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MINISTERIO DE SALUDDIRECCION GENERAL DE SALUD AMBIENTAL

DIGESA

Manual de Campo para la VigilanciaEntomológica

Lima, Perú2002

MINISTERIO DE SALUDDIRECCION GENERAL DE SALUD AMBIENTAL

DIGESA

Manual de Campo parala Vigilancia

Entomológica

Lima, Perú2002

Catalogación por el Centro de Documentación - Dirección General de Salud Ambiental Ministeriode Salud

Dirección General de Salud Ambiental Ministerio de Salud

Manual de Campo para la Vigilancia Entomológica

Lima, Perú: DIGESA, 2002

142 p.; 80 ilus.

Vigilancia, artrópodos y roedores del Perú

ISBN : 9972-820-38-6

Depósito Legal : 1501132002-2533

© Abril 2001

Elaboración y Redacción:División de Vigilancia de Artrópodos y Roedores, DIGESA

Elena Ogusuku, Lic. Biol.

Proyecto Vigía

J. Enrique Pérez, Lic. Biol., Ph.D.

Fotografías:María Estela Calderón, DIGESA

Entomólogos del Sistema de Vigilancia de Artrópodos y Roedores del Perú, Dirección deSalud Loreto

Diagramación e Ilustraciones:Carlos Cuadros

Edición y diseño educativo:María Estela Calderón, DIGESA

MINISTERIO DE SALUD

MINISTRO DE SALUDDr. Fernando Carbone Campoverde

VICE-MINISTERIO DE SALUDDr. Oscar Raúl Ugarte Ubilluz

DIRECCIÓN GENERAL DE SALUD AMBIENTALIng. Percy Chávez O�Brien

PROYECTO VIGIADr. Luz Esther Vásquez Vásquez

Esta publicación fué realizada con el apoyo técnico y financiero del Proyecto VIGIA �Enfrentando a lasamenazas de las enfermedades emergentes y reemergentes� (Convenio de Cooperación entre el Ministeriode Salud del Perú y la Agencia de los Estados Unidos para el Desarrollo Internacional, USAID).

ÍNDICE

Prólogo .................................................................................... 9

Introducción ........................................................................... 10

Capítulo ISistema de vigilancia entomológica ........................................... 13

Capítulo IIBiología y ecología de insectos vectores ................................... 21

Capítulo IIIMetodología de muestreo de losartrópodos vectores..................................................................... 39

Capítulo IVIncriminación de insectos como vectores ................................. 61

Capítulo VIndicadores ............................................................................... 71

Capítulo VIÍndices entomológicos ............................................................. 77

Capítulo VIICriterios de riesgo entomológico .............................................. 83

Capítulo VIIIEvaluación de los niveles de susceptibilidady resistencia de los vectores a insecticidas ................................ 87

Anexo I .................................................................................... 91

Anexo II ................................................................................... 93

Anexo III .................................................................................. 131

Glosario .................................................................................. 135

PRÓLOGO

El Ministerio de Salud en cumplimiento de sus funciones orientadas a protegerla salud, ha consolidado y fortalecido el Sistema de Vigilancia Entomológica,una estrategia adecuada y sostenible para la prevención y control de vectorestransmisores de enfermedades emergentes y remergentes en el país. ElSistema permitirá realizar un conjunto de actividades orientadas a identificary evaluar los factores que predisponen o desencadenen situaciones de riesgoen la población, para establecer prioridades y acciones de prevención.

La Dirección General de Salud Ambiental (DIGESA), como unidad técnicanormativa del Ministerio de Salud, y de las acciones de ordenamiento ysaneamiento del medio, ha elaborado el presente Manual con la colaboracióndel Proyecto Vigia, con la finalidad de dotar de los instrumentos indispensablespara el trabajo de campo que desarrolla el personal del Sistema de Vigilanciaen todo el Perú.

La comunicación de riesgos permitirá la participación concertada de lacomunidad y por ello la información debe ser consolidada sistemática ycientíficamente, este documento apunta en esa dirección.

Ing. Jorge Villena Chavez

Ex - Director General

9Manual de Campo para la Vigilancia de Artrópodos y Roedores

10 Manual de Campo para la Vigilancia Entomológica

En el Perú, la presencia de corrientes de aguasfrías en el Océano Pacífico, las elevaciones dela Cordil lera de los Andes y la LlanuraAmazónica ha dado como resultado una grandiversidad climática, ecológica y de zonas devida en el territorio peruano, a ello también sedebe la existencia de una gran diversidad deplantas y animales de todo tipo, muchas deesas especies son endémicas, ocurriendosolamente en nuestro país. El territorioperuano destaca a nivel mundial por poseerlos registros más altos del número de especiesde muchas plantas y animales en su territorio,esto incluye las especies de organismos queforman parte de los ciclos de las enfermedadesque afectan al hombre, estos son los agentespatógenos, los insectos vectores y los animalesreservorios naturales de los patógenos.

Los artrópodos ( insectos, crustáceos,arácnidos) han tenido desde siempre unarelación muy estrecha con el hombre,conviviendo en todo momento. La relaciónentre el hombre y los artrópodos es directa eindirecta, y en este sentido podemos decir quehay artrópodos útiles, molestos y dañinos. Los

INTRODUCCIÓN

artrópodos útiles pueden servir como alimentoal hombre y otros animales, controladores deplagas agrícolas, etc. Los artrópodos molestossi bien no atacan al hombre ocasionanproblemas por su abundancia y siempre estánrelacionados con los desperdicios que elhombre produce y materiales endescomposición. Los artrópodos dañinosatacan los cultivos, y pueden también atacaral hombre como medio de defensa, dejándolesu ponzoña o veneno, o picándole paraalimentarse con su sangre y transmitiéndolemicroorganismos patógenos, que loenferman, con la posibilidad de causarle lamuerte.

Los artrópodos molestos y aquellos quetransmiten microorganismos patógenos alhombre son el objeto de estudio de laEntomología médica, se estudia estosartrópodos para conocer su identidadespecífica, biodiversidad, áreas de dispersión,tipo de comportamiento, etc. con la finalidadde intentar controlar sus poblaciones y de esamanera eliminarlos o mantenerlos a un nivelen el cual la probabilidad de causar un daño

Fig. 1 Representación Chancay (1,400 años D.C. aprox.) dehombre probablemente sufriendo verruga.

Fig. 2 Incriminación de Lutzomyia, vector de verruga(Townsend, 1914).

11Manual de Campo para la Vigilancia Entomológica

o transmitir algún patógeno sea mínina.También es necesario conocer las dimensionesdel riesgo que ocasiona el contacto insectovector-hombre en tiempo y espacio, en unlapso de tiempo prolongado (varios años deexposición) y en espacio por la posibilidad derecibir las picaduras infectivas de los vectoresen un lugar determinado, este riesgo se puedeconocer y cuantificar haciendo un seguimientoo vigilancia constante y sistemática de laspoblaciones de los vectores.

La presencia de insectos vectores deenfermedades en América ha sido reportadadesde los tiempos coloniales, lo mismo quelas enfermedades que ellos transmiten (Fig. 1).En el Perú, los primeros cronistas españolesque llegaron y exploraron estas tierras hicieronrelatos que suponen la presencia de losinsectos vectores desde tiempos pre-colombinos. Si bien estos reportes son escritosy no existe mayor prueba para identificar losvectores, las enfermedades y sus característicasfueron reportadas con mayor exactitud, y hoyconocemos que esas enfermedades sólopueden ser transmitidas por su respectivoinsecto vector en condiciones naturales y enalgunos casos con ciclos en áreas urbanas. Asítenemos que la muerte del Inca HuaynaCápac, en un principio se sugirió fue causadapor verruga peruana, transmitida porLutzomyia; pero hallazgos recientes sugierenque se debió muy probablemente a malaria(A. Barrionuevo, 2000, com. pers.), cuyo vectores el zancudo Anopheles; en todo caso, lasdos enfermedades son transmitidas porinsectos. Asimismo, los cronistas reportaronpara Cusco, que los �indios que son llevadosa trabajar a los valles calientes en el cultivo dela coca, eran vistos en Cusco con las naricescomidas� (Loaisa, 1586), éstas soncaracteríst icas de la leishmaniasismucocutánea o �espundia�, endémica de esosvalles y del bosque tropical al Este de laCordillera de los Andes, esta infección causala destrucción de las mucosas y tabique nasal,y es transmitida por un insecto del géneroLutzomyia. Esta situación ocurre en el Cuscotambién en nuestros días, los pobladoresaltoandinos acuden a trabajar a la selva del

Cusco en la extracción de oro, madera,productos silvestres (castaña, frutas silvestres,plantas medicinales) por períodos prolongados(2-4 meses), y es allí donde contraen lainfección de leishmaniasis, pero desarrollan laenfermedad meses después que regresan asus pueblos altoandinos.

En el Perú, los estudios científicos sobreEntomología Médica se iniciaron en 1913 conel descubrimiento y descripción del vector dela verruga peruana, Lutzomyia verrucarum porTownsend (1913, 1914), y el estudio de latransmisión de la enfermedad y lascaracterísticas y comportamiento del insectovector (Fig.2). Charles H. T. Townsend fue unentomólogo norteamericano contratado porel gobierno peruano para investigar la formade transmisión de la verruga peruana,enfermedad que se presentaba con grandesepidemias causando alta mortalidad enaquella época. En las décadas posteriores a laSegunda Guerra Mundial se implementó elPrograma para la Erradicación de la Malariaen el Perú, con relativo éxito, lográndose elcontrol de la malaria en gran medida, eldengue (erradicación del Aedes aegypti), y porextensión, indirectamente el control de laleishmaniasis andina y la bartonelosis en granparte del Perú. Sin embargo, en la década delos Noventa, se comenzó a detectar unaumento de casos de malaria y leishmaniasis,y el rebrote del dengue, y bartonelosis, asícomo el reporte de otras enfermedades noconocidas que son transmitidas por vectores,por estas razones se plantea la necesidad deun Sistema de Vigilancia a nivel nacional,eficiente, que dé soporte e informacióninmediata a las entidades pertinentes paraprevenir la transmisión de esas enfermedades.

La vigi lancia de insectos que tienenimportancia en salud se plantea no solamentepara aquellas especies que transmitenenfermedades, sino también para las quepueden ocasionar molestias por el aumentoinesperado de sus poblaciones, se da el casoque llegan a invadir áreas urbanas y que porsu comportamiento (picar para alimentarse ocomo defensa) pueden ser considerados de


importancia en un momento determinado(Culex spp, Paederus irritans, Locusta spp.,etc.). Otro aspecto propuesto en este Sistemade Vigilancia es la parte relacionada a lavigilancia de la presencia de roedores, que sonmolestos y en muchos casos, reservorios opotenciales reservorios de microorganismospatógenos que pueden ser transmitidos a laspersonas, pero este tema será desarrollado enotro Manual.

OBJETIVO DEL MANUAL

1. El principal objetivo de este Manual esproporcionar y establecer las pautastécnicas para el desarrollo del trabajo deCampo del Entomólogo responsable delas actividades de vigilancia de vectores.

2. Unificar y estandarizar los criterios,instrumentos, equipos y métodos quese utilizan en el trabajo de Campo parala vigilancia de vectores.

A QUIÉN ESTÁ DIRIGIDO ESTE MANUAL

El Manual de Campo para la VigilanciaEntomológica del Sistema de VigilanciaEntomológica está dirigido principalmente alos Entomólogos involucrados directamentecon el Sistema. El Universo de usuarios de esteManual está compuesto por los Biólogos, otrosprofesionales y personal Técnico encargado dellevar a cabo labores entomológicas en lasdiferentes Direcciones del Ministerio de Salud,demás dependencias del Sector Público yPrivado del Perú y público en general,interesados en el tema, en el lugar donde seencuentren.


SISTEMA DE VIGILANCIA ENTOMOLÓGICA

El Sistema de Vigilancia Entomológica es un grupo organizado e integradopor profesionales y técnicos dedicados a la generación de información sobrelas poblaciones de insectos vectores, que puedan afectar al hombre directao indirectamente.

La vigilancia entomológica está definida como el conjunto de actividadesorganizadas, programadas y orientadas a la recolección y registro sistemáticode información sobre las poblaciones de insectos vectores (inmaduros yadultos), otros artrópodos molestos y dañinos (Fig. 3), y de su medio ambientepara su análisis constante que permita predecir, prevenir y/o controlar losdaños y molestias causados por los artrópodos, así como por lasenfermedades que transmiten al hombre.

Fig. 3 Vigilancia de larvas demosquitos en un cuerpo deagua en el Oriente peruano.

Capítulo I


RECOPILACIÓN DE DATOS

El Sistema de Vigilancia Entomológica (SVE)recopilará datos sobre las especies de insectosvectores y otros artrópodos molestos presentesen las áreas de estudio, la dinámica de supoblación a lo largo del año, además delregistro de las características del medioambiente y las actividades de la poblaciónhumana presente, lo que sumado a lapresencia de casos autóctonos deenfermedades metaxénicas, nos permitiráhacer una evaluación completa para tomar lasacciones preventivas necesarias para tratar dedisminuir o evitar el contacto insecto vector -hombre, sea por medidas de protecciónindividual, uso de insecticidas o por manejodel medio. Igualmente permitirá identificarzonas de riesgo para la introducción de algúntipo de insecto vector, de modo que el sistemasea además de informativo de la situación delvector en un área, también sea predictivo, paratomar acciones de prevención más que decontrol. Por ello es que el Sistema de VigilanciaEntomológica (SVE) propone no sólo vigilar lapoblación de insectos vectores y/o molestos,sino también las condiciones ambientales,sociales y económicas en las localidades quesean evaluadas.

Al mismo tiempo que se llevan a cabo lasactividades de colecta y búsqueda de vectores,se colectará más de un tipo de vector, estohará que el trabajo sea más completo einformativo, aún cuando no se haya reportadocasos humanos de enfermedades transmitidaspor estos vectores (por ejemplo; en una mismalocalidad se puede colectar Anopheles,Lutzomyia, Culex y triatominos domiciliadoso no domiciliados, dependiendo del tipo demuestreo empleado). Los datos que se

obtengan servirán para documentar mejor lafauna entomológica y la actualización de losmapas entomológicos regionales, y lo que esde mayor importancia, la detección en formatemprana de la aparición de un vectorpotencial en zonas nuevas, en donde estaríadebido a que está ampliando su distribucióngeográfica.

Es importante que antes de iniciar el trabajode campo, el Entomólogo tenga a la manoinformación previa sobre los reportesepidemiológicos de las enfermedadesmetaxénicas que ocurren en su zona detrabajo, además de los conocimientos básicossobre la Biología y Ecología de los insectosvectores en general, esto le ayudará a unamejor comprensión de las situaciones que sepresenten.

PÁGINA WEB DEL SISTEMA DEVIGILANCIA DE ARTRÓPODOS YROEDORES DEL PERU

La información que los integrantes del Sistemade Vigilancia Entomológica (SVE) recopilen seráingresada a una base de datos en un Programapara computadora especialmente diseñadopara este propósito y que generaráautomáticamente todos los índices y reportesque se puedan obtener con los registrosingresados, además esta información estarádisponible en tiempo real en el nivel local,regional y central. A este elemento se le llamará�Módulo de Carga� de la información. ElMódulo de Carga, Manual de Procedimientos,Formatos, Manuales de uso, Reportes deVigilancia, Biblioteca Virtual, etc. estaránincluídos dentro de la Página Web del SVARP,

VIGILANCIA ENTOMOLÓGICA


que tiene la siguiente dirección:

http://200.37.39.7/svarp/

La página web del SVARP será de libre acceso,se podrá consultar la información actualizadade las diferentes DISAs a nivel nacional, porvectores y por local idades, tendrá unaconexión con la Página de la Oficina Generalde Epidemiología (NOTI), de modo que sepodrá generar reportes de vectores y lasenfermedades que transmiten, se podrá hacernotificación y reportes diarios en casos debrote. El ingreso a la base de datos serárestringido con claves de acceso de uso

exclusivo para los Entomólogos cuyo nombreesté registrado en el sistema, el manejo delacceso estará a cargo de un administrador delSistema a nivel central.

Inicialmente, los datos que se ingresarán seránsolamente de Anopheles spp., Aedes aegypti,Lutzomyia spp. y Triatominos. Los reportes deotros vectores e insectos molestos y dañinosserán enviados al nivel central para que seanprocesados e incluídos en el Atlas deartrópodos y roedores que podrá serconsultado en la Página Web del Sistema.

FOMENTO DE LA PARTICIPACIÓNCOMUNITARIA

La participación de la comunidad y susautoridades, es base importante para elsostenimiento del Sistema a largo plazo y unode los objetivos del Sistema de VigilanciaEntomológica (SVE) es estimular laparticipación de la comunidad, especialmenteen torno al control de la transmisión de lasenfermedades, más aún en participación activaen labores de vigilancia y saneamientoambiental. Los entomólogos deberáncoordinar con los dirigentes locales al inicio delas labores de vigi lancia para lograr suaceptación a través de charlas de difusión, ymantener una comunicación abierta de losavances del trabajo de vigilancia y los métodosde control o prevención que se planeen aplicar.Se puede hacer encuestas simples sobre el

ESTRATEGIAS PARA LAVIGILANCIA ENTOMOLÓGICA

concepto local de los insectos vectores, losnombres con los que se conoce a los vectoresy a las enfermedades, los métodos deprevención que ellos conocen y aplicantradicionalmente; luego se pueden hacersesiones básicas para entrenar a losPromotores de Salud para que colaboren enlas labores de vigilancia. Para esta actividad elEntomólogo podrá disponer de material deapoyo que puede ser preparado de acuerdo alas prioridades y al tipo de comunidad.

COMITÉS DE VIGILANCIAENTOMOLÓGICA

Las acciones que los Entomólogos tomendeberán tener por finalidad la formación deun Comité de Vigilancia Entomológica a nivel


Local y/o Regional, sus integrantes serándebidamente entrenados por losEntomólogos, y así podrán participar ycolaborar con el Entomólogo encargado enlas labores de colecta de vectores , durante eldía o la noche, de esta manera se podrántomar medidas preventivas y de control conmayor efectividad. Se debe recalcar que estetipo de trabajo necesariamente debe sersupervisado por el Entomólogo encargado.

ATLAS DE LOS ARTRÓPODOSVECTORES Y ROEDORES Y OTROSRESERVORIOS DEL PERÚ

La información generada por los Entomólogosy las diferentes DISAs servirá para alimentaruna base de datos, con la que se elaboraráun Atlas de artrópodos molestos, vectores yroedores reservorios, que estará dentro de lapágina Web del Sistema de Vigilancia deArtrópodos y Roedores del Perú. El Atlascontendrá una descripción general de cadaespecie de insecto o artrópodo importantepara el hombre, colectados e identificados quesean vectores o vectores potenciales, sudistribución, abundancia, característicasgenerales y comportamiento en cada DISA;para ello, los Entomólogos ubicados en cadaDISA contribuirán con la información queobtengan en sus ámbitos a lo largo de todo elPerú, las descripciones de los vectores queserán hechas en base a todos los registros delSVARP, y tendrá variaciones de acuerdo a loscambios estacionales de las características ycomportamiento de los vectores. Es deesperarse que el sistema detecte diferenciasdebido a la gran variedad de hábitatspresentes en el Perú.

PUESTOS DE VIGILANCIA

Son las localidades donde el Entomólogollevará a cabo la vigilancia de vectores, los puestosde vigilancia serán de dos tipos:

PUESTOS FIJOS DE VIGILANCIA

Son las localidades que serán evaluadasmensualmente sin omisión. Cada Entomólogohará las coordinaciones necesarias (si espertinente) para seleccionar 2 puestos fijos devigilancia. Si existe una red de vigilancia en laDISA, se recomienda que cada red designe oelija puestos centinelas para ser evaluadosmensualmente, bajo la supervisión delEntomólogo. La importancia de estos puestoses que nos permitirá obtener información dela fluctuación anual de las poblaciones devectores que se hayan reportado, y relacionarloestacionalmente con el reporte de casospresentados por el Centro de Salud local o algunocercano, o en su defecto, por los datos que reportala OGE, para cada uno de los tipos de vectorespresentes en la localidad.

PUESTOS NO FIJOS DE VIGILANCIA

Son las localidades que serán evaluadas unao dos veces al año, se elaborará una listatentativa de estas localidades, y cada mes seeligirán cuatro para ser evaluadas.

CRITERIOS DE SELECCIÓN DE LOSPUESTOS DE VIGILANCIA

La selección de las localidades que seránpuestos de vigilancia se harán según lossiguientes criterios:

- Localidades donde se ha reportado problemasde transmisión de alguna enfermedadmetaxénica y/o zoonótica.

- Localidades sin transmisión o daños al hombrecon características geográficas y climatológicasdiferentes a las que tienen las localidades conproblemas de vectores.

- Localidades que sean operativamenteaccesibles, esto es, que se pueda acceder aellas durante todo el año, sin interrupción.


Cada Entomólogo debe elegir 2 puestos fijosde vigilancia para ser evaluados todos losmeses y cada mes 4 puestos no fijos devigilancia diferentes para ser evaluados. Encaso que ya cuente con una red de vigilancia,entonces este número puede incrementarse,especialmente en las localidades que sondesignadas como puestos fijos. Este es unode los objetivos intrínsicos del Sistema, tenerel mayor número de localidades vigiladas, perosi no fuera el caso, se asume que elEntomólogo, como unidad que reporta, debe

informar sobre sus 2 localidades, puestos fijosde vigilancia y al menos otras 4 localidades nofijas en todo su ámbito.

Cada Entomólogo deberá contar con Fichasde Registro de Colectas de Campo (FRCC),éstas pueden ser obtenidas de la Página Webo del Módulo de Carga del SVARP. En elmomento que el Entomólogo tenga sus fichasllenadas, o al final de cada mes deberá ingresarlos datos recopilados en el campo a la basede datos del programa del SVARP. De no ser

ACTIVIDADES MENSUALES DE LOSENTOMÓLOGOS DEL SISTEMA DEVIGILANCIA ENTOMOLÓGICA (SVE)

Fig. 4 Entomólogo entrevista pobladores de localidad vigilada.


posible que el Entomólogo acceda a unacomputadora en su sede, lo puede hacer através de una cabina pública de Internet; siesto no es posible, lo enviará a su DISA al nivelregional para que sea ingresado por algunapersona autorizada, aparte de las fichas deregistro de campo, se proporcionará fichas deconsolidados en las que se pondrá sólo losíndices entomológicos trabajados, para sucontrol interno, especialmente útiles paraaquellos que no tienen acceso a Internet.

El Entomólogo debe recordar que su trabajoabarcará todo tipo de vectores posibles dehallar en su DISA y localidades vigiladas. En loposible trabajará en coordinación con lacomunidad a través del líder o presidente dela misma, buscando su participación en estaslabores de vigi lancia, para lo cual seránecesario que el Entomólogo haga un trabajode información, motivación y entrenamientobásico, previo a sus actividades.

Se recomienda utilizar los formatos proveídospor DIGESA, para que la informaciónregistrada se adecúe a las variables que sepresentan en la base de datos. Estos formatostienen un instructivo adicional para su llenado.Estos formatos nos servirán de base paraidentificar los factores de riesgo de transmisiónde alguna enfermedad metaxénica y/ozoonótica, y que esto sirva para prevenir latransmisión o causa de daños.

Se sugiere programar al menos tres (03) días demuestreo en cada puesto fijo de vigilancia ydos (02) días de muestreo en cada una de las 4localidades diferentes. El Entomólogo debieratrabajar con otras 3 personas, éstas pueden serTécnicos de los Puestos de Salud, Promotoresde Salud o voluntarios de la comunidadadecuadamente entrenados. Se debe hacerbúsqueda de adultos con tres tipos de colecta,intradomicilio, peridomicilio y extradomicilio, yaplicar los métodos de colecta apropiados paracada tipo de vector adulto e inmaduro.

REGISTRO DE LA LOCALIDAD VIGILADA:

- Se registra la ubicación geográfica exacta ylos Indicadores Ambientales una vez en

cada localidad. Para la ubicación geográficase registrará el Departamento, Provincia,Distrito y nombre completo de la Localidad,altitud, coordenadas geográficas losIndicadores Ambientales están dados porla presencia y características de los cuerposde agua, flora y fauna predominante(silvestre y doméstica).

- Los Indicadores Sociales y Económicos sepueden obtener mediante encuestas a loslíderes de la comunidad, pobladores o alpersonal de Salud local (Fig. 4), esto se harápor única vez en cada local idadmuestreada: se registrará el número dehabitantes y su principal actividadeconómica, número total de casas y tipode construcción (según materialesuti l izados), presencia de centroseducativos. Disponibilidad de agua paraconsumo humano (red pública, pozo,manantial, etc.), y manejo de residuossólidos (basura). Reportes de enfermedadesmetaxénicas y transmitidas por roedores,de último año o anteriores.

- Los Indicadores Meteorológicos durante elmuestreo de los vectores: temperatura máximay mínima, humedad relativa, precipitación,vientos. Esto se hará durante la colecta.

REGISTRO DE LOS VECTORES ACOLECTAR:

- Determinar la presencia, distribución ydensidad de las especies de insectosvectores y dañinos adultos y larvas o ninfasmediante la colecta sistemática ydeterminación taxonómica correcta, enforma mensual en los dos puestos fijos devigilancia y cada vez que se visiten las otraslocalidades no fijas.

- Llevar un registro de las actividades decontrol realizadas en su jurisdicción yevaluar antes y después de la aplicaciónde las medidas de control, a través deindicadores utilizados en la vigilancia.

- Elaborar un mapa o croquis de laslocalidades donde se incluya la ubicación


de todos los cuerpos de agua y/o criaderoscodificados, temporales y permanentesmás importantes y especies de vectorespresentes en las localidades muestreadasdentro del ámbito de la DISA, este mapadebe ser actualizado periódicamente.

- Mensualmente o semanalmente ingresara la base de datos del Módulo de Cargadel SVARP la información de las localidadesy de los vectores para poder ser analizadaa nivel local, regional y central.

- Se recomienda realizar o coordinar laejecución de trabajos de incriminación(capítulo IV) de vectores dos veces al año,es preferible que las muestras se tomen enlas épocas de mayor abundancia de lasespecies. Hacer estudios de insectos(Anopheles, Lutzomyia y triatominos) paradeterminar la presencia de patógenos queson visibles en microscopio común. En loscasos que los patógenos no se puedandistinguir (Yersinia, Rickettsia, Bartonella,virus del Dengue y Fiebre amarilla), serecomienda separar los individuos parahacer la detección a través de técnicas

NOTA:

De no ser posible efectuar alguna de las actividades previamente mencionadas, informar elmotivo y considerar que algunos datos, pueden ser conseguidos en otras instituciones comoSENAMHI, Agricultura � SENASA, centros de salud, etc.

Se sugiere el desarrollo de estudios de investigación alternativos en relación a los vectoresmencionados (y a otros insectos vectores que pueden no tener la misma importancia médicaen el Perú pero que puedan ser de interés local o personal), roedores u otros animales reservorios,y control.

como ELISA o PCR, con la colaboración ycoordinación del laboratorio de la DISA,Laboratorio Referencial Regional o en el INS� Lima.

- Hacer evaluaciones de susceptibilidad ainsecticidas (de preferencia en la época demayor abundancia de los insectos aevaluar), según los parámetros sugeridospor el INS � Lima: (a) una vez al año si lasespecies son susceptibles, (b) dos veces siestán en vigilancia y (c) cuatro veces al añosi son resistentes.

- Efectuar labores de sensibilización a lacomunidad en conjunto con la DISA y losCentros de Salud locales así como ladifusión de los resultados de la vigilancia através de la capacitación de Promotores deSalud, maestros de escuelas, líderes de laComunidad, e involucrarlos para queparticipen en las labores de VigilanciaEntomológica; esto puede hacerse enforma paulatina, con el apoyo de DIGESA,por medio de panfletos informativos parapromotores y afiches para la comunidad.

Para determinar las condiciones ambientales bajo las cuales se desarrollan los vectoresy las enfermedades que transmiten, es necesario tomar datos sobre los factorestanto bióticos (población humana, vegetación natural, actividad agrícola, animalessilvestres y domésticos), como abióticos (habitaciones humanas, clima, altitud,fisiografía, presencia de cuerpos de agua), estos datos serán útiles al momento derecomendar medidas de control, químico o físico (manejo del medio). Estos datosayudarán a identificar los factores de riesgo asociados a la presencia de los artrópodosvectores y de patógenos y determinar zonas con alto riesgo para la introducción yproliferación de estos vectores.

Por todas estas razones el conocer el ciclo biológico del insecto y sus relaciones conotras especies ayudará a comprender el comportamiento de las especies y a localizarlos posibles lugares de reposo de los adultos, lugares de reproducción y desarrollode los estadíos inmaduros (Fig. 5). Estos datos serán muy útiles al recomendarmedidas de protección individual o de control químico o físico (manejo del medio).

Fig. 5 Búsqueda de larvas de mosquitos en un charco, su hábitat más frecuente.

BIOLOGÍA Y ECOLOGÍA DE INSECTOSVECTORES

Capítulo II

21Manual de Campo para la Vigilancia de Entomológica


Anopheles spp. (Fig. 6), Vectores demalaria = Plasmodium falciparum, P. .vivax y P. malariae.

comportamiento relacionado con labúsqueda de alimentación sanguínea esvariable pero es muy importantedeterminarla, pues en la medida queprefieran sangre humana (antropofílica),será un vector más efectivo, es así que unosentran a las casas a reposar (endofilia) yalimentarse (endofagia), otros pican sólofuera de las casas (exofagia) y otrospermanecen entre la vegetación o bosques(exofi l ia) al imentándose de animalessilvestres, pero que eventualmente puedenpicarle al hombre, cuando éste invade suambiente natural. Los anophelinosreportados para el Perú son enlistados porCalderón (1995) y Calderón et al. (1995).

