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ESTUDIO DEL EFECTO DE UN CAMPO ELÉCTRICO

EN LA BIO

PARA OBTENER EL GRADO ACADÉMICO DE

MAESTRO EN CIENCIA Y TECNOLOGÍA EN LA ESPECIALIDAD DE

IBQ. ARELY IRAÍS CÁRDENAS ROBLES

CENTRO DE INVESTIGACIÓN Y DESARROLLO

TECNOLÓGICO EN ELECTROQUÍMICA

ESTUDIO DEL EFECTO DE UN CAMPO ELÉCTRICO BIODEGRADACIÓN ANAEROBIA DE

COLORANTES AZO

TESIS

PARA OBTENER EL GRADO ACADÉMICO DE

MAESTRO EN CIENCIA Y TECNOLOGÍA EN LA ESPECIALIDAD DE INGENIERÍA AMBIENTAL

PRESENTA

IBQ. ARELY IRAÍS CÁRDENAS ROBLES

QUERÉTARO, MÉXICO.

IÓN Y DESARROLLO ROQUÍMICA

ESTUDIO DEL EFECTO DE UN CAMPO ELÉCTRICO ANAEROBIA DE

MAESTRO EN CIENCIA Y TECNOLOGÍA EN LA ESPECIALIDAD DE

, MÉXICO. ENERO 2011

1CIENCIA Y TECNOLOGÍA

Dr. Francisco J. Rodríguez Valadez Coordinador de Estudios de Posgrado

PICYT – CIDETEQ

Querétaro

Los abajo firmantes, miembros del Jurado del Examen de Grado de la alumna

ARELY IRAÍS CÁRDENAS ROBLES, una vez leída y revisada la Tesis “ESTUDIO

DEL EFECTO DE UN CAMPO ELÉCTRICO EN LA DEGRADACIÓN

ANAEROBIA DE COLORANTES AZO” , aceptamos que la referida tesis revisada

y corregida sea presentada por la alumna para aspirar al grado de Maestro en

Ciencia y Tecnología en la opción terminal de INGENIERIA AMBIENTAL durante

el Examen de Grado correspondiente.

Y para que así conste firmó la presente el 03 del mes de Diciembre del año dos

mil diez.

Dr. Eleazar Máximo Escamilla Silva

Presidente

Dr. Arturo Cadena Ramírez

Secretario

Dr. René Antaño López

Vocal

Dr. Carlos Eduardo Frontana Vázquez

Vocal

Dra. Linda Victoria González Gutiérrez

Vocal

Agradecimientos

A mi mamá, por enseñarme mostrarme el valor de la vida y ser una luchadora.

A mi familia en especial mis hermanas, Mia y Bere por todo su cariño.

A Gustavo por compartir estos momentos, apoyarme y ser una motivación.

A mi asesora, Dra. Linda González Gutiérrez, por su respaldo durante la realización del proyecto, que me llevó a la conclusión de esta etapa.

Al Dr. Carlos Frontana, por adoptarme en su familia académica y el apoyo brindado para la realización de mi tesis, además de todos sus consejos.

A mis amigos, especialmente a Lupita, Fer y Ricardo por todo su apoyo; a Tundra, Marce, Chilo, Joel, Deyli y Ana, gracias por compartir tantos momentos conmigo.

A los sinodales, Dr. Eleazar Escamilla, Dr. René Antaño y Arturo Cadena por el tiempo dedicado a la revisión de la tesis y sus observaciones.

A mis compañeros de laboratorio Víctor, Karen, Marce, Aarón, Daniel Beltrán y Yamileth.

A Idelfonso por su ayuda con las simulaciones, Israel, Rosario y Héctor por su contribución al proyecto, durante el verano de la ciencia.

A CONACYT por el apoyo de la beca 274103 y el apoyo para el proyecto de ciencia básica 80227.

Resumen

Los colorantes azo (R-N=R-N) son ampliamente usados en las industrias textiles, alimenticias y farmacéuticas. Estos compuestos generan problemas ambientales debido a su toxicidad y difícil degradación. El enlace azo puede ser reducido en condiciones anaerobias; el principal producto de este proceso son las aminas aromáticas, estas pueden ser removidas en condiciones aerobias por los microorganismos. Se puede estimular la degradación microbiana aplicando un campo eléctrico de baja intensidad y eliminar la adición de co-sustratos. La finalidad de este trabajo fue estudiar los factores de los diferentes elementos involucrados en la degradación de colorante, como son el carbón activado, la distribución del campo eléctrico y los microorganismos, toda esta información fue útil para la construcción de un bioelectroreactor de placas paralelas. Los resultados mostraron que al aplicar una intensidad de corriente de 1mA en el bioelectroreactor, se logro una remoción de colorante del 97.6% mientras que sin este fue del 71.5%. Al agregar carbón activado, la remoción de color fue la misma con y sin corriente; sin embargo, al revisar el espectro UV/Vis del agua tratada en la zona de los aromáticos se observa una disminución de la señal al aplicar corriente eléctrica, mostrando así un efecto positivo del campo eléctrico en la degradación del colorante y sus compuestos de degradación.

Abstract

Azo dyes (R-N=N-R) are widely used in textile, pharmaceutical, and food industries; these compounds generate environmental problems, due to their toxicity and recalcitrant characteristic. The azo-bond can be reduced by anaerobic degradation, producing aromatic amines that can be removed by aerobic biomass media. It is possible to stimulate this biodegradation with the application of an electric field, thus the addition of co-substrates to improve the anaerobic reaction could be avoided. The electric field generates conditions to enhance the degradation products of azo dyes. The aim of this work was to study the factors involved in the dye degradation as the activated carbon, the distribution of the electric field and its effect in microorganism. This information was used to construct a bioreactor of parallel plates. The results show that it is possible to remove 97.6% of dye when an electric field is generated by 1mA whereas it, only 71.5% is removed. When activated carbon was used in the reactor, the color degradation was the same with and without electric field, but a decrement in the concentration of aromatic compounds was observed. These results showed a positive effect of the electric field in the degradation of azo dye and degradation compounds.

Índice

i

Índice CAPÍTULO 1. INTRODUCCIÓN 1.1 Introducción 1 1.2 Justificación 1 1.3 Objetivos 3 1.3.1 Objetivo General 3 1.3.2 Objetivos Específicos 3 1.4 Hipótesis 4 CAPÍTULO 2. MARCO TEÓRICO

2.1 Colorantes azo y su problemática ambiental 5 2.2 Métodos utilizados para el tratamiento de colorantes en

aguas residuales 6 2.2.1 Adsorción 6 2.2.2 Coagulación 7 2.2.3 Filtración 8 2.2.4 Procesos electroquímicos 8 2.2.5 Biorremediación 9 2.2.5.1 Generalidades 9 2.2.5.2 Degradación microbiológica en condiciones anaerobias 9 2.2.5.3 Degradación anaerobia de colorantes azo 11 2.3 Biorremediación asistida electroquímicamente 13 2.3.1 Generalidades de electroquímica 13 2.3.1.1 Reacciones en el electrodo 14 2.3.1.2 Clasificación de reactores 15 2.3.2 Proceso de degradación biológica con estimulación eléctrica 15 2.3.2.1 Procesos observados en los microorganismos al aplicar una

estimulación eléctrica 15 2.3.2.1.1 Cambio en la fuerza motriz de protones 16 2.3.2.1.2 Interacción de los microorganismos con los electrodos 17 2.3.2.1.3 Oxidación y reducción simultaneas en un bioelectroreactor 18 2.3.2.1.4 Aplicación de procesos bioelectroquímicos en la

degradación de compuestos de interes ambiental 20 2.4 Mediadores redox en la degradación anaerobia de

colorantes azo 22 2.4.1 Consideraciones en el uso del carbón activado 23 CAPÍTULO 3. MATERIALES Y MÉTODOS

Índice

ii

3.1 Adaptación del consorcio microbiano a la degradación de

colorante 25 3.2 Análisis de la cinética microbiana 25 3.2.1 Análisis de degradación microbiológica del colorante RR-

272 25 3.2.2 Análisis de la concentración en la degradación del colorante

RR-272 25 3.3 Análisis del efecto de las variables eléctricas en las

condiciones ambientales en el biorreactor 26 3.4 Estudio del carbón activado 26 3.4.1 Características del carbón activado 26 3.4.2 Isotermas de adsorción 27 3.4.3 Medición de los sitios ácidos y básicos del carbón activado 27 3.4.4 Determinaciones conductimetricas 28 3.4.5 Electrodos de pasta de carbono 28 3.4.5.1 Fabricación de electrodos de pasta de carbono 28 3.4.6 Adsorción de colorante sobre carbón activado mediante

voltamperometría diferencial de pulsos 29 3.4.6.1 Relación de la corriente de pico y la concentración de

colorante 29 3.5 Caracterización electroquímica del colorante Rojo Reactivo

272 30 3.5.1 Voltamperometría cíclica del colorante RR-272 30 3.6 Adaptación del consorcio microbiano en el bio-electro-

reactor 31 3.6.1 Aplicación de la corriente a los lodos adaptados a la

degradación de colorante 31 3.6.2 Evaluación de la viabilidad de los microorganismos 31 3.7 Simulación de las condiciones del reactor 32 3.8 Bioelectroreactor operado por lote 32 3.8.1 Inoculo del bioelectroreactor 32 3.8.2 Operación del bioelectrorreactor 33 3.9 Técnicas analíticas 33 3.9.1 Sólidos suspendidos volátiles 33 3.9.2 Demanda química de oxígeno 34 3.9.3 Concentración de color 36 CAPÍTULO 4 . ANÁLISIS Y DISCUSIÓN DE RESULTADOS 4.1 Caracterización del carbón activado 38 4.1.2 Isotermas de adsorción 38 4.1.3 Medición de sitios ácidos y básicos en el carbón activado 40 4.1.4 Efecto dela conductividad 40 4.1.5 Estudio de cronopotenciometría sobre EPC 41

Índice

iii

4.1.6 Caracterización de RR-272 sobre electrodo de carbón vítreo 42 4.1.6.1 Adsorción del colorante sobre carbón activado monitoreado

electroquímicamente 43 4.2 Caracterización electroquímica del colorante RR-272 45 4.2.1 Caracterización de RR-272 sobre electrodo de carbón vítreo 45 4.2.2 Seguimiento del pico de reducción del colorante a diferentes

concentraciones 46 4.3 Cinética de degradación microbiológica del colorante 47 4.4 Análisis de diferentes densidades de corriente en el reactor 51 4.4.1 Efecto de la aplicación del campo electrico en los

microorganismos 51 4.4.2 Evaluación de la distribución del campo eléctrico en el

reactor de placas paralelas Comsol Multiphysics® 54 4.5 Comparación de la simulación y los resultados

experimentales 58 4.6 Estudio de degradación de colorante en bioelectroreactor de

placas paralelas 59 CONCLUSIONES 63 5.1 Pespectivas 66 ANEXOS 67 BIBLIOGRAFÍA 74

Índice

iv

Índice de figuras

Figura 1. Estructura del colorante rojo reactivo 272 2 Figura 2.Esquema de biodegradación de colorantes azo asistida electroquímicamente. 3 Figura 3. Proceso de degradación anaerobia 10 Figura 4. Celda electrolítica. 14 Figura 5. Estructura de la ATPasa. 17 Figura 6. Bioelectroreactor utilizado para la desnitrificación de aguas municipales. (Fuente: Zhang y col. 2004) 20 Figura 7. Bioelectroreactor de flujo ascendente, Cátodo: Carbón activado granular (CAG). (Fuente: Ghafari y col. 2009) 22 Figura 8. Electrodos de acero inoxidable 316L y titanio grado 2 utilizados para la aplicación de corriente 26 Figura 9. Relación de la concentración de colorante y la corriente de pico 30 Figura 10. Celda de placas paralelas Elec. Aux. y Elec. Trabajo Acero inoxidable 316L y 309L. 31 Figura 11. Esquema de la preparación del inoculo 33 Figura 12. Regresión de DQO 36 Figura 13. Barrido de solución de colorante a 100 mg/L 36 Figura 14. Regresión para obtener la concentración de colorante 37 Figura 15. Isotermas de adsorción a pH 5 y 7 38 Figura 16. Ajuste de los datos de la isoterma al modelo tipo Freundlich a pH 5 39 Figura 17. Ajuste a la isoterma tipo Freundlich a pH 7 39 Figura 18. Conductividad a diferentes concentraciones de colorante y porcentajes de carbón activado. 41 Figura 19. Cronopotenciometría del colorante RR-272 durante 10min. sobre EPC 42 Figura 20. Voltamperometría cíclica del colorante RR-272 realizada en sentido de oxidación y reducción vs Ag|AgCl 43 Figura 21. Voltamperometría DP para el colorante antes y después de la adsoción 44 Figura 22. Seguimiento de la cinética de degradación de RR-272 (C0=110ppm) durante 50h en reactor por lote 45 Figura 23. Seguimiento de la cinética de degradación de RR-272 (C0=70ppm) durante 50h en reactor por lote 46 Figura 24. a) Degradación microbiológica de colorante a 3 diferentes concentraciones iniciales (170, 100 y 50ppm), b) Actividad de degradación del colorante. 47 Figura 25. Medición del pH en los reactores al aplicar diferentes intensidades de corriente; a) reactor sin empaque, b) reactor empacado con CA 48 Figura 26. Medición del potencial redox en la zona central, cercana al ánodo y cátodo en los reactores: a) sin empaque y b) empacado con CA 49 Figura 27. Comparación de los porcentajes de remoción de DQO en los reactores con y sin empaque de CA 50

Índice

v

Figura 28. Comparación de los porcentajes de remoción de color en los reactores con y sin empaque de CA 50 Figura 29. Electrodos después de la aplicación de corriente 51 Figura 30. Modelo utilizado para la descripción del campo y corrientes eléctricas en el reactor de placas paralelas 55 Figura 31. Líneas de flujo en el reactor de placas paralelas (i= 0.5, 5 y 50 mA) 56 Figura 32. Distribución del campo eléctrico tangencial (V/m) a diferentes intensidades de corriente a) 0.5 mA, b) 5 mA y c) 50 mA 57 Figura 33. Campo eléctrico tangencial sobre el ánodo a) 0.5 mA b) 5 mA y c) 50 mA 57 Figura 34. Comparación del campo eléctrico simulado y los depósitos formados sobre la placa 58 Figura 35. División del electrodo en zonas, las 4 divisiones verticales fueron utilizadas para la comparación cuantitativa 58 Figura 36. Comparación de Campo eléctrico y área ocupada por los depósitos a) 0.5mA y b) 5mA; en la placa correspondiente al ánodo 59 Figura 37. Cinética de degradación del colorante y actividad de degradación del colorante, con y sin aplicación de corriente 60 Figura 38. SSV en los reactores con y sin empaque de CA 62

Índice

vi

Índice de tablas

Tabla 1. Colorantes azo reactivos 5 Tabla 2. Ecotoxicidad del colorante Rojo Reactivo 272 6 Tabla 3. Diferentes aplicaciones de procesos bio-electroquímicos 21 Tabla 4. Concentración de elementos en el CAG 27 Tabla 5. Datos de absorbancia a partir de solución de biftalato a 600nm 35 Tabla 6. Datos de absorbancia del colorante a diferentes concentraciones a 505.6nm 37 Tabla 7. Valores de la isoterma de Freundlich para k y n 40 Tabla 8. Sitios ácidos y básicos presentes en el carbón activado 40 Tabla 9. Tabla de adsorción sobre CA 44 Tabla 10. Efecto de la aplicación de potencial en el ánodo 52 Tabla 11. Efecto de la aplicación de corriente en el ánodo 52 Tabla 12. Operación de reactores por lote para la degradación de colorante 61

Abreviaturas

Abreviaturas

°C Grados Centígrados A Ampere A Ancho ADP Adenosin Difosfato An. Anodo ATP Adenosin Trifosfato Aux Auxiliar BER Bioelectroreactor BET Brunauer, Emmett y Teller CA Carbón Activado CAG Carbón Activado Granular Cat. Cátodo CE50 Concentración Efectiva Media Cf Concentración Final CL Concentración Letal Media cm Centímetro Co Concentración Inicial col Colaboradores Cs Concentración de Sitios D Diámetro DBO Demanda Biológica de Oxígeno DP Diferencial de Pulsos DP Diferencial de Pulsos DQO Demanda Química de Oxígeno Elec Electrodo EPC Electrodo de Pasta de Carbono G Grosor g Gramo h Hora l Largo L Litro m Masa M Molar mA Miliampere meq Miliequivalentes min Minuto mo Microorganismos N Normal NADH Dicotinamida Deshidrogenasa Reducida nm Nanómetros OECD Organisation for Economic Cooperation and Development OPR Potencial Redox Ox Oxidación Pi Fosforo Inorgánico ppm Partes por Millón

Abreviaturas

Red Reducción RR2 Rojo Reactivo 2 RR272 Rojo Reactivo 272 s Segundo Sol Solución sp Especies SSV Sólidos Suspendidos Volátiles Temp. Temperatura V Volt V/V Volumen/Volumen Vol Volumen ∆p Fuerza Protón Motriz ∆pH Homeostasis del pH

Capítulo 1.Introducción

1

Capítulo 1 Introducción 1.1 Introducción

La fabricación de los diferentes productos textiles se lleva a cabo a partir de varios procesos, los cuales generan un gran número de sustancias contaminantes en sus aguas residuales. Los efluentes de la industria textil contienen colorantes considerados recalcitrantes; estos contaminantes del agua producen color y al ser degradados se forman compuestos tóxicos carcinogénicos e intermediarios como las aminas aromáticas. De los colorantes disponibles en el mercado, aproximadamente el 50% corresponde a los compuestos azo. El término azo se aplica a los colorantes sintéticos orgánicos que presentan el grupo cromóforo azo (-N=N-). Este enlace es de difícil reducción por lo que se han utilizado diferentes métodos para la degradación de estos compuestos.

