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Manual de Evaluación Interna

Promoción 2015-2017

Manual del alumno Biología NS Curso 2015-2017

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EVALUACIÓN INTERNA

1. Información general

La evaluación interna consiste en la realización de una investigación, así como en la de un

programa de trabajos prácticos y el proyecto del Grupo 4. El programa de trabajos prácticos tiene

una duración de 40 h e incluye una amplia gama de actividades prácticas, como prácticas de

laboratorio, simulaciones por ordenador, uso de bases de datos, ejercicios de análisis de datos,

trabajo de campo o ejercicios de recoplación de datos mediante cuestionarios.

Respecto a la investigación, debe ser una investigación científica individual que cubra un

tema acorde con el nivel del programa de estudios, y representa el 20% de la nota final del

alumno obtenida en la asignatura, siendo evaluada por el Profesor internamente y moderada

externamente por el IB.

Dicha investigación científica tendrá una duración de unas 10 horas y culminará con el

informe de la misma, que debe ocupar aproximadamente entre 6 y 12 páginas. Las

investigaciones que superen esta extensión se penalizarán en el criterio Comunicación por no ser

concisas.

Los informes de laboratorio se realizarán en formato electrónico y serán enviados por el

alumno por correo electrónico en el plazo de los diez días siguientes a la realización de la

práctica.

El método de evaluación utilizado para la evaluación interna se basa en criterios

establecidos, es decir, se evalúa el trabajo de cada alumno con relación a criterios de evaluación

previamente establecidos y no con relación al trabajo de otros alumnos. En todos los cursos del

Grupo 4 el componente de evaluación interna se evalúa con arreglo a conjuntos de criterios de

evaluación y descriptores de nivel de logro. Cada criterio de evaluación posee cierto número de

descriptores que describen un nivel de logro específico.

2. Investigación científica individual

Las 10 horas asignadas para la investigación individual se refieren al tiempo requerido para

que el alumno planifique y ponga en práctica el trabajo de investigación individual. En estas 10

horas asignadas para la evaluación interna se incluyen:

El tiempo que necesita el Profesor para explicar a los alumnos los requisitos de la

evaluación interna.

El tiempo para consultas entre el Profesor y cada alumno.

Tiempo para completar el trabajo de investigación.

Tiempo para revisar el trabajo y evaluar cómo progresa, y para comprobar que es

original.

La planificación inicial es crucial para que la investigación individual tenga resultados

satisfactorios. En esta etapa el Profesor orienta a los alumnos sobre la adecuación de la pregunta

de investigación en lo que respecta a su nivel de complejidad, para garantizar que la pregunta

esté acorde con el nivel del curso y sea compatible con los criterios de evaluación.

Como indica su título, la investigación individual es un trabajo de investigación personal y,

como tal, se prevé que cada alumno lleve a cabo su propia investigación con carácter único de

una pregunta de investigación que sea de interés. La formulación de la pregunta de investigación

es responsabilidad del alumno y que ésta debe ser evaluada dentro del criterio de Exploración.

Los Profesores pueden sugerir posibles temas y enfoques para formular las preguntas de

investigación, pero no pueden asignar preguntas de investigación específicas para que el alumno

las investigue.

Dr. Germán Tenorio Dpto. Ciencias Naturales

3

Los alumnos deben decidir si realizar una investigación individual que implique el uso de

actividades prácticas, fuentes secundarias como bases de datos y simulaciones, o una mezcla de

ambos tipos de fuentes.

Antes de llevar a cabo la investigación en el laboratorio, los alumnos deben:

Asegurarse de que entregan a tiempo información detallada sobre lo que necesitan

con respecto a los materiales.

Abordar una amplia gama de temas de investigación, de forma que no todos

requieran usar los mismos equipos y materiales.

Tener en cuenta que se pueden investigar de manera significativa conceptos

sofisticados con una metodología simple y un equipo sencillo.

Tener en cuenta que pueden llevar a cabo investigaciones que empleen aplicaciones

de IT o datos secundarios.

Para las investigaciones que empleen aplicaciones de TI o datos secundarios, es

importante que los alumnos lleven a cabo la etapa de acción para la generación u obtención de

datos bajo la supervisión en el aula o en el laboratorio, de forma que el Profesor pueda orientar,

supervisar y constatar la autoría original. Tales investigaciones no deben ser realizadas

únicamente en casa.

En el caso de los alumnos que lleven a cabo su investigación como un trabajo de campo,

los profesores deben asegurarse de la autoría original del trabajo.

Al completar la investigación, antes de entregar el informe escrito los alumnos deben:

Repasar los criterios de evaluación

Recordar que el informe debe tener una extensión de entre seis y doce páginas

Establecer un plazo de entrega intermedio concreto para enviar el borrador completo

Establecer un plazo de entrega final concreto para la versión final

El informe debe ser lo suficientemente detallado como para que la investigación pueda

ser repetida de forma independiente. Una vez entregado el borrador completo, el profesor podrá

hacer anotaciones y comentarios generales acerca de los puntos fuertes y débiles: estos

comentarios no deberán ser correcciones. El trabajo se puede devolver para que el alumno pueda

elaborar la versión final. Deberá realizarse una comprobación de autoría original (por medio de

turnitin.com o un sitio web similar) de la versión final entregada que hay que evaluar.

2.1. Criterios

Para evaluar el trabajo de investigación de los alumnos se utilizan cinco criterios de

evaluación.

• Compromiso personal (2 ptos.)

• Exploración (6 ptos.)

• Análisis (6 ptos.)

• Evaluación (6 ptos.)

• Comunicación (4 ptos.)

Los tres últimos criterios serán evaluados en cada informe de laboratorio, mientras que los

dos primeros serán solamente evaluados (junto con los anteriores) en investigaciones.


4

Las puntuaciones para cada criterio se suman para determinar la nota final (sobre un total

de 24) del componente de evaluación interna. Posteriormente, esta nota es transformada en IBCA

para obtener el total sobre el 20%.

2.2 Descriptores

Compromosio personal (CP)

Este criterio evalua la medida en que el alumno se compromete con la exploración y la hace

propia. El compromiso personal se puede reconocer en distintos atributos y habilidades, como

abordar intereses personales o mostrar pruebas de pensamiento independiente, creatividad o

iniciativa en el diseño, la implementación o la presentación de la investigación.

Puntos Descriptor Rúbrica

0

El informe del alumno no alcanza ninguno de los niveles

especificados por los descriptores que figuran a continuación.

1

Las pruebas que demuestran el compromiso personal con la

exploración son limitadas, con poco pensamiento

independiente, poca iniciativa o poca creatividad.

a

La justificación aportada para elegir la pregunta de investigación

y/o el tema que se investiga no demuestra interés, curiosidad o

importancia de índole personal.

b

Hay pocas pruebas que demuestren una iniciativa y un aporte

de índole personal en el diseño, la implementación o la

presentacion de la investigación.

c

2

Las pruebas que demuestran el compromiso personal con la

exploración son claras, con un grado significativo de

pensamiento independiente, iniciativa o creatividad.

a

La justificación aportada para elegir la pregunta de investigación

y/o el tema que se investiga demuestra interés, curiosidad o

importancia de índole personal.

b

Hay pruebas que demuestran una iniciativa y un aporte de

índole personal en el diseño, la implementación o la

presentación de la investigación.

c


5

Exploración (EX)

Este criterio evalúa en que medida el alumno establece el contexto científico del trabajo, plantea

una pregunta de investigación clara y bien centrada, y utiliza conceptos y técnicas adecuados al

nivel del Programa del Diploma. Cuando corresponde, este criterio también evalúa la conciencia

sobre consideraciones de seguridad, medioambientales y éticas.


0



1-2

Se identifica el tema de la investigación y se plantea una

pregunta de investigación de cierta pertinencia, pero la pregunta

no está bien centrada.

a

La información de referencia que se proporciona para la

investigación es superficial o de pertinencia limitada, y no ayuda

a comprender el contexto de la investigación.

b

La metodología de la investigación solo es adecuada para

abordar la pregunta de investigación de manera muy limitada, ya

que considera unos pocos factores importantes que pueden influir

en la pertinencia, fiabilidad y suficiencia de los datos obtenidos.

c

El informe muestra pruebas de una conciencia limitada acerca de

las importantes cuestiones de seguridad, éticas o

medioambientales que son pertinentes para la metodología de

la investigación.

d

3-4

Se identifica el tema de la investigación y se describe una

pregunta de investigación pertinente, pero la pregunta no esta

totalmente bien centrada

a


investigación es, en su mayor parte, adecuada y pertinente, y

ayuda a comprender el contexto de la investigación.

b

La metodología de la investigación es, en su mayor parte,

adecuada para abordar la pregunta de investigación, pero tiene

limitaciones, ya que considera solo algunos de los factores

importantes que pueden influir en la pertinencia, la fiabilidad y la

suficiencia de los datos obtenidos.

c

El informe muestra pruebas de cierta conciencia acerca de las

importantes cuestiones de seguridad, éticas o medioambientales

que son pertinentes para la metodología de la investigación*.

d

5-6

Se identifica el tema de la investigación y se describe con

claridad una pregunta de investigación pertinente y totalmente

bien centrada.

a


investigación es totalmente adecuada y pertinente, y mejora la

comprensión del contexto de la investigación.

b

La metodología de la investigación es muy adecuada para

abordar la pregunta de investigación porque considera todos, o

casi todos, los factores importantes que pueden influir en la

pertinencia, la fiabilidad y la suficiencia de los datos obtenidos.

c

El informe muestra pruebas de una completa conciencia acerca

de las importantes cuestiones de seguridad, eticas o

medioambientales que son pertinentes para la metodología de

la investigación*.

d


6

Análisis (AN)

Este criterio evalúa en qué medida el informe del alumno aporta pruebas de que éste ha

seleccionado, registrado, procesado e interpretado los datos de maneras que sean pertinentes

para la pregunta de investigación y que puedan respaldar una conclusión.


0



1-2

El informe no incluye suficientes datos brutos pertinentes

como para respaldar una conclusión valida para la pregunta de

investigacion.

a

Se realiza cierto procesamiento básico de datos, pero es

demasiado impreciso o demasiado insuficiente como para

llevar a una conclusión válida.

b

El informe muestra pruebas de que el efecto de la incertidumbre

de las mediciones en el análisis apenas se toma en consideración.

c

Los datos procesados se interpretan de manera incorrecta o

insuficiente, de tal forma que la conclusión no es válida o es muy

incompleta.

d

3-4

El informe incluye datos brutos cuantitativos y cualitativos

pertinentes pero incompletos que podrían respaldar una

conclusión simple o parcialmente válida con respecto a la

pregunta de investigación.

a

Se realiza un procesamiento adecuado y suficiente de datos que

podría llevar a una conclusión válida a grandes rasgos, pero hay

importantes imprecisiones e incoherencias en el procesamiento.

b


de las mediciones en el análisis se toma en consideración de

manera limitada.

c

Los datos procesados se interpretan de tal forma que se puede

deducir una conclusion válida a grandes rasgos, pero incompleta

o limitada, con respecto a la pregunta de investigación.

d

5-6

El informe incluye suficientes datos brutos cuantitativos y

cualitativos pertinentes que podrian respaldar una conclusión

detallada y válida en relación con la pregunta de investigación.

a

Se realiza un procesamiento adecuado y suficiente de datos con

la precisión necesaria como para permitir extraer una conclusión

con respecto a la pregunta de investigación que sea

completamente coherente con los datos experimentales.

b


de las mediciones en el análisis se toma en consideración de

manera completa y adecuada.

c

Los datos procesados se interpretan correctamente, de tal forma

que se puede deducir una conclusión completamente válida y

detallada de la pregunta de investigación.

d


7

Evaluación (EV)

Este criterio evalúa en qué medida el informe del alumno aporta pruebas de que éste ha evaluado

la investigación y los resultados con respecto a la pregunta de investigación y al contexto

cientifico aceptado.


