pecel - pacal · mensuales, publicadas entre 1992 y 2001 autor: dr. en c. sergio i. alva estrada...

COMENTARIOS DEL PECEL/1991-2001 1

CALIDAD 2000

ASOCIACIÓN PARA GARANTÍA DE CALIDAD DE LABORATORIOS A. C.

PROGRAMA DE EVALUACIÓN DE LA CALIDAD ENTRE LABORATORIOS

PECEL

NOTAS TÉCNICAS DE LOS COMENTARIOS MENSUALES, PUBLICADAS ENTRE 1992 Y 2001

AUTOR: Dr. en C. SERGIO I. ALVA ESTRADA

TEL. 52 33 85 63 E-mail : [email protected]


INTRODUCCIÓN. El programa de evaluación de la calidad inició sus actividades en octubre de 1990. En la primera evaluación participaron 18 laboratorios, número que rápidamente aumentó hasta llegar a 200 al finalizar el primer año y a 500 laboratorios en el segundo año. Ha funcionado ya por casi 11 años, con evaluaciones mensuales ininterrumpidas, con sesiones de discusión en igual periodicidad. El programa ha evolucionado de manera continua, al inició se evaluaban 10 componentes sanguíneos de interés clínico, posteriormente se aumentó a 14 el número y un poco después a 22. Inicialmente se evaluaban todos los resultados en conjunto sin diferenciar por método, actualmente se evalúa de acuerdo al método y al equipo autoanalizador utilizado. Por un tiempo se tuvo una sección de gases en sangre, que dejó de realizarse por motivos económicos. Las secciones de Parasitología y de Hematología tienen ya casi 6 años funcionando. Desde el inicio, se han dado asesorías a los laboratorios, para la solución de problemas específicos. Cada experiencia adquirida en las visitas de trabajo, algunas que nos han compartido los compañeros y amigos de los laboratorios participantes y la vividas por el que escribe, se han publicado en los comentarios mensuales del programa. Aquí se reunieron todas las notas técnicas, para facilitar su revisión por los usuarios pasados, presentes y futuros del PECEL. Esperamos que les sean útiles, que las aprecien y les den el justo valor que tienen. La evolución del PECEL ha sido tan vertiginosa que al estar reuniendo estas notas técnicas, nos sorprendimos y tuvimos el placer de volverlas a vivir. Inicialmente las escribíamos con ayuda de una pequeña computadora y con procesadores de texto de pésima calidad, posteriormente cambiamos a una máquina eléctrica que daba mejor calidad pero que nos hizo trabajar en exceso al tener que transcribir a nuestra computadora moderna, provista de impresora láser, para hacer esta edición. En el PECEL han colaborado ya varios camaradas, algunos fueron del equipo de la UNAM que colaboró por varios años con nosotros. Otros de la ENCB. Varias compañeras se han titulado con las diferentes líneas de investigación desarrolladas en este tiempo. El equipo de trabajo de PECEL, actualmente está integrado por : • Dr. en C. SERGIO I ALVA ESTRADA, Director General del PECEL. • M. en C. ESTHER DEL CARMEN UHTHOFF BRITO, Colaboradora Científica • QBP ELVIA MERCEDES CABAÑAS CORTÉS, Colaboradora Científica • QFI LILIA FUENTES MANCILLA, Colaboradora Científica • QBP ROSA MARÍA SÁNCHEZ MANZANO Resp. del área de Parasitología • QBP CARLOS AQUINO SANTIAGO Y • M. en S.P. GUSTAVO LUGO DE LA FUENTE, Resps. de Bacteriología • SUSANA FUENTES MANCILLA, Secretaria • LAE AIMEE ALVA MARTÍNEZ, Administradora


DESARROLLO DEL PECEL. RESEÑA PUBLICADA PARA FESTEJAR EL DÉCIMO ANIVERSARIO DEL PECEL EN NOVIEMBRE FESTEJAREMOS EL DÉCIMO ANIVERSARIO DEL PECEL Con motivo de este significativo acontecimiento, en este y los siguientes meses comentaremos algunos detalles de la manera en que se inició el programa y su progreso. PRIMERA PARTE (PUBLICADA EN EL CICLO 0007) El que escribe, Sergio 1. Alva Estrada, en 1984 fue invitado y casi obligado por falta de profesores en el área, a impartir la cátedra de Bioquímica Clínica, en la ENCB/IPN. Ya metido en el tema se organizó un curso de actualización, en el cual se invitaron a varios ponentes distinguidos como la QFB Dea Coronado Perdomo y el QBP Alvar Loría Acereto, quienes sembraron en un servidor la semilla del control de calidad, misma que germinó en 1987, al tomar uno de los cursos en cascada, que ofrecía la Asociación Mexicana de Bioquímica Clínica (AMBC). Después, en 1989, al conocer al Químico Manuel Morejón Campa, quién vino de Cuba para participar en el congreso que la misma asociación organizó en la ciudad de Oaxaca, y al saber los grandes esfuerzos hechos en su país así como los logros obtenidos, a pesar de las condiciones económicas adversas, hizo que un servidor sintiera vergüenza nacionalista, por lo poco que en México se había hecho hasta entonces y por lo mal que estaba la calidad, según los resultados de la AMBC, que ya conocía por ser secretario general de la misma, en ese entonces. Así, un servidor decidió dedicar el resto de su vida a tratar de mejorar la calidad en los laboratorios clínicos, pero ¿Cómo lograr el objetivo?, la respuesta lógica era que a través del programa de control de calidad externo que ya tenía la misma AMBC. El que escribe se dio a la tarea de hacer una revisión de la situación de los laboratorios hasta ese momento y fue así que se hicieron 2 publicaciones en Bioquimia, órgano de difusión oficial de dicha organización. Se resumieron resultados de algunos componentes sanguíneos y se confirmó que había problemas de calidad. Sin embargo, había diferencias de opinión con quienes dirigían el programa, acerca de la manera de contribuir a la mejoría de la calidad en los laboratorios, y fue así que nació la idea de crear un nuevo programa. Continuará.... SEGUNDA PARTE DE LA NARRACIÓN DE LA MANERA EN QUE NACIÓ Y SE DESARROLLÓ EL PROGRAMA (PUBLICADA EN EL CICLO 0008): Platicando con la Maestra en Ciencias María del Carmen Benito Mercadé y su esposo, durante muchos viajes (12) que hicimos a Chilpancingo Guerrero, para impartir 2 cursos, a los alumnos de la especialidad de Química Clínica, y ya con la idea de crear un nuevo programa de control de calidad, mencionábamos los problemas en los laboratorios,


nuestras inquietudes, experiencias, y deseos por hacer algo útil en la profesión, surgió así la idea de trabajar en conjunto. Poco después, la compañía Lakeside descubrió a MaryCarmen y de inmediato la contrató como Asesora Científica de Química Clínica. Esto sucedió durante un curso de enzimología, al que le invité a impartir en el Congreso de la AMBC, en Xalapa Veracruz. Surgió entonces la posibilidad de que su compañía nos apoyara en el inicio del programa de control de la calidad externo (CCE), que ya habíamos bautizado durante el primer curso de control de calidad interno (CCI), que impartimos en la ENCB, con el nombre que sigue teniendo. En una reunión con el jefe de MaryCarmen, el Dr. Rodolfo Guerrero Andrade, planteamos nuestro interés, a lo que él contestó de inmediato ¿cuántos sueros necesitan?. Le respondimos "pensamos iniciar con 20 laboratorios". Sin decir nada más, llamó al almacén y dio instrucciones de que nos entregaran 40 sueros Precinorm y 40 de Precipath. Así fue siempre el apoyo del Dr. Guerrero, hasta que falleció pocos meses después (descanse en paz) Ya teníamos los sueros problema para 4 meses. Del curso surgieron varios compañeros interesados en participar, le tuvimos que rogar a otros 8 compañeros de distintos laboratorios, para completar 20 y fue así que en octubre de 1990, entregamos los primeros materiales, señalándoles que se evaluaría la calidad de 10 pruebas, las fechas para informar y que tendríamos una primera reunión para revisar resultados, discutir problemas y buscar soluciones. La fecha de informe llegó, pero pocos resultados se recibieron a tiempo, así que llamábamos por teléfono -Te recordamos que hay que entregar resultados, -te puede ser útil, -no olvides que tal día es la discusión.... Finalmente, reunimos 18 resultados y había que hacer la evaluación ¿cómo la hicimos?. Bueno, teníamos muchas ganas, una calculadora, una computadora que había comprado con mi dinero y con muchos e$fuerzo$, además de un programa de cómputo (que la AMBC despreció) que desarrollé con lo poco que había estudiado en un libro. El programa hacía los cálculos necesarios, pero no grababa, aún así "ya era algo". Continuará...... TERCERA PARTE DE LA NARRACIÓN DE LA MANERA EN QUE NACIÓ Y SE DESARROLLÓ EL PROGRAMA (PUBLICADA EN EL CICLO 0008): Una vez recibidos loS resultados del primer ciclo, MaryCarmen y un servidor Sergio Alva, nos reunimos para analizar los resultados. Primero calculamos el promedio y coeficiente de variación de cada componente, ya que les pedimos que informaran resultados de 5 días consecutivos, lo hicimos con una calculadora científica y con la computadora elaboramos el resumen de resultados y las diapositivas con las que presentamos un resumen en la primera sesión de discusión (que se han hecho mensualmente y sin fallar, desde entonces) . En el evento tuvimos el gusto de que nos acompañara y apoyara con ideas, el Dr. Rodolfo Guerrero, al igual que otros compañeros, ahora amigos, que 10 años después aún nos siguen acompañando, como Manuela Flores, Rosa Heredia, Ismael Rivas y Margarita Araujo. La sesión fue un éxito


y los resultados señalaban la necesidad de trabajar mucho para mejorar la calidad (el promedio del PIV fue de 165). El número de participantes fue incrementando rápidamente, y de inmediato nos dimos cuenta que necesitaríamos de ayuda. Fue así que invité a realizar su tesis a Laura y Rosalba, a quienes espanté diciendo que se titularían hasta que el PECEL tuviera 500 participantes. Ellas titubearon al oírme, pero pensaron que bromeaba y aceptaron. Trabajaron animosamente, calculaban el promedio y el coeficiente de variación de los cinco resultados de cada componente y de cada laboratorio, e incluso intentamos hacer, en papel milimétrico, la gráfica del comportamiento de cada laboratorio, cosa que resultó imposible. Ellas se recibieron cuando ya teníamos los 500 participantes, lo que sucedió solo 2 años después. Al aumentar el número de participantes el trabajo se fue haciendo más complicado, tuve que acelerar mi estudio autodidacto de programación, pronto logré aprender como grabar y fusionar nuestros datos a un programa que hacía cálculos estadísticos, con el cual hicimos la evaluación por varios meses, sin embargo estábamos limitados. Recordé entonces que el cubano que antes mencioné y quién ahora es un gran amigo y casi mí hermano, Manuel Morejón, me había mostrado el programa de cómputo con el que ellos hacían la evaluación de la calidad de los laboratorios de todo su país aunque no había yo logrado entender la magnitud del trabajo que hacían ni su funcionamiento. Así, decidí hacerme un espía internacional y en las vacaciones de agosto de 1991 me fui a Cuba, donde fui bien recibido por Manuel e incluso accedió mostrarme nuevamente como analizaba la información con su programa y hasta construía las gráficas de cada laboratorio. Para entonces ya había aprendido suficiente de computación, de manera que cada imagen de la pantalla quedó grabada en mi cerebro. Al regresar a México, me enclaustré de 18 a 20 horas diarias, por más de dos meses, con la computadora que recién había comprado gracias a la beca que el Sistema Nacional de Investigadores me acababa de otorgar. El equipo era muy modesto, no tenía disco duro y aún así, fue suficiente para desarrollar un programa de cómputo que hiciera todos los cálculos, análisis y gráficas. El programa aún sigue siendo utilizado, aunque cada vez se adapta a las nuevas necesidades del programa, por ejemplo, se amplió para aumentar de 10 a 23 componentes, para analizar los resultados de acuerdo al método analítico, para dar un resumen anualizado, que incluya la interpretación de los resultados y el estado de cuenta. Años después me visitó Manuel y se sorprendió del alcance del programa y de que hiciera algunas cosas que el suyo no hacía. Le comentó esto a Alfonso, quién le elaboró su programa, para que igualara las características del nuestro. Continuara CUARTA PARTE DE LA NARRACIÓN DE LA MNNERA EN QUE NACIÓ Y SE DESARROLLÓ EL PROGRAMA (PUBLICADA EN EL CICLO 0009): Cuando iniciamos el programa teníamos la intención de que fuera a nivel del área metropolitana de la Ciudad de México, sin embargo, fue


siendo aceptado rápidamente y pronto comenzaron a llegar solicitudes de otros estados. El Dr Rodolfo Guerrero nos dio todo el apoyo y su compañía (Lakeside, ahora Roche) financiaba todos los gastos de envío. Adicionalmente nos patrocinó viajes a diferentes ciudades y esto aceleró el crecimiento, al año llegamos a 200 y a los dos años a 500 laboratorios. MaryCarmen Benito y el que escribe, Sergio Alva, con la valiosa ayuda de Laura Gómez, Rosalba Salcedo y Lilia Fuentes, que para ese entonces llegó, cada mes trabajábamos para hacer las evaluaciones y mecanismos para identificar las fuentes de variación que afectaba la calidad en los laboratorios. Fue así que casi desde el inicio comenzamos a publicar las experiencias y a contribuir de esa manera a la anhelada mejoría de la calidad. Pronto surgió la posibilidad de que los camaradas de la UNAM, encabezados por la Dra. Victoria Valles 5, se unieran al esfuerzo de mejorar la calidad en los laboratorios clínicos, de manera que se unieron al trabajo Patricia Curiel, Adriana Romero y Blanca Oliva. La unión de las dos casas de estudio (IPN-UNAM) fue impactante, esto propició que se integraran oficialmente al programa, todos los laboratorios de las Delegaciones 2 del D. F. y del Estado de México, del IMSS, que desgraciadamente tuvimos que dar de baja años después (cuando el error de diciembre) ante la carencia de apoyos institucionales. Desafortunadamente, los caminos de la vida, de las Compañeras universitarias hicieron que nos abandonaran, años después. Como olvidar a todos los compañeros y compañeras de diferentes ciudades, que aceptaron colaborar como Coordinadores del PECEL en su entidad, que no se mencionan por ser muchos(as) y para no cometer el error de omitir a alguno(a). Para todos(as) ellos(as) nuestro cariño y gratitud. Verdaderamente que las reuniones mensuales de discusión de resultados han sido muy valiosas, desde las primeras ocasiones se planteaban situaciones importantes. Recuerdo una vez que se decía que las lámparas de los fotómetros no son eternas, y que aunque aún enciendan, hay que reemplazarlas. Una compañera dijo que los Ingenieros no las cambiaban hasta que se fundían y el Dr. Guerrero dijo, PUES FÚNDANLAS. Ahí surgió también la idea de verificar el funcionamiento de los fotómetros, buscamos un mecanismo y lo llevamos a la práctica. Descubrimos equipos en muchos laboratorios que funcionaban incorrectamente y que necesitaban mantenimiento o ser substituidos. Por cierto que 10 años después les estamos enviando la segunda parte de ese artículo. Continuará.... QUINTA PARTE Y ULTIMA PARTE DE LA NARRACIÓN DE LA MANERA EN QUE NACIÓ Y SE DESARROLLO EL PROGRAMA (PUBLICADA EN EL CICLO 0010): Desde su creación, el programa se ha ido adaptando a las necesidades de los laboratorios y esa ha sido su principal cualidad. Se aumentó de 10 a 23 componentes, incorporándose varias enzimas. Con ello surgió la necesidad de evaluar la calidad de acuerdo al método analítico y equipo utilizado y así se hizo. Se incorporaron las


secciones de Parasitología, Hematología y Bacteriología. La presentación de los resultados también ha evolucionado. Por muchos meses se colocaban los números de los laboratorios en el orden de la calidad alcanzada. Algunos laboratorios opinaron que no era muy justa, ya que salían en los primeros lugares los laboratorios de urgencias, con pocas pruebas y se creó el P1V ponderado, que consideraba el número de pruebas, para la asignación de los lugares. Posteriormente se incluyó un cuadro de honor, en el que se presentaban los mejores lugares de cada mes y se incluía una gráfica de su comportamiento. Los participantes trabajaban arduamente para quedar en el cuadro señalado y hasta llevaban periodistas a su laboratorio cuando lo lograban. Con el mismo espíritu de estimular a los participantes para la mejoría de su calidad, desde el primer año se han otorgado a los laboratorios constancias por participar de manera continua y en su caso, diplomas de excelencia en la calidad. Posteriormente se comenzaron a otorgar diplomas especiales a los 25 laboratorios con mejor calidad, y hasta se publicó una lista con los nombres de los mismos, pero la naturaleza humana complicó esta situación, comenzaron a surgir rencillas porque algún laboratorio utilizaba la información para lograr mas clientes, señalando que eran mejores que tal o cual laboratorio que no estaba en la lista y se canceló la lista, no así los reconocimientos.


COMENTARIOS DEL CICLO 9203 DEL PECEL 11.-Está por salir en Laborat-acta, un artículo que resume los

resultados del PECEL en el año 1991, en donde se podrá apreciar que muchos laboratorios están mejorando su calidad, por lo que felicitamos a los que están en ese caso.

12.-Queremos hacer manifiesto que las metas del PECEL son fomentar la utilización del control de calidad en los laboratorios clínicos mexicanos y lograr a corto plazo, una mejora substancial de la calidad analítica. Por lo tanto, estamos dispuestos a dar cursos y conferencias, a cuanto foro nos inviten, sin importar la afiliación del mismo.

PECELTIPS #1 1.-Durante la discusión de resultados del ciclo 9203, surgió la

pregunta de que si en los métodos colorimétricos para la determinación de AST, en los que se realiza curva de calibración, se compensa el no incubar a las temperaturas de 25, 30 ó 37º C. Llegamos a la conclusión de que no se compensa, porque la curva tipo no es de enzima sino del producto de la reacción (una hidrazona), por lo que se debe incubar a la temperatura señalada para esos métodos, que es de 37º C, ya que los valores de referencia se determinan en esas condiciones.

2.-En visitas de trabajo a dos laboratorios que amablemente nos invitaron y a los que agradecemos la oportunidad de servirles, encontramos situaciones interesantes que deseamos compartir con los demás participantes del PECEL.

A) En un laboratorio que cuenta con el autoanalizador para hematología, el equipo estaba calibrado exactamente como señalaba el fabricante; conforme a su calibrador (vigente), y los resultados de las sangres control coincidían con los que indicaba el inserto del fabricante, sin embargo, los datos del PECEL de los últimos dos ciclos, señalaban que estaban dando cifras altas de hemoglobina en un 8%, situación que se repitió en las varias mediciones que se realizaron durante la visita. Decidimos comprobar las lecturas de los hematócritos en varias sangres problema mediante el método manual y encontramos que en todos los casos los resultados eran menores de los que el equipo emitía. Se asignaron valores (8% menores) al calibrador y al control en uso y con esto los hematócritos coincidieron con los obtenidos manualmente y la hemoglobina del hemolizado proporcionado por el PECEL fue exactamente la esperada.

B) Había problemas con los resultados de urea, sobre todo con los sueros de niveles patológicos, que presentaban resultados inferiores a los esperados. Preparamos una solución de 200 mg de urea/dL, hicimos diluciones para tener concentraciones equidistantes y realizamos la medición de urea en las mismas, en los sueros de los últimos dos ciclos, y en una dilución 1:3 del suero de nivel patológico. Encontramos que su método (DAM), era lineal sólo hasta 120 mg/dL, que la muestra de nivel normal daba


exactamente lo esperado y que la de nivel patológico (de más de 140 mg/dL) sin diluir daba mucho menos de lo esperado, pero que la diluida tenía, al multiplicar por el factor de dilución, exactamente lo esperado.

C) Para la creatinina, estaban realizando la medición exactamente como lo indicaba el libro de donde tomaron las instrucciones, y sin embargo había problemas en su exactitud. Hicimos una curva tipo y encontramos que las absorbencias eran muy bajas (0.03 para 5 mg/dL) a 540 nm que decía el libro que se leyera si se utilizaba espectrofotómetro (señalaba también o filtro de 490 nm en fotómetro), determinamos el espectro de absorbencia del tubo de 5 mg/dL, ajustando con el blanco de reactivos a cada longitud de onda y encontramos que las lecturas aumentaban en cada lectura inferior a los 540 nm y que a 480 nm ya no se podía ajustar el equipo; a 490 nm daba la máxima lectura medible y que era aproximadamente 3 veces mayor que la señalada (0.098), con lo que las lecturas de muestras normales daban lecturas medibles y los controles daban ya resultados razonables. Concluimos que la medición de este analito en ese equipo debe hacerse a 490 nm.

D) En otro laboratorio que recién estrenó un equipo, deseaban confirmar que el factor para obtener la concentración de bilirrubina era el adecuado para su equipo. Analizamos simultáneamente 4 sueros control de valor conocido y varias diluciones de un suero de valor alto y conocido, para establecer si había linealidad en la medición. Encontramos que el factor recomendado por el fabricante sí era el adecuado para ese equipo, ya que en los cuatro sueros se obtenían cifras muy cercanas al valor esperado; la linealidad también era buena, sin embargo encontramos que la concentración del suero que diluimos era inferior a la señalada por el fabricante, tenía según el factor “confirmado con cuatro sueros”, 13.3 mg/dL contra 18.7 que señalaba el fabricante, cabe señalar que dicho suero estaba caducado.

OTRAS EXPERIENCIAS QUE NOS HAN ENVIADO. 1.-Para el método de Liebermann Burchard, nos comentó un compañero

que leyó a diferentes tiempos, tanto los problemas como estándares, pero que dentro del tiempo en que supuestamente es estable el color, encontró que los resultados eran diferentes en cada tiempo. Estableció el tiempo en que las lecturas le daban la concentración esperada en sueros de valor conocido, y con esto ha mejorado su calidad analítica; esta observación se ha confirmado en dos laboratorios más, que nos reportaron que leyendo exactamente a los 15 minutos logran tener exactitud.

2.-En otro laboratorio observaron que sucede lo mismo con albúmina si se lee la absorbencia a diferentes tiempos, obteniendo resultados reproducibles cuando se leen inmediatamente después del tiempo señalado en la técnica.

3.-Algunos laboratorios siguen reportando la AST, a temperaturas diferentes de las recomendadas internacionalmente (25, 30 ó


37ºC), por lo que cabe recordar que por cada 10º C, muchas enzimas casi duplican su actividad, y considerando esto, es posible que por variaciones de 1º C se obtengan cambios de un 10% en la actividad, aproximadamente.

COMENTARIOS DEL CICLO 9204 DEL PECEL

PECELTIPS #2 Recientemente encontramos serios problemas en el uso de pipetas semiautomáticas, en dos laboratorios que las utilizaban desde hacía algún tiempo; por lo que sugerimos que se verifique el correcto uso y funcionamiento de las mismas, de la manera siguiente: A) Pesar una pequeña charola hecha de papel aluminio en una balanza

analítica (de 4 dígitos) y registrar el peso. B) Medir agua 20 veces consecutivas con la pipeta semiautomática que

se desee verificar (de 10 a 1000 µL), colocando el contenido sobre la charola y registrar el peso en cada ocasión.

C) Calcular la diferencia entre cada lectura y multiplicarlas por 1000 (porque 1 µL pesa 1 mg).

D) Calcular el peso promedio, su desviación estándar y el coeficiente de variación (CV).

INTERPRETACIÓN DE LOS RESULTADOS. 1.-Si el CV es inferior a 1, la pipeta es precisa y el uso de la

misma es adecuado. 2.- Si es superior, es posible que la pipeta sea imprecisa o que no

se usa adecuadamente (o ambas posibilidades). Para establecer cual es el problema se sugiere repetir el experimento realizando las mediciones de la manera siguiente (para la primera vez conviene hacerlo como acostumbren medir, para poner de manifiesto el problema):

a) Usar una punta nueva. b) Sentir los dos topes que tienen las pipetas (casi todas). c) Llenar la pipeta (se llena liberando el primer tope). d) Verificar que no hay burbuja en la parte inferior de la punta. e) Limpiar la punta por fuera con papel higiénico y de arriba hacia

abajo. f) Verificar que no hay burbuja en la parte inferior de la punta. g) Vaciar el contenido sobre el papel aluminio (presionando los dos

topes) y tocar el papel con la punta para eliminar la pequeña gota que frecuentemente queda en la punta (por fuera).

h) Registrar el peso y repetir desde el paso c). i) Calcular nuevamente el promedio y el CV. Si el CV disminuyó considerablemente, se trataba de un incorrecto

uso de la misma, si no es así, la pipeta es imprecisa y necesita mantenimiento correctivo (hemos encontrado pipetas con un CV hasta de 10-15%, que ya no quedan bien ni con mantenimiento).

3.-Si la pipeta funciona bien y el uso es correcto ahora se debe decidir si también es exacta, ya que el promedio debe ser


idéntico al volumen esperado (hemos encontrado pipetas precisas pero con una inexactitud hasta de un 10-15%).

NOTA: Si la inexactitud es pequeña (menos de 2% de error), la pipeta funciona correctamente, y si el error es mayor habrá más problemas en los métodos en que no se utilice estándar, simultáneamente con los problemas (cuando hay estándar se compensa el error).

COMENTARIOS DEL CICLO 9205 DEL PECEL 5.-Cabe señalar una anécdota reciente, en que detectamos un problema

de interpretación en la lectura de un instructivo para la determinación de enzimas, que decía así, “Mezcle el suero con la solución No 1. Incube 5-15 minutos a 37º C, mezcle con la solución No 2, vierta a la cubeta y presione el botón del programa de la enzima correspondiente”.

En este laboratorio, incubaban a 37º C por 10 minutos y sacaban los tubos al finalizar el tiempo de incubación, de manera semejante a como se hace en las determinaciones de componentes no enzimáticos. Es decir que el instructivo debiera decir claramente, preincube 5 minutos a 37º C, y manténgase en el baño hasta el momento en que se vaya a hacer la medición; mézclese con la solución No 2 (preincubada igualmente) etc. Y por otro lado faltó recordar que cuando se hace una medición enzimática a una temperatura dada, la preincubación es para asegurar que desde el inicio de la reacción estén muestras, reactivos y celdas a esa temperatura.

6.-Otra experiencia lograda en una visita de trabajo, fue que para tener una idea de la calibración del espectrofotómetro, metimos una tirita de papel blanco al portaceldas, con el objeto de reflejar y ver la luz, que a 585 nm permite ver 3 bandas de luz, en los aparatos de ancho de banda menor a 10 nm o ver el cambio de luz verde (580), amarilla (585) y roja (590), en los aparatos con ancho de banda mayores. Notamos que la banda de luz si era tricolor (15 días antes, un “ingeniero” había calibrado el equipo y le dio mantenimiento), sin embargo, notamos que la luz no era uniforme (tenía sombras), por lo que verificamos que la lámpara estuviera alineada (se observa que la luz efectivamente de su máximo en la ranura colimadora); y descubrimos una gran mancha que cubría el 60% del espejo cóncavo que concentra la luz en el colimador. Era un huevo de cucaracha de clima cálido (que son enormes). Esto mismo observamos hace algunos años en un laboratorio de Oaxaca; es decir que el calor de los equipos al apagarse (prendido las calcinaría), atrae cucarachas y más la lámpara y las lentes por ser las que más se calientan. Después de limpiar el espejo y la lente en que había otro huevo, las absorbencias de los estándares (con respecto a las de días anteriores) fueron considerablemente mayores y seguramente que esto ayudará a tener mejor calidad analítica.


PECELTIPS #3 DIAGNÓSTICO DEL PROBLEMA DE INEXACTITUD

REQUISITO: TENER PRECISIÓN. NECESIDADES : DOS A TRES ESTÁNDARES DIFERENTES Y TRES O MÁS SUEROS

CONTROL DE VALORES CONOCIDOS. PROCEDIMIENTO : • Analizar para el componente del que se sospecha hay inexactitud,

los estándares y sueros control, registrando las absorbencias (por duplicado es mejor).

• Con los resultados obtenidos, calcular contra cada estándar, las concentraciones de todos los demás materiales.

• Construir una tabla de la manera siguiente RESULTADOS FRENTE AL %ERROR CALCULADO FRENTE A MATERIAL VALOR

ESPERADO EST.1 EST. 2 EST. 3 EST.1 EST. 2 EST. 3

EST. 1 100 ------ 92 95 ------ -8% -5% EST. 2 150 163 ------ 155 +8.7% ------ +3.2% EST. 3 200 211 193 ------ +5.7% -3.5% ----- SUERO 1 136 148 135 140 +8.8% -0.7% +2.9% SUERO 2 106 115 107 110 +8.4% +0.9% +3.7% SUERO 3 220 239 218 228 +8.6% -0.9% +3.6% El análisis cuidadoso de este ejemplo, nos lleva a lo siguiente: 1 Frente al estándar 1, el estándar 2 y el 3 dan más de lo esperado. 2 Frente al estándar 2 el No. 1 da menos y el estándar 3 también. 3 Frente al estándar 3, el No 1 da menos y el 2 da más de lo esperado 4 Frente al estándar 1 los tres sueros dan más del valor esperado. 5 Contra el estándar 2 los resultados de los sueros son próximos al

esperado. 6 Contra el estándar 3 los valores son un poco más altos de lo

esperado 7 El porcentaje de error en los sueros valorados es mayor con el

estándar 1 que con el 3 y el % de error con el estándar 2 es mínimo.

Es decir que el hecho de que el error en los diferentes sueros sea más pequeño frente al estándar 2 nos hace pensar que este calibrador nos da mejor exactitud. Lo que concuerda con la observación 2 que nos señala que tanto el estándar 1 como el 3 tienen menos de lo esperado. Es posible que el que los estándares 1 y 3 tengan menos, se deba a un problema de mala calidad de los mismos, aunque también es probable que se deba a que no se han cuidado lo suficiente, p. Ej. Que diariamente se sacan del refrigerador por horas, que se les meten pipetas cada vez que se usan etc. Conclusión: Utilizar el estándar 2 y cuidarlo mucho, la calidad (exactitud) depende de ello.


COMENTARIOS DEL CICLO 9206 DEL PECEL 9.-Una observación que llama la atención, es que algunos laboratorios

reportaron cifras mucho muy pequeñas de glucosa y urea, como si hubieran diluido la muestra por estar concentrada y olvidado multiplicar por el factor de dilución. Al respecto es conveniente insistir que dentro de las buenas prácticas analíticas se debe evitar confiar en la memoria y anotar al momento de hacer diluciones, grande y de preferencia con números rojos, el factor de la dilución por la que se habrá de multiplicar el resultado obtenido.

12.De las experiencias de visitas a los laboratorios, cabe señalar que recientemente descubrimos una pipeta semiautomática que en lugar de 20 µL que era el volumen que debía medir, proporcionaba 30 µL, esto lo demostramos siguiendo las recomendaciones del PECELTIPS No 2. En otro laboratorio encontramos que el espectrofotómetro tenía 30 nm de desajuste, ya que la solución de cobalto daba su máximo de absorbencia a 480 nm en lugar de 510 nm (ver artículo No 1 del PECEL); después de ajustarlo, las absorbencias de los estándares fueron de aproximadamente el doble.

PECELTIPS #4 PRECISIÓN / EXACTITUD

1.-Es conveniente tener en cuenta que la imprecisión se debe a falta

de uniformidad en los sistemas de medición; es decir que está relacionada con los errores aleatorios o al azar (los que suceden a veces), estos son muchos, por ejemplo, material mal lavado, variación en la corriente eléctrica, variaciones en las cantidades medidas, etc., de los que este último es sin duda, la principal causa de falta de uniformidad en los sistemas manuales. En los sistemas automatizados, las causas de falta de uniformidad (imprecisión) son el acarreo, que si no se le da mantenimiento preventivo a los equipos puede llegar a ser grande; otra causa es el mal manejo de los calibradores y sueros, por ejemplo hay que señalar que debería prohibirse utilizar los dispensadores de volúmenes (pipetores) para hidratar esos materiales, ya que en ocasiones dan también imprecisión; en estos casos debe recomendarse el uso de pipetas volumétricas para hidratarlos de una forma más cuantitativa y uniforme.

La recomendación para lograr precisión es por supuesto, que se busque uniformidad en todos los pasos involucrados en un análisis y que se lleve a cabo un sistema de medición de la variabilidad analítica, es decir que se cuente en dada laboratorio con un programa interno de control de la calidad.

PARA TENER EXACTITUD ES NECESARIO CONTAR CON PRECISIÓN


2.-La exactitud depende de la calibración; entendiéndose por esto la comparación de las lecturas de un problema con las de un patrón, estándar o calibrador (de concentración conocida), con el objetivo de establecer la concentración del problema.

Si un laboratorio tiene precisión (CV menor del 5% en general), el lograr exactitud depende casi totalmente de que se cuente con un calibrador de buena calidad.

Aunque cabe hacer la aclaración de que en los componentes en que no hay estándares (bilirrubina, algunos reactivos de colesterol, enzimas etc.) y se tiene que recurrir al uso de factores, la exactitud depende de la capacidad del espectrofotómetro para poder reproducir el coeficiente de extinción molar del componente; y esto en ocasiones es difícil, ya que los equipos de muchos laboratorios clínicos mexicanos no es de suficiente calidad (hay quienes están utilizando todavía Klett Summerson o Leitz que son equipos con un ancho de banda muy grande), o bien que tienen un equipo descalibrado que cuando la perilla selectora de longitud de onda señala una longitud en realidad pasa luz de otra longitud por la cubeta (esto es muy frecuente, ver artículo No.1 del PECEL).

COMENTARIOS DEL CICLO 9207 DEL PECEL PECELTIPS #5

1.-Este punto surge de la aclaración que nos hicieron varios laboratorios que el mes pasado reportaron equivocadamente los cloruros en mg/dL, en lugar de los meq/L (miliequivalentes por litro), que señalaba la hoja de resultados, lo que daba cifras de más de 300, en lugar de los 120 que esperábamos.

Cuando el médico solicita los electrolitos Na, K y Cl, lo que desea evaluar es el equilibrio hidroelectrolítico del paciente, que se logra conociendo la osmolaridad, que es de aproximadamente 280 mosolas/L en las personas en equilibrio hídrico. Dicha cifra es resultante de la suma de las osmolaridades de cada electrolito (140 mosolas/L de Na, 100 del Cl, 5 del K y 35 de los electrolitos restantes y que por diferentes razones no se miden). Cabe señalar que en los tres electrolitos cuya valencia es de uno, la cantidad de mosolas/L es igual a la de meq/L que se reportan y que por mala costumbre son las unidades en que se utilizan. Indudablemente que al ser iguales las cifras no da problema, pero el reportarlas en mg/dL complica la interpretación de los resultados por parte del médico y puede incluso, provocar errores en la interpretación. Por tal motivo, cabe hacer la reflexión de que es necesario que reportemos en las unidades adecuadas en todos los componentes y aceptar de una vez por todas el Sistema Internacional de Unidades que ya fue introducido en muchos países, de lo contrario, dentro de poco tiempo tendremos la necesidad de utilizar una tabla de factores y aplicarlos cada ocasión que leamos un artículo científico y lo mismo tendrán que hacer los médicos.


2.-Otra observación interesante que hemos hecho, es que los Químicos no conocen el fundamento de los métodos que utilizan, ni el tipo de procedimiento analítico, p. Ej. nos reportan utilizar el método colorimétrico/punto final para la AST, cuando emplean algún equipo automatizado que utilizan sistemas enzimáticos acoplados y leen a 340 nm (son métodos cinéticos/UV).

Al respecto hay que señalar que en principio, se consideran métodos colorimétricos, en los que se mide el color visible al ojo humano, es decir de 400 a 700 nm de longitud de onda; y UV (ultravioleta), si lo que se mide es absorbencia de una solución (generalmente incolora), a una longitud de onda inferior a 400 nm.

Lo anterior únicamente se refiere a la zona de la energía radiante en que se mida y no se relaciona con la etapa de la reacción en que se efectúe la medición, sin embargo hay errores que se difunden tan ampliamente que se siguen utilizando. Para aclarar esto, hay que señalar que en toda reacción de dos o más substancias, hay tres etapas básicamente, la primera en la que aparece producto en forma proporcional con el tiempo transcurrido (reacción de primero, segundo o tercer orden), es decir que en esta etapa la velocidad es constante y se denomina también velocidad inicial o Vi; en la segunda etapa, la aparición de productos ya no es directamente proporcional (reacción de orden mixto); y en la tercer etapa ya no aparece más producto o la cantidad que se forma es igual a la que desaparece, es decir que ya se llegó al equilibrio de la reacción (reacción de orden cero).

Dependiendo de la etapa de reacción en que se mida, el método puede ser clasificado. Si se mide en la etapa de equilibrio se le llama “método al equilibrio” (con el tiempo ya no se modifica la cantidad de producto, a menos que sufra reacciones secundarias como las que provocan que desaparezca el color), por ejemplo los sistemas manuales para medir glucosa, urea creatinina, etc. Si se mide en la primera etapa, esto implica el determinar a diferentes tiempos para distinguir cuanto producto se ha formado con respecto al tiempo, es decir que se mide la velocidad de formación del producto “métodos cinéticos”. Algunos aparatos automatizados miden en esta etapa porque ahorran tiempo al no tener que esperar hasta que se llegue al equilibrio (incluyendo la medición de los componentes no enzimáticos), y lo pueden hacer porque están computarizados y hacen lecturas a tiempos exactos. La segunda etapa no es utilizada en ningún método analítico.

Por estas razones, resulta claro que en los métodos en los que interesa medir una enzima, en los que el substrato (reactivo) está en concentraciones saturantes, no se puede esperar a que las reacciones lleguen al equilibrio, ya que esto haría imposible distinguir si hay más o menos enzima, pues el equilibrio no se altera por la presencia de enzima que sólo es un catalizador. Es decir que ningún método en que se desee medir la enzima debiera


ser llamado “de punto final”, ya que el final de una reacción es el equilibrio; por lo tanto al medir enzimas debe implícitamente utilizarse métodos cinéticos, sin embargo a los métodos enzimáticos en que se mide la cantidad de producto a tiempo fijo se les llama inadecuadamente métodos de punto final, y dado que generalmente utilizan reacciones que dan color se les llama colorimétricos; y sólo cuando se mide a varios tiempos se les denomina cinéticos. Este tipo de métodos debieran ser llamados en forma adecuada como “cinéticos de un punto con mediciones colorimétricas”.

Por otro lado, cuando se mide en la primera etapa y se desea hacer una medición más confiable de la Vi, es necesario medir el producto formado en diferentes tiempos y debieran ser llamados “métodos cinéticos de uno, dos.... o varios puntos”, y agregarse si se desea el término adecuado para la zona del espectro en que se realice la lectura como UV, visible o infrarrojo. Es decir que este tipo de métodos deben preferirse sobre los “cinéticos de un punto” en que hay incertidumbre acerca de la medición de la Vi y son por ello los que recomienda la Federación Internacional de química Clínica (IFCC).

Esto nos recuerda un método para creatinina, en que sin utilizar enzimas, se denomina cinético porque se mide a diferentes tiempos la intensidad de color, y que sirve para medir el color de la creatinina sin la interferencia de pseudocreatininas que reaccionan más lentamente.

COMENTARIOS DEL CICLO 9208 DEL PECEL PECELTIPS #6

9.-En el ciclo pasado nos señalaron que nos estamos agringando al llamarlos PECELTIPS, razón por la que a partir de este ciclo se llamarán SUGERENCIAS DEL PECEL.

SUGERENCIAS DEL PECEL #6 1.-En una visita a un laboratorio encontramos el problema de que a

concentraciones mayores de 50 mg de urea /dL tenían que diluir la muestra porque la absorbencia era muy alta y el equipo automatizado rechazaba la lectura. Cabe señalar que ellos utilizan el método de la UREASA-FENOL-HIPOCLORITO. Indudablemente que al aumentar dos pasos para diluir la muestra aumenta la posibilidad de cometer errores y la imprecisión, resultando conveniente el utilizar otra estrategia como el leer en una longitud de onda en que el complejo colorido no absorba tanto.

Con esta idea se preparó una solución de 200 mg/dL y se hicieron diluciones para tener concentraciones equidistantes desde 40 hasta 200 mg/dL. Se leyó a 546 nm que es la longitud a la que se lee en la misma técnica pero de otra marca, en lugar de los 620 nm que utilizaban; y se encontró una excelente linealidad aún a 200 mg/dL, con lo que se evitan los pasos extra de la dilución.


Basados en lo anterior se puede hacer el siguiente comentario. En cualquier método colorimétrico conviene conocer el espectro de absorbancia del complejo colorido que se produce; para lo cual se hacen lecturas en cada longitud de onda, de 10 en 10 m en la zona en que absorbe, ajustando de 0 a 100 con un blanco de agua o reactivos, en cada una y leyendo el complejo colorido. Esto también sirve para verificar que la luz que pasa por la celda corresponde a la que señala la perilla seleccionadora de longitud de onda (es decir que así se puede verificar que el equipo está calibrado).

En las técnicas en las que el complejo colorido no absorbe mucho, aún a la longitud de onda de su máxima absorbencia, se selecciona por supuesto, mesa longitud de onda, ya que así se tendrá la mayor capacidad de medir concentraciones pequeñas, es decir que tendrá el mejor límite de detección (antes llamado sensibilidad).

En las técnicas en que el complejo colorido absorbe mucho (como en el ejemplo del inciso 1), se puede reducir la cantidad de muestra que se usa o diluir la muestra, para que las lecturas queden en la escala útil del espectrofotómetro. Otra posibilidad es la de elegir una longitud de onda en la que el complejo no absorba tanto y se conserve la linealidad de la curva tipo, evitando así el tener que diluir las muestras.

COMENTARIOS DEL CICLO 9209 DEL PECEL SUGERENCIAS DEL PECEL #7

1.-En una visita a un laboratorio encontramos que la escala de absorbencia no era antiparalela con la transmitancia, como ocurre en todos los equipos, además coincidían las lecturas 0.1 con 10%, 0.2 con 20% y 1.0 con 100% de transmitancia. En la escala decía ABSORBANCIA LINEAL. Las lecturas del espectro de absorbancia de ese equipo eran muy diferentes de todas las observadas en otros equipos.

Investigando con la compañera que normalmente utilizaba el espectrofotómetro, supimos que la escala no era de ese equipo y que ella sólo leía transmitancia. Sus compañeros ignoraban esto, lo que les había conducido a informar cifras muy erróneas (bajas cuando eran altas y viceversa).

Esta experiencia nos lleva a las siguientes sugerencias: a) Si hay cambios o trucos para el uso correcto de técnicas o

aparatos, es importante que se entere de los mismos a todo el personal que los utiliza, o que se tengan letreros visibles que impidan cometer errores al personal interino u otros que pudieran utilizarlo.

B) La transmitancia disminuye en forma logarítmica con la concentración, mientras que la absorbancia cambia en forma directamente proporcional y lineal con la misma, razón por la que actualmente se prefiere medir la absorbancia y no la transmitancia, ya que se pueden poner de manifiesto problemas de mala calidad más fácilmente con la absorbancia. Por otro lado, es


posible calcular un factor y utilizar una simple calculadora para establecer la concentración de los problemas si se mide la absorbancia (mientras se cumpla la Ley de Beer), en cambio se tiene que usar el ancestral disco o las tablas obsoletas de concentración contra transmitancia. Prácticas no recomendables ya que por su dificultad no permiten actualizarlas diariamente.


SUGERENCIAS DEL PECEL # 8 14.Nos preguntaron si para la depuración de la creatinina se debe

diluir necesariamente, y nos han comentado que tienen problemas con las depuraciones. Esto nos hace pensar que no hay claridad en ese tema, por lo que lo tocamos a continuación.

Desde el punto de vista teórico, la depuración de creatinina tiene mayor probabilidad de éxito que la medición de urea y de creatinina, por separado o en conjunto; esto se debe a que la depuración es capaz de poner en evidencia un daño renal, que ha causado un descenso de la función del órgano de un 30%, mientras que la urea o la creatinina aumentan su concentración hasta que la función renal ha disminuido a la mitad. El único requisito para que la prueba de depuración sea eficiente, es que la medición se haga adecuadamente y que la muestra de orina corresponda realmente al tiempo señalado, ya que es común que si no se les dan indicaciones claras a los pacientes, estos lleven al laboratorio orina de más de 24 horas por juntar la orina de 8 a 8 de la mañana, siendo que la primera es de toda la noche. A los dos riñones llegan cada minuto 1200 ml de sangre, de los cuales se producen 120 ml de "filtrado glomerular", que básicamente es plasma sin proteínas que no atraviesan los poros del glomérulo. En los túbulos contorneados proximal distal y el asa de Henle, se reabsorbe agua y substancias que son útiles para el organismo, como aminoácidos, glucosa, y otros, con lo que se concentran las substancias que no se reabsorben como la creatinina, aunque cabe señalar que por arrastre, una pequeña cantidad de creatinina pasa nuevamente a circulación pero es equivalente a una pequeña cantidad que es secretada en los túbulos. Del total de filtrado glomerular, finalmente se produce en promedio, un mililitro de orina por minuto, por lo que la creatinina y las substancias que no se reabsorben, se concentran 120 veces. Esto implica que para medir la creatinina urinaria mediante el mismo método (conviene que sea exactamente el mismo método), y con la misma curva tipo (de calibración), que se diluya la orina 50 o 100 veces, para estar seguros de que la lectura cae en la zona lineal de la misma. Al relacionar las concentraciones de la creatinina urinaria (U) y plasmática (P), es necesario que ambas se señalen en las mismas unidades, sin importar cuales sean, ya que se eliminan al dividir. Este resultado es el número de veces que es más concentrada la creatinina en la orina, que al multiplicarse por el volumen de orina


por minuto (V), nos proporciona el volumen de filtrado glomerular que se produjo por minuto y que es una medida de la capacidad renal para filtrar sangre, o la cantidad de plasma que se limpia o depura de creatinina. U x V mg/dL x mL/min VELOCIDAD DE DEPURACIÓN =--------- = --------------- = mL/min P mg/dL Nótese que si el volumen de orina por minuto es de 1 mL, el resultado de la división no se altera por la multiplicación y el resultado final realmente es el número de veces que es más concentrada la creatinina urinaria que la plasmática, y corresponde exactamente al volumen de filtrado glomerular.

COMENTARIOS DEL CICLO 9211 DEL PECEL SUGERENCIAS DEL PECEL # 9

Un laboratorio de Chiapas nos comenta que con un suero control de 21 mg de bilirrubina por decilitro, y que diluyó para tener varios puntos, estableció que hay linealidad hasta esa concentración. Con lo que pudo reproducir los valores de otros dos sueros control de diferente marca. Sin embargo, nos manifiesta que los médicos no están conformes con los resultados, porque les parecen alarmantes las cifras de más de 20 mg/dL, aún en niños ictéricos. Ellos establecen la concentración diluyendo 1:2 el suero para que la lectura esté dentro de la zona de linealidad. Al respecto, cabe señalar que su estrategia es correcta y dado que la confirman con otros sueros, resulta conveniente. Una experiencia semejante sucedió en un gran hospital del D.F., que comenzó a reportar cifras altas, cuando cambiaron de sistemas manuales a un equipo automatizado. Ante la alarma de los médicos y lo poco frecuente que eran cifras de 30 a 50 mg/dL antes del equipo automatizado, se probaron sueros de diferentes niveles, lotes y marcas, llegando a la conclusión final de que efectivamente las cifras altas eran correctas y que si antes no se tenían, era debido a errores analíticos. Otra experiencia relacionada es la que nos comentó un laboratorio de Guanajuato, ellos nos señalan que han determinado también la linealidad para la determinación de bilirrubina, y que recientemente coincidieron dos sueros de niveles altos que caían en los límites de la zona lineal, pero que por seguridad diluyeron. Ellos encontraron que uno de los sueros daba el mismo resultado con o sin dilución, sin embargo, el otro suero daba un resultado totalmente diferente, que se reproducía al analizarlo varias veces. En este caso, resulta probable que la diferencia de los resultados entre el suero diluido y el no diluido (obviamente multiplicado por el factor de dilución), se deba a la interferencia por algún medicamento u otra substancia presente. Algunas de las interferencias se minimizan cuando se diluye el suero, permitiendo que se cuantifique con más confianza el componente de interés.