Los sistemas de tratamiento para estos efluentes más aplicados son los basados en métodos físicos o químicos, sin embargo, consumen grandes cantidades de compuestos químicos y energía; por ello se han estudiado los tratamientos biológicos. Se han desarrollado a escala laboratorio diferentes procesos para tratar aguas contaminadas con colorantes. La remoción de colorantes utilizando procesos biológicos ha sido más eficiente al utilizar un ambiente anaerobio, debido a que los colorantes son difícilmente degradados en ambiente aerobio, ya que el colorante actúa como aceptor de electrones para su reducción y en el sistema aerobio el oxígeno interfiere en la degradación (reducción).

Por otro lado, se ha observado que la aplicación de una corriente eléctrica puede acelerar o disminuir el metabolismo de los microorganismos, debido a cambios en la polaridad de las membranas, o bien a cambios en la estimulación enzimática, dependiendo del tipo de microorganismo, intensidad de corriente, tiempo de exposición y condiciones del medio. Es interesante estudiar este efecto aplicado a la biodegradación de contaminantes orgánicos, y específicamente en este trabajo, a los colorantes azo. 1.2 Justificación

La industria textil genera altas cargas de agua residual conteniendo colorantes, comúnmente de tipo azo (R-N=N-R), donde R puede ser un grupo aromático o alifático), que son considerados xenobióticos. Los colorantes azo son los más utilizados en industrias para la coloración de alimentos, medicamentos, plásticos y textiles. Más del 10% del colorante utilizado no se enlaza a las fibras, siendo liberado a los efluentes.

Los procesos biológicos para la degradación de contaminantes son en general lentos y los biorreactores utilizados requieren tiempos de residencia altos, por lo


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tanto, se ha investigado el uso de sustancias mediadoras redox que contribuyan a acelerar la bio-cinética.

Los colorantes de tipo reactivo (reactivos por su característica de reaccionar o interaccionar con fibras, por ejemplo: algodón, lino, etc.), como el rojo reactivo 272 (Figura 1), se degradan con mayor dificultad debido a que su estructura molecular está compuesta por anillos poliaromáticos y triazinas, que son compuestos muy estables, además contienen grupos sulfonados que los hacen muy solubles en agua. Estos compuestos se decoloran al romperse los enlaces azo (N=N) que es el grupo cromóforo; al llevarse a cabo la decoloración, se forma como primer paso, aminas aromáticas que son tóxicas, por lo tanto se debe tener cuidado del grado de degradación que se alcance en el proceso.

Figura 1. Estructura del colorante rojo reactivo 272

Debido a la dificultad y a la velocidad de degradación, se buscan alternativas para la estimulación de microorganismos; se ha estudiado la estimulación eléctrica para degradar compuestos orgánicos persistentes en suelos, como hidrocarburos aromáticos (Niqui-Arroyo y col., 2006), y en biorreactores para mejorar la denitrificación de agua residual municipal (Zhang y col, 2005), donde se obtuvieron buenos resultados.

La estimulación eléctrica consiste en la aplicación de un campo eléctrico de baja intensidad a un sistema biológico de tal manera que ayude a ser más eficiente el bioproceso. Sin embargo, no se ha estudiado este efecto en biorreactores para tratar agua residual compleja como la proveniente de la industria textil, petroquímica y farmacéutica, donde se presentan cinéticas de biodegradación lentas.

Debido a ello, se propone estudiar el efecto de la aplicación de un campo eléctrico de baja intensidad, aplicando corrientes y voltajes bajos a un sistema biológico para degradar colorantes azo, compuesto de un consorcio de microorganismos adaptados, libres y fijos sobre carbón activado. Es importante analizar los efectos por separado, la interacción de los componentes y la integración del sistema mostrado en Figura 2.

Figura 2. Esquema de biodegradación de colorantes azo asistida electroquímicamente.

La aplicación del campo eléctrico puede contribuir a eliminar la fuente de carbono simple como glucosa, si se logra la interacción entre los electrodos y los microorganismos y estos últimos utilizan la superficie del electrodo como donador de electrones, con lo que se disminuiría el tiempo de residencia2008, Gregory y col., 2004 y Strychareducción de la toxicidad del efluente, al generar en el ánodo las condiciones para la degradación de los compuestos de la reducción del colorante, permitiendo así la oxidación de los productos de la reducción1996, Zhun y col., 1994; Qu Zhou y col., 1987).

1.3 Objetivos 1.3.1 Objetivo General Estudiar el efecto de la aplicación de un campo eléctrico de baja intensidad50mA) para la estimulación de bacterias en la biodegradación de colorazoicos de tipo reactivo, los compuestos orgánicos aromátreducción y los factores involucrados en la construcción del reactor (CA). 1.3.2 Objetivos Específi cos

o Obtener un consorcio de microorganismos agua residual textil enriquecida con colorante azo tipo reactivo, bajo condiciones anóxicas

o Realizar un estudio de adsorción del ccaracterización de su interacción con el colorante.

o Analizar el efecto de la aplicación de distintas densidades de corriente eléctrica en los factores ambientalesun biorreactor.

o Determinar la cinética de degradación un biorreactor por lote con estimulación eléctrica.

Capítulo 1.Introducci

Esquema de biodegradación de colorantes azo asistida electroquímicamente. activado, mo: microorganismos

La aplicación del campo eléctrico puede contribuir a eliminar la fuente de carbono si se logra la interacción entre los electrodos y los

microorganismos y estos últimos utilizan la superficie del electrodo como donador de electrones, con lo que se disminuiría el tiempo de residencia (Strycharz y col.

, 2004 y Strycharz y col. 2008). También se permitiría la reducción de la toxicidad del efluente, al generar en el ánodo las condiciones para la degradación de los compuestos de la reducción del colorante, permitiendo así la oxidación de los productos de la reducción (Zhang y col., 2004, Kuroda y col

, 1994; Qu y col., 2002; Szilvia y col., 2001, Kinoshita, 1988 y

Estudiar el efecto de la aplicación de un campo eléctrico de baja intensidadpara la estimulación de bacterias en la biodegradación de color

los compuestos orgánicos aromáticos derivados de su reducción y los factores involucrados en la construcción del reactor (CA).

cos

Obtener un consorcio de microorganismos adaptados a las condiciones de agua residual textil enriquecida con colorante azo tipo reactivo, bajo condiciones anóxicas-anaerobias y con estimulación eléctrica. Realizar un estudio de adsorción del carbón activado, adem

racterización de su interacción con el colorante. Analizar el efecto de la aplicación de distintas densidades de corriente eléctrica en los factores ambientales (pH, OPR y conductividad eléctrica)

nética de degradación del colorante Rojo Reactivo 272, un biorreactor por lote con estimulación eléctrica.

Introducción

3

Esquema de biodegradación de colorantes azo asistida electroquímicamente. CA: carbón

La aplicación del campo eléctrico puede contribuir a eliminar la fuente de carbono si se logra la interacción entre los electrodos y los

microorganismos y estos últimos utilizan la superficie del electrodo como donador (Strycharz y col.

. También se permitiría la reducción de la toxicidad del efluente, al generar en el ánodo las condiciones para la degradación de los compuestos de la reducción del colorante, permitiendo así

, 2004, Kuroda y col , 2001, Kinoshita, 1988 y

Estudiar el efecto de la aplicación de un campo eléctrico de baja intensidad (1-para la estimulación de bacterias en la biodegradación de colorantes

icos derivados de su reducción y los factores involucrados en la construcción del reactor (CA).

a las condiciones de agua residual textil enriquecida con colorante azo tipo reactivo, bajo

además de una

Analizar el efecto de la aplicación de distintas densidades de corriente (pH, OPR y conductividad eléctrica) de

del colorante Rojo Reactivo 272, en


4

1.4 Hipótesis Al aplicar un campo electrico de baja intensidad se logrará la estimulación del consorcio microbiano, lo que permitirá la aceleración de la degradación del colorante rojo reactivo 272.

Capítulo 2. Marco Teórico

5

2. Marco Teórico

2.1 Colorantes azo y su problemática ambiental

Los colorantes azo son comúnmente usados en la industria textil, farmacéutica o alimenticia; estos colorantes poseen un enlace R-N=N-R, donde R es comúnmente un grupo aromático. Los colorantes son compuestos orgánicos con una estructura molecular aromática compleja, que da mayor estabilidad a las moléculas y las hace difíciles de degradar (Mondal, 2008). Algunos ejemplos de la

estructura de colorantes reactivos, se muestran en la Tabla 1. Estos colorantes son muy solubles en agua, debido a los grupos sulfonados en su estructura, además contienen grupos aromáticos como el naftaleno sustituido, triazinas, cloro triazinas, fenil-alaninas y grupos halogenados (Remazol fiber reactive dyes, 2008)

Tabla 1. Colorantes azo reactivos

Colorante Fórmula Nombre

Negro Reactivo 5

2,7-ácido naftaleno disulfónico, 4-amino-5-hidroxi-3,6-bi ((4-((2-

(sulfoxi)etil)sulfonil)fenil)azo)-sal de tetrasodio

Naranja

Reactivo 16

2-ácido naftnaleno sulfonico, 6-(acetilamino)-4- hidroxi-3((4-((2-

(sulfoxi)etil)sulfonil)fenil)azo)- sal de disodio

Azul

Reactivo 19

2-antraceno- ácido sulfonico, 1-amino- 9,10-dihidro- 9,10-dioxo- 4-((3-((2-

(sulfoxi) ethil) sulfonil)fenil)amino)-,sal de disodio

Fuente: Burch E. P. { HYPERLINK http://www.pburch.net/dyeing/remazol.shtml}, Remazol fiber reactive dyes

La producción mundial de colorantes azo es de más de 1 millón de toneladas por año, y durante el proceso de teñido cerca del 40% de esta cantidad termina como agua residual. La presencia de estos componentes en cuerpos de agua provoca problemas de contaminación, debidos principalmente a su toxicidad y riesgos para los seres humanos (Mezohegyi y col., 2007).

Los colorantes en pequeñas cantidades en agua son visibles y pueden ser tóxicos para la vida acuática. Las descargas generadas tienen la característica de tener color persistente y alta Demanda de Oxígeno Biológico (DBO), estos compuestos


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orgánicos tienen una estructura molecular aromática compleja, que da mayor estabilidad a las moléculas y las hace difíciles de degradar (Mondal, 2008).

Debido a la complejidad de las moléculas de colorante, se han utilizado diferentes procesos para degradarlos, pero muchos de estos procesos no son eficientes y otros son muy costosos, por lo que se encuentran presentes en las descargas de aguas. Los colorantes artificiales tienen una tendencia a secuestrar metales, por lo que causan microtoxicidad a los peces y otros organismos acuáticos, como los datos mostrados en la Tabla 2 sobre el colorante Rojo Reactivo 272 (Mondal, 2008).

Tabla 2 . Ecotoxicidad del colorante Rojo Reactivo 272

Toxicidad Prueba de toxicidad

Concentración (mg/L)

Tiempo (horas)

OECD

Bacterias CI 50 >320 3 209

Peces CL0

CL50

101

213

96 203

Dafnia CE50

180 48 202

Algas CE 50

>100 72 201

Lombrices CL50

>100 336 207

Fuente: Datos de seguridad. Ciba (2001/58/CE) OECD. Organization for Economic Cooperation and Development

Las técnicas usadas para remoción de colorantes de aguas residuales incluyen: adsorción, coagulación, degradación química, filtraciones, entre otras. Entre los adsorbentes más utilizados están el carbón activado, sílica gel, resinas de intercambio iónico y algunos bioadsorbentes. Dentro de los procesos de oxidación se encuentran UV (luz ultravioleta), H2O2 (peróxido de hidrógeno) y O3 (ozono). La nanofiltración es otro proceso importante de separación de colorantes de una solución acuosa (Mondal, 2008).

2.2 Métodos utilizados para el tratamiento de color antes en aguas residuales

2.2.1 Adsorción

La adsorción es un proceso de separación en la que ciertos componentes de una fase fluida se transfieren hacia la superficie de un sólido adsorbente. Generalmente las pequeñas partículas de adsorbente se mantienen en un lecho fijo mientras que el fluido pasa continuamente a través del lecho hasta que el


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sólido está prácticamente saturado. La mayor parte de los adsorbentes son materiales altamente porosos y la adsorción tiene lugar fundamentalmente en el interior de las partículas sobre las paredes de los poros en puntos específicos (Mc Cabe y col., 1991). La remoción de colorantes por adsorción depende de las características físicas y propiedades del adsorbente seleccionado, además de las propiedades del colorante y el adsorbente durante el proceso de remoción (Mondal, 2008).

Algunos de los adsorbentes usados son: carbón activado, lodos provenientes de plantas de tratamiento de aguas residuales (Chen y col., 2005), adsorbentes de carbón de fuentes naturales alternativas como: carbón de flor de árbol de coco (Senthilkumaar y col., 2006), carbón de fibra de yute (Kumaar y col., 2006), aserrín de caoba (Malik, 2004); además de algunos bioadsorbentes sintetizados a partir de polímeros orgánicos como la quitina (Chiou y Li, 2002) y la biomasa de microorganismos como Rhyzopus oryzae (Das y col., 2006).

En procesos de adsorción se han utilizado nuevos materiales con superficies modificadas o el uso de bioadsorbentes, tales como carbones vegetales, carbón activado, arcillas, suelos, tierras diatomeas, lodos activados, comunidades de plantas vivas, etc. (Kandelbauer y Guebitz, 2005); es un fenómeno importante debido a que, estos procesos son amigables con el medio ambiente y económicos. (Mondal, 2008).

Das y col. (2006) observaron que la biomasa de Rhizopus oryzae adsorbe el 90% del colorante rodamina B, de una solución acuosa de concentración 100mg/L. Esta remoción puede ser atribuida a la interacción entre los compuestos de la pared celular del hongo y el colorante, así como la interacción electrostática entre la superficie de la célula y las moléculas del colorante.

2.2.2 Coagulación

La coagulación es la desestabilización electrostática de las interacciones que existen entre las moléculas del reactivo, hidrolizando los colorantes y el agua, mediante la adición de un agente químico, el coagulante. Los agentes coagulantes son polímeros sintéticos con una estructura lineal y un peso molecular elevado; en la práctica generalmente se utiliza FeCl3 como agente coagulante (Mondal, 2008).

La ventaja de los métodos de coagulación es la buena eliminación de los colorantes insolubles; sin embargo se requiere un tratamiento extra de los lodos producidos durante este proceso (Mondal, 2008).

Kim y colaboradores (2004) combinaron dos procesos para aumentar la eficiencia de remoción de colorantes y DQO, utilizando la coagulación química y la oxidación Fenton, obteniendo el 90% de remoción de DQO y el 99% de colorantes. Esto debido a que los colorantes dispersos son más fáciles de remover por coagulación que los colorantes reactivos, debido a que los colorantes dispersos tienen una menor solubilidad y una mayor concentración de sólidos suspendidos; mientras


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que el proceso Fenton es más efectivo para colorantes reactivos (Kim y col., 2004).

2.2.3 Filtración

La filtración consiste en la remoción de partículas suspendidas y coloidales presentes en una suspensión acuosa que pasa a través de un medio poroso., permitiendo la clarificación del agua. Inicialmente, las partículas por remover son transportadas de la suspensión a la superficie de los granos del medio filtrante. Ellas permanecen adheridas a los granos, siempre que resistan la acción de las fuerzas de cizallamiento debidas a las condiciones hidrodinámicas del escurrimiento (Mc Cabe y col., 1991). En los procesos de filtración influyen varios parámetros como el pH, la concentración de las soluciones y la velocidad de flujo en la membrana. Para hacer más efectiva la filtración es necesario realizarla en dos o tres etapas secuenciales (Mondal, 2008).

Para la eliminación de colorantes de efluentes se utiliza la nanofiltración, es común agregar sales como NaCl y Na2SO4 las cantidades usadas fueron mucho menores al contenido de colorante en el agua. Estas sales fueron adicionadas debido al uso de membranas cargadas (campo eléctrico) provocando la retención de sal, formando una capa cerca de la membrana; la cual permite la acumulación de colorante, debido al efecto de la acumulación de sal, logrando una retención de color del 98% (Vreese y Bruggen, 2007).

Los procesos de filtración permiten el reuso del agua en nuevos procesos, pero requiere un control en la cantidad de sal necesaria durante el teñido, debido a que la concentración de electrolitos afecta la permeabilidad; en el caso de los colorantes reactivos es necesario hacer un lavado con agua en la última decoloración (Mondal, 2008).

2.2.4 Procesos electroquímicos

Existen diferentes métodos utilizados para dar tratamiento a los efluentes de la industria textil, entre los métodos electroquímicos utilizados se encuentran los más comunes son la oxidación directa, oxidación avanzada y reducción catódica.