CULICÍDEOS

a) Ciclo de vida: tienen 4 estadios larvariosacuáticos, 1 de pupa activa (que no sealimenta), y el imago o adulto. Los sitiosescogidos como criaderos de las larvaspueden variar mucho de especie a especie,pero generalmente prefieren cuerpos deagua con vegetación emergente (arrozales,pozas, cursos lentos de riachuelos o drenes,etc.) sean permanentes o temporales,inclusive los huecos de los árboles, brácteas,hojas de bromeliáceas. Usualmente todo eldesarrollo, desde huevo a adulto, duraalrededor de unos 8 a 14 días o más,dependiendo de las condiciones detemperatura y disponibilidad de alimento.

b) Comportamiento del adulto: Losanophelinos son activos desde que seoculta el sol hasta el amanecer, cadaespecie t iene un pico de actividadnocturna, que varía según la especie. Su

Estos insectos son comúnmente llamados �mosquitos� o �zancudos�, son de amplia distribucióna nivel nacional, desde la costa, hasta la llanura amazónica, pasando por los valles interandinos,hasta una altitud de 2700 msnm aproximadamente.

Fig. 6 Anopheles sp. hembra.


Culex spp. (Fig. 7), Insectos molestos,Vectores de filariasis y encefalitis viral.

a) Ciclo de vida (Fig. 8): Similares a los otrosculicídeos. Los criaderos utilizados son muyvariables, pueden ser charcos, pozas, etc.,generalmente con materia orgánica. Se lesencuentra en grandes poblaciones encuerpos de aguas residuales y pantanosas.

Estos mosquitos si bien son vectores de patógenos en otras latitudes, en el Perú no han sidoincriminados como vectores de ninguna enfermedad, pero tienen importancia en la medida enque su población aumenta en gran magnitud en determinadas épocas del año y llegan a ser muymolestos por la gran cantidad de picaduras que producen y las reacciones alérgicas que algunaspersonas presentan.

b) Comportamiento del adulto: Son activosdurante la noche, y se les puede hallar en elintradomicil io y peridomicil io, yespecialmente en zonas donde no hay unmanejo adecuado de las aguas residuales.Se distribuyen ampliamente en todo el Perú,desde 0 hasta 2500-3000 metros de altitud.

HuevosLarva Pupa

Adulto

Fig. 7 Culex sp. hembra.

Fig. 8 Estadíos del ciclo de vida de un mosquito (adaptado de Rozendaal, 1997).


Aedes aegypti (Fig. 9), Vector del virusdel dengue, dengue hemorrágico yfiebre amarilla urbana.

Colombia y Brasil, por ello lo mencionamosaquí; el adulto de Ae. albopictus tambiénse le encuentra en zonas urbanas, pero adiferencia de Ae. aegypti, prefiere depositarlos huevos en criaderos peridomiciliares yperiurbanas o boscosas, como huecos enlos árboles, pozas naturales pero tambiénse le puede encontrar en criaderosartificiales.

b) Comportamiento del adulto: El adultoaedino tiene comportamiento básicamentediurno, es activo en horas de la mañana yen la tarde, aunque también es posibleencontrarlos activos durante la noche. Laespecie Ae. aegypti ha sido reportada enTumbes, Piura, Amazonas, Cajamarca,Lambayeque, La Libertad, Huánuco, Junín,Pasco, San Martín, Ucayali, Loreto, Madrede Dios, Lima y Ancash. Para unadescripción de la especie, ver Balta (1997).

a) Ciclo de Vida (Fig. 8): Tienen 4 estadioslarvales, uno de pupa y el adulto. Loshuevos son depositados en los bordes delcriadero, cerca o a ras de la superficie delagua. Una vez desarrollado el embrión (48horas) puede permanecer viable hasta unaño, si se deseca el criadero. El ciclo dehuevo a adulto, usualmente toma 7 días oun poco más dependiendo de latemperatura y el alimento disponible.Prefieren criaderos artificiales tipo cilindroso tanques de agua de almacenamiento ocontenedores temporales como baldes,jarras o floreros, en ambientes domiciliareso peridomiciliares de zonas urbanas. Enzonas lluviosas son importantes criaderoslos llamados �inservibles�, objetos dedesecho o �basura� que no es eliminadaadecuadamente.

Aedes albopictus, es una especie de posibleintroducción en nuestro país, ya ha sidoreportada en zonas fronterizas de

Este mosquito reapareció en el Perú en la década de 1980 en localidades de la amazonía, y desdeahí está ampliando su distribución a otras zonas en forma progresiva. Es el vector del virus deldengue (dengue clásico y hemorrágico) y fiebre amarilla urbana.

Fig. 9 Aedes aegypti hembra.


Haemagogus spp. (Fig. 10) y Sabethesspp. (Fig. 11), Vectores de Fiebre amarillaselvática).

a) Ciclo de Vida (Fig. 8): Similar a otrosculicídeos. Los criaderos de estos mosquitosson usualmente, los huecos en los árboles,brácteas de hojas de algunas plantas,nudos de bambú (paca), base de hojas debromeliáceas.

b) Comportamiento de adultos: Estosmosquitos se al imentan de día, yprincipalmente de la sangre de los monosy son los transmisores del virus entre estapoblación. Vuelan en la copa o dosel

Estos mosquitos son los que mantienen la transmisión del virus de la fiebre amarilla principalmenteentre las poblaciones de monos, en áreas silvestres de la selva o bosque tropical del Perú y en todoCentro y Sudamérica, y que pueden transmitirle al hombre cuando éste ingresa al bosque.

arbóreo, pero en épocas secas y durantela tala de los árboles, bajan a nivel del suelo,picando allí al hombre, transmitiéndole elvirus de la f iebre amari l la. Se hademostrado que en algunas áreasendémicas, el virus se mantiene en lapoblación de vectores a través de lainfección transovarial de su progenie (Beaty& Marquardt, 1996). Estas especies estánpresentes en todas las cuencas de lavertiente oriental de los Andes (Selva Alta)hasta la llanura Amazónica.

Fig. 10 Haemagogus sp. hembra.

Fig. 11 Sabethes sp. hembra.


Es posible diferenciar los diversos estadíos de Anopheles, Aedes y Culex, en la Fig. 12 presentamosesquemas mostrando las principales características de los adultos de cada género y detalles de lascaracterísticas de las larvas son presentados en la Fig. 13.

Anopheles Aedes Culex

Extremo delabdómenusualmenteredondeado

Palposmaxilaresmás cortosque laproboscis

Posición delcuerpo paralelo ala superficie dereposo

Posición delcuerpoparalelo ala superficiede reposo

Palposmaxilaresmás cortosque laproboscis

Alas conescamasgeneralmenteuniforme

Alas conescamasoscuras yclaras

Palposmaxilarestan largoscomo laproboscis

Posición del cuerpoen ángulo respectode la superficie dereposo

ADULTO

PUPAS (Difieren muy poco)

LARVAS

HUEVOS

Paralelo a lasuperficie de agua

En ángulo ala superficiedel agua

En ángulo a lasuperficie del agua

Individuales

Conflotadores

Individuales

Sinflotador

En balsa

Sin flotador

Fig. 12 Características diferenciales entre Anopheles, Aedes y Culex (Adaptado de Rozendaal, 1997).


Detalle del sifón

Cabeza

Tórax

Abdomen

Pelos ocerdas

Peine

Sifón

Peloselipcales

Cerda terminalAntena

Pelos frontales

Abdomen

EspiráculosPlaca espiracular

Silla de montar

Papilasanales

Cerdaspalmeadas

Trompetasrespiratorias

Cefalotórax

Abdomen

Aletas natatorias

Peine

Varios pares demechones de cerdas

Seta caudalinferior

Seta cudalsuperior

Cerdaspalmeados

Pecten

Placa tergal

Papilasanales

Mechón desetas ventrales

CULEX SPP.

ANOPHELINAE

CULICINAE

HAEMAGOGUS SPP.

ANOPHELES SPP.

AEDES SPP.

Peine enplaca

Cabeza

Tufo decerdas

Peine

Un par demechones

Fig. 13 Características de las larvas de anophelinos y culicineos (adaptado de Service, 1986).


Lutzomyia spp. (Figs. 14, 15 y 16),vectores de Leishmaniasis=Leishmania spp., Bartonellosis oenfermedad de Carrión o VerrugaPeruana=Bartonella bacilliformis

Estos insectos, son muy pequeños (2-4 mm de longitud), en el Perú son llamados �titira�, �wanwa� o �manta blanca�, entre otros nombres locales.

a) Ciclo de Vida (Fig. 15): El desarrollo de laslarvas pasan por 4 estadíos, un estadío depupa y el adulto. La hembra se alimentade sangre y desarrolla los huevos al cabode unos 9 días, usualmente deposita loshuevos en lugares escondidos, húmedosy con abundante detritus o materiaorgánica en descomposición que les puedeservir de alimento a las larvas, esto ocurreusualmente en madrigueras de roedores,marsupiales etc., corrales, agujeros entrepiedras y en huecos o raíces de los árboles.Generalmente el desarrollo completo dehuevo a adulto se completa en 1 a 2 meses,dependiendo de la especie y de lascondiciones de temperatura y humedad.

b) Comportamiento del adulto: Las titirasson activas en la noche, especialmentedesde las 18 horas hasta las 24 horas,teniendo un pico alrededor de las 21 horas;

Fig. 14 Lutzomyia sp. hembra.

son malas voladoras, vuelan dando saltos,usualmente no se desplazan largasdistancias desde su lugar de descanso alsitio donde se alimenta; generalmente seencuentran en ambientes rurales, pero enla zona andina, algunas especies ingresana las casas para alimentarse, y luego seretiran a sus refugios. En las zonastropicales, selva alta y baja, las lutzomyiasson de comportamiento si lvestre,eventualmente llegan a las casas en áreasrurales o periurbanas, pero esencialmenteson silvestres, asociados a madrigueras dearmadillos y algunos roedores de los cualesse alimenta y son los que mantienen el ciclode transmisión de la leishmaniasis en esteambiente, entre los animales de los que sealimenta. Se distribuyen ampliamentedesde la vertiente occidental de los Andes(800-3500 msnm), hasta la l lanuraAmazónica.


Adulto

PupaHuevo

Larva

HembraAbdomendel macho

Fig. 15 Estadíos del ciclo de vida de Lutzomyia sp. (Adaptado de Beaty y Marquardt, 1996).


Genitalia

Filamento genital

Bombagenital

Ala

Conductocomún

Espermateca

Conducto individual

Tufo omechón

Parámero

Espinas

Estilo

Lóbulolateral

Genitalia

Coxito

Ojos

Antena

Palpos

Ascoides

Flagelomero II

Dientesdel cibario

Cibario

Ascoides

Flagelomero II

Fig. 16 Morfología de Lutzomyia hembra y macho (adaptado de Young y Duncan, 1994).

Largo

Ancho

αδβγ


TRIATOMINOS (Fig. 17), Vectoresde la Enfermedad de Chagas oTripanosomiasis americana=Trypanosoma cruzi

Los triatominos o �chirimachas� incluyen a varios géneros que se encuentran en el Perú, los máscomunes son Triatoma infestans, Panstrogylus spp. y Rhodnius spp.

a) Ciclo de Vida (Fig. 18): Los estadíosinmaduros de las chir imachas sedenominan ninfas; éstas presentan 5etapas y mudan directamente de ninfa 5 aadulto. La duración de su ciclo completoes muy variable, puede tomar de 4 mesesa 1 ó 2 años, esto depende básicamentede la disponibilidad de alimentarse desangre, pues todos, ninfas y adultos machoy hembra se alimentan exclusivamente desangre, y pueden pasar meses sinalimentarse.

Fig. 17 Triatoma infestans.

b) Comportamiento: Adultos y ninfas tienenel mismo comportamiento. T. infestans esuna especie �domiciliada�, significa quepreferentemente viven dentro o alrededorde las casas, tanto rurales como urbanos,preferentemente de construcción rústica,pero también en casas de buenaconstrucción cuando las condicionessanitarias son deficientes; se reproducen ydesarrollan todo su ciclo de vida dentro dela casa, y son activos durante la nochealimentándose de los habitantes de la casa


Adulto

Ninfa V

Huevo

Ninfa I

y de los animales disponibles, en el día seesconden en las grietas de las paredes ytecho o en los corrales (gallinero, cuyeros,palomares y depósitos, etc.). T. infestanses una especie que se la ha reportadodesde una altitud de 500 m (Brasil) hastalos 4,000 m (Argentina) (Canale yCarcaval lo, 1985). Panstrongylus yRhodnius son otros importantes vectores,de comportamiento si lvestre o �nodomiciliados�, especialmente en el primercaso, estos vectores son de áreas tropicales,subtropicales y templadas, muy asociadosa la vegetación; según las referencias(Forattini, 1985) Panstrongylus prefiereambientes de bosque tropical húmedo yviven muy asociados a la presencia demarsupiales y roedores. Rhodnius encambio si bien son también silvestres,presentan cierto nivel de acercamiento alas casas rurales pudiendo muy bien viviren ellas, pero también se les encuentra ennidos de aves y madrigueras de armadillos,siendo los encargados de mantener el ciclosi lvestre de transmisión de la

tripanosomiasis; pero si estos triatominosestán cerca de alguna casa, se acercan aesta o a los corrales sólo durante la nochepara alimentarse y nuevamente se retirana sus escondites, estos esconditesusualmente son plantas de palmeras,huecos de árboles y entre piedras(Carcaval lo y Tonn, 1985); estecomportamiento puede ser parte de unproceso de �domiciliación� que debeinvestigarse más ampliamente paranuestro país. La distribución de T. infestansse restringe a la zona de costa centro ycosta y sierra del sur del país (Ica, Arequipa,Moquegua, Tacna, Apurímac, Ayacucho,Cusco, Lima) mientras que diversasespecies de Rhodnius y Panstrongylus (yotros géneros más) han sido reportadospara casi todo el Perú (excepto Ica,Arequipa, Apurímac, Moquegua, Tacna,Huancavelica).

Los principales géneros de triatominospueden ser diferenciados utilizando lascaracterísticas mostradas en la Fig. 19.

Fig. 18 Estadíos del ciclo de vida de un triatomino (adaptado de Rozendaal, 1997).


Cabeza casi tan largacomo ancha; menor oigual que 5 mm.

Genae sobrepasaapice del clipeus

Cabeza más larga queancha; mayores de 7 mm.

Genae no sobrepasaapice del clipeus

Cabeza diferente Cabeza dorsalmente convexa

Primer segmento del rostrummayor o igual que el segundo;scutellum con proyeccioneslaterales en la base

Primer segmento delrostrum menor queel segundo;scutellum diferente

ALBERPROSENIA

CAVERNICOLA

Tubérculo antenal no distal almargen anterior de los ojos

Tubérculo antenaldistal al margenanterior de los ojosBELMINUS

Scutellum trapezoidal Scutellum triangular

PARABELMINUS

Genae espiniforme Genae redondeada

BOLBODERA MICROTRIATOMA

RHODNINI

Largo cabeza menoro igual que dos vecessu ancho

Largo cabezamayor quedos veces suancho

PSAMMOLESTES RHODNIUS

TRIATOMINI

Tubérculoantenifero enposicióndiferente

Tubérculo anteniferoproximal al margenanterior de los ojos

PANSTRONGYLUS

Mayores de 34 mm.membrana conexivabien visible

Menores de 34 mm. membranaconexiva inconspicua

Proceso posterior scutellumlargo como espina

Proceso posteriorscutellum diferente

ERATYRUS

Glabros ocon peloscortos

Con numerosos peloslargos curvos y erectos

DIPETALOGASTER

PARATRIATOMA TRIATOMA

Fig. 19 Clave pictórica para la diferenciación de los principales géneros de triatominos (adaptado de CIDEIM, 1994).


PÚLIDOS (pulgas, vectores depeste=Yersinia pestis)

Las pulgas son los vectores de Peste, y mantienen el ciclo de transmisión entre sus reservorios queson los ratones. Hay varias especies de pulgas consideradas como vectores, la principal es Xenopsyllacheopis (Fig. 20), la pulga de las ratas.

a) Ciclo de vida (Fig. 21): Las larvas vivenentre el polvo y los residuos de suciedadde las madrigueras de ratones o en unacasa, se alimentan de estos residuos,insectos muertos o restos de sangreeliminados por las pulgas adultas, pasanpor 2 ó 3 estadíos larvales (depende delgénero de pulga) y luego forma una pupa,y así permanece latente hasta que lapresencia de un animal o humano loestimula para salir y alimentarse. Si no hayactividad de ningún mamífero en losalrededores, pueden permanecer latentesdentro del pupario por aproximadamenteun año. El ciclo completo puede darse enunas 2 semanas, pero puede alargarse sino hay un hospedero disponible, queestimule la salida de la pulga adulta.

b) Comportamiento del adulto: Las pulgasviven asociadas al cuerpo del animal queparasita. Los huevos son puestos en elcuerpo del hospedero y caen al suelo, entrelos residuos de las madrigueras de ratoneso en lugares escondidos de una casa, entreel polvo, tanto machos como hembras sealimentan de sangre, así ambos sonimportantes como potenciales vectores. Lapeste mata al ratón infectado, así que laspulgas infectadas, al escapar pueden picara las personas que están cerca de ellas.Cabe mencionar que las pulgas adultaspueden sobrevivir sin alimentarse por 1-4meses.

Fig. 20 Xenopsylla cheopis.


Huevo

Larva

Suturameral

Nosopsyllus

Leptopsylla

XenopsyllaSin Suturameral

Ctenocephalides

Tunga

Adulto

Pupa

Es importante recalcar que la Yersinia pestis puede mantenerse viable en las heces secas de lapulga por varios meses, hasta 3 años, por lo tanto se debe manipular a los ratones y sus pulgasprotegidos con mascarillas y guantes. En el Perú se ha reportado peste en los departamentos dePiura, Cajamarca y Lambayeque.

En la Fig. 22, se muestra las características utilizadas para diferenciar los mas importantes génerosde púlidos.

Suturameral

Suturameral

Suturameral

Fig. 21 Estadíos del ciclo de vida de una pulga (adaptado de Rozendaal, 1997).

Fig. 22 Características diferenciales de los principales géneros de púlidos (adaptado de Service, 1986).


PEDICULUS HUMANUS VAR.CORPORIS (Fig. 23), vector detifus exantemático=Rickettsiaprowasekii

a) Ciclo de Vida (Fig. 24): Los estadíos juveniles son llamadosninfas, t ienen 3 estadíos ninfales y de ahí mudandirectamente en un espécimen adulto. El ciclo de huevo aadulto puede tomarle entre 13 a 24 días. Los huevos puedenpermanecer viables en una ropa no usada hasta un máximode un mes, luego del cual mueren, los adultos son mássensibles, muriendo en 8-10 días en la ropa guardada.

Los piojos del cuerpo y los piojos de la cabeza (P. humanus var. capitis) son morfológicamentesimilares, la diferencia radica en el lugar que parasita.

Fig. 23 Pediculus humanus var. corporis.


Liendre(huevo)

Adulto

Ninfa 1

Ninfa 2

Ninfa 3

Piojo del cuerpoPediculus humanus v.corporis

�Ladilla�Piojo del pubisPthirus pubis

b) Comportamiento del adulto: Los adultosviven asociados a su hospedero, es decir,el hombre, su presencia se debe a la faltade higiene de las personas afectadas. Loshuevos son depositados pegados a loscabellos (piojo de la cabeza) o entre lospliegues de la ropa (piojo del cuerpo), ellosdependen del calor corporal para sobrevivir.

El piojo del cuerpo es común en áreas declima muy frío pues la gente no suelebañarse ni cambiarse de ropa por largotiempo, por el lo es común hallarcomunidades altoandinas infestadas de

piojos. La Rickettsia puede permanecerviable en las heces del piojo por lo menosdurante 2 meses, por lo que se recomiendael uso de mascarilla cuando se trabaje coneste vector. En los departamentos delCusco y Arequipa el tifus es endémico, peroen general todas las zonas empobrecidas,especialmente altoandinas, abundan lospiojos, siendo posible la transmisión de tifusen el hombre.

El aspecto externo del piojo del cuerpo y laladilla es mostrado en la Fig. 25.

Fig. 24 Estadíos del ciclo de vida del piojo de la cabeza P. humanus v. capitis (adaptado de Rozendaal, 1997).

Fig. 25 Estadíos adultos de los piojos (adaptado de Rozendaal, 1997).

La Vigilancia de Artrópodos involucra a todos aquellos artrópodos que deuna u otra forma causan daños al hombre. Los más importantes son aquellosque transmiten enfermedades y en nuestro país son los siguientes vectores:Aedes, Anopheles, Sabethes, Haemagogus, Lutzomyia, Triatominos(Triatoma, Rhodnius, Panstrongylus, etc.), pulgas (Xenopsylla y otros) y Piojodel cuerpo (Pediculus humanus corporis).

METODOLOGÍA DE MUESTREO DE LOSARTRÓPODOS VECTORES

Fig. 27 Colecta de Triatominos.

Capítulo III

39Manual de Campo para la Vigilancia de Artrópodos y Roedores


De acuerdo al lugar donde se hace lascolectas en una localidad estas pueden ser:

COLECTA INTRADOMICILIAR: Esta es lacolecta que se realiza dentro de una casa.Pueden realizarse colectas nocturnas o diurnas(este último caso para Aedes aegypti).

CEBO HUMANO SOLO (Fig. 28): Estacolecta se lleva a cabo exponiendo parte delcuerpo (pierna o brazo � sin repelente), comoatrayente para capturar a los insectos que seposen a picar, no es necesario esperar a queel insecto pique para capturarlo. Para capturarel insecto se utiliza un capturador manual deinsectos, y eventualmente se puede utilizaruna red entomológica, esto es cuando se haceuna captura de Sabethes y/o Haemagogus.

Este método se puede aplicar durante la nocheo el día, igualmente se puede aplicar en elintradomicilio, peridomicilio o extradomicilio,dependiendo del tipo de vector que se busca.Este método permite colectar mayormenteinsectos hembras, y además nos indica lasespecies que son antropofílicas, o por lo menosque tiene cierta preferencia por picar alhombre.

TIPOS DE COLECTA

COLECTA PERIDOMICILIAR: Esta colectase realiza dentro de un perímetro de 10 malrededor de una casa, igualmente pueden serbúsquedas diurnas o nocturnas.

COLECTA EXTRADOMICILIAR: Colecta encualquier sitio más allá de un perímetro de 10m. alrededor de una casa.

MÉTODOS GENERALES DECOLECTA

Fig. 28 Colecta con cebo humano solo.


TRAMPA SHANNON CON CEBOHUMANO (Fig. 29): Este método usa elmismo principio del cebo humano comoatrayente, pero dentro de una trampa TipoShannon (Anexo I). Este método es másutilizado para capturar insectos pequeños tipoLutzomyia, más fáciles de capturar dentro dela trampa, cuando se posan en la tela. Losinsectos capturados son mayormentehembras y algunos machos. Este método seusa en ambientes peridomici l iares oextradomiciliares y también nos indica el nivelde antropofilia de las especies colectadas.

TRAMPA DE LUZ (TIPO CDC) (Fig. 30): Estemétodo de colecta uti l iza la luz comoatrayente, a diferencia de los métodos concebo humano, esta colecta es para capturarindistintamente machos y hembras y nopermite determinar niveles de antropofilia. Estatrampa se puede uti l izar tanto enintradomicilio, peridomicilio o extradomicilio,y puede trabajar toda la noche o por undeterminado número de horas, según losrequerimientos del trabajo a realizar, se lacuelga a una altura de 1.8 m, preferible en eldormitorio cuando colectamos en una casa.

COLECTA MANUAL (Fig. 31): Esto se hacepara las búsquedas en lugares de reposo delos insectos adultos. Este método es aplicableen el intradomicil io, peridomicil io oextradomicilio. Hay una variante de esta colectamanual, y es cuando se hace la búsqueda entrela vegetación, se puede utilizar como ayuda,una red entomológica. En el caso de colectade piojos, se considera también como colectamanual, en este caso no se anota como intra,peri o extradomiciliar pues este insecto viveasociado al cuerpo de las personas.

Fig. 29 Trampa tipo Shannon con colector dentro de la trampa.

Fig. 30 Trampa de luz tipo CDC.

Fig. 31 Colecta con aspirador manual de insectos o tubo capturador.


Colecta de larvas (Figs. 27 y 32): Esto esuna búsqueda manual, en este tipo de trabajono se consideran tipos de colecta pues no esnecesario. Para el caso de larvas de Anopheles,este registro va asociado al criadero, en el casode Aedes aegypti, esto va relacionado a la casainspeccionada.

Todos los métodos de colectas mencionadosse sugieren como metodología estándar paraque los datos obtenidos en diferentes lugarespuedan ser comparables. Existen otrosmétodos de colectas que también pueden serutilizados pero para fines de investigación, nopara la vigilancia.

Colecta Pasiva de insectos: Este métodoconsiste en usar trampas pegajosas, estatrampa consiste en papel tamaño A-4,embadurnados en aceite de r icino, yensartados en un palo a una altura de 1 metro

Equipo necesario para la Colecta:

Antes de cada salida de campo es necesarioprogramar los tipos de colectas que se van arealizar y los vectores que se pretende buscar,para llevar todos los materiales necesarios parala colecta y para tomar datos meteorológicosy geográficos si dispone del equipo necesario.Equipo necesario para todas las salidas decampo:

- Termohigrómetro (Fig. 33).

- Altímetro (Fig. 34).

MÉTODOS DE COLECTA PORTIPO DE VECTOR

Fig. 32 Colecta de larvas de mosquitos con cucharon o dipper.

más o menos; se colocan de modo que atrapea los insectos que pasen volando. Esta trampapegajosa se usa para capturar insectos enambientes rurales (bosques o campos decultivo).

Si se quiere colectar insectos en madrigueras,se coloca esta trampa a la altura de su entrada.

Fig. 33 Termohigrómetro.

Fig. 34 Receptor del sistema de posicionamiento global(GPS) y altímetro.


- Receptor del Sistema de PosicionamientoGlobal (GPS) (Fig. 34).

- Formatos de Registro de Campo.

COLECTA DE Anopheles y Culex:

Adultos: El método que se utiliza es el decaptura con Cebo Humano solo (CH), los tiposde colecta usados son Intradomici l io yPeridomicilio; la colecta en extradomicilio, nospuede proporcionar la fauna de estosculicídeos que usualmente no se acercan alas viviendas, pero que sí existen en lalocalidad, lo que completaría el estudio de lafauna existente ahí. Lo importante en lascapturas intradomiciliares y peridomiciliares esque nos permite determinar elcomportamiento del insecto en relación a lashabitaciones humanas y las personas, nivelde antropofilia y densidad de la población devectores en ese momento.

Materiales para colecta de adultos:

- Capturador o aspirador manual de insectos(Fig. 35).

- Vasos colectores etiquetados (uno por horade colecta) (Fig. 36).

- Linterna con pilas

- Reloj.

Índ ice de P icadura Hombre Noche(IPHN): Este indicador se toma de colectasde 12 ho ras cont ínuas po r hombre ,comenzando a l a s 18 :00 ho ras yte rm inando a l a s 06 :00 ho ras de l amañana siguiente. Se aconseja que eltrabajo sea realizado por dos personascomo mínimo (mejor 3) y t rabajar entu rnos ro ta t i vos de 4 ho ras has tacompletar las 12 horas de colecta.

Índice de Picadura Hombre Hora (IPHH):Esta colecta se hace por horas, desde las18:00 horas hasta las 22:00, con cebohumano solo y se realiza en Intradomicilioy Peridomicilio. Obviamente que los datosde la colecta de toda la noche tambiénpueden tomarse para el IPHH.

Larvas y Criaderos: Hacer un croquis de lalocalidad, y luego proceder a la búsqueda delos cuerpos de agua, criaderos de larvas o no,ubicando cada uno dentro del croquis, yutilizando el formato de Registro de Cuerposde Agua, tomar datos de cada uno,incluyendo dimensiones, vegetación, fauna(peces y artrópodos), etc., de acuerdo a lasvariables indicadas.

Una vez elegido un punto de colecta,acercarse a la orilla, sin que se proyectesu sombra sobre el agua (esto ahuyentalas larvas), y con un movimiento rápidoin t roduc i r e l cucha rón y saca r lo deinmediato, el iminar el agua de excesofuera del cr iadero y hacer el conteo yclasif icación según estadíos larvales, osino, colocar la muestra en viales, parahacer e l conteo poste r io r, co locar laetiqueta con los datos de colecta en losviales antes de colocar la muestra.

Materiales necesarios:

- Cucharón sopero o dipper estándarpara colecta de larvas (Fig. 37-B).

- Gotero o pipeta Pasteur descartable(Fig. 37-C).

Fig. 35. Capturador o aspiradormanual de insectos.

Fig. 36 Vaso colector.Altímetro


Media de Larvas por Cucharonada (L/Cu):Promedio de larvas encontradas por cadacucharón de muestra tomado. La unidad demuestra o �punto� es un metro cuadrado, yse toman 5 cucharonadas por punto (ver tabla2). Se elige un punto por cada 5 metros delperímetro. En criaderos muy grandes, queexceden 100 m de perímetro total aproximado,tipo piscigranjas, arrozales, cochas o lagunas,se elegirá 10 puntos como máximo, con unos10 metros aproximadamente entre cadapunto donde se tomarán las muestras. Tomaren cuenta que cada punto equivale a un áreade 1 m2 aproximadamente, y dentro de esaárea se toman las 5 cucharonadas, una encada esquina y una al centro del punto.

