microbiología y parasitología clínica

Volumen 4 | Número 1 | Julio 2021Revista de la Sociedad Andaluza de Microbiología y Parasitología Clínica

ISSN

(VER

SIÓ

N D

IGIT

AL) 2

531-

2227

Actualidad en Microbiología y Parasitología Clínica

http://sampac.es

2

CRÉDITOS

Revista de la Sociedad Andaluza de Microbiología y Parasitología ClínicaVolumen 4 | Número 1 | Julio 2021


COMITÉ EDITORIALEditoraSara Sanbonmatsu Gámez

Editoras asociadasMª Teresa Cabezas FernándezFátima Galán Sánchez Lorena López Cerero

COMITÉ CIENTÍFICOMª Carmen Domínguez JiménezFelipe Fernández CuencaFrancisco Franco Álvarez de LunaFederico García GarcíaJosé Antonio Lepe JiménezMª Dolores López PrietoMiguel Martínez Lirola Luis Martínez MartínezJosé María Navarro MaríÁlvaro Pascual HernándezManuel Rodríguez Iglesias Mª Dolores Rojo Martín

JUNTA DIRECTIVA SAMPACPresidente: Luis Martínez MartínezVicepresidente: Álvaro Pascual HernándezSecretaría: Ana Belén Pérez JiménezTesorero: Fernando García GarcíaVocales:Felipe Fernández CuencaCarolina Freyre CarrilloSara Sanbonmatsu GámezIsabel Viciana Ramos

DISEÑO Y MAQUETACIÓNCarolina de [email protected]

ISSN (VERSIÓN DIGITAL)2531-2227

AMPAC Es una revista de Actualidad en Microbiología y Parasitología Clínica de la Sociedad Andaluza de Microbiología y Parasitología Clínica (SAMPAC)Avda. Sánchez Pizjuan s/n. / Apartado 914 - 41080 Sevilla [email protected]

Reservados todos los derechos / All rights reserved

La responsabilidad del contenido de las colaboraciones publicadas en la revista corresponderá a sus autores, quienes autorizan la reproducción de sus artículos a la AMPAC exclusivamente para esta revista.

La AMPAC no hace necesariamente suyas las opiniones o los criterios expresados por sus colaboradores.

mailto:mailto://carolina%40zurdadesign.es?subject=

3

ÍNDICE



07 ARTÍCULOS ORIGINALES07 DELAFLOXACINO, UNA NUEVA FLUOROQUINOLONA

ACTIVA FRENTE A BACTEROIDES

10 DISEÑO E IMPLEMENTACIÓN DE UNA TÉCNICA DE REACCIÓN EN CADENA DE LA POLIMERASA PARA EL DIAGNÓSTICO DE LA BORRELIOSIS ENDÉMICA

13 DOCUMENTOS Y RECOMENDACIONES SAMPAC13 RECOMENDACIONES DE LA SOCIEDAD ANDALUZA

DE MICROBIOLOGÍA Y PARASITOLOGÍA CLÍNICA (SAMPAC) PARA EL USO DE LOS TEST DE DETECCIÓN DE ANTÍGENO O DE DETECCIÓN DE ANTICUERPOS PARA EL DIAGNÓSTICO DE LA INFECCIÓN POR SARS-CoV-2 (COVID-19)

14 CONSIDERACIONES SOBRE EL EMPLEO DE POOLING DE MUESTRAS RESPIRATORIAS PARA DETECCIÓN DE SARS-CoV-2 MEDIANTE RT-PCR

17 BIENVENIDA JORNADAS VIRTUALES SAMPAC

“COVID-19 Y OTRAS ENFERMEDADES VÍRICAS EMERGENTES”, 17 Y 18 DE JUNIO DE 2021

18 COMITÉ CIENTÍFICO JORNADAS VIRTUALES

19 PROGRAMA CIENTÍFICO JORNADAS VIRTUALES

21 RESÚMENES DE COMUNICACIONES POSTER JORNADAS VIRTUALES

21 P-01

VIGILANCIA DEL SARS-CoV-2, RESULTADOS DE SECUENCIACIÓN EN ANDALUCÍA OCCIDENTALCamacho Martinez, P.1; Merino Diaz, L.1; Pupo, M.I.1; Riazzo, C.2; Rodriguez-Iglesias, M.A.3; Franco Alvarez de Luna, F.4; De Toro, M.5; Sánchez-Calvo, J.M.6; Martinez-Rubio, M.C.7; Becerril-Carral, B.8; Ruiz-Aragón, J.M.9; Roldán-Fontana, M.E.10; Bernal-Martinez, S.11; Chavez, M.12; Plata-Rosales, C.13; Castaño, M.A.14; Lepe, J.A.1

1Hospital Universitario Virgen del Rocío, Sevilla; 2Hospital Universitario Reina Sofía, Córdoba; 3Hospital Universitario Puerta del Mar, Cádiz; 4Hospital Juan Ramón Jiménez, Huelva; 5Hospital Universitario Virgen Macarena, Sevilla; 6Hospital del S.A.S. de Jerez de la Frontera, Jerez de la Frontera; 7Hospital Universitario de Puerto Real, Puerto Real; 8Hospital del S.A.S. Punta de Europa, Algeciras; 9Hospital Comarcal de la Línea de la Concepción, La Línea de Concepción; 10Hospital La Merced (AGS Osuna), Osuna; 11Hospital Universitario Virgen de Valme, Sevilla; 12Hospital San Juan de Dios (Aljarafe), Sevilla; 13Hospital Infanta Margarita, Cabra; 14Hospital Infanta Elena, Huelva.

22 P-02

DISTRIBUCIÓN DE VARIANTES DE SARS-CoV-2 EN ANDALUCÍA ORIENTAL OBTENIDAS MEDIANTE SECUENCIACIÓN DE GENOMA COMPLETOChueca, N.1; De Salazar, A.1; Fuentes-Lopez, A.1; Viñuela, L.1; Liebana, C.2; Roldan, C.2; Cantudo, P.3; Quesada, A.A.4; Viciana, I.5; Clavijo, E.5; Sena, G.6; Berdon, P.7; Gutierrez, M.J.8; Acosta, F.9; Cabezas, T.10; Rodriguez-Maresca, M.10;

Palanca, M.11; Garcia, F.12

1Hospital Universitario de San Cecilio de Granada, Granada; 2Hospital Universitario Ciudad de Jaén, Jaén; 3Hospital San Agustín, Linares; 4Hospital San Juan de la Cruz, Úbeda; 5Hospital Clínico Universitario Virgen de la Victoria, Málaga; 6Hospital Costa del Sol, Marbella; 7Hospital Comarcal de la Axarquia, Velez; 8Hospital General Básico de la Serranía, Ronda; 9Hospital de Antequera, Málaga; 10Hospital Torrecárdenas, Almería; 11Hospital de El Ejido, Almería; 12Hospital Universitario Clínico San Cecilio, Granada.

22 P-03

ESTRATEGIA PARA LA SECUENCIACIÓN DE SARS-CoV-2 EN ANDALUCÍAGrupo Andaluz de Secuenciación de SARS-CoV-2Servicio Andaluz de Salud, Dirección General de Salud Pública y Ordenación Farmacéutica, Fundación Progreso y Salud, Andalucía.

23 P-04

CIRCULACIÓN DE LINAJES DE SARS-CoV-2 EN LA PROVINCIA DE CÓRDOBAPedraza Merino, R.1; Riazzo Damas, C.1; Merino Díaz, L.2; Martínez Martínez, L.1; Causse del Rio, M.1

1Hospital Universitario Reina Sofía, Córdoba; 2Hospital Universitario Virgen del Rocío, Sevilla.

23 P-05

DESCRIPCIÓN DE VARIAS MUTACIONES DE INTERÉS EN CEPAS DE SARS-CoV-2 SECUENCIADAS EN EL HOSPITAL VIRGEN DEL ROCÍOMerino Díaz, L.; Camacho, P.; Pupo, M.I.; Lepe, J.A.Hospital Universitario Virgen del Rocío, Sevilla.

24 P-06

VARIANTE SARS-CoV-2 B.1.1.7 EN GRANADA. EVOLUCIÓN TEMPORALFuentes, A.; De Salazar, A.; Viñuela, L.; Serrano-Conde, E.; Illescas, M.; Chaves, L.; Gómez, C.; Chueca, N.; Álvarez, M.; García, F.Hospital Universitario de San Cecilio de Granada, Granada.

24 P-07

ESTUDIO PILOTO PARA CRIBADO DE LA VARIANTE B.1.1.7 DEL SARS-CoV-2Perez Palacios, P.; De Toro, M.; Fernandez Cuenca, F.; Pascual, A.Hospital Universitario Virgen Macarena, Sevilla.

25 P-08

EXCRECIÓN Y VIABILIDAD DE SARS-CoV-2 EN HECES, Y ANÁLISIS CON EL PRONÓSTICO DE LA COVID-19Cerrada Romero, C.1; Berastegui Cabrera, J.1; Camacho Martínez, P.2; Goikoetxea Aguirre, J.3; Pérez Palacios, P.4; Santibañez, S.5; Blanco Vidal, M.J.3; Valiente, A.4; Alba, J.5; Rodriguez Alvárez, R.3; Pascual, A.4; Oteo Revuelta, J.A.5; Pachón Díaz, J.6; Cisneros, J.M.7; Cordero, E.8; Casas Flecha, I.9; Pozo Sánchez, F.9; Sánchez Céspedes, J.10

4

ÍNDICE



1Unidad de Enfermedades Infecciosas, Microbiología y Medicina Preventiva, Hospital Universitario Virgen del Rocío. Instituto de Biomedicina de Sevilla (IBiS), Virgen del Rocío y Virgen Macarena / CSIC / Universidad de Sevilla, Sevilla; 2Unidad de Enfermedades Infecciosas, Microbiología y Medicina Preventiva, Hospital Universitario Virgen del Rocío, Sevilla; 3Departamento de Enfermedades Infecciosas, Hospital Universitario Cruces, Bizkaia; 4Unidad de Enfermedades Infecciosas, Microbiología y Medicina Preventiva. Hospital Universitario Virgen Macarena, Sevilla; 5Servicio de Enfermedades Infecciosas, Hospital Universitario San Pedro-CIBIR, Logroño, La Rioja; 6Instituto de Biomedicina de Sevilla (IBiS), Virgen del Rocío y Virgen Macarena / CSIC / Universidad de Sevilla, Sevilla. Departamento de Medicina, Universidad de Sevilla, Sevilla; 7Unidad de Enfermedades Infecciosas, Microbiología y Medicina Preventiva, Hospital Universitario Virgen del Rocío, Sevilla. Instituto de Biomedicina de Sevilla (IBiS), Virgen del Rocío y Virgen Macarena / CSIC / Universidad de Sevilla, Sevilla; 8Unidad de Enfermedades Infecciosas, Microbiología y Medicina Preventiva, Hospital Universitario Virgen del Rocío, Sevilla. Instituto de Biomedicina de Sevilla (IBiS), Virgen del Rocío y Virgen Macarena / CSIC / Universidad de Sevilla, Sevilla. Departamento de Medicina, Universidad de Sevilla, Sevilla; 9Laboratorio de Gripe y Virus Respiratorios, Centro Nacional de Microbiología, Instituto de Salud Carlos III, Madrid; 10Unidad de Enfermedades Infecciosas, Microbiología y Medicina Preventiva, Hospital Universitario Virgen del Rocío, Sevilla. Instituto de Biomedicina de Sevilla (IBiS), Virgen del Rocío y Virgen Macarena / CSIC / Universidad de Sevilla, Sevilla.

26 P-09

EVALUACIÓN DE LA PCR THERMO-FISHER PARA EL CRIBADO DE LA VARIANTE BRITÁNICA (B.1.1.7) DEL SARS-CoV-2Merino Diaz, L.; Camacho Martinez, P.; Pupo Ledo, M.I.; Lepe Jimenez, J.A.Hospital Universitario Virgen del Rocío, Sevilla.

26 P-10

EVALUACIÓN DE UN NUEVO KIT PARA EL ESTUDIO DE VARIANTES DE SARS-CoV-2Pedraza Merino, R.1; Riazzo Damas, C.1; Camacho Martinez, P.2; Martínez Martínez, L.1; Causse del Río, M.2


27 P-11

ESTRATEGIAS DE CRIBADO DE LA VARIANTE DE SARS-CoV-2 202012/01 (VOC) B.1.1.7Blanco Martín, T.1; Riazzo, C.1; Muñoz, M.1; Camacho, P.2; Martínez Martínez, L.1; Causse, M.1


27 P-12

OPTIMIZACIÓN DEL ENSAYO Direct SARS-CoV-2 Realtime PCR Kit (VIRCELL) PARA DETECCIÓN DE SARS-CoV-2 EN MUESTRAS RESPIRATORIASPedrosa Corral, I.; Borrego Jiménez, J.; Sanbonmatsu Gámez, S.; Guillot Sulay, V.; Navarro Marí, J.M.Hospital Universitario Virgen de las Nieves, Granada.

28 P-13

COMPARACIÓN DE LA PRUEBA RÁPIDA DE ANTÍGENOS CON LA RT-PCR PARA EL DIAGNÓSTICO DE SARS-CoV-2García Collado, Y.; Martínez Pérez, R.; Viciana Ramos, I.; García Barrionuevo, A.; Mora Navarro, L.; Clavijo Frutos, E.Hospital Universitario Virgen de la Victoria, Málaga.

28 P-14

EVALUACIÓN DE UNA ESTRATEGIA DE PRUEBAS DE CONFIRMACIÓN PARA EL ENSAYO APTIMA SARS-CoV-2 EN LA PLATAFORMA PANTHER™ SYSTEM (HOLOGIC®)Sena Corrales, G.; Aguilera, A.Hospital Costa del Sol, Marbella.

29 P-15

ESTUDIO COMPARATIVO DE LOS RESULTADOS DEL TEST DE ANTÍGENO Y LA PCR PARA LA DETECCIÓN DE SARS-CoV-2 EN UN HOSPITAL DE TERCER NIVELGómez Sánchez, M.C.; Odero Bernal, V.; Sánchez Calvo, J.M.; Ros Vidal, L.; De Francisco Ramírez, J.L.; López Prieto, M.D.Hospital de Jerez, Jerez de la Frontera.

30 P-16

NEUTRALIZACIÓN DE LAS VARIANTES DE SARS-CoV-2 B.1.1.7 Y B.1.351 POR ANTICUERPOS INDUCIDOS CON LA VACUNA DE ARNM BNT162B2Serrano-Conde, E.1; Leyva-Calero, A.2; Fuentes, A.1; De Salazar, A.1; Viñuela, L.1; Chueca, N.1; Pérez-Castro, S.3; Regueiro, B.3; Rojas, A.2; Mendoza, J.2; Rojas, J.2; García, F.1

1Hospital Universitario de San Cecilio de Granada, Granada; 2Vircell S.L., Granada; 3Hospital Álvaro Cunqueiro, Vigo.

30 P-17

ESTUDIO DEL DESARROLLO DE INMUNIDAD HUMORAL TRAS VACUNACIÓN CON LA VACUNA MRNA-1273 DE MODERNAGutierrez, J.F.; Lopez-Nevot, M.A.; Martin, L.; Rodríguez, J.; Reguera, J.; Navarro, J.M.; Sampedro, A.Hospital Universitario Virgen de las Nieves, Granada.

31 P-18

ANÁLISIS DEL IMPACTO DE LA PANDEMIA POR SARS-CoV-2 EN LA COLONIZACIÓN POR MICROORGANISMOS MULTIRRESISTENTES EN UNA UNIDAD DE CUIDADOS INTENSIVOSBlanco Martín, T.; Guzmán Puché, J.; López Martín, C.; Martínez Martínez, L.Hospital Universitario Reina Sofía, Córdoba.

31 P-19

RESPUESTA INMUNE NEUTRALIZANTE FRENTE A SARS-CoV-2Panés Ortega, P.; Trujillo Soto, T.; Rodríguez Pallares, S.; Montiel Quezel-Guerraz, N.; Rodríguez Iglesias, M.A.Hospital Universitario Puerta del Mar, Cádiz.

5

ÍNDICE



32 P-20

EVALUACIÓN DE DOS TÉCNICAS DIFERENTES (ABBOTT Y ROCHE) PARA LA DETECCIÓN DE ANTICUERPOS FRENTE A SARS-CoV-2Franco García, M.D.C.; Freyre Carrillo, C.; Santotoribio Camacho, J.D.; García Martín, S.; Jordan Chaves, J.; Martínez Rubio, C.Hospital Universitario de Puerto Real, Puerto Real.

32 P-21

DINÁMICA DE LA PRESENCIA DE ANTICUERPOS IGG FRENTE AL SARS-CoV-2 EN EL PERSONAL SANITARIO DEL ÁREA DE CÓRDOBA CAPITALMuñoz de la Rosa, M.; Pérez Jiménez, A.B.; Pedraza Merino, R.; Martínez Martínez, L.Hospital Universitario Reina Sofía, Córdoba.

33 P-22

ANÁLISIS DE ENFERMOS CON COVID-19 SIN RESPUESTA DE ANTICUERPOS IgG EN LA ERA PRE-VACUNALMuñoz de la Rosa, M.; Pérez Jiménez, A.B.; Blanco Martín, T.; Martínez Martínez, L.Hospital Universitario Reina Sofía, Córdoba.

33 P-23ANÁLISIS DE LOS TIEMPOS DE EMISIÓN DE INFORMES DE LAS PRUEBAS MOLECULARES PARA DETECCIÓN DE SARS-CoV-2 EN MUESTRAS DE CIRUGÍA PROGRAMADA EN PANDEMIA DE COVID-19López Barba, J.; De Toro, M.; Rodríguez Ochoa, J.L.; Fernández Cuenca, F.; López Hernández, I.; Liró, J.; Gómez Sánchez, M.D.C.; Pascual, Á.Hospital Universitario Virgen Macarena, Sevilla.

34 P-24IMPACTO CLÍNICO DE LAS COINFECCIONES VIRALES Y BACTERIANAS EN PACIENTES COVID-19 HOSPITALIZADOSCarretero Ledesma, M.C.1; Camacho Martínez, P.2; Berastegui Cabrera, J.1; Abelenda Alonso, G.3; Goikoetxea Aguirre, J.4; Arnaiz de la Revillas, F.5; Pérez Palacios, P.6; Santibañez, S.7; Rombauts, A.3; Blanco Vidal, M.J.4; González Rico, C.5; Valiente, A.6; Alba, J.7; García Díaz, E.8; Carratalà, J.3; Rodríguez Álvarez, R.4; Fernández Martínez, M.5; Pascual, Á.6; Oteo Revuelta, J.A.7; Pachón, J.9; Lepe, J.A.10; Cisnero, J.M.2; Cordero, E.2; Sánchez Céspedes, J.2

1Instituto de Biomedicina de Sevilla, Sevilla; 2Unidad de Enfermedades Infecciosas, Microbiología y Medicina Preventiva, Hospital Universitario Virgen del Rocío, Sevilla; 3Servicio de Enfermedades Infecciosas, Hospital Universitario de Bellvitge, Llobregat; 4Departamento de Enfermedades Infecciosas, Hospital Universitario Cruces, Bizkaia, Bizkaia; 5Servicio de Enfermedades Infecciosas, Hospital Universitario Marqués de Valdecilla, Santander; 6Unidad de Enfermedades Infecciosas, Microbiología y Medicina Preventiva. Hospital Universitario Virgen Macarena, Sevilla; 7Servicio de Enfermedades Infecciosas, Hospital Universitario San Pedro-CIBIR, Logroño, La Rioja, La Rioja; 8Unidad de Urgencias, Hospital Universitario Virgen del Rocío, Sevilla; 9Instituto de Biomedicina de Sevilla (IBiS), Virgen del Rocío y Virgen Macarena / CSIC / Universidad de Sevilla, Sevilla; 10Unidad

de Enfermedades Infecciosas, Microbiología y Medicina Preventiva, Hospital Universitario Virgen del Rocío, Sevilla.

35 P-25

IMPACTO DE LA PANDEMIA POR SARS-CoV-2 EN LA INCIDENCIA DE PORTADORES DE BACTERIAS MULTIRRESISTENTES EN EL HOSPITAL VIRGEN MACARENA (SEVILLA)Delgado Valverde, M.; Portillo Calderon, I.; López Cerero, L.; Pascual Hernández, Á.Hospital Universitario Virgen Macarena, Sevilla.

35 P-26

EPIDEMIOLOGIA BACTERIANA/FÚNGICA EN MUESTRAS DE BAS PROCEDENTES DE PACIENTES INGRESADOS EN LA UNIDAD DE CUIDADOS INTENSIVOS ANTES Y DURANTE LA PANDEMIACorrea, A.; Sena, G.; Pérez, I.; Bardón, P.; Briones, L.

Hospital Costa del Sol, Marbella.

36 P-27

INFECCIÓN BACTERIANA Y USO DE ANTIMICROBIANOS EN PACIENTES INGRESADOS EN LAS TRES OLAS DE LA PANDEMIA POR INFECCIÓN POR SARS-CoV-2Romero Oraá, L.1; Cantón Benito, E.2; Maldonado Lizaraz, N.1; Martínez Suárez, A.1; Salamanca, E.1; Fernández Cuenca, F.1; Rodríguez Baño, J.1; Pascual Hernández, Á.1; Retamar Gentil, P.1

1Hospital Universitario Virgen Macarena, Sevilla; 2Hospital Clínico Universitario, Valladolid.

37 P-28

BACTERIEMIAS POR Enterococcus spp. EN PACIENTES CON INFECCIÓN POR SARS-CoV-2Odero Bernal, V.; Gómez Sánchez, M.C.; Ros Vidal, L.; Sánchez Calvo, J.M.; De Francisco Ramírez, J.L.; López Prieto, M.D.Hospital de Jerez, Jerez de la Frontera.

37 P-29

CRIBADO PERIÓDICO DE SARS-CoV-2 EN MUESTRAS DE SALIVAS EN PERSONAL UCIDe Salazar, A.; Fuentes, A.; Viñuela, L.; Hernandez-Quero, J.; Fuentes, A.; Palacios, A.; Acosta, M.; Yuste, M.E.; Colmenero, M.; García, F.Hospital Universitario San Cecilio, Granada.

37 P-30

FENOTIPOS DE COVID-19 EN PACIENTES DE LAS DOS PRIMERAS OLAS DE LA PANDEMIA, ADMITIDOS EN EL HOSPITAL UNIVERSITARIO VIRGEN MACARENA: VALIDACIÓN DE LA HERRAMIENTA FEN-COVIDMaldonado, N.1; Caponcello, M.G.1; Rey, R.D.A.1; Guitérrez-Campos, D.1; Palacios-Baena, Z.1; Román-Rodríguez, L.2; Delgado-Torralbo, J.A.2; Pérez De León, J.A.3; Peral Gutiérrez-Ceballos, E.3; Castilla-Yelamo, J.3; López-Hernández, I.1; Pascual-Hernández, Á.1; Gutiérrez-Gutiérrez, B.1; Rodríguez-Baño, J.1

1Unidad de Gestión Clínica de Enfermedades Infecciosas, Microbiología y Medicina Preventiva, Hospital Universitario

6

ÍNDICE



Virgen Macarena/Instituto de Biomedicina de Sevilla (IBiS)/Universidad de Sevilla/Centro Superior de Investigaciones Científicas., Sevilla; 2Unidad de Gestión Clínica de Neumología, Hospital Universitario Virgen Macarena, Sevilla; 3Unidad de Gestión Clínica de Medicina Interna, Hospital Universitario Virgen Macarena, Sevilla.

38 P-31

EVALUACIÓN DE LA CAPACIDAD VIRUCIDA DEL DISPOSITIVO DESINFECTANTE DUCTFIT (CLEANAIR)Sanbonmatsu-Gámez, S.; Pedrosa-Corral, I.; Foronda García-Hidalgo, C.; Guillot-Sulay, V.; Navarro-Marí, J.M.Servicio de Microbiología. Hospital Universitario Virgen de las Nieves, Granada.

39 P-32

ESTUDIO PILOTO PARA LA PREVENCIÓN DE LA COVID-19 EN LA FACULTAD DE MEDICINA DE GRANADA: RESULTADOS PRELIMINARESFuentes-Lopez, A.1; De Salazar, A.1; Gonzalez-Herrera, L.2; Hernandez-Quero, J.1; Moleon, J.J.2; Garcia, F.1

1Hospital Universitario de San Cecilio de Granada, Granada; 2Facultad de Medicina, Granada.

39 P-33

ARN SUBGENÓMICO EN SARS-CoV-2Viñuela, L.; De Salazar, A.; Fuentes, A.; Serrano-Conde, E.; Illescas, M.; Chaves, L.; García, F.Hospital Universitario de San Cecilio de Granada, Granada.

40 P-34

DESCRIPCIÓN DE BROTE POR VIRUS WEST NILE DETECTADO EN ÁREA SANITARIA CÁDIZ BAHÍA-LA JANDA EN 2020Rodríguez, M.; Virto, I.; Cebada, C.; Freyre, C.; Martínez, C.

Hospital Universitario de Puerto Real, Puerto Real.

41 ÍNDICE AUTORES

43 NORMAS DE PUBLICACIÓN

7

ARTÍCULOS ORIGINALES



RESUMEN

Las especies del género Bacteroides son las bacterias anaerobias estrictas que se aíslan con mayor frecuencia en muestras clínicas humanas y en los últimos años se ha producido un incremento de las resistencias de este género a los antibióticos más utilizados en clínica. Delafloxacino es un nuevo antibiótico que pertenece al grupo de las fluoroquinolonas, aprobado por la FDA en 2017 y por la AEMPS en 2019, para su uso en infecciones agudas de piel y partes blandas. El objetivo de este estudio es determinar las CMIs con delafloxacino en Bacteroides, y compararla con las obtenidas con moxifloxacino y con otros antibióticos. Se incluyeron 77 aislados de Bacteroides y se determinaron las concentraciones mínimas inhibi-torias (CMI) de delafloxacino, moxifloxacino, ampicilina, cefoxitina, amoxicilina/clavulánico, piperacilina/tazobactam, imipenem, clindamicina y metronidazol mediante tiras de gradiente. La especie aislada con mayor frecuencia fue B. fragilis (78%), seguida de B. vulgatus (10%). Las cepas resistentes frente a clindamicina y metronidazol fueron de 49% y 6%, respectivamente. Un 32% de las cepas fueron resistentes a moxifloxacino, con una CMI90, CMI50 y rango de CMIs de >32μg/ml, 3μg/ml y 0,125->32μg/ml, y de 0,5μg/ml, 0,094μg/ml y <0,002-1,5μg/ml para delafloxacino, respectiva-mente. Con delafloxacino se objetivan valores de CMI50, CMI90 y de rangos de CMIs menores que los obtenidos con moxifloxacino. Por todo ello delafloxacino se convierte una buena opción terapéutica para el tratamiento de las infecciones producidas por Bacteroides.

IntroducciónEl género Bacteroides se encuentra presente en el ser humano formando parte de la microbiota intestinal normal [1]. Dentro de los microorganismos anaerobios, especialmente Bacteroides fragilis, son los que se aíslan con más frecuencia como causantes de infecciones oportunistas, además pueden ser responsables de infecciones intraabdominales, infecciones de heridas e infecciones de piel y tejidos blandos, siendo causante de infecciones monomi-crobianas y participando en infecciones mixtas con bacterias aerobias o anaerobias [1,2].

No es habitual realizar el estudio de sensibilidad a las bacterias anaerobias, y las últimas recomendaciones aconsejan su reali-zación tan sólo en infecciones graves o en estudios epidemioló-gicos [3,4]. A pesar de ello el incremento de las resistencias en este tipo de bacterias hace necesario plantear el estudio de sus perfiles de sensibilidad [5,6]. Cobo et al. [5] muestra tasas de resistencias elevadas frente a penicilina (94%), clindamicina (49%), y algo menor frente a carbapenémicos (1-2%).

Las quinolonas son un grupo de antibióticos ampliamente utili-zados, aunque el desarrollo de resistencias dificulta su uso empírico. Moxifloxacino es una quinolona con actividad frente a anaerobios, lo que la hace útil en el tratamiento de infecciones de piel y partes blandas con participación de estos microorganismos o en neumonías por aspiración. Sin embargo se han comunicado

tasas de resistencia en B. fragilis del 30% [5]. Delafloxacino es un nuevo antibiótico que pertenece al grupo de las fluoroquinolonas, aprobado por la FDA en 2017 y por la AEMPS en 2019, para su uso en infecciones agudas de piel y partes blandas. Este antibiótico presenta como diferencia frente al resto de fluoroquinolonas la ausencia de un sustituyente protonable en la posición C7 de su molécula, disminuyendo así su carácter ácido. Esta característica hace que aumente su actividad bactericida en las condiciones ácidas en las que se producen numerosas infecciones, al contrario de lo que ocurre con los demás antibióticos de este grupo en los que se produce una pérdida de actividad [7,8]. Además presenta otras modificaciones como son la adición de un átomo de cloro en la posición C8 y un sustituyente voluminoso en N1 [8]. Todas estas características hacen que presente un amplio espectro de actividad, siendo eficaz frente a bacterias patógenas gramnega-tivos y grampositivos, incluyendo bacterias anaerobias, al tener la misma afinidad por la ADN girasa y por la topoisomerasa IV [8].

El objetivo de este trabajo es determinar el perfil de resistencia del género Bacteroides, y comprobar las CMIs de delafloxacino en dicho género, comparándolas con las de moxifloxacino, al ser la fluoro-quinolona con mayor actividad en estos microorganismos.

Material y MétodosAislados bacterianos

Los aislados se recuperaron a partir de muestras clínicas tomadas del sitio de la infección y de heces remitidas para coprocultivo, remitidas al servicio de Microbiología del Hospital Universitario Puerta del Mar, Cádiz, desde septiembre de 2018 a enero de 2019. La siembra se realizó en los medios habituales. Para la recupe-ración de los aislados procedentes de heces, éstas se sembraron en medio Schaedler Kanamycin-Vancomycin Agar with 5% Sheep Blood (Becton Dickinson) y se incubaron en atmósfera anaerobia durante 24 horas. El 64,9% (n = 50) de los aislados se obtuvieron de muestras con significación clínica: Absceso 26,0% (n = 20), exudados de heridas 22,1% (n = 17), exudados de úlceras 6,5% (n = 5), biopsias 3,9% (n = 3), sangre 2,6% (n = 2), drenaje 1,3% (n = 1), líquido ascítico 1,3% (n = 1) y líquido peritoneal 1,3% (n = 1). En todas estas muestras estas bacterias se valoraron como microor-ganismos productores y/o participantes de las infecciones diagnos-ticadas. El 35,1% (n = 27) restante se recuperaron a partir de heces de portadores.