El proceso de reducción catódica consiste en llevar a cabo la degradación de la molécula de colorante en el cátodo. Este proceso fue usado por Betchold y Turcanu (2004), para tratar efluentes de colorantes azo provenientes de un proceso de nanofiltración, alcanzando una decolorización máxima de 75%, generando un consumo de energía aproximado de 300 a 650 KWh/ton agua aplicando una corriente en la celda de 40 a 80 A y tratando de 1 a 1.5 m3/día (Betchold y Turcanu, 2004)


9

Los procesos de oxidación pueden realizarse de forma directa en el ánodo o con la ayuda de agentes fuertemente oxidantes. La oxidación directa de la molécula depende del potencial de oxido-reducción del colorante; mientras que en la oxidación avanzada es necesario agregar fuertes agentes oxidantes, los más comunes son: hipoclorito de sodio y peróxido de hidrógeno (Sanjay y col., 2005).

En los métodos de oxidación avanzada lo más común es el uso de UV/H2O2 (luz ultravioleta y peróxido de hidrógeno) y UV/O3 (ultravioleta y ozono). El fundamento es la oxidación de las moléculas de contaminantes orgánicos por radicales hidroxilos, un oxidante fuerte, los radicales son generados al descomponerse el peróxido de hidrógeno, el cual produce agua y radicales durante la catálisis (Yang y col., 1998).

Ergas y colaboradores (2006) estudiaron la oxidación a través de reacciones electroquímicas e hipoclorito de sodio, para la remoción de color de aguas residuales. En este proceso se hace pasar el colorante por una celda electrolítica, que presenta una configuración de reja con una superficie de 500 cm2; con ello obtuvieron una remoción de color del 95% y DQO del 97%.

Entre los inconvenientes de los métodos electroquímicos, se encuentran que en algunas ocasiones es necesario un catalizador o un correactivo para poder degradar la molécula de colorante; al oxidar con la ayuda de agentes oxidantes fuertes como hipoclorito, este genera grandes cantidades de cloro residual, produciendo una contaminación secundaria, la remoción del cloro residual representa costos elevados (Sanjay y col., 2005).

2.2.5 Biorremediación 2.2.5.1 Generalidades

El término biorremediación incluye una amplia variedad de procesos y el uso de recursos naturales para controlar los problemas de contaminación. Para disminuir los niveles de toxicidad inducidos por este tipo de compuestos, se han usado varias técnicas de remediación como: degradación microbiana, utilizando microorganismos como bacterias y hongos; fitorremediación y la remediación enzimática, usando enzimas específicas para degradar los contaminantes (Kandelbauer y Guebitz, 2005).

2.2.5.2 Degradación microbiológica en condiciones a naerobias

La digestión anaerobia consiste en una serie de procesos microbiológicos en ausencia de oxígeno para convertir compuestos orgánicos en metano. La producción de metano es un fenómeno común en algunos microorganismos que se encuentran presentes en: rumen, sedimentos de hielo y tierras con contenido en grasas (Bitton, 1994).

Un consorcio microbiano, principalmenteinvolucradas en la transformación de compuestos complejos de alto peso molecular a metano. Existen interbacterias, implicadas en la digestión anaerobia, la reacción total es la Ecuación 1 (Bitton, 1994):

Compuestos orgánicos

Algunos hongos y protozoarios pueden ser encontrados en digestores anaerobios, sin embargo las bacterias son los microorganismos encargados de las reacciones principales.

El proceso de la digestión anaerobia consiste en cuatro fasesla Figura 3: hidrólisis (bacterias hidrolíticas), acidogénesis (acidogénicas), acetogénesis (acetogénicas) y la metanogénesis (metanogénicas).

Figura

El primer paso de la digestióde los compuestos de alto peso molecular,sencillas. La hidrólisis se lleva a cabo por enzimas extracelulares microorganismos fermentativos La etapa hidrolítica, puede ser todo tratándose de residuos con alto contenido en sólidos. Incluso en casos donde


microbiano, principalmente conformado por bacterias, están s en la transformación de compuestos complejos de alto peso

molecular a metano. Existen interacciones sinérgicas entre varios grupos de bacterias, implicadas en la digestión anaerobia, la reacción total es la descrita en

(Bitton, 1994):

Compuestos orgánicos CH4 +CO2 +H2 +NH3+H2S

Algunos hongos y protozoarios pueden ser encontrados en digestores anaerobios, sin embargo las bacterias son los microorganismos encargados de las reacciones

El proceso de la digestión anaerobia consiste en cuatro fases como se muestra en : hidrólisis (bacterias hidrolíticas), acidogénesis (acidogénicas),

acetogénesis (acetogénicas) y la metanogénesis (metanogénicas).

Figura 3. Proceso de degradación anaerobia

l primer paso de la digestión anaerobia de sustancias complejas es la hidrólisis stos de alto peso molecular, transformándolas en mo

lleva a cabo por enzimas extracelulares que microorganismos fermentativos (Bitton, 1994).

hidrolítica, puede ser limitante de la velocidad del proceso global, sobre todo tratándose de residuos con alto contenido en sólidos. Incluso en casos donde


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bacterias, están s en la transformación de compuestos complejos de alto peso

acciones sinérgicas entre varios grupos de la descrita en

1

Algunos hongos y protozoarios pueden ser encontrados en digestores anaerobios, sin embargo las bacterias son los microorganismos encargados de las reacciones

como se muestra en : hidrólisis (bacterias hidrolíticas), acidogénesis (acidogénicas),

es la hidrólisis en moléculas más

que excretan los

limitante de la velocidad del proceso global, sobre todo tratándose de residuos con alto contenido en sólidos. Incluso en casos donde


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las fases acidogénicas o metanogénicas son consideradas como pasos limitantes, la hidrólisis puede afectar a todo el proceso (Bitton, 1994). Este consorcio de bacterias rompe las moléculas complejas de compuestos orgánicos transformándolos en moléculas de monómeros solubles como: aminoácidos, glucosa, ácidos grasos y glicerol. Estos monómeros se encuentran disponibles para las bacterias acidogénicas (Bitton, 1994).

En el proceso de acidogénesis los materiales orgánicos simples son convertidos principalmente a acetato aunque también se producen ácidos grasos volátiles, alcoholes, cetonas, aldehídos, agua, formato, dióxido de carbono e hidrogeno por acción de las bacterias acidogénicas, ocasionando que disminuya el pH por debajo de 6.8. Los productos formados varían de acuerdo al tipo de bacterias, así como también con las condiciones del reactor (temperatura, pH, potencial redox) (Bitton, 1994).

En la tercera fase, la acetogénesis los productos resultantes de la acidogénesis son convertidos en ácido acético, formato, hidrógeno y dióxido de carbono. Esta conversión procede de la acción de las bacterias acetogénicas obligadas a producir hidrógeno. Este grupo requiere bajas cantidades de hidrogeno, para la conversión de los ácidos grasos (Bitton, 1994). La cuarta fase o también llamada metanogénica, intervienen las bacterias metanogénicas que aumentan los valores de pH a 7.4, a partir de sustratos monocarbonados o con dos átomos de carbono unidos por un enlace covalente. En esta fase final de la digestión anaerobia los sustratos como el acetato, hidrogeno y dióxido de carbono son transformados a metano y agua (Bitton, 1994). En general la velocidad de degradación de los colorantes está fuertemente relacionada con el potencial químico redox del colorante, además su estructura también juega un papel importante (Bragger y col. 1997).

2.2.5.3 Degradación anaerobia de colorantes azo

Los colorantes azo pueden ser degradados en un biorreactor que contenga uno o más tipos de microorganismos, en un consorcio pueden estar presentes diferentes especies, y la decoloración puede ser resultado de la acción sinérgica (Kandelbauer y Guebitz, 2005).

Un simple microorganismo puede ser capaz de decolorar el efluente, por la reducción del grupo cromóforo pero sin alcanzar la degradación completa de los compuestos; los productos de esta degradación pueden ser tóxicos. Los metabolitos producidos pueden ser aceptados como un nutriente por otro organismo, y de esta forma se lleva a cabo la desintoxicación. La degradación completa del xenobióticos en compuestos como dióxido de carbono, amonio y


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agua puede ser alcanzada solo con poblaciones mixtas (Kandelbauer y Guebitz, 2005).

Una célula por si misma puede ser considerada como un reactor decolorante en miniatura. La decoloración puede ser el resultado de la retención del colorante por la biomasa provocada por alguna de las siguientes interacciones: 1) las interacciones químicas entre las moléculas de colorante y los componentes de la pared celular, 2) interacción electrostática entre la molécula de colorantes y los sitios ricos en electrones de la pared celular o 3) las fuerzas físicas provocadas por los enlaces de hidrógeno y las interacciones de van dar Walls con las parte hidrofóbica de las moléculas (anillo aromático) y los polisacáridos de la biomasa (Mondal, 2008). En caso que no se transforme metabólicamente la molécula de colorante, es necesario involucrar un tratamiento para la biomasa contaminada (Kandelbauer y Guebitz, 2005).

Por otro lado, la trasformación bioquímica del colorante ocurre generalmente fuera de la célula, las enzimas son excretadas fuera de la célula al medio, si la molécula de colorante es grande; sin embargo, cuando la molécula de colorante es transportada fácilmente dentro de la célula, la reacción se puede llevar a cabo dentro de esta. Los responsables de la reacción pueden ser: una sola enzima o un grupo de ellas, algunos compuestos de bajo peso molecular como los cofactores, co-sustratos o mediadores redox que son indispensables para las reacciones como: quinonas, cofactores bioquímicos como NADH, compuestos inorgánicos como Fe+2 o H2S que son formados por algunas bacterias estrictamente anaerobias como metabolitos o productos finales (Kandelbauer y Guebitz, 2005).

La oxidación y el tratamiento biológico han sido estudiados ampliamente, sin embargo la característica del grupo azo de absorber electrones estabiliza la molécula contra la conversión de oxigenasas. Además, las bacterias aerobias usan el oxígeno como aceptor de electrones y esto no permite la reducción del colorante (Mondal, 2008), por ello los colorantes azo son resistentes a la degradación por bacterias aerobias. Al no ser posible la oxidación aerobia, la reducción anaerobia se ha tornado en una alternativa. La degradación anaerobia de los compuestos azo genera muchos productos creados por la ruptura del enlace N=N que pueden ser degradados por posteriores reacciones bajo condiciones aerobias. Esto sugiere una secuencia de reacciones anaerobia-aerobia como un esquema razonable para el tratamiento de aguas residuales con colorantes. Es importante lograr buenos resultados durante la degradación anaerobia ya que es el primer paso del proceso (Mezohegyi, y col., 2007). Existen una gran cantidad de bacterias capaces de crecer utilizando colorantes azo como aceptores finales de electrones en su cadena respiratoria, estos microoganismos pueden ser facultativos o anaerobios estrictos (Cervantes, 2008). La reducción biológica en algunos casos puede ser llevada a cabo en el


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citoplasma de las bacterias, mientras que en otros la reducción está asociada a enzimas en la membrana celular (dos Santos y col., 2007).

Una amplia variedad de bacterias incluyendo Proteus sp., Enterococcus sp., Streptococcus faecalis, Bacillus subtilis, Bacillus cereus y Pseudomonas sp. han mostrado reducir los enlaces azo de algunos colorantes textiles (Bumpus, 1995). La azoreduccion puede ser estimulada mediante la adición de co-sustratos, estos co-sustratos dependen del tipo de microorganismos (Kandelbauer y Guebitz, 2005).

En el caso del colorante rojo reactivo 272, el primer paso del mecanismo de degradación al utilizar un sustrato primario (glucosa), se lleva a cabo de la siguiente manera: la molécula de colorante es reducida mediante la ruptura del enlace azo, debido a la transferencia de electrones. Estos electrones son obtenidos mediante el metabolismo de la molécula donadora (glucosa) y son trasportados por un mediador redox (grupos activos en el carbón activado), al ser reducido el enlace existe la pérdida de color (González-Gutiérrez y col., 2009).

La reducción del enlace azo puede ser estimulada con la adición de ciertos co-sustratos los cuales son metabolizados y sirven como equivalente reductores. Dependiendo del tipo de organismo, son los nutrientes para ser usados como co-sustratos (Kandelbauer y Guebitz, 2005).

Un ejemplo de los diferentes efectos causados por un sustrato son los experimentos realizados por Haug y col. (1991) en el cual, la adición de glucosa mejoró significativamente la decoloración del colorante Amarillo mordente 3, mediante un consorcio de bacterias anaerobias, mientras que Chang y Lin (2000) observaron una inhibición en la decoloración del Rojo reactivo 22 por una cepa de Pseudomonas luteola al agregar el mismo sustrato.

Razo-Flores y col. (1997) utilizaron mezclas de ácidos carboxílicos de bajo peso molecular como: acetato, propionato y butirato para mejorar la decoloración de azo-disacilato, mientras que Chinvetkivanich y col. (2000) utilizaron co-sustratos más complejos como almidón de tapioca.

2.3 Biorremediación asistida electroquímicamente

2.3.1 Generalidades de electroquímica

Todas las reacciones químicas son fundamentalmente de naturaleza eléctrica, puesto que hay electrones involucrados en todos los tipos de enlaces químicos. La energía eléctrica puede utilizarse para realizar transformaciones químicas (en pilas voltaicas o galvánicas). Los electrodos son superficies sobre las cuales tienen lugar las semi-reacciones de oxidación y reducción, el material de los electrodos puede o no participar en las reacciones (Bockris y Reddy, 1979).


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El cátodo es el electrodo donde ocurre la reducción, mientras que el ánodo es aquel donde ocurre la oxidación, la corriente eléctrica es la transferencia de carga que se puede transportar a través de un metal o de un líquido electrolítico; en la conducción iónica, los iones positivos (cationes) migran hacia el cátodo el cual es negativo y los iones negativos (aniones) migran hacia el ánodo positivo como se muestra en la Figura 4 (Bockris y Reddy, 1979).

Figura 4. Celda electrolítica.

Las reacciones de hidrólisis del agua ocurren de la siguiente manera, en el ánodo se lleva a cabo la siguiente reacción de la Ecuación 2:

2 H2O (l) → O2(g) + 4H+(ac) + 4e- 2

Mientras que en el cátodo se efectúa la reacción de la Ecuación 3:

H+(ac)

+ e- → ½ H2 (g) 3

2.3.1.1 Reacciones en el electrodo Las reacciones electroquímicas son reacciones químicas heterogéneas en las cuales ocurren transferencias de carga en la interface formada entre un electrodo y un electrolito. Los componentes mínimos requeridos para una celda electroquímica son ánodo, cátodo, contacto iónico entre los electrodos (vía electrolito), y un contacto electrónico entre ellos. Los electrodos son usualmente buenos conductores electrónicos. Normalmente los electrodos son metales sólidos o de carbono, aunque otros materiales pueden ser utilizados también, como los polímeros y cerámicos conductores.


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El electrolito es usualmente un conductor iónico efectivo como puede ser una solución acuosa de una sal, un ácido o una base; otras posibilidades incluyen disolventes no acuosos como lo son acetonitrilo o metanol, junto con sales fundidas, polímeros y cerámicos iónicamente conductores. El circuito eléctrico en una celda electroquímica puede ser dividido convencionalmente en dos partes. En el circuito eléctrico externo, la corriente, i, fluye en una dirección del ánodo hacia el cátodo como un flujo de electrones. Dentro de la celda, electrónicamente fluye la corriente dentro de la estructura del electrodo y a través de iones en el electrolito. 2.3.1.2 Clasificación de reactores La diversidad de los diseños de reactores conspira en contra de una clasificación simple. Es posible definir categorías de reactores electroquímicos de acuerdo a los criterios siguientes:

• Modo de operación respecto al electrolito • La dirección de conversión de energía • La frecuencia de extracción del producto • La conexión eléctrica del reactor • La división de celda • Geometría del electrodo • Movimiento del electrodo

2.3.2 Proceso de degradación biológica con estimul ación eléctrica

2.3.2.1 Procesos observados en los microorganismos al aplicar una estimulación eléctrica

Al generar un campo eléctrico en un reactor con la intención de estimular el metabolismo microbiano, suceden diferentes fenómenos los cuales contribuyen a acelerar los procesos llevados a cabo por los microorganismos; algunos de los efectos son los siguientes:

1. Cambio en la fuerza motriz de protones

2. Los microorganismos son capaces de interactuar con los electrodos y aceptar electrones de la superficie de estos y utilizarlos en sus procesos.


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3. Se generan en el reactor las condiciones ambientales necesarias para realizar procesos de oxidación y reducción de compuestos mediante el metabolismo microbiano.

2.3.2.1.1 Cambios en la fuerza motriz de protones

En la célula microbiana el transporte de electrones está asociado a las membranas. Las funciones básicas son: aceptar electrones de un donador, transferirlos a un aceptor y conservar parte de la energía liberada durante el transporte de electrones para la síntesis de ATP (Madigan y col., 2003).

Existen varias enzimas de oxidación reducción que son las implicadas en el sistema de transporte de electrones entre ellas están (Madigan y col., 2003):

• NADH deshidrogenasa (acepta átomos de hidrógeno procedentes del NADH, produciendo protones y electrones)

• Transportadores que contienen riboflavina (flavoproteínas, FAD) • Proteínas con hierro y azufre • Citocromo (contienen un anillo porfirínico, grupo hemo) • Existen también transportadores no proteícos como las quinonas, solubles

en lípidos, por lo que se pueden difundir a través de la membrana transfiriendo electrones.

