plantas_ornamentales[1]

Arturo López Villalobos Julián Pérez Flores Carlos Sosa-Moss José M. Mejía Muñoz Lauro Bucio Alanis

Villahermosa, Tabasco. Junio, 2005.

GOBIERNO DEL ESTADO DE TABASCO

LIC. MANUEL ANDRADE DIAZ Gobernador Constitucional del Estado

ING. JAIME LASTRA ESCUDERO Secretario de Desarrollo Agropecuario,

Forestal y Pesca

M.V.Z. VLADIMIR BUSTAMANTE SASTRE Director General

Instituto para el Desarrollo de Sistemas de Producción del Trópico Húmedo de Tabasco

INSTITUTO PARA EL DESARROLLO DE SISTEMAS DE PRODUCCIÓN DEL TROPICO HUMEDO DE TABASCO

DIRECTORIO

M.V.Z. VLADIMIR BUSTAMANTE SASTRE

Director General

M.C. RAUL CASTAÑEDA CEJA Director de Investigación Científica y

Desarrollo Tecnológico

ING. BRAULIO ANDRES CALDERON Director de Capacitación, Transferencia

y Adopción Tecnológica

ING. FABIAN SÁNCHEZ CRUZ Director de Planeación

SR. ALBERTO MORAN ZENTELLA

Director Administrativo

PERSONAL TÉCNICO

Ing. José Leonel Norzagaray Domínguez Ing. Leonel Bobadilla Galindo Ing. Amado Romero Castro

M.C. Adrián Carrillo Etienne Ing. Herminio Luna Torres

Ing. Calixtor Rodríguez de la Rosa Tec. Uriel Enrique Ruiz Oroño

Ing. Octavio de Dios Hernández Tec. Cándido Carrillo Jiménez

M.V.Z. Gustavo Francisco Ocaña Cachón M.V.Z. Yrma Dorantes Álvarez

COLEGIO DE POSTGRADUADOS

DIRECTORIO

Dr. Benjamín Figueroa Sandoval Director General

Dr. Félix V. González Cossio

Secretario General

Dr. Alejandro Jaimes Escobedo Secretario Administrativo

CAMPUS TABASCO

Dr. David J. Palma López Director

Dr. Carlos Fredy Ortiz García

Subdirector de Educación

Dr. Sergio Salgado García Subdirector de Investigación

Dr. Lorenzo A. Aceves Navarro

Subdirector de Vinculación

M.A. Hilario Becerril Hernández Subdirector Administrativo

CONTENIDO Página

INTRODUCCIÓN CULTIVO Y MANEJO DE ORQUÍDEAS

Importancia Morfología de las orquídeas Otras características Hábitat Tipo de crecimiento

REQUERIMIENTOS PARA EL CULTIVO DE ORQUÍDEAS

Luz y temperatura Ventilación Riego Clasificación de orquídeas en base a sus requerimientos de riego y sustrato Clasificación del agua a utilizar en el riego de orquídeas Determinación del momento de riego

FERTILIZACIÓN

Abonos orgánicos Fertilizantes inorgánicos

REQUERIMIENTOS DE CULTIVO PARA LOS GÉNEROS DE ORQUÍDEAS

EN TABASCO --------------------------------------------------------------------------------------- CONTENEDORES SUSTRATO O MEDIO DE CULTIVO

Características de los sustratos Sustratos alternativos Sustratos convencionales Propiedades físicas de los sustratos empleados en los viveros Sustratos específicos para algunos géneros de orquídeas

PROPAGACIÓN

Micropropagación de orquídeas Macropropagación de orquídeas

CULTIVO EN MACETA

Preparación de recipientes para macetas

Preparación de la planta Transplante Cuidados Cuidados especiales en diferentes estados de desarrollo Plantas en vaina y yema Plantas en floración Plantas en reposo Plantas en crecimiento

INDUCCIÓN FLORAL

Control de la inducción floral

POLINIZACIÓN E HIBRIDACIÓN ARTIFICIAL

Procedimiento para realizar el mejoramiento de orquídeas Procedimiento para la polinización

CULTIVO Y MANEJO DE PALMAS

Introducción Importancia económica de las palmas

ANTECEDENTES DEL CULTIVO CULTIVO

Manejo de semilleros Suelo Sustratos

MANEJO DE PLANTAS EN MACETAS

Reenmacetado Fertilización

MANEJO DE PLANTAS EN JARDÍN O EN PLANTACIONES MAS EXTENSAS

Salinidad Riego Luz Temperatura

CONTROL DE MALEZAS CONTROL DE PLAGAS Y ENFERMEDADES

Medidas preventivas

Enfermedades Enfermedades no infecciosas Plagas

FERTILIZACIÓN EL CULTIVO Y HABITAT DE LOS PRINCIPALES GÉNEROS DE PALMAS

ENCONTRADAS EN TABASCO -------------------------------------------------------------

Chamaedorea sp. Acrocomia Caryota Sabal Scheelea Washingtonia Phoenix Chrysalidocarpus Butia Coccotrinax Pritchardia Veitchia Brahea Ptychosperma Roystonea

CULTIVO DE STRELITZACEAE (Ave de Paraíso)

Importancia Descripción botánica Fenología

PROPAGACIÓN Y CULTIVO

Macropropagación Micropropagación Requerimientos edáficos Requerimientos climáticos Preparación del terreno Arreglo topológico y transplante Labores culturales

PROBLEMAS FITOSANITARIOS

Plagas Enfermedades Daños foliares

CULTIVO DE ARÁCEAS

Importancia Requerimientos edáficos Requerimientos climáticos

TÉCNICAS DE CULTIVO

Propagación Acondicionamiento del material a propagar Plantación

ENFERMEDADES

Enfermedades en las hojas Pudriciones de cormos después de la cosecha

ANTURIO ( Anthurium andreanum)

Importancia Requerimiento de sombra Requerimiento de temperatura Requerimiento de sustrato Plantación Fertilización Enriquecimiento con CO2 Enfermedades Podas Producción Factores precosecha Cosecha Prácticas postcosecha Clasificación

ZANTEDESCHIA Spp

Origen e importancia Propagación Cultivo

CULTIVO DE ZINGIBERÁCEAS

Origen e importancia

REQUERIMIENTOS AMBIENTALES

Luz Altitud Humedad Temperatura Suelos


Propagación Arreglo topológico Fertilización Enfermedades Plagas Cosecha Prácticas postcosecha

CULTIVOS DE HELICONIAS

Descripción botánica

CONDICIONES AMBIENTALES PARA EL CULTIVO

Luz Temperatura Requerimientos de suelos


Propagación Arreglo topológico Fertilización Riego Control de plagas Enfermedades Cosecha Práctica postcosecha

BIBLIOGRAFIA

PRESENTACIÓN

El Trópico Húmedo es la región de la tierra más rica en biodiversidad, alberga más del 50% de todas las especies de plantas y animales del mundo.

En el Sureste de México se estima que existen aproximadamente 10,000 especies vegetales, siendo Tabasco por su ubicación geográfica dentro del trópico húmedo, el estado que presenta la mayor diversidad genética principalmente en plantas con alto valor comercial como son las ornamentales. Dentro de estas sobresalen especies ornamentales como Bromelias, Musáceas, Heliconias, Zingiberáceas, Estrelitzáceas, Passifloras, Bambú y Papiveráceas, de las cuales en su mayoría no han sido explotadas de manera racional y eficiente, siendo que representan un fuerte potencial de ingresos para los productores.

El potencial económico de las plantas ornamentales tropicales, radica indudablemente, en los bajos costos de los sistemas de producción, porque no se invierte en invernaderos sofisticados como ocurre en condiciones de clima templado y a la productividad de los mismos, debido a que la producción básicamente es durante casi todo el año.

En el marco de estas consideraciones, la transferencia de tecnología se presenta como un factor preponderante para acelerar la reactivación productiva y económica del campo tabasqueño, como una estrategia del Gobernador del Estado, Lic. Manuel Andrade Díaz, de impulsar la diversificación del sector productivo, para desarrollar nuevas formas de producción que fortalezcan el mejoramiento socioeconómico de los productores del Estado.

“El Cultivo de Plantas Ornamentales Tropicales” es otro esfuerzo editorial que deriva de la coordinación de acciones entre el Gobierno del Estado, a través del Instituto del Trópico Húmedo y el Colegio de Postgraduados, Campus Tabasco.

Con estos apoyos fortaleceremos la diversificación de la producción primaria de Tabasco en el desarrollo, transferencia y uso de la mejor tecnología.

MVZ. Vladimir Bustamante Sastré Director General

mnn

El Cultivo de Plantas Ornamentales Tropicales Introducción

os estados de la República Mexicana ubicados en el Sureste cuentan con la mayor diversidad de plantas, pues de las 30,000 especies vegetales estimadas en nuestro país, más del 30% (10,000) se encuentran en esta

región. Tabasco presenta mayor diversidad genética que Campeche, Quintana Roo y Yucatán juntos (2,500 a 5,000 especies contra 2,100) ( Guadarrama et. al. 1987).

Muchas de estas plantas tienen valor como ornamentales, sobresaliendo especies pertenecientes a la familia de las palmas, orquídeas, bromelias, musáceas, heliconias, zingiberáceas, estrelitzáceas, passifloras, bambús y papiveráceas, que en su mayoría están sin explorarse de manera racional y eficiente (Toledo, 1988).

En la actualidad la explotación de la mayoría de las especies ornamentales del trópico mexicano está basado en la recolección de plantas, siendo esta actividad tan intensa que las reservas naturales existentes están considerablemente alteradas (Gómez, 1994).

No obstante que las especies nativas con potencial ornamental han sido poco estudiadas y, que la existencia de tecnologías propias para el adecuado uso y manejo de estas especies es escaso, su importancia no pasa desapercibida en muchas ciudades del mundo, puesto que algunas especies utilizadas son tan apreciadas que constituyen la insignia local o nacional, como es el caso del Árbol del Tule (Taxodium mucronatum) en Oaxaca, México (Marín, 1993).

Las selvas del Sureste son fuentes de gran diversidad genética de especies ornamentales que han sido utilizados sólo en una pequeña parte, representando un gran potencial de ingresos importantes para sus propietarios. Esta amplia biodiversidad vegetal es atribuible a las diferentes condiciones de temperatura y precipitación que interactúan con los componentes del suelo y altitud. La conjunción de estos factores originan condiciones naturales que hacen que el Sureste de México posea un alto potencial para la explotación comercial de ornamentales de un gran número de especies.

El potencial económico de las plantas ornamentales tropicales radica indudablemente, en los bajos costos de los sistemas de producción que se establezcan, principalmente porque no se invierte en invernaderos sofisticados como ocurre bajo condiciones de clima templado; otra ventaja de los sistemas de producción de ornamentales tropicales sería la gran productividad de los mismos, debido a que la producción básicamente es durante casi todo el año (Gómez, 1994; Yánez, 1994).

L

Los altos costos de producción, particularmente el costo de calentamiento de invernaderos en Europa y Norteamérica, han obligado a los viveristas de estas regiones a poner mayor énfasis en la importación de plantas ornamentales. Respecto a la importación de flor de corte de especies tropicales y subtropicales, en Estados Unidos destacan Anturios, Orquídeas, Heliconias y Ave del Paraíso, que conjuntamente representaron un consumo de 266 millones de dólares en 1990.

Nuestras exportaciones de flores y ornamentales a Estados Unidos son muy reducidas, no obstante, a nuestra ventaja geográfica respecto a otros países como Holanda y Colombia; no obstante también que las cotizaciones en dicho mercado sean muy superiores comparadas con los nacionales. Mientras un tallo de Ave del Paraíso se vende en el Distrito Federal al mayoreo a 0.30 dólares , el mismo tallo en Nueva York vale 1.75 dólares, los tallos de la flor provenientes de Francia y Hawaii se cotizan a 2.50 y 2.00 dólares, respectivamente.

CULTIVO Y MANEJO DE ORQUIDEAS

Importancia

Se tienen referencias del uso de las orquídeas en China, 2,800 años antes de cristo, pero la evolución en la explotación de estas plantas de un pasatiempo a la producción comercial, fue muy lenta. Fue hasta 1821, cuando se inició su cultivo comercial en invernaderos cerca de Londres. Para 1913, se inauguró en Singapur el invernadero Sun Kee para producir orquídeas para venta de flor cortada, mismo que aún esta en producción (Sessler, 1978).

Las orquídeas adquieren cada vez mayor apreciación popular. Durante los últimos años, más clientes descubren el uso de las orquídeas como plantas de interior. Hasta 1984, la oferta de orquídeas era sobre todo de plantas Cymbidium. Desde ese año se han introducido otros géneros. Es evidente que nos encontramos en las primeras etapas de una prometedora fase de progreso. Además de nuevas variedades y formas, otros géneros, están empezando a interesar como se observa en el cuadro 1.

Actualmente, Estados Unidos, Inglaterra, Francia, Japón, China, Tailandia, Australia, Hawai y Singapur han puesto mayor interés por el cultivo y explotación de orquídeas. México por presentar condiciones adecuadas para impulsar este sistema productivo, puede y debe formar parte en esta rama de la floricultura, protegiendo, propagando, hibridizando y exportando las orquídeas mexicanas, debido a que nuestro país presenta una gran diversidad, ya que se han reportado más de 1,000 especies las cuales la mayor parte coexisten en regiones de clima tropical (Melamhed, 1993).

Cuadro 1. Gama de géneros de orquídeas con mayor demanda.

Género Oferta (plantas)

% de la oferta total de

orquídeas

Ventas (florines holandeses)

Precio medio/planta

Cymbidium 1,206 41 12,383 1.027

Phalaenopsis 1,205 41 9,093 0.755

x Vuylstekeara 262 9 2,392 0.913

Paphiopedilum 160 6 1,468 0.916

Miltonia 8 - 62 0.751

Cattleya 4 - 39 0.996

Otras 1 3 580 0.573

Total 2,846 100 26,017 -----------

Morfología de las orquídeas Para familiarizarse con estas plantas, es necesario conocer las características morfológicas, mismas que son importantes para colectar y realizar cruzas entre ellas. Existen ciertas características que separan a las orquídeas de todas las demás flores en el reino vegetal (Tom y Sheenan, 1979):

1. Flores Zigomórficas. Al cortarse longitudinalmente se obtienen dos mitades iguales, si se cortan en cualquier otro plano resultan dos partes diferentes.

2. Órganos sexuales unidos en una sola estructura cerosa. ( columna o ginandrio). Si se jala la parte frontal de ésta, se desprende una funda que contiene el polen (la superficie brillante de la columna es el polen).

3. Polen agrupado en sacos. De 2 a 8 según la especie, llamados polinias; las orquídeas primitivas no tienen polinias y el polen está suelto. Las polinias se unen en su parte superior por una sustancia pegajosa.

4. Rostelo. Es el área divisoria entre anteras y pistilo, por lo que evita la autopolinización; además, dispersa una sustancia viscosa en la espalda de cualquier insecto en contacto con él.

5. Semillas. El número de semillas existentes en una cápsula varía de miles a millones. Estas no poseen sustancias de reserva o tejidos de almacenamiento.

Figura 1. Partes florales (Tom y Sheehan, 1979).

Otras Características

a. Labio ó labelo. (pétalo modificado siempre más vistoso), donde se sitúa la columna (Lang, 1980).

b. Resupinación. En estado inmaduro, el labelo se localiza en la parte inferior, y cuando madura gira 180º para situarse en la parte de arriba. Para saber si una flor tuvo resupinación, la columna tendrá unas rayas marcadas en la parte frontal (Lang, 1980).

c. Espuelas. La flor puede también poseer unas estructuras como “espuelas” donde guarda el néctar (Arditti, 1982).

d. El fruto (cápsula). El fruto es dehiscente, es decir, tira las semillas una vez que madura (Arditti, 1982).

Hábitat

Las orquídeas se distribuyen desde Alaska hasta los trópicos; en los trópicos es común encontrarlas en los árboles nativos de ahí, preferentemente caducifolios (López, 1995; Shuttleworth at. al. 1989).

De acuerdo al lugar donde crecen, las orquídeas se clasifican de la siguiente manera:

Terrestres. Se desarrollan en el suelo.

Epifitas (no parásita). Utiliza al árbol como soporte para crecer, la mayoría de las orquídeas tropicales se sitúan en esta categoría.

Litofíticas. Crecen sobre rocas.

Tipo de Crecimiento

Las orquídeas se pueden caracterizar por su hábito de crecimiento en dos grandes grupos:

a. Monopodial. Un solo tallo erecto con flores axilares. Las raíces aparecen cada vez más arriba, produciéndose a lo largo del tallo raíces aéreas. No tiene rizomas ni pseudotallos, no hace crecimiento repetidos, sino tiene un crecimiento continuo. Tienen hojas alternas en pares por todo el largo del tallo. Entre las orquídeas de crecimiento monopodial tenemos: Vanda, Phalaenopsis, Agraecum, Aerides, Renanthera, entre otras.

b. Simpodial. Rizoma horizontal con crecimientos verticales (pseudobulbos), y floración en el ápice terminal o en los laterales. Las raíces nuevas aparecen en la parte frontal y se expanden horizontalmente, por lo tanto, este tipo de

plantas se deben colocar en los márgenes de las macetas para utilizar el 100% de ellas. Como representante de este grupo encontramos a las Cattleyas, Cymbidium, Brassavolas, Laelias, Epidendrum, Odontoglossum, Oncidium, Dendrobium, etc.

Hoja nueva

Yema floral

Hoja

Tallo

Raíces aéreas

Raíces

Yema floral

Hoja

Vaina

Pseudobulbo

Cubierta protectora del nuevo Pseudobulbo

Raíces

Rizoma

REQUERIMIENTOS PARA EL CULTIVO DE ORQUÍDEAS

Luz y temperatura

Estos son los factores más importantes, pues realmente determinan, si se puede o no cultivar orquídeas. En base a estos requerimientos, las orquídeas se clasifican de la siguiente manera, según Sander (1979):

Grupo X. Son orquídeas tipo xerófitas. Toleran el sol y resisten la sequía por periodos prolongados; son recomendables para sitios muy soleados (1,000 a 2,000 pies candelas), secos y tibios, con ciertos extremos de temperatura (10 – 28ºC). Las especies que se encuentran dentro de este grupo son:

Brassavola glauca Laelia aromática Mormodes collosus Híbridos de Cattleya Laelia autmmnalis Odontoglossum sp Dendrobium nobile Lycaste cruenta Oncidium incurvum Epidemdrum atropurpureum Lycaste deppei Oncidium varicosum Ionopsis paniculata Lycaste skinneri O. wentworthianum Laelia anceps

Grupo M. Orquídeas que se desarrollan bien en presencia de humedad. Deben

mantenerse en un recipiente húmedo y, sobre un estante, o en un espacio que reciba de 700 a 1,500 pies candelas de intensidad luminosa y con una temperatura mínima de 15 a 16º C. Las especies que se encuentran dentro de este grupo son:

Aerides odoratum Laelia dayiana Cattleya skinneri Laelia pumila Cattleya londdigesii Miltonia vexillaria

Grupo N. Pertenecen a este grupo, las orquídeas que requieren sombra

permanente (desarrollan máximo a 1,000 pies candelas de intensidad luminosa) y temperaturas constantes entre 10 y 15º C. Las especies que se encuentran dentro de este grupo son:

Masdevallia coccinea Oncidium ornithorynchum Masdevallia schroederiana Oncidium sphacelatum Masdevallia tovarensis Renanthera imschootiana Maxillaria sanderiana Sobralia macranta Maxillaria tenuifolia Sobralia xantholeuca Odontoglossum pulchellum Vanilla planifolia

Ventilación Los requerimientos de aireación están íntimamente ligados a la humedad ambiente, misma que está en función de la frecuencia de los riegos y de la precipitación.

El aire disminuye el calor intenso del sol y provee el bióxido de carbono para la fotosíntesis; por lo tanto, debe ser húmedo y estar a la misma temperatura en que estén las orquídeas en cultivo. También deben evitarse los vientos calientes y secos, así como la exposición directa de las plantas a las corrientes de aire, para que no se presenten daños en sus tejidos y/o en el crecimiento de raíces y prevención de enfermedades fungosas y bacterianas (Lang, 1980).

Riego

Por las características de estas plantas, su cultivo depende en gran medida del momento óptimo para la aplicación del agua, así como de la cantidad suministrada en cada riego. Frecuentemente, la mayoría de las orquídeas mueren por sobrerriego que por cualquier otro factor.

Para regar adecuadamente las orquídeas es necesario considerar la especie, etapa de desarrollo, condiciones de luz, aireación, tipos de recipiente, medio de cultivo, edad del medio, época del año y clima del lugar.

La mejor práctica para asegurar que todas las plantas se riegan apropiadamente, es agruparlas por tamaño de macetas, tipo de planta y sustrato. En orquídeas tropicales, el intervalo de riego es cada tres días. Las estructuras para producción de orquídeas deben facilitar y resistir la entrada de agua de lluvia (López et. al. 1995).

Clasificación de Orquídeas en base a sus requerimientos de riego y sustrato

El drenaje es lo más importante en la producción de orquídeas. La mayoría de las plantas mueren por exceso de agua; para humedecer las plantas debe simularse la lluvia, es decir, que humedezca sin inundar, se busca que el agua corra a través del sustrato (Cuadro 2).

Clasificación del Agua a Utilizar en el Riego de Orquídeas

Una característica importante del agua a utilizar en el riego de orquídeas es el contenido de sales, de la cual se tiene la clasificación siguiente (Cuadro 3).

Determinación del Momento de Riego Durante la fase vegetativa, las orquídeas se regarán periódicamente. En el periodo de reposo, los riegos se harán más espaciados, permitiendo que la planta seque entre un riego y otro, pues algunas especies necesitan una temporada seca para florear. Se ha demostrado que el llevar la planta a un estado de sequedad, la induce a formar nuevas raíces para buscar más agua; debe protegerse la superficie del sustrato, para evitar evaporación.

Cuadro 2. Clasificación de orquídeas según sus necesidades de riego y sustrato.

Grupo de Orquídeas Géneros Tipo de Sustrato

Terrestres

Humedad alternada

De pseudobulbos subterráneos: (Spiranthes, Bletia, Gobenia, Habenaria).

Humus o tierra arcillosa

Humedad continua Sin pseudobulbos y raíces pubescentes o glabras (Cymbidium, Leupedilum, Phragmipedium)

Material con buena o alta humedad constante.

Epífitas

Humedad alternada

De raíces gruesas y lisas (Cattleya, Encyclia, Epidendrum, Barkeria, Vanda).

Con buen drenaje, la humedad constante evita el desarrollo de raíces o las destruye.

Humedad continua De raíces delgadas, suaves y lisas (Odontoglossum, Pleurotallis, Stelis, Cattleya).

Que permita la humedad constante, pero asegure un buen drenaje y ventilación de raíces.

Cuadro 3. Clasificación del agua a emplear en el riego de orquídeas.

Contenido de Sales (ppm) Calidad

< 125 Excelente 125 – 500 Buena 500 – 800 Regular

> 800 No Utilizar

Para determinar la necesidad de agua en una planta que está en un recipiente

cualquiera, existen diversas maneras, como por ejemplo: cuando el sustrato está seco, la maceta pesa menos y requiere agua; si se introduce un lápiz recién afilado y la punta sale seca, la planta requiere agua; si se levanta la maceta y se observa un círculo húmedo, no es necesario regar. Si el pseudobulbo está turgente o deshidratado, indica el momento de regar; también pueden observarse las raíces, si se notan un tanto marchitas, indican que se debe regar de inmediato.

No es necesario regar diario, pero cuando se riegue simular una lluvia fuerte. Existen diversas formas de hacer llegar el agua a las plantas como son: mediante regadera manual, manguera, aspersión, goteo o nebulización. El emplear uno u otro método dependerá de la cantidad de plantas y de la disponibilidad de capital. Independientemente del método de irrigación, en estas plantas se requiere regar diariamente el piso y demás estructuras en que se encuentran, durante la temporada de sequía, es decir, en los meses de Marzo a Mayo; y cada 3 – 4 días en la temporada de nortes de Octubre a Febrero; y durante la temporada de lluvias, de Junio a Septiembre, se debe observar que el agua precipitada alcance el sistema radical de las plantas, pero sin llegar a inundar el contenedor.

El mejor momento para regar es en las horas frescas de la mañana, o al iniciar la tarde, con el objeto de evitar humedad en las hojas durante la noche, pues se presentarían problemas por quema y en general fitosanitarios, cuando los rayos del sol incidan directamente sobre la superficie foliar, al día siguiente. Además, durante el riego, si las plantas están en floración debe evitarse que el agua caiga directamente sobre ellas, pues se manchan y pudren rápidamente disminuyendo su duración y vistosidad.

FERTILIZACIÓN

Los programas de fertilización recomendados para orquídeas son muchos y con frecuencia confusos. En estudios nutrimentales con plantas maduras cultivadas en grava, se ha visto que las orquídeas desarrollan bien en medios inertes con aplicaciones regulares de soluciones nutritivas. Así mismo, por el lento desarrollo de estas plantas, se ha sugerido que sus requerimientos de fertilización son mínimos, aunque por otro lado, recomiendan hasta 5 aplicaciones por mes para un mejor crecimiento y floración.

Los programas de fertilización deben tomar como criterio las condiciones climáticas regionales, puesto que por ellas en alguna zonas, se presenta una etapa de crecimiento determinado y una etapa de dormancia (caída de hojas); si se fertiliza en la segunda etapa sólo habrá crecimiento vegetativo, sin floración. Anteriormente no se fertilizaban las orquídeas, pues se consideraba innecesario, sin embargo, ahora se sobrefertiliza.

Abonos Orgánicos

Considerando que los abonos orgánicos no se descomponen rápidamente, pueden recomendarse para orquídeas:

Abono de caballo. En Australia, Cymbidium desarrolla bien en este tipo de materia orgánica.

Corteza. Cuando las orquídeas desarrollan en corteza fina de abeto, es necesario complementar con algún fertilizante nitrogenado.

Algunas desventajas de los fertilizantes orgánicos son que poseen patógenos y mal olor, por lo cual se hace necesario someterlos a un tratamiento físico o químico para su desinfección y, por lo tanto, disminuyen su utilidad.