Identificación y estudio de susceptibilidad a antimicrobianos

La identificación de género y especie se realizó mediante MALDI-TOF/MS (Bruker Daltonics) directamente de la colonia y añadiendo 1 µL de matriz (Matrix HCCA-portioned, Bruker). Se aceptaron aquellas identificaciones con un log score ≥ 2.0, que es el límite para la identificación a nivel de especie [9]. La sensibilidad se determinó mediante tiras de gradiente de concentración de delafloxacino (E test, BioMerieux), y ampicilina, cefoxitina, amoxicilina/clavulánico,

DELAFLOXACINO, UNA NUEVA FLUOROQUINOLONA ACTIVA FRENTE A BACTEROIDES

Salud Rodríguez-Pallares1, Ana Ruiz-Castillo1, Fátima Galán-Sánchez1, Manuel A. Rodríguez-Iglesias1

1 UGC Microbiología. Hospital Universitario Puerta del Mar. Avenida Ana de Viya 21, 11009 Cádiz.

Autor de correspondencia:

Salud Rodríguez Pallares

E-mail: [email protected]

8




piperacilina/tazobactam, imipenem, clindamicina, metronidazol y moxifloxacino (MTS, Liofilchem), en medio Brucella Blood Agar with Hemin and Vitamin K1 (Becton Dickinson). El control de calidad de las tiras de gradiente de ampicilina, cefoxitina, amoxicilina/clavu-lánico, piperacilina/tazobactam, imipenem y moxifloxacino se realizó con la cepa patrón Esherichia coli ATCC 25922, y se utilizó la cepa patrón Staphylococcus aureus ATCC 29213 para el control de calidad de las tiras de gradiente de clindamicina, atendiendo a las recomendaciones EUCAST Quality Control (versión 9.0). La lectura de las CMIs se realizó tras 18±2 horas de incubación a 37oC, en atmósfera anaerobia. La interpretación de las CMIs frente moxifloxacino y cefoxitina se realizó según CLSI (2019). La interpre-tación de los puntos de corte del resto de antibióticos estudiados se realizó según EUCAST (versión 9.0). Actualmente no existen puntos de corte para la interpretación de la CMI frente a delafloxacino.

Extracción de ADN y detección de gen nim

La extracción de ADN y la detección del gen nim se realizó en aquellos aislados clasificados como resistentes a metronidazol. Para la extracción de ADN se tomaron colonias crecidas en placa, se resuspendieron en 100µl de agua y se incubaron a 100⁰C durante 10 min. Se realizó una centrifugación a 13.400 rpm durante 2 min, y el sobrenadante fue transferido a un nuevo tubo. Para la detección del gen nim se utilizaron los cebadores y las condiciones de PCR descritos por Eitel et al. [10], añadiendo un control positivo del gen.

ResultadosEn el total de 77 aislados se incluyen 39 B. fragilis (50,6%) y 38 aislados de especies diferentes a B. fragilis (49,4%), consideradas como B. no-fragilis, e identificadas como 13 B. ovatus (16,9%), 13 B. vulgatus (16,9%), 6 B. thetaiotaomicron (7,8%), 3 B. uniformis (3,9 %), 2 B. caccae (2,6%) y 2 B. faecis (2,6%). Atendiendo a la distribución de especies obtenidas exclusivamente a partir de muestras clínicas (n = 50) encontramos: 39 B. fragilis (78%), 5 B. vulgatus (10%), 3 B. ovatus (6%) y 3 B. thetaiotamicron (6%).

La CMI90, CMI50 y rango de CMI frente a delafloxacino para todos los aislados estudiados fue de 0,5 µg/ml, 0,094 µg/ml y <0,002-1,5 µg/ml, respectivamente, mientras que frente a moxifloxacino los valores fueron >32 µg/ml, 3 µg/ml y 0,125->32 µg/ml, respectiva-mente. Los valores obtenidos de CMIs atendiendo a los diferentes grupos se encuentran reflejados en la Tabla 1.

Tabla 1. Distribución de las concentraciones mínimas inhibitorias (CMIs) a delafloxacino (DFX) y moxifloxacino (MFX) en cepas de Bacteroides.

CMI 50 (µg/ml)

CMI 90 (µg/ml)

Rango de CMIs (µg/ml)

Bacteroides fragilis

DFX 0,125 0,5 0,016-1

MFX 3 >32 0,125->32

Bacteroides no-fragilis

DFX 0,064 0,38 <0,002-1,5

MFX 3 >32 0,125->32

Bacteroides spp.DFX 0,094 0,5 <0,002-1,5

MFX 3 >32 0,125->32

Bacteroides spp. (origen fecal)

DFX 0,094 0,5 <0,002-1

MFX 4 >32 0,125->32

Bacteroides spp. (origen clínico)

DFX 0,094 0,5 0,002-1

MFX 2 >32 0,25->32

Respecto a moxifloxacino, el 41,6 % (n=32) fueron resistentes, el 14,3 % (n=11) tenían una susceptibilidad intermedia y el 45,5 % (n=35) fueron sensibles.

En el estudio de los perfiles de resistencia de estos aislados a otros

antibióticos ensayados se obtuvieron resistencias a ampicilina (97%), clindamicina (49%) cefoxitina (19%), piperacilina/tazobactam (10%), amoxicilina/clavulánico (7%), y metronidazol (6%). Ninguna de las cepas fue resistente a imipenem.

La PCR de detección del gen nim fue negativa en los 4 aislados resis-tentes a metronidazol.

Discusión

En nuestro estudio B. fragilis ha sido la especie predominante en las muestras clínicas, seguida de B. vulgatus, B. ovatus y B. thetaiotaomicron. La distribución de especies con B. fragilis como especie mayoritaria se repite en diversos estudios [11], aunque se encuentran diferencias en la frecuencia de aislamientos del resto de especies, como ocurre con B. tethaiotamicron, que suele encon-trarse dentro de las especies más frecuentes en nuestra zona [5] y en nuestro estudio no representa un grupo amplio de cepas. La distribución de las especies de este género varía según la región geográfica, el método de recogida de las muestras, el aislamiento y el método de identificación [12], por lo que no es de extrañar esta variación.

Las fluoroquinolonas, especialmente moxifloxacino, son una opción terapéutica en el tratamiento de infecciones por Bacteroides spp., sin embargo la aparición de resistencias es un riesgo cuando se utiliza este tipo de antibióticos. La resistencia a quinolonas en el género Bacteroides se produce, principalmente, por mutaciones en GyrA. También pueden verse implicadas mutaciones en GyrB, ParC y ParE, aunque en mucha menor frecuencia. Estos mecanismos no son los únicos, ya que la capacidad antimicrobiana de las quino-lonas también puede verse reducida por bombas de expulsión activa [13]. La tasa de resistencia frente a moxifloxacino de los aislados en nuestro estudio fue del 41,6%, valor superior a lo encontrado en nuestra zona, que se mantiene en torno al 30% [1,5]. Esta resistencia es mayor en B. fragilis que en el grupo B. no-fragilis. Este incremento en la resistencia frente a moxifloxacino, quinolona más activa hasta el momento para este grupo de anaerobios, hace necesario incorporar a nuestro arsenal terapéutico nuevos antibió-ticos que compartan las ventajas de este grupo, como su amplio espectro y buena penetración pulmonar y en piel y tejidos blandos.

En la actualidad, delafloxacino se encuentra aprobado para su uso en infecciones de piel, tejidos y partes blandas, aunque ya se están realizando estudios para aprobar su utilización en infecciones respiratorias [14,15]. En nuestro estudio, las CMIs obtenidas con delafloxacino fueron menores a las obtenidas con moxifloxacino, con CMIs90 de 0,5 µg/ml y >32 µg/ml, respectivamente. Además, en todos los aislados catalogados como resistentes frente a moxifloxacino (rango de CMI = 8->32 µg/ml), se obtuvieron CMIs frente a delafloxacino mucho menores (rango de CMI = 0,004-1,5 µg/ml), por lo que podría ser efectiva incluso en la mayoría de las cepas consideradas como resistentes a quinolonas. Actualmente no hay puntos de corte establecidos para la determinación de resistencias frente a delafloxacino en este género, por lo que la tasa de cepas resistentes no puede estudiarse. Esta diferencia de CMIs frente a ambas quinolonas se mantiene tanto en el grupo de B. fragilis como en B. no-fragilis, así como en los aislados clínicos y los obtenidos a partir de heces. Estos datos concuerdan con los estudios previos realizados con este nuevo antibiótico tanto en cepas de B. fragilis como en otros anaerobios gramnegativos, y se mantienen en otros grupos de microorganismos [7,14,15].

Respecto al perfil de sensibilidad de las cepas incluidas en nuestro estudio frente a otros antibióticos, no encontramos resistencias frente a imipenem, como se describe en otras publicaciones, en las que los porcentajes de cepas resistentes se mantienen en torno al 1% [5,16]. Teniendo en cuenta la baja probabilidad de encontrarlas,

9




esta diferencia puede deberse a no tener un número mayor de cepas incluidas en el estudio. En cambio, la resistencia frente a clindamicina es muy elevada (49% de aislados resistentes). Estos elevados porcentajes de resistencia a clindamicina se confirman en estudios recientes realizados en España [5,17], y parece que este aumento ha sido importante en las dos últimas décadas [16,18,19]. Por otro lado, es infrecuente encontrar cepas resistentes a metro-nidazol, aunque en nuestro estudio encontramos un 6% de los aislados que sí lo eran, todos ellos aislados de muestras clínicas. Estas resistencias empiezan a aparecer en la actualidad por todo el mundo [5,20]. El gen nim no ha sido detectado en ninguno de los aislados resistentes. La secuenciación masiva ha puesto de manifiesto en los últimos años nuevos genes pertenecientes a este grupo que no son detectados por los cebadores univer-sales NIM3-NIM5 utilizados comúnmente. Por tanto la resistencia a metronidazol de estas cepas puede deberse a la presencia de nuevos genes nim descritos recientemente, como el gen nimJ, o bien deberse a otros mecanismos de resistencias tales como bombas de expulsión de antibióticos, mayor capacidad de reparación del ADN, o la activación de sistemas antioxidantes de defensa [21].

Esta situación disminuye las opciones terapéuticas que tenemos frente a estos microorganismos.

Estos resultados confirman que las modificaciones introducidas en este nuevo antibiótico, respecto al resto de quinolonas que actual-mente encontramos disponibles y autorizadas, hacen que las CMIs obtenidas frente a delafloxacino sean mucho menores frente a este género y, por tanto, sea una buena alternativa terapéutica en infecciones asociadas a Bacteroides.

Fuente de FinanciaciónLa presente investigación no ha recibido niguna beca específica de agencias de los sectores públicos, comercial, o entidades sin ánimo de lucro.

Conflicto de interesesNinguno.

Bibliografía[1] Nagy E, Urbán E. Antimicrobial susceptibility of Bacteroides fragilis group isolates in Europe: 20years of experience. Clin Microbiol Infect 2011;17:371–9. doi:10.1111/j.1469-0691.2010.03256.x.[2] Kierzkowska M, Majewska A, Szymanek-Majchrzak K, Sawicka-Grzelak A, Mlynarczyk A, Mlynarczyk G. The presence of antibiotic resistance genes and bft genes as well as antibiotic susceptibility testing of Bacteroides fragilis strains isolated from inpatients of the Infant Jesus Teaching Hospital, Warsaw during 2007–2012. Anaerobe 2019;56:109–15. doi:10.1016/j.anaerobe.2019.03.003.[3] Brook I, Wexler HM, Goldstein EJC. Antianaerobic antimicrobials: Spectrum and susceptibility testing. Clin Microbiol Rev 2013;26:526–46. doi:10.1128/CMR.00086-12.[4] Author T, Society ID, Permissions F. cr ipt ce cr ipt Ac ce pt 2015:1–25.[5] Cobo F, Rodríguez-Granger J, Pérez-Zapata I, Sampedro A, Aliaga L, Navarro-Marí JM. Antimicrobial susceptibility and clinical findings of significant anaerobic bacteria in southern Spain. Anaerobe 2019;59:49–53. doi:10.1016/j.anaerobe.2019.05.007.[6] Ank N, Sydenham T V., Iversen LH, Justesen US, Wang M. Characterisation of a multidrug-resistant Bacteroides fragilis isolate recovered from blood of a patient in Denmark using whole-genome sequencing. Int J Antimicrob Agents 2015;46:117–20. doi:10.1016/j.ijantimicag.2015.02.024.[7] Jorgensen SCJ, Mercuro NJ, Davis SL, Rybak MJ. Delafloxacin: Place in Therapy and Review of Microbiologic, Clinical and Pharmacologic Properties. Infect Dis Ther 2018;7:197–217. doi:10.1007/s40121-018-0198-x.[8] Tulkens PM, Van Bambeke F, Zinner SH. Profile of a novel anionic fluoroquinolone - Delafloxacin. Clin Infect Dis 2019;68:S213–22. doi:10.1093/cid/ciy1079.[9] Nagy E, Becker S, Kostrzewa M, Barta N, Urbán E. The value of MALDI-TOF MS for the identification of clinically relevant anaerobic bacteria in routine laboratories. J Med Microbiol 2012;61:1393–400. doi:10.1099/jmm.0.043927-0.[10] Eitel Z, Sóki J, Urbán E, Nagy E. The prevalence of antibiotic resistance genes in Bacteroides fragilis group strains isolated in different European countries. Anaerobe 2013;21:43–9. doi:10.1016/j.anaerobe.2013.03.001.

[11] Johnsen BO, Handal N, Meisal R, Bjørnholt JV, Gaustad P, Leegaard TM. erm gene distribution among Norwegian Bacteroides isolates and evaluation of phenotypic tests to detect inducible clindamycin resistance in Bacteroides species. Anaerobe 2017;47:226–32. doi:10.1016/j.anaerobe.2017.06.004.[12] Kouhsari E, Mohammadzadeh N, Kashanizadeh MG, Saghafi MM, Hallajzadeh M, Fattahi A, et al. Antimicrobial resistance, prevalence of resistance genes, and molecular characterization in intestinal Bacteroides fragilis group isolates. Apmis 2019;127:454–61. doi:10.1111/apm.12943.[13] Wexler HM. Bacteroides: The good, the bad, and the nitty-gritty. Clin Microbiol Rev 2007;20:593–621. doi:10.1128/CMR.00008-07.[14] Van Bambeke F. Delafloxacin, a non-zwitterionic fluoroquinolone in Phase III of clinical development: Evaluation of its pharmacology, pharmacokinetics, pharmacodynamics and clinical efficacy. Future Microbiol 2015;10:1111–23. doi:10.2217/fmb.15.39.[15] Bassetti M, Della Siega P, Pecori D, Scarparo C, Righi E. Delafloxacin for the treatment of respiratory and skin infections. Expert Opin Investig Drugs 2015;24:433–42. doi:10.1517/13543784.2015.1005205.[16] Jeverica S, Kolenc U, Mueller-Premru M, Papst L. Evaluation of the routine antimicrobial susceptibility testing results of clinically significant anaerobic bacteria in a Slovenian tertiary-care hospital in 2015. Anaerobe 2017;47:64–9. doi:10.1016/j.anaerobe.2017.04.007.[17] Betriu C, Culebras E, Gómez M, López F, Rodríguez-Avial I, Picazo JJ. Resistance trends of the Bacteroides fragilis group over a 10-year period, 1997 to 2006, in Madrid, Spain. Antimicrob Agents Chemother 2008;52:2686–90. doi:10.1128/AAC.00081-08.[18] Durán MT, Molina F. Antibiotic sensitivity of anaerobic bacteria isolated during one year (1993) TT - Susceptibilidad antimicrobiana de bacterias anaerobias aisladas en un año (1993). Enferm Infecc Microbiol Clin 1996;14:370–6.[19] Gilarranz-Luengo R, Chamizo-López FJ, Horcajada-Herrera I, Bordes-Benítez A. Trends in antimicrobial susceptibility among anaerobes in Gran Canaria: Analysis of 15-years data. Enferm Infecc Microbiol Clin 2016;34:210–1. doi:10.1016/j.eimc.2015.07.004.[20] Boyanova L, Kolarov R, Mitov I. Recent evolution of antibiotic resistance in the anaerobes as compared to previous decades. Anaerobe 2015;31:4–10. doi:10.1016/j.anaerobe.2014.05.004.[21] Alauzet C, Lozniewski A, Marchandin H. Metronidazole resistance and nim genes in anaerobes: A review. Anaerobe 2019;55:40–53. doi:10.1016/j.anaerobe.2018.10.004.

10




RESUMEN

Se ha diseñado un protocolo de PCR a tiempo real para, simul-táneamente, detectar Borrelia spp. e identificar específicamente B. hispanica (especie endémica en nuestro país) en muestras de sangre. La PCR diseñada ofrece una sensibilidad y especificidad del 100%. Es un protocolo versátil que puede ser llevado a cabo en cualquier equipo de amplificación/detección. Dicha técnica se ha implantado en el hospital de La Merced de Osuna, situado en la zona donde se han declarado el mayor número de casos de fiebre recurrente transmitida por garrapatas de España.

IntroducciónLa fiebre recurrente transmitida por garrapatas (FRTG) es una zoonosis causada por espiroquetas del género Borrelia. El artrópodo vector es una garrapata blanda del género Ornithodoros que está presente en toda América, África tropical, Asia y Europa. En Europa, el mayor riesgo endémico se encuentra en la Península Ibérica y en países del área mediterránea1. En España se han notificado casos en zonas rurales de Andalucía, Castilla y León y Extremadura 2,3.

Dentro de su área de distribución, existe una relación específica entre la especie de Ornithodoros transmisor y la especie de Borrelia infectante. En España, la especie de Borrelia relacionada con la FRTG ha sido identificada como B. hispanica4,5.

La infección se transmite a los seres humanos cuando la garrapata infectada pica, eliminando borrelias con la saliva o el excremento que liberan mientras se alimenta. Típicamente, estas garrapatas habitan en madrigueras de roedores y refugios de pequeños mamíferos1 y, con frecuencia, su presencia pasa inadvertida debido a que se alimentan por la noche y su picadura es indolora6.

En España, la FRTG es una enfermedad de declaración obligatoria. En Andalucía, se notificaron un total de 85 casos en el período 2003-2017, lo que representa el 11% de las enfermedades infor-madas transmitidas por garrapatas. Las zonas más afectadas fueron Sevilla (67%), seguida de Málaga (17,6%) y Córdoba (10,6%)7; no obstante, la incidencia de esta enfermedad podría estar subes-timada por la baja sospecha y la dificultad en el diagnóstico8.

El método de referencia para el diagnóstico de la FRTG es la tinción de Giemsa de las extensiones de sangre finas y/o gruesas, la visua-lización de las espiroquetas se realiza al microscopio óptico con el objetivo de inmersión. Dado que se necesita una densidad de al menos 104 espiroquetas/ml en extensiones gruesas y 105/ml en extensiones finas de sangre para detectarlas, la sensibilidad de la microscopía es limitada9. Se han utilizado varios protocolos para aumentar la sensibilidad de la detección microscópica, uno de ellos es la doble centrifugación de la muestra de sangre inoculada en tubo de heparina10 y otro es la detección cuantitativa de la capa leucocitaria (buffy coat) en tubos recubiertos con naranja de acridina en microscopio de fluorescencia11, este último es muy sensible pero requiere experiencia técnica e infraestructura en el laboratorio y, además, no identifica la especie de Borrelia. Otros procedimientos de diagnóstico, como el cultivo y la inoculación de animales, no son rentables en clínica, tienen solo interés académico.

La serología es de poca utilidad debido a que es un diagnóstico tardío, con falsos negativos porque las espiroquetas que causan la FRTG producen diferentes proteínas de membrana externa y la respuesta de anticuerpos se puede dar sólo frente a algunas de las proteínas incluidas en los ensayos serológicos. También se han detectados algunos casos falsos positivos por reacción cruzada con la sífilis y la enfermedad de Lyme9.

La detección molecular ha sido descrita como útil para el diagnóstico de FRTG, incluso sobre muestras con muy baja carga bacteriana, y además ofrece la posibilidad de identificar la especie. Sarih y cols.12 demostraron que la amplificación por PCR y la secuenciación del dominio IGS era un método sensible para la detección de B. hispanica. Además, se han diseñado protocolos de PCR en tiempo real usando sondas taqman® dirigidas frente a un fragmento del gen que codifica para el ARN 16S que detecta Borrelia spp.13 y frente a fragmentos específicos de los genes glpQ de B. crocidurae, recN de B. duttonii/recurrentis y recC de B. hispanica14. En 2014, se publicó la secuencia completa de B. hispanica15.

Material y MétodosSe incluyeron en el estudio un total de 225 muestras de pacientes pertenecientes al Área de Gestión Sanitaria de Osuna (AGSO):

DISEÑO E IMPLEMENTACIÓN DE UNA TÉCNICA DE REACCIÓN EN CADENA DE LA POLIMERASA PARA EL DIAGNÓSTICO DE LA BORRELIOSIS ENDÉMICA

Mª Carmen Domínguez Jiméneza, Irene Pedrosa Corralb, Jaime Borrego Jiménezb, Mercedes Pérez Ruizb, Mª Carmen González Fernándeza, María Esther Roldán Fontanaa

a Laboratorio Microbiología Hospital de La Merced. Avenida de la Constitución s/n. 41640 Osuna, Sevilla, España.

b Laboratorio Microbiología Hospital de Virgen de las Nieves. Avenida de las Fuerzas Armadas, 2. 18014 Granada, España

E-mails autores:

[email protected]

[email protected]

[email protected]

[email protected]

[email protected]

[email protected]

Autor de correspondencia:

María Carmen Domínguez Jiménez1

1 C/ Dr. López Tarruellas, 6-A. 41940 Tomares (Sevilla)

11




1. Estudio retrospectivo de muestras de sangre total en EDTA congeladas: 46 muestras con Giemsa positivo y 22 con Giemsa negativo, extraídas entre enero de 2014 y marzo de 2019 de pacientes diagnosticados o sospechosos de padecer una FRTG, de ellas, nueve muestras habían sido enviadas e identificadas en el Centro Nacional de Microbiología como B.hispanica.

2. Estudio prospectivo: desde el 21/05/2019 hasta el 30/11/2019 y desde el 01/05/2020 hasta el 10/09/2020 se incorporaron prospectivamente 157 muestras de sangre total de casos sospechosos extraídos tras aplicar los siguientes criterios clínicos y analíticos siguientes16: fiebre, neutrofilia (>65%), plaquetopenia (< 200.000/mm3) y Proteína C Reactiva >70 mg/L. Se excluyeron los pacientes ingresados en UCI.

Se utilizó la tinción con Giemsa al 10% de las extensiones de sangre para identificar las muestras en las que se observaban espiroquetas.

Se diseño y validó una técnica de PCR múltiple a tiempo real, con sondas Taqman® que permitía detectar Borrelia spp. e identi-ficar B. hispanica en las muestras de sangre. Esta PCR permite amplificar en un mismo tubo un fragmento del gen ARNr 16S para detección de Borrelia spp. y un fragmento del gen recC, para detección específica de B. hispanica. Además incluye cebadores y sonda para la amplificación de un fragmento de la RNAsa P humana, (https://www.who.int/csr/resources/publications/swineflu/CDCrealtimeRTPCRprotocol_20090428.pdf).

Se realizó la PCR con el ADN extraído y purificado de las muestras de sangre mediante el sistema automatizado MagNAPure Compact (Roche Diagnostics).

La PCR se puso a punto con una muestra positiva, con alta carga bacteriana, que se utilizó para ensayar diferentes combinaciones de protocolos de amplificación, concentraciones de cebadores y sonda y reactivos comerciales. Una vez optimizadas las condiciones de amplificación, se calculó el límite de detección y los errores intra e inter-ensayo de la técnica.

Para la validación analítica, se utilizaron las muestras retrospectivas para el cálculo de la sensibilidad, y ADN de 25 cepas bacterianas de la colección del servicio de Microbiología del Hospital Virgen de las Nieves (HVN) para el cálculo de la especificidad de la técnica.

Se analizaron en paralelo las 225 muestras mediante tinción de Giemsa y PCR.Los equipos utilizados para la realización de la PCR múltiple a tiempo real fueron: CFX96 (Bio-Rad) en el Hospital Virgen de las Nieves (HVN) y Cobas z 480 (Roche Diagnostics) en el Hospital de La Merced (HLM).

Se creó una base de datos en MS Excel con la identificación de las muestras, los resultados del Giemsa y de la PCR y los valores analí-ticos (porcentaje de neutrófilos, número de plaquetas y valor de la Proteína C Reactiva) de las muestras procesadas.

Se recogieron las características epidemiológicas y analíticas de los casos del estudio retrospectivo y de los casos prospectivos. Los datos recogidos fueron:

-Epidemiológicos: sexo (H/M), edad (años), residencia (rural/urbana), ocupación (actividades agrícolas/ otras), antecedente de picadura de garrapata (si/no).

-Analíticos: % neutrófilos, nº plaquetas/mm3, valores de Proteína C Reactiva (mg/L).

-Clínicos: fiebre (>38,5ºC), escalofríos, cefalea, dolor abdominal, vómitos, artralgias y mialgias.

-Microbiológicos: resultado cualitativo del Giemsa (presencia/ausencia de espiroquetas), resultado de la PCR (positivo/negativo.

Si positivo: Borrelia spp./ B. hispanica).

Resultados Los resultados obtenidos tras el análisis de las muestras positivas conservadas desde el año 2014 hasta marzo de 2019 y las obtenidas desde mayo de 2019 hasta septiembre de 2020, a través de la regla informática que captaba todas las muestras que cumplían los requi-sitos de laboratorio y clínicos establecidos, aparecen en la Tabla 1. Las características demográficas, epidemiológicas, clínicas y analí-ticas de los 57 pacientes diagnosticados con esta PCR múltiple en tiempo real se muestran en la Tabla 2.

Tabla 1. Resultados obtenidos en el ensayo de las 225 muestras

Muestras (n=255)PCR (Borrelia spp + Borrelia hispanica)

Positiva Negativa

GiemsaPositivo 53 0

Negativo 18a 154

aTodas las muestras con PCR positivas para Borrelia spp. fueron identificadas por PCR como B. hispanica.*18 PCR positivas de 12 pacientes, de los cuales, 8 fueron diagnosticados por PCR y 4 eran pacientes con Giemsa anteriormente positivo que, con los días de evolución, se habían negativizado

Tabla 2. Variables clínicas, demográficas, epidemiológicas y analíticas de los casos diagnosticados por PCR

Variables N=57

Síntomas n(%)

Fiebre (>38.5ºC) 57 (100)

Cefalea 27 (47,4)

Vómitos 24 (42,1)

Dolor abdominal 19 (33,3)

Artralgias 16 (28,1)

Mialgias 15 (26,3)

Escalofríos 10 (17,5)

Demográficas y Epidemiológicas n (%)

Sexo Hombre, n (%) 34 (59,6)

Edad(años)* 37 (25-52)

Residencia rural, n (%) 44 (77,2)

Actividad agrícola/ganadera, n (%) 11 (19,3)

Antecedente picadura garrapata, n (%) 12 (21,0)

Hallazgos analíticos

Plaquetas, mil/mm3* 67,5 (37-110)

Thrombocitopenia (<130,000/mm3), n (%) 47 (82,4)

Neutrofilos (%)* 77,2 (73,7-81,9)

Neutrofilia (>65%), n (%) 55 (96,5)

Proteína C Reactiva (mg/L) * 284,4 (221,7-341,5)

Elevación Proteína C Reactiva (>5 mg/L), n (%) 57 (100)

*mediana (rango interquartilico).

La técnica de PCR diseñada demostró una sensibilidad y especifi-cidad del 100%. El error intraensayo de la técnica fue <1% y el error

https://www.who.int/csr/resources/publications/swineflu/CDCrealtimeRTPCRprotocol_20090428.pdf

https://www.who.int/csr/resources/publications/swineflu/CDCrealtimeRTPCRprotocol_20090428.pdf

12




inter-ensayo fue <1,5%.

La PCR demostró versatilidad ya que los resultados obtenidos en los equipos utilizados en los dos laboratorios fueron equivalentes.

DiscusiónEl AGSO es un área endémica de FRTG, los pacientes son diagnos-ticados sobre la base de características clínicas inespecíficas y la observación microscópica, poco sensible y no específica de especie. La extracción de la muestra de sangre se debe hacer en la fase febril que es cuando las borrelias se multiplican en el torrente circulatorio. Las muestras se negativizan en 1-3 días, ya que, con el reconocimiento inmunitario, estas bacterias son eliminadas del torrente circulatorio y secuestradas en órganos internos, dando origen a los periodos afebriles intercurrentes.

Los hallazgos analíticos más comunes en nuestra serie, consis-tentes con lo observado con anterioridad en nuestra área sanitaria16 han sido la trombocitopenia, especialmente durante la etapa temprana de la infección, con una mediana de 67.500 plaquetas/mm3, la cual puede ser explicada por el fenómeno de unión de las bacterias directamente a las plaquetas durante la infección, lo que da como resultado una mayor destrucción plaquetaria, hemorragia prolongada o lesión endotelial, cuyo grado se correlaciona con el grado de espiroquetemia17. También hemos observado la presencia de neutrofilia, que no produce leucocitosis por la aparición de linfo-penia compensatoria. Al igual que en estudios previos18-20, dentro de las alteraciones bioquímicas observadas destacan una elevación importante (mediana= 284,4 mg/L) de los niveles de proteína C reactiva.

La comparación de la técnica molecular de PCR múltiple en tiempo real, diseñada y aplicada en este estudio, con la técnica clásica de microscopía, demostró la mayor sensibilidad de la primera, detec-tando 13 positivos (8,3%) en las 157 muestras analizadas en el estudio prospectivo en comparación con las 7 muestras positivas por microscopía (4,4%), tras el examen de las extensiones por microscopistas expertos, también se pone en valor la ventaja epidemiológica de identificar la especie B. hispanica.

