teste (DIFF, RET, PLT-O, exceto Líquidos Biol.)

Informações (dados do paciente)

d. Homogeinize a amostra

e. Coloque o tubo no suporte do tubo

f. Certifique-se de que o suporte do tubo esteja na posição apropriada, se não, gire o suporte

de tubo.

g. Certifique-se de que a tampa do tubo pode ser perfurada. Caso contrário, remova a tampa.

h. Pressione Iniciar análise na barra de ferramentas contextual.

i. Quando a porta se abrir, retire o tubo do suporte do tubo, não há necessidade de empurrar

a porta para fechar o compartimento, basta clicar em: (Sair urg.)

j. Obs.: Processar Reticulócitos → É necessário modificar o módulo de operação do

equipamento para DIR (para processar hemograma e reticulócitos) ou RET (para processar

apenas reticulócitos), quando for passar as amostras em modo manual.

14. Procurar paciente do dia:

a. Clicar em Ger. de Tubos

b. Clicar em Lista de resultado


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c. Filtro

d. Marcar ID da amostra e ler o código de barras.

e. Aplicar

f. Marcar o resultado

g. Para ver: clicar em Ver. detalh.; Para enviar para a LIS: Transferir

15. Procurar paciente no Arquivo:

a. Clicar em Ger. de Tubos

b. Clicar em: Arquivo

c. Escolher em PER: Sessão Ant.; Menos de 1 semana; Menos de 1 mês; Qualquer data

d. Em ID: ler ou digitar o cód. de barras

e. Marcar o resultado

f. Para ver: clicar em Ver. detalh.; Para enviar para a LIS: Transferir

Manutenção:

Manutenção Diária Yumizen H2500:

1. Start-up ou Iniciar ou Ruído de fundo

2. Limpeza concentrada ou Limpeza Minoclair: Solicitada automaticamente há cada 1000

amostras processadas.

3. Shutdown Manual para Desligamento:

a. Pressione Desligar.

b. Selecione Log out.


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O desligamento consiste em: um ciclo de limpeza do analisador.

No caso em que o instrumento solicita você a executar um desligamento Minoclair, proceda do

seguinte modo:

Prepare o seguinte:

- ABX Minoclair

- Minoclair Cup (frasco de acrílico)

- Minoclair Holder

Pressione Desligar Minoclair. O suporte do tubo sai.

Encha o Minoclair Cup até a marca de 20 mL com ABX Minoclair e coloque-o dentro do

Holder de Minoclair.

Coloque o suporte Minoclair no lugar do suporte do tubo.

Pressione Avançar.

O ciclo começa e dura cerca de 15 minutos.

Quando terminar o ciclo, pressione Avançar.

Coloque o suporte do tubo de volta em seu lugar.

Agora você pode fechar sua sessão no instrumento.


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Manutenção Semanal Yumizen H2500:

2x por semana limpeza Minoclair:

1. Manutenção

2. Solução de problemas

3. Limpeza Minoclair

4. Encha o Minoclair Cup até a marca de 20 mL com ABX Minoclair e coloque-o dentro do Holder

de Minoclair

5. Coloque o suporte Minoclair no lugar do suporte do tubo.

6. Pressione Avançar.

O ciclo começa e dura cerca de 15 minutos.

7. Quando terminar o ciclo, pressione Avançar.

8. Coloque o suporte do tubo de volta em seu lugar.

Procedimentos Diários Yumizen H2500:

Estes procedimentos devem ser realizados todos os dias no início do plantão diurno (7h):

1. Encerrar tudo → encerrar limpeza;

2. Inicializar tudo;

3. Logout → confirma (login e senha: LABTECH);

4. Verificar volumes dos reagentes;

5. Passar controles → colocar os controles na rack (Difftrol e Minotrol);

6. Trocar tampão (H2O de torneira);

7. Dar prime nos reagentes do SPS (exceto no metanol): Manutenção → Solução de Problemas

→ Yumi SPS;

8. Fazer lâminas teste;

9. Repetibilidade.

Descrição dos Alarmes


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Diff Anormal

- Sinalizador * nos seguintes parâmetros: NEU (#,%), LIC (#,%) e IMG (#,%)

- Sinalizador * nos seguintes parâmetros: MON (#,%), LIC (#,%), IMM (#,%)

- Sinalizador * nos seguintes parâmetros: LIN (#,%), NEUT (#,%)


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- Sinalizador * nos seguintes parâmetros: MON (#,%), LIN (#,%), NEU (#,%)

- Sinalizador * nos seguintes parâmetros: MON (#,%), NEU (#,%)

- Sinalizador * nos seguintes parâmetros: EOS (#,%), NEU (#,%)

Ruído DIFF

- Sinalizador * nos seguintes parâmetros: WBC, EOS (#,%), NEU (#,%), MON (#,%), NEU (#,%),

BASO (#,%), ALI (#,%), LIC (#,%), NRBC (#,%).


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- Sinalisador * nos seguintes parâmetros: WBC, EOS (#,%), NEU (#,%), MON (#,%), NEU (#,%),

BASO (#,%), ALI (#,%), LIC (#,%), NRBC (#,%).

