persistencia de virus, bacterias, mohos, levaduras ... · pdf fileuna cantidad variable de...
TRANSCRIPT
Persistencia de virus, bacterias, mohos, levaduras, parásitos, en
diferentes formas de utilización de la porcinaza.
Proyecto de Tesis Doctoral, Doctorado en Ciencias Agrarias, Universidad de
Caldas. Facultad de Ciencias Agropecuarias
Estudiante : Oscar Jaime Betancur Hurtado.
Comité Tutorial:
Director: Francisco Javier Henao Uribe. PhD.
Evaluador – Asesor: Jesús Antonio Betancourth, PhD.
Evaluador – Asesor: Julián Estrada Alvárez, PhD.
1. Resumen ejecutivo
La gran cantidad de porcinaza generada en los procesos intensivos de
producción de carne de cerdo, limitan el desarrollo potencial de esta industria
en Colombia por: contaminación ambiental asociada con vertimiento irregular
en fuentes de agua y por restricciones contempladas en la legislación sanitaria
para la utilización de la porcinaza en alimentación animal y en biofertlización.
Resolución 2640, (ICA, 2007).
Como lo menciona Jiménez (2010) el proceso productivo porcícola afecta el
medio ambiente mediato, hasta el punto de generar inconvenientes con la
autoridad ambiental, además crea inconvenientes con las personas de predios
aledaños a la explotación. En la medida en que se continúe con las mismas
prácticas de producción el problema se convierte en uno mayor, debido a la
contaminación de aguas cercanas, la generación potencial de olores y la
formación de focos de vectores, aspectos que afectan directamente el tema de
salubridad.
La reutilización de residuos pecuarios constituye una técnica de producción
sostenida por una serie de normas que se encaminan a la descontaminación
del ambiente, transformándolos en un producto útil, que favorece la
recuperación del suelo, como también la salud del hombre y de los animales;
son también fuente de nutrientes para animales y ayuda en la recuperación de
energía, mediante el aprovechamiento del biogás y de la materia orgánica
como materia prima de los procesos de compostaje (Pérez and Villegas, 2009).
Es imperativo para el porcicultor convertir la porcinaza en un producto utilizable
en diferentes procesos, que a la par con la carne sume al ingreso total y aporte
efectivamente a la rentabilidad de la empresa.
Castrillón-Quintana et al. (2004), definen la porcinaza como un compuesto que
está formado por heces fecales, descamación entérica y orina mezclados con
el material utilizado como cama, residuos de alimento, polvo, otras partículas y
una cantidad variable de agua proveniente de las labores de lavado y pérdidas
desde los bebederos.
El uso de fuentes alternativas de alimentación de rumiantes para mitigar los
elevados costos de producción que generan los altos precios actuales de
alimentos concentrados, han abierto una gran posibilidad a que se considere la
utilización de porcinaza como materia prima importante para la elaboración de
ensilajes (fermentación en fase sólida), que podrían convertirse en piensos de
altísima calidad, con un balance adecuado de nutrientes y que ayudaría en
gran medida a la adecuada disposición de este desecho (Estrada et al., 2011a).
Según lo reportado por Martinez-Gamba et al. (2001) el uso de la porcinaza
mediante: secado, compostado, lombricompuesto, biodigestores, estercoleros,
y ensilaje, ha contribuido sustancialmente en los procesos de biorremediación;
sin embargo es latente el riesgo de transmisión de microorganismos
patógenos.
El mayor temor es que muchos de estos agentes patógenos puedan ser
compartidos con otras especies animales y aún el hombre, por lo que es
importante descartar aquellos que puedan ser transmitidos del cerdo a otras
especies a través de alguna de las diferentes formas de utilización de la
porcinaza. Dentro de estos agentes patógenos podrían encontrarse: Bacterias
como: Salmonella sp., Mycobacterium sp., Brucella sp., Escherichia coli,
Leptospira sp., Yersinia sp., y Campylobacter sp. Estas bacterias no siempre
están presentes en el estiércol de cerdos, siendo más prevalentes en los
cerdos infectados. (Castrillon Quintana et al., 2004).
De acuerdo con lo afirmado por Beloeil et al. (2003) existe la hipótesis que la
mayor fuente de contaminación por L. monocytogenes corresponde a animales
vivos, siendo las granjas porcinas la fuente primaria de Listeria encontrada en
las centrales de sacrificio. Se piensa que cerdos portadores sanos son los que
introducen L. monocytogenes al interior de este tipo de plantas, como se ha
demostrado con técnicas de PCR. La eliminación intestinal es vista como la
principal vía de transmisión de este patógeno.
El grupo de Ziemer et al. (2010) sostiene que entre los patógenos bacteriales
zoonóticos que han sido asociados con porcinaza se incluyen: Bacillus
anthracis, Brucella sp., Campylobacter sp., Chlamydia sp., Escherichia coli,
Leptospira sp., Listeria monocytogenes, Mycobacterium spp., Salmonella spp.,
y Yersinia sp.
Según el grupo liderado por Mattison et al.( 2007); desde que se conoció que
los genes de Norovirus comprenden virus que infectan tanto a humanos como
a porcinos, bovinos y roedores, existe la posibilidad de una infección por
transmisión zoonótica. En general, esta transmisión se puede dar a través de la
cadena alimentaria o por contacto directo con los animales.
El grupo de Ziemer et al. (2010) afirma que entre los virus más comunes
hallados en cerdos figuran: El Virus Influenza, agente zoonótico que puede ser
transmitido fácilmente entre animales y humanos. Virus Hepatitis E (HEV), un
virus nuevo estrechamente relacionado genéticamente con el HEV humano,
Norovirus porcino ( NoP. Calicivirus entérico) y Rotavirus ( RV-A y RV-C).
Alcaíno et al. (1989), determinó que en la porcinaza fresca es común encontrar
huevos y larvas de nemátodos como: Choerostrongylais pudendotectus,
Metastrongylus apri, y M. salmi, Hyostrongylus rubidus, Physocephalus
sexalatus, Asearops strongylina, Ascaris suum, Oesophagostomum dentatum y
Oe. longicaudum, Trichuris suis, Strongyloides ransomi y protozoos intestinales
como: Isospora suis, Balantidium coli y diversas Coccidias del género Eimeria.
Entre los parásitos de mayor importancia desde el punto de vista zoonótico
hayados en porcinaza se encuentran: Ascaris suum, los cuales son altamente
resistentes a condiciones adversas; Giardia intestinalis, que afecta tanto cerdos
jóvenes como adultos y Cryptosporidium spp., parásito intracelular que
típicamente infecta células epiteliales del intestino delgado; pero se han
reportado infecciones por fuera del tracto intestinal. (Ziemer et al., 2010)
Mohos y levaduras como: Aspergillus sp y Candida sp ( Cotrino, 2012).
Otros agentes contaminantes eliminados a través de las excretas porcinas
pueden ser considerados como riesgo potencial para la salud, tales como:
toxinas microbiales, parásitos, virus, arsenicales, antibióticos, drogas,
hormonas, coccidiostatos, metales pesados y elementos traza, antihelmínticos
y nitrofuranos, que deben ser evaluados críticamente antes de que el estiércol
sea utilizado como alimento. (Álvarez y Gutiérrez, 2001).
El presente trabajo pretende aclarar el tema de la viabilidad del uso de la
porcinaza en diferentes rutas, haciendo énfasis en la inocuidad. La evaluación
de la presencia de organismos patógenos, como algunos de los descritos
anteriormente, en las diferentes vías de utilización de excretas en alimentación
animal y como biofertilizante cobra gran importancia, y constituye actualmente
un requisito inevitable.
2. Conformación y trayectoria del equipo de investigadores
El grupo de Biotecnología Agraria COL0029577, categoría B, se integró en
enero de 2002, es liderado por el Dr. Francisco Javier Henao U., cuenta con 11
investigadores, entre ellos, dos estudiante de maestría, tres de doctorado y un
joven investigador. El grupo se articula con otros afines para dar soporte
científico a los Programas de Maestría en Sistemas de producción
Agropecuaria y de Doctorado en Ciencias Agrarias, y al Instituto de
Biotecnología Agropecuaria. Las líneas de investigación del grupo son:
Mejoramiento Genético y Biología de Reproducción, Nutrición y Alimentación,
Medicina Preventiva y Gestión Ambiental.