1 punto cada 5 m, no másde 10 puntos en total.



1 punto cada 50 ó 80 m, nomás de 10 puntos en total.

1 - 50

501 a más

101 - 500

51 - 100

COLECTA DE Aedes aegypti:

Adultos: La colecta de los adultos se realizade día, en intradomicilio, se puede hacer unabúsqueda activa, por toda la casa o unacolecta con cebo humano, por todo el día,este tipo de colecta nos permitirá determinarlos picos de actividad horaria del A. aegypti,la densidad de la población de A. aegyptiadultos en capacidad de picar y transmitirpatógenos.


- Capturador o aspirador manual de insectos(Fig. 35).

- Vasos colectores etiquetados (Fig. 36).

- Linterna con pilas.- Reloj.

- Formato de Registro Nº 1

Índice de Infestación Aédica (IIA): Este índicese obtiene del porcentaje de casasinspeccionadas y positivas al adulto de A.aegypti, sobre el número total de casasinspeccionadas, en una localidad, �sector�,�manzana� o �zona� de una localidad. En estecaso se hace una búsqueda activa del vectoren todas la habitaciones de la casa,especialmente en los ambientes en penumbracon ayuda de una l interna, revisandocuidadosamente las paredes y esquinas,debajo de muebles, dentro de roperos inclusivey se van colocando en un vaso etiquetado conla dirección o nombre del dueño de casa, parasu registro; se colocan todos los �mosquitos�que se observen y luego en el laboratorio sepuede hacer la identificación.

Índice de Picadura Hora Día (IPHD): Esteíndice se obtiene de una colecta con cebohumano, realizada durante todo el día en elintradomicilio, de 06:00 hasta las 18:00 horas,de preferencia se elige algún dormitorio enpenumbras, o algún otro ambiente que tengaesas condiciones, se hace la colecta con eltubo colector de insectos con ayuda de unalinterna, y se van colocando los insectos enun vaso etiquetado por cada hora de colecta.

Perímetro delcriadero (m)

Nº de Puntos

Tabla 2 : Número de puntos para colecta delarvas de acuerdo al perímetro del

cuerpo de agua.

- Viales con tapa (etiquetado).

- Formato de Registro de Cuerpos deAgua: Criaderos de Anopheles.

Fig. 37 Cucharones: (A) sopero y (B) dipper estándar, y (C) goteros.

A

B

C


En este tipo de colectas se puede trabajarindividualmente haciendo turnos de unas 3horas con otro colector, hasta terminar lajornada.

Larvas: La búsqueda de larvas se hace casapor casa, en todos los recipientes de agua,sea para consumo humano, para animales decorral, para regar; en los lugares de climatropical y lluvioso, es importante buscar encualquier recipiente u objeto que pudieracontener agua, especialmente aquellosdenominados �inservibles�, y eliminarlos (a labasura) o poniéndolos boca abajo, tambiénse recomienda uti l izar una picota paraagujerear los recipientes �inservibles�.


desuso, y en zonas lluviosas, es importantela búsqueda en los llamados �inservibles�como latas vacías, botellas, cáscaras decocos, etc.

La búsqueda se hace utilizando el cucharónpara tomar una muestra, se puede vaciar elcontenido del recipiente (si es posible) en unabandeja o balde, o simplemente usando ungotero, para colectar los ejemplares y ponerlosen un vial etiquetado; a medida que se vanregistrando todos los recipientes de agua sevan apuntando en la hoja de inspeccióndomiciliaria; se hace la búsqueda en todos losrecipientes de la casa, sin excepción.

- Cucharón para colecta de larvas (Fig. 37-A).

- Goteros o pipetas (Fig. 37-C).

- Viales con tapa etiquetado.

- Lápiz.

- Formato de Inspección Domiciliar paraAedes aegypti.

Índice Aédico ( IA): Este índice es elporcentaje de casas posit ivas para lapresencia de larvas de A. aegypti, en unalocalidad, sector o manzana de la localidad,esto depende de su unidad de muestreo. Loscriaderos de A. aegypti, son usualmente losrecipientes de agua art i f ic iales de usodoméstico, como floreros, baldes, pozos otanques de agua de consumo humano opara los animales. También es posiblehallarlos en floreros, cementerios, llantas en

Fig. 38 Cucharón o dipper estándar para la colecta de larvas,mostrando larvas de Anopheles.

PROCEDIMIENTO PARA OBTENERÍNDICE AÉDICO

BÚSQUEDA DE VECTORES ENVIVIENDAS

La inspección de viviendas requiere de unaorganización previa, para poder sistematizarla información en forma eficiente y realizaruna adecuada supervisión.

Tareas para realizar la VigilanciaEntomológica del Aedes aegypti

� Mapeo de localidades y sectorización

Localidades:Son así llamados los centros pobladosexistentes dentro de un distrito y quecomprenden una Jurisdicción predeter-minada y conocida. Cada localidad debeestar perfectamente mapeada al nivel demanzanas y tener el número de viviendasy población actualizada. Cada localidaddependiendo de¡ número de viviendas,puede ser dividida en sectores, para facilitarsus operaciones de vigilancia y focalizar lasacciones de control.

Sectores:Son subdivisiones correspondientes a unalocalidad, puede ser una sectorizaciónarbitraria, pero se recomienda que se tratede establecer como sector un áreadelimitada o reconocida, que pueda seridentificada sin mucha dificultad. El sectorpodría ser la jurisdicción de un Puesto de


COLECTA DE Sabethes yHaemagogus:

Adultos: Estos insectos tienen actividaddiurna, son totalmente s i lvestres, ymantenien la transmisión de Fiebre AmarillaSelvática entre las poblaciones de primates.Estos insectos se mantienen en el doselarbóreo y eventualmente le pican al hombrecuando é ste ingresa al bosque por algún tipode actividad. La forma de capturarlos es concebo humano, durante el día, dentro delbosque, y esperando a que los insectos bajena picar, se les puede capturar con el aspirador,pero es mucho más práctico utilizar una redentomológica.

z2 pq n= ��- E2

Muestra final: n ��- 1 + n/N

n = número de casas a inspeccionar.z = nivel de confiabilidad 95%, z=1.96p = nivel probable de infestación, p=1%.q = 1-p.E = margen de error en porcentaje, 0.9%=0.01, 2$=0.02; 3%=0.03, 4%=0.04, etc.N = número total de viviendas.

La variable p puede ser los datos obtenidosanteriormente en la localidad a muestrear o sino existen, puede usarse datos de localidadescercanas positivas. El valor z es una constanteque equivale a 1.96 de un nivel de confiabilidaddel 95 %. E es el margen de error aceptableque se le asigna al muestreo que vamos aefectuar. En un muestreo siempre tenemos unporcentaje de casas cerradas o renuentes a lainspección, este número de casas debe serañadido al resultado de la Muestra final.

Estas fórmulas podrán ser usadas para estudiarAedes aegypti y triatominos.

DETERMINACIÓN DEL NÚMERO DECASAS A MUESTREAR

El número de casas a muestrear en unalocalidad puede ser calculado aplicando lasiguiente fórmula:

Salud, o una Urbanización con límitesreconocidos. Aquí también se necesitamapas completos al nivel de manzanas,con el número de viviendas totales y supoblación respectiva.

� Metodología del Muestreo Probabilísticopara Escenario 1

Se puede trabajar de dos maneras,dependiendo de los datos que se tienende la localidad (Ver determinación delnúmero de muestras):

1. Si se conoce exactamente el número decasas del sector y están numeradas en sutotalidad.

Muestreo Aleatorio Simple

Se determina el número de muestra,considerando una probabilidad de 1% deinfestación Aédica (IA), y 0.9% de margende error, a un nivel de confianza del 95%.Se recomienda adicionar al número demuestra, el porcentaje calculado de casascerradas o renuentes que se podríaencontrar.

Una vez encontrado el número final de lamuestra, se sortea aleatoriamente las casasy se definen las casas elegidas.

2. Si sólo se tiene número total de casas ynúmero de manzanas numeradas.

Muestreo Bietápico

Según este procedimiento, se determinael número de muestra, del mismo modoque para el muestreo aleatorio simple yluego se divide entre 4 para obtener elnúmero de manzanas que se trabajarán,tratando de distribuirlas homogénea-mente, en todo el sector.

� Metodología del Muestreo al 33%, paraEscenario I y II

Este tipo de muestreo, se trabajan en el100% de las manzanas de la localidad osector seleccionado, y la inspección sehace en una de cada tres casas. Si hay unacasa renuente se toma la anterior o lasiguiente y se continúa.


Materiales necesarios:- Capturador o aspirador manual de insectos

(Fig. 35).- Vasos colectores etiquetados (uno por hora

de colecta) (Fig. 36).- Red entomológica (opcional).- Reloj.- Formato de Registro de Adultos Nº 1.

Índice de Picadura Hombre Día (IPHD): Esteindicador es sugerido, aún no se haestandarizado el mejor método de colecta deestos vectores; se sugiere que el colector sesiente en el bosque preferentemente en lasprimeras horas de la mañana, y cuando estosmosquitos se acerquen, colectarlos con elaspirador o la red entomológica, y se pasan alvaso colector, teniendo cuidado de mantenerun vaso por cada hora de colecta. Este tipode colecta nos va a permitir conocer la faunapresente en el área, y el t ipo decomportamiento ante la presencia delhumano, lo que permitiría sugerir la mejorforma de prevención o protección personal.

Larvas: Las larvas de Haemagogus y Sabethesviven en los agujeros en los árboles o bambú,donde se acumula el agua de la lluvia.Eventualmente larvas de Haemagogus sepueden hallar en huecos de rocas, cáscara decoco o algunos recipientes artificiales; en cambiolas larvas de Sabethes se pueden hallar en axilasde hojas de bromeliáceas y otras plantas.


- Cucharón para colecta de larvas.- Pipetas.- Viales con tapa etiquetado.- Lápiz.- Formato de Registro de Cuerpos de agua.

Nº de larvas por tipo de criadero: No existeíndice para larvas de Haemagogus o Sabethes,pero es importante reportar su presenciaespecialmente en zonas donde ya se hanreportado casos de Fiebre Amarilla Selvática.Lo que se puede reportar es el número delarvas que se encuentra por cada tipo decriadero revisado según lo sugerido en elpárrafo anterior.

COLECTA DE Lutzomyia:

Adultos: Estos insectos son de actividadnocturna, en zona andina es común hallarlosdentro de casas, en peridomicilio, alrededor depircas o corrales de animales, y también enambientes extradomiciliares. En la zona de selvaalta o selva baja, las lutzomyias se encuentranusualmente en ambientes extradomiciliares,dentro del bosque, en madrigueras de animales,en este ambiente también se las puede vervolando de día cuando se las molesta en suslugares de reposo, sin embargo también esposible capturarla en zonas periurbanascercanas a zonas boscosas.


- Trampa tipo Shannon (Fig. 39).- Capturador o aspirador manual de insectos

(Fig. 35).

- Vasos colectores (uno por hora de colecta).- Reloj.- Linterna con pilas.

- Trampa de luz tipo CDC con bolsa.- Formato de Registro de Adultos Nº 1.

Índice de Captura Hombre Noche (ICHN):Este indicador se toma como el número deinsectos colectados durante toda la noche porcolector, la captura se inicia a las 18:00 ytermina a las 06:00 del día siguiente. Estacaptura se realiza con cebo humano dentro

Fig. 39 Trampa tipo Shannon protegida contra la lluvia con un toldo.


Índice de Captura por Trampa de luz CDC(ICT): Este método se mide en número delutzomyias colectadas por trampa colocada.Este método se aplica para las colectasintradomiciliares, se cuelga la trampa en undormitorio de preferencia, a unos 1.80 a 2mt. del suelo o un poco más alto (Fig. 41), sela coloca a las 18:00 horas y se deja toda lanoche, al día siguiente se retira la trampa a las06:00, teniendo cuidado de sacar la bolsaprimero, cerrando bien la abertura, despuésse desconecta la trampa, pues si se apaga latrampa primero, los insectos capturadosescaparán de la bolsa. Se utiliza esta trampapara las capturas intradomiciliares, pues losinsectos son muy pequeños y es dif íci lcapturarlos si no se tiene una superficie blancao clara donde se las pueda distinguir. Latrampa también se puede uti l izar enambientes peridomiciliares o extradomiciliares,pero para ello es necesario colocar una telametálica en la parte superior de la trampa queimpida el ingreso de insectos grandes quellegan atraídos por la luz, estos otros insectose inclusive arañas pueden maltratar a laslutzomyias o comérselas, e igualmente serecoge a la primera hora del día siguiente(06:00). Los insectos en la bolsa de tul se dejanmorir en la misma bolsa, dejándolos al sol porunas horas. Desafortunadamente no hayforma de saber la actividad horaria de losinsectos colectados de esta forma, pero nospermite conocer a las especies que penetrana las casas para alimentarse.

de una trampa tipo Shannon (Fig. 39), en elcual el colector es el cebo humano, no esnecesario exponer ninguna parte del cuerpo,sólo permanecer a oscuras, los insectosatraídos por el cebo humano ingresan a latrampa Shannon por el espacio entre el bordeinferior de la trampa y el suelo (30 cm), yson co lectados cada 15 minutosaproximadamente, para lo cual se enciendela linterna y se busca las lutzomyias en lasparedes de la trampa, especialmente en lasesquinas. Se las captura con el capturador oaspirador (Fig. 40) y se las coloca en el vasocolector, separando un vaso por cada hora decolecta. Esta trampa facilita la captura de laslutzomyias pues son muy pequeñas y difícilesde distinguir, entonces la superficie clara de latrampa facilita su captura, además estosinsectos vuelan en trayectos cortos, entonceslos insectos que van llegando siempre seposan en la trampa antes de intentar picar alcolector. La colecta con trampa Shannon sereal iza para colectas peridomici l iares yextradomicil iares (se recomienda ponersiempre un toldo para protegerla de la lluvia).La colecta de toda la noche nos proporcionadatos sobre la actividad horaria de laslutzomyias en el peridomicilio.

Fig. 41 Trampa de luz tipo CDC ubicada en el techo de una vivienda.

Índice de Captura Hombre Hora (ICHH): Esteindice se obtiene del número de lutzomyiascolectadas por hora de colecta por colector,esta captura se inicia a las 18:00 horas ytermina a las 22:00 horas (6 a 10 pm), y serealiza con la trampa Shannon en peridomicilioy en extradomicilio; los datos de ICHN tambiénsirven para obtener datos de ICHH.

Fig. 40 Colecta con capturador o aspirador manual de insectos.


chirimachas. Además de buscar a los insectosy colectarlos, es importante tambiéncontabilizar bien el número de ninfas pues elnúmero total nos va a permitir determinar el�Indice de Colonización� (ICD), y el númerototal de triatominos, sumatoria de adultos yninfas, nos permitirá calcular el �Indice deHacinamiento Domiciliar� (IHD), que es elnúmero total de triatominos entre el númerototal de casas positivas de la localidad.

Índice de Infestación PeridomiciliarTriatomínica (IIPDT): Este índice se obtiene delPorcentaje de casas con ambientesperidomiciliares infestados versus casas conambientes peridomiciliares inspeccionados. Labúsqueda se realiza en los corrales adyacentesa las casas, en grietas de paredes y techos, ennidos de aves, y en vegetación adyacente alas casas, como plantas de palmeras, plátanos,en pircas, amontonamientos de adobes,madriguera de animales, etc. dentro de unperímetro de 10 m alrededor de la casainspeccionada.

Fig. 42 Biosensor para la detección pasiva de triatominos.

COLECTA DE TRIATOMINOS:

Adultos y Ninfas: En este caso hay quediferenciar si es Triatoma infestans u otro tipode triatomino como Panstrongylus, Rhodniusy otros géneros y especies. Sin embargo hayque tomar en cuenta que si bien T. infestanses domici l iado, también es posibleencontrarlos en ambientes extradomiciliares.En el caso de los otros géneros y especies detriatominos, la búsqueda se hace dentro de lacasa y ambientes peridomiciliares también,pero usualmente se las encuentra en elextradomicilio, en plantas de palmeras yplátano, escondidas en la base de las hojas, yen nidos de aves y madriguera de algunosanimales.


- Pinzas largas de punta aserrada y delgada.- Vasos colectores o bolsas de plástico

etiquetados.- Guantes.- Mascarillas.- Lintera con pilas.- Lápiz.- Formato de Registro Nº 2.

Índice de Infestación Domiciliar Triatomínica(IIDT): Este índice se obtiene del porcentajede casas infestadas con tr iatominos o�chirimachas� sobre el número total de casasinspeccionadas. La búsqueda se hace en todaslas habitaciones de la casa, en las grietas ohendiduras de las paredes, techos y detrás y/o debajo de los muebles, pues ahí se refugiantanto ninfas como adultos, y aquí mismodepositan los huevos; se les colecta con pinzaso directamente con las manos enguantadasy se transfieren a bolsas plásticas o vasoscolectores acondicionados y previamenteetiquetados según los lugares de colecta encasa, tal como se especifica en el formato deregistro de triatominos. Se deben colectartodos los triatominos presentes, para ello esnecesario que se busque en todas las grietasque puedan ser escondrijos, que usualmentetienen manchas blanquecinas de las huellaso marcas dejadas por las heces de las

Biosensor (Detección pasiva de triatominos)(Fig. 42): Este método usa los biosensores, quese cuelgan en la pared de los dormitorios (2-3en cada uno), y son revisados periódicamente,e inclusive es posible realizar la revisión por losmismos habitantes de la casa. Este biosensorestá hecho de una caja de cartón rectangularcon los lados abiertos, en el interior se colocaun papel plegado en zig-zag, con orificios parasimular un escondite. Para revisar el biosensor,se descuelga cuidadosamente la caja, se abrey se colecta los triatominos que hayan, secuentan las mudas encontradas, se marcan ycuentan las manchas de los excrementos


dejados. Este método es muy úti l ,especialmente para detectar casas con bajonivel de infestación. Para evaluar una casadespués de una fumigación, se coloca losbiosensores después de 7 días.

COLECTA DE PÚLIDOS:

Adultos: Para el caso de las pulgas deroedores, se debe atrapar primero a losroedores vivos (ratas, ratones vivos), dormirloso anestesiarlos (éter o Promazil), y luego sobreuna bandeja de fondo claro, �peinar� el pelaje,sujetando al animal por la cola, de modo quelas pulgas caigan al fondo de la bandeja, serecuerda que las personas que hacen labúsqueda deben usar guantes, mascarilla ymandil como protección, se sigue el mismoprocedimiento para buscar pulgas en lasmascotas domésticas (perros, gatos), depreferencia tratar de conseguir colaboraciónde los dueños para evitar reacciones agresivasde los animales. Las pulgas capturadas seponen directamente en un vial con alcohol75% o en un vial vacío para preservarlos enseco. También se puede buscar pulgas en laropa de cama, especialmente las frazadas, laque se expone al sol para ahuyentar a laspulgas y capturarlas.


- Viales etiquetados y con alcohol etílico al75%.

- Guantes.

- Peine.

Índice Infestación Domiciliar de Pulgas (IIDPu):Este índice es el porcentaje de casas positivas ala presencia de pulgas sobre el número de casasinspeccionadas. Para revisar la casa es importantetener la cooperación de los dueños, después seprocede a la revisión de la ropa de cama, y losanimales domésticos que suelen encontrarse oque viven dentro de la casa.

Índice Específico de Xenopsylla cheopis(IEXe): Este índice se obtiene del promedio depulgas de la especie X. cheopis, por cadaroedor atrapado.

COLECTA DE PIOJOS:

Adultos y Ninfas: Los piojos son insectos quese encuentran asociados a sus hospederos,en este caso el hombre. Los piojos se guardandirectamente en un vial con alcohol 75%, o silos requiere para un estudio especial, los colocaen un vial vacío para guardarlosposteriormente en seco, y se desecan con sílicagel en caja hermética o bolsa de plástico, y secoloca al congelador, los insectos preservadosasí podrán ser usados para ELISA, PCR u otrotipo de prueba.

Materiales para colecta de Piojos:

- Pinzas de mango largo y punta aserrada.- Linterna.- Viales etiquetados .- Guantes.- Mascarilla.

Índice de Infestación por Piojos decuerpo(IIPi): Este índice es un porcentaje delnúmero de personas infestadas de piojos decuerpo, entre el número de personasinspeccionadas. La búsqueda se hace enforma manual, se revisa la ropa de laspersonas. Se recomienda que la persona quehaga el trabajo esté debidamente protegidocon una mascarilla y guantes de látex, ademásde un mandil o guardapolvo, para evitarcontagios por inhalación de partículascontaminadas.

Índice de Infestación por Piojos de cabeza(IIPed): Este índice se obtiene del porcentajede personas infestadas con piojos de cabezasobre el número total de personasinspeccionadas. La búsqueda de piojos decabeza se hace en forma manual, revisandocuidadosamente la cabeza de la persona, lomás fácil de observar es la presencia deliendres, pegados al cabello. No se hademostrado que este insecto sea vector deninguna enfermedad, pero se recomiendaque la persona que haga la búsqueda useuna gorra para el cabello (especialmente silo tiene largo).


Fig. 48 Pinzas punta fina (Nº 4).

En cada caso, los insectos colectados debenser debidamente etiquetados para noconfundir las muestras. Los insectos seráncolocados en viales o cajas pequeñas (defósforos o similar) debidamente acondicionadacon papeles tipo servilleta para separar gruposde unos 10 o más ejemplares en cada piso(depende del tamaño de los insectos).

Las larvas en general, pulgas, piojos y laslutzomyias adultas, pueden ir en viales conalcohol comercial (70-95%), se debe llenarcompletamente el vial con alcohol para evitarburbujas de aire que dañen los insectos. Losinsectos más grandes, como los triatominosse guardan en seco, en cajas pequeñastambién, pero pueden descomponerse si nose desecan bien antes de guardarlos, por ellose recomienda guardar las cajitas con estasmuestras dentro de un contenedor con sílicagel (desecante comercial) y con tapahermética. Cuando se guarde una muestra enseco para identificación, se debe colocar unabolita (o una fracción) de naftalina para evitarpolillas o otros insectos que se coman laspartes blandas de la muestra.

En todos los casos NO DEBE OLVIDAR PONERUNA ETIQUETA con los datos completos dela colecta a fin de no confundir las muestras.La etiqueta se debe escribir con lápiz carbóno tinta china, y debe incluir: Departamento,Provincia, Distrito, localidad, altitud, fecha dela colecta, tipo de colecta, nombre del colectorresponsable y número de colectores si fueronmás de uno, Posición geográfica si se cuentacon un receptor GPS.

Materiales para preservación de material en seco:

- Pinza de punta fina (tipo relojero) (Fig. 48).

- Cajitas de cartón para transporte (cajita defósforos).

- Papel servilleta cortado del tamaño de lascajitas de cartón.

- Lápiz.

- Papel para etiquetas.

COLECTA DE SIMÚLIDOS:

Adultos: Estos insectos son activos de día,usualmente se encuentran cerca de cursos deríos y riachuelos de corriente rápida, son muyagresivos y buenos voladores, desde su lugarde postura pueden desplazarse varioski lómetros en busca de al imentaciónsanguínea.

Larvas: Las larvas son acuáticas, se fijan alfondo del lecho del río o riachuelo, en laspiedras o plantas y hojas que se encuentransumergidas.

- Para los simúlidos aún no hay indicadoressugeridos, pero teniendo en cuenta que esun vector de una enfermedad como laoncocercosis, debemos tomarlo en cuentapara su vigilancia, especialmente en laszonas vecinas al Ecuador y Brasil donde laoncocercosis es endémica. Por el momentolos simúlidos representan una granmolestia a la población pues sus picadurasproducen una gran reacción alérgica ymuchas veces dolorosa.

TRANSPORTE DEL MATERIALCOLECTADO


Materiales para preservación en alcohol:

- Viales etiquetados con tapa.

- Alcohol 75 %.

- Lápiz.

Transporte de culicídeos adultos muertos:Una vez colectados los insectos se dejan morirexponiéndolos al sol por unas horas ocolocando los vasos en una bolsa con unamotita de algodón impregnada con acetatode etilo. Una vez muertos se pasan a una cajitaacondicionada con papeles servilleta (o papelhigiénico), cortados a la medida,cuidadosamente se sujetan los insectos conuna pinza de punta fina, tratando de nocolocar uno sobre otro, para no maltratarlosmucho, se hace una capa y luego se colocaun papelito encima para otra capa y asisucesivamente hasta colocar todos losinsectos, encima de la última capa se colocauna etiqueta con todos los datos de la colecta.Esta etiqueta debe llevar todos los datos de lacolecta: Departamento, Provincia, distrito,localidad, altitud, tipo y método de colecta,fecha, nombre y número de colectores.

Transporte de Lutzomyia adultas muertas:Estos insectos pueden transportarse en seco,del mismo modo que los culicídeos; perotambién se pueden transportar en alcohol(comercial o al 75%), en viales pequeñosdebidamente etiquetados: Departamento,Provincia, distrito, localidad, altitud, tipo ymétodo de colecta, fecha y nombre de loscolectores.

Transporte de culicídeos adultos vivos: Si sequiere mantener los insectos vivos es necesariocolocarles en un vaso colector (no demasiadosejemplares por vaso) con una motita dealgodón humedecida en agua azucarada ymantenerlos a la sombra, en una caja,acondicionada para el transporte omantenimiento (caja de teknopor mantenida

a la sombra o con hielo para enfriarlo). Losvasos colectores se pueden acondicionarpreviamente con papel de filtro en el interior ohaciendo ralladuras en la pared interna paradarle superficie áspera que sirva de substratoa los mosquitos. Colocar el rótulo respectivode la colecta: Departamento, Provincia, distrito,localidad, altitud, tipo y método de colecta,temperatura y humedad, fecha y nombre delos colectores.

Transporte de Lutzomyia adultas vivas: Estosinsectos son bastante delicados, debenmantenerse en sombra y a baja temperatura,alrededor de 20ºC y no más de 23ºC, preferible,colocar algún refrigerante dentro de la caja detecknopor, hasta llegar al laboratorio. Ayudamucho si se le coloca una base de papel defiltro húmedo (no mojado). Igualmente se debeetiquetar la muestra con todos los datos:Departamento, Provincia, distrito, localidad,altitud, tipo y método de colecta, temperaturay humedad, fecha y nombre de los colectores.

Transporte de larvas de Anopheles, Culex yAedes: Una vez colectadas las larvas se laspasa a un vial con alcohol comercial o etanol75%, se prepara una etiqueta apuntandotodos los datos de la colecta: Departamento,Provincia, distrito, localidad, altitud, tipo yclasificación del criadero (nombre o código),fecha, colector.

Transporte de larvas vivas: Las larvas secolocan en botellas o recipientes limpios conagua del criadero y algunas algas o plantas dedonde fueron colectadas las larvas,preferiblemente envases de boca ancha, ymantenerlos a la sombra para que no semaltraten mucho, si el transporte es largoentonces sería bueno que la botel la orecipiente utilizado tenga tapa hermética.Finalmente etiquetar la muestra con todos losdatos: Departamento, Provincia, distrito,localidad, altitud, tipo y clasificación del criadero(nombre o código), temperatura, fecha ynombre del colector.


PROCESAMIENTO PARAPRESERVACIÓN Y MONTAJEPERMANENTE DE INSECTOS

Fig. 49 Caja entomológica.

MONTAJE DE MUESTRAS EN SECO YALCOHOL

Materiales:

- Agujas o alfileres entomológicos Nº 3 (Fig. 50-B).

- Agujas o alfileres entomológicos Nº 2 (Fig. 50-B).

- Caja entomológica con piso de corcho oespuma de polietileno (Fig. 49).

- Bloque de madera para montaje (Fig. 51).

- Barniz o esmalte transparente para uñas(Fig. 50-A).

- Viales con tapa hermética.

- Cartul ina blanca para tr iángulos yetiquetas.

- Lápiz negro Nº 2.

- Estilógrafo con tinta china negra.

- Perforador de triángulos o tijera para hacertriángulos (Fig. 50-C).

Reactivos:

- Alcohol y naftalina.

Fig. 50 Materiales para el montajede insectos: (A) esmalte de uñas; (B)alfileres entomológicos; (C)Perforador de triángulos o punch.

A

B

C


PROCEDIMIENTO DE MONTAJE DEINSECTOS SECOS (Culicídeos adultos ytriatominos)

Culicídeos adultos (Fig. 52): Previamente sedebe preparar triángulos de cartulina ycolocarlos en un alfiler entomológico Nº 3, porel lado de la base del triángulo, a la alturamayor indicada en el bloque de madera paramontaje, en la punta se pega con barniz oesmalte transparente de uñas, por un lado deltórax del mosquito, en el alfiler poner unaetiqueta con los datos de colecta completos yel nombre de la especie. Los insectosmontados se deben preservar en cajasentomológicas.

Montaje en punterode cartón

Montaje en alfiler.

Altura delinsecto

Altura deetiqueta

Triatominos: Adultos y ninfas serán montadosen alfileres entomológicos Nº 2, que seránintroducidos en el insecto por el centro delescutelo (triángulo que se ve el dorso), yguardados en las mismas cajas entomológicas.Los huevos se colocan en viales con alcohol(similar a las larvas de culicídeos). Todoperfectamente etiquetado.