Parola y cols.13 utilizando una PCR en tiempo real específica para el gen de ARNr 16S encontraron que 27 (13%) de 206 muestras de pacientes febriles en zonas rurales de Senegal eran positivas, mientras que el examen de los frotis de sangre gruesos realizados en los dispensarios identificaron solo 4 (2%) como positivas y 15 (7%) cuando eran revisadas por segunda vez por microscopistas altamente capacitados. Las especies identificadas por PCR fueron B. crocidurae, B. duttonii , B. hispanica y B. parkeri . Se han mostrado resultados similares en pacientes infectados con B. hispanica en Marruecos21.

De igual manera, en la comparación de los resultados de la PCR en tiempo real que identificaba B. miyamotoi en el estudio de Telford y cols 22 ,de las 20 muestras de sangre positivas con la PCR, ninguna (0%) contenía espiroquetas demostrablesdespués del examen de 100 campos de los frotis gruesos y sólo 2 de 20 mostraron espiro-quetas cuando el examen se extendió a 300 campos, llegaron a la conclusión de que, aunque el diagnóstico podría confirmarse mediante el examen de los frotis de sangre gruesos, la sensibi-lidad es baja y requiere una duración prolongada del examen microscópico.

En base a los resultados obtenidos concluímos que la utilización para el diagnóstico de la técnica molecular que hemos desarrollado ha mejorado el diagnóstico de esta enfermedad y ha permitido la identificación simultánea de la especie infectante.

Financiación/conflicto de interesesTítulo del proyecto: “Diseño e implementación de una técnica de Reacción en Cadena de la Polimerasa para el diagnóstico de la Borreliosis endémica”- Ayudas SAMPAC a Investigación científica.

Conflicto de intereses: ninguno.

Bibliografía1. Cutler SJ. Relapsing fever Borreliae. A global review. Clin Lab Med. 2015; 35 (4):847-652. Sánchez-Yebra W, Díaz Y, Molina P, Sedeño, Giner P, Vitutia MM, Anda P. Fiebre recurrente transmitida por garrapatas. Descripción de 5 casos. Enferm Infecc Microbiol Clin.1997;15:77-81.3. Anda P, Sánchez-Yebra W, del Mar Vitutia M, Pérez Pastrana E, Rodríguez I, Miller NS, Backenson PB, Benach JL . A new Borrelia species isolated from patients with relapsing fever in Spain. Lancet. 1996; 348:162-5.4. Toledo A, Anda P, Escudero R, Larsson C, Bergstrom S, Benach JL. Phylogenetic analysis of a virulent Borrelia species isolated from patients with Relapsing Fever. J Clin Microbiol.2010; 48: 2484-89.5. Trape JF, Diatta G, Arnathau C, Bitam I, Sarih M, Belghyti D, Bouattour A, Elguero E, Vial L, Mané Y, Baldé C, Pugnolle F, Chauvancy G, Mahé G, Granjon L, Duplantier JM, Durand P, Renaud F. The epidemiology and geographic distribution of relapsing fever borreliosis in west and north Africa, with a review of the Ornithodoros erraticus complex (Acari: Ixodida). PLoS One. 2013;8(11) e78473.6. Larsson C, Andersson M, Bergström S. Current issues in relapsing fever. Current Opinion in Infectious Diseases 2009; 22: 443-49.7. Calderón Cid M; Fernández García MA; Enric Duran Pla E. Sº Vigilancia y Salud Laboral. Consejería de Salud. Junta de Andalucía. Enfermedades transmitidas por garrapata en Andalucía. BES 4418. 2018; Vol.23 nº 44. 8. Escudero-Nieto R, Guerrero-Espejo A. Enfermedades producidas por Borrelia. Enferm Infecc Microbiol Clin 2005; 23: 232-40.9. Dworkin MS, Schwan TG, Anderson Jr DE, Borchardt SM. Tick-Borne Relapsing Fever. Infect Dis Clin North Am. 2008; 22: 449–68.10. Larsson C, Bergström S. A novel and simple method for laboratory diagnosis of relapsing fever Borreliosis. Open Microbiol J. 2008; 2: 10-2.11. Cobey FC, Goldbarg SH, Levine RA, Patton CL. Detection of Borrelia (relapsing fever) in rural Ethiopia by means of the quantitative buffy coat technique. Am J Trop Med Hyg. 2001; 65:164-5.12. Sarih M, Garnier M, Boudebouch N, Bouattour A, Rihani A, Hassar M, Gern DP, Cornet M. Borrelia hispanica relapsing fever, Morocco. Emerg Infect Dis. 2009; 15:1626-9.13. Parola P, Diatta G, Socolovschi C, Mediannikov O, Tall A, Bassene H, Trape JF, Raoult D. Tick-Borne Relapsing Fever Borreliosis, Rural Senegal. Emerg Infect Dis 2011;17:883-5. 14. Elbir H, Henry M, Diatta G, Mediannikov O, Sokhna C, Tall A, Socolovschi C, Cutler SJ, Bilcha KD, Ali J, Campelo D, Barker SC, Raoult D, Drancourt M. Multiplex Real-Time PCR diagnostic of relapsing fevers in Africa. PLoS Negl Trop Dis.2013; 7:1-5 e2042.15. Elbir H, Larsson P, Upreti M, Normark J, Bergström S. Genome sequence of the relapsing fever Borreliosis species Borrelia hispanica. Genome Announc. 2014; 2: 1 e01171-13.16. Domínguez MC, Vergara S, Gómez MC, Roldán ME.Epidemiology of Tick-Borne Relapsing Fever in Endemic Area, Spain. Emerg Infect Dis. 2020; 26(5): 849–856. doi: 10.3201/eid2605.190745.17. Spirochete-platelet attachment and thrombocytopenia in murine relapsing fever borreliosis. Alugupalli KR, Michelson AD, Joris I, Schwan TG, Hodivala-Dilke K, Hynes RO, Leong JM. Blood 2003; 102(8):2843-50.18. Wyplosz B, Mihaila-Amrouche L, Baixench MT, Bigel ML, Berardi-Grassias L, Fontaine C, et al. Imported tickborne relapsing fever, France. Emerg Infect Dis. 2005;11:1801–3. 19. García-Soler P, Núñez-Cuadros E, Milano-Manso G, Ruiz Sánchez P. [Severe Jarisch-Herxheimer reaction in tick-borne relapsing fever] [in Spanish]. Enferm Infecc Microbiol Clin. 2011;29:710–1.20. Leen I, Bruynseels P, Mukadi BK, van Oort M, van den Akker M. A 13-year old girl with pancytopenia at the presentation of a Borrelia hispanica infection: a case report and review of the literature. J Med Case Reports. 2017;11:51. 21. Sarih M, Garnier M, Boudebouch N, Bouattour A, Rihani A, Hassar M, Gern L, Postic D, Cornet M. Borrelia hispanica relapsing fever, Morocco. Emerg Infect Dis. 2009;15(10):1626-9. 22. Telford SR, Goethert HK, Molloy PJ, Berardi V. Blood Smears Have Poor Sensitivity for Confirming Borrelia miyamotoi Disease. J Clin Microbiol. 2019; 57(3):e01468-18.

13

DOCUMENTOS Y RECOMENDACIONES SAMPAC



CONSIDERACIONES INICIALES

El método de diagnóstico microbiológico de referencia para la identificación de SARS-CoV-2 es la detección de ARN del virus en muestras respiratorias mediante una PCR de cribado positiva y una PCR de confirmación en un gen alternativo al de cribado también positiva.

Se ha planteado el uso de métodos alternativos basados en la detección de antígeno del virus en muestras respiratorias o en la detección de los anticuerpos (IgM, IgG, en algunos casos IgA) producidos por una persona sospechosa de estar infectada por el virus. La mayoría de los formatos para estos métodos se basan en técnicas de inmunocromatografía, que permiten la obtención rápida de resultados. En la actualidad, hay demasiada poca infor-mación científica sobre el uso de estas técnicas de diagnóstico rápido.

Los test de antígeno basados en el método de oro coloidal tienen una sensibilidad tan baja (en torno al 30%, muy lejos de la indicada por los fabricantes) que no son de utilidad en la práctica clínica. Un método alternativo de lectura fluorométrica ha mostrado una sensibilidad en estudios realizados en España de solo el 58% (de nuevo, lejos del 92% indicado por el fabricante). Estas cifras desaconsejan el uso de estos test como sustitutos de la PCR, muy en especial en las zonas de menor prevalencia de COVID-19, como, por el momento, Andalucía.

Los test de detección de anticuerpos permiten detectar la respuesta inmunitaria en individuos infectados. La sensibilidad de estos test depende del tiempo transcurrido desde la infección, siendo baja antes de los 7 días y aumentando paulatinamente tras ese tiempo. Los estudios realizados en España indican que la sensibilidad global de test de detección de IgG+IgM mediante inmunocromatografía oscila entre el 56,5% y el 64%, alcanzando el 75% en pacientes con más de 7 días de evolución de COVID-19. Es de esperar una baja sensibilidad en pacientes inmunodeprimidos. Aunque en muchos estudios se han indicado valores de especificidad del 100%, ello requiere evaluaciones más detalladas que tengan en cuenta situaciones de detección inespecífica de IgM (p. ej., activación policlonal,…) o de IgG (p. ej., respuesta cruzada a otros coronavirus circulantes), que sin duda, afectarán a la especificidad. Finalmente, es muy importante destacar que la sensibilidad y especificidad de estas pruebas depende de la prevalencia de la infección, y su utilidad vendrá determinada, en gran medida, por ese parámetro.

Para la realización de estos test se recomienda usar sangre obtenida de vía venosa periférica; no hay información disponible sobre su posible utilización con sangre completa extraída con lanceta. Las muestras clínicas deben tratarse como potencialmente infecciosas y se consideran de categoría B, circunstancia que debe tenerse en cuenta al implementar estos test. Por todo ello, estas pruebas se deben realizar en los laboratorios de Microbiología Clínica.

Como parte fundamental del diagnóstico microbiológico, cuando se considere el uso de estas pruebas, y desde el punto de vista de la seguridad del paciente, debe garantizarse la trazabilidad de las

mismas, incluyendo el registro del resultado obtenido en la corres-pondiente historia clínica.

Utilidad de los test de anticuerpos en distintos escenarios

1. Pacientes con alta sospecha clínica, y hallazgos radiológicos compatibles con infección por COVID19, con ingreso hospita-lario y PCR inicial negativa en muestra respiratoria.

2. Pacientes atendidos en Servicios de Urgencia, ingresados en centros sociosanitarios o que se encuentren en domicilio, con al menos 7 días de evolución desde el inicio de los síntomas de COVID-19. El criterio temporal es fundamental, porque de otro modo la sensibilidad del test es inaceptablemente baja.

Idealmente, la determinación debe realizarse en los Servicios/Unidades de Microbiología, donde se garantiza tanto la lectura del resultado por personal experto como la trazabilidad de la muestra y del resultado. Además, la dinámica de atención en los servicios de urgencia hospitalaria puede complicar la reali-zación del test a la cabecera del paciente.

3. Detección de respuesta inmunitaria en profesionales sanitarios y cuidadores de residencias sanitarias que hayan tenido un resultado positivo previo de PCR en muestra respiratoria, han cumplido el correspondiente periodo de aislamiento y estén libres de sintomatología, lo que permitiría su reincorporación al puesto de trabajo con un mínimo riesgo de trasmisión de SARS-CoV-2. Para esta indicación, se deben utilizar técnicas automatizables, que proporcionan una gran capacidad de procesamiento y tiempos de respuesta adecuados, no recomendándose los denominados test rápidos.

4. Estudio epidemiológico de la inmunidad de los profesionales sanitarios en su conjunto, lo que resultará fundamental para la planificación de la respuesta del sistema sanitario en caso de una segunda o de sucesivas oleadas de COVID-19. Se debe emplean la misma tecnología que se indica en el apartado #3.

5. Identificación de posibles donantes altamente reactivos para generar suero hiperinmune de utilidad terapéutica.

6. Evaluación de la respuesta a la vacuna, cuando la misma esté disponible.

7. Estudios de investigación.

Los test de anticuerpos NO ESTÁN RECOMENDADOS para el estudio de contactos de casos positivos para SARS-CoV (incluyendo a los profesionales sanitarios); dada su baja sensibilidad en los primeros días de transmisión, por lo que su uso podría generar unas falsas expectativas de seguridad en la población general.

La realización de los test de anticuerpos puede llevarse a cabo, en esta primera fase de la pandemia, empleando pruebas individuales en formato de inmunocromatografía, pero como ya se ha señalado, se recomienda la implementación de ensayos basados en ELISA o en quimioluminiscencia tan pronto como estos estén disponibles en el mercado, lo que permitirá un flujo de trabajo más adecuado en los Servicios/Unidades de Microbiología de nuestro sistema sanitario.

RECOMENDACIONES DE LA SOCIEDAD ANDALUZA DE MICROBIOLOGÍA Y PARASITOLOGÍA CLÍNICA (SAMPAC) PARA EL USO DE LOS TEST DE DETECCIÓN DE ANTÍGENO O DE DETECCIÓN DE ANTICUERPOS PARA EL DIAGNÓSTICO DE LA INFECCION POR SARS-CoV-2 (COVID-19)

4 de abril de 2020.

Luis Martínez Martínez, Federico García García, José María Navarro Marí y Álvaro Pascual Hernández, en representación de la SAMPAC.

14




ANTECEDENTES

La actual pandemia por SARS-CoV-2 está generando una situación, cambiante cada día, pero en ningún momento exenta de sobre-carga para los Servicios/Unidades de Microbiología, en las que en ocasiones no se ha podido dar respuesta en el tiempo deseado por problemas ajenos a los profesionales de la Microbiología Clínica.

La mejor herramienta para el diagnóstico de confirmación de la COVID-19 es la Reacción en Cadena de la Polimerasa con Transcriptasa Inversa (RT-PCR). Existen múltiples sistemas comer-ciales de RT-PCR, más o menos automatizados, que se han ido implementando desde el principio de la pandemia. Sin embargo, casi ninguno de ellos ha estado exento de problemas de suministro por rotura de stock. Esto ha obligado a los servicios de Microbiología a proveerse de diferentes sistemas, cada uno con su particular protocolo y, por tanto, al continuo entrenamiento del personal del laboratorio, que incluye FEA, EIR, TEL, y personal administrativo.

En la situación actual de la pandemia debe abordarse: diagnóstico de la infección de población sintomática, comunitaria y hospita-lizada, cribado previo de personas que van a someterse a inter-vención quirúrgica, cribado para establecer las medidas de control adecuadas en centros y unidades socio-sanitarias con personas especialmente vulnerables, rastreo de contactos de casos confir-mados y cribado de personal sanitario. Esto ha aumentado aún más la demanda en Microbiología y especialmente del diagnóstico por PCR.

Existen ya numerosos trabajos que evidencian que el uso del pooling podría ayudar a mejorar el flujo de trabajo de los labora-torios clínicos, contribuyendo a una reducción en el consumo de material y reactivos.

Este documento recoge las consideraciones más relevantes acerca del pooling para detección de SARS-CoV-2 mediante RT-PCR, en base a la evidencia científica hasta la fecha (18 de septiembre de 2020).

Definición y antecedentesPooling (también referido en inglés como pool testing, pooled testing o batch testing) se refiere a la mezcla (pool) de muestras respira-torias para detección de ARN de SARS-CoV-2 mediante RT-PCR. Si un pool es negativo, significa que todas las muestras del mismo son negativas. Si un pool es positivo, hay que confirmar cuál o cuáles de las muestras del mismo son positivas.

Este procedimiento se ha utilizado previamente para detección de agentes infecciosos mediante serología y PCR. Se remonta a los años 40 del siglo pasado, en que Dorfman propuso el empleo del pooling en el cribado de sífilis en soldados durante la segunda guerra mundial. Se viene usando también en los centros de transfusiones para el cribado en donantes de sangre de hepatitis B, hepatitis C, VIH, virus del Nilo Occidental y, recientemente, SARS-CoV-2.

Métodos de poolingSe han descrito varios métodos de pooling para detección de ARN de SARS-CoV-:

Método 1. Se basa en un primer paso de pooling con un número determinado de muestras en cada pool y posterior confirmación individual de los pools positivos.

Método 2. Utiliza un pooling en dos pasos, un primer paso con pools con mayor número de muestras y un segundo paso con pools más pequeños de los pools positivos del primer paso, con lo que, final-mente, quedan menos muestras por confirmar individualmente.

Los métodos 1 y 2 serían los más simples y fáciles de llevar a cabo en poblaciones con baja prevalencia de infección (<1%).

Método 3. Es un método similar al método 2, pero en el segundo paso se usa una matriz multi-dimensional para diseñar el pooling. Los pools son solapantes y se disponen en filas y columnas, de forma que una misma muestra está incluida en los pools de las filas y columnas que la contienen. Este método permite extrapolar el resultado individual positivo, en función de los pools positivos en este segundo paso, por cruce de resultados de filas y columnas.

Método 4. Es una matriz en un único paso, donde las filas serían el número de determinaciones y las columnas, el número de muestras. Este método es probablemente el más eficiente, pero el más difícil de llevar a cabo porque requiere evaluación previa de las dimensiones de la matriz para que se tenga que repetir el menor número posible de muestras de forma individual. Ghosh y cols. han diseñado un método para la realización de pooling en matrices cuyas dimensiones están en función del número esperado de positivos, y proporcionan una aplicación para Android que permite el cálculo del pooling y la interpretación de los resultados.

Sensibilidad, especificidad y eficiencia del poolingExisten numerosos trabajos que han evaluado el pooling en comparación con la técnica realizada en muestras individuales, con diferentes estrategias: pooling desde la muestra original (previa extracción del ARN viral) vs desde la RT-PCR (con ARN extraído y purificado), varios métodos de pooling como el método en dos pasos o pooling en matriz, diferente número de muestras en los pools, que va de 2 a 64, varios genes de SARS-CoV-2 vs un solo gen, etc.

En general, los mejores resultados se obtienen con muestras agrupadas en pools de no más de 5-10 muestras, en función de la prevalencia o grupo de población que se esté estudiando. En estos casos, los valores de sensibilidad y valor predictivo negativo son superiores al 95% y la especificidad y valor predictivo positivo se mantienen en el 100%.

Para determinar el número óptimo de muestras a incluir en un pool, se han descrito modelos matemáticos y aplicaciones infor-máticas, que realizan este cálculo basados en la prevalencia de la infección y sensibilidad y especificidad del test a emplear.

El uso del pooling se demuestra también como eficiente para reducir los costes asociados al material y reactivos necesarios. Cuando la prevalencia de la infección es baja, el empleo de técnicas de pooling permite reducir estos gastos en más de un 70%. A medida que aumenta la prevalencia, para un método simple de pooling en dos pasos, el ahorro va disminuyendo y la carga de trabajo aumenta al

CONSIDERACIONES SOBRE EL EMPLEO DE POOLING DE MUESTRAS RESPIRATORIAS PARA DETECCIÓN DE SARS-CoV-2 MEDIANTE RT-PCR

Mercedes Pérez-Ruiz, Luis Martínez Martínez, Federico García García, en representación de la Sociedad Andaluza de Microbiología y Para-sitología Clínica (SAMPAC).

15




hacerlo el número de pools positivos que requieren confirmación individual. En el peor de los escenarios, se ha demostrado que con una prevalencia del 20%, el ahorro en material es del 17%.

En condiciones idóneas de toma de muestra, el valor de Ct de la PCR en tiempo real puede ser inversamente proporcional a la cantidad de ARN viral en la muestra y por ello, se ha usado para semi-cuantificar la carga viral y para comparar el método individual con el pooling. Se ha demostrado que el pooling con un número pequeño de muestras no aumenta el valor de Ct en más de 2, variación aceptable y dentro del error inter-ensayo intrínseco a la RT-PCR. Sin embargo, pools con más de 10 muestras muestran un aumento de >4 Ct, lo cual puede conllevar la obtención de falsos resultados negativos en muestras con baja carga viral. Algunos autores han demostrado que muestras con valores de Ct>35 en la determinación individual pueden ser negativas dentro de un pool cuando el resto de muestras en el mismo son negativas. Este patrón es típico de fases convalecientes de la infección, en las que es frecuente la detección del ARN viral en cantidades borderline y en muchas ocasiones, de uno solo de los genes.

Además, diferentes trabajos muestran variaciones en el rendi-miento del pooling que puede estar asociado a la técnica usada, a los genes diana, al grupo de población estudiado, etc.

Por tanto, cada laboratorio debería realizar una validación previa del pooling con sus reactivos y equipos específicos, seleccionando la población diana que se podría beneficiar mejor del método en función también de la prevalencia local, para garantizar un resultado fiable.

Ámbito y aplicaciones del poolingLos resultados de los diferentes trabajos que han evaluado la utilidad del pooling de muestras para RT-PCR de SARS-CoV-2 han llevado a proponer su aplicación para determinados fines:

• Estimación de la prevalencia de la infección. El ECDC propone un método de pooling para analizar la prevalencia aplicable en sistemas de vigilancia.• Cribado de grupos de población: podría ser útil para identi-ficar casos positivos en grupos específicos asintomáticos, en los que actualmente se está empleando la PCR mediante cribados masivos, como trabajadores sanitarios a la vuelta de vacaciones y pacientes que van a ser sometidos a intervención quirúrgica y otras intervenciones invasivas.• Vigilancia de infección nosocomial, en pacientes hospitali-zados y trabajadores de hospital asintomáticos.• Diagnóstico de infección en situaciones de epidemiología favo-rable de la infección, es decir, cuando la prevalencia es baja.• Para el estudio de contactos estrechos de casos confirmados de COVID-19 en los que la prevalencia de positivos supere valores del 10% (como en brotes en residencias, centros de internamiento, etc…en los que ya se han identificado un nº importante de casos) el pooling no parece aconsejable. En el resto de las situaciones de contactos estrechos, cuando la prevalencia de positivos no supera el 10% en la mayoría de los casos, el pooling podría ser una herramienta a utilizar.

Limitaciones:

• Un factor que ningún trabajo ha tenido en cuenta es la traza-bilidad de las muestras. Actualmente ni las aplicaciones de los sistemas comerciales de RT-PCR ni los sistemas informáticos de los laboratorios de Microbiología poseen una herramienta para garantizar la trazabilidad de las muestras cuando se emplea el pooling, en especial para la emisión de resultados. • La automatización de la realización de pools (desde la mezcla de muestras hasta la transmisión de resultados al SIL) no está

disponible en todos los laboratorios. • Si alguna de las etapas se debe ejecutar de forma manual, existe la posibilidad de que se produzcan errores (transcripción de resultados, mezcla de muestras, etc.). • Debe eliminarse el riesgo de contaminaciones cruzadas, que disminuirán si los robots están bien diseñados, no forman aero-soles al pipetear y tienen un adecuado protocolo de desconta-minación de equipos.• Los métodos basados en matrices suponen una alta carga de trabajo por su complejidad.• Por todas las consideraciones anteriores, los tiempos de respuesta pueden aumentar según el escenario que se presente en cada situación.

ConclusionesEl empleo del pooling puede reducir los costes de reactivos de PCR, siendo mayor esta reducción a medida que disminuye la preva-lencia de infección en la población de estudio. Por tanto, su utilidad en sistemas de vigilancia, especialmente en periodos de circulación baja del virus podría ser de gran utilidad.

Sin embargo, cada laboratorio debe estudiar detalladamente si sería rentable el empleo del pooling, dado que para ello, tendría que tener conocimiento previo de la prevalencia estimada de la población a estudiar, evaluar el efecto del pooling en la sensibilidad y especificidad de la técnica mediante validación interna y de la sobrecarga de trabajo que podría implicar realizar confirmación de muchos pools positivos, También tiene que tenerse en cuenta la capacidad de cada laboratorio de garantizar la trazabilidad de las muestras sin herramientas informáticas para tal fin.

BibliografíaAbdalhamid B, Bilder CR, McCutchen EL, Hinrichs SH, Koepsell SA, Iwen PC. Assessment of Specimen Pooling to Conserve SARS-CoV-2 Testing Resources. Am J Clin Pathol. 2020 May 5;153(6):715-718. doi:10.1093/ajcp/aqaa064. Abid S, Ferjani S, El Moussi A, Ferjani A, Nasr M, Landolsi I, Saidi K, Gharbi H, Letaief H, Hechaichi A, Safer M, Ben Alaya NBE, Boubaker IB. Assessment of sample pooling for SARS-CoV-2 molecular testing for screening of asymptomatic persons in Tunisia. Diagn Microbiol Infect Dis. 2020 Jul 5;98(3):115125. doi: 10.1016/j.diagmicrobio.2020.115125. Aragón-Caqueo D, Fernández-Salinas J, Laroze D. Optimization of group size in pool testing strategy for SARS-CoV-2: A simple mathematical model. J Med Virol. 2020 Apr 24:10.1002/jmv.25929. doi: 10.1002/jmv.25929.Ben-Ami R, Klochendler A, Seidel M, Sido T, Gurel-Gurevich O, Yassour M, Meshorer E, Benedek G, Fogel I, Oiknine-Djian E, Gertler A, Rotstein Z, Lavi B, Dor Y, Wolf DG, Salton M, Drier Y; Hebrew University-Hadassah COVID-19 Diagnosis Team. Large-scale implementation of pooled RNA extraction and RT-PCR for SARS-CoV-2 detection. Clin Microbiol Infect. 2020 Jun 23;26(9):1248–53. doi:10.1016/j.cmi.2020.06.009. CDC. Centers for Disease Control and Prevention. Interim guidance for use of pooling procedures in SARS-CoV-2 diagnostic, screening, and surveillance testing. Disponible en: https://www.cdc.gov/coronavirus/2019-ncov/lab/pooling-procedures.html (fecha de acceso: 31/08/20).Chang L, Yan Y, Zhao L, et al. No evidence of SARS-CoV-2 RNA among blood donors: A multicenter study in Hubei, China. Transfusion. 2020;1–9. 10.1111/trf.15943.de Salazar A, Aguilera A, Trastoy R, Fuentes A, Alados JC, Causse M, Galán JC, Moreno A, Trigo M, Pérez-Ruiz M, Roldán C, José Pena M, Bernal S, Serrano-Conde E, Barbeito G, Torres E, Riazzo C, Cortes-Cuevas JL, Chueca N, Coira A, Sanchez-Calvo JM, Marfil E, Becerra F, Gude MJ, Pallarés Á, Pérez Del Molino ML, García F. Sample pooling for SARS-CoV-2 RT-PCR screening. Clin Microbiol Infect. 2020 Sep 9:S1198-743X(20)30537-1. doi: 10.1016/j.cmi.2020.09.008.Dorfman R. The detection of defective members of large populations. Annals of Mathematical Statistics. 1943;14:436–440.Ghosh S, Rajwade A, Krishna S, Gopalkrishnan N, Schaus TE, Chakravarthy A, Varahan S, Appu V, Ramakrishnan R Shashank Ch, Jindal M, Bhupathi V, Gupta A, Jain A, Agarwal R, Pathak S, Rehan MA, Consul S, Gupta Y, Gupta N, Agarwal P, Goyal R, Sagar V, Ramakrishnan U, Krishna S, Yin P, Palakodeti D, Gopalkrishnan M. Tapestry: A Single-Round Smart Pooling Technique for COVID-19 Testing. medRxiv 2020.04.23.20077727; doi:https://doi.org/10.1101/2020.04.23.20077727.Gupta E, Padhi A, Khodare A, Agarwal R, Ramachandran K, Mehta V, Kilikdar M, Dubey S, Kumar G, Sarin SK. Pooled RNA sample reverse transcriptase real time

https://www.cdc.gov/coronavirus/2019-ncov/lab/pooling-procedures.html

https://www.cdc.gov/coronavirus/2019-ncov/lab/pooling-procedures.html

https://doi.org/10.1101/2020.04.23.20077727

16




PCR assay for SARS-CoV-2 infection: A reliable, faster and economical method. PLoS One. 2020 Jul 30;15(7):e0236859. doi: 10.1371/journal.pone.0236859. Hogan CA, Sahoo MK, Pinsky BA. Sample Pooling as a Strategy to Detect Community Transmission of SARS-CoV-2. JAMA. 2020 Apr 6;323(19):1967–9. doi:10.1001/jama.2020.5445. Lim KL, Johari NA, Wong ST, Khaw LT, Tan BK, Chan KK, Wong SF, Chan WLE, Ramzi NH, Lim PKC, Hakim SL, Voon K. A novel strategy for community screening of SARS-CoV-2 (COVID-19): Sample pooling method. PLoS One. 2020 Aug 28;15(8):e0238417. doi:10.1371/journal.pone.0238417. Lohse S, Pfuhl T, Berkó-Göttel B, Rissland J, Geißler T, Gärtner B, Becker SL, Schneitler S, Smola S. Pooling of samples for testing for SARS-CoV-2 in asymptomatic people. Lancet Infect Dis. 2020 Apr 28:S1473-3099(20)30362-5. doi:10.1016/S1473-3099(20)30362-5. Mallapaty S. The mathematical strategy that could transform coronavirus testing. Nature. 2020 Jul;583(7817):504-505. doi: 10.1038/d41586-020-02053-6.Nalbantoglu OU. Group testing performance evaluation for SARS-CoV-2 massive scale screening and testing. BMC Med Res Methodol. 2020 Jul 2;20(1):176. doi:10.1186/s12874-020-01048-1. Perchetti GA, Sullivan KW, Pepper G, Huang ML, Breit N, Mathias P, Jerome KR, Greninger AL. Pooling of SARS-CoV-2 samples to increase molecular testing throughput. J Clin Virol. 2020 Aug 2;131:104570. doi:10.1016/j.jcv.2020.104570.Petrucca A, Borro M, Lionetto L, Gentile G, Alari A, Simmaco M, Santino I. Validation of a small-size pooling approach targeting hospital surveillance of SARS-CoV-2 infection. Infect Control Hosp Epidemiol. 2020 Jul 30:1-2. doi:10.1017/ice.2020.380. Täufer M. Rapid, large-scale, and effective detection of COVID-19 via non-adaptive testing. J Theor Biol. 2020 Aug 16;506:110450. doi:10.1016/j.jtbi.2020.110450.Torres I, Albert E, Navarro D. Pooling of nasopharyngeal swab specimens for SARS-CoV-2 detection by RT-PCR. J Med Virol. 2020 May 5:10.1002/jmv.25971. doi:10.1002/jmv.25971. Yelin I, Aharony N, Shaer Tamar E, Argoetti A, Messer E, Berenbaum D, Shafran E, Kuzli A, Gandali N, Shkedi O, Hashimshony T, Mandel-Gutfreund Y, Halberthal M, Geffen Y, Szwarcwort-Cohen M, Kishony R. Evaluation of COVID-19 RT-qPCR test in multi-sample pools. Clin Infect Dis. 2020 May 2:ciaa531. doi:10.1093/cid/ciaa531.

