protocolo de monitoreo para los anfibios y reptiles en...
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Protocolo de monitoreo para los anfibios y reptiles en Reserva
Ecológica Arenillas
CONTENIDO
PARTE TEORÉTICA ……………………………………………...………………… 2
II. METODOLOGIA …………………………………………………………………… 9
III. EL PROTOCOLO PARA RESERVA ECOLÓGICA ARENILLAS ………..…. 18
REFERENCIAS ………………….……………………………………………….…… 39
I.
Importancia del estudio de anfibios y reptiles …………………………………...… 2
La estandarización de las técnicas para el estudio de anfibios y reptiles ………... 3
El monitoreo ecológico ………………………………………………………………... 4
Planificación estratégica ………………………………………………………………. 5
Materiales y equipos de campo básicos para el muestreo de herpetofauna …..… 9
Métodos de inventario ……………………………….…………………………….... 10
Duración y frecuencia del muestreo …………………..………………………….... 16
Pautas para registros de datos ………………………………..…………………….. 17
Reserva Ecológica Arenillas ………………………………..……………………….. 18
Anfibios de Reserva Ecológica Arenillas …………………………………..…….… 19
Reptiles de Reserva Ecológica Arenillas …………………………..……………….. 28
Protocolo de monitoreo ………………………………..…………………………….. 36
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I. PARTE TEORÉTICA
IMPORTANCIA DEL ESTUDIO DE ANFIBIOS Y REPTILES
Los anfibios son considerados valiosos indicadores de la salud del ambiente, sus
atributos biológicos como piel permeable, ciclo de vidas difásicos y su variedad
de estrategias reproductivas, los vuelve sensibles a cambios o perturbaciones
acuáticas, terrestres y atmosféricas (Heyer et al. 1994). De la misma forma los
reptiles, son vertebrados que normalmente dependen de un sin número de
factores ecológicos, que actúan recíprocamente afectando el comportamiento de
las comunidades de este grupo en los ecosistemas.
Durante los últimos 20 años las poblaciones de anfibios han disminuido y sufrido
reducciones en cuanto al territorio donde se desarrollaban. En la región Andina
de Ecuador la disminución de la herpetofauna ha sido catastrófica; este
fenómeno impredecible ha sido reportado en altitudes comprendidas entre los
1200 y 3000 m. de altura; aunque esta relacionado con enfermedades y factores
climáticos, actualmente no existe una explicación concreta de estas extinciones
(Coloma y Quiguango 2000 ‐ 2004, Merino y Coloma 2003). Son numerosos los
factores que pudieron haber incidido en el fenómeno de las declinaciones de
anfibios, entre los cuales se mencionan causas antropogénicas que operan a
escalas múltiples desencadenando una cascada de impactos en las comunidades
biológicas de este grupo de vertebrados, esto se suma que los cambios globales
de temperatura, radiación ultra violeta y enfermedades epidémicas que podrían
ser inducidos por la intensidad y extensión del impacto humano en los sistemas
climáticos y ecológicos (Lips et al. 2001).
La evaluación global de los anfibios (Global Amphibians Assemment 2004)
determinó que dos de cada cinco especies de anfibios en América están
amenazadas. En nuestro país se han reportado dos especies de anuros extintas y
cerca del 40% de la herpetofauna está en alguna categoría de amenaza y más de
la mitad de especies se encuentra fuera del Sistema Nacional de Áreas Protegidas
(Young et al. 2004, Ron et al. 2003).
En el caso de reptiles no se posee información concensuada sobre el estado de
conservación de estos vertebrados, sin embargo actualmente se cuenta con una
lista roja preliminar de los reptiles amenazados del Ecuador, la cual requiere de
una revisión más detallada de las categorías asignadas a algunas especies. La
información preliminar de esta lista apunta a datos muy similares que el de los
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anfibios, un caso muy claro es las lagartijas andinas del género Riama
(Procotoporus) de las cuales un 60% de especies estarían en la categoría de En
Peligro (EN) (Yánez‐Muñoz 2005).
LA ESTANDARIZACIÓN DE LAS TÉCNICAS PARA EL ESTUDIO DE
ANFIBIOS Y REPTILES
El conocimiento sobre la distribución de organismos poco conspicuos o
inadecuadamente conocidos taxonómicamente, así como para aquellos que
ocupan hábitats inaccesibles o poco explorados, va de incompleto a inadecuado
(Heyer et al. 1994). Los cambios y factores que podrían estar causando la
disminución en la abundancia poblacional de anfibios y reptiles, solo podrán ser
medidos con el poder estadístico proporcionado por el conjunto datos
cuantitativos previos y a largo plazo, que determinen fluctuaciones naturales o
inducidas por el ser humano (Heyer et al. 1994).
Desde hace algún tiempo los científicos han estado conscientes de los problemas
asociados por la ausencia de métodos estandarizados, esto significa, que los
biólogos producen juegos de datos únicos, que aunque puedan ser de
importancia local, son de uso limitado como general, por que no pueden ser
comparados con resultados en otros lugares o tiempos No obstante la
comparación de datos es importante por razones científicas, de conservación y de
manejo (Foster 2001).
Los esfuerzos para la estandarización de los de métodos de muestreo en anfibios
y en cierto modo aplicados también en reptiles, se iniciaron en 1994 con la
publicación de Heyer et al. 1994: Mesuring and Monitoring Biological Diversity –
Standard Methods for amphibians, cuya traducción al español en el 2001 promueve
y facilita el estudio y conservación de los anfibios. De la misma forma la
publicación: Monitoreo de Anfibios en América Latina: manual de protocolos,
por Lips et al. 2001, fue concebido para las condiciones particulares del trabajo de
campo en América Latina.
La estandarización de métodos para el estudio de anfibios y reptiles permite
comparar sin importar el lugar, tiempo o quién colecto los datos, reduciendo la
cantidad de variación causada por variables externas y aumentadas la utilidad
de los mismos.