Las cajas entomológicas deben ser herméticas,y contener bolitas de naftalina, envueltas enun pedazo de tela o gasa y fijados en unaesquina con alfileres, para que no se disperseny maltraten los ejemplares montados. Otraforma de colocar la naftalina es licuando la

Fig. 51 Bloque para montaje en alfiler.

Fig. 52 Insectos adultos montados en alfiler.

naftalina en una ollita, directamente al fuego,una vez licuada colocarla en una esquina o alo largo de uno de los costados de la caja, antesque se cristalice nuevamente.

Procedimiento de montaje de insectospreservados en alcohol (Larvas de culicídeos;adultos de piojos, pulgas y lutzomyias):

Los piojos no necesitan procesamientoespecial para su identificación, pues dependedel sitio de colecta del cuerpo humano. Laidentificación de las pulgas y lutzomyias ylarvas de culicídeos requiere de montaje enláminas portaobjetos, para su identificacióncon ayuda de un microscopio, lo cual requiereun procesamiento especial que se detalla acontinuación.

Fig. 53 (A) Cortador o marcador de vidrio; (B) Pinzas punta fina(Nº4); (C) Gotero.

A

B C


Montaje en láminas portaobjetos

Equipo:- Estereoscopio con luz o espejo.

- Microscopio con luz o espejo (Fig. 55).

Materiales:

- Láminas portaobjetos (Fig. 56-B).

- Laminillas cubreobjetos cuadradas de22x22 mm. cortadas en 4 partes iguales(Fig. 56-A).

- Láminas excavadas (Fig.57).

- Viales de vidrio con tapa de rosca debakelita.

- Viales de vidrio con boca ancha, y tapaplástica.

- Pinzas de punta fina (tipo relojero) (Fig. 53-B).

- Hoja de bisturí u hoja de afeitar.

- Esti letes de punta f ina o aguja f inaacondicionada en un soporte (Fig. 54-E).

- Cortador o marcador de vidrio tipo lapicero(Fig. 53-A).

- Lámina preparada previamente al montaje:Se parte la laminilla en 4 con ayuda delcortador de vidrio apoyado en una regla;se pega 1 laminilla cubreobjetos cortada,a una lámina portaobjetos, con una ínfimagotita de bálsamo, en 2 esquinas de lalamini l la (de modo que sea fáci ldesprenderlo después).

- Palitos de madera de unos 10 cm de largo(tipo hisopo).

Fig. 54 (A) Hidróxido de sodio al 10%; (B) crisoles; (C)pinza punta fina; (D) gotero; (E) estiletes de punta fina.

A

B

C

D E

Fig. 55 Microscopio compuesto.

Fig. 56 (A) Laminillas cubreobjetos cortados; (B) Láminas portaobjetos; (C) estiletes depunta fina.

A

B

C

Fig. 57 Láminas excavadas.

- Gotero plástico de 1ml para cada reactivo(Fig. 53-C).

- Botellas color ámbar de 100 ml con tapade vidrio.

- Botella plástica con tapa de rosca.


Reactivos:

- Solución de NaOH al 10%: pesar 10g deescamas de NaOH y diluirlo con aguadestilada hasta completar 100 ml, disolvercompletamente, guardarlo en botellaplástica, tapa de rosca (Fig.54-A).

- Fenol puro líquido: Poner cristales de fenolen un frasco ámbar con tapa de vidrio,colocar unas gotas de alcohol etílicoabsoluto, para que se vaya disolviendo.

- Lactofenol: Se prepara una mezcla de 4partes de fenol puro líquido + 3 partes deAcido Láctico, en botella ámbar con tapade vidrio.

- Bálsamo de Canadá puro.- Solución de Fucsina ácida: unos granitos

de fucsina diluidos en unos 4 ml fenol puro,en un vial de vidrio con tapa de rosca.

- Solución de montaje 1: dos gotas de fenolpuro con una gota de bálsamo de canadá(preparación de no más de 2 semanas deduración), en un vial de vidrio boca ancha,con tapa plástica. Mezclar bien.

- Solución de montaje 2: dos gotas de fenolpuro con 1 gota de bálsamo de Canadá +un toque de fucsina diluida en fenol.(preparación de no más de 2 semanas deduración), en vial de vidrio con tapa plásticao de rosca. Mezclar bien.

Procedimiento:

1. En un vial de vidrio se pone cantidadsuficiente de NaOH, como para sumergirtodos los insectos de una muestra, dejaren reposo unas 8 horas (no más); en el casode pulgas puede ser necesario más tiempopara que se macere bien el contenido delcuerpo, hasta 2 días. Alternativamente sepuede calentar NaOH en crisoles deporcelana (Fig. 54-B) por 2 a 5 minutos sindejar que hierva, sacar de la cocinilla tapary dejar enfriar, seguir con el paso 2.

2. Sacar los insectos del NaOH con un estiletef ino tratando de no maltratarlos ycolocarlos en otro vial conteniendocantidad suficiente de lactofenol por unas12 horas (aquí los insectos se puedenquedar más tiempo, sin dañarse).

3. Pasar los insectos con mucho cuidado dellactofenol a otro vial conteniendo fenolpuro y dejarlos otras 12 horas.

4. Para pulgas y piojos: (se puede trabajar conel estereoscopio o una buena lupa):Usando el palito de madera, se coloca 1gotita de la solución de montaje 1,directamente en la lámina portaobjetos yencima se coloca un ejemplar, de costadoo dorso ventral, según convenga. Se dejasecar bien (unos días o una semana).

5. Para Lutzomyia (Fig. 58): se recomiendatrabajar con un estereoscopio o unapotente lupa: se sacan los insectos del fenol

Fig. 58 Detalle de Lutzomyia para el montaje en laminilla cubreobjetos.

puro, con mucho cuidado para nomaltratarlos, las hembras se colocan en lasolución 2 y se dejan reposar un día o dos(los machos pueden ir en la solución demontaje 1) hasta que se observen teñidoslos ejemplares (no demasiado). Una vezteñidos los ejemplares, se coloca unapequeña gota de la misma solución demontaje 2 en la laminilla previamentepreparada, y se coloca la Lutzomyia. Laslutzomyias necesitan de los caracteresinternos presentes en la cabeza, alas ygenital ia para hacer una buenaidentificación, así que se recomienda, cortarla cabeza con ayuda de los estiletes finos,colocarla en un costado, en posición defrente, luego se separan las alas del cuerpoo una sola ala si lo prefiere y lo estiracolocándolo cerca de la cabeza o másarriba del cuerpo; si es macho, el cuerpova de costado, mostrando la genitalia deperfil; si es hembra poner cuidado en quese pueda ver bien las espermatecas (en loposible), mirando a través del microscopio,para ello algunas veces será necesariomanipular un poco más el abdomen,


entonces éste puede ir de costado o enposición dorsoventral, como convenga (verdetalle de Lutzomyia para montaje). Unavez terminado este arreglo, dejar secar bien,por varios días o una semana.

6. Para larvas de culicídeos (Fig. 59): Las partesimportantes para identificación son lacabeza, setas y espinas del tórax yabdomen, y espinas, peine y setas de losúlt imos segmentos del abdomen(segmentos VIII-IX y sifón respiratorio).

espécimen cuidadosamente, para no hacerburbujas, y sobre ella se coloca la laminilla,suavemente.

8. Recordar que cada lámina preparada debeir con una etiqueta que identifique lamuestra (a la derecha) conteniendo elnombre de la especie, y otra que contengadatos de su origen (a la izquierda) (Fig. 60).

Corte

Corte

Fig. 59 Detalle de disección de larva de culicídeo.

Fig. 60 Esquema de una Lutzomyia montada en un portaobjetos ydebidamente etiquetada.

PERU-LIHuarochiríSan BartoloméEstación de trenes9-jul-19131400 msnm.C.H.T. Townsend

Lutzomyiaverrucarum(Townsend,

1913)

Se coloca una gota del medio de montaje1 en el centro de una lámina portaobjetos,con ayuda de una hoja de bisturí u hojade afeitar, se separa la cabeza, y luego secortan los 2 últ imos segmentosabdominales. La cabeza se coloca enposición dorsoventral, al igual que elcuerpo, la porción final con el sifón secoloca de lado, permitiendo la observaciónde las setas, escamas y peines del sifón.Etiquetar la lámina; dejar secar.

7. Una vez que la muestra montada está seca,en el caso de lutzomyias, se procede así:con ayuda de una pinza de punta gruesa oalgo similar proceda a desprender lalaminilla, teniendo cuidado de no romperla;una vez desprendida, colocar una gota debálsamo de canadá (cantidad suficiente) enel centro de la lámina portaobjetos y ahí,voltear la laminilla con el insecto,delicadamente, teniendo cuidado de nohacer burbujas en el bálsamo que puedainterferir con el espécimen. Dejarlo secar porun buen tiempo (7 días, a veces más). Paralos casos de pulgas y piojos, se coloca unagota de bálsamo directamente sobre el

RECOMENDACIONES

- Cuando se trabaja en el paso 1, tenercuidado de no exceder el tiempo en NaOH,pues el espécimen puede aclararsedemasiado, perdiendo sus colorescaracterísticos, y además las espermatecaspueden aclararse hasta no ser visibles y/operder su forma característica. Las pulgasson más resistentes al tener unexoesqueleto fuertemente quitinizado, loque no ocurre con las lutzomyias que sonmuy delicadas.

- La técnica descrita, para el montajeespecífico de larvas, tiene la desventaja quelas setas del cuerpo pierden su formanatural.

- Cuando se trabaja con pulgas y lutzomyias,no todos necesitan ser montados paradeterminar su identif icación exacta.Después que pasan por lactofenol, elinsecto está lo suficientemente aclaradocomo para ser identificado en líquido através del microscopio. Para ello se poneuna gota de lactofenol en la láminaexcavada y ahí se colocan los insectos demodo que se puedan observar todos losdetalles de su morfología, al microscopio.Una vez identif icados pueden serguardados directamente en un vialhermético con alcohol, siempre bienetiquetado con lápiz.


- Se debe usar sólo lápiz o estilógrafo de tintachina para etiquetar los viales con alcohol,pues el alcohol puede diluir la tinta delapiceros y plumones indelebles.

- No desechar las laminillas que se rompendurante el corte, al realizar la preparaciónde la Lutzomyia u otro ejemplar enlaminilla, se colocan fragmentos pequeñosde este vidrio en las 4 esquinas, de modoque al realizar el volteado de la laminilla enel portaobjetos con bálsamo, el ejemplarno se aplasta con el peso ni durante elsecado del Bálsamo de Canadá.

PRECAUCIÓN: El fenol es altamente tóxico, yal contacto prolongado con la piel produceirritación y laceración, si se pone en contactocon la piel, lavarla de inmediato conabundante agua. Guardar el fenol en frascode vidrio con tapa hermética, de preferenciade color oscuro (la luz lo oscurece).

TÉCNICA RÁPIDA PARA EL MONTAJEDE LARVAS

Para larvas de culicídeos, este método esrápido y fácil de realizar.

Equipo:

- Estereoscopio o lupa potente con soporte.

Materiales (Fig. 61):

- Láminas portaobjetos.- Laminillas cubreobjetos 22x22 mm.

- Gotero.

- Hoja de afeitar u hoja de bisturí.

- Pinza de punta fina (tipo relojero).

- Esti lete punta f ina o aguja f inaacondicionada a un soporte.

Reactivos:

- Acetil � cellosolve (Sigma ®).- Bálsamo de Canadá.

Procedimiento:

1. Colocar una larva en el centro delportaobjetos, en posición dorsoventral, ycon la hoja de afeitar o el bisturí y la ayudadel estilete se separa la cabeza del cuerpo,luego, cortar los segmentos finales delabdomen, y ponerlo de costado, el restodel cuerpo permanece dorsoventral (verdetalle disección de larva de culicídeo).

2. Colocar una o dos gotas de acetil cellosolve,directamente sobre la larva, y esperar a quecasi todo el líquido se evapore (más omenos unos 5 minutos en acetil cellosolve).

3. Antes de que se seque la larva, poner unagota de bálsamo de Canadá, tratando deque los segmentos seccionadosmantengan su posición, luego colocar unalaminilla sobre el bálsamo, con muchocuidado, sin presionar, sólo cuidando queno se escurra la laminilla de su posicióncentral, ni que los segmentos de la larva sedesarreglen.

4. Etiquetar la lámina montada según lasrecomendaciones hechas.Fig. 61 Materiales para montaje de larvas y Lutzomyias.


FAUNA DE ARTRÓPODOS:ESTACIONALIDAD YDENSIDAD POBLACIONAL

La fauna entomológica se registrará mediantela determinación taxonómica correcta de losejemplares de insectos colectados endiferentes ecosistemas o localidades, dondese haya realizado colectas de artrópodos. Losdatos sobre la fauna de vectores tal cual, lapodemos obtener de cualquier localidad,aplicando cualquier método de colecta, peropara los fines que persigue este Sistema deVigi lancia, se requiere que haya unametodología estándar que permita compararla situación de los artrópodos vectores endiferentes localidades y en diferentes DISAs.Asimismo la densidad poblacional de losinsectos vectores y su variación estacionalrequiere del establecimiento de los puestosfijos de vigilancia mensual.

Las técnicas que se van a utilizar para colectarlos insectos vectores y los lugares de muestreovarían según el tipo de insecto vector, y

también si se trata de adultos voladores oterrestres y si sus estadíos inmaduros sonacuáticos o terrestres. Recordar que tambiénse deben tomar los datos meteorológicos (Tº,HR%, Viento y Lluvia), datos geográficos(Latitud, Longitud y Altitud), si no tiene elequipo necesario para tomar estos datos sepueden obviar, pero es necesario que seconsiga esta información por otras fuentes, porlo menos de altitud, y los datos meteorológicoscorrespondientes a ese mes.

La determinación específica de los vectoresserá real izada en lo posible por losentomólogos en el nivel local e intermedio yverificado (si es necesario) por el INS o a travésde la colaboración de otras instituciones ouniversidades. La información obtenida servirácomo base para la elaboración del mapaentomológico para cada DISA.


La incriminación se hace en base a pruebas que nos conduzcan a confirmarque un insecto de una especie determinada es el probable vector de unaenfermedad en una zona determinada, para ello se debe tomar en cuentalos siguientes factores:

a. Alta densidad poblacional de la especie o especies.

b. Su alto nivel de antropofília.

c. Su constante contacto vector-hombre.

d. Su infección natural con el patógeno causante de la enfermedad en elhombre.

e. La relación de todos estos datos con el registro histórico de aparición decasos de la enfermedad en este lugar.

INCRIMINACIÓN DE INSECTOS COMO VECTORES

Capítulo IV

Fig. 62 Disección de intestinos de Lutzomyia.


No es estrictamente necesario tener quecumplir todos estos aspectos, usualmente sehacen incriminaciones de vectores teniendoen cuenta los puntos a, b y e. El punto d esmuy importante, pero requiere de experienciay equipamiento específico para determinadaspruebas (ELISA, PCR, etc.).

La densidad poblacional se obtiene mediantelos datos registrados en el Puesto de VigilanciaEntomológica durante un año en unalocalidad; la antropofília es la atracción de uninsecto vector por la presencia humana y poralimentarse de sangre humana. Hay vectoresque son altamente antropofí l icos y sealimentan casi exclusivamente con sangrehumana; otros vectores son medianamenteantropofílicos u oportunistas, alimentándosecon sangre humana y con sangre de otrosanimales (domésticos y silvestres); otrosvectores no son antropofílicos, son zoofílicos,éstos son los que pueden mantener lainfección del patógeno entre animalessilvestres y domésticos. La antropofagia sepuede medir con cebo humano colectandolos insectos que son atraídos por el hombre yllegan para alimentarse (ver Indicadoresentomológicos), y se puede confirmardeterminando la sangre de la cual se

alimentaron los insectos colectados conabdómenes repletos de sangre, estadeterminación se puede hacer con unareacción de precipitación antígeno-anticuerpo(sangre de abdómenes - suero anti-humano),o con la técnica de ELISA (detección deant ígeno �sangre de l abdomen- porinmunoabsorc ión enzimát ica) , que sepuede hacer en colaboración con el INS,Lima o Laboratorio referencial regional desu propia DISA.

La infección natural del insecto vector con elpatógeno puede detectarse por observacióndirecta del patógeno mediante la disección delvector (Fig. 62): intestinos de Lutzomyia paraver los promastigotes de Leishmania, glándulassal ivales de Anopheles para ver losesporozoitos de Plasmodium, observación dedeyecciones líquidas (heces) recientes deTriatominos para ver los tripomastigotes deTrypanosoma cruzi. Cuando el patógeno noes distinguible a la observación directa almicroscopio (Bartonella, virus, Rickettsia,Yersinia), se debe utilizar el aislamiento in vitro,detección por ELISA o PCR. No se recomiendael aislamiento del patógeno por medio decultivos in vitro debido a los contaminantesencontrados en el cuerpo del insecto.


Este tipo de trabajo se realizará una vez al año,en la época de mayor abundancia de insectos.Tomar en cuenta que los patógenos que sepueden observar y diferenciar medianteobservación directa al microscopio son lospromastigotes de Leishmania en estómago dela Lutzomyia hembra (Fig. 63), esporozoitosde Plasmodium spp., en glándulas salivales deAnopheles spp., y tr ipomastigotes deTrypanosoma cruzi en deyecciones detriatominos.

Estas determinaciones de patógenos en losinsectos vectores también pueden serrealizados por otras técnicas más sofisticadas,al igual que las determinaciones de infecciónpor bacterias como la Bartonella bacilliformisen Lutzomyia spp., Yersinia pestis en variasespecies de pulgas y virus del Dengue enAedes aegypti, virus de la fiebre amarilla enHaemagogus y Sabethes, la infección serádeterminada por técnicas más sofisticadascomo la técnica inmunoabsorción enzimáticade ELISA y técnica de detección de fragmentosespecíficos de la secuencia de ADN delpatógeno por la técnica de Reacción enCadena de la Polimerasa (PCR).

Para el caso de detección de esporozoitos deAnopheles, hay una técnica de detección rá-

DETERMINACIÓN DEINFECCIÓN NATURAL

pida, mediante el uso de �tiras reactivas� co-merciales llamadas VecTest, para detección dePlasmodium vivax y P. falciparum, este méto-do detecta antígenos del circumesporozoitomediante anticuerpos monoclonales; esta téc-nica necesitará ser probada antes de ser apli-cada, sin embargo reduciría enormemente eltiempo y la eficiencia en la detección de infec-ción por esporozoitos.

Fig. 63 a. Intestino de Lutzomyia disecado mostrando infección conLeshmania. b. Detalle del píloro mostrando promastigotes adheridosa las paredes.

b

a


En todos los casos se debe mantener los insectosvivos, identificar cuidadosamente al insectovector y registrar todos sus datos de colecta(Provincia, distrito, localidad, fecha y hora decolecta, tipo de colecta, nombre del colector)

Determinar la especie de insecto vector, antesde la disección, en caso de que ladeterminación no se pueda real izarpreviamente, se guardará el cuerpo del insectoen forma numerada del mismo modo que lamuestra obtenida, de modo que laidentif icación posterior del ejemplar, secorresponda con la muestra estudiada. Elprocedimiento a seguir será de acuerdo al tipode insecto vector que se estudia:

Materiales (Fig. 64):

- Estiletes entomológicos (punta fina) oagujas finas.

- Aspirador manual de insectos o capturador.

OBSERVACIÓN DIRECTA DEINFECCIÓN NATURAL EN LOSVECTORES (Anopheles,Lutzomyia, Triatominos)

- Láminas excavadas con 2 cavidades.

- Portaobjetos planos.

- Placas de ELISA de 96 hoyos.

- Lactofenol.

- Agua desti lada o solución sal ina nonecesariamente estéril.

- Solución salina estéril.

- Solución de detergente al 0.5% (puede serTween 20, detergente casero o shampoodiluido).

- Vial de boca ancha con una bolita dealgodón impregnada en Eter.

Equipo:

- Estereoscopio.

- Microscopio.

Fig. 64 Materiales para la disección de mosquitos.


1. Se separan los insectos hembra (vivos) según la especie.

2. Con aspirador atrapar una hembra y se la coloca en el vial conteniendo éter, se espera unossegundos hasta que la hembra caiga.

3. Se extrae la hembra con una pinza de punta fina y se la coloca en una lámina portaobjetos,con una gota de solución salina.

4. Se decapita al mosquito hembra con ayuda de dos estiletes entomológicos, de esta forma: conlas puntas de los dos estiletes entre la cabeza y el tórax, uno sujeta el tórax, y con el otro sedesplaza la cabeza rompiendo su unión con el tórax (Fig. 65).

5. En la parte de la cabeza que estaba unida al tórax se puede notar unas estructuras a manerade tres dedos de una mano, esas son las glándulas salivales. Con mucho cuidado, y con laayuda de los estiletes, se les puede retirar de la cabeza.

6. Una vez separadas las glándulas salivales, se observarán al microscopio, como formas móvilesalargadas (Fig. 65).

7. Si se desea fijar la muestra se la deja secar en la misma lámina, (se fija con metanol absoluto, yse colorea con Giemsa o Wright 1% por 20-30 minutos, se enjuaga con agua destilada, se dejasecar y se observa al microscopio para buscar esporozoitos infectados en las glándulas).

Esporozoitos

Glándula salival infectada

Separar la cabeza

Sujetar el tórax

Sujetar

Separar para extraerovarios y tubodigestivo

Fig. 65 Disección de glándulas salivales de Anopheles.


Disección de intestinos de Lutzomyia spp. (Fig. 63)

1. La identificación de las Lutzomyias no sepuede hacer sin observar sus característicasal microscopio, de modo que será necesariopreservar cabeza, alas y espermatecas paraser identificada después de la disección, ydebidamente etiquetada para correlacionarel insecto y su muestra respectiva.

2. Utilizando los materiales mostrados en laFig. 66, se atrapa a una hembra deLutzomyia con el aspirador, y se sopla sobreel vial o vasito con solución de detergenteal 0.5 % (Tween 20, No-ion o shampoocomercial bien diluido), una vez mojado elejemplar, se saca inmediatamente con unestilete delgado, y se transfiere a otro vialcon solución salina o agua destilada paraenjuague rápido.

3. Luego se coloca el ejemplar en una láminacóncava con solución salina estéril y seprocede a la disección.

4. Se procede a decapitar a la Lutzomyia conlos estiletes (Fig. 67). Luego con la punta

Fig. 66 Materiales para la disección de intestinos de Lutzomyias.

de un estilete se hace presión entre el tóraxy abdomen, y con la punta del otro estiletese presiona y desgarra rompiendo elextremo del abdomen desde los últimos 3segmentos abdominales, se retira estaúltima porción de los segmentos muysuavemente con dirección contraria alcuerpo del insecto, se verá que el intestinova saliendo poco a poco, se deja de jalarcuando se libera todo el intestino, quemantiene aún sus movimientosperistálticos.

5. Se observa esta muestra directamente almicroscopio a una magnificación de 40X,si la Lutzomyia está infectada conLeishmania, se observará los parásitosmóviles en su forma de promastigote entodo el intestino, también se puedeobservar promastigotes inmóvilesadheridos a las paredes del píloro, estos severán piriformes o redondeados y sinmovimiento.


6. Adicionalmente, se puede pasar elabdomen a una lámina portaobjetosnormal con una gota de solución salina,romper el abdomen con los estiletes paraliberar los parásitos, dejar secar la muestra,y luego fijarla con metanol absoluto.Después se colorea con Giemsa, por unos20�30 minutos, se deja secar y se observaal microscopio con lente de inmersión, asíse observará los promastigotes deLeishmania.

Observación de deyecciones detriatominos.

1. En este caso se puede trabajar con ninfas(usualmente a partir de ninfa III) y adultos(macho y hembra). Se identifica la especie.

2. Se pone un ejemplar en una placa petri devidrio con una lámina portaobjetos y sobreesta lámina portaobjetos presionar

Separar para extraer ovariosy tubo digestivo

Separar la cabezaSujetar el tórax

Fig. 67 Pasos para la disección de instestinos de Lutzomyia.

suavemente el abdomen del triatomino,con una pinza o estilete, para que excreteun poco de líquido, este líquido se observadirectamente al microscopio.

3. Los tripomastigotes de Trypanosoma seobservan claramente en una magnificaciónde 20X, si la muestra es positiva se observaráformas móviles muy activas en el líquido.

4. Si se desea también se puede fijar la láminade la misma manera como se procede conla muestra de lutzomyias.

5. Puede también alimentar a los Triatominoscon un ratón, pollo u otro animal, luego secoloca los insectos en placas Petri, al cabode unos pocos minutos defecarán primerolíquido oscuro, y luego poco a poco mástransparente, se aspira estas gotas paraobservar al microscopio en una láminaportaobjetos limpia.


DETECCIÓN DE ESPOROZOITOSDE Plasmodium en AnophelesADULTOS USANDO PRUEBASINMUNOCROMATOGRÁFICASEN TIRAS DE PAPEL REACTIVAS(VecTest)

Esta técnica detecta antígenos de esporozoitosde Plasmodium falciparum y Plasmodium vivax(cepas VK210 y VK247) utilizando anticuerposmonoclonales contra proteínas específicas deesporozoitos de las especies mencionadas,esta es una reacción doble antígeno-anticuerpo de tipo �sandwich� descrita en latécnica de inmunoabsorción enzimática ligada(ELISA), se desarrolla sobre tiras donde losanticuerpos están dispuestos en bandas einmovilizados (Fig. 68). Si el antígeno estápresente, se adhiere a su anticuerpo respectivoformando un complejo antígeno-anticuerpomarcado con un compuesto de oro, que migrahacia las bandas de anticuerpos inmovilizados,allí se adhiere a los anticuerpos inmovilizadosformando el �sandwich�. Los complejos queno se adhieren siguen migrando hacia la zonadel control. Una línea de color rojo púrpura enlas bandas de anticuerpos específ icosevidencian un resultado positivo cuando elantígeno está presente. La línea control,alejada de las bandas de anticuerpos, se debehacer positiva, esto indicará que la prueba hasido hecha correctamente.

Plasmodium vivax de las cepas VK210 y VK247está ampliamente distr ibuído en zonasendémicas de malaria de todo el Perú, inclusose les ha encontrado infectando mosquitosAnopheles en el Departamento de Loreto,obteniéndo porcentajes de infección de 0.88% (Need et al., 1993). Plasmodium falciparumha sido reportado en todo el oriente y costaNorte del Perú.

Materiales:

El Kit VecTest Malaria Sporozoite Antigen PanelAssay es para 20 pruebas y consta de: 20 tirasreactivas VecTest Malaria panel assay en un

Fig. 68 Tirareactiva VecTestpara Plasmodium.

vial con desecante, 1 vial con 6 ml de soluciónpara homogenizar la muestra, 20 tuboscónicos para microcentrífuga de 2.5 ml, 2homogenizadores, 1 tapa gotero, 2 gradillasde 10 hoyos. Se debe disponer de timer o relojpara controlar el tiempo de las reacciones. Elkit se guarda a temperatura ambiente.

Los mosquitos deben estar vivos, se les matacolocándolos a �20ºC por unos 20 minutos.Si va a trabajar con mosquitos muertos,matarlos con acetato de eti lo u otrocompuesto volátil, luego colocarlos en vialestapados con algodón, ponerlos en cajas obolsas con silica gel para desecarlos bien yconservar a �20 ºC hasta que se les procesa.

Método

- Colocar 1 a 10 mosquitos Anopheleshembra por especie, en un tubo cónicopara microcentrífuga, poner el tubo en lagradilla.

- Agregar 250 ml (13 gotas) de la soluciónpara homogenizar los mosquitos.

- Triturar los mosquitos con unhomogenizador.

- Dejar que se sedimente la suspensión.- Introducir una tira reactiva

con las flecha apuntandohacia abajo, dentro deltubo cónico con elhomogenizado, no sacarla tira.

- Leer a los 15 minutos. (noleer después de 30minutos, los resultados sepueden distorsionar).

- Comparar las bandasaparecidas con lasmuestras con el patron debandas positivas paraPlasmodium falciparumy P. vivax (cepas VK210 yVK247). Puede obtenersepositividad para uno omás agentes patógenos.

Control

Pf

Pv 210

Pv 247


Para todos los casos se procede en la mismaforma: Los vectores se colectan en la formaconvencional preestablecida para su trabajode campo, de preferencia en la época demayor abundancia. Los insectos que van a serdestinados para realizar estudios de detecciónde infección natural o tipo de alimentaciónsanguínea a través de técnicas inmunológicaso moleculares pueden ser guardados, secos(desecados con sílica gel), en congelación a �20 ó �70 ºC.

Este trabajo se hará en coordinación con ellaboratorio de la DISA y según susrecomendaciones y es necesario contar conla colaboración de profesionales entrenadosen estas técnicas de laboratorio.

Reacción de Precipitina.

Para la determinación de la alimentaciónsanguínea; esta prueba se basa en la reacciónantígeno-anticuerpo, antígeno (sangreingerida) versus anticuerpo (suero anti suerohumano).

1. Después de la colecta se separan losindividuos alimentados en viales con tapónde algodón o en cajitas de cartón, de modoque se mantengan perfectamente secos,para ello se recomienda ponerlos dentrode una caja con tapa herméticaconteniendo sílica gel.

2. En el laboratorio se procede a identificar laespecie del insecto vector, y se vaseparando un insecto por vial.

3. Luego los viales perfectamente etiquetadosse guardan en un congelador a � 20 ºC,hasta el momento de ser procesados.

Técnica de Inmunoabsorción Enzimática(ELISA).