0



1-2

Se resume una conclusión que no es pertinente para la pregunta

de investigación o que no cuenta con el respaldo de los datos que

se presentan.

a

La conclusión hace una comparación superficial con el contexto

científico aceptado.

b

Los puntos fuertes y débiles de la investigación, como las

limitaciones de los datos y las fuentes de error, se resumen pero

se limitan a exponer las cuestiones prácticas o de

procedimiento a las que el alumno se ha enfrentado.

c

El alumno ha resumido muy pocas sugerencias realistas y

pertinentes para la mejora y la ampliación de la investigación.

d

3-4

Se describe una conclusión que es pertinente para la pregunta de

investigación y que cuenta con el respaldo de los datos que se

presentan.

a

Se describe una conclusión que realiza cierta comparación

pertinente con el contexto científico aceptado.

b

Los puntos fuertes y débiles de la investigación, como las

limitaciones de los datos y las fuentes de error, se describen y

demuestran cierta conciencia de las cuestiones metodológicas*

implicadas en el establecimiento de la conclusión.

c

El alumno ha descrito algunas sugerencias realistas y pertinentes

para la mejora y la ampliación de la investigación.

d

5-6

Se describe y se justifica una conclusión detallada que es

totalmente pertinente para la pregunta de investigación y que

cuenta con el respaldo absoluto de los datos que se presentan.

a

Se describe y se justifica correctamente una conclusión

mediante una comparación pertinente con el contexto cientifico

aceptado.

b

Los puntos fuertes y debiles de la investigación, como las

limitaciones de los datos y las fuentes de error, se discuten y

demuestran una clara comprensión de las cuestiones

metodológicas* implicadas en el establecimiento de la

conclusión.

c

El alumno ha discutido sugerencias realistas y pertinentes para la

mejora y la ampliación de la investigación.

d


8

Comunicación (CO)

Este criterio evalúa si la presentación de la investigación y su informe contribuyen a comunicar

de manera eficaz el objetivo, el proceso y los resultados.


0



1-2

La presentación de la investigación es poco clara, lo cual

dificulta comprender el objetivo, el proceso y los resultados.

a

El informe es poco claro y no está bien estructurado: la

información necesaria acerca del objetivo, el proceso y los

resultados es inexistente o se presenta de manera incoherente o

desorganizada.

b

La presencia de informacion inadecuada o no pertinente dificulta

la comprensión del objetivo, el proceso y los resultados de la

investigación.

c

Hay muchos errores en el uso de convenciones y terminología

específicas de la asignatura. d

3-4

La presentación de la investigación es clara. Los errores que

pueda haber no obstaculizan la comprensión del objetivo, el

proceso y los resultados.

a

El informe es claro y está bien estructurado: la información

necesaria acerca del objetivo, el proceso y los resultados se

presenta de manera coherente.

b

El informe es pertinente y conciso, lo cual facilita una rápida

comprensión del objetivo, el proceso y los resultados de la

investigación.

c

El uso de convenciones y terminología específicas de la

asignatura es adecuado y correcto.

Los errores que pueda haber no obstaculizan la comprensión.

d

3. Proyecto del Grupo 4

Introducción

El proyecto del Grupo 4 es una actividad cooperativa en la que alumnos de diferentes

asignaturas del Grupo 4 trabajan juntos en un tema científico, y que permite el intercambio de

conceptos y percepciones de las diferentes disciplinas, de conformidad con el objetivo general

10: “fomentar la comprensión de las relaciones entre las distintas disciplinas científicas y la

naturaleza abarcadora del método científico”.

El proyecto puede ser de naturaleza práctica o teórica. Se alienta la colaboración entre

colegios de regiones diferentes.

Lo ideal es que en todas las etapas del proyecto los alumnos colaboren con compañeros de

otras asignaturas del Grupo 4. No es necesario para ello que el tema elegido esté integrado por

componentes claramente identificables correspondientes a asignaturas diferentes.

El proyecto se realiza en el primer año.


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Etapas del proyecto

Las 10 horas asignadas al proyecto del Grupo 4, que forman parte de las horas lectivas

dedicadas a la evaluación interna, se pueden dividir en tres etapas: planificación, acción y

evaluación de resultados.

a) Planificación

Esta etapa es crucial para todo el proyecto y deberá tener una duración de unas dos horas.

Puede desarrollarse en una sesión única o en dos o tres más cortas.

Debe incluir una sesión de lluvia de ideas, en la que participen todos los alumnos del

Grupo 4, se discuta el tema central y se compartan ideas e información.

El tema puede ser elegido por los alumnos o por los profesores.

Si participa un gran número de alumnos, puede ser recomendable que se constituya más

de un grupo interdisciplinario.

Una vez que el tema o asunto haya sido seleccionado, se deben definir con claridad las

actividades que se llevarán a cabo antes de pasar a las etapas de acción y evaluación de

resultados.

Una estrategia puede ser que los alumnos definan por sí mismos las tareas que

emprenderán, individualmente o como miembros de los grupos, e investiguen los diversos

aspectos que plantea el tema seleccionado. En esta etapa, si el proyecto va a ser de tipo

experimental, debe especificarse el equipo que se utilizará, de modo que la etapa de acción no se

retrase. En el caso de haber concertado una reunión con otros colegios, puede resultar importante

considerarla en este momento.

b) Acción

Esta etapa debe durar unas seis horas y puede llevarse a cabo a lo largo de una o dos

semanas dentro del tiempo de clase programado. También se puede realizar en un solo día de

clase completo si, por ejemplo, el proyecto requiere trabajo de campo.

Los alumnos deben investigar el tema en grupos interdisciplinarios o en grupos de una

sola asignatura.

Debe haber colaboración durante la etapa de acción: los resultados de la investigación se

deben compartir con los otros alumnos que forman parte del grupo, ya sea

interdisciplinario o de una sola asignatura. Durante esta etapa, es importante prestar

atención a las cuestiones de seguridad, éticas y medioambientales en cualquier actividad

de tipo práctico.

c) Evaluación de los resultados

Durante esta etapa, para la que se necesitarán probablemente dos horas, el énfasis debe

recaer en que los alumnos compartan con sus compañeros los resultados de la investigación,

tanto los éxitos como los fracasos. La forma de alcanzar este objetivo puede ser decidida por el

profesor, los alumnos o en forma conjunta.

Una de las soluciones posibles puede ser dedicar una mañana o una tarde a un simposio

en el que todos los alumnos, de forma individual o en grupo, realicen breves

exposiciones.

Otra opción puede ser la presentación de los resultados de manera más informal, en una

feria de ciencias en la que los alumnos observen diversos paneles en los que se expongan

resúmenes de las actividades de cada grupo.

Al simposio o la feria de ciencias podrían asistir los padres, miembros del consejo escolar

y la prensa. Este hecho puede ser especialmente pertinente cuando la investigación se


10

refiere a un asunto de importancia local. Algunos de los hallazgos podrían repercutir en la

interacción entre el colegio y su entorno o la comunidad local.

Elección del tema

Los alumnos pueden elegir el tema o proponer varios posibles; el profesor decidirá cuál es

el más viable en función de la disponibilidad de recursos, de personal, etc. Otra posibilidad es

que el profesor elija el tema o proponga varios para que los alumnos escojan uno.

Temas elegidos por los alumnos

Se resume aquí una estrategia posible para que los alumnos seleccionen un tema, la cual

incluye también parte de la fase de planificación. En este momento, los profesores de la

asignatura pueden aconsejar a los alumnos sobre la viabilidad de los temas propuestos.

Identificar los posibles temas consultando a los alumnos por medio de un cuestionario o

una encuesta.

Realizar una sesión inicial de lluvia de ideas sobre posibles temas o cuestiones para

investigar.

Discutir brevemente dos o tres temas que parezcan interesantes.

Elegir un tema por consenso.

Los alumnos hacen una lista de los trabajos prácticos que podrían llevar a cabo. A

continuación, todos los alumnos comentan los aspectos comunes entre los temas y las

posibilidades de colaborar en sus trabajos.

Evaluación

Cada alumno deberá escribir una reflexión acerca de su participación en el proyecto del

Grupo 4. Dicha reflexión debe incluirse en la portada de su investigación de evaluación interna.

4. Presentación de datos en Biología

Estas directrices están dirigidas a los alumnos de NS y de NM para la redacción de sus

informes de investigación. La orientación tiene por objetivo ayudar a los alumnos a realizar

presentaciones de sus trabajos claras y fáciles de interpretar.

Unidades

Siempre que sea posible deberá usarse el sistema internacional de unidades, aunque la

consideración principal es que las unidades deben adecuarse al propósito. Por ejemplo, es

preferible usar minutos en lugar de segundos en algunos casos, como cuando se evalúa el efecto

del ejercicio sobre el ritmo cardíaco o la tasa de transpiración; o cm3 en lugar de m3 para

describir el volumen de dióxido de carbono producido por la respiración de células de levadura.

No deben usarse unidades no métricas, como pulgadas o tazas.

Tablas

Las tablas tienen por objeto organizar los datos y disponerlos para su análisis. Las tablas

deben tener un título explicativo. "Tabla de resultados" no es un título explicativo, mientras que

"Tabla que muestra el tiempo requerido para que Elodea produzca 1 cm3 de oxígeno con

diferentes concentraciones de dióxido de carbono" describe la naturaleza de los datos obtenidos.

Otros puntos que deben tenerse en cuenta son:

Las unidades deben aparecer únicamente en los encabezados de las columnas y no en el

cuerpo de la tabla.


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El error introducido por el instrumento usado o la precisión de la lectura deben aparecer

en el encabezado de la columna si corresponde.

La variable independiente debe estar en la primera columna.

Las columnas posteriores deben mostrar los resultados de la variable dependiente.

El número de decimales debe ser constante en una misma columna.

Los valores medios no deben tener más decimales que los valores brutos usados para su

obtención.

Los métodos usados para procesar los datos deben ser fáciles de seguir y los datos

procesados pueden incluirse en la misma tabla que los datos brutos, no hace falta separarlos.

Gráficos

Los gráficos deben ser claros, fáciles de leer e interpretar y deben incluir un título

explicativo. Si se utilizó un programa informático, el gráfico debe tener puntos de datos

claramente identificados y unos ejes marcados y rotulados con una escala adecuada.

Los puntos de datos deben unirse mediante una línea recta y dicha línea debe comenzar

con el primer punto de los datos y concluir con el último, ya que no debe haber ninguna

extrapolación más allá de dichos puntos. Las líneas de mejor ajuste solo son útiles si hay una

buena razón para creer que los puntos intermedios caen dentro de la línea entre ambos puntos de

datos. La razón habitual para ello es la obtención de una gran cantidad de datos, algo que

normalmente no resulta posible debido a las restricciones de tiempo que tienen las

investigaciones a este nivel. Asimismo, la extrapolación de la línea solo tendrá sentido si hay una

gran cantidad de datos y se predice una línea de mejor ajuste o si se hace referencia a valores

obtenidos de la literatura científica. Los alumnos deben ser cautos al hacer suposiciones.

Por último, el tipo de gráfico escogido debe adecuarse a la naturaleza de los datos

obtenidos.

Error

Hay fuentes de error en varias etapas de cualquier investigación. El método escogido

debe procurar abordar todas las fuentes posibles tomando en consideración el control de

variables; a pesar de esto muchas fuentes permanecerán. Los alumnos no deben desanimarse por

esto, ya que los resultados experimentales solo son muestras (véase el apartado 3 de la sección

"Naturaleza de la ciencia": "La objetividad de las ciencias", en la guía de Biología); por el

contrario, deben tener esto en cuenta al analizar los datos y extraer conclusiones. Una evaluación

cuidadosa de las fuentes de incertidumbre y error también será de ayuda para alcanzar una

perspectiva adecuada sobre la investigación en general y para sugerir ampliaciones y mejoras

posibles.

Variación aleatoria y variación normal

En las investigaciones biológicas, los errores pueden deberse a cambios en el material

usado o a cambios en las condiciones en las que se realiza el experimento. Los materiales

biológicos son especialmente variables. Por ejemplo, el potencial hídrico del tejido de una papa

puede calcularse sumergiendo fragmentos de tejido en una serie de soluciones de sacarosa con

distinta concentración. Sin embargo, el potencial hídrico de los distintos fragmentos de tejido


12

variará, especialmente si estos han sido extraídos de distintas papas. Los fragmentos de tejido

extraídos de la misma papa también presentarán variaciones en su potencial hídrico, aunque

probablemente estos muestren una variación normal, inferior a la exhibida por las muestras

obtenidas de distintas papas. Los errores aleatorios se pueden mantener, por tanto, en un nivel

mínimo mediante una selección meticulosa del material y bajo un cuidado control de las

variables. Por ejemplo, mediante el uso de un baño de agua (baño María) para reducir las

fluctuaciones aleatorias a temperatura ambiente.

Errores humanos

Cometer errores no es una fuente aceptable de error cuando estos podrían haberse

evitado fácilmente poniendo más cuidado y atención. Si hay que realizar una gran cantidad de

mediciones, pueden utilizarse registradores de datos para evitar los errores que se producen por

falta de concentración. Una planificación cuidadosa puede ayudar a reducir este riesgo.

El acto de medir

Cuando se realiza una medición, la propia acción de medir puede afectar al entorno del

experimento. Por ejemplo, si se introduce un termómetro frío en un tubo de ensayo que solo

tiene un pequeño volumen de agua caliente en su interior, el agua se enfriará por la presencia del

termómetro, por lo que sería razonable aumentar el volumen o tener el termómetro en la solución

desde el comienzo. Si se va a registrar el comportamiento de animales, la presencia del

experimentador puede influir en el comportamiento de los animales. Aunque hay formas de

reducir el impacto de la influencia del observador, esto puede ser un factor que se ha de tener en

cuenta más tarde.

