josÉ augusto arruÉ tobar
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EVALUACIÓN DE UN BLEND NUTRICIONAL EN LA CALIDAD
DEL HUEVO DE UN SISTEMA INTENSIVO DE GALLINAS DE POSTURA
Tesis presentada como requisito para optar al grado de
Magíster en Sistemas de Producción Animal
por:
JOSÉ AUGUSTO ARRUÉ TOBAR
Comité de Tesis: Profesor Guía:
Fernando Bas M. Profesores Informantes:
María Angélica Fellenberg P. Marcelo Hidalgo C.
Noviembre 2018
Santiago-Chile
PONTIFICIA UNIVERSIDAD CATÓLICA DE CHILE FACULTAD DE AGRONOMÍA E INGENIERÍA FORESTAL
DIRECCIÓN DE INVESTIGACIÓN Y POSTGRADO MAGÍSTER EN SISTEMAS DE PRODUCCIÓN ANIMAL
AGRADECIMIENTOS Al profesor Fernando Bas, por su disposición, paciencia y apoyo.
A los profesores Marcelo Hidalgo, María Angélica Fellenberg e Iván Peña por su prestancia y
colaboración para realizar esta investigación.
A la Empresa de Huevos Arizona y todo su personal por permitir y ayudar a desarrollar mi tesis
en sus instalaciones, sobre todo a Héctor Hidalgo, Carlos Suárez y Manuel Ruiz por orientar y
colaborar en su realización, pues todo este trabajo no hubiese sido posible sin su asistencia.
A DSM Nutritional Products por facilitar el programa nutricional y por permitir utilizar sus
instalaciones e instrumentación para el análisis de los huevos.
A Felipe Peña y Miguel Ángel Salazar, por su excelente disposición y ayuda constante durante
el transcurso del proyecto.
A mi familia, por ser una fuente de apoyo incondicional y permanente.
Para Carmen y María Luisa.
ÍNDICE
ABSTRACT ....................................................................................................................... 6
INTRODUCCIÓN ............................................................................................................... 2
Antecedentes generales ................................................................................................ 3
Producción y consumo de huevos .................................. ¡Error! Marcador no definido.
Alimentación en avicultura ............................................................................................. 6
Pelecha .......................................................................................................................... 7
Formación del huevo ..................................................................................................... 8
Biomineralización de la cáscara del huevo ................................................................... 10
Calidad del huevo ........................................................................................................ 14
Métodos para determinar la calidad del huevo ................ ¡Error! Marcador no definido.
Aditivos utilizados en la alimentación de monogástricos .............................................. 28
Blend Nutricional .......................................................................................................... 36
MATERIALES Y METODOS ........................................................................................... 40
Análisis estadístico ........................................................¡Error! Marcador no definido.3
RESULTADOS ....................................................................... ¡Error! Marcador no definido.
DISCUSIÓN Y CONCLUSIÓN ......................................................................................... 52
RESUMEN………………………………………………………………………………………....62
BIBLIOGRAFIA ............................................................................................................... 63
ÍNDICE DE TABLAS
Tabla 1. Caracterización de los huevos por peso según la clasificación de la Asociación
Gremial de Productores de Huevos de Chile. .................................................................. 19
Tabla 2. Relación entre las unidades Haugh y la calidad del huevo. ............................... 28
Tabla 3. Dieta galpón 3 (con tratamiento) y dieta Galpón 2 y 4 (sin tratamiento). ............ 40
Tabla 4. Especificaciones del Digital Egg Tester DET 6000 ............................................ 42
Tabla 5. Promedio de los valores obtenidos por muestra por galpón para vada variable
analizada ......................................................................................................................... 44
Tabla 6. Valores y relaciones de grosor y resistencia del cascarón obtenidos por los diversos
autores............................................................................................................................. 58
ÍNDICE DE FIGURAS
Figura 1. Esquema de la relación porcentual del crecimiento del ave de postura y el consumo
de alimento en pollas comerciales ..................................................................................... 7
Figura 2. Gráfico de las preferencias de los consumidores en varios países por el color de la
yema, utilizando como escala el abanico de color de yema de DSM. .............................. 26
Figura 3. Abanico de color para evaluar la pigmentación de la yema .............................. 27
Figura 4. Digital Egg Tester DET 6000. ........................................................................... 41
Figura 5. Valores promedio de las muestras por galpón para la variable "peso". ............ 45
Figura 6. Valores promedio de las muestras por galpón para la variable "altura de albumen"
........................................................................................................................................ 46
Figura 7. Valores promedio de las muestras por galpón para la variable "pigmentación" 47
Figura 8. Valores por muestra del galpón 3 para la variable "pigmentación" ................... 48
Figura 9. Valores promedio de las muestras por galpón para la variable "calidad interna"49
Figura 10. Valores promedio de las muestras por galpón para la variable "resistencia del
cascarón" ......................................................................................................................... 50
Figura 11. Valores promedio de las muestras por galpón para la variable "grosor del cascarón"
........................................................................................................................................ 51
Figura 12. Valores por muestra del galpón 3 para la variable "grosor del cascarón" ....... 52
1
Evaluation of a nutritional blend in egg quality of an intensive
system of lying hens
José Augusto Arrué Tobar
Abstract
José Augusto Arrué Tobar. Evaluation of a nutritional blend in egg quality of an intensive system of lying hens. Tesis, Magíster en Sistemas de Producción Animal, Facultad de Agronomía e Ingeniería Forestal, Pontificia Universidad Católica de Chile, Santiago, Chile. 73 pp. This study evaluated a feed nutritional blend’s incorporation effect on commercial hen diets regarding the following parameters: albumin height, egg weight, yolk pigmentation, internal quality (Haugh units), shell resistance and shell thickness. The experiment was carried out in the “Huevos Arizona” company, located in the Los Molles country estate, Quilpué, Valparaíso Region, Chile. For this investigation, only sheds 2, 3 and 4 were considered. The analysis of the parameters was executed under a completely randomized statistical design, in which the evaluated treatment was whether the shed was incorporated into the nutritional blend or not. The program was implemented only in shed 3, while sheds 2 and 4 kept their diets unmodified. Six samplings were carried out with a frequency of two weeks each. The samplings consisted of a random selection of 30 eggs from each shed, obtaining 90 eggs per sample (30 eggs from shed 2, 30 from shed 3 and 30 from shed 4). After selecting them, the eggs were analyzed using the Digital Egg Tester DET 6000 instrument. The addition of the Excelgg nutritional program did not significantly affect (p> 0.05) albumin height, internal quality, shell resistance or laying percentage. However, it did affect (p <0.05) the thickness of the shell and the yolk pigmentation, resulting in an increase in the thickness of the shell and an unquestionable increase in the color in the color of the yolk when obtaining higher values of pigmentation in the YolkFan ™ scale, respectively.
Key words: Nutritional blend, internal and external egg quality, enzyme, pigment, shell resistance, shell thickness.
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INTRODUCCIÓN
En la industria avícola los costos de alimentación son fundamentales para salvaguardar la
rentabilidad del sistema productivo, pues representan cerca del 70% de los costos totales de
la empresa. Las raciones son formuladas a mínimo costo, por lo que la relación entre el aporte
nutricional y el precio es de vital importancia al momento de seleccionar qué insumos utilizar
al definir las dietas. Por tal motivo, la búsqueda de nuevas alternativas alimenticias que
permitan disminuir costos y maximizar la productividad se ha vuelto primordial para alcanzar
el éxito comercial de las productoras avícolas.
Dentro de las alternativas existentes, se encuentran los aditivos alimentarios, sustancias que,
sin constituir por sí mismas un alimento ni poseer valor nutritivo, buscan incrementar la calidad
nutricional de los alimentos, el bienestar o la salud del animal. Las enzimas, son aditivos que
mejoran la digestibilidad de los nutrientes, presentándose como una opción para optimizar el
valor nutricional de los ingredientes utilizados en la alimentación de las aves al liberar
nutrientes y potenciar los valores nutritivos de insumos considerados de menor calidad.
Además de estos beneficios digestivos, existen otros aditivos que cumplen múltiples funciones
en términos de calidad de producto; mejorando y otorgando características muy preciadas por
los consumidores.
En gallinas de postura, se busca primordialmente mejorar la calidad interna y externa del
huevo, factores como el color de la yema y el estado de la cáscara (el cual tiene que ver
principalmente con su resistencia) adquieren relevancia en las preferencias de los
consumidores. La calidad del huevo, además de estar relacionada con los factores
anteriormente mencionados, también tiene que ver con características como: peso, forma,
color, grosor de cáscara, aporte nutritivo, entre otros, por consiguiente, la calidad del huevo se
considera un factor concluyente para su comercialización.
En Chile, el uso de aditivos en la dieta de gallinas ponedoras ha aumentado significativamente
en los últimos años debido a los marcados efectos que ha manifestado su inclusión, tanto en
la eficiencia alimenticia como en la calidad del huevo. Es por eso que el objetivo de este trabajo
es evaluar el efecto de un blend nutricional (mezcla de aditivos) sobre la calidad del huevo en
un sistema intensivo de gallinas de postura.
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1. Antecedentes generales
La industria avícola hoy en día satisface gran parte de la demanda de proteínas de la
población, ya sea a través de carne o huevos. Dentro de sus características, la industria avícola
se basa en la explotación de híbridos comerciales y genéticamente seleccionados para
producir carne o huevos: pollos de engorda o broilers que han alcanzado gran velocidad de
crecimiento y ponedoras de elevada capacidad de postura (Giacomozzi, 2014). En Chile, la
producción de carne es liderada por la de ave, alcanzando 740 mil toneladas al año
(Giacomozzi y Barrera, 2017), mientras que, a nivel mundial, se ubica en un segundo lugar,
solo superada por la de cerdo, con 89,7 millones de toneladas al año (equivalente a carne en
canal) (FIRA, 2016). En lo que respecta al huevo, se produjeron 1.320 billones de huevos en
todo el mundo en el año 2014 y se espera un aumento anual del 2,8% (Conway, 2015) mientras
que, en Chile, la producción industrial de huevos durante 2012 llegó a 3.076 millones de
unidades, mostrando un incremento de 3% con relación al año anterior (INE, 2013).
El desarrollo de la industria ha tenido lugar desde un nivel técnico y dinámico en cuatro factores
básicos, principalmente: genética, nutrición, técnicas de manejo y sanidad. De este modo, las
empresas avícolas en Chile se han integrado mayoritariamente de forma vertical, utilizando
líneas genéticas y alimentación que son comunes a nivel mundial, mientras que las prácticas
de manejos y programas sanitarios se adaptan dependiendo de la situación. De este modo, la
industria ha alcanzado una gran capacidad tecnológica y utiliza técnicas de producción
intensivas, tanto para el abastecimiento interno de huevos y carnes, como para el mercado de
carne de exportación (Barroeta et al., 2011). Dentro del sistema productivo, el 70% de los
costos se los lleva la alimentación, donde el maíz es el principal insumo, lo que provoca que
el negocio sea muy dependiente de la evolución del precio de este grano (Giacomozzi, 2014).