Durante el transporte de electrones se produce ATP, mediante la fosforilación oxidativa. La producción de ATP está directamente ligada al establecimiento de la fuerza motriz de protones, también llamada quimioosmosis, por lo que las reacciones de transporte de electrones sirven para establecer el estado energético de la membrana (Madigan y col., 2003). Los transportadores de electrones se sitúan en la membrana celular, de esta forma durante el proceso de transporte, se da una separación de protones y electrones a través de la membrana. Los electrones son transportados a través de la cadena de transporte y los protones son bombeados a través de la célula. Por medio de este proceso se origina una ligera acidificación en la superficie externa de la célula; mientras que en la cadena de transporte, los electrones son recogidos por el aceptor final, que se reduce (Madigan y col., 2003). De esta manera se da la acumulación de OH- en la cara interna de la membrana y de H+ fuera de esta, generando una carga en la célula; por lo que se genera un gradiente de pH o un potencial electroquímico a través de la membrana. El estado energético de la membrana se expresa como fuerza motriz de protones (voltios) (Madigan y col., 2003).

El estado energético puede usarse para producir trabajo útil, como transporte de iones o formación de enlaces de alta energía como ATP. El catalizador de la conversión de la fuerza motriz de protones en ATP es un complejo enzimático


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situado en la membrana, llamado ATP sintetasa (ATPasa), el esquema se muestra en la Figura 5.

Figura 5. Estructura de la ATPasa. (Fuente: Madigan y col., 2003)

La ATPasa está constituida de dos partes principales, la pieza globular llamada F1 y un canal conductor de protones llamado F0, el cual atraviesa la membrana. El complejo F1/F0 cataliza una reacción reversible entre ATP y ADP + Pi. El funcionamiento de la ATPasa radica en el movimiento de protones a través de F0 induce la rotación de las proteínas c, generando una torsión que se trasmite a F1 mediante las rotación de las proteínas γ€ y los cambios conformacionales de las unidades β, permitiendo la unión entre ADP y Pi; convirtiéndose en ATP cuando las subunidades β vuelven a su conformación original (Madigan y col., 2003). Riondet y col. (1999) estudiaron el efecto del potencial redox (OPR) en la fuerza motriz de protones de Escherichia coli, y encontraron que con potenciales de reducción se incrementa la permeabilidad de membrana. Lograron demostrar que el OPR no tiene un efecto en la producción de biomasa, pero si puede modificar la homeostasis del pH (∆pH), el ∆pH y la fuerza protón motriz (∆p) pueden cambiar la permeabilidad de protones de la membrana. La homeostasis del pH se inhibe por la existencia de una entrada de H+ a la célula bacteriana, esto debido a dos posibles efectos: permeabilización de la membrana a los protones o la inhibición de la H+ ATPasa. Sus resultados sustentan la relación entre un ambiente reductivo y la modificación en la permeabilidad de la membrana celular.

2.3.2.1.2 Interacción de los microorganismos con lo s electrodos

Algunos microorganismos son capaces de interactuar electroquímicamente con electrodos, los microorganismos pueden donar o aceptar electrones de la superficie de los electrodos. Por ejemplo, Geobacter sulfurreducens y Geobacter


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metallireducens son algunas de las especies estudiadas capaces de aceptar electrones de electrodos de grafito, y usar los electrones para la reducción de compuestos entre ellos: fumarato, nitrato y uranio (VI) (Strycharz y col. 2008).

Gregory y col. (2004) generaron electroquímicamente 6 x 10-7 mmolh-1 de H2, con la finalidad de suministrar electrones para la reducción de nitrato a nitrito, en un sistema inoculado con sedimentos, mediante un electro-reactor con electrodos de grafito; ellos encontraron la formación de la biopelícula en los electrodos y los microorganismos recuperados de los electrodos fueron comparados con un electrodo control en el cual la densidad de microorganismos era menor. El análisis de las secuencias de genes 16S rRNA de estos microorganismos mostró un enriquecimiento en los genes de los microorganismos recuperados del BER, los cuales están cercanamente relacionados al género Geobacteroceae, una especie electroactiva (Gregory y col., 2004)

En otro estudio, Strycharz y colaboradores (2008) sometieron a Geobacter lovleyi a un potencial de 30 a 40 µA; para llevar a cabo la reducción de tetracloroetano a cis-dicloroetano, utilizando electrodos de grafito como donadores de electrones para la reducción del compuesto. Los resultados mostraron que los microorganismos adheridos a la superficie del electrodo fueron capaces de aceptar los electrones del electrodo y transferirlos al tetracloroetano. Se observó que es posible que los electrodos actúen como donadores de electrones para la declorinación reductiva y la posibilidad de utilizar este sistema en la degradación anaerobia de otros compuestos.

2.3.2.1.3 Oxidación y reducción simultaneas en un b ioelectroreactor Para lograr la degradación de algunos contaminantes es necesario llevar a cabo reacciones de oxidación y reducción; asi como sucede en el tratamiento biológico de aguas residuales donde es necesario realizar procesos de nitrificación y desnitrifiacación con la intención de eliminar el nitrógeno en forma de gas. Para llevar a cabo este tratamiento se han utilizado bioelectroreactores, los cuales generan las condiciones para llevar a cabo la reducción y oxidación de compuestos. En el proceso de reducción es necesario un donador de electrones, éstos son suministrados electroquímicamente, evitando la adición de un donador de electrones. En el bio-electro-reactor se generan las condiciones que permiten llevar a cabo la degradación aerobia y anaerobia. La reacción del ánodo produce sustancias altamente oxidantes, manteniendo un ambiente aerobio; mientras que en el cátodo se producen sustancias altamente reductoras causando asi las condiciones anaerobias, ademas de la interacción entre el electrodo y el microorganismo, actuando el cátodo como donador de electrones (Zhang y col., 2004). Kuroda y col (1996) utilizaron un bioelectro-reactor para degradar agua contaminada sintéticamente con nitrato, amonio y materia orgánica. El proceso


19

fue llevado a cabo en continuo, para su construcción se utilizo como ánodo un cilindro de carbón situado en el centro de un reactor cilíndrico y como cátodos se usaron 11 barras de acero, posicionadas alrededor del ánodo. Los resultados obtenidos mostraron que el hidrógeno producido en el cátodo es utilizado como donador de electrones en la desnitrificación, al operar aplicando a una corriente de 100mA.

Zhang y col. (2004) estudiaron la remoción de DQO, NH3-N y nitrógeno total de agua residual municipal; utilizando un reactor empacado, (Figura 6), el cual fue estimulado por un campo eléctrico mediante electrodos y la eficiencia obtenida fue de 2.5%, 1.2% y 14.9% más que con un reactor empacado sin estimulación. La desnitrificación se incremento de forma significativa en un 14.9%.

En base a los resultados obtenidos Zhang y col. (2004) plantearon que existen dos vías posibles para mejorar la desnitrificación:

• La primera es que los microorganismos desnitrificantes se inmovilizan en el cátodo y usan el hidrógeno, producido por la electrólisis del agua, para llevar a cabo la reacción.

• La segunda es la teoría del microambiente, ésta propone que las reacciones electroquímicas toman lugar en cada partícula del electrodo; esto en una celda electrolítica tridimensional empacada con carbón activado. Las reacciones anódicas y cátodicas pueden llevarse a cabo en diferentes sitios de una partícula de carbón activado. Las reacciones anódicas producen sustancias altamente oxidadas mientras que en el cátodo se generan sustancias reductoras; generando ambientes anaerobios en el cátodo y ambientes aerobios en el ánodo (Zhun y col., 1994; Qu y col., 2002; Szilvia y col., 2001, Kinoshita, 1988 y Zhou y col., 1987).

Figura 6. Bioelectroreactor utilizado para la desnitrificación de aguas municipales.

2.3.2.1.4 Aplicación de procesos compuestos de interés ambiental

Existen diferentes tipos dediferentes propósitos, entreremediación de suelos, tratamiento ddesinfección. En la Tabla 3para cada uno de los diferentes tratamientos; además de establecer la referencia de la desinfección, ya que é


Bioelectroreactor utilizado para la desnitrificación de aguas municipales. (y col. 2004)

procesos bioelectroquímicos en la degradación de

compuestos de interés ambiental

diferentes tipos de bioelectroreactores, estos fueron creados entre los objetivos más comunes se encuentran

remediación de suelos, tratamiento de aguas residuales y procesos de 3 se muestra un resumen de las condiciones utilizadas

de los diferentes tratamientos; además de establecer la referencia éste es un efecto no deseado en el proceso.


20

(Fuente: Zhang

degradación de

creados con e encuentran la

procesos de un resumen de las condiciones utilizadas

de los diferentes tratamientos; además de establecer la referencia proceso.


21

Tabla 3 . Diferentes aplicaciones de procesos bio-electroquímicos

Aplicación Microorganismo Electrodos Densidad corriente

Voltaje Características del reactor

Molécula a degradar

Referencia

Suelo Burkholderia sp. A: Carbón C:Red de acero inoxidable

0.89 A/m2 0.5 V Inoculado cerca del cát. Bacterias cerca del án. l:22cm, A: 7 cm, 4cm de profundidad

Ácido 2,4 diclorofenoxiacetico

Jackman y col. 2001

Suelos (movimiento de las bacterias y el compuesto)

Bacillus subtilis Pseudomona putida Hebsiella pneumoniae

--

6 x 10-3

mA/cm2 5V/m Tubos de polietileno l:

1m y D: 6 cm Hidrocarburos Olszanowski

y Piechowiak, 2006

Agua Sphingomonas sp.

Titanio-Iridio

1.8 mA/cm2

1 V/cm 40x7x3.5 cm dimensiones Empacado con: esferas de vidrio

Contaminantes orgánicos hidrofobícos

Shi y col., 2008

Suelo Aspergillus Niger Titanio recubiertos de oxido de rutenio

6mA 0.42

mA/cm2

--- Celda de acrílico de 450 ml. Soporte: Agrolita

Hexadecano Velazco-Alvarez 2006

Agua Consorcio anaerobio

A: Grafito C: 12 Acero

60 mA 4.47V Án. central de 3cm de diámetro exterior 12 cat. de A:2.5cm, l:15cm y G:2mm Área: 450cm2

Empaque: CA y esferas de porcelana

Aguas municipales Zhang y col. 2004

Suelo Novosphingobium sp.

Cilindros de acero

--- 0.55 V/cm

16 cm entre electrodos

Fenantreno (en creosota)

Niqui-Arroyo y col., 2006

Desinfección E coli Acero 110mA --- Tiempo de exposición 30 minutos Temp.de 37°C Celda plástica de 0.75 ml

--- Pareilleux y Sicard, 1970

Desinfección Escherichia coli Staphilococcus aureus

Aluminio ----- 4.5 KV/cm

2 electrodos planos de 25 x 25 cm 2cm entre electrodos

------ Kasra-Kermanshahi y Reza-Sailani , 2005

Abreviaturas: Cat. Cátodo, An. Ánodo, CA Carbón Activado, Temp. Temperatura, L Largo, A Ancho, G Grosor, D Diametro

Ghafari y col. (2009), utilizaron un bioelectroreactor de flujo ascendente para la remoción de nitratos, el cátodo utilizado por ellos consistía en un empaque de carbón activado granular, el cual se puso en contacto con una base de aluminio 13 barras de acero adheridascarbón activado; el ánodo consistió en una malla de acerodel BER fue la generación de hidrómicroorganismos presentes en el CA, para los microorganismos. Los resultados mostraron que el nitrato puede ser completamente reducido en un de trabajo de 800mL (12.541 h.

Figura 7. Bioelectroreactor

2.4 Mediadores redox en la degradación anaerobia de col orantes azo

La velocidad de reacción para la reducción de los colorantes azo es lenta, lo que genera largos tiempos de residencia para lograr una remoción satisfactoria. Este problema puede ser resuelto usando las propiedades redox de algunos compuestos, lo cual permite tener electromicroorganismos, acelerando la velocidad de reacción (Russ

Los mediadores redox deben tener potenciales redox entre las dos medias reacciones de la reducción del colorante azo y la oxidación del donador primario de electrones. Los potenciales estándar de reducción de los colorantes azo como potencial de media celda están entre


(2009), utilizaron un bioelectroreactor de flujo ascendente para la ción de nitratos, el cátodo utilizado por ellos consistía en un empaque de

carbón activado granular, el cual se puso en contacto con una base de aluminio adheridas a la base, ésta servía para suministrar

carbón activado; el ánodo consistió en una malla de acero (Figura 7fue la generación de hidrógeno en el cátodo, para ser utilizado por los

microorganismos presentes en el CA, éste último también actuó como soporte para los microorganismos. Los resultados mostraron que el nitrato puede ser completamente reducido en un rango de corriente de 10 a 17 mA en un volumen

(12.5-21.25 mA/L reactor) y un tiempo de residencia de 14 a

Bioelectroreactor de flujo ascendente, Cátodo: Carbón activado granular (CAG). (Fuente: Ghafari y col. 2009)

Mediadores redox en la degradación anaerobia de col orantes azo

reacción para la reducción de los colorantes azo es lenta, lo que genera largos tiempos de residencia para lograr una remoción satisfactoria. Este problema puede ser resuelto usando las propiedades redox de algunos compuestos, lo cual permite tener electrones disponibles para los microorganismos, acelerando la velocidad de reacción (Russ y col., 2000).

Los mediadores redox deben tener potenciales redox entre las dos medias reacciones de la reducción del colorante azo y la oxidación del donador primario

electrones. Los potenciales estándar de reducción de los colorantes azo como están entre -530 y -180 mV (Semdé y col., 1998)


22

(2009), utilizaron un bioelectroreactor de flujo ascendente para la ción de nitratos, el cátodo utilizado por ellos consistía en un empaque de

carbón activado granular, el cual se puso en contacto con una base de aluminio y la energía al

7). El objetivo geno en el cátodo, para ser utilizado por los

como soporte para los microorganismos. Los resultados mostraron que el nitrato puede ser

en un volumen un tiempo de residencia de 14 a

de flujo ascendente, Cátodo: Carbón activado granular (CAG).

Mediadores redox en la degradación anaerobia de col orantes azo

reacción para la reducción de los colorantes azo es lenta, lo que genera largos tiempos de residencia para lograr una remoción satisfactoria. Este problema puede ser resuelto usando las propiedades redox de algunos

nes disponibles para los , 2000).

Los mediadores redox deben tener potenciales redox entre las dos medias reacciones de la reducción del colorante azo y la oxidación del donador primario

electrones. Los potenciales estándar de reducción de los colorantes azo como , 1998).


23

Algunos mediadores utilizados para asistir la degradación de colorantes azo son: sustancias húmicas al ser ricas en quinonas, quinonas como antraquinona 2,6-disulfonato (Field y col., 2000; Van der Zee y col., 2001; Cervantes y col., 2001), riboflavina (Field, 2000) y carbón activado (Van der Zee y col., 2003).

El carbón activado ha sido utilizado como mediador redox, al contener estructuras quinónicas (carbonil), en su superficie. Van der Zee y col. (2003) encontraron resultados que sugieren que los microorganismos presentes en un lodo anaerobio son capaces de transferir electrones, obtenidos de la oxidación de un sustrato a los grupos aceptores de electrones en el CA, él cual reducido puede ser el canal de los electrones para la reducción del colorante azo, de esta forma el CA es capaz de actuar como mediador redox (Mondal 2008, Van der Zee y col. 2003).

Aunque el mecanismo catalítico de las reacciones redox del CA no está completamente establecido. El papel catalítico puede soportarse en las reacciones que involucran los grupos quinonícos en la superficie del CA. El carbón activado puede ser usado como un mediador redox biológico, capaz de regenerarse e incrementar la velocidad de reducción del colorante azo (Van der Zee, 2003).

Mezohegyi y col. (2007) desarrollaron un reactor de lecho fijo empacado con carbón activado, para tratar de forma anaerobia aguas contaminadas con el colorante azo Naranja ácido 7 en una concentración inicial de 100 mg/L y acetato de sodio. Encontraron que los grupos específicos del carbón activado contribuyen a aumentar la velocidad de reacción y colaboran con el transporte de electrones debido a las estructuras quinónicas en su superficie (Mezohegyi, y col., 2007).

González- Gutiérrez y col. (2009) utilizaron un biorreactor de flujo ascendente empacado con carbón activado para reducir el colorante rojo reactivo 272. Ellos explicaron que los microorganismos metabolizan la dextrosa (usada como co-sustrato) y liberan electrones, que son transferidos por las enzimas o los grupos quinónicos de la superficie del carbón activado a la molécula de colorante. De esta forma se da la ruptura del enlace azo. Se identificaron los siguientes compuestos en el efluente: ácidos carboxílicos, ésteres, alcoholes y pequeñas cantidades de ácidos aromáticos y la remoción de 50% de DQO y 99% de colorante (González-Gutiérrez y col., 2009).