Fertilizantes Inorgánicos

Cuando se utiliza este tipo de fertilizante se debe considerar el tipo de sustrato. Si se tiene uno orgánico y se fertiliza con inorgánicos, el sustrato se va a degradar. Cuando las orquídeas desarrollan en corteza fina de abeto requiere más nitrógeno (Kreij y Van Dan Berg, 1990).

Los fertilizantes comparados con los sustratos tienen una mayor efecto sobre el crecimiento. De los nutrimentos básicos para todas las plantas, la concentración de nitrógeno es el factor más importante en el crecimiento de orquídeas. En Cymbidium, promueve crecimiento vegetativo, pero reduce el número de espigas florales, por lo cual, es mejor aplicar un nivel alto de éste durante el crecimiento vegetativo y omitir la fertilización, durante la emergencia de yemas generativas. La concentración idónea de nitrógeno es de 50 a 100 ppm, recomendándose iguales concentraciones para potasio (K), pues los niveles de 200 ppm o más, disminuyen la concentración de Calcio (Ca) y Magnesio (Mg) en las hojas (Kreij y Van Dan Berg, 1990).

Cuadro 4. Dosis óptima de nutrimentos para diferentes orquídeas (Arditti, 1982).

Género pH Concentración nutrimental( %)

Relac. Nutrim. N : P 2 0 5 : K 2 0

Cattleya 4.0 1.0 – 2.0 1.0: 0.4: 0.75 Cymbidium 5.0 2.0 1.0: 0.4: 0.75 Paphiopedilum 5.5 – 6.5 0.5 1.0: 0.8: 1.0 Phalaenopsis 1.0 – 1.5 1.0 – 1.5 1.0: 0.8: 1.0

En las plantas que presentan una etapa de dormancia (caída de hojas) se

recomienda aplicar la fórmula 3:1:1 en el periodo de crecimiento activo. La dormancia se presenta durante los periodos secos y se detecta por la caída de hojas; cuando llueve, las plantas reverdecen y viene la brotación (Poole y Seeley, 1978; Sessler, 1978).

Existen diferentes presentaciones de fertilizantes químicos, en las cuales estos ya vienen preparados para su aplicación directa en la planta. Entre los muchos productos disponibles en el mercado, están los siguientes:

a) Osmocote. El osmocote es de lenta liberación y se emplea en dosis iguales que los fertilizantes foliares, aunque puede afectar de manera adversa el crecimiento de las raíces, si su aplicación no es adecuada.

b) Los foliares pueden complementar al osmocote, mezclado éste adecuadamente con el sustrato. Es más recomendable utilizar este tipo de fertilizantes, ya que las plantas responden de una manera rápida; por otro lado, a veces se piensa que los fertilizantes de lenta liberación aún están activos y no es así.

c) Recomendaciones para una fertilización regular. Utilizar un fertilizante con una relación de 1:1:1 de N- P2O5- K2O que puede ser un fertilizante que contenga 10-10-10; 17-17-17 ó 20-20-20 de los mismos nutrientes. El nitrógeno ayuda al crecimiento, el fósforo a la producción de flores y frutos, el potasio ayuda en la etapa de desarrollo, da resistencia a la planta en los periodos muy fríos o muy secos.

d) En Guatemala, en la etapa de crecimiento aplican de 0.5 a 0.6 gramos de N- P2O5- K2O por litro de agua, distribuyéndolo como riego normal cada 8 ó 15 días, regada a la base de los tallos y raíces o regadas sobre toda la planta. Cuando las

plantas comienzan a formar sus yemas florales cambiar la dosis a 1.2 gramos de triple 17 por litro de agua, distribuyéndolo en la misma manera.

Uno de los aspectos de la fisiología vegetal, a tener en cuenta, en la producción comercial de orquídeas tropicales, es la nutrición mineral de éstas.

El sustrato nutritivo o de germinación, además de contener los elementos minerales debe contener azúcares, para suplir a la planta en germinación hasta que esta tenga suficiente clorofila para producir sus propios azúcares, ya que las semillas no contienen endospermas.

Uno de los trastornos fisiológicos más frecuentes en orquídeas, es la falta de Calcio, especialmente en muchas variedades de crecimiento activo, cuando el clima es cálido. Las hojas jóvenes y los brotes nuevos de Cattleya se vuelven negros, comenzando cerca de la punta y progresando hacia el tallo. Las hojas inmaduras toman un color negro y se caen. Cuando la deficiencia es mayor, los pseudobulbos jóvenes se vuelven negros. Un halo delgado y amarillo se presenta en la hoja precediendo al área negra. Una aplicación de calcio corrige este trastorno. El calcio se puede proporcionar a través de cal agrícola.

REQUERIMIENTOS DE CULTIVO PARA LOS GÉNEROS DE ORQUÍDEAS DE TABASCO

En el cuadro 5, se muestran las principales necesidades para el cultivo apropiado de algunos géneros de orquídeas de Tabasco (Tom y Sheehan, 1979).

CONTENEDORES

El tipo de recipiente a utilizar depende del tipo de crecimiento de la planta, dentro de los principales se tienen (Lang, 1980):

a) Plástico. Al ser un producto más comercializable, su costo es económico; además resulta práctico por ser menos pesado. Otra característica de este material, es su alta captación y retención de calor.

b) Arcilla. Respira mucho, pero posee mayor retención de humedad que el anterior, por lo cual existe menos riesgo de pérdida de raíces, y es más pesado.

c) Cemento. Se utiliza en Hawaii por su peso, para que la planta no se caiga.

d) Canasta de Mimbre. Muy poroso, retiene demasiada humedad lo que disminuye su durabilidad.

El tamaño de las macetas o contenedores depende de la especie y de la edad de la planta, por ejemplo, Sobralia requiere una maceta más grande cada año. El diámetro óptimo para la mayoría de las especies manejadas es de 30 centímetros.

Cuadro 5. Requerimientos de cultivo para algunos géneros de orquídea.

Género Temperatura (ºC )

Luz (Pies candelas)

Humedad (%) Fertilización

Bletia 15 2400 - 3600 40 - 60 Mensual 1:1:1 Brassavola 15 – 18 2400 - 3600 40 - 70 Mensual Brassia 15 – 21 2400 - 3600 40 - 70 Mensual Cattleya 15 – 18 2400 - 3600 40 - 70 Mensual Chysis 15 – 21 2400 - 3600 40 - 70 Mensual Cycnoches 15 2400 - 3600 40 - 70 Mensual 1:1:1 Cyrtopodium 10 - 21 2400 - 3600 40 - 70 Mensual Epidendrum 10 - 21 2400 - 3600 40 - 70 Mensual Góngora 15 – 21 2400 - 3600 40 - 70 Mensual Isochilus 13 – 15 2400 - 3600 40 - 60 Mensual Hexisea 15 – 18 2400 - 3600 40 - 60 Mensual Laelia 15 – 18 2400 - 3600 40 - 70 Mensual Lycaste 15 – 18 2400 - 3600 40 - 60 Mensual Maxillaria 15 – 21 2400 - 3600 40 - 70 Mensual Mimercophyla 15 – 21 2400 - 3600 40 - 70 Mensual Oncidium 15 – 21 2400 - 3600 40 - 70 Mensual Stanhopea 15 2400 - 3600 40 - 60 Mensual 1:1:1 Zygopetalum 15 - 21 2400 - 3600 40 - 70 Mensual

Nota: Donde no se indica la dosis de fertilización, ésta depende del medio de cultivo.

SUSTRATO O MEDIO DE CULTIVO

Características de los Sustratos

Los materiales que forman el medio de cultivo y las características de éste dependen de las especies que se van a cultivar, pero siempre deben cumplirse la mayoría de los requisitos siguientes (Lang, 1980; Sessler,1978 y Arditti, 1982).

a) Drenaje adecuado. La mayoría de las plantas requieren riegos abundantes, pero no soportan encharcamientos, por lo tanto, el agua no debe quedar estancada en el fondo de la maceta.

b) pH. Mediante ensayos experimentales se ha determinado que la mayoría de orquídeas desarrollan mejor en un sustrato que posea un pH de 5.6.

c) Buena duración. Lo ideal es un medio que tarde en descomponerse, exigiéndose como mínimo 2 a 3 años para evitar reenmacetar con mucha frecuencia. En condiciones tropicales el sustrato se cambia cada 1 ó 2 años.

d) No liberar toxinas tóxicas. Como sucede con algunos sustratos orgánicos.

e) Evitar infestación de insectos, bacterias y hongos. Ciertos materiales sirven como nido de estas plagas (por ejemplo, cascarilla de cacao), mientras que otros

actúan de barrera natural (por ejemplo el poliestireno expandido) además no deben emplearse en demasía productos químicos.

f) No acumular sales. En grandes cantidades la sal quema las puntas de las raíces jóvenes. El barro y las piedras porosas acumulan sales de los fertilizantes y agua, sobre todo, cuando éstas son muy duras.

g) No dañar las raíces. Muchos materiales se adhieren bastante a las raíces, y al transplantar éstas se dañan. Es recomendable utilizar un material que se suelte fácilmente.

h) Bajo costo. Los materiales que se posean en la región resultan económicos.

i) Ser abundante o de preferencia de deshecho. No utilizar materiales que agoten un recurso natural como el maquique, hapuu o helecho arborescente conocido comercialmente como Mexi-fern, el cual es de muy lento crecimiento y en algunas zonas de México, ya se ha agotado. De los deshechos industriales que pueden emplearse como sustrato están: desperdicio de corte de madera (corteza), fibra de coco, poliestireno expandido y cascarilla de arroz.

j) Ser fácil de conseguir. A veces la disponibilidad de los materiales es escasa, por lo cual se utilizan otros menos apropiados. Si se desea exportar, el medio no debe contener suelo.

Por lo anterior, se hace necesario realizar investigación para producir correctamente sustratos adecuados.

Sustratos Alternativos

Otros sustratos alternativos son troncos de árboles sobre los cuales viven las orquídeas en hábitat natural; entre éstos y otros que se han probado exitosamente se encuentran (López et. al., 1995):

a) Jícara (Crescentia cujeta) para Mormodes, Rincholaelia glauca, Laelia, Oncidium ascendens, Oncidium sphacellatum, Brassavola nodosa, Mimercophyla tibicinis, Cattleya aurantiaca, Ionopsis.

b) Chipilcoite (Diphysa robinioides) para Encyclia radiata, E. adenocarpon, Mormodes, Rincholaelia glauca, M. tibicinis, Oncidium cartagenense, Maxillaria, Epidendrum.

c) Cocoite (Gliricidia sepium) para Catasetum, Oncidium cavendishianum, O. Sphacellatum, M. Tibicinis, C. aurantiaca.

d) Mangle rojo (Rizophora mangle) para B. nodosa.

e) Cacao (Theobroma cacao) para Encyclias, Oncidium, Pleurotallis, Zigopetallum.

f) Guázimo (Guzzuma ulmifolia) para Oncidium, Laelia, Ryncholaelia, Maxillaria, Epidendrum, Nidema boothii.

g) Encino (Quercus rubrus) para Encyclia radiata, Laelia, Brassia verrucosa, Oncidium leuchochillum, Lycaste aromática, Cattleya aurantiaca.

h) Macuilí ( Tabebuia rosea) para Encyclia belizencis, E. adenocarpon.

i) Zapote de agua (Pachyra acuática) para Mormodes, Mimercophyla, Encyclia cochleata. E. pterocarpa.

j) Samán (Pithecellobium saman) para Laelias, Mimercophyla, Stanophea.

k) Mezquites para Laelia, Brassavola.

l) Aguacate (Persea americana) para Epidendrum ciliare.

m) Guate para Isochillus major.

n) Cedro (Cedrella adorata) para Cattleyas Encyclias.

o) Guayabo (Psidium guajaba) para Ionopsis utricularioides.

p) Naranjo (Citrus sinensis) para Oncidium, Trigonidium.

q) Ceiba (Ceiba petandra) para Mimercophyla.

r) Tatúan para la mayoría de las especies.

La producción de estos sustratos es otra actividad paralela en la explotación de orquídeas y otras epifitas, ya que deben producirse exprofeso para explotaciones comerciales.

Sustratos convencionales

En un inicio el sustrato más utilizado fue el helecho Osmunda, ahora se emplea musgo Sphagnum (Paxcle). Este sustrato en Hawaii lo importan de Nueva Zelanda a un precio muy alto (Poole y Sheehan, 1977).

a) Fibra de helecho arborescente o maquique (Cyatea sp), con el inconveniente que al igual que los sustratos anteriores, su precio se ha elevado por la conservación del medio ambiente.

b) Rocas molidas finamente, aunque en Filipinas se emplean sin moler pues son porosas. En México, el tezontle funciona con la mayoría de los géneros de importancia económica (López et. al., 1992).

c) Fibra de coco después de lavar de 6 a 10 veces para eliminar fenoles que pudieran estar presentes.

En plantaciones comerciales se recomienda emplear sustratos que garanticen la calidad, sustratos semejantes a los utilizados para plantas de follaje, tales como perlita, vermiculita, roca volcánica, musgo blanco y corteza (Tom y Sheehan, 1979).

Propiedades físicas de los sustratos empleados en los viveros

La buena aireación y drenaje son las características físicas más importantes del suelo para el crecimiento de plantas en contenedores. Las paredes y el fondo restringen el drenaje del agua y puede presentarse encharcamiento, especialmente en la parte inferior de la maceta, siendo ésta la razón por la cual un sustrato debe poseer una mejor aireación en comparación con el suelo del campo. A continuación se citan las propiedades físicas de algunos sustratos que han dado buenos resultados para el cultivo de orquídeas (Cuadro 6).

La Porosidad total (P.T) se determinó mediante el método estándar de densidad de partículas.

La densidad total (D.T) se obtuvo conociendo el peso o masa (m) de un volumen (v) determinado, y utilizando la formula: D = m /v

Cuadro 6. Propiedades físicas de los sustratos utilizados en orquídeas (tomado de

Bearsell. et al. 1979).

Sustrato P.T. % A.P. D.T. % R.H. Peat Moss 95.7 34.9 0.09 55.4

Paja 87.6 30.9 0.24 37.4 Aserrín 85.7 40.3 0.16 32.2 Corteza 77.4 30.0 0.29 25.9

Roca 59.7 25.7 1.21 27.3 Arena 40.7 18.6 1.56 16.7

PM/Ar 68.2 20.6 0.81 35.5 PA/Ro 78.5 24.4 0.61 41.3 Pa/Ar 61.5 21.2 0.94 23.3 Pa/Ro 74.1 26.7 0.71 33.0 Co/Ar 58.0 24.7 0.96 17.9 Co/Ro 68.3 28.7 0.74 24.4 As/Ar 63.9 29.9 0.88 22.4 As/To 74.1 30.5 0.66 29.9

Nota: Los sustratos referidos son:

Arena de río lavada (Ar) con tamaño igual o menor a 3 mm. Roca volcánica (Ro) de tamaño igual o menor a 6 mm.

Corteza de Pinus radiata (Co) de tamaño igual o menor a 6 mm. Paja de amapola (desperdicios) (PA). Aserrín fresco de Eucaliptus regnas (AS). Peat moss (turba de pantano) (PM). Las mezclas se elaboraron en una porción de 1:1.

La porosidad de aire (P.A) se obtuvo después de drenar a partir del punto de

saturación con la fórmula:

P.A.= PT- (Pw / Dw x Vs); con P.A.= % de poros de aire. Pw = Peso del agua, P.T.= % total de poros. Dw = Densidad del agua y Ds= volumen del sustrato. R.H.=Humedad relativa.

Sustratos específicos para algunos géneros de Orquídeas

En el cuadro 7, se recomiendan algunas mezclas de sustratos para géneros específicos de orquídeas.

Cuadro 7. Medios de cultivo para algunas orquídeas.

Género Mezcla de Sustratos

Cattleya, Laelia, Dendrobium y enrraizamiento rústico de Oncidium

Corteza y musgo (3:1)

Plántulas de Cattleya, Odontoglossums y enrraizamiento de Oncidium sp; y géneros de crecimiento pequeño.

Musgo fresco y fibra de osmunda (1:1), agregando un poco de turba para

Odontoglossums. Paphiopedilum, con hojas moteadas. Osmunda: Musgo (2:2) Paphiopedilum de hojas verdes y Cimbidium. Osmunda cortada finamente: Musgo

ligeramente cortado: trozos de polipropileno: Turba: Carbón, (2:2:2:2:1).

Calanthes, Phaius, Thunias, Pleiones. Arcilla: Arena: Musgo (4:1:1). Aeride, Vanda y Renanthera Corteza gruesa: composta tamizada: Carbón:

Musgo (2:2:1:1) (Arditti, 1982)

PROPAGACIÓN Para la multiplicación de orquídeas existen dos métodos: la macropropagación y la micropropagación.

Micropropagación de Orquídeas

La micropropagación de estas plantas, puede dividirse en dos grupos en base al objetivo del trabajo y al explante. Un primer grupo es la micropropagación sexual

(germinación de semillas), y el segundo corresponde a la propagación asexual mediante el cultivo de tejidos.

Germinación de Semillas

La reproducción de orquídeas bajo condiciones naturales es difícil, debido a que en muchas especies raramente se forman las cápsulas a causa de la baja polinización y fertilización de óvulos. Adicionalmente, las semillas de orquídeas presentan requerimientos climáticos y bióticos (micorrizas) muy particulares, por lo que menos del 5% de éstas germinan. Este bajo porcentaje de germinación, también se atribuye al tamaño sumamente pequeño que poseen las semillas, así como a la falta de endospermo en éstas. Sin embargo mediante el cultivo in vitro de embriones se tiene un control de las condiciones ambientales, y los medios de cultivo posibilitan la germinación asimbiótica de la semilla al abastecerla de los nutrimientos indispensables para realizar este proceso.

Para tener éxito en el cultivo in vitro de semillas de orquídeas se deben considerar diferentes factores tales como el medio de cultivo, condiciones de luminosidad, características del material a utilizar, etc.

Edad de la Cápsula. La edad de la cápsula es un factor importante para la germinación de semillas de orquídeas in vitro, pues determina el tiempo que dure el proceso.

Cuadro 8. Edad mínima de la cápsula requerida para la siembra in vitro de semilla de

orquídea.

Género Días después de floración

Brassavola 120 - 140 Cattleya 110 - 150 Chysis 140 - 180

Cyrtopodium 150 - 270 Encyclia 130 - 180

*Epidendrum 70 - 160 *Laelia 110 - 180

*Oncidium 45 - 240

*alta variación entre especies

Comparaciones de intervalos entre la polinización, fertilización y crecimiento in vitro demostraron que la fertilización es un requisito para la germinación y crecimiento de las plántulas en el cultivo de semillas. El tiempo en que tiene lugar la fertilización del óvulo es de 60 a 90 días, después de la polinización, aunque existe un patrón definido entre los diferentes géneros de orquídeas, excepto para los géneros Laelia, Oncidium y Epidendrum. Aún conociendo la edad mínima de la planta requerida para sembrar semillas, una gran parte de investigadores utilizan cápsulas con una edad mucho mayor al intervalo entre la polinización y la fertilización del óvulo, con el propósito de obtener semillas maduras, tal como sucede con Cattleya que se pueden tomar cápsulas de 7

meses y las semillas pueden formar protocormos a los 24 días. Sin embrago, en otros géneros la utilización de semilla madura no es posible debido a la absorción prematura del óvulo originada por aberraciones individuales ocurridas en la megaesporogénesis y que continúan en el desarrollo embrionario, ocasionando una disminución en la viabilidad de la semilla, o también, a la entrada de dormancia.

Medio de Cultivo. Algunos autores mencionan que las variaciones de la mayoría

de los componentes con excepción del nitrógeno, no producen apreciables efectos en la germinación. Sin embrago, en otros trabajos, se indica que la óptima concentración de sales y relaciones iónicas varía con la especie, en la medida que varias de ellas mostraron preferencias por algún medio de cultivo que comúnmente se utiliza en la germinación de orquídeas.

En investigaciones iniciales en la germinación de semillas de orquídeas, se usaron

varios medios. Una solución que fue definitivamente superior para la germinación y crecimiento de plántulas fue la denominada Knudson B. Sin embrago, con el posterior desarrollo de otros medios de cultivos se han observado otras respuestas.

Efecto de la Luz. Las semillas de orquídeas varía considerablemente en sus requerimientos y respuestas al fotoperiodo e intensidad de la luz. Algunas requieren de la luz para la germinación, mientras que otras pueden germinar en la obscuridad. Otras especies pueden germinar tanto en la luz como en la obscuridad, pero las plántulas que crecen en la luz difieren de aquellas que estuvieron en la obscuridad.

En el género Cattleya, la germinación en la obscuridad se reduce y las plántulas pueden etiolarse, no formar raíces y disminuir su habilidad para asimilar aminoácidos, aunque puede formar dos hojas a los 90 días. Las intensidades de luz utilizadas son variables. En otros géneros los efectos de la intensidad han sido estudiados. En algunos géneros de orquídeas tropicales tales como Oncidium, Epidendrum y Cattleya se ha observado que intensidades de 1500 lux resultan óptimas para la germinación.

En Oncidium se ha reportado la necesidad de la obscuridad para la formación de

parte aérea y raíces. Sin embrago, el crecimiento en condiciones de luz es mayor. Cuadro 9. Efecto de la intensidad de luz y diferentes medios de cultivos en la formación

de protocormos de tres especies de orquídeas. (Días a la formación de protocormos en etapa globular).

Especie Medio e intensidad de luz ( en lux)

Vacin y Went Knudson Murashige y Skoog 0 1000 1500 0 1000 1500 0 1000 1500

Epidendrum stanfordianum 21.0 13.3 13.5 12.0 12.0 10.4 12.0 8.0 10.0 Oncidium sphacelatum 18.4 27.6 24.4 32.6 26.4 24.0 29.6 27.6 24.0 Cattleya aurantiaca 41.4 39.5 32.6 33.5 32.0 27.2 28.8 24.4 24.0 Cattleya aurantiaca --- --- --- 80.3 81.1 71.0 44.0 --- 54.4

Cultivo de Ápices de Tallo

La propagación clonal de algunas orquídeas mediante ápices de tallo actualmente es una técnica bien establecida. Por algunas razones, los mericlones crecen con una alta tasa de crecimiento, un vigor precoz de las plántulas jóvenes y una floración de dos años menos que las plántulas propagadas por semilla.

Para lograr la propagación de ápices de tallo in vitro, se deben considerar diferentes factores, tales como:

Tratamientos previos con funguicidas y bactericidas. Medio de cultivo para cada una de las etapas. Estado del medio del cultivo.

Respecto a la segunda consideración, normalmente es posible emplear un mismo

medio de cultivo durante las etapas de establecimiento y proliferación. En orquídeas algunas veces es necesario utilizar algunos antioxidantes (cisteína, ácido ascórbico) para evitar la oxidación de sustancias fenólicas. Dentro de los medios más utilizados se tiene el de Vacint y Went y el de Knudson suplementados con 10 - 25% de agua de coco y 0.5 mg/lt de ANA para la etapa de establecimiento. En la etapa de proliferación es posible utilizar el mismo medio de cultivo, aunque en algunos géneros es necesario adicionar una mayor cantidad de citocinina.

Estado del Medio de Cultivo

Se menciona que un medio de cultivo líquido, puesto en frasco y colocados estos en un agitador, brinda mayor seguridad en el éxito del explante. Entre las funciones de la agitación están:

Aireación del medio. Dispersión de sustancias tóxicas producidas por células lesionadas. Facilitar la disponibilidad de nutrientes a los explantes. Prevención de establecimiento de la polaridad.

Cuadro 10. Porcentaje de sobrevivencia en la etapa de proliferación en el cultivo de

ápices de tallo de Oncidium sphacelathum (López, 1992).

Estado del Medio Medio de Cultivo

VWM KE MSM Total Sólido 72.0 65.0 58.8 66.1 Líquido 55.5 100.0 55.5 69.2 Total 67.6 75.0 57.6 67.0

El medio líquido es preferido para la inducción de protocormos. Sin embargo,

para seleccionar el estado del medio de cultivo se debe considerar la naturaleza del explante. Por ejemplo, se tiene que los tejidos de Cymbidium no requieren agitación,

debido a que tienen un grado mayor de autonomía en los explantes de este género que en los de Cattleya.

Macropropagación de Orquídeas

Incluye una serie de métodos tradicionales para multiplicar plantas, como son: esquejes del tallo y del escapo floral, división de plantas madres e hijuelos aéreos. Dichos métodos son lentos y poco efectivos para la propagación comercial.

a) División de plantas. Se realiza con plantas de crecimiento simpodial que tiene seis o más pseudobulbos, cortando el rizoma entre el tercer y el cuarto pseudobulbo, y sembrando ambas plantas en macetas individuales; debe cuidarse que la parte más joven se oriente hacia el centro de la maceta y la parte más vieja hacia los bordes, así como hacer la división después de la floración. La mayoría de las plantas se dividen cada tres años.

b) Esquejes vegetativos. Este método se practica exitosamente con especies de crecimiento monopodial. Generalmente los esquejes son de 7.5 centímetros de largo, con hasta 12 hojas y pocas raíces aéreas, los cuales son plantados en maceta.

c) Esquejes del escapo floral. En algunos géneros Phaius y Phalaenopsis, luego de desaparecer la última flor, el escapo se corta lo más cerca como sea posible del pseudobulbo, cortando después la porción superior justo abajo de donde estaba la primera flor, para obtener una vara de 37 a 45 centímetros de largo. Estas varas se colocan de lado sobre musgo húmedo, protegiendo los extremos de la desecación. A los 2 ó 3 meses se levantará una pequeña planta de cada nudo, mismas que se cortarán hasta que posean 3 ó 4 raíces, para colocarlas en macetas y obtener en 2 ó 3 años, plantas maduras y con flores.

d) Hijuelos aéreos. Algunas orquídeas monopodiales y simpodiales emiten raíces en el tallo o pseudobulbos, cuando aún están unidos a la planta. Cuando en una parte de estos órganos se han formado cuatro o más raíces, puede formarse una nueva planta. Algunas especies de Epidendrum se propagan fácilmente de esta manera.

CULTIVO EN MACETA

Esta industria se desarrollo más rápido que la de flor de corte, por la mayor aceptación que tuvo entre la gente al poder conservar por más tiempo sus ejemplares.

