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Reproducción Artificial de Peces Nativos en la Estación Piscícola Mausa 1

Reproducción Artificial de Peces Nativos

en la Estación Piscícola Mausa

San Ignacio de Moxos – Bolivia 2008


Hoyam – Mojos

Centro de Estudios Hoya Amazónica

Estación Piscícola Mausa

Reproducción Artificial de Peces Nativos en la Estación Piscícola

Mausa

San Ignacio de Moxos

Beni – Bolivia

2008


Título original: Reproducción Artificial de Peces Nativos en la Estación Piscícola Mausa Autor: José L. Mamani León Derechos reservados: Centro de Estudios Hoya Amazónica (Hoyam – Mojos) ISBN: Depósito legal: Revisión y Dirección: Jordi Pascual Sala.

Fotografías: Hoyam – Mojos

E-mail: [email protected]


Contenido

Presentación 6

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Introducción 7

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Construcciones 9

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Insumos 14

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Tipos de inductores 17

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¿Como funcionan los inductores en el organismo de los peces? 18

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Captura y manejo de los reproductores en su hábitat natural para transportarlos al Centro de Reproducción 19

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Densidad y modo de siembra de los reproductores capturados 19

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Manejo de los reproductores en cautiverio y de los viveros de los reproductores 20

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Selección de los reproductores 22

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Proporción de machos y hembras 26

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Forma de calcular la cantidad de hormona y suero fisiológico 27

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Inducción a desove 32

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Horas grado 33

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Desove 33

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Incubación 35

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Manejo de reproductores después del desove 37

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Eclosión 37

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Manejo desde larvas, post larvas y alevines 38

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Preparación del vivero para los alevines 42

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Siembra de las Post larvas en los viveros de alevinaje 43

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Presentación

La producción de Pacú y Tambaquí a nivel nacional va en aumento año tras año. En los últimos 5 años se ha duplicado. Este incremento se debe

a la mejora en las técnicas de cría del pescado por parte de los piscicultores y al aumento de la superficie de engorde. Unidos ambos

aspectos a un incremento importante de la demanda del pescado en el mercado nacional, que en realidad está por encima de la oferta

disponible, el incremento de la producción seguirá por mucho tiempo más.

Los productores tienen muchos problemas para obtener alevines de las especies mencionadas, porque en Bolivia no existen muchos centros

de producción de alevines. Por esta razón, algunos empresarios han importado larvas desde el Brasil para poder abastecer el mercado

nacional, sin considerar los peligros que podrían causar cuando existan fugas de los viveros a los cuerpos de agua naturales.

Es importante recordar los riesgos ambientales que conlleva la introducción de animales de otros países (con acerbos genéticos distintos a

los de las poblaciones autóctonas), así como la importancia de producir y consumir lo nuestro, para poder fortalecer a nuestro tejido

productivo y tender a la sustitución de las importaciones con producción nacional.


Introducción

En cautiverio existen peces nativos que se pueden reproducir naturalmente, especialmente aquellas especies que son de aguas estancadas

como las lagunas; pero también existen peces que no se pueden reproducir naturalmente en cautiverio, estas especies son de aguas

corrientes (ríos).

Algunas de las especies que se reproducen

naturalmente en cautiverio:

- Tucunaré (Ciclha sp).

- Seti (Astronotus ocellatus).

- Buchere (Hoplosternum littorale).

- Bentón (Hoplias malabaricus).

Algunas de las especies que no se

reproducen naturalmente en cautiverio:

- Pacú (Colossoma macropomun).

- Tambaquí (Piaractus brachypomus).

- Sábalo (Prochylodus nigricans).

- Boga (Zchizodon fasciatum).

- Surubí (Psedoplatisma trigrinum).

Desde el punto de vista comercial, hay poco interés en las especies que se reproducen naturalmente en cautiverio; por esta razón desde los

años 70 los países vecinos como Brasil, Colombia y Venezuela han desarrollado técnicas de reproducción inducida de las especies de mayor

interés comercial, casi todas propias de los ríos Amazónicos.

La finalidad de realizar este manual es que todos los técnicos o personas interesadas puedan producir alevines de Pacú y Tambaquí de una

manera sencilla.


Figura 1. Algunas especies que se reproducen naturalmente en

cautiverio

Buchere

Bentón

Serepapa

Figura 2. Algunas especies que no se reproducen naturalmente en

cautiverio

Pacú

Boga

Tambaquí


Construcciones

a) Laboratorio

Se pueden construir laboratorios sencillos, con materiales disponibles y no muy caros, existentes en el lugar. El laboratorio debe construirse

cerca de las pozas de reproductores y alevines

Figura 3. Diseño de la distribución de las pozas y del laboratorio en una Estación Piscícola.