La presente investigación pertenece a la línea de Nutrición y Alimentación,
liderada por Julián Estrada Á., PhD; en esta línea, como producto de los
resultados de las investigaciones realizadas, se han publicado tres artículos
científicos en revistas nacionales y extranjeras de diferentes categorías, un
libro y un capitulo de libro. De los artículos en mención guardan relación con el
proyecto los siguientes:
Julián Estrada Á., Emilio M. Aranda I., Gastón Pichard D. y Francisco J.
Henao U. 2011. Efecto de la fermentación en estado sólido de la porcinaza
sobre la persistencia de patógenos en el ensilaje. Boletín Científico. Centro de
Museos. Museo de Historia natural. ISSN 0123 – 3068. bol.cient.mus.hist.nat.
15 (2):71–80.
Julio Ernesto Vargas S., Julián Estrada Á. 2011. Evaluación de la producción
y la calidad nutricional de cinco especies forrajeras (arbustivas y arbóreas) para
corte en condiciones de bosque seco tropical. vet.zootec. 5(2):55-67.
Julián Estrada Á., Emilio M. Aranda I., Gastón Pichard D. y Francisco J.
Henao U. 201?. Ensilaje de caña de azúcar integral enriquecido con porcinaza
fresca. Revista MVZ Córdoba. ISSN versión electrónica: 1909-0544. En
arbitraje.
Julián Estrada Á., 2011. Estrategias de incorporación de porcinaza en
ensilajes para suplementación de bovinos. Tesis Doctoral. Universidad de
Caldas - Doctorado en Ciencias Agrarias.
Julián Estrada Á., 2002. Pastos y forrajes para el trópico Colombiano. Centro
editorial, Universidad de Caldas. ISBN: 958-8041-76-7. 511 p.
Alejandro Ceballos M., Victoria Rubio B., Julián Estrada Á., 2008.
Desequilibrios minerales de bovinos en sistemas silvopastoriles. En: Ganadería
del futuro – Investigación para el desarrollo. Eds Murgueitio, Cuartas y Naranjo.
ISBN: 978-958-9386-55-2. Fundación Cipav. Cali. Colombia. Pág. 431-450
Las actividades más recientes han sido en: alimentación alternativa de
rumiantes con porcinaza ensilada y mediciones de metano como subproducto
de la fermentación ruminal.
3. Descripción del proyecto
3.1. Planteamiento de la pregunta o problema de investigación y su
justificación
La porcinaza podría considerarse como una alternativa viable para la
alimentación de Bovinos ( En sus formas fresca, seca o ensilada) así como
biofertilizante ( En sus fases líquida y sólida a partir de estercolero, fresca,
como lombricompuesto o como efluente del biodigestor), allanando así un
camino muy favorable para la adecuada disposición de este desecho y
asegurando el control de sus efectos contaminantes, adicional al efecto positivo
en ambos sistemas de explotación al generar un ingreso adicional en la
porcicultura y abaratar costos de producción en los Bovinos; sin embargo este
tipo de subproductos deben garantizar su inocuidad para la especie objetivo a
suplementar.
Por ello se quiere responder a los siguientes interrogantes:
• ¿ Cuál es el riesgo sanitario real derivado de la utilización de la
porcinaza como biofertilizante o como alimento?
• ¿Cuál es la viabilidad de las metodologías de utilización de la porcinaza
tomando como criterio de evaluación la persistencia de virus, bacterias,
mohos, levaduras y parásitos ?
Este trabajo se orienta a establecer el riesgo real derivado de la persistencia de
la carga de patógenos en la porcinaza, usada como alimento y como
biofertilizante, de lo cual derivarán consecuencias prácticas en biorremediación,
producción porcina, fertilización de cultivos y alimentación animal (Protección
ambiental y rendimiento económico).
3.2. Marco Teórico.
3.2.1. Introducción.
Según FEDEGAN (2006) uno de los grandes problemas que vive el mundo
actualmente es la pobre oferta de alimento para una población que crece cada
día más; esto debido quizá, uno a la falta de eficiencia de las cadenas
productoras de alimento y otro a los altos costos de producción en especial de
las diferentes fuentes de proteína de origen animal.
Una de las mayores contribuciones para alimentar a los más de 7 billones de
habitantes que se estima existen hoy en el planeta, debe ser el de producir
carne de cerdo de excelente calidad a través de las granjas tecnificadas que
existen hoy en Europa y alrededor del mundo. (McOrist, 2012)
Nuestro país, por su ubicación geográfica excepcional, ofrece grandes
oportunidades para el desarrollo de cualquiera de las actividades
agropecuarias y es así como los sistemas de producción de Porcinos y Bovinos
no solo tienen gran potencial de crecimiento sino que, en las últimas décadas,
han tenido un importante desarrollo especialmente en lo que respecta al
mejoramiento genético y a la implementación de nuevas tecnologías como :
Fertilización in vitro, transferencia de embriones, Inseminación artificial a
tiempo fijo, nuevos sistemas de alimentación, mejoramiento de praderas, etc.
Colombia cuenta con un total de 114’174.800 hectáreas, de las cuales
50’910.793 hectáreas ( que representan el 45%) posee actividad agropecuaria.
El 77% del área se destina a la actividad pecuaria, lo cual muestra un ligero
incremento en comparación con años anteriores. Según estos datos, se puede
observar que, pese al leve incremento de las áreas destinadas para la
actividad pecuaria, aún se mantiene la diferencia entre sistemas productivos
agrícolas y pecuarios atribuída a tendencias históricas orientadas al aumento
de áreas en pastos para la ganadería, en detrimento de las áreas destinadas
para el desarrollo de actividades agrícolas que hoy corresponden solo al 7%,
el 16% restante del área, son territorios que corresponden a bosques naturales
o áreas en otros usos como infraestructura y vivienda (ENA, 2008)
La Ganadería Bovina participa con el 3,6% del PIB total, el 27% del total
agropecuario y el 64% del total pecuario (FEDEGAN, 2009).
Para el año 2009 la población Bovina nacional se estimaba en 27.359.290
cabezas, un 16% más frente a 23,6 millones de 2008. Del Hato ganadero total
el 70% corresponde a producción de carne (19.026.750 cabezas), el 28% a
producción doble propósito (7.741.010 cabezas) y el 2.16% a producción de
leche (591.530 cabezas); mostrando un importante crecimiento el segmento de
producción de carne que en 2008 correspondía al 53%. El Departamento del
Meta posee el mayor inventario Bovino con el 10.2 % del total nacional,
seguido por Antioquia 9,4%, Casanare con el 8,6% y Córdoba 8,5% ( Mapfre-
Crediseguros Informe sector cárnico, 2010).
El consumo per cápita de carne bovina para el año 2009 correspondió a 18.7
kg/ año ( Mapfre-Crediseguros Informe sector cárnico, 2010). Mientras que el
consumo de carne de cerdo en Colombia llegó en el 2011 a 5,1 kilos / año.
(Porcicultutra colombiana, 2012). Colombia escapa a esta dinámica y mientras
en el mundo el consumo per cápita de cerdo al año es de 15 kilos, en nuestro
país bordea los 5 kilogramos, de los cuales 4,5 kilos corresponden a carne
procedente de animales de granjas tecnificadas. (Espectador.com, 2008)
Durante los tres últimos años el sector porcìcola ha crecido positivamente, al
finalizar el 2011 se evidenció un aumento de 9.8% frente al 2010. El beneficio
formal de porcinos en Colombia en el año 2011 cerro con 2’743.056 cabezas
sacrificadas. Fuente Asoporcicultores, (Porcicultutra colombiana, 2012)
El sector porcícola ha realizado importantes esfuerzos en términos de
desarrollo tecnológico, en mejoramiento genético, óptima infraestructura en
granjas, formación técnica y laboral calificada, implementación del programa
continuado de estatus sanitario, cumplimiento de alta bioseguridad y desarrollo
nutricional en balanceados, entre otros temas, que se conjugan con la
exigencia de la resolución ICA 2640 para lograr la certificación y enfocarse en
darle un cambio de visión a la Porcicultura Colombiana, para convertirla en la
industria de la carne de cerdo, que ofrezca un producto más magro, nutritivo,
saludable, confiable y de excelente calidad (Otero, 2010).