Preparación de recipientes para macetas

El acondicionamiento de los contenedores a utilizar para el cultivo de orquídeas, es muy importante, ya que aquí permanecerán por un periodo de 1 hasta 3 años, por lo tanto, se debe considerar lo siguiente:

a) Limpieza. Lavar los recipientes con agua mezclada con cloro y jabón con el objeto de realizar una primera desinfección.

b) Drenaje. Las macetas deben permitir que el sustrato utilizado retenga una cantidad de agua que no afecte el desarrollo de las plantas. Todos los recipientes deben poseer orificios a los lados y en el fondo para eliminar los excesos de humedad, pero estos en ocasiones son insuficientes y, por lo tanto, es necesario incrementarlos.

c) Antes de agregar el sustrato en las macetas. Es común colocar una tela mosquitera en el fondo, con el objeto de evitar pérdidas de sustrato al manejar las plantas e impedir la entrada de insectos pequeños por los orificios del fondo.

d) Desinfección. Aunque es parte de la limpieza, se menciona aparte por la importancia que posee. Los recipientes con los sustratos dentro se sumergen en una solución de Benlate, Tecto-60 o Ridomil en concentraciones de 1.5 a 2 gramos por litro.

Preparación de la Planta

La planta madre de donde se obtengan los nuevos ejemplares debe estar completamente sana y vigorosa; en caso de tratarse del transplante de toda una planta, es esencial eliminar raíces secas, partes blandas, cortadas o podridas. Cualquier corte en la planta debe realizarse con tijeras previamente desinfectadas, ya sea con cloro al 10%, o mediante calor, y sellarse con pintura vinílica o cal.

Transplante

Las orquídeas raramente necesitarán que sus raíces sean cubiertas con el sustrato al momento de plantar, (exceptuando las terrestres), pues son ellas, las que exploran el medio y prácticamente se adhieren a los materiales empleados e incluso a las propias macetas.

No obstante, en un inicio es indispensable sujetar las plantas con la ayuda de estacas, para mantenerlas en una posición adecuada en las macetas hasta que las raíces se adhieran al medio y la planta se sostenga por sí misma.

Cuidados

Entre los principales aspectos que deben observarse frecuentemente para mantener nuestras plantas en condiciones óptimas de calidad, pueden citarse los siguientes:

Combate de plagas y enfermedades. Las orquídeas son atacadas por diferentes insectos, bacterias, hongos y virus. Estas plantas son muy sensibles a productos químicos que combaten las plagas y patógenos, por lo que en la aplicación de éstos, se deben considerar seriamente los posibles efectos tóxicos, sobre todo en las raíces.

Debido a lo anterior, se aconseja leer las etiquetas de los productos a utilizar, y puesto que son muy pocos los recomendados para el cultivo de orquídeas es necesario probar con diferentes productos, dosis y especies.

Al aplicar bactericidas se deben mezclar siempre con funguicidas, pues tanto las bacterias como los hongos, se encuentran generalmente asociados dentro de la planta y bajo condiciones de humedad y oscuridad, su reproducción es muy rápida y fácil, aunque la temperatura también influye considerablemente.

Plagas. La mayoría de los productos para el control de patógenos y plagas en orquídeas son sistémicos y deben tener un carácter preventivo. Se debe tener un programa de aplicaciones considerando diferentes productos químicos y alternativos.

En el cuadro 11, se encuentran principales insectos que afectan a las orquídeas en la región del trópico húmedo.

Cuadro 11. principales plagas en orquídeas y productos químicos registrados para su

control (anónimo, 1970).

Plagas Daños Insecticida y formulación Dosis por litro

Áfidos Succionan la savia distorsionando y disminuyendo el crecimiento de la

planta

Clorpirifos Malathión 50% CE

Acefato 75% SP

1.2 ml 1.5 ml 0.5 g

Piojo harinoso Succiona la savia

Clorpirifos Malathión 50% CE

Carbaryl SL Oxamil

1.2 ml 1.5 ml

leer indicaciones 2.5 ml

Ácaros Succionan la savia Keltane Oxamil

Leer indicaciones 2.5 ml

Escamas Ataca hojas, tallos y pseudobulbos Malathión 50% CE

Aceites Oxamil

1.5 ml leer indicaciones

2.5 ml

Caracoles y babosas

Consumen puntas de raíz, hojas jóvenes, botones florales y flores

abiertas

Cebos Mesurol (cebo)

Metaldehído (cebos) Metaldehído + Carbaryl

Leer indicaciones Leer indicaciones Leer indicaciones Leer indicaciones

Cucarachas Consumen puntas de raíces jóvenes, botones y flores recién abiertas Malathión 50% CE 1.5 ml

Enfermedades. Uno de los aspectos a considerar en el cultivo de orquídeas en

maceta, es el combate de enfermedades. Es recomendable para su prevención, desinfectar todas las herramientas empleadas en el manejo de las plantas, específicamente tijeras y navajas; así mismo, el sellar los cortes o heridas con pintura o cal, que también es una práctica que da buenos resultados en la prevención de enfermedades.

Existen diversos productos químicos empleados en el combate de enfermedades fungosas y plagas. Algunos de los más comunes son: Manzate, Benlate, Tecto, Rydomil

y Agrymicin para las enfermedades fungosas y bacterianas, mientras que los insectos dañinos se combaten con Malathión. Una mezcla preventiva incluye: Agrymicin 500, Benlate o Tecto y Malathión.

Botrytis es el principal problema fungoso, pero se previene y controla disminuyendo la humedad del ambiente (Sessler, 1978).

Los virus son muy importantes en orquídeas, pues pueden atacar las flores directamente, o manchar las partes vegetativas de la planta. Existen plantas atacadas que no muestran la sintomatología.

Para evitar el ataque de virus es necesario cuidar las herramientas de trabajo, se deben desinfectar mediante calor, detergentes líquidos, clorox (hipoclorito de sodio al 10 ó 15%) o flameado con alcohol. En un ambiente natural no hay virosis, la transmisión es mecánica, incluso se señala que el agua de lluvia puede llevar virus de una planta infectada a una sana, recomendándose por ello, una estricta observación en el cumplimiento de las medidas de desinfección citadas.

Separación entre plantas. El número de plantas por unidad de superficie depende básicamente de la especie en cuestión, atendiendo a sus requerimientos de luz y temperatura, así como al porte de la planta. Definitivamente debe evitarse el sombreo y demasiado roce de unas plantas con otras, lo cual no implica distanciarlas en demasía pues se corre el riesgo de subutilizar el espacio.

Cambio de sustrato. La revisión constante de las macetas permite detectar la presencia de patógenos, recipientes en mal estado y grado de descomposición del medio. El cambio del medio está en función de la durabilidad de los materiales utilizados, pero un cambio cada 1.5 ó 2 años, ha dado buenos resultados.

Cuidados especiales en diferentes estados de desarrollo

Actualmente se ha hecho patente que las orquídeas por su propia naturaleza tienen requerimientos de cultivo poco comunes en relación a otros tipos de plantas. Lo anterior, debido a que estas plantas poseen características de su ciclo de crecimiento muy especiales como es el periodo de reposo. En él es necesario programar actividades que garanticen la sobrevivencia de la planta y el nuevo ciclo de crecimiento.

Plantas en vaina y yema

La meta de cualquier productor de orquídeas es obtener las plantas con una yema dentro de la vaina. La vaina es una cubierta gruesa, verde envolvente (hoja) que contiene y protege las yemas en sus primeras etapas de desarrollo, por lo que debe ponerse especial atención en lo siguiente:

División de la vaina. Una de las primeras labores que se debe realizar en esta etapa es la división de la vaina con una navaja. Esto tomará lugar sólo en las plantas en

que la yema no puede emerger debido a la gran presión que ejerce la misma vaina. La deficiencia de humedad en las raíces cuando la yema estaba formándose es frecuentemente la causa de este problema.

Rescate de yemas de pudriciones de la vaina. Algunas veces las vainas se tornan amarillas y se secan; sin embargo, las yemas que se encuentran dentro no son afectadas por esto, por lo que pueden continuar su desarrollo. La excepción es cuando una pudrición negra se desarrolla y las hojas toman un color café y posteriormente negro. En este caso, las yemas pueden morir en la vaina. Lo anterior ocurre más frecuentemente en algunas especies, suponiéndose que la causa principal son los factores genéticos. No obstante, insuficiente luz, contaminación de aire y quizá el hecho de que la planta no esta realmente sana, también se relacionan con el presente problema. Un corte desde la punta hasta la base de los pseudobulbos es la única manera de salvar las yemas.

Rescate de yemas con problemas de doble vaina. Algunas plantas siempre producen doble vaina. La causa puede ser genética (las plantas que tienen a Cattleya labiata como ancestro) o alguna otra que no ha sido identificada. En cualquier caso, la vaina más anterior, de las dos vainas puede ser eliminada, dejando justamente la más cercana a las yemas florales.

Cuando las yemas mueren dentro de la vaina indica frecuentemente que la fuerza de la planta ha sido agotada, quizá como resultado de las altas temperaturas nocturnas debido a sobreriego o demasiada sombra.

Plantas en floración

Las flores de orquídea abren lentamente. Primero se extienden los sépalos y pétalos del botón comprimido. Posteriormente, el labelo emerge seguido por la expansión de todas las estructuras florales en conjunto. Finalmente, la flor abre completamente y el color se intensifica durante los siguientes días, mientras que los pétalos se vuelven más rígidos. Esta es la primera etapa de desarrollo de las orquídeas y, por lo tanto, es preciso observar lo siguiente.

Cuidados con temperatura y luz. Las plantas en floración mantenidas en frío y aislada de la luz directa del sol generalmente conservan sus flores en buenas condiciones por mucho tiempo. Algunas flores, por ejemplo las de Cattleya, pueden durar 3, 4 ó más semanas. Las temperaturas que son demasiado altas, particularmente en la noche, pueden causar un acortamiento de la vida de las flores, mientras que las temperaturas que son demasiado bajas evitan el desarrollo de las mismas.

Cuidados con humedad y riego. Aplicaciones inadecuadas de riego y descontrol de la humedad del aire pueden causar el manchado de las flores. Plantas en floración no deberán estar en un lugar donde existan altos riesgos de cambios bruscos de temperatura que ocasionan condensación de la humedad del aire, ambiente propicio para el ataque de hongos que ocasionan manchas florales (Botrytis). Las flores muy

afectadas deberán cortarse, no sólo por su mala apariencia, sino también para evitar que la enfermedad se disperse al resto de la flores de la misma u otras plantas.

Plantas en reposo

El reposo es aquel periodo después de la floración, cuando la planta no está en crecimiento activo; la mayoría de las orquídeas utilizan el periodo de reposo para reponer la energía pérdida durante el crecimiento y floración; sin embargo, no todas las orquídeas descansan. Una orquídea no tiene que tirar las hojas y aparecer en dormancia para descansar, tal como sucede con los árboles caducifolios; aunque en algunas orquídeas del género Dendrobium se observa esto.

La mayoría de las orquídeas tienen igual apariencia cuando están en reposo y cuando están en crecimiento, con excepción de que no existe una visible actividad de crecimiento, es decir, no se observan raíces nuevas o emergencia de brotes. No obstante, en las plantas de especies y variedades de orquídeas que presentan un ciclo de reposo, requieren temperaturas un poco menores, que cuando se encuentran en activo crecimiento, menos humedad en el aire y una reducción en la frecuencia del riego. Esto último no implica una total interrupción del suministro del agua.

Plantas en crecimiento

Los nuevos brotes deben surgir en su mayoría del centro de la planta, sin descuidar los brotes laterales; esta arquitectura proporciona un alto valor estético, sobretodo cuando existe una abundante floración en el centro de la planta.

Una manera de incrementar el número de brotes centrales es mediante el corte en “V” que ocupe menos de la tercera parte del rizoma, inmediatamente antes de donde inicia el pseudobulbo; después, en lugar de dividir la planta considerando los nuevos crecimientos, ésta debe ser puesta en un contenedor más amplio. Esta actividad debe continuarse hasta que la planta haya alcanzado un tamaño extraordinariamente grande para entonces dividirla.

INDUCCIÓN FLORAL

Con pocas excepciones, las orquídeas son cultivadas por sus flores. Por lo tanto, no es sorprendente que exista un considerable interés enfocado a la producción de flores. Al igual que otras plantas, una orquídea debe alcanzar cierto estado de madurez, antes de que pueda florecer (periodo de juvenilidad). En general, en las plantas de orquídeas el periodo de germinación de semilla hasta la primera floración es de 4 a 7 años, pero no son raros periodos más prolongados. Aunque muchos factores influyen en la duración del periodo juvenil, diversos trabajos de caracterización han encontrado que la fase juvenil está determinada genéticamente.

Control de la inducción floral Métodos genéticos. Diferentes investigaciones con orquídeas del Oeste de África

indican que el tiempo a la primera floración esta genéticamente controlado. La evidencia de la heredabilidad de las respuestas a los diferentes estímulos para la inducción floral puede ser demostrada entre los híbridos y los progenitores. Por ejemplo:

Progenitor

Cattleya gaskelliana Se induce con fotoperiodo largo de 13 ó 18ºC

X Progenitor

Cattleya gigas Fotoperiodo corto y a 13ºC

Híbrido Cattleya cv. Harold

Fotoperiodo corto como característica dominante

Control ambiental (Luz). Las orquídeas crecen solamente bajo condiciones

ecológicas específicas. Algunos estudios han demostrado que ciertas especies pueden ser de fotoperiodo largo (DL), fotoperiodo corto (DC) o neutro (DN). No obstante, en algunos casos es difícil separar los efectos de luz y temperatura, al menos el 35% de la epifitas y quizás el 27.5% de las terrestres están directamente controladas por la longitud del día; lo anterior, porque se ha demostrado que en general, las plantas tropicales son más sensibles a pequeñas diferencias en la longitud del día en comparación con las plantas de zonas templadas (Cuadro 12).

Algunas especies pueden manipularse fotoperiódicamente, como se indica a

continuación para Cattleya labiata (Larson, 1980).

Luz 5 de junio – 12 de octubre; 18ºC (noche) (iluminación normal de crisantemo)

Días normales 12 de octubre – 15 de diciembre Cosecha de flores 15 – 20 de diciembre Luz 15 de diciembre – 1 de abril Sombreado Utilizar malla negra de crisantemo

del 1º de abril – 5 de junio; 18ºC (noche) Cosecha de flores 5 – 10 de junio

Temperatura. Se han observado requerimientos de temperatura “baja” (18 a 20º C) para la inducción floral en orquídeas tropicales. Dentro de este grupo de plantas se tiene al género Cattleya el cual requiere una temperatura de 18º C para que inicie la inducción floral. Otras orquídeas con esta misma necesidad se indican en el cuadro 13.

Cuadro 12. Especies que responden a la luz para la inducción floral (Arditti, 1982).

Género o Especie Observaciones

Brassavola nodosa Días cortos (menos de 14 horas de luz) Brassia verrucosa Días largos (16 horas de luz)

Catasetum Altas intensidades estimula la formación de flores femeninas. Planta en sombra producen flores masculinas. Iluminación de 14 horas para crecimiento vegetativo.

Cattleya skinneri Puede ser de día corto, aunque la respuesta fotoperiódica puede modificarse con temperatura.

Cycnoches Intensidades altas inducen flores femeninas. Laelia albida Días cortos pueden favorecer floración. Laelia purpurata Responde a días largos. Mormodes Responde igual que Catasetum y Cycnoches. Odontoglossum bictonense Días largos favorecen la formación de flores.

Odontoglossum híbridos La longitud del día es un factor importante en la producción de espigas.

Oncidium splendidum Días cortos y fríos inducen floración. Oncidium sphacelatum Fotoperiodos cortos inducen floración.

Cuadro 13. Orquídeas que responden a temperatura inducción floral (Arditti, 1982).


Cattleya Temperaturas de 18º C favorecen floración abundante Cattleya skinneri La temperatura puede modificar su respuesta fotoperiódica. Dendrobium Temperaturas de 17º C favorecen floración abundante Dendrobium nobile Bajas temperaturas inducen floración Oncidium sphacelatum La iniciación floral se induce con bajas temperaturas Oncidium splendidum La iniciación floral es durante días fríos y cortos

Control Hormonal. En diferentes experimentos sobre inducción floral en

orquídeas, se ha concluido que algunas hormonas determinan este proceso en algunas especies. Los resultados sugieren que la inducción floral por temperatura y fotoperiodo se origina por cambios hormonales en el interior de la planta. Así la inducción floral por citocininas se ha demostrado en Dendrobium y los efectos de las giberelinas en Bletilla y Cattleya. Otra sustancia que no se incluye dentro de las hormonas vegetales pero que tiene efecto en la inducción floral es el ácido salicílico, el cual influye en la formación de flores de Lemna.

Cuadro 14. Orquídeas que responden a los reguladores de crecimiento para inducción floral.


Aranda cv Wendy Scott Ácido salicílico, ácido Triodobenzóico y Coumarina favorecen la floración.

Aranda cv Deborah Ácido salicílico, Coumarina, B - 995, ácido Triodobenzóico, Phospón y CCC favorecen la floración.

Bletilla striata Giberelinas a 50 ppm favorece la floración. Cattleya cv Geriant Giberelinas a menos de 15 microgramos/vaina induce la floración.

Cymbidium cv Guelda Giberelinas inducen apertura más temprana de flores y flores más grandes.

Cymbidium cv Sicily “Grandee”

Giberelinas incrementan tamaño de flor y longitud de racimo y aceleran la floración.

Dendrobium Citocininas pueden estimular la floración y las giberelinas favorecen su efecto.

POLINIZACIÓN E HIBRIDACIÓN ARTIFICIAL

Estas actividades se practican ampliamente para la producción de plantas con características ornamentales más atractivas, principalmente en lo referente al tamaño y color de flores, así como de la planta en general.

Procedimiento para Realizar el Mejoramiento de Orquídeas Seleccionar la especie a mejorar, así como también las mejores plantas de esta

especie: vigorosas, sanas, de flores grandes y de colores vistosos principalmente. Determinar las características de la especie que se deseen mejorar: color y tamaño

de la flor, fragancia, número de flores, longevidad de la flor, arquitectura de la planta, etc.

Seleccionar las especies que pueden aportar las características que se quieren incorporar en la especie a mejorar.

Realizar las polinizaciones considerando la compatibilidad sexual de las especies. Cuidar las cápsulas que se derivaron de los cruzamientos para su posterior

siembra en el laboratorio de cultivo de tejidos, considerando el tiempo de maduración requerido por la cápsula (Arditti, 1982).

Procedimiento para la polinización Selección de botones. Para asegurar el éxito en la polinización, se debe trabajar

únicamente con botones que casi estén por abrir, que tengan la coloración semejante a la flor cuando está en apertura total.

Con las pinzas de disección se abre la flor comenzando por los sépalos, posteriormente los pétalos, para terminar con el labelo. Una vez descubierta la columna se procede a emascular la flor (eliminar los granos de polen contenidos en los polinios, los cuales son estructuras de color amarillo, cubiertos por una

capa de tejido ubicado en la punta de la columna denominada rostelo y cubiertos por la capa de la antera).

Obtener polen maduro de la planta que se va a utilizar como donadora de las características a mejorar. Este polen debe ser derivado de flores totalmente abiertas y que no posean una coloración café.

Con agujas de disección o con las mismas pinzas se colocan los polinios junto con el polen dentro de una cavidad ubicada en la columna de la planta a polinizar. Esta cavidad tiene el nombre de superficie estigmática.

Reacomodar todas las estructuras florales y envolver con papel higiénico amarrado con la misma etiqueta en la cual se registrarán los datos de las especies que se cruzaron, fecha y hora del cruzamiento, persona que realizó la actividad y localidad.

Una vez que se ha realizado la polinización vigilar la sanidad y desarrollo de la cápsula hasta que ésta alcance su tamaño final y pueda ser recolectada para su siembra in vitro

Oncidium sp. ( Greg Gawlowski)

Laelia purpurata www.delfinadearaujo.com/ showroom/orq17.htm

Cattleya sp ( digilander.libero.it/LEORCHIDEE/ guillermo.htm )

Cattleya labiata © Jari Piironen

Catteya skinneri

Phaius tankervilleae

mapage.noos.fr/photo.orchidee/ phaius.htm

Hexisea imbrica

Chysis (Photo Eric Hunt)

Brassavola nodosa Photo by D. Nikirk

Cycnoches ©Barton Gendel

Cymbidium ©Barton Gendel

Paphiopedilum henryanum

www.mendelu.cz/arboretum/ orchids/all.html

Mormodes buccinator www.mendelu.cz/arboretum/ orchids/all.html

Zygopetalum sp.

www.orchidehuset.se/.../ Zygopetalum%20louisendor.htm

Paphiopedilum sp.

www.plantoftheweek.org/ thumbs/thumbs8.html

Phalaenopsis hybride www.orchidees.fr/encyclopedie/ encyfonds.php3

Cattleya chocolate www.orchidees.fr/encyclopedie/ encyfonds.php3

Aerides crassifolia

www.mendelu.cz/arboretum/ orchids/all.html

Vanda pumila www.mendelu.cz/arboretum/ orchids/all.html

Cultivo y Manejo de Palmas

Introducción

Las palmas son muy apreciadas como ornamentales en parques y zonas turísticas, ya sea como árboles, macetas o plantas de follaje para arreglos florales. Los elementos principales que favorecen su éxito son su efecto notoriamente ornamental, su adaptabilidad a condiciones adversas específicas tales como proximidad al mar y su capacidad para crecer regularmente sin requerir cuidados especiales (Noto y Daniela, 1987). La estética y gran diversidad de palmas en las regiones tropicales, hacen que se les considere un rasgo característico del trópico húmedo.

Importancia económica de las Palmas

Las palmas han tenido un papel importante en la vida del hombre primitivo y moderno. Sus troncos y hojas se utilizan en la construcción, las espigas florales producen azúcares para dulces y bebidas alcohólicas, los frutos pueden consumirse frescos, conservarse o ser usados como veneno (Orania). Existen palmas que proveen cera, palmas con propiedades narcóticas y palmas con usos medicinales (Krempin, 1990).

Con más de 2,800 especies comprendidas en 200 géneros, la familia Palmácea posee un potencial económico considerable (Hartmant y Kester, 1987; Krempin, 1990). En un estudio sobre plantas con potencial ornamental de Totutla-Sierra Norte de Puebla, Leszcyñska y Sosa (1994) encontraron que Chamaedorea tepejilote está en proceso de cultivo y domesticación incipiente, que de Chamaedorea elegans se recolectan las hojas para arreglos florales y, asimismo, que Chrysalidocarpus lutescens (areca) y Washingtonia filifera se utilizan como ornato.

Dada la vasta demanda de algunas especies en el mercado nacional e internacional, actualmente varias de ellas se encuentran en peligro de extinción, debido a que no existe una técnica de explotación comercial y están sólo sujetas a la recolección irracional (Leszcyñska y Sosa (1994). Es por ello, que se han realizado algunos intentos para domesticar las especies más comercializadas, pero estos no han sido suficientes.

A nivel mundial 10 importantes géneros ocupan la mayor parte del mercado de las palmas: Archontophoenix, Areca, Chamaedorea, Cocos, Howeia, Mascarena, Microcoelum, Neodipsis, Phoenix y Washingtonia. Atendiendo al volumen de ventas, Areca se sitúa en el lugar más alto en la comercialización de palmas en Holanda, con una venta de más de 12 millones de florines Holandeses. La palma Chamaedorea es sin duda la tercera más importante de la familia; en 1988, su volumen de venta superó los 10 millones de florines Holandeses. En el cuadro siguiente se localizan los géneros de palmas más importantes en el mercado holandés.

Cuadro 15. Géneros importantes de palmas en el mercado holandés para 1988.

Género Volumen de ventas x 1000 florines holandeses Oferta x 1000 plantas

Archontophoenix 494 95 Areca 12,215 3,875

Chamaedorea 10,118 6,482 Cocos 8,027 1,151

Howeia 11,027 379 Mascarena 410 133

Microcoelum 114 66 Neodipsis 13 8 Phoenix 4,357 483

Washingtonia 1,120 208 Bloemin,1989.

Casi todas las palmas tienen hojas compuestas y pueden dividirse en dos grupos principales: palmas de abanico con hojas palmeadas y palmas con hojas pinnadas en forma de pluma.

ANTECEDENTES DE CULTIVO Una de las especies que en los últimos años se ha investigado con el fin de introducirla al cultivo y evitar así su desaparición es Chamaedorea elegans. Entre los trabajos al respecto, se tienen los siguientes:

Saldivia y Cherbonler (1982), señalaron al cultivo de palma camedor como una alternativa para el uso del suelo en áreas tropicales y para evitar su pérdida por la recolección silvestre excesiva.

Yánez (1993), colectó frutos maduros, despulpó manualmente y sembró en bolsas

de vivero, obteniendo un 90% de germinación a los 3 meses y transplantando a terreno definitivo (acahual) a los 11 meses, cuando las plantas medían 15 centímetros y tenían de 2 a 3 hojas de 6 centímetros de largo en promedio.

En la región de los tuxtlas, Veracruz se establecieron 50 hectáreas de esta palma

con fines de exportación y como actividad económica alternativa para la región, pues, además de permitir la conservación de los acahuales, diversifica e incrementa la entrada de recursos al núcleo familiar (Aguilar,1993; Gómez,1994). Similares plantaciones fueron establecidas en otras partes del Trópico Húmedo, por ejemplo, durante Noviembre y Diciembre de 1994 se establecieron aproximadamente 20 hectáreas en el municipio de Zongolica, Veracruz, utilizando plántulas silvestres, así como la obtenida en viveros rústicos, para pasar de la recolección, al cultivo de esta palma. Además, se construyeron semilleros para producir plantas destinadas a cubrir un total de 51 hectáreas e impulsar su cultivo, dado que dicha especie estaba siendo recolectada excesivamente por el alto precio de sus hojas tanto en el mercado nacional como internacional.

Cuadro 16. Follaje de Palma Camedor importado por Estados Unidos en 1986.