La industria del huevo se basa primordialmente en la comercialización de huevos frescos para
consumo, dejando como subproducto el guano de ave para la fertilización de suelos y, en
menor proporción, gallinas de desecho. Con respecto a los huevos frescos, las grandes
empresas avícolas exigen varias especificaciones con respecto a la calidad de sus productos
(Ahmadi y Rahimi, 2011). Estas especificaciones incluyen una serie de pruebas y análisis para
determinar la calidad de los huevos, sobre todo con respecto a la cáscara, pues como todo
producto natural, los huevos no presentan uniformidad en su estructura, por lo que necesitan
ser revisados y examinados antes de ser comercializados. De este modo, cualquier anomalía
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o imperfección genera la exclusión del producto; se eliminan huevos muy sucios, manchados
con sangre y, principalmente, con irregularidades en la cáscara.
Una baja calidad en la cáscara genera mermas económicas tan importantes que se considera
como uno de los grandes costos en la industria avícola. Por ejemplo, en Estados Unidos, los
menoscabos por ruptura del huevo en el lugar de producción son de un 8% aproximadamente
(Roland, 1977), mientras que las pérdidas ocurridas desde la recolección hasta que llegan al
consumidor se estiman en un 6,5% (Madison y Pérez, 1994). En Chile se producen
aproximadamente 3.200 millones de huevos al año, con una pérdida por ruptura atribuible a
calidad de la cáscara, de un 5% a 8 %, que significan US$ 4,8 millones al año (ODEPA, 2017).
Es por esto que desde hace un tiempo es necesario obtener productos de calidad y no solo
producir de manera eficaz y barata.
La calidad, además de estar relacionada con la cáscara, también tiene que ver con otras
características, tanto externas como internas. Los aspectos externos del huevo incluyen peso,
forma, color, grosor de cáscara, peso de cáscara, densidad de cáscara, y textura, entre otros.
Por consiguiente, la calidad del huevo se considera un factor concluyente para su
comercialización, pues es un aspecto relevante para todos los implicados de la cadena de
producción del huevo, desde los productores, pasando por los distribuidores, hasta el
consumidor final. Por tal motivo es que las grandes empresas productoras de huevos buscan
la máxima calidad en sus productos, y lo hacen, entre otras cosas, a través del empleo de
aditivos en la alimentación de las aves con el fin de incrementar su calidad nutricional. Los
aditivos son sustancias alternativas para mantener la flora intestinal beneficiosa y la salud
digestiva, donde se incluyen enzimas, probióticos, prebióticos, vitaminas, minerales, ácidos
orgánicos, entre otros (Ravindran, 2010).
2. Producción y consumo de huevos
A nivel nacional, se pueden encontrar dos sistemas productivos principales: producción de
huevos y producción de carne. Ambos sistemas presentan diferencias en cuanto a su
estructura, pero poseen un mismo objetivo de producción; obtener carne y huevos de óptima
calidad nutricional para el consumo humano en sistemas productivos lo más eficientemente
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posibles (González, 2004). No obstante, y a pesar de la alta calidad nutricional que el huevo
posee, sufre una fuerte competencia por parte de otras fuentes de proteína como son la carne
de ave, cerdo y vacuno. Esto ha llevado a los productores a incentivar el consumo de huevo
en la población, especialmente porque se ha demostrado mediante estudios científicos que
los huevos tienen poco efecto sobre el aumento de los niveles de colesterol plasmático en
humanos y que no están relacionados con el riesgo de padecer enfermedades
cardiovasculares, desestimando antiguos mitos y aumentando así su consumo (González,
2004).
Se estima que en Chile existen alrededor de 47,7 millones de aves con fines productivos. Del
total de aves, 26,7% corresponden a productoras de huevos para consumo (12,7 millones de
gallinas) (Giacomozzi, 2014). La industria del huevo en Chile está en manos de
aproximadamente 300 productores, donde 40 de ellos concentran el 80% de la producción, y
se ubican principalmente en la zona central del país. Conforman un gremio llamado
ChileHuevos y que, según sus estimaciones, el primer semestre del año 2016 se produjo más
de 900 millones de huevos a nivel nacional. De este modo, se puede evidenciar el gran
crecimiento que ha tenido Chile a nivel productivo; solo en el año 2013 la producción total
alcanzó los 3.214 millones de unidades, mientras que en 2014 llegó a 3.404 millones, y el año
2015 generó 3.550 millones de huevos. El presente año, se estima que la producción nacional
superará los 4.200 millones de unidades, casi 9% más que en 2017, la cifra más alta de la
historia, según El Mercurio, Economía y Negocios (12 de octubre de 2018).
A nivel mundial, China encabeza la lista de países productores, con una producción de
alrededor de 25 millones de toneladas de huevo de gallina para consumo en 2013, seguido
por Estados Unidos, India y Japón (FAO, 2015).
En lo que respecta a consumo, el año 2018 llegará a 225 unidades por persona, cifra que
representa un aumento de 8% frente al año anterior. Este valor ubica a nuestro país como el
quinto mayor consumidor de este producto en América Latina, después de México, Argentina,
Uruguay y Colombia. En 2015, Chile logró superar a mercados como Suiza, Holanda y el Reino
Unido en términos de consumo. ChileHuevos ha señalado que lo óptimo sería que cada
persona consumiera un huevo diariamente. Ese escenario supondría superar, incluso, a
países que hoy lideran en la ingesta de esta proteína, como Japón y México, que se aproximan
a los 350 huevos per cápita.
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3. Alimentación en avicultura
En lo que respecta a la alimentación de las aves, es usual utilizar maíz, soja, trigo, harina de
pescado, sorgo, aceites, etc. Alimentos ricos en nutrientes que, correctamente distribuidos en
la dieta, satisfacen los requerimientos nutricionales de las aves y asegurarán la formación de
un huevo de calidad. El objetivo de los programas alimenticios en ponedoras es alcanzar un
peso corporal óptimo y adecuado a la madurez sexual de la gallina. Un peso corporal óptimo
depende del consumo de nutrientes, el cual está determinado por la composición de la dieta y
el consumo de alimento (Strong, 1989).
El potencial genético de un ave, al momento de nacer, es inmodificable, por lo que, desde ese
día, el éxito depende de factores de manejo como alimentación, nutrición, sanidad, etc. En las
primeras 8 a 10 semanas de edad es esencial alimentar a las pollitas con una cantidad
adecuada de proteína y aminoácidos. El crecimiento temprano de una pollita dependerá más
de la proteína y los aminoácidos que de la energía, luego, al final del desarrollo, es necesario
que el ave joven consuma una cantidad suficiente de alimento energético (Campabadal, 1996).
El programa de alimentación más adecuado es aquel que permite obtener el peso adecuado
a la madurez sexual, pues tratar de corregir problemas de peso posterior a las 12 semanas de
edad es muy costoso, ya que durante las primeras 12 semanas el ave consume 3,14 kg de
alimento, lo que representa el 55% del consumo total y alcanza el 81% de su desarrollo; en
las siguientes seis semanas el ave consume 2,5 kg de alimento, valor que representa el 45%
del consumo total y el 19% de su desarrollo (Miles, 1994) (Figura 1).
7
Figura 1. Esquema de la relación porcentual del crecimiento del ave de postura y el consumo
de alimento en pollas comerciales. Crecimiento y consumo medido en porcentajes (%).
El ciclo productivo de las aves se inicia con la llegada de pollitas de 0 días de edad al plantel.
Luego, al iniciar su vida productiva a las 18 semanas de edad, son transferidas a los galpones
de postura donde son mantenidas durante toda su vida. La duración de la vida productiva de
las aves depende de cuántos ciclos de producción tengan, los que normalmente pueden ser
uno o dos. En el primer caso, las aves finalizan su postura a las 70 u 80 semanas de edad y
en el segundo y con pelecha incluida, continúan la postura incluso después de las 100
semanas de vida (CFSPH y USDA, 2013).
4. Pelecha
La pelecha (o muda forzada) es una técnica que consiste en someter a las aves a un “descanso
forzado”, el cual supone un rejuvenecimiento del tracto reproductivo de la gallina, asociado, en
primera instancia, a la involución del ovario, y eventualmente del oviducto, lo cual mejora
subsecuentemente la producción de huevos y la calidad de la cáscara (Buxadé, 2000). Debido
a esto, las gallinas pierden parte de sus plumas rápidamente y dejan de poner huevos en un
lapso de 3 a 5 días y luego del comienzo de la formación de las nuevas plumas, reinician
rápidamente la producción de huevos (Capella, 1980).
Una de las maneras de inducir el inicio la pelecha, es someter a las aves a un severo estrés
fisiológico-nutricional por un período corto. Dicho estrés fisiológico se desencadena al restringir
el consumo del agua durante 24 a 48 horas, y el alimento por un período que va desde 7 a 12
días, durante los cuales las aves sufren importantes cambios hormonales que provocan el
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cese de la postura (Capella, 1980). El ayuno al cual se someten las aves tiene un efecto sobre
las glándulas adrenales aumentando la síntesis de corticoesteroides los cuales provocan una
retroalimentación negativa sobre la producción de la hormona luteinizante (LH), con lo cual
disminuye la síntesis de esteroides en ovario. A su vez, aumenta la gluconeogénesis, lo que
ayuda al ave a mantener los niveles de glucosa plasmática durante el ayuno. Se observa un
incremento de la actividad de las aves en este período (Webster, 2003).
Por otro lado, la peleche forzada debe ser estricta, pero sin prolongarse en demasía, pues es
imprescindible que las aves puedan retornar a su vida productiva normal lo antes posible, para
que la detención temporal de la postura no se prolongue en exceso y origine una atrofia total
o definitiva del tracto reproductivo, lo cual acarrearía indudablemente un cese de postura
permanente (Sánchez, 2003). Durante este periodo, se monitorea de manera muy
cercanamente la mortalidad para que no sea elevada.
Una vez finalizada la vida productiva de las aves en postura, estas son reemplazadas mediante
la compra o producción interna de pollitas de un día, que se integran al proceso de crianza
hasta que alcanzan la edad de madurez sexual, cuando comienza nuevamente el ciclo de
producción (Giacomozzi, 2014).
5. Formación del huevo
Aproximadamente, una gallina ordinaria alcanza la madurez sexual en la semana 20 de vida,
situación que está influenciada por aspectos genéticos, nutricionales y ambientales
(fotoperiodo) y es en aquel preciso momento cuando inicia la vida productiva del ave.
El huevo se demora entre 24-26 horas en formarse completamente; en primer lugar, la yema
se desarrolla en el ovario a partir de un óvulo y el resto del huevo se va formando a medida
que se va movilizando por el oviducto hasta ser expulsado por la cloaca (Sturkie, 1965). El
ovario pesa 35 g aproximadamente, y se sitúa en la parte inferior de la cavidad abdominal,
cerca del riñón. Su aspecto de “racimo de uva” se lo confieren los folículos que están
agrupados uno junto al otro y se encuentran en distintas fases de crecimiento. Durante unos
10 días previos a la ovulación, ocurre la vitelogénesis, la cual consiste en el crecimiento rápido
de la yema dentro del folículo ovárico (0,06 g a 18 g de peso). La ovulación se produce cuando
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el folículo alcanza la madurez y se libera la yema que será captada por el oviducto (Hertelendy
et al., 1975).