Las cifras de la Organización de las Naciones Unidas para la Agricultura y la
Alimentación (FAO) son contundentes. Durante 2007 se consumieron en el
mundo 283 millones de toneladas de carne, de las cuales 110,7 millones
correspondieron a la de cerdo, 86,2 millones de aves y 66,6 millones al bovino,
lo que convierte a la carne de cerdo como la proteína más consumida alrededor
del mundo (Olaya, 2011).
La producción porcina ha cambiado dramáticamente en las tres últimas
décadas, de un modelo pequeño y de subsistencia a operaciones grandes
alimentadas con productos concentrados. Esta tendencia hacia operaciones
mayores es promovida por reducción en costos de producción y logísticas tanto
para productores como para procesadores de carne (Kunz et al., 2009). Una
tendencia adicional en producción de carne es la migración de operaciones de
producción de países desarrollados a países en desarrollo debido a costos
bajos de operación, disponibilidad de alimento, tierra, agua, a la vez que de
menores políticas restrictivas en lo ambiental comparado con países Europeos
o Estados Unidos.(Kunz et al., 2009).
Como podemos ver tanto la producción bovina como la porcina representan
dos grandes eslabones de la economía nacional y a su vez son fuentes
generadoras de empleo y de alimento, convirtiéndose en importantes áreas que
debemos eficientizar.
3.2.2. Porcinaza.
La porcinaza se ha convertido en algunos sitios, en un gran contaminante no
solo por su olor, sino por la generación de residuos orgánicos en las fuentes de
agua. Por otra parte, en la industria porcina se utiliza una alta cantidad de agua
para la eliminación de estos desechos, colaborando en la contaminación de
dichas fuentes de agua (Porcicultores, 2006)
En países como Brasil por ejemplo el almacenamiento de porcinaza líquida y
posterior aplicación a la tierra es la práctica predominante de manejo de este
desecho al igual que en otras partes del mundo debido a su simplicidad, bajo
costo y la posible reducción de costos en la producción agrícola a través del
reemplazo de fertilizantes químicos por los nutrientes fecales (Kunz et al.,
2009).
En algunas zonas de nuestro país, especialmente en Antioquia, acuden a
modelos productivos que se identifican con un modelo de produccion pecuario “
cerdos-pastos-leche”, en el que los pastos del ganado bovino son fertilizados
con estiércol licuado de cerdos. (Ochoa et al., 2000)
Ese uso inadecuado de porcinaza se ha identificado como un factor importante
de riesgo ambiental para la transmisión de leptospirosis. Es necesario
desarrollar tecnologías apropiadas para el tratamiento y manejo de las excretas
porcinas mediante el diseño de tanques estercoleros de sedimentación y
separación de sólidos o la utilización de biodegradantes para la generación de
gas combustible. Con estos sistemas de tratamiento se puede reducir la carga
orgánica y biológica contaminante (Ochoa et al., 2000).
Para la elección del sistema de tratamiento de la porcinaza, la eficacia para
eliminar los nuevos contaminantes emergentes (antibióticos, las moléculas de
estrógeno,..), también ha de tenerse en cuenta, pero para eso, también se
necesitan datos de investigación. (Bernet and Beline, 2009).
El reciclaje de heces de cerdos para la alimentación animal ayuda a reducir la
contaminación del medio ambiente cuasada por los sólidos y hace posible el
aprovechamiento del alto contenido de nutrientes, disminuyendo los costos de
alimentación. Sin embargo, algunos autores han observado que el uso de las
heces sin tratamiento aumenta los riesgos a través del reciclaje de los
microorganismos patógenos y otros contaminantes (Martínez-Gamba et al.,
2001).
La Porcinaza tratada contiene niveles sustanciales tanto de microorganismos
resistentes como de antimicrobianos ; por tanto la aplicación de porcinaza a
las praderas podría contribuir al riesgo para la salud pública asociado con el
incremento de la prevalencia de resistencia antimicrobiana en patógenos
directamente a través de la transmisión de microorganismos patógenos
resistentes a antimicrobianos, e indirectamente, a través de la introducción y
selección de genes de resistencia antimicobiana (Zhi et al., 2010).
Los resultados de muchos estudios indican que los genes de resistencia a
antibióticos se incrementan en abundancia y diversidad en la biota de cerdos
que consumen alimentos medicados con antibióticos a dosis subterapéuticas.
Algunos genes enriquecidos tales como: aminoglucosido O-fosfotransferasas,
confieren resistancia a antibióticos que no fueron administrados en los
estudios, demostrando el potencial de selección indirecta de resistencia a
antibióticos no utilizados en el alimento. (Looft et al., 2012)
Los huevos de parásitos presentes en la porcinaza son muy susceptibles a
temperaturas superiores a 30º C y pH cercano a 4 ( Nuñez et al., 1987; Reyes,
1963). Reportados por (Estrada et al., 2011b). Nuñez et al. 1987 encontraron
que a 35º c y pH próximo a 4, se inactivan casi todos los huevos de parásitos, a
excepción del 78.6% de Ascaris. La persistencia de los huevos de Ascaris es
explicada por estos autores por la condición especial de la cutícula de sus
huevos (Gonçalves et al., 2008.
)
La cryptosporidiosis es una enfermedad zoonótica de distribución mundial,
frecuente en animales jóvenes, se caracteriza por ocasionar diarreas en
humanos y otros mamíferos, aunque en ocasiones cursa sin manifestaciones
clínicas. Se reporta con frecuencia en cerdos y bovinos, siendo las excretas el
emjor medio de transmisión de esta patología. (VENTURINI LUCILA et al.,
2006)
A la fecha, han sido reconocidas 20 especies de Cryptosporidium. Dos han sido
encontradas en peces, una en anfibios, dos en reptiles, tres en aves, y doce en
mamíferos. Cerca de 61 genotipos de Cryptosporidium con un estado de
especies incierto se ha encontrado basados en secuencias de SSUrRNA. El
gen gp-60 mostró un alto grado de polimorfismo secuencial entre diferentes
aislados de varias especies de Cryptosporidium, de esta forma varios grupos
de subtipos y subgenotipos han sido identificados, de los cuales los subtipos de
C. parvum IIa y IId se encontraron como zoonóticos, esta información ha sido
de gran interés para efectos de Taxonomía, epidemiología, transmisión e
información genético- morfológica para cada especie (Plutzer and Karanis,
2009).
3.2.3. Estrategias de mitigación d elos efectos contaminantes de la
porcinaza.
La biotecnología microbiana entre los años 60 y 70 se centró en la mejora de
las condiciones de cultivo de microorganismos (preparación de material crudo y
diseño de fermentadores) y en la purificación de productos. La aparición de la
tecnología de ADN recombinante cambio la evolución biotecnológica,
introduciendo diversos genes a microorganismos, capaces de realizar otras
funciones mas complejas de degradación, transformación o síntesis de gran
variedad de compuestos (HERNÁNDEZ, 2002).
Los microorganismos son capaces de utilizar una gran variedad de compuestos
orgánicos, naturales o sintéticos, como fuente de carbono y energía, lo cual
implica que disponen de enzimas capaces de degradar casi cualquier sustrato
y convertirse en competidores directos con los microorganismos patógenos
eliminados en la materia orgánica, siempre y cuando se lleve a cabo un
adecuado proceso de eliminación de los residuos orgánicos (inhibición
competitiva por sustratos); tal capacidad de degradación de sustratos es
comparable con la actividad del sistema inmune de fabricar anticuerpos contra
cualquier antígeno nuevo generado (HERNÁNDEZ, 2002)
Los desechos generados de las producciones porcinas presentan un elevado
potencial contaminante si no se tratan adecuadamente, pero también pueden
ser una alternativa energética importante y una fuente de alimento para otras
especies, además la incorporación de la porcinaza al suelo contribuye al
mejoramiento de las condiciones físico-químicas y biológicas del mismo, así
como al mejoramiento de la productividad agrícola (Oliveira, 1993). Las
principales fuentes potenciales de patógenos en las granjas son las
relacionadas con el manejo del estiércol animal. El adecuado manejo del
estiércol puede controlar directamente la carga de patógenos e indirectamente
influir en la supervivencia y el transporte de patógenos del suelo a los recursos
hídricos a través de la modificación del entorno microbiano (Goss and
Richards, 2008.).