País Cantidad (Por 1,000 tallos)

México 314,419 Guatemala 40,179 Costa Rica 4,145

Otros 476 Total 360,219

Hodel, 1992

CULTIVO

Las palmas son cultivadas en dos etapas: la primera es la referente a su estancia en contenedor o camas semilleras a partir de la siembra, y la segunda es la fase de campo o etapa post-transplante. Manejo de semilleros Consideraciones respecto a esta primera fase. La mayoría de las especies recomendables como vegetación ornamental se propagan por semillas; las semillas de algunas especies son importadas de sus áreas de origen. La germinación de semillas de palmas es algunas veces lenta e irregular, y el proceso puede tomar un breve tiempo o varios meses, dependiendo de la especie. No todos los mecanismos que regulan la germinación (dureza, dormancia, inhibidores en el pericarpio, etc.) están bien determinados y son conocidos, además que estos mecanismos varían con la especie y durante las fases siguientes a la cosecha.

Se han realizado múltiples experimentos para acelerar la germinación en varias

especies de palmas. Actualmente, se conoce el efecto de diversos tratamientos en la germinación de semillas de algunas especies, pero estos efectos no pueden generalizarse para todos los géneros, debido a que las diferencias morfológicas, fisiológicas y de hábitat son particulares en cada especie (Harmant y Kester, 1987).

Para estimular la germinación existen hormonas como las giberelinas,

citocininas y etileno, u otras sustancias químicas como la tiourea o el hipoclorito de sodio. Dentro de las sustancias anteriores, el ácido giberelico en concentraciones de 500 a 1,000 ppm y por 12 horas, se recomienda para estimular la germinación en semillas grandes, pero se utiliza una concentración amortiguadora, cuando las concentraciones son de más de 800 ppm.

Nagao et. al. (1980), probaron diversos tratamientos para acelerar la

germinación en semillas de palma Alexandra (Archontophoenix alexandrae) y palma Macarthur (Ptychosperma macarthurii), concluyendo que la escarificación y el remojo de

la semilla en una solución de ácido giberelico de 1,000 ppm durante 72 horas, aceleraron la germinación en ambas especies, pero al combinar los 2 tratamientos se obtuvo una mayor aceleración. Cabe mencionar que el tratamiento de escarificación realizado fue de manera manual, empleando una navaja filosa y cuidando de no dañar el embrión.

Las palmas tienen un muy lento crecimiento, especialmente durante sus fases

iniciales. Las plántulas deben reenmacetarse por varios años, antes de alcanzar un estado de desarrollo para llevarse a paisajes urbanos. El reenmacetado se realiza cuando el contenedor es insuficiente para la raíz de las planta. El sistema radical en plantas maduras de Chamaedorea elegans puede regenerarse completa o parcialmente, utilizando una solución de IBA a 3 gramos por litro por 5 minutos y podando algunas o todas las hojas para reducir la transpiración; la producción de raíces se observa después de 10 semanas, siendo de buena a excelente (Broschat,1990).

Otros aspectos de interés particular son selección de semillas, sustratos,

temperaturas y condiciones de almacenaje. Selección de semilla. En la naturaleza, las plantas superiores se reproducen por

semillas, manteniendo su variabilidad genética y garantizando la adaptación a posibles cambios en el ambiente. Dentro de las plantas anuales y bianuales que se deben cultivar a partir de semillas se encuentran muchos cultivos ornamentales, debido a que no se disponen de métodos vegetativos, o que éstos no resultan económicamente viables en las cantidades requeridas. Además el hábito juvenil que se obtiene en las plantas es deseable y la variación entre las plántulas resulta útil. De forma natural, las especies o variedades botánicas tienden a ser de fenotipo relativamente uniforme; por otro lado, dentro de la especie pueden presentarse subgrupos (ecotipos) adaptados específicamente a un nicho ecológico determinado, aunque morfológicamente no sean diferentes.

La obtención de semillas de calidad es de importancia básica para los propagadores de plantas. La mayoría de ellos prefieren recolectar o producir; sin embargo, otros la compran con los demás productores y a empresas internacionales. Las semillas de especies nativas pueden obtenerse de poblaciones naturales de los bosques y otras áreas, siendo esencial la selección de la semilla por su capacidad genética de adaptación a la región de cultivo.

Para conservar la fuente de semillas de un genotipo especialmente valioso, se usan huertos o plantaciones semilleras. En ellas se puede mantener una fuente de material vegetal que de otra forma sería difícil de localizar; producir mayores cantidades de semillas de las que se encuentran naturalmente e impedir la contaminación con virus.

La mayoría de las 2,800 especies de palmas, todas ellas, de gran valor ornamental, se reproducen sexualmente, aunque unas cuantas pueden propagarse vegetativamente (Nagao, 1980; Harmant y Kester, 1987; Krempin, 1990). Dada la gran diversidad de usos y productos obtenidos de algunas especies de palmas y a la ausencia

de tecnologías para su manejo racional (principalmente en las palmas de ornato), éstas se han puesto al borde de la extinción, razón por la cual se cotizan a precios muy elevados en el mercado de plantas ornamentales (Gómez, 1994).

Cuadro 17. Cotización de semillas de algunas palmas ornamentales en Tabasco (1994).

ESPECIE PRECIO/KG ($)

Mascarena 750.00 Camedora Collina 175.00

Camedora Neanthe 175.00 Fénix robellini 450.00

Kerpis Veitchia merrilii 120.00 Mayorca Tania barbonica 350.00

Debido a los costos mencionados es indispensable que la semilla adquirida reúna las características siguientes:

No tener más del 5% de semillas quebradas. Libre de cualquier insecto, hongo o bacteria que pueda afectar su estado

sanitario. Ausencia de basura o cualquier otro material diferente a la semilla. Poseer al menos un 90% de germinación.

Cuadro 18. Producción de semillas de diferentes especies de Palma Camedor.

Especie Nº de Kilos Fuente Semillas/Kg Chamaedorea elegans 100,000 100% (México) 4,400 C. seifrizii

35,180

52% (México) 47% (Florida) 1% (Hawai)

3,600

C. cataractarum

12,036

94% (México) 3% (Florida) 3% (Hawai)

3,000

Otras: C. costaricana C. elatior C. ernesti-augustii C. metallica C. microspadix C. radicalis C. tepejilote

11,500

99% (México) 1% (Costa Rica)

1,200 – 1,700

Hodel, 1992.

Es necesario mencionar que las cantidades citadas corresponden en su mayor parte a semilla recolectada, ya que a la fecha no se cuenta con plantaciones establecidas estrictamente para producción de semilla.

Suelo

Ningún otro aspecto juega un papel tan importante en el cultivo exitoso de ornamentales y en especial de palmas, como el suelo. Aunque los suelos varían grandemente en cuanto a sus características físicas y/o químicas, las palmas pueden cultivarse en casi todos los suelos, si se familiariza uno con sus requerimientos culturales y se conoce como manejarlos adecuadamente.

Composición del suelo. Los suelos pueden ser de cualquier material, con la sola condición de que provean las 4 funciones básicas para el crecimiento de las plantas:

Soporte mecánico. Reserva de agua y aire para las raíces. Fuente y reserva de nutrimentos vegetales. Estar libre de enfermedades, insectos dañinos y materiales tóxicos para el

crecimiento de la planta. El suelo no es esencial para el crecimiento de las plantas, pues se ha visto en el

cultivo hidropónico, que piedras y otros materiales dan soporte y anclaje a la planta y, el agua aireada alrededor de las raíces abastece el oxígeno. La solución nutritiva en el agua proporciona los elementos esenciales para el crecimiento (Fisher, 1993; Leinfelder, 1986).

Sustratos

Aunque el objetivo de la fase de propagación y contenedor es producir plantas sanas para la plantación en exterior, muchas palmas pasan todo su desarrollo en macetas.

La porosidad es la principal consideración al emplear un sustrato, dado que ellos tienen una retención de humedad artificialmente alta, comparada con los suelos del ambiente y su drenaje no es muy adecuado. El fondo del contenedor actúa como un espejo de agua, inhibiendo o reduciendo el drenaje. Otra consideración es el volumen reducido del suelo, de donde las plantas pueden obtener nutrimentos y agua (Tesi, 1985).

Un buen sustrato debe retener agua y nutrimentos pero, al mismo tiempo, debe estar bien drenado y aireado, características que sólo se logran mediante la selección de los materiales a emplear en la mezcla (Parnell, 1990).

Materiales para los sustratos. El suelo es poco usado en las mezclas de sustratos debido a que sus propiedades físicas son inadecuadas para usarlo en un contenedor (Reardsell et. al. 1979).

Los materiales para sustrato deben poseer propiedades físicas y químicas que abastezcan lo siguiente (Beardsell et al. 1979; Hodel, 1982):

Espacio poroso para drenaje y aireación. Alto potencial para abastecer humedad.

Alto potencial para proveer nutrimentos. pH ligeramente ácido. Resistencia a la rápida descomposición.

Lo anterior, es por la alta densidad en las camas semilleras. Es claro que no existe

ningún material con todos estos requerimientos; algunos son muy porosos pero no contienen nutrimentos; otros son ácidos y algunos se inundan con facilidad. Con el empleo de 2 ó más materiales, se garantiza el buen desarrollo de las plantas al proporcionarle la mayoría de los requerimientos, ya señalados.

Algunos materiales usados comúnmente son: turba de pantano y perlita, pero son

caros y difíciles de conseguir. Se pueden utilizar muchos otros materiales dependiendo de la disponibilidad local y el precio; ya que los sustratos comerciales existentes en el mercado resultan demasiados costosos. De diferentes mezclas probadas, la relación 1:1 de turba café y arcilla dio los mejores resultados en términos de tamaño y calidad de planta de Chamaedorea elegans (Badawy, 1987).

MANEJO DE PLANTAS EN MACETAS

El cultivo de plantas en contenedores difiere del cultivo en tierra. Puesto que se maneja un volumen determinado de suelo, las prácticas de manejo, riego y fertilización, principalmente, pueden modificarse apropiadamente.

Reenmacetado La actividad principal al manejar plantas en contenedores es el mantener los ejemplares en una maceta de tamaño acorde al porte de la misma. El pasar plántulas o plantas pequeñas a recipientes más grandes puede realizarse sólo cuando sea necesario, como por ejemplo, cuando la planta ha desarrollado un sistema radical firme y grande, o cuando la maceta se encuentra en mal estado (Krempin, 1990; Hodel, 1992). El transplante debe realizarse eligiendo un tamaño adecuado de maceta para la planta, con el objetivo de garantizar un buen desarrollo tanto de la raíz como de la parte aérea.

Fertilización Es mejor fertilizar las plantas que crecen en contenedor al momento de plantar, o cambiar de maceta, pues los productos a emplear pueden colocarse, de tal manera, que las plantas los aproveche eficazmente, es decir, revuelto con un poco de sustrato en el fondo del recipiente para que las raíces entren en contacto directo con él y se absorba más fácilmente (Conover y Poole, 1981).

El nitrógeno colocado en la superficie de la maceta contribuye a la descomposición prematura de la materia orgánica, ocasionando una disminución en aireación y con ello problemas radicales y nutricionales (Broschat, 1984; Conover y Poole, 1986b).

Las aplicaciones posteriores de fertilizante dependen de la cantidad y tipo de nutrimento empleado, así como del tipo y edad de la planta, y de las condiciones de temperatura y humedad ambiental. Estas aplicaciones deben ser en la parte superficial de las macetas y regando inmediatamente, o en forma líquida dirigida al follaje (Concover y Poole, 1987).

Aunque el calcio, el magnesio y los micronutrimentos deben incorporarse al momento de elaborar la mezcla de sustratos, también pueden incorporarse al momento del reenmacetado.

MANEJO DE PLANTAS EN JARDÍN O EN PLANTACIONES MÁS EXTENSAS

Los cuidados para mantener un buen desarrollo de las palmas que se tengan en un jardín o en plantaciones más grandes, difieren del manejo de plantas en maceta o en semillero. Algunas consideraciones que deben tomarse muy en cuenta son las relacionadas a salinidad, riego, luz y temperatura.

Salinidad

Dado que los fertilizantes esencialmente son sales y que el agua de riego puede contener niveles relativamente altos, la salinidad es una consideración importante (Ceulemans et. al. 1983).

Usar fertilizantes con precaución y periódicamente, lavando la zona radical con un riego extra-pesado, y evitar las prácticas de riego que no humedezcan completamente la zona radical en cada aplicación es una buena medida para prevenir toxicidad por sales (Conover y Poole, 1981).

Los ápices quemados y las raíces dañadas son síntomas de alta salinidad en el suelo (Conover y Poole, 1986 a).r

Riego

Para un mejor crecimiento, la humedad del suelo debe mantenerse en un nivel adecuado. Los suelos pesados necesitan riegos menos frecuentes que los ligeros para mantener un nivel óptimo de humedad. Los suelos constantemente húmedos favorecen el desarrollo de pudriciones radicales y otras enfermedades. Por otro lado, algunas especies de palmas, como la palma camedor, toleran períodos secos aunque el crecimiento es lento (Hodel, 1992).

Dado que las pérdidas de agua del suelo dependen de muchos factores como el tipo de suelo, temperatura, humedad, viento, luz, tipo de planta y prácticas culturales, no existe una regla acerca de cuando regar; no obstante, la marchites de las hojas puede ser un buen indicador de la necesidad de humedad en el suelo. El período entre riegos

puede ser de varias semanas en invierno o diario en verano, dependiendo de las condiciones climáticas de la región. En plantaciones establecidas se aconseja mojar el suelo, cuando este se encuentra seco por debajo de los primeros 2 centímetros, tratando de aplicar la cantidad de agua necesaria para humedecer una capa de 30 centímetros (Krempin, 1990; Hodel, 1982).

La humedad del ambiente también es importante. La baja humedad con temperatura fría del suelo y raíces inactivas, es particularmente dañina para las plantas, considerando que las raíces no pueden tomar el agua suficiente para la pérdida acelerada en las hojas (Leinfelder y Robert, 1986).

Luz

Prácticamente, todas las palmas requieren sombra en la fase de germinación. Posteriormente, este requerimiento puede mantenerse, elevarse, disminuir o desaparecer, según la especie.

Altas intensidades de luz amarillan o blanquean las hojas; y en excesos mayores pueden quemarlas y marchitarlas. Por otro lado, plantas cultivadas en alta intensidad de luz necesitan mayores cantidades de fertilizante, que aquellas de la misma especie cultivadas en condiciones de sombra (Larsen, 1979).

Temperatura

La actividad radical se reduce cuando la temperatura del suelo disminuye por debajo de 15ºC. Por lo tanto, debe considerarse la zona de origen de las especies para seleccionar las plantas a cultivar. Las palmas de zonas frías o montañosas, no desarrollan bien en áreas constantemente cálidas (Broschat, 1980).

CONTROL DE MALEZAS

Las palmas son un componente importante de la industria viverista. En Florida, la mayoría de las palmas para uso de interior son cultivadas en contenedores, mientras que el material para paisajes puede cultivarse en contenedores o en campo; pero independientemente de la situación de cultivo, se tienen problemas con el control de malezas (Krempin,1990).

Las malezas reducen el crecimiento de muchas plantas ornamentales al competir con ellas por agua y nutrientes. Su control es una de las actividades más absorbentes de mano de obra, y por ende, de la inversión en todos los procesos de cultivo y propagación.

En el trópico, por las condiciones climáticas prevalecientes, esta labor es un poco más difícil de realizar, aún con el uso de herbicidas, los cuales la mayoría de las veces se emplean incorrectamente ocasionando daños a las plantas de interés económico (Neel, 1977).

Existen diferentes maneras para eliminar las malas hierbas, siendo los más usuales el manual y el químico, dependiendo básicamente de la disponibilidad financiera; aunque también es de considerar la superficie a tratar, condiciones del tiempo (temperatura, humedad, viento, entre otros) y disponibilidad de mano de obra.

El deshierbe manual, aunque es una práctica común en todos los viveros, es una labor intensa y costosa. La labranza se usa preferentemente como parte de un programa de control efectivo de malezas en viveros en campo, pero no elimina todas las malezas, particularmente, las que están junto al cultivo deseado.

Poco se sabe acerca de los efectos de los herbicidas pre y postemergentes en especies de palmas. En palma Areca (Chrysalidocarpus lutescens) y palma Abanico China (Livistona chinensis) se reportó el uso seguro de Oxadiazón como herbicida preemergente (Neel, 1997).

En plántulas con 3 hojas de Carpentaria acuminata (Palma Carpentaria), Chamaedorea elegans (Palma Camedor), Chrysalidocarpus lutescens (Palma Areca) y Ptychosperma elegans (Palma Solitaria), colocadas en macetas plásticas de 10 centímetros y bajo una sombra del 75%, se aplicó a las 6 semanas del transplante, el herbicida preemergente Oxadiazón como Ronstar al doble de lo recomendado (6.26 lbs/100 pies cuadrados) y no hubo efecto adverso alguno, aclarando que dicha aplicación fue al suelo de las macetas y que los gránulos no entraron en contacto con el follaje, pues es bien conocido que ocasiona lesiones en muchas palmas (Neel, 1977).

El Glifosato en dosis de 11 a 21 ml/litro, se asperjó en el follaje de Chrysalidocarpus lutescens (Palma Areca), Chamaedorea cataractarum (Palma Cat), Carpentaria acuminata (Palma Carpentaria), Chamaedorea elegans (Palma Camedor), Phoenix roebelenii (Palma Datilera Enana), Ptychosperma macarthurii (Palma Macarthur), Roystonea regia (Palma Real Cubana) y Arecastrum romanzuffianum (Palma Reyna), observando tolerancia en todas las palmas, pues aunque se presentó deformación, amarillamiento y poco crecimiento en las hojas nuevas, estos síntomas desaparecieron en pocas semanas.

CONTROL DE PLAGAS Y ENFERMEDADES

En términos generales, un tratamiento aceptable necesita reunir los requerimientos fitosanitarios del país importador. Aunque la mayoría de los países son miembros de la Convención Internacional de Protección Vegetal, los requerimientos de desinfestación varían de un lugar a otro; algunos países como Israel y Japón, prohíben importar materia que posea algún daño por plaga (Goodwin y O`Connell, 1988).

Medidas preventivas

Como en el cultivo de cualquier especie vegetal es mejor prevenir los problemas fitosanitarios que enfrentarlos al momento de su aparición. Para evitar problemas con

patógenos se recomienda lo siguiente (Goodwin y O`Connell, 1988; Humprey, 1983; Hodel, 1992):

Esterilizar con vapor por 30 minutos, el medio usado para la germinación de semillas y macetas de plántulas.

Iniciar con semillas o plantas limpias, colocarlas en el suelo en recipientes limpios y mantenerlas en estas condiciones.

Evitar manejar suelo innecesariamente. No reutilizar suelo que pueda ser contaminado. Limpiar todos los contenedores reutilizados y superficies de trabajo con una

solución de agua y cloro en proporción 9:1. Mantener las macetas libres de tierra y/o deshechos ajenos al medio o del mismo

sustrato. Colocar las adquisiciones nuevas de sanidad incierta, separadas de plantas sanas. No aceptar plantas infectadas con enfermedades, o presencia de plagas o

cualquier otro patógeno. Inspeccionar regularmente hojas, tallos y suelo o sustrato. Eliminar total o parcialmente el material enfermo. Mantener las áreas de trabajo limpias.

No obstante, manteniendo las prácticas preventivas señaladas, se presentan entre

otros, los siguientes problemas fitosanitarios.

Enfermedades Phytopthora arecae. Ocasiona pudrición en la raíz, misma que inicia como un ennegrecimiento húmedo en raíces y tallos de Palma bambú (Chamaedorea zeifrizii x Chamaedorea erumpens); bajo condiciones controladas, los primeros síntomas se presentan en ápices radicales. La severidad y alcance de la pudrición radical por este patógeno, se reduce con Metalaxyl y Foestil-Al, sin afectar las proporciones tallo:raíz o acumulaciones de materia seca (Lorenzini et. al., 1983). Phytopthora palmivora (Pudrición del cogollo). Este hongo se aisló en Sicilia de palmas Chamaedorea elegans enmacetadas, con síntomas semejantes a los de la pudrición de yemas en cocotero ocasionada por este patógeno (Lio et. al., 1987). Dentro de los síntomas característicos están un tono verde en el cogollo, luego se presentan manchas redondas o alargadas de color café en las hojas cercanas al cogollo, el cual para entonces ya se ha podrido y es fácilmente retirado con un simple tirón, dejando una pudrición acuosa de olor desagradable; la pudrición avanza en varios sentidos en las hojas, y en la parte más externa de la lesión se presenta una coloración café rojiza típica de la enfermedad. En plantas jóvenes, la enfermedad pasa al tallo, pudriendo los tejidos.

El control se basa en la eliminación del patógeno mediante el corte y destrucción de plantas enfermas. En algunos casos la aplicación de Caldo de Bordeles ha dado resultados satisfactorios. Gliocladium vermoseni (Biorge) Thom (Pudrición Rosa). Se reportó en Alemania en 1988, al observarse lesiones sobre la base del pecíolo, marchites de las hojas y muerte de palmas importadas de Hungría, de las cuales Chamaedorea spp era la más infectada, aunque Washingtonia, Phoenix y Areca spp, también estaban infectadas. Como medida fitosanitaria se recomienda destruir las plantas infectadas; y en plántulas de Chamaedorea seifrizii, la severidad de esta enfermedad se reduce con aplicaciones de Benomyl e Imazail. Enfermedades no infecciosas Los factores abióticos, incluyendo contaminación del aire, pesticidas fitotóxicos, exposición a materiales tóxicos y deficiencias o excesos de luz, agua, humedad, temperatura y nutrientes, inducen un gran número de desórdenes en la planta. Algunas camedoras, por ejemplo, son particularmente sensibles a los pesticidas basados en petróleo y cobre. En el cuadro 19, se anotan algunos desordenes fisiológicos y sus posibles causas, haciendo la aclaración de que no se incluyó a los herbicidas y otros pesticidas fitotóxicos, porque generalmente originan todos los síntomas señalados, cuando se aplican incorrectamente. Plagas Como el follaje es uno de los principales atractivos de las palmas en su uso ornamental, la presencia de insectos que puedan afectar la sanidad de éste deben evitarse en la medida de lo posible. Entre los principales insectos en palmas, se tienen los siguientes: Escamas (varias especies de Homóptera). A nivel mundial, las escamas blandas (Coccidae) y las escamas de armadura (Diaspididae) son los homópteros plagas más comunes de las palmas cultivadas de las integrantes del paisaje, viveros e invernaderos, debido quizá a que la presión evolutiva sobre estos insectos ha favorecido la persistencia en plantas de vida larga en lugar de desarrollar un mecanismo poderoso de dispersión (Osborne s/a). Dentro de las escamas plaga, la del cocotero (Aspidiotus destructor) es indudablemente la especie más encontrada a través del trópico húmedo, ya que ha sido registrada en 25 especies de palmas y en 135 especies de otras plantas. La escama roja de Florida (Chrysomphalus aonidium) y la escama oriental (Aonidiella orientalis) poseen también un rango muy similar. Phoenicococcinae es una pequeña subfamilia de escamas de la familia Diaspididae que se presentan embebidas

en los tejidos de las hojas y tallos de las palmas; de esta familia, el género Palmaricoccus es específico y nativo de las palmas de México (Salas y Ochoa, 1985). Cuadro 19. Síntomas de enfermedades fisiológicas y posibles causas (Hodel, 1992).

Síntoma Causa Posible

Clorosis Planta completa Hojas jóvenes Hojas viejas Márgenes de la hoja Intervenal Puntos irregulares

Deficiencia de nitrógeno; exceso de luz. Pobre aireación del suelo; salinidad; deficiencia de hierro o azufre. Deficiencia de nitrógeno o magnesio; inundación; pobre aireación del suelo. Salinidad; deficiencia de magnesio. Deficiencia de hierro o manganeso. Temperatura fría.

Necrosis Áreas aguañosas Puntas o márgenes Centro de la hoja

Temperatura fría. Deficiencia de potasio o exceso de boro (hojas viejas); salinidad; temperaturas extremas; desecación; baja humedad; raíz dañada. Quemaduras de sol; frío; toxicidad de nutrientes; toxicidad de etileno.

Deformaciones foliares Hojas pequeñas Pecíolos alargados Hojas perforadas Hojas nuevas muy pequeñas

Deficiencia de micronutrientes; salinidad; exceso de luz; Raíces enredadas o dañadas. Deficiencia de luz. Daños mecánicos; babosas; chinches y otros insectos. Deficiencia de manganeso u otros micronutrientes; salinidad; mala aireación; exceso de humedad.

Deformaciones del tallo Pudrición al nivel del suelo Marchitamiento Delgado y débil

Salinidad; fertilizante colocado junto al tallo; exceso de humedad; mala aireación. Salinidad; alta temperatura; desecación; baja humedad del suelo y ambiente; raíz dañada. Deficiencia de luz; amontonamiento de plantas.

Anormalidades radicales Lento desarrollo Raíces podridas o pocas Plantas enanas

Salinidad; temperaturas extremas en el suelo; profundidad de plantación; mala aireación; exceso de humedad. Salinidad; mala aireación; exceso de humedad. Exceso de fertilizante; deficiencia de nutrientes; exceso de luz o de humedad; mala aireación; pocas raíces.

Muchas especies de escamas infestan plantas leñosas, otras se restringen a la corteza, y las que infestan hojas de plantas deciduas y arbustos, frecuentemente sobreviven a la estación seca o al invierno como variantes morfológicas que se desplazan a la corteza cada año, previo a la caída de las hojas, lo cual es innecesario para insectos que infestan palmas u otros árboles siempre verdes. Los daños se manifiestan cuando los folículos atacados se secan por pérdidas de savia y por la obstrucción de sus estomas. Las palmas se tornan amarillentas y

cloróticas; las cicatrices de las picaduras sufren una necrosis y se origina una disminución de la vitalidad de la planta, caída precoz de frutos y a veces la muerte. Pseudococcus longispinus y Tetranychus urticae en Chamaedorea elegans, Laccospadix australasicus y Sclefflera actinophylla, se controla con Methidathion y Dienochlor. Observándose también que al incluir Iprodione a la mezcla no se afecta la eficacia del tratamiento (Osborne, s/a; Salas y Ochoa, 1985). Las aplicaciones de un insecticida jabonoso aplicado en dosis de 6.2 ó 12.4 gramos de ingrediente activo por litro de agua, son tan efectivas como las aspersiones con Dienochlor a 0.3 gramos de ingrediente activo por litro, para controlar Tetranychus urticae en Brassaia actinophylla en invernadero. Los residuos en las plantas tratadas redujeron el número de escamas que llegaron a establecerse. La dosis más alta tuvo una fitotoxicidad significativa en Cissus rhombifolia y Hedera helix, pero esto no ocurrió en Chamaedorea elegans, Codiaeum variegatum, Diffembachia maculata, Dizygotheca elegantísima y Dracaena marginata. Se considera que una nutrición adecuada de las plantas presenta una acción eficaz, al incrementar la vitalidad y capacidad de resistencia al ataque de estos insectos. Falsa Arañita Roja (Tenuipalpus chamaedorea). Especimenes de esta plaga se colectaron en Chamaedorea sp en 1982 en las Nubes de Colorado de San José Costa Rica, observándose daños en el follaje nuevo, debido a la succión de la savia por parte de estos insectos. Se controla con aspersiones de Malathión en dosis de 2 mililitros por litro de agua.