2.4.1 Consideraciones en el uso del carbón activado

Los carbones activados se preparan a partir de materias primas carbonosas tales como madera, lignito, carbón y cascaras de nuez mediante procesos térmicos que implican la deshidratación y carbonización, seguidos por la aplicación de vapor caliente. Se obtiene una estructura muy porosa (debido a los poros se tienen grandes áreas superficiales) y grupos funcionales (Ramalho y col., 1996).

La adsorcion es un fenómeno importante para conocer las relaciones de equilibrio entre adsorbente y adsorbato se describen mediante las isotermas de adsorción.


24

Se establece el equilibrio de adsorción cuando la concentración de contaminante remanente en la solución se encuentra en equilibrio dinámico, con la que hay presente en la superficie del sólido (Ramalho y col., 1996).

La capacidad de adsorción es función de la superficie total del adsorbente, ya que cuanto mayor sea la superficie se dispone de mayor numero de fuerzas residuales no equilibradas para la adsorción, esta capacidad de adsorción es estudiada mediante las isotermas de adsorción (Ramalho y col., 1996).

Capítulo 3. Materiales y Métodos

25

3. Materiales y métodos

3.1 Adaptación del consorcio microbiano a la degrad ación de colorante

Para la adaptación del consorcio microbiano a las condiciones del agua residual textil, se prepararon inicialmente 3L de solución sintética de los colorantes Rojo Reactivo 272 y Azul Lanasol 8G a una concentración de 1g/L de cada colorante. A los 30 días de la preparación de la solución, se agrego el 10% del volumen del inoculo que consistió en estiércol rumial de vaca.

Transcurridos los 30 días de la inoculación, se inicio con el mantenimiento del reactor agregando 1g/L de extracto de levadura y la misma cantidad de dextrosa, realizando un cambio de 500mL del volumen del reactor cada 15 días, la solución agregada tiene una concentración de 1g/L del colorante Rojo Reactivo 272.

A los 100 días se aumento el volumen de trabajo a 8L utilizando los lodos anteriores, utilizando solo el colorante rojo reactivo; el mantenimiento semanal consistió en agregar 1 g/L de dextrosa, 1g/L de extracto de levadura, y una concentración de 0.5 g/L, sustituyendo 1L por semana. Durante el mantenimiento del reactor se monitorearon: pH, demanda química de oxígeno (DQO) y sólidos suspendidos volátiles (SSV).

3.2 Análisis de la cinética microbiana 3.2.1 Análisis de degradación microbiologica del co lorante RR-272 Con el objetivo de estudiar la cinética microbiana, se realizaron pruebas de degradación de colorante en matraz. Se utilizaron soluciones a concentraciones de 100 y 50 mg/L, se inocularon 30mL de lodos para completar una solución de 250 mL y se ajustó a pH 7; se mantuvo a temperatura controlada de 25° C. Se tomaron muestras durante 51 horas. En cada muestra se determinó la concentración de color y SSV (Sólidos suspendidos volátiles). 3.2.2 Análisis de la concentración en la degradació n del colorante RR-272 En los procesos de biodegradación es importante la concentración inicial de colorante, para conocer la concentración ideal de trabajo, se prepararon tres concentraciones de trabajo en el rango de 50 a 200 ppm (aproximandamente 50, 100 y 200 ppm), los 200mL de solución fueron inoculados con 5 mL de lodos. Se siguió la cinética de degradación durante 120 h, y se midió la degradación de colorante y los SSV.


26

3.3 Análisis del efecto de las variables eléctricas en las condiciones ambientales en el biorreactor

Con la finalidad de analizar el efecto de la aplicación de diferentes intensidades de corriente, se estudio la cinética de degradación del colorante rojo reactivo en tres reactores por lote. La descripción de los reactores se muestra a continuación: Reactor 1: Solución de colorante e inóculo Reactor 2: Solución de colorante, inóculo y aplicación de corriente Reactor 3: Solución de colorante, inóculo fijo sobre carbón activado (saturado, al 25% de volumen) y aplicación de corriente. El volumen total de los reactores fue de 1L, y se inocularon a 20% v/v con lodos del consorcio de microorganismos adaptados a la degradación de colorante. Se aplicó agitación magnética y se mantuvo a temperatura ambiente. La corriente fue aplicada mediante dos electrodos de malla cilindricos (Figura 8), como ánodo se utilizo titanio grado 2 y como cátodo acero inoxidable 316L. Se aplicaron diferentes intensidades de corriente manteniendo cada valor durante periodos de 24h. El rango de corrientes aplicadas fue de 5 a 45 mA, se dieron incrementos de 5mA entre cada prueba. Para esto se utilizó una fuente de poder marca GW instek, modelo GPS 3030D. Durante cada prueba se monitoreó la concentración de colorante, DQO y SSV.

Figura 8. Electrodos de acero inoxidable 316L y titanio grado 2 utilizados para la aplicación de corriente

3.4 Estudio del carbón activado

3.4.1 Características del carbón activado

El carbón activado utilizado para las pruebas posee las siguientes características: granular de origen lignítico, marca Clarimex (CAGR 8x30), el cual fue activado usando vapor, su caracterización es la siguiente (Perez-Espinoza, 2006):


27

• Porosidad. Se llevo a cabo utilizando el método de BJH, los poros predominantes son de 35 Angstrom, el área superficial de 664 m2/g fue obtenida por el método de BET.

• Los resultados del análisis químico realizado se muestran en la Tabla 4.

Tabla 4. Concentración de elementos en el CAG

Elemento Concentración (mg/Kg de CAG)

Aluminio 31086.88 Silicio 10593.97 Sodio 2969.86

Potasio 820.04 Calcio 1564.72

Estroncio 85.11 Vanadio 36.79

3.4.2 Isotermas de adsorción

Con el fin de saber cuánto del colorante se removía por adsorción, manteniéndose de esta forma disponible para la biodegradación, se realizaron las isotermas de adsorción del colorante sobre el carbón activado. La isoterma de adsorción expresa el equilibrio entre adsorbato y adsorbente. El experimento se llevo a cabo poniendo en contacto aproximadamente 0.25 g carbón activado y soluciones de colorante a las siguientes concentraciones: 10, 100, 500, 800 y 1000 mg/L, hasta alcanzar el equilibrio. Estas pruebas se realizaron a pH 5 y 7, para analizar si este parámetro afectaba la adsorción.

La cantidad de masa adsorbida de colorante se calculó por medio de un balance de masa, representado en las Ecuaciones 4 y 5:

� = ��∑ ��

� 4

�� = �� − ∑ �� 5

3.4.3 Medición de los sitios ácidos y básicos del c arbón activado

Con la finalidad de caracterizar el carbón activado, se determinó la naturaleza de los sitios activos, haciendo la medición de sitios ácidos y básicos. Para llevar a cabo esta determinación se utilizó el siguiente procedimiento:


28

• Se puso en contacto durante 5 días una masa de carbón activado de 1g de CA con 50 mL de soluciones 0.1N de Na2CO3 y HCl por separado, para determinar los sitos ácidos y básicos respectivamente. Esta solución se agitaba ocasionalmente.

• Después del tiempo de contacto se tomó una alícuota de 10mL y se realizó una titulación potenciométrica, utilizando como titulante soluciones de HCl (sitios ácidos) y NaOH (sitios básicos).

El cálculo del número de sitios ácidos y básicos se realizó utilizando la fórmula de la Ecuación 6:

�� = ��∗� � 6

Donde:

Cs: Concentración de sitios (número de moles/g)

Co: Concentración inicial de la solución,

Cf: Concentración final, después del contacto con el carbón activado,

V: Volumen de la solución que estuvo en contacto con el carbón activado y

m: Masa de carbón activado.

3.4.4 Determinaciones conductimétricas

Es importante para la construcción del reactor electroquímico, conocer la presencia de iones en solución, ya que es deseado tener una solución conductora; debido a este factor se considero la prueba de conductividad. Se utilizaron soluciones de colorante a las siguientes concentraciones: 0, 10, 50, 100, 200 y 500 ppm; se agregó CA al 5, 10, 20, 30 y 40% peso/vol, midiendo la conductividad 2 minutos después de la adición del CA, se utilizó el Multimetro Hi255 Combined Meter de Hanna Instruments.

3.4.5 Electrodos de pasta de carbono (EPC) 3.4.5.1 Fabricación de electrodos de pasta de carbo no (EPC) y su utilización para evaluar la interacción del colorante y el carb ón activado Para construir los electrodos de pasta de carbono, se redujo el tamaño de partícula del carbón a 200 mallas y se utilizó aceite de silicón como aglomerante; por cada gramo de carbón se adicionaron 540 µL de aceite.


29

Los electrodos construidos se utilizaron para realizar cronopotenciometria de corriente cero, durante 10 minutos. La celda utilizada para la prueba consta de tres electrodos: Electrodo de Referencia: Ag|AgCl (3M), Electrodo Auxiliar: Alambre de platino y Electrodo de Trabajo: EPC. La cronopotenciometria se realizó en 10 mL de solución, utilizando KNO3 como electrolito soporte y se utilizaron las siguientes concentraciones de colorante: 150, 300 y 450 ppm; la solución fue burbujeada con nitrógeno (Praxair grado: 5,0) durante 3 minutos antes de la medición. 3.4.6 Adsorción de colorante sobre carbón activado mediante voltamperometría diferencial de pulsos Se realizó una voltamperometria diferencial de pulsos (DP), se utilizó esta técnica por ser sensible y definir mejor los picos que al realizar voltamperometria ciclica o lineal, se trabajo en un rango de potencial de 0 a 1.2 V a una velocidad de 0.1 V/s, iniciando en el potencial de corriente nula, utilizando como electrolito soporte KNO3 0.01M. La celda de tres electrodos utilizada es la descrita a continuación: Electrodo de referencia: Ag|AgCl, Auxiliar: Alambre de platino y Trabajo: Carbón vítreo (A: 0.0314cm2); esta prueba fue realizada en un potenciostato Autolab PGSTAT30.

Para cuantificar la cantidad de colorante adsorbido sobre el CA se utilizaron 5 mL de solución de colorante a 630 ppm, se determinó la corriente de pico se siguió el procedimiento descrito en la siguientes sección, se agregó CA (0.2, 2 y 20 % peso/volumen de solución), se agitó por 5 min. y se dejo en reposo 4 min. Se determinó la corriente de pico (DP), posteriormente se repitió la agitación, el periodo de reposo y se determinó la corriente de pico (DP); durante el periodo de agitación se realizó un burbujeó con nitrogeno gas (grado: 5, Praxair). Las corrientes de pico fueron utilizadas para calcular la concentración de colorante en la solución y el colorante adsorbido en el CA. 3.4.6.1 Relación de la corriente de pico y la conc entración de colorante Para determinar la concentración de colorante a través de la corriente de pico se realizó una curva de calibración utilizando soluciones de colorante de concentraciones conocidas, a partir de estas se determinó la corriente de pico siguiendo la metodología descrita en la sección 3.4.6 y se realizó una regresión lineal (Figura 9).


30

Figura 9. Relación de la concentración de colorante y la corriente de pico

A partir de la regresión se obtuvo la Ecuación 7 que relaciona la corriente de pico y la concentración de colorante.

ipico= 0.0011(Concentración de colorante ppm) + 0.232 7

3.5 Caracterización electroquímica del colorante Ro jo Reactivo 272 3.5.1 Voltamperometría cíclica del colorante RR-272 Es importante conocer los procesos de oxidación y reducción llevados a cabo por la molécula de colorante, para conocer los potenciales donde se oxida y reduce la molécula, para seleccionar los potenciales y corriente a aplicar en el biolectroreactor. Con este fin, se determinaron los potenciales donde ocurren dichos procesos aplicando la técnica de voltamperometría cíclica. La voltamperometría cíclica fue realizada en un potenciostato Autolab PGSTAT30, en una celda de 3 electrodos, Trabajo: carbón vitreo (0.7 cm2), Referencia: Ag|AgCl y Auxiliar: Alambre de platino; se utilizó una solución de colorante a 300 ppm en un electrolito soporte de KNO3 0.01M, antes de realizar la prueba se compensó la caída ohmica y se burbujeó con nitrógeno (grado: 5, Praxair) durante 3 minutos, la velocidad de barrido fue 0.1V/s y los potenciales fueron de -1.2 a 1.2 y de 1.2 a -1.2 V.

y = 0.001x + 0.232

R² = 0.996

0

0.2

0.4

0.6

0.8

1

1.2

1.4

0 200 400 600 800 1000

i pic

o (

uA

)

Concentración de colorante (ppm)

3.6 Adaptación del consorcio microbiano en el bio 3.6.1 Aplicación de la corriente a los lodos adaptados a la degradación de colorante Con la finalidad de adaptar los microorgancaída de potencial en la celda electroquímica se reaconstruyó una celda de tres eplacas paralelas de acero inoxidableelectrodos de trabajo fueron separados a una distancia de 2.2cm (celda fue operada realizando cronopotenciometría (Autolab PGSTAT30), aplicando corrientes de: 0.5, 5 y 50 mA, los tiempos de operación fueron de 30 min a 5h, durante el proceso se monitoreComo solución de trabajo adaptados a la degradación de colorante

Figura 10 . Celda de placas paralelas E

3.6.2 Evaluación de la viabilidad de los microorganismos Una vez terminada la cronopotenciometrialos depositos de biomasa adheridos autilizando los siguientes medios: Fastidious AnaeAgar (Acumedia), para probar la viabilidaddurante 3 días.


Adaptación del consorcio microbiano en el bio -electroreactor

corriente a los lodos adaptados a la degradación de

Con la finalidad de adaptar los microorganismos al campo eléctrico y determinarcaída de potencial en la celda electroquímica se realizó la siguiente prueba. Se

tres electrodos, Referencia: Hg|Hg2SO4, Trabajo y placas paralelas de acero inoxidable 316L y 309L (área de 25.35 cmelectrodos de trabajo fueron separados a una distancia de 2.2cm (Figura celda fue operada realizando cronopotenciometría (Autolab PGSTAT30),

: 0.5, 5 y 50 mA, los tiempos de operación fueron de 30 min se monitoreó el potencial cerca del electrodo de trabajo

solución de trabajo se utilizaron lodos del consorcio de microorganismosadaptados a la degradación de colorante, se utilizó un volumen de 200 mL

Celda de placas paralelas Elec. Aux. y Elec. Trabajo Acero inoxidable 316L y 309L.

Evaluación de la viabilidad de los microorganismos

Una vez terminada la cronopotenciometria, se tomaron muestras de ladheridos a las placas (electrodos). Se sembró en placa

iguientes medios: Fastidious Anaerobe Agar y Standar Methods (Acumedia), para probar la viabilidad. Las placas fueron incubadas a 35°C


31

reactor

corriente a los lodos adaptados a la degradación de

ismos al campo eléctrico y determinar la la siguiente prueba. Se

rabajo y Auxiliar: (área de 25.35 cm2), los

Figura 10). La celda fue operada realizando cronopotenciometría (Autolab PGSTAT30),

: 0.5, 5 y 50 mA, los tiempos de operación fueron de 30 min cial cerca del electrodo de trabajo. del consorcio de microorganismos

200 mL.

. Trabajo Acero inoxidable 316L y 309L.

se tomaron muestras de la solución y . Se sembró en placa

ndar Methods Las placas fueron incubadas a 35°C


32

3.7 Simulación de las condiciones del reactor

Con la finalidad de conocer la distribución de campo electrico en la celda de placas paralelas la cual fue utilizada como BER y relacionar los efectos observados durante la experimentación, se realizaron simulaciones utilizando el programa Comsol multiphysics 3.5a. Las simulaciones se realizaron reproduciendo las condiciones reales de las pruebas y se estudiaron los efectos de la aplicación de corriente. 3.8 Bioelectroreactor operado por lote 3.8.1 Inoculo del bioelectroreactor Para inocular el bioelectroreactor fue necesario llevar el crecimiento de los microorganismos a la fase exponencial. El medio basal utilizado para el crecimiento del inoculo es el siguiente:

NH4Cl 3.0 g K2HPO4 1.0 g MgSO4

.7H20 0.25 g KCl 0.25 g FeSO4

. 7H2O 0.002 g Extracto de levadura 0.3 g Agua 1.0 L

Para la preparacion se disolvieron: NH4Cl, K2HPO4, KCl y FeSO4 secuencialmente en aproximadamente 800 mL de agua, el pH fue ajustado a un pH de 7.0 – 7.4 con soluciones de hidroxido de sodio y ácido clorhídrico; el extracto de levadura y el MgS04 fueron disueltos en 200 mL, ambas soluciones fueron mezcladas al final. El medio basal fue preparado y esterilizado a una presión de 20 PSI y 120°C durante 20 min y utilizado inmediatamente. En el medio mineral se agregaron 5 mL de lodos adaptados a la degradación de colorante y se incubó por 72 h. Posteriormente se realizó una resiembra en un medio basal fresco inoculando 1mL del medio anterior y se incubó por 72 h; la segunda y última resiembra fue realizada en medio mineral y una concentración de colorante RR-272 a 100ppm incubado por 72 h, como se muestra en el esquema de la Figura 11 este caldo fue utilizado para inocular el BER.