Reticulócitos

I. Fase Pós-Analítica


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00 12/08/2020 27 de 56 Emissão






i. Análise e liberação final de resultados

Essa fase se inicia após a obtenção dos resultados das amostras processadas, onde

é realizado análise crítica dos resultados, levando-se em consideração idade,

procedência da amostra, dados clínicos, alarmes liberados nos laudos dos exames

(Anexo IV) realizados nos contadores eletrônicos e limites de contagem celular

mínimo e máximo.

É de extrema importância que os critérios de interfaceamento adotados pelo Setor

de Hematologia sejam avaliados, garantindo o correto aproveitamento da tecnologia

dos contadores celulares automáticos, a autenticidade dos resultados e o correto

apoio ao diagnóstico do paciente. Além disso, existem limitações que interferem nas

análises dos parâmetros pelo aparelho, como exemplificado a seguir:

1. WBC

i. Os resultados de WBC que excedem os limites de linearidade do sistema

exigem diluição da amostra de sangue (ex: amostra de leucemia seguida por

leucopenia). A repetição da análise da amostra diluída permite a obtenção do

valor de análise correto;

ii. Hemácias não lisadas - Em algumas raras ocasiões, os eritrócitos da amostra de

sangue podem não estar completamente lisados. Essas células não lisadas

podem ser detectadas no histograma de WBC com um alarme EL. Eritrócitos

não lisados causam uma contagem de WBC falsamente elevada;

iii. Mieloma múltiplo - A precipitação de proteínas em pacientes com mieloma

múltiplo pode causar contagens elevadas de WBC;

iv. Hemólise - Espécimes hemolisados contêm estroma de células vermelhas, que

pode aumentar as contagens dos leucócitos;

v. Leucemia - Essa doença pode provocar uma contagem muito baixa de WBC

devido ao possível aumento da fragilidade dos leucócitos, que leva à destruição

de algumas dessas células durante a contagem. Esses fragmentos também

interferem com os parâmetros diferenciais parciais dos leucócitos: LIN% + #,


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MON% + #, GRAN% + #. Uma baixa contagem suspeita de WBC pode ser

observada em pacientes com leucemias linfocíticas devido à presença de

linfócitos anormalmente pequenos que o equipamento não consegue contar;

vi. Quimioterapia - As drogas citotóxicas e imunossupressivas podem aumentar a

fragilidade dos leucócitos, o que pode causar contagens baixas de WBC;

vii. Crioglobulinas - O aumento nos níveis de crioglobulina decorrente de mieloma,

carcinoma, leucemia, macroglobulinemia, distúrbios linfoproliferativos, tumores

metastáticos, doenças auto - imunes, infecções, doenças idiopáticas, aneurisma,

gravidez, fenômenos tromboembólicos, diabetes, etc., pode elevar as contagens

de WBC, RBC ou PLT e o valor de HGB. O espécime pode ser aquecido até

37ºC e re-analisado imediatamente ou através de uma contagem manual WBC,

RBC ou PLT;

viii. Aumento de turbidez - também pode ser observado nos casos em que as células

sanguineas vermelhas são resistentes à lise. Isso causa um resultado

falsamente elevado de HBG, que pode ser detectado através da observação dos

valores anormais de HCM e CHCM. Resultados errados da hemoglobina

provocam erro também nos resultados de HCM e CHCM;

ix. Sangues fetais - A mistura entre o sangue fetal e o maternal pode produzir um

valor falsamente alto de HBG.

2. HCT

i. Aglutinação de hemácias - Pode produzir valores inexatos de HCT e VCM. A

aglutinação de hemácias pode ser detectada através da observação de valores

anormais de HCM e CHCM, como também através do exame da lâmina de

sangue tratado com corante. Nesses casos, os métodos manuais talvez sejam

necessários para obter um valor de HCT exato.


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00 12/08/2020 29 de 56 Emissão






3. RBC - A diluição de células da série vermelha contém todos os elementos formados

no sangue: eritrócitos, leucócitos e plaquetas. Durante a contagem de eritrócitos

(células vermelhas), as plaquetas não são contadas, já que o seu tamanho é inferior

ao limiar mínimo.

i. Leucócitos (células da série branca), por outro lado, são incluídos na contagem

de RBC. Entretanto, considerando que a razão normal entre hemácias e

leucócitos é tão extrema, a influência do WBC no RBC é insignificante;

ii. WBC Altas - Em raros casos, onde a WBC é extremamente alta, a contagem

de RBC pode ser diferente, especialmente se a contagem de RBC for

extremamente baixa;

iii. Hemácias aglutinadas - Pode causar uma contagem de RBC erroneamente

baixa. A presença de valores elevados de HCM e CHCM pode identificar

amostras de sangue que contenham hemácias aglutinadas. Isso é visto através

do exame da lâmina de sangue tratado com corante;

iv. Aglutininas frias - As imunoglobulinas IgM, cujo nível é alto nas doenças de

aglutinação fria, podem causar contagens baixas de RBC e PLT e aumentar o

VCM.