FERTILIZACION

La mineralización del nitrógeno depende del nivel de combinaciones orgánicas originales, factores del medio ambiente y varios géneros de bacterias aeróbicas facultativas, las cuales pueden variar en gran medida entre tipos de suelos. Estos factores influencian fuertemente la disponibilidad del nitrógeno donde se utilizan las formas amonio o urea (Conover y Poole, 1986 a). Con el uso de una alta relación Amonio:Nitrato o Urea:Nitrato, se observó un mejor crecimiento y calidad en Aglaonema, Calathea y Phylodendron, mientras que en Aphelandra, Brassaia, Chamaedorea, Dieffenbachia, Nephrolepis y Peperomia no se observaron o fueron muy pocas las diferencias (Barker y Mills, 1980).

La fuente de nitrógeno no afecta la altura ni la calidad de Chamaedorea elegans, Dieffenbachia maculata y Peperomia obtusifolia, lo cual se demostró al aplicar 6 gramos de nitrógeno por metro cuadrado por mes en Peperomia obtusifolia y 10 gramos para Chamaedorea y Dieffenbachia, basada esta dosis en los niveles de nitrógeno y potasio recomendados (3:1.7) (Badawy et. al., 1987).

Al probar 6 niveles de la formula 19– 6- 12 en Chamaedorea elegans y Sclefflera actinophylla incorporados a la superficie o al sustrato, ni la altura de la planta y ni la respuesta de la misma, en general, se vieron afectadas por el método de aplicación, pero las mejores plantas y color de las hojas se obtuvieron con 25.6 ó 32 gramos de osmocote por maceta de 8 pulgadas; además de que la dosis de fertilización más alta (38.4 gramos por maceta) favoreció la presencia de escamas no especificados en Sclefflera actinophylla (Conover y Poole, 1986b). En Chamaedorea elegans, también se ha observado una reducción del crecimiento con niveles de 500:220:400 ó 750:330:600 miligramos por litro, comparados con 250:11:200 miligramos por litro de nitrógeno, fósforo y potasio, respectivamente. En esta misma especie y en Chamaedorea constricta, se determinó que una dosis de 2.5 gramos por maceta de 20 centímetros, tres semanas es suficiente para abastecer las necesidades nutricionales de las plantas, pues con ella, se obtuvo un mayor incremento en la altura en ambas especies y un mayor número de hojas por planta en Chamaedorea elegans, aunque en Chamaedorea constricta el nivel de fertilización no tuvo efecto significativo en esta última variable (las otras dosis probadas fueron 5 y 7.5 gramos/planta/maceta) (Badawy et.al., 1987). Los síntomas de deficiencia de micronutrientes en Chamaedorea elegans, Phoenix roebelenii, Caryota mitis, Chrysalidocarpus lutescens y Howeia forsteriana, tardan de 6 a 15 meses en expresarse, y las palmas pueden no recuperarse por completo (Hodel, 1992). CULTIVO Y HÁBITAT DE LOS PRINCIPALES GÉNEROS DE

PALMAS ENCONTRADOS EN TABASCO

Chamaedorea sp En jardín crece sólo en sitios cálidos y en sombra total, siendo lo mejor en pórticos, puertas y patios cubiertos y sombreados. Algunas variedades como Chamaedorea. seifrizii, toleran un poco de sol, pero también se amarillan si lo reciben en exceso. El amarillamiento en ocasiones se presenta por riegos inadecuados, recomendándose humedecer continuamente, pero de forma ligera (Purseglove, 1985; Heywood, 1985; Krempin, 1990; Hodel, 1992).

Estas plantas deben fertilizarse ocasionalmente durante el período de crecimiento, comprendido dentro de los meses de verano, usando un fertilizante completo, es decir, que incluya los 3 elementos más utilizados por las plantas, nitrógeno, fósforo y potasio. El exceso de urea puede causar efectos adversos como el amarillamiento. Para su propagación, las semillas frescas son las mejores, pero aún la germinación puede ser irregular y llevarse de 1 a 6 meses; una alternativa es la propagación vegetativa, dividiendo los tallos de las especies que posean bastantes.

Debido a que en su mayoría son usadas para interiores, las especies de este género tienen pocos problemas con gusanos; pero si crece a cielo abierto, si pueden observarse regularmente estos problemas, lo mismo que las hormigas del género Atta spp. En general, las camedoras sufren del ataque de hongos. Acrocomia Requiere un clima cálido libre de heladas y humedad e irrigación regulares; así como un buen drenaje. Todas las especies de este género son monoicas (se autopoliniza la misma planta). Para propagarla se elimina la cubierta de la semilla o se remojan por 2 a 3 semanas en agua tibia, germinando así en 2 a 4 meses. Las plántulas jóvenes deben protegerse del frío y mantenerse así, hasta que sean resistentes o se transplanten. Caryota En áreas tropicales a subtropicales estas palmas pueden cultivarse bien en el jardín, llegando a ser muy atractivas por su tallo grueso y sus peculiares formas de hoja, Chamaedorea mitis forma un macollo vistoso con sus tallos múltiples, el cual debe protegerse de vientos fríos en áreas templadas. Otra característica relevante de estas palmas es que comienzan la floración y fructificación en la primera axila foliar superior, donde vuelve a florear y fructificar gradualmente hacia abajo del tallo. Cuando el tallo amarra su último racimo de semillas, en su axila foliar más baja, la planta muere, siendo esta la manera de morir de Chamaedorea urens y otras especies de tallo individual, debiéndose mencionar que el proceso de floración total generalmente toma más de 7 años. Estas palmas se autopolinizan para producir semillas. Además de su valor ornamental, las caryotas son apreciadas como fuente de azúcar y alimento, así como también para la obtención de bebidas alcohólicas a partir de la fermentación de la savia. Las plantas más pequeñas son agradables en interiores de las casas, pero deben mantenerse con luz natural, conveniente para prolongar la vida de la planta; no obstante, las caryotas más grandes alcanzan demasiada altura, por lo que se recomienda sólo para edificios con techo alto. En climas fríos, las caryotas deben cultivarse bajo invernadero, mantenerse bien irrigadas, pero evitando el contacto permanente de las hojas con la fuente de agua. La propagación es sexual, germinando las semillas en 3 a 4 meses; se debe tener cuidado al manipular los frutos pues contienen una sustancia irritante. Se recomienda que las plántulas se protejan del frío.

Sabal Los sábalos son muy resistentes y grandes, por lo cual requieren espacios amplios para un mejor desarrollo. La mayoría crecen con tallos altos y pesados, se adaptan a regiones secas, pero es más recomendable plantar en suelos fértiles bien irrigados. Las especies de Sabal no son muy aptas para macetas, exceptuando a Sabal minor por ser la más pequeña. Sin embargo, cuando es necesario utilizar este método de producción deben cambiarse periódicamente de maceta y usar un buen sustrato para la misma. El mejor tamaño de contenedor para las palmas de este género es de 300 a 500 centímetros cúbicos, o aún más grandes, dependiendo del tamaño del ejemplar. También debe proporcionarse una humedad constante y fertilizar ocasionalmente con un nutrimento vegetal completo. Raramente se utiliza en interiores, pero son muy recomendables para este propósito si se les proporciona iluminación, o se les coloca en un lugar donde llegue suficiente luz. La mejor especie a emplear puede ser Sabal minor. Los ejemplares en maceta en interiores, deben sacarse a la intemperie al menor signo de estrés. Estas especies son hermafroditas, por lo cual se autopolinizan para producir semillas, las cuales se emplean para la propagación. Las semillas germinan en 2 meses y posteriormente las plantas deben enmacetarse antes de que su raíz profundice. Scheelea Scheeleas son palmas grandes, vistas comúnmente en parques o en su hábitat natural. Sus hábitos y necesidades culturales son muy similares; prefieren clima tropical, pero también crecen adecuadamente en los subtrópicos, pudiéndose cultivar de manera individual o en macollos. Son bastantes vistosas en caminos o autopistas, donde sus hojas arqueadas forman un túnel como cubierta. Por ser palmas muy grandes requieren espacios amplios, por lo cual es recomendable plantarlas en jardines y parques grandes; evitar vientos fríos en las zonas templadas y mantener una humedad constante regando adecuadamente. Las palmas de este género se autopolinizan para producir semillas (son especies monoicas). Estas se utilizan frescas para la propagación y germinan en dos meses. Washingtonia Son palmas muy resistentes usadas ampliamente en el Sureste de Estados Unidos en calles y jardines; se caracterizan por su resistencia a la temperatura y humedad extremosas.

Cuando se va a plantar, se debe seleccionar un sitio cálido, amplio, soleado y bien drenado. En áreas secas, Washingtonia robusta requiere sitios más húmedos que Washingtonia filifera. Para transplantarlas en campo definitivo es recomendable dejar las 4 hojas más jóvenes del tallo para prevenir el deterioro de toda la planta. Son ideales para macetas en áreas soleadas, pero es necesario regarlas regularmente para mantenerlas en una buena apariencia. En interiores sufren desecamiento apical, sin embargo, pueden resistir si se mantiene una observación regular del estado de las mismas. Estas palmas son hermafroditas y las semillas obtenidas por autopolinización germinan fácilmente en un tiempo de 2 meses; siendo necesario utilizar macetas profundas para manejar las largas raíces de las plántulas. Phoenix Comúnmente conocida como Palma Datilera Enana. Es originaria de la India y China; se cultiva ampliamente por su atractiva forma juvenil, pues eventualmente alcanza una altura de 3 metros, con hojas de 1.5 metros, recurvadas hacia abajo. Sus frutos son oblongos y negros de 12 milímetros de largo. Las palmas datileras por ser muy resistentes, se observan en muchos países del mundo (excepto en regiones heladas) creciendo en regiones cálidas semiáridas o en áreas más húmedas, siendo quizás la especie más cultivada de todas las palmas. Las especies más grandes pueden servir como ejemplares de jardines o parques, o plantarse en las orillas de las calles; mientras que la pequeña Phoenix roebelenii es más frecuentemente usada para cultivarse en macetas. Todas las especies pueden emplearse en interiores hasta que crezcan y desarrollen púas, para que posteriormente se cambien al jardín o, en el caso de variedades más pequeñas, colocarse en contenedores más grandes y continuar como maceta de exterior. Para mantener la planta limpia deben eliminarse las hojas viejas colgantes.

Las especies de Phoenix fructifican regularmente y sus frutos atraen a los pájaros. Este género es muy resistente, aún en los suelos más pobres o lugares secos. No obstante, al mejorar sus sitios de crecimiento se mejora su apariencia y además el riego en forma regular ayuda también a obtener resultados satisfactorios.

Son excelentes palmas para macetas tanto de interior como exterior. Aún con sombra son atractivas en todos los tamaños de maceta, desde de 100 a 500 centímetros cúbicos, en las cuales se recomienda usar una mezcla de sustrato, así como fertilizar ocasionalmente con un fertilizante vegetal completo, para mantener un bonito color verde oscuro y un crecimiento fresco.

Todas las especies pueden utilizarse en interiores, aunque algunas son muy grandes y espinudas, pudiendo ser peligrosas en caso de tener contacto con ellas. La más empleada para este fin es Phoenix roebelenii. Para prolongar su vida en interiores se debe colocar en un espacio donde pueda recibir un poco de iluminación; es necesario cambiarlas a un espacio abierto al menor signo de estrés y, mantener húmedo, pero no mojar en exceso ni sobresecar. Además, en interiores debe observarse las plantas continuamente con la finalidad de detectar ataque de chinches y también para sacarlas y regarlas o rotar con otros ejemplares.

Las especies de este género son dioicas, es decir, necesitan una planta masculina y una femenina para producir semilla, por lo tanto, su propagación es sexual; las semillas germinan en 2 a 3 meses, aunque también se puede propagar por hijuelos en aquellas variedades ahijadoras.

Chrysalidocarpus

Indebidamente comercializada como Areca en muchos países, estas palmas son ejemplares muy vistosos en los jardines en climas cálidos, aunque también se utilizan bastante como plantas de interior. De las 20 especies, Chrysalidocarpus lutescens es la más empleada para este propósito, conociéndose comúnmente como Palma Oro o Palma Mariposa.

En climas fríos necesitan cultivarse en invernaderos para un mejor resultado. No obstante, se utilizan como plantas de exterior en las zonas templadas y tropicales del mundo, es factible cultivarlas en zonas frías pero en áreas protegidas, libres de heladas y receptoras de calor, donde se debe regar regularmente para retener la humedad. Chrysalidocarpus lutescens es ampliamente usada en interiores de hoteles y oficinas en muchas partes del mundo, debiéndose escoger un sitio tibio, iluminado y bien irrigado.

La mayoría de las especies se autopolinizan para producir semilla, son plantas monoicas excepto Chrysalidocarpus lutescens que puede ser dioica. La propagación es por vía sexual, las semillas de Chrysalidocarpus lutescens toman de 1 a 2 meses para germinar y requieren sombra de inicio, mientras que Chrysalidocarpus madagascariensis se puede llevar más de 5 meses. Los macollos de Chrysalidocarpus lutescens pueden dividirse.

Butia

Butia capitata es una palma exclusivamente de exterior, cultivada ampliamente en algunas áreas. Sus frutos pueden molerse para formar una gelatina o fermentarse para vino, por lo cual se conoce comúnmente como Palma Vino o Palma Jelly. Es una palma muy atractiva y se adapta a hábitat que varían desde áreas cálidas de alta precipitación a regiones frías secas. Las Butias resaltan al intercalarse con otras palmas en un jardín, debido a que el color azulado del follaje de esta especie contrasta con el color verde de la mayoría de las otras palmas. También pueden plantarse en hileras o usarse como delimitadores en carreteras para dar un efecto de embellecimiento.

Debe utilizarse un fertilizante que provea los 3 nutrimentos básicos de las plantas (N, P, K) durante la fase de crecimiento ( meses de verano), además de nutrir siempre en la época de floración para amarrar los frutos.

Las especies son monoicas, se autopolinizan para producir semillas; por lo tanto, su propagación es sexual. Las semillas son lentas para germinar, pudiéndose llevar más de 6 meses. Se desconoce acerca del uso de Butias como plantas de interior, debido quizá a su apariencia marchita en su etapa juvenil. En caso de tenerlas en interior, deben cuidarse las quemaduras de las puntas, se deben sacar al sol cuando sean detectadas y mantener la maceta húmeda, pero sin inundar.

Coccotrinax

Estas palmas, Abanico del Caribe, están siendo mayormente sembradas en Australia; llaman la atención por poseer un tamaño moderado y ser muy resistentes. En áreas templadas y tropicales crecen a campo abierto, pero en regiones frías requieren protección o captadores de calor. No se utilizan en interiores, pero colocándola a la orilla del marco de la puerta, forma una maceta muy atractiva. Pueden cultivarse a pleno sol o bajo la sombra de otras plantas. Muestran cierta tolerancia al mal drenaje, pero prefieren suelos calizos bien drenados. Debido a que resisten bien el viento, se emplean para delimitar plantaciones; también presentan resistencia a las sales y debe cuidarse el riego durante períodos secos.

Estas palmas son hermafroditas, por lo cual se autopolinizan para producir semillas, mismas que se utilizan para la propagación. Las semillas frescas germinan de 1 a 2 meses, pero su crecimiento es lento. Unas pocas variedades toman más tiempo, requieren un suelo rico en limo y pH alcalino.

Pritchardia

Crecen en laderas a la orilla del mar y hasta los 1,400 metros en áreas boscosas húmedas. Unas cuantas especies crecen en bosques secos en áreas protegidas del viento. Son palmas abanico de tamaño medio, muy atractivas en los trópicos. Muchas de ellas están expuestas al viento marino en su hábitat natural, pero en zonas más frías que en los trópicos, tales vientos pueden ser fríos y dañinos; por lo tanto, son más recomendables en zonas tropicales.

Al plantarlas en un jardín, éste debe ser un sitio soleado, amplio y de preferencia que esté protegido del viento, además el suelo debe ser fértil y aplicar riegos regulares.

Cuando se colocan en contenedores grandes forman macetas atractivas y manejables; sin embargo, no existe información acerca de su uso como plantas de interior. Las especies son hermafroditas, autopolinizándose para producir semilla; la propagación se realiza por semillas, las cuales germinan en 2 a 3 meses. Las plántulas deben cuidarse del frío y el viento.

Veitchia

Algunas especies importantes son Veitchia arecina, Veitchia sessilifolia, Veitchia merrillii (también llamada Kerpis, Palma Manila o Palma Navideña). Esta última especie es sembrada ampliamente en climas cálidos para exhibir sus frutos rojos. Son de crecimiento recto, muy limpias y atractivas y son de las palmas más populares en todas las regiones tropicales, debido al color de los frutos.

Las especies de Veitchias provienen de las islas tropicales cálidas, donde crecen bajo el dosel del bosque húmedo aprovechando la escasa altura que alcanza. En nuestras áreas tropicales se adaptan bien e incluso algunas especies pueden desarrollar en regiones subtropicales. En las zonas más cálidas se plantan básicamente de manera individual, aunque también es factible establecerlas en conjunto o en hileras.

Como plantas de interior, Veitchia merrillii es la mejor para este propósito, por su porte compacto. En Hawaii, frecuentemente se observan en interiores hasta que sus frutos maduran. Son plantas monoicas, cuyas semillas se emplean para la propagación aprovechando su relativa rápida germinación (alrededor de un mes).

Brahea

La especie detectada en Tabasco es Brahea dulcis, conocida como Palma Roca, es una bonita palma abanico verde azulada, con hojas bellamente desplegadas, frutos comestibles y de tallo muy resistente.

Las Braheas son palmas abanico de poco crecimiento, con un único tallo grueso y que crecen en áreas arcillosas secas, frecuentemente en laderas y barrancas; sin embargo, se puede desarrollar en áreas tropicales y templadas. Se recomienda colocarlas en jardines y parques amplios para su exposición, eligiendo para ello un sitio bien drenado, el cual se debe regar cuando sea necesario.

Para su propagación se utiliza la semilla proveniente de autopolinización, puesto que son plantas hermafroditas; las semillas germinan fácilmente, pero ocurre de 2 a 4 meses.

Ptychosperma

De forma natural, las especies de Ptychosperma se encuentran en bosques húmedos y valles montañosos o, a las orillas de pantanos. Crecen fácilmente en los trópicos y son muy resistentes, pues soportan intensos vientos marinos. En los subtrópicos crecen bien si se protegen de los vientos fríos, pero las hojas pueden puntearse de café durante el invierno; lo anterior, no se presenta, si las palmas se cultivan en invernaderos en esas regiones, utilizándose como plantas de interior. Para mantenerlas en interior se debe de escoger un espacio naturalmente iluminado, pues esto alarga su vida. Asimismo, se debe mantener la humedad y sacarlas regularmente bajo una cubierta, evitando la luz

directa del sol. Los mejores tamaños de maceta para interior son de 200 a 300 centímetros cúbicos.

A intemperie en los subtrópicos es mejor seleccionar un área iluminada, lo mismo que en áreas templadas donde además deberán protegerse del viento fuerte o seco y heladas, siendo recomendable plantarlas en un lugar cálido, bajo la protección de árboles o palmas de mayor porte y regar libre y frecuentemente.

Las especies que se agrupan se plantan individualmente, pero las de un solo tallo, se colocan de 2 a 3 en una maceta para formar un conjunto. Para un follaje libre de manchas es mejor cultivarlas en invernadero o en lugares cálidos protegidos. Mantener bien húmedo y fertilizar ocasionalmente para mantener un crecimiento exuberante. La propagación es por semillas, éstas en estado fresco, germinan en 2 a 3 meses. Las especies que ahíjan también pueden propagarse por división.

Roystonea

En el estado de Tabasco, se han detectado 2 especies que son descritas a continuación:

Roystonea boringueana. Se distingue de las otras palmas reales por la brillantez de la superficie superior (haz) de las hojas, además de la densidad de las flores en su inflorescencia. Los frutos oblongos son café amarillentos.

Roystonea regia. Es la especie más cultivada y la más sobresaliente dentro del género. Tiene tallo liso, blanco - grisáceo, de forma ahusada y de 25 metros de alto, engrosado en la punta y en la base y, terminado en una gran corona foliar verde. Las hojas superiores cuelgan hasta cubrir parte de la corona. Las inflorescencias son muy racimosas y producen frutos negro – púrpura de casi 8 a 12 milímetros. De forma natural crecen en áreas boscosas bajas, de alta precipitación e incluso en áreas pantanosas cercanas al mar. Existe un amplio número de variedades, todas de las Islas Caribeñas y partes cercanas de América, siendo más cultivada la Palma Real Cubana (Roystonea regia), popular por su extraordinaria forma del tallo y su gran altura. En climas templados pueden desarrollar bien si se les provee calor y se protegen del frío; al cambiarlas de lugar, colocarlas junto a las casas o árboles más grandes para protegerlas de vientos secos o fríos, e incorporar algún sustrato o composta al suelo antes de plantar. También es necesario mantener bien irrigado el suelo para promover un crecimiento más rápido y fertilizar con una formula completa, pues naturalmente crecen en suelos ricos. Las palmas reales crecen muy alto y no es recomendable que permanezcan en macetas; por lo mismo, no se recomiendan como plantas de interior, pues aún jóvenes son altas y puntiagudas. La propagación es sexual (la palma es monoica), germinando las semillas en 2 meses, si se les proporciona calor en el suelo o existe una temperatura elevada en el ambiente.

Cuadro 20. Algunas características de los géneros de palmas ornamentales en Tabasco (Krempin, 1989).

Género Tallo Crecimientoº Tolerancia Espinas Tipo de

Hoja Para

Interior Brahea Solitario Moderado Áreas secas Sí Abanico No Butia Solitario Moderado Áreas secas Sí Pluma No

Caryota Solitario o Múltiple

Moderado a grande Sombra y/o expos. Al sol

No Cola de pez

Sí

Chamaedorea Solitario o Múltiple

Pequeño Sombra completa

No Pluma Sí

Chrysalidocarpus Solitario o Múltiple

Pequeño a grande Sombra No Pluma Sí

Coccothrinax Solitario o Múltiple

Pequeño a moderado

Costa No Abanico No

Licuala Solitario o Múltiple

Pequeño a moderado

Áreas húmedas y sombra completa

Sí Abanico Sí

Phoenix Solitario o Múltiple

Moderado a grande Áreas secas Sí Pluma Sí

Pritchardia Solitario Moderado Sol No Abanico No Ptychosperma Solitario o

Múltiple Pequeño a moderado

Sombra No Pluma Sí

Roystonea Solitario Grande Humedad y sol No Pluma No Scheelea Solitario Grande Áreas secas No Pluma No Veitchia Solitario Moderado Costa No Pluma No

Washingtonia Solitario Grande Costa y áreas secas

Sí Abanico Sí

º Pequeño: máximo 2 metros Moderado: 6 metros Grande: más de 6 metros

Brahea dulcis

www.pacsoa.org.au/palms/ Brahea/dulcis.html

Caryota mitis www.plantapalm.com/vpe/photo

s/ Species/caryota_mitis.htm

Chamaedorea elegans www.pacsoa.org.au/palms/Chamaedorea/

elegans.html

Chrysalidocarpus lutescens Photographer: Kelly Chadwick

Butia capitata

www.junglemusic.net/palmadvice/ palms-coldhardy2.htm

Coccothrinax readii

Foto:Mike Smith

Licuala grandis

zoneten.com/palms.htm Licuala spinosa

zoneten.com/palms.htm

Veitchia merrillii


Licuala elegans www.thaipalms.com/encyclopedia/

Licualaelegans.html

Phoenix roebelenii

bizmark.8m.com/photo3.html

Pritchardia species


Sabal minor www.xs4all.nl/~walberg/ palmbesch.htm

Roystonea regia


Ptychosperma elegans www.marblenet.es/ pjse/ficha35.htm

Ptychosperma macarthurii

www.marblenet.es/ pjse/ficha35.htm

Washingtonia robusta

www.nzpalm.co.nz/ products4.html

CULTIVO DE STRELITZACEAE (AVE DE PARAÍSO)

Importancia

El Ave de Paraíso es una de las especies ornamentales que actualmente posee una mayor demanda y más altos precios en el mercado Nacional e Internacional, comparado con otras especies ornamentales. Dependiendo de la época del año, el precio de una docena de tallos florales de ave de paraíso varía desde 150 a 1,000 pesos. Asimismo, la demanda de este producto ha tenido tal efecto en las unidades de producción, que la productividad de éstas se ha incrementado significativamente a través del tiempo, ya que los rendimientos de 1,200 tallos por hectárea que se tenían en 1988, se aumentaron a 16,500 tallos por hectárea para 1992.


Los 3 géneros y 7 especies de la familia Strelitzaceae; Strelitzia (5 especies), Ravenala (una especie) y Phenakosperman (una especie), están restringidos al Sureste de África, Madagascar y Sudamérica. Las características distintivas de Strelitzaceae son: el tronco leñoso (ausente en algunos miembros de Strelitzia), la apariencia de las flores e inflorescencia y su fruto capsular. Las populares aves de paraíso (Strelitzia reginae y Strelitzia nicolai) y la palma del viajero (Ravenala madagascariensis) son comúnmente usadas como ornamentales en exteriores o interiores (Berry y Kress,1991).

Fenología

El intervalo entre la emergencia foliar y la emergencia del tallo floral en promedio es de 186 días, con un rango de variación de 173 a 240 días. Posteriormente, el intervalo entre la emergencia del tallo y el corte de la flor es en promedio de 64 días con un rango de 54 a 74 días. Aunque se han observado diferencias en la duración de cada etapa de desarrollo, de acuerdo a las condiciones climáticas, no se han registrado diferencias significativas en el rendimiento entre años, pero sí en las estaciones del año, siendo la más baja producción en invierno e inicios de la primavera (Criley y Kawabata, 1984).