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EL MONITOREO ECOLÓGICO
El monitoreo es una herramienta programática de trabajo (a largo plazo, sea
minutos, días, años, décadas, siglos). Es parte de un proyecto ó plan de manejo
(al evaluar su desempeño). Es elemento de análisis de una evaluación (por ex.:
Evaluaciones de Impacto Ambiental). Independientemente es erróneamente
considerado un proyecto y hay mucha confusión en esto. Su objetivo es proveer
información constantemente actualizada sobre un sistema (sea «sistema »:
unidades de paisaje, comunidades, especies, proyectos, salud). Mediante el
análisis de la información obtenida (evaluación), debe permitir detectar
variaciones de comportamiento de la normalidad ó de lo esperado.
Al incluir la toma de datos de factores hipotéticamente asociados a afectar estos
sistemas, se permite determinar cuales de ellos tuvieron significancia en los
cambios registrados. Se apoya totalmente en la estadística. Esto quiere decir, que
existen requerimientos estadísticos que cumplir en la toma de datos. Debe tener
hipótesis bien definida. Esta consistencia (poder estadístico) de los datos nos
permite respaldar decisiones a posteriori (por ex.: al decidir cambiar un proyecto
adaptativamente a nuevas condiciones) o a priori (ex.: al ser predictivos con las
tendencias registradas lo que nos haría decidir cambios en el manejo extractivo
de una población).
El monitoreo ecológico es el arte y la ciencia de evaluar la salud del medio
ambiente ‐ es el marco a través del cual administramos el cuidado de la biosfera
(Odum 1989). En forma ideal, el monitoreo ecológico nos permite delinear las
características de una biosfera saludable y reconocer las dinámicas naturales del
sistema. Dependiendo de su propósito, un programa de monitoreo puede
también ayudar a:
‐ identificar los límites de condiciones saludables;
‐ diagnosticar condiciones anormales;
‐ identificar causas potenciales de cambio anormal;
‐ sugerir acciones de remedio;
‐ evaluar la efectividad de varias acciones.
Los programas de monitoreo ecológico son necesarios para avanzar incluso
nuestro entendimiento más básico de los componentes, patrones y procesos
ecológicos. Aunque los ecólogos pueden nombrar muchos de los componentes
de un ecosistema, hasta el nivel de especie, las relaciones entre las especies o
entre las especies y el medio ambiente, permanecen aún sin cuantificar. Durante
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la mayor parte del siglo XX, las decisiones tomadas acerca de la conservación de
recursos naturales se han basado en información limitada e incluso en conjeturas.
Muchos ecosistemas han sufrido las consecuencias de nuestra dependencia de la
escasa información y de las consiguientes incertidumbres de nuestras acciones
desorientadas (Wilcove 1999). En el siglo XXI, la mejor manera de avanzar
nuestro entendimiento de los ecosistemas y aumentar la certidumbre en los
resultados de las decisiones que tomemos, consiste en comenzar a medir y
monitorear sistemáticamente los componentes clave de los sistemas ecológicos
(Halvorson y Davis 1996).
Los programas de monitoreo que miden factores combinados de dinámica de
poblaciones y ambiente físico parecen ser los más prácticos (Davis 1989). Este
tipo de muestreo es relativamente fácil de hacerse, permite enfocarse en los
elementos clave del sistema y proporciona muchas de las características de
diagnóstico requeridas para manejar ecosistemas. Además, los datos obtenidos
mediante estos estudios permiten a los científicos y administradores de recursos
hacer proyecciones de condiciones futuras. Las medidas demográficas de
población, tales como índices de crecimiento y éxito reproductivo, pueden
detectar presiones sutiles crónicas antes de que se conviertan en letales para las
poblaciones o especies. Debido a que las acciones de manejo con frecuencia se
aplican a nivel de población, las mediciones de abundancia, distribución,
reproducción, reclutamiento e índices de crecimiento y mortalidad de las
poblaciones, pueden proporcionar información directa y clara sobre qué, dónde,
cuándo y cómo mitigar los impactos ambientales y restaurar los ecosistemas
dañados. Por lo tanto, monitorear las dinámicas de las poblaciones de anfibios
puede ser una forma eficiente de medir la salud de los ecosistemas de los cuales
estas poblaciones son un componente clave.
PLANIFICACIÓN ESTRATÉGICA
Cuando se contemple el uso de un nuevo programa de monitoreo, deben
examinarse las siguientes preguntas:
‐ ¿Qué se pretende lograr mediante el monitoreo de anfibios?
‐ ¿Cómo saber si se cuenta con un programa exitoso de monitoreo?
‐ ¿De qué, dónde, cuándo y cómo se efectuará el monitoreo?
‐ ¿Con qué recursos se cuenta para el programa de monitoreo y qué recursos aún
hace falta conseguir?
‐ ¿Cuál es el plan de monitoreo y cómo se llevará a cabo?
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Es esencial tomar un enfoque estratégico en el desarrollo de un programa de
monitoreo de anfibios para obtener los datos que se necesitan y al mismo tiempo
utilizar eficientemente los recursos. Si se aplica de manera consistente y
completa, la estrategia de resultados que aquí se describe ayudará a minimizar o
eliminar muchos de los problemas comúnmente encontrados en programas de
monitoreo. Además, este proceso estratégico puede ayudar en la comunicación
efectiva de la misión, necesidades y hallazgos del programa ‐ y al hacerlo, ganar
los recursos necesarios para continuar con el programa.
Este enfoque de planificación estratégica requiere la habilidad de responder a
una serie de preguntas específicas acerca de los resultados que se desean obtener.
Cada pregunta requiere por lo menos de un entendimiento básico acerca de las
cuestiones sobre manejo de recursos que se desea contestar, el sistema en el que
se trabajará y los recursos varios disponibles. A medida que el proceso de
planificación avanza, es posible encontrar preguntas a las que no puede darse
respuesta todavía ‐ donde hay huecos en la información. Cuando esto suceda, es
importante tomar los pasos necesarios para llenar estos huecos de información
antes de continuar. Tal vez sea necesario:
‐ Hacer las preguntas a otros biólogos y expertos en diferentes disciplinas (ex.,
estadística) quienes conozcan las especies, lugares, proceso de monitoreo, etc.;
‐ Reunir y evaluar información que se ha acumulado previamente sobre las
especies, lugares, etc. Por ejemplo, buscar publicaciones de estudios o visitar
museos para evaluar sus colecciones;
‐ Conducir inventarios de campo o series de inventarios con el fin de establecer la
base de información.