Errores sistemáticos

Los errores sistemáticos pueden reducirse si se comprueba o calibra regularmente el

equipo para garantizar su funcionamiento correcto. Por ejemplo, un termómetro debe

introducirse en un baño de agua electrónico para comprobar que el termostato del baño de agua

esté correctamente calibrado. Debería usarse una muestra en blanco para calibrar un colorímetro,

y así compensar la desviación del instrumento.

Grados de precisión e incertidumbre en los datos

Los alumnos deben elegir un instrumento apropiado para medir diferentes elementos tales

como la longitud, el volumen, el pH y la intensidad de la luz. Esto no significa que haya que

justificar cada elemento del equipo y puede comprenderse que en un laboratorio de ciencias

normal, puede que no estén disponibles la mayoría de instrumentos apropiados.

Para los grados de precisión, la regla más sencilla es que el grado de precisión es

más/menos (±) la división menor en el instrumento (división de lectura mínima). Esto se aplica a

reglas e instrumentos con pantallas digitales.

El límite de error del instrumento no suele ser mayor que la división mínima y con

frecuencia es una fracción del valor de dicha división mínima. Por ejemplo, en una bureta o un

termómetro de mercurio se suele leer hasta la mitad de la división de lectura mínima. Esto

implica que el valor de una bureta de 34,1 cm3 se convierte en 34,10 cm3 (±0,05 cm3). Tener en

cuenta que el valor del volumen se menciona ahora con un decimal más para que haya

coherencia con la incertidumbre.


13

La incertidumbre estimada tiene en cuenta los conceptos de división mínima y límite de

error del instrumento, pero también si procede, niveles mayores de incertidumbre tal como indica

el fabricante del instrumento (documentación normalmente disponible en línea) o

consideraciones cualitativas como los problemas de paralaje al leer la escala de un termómetro,

el tiempo de reacción al pulsar un cronómetro al inicio y al final de la medición, o la fluctuación

aleatoria en una lectura de una balanza electrónica. Los alumnos deben esforzarse al máximo

para cuantificar dichas observaciones con la incertidumbre estimada.

Si bien existen otros protocolos, no existe preferencia por ninguno en concreto: lo

importante es que se haya llevado a cabo el registro de las incertidumbres y que éstas sean de

una magnitud razonable y sistemática.

Propagación de errores

Aunque no se requiere la propagación de errores durante el procesamiento de datos, ésta

será aceptable siempre que se explique la base del error experimental.

Repeticiones y muestras

Los sistemas biológicos, debido a su complejidad y variabilidad intrínseca, requieren

repetición de las observaciones y varias muestras de material. Como regla general, el límite

inferior será de cinco mediciones para la variable independiente, con tres series por cada una. De

este modo se obtendrán cinco puntos de datos para su análisis. Así, por ejemplo en una

investigación sobre el efecto de la temperatura sobre la velocidad de reacción de una enzima, la

temperatura es la variable independiente y la velocidad de reacción la variable dependiente. La

variable independiente debe evaluarse, como mínimo, tres veces en cada una de las cinco

temperaturas diferentes. Sin lugar a dudas, esto variará dentro de los límites de tiempo disponible

para una investigación. Algunas investigaciones sencillas permiten una gran cantidad de

mediciones o una gran cantidad de series. También es posible usar los datos de clase para

generar suficientes repeticiones como para permitir adecuar el procesamiento de los datos en

clase, en actividades prácticas no evaluadas.

La desviación estándar es la dispersión de los datos en torno al valor medio. Cuanto

mayor sea la desviación estándar, más amplia será la dispersión de datos. La desviación estándar

se utiliza con datos que presentan una distribución normal. Así, resulta útil para mostrar la

variación general o la incertidumbre en torno a un punto en un gráfico lineal, pero no lo es tanto

para identificar posibles anomalías.

Las barras de error, que representan el valor máximo y el mínimo obtenidos en una

prueba, unificadas con la media, que constituirá el punto de datos dibujado en el gráfico

mediante una línea vertical, permitirán evaluar la variación/incertidumbre para cada conjunto de

datos. Si las barras de error son especialmente amplias, ello podría sugerir que las lecturas

realizadas no son fiables (aunque tal vez sea necesario hacer una referencia a la escala para

determinar qué se considera "amplio"). Si las barras de error se solapan con la barra de error de

un punto anterior o posterior, ello indicaría que la dispersión de los datos es demasiado amplia

como para permitir una discriminación efectiva. Si es posible incluir líneas de tendencia, añadir

el coeficiente de determinación (R2) puede ser útil como una indicación de la bondad del ajuste

de la línea de tendencia a los datos.


14

Estadísticas

Una presentación efectiva de los datos pasa por un largo proceso para evaluar si se

constata una tendencia o no. Sin embargo, ello no es lo mismo que emplear la estadística para

evaluar la naturaleza de una tendencia tal y si ésta es significativa estadísticamente o, dicho de

otro modo, si una tendencia es realmente válida a partir del juicio subjetivo de un gráfico. Se

fomenta a los alumnos que utilicen una prueba estadística para evaluar sus datos; para ello

explicarán brevemente su elección de la prueba, resumirán la hipótesis de trabajo e incluirán los

resultados de la prueba en el contexto de su investigación. Cuando se realicen pruebas

estadísticas, debe presentarse el protocolo correcto, incluidas las hipótesis nula y alternativa, los

grados de libertad, los valores críticos y los niveles de probabilidad.

5. Recomendaciones y orientación para los alumnos

Conocer los criterios.

Consultar el material de ayuda en Biología de esta guía.

Asegurarse de que el tema con planteamiento abierto que haya propuesto permite

desarrollar un espectro suficientemente amplio de cuestiones de investigación.

Asegurarse de que las investigaciones empleadas para la evaluación proporcionan datos

cuantitativos.

Hacer observaciones adicionales sobre el experimento realizado.

Asegurarse de que las investigaciones tienen potencial como para generar un número

suficiente de datos para un procesamiento de relevancia.

Examinar y estudiar la bibliografía básica sobre el tema, tanto antes de iniciar la

investigación, como una vez obtenidos los resultados.

Manual del alumno Biología NS Promoción 2014-2016

15

6. Plan de trabajos experimentales en Biología NS

Clave Nombre del experimento/investigación//proyecto Tiempo

(h) TIC Tema CP EX AN EV CM

1º-00 Introducción al uso de sensores de toma de datos 0.5 1

1º-01 Procesamiento y presentación de datos en una hoja de cálculo 1.5 2,3

1º-02 Determinación de la concentración de glucosa en una disolución 2 2,3 1

1º-03 Propiedades físico-químicas del agua 1 - 1

1º-04 Efecto de la temperatura sobre la actividad lipasa/amilasa 2 1,2,3 1,10

1º-05 Determinación de la concentración de proteínas en hojas de espinaca. 2 2,3 1,6

1º-06 Investigación experimental de un factor que afecte la actividad de un

enzima 4 1,2,3 1

1º-07 Simulación por ordenador de PCR y electroforesis de ADN gel de

agarosa 1 5 2

1º-08 Frecuencia y ligamiento de caracteres genéticos humanos 1 2,3 3

1º-09 Simulación por ordenador: ADN y mutaciones 1 5 2

1º-10 Simulación por ordenador del proceso de selección natural 1 5 4

1º-11

Uso de un microscopio óptico para investigar la estructura de células y

tejidos y realización de dibujos de las células. Cálculo del número de

aumentos de los dibujos y el tamaño real de las estructuras y

ultraestructuras representadas en los dibujos o en micrografías

2 - 5

1º-12 Estimación de la osmolaridad en tejidos, con la inmersión de muestras

en disoluciones hipotónicas e hipertónicas 2 2,3 5

1º-13 Efecto del tipo de azúcar sobre la respiración aerobia de la levadura

panadera 3 1,2,3 6

1º-14 Separación de pigmentos fotosintéticos mediante el cromatógrafo 2 - 6

1º-15 Investigación tema de libre elección 4 1,2,3

Proyecto del Grupo 4 10

Total de horas 1er año

40


16

Clave Nombre del experimento/investigación//proyecto Tiempo

(h) TIC Tema CP EX AN EV CM

2º-01 Tinción de Gram y observación de bacterias al microscopio óptico 1.5 B

2º-02 Búsqueda, alineamiento y construcción de un cladograma de la

citocromo c oxidasa de diferentes especies 1.5 4,5 4,B

2º-03 Medición de las tasas de transpiración mediante el uso de potómetros 2 5 9

2º-04 Investigación de un factor que influya en la tasa de germinación 3 1,2,3 9

2º-05 Investigación Individual 10

2º-06 Efecto de la temperatura sobre la tasa de respiración de semillas en

germinación usando un respirómetro 2 1,2,3 9

2º-07 Disección y observación macroscópica de corazón de cerdo 1 10

2º-08 Control de la ventilación en seres humanos durante el reposo y tras un

ejercicio suave y vigoroso 2 10

2º-09 Investigación de un factor que influya en la fuerza de agarre 2 1,2,3 12

2º-10 Base de datos de la OMS sobre incidencia del VIH 1 2,3,4 11

2º-11 Efecto de los antibióticos sobre las bacterias 2 1,2,3 11

2º-12 Organización de un mesocosmos cerrado para tratar de establecer

condiciones de sustentabilidad 1 13

2º-13 Base de datos de CO2 atmosférico: Calentamiento global 1 2,3 13

2º-14 Estudio estadístico (x2) de campo sobre la asociación de 2 especies 2 13

Total de horas 2º año

32

Total de horas Evaluación Interna Diploma 72

TIC: 1- Programa de registro de datos (Data logging), 2- Programa de trazado de gráficas (Graph plotting software), 3- Hoja de cálculo (Spreadsheet),

4- Base de datos (Database), 5- Programa de modelización y simulación por ordenador (Computer model/simulation).


17

1º-00: Uso de sensores Vernier para la toma de datos

Tiempo: 1 h

Criterios evaluados:

Objetivo: Conocer los distintos sensores Vernier disponibles en el Dpto., y aprender cómo se

utilizan con su software específico para el registro de datos. Los sensores disponibles son:

Temperatura

Termopar

pH

O2 gas

O2 disuelto

CO2 gas

Presión

Turbidez

Espectrofotómetro

Conductividad iónica

Potencial y carga eléctrica

Fuerza de agarre

Caudal

Análisis de imagen

Análisis de video

Materiales:

Ordenador

Sensores Vernier

Cualquier otro material necesario


18

1º-01: Procesamiento de datos en una hoja de cálculo

Tiempo: 1.5 h


Objetivo: Utilizar una hoja de cálculo para la determinación de parámetros estadísticos y la

realización de representaciones gráficas.

Materiales:

Sala de ordenadores

Hoja de cálculo

Datos de estudio (ver anexo)

Método:

1) Abrir una página de Excel.

2) Introducir los datos del anexo adjunto.

3) En la última celda de la primera columna, insertar función “PROMEDIO” para el cálculo

de la media y seleccionar los datos de la columna.

4) Picar en el borde de la celda con el botón izquierdo del ratón, y arrastrar hacia el resto de

columnas para que automáticamente calcule sus medias.

5) En la siguiente celda de la primera columna, insertar función “DESVST” para el cálculo

de desviación típica y seleccionar los datos de la columna.

6) Picar en el borde de la celda con el botón izquierdo del ratón, y arrastrar hacia el resto de

columnas para que automáticamente calcule sus desviaciones.

7) Si es necesario, ajustar el número de decimales utilizando la barra de herramientas

“disminuir o aumentar decimales”.

8) Para representar gráficamente los datos, seleccionar las celdas con la media y picar en

“asistente para gráficos” en la barra de herramientas.

9) Seleccionar el tipo de gráfico requerido y después “series en columnas”.

10) Dentro de la serie, cambiar el nombre a cada serie de datos.

11) Nombrar el gráfico y sus ejes con sus respectivas unidades.

12) Para representar barras de error se utiliza la desviación estándar.

13) Picar sobre una de las barras y se abrirá un menú. Seleccionar barras de error Y

14) Seleccionar “ambas” en presentar y “personalizada” en cuantía de error.

15) Picar en la SD de la primera columna, tanto en + como en -.

16) Repetir el proceso con el resto de columnas.

17) Para el cálculo del t-test entre dos conjuntos de datos, seleccionar la celda donde se va a

calcular la probabilidad (p) de que las diferencias observadas se deban al azar, y pinchar

en “pegar función” para seleccionar “PRUEBA.T”.

18) Introducir en cada matriz los datos de cada uno de los 2 grupos a analizar.