La infiltración rápida es un proceso efectivo para la remoción de fósforo,
metales pesados y aún de organismos patógenos. En instalaciones ubicadas
en Phoeniz, Arizona se alcanzó remoción de virus del 99,9%, después de pasar
aguas residuales a través de 30 pies ( 10m) de arena a una carga de 300
pies/año ( 100m/año). (Crites and Tehobanoglous, 2000).
3.2.4. Rutas de utilización de la porcinaza en Colombia.
En la actualidad en la industria porcina se ha recurrido a diferentes rutas de
utilización de la porcinaza como:
3.2.4.1. Compost.
El compost es el producto del compostaje. El compostaje es la degradación
microbiana de materia orgánica sólida, que involucra respiración aeróbica
pasando por una etapa termófila, de la que se obtiene un producto estabilizado,
no contaminante y útil, que reduce la masa, el volumen, las posibilidades de
contaminación, los olores desagradables, el desarrollo de insectos, y produce
la inactivación de patógenos (De Carlo et al., 2001. ). Según Komilis &
Tziouvaras, 2009, el Compost se define comúnmente como materia orgánica
estabilizada o madurada, un compost de alta calidad debe ser entonces
maduro y estable.
El compostaje es un proceso biotecnológico aeróbico, por medio del cual
diferentes microorganismos degradan inicialmente la materia orgánica en
estado sólido en nutrientes más simples, dióxido de carbono y agua. En una
segunda etapa conocida como maduración, se forman macromoléculas
orgánicas tales como ácidos húmicos produciendo un fertilizante orgánico
llamado compost. (Ruggieri et al., 2009)
Con el incremento de las explotaciones porcinas, la aplicación continua al suelo
de las aguas residuales supone un problema ambiental, especialmente la
contaminación de los efluentes hídricos con N y P, así como la contaminación
con metano y el olor de las lagunas anaeróbicas. El tratamiento posterior de las
aguas residuales puede ayudar a reducir este problema y el compostaje de los
sólidos de la porcinaza puede ser una tecnología apropiada (Imbeah, 1998. ).
El compostaje como proceso industrial para el tratamiento de los residuos
sólidos orgánicos encierra un doble propósito: en primera instancia posibilita la
estabilización química y biológica de los residuos, por lo que reduce
considerablemente su impacto ambiental como contaminante orgánico. El
segundo aspecto importante se refiere a su aplicación agronómica dado que
suministra al suelo con vocación agrícola una importante reserva energética,
estructura y estabilidad contribuyendo a restituir su valioso componente
orgánico (CORANTIOQUIA, 2003. ).
Dado que el manejo de desechos ha sido una de las grandes preocupaciones
en materia ambiental en las últimas décadas, la estabilización biológica de la
fracción orgánica de desechos municipales a una forma estable suficiente para
aplicarla sobre el suelo, puede ser posible con tratameintos via aeróbica o
anaeróbica; el compost es una de estas alternativas. (Walker et al., 2009).
3.2.4.2. Biodigestor.
Un biodigestor es la aplicación tecnológica de la digestión anaeróbica. La
misma consiste en una descomposición metanogénica de la materia orgánica,
en ausencia de oxígeno, que involucra un grupo de diferentes tipos de
microorganismos, para transformar la materia orgánica en biogás (Wilkie,
2005). El material extraído del digestor es rico en nutrientes (amoníaco, fósforo,
potasio, y más de una docena de elementos traza), y es un excelente
acondicionador del suelo (Tulayakul et al., 2011. ).
La generación y uso de biogás como fuente de energía renovable, es una
opción con garantía de rentabilidad, pues no sólo resuelve un problema
ambiental al momento de reutilizar materia orgánica sino que permite a las
instalaciones pecuarias un ahorro económico al volverse autosustentable en
energía eléctrica y/o calorífica (Casas et al., 2009.).
3.2.4.3. Porcinaza seca
El estiércol seco es estable, relativamente inodoro, y genera muy pocas
moscas (Hart, 1964.). Generalmente tiene un contenido de humedad inferior al
30 por ciento (Beck, 2003. ). El estiércol con alta humedad y baja densidad no
es adecuado para su uso. La densificación del estiércol seco es el mejor
método para disminuir el volumen de estiércol lo que a su vez disminuye los
costos de manipulación y almacenamiento (Alemi et al., 2010.).
3.2.4.4. Lombricompuesto.
El lombricompuesto es un fertilizante orgánico, biorregulador y corrector del
suelo cuya característica fundamental es la bioestabilidad, pues no provee
lugar a la fermentación o putrefacción (López et al., 2008. ). Las lombrices se
encargan de fraccionar el sustrato orgánico estimulando la actividad microbiana
e incrementando las tasas de mineralización, de forma que el residuo orgánico
se transforma rápidamente en un substrato humificado cuya textura y tamaño
de partícula son mucho más finas que las de los compost termofílicos
tradicionales (Domínguez et al., 2010.).
3.2.4.5. Estercolero (fase líquida y fase sólida).
El estercolero es una construcción que se diseña para retener estiércol
(Pittamiglio, 2004. ). La incorporación o inyección de la fracción líquida del
estiércol al suelo disminuye las pérdidas de N, C y S en formas gaseosas. Una
forma de mejorar el manejo del estiércol para evitar la pérdida de nutrientes es
separar el estiércol fresco en sus fracciones sólida y líquida, e incorporar o
inyectar la fracción líquida al suelo o a cualquier otro sustrato en distintos
sistemas de producción (Capulín et al., 2001. ).
El estiércol sólido se produce normalmente cuando las camas se combinan con
el estiércol. El estiércol líquido (más del 90% de agua) se produce cuando casi
no se usa cama, y donde a la orina contenida se le agrega agua (West and
Turnbull, . 200?. ).
3.2.4.6. Ensilaje
El ensilado es un método de conservación de forrajes. Se basa en las bacterias
ácido lácticas (BAL) que bajo condiciones anaeróbicas convierten
carbohidratos hidrosolubles en ácidos orgánicos, (Filya, 2003. ). El proceso
ocurre en dos fases: una inicial aerobia, que ocurre hasta el agotamiento del
oxígeno o los carbohidratos solubles presentes en el sustrato, los cuales son
convertidos en agua, dióxido de carbono y calor, esta fase es de corta
duración. La segunda fase es anaerobia, y en ella los monosacáridos presentes
son transformados en etanol, dióxido de carbono, ácido acético y láctico
(Garcés et al., 2004.). Al generarse estos ácidos el pH del material ensilado
baja a un nivel que inhibe la presencia de microorganismos que inducen la
putrefacción (Garcés et al., 2006.). (Silveira and Franco, 2006. ).
La porcinaza se ha empleado como fuente de proteína y de minerales en la
producción de ensilajes (Campabadal, 2003.), mezclada con plantas forrajeras,
como la caña de azúcar (Saccharum officinarum), pobres en estos nutrientes,
pero rica en carbohidratos de fácil fermentación (De Lima et al., 2010.)
El proceso de ensilaje no mejora la calidad del forraje, solo conserva su valor
nutricional como los componentes energéticos y proteícos mediante procesos
de fermentación manteniéndolo estable por mucho tiempo (Franco et al., 2005.
). El ensilaje tiene como ventajas el incremento en la aceptabilidad de los
animales, baja pérdida de nutrientes, se adapta a muchos sistemas de
alimentación existentes, permite el almacenamiento, control de patógenos, es
desodorizante, utiliza la fracción solida y líquida del estiércol (Arndt et al.,
1979.).
FEDEGAN (2006) propone mejorar la carga animal por área, sin perder
producción, por ello se han propuesto alternativas de suplementación para la
alimentación de rumiantes, encontrando el ensilaje como una de las mejores
alternativas.
Así lo demuestra Estrada, 2011 en su tesis doctoral quien de manera amplia y
profunda, aborda el tema del ensilaje en alimentación de Bovinos, aclarando
dudas acerca de la calidad nutricional y sanitaria de las materias primas
utilizadas y de los productos obtenidos en el proceso de fermentación; y quien
además evaluó el efecto de esta estrategia de alimentación con relación a la
generación de metano.
3.3. Objetivos
General.