Pozas para reproductores

Laboratorio

Piscina

Tanque elevado

Pozas para alevines

Pozo subterráneo


Figura 4. Diseño de un laboratorio

Tubo para el ingreso del agua a las incubadoras

Piscina para reserva de agua

Motobomba

Manguera de succión

Filtro de succión

Filtro para la entrada del agua a las incubadoras

Salida del agua a la piscina, de las incubadoras y de los tanques de inducción

Tanque elevado

Manguera de expulsión

Filtro de expulsión

Tanque para mantener constante la carga de ingreso del agua a las incubadoras

Incubadoras

Manguera para la entrada del agua a la incubadora

Tacho con filtro

Tanque de cemento donde se induce a los reproductores

Armazón para el ambiente del laboratorio

Tubo para el ingreso del agua a los tanques donde se induce a los reproductores


b) Viveros o pozas

Los viveros para los reproductores, alevines y engorde, tienen que ser construidos en suelos arcillosos (gredosos), para evitar mucha pérdida

de agua lo cual aumentaría los costos de mantenimiento.

- Para reproductores

No es necesario que sean demasiado grandes y muy profundas. Los viveros pueden ser como muestran las figuras 5 y 6.

Figura 5. Profundidad de la poza y del agua, para los viveros de reproductores.

Cuando se tiene mucha disponibilidad de agua por medio de gravedad, la profundidad de la poza puede ser 1,5 m.

Figura 6. Tamaño ideal de la poza para reproductores.

Los viveros de los reproductores en lo posible tienen que estar cerca del laboratorio, para facilitar el transporte de los reproductores en el

momento de la inducción.

40 a 50 m

15 m

2,3 m 1,5 a 2 m


- Para alevines

Las pozas adecuadas pueden ser como muestran las figuras 7 y 8.

Figura 7. Profundidad de la poza y del agua para los viveros de alevines.

Cuando se tiene mucha disponibilidad de agua por medio de la gravedad, la profundidad de la poza puede ser de 1 m.

Figura 8. Tamaño ideal de la poza para alevines.

30 a 40 m

15 m

1,8 m 1 a 1,5 m


Figura 9. Ubicación de las pozas de alevines, reproductores y laboratorio en la Estación Piscícola Mausa.

Insumos

Viveros para alevines

Viveros para Reproductores

Laboratorio


a) Agua

No es suficiente con disponer de agua, es necesario que ésta sea de buena calidad, ya que ello influye en la producción de alevines, en el

normal desarrollo de los huevos, larvas, post larvas y de los alevines; y en la sanidad de los peces. Además se debe contar con mucha

disponibilidad de agua.

Las aguas que se pueden usar para producir alevines pueden ser del subsuelo, de viveros, de lagunas y de ríos que no tengan ningún tipo de

contaminantes.

Las aguas de las lagunas en Moxos se pueden usar antes de las lluvias y después de muchas lluvias. No se pueden usar aguas recién

acumuladas, porque estas aguas están saturadas de nutrientes que fueron arrastrados de las pampas.

- Parámetros físico-químicos del agua

Una buena calidad de agua presentará los siguientes parámetros:

Oxígeno con valores por encima de 4 mg/l

Temperaturas de 26 a 30 °C

pH con valores de 6.5 a 8

Amonio debajo de 0.02 mg/l

Transparencia de 40 a 50 cm.

Color de agua un poco verdosa.

Las aguas subterráneas son muy pobres en oxígeno y tienen muchos componentes químicos indeseables. Es recomendable oxigenar bien estas

aguas antes de mandarlas a las incubadoras. Para ello el agua de pozo se puede hacer caer de una altura, se puede esparcir mediante una

ducha o un aspersor, se puede golpear, etc. También estas aguas acostumbran a ser algo frías. Por ello se tendrían que calentar al sol antes

de mandarlas a las incubadoras.

En el caso de utilizar aguas superficiales, es necesario filtrarlas bien antes de mandarlas a las incubadoras, puesto que pueden contener

zooplancton patógeno, parásito o predador de las larvas de los peces.


b) Alimento

- Para reproductores

Un alimento apropiado para ellos es de 20 % de proteína (50 % de torta de soya, 25 % de afrecho de arroz y 25 % de harina de maíz). Se

alimenta al 1 % de su peso cuando no está en las épocas de reproducción y cuando ya lo está se alimenta al 0.75 % del peso corporal. Se

puede alimentar a los reproductores dos veces al día. Cuando se quiere hacer una selección de los reproductores no se tiene que alimentar

dos días antes del día programado para la selección. En algunas oportunidades los reproductores no comen el alimento que se les suministra

por falta de oxígeno y durante los sures es necesario suspender la alimentación hasta que se eleven las temperaturas.