La ovulación de la gallina está determinada por las hormonas producidas en la glándula
pituitaria y en los folículos. Para que la ovulación se produzca, deben confluir dos fenómenos:
primero, el folículo más grande (F1) debe madurar y ser capaz de producir progesterona. En
segundo lugar, que se produzca la liberación de la hormona luteinizante (LH) desde el cerebro
(lóbulo anterior de la hipófisis), fenómeno que solo ocurre en un margen de 6 a 8 horas al día
y siempre después del inicio del periodo de oscuridad. Entre ambas, la progesterona y LH,
existe un mecanismo de retroalimentación positiva que continua hasta la fase preovulatoria
produciéndose la ruptura del folículo. La liberación de la yema desde el ovario se produce de
8 a 10 horas después del peak de LH y la puesta del huevo se efectúa unas 24 horas después
(Houston y Nabaldanov, 1953).
La yema entra en el oviducto 24-26 horas antes de la ovoposición. El oviducto es un tubo de
salida de 60-70 cm de largo y 40 g de peso, que va desde la región del ovario hasta la cloaca.
Con relación a las distintas funciones que realiza, se describen cinco secciones: infundíbulo,
magno, istmo, útero o glándula cascarógena y cloaca. El infundíbulo es la entrada del oviducto,
el lugar donde la yema es capturada tras la ovulación. Tiene forma de embudo y el tiempo de
permanencia es aproximadamente 15- 30 minutos. Aquí se forman las dos capas más externas
de la membrana vitelina, que representan 2/3 partes del total y juegan un papel muy importante
en la protección de la yema, evitando la entrada de agua a partir de la clara. Además, el
infundíbulo es el lugar donde se puede producir la posible fertilización del huevo (Eiler et al.,
1970).
La formación del albumen se inicia en el magno y acaba en el útero y está compuesta por una
solución acuosa (90% agua) de proteínas y minerales. Estas proteínas (más de 40, de ellas
siete representan el 90%) tienen propiedades nutricionales y funcionales específicas y algunas
de ellas son únicas en la naturaleza. El magno es la sección más larga del oviducto y presenta
distintos tipos de células con especificidad en la producción de las diferentes proteínas que
forman el albumen. Las glándulas tubulares secretan ovoalbúmina y lisozima, entre otras, que
equivalen al 80% de los componentes de la clara (Gilbert et al., 1971).
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La síntesis proteica se efectúa de forma continua, pero aumenta cuando la yema entra en el
magno. La distensión tisular que produce la yema a su paso por el oviducto provoca la
liberación de las proteínas almacenadas en las células que se irán depositando durante las 3
horas y 30 minutos que tarda este proceso. Cuando el huevo sale del magno, el albumen
presenta un
aspecto gelatinoso denso ya que solo contiene un 50 % del agua, es decir, alrededor de 15 g.
El proceso de hidratación y estructuración del albumen acaba en el útero, está acompañado
de minerales, sobre todo sodio, potasio y bicarbonato (Crossley y Ferrando, 1978).
Al llegar al istmo el albumen empieza a rodearse de las fibras proteicas que constituirán las
dos membranas testáceas. El huevo en formación entra en el útero o glándula cascarógena 5
horas después de la ovulación. Aquí tiene el mayor tiempo de permanencia de 18 a 22 horas
y es donde se produce, fundamentalmente, la formación de la cáscara. En esta parte del
oviducto se reconocen dos secciones diferenciadas y se presentan varios tipos de células
secretoras.
El fluido uterino también contiene los precursores de las proteínas que constituyen la matriz
orgánica de la cáscara. La parte orgánica representa un 2 % del total de la cáscara y está
constituida por una mezcla de proteínas y glucoproteínas (70 %) con un 11 % de polisacáridos.
Esta matriz se integra en el crecimiento de las columnas de calcita, dando elasticidad y
consistencia a la cáscara. Los pigmentos, responsables de la coloración de la cáscara, son
porfirinas derivadas del metabolismo de la hemoglobina, los cuales se depositan las dos
últimas horas de la formación del huevo y dependen de la estirpe (Simkiss y Taylor, 1971).
Todo el conjunto de la cáscara está rodeado por la cutícula, que reduce las pérdidas de
humedad y la contaminación bacteriana. Finalmente, una vez formado el huevo, se producirá
la expulsión a través de la cloaca.
6.Biomineralización de la cáscara del huevo
La biomineralización es un proceso que consta de una serie de eventos secuenciales en los
cuales los minerales secretados en solución por células particulares se cristalizan y se
estructuran juntos, según un plan de construcción definida. Todos los elementos resultantes
de este proceso están compuestos por una fase inorgánica, frecuentemente minerales de
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calcio (aragonita, calcita, dahlita o hidroxiapatita), y una fase orgánica que puede estar
compuesta por proteínas (fosfoproteínas, glicoproteínas), polisacáridos, lípidos y
frecuentemente por una mezcla de ellos (Simkiss y Wilburu, 1989).
La biomineralización de la cáscara del huevo se realiza por poblaciones celulares
especializadas del oviducto, estas células forman una biocerámica resultante de la interacción
controlada entre fases orgánicas e inorgánicas (Heuer et al., 1992). El oviducto actúa como
una línea de ensamblaje en la medida que el huevo avanza a través de éste (Arias et al., 1993).
Químicamente esta biocerámica está compuesta de 1,6% de agua, 95,1% de minerales, de
los cuales 93,6% corresponden a carbonato de calcio en forma de calcita, 0,8% de carbonato
de magnesio y 0,73% de fosfato tricálcico, y finalmente 3,3% de materia orgánica. En ella
ocurre nucleación heterogénea primaria y secundaria a partir de las mamilas (Fernández y
Arias, 2000).
Estructuralmente la cáscara del huevo de las gallinas está constituida por cuatro capas, las
cuales del interior al exterior son:
6.1. Capa de las membranas de la cáscara
La capa de las membranas de la cáscara es la primera estructura que se origina alrededor de
la albúmina. Se forma específicamente en la región del istmo y está dividida en dos subcapas,
externa e interna, que en conjunto pesan 145 mg. Ambas permanecen íntimamente unidas a
través de toda la superficie interna de la cáscara, excepto en el lado obtuso del huevo donde
se separan. Cada membrana está formada por una red de fibras dispuestas en paralelo a la
superficie de la cáscara, constituyendo así la cámara de aire (Fernández y Arias, 2000).
Las estructuras fibrilares que forman ambas subcapas están compuestas principalmente por
colágeno tipo X (Fernández et al., 1997), que es secretado por las células glandulares del
istmo (Arias et al., 1991). Esta proteína se encuentra en el centro de las fibras de las
membranas de la cáscara (Fernández y Arias, 2000). El colágeno tipo X presente en estas
membranas, impide el depósito de calcio en ellas (Arias et al., 1997). Las fibras de colágeno
adquieren paulatinamente una superficie uniforme lo que sugiere un proceso secuencial de
fibrilogénesis (Fernández y Arias, 2000). La superficie interna de la membrana es lisa y
homogénea (Simons y Wiertz, 1963), lo que impide el paso de albúmina hacia los espacios
entre las fibras.
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Aproximadamente a las 5 horas post ovipostura, cuando la membrana externa está formada,
comienza la secreción de queratán sulfato en el istmo (Fernández et al., 2001), uno de los
principales componentes de los botones mamilares. La integridad y normal composición
química de las membranas son esenciales para la normal deposición y función de los botones
mamilares que componen la siguiente capa de la cáscara (Klingensmith et al., 1988).
6.2. Capa Mamilar
Esta capa se forma sobre la membrana externa de la cáscara y está constituida por las
mamilas, las cuales son pequeñas masas de material orgánico que proveen un molde sobre
el cual los iones calcio y carbonato se fijan y originan la trama de cristales de calcita. Su
formación comienza en el tercio terminal del istmo, donde el queratán sulfato, principal
componente de los botones mamilares, está involucrado en la nucleación de los primeros
cristales de carbonato de calcio (Arias et al., 1993). El crecimiento de los cristales de calcio
hacia el interior del huevo está limitado por las membranas de la cáscara (Arias et al., 1991).
Dentro de la mamila se distingue una zona basal que está en contacto con las membranas de
la cáscara, llamada región de reserva de calcio, la cual representa la principal fuente de calcio
para el embrión. La región de reserva de calcio es la zona de la mamila que sufre la
descalcificación a partir de la segunda mitad del desarrollo del embrión, lo que demuestra su
calidad de reservorio de calcio (Dieckert et al., 1993).
La estructura y la conformación de la capa mamilar son los factores determinantes de la solidez
de la cáscara. Existe, en efecto, una correlación entre la densidad de las mamilas (n° de
mamilas por cm2) y la solidez de la cáscara (Fujii, 1974).
6.3. Capa en empalizada
Esta capa corresponde a la capa más gruesa de la cáscara del huevo (200-350 µm), está
compuesta por una porción inorgánica, en base a carbonato de calcio en forma de calcita y
una orgánica, constituida principalmente por dermatán sulfato, que ayuda a la orientación,
crecimiento y morfología de la empalizada y que se conoce como matriz de la cáscara
(Fernández et al., 1997). Se estructura a partir de las mamilas, donde ocurre la nucleación de
13
los primeros cristales de carbonato de calcio en forma de calcita, constituyendo la base para
la formación de las columnas (Arias et al., 1993).
La formación de esta capa ocurre en la glándula de la cáscara propiamente tal,
aproximadamente a partir de las 6 horas post ovipostura. En esta zona del oviducto el huevo
permanece aproximadamente 20 horas, donde no sólo ocurre la mineralización de la cáscara,
sino que también existe hidratación de las proteínas de la clara lo que hace que el huevo tome
estrecho contacto con la pared de esta región (Solomon, 1991).
Dentro de la capa de la empalizada existen 3 subzonas: (1) zona de los conos: es la zona más
interna y está formada por cristales que presentan una menor orientación preferencial (Arias
et al., 1993). Los cristales de esta zona son los primeros en depositarse durante la formación
de la cáscara; (2) zona central: En esta zona, los cristales adoptan una orientación más
preferencial. Entre los cristales se encuentran abundantes vesículas de 250-300 mm que
contienen dermatán sulfato (Fernández et al., 2001); (3) zona de cristales verticales o lámina
exterior: es la zona más externa, tiene 3-8 µm de espesor y se encuentra por debajo de la
cutícula y corresponde a una región en la que los cristales se orientan preferentemente de
manera perpendicular a la superficie del huevo y contiene menor número de vesículas llenas
de gas entre los cristales que las zonas más profundas (Parsons, 1982).
Posteriormente, con el crecimiento de las columnas, estas se fusionan lateralmente lo que
contribuye a aumentar la resistencia a la deformación mecánica, si esta fusión no se lleva a
cabo la cáscara será más débil (Solomon, 1991). De lo anterior se desprende que el desarrollo
de las mamilas es fundamental para tener una cáscara de calidad.