17

BIENVENIDA JORNADAS VIRTUALES SAMPAC



SOBRE “COVID-19 Y OTRAS ENFERMEDADES VÍRICAS EMERGENTES” 17 Y 18 DE JUNIO DE 2021

En nombre de la Junta Directiva de la SAMPAC quiero agradecer vuestra participación en esta Jornada Virtual. La pandemia del SARS-CoV-2 ha afectado a la vida de las personas, pero muy especialmente a los profesionales sanitarios. Entre ellos el papel de los microbiólogos ha sido, y sigue siendo, esencial y ejemplar. Nos hemos tenido que enfrentar a todo tipo de avatares y dificul-tades, sin embargo, hemos cumplido en condiciones muy difíciles y estamos dando la respuesta adecuada a este desafío. Hemos tenido que aprender “en tiempo real”, con escasez de reactivos y equipamientos, con falta de personal y sin evidencia científica contrastada. Y a pesar de todo ello, la respuesta de los microbió-logos en Andalucía, ha sido excepcional.

La SAMPAC, consciente de la necesidad de información contrastada, organizó el año pasado dos webinars sobre actua-lización de la COVID-19. Hemos considerado, además, que sería importante organizar una breves Jornadas Virtuales, donde se pudieran discutir en distintos foros todo lo que hemos aprendido y todo lo que necesitamos saber para seguir afrontando esta pandemia. Las Jornadas pretenden facilitar la discusión e inter-cambio de opiniones en esta materia. No pretenden competir con nuestra reunión anual, que este año se celebrará oportunamente en el mes de noviembre, pero parecía poco razonable esperar hasta entonces para discutir un problema de salud tan relevante como el que estamos viviendo. Tampoco queríamos que la actual pandemia ocultara otras situaciones de alarma sanitaria que ha vivido nuestra Comunidad en estos meses, como ha sido el brote por el virus West Nile, que, además, amenaza con volver cuando las condiciones climáticas sean las adecuadas.

Estas Jornadas son, por otro lado, un homenaje a nuestros socios, a los microbiólogos clínicos, y también a todas las empresas diagnós-ticas y farmacéuticas que nos han seguido apoyando en este año tan difícil, y que en muchos casos, han estado colaborando con nosotros hombro con hombro en la lucha contra esta pandemia.

Esperamos que disfrutéis estas Jornadas. Echaremos de menos la cercanía de los compañeros y amigos y el calor de las discusiones y reuniones presenciales, pero seguro que entre todo conseguimos que la Jornada sea un éxito y cumpla sus objetivos.

Luís Martínez, en nombre de la Junta Directiva de la SAMPAC

18

COMITÉ CIENTÍFICO JORNADAS VIRTUALES SAMPAC



Felipe Fernández Cuenca

Francisco Franco Álvarez de Luna

Carolina Freyre Carrillo

Federico García García

Fernando García García

Luis Martínez Martínez

Álvaro Pascual Hernández

Ana Belén Pérez Jiménez

Sara Sanbonmatsu Gámez

María Isabel Viciana Ramos

19

PROGRAMA CIENTÍFICO JORNADAS VIRTUALES SAMPAC



16 DE JUNIO

16:00 - 17:00 hrs.

Simposio pre-jornada (patrocinado por PFIZER)REPERCUSIÓN DE LA PANDEMIA COVID EN LA RUTINA DIARIA DE MICROBIOLOGÍA

Moderación/Introducción: Manuel Rodríguez Iglesias. Hospital Universitario Puerta del Mar (Cádiz).

Diagnóstico temprano de la Aspergilosis Pulmonar Invasiva en pacientes COVID-19 en una unidad de cuidados intensivos Experiencia en un hospital de segundo nivel. Juan Manuel Sánchez Calvo. Hospital Universitario de Jerez (Jerez de la Frontera, Cádiz).

Abordaje de la multirresistencia en BGN: papel de Ceftazidima - Avibactam. Mª Dolores Rojo Martín. Hospital Regional Universitario (Málaga).

17:30 - 18:30 hrs.

Simposio pre-jornada (patrocinado por SHIONOGI)NUEVOS MECANISMOS DE ACCIÓN PARA ENFRENTARNOS A BGN MULTIRRESISTENTES

Situación actual de la multirresistencia en Andalucía y nuevas alternativas para combatirla. Mercedes Delgado Valverde. Hospital Universitario Virgen Macarena (Sevilla).

Experiencia clínica en el tratamiento de BGN-MR.

Dr. Jose María Reguera. Hospital Universitario Regional (Málaga).

Dudas y preguntas

17 DE JUNIO

15:00 - 16:30 hrs.

Mesa Redonda 1ASPECTOS MICROBIOLÓGICOS DE LA COVID-19

Moderador: Federico García García. Hospital Universitario San Cecilio (Granada).

Diagnóstico de SARS-CoV-2. Puntos clave. ¿Cómo afectará al diagnóstico microbiológico en el futuro? Mercedes Pérez Ruiz. Hospital Regional Universitario (Málaga).

Secuenciación de SARS-CoV-2 ¿una oportunidad para los servi-cios de Microbiología? José Antonio Lepe Jiménez. Hospital Virgen del Rocio (Sevilla).

Impacto de la COVID-19 en los servicios de Microbiología ¿Cuándo recuperaremos nuestra actividad normal? ¿Cuál será el coste para la microbiología clínica? Manuel Rodríguez Iglesias. Hospital Universitario Puerta del Mar (Cádiz).

20

PROGRAMA CIENTÍFICO JORNADAS VIRTUALES SAMPAC



16:30 - 17:30 hrs.Simposio integrado (patrocinado por BIOMERIEUX)

TORQUE TENO VIRUS (TTV) Y POTENCIALES APLICACIONES CLÍNICAS

Moderador: José María Navarro Marí. Hospital Universitario Virgen de las Nieves (Granada).

Torque Teno Virus: aspectos virológicos y su traslación clínica en el trasplante de progenitores hematopoyéticos. David Navarro Ortega. Hospital Clínico Universitario de Valencia (Valencia).

Cinética de TTV como marcador inmunológico en receptores de trasplante de órgano sólido. Mario Fernández-Ruiz. Hospital Universitario 12 de octubre, Instituto de Investigación Hospital 12 de octubre (i+12) (Madrid).

17:30 - 18:00 hrs.

Paseo virtual por los posters

Moderadora: Sara Sanbonmatsu Gámez. Hospital Universitario Virgen de las Nieves (Granada).

18:00 - 18:05 hrs.

InauguraciónLuís Martínez Martínez. Hospital Universitario Reina Sofía (Córdoba). Presidente de la SAMPAC.

18:05 - 19:05 hrs.

Conferencia QUÉ PUEDEN APORTAR LAS CIENCIAS SOCIALES Y LAS HUMANIDADES A LA PANDEMIA

Moderador: Álvaro Pascual Hernández. Hospital Universitario Virgen Macarena (Sevilla).

Federico Soriguer Escofet. Miembro de número de la Academia Malagueña de Ciencias (Málaga).

18 DE JUNIO

14:00 - 15:00 hrs.¡Pregunta al autor! (Comunidad virtual de autores presentadores de posters con la audiencia)

Moderador: Felipe Fernández Cuenca. Hospital Universitario Virgen Macarena (Sevilla).

15:00 - 16:30 hrs.

Mesa Redonda 2ACTUALIZACIÓN DE LA EPIDEMIOLOGÍA, INMUNOLOGÍA Y TRATAMIENTO DE LA COVID-19

Moderador: Francisco Franco Álvarez de Luna. Hospital Universitario Juan Ramón Jiménez (Huelva).

Situación epidemiológica actual. Papel de las nuevas variantes

de SARS-CoV-2. Antoni Trilla García. Epidemiólogo. Catedrático de Medicina Preventiva de la Facultad de Barcelona (Barcelona).

Inmunopatología de la infección por SARS-CoV-2. Inmunidad celular.

Aurora Jurado Roger. Hospital Universitario Reina Sofía (Córdoba).

Actualización del tratamiento de la COVID-19. Navegando en el empirismo. José Manuel Lomas Cabezas. Hospital Universitario Virgen del Rocío (Sevilla).

16:30 - 17:30 hrs.Simposio integrado (Patrocinado por ROCHE DIAGNOSTICS)

DIAGNÓSTICO MOLECULAR DE SARS-CoV-2: DÓNDE ESTAMOS Y HACIA DÓNDE NOS DIRIGIMOS

Diagnóstico molecular en el manejo de la infección por SARS-CoV-2: Ventajas e inconvenientes. Dolores Folgueira López. Hospital Universitario 12 de Octubre (Madrid).

Modelo de screening de variantes de SARS-CoV-2 por PCR en tiempo real. Federico García García. Hospital Universitario San Cecilio (Granada).

17:30 - 18:00 hrs.

Paseo virtual por los posters

Responsable: Sara Sanbonmatsu Gámez. Hospital Universitario Virgen de las Nieves (Granada).

18:00 - 19:00 hrs.Hablemos con los expertos:

INFECCIONES POR VIRUS WEST NILE

Moderadora: M. Dolores López Prieto. Hospital Universitario de Jerez. (Cádiz).

Aspectos microbiológicos: José María Navarro. Hospital Universitario Virgen de las Nieves (Granada).

Aspectos clínicos: José Miguel Cisneros. Hospital Universitario Virgen del Rocío (Sevilla).

19:00 - 19:05 hrs.

CLAUSURALuis Martínez Martínez. Hospital Universitario Reina Sofía (Córdoba). Presidente de la SAMPAC.

21

RESÚMENES COMUNICACIONES POSTER JORNADAS VIRTUALES SAMPAC



P-01

VIGILANCIA DEL SARS-CoV-2, RESULTADOS DE SECUENCIACIÓN EN ANDALUCÍA OCCIDENTAL

Camacho Martinez, P.1; Merino Diaz, L.1; Pupo, M.I.1; Riazzo, C.2; Rodriguez-Iglesias, M.A.3; Franco Alvarez De Luna, F.4; De Toro, M.5; Sánchez-Calvo, J.M.6; Martinez-Rubio, M.C.7; Becerril-Carral, B.8; Ruiz-Aragón, J.M.9; Roldán-Fontana, M.E.10; Bernal-Martinez, S.11; Chavez, M.12; Plata-Rosales, C.13; Castaño, M.A.14; Lepe, J.A.1

1Hospital Universitario Virgen Del Rocío, Sevilla; 2Hospital Universitario Reina Sofía, Córdoba; 3Hospital Universitario Puerta Del Mar, Cádiz; 4Hospital Juan Ramón Jiménez, Huelva; 5Hospital Universitario Virgen Macarena, Sevilla; 6Hospital Del S.A.S. De Jerez De La Frontera, Jerez De La Frontera; 7Hospital Universitario De Puerto Real, Puerto Real; 8Hos-pital Del S.A.S. Punta De Europa, Algeciras; 9Hospital Comarcal De La Línea De La Concepción, La Línea De Concepción; 10Hospital La Merced (Ags Osuna), Osuna; 11Hospital Universitario Virgen De Valme, Sevilla; 12Hospital San Juan De Dios (Aljarafe), Sevilla; 13Hospital Infanta Marga-rita, Cabra; 14Hospital Infanta Elena, Huelva.

ObjetivoComunicar para Andalucía occidental los resultados de secuen-ciación del SARS-CoV-2 de muestras enviadas dentro del marco de la Instrucción de Vigilancia del SARS-CoV-2 en Andalucía de la Consejería de Salud y del Plan de Preparación y Respuesta y la Comisión de Salud Pública del Consejo Interterritorial de Integración de la Secuenciación Genómica en la Vigilancia del SARS-CoV-2.

Material y MetodosEl estudio incluyó 2042 eluidos (SARS-CoV-2 positivos con cts generalmente menores de 30) pertenecientes al periodo febrero-abril de 2021 y enviados al Laboratorio de Referencia de Coronavirus del Hospital Universitario Virgen del Rocío desde hospitales de Andalucía occidental para su caracte-rización genómica. De ellos, 281 correspondían a casos de sospecha de reinfección/fallo vacunal o infección grave. La caracterización se realizó mediante secuenciación masiva: construcción de librerías mediante protocolo ARTIC modificado (en la etapa inicial de forma manual y posteriormente automa-tizada en unidades robóticas Opentrons) y secuenciación mediante plataformas Illumina (NextSeq, MiSeq). La asignación de linajes se realizó en base al software Phylogenetic Assignment of Named Global Outbreak Lineages (PANGOLIN), mediante un pipeline desarrollado por el Área de Bioinformática Clínica de la Fundación Progreso y Salud.

ResultadosDe las 2042 eluidos recibidos, 45 (2,2%) no se pudieron secuenciar por baja calidad de su material genético. Los 1997 restantes, mostraron la siguiente asignación de linajes:-Linajes VOC: 1686 (84,4% de las muestras secuenciadas), de ellas 1662 correspondían a la variante británica B.1.1.7 (83,2%), 16 a la variante brasileña P1 (0,8%) y 8 a la sudafricana B.1.351 (0,4%)-Linajes VUI: 5 (0,2%), de ellas 4 correspondían al linaje A.23.1 y 1 al B.1.525. -Linajes no VOC/VUI: 306 (15,4%) de los cuales 223 (11,2%) correspondían al linaje B.1.177 y el resto (4,2%) a otros linajes de menor interés epidemiológico.

El subgrupo de sospecha de reinfección/fallo vacunal o infección grave, incluyó 281 muestras, con la siguiente correspondencia de linajes: -Linajes VOC: 245 (87,2%) linaje B.1.1.7, 5 (1,8%) P1 y 4 (1,4%) B.1.351.-Linajes VUI: 1 (0,4%) linaje B.1.525.-Linajes no VOC/VUI: 26

22




(9,2%) con predominio del linaje B.1.177.

ConclusionesSe constata una circulación mayoritaria del linaje VOC B.1.1.7 y a bajo nivel de los linajes VOC P1 y B.1.351 en Andalucía occidental. Este predominio, es extrapolable a los casos de reinfección/fallo vacunal o infección grave. Estos porcentajes han ido aumentando paulatinamente en cada semana epidemiológica.

P-02

DISTRIBUCIÓN DE VARIANTES DE SARS-CoV-2 EN ANDALUCÍA ORIENTAL OBTENIDAS MEDIANTE SECUENCIACIÓN DE GENOMA COMPLETO

Chueca, N.1; De Salazar, A.1; Fuentes-Lopez, A.1; Viñuela, L.1; Liebana, C.2; Roldan, C.2; Cantudo, P.3; Quesada, A.A.4; Viciana, I.5; Clavijo, E.5; Sena, G.6; Berdon, P.7; Gutierrez, M.J.8; Acosta, F.9; Cabezas, T.10; Rodriguez-Maresca, M.10; Palanca, M.11; Garcia, F.12

1Hospital Universitario de San Cecilio de Granada, Granada; 2Hospi-tal Universitario Ciudad de Jaén, Jaén; 3Hospital San Agustín, Linares; 4Hospital San Juan de la Cruz, Úbeda; 5Hospital Clínico Universitario Vir-gen de la Victoria, Málaga; 6Hospital Costa del Sol, Marbella; 7Hospital Comarcal de la Axarquia, Velez; 8Hospital General Básico de la Serra-nía, Ronda; 9Hospital de Antequera, Málaga; 10Hospital Torrecárdenas, Almería; 11Hospital de El Ejido, Almería; 12Hospital Universitario Clínico San Cecilio, Granada.

IntroducciónA final de enero de 2021 la Dirección General de Salud Pública y Ordenación Farmacéutica publicó la Instrucción para la integración de la secuenciación genómica en la Vigilancia del SARS-CoV-2 en Andalucía, en la que se especifi-caban las indicaciones de secuenciación y se planificaba el proce-dimiento de muestreo a realizar por los laboratorios, además de establecer dos centros de referencia autonómicos. En este trabajo presentamos los resultados y la actividad realizada en el centro de referencia de Andalucía Oriental, el servicio de microbiología del Hospital Universitario Clínico San Cecilio.

Pacientes y MétodosHemos analizado muestras recibidas desde los centros hospita-larios de la provincia de Almería, Granada, Jaén y Málaga. Para el muestreo aleatorio los centros participantes han sido el Hospital Universitario de Torrecárdenas, el Hospital Universitario Clínico San Cecilio, el Hospital Universitario Ciudad de Jaén, y el Hospital Universitario Virgen de la Victoria. Las muestras se han procesado utilizando dos tipos de metodología: protocolo “in house” Artic para Illumina (MiSeq) y protocolo comercial Ampliseq-SARS-CoV-2 de Thermo Fisher Scientific (Ion Torrent). Las secuencias consenso, generadas a partir de los fastaq, se analizaron en nextclade y se asignó el clado y linaje.

ResultadosSe han conseguido secuenciar un total de 1236 muestras; la distri-bución por variantes de preocupación o en investigación de SARS CoV 2 (VOC/VUI) ha sido: B.1.1.7 (n=869); B.1.351 (n=2); P.1 (n=34); B.1.177 (n=241); B.1.525 (n=1); B.1.526 (n=1), y B.1.1.318 (n=2, uno con la mutación E484K en la espícula); gran parte de las variantes brasileñas se han detectado al analizar selectivamente muestras que no eran variantes de UK en el screening semanal que se realiza mediante RT-PCR. Además se han detectado las siguientes variantes de SARS-CoV-2: 19A (n=2), A.2.5 (n=1); B.1.160 (n=13), B.1.258 (n=9); B.1.235 (n=3); B1.1.26 (n=1); B.1.222 (n=1); B.1 (n=29); B.1.221 (n=9); B.23 (n=1), B.1.1.29 (n=1); B.1.1.420 (n=3); B.1.269 (n=1);

B.1.469 (n=1); B.1.575. 1 (n=3); B.1.1.4 (n=1); B.1.161 (n=1); B.1.1.1 (n=3); B.1.466.1 (n=1); y C.20 (n=2). A excepción de la detección de variante P.1, no hubo diferencias significativas entre las muestras que correspondían al muestreo aleatorio y las muestras de UCI, escape vacunal, reinfección o brotes agresivos.

ConclusiónLa pandemia en Andalucía Oriental está dominada por la variante B.1.1.7, que ha reemplazado totalmente a B.1.177. Preocupa la presencia ya de las variantes de interés/preocupación B.1.351, P.1, B.1.525, y B.1.526, en especial de P1. La elevada presencia de B.1.1.7, que se puede caracterizar fácilmente mediante ensayos de PCR en tiempo real, puede sugerir la necesidad de modificar la estrategia de secuenciación, en aras de un mayor ahorro y optimi-zación de recursos

P-03

ESTRATEGIA PARA LA SECUENCIACIÓN DE SARS-CoV-2 EN ANDALUCÍA

Grupo Andaluz de Secuenciación de SARS-CoV-2

Servicio Andaluz de Salud, Dirección General de Salud Pública y Orde-nación Farmacéutica, Fundación Progreso y Salud, Andalucía.

IntroducciónEn enero de 2021 la Dirección General de Salud Pública y Ordenación Farmacéutica, el Servicio Andaluz de Salud y la unidad de Bioinformática de la Fundación progreso y Salud, establecieron las alianzas para la integración de la secuenciación genómica en la Vigilancia del SARS-CoV-2 en Andalucía. En este trabajo se describe el circuito establecido para asegurar la capacidad de secuenciación y se presentan los principales resultados obtenidos.

MétodosSemanalmente se realiza un muestreo aleatorio en hospitales de las ocho provincias andaluzas, y se envían a los dos hospitales de referencia, el Hospital Clínico San Cecilio para Andalucía Oriental y Hospital Universitario Virgen del Rocío para Andalucía Occidental, donde se extrae el ARN viral y se somete a secuenciación de genoma completo. Además, estos dos centros reciben muestras de todos los hospitales de Andalucía, correspondientes a estudios de reinfección, escapes vacunales, brotes agresivos, y pacientes ingre-sados en UCI, en coordinación con los profesionales del Sistema de Vigilancia Epidemiológica de Andalucía (SVEA). Los datos de secuenciación se transfieren al Área de Bioinformática, donde se procesan e indexan junto con los datos clínicos y epidemiológicos ligados a la vigilancia y seguimiento de los casos COVID-19, selec-cionados a través de los NUHSA. Los hallazgos resultantes (cepa, variantes de interés -VOI- y de preocupación-VOC-) se integran con la información clínica y la información epidemiológica. La descripción completa se puede consultar en http://www.clinbioin-fosspa.es/COVID_circuit/

ResultadosHasta el momento se han analizado un total de 2874 muestras. La variante B.1.1.7 domina la pandemia en Andalucía en el periodo de febrero a mayo de 2021 (n=2047; 71%), desplazando progre-sivamente a la variante B.1.177 (n=439; 15,3%). Se han detectado casos aislados por el momento de las VOI/VOC B.1.351 (n=7); P.1 (n=22); B.1.525 (n=2); B.1.526 (n=3); A.23.1 (n=4), y B.1.1.318 (n=1). No se han encontrado diferencias significativas entre las variantes detectadas en el muestreo aleatorio y los estudios de reinfección, escapes vacunales, brotes agresivos, y pacientes ingresados en UCI.

23




ConclusiónLa estrategia para la integración de la secuenciación genómica en la Vigilancia del SARS-CoV- se ha implementado con éxito en Andalucía. A diferencia de otras iniciativas que consideran exclusi-vamente el uso primario de datos genómicos, aquí se ha prestado especial atención al uso secundario de los datos clínicos alojados en la Base de Datos de Salud de la Población y epidemiológicos del SVEA, lo que sitúa a esta iniciativa a la vanguardia entre las que se llevan a cabo a nivel nacional e internacional.

P-04

CIRCULACIÓN DE LINAJES DE SARS-CoV-2 EN LA PROVINCIA DE CÓRDOBA

Pedraza Merino, R.1; Riazzo Damas, C.1; Merino Díaz, L.2; Martínez Martínez, L.1; Causse del Rio, M.1


IntroducciónLa aparición de mutaciones en el genoma de SARS-CoV-2 puede originar la emergencia de variantes de preocupación: Variants of Concern (VOC) o variantes de interés: Variants of Interest (VOI) más transmisibles, virulentas, o que presenten un escape a la inmunidad. La secuenciación genómica permite llevar a cabo una vigilancia de las mismas.

ObjetivoEl objetivo del trabajo es describir la prevalencia de las variantes circulantes en la provincia de Córdoba en un período de 3 meses.

Material y MétodosComo parte del programa de vigilancia de SARS-CoV-2 en la Comunidad se envió semanalmente una representación de eluidos extraídos de muestras positivas por PCR (Ct<30), ensayadas con los sistemas Allplex SARS-CoV-2 (Seegene Inc., Seúl, Corea del Sur) y Viasure SARS-CoV-2 (N1 + N2) Real Time PCR (Becton Dickinson, Nueva Jersey, USA), al Hospital Universitario Virgen del Rocío (Sevilla), centro de referencia para secuenciación de genoma completo. Una vez recibidos los datos, se analizó la prevalencia de los distintos linajes y, concretamente, de VOC y VOI. La prevalencia de B.1.1.7 respecto al resto (no B.1.1.7) se calculó por semanas.

ResultadosEntre los meses de febrero a abril 2021 se enviaron a secuenciar un total de 434 eluidos (348 de atención primaria y 86 de pacientes hospitalizados) y se asignaron los siguientes linajes: B.1.1.7 (317, 73,04%), B.1.177 (65, 14,98%), B.1.177.7 (16, 3,69%), B.1.221 (13, 2,99%), B.1.575 (6, 1,38%), B.1.258 (5, 1,15%), B.1.160 (4, 0,92%), B.1.351 (3, 0,69%), B.1.1 (1, 0,23%), B.1.177.4 (1, 0,23%), B.1 (1, 0,23%), B.1.1.29 (1, 0,23%), B.1.575.1 (1, 0,23%). Se identificaron un total de 320 VOC (317 B.1.1.7 y 3 B.1.351). Las 3 variantes B.1.351 correspondieron a 2 muestras de un mismo paciente hospitalizado y 1 muestra de atención primaria. La evolución por semanas de la variante B.1.1.7 en atención primaria y en hospitalizados se muestra en la Tabla 1:

Tabla 1. Prevalencia (%) de la variante B.1.1.7 por semanas.

Semana Atención Primaria Hospital

6 25,81 11,11

7 30 22,22

8 63,33 42,86

9 83,87 55,56

10 63,33 100

11 91,18 80

12 87,88 83,33

13 97,14 100

14 93,75 88,89

15 87,5 92,31

16 86,67 100

Conclusiones

• El linaje más presente en nuestro medio ha sido la variante B.1.1.7.• Además, se han detectado 2 casos de VOC B.1.351.• En el período de estudio se observa un incremento significa-tivo en la prevalencia de variante B.1.1.7 en atención primaria y hospitalizada, que ha supuesto la sustitución de variantes previas.

P-05

DESCRIPCIÓN DE VARIAS MUTACIONES DE INTERÉS EN CEPAS DE SARS-CoV-2 SECUENCIADAS EN EL HOSPITAL VIRGEN DEL ROCÍO

Merino Díaz, L.; Camacho, P.; Pupo, M.I.; Lepe, J.A.

Hospital Universitario Virgen del Rocío, Sevilla.

Introducción y ObjetivosEl virus de SARS-CoV-2 lleva implícitos cambios constantes en su genoma a través de mutaciones. Algunas mutaciones o combina-ciones de mutaciones pueden proporcionar al virus una ventaja selectiva que se puede traducir en aumento de transmisibilidad, fallo vacunal o una disminución de la sensibilidad diagnóstica, por lo que el estudio fenotípico de estos virus se considera de enorme interés.

Recientemente se han definido varias mutaciones de interés por el ministerio de sanidad y su detección se debe declara en la aplicación SiViEs.

El objetivo de este estudio fue describir mutaciones de interés en linajes en los cuales no están descritas originariamente y que se encuentran normalmente presentes en linajes VOC/VUI.

Material y Métodos

El estudio incluyó 2101 muestras positivas para SARS-CoV-2 recibidas en laboratorio de referencia de secuenciación del Hospital Universitario Virgen del Rocío durante el periodo Enero-abril 2021 y que correspondían a casos detectados en el área de influencia del Hospital Universitario Virgen del Rocío. Las muestras fueron caracterizadas respecto a su linaje mediante secuenciación masiva (Ilumina NextSeq) y mediante PCR por TaqPath COVID-19 Combo TFS.

Resultados

Mediante secuenciación masiva se detectaron mutaciones en

24




los linajes B1, B.1.1, B.1.1.7, B.1.177 y C36, con las siguientes, mutaciones.

Linaje Mutación 1 Mutación 3 Mutación 3 Número

B.1 D1118H 1

B.1.1 S982A 1

B.1.1 P681H A570D T716I 1

B.1.1 S982A A570D 1

B.1.1.7 A67S 2

B.1.1.7 T95I 6

B.1.1.7 V1176F 1

B.1.177 A570D 1

B.1.177 P681H A570D T716I 1

C36 L452R 1

ConclusionesSe han detectado mutaciones que normalmente definen otros linajes VOC/VUI en otros linajes diferentes. Las mutaciones D1118H, S982A, P681H, A570D, T716I se encuentran normalmente en la variante británica (B.1.1.7) y están asociadas a una mayor trans-misibilidad. La mutación L452R se ha encontrado en la variante californiana (B.1.429) y está asociada a un aumento de transmisibi-lidad y escape inmunológico. La mutación V1176F se encuentra en la variante brasileña (P2) y está asociada a escape inmunológico.

Aunque el porcentaje de cepas detectadas con estas mutaciones es muy pequeño, es importante buscarlas de manera activa de cara a conocer su presencia y circulación en las diferentes CCAA, así como conocer posibles causas de fallos vacunales y/o aumento de transmisibilidad.

P-06

VARIANTE SARS-CoV-2 B.1.1.7 EN GRANADA. EVOLUCIÓN TEMPORAL

Fuentes, A.; De Salazar, A.; Viñuela, L.; Serrano-Conde, E.; Illescas, M.; Chaves, L.; Gómez, C.; Chueca, N.; Álvarez, M.; García, F.

Hospital Universitario de San Cecilio de Granada, Granada.

Introducción y ObjetivosEl 14 de diciembre de 2020, Reino Unido confirma la aparición de una nueva cepa de SARS-CoV-2, una nueva variante que pertenece al linaje B.1.1.7. En Granada los días 24 y 25 de diciembre se detectan dos nuevos casos de esta cepa. Es por ello que surge la necesidad de implementar un sistema de vigilancia epidemio-lógica, para la detección de estos nuevos casos, ya que las primeras investigaciones sugieren un aumento de transmisibilidad, que irá asociado a un aumento de la incidencia.

Material y MétodosPara el screening de esta nueva variante, las muestras que se analizaron fueron exudados nasofaríngeos mediante el kit Applied Biosystems TaqPath COVID-19 de Termo Fisher Scientific, una RT-PCR en tiempo real que permite la detección de SARS-CoV-2 tras la amplificación de los genes ORF1ab, N y S. Esta nueva variante se detecta de manera indirecta, ya que en el gen S encontramos la delección 69/70, y la PCR no es capaz de ampli-ficar esta diana. También se empleo el Kit SARS-CoV-2 VARIANTS REAL TIME PCR (Vircell) que permite la detección de las variantes B.1.1.7 (Británica), B.1.351 (Sudáfrica), P.1 (Brasil), B.1.525 (Nigeria) y B.1.258Δ (República Checa). Para confirmar la sensibilidad y

especificidad de ambos kits, se analizaron previamente, un total de 23 muestras positivas de SARS-CoV-2 variante B.1.1.7 que habían sido caracterizadas mediante secuenciación genómica, siguiendo el protocolo de ARTIC NETWORK (https://www.protocols.io/view/ncov-2019-sequencing-protocol-v3-locost-bh42j8ye) para la plataforma MiSeq de Ilumina, comprobándose una concordancia del 100%.