Para la determinación de infección conesporozoitos de Plasmodium falciparum o P.vivax. Esta es una prueba de inmunoabsorciónenzimática ligada que detecta la presencia delantígeno del parásito, en una reacción de color.

1. Después de la colecta se identifican losinsectos, y se los mantiene secos, con sílicagel, no necesitan ser individualizados, perosí deben ser agrupados por tipo de colecta,especie y procedencia.

2. Una vez en el laboratorio, se recomiendacolocarlos en refr igeración, hasta elmomento de ser procesados, preferenciaa �20 ºC.

Reacción en Cadena de la Polimerasa(PCR).

Esta prueba detecta trazas de ADN de unorganismo específico, sin posibilidad de errorsi la muestra no ha sido contaminada con unADN externa. En nuestro caso nos sirve paraidentificar si el insecto de nuestro interés estáinfectado con el patógeno del queconsideramos que es su vector natural. Estetipo de trabajo requiere de un profesionalaltamente entrenado en este tipo de pruebasy de uso de materiales nuevos operfectamente desinfectados con hipocloritode sodio (lejía) al 1%, para cada manipulacióno prueba a realizar.

1. Se puede escoger parte o toda la colectarealizada, según la disponibilidad dereactivos. Se recomienda realizar estas

PRESERVACIÓN DE INSECTOSPARA LAS PRUEBAS DEPRECIPITINA, ELISA Y PCR


Se identifica la especie exacta del ejemplarhembra que vamos a procesar; cuando sediseca el intestino, al retirar los últimossegmentos abdominales, lo primero que seobserva son unas estructuras empaquetadasy en forma de racimos de uvas, blanquecinos,éstos son los ovarios, con ayuda de los estiletesse les separa del cuerpo y con una pinza oestilete de punta fina, se colocan en unalámina portaobjetos, directamente y sinlíquido, se deja secar, en pocos segundos sepuede observar en el estereoscopio omicroscopio, que las traqueolas se llenan deaire a medida que se van secando. Si la hembraes nulípara (nunca a puesto huevos), seobservará que las traqueolas están enrolladas,

pruebas en época de mayor densidad devectores. Usando pinzas nuevas odesinfectadas se puede manipular losinsectos, identif icarlos y guardarlosindividualmente o en grupos por especie,hora, fecha y tipo de colecta. En el caso deLutzomyia se puede hacer grupos de hasta20 ejemplares de la misma especie; en elcaso de insectos más grandes como losmosquitos, pulgas, piojos, los grupospueden ser de hasta 10 o menosdependiendo del volumen que hagan o delas recomendaciones del experto.

2. Se etiqueta perfectamente y se guarda encongelador a �20 ó -70 ºC, hasta el

momento de ser procesados. Para preservarel ADN en mejor condición, se recomiendacolocar los insectos vivos en alcohol etílicoabsoluto y preservarlos a �20 o -70 ºC.

3. Si los insectos requieren ser disecados, sedebe trabajar la muestra con estiletes oagujas nuevas cada vez, y sobre láminasportaobjetos nuevas cada vez, NO REUSAREL MATERIAL DE DISECCION O LAMINAPORTAOBJETOS a menos que sean bienlavados con lejía (hipoclorito de sodio),enjuagados en agua de caño, y secadoscon papel desechable, CADA VEZ QUELOS REUSE y trabajar usando guantes delátex.

DETERMINACIÓN DE PARIDAD(Aedes, Lutzomyia, Anopheles,Culex)

pero si es para o párida (que ya ha puestohuevos por lo menos una vez), las traqueolasestarán totalmente desenrolladas (Fig. 69).

En una lámina se pueden poner los ovariosde muchas hembras, de modo que laobservación se puede hacer después dedisecar muchas hembras, para agilizar eltrabajo.

Nulípara Para

Intestino

Túbulos deMalpighi

Ovarios

Fig. 69 Esquema mostrando los ovarios y su condición nulípara ypara o párida (adaptado de CIDEIM, 1994).


La información que se obtendrá en cada localidad donde se realiceuna encuesta entomológica está comprendida en los indicadores,que son: Entomológicos, Meteorológicos, Ambientales, Sociales yEconómicos (Fig. 70).

Los indicadores meteorológicos se tomarán en cada día de trabajode campo; los indicadores ambientales se tomarán una vez en cadalocalidad visitada y por criadero de larvas. Los indicadores sociales yeconómicos se tomarán también una vez por cada localidad visitaday se hará a través de encuestas a sus pobladores.

INDICADORES

Fig. 70 Lugares y aspectos que se registran de los indicadores vigilados.

Capítulo V


Presencia y ausencia:

Registro mensual de todas las especies deinsectos bajo vigilancia, presentes en cadaDISA. Se aplicará todos los métodos de colectapara adultos y larvas: con cebo humano (Fig.71), trampa de luz, intra y peridomiciliar, enrefugios diurnos y criaderos tanto en lospuestos fi jos de vigilancia como en laslocalidades visitadas mensualmente, seidentificará las diferentes especies de vectoresque hayan sido colectadas y se hará una listadonde se incluirá todas las especies. Losespecímenes cuya identificación no es segura,deberán ser enviados al INS para suconfirmación, e incluidos en el informeposteriormente. En los casos que no se tengaclaves de identificación, puede informarse porgéneros (ejemplo: Lutzomyia, Anopheles, uotro), y los especímenes serán enviados alLaboratorio Referencial de su DISA para suidentificación o al INS, para su verificación.Cuando no se registre algún tipo de vectordurante las colectas de cada mes, se debecolocar el CERO (0) en el reporte, si no se realizala búsqueda de algún insecto vector, colocaruna raya o dejarla vacía.

Población y densidad de vectores(adultos y larvas):

Medir la densidad mensual de cada poblaciónde vectores, usando todos los métodos decolecta y aplicando los índices entomológicossugeridos. Las colectas deberán ser hechas enTRES (3) días (días, noches dependiendo deltipo de vector o búsqueda programada) cadames en los DOS (2) puestos fijos de vigilanciay en las CUATRO (4) localidades visitadasdurante el mes. Si debido al mal tiempo no sehiciera la colecta, se deberá indicar la hora ylas razones por las que se interrumpió eltrabajo de campo (lluvia, etc.), en ese caso lacolecta debe decir CERO (0).

Preferencia alimentaria:

Estudio a realizarse una vez al año, en la épocade mayor abundancia de las especies deinsectos vectores. Determinar la presencia desangre humana en los insectos que esténalimentados, las determinaciones se haránmediante la técnica de ELISA o Técnica de

INDICADORESENTOMOLÓGICOS PARA LAVIGILANCIA DE VECTORES

Fig. 71 Colecta de mosquitos con cebo humano.


MicroTest de Precipit ina. Se hace esteprocedimiento para determinar el grado deantropofília de cada especie de vector, laespecie con mayor porcentaje dealimentaciones con sangre humana será lamás antropofílica en la zona, esta informaciónserá usada para la incriminación de unaespecie como vectora.

Índice de infección:

Estudio que se realizará una vez al año, en laépoca de mayor abundancia de los insectosvectores. Búsqueda de insectos adultosinfectados mediante observación directa delpatógeno en el microscopio o a través detécnicas como ELISA o PCR. La observacióndirecta del patógeno bajo el microscopio esposible en el caso de Leishmania, Plasmodium,Trypanosoma.


Estos indicadores (Fig. 73) serán registradospara cada día de trabajo de campo, y durantela colecta de los insectos.

Temperatura (T°):

Se debe registrar la temperatura utilizando untermómetro de máximas y mínimas, secolocan las barritas indicadoras, a nivel delmercurio, y se coloca el termómetro a 1.20 mde altura del suelo, bajo sombra durante eldía, en un lugar próximo al sitio de colecta.

Humedad relativa (%HR):

Se registrará la humedad relativa del ambiente,se mide con un el Higrómetro, que se colocabajo sombra durante el día y a 1.20 m de alturadel suelo.

INDICADORESMETEREOLÓGICOS

Precipitación:

Se registrará la cantidad de lluvia en milímetro(mm), en un mes, en los puestos de vigilancia,se mide con un pluviómetro, que se colocaexpuesto a la lluvia a 1.20 m de altura del suelo.De no contar con un pluviómetro, sóloregistrar Sí o No.

Vientos:

Se registrará la velocidad y dirección del viento,medido con un anemómetro, que se coloca a2 m de altura del suelo, y en un lugar abierto,cercano al sitio de colecta. De carecer delanemómetro se puede registrar como nulo,suave, moderado o fuerte.

Fig. 73 Tormenta tropical (izq.) precedida de la salida del sol (der.).


INDICADORES AMBIENTALES

Se hará un registro por única vez para cadalocalidad de trabajo.

Ubicación geográfica: Poner claramente elnombre de la localidad, el distrito al quepertenece, la provincia , y la ubicacióngeográfica exacta utilizando un GPS (si lotiene), si no se tiene un GPS y si la localidadno está ubicada en un mapa utilizar comoreferencia la distancia aproximada enkilómetros y dirección desde la localidad máscercana.

Altitud: Medida en metros sobre el nivel delmar (msnm) y con un altímetro o con el mismoGPS; si no se dispone de uno, se puede ponerun aproximado tomando como referenciaalguna localidad con altitud conocida.

Cuerpos de agua (espejos de agua, ríos,etc.) (Fig. 74) : Indicar lagunas, r íos,piscigranjas, pozas, charcos, etc., de untamaño mayor a 25 m2, permanentes ytemporales, sean o no positivos para larvasde anophelinos. Para ello se necesitará que sehaga un croquis de la localidad, ubicando elpueblo, si lo hubiera, y la posición de cadauno de los cuerpos de agua correctamentecodificados, además de anotar característicascomo largo, ancho y profundidad aproximada,vegetación acuática y ribereña, presencia depeces y artrópodos que pudieran teneractividad predatora.

Características físico - químicas del aguade criaderos de larvas de insecto: Estosdatos se tomarán sólo de aquellos cuerpos deagua, positivos a la presencia de larvas deanophelinos, y que sean consideradoscriaderos permanentes (nunca se desecan y

no es posible drenarlo o eliminarlo). Losfactores a medir son: temperatura, turbidez,flujo de agua; pH, salinidad, oxígeno disuelto,carbonatos, nitratos; además de registrar lapresencia de vegetación acuática y ribereña.Para medir todos los factores se utilizará un kito equipo de reactivos para agua ambiental.

Flora: Se tomará datos de la vegetaciónnatural predominante en la localidad, y laestacionalidad de los cultivos agrícolas. Si sedispone de prensa de plantas se podrá tomarmuestras para que sean debidamenteidentificadas, se cortará ramas con flores yfrutos y hojas enteras para ser prensados. Sino dispone de una prensa, se registrará losnombres comunes utilizados por los lugareñospara tratar de identificarlos posteriormente,con la colaboración de especialistas de otrasinstituciones.

Fauna: Se anotará los animales domésticospresentes en la localidad, su número, y losanimales silvestres conocidos en la zona, paralo cual se tomará en cuenta la informaciónque pueda proporcionar los pobladores de lacomunidad.

Fig. 74 Cocha en la selva baja.


Registro único por cada localidad visitada.Muchos datos pueden ser obtenidos delCentro de Salud local o más cercano,especialmente de las localidades mayores,pero en poblados pequeños y sin datosprevios, se puede hacer una entrevista alpresidente o jefe de la comunidad.

Actividades económicas:

Se anotará las principales actividades querealiza la comunidad, indicando, si es agrícola,ganadera o extractiva (madera, plantas yfrutos, pesca, minería, caza), comercio otrabajo eventual. Se anotará si hay migracionesestacionales debido a su actividad económica.

Características de las viviendas (Fig. 75):

Se tomará en cuenta las casas ocupadas ydesocupadas o en abandono, el número de

INDICADORES SOCIALES YECONÓMICOS

ellas, el material predominante del que estáconstruida la casa (paredes, techo, tarrajeo,piso).

Situación Sanitaria:

Se registrará la cobertura y continuidad delsuministro de agua para consumo humano(agua potable, río, pozo, manantial, tanquede almacenamiento, etc.), tipo de eliminaciónde excreta y aguas residuales y el manejo deresiduos sólidos (basura).

Población humana:

Se registrará el número de habitantes de lacomunidad, presencia de Centros Educativos.

Fig. 75 Vivienda típica en los andes peruanos.


A continuación se presenta los índices entomológicos sugeridos y que seránusados para registrar la presencia y abundancia de los insectos molestos yvectores.

ÍNDICES ENTOMOLÓGICOS

Fig. 76 A. Llenado de depósitos de agua que se convierten en criaderos de larvas de Aedes aegypti.

Capítulo VI

B C

○

○

○

○

○

○

○

○

○

○

○

○

250

200

150

100

50

0

250

200

150

100

50

0Apr May Jun Jul Aug Sep Oct Nov Dec Jan Feb Mar Apr May

Promedio General Lu. peruencis Lu. verrucarum

Promedio25

20

15

10

5

0

%HR75

7015 ºc

10

5

0

Promedio

17-18 18-19 19-20 20-21 21-22 22-23 23-24

Promedio General Lu. peruencis Lu. verrucarumTemperatura Humedad Relativa

A

B. Indice de captura hombre noche (ICHN) deLutzomyia en Chaute (Lima).

C. Indice de captura hombre hora (ICHH) deLutzomyia en Chaute (Lima).


Adultos

AEDES AEGYPTI

Índice dePicaduraHombre día(IPHD)

Nº. casas positivas

Nº. casasinspeccionadas

Índice deInfestación =Adultos(IIA)

Nº de insectos colectadosde 06:00 a 18:00 horas

# colectores

Inmaduros

Índice deInfestación =Domiciliaria(IA)


Nº. casas inspeccionadas

Índice deRecipientes =(IR)

N° recipientes positivos

N° total de recipientesinspeccionados

Índice deBreteau =(IB)

N° recipientes positivos

N° total de casasinspeccionadas

Índice deLarvitrampas =(ILt)

N° trampas positivas

N° total de trampascolocadas

Índice deOvitrampas =(IOt)

N° trampas positivas

N° total de trampascolocadas

X 100X 100=

X 100

X 100

X 100

X 100

X 100


ANOPHELES SPP

Adultos

Índice de PicaduraHombre Hora =(IPHH)

Total de anofelinoscolectados de 18:00a 06:00

# colectores

Índice de PicaduraHombre Noche =(IPHN)

# de anofelines capturados

# horas de colecta × # colectores

Inmaduros

Media delarvas por =cucharonada

Nº. total de larvas

Nº. cucharonadas

Índice deParidad =(IP)

N° anofelinos Paridas

N° anofelinosdisecados

Índice deEsporozoito =(IE)

N° anofelinos infectados

N° anofelinosexaminados

X 100

X 100


TRIATOMINOS

Índice deColonizaciónDomiciliaria =(ICD)

Nº. casas positivas aTriatomas

Nº. casas encuestadas

Índice deInfestaciónDomiciliaria =(IIDT)

Nº total casas infestadascon ninfas

Nº casas encuestadas

X 100

X 100

LUTZOMYIA SPP

Adultos

Índice de CapturaHombre Noche =(ICHN)

Nº Lutzomyia colectadas

Nº horas de colecta #colector

Índice de CapturaHombre Hora =(ICHH)

Nº total de Lutzomyiacolectadas de 18:00 a06:00

# colectores

Índice de Capturapor Trampa =(ICT)

Total de # Lutzomyiacolectadas

N° trampas utilizadas

Índice deInfección =(IIL)

Lutzomyia infectadas

Lutzomyia examinadasX 100


Índice deHacinamientoDomiciliar =(IHD)

Nº. total Triatominoscolectados


Índice deInfestaciónPeridomiciliar =(IIDT)

N° Total Triatominoscapturados en peridomicilio

N° casas encuestadas enperidomicilio

Índice Tripano-Triatomínica =(ITT)

N° Triatominospositivos a T. cruzi

N° Triatominosexaminados

Adultos

PULGAS

Índice Específico deXenopsylla cheopis(IEXe)

Nº casas infestadascon pulgas

Nº casasexaminadas

Índice de InfestaciónDomiciliar de Pulgas =(IIDPu)

Nº Total Xe. cheopis

Nº Roedorescapturados

=

X 100

X 100

X 100


PEDICULUS HUMANUS VAR.CORPORIS

Índice deInfestación porpediculosis =(IIPed)

Nº de personas infestadas

Nº de personas examinadas

Índice deInfestaciónde piojos =(IIPi)

Nº de personas infestadas

Nº de personas examinadas

X 100

X 100


El Riesgo Entomológico está dado por la medida de la posibilidad decausar un daño o la transmisión de una enfermedad al hombre, esteriesgo depende del nivel de las poblaciones de artrópodos antropofílicos,y se incrementa cuando se incrementan sus poblaciones. La Vigilanciade los Indicadores Entomológicos nos permitirá detectar los cambiosestacionales que ocurren en las poblaciones de los artrópodos y su mayorcontacto con el hombre. Esto ocurre cuando se crea condicionesfavorables para el desarrollo de sus estadíos inmaduros, como ocurre enlos casos mostrados en la Fig. 77.

NOTA:

CRITERIOS DE RIESGO ENTOMOLÓGICO

Fig. 77 Tanque alto destapado en Lima (izq.) y empozamiento de agua de lluvia en Belén, Iquitos (der.).

Es importante mencionar que los niveles de riesgo entomológico sonnúmeros sugeridos, no validados por lo que definitivamente puedenvariar en diferentes áreas.

Capítulo VII

PARA LA ABUNDANCIA DEMOSQUISTOS: ANOPHELES,AEDES, LUTZOMYIA

Calificación dela Densidad

Alta

Media

Baja

Anopheles:

> 500

100 a 500

< 100

Anopheles: IPHHLutzomyia: ICHH

> 40

8 a 40

< 8

PARA LA ABUNDANCIA DETRIATOMINOS

Infestación

Alto

Medio

Baja

IIDT

> 30

10 a 30

< 10

PARA LA ABUNDANCIA DELARVAS DE AEDES AEGYPTI(OPS/OMS, 1994)

CalificaciónRiesgo

% IID% IR % IB

> 5

0,1 a 5

< 0,1

> 50

4 a 49

< 5

Alto

Medio

Baja

> 35

5 a 34

< 4

> 20

4 a 19

< 3

Dengue Fiebreamarilla


PARA LA PRESENCIA DE PULGAS

Xe. cheopis

Alto

Bajo

IEXe

> 1

< 1

Hacinamiento

Alto

Bajo

% IIDPu

> 10

< 10

PARA LA SUSCEPTIBILIDAD YRESISTENCIA DE MOSQUITOS(OMS, 1998)

Clasificación

Resistencia (RR)

Vigilancia (VR)

Susceptible (SS)

% Mortalidad

< 80

80 - 98

99 - 100



Las medidas de control químico o biológico para disminuir la población devectores serán efectivas en la medida que sean apropiadas y correctamenteaplicadas, y que su efectividad sea comprobada a lo largo del tiempo. Eluso inapropiado de los insecticidas ha generado la aparición de resistenciade los insectos a los insecticidas aplicados. La resistencia o susceptibilidadde un vector a un insecticida puede ser detectada en el laboratorio o en elcampo con papeles impregnados con insecticidas, según lasrecomendaciones de la Organización Mundial de la Salud, pero también sedebe evaluar el efecto residual de una aplicación en el campo, exponiendoinsectos capturados en la zona, directamente a las superficies donde seaplicó el insecticida (Fig. 78).

Independientemente de saber si hay resistencia o susceptibilidad, siempreque se aplica un insecticida, bio-insecticida o controlador biológico, se debehacer evaluaciones periódicas de campo para comprobar su eficiencia en el

EVALUACIÓN DE LOS NIVELES DE SUSCEPTIBILIDAD YRESISTENCIA DE LOS VECTORES A INSECTICIDAS

Fig. 78 Entomólogo introduciendo mosquitos adultos en conos para medir la residualidad de un insecticida en pared.

Capítulo VIII



La metodología empleada ha sido sugerida porla OMS (1992, 1998), actualmente se estápreparando la metodología en detalle en unManual para la Evaluación de SusceptibilidadResistencia de los Insectos Vectores.

Pruebas en insectos adultos (Fig. 79).

Materiales: Tubos de exposición, papeles

MÉTODOS PARA DETERMINAR LASUSCEPTIBILIDAD Y RESISTENCIA

momento y el tiempo que el producto aplicadopermanece activo.

La OMS (WHO, 1995) ha estandarizado loscriterios de resistencia a insecticidas en 3categorías, según la mortalidad a la dosisexpuesta, a las 24 horas (ver tabla 3).

Si en pruebas de susceptibilidad de campo,exponiendo los insectos en conos o placas,sobre la superficie fumigada, se observamenos del 98% de mortalidad, entonces es

necesario confirmar el resultado haciendo unaprueba de susceptibilidad usando papelesimpregnados, según técnica recomendadapor la OMS, 1995 y estandarizadas por el INS- Lima.

Resistencia a insecticidas

Se define la resistencia de un insecto a uninsecticida como la habil idad natural ogenética que individuos de una especie handesarrollado para sobrevivir a la exposición dedosis normalmente letales de un insecticidadeterminado.

Susceptibilidad

Se define como susceptibil idad de unapoblación de insectos de una especie dada aun insecticida, cuando todos los insectosexpuestos a ese insecticida, mueren.

Tabla Nº 3 : Criterios de resistencia ainsecticidas sugeridos por WHO (1995).

impregnados con concentraciones 0.1 % delinsecticida a usar, mosquitos criados enlaboratorio o colectados de campo.

Método: Se coloca los papeles impregnadoscon insecticida en 4 tubos de exposición, seintroduce 25 mosquitos en buen estado, sedejan por una hora, y se cuenta los muertos,los vivos son colocados en un frasco de cría,con solución azucarada, y se revisa a las 24

Categoría

Sensible

En vigilancia

Resistente

% Mortalidad

100 - > 98

98 - 80

< 80


Papel impregnado-OMS

Tubo de preexposición

Tubo de exposición

Tubo de preexposición

Tubo de exposición

Tubo de control

Fig. 79 Pasos para el trabajo con el kit OMS para medir la suceptibilidad de un insecto a insecticidas.

horas para contar el número de muertos. Sedebe utilizar un grupo control de mosquitos,expuestos a papel sin insecticida, y repetir laprueba 4 veces.

Pruebas en larvas

Para determinar el momento de aparición deresistencia a insecticidas en las larvas acuáticasde vectores se deberá efectuar pruebas desusceptibilidad 4 ó más veces al año en laslocalidades seleccionadas.

Materiales: Vasos de exposición de 500 ml,Agua destilada deionizada, goteros (pipetasPasteur descartables), insecticidas grado técnicoen solución con etanol, etanol para el control,usar larvas de tercer estadío colectadas encampo (25 larvas para cada vaso), termómetropara agua, fichas de registro de Datos.

Método: La dilución final de prueba para cadaconcentración de insecticida es de 1 ml deinsecticida en 249 ml de agua, haciendovolumen final de 250 ml.

Para ello, se coloca las 25 larvas en un vasocon 25 ml de agua (preparar las replicas

necesarias), en otro vaso se coloca 224 ml. deagua y se añade 1 ml del insecticida gradotécnico, se deja reposando por unos 30minutos, se hace esto con cadaconcentración de insecticida; luego secoloca las larvas con sus 25 ml de agua, paracada vaso de prueba, tota l izando unvolumen final de 250 ml en cada réplica ycada concentración.

Después de una hora de exposición, secuentan las larvas muertas o moribundas,se cuentan las larvas vivas y se mantienenen observación por 24 horas, al cabo de lascuales se hace el último conteo de larvasmuertas, se descuenta las larvas que hayanenpupado, para reducirlas del número delarvas expuestas. Se hace 4 repeticiones dela prueba, y un control. La temperatura dela prueba del agua debe ser idealmente de25±2 ºC, en ningún caso más de 30ºC.

Las restricciones de la prueba son similaresa las de la prueba de adultos, si hay unamortalidad del control de 5-20% se aplicala corrección de Abbott, la mortalidad delcontrol mayor al 20 % y la muda del 10%de larvas expuestas a pupas, invalida laprueba.


Cuando se detecta resistencia, se deberánombrar a la �cepa� de mosquito resistentecon el nombre de la localidad donde se trabajó,por ejemplo, si se detectó que Anophelesalbimanus es resistente a Temephos enCatacaos, el nombre de esta población seráalbimanus Catacaos y se reportará que�albimanus Catacaos� es resistente altemephos, este dato podrá ser comparadocon resultados obtenidos en otros lugares conla misma especie de mosquito y la mismaconcentración de larvicida. Esto ayudará aidentificar las poblaciones resistentes de unamisma especie en diferentes áreas geográficas.

fórmulade Abbott

X 100

El hecho de que las larvas de una especie devector resulten susceptibles o resistentes a uninsecticida determinado, no quiere decir quelos adultos también lo sean, puede darse elcaso contrario.

Prueba Biológica (Fig. 80):

Es para evaluar el efecto residual de la actividadde un insecticida aplicado a una superficie(pared, mosquitero).

Materiales : Conos de exposición paramosquitos y Lutzomyia, y placas petri 20x10

Cono enpared paramosquitos

Placa en pared(Triatominos)

para triatominos, los insectos deberán sercolectados en el campo.

Método: Se fija los conos a la pared o mallatratada y con un aspirador se introduce 25mosquitos y se tapa la boca del cono con unalgodón, se expone por una hora y se cuentanlos mosquitos muertos. Lo mismo con lostriatominos, 25 insectos son colocados en unaplaca petri, y así fijada en la pared tratada poruna hora. Se recomienda hacer esta pruebauna vez al mes para determinar la vida activadel insecticida.

Fig. 80 Conos y placas Petri usado para las pruebas biológicas para evaluar la residualidad de un insecticida.

Fórmula de Abbott

Esta fórmula se aplica para la corrección delos resultados obtenidos cuando se registramortalidad entre los individuos del grupocontrol. En cada prueba se toma en cuenta lamortalidad de los insectos control no debesuperar el 20%; si esto sucede, se invalida laprueba. Si el control presenta mortalidad entre5 y 20% se hace la corrección mediante lafórmula:

% Mortalidadmuestra

% Mortalidadcontrol-

100 - % Mortalidad control=


Anexo IDescripción del material de colecta y trampas para colectar

insectos vectores y reservorios


1. Trampas tipo Shannon (Fig. 39): Material de tela de tocuyo o similar. Dimensiones: 2.5 x 1.5 x 1.8 m(largo x ancho x altura).

2. Trampas de luz tipo CDC (Fig. 41): cuerpo de plástico, motor con ventilador, foco bayoneta de 6Voltios 0.15 Amperios (modelo GE47 ó G47) y bolsa de organza, portapilas para 4 pilas grandes,tamaño D.

3. Capturador o aspirador manual de insectos (Fig. 35): Se recomienda usar tubo de vidrio de 12mm de diámetro interno y 15 mm de diámetro externo x 30 cm de largo, y manguera de látex demedida 3/8 x 3/32 de 70 cm de largo.

4. Cucharón o dipper para colecta de larvas (Fig. 37): con boca de diámetro de 12.6 cm, capacidadde 350 ml, y de color blanco, de plástico o metal.

5. Ovitrampas y larvitrampas: son vasijas de 15-20 cm de diámetro, de plástico, vidrio, metal u otromaterial, nuevo o usado y color preferentemente oscuro, con agua hasta las ¾ partes, con papelblanco en todo el borde interno, sujeto con un clip para el caso de huevos, y con un trozo demadera (puede ser un bajalengua de madera) introducido en el agua. Se puede utilizar llantas demoto, bicicleta o automóvil deshechadas, cada llanta se corta en cuatro partes, cada parte va a seruna trampa, se le pone agua y se cuelga a 1.2 metros aproximadamente. Se recomienda vigilar 10 %de las casas del centro poblado y colocar cuatro trampas en cada casa en un lugar sombreado quepuede ser un jardin interior, dormitorio, etc. Se debe tener cuidado de colocar las trampas en lugaresno accesibles para niños y animales, pueden beber el agua. Las trampas se inspeccionan una vez ala semana para buscar huevos y larvas.

6. Trampas para roedores: Sherman (Fig. 45) y Tomahawk (Fig. 46), se recomienda usar la trampasSherman plegables de medidas 7.6 x 8.9 x 22.9 cm, se usa para roedores pequeños (ratas y ratones),y las Tomahawk para animales un poco más grandes; las trampas pueden ser colocadas dentro ofuera de las casas y en áreas rurales, se debe amarrar las trampas a puntos fijos para evitar que losanimales las muevan.

7. Otras trampas para insectos: papeles adhesivos con aceite de ricino. Esta trampa consiste enusar papeles (de 20 x 20, o 25 x 25 cm) empapados con aceite de ricino. Los insectos que vuelany chocan con el papel, se quedan pegados en el aceite. Los papeles pueden ser colocados dentrode la casas a diferentes alturas contra las paredes, y fuera de las casas en áreas rurales o enchacras usando un palo o caña como soporte, pueden también colocarse en las paredes demadrigueras o disponiendo un papel en forma de tubo en grietas o huecos pequeños. Se harárevisiones por la mañana, los insectos pegados serán removidos con un estilete o aguja, y conuna gota de alcohol sobre el insecto si es necesario. Esta trampa es muy usada para estudiar ladistribución espacial de Lutzomyia spp.