4. HGB

i. Turbidez da amostra de sangue - Diversos fatores fisiológicos e/ou terapêuticos

podem produzir resultados errôneos de HGB alto. Para obter resultados de

hemoglobina exatos quando ocorre aumento de turbidez da amostra de

sangue, determine a causa da turbidez e siga um dos métodos abaixo;

ii. WBC Elevado - Contagem extremamente elevada de WBC causa dispersão

excessiva de luz. Nesse caso, use métodos de referência (manuais). A amostra

diluída deve ser centrifugada e o fluido sobrenadante deve ser medido com

espectrofotômetro;


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iii. Níveis elevados de lipídios - A alta concentração de lipídios na amostra de

sangue dá aparência “leitosa” ao plasma. Isso pode ocorrer em caso de

hiperlipidemia, hiperproteínemia (como nas gamopatias) e hiperbilirrubinemia.

A determinação exata da hemoglobina pode ser obtida através de métodos de

referência (manuais) e de uma amostra de controle de qualidade de plasma.

5. VCM

i. Aglutinação de células sangüíneas vermelhas - Pode produzir valor incorreto

de VCM. A aglutinação de hemácias pode ser detectada através da observação

de valores anormais de HCM e CHCM, como também através do exame da

lâmina de sangue tratado com corante. Nesses casos, os métodos manuais

talvez sejam necessários para obter um valor de VCM exato;

ii. O número excessivo de plaquetas grandes e/ou a presença de contagem de

WBC excessivamente alta pode interferir com a determinação exata do valor de

VCM. Nesses casos o exame cuidadoso da lâmina de sangue tratado com

corante pode revelar o erro.

6. HCM

A HCM é determinada de acordo com o valor da HGB e a contagem de RBC. As

limitações apontadas para HGB e RBC exercem efeito sobre a HCM e podem causar

valores errôneos.

7. CHCM

A CHCM é determinada de acordo com os valores de HGB e HCT. As limitações

apontadas para HGB e RBC exercem efeito sobre a CHCM e podem causar

valores errôneos.

8. RDW


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00 12/08/2020 31 de 56 Emissão






i. A largura de distribuição de células sanguíneas vermelhas é determinada de

acordo com a contagem de RBC. A diluição de células da série vermelha

contém todos os elementos formados no sangue: eritrócitos, leucócitos e

plaquetas. Durante a contagem de eritrócitos (células vermelhas), as plaquetas

não entram na contagem de RBC, já que o seu tamanho é inferior ao limiar

mínimo. Porém, os leucócitos (células da série branca) são contados e

incluídos na contagem do RBC. Considerando que a proporção normal entre o

RBC e o WBC é tão extrema, a influência do WBC é extremamente baixa e a

contagem de RBC pode precisar de correção, especialmente se a contagem de

RBC for extremamente baixa;

ii. RBC aglutinado - Pode causar contagem de RBC incorretamente baixa e

RDW’s errôneos. A aglutinação de hemácias pode ser detectada através da

observação de valores anormais de HCM e CHCM, como também através do

exame da lâmina de sangue tratado com corante;

iii. Deficiência nutricional ou transfusão de sangue - Podem causar resultados

elevados de RDW devido à deficiência de ferro, vitamina B12 ou folato. Os

resultados de RDW’s elevados também podem estar presentes pela

distribuição de RBC bimodal na transfusão sanguínea.

9. PLT

i. Eritrócitos muito pequenos (micrócitos), fragmentos de eritrócitos

(esquizócitos) e fragmentos de WBC podem interferir na contagem adequada

de plaquetas, provocando resultados elevados.

ii. Eritrócitos aglutinados - Podem capturar plaquetas, causando contagem baixa

e errônea de plaquetas. A presença de eritrócitos aglutinados pode ser

detectada através da observação de valores anormais de HCM e CHCM e do

exame cuidadoso da lâmina de sangue tratado com corante;


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iii. Plaquetas gigantes em números excessivos - Podem causar contagem de

plaquetas erroneamente baixa, já que, se excederem o limiar máximo do

parâmetro correspondente, essas plaquetas grandes talvez não sejam

contadas;

iv. Quimioterapia - As drogas citotóxicas e imunossupressivas podem aumentar

a fragilidade dessas células, o que pode causar contagens baixas de PLT.

Talvez sejam necessários métodos de referência (manuais) para obter uma

contagem de plaquetas exata;

v. Hemólise - Espécimes hemolisados contêm estroma de células vermelhas,

que pode aumentar as contagens de plaquetas;

vi. Sangue com citrato - O sangue anticoagulado com citrato pode conter

plaquetas aglomeradas, causando redução na sua contagem;

vii. Inclusões de RBC - Inclusões de eritrócitos tais como: corpúsculos de Howell-

Jolly, corpúsculos de Heinz, grânulos sideróticos, basofílicos e etc., podem

produzir aumento significativo na contagem de plaquetas;

viii. Aglutinação de plaquetas - Plaquetas acumuladas devido às técnicas de

coleta inadequadas ou satelitoses de plaquetas causadas pela ativação EDTA

das imunoglobulinas podem causar uma contagem reduzida de plaquetas

e/ou contagem elevada de WBC. O espécime deve ser recoletado em

anticoagulante a base de citrato de sódio e re-analisado somente para

plaquetas.