- Para larvas y post larvas

El estado de larvas se considera desde que eclosionan los embriones de los huevos hasta que éstas empiezan a comer alimento externo

(exógeno). Este periodo dura de tres a cuatro días de acuerdo a la temperatura del agua, en este tiempo las larvas se alimentan de su saco

vitelino, por tanto no es necesario suministrar ningún tipo de alimento. Cuando empiezan a comer, las larvas pasan al estado de post larvas

hasta la siembra de estas en los viveros de alevinaje, este periodo dura de cinco a siete días de acuerdo a la temperatura del agua. Durante

este periodo es necesario alimentarlas con zooplancton, hasta la siembra en las pozas de alevines.

- Para alevines

Cuando se siembran las post larvas a las pozas de alevinaje, estas pozas tienen que estar llenas de plancton, por tanto el alimento esencial es

el plancton. Luego, al cabo de 15 días es necesario suministrar alimento en polvo con 40 % de proteína y con afrecho de arroz. El cálculo de

alimento se debe realizar al 15 % de su peso.

Figura 10. Alimento para las post larvas


Fitoplancton Zooplancton Daphnia Copepodo

Figura 11. Alimento para reproductores Figura 12. Alimento para alevines

Tipos de inductores


Los más recomendados son:

a) Ovupelt

Esta hormona es producida en Hungría. Es un análogo del GnRH

(luteinizing hormone-releasing hormone analog) al que se le

adiciona domperidona que es un antagonista de la neurohormona

dopamina, presente en el hipotálamo. La dopamina ejerce una

acción inhibidora de la gonatropina. La dosis para las hembras es

de 10 µg/Kg y para los machos es de 5 µg/Kg.

Figura 14. Hormona Ovupelt

b) Hipófisis

Se usan de 4 a 6 mg/Kg para las hembras y para los machos de 1

mg/kg. La dosis por kilo para las hembras varía de acuerdo al

tamaño y al estado de las ovas, por ejemplo cuando una hembra es

demasiado grande es necesario inducir con 6 mg/kg.

Figura 15. Hormona Hipófisis

¿Como funcionan los inductores en el organismo de los peces?


Figura 16. Función de los inductores en el pez.

Fuente. Piscicultura Amazónica con especies nativas

Captura y manejo de los reproductores en su hábitat natural para

transportarlos al Centro de Reproducción

Temperatura Luz Oxígeno Disuelto

Lluvia Luz Salinidad

PINEAL ORGANOS DE LOS SENTIDOS

Melatonina Conexiones neurales

Conexiones neurales

CEREBRO

HIPOTÁLAMO

Hormona liberadora

HIPÓFISIS

Hormonas Gonadotrópicas

GONADAS

Hormonas Sexuales

MADURACIÓN Y LEBIRACIÓN DE LOS GAMETOS


Se pueden capturar en los ríos y en las lagunas donde sus aguas están conectadas a los ríos. Las capturas se realizan en dos momentos del

año: cuando las aguas suben, en la época de lluvias, y en el período en que las aguas descienden, antes del inicio de la época seca. Los

reproductores suelen encontrarse tanto en la entrada de las lagunas, como entre los “taropales” (zonas donde crece la planta acuática

flotante Eichornia sp.), debajo de los árboles frutales de cuyas frutas se alimentan (como el bibosi -Ficus sp.-, o el ambaibo -Cecropia sp.-) o

en lugares donde hay abundantes ramas y troncos. Para su captura se utilizan mallas agalleras de 20, 25 o 50 m de largo y 0,15 m de rombo.

Las mejores horas del día para capturar los peces son entre las 8 y 10 p.m. y entre las 3 y 5 a.m.

Una vez que los peces se engarzan en la malla, se les coloca inmediatamente en tanques de fibra de vidrio con unas dimensiones de 0,8 m de

longitud, 0,4 m de ancho y 0,8 m de altura, que se encuentran ya preparados en la barca o canoa. Durante el transporte se recambia el agua

constantemente. Otra forma que se practica para transportar a los peces es introducirlos en bolsas de yute que se sumergen en el agua y se

mantienen atadas a la barca mientras ésta navega. Este método no es adecuado, ya que los peces mueren a causa del estrés y del cansancio.

Una vez en la orilla, se pueden transportar en tanques con una oxigenación constante o se pueden transportar en los mismos tanques de fibra

de vidrio con una aireación y oxigenación constantes.

Densidad y modo de siembra de los reproductores capturados

Al llegar a la Estación, los reproductores se sacan del tanque, se bañan con sal muera (3 kilos de sal en 30 litros de agua) para evitar que

puedan infectarse las heridas que se hayan podido producir durante la captura y el transporte, y luego se sueltan en los viveros de

reproductores.