8. Biosensor María (Fig. 42): Es un método de detección pasiva de la presencia de triatominos, consisteen una caja plana de 30x25x3 cm, abierto en los dos extremos laterales, y conteniendo un papeldoblado en zigzag con algunos agujeros. Se coloca 4 sensores en las paredes de las casas(preferentemente en los dormitorios) a 1.2 metros de altura, y se revisa semanalmente, se puedeencontrar los triatominos adultos, ninfas, mudas de las ninfas o huellas de las deyecciones en elpapel, estas últimas serán marcadas encerrándolas en un círculo y poniéndoles fecha para evitarcontarla nuevamente en posteriores revisiones.


Anexo IIFormatos de Registro de Información

94M

anual d

e C

am

po p

ara

la V

igila

ncia

Ento

moló

gica

SILV

ESTR

E

CU

LTIV

ADA

SILV

ESTR

E

DO

MÉS

TIC

A

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MA-

NEN

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E-D

ADES

Nº C

ASO

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AÑO

REPO

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O

FECH

A DE

ÚLT

IMA

INTE

RVE

NC

IÓN

FEC

HA

UBICACIÓN LOCALIDAD

FLORA PRE-DOMINANTE

CUERPOS DEFLORA PRE-DOMINANTE

INDICADORES AMBIENTALES INDICADORES SOCIALES Y ECONÓMICOS DATOSEPIDEMIOL.

OBSERVACIONESPOBLACIÓN PRINCIPALES ACTIV. ECONÓMICAS VIVIENDA SITUACIÓN SANITARIA

REGISTRO DE LOCALIDADES: Indicadores Ambientales, Sociales y Económicos

SISTEMA DE VIGILANCIA DEARTRÓPODOS Y ROEDORES

DIGESA

Nº TOTAL DE CUERPOS DE AGUA= temporales y permanentes (criaderos o no)POBLACION= TOTAL = número total de los habitantes localesEDUCACION= Colegio Primario y Secundario, Superior Técnica o UniversitariaACTIVIDAD ECONOMICA =principales actividades que desempeña la gente de la localidadVIVIENDA= TIPO:1. Estera 4. Quincha 7. Madera a. Tarrajeado2. Caña con barro 5. Adobe 8. Palmeras b. Sin tarrajear3. Calamina 6. Material noble 9. Otros

SITUACION SANITARIA =AGUA POTABLE : anotar SI o NOFRECUENCIA AGUA:C= ContinuoI= intermitenteO= ocasionalSIST. DESAGUE: anotar SI o NO

DATOS EPIDEMIOLÓGICOSENFERMEDADES TRANSMITIDAS POR ARTRÓPODOS Y ROEDORES(reportados el último año)N° Casos= anotar número de casos autóctonos

ALMACENAMIENTO DE AGUA: anotar el tipoRESIDUOS SOLIDOS (basura):forma de eliminación1= RELLENO SANITARIO2= QUEMA3=RIO4=RECICLADO5=CAMPO ABIERTO6= OTRO Nombre y firma del responsable

Prov.: _________________________________ Localidad: ___________Distrito: _____________ ______________________________________ Altitud:______________Cuenca/Valle: ________ P.G. Lat. S: _____________________________ Long. O.: ___________






95M

anual d

e C

am

po p

ara

la V

igila

ncia

Ento

moló

gica

HO

RA

TEM

P. ºC

H.R

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TIPO

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s

Aede

s

Lutz

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a

Cul

ex

Hae

mag

ogus

Sabe

thes

OBSERVACIONES

REGISTRO DE COLECTA DE INSECTOS ADULTOS Nº 1:Anopheles, Aedes, Lutzomyia, Culex.

DISA: ________________________ CUENCA/VALLE: ___________________ TEMP. ºC. MAX. : ______________ MIN. : ______________DEPARTAMENTO: _____________ QUEBRADA/RIO: ___________________ H.R. % MAX. : _________________ MIN. : ______________PROVINCIA: __________________ ALTITUD: __________________________ VIENTO: ______________________DISTRITO: ____________________ P.G. Lat. Sur: ______________________ Lluvia: _______________________LOCALIDAD: __________________ Long. Oeste: ____________________

UBICACIÓN GEOGRÁFICA DATOS METEOROLÓGICOS

Nombre y firma del responsable

ESPECIE Nº

NOMBRE DEL ENCUESTADOR: _____________________________________________ Nº DE ENCUESTADORES: ___________ FECHA:_______________FECHA DE ÚLTIMA INTERVENCIÓN: _______________ TIPO DE CONTROL: __________________ INSECTICIDA UTILIZADO: ____________________________ DOSIS:________________DIRECCIÓN O NOMBRE DEL JEFE DE FAMILIA: _________________________________________________________________________

DATOS DE COLECTA INSECTOS COLECTADOS DETERMINACIÓN DE ESPECIES

TIPO DE COLECTAI = INTRADOMICILIOP = PERIDOMICILIOR = RURAL O EXTRADOMICILIO

MÉTODO DE COLECTASH-CH = TRAMPA SHANNON CON CEBO HUMANOCH = CEBO HUMANOCDC = TRAMPA DE LUZ CDCM = MANUAL

VIENTO1= NULO2= DÉBIL3= MODERADA4 = FUERTE

ESPECIE NºESPECIE NºESPECIE NºESPECIE NºESPECIE Nº


DIGESA

96M

anual d

e C

am

po p

ara

la V

igila

ncia

Ento

moló

gica

TIPO DE COLECTAI= IntradomicilioP= PeridomicilioR= Rural o extradomicilio

TIPO DE PARED/TECHODE CASA1. ESTERA 4. QUINCHA 7. MADERA a. TARRAJEADO2. CAÑA CON BARRO 5. ADOBE 8. PALMERAS b. SIN TARRAJEAR3. CALAMINA 6. MATERIAL NOBLE 9. OTRO

NºDIRECCIÓN ONOMBRE DE

JEFE DEFAMILIA

NºRESIDENTES

TECHO PARED

TIPO

DE

CO

LEC

TA

RAS

TRO

OVE

STIG

IO

TOTA

LAD

ULT

OS

EN C

ASA

TOTA

LN

INFA

S EN

CAS

A PAREDCASA

TECHOCASA

BIOSENSOR

REGISTRO DE COLECTA DE INSECTOS ADULTOS Nº 2:Triatominos

DISA: ________________________ CUENCA/VALLE: ___________________ TEMP. ºC. MAX. : ______________DEPARTAMENTO: _____________ QUEBRADA/RIO: ___________________ H.R. % MAX. : _________________PROVINCIA: __________________ ALTITUD: __________________________ VIENTO: ______________________DISTRITO: ____________________ P.G. Lat. Sur: ______________________ Lluvia: _______________________LOCALIDAD: __________________ Long. Oeste: ____________________



NOMBRE DEL ENCUESTADOR: _____________________________________________ FECHA:_______________FECHA DE ÚLTIMA INTERVENCIÓN: _______________ TIPO DE CONTROL: __________________ INSECTICIDA UTILIZADO: __________________________

TIPO CASA TRIATOMINOS DETERMINACIÓN DE ESPECIES

ESPE

CIE

NºMADRIGUERA PIRCASVEGETACIÓNCUYERO GALLINERO

ESPE

CIE

Nº ES

PEC

IE

Nº ES

PEC

IE

Nº

SITIO DE COLECTA


DIGESA

97M

anual d

e C

am

po p

ara

la V

igila

ncia

Ento

moló

gica

TIPO DE COLECTAI= IntradomicilioP= PeridomicilioR= Rural o extradomicilio

TIPO DE PARED/TECHODE CASA1. ESTERA 4. QUINCHA 7. MADERA a. TARRAJEADO2. CAÑA CON BARRO 5. ADOBE 8. PALMERAS b. SIN TARRAJEAR3. CALAMINA 6. MATERIAL NOBLE 9. OTRO

NºDIRECCIÓN O

NOMBRE DE JEFEDE FAMILIA

Nº

RES

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TES

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SON

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AMIN

ADAS

Nº P

ERSO

NAS

INFE

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TIPO

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OS

REGISTRO DE COLECTA DE INSECTOS ADULTOS Nº 3:Pulgas, Piojos y Garrapatas

DISA: ________________________ CUENCA/VALLE: ___________________ TEMP. ºC. : ______________DEPARTAMENTO: _____________ QUEBRADA/RIO: ___________________ H.R. % : _________________PROVINCIA: __________________ ALTITUD: __________________________ VIENTO: ______________________DISTRITO: ____________________ P.G. Lat. Sur: ______________________ Lluvia: _______________________LOCALIDAD: __________________ Long. Oeste: ____________________



NOMBRE DEL ENCUESTADOR: _________________________________________________ MES: ____________________ AÑO: ________________FECHA DE ÚLTIMA INTERVENCIÓN: _______________ TIPO DE CONTROL: __________________ INSECTICIDA UTILIZADO: ____________________________

PIOJOS COLECTA DE PULGAS DETERMINACIÓN DE ESPECIE DEPULGAS

GA

RR

APA

TAS

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RO

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ESPE

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Nº

FEC

HA

DATOS GENERALES

ROEDORES Nº PULGAS COLECTADAS

ESPE

CIE

Nº ES

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IE

Nº


DIGESA


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la V

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gica

NOMBRE DEL INSPECTOR:___________________________ CARGO:_______________ TIPO DE ACTIVIDAD: VIGILANCIA ( ) CONTROL ( ) VERIFICACIÓN ( )ESTABLECIMIENTO DE SALUD:________________________ FECHA:______________ FECHA DE ÚLTIMA INTERVENCIÓN: ___________________

FORMATO DE VIGILANCIA Y CONTROL DE Aedes aegypti:REGISTRO DE INSPECCIÓN

DISA: ________________________ CUENCA/VALLE: ___________________ TEMP. ºC. : ______________DEPARTAMENTO: _____________ QUEBRADA/RIO: ___________________ H.R. % : _________________PROVINCIA: __________________ ALTITUD: __________________________ VIENTO: ______________________DISTRITO: ____________________ P.G. Lat. Sur: ______________________ Lluvia: _______________________LOCALIDAD: __________________ Long. Oeste: ____________________


NºDIRECCIÓN Y/O

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TOTAL


DIGESA

100M

anual d

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la V

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gica

FECHA:___________________________ FECHA DE ÚLTIMA INTERVENCIÓN:_____________________ TIPO DE ACTIVIDAD: VIGILANCIA ( ) CONTROL ( ) VERIFICACIÓN ( )

FORMATO DE VIGILANCIA Y CONTROL DE Aedes aegyptiCONSOLIDADO DE REGISTRO DE INSPECCIÓN

DISA: ________________________ CUENCA/VALLE: ___________________ TEMP. ºC. : ___________________ TIPO: _____________________________DEPARTAMENTO: _____________ QUEBRADA/RIO: ___________________ H.R. % : ______________________ NIVEL DE CONFIANZA: _____________PROVINCIA: __________________ ALTITUD: __________________________ VIENTO: ______________________ PRECISIÓN: _______________________DISTRITO: ____________________ P.G. Lat. Sur: ______________________ Lluvia: _______________________ TASA DE NO RESPUESTA: __________LOCALIDAD: __________________ Long. Oeste: ____________________

UBICACIÓN GEOGRÁFICA DATOS METEOROLÓGICOS DISEÑO MUESTRALSE

CTO

R

Nº

HAB

ITAN

TES

TANQUEELEVADO

TANQUEBAJO,POZO

BARRIL,CILINDRO,SANSON

BALDE,BATEA, TINA OLLAS

TIPO DE RECIPIENTES

FLORERO,MACETA

OTROSINSERVIBLES

CÁNTARO DEBARRO,JARRON

LLANTA CANALETA

TOTA

L RE

CIPI

EN-

TES D

ESTR

UÍDO

S

FEC

HA

CASASOVI-

TRAMPALARVI-

TRAMPAFOCO DEA. aegypti

OTRASLARVAS

LARV

ICID

A (g

rs.)

I P T I P T I P T I P T I P T I P T I P T I P T I P T I P T I P I P Ls PUPAS An Cx


TOTAL

I= INSPECCIONADO P= POSITIVO T= TRATADOTOTAL CASAS: NÚMERO DE CASAS/MANZANA O POR SECTORCASAS POSITIVAS = TOTAL DE CASAS POSITIVAS PARA AEDES

MAN

ZAN

A

TOTA

L CA

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VAS


DIGESA

101M

anual d

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am

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ara

la V

igila

ncia

Ento

moló

gica

REGISTRO DE CUERPOS DE AGUA:CARACTERIZACIÓN DE CRIADEROS DE Anopheles

DISA: ________________________ CUENCA/VALLE: ___________________ TEMP. ºC. : ___________________ TIPO: _____________________________DEPARTAMENTO: _____________ QUEBRADA/RIO: ___________________ H.R. % : ______________________ NIVEL DE CONFIANZA: _____________PROVINCIA: __________________ ALTITUD: __________________________ VIENTO: ______________________ PRECISIÓN: _______________________DISTRITO: ____________________ P.G. Lat. Sur: ______________________ Lluvia: _______________________ TASA DE NO RESPUESTA: __________LOCALIDAD: __________________ Long. Oeste: ____________________

UBICACIÓN GEOGRÁFICA INDICADORES METEOROLÓGICOS DISEÑO DEL CONTROL QUÍMICO

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TIPO DE CONTROL= CONSIGNAR «QUÍMICO» O «FÍSICO»CÓDIGO = CÓDIGO CORRESPONDIENTE AL CUERPO DEA AGUA REGISTRADO

NOMBRE DEL ENCUESTADOR: _____________________ FECHA: __________ TIPO DE ACTIVIDAD: VIGILANCIA ( ) PRE-INTERVENCIÓN ( ) POST-INTERVENCIÓN ( )

DIÁMETRO DEL CUCHARÓN (cm.): _________________ FECHA DE ÚLTIMA INTERVENCIÓN:_____________ TIPO DE CONTROL EFECTUADO: _______________________

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Nº

ESPE

CIE

Nº

ESPE

CIE

Nº

ESPE

CIE

Nº

LARVAS-PUPAS

GENERALIDADESPG Anopheles DETERMINACIÓN DE ESPECIESCARACTERÍSTICAS FÍSICO-QUÍMICAS

CLASIFICACIÓN:A: RÍO F: PISCIGRANJAS K: POZAB: QUEBRADA G: CHARCO L: BAMBÚC: DREN O ZANJA H: ARROZAL M: AXILA DE HOJA O FLORD: MANANTIAL I: REPRESA N: RESIDUAL O DESAGUEE: LAGUNAS J: AGUAJAL O: OTRO

DISTANCIA CASA= DISTANCIA A CASA MÁS CERCANA EN METROS

FLORA1. ÁRBOLES b. RIBEREÑA ESCASA2. ARBUSTOS c. FLOTANTE3. HERBÁCEA d. EMERGENTEa. RIBEREÑA ABUNDANTE e. ACUÁTICA

FAUNA ACUÁTICA FLUJO (MOV. DE AGUA)1. PECES 1. QUIETA2. INSECTOS ACUÁTICOS 2. LENTA3. ARAÑAS 3. MODERADA4. OTROS ARTRÓPODOS 4. FUERTE

BÚSQUEDA DE AnophelesNº PUNTOS=TOTAL DE PUNTOS MUESTREADOSN° CUCH. = TOTAL DE CUCHARONADAS (5/PUNTO, CRIADERO >= 1M2)LI-II= TOTAL LARVAS DE I y II ESTADÍOSL III= TOTAL LARVAS DEL III ESTADÍOLIV= TOTAL LARVAS DEL IV ESTADÍOPupa= TOTAL PUPASTOTAL ANOPHELES= TOTAL COLECTADOTOTAL CULEX=TOTAL COLECTADOTOTAL OTROS= OTROS ORGANISMOS (ESPECIFIQUE)

ANCHO= ANCHO DE CRIADEROLARGO=LARGO DEL CRIADEROPROFUNDIDAD= PROF. APROXIMADA DEL CRIADERO

CARACTERISTICAS DEL CUERPO DE AGUATIPO:1= PERMANENTE 2= TEMPORAL



DIGESA

102M

anual d

e C

am

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ara

la V

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Prov.: Localidad:Distrito:

Altitud:Cuenca/Valle: P.G. L.S.:

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A UBICACIÓN GEOGRÁFICA

INSECTOS DE IMPORTANCIA EN SALUD OTROS ARTRÓPODOS ORGANISMOS PREDATORES DE LARVAS

ESPECIES IDENTIFICADAS(Principales)

DISA: ____________________________ DEPARTAMENTO: ___________________________ MES: _____________ AÑO: ________NOMBRE DEL COLECTOR: ________________________________________

REGISTRO DE COLECTAS DE ARTRÓPODOS Y ORGANISMOS PREDATORES

COLEÓP-TEROS

Toxo-rhyn-chites

PECES ARAÑAS OTROS

COLECTA

Prov.: Localidad:Distrito:


L O :Prov.: Localidad:Distrito:






L O :

LUGAR DE COLECTAI= INTRADOMICILIOP= PERIDOMICILIOR= RURAL O EXTRADOMICILIO

MÉTODO DE COLECTASH-CH= TRAMPA SHANNON CON CEBO HUMANOCH= CEBO HUMANOCDC= TRAMPA DE LUZ CDCM= MANUAL



DIGESA


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P.G

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L O

:Pr

ov.:

Loca

lidad

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istri

to:

Altit

ud:

Cue

nca/

Valle

:P.

G. L

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DE V

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104M

anual d

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Prov.: ______________ Localidad: ___________Distrito: _____________ Altitud: ______________Cuenca/Valle: ________ PG. Lat.S.:______________________________ Long. O. : ___________

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UBICACIÓN GEOGRÁFICA

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IDENTIFICACIÓN DE Anopheles

DISA: ____________________________________ NOMBRE DEL RESPONSABLE: ___________________________________ MES: _____________ AÑO: ________

FICHA DE CONSOLIDADO DE COLECTAS DE LARVAS:Aedes aegypti / Anopheles spp


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Aedes aegypti:Lº larvitrampa= nùmero total de larvitrampas evaluadasNº Ovitrampa= nùmero total de ovitrampas evaluadasCasas localidad= Número total de casas de la localidadCasas positivas= Número total de casas positivasPrincipales recipientes positivos= anotar los más importatessegún lista en hoja de registro de inspección

Anopheles:Nº criaderos=número total de criaderosTemperatura agua ºC= temperatura promedio del agua de los criaderosLarvas/cuch.= número promedio de larvas por cucharonadaCulex, Nº L/cuch.= número promedio de larvas por cucharonada

Temp. ambiente= temperatura promedio durante las colectasIIA= Índice de infestación AédicaIB= Índice de BreteauIR= Índice de Recipientes








DIGESA

105M

anual d

e C

am

po p

ara

la V

igila

ncia

Ento

moló

gica

INSECTICIDA EVALUADO: ________________________________________ DOSIS:______________________________ESPECIE EXPUESTA: ____________________________________________________________

DISA: ____________________________ PROVINCIA: ___________________________ DISTRITO: ____________________ RESPONSABLE: _____________________________________LOCALIDAD DE CAPTURA: ______________________________________________________ TEMPERATURA: _______________ HR%: _____________________ FECHA: _________

FICHA DE PRUEBA DE SUSCEPTIBILIDAD Y RESISTENCIA DE ADULTOS

PRUEBA DE SUSCEPTIBILIDAD

TIEMPO DE EXPOSICIÓN

NÚMERO DERÉPLICA

Nº DEEXPUESTOS

1 HORA 24 HORASPORCENTAJE DE MORTALIDAD

Nº VIVOS Nº CAIDOS Nº VIVOS Nº MUERTOS OBSERVADA CORREGIDA

INSECTICIDA EVALUADO: ________________________________________ DOSIS: ____________________________ESPECIE EXPUESTA : ___________________________________________ EQUIPO USADO: ____________________SUPERFICIE EXPUESTA:_________________________________________ PINTADO: SI ( ) NO ( )

PRUEBA BIOLÓGICA

TIEMPO DE EXPOSICIÓNNÚMERO DE

CONOS /JAULAS

ALTURA DECONOS /JAULAS

1 HORA 24 HORAS

PORCENTAJEDE MORTALIDAD

Nº VIVOS Nº Nº VIVOS Nº OBSERVADA CORREGIDA

NEBULIZACIÓN: ________________________________________________

Nº DEINSECTOS

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OBSERVACIONES:________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________

OBSERVACIONES:________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________

TOTAL

CONTROL

TOTAL

CONTROL

1

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3

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DIGESA

106M

anual d

e C

am

po p

ara

la V

igila

ncia

Ento

moló

gica

DISA: ____________________________ PROVINCIA: _______________ DISTRITO: ____________________LOCALIDAD DE CAPTURA: ___________________________ TEMPERATURA: _______________ HR%: _______________________RESPONSABLE: _________________________________________________________________________ FECHA: _____________________

FICHA DE PRUEBA DE SUSCEPTIBILIDAD YRESISTENCIA DE LARVAS

INSECTICIDA EVALUADO: ________________________________________ DOSIS: ______________________________ESPECIE EXPUESTA: ____________________________________________________________

PRUEBA

TIEMPO DE EXPOSICIÓNNÚMERO DE

RÉPLICANº DE LARVASEXPUESTOS 1 HORA 24 HORAS

PORCENTAJE DE MORTALIDAD

Nº VIVOS Nº CAIDOS Nº VIVOS Nº MUERTOS OBSERVADA CORREGIDA

OBSERVACIONES:__________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________

TOTAL

CONTROL

1

2

3

4


DIGESA


INSTRUCTIVO PARA LLENADO DE LAS HOJAS DE REGISTRO

FORMATO 1

REGISTRO DE LOCALIDADES: Indicadores Ambientales, Sociales y Económicos.

Esta ficha u hoja de registro permitirá registrar datos sobre las características de las localidadesvisitadas, este registro se realizará la primera vez que se efectue una visita a una localidad, sea ono un puesto de vigilancia. Se puede volver a realizar el registro transcurrido un año o de haberseprovocado cambios drásticos.

INSTRUCCIONES

DATOS GENERALES

DISA: Consignar el nombre exacto de la DISA a la cual pertenece la localidad visitada.

DEPARTAMENTO: Escribir el nombre del departamento al cual pertenece la localidad visitada.

NOMBRE DEL ENCUESTADOR: Nombre de la persona que realiza la encuesta.

MES: Escribir el mes correspondiente a la fecha del día de trabajo.

AÑO: Escribir el año correspondiente en el espacio indicado.

FECHA: Fecha correspondiente al día de trabajo realizado.

UBICACIÓN GEOGRÁFICA:

PROVINCIA: Nombre de provincia a la que pertenece la localidad muestreada.

DISTRITO: Nombre completo del distrito al cual pertenece la localidad.

CUENCA/VALLE: Nombre reconocido de la cuenca o valle a donde pertenece la localidadencuestada.

LOCALIDAD: Nombre completo de la localidad, correspondiente al sitio de muestreo.

ALTITUD: Altura en metros sobre el nivel del mar de la localidad muestreada.

PG: Posición Geográfica, dadas en coordenadas de Latitud Sur y Longitud Oeste.

Lat. S: Latitud Sur, en grados, minutos y segundos.

Long. O: Longitud Oeste, en grados, minutos y segundos.

INDICADORES AMBIENTALES:

FLORA PREDOMINANTE: Nombres de plantas silvestres y cultivadas más comunes.

- SILVESTRE: Se tomará en cuenta la vegetación predominante en el área, sea arbórea, arbustivao herbácea; registrará si es posible, los nombres de las especies de plantas predominantes, osino, registrar los nombres comunes para posteriormente tratar de conseguir informaciónnecesaria para la determinación de su especie.


- CULTIVADA: Se considerará las plantas cultivadas, y solamente los cultivos predominantes enel área.

FAUNA PREDOMINANTE: Nombres de los animales silvestres y domésticos comunes en la zona.

- SILVESTRE: Se registrará los animales silvestres que suelen ser comúnmente avistados por loslugareños y que no son criados por ellos.

- DOMÉSTICA: Se considera como doméstico, todo animal que es criado por los lugareñoscomo animal para carne o de otra utilidad económica o como animal de carga.

CUERPOS DE AGUA: Número total de cuerpos de agua, criaderos de larvas o no, que se encuentrenen la localidad, se incluye a los cuerpos de agua naturales y artificiales, permanentes y temporales,registrados al momento de la evaluación o visita.

- PERMANENTES: Aquellos cuerpos de agua que permanecen con agua en todo el año, y añotras año.

- TEMPORALES: Aquellos cuerpos de agua que se llenan por temporadas, sea por lluvia, crecidadel río etc., o actividades humanas (Ej. Arrozales)

INDICADORES SOCIALES Y ECONÓMICOS:

POBLACIÓN HUMANA:

- Nº DE HABITANTES: Número total de residentes de la localidad.

- EDUCACIÓN: Los tipos de Centros Educativos presentes que existen y funcionan en la localidad,según listado en la parte inferior del formato (Primaria, Secundaria, Superior Técnica oUniversitaria).

PRINCIPALES ACTIVIDADES ECONÓMICAS: Se registra la actividad predominante en lacomunidad local:

- Agricultura: Registrar el tipo de cultivo que realizan en forma predominante. (Frutales, panllevar,café, cacao, arroz, algodón, caña, y otros).

- Ganadera: Se registra el tipo de animales que se cría, puede ser ganado vacuno, porcino,caprino, auquénidos, y también se incluye granjas de aves y peces (piscigranjas).

- Extractiva: Dentro de las actividades extractivas, se considera la minería, pesca, recolección defrutos (silvestres), extracción de madera y plantas medicinales (que no se cultivan).

- Comercio: Este rubro se refiere a las actividades comerciales dentro de la misma localidad oentre varias localidades, siempre y cuando esto sea una de las principales actividades de lapoblación local.

- Otro: Aquí se consignará cuando la población realice algún otro tipo de actividad, no consideradaen los rubros anteriores.


VIVIENDA:

- TIPO PRINCIPAL: Se observará el tipo principal de material de construcción de las casas de lalocalidad, se anotará según las combinaciones que se hacen de tipo de pared y techo (Estera,Caña con barro, Calamina, Quincha, Adobe, Material Noble, Madera, Palmera, Otro) y si lasparedes y techos están tarrajeados o no.

- TOTAL: número de viviendas de la localidad.

SITUACIÓN SANITARIA:

- AGUA POTABLE: Si tienen red pública o no, para el suministro de agua, consignar: �SI� o�NO�.

- FRECUENCIA DEL AGUA POTABLE: Si tiene agua potable, llenar si este es Contínuo,Intermitente u Ocasional.

- ALMACENAMIENTO DE AGUA: Tipo de recipientes de agua que suele utilizar la poblacióncon más frecuencia (Ej. Poza, cilindro, tanque, etc.).

- SISTEMA DE DESAGÜE: Si tienen desagüe por medio del sistema en red pública, consignar:�SI� o �NO�.

- RESIDUOS SÓLIDOS: Forma como los pobladores eliminan los residuos sólidos o basura (Rellenosanitario, quema, eliminación al río cercano, reciclado, campo abierto u otro sistema).

DATOS EPIDEMIOLÓGICOS:

ENFERMEDADES: Reportes de enfermedades transmitidas por artrópodos y roedores en lacomunidad, casos autóctonos, recientes o antiguos.

N° DE CASOS: Reportes acumulados del último año (los 12 meses anteriores), si no existen datosdel año inmediato anterior, consignar los casos reportados más antiguos.

AÑO REPORTADO: Colocar el año referido al reporte de los casos autóctonos de enfermedadestransmitidas por artrópodos y roedores.

FECHA DE ULTIMA INTERVENCIÓN: La última intervención para el control de vectores.

OBSERVACIONES:

Aquí se mencionará cualquier observación que sea relevante acerca de la misma localidad o de lascostumbres de los habitantes, uso de mosquiteros, actividad migratoria, etc.

FORMATO 2

REGISTRO DE COLECTA DE INSECTOS ADULTOS Nº 1: Anopheles, Aedes, Lutzomyia, Culex

La hoja de registro sirve para trabajar con datos de adultos de Anopheles, Aedes, Lutzomyia,Culex, Haemagogus y Sabethes.


Instrucciones para el llenado de la ficha:





DISTRITO: Nombre del distrito al que pertenece la localidad muestreada.

LOCALIDAD: Nombre de la localidad o centro poblado correspondiente al sitio de muestreo.

CUENCA/VALLE: Nombre de la cuenca a la que pertenece la localidad muestreada.

QUEBRADA/RÍO: Nombre de la quebrada o río más cercano a la localidad de muestreo.

ALTITUD: Altura en metros de la localidad muestreada.

PG: Posición Geográfica, dada en las coordenadas de Latitud Sur y Longitud Oeste.



DATOS METEOROLÓGICOS

TEMPERATURA (°C): Registrar en grados Centígrados la temperatura del ambiente, durante lacolecta, consignar temperatura máxima y mínima registradas.

HUMEDAD RELATIVA (%): Registrar en porcentaje, la humedad relativa durante la colecta de losinsectos adultos, colocar la Humedad Relativa Máxima y Mínima registradas.

VIENTO: Registrar la intensidad del viento durante la colecta, mientras no se disponga de unanemómetro se colocará como �Nula�, �Suave�, �Moderada� y �Fuerte�, según corresponda.

LLUVIA: Se indica el volumen (en mm3) de lluvia colectada durante todo el mes con un pluviómetrode 10 cm de diámetro de boca (puede ser de construcción casera), este registro se tomará en laslocalidades que son puestos fijos de vigilancia; para las localidades visitadas que son puestos nofijos, este dato es opcional.

DATOS GENERALES DE LA ENCUESTA:

NOMBRE DEL ENCUESTADOR: Nombre completo de la persona que realizó el trabajo o colectade campo.