COMENTARIOS DEL CICLO 9212 DEL PECEL SUGERENCIAS DEL PECEL # 10

Antes de iniciar queremos hacer una reflexión : En el Control Total de la Calidad debe participar todo el personal del laboratorio, debe entender lo importante que es su trabajo y sentirse parte del equipo de trabajo. Una fuente de imprecisión e inexactitud es el lavado del material y debe hacerse una revisión minuciosa del mismo. Razón por la que en esta ocasión les sugerimos que diariamente tomen una muestra representativa y al azar del material de vidrio, y evalúen la calidad del lavado, de la manera siguiente: PREPARACIÓN DEL INDICADOR Disolver 0.1 gramo de rojo de metilo en 300 ml de alcohol etílico y adicionar 200 ml de agua destilada. PROCEDIMIENTO Se colocan 2-5 gotas del indicador en el material de vidrio en estudio y se hace un testigo positivo con una gota de detergente. INTERPRETACIÓN En el material bien lavado, el indicador no debe cambiar el color original, mientas que en el testigo el indicador cambia a amarillo. Si en un lote de material, hay resultado positivo, deberá rechazarse todo el lote de material. Aún con este procedimiento, para casos altamente sensibles a la presencia de impurezas, como es la medición de calcio, se recomienda la utilización de material desechable, sin embargo, ante la dificultad que esto representa, cabe señalar que algunos laboratorios han resuelto el problema en el método de la o-cresolftaleina, mezclando primero el amortiguador y el cromógeno, eliminando los tubos que visualmente dan color, antes de agregar la muestra. Este procedimiento fue sacado del manual de la FDA / USA.

COMENTARIOS DEL CICLO 9301 DEL PECEL 6.-Les insistimos una vez más que el éxito del programa depende

totalmente de la honradez con que reporten sus resultados, si nos engañan a nosotros se engañan a ustedes mismos y más aún defraudan a sus pacientes. Les sugerimos que en lugar de comunicarse los resultados entre las clínicas, utilicen ese tiempo en hacer pruebas e identificar el problema y corregirlo.

COMENTARIOS DEL CICLO 9302 DEL PECEL 1.-En la reunión del ciclo 9301, nos sugirieron los amigos de la

compañía IL, que para la evaluación del pH, se considerará mejor la concentración de iones hidrógeno, ya que la escala es logarítmica. Esto resulta congruente y en este ciclo hemos incluido el análisis del ciclo pasado y del presente en nmolas de iones hidrógeno por litro, sin embargo, hay que aclarar que cada laboratorio seguirá reportando el pH como siempre, y si desea


verificar los resultados, deberá calcular la concentración correspondiente.

2.-Cabe señalar que en base a los resultados obtenidos en gases, varios laboratorios adquirieron controles y pudieron observar que efectivamente tenían problemas, que en buena parte se deben a la calidad de los gases con que calibran sus equipos, que lamentablemente no tienen la concentración de oxigeno o dióxido de carbono que señalan. Situación que corrigieron asignándole las concentraciones adecuadas para corregir el problema, en base a los controles.

3.-En este ciclo les estamos enviando cloruro de cobalto para que verifiquen sus fotómetros. Como hemos comentado, el máximo de absorbancia de esta solución es a 510 nm, por lo que si su equipo da a otra longitud de onda el máximo, el equipo esta descalibrado y debe ser calibrado. En el próximo ciclo les incluiremos los resultados generales de este estudio y será interesante comparar la magnitud de las absorbencias, que puede ser muy diferente entre los equipos aún si están calibrados, situación que puede afectar seriamente la calidad analítica.

Para realizar este estudio, debe leerse la solución proporcionada, a cada longitud de onda señalada en la hoja de resultados, ajustando previamente a cero con agua en cada una de las longitudes de onda.

COMENTARIOS DEL CICLO 9303 DEL PECEL 1.-Los resultados del cobalto se analizarán posteriormente, pero les

adelantamos que la longitud de onda de máxima absorbancia de la solución es de 510 nm y que la magnitud de la lectura es de aproximadamente 0.44 (la solución se prepara con 2.2 g de cloruro de cobalto en 100 mL de ácido clorhídrico al 1%). Les solicitamos que nos reporten las lecturas que obtengan y si calibran su equipo y/o cambian la lámpara, que son las medidas recomendables, nos informen también los resultados, haciendo la aclaración de lo que hicieron.

4.-A los laboratorios que nos reportan calcio ionizado, les informamos que nosotros únicamente evaluamos el calcio total, y dado que pocos laboratorios miden el ionizado, no podremos evaluarlo.

5.-Un laboratorio de Chiapas, nos comenta que con su equipo Microlab 100 y el programa del mismo, obtiene 7.1 de proteína total en la muestra del PECEL de este ciclo, que tiene 4.92. En ese equipo, con los mismos reactivos, pero con un programa establecido por ellos, les da 4.8 g/dL. Evidentemente que el resultado del programa establecido por ellos es correcto, ya que basta con ver el histograma de ese componente en los resultados del ciclo, para llegar a la conclusión de que algún defecto debe tener la programación original del equipo. Felicitaciones al personal de ese laboratorio, pues el control de calidad precisamente implica corroborar cada paso que se realiza en el laboratorio y tomar las


acciones correctivas necesarias para asegurar que los resultados son confiables.

6.-Otro laboratorio nos solicita información del procedimiento para verificar la calibración de las pipetas semiautomáticas, por lo que les incluimos una copia de los PECELTIPS No 2, con los que varios laboratorios descubrieron que la causa de imprecisión en algunos casos y de inexactitud en otros, se debían a pipetas gastadas o que necesitaban mantenimiento.

7.-Acerca de la pureza del agua con que se hidratan los controles, nos piden que comentemos algo. Al respecto cabe señalar que algunos laboratorios han tenido problemas de estabilidad de algunos componentes en el suero, que han resuelto esterilizando el agua destilada para hidratar controles y calibradores, otros lo han hecho utilizando agua inyectable para el mismo fin, eso indica que la calidad de su agua es deficiente, tiene muchas bacterias o algas y quizá hasta sales. Esto se podría comprobar con cultivos, observaciones microscópicas y midiendo la conductividad eléctrica del agua.

COMENTARIOS DEL CICLO 9304 DEL PECEL 1. Ya estamos analizando los resultados del cloruro de cobalto que

nos proporcionaron, como era de esperarse, encontramos serias diferencias entre las lecturas que nos reportan; el mes próximo les presentaremos un resumen de los mismos, pero dado que varios compañeros nos preguntan como interpretarlos cabe comentar lo siguiente. Primero deben estar seguros de que el diámetro interno de la celda que usaron fue de 1 cm. Segundo, que ajustaron el equipo de 0 a 100 con agua destilada en cada longitud de onda (la solución es estable varios meses y pueden utilizarla nuevamente). Si cumplió con estos requisitos debió tener la absorbancia máxima a 510 nm y una magnitud de la lectura de aproximadamente 0.44. Si la longitud de onda no coincide el equipo debe calibrarse, aunque cabe señalar que los equipos que tienen un ancho de banda "ancho", dan la misma lectura a 510 que 520 nm, por otro lado, si la lectura es mucho menor que 0.44, esto puede ser debido a que la fotocelda y/o la lámpara están gastados. La solución será, cambiar la lámpara (que es más barata), si no se compone y las lecturas son muy muy bajas, substituir la fotocelda o el equipo; si las lecturas no son extremadamente bajas esto se compensa con el análisis simultáneo de estándares y problemas, o con el establecimiento de factores adecuados para el equipo en los casos en que no se tiene estándares.

2.-Queremos recordarles que el control de calidad no lo hace el PECEL, sino el químico de cada laboratorio y que si no hacen nada cuando hay problemas, los problemas seguirán. Así queremos ejemplificar un caso frecuente. En el laboratorio 189, el resultado de urea es de 43.5 mg/dL contra 143 que se esperan; en cambio su creatinina está casi en el valor esperado (3.66 vs 3.43). Es muy claro que hay un problema, habrá que verificar que


no hay error en el procedimiento, si es el reactivo y/o el estándar. Esperamos que lo corrijan de inmediato y el mes próximo salgan bien.

COMENTARIOS DEL CICLO 9305 DEL PECEL 4.-En lugar de comentarios para mejorar la calidad, este mes les

estamos enviando el último artículo del PECEL y les sugerimos que lo lean cuidadosamente, el único riesgo que corren es el de aprender un poco de control de calidad. En las gráficas podrán apreciar que hemos logrado una mejoría substancial en algunos componentes como colesterol y AST. Cada vez que nosotros vemos esas gráficas nos animamos y nos dan más ganas de seguir trabajando, esperamos que les suceda lo mismo.

5.-Vale la pena señalar que muchos laboratorios han mejorado substancialmente la calidad al cambiar de método de análisis, por ejemplo, han dejado de utilizar el DAM, el Liebermann y los colorimétricos para las enzimas. Esto nos recuerda una frase que nuestro desaparecido amigo e impulsor, Dr. Rodolfo Guerrero decía: “PARA LOGRAR CALIDAD SE NECESITA TENER CALIDAD”.

Indudablemente que también se debe a que han mejorado sus prácticas analíticas y muchos han iniciado sus programas internos de control de calidad.

Finalmente les recordamos que: SI EL PROBLEMA ES DE PRECISIÓN, LA CAUSA ES LA FALTA DE

UNIFORMIDAD DE CADA PASO. SI EL PROBLEMA ES EXACTITUD, LA CAUSA ES EL ESTÁNDAR QUE

UTILIZAN, QUE PUEDE TENER MALA CALIDAD O SE HA ALTERADO.

COMENTARIOS DEL CICLO 9306 DEL PECEL 6.-Grandes sorpresas nos hemos llevado con el suero de una marca

distinta a la que siempre utilizamos, que se envió a casi la mitad de los laboratorios participantes.

En general, la dispersión de los resultados fue catastrófica, como lo podrán constatar en los histogramas correspondientes. De los laboratorios que regularmente tienen buena calidad, algunos tuvieron malos resultados con este suero, en contraste, a otros les fue igualmente bien. Esto nos desconcierta y nos preocupa.

De las observaciones que nos han hecho, surgen varias posibilidades:

a) Costaba mucho trabajo hidratar el suero y era muy viscoso, por lo que podría haber falta de uniformidad y problemas para medir correctamente.

b) Varios compañeros no leyeron las instrucciones de hidratación que tenía la hoja de resultados, e hidrataron con todo el volumen que llevaba el frasco de amortiguador (que eran más de los 10 mL que debieron usar).

c) Los valores eran muy patológicos y los problemas de linealidad, pudieron hacerse manifiesto.


A los laboratorios que les fue mal con este suero y que les va bien con el otro, les pedimos que mediten el problema, investiguen lo que sucedió y que nos hagan llegar sus conclusiones (se los vamos a agradecer todos).

COMENTARIOS DEL CICLO 9307 DEL PECEL SUGERENCIAS DEL PECEL

En esta ocasión les platicaremos una gran experiencia que tuvimos recientemente en una visita de trabajo, a la que fuimos invitados y que agradecemos de paso, por la oportunidad que nos dieron de servirles. Lo que encontramos podríamos llamarlo de varias formas: “DONDE EL CONTROL DE CALIDAD MIENTE”, “EL ACARREO SE PRESENTA DE SÚBITO”, “DAÑOS A TERCETOS EN LA QUÍMICA” o como lo llamo nuestra buena amiga (la jefa del laboratorio) “CASO PARA UN SHERLOCK HOLMES DE LA QUÍMICA”. El problema era el siguiente: el equipo funcionaba perfectamente, se calibraba bien, todos los componentes en los controles caían dentro de una desviación estándar, el CV del mes era satisfactorio y no había tendencia alguna en los resultados de los controles, sin embargo, en algunos pacientes los fósforos daban entre 7 y 12 mg/dL. Cualquier persona podría pensar que esto era posible, sobre todo porque en ese hospital se manejan pacientes con insuficiencia renal, y el control de calidad indicaba que no había problema. La “JEFA” como cariñosamente le llamamos, siempre revisa exhaustivamente, cada resultado y encontró que si repetía el análisis de esos pocos fósforos que daban altos, los resultados ahora eran normales. El ingeniero de servicio del autoanalizador, al repetir el fósforo 20 veces en la misma muestra, obtenía resultados semejantes. El problema no tenía ni pies ni cabeza y después de buscar alguna explicación y no encontrarla, decidimos hacer el siguiente experimento. Medimos fósforo en un mismo suero, 20 veces consecutivas. En otra corrida y usando el mismo suero, medimos 20 veces y simultáneamente, ácido úrico y fósforo que se analizaban en ese orden. En una corrida más y con el mismo suero, medimos 20 veces y simultáneamente, creatinina, ácido úrico y fósforo, que se analizaban en ese orden. Los resultados fueron los siguientes: En la primer corrida las cifras fueron semejantes. En la segunda corrida (fósforo y ácido úrico simultáneos), las 20 cifras de cada componente fueron también semejantes. En cambio, en la tercer corrida, en que se midieron simultáneamente los tres componentes, se encontró que las cifras de creatinina y las de ácido úrico eran casi idénticas, mientras que 7 de las 20 cifras de fósforo estaban entre 7.5 y 11 mg/dL; las restantes eran semejantes y de aproximadamente 4.0 mg/dL. Nuestra conclusión fue que la creatinina interfería en la medición de fósforo, a pesar de que entre esos componentes se analizaba el ácido úrico. Los datos coincidían con que en los pacientes en que salía alto el fósforo, no había más pruebas intermedias que el ácido úrico,


en cambio en los controles, en que siempre se solicitaban todas las pruebas, la creatinina no interfería en la medición del fósforo. Se revisó el equipo y se observó que la presión del agua de lavado era baja. Se cambió una válvula, aumentó la presión del agua y “sorpresa” se corrigió el problema.

COMENTARIOS DEL CICLO 9308 DEL PECEL 2.-Como se señaló en los comentarios del ciclo pasado, a varios

laboratorios de los que se les proporcionó el suero diferente al que normalmente utilizamos, les fue muy mal, mientras que a otros les fue bien.

Al respecto, varios compañeros nos hicieron saber que efectivamente hidrataron el liofilizado con todo el contenido del frasco de diluyente (que tiene 13.5 mL), en lugar de los 10 mL, con los que se debía hidratar y que se señalaban en la hoja de resultados.

Una compañera nos señaló que ella sí leyó el frasco y que decía tener 10 mL. Lo que el frasco dice textualmente es Net Contents: 10 mL (to be pipetted), y consideramos que en verdad puede confundir. De manera que esto pudo ser más frecuente de lo que suponíamos, lo que afectó la media de consenso y moda, contra las que comparamos.

Estuvimos analizando cuidadosamente varios sueros de la misma marca y vimos que tardan más de lo que el fabricante dice, en hidratarse correctamente, pero que una vez que de disuelve tiene uniformidad y se puede obtener precisión (lo comprobamos).

De todo esto, surge la inquietud de hacer un estudio comparativo. El mes próximo les proporcionaremos dos sueros a cada laboratorio, uno liofilizado (LAKESIDE) y uno líquido (Beckman), es decir uno que se enfrente al problema de la hidratación y otro no. Será muy interesante saber si se obtienen iguales o mejores resultados con uno u otro suero.

COMENTARIOS DEL CICLO 9309 DEL PECEL 1.-Con el ciclo 9310, el PECEL cumple tres años. Deseamos festejarlo

con un evento especial dedicado a la PIONERA DE CONTROL DE CALIDAD EN EL LABORATORIO CLÍNICO EN MÉXICO, nos referimos a la QUÍMICA MARTITA GURRIA RAFOLS. Por esa razón y para facilitar el que los camaradas de provincia puedan asistir, la sesión de ese ciclo, se recorrerá al día 15 de octubre de 17 a 21 h, en el auditorio de Bioquímica de la ENCB/IPN. Habrá una parte social y otra científica.

3.-Hace dos meses observamos que los resultados no fueron satisfactorios con un suero que los laboratorios no conocían y surgieron varias hipótesis. La nuestra fue que muchos laboratorios hidrataron el suero con un volumen mayor (como nos lo comentaron algunos) y esto afecto la media de consenso, contra la que se realizó la evaluación. Otra, que expresaron en público


algunas personas que sólo quieren ver los defectos y no las virtudes, fue que muchos laboratorios mienten en los resultados con el propósito de tener un buen resultado y que así se pusieron de manifiesto.

Lamentablemente, hemos podido constatar que sí hay uno o dos laboratorios que mienten, por ejemplo, un laboratorio nos reporta cinco resultados idénticos en todos los analitos y evidentemente que eso es imposible (si persiste lo daremos de baja), otro maquilla los resultados para que no aparezca la imprecisión. Sin embargo, también hemos podido constatar que la calidad ha mejorado substancialmente en muchos laboratorios y esto es en parte por la influencia positiva que en ellos ha tenido el PECEL, para estos laboratorios seguiremos trabajando con energía.

En este ciclo tenemos una posibilidad de oro, podremos analizar simultáneamente dos sueros de diferente marca y estudiar otros factores, ya que un suero es liofilizado y otro liquido, uno es semejante al que se ha utilizado en varias ocasiones y otro no se ha comercializado en México.

LA HIPÓTESIS DE TRABAJO ES: Si los laboratorios tienen buena calidad, esta debe manifestarse

con sueros de diferentes orígenes, conocidos o desconocidos, líquidos o liofilizados.

Estamos seguros que las conclusiones serán favorables, y que

bastará con analizar una sola vez cada suero. Razón por la que les solicitamos que analicen simultáneamente ambos sueros, sin darles trato especial. Cada laboratorio recibirá la evaluación de su calidad con ambos sueros.

SUGERENCIAS DEL PECEL 1.-La Química Rosantina Torres, de Torreón, nos comentó una

experiencia interesante y nos autorizó mencionárselas en estos comentarios. En sus gráficas de control interno de la calidad, observó que mensualmente tenía imprecisión en tres días. Luego de varios meses de que se repetía el problema y de mucho buscar la causa, descubrió que se debía a que en la óptica vecina encendían un equipo los tres días que tenía imprecisión. La solución fue pedirle a su vecino que les avisara cuando lo encendiera o programar su uso para que no les afectara.

2.-Otra experiencia interesante que tuvimos recientemente. La LDH que normalmente trabaja sin problemas, en el equipo Hitachi 717, comenzó a mostrar algo de imprecisión, nos traía como locos buscando la causa, cambiamos reactivos, calibradores, la lámpara del equipo, las celdas, se ajustó el voltaje de los detectores, limpiamos pipetas, etc. etc. y el equipo seguía con imprecisión en la LDH. Después de mucho buscarle y no tener una pista del


problema, recordé la experiencia que comentamos hace dos meses, del acarreo demostrado en un equipo (ver notas del ciclo 9307).

Realizamos el experimento descrito, para investigar acarreo. La

LDH, repetida 10 veces en un mismo suero no tenía problema, tenía una precisión fantástica y con un promedio de 510 U/L. Si se analizaba albúmina (que es la que procesa antes) y LDH en las mismas muestras, ambas salían perfectas; sin embargo, al analizar primero calcio, luego albúmina y finalmente LDH, los dos primeros no tenían problemas, pero la LDH caía hasta 460 U/L y mostraba imprecisión. Es decir que el calcio afectaba a la LDH, aún estando de por medio la albúmina.

Decidimos realizar la prueba definitiva, analizamos primero calcio y luego LDH, 10 veces en la misma muestra y como se esperaba, se hizo m s evidente el problema, la LDH cayó hasta 240 U/L y el coeficiente de variación fue estratosférico.

El problema del equipo, era que tenía baja presión de agua, en uno de los tres pozos de lavado de pipetas.

La solución fue que limpiaran válvulas, aumentaran la presión y que cambiáramos el orden de los reactivos.

Al aumentar la presión del agua, se evitó el acarreo y el calcio apenas provocó una caída de 3% en la LDH, al correrlas simultáneamente y ya no lo afectaba si había otras pruebas intermedias.

Así, hemos encontrado otro problema de DAÑOS A TERCEROS, en sólo tres meses, por lo que no parece ser raro.

Conocimos en Tepic, un equipo que selecciona automáticamente el orden de las pruebas, basado en los tiempos que tarda en cada tipo de análisis, es decir que el operador no puede elegir el orden. Por lo que es posible que pudiera presentar problemas como los aquí descritos.

COMENTARIOS DEL CICLO 9310 DEL PECEL 6.-Se obtuvieron resultados interesantes en este ciclo; como saben,

cada laboratorio analizó dos sueros; uno liofilizado y semejante a los que se han utilizado (Lakeside) por mucho tiempo en el programa, otro líquido y desconocido para todos, incluso para nosotros, ya que no es valorado y ese lote fue traído por Beckman, para uso exclusivo en el PECEL.

En la revisión rápida que pudimos hacer, observamos que si consideramos iguales los resultados en uno y otro suero, cuando la puntuación difiere en 30 o menos puntos de PIV (criterio basado en que la variación analítica es normal pero debe ser pequeña), 206 laboratorios obtienen el mismo resultado con ambos sueros, 172 obtuvieron mejores resultados con el suero liofilizado y 19 con el suero líquido.

La primera cifra (52.3%) nos señala que la evaluación es confiable con ambos sueros, es decir que si un laboratorio tiene


buena calidad con un suero, la debe tener también con otro, conocido o desconocido.

La tercer cifra (41.1%), sugiere que en los laboratorios que obtuvieron mejor resultado con el suero líquido y desconocido, podrían tener algún problema durante la rehidratación del suero liofilizado y que si lo solucionan tendrán tan buena calidad con ambos sueros.

La segunda cifra (43.3%), permite al menos tres explicaciones: • Una que resulta difícil de expresar, es que en el suero conocido

puede haber predisposición o de plano MAQUILLAJE DE LOS RESULTADOS, especialmente en los casos en que la diferencia es muy grande (cuatro o cinco casos tienen menos de 100 puntos con el liofilizado y 300 o más con el suero líquido). Si es este el caso, les pedimos que no se engañen.

• Otra posibilidad es que la matriz al ser diferente (el suero líquido tiene etilén glicol) pudiera afectar en algunas determinaciones, como sucedió en sodio y potasio.

• La tercera posibilidad es que la calidad es diferente porque los sueros fueron de diferentes niveles de concentración, ya que el suero líquido era de niveles bajos y el liofilizado de niveles altos. Lamentablemente no pudimos hacer que los sueros fueran de niveles semejantes.

Haremos un análisis de los resultados de cada componente, y les platicaremos nuestras observaciones.

Finalmente les comunicamos que los sueros líquidos, con etilén glicol, no pueden ser utilizados en equipos con ion selectivo directo (que no diluye la muestra).

COMENTARIOS DEL CICLO 9311 DEL PECEL 1.- HONOR A QUIEN HONOR MERECE: El pasado 13 de octubre, se festejó

el tercer aniversario del PECEL, evento que fue dedicado a la pionera de control de calidad en los laboratorios clínicos mexicanos, la QBP MARTHA GURRIA RAFOLS.

COMENTARIOS DEL CICLO 9312 DEL PECEL 5.-Notamos que en laboratorios de una misma ciudad e institución, que

utilizan el método colorimétrico para medir la AST, hay resultados altamente contrastantes, un laboratorio reporta 4 y otro 40 (el esperado era 27). No estarán haciendo algo mal?.

8.-Un laboratorio nos pregunta si se puede diluir el suero Beckman, para medir electrolitos con equipos de ion selectivo. La respuesta es NO. Lo hemos intentado y sí se obtiene un resultado, pero no es confiable, el etilén glicol que contiene, no lo deja funcionar correctamente. Los equipos diluyen con una solución especial.

Este es un efecto de matriz interesante, que nos recuerda otro: Las ampolletas para calibrar los flamómetros, que contienen 140 meq de sodio/L y 4 meq/L de potasio, al ser utilizadas en equipos


ion selectivos (bien calibrados), dan resultados totalmente incongruentes, porque la viscosidad es diferente a las de las muestras problema, para los que se diseñaron. Este efecto se debe a que tiene una matriz diferente (poco viscosa), resulta chocante y difícil de entender pero es un hecho, los instructivos dicen NO SE USEN AMPOLLETAS DE FLAMÓMETROS EN ESTOS EQUIPOS.

10.INTERESANTE, en el artículo Quantification of Errors in Laboratory Reports, Arch Pathol Lab Med 116:694-700, 1992, señalan que en un periodo de 3 meses, en el que participaron 631 laboratorios del Q-Probes Program, del College of American Pathologists (CAP), se encontraron 61496 errores en los reportes de laboratorio, de los que 4% fueron atribuidos a personal administrativo y 96% al de laboratorio. Encontraron que de todos los laboratorios, 69% tuvieron errores en banco de sangre, 98% en química clínica, 96% en hematología y 84% en microbiología. De los errores clasificados en: "A" los que son serios y ponen en peligro la vida del paciente o afectan el tratamiento, "B" los que son serios pero que no afectan en el cuidado del paciente y "C", los que son menores. Encontraron que los errores "B y C" fueron los más frecuentes en las cuatro disciplinas y los "B" en química Clínica y hematología.

Ellos sugieren que los errores sean tratados como una "JOYA", que si se estudia junto con otras joyas, permite identificar y prevenir errores sistemáticos.

Finalmente mencionan que en los programas de acreditación de los laboratorios del CAP, un requisito incluido dentro de las BUENAS PRÁCTICAS DE LABORATORIO, es el de contar con un programa de detección de errores. De los laboratorios participantes en ese estudio, un 87% contaba con un programa de detección de errores.

Mencionan que los errores están ahí, y que si se buscan, como se hace con las infecciones intrahospitalarias, se encuentran. El conocerlos permite tomar medidas para disminuir su frecuencia o evitarlos.


2.-UNA NOTICIA: A partir del ciclo 9402 se aumentará en el PECEL, el número de componentes de Química Clínica a 26 (incluyendo gases) e iniciaremos el registro del tipo de método utilizado por cada laboratorio, para comenzar con la evaluación por método.

3.-Lo anterior nos obliga a hacer una invitación a todos los participantes en el PECEL, para que hagan un esfuerzo por modernizar las técnicas que emplean, ya que a pesar de que se hará la evaluación por método, tratando de que el programa sea de mayor utilidad, también es un hecho que hay técnicas que se consideran obsoletas, como la de azucares reductores para glucosa, la de diacetil monoxima para urea, la de Liebermann para colesterol, la de Jaffé para creatinina (en Europa ya se comercializan reactivos enzimáticos) y los métodos no optimizados


para las enzimas (si no señalan que son optimizados entonces no son optimizados).

Algunos camaradas nos han confesado que no saben como decidir si su método es recomendable o no. Al respecto, les daremos una recomendación: Tomen el inserto de cualquier suero control, busquen su método y si no lo encuentran, ENTONCES NO ES RECOMENDABLE, esto es posible porque para competir en el mercado internacional, deben cumplir con recomendaciones internacionales. Más aún, si desean saber cual es el que se considera el mejor, busquen en los de Precinorm o Precipath, aquellos que están sombreados en azul y que son los denominados métodos de referencia. Además, en todas las marcas generalmente los señalan por orden de calidad.

Otra recomendación para lograr calidad. Una vez que decidan el método que van a emplear, programen pedidos con sus proveedores, para asegurar que no les faltará de ese reactivo y que no se vean obligados a utilizar otro método y/o marca. Por cierto, que esta acción es una de las que exige la Ley CLIA de los EE.UU. (Clinical Laboratory Improvement Amendments) y el manual de Buenas Prácticas de Laboratorio (GLP).

ES NECESARIO INSISTIR EN QUE CADA LABORATORIO DEBE TENER SU SISTEMA DE CONTROL DE CALIDAD INTERNO, VIGILAR SU PRECISIÓN Y EXACTITUD, Y COMPROBAR ESTA ULTIMA EN PROGRAMAS EXTERNOS DE EVALUACIÓN.

COMENTARIOS DEL CICLO 9402 DEL PECEL 1.-El evaluar por método nos ha llevado a muchas observaciones, que

nos indican que frecuente y lamentablemente se desconocen los métodos que se utilizan y hay serias dificultades para identificarlos correctamente.

Se sugiere que lean los insertos e identifiquen la reacción involucrada. ¿Cómo se pueden identificar los problemas de mala calidad si desconocemos el fundamento de nuestros métodos de análisis y las posibles causas de error?, ¿Cómo podemos seleccionar los mejores métodos si no conocemos cuales son las opciones?.

Cabe recordar que la mayoría de los sueros control comerciales, tienen valores asignados por método, situación que nos obliga a identificar el nuestro, para tomar el valor que le corresponda, para así poder evaluar la exactitud.

2.-Acerca de los métodos para medir glucosa les comentamos, Trinder es el autor del método que utiliza la reacción acoplada de la peroxidasa (POD) con otro reactivo como la aminofenazona (phenazone) y fenol. Esta reacción se puede utilizar en todos los casos en que se genera peróxido de hidrógeno (H2O2), como el de la glucosa oxidasa (GOD), uricasa, colesterol oxidasa, glicerol peroxidasa, dando origen a los métodos denominados GOD-PAP, URICO-PAP, CHOD-PAP y GPO-PAP. Los fabricantes utilizan palabras adicionales únicamente para distinguir la presentación de su


reactivo, la diferencia más importante que encontramos es la concentración de reactivos que se relaciona con la linealidad del método y seguramente con el precio. Un fabricante denomina PAP a sus reactivos de glucosa y señala la linealidad hasta 700 mg/dL, otro que lo denomina Trinder tiene la linealidad hasta 550 mg/dL. Otra presentación señala GOD-PAP High Performance señala la linealidad hasta 1000 mg/dL.

3.-Nos preguntan ¿si los factores de corrección por temperatura son iguales pata todas las enzimas?. La respuesta es NO, la actividad de todas las enzimas se modifica con la temperatura pero en diferente magnitud, la cual se relaciona con el Q10 que es una constante característica de cada enzima. Los factores para corrección por temperatura, para reportar a 37ºC son:

FACTOR DE: 25 a 37 30 a 37 AST 2.08 1.54 ALT 1.82 1.39 ALP 1.64 1.33 LDH 1.92 1.43 AML 1.66 1.75

CK-NAC 2.44 1.56 4.-Nos preguntan ¿el método cinético para creatinina, es el

enzimático?, la respuesta es NO, NO y NO, la palabra cinética se refiere a cualquier cosa que cambie con el tiempo. La medición de creatinina con el reactivo de Jaffé, que es el del picrato en medio alcalino, o cualquier otro método químico en el que se mide a diferentes tiempos, deben ser considerados cinéticos. Esto implica que no todos los métodos cinéticos son enzimáticos, sin embargo, para medir enzimas es indispensable medir los cambios en el tiempo, razón por la que “TODOS LOS MÉTODOS PARA MEDIR ENZIMAS SON CINÉTICOS”, aunque no lo mencionen o digan que son de punto final (no lo son).

5.-Por otro lado, hay que señalar que suelen utilizarse términos inadecuados para distinguir los métodos. Los fabricantes utilizan palabras como UV, colorimétrico, cinético y punto final, en forma indiferente. Si se mide actividad enzimática no es necesario señalar que el método utilizado es cinético, ya que no puede ser de punto final. Si se menciona que el método utilizado es UV a lo único que se refieren con esto es que se mide a 340 n m de longitud de onda y si se refieren a un método colorimétrico, se refieren a que se mide entre 400 y 700 n m

6.-Nos dimos cuenta que algunos compañeros tienen dificultad para comprender los términos mencionados en los insertos, por lo tanto se proporciona la información siguiente:

AST, significa Aspartato Amino Transferasa, antiguamente conocida como TGO, GOT, SGOT, etc.

ALT, significa Alanina Amino Transferasa, antiguamente conocida como TGP, GPT, SGPT, etc.


CK-NAC, significa Creatinin-Cinasa activada con N-acetil cisteína, antes denominada CPK O CK total.

AML, son las siglas que se utilizan para la amilasa.

COMENTARIOS DEL CICLO 9403 DEL PECEL 1.-El incorporar más analitos al PECEL nos ha enfrentado a nuevas e

interesantes experiencias: por ejemplo. Observamos una gran variabilidad en los resultados pero también en los métodos de análisis que se utilizan. Al respecto. Comentaremos que hemos recibido varias llamadas telefónicas que coinciden con la experiencia del que escribe y que se comenta a continuación.

En LDH y AML. Los resultados del laboratorio obtuvieron un PIV muy alto en el ciclo pasado, revisando el CCI de esos componentes llegamos a la conclusión que no teníamos problemas y que el CCE no estaba siendo justo. Buscando las posibles causas encontramos que la diferencia entre los resultados de un método y otro son enormes; para la LDH con el método de Pirúvico a Láctico (LDH-P) da resultados casi del doble que si se utiliza el método en el sentido inverso ( LDH-L );

En AML las diferencias también son muy grandes entre los métodos que del Hitachi y los del Kodak, a pesar de que ambos equipos utilizan métodos internacionalmente recomendados.

3.-Dada la importancia de lo señalado en los puntos anteriores, hicimos una evaluación por método en los resultados del ciclo 9402 y encontramos que el PIV promedio de todos los componentes fue de 136 contra 142, cuando no se considera el método, pero para la LDH mejoró de 282 a 219.

En LDH pudimos observar que había dos grupos de resultados, los que señalaron que utilizan el método No.1 se aproximaban a 160 y los que utilizan el método No.2 se aproximan a 360, sin embargo, algunos que señalaron el método No.1 dan resultados de más de 300 y otros que señalaron el No.2 dan cifras cercanas al 200.

Esto nos hace pensar que muchos compañeros no identificaron bien su método de análisis. Razón por la que queremos hacer la siguiente reflexión y solicitud.

La evaluación por método seguramente que dará resultados más reales de la situación de cada laboratorio, pero su veracidad depende de que cada participante identifique inequívocamente su método analítico.

4.-Al evaluar por método surge de información que puede ser muy útil, por ejemplo, se puede saber cual es el método más utilizado y cual es el que mejores resultados tiene. Un ejemplo de esto es la urea, con el método ureasa-glutamato Deshidrogenasa se obtuvo un PIV de 103, con DAM el PIV fue de 214 y con ureasa-fenol hipoclorito el PIV fue de 163.

Sin embargo y como siempre, todo este material debe ser utilizado con inteligencia, ya que si surge un nuevo método, al principio será poco utilizado y puede crear prejuicios de que por ser poco


utilizado no es bueno e impediría su implantación en otros laboratorios.

6.-Al incorporar a la bilirrubina directa y utilizar sueros de concentraciones muy bajas como los de Beckman, surgió de inmediato un problema, si un laboratorio reporta 0.3 y el valor esperado es 0.4, la diferencia de 0.1, que no es significativa desde un punto de vista clínico, da un resultado de 250 puntos de PIV, esto es calculado con un CVS de 10% y resulta sumamente injusto. Para evitar este problema les solicitamos que nos reporten los resultados de compuestos con concentraciones inferiores a la unidad con dos cifras decimales, por otro lado aumentamos a 20 el CVS, que es la cifra que sugieren los ingleses que desarrollaron este sistema de evaluación que utilizamos, con lo que el PIV daría en este ejemplo 125 puntos.

7.-El estudio de los resultados por método nos ha enfrentado también a otras dificultades: aún con el mismo método las diferencias de algunos laboratorios, con respecto a la mayoría es muy grande y el comparar contra el valor del consenso, depende de que se eliminen los datos que son francamente aberrantes, razón por la que desde este mes usamos la estrategia señalada en el inciso “C” que se describe a continuación.

8.-El sistema de evaluación por método funciona de la siguiente manera:

A) Se identifica el total de métodos que nos informan y el número de laboratorios que utilizan cada uno de ellos.

B) Si el número de laboratorios que utilizan un método es menor de 20 se suman al método “0” que corresponde a Otros métodos.

C) Para eliminar los aberrantes se calcula la media aritmética de los resultados recibidos de cada método, se eliminan aquellos datos que rebasan el doble de la media y los que están por abajo del 20% de la misma media.

D) Se fijan nuevos límites de truncado, sumando y restando a la media una desviaciones estándar y se eliminan los datos que se salgan de ese intervalo.

E) Se calcula la media de consenso por método, con los resultados restantes del truncado anterior.

F) Se calcula el PIV de cada laboratorio comparando contra la media de consenso del método que señalo, o contra la media del método “0” si no nos señaló el método.

G) El PIV promedio de un método se calcula con los datos de los laboratorios que lo utilizan, incluyendo los que se excluyeron durante el cálculo de la media de consenso.

H) Se identifica el dato más bajo y el más alto de cada método. I) El promedio global del PIV de cada componente se calcula con el

PIV de todos los laboratorios, sin importar el método que utilizan.


COMENTARIOS DEL CICLO 9404 DEL PECEL 1.-Continuando con el análisis de resultados de la evaluación por

método, observamos datos muy interesantes: a) El promedio del PIV del colesterol para los laboratorios que

utilizan el método de Liebermann-Burchard (No.2) es de 189, mientras que el del método enzimático (No.3) es de 81.

b) El promedio del PIV de la AST con el método colorimétrico (No.3) es de 328, el del método enzimático sin piridoxal (No.1) es 96 y el enzimático con piridoxal (No.2) es 110.

c) El promedio del PIV de la ALT con el método colorimétrico (No.1) es de 333, el del método enzimático sin piridoxal es 106 y el del enzimático con piridoxal es 111.

Dado que este es el promedio de muchos laboratorios, se puede inferir que los métodos cuyo PIV es muy alto, presentan problemas importantes y conviene dejar de utilizarlos.

2.-En otros analitos como la LDH y la AML la situación todavía no es clara, porque según las observaciones de los resultados y las múltiples llamadas recibidas por nosotros y por los distribuidores de reactivos, hay problemas para la identificación del método utilizado. En los comentarios del ciclo 9402 hicimos comentarios para identificar el método de glucosa, en el 9403 para la LDH y a continuación para la AML.

Los métodos para la medición de la alfa amilasa han evolucionado mucho (las alfa amilasas hidrolizan al azar el almidón y las beta amilasas lo hidrolizan secuencialmente, comenzando por el extremo no reductor, la amilasa pancreática es alfa).

Los métodos que miden amilasa utilizando almidón o amilosa, que es uno de los componentes del almidón como substrato, son llamados métodos amiloclásticos y pueden ser turbidimétricos, si miden disminución de la turbidez (no tienen yodo), o colorimétricos cuando tienen yodo como indicador. Tienen las desventajas de que la enzima actúa azarosa y repetidamente sobre el substrato, por lo cual la variación analítica es mayor; por otro lado, los productos son de peso molecular variable y esto impide reportar en unidades internacionales.

Los métodos modernos de análisis de la amilasa, han substituido al substrato natural, por diferentes substratos sintéticos de peso molecular definido como el para nitro fenol heptaósido (PNP-MH) o la maltotetraosa, el objetivo es disminuir el azar de la actividad de la alfa amilasa, para medir más confiablemente su actividad. Esto nos permite también reportar en unidades internacionales al conocer la concentración molar de los productos. Sin embargo, la amilasa aún puede actuar al azar en los oligosacáridos utilizados y producir fragmentos de diferente tamaño, razón por lo que se adicionan enzimas secundarias con dos objetivos, el primero, evitar que la enzima siga actuando sobre los oligosacáridos secundarios y favorecer que actúe sobre los primarios para medir más directamente su actividad y segundo, poner de manifiesto la actividad al dar productos medibles.


Los métodos que utilizan PNP-maltoheptaósido pueden utilizar la enzima secundaria alfa-glucosidasa, que degrada únicamente productos de tres glucosas (PNP-maltotriosidos), liberando tres glucosas y p-nitrofenol, este último al estar libre absorbe a 405 nm; este es el método "no bloqueado". Pueden además contener como enzima secundaria a la glucoamilasa (que es beta amilasa o exoglucosidasa) y para evitar que esta enzima degrade al substrato de la alfa amilasa, se adiciona un grupo bloqueador en el extremo no reductor del substrato que puede ser un grupo silil, benciliden u otro; este es el "método bloqueado"; la alfa amilasa al actuar sobre la PNP-MH, libera PNP-oligosacáridos no bloqueados, que son degradados por las enzimas secundarias liberando p-nitrofenol que se mide a 405 nm.

Los métodos que utilizan la maltotetraosa permiten que la amilasa actúe una vez por cada molécula de substrato, produciendo dos maltosas de manera que el azar desaparece (la maltosa tiene dos glucosas y la sacarosa tiene fructuosa y glucosa; por analogía de número de azucares y no de tipo, a estos métodos se les llama sacarogénicos). En estos métodos, la primer enzima adicional es la maltosa fosforilasa que utiliza ATP y degrada a la maltosa, liberando glucosa y glucosa-6 fosfato. Esta última es utilizada por la enzima secundaria, glucosa 6 fosfato deshidrogenasa, que la oxida, reduciendo simultáneamente al NAD y produciendo 6-fosfogluconato y NADH. La aparición del NADH se puede medir a 340 nm, por lo que este método es denominado UV o cinético. Otros métodos pueden ser llamados también sacarogénicos si producen maltosa y utilizan otras reacciones reveladoras como la HK.

Un método más es el de algunos equipos de química seca, que tienen como substrato un polisacárido marcado con rojo de drimaren Z2B, que al degradarse produce oligosacáridos que pueden difundir a la capa de lectura que contiene un mordente, este estabiliza el complejo colorido y aumenta la sensibilidad del equipo al incrementar el coeficiente de extinción molar del complejo colorido, este método aún permite el azar en la actividad de la enzima.

Esperamos que no hayan quedado más confundidos después de leer esta larga explicación, lo que debe estar claro es que si la amilasa puede actuar varias veces sobre un mismo substrato puede provocar que se pierda la relación entre el grado de actividad de la muestra y la cantidad de producto formado, así, el grado de azar y otras características de los reactivos pueden afectar los resultados y cambiar los valores de referencia, por ejemplo:

MÉTODO VALORES DE REFERENCIA A 37ºC (suero) amiloclástico (otros) 54-308 unidades SOMOGY/dL (MERCK) cromogénico PNP-MH (no bloqueado) hasta 195 U/L (MERCK) cromogénico PNP-MH (no bloqueado) hasta 220 U/L (LAKESIDE) cromogénico Benciliden-MH-PNP (bloqueado) hasta 82 U/L (BioMérieux) cromogénico Silil-MH-PNP (bloqueado) hasta 125 U/L (Sclavo) alfa amilasa-UV (maltosa fosforilasa) hasta 55 U/L (BioMérieux)


Independientemente de la marca, lo que sí podemos afirmar, es que el peor de los métodos es el amiloclástico que puede señalarse como antiguo, obsoleto y fuera de época.

COMENTARIOS DEL CICLO 9405 DEL PECEL 1.- La evaluación por método de análisis, a nuestro juicio sigue

dando mucha información útil para todos los participantes en el PECEL, sin embargo, su éxito depende del interés de todos los participantes al identificar correctamente y elegir los mejores sus métodos. Al respecto debemos señalar que notamos que varios laboratorios dejaron ya de utilizar el método de Liebermann para colesterol y el colorimétrico para las enzimas, después de la evaluación y comentarios del ciclo pasado (felicidades, sin duda mejorarán su calidad). Estamos preparando el siguiente artículo, en el cual abordaremos este asunto.

2.- Les estamos incluyendo una copia del artículo en que se analizan los resultados de la evaluación con dos sueros diferentes (uno de Lakeside y otro de Beckman). Creemos que les puede ser de utilidad si lo revisan con detenimiento.

Lo señalado en él, resulta muy oportuno, ya que en este ciclo se analizaron también dos sueros de las mismas marcas y los resultados coinciden en la mayoría de los casos.

De este tema, queremos comentarles una experiencia, en un equipo automatizado sin problemas de precisión, la evaluación con el suero liofilizado fue de 64 puntos mientras que con el suero líquido fue mayor de 105. Es posible que el problema sea que el suero líquido, por tener mayor viscosidad impida que el equipo mida correctamente los 3 a 20 µL de muestra que utiliza. Esto nos recuerda una nota que incluyen los instructivos para el uso correcto de las pipetas semiautomáticas y que es la siguiente : Cuando mida líquidos viscosos, es necesario hacer una pausa de 2 segundos, antes de mover el pistón al segundo tope. Lamentablemente no se puede programar esa pausa en el equipo y saber si eso es lo que ocurre, sólo podrá ser probado en sistemas manuales. Ojalá que alguno de los participantes pueda hacer este estudio y nos lo comente (midiendo varias veces sin pausa y otras con pausa, para comparar los resultados de algún analito).

5.-En atención a las dudas que nos han planteado para la identificación de los métodos utilizados, revisaremos brevemente el caso de fósforo.

La mayoría de los métodos utilizados emplean la reacción descrita por Fiske y Subbarow, basada en que el fosfato forma un complejo con el molibdato de amonio en pH ácido.

Surgen dos posibilidades, una que directamente se lea la absorbancia a 340 nm (a este método se le llama directo y también UV), la otra que el complejo de fosfomolibdato se someta a reducción por otro compuesto y que lea la absorbancia (generalmente a otra longitud de onda, p.ej. 670 nm), entre los


compuestos reductores que se utilizan podemos señalar a: sulfato de p-metil-aminofenol (PMA fenol), cloruro estanoso, ácido ascórbico/ácido malónico u otro como el ANS (no hemos logrado investigar su nombre).

Para fines prácticos, si en el fundamento del método no dice que el fofomolibdato se someta a reducción, entonces es el método directo y, si indica que se reduce, habrá que identificar al agente reductor. A continuación se da ejemplo de cada caso:

Método UV para fosfato (Lakeside); en solución ácida, el fosfato inorgánico forma un complejo de fosfomolibdato de amonio.

Método colorimétrico para fosfato (Kodak); el fosfato presente en la muestra, reacciona con el molibdato de amonio para formar un complejo de fosfomolibdato de amonio en pH ácido, de acuerdo a la reacción descrita por Fiske y Subbarow. el complejo a su vez, es reducido por el sulfato de p-metil-aminofenol de acuerdo a la reacción descrita por Gomori, formando un cromóforo azul de heteropolimolibdeno.

Esperamos que estos dos ejemplos resulten de utilidad para ustedes.

COMENTARIOS DEL CICLO 9406 DEL PECEL 2.-Sabemos que muchos compañeros sí leen las notas del PECEL, algunos

las aprecian y otros hasta las disfrutan juntos a la hora del café (los amigos de Torreón y Uruapan).

4.-De la evaluación por método, queremos comentar que tiene ventajas, sin embargo, ante la diversidad de métodos, resulta casi imposible que se tenga un sistema perfecto. Como ejemplo de los problemas que actualmente observamos, comentaremos la experiencia de un compañero de Tabasco y que coincide con la propia. El CCI señala que no hay problema con la medición de LDH y AML, sin embargo, continuamos saliendo mal en esos analitos. Cabe señalar que ambos utilizamos reactivos, métodos optimizados y equipos de buena familia.

Una causa posible, es que aún entre métodos optimizados y recomendados internacionalmente puede haber diferencias en los resultados, por ejemplo, el inserto de un suero control Precinorm señala que el resultado esperado de la LDH-P, con el método optimizado por la DGKCH/NVKC es de 290 U/L, mientras que si se utiliza el optimizado por la SFBC el esperado es de 335 U/L y con el optimizado por la SCE es de 280 U/L. La diferencia de 55 U/L entre los extremos, es mayor del 10% y la diferencia del PIV entre un resultado y otro también será mayor de 100 puntos.

Lo ideal sería comparar a cada laboratorio contra la media de consenso, calculada con resultados de métodos exactamente iguales, sin embargo, para lograrlo se necesitaría probablemente de la participación de varios miles de laboratorios, ya que existe gran diversidad de métodos. Más aún, con métodos idénticos (incluso en la composición de los reactivos) se obtienen resultados diferentes por ser de marcas diferentes, por ejemplo,


el mismo Precinorm señala que la creatinina de Jaffé con Merck es 1.74 mg/dL y con Boehringer Mannheim es de 2.13 mg/dL. Este es un ejemplo claro de efecto de matriz en los reactivos.

Otra posible causa de discrepancia puede ser el efecto de matriz en los controles, como el que encontramos y que les narramos a continuación.