10. VPM

i. As plaquetas gigantes que excederem o limiar máximo do parâmetro

correspondente podem não ser contadas como plaquetas. Consequentemente,

não serão incluídas no cálculo do Volume Plaquetário Médio do equipamento;

ii. Os eritrócitos muito pequenos (micrócitos), fragmentos de eritrócitos

(esquizócitos) e fragmentos de células sangüíneas brancas podem interferir na

contagem e no dimensionamento adequado das plaquetas;


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iii. Eritrócitos aglutinados - Podem capturar plaquetas, causando resultado de

VPM incorreto. A presença de eritrócitos aglutinados pode ser detectada

através da observação de valores anormais de HCM e CHCM e do exame

cuidadoso da lâmina de sangue tratado com corante;

iv. Quimioterapia - Também pode afetar o dimensionamento das PLT’s.

Na rotina do setor de Hematologia do Laboratório de Análises Clínicas do Hospital

Governador Israel Pinheiro, os resultados considerados aprovados ou normais pelos

contadores Yumizen são liberados de modo direto do equipamento para o sistema

laboratorial, por meio de software de interfaceamento sem a revisão microscópica do

profissional do setor, que dará finalização à análise e assinará o laudo. Para os

hemogramas reprovados, a distensão de lâmina e exame microscópico são exigidos.

Os critérios para a confecção e avaliação das distensões de sangue periférico são

muitos e estão especificados no Anexo I e IV deste POP.

No caso de presença de eritroblastos, essas células nucleadas resistem à ação da

solução diluidora para a contagem de leucócitos, sendo portanto, contadas como

leucócitos. Isso acarreta erro, elevando a contagem. Torna-se necessária a correção

do valor obtido a fim de eliminar os eritroblastos, quando constituem número

significativo (acima de 10 eritroblastos em 100 células contadas em lâmina). A

contagem global expressa os valores de leucócitos mais eritroblastos. Na contagem

diferencial são enumerados 100 leucócitos e os eritroblastos que aparecem durante

essa contagem. A fórmula para o cálculo dos eritroblastos em sangue periférico se

encontra no Anexo V.

Resultados considerados críticos, ou seja, aqueles que refletem estado patológico

que pode pôr em risco a vida do paciente a menos que se tomem medidas

apropriadas, são oficializados via telefone ao médico atendente ou ao responsável

pelo paciente. Os valores estabelecidos par tal estão descritos no Anexo II.


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Com relação à liberação dos laudos, o setor de Hematologia tem definido uma lista

de mnemônicos (trinca de letras) que tem como objetivo a padronização da liberação

final dos resultados. O Anexo III traz as relações dos mesmos.

ii. Valores de Referência

Idade Hemoglobina Hematócrito Hemácias VCM HCM CHCM

Cordão 17,1 1,8 52,0 5 4,64 0,5 113 6 37 2 33 1

1 dia 19,4 2,1 58,0 7 5,30 0,5 110 6 37 2 33 1

2 – 6 dias 19,8 2,4 66,0 8 5,40 0,7 122 14 37 4 30 3

14 – 23 dias 15,7 1,5 52,0 5 4,92 0,6 106 11 32 3 30 2

24 – 37 dias 14,1 1,9 45,0 7 4,35 0,6 104 11 32 3 31 3

40 - 50 dias 12,8 1,9 42,0 6 4,10 0,5 103 11 31 3 30 2

2 – 25 meses 11,4 1,1 38,0 4 3,75 0,5 101 10 30 3 30 2

3 – 3,5 meses 11,2 0,8 37,0 3 3,88 0,4 95 9 29 3 30 2

5 – 7 meses 11,5 0,7 38,0 3 4,21 0,5 91 9 27 3 30 2

8 – 10 meses 11,7 0,6 39,0 2 4,35 0,4 90 8 27 3 30 1

11 – 13,5 m 11,9 0,6 39,0 2 4,44 0,4 88 7 27 2 30 1

1,5 – 3 anos 11,8 0,5 39,0 2 4,45 0,4 87 7 27 2 30 2

5 anos 12,7 1,0 37,0 3 4,65 0,5 80 4 27 2 34 1

10 anos 13,2 1,2 39,0 3 4,80 0,5 81 6 28 3 34 1

Homens 15,5 1,1 46,0 3,1 5,11 0,38 - - -

Mulheres 13,7 1,0 40,9 3 4,51 0,36 - - -

Homens e Mulheres - - - 90,1 4,8 30,2 1,8 33,7 1,1

JOHNSON, TR. “How growing up can alter lab values in pediatric laboratory medicine”. Diag Med

(special issue) 1982; 5: 13-18. (Média 1 DP)


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Idade Global de

Leucócitos

Neutrófilos

Eosinófilos

Basófilos

Linfócitos

Monócitos

Nascimento 18,1

(0,0-30,0)

11,0

(6,0-26,0)

0,40

(0,02-0,85)

0,10

(0-0,64)

5,5

(2,0-11,0)

1,05

(0,40-3,1)

6 meses 11,9

(6,0-17,5)