Nº DE ENCUESTADORES: Colocar el número de personas que realizaron una misma actividadde colecta.

FECHA: Fecha correspondiente a cada día de trabajo realizado.

FECHA DE LA ÚLTIMA INTERVENCIÓN: Fecha en la que se realizó la última actividad de controlen la localidad.

TIPO DE CONTROL: Se anota el tipo de control utilizado, como método de control debemosconsiderar: químico y biológico.

INSECTICIDA UTILIZADO: Si se utilizó control químico, colocar el nombre del insecticida obioinsecticida utilizado.


DOSIS: La dosis de preparación del insecticida utilizado.

DIRECCIÓN O NOMBRE DE JEFE DE FAMILIA: Colocar la dirección o el nombre del jefe defamilia, reconocido, para identificar la casa donde regularmente se realizan las colectasintradomiciliarias y peridomiciliares. Cuando se realiza sólo colectas extradomiciliarias no secoloca nada.

DATOS DE COLECTA:

HORA: Anotar cada hora de trabajo realizado, utilizando el sistema de 24 horas corridas, Ejem. 6-7 pm, poner 18-19:00, y en renglones sucesivos; en el caso de la trampa de luz (CDC) se coloca elnúmero de horas que la trampa estuvo trabajando, igualmente se considera para las horastrabajadas durante el día, para el caso de Sabethes y Haemagogus, o para el caso de colectasdiurnas de Aedes aegypti.

TEMPERATURA ºC: Registrar la temperatura ambiente por cada hora de colecta.

HUMEDAD RELATIVA %: Registrar la humedad relativa por cada hora de colecta.

Nº DE TRAMPA: Si se utiliza capturas con trampas, colocar el número de trampas colocadassegún el tipo de colecta realizado.

TIPO: Colocar el lugar donde se realizó la colecta respectiva. Intradomiciliar (I) dentro de la casa,Peridomiciliar (P) fuera de la casa pero dentro de un perímetro de 10 m alrededor, Rural (R) más de10 m alrededor de la casa.

MÉTODO: Colocar el método de colecta o trampeo empleado. Método de colecta = CeboHumano (CH), Trampa Shannon con cebo humano (SH-CH), trampa de luz (CDC), colecta manual(M) o búsqueda activa de insectos.

INSECTOS COLECTADOS:

Anopheles: Consignar el número de ejemplares del género Anopheles colectados durante cadahora de trabajo.

Aedes: Consignar el número total de ejemplares de Aedes colectados en cada hora trabajada.

Lutzomyia: Consignar el número total de ejemplares del género Lutzomyia colectados en cadahora trabajada.

Culex: Consignar el número total de ejemplares del género Culex colectados por cada horatrabajada.

Haemagogus: Consignar el número total de ejemplares del género Haemagogus colectados porcada hora trabajada.

Sabethes: Consignar el número total de ejemplares del género Sabethes colectados por cadahora trabajada.

DETERMINACIÓN DE LAS ESPECIES:

ESPECIE: Colocar el nombre de la especie determinada (hay espacios para 5 especies diferentespor cada hora, si hubiere más especies hacer un registro de ellas, colocarlas también).

N°: Colocar el número de ejemplares de cada especie.


FORMATO 3

REGISTRO DE COLECTA DE INSECTOS ADULTOS Nº 2: Triatominos

En esta hoja de registro se anotarán los datos registrados de la colecta de triatominos, ninfas yadultos.














DATOS METEOROLÓGICOS:

TEMPERATURA (°C): Registrar en grados Centígrados el promedio de la temperatura del ambiente,durante la colecta.

HUMEDAD RELATIVA (%): Registrar, en porcentaje, el promedio de la humedad relativa en el airedurante la colecta de los insectos adultos.

VIENTO: Registrar la intensidad del viento durante la colecta, como Nula, Suave, Moderada yFuerte, según corresponda.




FECHA: Fecha correspondiente a cada día de trabajo realizado.

FECHA DE LA ÚLTIMA INTERVENCIÓN: Fecha en la que se realizó la última actividad de control.


TIPO DE CONTROL: Se anota el tipo de control utilizado, como método de control debemosconsiderar: químico u ordenamiento del medio (físico).

INSECTICIDA UTILIZADO: Si se utilizó control químico, colocar el nombre del insecticida utilizado.


DATOS DE COLECTA:

Nº: Consignar el número correlativo de las casas encuestadas, reservar la última línea para hacersumatoria de la hoja trabajada.

DIRECCIÓN O NOMBRE DE JEFE DE FAMILIA: Se coloca la dirección correspondiente a la casamuestreada, si no hay nombre de calle ni manzana, se coloca el nombre y apellido del jefe defamilia, confirmar que este sea el nombre con el que la persona sea reconocida. Si se realiza unacolecta o búsqueda extradomiciliar o rural, no se coloca nada.

Nº DE RESIDENTES: Número de personas que viven en la casa, sean parientes o no.

TIPO DE CASA: Se observará el tipo principal de material de construcción de las casas de lalocalidad. Consignar el tipo de techo y pared en los casilleros respectivos, según la lista presentadaen la parte inferior del formato, y añadir si está tarrajeado o no (Estera, Caña con barro, Calamina,Quincha, Adobe, Material Noble, Madera, Palmera, Otro) y si las paredes y techos están tarrajeadoso no. (Ejem. Pared: 5,b)

TRIATOMINOS COLECTADOS:

TIPO DE COLECTA: Colocar el lugar donde se realizó la colecta respectiva. Intradomiciliar (I) dentrode la casa, Peridomiciliar (P) fuera de la casa pero dentro de un perímetro de 10 m alrededor,Extradomiciliar o Rural (R) más de 10 m alrededor de la casa. Para el caso de trampas para animalesigualmente se consigna intradomicilio (I), peridomicilio (P) o extradomiciliar o rural (R).

RASTRO O VESTIGIO: Colocar �SI� o �NO� si se encontró rastros de heces y/o exuvias o �mudas�de triatominos en pared u otro lugar en la casa.

Nº TOTAL DE ADULTOS EN CASA: Número de ejemplares de triatominos adultos colectados enel interior de la casa.

Nº TOTAL DE NINFAS EN CASA: Número de ejemplares de triatominos ninfas colectados en elinterior de la casa.

Sitio de colecta (ninfa + adulto):

PARED CASA: Colocar el número de triatominos colectados en las paredes dentro de la casa odebajo de muebles.

TECHO CASA: Colocar el número de triatominos colectados en el techo de la casa.

BIOSENSOR: Colocar el número de triatominos colectados en el biosensor, y registrar las marcasdejadas por el paso de los triatominos (marcarlas y ponerles fecha para no hacer doble registros).

CUYERO: Colocar el número de triatominos colectados en el cuyero o en la parte de la casa quehace las veces de cuyero también.


GALLINERO: Consignar el número de triatominos colectados en el gallinero (paredes, nidos, etc).

VEGETACIÓN: Colocar el número de triatominos colectados entre la vegetación peridomiciliar oextradomiciliar.

MADRIGUERA: Colocar el número de triatominos colectados en la madriguera, incluir aquí tambiénlos colectados en nidos de aves silvestres (no domésticas).

PIRCAS: Anotar el número de ninfas y adultos colectados aquí o en cualquier otro tipo deamontonamiento de piedras o adobes.

DETERMINACIÓN DE LAS ESPECIES:

ESPECIE: Consignar la especie de triatomino determinada, hay espacios para 4 especies, si haymás de 4, de todas maneras incluir todas en el informe.

N°: Colocar el número de ejemplares por cada especie identificada.

FORMATO 4

REGISTRO DE COLECTA DE INSECTOS ADULTOS Nº 3: Pulgas, Piojos y Garrapatas

En esta hoja de registro se anotarán los datos registrados de la colecta de pulgas, piojos y garrapatas.


















VIENTO: Registrar la intensidad del viento durante la colecta, como Nula, Suave, Moderada yFuerte, según corresponda.




MES: Mes correspondiente al trabajo realizado.

AÑO: Año correspondiente al mes trabajado.

FECHA DE LA ÚLTIMA INTERVENCIÓN: Fecha en la que se realizó la última actividad de control.

TIPO DE CONTROL: Se anota el tipo de control utilizado, como método de control debemosconsiderar: químico y físico.

INSECTICIDA UTILIZADO: Si se utilizó control químico, colocar el nombre del insecticida utilizado.


DATOS DE COLECTA:

FECHA: Colocar la fecha correspondiente al día de trabajo.


DIRECCIÓN O NOMBRE DE JEFE DE FAMILIA: Se coloca la dirección correspondiente a la casamuestreada, si no hay nombre de calle ni manzana, se coloca el nombre y apellido del jefe defamilia, confirmar que éste sea el nombre con el que la persona sea reconocida. Si se realiza unacolecta o búsqueda extradomiciliar o rural, no se coloca nada.

Nº DE RESIDENTES: Número de personas que viven en la casa, sean parientes o no.

PIOJOS: (Pediculus humanus var. corporis).

Nº PERSONAS EXAMINADAS: Número total de personas examinadas por cada casa evaluada.

Nº PERSONAS INFESTADAS: Número total de personas infestadas con piojos, en cada casaevaluada.

TOTAL DE PIOJOS COLECTADOS: Colocar el número de piojos colectados, no es necesariocolectar todos los piojos del cuerpo, es sólo un aproximado para tener un indicador del nivel deinfestación por persona.


COLECTA DE PULGAS:

ROEDORES:

TIPO DE COLECTA: Colocar aquí, intradomicilio, peridomicilio o extradomicilio, según la ubicaciónde las trampas.

TIPO DE TRAMPA: Colocar el tipo de trampa de roedores utlizados para la captura, según la listaen la parte inferior del formato, Tomahawk, Sherman, o algún otro tipo, en este caso especificar eltipo de trampa utilizado.

Nº TRAMPAS: Colocar el número de trampas puestas según el tipo de colecta empleado.

TOTAL CAPTURADOS: Número total de roedores capturados.

Nº PULGAS COLECTADAS:

- CAMA: Número total de pulgas colectadas en camas (entre las frazadas).

- RATA/RATONES: Número total de pulgas colectadas en los roedores capturados.

- CUY: Número total de pulgas colectadas en cuyes.

- PERRO/GATO: Número total de pulgas colectadas en perros y gatos.

- OTRO ANIMAL: Número total de pulgas colectadas en algún otro tipo de animal.

- GARRAPATAS: Consignar solamente su presencia como �SI� o �NO�.

DETERMINACIÓN DE ESPECIES DE PULGAS:

ESPECIE: Se consigna la especie de pulga capturada. Hay espacio para 3 especies pero si haymás, registrarlo de todas maneras.

Nº: Se escribe el número de pulgas de la especie identificada.

FORMATO 5:

FORMATO DE VIGILANCIA Y CONTROL DE AEDES AEGYPTI: Registro de Inspección.

Esta hoja de Registro se utilizará en el trabajo de inspección domiciliaria para detección de larvasde Aedes aegypti.







LOCALIDAD: Nombre de la localidad, o centro poblado correspondiente al sitio de muestreo.

SECTOR: Parte de la localidad, puede ser un barrio, urbanización o zona de una localidad, perocon la condición de que este �sector� sea reconocible como una unidad de muestreo estable.




ALTITUD: Altura en metros de la localidad o sector muestreado.







VIENTO: Registrar la intensidad del viento durante la colecta, como nula, suave, moderada yfuerte, según corresponda.



NOMBRE DEL INSPECTOR: Nombre completo del responsable de la encuesta realizada.

CARGO: Cargo o posición que ocupa en el Centro de Salud.

TIPO DE ACTIVIDAD: Marcar aquí, si es actividad de �Vigilancia�, �Control� o �Verificación�

FECHA: Fecha (día) correspondiente al trabajo realizado.

ESTABLECIMIENTO DE SALUD: Colocar el centro o puesto de salud al que pertenece la zona demuestreo.

FECHA DE ÚLTIMA INTERVENCIÓN: Colocar la fecha en que se realizó la última intervención decontrol de larvas.

DATOS DE COLECTA:

MANZANA: Se coloca aquí el número con que se identifica a la manzana que se estáinspeccionando.


DIRECCIÓN O NOMBRE DEL JEFE DE FAMILIA: Se coloca la dirección correspondiente a la casamuestreada, o de la casa donde se coloca la larvitrampa u ovitrampa, si no hay nombre de calle nimanzana, se coloca el nombre y apellido del jefe de familia, confirmar que este sea el nombre conel que la persona sea reconocida.

Nº RESIDENTES: Número de personas, familiares o no que vivan en la casa.


TIPO DE RECIPIENTES:

Estos casilleros corresponden a los diferentes tipos de recipientes que pueden ser encontradosdurante la búsqueda en una casa o vivienda. Por cada tipo de recipiente se considera el númerototal de recipientes inspeccionados (I) y el número de ellos encontrado positivos (P) y número derecipientes tratados (T). Se hace hincapié en que se deben revisar todos los depósitos de aguaexistentes en cada casa.

TANQUE ELEVADO: Depósito o cisterna de agua colocado en el techo o la azotea de una casa oedificio.

TANQUE BAJO, POZO O PISCINA: Cisterna o depósito de agua construido en el suelo o subsuelo.

BARRIL, CILINDRO, SANSÓN: Depósito de gran tamaño, sea metálico o de plástico que se usapara almacenar agua.

BALDE, BATEA, TINA: Todo tipo de recipiente de mediano tamaño que usualmente se usa comorecipiente temporal de agua.

OLLA: Colocar aquí el número de ollas utilizadas como recipiente de agua.

LLANTA: Todo tipo de llanta en desuso, que puede considerarse como criadero de larvas.

CANALETA: Se considera aquí las canaletas para recepción de agua de lluvia.

CANTARO DE BARRO, JARRÓN: Recipientes de variado tamaño utilizados como depósito de agua.

FLORERO, MACETAS: Recipientes pequeños de tipo utilitario.

OTROS, INSERVIBLES: Se coloca y numera todo tipo de envase o depósito, encontrado comopotencial criadero de larvas, y que no se encuentre incluído en los tipos ya mencionados.

TOTAL DE RECIPIENTES DESTRUIDOS: Aquí se colocarán la cantidad de recipientes destruidos oeliminados por casa.

OVITRAMPA: Número de ovitrampas inspeccionadas (I) y positivas (P) colocadas en la casa.

LARVITRAMPA: Número de larvitrampas inspeccionadas (I) y positivas (P) colocadas en la casa.

FOCOS DE A. aegypti: Aquí se colocan la cantidad de Huevos (para el caso de ovitrampas) ylarvas y pupas halladas en los depósitos positivos de la casa encuestada.

OTRAS LARVAS: Aquí se colocan el número de larvas de Anopheles y Culex que pudieran detectarsedurante el trabajo de inspección de la casa.

LARVICIDA (grs): Colocar la cantidad de larvicida que se ha utilizado para el control de Aedesaegypti por cada casa.

FORMATO 6

FORMATO DE VIGILANCIA Y CONTROL DE Aedes aegypti: CONSOLIDADO DE REGISTRODE INSPECCIÓN

Este formato se utilizará para consolidar los registros de inspección por cada día de trabajo,básicamente es similar al Formato De Vigilancia y Control de Aedes aegypti : Registro De Inspección,pero no consigna el casillero de direcciones, cada línea de este formato corresponde al consolidadopor cada día de trabajo realizado, y será útil para ingresar información a la página de ingreso dedatos del Software de Vigilancia Entomológica.


Cada fila del formato corresponde a los datos consolidados por �Sector� o por �Manzana�,dependiendo de la unidad de análisis que se esté utilizando para sacar el Indice Aédico.

Lo que se adiciona a la ficha son los datos del �Diseño muestral� de la encuesta aédica: Tipo dediseño muestral, Nivel de confianza, Precisión, y la Tasa de No respuesta.

FORMATO 7

REGISTRO DE CUERPOS DE AGUA: CARACTERIZACIÓN DE CRIADEROS DE Anopheles

Este formato será para tomar los datos de todos los cuerpos de agua existentes en la localidad,sean criaderos o no, esto es: ríos, quebradas, pozas, manantiales, etc. Esta información en fichadebe ser acompañada de una hoja adicional con un croquis del mapeo de cuerpos de aguarealizado para la localidad.

Instrucciones para el llenado de la ficha.






LOCALIDAD: Nombre de la localidad, barrio, zona, urbanización o centro poblado correspondienteal sitio de muestreo.


QUEBRADA/RIO: Nombre de la quebrada o río más cercano a la localidad de muestreo.





INDICADORES METEOROLÓGICOS:



VIENTO: Registrar la intensidad del viento durante la colecta, como nulo, suave, moderada yfuerte, según corresponda.



DISEÑO DEL CONTROL QUÍMICO:

DISTANCIA ENTRE ESTACAS: Colocar la distancia en metros entre cada estaca con las granadaso minas del larvicida utilizado.

GRANADAS POR ESTACA: Cantidad de granadas o minas que se colocan en cada estaca.

PESO DE LA GRANADA: La cantidad de larvicida (gramos) colocada en cada granada o mina.


NOMBRE DEL ENCUESTADOR: Nombre completo del que realizó el trabajo o colecta de campo.

FECHA: Correspondiente al trabajo de campo.

TIPO DE ACTIVIDAD: Marcar el que corresponda: �Vigilancia�, �Pre-intervención� o �Post-intervención�.

DIÁMETRO DEL CUCHARÓN: Diámetro en cm del cucharón utilizado en la toma de muestra.

FECHA DE LA ÚLTIMA INTERVENCIÓN: Fecha más reciente en la que se hizo algún tipo decontrol, sea biológico, químico (insecticida) o físico (saneamiento u ordenamiento del medio).

CARACTERÍSTICAS GENERALES DE LOS CUERPOS DE AGUA:

CÓDIGO: Se utilizará una codificación utilizando las letras �T� para temporal y �P� para Permanente,seguido de un número de 3 dígitos comenzando por el 001, y luego 2 letras correspondientes alnombre de la localidad, Ejem.: localidad La Loma, criadero 1, permanente = P001LL.

DESCRIPTIVO: Un indicativo de la ubicación del criadero, o nombre si es que lo tiene, con el quesea reconocido en la localidad.

ALTITUD: Altitud en metros del cuerpo de agua.

PG: Posición Geográfica.



GENERALIDADES:

TIPO: Colocar en este casillero si es permanente (1) o temporal (2).

CLASIFICACIÓN: Según clasificación sugerida: río (A), quebrada (B), dren o zanja (C), manantial(D), laguna (E), piscigranja (F), charco (G), arrozal (H), represa (I), aguajal (J), poza (K), bambú (L),axila de hoja o flor (M), agua residual o desague (N), otro (O).

DISTANCIA A CASA: Distancia en metros a la vivienda más cercana.

ANCHO: Colocar el ancho aproximado del cuerpo de agua.

LARGO: Colocar el largo aproximado del cuerpo de agua.

PROFUNDIDAD: Colocar la profundidad aproximada del cuerpo de agua.

FLORA: Según la clasificación sugerida colocar la que le corresponda, árboles (1), arbustos (2),herbáceo (3) � ribereña abundante (a), ribereña escasa (b), flotante (c), emergente (d), acuática (e),primero el número y luego la letra (Ej. 1,b).


FAUNA: Colocar la fauna predominante hallada en el cuerpo de agua, peces (1), insectos acuáticos(2), arañas (3), otros artrópodos (4).

FLUJO: En este casillero se coloca el movimiento del agua detectado, quieta (1), lenta (2), moderada(3), fuerte (4).

CARACTERÍSTICAS FÍSICO-QUÍMICAS DEL CRIADERO:

Utilizando el Kit de análisis de agua ambiental se colocarán los datos de O2, NH3, CO2, Salinidad,Nitratos, Tanino-Lignina, Temperatura del agua, pH, Turbidez.

BÚSQUEDA DE LARVARIA DE Anopheles:

Nº PUNTOS: Colocar el número total de puntos muestreados en el criadero.

Nº CUCHARONADAS: Colocar el número total de cucharonadas muestreadas (5 cucharonadaspor cada punto), considerar que más de un punto sólo en criaderos > 5 m2, y 5 cucharonadas porpunto si el criadero es >= de 1 m2.

L I-II: Colocar el número total de larvas de los estadíos I y II encontrados.

L III: Colocar el número total de larvas del estadío III.

L IV: Colocar el número total de larvas del estadío IV.

PUPA: Colocar el número total de pupas halladas.

TOTAL Culex: Colocar el número total de larvas y pupas de Culex.

TOTAL Otros: Colocar el número total de otras larvas halladas en el criadero (especificar a quéespecie o género pertenecen).

DETERMINACIÓN DE ESPECIES DE Anopheles:

ESPECIE: Aquí se tienen 4 casilleros para indicar las especies de Anopheles colectados y el númerode cada especie identificada.

Nº: Se escribe el número ejemplares de cada especie.

FORMATO 8

REGISTRO DE COLECTAS DE ARTRÓPODOS Y ORGANISMOS PREDATORES

Este formato es para el registro de otros artrópodos que si bien no se consideran de importanciacomo los insectos vectores clásicos, si han sido reportados en algún momento como molestos oponzoñosos y que debido a un aumento de su población o algún otro factor llegan a constituir unproblema local.

Este tipo de registro, puede ser utilizado también para un registro histórico de la presencia deestos artrópodos, si es que no se les encuentra en el momento de la encuesta, para ampliar elregistro de fauna de la localidad. Aquí se puede emplear la encuesta a los pobladores para pedirinformación sobre estos otros tipo de artrópodos molestos o ponzoñosos.





MES: Consignar el mes correspondiente a la colecta.

AÑO: Año correspondiente al mes de colecta.

NOMBRE DEL COLECTOR: Colocar el nombre de la persona que realizó la encuesta o responsablede ella.

FECHA: Colocar la fecha del día(s) que se realizó la encuesta.




LOCALIDAD: Nombre de la localidad, barrio, zona, urbanización o centro poblado correspondienteal sitio de muestreo.






DATOS DE COLECTA:

TIPO: Colocar el lugar donde se realizó la colecta respectiva. Intradomiciliar (I) dentro de la casa,Peridomiciliar (P) fuera de la casa pero dentro de un perímetro de 10 m alrededor, Rural (R) más de10 m alrededor de la casa.

MÉTODO: Colocar el método de colecta o trampeo empleado. Método de colecta = CeboHumano (CH), Trampa Shannon con cebo humano (SH-CH), trampa de luz (CDC), colecta manualo búsqueda activa (M).

INSECTOS COLECTADOS:

Simulium TOTAL: Consignar el número de ejemplares de simúlidos colectados en total por cadatipo y método de colecta aplicada.

Culicoides TOTAL: Consignar el número total de ejemplares de Culicoides colectados por cadatipo y método de captura utilizado.

Miasis TOTAL: Consignar el número total de ejemplares larvas colectados en total en pacientescon miasis, si no es posible colocar solamente la presencia o ausencia (SI o NO) de este tipo deregistro.

Paederus TOTAL: Consignar el número total de ejemplares del género Paederus colectados, si noes posible, colocar solamente presencia o ausencia (SI o NO).


ORUGAS URTICANTES TOTAL: Consignar el número total de ejemplares de las orugas urticantescolectadas, si no es posible, colocar solamente presencia o ausencia (SI o NO).

LANGOSTA: Registrar y colectar las langostas, consignar número de ellas.

NIDOS DE HORMIGAS: Registrar aquí la cantidad de nidos o colonias de hormigas que seareportada como molesta o ponzoñosa.

MALOFAGOS: Registrar y colectar la presencia de estas �pulguillas�, que sean reportados comomolestia para las personas.

OTROS ARTRÓPODOS:

ARÁCNIDOS: Colocar aquí cualquier colecta de arañas ponzoñosas.

GARRAPATAS: Consignar la presencia de garrapatas.

ESCORPIONES: Colocar la presencia de escorpiones o alacranes.

ORGANISMOS PREDATORES:

ODONATA: Colocar aquí el número de las naiadas o ninfas que hayan sido colectadas en algúncriadero de Anopheles.

COLEOPTERA: Colocar si es que se ha detectado la presencia de larvas de coleópteros que podríantener actividad como predatores.

Toxorhynchites: Estos culícideos integra a probados predatores de larvas de Anopheles, pero quenecesitan ser registrados para su identificación.

PECES: Los peces pueden tener roles muy importantes como predatores nativos.

ARAÑAS: Colocar aquí si se observan o colectan arañas que tengan importancia como predatoresde adultos de anofelinos.

OTROS: Consignar en este casillero cualquier otro tipo de predador observado o reportado parala localidad.

ESPECIES IDENTIFICADAS:

ESPECIE: Consignar la especie de artrópodo identificado, hay espacios para 4 especies, si hay másde 4, registrarlas todas.

N°: Colocar el número de ejemplares por cada especie identificada.

FORMATO 9

FICHA DE CONSOLIDADO DE COLECTAS DE ADULTOS

DATOS GENERALES:

DISA: Consignar el nombre de la DISA a la cual pertenece la localidad visitada.



MES: consignar el mes correspondiente a la colecta.

AÑO: año correspondiente al mes de colecta.

NOMBRE DEL RESPONSABLE: Colocar el nombre de la persona responsable o que hayasupervisado los reportes presentados en esta tabla.





LOCALIDAD: Nombre completo de la localidad o centro poblado correspondiente al sitio de muestreo.






DATOS DE COLECTA:

TIPO: Colocar Intradomiciliar (I), Peridomiciliar (P) o Rural (R), según corresponda los índicesreportados, en cada línea o fila.

Anopheles:

- IPHH: Índice de Picadura Hombre Hora: Nº de Anopheles capturados por cada hora por cadacolector.

- IPHN: Índice de Picadura Hombre Noche: Nº total de insectos capturados en 12 horas (18:00� 06:00) por cada colector.

- IP: Índice de Paridad: Porcentaje de hembras paridas versus hembras examinadas.

- IE: Índice esporozoítico: Porcentaje de hembras infectadas con esporozoitos versus hembrasexaminadas.

Aedes aegypti:

- IIA: Índice de Infestación domiciliar de Aedes aegypti: Porcentaje de casas positivas a la infestaciónde Aedes (adultos) versus casas inspeccionadas.

- IPHD: Índice de Picadura Hombre Día: Número total de Aedes aegypti, capturados duranteuna captura diurna desde las 06:00 hasta las 18:00 horas (12 horas de captura).

Lutzomyia:

- ICHH: Índice de Captura Hombre Hora: Nº de Lutzomyia capturados con trampa Shannoncon cebo humano por hora por colector.

- ICHN: Índice de Captura Hombre Noche. En el N° de Lutzomyia capturados durante 12 horasde colectas nocturnas, dividido ente el número de colectores.


- ICT: Índice de captura por trampa de Luz (CDC): Promedio de lutzomyias capturadas por trampa.

- II: Índice de Infección: Porcentaje de lutzomyias infectadas con Leishmania versus lutzomyiasexaminadas.

Culex:

- IPHH: Índice de Picadura Hombre Hora: Nº de Culex capturados por hora por colector.

Triatominos:

- IIDT: Índice de infestación Domiciliar de Triatominos: Porcentaje de casas positivas a la infestacióncon triatominos versus casas inspeccionadas.

- ICD: Índice de Colonización: Porcentaje de casas positivas con ninfas versus casas positivastotales.

- IHD: Índice de Hacinamiento Domiciliar: Número total de triatominos (adultos + ninfas) entreel número de casas positivas a triatominos.

- IIPDT: Índice de Infestación Peridomiciliar de Triatominos: Porcentaje de casas con ambientesperidomiciliares infestados versus casas con ambientes peridomiciliares inspeccionados.

- ITT: Índice de Infección Tripano-Triatomínica: Porcentaje de triatominos infectados conTrypanosoma cruzi, versus triatominos examinados.

Piojos:

- IIPi: Índice de Infestación por Piojos del cuerpo: Porcentaje de personas infestadas por piojosversus personas examinadas.

- IIPed: Índice de Infestaación por Piojos de la cabeza: Porcentaje de personas infestadas porpiojos de cabeza versus personas examinadas.

Pulgas:

- IIDPu: Índice de Infestación Domiciliar de Pulgas: Porcentaje de casas infestadas con pulgasversus total de casas inspeccionadas.

- IEXe: Índice Específico para Xenopsylla cheopis:


Temperatura ºC: Promedio de la temperatura tomada durante las colectas.

Humedad Relativa %: Promedio de la Humedad Relativa tomada durante las colectas.

Lluvia: Consignar el mm3 la cantidad de lluvia registrada para el mes (Puestos fijos).

Viento: Colocar aquí la intensidad del viento que se haya tomado durante los días de colecta.

ESPECIES IDENTIFICADAS:

Colocar aquí los nombres de las principales especies de vectores registrados para la localidaddurante las colectas realizadas.


FORMATO 10

FICHA DE CONSOLIDADO DE COLECTAS DE LARVAS: Aedes aegypti / Anopheles spp

DATOS GENERALES:



NOMBRE DEL RESPONSABLE: Colocar el nombre de la persona responsable o que hayasupervisado los reportes presentados en esta tabla.

MES: Consignar el mes correspondiente a la colecta.

AÑO: Año correspondiente al mes de colecta.





LOCALIDAD: Nombre completo de la localidad o centro poblado correspondiente al sitio demuestreo.






DATOS DE COLECTA:

Aedes aegypti:

- Casas de la Localidad: Total de casas de la localidad.

- IOT: Porcentaje de ovitrampas positivas en relación al número de ovitrampas colocadas.

- ILT: Porcentaje de larvitrampas positivas en relación al número de larvitrampas colocadas.