Figura 11

3.8.2 Operación del b ioelectroreactor Se operaron cuatro reactores por lote, utilizandó 200mL de solución de colorante a una concentración aproximada de100ppm, en medio basal. Esta solución fue inoculada con 10 mL de inoculo preparado siguiendo el procedimientoseccion 5.8.1; en los reactores se utilizaron dos placas de acero inoxidable 304 L, con un área de 25.35 cmcarbón activado con una relación 10% v/v; en un reactor empacado y otro sin empaque se aplicó una corriente de 1 mA, mientras que los otros fueron utilizados como blanco al no aplicar corriente, la temperatura fue controlada a 30°C. La corriente fue aplicada mediante una fuente de poder GPS 3030D, GW instek. Los reactores fueron operados por 72 colorante, y los SSV. 3.9 Técnicas Analíticas 3.9.1 Sólidos suspendidos volátiles

Para cuantificar la cantidad de biomasa, se midieron los sólidos suspendidos volátiles, de acuerdo a la técnica de la Norma cápsulas de porcelana se introducen a la mufla a una temperatura de 550°C durante 20 minutos, después de esto se introducen por 20 minutos a la estufa a 105°, se dejan enfriar en desecador y se pesan hast a obtener peso constante, registra el peso como G.

Se toman 10 mL de muestra y se depositan en la

peso constante, se seca la muestra a 105°C, se deja enfriar en desecador y se registra el peso como G1.

Posteriormente, se introduce la cá

temperatura de 550°C durante105°C durante 20 minutos, se deja enfriar en el des ecador y se registra el peso como G2.


11. Esquema de la preparación del inóculo

ioelectroreactor

Se operaron cuatro reactores por lote, utilizandó 200mL de solución de colorante a una concentración aproximada de100ppm, en medio basal. Esta solución fue inoculada con 10 mL de inoculo preparado siguiendo el procedimientoseccion 5.8.1; en los reactores se utilizaron dos placas de acero inoxidable 304 L, con un área de 25.35 cm2 como electrodos. Dos reactores se empacaron con carbón activado con una relación 10% v/v; en un reactor empacado y otro sin

có una corriente de 1 mA, mientras que los otros fueron utilizados como blanco al no aplicar corriente, la temperatura fue controlada a 30°C. La corriente fue aplicada mediante una fuente de poder GPS 3030D, GW instek. Los reactores fueron operados por 72 y 120h, se monitorearon la degradación de

.1 Sólidos suspendidos volátiles

Para cuantificar la cantidad de biomasa, se midieron los sólidos suspendidos volátiles, de acuerdo a la técnica de la Norma NMX-AA-034-SCFI

psulas de porcelana se introducen a la mufla a una temperatura de 550°C durante 20 minutos, después de esto se introducen por 20 minutos a la estufa a 105°, se dejan enfriar en desecador y se pesan hast a obtener peso constante,

stra y se depositan en la cápsula, que ha sido puesta a peso constante, se seca la muestra a 105°C, se deja enfriar en desecador y se registra el peso como G1.

steriormente, se introduce la cápsula con el residuo a la mufla a una temperatura de 550°C durante 15 minutos, se transfiere la cápsula a la estufa a 105°C durante 20 minutos, se deja enfriar en el des ecador y se registra el peso


33

Se operaron cuatro reactores por lote, utilizandó 200mL de solución de colorante a una concentración aproximada de100ppm, en medio basal. Esta solución fue inoculada con 10 mL de inoculo preparado siguiendo el procedimiento de la seccion 5.8.1; en los reactores se utilizaron dos placas de acero inoxidable 304 L,

. Dos reactores se empacaron con carbón activado con una relación 10% v/v; en un reactor empacado y otro sin

có una corriente de 1 mA, mientras que los otros fueron utilizados como blanco al no aplicar corriente, la temperatura fue controlada a 30°C. La corriente fue aplicada mediante una fuente de poder GPS 3030D, GW instek. Los

y 120h, se monitorearon la degradación de

Para cuantificar la cantidad de biomasa, se midieron los sólidos suspendidos SCFI-2001, dos

psulas de porcelana se introducen a la mufla a una temperatura de 550°C durante 20 minutos, después de esto se introducen por 20 minutos a la estufa a 105°, se dejan enfriar en desecador y se pesan hast a obtener peso constante, se

psula, que ha sido puesta a peso constante, se seca la muestra a 105°C, se deja enfriar en desecador y se

on el residuo a la mufla a una psula a la estufa a

105°C durante 20 minutos, se deja enfriar en el des ecador y se registra el peso


34

Para calcular los sólidos suspendidos volátiles se utilizo la fórmula de la Ecuación 8:

SSV= (G1 – G2) *1000 / V 8

Donde: SVT es la materia orgánica total en mg/L; V es el volumen en mL; G1 es el

peso de la muestra seca y G2 es el peso de la muestra después de la calcinación. 3.9.2 Demanda química de oxígeno

Para determinar la cantidad de compuestos orgánicos capaces de oxidarse se realizó la determinación de demanda química de oxígeno, utilizando la técnica de reflujo cerrado (espectrofotométrico) de la norma NMX-AA-030-SCFI-2001.

Los reactivos usados son:

• Disolución estándar de biftalato de potasio (1 mL = 1 mg de DQO). Se seca el biftalato de potasio a 120ºC. Se pesan 0.851 g de biftalato de potasio, se disuelve en agua y se afora a 1 L.

• Disolución estándar de sulfato de plata en ácido sulfúrico. Se pesan 15

gramos de sulfato de plata y se disuelve en 1 L de ácido sulfúrico y se deja reposar por dos días para que se disuelva. La disolución se mantiene en la oscuridad.

• Disolución de digestión B (baja concentración de DQO). Se pesan 1,021 6 g

de dicromato de potasio, previamente secado a 103°C por 2 h, y se añaden a 500 mL de agua. Se adicionan 167 mL de ácido sulfúrico concentrado y 33.3 g de sulfato mercúrico. Se disuelven y enfrían a temperatura ambiente. Se afora a 1 L con agua.

Procedimiento:

Precalentar el digestor a 150°C. Agregar 2.5 mL de muestra en los tubos de reacción, se invierten los tubos varias veces. Añadir 3.5 mL de la disolución de digestión respectiva. Colocar 2.5 mL de agua en un tubo para la determinación del blanco de reactivos. Colocar todos los tubos en el digestor previamente calentado a 150ºC y por 2 h. Retirar los tubos del digestor y enfriar a temperatura ambiente, permitiendo que cualquier precipitado sedimente. Determinar la absorbancia en el espectrofotómetro.


35

Para conocer la concentración de DQO se determina la absorbancia a una longitud de onda de 600nm en un espectrofotometro Hach, modelo DR/400U Spectrophotometer. La curva de calibración utilizada fue preparada en base a una disolución estándar de biftalato de potasio (HCOOCC6H4COOK), 1mL de biftalato de potasio es equivalente a 1mg de DQO; preparando soluciones de biftalato con concentraciones conocidas y midiendo la absorbancia se obtuvieron los datos de la Tabla 5.

Tabla 5. Datos de absorbancia a partir de solución de biftalato a 600nm

Concentración de DQO (mg/L)

Absorbancia

20 0.012

100 0.042

300 0.124

500 0.205

700 0.294

900 0.37

A partir de los datos de la Tabla 5 se construyó la gráfica de la Figura 12, y se obtuvo la Ecuación 9, a partir de la cual se puede conocer la concentración de DQO:

DQO (mg/L) = 2433.4* Absorbancia - 4.6239 9


36

Figura 12. Regresión de DQO

3.9.3 Concentración de color Con la finalidad de evaluar el color se realizó un barrido de una solución de colorante a una concentración de 100 mg/L, en un espectro UV-VIS GBC, para encontrar la longitud de onda adecuada para realizar las mediciones colorimétricas, siendo la longitud de onda elegida de 505.6 nm (Figura 13) debido a que presenta una mayor absorbancia.

Figura 13. Barrido de solución de colorante a 100 mg/L

Para realizar las mediciones colorimétricas a 505.6 nm se prepararon soluciones de colorante a concentraciones de 0, 10, 20, 40, 60, 80, 100 y 120 mg/L, la regresión lineal se obtuvo al graficar la absorbancia versus las concentraciones presentadas en la Tabla 6.

y = 2433.x - 4.623

R² = 0.999

0

200

400

600

800

1000

0 0.1 0.2 0.3 0.4

Co

nce

ntr

ació

n D

QO

mg/

L

Absorbancia

DQO

0

1

2

3

200 300 400 500 600 700

Abs

oran

cia

Longitud de Onda

Rojo Reactivo 272


37

Tabla 6. Datos de absorbancia del colorante a diferentes concentraciones a 505.6nm

Absorbancia Concentración de colorante

(mg/L)

0.034326 0

0.183189 10

0.314698 20

0.616739 40

0.917373 60

1.19692 80

1.49205 100

1.76669 120

Figura 14. Regresión para obtener la concentración de colorante

La Ecuación 10 se obtuvo a partir de la Figura 14, para obtener la concentración de color (C en ppm) a partir de la absorbancia es:

Concentración= 68.912 * absorbancia- 2.4305 10

y = 68.91x - 2.430

R² = 0.999

0

20

40

60

80

100

120

140

0 0.5 1 1.5 2

Con

cent

raci

ón d

e co

lora

nte

mg/

L

Absorbancia

Concentración de color

Capítulo 4. Análisis y Discusión de Resultados

38

4. Análisis y Discusión de Resultados 4.1 Caracterización del carbón activado

Dada la interacción fisicoquímica de diferentes componentes, tanto químicos, electroquímicos y biológicos en la operación del bioelectroreactor cuyos componentes se muestran en la Figura 15, a continuación se presentan resultados de la caracterización de los elementos que pueden explicar dicha interacción durante el proceso de degradación del colorante. Debido a que el carbón activado es un componente fundamental en dicha operación, se requiere conocer los efectos que podrían presentarse.

4.1.2 Isotermas de adsorción

Con el fin de determinar el grado de adsorción del colorante RR-272 sobre el carbón activado, se realizaron pruebas de adsorción, utilizando la técnica descrita en la sección 3.4.2. Se obtuvieron las concentraciones de equilibrio a pH 5 y 7, tal como se muestra en la Figura 15; siendo, q, la cantidad de colorante adsorbido por gramo de carbón activado.

Figura 15. Isotermas de adsorción a pH 5 y 7


39

Los datos obtenidos muestran un incremento en la capacidad de adsorción del carbón activado a medida que se incrementa la concentración del colorante. Esta observación coincide con resultados anteriormente descritos para colorantes azo (González, 2006), en los cuales se utiliza el modelo descrito por Freundlich (Sección 3.4.2). El análisis de los resultados presentados en la Figura 15, las Figura 16 yFigura 17 se construyeron considerando dicho modelo.

Figura 16. Ajuste de los datos de la isoterma al modelo tipo Freundlich a pH 5

Figura 17. Ajuste a la isoterma tipo Freundlich a pH 7

Los resultados mostraron un mejor ajuste utilizando el modelo de Frendluich comparado con Langmuir, estos ajustes lineales para las regresiones log q vs log Ce, lo que indica que la adsorción sigue el modelo de Freundlich (Anexo 1). A partir de la regresión se calcularon los valores de k y n (Tabla 7) para dicho modelo. Los valores de k representan la constante de Freundlich; asimismo, se determinó la constante n, que representa la heterogeneidad de la superficie del adsorbente y la afinidad del adsorbato (Wan Ngah y col. 2010) la cual es mayor a pH 5. Estos resultados concuerdan con los realizados por Van der Zee y col. 2001, en las pruebas de adsorción realizadas utilizando los colorantes azo Rojo Reactivo 2 (RR2) y Naranja Ácido 7 (NA7), realizaron el ajuste de los modelos de adsorción tipo Langmuir y Frendluich, encontraron una mejor relación con este último.

y = 0.509x + 0.614

R² = 0.941

0

0.5

1

1.5

2

2.5

0 1 2 3 4

log

q

log Ce

Adsorción tipo Freundlich pH 5

y = 0.559x + 0.431R² = 0.961

0

0.5

1

1.5

2

2.5

0 1 2 3 4

Log

q

log Ce

Adsorción tipo Freundlich pH 7


40

Tabla 7 . Valores de la isoterma de Freundlich para k y n

pH5 pH7

k 4.11 16.21* 3.19 14.41*

n 1.96 2.76* 1.63 2.54*

*Fuente: Gonzalez Gutierrez 2006. Gonzalez Gutierrez (2006) al realizar el estudio de adsorcion del colorante RR-272 sobre un carbón de cascara de coco, encontró una mayor afinidad del colorante a un pH de 5, comparado con un pH 7.

4.1.3 Medición de sitios ácidos y básicos en el car bón activado

Una vez que se ha determinado la capacidad de adsorción del CA y dado que dicha capacidad de adsorción es dependiente del pH resulto relevante determinar la naturaleza ácida o básica de los sitios activos presentes en el CA. Para la cuantificación de los sitios ácidos y básicos en el carbón activado se siguió el procedimiento descrito en la sección 3.4.3 y se obtuvieron los resultados que se presentan en la Tabla 8.

Tabla 8 . Sitios ácidos y básicos presentes en el carbón activado

Cfinal Cinicial meq/g

Sitios ácidos 0.1 0.087 0.6489

Sitios básicos 0.07 0.035 1.75

Los resultados de la Tabla 8 muestran una mayor cantidad de sitos básicos comparados con los sitios ácidos. Dado que la capacidad de adsorción depende del estado de carga superficial del adsorbente, los resultados muestran que el carbón activado es más activo cuando se neutralizan los sitios básicos en soluciones con pH menor a 7, lo que incrementa la capacidad de adsorción. Lo que permite identificar que en el CA predominan los sitios básicos los cuales corresponden a 1.75 meq/g, la concentración de sitios ácidos fue de 0.64 meq/g.

4.1.4 Efecto de la conductividad

Se realizaron las determinaciones conductimétricas de disoluciones conteniendo carbón activado (CA) y al colorante RR-272 mediante el procedimiento descrito en el apartado 3.4.4. Los resultados se presentan en la Figura 18, los cuales mostraron que la conductividad de la solución se ve afectada por la concentración de colorante y la cantidad de CA.


41

Al preparar soluciones independientes conteniendo al colorante y al carbón activado se observo un aumento en la conductividad global de la solución al incrementar la concentración de cada componente, como efecto de un mayor contenido de iones debido a la disociación. Al mezclar ambos en solución es posible observar una disminución en la conductividad y no un incremento correspondiente a la unión de ambos efectos, esto se debe a la adsorción del colorante sobre el carbón activado, el cual al no estar en solución no puede disociarse. En concentraciones superiores a 200ppm de colorante al incrementar la concentración se observa estabilidad en los valores de conductividad a un mismo valor de contenido de carbón activado.

Figura 18 . Conductividad a diferentes concentraciones de colorante y porcentajes de carbón activado.

Esta prueba conductimetríca mostró que el CA es capaz de liberar iones a la solución, esto es importante ya que permite incrementar la conductividad de la solución al utilizarlo como empaque en el Bioelectroreactor, además el colorante RR-272 también aporta iones a la solución.

4.1.5 Estudio de cronopotenciometría sobre EPC

La prueba de cronopotenciometría descrita en la sección 3.4.5, muestra un aumento en el potencial de circuito abierto al paso del tiempo; sin embargo no existe un cambio en la pendiente de las líneas, este cambio en la pendiente al modificar la concentración de colorantes sería provocado por un cambio químico


42

en la superficie del electrodo. La evolución en el potencial inicial, al cambiar la concentración de colorante en solución (Figura 19), es atribuida al cambio en la superficie del EPC al estar en contacto con la solución de colorante y a la interacción (adsorción) del CA del electrodo y al colorante presente en la solución.

Figura 19. Cronopotenciometría del colorante RR-272 durante 10min. sobre EPC

4.1.6 Caracterización de RR-272 sobre electrodo de carbón vítreo

Al realizar el estudio electroquímico para conocer las los potenciales de oxidación y reducción del colorante RR-272 se realizaron las voltamperometrías en oxidación y reducción obteniendo los voltamperogramas de la Figura 20.


43

Figura 20. Voltamperometría cíclica del colorante RR-272 realizada en sentido de oxidación y reducción vs Ag|AgCl

Mediante el estudio de oxidación de RR-272 se encontró el pico A, en un potencial de 0.84 V, este pico indica que el colorante se oxida a este potencial; a partir de éste se genera como el subproducto B (0.1V), también se observo un pico de reducción C (-0.84V), que al descomponerse da origen al compuesto del pico D (Figura 20 Ox).

Al iniciar el barrido hacia reducción se encontró un pico A´ en -0.84 V (Figura 20 Red) este pico genera a C´, esta información fue obtenida en otro estudio donde se observa que aun sin la formación del pico A’ se genera B’, pero no C’; también se observaron de los picos independientes B´ y D´. Los picos principales son A´ y A asociados a el proceso de reducción y oxidación del colorante, respectivamente. Es importante conocer el comportamiento electroquímico del colorante para considerar los potenciales a los cuales es posible oxidar o reducir la molécula y evitar llegar a ellos durante la operación del biorreactor y así descartar una degradación electroquímica directa.

4.1.6.1 Adsorción del colorante RR-272 sobre carbón activado monitoreado electroquímicamente

Como se determinó en pruebas anteriores, el colorante se adsorbe sobre el CA. Para conocer más acerca de la interacción CA-colorante, se realizó un estudio de adsorción monitoreado por voltamperometría diferencial de pulsos como se


44

describe en la sección 3.4.5, siguiendo A (el pico de oxidación del colorante A, Figura 20 Ox).