Con la finalidad de estudiar las diferencias observadas entre un equipo de química seca (QS) y uno de química húmeda (QH), para la medición de AML, analizamos los controles de cada sistema y sueros de pacientes en ambos equipos; los resultados obtenidos, en U/L, fueron:

MUESTRA EQUIPO DE

QUÍMICA SECA EQUIPO DE QUÍMICA HÚMEDA

CONTROL 1 DE QS 168 (VAL.ESP.=158) 418 CONTROL 2 DE QS 1137 (VAL.ESP.=1076) 2668 CONTROL 1 DE QH 219 401 (VAL.ESP.=396) CONTROL 2 DE QH 460 763 (VAL.ESP.=759) PACIENTE 1 97 95 " 2 119 148 " 3 116 140 " 4 83 76 " 5 159 197 " 6 94 99 " 7 134 164 " 8 85 79 " 9 89 89 " 10 124 137

Nótese que:

a)Cada equipo puede reproducir razonablemente, el valor esperado en su suero control.

b)Que los valores de los controles de un equipo en el otro son muy diferentes (espeluznantemente diferentes).

c)Que los valores de los pacientes en cambio no son muy diferentes y en algunos casos hasta son idénticos.

Creemos que los datos de este bonito experimento (que llevaron a cabo Lupita y Ray) son claros y que ponen de manifiesto el efecto de matriz de los controles. ¿ QUE HACER ANTE TODOS ESTOS PROBLEMAS ? NUESTRA OPINIÓN ES QUE HAY QUE SER CAUTELOSOS; TOMAR LAS COSAS CON CALMA; PENSAR E INVESTIGAR. SI NO SE ENCUENTRA UNA POSIBLE SOLUCIÓN Y EL PORCENTAJE DE ERROR, CON RESPECTO AL VALOR ESPERADO QUE REPORTA EL PECEL, ES CONSTANTE EN VARIOS MESES, ENTONCES CALCULAR UN FACTOR DE CORRECCIÓN (ÚNICAMENTE PARA EL CONTROL, NO PARA PACIENTES), Y UTILIZARLO PARA QUE LA EVALUACIÓN NO SEA INJUSTA. TODO ESTO DESDE LUEGO BASADOS EN UN CCI SOLIDÓ.


COMENTARIOS DEL CICLO 9407 DEL PECEL 5.-Una compañera nos llamó alarmada porque salió mal el mes pasado

mientras que había salido bien los meses pasados. Buscando la(s) causas nos comentó que su equipo automatizado no estaba grabando. Evidentemente que tampoco grababa los datos de la calibración. La solución fue que mientras que le componían su equipo debía introducirle los datos de la última calibración, antes de iniciar el trabajo del día. Calibró el equipo, analizó el suero del PECEL de ese ciclo (siempre lo guarda para verificar algún dato), calculó su PIV y nos hizo saber que era tan bueno como el de los meses pasados.

6.-De visita en un laboratorio que ha tenido puntuaciones altas en glucosa (con signo negativo); encontramos que a juicio de la analista, la glucosa de los pacientes estaba saliendo baja. Los datos de sus controles también estaban por abajo de lo esperado y con un error semejante al que el PECEL le había señalado. Así, había coincidencia entre el Control de Calidad Interno y el Externo, tenían un problema de exactitud. La causa, un estándar de glucosa mal conservado o mal preparado. Se les quedó de tarea hacer un experimento para comprobar que así era y estamos en espera de sus resultados.

7.-Una anécdota, mas que una experiencia. Unas lindas y amables amigas, participantes en el programa, nos comentan que cuando llegan los resultados del PECEL, se ponen nerviosas, nadie quiere abrir el sobre y en ocasiones se tardan hasta un día para atreverse, pero cuando lo hacen se preocupan por solucionar los problemas.

8.-Ahora una burrada del que escribe. Tenemos dos equipos con tecnología diferente, razón por la cual en AML hay diferencias significativas. Evidentemente que no es conveniente para ningún laboratorio tener valores de referencia diferentes para un mismo analito. Después de hacer un estudio de correlación lineal entre los dos equipos, utilizando muestras de pacientes, se calcularon la pendiente y el intercepto. Estos datos se introdujeron en un equipo con el propósito de hacer semejantes sus resultados con los del otro equipo. El procedimiento funcionó. ¿Donde está el error?. Luego de varios días de notar problemas con la CK, buscar la causa, llamar a los técnicos de la compañía y mucho buscar el problema. El que escribe descubrió que los datos de regresión de la AML también los tenía la CK, se introdujeron por un teclaso mal dado. Gracias al hecho de tener bitácoras con fecha, y un control de calidad interno al día, se pudo armar exactamente el problema y esta, aunque mala experiencia, nos enseñó mucho acerca de lo que no se debe hacer.


COMENTARIOS DEL CICLO 9408 DEL PECEL 2.-Seguimos esperando que nos envíen sus experiencias en control de

calidad, con el propósito de compartirlas con los colegas participantes en este programa, mientras llegan, les contaremos otra que tuvimos muy recientemente.

Ante un resultado inesperado para la captación de hierro sérico por parte de un compañero, tuvimos que revisar la técnica de análisis y !!! OH SORPRESA, CUANTOS PROBLEMAS ¡¡¡¡.

En ese laboratorio se utiliza, para la medición de hierro, un juego de reactivos marca X con un número de catalogo ######.

Para la captación de hierro se utilizan un juego de reactivos de la misma marca que incluye una solución de hierro saturante y una solución precipitante. En el sobrenadante se mide hierro mediante la utilización de los reactivos marca X y catálogo ######.

Para entender el procedimiento, el iluso de su servidor, buscó dentro de los diferentes idiomas en que vienen los instructivos uno que parecía estar en castellano. Después de leerlo y leerlo con cuidado decidí que estaba en chino, pero los compañeros me confirmaron que era castellano.

El problema es que el instructivo es muy deficiente en varios aspectos que se señalan a continuación.

La introducción no aclara lo que ellos llaman hierro latente y no se usa el mismo término en química clínica.

El reactivo para la capacidad de fijación de hierro se puede utilizar en conjunto con uno de dos diferentes presentaciones para medir hierro, y de ahí se derivan otros problemas : Los reactivos para medir hierro y capacidad de fijación están numerados del 1 al 6, a pesar de que se compran por separado. Una de las dos presentaciones para medir hierro tiene sólo 3 reactivos y la otra 4, de manera que si se tiene la de 3 reactivos surge la duda del porque ni mencionan ese reactivo. La instrucciones para medir la captación de hierro y la manera de hacer los cálculos matemáticos, están totalmente revueltas, ya que mezclan las de las dos presentaciones.

Tardamos media hora en adivinar y/o comprender el procedimiento y como lo sospechamos, estaban realizando en forma inadecuada.

Estamos seguros de que a muchos compañeros les habrá sucedido que compran el reactivo para la captación y hasta después de mucho se dan cuenta que también tienen que comprar una de las dos presentaciones para medir hierro, ya que no lo aclaran en el estuche y únicamente lo dice el instructivo. Además, a pesar de estudiar el inserto tendrán una probabilidad alta de cometer errores debido a lo complicado, confuso, revuelto, pobre y absurdo de los instructivos.

Esta crítica tiene como finalidad el presentar un problema serio que existe en nuestro ámbito y es que los instructivos con frecuencia tienen serios problemas de redacción, traducción, organización, etc. etc. y que por la sencilla razón por la que


no los mejoran es que nadie protesta, por ejemplo, el que se comenta está vigente desde 1987.

Esperamos que los fabricantes o distribuidores de esos reactivos no lo tomen a mal (seguramente se enterarán e identificarán a pesar de no señalar la marca a propósito).

Consideramos que en lugar de gastar papel en instructivos con diferentes idiomas, deben hacer un instructivo en nuestro idioma, que sea claro y con toda la información necesaria.

COMENTARIOS DEL CICLO 9409 DEL PECEL 4.-En el curso precongreso mencionado, hemos encontrado muchos

entusiastas participantes del PECEL y una de nuestras colegas regiomontanas nos mencionó una experiencia que les compartimos. Dice que en general los resultados del CCI coinciden con los del PECEL pero que ella se basa en el control de calidad interno, al cual le tiene más confianza porque lo llevan de manera sistemática. Le preguntamos que si en los tres años y medio en que ha participado no ha tenido algún dato que en el CCI pareciera bien y que el PECEL le hubiese ayudado a poner de manifiesto un problema. Después de hacer un poco de memoria nos dijo que efectivamente, en alguna ocasión el colesterol en su CCI parecía no tener problema y que luego de salir mal en el PECEL por varios meses, llamaron al servicio técnico de su equipo. Después de hacer varios ajustes del instrumento, cambiar una tarjeta, etc. confirmaron que efectivamente tenía un problema que no habían observado y que finalmente se corrigió.

Esta breve narración pone de manifiesto justamente la filosofía del control de calidad. El CCI ayuda a controlar la calidad y los programas externos lo auxilian, asegurando o confirmando la calidad.

6.-Otro comentario que nos hace una Química y buena amiga de Chihuahua, es que recibe el hemolizado con grumos y no sabe si reportar a no. El problema se debe seguramente a problemas en el servicio de mensajería. Si la muestra tiene grumos no la debe utilizar y lamentablemente, es posible que también su suero presente alteraciones. Le enviaremos sus muestras por otro servicio de mensajería que sea aéreo y no terrestre como el que utilizamos.

COMENTARIOS DEL CICLO 9410 DEL PECEL 3.- Al revisar las gráficas del PIV por substancia y la general, nos

damos cuenta que el progreso que se observó en los años anteriores no es tan evidente este año, aunque no hay retroceso (en los resultados de este ciclo se incluyen algunos ejemplos). Una posible explicación es que el suero líquido que hemos utilizado nos produce interferencias, por tener una mayor viscosidad e impide obtener una correcta evaluación, como nos


han hecho saber varios camaradas que anteriormente obtenían mejores resultados.

Para investigar este problema, nos proponemos incorporar más sueros sin etilén glicol el año próximo, sin embargo, esto sólo se logrará incrementando la cuota mensual.

6.- En el Congreso de Patología Clínica, que se realizó en la Ciudad de Veracruz Ver., tuve la oportunidad de conocer a un miembro del PECEL, del Estado de Guanajuato, quién me contó una anécdota y me autorizó publicarla.

En su laboratorio tenían problemas con la calidad de la medición de una enzima, de acuerdo a los resultados del PECEL de varios meses. Buscaron la posible fuente de variación y después de varios intentos infructuosos decidieron que lo mejor sería modificar el factor de su equipo, para hacer que el resultado diera lo esperado en el suero control (ellos guardan celosamente el del mes anterior, con el propósito de analizarlo al recibir los resultados y, hacer pruebas ya conociendo el valor asignado).

Sin embargo, al dar el último vistazo al procedimiento de análisis, se dieron cuenta que su equipo tenía programada la temperatura de 30°C para esa enzima y 37°C para las demás. Evidentemente que nos reportaban como si su medición se hubiera hecho a 37°C y las consecuencias son obvias, la solución al problema también lo es.

7.-Una experiencia interesante, obtenida en visita de trabajo a un

laboratorio con problemas en la medición de una enzima. Ellos obtenían resultados por abajo de lo esperado en el suero

normal y por arriba en el suero patológico; normalmente no realizaban calibración con salina (lectura de blanco de reactivos) y utilizaban el factor que sugería el fabricante.

Llevamos calibradores y controles de equipos Hitachi, y cinco controles de diferentes niveles, que nos regalaron para probar, y que habíamos analizado el día anterior; calibramos con salina y con el multicalibrador (se programó la calibración como cualquier otra prueba, con dos calibradores), con ello, el equipo pudo reproducir los valores esperados en los dos controles que llevamos (alto y bajo) y proporcionó valores semejantes a los que habíamos obtenido el día anterior en los otros cinco controles, todo desde luego con sus propios reactivos (de marca diferente a los nuestros pero del mismo método). El factor que el propio equipo estableció fue de -7584 que era muy diferente del que señalaba el fabricante, de -9640 y diferente del que se utiliza en el Hitachi 717, de -8000 y del que se utiliza en el Hitachi 747 que es -11000 (estos dos últimos equipos utilizan los mismos reactivos).

En conclusión, lo que fallaba en este laboratorio es que el factor señalado para ese reactivo (no era de la marca recomendada por el fabricante del equipo), no era el adecuado para ese equipo y hacía falta que establecieran un factor adecuado, calibrando


con salina y un multicalibrador (nótese que es una enzima y se puede calibrar si se tiene un calibrador adecuado).

8.- Comentario importante: SECOFI, a través de una oficina llamada SINALP (Sistema Nacional

de Acreditación de los Laboratorios de Prueba) ya esta dando la acreditación a los laboratorios que lo soliciten (incluyendo los clínicos). Lo cual resulta inaudito, ya que se supone que Salubridad a través del COMITÉ PARA LA MEJORÍA DE LA CALIDAD en el que participan diferentes instituciones académicas, privadas, del sector social, etc. etc. está trabajando para proponer la norma que habrá de regir, para la acreditación de los laboratorios clínicos, que en su inicio será voluntaria.

Esperemos que pronto se pongan de acuerdo nuestras HHH instituciones gubernamentales, en el organismo que habrá de desempeñar dichas funciones y que dejen de jugar con nosotros.

COMENTARIOS DEL CICLO 9411 DEL PECEL 7.-Otra nota importante: En los comentarios del ciclo 9406, señalamos

que hay muchas variables en cada medición que realizamos, esto dificulta la evaluación interna y externa de la calidad. Específicamente señalamos que algunos laboratorios que utilizan el método de Pirúvico a láctico (LDH-P) para la medición de LDH, presentan resultados más parecidos a los del método de láctico a pírúvico (que son de la mitad de los del otro). Señalamos esta situación y que resulta casi imposible realizar una evaluación por marca, resultando conveniente el aplicar un factor de corrección en esos casos, pero únicamente a los datos del PECEL y no a los de los pacientes (porque los valores de referencia del método, deben compensar el problema).

Una compañera hizo caso de esta recomendación en el caso de LDH y AML (ella utiliza reactivos y equipo de Lakeside, tiene excelente calidad desde hace años) y estableció que el factor de corrección para la LDH es 0.81 y para la AML de 0.34), este ciclo nos informó con su número de método correspondiente pero con los resultados corregidos y salió excelentemente en ambos casos. Aplicando los mismos factores en ambos componentes y en dos laboratorios que sabemos que utilizan los mismos reactivos, la situación se repitió, salieron muy bien.

Para darnos una idea de la magnitud del problema y para decidir si es necesario hacer una evaluación por separado para los compañeros que utilizan estos reactivos, les pedimos que señalen, si utilizan esa marca, “LAKESIDE”, visible y resaltadamente junto al resultado de LDH y AML, también que nos señalen si decidieron aplicar los factores de corrección mencionados. Desde luego que les ayudará a tomar la determinación el aplicarlos con los resultados de este ciclo y calcular su PIV para establecer si tenemos razón.



2.-Acerca de la estadística de lectores de las notas del PECEL (en el ciclo pasado les pedimos que señalaran OK si las habían leído), solo 95 señalaron haberlas leído.

Esto nos causa problemas, ya que sólo 18 laboratorios señalan que utilizan reactivos de Lakeside para medir LDH y 16 los de AML de la misma marca. Con estos reactivos los resultados son marcadamente diferentes de otros (aún del mismo método) y la evaluación es incorrecta. Para evitar este problema queremos hacer una evaluación de la calidad por separado, pero corremos el riesgo de que si les asignamos un número de método diferente, se agrupen en el grupo misceláneo (No.0). Considerando que algunos compañeros no leyeron las notas y que muy probablemente sí reuniremos los 20 datos necesarios para que la evaluación sea eficiente les pedimos que en el ciclo 9501 señalen: 3 para la LDH y el 7 para AML.

8.-El Comité Mexicano para la Mejoría de la Calidad de los Laboratorios Clínicos rindió su informe final al Secretario de Salud, Dr. Jesús Kumate Rodríguez. En el documento entregado se plantea la necesidad de que en el próximo sexenio se continúe con la labor que este comité ha desarrollado. El Dr. Kumate se comprometió a señalar como una tarea importante que se debe continuar, al Secretario de Salud en turno. Esperamos que el tema le interese al Dr. Juan Ramón de la Fuente y que brinde el apoyo para dar continuidad a esta labor. Consideramos que el interrumpirla sería un retroceso importante para los laboratorios clínicos.

10.-Por meter 35 resultados que llegaron a última hora, el PIV de algunos laboratorios difiere entre el valor que aparece en la tabla y el que aparece en los resultados individuales (la diferencia es, en promedio, de 5 puntos); les suplicamos disculpen el inconveniente.

COMENTARIOS DEL CICLO 9501 DEL PECEL 5.-Respecto a la solicitud de que no corrigieran LDH y AML a los

laboratorios que utilizan reactivos de LAKESIDE, y que si utilizan esa marca señalaran No. de método 3 y 7, respectivamente, la experiencia fue muy mala. Algunos laboratorios corrigieron y señalaron métodos 3 y 7; otros que utilizan reactivos de otras marcas también señalaron 3 y 7. Todo esto provocó problemas en la evaluación. Les pedimos que lean con cuidado este inciso, el correspondiente en los comentarios del ciclo 9412 y que si tienen dudas nos pregunten por vía telefónica.

6.- Queremos compartir una experiencia reciente del que escribe, que confirma una idea que antes hemos comentado.

AL NO COINCIDIR LOS RESULTADOS DEL CONTROL DE CALIDAD INTERNO (CCI) CON LOS DEL EXTERNO (CCE), SE DEBE INVESTIGAR LA CAUSA Y BUSCAR UNA SOLUCIÓN.


En un laboratorio, los resultados del CCI de un equipo de química seca (QS) y los de uno de química húmeda (QH), señalaban que ambos funcionaban correctamente, ya que los controles de cada sistema daban el valor esperado (exactitud) y el coeficiente de variación era pequeño (precisión). Sin embargo, nos hicieron notar que en los resultados de un programa externo de CC los equipos tenían diferencias en la medición de albúmina y urea.

Para estudiar el problema, se analizaron 20 muestras de pacientes diferentes en ambos equipos y comprobamos que efectivamente había diferencias significativas (con “t de Student p<0.05). Se recalibró el equipo de QS y la diferencia permanecía.

La conclusión fue que el equipo de QS proporciona valores más bajos que el otro. Esto señalaría la necesidad de que cada sistema tuviera sus propios valores de referencia, sin embargo, no es conveniente contar con dos diferentes valores de referencia en un mismo laboratorio. Por otro lado, ambos equipos son eficientes y necesarios.

La solución fue la de analizar matemáticamente los datos de 20 pacientes por regresión lineal, calcular la pendiente, el intercepto y alimentar estos datos en el equipo de QS.

Seguramente que después de haber leído el párrafo anterior varios compañeros pensaron que esto es muy difícil. En realidad no lo es y trataremos de explicarlo brevemente.

Si se construye una gráfica colocando los resultados del equipo de QS en el eje de las X y el de QH en las Y, los resultados dan una recta; que como recordarán tiene la ecuación Y = mX + b, donde m es la pendiente y b es el intercepto o punto de cruce con el eje de las Y.

La manera sencilla, pero no muy exacta, de establecer el intercepto, sería el de leer el valor del punto de cruce en el eje de las Y, y la pendiente se calcularía con dos puntos mediante la fórmula m= Y2-Y1/X2-X1.

La manera exacta es el hacerlo con la fórmula de regresión lineal, que no escribimos para no espantarlos, sin embargo, esto se puede hacer fácilmente con una calculadora científica que no cuesta mas de N$100.00, en la cual se introducen datos y se obtienen los resultados en 3 minutos.

El equipo de QS permite alimentar la pendiente y el intercepto, otros equipos sólo permiten introducir un factor (le llaman factor del usuario o instrumental).

Así, el equipo de QS medirá el compuesto normalmente, pero antes de emitir un resultado lo substituirá en la fórmula:

Resultado de QH = pendiente (Resultado de QH) + intercepto y el resultado será equivalente al que hubiera proporcionado el

equipo de QH.

EL CCE COMPLEMENTA AL CCI


COMENTARIOS DEL CICLO 9502 DEL PECEL 13.-Entrando a la parte bonita del PECEL, queremos comentarles que la

simple observación de los resultados de LDH, que nos informaron en este ciclo, los laboratorios que utilizan un mismo reactivo (Lakeside), son muy contrastantes:

573, 480, 486, 416, 397, 308, 337, 542, 496, 465, 156, 357, 462, 321, 183, 480, 262, 407, 443, 260, 517, 453 y 272

Antes de seguir, es necesario señalar que esto no significa que el reactivo sea el problema, lo mismo se presenta con otros. Únicamente que desde hace varios meses hemos observado y comentado que con ese reactivo, que mide la enzima en el sentido de pirúvico a láctico, los resultados se parecen más a los de otras marcas que miden la actividad en el sentido de láctico a pirúvico. Para entender que sucede y que los resultados de la evaluación sean reales los estudiamos por separado y para ello les pedimos que identificaran la marca del reactivo como método No.3, en la hoja de resultados.

Esta observación nos señala que siguen existiendo los problemas que ya antes hemos mencionado y otros, por ejemplo:

a) Que los equipos que se utilizan no se verifican, en cuanto su calibración (que la longitud de onda que pasa por la muestra corresponda con la que marca la perilla) y sensibilidad (que puedan reproducir el coeficiente de absortividad molar). Para resolver este problema hay varias posibilidades, una que calibren y verifiquen su equipo, otra que establezcan un factor adecuado para su equipo y no utilicen el que señala el fabricante.

b) Que cuiden que al iniciar las lecturas de la absorbancia, tanto los reactivos como la muestra estén a la temperatura de medición, que sólo podrá ser de 25, 30 o 37o C. Para esto se necesita incubarlos previamente a esa temperatura.

c) Que verifiquen que en la celda de reacción, realmente se tiene la temperatura deseada. Nos ha tocado ver equipos con ateroesclerosis, que tienen un baño de agua que surte agua a una camisa que rodea a la celda, en los cuales no circula el agua por taparse, y que da como resultado que el baño esté a la temperatura deseada pero no la celda. También hemos encontrado equipos semejantes a los descritos, con el síndrome de las mangueras largas, en los cuales las mangueras largas sirven como radiadores y esto provoca que mientras que en el baño se tiene la temperatura deseada, en la celda está hasta en 4o C menos, aquí la solución es acercar el baño al equipo, tanto como se pueda y acortar las mangueras y si hace frío, incluso será necesario tener el baño a una temperatura mayor, para que en la celda se alcance la temperatura deseada.



1.-En una reunión en Monterrey N.L. a la que nos hicieron el honor de invitarnos, un compañero nos reclamó el hecho de que cobremos por participar en el PECEL, cuando nos patrocinan dos casas comerciales. Esta es una evidencia más, de que muchos compañeros no se toman la molestia de leer estas notas, ya que la razón la hemos explicado mes con mes (ver punto 3 de los comentarios DEL CICLO 9502). Esto es muy significativo y estamos seguros que muchos de los problemas de mala calidad, también se deben a que no leen los instructivos de las técnicas, ni los manuales de los instrumentos.



5.- La problemática de la LDH y la AML, que estamos estudiando desde hace meses, sigue siendo interesante, basta con reunir los resultados de laboratorios que utilizan un mismo método, para poner de manifiesto que hay problemas, los resultados de este mes con los reactivos de Lakeside, son los siguientes.

LDH-Lakeside: 250, 233, 268, 295, 182, 252, 260, 223, 277, 272, 231, 246, 205, 297, 274, 298, 268, 268, 260, 260, 214, 240 y 175.

AML-LAKESIDE: 412, 406, 182, 310, 405, 168, 347, 259, 197, 137, 326, 33, 383, 278, 214, 173, 412, 412, 405, 405, 410, 414 Y 319.

Para la LDH, la situación se aclara un poco, no nos queda duda de que los laboratorios que reportaron datos menores de 200 U/L deben revisar su sistema, su método, su factor, su temperatura etc. porque son mucho más bajos que el resto. Cabe mencionar una anécdota que nos contó recientemente un compañero de Guanajuato, que al revisar su sistema encontró que el programa de análisis de su equipo semiautomatizado era incorrecto.

Para la AML, lo que vemos es una gran dispersión que sugiere diferentes problemas en los laboratorios, sin embargo, en la tabla no encontramos diferencias importantes en los valores de referencia de las diferentes presentaciones de Lakeside, que nos pudiera explicar diferencias en los resultados.

MARCA

OPTIMIZADO POR

REACTIVOS CONC.EN mmol/L

pH VAL.DE REF. A 37ºC

LAKESIDE MONOTEST B AMILASA PNP

NO OPTIMIZADO (NO BLOQUEADO)

FOSFATOS NaCl P-NITROFENIL- MALTOHEPTAOSIDO GLUCOSIDASA

100 50 5 >30U/mol

7.1 220 U/L

LAKESIDE OPTIMIZADO AMILASA PNP

NO OPTIMIZADO (NO BLOQUEADO)

FOSFATOS NaCl P-NITROFENIL- MALTOHEPTAOSIDO GLUCOSIDASA

100 50 4.7 >23U/mol

7.1

220 U/L

LAKESIDE AMILASA EPS

NO OPTIMIZADO (BLOQUEADO)

HEPES 4,6-ETILIDENO- G7PNP GLUCOSIDASA

2.8 >23 U/ml

?? 220 U/L

MERCK AMILASA

NO OPTIM. (Street Close)

FOSFATOS NaCl AMILOSA

20 15 0.2g/L

7.1 54-308U/L

BAYER DIAG AMILASA TECHNICON

NO OPTIMIZADO

AMORTIGUADOR P-NITROFENIL-D- MALTOHEPTAOSIDO GLUCOSIDASA GLUCOAMILASA

?? 144 >23000U >9000 U

?? 16-108U/L

Estos son los datos que hemos podido resumir de los insertos o instructivos que nos han hecho favor de enviar. Si tiene métodos diferentes, le agradeceremos que nos los envíe.



5.-Estudio de la calidad de la AML. Los resultados de este ciclo, en laboratorios que utilizan reactivos de Lakeside son:

No.LAB. RESULTADO

U/L EQUIPO No. LAB. RESULTADO

U/L EQUIPO

31 446 HITACHI 90 166 GILFORD 113 402 HITACHI 125 154 COLEMAN 134 438 HITACHI 503 386 BECKMAN 493 455 HITACHI 83 337 ?? 82 356 BM4010 168 298 ?? 111 280 BM4010 176 85 ?? 184 413 MICROLAB 188 133 ?? 238 212 MICROLAB 292 243 ??

* Los resultados de los equipos Hitachi no son muy diferentes entre

si, en cambio, nótese como difieren los datos de los BM4010 o los de los Microlab.

* Los resultados entre los equipos no identificados por los

participantes, difieren enormemente, y es probable que las temperaturas de medición que tampoco nos informan, no sean de 37ºC, lo que explicaría en parte las diferencias.

Estas observaciones indican que coexisten varios problemas en la medición de la AML y en la evaluación de su calidad, situación que seguramente se presenta también en otros componentes, por ejemplo: 1.-No es posible medir a 37ºC en un Coleman. Al respecto hay que

recordar que por cada grado de temperatura, se modifica la actividad de las enzimas, en aproximadamente un 10%.

2.-La diferencia entre equipos semejantes, puede ser explicada porque

se usan factores inadecuados para el instrumento. Al respecto, recomendamos que cada laboratorio establezca el factor de su equipo. ¿Como?. Con un estándar de enzima o cuando menos, con un control valorado. Por ejemplo, si el estándar tiene 140 U/L de AML y el incremento de la absorbencia por minuto es 0.04, entonces el factor será de 140/0.04=3500, Es decir que se establece como el de cualquier otro analito, con la diferencia de que se utiliza el incremento de absorbencia, en lugar de la lectura final. Evidentemente que las muestras deben ser analizadas en igualdad de circunstancias (volumen de muestra y reactivo, tiempo de incubación, etc.), para que el factor sea valido.

Les recordamos que el factor de un instrumento depende del tamaño de la celda y del coeficiente de extinción molar del cromóforo. El tamaño de la celda de distintos equipos puede diferir y, en consecuencia, también será diferente el factor de cada uno. En teoría, el coeficiente no debe cambiar si se usa una celda del


mismo tamaño, en diferentes equipos, sin embargo, si los equipos no están bien calibrados; si el instrumento tiene un ancho de banda amplio o si la sensibilidad del instrumento es baja por desgaste de la lámpara o del detector, entonces, en la práctica, el coeficiente será diferente entre los equipos utilizados.

Dedicamos mucho espacio para este punto, porque es de la mayor importancia, les suplicamos que lo estudien; que lean el artículo No 1 del PECEL, y nos consulten si aún tienen dudas.

3.-Evidentemente que la gran dispersión de los resultados de los laboratorios, afecta la evaluación externa de la calidad, sobre todo porque son pocos los datos y la media de consenso se desplaza cuando hay más valores bajos que altos o viceversa. Conocemos los resultados del control interno de la calidad de varios equipos Hitachi, y sabemos que no tienen problemas importantes en su calidad, razón por la que sugerimos que los laboratorios con valores inferiores a los de esos equipos, revisen su sistema, establezcan su factor y cuiden la temperatura de reacción.

Sabemos que cambiar un equipo como el coleman, por otro que regule la temperatura y digital, no es sencillo y mientras que lo hacen, podrían realizar la reacción en la misma celda de lectura, mantenerla a 37ºC y sacarla del baño, sólo para leer, con lo que seguramente mejorarán, también sugerimos que con las medidas propuestas, intenten reproducir los valores esperados de sueros valorados.


1.-Una noticia: este ciclo iniciamos, junto con la QBP Rosa María Sánchez Manzano, del Departamento de Parasitología de la ENCB, la sección de Control de la Calidad en Parasitología.

Estamos enviando una muestra de materia fecal, que les solicitamos analicen conforme a su método de análisis coproparasitoscópico habitual. Pedimos que nos informen el resultado y que señalen el método utilizado en el renglón correspondiente, de la hoja de resultados; además, que nos envíen por fax la técnica utilizada.

2.-Les recordamos que en los métodos LDHP y LDHL, la L o la P del final, indica que la reacción va de Lactato a piruvato o viceversa.


COMENTARIOS DEL CICLO 9507 DEL PECEL 1.-Como saben, en el ciclo pasado iniciamos la sección de evaluación

de la calidad en Parasitología. Informaron 187 laboratorios y los resultados fueron muy interesantes. Sólo 9.6% encontró Ascaris lumbricoides, que fue con lo que la muestra se inoculó (contenía 1200 huevos por gramo de heces).

Encontramos una gran diversidad de variantes en las técnicas que nos enviaron, tanto en el fundamento como en los pasos de cada una, aunque la más utilizada fue la de flotación. Para esta técnica encontramos que centrifugan desde uno hasta cinco minutos, y con velocidades que van desde 1000 hasta 3000 r.p.m..

Cabe señalar que este problema ya ha sido estudiado en otros países y decidimos aprovechar la experiencia del National Committee for Clinical Laboratory Standards y enviarles la técnica propuesta por ellos, a la que denominaremos Técnica del NCCLS para coproparasitoscópico, que es de flotación y utiliza Sulfato de Zinc. La técnica de Faust ha sido modificada tanto que el mencionar que se usa “Faust” no da información clara de los que se hace.

En la técnica del NCCLS, que encontrarán al final de estos comentarios, podrán notar algunos aspectos importantes como son: a) La velocidad de centrifugación se expresa en número de veces la gravedad (g), y cada laboratorio debe utilizar las r.p.m. necesarias para lograr 500 g. b) Para aumentar la eficiencia del estudio, es necesario leer tanto el sedimento como la película superficial.

El NCCLS no indica el material adecuado para tamizar la muestra, pero nuestra experiencia es que si se usa gasa se adhieren en ella, quistes y huevos de diferentes parásitos, por lo cual sugerimos utilizar malla de plástico.

En los siguientes ciclos revisaremos otros aspectos que podrán ser de utilidad para aumentar la eficiencia del coproparasitoscópico. Les agradeceremos que nos hagan saber sus dudas, por fax, ya que nuestro equipo de parasitólogos están dispuestos a responderlas. También les agradeceremos sus comentarios y sugerencias.

2.-Acerca de las mediciones enzimáticas, les narraremos una bellísima experiencia, que tuvimos en el curso de Control de Calidad que estamos impartiendo en la Especialidad Química Clínica de Querétaro.

Utilizando un equipo Microlab y reactivos optimizados, los alumnos midieron LDH y TGP en sueros control valorados de niveles normal y patológico. De acuerdo al instructivo del fabricante, determinaron el ∆E/min y lo multiplicaron por el factor señalado en el mismo instructivo. El porcentaje de error, con respecto al valor esperado en los sueros fue de 18% y 12%, respectivamente.

Para cada enzima y utilizando el mismo equipo y reactivos, midieron los ∆E/min, en un multicalibrador. Dividiendo la


actividad enzimática señalada en el inserto del multicalibrador, entre el ∆E/min correspondiente, establecieron los FACTORES del instrumento.

Al multiplicar el ∆E/min de los sueros control valorados, por los FACTORES del instrumento se logró disminuir el porcentaje de error hasta un 2% y 0.5%.

Esto provocó una gran admiración y un compañero exclamó “que cosa tan maravillosa es esto de los calibradores”, otro dijo “y yo ni siquiera sabía que existieran calibradores para enzimas”.

Cabe señalar que la experiencia no pudo ser reproducida con un equipo Coleman digital, ni siquiera corrigiendo la actividad por temperatura (multiplicando por un factor de corrección). Este equipo muy probablemente no tiene la sensibilidad requerida.

Ambas experiencias nos recuerdan las recomendaciones para mediciones enzimáticas, que son el que se usen celdas cuadradas y termorreguladas, en equipos con ancho de banda pequeño.


TÉCNICA DEL NCCLS PARA COPROPARASITOSCÓPICO El procedimiento de flotación permite la separación de quistes de protozoarios y huevos de helmintos de la materia fecal, mediante el empleo de un líquido de alta densidad. Los elementos parasitarios son recuperados en la película superficial y los desechos permanecen en el fondo del tubo. Esta técnica deja una preparación más limpia que los procedimientos de sedimentación; sin embargo, la mayor parte de los huevos de helmintos (huevos operculados y/o huevos muy pesados, como los infértiles de Ascaris) no flotan; por lo tanto no se observan en este método. Si se aumenta la densidad del sulfato de zinc pueden flotar, pero se distorsiona la morfología de los organismos presentes y no se recomienda para el análisis de rutina. Por lo tanto, para asegurar la detección de todos los parásitos se debe examinar la superficie y el sedimento. REACTIVOS: Solución acuosa de Sulfato de Zinc d=1.18. Disolver 330 g de Sulfato de Zinc en aproximadamente 670 mL de agua destilada, con ayuda de un agitador magnético (de preferencia). Ajustar la densidad a 1.2 cuando se trabajen muestras fijadas en formol o a 1.18 cuando se trabaje con muestras frescas. La densidad de la solución debe verificarse cuando menos una vez al mes. PROCEDIMIENTO: 1.-Tamice aproximadamente 1 g de materia fecal con solución salina

fisiológica (0.85%). 2.-Pase a un tubo de centrifuga y centrifugue 10 min a 500 g NOTA : La g es el número de veces la gravedad y se debe determinar la velocidad de cada centrífuga en rpm, para lograr 500 g, para lo cual se mide la distancia del eje de la centrífuga al fondo del tubo (cm), sin importar si es de ángulo fijo o de columpio y se consulta la siguiente tabla.

RADIO r.p.m. RADIO r.p.m. 10 2100 20 1500 11 2050 21 1450 12 2000 22 1400 13 1850 23 1400 14 1800 24 1350 15 1700 25 1300 16 1650 26 1300 17 1600 27 1250 18 1550 28 1250 19 1500 29 1200

3.-Decante el líquido sobrenadante. 4.-Resuspenda el sedimento del fondo del tubo con 1-2 ml de sulfato

de Zinc. 5.-Lleve el volumen hasta 2-3 mm antes de la orilla del tubo, con el

sulfato. 6.-Centrifugue 1 minuto a 500 g.


7.-Deje reposar por 2-3 minutos. 8.-Sin sacar los tubos de la centrifuga, tome con una pipeta Pasteur

una o dos gotas de la PELÍCULA SUPERFICIAL o con una asa bacteriológica.

9.-Coloque la muestra sobre el portaobjetos y añada una gota de lugol.

10.-Decante el sobrenadante y con la misma pipeta Pasteur o con el asa, tome una muestra del sedimento y añada una gota de lugol.

11.-REVISE AL MICROSCOPIO AMBAS PREPARACIONES. Bibliografía NCCLS 1993. Procedures for the Recovery and Identification of

Parasites from the Intestinal Tract; Proposed Guideline. Document M28-P, December 13; vol. 20:26-29.

COMENTARIOS DEL CICLO 9508 DEL PECEL 2.-De nuestras visitas de trabajo a los laboratorios, les narraremos

una experiencia interesante. Nos invitaron a visitarlos porque la bilirrubina indirecta se

notaba alta, tanto en controles como en pacientes y no habían podido resolver el problema.

Llevamos dos controles y un calibrador y confirmamos que efectivamente, la BD daba el doble del valor esperado.

El programa de análisis del autoanalizador (Dacos de Coulter) decía que la calibración de la BD era subordinada a la de la bilirrubina total y tenía un factor de corrección de 0.82.

Con base a la experiencia que hemos tenido con otros equipo, que al modificar el factor de corrección (en equipos Hitachi) o introducir datos de pendiente e intercepto (en equipo Kodak), se afectan los resultados inmediatamente, decidimos modificar el factor a 0.41. El reanálisis de los materiales no mostró ningún cambio, sin embargo, desconcertados decidimos recalibrar ambas bilirrubinas y reanalizar. Sorpresivamente, ahora sí se modificaron los resultados de BD, pero en lugar de disminuir aumentaron al doble.

La solución fue inmediata, modificamos el factor de corrección a 1.84, recalibramos ambas bilirrubinas y pudimos reproducir casi exactamente los valores esperados en los tres materiales.

La experiencia es que el factor de corrección sólo entra en funciones cuando se calibra el analito, a diferencia de otros equipos en los que el cambio es inmediato. Por otro lado, el factor de corrección divide en lugar de multiplicar, como sucede en la mayoría de los instrumentos.


COMENTARIOS DEL CICLO 9509 DEL PECEL 2.-De la sección de Química Clínica, les comentaremos la experiencia

de una lindísima, agradable y responsable compañera. Ella recibió sus resultados del ciclo 9708 y observó una terrible puntuación en varios componentes (PIV de 200-250). Nos llamó alarmada, señalándonos que su control de calidad interno le señalaba que no había problemas. La tranquilizamos pidiéndole que investigara otros factores, como la manera en que manejaban el control. Ella conservaba en su congelador el suero correspondiente a los resultados con problemas y confirmó que al manejarlo adecuadamente, podía reproducir los valores del consenso que señalaba el PECEL. Su conclusión es que el suero líquido de Beckman necesita dejarse que alcance la temperatura ambiente y agitarse suave y eficientemente, es decir que se deben seguir las recomendaciones del fabricante para que sea realmente útil.

Esta experiencia nos permite insistir en que las muestras control deben tener un tratamiento especial y cuidadoso, siguiendo las instrucciones para su uso, pero también insistimos en que una vez que se va a analizar, debe recibir un tratamiento idéntico al de cualquier muestra de paciente (obviamente que las muestras de pacientes también se deben tratar con mucho cuidado).

3.-De la sección de Parasitología tenemos los siguientes comentarios. a) En la tercera muestra problema, el número de laboratorios que

acertaron fue de 52 (28.2%), de un total de 184 laboratorios. La muestra contenía 3 parásitos diferentes: Ascaris lumbricoides,

Entamoeba histolytica y Entamoeba coli. b) Sólo 3 laboratorios encontraron Ascaris lumbricoides, lo cual nos

señala que en la mayoría de los laboratorios no se está revisando el sedimento, como se sugirió en los comentarios del ciclo 9207, insistimos en que en la técnica de flotación no se aprecian siempre los huevecillos grandes como los de algunos helmintos y que en la observación directa es baja la probabilidad de acertar. Les suplicamos leer las notas del ciclo señalado.

c) En este ciclo les anexamos las instrucciones para medir el campo de su microscopio, que ayudará a establecer el tamaño de las estructuras observadas (leucocitos, parásitos etc.). Para esto se necesitan una escala ocular y un portaobjetos graduado que cuestan aproximadamente N$140.00, y que les servirán permanentemente.

El conocer el tamaño de los parásitos, sus quistes, huevecillos, o estructuras, ayuda a identificarlos.

d) Se consideraron no acreditados los laboratorios que sólo reportaron E. coli o E histolytica, ya que la muestra contenía ambos y nos parece de la mayor importancia el que se puedan distinguir los quistes de estas amibas, ya que una no es patógena y la otra sí.

Como saben, los quistes de E. coli son más grandes, generalmente contienen un mayor número de núcleos y estos son pequeños. En


nuestra experiencia, si imaginariamente se alinean los núcleos a lo largo del diámetro del quiste, caben cinco núcleos aproximadamente. Por otro lado, los quistes de E histolytica son más pequeños, tienen menos núcleos y si imaginariamente se alinean los núcleos a lo largo del diámetro, caben aproximadamente tres.

e) Otra observación importante es que hay errores en la escritura de los nombres técnicos, ya que informaron E. histolitica, E. Hystolitica.

COMENTARIOS DEL CICLO 9510 DEL PECEL 3.-En un ciclo en el que se utilizó suero liofilizado (Precinorm) se

observó un efecto de matriz interesante : Los sueros del PECEL en ese laboratorio normalmente se analizan

en dos equipos automatizados, uno de química húmeda y otro de química seca. Como siempre, se hidratan los sueros con el máximo de cuidado, pero una vez reconstituidos se procesan sin trato preferencial, es decir que se analizan como si se tratara de cualquier muestra problema y se informan al PECEL los resultados obtenidos (sin maquillaje) en ambos equipos. Los resultados de urea, en el equipo de química húmeda fueron casi del doble de los obtenidos en el de química seca. La evaluación fue buena para el primero y mala para el segundo (PIV=-400). Preocupados por el hallazgo, se cuantificó urea, en ambos equipos, en varias muestras de pacientes y en sueros control semejantes a los utilizados en la evaluación externa. La tranquilidad llegó cuando se demostró que las diferencias no eran significativas entre los resultados de los pacientes y se reprodujeron las diferencias informadas al PECEL en el suero control. El efecto también se presenta en el Precipath.

MORALEJA Los efectos de matriz se pueden presentar entre equipos de

tecnología diferente, y aún de tecnología semejante. Por esa razón, cuando hay contradicción entre los resultados de

la EEC y el CCI, antes de aceptar ciega y dogmáticamente los resultados de cualquiera de los dos sistemas, se debe investigar exhaustivamente si en realidad hay un problema, antes de tomar cualquier acción correctiva.

4.-De la sección de PARASITOLOGÍA tenemos los siguientes comentarios. a) La cuarta muestra problema contenía huevecillos de Fasciola

hepática, que miden de 130 a 150µ de diámetro. Por su gran tamaño no flotan y sólo pueden ser observados en el sedimento. Los huevecillos se pueden confundir con los de Paragonimus mexicanus por morfología pero no por tamaño, ya que los de Fasciola son más grandes (ver notas del ciclo 9508).

Sabemos que este parásito se encuentra en borregos, vacas, caballos y puede encontrarse en el hombre. En nuestro país la fasciolosis humana no es considerada un problema de salud pública


ya que la prevalencia en humanos es baja, aunque con frecuencia no es diagnosticada por inexperiencia. Algunos pacientes reportan cólicos en la zona hepática, fiebre, escalofríos y alguna ligera ictericia, el diagnóstico se realiza por pruebas inmunológicas y por el hallazgo de huevos en heces (una fasciola adulta es capaz de producir entre 8,000 y 25,000 huevos diarios). Se han reportado casos humanos en Morelia, Queréndaro y Tulancingo.

b) Para evitar la posibilidad de que al mezclar materia fecal de diferentes fuentes, algún laboratorio pudiera observar estructuras de parásitos, presentes en baja concentración, y que no pudieron observar otros laboratorios. En este ciclo y los siguientes, se utilizará material sin parásitos y de un sólo donador.

7.-(HEMATOLOGÍA) A pesar de que esta sección apenas comienza, ya está dando frutos. Un ejemplo de esto es la experiencia de un compañero de Toluca. El solicitó a sus diferentes analistas, que realizaran una cuenta diferencial en misma laminilla de la sangre problema que les enviamos y, !!! OH SORPRESA CUANTA DIFERENCIA ¡¡¡¡. Indudablemente que eso es lo normal, pero lo importante es que una vez descubierto el problema, se preocupen por estudiar el tema y uniformizar criterios, con lo cual se resolverá el problema.

COMENTARIOS DEL CICLO 9511 DEL PECEL 1.-De la sección de QUÍMICA CLÍNICA, queremos compartirles una

observación que hicimos en los resultados de este ciclo y que es sin duda alguna, uno de los hallazgos más importantes a lo largo de los cinco años que ya cumplió el PECEL.

En el histograma notamos que hay una columna sobresaliente en el extremo de resultados altos. Imprimimos una tabla de los resultados de glucosa de cada laboratorio y notamos que 28 laboratorios informaron cifras de glucosa mayores de 500 mg/dL, y de ellos, 11 rebasaban los 1000 mg/dL. Cabe hacer notar que las medias de consenso para el suero utilizado fueron de 282 mg/dL con el método de la Hexocinasa-UV y 276 mg/dL con el método de la Glucosa oxidasa-PAP.

Preocupados por esos resultados claramente diferentes revisamos el método utilizado y el tipo de laboratorios involucrado y ¡¡¡¡SORPRESA!!!! la mayoría utilizó el método de la o-toluidina y pertenecen a la misma institución (cumpliendo con nuestra obligación de mantener la confidencialidad, aún en este caso de emergencia no revelaremos públicamente el nombre).

No nos cabe la menor duda de que hubo un error en la fabricación o conservación del estándar o de los reactivos que utilizaron.

A los laboratorios que están en esa situación les sugerimos lo siguiente : a) que consigan o preparen otro estándar (basta con pesar 100 mg de glucosa y disolverlos en 100 mL de agua destilada); b) que analicen el estándar que tenían y el nuevo,


simultáneamente con uno o dos sueros control de valores conocidos y algunos pacientes. c) que calculen dos resultados de cada suero control y de pacientes, uno frente a cada estándar. Con esto podrán descubrir lo que suponemos “el estándar que tienen está muy degradado o mal preparado”, y en consecuencia los resultados de sus pacientes, controles y el problema del PECEL dan muy altos.

Pensamos que esta observación es de la mayor importancia, ya que de tener razón, todos sus pacientes están dando resultados francamente anormales.

Les suplicamos que realicen las pruebas sugeridas y nos comenten sus resultados a la brevedad incluyendo también la marca de reactivos que utilizaron. Les prometemos hacer un resumen de los datos e informarles de manera individual, señalándoles cuales son los otros laboratorios que comparten el problema.

Consideramos que esto propiciará una acción correctiva inmediata, si lo hacen del conocimiento de las autoridades competentes.

En las próximos comentarios les platicaremos el desenlace de esta, que parece telenovela pero que es absolutamente real. Esperamos que los compañeros involucrados se animen y participen en la solución de este problema que afecta a casi el 10% de los laboratorios que informaron resultados este mes.

En otra ocasión descubrimos un lote de estándar de hemoglobina mal preparado y que utilizaban los laboratorios de una institución.

4.-La experiencia señalada en los comentarios anteriores, de que la misma laminilla leída por diferentes analistas dio resultados muy distintos. Ha sido reproducida por otros laboratorios con resultados semejantes.

Preocupados por esa situación, nos dimos a la tarea de realizar muchas cuentas diferenciales en la misma laminilla y encontramos diferencias importantes, por ejemplo en una cuenta había 56% de segmentados y 38% de linfocitos y en otra de las cuentas se invertían las cifras.

Después de muchas cuentas diferenciales y muy distintas, decidimos hacer un recorrido científico por la laminilla, al que denominamos VIAJE A LA HEMAZONIA.

Como no tenemos micrómetros y deseábamos saber el tamaño del terreno a recorrer, utilizamos las coordenadas del microscopio (que tienen vernier). Localizando un elemento celular del extremo izquierdo y desplazándolo hasta el extremo derecho, pudimos saber por diferencia de las coordenadas, que el campo de seco débil mide aproximadamente 1.5 mm, el de seco fuerte 0.5 mm y el de inmersión mide 0.2 mm. La laminilla mide 75X25 mm, lo que nos da una superficie de 1825 mm2 . Considerando estas medidas logramos determinar que en una laminilla hay 1060 campos de seco débil, 9500 de seco fuerte y 59600 de inmersión. Como se colocaron 5 µL de sangre, en una superficie aproximada del 60% de la laminilla y


la cuenta fue de 5000 leucocitos por µL, esperábamos aproximadamente 0.7 células blancas por campo.