La densidad apropiada es de 10 m2 por kilo de peso vivo de reproductor.

Manejo de los reproductores en cautiverio y de los viveros

Manejo de los reproductores


Es necesario mallear cada dos meses a los reproductores para que estos puedan acostumbrarse a ser manipulados, y para

apreciar el desarrollo gonadal externamente. Cuando se acerca la época de inducción, a mediados de septiembre o a principios de

octubre hay que mallearlos, porque en esas fechas ya se aprecia en las hembras la hinchazón del vientre y se pueden extraer las

ovas para su observación externa; en los machos también se aprecia el estado del semen.

Figura 17. Malleo y chequeo de los reproductores

Manejo de viveros

Es importante no dejar ingresar pastos semi acuáticos a la poza, porque ello dificulta el malleo y además impide la entrada de los rayos del

sol al agua, lo que provoca la reducción en la producción de oxígeno por fotosíntesis. Cuando existe tarope en las pozas solamente debe

cubrir un 20 % del total de la superficie de la poza.


Se debe mantenerse estable el nivel del agua de la poza, porque cuando los reproductores se encuentran en poca agua, no existe un buen

desarrollo de las gónadas.

Figura 18. Limpieza del talud de las pozas

Selección de los reproductores

Un factor clave para el éxito de la reproducción asistida es la adecuada selección de los peces que serán sometidos a inducción. Pero antes

tenemos que contar con una planilla que contenga una guía de evaluación de reproductores para anotar la información, para analizar y luego

seleccionar.

Figura 19. Planilla de registro


a) Selección de las hembras

La selección de las hembras se realiza observando las características externas de las mismas y el estado de los ovocitos que son extraídos

por canulación o biopsia ovárica. Esta observación se realiza en el propio vivero.

- Características externas de las hembras

EVALUACION DE REPRODUCTORES

Fecha: Nº de vivero: Especie:

Nº

Peso

(Kg)

Sexo

(Macho

o

hembra)

Estado

semen

(Espeso

o

Fluido)

Características externas Estado de las ovas

Observaciones

Abulta-

miento

vientre

(Sí/No)

Poro

genital

(Rojo

o

Rosado)

Dilatación

poro

(Sí/No)

%

Arracimado

%

Color

blanco

%

Tamaño

pequeño

Viscoso

(Sí /No)


Las hembras listas para inducir deben presentar: abultamiento del vientre; poro genital dilatado, rojo o rosado.

Figura 20. Características externas del pacú

- Estado de las ovas

Para observar el estado de las ovas se deben sacar estas por medio de canulación de la siguiente manera: se introduce una cánula a través

del oviducto de la hembra con la ayuda de una jeringa de 5 ml acoplada al extremo de la cánula, se extrae por succión una muestra de

ovocitos, esta se coloca en una caja petri, donde se añade agua del vivero y el líquido de serra (10 % de ácido acético, 30 % de formol y 60 %

de alcohol); se remueve bien y se deja reposar de 2 a 4 minutos para observar la migración del núcleo.

Poro genital rosado y

poco dilatado

Abdomen abultado


Una hembra lista para ser seleccionada, debe presentar ovas de un tamaño uniforme, no arracimadas (es decir no estar aglomeradas sino

separadas unas de otras), de un aspecto viscoso, color translúcido y mas del 50 % del núcleo migrado, lo cual se observa en estereoscopio. Si

la posición del núcleo es central, significa que las ovas aun no han alcanzado el estado de madurez y por tanto no se selecciona a la hembra.

Figura 21. Obtención de las ovas y forma de observarlas

b) Selección de los machos

Cuando se aplica una suave presión abdominal en un individuo macho maduro, fluye el líquido espermático, que se caracteriza por ser

considerablemente viscoso y por su color blanquecino y de aspecto lechoso. Todo el proceso se realiza en los viveros.

Figura 22. Presión abdominal para ver el estado del semen

Cánula

Ovas

Jeringa


Después de seleccionar a los reproductores en sus pozas se les marca con hilo (se coloca el hilo en la aleta dorsal) de un color distinto a cada

individuo y se pesan para poderlos llevar al laboratorio.

Figura 23.Forma de colocar el hilo de color y forma de pesar al reproductor

Proporción de machos y hembras

En cada tanque se colocan dos machos y una hembra y se procede a la inducción hormonal. Es conveniente mantenerlos juntos para facilitar la

estimulación que ejerce el macho sobre la hembra para que esta desove. Se usan dos machos para garantizar la fertilización de los ovocitos.