ResultadosDe enero a mayo de 2021 se analizaron semanalmente de forma aleatoria un total de 2445 muestras positivas para SARS-CoV-2. Respecto a los datos demográficos 52% correspondían a mujeres, 48% varones. La media de edad fue de 42 años [25-57]. En la primera semana de enero se procesaron 112 muestras, de las cuales resultaron ser de la cepa británica 1,78%, en la segunda 185 determinaciones con 3,24%; en la tercera 209 obteniéndose 6,7% y en la cuarta semana 296, 7,43%. En febrero, la primera semana 8,08% pertenecían a esta variante; en la segunda, 24% eran SARS-CoV-2-UK, en la tercera semana 51%; en la última semana se obtuvo un 76,52% de la variante B.1.1.7. En marzo, la primera semana, el porcentaje fue de 79,35%, en la segunda 91,30%, en la tercera 94,92%, en la ultima semana fue 95,5%. En abril, todas las muestras seleccionadas para el screening resultaron ser SARS-CoV-2 B.1.1.7. En mayo la primera semana fue 97% y en la segunda del 100%

ConclusionesEn Granada, de enero a mayo de 2021, se ha observado un aumento del número de casos de esta nueva variante, hasta tal punto de ser la variante predominante; por ello se necesita imple-mentar estrechas medidas de vigilancia epidemiológica, para esta variante y para todas aquellas denominadas Variant of Concern, que suponen un mayor riesgo poblacional, debido a su alta trans-misibilidad o por escapar a la acción de las vacunas disponibles.

El uso de este tipo de PCR permite la realización de un screening de manera más sencilla que la secuenciación genómica.

P-07

ESTUDIO PILOTO PARA CRIBADO DE LA VARIANTE B.1.1.7 DEL SARS-CoV-2

Perez Palacios, P.; De Toro, M.; Fernandez Cuenca, F.; Pascual, A.

Hospital Universitario Virgen Macarena, Sevilla.

IntroduccionLa aparición de un nuevo coronavirus (SARS- CoV-2) detectado en Wuhan (China) en enero de 2020 ha ocasionado la peor crisis sanitaria del último siglo. A lo largo del curso de la pandemia se han descrito numerosas variantes del SARS-CoV-2 que muestran diferencias genéticas con la secuencia original del virus. Algunas mutaciones parecen haber surgido de manera independiente en distintas variantes lo que podría indicar que confieren alguna ventaja adaptativa. La variante B.1.1.7 detectada a finales de septiembre en Kent (Reino Unido), con una tasa de propagación mayor, se extendió rápidamente por varios países, convirtiéndose en la cepa dominante en Europa. La detección precoz y eficaz de esta variante ha sido una estrategia de diferentes gobiernos para la contención de la infección.

ObjetivoEvaluación de una PCR Multiplex en tiempo real para el cribado de la variante B.1.1.7 y comparación de los resultados con secuen-ciación masiva.

https://www.protocols.io/view/ncov-2019-sequencing-protocol-v3-locost-bh42j8ye

https://www.protocols.io/view/ncov-2019-sequencing-protocol-v3-locost-bh42j8ye

25




Materiales y MetodosSe estudiaron 15 exudados nasofaríngeos de pacientes con PCR positiva para SARS-CoV-2 procedentes del área norte de la provincia de Sevilla durante marzo. El proceso, realizado en el Hospital Virgen Macarena, fue el siguiente: Extracción del ARN viral mediante el sistema automático MagCore HF16Plus (RCBBioscience®). Secuenciación masiva (Nexteraflex, Miseq Illumina), la obtención del linaje se obtuvo mapeando los archivos fastq obtenidos contra el genoma de referencia viral (Wuhan-Hu-1-linaje A) utilizando el software de Dragen Covid linaje (3.5.1) en BaseSpace (Illumina, EE. UU.). RT-PCR con el kit Allplex™ SARS-CoV-2/FluA/FluB/RSV Assay (Seegene). La clasificación en el linaje B.1.1.7 se consideró cuando el gen N amplificó 6-10 ciclos (Cts>29) más tardíamente que los otros 2 genes.

ResultadosMediante secuenciación masiva, once de las 15 muestras perte-necían a la variante B.1.1.7 (73,3%) y las otras 4 muestras se inclu-yeron en el linaje B.1.177. La RT-PCR Allplex™ SARS-CoV-2/FluA/FluB/RSV detectó las 11 muestras como linaje B.1.1.7, con una concordancia del 100% con la secuenciación masiva. Los cts de los genes detectados se muestran en la Tabla 1.

Tabla 1. Detección del linaje B.1.1.7 mediante RT-PCR Allplex™ SARS-CoV-2/FluA/FluB/RSV y Secuenciación masiva.

RT-PCR Allplex™ SARS-CoV-2/FluA/FluB/RSV (cts) Secuenciación masivaMiseq Illumina

Nº Muestra

FAM (Gen E)

CalRed(GenRdRP)

Quasar 670 (Gen N)

Screening Linaje

HVM-1 18,9 19,8 28,0 B.1.1.7 B.1.1.7

HVM-2 20,3 20,5 19,4 No B.1.1.7 B.1.177

HVM-3 21,2 22,7 32,4 B.1.1.7 B.1.1.7

HVM-4 16,5 17,1 24,9 B.1.1.7 B.1.1.7

HVM-5 14,5 15,3 22,5 B.1.1.7 B.1.1.7

HVM-6 20,5 21,2 28,8 B.1.1.7 B.1.1.7

HVM-7 14,5 15,0 23,3 B.1.1.7 B.1.1.7

HVM-8 28,4 29,7 35,5 B.1.1.7 B.1.1.7

HVM-9 30,3 31,2 30,5 No B.1.1.7 B.1.177

HVM-10 18,0 18,9 30,9 B.1.1.7 B.1.1.7

HVM-11 16,0 16,7 27,0 B.1.1.7 B.1.1.7

HVM-12 24,1 24,8 33,7 B.1.1.7 B.1.1.7

HVM-13 31,3 32,7 32,9 No B.1.1.7 B.1.177

HVM-14 19,1 18,9 18,0 No B.1.1.7 B.1.177

HVM-15 27,5 28,7 37,6 B.1.1.7 B.1.1.7

Conclusiones1. La técnica RT-PCR Allplex™ SARS-CoV-2/FluA/FluB/RSV se

mostró rápida y eficaz para el cribado de la variante B.1.1.7.

2. Aunque la confirmación de estas variantes se realiza mediante secuenciación, para su cribado pueden utilizarse distintas técnicas de PCR. RT-PCR Allplex™ SARS-CoV-2/FluA/FluB/RSV ha demostrado ser una alternativa a propuestas oficiales.

P-08

EXCRECIÓN Y VIABILIDAD DE SARS-CoV-2 EN HECES, Y ANÁLISIS CON EL PRONÓSTICO DE LA COVID-19

Cerrada Romero, C.1; Berastegui Cabrera, J.1; Camacho Martínez, P.2; Goikoetxea Aguirre, J.3; Pérez Palacios, P.4; Santibañez, S.5; Blanco Vidal, M.J.3; Valiente, A.4; Alba, J.5; Rodriguez Alvárez, R.3; Pascual, A.4; Oteo Revuelta, J.A.5; Pachón Díaz, J.6; Cisneros, J.M.7; Cordero, E.8; Casas Flecha, I.9; Pozo Sánchez, F.9; Sánchez Céspedes, J.10

1Unidad de Enfermedades Infecciosas, Microbiología y Medicina Pre-ventiva, Hospital Universitario Virgen del Rocío. Instituto de Biome-dicina de Sevilla (IBiS), Virgen del Rocío y Virgen Macarena / CSIC / Universidad de Sevilla, Sevilla; 2Unidad de Enfermedades Infecciosas, Microbiología y Medicina Preventiva, Hospital Universitario Virgen del Rocío, Sevilla; 3Departamento de Enfermedades Infecciosas, Hospital Universitario Cruces, Bizkaia; 4Unidad de Enfermedades Infecciosas, Microbiología y Medicina Preventiva. Hospital Universitario Virgen Macarena, Sevilla; 5Servicio de Enfermedades Infecciosas, Hospital Uni-versitario San Pedro-CIBIR, Logroño, La Rioja; 6Instituto de Biomedicina de Sevilla (IBiS), Virgen del Rocío y Virgen Macarena / CSIC / Universidad de Sevilla, Sevilla. Departamento de Medicina, Universidad de Sevilla, Sevilla; 7Unidad de Enfermedades Infecciosas, Microbiología y Medicina Preventiva, Hospital Universitario Virgen del Rocío, Sevilla. Instituto de Biomedicina de Sevilla (IBiS), Virgen del Rocío y Virgen Macarena / CSIC / Universidad de Sevilla, Sevilla; 8Unidad de Enfermedades Infecciosas, Microbiología y Medicina Preventiva, Hospital Universitario Virgen del Rocío, Sevilla. Instituto de Biomedicina de Sevilla (IBiS), Virgen del Rocío y Virgen Macarena / CSIC / Universidad de Sevilla, Sevilla. Depar-tamento de Medicina, Universidad de Sevilla, Sevilla; 9Laboratorio de Gripe y Virus Respiratorios, Centro Nacional de Microbiología, Instituto de Salud Carlos III, Madrid; 10Unidad de Enfermedades Infecciosas, Microbiología y Medicina Preventiva, Hospital Universitario Virgen del Rocío, Sevilla. Instituto de Biomedicina de Sevilla (IBiS), Virgen del Rocío y Virgen Macarena / CSIC / Universidad de Sevilla, Sevilla.

IntroducciónLas principales rutas de trasmisión de SARS-CoV-2 son a través de gotas respiratorias y el contacto estrecho entre personas. Es bien conocido que otros coronavirus humanos, como SARS-CoV y MERS-CoV, son excretados en las heces de pacientes infectados y permanecen viables bajo condiciones que podrían facilitar la trasmisión fecal-oral, factor aun no bien definido en el caso de la infección por SARS-CoV-2.

ObjetivosLos objetivos de este estudio fueron determinar la viabilidad de SARS-CoV-2 en heces para evaluar la transmisión fecal-oral como una nueva ruta de transmisión, e identificar los factores clínicos asociados con la detección de RNA de SARS-CoV-2 en heces y si su presencia está asociada o no con un desenlace desfavorable.

Materiales y MétodosEstudio prospectivo de cohorte multicéntrica de pacientes adultos con COVID-19 confirmada mediante RT-PCR en frotis nasofaríngeo. Se recogieron un total de 110 muestras fecales desde el día de inclusión hasta 240 días después del inicio de los síntomas (marzo de 2020 a febrero de 2021). Se realizó RT-PCR a tiempo real para detectar RNA de SARS-CoV-2 en las muestras fecales y se estudió la viabilidad del SARS-CoV-2 en las muestras que resultaron positivas mediante la infección de cultivos de células Vero E6 con éstas, y la posterior realización de RT-PCR en los sobrenadantes de aquellos cultivos donde se observara efecto citopático. Se recopilaron datos demográficos, enfermedades crónicas subyacentes, características clínicas y analíticas, RNAemia de SARS-CoV-2, y desenlace clínico desfavorable (ingreso en UCI o muerte) y supervivencia. Los datos

26




se expresan como mediana y IQR. Las diferencias entre grupos se evaluaron mediante la t de Student, la U de Mann Whitney y las pruebas de χ2 y test exacto de Fisher, con una p<0,05.

Resultados Se incluyeron 89 pacientes, con edad de 59 (26-91) años, 58 (65,2%) de ellos varones. En 32 (29,1%) heces se identificó SARS-Cov-2, con una duración de la excreción de 20 (3-110) días y Ct de 30,8 (24,3-39,6). Seis (6,7%) pacientes excretaron virus en heces después de que los frotis nasofaríngeos fuesen negativos. Se observó efecto citopático en los cultivos celulares inoculados con 24 muestras con RT-PCR positiva, descartándose la presencia del virus replicativo en todas ellas. No existió asociación entre la excreción de virus en heces y la presencia de enfermedades crónicas subyacentes, RNAemia o el desenlace clínico desfavorable.

ConclusionesAunque el SARS-CoV-2 se excreta en heces, su capacidad replicativa en esta muestra es nula, o muy escasa, lo que descartaría la trans-misión fecal-oral de la enfermedad. Los resultados del análisis de las variables clínicas indican que la excreción de virus en heces no está asociada a diferencias en la evolución de la COVID-19.

P-09

EVALUACIÓN DE LA PCR THERMO-FISHER PARA EL CRIBADO DE LA VARIANTE BRITÁNICA (B.1.1.7) DEL SARS-CoV-2

Merino Diaz, L.; Camacho Martinez, P.; Pupo Ledo, M.I.; Lepe Jimenez, J.A.

Hospital Universitario Virgen del Rocío, Sevilla.

IntroducciónEn Andalucía, el método recomendado para cribado inicial de la variante británica (B.1.1.7) es mediante la TaqPath COVID-19 Combo de Thermo-Fisher Scientific (TFS), capaz de detectar el drop-out del gen S (△69-70).

ObjetivosEl objetivo del estudio fue determinar validez y fiabilidad de este método de cribado de la variante B.1.1.7.

Material y MétodosEl estudio incluyó 967 muestras positivas para SARS-CoV-2 recibidas en el laboratorio de referencia de secuenciación del Hospital Universitario Virgen del Rocio durante el periodo febrero-abril de 2021 y que correspondían a casos detectados en Andalucía occidental.

Las muestras fueron caracterizadas respecto a su linaje mediante secuenciación masiva (Illumina NextSeq) y mediante PCR por TaqPath COVID-19 Combo TFS.

El estudio estadístico se realizó mediante el programa VassarStats (http://vassarstats.net).

ResultadosLa prueba TFS fue positiva en el 65,2% de las muestras (631/967). Mediante secuenciación masiva la variante británica se detectó en el 64,5% (624/967) de las muestras. Las 7 muestras discordantes correspondían a los linajes: B.1.258△ (4 casos), B.1.177△ (1 caso), B.1.525 (1 caso) y C36 (1 caso).

La sensibilidad de la prueba TFS fue del 100% (IC:99,4-100), especifi-cidad: 98% (IC: 95,8-99), VPP: 98,9% (IC: 97,7-99,5), VPN: 100% (98,9-100), % de falsos positivos 2% (IC: 1-4,2%). La concordancia (indice Kappa) fue de 0,98 (IC: 0,97-1).

ConclusionesAunque la validez y fiabilidad del cribado TFS son excelentes, sin embargo, mediante este método el 1,1% de la asignaciones fue incorrecto y esto podría tener importancia en la vigilancia de variantes emergentes en circulación. Tal es el caso del linaje B.1.258△ con importante expansión en República Checa y Eslovaquia, el linaje B.1.177△ predominante en la segunda ola pero con esta delecion adicional, B.1.525 que tiene más presencia en países centroafricanos, como Togo o Nigeria y C.36 que tiene mayor presencia en Egipto.

P-10

EVALUACIÓN DE UN NUEVO KIT PARA EL ESTUDIO DE VARIANTES DE SARS-CoV-2

Pedraza Merino, R.1; Riazzo Damas, C.1; Camacho Martinez, P.2; Martínez Martínez, L.1; Causse del Río, M.2


IntroducciónDesde la aparición de los primeros casos de SARS-CoV-2 en 2019 se han descrito numerosas variantes, entre ellas destacan la B.1.1.7 (británica), la B.1.351 (sudafricana) y la P.1 (brasileña), que pueden identificarse mediante secuenciación genómica.

ObjetivoEl objetivo de este estudio fue evaluar el nuevo Kit NovaplexTM

SARS-CoV-2 Variants I Assay (Seegene, Seúl, Korea) como sistema de cribado para detectar algunas variantes de particular interés de SARS-CoV-2.

Material y MétodosSe procesaron 150 muestras de exudados nasofaríngeos positivas para SARS-CoV-2 recibidas en el Hospital Universitario Reina Sofía de Córdoba. El screening de las nuevas variantes se realizó mediante el Kit NovaplexTM SARS-CoV-2 Variants I Assay que detecta las mutaciones N501Y (compartida por B.1.1.7, B.1.351 y P.1), E484K (compartida por B.1.351 y P.1), la deleción 69/70 (compartida por la B.1.1.7, B.1.258, entre otras variantes) y el gen RdRP. La secuen-ciación genómica por Next Genome Sequencing sirvió de referencia

ResultadosTodas las muestras con resultados compatibles con las variantes B.1.1.7 y B.1.258 mostraron una concordancia del 100% al ser secuenciadas. Las 5 muestras que solo presentaron la deleción 69/70, resultaron ser la variante B.1.258, considerada una de las variantes de interés (VOI). De las 150 muestras procesadas, 79 (52,7%) presentaron la mutación N501Y y la deleción 69/70 clasifi-cándose como británica, 3 (2%) presentaron la mutación N501Y y E484, clasificándose como sudafricana y en 5 (3,3%) sólo se observó la deleción 69/70. En 63 (42%) no se observó ninguna mutación.

Conclusiones• El nuevo Kit NovaplexTM SARS-CoV-2 Variants I Assay ha demos-trado ser útil para la realización de un primer cribado rápido y sencillo de las variantes británica y sudafricana permitiendo su incorporación a la práctica clínica diaria.• La detección de mutaciones aisladas puede sugerir la presencia de otros linajes de variantes de interés.

27




P-11

ESTRATEGIAS DE CRIBADO DE LA VARIANTE DE SARS-CoV-2 202012/01 (VOC) B.1.1.7

Blanco Martín, T.1; Riazzo, C.1; Muñoz, M.1; Camacho, P.2; Martínez Martínez, L.1; Causse, M.1


IntroducciónEn diciembre 2020 se notificó la aparición de una variante de SARS-CoV-2, VOC 202012/01 (linaje B.1.1.7), asociada a mayor transmisibilidad. Se han propuesto distintos métodos de cribado para su vigilancia. Entre ellos, la presencia de una curva de ampli-ficación doble sigmoidea en el canal de los genes S/RdRP con el kit Allplex™ SARS-CoV-2 y el retraso del Ct del gen N con el kit Allplex™ SARS-CoV-2/FluA/FluB/RSV (Seegene Inc., Seúl, Corea del Sur).

ObjetivosEvaluar la capacidad de los dos métodos citados para llevar a cabo el cribado de B.1.1.7.

Material y MétodosSe realizó un estudio retrospectivo en 160 muestras respiratorias previamente analizadas por PCR para SARS-CoV-2 (150 positivas y 10 negativas), almacenadas a -80 ºC. Las muestras fueron descon-geladas y procesadas en el equipo MICRALAB STARlet (Hamilton) para extracción de ácidos nucleicos y preparación de PCR. Ambos kits fueron ensayados en paralelo en el equipo CFX96™ Real-time PCR (Bio-Rad Laboratories Inc, CA USA) y se recogió la siguiente información:

• Allplex™ SARS-CoV-2: forma de la curva doble sigmoidea correspondiente al canal de los genes S/RdRP.• Allplex™ SARS-CoV-2/FluA/FluB/RSV: Incremento del valor de Ct o pérdida completa del gen N respecto a las otras dianas.

Las características anteriores fueron consideradas indicativas de B.1.1.7 en el análisis final.

Las muestras positivas se estudiaron mediante secuenciación masiva en el Hospital Virgen del Rocío (Sevilla) y los resultados se utilizaron como método de referencia para calcular sensibi-lidad, especificidad, valor predictivo negativo y positivo de los dos métodos.

ResultadosEn la detección de SARS-CoV-2 con ambos kits se obtuvo una concordancia máxima con los resultados previamente obtenidos (150 positivas y 10 negativas)

Tras la secuenciación del genoma completo, 79 muestras fueron asignadas al linaje B.1.1.7 y 71, a otros linajes.

En el análisis de la curva de amplificación S/RdRP con el kit Allplex™ SARS-CoV-2 se observaron 70 curvas doble sigmoideas, y 74 sigmoideas. 6 muestras presentaron forma ambigua y se conside-raron indeterminadas.

El análisis del gen N respecto a las otras dianas (genes S y RdRP) con el kit Allplex™ SARS-CoV-2/FluA/FluB/RSV reveló un incremento del valor de Ct en 89 muestras. 2 muestras presentaron una pérdida completa del gen N.

La sensibilidad (S), especificidad (E), valor predictivo negativo (VPN) y positivo (VPP) se muestran en las siguientes tablas:

Tabla 1. Forma de la curva de los genes S/RdRP

B.1.1.7 No B.1.1.7 Total S (%) E (%) VPP

(%)VPN (%)

Doble sigmoidea 69 1 70

94,52 98,59 98,57 94,59Sigmoidea 4 70 74

Indeterminada 6 0 6

Total 79 71 150

Tabla 2. Variación del Ct del gen N

B.1.1.7 No B.1.1.7 Total S (%) E (%) VPP

(%)VPN (%)

Retraso gen N 78 13 91

98,73 81,69 85,71 98,31No retraso gen N 1 58 59

Total 79 71 150

* Dos muestras presentaron pérdida completa del gen N

Conclusiones• La sensibilidad de ambos métodos fue adecuada para ser aplicados como herramientas de cribado de la variante B.1.1.7.• El método del retraso en el gen N presentó una especificidad inferior.

P-12

OPTIMIZACIÓN DEL ENSAYO DIRECT SARS-CoV-2 REALTIME PCR KIT (VIRCELL) PARA DETECCIÓN DE SARS-CoV-2 EN MUESTRAS RESPIRATORIAS

Pedrosa Corral, I.; Borrego Jiménez, J.; Sanbonmatsu Gámez, S.; Guillot Sulay, V.; Navarro Marí, J.M.

Hospital Universitario Virgen de las Nieves, Granada.

IntroducciónDirect SARS-CoV-2 Realtime PCR Kit (Vircell) es una RT-PCR en tiempo real, que detecta los genes E y N de SARS-CoV-2, además de un control interno endógeno (RNAsa-P humana). Se suministra en una única mix liofilizada en tiras de 8 o placas de 96 pocillos. Según el procedimiento recomendado por el fabricante (PF), cada uno de ellos debe reconstituirse con 15 μl de una solución de reconstitución, y a continuación añadir 5 μl del ARN extraído de cada muestra o controles.

ObjetivoEl objetivo de este estudio es optimizar el procedimiento del ensayo Direct SARS-CoV-2 Realtime PCR Kit (Vircell) realizando la reconsti-tución de reactivos de RT-PCR y adición de ARN en un solo paso.

Material y MétodoDespués de una extracción de ácidos nucleicos totales de muestras respiratorias mediante el sistema TANBead (Taiwan), se realizó la RT-PCR siguiendo el procedimiento descrito por el fabricante (PF) y el procedimiento simplificado (PS), consistente en recons-tituir la mix liofilizada directamente con 20 μl del ARN extraído de la muestra. Se interpretaron los resultados como inválido (sin amplificación de ninguna de las dianas), negativo (amplificación solo del control interno), positivo (amplificación con Ct<40 de E y N) y no concluyente (amplificación con Ct<40 de E o N). También se usó el valor de Ct como comparador.

28




ResultadosSe procesaron un total de 214 muestras clínicas con ambos proce-dimientos. Se obtuvo un resultado positivo en 27 (12,6%) y 30 (14%), no concluyente en 5 (2,3%) y 3 (1,4%), y negativo en 173 y 181 muestras con el PF y el PS, respectivamente. Con el PF hubo 9 (4,2%) muestras inválidas y ninguna con el PS. Las muestras positivas presentaron un valor de Ct promedio para el gen E de 28,4 y 28 con el PF y PS, respectivamente (intervalo 14,6-36,7 y 12,7-35,3) y para el gen N de 28,7 y 27,1 (intervalo 14,9-36,3 y 12,4-37). La media de la reducción del Ct con el PS fue de 2,1 y 1,4 para los genes E y N, respectivamente.

Conclusiones

Reconstituir la mix liofilizada de Direct SARS-CoV-2 Realtime PCR Kit (Vircell) con 20 μl del ARN de la muestra extraída mediante el sistema de extracción de ácidos nucleicos TANBead (Taiwan) es una medida eficaz para optimizar el diagnóstico de SARS-CoV-2, debido a:

• Reducción del tiempo de preparación de la reacción de RT-PCR y el consumo de puntas de pipeta.• Aumento de la eficiencia de la RT-PCR al disminuir el número de resultados inválidos y no concluyentes, evitando la solicitud de envío de nuevas muestras.

Mejora de la sensibilidad de la técnica al detectar más muestras positivas y con valores de Ct menores que el protocolo recomendado por el fabricante.

P-13

COMPARACIÓN DE LA PRUEBA RÁPIDA DE ANTÍGENOS CON LA RT-PCR PARA EL DIAGNÓSTICO DE SARS-CoV-2

García Collado, Y.; Martínez Pérez, R.; Viciana Ramos, I.; García Barrionuevo, A.; Mora Navarro, L.; Clavijo Frutos, E.

Hospital Universitario Virgen de la Victoria, Málaga.

Introducción y ObjetivosEn la actual crisis provocada por el SARS-CoV-2, surge la necesidad de rastrear y diagnosticar los casos con el fin de aislarlos e interrumpir la cadena de transmisión. En la práctica clínica habitual, la PCR reversa a tiempo real (RT-PCR) es la técnica de referencia para el diagnóstico del síndrome agudo respiratorio por el SARS-CoV-2. El retraso en el diagnóstico que implica en situaciones de alta frecuentación ha dado lugar a la demanda de métodos diagnósticos más rápidos y de alto rendimiento, como los test rápidos de antígenos. El objetivo de nuestro estudio es la detección de falsos negativos del test de antígenos comparándola con el gold standard, la RT-PCR.

Material y MétodosSe incluyeron 1777 pacientes con sintomatología compatible con el SARS-CoV-2 a los que se les realizó test rápido de antígenos (PANBIO TM COVID-19 AG RAPID TEST, ABBOT) dentro de los 5 primeros días de síntomas en el mes de enero de 2021 en el servicio de Urgencias del Hospital Virgen de la Victoria de Málaga. En los pacientes con resultado positivo para el test de antígeno se asumió infección por SARS-CoV-2. A los pacientes con resultado negativo para el test de antígeno se realizó RT-PCR de forma simultánea. Para las RT- PCR con resultado positivo se analizó la relación entre CT e inicio de los síntomas. Todas las determinaciones se llevaron a cabo en exudado nasofaríngeo.

ResultadosDe los 1777 pacientes, el resultado del test de antígeno fue positivo para 624 (35,1%) pacientes, mientras que 1153 (64,9%) dieron un

resultado negativo para el test de antígenos. Todos ellos fueron confirmados mediante PCR, siendo el resultado negativo para 991 (86%). El valor predictivo negativo fue 85,9%.Se recuperó el CT de 105 (65%) RT-PCR con resultado positivo. El 2,9% presentaba un CT<20, el 55,2% entre 20-30 y el 41,9% >30.

Tabla 1. Relación entre CT e inicio de los síntomas

CT Días con clínica

<5 >5

<20 1 (25%) 2 (75%)

20-30 16 (26%) 42 (74%)

>30 39 (88,6%) 5 (11,4%)

Conclusión A pesar de que el test rápido de antígeno puede dar resultados falsos negativos, es un método útil para realizar un diagnóstico precoz de la enfermedad, con VPN >85%, siempre y cuando se realice en los 5 primeros días de síntomas. Es importante la implantación de métodos rápidos de diagnóstico para disminuir el tiempo de diagnóstico, ya que permite realizar un cribado entre los pacientes disminuyendo la transmisión, además de presentar ventajas como el precio más reducido y la facilidad de uso.

P-14

EVALUACIÓN DE UNA ESTRATEGIA DE PRUEBAS DE CONFIRMACIÓN PARA EL ENSAYO APTIMA SARS-CoV-2 EN LA PLATAFORMA PANTHER™ SYSTEM (HOLOGIC®)

Sena Corrales, G.; Aguilera, A.


IntroducciónEn la práctica clínica del laboratorio es evidente que existe mayor experiencia en pruebas SARS-CoV-2 basadas en RT-PCR y la inter-pretación de los Cts obtenidos, que con la tecnología TAM (Aptima Hologic Panther®) y la interpretación de los valores de RLU.

Objetivos La bibliografía descrita sobre esta plataforma, recomienda usar el umbral 1000 RLU para realizar pruebas de confirmación. Nuestro objetivo ha sido intentar establecer un punto de corte por debajo de 1000, y diseñar una estrategia de pruebas de confirmación.

Material y MétodosDurante mes y medio (14 de marzo - 3 de mayo 2021), las muestras con valores RLU <1000, se repitieron por plataforma Panther y por RT-PCR (Vircell®). Consideramos positivos confirmados las muestras con al menos dos resultados positivos; mientras que las muestras con uno de los tres resultados positivos se considerarían como negativas o falsos positivos. Las muestras que se repitieron y fueron negativas por Panther y “No concluyentes” por RT-PCR, se consideraron como positivos confirmados.

ResultadosSe analizaron 4335 muestras. 218 positivos (5,02%) àà 144 (66,1%) presentaron RLU >1000, y 74 (33,9%) RLU <1000. (Tabla 1). En la Tabla 2 se resumen las características de los pacientes positivos con RLU <1000.

Mediana de Ct muestras con RT-PCR positiva àà 39,1 (gen E) / 36,9 (gen N).

29




El 40% de las muestras que se confirmaron tuvieron una variabi-lidad entre resultado inicial y repetición por Panther <200 RLU. En el caso de muestras no confirmadas, el 77,8% tuvieron una varia-bilidad >300 RLU.

Tabla 1. Resultados pruebas confirmatorias

Panther (Repetición) RT-PCR N (%)

Positiva Positiva 16 (30,2)

Positiva Negativa 7 (13,2)

Positiva No concluyente 9 (17,0)

Negativa Positiva 2 (3,8)

Negativa No concluyente 2 (3,8)

Confirmados 35/53 (66,1)

No Confirmados Negativa Negativa 18/53 (33,9)

Tabla 2. Características pacientes positivos con valores RLU <1000

No Confirmados Confirmados Totales

PCR POSITIVA PREVIA

- > 1 mes- 1 mes- >= 10 días- < 10 días

Total (N %)

-3-4

7 (26,9)

3466

19 (73,1) 26 (100)

SOSPECHA COVID

- > 1 mes- 1 mes

Total (N %)

66

12 (44,4)

96

15 (55,5) 27 (100)

NO COVID

- Ingreso- Acompañante- Partos- Pre-quirúrgicos- Traslados

Total (N %)

4- 11-

6 (24,0)

85- 51

19 (76,0) 25 (100)

Conclusiones1. Nuestros resultados muestran la plataforma Panther como

una herramienta fiable para el diagnóstico de SARS-CoV-2 en poblaciones de alto e incluso bajo riesgo.