Ante la imposibilidad de contar todos los campos posibles de una laminilla, decidimos hacer un muestreo sistemático, leyendo una diferencial cada 5 mm, a lo ancho de la misma, empezando desde un borde de células hasta el otro y regresando, cuando fue necesario, por un campo adyacente (en greca).

Los resultados fueron sorprendentes; las poblaciones de linfocitos y segmentados cambiaron considerablemente, invirtiéndose las proporciones como podrán observarlo en la tabla y gráfica que se anexa. También tuvimos el cuidado de anotar las coordenadas de inicio y final del recorrido necesario para contar 100 células y pudimos observar que en los extremos de la laminilla se necesitaba recorrer casi 40 mm por 25 mm en el centro de la laminilla; esto sugiere que en el centro de la laminilla había una mayor cantidad de leucocitos que en los extremos.

En tres cuentas de todas las células encontradas, desde el extremo izquierdo hasta el derecho de la preparación, en las coordenadas 5, 15 y 22 (de los 25 mm que mide la laminilla). También encontramos diferencias en el porcentaje de las células.

Los resultados pudieron ser reproducidos por diferentes personas, aunque nos dimos cuenta de que teníamos diferencias de opinión acerca de los criterios para distinguir algunas células, como los linfocitos grandes Y los monocitos, razón por la que les incluimos los criterios de diferentes autores.

Los resultados nos emocionaron tanto que decidimos ser escépticos y leímos de igual manera una laminilla de otra muestra (que contenía 38% de eosinófilos); esta mostró un patrón de distribución distinto, ya que los linfocitos aumentaron su proporción al alejarse del punto de aplicación, mientras que en la primer muestra fue a la inversa. Esto nos desanimó un poco y nos señala que es necesario estudiar el patrón de distribución de distintas muestras y con diferentes proporciones de cada una de las células, antes de sacar conclusiones.

Sin embargo, los resultados sugieren que la distribución de las células cambia considerablemente a lo largo y a lo ancho de la laminilla, lo que puede explicar en parte, las importantes diferencias observadas entre distintos laboratorios.

Analizando detenidamente los resultados de la tabla y gráfica anexa, se aprecia que hay una zona entre los 25 y 40 mm (el punto de aplicación de la sangre a la izquierda), en donde las proporciones de las células son semejantes e incluso se parecen a los valores de consenso de todos los laboratorios con método manual (linfocitos 44.9% y segmentados 50.9%).

Tomando en cuenta la observación anterior, les sugerimos que en la muestra problema de este ciclo sea leída en esa zona y que uniformicemos la manera de recorrer la laminilla, de acuerdo al siguiente esquema.


COMENTARIOS DEL CICLO 9512 DEL PECEL 7.-De la sección de PARASITOLOGÍA tenemos los siguientes comentarios: a) En el ciclo 9510, la muestra problema contenía huevecillos de

Fasciola hepatica. En los comentarios se señaló que eran tan grandes que ocupaban aproximadamente un 30% del campo de seco fuerte y que varios compañeros asistentes los vieron, pero que por el tamaño no creyeron que se tratara de un huevecillo e informaron NEGATIVO. La muestra de este ciclo 9512 contenía lo mismo y, nuevamente los resultados señalan que aún tenemos problemas en la búsqueda de estos huevecillos que no flotan y sólo se observan en el sedimento. Preocupados por esta situación, se revisaron 5 muestras sobrantes, después de 20 días de haber sido preparadas y ahí estaban los huevecillos.

b) Insistimos en que es necesario uniformizar la técnica y en la conveniencia de adoptar la recomendada por la NCCLS, que les enviamos con los comentarios del ciclo 9507, también recomendamos que revisen la morfología de huevecillos, a escala, que les enviamos con los comentarios del ciclo 9508.

c) Si les resulta imposible adoptar la técnica de la NCCLS, les recomendamos que para el Faust adopten al menos las siguientes recomendaciones de la NCCLS: lavar una sóla vez, centrifugar un minuto a 500g y LEER TANTO LA PELÍCULA QUE FLOTA COMO EL SEDIMENTO.

9.-CIFRAS RECORD. En varias ocasiones, nos hemos enfrentado a reclamos injustificados y absurdos de algunos médicos, que dicen que un resultado está mal sólo porque no lo consideran posible. Por ejemplo, recientemente nos reclamaron que una LDH de 900 U/L era imposible y en otra ocasión nos decía un médico que 3000 mg/dL de triglicéridos era una cifra incompatible con la vida.

Tomando en consideración estas experiencias, decidimos iniciar esta sección, a la que les invitamos a participar, enviando aquellas cifras confirmadas (con dilución) que rompan el récord implantado, ya que estamos seguros que será interesante y útil para convencer a esos médicos incrédulos.

Los siguientes datos son de este mes y fueron observados por mis compañeros, a los que ofrecí una recompensa de N$20.00 por cada cifra récord comprobable y que sobrepasara una cifra basal que fijamos en conjunto (pagué N$200 este mes).

CIFRAS RÉCORD AL MES DE NOVIEMBRE DE 1995 COMPONENTE CONCENTRACIÓN SEXO EDAD CONDICIÓN GLUCOSA 629 mg/dL M 91 CONSCIENTE CREATININA 25.6 mg/dL M 27 CONSCIENTE COLESTEROL 648 mg/dL M 35 CONSCIENTE TRIGLICÉRIDOS 5022 mg/dL M 35 CONSCIENTE GGT 1194 U/L M 48 CONSCIENTE POTASIO 2.4 meq/L

12.0 meq/L F M

GRAVE GRAVE


La cifra de 12.0 meq/L fue confirmada pero pensamos que es debida a alguna interferencia en la muestra, ya que es alarmantemente alta. El equipo utilizado es de ion selectivo y la muestra no estaba hemolizada.

COMENTARIOS DEL CICLO 9601 DEL PECEL 2.-De la sección de parasitología tenemos los siguientes comentarios A) En el ciclo 9601 la muestra contenía huevecillos de Dipylidium

caninum. Lamentablemente, ningún laboratorio lo informó (nueva cifra récord 100% de no acreditados). Estos huevecillos se parecen a los de otros céstodos como los de los géneros de Hymenolepis y Taenaia, sin embargo, sí se pueden distinguir por su tamaño.

B) El Dipylidium caninum sí parásita al humano, principalmente a niños. En el laboratorio, lo común en esta parasitosis es que se vean proglótidos en la materia fecal, sin embargo, también se pueden observar huevecillos.

4.-De la sección de Química Clínica y del hallazgo del ciclo 9511, en que 28 laboratorios informaron cifras de glucosa muy elevadas (3 o más veces el valor esperado). Les informamos que a estos laboratorios les enviamos otro frasco del mismo lote utilizado y nos confirmaron que se obtienen cifras muy altas de glucosa. Este es sin duda un efecto de matriz, que al parecer sólo se presenta con la técnica de o-toluidina.

COMENTARIOS DEL CICLO 9602 DEL PECEL 2.-Al platicar con las autoridades de Merck México S.A., nos

comentaban que varios de sus usuarios se quejan de salir mal en el PECEL, específicamente en AML.

Analizando la situación, encontramos que es posible que esto se deba a que utilizan un nuevo método, que es denominado αα-Amilasa CNPG3 Biotrol, cuyos resultados difieren de los de otros métodos, a juzgar por los valores de referencia que son de 0 a 74 U/L. Además de que no está incluido en la tabla de métodos y en consecuencia los resultados se comparan con la media de consenso del grupo otros métodos “0”, en el cual es poco probable salir bien evaluado, aún si se tiene buena calidad. En relación al mismo tema y como podrán leer en la nueva sección PLATICAME UN ARTÍCULO, que se incluye en estos comentarios, este método ha sido señalado por la Federación Internacional de Química Clínica como el candidato más viable para ser el método de referencia. Con la lectura del artículo señalado nos interesamos mucho en ese método y al revisar la información técnica, encontramos varios aspectos interesantes, relacionados también con los comentarios del ciclo 9404, acerca del progreso tecnológico para medir AML.


a) Dicho método utiliza como substrato un maltotriósido (tres glucosas unidas), lo que limita el que la enzima actúe al azar, como sucede con su substrato natural, el almidón, o con otros substratos artificiales como los maltoheptaósidos.

b) La técnica de análisis es muy sencilla (dos pasos), lo que puede contribuir a la calidad de la medición.

c) La estabilidad del reactivo, una vez hidratado es de tres meses, lo que permite a los laboratorios pequeños realizar esta determinación sin un costo elevado.

Por todas estas razones decidimos incluirlo en la tabla de métodos, como No 6 αα-Amilasa CNPG3. De manera que a los usuarios de este reactivo les pedimos que indiquen el No 6 en la hoja de resultados.

3.-De la sección de QUÍMICA CLÍNICA les comentamos lo siguiente: a) Nos preocupan mucho los altos valores del PIV que seguimos

observando en la medición de enzimas. Estamos convencidos que esto se debe en gran parte a que se siguen utilizando métodos antiguos, que han sido superados con creces por otros. Sabemos que a veces es difícil decidir que método utilizar, por falta de información, ya que aún de una misma marca se encuentran varias opciones, todas ellas con excelente presentación y, con frecuencia, lo que decide cual usar es el precio.

En este y los siguientes comentarios nos proponemos hacer un análisis serio y exhaustivo de las diferentes alternativas que hay en el mercado nacional, para cada una de las enzimas, que esperamos les sean de utilidad.

b) Conviene insistir en que para las enzimas AST, ALT, LDH-P, ALP, CK y GGT, se tienen disponibles los métodos optimizados por diferentes asociaciones como la IFCC, NVKC, DGKCH, SFBC, SCE, y SEQC. Estos métodos se han probado exhaustivamente y son muy recomendables, razón por la que sugerimos que la próxima vez que compren reactivos, sin importar la marca, se aseguren que se trata de métodos optimizados u optimados como les denominan.

c) Este año nos proponemos estudiar a fondo los problemas que afectan las mediciones de AML y ALP, cuyos resultados señalan problemas con todos los métodos evaluados en el programa. Les invitamos a participar activamente, enviándonos sus comentarios, sugerencias y la información que se les solicite.

d) En algunas entrevistas que hemos realizado con los proveedores de reactivos, les hemos preguntado la razón por la que siguen vendiendo reactivos para métodos obsoletos como el de Reitman y Frankel para la medición de AST y ALT, teniendo también en su catálogo los métodos optimizados. Responden que si ellos no los venden, otros lo harán y perderían clientes.

5.-De la sección de PARASITOLOGÍA tenemos los siguientes comentarios: a) A pesar del esquema de huevecillos de los diferentes céstodos,

enviado en el ciclo pasado, 16 participantes confundieron H. nana con H. diminuta.

b) En respuesta a algunas inquietudes, comentamos lo siguiente.


Para el tamizado de la muestra, se toma aproximadamente un gramo de materia fecal; se coloca sobre una malla de plástico o el colador del empaque; se adiciona poco a poco, aproximadamente 5 mL de solución salina fisiológica y se hace tamizar con ayuda de una varilla de vidrio de punta roma. Posteriormente se sigue la técnica NCCLS que se les envió anteriormente.

c) En las visitas de diferentes compañeros al Departamento de Parasitología se siguen descubriendo errores.

Se encontró que varios compañeros leían mal la escala del densímetro y que su solución de sulfato de zinc tenía una densidad de 1.08 en lugar de 1.18. Sugerimos que consideren esta experiencia y que tengan cuidado de realizar la lectura.

ARTICULO: ¿QUE MÉTODO UTILIZAR PARA LA MEDICIÓN DE AMILASA? REFERENCIA. Foo, A.Y., Amilase measurement-which method? Ann Clin Biochem 1995:32. La medición de amilasa ha sido usada para el diagnóstico de pancreatitis desde de la introducción del método clásico de Somogy en 1930. Desde entonces se han descrito casi 200 métodos para su determinación, sin embargo, la tendencia de la última década en enzimología, es el uniformizar los métodos de análisis. Muchos laboratorios usan como substrato, oligosacáridos de PM definido, sin embargo, un 8% sigue utilizando métodos manuales que utilizan almidón como substrato. El método más popular utiliza 4-nitrofenilmaltoheptaósido (PNP-G7) como substrato y las enzimas auxiliares α glucosidasa y β glucosidasa o glucoamilasa. Estas enzimas liberan 4-nitrofenol de los intermediarios. Las enzimas auxiliares hidrolizan aún sin amilasa, algo del substrato, liberando el cromóforo y en consecuencia producen una disminución de la estabilidad del reactivo y proporcionan una absorbancia inicial elevada. Este problema puede ser evitado mediante una modificación del extremo no reductor del substrato, mediante un agente bloqueador. Entre los grupos bloqueadores se han utilizado: etiliden- (EPS), benciliden- (B), silil- e isopropiliden-sin embargo, esas modificaciones pueden alterar la reactividad de la enzima con el substrato. Por ejemplo, con el reactivo bloqueado de Boehringer Mannheim (EPS-AML) se necesita un factor de 2.5 para corregir los resultados obtenidos con el reactivo sin bloquear. Esto provoca que se obtengan diferentes valores de referencia con los métodos que utilizan (PNP-G7) como substrato (Ver valores de referencia en la tabla). El panel de expertos en enzimas, de la Federación Internacional de Química Clínica (EP-IFCC) recomienda que se busque un método de referencia que reúna las siguientes características: 1. Que tenga una reacción de orden cero. 2. Que utilice un substrato definido que se hidrolice de manera que sus productos también sean definidos.


3. Que no se afecte por cambios en el pH, contenido de proteína y glucosa.

4. Que produzca un indicador estable en las condiciones de ensayo. 5. Que presente un cambio en la absorbancia que sea medible 6. Que tenga una fase lag menor de tres minutos. 7. Que no presente interferencia por la glucosa endógena. 8. Que el intervalo de medición sea mayor de cinco veces el límite de referencia.

9. Que sea un ensayo directo y preferentemente sin el uso de enzimas auxiliares.

El maltopentaósido es el substrato que a juicio de la EP-IFCC resulta como el mejor, desde un punto de vista teórico, sin embargo, ninguno de los laboratorios participantes en el UKNEAQAS lo utiliza. El método más atractivo por cumplir con los criterios mencionados, es el descrito por Winn-Dean. Este es un ensayo directo que utiliza 2-cloro-4-nitrofenil maltotriosa (CNP-G3) como substrato, que es degradado por la amilasa sin enzimas auxiliares, para liberar el cloronitrofenol.

COMENTARIOS DEL CICLO 9603 DEL PECEL 4.-De la sección de PARASITOLOGÍA tenemos los siguientes comentarios: a) Acerca de la figura del densímetro, que se incluyó en el ciclo

anterior, les informamos que tuvimos dos comentarios opuestos, uno, que se sintieron ofendidos por tratar cosas tan elementales, otro, que al recibirlo se dieron a la tarea de confirmar que lo estaban haciendo bien. Lo señalado fue basado en una experiencia que vimos, de un error colectivo en la lectura y, pensamos que debe ser como las leyendas de las tarjetas de crédito, SI USTED REALIZA LA LECTURA CORRECTAMENTE, LE SUPLICAMOS QUE HAGA CASO OMISO DE ESTE MENSAJE.

c) Este ciclo, la muestra contenía quistes de Endolimax nana y sólo 45 laboratorios acreditaron. Sin embargo, 36 laboratorios informaron Entamoeba histolytica, esto nos hace pensar que existe confusión en la diferenciación de estos quistes. En el ciclo 9509 señalamos que “los quistes de E histolytica son pequeños, tienen cuatro núcleos y si imaginariamente se alinean los núcleos a lo largo del diámetro, caben aproximadamente tres”. Por otro lado, el quiste de Endolimax nana es más pequeño que el de Entamoeba histolytica, es ovalado y los núcleos son más pequeños. En la coproteca contamos con muestras concentradas con ambos quistes y se pueden solicitar.

5.- De la sección de HEMATOLOGÍA: a) Les anexamos un resumen de un estudio de la variación inter e

intralaminilla, realizado por nuestros colegas y colaboradores de la sección de Hematología Especial, del Hospital de Especialidades del C.M. La Raza. Las laminillas utilizadas son semejantes a las que enviamos este ciclo, pero de otra sangre. En la misma hoja se resumen los resultados de un entusiasta


compañero, que voluntariamente realizó 20 cuentas diferenciales en la misma laminilla de este ciclo. También se presentan los resultados de 10 diferenciales de la laminilla de este ciclo, hechas por nuestro experto en hacer laminillas (quién tuvo que hacer 250 laminillas por diez días antes de darle el Vo.Bo.).

En nuestra opinión, se observa menos dispersión en las lecturas que en la laminilla hecha con la técnica en cuña. Seguimos esperando sus comentarios al respecto.

b) Por cierto que al evaluar los resultados de las 20 lecturas, que del compañero entusiasta, obtuvo los siguientes valores de PIV : Linfocitos=-61; Monocitos=+400; Segmentados=-12; Bandas=+25; Eosinófilos=-29; Basófilos=-17. Nuestro diagnóstico es que confunde algunos linfocitos (PIV negativo) con monocitos (PIV muy positivo) y que en los otros componentes no tiene problema.

c) Este mes les estamos enviando dos laminillas, una sin teñir y otra teñida. Les pedimos que realicen 3 cuentas diferenciales en cada una y esperamos que les sea de utilidad el poder comparar las lecturas de ambas. Quizá esto ayude a descubrir defectos en la tinción, a los compañeros que informan muchos eosinófilos, en muestras que no los contienen, como ha sucedido en ciclos pasados.

SECCIÓN RESUMEN DE UN ARTÍCULO REFERENCIA: EXACTITUD EN LA MEDICIÓN DE LA ACTIVIDAD ENZIMÁTICA. Dos décadas de desarrollo en la conmutabilidad de materiales de control para enzimas. Arch.Pathol.Lab.Med. (1993). 117:352-364. Los sueros control son ampliamente utilizados tanto en programas de control de calidad interno como externo, sin embargo, las propiedades de estos materiales puede diferir significativamente de las muestras de pacientes. Entre los aspectos más importantes se pueden señalar las diferencias en: a) especie de origen (no humano); b) los patrones isoenzimáticos; c) la integridad de la enzima; d) la matriz del material; e) se someten a liofilización; f) la adición de conservadores. Entre los métodos de análisis para las enzimas también existen diferencias importantes, por ejemplo: a) se utilizan diferentes substratos para una misma enzima; b) hay variaciones en la adición de cofactores metálicos u orgánicos; c) se utilizan diferentes concentraciones de substrato, amortiguadores, pH y temperatura de medición. La actividad puede cambiar con cada una de estas variaciones y diferir según el tipo de especimenes.


COMENTARIOS DEL CICLO 9604 DEL PECEL 5.-De la sección de QUÍMICA CLÍNICA les comentamos lo siguiente: En tres visitas de trabajo a diferentes laboratorios y en dos

conferencias que impartimos, una en Guadalajara y otra en Monterrey, pudimos observar que varios compañeros no están manejando bien el módulo de control de calidad de su equipo automatizado (Synchron CX), situación que probablemente se presenta en otros sistemas analíticos. Específicamente pudimos notar que varios compañeros no saben eliminar resultados de controles y no tienen criterios definidos de los datos que son eliminables. Para ejemplificar esto les comentaremos lo siguiente; hasta en las mejores familias llega a suceder que ocasionalmente algún compañero distraído (Ç*+&%$# etc.) invierte las copillas de los controles I y II ó I y III, la consecuencia es obvia y dramática ya que el CV de todas las pruebas se va hasta el cielo. ¿ESTÁ MAL EL EQUIPO?, definitivamente no. ¿se puede eliminar esos resultados?, no sólo se puede sino que se deben eliminar esos resultados.

LOS CRITERIOS PARA ELIMINAR O NO, LOS RESULTADOS DE UN CONTROL SE PUEDEN RESUMIR DE LA SIGUIENTE MANERA:

1) Si el resultado de un control nos dio la alerta de que algo andaba mal, se buscó la causa, se solucionó el problema y se confirmó que así fue, por reanálisis del control, además de que se verificaron los resultados de las muestras previas. Entonces se justifica plenamente la eliminación del resultado fuera de control, aunque debe registrarse en la bitácora del sistema, el problema y la solución.

2) Si el resultado de un control nos dio la alerta de que algo andaba mal, pero no se buscó la causa y la solución, además de que no se verificaron los resultados de las muestras previas y posteriores al control. Entonces no se justifica la eliminación del resultado fuera de control.

Un último comentario de este mismo tema, es que en los equipos modernos queda grabada la fecha y hora junto con los resultados de todos los controles y permiten la eliminación de resultados de controles, pero sólo para que no se incluyan en el cálculo de la media y CV del mes. Sin embargo, el resultado sigue en el disco duro de la computadora e incluso remarcado con otro color, para que se note que fue eliminado. La razón es que así se pueden realizar auditorias confiables de la calidad. Si en la bitácora queda registrado el problema y la solución, hay plena justificación de que se eliminen, pero si la frecuencia de eliminación de resultados de controles es alta y no hay bitácora o no se registro el hecho, el laboratorio puede ser sujeto a sanciones.


COMENTARIOS DEL CICLO 9605 DEL PECEL 5.-De la sección de QUÍMICA CLÍNICA les comentamos lo siguiente: a) Acerca de los resultados del CCI que son eliminables, de

acuerdo a los criterios señalados en los comentarios anteriores, nos preguntaron como eliminarlos en los equipos Synchron, lo investigamos y se hace así: Del menú principal se selecciona F5 Control de Calidad; F2 Registros; se elige el suero del que se desea eliminar un dato (con las teclas de flecha); se indican las fechas de inicio y final que incluyen datos del CCI; F2 Borrar Dato; se introducen las siglas del operador; se selecciona el dato a borrar de la lista que aparece en pantalla, con las flechitas y la tecla Elegir; y se confirma que sí se desea eliminarlo. Con esto, el dato aparece rojo, y continua grabado pero ya no se considera para el cálculo del coeficiente de variación. No debe olvidarse que en la bitácora debe registrarse la razón por la cual se eliminó un resultado.

b) En una visita de trabajo a un laboratorio del Estado de Veracruz, nos informaron que gracias a su participación en el PECEL y a los comentarios mensuales, decidieron cambiar varios de sus métodos. Al observar las gráficas que les imprimimos, del PIV de cada substancia y del promedio global, pudimos apreciar junto con los compañeros, que la mejoría observada en la calidad, coincidía perfectamente con los cambios de métodos.

c) En la visita señalada, estudiamos la reacción para medir creatinina con el método de Jaffé cinético. La razón es que su CCI señalaba algo de imprecisión y no había causa aparente, ya que las pipetas semiautomatizadas estaban en buen estado, tenían un CV<1%, las manejaban bien y el material era bien lavado. Como saben, en esta técnica no se desproteiniza (se utiliza suero); se adicionan 200 µL de muestra o estándar, un mL del reactivo, se mezcla, se toma una lectura al minuto, otra a los cinco minutos y con la diferencia de las dos lecturas se calcula el factor, en el caso del estándar o la concentración de los problemas.

Lo que hicimos fue sencillo, una vez hecha la mezcla de reacción, leímos la absorbencia cada 10 segundos durante 3 minutos. A los cinco minutos de la primer lectura iniciamos otra serie de lecturas igualmente cada 10 segundos durante 3 minutos. De esta manera, para cada lectura realizada a un tiempo inicial, le correspondía una segunda lectura exactamente 5 minutos después. La diferencia de las lecturas pareadas fueron multiplicadas por un mismo factor y ¡¡¡¡OH SORPRESA!!!!; todos los resultados eran diferentes, siendo mucho mayores para la primer diferencia de absorbencias, que dio 11.0 mg/dL y disminuyendo paulatinamente (la gráfica daba una recta perfecta) hasta llegar a 7.9 mg/dL. Los resultados indican que es indispensable que el tiempo en que se realiza la primer lectura sea exacto, al igual que el de la segunda lectura. Esto contrasta con la cinética de las enzimas,


en las cuales unos segundos más o menos para la primer lectura no es importante (excepto si la actividad es muy elevada), siendo importante sólo que se cuide el intervalo de tiempo para las lecturas siguientes.

El experimento lo hicimos a 37ºC y a 25ºC. Pudimos ver que en la primera las diferencias eran mayores que en la segunda.

Este bellísimo y sencillo experimento (tardamos 40 minutos en total) se realizó, porque si no había una causa aparente de imprecisión, otra posibilidad era que la variabilidad en el tiempo en que se hacía la primer lectura les afectara, ya que el instrumento realizaba automáticamente la segunda. Estamos seguros que lo mismo puede estar sucediendo en otros laboratorios y por esa razón les pedimos que si descubren que es así nos lo informen.

8.- CIFRAS RÉCORD Nos informaron dos cifras obtenidas de un paciente, que

lamentablemente murió al poco tiempo del estudio: una de glucosa de 1700 mg/dL y la otra de 19 mg/dL de ácido úrico.

COMENTARIOS DEL CICLO 9606 DEL PECEL 6.-De la sección de QUÍMICA CLÍNICA comentaremos 2 situaciones de

nuestra interacción con los laboratorios: a) Un compañero nos comenta que no está de acuerdo con el sistema de

evaluación, ya que si una muestra tiene 100 mg de glucosa/dL, por ejemplo y ellos informan 85, de igual manera el paciente es clasificado como normal, mientras que en el PECEL sacarían aproximadamente 200 puntos de PIV. Al respecto, es pertinente señalar que la inexactitud es más crítica en las cifras límite, ya que si tiene 100 e informan 115, al menos solicitarán una curva de tolerancia a la glucosa; lo que implicará confusión para el médico, retraso en el diagnóstico, molestias para el paciente y más trabajo para el laboratorio; por otro lado, si se aceptara como buena su apreciación, deberían conocer su inexactitud y fijar límites, resultando más fácil corregirla, que continuar con esa práctica errónea.

b) Dos compañeras de un laboratorio que ha obtenido valores del PIV oscilantes, quedaron sorprendidas cuando les mostramos el comportamiento gráfico (en la computadora = NUESTRA BOLA MÁGICA) de cada uno de los componentes que informan al PECEL. Encontramos que en dos substancias tienen tendencia, de más de un año, a dar valores bajos (PIV constantemente negativo; problema de exactitud), mientras que para algunos componentes tienen valores oscilantes (PIVs negativos y positivos; problema de imprecisión). Al respecto queremos comentar la conveniencia de que se vigile el comportamiento gráfico de cada componente, tanto en el CCI como en los resultados de la Evaluación Externa de la Calidad (EEC).

Esto nos lleva a mencionar los siguientes conceptos clave en control de calidad:


LA PRECISIÓN DEPENDE DE LA UNIFORMIDAD DE CADA PASO DEL PROCESO. LA EXACTITUD DEPENDE DE LA CALIBRACIÓN QUÍMICA. LA CALIBRACIÓN QUÍMICA ES LA RELACIÓN DE ABSORBANCIAS DE ESTÁNDAR

Y PROBLEMA, CON LA CONCENTRACIÓN DEL ESTÁNDAR, PARA ESTABLECER LA CONCENTRACIÓN DEL PROBLEMA.

7.-SECCIÓN de PARASITOLOGÍA: Para el ciclo 9607 cambiamos la estrategia, les estamos enviando un concentrado problema. Les pedimos que observen una gotita directamente al microscopio y emitan UN PRIMER RESULTADO (CONCENTRADO); y que al material restante lo resuspendan en un 0.5 mL de solución salina, lo mezclen con un gramo de una materia fecal negativa, que realicen el procedimiento habitual de concentración y que informen UN SEGUNDO RESULTADO (PRUEBA DE RECUPERACIÓN). Los objetivos de este procedimiento son: a) que confirmen que el material concentrado contiene el parásito problema; b) que lo identifiquen y c) que verifiquen que su procedimiento de concentración funciona correctamente. Pensamos que esto les dejará menos dudas y que les será de gran utilidad para controlar la calidad del análisis coproparasitoscópico.

COMENTARIO Y AVISO DE ULTIMA HORA. 1.-La separación por método y equipos arroja datos de lo más

interesante; estamos convencidos que dejará menos dudas de la evaluación, al ser comparados los resultados de un mismo sistema analítico; también permitirá encontrar y resolver problemas comunes.

2.-Como se dieron cuenta, este ciclo se utilizó suero líquido (Beckman), de niveles bajos.

Cuando imprimimos los resultados, como normalmente lo hacíamos, notamos que el PIV era de 284 para la bilirrubina total y 224 para la bilirrubina directa. La verdad es que nos espantamos y nos pusimos a observar los resultados de varios laboratorios. Encontramos que para la bilirrubina total, con una media de consenso de 0.24 para el método 1, algunos resultados como 0.17, 0.2, 0.3 y 0.33 daban los valores de PIV -292; -167; 250 y 375 puntos. Es obvio que esos datos no son tan malos como parece el PIV, sobre todo que en valores bajos de bilirrubina la absorbancia es igualmente baja y la variación mayor.

Decidimos tomar una medida inmediata para esta situación, que vale la pena mencionar que se presenta sólo para niveles bajos de esos componentes.

Estudiamos lo que pasaría con el PIV en un laboratorio o equipo automatizado que afora a décimos; por ejemplo, si obtiene 0.85 e informa 0.9, el resultado del PIV cambiaría dramáticamente, simplemente por el hecho de aforar.

Decidimos utilizar para este y los siguientes ciclos, un valor móvil del coeficiente de variación seleccionado, para valores de consenso inferiores a 0.5 para la B. T. y a 0.25 para la B. D.; la razón se podrá entender en la tabla que se presenta abajo, de


la que comentaremos un ejemplo. Si un laboratorio afora los centésimos, se puede alejar del consenso hasta en 5 centésimos, obteniendo un error más significativo al ser menor la media del consenso; razón por la que trataremos de evitar ese efecto utilizando el CVS móvil, que se calculará de acuerdo a la fórmula siguiente

0.05 X 100 CVS =------------------- MEDIA DE CONSENSO

VALOR VALOR BILI.TOT. CVS PIV con BILI.DIRECTA. CVS PIV con ESP. OBS. PIV CVS=10% MOVIL CVS MOVIL PIV CVS=20% MOVIL CVS MOVIL 0,70 0,65 -71,43 -35,71 0,60 0,55 -83,33 -41,67 0,50 0,45 -100,00 -10,00 100,00 -50,00 0,40 0,35 -125,00 -12,50 100,00 -62,50 0,30 0,25 -166,67 -16,67 100,00 -83,33 0,25 0,20 -200,00 -20,00 100,00 -100,00 -20,00 100,00 0,20 0,15 -250,00 -25,00 100,00 -125,00 -25,00 100,00 0,10 0,05 -500,00 -50,00 100,00 -250,00 -50,00 100,00

COMENTARIOS DEL CICLO 9607 DEL PECEL 8.-Nos preguntan que en las enzimas, que significan las siglas SFBC,

DGKCH, etc.. Antes de responder a esto queremos comentarles que para las enzimas, actualmente se puede considerar que hay dos tipos de métodos: OPTIMIZADOS y NO OPTIMIZADOS. Los estuches de reactivos de los primeros, lo señalan como optimizados, optimados y algunas veces simplemente dicen por ejemplo SEGÚN IFCC, SEGÚN SFBC u otras siglas. Los reactivos de los que no son optimizados, simplemente no lo señalan o dicen que es el método de algún autor como MÉTODO DE REITMAN Y FRANKEL.

Indudablemente que los métodos mejores son los optimizados y habrán de preferirse, sin embargo, de los que son optimizados deben preferirse los de la IFCC. Al respecto cabe señalar que algunas casas comerciales tienen diferentes presentaciones para una misma enzima, es decir que ofrecen tanto métodos optimizados como no optimizados, e incluso tienen los que son optimizados por diferentes organizaciones como son las siguientes:

IFCC = Federación Internacional de Química Clínica. DGKCH = Sociedad Alemana de Química Clínica SFBC = Sociedad Francesa de Bioquímica Clínica NVKC = Sociedad Holandesa de Química Clínica


SEQC = Sociedad Española de Química Clínica SCE = Comité Escandinavo de Enzimas Conservamos las siglas en el idioma original porque así es como

las señalan en varias casas comerciales, aunque cuando señalan el nombre de la sociedad, generalmente lo hacen en castellano.

9.-SECCIÓN DE PARASITOLOGÍA: De los resultados del ciclo 9607, les informamos que 50 (31.2%) de los laboratorios, no identificaron los huevecillos de Ascaris lumbricoides, mientras que 110 sí los observaron y de estos, 73 (66.4%) sí los recuperaron, 23 (20.9%) no los recuperaron y los restantes 14 (12.7) no hicieron la prueba de recuperación que les sugerimos (no leyeron los comentarios).

De estos resultados, resultan de especial importancia las cifras de 31.2% de no acreditados y la cifra de 20.9%, ya que la primera sugiere que tienen problemas en la identificación del parásito y la segunda sugiere que hay problemas en la técnica de concentración.

COMENTARIOS DEL CICLO 9608 DEL PECEL 9.- SECCIÓN DE QUÍMICA CLÍNICA: Queremos comentarles la experiencia

que tuvimos en una visita de trabajo, a un laboratorio que al parecer obtenía resultados muy bajos de hierro. Esta observación estaba basada en que muchos pacientes presentaban cifras muy bajas.

Lo que hicimos fue llevar un calibrador y dos sueros valorados, todos ellos de una marca distinta a la del autoanalizador del laboratorio. Simultáneamente, se analizaron los controles, el calibrador sin diluir y diluido 1:2 y 1:4.

El análisis de los resultados señaló que las cifras eran constantemente más bajas del valor esperado, en aproximadamente 5 µg/dL. Al construir una gráfica de valor esperado en las ordenadas y valor observado en las abcisas, se obtuvo una recta que tenía la pendiente esperada (pendiente de 1 o ángulo de 45º), pero con un intercepto de -5 µg/dL y no del “0” que se esperaría; es decir que la recta era paralela y ligeramente más abajo, de la esperada.

Con estos datos concluimos que el equipo y los reactivos

funcionaban perfectamente, la linealidad era muy buena y las cifras sólo eran ligeramente bajas, y corregibles con una simple recalibración. Lo anterior no explicaba las cifras bajas obtenidas en pacientes.

Por otro lado nos informaron que no tenían mucho tiempo realizando la medición de hierro, lo que explicaba la incredulidad de cifras tan bajas, sin embargo, en ese laboratorio atienden muchos pacientes en estado crítico, en los cuales no son raras las cifras muy bajas de hierro (casi de cero).


Esta experiencia nos recordó otra que tuvimos en un laboratorio, que al cambiar de sistema manual a automatizado, el personal se quejaba de cifras muy altas de bilirrubinas que antes nunca había observado. Lo cierto fue que con la técnica del nuevo equipo, tenían una mejor linealidad y las cifras altas eran reales.

COMENTARIOS DEL CICLO 9609 DEL PECEL 5.- De la SECCIÓN DE QUÍMICA CLÍNICA. Nos preguntan que cual es la cifra contra la que se hacen los

cálculos del PIV, ya que frente a la moda son diferentes los resultados que ellos obtienen.

La respuesta es que el cálculo del PIV se hace contra la media de consenso del método utilizado, que encontrarán en la hoja de RESUMEN DE RESULTADOS DEL CICLO correspondiente, en la cual aparece como MED. CONS. y que es el promedio de los valores informados por los laboratorios, después de excluir por dos métodos, los datos extremos. La razón por la que no se hace el cálculo, contra la moda indicada en los histogramas, es que en estos se incluyen todos los resultados recibidos, sin distinguir por método, y en consecuencia no coincide con la media de consenso, especialmente en los componentes como las enzimas, en los que las diferencias entre métodos son muy importantes.

6.- SECCIÓN DE QUÍMICA CLÍNICA: Una compañera que ya está realizando el control de calidad de

manera sistemática, nos comentó que estableció la variación en condiciones óptimas (VCO) para los diferentes componentes que mide en sus autoanalizadores Beckman CX3 y CX4, encontrando que para varios componentes fue menor el coeficiente de variación de la VCO que el de la variación en condiciones de rutina (VCR).

Esta bonita experiencia ya la vivió el que escribe, con otro tipo de analizador. De manera que no es extraño que suceda y no debe causar alarma, ya que cuando se obtiene una VCO de 0.4% y una VCR de 0.6%, ambas son igualmente buenas, aunque se puede encontrar una posible explicación, ya que lo más frecuente es que sea mayor la VCR. Por ejemplo, para estudiar la VCO la compañera llenaba 4 copillas y las iba recorriendo cada vez que ya habían sido analizadas, de manera que la pipeta muestreadora entraba muchas veces a la misma copilla, y la ligera humedad que queda en la pipeta, después de lavarse podría contribuir a la dilución de la muestra. En cambio, en la VCR se utiliza siempre una copilla con suero fresco, en la que la pipeta se introduce pocas veces.

Otra posible explicación es la evaporación que pudieron haber sufrido las muestras de la VCO, que estuvieron expuestas al ambiente más tiempo. Con relación a esto último les comentaré otra experiencia del que escribe. Cuando recibí un nuevo equipo autoanalizador, me encontré que para las copillas de esa casa comercial surtían tapas de copilla provistas de unas lengüetas que mantenían aislado el contenido, pero que permitían que se


introdujera la pipeta muestreadora. Mi primera impresión fue “QUE EXAGERADOS SON LOS GRINGOS”, sin embargo, el tiempo me convenció que tenían razón. Un día que se descompuso el analizador y tardó varias horas en repararse, me tocó ver varios resultados altos de proteínas totales, situación que no es muy frecuente, me pareció sospechoso y pude ver que esas muestras estaban en copillas (que se utilizaban sólo cuando había poca muestra). Basado en esa observación, cada vez que encontraba una cifra alta, le pedía a mis colaboradores que me buscaran la muestra y les predecía “seguro que esta en copilla”; ellos pensaban que era broma y se sorprendían cuando lo confirmaban. Los análisis fueron repetidos en los sueros del tubo y no en el de las copillas y se confirmó que el suero de la copilla se había concentrado. La conclusión fue que se evapora más rápido el suero en la copilla que en el tubo, por estar más cerca del aire circulante.

11.-SECCIÓN DE HEMATOLOGÍA: Al igual que en ciclos anteriores, resalta el PIV elevado de linfocitos y monocitos, lo que sugiere que sigue habiendo confusión en su identificación. Al respecto les incluimos un párrafo que tomamos de un artículo de Koepke.

La diferenciación de las células blancas de la sangre tiene tres grados de complejidad. En el nivel básico, deben distinguirse claramente los mononucleares de los polimorfonucleares. En el nivel intermedio los linfocitos deben distinguirse de los monocitos, y los neutrófilos de los eosinófilos y basófilos. En el nivel sofisticado deben distinguirse los linfocitos normales de los reactivos, y en los polimorfonucleares distinguirse los segmentados de las bandas. En un programa interlaboratorios, se encontró que la identificación de las células normales fue aceptable en un alto porcentaje de los participantes, sin embargo, la diferenciación en el nivel sofisticado presentó muchos problemas, con gran confusión entre los linfocitos normales y reactivos, así como entre neutrófilos segmentados y bandas. En el nivel intermedio encontraron deficiencias en la identificación de linfocitos y monocitos, aún utilizando transparencias, en las que se suprime la variabilidad debida a la selección de campo para la lectura.


COMENTARIOS DEL CICLO 9610 DEL PECEL 5.- SECCIÓN DE QUÍMICA CLÍNICA. Con respecto a nuestro comentario del ciclo pasado de que “se

evapora más rápido el suero en copillas que en tubos, por estar más cerca del aire circulante”. La compañera Ma. del Pilar Robledo U., del Instituto Nacional de pediatría, diseñó un experimento para evaluar la magnitud de la evaporación. Reunió varios sueros de pacientes, los mezcló, los distribuyó en 42 copillas y a cada una le midió sodio, potasio y cloruros, en un equipo Beckman CX-7. El tiempo transcurrido entre el análisis de la primer alícuota y la última fue de 30 minutos y los resultados fueron sorprendentes. La concentración de los tres electrolitos aumentó en aproximadamente un 5% entre la primera y la última copilla. En la siguiente gráfica se aprecia el cambio de la concentración

ESTUDIO DE LA EVAPORACION DE LAS MUESTRASCOLOCADAS EN COPILLAS, EN EL CX7 DEL I.N.P.

130

132

134

136

138

140

142

144

1 3 5 7 9 11 13 15 17 19 21 23 25 27 29 31 33 35 37 39

POSICION EN EL INSTRUMENTO BECKMAN CX7

CO

NC

EN

TR

AC

ION

DE

CL

OR

UR

OS

EN

meq

/L

CLORUROS

Si la muestra fuera del PECEL y nos enviaran el primer resultado

y el último, obtendrían una diferencia del PIV de 120 puntos entre uno y otro resultado.

Cabe señalar que la magnitud de la evaporación podría ser mayor si se solicitan más pruebas en las muestras, ya que el equipo tardaría más tiempo en procesarlas. Por otro lado, en esta institución la mayoría de las muestras son pediátricas y necesariamente se utilizan copillas, de manera que será necesario utilizar copillas con tapa, para disminuir el efecto descrito.

En la siguiente etapa de esta investigación, se analizará la magnitud de la evaporación, utilizando copillas con tapa. Posteriormente les comentaremos los resultados.


COMENTARIOS DEL CICLO 9611 DEL PECEL 1.- EL EFECTO DECIMAL o LOS NÚMEROS PERDONAN Y/O CASTIGAN. Estos, que parecen títulos de telenovela, involucran en realidad

un problema de la mayor importancia, que implicarán cambios importantes en la evaluación de varios componentes, les suplicamos estudiarlo con detenimiento.

Nos pasó lo que a muchos laboratorios que no construyen las gráficas del control interno de la calidad. Al actualizar las gráficas del PIV, descubrimos unos picos tremendos en varias substancias, especialmente en las que tienen magnitudes pequeñas como creatinina, bilirrubinas, proteínas, albúmina y potasio. Al investigar la causa descubrimos que esto se comenzó a presentar cuando incluíamos sueros de concentraciones bajas como el Beckman y el Bio-Rad de nivel I.

El impacto fue tal, que provocó insomnio al que escribe y lo hizo trabajar más de 40 horas. El problema es que en magnitudes pequeñas se hace evidente lo que llamaremos EL EFECTO DECIMAL.

Tomaremos como ejemplo lo sucedido en bilirrubinas este ciclo. Si el valor de consenso de la bilirrubina total es de 0.15 mg/dL y un laboratorio obtiene 0.15 mg/dL, su PIV sería de “0”, lo que suena magnífico; sin embargo, si el laboratorio cuenta con un equipo que proporciona un sólo decimal o se afora, el resultado emitido sería de 0.2 mg/dL y, en consecuencia el error sería 33.3% y el PIV=333 (el CVS para bilirrubina total es 10%). Como se aprecia, la situación es dramáticamente diferente y en realidad el laboratorio no tiene problemas de calidad, ya que ambas cifras no tienen significado desde un punto de vista clínico o práctico.

Pensando en como evitar que los resultados del PECEL den falsas alarmas, sopesamos el efecto que tendría el aforo de decimales en otras magnitudes, como se resume en la siguiente tabla.

CONSENSO 0.1 0.1 0.1 0.1 0.1 0.1 0.1 0.1 0.1 0.1 0.1 0.1 0.1 VAL.OBSERVADO 0.04 0.05 0.06 0.07 0.08 0.09 0.1 0.11 0.12 0.13 0.14 0.15 0.16 %ERROR 60 50 40 30 20 10 0 10 20 30 40 50 60 PIV (CVS=10) 600 500 400 300 200 100 0 100 200 300 400 500 600 VAL. AFORADO 0.0 0.1 0.1 0.1 0.1 0.1 0.1 0.1 0.1 0.1 0.1 0.2 0.2 %ERRORXel aforo 100 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 100 100 PIV POR AFORO 1000 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1000 1000 PIV-CVSvariable 167 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 167 167 CONSENSO 0.15 0.15 0.55 1.05 1.55 2.05 3.05 4.05 5.05 6.05 7.05 8.05 9.05 VAL.OBSERVADO 0.14 0.15 0.55 1.05 1.55 2.05 3.05 4.05 5.05 6.05 7.05 8.05 9.05 PIV (CVS=10) 67 O O O 0 0 0 0 0 0 0 0 0 VAL. AFORADO 0.1 0.2 0.6 1.1 1.6 2.1 3.1 4.1 5.1 6.1 7.1 8.1 9.1 %ERROR Xel aforo

33.3 33.3 9.09 4.76 3.22 2.43 1.63 1.23 0.99 0.82 0.71 0.62 0.55

PIV POR AFORO 333 333 91 48 32 24 16 12 10 8 7 6 5.5 PIV-CVSvariable 77 77 47 32 24 19 14 11 9 7 6 5.8 5.2


En la primera parte de la tabla se aprecia que por cada centésima (0.01) de diferencia con respecto a un valor de consenso o esperado de 0.1, se obtiene un 10% de error y un PIV de 100 puntos, sin embargo, si se aforan las cifras sucede un efecto doble; en todas las cifras entre 0.05 y 0.14, el resultado del aforo será de 0.1 y el PIV de “0” (SE PERDONA EL ERROR AUN SIENDO MUY GRANDE EN %); mientras que en cifras como 0.04, 0.15 y 0.16, el resultado del aforo será de 0.0 en el primer caso y 0.2 en los otros dos, lo que implicará un PIV de “1000” en las tres cifras (SE EXAGERO MUCHO EL ERROR), aunque cabe recordar que a cualquier cifra mayor de 400 se le asignan 400 puntos.

Para contrarrestar el efecto indeseable del aforo, que es inevitable en varios equipos, aún siendo modernos, ideamos la utilización del COEFICIENTE DE VARIACIÓN SELECCIONADO MÓVIL (CVSm), que toma en cuenta que los decimales se aforan al decimal inmediato superior, en cifras de 0.05 o mayores, y al decimal inmediato inferior, en cifras de 0.04 o menores. La fórmula utilizada para establecer el CVSm es:

CVSm= CVS+(0.5*ED) Donde CVS es el coeficiente de variación fijo que se utilizaba

normalmente para el cálculo del PIV y, ED es el efecto decimal que se calcula mediante una regla de tres, que establece el porcentaje que ocupa un decimal con respecto a VC o valor de consenso (ED=(0.1*100)/VC).

También se puede apreciar que el CVSm protege a las cifras de 0.04, 0.15 y 0.16, que al ser aforadas a 0, 0.2 y 0.2 respectivamente, evita el darles un PIV de 1000 y les otorga un PIV de 167 puntos (no evita el efecto pero lo disminuye considerablemente.

En la segunda parte de la tabla se aprecia que el CVSm es de mayor importancia a medida que las cifras son menores y que prácticamente no afecta los resultados en magnitudes mayores.

Con este CVS móvil se recalcularon los PIVs de los últimos tres años y los efectos fueron: a) desaparecieron los picos que se obtenían en concentraciones muy bajas y b) se apreciar con mayor claridad, la tendencia a mejorar la calidad en los laboratorios participantes.

Así para las evaluaciones siguientes se utilizará este CVSm, que como la fórmula señala, es el resultante de sumar al CVS fijo que utilizábamos, más la mitad del efecto decimal.

4.- Con respecto al comentario de que “se evapora más rápido el suero en copillas que en tubos, por estar más cerca del aire circulante”. La compañera Ma. del Pilar Robledo U., del Instituto Nacional de Pediatría, nos envió los resultados de otro experimento para evaluar la magnitud de la evaporación en copillas tapadas y sin tapar. Utilizó un plasma de Banco de Sangre, lo distribuyó en 42 copillas y a cada una le midió electrolitos, en un equipo Beckman CX-7. Repitió el experimento


utilizando copillas tapadas, que tienen lengüetas que sellan parcialmente, pero que dejan pasar la pipeta.

En cada experimento, el tiempo transcurrido entre el análisis de la primer alícuota y la última fue de 30 minutos.

Los resultados fueron igualmente sorprendentes, como lo podrán observar en la gráfica siguiente.