Figura 24. Dos machos y una hembra

Realizando presión abdominal

Expulsión del semen

Marcando con hilo de color


Forma de calcular la cantidad de hormona y suero fisiológico A los machos en la primera inducción se les aplica el 50 % del total de la dosis calculada y en la segunda inducción se les aplica el 50 %

restante. A las hembras en la primera inducción se les aplica el 10 % del total de la dosis calculada y en la segunda inducción se les aplica el

90 % restante. Después de la primera inducción se esperan 12 horas para aplicar la segunda inducción.

Para la inducción se puede usar Ovupelt o hipófisis.


a) Ovupelt Cálculo en el caso de Ovupelt

Ejemplo: Calcular la cantidad de hormona que corresponde al macho de 8,35 kg.

Datos

- Peso del macho 8,35 kg. - Peso de la hembra 15,35 kg.

- 5 µg de hormona/kg de peso vivo - 10 µg de hormona/kg de peso vivo

- 1era. Dosis 50 % de los dosis total - 1era. Dosis 10 % de los dosis tota

- 2da. Dosis 50 % de la dosis total - 2da. Dosis 90 % de la dosis total

Figura 25. Cantidad de hormona requerida para tres reproductores

Sexo Marca Peso Dosis Dosis total 1ra. Dosis 2da. Dosis

kg µg/kg µg µg µg

Macho Sin Marca 8,35 5 41,75 20,875 20,875

Macho Blanco 8,75 5 43,75 21,875 21,875

Hembra Azul 15,35 10 153,5 15,35 138,15

Total por inducción para los tres reproductores 58,1 180,9

Total para toda la inducción 239 239

Cálculo para el Macho:

Dosis total = 8, 35 kg x 5 µg/kg = 41,75 µg

Para la primera inducción = 41,75 µg x 50 % = 20,875 µg

Para la segunda inducción = 41,75 µg x 50 % = 20,875 µg Realizando el cálculo para los tres ejemplares de la Figura 25, se requieren 58,1 µg de hormona para la primera inducción y para la segunda

inducción se requieren 180.9 µg de hormona.

- Disolución de ovupelt

Figura 26. Datos necesarios para disolver la hormona

Disolución para la primera dosis Disolución para la segunda dosis

Total de hormona requerida (µg): 58,10 Total de hormona requerida (µg): 180,90


µg de hormona por bolita: 20,00 µg de hormona por bolita: 20,00

Bolitas requeridas: 2,91 Bolitas requeridas: 9,05

Suero fisiológico (ml)*: 4,00 Suero fisiológico (ml)*: 4,00

Cantidad de hormona (µg) real: 60,00 Cantidad de hormona real µg: 180,00 *No es constante. Se tienen que utilizar 0,4 ml de suero fisiológico por reproductor como mínimo y como máximo 5 ml.

La figura 26 indica que para la primera dosis se necesitan 58,1 µg de hormona, que equivalen a 2,91 bolitas (cada bolita de Ovupelt trae 20

µg), como no se puede dividir la hormona en la cantidad que se requiere, por esta razón se redondea a 3 tres bolitas que equivalen a 60 µg,

esta cantidad de hormona se diluye en 4 ml de suero fisiológico y luego se realiza una regla de tres para sacar la cantidad aproximada de

hormona requerida para cada reproductor, así como sigue:

Siguiendo el ejemplo del macho anterior:

60 µg 4 ml de suero fisiológico

*20,875 µg X

X = (20,875 µg x 4 ml)/60 µg = 1,39 ml

*Es el requerimiento del macho de 8,35 kg para la primera dosis.

El resultado indica que en 1,39 ml de suero fisiológico con Ovupelt disuelto, existen 20,875 µg de hormona.

Figura 27. Cantidad de suero con hormona a extraerse

Sexo

Marca

kg

Peso

kg

1ra Inducción

ml

2da Inducción

ml

Macho Sin Marca 8,35 1,39 0,46

Macho Blanco 8,75 1,46 0,49

Hembra Azul 15,35 1,02 3,07


Total 3,87 4,02

La figura 27, muestra las cantidades de suero fisiológico con hormona que se deben extraer para cada reproductor y para cada inducción.

- Modo de preparar la hormona Ovupelt

Se sacan el número de bolitas calculadas y se las coloca en un mortero para triturarlas; se coloca por cada bolita de ovupelt una gota de

glicerina y se sigue mezclando al modo de triturar.

Figura 28. Pasos para preparar la hormona

b) Hipófisis Cálculo en el caso de Hipófisis

Ejemplo: En otro grupo de peces, calcular la cantidad de hormona que corresponde a la hembra de 12,3 kg.