2. La reproducibilidad de la prueba fue mejor para muestras confirmadas frente a las no confirmadas.

3. No observamos diferencias significativas entre el RLU inicial de las muestras que se confirmaron y las que no (784 vs 736), no pudiendo establecer un punto de corte menor de 1000 RLU. Confirmamos ésta cifra como el punto de corte idóneo para realizar pruebas de confirmación.

4. Los falsos positivos podrían explicarse por reacciones inespe-cíficas, contaminaciones de bajo nivel o positivos verdaderos con baja carga viral pero no repetibles.

P-15

ESTUDIO COMPARATIVO DE LOS RESULTADOS DEL TEST DE ANTÍGENO Y LA PCR PARA LA DETECCIÓN DE SARS-CoV-2 EN UN HOSPITAL DE TERCER NIVEL

Gómez Sánchez, M.C.; Odero Bernal, V.; Sánchez Calvo, J.M.; Ros Vidal, L.; De Francisco Ramírez, J.L.; López Prieto, M.D.

Hospital de Jerez, Jerez de la Frontera.

IntroducciónEl test de antígeno para la detección del virus SARS-CoV-2 es una técnica inmunocromatográfica rápida que detecta las proteínas virales (proteína S) en muestras de exudado nasofaríngeo y que se utiliza para el diagnóstico de COVID-19. Su sensibilidad es elevada en pacientes sintomáticos (>95%). Se detecta en los primeros 5-7 días desde el inicio de los síntomas y no debe usarse en pacientes asintomáticos ni para el cribado masivo de esta infección. Es muy útil en los servicios de urgencias como técnica de “point of care” por su rapidez y fácil realización.

ObjetivosComparar los resultados obtenidos del test de antígeno y la PCR para el diagnóstico de SARS-CoV-2 en los pacientes atendidos en el servicio de urgencias de nuestro centro.

Material y MétodoSe analizaron los resultados del test de antígeno y PCR de los pacientes atendidos en el servicio de urgencias de Hospital Universitario de Jerez desde octubre de 2020 hasta mayo de 2021. Se recogieron: fecha de realización del test, síntomas clínicos de infección por SARS-CoV-2, edad y sexo de los pacientes. Se compa-raron los resultados obtenidos mediante el test de antígeno y el resultado de PCR.

ResultadosDurante el periodo de estudio se realizaron un total de 1852 test de antígeno en el servicio de urgencias de nuestro centro, de ellos 1510 fueron negativos (81,5%) y 342 positivos (18,5%). El 90,8 % de los pacientes a los que se realizó el test de antígeno presentaban sintomatología de infección por SARS-CoV-2 y de los pacientes con antígeno positivo el 92,7% presentaron síntomas. El 52 % eran hombres y el 48% mujeres, con una edad media de 57 años. El 7,3 % de los pacientes con test de antígeno negativo tenían PCR positiva de SARS-CoV-2. El test de antígeno mostró una sensibi-lidad del 78%.

Conclusiones 1. El test de antígeno es una prueba útil para el diagnóstico

rápido de SARS-CoV-2 en pacientes con síntomas, ya que un pequeño porcentaje de pacientes con antígeno negativo presentaron PCR positiva.

2. Los resultados obtenidos en este estudio confirman la necesidad de realizar PCR en pacientes con alta sospecha de infección por SARS-CoV-2 y antígeno negativo.

3. Dada la sensibilidad obtenida del test de antígeno no recomen-damos la utilización de este test como cribado masivo de la infección por SARS-CoV-2 en la población asintomática.

30




P-16

NEUTRALIZACIÓN DE LAS VARIANTES DE SARS-CoV-2 B.1.1.7 Y B.1.351 POR ANTICUERPOS INDUCIDOS CON LA VACUNA DE ARNM BNT162B2

Serrano-Conde, E.1; Leyva-Calero, A.2; Fuentes, A.1; De Salazar, A.1; Viñuela, L.1; Chueca, N.1; Pérez-Castro, S.3; Regueiro, B.3; Rojas, A.2; Mendoza, J.2; Rojas, J.2; García, F.1

1Hospital Universitario de San Cecilio de Granada, Granada; 2Vircell S.L., Granada; 3Hospital Álvaro Cunqueiro, Vigo.

IntroducciónLas variantes del SARS-CoV-2 surgidas en el mundo representan un serio desafío para las vacunas COVID-19 actuales. Informes recientes sugieren que las variantes B.1.351 y P1 / P2 pueden escapar a la actividad de neutralización de los anticuerpos generados por la vacuna de ARNm de BNT162b2.

ObjetivosEl objetivo principal de este estudio fue analizar la capacidad neutralizante de los anticuerpos inducidos por la vacuna BNT162b2 de ARN mensajero (ARNm) en un grupo de trabajadores sanitarios.

Material y MétodosSe tomaron muestras de 99 trabajadores de la salud que se sometieron a la vacunación con la vacuna de ARNm BNT162b2 (Comirnaty®) al inicio del estudio, el día de la segunda dosis y 14 días después. La actividad de neutralización contra SARS-CoV-2 B.1, B.1.1.7 y B.1.351 se investigó utilizando un modelo Vero-E6.

ResultadosOnce de los participantes del estudio tenían una infección previa con SARS-CoV-2. Los títulos de neutralización contra las variantes B.1 y B.1.1.7 no fueron estadísticamente diferentes y fueron signifi-cativamente más altos que los títulos contra la variante B.1.351 en individuos vacunados preexpuestos y no preexpuestos (p <0.01). Si bien todos los individuos vacunados presentaron anticuerpos neutralizantes frente a B.1 y B 1.1.7 después de la segunda dosis, el 14% fueron negativos frente a B.1.351 y el 76% presentaron títulos bajos (1 / 20-1 / 80). Los individuos preexpuestos y vacunados mostraron títulos más altos que los no preexpuestos después de la primera dosis (títulos medios de 1/387 frente a 1/28, respectiva-mente) y la segunda (1/995 frente a 1/703, respectivamente). Hasta el 72% de los vacunados preexpuestos presentaron títulos >1/80 después de una sola dosis, mientras que esta cifra solo alcanzó el 11% en los individuos vacunados no expuestos.

ConclusionesLos anticuerpos inducidos por ARNm de la vacuna BNT162b2 muestran una menor actividad neutralizante in vitro frente a la variante B.1.351 en comparación con la neutralización frente a las variantes B.1.1.7 o B.1. Curiosamente, para las personas preex-puestas al SARS-CoV-2, una dosis de la vacuna BNT162b2 puede ser adecuada para producir anticuerpos neutralizantes contra B.1.1.7 y B.1, mientras que dos dosis de ARNm de BNT162b2 propor-cionan una respuesta óptima de anticuerpos neutralizantes contra B.1.351.

P-17

ESTUDIO DEL DESARROLLO DE INMUNIDAD HUMORAL TRAS VACUNACIÓN CON LA VACUNA MRNA-1273 DE MODERNA

Gutierrez, J.F.; Lopez-Nevot, M.A.; Martin, L.; Rodríguez, J.; Reguera, J.; Navarro, J.M.; Sampedro, A.

Hospital Universitario Virgen de las Nieves, Granada.

IntroducciónLa pandemia mundial producto del betacoronavirus SARS-CoV-2, ha obligado al desarrollo de vacunas frente a la infección en tiempo récord. Se han desarrollado vacunas basadas en la tecnología de mRNA (RNA mensajero), las cuales han sido usadas por primera vez en humanos. Es el caso de la vacuna mRNA-1273 desarrollada por Moderna. La inoculación de estas vacunas lleva muchas incóg-nitas entre las que se encuentran el porcentaje de no responde-dores, la duración de la inmunidad y la eficacia de esta. Nuestro estudio busca responder a algunas de estas cuestiones mediante la medición de la respuesta humoral durante un año tras la inocu-lación de la segunda dosis de la vacuna.

ObjetivosEstudiar la respuesta humoral frente al SARS-CoV-2 producida por a la vacuna mRNA-1273, mediante la cuantificación de IgG frente a la proteína S (Spike) durante un año, realizándose el estudio al mes, 3 meses, 6 meses y 12 meses tras la vacunación con la segunda dosis. Presentamos los resultados obtenidos en el primer corte, al mes desde la segunda dosis.

Material y Métodos

Se estudió una población de 620 trabajadores (404 mujeres y 216 hombres) pertenecientes al Hospital Universitario Virgen de las Nieves los cuales fueron vacunados con la vacuna mRNA-1273 de Moderna. Al mes de la inoculación de la segunda dosis, se les realizó extracción de suero para la determinación cuantitativa de anticuerpos IgG frente a la proteína S. La cuantificación de IgG se ha realizado por el ensayo quimioluminiscente Covid-2 IgG (Alinity, Abbott) expre-sándose los resultados en BAU/ml (binding antibody units per milliliter).

ResultadosHa habido respuesta de IgG (IgG> 7,5 BAU/ml) en toda la población estudiada, encontrándose valores desde 65 a >10.000 BAU/ml.

La distribución de la población muestra que el 10.9% presenta valores de anticuerpos entre 0 y 1000 BAU/ml, el 29.3% entre 1001 y 2000 BAU/ml, el 26.5% entre 2001 y 3000 BAU/ml, el 13.6% entre 3001 y 4000, el 10.9% entre 4001 y 5000, el 3.5% entre 5001 y 6000 BAU/ml y el 4% presentan más de 6000 BAU/ml.

En el caso de la distribución por sexo encontramos que entre 0 y 1000 BAU/ml están el 9.9% de hombres y el 10.5% de mujeres, en el rango de 1001 a 5000 BAU/ml se encuentran el 79.5% de hombres y el 80.5% de mujeres, y en más de 5000 BAU/ml están el 10.5% de hombres y el 9% de mujeres.

Clasificando a los participantes por rango de edad determinamos los grupos de 21 a 33 años, de 34 a 50 y de 50 a 66 años. En el rango <1000 BAU/ml encontramos al 16.5%, 10% y 10%, respectivamente. En el rango de 2001 a 5000 BAU/ml se distribuyen el 77%, 83.2% y 79%, respectivamente. Y en el rango > 5000 BAU/ml encontramos el 6.5%, 6.8% y 11%, respectivamente.

ConclusionesLa respuesta IgG a la vacuna moderna transcurrido un mes desde ultima dosis es buena, no encontrando individuos no responde-dores. No viéndose afectada esta respuesta humoral por factores como edad o sexo.

31




P-18

ANÁLISIS DEL IMPACTO DE LA PANDEMIA POR SARS-CoV-2 EN LA COLONIZACIÓN POR MICROORGANISMOS MULTIRRESISTENTES EN UNA UNIDAD DE CUIDADOS INTENSIVOS

Blanco Martín, T.; Guzmán Puché, J.; López Martín, C.; Martínez Martínez, L.

Hospital Universitario Reina Sofía, Córdoba.

IntroducciónSe desconoce el impacto de la pandemia por SARS-CoV-2 en el desarrollo de resistencias a los antimicrobianos, una de las princi-pales prioridades de salud pública mundial previas a la pandemia.

ObjetivoAnalizamos mediante el estudio de muestras de vigilancia rectal si la pandemia ha afectado el aislamiento de microorganismos multi-rresistentes en pacientes de la Unidad de Cuidados Intensivos (UCI) del Hospital Universitario Reina Sofía de Córdoba.

Material y MétodosComparamos los resultados de cultivos de hisopos rectales (HR) de pacientes de la UCI obtenidos dos años pre-pandemia (2018 y 2019) con los obtenidos durante el año de la pandemia (2020). Analizamos los aislamientos y mecanismos de resistencia (MR) tanto de muestras previas al ingreso (HR_pre-ingreso) como de muestras posteriores de seguimiento obtenidas durante el ingreso en esta unidad (HR_ingreso).

ResultadosSe estudiaron 1541 HR_pre-ingreso (1 por paciente) del año 2018, 1416 del año 2019 y 1656 del año 2020, obteniendo en cada período estudiado 134, 149 y 118 aislados de 121, 141 y 112 pacientes respectivamente. Los microorganismos más comunes fueron Enterobacterias productoras de BLEE, seguido de Enterobacterias productoras de AmpC y Enterobacterias produc-toras de Carbapenemasas (Tabla 1)

Tabla 1. MR de los aislados de HR_pre-ingreso.

Mecanismo de resistencia 2018 2019 2020

Enterobacteria BLEE 93 (69,4%) 119 (79,9%) 88 (74,6%)

Enterobacteria AmpC* 24 (17,9%) 20 (13,4%) 20 (16,9%)

Enterobacteria BLEE+AmpC* 3 (2,2%) 0 (0,0%) 1 (0,8%)

Enterobacteria Carbapenemasa 9 (6,7%) 7 (4,7%) 7 (5,9%)

P. aeruginosa MDR 5 (3,7%) 3 (2,0%) 2 (1,7 %)

Total 134 (100%) 149 (100%) 118 (100%)

*Hiperproducción de AmpC o AmpC plasmídica.

Se recibieron HR_ingreso de 312 (20,25%) pacientes en 2018, 258 (18,22%) pacientes en 2019 y 298 (17,93%) pacientes en 2020, de los cuales fueron positivos o se aisló un microorganismo diferente al obtenido en el HR_pre-ingreso en 64 (20,51%), 76 (29,4%) y 124 (41,61%) pacientes respectivamente. Los microorganismos más comunes fueron Enterobacterias productoras de AmpC, seguido de Enterobacterias productoras de BLEE, Pseudomonas aeruginosa MDR y Enterobacterias productoras de Carbapenemasas (Tabla 2)

Tabla 2. MR de los aislados de HR_ingreso

Mecanismo de resistencia 2018 2019 2020

Enterobacteria BLEE 20 (31,3%) 17 (23,3%) 38 (27,9%)

Enterobacteria AmpC* 27 (42,2%) 34 (46,6 %) 49 (36,0%)

Enterobacteria Carbapenemasa 10 (15,6%) 6 (8,2%) 18 (13,2%)

P. aeruginosa MDR 7 (10,9%) 16 (21,9%) 31 (22,8%)

Total 64 (100,0%) 76 (100,0%) 124 (100,0%)

*Hiperproducción de AmpC o AmpC plasmídica.

ConclusionesObservamos una disminución significativa (p=0.001) en el número de positivos de HR_pre-ingreso en el año de la pandemia con respecto al año 2019 pero no con respecto al año 2018 (p=0.237). Sin embargo, encontramos un aumento significativo (p=0.002 y p=0.000001) de muestras positivas en los HR_ingreso que podría ser debido, entre otras causas, a una menor adherencia a las medidas de prevención y control debido a la alta carga asistencial en estas unidades.

P-19

RESPUESTA INMUNE NEUTRALIZANTE FRENTE A SARS-CoV-2

Panés Ortega, P.; Trujillo Soto, T.; Rodríguez Pallares, S.; Montiel Quezel-Guerraz, N.; Rodríguez Iglesias, M.A.

Hospital Universitario Puerta del Mar, Cádiz.

IntroducciónConocer el estado inmunológico de los pacientes con infección por SARS-CoV-2 ha sido una prioridad. Se conoce que tras unos días de la infección se genera inmunidad humoral y celular. Una subpo-blación de anticuerpos circulantes puede bloquear la penetración del virus en la célula y su replicación. El nivel de protección de la inmunidad humoral es cuestionado y se define como la creación de anticuerpos neutralizantes de la zona de unión del virus a las células que infecta (región RBD de la espícula).

ObjetivoCon este estudio pretendemos conocer la capacidad neutralizante de los anticuerpos detectados en suero de pacientes infectados por el SARS-CoV-2 que han precisado hospitalización. Se ha estudiado también el nivel de neutralización de los anticuerpos detectados en algunos pacientes vacunados.

Material y MétodosHemos analizado 90 sueros perteneciente a 80 pacientes diagnosti-cados de infección por COVID-19 mediante PCR frente a SARS-CoV-2 y 10 pacientes vacunados frente al virus con la vacuna de Pfizer después de las 2 dosis. Se ha estudiado el nivel de anticuerpos IgG frente al antígeno N, antígeno S tanto IgM como IgG, de los cuales en 70 se cuantificó la IgG (Alinity, Abbott) y a todos se les hizo la detección de anticuerpos neutralizantes frente al antígeno S (cPass, Genescript).Las técnicas se realizaron según las indicaciones de los fabricantes. Se consideró un resultado positivo para la detección de anticuerpos neutralizantes cuando se constató una inhibición ≥ 20%.

ResultadosLa edad media fue de 56,7 con una mediana de 60 años. El 50,5% corresponde a mujeres. Todos los pacientes, excepto los 10 vacunados, tuvieron PCR SARS-CoV-2 positiva con una media de 28,6 días previos a la realización de la serología (mediana

32




19). Los valores de IgG anti-N fueron >1,40 RULs (nivel marcado como positivo) en el 93,0%; entre 0,8-1,40 en 2,3%; entre 0,4-0,79 en 1,2%; y <0,39 en 3,4%. En el 95,1%, la IgM anti-S fue positiva. Todos los sueros, excepto uno, fueron positivos para IgG anti-S (98,9%). Solamente en un caso la IgG anti-S fue negativo (1,1%). En los que se cuantificó el nivel de anticuerpos IgG anti-S, la media fue de 1556,7 BAU/ml, siendo en todos, excepto en uno, positivos por encima del punto de corte indicado por el fabricante (7,1 BAU/ml). En nuestro estudio, la mediana de inhibición por parte de los anticuerpos neutralizantes está en 91,6%, solamente hemos encon-trado una muestra con un nivel bajo (39,9%) correspondiente a un paciente con niveles bajos de IgG anti-S cuantificado (51,2 BAU/ml) e IgG anti-N negativo. Todos los sueros presentaron anticuerpos neutralizantes excepto uno en el que la IgG anti-S fue negativa.

ConclusionesA partir de estos datos podemos afirmar que la IgG anti-S detectada en todos los pacientes corresponde a anticuerpos neutralizantes. Nuestro estudio procede de datos de muestras entre noviembre y diciembre de 2020, en los que las diferentes variantes eran muy escasas en nuestro entorno; por ello, no podemos hacer predicciones del comportamiento de los anticuerpos neutralizantes en variantes.

P-20

EVALUACIÓN DE DOS TÉCNICAS DIFERENTES (ABBOTT Y ROCHE) PARA LA DETECCIÓN DE ANTICUERPOS FRENTE A SARS-CoV-2

Franco García, M.D.C.; Freyre Carrillo, C.; Santotoribio Camacho, J.D.; García Martín, S.; Jordan Chaves, J.; Martínez Rubio, C.


IntroducciónEl estudio de anticuerpos frente a SARS-CoV-2 tiene diferentes aplicaciones: como confirmatorio de infección en pacientes con PCR negativa, o de infección pasada en aquellos con PCR positiva; en personal sanitario donde la detección de anticuerpos identifica los posibles inmunes, así como en estudios de seroprevalencia, investigación y evaluación de la eficacia vacunal.

Existen pruebas que permiten detectar inmunoglobulinas de forma independiente (IgM ó IgG), y otras que detectan anticuerpos totales en una misma determinación. Es importante seleccionar ensayos que muestren alta sensibilidad y especificidad teniendo en cuenta la cinética de los anticuerpos al interpretar los resultados.

ObjetivoAnalizar la concordancia (Índice Kappa) entre dos técnicas de quimioluminiscencia indirecta para el estudio de anticuerpos frente a SARS-CoV-2 a partir de muestras de suero.

Material y MétodosSe analizaron 100 muestras de suero pertenecientes a sanitarios que habían recibido, al menos hacía 14 días, la pauta completa de la vacuna de Pfizer en el período comprendido entre el 09/01/2021 y el 09/03/2021.

Se analizaron 91 muestras de suero de pacientes con diagnóstico de infección por SARS-CoV-2 confirmada mediante RT-PCR (Allplex™ SARS/FluA/FluB/RSV assay, Werfen). Las muestras se obtuvieron entre el 05/06/2020 y el 23/03/2021 transcurridos al menos 14 días tras el diagnóstico molecular.

A todas las muestras se les realizó las siguientes determinaciones;

• Cuantificación de IgG frente a la proteína S del SARS-CoV-2 (Abbott, SARS-CoV-2 IgG assay, CMIA) expresadas en AU/mL

(positivo si >50,0 AU/mL)• Cuantificación de anticuerpos totales (IgG e IgM) frente a la proteína S del SARS-CoV-2 (Roche, Elecsys® Anti-SARS-CoV-2 S, CMIA) expresadas en U/mL (positivo si >0,80 U/mL).

Todos los resultados fueron expresados en las unidades recomen-dadas por la OMS: Unidad de Anticuerpo de Unión por mililitro (BAU/mL).

ResultadosTodas las determinaciones en ambos grupos obtuvieron un resultado positivo según ambas técnicas (índice Kappa = 1).

De las muestras de vacunados, el 78% fueron mujeres. La media de edad fue de 48 años.

• Abbott: mediana de 1.118,55 BAU/mL.• Roche: mediana de 1.028,49 BAU/mL.

De las muestras del grupo de infectados, el 44% fueron mujeres. La media de edad fue de 51 años.

• Abbott: mediana de 200,23 BAU/mL.• Roche: mediana de 147,35 BAU/mL.

ConclusionesEl valor del índice Kappa refleja una perfecta concordancia entre ambas técnicas, por lo que no existen diferencias al interpretar los resultados entre ambas.

Aunque eran de esperar valores más elevados al cuantificar anticuerpos totales (Roche), obtuvimos resultados más altos al cuantificar específicamente IgG (Abbott).

Es importante unificar las unidades para poder comparar los informes emitidos por diferentes laboratorios.

Han de realizarse estudios posteriores para conocer las causas de la diferencia entre los valores obtenidos con cada una de las técnicas empleadas, así como las diferencias encontradas en el título entre los pacientes vacunados y los infectados.

P-21

DINÁMICA DE LA PRESENCIA DE ANTICUERPOS IGG FRENTE AL SARS-CoV-2 EN EL PERSONAL SANITARIO DEL ÁREA DE CÓRDOBA CAPITAL

Muñoz de la Rosa, M.; Pérez Jiménez, A.B.; Pedraza Merino, R.; Martínez Martínez, L.


Introducción y ObjetivoLos estudios de seroprevalencia de anticuerpos frente al SARS-CoV-2 en el personal sanitario permiten estimar el grado de inmunidad frente al virus. En este trabajo se describe la dinámica de la presencia de anticuerpos IgG en trabajadores sanitarios durante los siete primeros meses de la pandemia de COVID-19.

Material y MétodosEstudio retrospectivo observacional que incluye las determina-ciones de anticuerpos IgG anti SARS-CoV-2 en suero realizadas en el personal sanitario, hospitalario y de atención primaria, durante el periodo comprendido entre abril y octubre de 2020. De abril a junio se realizaron las determinaciones de IgG por inmunocroma-tografía (Innovita®, Healgen® y Orient Gene®), en junio y julio se determinó por quimioluminiscencia Abbott Architect® SARS-CoV-2 IgG (Abbott) y de agosto a octubre se realizó un cribado de anticuerpos totales mediante quimioluminiscencia con Elecsys® Anti SARS-CoV-2 (Roche). Ante la positividad de anticuerpos totales,

33




se amplió el estudio con la detección de IgG a través de la técnica COVID-19 VIRCLIA® IgG Monotest (Vircell).

ResultadosSe han revisado 18564 determinaciones, que pertenecían a 8373 profesionales, 8071 de ámbito hospitalario y 302 de atención primaria del distrito Córdoba-Guadalquivir. El 71,4% fueron mujeres y el 28,6% hombres, con una media de edad de 47 y 46 años, respectivamente.

En la siguiente tabla queda reflejada la relación de muestras anali-zadas mensualmente con el porcentaje de positividad de IgG.

Tabla 1. Relación de muestras analizadas mensualmente con el porcentaje de positividad de IgG

Mes Muestras analizadas

Determinaciones positivas para IgG

% Positividad IgG

Abril 370 8 2,16

Mayo 5687 184 3,23

Junio 3252 99 3,04

Julio 2618 70 2,67

Agosto 467 15 3,21

Septiembre 3160 99 3,13

Octubre 3010 129 4,28

De las 6637 determinaciones de anticuerpos totales realizadas, 263 fueron positivas, detectándose la presencia de IgG en 243 casos.

ConclusiónLas tasas de positividad de IgG frente a SARS-CoV-2 en el personal sanitario de nuestra área durante los primeros meses de la pandemia se mantuvieron constantes, sin alcanzar valores del 5%.

P-22

ANÁLISIS DE ENFERMOS CON COVID-19 SIN RESPUESTA DE ANTICUERPOS IGG EN LA ERA PRE-VACUNAL

Muñoz de la Rosa, M.; Pérez Jiménez, A.B.; Blanco Martín, T.; Martínez Martínez, L.


Introducción y ObjetivoUna baja respuesta inmunitaria frente al nuevo coronavirus SARS-CoV-2 se ha relacionado con casos con clínica leve o asinto-máticos. En el presente trabajo se analizan los casos de infección por SARS-CoV-2 en los que no se han detectado anticuerpos circu-lantes de tipo IgG, en la era pre-vacunal.

Material y MétodosSe ha realizado un análisis retrospectivo de las muestras de todos los pacientes en los que se ha detectado al menos una PCR positiva en muestra de exudado nasofaríngeo y, además, se les ha realizado un estudio serológico frente a SARS-CoV-2, entre el 9 de marzo y el 16 de diciembre de 2020. Para el cálculo del intervalo de tiempo entre ambos estudios se ha considerado como partida la fecha de la primera PCR positiva. Las PCR se han procesado por distintas casas comerciales (Allplex® SARS-CoV-2, Werfen; 2019-nCoV-Certest®, Palex; Fast Track® Diagnostics SARS-nCoV-2, Siemens; Cobas® SARS-CoV-2, Roche y Viasure SARS-CoV-2 S gene Real Time, Becton Dickinson). El estudio serológico se ha realizado mediante quimioluminiscencia, la detección de IgG con Abbott Architect® SARS CoV-2 IgG (Abbott) y COVID-19 VIRCLIA® IgG Monotest (Vircell) y, en el caso de IgM con COVID-19 VIRCLIA® IgM Monotest (Vircell).

ResultadosDurante el periodo considerado se han estudiado 3.540 pacientes con estudio de PCR y serología, con un total de 10.373 muestras. De los 3.540 casos, 236 corresponden a enfermos con PCR positiva y estudio serológico de IgG frente a SARS-CoV-2 negativo. De estos 236 pacientes, 224 tienen realizado el estudio serológico como mínimo 5 días más tarde de la fecha de PCR positiva (224/3540; 6,3%). De los 224 enfermos, 149 eran mujeres y 75 hombres, con una mediana de edad de 42 ± 18 años, y con la solicitud realizada mayoritariamente desde atención primaria (75,4%). El rango de días entre la positividad de PCR y el resultado de serología negativa ha sido de 5-221 días.

Si consideramos un mínimo de rango de 14 días entre la positividad de la PCR y el resultado negativo de IgG, los casos ascienden a 171.

Se realizó un segundo estudio serológico en 20 de los 224 pacientes, entre los días 16 y 181 post-PCR positiva, siendo nuevamente negativa la IgG en todos ellos.

Respecto la detección de IgM, de los 224 casos con PCR positiva e IgG negativa, en 23 sí se ha detectado IgM positiva entre los días 5-70 días post-PCR. En 7 de estos 23 enfermos, se les ha realizado un segundo estudio serológico, sin llegar a seroconvertir en ningún caso, habiendo pasado un mínimo de 20 días post-PCR positiva.

ConclusionesEn nuestra cohorte, no se ha detectado la presencia de anticuerpos circulantes IgG en un 6,3% y un 4,8% de enfermos con COVID-19 en quienes la PCR y la detección de IgG se ha realizado con una diferencia mínima de 5 y 14 días, respectivamente.

Aproximadamente, tres cuartas partes de estos estudios fueron solicitados desde atención primaria.

P-23

ANÁLISIS DE LOS TIEMPOS DE EMISIÓN DE INFORMES DE LAS PRUEBAS MOLECULARES PARA DETECCIÓN DE SARS-CoV-2 EN MUESTRAS DE CIRUGÍA PROGRAMADA EN PANDEMIA DE COVID-19

López Barba, J.; De Toro, M.; Rodríguez Ochoa, J.L.; Fernández Cuenca, F.; López Hernández, I.; Liró, J.; Gómez Sánchez, M.D.C.; Pascual, Á.


IntroducciónLa realización de la detección molecular (DM) de SARS-CoV-2 en muestras respiratorias de pacientes con cirugía programada (PCCP) permite mantener dicha actividad quirúrgica en los centros hospi-talarios, con niveles de seguridad, así como establecer circuitos postquirúrgicos apropiados.

ObjetivoComprobar el impacto de la evolución de la pandemia de COVID-19 en los tiempos de emisión de informes (TEI) de la DM de SARS-CoV-2 en muestras de exudado nasofaríngeo de PCCP en el periodo comprendido entre el 1/3/2020 y el 15/04/2021.

Material y MétodosSe ha realizado un estudio retrospectivo de las DM realizadas a PCCP a los que se les solicitaba una DM SARS-CoV-2 en un plazo no superior a 48 horas previas a la intervención. Los datos anali-zados han sido: número de DM, resultados del test y TEI. Los datos fueron estudiados de forma global y disgregada según las olas pandémicas referenciadas a información del IS CIII y

34




acotados a la provincia de Sevilla. Se utilizaron técnicas de PCR y técnicas de amplificación mediada por transcripción (TMA). PCR utilizadas: VIASURE SARS-CoV-2™ (Palex Medical/CerTest-Biotec S.L.), Simplexa™COVID-19 Direct Kit (DiaSorin) y Xpert Xpress SARS-CoV-2™ (Cepheid). TMA utilizada: Procleix Panther™System (Grifols). Las pruebas positivas o no concluyentes (RNC) mediante TMA se comprobaron mediante PCR. El TEI fue definido desde el momento del check-In o recepción de la muestra en laboratorio hasta el momento de la emisión del informe. El análisis estadístico se realizó con el programa estadístico SPSS.