Inventario: la “imagen fotográfica” ‐ nos dice dónde, cuándo y cómo las especies
se localizan típicamente en cierto lugar.
Monitoreo: la “película” ‐ nos dice cómo cambian a través del tiempo los
patrones de distribución y detectabilidad de las especies en cierto lugar, permite
la proyección de cambio pasado y futuro.
En muchos lugares, especialmente en los trópicos, no existe la información básica
sobre las especies que se encuentran en un sitio y su historia natural. Las
amenazas potenciales a los anfibios pueden ser desconocidas. En tales casos, es
imperativo conducir un inventario detallado y un programa de evaluación antes
de desarrollar un programa de monitoreo completo. Este inventario puede dar
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una idea de qué especies se encuentran, qué tan difícil es distinguirlas, cuáles son
sus vocalizaciones, en qué hábitats se localizan y cuál es su fenología de
reproducción. Con tal información se puede desarrollar una lista de especies a
monitorear y decidir qué métodos utilizar. Para planificar un programa de
inventario, use el proceso estratégico descrito a continuación, pero tenga en
mente inventario en lugar de .monitoreo. En cuanto se hayan completado
exitosamente los inventarios, se puede proceder con el diseño del programa de
monitoreo.
Para un exitoso programa de monitoreo se requieren recursos humanos, recursos
económicos, infraestructura, y equipo. Con respeto a los recursos humanos, se
necesitan contribuciones de gente con una amplia gama de habilidades:
experiencia en el diseño de muestreo, conocimiento de la fauna local, talento
para capacitar a los monitores, habilidad para recaudar fondos, para analizar
datos, para escribir y producir informes y para comunicarse efectivamente con
las comunidades locales, por mencionar algunas. De suma importancia es el
liderazgo de un coordinador que se encarga de organizar el proyecto. Todos los
participantes en el proyecto necesitarán dedicar tiempo suficiente para asegurar
el éxito.
Por supuesto, el financiamiento es uno de los obstáculos mayores para cualquier
proyecto. ¿Cuánto dinero se necesitará, en forma realista, para llevar a cabo el
programa de monitoreo? Es probable que se requiera dividir el proyecto en dos
fases: la fase inicial sienta las bases de trabajo (es decir, desarrolla el plan
estratégico y tal vez incluya también un inventario y la producción de guías de
identificación con fotografías y/o una grabación de las vocalizaciones de ranas
locales); la segunda fase es la de monitoreo. Estas dos fases tienen costos
diferentes y pueden presentarse separadamente a los donantes potenciales.
Aparte de los donantes tradicionales, en algunos casos existen oportunidades de
financiamiento a través de la industria de ecoturismo o de las evaluaciones de
impacto ambiental.
La infraestructura y equipo que se necesita depende en los detalles del lugar del
estudio y la metodología de monitoreo que se elige. También es posible que el
programa de monitoreo requerirá de acceso a datos meteorológicos y a museos
con colecciones de vertebrados en buen estado.
Una vez que se haya dado respuesta a las preguntas anteriores, se tendrá toda la
información necesaria para desarrollar el plan de monitoreo. Aunque el plan no
tiene que ser un documento exhaustivo, es muy útil contar con algún tipo de
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resumen escrito para poder comunicar a otros el alcance del proyecto, sus metas
y sus actividades. Como todo documento estratégico, el plan debe mencionar las
oportunidades y limitaciones existentes y la manera en que la solución
seleccionada incorpora estos factores. Además, deberá brindar flexibilidad en lo
que se refiere a cómo las accione que se tomen pueden depender de ciertos
factores actualmente desconocidos. Un plan de monitoreo conciso y bien escrito
puede también asegurar que los participantes tendrán expectativas y
entendimiento similares del proyecto. Por supuesto, el plan de monitoreo puede
también constituir la base de los esfuerzos de recaudación de fondos. Los
donantes estarán mejor dispuestos a financiar un proyecto claramente definido.
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II. METODOLOGIA
En esta sección describimos un subgrupo de las técnicas de muestreo
estandarizadas que se detallan en Heyer et al. (1994). Escogimos estas técnicas no
sólo porque son estandarizadas, sino también porque son flexibles y pueden
adaptarse a la topografía y apoyo logístico de cualquier área. Consideramos
Heyer et al. (1994) como la referencia principal para todo tipo de monitoreo de
anfibios y alentamos a los participantes a consultarla para obtener información
adicional.
MATERIALES Y EQUIPOS DE CAMPO BÁSICOS PARA EL MUESTREO DE
HERPETOFAUNA
Los inventarios de anfibios pueden realizarse con muy poco equipo. La lista de
materiales que se necesitan depende del tipo de datos ambientales que se desea
colectar y del tipo de mediciones que se planea tomar de las especies. Para
establecer los transectos se necesitará una cinta métrica (5 o 100 metros), cinta de
color para señalamiento y pluma de tinta permanente para marcar el transecto a
intervalos regulares. Una brújula será de utilidad para colocar el transecto y, a
menos que se cuente con una unidad de GPS (Sistema de Posicionamiento
Global), la brújula puede utilizarse en combinación con mapas topográficos para
localizar las áreas de estudio.
Para inventariar anfibios adultos a lo largo de los transectos, se debe contar con
una libreta de datos y lápices para registrar la información, calibradores o reglas
para medir la longitud hocico‐cloaca y pesas de resorte para medir la masa. Si es
posible, es recomendable traer un termómetro para tomar las temperaturas del
aire y/o del agua al inicio y final de cada transecto. Muchos investigadores usan
linternas de cabeza o de mano para los censos nocturnos y botas de hule para
censos acuáticos. Siempre deben acarrearse baterías, focos y linternas adicionales.
Las bolsas de plástico son necesarias para acarrear los animales al laboratorio
para ser preservados, identificados o fotografiados.
Por lo general, las redes sumergibles son suficientes para el inventario de
renacuajos en aguas bajas de riachuelos o charcas, pero las redes .D. con asidero
largo o las redes barrederas serán necesarias para aguas profundas. Para la
identificación de renacuajos puede requerirse de una lupa manual y viales de
vidrio. Hemos encontrado que es efectivo colocar un renacuajo vivo dentro del
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vial y luego examinarlo con la lupa para determinar el número, tipo y
disposición de las partes del cuerpo (especialmente las partes bucales,
espiráculos y tubos cloacales).