6.4. Capa cuticular
Corresponde a la última capa de la cáscara. Su grosor es de 10 µm y cubre los poros
preservando el interior del huevo de la contaminación microbiana (Fernández y Arias, 2000).
De esta capa dependen algunas propiedades fundamentales de la cáscara, como son poner
término al depósito de calcio, regulación de la humedad, el intercambio hídrico y gaseoso y la
presencia o ausencia de pigmentación del huevo (Arias et al., 1993).
14
7. Calidad del huevo
Kramer (1951) define la calidad de un alimento como la suma de las características que
influyen en la aceptabilidad o la preferencia del consumidor por dicho alimento. Los
requerimientos del consumidor se basan en una serie de atributos, sobre todo en el contenido
comestible del huevo y en su función de servir como cámara embrionaria, y es precisamente
esta función la que demanda el cumplimiento de ciertos estándares de calidad. En este
sentido, la industria debe estar atenta a lo que demanda el consumidor, canalizando sus
esfuerzos para garantizar la máxima calidad del producto.
En un estudio realizado por la Asociación Española de Productores de Huevos (ASEPRHU) el
año 2001, el consumidor español evaluó como primer aspecto la frescura y seguridad del
producto, seguido de su valor nutritivo, alimentación de las gallinas, características
sensoriales, forma de crianza de las gallinas, comodidad del uso, origen, información del
empaquetado, impacto medioambiental de la producción, el precio y la marca,
respectivamente. Asimismo, el consumidor se ha vuelto cada vez más exigente al demandar
productos de buena calidad y la industria avícola no queda ajena a estas peticiones.
El consumidor chileno se basa en parámetros como el peso del huevo, tamaño del huevo,
color de la yema y el color de la cáscara al momento de elegir, prefiriendo un huevo grande y
de cáscara de color (Araneda, 2006). Estos parámetros son subjetivos y denotan la poca
madurez del mercado local en comparación con otros mercados más exigentes y más
informados.
Los defectos en la calidad del huevo de consumo son uno de los mayores problemas en la
industria avícola. Cerca del 10% de los huevos producidos no cumplen con los estándares de
calidad, por lo que no llegan al consumidor (Overfield, 1995). Defectos como roturas,
quebraduras, suciedades en la cáscara, manchas de sangre y carne, decoloración de cáscara,
entre otros, causan una gran pérdida a la industria, y si el huevo de inferior calidad llega al
consumidor, se genera una pérdida de confianza en el producto.
De este modo, la importancia de determinar la calidad de los huevos recae en conocer el
proceso de deterioro que éstos sufren a medida que transcurre el tiempo con relación a las
condiciones de almacenamiento. Además, es útil para describir las diferencias que tienen los
huevos al provenir de gallinas ponedoras genéticamente distintas, o cuando estas son
15
sometidas a diferentes condiciones medio ambientales y/o nutricionales (Silversides y
Villeneuve, 1994).
7.1. Calidad externa
Entre las características externas se encuentran: consistencia de la cáscara, variación del
peso y tamaño, forma y color del huevo (Martín, 2002), por lo tanto, un huevo de buena calidad
tiene una forma elíptica, con una cáscara limpia, suave (no rugosa) y brillante. La cáscara debe
estar libre de grietas y otros defectos. En las variedades de huevo blanco, la presentación de
la cáscara es de un color blanco puro y uniforme, mientras que, en las variedades de huevo
café, su aspecto es de un color marrón oscuro uniforme (Hy-Line International, 2017).
7.1.1. Consistencia del cascarón
La cáscara del huevo está compuesta por una cerámica biomineralizada constituida por
carbonato de calcio (CaCO3) incrustada en una matriz orgánica de proteoglicanos (Panheleux
et al., 1999). La biomineralización de la cáscara del huevo se realiza por poblaciones celulares
especializadas en el oviducto, las cuales secretan una solución de minerales que se cristalizan
y forman fases orgánicas e inorgánicas. El oviducto actúa como una línea de ensamblaje en
la medida que el huevo avanza a través de éste (Heuer et al., 1992).
La cáscara cumple la función biológica de servir como una cámara maciza durante el desarrollo
del embrión y de este modo, disminuir los impactos externos que son propios de las
condiciones naturales y de las conductas reproductivas de las aves que podrían dañar
mecánicamente al huevo. Al mismo tiempo, también debe ser lo suficientemente endeble al
término de la incubación para asegurar la salida del embrión (Arias et al., 1994). Otra de sus
funciones es regular el intercambio gaseoso entre el polluelo en desarrollo y el ambiente
externo, previniendo su contaminación con bacterias y otros patógenos, además de cumplir el
rol de envase para esta importante fuente de nutrientes a nivel comercial (Hunton, 2005).
La formación de la cáscara del huevo es un proceso que toma más del 80% del tiempo que
demora un huevo completo en formarse, el cual es entre 24 a 26 horas, por lo que es un lapso
altamente susceptible para alterar su calidad. La calidad de la cáscara está influenciada por
diversos factores: nutrición, edad, ciclo de postura, ambiente, patologías, entre otros (Fraser,
16
1996). Una baja calidad de cáscara puede provocar trizaduras y una posible pérdida o
contaminación del contenido del huevo, e incluso, un debilitamiento casi imperceptible de la
resistencia mecánica de ella, haciéndola más frágil a impactos físicos o penetración de
microorganismos patógenos (Arias, 1998). De este modo, se espera que una cáscara sea
gruesa, resistente, carente de trizaduras e impurezas (sangre o fecas) y de un color
homogéneo.
7.1.1.1. Calcio
Se estima que el útero de la gallina demanda Ca a una tasa de 100 a 150 mg h-1 (Cuca, 2005).
Hunton (2005) ilustra esto por medio de números: si el volumen sanguíneo de una ponedora
que pesa 1,5 kg es de alrededor de 75 ml, y la concentración máxima de calcio sanguíneo
posible es de 30 mg/100 ml, el máximo contenido de calcio presente en sangre sería
aproximadamente de 25 mg. El calcio contenido en la cáscara de un huevo de 60 g pesa
alrededor de 2,3 g, en otras palabras, 92 veces el nivel de calcio sanguíneo máximo de un
ave. A este ritmo, el Ca de la sangre se agotaría en 12 min, si no hay aumento de la absorción
del Ca dietario en el intestino y la tasa de recambio del hueso.
Sin embargo, con cantidades adecuadas de calcio en la dieta, la mayor parte de la demanda
se cubre por la absorción del Ca dietario en el intestino y en menor proporción, por la
movilización del Ca del hueso (Cuca, 2005). Para las aves menores a 42 semanas, Casaubon
(2002) recomienda un nivel de 3,25%, de Ca en la dieta, mientras que para gallinas mayores
a 42 semanas de edad y, especialmente, las sometidas a una temperatura ambiente elevada,
recomienda niveles >3,75%, o incluso superiores. De modo similar, Gutiérrez, et al. (2013)
indica que la mayoría de las dietas para ponedoras requieren de un 3,5 a un 4% de calcio para
satisfacer las exigencias productivas de un sistema de postura. Además, es recomendable
aportar el calcio en forma de partículas groseras, e incluso aportar un extra de este unas horas
antes del apagado de luces. Esto asegurará que haya calcio disponible para el animal en la
sangre y que se utilice para la formación de la cáscara, reduciendo la movilización de calcio
óseo y prolongando la vida del animal (Ortiz y Mallo, 2013).
La deficiencia de calcio resulta en menor producción de huevos y huevos de cascarón más
delgado, así como también tendencia a disminuir el contenido de calcio de los huesos, primero
por remoción completa de la médula ósea, seguida por una remoción gradual de hueso
17
cortical. Por último, los huesos se hacen tan delgados que pueden fracturarse de manera
espontánea, en especial en vértebras, tibias y fémures (Cuca, 2005).
Por otro lado, el exceso de calcio que se absorbe se excreta por los riñones; elevadas
concentraciones provocan impactación de uréteres y riñones, lo cual conduce a nefrosis. Las
aves muy jóvenes resultan más susceptibles. Puede haber mayor mortalidad por hiperuricemia
con depósitos de urato, debida al daño renal por dietas con mucho calcio. En pollitos jóvenes,
los cambios patológicos en pulmones resultan por el daño en el parénquima con depósitos de
calcio. Es posible que la nefrosis y los depósitos de uratos viscerales en pollitos vivos y
muertos en el cascarón se desarrollen por obstrucción renal por calcio. El calcio que no se
absorbe, permanece en el intestino y aumenta el contenido de agua en las heces de las
gallinas alimentadas con raciones ricas en calcio (Casaubon, 2002).
7.1.1.2. Temperatura
Las aves poseen una alta sensibilidad a los brotes de calor, por lo que no pueden soportar
temperaturas extremas por largos periodos de tiempo. Esto se debe a que las gallinas carecen
de glándulas sudoríparas, por lo que no pueden eliminar el calor a través del sudor.
Adicionalmente a esto, su cuerpo cubierto de plumas les dificulta disipar el calor interno y
externo. Las gallinas utilizadas actualmente deben consumir altas cantidades de alimento para
satisfacer los requerimientos nutricionales que el sistema productivo exige. Comer y digerir
este alimento genera mucho calor dentro de la cavidad interna de las aves, lo que repercute
en su rendimiento (Yahav et al., 1997a).
La temperatura interna de una gallina adulta es de alrededor de 40 °C – 41,6 °C. Si la
temperatura sobrepasa los 44 °C, podría ser mortal para la gallina. En contraste a lo que
sucede a bajas temperaturas, las gallinas resisten mucho mejor el frío que el calor ya que la
temperatura de su cavidad interna puede bajar a 23,8 °C y seguir vivas. Sin embargo, la
combinación del calor más humedad, puede ser mortal (Yahav et al., 1997b). Temperaturas
altas pueden desencadenar un descenso en el consumo de alimento de las aves debido al
estrés calórico que se puede generar. Esto interfiere significativamente en la cáscara ya que,
si disminuye el consumo de calcio, también lo hace su calidad, dada la alta presencia de este
mineral en el cascarón (Rodríguez et al., 2011).
18
Se ha demostrado que el estrés térmico provoca jadeo y alcalosis respiratoria,
incrementándose la frecuencia respiratoria, junto a la disminución del CO2 en el torrente
sanguíneo de la gallina, elevándose el pH en la sangre (con la consiguiente pérdida de agua
a nivel tisular), lo que produce que el riñón pierda mayor cantidad de bicarbonato para regular
el pH sanguíneo (Ajakaiye et al., 2010a). Además, durante el estrés calórico, las
concentraciones de las proteínas de unión de calcio: D28k, D9k (calbindinas) aumentan su
concentración en las células intestinales de las gallinas, disminuyendo las reservas medulares
de calcio en el tejido óseo, de forma similar a cuando se producen deficiencias de calcio en el
animal (Ebeid et al., 2012). Por ello, al haber concentraciones bajas de calcio y bicarbonato se
limita considerablemente el intercambio iónico en el útero de las aves, contribuyendo a reducir
la disposición de calcio en la cáscara (Ajakaiye et al., 2010b).