19) El nº de colas es 2 si se quiere comprobar si hay una diferencia significativa entre las

medias de ambos grupos.

20) El nº de tipo es 2 si se asume igual varianza para ambos conjuntos de datos.

21) Alternativamente también se puede calcular el t-test, si se dispone de la pestaña “Análisis

de datos” dentro de datos.


19

Anexo 1º-01

Se ha realizado un experimento utilizando un fertilizante en plantas de guisante. Las

semillas germinadas fueron sembradas en tierra estéril que contenía diferentes concentraciones

de un fertilizante comercial. La longitud de las plantas se midió, en centímetros, a los 25 días de

su siembra. Los datos obtenidos se recogieron en la siguiente tabla:

Longitud planta /cm (+/- 0.5 cm)

Grupo A

No fertilizado

(Control)

Grupo B

0.01% fertilizante

Grupo C

0.05% fertilizante

Grupo D

0.1 % fertilizante

10,0 8,0 7,0 12,0

7,0 8,0 10,0 13,0

8,0 7,0 8,0 15,0

7,0 10,0 10,0 10,0

8,0 10,0 8,0 10,0

10,0 7,0 9,0 15,0

9,0 8,0 9,0 10,0

8,0 8,0 8,0 10,0

7,0 9,0 6,0 14,0

9,0 9,0 7,0 10,0

a) Determine la media y la desviación típica para cada grupo de datos.

b) Representa gráficamente las medias de cada grupo de datos con sus barras de error.

c) Añada la líneade mejor ajuste y calcule el coeficiente de correlación de Spearman.

d) Realice un t-test entre cada grupo con el fertilizante y el control. ¿Cuál es la

probabilidad de que las diferencias observadas se deban solo al azar?

e) Discuta qué conclusión pueda obtenerse del experimento.


20

1º-02: Determinación de la concentración de glucosa en disolución

Tiempo: 2 h


Objetivo: Estimar la concentración de glucosa en una solución a partir de una recta patrón.

Fundamento: La glucosa es un azúcar reductor que convierte el color púrpura del permanganato

de potasio en una solución incolora de iones manganeso. Diferentes concentraciones de glucosa

en una solución tardan diferente tiempo en decolorar una misma solución de permanganato de

potasio.

Materiales:

Disolución fresca de glucosa al 10%

Vasos de precipitados de 50 mL

Ácido sulfúrico 1M

Disolución fresca de permanganato de potasio 0.4 g/L

Cronómetro

2 disoluciones problemas de concentración desconocida

Método:

1. Preparar 5 diluciones (de 30 mL cada una) a partir de la solución de glucosa al 10%.

2. Colocar 10 mL de cada una en un vaso de precipitados y rotular su nombre.

3. Añadir 5 mL de ácido sulfúrico 1M a cada vaso de precipitados y agitar ligeramente.

4. Añadir 1 mL de permanganato de potasio al primer vaso de precipitados, agitar

ligeramente y cronometrar el tiempo que tarda en decolorarse. Repetir para el resto de

concentraciones de glucosa.

5. Volver a repetir dos veces los pasos 2-4 para cada concentración.

6. Recoger todos los valores anotados en una tabla.

7. Calcular el tiempo medio y la desviación típica para cada solución.

8. Realizar un gráfico donde se muestre la recta de mejor ajuste así como las barras de error.

9. A partir de dicha recta, determinar la concentración de glucosa de las dos soluciones

problemas. Para ello, realizar los pasos 2-4.

Informe: Presenta los datos, tanto brutos como procesados en una tabla y su gráfico

correspondiente, junto a sus unidades e incertidumbres.

A partir del análisis de los datos procesados, concluye y justifica que solución problema tiene

una mayor concentración de glucosa. Evalúa el procedimiento experimental con especial énfasis

en los puntos débiles y limitaciones del mismo. Propón mejoras al método.

Análisis/6 Evaluación/6 Comunicación/4 Total/16


21

1º-03: Propiedades físico-químicas del agua Tiempo: 1 h

Objetivo: Determinar las propiedades físico-químicas del agua a partir de su comportamiento, y

establecer la relación con sus funciones biológicas.

Materiales:

- vasos precipitados - agujas - pinzas - arena - cuerda

- acetona - termómetros - Bunsen - balanza - agua/hielo

- probetas - globos - reglas - lámpara infrarrojos

Procedimiento:

1. Calor específico

Coloca 50 mL de agua en un vaso de precipitados y 50 g de arena en otro. Introduce un

termómetro y anota su temperatura. Colocalos bajo una lámpara de infrarrojos y

cronometra cuánto tarda en subir la temperatura 10ºC en cada vaso, introduciendo el

termómetro de vez en cuando ¿Cuál de los dos ha tardado más?

Ahora infla un globo y colócalo bajo la llama del bunsen. ¿Qué ocurre? Llena otro

globo con un poco de agua. Colócalo bajo la llama del bunsen. ¿Qué ocurre?

2. Calor de vaporización

Colocar 50 mL de agua en un vaso de precipitados y 50 mL de acetona en otro.

Introducir un termómetro y calentar cada uno en un bunsen. Anota la temperatura a la

que comienza a evaporarse. ¿Quién tiene un mayor calor de vaporización?

3. Tensión superficial

Llenar un vaso de precipitados de 100 mL con agua hasta el borde, situarlo encima de

una mesa y procurar que la superficie del agua no se mueva.

Tomar la aguja/clip con unas pinzas y colocarla horizontalmente, con mucho cuidado,

sobre la superficie del agua. (Si hemos sido lo suficientemente delicados, la aguja

quedará suspendida en la superficie del agua).

Realizar lo mismo con una segunda aguja. (Se observa que aunque la hayamos

depositado en un extremo del vaso, rodará hasta situarse al lado de la primera aguja).

¿Cuántas agujas podemos poner?

Repite el proceso con acetona en lugar de agua. ¿En qué líquido hay más agujas?

4. Densidad

Coloca una probeta de 25 mL sobre una balanza y pulsa “tare”.

Llena la probeta con 20 mL de agua y anota la masa que marca la balanza. Calcula la

densidad del agua.

Coge un hielo del congelador y pésalo en la balanza. Tras anotar su masa, introdécelo

en la probeta anterior. ¿Cuál es su volumen? Calcula la densidad del hielo. ¿Es más o

menos denso que el agua?

5. Cohesión-adhesión

Con ayuda de una regla, separa unos 20 cm un vaso de precipitados de 100 mL medio

lleno con agua de otro vacío.

Intentar pasar un poco de agua de uno a otro vaso. ¿Qué ocurre?

Sumerge completamente una cuerda en agua. Ahora tocando los extremos en cada vaso,

vuelve intentar trasvasar el agua de un vaso a otro.


22

1º-04(A): Efecto de la temperatura sobre la actividad lipasa

Tiempo: 2 h


Objetivo: Determinar la temperatura óptima de actividad para la lipasa pancreática

Fundamento: La enzima lipasa cataliza la hidrólisis de los lípidos en glicerol y ácidos grasos.

Los ácidos grasos acidifican el medio, por lo que puede monitorizarse la disminución del pH

como medida de la actividad lipasa.

Materiales:

Baño termostático Pipetas Tubos de ensayo y gradilla

Solución lipasa 2% w/v Leche en polvo 10% w/v Sensor de pH

NaOH 0.1 M Cronómetro Termómetro

Método:

1. Llenar de agua un baño termostático o una bandeja con agua y hielo, y con un

termómetro, determinar la temperatura.

2. Colocar 5 tubos de ensayo en en cada temperatura.

3. Anñadir 5 mL de leche a cada tubo.

4. Añadir el volumen necesario de NaOH 0.1 M como para que el pH de la leche sea de 7.5-

8.0 (comprobar con sensor de pH).

5. Añadir mismo volumen de NaOH a todos los tubos, agitar y anotar el pH inicial de cada

uno.

6. Añadir 1 mL de solución de lipasa a cada tubo, agitando cada vez. Activar cronómetro.

7. Transcurridos 45 minutos, volver a medir el pH y anotar su valor (pH final).

8. Para cada uno de los 10 tubos de una misma tempertura, determinar la diferencia pHfinal-

pHinicial, y determinar la media de los mimos.

9. Comparte los resultados con tus compañeros a diferentes temperaturas (mínimo de 6

temperaturas diferentes).

Informe: Presenta los datos, tanto brutos como procesados en una tabla y su gráfico, junto a sus

unidades e incertidumbres. Calcula el test de correlación de Sperman.

Enuncia una conclusión derivada del análisis de los datos procesados y justifícala. Compara el

valor obtenido con la información de la literatura. Evalúa el procedimiento experimental con

especial énfasis en los puntos débiles y limitaciones del mismo. Propón mejoras al método.



23

1º-04(B): Efecto de la temperatura sobre la actividad amilasa

Tiempo: 2 h


Objetivo: Determinar la temperatura óptima de actividad para la enzima amilasa.

Fundamento: La enzima amilasa cataliza la hidrólisis del almidón. El almidón reacciona con el

lugol produciendo una solución de color azul-negro. Las bolsas de diálisis sirven como modelo

de la absorción en el intestino delgado, ya que deja pasar ciertas sustancias pero no otras.

Materiales:

Baño termostático Pipetas Tubos de ensayo y gradilla

Solución almidón 10% Fheling A y B Bolsitas de diálisis

Solución de saliva * Cronómetro Termómetro

* Tras enjuagar la boca, se mastica un trozo de papel de filtro para estimular la salivación. Los

líquidos segregados se pasan a un embudo con un filtro humedecido colocado sobre una probeta

de 25mL, hasta recoger la suficiente cantidad de saliva para realizar la práctica. La saliva así

obtenida se diluye 1:10 con agua destilada.

Método:

1. Llenar de agua un baño termostático o una bandeja con agua y hielo, y con un

termómetro, determinar la temperatura.

2. Colocar 7 tubos de ensayo en una gradilla.

3. Preparar 6 bolsitas de diálisis de 15 cm.

4. Llenar una de las bolsitas con 10 mL de almidón 10% + 0,1 mL de agua.

5. Llenar las 5 bolsitas restantes con 10 mL de almidón 10% + 0,1 mL de solución de

saliva.

6. Introducir cada bolsita en un tubo de precipitados con suficiente agua destilada para que

lo cubra, y que se encuentra a la temperatura deseada, pero antes, toma 1 mL de esa agua

de cada vaso y añádela a un tubo de ensayo (6 en total).

7. A cada uno de los tubos de ensayo se les añade 2 gotas de Fheling A y 2 gotas de Fheling

B, y se calienta a la llama durante un tiempo para ver si cambia a color rojizo. Se anota el

resultado y se lavan los tubos de ensayo.

8. Cada 5 min durnate un tiempo total de 45 min desde el inicio, se toma 1mL del agua de

cada vaso de precipitados y se añade de nuevo al tubo de ensayo, repitiendo el test de

Fheling.

9. Cuando los tubos de ensayo se vuelvan rojizos en el test de Fheling, anotar el tiempo

transcurrido desde el inicio.

10. Comparte los resultados con tus compañeros a diferentes temperaturas (mínimo de 6

temperaturas diferentes).

Informe: Presenta los datos, tanto brutos como procesados en una tabla y su gráfico (si procede),

junto a sus unidades e incertidumbres.






24

1º-05: Determinación del contenido de proteínas en hojas de espinaca

Tiempo: 2 h


Objetivo: Determinar el contenido proteico de un extracto vegetal mediante una recta de

calibrado con el ensayo Bradford.

Fundamento: Determinar la concentración de proteínas en una muestra biológica es una técnica

de rutina básica cuando se aborda un esquema de purificación de una proteína concreta, cuando

se quiere conocer la actividad específica de una preparación enzimática, para el diagnóstico de

enfermedades, así como para otros muchos propósitos. Existen diferentes métodos para la

cuantificación de proteínas.

El método o ensayo Bradford se basa en la unión de un colorante, Comassie Blue G-250 a las

proteínas. El colorante, en solución ácida, existe en dos formas una azul y otra naranja. Las

proteínas se unen a la forma azul para formar un complejo proteína-colorante con un coeficiente

de extinción mayor que el colorante libre. Este método es sensible (1-15 µg), simple y rápido.

Materiales:

Espinaca Mortero y Nitrógeno líquido Cronómetro BSA 0,02 mg/mL

TRIS-HCl 50 mM pH 8 Probetas 25 mL Micropipetas Espectrofotómetro

Método:

A. Preparación de un extracto crudo de hojas de espinaca

1. Se pesan 3 gramos de hojas de espinaca o de acelga en la balanza.

2. Se introducen en un mortero y se añade un poco de nitrógeno líquido. Se trituran hasta

obtener un fino polvo.