Los equipos y materiales básicos para el estudio de anfibios y reptiles que a
continuación proporcionamos, son para la preparación del equipo de campo
necesario para muestrear estos grupos:
‐ Equipo de colecta: Linterna de cabeza y baterías; focos de repuesto; bolsas
plásticas (para anfibios) y de tela (para reptiles) de diversos tamaños; etiquetas
de campo; machete; rastrillos y azadón; ganchos para serpientes; trampas de
gomas.
‐ Equipo para observación, estudio y medición: Flexómetro; cinta de marcaje;
calibrador; pesolas de 10, 100 y 500 g; equipo de disección; lupa de mano de 10X;
cámara fotográfica y películas; grabadora, micrófono, baterías y cintas
magnetofónicas; binoculares.
‐ Equipo para registrar datos: Libreta de campo y libretas de bolsillo; lápices y
marcadores a prueba de agua; hilo resistente, tijeras para papel, GPS; altímetro;
brújula y termómetro.
‐ Equipo para muestrear larvas: redes grandes y pequeñas; bolsas de repuestos;
coladores de malla fina; tubos y frascos de tamaños diversos.
‐ Equipo para preservación: Bandejas plásticas, para fijación; frascos de boca
ancha, jeringas; agujas hipodérmicas; frascos para almacenamiento y toallas de
papel.
‐ Productos químicos: formol al 10%, Benzocaína al 20%, Alcohol al 70%.
MÉTODOS DE INVENTARIO
1. Transectos de Registro de Encuentros Visuales (REV)
La aplicación del relevamiento por encuentro visual, consiste en que una persona
camina a través de un área determinada o hábitat por un período de tiempo
predeterminado buscando animales de modo sistemático. Esta técnica es
apropiada para estudios de monitoreo e inventario (Crump y Scott, 1994). La
técnica de relevamiento de encuentro visual, difiere del muestreo por transectas,
ya que esta técnica pude realizarse a lo largo de un transecto, en un punto, a lo
largo de un río, alrededor de una laguna y así sucesivamente, mientras que las
transectas son de longitud fija en lugares fijos. Esta técnica es efectiva para
muestrear todos los grupos de herpetofauna en ecosistemas tropicales,
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subtropicales y temperados. Proporciona información sobre la riqueza de
especies y considerando el tamaño del recorrido y las horas de muestreo se
puede establecer su abundancia relativa.
En el caso de anuros adultos, recomendamos que se haga una búsqueda con
límite de tiempo a lo largo de transectos marcados permanentemente con
banderillas o con tubos PVC, ya que esto permitirá que otros investigadores
puedan repetir inventarios en tales transectos en el futuro. Estas son algunas de
las técnicas de inventario más comúnmente utilizadas y pueden servir para
medir la composición de especies, abundancia relativa, asociación de hábitats y
nivel de actividad. Los transectos terrestres son efectivos en el monitoreo de
ranas terrestres y arbóreas dentro de bosques maduros (Pearman et al. 1995) y a
lo largo de riachuelos en zonas neotropicales. Los Inventarios de Ecuentro Visual
(REV) se prefieren a los inventarios auditivos porque proporcionan información
sobre individuos que no están en temporada de apareamiento o de vocalización.
El método consiste en que dos o más personas caminan lentamente a lo largo de
un transecto y cuidadosamente buscan ranas descansando sobre el suelo y ranas
y salamandras posadas en hojas o ramas. Hemos descubierto que el método es
más eficiente y preciso si una persona hace las observaciones mientras que la otra
registra toda la información. Las tareas pueden alternarse de un inventario a
otro.
La distancia efectiva para encontrar ranas visualmente es aproximadamente de 1
a 3 metros a cada lado de la vereda, dependiendo de la densidad de la
vegetación. La distancia considerada debe anotarse y seguirse de manera
consistente. También debe intentarse identificar la especie al momento que se
localiza. En algunos casos puede ser posible identificar a un animal al nivel de
especie y determinar el sexo sin necesidad de capturarlo, pero más
frecuentemente será necesario capturar la rana para determinar el sexo y en
muchos casos, para determinar la especie.
Luego de la captura, el equipo deberá determinar la especie, sexo y edad (adulto,
juvenil) de la presa. Deberán también medir la longitud y peso de cada individuo
y registrar información básica sobre lo que estaba haciendo (actividad) y dónde
se encontró (sustrato). Deberán registrar la localización de cada animal en
relación a la marca de transecto más cercana y la hora de captura. El animal
deberá manipularse lo menos posible y liberarse rápidamente en el mismo lugar
donde se capturó.
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2. Transectos auditivos e inventarios en sitios de apareamiento
Estos dos métodos de muestreo se basan en la detección de las vocalizaciones de
ranas macho. Los transectos auditivos son similares a los encuentros visuales,
con la obvia diferencia de que los datos de talla y peso no pueden obtenerse, ya
que las ranas generalmente no se ven. Durante los inventarios en sitios de
apareamiento, los observadores se estacionan durante cierto periodo de tiempo
en un humedal donde se localiza una congregación de ranas en apareamiento. La
abundancia de especies individuales puede cuantificarse de la misma manera
que para los transectos auditivos.
El Transecto de franja auditiva (Zimmerman 1994) involucra a miembros del
equipo que identifican y cuantifican el número de machos vocalizando a lo largo
de un transecto. Las ranas que vocalizan a una distancia de hasta 50 metros de la
vereda, pueden identificarse mediante sus vocalizaciones, aunque la lluvia
atenúa las distancias de detección, especialmente para vocalizaciones de alta
frecuencia (Zimmerman 1994). Tal vez pueda calcularse el número de machos
vocalizadores mediante la estimación de la densidad poblacional de machos con
un rango subjetivo de abundancia. Por ejemplo, Bishop et al. (1994)
recomendaron los rangos siguientes:
1 ‐ para un individuo macho
2 ‐ para un coro de 2‐5 machos
3 ‐ para un coro de 6‐10 machos
4 ‐ para coros de >10 machos
Los inventarios auditivos requieren que los investigadores sean capaces de
reconocer numerosos tipos de vocalizaciones en un lugar y que se entrenen a sí
mismos para estimar niveles de abundancia de manera consistente para muchas
especies que ocurren normalmente en sitios diferentes. Esto puede ser difícil para
personas no especializadas y para cualquiera que trabaje en áreas tropicales de
alta riqueza de especies; este método requerirá de mucha práctica antes de lograr
resultados consistentes. Si usted planea usar inventarios auditivos como parte de
un programa de monitoreo, recomendamos que grabe una cinta con las
vocalizaciones de las especies que desea monitorear, para ayudar a que todos los
observadores del proyecto identifiquen las vocalizaciones de la misma manera.