7.1.1.3. Ciclo de Postura
Cuanto mayor es la duración del periodo de postura, menor es la consistencia de la cáscara
del huevo. La gallina no produce la cantidad de CaCO3 necesario para cubrir los huevos de
mayor tamaño que pone durante la última parte del ciclo de postura (Star et al., 2015).
7.1.1.4. Genética
Las líneas genéticas utilizadas en los sistemas productivos han sido seleccionadas
genéticamente por factores como son el porcentaje de puesta y la calidad del huevo, entre
otros, por lo que el uso de las últimas estirpes comerciales suele venir acompañado de mejores
resultados en cuanto a la calidad de la cáscara (Hocking et al., 2003)
7.1.2. Peso y tamaño del huevo
Un huevo promedio pesa una media de 60 gramos. El reparto entre las diferentes partes es
aproximadamente: 60% clara, 30% yema, y un 10% la cáscara y membranas. Un tamaño
excesivo del huevo aumenta la susceptibilidad a la ruptura debido a que mientras más grande
sea, la cáscara es de menor grosor. Esto ocurre porque existe una estrecha relación negativa
entre la producción y el tamaño del huevo (WATTAgNet, 2015). Por otro lado, si el huevo es
muy pequeño, disminuye su valor comercial, pues es menor la cantidad de proteína ofrecida.
En el caso de que los huevos sean demasiado grandes, no caben en las bandejas, por lo que
19
la labor de almacenarlos se torna compleja, mientras que, al ser muy pequeños, estos no se
ajustan a los huecos que vienen en ellas ya que los espacios les quedan demasiado grandes.
Tabla 1. Caracterización de los huevos por peso según la clasificación de la Asociación
Gremial de Productores de Huevos de Chile (Chilehuevos).
*La categoría “Jumbo” es acuñada por Huevos Santa Marta de Liray S.A., entre otros, con el
fin de incluir entre sus productos huevos más grandes que los del mercado.
La comercialización de huevos en Chile se realiza por unidad o por docena, mientras que en
Europa y Estados Unidos es por unidad y docena, respectivamente. En general, en
Latinoamérica, los huevos se venden por cantidad, a excepción de México y Costa Rica, que
manejan la comercialización de huevo por peso, utilizando el kilogramo como unidad de
medida.
La preferencia por el tamaño de los huevos rodea los 60-65 g en Honduras (Reichmann y
Arias, 2016), al igual que en Colombia, con un calibre bastante similar (Instituto Interamericano
de Ciencias Agrícolas de la OEA, 1964).
En Chile, se realizó una encuesta a 384 personas, 192 hombres y 192 mujeres, de distintas
edades (48 personas menores de 21 años, 48 entre 21 y 30, 48 entre 31 y 50 y 48 mayores
de 50) y estratos sociales (192 personas del estrato social ABC1 y 192 del E y D) acerca de la
percepción de calidad del huevo (tamaño, estado, color y limpieza de la cáscara, entre otros)
a un grupo de consumidores de Santiago y se llegó a la conclusión que el tamaño grande (54
a 61 g) es el preferido por el total, todas las edades, ambos estratos y sexos (Araneda, 2006).
Tipos Peso
*Jumbo Más de 75 g
Súper extra 68-75 g
Extragrande 61-68 g
Grande 54-61 g
Mediano 47-54 g
Chico 40-47 g
Muy chico Menos de 40 g
20
7.1.2.1. Nutrición
Un aumento en el contenido proteico de la dieta provoca un aumento significativo en el tamaño
del huevo. Por lo tanto, el consumo excesivo o deficitario de proteínas, provocará una
alteración en el peso del huevo (North y Bell, 1993).
7.1.2.2. Ciclo de postura
Los huevos que la gallina pone al principio del ciclo productivo son más pequeños que
los que pone al final, pues se considera un crecimiento del tamaño de los huevos con respecto
al tiempo, mas no es un incremento uniforme. Durante la primera parte del ciclo productivo, el
tamaño aumenta rápidamente, pero después lo hace de manera gradual. Así lo evidenciaron
Galíndez et al. (2014) pues compararon casi 9.000 huevos y concluyeron que el peso del
huevo aumentó 0,23 g sobre el promedio por cada semana de edad de la gallina.
7.1.2.3. Edad y peso del ave al inicio del periodo de postura
La edad del ave y sobre todo el peso vivo del ave al inicio del periodo de puesta son
factores claves que determinan la producción y el tamaño del huevo durante el ciclo productivo.
El adelanto de la pollita, dentro de edades razonables, aumenta el número de huevos
producidas durante el ciclo de puesta, a expensas de un menor tamaño. Se estima que por
cada 100 g de peso corporal el huevo pesará aproximadamente un gramo extra. Debe tenerse
en cuenta que un adelanto excesivo del inicio de la puesta, sobre todo en lotes desiguales,
puede afectar al número de huevos producidos, con menores picos y reducción de la
persistencia (Pérez-Bonilla et al., 2012a).
7.1.2.4. Temperatura
El peso del huevo disminuye con el aumento de la temperatura ambiental (a partir de los 25
°C) a un promedio de 0,4 g por cada grado Celsius de incremento, produciéndose huevos de
menor tamaño y peso, debido a la incapacidad de termorregulación de las hembras
reproductivas, aunado a la pérdida de agua, CO2 y aumento de la cámara de aire del huevo,
con disminución irreversible de las Unidades Haugh (Van der Brand et al., 2008).
7.1.2.5. Refrigeración
21
El intercambio gaseoso a través de los poros de la cáscara es uno de los procesos que
intervienen en el deterioro del huevo, el cual se debe a la temperatura y humedad exterior. El
huevo va perdiendo agua y llenándose de aire, lo que genera una merma del peso. Sastre et
al. (2003) indican que peso del huevo disminuye un promedio de 0,1 gr/día en el caso de que
se mantengan refrigerados y 0,2 gr/día si se mantienen a temperatura ambiente.
7.1.3. Forma del huevo
Los huevos de gallinas domésticas exhiben una forma elíptica, quedando representada por el
índice morfológico (ancho/longitud * 100), el cual tiene un valor de 74%. Así, los huevos de
gallina miden en promedio 4,2 cm de ancho y 5,7 cm de longitud, los cuales son fáciles de
transportar y embalar. Los huevos muy largos están expuestos a daños mecánicos, mientras
que los huevos esferoidales dificultan su introducción en los envases preformados
(Scholtiyssek, 1996). Asimismo, Altunas y Sekeroglu (2008) señalan que los huevos más
largos que anchos tienen una fuerza de compresión menor, la cual podría interferir con su
transporte y almacenamiento.
7.1.3.1. Tipo de Luz
Pereira et al. (2017) experimentaron posturas con distintos tipos de luz (fluorescente,
incandescente, de vapor de mercurio y de vapor de sodio) y concluyeron que la forma del
huevo es influenciada por el tipo de luz que la gallina es expuesta, siendo el tipo de luz
proveniente de la lámpara de vapor de sodio la que proporcionó huevos más alargados. De
este modo, se recomienda considerar el espectro de luz de la fuente lumínica para la
adecuación del sistema de iluminación de los galpones avícolas, ya que esto afecta la calidad
de los huevos producidos.
7.1.4. Color del Huevo
El color del cascarón es propio de la línea genética de las gallinas que se está utilizando y no
afecta la calidad nutritiva del huevo, es decir, independientemente del color, su aporte nutritivo
es igual tanto en huevos de color como en huevos blancos. Antiguamente, los huevos para
22
consumo con cascaron café tenían más demanda, pero hoy día, tanto los huevos cafés como
los blancos provienen de gallinas acondicionadas en iguales circunstancias y con la misma
alimentación. Este último factor determina el sabor y el valor nutritivo del huevo (Zamorano
2001).
7.1.4.1. Genética
La coloración de la cáscara es un factor genético asociado a la raza/línea genética de la gallina
ponedora. De este modo, las razas o líneas genéticas con plumaje blanco ponen huevos
blancos, mientras que las razas que tiene las plumas y los lóbulos auriculares de color marrón
pondrán huevos de color pardo. Eso sí, ambos tipos de huevos cuentan con los mismos niveles
de calidad y contenidos nutricionales (Sastre et al., 2003).
7.2. Calidad Interna
Al romper un huevo y colocar su contenido en una superficie plana, la apariencia de la
albúmina debe ser de un color claro o ligeramente opaco, con apariencia de un gel y estar libre
de inclusiones (manchas de sangre y carne). Una yema en buenas condiciones presenta un
color uniforme que va entre amarillo brillante a anaranjado, y está fija en el centro del huevo
por las chalazas que no son excesivamente grandes. El contenido del huevo debe estar libre
de olor y contaminación microbiana (Hy-Line International, 2017).
7.2.2. Cámara de Aire
La cámara de aire es un espacio existente entre las dos membranas testáceas, la interna y la
externa, hallándose siempre en el polo más ancho y teniendo por misión proporcionar el aire
necesario al embrión al final del proceso de la incubación y pocas horas antes de que este
perfore la cáscara.
El huevo fresco carece prácticamente de cámara de aire al hallarse las dos membranas
adheridas entre sí, pero a medida que el huevo envejece se evapora el agua y la cámara
aumenta. Por lo tanto, hay que tener en cuenta el tamaño de la cámara de aire como factor
importante para la determinación de la calidad del huevo, debemos tomar en cuenta la altura
23
de esta cámara de aire y su inmovilidad, el volumen de aire que corresponde a la cámara de
aire no se mueve ni se desplaza de su posición al mover el huevo (Fernández y Arias, 2000).
Por lo tanto, la frescura es lo primero que hay que comprobar. Se debe reparar de la fecha de
consumo preferente, que puede aparecer en el envase o impresa en el huevo (Unión Europea).
Según el Reglamento Sanitario de los Alimentos de la República de Chile (2017), un huevo
fresco es aquel que tiene un período de almacenaje no superior a 8 días. Pasado este tiempo
ya no se considerará fresco, aunque ello no significa que no pueda comerse.
7.2.2.1. Tiempo de almacenamiento
Como se mencionó anteriormente, la cámara de aire en un huevo fresco es casi imperceptible,
mas aparece conforme el tiempo transcurre desde el momento de la postura. En huevos de 1
a 4 semanas la cámara de aire presenta una altura comprendida entre 4 y 6 mm, en huevos
de 6 semanas a 4 meses la cámara de aire supone 1/6 del huevo y su altura está comprendida
entre 11 y 18 mm y para los huevos de más de cuatro meses la cámara de aire ocupa un tercio
del huevo (Periago, 2007).
7.2.3. Clara o albumen
La albúmina está compuesta por agua y proteínas (fundamentalmente ovoalbúmina) vertida
por secreciones del epitelio del oviducto durante el paso del óvulo por este, cumple la función
de proteger de daños físicos al embrión durante la incubación y sirve como barrera biológica
frente a la invasión de microorganismos exógenos (London, 1982). La textura y firmeza de la
albúmina es indicativa de la frescura del huevo.
En la clara se distinguen dos partes según su densidad: el albumen denso y el fluido. El
albumen denso rodea a la yema y es la principal fuente de riboflavina y de proteína del huevo
mientras que el albumen fluido es el más próximo a la cáscara (Carbajal, 2006).