3,8

(1,0-8,5) 32%

0,30

(0,07-075) 2,5%

0,05

(0-0,20) 0,4%

7,3

(4,0-13,5) 61%

0,58

(0,10-1,3) 4,8%

12 meses 11,4

(6,0-17,5)

3,5

(1,5-8,5) 31%

0,30

(0,05-0,70) 2,6%

0,05

(0-0,20) 0,4%

7,0

(4,0-10,5) 61%

0,55

(0,05-1,1) 4,8%

2 anos 10,6

(6,0-17,0)

3,5

(1,5-8,5) 33%

0,28

(0,04-0,65) 2,6%

0,05

(0-0,20) 0,5%

6,3

(3,0-9,5) 59%

0,53

(0,05-1,0) 5,0%

6 anos 8,5

(5,0-14,5)

4,3

(1,5-8,0) 51%

0,23

(0-0,65) 2,7%

0,05

(0-0,20) 0,6%

3,5

(1,5-7,0) 42%

0,40

(0-0.8) 4,7%

12 anos 8,0

(4,5-13,5)

4,4

(1,8-8,0) 55%

0,20

(0-0,55) 2,5%

0,04

(0-0,20) 0,5%

3,0

(1,2-6,0) 38%

0,35

(0-0,8) 4,4%

16 anos 7,8

(4,5-13,0)

4,4

(1,8-8,0) 57%

0,20

(0-0,50) 2,6%

0,04

(0-0,20) 0,5%

2,8

(1,2-5,2) 35%

0,40

(0-0,8) 5,1%

21 anos 7,4

(4,5-11,0)

4,4

(1,8-7,7) 59%

0,20

(0-0,45) 2,7%

0,04

(0-0,20) 0,5%

2,5

(1,0-4,8) 34%

0,30

(0-0,8) 4,0%

Altman PL e Dittmer DS Blood and other body fluids. Federation of American Societies for Experimental

Biology, 1961.

7.3 Cuidados especiais

Os cuidados habituais de segurança devem ser aplicados na manipulação da amostra e

dos reagentes conforme o pop de segurança do laboratório.

Os reagentes utilizados em condições técnicas adequadas e armazenados nas

condições especificadas são estáveis até a data da validade expressa na etiqueta.


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00 12/08/2020 36 de 56 Emissão






8. Siglas

BASO: basófilo

CEQ: controle externo da qualidade

CIQ: controle interno de qualidade

EDTA: ácido etilenodiamino tetra-acético

HBG: hemoglobina

PLT: plaqueta

POP: procedimento operacional padrão

RBC: glóbulos vermelhos

SNA: solicitação de nova amostra

WBC: glóbulos brancos

9. Indicadores

Desempenho no controle externo da qualidade (CEQ)

Recoleta (geral, por material impróprio, para confirmação, por acidente e diversas)

TAT (Turnaround Time) para testes imediatos e de emergência - HEMATOLOGIA

10. Gerenciamento de riscos

Categoria

de risco

Falhas potenciais

geradoras de riscos Evento Ações de prevenção

Ações frente ao

evento

Assistencial Utilização de amostras

inadequadas

Resultados

incorretos SNA SNA


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Assistencial

Reagente inadequado:

Troca de reagente ou

reagente vencido

Resultados

incorretos

Conferir o reagente

antes de iniciar sua

utilização

Utilizar o reagente

adequado e

refazer o exame

Assistencial Manutenção vencida Resultados

incorretos

Executar as

manutenções

preventivas nas datas

previstas.

Refazer o exame

Assistencial Calibração vencida Resultados

incorretos

Manter a calibração do

equipamento em dia. Refazer o exame

11. Referências

Manual do Usuário YUMIZEN H2500 / Yumizen SPS - Hematology System. HORIBA

ABX.

JACOBS, D. S. Laboratory Test Handbook. 3ª ed., Cleveland, Lexi – Comp, 1994.

JOHNSON, TR. “How growing up can alter lab values in pediatric laboratory medicine”.

Diag Med (special issue) 1982; 5: 13-18. (Média 1 DP)

Altman PL e Dittmer DS Blood and other body fluids. Federation of American Societies

for Experimental Biology, 1961.

12. Anexos

Anexo I: Critérios para confecção de lâminas de esfregaço / 1ª Visita ou mudança do

quadro laboratorial

Anexo II: Valores críticos para comunicação com médico

Anexo III: Notas interpretativas do hemograma


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00 12/08/2020 38 de 56 Emissão






Anexo IV: Interpretação de alarmes

Anexo V: Cálculo de eritroblastos em sangue periférico

Anexo VI: Modelo de resultado liberado pelo Yumizen

Anexo VII: Planilha de Registro de Manutenção

Anexo VIII: Planilha Diária de Hematoscopia / Teste de Mistura

Anexo IX: Substituição de Plasma


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00 12/08/2020 39 de 56 Emissão






ANEXO I. Critérios para confecção de lâminas de esfregaço / 1ª Visita ou mudança do quadro

laboratorial

Leucocitose > 15.000/mm3

Leucopenia < 2.000 /mm3

“ALARMES” LMNE

(vide Anexo IV – item 5)