Ya que todas las salamandras, ranas hembras, ranas en estado juvenil y ranas que
no están en periodo de apareamiento quedan fuera del inventario auditivo,
recomendamos que éste se utilice en combinación con el REV. Los inventarios
auditivos resultan más efectivos para cuantificar a machos vocalizadores que
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pertenecen a especies tropicales que no se aparean en charcas o arroyos, que se
dispersan ampliamente en el bosque o que viven en el dosel.
3. Parcelas de hojarasca
Estas parcelas se utilizan para cuantificar la densidad de especies terrestres tales
como ranas, lagartijas y serpientes, pero requieren intensa labor y causan
destrucción del hábitat. Sin embargo, recomendamos este método como el único
que puede cuantificar con exactitud la densidad o abundancia de especies de
salamandras y otras que abundan localmente tales como las de los géneros
Epipedobates y Pristimantis. Deben establecerse parcelas de hojarasca en cada uno
de los hábitats principales del área de estudio, ubicándolas mediante el uso de
una tabla de números al azar. Por ejemplo, se pueden colocar 3 parcelas a lo
largo de cada una de las veredas de estudio. La tabla de números al azar se
puede utilizar para determinar:
‐ el sitio inicial a lo largo de la vereda
‐ la dirección (punto cardinal) a seguir al apartarse de la vereda
‐ la distancia entre la vereda y la localización de la parcela.
La búsqueda dentro de una parcela de hojarasca requiere un equipo de 2 o más
trabajadores (4 es preferible), quienes medirán una área de bosque de 5 x 5
metros. Empezando por los extremos límite de la parcela, el equipo recoge y
remueve lentamente toda la hojarasca y desperdicios fuera de la misma. Al ir
limpiando el área, el equipo se aproxima al centro, capturando cualquier animal
que se encuentre. Los animales capturados deberán colocarse dentro de una
bolsa de plástico inflada y con hojarasca húmeda. Una vez que se haya
examinado y sacado todo el desperdicio de la parcela, los animales capturados se
identificarán, pesarán, medirán y luego se liberarán en una área cercana. De ser
posible, el equipo deberá colocar la hojarasca nuevamente en la parcela para
minimizar el disturbio causado.
4. Inventarios de larvas y huevos
La presencia de ranas en forma de huevos, renacuajos o parejas en aplexo sirve
como indicadora de actividad reproductiva y tal actividad debe anotarse en las
hojas de datos durante todos los inventarios. Adicionalmente, puede ser útil
hacer un inventario de las larvas que viven en los principales cuerpos de agua
del área de estudio. Para capturar larvas pueden utilizarse trampas para
pececillos, redes profundas, redes barrederas o redes “D” con asidero largo.
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Debido a la diversidad de micro hábitats y de formas de vida larval, los
inventarios de larvas raramente cuantifican con exactitud la abundancia o la
densidad. Sin embargo, los censos regulares de larvas que determinan la
presencia o ausencia de cada especie, pueden ayudar a señalar los estados de
desarrollo afectados y el periodo en que los decrecimientos poblacionales
ocurren.
Los renacuajos se identifican a nivel de especie mediante la comparación de
características tales como los espiráculos, los tubos anales y especialmente las
hileras de dientes y placas mandibulares negras y queratinizadas.
Desafortunadamente, existen muy pocas claves de identificación para renacuajos
de zonas neotropicales, por lo que tal vez sea necesario crear una serie de
especímenes de museo tanto para renacuajos como para adultos (ver más
adelante). Después de capturar a un renacuajo, colóquelo en un pequeño vial de
vidrio lleno de agua y espere a que se adhiera a las paredes del vidrio, lo cual
expone a la vista las partes bucales. Use una lupa manual para determinar el
número y arreglo de tales partes. Si localiza individuos en los cuales las partes
bucales queratinizadas están parcial o totalmente ausentes, debe preservarlos en
alcohol al 90% para examinarse en busca de microbios patógenos.
Charcas. Las charcas pequeñas y los pantanos se muestrean fácilmente con redes
barrederas, redes “D” con asidero largo o incluso con jaulas de malla. Será
posible cuantificar la densidad o abundancia en charchas pequeñas y pozas. Para
cuerpos de agua mayores, se requerirá diseñar un método de muestreo que
permita recolectar datos mediante series de muestras replicadas de cada
microhábitat en el cuerpo de agua (maleza, pozas profundas, áreas bajas
arenosas, etc.)
Pozas en riachuelos. En ciertos casos será posible remover todas las larvas de
una poza de riachuelo, pero de no ser así, se deberá utilizar un muestreo con
límite de tiempo para cada microhábitat. Por ejemplo, podrían muestrearse cinco
zonas de rápidos durante un minuto cada una y cinco recorridos diferentes por
un minuto cada uno. Los transectos en arroyos se podrán muestrear más
efectivamente usando redes sumergidas a mano, volteando rocas y paquetes de
hojas al ir avanzando arroyo arriba.
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5. Trampeo
Estas pueden ser tubos escondite (Incochea et al. 1999), escondites artificiales y
embaces plásticos (Fellers and Drost 1994, Pearman et al. 1995, Incochea et al.
1999) los cuales sirven para obtener datos sobre la composición de especies y la
abundancia relativa; permite muestrear ranas arbóreas. Se utiliza entre 20 a 30
tubos de PVC. Otro tipo de trampas son las trampas pegajosas (Incochea et al.
1999) que sirven para el muestreo de lagartijas diurnas, se utiliza
aproximadamente 50 trampas.