Las causas de la disminución de la calidad de la albúmina se manifiestan por la licuefacción
de la albúmina densa, lo que tiene como consecuencia la pérdida de la estructura interna y de
la organización espacial de las capas de albúmina y de la yema. Esto se debe a la liberación
de anhídrido carbónico desde el interior del huevo, tendiendo a equilibrar su concentración con
24
la tensión parcial de este gas en el aire circundante, con el consiguiente aumento del pH. Este
tiene un valor de 7,6 en un huevo recién puesto y se eleva a 8,5 después de 24 horas a 200°C,
alcanzando valores de 9,0 a 9,4 luego de algunos días. Tales modificaciones se aceleran
notablemente al aumentar la temperatura ambiente. Por efecto de la licuefacción de la
albúmina, el vapor de agua se escapa a través de la cáscara, lo que resulta en pérdida de
peso del huevo, contracción del contenido del huevo y aumento de la cámara de aire (Arias et
al., 2007).
También hay que tener en cuenta que la clara debe ser transparente y limpia. Se considera
así cuando está libre de impurezas, turbidez, manchas de sangres u otras partículas
anormales. También se debe tener en cuenta su consistencia, la albúmina de mayor calidad
es la más consistente (Redondo, 2003) y a medida que el huevo va envejeciendo, la proporción
de la albúmina fluida aumenta a expensas de la densa.
La albúmina contiene dos gruesos filamentos que, en forma enrollada, se dirigen desde la
yema a cada uno de los polos del huevo. Son las chalazas, siendo su misión la de mantener
a la yema en posición centrada, lo que hace que, con huevos viejos, al perder parte de su
resistencia, esta se desplace fácilmente (Panda, 1998).
7.2.4. Yema y color de la yema
La yema de un huevo está rodeada por un estrato bastante denso de albúmina y se encuentra
suspendida por un conjunto de cadenas proteicas denominado chalaza, lo que permite
mantenerse inmóvil a pesar de que el huevo se gire o se mueva (Soler et al., 2011). Las yemas
son una fuente importante de vitaminas y sales minerales, de hecho, toda la vitamina A, D y E
del huevo provienen de la yema. Además de que el huevo es uno de los pocos alimentos que
contienen vitamina D de forma natural. La yema de un huevo de gallina contiene casi toda la
grasa y el colesterol de los huevos y más de la mitad de las proteínas (Kopmann, 2012).
7.2.4.1. Tiempo
25
A medida que el huevo envejece o pierde claridad, la clara adelgaza y la yema tiende a
moverse de manera independiente y acercarse más al cascarón, por lo tanto, se torna más
visible (Centro regional de ayuda técnica de México, 1966).
7.2.4.2. Pigmentación
El color de la yema depende de la alimentación de la gallina, concretamente, de la proporción
entre pigmentos amarillos y rojos (xantofilas) presentes en el maíz que se le otorga en la dieta.
Dado que la yema tiene un alto porcentaje de lípidos en su composición, la asimilación de
pigmentos liposolubles modificará su coloración. Así, si la gallina consume plantas con gran
cantidad de carotenoides, estas sustancias se depositarán en la yema durante la formación
del huevo; por ejemplo, si la alimentación se basa en maíz o alfalfa, la yema tomará un color
amarillo medio, más intenso que si se alimentara a base de trigo o cebada, por otro lado, si la
gallina se alimenta de harina de maíz blanco, resultarán yemas pálidas, con tonalidades casi
descoloridas. De esta manera, el color de la yema de huevo puede variar desde el amarillo
pálido al anaranjado intenso (Surai et al., 2015)
Dicha variación es un factor de máxima importancia para la valoración de huevos en el
comercio, pues existen mercados que prefieren las yemas de colores muy amarillos, mientras
que en otros el color no es tan relevante (Redondo, 2008). Esto depende de la ubicación
geográfica, la cultura de comercialización y la tradición. Sin embargo, la mayor parte de los
consumidores a nivel mundial prefieren una yema con un tono amarillo-dorado (DSM, 2016).
26
Figura 2. Gráfico de las preferencias de los consumidores en varios países por el color de la
yema, utilizando como escala el abanico de color de yema de DSM.
Por otro lado, las manchas de sangre suelen aparecer en la superficie de la yema y son
pequeñas hemorragias que tienen lugar durante la ovulación; los colores pardos de estas
manchas se deben a la oxidación de estas por la alcalinización del albumen, con el que están
en contacto (Soler et al., 2011).
8. Métodos para determinar la calidad de huevos
Existen múltiples métodos para medir la calidad externa e interna del huevo, entre los más
utilizados se pueden mencionar: la resistencia de la cáscara; mediante la aplicación de presión
hasta que este se fisure o se rompa, el grosor de la cáscara, el pesaje del huevo, la
pigmentación de la yema y la medición de las unidades Haugh, entre otras.
La medición de la fuerza de ruptura se realiza mediante durómetros o texturómetros. De este
modo, se puede evaluar la dureza de la cáscara a través de la fuerza (N) que es capaz de
soportar el huevo hasta romperse. Por otro lado, el grosor de la cáscara se mide con un
micrómetro, el cual se mide a través de unidades métricas.
27
El color o pigmentación de la yema se puede medir a través de dos escalas: el índice de color
y la escala de Roche. El índice de color para la yema varía de -2 a +2 y se corresponde con
tonos que van de verdosos a amarillo, siendo los valores preferidos superiores a 0. La escala
de Roche mide la intensidad del color en función de unos patrones preestablecidos. El valor
medio para la escala de Roche es de 9, que es un valor normal, sin embargo, muchos
consumidores buscan intensidades cercanas o superiores a 10. Este tipo de valoración de la
pigmentación no hace referencia a un valor de calidad nutricional ya que los carotenoides
(precursores de la vitamina A) contribuyen poco a la coloración del huevo.
Figura 3. Abanico de color para evaluar la pigmentación de la yema. DSM.
La calidad de albumen se mide mediante unidades Haugh, la cual es una medida de la calidad
proteica del huevo basada en la altura de la clara (albúmina) (Monira et al., 2003), la introdujo
Raymond Haugh en 1937 (Kluger, 2010) y es bastante usada en la industria avícola para
valorizar cualitativamente la calidad del huevo. La altura, correlacionada con el peso,
determina el valor de la unidad Haugh (uH); mientras mayor sea dicho valor, mejor es la calidad
del huevo (el más fresco, de mejor calidad, tiene clara espesa). La fórmula para calcular esta
unidad es:
𝑢𝐻 = 100 ∗ log(ℎ − 1,7𝑤0,37 + 7,6)
uH = unidad Haugh.
h = altura de la albúmina, en milímetros.
w = peso del huevo, en gramos.
28
Tabla 2. Relación entre las unidades Haugh y la calidad del huevo.
Unidades Haugh Descripción cualitativa
90 Excelente
80 Muy Bueno
70 Aceptable
65 Marginal
60 Resistencia Consumidor
55 Pobre
50 Inaceptable
9. Aditivos utilizados en la alimentación de monogástricos
Los costos en alimentación de los sistemas de producción animal consideran hasta un 70%
del costo total, lo que evidencia la necesidad de trabajar en la optimización de esta. Es por
esto que se origina la necesidad de utilizar correctamente los componentes de las dietas,
considerando sobre todo los valores nutricionales, de modo que en las formulaciones se
disminuya el nivel de los ingredientes más costosos de la dieta.
Actualmente existe una gran variedad de aditivos y materias primas que son utilizados en la
alimentación animal. Su propósito es incrementar la satisfacción de las necesidades
alimenticias de los animales, aumentar el aprovechamiento de los nutrientes contenidos en los
alimentos e influir positivamente en la producción, la actividad o el bienestar de los animales,
especialmente actuando en la biota gastrointestinal o la digestibilidad de los piensos (Kan et
al., 1998)
Dentro de los aditivos más utilizados en la industria avícola se pueden encontrar: enzimas,
prebióticos, probióticos, ácidos orgánicos, aceites esenciales, pigmentos, vitaminas y
minerales, entre otros.
29
9.1. Enzimas
Las enzimas son proteínas de estructura tridimensional sumamente compleja. Actúan sólo en
condiciones específicas de temperatura, pH y humedad, y sólo frente a sustratos específicos
(Bühler et al., 1998). Se encuentran presentes en todos los sistemas biológicos y son
catalizadores muy eficaces, acelerando o posibilitando diversas reacciones químicas.
El empleo de enzimas exógenas tiene como fin mejorar la eficiencia en el aprovechamiento de
los nutrientes y así aumentar los resultados productivos. El valor nutritivo potencial de las
materias primas usualmente no logra concretarse debido a las diversas limitaciones generadas
por la presencia de una serie de factores antinutricionales y la falta o la insuficiencia de
enzimas endógenas, propias del sistema digestivo, que puedan romper los enlaces químicos
y permitan la liberación de los nutrientes. Por lo tanto, el propósito de utilizar enzimas en
alimentación animal es reducir los factores antinutricionales de los sustratos de destino y
mejorar la utilización global de nutrientes (Oliveira y González-Molero, 2007).
Entre las enzimas más utilizadas en la alimentación animal se encuentran (Bühler et al., 1998):
• Fitasa: cataliza la hidrólisis del ácido fítico. Se utiliza para aumentar la disponibilidad
del fósforo vegetal.
• Amilasa: Las amilasas son enzimas que catalizan la escisión del almidón y actúan
sobre la digestibilidad energética al exponer más rápidamente el almidón a la digestión
intestinal (Bedford y Pack, 1998). Se distinguen, entre otras, la α-amilasa, que escinde
los enlaces α-glucosídicos en el interior de la molécula del almidón y la -amilasa que
escinde las moléculas de maltosa (Bühler et al., 1998). La amilasa se emplea en dietas
basadas en maíz.
• Celulasa: cataliza la hidrólisis de la celulosa. Se utiliza en dietas que presentan
subproductos de molinería como los afrechos debido al alto contenido de paredes
celulares que estos presentan.
• Proteasa: participa en la hidrólisis de las proteínas dietarias. Muy utilizadas en dietas
basadas en soya, debido a su acción al degradar los inhibidores de tripsina y lectinas.
30
• Xilanasa: enzima que hidroliza los enlaces internos β-1,4 de los arabinoxilanos. Se
utilizan en dietas que contienen trigo y centeno, aunque también se ha descrito un
efecto positivo al ser incorporadas en dietas con maíz.
• β-glucanasa: cataliza la hidrólisis de los β-glucanos presentes en insumos como la
cebada y el centeno.
Para efectos descriptivos se revisará con mayor detención el funcionamiento de la fitasa:
9.1.1. Fitasa
Los mayores constituyentes de las dietas de aves son los granos y sus subproductos.