Se siguió la concentración de colorante (Figura 21) presente en solución, a partir de estos datos se obtuvo la cantidad de colorante adsorbido, y con estos datos se construyó la Tabla 9; lo que permite conocer la cantidad de colorante adsorbido por el CA. El pico de oxidación del colorante observado en la figura es una herramienta útil que permitió seguir su concentración durante el experimento.

Figura 21. Voltamperometría DP para el colorante antes y después de la adsoción

Al conocer el porcentaje de colorante adsorbido es posible optimizar la cantidad de CA ya que en relaciones de CA del 20% se adsorbe el 100% del colorante, debido a estos resultados se requiere un porcentaje de entre el 2 y 0.2% de CA para lograr observar de forma adecuada la biodegradación del colorante, minimizando la interferencia del proceso de adsorción.

Tabla 9 . Tabla de adsorción sobre CA

Relación peso

CA/ vol. sol.

Total de colorante

adsorbido %

20% 100

2% 35

0.20% 10.9


45

Mediante el seguimiento del pico de oxidación del colorante RR-272 (0.84V) se pudo seguir la adsorción del colorante sobre el CA, utilizando voltamperometría diferencial de pulsos, se encontró que la relación de CA debe ser del 0.2 al 2 %v/v; para estudiar la biodegradación sin la interferencia de la adsorción y mantener como función principal la de mediador redox.

4.2 Cinética de degradación microbiológica del colo rante

4.2.1 Cinética de degradación de colorante RR-272 p or lote

Los resultados obtenidos de la degradación de colorante por lote (Figura 22 y Figura 23) a diferentes concentraciones iniciales de colorante (70 y 110 ppm). Se puede observar la degradación de colorante y el incremento simultaneo de los SSV en la solución al transcurrir el tiempo. Los sólidos suspendidos volátiles representan una medida indirecta de la materia orgánica presente en la solución (microorganismos).

Figura 22. Seguimiento de la cinética de degradación de RR-272 (C0=110ppm) durante 50h en reactor por lote


46

Figura 23. Seguimiento de la cinética de degradación de RR-272 (C0=70ppm) durante 50h en reactor por lote

Mediante esta prueba se pudo determinar que al utilizar el colorante RR-272 como única fuente de carbono, los microorganismos fueron capaces de multiplicarse. Asimismo, permitió verificar que se había obtenido un consorcio microbiano adaptado a la degradación del colorante y capaz de utilizarlo como fuente de carbono. En total, la remoción de colorante al utilizar una concentración inicial de 112 ppm fue del 73% mientras que con 70 ppm fue del 82%.

4.2.2 Análisis de la actividad de degradación micro biológica del colorante RR-272

Con el objetivo de establecer la concentración de colorante, a la cual los microorganismos tienen una mayor actividad de degradación, se realizaron pruebas de degradación y se obtuvo la cinética de degradación de colorante correspondiente (Figura 24 a). Las concentraciones estudiadas fueron 170, 100 y 50ppm, y después de 120 h de degradación los porcentajes de remoción de colorante fueron 49, 69 y 91% respectivamente.


47

Figura 24 . a) Degradación microbiológica de colorante a 3 diferentes concentraciones iniciales (170, 100 y 50ppm), b) Actividad de degradación del colorante.

A partir de estos datos se calculó la velocidad de degradación del colorante (Figura 24b), a las 62h de operación la actividad de degradación fue mayor para la concentración de 100ppm, mientras que a las 92h la concentración de 170 ppm tuvo una mayor velocidad, cuando la concentración inicial de la solución era de 100ppm. En este periodo de tiempo se observo un decremento en la velocidad de remoción para la concentración de 100 ppm debido a que la concentración de colorante era de 50 ppm aproximadamente, se encontró un decremento en la velocidad de consumo de colorante al disminuir la concentración de colorante.

La actividad de degradación de colorante (velocidad de degradación) está directamente relacionada con la concentración de colorante tal como muestran los resultados obtenidos. Dado que se encontró que la mayor actividad de degradación ocurrió en una concentración de RR-272 de 100ppm se seleccionó esta como concentración de trabajo para el bioelectroreactor de placas paralelas. En estas pruebas se ve una disminución en la velocidad de degradación al tener concentraciones de colorante por debajo de 100ppm.

4.3 Análisis de diferentes densidades de corriente en el reactor

Se utilizó inicialmente un reactor por lote de 1L de volumen, con y sin empaque de carbón activado, con lodos del consorcio de microorganismos adaptado a la


48

degradación de colorante y se aplicó corriente a diferentes intensidades (Sección 3.3). La intensidad de corriente aplicada afecta algunos de los factores del medio en el reactor, por lo que es necesario darles seguimiento. Para el análisis de las variables eléctricas se realizaron las mediciones de potencial redox, pH, temperatura, concentración de colorante y DQO.

Para el estudio del efecto del pH y el potencial redox se monitoreó en tres zonas del bio-electro-reactor (Sección 3.3), a los diferentes valores de corriente aplicada. Se compararon los valores de los reactores empacados con CA y otro sin empaque. Las variaciones experimentales así muestreadas para los valores de pH se muestran en la Figura 25 a y b.

Figura 25. Medición del pH en los reactores al aplicar diferentes intensidades de corriente; a) reactor sin empaque, b) reactor empacado con CA

En la Figura 25 se observa que en el reactor sin CA se forman frentes de pH, ácidos en el ánodo y básicos en el cátodo. En el reactor empacado los valores de pH se mantuvieron equilibrados a las mismas intensidades de corriente que el reactor sin empaque, siendo los valores en el reactor empacado cercanos a 9. Este comportamiento puede ser explicado debido a la mayor cantidad de sitios básicos presentes en el carbón activado tal como lo encontrado en los resultados de la sección 4.1.3.

Un factor importante que está relacionado con la degradación del colorante y los valores de DQO, debido a su influencia en el metabolismo bacteriano es el


49

potencial redox, cuyo seguimiento se muestra en las Figura 26 a y b, sin empaque y con empaque respectivamente. En estas figuras se puede observar que en el reactor sin CA el potencial redox varió sin ninguna tendencia y en el reactor con CA hubo una tendencia creciente con la corriente aplicada, este efecto puede ser ocasionado por los grupos presentes en el carbón activado, los cuales interactúan con los compuestos presentes en la solución originando así la tendencia en el OPR.

Figura 26. Medición del potencial redox en la zona central, cercana al ánodo y cátodo en los reactores: a) sin empaque y b) empacado con CA

El efecto esperado en el bio-electro-reactor es la rápida degradación de colorante y DQO comparado con el reactor sin aplicación de corriente, por ello el interés en conocer el efecto de la aplicación de la corriente en estos factores, este efecto se muestra en las Figura 27 y Figura 28 para la remoción de color y de DQO.


50

Figura 27. Comparación de los porcentajes de remoción de DQO en los reactores con y sin empaque de CA, después de 24h de aplicación de cada corriente

Figura 28. Comparación de los porcentajes de remoción de color en los reactores con y sin empaque de CA, después de 24h de aplicación de cada corriente


51

La remoción tanto de color como DQO (Figura 27 y Figura 28) fue mayor de ambos valores al tener el reactor empacado con carbón activado. Al comparar los datos del reactor empacado, se observó que, al aplicar una corriente de 10mA existe una mayor remoción de colorante (70% Figura 28), al incrementar la corriente aplicada (15 mA) disminuye la remoción, pero se da un aumento gradual hasta alcanzar el valor máximo de remoción a una corriente de 40 mA (85%) y a partir de este valor se da una disminución en la remoción. Al aplicar corrientes superiores no se observa la misma tendencia que con la DQO. Asimismo, los mayores valores de remoción de colorante ocurrieron al aplicar corrientes de 20, 25 y 35 mA. A partir de éstos surgió la necesidad de estudiar el efecto de aplicar una corriente de 10 mA debido al efecto común encontrado en la remoción de DQO y colorante.

Durante este estudio se mantuvo la aplicación de corriente y se operó como un reactor alimentado por lote, después de aplicar 45 mA se revisaron los electrodos y se encontró corrosión en los ánodos y picadura en cátodos (Figura 29), en el reactor empacado con carbón activado la corrosión fue menor en el ánodo, al igual que las picaduras formadas en el cátodo; esto debido al efecto del CA que amortiguo los frentes de pH así como el potencial redox en el reactor.

Figura 29 . Electrodos después de la aplicación de corriente

Los resultados del reactor por lote mostraron un efecto del CA el cúal amortiguo el pH, ademas de una tendencia en el potencial redox proporcional a la corriente electrica aplicada. Las picaduras en los electrodos y algunos factores que no fueron considerados en el planteamiento de esta prueba, se replantearan, estudiando por separado los diferentes componentes del biolectroreactor como son: distribución del campo eléctrico, aplicación del campo eléctrico y corriente, efecto del campo eléctrico en los microorganismos y la caracterización del colorante RR-272, con la finalidad de lograr la construcción de un bioelectroreactor. 4.4 Análisis de las variables eléctricas en la biod egradación electroqímicamente asistida 4.4.1 Efecto de la aplicación del campo electrico e n los microorganismos

Debido a que en el reactor por lote anteriormente presentado se encontraron algunos resultados no asociados con la aplicación de corriente eléctrica, se realizó

un nuevo diseño experimental que permitiera identificar los parámetros críticos en la operación. En una primera etapa y ccampo eléctrico sobre los microorganismos en la degradacutilizó una celda electroquímica adaptados, y se generó unpotencial eléctrico respecto a Hg|HgSOsección 3.6.1. La generación del campo eléctrico correspondiente durante diferentes periodos de tiempoánodo después de la aplicación de estas condiciones, se identificó depósitos. Al incrementar el tiempo de aplicación de corriente el los depósitos también aument

Tabla 10 . Efecto de la apli

I

0.5 mA

5 mA

50 mA


un nuevo diseño experimental que permitiera identificar los parámetros críticos en la operación. En una primera etapa y con el fin de observar el efecto de aplicar un campo eléctrico sobre los microorganismos en la degradación del col

electroquímica de placas paralelas y lodos de microorganismos un campo eléctrico mediante la aplicación de corriente

respecto a Hg|HgSO4|NaSO4, tal como está descrito. La generación del campo eléctrico correspondiente

diferentes periodos de tiempo. Al observar las placas correspondientes al ánodo después de la aplicación de estas condiciones, se identificó la formación de

el tiempo de aplicación de corriente el área cubierta por aumento (Tabla 10 y Tabla 11)

. Efecto de la aplicación de corriente en el ánodo

Imagen Área cubierta (cm 2)

9.8

79.7

No se pudo medir por la forma de los depósitos

Resultados

52

un nuevo diseño experimental que permitiera identificar los parámetros críticos en on el fin de observar el efecto de aplicar un

ión del colorante, se de placas paralelas y lodos de microorganismos

campo eléctrico mediante la aplicación de corriente o como está descrito en la

. La generación del campo eléctrico correspondiente se realizó . Al observar las placas correspondientes al

la formación de área cubierta por

Tabla 11. Efecto de la aplicación de potencial en el ánodo

E

0 mV

100 mV

200 mV

300 mV

400 mV

500 mV

Durante esta prueba se mon7.5, sin embargo al generar el campo eléctrico trabajo (cátodo) los valores


Efecto de la aplicación de potencial en el ánodo

Imagen Área cubierta (cm 2)

0.47

100 mV

13.37

200 mV

49.12

300 mV

73.8

400 mV

186.55

500 mV

344.69

se monitoreó el pH, teniendo un valor en la solución es de al generar el campo eléctrico en la región cercana al electrodo de

trabajo (cátodo) los valores fueron de 11; mientras que en el resto del reactor se

Resultados

53

la solución es de en la región cercana al electrodo de

de 11; mientras que en el resto del reactor se


54

mantienen valores de 7 y 7.5 (Potencial aplicado ≥ 300mV vs Hg|HgSO4|NaSO4 y i≥ 50 mA), en estas condiciones se observó la formación de burbujas en el cátodo, esto debido a la evolución de hidrogeno.

Los depósitos recuperados en el ánodo y la solución utilizada en la celda, fueron sembrados en los medios de cultivo según el procedimiento explicado en la sección (3.6.2). Después de 5 días se observó crecimiento en ambos medios, tanto de las muestras recolectadas de los depósitos como aquellas procedentes de la solución. Este resultado indica que estos depósitos están constituidos por microorganismos y que son viables estando presentes en la superficie del electrodo y en la solución de trabajo. Este efecto ocurre al aplicar valores de corriente de 0.5 y 5 mA y potenciales de 0 a 300mV vs Hg|HgSO4|NaSO4.

Los depósitos formados por los microorganismos en la placa, no tuvieron una distribución uniforme sobre la superficie, existiendo una tendencia a formar los depósitos en las zonas superiores de la placa. En las placas donde se aplico una corriente de 50mA y potenciales mayores a 300mV, se produjo picadura en el electrodo en los lugares donde se formaron los depósitos de microorganismos; por lo que es necesario evitar esos valores de corriente y potencial.

4.4.2 Evaluación de la distribución del campo eléct rico en el reactor de placas paralelas por Comsol Multiphysics®

Debido a la distribución y el número de depósitos que ocurren en el reactor de placas paralelas, se consideró realizar un estudio mediante simulación computacional del proceso de aplicación de corriente eléctrica, con objeto de analizar la distribución de campo eléctrico correspondiente. Para ello, se utilizo el programa Comsol Multiphysics 3.5a, utilizando el modulo de corriente directa trabajando con el modelo de la Figura 30.


55

Figura 30. Modelo utilizado para la descripción del campo y corrientes eléctricas en el reactor de placas paralelas

Al realizar la simulación del campo eléctrico utilizando el programa COMSOL, fue posible analizar las variaciones de las líneas de flujo de corriente (Figura 31) y de campo eléctrico tangencial (Figura 32 y Figura 33). Las líneas de flujo fueron modeladas utilizando una distancia entre los electrodos de 2.2 cm y se realizaron a diferentes intensidades de corriente, 0.5, 5 y 50 mA; el trazo obtenido mostró siempre las mismas líneas de flujo a las diferentes intensidades de corriente.


56

Figura 31. Líneas de flujo en el reactor de placas paralelas (i= 0.5, 5 y 50 mA)

En las imágenes de la Figura 32, se observa una mayor homogeneidad en la distribución de campo eléctrico tangencial al aplicar corrientes bajas de 5 y 0.5 mA; lo que no sucede al aplicar una corriente de 50 mA.

En la Figura 33 se representan las placas correspondientes al ánodo, donde se puede ver la uniformidad del campo eléctrico sobre la placa. Estos resultados permitieron identificar que, al aplicar corrientes menores a 5mA, se genera una mayor uniformidad en el campo eléctrico del reactor, mientras que las líneas de flujo de campo eléctrico (Figura 31) es igual para todas las corrientes aplicadas.

La uniformidad de campo eléctrico es importante debido a que se desea evitar frentes de pH para mantener las condiciones adecuadas para la viabilidad microbiana y prolongar la vida útil de los electrodos. Este resultado puede ayudar a explicar los procesos de corrosión descritos en el reactor por lote inicial (Sección 4.4).


57

a) b) c)

Figura 32. Distribución del campo eléctrico tangencial (V/m) a diferentes intensidades de corriente a) 0.5 mA, b) 5 mA y c) 50 mA

a) b) c)

Figura 33. Campo eléctrico tangencial sobre el ánodo a) 0.5 mA b) 5 mA y c) 50 mA

4.5 Comparación de la simulación y los resultados e xperimentales

Al comparar las imágenes de la simulación y los resultados obtenidos experimentalmente realizadas en el BER de placas paralelas, se encontró un mayor número de depósitos en la parte superior de la placa. Este resultado es comparable con lo obtenido en la simulación, en la que se observa el mismo efecto (Figura 34). En la parte superior de la placa se encuentra la entrada de corriente, por lo que en esta zona se genera un campo eléctrico más grande que en el resto de la superficie de los electrodos. Experimentalmente, este efecto coincide con una mayor distribución de los depósitos microbianos hacia la parte superior de los electrodos.

Figura 34. Comparación del campo eléctrico simulado y los depósitos formados sobre la placa

Con objeto de realizar un análisis cuantitativo de este efectoarbitrariamente la placa en 16 secciones, 4 horizontales y 4 verticalesSe realizó la comparación en cada una de las secciones del área cubierta y el campo eléctrico obtenido a partir de ladatos se realizó utilizando l

Figura 35. División del electrodo en zonas, las 4 divisiones verticales fueron utilizadas para la


Comparación del campo eléctrico simulado y los depósitos formados sobre la placa

Con objeto de realizar un análisis cuantitativo de este efectola placa en 16 secciones, 4 horizontales y 4 verticales

Se realizó la comparación en cada una de las secciones del área cubierta y el campo eléctrico obtenido a partir de la simulación en esa zona, el análisis de los

la Figura 33.

División del electrodo en zonas, las 4 divisiones verticales fueron utilizadas para la comparación cuantitativa

Resultados

58

Comparación del campo eléctrico simulado y los depósitos formados sobre la placa

Con objeto de realizar un análisis cuantitativo de este efecto se dividió la placa en 16 secciones, 4 horizontales y 4 verticales (Figura 35).