Muestreo con cercas de conducción en línea recta y trampas de foso o trampas
de puerta unidireccional (trampas de caída)
Esta técnica hace uso de barreras cortas (de 5‐8 m de longitud y 0.8‐1 m de altura)
que interceptan a los individuos y los conducen a una trampa de caída,
sualmente recipientes de 5 galones o trampas de puerta unidireccional en donde
los ejemplares penetran con facilidad pero no pueden salir, debido a que la
puerta se mantiene cerrada por fuerza de la gravedad (para más detalles
remítase a Voigt & Hine 1982); se emplean como trampas de captura viva
(marcado y recaptura). El muestreo con cercas en línea recta y trampas de pozo
es útil para el monitoreo de especies terrestres y semifosoriales. Sirve para
determinar riqueza, pero solo captura especies con escasa capacidad trepadora o
escaladora. Los arreglos de las barreras y trampas deben seguir un diseño
aleatorio dentro del área de interés; la estratificación del hábitat podría
incrementar la representatividad del muestreo. Es importante que la disposición
de las barreras y trampas tomen en consideración la distancia a las fuentes de
agua y la intersección de corredores de dispersión. También es importante
revisar las trampas regularmente, y sobre todo inmediatamente después de una
fuerte lluvia, dado que los animales atrapados (anfibios, reptiles, pequeños
mamíferos e invertebrados) podrían ahogarse en exceso de agua. Igualmente se
recomienda perforar agujeros en la base de los recipientes, para permitir la salida
del agua. También es importante que los agujeros excavados en el suelo para
albergar las trampas sean un poco más hondos que el recipiente, y que tengan
topes (por ejemplo, piedras) entre el recipiente y el suelo, para que el agua pueda
ser eliminada eficientemente. Finalmente, el colocar un poco de hojarasca o
algunas rocas en el fondo del recipiente, así como una esponja humedecida, les
brinda un refugio a los animales capturados y reducen la mortalidad por
deshidratación de los anfibios.
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El empleo de trampas de caída, trampas de embudo y la disposición de las cercas
en línea es bastante dispendioso por lo que requiere mucho trabajo y esfuerzo
físico, además de personal, para disponer un número representativo de las
mismas; por ello su empleo se suele restringir a lugares relativamente planos, de
suelos arenosos o franco‐arenosos, fáciles de cavar y bien drenados y en
programas de monitoreo a largo plazo, de tal manera que se justifique el tiempo
invertido en disponer las trampas. Algunos de los grupos de anfibios que
pueden ser trampeados con mayor éxito incluyen bufónidos, dendrobátidos,
leptodactílidos (como por ejemplo, Leptodactylus, Engystomops), microhílidos,
salamandras terrestres y cecilias. El éxito de las cercas depende de que el plástico
o el material que se utilice queden semienterrados a una profundidad de unos 25
cm y bien tensionado. La disposición de cercas de 5 m de longitud, dispuestas en
tríadas con trampas de embudo o caída en sus extremos ha resultado adecuada
en la mayor parte de los estudios. Las trampas deben permanecer tapadas
durante los periodos que no están siendo monitoreadas y requieren ser revisadas
diariamente, teniendo cuidado con serpientes venenosas, escolopendras y
alacranes que también suelen ser atrapados con estos dispositivos.
DURACIÓN Y FRECUENCIA DEL MUESTREO
Estos dependen de las metas del proyecto y los recursos disponibles. En general,
será conveniente repetir el muestreo tantas veces como sea necesario para
obtener el poder estadístico para detectar cambios. Debido a la fuerte naturaleza
temporal de la actividad de las ranas en zonas tropicales (las vocalizaciones de
los machos de especies determinadas están ligadas a la reproducción, la cual
ocurre durante la temporada de lluvias), el mejor muestreo (particularmente con
fines de monitoreo) será más adecuado cuando la probabilidad de encontrar
ranas es más alta. Pocas especies vocalizan durante la temporada seca, por lo que
los esfuerzos de colecta de muestras durante dicha temporada producirán
números insuficientes para los análisis estadísticos, así como resultados
desviados. La mejor temporada es el primer mes de la estación de lluvias
(Duellman 1978, Morales y McDiarmid 1996). Para asegurar que distintos sitios
sean comparables, todo muestreo debe llevarse acabo durante el mismo mes cada
año de la duración del proyecto. Para estudios en los cuales el muestreo tiene el
propósito de evaluar los efectos .antes/después. de la disminución de anfibios, las
muestras para ambos tratamientos deberán conducirse en la misma estación, bajo
las mismas condiciones ambientales. Como mínimo, cada transecto en cada
hábitat se debe sondear tres veces.
16
PAUTAS PARA REGISTROS DE DATOS
Es recomendable para el registro de datos, utilizar los protocolos sugeridos por
Lips et al. 2001; estos permiten tabular de una manera sistemática la información
recopilada tanto de los sitios de muestreo, como lo colectado por cada técnica,
sean estos transectos, cuadrantes o transectos de banda auditiva.
La recolección de datos ambientales es un importante componente de los
proyectos de monitoreo, para comprender la correlación entre el medio ambiente
y el cambio en las poblaciones. De la misma forma es muy importante la
caracterización geográfica del sitio de estudio, como sus hábitats y microhábitats,
sean estos acuáticos o terrestres.
Durante le levantamiento de información inventarios es importante tomar en
cuenta que los especímenes voucher o testigo, sirven para documentar de
manera física y permanente la identificación de anfibios y reptiles, obtenidos y
utilizados en una investigación, son muy útiles para documentar información
permanente en una colección de museo. La identificación de especímenes es
importante no solo como documentación de la información, si no también para la
evaluación de cambios originados por perturbaciones humanas o naturales. Las
colecciones científicas deben ser realizadas en proyectos de investigación manejo
y gestión de fauna, dichas investigaciones deben regirse y cumplir con todos los
requisitos solicitados por las autoridades competentes, burlarse de las
regulaciones y leyes locales establece un mal antecedente del investigador.