ESTUDIO DE LA EVAPORACION DE LAS MUESTRAS SOBRE LA CALIDAD ANALITICA (SODIO EN EL SYNCHRON CX5).

184

185

186

187

188

189

190

191

192

3 5 7 9 11 13 15 17 19 21 23 25 27 29 31 33 35 37 39 41

NUMERO DE COPILLA

mm

ol/L

Na SIN TAPA

Na CON TAPA

El efecto de la evaporación no se evitó, pero disminuyó

significativamente en las copillas tapadas. Cabe señalar que la magnitud de la evaporación podría ser mayor

si se solicitan más pruebas en las muestras, ya que el equipo tardaría más tiempo en procesarlas. Y como nos hizo notar un buen amigo de Tamaulipas que nos llamó para ello, esto podría ser de mayor magnitud en ciudades cálidas como la suya.


COMENTARIOS DEL CICLO 9612 DEL PECEL 9.-SECCIÓN DE PARASITOLOGÍA: La muestra de este ciclo contenía

quistes de Endolimax nana. Acreditaron sólo 51 (29.6%) participantes y de los 121 (70.4%) que no acreditaron, resaltan los resultados de laboratorios 51 (29.6%) que informaron Entamoeba histolytica. Esto sugiere que confunden los quistes de ambas amibas y es de gran interés, ya que la primera no es patógena mientras que si lo es la segunda. Si la muestra fuera de un paciente, la consecuencia de esta confusión sería que se le sometería a un tratamiento innecesario.

Es pertinente señalar que la Endolimax nana tiene una incidencia muy alta en nuestra población mientras que en comparación, la incidencia de la Entamoeba histolytica es baja.

Les sugerimos que estudien las características morfológicas de las amibas y en especial las de estas.

COMENTARIOS DEL CICLO 9701 DEL PECEL 10.-Sección de HEMATOLOGÍA: Del texto que incluimos en los comentarios anteriores, acerca de

los reticulocitos, el Dr. Roberto Ruiz Arenas del laboratorio Bio-Análisis, nos hace una aclaración que queda incluida en el texto siguiente.

Las reticulocitosis se presentan en anemias perniciosas, megaloblásticas e hipocrómicas, únicamente cuando ya se proporcionó el tratamiento adecuado. Antes pueden estar normales o incluso ligeramente bajos. En cambio, en las anemias hemolíticas sí existe una gran reticulocitosis.

11.-CIFRAS RÉCORD: El mismo camarada citado en el inciso anterior (al que

agradecemos) nos menciona que encontró las siguientes cifras alarmantes:

Paciente femenino de 4 años, ambulatorio: Bilirrubina directa 33.2 mg/dL Bilirrubina indirecta 6.5 mg/dL Paciente masculino de 2 años hospitalizado: Pleocitosis de 465,000 x mm3 L.C.R. purulento, el paciente falleció a las 48 h. 14.-Sección DE PARASITOLOGÍA: La muestra de este ciclo contenía quistes de Chilomastix mesnili.

Participaron 184 laboratorios, acreditaron 93 (50.5%), no acreditaron 91 (49.5%) e informaron Giardia lamblia 37 (20.1% no acreditados).

Estos datos y la experiencia con muchos compañeros que han pedido asesoría, señalan que con frecuencia confunden Chilomastix mesnili con Giardia lamblia. MUCHO CUIDADO.


COMENTARIOS DEL CICLO 9702 DEL PECEL 7.-Cada vez que iniciamos la evaluación con un nuevo método, equipo

automatizado o grupo de laboratorios, surgen situaciones interesantes. Con los equipos VITROS, que se incorporaron el ciclo anterior sucedió lo mismo, como a continuación se menciona.

Los primeros resultados son halagadores, ya que 12 de los 20 componentes en que se reunieron un mínimo de 5 resultados, obtuvieron en promedio un PIV menor de 100 puntos y, en los restantes no son mucho mayores de esa cifra (límite aceptable).

Si bien es cierto que la credibilidad de la evaluación depende de que el número de datos sea mayor, también es cierto que la simple comparación de los resultados de equipos semejantes puede ayudar a poner de manifiesto problemas con alguna medición. Como ejemplo de esto analizaremos los resultados del calcio (ver la hoja con encabezado RESUMEN DE RESULTADOS DEL CICLO 9701), que obtuvo la puntuación más alta. En el método 7 que es el de los sistemas Vitros, informaron 7 laboratorios, el resultado más bajo que nos informaron fue de 4.5, el más alto de 9.2 y el valor esperado (MED. CONS.) fue de 7.38; con un promedio del PIV de 162. Como ven, hay una gran dispersión de los resultados. Les pedimos que den al programa el beneficio de la duda, revisando los resultados de sus verificadores (controles) y que nos hagan saber si coincide el control interno (CCI) con la evaluación externa (EEC).

Para facilitar el análisis propuesto, se debe considerar que un PIV con signo negativo señala que el resultado está por abajo del valor esperado y con signo positivo que es mayor. Si coincide el CCI con la EEC, esperaríamos que en las gráficas de Levey y Jennings, los resultados estuvieran por abajo del valor esperado o por arriba, respectivamente. Esto sugeriría que el problema es de inexactitud, y se solucionaría con la calibración del instrumento. Obviamente que también podría ser un problema relacionado y que no es raro, como el que durante la calibración se hubiera utilizado un lote de calibradores diferente, del que tiene dado de alta el equipo.

Los comentarios anteriores se les hicieron llegar a los laboratorios correspondientes y de inmediato obtuvimos respuestas positivas, un laboratorio nos comunicó que en su equipo DT60, que es un analizador de mesa, estaban usando un CHIP equivocado, que no contenía los datos del lote de calibración correspondiente y al parecer sucedió lo mismo en otro laboratorio que ya está atacando el problema.

10.-De un laboratorio nos piden una opinión: Un paciente presentó glucosa en sangre de 266 mg/dL y en orina de 3610 mg/dL (36.1 g/L). No hay duda del proceso pero son cifras contrastantes (poco en sangre y mucho en orina). Al respecto les comentamos que esto es frecuente; una posible explicación es que a los pacientes no les gusta que los regañen y antes de ir al laboratorio se toman


una o dos dosis de hipoglicemiante, creyendo que con eso lo logran. Indudablemente que nos hacen trabajar doble al tener que verificar ambos análisis, sin embargo debe recordarse que la orina de la mañana contiene la glucosa que se filtró toda la noche y la sangre sólo nos señala lo que tiene en el momento del muestreo. En estos casos el laboratorio debe sugerir al médico la medición de la hemoglobina glicosilada y de la fructosamina, que dan información de como se ha mantenido la concentración de glucosa en los últimos 30 días o 15 días, respectivamente. Ayudando así a una mejor evaluación de los pacientes diabéticos. Además, no se debe olvidar que la cantidad de glucosa filtrada depende de la magnitud del umbral renal para glucosa, que puede diferir de paciente a paciente.

COMENTARIOS DEL CICLO 9703 DEL PECEL 8.-SECCIÓN DE PARASITOLOGÍA: La muestra de este ciclo contenía

quistes de Endolimax nana. Participaron 181 laboratorios, acreditaron 60 (33%) y no acreditaron 121 (67%).

Esta es la tercera vez que se envía dicho parásito. La experiencia nos señala que es un parásito muy común en la población mexicana y nos preocupa que lo esté confundiendo un alto porcentaje de participantes con Entamoeba histolytica, Giardia lamblia y otros.

En el ciclo 9603, de 171 participantes acreditaron 45 (26%); en el ciclo 9612, de 172 participantes acreditaron 51 (30%). Así, no se ve una mejoría en su identificación, como ha sucedido con Giardia lamblia, parásito con en el que ha incrementado el porcentaje de acreditados, considerablemente.

Les sugerimos estudiar la morfología de las amibas y revisar los esquemas que se les proporcionaron en un ciclo del año pasado.

9.-SECCIÓN DE HEMATOLOGÍA:

En este ciclo se les proporcionó por primera vez una laminilla correspondiente a una muestra patológica. Nuestras primeras observaciones, de los resultados que nos enviaron son que hay una diversidad de opiniones en lo que nos informaron, como podrán notar en el resumen de las observaciones que se anexan con los resultados. Un alto porcentaje de laboratorios simplemente informó 100 células, incluyendo eso sí un alto porcentaje de bandas. Otros informan muchos metamielocitos, algunos mielocitos y promielocitos. Muchos señalan también que hay granulaciones tóxicas en los neutrófilos y vacualización. Finalmente les enviamos un resumen de las características diferenciales de las formas juveniles, que nos enviaron los compañeros del laboratorio del Instituto Nacional de Pediatría.


CÉLULA RELACIÓN

NU./CIT. CARACTERÍSTICAS DEL CITOPLASMA

CARACTERÍSTICAS DEL NÚCLEO.

MIELOCITO 2:1 MODERADO GRÁNULOS DENSOS

CROMATINA GRUESA PARACROMATINA ESCASA REDONDO Y CENTRAL

METAMIELOCITO 1.5:1 LIGERAMENTE ABUNDANTE Y ROSADO CON GRÁNULOS PEQUEÑOS ESPECÍFICOS. TAMAÑO MAS VARIABLE QUE EL MIELOCITO

FORMA ARRIÑONADA CROMATINA GRUESA PARACROMATINA ESCASA

BANDA 1:2 ABUNDANTE ROSADO CONTIENE GRÁNULOS ESPECÍFICOS

FORMA DE BANDA CROMATINA PÚRPURA FUERTE PARACROMATINA ESCASA. PUEDE PRESENTAR UNA O MÁS ESTRECHECES PERO SI HAY CROMATINA ENTRE MEMBRANAS ES BANDA. PUEDE OBSERVARSE ENROLLADO

SEGMENTADO 3:1 ABUNDANTE ROSADO CONTIENE GRÁNULOS ESPECÍFICOS.

LÓBULOS DE CROMATINA GRUESA CONECTADOS POR UNO O MÁS FILAMENTOS FINOS.


COMENTARIOS DEL CICLO 9704 DEL PECEL 3.- SECCIÓN DE QUÍMICA CLÍNICA: Este mes tuvimos dos experiencias de

nuestra interacción con los participantes, que les vamos a relatar, ya que dice el dicho cuando veas a tu vecino rasurar, pon tus barbas a remojar. De un laboratorio nos solicitaron que les imprimiéramos sus gráficas de los resultados del PECEL de los últimos 15 meses y que les ayudáramos a interpretarlas. Observamos que en un mes determinado comenzaron a salir mal varios componentes y les pedimos que revisaran sus bitácoras, ya que seguramente algo había sucedido. Al revisar encontraron que efectivamente ese mes no habían recibido la visita de los asesores técnicos del equipo automatizado, que normalmente les ayudaban al mantenimiento preventivo. Además, la gráfica del fósforo mostraba valores bajos en varios meses y con una tendencia a seguir bajando. Les señalamos que parecía que estaban utilizando el mismo reactivo y que se había ido degradando. Al revisar se confirmó que efectivamente ese era el problema (tenían la buena práctica analítica de anotar en el frasco la fecha en que se comenzaba a utilizar). Los compañeros se sorprendieron que desde el PECEL pudiéramos poner de manifiesto esos problemas, pero no es sorprendente ya que tenemos una bola mágica, nuestra computadora, que por sólo $50.00 nos permite imprimirles las gráficas de cada componente y del conjunto.

La segunda experiencia interesante, fue que en un curso de control de calidad en el que estábamos revisando la manera en que se usan las pipetas semiautomáticas, y como se les debe dar mantenimiento. Como siempre que pasamos a la parte demostrativa, descubrimos al menos una compañera que no sabia que las pipetas tienen dos topes y en consecuencia tenía una imprecisión elevada (CV=13%). Después de practicar y de varios intentos logró un CV<1%, que es el límite aceptable. La compañera revisó varias de las pipetas que estaban en uso y se sorprendió cuando observó que a través de la parte inferior de una pipeta no se observaba luz (estaba tapada), le metió un mandril (así se llama) y más sorprendida resultó, ya que salió un gusano de proteína seca además de una hormiga petrificada. Antes ya habíamos tenido experiencia con animales que afectan la calidad, recordamos varias cucarachas pegadas en el sistema fotométrico de varios equipos y de las que en otra ocasión les comentaremos.

4.-SECCIÓN DE PARASITOLOGÍA: Por primera vez, pudimos conseguir una muestra positiva de Entamoeba histolytica con prequistes y quistes (otras muestras que nos habían obsequiado por contener supuestamente el parásito, en realidad no lo tenían), misma que se envió en el presente ciclo. De acuerdo a los resultados, se pone de manifiesto que la confunden con Endolimax nana, por esto seguiremos mandando quistes de amibas, para mejorar el


diagnóstico. Sugerimos que para facilitar la identificación, agreguen una gota de lugol al concentrado que les enviamos.

Es importante identificar a Entamoeba histolytica, ya que es la única amiba patógena para el humano y un resultado falso negativo trae como consecuencia un retardo en el tratamiento, por otro lado un resultado falso positivo implica un tratamiento innecesario, además de que todos los amebicidas son altamente tóxicos.

COMENTARIOS DEL CICLO 9705 DEL PECEL 4.-SECCIÓN DE QUÍMICA CLÍNICA: En el ciclo pasado un laboratorio

obtuvo un PIV satisfactorio en la mayoría de los componentes, y dos PIVs contrastantemente malos, uno de -400 puntos en la determinación de CK y otro -150 puntos en ALT. Los compañeros se extrañaron y le dieron el beneficio de la duda al PECEL. Revisaron sus gráficas de control interno y observaron que no habían tenido imprecisión ni inexactitud, en ninguno de los tres controles que normalmente utilizan. Cabe resaltar que son afortunados, ya que pueden utilizar con regularidad los 3 niveles de concentración.

Basados en lo anterior, nos llamaron para presentarnos su inconformidad. Nos reunimos y confirmamos que el CCI señalaba que no había problemas; se reanalizó la muestra y los resultados eran semejantes a los informados. Les proporcionamos una nueva muestra y los resultados fueron diferentes a los anteriores y coincidentes con los valores de consenso de su sistema analítico.

Buscando una posible explicación se encontró que la primer muestra les había sido enviada a través de una compañera, quién tuvo que hacer algunas visitas previas a otros laboratorios, tiempo en que las muestras se habían quedado en el automóvil, expuestas a las altas temperaturas que ahí se alcanzan.

Esto podría explicar algunos resultados inesperadamente malos obtenidos en otros laboratorios, aunque también queremos mencionar que revisamos los resultados de sistemas analíticos semejantes y de muestras que se enviaron a otros estados de la República y no encontramos ninguno igualmente bajo. Por otro lado, cabe señalar que el suero del ciclo pasado era líquido y quizá sea más sensible a la temperatura que los sueros liofilizados.

5.-SECCIÓN DE PARASITOLOGÍA: La muestra de este ciclo fue idéntica a la anterior, de manera

que ambas tenían como problema prequistes y quistes de Entamoeba histolytica. Esperábamos que con la experiencia de la anterior, aumentara el número de acreditados, pero no fue así, lo que pone de manifiesto que confunden dicho parásito con otras amibas.

Insistimos en la importancia de identificar a Entamoeba histolytica, que es la única amiba patógena para el humano. Un resultado falso negativo trae como consecuencia un retardo en el


tratamiento, y un falso positivo expone a los pacientes a tratamientos innecesarios con amebicidas, que son altamente tóxicos.

9.-Con el suero Bio-Rad, se obtienen resultados aberrantes de glucosa cuando se utiliza el método de la o-toluidina. Este efecto de matriz ya lo habíamos señalado, sin embargo lo comentamos nuevamente ya que hay laboratorios nuevos y no estaban enterados.

COMENTARIOS DEL CICLO 9706 DEL PECEL 4.- SECCIÓN DE QUÍMICA CLÍNICA. CIFRAS RÉCORD. Con el apoyo de algunos compañeros seguimos

enriqueciendo el registro de estas cifras que pueden resultar de ayuda. Como ejemplo de esto comentaré una experiencia. En una ocasión una Médico reclamó que la cifra de triglicéridos que le informamos (4500 mg/dL) era incorrecta. Le pregunté en que se basaba para afirmar que era incorrecta y contestó “con esa cifra de triglicéridos el paciente ya estaría muerto”. El recordar la cifra más alta que habíamos encontrado en un paciente sin problemas aparentes y, que era mayor de la encontrada en ese paciente, ayudó a explicarle que su apreciación era incorrecta, ya que además la cifra había sido confirmada y el suero estaba muy lipémico.

CIFRAS RÉCORD AL MES DE MAYO DE 1997 COMPONENTE CONCENTRACIÓN SEXO EDAD CONDICIÓN CICLO GLUCOSA 10 mg/dL

1700 mg/dL1 M

INCONCIENTE GRAVE

9602 9511

UREA 230 mg/dL2 9706 CREATININA 37.0 mg/dL2 M 9706 ÁCIDO ÚRICO 19.0 mg/dL1 M GRAVE 9511 COLESTEROL 648 mg/dL M 35 CONSCIENTE 9511 TRIGLICÉRIDOS 5022 mg/dL M 35 SIN PROB.AP. 9511 BIL. DIRECTA 33.2 mg/dL3 F 4 9701 BIL.INDIRECTA 6.5 mg/dL3 F 4 9701 GGT 1194 U/L M 48 CONSCIENTE 9511 POTASIO 2.4 meq/L

12.0* meq/L F M

GRAVE GRAVE

9511

# MISMO PACIENTE. * POSIBLE INTERFERENCIA Les agradeceremos que continúen enviándonos aquellas cifras que

superen estas y las de componentes no incluidos. 5.- SECCIÓN DE HEMATOLOGÍA: La simple comparación de los resultados de la muestra del ciclo

anterior (incluida con los resultados correspondientes), y que correspondía a una muestra de sangre de una paciente con Leucemia Granulocítica Crónica, fueron impactantes. Cabe señalar que al continuar el análisis de resultados, encontramos que 28 laboratorios no informaron ninguna anormalidad y que en la


mayoría de ellos, las cuentas diferenciales podrían indicar que se trataba de una muestra normal. Es decir que no tuvieron la capacidad de identificar que se trataba de una muestra patológica.

7.-SECCIÓN DE PARASITOLOGÍA: El análisis directo de una muestra problema, como el concentrado

de quistes o huevecillos que enviamos, permite evaluar la capacidad de identificación por parte del observador. Adicionalmente, una prueba de recuperación del material proporcionado, permite evaluar integralmente la técnica de concentración.

Esta será la última vez que se les solicite el resultado de la prueba de recuperación. Esto les permitirá conservar la muestra hasta recibir la evaluación, confirmar el resultado, estudiar la morfología, evaluar su técnica de concentración a través de una prueba de recuperación y hacer su colección. Creemos que esto les será de mayor utilidad.

COMENTARIOS DEL CICLO 9707 DEL PECEL 1.-Los días 1 y 2 de julio de 1997, tuvimos dos reuniones maratónicas

en el Comité de Redacción de la Norma Oficial Mexicana, para la organización y funcionamiento de los laboratorios clínicos y después de varios años de trabajo se terminó. Lo que sigue es su publicación en el diario oficial, para que en los siguientes 90 días el público usuario (laboratorios) emita sus opiniones y, una vez consideradas, se publicará para entrar en vigor al día siguiente.

Les podemos adelantar que la norma señala, como ya lo habíamos previsto, una serie de cambios tendientes a que los laboratorios garanticen la calidad, como es la documentación de todo lo que se hace, la obligación de realizar el control interno de la calidad y participar y acreditar en programas externos de evaluación.

Esto es de enorme importancia y amerita que abramos un capítulo especial en este y los siguientes comentarios, ya que la norma también implica sanciones importantes, que van desde una amonestación, multas de montos considerables, la clausura de laboratorios y hasta arresto del responsable.

No tenemos la pretensión de crear pánico sino por el contrario, el de prevenir problemas haciendo que el gremio se prepare y la única manera es la de hacer todo lo necesario para cumplir con las normas.

2.- ACERCA DE LAS FUTURAS NORMAS PARA LOS LABORATORIOS... Les adelantamos los tres artículos referentes al control de

calidad; el primero entrará en vigor un año después de publicada la Norma Oficial Mexicana y las restantes entrarán en vigor tres años después. Se piensa que la Norma será publicada antes de que este año finalice, de manera que los laboratorios tendrán tiempo suficiente para prepararse.


Los laboratorios clínicos deberán garantizar la calidad de los estudios que realizan, a través de un programa interno de control de calidad, que incluya todas las secciones del laboratorio y las etapas preanalítica, analítica y posanalítica.

Los laboratorios clínicos deberán participar al menos en un programa de evaluación externa de la calidad, en el cual deberán integrar todos los estudios que realicen y que incluya el programa.

El laboratorio tendrá que acreditar la evaluación de cada una de las pruebas incluidas en programas externos, y desarrollar una investigación dirigida, para solucionar la problemática de aquellos estudios en los que ocasionalmente la calidad no sea satisfactoria.

Estos artículos ponen de manifiesto la necesidad de que el gremio se prepare, tome cursos de control de calidad, que se formen nuevos programas de evaluación externa y de que los existentes se modifiquen para cumplir con la norma. Por cierto que la norma vigente ya señalaba como una función de los responsables el realizar tanto control interno como externo.

3.-En la página WEB del PECEL que pueden consultar a través de INTERNET a la dirección http://BIOS.ENCB.IPN.MX/PECEL, podrán ver la historia del PECEL, el sistema de evaluación, algunas recomendaciones para el control interno de calidad, algunos otros datos interesantes y las normas vigentes de los laboratorios clínicos.

7.-SECCIÓN DE QUÍMICA CLÍNICA. Este mes tuvimos una experiencia interesante con la medición de

enzimas, durante una sesión en el laboratorio de enseñanza, esperamos que les sea de utilidad.

Tenemos un equipo BM-4010 con celda de flujo y sucedió que los alumnos rompieron la celda. De emergencia conseguimos una celda cuadrada y de 1 cm de paso de luz, aparentemente de sílica pero no se sabía el origen, marca ni otro dato. La utilizamos y ¡SORPRESA¡, los resultados de las muestras eran considerablemente diferentes de las cifras esperadas. Cabe señalar que esto sólo se puede notar si se usan sueros valorados.

Después de conseguir una celda original para ese equipo, se analizaron varios sueros valorados, con la celda original, con la de origen desconocido que antes se había utilizado y con otra celda de sílica, en cuya caja sí se señalaba que era para UV. Encontramos que los resultados con la celda original sí coincidían con los valores esperados, eran un poco menores con la celda para UV y mucho menores con la celda de origen desconocido (las tres eran de 1 cm).

Es posible que si algún laboratorio usa celdas de origen desconocido o que no sean para UV, pudiera estar en la misma situación. Algo semejante y aún peor debe estar sucediendo en algunos laboratorios que utilizan equipos Coleman o Perkin Elmer


para medir a 340 nm, con celdas de vidrio (no sirven para UV) y de pilón sin temperatura regulada.

Las recomendaciones internacionales para medir enzimas son: Utilizar métodos optimizados. Para varias enzimas hay métodos

optimizados por diferentes asociaciones como DGKCH, SFBC, NVKC, SCE, SEQC e IFCC.

Que los fotómetros o espectrofotómetros tengan un ancho de banda pequeño (4-8 nm), que estén bien calibrados y con la sensibilidad adecuada.

Que la celda sea cuadrada, diseñada para leer en el UV y termorregulada. Con respecto a la temperatura les señalamos que los mejores sistemas reguladores son los Pelltier, ya que en los que tienen un baño de agua exterior puede haber diferencias importantes entre la temperatura del baño y de la celda (por cada grado de temperatura hay un cambio aproximado de 10% de la actividad).

COMENTARIOS DEL CICLO 9708 DEL PECEL 4.-SECCIÓN DE QUÍMICA CLÍNICA. Este mes tuvimos varias experiencias interesantes con la medición

de enzimas, durante una sesión de laboratorio, en el curso que les anunciamos el mes pasado, al cual asistieron 11 compañeros (5 del D.F. y uno de cada uno de los estados de Tamaulipas, Guanajuato, Nuevo León, Hidalgo, Querétaro y Puebla). Esperamos les sea de utilidad.

Medimos la actividad enzimática en controles valorados, utilizando los mismos reactivos y en dos fotómetros de buena familia. Un equipo fue un BM-4010 provisto de celda termorregulada por agua de un baño María exterior y un Microlab con celda termorregulada Peltier (que amablemente nos prestó Merck).

Pudimos ver que en el 4010 se necesita poner la temperatura del baño 0.5ºC más alta, cuando se desea trabajar en la celda a una temperatura de 25ºC, mientras que para alcanzar 37ºC en la celda se necesita que el baño esté a 40ºC (estas cifras pueden variar dependiendo de la temperatura ambiente y del largo de las mangueras que conducen el agua al portacelda).

Por otro lado investigamos si se necesita preincubar la muestra y los reactivos a la temperatura deseada (medimos las muestras valoradas preincubando y sin preincubar) y encontramos que en el 4010 es indispensable la preincubación pero no en el Microlab (la celda Peltier es muy eficiente, necesita sólo unos segundos para que se alcance la temperatura deseada).

Sin embargo, si en el 4010 se preincuba y la temperatura de la celda se controla para que realmente sea la que se desea, los resultados son tan confiables como los del otro equipo. Calculamos los valores del PIV que se obtendrían con los resultados de ambos equipos y fueron menores de 30 puntos. Esto


último puso felices a los alumnos, entre los que por cierto había usuarios regulares de ambos equipos.

COMENTARIOS DEL CICLO 9709 DEL PECEL 5.- SECCIÓN DE QUÍMICA CLÍNICA. A continuación resumimos el sistema de control de calidad interno

basado en el análisis de muestras duplicadas. Puede ser utilizado en cualquier determinación en la cual el resultado sea numérico, sin importar el área del laboratorio clínico de que se trate.

Se basa en el análisis por duplicado de cualquier muestra del día. Conviene que se analice como si se tratara de otra muestra y de preferencia en orden o posiciones diferentes, con pipetas y materiales distintos y sin trato preferencial.

Es deseable hacer que este sistema sea muy seguro, realista y confiable, para ello se recomienda que se comisione a un compañero para que extraiga un tubo de sangre extra a un paciente, rotulándolo con un nombre diferente, para evitar toda predisposición de los analistas y reunir los resultados hasta el final del proceso analítico; un sistema así es denominado ciego.

Después de repetir en 20 ocasiones lo antes descrito, se procede al análisis estadístico de los resultados. Primero se calcula la concentración relativa del segundo resultado, considerando como 100% al primer resultado o viceversa, pero es conveniente que siempre se haga igual. Con la concentración relativa de los 20 días se calcula la media del mes (en general debe ser muy próxima a 100%), la desviación estándar y el coeficiente de variación (CV). Si el sistema elegido es ciego, el CV es de gran valor, ya que representa la imprecisión real del sistema. Si el CV es menor al límite aceptable de la imprecisión, se podrá garantizar que hay precisión con un alto grado de confianza. Este sistema no permite evaluar la exactitud, sólo la precisión.

Conviene hacer gráficas de Levey y Jennings, considerando como la media a 100%, y como desviación estándar al 5%. Si la imprecisión es grande un día, es posible que esto ayude a descubrir y corregir fallas en el sistema y prevenir errores.

También es posible utilizar este método para garantizar que la calidad entre diferentes turnos o carruseles de los autoanalizadores es comparable, investigando si existen diferencias en resultados de muestras idénticas que fueron analizadas en los mismos.

9.- SECCIÓN DE PARASITOLOGÍA: A continuación les incluimos algunos comentarios interesantes,

que pueden contribuir al mejor diagnóstico de las parasitosis. LA IMPORTANCIA DEL ESTUDIO COPROLÓGICO EN EL

DIAGNÓSTICO DE PARÁSITOS INTESTINALES. Con frecuencia se observa que en algunos laboratorios, ha ido paulatinamente cayendo en desuso el examen macroscópico coprológico, el cual puede ser de utilidad para orientar el diagnóstico, como es


el caso de descubrir alguna proglótida de Taenia sp o algún helminto adulto pequeño en presencia de exámenes microscópicos negativos. El examen de heces tiene su máxima indicación clínica en las diarreas crónicas, y en general interesa en aquellos procesos que cursan con insuficiencia digestiva o en los que se busca un parásito. Comprende la observación directa macroscópica y el análisis químico bacteriológico y parasitológico de la deposición, ya sea espontánea o, mejor, después de una comida de prueba. “El análisis puede no decir nada en cambio la inspección consciente tiene un valor definitivo y con frecuencia nos permite sentar definitivamente los diagnósticos”. Además para practicar un análisis coprológico hay que recomendar un análisis de reconocida objetividad y experiencia, pues los hallazgos pueden variar notablemente y en distintos campos microscópicos llevando un examen precipitado y conclusiones completamente erróneas. CONDICIONES MÍNIMAS PARA EFECTUAR EL ESTUDIO. Cuando un médico solicita un estudio coproparasitoscópico, debe tener presente como mínimo los siguientes principios: 1.Cada parásito es evidenciado con la técnica que esta diseñada para él; por lo tanto se hace necesario ofrecer al analista los elementos de orientación para que pueda seleccionar las técnicas apropiadas 2.Procedencia geográfica del enfermo, ya que muchas de las parasitosis son endémicas de ciertas regiones 3.Anotar el diagnóstico clínico y de ser posible, por lo menos lo esencial de los signos y síntomas 4.Los resultados de otros exámenes paraclínicos, en particular el hemograma y la fórmula sanguínea PREPARACIÓN DEL PACIENTE Muchos exámenes coprológicos son falsamente negativos por que los enfermos no han sido sometidos a una preparación correcta. El método de preparación debe ser indicado al enfermo en forma explícita. Siempre es deseable la preparación del enfermo, no obstante, no es obligatoria si el examen es urgente. Un régimen pobre en residuos evita sobrecargar las preparaciones de restos vegetales molestos porque son voluminosos o engañosos. Es conveniente evitarlo todo, especialmente ciertas legumbres (lentejas, frijoles), algunas frutas de cáscara muy gruesa como manzanas, durazno, higos y peras. Es recomendable los tres días que anteceden al examen coprológico, una dieta como: pan tostado, pastas, arroz, huevo, productos lácteos y pescado descartando los medicamentos como son los laxantes, antidiarreicos y supositorios.


1.-SIETE AÑOS DE PECEL=84 EVALUACIONES ININTERRUMPIDAS. Con este ciclo festejamos el séptimo aniversario del programa,

como siempre, aprovechamos la fecha para agradecer a los coordinadores del interior de la República Mexicana, ya que


gracias a su desinteresado esfuerzo y perseverancia hacen posible la existencia del programa. Igualmente agradecemos a todos los participantes por la confianza depositada en nosotros.

Finalmente les queremos reiterar nuestra convicción de que la participación de los laboratorios en el programa, es útil para elevar la calidad analítica, contribuyendo así a mejorar los servicios de atención a la salud de nuestra población. Por lo anterior, continuaremos trabajando con renovado esfuerzo.

4.- SECCIÓN DE QUÍMICA CLÍNICA. Al revisar los resultados del ciclo pasado, de 10 laboratorios de

nuevo ingreso, observamos dos situaciones interesantes. En un caso todos los PIVs fueron elevados y con signo positivo, mientras que en otro fueron igualmente altos pero con signo negativo.

Esto es muy significativo, ya que lo común es que en algunos componentes se obtengan valores negativos y en otros los valores sean positivos. Como recordarán, un signo positivo del PIV indica que el valor informado es mayor que el esperado (de consenso), mientras que un signo negativo indica lo contrario.

Así, el obtener todos los PIVs positivos sugiere que se trata de un error sistemático, debido probablemente a: a) que el suero control fue hidratado con un volumen inferior a los 5 mL que debieron utilizar, o b) que el multicalibrador utilizado para la calibración del equipo fue hidratado con un volumen mayor del indicado.

De forma similar, si todos los PIVs son negativos, esto puede ser debido a que el control fue hidratado con un volumen mayor del indicado o el calibrador con un volumen menor. En este caso también hay otra posibilidad aunque remota, que es la de que los reactivos hayan sobrepasado su vigencia, en cuyo caso generalmente baja la capacidad de reaccionar con todo el componente presente.

Cabe señalar que este tipo de errores sistemáticos son fáciles de resolver con buenas prácticas analíticas como son el hidratar calibradores y controles, utilizando pipetas volumétricas certificadas (tienen una A en el cuerpo de la misma) y en perfecto estado, además de cuidar la vigencia de los reactivos una vez que han sido hidratados, para lo cual se debe llevar un registro de la fecha en que se preparen y la vida útil de los mismos.

Algunos laboratorios utilizan pipetas graduadas y otros utilizan dispensadores para hidratar controles y calibradores, lo cual puede afectar mucho la calidad.

Es pertinente señalar que la exactitud depende de la calibración y principalmente es afectada por los errores sistemáticos, mientras que la precisión depende de la uniformidad de todo el proceso y principalmente es afectada por los errores aleatorios.

6.- SECCIÓN DE PARASITOLOGÍA: RECOLECCIÓN, MANEJO Y CONSERVACIÓN DE MUESTRAS DE MATERIA FECAL Es necesario dar información al paciente para que pueda recolectar su muestra para llevarla al laboratorio, les sugerimos que elaboren una guía para el paciente en unos cuantos renglones de manera entendible,


para que lleve al laboratorio su muestra y que de esta manera se le proporcione un buen servicio. Condiciones preanalíticas para el diagnóstico coproparasitoscópico. Las muestras deben recolectarse en recipientes limpios y de boca ancha. Se recomienda el uso de envases de plástico rígido, y preferentemente liso en su interior, libres de todo tipo de desinfectantes y jabones. Los recipientes con tapas herméticas son esenciales ya que impiden el derrame y permiten la preservación de la humedad de la muestra. Lo ideal sería obtener la muestra en el laboratorio. Pero un buen examen sigue siendo posible si las heces son llevadas lo más pronto posible, evitando que se enfríen. Esto se recomienda cuando se sospecha que el paciente tiene una amibiosis ya que los trofozoitos son tan sensibles que después de 2 horas y en bajas temperaturas llegan a morir. Cada una de las muestras deberá ser debidamente identificada con el NOMBRE DEL PACIENTE Y FECHA DE RECOLECCIÓN, si el médico solicita serie de tres, es recomendable que lleve un recipiente por muestra. El número de muestras a examinar dependerá de lo que se esté buscando, Si sólo se requiere un diagnóstico de helmintos, 3 muestras son suficientes, cuando se sospeche de amibiosis pueden recomendarse hasta 6 muestras, con lo que se logra la detección del 90% de las infecciones. Para un examen parasitológico previo al tratamiento se recomiendan 3 muestras. El paciente que ha recibido tratamiento por infección por protozoarios deberá ser controlado durante 3 o 4 semanas después de la terapia, y los tratados por infecciones de Taenia sp. se les efectuará un control de 5 o 6 meses después de la terapia. En general los nemátodos como: Ascaris lumbricoides, uncinarias, y Trichuris trichiura, emiten huevos en forma más o menos constante, por lo cual el aislamiento de las heces se efectúa con relativa facilidad. Pero en otras especies como sucede con los protozoarios, su ritmo de expulsión por las heces es irregular y puede variar de 3 a 10 días como sucede con Entamoeba histolytica y Giardia lamblia; la evacuación de proglótidos de Taenia sp. se efectúa con varios días de intervalo, por lo que se recomienda colectar muestras con intervalos de 2 a 3 días. Es recomendable que todas las muestras, antes y después del tratamiento, se recolecten en días separados, si es posible cada tercer día, o serie de 3 muestras en un período de no más de 10 días y series de 6 en un plazo de no más de 14 días. Cualquier tipo de antibiótico administrado durante el mes precedente, reduce las posibilidades de encontrar protozoarios intestinales. Tras una semana de la administración de bario por un examen radiológico, las heces no pueden examinarse buscando parásitos, ya que éste dificulta la observación al microscopio. Los compuestos que contienen caolín y bismuto, leche de magnesia y antiácidos, también interfieren en la búsqueda de parásitos.


Las muestras que son contaminadas con agua corriente o tierra pueden contener larvas de nemátodos de vida libre. Se debe evitar la contaminación con la orina, ya que ésta puede destruir los protozoarios móviles dentro de la muestra. Obtención de muestras. Pueden ser recolectadas de tres formas diferentes: 1.-Expulsión natural, 2.-por medio de purgantes y 3.-por cucharilla rectal. La más recomendable es la expulsión natural, pero en algunos casos se puede recomendar un purgante por lo difícil de obtener las muestras, especialmente en el caso de estrongiloidiosis, ya que se ha demostrado así se aumenta la probabilidad de encontrar parásitos. Nunca debe de emplearse aceite mineral o de castor, ya que dificulta la observación y pueden enmascarar la presencia de parásitos y confundirse las gotitas con trofozoitos. En vez de estos, se recomienda el empleo de un purgante salino, la toma por cucharilla rectal consiste en una varilla de vidrio que en un extremo contiene un ensanchamiento; es un método que se emplea con frecuencia para la detección de trofozoitos de Entamoeba histolytica y sobre todo se utiliza en lactantes y en niños de edad escolar. Un examen en fresco se debe de efectuar en muestras sin preservar y debe proveer información sobre la edad de la muestra y las características físicas. El tiempo que tiene la muestra es un factor importante en el diagnóstico. Por lo tanto todas las muestras líquidas deben ser examinadas en un máximo de 30 minutos. Si esto no fuera posible, parte de la muestra se fijará dentro de este tiempo para su posterior análisis. El examen inmediato de las heces no es tan importante, pero han de mantenerse refrigeradas si el examen se va a retrasar. La refrigeración tiene un efecto adverso sobre los trofozoitos, pero los quistes en deposiciones con forma permanecen reconocibles durante varios días y hasta una semana o más cuando se mantienen a una temperatura de 3 a 5º C. La incubación de las muestras a 37º C, dará lugar a una más rápida muerte y desintegración de los quistes y trofozoitos de protozoarios y a la maduración y eclosión de los huevos de uncinarias (aunque en zonas tropicales maduran a temperatura ambiente), pero también pueden fijarse las heces para analizarse después. Congelar la muestra no es recomendable por que las características de los parásitos pueden ser alteradas.

COMENTARIOS DEL CICLO 9711 DEL PECEL 2.- UNA MALA Y UNA BUENA. La mala es que este mes el promedio del PIV en la sección de Química Clínica fue mayor de 100 puntos (101), después de 8 meses en que el promedio había sido menor de esa cifra. La buena es que el suero utilizado era totalmente desconocido por los participantes y aún por los organizadores (el suero fue de Randox nivel II y no era valorado), de manera que la cifra de 101 es un reflejo real de la situación actual de los laboratorios y por no ser


muy diferente de las anteriormente alcanzadas, esto nos da la confianza de que el programa proporciona información fidedigna. 5.- SECCIÓN DE QUÍMICA CLÍNICA. De nuestra interacción con los laboratorios, tenemos una experiencia interesante. Durante una visita de trabajo quisimos hacer un diagnóstico de la precisión de los diferentes analistas; les pedimos que cada uno analizara glucosa 10 veces, en una muestra control que les proporcionamos. Los resultados señalaban que tenían imprecisión. Buscando las causas, verificamos las pipetas, la forma en que las usaban y otros factores; mejoraron pero la imprecisión persistía. Continuando con la búsqueda notamos que durante el proceso, cada quién manejaba de diferente forma, el fotómetro Gilford con celda de flujo que tenían. Un compañero colocaba en “1” el botón de tiempo de la bomba de succión y presionaba de 3 a 6 veces el de toma de muestra, otros lo hacían con diferentes tiempos y veces de toma. Decidimos investigar si esta era la causa de imprecisión y ¡¡¡sorpresa así fue!!!. Primero investigamos el volumen que tomaba la celda en cada posición del tiempo de bombeo, desde 1 hasta 5. Para ello pusimos volúmenes conocidos de agua y el número de veces que debíamos presionar el botón de carga de líquido para que se agotara el agua. Establecimos que el volumen tomado era igual al tiempo de bombeo, expresado en décimas de mL más una décima, por ej. Si se colocaba en “2” tomaba 0.3 mL y si se colocaba en “4” tomaba 0.5 mL. Posteriormente investigamos el número de veces que había que presionar el botón de carga de líquido, para llegar a una lectura constante. Preparamos un volumen suficiente de una solución colorida (20 mL de reactivo GOD-PAP con 200 µL de suero control e incubamos). Seleccionando cada tiempo de bombeo y ajustando a “0” con agua, cargamos varias veces la solución colorida hasta lograr una lectura constante. Así, pudimos determinar que se gastaba menos volumen de la solución colorida y se llegaba a la lectura real de la muestra, si se seleccionaba el tiempo de bombeo de “4” y se cargaba dos veces la solución colorida. Cabe hacer notar que no era importante la magnitud de la lectura sino su constancia. Estos resultados son simples, sin embargo son de la mayor importancia para evitar el ACARREO EN ESE SISTEMA MANUAL. La solución tenía una absorbencia de 0.4 y si se leía después de ajustar el equipo a “0”, en la posición “4”, daba 0.3 en la primera vez que se tomaba muestra y 0.4 a la segunda. De manera semejante, si luego de la solución se leía el blanco de reactivos como problema, a la primera daba 0.1 de lectura y hasta la segunda daba el “0”, es decir que una muestra contaminaba a la otra. Traducido a datos de laboratorio, si después de una muestra patológica se leía una muestra normal, el resultado de esta última pasaba a cifras patológicas, si únicamente se cargaba solución una vez, lo que se evitaba si se cargaba solución dos veces. Si primero se leía la muestra normal, la patológica resultaba menos concentrada


a la primera vez. Por último les comentamos que el efecto de acarreo era casi nulo en un Microlab que también tenían. 6.- SECCIÓN DE PARASITOLOGÍA. Examen Macroscópico La inspección de las heces es importante, ya que puede conducir a un diagnóstico de infección parasitaria, ictericia obstructiva, diarrea, mala absorción, obstrucción rectosigmoidea, disentería o colitis ulcerosa, o pérdida de sangre en el conducto gastrointestinal. En ciertos casos el examen macroscópico de helmintos puede mostrar parásitos que no se diagnosticarían con el examen macroscópico. Pueden encontrarse helmintos pequeños, proglótidos o escolíses agregando una pequeña cantidad agua a las heces, filtrando lentamente esta suspensión en un tamiz de malla fina de alambre y escogiendo en un vidrio de reloj sobre un fondo negro aquellas formaciones que puedan tratarse de parásitos macroscópicos, para posteriormente estudiarlos al microscopio o con lupa. Ha de examinarse toda la superficie de la muestra en busca de parásitos macroscópicos. Cuando el laboratorio recibe muestras de heces no preservadas, estas deben de examinarse macroscópicamente considerando lo siguiente: La Cantidad depende fundamentalmente de los residuos alimenticios procedentes de la dieta, según su contenido en verduras y fruta, es decir, en celulosa, y de la existencia de estreñimiento o diarrea en el enfermo. Por término medio, y con una alimentación corriente, se elimina normalmente entre 150 y 250 g de heces /día. Con un régimen vegetariano se llega a 370 g o más, mientras que con un régimen de carne se excretan sólo unos 60 g/día. En el estado patológico pueden alcanzar las deposiciones un peso superior al kilogramo diario y si se trata de diarreas agudas graves, pueden eliminarse varios litros diarios. a) Aumentos excesivos se observan:

i) Típicamente en la enfermedad Hirchsprung o megacolon congénito. Se caracteriza por eliminación espaciada (cada 10 o 15 días) de una deposición abundante, se suele rebasar los 300 g en peso (se da predominantemente en niños).

ii) Son especialmente voluminosas las heces en los enfermos con estatorrea de cualquier origen: Pancreática, disapsortiva, etc.

iii) En la aceleración del tracto intestinal: Fístulas gastrocólicas, hiperquinecia, etc., así como los defectos de absorción y en los síndromes de hipersecreción, todo lo cual a su vez causa de diarrea, es decir, fluidificación de las heces.

iv) La materia fecal puede aumentar su volumen, presentar una mayor cantidad de material no digerido y tener frecuentemente una coloración gris-verdosa y ausencia de color cuando se ingieren antibióticos por vía bucal. También puede haber un aumento notable de moco y puede presentarse diarrea.

b) La disminución se presenta en el estreñimiento y en todos los procesos que a él conducen. En los tumores de intestino grueso y


recto que cursan con estrechamiento de la luz intestinal. En todos los procesos que conducen al íleon. En realidad no sólo se produce en todas ellas menor cantidad, sino disminución del número de deposiciones. La consistencia se puede expresar en los términos: a) Acuosa, b) Blandas, c) Pastosas y d) Dura La consistencia tiene relación directa con la presencia de trofozoitos de protozoarios en evacuaciones acuosas y por el contrario las duras con la presencia de quistes. Normalmente, la deposición debe de ser sólida y formada, es decir, cilíndrica y consistente para mantener esta forma después de excretada. El régimen de prueba sin celulosa puede dar lugar a unas heces algo más blandas pero normales. Los estreñidos eliminan deposiciones pequeñas duras y a menudo en bolas o “caprinas”. Las falsas diarreas de los constipados se caracterizan por la deposición mixta, compacta la primera parte y pastosa al final. Son fluidas, pastosas o líquidas las heces en las diarreas. Parece una papilla la deposición de los enfermos con insuficiencia gástrica descompensada. Es pegajosa, como mantequilla, y en las esteatorreas de origen biliar, pancreático, o entérico. Pegajosas y oscuras, son generalmente las heces de las melenas. Pastosa, esponjada y espumosa es la deposición en la llamada dispepsia de la fermentación. Son apreciables los restos groseros de alimentos en la “lenteria” por transito rápido, especialmente el la insuficiencia gástrica.

COMENTARIOS DEL CICLO 9712 DEL PECEL 4.- SECCIÓN DE QUÍMICA CLÍNICA. Relacionado con la nota técnica anterior (para la optimización de la utilización de los equipos Gilford), este mes les narramos dos experiencias en la optimización del uso de un fotómetro BM4010. 1º INVESTIGACIÓN DEL POSIBLE ACARREO EN EL BM4010. Con 20 mL de reactivo GOD-PAP y 200 µL de un suero de nivel elevado (muestra), que después de incubar tenía una absorbencia de 0.4 (frente a un blanco de reactivos), hicimos varias lecturas. Siempre que se hacía una primer lectura después de ajustar a cero se obtenía una lectura de 0.34 (15% menos glucosa) y era hasta la segunda en que se alcanzaba 0.4 (se vaciaba la celda y se volvía a llenar), cifra que ya no cambiaba si se hacían más lecturas. Si después de la muestra se leía al blanco de reactivos como muestra, siempre se obtenía una cifra de 0.08 y hasta la segunda vez y a veces hasta la tercera, se obtenía el cero original. Así, la muestra se diluía con el blanco y en el blanco se tenía interferencia por acarreo de muestra. Queda claro que este efecto de acarreo se evita si se enjuaga la celda, al menos una vez, con la misma solución que se va a leer.