ResultadosSe han realizado 38.974 DM, 36.763 (94.32%) durante las distintas olas epidémicas y 2.211 (5.67%) en los periodos entre olas. En la Tabla 1, se muestran los datos obtenidos.

Tabla1Duración periodo en días

Nº DM Resultado Negativo

Resultado Positivo RNC TEI

1ª ola (1/3/20 a 18/4/20)

48 216 216 0 0 5,00

Periodo 1ª-2ª ola 83 142 140 2 0 4,94

2ª ola (12/7/20 a 12/12/20)

153 29643 29247 346 50 7,45

Periodo 2ª-3ª ola 13 856 828 22 6 5,90

3ª ola (27/12/20 a 28/2/21)

63 4285 4187 85 13 6,80

Periodo 3ª-4ª ola 14 1213 1184 14 15 6,62

4ª ola (14/3/21 a 14/4/21)

31 2619 2582 29 8 6,43

Total 405 38974 38384 489 92 6,16

El TEI medio fue de 6.16 horas. El 100% de los informes tuvieron un TEI <72 horas, y un 99.98% <48 horas; no detectándose variaciones estadísticamente significativas (p>0.05) en los periodos a pesar de la distinta actividad quirúrgica programada y la duración temporal del mismo.

ConclusionesLas variaciones del número de muestras prequirúrgicas no han modificado los TEI de este tipo de informes durante el periodo pandémico. Los protocolos de organización y priorización de este tipo de pruebas han permitido obtener TEI dentro de los márgenes pactados con la Institución. La media de 6,16 horas de TEI es un indicador de calidad que traduce una adecuada gestión de este tipo de muestras y un incremento en la seguridad de pacientes y profesionales sanitarios, a la hora de enfrentarse a intervenciones quirúrgicas, muchas de ellas de larga duración.

P-24

IMPACTO CLÍNICO DE LAS COINFECCIONES VIRALES Y BACTERIANAS EN PACIENTES COVID-19 HOSPITALIZADOS

Carretero Ledesma, M.C.1; Camacho Martínez, P.2; Berastegui Cabrera, J.1; Abelenda Alonso, G.3; Goikoetxea Aguirre, J.4; Arnaiz de la Revillas, F.5; Pérez Palacios, P.6; Santibañez, S.7; Rombauts, A.3; Blanco Vidal, M.J.4; González Rico, C.5; Valiente, A.6; Alba, J.7; García Díaz, E.8; Carratalà, J.3; Rodríguez Álvarez, R.4; Fernández Martínez, M.5; Pascual, Á.6; Oteo Revuelta, J.A.7; Pachón, J.9; Lepe, J.A.10; Cisnero,

J.M.2; Cordero, E.2; Sánchez Céspedes, J.2

1Instituto de Biomedicina de Sevilla, Sevilla; 2Unidad de Enfermedades Infecciosas, Microbiología y Medicina Preventiva, Hospital Universitario Virgen del Rocío, Sevilla; 3Servicio de Enfermedades Infecciosas, Hospi-tal Universitario de Bellvitge, Llobregat; 4Departamento de Enfermeda-des Infecciosas, Hospital Universitario Cruces, Bizkaia, Bizkaia; 5Servicio de Enfermedades Infecciosas, Hospital Universitario Marqués de Valde-cilla, Santander; 6Unidad de Enfermedades Infecciosas, Microbiología y Medicina Preventiva. Hospital Universitario Virgen Macarena, Sevi-lla; 7Servicio de Enfermedades Infecciosas, Hospital Universitario San Pedro-CIBIR, Logroño, La Rioja, La Rioja; 8Unidad de Urgencias, Hospi-tal Universitario Virgen del Rocío, Sevilla; 9Instituto de Biomedicina de Sevilla (IBiS), Virgen del Rocío y Virgen Macarena / CSIC / Universidad de Sevilla, Sevilla; 10Unidad de Enfermedades Infecciosas, Microbiología y Medicina Preventiva, Hospital Universitario Virgen del Rocío, Sevilla.

IntroducciónLas infecciones respiratorias virales se consideran una condición predisponente para otras coinfecciones de etiología viral o bacte-riana. Estudios realizados con otros virus respiratorios ponen de manifiesto la asociación de las coinfecciones con un peor pronóstico en la evolución de los pacientes. Existen escasos estudios al respecto en los pacientes hospitalizados con infección por SARS-CoV-2.

ObjetivosEl objetivo de este trabajo es la descripción de la tasa de coinfección viral y bacteriana en pacientes hospitalizados por COVID-19, así como analizar su impacto clínico en el pronóstico de estos pacientes.

Materiales y MétodosEstudio prospectivo multicéntrico de cohorte de pacientes adultos hospitalizados por COVID-19, confirmada por RT-PCR en frotis nasofaríngeo, desde marzo de 2020 hasta febrero de 2021. Se realizó una RT-PCR multiplex (Allplex™ Respiratory Panel Assays, Seegen) en muestras recogidas el día de ingreso: a) en frotis nasofa-ríngeo para identificar las coinfecciones de origen bacteriano (Mycoplasma pneumoniae, Chlamydophila pneumoniae, Legionella pneumoniae, Haemophilus influenzae, Streptococcus pneumoniae, Bordetella pertussis y B. parapertussis), y b) en frotis nasofaríngeo y plasma para identificar las coinfecciones virales (influenza A, A-H1, A-H1pdm09, A-H3 y -B, VSR-A y -B, parainfluenza [PIV] 1, 2, 3 y 4, metapneumovirus [MPV], adenovirus, bocavirus, rinovirus y coronavirus –NL63, -229E, -OC43). Cuando estuvo clínicamente indicado se realizaron hemocultivos y cultivo de esputo, y se analizó la presencia de antigenuria de Streptococcus pneumoniae y Legionella pneumophila. Se recopilaron datos demográficos, enfer-medades crónicas subyacentes, características clínicas y analíticas, ARNemia de SARS-CoV-2, y desenlace clínico desfavorable (ingreso en UCI o muerte) y supervivencia. Los datos se expresan como mediana e IQR. Para evaluar la diferencia entre los grupos se utilizó la prueba t de Student, la U de Mann-Whitney y las pruebas de x2 y Fisher. Se consideró significativo un valor de P<0,05.

Resultados Se incluyeron en el estudio un total de 348 pacientes con COVID-19, con edad de 60 (52-71,7) años, siendo 198 (56,9%) varones. Solo un paciente (0,3%) tuvo coinfección viral al ingreso, producida por MPV+PIV3 identificados en plasma; 32 (9,2%) tuvieron coinfección bacteriana al ingreso, producida por H. influenzae (n=13), S. pneumoniae (n=14), ambas bacterias (n=3) y L. pneumophila (n=2). Cinco (1,4%) tuvieron bacteriemia (n=4; Klebsiella pneumoniae [n=2], Escherichia coli [n=1], Staphylococcus haemolyticus [n=1]) y candi-demia (n=1, Candida albicans) nosocomiales. Los 38 pacientes con

35




coinfecciones tuvieron una estancia hospitalaria más prolongada (9 vs. 6 días, P=0,02), mayor frecuencia de síndrome de distrés respira-torio agudo (27,0% vs. 13,4%, P=0,02), y mayor necesidad de venti-lación mecánica invasiva (16,2% vs. 5,6%, P=0,02) y de ingreso en UCI (21,1% vs. 8,3%, P=0,01), así como mayor probabilidad de desenlace desfavorable (24,3% vs. 12,0%, P=0,03). Adicionalmente, existió una tendencia a mayor frecuencia de ARNemia de SARS-CoV-2 (26,3% vs. 15,5%, P=0,09). La carga viral en frotis nasofaríngeo fue similar en pacientes con y sin coinfecciones.

ConclusionesLa frecuencia de coinfecciones virales en la COVID-19 es muy escasa. Las coinfecciones bacterianas son mayormente de origen comunitario. La presencia de coinfecciones en pacientes con COVID-19 está asociada con el desenlace desfavorable.

P-25

IMPACTO DE LA PANDEMIA POR SARS-CoV-2 EN LA INCIDENCIA DE PORTADORES DE BACTERIAS MULTIRRESISTENTES EN EL HOSPITAL VIRGEN MACARENA (SEVILLA)

Delgado Valverde, M.; Portillo Calderon, I.; López Cerero, L.; Pascual Hernández, Á.


IntroducciónLa aparición del virus SARS-CoV-2 ha requerido una respuesta rápida a nivel mundial en el control, prevención y tratamiento de la COVID-19; en lo que se han centrado la mayoría de los recursos sanitarios. La falta de personal sanitario suficiente ha provocado una dificultad para llevar a cabo otras medidas sanitarias impor-tantes como las políticas de control y uso de antimicrobianos. Además, existen trabajos que asocian una posible implicación de la pandemia por COVID-19 en el incremento de las resistencias bacterianas.

Objetivo El objetivo de este trabajo es determinar el impacto inmediato que ha producido la pandemia por COVID-19 en el cribado de pacientes portadores de bacterias multirresistentes (BMR) en el Hospital Universitario Virgen Macarena.

Material y MétodosSe analizaron las muestras para cribado de portadores de BMR de los pacientes hospitalizados del Hospital Universitario Virgen Macarena de Sevilla diferenciándose dos periodos de estudio, un periodo pre-pandemia (enero-diciembre 2019) y un periodo post-pandemia (enero-diciembre 2020). El estudio de portadores de BMR incluye detección de Klebsiella pneumoniae BLEE (KpBLEE), Acinetobacter baumannii MR (AbMR) y enterobacteriales produc-tores de carbapenemasa (EPC) en frotis rectal (FR), frotis axilar (FA) y aspirado traqueal (AT); y de Staphylococcus aureus resistente a meticilina (SARM) en frotis nasal (FN). Se comparó el porcentaje de positivos de ambos periodos y se determinó la χ² de Pearson según: tipo de muestra y determinación.

ResultadosEl número total de muestras para detección de portadores de BMR en 2019 y 2020 fue 8977 (30,7% FR, 28,1% FA, 2,9% AT y 38,3% FN) y 7563 (33,0% FR, 29,0% FA, 3,5% AT y 34,5% FN), respectivamente; de las cuales fueron positivas el 2,5% y el 2,8% (p=0,34), respec-tivamente. El porcentaje de muestras positivas en 2019 vs 2020 fue: FR 3,63% vs 4,33%, FA 1,47% vs 2.09%; AT 3,45% vs 4,12% y FN 2,44% vs 1,73%, sólo se observaron diferencias significativas en el

número de FN positivos (p= 0,05) para detección de SAMR. Según el tipo de determinación, el porcentaje de positivos en 2019 vs 2020 fue: KpBLEE 1,22% vs 1,89%; EPC 0,74% vs 0,77% y AbMR 0,67% vs 0,66%, detectándose un aumento significativo en el número de aislados de KpBLEE (p= 0,005) y específicamente en muestras de FA (0,52% vs 1,14%, p= 0,02).

Conclusiones 1. No se observa un aumento significativo del número total de

positivos entre ambos periodos de estudio.

2. Se detecta un incremento en la detección de KpBLEE, siendo mayor en muestras de FA respecto a FR.

3. Se detecta una disminución significativa en la detección de SARM en muestras de FN.

P-26

EPIDEMIOLOGIA BACTERIANA/FÚNGICA EN MUESTRAS DE BAS PROCEDENTES DE PACIENTES INGRESADOS EN LA UNIDAD DE CUIDADOS INTENSIVOS ANTES Y DURANTE LA PANDEMIA

Correa, A.; Sena, G.; Pérez, I.; Bardón, P.; Briones, L.


IntroducciónLas vías respiratorias inferiores son vulnerables a infecciones causadas por una amplia variedad de microorganismos.

ObjetivosEl objetivo de este trabajo es estudiar la epidemiología bacteriana/fúngica en BAS de pacientes ingresados en la unidad de cuidados intensivos desde abril del 2019 a marzo del 2021 por trimestre.

Materiales y MétodosEstudio retrospectivo de los aislamientos bacterianos/fúngicos en broncoaspirados de pacientes procedentes de la unidad de cuidados intensivos. La identificación de los microorganimos se realizó con VITEK y/o Maldi-tof. El análisis estadístico se realizó con SPSS v25.0.

ResultadosSe estudiaron un total de 280 aislamientos, cuya distribución por trimestre fue: primero 6,8%; segundo 9,3%; tercero 8,2%; cuarto 14,3% quinto 10,4%; sexto 12,1%; séptimo 17,5% y octavo 21,4% de pacientes con una edad media de 61,4 (SD= 13,03). 193 de los aislamientos (68,9%) correspondieron a hombres.

La distribución de los microorganismos en el periodo estudiado es el siguiente: 31,4% Candida sp; 13,9% Staphylococcus aureus; 10,4% Klebsiella sp; 5 % Pseudomonas sp; 7,1% Escherichia coli; 6,8% Stenotrophonas sp; 4,6 % Haemophilus sp; 4,3% Enterobacter sp; 1,8% S. pneumoniae; 1,8% Acinetobacter sp; 3,9% Aspergillus sp y 0,7 % Achromobacter sp.

36




abr-jun 2019

jul-sep 2019

oct-dic 2019

ene-mar 2020

abr-jun 2020

jul-sep 2020

oct-dic 2020

ene-mar 2021

Staphylococcus aureus

736,8%

311,5%

313%

922,5%

310,3%

12,9%

510,2%

610%

MRSA 14,3%

Achromobactersp

13,8%

13,4%

Acinetobacter sp 13,8%

24,1%

23,3%

Enterobacter sp 28,7%

25,9%

510,2%

35%

EC 15,3%

311,5%

313%

12,5%

310,3%

411,8%

11,7%

EC BLEE 15,3%

27,7%

13,4%

Haemophilus sp 315,8%

13,8%

615%

13,4%

25,9%

K. pneumoniae 13,8%

417,4%

25%

310,3%

617,6%

12%

711,7%

KP BLEE 15,3%

36,1%

11,7%

Pseudomonas sp. 15,3%

27,7%

14,3%

38,8%

510,2%

23.3%

Stenotrophomonassp

13,8%

14,3%

418,8%

25,9%

816,3%

35%

S. pneumoniae 210,5%

13,8%

25%

13,4%

12,9%

Aspergillus sp 14,3%

12,5%

12,9%

612,2%

23,3%

Candida sp 210,5%

726,9%

521,7%

1537,5%

827,6%

926,5%

1224,5%

3050%

Otros 15,3%

311,5%

28,7%

410%

413,8%

38,8%

12%

35%

ConclusionesEn el último año se produce un aumento considerable de los aislamientos de Candida sp y Aspergillus sp, y un aumento de Stenotrophomonas. Esto se debe a la alta presión antibiótica que sufren los pacientes ingresados por COVID. El papel que desem-peñan estos aislamientos es en muchas ocasiones es dudoso ya que, aún siguiendo las guías de diagnóstico con apoyo de las técnicas de imagen y otros marcadores microbiológicos, es difícil establecer si se trata de una mera colonización o de una verdadera infección.

P-27

INFECCIÓN BACTERIANA Y USO DE ANTIMICROBIANOS EN PACIENTES INGRESADOS EN LAS TRES OLAS DE LA PANDEMIA POR INFECCIÓN POR SARS-CoV-2

Romero Oraá, L.1; Cantón Benito, E.2; Maldonado Lizaraz, N.1; Martínez Suárez, A.1; Salamanca, E.1; Fernández Cuenca, F.1; Rodrí-guez Baño, J.1; Pascual Hernández, Á.1; Retamar Gentil, P.1

1Hospital Universitario Virgen Macarena, Sevilla; 2Hospital Clínico Uni-versitario, Valladolid.

IntroducciónEn las cohortes publicadas, la infección bacteriana en pacientes ingresados por infección por SARS-CoV-2 es infrecuente (4-22%), a pesar de lo cual se ha descrito un uso elevado de antimicrobianos en este grupo de pacientes (de hasta un 80%).

ObjetivosEl objetivo de nuestro estudio fue comparar la frecuencia de los estudios microbiológicos, resultados y uso de antimicrobianos en nuestro centro en pacientes ingresados por infección por SARS-CoV-2 durante las tres olas de la pandemia.

Materiales y MétodosEstudio descriptivo de los hallazgos microbiológicos, resultados y uso de antimicrobianos en pacientes con infección por SARS-CoV-2 en una cohorte de 712 pacientes ingresados en un hospital de tercer nivel a lo largo de las tres olas: primera (5 marzo-31julio), segunda (1 agosto-4 enero) y tercera (4 enero-actualidad). Se describen la frecuencia de estudios realizados, porcentaje de positivos, aislados microbiológicos y prescripciones antibióticas. Se consideró la primera prescripción de cada paciente, diferenciando las prescrip-ciones al ingreso (presentes en las 1ªs 48 horas) e iniciadas poste-riormente (a partir de las 48 horas de ingreso).

ResultadosLos estudios microbiológicos y porcentaje de positivos se recogen en la Tabla 1. Del total de pacientes ingresados, presentaron infección bacteriana confirmada 24 (9%), 17 (6%) y 14 (7%) en la 1ª, 2ª y 3ª ola respectivamente.

Tabla 1. Distribución de muestras realizadas en pacientes ingresados por SARS-CoV-2.

PRIMERA OLA (N= 232)

SEGUNDA OLA (N= 284

TERCERA OLA (N= 196)

TOTAL (N=712)

Ag neumococo N (%) 150 (65%) 55 (19%) 27 (14%) 232 (32%)

% positivos 0% 2% 0% 0,5%

Ag Legionella N (%) 148 (64%) 51 (18%) 23 (12%) 222 (31%)

% positivos 0% 0% 0% 0%

Cultivo muestra respitaroria* N (%)

39 (17%) 23 (8%) 18 (9%) 80 (11%)

% positivos 41% 35% 27% 37%

Hemocultivo N (%) 114 (49%) 105 (37%) 80 (41%) 299 (42%)

% positivos 21% 10% 8% 14%

Urocultivo N (%) 32 (14%) 48 (17%) 31 (16%) 111 (16%)

% positivos 28% 19% 16% 21%

Otros cultivos N (%) 6 (3%) 11 (4%) 10 (5%) 27 (4%)

% positivos 67% 0% 10% 17%

* Esputo, aspirado traqueal, secreción bronquial, lavado broncoalveolar.

Del total de muestras procesadas, los microorganismos aislados más frecuentemente fueron Escherichia coli (13%), Staphylococcus aureus (12%), Pseudomonas aeruginosa (11%) y Staphylococcus epidermidis (10%). Por tipo de muestra, los microorganismos más frecuentes aislados en muestras respiratorias fueron Staphylococcus aureus (24%) y Pseudomonas aeruginosa (21%), y en hemocultivos fueron Staphyloccocus epidermidis (22%) y Staphylococcus aureus (10%). En urocultivos fueron Escherichia coli (35%) y Klebsiella pneumoniae (17%). La prevalencia del uso de antimicrobianos fue del 42,7%, 28,5% y 17,5% en la primera, segunda y tercera ola respectivamente. El antibiótico más utilizado al ingreso fue ceftriaxona sola o en combi-nación, y para tratar sobreinfección (>48hrs) el más usado fue piperacilina-tazobactam.

37




ConclusionesSe observa una disminución de los cultivos realizados en muestras respiratorias, antígeno de neumococo y Legionella spp entre la primera ola y posteriores. Los hemocultivos, urocultivos y otras muestras se mantienen estables. El conocimiento de la baja incidencia de coinfección bacteriana en pacientes ingresados por SARS-CoV-2 se refleja en el descenso del diagnóstico microbio-lógico y uso de antimicrobianos a lo largo de la pandemia.

P-28

BACTERIEMIAS POR ENTEROCOCCUS SPP. EN PACIENTES CON INFECCIÓN POR SARS-CoV-2

Odero Bernal, V.; Gómez Sánchez, M.C.; Ros Vidal, L.; Sánchez Calvo, J.M.; De Francisco Ramírez, J.L.; López Prieto, M.D.

Hospital de Jerez, Jerez de la Frontera.

IntroducciónLa pandemia por el nuevo coronavirus SARS-CoV-2 ha tenido un gran impacto en los sistemas sanitarios a nivel mundial. Aunque la mayoría de los pacientes infectados cursan con una infección leve o asintomática, los pacientes con infección grave por SARS-CoV-2 requieren hospitalización prolongada, muchos de ellos en las unidades de cuidados intensivos, con terapias antimicrobianas de amplio espectro e inmunosupresores. Todos estos factores favorecen la adquisición de sobreinfecciones en este tipo de pacientes. Algunos estudios han observado un aumento en el número de bacteriemias producidas por Enterococcus spp. en pacientes con COVID-19.

ObjetivosEl objetivo de nuestro estudio fue determinar el número de bacte-riemias por Enterococcus spp. en pacientes adultos hospitalizados en nuestro centro durante 2019-2021 y conocer la frecuencia de estas infecciones en los pacientes hospitalizados por COVID-19.

Material y MétodosSe realizó un estudio retrospectivo de las bacteriemias producidas por Enterococcus spp. en pacientes adultos ingresados en nuestro centro, desde Enero 2019 a Mayo de 2021. Se recogieron datos de edad, sexo y servicio de hospitalización. Durante el periodo de pandemia por SARS-CoV-2 se recogieron además los resultados de PCR de SARS-CoV-2 de estos pacientes.

ResultadosDurante el periodo de estudio se registraron un total de 97 bacte-riemias por Enterococcus spp., 61 producidas por E. faecalis (63%), 35 por E. faecium (35%) y 2 por otros Enterococos (2%). En el periodo pre-pandemia (Enero 2019-Marzo 2020) se detectaron 38 bacteriemias por Enterococcus spp. (39%), mientras que durante el periodo de pandemia por SARS-CoV-2 se detectaron 59 bacte-riemias por Enterococcus spp. (61%). La edad media de los pacientes fue de 67 años, 62 (64%) hombres y 35 (36%) mujeres. Un total de 25 pacientes presentaron PCR positiva para SARS-CoV-2 (42%), de los cuales 11 estaban ingresados en la unidad de cuidados inten-sivos (19%).

Conclusiones 1. Durante el periodo de pandemia por SARS-CoV-2 se ha

observado un aumento de bacteriemias producidas por Enterococcus spp. en pacientes adultos hospitalizados en nuestro centro.

2. Este aumento del número de bacteriemias podría relacionarse

con el aumento de pacientes ingresados por COVID-19 durante el periodo de pandemia por SARS-CoV-2.

P-29

CRIBADO PERIÓDICO DE SARS-CoV-2 EN MUESTRAS DE SALIVAS EN PERSONAL UCI

De Salazar, A.; Fuentes, A.; Viñuela, L.; Hernandez-Quero, J.; Fuentes, A.; Palacios, A.; Acosta, M.; Yuste, M.E.; Colmenero, M.; García, F.

Hospital Universitario San Cecilio, Granada.

Introducción y ObjetivoEl personal sanitario que trabaja en áreas de elevada exposición a SARS-CoV-2 tiene un mayor riesgo de contraer COVID-19, lo que pone en riesgo a ellos mismos, a sus familias y a sus pacientes. Asimismo, el aislamiento del personal sanitario infectado limita la capacidad del Sistema de Salud para brindar una atención sanitaria correcta, lo que resulta de especial relevancia para zonas de especial atención a COVID, como las UCIs y URPAs. El objetivo de este estudio es analizar y evaluar la eficacia de un programa de detección precoz y recurrente en personal sanitario de áreas de COVID, mediante el uso de muestras de saliva, y valorar la reducción en la transmisión entre los profesionales.

Pacientes y MétodosSe recogió saliva escupida, recogida mediante auto-toma por el propio profesional sanitario en un recipiente estéril proporcionado para dicho fin. A la recepción en el laboratorio las muestras se trataron con una solución inactivante, y a su vez estabilizante de ácidos nucleicos. La toma se repite a intervalos de 4-7 días. Se recogen datos demográficos (edad, sexo), epidemiológicos (síntomas, fecha de inicio de síntomas, categoría profesional, variables de la unidad familiar) y sanitarios (planta de hospitalización). Las muestras se sometieron a extracción de ácidos nucleicos y amplificación de los genes E y N de SARS-CoV-2 mediante PCR en tiempo real.

ResultadosEl programa se ha puesto en marcha en enero de 2021. Hasta la fecha se han analizado 1774 muestras pertenecientes a 313 profe-sionales (mediana de edad: 42 (IQR, 32-50) años; 78.2% mujeres). La mediana de muestras analizada por profesional ha sido de 5 (2-9). El programa ha permitido detectar 5 casos de infección por SARS-CoV-2, y el aislamiento precoz del personal, lo que evitó los posibles brotes por contacto estrecho de los profesionales de estas unidades durante el periodo analizado.

ConclusionesUn programa de cribado periódico de SARS-CoV-2 de profesionales sanitarios mediante PCR permite la localización rápida de profe-sionales en riesgo de transmitir la infección por SARS-CoV-2. La utilización de muestras de saliva esta permitiendo una adherencia optima de los profesionales al programa.

P-30

FENOTIPOS DE COVID-19 EN PACIENTES DE LAS DOS PRIMERAS OLAS DE LA PANDEMIA, ADMITIDOS EN EL HOSPITAL UNIVERSITARIO VIRGEN MACARENA: VALIDACIÓN DE LA HERRAMIENTA FEN-COVID

Maldonado, N.1; Caponcello, M.G.1; Rey, R.D.A.1; Guitérrez-Campos, D.1; Palacios-Baena, Z.1; Román-Rodríguez, L.2; Delgado-Torralbo, J.A.2; Pérez De León, J.A.3; Peral Gutiérrez-Ceballos, E.3; Castilla-Yelamo, J.3; López-Hernández, I.1; Pascual-Hernández, Á.1; Gutiérrez-Gutiérrez, B.1; Rodríguez-Baño, J.1

38




1Unidad de Gestión Clínica de Enfermedades Infecciosas, Microbio-logía y Medicina Preventiva, Hospital Universitario Virgen Macarena/Instituto de Biomedicina de Sevilla (IBiS)/Universidad de Sevilla/Centro Superior de Investigaciones Científicas., Sevilla; 2Unidad de Gestión Clí-nica de Neumología, Hospital Universitario Virgen Macarena, Sevilla; 3Unidad de Gestión Clínica de Medicina Interna, Hospital Universitario Virgen Macarena, Sevilla.

IntroducciónEl estudio FEN-COVID-19, en base a 16 variables demográficas y clínicas, identificó 3 fenotipos en la presentación de la COVID-19 que tienen impacto en el pronóstico, el fenotipo A se asoció con menor mortalidad (<5%) e ingreso en UCI, mientras que fenotipos B y C presentan mayor mortalidad.

ObjetivosValidar la herramienta FEN-COVID-19 en el Hospital Universitario Virgen Macarena.

Material y MétodosSe incluyeron 460 pacientes con COVID-19 ingresados en el Hospital Universitario Virgen Macarena; 230 pacientes entre marzo-mayo de 2020 (primera ola) y 230 entre julio-octubre (segunda ola). Con la herramienta http://fen-covid.com/index.html se calculó la proba-bilidad de pertenecer a cada fenotipo, asignando a cada caso el fenotipo de mayor porcentaje: A (FA>50%); B (FB>50%) y C (FC>50%); en el FB se analizaron los subfenotipos según el porcentaje de pertenencia al FA (<20 y ≥20%). Se analizó la mortalidad hospitalaria e ingreso en UCI para cada fenotipo.

ResultadosEl 19,3% de los pacientes (n=89) se asignó al fenotipo A, 77,4% (n=356) al B y 3,3% (n=15) al C. El ingreso global a UCI fue 10,7% (n=49) y la mortalidad hospitalaria 17,8% (n=82), con diferencias según el fenotipo COVID-19 (Tabla 1). Comparando entre la primera y segunda ola (Tabla 2 y 3), el ingreso a UCI fue: FA del 1,9% y 2,6%; FB subfenotipo FA≥20% del 10,8% y 6,6%; y FB subfenotipo FA<20% del 22,3% y 9,5%; respectivamente. La mortalidad hospitalaria fue: FA 1,9% y 0,0%; FB subfenotipo FA≥20% del 12,3% y 6,6% y FB subfe-notipo FA<20% del 33,0% y 23,0%; en cada ola, respectivamente.

Tabla 1. Distribución por fenotipo COVID-19 y variables pronosticas en pacientes del HUVM entre marzo y octubre de 2020

Fenotipo Sub.fenotipo Ingreso a UCI Mortalidad hospitalaria

A (PA>50%):89 (19,3%)

PA>80%: 14 1/14 (7,1%)

PA=50-80%: 76 1/76 (1,3%) 1/76 (1,3%)

B (PB>50%):356 (77,4%)

PA>20%: 126 11/126 (8,7%) 12/126 (9,5%)

PA>20%: 229 35/229 (15,3%) 63/229 (27,5%)

C (Pc>50%):15 (3,3%) 1/15 (6,7%) 6/15 (40,0%)

TOTAL n: 460 49/460 (10,7%) 82/460 (17,8%)

Tabla 2. Distribución por fenotipos y variables pronosticas en pacientes de la primera ola


A (PA>50%):52 (22,6%)

PA>80%: 10 0/10 (0,0%) 0/10 (0,0%)

PA=50-80%: 42 1/42 (2,4%) 1/42 (2,4%)

B (PB>50%):168 (73,04%)

PA>20%: 65 7/65 (10,8%) 8/65 (12,3%)

PA>20%: 103 23/103 (22,3%) 34/103 (33,0%)

C (Pc>50%):10 (4,34%) 1/10 (10%) 2/10 (20,0%)

TOTAL n: 230 32/230 (13,9%) 45/230 (19,6%)

Tabla 3. Distribución por fenotipos y variables pronosticas en pacientes de la segunda ola


A (PA>50%):38 (16,5%)

PA>80%: 4 1/4 (25,0%) 0/4 (0,0%)

PA=50-80%: 34 0/34 (0,0%) 0/34 (0,0%)

B (PB>50%):187 (83,3%)

PA>20%: 61 4/61 (6,6%) 4/61 (6,6%)

PA>20%: 126 12/126 (9,5%) 29/126 (23,0%)

C (Pc>50%):5 (2,17%) 0/5 (0,0%) 4/5 (80%)

TOTAL n: 230 17/230 (7,4%) 37/230 (16,1%)

ConclusionesLa herramienta FEN-COVID-19 se validó adecuadamente, compro-bándose que la distribución de mortalidades e ingreso en UCI por fenotipos fue similar a la prevista.