Se realizó la comparación en cada una de las secciones del área cubierta y el simulación en esa zona, el análisis de los

División del electrodo en zonas, las 4 divisiones verticales fueron utilizadas para la


59

Figura 36. Comparación de Campo eléctrico y área ocupada por los depósitos a) 0.5mA y b) 5mA; en la placa correspondiente al ánodo

En la Figura 36 se puede observar que en la mayoría de las zonas existe una relación del campo eléctrico obtenido a partir de la simulación y el área cubierta por los depósitos, tanto a 5 como a 0.5 mA. Esta relación del campo eléctrico y el área; no es completamente lineal debido a que, experimentalmente, el electrodo de referencia se ubica más cerca de las regiones 1 y 2, respecto a las 3 y 4.

Estas condiciones generadas en el reactor debido a la aplicación de la corriente son: el cambio de pH al aplicar la corriente de 5 mA, ya que se genero un pH básico (pH de 11) en la zona cercana al electrodo de trabajo (cátodo). Este efecto debe considerarse en la construcción del bioelectrorreactor correspondiente, dado que en el cátodo es donde se llevará a cabo la reacción inicial (reducción microbiológica del colorante asistida electroquímicamente).

4.6 Estudio de degradación de colorante en bioelect roreactor de placas paralelas

Los resultados de la operación del reactor descrito en la sección 3.8.2, donde se siguió la degradación microbiológica del colorante asistida electroquímicamente y fue comparada con dos blancos, uno sin corriente y en el otro no se inoculó. Los resultados mostraron que, al operar aplicando corriente (i= 1 mA), se incrementa el consumo de colorante y el porcentaje de remoción fue de 97.6%, mientras que el experimento realizado sin aplicación de corriente indicó un consumo del colorante


60

del 71.5% (Figura 37), mientras que al aplicar corriente y no tener los microorganismos no se removió colorante. La remoción de colorante en el reactor al aplicar corriente fue 30% mayor que en el reactor donde no se genero el campo eléctrico.

Este último valor representa la velocidad de consumo del sustrato; la cual es mayor al aplicar la corriente, la actividad también está relacionada con el colorante disponible en la solución, por lo que al pasar el tiempo disminuye la cantidad de colorante presente al ser consumido por los microorganismos y por lo tanto la actividad de degradación decrece. Por esta razón a las 72h es mayor la actividad en el reactor donde no se aplico corriente, debido a que la concentración de colorante es de 60ppm teniendo mayor disponibilidad de colorante para ser degradado; mientras que en el reactor asistido electroquímicamente la concentración es de 23 ppm teniendo una menor disponibilidad y por lo tanto decrece la actividad microbiana.

Al aplicar la corriente eléctrica en el reactor se ve un aumento en la remoción de colorante, así como un aumento en la actividad microbiana al tener las mismas concentraciones de colorante que en un reactor donde no se genero el campo eléctrico.

Figura 37. Cinética de degradación del colorante y actividad de degradación del colorante, con y sin aplicación de corriente


61

En la Tabla 12 se resumen las condiciones de operación de los cuatro reactores donde se comparan los efectos de la aplicación del campo eléctrico y el carbón activado. El tiempo de residencia fue diferente para los reactores empacados (72h) y no empacados (120h), debido a la disponibilidad del equipo, por lo que no se pudo observar el efecto de este factor.

En los reactores sin empaque se incrementa la remoción de colorante al aplicar corriente, mientras que en los reactores empacados el porcentaje de remoción no se vio afectado por la corriente, la diferencia encontrada al aplicar corriente en los reactores empacados fue en los espectros donde se observa una disminución en la señal en la zona de los aromáticos al aplicar la corriente eléctrica, pero la misma altura en la zona característica del colorante.

Este último resultado muestra que aunque la degradación del colorante se dio de la misma forma, los productos de esta degradación se encuentran en una menor cantidad al aplicar corriente al reactor, lo cual significa la degradación a moléculas más simples. Al realizar esta prueba se logro evitar la corrosión y picadura de los electrodos, además de los frentes de pH en el reactor; los resultados mostraron una mayor eficiencia en el reactor sin empaque de CA al aplicar corriente (1mA), mientras que al utilizar el empaque de CA, la remoción de colorante fue igual con y sin la aplicación de corriente, los valores de remoción fueron cercanos a la remoción al no tener empaque (empacado 69.4%, sin empaque 71.5%) a pesar de que la diferencia en el tiempo de residencia fue de 48h más para el reactor sin empaque.

Tabla 12. Operación de reactores por lote para la degradación de colorante

Reactor Corriente aplicada

(mA)

Empaque con CA

Tiempo de operación

(h)

% de Remoción de

colorante 1 0 No 120 71.5 2 1 No 120 97.6 3 0 10% V/V 72 69.4 4 1 10% V/V 72 69.5

Al realizar las pruebas de degradación se midieron las concentraciones iniciales y finales de los SSV en los reactores al aplicar corriente eléctrica, se inoculo la misma cantidad de SSV en los reactores sin empaque de carbón y al finalizar el tiempo de operación se incremento la producción de estos en un 40% al aplicar corriente, tal como se muestra en la Figura 38.


62

Figura 38. SSV en los reactores con y sin empaque de CA

Conclusiones

63

Capítulo 5. Conclusiones Generales

Los microorganismos provenientes de rumen de vaca, se adaptaron a la degradación del colorante RR-272 como única fuente de carbono.

Los electrodos de pasta de carbono ayudaron para determinar la interacción del CA y el colorante como un proceso de adsorción.

El estudio de adsorción permitió identificar el modelo de adsorción como tipo Freundlich (modelo multicapa) y se encontró una mayor afinidad y capacidad de adsorción del colorante en un pH de 5.

Mediante las pruebas conductimetrícas se encontró que el CA es capaz de liberar iones a la solución.

Al cuantificar el número de sitios ácidos y básicos presentes en el CA se encontró que predominan los sitios básicos (1.75 meq/g), mientras que los ácidos se encuentran en una menor proporción (0.6489 meq/g). El contenido de sitios activos es importante y deseado debido a que se les atribuyen las propiedades de mediador redox.

Utilizando la técnica de voltamperometría diferencial de pulsos, se encontró que la relación de CA debe ser del 0.2 al 2 %v/v; para estudiar la biodegradación sin la interferencia de la adsorción.

En el bio-electro-reactor construido con electrodos cilíndricos (acero inoxidable y titanio), el carbón activado utilizado como empaque amortiguo los cambios de pH y potencial redox en la solución.

La operación del bio-electro-reactor con electrodos cilíndricos (acero inoxidable y titanio) permitió mejorar el diseño de los electrodos, al existir corrosión en estos. A partir de estos resultados se construyó el reactor de placas paralelas.

El uso del reactor de placas paralelas permitió una mayor homogeneidad en el campo eléctrico, al utilizar corrientes y potenciales bajos (0.5 - 5mA y 0 -300mV), según los resultados mostrados por la simulación. No se existió diferencia en las pruebas experimentales utilizando el reactor de placas paralelas al aplicar potencial y corriente, lo que permitió elegir la aplicación de corriente por ser un sistema menos complejo (2 electrodos).

La simulación del campo eléctrico utilizando el programa Comsol fue útil para relacionar la observación experimental de la formación de dépositos sobre los ánodos. Asimismo, este programa perimitió identificar la no utilidad de realizar pruebas a valores de corriente superiores a 5 mA.

Conclusiones

64

Al utilizar el reactor de placas paralelas estimulado electroquímicamente (i=1mA) la remosión de colorante incremento un 26% comparado con el blanco (sin aplicación de corriente). Lo que coincide con la hipótesis que el campo eléctrico favorece la degradación de colorante.

Perspectivas

65

5.1 Perspectivas Este es el inicio de un trabajo para investigar el efecto de un campo electrico en la degradación biologica de los colorantes azo y los productos de esta. Por lo que existen muchas áreas de oportunidad para estudiar y entender este efecto, ademas del mejoramiento en las condiciones del reactor por lo que se sugiere lo siguiente:

o Estudiar el efecto de diferentes intensidades de corriente, con la finalidad de encontrar la más adecuada y asi lograr la estimulación del metabolismo microbiano.

o Obtener la capacidad de adsorción del colorante sobre la biomasa y separar este efecto.

o Realizar pruebas cineticas que permitan comparar el efecto de un donador de electrones químico (dextrosa) y electroquímico.

o Identificar los microorganismos adaptados al efecto del campo electrico. o Utilizar cepas microbianas modificadas que no posean la capacidad de

utilizar el hidrogeno como donador de electrones, con la finalidad de conocer el efecto real de la estimulación electroquímica como donador de electrones o si es el hidrogeno producido por las reacciones utilizado para este fin.

o Continuar con las simulaciones del campo electrico para conocer la distribución de campo electrico en el diseño de futuras configuraciones del reactor.

o Estudiar el carbón activado y su efecto como mediador redox de este proceso. Para saber quien limita el proceso de trasporte de electrones: el microorganismo, el carbón activado o el número de electrones que pasan a través del electrodo.

Anexos

66

6. Anexos

Anexo 1. Descripción de modelos para representar is otermas de adsorción

Isoterma de Langmuir

En este tipo de adsorción el soluto se adsorbe como película monomolecular en la superficie del adsorbente y vienen dada por la ecuación:

�� = !�"

#$ �" Ec. A-1

En la que X es el peso del soluto adsorbido (adsorbato) (mg); M es el peso del adsorbente (g); K es la constante de equilibrio (cm3 de adsorbente/mg de adsorbato); Ce la concentración de equilibrio del soluto (mg/L) y b una constante que representa el cubrimiento en monocapa por unidad de peso de adsorbente (Ramalho et al, 1996).

Isoterma de Freundlich

Esta isoterma se expresa por la ecuación:

�

� = % &'#/) Ec. A-2

X/M y Ce tienen el mismo significado que en la isoterma de Langmuir. Donde k es una constante que indica la capacidad relativa de adsorción y n representa la intensidad de la adsorción (Donnaperna, 2008). La ecuación puede volver a escribirse en forma lineal tomando logaritmos en ambos miembros:

log -��. = -#

). log /' + log 1 Ec. A-3

La ecuación indica que una representación logarítmica de X/M en función de Ce conduce a una línea recta que permite la determinación de los parámetros n y k a partir de la pendiente y de la ordenada para Ce=1 (Ramalho et al, 1996).

Isoterma de adsorción BET

El modelo BET (Brunanauer, Emmet y Teller) supone que las capas de moléculas se adsorben en la parte superior de las moléculas previamente adsorbidas. Cada capa se adsorbe de acuerdo con el modelo de Langmuir. La isoterma de BET se expresa mediante la ecuación:

Anexos

67

�� = !2�"

�3��"4#$52�#6�"/�37 Ec. A-4

La constante b tiene el mismo significado que la isoterma de Langmuir y k es una constante que se relaciona con la energía de adsorción. Cs es la concentración de soluto a saturación en todas las capas. La representación de los datos isotérmicos, siguiendo el modelo de BET, conduce a una curva en forma de S como se muestra en la Figura 5 (Ramalho et al, 1996).

Figura A-1. Representación de la isoterma de BET

A partir de la figura puede estimarse el valor de Cs, la ecuación puede reagruparse en forma lineal:

�"5�3��"6-8

9.= #

2! + -2�#2! . -�"

�3 . Ec. A-5

La ecuación indica que la que la representación de Ce/5/: − /'6 -��. en función de

Ce/Cs llevaría a una línea recta. Pueden estimarse las constantes k y b a partir de la pendiente y de la ordenada en el origen de la línea. El valor de Cs estimado a partir de la figura puede ajustarse de forma tal que se obtenga un ajuste lineal óptimo mediante la ecuación (Ramalho et al, 1996).

Anexos

68

Anexo 2. Datos obtenidos de las isotermas de adsorc ión

Los resultados obtenidos a partir de las isotermas se muestran en las Tablas A 1 y 2, se encuentran los resultados a un pH 5 y a pH7.

Tabla A-1 . Concentraciones de colorante (mg/L), para la isoterma a pH5

Tiempo (días)

Concentración de colorante (mg/L)

1 2 3 4 5 0 11.0 98.9 476.4 774.8 948.7 1 7.7 81.2 432.4 712.7 888.1 4 3.4 79.7 375.4 680.4 744.2 7 2.6 68.1 409.3 654.6 748.4

Tabla A-2 . Concentraciones de colorante (mg/L), para la isoterma a pH7

Tiempo (días)

Concentración de colorante (mg/L)

1 2 3 4 5 0 8.5 101.2 471.5 810.0 1012.4 1 7.1 92.4 423.7 748.3 863.1 4 4.2 92.2 414.7 689.8 880.5 7 2.4 53.1 403.7 609.2 709.3

A partir de los datos obtenidos se calcularon la capacidad de adsorción del CA, los resultados se muestran en las Tablas A-3 y 4.

Tabla A-3 . Concentración en equilibrio a pH 5

Concentración equilibrio

(mg/L)

q (mg/g CA)

2.65 7.70 68.11 28.26

409.34 63.59 654.65 109.40 748.39 185.39

Tabla A-4 . Concentración en equilibrio a pH 7

Concentración equilibrio

(mg /L)

q (mg/g CA)

2.40 5.47

Anexos

69

53.08 41.77 403.71 62.63 609.20 178.95 709.26 275.84

Anexos

70

Anexo 3. Datos de medición de sitios ácidos y básic os del carbón activado

a) Para la medición de los sitios ácidos, se titulo la solución de Na2CO3 0.1N, la que fue utilizada originalmente como sulución neutralizante del carbón activado y fue titulada con una solución 0.07N de HCl los datos obtenidos fueron los siguientes:

Tabla A-5. Datos de la titulación de la muestra para medición de sitios ácidos

Volumen del titulante pH Delta

V Delta pH DpH2/dV2 0 11.16 1 10.87 1 -0.29 0.0841 2 10.67 1 -0.2 0.04 3 10.52 1 -0.15 0.0225 4 10.38 1 -0.14 0.0196 5 10.23 1 -0.15 0.0225

5.5 10.109 0.5 -0.121 0.058564 6 10.04 0.5 -0.069 0.019044

6.5 9.97 0.5 -0.07 0.0196 7 9.91 0.5 -0.06 0.0144

7.5 9.837 0.5 -0.073 0.021316 8 9.764 0.5 -0.073 0.021316

8.5 9.677 0.5 -0.087 0.030276 9 9.575 0.5 -0.102 0.041616

9.5 9.48 0.5 -0.095 0.0361 10 9.343 0.5 -0.137 0.075076

10.5 9.174 0.5 -0.169 0.114244 11 8.937 0.5 -0.237 0.224676

11.5 8.524 0.5 -0.413 0.682276 12 7.924 0.5 -0.6 1.44

12.5 7.633 0.5 -0.291 0.338724 13 7.444 0.5 -0.189 0.142884

13.5 7.26 0.5 -0.184 0.135424 14 7.134 0.5 -0.126 0.063504

14.5 7.032 0.5 -0.102 0.041616 15 6.94 0.5 -0.092 0.033856 16 6.77 1 -0.17 0.0289 17 6.538 1 -0.232 0.053824 18 6.48 1 -0.058 0.003364 19 6.302 1 -0.178 0.031684

Anexos

71

Figura A-2. Titulación potenciométrica de la solución de Na2CO3 con HCl

En los datos de la tabla; el mayor valor de la segunda derivada, representa el punto de neutralización de la solución. Una vez conocido este punto se obtiene el volumen de titulante requerido para lograr el equilibrio de las soluciones y se puede calcular la concentración final de la solución.

Concentración de la solución neutralizante: 0.07N

Volumen requerido para la neutralización: 12.4 mL

Volumen a titular: 10 mL

Concentración final de la solución = (0.07)(12.4)/(10) = .0868

Concentración de la muestra inicial: 0.1N

Masa de carbón activado, g = 0.999

Volumen inicial, L = 0.05

meq de sitios ácidos en el carbón activado = 0.6489 meq/g

b) Para la medición de sitios básicos, se utilizo el mismo procedimiento pero usando una solución de HCl como titulante del carbón activado.

Tabla A-6. Datos de la titulación de la muestra para medición de sitios ácidos

Vol pH Delta V Delta pH DpH2/dV2 0 1.552

0.5 1.694 0.5 0.142 0.080656 1 1.854 0.5 0.16 0.1024

1.5 2.109 0.5 0.255 0.2601 2 2.289 0.5 0.18 0.1296

2.5 3.138 0.5 0.849 2.883204

6

7

8

9

10

11

12

0 5 10 15 20

pH

mL de titulante

Sitios ácidos

pH

Anexos

72

3 5.158 0.5 2.02 16.3216 3.5 10.334 0.5 5.176 107.163904 4 11.153 0.5 0.819 2.683044

4.5 11.621 0.5 0.468 0.876096

Figura A-3. Titulación potenciométrica de la solución de HCl con NaOH

Cálculos:

Concentración de la solución neutralizante: 0.1N

Volumen requerido para la neutralización: 3.5 mL

Volumen a titular: 10 mL

Concentración final de la solución = (0.1)(3.5)/(10) = 0.035

Concentración de la muestra inicial: 0.07N

Masa de carbón activado, g = 0.999

Volumen inicial, L = 0.05

meq de sitios básicos en el carbón activado = 1.757 meq/g

0

5

10

15

0 1 2 3 4 5

pH

mL de titulante

Sitios básicos

pH

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73

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para obtener el grado acadÉmico de presenta · bioelectroreactor utilizado para la...

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