2º INVESTIGACIÓN DEL VOLUMEN MÍNIMO EN LA CELDA. Después de haber leído la muestra señalada antes y vaciar la celda, se fueron adicionando volúmenes de 0.1 mL de la misma solución, tomando lecturas en cada ocasión. Los resultados obtenidos fueron interesantes y hasta sorprendentes, las primeras lecturas, correspondientes a los volúmenes 0.1, 0.2 y 0.3 mL fueron casi de cero (el equipo no los alcanzaba a leer), luego cambiaron a 0.25, 0.6 y 0.4, para los volúmenes correspondientes a 0.4, 0.5 y 0.6, respectivamente. Estos datos señalan que el volumen mínimo a leer en ese equipo es de 0.6 mL y que en volúmenes inferiores, el menisco de la solución coincide con el paso de luz y las lecturas son aberrantes, ya que la lectura de 0.6 sería equivalente a 1½ vez la concentración real de la muestra. Este EFECTO MENISCO ya antes lo habíamos sufrido y no entendíamos lo que sucedía. Teníamos imprecisión en la medición de Hierro, con un reactivo de Merck y pensábamos que eran los reactivos, también investigamos el lavado de material, el estado, uso y funcionamiento de pipetas semiautomáticas y todo parecía bien. Finalmente se descubrió que el volumen final del sistema era exactamente igual al mínimo que podía leer un fotómetro Sequoia Turner y si no se escurría hasta la última gotita, había imprecisión. Descubrimos también que el EFECTO MENISCO se evitaba sacando ligeramente la celda, con lo cual se obtenía una lectura constante y se evitaba la imprecisión. 5.- SECCIÓN DE PARASITOLOGÍA. En la sesión de discusión del ciclo 9711, el QBP José Pedraza señaló que los huevecillos de la muestra correspondían a oxiuros de ratón, trajo fotos de los huevecillos del parásito, tanto de ratón como de humano, tomadas en su microscopio. La muestra contenía escasos huevecillos de Enterobius vermicularis, pero se enriqueció con los de oxiuroideos de raton, éstos son ligeramente más grandes y alargados. Nos dio mucho gusto ver el interés que despierta la participación en el programa. Felicitamos al compañero. La muestra de este mes contenía Entamoeba coli y Iodamoeba butschlii, sin embargo, en Iodamoeba no se observaba claramente la vacuola de glucógeno. La razón es que no hemos podido conseguir merthiolate que contenga timerosal para la preparación del conservador MIF (merthiolate, iodo y formol). CONTINUACIÓN DEL EXAMEN MACROSCÓPICO COLOR: La dieta es el factor determinante de mayor importancia, la coloración parda habitual se debe a urobilina y a estercobilina, dos pigmentos derivados de la bilirrubina. Normalmente y con dieta mixta, la deposición es de color pardo castaño más o menos oscuro en el adulto oscureciéndose a medida que pasa el tiempo expuesta al aire. Con dieta láctea y en los lactantes es amarillo canario. Con dieta carnea se torna castaño oscuro. Una


alimentación rica en verduras (espinacas, especialmente) tiñe las heces de color verdoso, en tanto que si preponderan las papas y el pan, las heces se aclaran hacia un castaño amarillento. El régimen de prueba antedicho tiende a producir heces de color ocre, normales. Un exceso de café oscurece la deposición. En general las heces duras de los estreñidos son mas de oscuras de lo normal, y las deposiciones diarreicas suelen ser más claras, aunque en esto último se dan numerosas excepciones. Blanco-grisáceas, de color ceniza, son las heces en la acolia de las ictericias obstructivas y de la fase aguda de las hepáticas, con lo que su aspecto se ha comparado con la masilla. La ingestión de papilla de bario produce el mismo efecto. Amarillentas, con diferente matice son las heces en las diarreas de fermentación y en las esteatorreas, influencia pancreática, etc. Como yema de huevo son las heces procedentes de un tránsito acelerado a partir de las partes más altas del intestino delgado. De color verde, por la biliverdina, aparecen otras veces las deposiciones por paso rápido global en las diarreas duodenales. Un exceso de vegetales clorofílicos da un tono verdoso a las heces. Rojiza, irregularmente, son las deposiciones que contienen sangre no transformada, de origen bajo (hemorroides, tumores de colon distal, etc.). La hematina puede dar un color pardo rojizo en las heces y también la rifampicina. Pardo, suele ser las diarreas gastrógenas. Pardo-oscuras son las heces de putrefacción que aparecen en distintos procesos (colitis, cáncer, uremia, etc.) o en las heridas pleocromia por exceso de bilis, en la ictericia hemolítica. Negruzca y pastoso, pegadizas, como pez o alquitrán son típicamente las heces en las melenas, es decir, en las hemorragias digestivas altas. De color negro son también las deposiciones después de la ingestión de moronga o sangre, moras, jugo de uva, vino tinto, etc., o de tomar preparados de carbón, hierro, bismuto, sales de plata, etc. La sangre en heces puede proceder de un cáncer de esófago, varices esofágicas (cirrosis hepáticas), ulcus gastroduodenal, carcinoma gástrico, ulceraciones intestinales (tifoidea, tuberculosis, colitis ulcerosa), infarto mesentérico, invaginación intestinal, cáncer de colon, poliposis, hemorroides. Para que produzca melena, son necesarios 100 ml o más de sangre, proveniente del aparato digestivo. Sin embargo cualquier sangrado en exceso de 12 ml por 15 g de heces es considerado patológicamente significativo. OLOR: El olor normal de las heces no es muy desagradable y se debe al indol y al escatol. El metano, el ácido sulfhídrico y el metil mercaptano lo hacen más desagradable. Las dietas a base de carne produce un olor más notable, la leche y las dietas vegetarianas lo producen casi nulo. Un olor desagradable indica reacción alcalina; las heces muy ácidas tienen un olor acre o rancio.


El olor fecal, característico, se hace fétido en todos los procesos que cursan con putrefacción de las proteínas ingeridas o endógenas, y sobretodo en las melenas, en el cáncer de colon y en el absceso abierto en el intestino grueso. El acolia es desagradable pero no hediondo. De olor rancio, agrios son las diarreas de fermentación con transito rápido a partir del ciego. Inodoras se vuelven las deposiciones durante las curas con antibióticos intestinales. De olor amoniacal son las diarreas urémicas y en las fístulas retrovesicales. MOCO: Si esta finalmente dividido y mezclado en las heces, dándoles un aspecto brillante procede del intestino delgado, a diferencia del moco en copos visibles, que tienen un origen más bajo y sobretodo en tiras o galeras, cuyo punto de partida esta en el colon distal. Su significación clínica es muy distinta si se presenta aisladamente como moco perlado, transparente, o si es opaco, mezclado con células epiteliales, sangre o pus: en el primer caso se trata de un catarro alérgico, puramente funcional o mixoneurosis (colon irritable), y excepcionalmente, si es muy abundante de un tumor velloso; mientras que en el segundo caso señala la existencia de un proceso inflamatorio, más o menos profundo. La presencia reconocible de moco en una muestra de heces es anormal y debe de anotarse. La existencia de un moco gelatinoso translúcido, adherido a la superficie de las heces formadas, sugiere el estreñimiento espástico o una colitis mucosa. En las heces de pacientes con alteraciones emocionales se ve también moco, que puede ser el resultado de la excesiva tensión. El moco sanguinolento pegado a la masa fecal indica la posibilidad de una neoplasia o de un proceso inflamatorio del canal rectal. El moco asociado con pus y sangre se encuentra en el excremento de pacientes con colitis ulcerosa, disentería bacilar, carcinoma ulcerado de colon y, más raramente, diverticulitis aguda o tuberculosis intestinal. Los enfermos que padecen un adenoma velloso del colon pueden presentar gran cantidad de moco que puede llegar a alcanzar 3 o 4 L en 24 horas., y desarrollan frecuentemente una deshidratación importante y alteraciones electrolíticas, sobretodo hipopotasemia. PUS: Los pacientes con colitis ulcerosa crónica y disentería bacilar crónica presentan con frecuencia gran cantidad de pus en las heces, para cuya detección se precisa un examen macroscópico. Esto ocurre también en pacientes con abscesos o fístulas localizadas, comunicantes con el sigmoides del ano. Raramente existen grandes cantidades de pus en las heces de los pacientes con colitis amibiana; por lo tanto, su presencia es una prueba en contra de este diagnóstico. PARÁSITOS: Examínense macro y microscópicamente.


COMENTARIOS DEL CICLO 9801 DEL PECEL 3.- SECCIÓN DE HEMATOLOGÍA: Como se informó, la laminilla de este ciclo correspondía a un paciente del DR. Carrillo Farga, que ha sido bien estudiado. Les pedimos que consideraran la información que se les dio y que informaran varios datos, algunos de ellos debían ser calculados y otros observarse en la laminilla. Decidimos hacer una evaluación de cada parámetro que se solicitó y la experiencia fue muy positiva. En las hojas de resumen de resultados que se les anexan observamos lo siguiente: Un buen número de participantes no hace correctamente los diferentes cálculos. Algunos utilizan puntos decimales cuando no se debe, algunos utilizan “comas” en lugar de punto y otros utilizan incluso otros separadores de dígitos. Confunden unidades e informaron resultados con diferencia de millares. También encontramos errores en los cálculos del número absoluto de las células. Por todo lo anterior decidimos revisar a continuación, la manera de hacer cada uno de los cálculos solicitados. Las unidades que se les solicitaron son las internacionales, que ya han sido adoptadas en numerosos países, especialmente en los desarrollados, sin embargo incluimos los cálculos con las unidades tradicionales y con las internacionales. Brevemente les recordamos los submúltiplos necesarios

FACTOR PARA CONVERTIR

UNIDAD símbolo

MILI m

MICRO µµ

NANO n

PICO p

FEMTO f

ATTO a

Unidad a submúltiplo

100 103 106 109 1012 1015 1018

Submúltiplo a unidad

100 10-3 10-6 10-9 10-12 10-15 10-18

VOLUMEN GLOBULAR MEDIO (VGM) Es el promedio del volumen que ocupa un eritrocito, expresado en femtolitros (fL). La muestra problema tenía un hematócrito de 31.7% y eritrocitos en 3.93x106 por mm3 o µµL. Es decir que el paquete de eritrocitos ocupaba 31.7 mL de cada 100 mL de sangre o 0.317 µµL de 1 µµL de sangre. Así, en 0.317 µµL que ocupaba el paquete estaban 3.93x106 eritrocitos y dividiendo 0.317 entre 3.93x106 obtenemos el volumen de un eritrocito en microlitros. Finalmente multiplicando por 1x109 para convertir de microlitros a femtolitros obtenemos el resultado de 80.66 fL. Con estas unidades, la fórmula simplificada es VGM=Hto*10/millones de eritrocitos (VGM=(31.7x10)/3.93) Con las unidades internacionales es igual de simple, si la cuenta es de 3.93 x 1012 eritrocitos/L y el hematócrito es de 0.317 L/L (0.317 litros de paquete por cada litro de sangre). Dividiendo 0.317 entre 3.93x1012 nos da una cifra de 8.066x10-14 litros, que equivale a 80.66 x10-15 litros y multiplicando por el factor para convertir al


submúltiplo buscado nos da 80.66 fL. La fórmula simplificada sería VGM=Hto*1000/eritrocitos x 1012 (VGM=(0.317x1000)/3.93). HEMOGLOBINA GLOBULAR MEDIA (HGM) Es el promedio de la cantidad de hemoglobina que contiene un eritrocito, expresado en picogramos (pg). Si la muestra contenía 9.4 g de hemoglobina/dL, que son equivalentes de 94 g/L y había 3.93x1012 eritrocitos/L, dividiendo la segunda entre la tercer cifra tendríamos 23.9x10-12 g/L, que multiplicada por el factor para convertir la unidad (g) al submúltiplo pico tendremos la cifra buscada de 23.9 pg/eritrocito. La fórmula simplificada sería, para las unidades tradicionales HGM=Hbx10/millones de eritrocitos (HGM=9.4x10/3.93), y para las unidades internacionales HGM=Hb/eritrocitos x10-12 (HGM=94/3.93). CONCENTRACIÓN MEDIA DE HEMOGLOBINA GLOBULAR Es la cantidad de hemoglobina contenida en el volumen que ocupa el paquete de glóbulos rojos. En la muestra problema, por cada 100 mL de sangre el paquete de glóbulos rojos ocupaba 31.7 mL y contenía 9.4 g de hemoglobina, de manera que habrían 29.6 g de hemoglobina por 100 mL de paquete globular. La fórmula simplificada con estas unidades sería CMHG=Hbx100/Hto (CMHG=9.4*100/31.7). Para las unidades internacionales tendríamos 0.317 litros de paquete por cada litro de sangre (Hto=0.317 L/L) y una Hb=94 g/L, de manera que simplemente dividiendo la Hb entre el hematócrito tendríamos la concentración media de hemoglobina expresada en g/L (unidades=(g/L)/(L/L)=g/L). RETICULOCITOS (valor absoluto x109/L) Si ya se estableció que hay un 5% de reticulocitos y la cuenta total de eritrocitos es de 3.93x1012 eritrocitos/L, el número de absoluto de reticulocitos se calcula simplemente calculando el 5% del total de eritrocitos, que da 1.965x1011 y que es igual a 196.5x109

eritrocitos/L, que es el resultado buscado. LEUCOCITOS TOTALES CORREGIDOS Y NÚMERO ABSOLUTO DE ERITROBLASTOS (valor absoluto x109/L) Cabe señalar que si la cuenta de células se realiza en un contador automatizado, el resultado incluye tanto a los leucocitos como a los eritroblastos (la mayoría de los equipos no los discriminan), de manera que para calcular el número real de leucocitos debe establecerse el número de eritroblastos por cada 100 leucocitos. En el informe que nos proporcionó el DR. Joaquín Carrillo Farga, él determinó que habían 270 eritroblastos por cada 100 leucocitos, de manera que el cálculo se hace considerando que la cifra de 21560x109 corresponde a 370 células nucleadas, de las cuales 270 son eritroblastos y 100 son leucocitos, de manera que planteando dos reglas de “3” se calculan los leucocitos totales corregidos y el número absoluto de eritroblastos (LTC=100*21560/370 y No. ABSOLUTO DE ERITROBLASTOS=270*21560/370).


NUMERO ABSOLUTO DE CADA CÉLULA BLANCA (valor absoluto x109/L) Para calcular el número absoluto de cada célula de la serie blanca, es necesario que en la cuenta porcentual no se hayan incluido los eritroblastos. Hay dos maneras de hacer los cálculos. Una es contando simultáneamente los eritroblastos en un piano y las células blancas en otro, finalizando cuando en el último llegan a 100 células, de esta manera se determina directamente el número de eritroblastos por cada 100 leucocitos y el porcentaje corregido de cada tipo de leucocito. La otra manera es contando un mínimo de 200 células, incluyendo a células blancas y eritroblastos. En este caso, el número de eritroblastos por cada 100 leucocitos se establece con una regla de “3”. Por ejemplo, si se encuentran 80 células blancas y 120 eritroblastos, el cálculo sería =120x100/40. El porcentaje de cada célula blanca se hace considerando como a 80 como el 100% y contra estas cifras se establece el porcentaje corregido de cada leucocito. Así, independientemente de la manera en que se haya hecho el conteo, la suma de la cuenta diferencial deberá ser de 100. El valor absoluto de cada tipo de célula blanca, simplemente se establece calculando el porcentaje de la cuenta total de leucocitos, cuyo resultado será en las mismas unidades que se utilicen, sean las tradicionales o las internacionales.

COMENTARIOS DEL CICLO 9802 DEL PECEL 1.- SECCIÓN DE QUÍMICA CLÍNICA. UN EFECTO DE MATRIZ / LOS SUEROS SE AUTODEGRADAN / PSEUDOINEXACTITUD / TRIGLICÉRIDOS EN LOS EQUIPOS SYNCHRON DE BECKMAN.

En la mayoría de las evaluaciones, han destacado los resultados obtenidos por los equipos Beckman, ya que los PIVs han sido pequeños, excepto en triglicéridos. Para investigar este problema, la asesora de Beckman para esos equipos, QFB Marycarmen Barrientos y el que escribe, Dr. En C. Sergio I. Alva E., unimos esfuerzos. Inicialmente buscamos un patrón de comportamiento, ya que en algunos equipos miden los triglicéridos con la técnica enzimática que no corrige el glicerol libre con un blanco de muestra (TG) y en otros equipos utilizan la técnica que sí lo corrige (TG-B). No encontramos una explicación convincente, ya que encontramos equipos con y sin problemas en esta medición con ambas técnicas. Posteriormente decidimos hacer algunas pruebas y en un experimento casualmente afortunado, descubrimos el siguiente efecto de matriz. En un equipo CX4 programamos simultáneamente las pruebas TG y TG-B, utilizamos reactivos nuevos, el calibrador y los controles en uso. Se calibraron ambas pruebas (el equipo aceptó ambas a la


primera), se analizaron los tres niveles de los controles utilizados normalmente en ese instrumento. Los resultados obtenidos para ambas pruebas fueron extraordinariamente espantosos, como podrán notarlo en la siguiente tabla, en la cual destacan los porcentajes de error de la técnica TG que son mayores que en la técnica TG-B: SUERO TRIGLICÉRIDOS / TG TRIGLICÉRIDOS / TG-B Lote605331-3 V.E. V.O. %Error V.E. V.O. %Err NIVEL I 70 84 +20 69 73 +5.8 NIVEL II 104 128 +23 109 117 +7.3 NIVEL III 138 173 +25 148 160 +8.1 Pensamos que los porcentajes de error podían deberse a que el calibrador en uso estaba deteriorado, razón por la que repetimos el procedimiento con un calibrador nuevo y obtuvimos resultados semejantes, cabe señalar que los factores de calibración fueron casi idénticos a los de la primera vez, lo que señalaba que el problema no era debido al estado del calibrador; ante esa situación pensamos que entonces la causa podía ser el deterioro de los controles mismos, que por cierto correspondían a los últimos mililitros del último frasco de ese lote. Así, tuvimos que utilizar los controles de un nuevo lote que ya tenían en el laboratorio. Ahora los resultados fueron sorprendentemente buenos, como podrán notar en la siguiente tabla, en la cual los porcentajes de error fueron satisfactorios con ambas técnicas: SUERO TRIGLICÉRIDOS / TG TRIGLICÉRIDOS / TG-B Lote #### V.E. V.O. %Error V.E. V.O. %Err NIVEL I 83 79 -4.8 80 77 -3.7 NIVEL II 128 132 +3.1 128 126 -1.6 NIVEL III 175 178 +1.7 179 174 -2.8 Nuestra interpretación de estos resultados es la siguiente, los controles (a punto de acabarse) estaban deteriorados, probablemente contenían mucho glicerol libre, resultante de una hidrólisis espontánea de los triglicéridos de la muestra, sobre todo porque en ese laboratorio diariamente permitían que los controles recién sacados del congelador, tomaran la temperatura ambiente antes de separar la alícuota a utilizar. Estamos convencidos de que este deterioro también puede presentarse en los calibradores, situación que puede contribuir a la mala calidad de las mediciones. Así, la técnica TG, que no compensa con un blanco de muestra, al glicerol libre presente, es mucho más susceptible de inexactitud que la técnica TG-B que sí lo hace. Lo afortunado del experimento fue que casualmente visitamos a ese laboratorio, cuando tenían un lote de sueros a punto de acabarse, ya que si


los sueros en uso hubieran sido los del nuevo lote, no hubiésemos notado este efecto de matriz. Por otro lado, la observación que algunos compañeros nos han hecho, de que con algunas muestras salen mal pero no con todas, puede ser debido a que la cantidad de glicerol libre puede ser diferente y por lo tanto tendrán más problemas cuando no utilicen blanco (TG). LA RECOMENDACIÓN ES OBVIA, les sugerimos que substituyan la técnica TG por la de TG-B, lo que no implica nada extraordinario, ya que se consume exactamente el mismo reactivo e incluso se ahorrarán la etapa de preparación del reactivo (para TG se transfiere el reactivo del compartimiento “C” al “A”), aunque deberán utilizar el procedimiento manual para introducir el reactivo en el equipo y seleccionar TG-B como el nombre del método de análisis. Por otro lado, el deterioro de los controles es natural, ya que los sueros contienen lipasa y triglicéridos, de manera que hay una autodegradación, ya que la lipasa hidroliza triglicéridos liberando glicerol. Otra recomendación para el manejo de los controles (que en esta marca son líquidos y contienen etilén glicol como anticongelante) es que tan pronto los saquen del congelador, los mezclen suavemente, separen la alícuota y que de inmediato los regresen al congelador. Además de que hagan lo antes descrito cuando el equipo esté listo para procesarlos de inmediato. El aumento del glicerol con el tiempo, en la técnica TG pero no en la de TG-B produciría tendencias en las gráficas de control de calidad, aunque las muestras de pacientes no tendrían problemas por ser frescas, es decir que se trataría de una pseudo inexactitud. En algunas técnicas sugieren compensar el glicerol libre, restando 10 mg/dL a los triglicéridos, pero indudablemente que siempre será mejor la técnica con blanco de muestra, ya que el contenido del glicerol puede variar. Finalmente queremos hacemos notar que quizá debido al diferente contenido de glicerol libre entre lotes, no hay una diferencia constante entre los valores esperados de triglicéridos por una y otra técnica (compárense valores esperados de los dos lotes).

2.- SECCIÓN DE PARASITOLOGÍA. Un compañero que en el ciclo pasado informó Iodamoeba buchlii y Entamoeba coli, tenía la seguridad de haber visto ambos parásitos y se le consideró no acreditado. El nos visitó y junto con la Química Rosa María Sánchez Manzano (nuestra asesora en parasitología), se revisaron varias muestras al azar de las que aún conservábamos. Después de mucho buscar se encontró que algunas también contenían Entamoeba coli. Por lo antes expuesto,


a 8 laboratorios que estaban en la misma situación se les reevaluó considerándolos acreditados.

COMENTARIOS DEL CICLO 9803 DEL PECEL 1.- SECCIÓN DE QUÍMICA CLÍNICA. UN SUSTO GRATIS Y EL USO INTELIGENTE DE FACTORES.

Durante la visita a un laboratorio encontramos dos situaciones interesantes. A) Estaban preocupados porque no podían reproducir el valor de LDH en su control (marca Spin, fabricado en España), obtenían un valor de la mitad de lo que el inserto señalaba. Utilizaban un reactivo de la marca Ciba Corning (fabricado en EE.UU.). En realidad no había ningún problema, simplemente no habían tomado en cuenta que en Europa utilizan el método en que se mide la LDH en el sentido de piruvato a lactato(LDH-P), mientras que en EE.UU. lo utilizan en el sentido inverso (LDH-L) y, como se ha señalado anteriormente, la actividad enzimática con reactivos LDH-P es más del doble de la que se obtiene con reactivos LDH-L. Para compensar la actividad baja de la LDH ellos aumentaban el factor del método y en consecuencia salían muy mal en el PECEL. B) Basados en los resultados de un control, modificaban los factores de calibración que el equipo establecía con el análisis del calibrador. Con esto, los valores del otro control que utilizaban se alejaban más del valor esperado y lo mismo le sucedía a la muestra problema del PECEL. Lo que pasaba es que el control en el que se basaban para cambiar los factores, era en realidad el que tenía mal asignados los valores esperados. Utilizando los factores originales recomendados por el fabricante para la LDH y otras enzimas y los calculados por el equipo con el análisis de su calibrador, el equipo podía reproducir bien los valores esperados del control patológico y de las muestras del PECEL (su promedio del PIV ese mes fue menor de 70). Por lo anterior, queremos hacer notar que los calibradores son probados exhaustivamente, por ser para calibrar y, las cifras esperadas siempre serán más confiables que las de un control valorado, que tiene un mayor grado de incertidumbre, razón por la que no es conveniente cambiar los factores, basados en los resultados de un sólo control. En algunas ocasiones sin embargo, cuando 2 ó 3 sueros del CCI y los resultados del CCE, señalan que se tienen resultados bajos o altos de algún componente, son evidencia que demuestra que el calibrador no está bien valorado en ese componente y que los factores no serán los adecuados.


CONTINUACIÓN DEL COMENTARIO DE QUÍMICA CLÍNICA 9802 ”UN EFECTO DE MATRIZ/ LOS SUEROS SE AUTODEGRADAN/ PSEUDOINEXACTITUD / TRIGLICÉRIDOS EN LOS EQUIPOS SYNCHRON DE BECKMAN”.

El experimento señalado en los comentarios del ciclo 9802, se pudo reproducir perfectamente en otro laboratorio (un mes después), el equipo se calibró simultáneamente para TG y TG-B, se analizaron los mismos sueros que estaban por acabarse en el primer laboratorio y los sueros de un nuevo lote. En la hoja anexa podrán comparar los resultados de ambos experimentos, notarán que los resultados son idénticos y confirman que el suero se autodegrada por contener lipasa y triglicéridos. Señalan también la conveniencia de que se abandone el método TG y sólo se utilice el de TG-B. Adicionalmente, una vez confirmado que el equipo estaba bien calibrado y que los tres controles daban el valor que señalaba su instructivo, analizamos los sueros del PECEL de los ciclos del 9711 al 9802 y calculamos los PIVs, de acuerdo a los valores esperados para equipos SYNCHRON en el ciclo correspondiente. En la hoja anexa podrán notar que para ambas técnicas, los valores del PIV son muy altos, lo que sugeriría que hay problemas de calidad, cuando el CCI indica lo contrario. Esto nos señala que la evaluación externa de TRG no está siendo confiable. La razón es simple, si comparan los resultados con TG y TG-B podrán notar que hay diferencias importantes, especialmente en el suero Qualitrol N1 que da 89 mg/dL con TG y 52 mg/dL con TG-B; debido seguramente a que este suero contiene más glicerol libre que los otros. Como se señaló, el método TG no contrarresta el glicerol libre, pero el método de TG-B sí lo hace. Así, el problema de la evaluación es que al reunir datos de ambos métodos se obtiene una media de consenso que es influida en mayor o menor grado, dependiendo de la cantidad de glicerol presente, y en consecuencia se elevará el PIV tanto de los que usen un método como el otro. Les pedimos su ayuda, ya que este problema será resuelto inmediatamente si todos los usuarios abandonan el método TG y adoptan el de TG-B.

2.- SECCIÓN DE HEMATOLOGÍA: Les incluimos dos fragmentos del ciclo 9801, mejorados en su redacción, para cálculos en los que siguen teniendo problemas.

LEUCOCITOS TOTALES CORREGIDOS Y NÚMERO ABSOLUTO DE ERITROBLASTOS (valor absoluto x109/L) La cuenta de células que proporcionan varios equipos automatizados, incluyen a leucocitos y eritroblastos (la mayoría de los equipos no los discriminan). Para establecer el número real de leucocitos es necesario determinar el número de eritroblastos por cada 100 leucocitos.


EJEMPLO : Si la cifra que da el autoanalizador es de 21560x109

células nucleadas, y se establece que hay 270 eritroblastos por cada 100 leucocitos. Entonces, para el cálculo del número de leucocitos totales corregido (LTC) y para el número absoluto de eritroblastos, se deberá considerar que hay 370 células nucleadas (270 eritroblastos y 100 leucocitos), con esto bastará plantear una regla de “3” para calcular cada dato. Para los leucocitos totales corregidos la operación será LTC=100*21560/370 =5827 y para el número absoluto de eritroblastos será No. Abs ERITROBLASTOS = 270*21560/370 =15732. Evidentemente que la suma de ambos resultados nos dará el total de células nucleadas 21560. Un ejemplo de este mes. El laboratorio 24 informó 2 eritroblastos adicionales a la cuenta diferencial de 100 células blancas. El número de células nucleadas que les proporcionamos fue de 21.590 x109/L, de manera que los cálculos se hacen así: LTC= 100*21.590/102 = 21.166 x109/L No. Abs ERITROBLASTOS = 2*21.590/102 = 0.423 x109/L Datos que son los que aparecen en las columnas VER1 y VER3, respectivamente, y que coinciden con los informados por ese laboratorio, por lo cual ganó dos puntos. NUMERO ABSOLUTO DE CADA CÉLULA BLANCA (valor absoluto x109/L) Para calcular el número absoluto de cada célula de la serie blanca, es necesario que en la cuenta porcentual no se incluyan los eritroblastos. Hay dos maneras de hacer los cálculos. Una es contando simultáneamente, los eritroblastos en un piano y las células blancas en otro, finalizando cuando en el segundo piano se llega a 100 células, de esta manera se determina directamente el número de eritroblastos por cada 100 leucocitos y el porcentaje corregido de cada tipo de leucocito. La otra manera es contando un mínimo de 200 células, incluyendo a células blancas y eritroblastos. En este caso, el número de eritroblastos por cada 100 leucocitos se establece con una regla de “3”. Por ejemplo, si se encuentran 80 células blancas y 120 eritroblastos, el cálculo sería eritroblastos/100leucocitos = 120x100/80. Además, deberá calcularse el porcentaje corregido de cada célula blanca, considerando a 80 como el 100%. Por ejemplo, si se encontraron 50 segmentados, el porcentaje corregido de segmentados será %segmentados = 50x100/80. Para el cálculo del número absoluto de cada célula blanca e independientemente del camino utilizado (de los dos antes descritos), la suma de la cuenta diferencial deberá ser de 100.

Ejemplo. El laboratorio 24 informó un 80 segmentados, de 100 células (sin incluir eritroblastos), de manera que de los 21.166 x109/L leucocitos (LTC) un 80% son segmentados. Núm. abs. segmentados= 80x21.166/100= 16.93 x109/L. Naturalmente que la suma de todas las células blancas deberá ser de 21.166 x109/L, en este ejemplo.


COMENTARIOS DEL CICLO 9804 DEL PECEL 2.- SECCIÓN DE QUÍMICA CLÍNICA. Les transcribimos tres comentarios que nos envió el compañero Fernando Garisoain Villarreal, del Hospital General de México. En un sistema abierto de CCI se pueden falsear resultados, sin embargo, esto se puede poner de manifiesto si se usan 2 controles de valor conocido, ya que ambos tienen un movimiento armónico, esto es si uno baja o sube, el otro también bajará o subirá. Los errores sistemáticos más frecuentes, en nuestro laboratorio, son debidos al semitaponamiento de la aguja de muestras, lo cual se detecta porque casi todos los analitos, en los dos niveles, bajan en igual porcentaje, lo que se puede apreciar si se analizan las dos gráficas simultáneamente. En el ciclo 9802 no nos fue muy bien, investigamos y llegamos a la conclusión de que el problema es que los sueros BIO-RAD necesitan más tiempo de hidratación. Por un lado observamos en los histogramas del PECEL hay bimodalidad, los analitos menos solubles son muy anchos de la base y los solubles tienen distribución normal. Por otro lado, a las diferentes secciones de nuestro laboratorio les recomendamos que hidrataran 1 hora, sin embargo no todos siguieron esta recomendación. Los que hidrataron 1 hora salieron bien y los que hidrataron solo ½ hora obtuvieron PIVs negativos y en otro, que hidrató por 24 horas en refrigeración, sus PIVs fueron hacia arriba. Nosotros vamos a probar en el próximo ciclo la hidratación por 15´a 37ºC, seguida de reposos por 45 minutos y 5´ más de agitación. Otro comentario que nos envió el Químico Quezada, de los Laboratorios Clínicos Quezada de Tepic Nayarit, es el siguiente. En una muestra pediátrica obtuvimos 13.4 mg/dL de bilirrubina, diluimos la muestra 1:5 y el resultado obtenido fue de 25 mg/dL. Para entender la diferencia se metieron controles de 2 y 10 mg/dL, los resultados eran buenos y en la muestra los resultados eran semejantes a los primeros. Se nos ocurrió revisar las celdas de reacción y ¡¡¡¡¡sorpresa!!!!!, la coloración en vez de ser rosa mexicano era anaranjada, lo que nos hizo desconfiar del reactivo. Se reconstituyó uno nuevo y recalibramos, el resultado de la muestra sin diluir ahora fue de 26.5 mg/dL y el color de la celda de reacción era el rosa mexicano que esperábamos. Para confirmar la observación se volvió a meter un control con 20 mg/dL al reactivo viejo y el resultado fue de 13.6 mg/dL. Llegamos a la conclusión de que la linealidad del reactivo viejo (quizá contaminado) había disminuido considerablemente. MORALEJA. A los equipos automatizados hay que creerles pero no todo, hay que tomarnos la molestia de ver el color de desarrollado en las celdas de reacción. 3.-SECCIÓN DE PARASITOLOGÍA: Algunos compañeros nos han señalado que los quistes o huevecillos de las muestras de esta sección no tienen una morfología característica o están destruidos. Nos dimos a la tarea de observar varias de las últimas muestras que se han enviado. Encontramos que a pesar de tener


varios meses se han conservado bien, aunque cabe señalar que si bien es cierto que algunas estructuras no tienen una morfología característica, hay muchísimas otras que sí la tienen y que permiten una clara identificación del parásito.

COMENTARIOS DEL CICLO 9809 DEL PECEL 4.- SECCIÓN DE QUÍMICA CLÍNICA.

Caída abrupta de la sensibilidad de un fotómetro. En una práctica de laboratorio en la que tuvimos muchos alumnos, fue necesaria la utilización de dos fotómetros. La comparación de los resultados nos permitió descubrir la falla que adelante se señala, en uno de los instrumentos. Los dos equipos eran BM-4010 y su funcionamiento es muy sencillo. En el modo de absorbancia, se selecciona el filtro de la longitud de onda de interés. Con el blanco de reactivos se ajusta a “0” apretando un botón. Y la lectura de cada muestra se toma apretando otro botón. La práctica consistía en analizar una misma muestra 20 veces, para medir la imprecisión de cada alumno, de manera que se esperaba que las lecturas de absorbancia fueran semejantes. Aparentemente los dos fotómetros estaban funcionando bien, sin embargo, las 20 lecturas de dos compañeras que utilizaron un mismo fotómetro eran idénticas entre sí y entre ellas, lo que daba un coeficiente de variación de “0”. No había sospecha de falseo en los resultados e incluso ellas hicieron notar esta situación, se revisó el equipo, con el blanco daba “0” y con la solución colorida repetía la lectura antes obtenida, es decir que sí discriminaba diferencias. Para investigar el problema se decidió hacer una curva tipo y leerla en ambos aparatos. ¡¡¡SORPRESA!!! Un equipo si tenía linealidad y el otro no, sin embargo podía discriminar intensidades de color siempre que no se rebasara 0.32 de absorbancia, ya que después no pasaba de esa lectura. Así se descubrió que el equipo tuvo una caída abrupta de su sensibilidad, ya que en días anteriores se habían trabajado enzimas cuya lectura inicial era cercana a 1.8. Desafortunadamente, esos equipos no se ajustan de “0” a “2.0” como sucede con otros y si se les bloquea el paso de luz dan una alarma y no permiten observar la absorbancia en esas condiciones. Por otro lado hubiera sido difícil poner de manifiesto el problema si las muestras fueran diferentes y con intensidades de color bajas, que darían lecturas distintas. Aunque sí se hubiera notado el problema si se leyeran soluciones concentradas que darían lecturas máximas de 0.32, pero sólo siendo observador. El fotómetro está en reparación.

5.- SECCIÓN DE HEMATOLOGÍA: En la diapositiva del ciclo 9809, las células nucleadas correspondían a 4 metamielocitos y una banda. En el resumen de resultados podrán notar que un alto porcentaje de laboratorios


acreditó, FELICIDADES. Sin embargo otros fallaron, razón por la cual les incluimos algunos fragmentos del Atlas en vídeo, acerca de la morfología diferencial de promielocitos, mielocitos y metamielocitos, que es donde hubo mayor confusión. PROMIELOCITOS: Derivan de los mieloblastos y se distinguen de estos por tener gránulos de color rojo (azurófilos). En esta etapa no es posible distinguir con tinciones de Romanowsky si la célula dará origen a un neutrófilo, basófilo, eosinófilo o mastocito, sin embargo, cada promielocito ya está comprometido hacia alguna de estas líneas celulares. MIELOCITOS: A partir de esta etapa ya es posible distinguir morfológicamente hacia que línea se dirige la célula, pues se observan gránulos neutrófilos, basófilos o eosinófilos. El núcleo está achatado en el polo dirigido hacia el centro de la célula; el citoplasma todavía muestra zonas basófilas y gránulos azurófilos. Además en la zona central aparece una porción más clara, que corresponde al aparato de Golgi y a los gránulos neutrófilos derivados de él, tan pequeños que frecuentemente se observan, en conjunto, sólo como una mancha. METAMIELOCITOS: Tienen un núcleo reniforme u oval y en su citoplasma se observan gránulos de color gris o café claro que corresponden a los gránulos neutrófilos. Estos ahora son más abundantes que en los mielocitos y están distribuidos homogéneamente por todo el citoplasma. Los gránulos azurófilos han desaparecido aparentemente, aunque las enzimas presentes se pueden demostrar con técnicas citoquímicas como la de la peroxidasa.

COMENTARIOS DEL CICLO 9809 DEL PECEL 4.- SECCIÓN DE QUÍMICA CLÍNICA.

• LA INSPIRACIÓN LLEGA DE REPENTE. • SISTEMA EFICAZ DE VERIFICACIÓN DEL USO Y FUNCIONAMIENTO DE LAS MICROPIPETAS SEMIAUTOMÁTICAS.

Una de las causas más importantes de imprecisión e inexactitud (mala calidad), en los laboratorios con sistemas analíticos manuales, es que no verifican el uso y funcionamiento de sus pipetas semiautomáticas. Hemos encontrado pipetas hasta con un 15% de CV y de error. De igual manera hemos identificado muchos y enormes problemas en la manera de utilizarlas. Con frecuencia hemos visto que entre las razones por la que no las verifican es que no saben como hacerlo o carecen de los recursos necesarios, ya que los instructivos de las pipetas sólo señalan el método gravimétrico, y para realizarlo se requiere de balanza analítica con la que muchos laboratorios no cuentan y que actualmente tienen un costo de aproximadamente $30 000 pesos.


Haciendo ejercicio en la bicicleta fija, a un servidor se le ocurrió una idea tan brillante, que nos sorprende no haberla tenido antes, ya que por años decíamos que se necesitaba de la balanza analítica. La técnica que les proponemos a continuación y que pronto publicaremos, permite establecer simultáneamente, de una manera muy sencilla y sin necesidad de balanza analítica, el uso correcto de las pipetas (CV del usuario) y el funcionamiento de las mismas (CV y error de la pipeta). MATERIAL NECESARIO: Solución de dicromato de potasio al 8% en agua, fotómetro y agua destilada. PROCEDIMIENTO PARA VERIFICAR LA PRECISIÓN DEL USUARIO Y LA PIPETA. • En cada uno de 20 tubos de 10x75 mm, colocar la solución del dicromato, con la micropipeta que se deseé verificar.

• A cada tubo adicionar agua destilada en proporción de 1.0 mL de agua por cada 10 µL del dicromato medido, y mezclar por inversión (la medición del volumen de agua debe hacerse con el máximo cuidado posible y utilizando una pipeta adecuada, evitando medir con la parte final de la pipeta).

• Leer la absorbancia de cada tubo, frente a agua y a 500 nm de longitud de onda (deberán asegurarse que el equipo puede medir sin problemas el volumen utilizado).

• Con las absorbencias calcular el %CV, que naturalmente será el resultado de la imprecisión acumulada del usuario y de la pipeta. Si el %CV es menor o igual al 2%, la conclusión es que el usuario la usa bien y que la pipeta funciona bien. Si el valor es mayor, entonces la imprecisión puede ser debida a mal manejo de la pipeta, al incorrecto funcionamiento de la pipeta o a ambos. Entonces se deberá investigar la causa, haciéndolo con más cuidado, con otra pipeta o por otro usuario.

• Si la pipeta es la que tiene imprecisión, tal vez se componga dándole mantenimiento, pero habrá que verificarla después del mismo (los instructivos de las pipetas señalan como realizar el mantenimiento, que incluye limpieza y lubricación).

PROCEDIMIENTO PARA VERIFICAR LA EXACTITUD DE LA PIPETA. Lo novedoso de nuestra idea fue la de evitar la dependencia de la balanza analítica, para la verificación de la exactitud de las pipetas, lo que permitirá hacerlo en cualquier laboratorio por pequeño que sea. La técnica se basa en la utilización de lo que hemos denominado ESTÁNDAR RELATIVO. Este se prepara colocando múltiplos enormes de 10 µL del dicromato por cada mL de agua. Sugerimos que se utilicen 5 mL del dicromato por 500 mL de agua (aforar con agua destilada un matráz de 500 mL y adicionarle 5 mL del dicromato, de manera que el volumen final será de 505 mL). • Leer el ESTÁNDAR RELATIVO simultáneamente con los tubos con los que se determinó la imprecisión.


• Calcular el volumen que la pipeta está midiendo con la fórmula siguiente.

Abs.prom. X VNP VOLUMEN DE LA PIPETA EN µµL =------------------------- Abs.E.Relativo

La Abs.prom. es el promedio de las absorbencias, obtenido durante la verificación de la precisión. VNP es el valor nominal de la pipeta. Por ejemplo, si la pipeta es de volumen fijo entonces VNP es el volumen que teóricamente mide y si es de volumen variable y se miden 20 µL entonces el VNP=20, si se miden 50 µL entonces VNP=50. • Calcular el % de error con la fórmula:

%Error = (Vobs-Vesp)*100/ Vesp Donde Vobs es el volumen de la pipeta, determinado con la primer fórmula; Vesp es el valor nominal de la pipeta. • El %de error de la pipeta debe ser menor de 2% y si es mayor la pipeta debe calibrarse. Al respecto hay que señalar que algunas pipetas sí se calibran pero que otras no. Esto sólo lo podrán saber si leen el instructivo de la pipeta correspondiente.

NOTAS IMPORTANTES: • En nuestro laboratorio demostramos que el sistema funciona muy

bien para determinar la imprecisión y la inexactitud. Además, los resultados coinciden con los del método gravimétrico, pero es requisito que el uso de la pipeta y la pipeta misma tengan un CV menor del 2%.

• Por otro lado, debe recordarse que si la pipeta tiene precisión pero no exactitud, el problema se corrige si simultáneamente con las muestras problema se mete un estándar, sin embargo, cuando se carece de estándares, como en las enzimas, bilirrubinas y algunos reactivos de colesterol, el error no se compensa y el % de error de la pipeta será automáticamente el de las mediciones.

COMENTARIOS DEL CICLO 9811 DEL PECEL 4.- SECCIÓN DE QUÍMICA CLÍNICA. LA ANÉCDOTA DEL MES.

Al revisar los resultados de los laboratorios notamos que el PIV de una participante y amiga muy querida, era muy bajo (26), cuando hace apenas unos meses era muy alto. Esto no tendría nada de especial, ya que actualmente muchos laboratorios presentan cifras semejantes. Sin embargo, debemos comentarles que ese laboratorio ya había participado en el programa, en una primer etapa y lo abandonaron porque salían mal, convencidos de que lo que estaba mal era el sistema de evaluación. Posteriormente y después de un curso de control de calidad que impartimos en su Ciudad, se reinscribieron, le dieron el beneficio de la duda al


PECEL, trabajaron arduamente y el resultado es que llevan varios meses mejorando notoriamente, e incluso ya calificaron para recibir el DIPLOMA DE EXCELENCIA EN LA CALIDAD, que el mes próximo les enviaremos. Al todo el equipo de trabajo del laboratorio lo felicitamos calurosamente.

COMENTARIOS DEL CICLO 9812 DEL PECEL 6.- SECCIÓN DE QUÍMICA CLÍNICA. Acerca de las mediciones enzimáticas. En un curso de control de calidad de enzimología clínica, que recientemente impartimos en un laboratorio afiliado, encontramos que rutinariamente utilizaban, por sugerencia del distribuidor de reactivos/equipo, intervalos de tiempo de 20 segundos. Al respecto queremos comentar que esos intervalos de tiempo se sugieren cuando la actividad enzimática es moderadamente elevada y tienen el propósito de evitar la dilución de la muestra, sin embargo, no son recomendables para muestras con actividad enzimática normal, ya que las lecturas son pequeñas aún para intervalos de 1 minuto y en consecuencia se obtiene una mayor imprecisión, ya que se trabaja en el límite de la sensibilidad de los fotómetros. Un ejemplo de esto es el siguiente, si se mide AST con un método UV, que mide la oxidación del NADH+H a 340 nm, y se realiza mezclando 2.0 mL del reactivo con 0.5 mL de suero, el factor de calibración es de -794. Así, para una actividad de 29 U/L el incremento de la absorbencia por minuto es de 0.036 y será de 0.012 si se lee cada 20 segundos. Matemáticamente esto es posible, sin embargo, la sensibilidad del fotómetro no es tanta y habrá más problemas para la medición del incremento de 0.012, obteniendo una mayor imprecisión. En conclusión sugerimos que en las mediciones de enzimas normalmente lean a intervalos de 1 minuto y restringir las lecturas a 20 segundos, sólo para muestras con actividad elevada. • La pipeta tiene precisión pero no exactitud, el problema se

corrige si simultáneamente con las muestras problema se mete un estándar, sin embargo, cuando se carece de estándares, como en las enzimas, bilirrubinas y algunos reactivos de colesterol, el error no se compensa y el % de error de la pipeta será automáticamente el de las mediciones.

COMENTARIOS DEL CICLO 9901 DEL PECEL 5.- SECCIÓN DE PARASITOLOGÍA: • Para garantizar la calidad del análisis coproparasitoscópico, al igual que en cualquier otro estudio, se necesita considerar las diferentes fuentes de variación preanalíticas, analíticas y posanalíticas. Asimismo, se necesita la colaboración de todo el


personal involucrado en el proceso y de contar con instructivos claros y precisos, tanto para el personal como para el paciente. Por lo anterior, en estos y los siguientes comentarios, les incluiremos algunas sugerencias al respecto. Cada laboratorio deberá adaptarlas a sus necesidades y situación.

PROCEDIMIENTO PARA EL ANÁLISIS COPROPARASITOSCÓPICO. INSTRUCCIONES PARA QUIÉN RECIBA AL PACIENTE Y LAS MUESTRAS. 1. Entregar al paciente las indicaciones por escrito para obtener la

muestra, asegurándose de que sepa leer y las entienda, además de mostrar un recipiente con un pedacito de plastilina del tamaño adecuado, simulando el tamaño de la muestra.

2. Proporcionar al paciente el número de recipientes necesarios “copropak”, según las indicaciones del médico (p.ej. serie de 2, 3 o más), etiquetados con el nombre, la edad y la clave.

• NOTA: NO SOLICITAR NI ACEPTAR 3 MUESTRAS EN UN SÓLO FRASCO, debe insistirse en que es más probable encontrar parásitos en muestras de distintos días y analizadas por separado.

3. Al recibir las muestras, asegurarse que tengan la etiqueta rotulada y bien puesta. Colocarlas en el recipiente especial para su transporte al laboratorio. En caso contrario, etiquetar los recipientes adecuadamente.

INSTRUCCIONES PARA EL PACIENTE 1. Si no se le proporcionó un recipiente adecuado, entonces se

sugiere incluir este punto: Lave con abundante agua y jabón 3 frascos de boca ancha y sus tapas (tipo gerber).

2. Para el diagnóstico se requieren 3 muestras de días seguidos o alternados, utilizando un frasco para cada muestra. La muestra se puede obtener a cualquier hora del día. Si la colecta por la noche la puede guardar en el refrigerador (no en el congelador) y tenerla lista para llevarla al laboratorio en horas hábiles.

3. Defecar en una bacinica o sobre un plástico. 4. Con ayuda de una cuchara de plástico, abatelenguas, etc. Colocar

una muestra del tamaño de una nuez (1 gramo) y depositarlo sobre la rejilla (o dentro del frasco si no es copropack). No colectar la muestra directamente del sanitario (taza) y procurar que la muestra no se mezcle con orina, tierra u otros materiales.

5. Cerrar perfectamente el frasco. 6. Llevarla al laboratorio en horas hábiles. 6.- SECCIÓN DE QUÍMICA CLÍNICA.

En relación con la NOM166, queremos hacer notar que en los artículos 4.5.3 y 4.5.6 se señala que los manuales de métodos analíticos y de manejo de equipo, deben estar en idioma español. Si no lo están, deberán traducirlos, o señalar al fabricante que los necesitan traducidos o cambiarán de marca. Es importante considerar que al final del capítulo 4.5, se señala que estos documentos pueden integrarse con la información


que proporcionan los fabricantes, de manera que si ya se los dan en español, bastará que los organicen en carpetas y que los tengan accesibles, para todo el personal involucrado. Sugerimos que además hagan una tabla de resumen, que para cada componente señale: marca y catálogo del reactivo, que identifiquen el método (p.ej. GOD-PAP, Hexocinasa, Glucosa DHasa, o-toluidina, etc.), y el límite de la linealidad (o límite de dilución). La norma señala, en el artículo 9.1 que cada laboratorio debe contar con un programa de control de calidad interno (CCI), que incluya las etapas preanalítica, analítica y posanalítica. Al respecto queremos hacer notar que la norma no señala como hacerlo. Esto da cierta libertad a los laboratorios para elegir un método que esté al alcance de sus posibilidades. Por ejemplo, en un laboratorio pequeño, el CCI de la fase analítica podría llevarse diario, mediante el análisis de sueros no valorados (son más económicos) que permiten el control de la precisión y semanalmente con el análisis de sueros valorados, para el control de la exactitud. Lo que es indispensable en cualquier caso, es que se verifique la precisión y la exactitud, a través de las gráficas de Levey y Jenings así como del cálculo del CV y del error.