Establecer la persistencia de virus, bacterias, mohos, levaduras, y
parásitos, en las diferentes formas de utilización de la porcinaza en
Colombia, mediante técnicas diagnósticas avanzadas.
Específicos.
Establecer la presencia en porcinaza fresca y la persistencia en la sdiferentes
formas de utilización de la porcinaza en biofertilización y alimentación animal
de Parvovirus porcino (PVP), Circovirus porcino tipo I (PCV-I), Circovirus
porcino tipo II (PCV –II), Virus del Síndrome Respiratorio Reproductivo Porcino
(PRRS), Norovirus porcino ( No -P), Rotavirus porcino, Herpesvirus porcino tipo
I o virus de la enfermedad de Aujesky (HP-1).
Establecer la presencia en porcinaza fresca y la persistencia en la sdiferentes
formas de utilización de la porcinaza en biofertilización y alimentación animal
de Salmonella sp., Clostridium sulfito reductor, Staphylococcus tipo coagulasa
positivo, Escherichia coli, Clostridium perfringes, Leptospira spp, Brachyspira
pilisicoli, Actinobacillus sp. Brucella sp., Listeria monocytogenes, Lawsonia
intracelularis, Campylobacter sp., Aspergillus spp., Pasteurella sp., y Candida
spp..
Establecer la presencia en porcinaza fresca y la persistencia en las diferentes
formas de utilización de la porcinaza en biofertilización y alimentación animal
de Trichostrongylus axei, Ascaris suum, Oesophagostomum sp.,
Hyostrongylus rubidus, Cryptosporidium parvum, Trichuris suis, Balantidium
coli, Metastróngylus spp. Giardia intestinalis.
3.4. Metodología propuesta
Se realizará un estudio de tipo descriptivo que consta de los siguientes pasos:
3.4.1. Colección de la porcinaza fresca.
Para la colección de porcinaza fresca se seleccionarán tres granjas: Una
ubicada en el Valle del Cauca de 10.000 animales; una de 2000 animales en el
Departamento de Caldas; y una de 300 animales en el Departamento de
Risaralda. Las tres granjas deben contar con biodigestor, estercolero, y
condiciones adecuadas para el montaje de las demás rutas de utilización.
3.4.2. Montaje de las diferentes formas de utilización de la porcinaza.
Con la porcinaza fresca de cada una de las tres fincas seleccionadas se hará el
montaje de todas las formas de utilización, a partir de los días 0 y 30 del
estudio.
3.4.2.1. Compost: Se procesará una muestra de 1000 kilos con
70% de humedad, preparada de la siguiente manera: 450 Kg
de Porcinaza fresca ( de aprox. 80% de humedad), 408 Kg de
una gramínea deshidratada ( con aprox. 50% de humedad), 6
Kg de Carbonato de calcio, y 136 litros de agua. La mezcla
anterior se mantendrá apilada por 60 días con volteos
semanales para asegurar una adecuada oxigenación. Se
realizarán muestreos a los 45 y 60 días para el diagnóstico de
patógenos.
3.4.2.2. Biodigestor. Se cargará con 5000 litros; de los cuales
1250 Kg corresponderá a porcinaza fresca. Se mantendrá por
30 días o según el cálculo de Tiempo de Retención Hidráulica (
TRH) y se llevará a cabo el muestreo según el TRH.
3.4.2.3. Porcinaza seca. Se extenderán 150 Kg en una marquesina
y se expondrán a los rayos del sol durante 5 días. Se hará un
muestreo aproximadamente al quinto día (cuando alcance el
24% de Humedad).
3.4.2.4. Lombricultivo. Se utilizarán 50 Kg de porcinaza, y 1 Kilo
de Lombriz Roja Californiana (Eisenia foetida) en un lecho de
concreto por 90 días. Se realizará un muestreo al término de
los mismos, de lombricompuesto y de lombriz cultivada ( Para
elaboración de harina de lombriz)
3.4.2.5. Estercolero (fase líquida y fase sólida). Se usará una
mezcla de 500 litros compuesta de 150 Kg de porcinaza fresca
y 350 litros de agua, almacenada por 3 días. Se hará un
muestreo tanto de la fase líquida como de la fase sólida, al
tercer día.
3.4.2.6. Ensilaje. Se utilizarán 3 microsilos en PVC cada uno con
una capacidad de 2,5 Kg, cargados con Caña de azucar molida
integral adicionada de 40% de porcinaza fresca (Estrada et al.,
2011). Se llevará a cabo un muestreo a los 15 días.
3.4.3. Diagnóstico de patógenos.
Los días 0 y 30 en porcinaza fresca, y en las fechas de muestreo indicadas
anteriormente en cada una de las rutas de utilización de la porcinaza, se
aplicarán las técnicas de diagnóstico descritas a continuación:
3.4.3.1. Diagnóstico viral.
3.4.3.1.1 Para el diagnóstico de: Parvovirus porcino (PVP),
Circovirus porcino tipo I ( PCV – I), Circovirus porcino tipo II (
PCV-II), Rotavirus porcino (RV), Herpesvirus tipo I (HV-I) o
virus de la enfermedad de Aujesky, Norovirus porcino ( NoP),
se usará la técnica de PCR ( Polymerase chain reaction)
convencional, cuyo fundamento es la amplificación de un
material genético (ADN) que se encuentra en poca cantidad en
la muestra; mediante un termociclador y ciclos consecutivos de
desnaturalización del ADN, hibridación de cebadores con el
gen diana y la extensión de la nueva molécula creada.
(Jiménez et al., 2006). La repetición de los ciclos decenas de
veces, duplica cada vez el fragmento de ADN en forma
exponencial. Así se logra copiar millones de veces la
secuencia de interés, aunque se encuentre entre millones de
otras secuencias de ADN. (Rodríguez and Barrera., 2004).
3.4.3.1.2. Para el caso del virus del Sindrome Respiratorio
Reproductivo Porcino (PRRS). Se recurrirá a la RT-PCR
Anidada ( Nested RT-PCR), la cual consta de dos reacciones
de PCR secuenciales, utilizando como templado para la
segunda reacción, el producto obtenido de la primera PCR.
Christopher – Hennings y Nelson, 1995).
3.4.3.2. Diagnóstico de bacterias mohos y levaduras.
3.4.3.2.1. Para el caso específico de Leptospira spp. Se
sembrará un fragmento de la muestra diluida (1:10) en
agar EMJH al cual se le agregará 10% de medio de
enriqueciemiento, se incubará a 27°C durante 7 a 15 días
y se revisará diariamente para observará si hay o no
crecimiento en la superficie del medio, de Leptospira spp.
La colonia que crezca será visualizada en microscopio de
campo oscuro.
3.4.3.2.2. El recuento de mohos y levaduras se hará en agar
rosa de bengala adicionado de cloranfenicol, por el
método de Marshall (1993). El Agar Rosa de Bengala
adicionado con Cloranfenicol se recomienda en los
métodos estándar para el aislamiento selectivo y
enumeración de levaduras y mohos de los alimentos y el
agua (Marshall, 1993.). El agar se desvía del medio
acidificado habitual al presentar un pH neutro, el cual con
la adición de un agente selectivo tiene éxito en apoyar el
crecimiento de hongos y restringir el crecimiento
bacteriano. El cloranfenicol se recomienda como el agente
selectivo, debido a su estabilidad al calor y amplio
espectro antibacteriano (Mislivec et al., 1992. ).
3.4.3.2.3. El Recuento de Coliformes totales y fecales se
efectuará en caldo Fluorocult® LMX-Broth, por el método
de Ossmer (Ossmer, 1993. ) y Manafi (Manafi, 1996. ), se
utilizará el índice del número más probable por gramo de
materia seca (NMP/g MS) con un límite de confiabilidad
del 99%, (Moreno et al., 2009; Andino y Castillo, 2010).