17
III. EL PROTOCOLO PARA RESERVA ECOLÓGICA ARENILLAS
RESERVA ECOLÓGICA ARENILLAS
La Reserva Ecológica Arenillas (REA) está ubicada al suroccidente de Ecuador,
cerca de la frontera con Perú, y forma parte de la región biogeográfica
Tumbesina. Esta región es una de las áreas de endemismo más importantes en el
mundo (hotspot), pero al mismo tiempo una de las más amenazadas por el
incremento de las actividades de agricultura y ganadería intensivas (Best y
Kessler, 1995). La REA es uno de los últimos remanentes de bosque seco
neotropical a altitudes menores a 100 m s.n.m. Respecto a la ubicación
biogeográfica, la REA se encuentra ubicada en el piso zoogeográfico Tropical
Sur‐Occidental, que en el Ecuador cubre una extensión de 68 815 km2, de los
cuales solo el 4.42 % se encuentra protegido por varios espacios considerados
dentro del Patrimonio Nacional de Áreas Protegidas. En total para el piso
zoogeográfico se reportan 14 especies de anfibios (Albuja et al., 2012).
Figura 1. Ubicación de la Reserva Ecológica Arenillas (REA) en el Ecuador y cobertura vegetal del
área. Las zonas en blanco dentro de la Reserva, corresponden a zonas que por restricciones
militares en frontera no se dispone de información.
La Reserva Ecológica Arenillas, 03°34’S; 80°08’E, se encuentra en el cantón
Arenillas, provincia El Oro, al sur‐occidente de Ecuador (Fig. 1). La altitud varía
desde 0 a 100 m s.n.m. A lo largo de este gradiente altitudinal la vegetación
18
cambia desde manglares en las zonas más bajas, pasando por espinar litoral,
matorral seco de tierras bajas, hasta bosque seco deciduo en las zonas más altas
de la reserva (Sierra, 1999).
La REA ha estado protegida de actividades extractivas por casi 60 años, debido a
que se constituyó como una reserva militar, aunque fue incluida en el Sistema
Nacional de Áreas Protegidas recién en el 2001 y designada como un Área de
Importancia para la Conservación de Aves (AICA) en 2005. Actualmente la REA
tiene una extensión de 13.170 hectáreas. El clima se caracteriza por una estación
lluviosa que se extiende de enero a mayo y una estación seca de junio a
diciembre, lo que influye en la presencia de una cobertura vegetal decidua. La
precipitación media anual es de 667 mm, con un máximo en marzo (127 mm) y
un mínimo de aproximadamente 0.8 mm durante los meses secos. La
temperatura media anual es de 25° C (Espinosa et al., 2016).
ANFIBIOS DE RESERVA ECOLÓGICA ARENILLAS
Estos datos son el resultado de 3 años (2014‐2016) de estudios de inventario en la
reserva. La lista de especies es muy probable completa y sólo en la parte sur de la
reserva son posible que otra especie, Smilisca phaeota, se grabará (encontramos a
esta especie a pocos kilómetros de la frontera sur de reservas).
Familia Bufonidae
Rhinella marina (Linnaeus, 1758) ‐ Sapo de la caña (Fig. 2).
Figura 2. Fotografía y distribución de Rhinella marina (Sapo de la caña) en la REA y áreas
alrededor.
19
En la REA es una especie común (Fig. 2), que prefiere los hábitates
antropogénicos en los que se puede encontrar en números grandes. Esta especie
es activa también durante la estación seca, y se concentra alrededor de las fuentes
de agua artificiales.
Familia Ceratophryidae
Ceratophrys stolzmanni (Steindachner, 1882) ‐ Sapo bocón del Pacífico (Fig. 3).
Figura 3. Fotografía y distribución de Ceratophrys stolzmanni (Sapo bocón del Pacífico) en la REA
y áreas alrededor.
En la REA es una especie abundante (Fig. 3), que prefiere los hábitats mejor
conservados, con bosque. Está activo sólo durante la estación lluviosa, y pasa el
resto del año enterrado. En experimentos en el laboratorio se entierra hasta 135
cm. Es un criador explosivo, sus eventos reproductivos están provocados por
lluvias torrenciales. Para la puesta de huevos utiliza hábitats acuáticos
temporales, que varían en la persistencia y calidad, donde la desecación
constituye un factor importante de riesgo de mortalidad. Como una adaptación
para estas condiciones, la metamorfosis de los renacuajos puede ser muy rápida,
incluso en periodos cortos de 15 días (datos sin publicar).
20
Familia Dendrobatidae
Epipedobates anthonyi (Noble, 1921) ‐ Rana nodriza de la epibatidina (Fig. 4).
Figura 4. Fotografía y distribución de Epipedobates anthonyi (Rana nodriza de la epibatidina) en la
REA y áreas alrededor.
En la REA es una especie poco común (Fig. 4). Fue registrada sólo en la parte
norte de la reserva, en el manglar, donde puede encontrar humedad durante
todo el año.
21
Familia Hylidae
Scinax quinquefasciatus (Fowler, 1913) ‐ Rana de lluvia polizona (Fig. 5).
Figura 5. Fotografía y distribución de Scinax quinquefasciatus (Rana de lluvia polizona) en la REA
y áreas alrededor.
En la REA es una especie común (Fig. 5), que está activa sólo durante la estación
lluviosa. Se reproduce abundantemente en los pantanos temporales de la reserva
donde los machos llaman desde la vegetación circundante.
22
Trachycephalus jordani (Stejneger y Test, 1891) ‐ Rana de casco de Jordan (Fig.
6).
Figura 6. Fotografía y distribución de Trachycephalus jordani (Rana de casco de Jordan) en la REA
y áreas alrededor.
En REA es una especie abundante (Fig. 6), que prefiere los hábitats mejor
conservados, en bosques con árboles más grandes. Está activa principalmente
durante la estación lluviosa, pero podría encontrarse durante períodos más
largos de tiempo, probablemente usando el agua acumulada en los agujeros de
los árboles (datos sin publicar). Durante la época reproductiva la reunión de
individuos es espectacular, con miles de individuos que se reproducen en las
charcas temporales más grandes de la reserva.
23
Trachycephalus typhonius (Linnaeus, 1758) ‐ Rana lechera (Fig. 7).
Figura 7. Fotografía y distribución de Trachycephalus typhonius (Rana lechera) en la REA y áreas
alrededor.