Datos

Se sacan las bolitas calculadas y se las coloca en un mortero para triturarlas

Se coloca una gota de glicerina por cada bolita sacada en el mortero, donde se está triturando la hormona y se mezcla bien al modo de triturar

Se añade el suero fisiológico calculado al mortero y se extrae la cantidad requerida para inducir a cada ejemplar


- Peso de la hembra 12,3 kg. - Peso del macho 10,3 kg.

- 5 mg de hormona/kg de peso vivo - 1 mg de hormona/kg de peso vivo

- 1era. Dosis 10 % de los dosis total - 1era. Dosis 50 % de los dosis total

- 2da. Dosis 90 % de la dosis total - 2da. Dosis 50 % de la dosis total

Figura 29. Cantidad de hormona calculada para cada reproductor y por cada dosis

Sexo Marca Peso Dosis Dosis total 1ra. Dosis 2da. Dosis

(kg) mg/kg mg mg mg

Macho Sin Marca 10,3 1 10,3 5,15 5,15

Macho Verde claro 16,3 1 16,3 8,15 8,15

Hembra Blanco 12,3 5 61,5 6,15 55,35

Total de Hormona (mg) para cada dosis 19,45 68,65

Total de Hormona (mg) a usar 88,1 88,1

Cálculo para la Hembra:

Dosis total: 12, 3 kg x 5 mg/kg = 61, 5 mg

Para la primera inducción: 61,5 mg x 10 % = 6,15 mg

Para la segunda inducción: 61,5 mg x 90 % = 55,35 mg

Realizando el cálculo para los tres ejemplares de la Figura 29, se requieren 19,45 mg de hormona para la primera inducción y para la segunda

inducción se requieren 68,65 mg de hormona.

- Disolución de la hormona hipófisis

Figura 30. Datos necesarios para disolver la hormona

Disolución para la primera dosis

Disolución para la segunda

dosis

Total de hormona 19,45 Total de hormona 68,65


requerida (mg): requerida (mg):

Suero fisiológico (ml)*: 7,00 Suero fisiológico (ml)*: 6,00 *No es constante. Se tiene que utilizar 0,4 ml de suero fisiológico por reproductor como mínimo y como máximo 5 ml.

La figura 30 indica que para la primera dosis se necesitan 19,45 mg de hormona, lo que equivale a 0,01945 g, cantidad de hormona que se

pesa y se diluye en 7 ml de suero fisiológico. Posteriormente se realiza una regla de tres para sacar la cantidad aproximada de hormona

requerida para cada reproductor; el procedimiento es a como sigue:

Siguiendo el ejemplo de la hembra anterior:

19,45 mg 7 ml de suero fisiológico

*6,15 mg X

(6,15 mg x 7 ml)/19,45 mg = 2,21, ml

*Es el requerimiento de la hembra de 12,3 kg para la primera dosis.

El resultado indica que en 2,21 ml de suero fisiológico con hormona hipófisis disuelta, existen 6,15 mg de hormona.

Figura 31. Cantidad de suero fisiológico con hormona que se tiene que extraer

Sexo Marca Peso 1ra Inducción 2da Inducción

kg kg ml ml

Macho Sin Marca 10,3 1,85 0,45

Macho Verde claro 16,3 2,93 0,71

Hembra Blanco 12,3 2,21 4,84

Total 6,99 6,00

La figura 31 muestra las cantidades de suero fisiológico con hormona que deben extraerse para cada reproductor y para cada inducción.

- Modo de preparar la hormona hipófisis

Se pesa y se coloca en un mortero la hormona calculada, luego se empieza a triturar hasta que sea muy fina, después se añade 1 gota de

glicerina por cada mg de hormona y se mezcla al modo de triturar.

Figura 32. Pasos para preparar la hormona


Inducción al desove

Las especies como el Pacú y el Tambaquí se inducen en dos periodos, mientras las especies como el sábalo y la boga se inducen una sola vez.

Una buena forma de inoculación de la hormona es intraperitonalmente, por debajo y en la base de la aleta pectoral (Figura 33).

Figura 33. Inducción por vía intraperitonal

Horas-grado

La temperatura influye en la velocidad de los procesos biológicos de los peces y, por tanto, en el desove. Las horas-grado* permiten calcular

aproximadamente el momento en que se puede producir la ovulación.

Se saca la hormona calculada y se coloca al mortero para triturarla

Se coloca una gota de glicerina por cada mg de hormona al mortero donde se está triturando la hormona y se mezcla bien al modo de triturar

Se añade el suero fisiológico calculado al mortero y se extrae la cantidad requerida para inducir a cada ejemplar


*Las horas-grado no es otra cosa que la multiplicación de la temperatura promedio con el número de horas entre la inducción (generalmente la 2da.

inducción) y el desove.