3.4.3.2.4. El Recuento de gérmenes del
género Staphylococcus de tipo coagulasa positivo se
efectuará por el método de Baird- Parker (Baird-Parker,
1962); y el método de Vajda. El Agar Baird-Parker es un
medio selectivo para el aislamiento e identificación
presuntiva de Staphylococcus coagulasa positivos. Este
medio se utiliza ampliamente para la detección de
Staphylococcus aureus en alimentos, muestras
ambientales y clínicas. La selectividad del medio es
debido al cloruro de litio y una solución de telurito de
potasio, las cuales suprimen el crecimiento de otros
organismos distintos de los estafilococos. Los
Staphylococcus coagulasa positivos producen colonias de
color de gris oscuro a negro debido su capacidad de
reducir el telurito a telurio; otros estafilococos que
contienen lecitinasa rompen la yema de huevo y crean
zonas claras alrededor de las colonias. Una zona opaca
de precipitado se puede formar debido a la actividad de la
lipasa (Baird-Parker, 1962).
3.4.3.2.5. Para el Recuento de gérmenes del
genero Salmonella se usará agar Rambach® sembrado
por agotamiento (Ossmer, 1992; Ramback, 1990). El Agar
Rambach® es un medio de diagnóstico diferencial para la
identificación de las especies de Salmonella en los
alimentos y muestras clínicas. Los sustratos nutritivos
facilitan la rápida multiplicación de enterobacteriaceas,
mientras el desoxicolato de sodio inhibe las bacterias
Gram-positivas. Este Agar permite a las especies de
Salmonella que se diferencian de forma inequívoca de
otras bacterias al formar ácidos del propilenglicol, de modo
que, en combinación con un indicador de pH, las colonias
toman un color rojo característico. Con el fin de diferenciar
coliformes de Salmonella, el medio contiene un
cromogeno que indica la presencia de la actividad β-
galactosidasa, una característica de coliformes, por lo que
las colonias de coliformes toman color azul-verde o azul-
violeta. Otras enterobacteriaceas y Gram-negativas, tales
como Proteus, Pseudomonas, Shigella, S. typhi y S.
paratyphi crecen como colonias incoloras-amarillentas
(Ossmer, 1992; Rambach, 1990).
3.4.3.2.6. El Recuento de gérmenes del género Clostridium, de
tipo sulfito reductores se realizará por el método de
Pascual y Calderón (Pascual et al., 2000.) (ISO 6888
construida por De Buyser (2003); La detección de
Clostridium sulfito-reductores, así como su recuento se
puede lograr investigando la presencia de formas
vegetativas y esporuladas conjuntamente, o
exclusivamente las esporuladas. La detección se logra
utilizando medios de cultivo en cuya fórmula interviene el
sulfito de sodio en los que, por la capacidad de estos
microorganismos para reducir la sustancia, se produce
sulfuro de hierro al actuar sobre el compuesto de hierro.
La presencia de sulfuro de hierro se pone de manifiesto
por la aparición del color negro de las colonias. El cultivo
de los Clostridium exige una atmósfera exenta de oxígeno
(Pascual et al., 2000.).
3.4.3.2.7. Para Listeria monocytogenes se requieren medios
como Agar Sangre, Agar tripteina Soya y caldo nutritivo.
(con 5 % de sangre ovina para prueba de CAMP).
3.4.3.2.8. Para el género Pasteurella, se empleará cultivo en
Agar sangre.
3.4.3.2.9. Para Actinobacillus sp. y Lawsonia intracelularis se
empleará PCR convencional.
3.4.3.3. Diagnóstico parasitológico.
Se realizará recuento y clasificación de huevos u ooquistes y se
expresará el resultado en HPG (huevos por gramo de materia fecal).
3.4.3.3.1. Para Ascaris suum, Trichuris suis, Strongyloides sp.,
Trichostrongylus sp., Giardia intestinalis,
Macracanthorrynchus hirudinaceus; la técnica a emplear
será el recuento de huevos en cámara de Mc Máster, por
flotación en solución salina saturada (Vélez, 1995); las
muestras se analizarán inmediatamente después de su
toma. La cámara Mc Master sirve para el conteo de
huevos gastrointestinales, y está particularmente diseñada
para la estimación cuantitativa del número de huevos de
parásitos por gramo de heces. En la cámara se lee una
centésima parte por gramo de excremento, es por esto
que para obtener el número de huevos por gramo se tiene
que usar un factor de corrección de 100 para cada
cuadrícula observada. Un resultado negativo no indica que
no estén presentes los parásitos. Existen modificaciones
de la técnica de McMaster utilizando diferentes soluciones
como: la solución saturada de sulfato de zinc y la solución
saturada de sal común (NaCl) (Rodríguez et al., 1994).
3.4.3.3.2. Para Cryptosporidium spp. se usará el Método de
Ziehl-Neelsen (modificado para observación de coccidias:
Cryptosporidium y otros). La tinción Ziehl-Neelsen
modificada es la coloración recomendada para la
identificación de ooquistes de Cryptosporidium spp.
(Henriksen and Pohlenz, 1981), utilizando las cualidades
tintoriales de semiácido resistencia de los ooquistes
(Salvatella and Eirale, 1996. ). La coloración Ziehl-Neelsen
es una coloración diferencial, en la cual un grupo de
bacterias son difícilmente coloreables, pero una vez
teñidas retienen tan fuertemente el colorante que la acción
de los decolorantes es prácticamente nula. La técnica
consiste en someter la preparación a la tinción con fuscina
fenificada con calentamientos y enfriamientos que
garanticen la entrada del colorante al interior de la célula.
Luego se decolora con alcohol-ácido; finalmente se añade
un colorante de contraste como el azul de metileno. Las
bacterias ácido-alcohol resistentes quedan coloreadas de
fucsia, mientras que las ácido-alcohol sensibles se tiñen
de acuerdo a la contratinción (Palomino, 1995).
3.5. Resultados esperados
Se generará información que permitirá disipar dudas en torno a la inocuidad de
la porcinaza en cualquiera de las formas de utilización como fuente de
alimentación directa para los animales o como bioferilizante.
Obtener resultados negativos en las diferentes pruebas diagnósticas a realizar
frente a los agentes virales, bacterianos, mohos, levaduras y parasitarios en
estudio en las diferentes rutas de utilización de la porcinaza.
3.6. Impactos esperados a partir del uso de los resultados
A partir de los resultados obtenidos se espera que se de la tranquilidad en la
utilización desde el punto de vista sanitario de porcinaza en las diferentes rutas
para alimentación de bovinos y como biofertilizante, y que logre demostrar con
todo el soporte científico la inocuidad de este tipo de elementos para que la
autoridad local replantee la legislación actual y permita el uso de porcinaza
como alternativa de alimentación en el ganado bovino. De esta manera se
abaratarían los costos de producción de una importante fuente de alimentación
para una población humana que cada día crece más, como lo es la carne
bovina.
Al utilizar un subproducto de la industria agropecuaria evitamos competencia
directa con la producción de alimentos de mayor calidad nutricional y que
deberían ser utilizados para la alimentación humana como el trigo, maíz y soya.
3.7. Cronograma de actividades:
4. Presupuesto:
Investigadores: $ 25.845.960.
Pruebas laboratorio: $ 86.500.000.
Gastos de Viajes: $ 10.700.000.
Equipos: $ 30.000.000.
Valor total del proyecto $ 153.045.960.
5. BIBLIOGRAFÍA
Alemi, H., M. H. Kianmehr, and A. M. Borghaee. 2010. Effect of pellet processing of fertilizer on
slow-relase nitrogen in soil. Asian Journal of Plant Sciences. 9: 74-80.
ALVAREZ, S., and E. GUTIERREZ. 2001. Engorda de toretes a base de estiercol fresco de cerdo y
dos fuentes de fibra en una empresa comercial. . Livestock Research for Rural
Development. 13: 4.
ANDINO, F., and Y. CASTILLO. 2010. Métodos de detección de contaminación microbiana
Microbiología de los alimentos: Un enfoque práctico para la inocuidad alimentaria. . p 46-59.
Aquiahuatl, R. M., and C. M. Pérez. 2004. Manual de prácticas de laboratorio de microbiología
general. Primera edición. . In: M. Universidad Autónoma Metropolitana (ed.) No. 37. .
Arndt, D. L., D. L. Day, and H. E.E. 1979. Processing and Handling of Animal Excreta for
Refeeding. . ournal of Animal Science. J 48: 157-162.
Asoporcicultores, F. 2012. Resultados serológicos año 2011 Porcicultura colombiana No. 163. p 14 -
20.
Baird-Parker, A. 1962. An improved diagnostic and selective medium for isolating coagulase
positive staphylococci. . Journal of Applied Bacteriology 25: 12-16.