En la REA es una especie abundante (Fig. 7), que prefiere los hábitaes mejor
conservados, en bosques con árboles más grandes. Está activa sólo durante la
estación lluviosa. De manera similar a Trachycephalus jordani, durante la época
reproductiva puede reunir una gran cantidad de individuos en los criaderos.
24
Familia Leptodactylidae
Engystomops pustulatus (Shreve, 1941) ‐ Rana bullanguera de pústulas (Fig. 8).
Figura 8. Fotografía y distribución de Engystomops pustulatus (Rana bullanguera
de pústulas) en la REA y áreas alrededor.
En la REA es una especie común (Fig. 8), que se encuentra tanto en hábitats
perturbados y en bosques. Está activo sólo durante la estación lluviosa, al ser una
de las primeras especies que se reproducen en la reserva. Las pequeñas charcas
temporales formadas por las carreteras son suficientes para iniciar la
reproducción de esta especie como el nido de espuma puede ofrecer protección
para los renacuajos de desecación por periodos cortos entre las lluvias.
25
Engystomops randi (Ron, Cannatella y Coloma, 2004) ‐ Rana túngara de Rand
(Fig. 9).
Figura 9. Fotografía y distribución de Engystomops randi (Rana túngara de Rand) en la REA y
áreas alrededor.
En REA es una especie común (Fig. 9), aunque no tan común como Engystomops
pustulatus. Se encuentra tanto en hábitats perturbados y en bosques. Está activa
sólo durante la estación lluviosa. Contrario a E. pustulatus esta especie prefiere
charcas temporales más grandes para su reproducción (datos sin publicar).
26
Leptodactylus labrosus (Jiménez de la Espada, 1875) ‐ Rana terrestre labiosa (Fig.
10).
Figura 10. Fotografía y distribución de Leptodactylus labrosus (Rana terrestre labiosa) en la REA y
áreas alrededor.
En la REA es una especie abundante (Fig. 10), ampliamente distribuida, que se
encuentra tanto en hábitats perturbados y en bosques. Está activa sólo durante la
estación lluviosa. Es una de las primeras especies que comienzan a reproducirse
con los machos cantando bajo la tierra, desde madrigueras, y siguen llamando
durante toda la estación lluviosa (datos sin publicar).
27
REPTILES DE RESERVA ECOLÓGICA ARENILLAS
Estos datos son el resultado de 3 años (2014‐2016) de estudios de inventario en la
reserva. La lista de especies es muy probable incompleta y posible que varias
especies nuevas de lagartos y serpientes se registrarán si se aplicará una
programa de monitoreo a largo plazo.
Familia Gekkonidae
Hemidactylus frenatus (Duméril y Bibron, 1836) ‐ Salamanquesa asiática
Familia Iguanidae
Anolis festae (Peracca, 1904) ‐ Anolis de Festa
28
Iguana iguana (Linnaeus, 1758) ‐ Iguana verde sudamericana
Polychrus femoralis (Werner, 1910) ‐ Falso camaleon de Werner
29
Stenocercus puyango (Torres‐Carvajal, 2005) ‐ Guagsa de Puyango
Familia Phyllodactylidae
Phyllodactylus reissii (Peters, 1862) ‐ Salamanquesa comune de la costa
30
Familia Teiidae
Ameiva edracantha (Bocourt, 1874) ‐ Ameiva de Bocourt
Ameiva septemlineata (Duméril, 1851) ‐ Ameiva de siete líneas
31
Callopistes flavipunctatus (Duméril y Bibron, 1839) ‐ Lagarto monitor falso
Dicrodon guttulatum (Duméril y Bibron, 1839) ‐ Tegú del desierto del Perú
32
Familia Boidae
Boa constrictor (Linnaeus, 1758) ‐ Boa matacaballo
Familia Colubridae
Dipsas oreas (Cope, 1868) ‐ Culebra caracolera manchada
33
Leptodeira septentrionalis (Kennicott, 1859) ‐ Serpiente ojos de gato
Leptophis ahaetulla (Linnaeus, 1758) ‐ Lora falsa gigante
34
Oxyrhopus fitzingeri (Tschudi, 1845) ‐ False coral de Fitzinger
Familia Elapidae
Micrurus dumerilii (Jan, 1858) ‐ Coral capuchino transandino
35
Familia Viperidae
Bothrops asper (Garman, 1883) ‐ Equis del occidente
PROTOCOLO DE MONITOREO
Métodos
El monitoreo debe ser adaptado a la situación financiera y el número de persona
que va a llevar en el trabajo pero si es posible se recomienda que como se
utilizarán los métodos: transectos de Registro de Encuentros Visuales (ver punto
1 de los métodos), transectos auditivos e inventarios en sitios de apareamiento
(2), inventarios de larvas y huevos (4) y trampas de caída con cercas de desvío
(5).
36
Hemos utilizado 3 trampas de caída con muy buenos resultados (Fig. 11)
especialmente para Ceratophrys stolzmanni, Engystomops pustulatus y Leptodactylus
labrosus y en el largo plazo podría ser eficiente para lagartos también.
Figura 11. Trampas de caída utilizadas en Reserva Ecológica Arenillas.
Debe prestarse especial atención a la autopista Panamericana 50. Si es posible,
encuestas periódicas deben llevarse a cabo y cada animal muerto fotografiado y
punto ser tomado con el GPS.
Duración y frecuencia
Se recomienda que la encuesta sea más intenso en época de lluvias (diciembre a
abril) cuando los animales están activos, reproducen y son más fáciles de
encontrar. Si es posible, encuestas periódicas deben realizarse al menos cada 2
semanas (2‐3 días/encuesta). Después de la temporada de lluvias encuestas
mensuales debería ser suficiente.
37
Especies objetivo
Es recomendable que en los primeros 5 años todas las especies deben verificarse
cuidadosamente (con atención especial a los reptiles) para poder evaluar el
tamaño y la salud de la poblaciones. Si no hay recursos suficientes que debe
prestarse especial atención a Ceratophrys stolzmanni, Trachycephalus jordani,
Trachycephalus typhonius, Engystomops pustulatus, Leptodactylus labrosus,
Hemidactylus frenatus, Anolis festae, Polychrus femoralis, Stenocercus puyango,
Ameiva edracantha, Callopistes flavipunctatus, Leptodeira septentrionales y Bothrops
asper.
38
REFERENCIAS
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