PROPAGACIÓN Y CULTIVO

Macropropagación

Strelitzia reginae, al igual que la mayoría de especies de la familia Strelitzaceae es propagada mediante la división de plantas, separando los hijuelos enraizados naturalmente y requiriéndose de 2 a 3 años para que las plantas alcancen la madurez (fase de floración), o por la germinación de semillas.

Germinación de semillas. En forma tradicional, los productores dedicados al cultivo de Ave de Paraíso propagan estas plantas de manera sexual. Comúnmente se

depositan dos semillas por bolsa para asegurar al menos la brotación de una plántula, lo cual ocurrirá aproximadamente a los 6 meses. Se recomienda sembrar la semilla a los 3 meses como máximo, después de ser recolectada. Sin embargo, los fracasos en el uso del método anterior son comunes debido al bajo porcentaje de germinación que presentan las semillas de Strelitzia reginae, siendo este del 18% (Díaz, 1978; y Andrés, 1994).

El fenómeno de dormancia que presenta la semilla de Ave de Paraíso puede deberse a varias causas, destacando dentro de éstas, la testa dura de la semilla o la presencia de un inhibidor (Kamel et. al., 1975).

Actualmente existen diferentes métodos para reducir los problemas de germinación, destacando el uso de tratamientos pregerminativos y el cultivo in vitro de embriones y ápices de tallo.

Tratamientos pregerminativos. Un método usado para incrementar la germinación de semillas de Ave de Paraíso es la irradiación de semillas con rayos gamma. Este tipo de tratamiento, aunque produce una reducción en el porcentaje de germinación, tiene un efecto positivo en la velocidad de la misma, acelerando el proceso de 48 días de la germinación natural a 36 días, cuando se aplican radiaciones con rayos gamma con una intensidad de 1,000 rads (El-Kholy y Hassan, 1983 y Kamel et. al., 1975).

Otro tratamiento pregerminativo con mayor eficiencia es la inmersión de las semillas en soluciones con reguladores de crecimiento u otras sustancias químicas. Los mejores resultados en este tipo de tratamientos se obtienen sumergiendo la semilla en una solución de triptófano a 50 ppm durante 72 horas; este tratamiento permite elevar el porcentaje de germinación de 20.6 a 89.3% (El-Kholy y Hassan, 1983; Ishihata, 1976).

División de plantas. La propagación vegetativa mediante la división de plantas es un método limitado debido a que la tasa de proliferación (0.5 – 1.5 plantas/año) es considerablemente baja. Sin embargo, con un manejo especial de la planta madre se ha logrado aumentar su eficiencia.

Una característica de selección de plantas madres que se van a utilizar en la división, además de cantidad y calidad de las flores y la resistencia a enfermedades es la presencia de “hojas cuatas”, las cuales son hojas que se presentan unidas y que indican al productor que en ese punto es donde se debe separar a la mata desde su raíz.

El principio de la división de estas plantas es la eliminación de la dominancia apical; primeramente se separan los hijuelos y se cortan las raíces hasta una longitud de 20 centímetros, para posteriormente plantarse en contenedores y permitir la recuperación. Una incisión de forma triangular abajo del ápice de la planta, con cortes transversales de 8 a 12 milímetros por encima del plato basal de las vainas foliares es necesario para la inducción de nuevos brotes. El ápice es removido y después de 2 a 6 meses se desarrollan los brotes laterales, variando su número de 2 a 30 por planta dependiendo de la edad y tamaño de la planta madre.

Para obtener brotes con raíces, deben podarse la mayoría de las raíces viejas para que en los próximos 6 meses puedan formar raíces laterales en toda la planta y en los nuevos brotes, los cuales se cortarán y plantarán para formar una nueva planta. Estas últimas plantas pueden ser tratadas el próximo año (Pool y Hell, 1988).

Micropropagación

Cultivo de ápices. Una técnica que ha respondido a las exigencias de la producción comercial de Strelitziaceas es el cultivo de ápices. Se utiliza un segmento de rizoma con un remanente de tallo, el cual es desinfectado durante 5 minutos con una solución de etanol al 70%, seguida por una desinfección de Ca(ClO)2 durante 15 minutos. Una segunda disección es necesaria para obtener un explante de 15 milímetros, mismo que será sembrado en un medio líquido compuesto con 50% de sales minerales del medio Murashige y Skoog (1962), vitaminas, antioxidantes, sacarosa, reguladores de crecimiento y antibióticos. Después de 24 horas, los explantes son transferidos a otro medio similar al anterior, pero sin antibióticos ni oxidantes. La proliferación de callo es estimulada en el medio anterior, pero suplementado con 0.5 ppm, 2.5 de ácido indolbutírico, 1.0 de ácido naftalenacético y 0.5 ppm de 2,4-D durante las 4 semanas posteriores. Un medio compuesto por los componentes anteriores y suplementado con carbón activado y en estado sólido, favorece la producción de brotes. Los brotes derivados de la anterior fase, se someten a una solución de IBA a 100 ppm durante 4 horas, para ser utilizados como estacas y transplantados a un bancal para su enrraizamiento. El sustrato usado en el bancal se compone de la siguiente forma: la mitad de peat moss y el resto de vermiculita (Kunisaki, 1977; Ziv y Halevy, 1983).

Requerimientos edáficos

La Strelitzia reginae está dotada de raíces principales y secundarias con crecimiento muy desarrollado, razón por la cual requiere suelos profundos y fértiles. También, esta especie es muy sensible a encharcamientos, por lo que propicia ataque de enfermedades fungosas tales como Fusarium.

Este cultivo requiere de suelos limosos o limo arcillosos con bajo porcentaje en arcillas y ricos en materia orgánica. El pH óptimo es de 6.2 a 6.4, pero prospera entre pH de 6 a 7 (Hernández, 1990).

Requerimientos climáticos

De acuerdo a sus requerimientos climáticos, este cultivo puede ser explotado en todas aquellas regiones donde se tienen climas cálidos o semicálidos húmedos, como lo es todo el Sureste de México.

Fotoperiodo. El ave de paraíso es una planta de días largos, ya que al recibir mayor número de horas luz su producción de flores es mayor. La luz es muy importante para esta especie, ya que las plantas que no lleguen a recibir la cantidad suficiente de luz, al menos 10 horas al día, se quedarán sin florecer (plantas nulas).

Además, la muerte de yemas esta asociada con temperaturas e intensidades de luz inadecuadas; sin embargo, la susceptibilidad difiere marcadamente entre plantas (Halevy et. al., 1976).

Temperatura. La fisiología de la floración del Ave de Paraíso todavía no está completamente entendida, sugiriéndose temperaturas de 10 a 15 ºC en la noche y de 15 a 30 ºC durante el día; se ha observado que la mejor temporada para la producción de flores es cuando se tienen temperaturas de 15 a 20ºC (Krogt, 1981).

Preparación del terreno

El Ave de Paraíso es una planta perenne que comercialmente conviene su permanencia por muchos años en el terreno. Lo anterior, depende en gran parte de la preparación del terreno, por lo que al realizar el productor esta actividad debe poner un especial cuidado. Esta consiste en (Hernández, 1990):

Subsoleo. Se realiza en forma cruzada varias veces, para dar una profundidad de 0.8 a 1.0 metro.

Incorporación de Materia Orgánica. Se aplica principalmente estiércol descompuesto a razón de 80 toneladas por hectárea.

Barbecho. Con el arado de discos se realiza un barbecho cruzado con la finalidad de remover el suelo e incorporar la materia orgánica.

Rastreo. Se debe pasar una rastra de discos o picos con la finalidad de mullir lo más posible el terreno.

Nivelación. En caso de que el terreno tenga desnivel y dada la sensibilidad del cultivo a los excesos de humedad es necesaria una nivelación para evitar enfermedades fungosas.

Arreglo topológico y transplante

La plantación se puede realizar al inicio de la temporada de lluvias. Las distancias de plantación generalmente son de 2 metros entre hileras y 1 metro entre plantas, resultando una densidad de 5,000 plantas por hectárea. Cuando se tiene la producción bajo invernadero una densidad de 2 plantas/m2 , se considera la óptima, pues se obtienen 2 flores/m2.

Las cepas deben hacerse por lo menos 3 semanas antes de la plantación y la profundidad de éstas depende del tamaño de la planta y raíces. En general, las dimensiones recomendadas son 50x50x50 centímetros. Antes de colocar la planta en la cepa es necesario depositar en el fondo de la misma, un insecticida en polvo y un funguicida con la finalidad de evitar el ataque de plagas y patógenos (Andrés, 1994).

También es muy importante procurar que la planta no esté muy dividida en virtud que es mejor plantar 3 hijos por cepa o plantas con 3 macollos, para asegurar el éxito en la práctica del transplante (Hernández, 1990).

Cuando la plantación se efectúa con plantas procedentes de bolsas es necesario que éstas posean una edad de 1 a 2 años. En este caso es necesario proporcionar un poco de sombreado o amarrar las hojas, de tal forma, que quede expuesta al sol la menor superficie posible de área foliar, para evitar la deshidratación de la planta y con ello facilitar una rápida recuperación de la misma.

Labores culturales

Construcción de cajetes. Después de realizada la preparación del terreno se forman cajetes individuales que faciliten los riegos y la fertilización.

Riegos. Tradicionalmente el riego se hace de forma rodada o en menor proporción por goteo. El intervalo de riego que prevalece entre los productores es de 8 días para el estado de Michoacán y de 15 días para productores del estado de Morelos. En estudios para determinar la cantidad de agua requerida se recomienda una lámina de riego de 2.5 a 3.7 centímetros por semana (Parnell, 1990).

Fertilización. La nutrición de estas plantas se basa en materia orgánica y mezclas de fertilizantes químicos como el fertilizante 15-30-15 en una dosis de 30 gramos por planta, cuando tenga una edad de 2 a 3 años y de 60 gramos en plantas mayores de esta edad. Sin embargo, en sistemas intensivos de producción de Ave de Paraíso, la fertilización de la plantación sigue un programa de aplicaciones. Durante la época de crecimiento se utilizan fertilizantes nitrogenados suplementados con fertilizantes foliares; mientras que en época de floración, no es posible la aplicación de los fertilizantes citados, ya que al hacerlo se retrasaría la floración; en esta etapa, es recomendable aplicar fertilizantes fosforados y potásicos (Andrés, 1994 y Hernández, 1990).

Si se utiliza fertilizante en fórmula, se recomienda usar el 20-10-5, cuando la planta se encuentra en la época de floración, en una dosis de 40 gramos por planta mensualmente (Hernández, 1990).

Sombreado. Las plantas requieren la luz solar con sombreado parcial durante el verano. Esta sombra puede ser natural (plantación de árboles) o mediante el uso de mallas de sombreado. La cantidad de sombra recomendada es del 20% (Andrés, 1994).

Deshoje. La práctica de deshoje se realiza una vez al año. Esta práctica tiene la finalidad de eliminar el exceso de hojas muertas, que pueden estar unidas a la mata y ser reservorio de plagas y enfermedades. Se considera que cuando la planta tiene de 4 a 5 hojas es tiempo de realizar el deshoje (Hernández, 1990).

Deshierbes. Los deshierbes generalmente se realizan en forma manual mediante el azadón, debido a que por el gran follaje de las plantas dentro de la plantación es imposible utilizar maquinaria. El control químico de hierbas también es posible aplicando en forma preemergente, 500 gramos de Dalapón en 200 litros de agua por hectárea. Este mismo herbicida puede ser aplicado de manera postemergente, antes de que la maleza exceda de 15 a 20 centímetros de altura.

PROBLEMAS FITOSANITARIOS

Plagas

Araña Roja (Tetranichus urticae). Esta plaga representa una amenaza para el cultivo en la época de calor. Ataca en el envés de la hoja, la cual se decolora paulatinamente y va adquiriendo un color plateado. Se controla con aspersiones de aceite en dosis de un litro en 200 litros de agua (Hernández, 1990).

Trips (Taeniothrips simplex). Cuando se encuentra esta plaga en el cultivo, se observa una raspadura en la hoja de la planta, siendo principalmente este daño en las hojas tiernas. Se recomienda combatirla con un insecticida fosfatado de tipo sistémico (Andrés, 1994).

Chaetanaphothrips signipennis. Este insecto también ataca al plátano y otras especies ornamentales de follaje tales como Cordyline terminalis, Dracaena sp y Maranta lenioneura. Causa enrollamiento de la hoja y otras malformaciones. Aunque no existe un insecticida específicamente recomendado para el control de esta plaga, el Orthene (Acephate) L y Vydate L (Oxamyl) están registrados para el control del thrips (Denmark y Osborne, 1985). Sesamia nonagrioides Let (Lepidoptera:Noctuidae). Se ha encontrado atacando los tallos de la planta ornamental Strelitzia reginae. Esta plaga es común en maíz y otros diferentes cereales, parece que está adaptando al Ave de Paraíso (Oliveira y Tavares, 1983). Gusano barrenador (Acigona morbidelas). Esta es una oruga de 2 a 2.5 centímetros de longitud, de forma estrecha y delgada con manchas de color marrón en cada uno de los anillos del abdomen y la cabeza de color marrón brillante. Los daños los ocasionan principalmente al oradar y abrir galerías en el escapo de la flor (generalmente cerca de la base), en el cuello de la planta y en las raíces. Los productores tratan de obtener un buen control del barrenador aplicando Lannate en dosis de 1 kilogramo en 400 litros de agua o bien Dipterex en igual dosis para controlar esta plaga en la parte aérea (Hernández, 1990). Gusanos del suelo. Los más frecuentes son los gusanos blancos o gallinas ciegas (Phylophaga sp), los cuales son incorporados al suelo en estercoladuras de mala calidad.

Estas plagas suelen ser peligrosas debido a su voracidad y ataque escondido, pues los síntomas no son visibles a primera vista, ya que sólo se observa raquitismo en la planta y amarillamiento en las hojas debido a que el daño es al sistema radicular. También se llega a presentar en algunas ocasiones el gusano de alambre (Agriotes sp), los cuales son larvas de coleópteros de color amarillo, cuyo adulto es un diminuto escarabajo de color café oscuro que causa daños a las raíces. El control de estas plagas es de tipo preventivo, en especial durante la preparación del terreno. Los productos que se aplican son Dipterex en dosis de 500 gramos en 200 litros de agua, para controlar el gusano barrenador, gusano cogollero y trozadores; y el Furadán en dosis de un litro en 200 litros de agua para el control de gallina ciega y gusano de alambre (Hernández, 1990). Enfermedades Achaparramiento o necrosis radicular (Fusarium sp.). Inhibición en el crecimiento de la planta, así como también una necrosis en las raíces, son los síntomas de un hongo complejo del género Fusarium, siendo el más frecuente Fusarium oxisporum, aunque también puede encontrarse Fusarium moniliforme, Fusarium calmorum y Fusarium solania. No obstante, también se ha observado que estos hongos ocasionan daños de otro tipo tales como muerte de yemas por Fusarium poae, mientras que Fusarium calmorum y Fusarium arenaceaum producen daños en las flores. Los 4 primeros hongos dañan principalmente a la semilla, retardan el crecimiento de plántulas y ocasionan necrosis radicular.

Una forma de control del patógeno es preventivo a la semilla, poniendo a remojar éstas en agua caliente a 57ºC durante 30 minutos. También se pueden utilizar productos químicos a la semilla tales como Tecto 60 (Orlikowski, 1977). Cuando el ataque es en la plantación, una forma de control puede ser aplicando Tecto 60 a razón de 500 gramos en 200 litros de agua o mediante la eliminación de plantas con síntomas severos.

Marchitamiento bacteriano (Pseudomonas solanacearum). Los síntomas de esta enfermedad son un enrollamiento hacia arriba de las hojas acompañado por una decoloración amarilla o anaranjada. Las hojas y pecíolos gradualmente se arrugan para posteriormente secarse (Goto, et. al. 1985). Como hospedante este patógeno se ha registrado a M. Basjoo, pero no para M. Paradisiaca y Heliconia psittacorum.

Daños foliares

Helmintosporium. El hongo del género Helmintosporium es el agente causal más común de este tipo de enfermedades. Se manifiesta con un manchado de las hojas provocando posteriormente el secado de éstas, junto con ataques al escapo floral, sépalos y pétalos. Este hongo se presenta en la época de lluvias y representa un fuerte problema durante la época de floración, puesto que ataca las flores produciendo puntos

negros en éstas, de tal manera, que baja su calidad y no son comerciales. Su control se realiza con Manzate en dosis de un kilogramo en 200 litros de agua.

Xanthonomas campestris. La sintomatología que presenta la enfermedad son lesiones angulares de color amarillo a café rojizo en las hojas. Estas lesiones son frecuentemente bordeadas por las nervaduras de las hojas y poseen un diámetro de un milímetro, aunque pueden coalecer para dar una apariencia de marchites. Dentro de las plantas hospederas que se han registrado para esta enfermedad a parte de Strelitzia reginae se tiene a Strelitzia nicolai y muchas especies de áraceas, araliáceas, malváceas, euforbiáceas y moráceas, siendo en estas últimas diferentes patovares a los encontrados en las Strelitzáceas (Chase y Jones, 1987).

Alternaria. Es otro hongo importante el cual se caracteriza por ocasionar en las hojas manchas pequeñas de color amarillo, que posteriormente se tornan negras. Se controla con productos químicos como Tecto 60, Zineb, Mancozeb, etc, en dosis bajas.

Ascochyta passiflorae. Otra enfermedad encontrada en el ave del paraíso es provocada por el hongo Ascochyta passiflorae, el cual ocasiona manchas difusas y de color marrón que se pueden confundir con daños ocasionados por insectos. Se controla con funguicidas sistémicos como el Tecto, Benlate o Roural.

Nematodos. Dentro de las especies de nematodos reportadas para Strelitzia reginae se encuentran Helicotylenchus dihystera, Dolichodurus profundus y Meloidogyne arenaria. Este último no causa serios daños en la reducción del rendimiento; aplicaciones con una solución de Aldicard a 200 ppm reducen considerablemente la infestación de este nematodo (Cuang, 1973).

Strelitzia reginae www.botany.hawaii.edu/faculty/ carr/strelitzi.htm

Strelitzia nicolai

naturalselections.safeshopper.com/ 5/12.htm Ravenala madagascariensis

www.csdl.tamu.edu/FLORA/Wilson/ tfp/zin/zinorder2.htm

Strelitzia reginae dipologcity.com/Flowers.htm

CULTIVO DE ARÁCEAS

Importancia

El cultivo de las Aráceas es importante, principalmente, en las regiones tropicales del mundo; sin embargo, aún no han alcanzado el reconocimiento como cultivo de gran potencial.

El cultivo de aráceas a nivel comercial comenzó aproximadamente hace 10 años en Costa Rica. En la actualidad, se utilizan los cormos para consumo interno, mismos que se exportan a Europa y Estados Unidos.

Requerimientos edáficos

No obstante, que estas plantas crecen en casi todos los suelos y diferentes alturas sobre el nivel del mar, las aráceas se desarrollan mejor en alturas de 0 a 800 m.s.n.m, y en suelos arcillosos, sueltos y fértiles, así como en suelos aluviales, pudiendo sembrarse también en tierras abonadas. Aunque se sabe que los rizomas o tubérculos de mejor calidad se obtienen en terrenos arcillosos.

Los terrenos de grava o pedregosos son naturalmente inadecuados para este tipo de plantas. Aunque una cantidad de humus es benéfica, una cantidad excesiva del mismo unida a la escasez de potasio o ácido fosfórico harán que las plantas produzcan hojas muy grandes y pocas raíces.

En tierras fértiles y con buenos cuidados, estas plantas crecen de 1.80 a 2.10 metros de altura, aunque en suelos muy arcillosos algunas especies pueden alcanzar también este porte, pero ninguna desarrolla en terrenos pantanosos (Barret, 1927).

Requerimientos climáticos

No se recomienda sembrar en elevaciones altas, ni en lugares donde la estación de cultivo sea corta, ya que básicamente requiere calor y humedad, es decir, condiciones tropicales. Requieren un abastecimiento constante de humedad durante el período de crecimiento, equivalente a lluvias de 1,250 a 2,500 mm anuales y bien distribuidos (Pizetti, 1978).


Propagación

Existen 3 clases de material de propagación (Barret, 1927 y Herwing, 1993):

Puntas del rizoma central. También conocido como palma, consiste en una parte mínima de la base del tallo falso o manojo de los pecíolos de las hojas adheridas al

extremo superior del rizoma, siendo los mejores tamaños de 5 a 10 centímetros para el rizoma y de 10 a 15 para el pecíolo, dependiendo del diámetro del rizoma.

Tubérculos laterales. Pueden llevar o no una o más hojas en el extremo; si éstos son muy grandes deben cortarse, plantando sólo los extremos de 5 a 7.5 centímetros.

Secciones del rizoma. Son las partes que quedan debajo de la punta, debiéndose plantar varios pedazos, pues su calidad es inferior. Los vástagos crecerán de los retoños o yemas de la superficie del pedazo que se plantó, aunque más tardíamente que en los 2 materiales anteriores.

Acondicionamiento del material a propagar

Las semillas, en caso de no sembrarlas de inmediato, deben mantenerse en la sombra por una a dos semanas, antes de plantarlas, pues los rayos directos del sol las debilitan. Sólo deberán plantarse materiales robustos y sanos, evitando en lo más posible, aquellos que posean manchas pardas, hongos o indicios de presencia de insectos. En caso de necesidad, las partes enfermas caracterizadas por un color oscuro y textura blanda, deben eliminarse con un cuchillo o punta de machete desinfectados previamente.

La aplicación de un poco de cal al terreno puede evitar la propagación de hongos. Los insectos pueden eliminarse sumergiendo los materiales a establecer en una solución de Kerosén o mediante un cepillado (Herwing, 1993).

Plantación

Los suelos flojos aluviales o arcillosos no necesitan ararse, a menos que tengan muchas malezas. Los surcos en hilera son innecesarios, pero donde se requiera deshierbar o cultivar manualmente, conviene plantar a intervalos de 90 centímetros entre hileras y de 90 a 120 centímetros entre surcos. Las variedades de porte muy alto, en suelos fértiles, conviene plantarlas a mayores distancias; en tanto, que las variedades pequeñas no requieren mucho espacio. Sólo las puntas de rizoma deben quedar visibles y el resto comprimido con tierra, los rizomas y secciones se cubren con 5 centímetros de suelo, pero si el terreno es ligero y arenoso y en clima seco se debe cubrir con 7.5 centímetros.

Los rizomas y secciones tardan varias semanas en brotar cuando se plantan en época de seca, a menos que tengan ya algunos retoños al momento de plantar. En general, las puntas de rizoma inician su brotación más rápida y fácilmente en las regiones tropicales.

Aunque no existe costumbre de usar abonos químicos u orgánicos antes o después de plantar, en los suelos pobres, el estiércol ayuda al crecimiento, pero no debe aplicarse directamente en la cepa de siembra (Barret, 1927).

ENFERMEDADES

Enfermedades en las hojas

Colletotrichum gloesporoides Penz. Los síntomas se manifiestan en las hojas como manchas subredondeadas y ovaladas de color marrón rojizo de diámetro variable entre 2.5 a 5 centímetros (Mancha concéntrica de la hoja). Se forman pocas manchas por hoja, dispuestas generalmente en forma aislada y en algunos casos coalescen 2 ó 3 de ellas. Se localizan en cualquier lugar de la lámina, observándose sobre las manchas, numerosas acérvulas setosas que se disponen en forma concéntrica muy característica.

Xanthomonas campestris (Pammel) Dowson: Necrosis marginal bacteriana. Los síntomas de esta enfermedad comienzan con una necrosis marginal de la lámina que puede abarcar todo el margen o porciones de él. Esta franja necrótica es de color marrón y está separada de la parte sana de la hoja por un halo clorótico amarillo brillante.

En el envés de la zona necrosada se pueden observar exudados bacterianos de aspecto mucoso de color amarillo. En las hojas jóvenes, la necrosis queda restringida al margen de la lámina foliar.

Complejo marchitamiento - pudrición de raíces. Los síntomas comienzan a manifestarse con una clorosis de la hojas que avanza hacia los pecíolos. Con el avance de la infección, aparece clorótica toda la parte aérea de la planta deteniendo su crecimiento. En algunos casos, las plantas terminan muriéndose, en otros, permanecen enanas; periódicamente brotan de una a dos hojas nuevas que no alcanzan un desarrollo normal, pues se marchitan nuevamente. Los cormos que alcanzan a formarse son pequeños y escasos, pero no muestran síntomas necróticos. El desarrollo del sistema radical se reduce y la mayor parte de las raíces se necrosan.

Los aislamientos y pruebas patogénicas han demostrado que este síndrome está causado por la acción conjunta de Phytium splendens, Rhizoctonia solani y Fusarium solani. La investigación ha demostrado que esta enfermedad prevalece en suelos pesados, mal drenados y deficientes en potasio.

Pudriciones de cormos después de la cosecha

Erwinia chrysanthemi Burkholder, McFadden y Dimock. Los cormos afectados presentan una pudrición suave y húmeda. En los tejidos invadidos, hay una notable pérdida de la consistencia y un cambio de color hacia un blanco grisáceo acompañado de un olor fétido característico. El líquido que se libera propaga la infección a otros cormos, esto se ve favorecido por la abundante humedad que persiste en los almacenes.

Botryodiplodia theobromae. En los cormos se detecta una pudrición esponjosa que al comienzo presenta un color castaño claro, posteriormente, se hace gris y se oscurece hasta el color negro. El límite entre la parte sana y la infectada es neto. Se ha

reportado como una pudrición muy común en cormos cosechados en las Islas Salomón y en América Latina.

Fusarium oxisporum Schlet. Se presenta en cormos como una pudrición de tipo esponjoso de color blanco grisáceo, y está separada de la parte sana por un borde marrón. Si la pudrición se inicia durante el período vegetativo de la planta, puede ocasionar marchitamiento de la parte aérea. Esta pudrición se ve favorecida por la alta humedad relativa y las temperaturas cercanas a los 25ºC.