Beck, R. W. 2003. . Review of Biomass Fuels and Technologies. Yakima County Public Works. p 1-
49.
BELŒIL, P.-A. et al. 2003. Listeria monocytogenes contamination of finishing pigs: an exploratory
epidemiological survey in France. EDP Sciences 34: 737–748.
Bernet, N., and F. Beline. 2009. Challenges and innovations on biological treatments of livestock
efluents. Bioresource Technology No. 100. p 5431- 5436.
Campabadal, C. B., Colombia. 2003. El valor nutritivo de la porcinaza y su uso en la alimentacion
del ganado de carne. En: Memorias 2do Seminario Internacional de Porcicultura y Medio
Ambiente. . p Pag. 23-42., Bogota, Colombia.
Capulín, J., R. Nuñez, J. D. Etchevers, G. A. Baca, and 2001. . Evaluación del extracto líquido de
estiércol bovino como insumo de nutrición vegetal en hidroponía. . Agrociencia. 35 (3) 287-
299.
.
Casas, M. A. et al. 2009. Estudio de factibilidad para la puesta en marcha de los digestores
anaeróbicos en establos lecheros en la cuenca de delicias, CHIH. Revista Mexicana de
Agronegocios No. 13 (24). p 745-756.
Castrillon Quintana, O., R. A. s. Jimenez Perez, and O. Bedoya Mejia. 2004. PORQUINAZA EN
LA ALIMENTACION ANIMAL Revista Lasallista de Investigacion No. Volumen 1,
Numero 1. Junio 2004. p 72 - 77, Corporaciòn Universitaria Lasallista.
Christopher - Hennings, J., and E. A. Nelson. 1995. PCR in Bioanalysis. Methods in Molecular
Biology 92: 81 88.
Clark, D., and 2005. The polymerase chain reaction. In: S. I. U. Elsevier Academic Press (ed.)
Molecular Biology. p 634-661.
CORANTIOQUIA, C. A. R. d. C. d. A. 2003. . Manejo y evaluación de la porquinaza mediante
procesos de compostación. In: U. D. ANTIQUIA (ed.). p 1-40. Universidad de Antioquia. .
Crites, R., and G. Tehobanoglous. 2000. Tratamiento de aguas residuales en pequeñas poblaciones.
De Carlo, E., Rosa, A. et al. 2001. . Estudio de la población microbiana en las etapas iniciales del
compostaje. Revista Ceres. No. 48 (280). p 699-715.
De Lima, M., P. Sales, R. A.H., M. Maciel, and S. E. Oliveira. 2010. Cana-de-acucar na alimentacao
de ruminantes. Rev. Verde (Mossoro – RN – Brasil). No. 5(2). p 13-20.
De Man, J. D., M. Rogosa, and M. E. Sharpe. 1960. A Medium for the Cultivation of Lactobacilli.
Journal of Applied Bacteriology. 23: 130-135.
Domínguez, J., C. Lazcano, and M. Gómez-Brandón. 2010. Influencia del vermicompost en el
crecimiento de las plantas. aportes para la elaboración de un concepto objetivo. . Acta
Zoológica Mexican. 2: 359-371.
ENA, E. N. A. 2008. Oferta Agropecuaria. Ministerio de Agricultura y Desarrollo Rural. In: C.
Corporación Colombia Internacional. Bogotá (ed.).
Espectador.com, E. 2008. Carne de cerdo busca mas espacio en la mesa El Espectador.
Estrada, J., E. Aranda, G. Pichard, and F. Henao. 2011a. Efecto de la fermentación en estado sólido
de la porcinaza sobre la resistencia de patógenos en el ensilaje. Boletín científico centro de
museos Museo de Historia Natural. Universidad de Caldas No. 15. p 250 p. Universidad de
Caldas.
Estrada, J., E. M. Aranda, G. Pichard, and F. J. Henao. 2011b. Ensilaje de caña de azúcar integral
enriquecido con porcinaza fresca Revista M.V.Z. Córdoba. En arbitraje.
FEDEGAN, F. n. C. d. G. 2006. Plan estrategico de la ganaderia colombiana 2019. Editorial San
Martin Obregon & Cia. Ltda., Bogota, Colombia.
FEDEGAN, F. N. d. G. 2009. La Ganadería Colombiana y las Cadenas Láctea y Cárnica. Cifras de
Referencia. Plan Estratégico De la Ganadería Colombiana PEGA 2019.
Filya, I. 2003. . The Effect of Lactobacillus buchneri and Lactobacillus plantarum on the
Fermentation, Aerobic Stability, and Ruminal Degradability of Low Dry Matter Corn and
Sorghum Silages. . Journal of Diary Science. 86: 3575–3581.
Franco, L. H., D. Calero, and P. Avila. 2005. . Alternativas para la conservación de forrajes.
Proyecto: Evaluación de tecnologías por métodos participativos para la implementación de
sistemas ganaderos sostenibles en el norte del departamento del Valle del Cauca. . In: C. I.
d. A. T. (CIAT). (ed.). p 1-20., Universidad Nacional de Colombia - Sede Palmira.
Garcés, A. M., L. Berrio, S. Ruiz, J. G. Serna, and A. F. Builes. 2004. Ensilaje como fuente de
alimentación para el ganado. Revista Lasallista de Investigación. No. 1(1). p 66-71.
Garcés, A. M., E. Suárez, J. G. Serna, and S. Ruíz. 2006. Evaluación de la calidad bromatológica
del ensilaje de pasto kikuyo y maní forrajero. Revista Lasallista de Investigación. No. 3(2):.
p 34-37.
Gonçalves, M. A. D., Heres T, Mesquita RCT, Borowski SM, and B. DESN. 2008.
. ANTIBIOTIC RESISTANCE IN ESCHERICHIA COLI STRAINS ISOLATED FROM
DIARRHOEA IN PIGS. 20th IPVS Congress, , Durban, South Africa.
Goss, M., and C. Richards. 2008. Development of a risk-based index for source water protection
planning, which supports the reduction of pathogens from agricultural activity entering
water resources. Journal of Environmental Management. 87: 623–632.
Hart, S. 1964. Manure management. . In: C. Agriculture. (ed.). p 5-7.
Henriksen, A., and J. F. L. Pohlenz. 1981. Staining of Cryptosporidium by a modified Ziehl-Neelsen
technique. . Acta Veterinaria Scandinavica. 22: 594-596.
HERNÁNDEZ, L. 2002. Microorganismos y Procesos Biológicos Manual de Microbiología
Veterinaria. p p 775 - 826. Vadillo S., Píriz S, E. McGraw-Hill Interamericana.
Higuchi R., C., G. Fockler, Dollinger G, and R. Watson. 1993. . Kinetic PCR analysis: real-time
monitoring of DNA amplification reactions. Biotechnology 11: 1026- 1030.
Huang, C., J.-J. hung, C.-Y. Wu, and M.-S. Chien. 2004. Multiplex PCR for rapid detection of
pseudarabies virus, porcine parvovirus and porcine circoviruses. Veterinary microbiology
101: 209 - 214.
ICA. 2007. RESOLUCION 2640 DE 2007. In: I. INSTITUTO COLOMBIANO AGROPECUARIO
(ed.) No. 2640. p 1 -20, Diario Oficial No. 46.768 de 1 de octubre de 2007.
Imbeah, M. 1998. . Composting piggery waste: a review. . Bioresource Technology. 63: 197-203.
Informe Sector Cárnico, C. 2010. Análisis de sectorial. MAPFRE/ Crediseguros SA. .
Jiménez, A. et al. 2006. PCR en tiempo real, una nueva herramienta para la toma de decisiones
clínicas. haematologica/edición española. No. 91(1). p 27-34.
Jiménez , D. 2010. PROGRAMA DE MANEJO DE IMPACTOS AMBIENTALES DE LA
GRANJA PORCICOLA MONTERREY, UNIVERSIDAD TECNOLOGICA DE
PEREIRA.
Komilis, D. P., and I. S. Tziouvaras. 2009. A statistical analysis to assess the maturity and stability
of six composts. Waste Management 29: 1504 -1513.
Kubista, M. et al. 2006. The real-time polymerase chain reaction. Molecular Aspects of Medicine
27: 95–125.