Aproximadamente un 60-80% del fósforo presente en las plantas se encuentra como ácido
fítico o sus sales (Kornegay, 2001). La liberación de este fósforo en aves es sólo posible
mediante la acción de la enzima “Fitasa”. La hidrólisis del ácido fítico (IP6) genera productos
como el inositol-5 fosfato (IP5), luego el inositol-4 fosfato (IP4), inositol-3 fosfato (IP3), inositol-
2 fosfato (IP2) y para terminar el inositol-1 fosfato (IP1), siendo estos últimos tres capaces de
atravesar la barrera intestinal (Pointillart, 1994). Según Nys et al. (1996), existen 4 tipos de
actividad fitásica: la fitasa intestinal presente en las secreciones digestivas, fitasa presente en
algunos ingredientes vegetales, fitasa obtenida de la flora residente y la fitasa producida por
microorganismos exógenos.
En términos de aditivos, la fitasa utilizada es la producida por microorganismos exógenos.
Diversos microorganismos son capaces de sintetizar la enzima fitasa, entre ellos bacterias,
hongos y levaduras (Kornegay, 2001). Según la clasificación de las enzimas, la fitasa
microbiana corresponde a una hidrolasa 3-fitasa (E.C. 3.1.3.8) que escinde primero el grupo
fosfato de la posición C3 (Pallauf y Rimbach, 1995). Las fitasas microbianas difieren de las
vegetales y las intestinales en que poseen un rango de pH óptimo de 2 a 5,5, lo que las hace
aptas para actuar en el tubo digestivo de los animales (Pointillart, 1994).
En la actualidad las fitasas exógenas son usadas en las dietas de las aves para hidrolizar el
fósforo fítico, haciéndolo más disponible para satisfacer sus requerimientos de fósforo
inorgánico (Maenz, 2001). La utilización de dichas enzimas se hace necesaria ya que las aves
poseen una actividad fitásica prácticamente insignificante, lo que es evidenciado por los bajos
31
niveles de P fítico en el organismo. Por otro lado, su adición tiene un efecto positivo sobre el
cascarón, sobre todo en su espesor (Sanmiguel, 2011). De este modo, la calidad de la cáscara
es un factor determinante al momento de considerar el requerimiento de fósforo. Garlich (1979
citado por Frost y Roland, 1991) especula que la hipofosfatemia estimularía la actividad de la
enzima 1-α-hidroxilasa en riñón, enzima que hidroxila la 25-OH colecalciferol, transformándola
en 1-25 (OH)2 colecalciferol, el metabolito activo de la vitamina D3. Esto se traduce en un
aumento en la absorción intestinal de fósforo, un incremento en la resorción ósea de calcio y
fósforo debido a la activación de los osteoclastos y un aumento en la reabsorción de calcio y
fósforo en riñón (McDowell, 1992). De este modo, habrá una mayor disponibilidad de P y Ca
para la Biomineralización del cascarón, teniendo en cuenta, obviamente, una actividad fitásica
adecuada que impida una hiperfosfatemia.
La importancia del uso adecuado del fósforo recae principalmente en que este mineral cumple
funciones esenciales en los procesos metabólicos y del desarrollo estructural del sistema óseo
del ave (Scott et al., 1982; NRC, 1994; Cuca et al., 1996), por lo tanto, tiene una estrecha
relación con el calcio, el cual es el componente principal del cascarón (aproximadamente un
95% de su contenido es carbonato de calcio) y es requerido en gran cantidad para su
formación (Maenz, 2001).
Cabe mencionar que, contrariamente a lo que se puede pensar, la absorción del calcio
disminuye al incrementarse la cantidad ingerida de este mineral, por lo que, si a las dietas se
les añade un alto porcentaje de calcio, su absorción se vería reducida al igual que su
deposición en el cascarón (Roland, 1992). Es por esto que al formular dietas se debe
considerar que una parte del calcio debe estar encauzada a reponer el movilizado desde los
huesos y otra, directamente a la deposición en el cascarón, por tanto, el calcio destinado a la
reposición ósea debe ir acompañado de fósforo inorgánico, por ejemplo, fósforo cálcico o
fósforo fítico, mientras que el calcio que va directamente a la deposición en el cascarón podrá
proceder de otra fuente de calcio diferente como el carbonato o el bicarbonato cálcico
(Englmaierová et al., 2015).
9.2. Probióticos
Los probióticos son microorganismos viables usados como aditivos alimentarios para animales
monogástricos. El concepto del probiótico se basa, fundamentalmente, en la idea que el aporte
32
directo de cultivos microbianos puede afectar la composición de la microbiota intestinal. Se
utilizan algunas cepas seleccionadas de microorganismos, que se estima que posean efectos
benéficos sobre los procesos digestivos o la salud del animal. En el caso de los cerdos y aves,
los microorganismos probióticos usados con más frecuencia son Enterococcus faecium y
Bacillus spp. formador de esporas (Kelly, 1998).
Los probióticos se establecieron como una nueva categoría de aditivos alimentarios en la UE
hace aproximadamente 20 años y, en la actualidad, hay más de 40 preparaciones aprobadas
para uso en nutrición animal. En Estados Unidos estos productos se suelen vender como
microorganismos de alimentación directa (direct-fed microbials). Los modos de acción de los
probióticos aún no han sido plenamente caracterizados, por lo cual, se discuten varias
hipótesis en la literatura (Simon et al., 2001).
La adhesión competitiva de los microorganismos probióticos a los receptores epiteliales puede
evitar que las bacterias patógenas se adhieran (la lógica detrás de la “exclusión competitiva”
(Kelly, 1998; Simon et al., 2001; Drisko et al., 2003; Nava y Dávila, 2004):
• Agregación de probióticos y un descenso en la población de bacterias
patógenas.
• Competición por nutrientes entre el probiótico y la bacteria indeseada.
• Mayor síntesis del ácido láctico y reducción del pH intestinal.
• Producción de sustancias antibacterianas específicas.
• Reducción en la producción de aminas tóxicas y disminución de los niveles de
amoniaco en el tracto gastrointestinal.
• Efectos benéficos sobre el sistema inmunológico intestinal, mejor defensa
intestinal contra infecciones virales.
Se han descrito diversos beneficios de los probióticos microbianos, pero no siempre ha
sido posible aportar evidencias científicas suficientes para apoyar dichas mociones. Se han
observado solamente efectos limitados y variables en lo que se refiere a la promoción del
crecimiento y, en general, el “efecto probiótico” no es tan consistente como el que se observa
en el caso de los APCs (antibióticos promotores de crecimiento) (Kelly, 1998).
9.3. Prebióticos
33
El concepto de prebiótico fue inicialmente desarrollado e introducido por Gibson y Roberfroid
(1995) para la nutrición en humanos. Se basa en la alimentación con ciertos oligosacáridos no
digestibles para controlar o manipular la composición y/o actividad microbiana, ayudando de
ese modo a mantener una microflora benéfica (Zimmermann et al, 2001). Inicialmente,
diversos oligosacáridos, que son parte natural de las plantas, fueron considerados como
posibles prebióticos para la nutrición animal, como, por ejemplo, los fructooligosacáridos,
xilooligosacáridos, isomalto-oligosacáridos, trans-galactooligosacáridos, (TOS), manano-
oligosacáridos y algunos fructanos (inulina, lactulosa). Los niveles de inclusión en la dieta de
los posibles probióticos son generalmente del 0,1 al 0,5%, y muchos proveedores tratan de
venderlos como ingredientes del alimento balanceado, alegando regulación selectiva de la
microflora intestinal, reducción de patógenos y promoción de microorganismos benéficos (ej.
Bifidobacterias, lactobacilos). Roberfroid (2007) revisó este concepto para la nutrición en
humanos y concluyó que, solamente dos oligosacáridos no digestibles de la dieta – la inulina
y el TOS (mezcla de oligosacáridos derivados de la lactulosa por transglicosilación enzimática)
poseen todos los criterios necesarios para ser clasificados como prebióticos. Estos criterios
incluyen: resistencia a la acidez gástrica, a la hidrólisis por enzimas digestivas y a la absorción
gastrointestinal, fermentación por la microflora intestinal y estimulación selectiva del
crecimiento y/o actividad de aquellas bacterias intestinales que promueven la salud y el
bienestar. Lamentablemente, los efectos de dichos ingredientes sobre el desempeño de
animales de granja, como aves de corral y cerdos, no es uniforme.
9.4. Ácidos orgánicos
Los ácidos orgánicos y algunas de sus sales han sido adicionados a los alimentos compuestos
durante muchos años, especialmente para los lechones destetados precozmente y durante los
últimos años, se ha testeado en gallinas de postura con el fin de evitar la proliferación de la
Salmonella spp. El potencial de acidificación de la dieta, para superar la insuficiencia digestiva
y/o los problemas post destete en los lechones, ha sido estudiado durante mucho tiempo. La
eficacia del ácido fumárico, ácido cítrico, ácido fórmico, ácido láctico, ácido sórbico y también
algunas sales (formato de calcio, formato de sodio) ya ha sido demostrada. Estos compuestos
están aprobados oficialmente en la UE como conservantes alimentarios, sin embargo, algunos
de ellos se usan principalmente para estabilizar las condiciones sanitarias y mejorar el
desempeño, con niveles de inclusión en la dieta del 0,5 al 2,0% (Gabert y Sauer, 1994;
34
Partanen y Mroz, 1999). Para reducir los niveles de inclusión en la dieta y mejorar su eficacia
con costos económicamente viables, han aparecido en el mercado en los últimos años tanto
mezclas de ácidos orgánicos, como también formas revestidas de estos compuestos.
En la literatura se mencionan diferentes hipótesis sobre el modo de acción y los efectos
benéficos de los ácidos orgánicos, como, por ejemplo (Gabert y Sauer, 1994; Partanen y Mroz,
1999; Jamilah et al., 2008).
• Mejora de la palatabilidad y reducción del pH de la dieta;
• Efectos antimicrobianos y de conservación en el alimento balanceado;
• Reducción del pH gástrico y mejora de la actividad de la pepsina;
• Efectos sobre la microflora en el tracto gastrointestinal, reducción de los
coliformes y de la diarrea;
• Mayor digestibilidad de los nutrientes.
Desde julio de 2001, la UE aprobó el uso de diformato de potasio como aditivo alimentario y
se le incluyó en el grupo zootécnico de aditivos. En mayo de 2003, se aprobó el uso del ácido
benzoico como aditivo para cerdos en fase de crecimiento y engorde, con niveles de inclusión
del 0,5 al 1,0% y se le incluyó en el grupo de reguladores de acidez. Debido a su metabolismo
específico, este ácido orgánico presenta numerosos efectos benéficos (Torrallardona et al.,
2007). La suplementación de la dieta tiene como resultado una reducción del pH urinario,
además de la disminución en la emisión de amoniaco y mejora del desempeño de crecimiento.
Desde noviembre de 2006, el ácido benzoico con nivel de inclusión del 0,5% también fue
aprobado para uso en lechones destetados, como aditivo zootécnico. Debido a su actividad
antibacteriana y absorción más lenta, el ácido benzoico en la dieta también es capaz de
reducir, de forma significativa, la densidad y la actividad metabólica de la microflora intestinal
en los lechones (Kluge et al., 2006). Ensayos de equilibrio han confirmado efectos benéficos
significativos sobre la digestibilidad ileal aparente de la energía y el nitrógeno de la dieta, así
como también, un importante aumento en la retención de nitrógeno. En una serie de ensayos
de desempeño en cerdos, el ácido benzoico al 0,5% ha redundado en mejoras significativas y
repetidas de la tasa de crecimiento de los lechones después del destete.