GCI, LIA, RU, EL, EN,

DN, DM, NL, MN, NE

“ALARMES” para Linfócitos Atípicos – LIA > 3%

“ALARMES” para GCI

(Grandes Células Imaturas)

> 3%

Monocitose > 20%

Linfopenia < 800 / mm3

Hemoglobina < 8 g%

VCM > 100

VCM < 70

CHCM > 36

RDW > 20

Trombocitopenia

(vide POP LAB HEM - 008)

< 100.000 / mm3

Trombocitose > 1.0000.000 / mm3

Eritrocitose > 6.000.0000/ mm3

Alarmes Técnicos (Vide Anexo IV) LMNE (+/-), BASO (+/-)


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00 12/08/2020 40 de 56 Emissão






ANEXO II. Valores críticos

Valores críticos são os que requerem avaliação hematológica, caso o histórico do doente

não seja conhecido ou tenha se alterado bastante em relação aos exames anteriores.

Devem ser aqueles de importância clínica e devem ser verificados pelas pessoas

capacitadas do serviço (bioquímicos e/ou patologistas clínicos do setor).

Níveis críticos do hemograma

Hemoglobina (g%) < 7,0

Neutrófilos (/mm3) < 500

Plaquetas (/mm3) < 50.000

Novo diagnóstico de Leucemia

RNI >5.0


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00 12/08/2020 41 de 56 Emissão






ANEXO III. Notas interpretativas do hemograma (Padronização para liberação de laudos).

1. SÉRIE VERMELHA

Mnemônico Nota interpretativa

ACA Presença de acantócitos

ANI Anisocromia

CAA Hemácias com aspecto normal

CAC Anisopoiquilocitose intensa

CAI Anisocitose intensa

CAN Anisocitose

CEL Presença de eliptócitos

CEO Presença de eritroblastos ortocromáticos

CHC Presença de hemácias crenadas

CHM Hipocromia e microcitose

CMT Hemoglobinopatia

COV Presença de ovalócitos

CPD Presença de ovalócitos

CPE Presença de esferócitos

CPH Presença de hemácias em alvo

CPI Polimocrasia

CPO Hemácias com ponteado basófilo

CPS Poiquilocitose

CPV Poiquilocitose intensa

DAC Presença de dacriócitos

DPH Dupla população hemática

EST Presença de estomatócitos


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FRH Fenômeno de Roulaeux Hemático

HFA Presença de Hemácias Falciformes

HIP Hipocromia

HNO Hemácias normocíticas e normocrômicas

MAC Macrocitose

MEC Presença de Macroesferócitos

MOC Microcitose

PBC Presença de Baskett Cells

PFH Presença de fragmentação hemática

PMG Presença de manchas de Gumprecht

PMI Presença de microesferócitos

TER Presença de eritroblastos (*vide Nota)

2. PLAQUETAS


APL Aglutinação plaquetária

CSS Plaquetas aparentemente diminuídas

PLN Plaquetas aparentemente em número normal

PMA Presença de macroplaquetas

PSE Pseudotrombocitopenia

SCC Sugerimos nova amostra em citrato

TPM Trombocitopenia

TRO Trombocitose

PGP Presença de grumos plaquetários

3. SÉRIE BRANCA


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ALI Avaliar doença linfoproliferativa crônica

AMI Avaliar doença mieloproliferativa crônica

BAS Basofilia

CAS Aspecto sugestivo de LLC

CDH Corpúsculos de Dohle

CGT Granulações tóxicas nos neutrófilos

CIA Leucemia aguda, provavelmente linfoblástica

CIB Leucemia aguda, provavelmente mieloblástica

CLN Leucócitos de aspecto normal

CLR Presença de linfócitos reativos

CSC Aspecto sugestivo de LMC

DBA Desvio à esquerda até bastonetes

DBL Desvio à esquerda até blastos

DIM Presença de imunócitos

DME Desvio à esquerda até metamielócitos

DMI Desvio à esquerda até mielócitos

DPR Desvio à esquerda até promielócitos

EOS Eosinofilia

LCO Leucocitose

LEU Leucopenia

LFO Linfopenia

LIN Linfocitose

LMA Linfocitose à custa de linfócitos predominantemente maduros

MON Monocitose

NEN Neutropenia


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NEU Neutrofilia

PAN Pancitopenia

PHU Pelger Huet

PLA Presença de plasmócitos

PNH Presença de neutrófilos hipersegmentados

PPL Presença de precursores linfáticos

PPR Presença de prolinfócitos

RLU Reação leucoeritroblástica

VCI Vacuolização citoplasmática

CSR Sugerimos repetir a critério clínico

CVC Resultado verificado e confirmado

MNE Solicitamos nova amostra por motivo técnico

SAH Sugerimos avaliação hematológica

LPA Lâmina para avaliação

4. QUANTIFICAÇÃO DE BASTONETES


BAZ BASTONETES 0%

BAU BASTONETES 1%

BAD BASTONETES 2%

BAT BASTONETES 3%

BAQ BASTONETES 4%

BAC BASTONETES 5%

B06 BASTONETES 6%

B07 BASTONETES 7%


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BAO BASTONETES 8%

BAN BASTONETES 9%

BADE BASTONETES 10%

B11 BASTONETES 11%

B12 BASTONETES 12%

B13 BASTONETES 13%

B14 BASTONETES 14%

B15 BASTONETES 15%

B16 BASTONETES 16%

B17 BASTONETES 17%

B18 BASTONETES 18%

B19 BASTONETES 19%

B20 BASTONETES 20%


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ANEXO IV. Interpretação de alarmes