ANTURIO ( Anthurium andreanum)

Importancia

Los anturios cuya característica específica son las hojas triangulares, pertenecen a la familia Aráceas, la cual se distribuye ampliamente en las regiones tropicales. Se cultiva en regiones templadas bajo invernaderos, donde es necesario utilizar calefacción para cubrir sus necesidades de temperatura.

Durante muchos años, la oferta y volumen de Anturios creció en forma lenta, pero también de manera regular, como se observa en el cuadro 22.

Cuadro 22. Evolución de la oferta y volumen de ventas de Anthurium.

Año Oferta X 1000 Plantas

Ventas x millón de florines Holandeses

Precio medio en céntimos de florines

Holandeses

% del volumen total de ventas de plantas

de interior

1980 869 4.0 460 1.0 1981 946 4.6 467 0.9 1982 1,047 5.1 469 0.9 1983 1,087 5.7 527 0.9 1984 1,154 6.0 517 0.8 1985 1,415 7.6 535 1.4 1986 1,624 8.6 531 1.1 1987 1,533 8.8 574 1.0 1988 2,640 12.4 471 1.3

(Bloemen, 1990)

La oferta de Anthurium se extiende bastante durante todo el año, con un ligero repunte durante los meses de marzo, abril y mayo; se compone en su mayor parte de híbridos Scherzerianum de Anthurium, que se comercializan por su color, como se observa en el cuadro 23.

Las regiones productoras a nivel mundial de plantas de Anthurium (especialmente las utilizadas para flor de corte), se localizan en los países bajos, principalmente en el Westland, región de Aalsmer. En conjunto, el cultivo de

Anthurium como planta de interior se concentra básicamente en las mismas regiones, sin duda, porque procedió de una extensión del cultivo de la planta para flor cortada. Cuadro 23. Gama de variedades de Anthurium en Holanda durante 1988.

Tipo Oferta x 1000 plantas Precio medio en céntimos Florin/plantas

Híbridos Scherzerianum Scherzerianum amazona Híbridos Andreanum Scherzerianum stephanie Crystallinum Crassinervium Otros TOTAL

2,077 182 121 17 1 1

240 2,639

454 283

1,432 521 401 147 273 471

(Bloemen, 1990)

Requerimiento de sombra El anturio, como la mayoría de las aráceas, es una planta de sombra que se desarrolla óptimamente con una baja densidad de luz de hasta 30,000 lux, por lo que bajo condiciones tropicales es indispensable cultivarlos bajo invernaderos de sombra o simplemente cubrir esta necesidad con sombreaderos de guano. Requerimiento de temperatura

La temperatura nocturna no debe ser menor de 18ºC, ya que por debajo de ésta, las raíces dejan de funcionar. En el día, temperaturas de 30ºC no ocasionan ningún daño. Requerimiento de sustrato Estas plantas desarrollan bien en diferentes medios, siempre y cuando, posean una óptima estructura, buen drenaje y ventilación, lo cual puede lograrse empleando materiales diversos como turba, piedra porosa y cáscara de coco de 5 a 10 centímetros de grueso. El pH en el medio debe mantenerse cercano a 5.5 para un mejor desarrollo. La ventilación a las raíces puede darse elaborando camas de siembra de 25 a 30 centímetros de alto, con una pendiente de 5% para que fluya el agua y no se acumule alrededor de las raíces. Plantación Como material de propagación se requieren plantas con mínimo 20 centímetros de altura, ya que las plantas pequeñas tardan más en alcanzar la floración. Una planta joven produce aproximadamente una hoja mensual, apareciendo la primera flor, cuando

la planta presenta la sexta hoja, es decir, a los 6 meses después de la plantación. La máxima producción se obtiene después de 1.5 a 2 años. Fertilización Debe llevarse un control de la fertilización química pues los excesos incrementan el contenido de sales en el medio. Al principio del cultivo, el anturio requiere poca fertilización, misma que puede disminuirse aún más, si se emplean sustratos orgánicos tales como troncos de árboles en descomposición o si se incluye una parte de materia orgánica en el medio. No obstante, los mejores resultados en México se obtienen con el fertilizante osmocolote, cuya liberación tarda hasta 3 meses y su composición es de 10-11-18-2 (N-P-K-Mg). Enriquecimiento con CO2

En anturio para flor de corte, se realizó un estudio para determinar el efecto de 2 niveles de CO2 en el ambiente sobre algunos parámetros fisiológicos de la planta. Con 600 y 1,200 ppm de gas carbónico, las plantas respondieron incrementando la concentración interna del CO 2 hasta en 173%, mientras que la conductancia estomatal disminuyó hasta en 30%. La transpiración, fotosíntesis neta y la eficiencia en el uso del agua, aumentaron en proporciones de un 28, 76 y 88%, respectivamente. Enfermedades El principal problema respecto a enfermedades es la pudrición radical causada por el nematodo Radopholos similis; los síntomas de esta enfermedad se manifiestan tardíamente, incluso hasta medio año en algunos casos. El patógeno se presenta principalmente en las zonas plataneras. Para su prevención se recomiendan 3 litros de Metasystox en 20,000 litros de agua por hectárea cada 4 meses, cuidando de no exceder la concentración, ya que ocasionaría deformación de hojas y problemas en el crecimiento. Podas

Para podar los Anturios no se debe cortar ninguna hoja al inicio de la plantación, sino hasta que la planta alcance su estado adulto, más o menos al año después de la plantación. Las hojas más viejas se tienen que cortar en primer lugar para favorecer la entrada de luz al centro de la planta y también para que haya una buena circulación de aire y el agua penetre al regarla. La poda debe ser dejando sólo 3 hojas.

Producción En condiciones tropicales, se estima una producción de 6 flores por planta por año. En Holanda se producen 5, por lo que se obtienen 500,000 flores al año bajo una densidad de 8.2 plantas por metro cuadrado bajo invernadero. Factores precosecha

Niveles de sombra entre 30 y 70% no causan diferencia en la calidad obtenida. La estación definida por los efectos de la temperatura media máxima durante los 2 meses previos a la cosecha, se relaciona positivamente con la vida en florero; así mismo, los factores ambientales, 60 a 80 días antes de la cosecha (cuando la espata está en formación) pueden ser críticos para el desarrollo normal de la flor. La fertilización alta en nitrógeno y potasio reducen y moderan la vida postcosecha, mientras que el fósforo no tiene ningún efecto.

Cosecha

El momento de corte es cuando 1/3 a 3/4 de las flores a lo largo del espádice están abiertas, colocándolas de inmediato en contenedores con agua limpia para su traslado a las zonas de empaque. Los daños mecánicos ocurridos durante el cultivo y el manejo postcosecha son la causa primaria de las flores no comerciales, después de los daños por insectos y hongos.

Prácticas postcosecha

La longevidad de las flores de anturio, una vez cortadas, está asociada con diferencias varietales, tamaño de flores grande, longitud de tallos corta, tres cuartos a madurez completa y al uso de preservativos (Criley y Paul, 1983).

El uso de cera y antitranspirante en la espata alarga la vida en florero, mientras que cubriendo el espádice con parafina, se reduce la pérdida de agua y alarga el período postcosecha. Envolviendo la inflorescencia con polietileno se mantiene turgente y por más tiempo (Criley y Paul, 1983).

Las citocininas (N-6-BA) alargan en 19% la vida en florero. Los tratamientos con 4 mM de nitrato de plata por 40 minutos dentro de las 12 horas después de cosechar, aumentan la duración de la flor al mantener la capacidad del tallo para absorber agua y reducir la tasa respiratoria (Criley y Paul, 1993).

Los productores mantienen los tallos en agua limpia por no más de 2 días, a 13ºC o más con 90 a 95% de humedad, obteniendo buenos resultados en la conservación de los tallos florales.

Clasificación

En base al tamaño de la espata, se tienen 5 categorías como se muestra en el cuadro 24. Cuadro 24. Clasificación de las espatas para su comercialización en el mercado

internacional.

Tamaño de la espata Longitud Miniatura < 7.5 Pequeño 7.5 – 10 Medio 10 – 12.5 Grande 12.5 – 15

Extra Grande > 15

ZANTEDESCHIA spp

Origen e importancia

Zantedeschia es el nombre botánico de los lirios Arum o Calla, comúnmente conocidos como “Lirio de agua o Alcatraz”. Estas plantas son originarias del Sur de África. Es una planta perenne con una espata vistosa y solitaria; Zantedeschia aethiopica tiene la espata blanca y fragante de 15 a 22 centímetros de largo y terminada en punta; Zantedeschia elliothiana la tiene amarilla en forma de trompeta de 12 centímetros de longitud y Zantedeschia rehmanii tiene la espata rosa o roja y es enana.

El alcatraz (Zantedeschia sp) es una planta ornamental que en la actualidad ha cobrado importancia, debido a sus características como son una espata vistosa y un follaje frondoso, que lo hacen ver como una planta de excelente atractivo. Además de que se pueden manejar como plantas de suelo, maceta y como flor de corte, siendo factible utilizarla en jardines y parques, al igual que en interiores de las casas, para darle vista a los patios. En los últimos años, se está manejando a través del cultivo in vitro, obteniéndose variedades de diferentes colores como la Fandango (morado), Black Magic (amarillo con centro negro), Golden Afierre (amarillo con centro dorado) y Pacific Pink (rosa).

Propagación

Las formas de propagación convencionales son por medio de semillas, división de rizomas y por cultivo de tejidos; siendo la división de rizomas, el método más común para su propagación. Dentro de los mecanismos de propagación de esta especie se plantea el uso de cultivo de tejidos vegetales, como una tecnología que permite tanto la regeneración del material in vitro como su propagación, ofreciendo material libre de patógenos.

Cultivo

La producción de flores de Alcatraz se puede producir durante todo el año, siempre y cuando existan condiciones ambientales favorables, sin embargo, para que una planta propagada por semilla empiece a producir flores, tarda cerca de 3 años, con el inconveniente de que se pueden presentar grandes problemas fitosanitarios. Empleando la técnica de cultivo de tejidos vegetales, se pueden resolver algunos de estos problemas, de hecho a través de la micropropagación, que se refiere a la propagación masiva de plantas en condiciones controladas y conjuntamente con plantas libres de patógenos, mejoramiento genético y conservación de germoplasma (FIRA, 1990).

Las plantas se colocan espaciadas a 0.7 metros en camas de siembra; aunque algunas plantas son cultivadas en macetas para reducir la dispersión de la pudrición de la raíz y rizoma, a la cual el Alcatraz es muy susceptible. Las plantas crecen bajo luz completa, excepto durante el verano que se requiere sombra parcial.

El Alcatraz que florea blanco se cultiva a temperaturas nocturnas de 13ºC, mientras que los cultivares que florecen rosa y amarillo se cultivan a 16ºC. Para todos los cultivares, las temperaturas empleadas durante el día son de 16 a 21ºC. Además, es necesario poner énfasis en el abastecimiento de agua, pues un suelo poroso y bien drenado ayuda a minimizar el problema de la pudrición radical.

Los tallos de Alcatraz son pinchados, no cortados. Las flores se cortan justo antes de que la espata inicie a doblarse hacia abajo, pudiéndose almacenar por 7 días a 4ºC. Para evitar enfermedades, se recomienda eliminar las partes blandas y podridas del rizoma, así como el tratamiento con un funguicida, antes de plantar. Por otro lado, los insectos plaga son chinches, áfidos y araña roja.

www.vwc.edu/~presslar/CultivatedAnthurium/ page1.htm






Cultivo de aráceas con sombra artificial


Zantedeschia aethiopica www.giardinaggio.it/ bulbi/calla.asp

Zantedeschia aethiopica

www.museums.org.za/.../araceae/

Zantedeschia elliothania

Zantedeschia rehmanii

CULTIVO DE ZINGIBERACEAS

Origen e Importancia

La Familia Zingiberáceae pertenece a las monocotiledóneas, posee más de 40 géneros que representan aproximadamente 1,300 especies. La mayoría de estas especies se originaron esencialmente en la zona intertropical del viejo mundo, sin embargo, en el trópico mexicano existe un considerable número de especies nativas y de aquellas que se cultivan a nivel mundial. Esta plantas son muy apreciadas debido a que poseen una flor grande y de colores vistosos, razón por la que tienen altos precios en el mercado; una muestra de éstas son Hedychium spp, kaempferia spp, Costus spp, Alpinia spp y Etlingera spp (Berry y Crees, 1991).

Por otro lado, el trópico mexicano posee las condiciones climáticas y edáficas idóneas para la explotación comercial de Zingiberáceaes; sin embargo, diversos factores tales como el desconocimiento del cultivo y mercado, escasa disponibilidad de plántulas y falta de recursos financieros han limitado la introducción al cultivo comercial de éstas plantas en México.

Cuadro 25. Períodos de floración para Gingers selectos en Hawaii, India y Costa Rica

(Criley, 1985).

Especie Tiempo de Floración País

Hedichium angustifolium Roxb. Junio – Julio India Hedichium coccineum Ham. Ex Smith Junio – Agosto India

Hedichium coronarium Koenig Julio – Octubre India - Hawaii Hedichium densiflorum wall Agosto India Hedichium flavescens Corey Julio – Octubre India - Hawaii

Hedichium flavum Roxb Julio – Octubre Hawaii Hedichium gardenerianum Rosc. Julio – Agosto India Hedichium greeni W.W. Smith Julio – Agosto India

Hedichium spicatum var. acuminatum Wall Julio – Agosto India Hedichium venustum Wight Julio India

Zingiber officinalis Rosc. Septiembre – Octubre India Zingiber odoriferum B.L. Septiembre Hawaii

Zingiber zerumber (L.) J. E. Smith Julio - Octubre India – Hawaii Alpinia purpurata (Viell) K. Schum Todo el año Hawaii Costus cuspidatus (Nees & Martius) Julio – Agosto Hawaii

Costus malortieanus H. Wendl Septiembre – Octubre Costa Rica Costus speciosus (Koen) J.E. Smith Junio – Octubre India - Hawaii

Costus specatus (Jacq) Sw. Junio India Costus spiralis (Jacq) Rosc. Junio India

Los requerimientos climáticos y edáficos de esta familia de plantas varían de

acuerdo a los géneros y especies que se estén cultivando. Para el estado de Tabasco entre los géneros encontrados en mayor abundancia están: Costus, Zingiber y Alpinia. Las

condiciones ambientales en las cuales crecen estas plantas presentan muy pocas diferencias (Heywood, 1985).

REQUERIMIENTOS AMBIENTALES

Luz Estas plantas requieren una intensidad moderada de luz, por lo que lugares con

cierto sombreado y protegido de los vientos son óptimos para el crecimiento. La intensidad de luz puede regularse mediante sombreado rústico con hojas de guano o también plantando algunas especies forestales dentro de la plantación. Altitud Las Zingiberáceas son cultivadas en los trópicos desde el nivel del mar hasta los 2,500 metros de altitud, pero donde se encuentra la mayor población es de 200 a 1,500 m.s.n.m. Humedad Generalmente, estas plantas son exigentes respecto al régimen de humedad. La mayoría de las especies crecen en zonas tropicales que presentan una precipitación anual que varía de 1,000 a 2,000 mm. Cuando estas plantas se cultivan en regiones con menor cantidad de lluvia, el riego se vuelve un requerimiento esencial. No obstante, también se debe tener cuidado especial para estas especies debido a que no soportan suelos saturados con agua. Temperatura Estas plantas están adaptadas a condiciones tropicales; por lo tanto, los requerimientos de temperatura son considerablemente altos en relación a otras plantas ornamentales. En forma general, las Zingiberáceas crecen a 21ºC, sin embargo, existe variación entre especies. Suelos Existen variación en cuanto a suelos para el crecimiento de Zingiberáceas. La mayoría prosperan bien en suelos limosos, limo arcillosos (textura media a pesada) con buen suministro de materia orgánica, pero que no posean niveles de agua a saturación. Para el caso del género Costus, los suelos citados son los mejores para su crecimiento.


Para el cultivo de las Zingiberáceas se tienen diferentes técnicas, sin embargo, la que se adapta con mayor grado para las condiciones de Tabasco es la utilizada por Purseglove (1985).

Propagación

La propagación de Zingiberáceas según Heywood (1985) se realiza de la manera siguiente:

Germinación de semillas. Las plántulas tardan 4 a 6 semanas para emerger en el suelo; sin embargo, la germinación es frecuentemente baja e irregular, ya que algunas semillas pueden durar más de un año latentes. Bajo condiciones naturales, las semillas pueden estar en dormancia por considerables períodos y germinar espontáneamente en los claros de la selva.

División de rizomas. Estos cultivos se propagan más eficientemente mediante rizomas con una o dos yemas, plantados de 5 a 7.5 centímetros por abajo del nivel del suelo. Aproximadamente se requieren 1,700 kilogramos de rizomas por hectárea. Se recomienda sembrar rizomas pequeños (4 a 12 cm de longitud) para obtener un mejor crecimiento y porcentaje de prendimiento, en relación, con los rizomas grandes de las plantas madres, completos o cortados y los rizomas de menor tamaño.

Arreglo topológico

Las plantaciones de estas plantas pueden ubicarse en claros de las selvas con sombreado parcial. El distanciamiento entre plantas puede ser desde 60X60 centímetros hasta 1X1.4 metros, según el porte de la especie que se desee cultivar, y a 45 centímetros de profundidad. Para el género Zingiber se recomienda un espaciamiento de 25 centímetros entre plantas y 30 entre hileras.

Fertilización

Cuando se realiza la siembra de rizomas o transplante de plántulas se puede aportar materia orgánica al suelo; sin embargo, se recomiendan aplicaciones de 33 a 66 kilogramos de nitrógeno, 33 kilogramos de fósforo (P2O5) y de 56 a 100 kilogramos de potasio (K2O) por hectárea. En el caso del género Zingiber se recomienda una dosis de 25 a 30 toneladas de estiércol junto con aplicaciones de 36 kilogramos de nitrógeno y fósforo (P2O5) y 80 kilogramos de K2O por hectárea.

Enfermedades

Una de las más serias enfermedades en Zingiberáceas es el manchado de la hoja causado por Taphrina maculans Butl, la cual produce un profuso manchado color amarillo en las

hojas que después se traduce en secado. Otros hongos tales como Colletotrichum capsici (Syd.) Butl & Bisby, Colletotrichum zingiberis T.S., Coniothyrium zingiber Ster & Ati, también han sido reportados como causantes de manchas foliares.

Otro hongo que causa serios daños es Phytium spp, el cual produce una pudrición blanda en los rizomas. Otro tipo de pudriciones, por ejemplo, la pudrición roja y negra son causadas por Nectriella zingiberi y Rosellinia zingiberi, respectivamente.

Una dañina pudrición de la hoja es causada por Coniothyrium sp., ocurriendo principalmente en viveros, la cual puede ser tan severa que destruye todas las plántulas, particularmente en la estación lluviosa.

Con respecto a las bacterias, existen algunas especies que atacan a las zingiberáceas; dentro de las principales se tiene a Pseudomonas solanacearum, la cual produce un marchitamiento de la planta, recomendándose dar un tratamiento a los rizomas, previo a la siembra.

Plagas

La plaga más seria es la larva de Dichocrosis punctifiralis, la cual ataca al ápice principal de la planta ocasionando la muerte del brote central. Otras larvas que provocan daños son Prodiotes haematicus la cual ataca a los rizomas y Eupterote mollifera que puede defoliar toda la planta.

Cosecha

La inflorescencia se corta cuando 2/3 de las brácteas han abierto. La longitud y diámetro del tallo están fuertemente relacionadas con la vida en florero. En Hawaii se cortan los tallos de 60 a 150 centímetros. Para exportar se prefieren tallos de 90 centímetros de longitud mínima y que posean inflorescencias de 20 centímetros de longitud.


Puesto que la exportación requiere flores libres de insectos, los productores lavan las inflorescencias con una solución de Malathión o Diazinón, seguida por un lavado con detergente. Otra manera de eliminar insectos es fumigando con cianamida de hidrógeno a 2,500 ppm, o con un tratamiento de 100% de humedad a 47ºC por 80 minutos, aunque pueden presentarse algunos daños si se pasa del tiempo señalado. Un grosor de al menos 10 milímetros en el cuello de la inflorescencia garantiza una mayor longevidad en florero.

Hedychium angustifolium heliconiaparadise.com/

Hedychium_angustifolium.htm

Hedychium angustifolium naturalselections.safeshopper.com/ 36/379.htm

Alpinia purpurata www.botany.hawaii.edu/faculty/

carr/zingiber.htm

Kaempferia roscoeana.

www.botany.hawaii.edu/faculty/ carr/zingiber.htm

Costus sp. fig.cox.miami.edu/Arboretum/ flowers.html

Costus sp.

www.exoticseeds.com/ costus_page3.htm

Etlingera sp. www.forest.go.th/balahala/ repo2541/f03.html

Zingiber zerumbet

www.floridata.com/ref/ Z/zing_zer.cfm

CULTIVO DE HELICONIAS


Las Heliconias son plantas erectas de porte mediano a largo y generalmente con gran crecimiento rizomatoso. Los patrones de producción de rizomas y brotes son las características que determinan la capacidad de colonización de estas plantas en los diferentes lugares en los que habitan. Cada brote esta compuesto por un tallo y las hojas frecuentemente termina en una inflorescencia. Este tallo esta formado por la unión de las diferentes vainas foliares (pseudotallo) y puede llegar a medir 3 a 4 metros de longitud. Las hojas son opuestas arregladas en niveles. Cada hoja se compone por pecíolo y lámina foliar. Existen 3 tipos básicos de arreglo de las hojas: musoide, cannoide y zingiberoide (Krees, 1991).

Envés

Nervadura central de la hoja

Haz

Lamina foliar

Peciolo foliar Vaina foliar

Tallo

Ojo

Raíz

Brote Nuevo

Rizoma

Parte aérea

Musoide Cannoide Zingiberoide

Algunas de las especies que se cultivan por su uso ornamental, sea como planta de jardín o como flor de corte son: Heliconia bihai, Heliconia pendula, Heliconia latisphata, Heliconia collinsiona, Heliconia stricta, Heliconia psittacorum, Heliconia caribea, Heliconia brasiliensis y Heliconia aurantiaca, de las cuales las 2 primeras son las Heliconias más populares (Geertsen, 1980).

Las características distintivas de esta familia es su inflorescencia, ya que ésta puede ser erecta o colgante, pero siempre está formada por brácteas en las cuales se encuentran las flores y frutos. Su forma y color son realmente especiales (Wootton, 1990). Menos de 30 especies de las más de 250 especies se cultivan para flor de corte con una considerable variedad de formas, colores, disponibilidad estacional y vida postcosecha.

CONDICIONES AMBIENTALES PARA EL CULTIVO

Luz

Fotoperiodo. Se ha observado que el fotoperiodo tiene un reducido efecto en el crecimiento y floración. Sin embargo, las plantas creciendo a un fotoperiodo menor de 12 horas incrementan el número de tallos florales y aceleran la floración. Aunque también presentan un menor número de hojas que suministren nutrientes a las inflorescencias, así como también tallos más cortos.

El fotoperiodo recomendado para la mayoría de las Heliconias es de 12 a 14 horas. Para Heliconia psittacorum esto es muy común; sin embargo, para Heliconia stricta,

Pedúnculo

Bráctea basal

Raquis

Bráctea media

Bráctea basal

Pendulado Erecto

fotoperiodos de 8 horas provocan un marcado incremento en la floración, además de que con duraciones del día mayores a 14 horas no se presenta floración. En el caso de Heliconia aurantiaca se observa que con temperaturas promedio de 15 a 21ºC y fotoperiodo de 8 horas, la planta produce un mayor número de tallos más grandes y con más hojas (Geertsen, 1990).

Intensidad. En el cultivo de Heliconias generalmente se recomienda un sombreado del 20 al 30%, sin embargo, algunos trabajos con Heliconia psittacorum y Heliconia latisphata x Heliconia psittacorum han demostrado que cultivos expuestos totalmente a la luz solar, pero suplementados con 3.6 kilogramos de la formula 18-6-12 (N,P,K) por metro cuadrado por año, tienen una producción de 130 flores por metro cuadrado en el primer año y 160 en el segundo año.

Temperatura

En estudios con Heliconia aurantiaca, Heliconia psittacorum y Heliconia stricta se demostró que una temperatura de 21ºC en los campos de cultivo de estas plantas, incrementan el porcentaje de floración aproximadamente en 20%, los tallos florales son 40 centímetros más largos y el número de hojas que suministran nutrientes a las inflorescencias aumentan 2.5 hojas. Otro aspecto de esta temperatura es que el número de brotes que emergen del rizoma es casi el doble.

Requerimientos de suelo

Las Heliconias prosperan en suelos ricos en materia orgánica y profundos. Cuando se va a transplantar una planta de Heliconia a campo abierto se recomienda: 1) hacer una cepa del doble del tamaño del rizoma; 2) una mezcla de suelo (arena o suelo arenoso o roca volcánica con corteza de pino o bagazo de caña). La mezcla de suelo y cualquier tipo de materia orgánica es de 1:1.

Para el caso del sistema de cultivo de plantas en maceta, un sustrato idóneo para las Heliconias consiste en una mezcla de perlita:peat moss en relación (1:1) o corteza:peat moss:arena en relación (2:1:1). El pH del sustrato debe ser moderadamente ácido, aproximadamente 5.5. En el caso de que se utilice este sustrato, es necesario aplicar 200 ppm de nitrógeno en cada riego.


La técnica para el cultivo de Heliconias que generalmente se utiliza en las explotaciones comerciales es la Berry y Crees (1980).

Propagación

Se tienen dos formas básicas para la propagación de Heliconias: macro y micropropagación.

Macropropagación

División. Las Heliconias pueden ser divididas en muchas partes, si ésta presenta rizomas, pero es recomendable no realizar la división en más de 4 secciones. La división puede realizarse con un machete, separando la planta en forma de X, tratando de coincidir con la distribución del rizoma. Posteriormente, se puede plantar cada sección en una maceta de tamaño igual al de la planta original.

Siembra de rizomas. Generalmente las Heliconias son propagadas vegetativamente usando rizomas (Broschat and Donselman, 1983). Las especies propagadas mediante este método no pueden ser exportadas a otros países, sin un estricto control de calidad, desde que descubrieron cepas de Pseudomonas solanacearum (Smith) en plantas enfermas cultivadas por medio de rizomas importadas de Hawaii (Akiew et.al. 1990).