Desde el momento que se inyecta la primera dosis se mide la temperatura cada dos horas, ya que se puede producir el desove tras la primera

inducción (es decir, solamente con un 10 % de la dosis total y sin haber aplicado la segunda).

Las horas-grado pueden ser las siguientes: Colossoma macropomum: de 129-230 Hº (26 ºC), de 54-350 Hº (27-29 ºC) y de 181-310 Hº (30-31

ºC); Piaractus brachypomus: de 185-324 Hº (25-31 ºC); Prochilodus sp.: de 250-344 Hº (27-29 ºC) y Schizodon sp.: de 260-333 Hº (25- 29

ºC).

Desove

El desove puede ser seminatural o artificial. Ambos métodos tienen ventajas y desventajas:

a) Desove seminatural

Este método consiste en inducir y esperar a que las hembras y machos desoven y realicen la fertilización en el tanque de reproducción.

Figura 34. Tanque donde se inducen los reproductores y tachos con filtros para recibir los huevos


a

- Ventajas:

Se garantiza la obtención de larvas.

Se reduce la manipulación de los reproductores y, en consecuencia, su mortandad.

- Desventajas:

Durante la recolección de huevos del tanque, se puede provocar la rotura de la membrana que protege al óvulo.

Puede haber fugas de huevos durante su recolección.

Se necesita más personal y tiempo para recoger los huevos.

b) Desove artificial

En el momento en que se calcula que la hembra está lista para desovar, esta se saca del tanque de reproducción y se coloca en una mesa

protegida con una esponja de 15 cm espesor. Si la hembra ya está preparada, al realizar una presión en el vientre los óvulos fluyen y se

reciben en un recipiente de plástico. Los recipientes utilizados tienen que estar bien secos. Luego se sacan los machos y se realiza la presión

Tacho con filtros

Recolección de huevos

Sábalos desovando

Tanque con recambio de agua constante, donde se inducen los reproductores


abdominal donde fluye el semen, el cual se hace fluir en el recipiente donde están los óvulos. Después inmediatamente se mezcla con una

pluma por un lapso de un minuto, y se añade un poco de agua para que se puedan activar los espermatozoides y así puedan fecundar. Se

empieza a mezclar por unos 3 minutos, después de este tiempo se aumenta un poco más de agua y se vuelve a mezclar, este proceso se debe

repetir dos veces más y luego se colocan los óvulos fecundados a las incubadoras.

Figura 35. Obtención de ovas y semen realizando una presión abdominal

- Ventajas:

No se requiere de mucho personal.

- Desventajas:

La manipulación de los reproductores puede provocar la muerte de algunos individuos.

Se basa en el cálculo de las horas-grado que no siempre son confiables.

Si algunos ovocitos quedan sin expulsar, puede producirse una necrosis de las gónadas lo que puede provocar la muerte de la hembra

manejada.

Incubación

En cuanto los reproductores desovan en el tanque de inducción, los huevos se recogen a través del tubo de drenaje en tachos o baldes

provistos de filtros. Una vez se han recogido todos los huevos, se hace un cálculo volumétrico para conocer el número total de huevos.

Inmediatamente después se transfieren a las incubadoras tipo Woynarovich, de forma cilindrocónica, tal como se ve en la figura 36.


Figura 36. Tipos de incubadoras (izquierda de 50 litros, derecha de 200 litros)

El tiempo de incubación depende de la temperatura del agua. A una temperatura de 26 a 30,5 º C, el período de incubación es de 12 a 17

horas. La recirculación del agua en las incubadoras es constante.

Se puede usar para incubación agua proveniente de los viveros o agua del subsuelo. Cuando se utiliza agua de los viveros es necesario filtrarla

antes de su entrada en las incubadoras, para evitar la posible introducción de zooplancton o bien de pequeñas partículas tanto de origen

orgánico (astillas, pequeñas nervaduras de hojas), como de partículas inorgánicas que pueden romper las membranas que protegen a los

embriones. Si se utiliza agua del subsuelo no es necesario utilizar filtros. Sin embargo, en ambos casos el agua se oxigena por caída.


Figura 37. Entrada y salida del agua en la incubadora

Manejo de reproductores después del desove

Entrada del agua

Salida del agua Filtro para retener a ovas y larvas

Filtro de agua para que no ingresen insectos grandes y basura a las incubadoras


Una vez finalizado el desove, los reproductores son bañados con sal muera (3 kilos de sal más 50 litros de agua) y se liberan en los estanques.

Cuando se realiza un desove semi-natural no se les inyecta ningún tipo de antibiótico, la manipulación que sufren es mínima, pero cuando se

realiza un desove artificial se aplica el antibiótico oxitetraciclina a razón de 2ml/10 kilos de peso vivo.