1. Sinalizadores gerais:

i. Parâmetro associado a *: As contagens em um parâmetro diferem mais do que os

limites aceitáveis. O resultado não é confiável;

ii. !: Sinalizador suspeito, o resultado deve ser mais investigado;

iii. --- : Resultado inválido;

iv. Plaqueta concentrada: Indica a ativação do modo de linearidade estendida de PLT

para uma HGB < 2 g/dl;

v. H: Indica que o resultado está acima do limite de pânico definido pelo usuário;

vi. L: Indica que o resultado está abaixo do limite de pânico definido pelo usuário;

vii. D: Se pelo menos um parâmetro estiver fora das faixas de linearidade. Indica que a

amostra deverá ser diluída.

2. Alarmes para eritrócitos:

i. MICROCITOSE: Quando o VCM está abaixo dos limites especificados pelo usuário;

ii. MACROCITOSE: Quando o VCM está acima dos limites especificados pelo usuário;

iii. MIC+, MIC++, MIC+++: Representam os três níveis de gravidade em relação à

porcentagem de hemácias microcíticas quantificadas abaixo do limiar representado

à esquerda da curva de RBC (os níveis podem ser configurados pelo usuário);

iv. MAC+, MAC++, MAC+++: Representam os três níveis de gravidade em relação à

porcentagem de hemácias macrocíticas quantificadas acima do limiar representado

à direita da curva de RBC (os níveis podem ser configurados pelo usuário);

v. HIPOCROMIA+, ++, +++: Representam três níveis de gravidade em relação a um

valor baixo de CHCM (os níveis podem ser configurados pelo usuário);

vi. ANISOCITOSE+, ++, +++: Representam três níveis de gravidade em relação a um

valor alto de RDW (os níveis podem ser configurados pelo usuário).


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OBS.: Os limiares RBC1 e RBC2 definem as áreas microcíticas e macrocíticas

3. Alarmes para plaquetas

Os sinalizadores PLT são gerados sob as seguintes condições:

O histograma PLT muda de acordo com as RBCs microcíticas presentes na área da análise de plaquetas.

Uma presença excessiva de partículas no lado direito gera o sinalizador MIC (micrócitos), que é mostrado na área de alarme de plaquetas. Ele indica a presença de micrócitos na área de contagem das plaquetas. Se associado com uma rejeição PLT (*), os resultados de PLT não são confiáveis.

Se o limiar móvel não puder ser identificado (nenhuma depressão entre histogramas PLT e RBC), o sinalizador ESQ (Esquizócitos) aparecerá.

Anormalidades suspeitas Presença de Esquizócitos Presença de agregados plaquetários. Verifique esta anormalidade, observando o esfregaço de sangue periférico para confirmar seus resultados


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4. Alarmes para DIF (Matriz Dupla):

OBS.: As iniciais a seguir, nos alarmes de DIF (Matriz Dupla), deverão ser lidas como

se segue:

LIC GCI

ALY LIA

NO RU

LL EL

LN EN

RN DN

RM DM

NL NL

MN MN

NE NE

i. Alarmes Patológicos: Os valores de h (alto), H (extremamente alto), l (baixo) e L

(extremamente baixo) podem ser configurados pelo usuário. Alarmes patológicos

podem ser disparados como valores normais ou extremos (depende da instalação

do software).

a. Alarmes de WBC Leucocitose Leucopenia Linfocitose Linfopenia


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Neutrofilia Neutropenia Eosinofilia Mielemia

Células grandes imaturas Linfócitos atípicos Desvio à esquerda

Eritroblastos Monocitose

Basofilia Pancitopenia

Blastos

b. Alarmes de RBC Eritrocitose

Aglutininas frias Anemia

Macrocitose Microcitose Anisocitose Hipocromia

Poiquilocitose

c. Alarmes de PLT

Trombocitose Trombocitopenia

Cistócitos Células Pequenas

Agregados Plaquetários Macroplaquetas


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ii. Alarmes Técnicos de CBC

a. Rejeição na WBC "(*)": Rejeição na WBC ocorre quando existe diferença

significativa entre as diferentes contagens de WBC1 e WBC2 (Diferença superior

ao limite máximo (10%) e nenhuma das 2 contagens (WBC1 ou WBC2) é

equivalente à contagem de BASO. Rejeição na WBC também gera rejeições em

todos os parâmetros da matriz (porcentagem e valor absoluto); e nos parâmetros

LIC e ALY;

b. Rejeição na RBC «(*)»: Rejeição de RBC produz rejeição em VCM, HCM,

CHCM, RDW e RBC;

c. Rejeição em PLT «(*)»: Rejeição de RBC produz rejeição em PDW, VCM, PCT e

PLT;

d. Rejeição no HCT "(*)": Rejeição no HCT indica que as contagens de HCT

duplicadas (HCT1 e HCT2) apresentam diferença significativa e esta excede o

limite máximo (5%). Isto influencia o resultado da CHCM, que também é

rejeitado;

e. Rejeição na HGB "(*)": Rejeição na HGB indica que o valor da referência

"branca" está acima do limite aceitável. A rejeição também se faz presente nos

parâmetros associados de HCM e CHCM.

iii. Alarmes técnicos da matriz dupla

a. Rejeição na MATRIZ DUPLA "(*)"

Rejeição no LMNE indica fraca correlação entre as medições resistiva e

óptica na célula de fluxo. Esta rejeição (*) está presente para todos os

parâmetros de LMNE (porcentagem e valor absoluto).