Antes de plantar el rizoma es recomendable lavar éste con agua y jabón, junto con una desinfección mediante una inmersión en fungicidas, tales como Benomyl y Ridomil, y bactericidas como Sulfato de esteptomicina. Lo anterior reducirá las posibilidades de crecimiento de hongos y bacterias y, con ello, aumentará la posibilidad de que el rizoma brote. Los rizomas pueden ser sembrados en pocos centímetros del nivel del suelo en una maceta pequeña en la que ajuste fácilmente. Los rizomas generalmente brotan a las 4 a 8 semanas, dependiendo de las condiciones climáticas y la especie.

Semillas. Para la germinación de semillas se utilizan contenedores de poca altura y sustratos de alta retención de humedad. La profundidad a la cual la semilla es sembrada varía de 0.6 a 1 centímetro. Para obtener una buena germinación es necesario mantener el sustrato húmedo y las macetas en una alta intensidad de luz, así como de calor. Cuando las semillas emergen, lo cual sucede entre 1 a 2 meses, éstas deben moverse a un área con menos luz, hasta que las plantas tengan la edad adecuada para su transplante.

Micropropagación

La micropropagación es una técnica que no se había utilizado para la propagación in vitro de ninguna especie de Heliconia, hasta que se probó exitosamente en Heliconia psittacorum Lf. Los métodos de cultivo utilizados en la propagación in vitro de Heliconia psittacorum Lf., fueron cultivo de callo meristemático y el cultivo de ápice de tallo.

Cultivo de callo meristemático. Los explantes de puntas de brotes de Heliconia psittacorum se obtienen de cultivos en brotes in vitro, incubados en el medio de Murashige y SKoog con un fotoperiodo de 16 horas o en la oscuridad. Después de 8 semanas de incubación, la inducción de callo ocurrió sólo en la oscuridad. La excelente inducción de callos nodulares (100%) fue realizada en el medio MS, suplementado con 80 uM de 2,4-D, 0.5 gramos por litro de carbón activado y un gramo por litro de caseína hidrolizada. Los cultivos de callo no pudieron ser mantenidos sin subcultivar por más de 10 semanas, porque ocurrió ennegrecimiento de los tejidos. Reduciendo la

concentración de 2,4-D en el medio a 40uM y subcultivándolos a intervalos de 6 semanas fue posible el mantenimiento de la regeneración de callo por un largo plazo. No hubo una disminución apreciable en la regeneración potencial de callo más allá de los 18 meses. El desarrollo y regeneración de los cuerpos protocórmicos (38% de eficiencia) ocurrió cuando el 2,4-D fue eliminado del medio. Las plantas propagadas fueron transferidas satisfactoriamente a condiciones de campo. El tiempo total que se tomó desde el inicio del cultivo hasta el transplante de las plantas fue de 10 meses (Nathan et. al. 1993).

Cultivo de ápice de tallo. El cultivo de ápice de tallo fue el método utilizado en la multiplicación vegetativa de Heliconia psittacorum Lf obtenidos de yemas axilares y terminales de rizomas (Nathan et. al. 1992).

El medio de cultivo utilizado para la etapa de establecimiento del explante fue el de Murashige y Skoog (1962), suplementado con las siguientes sustancias: tiamina-HCl con 0.5 ppm, mioinositol 100 ppm, fosfato de sodio hidrogenado con 170 ppm, sulfato de adenina con 80 ppm, sucrosa con 30 gramos por litro y agar con 2 gramos por litro; además del regulador de crecimiento BA 40 uM y 150 mililitros de agua de coco.

El medio de cultivo utilizado para la etapa de proliferación de explante fue el de Murashige y Skoog (1962), suplementado con las siguientes sustancias: tiamina-HCl al 0.5 ppm, mioinositol con 100 ppm, fosfato de sodio hidrogenado con 170 ppm, sulfato de adenina con 80 ppm, sacarosa con 30 gramos por litro y agar con 2 gramos por litro, sin agua de coco y con 10 uM del regulador de crecimiento BA.

El medio de cultivo utilizado para la etapa de enraizamiento de los brotes fue el de Murashige y Skoog (1962), suplementado con las siguientes sustancias: tiamina-HCl al 0.5 ppm, mioinositol con 100 ppm, fosfato de sodio hidrogenado con 170 ppm, sulfato de adenina con 80 ppm, sacarosa con 30 gramos por litro y agar con 20 gramos por litro, sin regulador de crecimiento siendo satisfactoriamente aclimatadas a condiciones de invernadero.

Arreglo topológico

La distribución espacial de las plantas de Heliconia en la plantación varía de acuerdo al porte y tamaño del sistema radicular de la especie a cultivar. En general un espaciamiento entre plantas de 1 a 1.4 metros y entre hileras de 0.7 a 1 metro es recomendable.

Fertilización

Las Heliconias tienen altos requerimientos nutricionales. La mejor manera de fertilizar estas plantas es con la formula de fertilizante solubles balanceados, pudiéndose emplear formulaciones comerciales a razón de una cucharada por 4 litros de agua. Estos fertilizantes diluidos deben ser aplicados tanto al follaje como al suelo. Las aplicaciones

de microelementos también son necesarias en las Heliconias, recomendándose de 3 a 4 aplicaciones por año.

Los fertilizantes granulares también son utilizados en Heliconias. Una relación de 1N:2K es recomendable, aplicando de 40 a 60 gramos por planta. Sin embargo, en otras partes del mundo, altas cantidades de fertilizantes (3.6 Kg/M2 de 18N-2.6P-10K) han incrementado sustancialmente los rendimientos (160 flores/m2 durante el primer año y 130 flores en el segundo año). Al momento del transplante se deben adicionar 10 mililitros de la formula 20-20-20 diluida en 4 litros de agua.

Riego

Las Heliconias tienen altos requerimientos de agua, pero al mismo tiempo, éstas plantas necesitan suelos con muy buen drenaje para su crecimiento. Un intervalo entre riego de 10 a 12 días se considera adecuado para su desarrollo.

Control de plagas

La plaga más común de las Heliconias es la araña roja, siendo los ataques más graves, cuando se cultivan estas plantas en invernadero. Este ácaro mide 0.5 milímetros de longitud, es de color café rojizo con 2 manchas negras en cada lado. En la presencia de esta plaga usualmente se observa una telaraña en la parte inferior o base de la hoja. Para su control es necesaria la aplicación de cualquier insecticida jabonoso durante el inicio del ataque.

El piojo harinoso es un insecto polvurulento de aproximadamente 2.5 milímetros de longitud, también se encuentra en las Heliconias. Para su control un insecticida con base jabonosa o de aceite tiene gran efecto.

Los caracoles son plagas que mastican las hojas jóvenes de las Heliconias. Se controla con cal hidratada o mediante cualquier molusquicida comercial.

Enfermedades

El peor enemigo de las Heliconias son los hongos, siendo los más comunes la pudrición radicular (Phytophthora) y la pudrición del tallo (Phytium). El ataque de ambos hongos se puede prevenir con ciertas medidas de precaución. Estos hongos usualmente desarrollan cuando las plantas son sobreirrigadas o cuando el drenaje del suelo es pobre. El control de estos hongos puede ser a base de funguicidas sistémicos comunes tales como Ridomil, Benlate, Tecto 60 y otros productos que también pueden controlar el ataque de bacterias.

Cuando se inicia una plantación mediante la siembra de rizomas, un buen método preventivo es sumergir el rizoma en una solución con funguicida sistémico, especialmente, cuando se colectan rizomas de la selva. Como nota final del uso de fungicidas en Heliconias, se debe mencionar que algunos productos son fitotóxicos.

Cosecha

Los tallos florales deben cortarse cerca del nivel del suelo por la mañana, cuando están más turgentes. Es importante minimizar la desecación, pues las Heliconias no absorben bien el agua después de cortadas y, las flores cosechadas a mediodía duran una semana como máximo. Plantas bien irrigadas producen inflorescencias más grandes en comparación con plantas bajo estrés hídrico.

Heliconia psittacorum se cosecha con 1 a 2 brácteas abiertas o con ninguna; Heliconias más grandes pueden tener 1/2 ó 2/3 desarrolladas al momento de cortar. Las inflorescencias normalmente no abren totalmente después de cosechadas.


Todas las inflorescencias se sumergen en una solución para eliminar los insectos. Algunos productores utilizan Diazinón 50% WP (160 gramos en 100 litros de agua más 180 mililitros de adherente); en cambio otros utilizan una solución de 1 mililitro de Malatión 57 EC por cada litro de agua. Siendo en ambos casos de 5 minutos el tratamiento. En algunas inflorescencias es necesario limpiar manualmente, para quitar residuos de insectos y flores muertas. Antes de envasar los tallos se mantienen en agua, mientras se elimina la solución impregnada en las inflorescencias.

Las Heliconias son sensibles a la temperatura por debajo de 13ºC y no deben almacenarse en frío. Los daños por frío se manifiestan como puntos negros en la base de las brácteas.

Heliconia bihai

www.exoticseeds.com/ heliconia.html

Heliconia caribea


Heliconia champneiana


Heliconia chartacea


Heliconia guyana www.exoticseeds.com/ heliconia.html

Heliconia imbricata

www.exoticseeds.com/ heliconia.html Heliconia latisphata


Heliconia marginata


Heliconia rostrata

www.tillekeandgibbins.com/.../ flowers/heliconia_hang.htm

Heliconia wagneriana


Heliconia psittacorum


Heliconia sp.


Heliconia stricta www.exoticseeds.com/ heliconia.html

Heliconia stricta


BIBLIOGRAFÍA

J.A., Andrés 1994. El cultivo del ave del paraíso (Strelitzia reginae) en el municipio de Ziracuaretiro, Mich. In: Memoria del IV Congreso Nacional de Horticultura Ornamental. SOMEHOAC. Chapingo, México. 85 p.

Anónimo. 1970. Introducción al cultivo y manejo de orquídeas. Costa Rica. 240 p.

Arditti, J. 1982. Orchid biology. Reviews and perspectives. Cumstock Publishing Associates. Ithaca, N. Y. Vol. I. 360 p.

Badawy, E. M. et al. 1987. Effect of growth location and NPK fertilization rate on growth of Chamaedorea elegans and Ch. Constricta. Acta Horticulture. 205:257-265.

Barker, A. V. and H. A. Mills. 1980. Ammonium and nitrate nutrition of horticultural crops, p 395-423. In: Horticultural Reviews, J. Janick (ed) Vol. 2. AVI, Westport, Conn.

Barret, O. W. 1927. Nuevas plantas alimenticias para la América Tropical. Boletín de la Unión Panamericana. Nº. 35. 14 p.

Beardsell, D. V., D. G. Nichols and D. L. Jones. 1979. Physical propiertes of nursery potting-mixtures. Scientia Horticulture. 11:1-8.

Berry, F. and W. J. Kress. 1991. Heliconia: and identification guide. Smithsonian Institution Press. Washington. 334 p.

Bloemen Veiling Westland. 1989. Naaldwijk, Holanda.

Broschat, T. K. and H. Donselman. 1990. IBA, plant maturity, and regeneration of palm root systems. HortScience.25 (2) 232.

Broschat, T. K. 1984. Nutrient deficiency symptoms in five species of palm grow as foliage plants. Principes. 28(1) 6 – 14.

Broschat, T. K. and H. Donselman. 1983. Heliconias: A promising new cut flower crop. HortScience 18:2.

Broschat, T. K. and H. Donselman. 1983. Production and postharvest culture of Heliconia psittacorum flowers in south Florida. Proc. Fla. State Hort. Soc. 96:272-273.

Ceulemans, R., R. Gabriels and I. Impens. 1983. Effect of fertilization level on some physiological, morphological and grow characteristics of Ficus benjamina. Physiologia plantarum. 59 (2) 253 – 256.

Chase, A. R. and J. B. Jones. 1987. Leaf spot and blight of Strelitzia reginae (Bird – of – paradise caused by Xanthomonas campestris. Plant disease 71:845-847.

Conover, C. A. and R. T. Poole. 1981. Guide to fertilizing tropical foliage plant crops. ARC-A Res. Rpt. RH 81-1.

Conover, C. A. and R. T. Poole. 1986a. Effect of nitrogen source and tissue content of selected foliage plants. HortScience. 21 (4) 1008-1009.

Conover, C. A. and R. T. Poole. 1986b. Effect of nitrogen source and potting media on grow of Chmaedorea elegans, Dieffenbachia maculata “ Camille “ and Peperonia obtusifolia. Procedings of the Florida State Horticultural Society. 99:282-284.

Criley, R. A. 1985. Anthurium. In: H. Halevy (ed) Handbook of flowering. 1:471-475.

Criley, R. A. 1985. Zingiberaceae and Costaceae. In: H. Halevy (ed) Handbook of flowering. 4:542-545.

Criley, R. A. And R. E. Paul. 1983. Review: Postharvest handling of bold tropical cut flowers Anthurium, Alpinia purpurata, Heliconia and Strelitzia.

Criley, R. A. And O. Kawabata. 1984. Development of the flower spike of bird of paradise and its flowering period in Hawaii. Journal of the American Society for Horticultural Science. 109: 702-706.

Cuang, A.; J. B. Berge and C. Scotto La Massese. 1973. Observations on the use of sistemic nematicides against Meloidogyne in Horticulture Bulletin. OEPP. 3:75-87.

Denmark, H. A. and L. S. Osborne. 1985. Entomology Circular, Florida Departament of Agriculture and Consumer Services. Nº. 274:2 p.

Díaz, M.A.P. 1978. Germination of Strelitzia. Informations of Flroriculture and plants ornamentals. October: 12-15 p.

El-Kholy, S.A. and E. A. Hassan. 1983. The effect of irradiation and growth substances on seed germination of Strelitzia reginae, Banks. Minaflya Journal of Agricultural Research 6:267-279.

Fischer, P. and Forchthammer, L. 1983. Growing palms in an expanded clay granules (Blahton). The pH of nutrient solution and growth. Acta Horticulture 337, pp 201-211.

Fonnesbech, M. 1972. Groeth hormones and propagation of Cymbidium in vitro. Physiology plantarum 27:310-316.

Geertsen, V. 1990. Influence of photoperiod and temperature on the growth and flowering of heliconia aurantiaca. HortScience, 25:646-648.

Gómez, G. G. 1994. La horticultura ornamental alternativa para el sector social rural. En IV Congreso Nacional de Horticultura Ornamental. Chapingo Méx. 20-25 de marzo.

Goodwin, S. and M. Óconnell. 1988. Desinfestation of potted foliage plants for export. Plant Protection-Quaterly. 3 (2) 62-64.

Goto, M.; T. Saito and Y. Takikawa. 1985. Bacterial wilt of bird-of-paradise caused by pseudomonas solanacearum. Annuals of the Phytopathological Society of Japon. 51:231-233.

Guadarrama et. al. 1987. Muestras de la Flora de Tabasco. Gobierno del Estado de Tabasco. 103 pp.

Halevy, A. H.; A. M. Kotranek and j. Kubota. 1976. Effect of enviromental conditions on flowering of Strelitzia reginae Ait HortScience 11:584.

Halevy, A. H.; A. M. Kotranek and S. T. Besemer, 1978. Postharvest handling methods for bird-of-paradise flowers (Strelitzia reginae Ait). Journal of the American Society of Horticultural Science 103:165-169.

Hartmant, T. H. y D. C. Kester. 1987. Propagación de plantas. 3ra. Ed. Continental. México. 760 p.

Hernández, A. S. 1990. Control químico de la apertura floral en ave de paraíso (strelitzia reginae Banks) Tesis profesional Universidad Autónoma Chapingo. 110 p.

Herwing, R. 1993. Guía de las plantas de interior. Ed. Omega Barcelona. España. 123 p.

Hodel D.R. 1992. Chamaedora Palms. The species and their cultivation. The International Palm Society. Allen Press, Lawrence, Kansas, 338 p.

Humprey, W. A. and Keim, R. 1983. Control of Gliocladium disease of Chamaedorea palms. Flower and Nursery Report. Fall/Spring. 5:1.

Ishidata, K. 1976. Studies on promotion germination and seedling growth in Strelitzia reginae. Bulletin of the Faculty of Agriculture No. 26: 1-15.

Kamel, H. A.; S.H. Sallam; M.E. El- Din and S. Omran. 1975. Stidies on germination and growth of irradiated Strelitzia reginae seeds. Agricultural Reserch 53:113-117.

Kreij, C. and Th. J. M. Van Den Bverg. 1990. Effect of electrical conductivity of the nutrient solution and fertilization regime on spike production and quality of Cimbidium. Scientia Horticulturae 11:9-18.

Krempin, j. 1990. palms and cycads around of world. Hortwits Grahame Pty Ltd.

Kress, W. J. 1991. New taxa of Heliconia (Helinoniaceae) from Ecuador, Brittonia 43:253-260.

Krogt, T. N. Van Dor. 1981. An improvemet in the range of material is possible in Strelitzia culture. Vakblad voor de Bloemisterij. 36:44-45.

Kunisaki, J. T. 1977. Tissue culture of tropical ornamental plants. HortScience 12:141-142.

Laguna, I. G.; L. G. Salazar y J. F. López.1983. Enfermedades fungosas y bacterianas de las aráceas: Xanthosoma spp., y Colocasia esculenta (L) Schott en Costa Rica. CATIE. Serie Técnica, Boletín Técnico Nº 10.

Lang, D. 1980. Orchids of Britain. Oxford University Press. Oxford, Inglaterra. 213 p.

Larsen, R. 1979. The tolerance of ornamental foliage plants to light intensities. Swedish Journal of Agricultural Research. 9 (4) 162-172.

Larson, R. A. 1980. Introduction to floriculture. Academic Press, Inc. New York. Pag. 208.

Leinfelder, J. and Robert, R. 1986. Growth of palms and foliage plants in hidroculture. Dutscher-Gartenbau. 40 (48) 2242-45.

Lesczyñska-Borys, H. y C.C. Sosa.1994. Plantas ornamentales de Totutla-Sierra Norte de Puebla (II). En Memorias del Primer Simposio Nacional sobre Plantas Nativas de México con Potencial Ornamental. Puebla, Pue.

Lio, G. M. di S., Tuttobene, R. and Cacciola, S. O. 1987. Phytophthora palmivora: a new pathogen of Chamaedorea. Informatore Fitopatologico. 37 (6) 55-58.

López, V. A., Sosa-Moss, C. y J. M. Mejía. 1992. Conservación y multiplicación de orquídeas silvestres. In Memoria del Primer Simposio de Plantas Nativas de México con Potencial Ornamental. SOMEHOAC. Puebla, México. 80 p.

López, V. A., 1993. Propagación in vitro de orquídeas. Departamento de fitotecnia. Universidad Autónoma Chapingo, México. 100 pp.

López, V. A., Sosa-Moss, C. y J. M. Mejía. 1995. Plantas del Sureste de México con potencial ornamental: orquídeas. Revista Chapingo. Serie Horticultura Nº. 3:45-56.

Lorenzini, G.; E. Triolo and G. Scaramuzzi. 1983. Farther contribution to the knowledge of new o little know diseases of ornamental plants in Tuscany. Rivista della Ortoflorofrutticoltura Italiana 67: 23-24.

Marín, Ch. J. 1993. Especies arbóreas nativas del Sureste con potencial ornamental.

Melamed, H., P. J. 1993. Orquídeas mexicanas y su explotación en el extranjero. AMEHOAC- Primer Seminario sobre Plantas Nativas con Potencial Ornamental. UPAEP.

Nagao, M. A.; K. Kanegawa and W. S. Sakai. 1980. Accelerating palm seed germination with gibberellic acid, scarification, and bottom heat. HortScience 15 (2) 200-201.

Nathan, M. J.; C. J. Goh; and P. P. Kumar. 1992. In vitro propagation of Heliconia psittacorum by bud culture. HortScience 27 (5): 450-452.

Neel, P. L. 1977. Effects of oxadiazon preemergence herbicide on weed control and growth of sixteen species of containerized ornamental Plants. Proc. Flat. St. Hort. Soc. 90:353-355.

Noto, G. and R. Daniela. 1987. Palms in the environment in the southern latitudes of Italy. Acta Horticulture. 195: 91-97.

Oliveira, L. And J. Tavares. 1983. Contribution to the study of Seseamia nonagrioides Lef. (Lep., Noctuidae) on a crop of Strelitzia reginae Ait. (Scit., Musaceae) on the Itha de S. Miguel-Azores. Arquipelago. Nº. 2: 165-176.

Orlikowski, L. 1977. Certain fungal diseases of Strelitzia reginae Banks. Prace Institutu Sadownictawa. W. Skierniewicach, B. 2: 163-167.

Osborne, L. S., Soap spray: an alternative to a conventional acaricide for controlling the Twospotted spider mite (Acari:Tetraychidae) in greenhouse.

Parnell, J.R. 1990. Ornamental plant growth responses to different application rates of reclaimed water. Procceding of the Florida State Horticultural Society 102:89-92.

Pizzetti, M. 1978. Plantas de interior. Ed. Grijalbo. México, D.F. 286 P.

Pol, P. A. and T. F. Hell. 1988. Vegetative propagation of Strelitzia reginae. Acta Horticulture Nº. 226: 581-586.

Poole, A. H. and T. J. Sheenan. 1977. Effects of media and supplementary microelement fertilization on growth and chemical composition of Cattleya. American Orchid Society 27: 155-161.

Poole, R. T. and R. W. Henley. 1981. Constant fertilization of foliage plants. Journal of the American Society for Horticultural Science. 106 (1) 61-63.

Poole, R. T. and Conover, C. A. 1987. Relantionships of osmocolote level and application method on growth of Neanthe bella palm and Schefflera. Foliage Digest. 10: 6: 8.

Purseglove, J. W. 1985. Tropical crops monocotyledos. Longman Group Limited. Singapore. pp 519-541.

Rosas, V. M. 1995. Obtención y propagación de plantas de Alcatraz (Zantedeshia sp.) a partir del cultivo in vitro de yemas de bulbo. Departamento de Fitotecnia. Universidad Autónoma Chapingo. Chapingo, México. 66 p.

Rotor, B. G. 1952. Daylength and temperature in relation to growth and flowering of orchids. Bulletin 885. Cornell University Agricultural. Experiment Station, Ithaca, N. Y. 47 p.

Sagawa, Y. 1983. Orchids, others considerations. In Handbook of plant cell culture. McGraw-Hill Publishing Company. New York. 638-659 p.

Salas, L. A. Y Ochoa. 1985. Tenuipalpus chamaedorea, una nueva especie de falsa arañita roja (Acari:Tenuipalpidae) en pacaya (Chamaedorea spp.) Agronomía Costarricense. 9 (2) 971-974.

Sander, D. 1979. Orchids and their cultivation. Blandford Press. Inglaterra. 177 p.

Sessler, G. J. 1978. Orchids and how to grow them. Prentice-Hall Inc. New Jersey E.U.A. 370 p.

Shattleworth, F. S.; Zim, H. S. and W. G. Dillon. 1989. Orchids. Western Publishing Company Inc. Racine, Wisconsin. 160 p.

Tamanaha, L. C., C. G. Shimizu and J. Arditti. 1979. The effects of ethephon on Cattleya aurantiaca (Orchidaceae) seedlings. Botanical Gazzete 140: 25-28.

Tesi, R. and Tosi, D. 1985. The effect of porosity of substrate and rate of basal fertilization dressing on the growth of Chamaedorea elegans Mart. Colture Protette. 14 (4): 92-95.

Toledo, V. M. 1988. La diversidad biológica de México. CONACYT. México, D.F. p. 17-30.

Tom, and M. Sheenan. 1979. Orchid General Illustrated. Cumstock Publishing Associates. Ithaca N. Y. 207 p.

Tran Thanh Van, M. 1974. Flowering in a few species of orchids. American Orchid Society. Bulletin 43: 699-707.

Valdez, A. L. A. 1996. Efecto del CO2 sobre algunos parámetros fisiológicos de Anthurium para flor de corte. Tesis de Maestría. Universidad Autónoma Chapingo. Departamento de Fitotecnia, Chapingo, México.

Valmayor, H. L. and Y. Sagawa. 1967. Ovule culture in some orchids. American Orchid Society. Bulletin 30: 767-769.

VBA. 1990. Verening de Bloemenveilingen Aalsmeer, Snijbloemen, Cut Flowers. Aalsmer Holland. 214 p.

Wiard, W. L. 1987. An introduction to the orchids of México. Ed. Comstock. Ithaca, N. Y. 238 p.

Wootton, J. T. 1990. Bract liquid as a hervibore defense mechanism for Heliconia wagneriana inflorescences. Biotropica 22 (2): 155-159.

Yañez, J. S. 1994. Cultivo y establecimiento de Chamaedorea elegans en la reserva “ El Coyote” municipio de Ocozocoautla, Chis. En IV Congreso Nacional de Horticultura Ornamental. Chapingo, Méx. 20-25 de marzo.

Ziv, M. and A. H. Halevy. 1983. Control of oxidative browning and in vitro propagation of Strelitzia reginae. HortScience 18: 434-436.

Arturo López Villalobos Julián Pérez Flores Carlos Sosa-Moss

José M. Mejía Muñoz Lauro Bucio Alanis

CREDITOS EDITORIALES

Editor

Instituto para el Desarrollo de Sistemas de Producción del Trópico Húmedo de Tabasco

Revisión Técnica

Dr. Lauro Bucio Alanis Dr. Carlos Sosa-Moss

M.C. Raúl Castañeda Ceja

Diseño y Formato

Manuela Yanes López

Villahermosa, Tabasco Septiembre, 2003.

EL INSTITUTO PARA EL DESARROLLO DE SISTEMAS DE PRODUCCIÓN DEL TRÓPICO HÚMEDO DE TABASCO , es un organismo público desconcentrado del Gobierno del Estado, y tiene como objetivo modernizar tecnológicamente la estructura productiva del campo, bajo el contexto de un desarrollo sustentable, mediante la estrategia de vincular y reorientar la infraestructura científica y académica con las necesidades de investigación, validación, transferencia y adopción tecnológica del sector productivo de la entidad.

DIRECCIÓN: Av. 16 de Septiembre No. 318 Colonia Primero de mayo Villahermosa, Tabasco, México. Tel /Fax: (019933) 52-02-41 E-mail: [email protected] ____________________________________ Colegio de Postgraduados, Campus Tabasco Km 3.5 Periférico Cárdenas-Huimanguillo H. Cárdenas, Tabasco.

plantas_ornamentales[1]

Documents