3. Se añaden 10 mL de tampón TRIS-HCl 50 mM, pH 8 y se filtra la suspensión a través de

dos capas de gasa (humedecidas en agua destiladas y escurridas), exprimiéndola bien para

extraer todo el líquido retenido.

4. El sobrenadante se lleva a una probeta para determinar su volumen. Anotar el volumen final

del extracto en la hoja de resultados.

5. El filtrado de centrifuga durante 5 min para separar los restos de arena y partículas en

suspensión, dejándolo en hielo.

B. Determinación del contenido en proteínas en el extracto crudo

El contenido en proteínas se determina mediante el método colorimétrico de Bradford. La

proteína de la disolución forma con el reactivo un complejo coloreado, cuyo máximo de

absorción es 595 nm.

La recta de calibrado (apartado a) y la determinación de proteína en el extracto crudo (apartado

b) se realizan a la vez.

a) Recta de calibrado

La realización de cualquier determinación colorimétrica necesariamente debe referirse a un

calibrado obtenido a partir de una disolución de concentración conocida. El patrón utilizado en la

determinación de proteína es una disolución de seroalbúmina (BSA) con una concentración de

0.02 mg/ml. La calibración se realiza mediante el siguiente protocolo. A una serie de tubos

rotulados con B, 1, 2, 3, 4, 5 se les añaden las cantidades indicadas a continuación:


25

Vol. (ml) Blanco 1 2 3 4 5

BSA patrón (0.02 mg/ml) - 0.2 0.3 0.4 0.5 0.6

Agua 0.8 0.6 0.5 0.4 0.3 0.2

Bradfod 0.2 0.2 0.2 0.2 0.2 0.2

- Agitar suavemente

- Esperar 15 min al desarrollo del color

- Medir la absorbancia a 595 nm frente al blanco anotando los valores obtenidos en la hoja de

resultados.

- Representar gráficamente absorbancia a 595 nm frente a la concentración de proteína patrón

en cada tubo, calculada según la ecuación

- Determinar la ecuación de la recta obtenida por el método de los mínimos cuadrados (ver

introducción) o con algún programa informático.

b) Determinación del contenido en proteínas en el extracto crudo

Se toman 0.5 ml del extracto crudo, y se diluyen hasta 50 mL con agua destilada. En esta

disolución se determina el contenido en proteína, siguiendo el protocolo que se indica:

Vol (ml) M1 M2 M3

Muestra 0.1 0.2 0.3

Agua 0.7 0.6 0.5

Bradford 0.2 0.2 0.2

M1, M2 y M3 son tres diluciones distintas de la misma muestra. Esto suele hacerse con las

muestras problema por si alguna se saliera de escala

- Esperar 15 minutos el desarrollo del color

- Medir la absorbancia a 595 nm.

- Anota dichos valores en la hoja de resultados. Para calcular el contenido en proteína de la

muestra, utilizar la ecuación obtenida de la recta de calibrado. “y = ax + b”, donde “y” es la

Abs a 595, “b” la ordenada en origen y “a” la pendiente.

- Con los datos numéricos calcular la concentración utilizando la siguiente fórmula:

En cualquier caso se promedian los valores de proteína obtenidos para M1, M2, M3. Expresar la

cantidad de proteína (peso) referida a peso húmedo de hoja y al volumen de extracto crudo.

ensayodeltotalvolumen

patrónBSAdevolumenxmlmgpatrónproteinadeiónConcentrac /02.0

hojadeg

extractodemlxextractoelenprotconchojadegmghojalaenproteina

xmuestrademl

ensayodelvolumenx

a

bAextractomlmgextractoelenproteinadeConc

..)/(

100)/(. 595


26

1º-06: Investigación experimental de un factor que afecte a la actividad

enzimática

Tiempo: 4 h


Objetivo: Diseñar una investigación de un factor que influya en la actividad catalasa.

Fundamento: Aunque la catalasa ha sido muy estudiada, su papel en las reacciones biológicas de

oxidación no se conoce todavía con certeza. Dado que se encuentra en microcuerpos de algunas

células (tanto animales como vegetales), se cree que cataliza la descomposición del peróxido de

hidrógeno hasta agua y O2 en estas estructuras. El peróxido de hidrógeno es un producto

venenoso derivado de las reacciones oxidativas de la célula, por lo que se clasifica esta enzima

como peroxidasa.

Materiales: Además de una solución de agua oxigenada al 10%, se dispone de cualquier material

necesario para realizar la investigación.

Informe: Establece un procedimiento experimental que permita investigar un factor que influya

en la actividad catalasa, indicando claramente las distintas variables implicadas (independiente,

dependiente, controladas) y las formas en que se van a controlar y obtener sus valores de forma

que resulten pertinentes y suficientes.

Presenta los datos, tanto brutos como procesados en tablas y gráficos, junto a sus unidades e

incertidumbres.



especial énfasis en los puntos débiles y limitaciones del mismo. Propón mejoras al método

Exploración/6 Análisis/6 Evaluación/6 Comunicación/4 Total/22


27

1º-07: Simulación por ordenador: ADN y mutaciones

Tiempo: 1 h


Objetivo: Observar como las mutaciones puntuales en los genes afectan a la secuencia proteica

que codifican.

Fundamento: En esta simulación completarás las secuencias de ARNm y aminoácidos basadas

en una secuencia de ADN. A partir de una regla de mutación, se originará una nueva secuencia

de ARNm mutada que podrá ser comparada.

Materiales:

Sala de ordenadores con conexión a internet.

Método:

1. Ir a la web del Laboratorio Virtual de McGraw Hill:

http://www.mhhe.com/biosci/genbio/virtual_labs/BL_26/BL_26.html

2. Seguir los pasos en el apartado “Procedure” bajo la supervisión del Profesor.

3. Responde las cuestiones del “Journal”.



28

1º-08: Simulación por ordenador: PCR y electroforesis de ADN en gel

de agarosa

Tiempo: 1 h


Objetivo: Comprender el funcionamiento de la Reacción en Cadena de la Polimerasa (PCR) así

el de la electroforesis, técnicas importantes frecuentemente usadas en Biología Molecular.

Materiales:


Método:

1ª PARTE: DNA EXTRACTION (http://learn.genetics.utah.edu/content/labs/extraction/)

1.- ¿Qué contiene la solución de lisis?

2.- ¿Cuál es la función de la proteinasa K?

3.- ¿Cuál es la función de la solución salina concentrada?

4.- ¿Con qué objetivo se centrifugan las muestras tras ser tratadas con la solución salina?

5.- ¿Por qué se añade al final alcohol isopropilico?

2ª PARTE: PCR (http://learn.genetics.utah.edu/content/labs/pcr/)

6.- ¿Por qué es necesario añadir los primers en la reacción de PCR?

7.- Enumera las sustancias añadidas al tubo donde se realizará la reacción de PCR.

8.- ¿Cuál es la función del termociclador (Thermal Cycler)?

9.- ¿En qué ciclo aparece por primera vez el fragmento de ADN que se quiere amplificar?

10.- Una vez realizada la PCR, ¿cómo puedo averiguar si el fragmento amplificado se

corresponde con el requerido.

http://learn.genetics.utah.edu/content/labs/extraction/

http://learn.genetics.utah.edu/content/labs/pcr/


29

1º-09: Determinación de la frecuencia y ligamiento de caracteres

genéticos humanos Tiempo: 1 h


Objetivo: Determinar la frecuencia alélica de ciertos caracteres humanos en una muestra de estudiantes del colegio.

Fundamento: Heredamos pares de alelos de nuestros padres. Varios caracteres humanos siguen

un patrón de herencia autosómica, pudiendo ser dominantes o recesivos. La mayoría de los

caracteres no se deben a un alelo dominante, como el alelo responsable de la enfermedad de

Huntington, que es dominante, cuando solo 1 de cada 20 000 personas padecen esta enfermedad.

La mayoría de los caracteres genéticos son el producto de la interacción entre varios genes, por

lo que solo aquellos debidos a un único gen, como los siguientes, tienen un patrón predecible:

a) Presentar el lóbulo de la oreja fusionado es recesivo (f) respecto a no tenerlo (F).

b) Enrollar la lengua es dominante (R) respecto a no poderlo hacer (r).

c) Entrelazar el pulgar derecho sobre el izquierdo es recesivo (L) respecto al contrario (l).

d) Presentar pico de viuda es dominante (P) frente a no presetarlo (p).

e) Presentar vello en la mitad de las falanges (H) es dominante sobre no ternerlo (h).

Materiales: Población de estudio

Método:

1. Anota la presencia o ausencia de cada uno de los caracteres indicados en al menos 10

individuos.

2. Calcula la frecuencia (porcentaje de la población que presenta el carácter) de cada carácter

usando la siguiente fórmula:

Número observado x 100 = Porcentaje (%)

Total Población

3. Representa las difernetes frecuencias para cada carácter hereditario humano en un gráfico

de barras.

Informe: Presenta los datos tanto brutos como procesados. Enuncia una conclusión derivada del

análisis de los datos y justifícala.. Evalúa el procedimiento experimental con especial énfasis en

los puntos débiles y limitaciones del mismo. Propón mejoras al método.



30

1º-10: Simulación por ordenador del proceso de selección natural

Tiempo: 1 h


Objetivo: Demostrar como la selección natural determina la frecuencia alélica de una población.

Fundamento: Esta simulación representa el efecto de la depredación sobre la selección natural.

El depredador encuentra ciertos fenotipos de presa mucho más facilemnete en unos ambientes

que en otros, lo que provocará un cambio en la frecuencia alélica que determina estos fenotipos.

La selección natural puede significativa alterar el equilibrio genético del acervo de una población

a lo largo del tiempo. La evolución puede describirse como el cambio en las frecuencias alélicas

del acervo genético a lo largo del tiempo, permitiendo la evolución de nuevas especies.

Materiales:


Método:

1. Ir a la web del Laboratorio Virtual de McGraw Hill:


4. Seguir los pasos en el apartado “Procedure” bajo la supervisión del Profesor.

5. Responde las cuestiones del “Journal”.



31

1º-11: Uso de un microscopio óptico para investigar la estructura de

células y tejidos con realización de dibujos de las células.

Cálculo del número de aumentos de los dibujos y el tamaño real de las

estructuras y ultraestructuras representadas en los dibujos o en

micrografías

Tiempo: 2 h


Fundamentos (obtenido de la web Atlas de histología animal y vegetal de la Universidad de

Vigo): El microscopio óptico es un elemento esencial para los estudios generales de histología

puesto que es el que nos permite observar las diferentes características morfológicas de las

células y los tejidos. Se basa en el uso de lentes para aumentar los rayos de luz que atraviesan

una muestra de tejido. Su invención se remonta al siglo XVII. Desde entonces se ha ido

perfeccionando hasta llegar a los modernos microscopios.

Los microscopios ópticos tienen un límite máximo de resolución de 0,2 µm. El poder de

resolución es la distancia mínima a la que se pueden discriminar dos puntos. Este límite viene

determinado por la longitud de onda de la fuente de iluminación, en este caso la luz visible.

Contiene normalmente dos lentes: el objetivo y el ocular. El primero recoge la luz que

atraviesa la sección de tejido, mientras que el ocular es el que forma la imagen que

observamos. El aumento total que permite un microscopio óptico se calcula multiplicando la

magnificación que producen el objetivo por la que producen los oculares. Por ejemplo, si

estamos usando un objetivo de 40x (aumenta 40 veces) y un ocular de 10x (aumenta 10 veces),

el resultado final sera de 400x, es decir, vemos la muestra aumentada 400 veces. No debemos

confundir los aumentos con el poder de resolución. Por más que consigamos aumentar una

imagen tomada de un microscopio, incluso con metodología digital, no se puede aumentar la

resolución de la imagen.

PARTES del MICROSCOPIO

Un microscopio óptico básico está formado por las siguientes partes:

Oculares. Son las lentes

que forman la imagen que

observaremos con nuestros ojos.

Todos los microscopios actuales

poseen dos oculares, uno para cada

ojo. Por eso a los microscopios

actuales se les llama binoculares.

Hay que tener en cuenta que en los

microscopios más avanzados tanto

el objetivo como el ocular suelen

estar compuestos por varias lentes.

En los microscopios más básicos al

menos uno de los oculares puede

regularse, alejarse o acercarse al

objetivo. Esto permite ajustar el

enfoque a las condiciones de visión,

dioptrías, de cada observador.