Eclosión

En cuanto termina la eclosión de todos los embriones, es necesario retirar los restos de las membranas de los filtros de las incubadoras. Las

larvas se retiran de la incubadora por medio del sifoneo y se lavan los filtros de las incubadoras.

Figura 38. Sifoneo de larvas de las incubadoras al tacho con filtro

Manejo desde larvas, post larvas, alevines


Una vez que se ha producido la eclosión, las larvas se transfieren a baldes provistos de filtros, donde se realiza su conteo volumétrico.

Mientras tanto se aprovecha para vaciar el agua de las incubadoras, lavarlas y llenarlas de agua nuevamente. Una vez hecho esto se vuelven a

colocar las larvas en las incubadoras limpias. Durante los tres primeros días después de la eclosión, no se les suministra ningún tipo de

alimento a las larvas. Desde el cuarto día hasta el séptimo se las alimenta con zooplancton recogido en los estanques de engorde. El cuarto y

quinto día se alimentan fundamentalmente con rotíferos a razón de 5 especímenes por post larva. El sexto día se les dobla la cantidad. El

séptimo día se alimentan a razón de 20 especímenes por post-larva. Transcurrido este tiempo, se realiza un nuevo conteo volumétrico de las

post larvas y se siembran en los viveros de alevinaje.

Figura 39. Desarrollo del embrión

Figura 40. Desarrollo del embrión

Huevo hidratándose en pleno desarrollo

Huevo hidratado, en pleno desarrollo

Huevo preparándose para la primera hendidura

Huevo en estado de primera hendidura

Huevo en estado de cuatro células

Huevo en estado de 8 células

Huevo en estado de Mórula (fase inicial)

Huevo en estado de Mórula (fase final)

Huevo en estado de Blástula

Cierre del Blastoporo Cierre del Blastoporo

(b)

Huevo en estado de Gástrula


Figura 41. Desarrollo de las larvas y post larvas

Inicio de desarrollo del embrión

Desarrollo del embrión

Desarrollo del embrión

Inicio de movimiento del embrión

Movimiento del embrión más frecuente

Embrión dos horas antes de la eclosión

Embrión una hora antes de la eclosión

Embrión media hora antes de la eclosión


Figura 42. Desarrollo de post larvas, alevines y juveniles

Larvas recién eclosionadas

Larvas un día después de la eclosión

Larvas dos días después de la eclosión

Larvas tres días después de la eclosión

Larvas cuatro días después de la eclosión

Larvas cinco días después de la eclosión


Preparación del vivero para los alevines

Alevín de pacú siete días después de la eclosión

Alevín de pacú siete días después de la eclosión

Alevines de pacú (arriba) y tambaquí (abajo) de treinta

días de vida

Alevines de boga 20 días después de la eclosión

Alevines de pacú (arriba) y tambaquí (abajo) de veinte

días de vida

Alevines de pacú (izquierda) y tambaquí (derecha) de dos meses de vida

Juveniles de pacú (izquierda) y tambaquí (derecha)


Seis días antes de la siembra deben comenzar a prepararse los viveros de alevinaje. El primer día se calean con cal hidratada o cal muerta

(Ca (OH)2 hidróxido de calcio) para esterilizar el vivero a razón de 50 g/m2. El segundo día se llenan con agua mientras que el tercero se

abonan con estiércol vacuno (200 g/m2) o gallinaza (100 g/m2). A lo largo de los siguientes dos días el plancton crecerá en los viveros, y

estarán preparados para recibir a las post larvas.

Figura 43. Vaciado, caleado, llenado con agua y abonado de la poza con estiércol de ganado vacuno

Siembra de las Post larvas en los viveros de alevinaje


En principio, se tiene que sembrar a razón de 100 post larvas por metro cuadrado. Después de transcurridos los 15 días se separan a razón

de 30 alevines por m2.

La siembra se tiene que realizar en las mañanas, y la metodología es la siguiente:

- Se introduce el tacho en la poza y se deja por lo menos unos 10 minutos, para que la temperatura del agua del tacho se iguale a la

temperatura del agua de la poza.

- Se deja ingresar el agua de la poza al tacho suavemente.

- Se deja que las post larvas salgan de a poco.


Centro de Estudios Hoya Amazónica

(Hoyam – Mojos)

Dirección: c/ Bolivar esq. A. Orellana Nº 48

San Ignacio de Moxos, Beni, Bolivia

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Redacción y Edición : José L. Mamani León

Revisión y Dirección : Jordi Pascual Sala

Fotografía: Hoyam – Mojos

San Ignacio de Moxos –Bolivia

2008

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