COMENTARIOS DEL CICLO 9902 DEL PECEL 7.- SECCIÓN DE QUÍMICA CLÍNICA. CUANDO VEAS A TU VECINO SUS BARBAS CORTAR PON LAS TUYAS A

REMOJAR. Les estamos anexando una copia del último artículo que publicamos, en él proponemos un método para la verificación de pipetas semiautomáticas y del uso de las mismas, que está al alcance de todos los laboratorios clínicos, por pequeños que estos sean. Con este método hemos podido identificar, en varios cursos de control de calidad, deficiencias en el funcionamiento y manejo de las pipetas en muchos casos. Creemos que en buena medida, esto se debe a que en las instituciones de educación no se les enseña a utilizarlas correctamente, e incluso carecen de ellas, o bien a que muchos compañeros egresaron antes de que se generalizara su utilización y en consecuencia no han recibido la capacitación. FE DE ERRATAS. Los editores de Laborat-acta nos corrigieron el artículo y en realidad le cambiaron el sentido de lo que queríamos decir. Nosotros escribimos ....... Preparar el estándar relativo depositando 5 mL de la solución de dicromato a un matraz de 500 mL previamente aforado con agua. Ellos pensaron que era un error y escribieron..... Preparar el estándar relativo depositando 5 mL de la solución de dicromato y llenar hasta el aforo con agua destilada un matraz de 500 mL.


Lo primero es lo correcto, ya que la dilución del estándar relativo debe ser idéntica a la que se realiza con las micropipetas. Les insistimos que este método les puede ser de gran utilidad para verificar las micropipetas y a los compañeros que las usan. Finalmente, les sugerimos que hagan un formato oficial para el registro de la verificación, que deberá quedar integrado a su archivo de control de calidad, en su sección de verificación de equipo y que incluyan este procedimiento en su programa de mantenimiento periódico de equipo.

COMENTARIOS DEL CICLO 9903 DEL PECEL 4.- QUÍMICA CLÍNICA Como parte de las actividades relacionadas con la tesis de Maestría de la Q.F.I. Esther del Carmen Uhthoff Brito se han realizado 10 visitas a diferentes laboratorios, algunas de ellas por invitación y otras a propuesta nuestra. La experiencia ha sido magnífica, en todos los casos se encontraron fuentes de error que afectan de manera importante su calidad analítica. Las enlistamos a continuación porque estamos seguros que permitirá que otros laboratorios identifiquen fallas comunes y las resuelvan. Agradeceremos que si esta información les permite resolver algún problema, nos lo comuniquen por escrito al fax (5) 341 92 38, ya que esto sería de gran valor para la tesis mencionada.

FUENTES DE ERROR DETECTADAS: RELACIONADAS CON LOS INSTRUMENTOS.

• Programas de análisis que no coincide con las aplicaciones (programa de análisis adecuado al equipo de acuerdo con los reactivos empleados).

• Errores en las aplicaciones. • Traducción incorrecta del software de un instrumento. • Funcionamiento incorrecto de un equipo. • Mal funcionamiento de pipetas auto y semiautomáticas. RELACIONADAS CON EL PERSONAL.

• Uso de aplicaciones de un método diferente al que utilizan. • Uso de equipos que no controlan temperatura o la controlan de

manera ineficiente. • Desconocimiento por los operadores de los instrumentos, acerca de

los fundamentos del funcionamiento de su equipo. • Concentraciones de los calibradores no actualizadas, con respecto

al lote en uso e inversión de dígitos en su captura. • Inversión de dígitos en concentraciones de los calibradores. • Reuso de celdas de lectura que son desechables.


• Utilización de reactivos fríos (laminillas en química seca). • Falta de verificación periódica de pipetas auto y semiautomáticas. • Uso de volúmenes inferiores al mínimo requerido en las celdas de

lectura. • Problemas en la hidratación de calibradores y controles (se

emplean pipetas graduadas terminales, no volumétricas). • Mala calidad del agua para la preparación de reactivos,

calibradores y controles. • Conservación inadecuada de los reactivos, calibradores y

controles, además de la falta de registro de los que están en uso. • Material mal lavado. • No utilización del recurso para el control de calidad del equipo. • Límites muy amplios en las gráficas de control de calidad. • Maquillaje de los resultados de control de calidad. • No se revisan periódicamente las gráficas de control de calidad. • Falta de archivos de control de calidad. • Métodos identificados de manera incorrecta para el informe de

resultados al PECEL. • Transcripción incorrecta de resultados que se envían al PECEL. • Informe de un analito por otro (BUN/Urea, CK-MB/CK-T). Cada una de las fuentes de variación mencionadas es de gran trascendencia y afectan la calidad analítica, razón por la cual las revisaremos con detalle en éste y los comentarios de los ciclos siguientes. ACERCA DE LAS FUENTES DE VARIACIÓN RELACIONADAS CON LOS INSTRUMENTOS. Los autoanalizadores pueden ser clasificados en cerrados, abiertos y mixtos. En los primeros no se pueden alterar los programas de análisis, ni utilizar reactivos de marcas distintas. En los segundos es posible introducir programas analíticos distintos o de pruebas nuevas y reactivos de otros orígenes. Los mixtos cuentan con canales cerrados y abiertos. Muchos proveedores ofrecen reactivos que pueden ser utilizados manualmente y en los autoanalizadores. En este último caso proporcionan el procedimiento adecuado para el análisis, al que se le denomina de manera general APLICACIÓN. Supuestamente, una aplicación ha sido probada exhaustivamente, para que sea utilizada con éxito en un autoanalizador y el operador del equipo debe seguirla al pie de la letra, de manera que la no coincidencia de la aplicación programada en el equipo con la proporcionada de manera impresa por el fabricante de reactivos, puede ser considerada como un error. Lo que hemos observado en algunos casos, es que las aplicaciones proporcionadas por los fabricantes, son incorrectas, como se explicará a continuación:


Los métodos optimizados para la medición de enzimas han sido probados y aprobados por alguna organización reconocida internacionalmente, y si sugieren una relación determinada de muestra/reactivo, ésta no debe alterarse en la aplicación del instrumento. Por otro lado, si el instrumento tiene celda de 1.0 cm de paso de luz, el factor de la aplicación debe coincidir con el del método optimizado que siempre lo señala para celdas de ese tamaño. Encontramos que en reactivos de una marca, que utiliza el método optimizado por la IFCC (principal organismo rector de los laboratorios clínicos del mundo), la aplicación tenía un factor y una relación muestra/reactivo totalmente diferentes a los de dicho método. Esto además es injustificado, ya que el instrumento tiene celda de 1.0 cm y puede medir sin problema los múltiplos exactos de muestra y reactivo para no alterar la relación y utilizar el factor del método IFCC. En otro laboratorio, el manual de operación del instrumento señala que el mismo calcula el incremento de la absorbancia por minuto, la celda que usa es de 1.0 cm y la aplicación oficial de la marca empleada coincide con la relación muestra/reactivo del método optimizado, de manera que el factor de la aplicación también debería coincidir. Lo encontrado fue diferente, para las transaminasas el factor en la aplicación era de -2206 y el del método optimizado -1746. Después de buscar una explicación sólo quedaba la posibilidad de que el instrumento no calculara el incremento de absorbancia por minuto, ya que la aplicación señalaba como intervalo de lectura 40 seg, y se esperaría que el factor fuese 1.5 veces el esperado (60s/40s =1.5) y esto no es así, ya que el cociente de los factores es 1.26 (-2206/-1746). Seguramente que esto causará preocupación en los distribuidores de reactivos, por lo cual conviene recordar que los factores se calculan con base a la absortividad molar del compuesto a medir (a), el tamaño de la celda (b) y el factor de dilución, con la fórmula: 1/a X 1/b X Vf/Vi En el caso de la ALT y la AST, que utilizan un sistema de enzimas acoplado que lee la desaparición de NADH, cuya absortividad es de 6.22x10-3, si se utiliza celda de 1 cm y volúmenes de muestra y reactivo de 25 y 250 µL, respectivamente, entonces el factor será de -1746, independientemente del equipo y reactivos utilizados, siempre que se mida el incremento de la absorbancia por minuto, o bien de -2619 si se mide el incremento de absorbancia en 40 segundos. El problema antes señalado puede derivar de una aseveración poco clara del manual de operación que indica que la actividad enzimática se calcula multiplicando el incremento de absorbancia/minuto por el factor, pero no señala que en la aplicación se deba incubar 60 segundos o compensar con el factor cuando se utilicen otros intervalos. Finalmente es conveniente señalar que la traducción al Español, de algunas pantallas del mismo instrumento antes señalado tienen


errores, en Inglés dice “lag time” que tradujeron como “tiempo de incubación”. Al respecto hay que recordar que en los métodos directos (el compuesto que se mide es un sustrato que desaparece o el producto que aparece en la misma reacción) no hay tiempo de espera (lag time) mientras que en métodos indirectos o acoplados (donde el producto a medir aparece después de 2 o más reacciones) puede haber un tiempo de espera hasta de varios minutos como en el caso de la CK, las lecturas para el cálculo de la actividad se hacen después del tiempo de espera. El tiempo de incubación incluye tiempo de espera y de lecturas.

COMENTARIOS DEL CICLO 9904 DEL PECEL 5.- QUÍMICA CLÍNICA.

Parte 2 de las fuentes de variación que afectan la calidad analítica de la medición de enzimas. RELACIONADAS CON EL PERSONAL. • En varios laboratorios encontramos que habían cambiado de método analítico o marca y que habían olvidado actualizar la aplicación o programa de análisis del equipo. Las consecuencias eran obvias.

• Como es bien sabido, la actividad de las enzimas cambia en una proporción aproximada de 10% por cada grado centígrado, de ahí que el control de la temperatura sea de vital importancia en enzimología clínica. En las visitas que antes describimos se encontraron equipos que no controlan la temperatura, la controlan ineficientemente, que el personal que maneja los equipos no vigila la temperatura y en consecuencia no se ha percatado del problema. Un ejemplo de lo anterior es el siguiente. En un fotómetro que regula la temperatura de la celda por medio del flujo de agua proveniente de un baño maría, determinamos que el baño debía estar 3ºC por arriba de la temperatura deseada en la celda de reacción, ya que el agua se enfriaba al pasar por las mangueras. En un fotómetro semejante encontramos que el flujo de agua estaba bloqueado por un tapón de sales y algas en las mangueras y/o el portacelda.

• Por increíble que parezca, encontramos que en varios laboratorios, los compañeros que operan los equipos desconocen los fundamentos del funcionamiento de los mismos, lo que dificulta la detección de fallas y su corrección. Al respecto conviene recordar que los instrumentos automatizados, trabajan bajo los mismos fundamentos que los equipos manuales, con la gran ventaja de que lo hacen mecanizadamente. Por la razón anterior conviene no olvidar los fundamentos de la fotometría e investigar las características de los automatizados como el tamaño de las celdas (paso de luz), los volúmenes mínimos de muestra, reactivo y de lectura que se necesitan, las longitudes


de onda en las que leen y las temperaturas en que puede manejar. Además conviene que conozcan bien el módulo de control de calidad, si el equipo cuenta con el mismo. Toda esta información siempre está incluida en los manuales de operación de los instrumentos.

• En varios laboratorios encontramos que olvidaron actualizar las concentraciones de los analitos, al cambiar el lote de los calibradores y quizá hasta desconocían que debían hacerlo, razón por la cual señalamos lo siguiente. En las técnicas manuales se utilizan estándares que casi siempre tienen la misma concentración, independientemente del lote de que se trate y hasta de la marca, p.ej. el que generalmente se usa para la glucosa es de 100 mg/dL, en lugar de esos estándares únicos, en los automatizados se utilizan multiestándares o multicalibradores, que no se preparan con materiales puros, y son de diferentes orígenes (porcinos, equinos, humanos, etc.), en consecuencia, cada lote presenta concentraciones distintas para un mismo componente, mismas que se deben actualizar en el instrumento cada vez que se cambia de lote.

• En un laboratorio encontramos un error de transcripción en la concentración de un componente del multicalibrador. Al respecto sólo hay que recordar que si hay fallas en la calibración, estas afectan en la medición tanto de controles como de pacientes, por lo que es de especial importancia el actualizar las concentraciones de los multicalibradores, pero también el identificar exactamente el método utilizado y la captura exacta del valor de cada componente, ya que una falla en cualquiera de estos pasos puede conducir a errores graves.

• Una fuente de imprecisión que encontramos con frecuencia, es la reutilización de celdas desechables. Comprendemos que hay podero$a$ razone$ para esto, pero si no hay más remedio que reutilizarlas, les sugerimos que al menos hagan una revisión visual cuidadosa de las celdas lavadas y eviten el uso de celdas manchadas.

• Hablando de economía, encontramos que con frecuencia reducen los volúmenes de reactivos, para bajar costos. Hay tres aspectos importantes a considerar, una es que se debe mantener la proporción muestra/reactivo de los instructivos, ya que así es como se ha probado que funcionan correctamente. Otro es que en sistemas manuales, la variabilidad aumenta al ser menor el volumen medido y el último es que se considere el volumen mínimo de lectura de los fotómetros. Con respecto a este último factor queremos señalar que en algunos equipos, hemos observado que cuando el menisco queda en el rayo de luz, la lectura llega a ser hasta del doble de la lectura real de una solución, en consecuencia, el “efecto menisco” puede ser causante de una gran imprecisión.


COMENTARIOS DEL CICLO 9905 DEL PECEL 3.- QUÍMICA CLÍNICA.

Parte 3 de las fuentes de variación que afectan la calidad analítica de la medición de enzimas. RELACIONADAS CON EL PERSONAL. • Relacionado con la medición de volúmenes, encontramos un instrumento en el cual no se incluía la verificación de la pipeta automática, cuando los ingenieros le daban el mantenimiento periódico al instrumento. La pipeta tenía un 7% de coeficiente de variación.

• En un equipo de química seca encontramos que su fuente de variación era que no permitían que las laminillas tomaran la temperatura ambiente. Naturalmente que se obtenían resultados bajos, ya que también con esta tecnología se utilizan enzimas, cuya actividad depende de la temperatura.

• Para que el control de calidad proporcione datos reales, acerca del sistema analítico, es necesario que los calibradores y los controles sean hidratados cuidadosamente, utilizando pipetas volumétricas y de ser posible con calibración certificada (grado “A”), de manera que el utilizar jeringas o pipetas graduadas terminales, como pudimos observar en algunos laboratorios, es una fuente de variación importante. Una vez que se han hidratado cuidadosamente, es recomendable que los controles se analicen en igualdad de condiciones que las muestras problema (sin trato preferencial).

• Una observación general, es que es más fácil corregir cualquier problema, cuando el responsable y/o el dueño del laboratorio se interesa en la calidad. Ya que encontramos hasta datos maquillados en el CCI. Aquí la sugerencia es que se supervise periódicamente el trabajo y que se apoye al personal en la solución de problemas.

COMENTARIOS DEL CICLO 9906 DEL PECEL 6.- SECCIÓN DE HEMATOLOGÍA:

Es importante que tomen en cuenta que las evaluaciones se hacen considerando toda la información que se solicita. Si se piden observaciones de una diapositiva y un diagnóstico posible, no acreditarán quienes no informen ambos elementos. También les recordamos que si no se ven anormalidades, un diagnóstico podría ser “SIN ANORMALIDADES HEMATOLÓGICAS” o “HEMATOLÓGICAMENTE NORMAL” o “NORMAL”. La diapositiva de este ciclo correspondía a una paciente con ββ-talasemia menor. Cabe recordar que el defecto en las talasemias es la disminución en la velocidad de síntesis o bien la ausencia


de una o más cadenas globínicas. Una diferencia importante entre los pacientes se debe a que son homo u heterocigotos. En los primeros, los dos genes están afectados y presentan talasemia mayor o intermedia y en los segundos, sólo un gene está afectado y el otro puede inducir la síntesis de cadenas globínicas casi en cantidad normal, por lo cual presentan talasemia menor. En la β-talasemia menor la deficiencia de cadenas ββ no es muy grave y se produce un exceso compensatorio de cadenas α, el efecto no es suficiente para producir eritropoyesis ineficaz, aunque sí se produce hemólisis. Los pacientes con β-talasemia menor típicamente son asintomáticos o tienen ictericia, a causa de la hemólisis aumentada. Generalmente su nivel de hemoglobina es ligeramente disminuido o normal, pues la médula ósea compensa apropiadamente, produciendo una cantidad aumentada de eritrocitos (alrededor de 7 millones de eritrocitos/µL). Es muy característico que los eritrocitos de estos pacientes sean muy delgados (leptocitos), lo que se refleja en un VGM muy disminuido (±60fL); sin embargo el diámetro es casi normal, por lo que la microcitosis no es aparente en el frotis. Además, estos eritrocitos tienen una cantidad absoluta de Hb menor a la normal (HGM alrededor de 20 pg), pero como en relación al volumen celular la molécula no está muy disminuida, la CMHG es casi normal (±32). En resumen la biometría hemática es típica, con mínima anemia o sin ésta, notable microcitosis y disminución de HGM, una CMHG ligeramente disminuida y un frotis característico.


COMENTARIOS DEL CICLO 9907 DEL PECEL 3.-QUÍMICA CLÍNICA.

Con respecto a las recomendaciones hechas en los tres ciclos anteriores para las mediciones enzimáticas, y que surgieron de las visitas efectuadas a diferentes laboratorios, queremos comentar que en el seguimiento de los resultados de los laboratorios visitados hemos visto situaciones interesantes: • MUY SATISFACTORIO. Al menos 4 laboratorios han presentado una mejoría sorprendente en todas o casi todas las mediciones enzimáticas y también en las que no son enzimáticas.

• SATISFACTORIO. Otros 4 laboratorios mostraron mejoría en algunas enzimas pero no en otras, y lo mismo para otros componentes.

• NO SATISFACTORIO. En 3 laboratorios presentaron mejoría al mes siguiente de nuestra visita pero en uno o dos meses más nuevamente presentan problemas.

Estamos convencidos de que lo observado en este último grupo es debido a la carencia de un programa de Control de Calidad Interno o la no realización del mismo de manera sistemática. Queremos por ello insistir en que sólo si se vigila la calidad permanentemente se puede confirmar y controlar la misma, lo cual implica que se analice al menos un control diariamente y que se cuente con la gráfica de cada componente en la que se coloque el resultado diario para que les permita tomar decisiones. Además, que al final del mes se calcule el coeficiente de variación y el porcentaje de error. Parece mentira pero lo que aquí se plantea de manera sencilla, no se realice regularmente en muchos laboratorios y en consecuencia tienen calidad deficiente. En muchos laboratorios la razón es que no quieren gastar en controles y reactivos, en otros porque no saben como hacerlo. Para el primer caso el remedio es que no den comisión a los médicos, sirve de que cumplen con la prohibición que hace la NOM-166 que está por ser publicada (ya tuvimos dos reuniones de revisión de las sugerencias hechas en la consulta pública), y que lo que ahorren lo utilicen en el CCI. Para el segundo caso sólo necesitan tomar un pequeño curso de control de calidad, ya que hasta hace poco no se enseñaba en las escuelas y en muchas aún no se enseña. A los compañeros del último caso les informamos una vez más, que pueden utilizar el programa de cómputo que el que escribe desarrolló, este les hace fácilmente las gráficas, todos los cálculos y el resumen mensual. Cuesta casi lo mismo que una calculadora científica, se llama LJ6, cuesta $400.00 y lo pueden solicitar a los teléfonos del PECEL.


Finalmente les recordamos la gran utilidad de las Bitácoras RACCO (Reactivos, Aparato, Controles, Calibradores y Operadores), que facilitan la identificación de las causas de error. Sugerimos utilizar un formato sencillo y que facilite el registro de todos los acontecimientos importantes. Cada laboratorio debe desarrollar la propia pero les ilustramos un formato adecuado como el siguiente: BITÁCORA RACCO DEL LABORATORIO : _____________________________ DE LA ___QNA DEL MES DE ______ DEL AÑO ____ DEL INSTRUMENTO _______ CONTROL UTILIZADO MARCA _______ LOTE ________ OPERADOR _____________________________ REACTIVO/DIA 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 GLUCOSA Marca/Catálogo/Método

UREA Marca/Catálogo/Método

CREATININA Marca/Catálogo/Método

etc. etc. Calibrador/Estándar. MARCA___ LOTE_____

NOTAS ESPECIALES:______________________________________________ _______________________________________________________________ _______________________________________________________________ _______________________________________________________________ INSTRUCCIONES BÁSICAS: Señalar con UNA PALOMA cuando se prepare reactivo, una “C” por cada vez que se calibre el equipo e indicar con NÚMEROS las observaciones que correspondan a las notas especiales en las que deberán anotarse los acontecimientos importantes como descomposturas del aparato, cambios de lámpara o piezas, mantenimiento, fallas de luz, fugas, cambios de métodos, marca, o lotes de reactivos y controles etc.


COMENTARIOS DEL CICLO 9907 DEL PECEL 2.- QUÍMICA CLÍNICA. En la visita que realizamos recientemente a un laboratorio se encontraron situaciones interesantes que pueden ser de utilidad para otros laboratorios, razón por la cual la comentamos a continuación. La inquietud de los compañeros era que en la creatinina habían tenido mala calidad, al parecer durante un período mayor de 1 año. Se revisaron los resultados obtenidos en el PECEL en un total de 15 meses y se observó un patrón muy claro, siempre que las concentraciones eran de aproximadamente 2.0 mg/dL (sueros normales) los valores del PIV eran cercanos y en promedio de 76, mientras que en concentraciones aproximadas a 6.0 mg/dL (sueros patológicos) los PIVs eran en promedio de 150. Al estudiar los resultados del control de calidad interno (CCI) de varios meses, se encontró que tenían precisión y al calcular el porcentaje de error, del promedio del mes con respecto al valor esperado de los lotes correspondientes, se encontró que también tenían exactitud. Así, el CCI no coincidía con el CCE, sin embargo los resultados de este último también señalaban constancia (precisión), con lo cual incluso se puede predecir que si el laboratorio no tiene cambios en la exactitud, los PIVs seguirán siendo cercanos a 76 y 150, para las muestras normales y patológicas respectivamente. Buscando una explicación de lo observado en el CCE, se encontró que la creatinina en el equipo utilizado (CX3 de Beckman) presentaba diferencias con respecto a los resultados esperados para otro equipo de la misma marca (CX4), en algunos lotes de controles que ambos emplean. Esto sugería que lo observado pudiera deberse a que en el cálculo de la media de consenso se incluyen a equipos de ambos tipos y la conveniencia de separarlos, sin embargo las diferencias no se encontraron en todos los lotes. Dado que el CCI señala que no hay problemas y que en el CCE se tiene un patrón claro y predecible, al laboratorio se le sugirió aplicar un factor de corrección adecuado para cada suero, calculado como se señala a continuación. Considerando que el CVS móvil para la creatinina a concentraciones de 2.0 y 6.0 es de 11.4% y 10.56%, respectivamente (el CVSm es 8.9% más la mitad del efecto decimal, que en esas concentraciones es 2.5% y 1.66%), el error promedio de ese laboratorio con 76 y 150 puntos de PIV sería de 8.66% (11.4x0.76) y 15.84% (10.56x1.5), por lo que se sugiere que los resultados que informen al PECEL sean previamente multiplicados por 0.92 (100/108.66) y 0.863 (100/115.84) respectivamente. Esto mejorará el PIV, mientras que se identifica la causa de discrepancia del CCI y el CCE.


COMENTARIOS DEL CICLO 9908 DEL PECEL 4.- QUÍMICA CLÍNICA. Roche nos metió un “gooool”. A lo largo de varios años se ha evaluado la calidad analítica de la AML de los equipos Hitachi, con el método del etiliden-G7-PNP y no se había tenido ningún problema, sin embargo, en los últimos meses algunos laboratorios comenzaron a salir totalmente disparados. Esta situación se aclaró recientemente, con la visita de nuestra querida amiga y mamá del PECEL, la M. En C. Ma. del Carmen Benito Mercadé, quién es Gerente de Productos de Química Clínica y Bioquímicos de Roche. Nos informó que hace poco comenzaron a vender reactivos con una nueva presentación “αα-amilase liquid”, que substituirá a la “αα-amilase EPS”. Cabe señalar que los instructivos de la nueva presentación señalan que hay un factor de 2.2 con respecto a la anterior. Los valores de referencia para la nueva presentación son hasta 100 U/L y para la otra hasta 220 U/L. Lo interesante es que ambas presentaciones utilizan el mismo sustrato y amortiguador, por lo tanto tienen el mismo fundamento, de manera que las diferencias en la actividad enzimática pueden deberse a otras características como podría ser el pH o la fuerza iónica. Lo cierto es que la media de consenso podría verse afectada mientras que se termina de hacer el cambio y algunos laboratorios podrían recibir una evaluación irreal y hasta injusta. De ser así les pedimos que nos lo informen y les eliminaremos el dato correspondiente. Lo anterior sin embargo resultó ser una buena experiencia y nos recuerda otra semejante que les comentaremos a continuación. Algún laboratorio nos señalaba que constantemente salía bien en el PECEL y mal en un programa de los EEUU, después de mucho investigar se pudo saber que en el programa extranjero le evaluaban contra los valores esperados con reactivos de la marca que ellos usaban, pero que diferían en fundamento. Es decir que una misma compañía comercializaba reactivos de un método en un país y de otro método en otro país.

COMENTARIOS DEL CICLO 9909 DEL PECEL 1.-QUÍMICA CLÍNICA. • PREGUNTA DE UNA PARTICIPANTE ¿Cómo se calculan los factores para las mediciones enzimáticas? Respuesta: Hay una forma teórica y una práctica para establecer los factores para las enzimas. La primera se utiliza cuando se tiene un fotómetro con calibración y sensibilidad adecuada, y la segunda cuando el fotómetro no tiene los requisitos señalados y se desea establecer un factor adecuado para ese instrumento. Para el primer caso, el factor se calcula con la fórmula siguiente:

Factor = (1/a)(1/b)(Vf/Vi) ó Factor = Vf/(abVi)


Donde: ”a” es la absortividad molar (constante que depende de las

propiedades de absorción de la molécula a determinada longitud de onda y de las condiciones de medición).

“B” es el tamaño interno de la celda, expresado en centímetros. “Vf” es el volumen final (reactivos + muestra en mL o µL). “Vi” es el volumen inicial (muestra en mL o µL)

La pregunta de la compañera se debía a que al desaparecer Merck-diagnósticos, se utilizan otras marcas, para las que no hay aplicaciones (instrucciones) para cada instrumento. En consecuencia se deben elaborar las aplicaciones y establecer los factores para el instrumento, que cambia si la celda es diferente. Antes de poner un ejemplo, queremos hacer notar que la relación “Vf/Vi” es el factor de dilución que sufre la muestra y se utiliza para informar la concentración de actividad catalítica en un litro de plasma y no en un litro de solución reactivo-muestra. Sugerimos que la relación reactivo-muestra no se cambie por ningún motivo y que se mantenga exactamente, si se modifican los volúmenes. De esta manera el factor sólo dependerá del tamaño de la celda, ya que la absortividad es constante, como antes se señaló. Propiamente el factor no tiene signo, sin embargo, se le considera negativo, cuando disminuye la absorbancia durante la reacción (incrementos negativos), para que los resultados sean positivos. EJEMPLO: La abortividad del NADH+H a 340 nm de longitud de onda es de 6.3x10-3, si se utiliza celda de 1 cm, un volumen de reactivo de 1000 µL y 100 µL de muestra, entonces el cálculo del factor será:

Factor= 1100/(6.3x10-3 x 1 x 100) = 1746 Pero si la celda del equipo es de 0.5 cm entonces el factor será:

Factor= 1100 /(6.3x10-3 x 0.5 x 100) = 3492 Nótese que no se señaló nada relacionado con la temperatura. La razón es que la “a” es la misma para las temperaturas de 25, 30 ó 37ºC que son las que se recomiendan internacionalmente para las mediciones enzimáticas, sin embargo, los instructivos señalan factores distintos para cada temperatura, la razón es que la actividad enzimática cambia de manera constante con la temperatura, aproximadamente en un 10% por cada grado centígrado. Si una medición enzimática se realiza a una temperatura y se desea informar como si se hubiese utilizado otra (por no tener valores de referencia), la actividad resultante se debe multiplicar por el factor de temperatura o integrarlo al factor descrito al principio. Nuestra mejor sugerencia al respecto, es que midan la actividad enzimática a 37ºC y utilicen los valores de referencia de la misma temperatura, con lo cual no hay que hacer ninguna consideración extra para el cálculo del factor. • Para poner el ejemplo del punto anterior, se revisaron algunos

catálogos de reactivos y encontramos algo que puede estar afectando enormemente a algún laboratorio, lo denominamos “PROBLEMA LATINOAMERICANO DE LA CALIDAD”, la razón es que en


México y otros países utilizamos “punto” para separar los decimales y coma para separar múltiplos de mil, mientras que en la mayoría de los países latinoamericanos utilizan la “coma” y el “punto” exactamente al revés. Las consecuencias pueden ser graves, ya que para los reactivos Wiener lab (argentinos) por ejemplo, el factor para la ALT y AST con métodos optimizados a 340 nm y utilizando celda de 1 cm, 1 mL de reactivo y 100 µL de muestra es de 1746 y el instructivo correspondiente dice 1.746 de manera que esto podría explicar resultados aberrantes como los observados este ciclo en el método 6, ya que informaron 6.0 y 7.0 U/L cuando se esperaban 310 y 250 U/L, respectivamente. Investigaremos si esto fue así y se los comunicaremos próximamente, aunque si algún laboratorio resuelve su problema con este comentario, le agradeceremos que nos lo informe (como saben, siempre decimos el pecado y no el pecador). Por cierto que esto se presenta en la mayoría de las técnicas de esa marca.

Para la forma práctica de establecimiento del factor, se necesita un calibrador que tenga valor asignado para las enzimas, con el método que uno utiliza. El calibrador se analiza cuidadosamente, con el mismo procedimiento utilizado para el análisis de los pacientes, de preferencia por triplicado o quintuplicado, se determina como siempre la velocidad inicial, que se define como “la fase de la reacción en la cual la aparición de producto por unidad de tiempo es constante (en nuestro caso la ∆A/min debe ser constante)”. Posteriormente se calcula el factor, dividiendo la concentración de actividad catalítica (U/L) del calibrador entre el promedio de las ∆A/min correspondientes. Este factor es idéntico al teórico cuando el fotómetro está calibrado y tiene la sensibilidad adecuada, y difiere si no es así, pero en todo caso es el más adecuado para ese instrumento y proporcionará más exactitud.

• SUERO DESCONOCIDO QUE NOS METIÓ EN APUROS. Este ciclo enviamos un suero BIO-RAD de nivel de concentración 3, que no habíamos utilizado. La experiencia fue buena para nosotros y esperamos que también para los participantes, a pesar de que el resultado no haya sido satisfactorio. Lo que observamos fue que la urea y la creatinina, no correlacionaban, ya que la primera era baja en su concentración y la segunda era alta. Pensamos que muchos compañeros lo observaron, algunos lo informaron, otros no resistieron la tentación y corrigieron el valor de una u otra, para hacerlos correlacionar, con las consecuencias obvias (PIV elevado). Al respecto queremos recordar que a los pacientes con insuficiencia renal, la diálisis le baja súbitamente la urea pero no la creatinina, de manera que resultados semejantes a los descritos se obtienen en esos pacientes. Por otro lado algunos valores resultaban desconcertantes, ya que siguiendo la lógica de la correlación entre el nivel y la concentración, como la que guardan los de niveles 1 y 2, se esperaban concentraciones altas para varios analitos, pero no fue así en todos los casos.


COMENTARIOS DEL CICLO 9910 DEL PECEL 3.- QUÍMICA CLÍNICA: A pesar de que evaluamos la calidad de acuerdo al método o instrumento utilizado, sabemos que desafortunadamente hay situaciones que dan falsas alarmas a los laboratorios, damos a continuación dos ejemplos que recientemente observamos. Uno es que nos pidieron evaluar reactivos de una marca, del método de punto final, con reactivo de Jaffé, para cuantificar creatinina. Obtuvimos cifras casi del doble de las que se esperaban en algunos sueros control utilizados en el PECEL. Esto sugería problemas de calidad, sin embargo, las cifras repetían (hay precisión) y al analizar pacientes se obtienen cifras normales, esto sugiere que hay un efecto de matriz en esos sueros control. De aquí surge la recomendación de que para verificar la exactitud, se utilicen sueros que ya fueron valorados con la marca de reactivo utilizado y la conveniencia de que se establezcan valores de referencia con cada método o en cada laboratorio. Si no se puede cambiar a un método mejor, como el que utiliza el mismo reactivo, pero que es cinético, el problema persistirá en la evaluación externa. El otro problema observado y del que ya comentamos un primer caso, en el ciclo 9907, es que en el PECEL nosotros evaluamos a los equipos Synchron de Beckman, sin distinguir si se trata de un modelo CX3 y CX4, que utilizan métodos totalmente diferentes y que presentan pequeñas diferencias en los resultados de los controles, quizá debido a efectos de matriz que les afectan de diferente manera, sin perjuicio de la utilidad clínica, pero sí de la evaluación de su calidad. Este mes nos informaron que un laboratorio sale mal en este programa, cuyos resultados son óptimos en el Programa Beckman Coulter de Control de Calidad, que compara por separado los resultados de cada equipo. A los usuarios de los Synchron les pedimos que indiquen "CX3 o CX5" junto al resultado de creatinina, para considerar la posibilidad de separarlos.

COMENTARIOS DEL CICLO 9911 DEL PECEL 5.-QUÍMICA CLÍNICA: Otra colega nos comenta que está utilizando reactivos de SPINREACT para las enzimas, y que ha notado que las pastillas de reactivo, que se disuelven en el amortiguador, se van desmoronando poco a poco, por lo que al parecer tienen mucha humedad. Nos comenta que en su ciudad el ambiente es muy seco, por lo que considera que el problema no es la humedad del aire. Le comentamos que efectivamente, el que se desmoronen las pastillas puede ser debido a que tienen mayor humedad de la debida, pero que también pueden estar involucrados otros factores como los de contener un aglutinante de mala calidad, en cantidad insuficiente o que al elaborarlas no utilizaron la presión suficiente. En todo caso, se trata de fallas en su fabricación. Sugerimos que se quejen y si no


son tomados en cuenta, que cambien de marca, ya que el perder material, sin duda afectará la eficiencia de los reactivos.

COMENTARIOS DEL CICLO 9912 DEL PECEL 2.- QUÍMICA CLÍNICA: Acerca del comentario que nos hizo una compañera, de que algún reactivo de enzimas Spinreact se desmoronaba. Queremos informar que tuvimos una respuesta excelente. El importador y representante de esa compañía en México (Lab-Center de México S.A. de C.V.) atendió la queja con prontitud. Desde España nos enviaron un comentario al respecto, mismo que les anexamos. Al laboratorio le enviaron, sin costo, algunos equipos de enzimas, para que los probara y confirmara su buen funcionamiento. Al parecer el problema sólo se presentó en una caja de reactivo y quizá debido a problemas en el transporte. Felicitamos a los proveedores, por el buen servicio que proporcionaron al cliente. Finalmente queremos comentar que la única manera de solucionar problemas y mejorar la calidad, es el informar cuando se detecta alguna falla, de manera que lejos de causar molestia con una queja, esta se agradece. NOTA TÉCNICA DE ENZIMOLOGÍA CLÍNICA En un laboratorio, en el cual impartimos un curso aplicado, de control de calidad, encontramos que la falla en sus mediciones enzimáticas, se relacionaba con las instrucciones (aplicación) de su equipo semiautomatizado. EL PROGRAMA DE ANÁLISIS ESTABA BIEN PENSADO, PERO FUNCIONABA MAL. Para ejemplificar lo anterior mencionaremos, una vez más, que el factor para las enzimas se calcula con la fórmula F= 1/a x 1/b x Vf/Vi Donde “a” es la absortividad molar, que para el NADH, a 340 nm, es de 6.22X10-3, “b” es el paso de luz de la celda en cm, Vf es el volumen final, incluyendo reactivos y muestra, y Vi es el volumen de muestra (Vf/Vi es el factor de dilución de la muestra). Nótese que no se señala ninguna enzima, pH, temperatura o marca, ya que estas no influyen sobre el cálculo del factor y se procede igual para cualquier sistema que utilice NADH. Si el tamaño de la celda es constante, las primeras dos partes son de 160.77 (1/a x 1/b) y el factor sólo dependerá del Vf y Vi. Quizá resulten sorprendidos de que el factor dependa únicamente de los volúmenes y no de otros factores como el pH, que sabemos afectan la actividad enzimática, sin embargo así es, el factor no se modifica, pero habrá una mayor o menor actividad de la enzima a medir, dependiendo de las condiciones. En la aplicación que les proporcionó el fabricante, proponían un procedimiento para sistemas manuales y otro para automatizados, en ellos se utilizaba la mitad y la cuarta parte del volumen de muestra que normalmente se utiliza en ese método. Matemáticamente, los factores señalados en las aplicaciones eran correctos, sin embargo,


los resultados no eran confiables ya que no tenían reproducibilidad (precisión). Después de muchas pruebas infructuosas decidimos pensar (¿?), y resolvimos el misterio. Se nos ocurrió predecir y comparar el incremento de absorbencias por minuto, que deberían tener las muestras normales, lo que calculamos procediendo a la inversa, es decir dividimos una cifra normal entre el factor correspondiente. Nos dimos cuenta de que los incrementos resultantes eran muy pequeños y que difícilmente los podría registrar un fotómetro. Ejemplificando esto: Si se utilizan 1000 µL de reactivo con 100 µL de muestra, el factor será de 1768, y una muestra con 50 U/L daría un ∆A/min=0.028 (50/1768). Con 1000 µL de reactivo y 50 µL de muestra, entonces F=3376 y una muestra con 50 U/L daría un ∆A/min=0.014 (50/3376). En cambio en las técnicas de otros proveedores se utilizan 2 mL de reactivo con 0.5 mL de muestra y F=803, que daría un ∆A/min=0.062 (50/803). Como se aprecia las ∆A/min son muy diferentes y entonces, la capacidad de medirlas también lo será. Concluimos que su método estaba bien pero mal. Les propusimos que utilizaran 1000 µL de reactivo con 200 µL de muestra, con un factor de 964, de manera que una muestra con 50 U/L dará un ∆A/min=0.052 (50/964), cifra que se puede medir con confianza. Comprobamos que de esa manera se obtenían resultados confiables.

COMENTARIOS DEL CICLO 0001 DEL PECEL 4.- QUÍMICA CLÍNICA: Una colega y buena amiga nos envía una experiencia, la cual le agradecemos. Dice que le llamó la atención de un comentario nuestro, acerca de que algunos laboratorios informan BUN por urea, que cabe recordar, tienen un factor de interconversión de 2.14 (de BUN a urea se multiplica y para el cálculo inverso se divide). Nos informa que con un control NORMAL sus resultados tenían un 5% de error, mientras que con el PATOLÓGICO obtenía resultados muy bajos, con un error de -50%. Finalmente comenta que probando con estándares de otras marcas resolvió el problema, por lo que concluye que estaba mal su estándar. Nos llama mucho la atención su experiencia, ya que el comportamiento que nos describe (bien el control bajo y bajo el control alto), es el que se presenta cuando se utiliza un reactivo degradado, especialmente si es enzimático, ya que al irse deteriorando el reactivo se va disminuyendo la linealidad del método. Le sugerimos dar el beneficio de la duda a este comentario, e investigar si lo que tiene su método no es un problema de linealidad, y no de que el estándar comercial que utiliza esté mal preparado o etiquetado, como concluye. Para verificar esto, lo conveniente es diluir el control patológico y analizarlo, si al multiplicar el resultado por la dilución, obtiene un resultado mayor que el de la


muestra sin diluir, esto se debe a que el reactivo se agotó, caso en el que habrá que substituirlo por uno nuevo. También podrá conocer la linealidad si hace una curva tipo. Por otro lado la felicitamos, ya que de una manera u otra, está en el camino correcto, conoce el problema y seguramente que pronto lo resolverá. Le agradeceremos que continúe esta historia con sus resultados finales. Por otro lado, le comentamos que sí hemos visto y muchas veces, que hay compañeros que no tienen claridad en los conceptos y confunden los compuestos mencionados, de la misma manera que otros nos informan CK-MB por la CK total, AML pancreática por AML total, Ca ionizado por Ca total, electrolitos en mg/dL por meq/L, etc. etc.

COMENTARIOS DEL CICLO 0002 DEL PECEL 7.- Seguimos recibiendo muchos resultados sin señalar el método que utilizan ni haberlo modificado antes. Al respecto queremos hacer notar que deben señalar únicamente el número del método, de acuerdo a la tabla que les proporcionamos. No tenemos insertos de todas las marcas, de manara que no podemos hacerlo nosotros, y aunque los tuviéramos no lo podríamos hacer, ya que en una misma marca pueden tener varios métodos. Es una lastima que salgan mal por no identificar el número de su método. Recomendamos que en la hoja de resumen de resultados de un año (la que va en sobre sellado), revisen el número que está antes del paréntesis que está junto a la concentración de cada componente, que nos informaron. Si no hay ningún número significa que no lo tenemos identificado, caso en el cual se les evalúa contra la media de consenso del método “0 otros métodos” donde es muy difícil salir bien.

COMENTARIOS DEL CICLO 0003 DEL PECEL 4.- Desgraciadamente, al sermón lo oyen los que van a misa, cuando en realidad es dirigido a los que no asisten. Esto va porque ya no sabemos como hacer para que los laboratorios informen sus métodos. Salen mal porque se les compara con la media del método “0”, que en realidad corresponden a métodos muy nuevos, obsoletos o que no han sido identificados. Como saben, en la hoja de resumen de todo un año se señala el número del método que tenemos registrado, en el paréntesis que cierra y que está antes de cada concentración informada. Si esta vacío equivale a tener método “0”, en que difícilmente obtendrán buena puntuación. También hemos señalado hasta el cansancio, que es una lastima que salgan mal porque enviaron BUN, cuando nosotros evaluamos urea, que inviertan AST por ALT, sodio por potasio, que informen CK-MB por CK-Total o resultados en otras unidades diferentes de las que solicitamos para la evaluación. Por último, queremos comentar que utilizar el sistema moderno comunicación antes señalado, no implica que se esté exento de mala


calidad. Señalamos esto porque recibimos resultados por Internet, que revisamos por ser la primera vez que se utiliza y pudimos ver muchos resultados de METODO “0”, informaron BUN por urea e invirtieron sodio por potasio. Les invitamos a tener más cuidado. Recuerden que esto sugiere que lo mismo sucede con los resultados de pacientes, aunque suele suceder que se queda más mal cuando se quiere quedar bien (síndrome del recomendado).

COMENTARIOS DEL CICLO 0004 DEL PECEL 4.-LO QUE ES LA INOCENCIA. Algunos compañeros de recién ingreso, nos llaman reclamando airadamente, que no salieron acreditados. Argumentan que no pueden ser, que no nos creen, que el ingeniero les acaba de dar mantenimiento a su equipo y seguramente que el programa no sirve, y a veces hasta abandonan el programa. Una vez que los oímos, les preguntamos: ¿mete controles?, ¿Construye las gráficas correspondientes? ¿Sabe interpretarlas? ¿Calcula mensualmente los coeficientes de variación y porcentajes de error de cada prueba? ¿Tiene bitácoras? ¿Tiene archivos de control de calidad? ¿Tiene calendario de mantenimiento preventivo de equipos y lo cumple?. Con cada respuesta negativa se van desinflando y hasta terminan apenados, ya que frecuentemente desconocen incluso los términos señalados o la manera de hacerlo. Otras veces contestan con evasivas, diciendo que siempre se camparan con otro laboratorio y que dan casi igual, que son muy cuidadosos, que meten controles y que siempre dan en el intervalo, etc. Terminan reconociendo que no hacen control interno de la calidad y preguntando dónde pueden estudiar y aprender a hacerlo. Este comentario tiene por objetivo el provocar una reflexión y una autoevaluación de cada participante, ya que los puntos señalados son algunos requisitos para poder afirmar que se realiza el control de calidad interno (CCT). Si un laboratorio no tiene un programa de CCI y participa en programas de control de calidad externo (CCE), como el PECEL, está jugando a la RULETA RUSA (la de tirarse en la sien con una pistola que sólo tiene una bala). Sin embargo, nosotros aceptamos a los laboratorios aún sin CCI, ya que con esto, los ENFRENTAMOS CON LA REALIDAD, situación que a veces resulta dramática, dolorosa, increíble, cruel, etc., sin embargo, la vida es así y pensamos que se justifica, con tal de mejorar la calidad analítica.

COMENTARIOS DEL CICLO 0005 DEL PECEL 6. QUÍMICA CLÍNICA. Como se señaló en los comentarios anteriores, para el control de calidad interno se necesita analizar controles diariamente, lo cual indudablemente tiene un costo (del control y de los reactivos). Al


respecto, queremos mencionar que en muchos laboratorios hemos observado que ya han invertido lo necesario, al analizar los controles, pero que luego desaprovechan el fruto de la inversión, porque no utilizan los datos, no calculan el coeficiente de variación, el porcentaje de error, ni construyen las gráficas para observar si hay tendencias o desplazamientos. Es decir que no vigilan la calidad. Esto es como tener alberca y no nadar, carro último modelo que no se utiliza, o todo lo material que gente desea y ser infeliz. Buscando algo que explique esta necedad hemos investigado y la principal razón es, que no saben como hacerlo. La cosa no es muy difícil, ya tienen lo primero, que son los datos, luego deben calcular el promedio y la desviación estándar. Dividiendo la desviación estándar entre la media y multiplicando el resultado por 100, tienen el coeficiente de variación, que si el CV no es mayor que 5% pueden afirmar que tienen precisión (su sinónimo en castellano es repetibilidad) Si utilizan sueros control valorados (ensayados o para exactitud, como también se les llama), pueden calcular el porcentaje de error, primero calculando la diferencia entre el promedio obtenido y el valor esperado, dividiendo el resultado entre el mismo valor esperado y multiplicando por 100. Si el % de error no es mayor que 5% pueden afirmar entonces que tienen exactitud o cercanía con el valor real. Hay que señalar sin embargo, que aún teniendo un %CV y un %error aceptables, es necesario construir las gráficas, que de manera muy sensible nos señalan si hay tendencias (cambios paulatinos que señalan un aumento o disminución de la concentración) o desplazamiento (cambio repentino de la concentración) Con lo anterior ya se puede hacer el diagnóstico de la medición de cada componente y con esto ya se puede hacer control de calidad. Por ejemplo, si hay una tendencia o desplazamiento, esta se debe muy probablemente a deterioro del estándar y si se substituye, seguro que nos acercaremos nuevamente a la media. Si el problema no es de exactitud sino de precisión, entonces se deberá buscar más uniformidad en cada paso del proceso.