32

Objetivos. Los objetivos son las lentes quereciben la imagen directamente de la sección

histológica y quizá sean los elementos más importantes del microscopio. Hoy en día los

microscopios ópticos poseen un tambor o revólver donde se encuentran varios objetivos. Cada

uno de ellos posee lentes que permiten diferentes aumentos. Las magnificaciones de los

objetivos más usados suelen ser de 10x, 20x, 40x y 100x. Rotando el revólver se puede

seleccionar el objetivo y por tanto el aumento al que queremos observar la preparación. Aparte

de los aumentos, los objetivos tienen una serie de características para mejorar la imagen. Así,

pueden ser acromáticos, de fluorita o apocromáticos, los cuales corrigen alteraciones

cromáticas, de campo plano que eliminan la curvatura del campo de observación, etcétera.

Cuando se usan objetivos de 100 aumentos (100x) es necesario emplear un líquido

denominado aceite de inmersión entre el objetivo y la muestra. Esto es debido a que la

refracción de la luz es alta en el aire y provoca alteraciones en la imagen que se ponen de

manifiesto con objetivos con esta capacidad de aumento. El aceite de inmersión reduce

enormente esta refracción permitiendo imágenes mucho más nítidas.

Platina. Es la plataforma donde se coloca el portaobjetos con nuestro tejido. Posee un

dispositivo para sujetar al portaobjetos, el cual se puede desplazar en el plano de la

platina, movimiento controlado manualmente.

Condensador. Es un dispositivo que contiene una lente que concentra y focaliza la

luz proveniente de la fuente sobre la sección de tejido.

Diafragma. Se sitúa entre la fuente luminosa y el condensador. Permite aumentar

el contraste de la muestra y la profundidad de campo, es decir el espesor de la muestra que está

enfocado.

Lámpara luminosa. Es la que proporciona la luz que atraviesa la sección de tejido.

Incialmente se usaba la luz natural, la cual se podía concentrar en la sección de tejido mediante

espejos cóncavos. Actualmente se usa una lámpara cuyo haz de luz atraviesa, atraviesa el

diafragma, el condensador, la muestra, y tras ello penetra por el objetivo y atraviesa los

oculares hasta nuestros ojos. La intensidad de la fuente luminosa se puede regular mediante

un reostato.

Macrométrico y micrométrico. El enfoque de la muestra se consigue variando la

distancia de la muestra a la lente del objetivo. Esta distancia depende de los aumentos que

produzca el objetivo, mayor cuando menores aumentos produzca, y del tipo de objetivo. Esto

se controla mediante dos ruedas denominadas macrométrico y micrométrico, respectivamente.

La primera permite movimientos ascendentes y descendentes amplios de la platina y la segunda

ajustes finos.

TINCIÓN

Las células y la mayoría de los tejidos, sobre todo los de los animales, son incoloros y

por ello necesitamos teñirlos para observar sus características morfológicas. Las tinciones

generales están basadas en el uso de colorantes, sustancias mediante las cuales se consigue

colorear a los tejidos. Los colorantes son normalmente hidrosolubles y se caracterizan por

unirse a ciertas moléculas presentes en los tejidos gracias a afinidades químicas. Se utilizan

normalmente para teñir a las células y componentes tisulares que van a ser observados con el

microscopio óptico y por ello se realizan habitualmente sobre secciones de tejido, siendo las

más utilizadas las secciones obtenidas a partir de inclusiones en parafina u obtenidas en el

criostato. Los colorantes son los elementos principales de las tinciones generales. Son

moléculas que poseen tres componentes importantes: un esqueleto incoloro, que normalmente

es un anillo aromático de benceno, al cual se le unen dos tipos de radicales: uno que aporta el


33

color, denominado cromóforo, y otro que posibilita la unión a elementos del tejido

denominado auxocromo. Al conjunto de estos tres elementos unidos en una molécula se

denomina cromógeno.

Según la naturaleza química del cromóforo hay varios tipos de colorantes: nitrosos,

ozoicos, derivados de la antroquinona, derivados de la acridina, derivados de iminas

quinónicas, derivados de diferrilmetano y triferrilmetano, derviados del xanteno y derivados de

las talocianinas.

Método para la tinción del meristemo apical de cebolla: Con al menos 8 - 10 días anteriores a la

realización de la actividad experimental, se debe colocar una cebolla en un frasco y agregar agua

corriente hasta que se cubra la porción radicular del vegetal (la cebolla no debe estar sumergida

por completo en el agua).

Se debe cambiar el agua del frasco por agua limpia, al menos dos veces, a los 3 y 6 días.

La raíz de la cebolla debe de estar sumergida en agua hasta el momento de realizar la práctica.

1.- Cortar sobre un portaobjetos, una porción de 1 a 2 mm de la punta de la raíz en crecimiento,

con ayuda de un bisturí.

2.- Agregar con un gotero, una gota de ácido clorhídrico (HCl) 5 N, y dejar reposar entre 15 a 25

minutos.

3.- Con ayuda de papel absorbente se retira el exceso de HCl.

4.- Posteriormente se tiñe con aceto-orceína durante 20 minutos (puede usarse el calor de una

parrilla por breves momentos para acelerar la fijación del colorante).

5.- Con ayuda de unas pinzas de disección, colocar el corte en un portaobjetos limpio y añadir

una gota de ácido acético al 45%. Inmediatamente después, colocar un cubreobjetos y presionar

con la goma de un lápiz para formar una monocapa celular (técnica de squash). Observa la

preparación al microscopio.

6.- Realiza una foto de cada una de las distintas fases observadas, pero con distintos aumentos.

7.- Imprime las fotos y calcula el tamaño real de las células a parir de la magnificación.

Materiales

Microscopio óptico

Ácido clorhídrico 5 N

Estuche de disección

Ácido acético al 45 %

Portaobjetos

Acetorceína

Cubreobjetos

Papel seda

1 cebolla con raíces

Papel absorbente


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1º-12: Estimación de la osmolaridad en tejidos, con la inmersión de

muestras en disoluciones hipotónicas e hipertónicas

Tiempo: 2 h


Objetivo: Determinar la concentración salina de células de patata usando diferentes

concentraciones de una disolución de NaCl.

Fundamento: Se define ósmosis como el movimiento de agua a través de una membrana

semipermeable desde un medio POCO concentrado para un soluto a otro MÁS concentrado, con

objeto de igualar la concentración de ese soluto a ambos lados de la membrana.

Cuando se coloca una célula en una disolución donde la concentración de un soluto a ambos lado

de la membrana celular es la misma, esta disolución se denomina ISOTÓNICA y no hay

movimiento de agua.

Cuando se coloca una célula en una disolución donde la concentración de un soluto es mayor que

en el interior celular, esta disolución se denomina HIPERTÓNICA y hay salida de agua desde el

interior celular.

Cuando se coloca una célula en una disolución donde la concentración de un soluto es menor que

en el interior celular, esta disolución se denomina HIPOTÓNICA y hay entrada de agua al

interior celular.

Materiales: 6 vasos precipitados 50 mL Pipeta Patatas Cortador de patata Balanza Matraz aforado Papel de filtro Agua destilada Cronómetro NaCl 0.5M Probeta

Método:

1. Diluye la disolución de NaCl 0,5M para preparar 4 disoluciones de concentraciones 0,4

0,3, 0,2 y 0,1).

2. Añade 20 mL de cada disolución en cada vaso de precipitados y en otro añade agua

destilada.

3. Corta 25 trozos de patata de masa y área superficial similar.

4. Sécalos con papel y mide su masa en grupos de 5 trozos en la balanza.

5. Deja 5 trozos en cada uno de los 5 vasos de precipitados durante 1 hora como mínimo.

6. Saca los trozos, sécalos y vuelve a pesarlos.

Informe: Presenta los datos, tanto brutos como procesados, en una tabla y represéntalos

gráficamente (si procede), junto a sus unidades e incertidumbres.

Concluye y justifica, a partir del análisis de los datos procesados, la concentración salina interna

de las células de patata. Compara el valor obtenido con la información de la literatura. Evalúa el

procedimiento experimental con especial énfasis en los puntos débiles y limitaciones del mismo.

Propón mejoras al método.



35

1º-13: Efecto el tipo de azúcar sobre la fermentación de la levadura

Tiempo: 4 h


Objetivo: Determinar qué azúcar es el mejor sustrato para la fermentación de la levadura

panadera.

Materiales:

Levadura 10% Glucosa 1% Sensor de presión Baño termostático

Sacarosa 1% Maltosa 1% Interfaz Gradilla

Fructosa 1% Lactosa 1% Termómetro Tubos de ensayo

Método:

1. Conectar el baño termostático a 25 ºC.

2. Una vez alcanzada la temperatura, introducir la solución de levadura y en una gradilla,

10 tubos de ensayo grandes con 2,5mL de sacarosa 1%, dejando reposar 10 minutos.

3. Añadir 2,5mL de solución de levadura (remover antes) al primer tubo de ensayo, agitar

la mezcla cinco segundos. Añadir aceite hasta que cubra la superficie de la mezcla.

4. Cierra el tubo con el tapón de goma e incuba la muestra duarnte 10 minutos.

5. Transcurrido ese tiempo, conecta el sensor de presión y mide la variación de presión de

gas durante 5mins, anotando la pendiente.

6. Repetir con los 10 tubos y posteriormente con el resto de azúcares.

7. Analizar los datos obtenidos y aplica el t-test.

Informe: Presenta los datos, tanto brutos como procesados en tablas y gráficos, junto a sus

unidades e incertidumbres.






36

1º-14: Separación de pigmentos fotosintéticos mediante el cromatógrafo

Tiempo: 2 h


Objetivo: Identificar los pigmentos fotosintéticos vegetales mediente su separación en una tira de

papel cromatográfico.

Fundamento: Los pigmentos fotosintéticos vegetales incluyen un conjunto de sustancias tales

como xantofilas, carotenos y clorofilas. El papel cromatográfico es una técnica usada para

separar los componentes moleculares de una mezcla en un disolvente. Las moléculas migrarán

hacia la parte superior de la tira a diferentes velocidades en función de su solubilidad, masa

molecular y enlaces de hidrógeno que establezcan con el papel.

Los pigmentos fotosintéticos, al ser de naturaleza lipídica, son disueltos en un disolvente

orgánico. La distancia recorrida por cada tipo de pigmento en relación a la recorrida por el frente

del disolvente, se conoce como valor Rf, y es propia de cada pigmento, permitiendo distinguir

unos de otros. El valor de Rf se calcula:

Materiales:

Espinaca Tijeras Mortero y masa Arena

Acetona KOH 15% Papel de filtro Vaso de precipitados

Lápiz Regla Embudo Reloj

Procedimiento:

1. Corta una tira de filtro de café y dibuja una línea horizontal con un lápiz a 1,5 cm del borde

inferior.

2. Machacar 2 hojas de espinacas con un poco de arena y suficiente isopropanol (o acetona).

3. Filtrar por gravedad usando un embudo y papel de filtro.

4. Con una pipeta capilar, añadir filtrado por encima de la línea trazada con lápiz sobre la tira

cromatográfica.

5. En un vaso de precipitados, añade un poco de acetona.

6. Introduce la tira cromatográfica de manera que toque al isopropanol (o acetona), pero que ésta

no toque directamente a la línea con el filtrado.

7. La tira debe quedar completamente vertical y sin moverse, por lo que puede fijarse con ayuda

de un lápiz colocado horizontalmente sobre el vaso de precipitado.

8. Anota la distancia recorrida por cada pigmento y calcula su valor de Rf a partir de la distancia

recorrida por el frente del disolvente.








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2º-01: Tinción y observación de bacterias al microscopio óptico

Tiempo: 1.5 h


Objetivo: Diferenciar bacterias Gram positiva y Gram negativa al microscopio óptico.

Fundamento: La tinción de Gram es un tipo de tinción diferencial empleado en microbiología

para la visualización de bacterias. Debe su nombre al bacteriólogo danés Christian Gram, que

desarrolló la técnica en 1884. Se utiliza tanto para poder referirse a la morfología celular

bacteriana como para poder realizar una primera aproximación a la diferenciación bacteriana,

considerándose bacteria Gram positiva a las bacterias que se visualizan de color violeta y Gram

negativa a las que se visualizan de color rosa.

Materiales:

Placas de petri con bacterias

Asa bacteriológica

Porta y cubreobjetos

Mechero bunsen

Cristal violeta

Lugol

Etanol 75%

Safranina

Microscopio óptico

Método:

1. Añadir un par de gotas de agua en el centro de un portaobjetos.

2. Con la ayuda de un palillo, disuelve una pequeña cantidad de yogurt. Haz lo mismo con

una muestra de sarro dental que te extraigas de la boca.

3. Con el palillo sobre la gota en lámina portaobjetos, proceder a realizar la extensión de la

muestra en el portaobjetos mediante movimientos giratorios.

4. Esperar que seque con la llama de un mechero para fijar la muestra, teniendo en cuenta

que el calor no debe ser directo (sólo se pasa por la llama), puesto que el calor excesivo

puede cambiar la morfología celular de las bacterias a observar. El calor deseable es

aquél en el que el portaobjetos sea apenas demasiado caliente para ser colocado sobre el

dorso de la mano.