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b. Alarme em MONO/BASO

Alarme em MONO / BASO (alarme MB) indica que a porcentagem de

basófilos no canal de basófilos é maior do que a porcentagem de

Linf/Neut/Mono em dados brutos encontrados no canal da matriz.

OBS.: Possíveis causadores:

Pequenos basófilos na caixa ALY;

Blastos;

Contaminação no canal de basófilos;

Causadores (!) em todos os parâmetros % e # da matriz. O MONO e

BASO em # são substituídos por: «--. --»

5. Amostragem incorreta: Este alarme aparece em todos os parâmetros (sem resultado "--.

--") em caso de amostragem incorreta ou entupimento da válvula de amostragem.

Durante operação em modo automático, a análise será interrompida depois que um

número de amostras definido pelo usuário acusar erros de amostragem. Alarmes de

amostragem incorreta são mostrados na tela e na impressão dos resultados.

i. Equilíbrio WBC - LMNE – BASO

ii. Alarme WBC BASO: Este alarme associado a L1, Ll e Ll1 indica diferença entre o

resultado de WBC e o do canal BASO. Isto faz disparar um alarme (!) no resultado

de WBC (Resultado do canal BASO).

iii. Alarme LMNE (Insuficiência de células representadas na matriz): Este alarme indica

correlação deficiente entre o canal WBC e o LMNE em termos de contagens totais.

O resultado de WBC apresentado é aquele gerado pelo canal WBC. Este alarme

pode significar um erro de detecção na célula de fluxo do LMNE.


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00 12/08/2020 52 de 56 Emissão






iv. Alarme BASO (Insuficiência de células representadas no canal BASO): Este alarme

indica correlação deficiente entre o canal WBC e o BASO em termos de contagens

totais. O resultado de WBC apresentado é aquele gerado pelo canal WBC. Este

alarme pode significar erro de detecção no canal BASO.

v. Alarme LMNE+ (Excesso de células representadas na matriz): Este alarme indica

um desequilíbrio positivo (excesso de células) entre os canais WBC e LMNE.O

resultado de WBC apresentado é aquele gerado pelo canal WBC.

vi. Alarme BASO+ (Excesso de c lulas representadas na matriz): Este alarme indica

desequilíbrio positivo (excesso de células) entre os canais WBC e BASO. O

resultado de WBC apresentado é aquele gerado pelo canal WBC.

ANEXO V. Cálculo de eritroblastos em sangue periférico

Contagem corrigida = Contagem não corrigida x 100

100 + Eritroblastos encontrados

Ex: Global do Equipamento = 74.000

Nº Eritroblastos = 350

74.000 x 100 Cels. / 350 + 100

7.400.0 450 = 16.444 = Global corrigida


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REVISÃO DATA Nº

PÁGINAS HISTÓRICO


00 12/08/2020 53 de 56 Emissão






ANEXO VI. Modelo de resultado liberado pelo Yumizen:


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REVISÃO DATA Nº PÁGINAS HISTÓRICO


00 10/11/2018 63 Emissão inicial Solange Pacheco

Maria Esther Meira Ana Marina Campas de Faria

01 19/01/2021 56 Revisão Solange Pacheco/ Paula M. F. Anjos




ANEXO VII. Planilha de Registro de Manutenção


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REVISÃO DATA Nº PÁGINAS HISTÓRICO


00 10/11/2018 63 Emissão inicial Solange Pacheco






Anexo VIII: Planilha Diária de Hematoscopia / Teste de Mistura


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REVISÃO DATA Nº

PÁGINAS HISTÓRICO


00 10/11/2018 63 Emissão

inicial

Solange Pacheco

Maria Esther Meira Ana Marina Campas de

Faria


Maria Esther Meira Ana Marina Campas de

Faria



ANEXO IX. Substituição de Plasma

A substituição de plasma deverá ser realizada quando a distribuição de células estiver alterada,

como mostrado na figura A abaixo. Normalmente isso ocorre quando os valores de bilirrubina

estão aumentados.

Para realizar a substituição de plasma:

Centrifugar a amostra ou parte dela por 5 minutos a 4000rpm;

Retirar o plasma e colocar o volume equivalente de Diluent 2 (ex.: se retirar 1,5mL de

plasma, colocar 1,5mL de Diluent 2);

Homogeneizar bem;

Fazer nova leitura do Yumizen.

O novo resultado será como mostrado na figura B. Os novos valores serão corrigidos a critério

clínico pelo PNS responsável diretamente no MV.