- Principales Recipientes Positivos: Colocar en orden decreciente en importancia los recipientespreferidos por las larvas de A. aegypti.

- IIA: Índice de Infestación Aédica o Indice Aédico, es el porcentaje de casas positivas a larvas deAedes en relación al número de casas inspeccionadas.

- IB: Índice de Breteu, porcentaje de recipientes positivos en relación al número de casasinspeccionadas.

- IR: Índice de Recipientes, está dado por el porcentaje de recipientes positivos para A. aegyptien relación al número total de recipientes inspeccionados.

- Anopheles total: Consignar la cantidad de larvas de Anopheles que se han registrado dentrode la localidad durante la encuesta aédica.

- Culex total: Consignar la cantidad de larvas de Culex registrados durante la encuesta aédica.


Anopheles:

- ICT: Índice de Criaderos Temporales, es el porcentaje de criaderos temporales positivos enrelación al número de criaderos o cuerpos de agua temporales inspeccionados.

- ICP: Índice de Criaderos Permanentes, es el porcentaje de criaderos permanentes positivos enrelación al número de criaderos o cuerpos de agua permanentes inspeccionados.

- Densidad larvaria (m2): La cantidad de larvas encontradas por metro cuadrado.

- Temperatura del agua: La temperatura promedio del agua de los criaderos inspeccionados.

Culex:

- Densidad larvaria (m2): La cantidad de larvas de Culex, encontradas por metro cuadrado.


- Lluvia: La lluvia registrada por mes (mm3).

- Temperatura ambiental ºC: La temperatura promedio tomada durante los días de la colecta.

DETERMINACIÓN DE ESPECIES:

- Especie: Colocar la especie de Anopheles encontrada.

- DL: Densidad larvaria de la especie de Anopheles reportado.

FORMATO 11

FICHA DE PRUEBA DE SUSCEPTIBILIDAD Y RESISTENCIA DE ADULTOS

DATOS GENERALES:




NOMBRE DEL RESPONSABLE: Colocar el nombre de la persona responsable o que hayasupervisado las pruebas.

LOCALIDAD DE CAPTURA: Colocar el nombre completo de la localidad donde se realizó la capturade los insectos.

TEMPERATURA (°C): Registrar en grados Centígrados el promedio de la temperatura del ambiente,durante la prueba.

HUMEDAD RELATIVA (%): Registrar, en porcentaje, el promedio de la humedad relativa en el airedurante la prueba.

FECHA: Colocar la fecha del día que se realizó la prueba.


PRUEBA DE SUSCEPTIBILIDAD:

INSECTICIDA EVALUADO: Colocar el nombre del insecticida evaluado

DOSIS: Anotar la dosis aplicada del insecticida en prueba.

ESPECIE EXPUESTA: Colocar el nombre científico de la especie expuesta.

PRUEBA:

- NÚMERO DE REPLICA: El número de repeticiones de la prueba.

- N° DE INSECTOS EXPUESTOS: Número de insectos, colocados para cada réplica.

TIEMPO DE EXPOSICIÓN: Tiempo de observación de los insectos expuestos.

1 HORA: - N° VIVOS: Contar el número de insectos que se encuentren en aparente buenestado.

- N° CAÍDOS: Contar el número de insectos caídos o muertos.

24 HORAS: - N° VIVOS: Contar el número de insectos que se encuentren en aparente buenestado.

- N° CAÍDOS: Contar el número de insectos caídos o muertos

- PORCENTAJE DE MORTALIDAD: Se calcula la mortalidad de cada réplica.

OBSERVADA: Se coloca el porcentaje de mortalidad observada para la réplica.

CORREGIDA: Se coloca el porcentaje mortalidad pero corregida según la Fórmula de Abbott,para cada réplica.

- TOTAL: Es la suma total de los insectos expuestos en las réplicas realizadas en la fecha, lasumatoria de los insectos vivos y caídos a la hora, y de los vivos y muertos a las 24 horas. Loscasilleros correspondientes al porcentaje de mortalidad se coloca los valores promedio.

- CONTROL: Colocar los números correspondientes los insectos mantenidos como control,incluyendo los caídos a la hora, y muertos a las 24 hora si hubiera. Luego colocar el porcentajede mortalidad observada y corregida.

- OBSERVACIONES: Aquí se anota cualquier observación necesaria, o aclaración de algunosdetalles que se considere conveniente.

PRUEBA BIOLÓGICA:

INSECTICIDA EVALUADO: Colocar el nombre del insecticida evaluado.



EQUIPO USADO: Colocar el nombre o tipo de equipo utilizado para la aplicación del insecticida en prueba.

SUPERFIFICIE EXPUESTA: Colocar aquí el tipo de superficie (tipo de pared o mosquitero), sobre lacual se aplicó el insecticida.

PINTADO: Marcar aquí si la superficie expuesta está o no pintada.

NEBULIZACIÓN: Colocar aquí el tipo de aplicación de la nebulización.


PRUEBA:

- NÚMERO DE CONOS O JAULAS: Número de réplicas de la prueba.

- ALTURA DE CONOS O POSICIÓN DE JAULAS: Lugar y altura de los conos colocados enpared o mosquitero. Si fueran jaulas, se anota la posición de las jaulas dentro de la casa.

- NÚMERO DE INSECTOS EXPUESTOS: Número de insectos expuestos por cada réplica.

TIEMPO DE EXPOSICIÓN: Tiempo de observación de los insectos expuestos.

1 HORA: - N° VIVOS: Contar el número de insectos que se encuentren en aparente buenestado.

- N° CAIDOS: Contar el número de insectos caídos o muertos.

24 HORAS: - N° VIVOS: Contar el número de insectos que se encuentren en aparente buenestado.

- N° CAIDOS: Contar el número de insectos caídos o muertos




- TOTAL: Es la suma total de los insectos expuestos en las réplicas realizadas en la fecha, lasumatoria de los insectos vivos y caídos a la hora, y de los vivos y muertos a las 24 horas. Loscasilleros correspondientes al porcentaje de mortalidad se coloca los valores promedio.

- CONTROL: Colocar los números correspondientes de los insectos mantenidos como control,incluyendo los caídos a la hora, y muertos a las 24 hora si hubiera. Luego colocar el porcentajede mortalidad observada y corregida.

- OBSERVACIONES: Aquí se anota culaquier observación necesaria, o aclaración de algunosdetalles que se considere conveniente.

FORMATO 12

FICHA DE PRUEBA DE SUSCEPTIBILIDAD Y RESISTENCIA DE LARVAS

DATOS GENERALES:




NOMBRE DEL RESPONSABLE: Colocar el nombre de la persona responsable o que hayasupervisado las pruebas.

LOCALIDAD DE CAPTURA: Colocar el nombre completo de la localidad donde se realizó la capturade los insectos.


TEMPERATURA (°C): Registrar en grados Centígrados el promedio de la temperatura del agua,durante la prueba.

FECHA: Colocar la fecha del día que se realizó la prueba.

PRUEBA:

INSECTICIDA EVALUADO: Colocar el nombre del insecticida evaluado.



PRUEBA DE SUSCEPTIBILIDAD:

- NÚMERO DE REPLICA: El número de repeticiones de la prueba.

- N° DE INSECTOS EXPUESTOS: Número de larvas, colocadas para cada réplica.

TIEMPO DE EXPOSICIÓN: Tiempo de observación de las larvas expuestas.

1 HORA: - N° VIVOS: Contar el número de larvas que se encuentren en aparente buen estado.

- N° CAÍDOS: Contar el número de larvas caídas o muertas.

24 HORAS: - N° VIVOS: Contar el número de larvas que se encuentren en aparente buen estado.

- N° CAÍDOS: Contar el número de larvas caídas o muertas.




- TOTAL: Es la suma total de las larvas expuestas en las réplicas realizadas en la fecha, la sumatoriade las larvas vivas y caídas a la hora, y de las vivas y muertas a las 24 horas. Los casilleroscorrespondientes al porcentaje de mortalidad se coloca los valores promedio.

- CONTROL: Colocar los números correspondientes a las larvas mantenidas como control,incluyendo las caídas a la hora, y muertas a las 24 hora si hubiera. Luego colocar el porcentajede mortalidad observada y corregida.

- OBSERVACIONES: Aquí se anota culaquier observación necesaria, o aclaración de algunosdetalles que se considere conveniente.


Anexo IIIBibliografía citada y lectura recomendada


BALTA, R. 1997. Guía práctica para la identificación de Aedes aegypti. Serie de GuíasEntomológicas INS, Lima, 2: 24 pp.

BEATY, BJ & WC MARQUARDT. 1996. The Biology of disease vectors. University Press of Colorado.632 pp.

BIRLEY, MH. 1992. Directrices para preveer las consecuencias de las obras de desarrollo de losrecursos hídricos en cuanto a las enfermedades transmitidas por vectores. Serie de DirectricesCEOM 2, 120 pp.

CALDERON, G. 1995. Clave para identificar especies de Anopheles (Diptera: Culicinae:Anophelinae) del Perú (adultos hembras). Revista peruana de Entomología 37: 31-40.

CALDERON, G, R FERNANDEZ & J VALLE. 1995. Especies de la fauna anofelina, su distribucióny algunas consideraciones sobre su abundancia e infectividad en el Perú. Revista Peruana deEpidemiología 8(1): 5- 23.

CARCAVALLO, RU, JE RABINOVICH & RJ TONN. 1985. Factores biológicos y ecológicos en laenfermedad de Chagas. Ministerio de Salud, Buenos Aires, 3 vols.

CONSOLI, RAGB & RL DE OLIVEIRA. 1994. Principais mosquitos de importancia sanitaria noBrasil. Editora Fiocruz, Rio de Janeiro, 225 pp.

CHAPILLIQUEN, F, D NONGRADOS & JC MARIÑOS. 1999. Procedimientos entomológicosaplicados a la investigación epidemiológica de Malaria y OEM. OGE-MINSA, Lima, 108 pp.

CIDEIM. 1994. Manual de Entomología Médica para investigadores de América Latina.Leishmaniasis, Filariasis, Malaria, Enfermedad de Chagas. Cali, 280 pp.

FORATTINI, OP. Entomología Médica. 5 Vols.

FUNASA. 1999. Manual de Leptospiras. Brasilia 98 pp.

HARWOOD, RF & MT JAMES. 1993. Entomología Médica y Veterinaria. UTEHA, México. 615 pp.

HEMINGWAY, J & H RANSON. 2000. Insecticide resistance in insect vectors of human disease.Annual Review of Entomology 45: 371-391.

HERRER, A. 1977. Reseña de la Entomología Médica en el Perú I. Principales aspectos entomológicosen la Bartonellosis, la Trypanosomiasis y la Leishmaniasis. Revista Peruana de Entomología 20: 19-24.

INSTITUTO NACIONAL DE RECURSOS NATURALES. 1996. Diversidad Biológica del Perú.INRENA, 191 pp.

LAMAS, G. 1980. Introducción a la historia de la Entomología en el Perú. Revista Peruana deEntomología 23(1): 17-37.

LENT, H & P WYGODZINSKY. 1979. Revision of the Triatominae (Hemiptera, Reduviidae), andtheir significance as vectors of Chaga´s disease. Bulletin of the American Museum of NaturalHistory 163(3): 127-520.

LOAISA , R. 1586. Memorial de las cosas del Pirú tocantes a los indios. In: RAYON, JS & FZALZABURU. 1889. Colección de Documentos Inéditos para la Historia de España, M Ginesta,Madrid, Vol. 94: 592-613.

LUMBRERAS, H. 1972. El problema de la enfermedad de Chagas en los diferentesdepartamentos del Perú. Tesis Doctoral. Universidad Peruana Cayetano Heredia, 37 pp.


MAROLI, M, MD FELICIANGELI & J ARIAS. 1997. Métodos de captura, conservación y montajede los flebótomos (Diptera: Psychodidae). OPS/HCP/HCT/95/97, 72 pp.

McALLISTER, J & W BROGDON. 1999. The bottle bioassay for measuring resistance.www.floridamosquito.org/Wing/1999/Spring99/wgbtspg99eW.htm

MINSA-DGSP-PCMyOEM. 1994. Doctrina, Normas y Procedimientos para el Control de laMalaria en el Perú. MINSA, Lima, 75 pp.

MINSA-DGSP-PCMyOEM. 1995. Doctrina, Normas y Procedimientos para el Control de laLeishmaniasis en el Perú. MINSA, Lima, 65 pp.

MOLINA, D. 1999. Insecticide resistance by malaria vectors. Environmental Health Project ActivityReport 60: 3-21 pp.

NEED JT, RA WIRTZ, ED FRANKE, R FERNANDEZ, F CARBAJAL, R FALCON & E SAN ROMAN.1993. Plasmodium vivax VK247 and VK210 circumsporozoite proteins in Anopheles mosquitoesfrom Andoas, Peru. Journal of Medical Entomology 30: 597-600.

OGE. 2000. Guía para el diagnóstico rápido de Aedes Aegipti.

OGUSUKU, E, JE PEREZ, L PAZ, E NIETO, J MONGE & H GUERRA. 1994. Identification ofbloodmeal sources of Lutzomyia spp. in Perú. Annals of Tropical Medicine & Parasitology 88(3):329-335.

ORGANIZACIÓN MUNDIAL DE LA SALUD. 1990. Lucha contra las leishmaniasis. Serie deInformes Técnicos 793, Ginebra, 177 pp.

ORGANIZACIÓN MUNDIAL DE LA SALUD. 1992. Resistencia de los vectores de enfermedadesa los plaguicidas. Serie de Informes Técnicos 818, Ginebra, 63 pp.

PAN AMERICAN HEALTH ORGANIZATION. 1994. Dengue and dengue hemorrhagic fever inthe Americas: Guidelines for prevention and control. Scientific Publication No. 548, Washington.98 pp.

PEREZ, JE, P VILLASECA, A LLANOS, M CAMPOS & H GUERRA. 1988. Técnicas de muestreode «titiras» (Lutzomyia spp., Diptera: Psychodidae) utilizados en ambientes altoandinos delPerú. Revista peruana de Entomología 29: 87-91.

PEREZ, JE, E OGUSUKU, R INGA, M LOPEZ, J MONJE, L PAZ, E NIETO, J AREVALO & H.GUERRA. 1993. Natural Leishmania infection of Lutzomyia spp. in Peru. Transactions of theRoyal Society of Tropical Medicine & Hygiene 88(2): 161-164

ROZENDAAL, JA. 1997. Vector Control. Methods for use by individuals and communities.World Health Organization, Ginebra. 412 pp.

SERVICE, MW. 1986. Lecture notes on medical Entomology. Blackwell Scientific Publications,Londres. 265 pp.

SERVICE, MW. 1993. Mosquito Ecology. Field sampling methods. Elsevier Applied Science,Londres. 988 pp.

SHANNON, RC. 1939. Methods for collecting and feeding mosquitoes in jungle yellow feverstudies. American Journal of Tropical Medicine & Hygiene 19: 131-148.

SUDIA, WA & RW CHAMBERLAIN. 1962. Battery-operated light trap: an improved model.Mosquito News, 22(2): 126-129.


Algunas revistas científicas sugeridas

American Journal of Tropical Medicine

Annals of Tropical Medicine & Parasitology

Boletín de Lima

Bulletin of the World Health Organization

Journal of the American Mosquito Control Association

Journal of Medical Entomology

Medical and Veterinary Entomology

Memorias do Instituto Oswaldo Cruz

Revista Brasileira de Biología

Revista Brasileira de Entomología

Revista Cubana de Medicina Tropical

Revista de Medicina Experimental

Revista de la Oficina Sanitaria Panamericana

Revista Peruana de Entomología

Revista Peruana de Epidemiología

Transactions of the Royal Society of Tropical Medicine and Hygiene

TOWNSEND, CHT. 1913. Preliminary characterization of the vector of verruga, Phlebotomusverrucarum sp. nov. Insecutor Inscitiae Mentruus 1: 107-109.

TOWNSEND, CHT. 1914. Informe preliminar sobre los resultados de investigaciónentomológica de la verruga. Boletín de la Sociedad Geográfica de Lima 30: 75-93.

WORLD HEALTH ORGANIZATION. 1995. Vector control for malaria and other mosquito-borne diseases. WHO Technical Report Series 857, Ginebra. 91 pp.

WORLD HEALTH ORGANIZATION. 1998. Test procedures for insecticide resistance monitoringin malaria vectors, bio-efficacy and persistance of insecticides on treated surfaces. WHO/CDS/CPC/MAL/98.12, 43 pp.

YOUNG, DG & JR ARIAS. 1991. Phlebotomine sandflies in the Americas. PAHO Technicalpaper 33: 26 pp.


1. ACCIDENTE GEOGRÁFICO. Es una característica relevante de unalocalidad (cuevas, depresiones del terreno, cuerpos de agua, etc.).

2. ADULTO. Insecto totalmente desarrollado y sexualmente maduro.

3. AEDINO. Mosquito del género Aedes,

4. AGUA RESIDUAL. Son las aguas de deshecho, desagües, relaves notóxicos.

5. AMBIENTE. Condiciones y circunstancias físicas, sociales, económicas,etc. de un lugar o de una colectividad de organismos vivos.

6. ANIMAL DOMÉSTICO. Son los animales que el hombre cría para suprovecho o beneficio (perro, gato, pollo, vaca, caballo, etc.).

7. ANIMAL SILVESTRE. Son los animales que viven en áreas rurales encondiciones naturales y sin contacto con el hombre (muca, zorro,perezoso).

8. ANTROPOFÍLIA. Es la cualidad de un insecto de picarle al hombre yalimentarse de su sangre, unos insectos son altamente antropofílicos,otros no.

9. ARTRÓPODO. Invertebrado con patas articuladas (crustáceos, arácnidos,insectos, ciempiés, milpiés, etc.).

10. BIOLOGÍA. Ciencia que estudia el desarrollo de los seres vivos, lascondiciones en que viven y sus adaptaciones al medio ambiente.

11. BRACTEA. Hoja del pedúnculo de las flores, que permiten la retención deagua.

12. BROMELIA. Planta epífita sin tallo, con las hojas envainadoras reunidasen la base.

13. CASOS AUTÓCTONOS (enfermedad). Son los casos de una enfermedad,que ocurren en un lugar determinado.

14. CEBO HUMANO. Es el hombre como atrayente de insectos, se usa paracolectar los insectos antropofílicos.

15. CICLO DE TRANSMISIÓN. Son todos los pasajes por diferenteshospederos, que tiene un organismo patógeno.

GLOSARIO

Las palabras incluidas en este glosario han sido usadas en el texto, y su significado está orientadoa su aplicación en el Sistema de Vigilancia Entomológica y de Reservorios del Perú.


16. CICLO DE VIDA. Son los cambios por los que pasa un organismo a lolargo de su vida.

17. COLECTA. Es el resultado de capturar insectos por unidad de tiempo.

18. CONTACTO VECTOR-HOMBRE. Son los momentos que los insectosvectores se acercan al hombre para picarle.

19. CONTROL BIOLÓGICO. Cuando se usa organismos que de algunamanera matan a los insectos (Bacillus thuringiensis, peces, hongos, etc.).

20. CONTROL QUÍMICO. Cuando se usa sustancias químicas producidasartificialmente, para eliminar los insectos.

21. CRIADERO. Es el cuerpo de agua donde se desarrollan los estadíos larvalesy de un insecto.

22. CRIADERO ARTIFICIAL. Es una construcción hecha por el hombre, queen algún momento se llena de agua, y los mosquitos ponen huevos y sedesarrollan sus larvas.

23. CUERPO DE AGUA. Es cualquier acumulación de agua, grande opequeña, estancada o en movimiento.

24. DENSIDAD POBLACIONAL. Es la expresión de la abundancia de unaespecie, se da en número por unidad de tiempo.

25. DEPRESIÓN DEL TERRENO. Es una hendidura producida por un cursode agua o desmoronamiento de rocas, que deja un vacío en la superficiedel terreno.

26. DETRITUS. Restos de plantas, animales, excrementos, desintegrados ydescompuestos que se acumulan, y allí ponen huevos y desarrollan laslarvas de Lutzomyia.

27. DINAMICA DE POBLACIÓN. Es la variación de la densidad de la poblaciónde un organismo a lo largo del tiempo.

28. DISTRIBUCIÓN GEOGRÁFICA. Son todas las zonas (valles, distritos,provincias, departamentos, etc.) en donde ha sido reportado un mismoorganismo.

29. DOMICILIADO. Cuando un vector invade la casas para buscar refugio yalimentarse con sangre.

30. DOSEL ARBÓREO. Es la copa de los árboles.

31. DRENAJE. Es un vaciamiento de agua de pozas y otros cuerpos de agua.

32. ECOLOGÍA. Es la ciencia que estudia las relaciones de los seres vivosentre sí y su medio ambiente.

33. ECOSISTEMA. Es el complejo formado por poblaciones de organismosvivos y elementos inertes o físicos, que interaccionan entre sí originandoun sistema estable.


34. ELISA. Es una técnica de inmunoabsorción enzimática usada para detectarantígenos en diversos tipos de muestras.

35. ENDÉMICO. Es un organismo o enfermedad que ocurre solo en un áreadeterminada, su distribución geográfica está restringida a esa área.

36. ENDOFAGIA. Cuando un insecto se alimenta dentro de las casas queinvade.

37. ENDOFILIA. Cuando un insecto entra a las casas y las usa como refugio.

38. ESPEJO DE AGUA. Es la superficie de un cuerpo de agua.

39. ENTOMOLOGÍA MÉDICA. Parte de la Entomología que estudia losartrópodos que ocasionan daño o transmiten microorganismos patógenosal hombre.

40. ESTADÍOS INMADUROS. Son las etapas de desarrollo de un insectoprevias al adulto (huevo, ninfas 1-5 o huevo, larvas 1-4, pupa).

41. EVALUACIÓN. Es la determinación cuantificada de las características delas poblaciones de vectores y reservorios.

42. EXOFAGIA. Cuando un insecto se alimenta fuera de las casas.

43. EXOFILIA. Es cuando un insecto reposa fuera de las casas.

44. FAUNA. Es la relación de especies de animales que ocurren en una zonadeterminada.

45. FISIOGRAFÍA. Son las características, modificaciones y evolución del relievedel terreno de una zona determinada.

46. FLORA. Es la relación de especies de plantas que ocurren en una zonadeterminada.

47. FUENTE DE ALIMENTACIÓN. Son los animales que son picados por losinsectos y de los cuales se alimentan de sangre.

48. HOSPEDERO. Es el animal o hombre que recibe un patógeno, un insectoes hospedero intermediario.

49. IMAGO. Es el estadío adulto de un insecto.

50. INCIDENCIA. Es el número de casos nuevos de una enfermedad en unapoblación en un momento dado, y se expresa en valores para 1000habitantes.

51. INDICADORES AMBIENTALES. Son los elementos que rodean al vectoren las zonas donde ocurre (flora, fauna, cuerpos de agua, característicasdel agua de criaderos, etc.)

52. INDICADORES ENTOMOLÓGICOS. Son las características específicas ycomportamiento de una población de una especie de vector en una zonadeterminada.


53. INDICADORES METEOROLÓGICOS. Son los elementos climáticos queinfluencian la actividad de los vectores (temperatura, precipitación, vientos, etc.).

54. INDICADORES SOCIALES. Son las condiciones en que vive la poblaciónhumana y las actividades que la gente realiza.

55. INFESTACIÓN (por un insecto). Es cuando un insecto invade un áreageográfica.

56. INFECCIÓN TRANSOVÁRICA. Es la transmisión vertical de la infecciónde un insecto hembra infectado a su progenie a través del huevo; se hareportado en virus.

57. INSECTO. Es un artrópodo que posee tres pares de patas, pueden seralados o no.

58. INSECTOS DAÑINOS. Son los insectos plagas agrícolas.

59. INSECTOS MOLESTOS. Son los insectos que por su abundancia, en algúnmomento ocasionan daño al hombre (picaduras de mosquitos Culex,plagas de langostas, Paederus spp. por latigazo, orugas urticantes, etc.).

60. INSECTOS UTILES. Son los insectos que el hombre usa directa oindirectamente para su provecho (como alimento, predatores de larvasdañinas, abejas, mariposas, etc.).

61. INSERVIBLE Todo tipo de materiales en desuso o abandonados en techosy casas. En lugares donde llueve mucho o se inunda, los inservibles puedenretener agua, donde pueden desarrollarse las larvas y pupas de mosquitosvectores.

62. LEISHMANIA. Protozoar io parás i to agente patógeno de laleishmaniasis cutánea andina (Leishmania peruviana) y leishmaniasismucocutánea o espundia (Leishmania braziliensis). La infección seencuentra en piel, y la espundia además en las mucosas de la nariz ylaringe.

63. MAPA ENTOMOLÓGICO. Es la ubicación en un mapa, de los lugaresdonde se ha colectado los vectores. Los mapas entomológicos puedenser por especie de vector, y por unidades geográficas (por distritos,provincias, departamentos, etc.).

64. METAMORFOSIS. Son las transformaciones de un insecto durante sudesarrollo (huevo-ninfas 1-5-adulto o huevo-larva 1-4-pupa-adulto).

65. METAXÉNICAS. Son las enfermedades que son transmitidas al hombrepor insectos.

66. MIGRACIÓN. Es el movimiento de la población humana para establecerseen nuevos lugares.

67. NO DOMICILIADO. Cuando un insecto no invade la casas, ni se alimentadentro, y realiza sus actividades en ambientes rurales.


68. PATÓGENO (agente): Son los organismos causantes de enfermedades(bacterias, virus, protozoarios, hongos, helmintos, etc).

69. PCR. Técnica de la reacción en cadena de la polimerasa. Esta técnicapuede detectar la presencia de pequeñas cantidades de una porción delADN de una especie en particular, reproduce millones de copias del ADNde la especie problema y lo detecta.

70. PERIDOMICILIAR. Ambiente en los alrededores de la casas, para el Sistemade Vigilancia Entomológica, 10 metros a la redonda.

71. PERIURBANO. Ambientes en los límites de los centros poblados.

72. PLASMODIUM. Protozoario parásito de la sangre, los más importantesson P. falciparum y P. vivax, especies que parasitan al hombre en todo elmundo, causando malaria o paludismo.

73. PRECIPITINA. Técnica para determinar la sangre de la que se alimentó uninsecto, se basa en la reacción antígeno-anticuerpo que precipita y seobserva como grumos, el antígeno es la sangre en los insectos alimentados,y el anticuerpo es el antisuero contra suero de diferentes animales.

74. PREVALENCIA. Es el número total de casos de una enfermedad acumuladosdurante un año.

75. PROMASTIGOTE. Es la forma flagelar y con movimiento, de lostrypanosomatídeos (Leishmania, Trypanosoma).

76. PROTECCIÓN INDIVIDUAL (contra insectos). Son las medidas que elhombre usa para que los insectos no le piquen (mosquitero, repelentes,mangas largas, etc.).

77. PUESTO DE VIGILANCIA. Es la localidad elegida para realizar la rutina decolecta de vectores para la vigilancia de artrópodos y roedores.

78. PUPA. Último estadío inmaduro de insectos holometábolos, de la pupa emergeel adulto o imago.

79. REGISTRO SISTEMÁTICO. Es la anotación de datos e información conun sistema de muestreo por unidad de tiempo (semanal, mensual,bimensual, trimestral, anual, etc.).

80. RESERVORIO. Animal que naturalmente está infectado con un patógeno,y es la fuente donde los vectores se infectan al picarle y alimentarse consu sangre. El reservorio no hace síntomas de la enfermedad.

81. RESERVORIO POTENCIAL. Animal que puede ser infectado y ser fuentede un patógeno para que los vectores adquieran ese patógeno.

82. RESISTENCIA A INSECTICIDAS. Es la habilidad natural o genética deindividuos de una población de insectos de una especie determinada,para sobrevivir a la exposición a un insecticida a concentraciones quenormalmente son letales.


83. ROEDOR. Mamífero unguiculado, con dos incisivos en cada mandíbula,largos, fuertes y encorvados.

84. SANEAMIENTO. Medidas destinadas a favorecer las condiciones higiénicasde una comunidad.

85. SUSCEPTIBILDAD A INSECTICIDAS. Es cuando una población de insectosde una especie determinada muere la exposición a un insecticida.

86. TRANSMISIÓN. Acto en el que un vector infecta a un animal o el hombrecon un patógeno, que específicamente propaga.

87. TRYPANOSOMA: T. cruzi. Protozoarios parásitos agente patógeno de laEnfermedad de Chagas o trypanosomiasis americana. La infección seencuentra en sangre y órganos.

88. VEGETACIÓN. Es la cobertura vegetal característica de una zonadeterminada (boscosa, arbustiva, herbácea, pajonal).

89. VECTOR. Insecto que transmite un agente patógeno de un animalu hombre infectado a otro.

90. VECTOR POTENCIAL. Otras especies del mismo género o de la mismafamilia de aquellas comprobadas como vectoras y que ocurren en unamisma zona.

91. VIGILANCIA ENTOMOLÓGICA. Es el conjunto de actividadesorganizadas, programadas y orientadas al registro sistemático deinformación sobre las poblaciones de vectores, con la finalidad de predecir,prevenir y/o controlar los daños que causan y enfermedades quetransmiten.

92. ZOOFILIA. Cuando un insecto pica y se alimenta de sangre de animalesdomésticos y/o silvestre.

Este Libro se terminó de imprimir en los talleres gráficos deNRC Corporación Gráfica S.A.C.Telefax: 460-3829 Telf.: 927-7292

Lima - PerúMayo, 2002

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