COMENTARIOS DEL CICLO 0006 DEL PECEL 2.- MÉTODO ENZIMÁTICO PARA MEDIR CREATININA. Sin duda, el método de Jaffé, que se utiliza desde los últimos años del siglo XIX (1890s), ya puede ser jubilado. La razón es que no es específico, tiene muchas interferencias y deficiencias técnicas importantes. En consecuencia la calidad de la medición de la creatinina es deficiente en la mayoría de los laboratorios que la determinan o proporciona datos alejados de la realidad. El método de Jaffé se utilizó primero como método de punto final, luego se hicieron modificaciones para medir más específicamente a la creatinina y surgió el método cinético (que no es enzimático) Se ha utilizado por muchos años debido a que no había una técnica mejor,


sin embargo ya hace más de 15 años que se desarrollaron dos métodos enzimáticos, que se comercializaban desde entonces en Europa y que en la actualidad están siendo introducidos a México. Los equipos Vitros tienen el método enzimático desde hace años, pero por ser sistemas cerrados y de "Química Seca", impiden su uso en otros instrumentos. Los catálogos de reactivos de Boehringer Mannheim (ahora Roche) de hace 10 años ya presentaban el reactivo enzimático, pero nunca se comercializó en México. El fundamento es el siguiente: La creatinina presente en la muestra es desiminada por la creatinina desiminasa y, el amoníaco producido en la reacción se hace reaccionar con a-cetoglutarato y NADPH, en presencia de la glutamato deshidrogenasa (GLDH), produciendo glutamato y NADPH+H. La aparición de este último compuesto se mide a 340nm y su concentración es directamente proporcional a la cantidad de creatinina. La técnica manual es muy sencilla, involucra la medición de 0.1 ml de muestra con 1.0 ml de un reactivo (amortiguador-NADPH), 0.2 ml del reactivo enzimático y lectura a 340 nm, después de 5 minutos de incubación. Verdaderamente que nos da gusto el poder contribuir a la modernización del laboratorio clínico, acelerando la utilización de métodos mejores. Si esta información molesta a alguna casa comercial, nos disculpamos por ello, pero les ofrecemos que si también pueden ofrecer el mismo u otros métodos modernos de análisis, nos hagan llegar la información, para difundirla a través de este medio, que llega a más de 500 laboratorios y a un número de usuarios potenciales mucho mayor. 3.- QUÍMICA CLÍNICA. De un laboratorio nos solicitan que se revisen sus resultados deL ciclo 0005, ya que no acreditaron y piensan que sí lo harían, SÍ se toma en cuenta el valor alto de la tabla de resumen que les proporcionamos. Ponemos un ejemplo de los datos que nos mandan. RESULTADO VALOR ESPERADO MAS BAJO MÁS ALTO GLUCOSA 100 80.5 74 100 UREA 3.5 4.5 32 53.5 CREATININA 1.7 1.33 1.0 1.7 Al respecto queremos comentar, que incluimos los datos más bajos y altos, únicamente para que vean la paja en el ojo ajeno (aunque a veces sea en el propio), y se escalofríen un poco por lo mal que puede estar la calidad analítica. El más bajo o el más alto puede ser cualquier cifra, desde la tierra hasta el cielo. Si el laboratorio hidrató mal el suero; tomó el frasco de otro ciclo; omitió un punto decimal al informar o envió resultados invertidos (como sucede con frecuencia con sodio y


potasio), evidentemente que darán cifras aberrantes, lo que no significa que todas las cifras entre los mismos estén bien. Lo que se debe buscar es acercarse al valor esperado, o media de consenso, que resulta de la depuración de los datos aberrantes, a través de tres pasos que se describen en la información que se proporciona a los laboratorios, cuando se incorporan al programa, misma que les podemos proporcionar si no la tienen. Analizando un Poco más la tabla de resultados que el laboratorio nos envió, pudimos observar que efectivamente, en 13 de los 19 componentes que informa, el resultado coincide con el valor más alto que recibimos. Esto muy probablemente se deba a que hidrataron el suero con menos agua de la debida y, en consecuencia obtienen resultados muy altos, sin que esto implique que lo mismo suceda con los sueros de los pacientes, cuyos sueros no se tienen que hidratar. Este último comentario, nos trae a la mente algunas observaciones que conviene que comentemos:

• Los frascos de suero tienen una etiqueta que dice HIDRATAR CON 5 ml de agua inyectable, lo que no significa que le deban inyectar con jeringa, el volumen señalado.

• En la hidratación se deben aplicar todos los cuidados posibles, por ejemplo, el utilizar agua de la mejor calidad, medir el volumen con ayuda de pipetas volumétricas, agitar suavemente para evitar que se haga espuma (afecta a las enzimas) y permitir que se hidrate el tiempo que sea necesario para que esté bien disuelto, tiempo que puede tomar de 30 a 120 minutos.

• Una vez hidratado el suero se debe procesar sin trato preferencial, es decir; que se analiza como si se fuera el suero de un paciente, para poder inferir que la calidad con los controles, es equivalente a la de las muestras de los pacientes.

COMENTARIOS DEL CICLO 0007 DEL PECEL 2 -QUÍMICA CLÍNICA. TREMENDO HALLAZGO. Dos compañeros de un laboratorio institucional nos consultaron porque tenían la intención de verificar la linealidad de su fotómetro. Nos mostraban una curva tipo de glucosa, que al parecer tenía mala linealidad y les comentamos que en la misma podían tener mezclados los problemas del método y del fotómetro. Les dedicamos algunas horas, diseñamos un método para verificar únicamente al instrumento y ¡OH SORPRESA!. Resultó un procedimiento excelente, que ya hemos utilizado en unos 30 instrumentos, de los cuales varios presentaban problemas severos, cuyas desviaciones podrían explicar porque algunos laboratorios tienen mala calidad, especialmente en sueros patológicos, a pesar de haberse esforzado por mejorar. El problema es la falta de linealidad de su instrumento. Muy pronto vamos a publicar el procedimiento, sin embargo, es tal su importancia, especialmente para los laboratorios que trabajan con sistemas manuales, que queremos compartirlo con ustedes de inmediato


y lo describimos a continuación • Se prepara una solución acuosa de dicromato de potasio a una

concentración de 530 mg/dl, que a 500 nm y frente a agua destilada debe dar una absorbencia aproximada de 2.0.

• Se realizan diluciones colocando 0.5, 1, 2, 3, 4, 5, 6, 7, 8, 9 y 10 ml de la solución de dicromato, con el volumen de agua destilada necesario para completar 10 ml, con lo cual se tendrán 26.5, 53, 106, 159, 212, 265, 318, 371, 424, 477 y 530 mg/dl, respectivamente

• Si el equipo tiene linealidad debe tener una absorbencia directamente proporcional a la concentración, esperando lecturas de 0.1, 0.2, 0.4, 0.6, 0.8, 1.0, 1.2, 1.4, 1.6, 1.8 y 2.0, respectivamente.

• Con las absorbencias esperadas y obtenidas se calcula el porcentaje de error para cada punto, mismo que no debe ser mayor de un 4%, o de lo contrario se tendrá mala calidad en el PECEL y lo que es más importante, con los pacientes.

• Se construye una gráfica colocando la absorbencia en las ordenadas y la concentración en las abcisas, tanto de los valores esperados como de los obtenidos, con lo que se puede apreciar mejor si hay o no linealidad, es decir si el fotómetro cumple con la ley de Lambert y Beer.

Para los compañeros que no tienen mucha práctica con la computadora, diseñamos una hoja de cálculo para el EXCEL de Microsoft, programa con el que comúnmente se adquieren las PC (computadoras personales), en la que únicamente se colocan las lecturas obtenidas y automáticamente se calcula el porcentaje de error y se construye una gráfica de la linealidad del fotómetro. Como sabemos que puede ser de utilidad, aprovechamos el viaje y le incluimos una hoja para la verificación de la calibración y sensibilidad del fotómetro, que también construye la gráfica correspondiente, y otra hoja para facilitar los cálculos para verificación de pipetas con el método fotométrico, incluyendo instrucciones para cada procedimiento señalado. Pueden adquirir la hoja de cálculo señalada, por 50.00 pesos, en una de las siguientes posibilidades: a) directamente en nuestras instalaciones o b) depositándolos a la cuenta en que normalmente nos hacen pagos y enviando el comprobante por fax, no olvidando señalar su número confidencial y que solicitan la hoja de cálculo. Deben incluir 70.00 si desean que se les envíe, o en caso contrario lo recibirán con las muestras siguientes. También se les puede hacer llegar por correo electrónico (sin gastos de envío), si nos proporcionan una dirección. 3.-PERDÓN, COLEMANCITO MIO. Relacionado con el punto anterior, el método fue utilizado durante un curso que tuvimos el honor de impartir en Nogales, Sonora. Se encontraron varios instrumentos con buena linealidad, de marcas Gilford, BM4010, Genesys y Spectronic, pero de 5 de la marca Coleman


probados, todos presentaron problemas severos, llegando a tener porcentajes de error hasta de 50%. Naturalmente que los dueños de estos instrumentos quedaron preocupados por la calidad y algunos se consolaban porque ya no los utilizaban, por contar incluso con instrumentos automatizados. Este acontecimiento inspiró al camarada y amigo Hector René Tagles, quién durante los conbebios naturales de esos eventos compuso una canción, utilizando la música de la famosa canción PERDÓN, que a continuación se transcribe, Perdón, Colemancito mio. Perdón, si es que tu has fallado Perdón, mi espectro preferido Colemancito mio, dame tu perdón Si tu sabes que te falla, toda tu precisión, también tu exactitud Si tu sabes que te falla, la linealidad y hasta la calibración Vete y calma mis angustias de tu imprecisión, de tu imprecisión que es todo lo que ansía, que es todo lo que ansía el control de calidad. 4.-LOS RESULTADOS HABLAN POR SÍ MISMOS. En el ciclo 0006, los triglicéridos de la mayoría de los instrumentos y métodos era cercana a los 200 mg/dl, sin embargo, con los equipos Synchron de Beckman el promedio fue de 53 mg/dl. Tuvimos llamadas de algunos compañeros que utilizando equipos Beckman obtuvieron cifras cercanas a los 200 mg/dl y pensaban que había algún error. Revisamos los resultados y encontramos que lo que sucedía era lo siguiente. En esos equipos se pueden medir los triglicéridos de dos maneras, con y sin blanco de muestra (TG-B y TG, respectivamente). La que utiliza el blanco de muestra evita que el glicerol libre se sume al que proviene de los triglicéridos, permitiendo medir más específicamente al compuesto de interés. Así, quienes utilizaron la técnica TG-B, que era la mayoría, obtuvo un promedio de 53 mg/dl y resultó con buena calidad, mientras que los que utilizaron la técnica TG obtuvieron concentraciones muy superiores y obtuvieron PIVs muy elevados. Esto también nos enseñó que los fabricantes de sueros control adicionan glicerol para elevar indirectamente a los triglicéridos, que no pueden ser agregados por su insolubilidad en agua. Como ven es una estrategia, que no hacen pública y que puede complicar la interpretación de resultados, cuando el suero no se ha probado con un determinado método.


COMENTARIOS DEL CICLO 0008 DEL PECEL 2.- QUÍMICA CLÍNICA. El procedimiento que propusimos el mes pasado, para la verificación de la linealidad de los fotómetros, comienza a dar frutos, varios compañeros lo llevaron a la práctica y nos enviaron sus resultados. Van más de 15 Coleman evaluados y ninguno ha tenido una linealidad aceptable. Encontramos una mejor manera para analizar los datos. Les sugerimos substituir, de los comentarios anteriores, el punto abajo señalado: • Con las absorbencias esperadas y obtenidas se calcula el porcentaje de error para cada punto, mismo que no debe ser mayor de un 4%, o de lo contrario se tendrá mala calidad en el PECEL y lo que es más importante, con los pacientes. Por estos otros: • Calcular un factor de calibración con la concentración de 106 mg/dl y su lectura (Factor=106/A). Multiplicarlo por las absorbencias de cada punto, para obtener sus concentraciones. • Realizar los cálculos del error de cada uno de los puntos, comparando las concentraciones esperadas y las obtenidas. • Construir la gráfica del porcentaje error de cada punto, colocando el error en el eje de las "Y" y las concentraciones del dicromato en el eje de las "X" En la discusión de resultados anterior, se presentó el procedimiento y fue muy bien recibido. Nos preguntaron si se podía utilizar en los equipos automatizados y señalamos que fue desarrollado para fotómetros manuales. Sin embargo, la pregunta nos dio que pensar, por varios días y desarrollamos un método basado en el que antes propuesto, que a continuación describimos: PROCEDIMIENTO PARA VERIFICAR LA LINEALIDAD DE LA RESPUESTA DE LOS FOTÓMETROS AUTOMATIZADOS 1. Preparar una soluci6n de dicromato de potasio 6360 mg/dl. 2.Realizar diluciones colocando 0.5, 1, 2, 3, 4, 5, 6, 7, 8, 9 y 10 ml de la solución de dicromato, con el volumen de agua destilada necesario para completar 10 ml, así cada una tendrá 12 veces la concentración esperada de 26.5, 53, 106, 159, 212, 265, 318, 371, 424, 477 y 530 mg/dl, respectivamente, que también son las concentraciones utilizadas para equipos manuales. 3. Programar el equipo para medir 25 µl del dicromato, como muestra y 275 µl de agua, como reactivo, y asignarle una posición en el plato o carrusel de reactivos. Seleccionar como longitud de onda, la más cercana a 500 nm (492 o 505 son las que frecuentemente tienen) 4. Llenar un frasco de reactivo con agua destilada, y colocarlo en la posición correspondiente. 5.Calibrar el equipo con la solución equivalente a 106 mg/dl y agua como calibrador con "0" de concentración.


6.Cuantificar el dicromato en todas las diluciones "problema". Así el equipo diluirá 12 veces la solución (6360/12=530 mg/dl) 7.Construir una gráfica, colocando las concentraciones obtenidas en el eje de las "Y" y las concentraciones esperadas en el eje de las "X" 8.Calcular el porcentaje de error de cada uno de los puntos, con las concentraciones obtenidas y las esperadas. 9. Construir la gráfica del porcentaje error de cada punto, colocando el error en el eje de las "Y" y las concentraciones del dicromato en el eje de las "X". A la hoja de cálculo para EXCEL de Microsoft, que diseñamos ya le incluimos una sección que hace todos los cálculos para los equipos automatizados. También contiene una sección para la linealidad de los fotómetros manuales, otra para la verificación de la calibración y sensibilidad del fotómetro y una más para facilitar los cálculos para la verificación de pipetas con el método fotométrico, incluyendo instrucciones para cada procedimiento señalado.

COMENTARIOS DEL CICLO 0009 DEL PECEL 2- QUÍMICA CLÍNICA. MEJORÍA ESPECTACULAR EN MICHOACÁN. Normalmente, en todos los cursos de control de calidad que impartimos, descubrimos varios compañeros con problemas severos en la utilización de las micropipetas, en consecuencia obtienen resultados muy dispersos en mediciones repetidas (imprecisos) y muy diferentes con respecto a los de los demás analistas y al valor real (inexactos). Después de revisar detenidamente la técnica de manejo de estos instrumentos, como parte del curso, se observa una mejoría notable. A pesar de saber que la mejoría es considerable en cada grupo, nos sorprendimos en agosto pasado, durante un curso teórico práctico en Jiquilpan, donde la precisión y la exactitud de todos y cada uno de los compañeros llegaron a límites aceptables, a tal grado que el acontecimiento puede ser calificado de excepcional, ya que nunca antes habíamos obtenido un éxito tan rotundo.

COMENTARIOS DEL CICLO 0010 DEL PECEL 4.-QUÍMICA CLÍNICA. La técnica propuesta en meses pasados, para la verificación de la linealidad de equipos automatizados, ya comenzó a dar fruto. Encontramos un instrumento que aparentemente estaba funcionando bien. Con el sistema propuesto se demostró que no funcionaba correctamente en concentraciones elevadas (se caían las lecturas sin explicación). Se llamó al ingeniero de servicio, le dio un mantenimiento exhaustivo y se corrigió la falla, lo cual se confirmó al realizar nuevamente la prueba de linealidad. Todo esto sucedió en un laboratorio de la


Ciudad de Pénjamo, a quienes enviamos un caluroso saludo y una felicitación por el gran interés mostrado. 6.-AVISO A LOS USUARIOS DE LOS SISTEMAS VITROS. En los últimos ciclos hemos observado que las puntuaciones en la prueba de Bilirrubina directa son elevadas y comentando esto con los asesores de estos equipos, nos señalan que quienes salen mal se debe muy probablemente a que no envían los resultados de la Bc, que es la que se les pidió informar hace varios meses. Seguramente que si uniformizamos esto bajará la puntuación 7.-ELEMENTAL MI QUERIDO WATSON A riesgo de que alguien se ofenda, les recordamos una vez más, que evaluamos UREA, y no NITRÓGENO DE UREA, que se abrevia N-UREA, aunque también se usa con sus siglas en inglés, que son BUN. Nos parece el colmo que los laboratorios salgan mal evaluados únicamente porque no consideran este detalle, que por otro lado puede afectarles en los resultados de los pacientes, si informan un componente por el otro. Este mes no fue la excepción y al menos 10 laboratorios informaron BUN. Cabe señalar que nos damos cuenta únicamente porque la cifra es la mitad de la esperada, situación que no nos autoriza a cambiar el resultado. La urea tiene la fórmula NH2-CO-NH2 y su peso molecular es 60, de los cuales 28 corresponden a 1os dos nitrógenos, de ahí que el factor de conversión sea de 2.14 (=68/28). No olvidar que los métodos enzimáticos utilizan UREASA, que degrada al compuesto liberando los nitrógenos, que se miden en una reacción acoplada. Por ello hay dos versiones, los que informan UREA (así se usa en Europa) y los que prefieren NITRÓGENO DE UREA (empleada en EEUU). Evidentemente que sí en el estándar se utiliza la concentración de BUN, los resultados darán directamente BUN y esto deberá coincidir con los valores de referencia o normales utilizados. Lo mismo sucederá si se emplea la concentración de UREA. Sin embargo, si utilizan BUN deberán multiplicar por 2.14 para convertir a UREA, únicamente para el PECEL y no para los pacientes. 9 -SECCIÓN DE BACTERIOLOGÍA. Para este ciclo (evaluación 27ª) se les informó que la muestra correspondía a una cepa aislada de un niño recién nacido con signos de meningitis. La cepa enviada es de Streptpcoccus pyogenes, fue preparada en suspensión de caldo soya tripticaseina adicionada de glicerol al 20%, para su mejor preservación en el periodo requerido. Participaron 313 laboratorios de los cuales acreditaron 185 (59%) y no acreditaron 127 (41%). Es sorprendente que algunos laboratorios informaran bacterias que no tienen parecido alguno con la cepa en referencia como son: Neisseria meningitidis, Haemophillus influenzae, Listeria monocitogenes, Branhamella catarrhalia y Mycobacterium. MIENTRAS NO DOMINEN LA TÉCNICA DE GRAM, TENDRÁN PROBLEMAS PARA LA IDENTIFICACIÓN.


COMENTARIOS DEL CICLO 0102 DEL PECEL 7.-COMENTARIOS DE QUÍMICA CLÍNICA.

Indudablemente que una de las fuentes de variación que pueden estar afectando a los laboratorios es la calidad del agua con que reconstituyen reactivos, controles y calibradores. Razón por la que nos dimos a la tarea de resumirles la clasificación del agua, según su calidad, se señalan también las características que debe llenar cada una. Información que nos proporcionó el Químico Fernando Garisoain, quién nos hizo una demostración de la manera en la que se puede verificar la calidad del agua, a través de la medición de su conductividad. También enriquecimos este fragmento con información de folletos de Millipore. ESPECIFICACIONES DEL AGUA GRADO REACTIVO, SEGÚN EL NATIONAL COMMITTEE FOR CLINICAL LABORATORY STANDARDS (NCCLS) Y EL COLLEGE OF AMERICAN PATHOLOGISTS (CAP). TIPO DE AGUA I II III Resistividad MΩ/cm a 250C 10 1.0 0.1

Conductividad µS/cm 0.1 1.0 10

pH N.E. N.E. 5.0-8.0 Silicatos máximo Mg/SiO2 0.05 0.1 1.0 Contaminantes orgánicos Carbón

activado

N.E.

N.E. Contenido bacteriano UFC/ml 10 1000 N.E. PARTÍCULAS Filtro de

0.22 µm

N.E.

N.E. N.E. no especificado ESPECIFICACIONES DEL AGUA SEGÚN LA AMERICAN SOCIETY FOR TESTING AND MATERIALS ASTM. TIPO DE AGUA I II III Resistividad MΩ/cm a 250C 18 1.0 0.25

Conductividad µS/cm 0.055 1.0 4.0

Carbono orgánico tot. COT 10 50 200 Sodio máximo ppb 1.0 5.0 10.0 Cloruros máximo ppb 1.0 5.0 10.0 Silice total máximo ppb 3.0 3.0 500

Contenido bac. UFC/ml 10/1000ml 10/100 ml l00/l0 ml Endotoxina (Eu/ml) <0.03 <0.25 N.E. N.E. no especificado A juzgar por la información de las tablas, la clasificación del agua más adecuada para los laboratorios clínicos es la del NCCLS y CAP, ya que la segunda parece más bien para inyectables, en los que se prueba hasta la ausencia de pirógenos.


Cabe hacer notar que en el agua muy pura se mide resistividad y no conductividad, ya que prácticamente no conduce la corriente eléctrica. Los equipos que producen agua de alta pureza, tienen conductivímetros para el agua de llegada y de las primeras etapas de purificación y resistivímetros en las etapas de salida de agua pura. En los equipos automatizados como Hitachi y Synchron, se utilizan sistemas de purificación, que utilizan agua de la red municipal y la dejan a nivel de AGUA TIPO II, que es la que conviene que los laboratorios utilicen y que no es tan cara como la tipo 1. En unos días más tendremos un conductivímetro, con el que los laboratorios podrán verificar la calidad de su agua y próximamente les estaremos comentando nuestras observaciones. Seguramente que tendremos muchas sorpresas.

COMENTARIOS DEL CICLO 0103 DEL PECEL 5.-COMENTARIOS DE QUÍMICA CLÍNICA.

Como se señaló en el ciclo anterior, de la pureza del agua con que reconstituyen reactivos, controles y calibradores, depende en buena parte la calidad analítica. Según la NCCLS y el CAP, el agua pura se clasifica en grados I, II y III, siendo la conductividad uno de los indicadores de mayor peso, cuyas magnitudes son de 0.1, 1.0 y 10 µS/cm (microsiemens/cm), respectivamente. El agua recomendable para los laboratorios clínicos, en la mayor parte de las pruebas manuales o automatizadas debe ser de tipo II aunque para algunas técnicas fluorométricas y cromatográficas, se necesita que sea de tipo I. En un curso, los participantes llevaron muestras del agua destilada de su laboratorio y como lo suponíamos, hubo sorpresas. El agua de 2 participantes tenía una conductividad cercana a 240 µS/cm, otras estaban entre 20 y 70 µS/cm y sólo una llegó a menos de 1 µS/cm. Por curiosidad analizamos agua de la llave y su lectura fue de 450 µS/cm. Los dos compañeros cuya agua tenía pésima calidad, se dieron a la tarea de conseguir otra marca de agua y encontraron una cuya lectura fue de 2.0 µS/cm, con lo que quedaron muy satisfechos. Para favorecer el que los laboratorios vigilen la calidad de su agua, adquirimos un conductivímetro, que podrán utilizar. La cuota de recuperación será de $50.00, ya sea por una o varias muestras de agua, incluyendo la que consigan, en caso de que las primeras no pasen la prueba.

COMENTARIOS DEL CICLO 0104 DEL PECEL 2.-¿SEGUIREMOS SIENDO EL PAÍS DEL MAQUILLAJE Y LA CORRUPCIÓN?

Desafortunadamente en días pasados hemos confirmado una sospecha que teníamos desde hace algún tiempo. Existen algunos laboratorios inscritos al PECEL que aún no captan el sentido real


y la importancia del control de calidad, pretendiendo “engañarnos” al informarnos resultados que no han sido obtenidos por ellos, sino por algún laboratorio de referencia al que envían las muestras de PECEL. Creemos pertinente hacer hincapié en que los primeros beneficiados en llevar un control de calidad interno y externo honesto, son los propios laboratorios y sobre todo sus pacientes. NO ES DE NINGÚN MODO JUSTIFICABLE ESTE TIPO DE PRÁCTICAS DESHONESTAS. SE SUPONÍA QUE DESDE JULIO DEL 2000 TODO SERÍA DIFERENTE. Les invitamos a reconsiderar esta actitud, que sin duda es debida a la NOM-166, que los tiene nerviosos, sin embargo, esta nos da la oportunidad de superarnos.

3.-ATENDIENDO LAS SUGERENCIAS. Recientemente nos señalaron la preocupación por no acreditar alguna prueba, situación frecuente en bilirrubinas. Esto debido a que la NOM-166 señala que es obligatoria la participación y la acreditación de cada una de las pruebas que realizan. Además nos señalaron que los límites son muy estrictos. Lo que sucede es, que en sueros de concentraciones bajas, los decimales son muy significativos, especialmente en pruebas como bilirrubinas y creatinina, situación que se relaciona con el efecto decimal, que antes les hemos comentado. Como saben, para el cálculo del PIV primero se establece el % de error (%error=((Val.obs.-Val.esp.) x 100)/Val.esp), con el cual se determina el PIV (PIV=%error x 100 /%error aceptable), donde el error aceptable es lo que los ingleses llaman Coeficiente de Variación Selecciado (CVS). Por ejemplo, si el valor esperado es 1.0 y el CVS es 10%, un laboratorio que informe 1.0, 1.05, 1.1, 1.2, 1.3 y 1.4 obtendrían una puntuación de 0, 50, 100, 200, 300 y 400 puntos. Sin embargo, si el laboratorio tiene programado su equipo para emitir un solo decimal la cifra de 1.05 se transformaría en 1.1 y su PIV sería de 100 en lugar de 50. Razón por la cual desde hace tiempo empleamos un CVS móvil (CVSm), sumando al CVS la mitad del efecto decimal (0.5ED=(0.1x100/Val.esp.)), con lo cual el error aceptable pasaría de 10% a 15% en bilirrubinas. El efecto decimal puede definirse como el porcentaje que ocupa un decimal con respecto del valor esperado y es significativo en cifras pequeñas pero no para las grandes. No utilizábamos el efecto decimal completo porque también beneficia a quienes informan con dos decimales. Sin embargo, dada la exigencia de la norma y considerando que, desde un punto de vista clínico no es tan crítico informar 1.1 cuando el valor esperado es de 1.0, decidimos utilizar de manera retrospectiva (desde el ciclo 0101) el efecto decimal completo, así, para cifras de 1.0 el CVSm será de 20% y el PIV de los mismos valores antes señalados serían 0, 25, 50, 100,150 y 200, respectivamente.


Podrán apreciar mejor el efecto, si revisan sus valores del PIV en bilirrubinas en los ciclos pasados y en la reevaluación de los mismos, en este ciclo.

4.-CUIDADO CON LA DETERMINACIÓN DE HEMOGLOBINA. En visita reciente a un laboratorio del estado de Puebla, que entre otros problemas llevaba varios meses saliendo mal en la determinación de hemoglobina, encontramos lo siguiente. Después de llevar a cabo una serie de pruebas para descartar las posibles causas de la incongruencia de sus resultados con los del PECEL, descubrimos que el problema era ocasionado por la indicación incorrecta del inserto del reactivo, de ajustar con agua destilada en lugar de emplear blanco de reactivos. Encontramos que el reactivo tiene una absorbencia distinta de cero, cuando se ajusta con agua, y si esta no se resta a la de las muestras, modifica significativamente los resultados. Hicimos pruebas calculando el resultado tal y como lo decía el inserto (multiplicando por un factor) y utilizando como estándar un hemolizado y como problema otros hemolizados de ciclos pasados y el resultado fue el mismo. Ajustando el fotómetro con el blanco de reactivos (como Dios manda), se obtenían casi los resultados esperados y contra agua salían mal.

Sería conveniente que le dieran una revisadita a sus insertos.

COMENTARIOS DEL CICLO 0105 DEL PECEL 2.-ANECDOTARIO

En el último curso de control de calidad en química clínica que ofrecimos, tuvimos un alumno, con carrera de ingeniería mecánica, que por herencia, es dueño de un laboratorio. El no es quién hace los análisis pero tiene interés en que se hagan bien y de ahí el tomar el curso. Como era de esperarse, en la práctica donde hacemos el diagnóstico del funcionamiento y uso de las pipetas, le fue muy mal, aunque le fue igualmente mal a varios químicos y técnicos laboratoristas. Después de revisar la manera en que deben utilizarse las pipetas, repetimos la práctica y sorpresa, al ingeniero le fue mejor que a varios dedicados al laboratorio. Esta experiencia ya la habíamos vivido antes con un Médico, que sin saber nada del laboratorio fue UNGIDO Jefe de Laboratorio, por mandato supremo, pero que preocupado por hacer un buen papel, vino desde Tabasco al DF, a tomar el curso. Lo mismo sucedió con la Administradora, de Calidad 2000, la empresa que nos está permitiendo crecer y atender a más laboratorios. Sintió curiosidad al escuchar una clase, decidió probar suerte y le fue casi bien a la primera. MORALEJA: AVECES ES MÁS FÁCIL CONSTRUIR QUE REMENDAR.


COMENTARIOS DEL CICLO 0106 DEL PECEL 5.-SECCIÓN DE QUÍMICA CLÍNICA.

En muchas ocasiones hemos comentado que se puede tener buena o mala calidad tanto en sistemas analíticos manuales como automatizados. De ambos casos tenemos ejemplos con excelente y mala calidad. Sin embargo, es innegable que es más fácil lograr buena calidad con un autoanalizador. Un ejemplo de lo anterior ha surgido con la evaluación de la calidad con los reactivos de Wiener. Al comparar los resultados de usuarios de esta marca observamos que con los equipos automatizados (método 15) los promedios del PIV son considerablemente menores que con los sistemas manuales (método 16). Cabe señalar que los reactivos son exactamente los mismos, de manera que esto sugiere que lo observado se debe al factor humano. En nuestra experiencia, la principal causa de mala calidad, en los laboratorios con sistemas manuales, es la utilización o el funcionamiento incorrecto de las micropipetas, de ahí nuestra insistencia al recomendar que las verifiquen periódicamente y que capaciten a su personal. Para verificar las micropipetas se puede utilizar el método gravimétrico o el fotométrico, que les hemos descrito previamente. Adicionalmente se les debe dar mantenimiento periódicamente, de acuerdo al programa de mantenimiento que cada laboratorio elabore, para dar cabal cumplimiento a la NOM-166 SSA1-1997. Ambos procedimientos para verificar las micropipetas están contenidos en una hoja de cálculo (la denominamos CCI.XLS), que adicionalmente les hace los cálculos necesarios y les permite imprimir un informe del funcionamiento. Lo regalamos en $50.00 y pueden solicitarlo al correo electrónico [email protected] o al teléfono abajo señalado. Para facilitar el trabajo, capacitamos a una persona para dar mantenimiento y verificar las pipetas (no la manera de usarlas, que seguirá dependiendo de cada usuario). Este servició será muy económico, rápido ($100.00 por pipeta) y se extenderá un certificado del funcionamiento. El costo no incluye reparación, ya que lamentablemente en nuestro país ninguna marca vende refacciones. Solicitar informes al teléfono 52 33 85 63.

COMENTARIOS DEL CICLO 0107 DEL PECEL 4.-SECCIÓN DE QUÍMICA CLÍNICA.

Hace algunos años hicimos un estudio acerca del efecto del ayuno prolongado y la ingesta de alimentos sobre varios componentes sanguíneos. En ese trabajo pusimos de manifiesto que con el ayuno prolongado aumenta considerablemente la bilirrubina total (88% a las 30 horas) y el ácido úrico (29% a las 36 horas) y algunos otros componentes. Esto puede explicar el porque podemos encontrar


cifras anormales en personas que no tienen una enfermedad relacionada con ese componente. De ahí surgió la recomendación de que en turnos diferentes al matutino, no analicen a pacientes, excepto si son urgentes, ya que puede haber falsas alarmas, lo que señala la conveniencia de que se citen a los pacientes temprano por la mañana, con un ayuno de 12 horas y después de una cena ligera. Estos datos nos han sido de gran ayuda para ayudar a los médicos en la interpretación de algunos resultados. Retomamos esta información porque un compañero de Mazatlán siguió el consejo y un Médico le afirmó que no había ningún problema si el paciente se analizaba por la tarde y con un ayuno de sólo unas horas. Indudablemente que su ignorancia es grande en este campo. Bueno, decidimos pasar el documento a un archivo PDF y enviárselo a todos los compañeros que ya nos ayudan al enviar sus resultados por correo electrónico. En próximas ocasiones les haremos llegar con el mismo recurso, artículos de importancia en nuestro campo, de diversos autores. A quienes no usan ese medio también se los podremos proporcionar pero siempre que lo soliciten por correo electrónico a la dirección [email protected] En buena parte les estamos empujando a que se modernicen. No podemos imaginar a un Químico, Médico o TLC, que no maneje la computadora. Crear una cuenta de correo electrónico es fácil y gratis, pueden hacerlo a la dirección www.uolmail.com.mx, se tardarán sólo 5 minutos. No es indispensable que tengan computadora, ya hay muchos CAFENETs o CIBERCAFÉs, que cobran entre 10 y 15 pesos por una hora. En enviar un correo electrónico con o sin resultados del PECEL se tardarán otros 5 minutos y en pedir sus mensajes 5 más, de manera que les quedarán algunos minutos para hacer una revisión bibliográfica o conversar en los famosos CHATs. En nuestra opinión, están perdidos en la luna quienes no manejan la computadora y nunca han intentado entrar al INTERNET. Finalmente les hacemos saber que el ratón de la computadora no muerde.


RECOMENDACIONES GENERALES PARA EL CONTROL DE CALIDAD INTERNO.

1. Cada laboratorio debe garantizar, a través de su control de

calidad interno (CCI), que tiene precisión. Esto se logra verificando que el coeficiente de variación (CV), que es una medida de la imprecisión analítica, no sea mayor de 5%.

El C.V. se obtiene dividiendo la desviación estándar (S) entre la media aritmética (X) y multiplicando por 100 para expresarlo como porcentaje:

S C.V = ----X 100 X

2. Una vez cubierto el requisito de tener precisión, el laboratorio en su CCI debe confirmar que tiene exactitud (el error no debe ser mayor de 5%). Esto se logra verificando que el promedio mensual de cada analito, no difiera del valor esperado en los sueros control valorados que utilice (se recomienda que al menos se utilice un suero de niveles normales y otro de niveles elevados).

VALOR observado - VALOR esperado %ERROR = --------------------------------- X 100 VALOR esperado 3. Las recomendaciones internacionales sugieren que además del CCI,

se garantice la calidad de todo laboratorio, por participación en programas externos de evaluación. Con esto se busca además el hacer que los resultados sean comparables entre los laboratorios de todo el mundo.

4. Para poder inferir que la calidad de las muestras problema, es

igual a las de las muestras control, es requisito que el tratamiento de problemas y controles sea idéntico y si esto se cumple, entonces las muestras control realmente son buenos indicadores de lo que sucede con las muestras problema.

PRINCIPALES FUENTES DE IMPRECISION (ERRORES ALEATORIOS) A. EN SISTEMAS MANUALES.

• La medición de volúmenes incorrecta o con falta de uniformidad, debido al mal manejo de pipetas, pipetores, etc., al mal estado de las mismas o la falta de mantenimiento de las pipetas semiautomáticas y pipetores.

• Mezclado inadecuado o insuficiente de reactivos y muestras problema.


• Inestabilidad de reactivos y controles, aunado a condiciones de conservación inadecuadas.

• Inestabilidad de la lectura en los fotómetros, y/o la utilización de fotómetros de ancho de banda grande.

B. EN SISTEMAS AUTOMATIZADOS.

• El desgaste de microjeringas o microinyectores, además de la falta de mantenimiento preventivo y vigilancia del equipo.

• El acarreo de reactivos y/o muestras, que pueden interferir en reacciones consecutivas.

PRINCIPALES FUENTES DE INEXACTITUD (ERRORES SISTEMATICOS).

• Baja calidad de estándares y/o calibradores. • Inestabilidad de estándares, aunado a malas condiciones de conservación.

• Efectos de matriz, asociados a la baja especificidad del método o técnica usada.

• Utilización de factores recomendados por fabricantes de reactivos, concomitante con la utilización de fotómetros de ancho de banda grande o con lámparas y/o detectores gastados.

ALGUNAS ESTRATEGIAS PARA LOGRAR ANALISIS CONFIABLES. Corregir la inexactitud cuando se tiene precisión es sencillo, ya que habrá que cambiar el estándar o calibrador, o calcular el factor adecuado para el equipo y finalmente verificar que se ha solucionado el problema. Corregir la imprecisión en cambio, puede resultar más difícil, por lo que se recomienda seguir los siguientes pasos: 1.- Establecer la variación en condiciones óptimas (VCO) es decir, el

C.V. en condiciones óptimas, primero en un método sencillo y luego en otro más complejos. Las condiciones se pueden considerar óptimas, cuando se emplean reactivos nuevos, equipo calibrado, pipetas bien limpias y en buen estado, pipetas semiautomáticas lubricadas, etc. El procedimiento implica hacer cuando menos 20 mediciones en la misma muestra y corrida para calcular el C. V., el cual no debe ser mayor de 2-3%, ya que si en estas condiciones no se pueden obtener resultados reproducibles, menos se obtendrán en las condiciones habituales. Si no se logra el objetivo, deberá hacerse una revisión crítica de cada paso, identificar los errores determinados, evitarlos, y cuando se logre tener precisión, proceder con el siguiente punto.

2.- Establecer la variación en condiciones de rutina (VCR), que no debe ser mayor del doble de la VCO, para lo cual se debe analizar 20 veces una misma muestra (una medición cada día y analizarla como si fuera una muestra de paciente).


Si el C. V. es mayor del esperado, debe revisarse críticamente todo el procedimiento, buscando los pasos con falta de uniformidad y corregir; si el C. V. es pequeño, entonces se puede decir que se tiene precisión y se puede proceder a evaluar la exactitud.

CUANDO UN LABORATORIO TIENE PRECISION Y EXACTITUD Debe vigilar que así se mantenga controlado el sistema, evitando

que haya tendencias o desplazamientos, lo que se facilita con la ayuda de gráficas de Control de Calidad Interno (CCI). Esto es especialmente importante cuando se cambian reactivos, estándares o controles, haciendo un análisis comparativo con los que ya se tenían y que son de confiabilidad conocida.

Conviene evitar los cambios simultáneos de reactivos, estándares, etc., porque puede crear confusión en el caso de que haya problemas.

COMENTARIOS ESPECIALES PARA LAS ENZIMAS. La actividad de todas las enzimas se modifica con la temperatura, aunque con una magnitud relacionada con el Q10, que es una constante característica de cada enzima y que representa el número de veces que es mayor la actividad enzimática a una temperatura dada, sobre la actividad a otra temperatura menor en 10º C. El Q10 de muchas enzimas es cercano a 2, de manera que por cada 10º C se duplica la actividad. Esto señala que en 10º C hay un aumento de 100% y que por cada grado de temperatura hay un cambio aproximado de 10% en la actividad. Las recomendaciones internacionales sugieren que las mediciones enzimáticas se realicen a 25, 30 ó 37º C y los instructivos para el análisis y la literatura señalan sólo factores de conversión de resultados entre esas temperaturas, ya que también se proporcionan valores de referencia para las mismas. El PECEL compara los resultados de las enzimas obtenidos a una temperatura de 37º C, de manera que si la temperatura de medición fue diferente; deben multiplicar el resultado por el factor de corrección correspondiente, que a continuación se señala :

ENZIMA FACTOR DE 25 A 37ºC FACTOR DE 30 A 37ºC AST 2.08 1.54 ALT 1.82 1.39 ALP 1.64 1.33 LDH 1.92 1.43 AML 1.66 1.75 CK-NAC 2.44 1.56


Sin embargo, es pertinente señalar que los factores pueden diferir ligeramente entre las isoenzimas, de manera que si el porcentaje de una muestra no coincide con el patrón normal de isoenzimas, pudiera haber diferencias y, en consecuencia obtener un PIV no muy justo. Por tal razón se sugiere realizar las mediciones enzimáticas a 37ºC.


CONTROL DE CALIDAD DEL LAVADO DEL MATERIAL DE VIDRIO En el Control Total de la Calidad debe participar todo el personal del laboratorio, que debe entender lo importante que es su trabajo y sentirse parte del equipo de trabajo. Una fuente de imprecisión e inexactitud es el lavado del material y debe hacerse una revisión minuciosa del mismo. Razón por la cual les sugerimos que diariamente tomen una muestra representativa y al azar del material de vidrio y evalúen la calidad del lavado, de la manera siguiente: PREPARACION DEL INDICADOR Disolver 0.1 gramos de rojo de metilo en 300 ml de alcohol

etílico (etanol) y adicionar 200ml de agua destilada. PROCEDIMIENTO Se colocan 2-5 gotas del indicador en el material de vidrio en

estudio y se hace un testigo positivo con una gota de detergente.

INTERPRETACION En el material bien lavado, el indicador no debe cambiar su color original, mientras que en el testigo el indicador cambia a amarillo. Si en un lote de material, hay resultado positivo, deberá rechazarse todo el lote de material y volver a realizar su lavado. Aún con este procedimiento, para métodos o técnicas altamente sensibles a la presencia de impurezas, como son las mediciones de calcio, fósforo y hierro, se recomienda la utilización de material desechable, sin embargo, ante la dificultad que esto representa, cabe señalar que algunos laboratorios han resuelto este problema de la siguiente manera. En el método de la o-cresolftaleína, mezclan primero el amortiguador y el cromógeno, eliminando los tubos que visualmente dan color antes de agregar la muestra.


PROGRAMA DE EVALUACIÓN DE LA CALIDAD ENTRE LABORATORIOS SISTEMA DE EVALUACIÓN DE LA CALIDAD EN LA SECCIÓN DE QUÍMICA CLÍNICA. Se utiliza el sistema de evaluación de la calidad creado por el Dr. Tom Whitehead, del Reino Unido, donde se utiliza desde 1971. Por su sencillez, este sistema se ha adoptado por varios países. En el PECEL actualmente se evalúan los resultados de acuerdo al método y/o el instrumento automatizado utilizado, de acuerdo a las hojas con el encabezado “CLAVES PARA IDENTIFICAR LOS METODOS”. Lo que se evalúa es la exactitud a través de la puntuación del índice de varianza o PIV, que se calcula en dos pasos: 1. Se determina el % de error mediante la fórmula siguiente, en la cual el valor esperado es la media de consenso que se establece como se explica más adelante.

VALOR observado - VALOR esperado %ERROR = --------------------------------- X 100 VALOR esperado 2.Se calcula el PIV dividiendo el % de error entre el coeficiente de variación seleccionado (o %error aceptable) y multiplicando por 100. Cuando la cifra sea superior a 400 se le considera 400.

% de error PIV= ------------ X100 C.V.S.

Los coeficientes de variación seleccionados (C.V.S.) que se utilizan en el PECEL son los siguientes :

Glucosa 7.7 Colesterol 7.6 Sodio 4.0 Urea 5.7 Triglicéridos 7.6 Potasio 4.0 Creatinina 8.9 AST 10 Cloruros 4.0 Acido úrico 7.7 ALT 10 Calcio 4.0 Proteinas tot. 3.9 ALP 10 Fósforo 4.0 Albumina 7.5 LDH 10 Hierro 8.0 Bilirrubina tot. 10 AML 10 Hemoglobina 4.0 Bilirrubina dir. 10 CK-NAC 10 Este es el sistema original de evaluación del Reino Unido, sin embargo, con la finalidad de contrarrestar el efecto producido por el aforo de decimales, que eleva el valor del PIV, sobre todo en compuestos cuya concentración es baja; el PECEL introdujo la utilización de un COEFICIENTE DE VARIACIÓN SELECCIONADO MOVIL (CVSm) que se calcula con la fórmula: CVSm= CVS+(0.5*ED) Donde CVS es el coeficiente de variación fijo de la tabla, y ED es el efecto decimal que se calcula mediante una regla de tres, que


establece el porcentaje que ocupa un decimal con respecto al valor de consenso (VC) (ED=(0.1*100)/VC). El valor esperado o media de consenso se establece con los datos filtrados mediante dos mecanismos : 1. Del conjunto de resultados recibidos de los laboratorios y agrupados de acuerdo al método/instrumento utilizado, se eliminan aquellos que se salen de los límites de 0.2 a 2 veces la media aritmética obtenida (primer media).

2. Con los datos restantes, se establece una segunda media y su desviación estándar y se establecen otros límites de truncado correspondientes a la media más menos 1 desviación estándar. Con los datos incluidos entre esos límites se establece una tercer media, que es considerada como la media de consenso o valor esperado.

SISTEMA DE EVALUACIÓN DE LA CALIDAD EN LA SECCIÓN DE HEMATOLOGÍA. La evaluación en esta sección es similar a la que se realiza en química clínica, con las siguientes excepciones. • Los coeficientes de variación que se utilizan son : linfocitos (10%); monocitos (35%); segmentados (10%); bandas (40%); eosinófilos (40%); basófilos (40%) y reticulocitos (10%).

• Para los elementos cuyo valor de consenso es igual o inferior a 2.5, se utiliza un CVS móvil que es igual al porcentaje que ocupa una célula con respecto a la media de consenso, CVSm=(1x100/media de consenso). Esto implica que en cifras de consenso menores de 2.5, una célula de diferencia en el valor observado, proporcione un PIV de 100 puntos.


INTERPRETACIÓN DE LOS RESULTADOS GENERALES DEL PECEL. En la hoja PECEL-RESULTADOS DE LA DISTRIBUCIÓN #### se tienen los siguientes elementos : A.Un cuadro donde aparecen las estadísticas del ciclo evaluado, indicando el % y el número de laboratorios que obtuvieron un PIV promedio que cae en los intervalos indicados.

B.El número total de participantes en el ciclo. C.Un listado con los laboratorios participantes en cada ciclo en particular, indicando el número de analitos determinados y promedio del PIV o puntuación del índice de varianza, calculado con los valores absolutos del valor de cada componente.

D.En la parte inferior se indica el promedio del PIV calculado con los valores absolutos de todos los componentes y laboratorios.

Estos datos permiten conocer panorámicamente la situación del conjunto de laboratorios y la situación de cada laboratorio participante. En los primeros renglones de la hoja PECEL/IPN, RESUMEN DE RESULTADOS DEL CICLO #### se presenta el número total de laboratorios que reportaron resultados de cada componente químico señalado en las columnas (No.LABS.) y el promedio del PIV del conjunto de laboratorios. En los bloques inferiores se informan los resultados de cada método, incluyendo : a) el número de laboratorios, b) el dato más bajo, c) el dato más alto d) la media de consenso, e) la desviación estándar y f) el promedio del PIV. En la hoja de Histogramas se presenta, para cada componente, la distribución de todos los resultados recibidos sin diferenciar por método y en cada caso, se señala la moda global. INTERPRETACIÓN DE LOS RESULTADOS DE CADA LABORATORIO. (LOS QUE SE ENTREGAN EN SOBRE SELLADO). A) Primero se sugiere confirmar la coincidencia del número de

componentes reportados, los resultados correspondientes y los métodos utilizados, con la información enviada.

B) Ver el promedio de la puntuación del índice de varianza (PIV), el cual deberá ser inferior a 100 para concluir que su calidad fue satisfactoria en términos generales.

C) Aún cuando el trabajo haya sido satisfactorio en general, se sugiere analizar la situación de cada componente reportado, porque así se podrá confirmar que la calidad fue igual en todos, o identificar aquel caso en el que hubo problemas. Se sugiere localizar el resultado de cada componente en los histogramas, y compararla con la media de consenso.


D) Reuniendo la información de su CCI y del PECEL, establecer si los resultados son : Precisos y exactos (no hay problema) Precisos e inexactos (hay problemas) Imprecisos (hay problemas mayores)

NOTA: SI SE ES IMPRECISO, NO SE PUEDE EVALUAR EXACTITUD, AUNQUE

CABE SEÑALAR QUE UNA IMPRECISION MODERADA (MENOR O CERCANA AL 10%) NO EXPLICA UN PORCENTAJE DE ERROR GRANDE COMO DE UN 40% O MAS, EN CUYO CASO HAY PROBLEMAS SIMULTANEOS DE IMPRECISION E INEXACTITUD.

E) Una vez establecida la situación para cada componente, deben

tomarse las medidas correctivas pertinentes, como las señaladas anteriormente y en el artículo II del PECEL publicado en LABORAT-acta 3(3):21-3,1991

F) Es importante recordar que el “control” de calidad analítico lo hace el propio laboratorio, NO EL PECEL, que sólo les ayuda a evaluar su calidad, y que los sistemas de evaluación externa de la calidad no son substitutos, sino complemento de los programas internos de control de calidad.

NOTA : Si no se hacen los cambios pertinentes, seguramente no habrá

mejoría, por lo que cabe recordar que :

La precisión depende de que haya uniformidad en la forma de

trabajo (medición de volúmenes, mezclado, tiempos de incubación y de lectura, funcionamiento de equipo, etc.)

La exactitud depende de la calidad, cuidado y manejo de los estándares.

Con respecto a problemas de inexactitud, les sugerimos estudiar

cuidadosamente los resultados del PECEL del octavo ciclo, que están publicados en LABORAT-acta 3(4):19-24,1991.

Finalmente, se comenta la experiencia de un laboratorio que tenía

problemas de inexactitud, mismos que resolvió utilizando como calibrador o multiestándar, un suero comercial de valores desconocidos que valoró por varias semanas frente a calibradores de muy buena calidad.

pecel - pacal · mensuales, publicadas entre 1992 y 2001 autor: dr. en c. sergio i. alva estrada...

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