5. Añadir cristal violeta, utilizando cantidad suficiente sobre la muestra como para lograr

cubrirla por completo. Se deja actuar al colorante por 1 minuto.

6. Enjuagar la lámina conteniendo la muestra con agua corriente. Para realizar el lavado, se

debe tener en cuenta que el chorro de agua NO debe caer directamente sobre la muestra,

ésta debe caer sobre la parte superior de la lámina que no contiene muestra.

7. Una vez enjuagado el portaobjetos, se aplica como mordiente lugol durante 1 minuto. El

mordiente es cualquier sustancia que forme compuestos insolubles con colorantes y

determine su fijación a las bacterias.

8. Pasado el minuto de haber actuado el mordiente, el frotis se decolora con etanol al 75 %,

hasta que ya no escurra más líquido azul. Para esto se utiliza el gotero del frasco del

decolorante. Se van añadiendo cantidades suficientes del decolorante, hasta lograr que

éste salga totalmente transparente.


38

9. Lavar con agua para quitar los residuos de decolorante y esperar que seque la lámina con

la ayuda de la llama de un mechero de la forma anteriormente descrita.

10. Una vez que la lámina esté seca, procedemos a teñir nuevamente con un colorante de

contraste, como la safranina, durante 1 minuto.

11. Enjuagar con agua, escurrir el agua sobrante y secar en la forma descrita.

12. De esta manera, ya tendremos listo el frotis para su respectiva observación microscópica.

Resultados: Presenta una fotografía al microscopio de cada una de las muestras, calculando la

magnificación.

.

Anexo 2º-01

1. Cristal violeta: Para tinción Gram y tinción simple.

o Cristal violeta (violeta de genciana)....................................................0,5 g

o Agua destilada.................................................................................100 mL

2. Lugol: Solución de yodo para tinción Gram.

o Yodo...................................................................................................1 g

o Yoduro potásico..................................................................................2 g

o Agua destilada.................................................................................300 mL

3. Safranina: Colorante de contraste para tinción Gram (preferible a la fucsina) y esporas.

o Safranina.........................................................................................0,25 g

o Agua destilada...............................................................................100 mL

4. Medio LB: Medio de cultivo para bacterias.

o Triptona.........................................................................................10 g

o Extracto de levadura.......................................................................5 g

o NaCl…..........................................................................................10 g

o Agua destilada...........................................................................1000 mL

o Agar (solo para placas)..................................................................15 g


39

2º-02: Búsqueda, alineamiento y construcción de un cladograma de una

proteína de diferentes especies

Tiempo: 2 h


Objetivo: Obtener secuencias proteicas de una base de datos y utilizar un software informático

para alinearlas, construir un cladograma y observar diferencias evolutivas en su secuencia.

Fundamento: La respiración celular es un proceso que lugar en la mitocondria y por el que se

obtiene energía en forma de ATP a partir de moléculas orgánicas. La citocromo c oxidasa es el

componente terminal de la cadena de transporte de electrones en la mitocondria, el cuál se

encarga de reducir al oxígeno molecular y transformarlo en agua. La citocromo oxidasa es un

complejo oligomérico y únicamente tres de sus subunidades están codificadas en el genoma

mitocondrial (COX I, COX II y COX III).

El National Center for Biothecnology Information (NCBI) y el European Molecular

Biology Laboratory (EMBL) son dos de las bases de datos más utilizadas en Biología, con

información sobre genes y proteínas de los organismos secuenciados. Además, disponen de

distintas herramientas bioinformáticas que permiten la búsqueda de secuencias homólogas,

observación de estructuras 3D de proteínas, etc.

ClustalW es un software que permite la alineación de secuencias de genes o proteínas así

como la construcción de cladogramas.

Materiales:


Método:

B. Búsquedas de secuencias proteicas.

6. Ir a la web del National Center for Biothecnology Information

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/

7. Seleccionar “gene” dentro de Search.

8. Introducir el nombre del gen citocromo c oxidasa subunidad I, abreviado “cox1”

precedida de la especie del organismo donde se quiere buscar, como por ejemplo, el

humano (homo sapiens).

9. Picar sobre cox1 de homo sapiens y con el ratón baja a la sección “Genomics regions,

transcripts, and products”. Coloca el cursor encima del “protein links”.

10. Seleccionar la opción FASTA.

11. Copiar la secuencias de aminoácidos y pegarla en un archivo de word, colocando el

símbolo “>” antes del nombre del organismo. Guardar el archivo en formato “sólo

texto”.txt.

12. Repetir el proceso para los organismos: chimpancé (Pan paniscus), mosca de la fruta

(Drosophila melanogaster), gusano (Caenorhabditis elegans), planta dicotiledónea

(Arabidopsis thaliana), maíz (Zea mays), hongo aspergilus (Aspergillus niger), alga

(Chlamydomonas reinhardtii) y protozoó (Plasmodium fragile).

C. Creación de un cladograma.

13. Ir a la web de servicios de bioinformática de la European Molecular Biology Laboratory

http://www.ebi.ac.uk/services/

14. Seleccionar ClustalW2.

15. Pegar las secuencias en formato FASTA y pulsar Run.

Evaluación/6 Comunicación/4 Total/10

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/

http://www.ebi.ac.uk/services/


40

16. Seleccionar View Guide Tree.

17. Seleccionar cladograma e imprimir pantalla.

D. Análisis de secuencias.

18. Volver al paso anterior dentro de ClustalW2.

19. Pulsar Start jalview para comparar y analizar las secuencias.

20. Imprimir la alineación de secuencias.

Informe: Presenta las secuencias alineadas y el cladograma. Concluye sobre las secuencias de la

proteína cox1 las diferencias filogenéticas observadas. Compara el resultado obtenido con la

información de la literatura.


41

2º-03: Medición de las tasas de transpiración mediante el uso de

potómetros

Tiempo: 2 h


Objetivo: Observar cómo se relaciona la transpiración con el proceso de transporte de agua en las plantas y determinar el efecto de distintos factores sobre la tasa de transpiración.

Fundamento: En las plantas el agua se transporta desde las raíces hasta las hojas, siguiendo el

gradiente decreciente de potencial. La transpiración o la pérdida de agua por las hojas, ayuda a

crear un menor potencial osmótico en la hoja. El tirón resultante debido a la transpiración es el

responsable del movimiento del agua desde el xilema hasta las células mesofílicas y a los

espacios con aire en las hojas. La tasa de evaporación del agua desde los espacios de aire de la

hoja al aire exterior depende del gradiente de potencial del agua entre la hoja y el aire exterior.

Varios factores ambientales, incluyendo aquellas condiciones que influyen directamente

en la apertura y cierre de los estomas, afectarán la tasa de transpiración de la planta. Este

experimento se orienta a la medición de la tasa de transpiración con un potómetro bajo diferentes

condiciones ambientales.

Materiales:

Potómetro Ramitas con hojas de eucalipto Regla

Balanza Agua Tijeras

Cronómetro Flexos Ventilador

Método:

2. Montar 2 potómetros.

3. Introducir en cada potómetro un tallito con varias hojas y sellarlo bien.

4. Anotar la pérdia de agua medida cada 5 minutos a lo largo de 30 minutos.

5. Repetir 3 veces más de manera que al final se obtengan 6 medidas como mínimo de la

transpiración.

6. Compartir los datos con otros compañeros que hayan medido la transpiración en otras

condiciones ambientales.


en la germinación, indicando claramente las distintas variables implicadas (independiente,




incertidumbres.






42

2º-04: Investigación de un factor que influya en la tasa de germinación

Tiempo: 2 h


Objetivo: Investigar un factor que influya en la tasa de germinación de semillas de lenteja,

garbanzo o rábano.

Materiales: Cualquier material necesario para medir dicha tasa así como para controlar las

distintas variables.


en la germinación, indicando claramente las distintas variables implicadas (independiente,




incertidumbres.






43

2º-05: Investigación abierta Tiempo: 10 h


Objetivo: Diseñar una investigación sobre un tema de Biología que te guste, estudiando la

influencia de un determinado factor.

Materiales: Cualquier material necesario que el alumno solicite previamente para llevar a cabo la

investigación.

Informe: Establece un procedimiento experimental que permita investigar el factor de tu

elección, indicando claramente las distintas variables implicadas (independiente, dependiente,

controladas) y las formas en que se van a controlar y obtener sus valores de forma que resulten

pertinentes y suficientes.


incertidumbres.




Compromiso/2 Exploración/6 Análisis/6 Evaluación/6 Comunicación/4 Total/24


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2º-06: Efecto de la temperatura sobre la tasa de respiración de semillas

en germinación usando un respirómetro

Tiempo: 4 h


Objetivo: Entender las relaciones entre temperature, presión y volumen, así como cuantificar la

tasa de consumo de oxígeno de semillas de garbanzo en germinación bajo diferentes

temperaturas.

Fundamento: El proceso de respiración cellular require nutrients y oxígeno como sustratos,

siendo el dióxido de carbono y el agua los productos de la reacción:

Existen varios métodos para medir indirectamente la tasa de respiración celular en los

organismos, entre los que se encuentra la medida del consumo de oxígeno o la producción de

CO2. Los respirómetros son dispositivos que miden el cambio en el volumen de estos gases, y

por tanto, porporcionar información acerca de la tasa de respiración celular.

Para poder usar el respirómetro, hay que conocer la Ley de los gases ideales, la cuál describe la

relación entre la temperatura, presión y volumen (PV = nRT).

Durante la respiración cellular, el volumen de dos gases está cambiando. El gas oxígeno está

siendo consumido por la respiración en las

células y el CO2 está siendo difundido al

exterior de las células. El respirómetro por

tanto, debe ser capaz de interaccionar

simultaneamente con los cambios de volumen

para ambos gases. Esto se consigue

introduciendo hidróxido de potasio en el

dispositivo, ya que absorbe el CO2 según la

ecuación:

CO2 + 2KOH --> K2CO3 + H2O

El carbonato de potasio (K2CO3) producido es

un precipitado sólido. Cualquier CO2

producido es inmediantamente convertido de

gas a sólido, por lo que no interfiere con la Ley

de los gases ideales, lo que permite que el

respirómetro mida una sola variable, el

consumo de oxígeno gasesos por las células.

Materiales:

6 viales de respirómetro y sus pesos Baño termostático Papel de filtro

150 garbanzos en germinación KOH 15% Termómetro

Cronómetro Agua Probeta 100 mL

Algodón no absorbente Algodón absorbente Hielo

Bolitas de plástico/cristal 6 tapones de vailes 6 pipetas 1 mL

Vaselina 1 palito de madera Cinta protectora

SEGURIDAD: El KOH es caústico por lo que hay que usar gafas de seguridad y evitar el

contacto directo con la piel.



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Método:

1. Llena la probeta con 20 mL de agua y añade 20 garbanzos en germinación.

2. Mide el aumento de volumen, que corresponderá al volumen de garbanzos.

3. Coloca los garbanzos en papel para que se sequen.

4. Llena la probeta de nuevo con otros con 20 mL de agua y añade bolitas hasta que el volumen

alcanzado sea el mismo que con los garbanzos en germinación.

5. Coloca las bolitas en otro papel para que se sequen.

6. Coloca en cada uno de los 6 viales un trozo de algodón absorbente.

7. Añade varias gotas de KOH 15% hasta que esté saturado. Usa el mismo número de gotas en

cada vial.

8. Coloca en cada uno de los 6 viales un trozo de algodón no absorbente encima del absorbente.

9. Añade los garbanzos y las bolitas a los respirómetros. Coloca el tapón y asegúarte de que

queda bien cerrado si escapes de aire.

10. Coloca los respirómetros en el baño

termostático a 25ºC como aparece en el

diagrama. Para ello, usa cita protectora o de

pintor, de manera que las pipetas de 1 mL

sobresalgan por encima del agua.

11. Deja que los respirómetros se equilibren

durante 7 minutos para que alcancen la

temperatura del baño, indicada en el

termómetro.

12. Al finalizar los 7 minutos, sumerge los

respirómetros completamente en el baño. Al

hacerlo, algo de agua debe entrar en la pipeta,

pero solo al principio. Si sigue entrando,

revisar que no haya escapes en el

respirómetro.

13. Si algunos respirómetros flotan, añade algo

de peso para mantenerlos sumergidos.

14. Anotar dónde se encuentra el menisco

formado por la burbuja de aire con el agua que ha

entrado en la pipeta en cada uno de los

respirómetros (tiempo 0). A medida que

transcurra el tiempo y los garbanzos respiren, irá

entrando agua en la pipeta, de manera que los mL

de agua entrante son equivalente a los mL de O2

consumidos en la respiración.