P-31

EVALUACIÓN DE LA CAPACIDAD VIRUCIDA DEL DISPOSITIVO DESINFECTANTE DUCTFIT (CLEANAIR)

Sanbonmatsu-Gámez, S.; Pedrosa-Corral, I.; Foronda García-Hidalgo, C.; Guillot-Sulay, V.; Navarro-Marí, J.M.

Servicio de Microbiología. Hospital Universitario Virgen de las Nieves, Granada.

IntroducciónEl riesgo de transmisión de SARS-CoV-2 se incrementa en espacios cerrados mal ventilados. El dispositivo ductFIT® es un sistema de purificación de aire y desinfección de superficies que se instala en los conductos de ventilación. Consta de una luz UV que estimula un catalizador que reacciona con la humedad ambiental convir-tiéndo el agua en peróxido de hidrógeno, inactivando microorga-nismos en el aire y en las superficies en las que se deposita gracias la capacidad oxidante del peróxido. Este tipo de sistemas podrían disminuir la contaminación microbiana de ambientes y superficies y contribuir a frenar la transmisión de agentes patógenos en estos entornos.

ObjetivoDeterminar la actividad virucida del dispositivo ductFIT para los virus envueltos coronavirus 229E (CoV-229E), con una estructura muy similar a SARS-CoV-2, y virus de la gripe AH1N1pdm09 (AH1N1pdm09) así como el virus desnudo Echovirus 30 (E30), con mayor capacidad de resistencia a las condiciones ambientales y de desinfección.

Material y MétodosPor cada cepa se prepararon 3 placas Petri (C0, C6 y T6) con 1 mL

39




de suspensión del virus correspondiente en cada una de ellas, se secaron en cabina de seguridad biológica durante 20 minutos a temperatura ambiente. Las placas de control a tiempo 0 (C0) se se utilizaron para comprobar el inóculo vírico inicial. Las placas de prueba (T6) se sometieron a la acción del dispositivo y las de control a tiempo final (C6) se colocaron en la misma habitación fuera del alcance del sistema de desinfección durante 6 horas. La capacidad virucida de ductFIT se evaluó cuantificando y compa-rando la presencia de virus viables en C0, C6 y T6 mediante cultivo celular en RD para E30, MCR5 para CoV-229E y MDCK-SIAT para AH1N1pdm09. La cuantificación de E30 y CoV-229E se realizó mediante el cálculo de la TCID50. Debido al escaso efecto citopático que produce AH1N1pdm09 en cultivo celular, la cuantificación del crecimiento vírico se realizó mediante el recuento de focos de fluorescencia en Shell-vial tras inmunofluorescencia (Influenza A&B DFA, Light Diagnostics).

ResultadosLos resultados para E30 y CoV-229E se resumen en la tabla 1.

Tabla1. TCID50, diferencia y porcentaje de reducción de viabilidad de E30 y CoV-229E tras seis horas de exposición a DuctFIT

Virus TCID50

Δlog % reducción a las 6 horas

C0 (inóculo inicial)

C6 (control 6 horas)

T6 (tratada 6 horas)

E30 107,25 106,75 102,5 4,5 99,994%

CoV-229E 105,7 104 No crecimiento 4 100%

Para AH1N1pdm09 el número de focos fluorescentes observados en los Shell-vial inoculados con las suspensiones de virus recupe-radas de las placas C0, C6 y T6 fueron de 711, 383 y 1 respectiva-mente, lo que supone una reducción de viabilidad a las 6 horas del 99,75%.

ConclusionesEl sistema DuctFIT ha demostrado una elevada actividad viricida tanto con virus envueltos como desnudos.

P-32

ESTUDIO PILOTO PARA LA PREVENCIÓN DE LA COVID-19 EN LA FACULTAD DE MEDICINA DE GRANADA: RESULTADOS PRELIMINARES

Fuentes-Lopez, A.1; De Salazar, A.1; Gonzalez-Herrera, L.2; Hernandez-Quero, J.1; Moleon, J.J.2; Garcia, F.1

1Hospital Universitario de San Cecilio de Granada, Granada; 2Facultad de Medicina, Granada.

Introducción y ObjetivoHasta el momento, se han puesto en marcha diferentes estrategias para minimizar la transmisión en el entorno universitario, todas ellas basadas en el distanciamiento, el uso de mascarillas, lavado de manos y ventilación adecuada. Nuestro objetivo ha sido pilotar un proyecto de detección temprana de casos de infección por SARS-CoV-2 mediante el análisis por PCR en saliva.

Pacientes y MétodosSe ha realizado PCR en saliva a los alumnos, profesores (PDI) y personal de servicios (PAS) de la Facultad de Medicina durante el segundo cuatrimestre del curso 2020-2021. Se ha analizado una muestra de saliva a la semana. Para el PDI se asignó un día

de la semana aleatorio al inicio del estudio para la recogida de la muestra. Para los alumnos se programó la recogida de la muestra 48 horas antes de su asistencia a la primera práctica de la semana. Tanto PAS/PDI como alumnos recogen un contenedor para saliva, volante de solicitud, vial inactivante de virus y estabi-lizante de ácidos nucleicos (Roche-Diagnostics) en conserjería, donde se habilitó igualmente un punto de depósito de muestras. Se distribuyó a todos los participantes un video explicativo para la toma de muestras. Las muestras de saliva se analizaron mediante RT-PCR (Vircell) siguiendo la técnica de “pooling” en agrupaciones de 4-5 muestras.

ResultadosSe reclutaron 473 participantes, 316 alumnos y 157 PAS/PDI. La mediana de edad y distribución por sexo de los alumnos fue de 19 años (RI 18-21) y 67,2% mujeres respectivamente, y del PAS/PDI de 54 años (RI 43-59 años) y 57,85 mujeres respectivamente. Se han analizado un total de 1534 muestras, con una mediana de XXX muestras al día.

No se ha detectado ningún caso positivo entre el PAS/PDI, mientras que entre el alumnado se detectaron 4 casos positivos (1.26%), que se confirmaron mediante estudio en aspirado nasofaríngeo. Estos 4 alumnos se pusieron en cuarentena de manera anticipada a su asistencia a clase. No se ha detectado ningún brote en la facultad durante el periodo analizado hasta el momento. Necesitamos realizar estudio de contactos a todo un grupo de practicas ya que en un caso uno de los alumnos entrego su muestra en el mismo día que asistió a prácticas. No se detectó ningún positivo entre los asistentes a ese grupo de prácticas.

ConclusionesLos resultados preliminares de este estudio piloto indican que el análisis de muestras de saliva y la detección de ARN de SARS-CoV-2 en agrupaciones de 4-5 muestras pueden ser un método eficaz y seguro para prevenir la aparición de brotes en las facultades de la universidad. En el mismo día de la toma de muestras pueden identificarse a los hipotéticos infectados y tomar las medidas oportunas para su aislamiento e identificación de contactos.

P-33

ARN SUBGENÓMICO EN SARS-CoV-2

Viñuela, L.; De Salazar, A.; Fuentes, A.; Serrano-Conde, E.; Illescas, M.; Chaves, L.; García, F.

Hospital Universitario de San Cecilio de Granada, Granada.

Introducción y ObjetivosEl ARN de SARS-Cov-2 puede ser detectado mediante RT-PCR, pudiendo permanecer positiva varias semanas después de la resolución clínica. Este hecho sigue siendo objeto de dudas a la hora de la toma de decisiones clínicas con el paciente, sobre todo en aquellos pacientes con PCRs sucesivas positivas con CTs>30 en las que no queda claro en que momento dejan de ser contagiosos. Durante la replicación del ARN se generan fragmentos de ARN subgenómico que codifican proteínas estruc-turales (S, E, N y M) y proteínas accesorias. Estudios recientes sugieren que la detección de ARN subgenómico mediante PCR puede ser un indicador de infección/transcripción activa viral. Nuestro objetivo ha sido comparar la detección de ARN subge-nómico con la detección de ARN total mediante PCR en muestras nasofaríngeas.

40




Material y MétodosSe seleccionaron 96 muestras positivas para el gen E y N realizadas mediante el kit SARS-CoV-2 (Vircell ). Para el estudio se incluyeron 50% de muestras con CTs <30 y 50% CTs >30 para ambos genes. A partir de los eluidos de ARN, que se conservaron a -2oC hasta su procesamiento, se realizó en paralelo una RT-PCR para la amplifi-cación del gen E y del gen E subgenómico (sg) en un termociclador CFX-96 (Bio-rad). Para la amplificación de estos últimos se utilizaron los primers publicados por Wölfel R et al. (https://doi.org/10.1038/s41586-020-2196-x).

ResultadosEn el total de las muestras se observó una desviación media de ΔCT -3.77 del E sg con respecto al E total. En todas las muestras con valor de E < 30, amplificó el E sg con una desviación media de ΔCT -4.42, mientras que en las muestras con E > 30, sólo amplificaron 21/48 (44%, p <0.0001 con respecto a grupo de CT <30 = 48/48) con el E sg, presentado una desviación media de ΔCT -2.44. La máxima diferencia observada fue de 8 CT en una muestra con E total= 28.54.

ConclusionesEn nuestro estudio se detectaron diferencias significativas en la detección de ARN subgenómico en muestas con CTs>30, este puede explicar una posible asociación de la replicación viral y la infectividad. Estos resultados suponen un valor añadido a la toma de decisiones.

P-34

DESCRIPCIÓN DE BROTE POR VIRUS WEST NILE DETECTADO EN ÁREA SANITARIA CÁDIZ BAHÍA-LA JANDA EN 2020

Rodríguez, M.; Virto, I.; Cebada, C.; Freyre, C.; Martínez, C.


IntroducciónEl virus West Nile (WNV) es un arbovirus zoonótico emergente que se ha distribuido por todo el mundo. En la actualidad el WNV está cobrando más importancia debido a su capacidad de invadir nuevas zonas geográficas causando brotes epidémicos de gran virulencia. Transmitido por picadura de mosquitos, su reservorio natural lo constituyen multitud de especies de aves silvestres, que al emigrar propagan el virus fuera de sus zonas endémicas. El virus puede provocar patología tanto en humanos como en equinos.

ObjetivoEl objetivo de este estudio es describir un brote por WNV acaecido en humanos en Cádiz en el año 2020.

Material y MétodosDurante el período de estudio (15 de septiembre y el 4 de noviembre de 2020), 35 pacientes fueron estudiados por sospecha de infección por WNV.

Se enviaron muestras de líquido cefalorraquídeo (LCR), orina y/o suero al Laboratorio de Referencia de Virus de Andalucía.

Se realizaron estudios serológicos mediante técnica ELISA, que consistieron en la detección de anticuerpos tipo IgM en LCR y en suero junto con determinación de IgG y posterior confirmación por neutralización. Los estudios moleculares consistieron en la detección mediante PCR de ácido nucleico viral en sangre, orina o LCR.

ResultadosDe los 35 pacientes con sospecha de infección producida por el

WNV, se confirmaron 13 de ellos (37,1%). La IgM en suero fue positiva en todos los casos. Además, la IgG en suero fue positiva en 7. La IgM en LCR lo fue en 8 casos. Hubo una PCR en LCR positiva y 2 en orina.

El rango de edad de los pacientes estaba entre 44-87 años (media: 69,6), 7 hombres (53,8%) y 6 mujeres (46,1%). La clínica que presen-taron al ingreso fue: Fiebre (77%), cefalea (23%), vómitos (30,8%), vértigo (23%). síndrome confusional (38,5%), diarrea (15,4%) y síndrome catarral (7,7%). La duración del ingreso fue de entre 5-14 días. No hubo complicaciones en el 76,9% de pacientes. En el 23% restante, las complicaciones fueron: 1 broncoaspiración, 1 shock séptico y fallo multiorgánico y 1 paciente presentó melenas y parada cardiorrespiratoria. Hubo un total de exitus 3 (23%).

ConclusionesEl estudio serológico resultó de mayor eficacia diagnóstica que la PCR para la confirmación de la infección por WNV.

Consideramos que la mortalidad del 23% es una mortalidad elevada.

La presencia del brote descrito en nuestra área sanitaria en 2020 apoya la evidencia de que existe una circulación establecida del virus en áreas concretas del sur de España.

Por tanto cobra más importancia la necesidad de adoptar medidas de vigilancia y control de este arbovirus, incidiendo en todos los elementos del ciclo vital del mismo.

https://doi.org/10.1038/s41586-020-2196-x

https://doi.org/10.1038/s41586-020-2196-x

41

ÍNDICE AUTORES



Apellidos Nombre Resumen Comunicación

Abelenda Alonso Gabriela P-24

Acosta Federico P-02

Acosta Maria P-29

Aguilera Alicia P-14

Alba Jorge P-08, P-24

Álvarez Marta P-06

Arnaiz de la Revillas Francisco P-24

Bardón Paula P-26

Becerril-Carral Berta P-01

Berastegui Cabrera Judith P-08, P-24

Berdon Paula P-02

Bernal-Martinez Samuel P-01

Blanco Martín Tania P-11, P-18, P-22

Blanco Vidal María José P-08, P-24

Borrego Jiménez Jaime P-12

Briones Lola P-26

Cabezas Teresa P-02

Camacho Martinez Pedro P-01, P-05, P-08, P-09, P-10, P-11, P-24

Cantón Benito Elena P-27

Cantudo Purificación P-02

Caponcello Maria Giulia P-30

Carratalà Jordi P-24

Carretero Ledesma Marta Claudia P-24

Casas Flecha Inmaculada P-08

Castaño Miguel Angel P-01

Castilla-Yelamo Javier P-30

Causse del Rio Manuel P-04, P-10, P-11

Cebada Carmen P-34

Cerrada Romero Cristina P-08

Chaves Lucia P-06, P-33

Chavez Monica P-01

Chueca Natalia P-02, P-06, P-16

Cisnero José Miguel P-24

Cisneros José Miguel P-08

Clavijo Frutos Encarnación P-02, P-13

Colmenero Manuel P-29

Cordero Elisa P-08, P-24

Correa Ana P-26

De Francisco Ramírez Jose Luis P-15, P-28

De Salazar Adolfo P-02, P-06, P-16, P-29, P-32, P-33

De Toro Maria P-01, P-07, P-23

Delgado Valverde Mercedes P-25

Delgado-Torralbo José Antonio P-30

Fernandez Cuenca Felipe P-07, P-23, P-27

Fernández Martínez Marta P-24

Foronda García-Hidalgo

Carla P-31

Franco Alvarez de Luna Francisco P-01

Franco García María Del Carmen P-20

Freyre Carrillo Carolina P-20, P-34

Fuentes Ana P-06, P-16, P-29, P-33

Fuentes Antonio P-29

Fuentes-Lopez Ana P-02, P-32

Garcia Federico P-02, P-06, P-16, P-29, P-32, P-33

García Barrionuevo Aurora P-13

García Collado Yolanda P-13

García Díaz Emilio P-24

García Martín Sofía P-20

Goikoetxea Aguirre Josune P-08, P-24

Gómez Cristina P-06

Gómez Sánchez María del Carmen P-15, P-23, P-28

González Rico Claudia P-24

Gonzalez-Herrera Lucas P-32

Grupo Andaluz de Secuenciación de Sars-Cov-2

P-03

Guillot Sulay Vicente P-12, P-31

Guitérrez-Campos David P-30

Gutierrez Juan Francisco P-17

Gutierrez María Jesús P-02

Gutiérrez-Gutiérrez Belén P-30

Guzmán Puché Julia P-18

Hernandez-Quero Jose P-29, P-32

Illescas Marta P-06, P-33

Jordan Chaves Juan P-20

Lepe Jimenez Jose Antonio P-01, P-05, P-09, P-24

Leyva-Calero Alba P-16

Liebana Carmen P-02

Liró Julia P-23

López Barba José P-23

López Cerero Lorena P-25

López Hernández Inmaculada P-23, P-30

López Martín Cristina P-18

López Prieto Mª Dolores P-15, P-28

Lopez-Nevot Miguel Angel P-17

42

ÍNDICE AUTORES



Maldonado Lizaraz Natalia P-27, P-30

Martin Lina P-17

Martínez Martínez Luis P-04, P-10, P-11, P-18, P-21, P-22

Martínez Pérez Rocío P-13

Martínez Rubio Carmen P-01, P-20, P-34

Martínez Suárez Ariana P-27

Mendoza Joaquín P-16

Merino Diaz Laura P-01, P-04, P-05, P-09

Moleon Jose Juan P-32

Montiel Quezel-Guerraz

Natalia P-19

Mora Navarro Laura P-13

Muñoz de la Rosa Montserrat P-11, P-21, P-22

Navarro Marí José María P-12, P-17, P-31

Odero Bernal Valle P-15, P-28

Oteo Revuelta José Antonio P-08, P-24

Pachón Díaz Jerónimo P-08, P-24

Palacios Angela P-29

Palacios-Baena Zaira P-30

Palanca Matilde P-02

Panés Ortega Paula P-19

Pascual Hernández Álvaro P-07, P-08, P-23, P-24, P-25, P-27, P-30

Pedraza Merino Rosa P-04, P-10, P-21

Pedrosa Corral Irene P-12, P-31

Peral Gutiérrez-Ceballos

Enrique P-30

Pérez Inés P-26

Pérez de León José A. P-30

Pérez Jiménez Ana Belén P-21, P-22

Perez Palacios Patricia P-07, P-08, P-24

Pérez-Castro Sonia P-16

Plata-Rosales Carlos P-01

Portillo Calderon Ines P-25

Pozo Sánchez Francisco P-08

Pupo Ledo Maria Inmaculada P-01, P-05, P-09

Quesada Antonio Andres P-02

Regueiro Benito P-16

Reguera Juan P-17

Retamar Gentil Pilar P-27

Rey Rocío del Alba P-30

Riazzo Damas Cristina P-01, P-04, P-10, P-11

Rodríguez Javier P-17

Rodríguez Manuela P-34

Rodriguez Alvárez Regiño P-08, P-24

Rodríguez Baño Jesús P-27, P-30

Rodríguez Iglesias Manuel Antonio P-01, P-19

Rodríguez Ochoa José Luis P-23

Rodríguez Pallares Salud P-19

Rodriguez-Maresca Manuel P-02

Rojas Almudena P-16

Rojas José P-16

Roldan Carolina P-02

Roldán-Fontana María Esther P-01

Román-Rodríguez Lucas P-30

Rombauts Alexander P-24

Romero Oraá Laura P-27

Ros Vidal Luis P-15, P-28

Ruiz-Aragón Jesús María P-01

Salamanca Elena P-27

Sampedro Antonio P-17

Sanbonmatsu Gámez Sara P-12, P-31

Sánchez Calvo Juan Manuel P-01, P-15, P-28

Sánchez Céspedes Javier P-08, P-24

Santibañez Sonia P-08, P-24

Santotoribio Camacho José Diego P-20

Sena Corrales Gabriel P-02, P-14, P-26

Serrano-Conde Esther P-06, P-16, P-33

Trujillo Soto Teresa P-19

Valiente Adoración P-08, P-24

Viciana Ramos Isabel P-02, P-13

Viñuela Laura P-02, P-06, P-16, P-29, P-33

Virto Ianire P-34

Yuste Maria Eugenia P-29

43

NORMAS DE PUBLICACIÓN



Envío del manuscritoRemita su manuscrito al correo electrónico [email protected]

Costes de publicaciónEsta revista no aplica ningún cargo de publicación.

IdiomaLos autores pueden enviar sus artículos en español.

CONSIDERACIONES PREVIAS

Derechos de personas y animalesSi el trabajo descrito conlleva la participación de personas o ani-males, el autor debe asegurarse de que se llevó a cabo en con-sonancia conel código ético de la OMS (Declaración de Helsinki) sobre experimentos con humanos; y los requisitos para manuscri-tos enviados a revistas biomédicas de la ICMJE. El autor debe decla-rar en el manuscrito que cuenta con el consentimiento informado de todos los sujetos estudiados. En todo momento debe respetar-se el derecho a la privacidad de las personas.Los experimentos con animales deben adherirse a las directrices del ARRIVE y realizarse de acuerdo con el Acta de 1986 del Reino Unido sobre Animales (Procedimientos Científicos) y las recomen-daciones relacionadas de la Directiva UE 2010/63/UE para experi-mentos con animales, o la guía sobre el cuidado y utilización de los animales de laboratorio del National Institutes of Health (NIH Publications No. 8023, revised 1978). El autor deberá indicar clara-mente en el manuscrito que se han seguido estas directrices.

Consentimiento informado y datos de los pacientesLos estudios realizados con pacientes o voluntarios requieren la aprobación del comité ético y el consentimiento informado, que deberá constar en el artículo. Cuando un autor desee incluir datos de los casos u otra información personal, o imágenes de los pacien-tes y de otras personas, deberá obtener los permisos, consenti-mientos y cesiones apropiados. El autor deberá conservar los con-sentimientos por escrito y, si AMPAC lo solicita, tendrá que facilitar copias de estos o las pruebas de que se han obtenido dichos con-sentimientos. A menos que tenga la autorización del paciente por escrito (o, cuando sea necesario, de su pariente más cercano), los datos personales del paciente incluidos en cualquier parte del artí-culo y del material complementario deben eliminarse antes de la presentación.

Conflicto de interesesTodos los autores deben informar de cualquier relación financie-ra y personal con otras personas u organizaciones que pudieran influenciar (hacer parcial) su trabajo de manera inadecuada. Entre los ejemplos de posibles conflictos de interés se consideran: estar empleado por la organización, servicios de consultoría, titularidad de acciones, remuneración, testimonio de experto remunerado, solicitudes/registros de patentes y becas u otro tipo de financia-ción. En caso de que no haya conflicto de intereses, hay que decla-rar lo siguiente: «Conflictos de intereses: ninguno».

Declaraciones inherentes al envío del manuscrito y verificaciónLa presentación de un artículo implica que el trabajo descrito no se ha publicado previamente (excepto en forma de resumen o en el marco de una conferencia publicada o una tesis académica, o como prepublicación electrónica; que no está en evaluación para publi-carse en ningún otro medio, que su publicación está autorizada por todos los autores y expresa o tácitamente por las autoridades

responsables de la institución en que se llevó a cabo el trabajo, y que, en caso de aceptarse, no se publicará en ningún otro medio con el mismo formato.

Fuente de financiaciónSi ha recibido financiación económica para la realización del estudio, investigación y/o preparación del artículo indique los datos de la(s) institucion(es) financiadoras. Si no existió ningún tipo de participación, por favor indíquelo también incluyendo la siguiente frase: “La presente investigación no ha recibido ninguna beca específi-ca de agencias de los sectores público, comercial, o entidades sin ánimo de lucro.”

PREPARACIÓN DEL MANUSCRITO

Procesador de textosEs importante que guarde el manuscrito en el formato nativo del procesador de textos que utilice.Envíe el manuscrito en el formato nativo del procesador de textos (Word, OpenDocument, etc)El texto debe estar presentado en una sola columna y de la forma más sencilla posible. No utilice las opciones de justificación de texto o de partición automática de palabras. Puede utilizar negrita, cursiva, subíndices y superíndices o similares.Las imágenes y gráficos deben enviarse siempre de forma sepa-rada en el archivo fuente original en el que fueron creadas, inde-pendientemente de si se han incrustado en el texto o no. Consulte también el apartado de Imágenes, más adelante.

Primera páginaTítulo. Evite incluir fórmulas y abreviaturas en el mismo siempre que sea posible. Nombres y filiaciones de los autores. Indique nombre y apellidos de cada uno de los autores. Incluya los datos de filiación de cada uno de los autores (nombre y dirección de la institución en la que se realizó el estudio) debajo de los nombres. Indique todas las filia-ciones mediante una letra minúscula en superíndice al final del apellido de cada autor. La misma letra debe preceder los datos de la institución. Indique la dirección postal completa para cada filia-ción, sin olvidar el país, así como la dirección de correo electrónico de cada autor, si es posible.Autor de correspondencia. Indique claramente quien se respon-sabilizará de recibir la correspondencia durante todo el proceso de evaluación y publicación del artículo, así como posteriormente a su publicación. Dirección actual o permanente. Si un autor ha cambiado de direc-ción desde que se realizó el trabajo, o la dirección era temporal, puede indicarse una ‘Dirección actual’ o bien una ‘Dirección per-manente’ como una nota al pie en el nombre del autor (utilizando numeración arábiga en superíndice), mientras que para la filiación se conservará la dirección de realización del estudio.

AbreviaturasDefina las abreviaturas la primera vez que aparezcan en el texto, poniendo la abreviatura entre paréntesis. Por ejemplo: La infección respiratoria aguda (IRA)…... Asegúrese de que utiliza las abreviaturas de forma consistente a lo largo de todo el artículo.

44

NORMAS DE PUBLICACIÓN



AgradecimientosSitúe los agradecimientos en una sección aparte al final del manus-crito y antes de la Bibliografía.

Formato de las fuentes de financiaciónEnuncie las fuentes de financiación utilizando en el formato están-dar requerido por las entidades financiadoras.Si no se ha recibido financiación alguna, le rogamos que incluya la siguiente frase:“La presente investigación no ha recibido ayudas específicas prove-nientes de agencias del sector público, sector comercial o entida-des sin ánimo de lucro.”

UnidadesUtilice las reglas y convenciones aceptadas internacionalmente, como el sistema internacional de unidades (SI). Si menciona otro tipo de unidades, por favor, proporcione su equivalente en el SI.

Imágenes• Asegúrese de que presenta sus ilustraciones originales de forma uniforme en cuanto a tamaño y leyendas. • Incruste las fuentes en el archivo, si la aplicación que utiliza lo permite. • Procure utilizar las fuentes: Arial, Courier, Times New Roman, Symbol, u otras que se asemejen en sus ilustraciones. • Numere las ilustraciones de forma correlativa.• Proporcione los textos para el pie de cada figura en una lista sepa-rada (ver apartado Pies de figura).• Utilice un tamaño similar al que deberían tener las imágenes en la publicación (ancho mínimo 87,5 mm).• Envíe cada figura en un archivo independiente.

FormatoEnvíe la figura en el formato propio del archivo si es de Microsoft Office (Word, PowerPoint o Excel)Si ha usado otro programa, una vez la figura esté terminada, haga un ‘Guardar como’ o bien exporte o convierta cada uno de los archi-vos de imágenes a alguno de los formatos siguientes: TIFF o JPEG.Tenga en cuenta la resolución mínima requerida es de 72 ppp

No son válidos• Archivos que no son óptimos para su utilización en pantalla (GIF, BMP, PICT o WPG, por ejemplo, suelen tener una baja resolución y un número limitado de colores). • Archivos con baja resolución (menor de 72 ppp).• Gráficos de tamaño desproporcionadamente grande en relación con su contenido o gráficos muy pequeños (menos de 87,5 mm de ancho).

Pies de figuraEn un documento aparte, redacte un pie para cada una de las figuras. El pie debe contener un título corto (que no debe apare-cer en la ilustración) y una descripción de la figura. Intente que la presencia de texto en la figura sea mínima, y no olvide incluir en el pie la definición de todos los símbolos y abreviaturas utilizados en la misma.

TablasRemita las tablas como texto editable, y no como imágenes. Cada tabla deberá ir en páginas aparte al final del manuscrito.Numere las tablas de forma consecutiva según su aparición en el texto y coloque las notas correspondientes debajo de cada tabla.

Limite la utilización de tablas y compruebe que los datos que pre-senta en las mismas no duplican resultados ya descritos en el texto.No utilice pautas verticales ni celdas sombreadas.

FormatoLas tablas se remitirán con el siguiente formato:

Tabla 1. Título de la tabla

Grupos de edad Fármaco A Total

n %

≤15 11 9.0 122

16-40 70 15.9 441

41-65 45 19.7 229

> 65 19 14.8 128

Total 145 15.8 920

n: número de pacientes tratados, %: porcentaje respecto al total de pacientes

Referencias bibliográficasCitación en el texto. Cada referencia dada en el texto debe apare-cer en la lista de referencias (y viceversa). Si se incluyen comunica-ciones personales o trabajos no publicados en la lista de referen-cias deben seguir las convenciones estándar con la mención en el texto de ‘Resultados no publicados’ o bien ‘Comunicación perso-nal’. La mención de una referencia como ‘En prensa’ implica que el manuscrito ha sido aceptado para su publicación.Referencias a páginas web. Como mínimo, debe proporcionarse la URL completa y la fecha en que se accedió por última vez a la refe-rencia. Deberá añadirse también cualquier otra información cono-cida (DOI, nombres de los autores, referencia a una publicación fuente, etc). Las referencias a páginas web pueden incluirse en la misma lista de las referencias bibliográficas.Formato de las referencias. Las referencias bibliográficas se pro-porcionarán siguiendo las Normas de Vancouver.· Texto: Indique las referencias mediante números en superíndice dentro del texto. El autor puede mencionarse si se desea, pero el número de la referencia es imprescindible.· Lista: Numere las referencias en la lista en el mismo orden en que aparecen en el texto.· Libro: Autor/es. Título. Volumen. Edición. Lugar de publicación: Editorial; año.· Capítulo de libro: Autor/es del capítulo. Título del capítulo. En: Director/Coordinador/Editor literario del libro. Título del libro. Edición. Lugar de publicación: Editorial; año. Página inicial del capí-tulo‐página final del capítulo.· Artículo de revista: Autores del artículo (6 aut. máximo et al). Título del artículo. Abreviatura de la revista. Año; Volumen (número):páginas.· Artículo de revista en Internet: Autores del artículo (6 autores máximo et al). Título del artículo. Abreviatura de la revista [Internet]. Año [fecha de consulta]; Volumen (número):páginas. Disponible en: URL del artículo.· Libro o monografía en Internet: Autor/es. Título. [Internet]. Volumen. Edición. Lugar de publicación: Editorial; fecha de publi-cación. [fecha de última actualización; fecha de nuestra consulta]. Disponible en: URL.· Página web: Sede Web [Internet]. Lugar de publicación: Editor; Fecha de comienzo [fecha de última actualización; fecha de nuestra consulta]. Disponible en: URL de la web.

microbiología y parasitología clínica

Documents