.
Kunz, A., M. Miele, and S. R.l.R. 2009. Advanced swine manure treatment and utilization in Brazil
Bioresource tecnology p5485.
Looft, T. et al. 2012. In-feed antibiotic effects on the swine intestinal microbiome.
http://dx.doi.org/10.1073/pnas.1120238109 Accessed Date Accessed.| doi:DOI|
López, J. G., M. M. Martínez, and E. C. Suárez. 2008. . Evaluación de la eficacia de cuatro dietas
alimenticias sobre el crecimiento, desarrollo y producción de abono de la lombriz
californiana (Eisenia foetida). Ciencia e Interculturalidad. No. 2. p 67-81.
Manafi, M. 1996. . Fluorogenic and chromogenic enzyme substrates in culture media and
identification tests. International Journal of Food Microbiology. 31: 45-58.
Marshall, R. 1993. Standard methods for the examination of dairy products. 16th ed. . In: W.
American Public Health Association, DC. (ed.).
Martínez-Gamba, R. et al. 2001. Persistance of Escherichia coli, Salmonella choleraesuis, Aujesky´s
desease virus and Blue Eye desease virus,in ensilages based on the solid fraction of pif
faeces. . Journal of applied Microbiology 91: 750 -758.
Mattison, K. et al. 2007. Human Noroviruses in Swine and Cattle. Emerging infectious diseases Vol.
13, No. 8.
McOrist, S. 2012. People: New president for the Pig Veterinary Society
PigProgress newsletter.
Méndez-Álvarez, S., and E. Pérez-Roth. 2004. La PCR múltiple en microbiología clínica.
Enfermedades Infecciosas y Microbiología Clínica. No. 22(3). p 183-192.
Mislivec, P. B., L. R. Beuchat, and M. A. Cousin. 1992. . Yeast and Molds. In C. Vanderzant and D.
F. Splittstoesser (eds.)., Compendium of methods for the microbiological examination of
foods,. In: W. American Public Health Assoc., D.C. (ed.) No. 3rd ed. .
MORENO, B. et al. 2009. Microorganismos de los alimentos. Bacterias Coliformes. .
O'Leary, J. et al. 1994. PCR in situ hybridisation detection of HPV 16 in fixed CaSki and fixed
SiHa cell lines. Journal of Clinical Pathology. 47: 933-938.
Ochoa, J. E., A. Sánchez, and I. Ruiz. 2000. Epidemiología de la leptospirosis en una zona andina de
producción pecuaria. Rev. Panamericana de Salud pública. No. 7.
Olaya, L., M. 2011. La carne de cerdo en España Porcicultura colombiana No. 160. p 31 -32.
Oliveira, P. A. V. C. E. C.-. 1993. Manual de manejo e utilização dos dejetos de suínos. . p 1 -188,
Concórdia: EMBRAPA/CNPSA.
Osorio, G. 2001. Búsqueda de la espiroqueta Borrelia burgdorferi sensu lato mediante PCR en
garrapatas ixoideas chilenas silvestres. Revista médica de Chile. No. 129 (3). p 270-276.
Ossmer, R. 1992. Salmosyst and Rambach-agar. A rapid alternative for the detection of Salmonella.
Congress-Poster - Salmonella and Salmonellosis. , Ploufragan/Saint-Brieux - France.
Ossmer, R. 1993. . Simultaneous Detection of Total Coliforms and E. coli-Fluorocult LMX-Broth. -
15th international Symposium/FOOD MICRO 1993. , The Interntional Committee on
Food Microbiology and Hygiene, Bingen/Rhine.
Otero, M. 2010. Balance de la Comisión Intersectorial para la coordinación y orientación superior
del sacrificio de porcinos Revista Porcicultura Colombiana No. 146. p 3. Asociación
Colombiana de Porcicultores.
Palomino, E. J. 1995. Introducción a la microbiología ambiental. . In: I. t. O. O.-C. Perú. (ed.). p 1-
49.
Pascual, M. d. R., V. Calderón, and 2000. Investigación y recuento de Clostridium sulfito reductor.
2a ed. ed.
Pérez, M. V., and R. A. Villegas. 2009. Procedimientos para el manejo de residuos orgánicos
avícolas, Universidad de Antioquia.
Pittamiglio, M. 2004. . Guía de Diseño y Operación de Sistemas de Tratamiento de Efluentes de
Tambo. . In: D. N. d. M. Ambiente. (ed.). p 1-88.
Plutzer, J., and P. Karanis. 2009. Genetic polymorfism in Cryptosporidium species: an update. Vet.
Parasitol 165: 187 - 199.
Porcicultores, A. C. d. 2006. Guía de buenas prácticas pecuarias para el subsector porcícola. ACP –
CCI – IICA Porcicultura Colombiana. p 105.
Porcicultutra colombiana. 2012. Nuevo año para el sector porcícola. Porcicultura colombiana No.
161. p 24 -25.
Pospischil, A., A. Stuedli, and M. Kiupel. 2002
. Update on porcine epidemic diarrhea. Journal of Swine Health and Production 10 (2): 81 - 85.
Rambach, A. 1990. . New plate medium for facilitated differentation of Salmonella spp. From
Proteus spp. And other enteric bacteria. Applied and Environmental Microbiology. 56: :
301-303.
Rodríguez, I. P., and H. A. Barrera. 2004. La reacción en cadena de la polimerasa a dos décadas de
su invención. Ciencia UANL No. 7 (3). p 323-335.
Rodríguez, R. I., J. L. Domínguez, and L. A. Cob. 1994. Método Mc Master. . In: M. Universidad
Autónoma de Yucatán (ed.) Técnicas diagnósticas de parasitología veterinaria. Diagnostico
digestivo de helmintos y protozoarios del aparato digestivo. p 39-52.
Ruggieri, L., T. Gea, A. Artola, and A. Sánchez. 2009. Air filled porosity measurements by air
pycnometry in the composting process: A review and a correlation analysis. Bioresource
Technology. 100: 2655 - 2666.
Salvatella, R., and C. Eirale. 1996. . Examen coproparasitario. Metodología y empleo. Revisión
técnico metodológica. Revista Médica de Uruguay. No. 12. p 215-223.
Silveira, E. A., and R. Franco. 2006. . Conservación de forrajes: segunda parte. Revista Electrónica
de Veterinaria. No. 7 (11). p 1-37.
Tulayakul, P. et al. 2011. . Comparative study of heavy metal and pathogenic bacterial
contamination in sludge and manure in biogas and non biogas swine farm. . Journal of
Environmental Sciences. 23(6): 991-997.
Vélez, A. 1995. Métodos de Vajda, Mc Máster y Koffoyd y Barber.
Guías en parasitología Veterinaria. La coprología y otras técnicas de diagnóstico. . p 75-104.
VENTURINI LUCILA et al. 2006. Cryptosporidium parvum en animales domésticos y en monos de
un zoológico. Parasitología latinoamericana
versión On-line ISSN 0717-7712 61: 90 - 93.
Walker, L., W. Charles, and R. Cord-Ruwisch. 2009. Comparison of static, in-vessel composting of
MSW with thermophilic anaerobic digestion and combination of the two processes.
J.biortech.: 1 - 9.
Wasilk, A. et al. 2004. Detection of US., Lelystad, and European - Like Porcine Reproductive and
Respiratory Syndrome Viruses and Relative Quantitation in Boar Semen and Serum
samples by Real-Time PCR. Journal of clinical microbiology 42 No 10: 4453 - 4461.
West, B. S., and J. E. Turnbull. . 200?. . Swine Manure Systems. . In: C. P. Service. (ed.). p 1-19.
Wilkie, A. C. 2005. Anaerobic digestion of dairy manure: design and process considerations. . Dairy
Manure Management: Treatment, Handling, and Community Relations. 176: 301-312. .
Zhi, Z., R. Lutgarde, and J. Zilles. 2010. Effects of Swine Manure on Macrolid, Lincosamide, and
Steptogramin B Anitimicrobial Resistance in Soils Applied and Environmental
Microbiology. p 2218 - 2224.
Ziemer, C. J. et al. 2010. Fate and transport of zoonotic, bacterial, viral, and parasitic pathogens
during swine manure treatment, storage, and land application. Journal of animal science
88: 84 - 94.