15. Anora la posición de la burbuja de aire en

cada pipeta tras 5, 10, 15 y 20 minutos.

16. Repite todo el procedimiento para las

temperaturas 35ºC y 45ºC en el baño

termostático, y 15ºC y 5ºC con agua y hielo.

17. Determina la tasa de respiración para cada temperatura a partir de la recta de regresión.







46

2º-07: Disección y observación macroscópica de corazón de cerdo

Tiempo: 1 h


Objetivo: Practicar la disección de órganos para su reconocimiento y diferenciación.

Materiales:

- Corazón de cerdo - Bandeja de disección - Mascarillas - Guantes

- Bisturí - Papel - Agua

Procedimiento:

7. Orientar el corazón teniendo en cuenta que la cara plana es la posterior o dorsal y la

cóncava la anterior o ventral. Colocarlo en la cubeta de disección apoyado sobre la cara

posterior primero y la anterior después.

8. Observa e identifica las aurículas, los ventrículos, los vasos coronarios, las venas

pulmonares, las venas cavas, la arteria pulmonar, el tabique interventricular y los surcos

auriculo-ventriculares.

9. Corta por la cara anterior siguiendo una línea imaginaria por encima del tabique

interventricular, iniciando el corte en la arteria pulmonar. Separa los bordes y observa el

interior de la arteria pulmonar y el ventrículo derecho. Mide el espesor de la pared

muscular externa del ventrículo. ¿Cuál es la función de los tres repliegues membranosos

que hay en la base de la arteria pulmonar?

10. Abre las paredes del ventrículo izquierdo siguiendo una línea imaginaria que discurra por

debajo del tabique interventricular, comenzando por la arteria aorta. Observa las válvulas

sigmoideas y el interior del ventrículo izquierdo. Mide el espesor de la pared muscular

externa del ventrículo. ¿Tiene más o menos espesor que el derecho? Localiza la válvula

mitral ¿en qué se diferencia de la triscúspide?

11. Dale la vuelta al corazón situándolo sobre la cara posterior y localiza las venas cavas y

pulmonares. Realiza un corte desde la vena cava superior a la inferior y otro entre las

venas pulmonares. Observa el interior de las aurículas. Compara la pared de las arterias y

las venas.


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48

2º-08: Control de la ventilación en seres humanos durante el reposo y

tras un ejercicio suave y vigoroso

Tiempo: 2 h


Objetivo: Comprobar experimentalmente cómo la ventilación se ve afectada por el ejercicio

físico.

Materiales:

Espirómetro de Vernier.

Metro.

Cronómetro.

Cualquier otro material necesario.

Procedimiento:

1. Medir el volumen tidal (volumen de aire inspirado o espirado en resposo) de un individuo

usando el sensor espirómetro de Vernier.

2. Volver a medirlo después de saltar durante 10, 20, 40, 80 y 160 segundos.

3. Repite el mismo procedimiento con cuantos individuos creas necesario.








49

2º-09: Investigación de un factor que influya en la fuerza de agarre

Tiempo: 2 h


Objetivo: Investigar un factor que influya en la fuerza muscular desarrollada en un pellizco o al

agarrar.

Materiales: Ordenador

Interfaz Vernier para odenador

Software Logger Pro

Dinamómetro Vernier*

Cualquier otro material necesario

* El dinamómetro Vernier permite medir la fuerza de agarre de la mano y la del pellizco.


en la fuerza muscular, indicando claramente las distintas variables implicadas y las formas en

que se van a controlar y obtener sus valores de forma que resulten pertinentes y suficientes.


incertidumbres.






50

2º-10: Base de datos de la OMS sobre la incidencia del VIH

Tiempo: 1 h


Objetivo: Aprender las utilidades que la hoja de cálculo Excel ofrece para el estudio de bases de

datos científicas.

Fundamento: Una base de datos no es más que un “almacén” de datos. En la actualidad, están a

disposición del público una gran mayoría de bases de datos científicos en internet, donde se

almacenan desde secuencias de ADN, hasta regitros históricos de temperatura, pasando por datos

epidemiológicos donde se registra la incidencia de distintas enfermedades.

En esta sesión práctica, vamos a acceder a la base de datos epidemiológicos de la

Organización Mundial de la Salud respecto a la incidencia del SIDA.

Materiales:

Sala de ordenadores con conexión a internet

Hoja de cálculo

Método:

2. Ir a la web http://www.unaids.org/globalreport/

3. Entrar en la base de datos AIDS INFO DATABASE y seleccionar “compare country

data”.

4. Realiza la siguiente investigación:

a) Representa gráficamente para todos los países la diferencia en la preprevalencia del

VIH desde 2007 a 2009 entre la gente joven (15-24).

Para ello:

1.- Abrir el archivo en formato Excel.

2.- Calcular la diferencia entre 2007 y 2009 en la columna adjunta.

3.- Ir a Datos, Filtro y entonces “Filtros de número” al desplegar la pestaña.

4.- Ordenar por “mayor que 0”.

5.- Representar gráficamente la diferencia.

4. Realiza las siguientes investigaciones:

Representa gráficamente para todos los países la diferencia en el uso del preservativo

entre 2007 y 2009.

Representa gráficamente para todos los países la diferencia en la preprevalencia del VIH

desde 2007 a 2009 entre los drogodependientes usuarios de jeringuillas.

Representa gráficamente para todos los países el número de nuevas infecciones estimadas

para la población entre 0-14 años en 2009.

Representa gráficamente para todos los países la diferencia en el gasto doméstico para el

VIH entre 2007 y 2009.

Representa gráficamente para todos los países la diferencia en el conocimiento sobre la

prevención del VIH entre 2007 y 2009, para hombres y para mujeres.

Representa gráficamente para todos los países el número de defunciones estimadas en el

año 2009.

http://www.unaids.org/globalreport/


51

2º-11: Efecto de los antibióticos sobre las bacterias

Tiempo: 1.5 h


Objetivo: Determinar el efecto de distintas concentraciones de un antibiótico sobre el

crecimiento bacteriano.

Fundamento: Los antibióticos son moléculas químicas que impiden el crecimiento bacteriano al

interferir en su metabolismo por alteración de los procesos de replicación, traducción, formación

de la pared bacteriana, etc. Sin embargo, las bacterias con el tiempo se hacen resistentes a estos

antibióticos como consecuencia de su mal uso.

Materiales:

Placas de petri

Cultivo bacteriano

Medio LB agar

Asa bacteriológica

Mechero bunsen

Antibiótico 100 mg/mL

Regla

Papel de filtro

Tijeras

Estufa

Método:

1. Disolver un sobre de antibiótico (1 000 mg) en un tubo de ensayo con 10 mL de agua

destilada.

2. Hacer diluciones para preparar las concentraciones de antibiótico 10 mg/mL, 1 mg/mL y

0.1 mg/mL. El control (0 mg/mL) será agua destilada.

3. Recortar discos de 1 cm de diámetro para cada uno y sumergirlos en cada disolución,

dejando secar al aire.

4. Añadir 1 mL de cultivo bacteriano a 5 placas de petri con medio LB agar y extenderlo.

5. Una vez secas, colocar los discos de antibióticos sobre su superficie.

6. Dejar las placas en estufa a 37ºC y analizar los resultados al cabo de dos días.

Informe: Presenta los datos, tanto brutos como procesados en una tabla y su gráfico

correspondiente, junto a sus unidades e incertidumbres.

Enuncia una conclusión derivada del análisis de los datos y justifícala. Evalúa el procedimiento

experimental con especial énfasis en los puntos débiles y limitaciones del mismo. Propón

mejoras al método.



52

2º-12: Organización de un mesocosmos cerrado para tratar de establecer

condiciones de sustentabilidad

Tiempo: 2 h


Objetivo: Construir un pequeño ecosistema cerrado y sostenible.

Materiales: Cualquier material necesario para la construcción del mesocosmo acuático.

Funadamento: ¿Cuánto tarda un ecosistema en recuperarse tras un accidente ecológico? ¿Qué

efectos tiene a largo plazo la liberación constante de plaguicidas? Éste tipo de respuestas no

pueden obtenerse en un laboratorio, exigen el estudio de muchas especies e interacciones entre

ellas. Pero, por otra parte, tampoco es posible recurrir al mundo real, donde los factores

desconocidos son demasiados, y las condiciones del experimento no son controlables. Es

necesaria cierta complejidad, pero dentro de unos límites razonables; es justo lo que

proporcionan los mesocosmos, ecosistemas artificiales creados a imagen y semejanza de los

naturales, que incluyen a miles de especies.

Mesocosmos significa, literalmente, “mundo medio” en latín. Estos ecosistemas permiten medir

directamente parámetros ecológicos que afecten a la dinámica de las poblaciones, a la

biodiversidad, a los ciclos de nutrientes y de energía, a cómo responde la comunidad a los

cambios en las especies más sensibles. Sobre todo, estas instalaciones constituyen la única forma

de estudiar los efectos indirectos, es decir, los que resultan de las interacciones entre las

diferentes especies en los ecosistemas; por ejemplo, la recuperación de una especie afectada

puede verse condicionada como consecuencia de que otra ha ocupado su nicho ecológico, y esto

es algo que sólo se puede ver en un mesocosmos.


53

2º-13: Base de datos niveles CO2 atmosférico: Calentamiento global

Tiempo: 1.5 h


Objetivo: Aprender las utilidades que la hoja de cálculo Excel ofrece para el estudio de bases de

datos científicas.

Fundamento: El “Carbon Dioxide Information Analysis Center (CDIAC)” es el primer centro de

datos del cambio climático y de análisis de la información del Dpto. de Energía de los Estados

Unidos (DOE). Dicho centro dispone una base datos con los niveles de ditintos gases

atmosféricos de especial relevancia climática, como el CO2, así como de otros factores

asociados, como la temperaturatura.

Materiales:


Método:

1. Ir a la web de SIO Air Sampling Network, dentro de la web del CDIAC:

http://cdiac.ornl.gov/trends/co2/sio-keel.html

2. Copia los datos medios anuales en un word desde el año de tu nacimiento hasta la

actualidad para una estación situada en la latitud 90N, 30N, 0, 30S y 90S.

3. Realiza un gráfico de dispersión para cada uno y añade la línea de tendencia.

4. ¿Qué observas? ¿Qué niveles de CO2 se esperan para el año 2013?

5. Dentro de subject areas, seleccionar “Climate”.

6. Dentro de climate, seleccionar “Temperature”.

7. Dentro de Temperature, seleccionar “Monthly surface air temperature time series area-

averaged over the 30-degree latitudinal belts of the globe”.

8. Selecionar “Annual temperature deviations given by season” y calcular el valor medio

tanto para el hemisferio Norte como para el hemisferio Sur desde el año de tu nacimiento.

12. Realiza un gráfico de dispersión para cada uno de los hemisferios y añade la línea de

tendencia.

13. ¿Qué observas? ¿Qué niveles de temperatura se esperan en cada hemisferio se esperan

para el año 2013?

14. Compara los niveles de temperatura con los de CO2 para las estaciones que están en cada

hemisferio. ¿Qué se observa?

http://cdiac.ornl.gov/trends/co2/sio-keel.html


54

2º-14: Estudio estadístico (x2) de campo sobre la asociación de 2

especies

Tiempo: 2 h


Objetivo: Se pretende investigar una posible asociación entre dos especies de plantas.

Fundamento: Para la cuantificación de comunidades vegetales, se usa la técnica del cuadrado de

muestreo (“quadrat”), que presentará un tamaño apropiado para el tipo de comunidad, en función

del tamaño y la densidad de las plantas que se van a muestrear. Cuando sobrepasa unas

dimensiones manejables (1 m2) a veces pasa a denominarse parcela. Los tamaños más usuales

son: intervalo 20-50 cm de lado para herbáceas, 30 cm para plantas acuáticas, 10 m de lado para

matorral, 10-50 m para bosques.

En cada cuadrícula se puede anotar la presencia/ausencia de las especies o estimar el porcentaje

desuelo recubierto por cada una. ´

Las poblaciones vegetales se encuentran frecuentemente desigualmente distribuidas, dado que

prsentan diferentes requerimeintos, sin embargo, a veces existen asociaciones positivas entre

especies al compartir los mismos requerimientos.

Materiales:

Cinta métrica Cuerda Palos de 1 m Lupa Cuaderno

Método:

1. Cada alumno colocará un cuadrado de muestreo en un ecosistema determinado.

2. Contará en su cuadrado cuántas veces aparece la especie A y la especie B.

3. Aplicará el test de chi-cuadrado para determinar la existencia de asociación entre ambas

especies. Para ello, completa la siguiente tabla:

Especie A presnete Especie A ausente Total filas

Especie B presente

Especia B ausente

Tola columnas






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