9.5. Compuestos de Aceites Esenciales
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Este grupo de aditivos alimentarios, como son los compuestos de aceites esenciales, ha
demostrado potencial para reemplazar a los APC. Se trata de ingredientes activos presentes
en diferentes plantas y condimentos (ej. timol, carvacrol, eugenol). Debido a su actividad
antibacteriana, podrían ser capaces de alterar la composición de la microflora intestinal y
ejercer efectos benéficos sobre el desempeño de aves y cerdos. Actualmente, todos los
compuestos activos están listados en el grupo de agentes aromatizantes, de acuerdo con la
legislación de la UE. En el caso de las aves de corral, algunos autores han reportado efecto in
vivo sobre la microflora por algunas formulaciones específicas de compuestos de aceites
esenciales (EOC en inglés): Hume et al. (2006) demostró una alteración general de la
microflora; Mitsch et al. (2004) indicó una reducción de Clostridium perfringens; y Jang et al.
(2007) una reducción en el número de E. coli en el contenido ileocecal de pollos de engorde.
Aumentos en la producción de enzimas digestivas también fueron reportados por Lee et al.
(2003) y Jang et al. (2007).
Sin embargo, pocas veces se ha reportado impacto positivo sobre el desempeño solamente
con el uso de compuestos de aceites esenciales (EOC). En cambio, recientemente se ha
reportado que una combinación de ácido benzoico y compuestos de aceites esenciales mejora
el desempeño de pollos de engorde (Weber et al., 2012) y pavos (Giannenas et al., 2014).
Pese a que la eficacia de los compuestos de aceites esenciales en aves de corral se muestra
promisoria, es necesaria más investigación en el caso de los cerdos, para entender los
beneficios que estos compuestos de aceites esenciales pueden aportar, tanto utilizados de
forma aislada, como en combinaciones.
Los aceites esenciales y ácidos orgánicos han mostrado efectos beneficiosos para el
rendimiento productivo de las aves gracias a la modificación de la microflora intestinal al
asegurar la presencia de un número ideal de bacterias apropiadas en la parte correcta del
intestino (Jang et al., 2004; Levic et al., 2007; Kwakernaak et al., 2009). De este modo, al
maximizar la digestibilidad del alimento en el intestino delgado y reducir los niveles de bacterias
potencialmente patógenas en el intestino grueso, es posible incrementar la eficiencia de
utilización del alimento y, en consecuencia, el rendimiento productivo de las aves (Kwakernaak
et al., 2009).
Las mezclas de ácidos orgánicos y compuestos de aceites esenciales funcionan en sinergia a
través de los siguientes modos de acción: (1) los compuestos de aceites esenciales estimulan
36
la mayor secreción de enzimas digestivas clave como la lipasa, tripisina y amilasa y así hacer
más eficiente la digestión lipídica, proteica y del almidón, respectivamente, (2) los aceites
esenciales atacan la pared celular de ciertas bacterias, haciéndolas más permeables y
facilitando el ingreso de protones a su interior, (3) el ácido benzoico entra a la célula bacteriana
y reduce el pH intracelular, esto interrumpe las funciones celulares y agota las reservas de
energía conforme la célula trata de restablecer la homeostasis (Bruneton, 2001).
9.6. Vitaminas y minerales
Los multivitamínicos/minerales son suplementos que contienen una combinación de vitaminas
y/o minerales y, a veces, otros ingredientes. Se los conoce por diferentes nombres, como
vitaminas múltiples, polivitamínicos o simplemente vitaminas. Las vitaminas y los minerales
incluidos en los suplementos multivitamínicos/minerales cumplen funciones únicas en el
organismo.
9.7. Carotenoides
Los carotenoides son pigmentos naturales presentes en diversas estructuras de plantas y gran
variedad de animales, algas, hongos y bacterias. Los animales son incapaces de sintetizar
carotenoides y deben obtenerlos a través de su dieta, siendo estos compuestos importantes
por su función biológica como pro-vitamina A. Por este motivo, los carotenoides se entregan
como complemento por su uso como pigmentos naturales. Estos pigmentos son responsables
en las aves, principalmente, del color de las yemas de los huevos.
10. Blend nutricional
Este blend nutricional es un programa tecnológico comercializado por DSM que se define como
una mezcla de aditivos para aves de postura que tienen condición de producir gran cantidad
de huevos comercializables y de alta calidad, es decir, gallinas provenientes de producciones
intensivas. Los ingredientes permiten que estas aves expresen todo su potencial genético al
satisfacer sus necesidades nutricionales, incrementando sus índices zootécnicos y
manteniendo un buen estatus sanitario del plantel.
37
Este blend nutricional reúne la más alta tecnología nutricional desarrollada por DSM para
satisfacer los desafíos de la producción de huevos del futuro, la cual está enfocada en los
avances y las innovaciones que le permiten al sector alcanzar la máxima productividad con
productos de excelencia, DSM ha seleccionado ingredientes que eficientemente en el
desarrollo de las aves y en la calidad del huevo.
Estos son algunos de los beneficios generados por el blend nutricional para aves de postura
(DSM, 2017):
• Mayor cantidad de huevos hasta las 100 semanas.
• Alta persistencia de producción.
• Incremento en el grosor y en la resistencia de la cascara.
• Mejora de las Unidades Haugh.
• Mejor índice de yema y uniformidad en el color de la yema de huevo.
• Fortalecimiento del sistema inmune.
• Otros.
Dentro de los componentes del blend nutricional se pueden encontrar (DSM, 2017):
10.1. Renozyme ProAct®:
Renozyme ProAct® es una proteasa que rompe los complejos moleculares proteicos, con el
objetivo de que el organismo sea capaz de aprovechar sus compuestos aminoacídicos y
peptídicos. A pesar de que las proteasas existen naturalmente en el sistema digestivo de los
animales, la adición de una proteasa específica exógena puede mejorar la digestibilidad del
contenido proteico de una gran variedad de ingredientes, especialmente de proteínas de baja
calidad. De este modo, su uso puede aumentar la oportunidad de usar materia prima menos
costosa y de este modo, reducir los costos en alimentación. Su utilización también reduce la
excreción de nitrógeno y el impacto que ejercen los desechos en el medio ambiente. La
estabilidad de esta enzima se mantiene intacta durante todo el tracto gastrointestinal,
favoreciendo el rendimiento de otras enzimas alimentarias tales como las carbohidrasas y
fitasas.
10.2. Ronozyme®
38
Esta enzima digestiva es una fitasa que se caracteriza por mejorar la eficiencia en el
aprovechamiento del fósforo orgánico de los ingredientes del alimento mediante la hidrólisis y
la liberación de los grupos fosfato que componen el anillo de inositol del ácido fítico, haciéndolo
más disponible para el animal. Esta fitasa puede hidrolizar el ácido fítico, el cual tiene efectos
antinutricionales, reduciendo concretamente la digestibilidad de la proteína y del almidón,
reduciendo dichos efectos antinutricionales y mejorando, por lo tanto, el aprovechamiento de
la energía y de las proteínas, lo que contribuye a mejorar aún más el crecimiento y el índice
de conversión, mitigando la contaminación por nitrógeno (DSM, 2013).
10.3. Cylactin®
Cylactin® es un probiótico de alta calidad producido a partir de Enterococcus faecium,
proporciona una base sólida para el desarrollo del microbioma intestinal. Al colonizar el
intestino rápidamente y sintetizar substancias protectoras específicas, como el ácido láctico, y
un biofilm, contribuyendo para prevenir la adherencia de E.coli o Salmonella a las células
epiteliales, este producto brinda apoyo significativo para la salud intestinal.
10.4. CRINA® Poultry Plus
CRINA® Poultry Plus (CPP), una formulación eubiótica de compuestos de aceites esenciales
y ácido benzoico. Los aceites esenciales, como, por ejemplo, timol, eugenol y piperina,
mejoran la digestibilidad de los nutrientes al estimular la producción de enzimas digestivas y
mejorar el equilibrio de la microbiota intestinal. El ácido benzoico, por otro lado, es uno de los
ácidos orgánicos más eficaces en las dietas de aves, y es particularmente eficaz contra las
bacterias Gram negativas. Se ha demostrado una mejora consistente en la productividad, bajo
diferentes condiciones, indicando un efecto significativo sobre la tasa de puesta y la calidad
de la cáscara de huevo (especialmente el espesor y la resistencia de la cáscara) en Francia,
Brasil y China. También se ha demostrado que la sinergia entre los compuestos de aceites
esenciales y el ácido benzoico ayuda a mantener un alto desempeño de puesta y bajos niveles
de mortalidad en condiciones de desafío, como, por ejemplo, colibacilosis o estrés por calor
(Umar Faruk et al., 2012).
En el caso del blend nutricional, este posee CRINA® Poultry Plus (CPP), el cual contiene una
mezcla de compuestos de aceites esenciales (timol, eugenol y piperina) y ácido benzoico. El
39
timol y el eugenol interactúan con la membrana celular de las bacterias, haciéndolas más
permeables, lo cual facilita la entrada del ácido benzoico y su acumulación en la célula
bacteriana, conducente a interrumpir las funciones celulares y a la muerte del microbio. Esto
reduce los niveles de bacterias patógenas y mejora la eficiencia digestiva (Martínez-Alesón et
al., 2009). La piperina mejora los niveles de enzimas digestivas endógenas como la amilasa,
que participa en la digestión de los almidones y la lipasa que es responsable de las grasas.
Mayor número de enzimas significan mejor digestión. Las pruebas in vitro muestran que la
mezcla única de compuestos de aceites esenciales en CRINA® Poultry Plus (CPP) inhibe a
las bacterias potencialmente nocivas Gram positivas, particularmente a Clostridium
perfringens, pero también a las Gram negativas como Escherichia Coli. El ácido benzoico, por
su parte, mejora las condiciones del intestino y es particularmente inhibidor de las bacterias
Gram negativas, incluyendo a E. coli, Salmonella y Campylobacter (DSM, 2011).
10.5. Carophyll® Red 10% y Carophyll® Yellow 10%
CAROPHYLL® Red 10% y Carophyll® Yellow 10% son fuentes de cantaxantina idéntica a la
forma natural y apo-éster (etil éster del ácido β-apo-8’ carotenoico), respectivamente, los
cuales son carotenoides que se encuentran disponibles en la naturaleza. La gallina no puede
sintetizar de forma natural los carotenoides y por ello debe ingerir estos nutrientes en su
alimento. Los carotenoides son los responsables del color de la yema de huevo. Las fuentes
más importantes de carotenoides en el alimento de las aves son el maíz amarillo (y derivados),
los extractos de caléndula y los carotenoides idénticos a los naturales como aquellos presentes
en toda la línea de productos CAROPHYLL®.
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MATERIALES Y MÉTODOS
Este experimento se llevó a cabo en la empresa de Huevos Arizona, fundo los Molles, Quilpué,
Región de Valparaíso, Chile. Para esto, se utilizaron los galpones 2, 3 y 4, los que son idénticos
y próximos entre sí, con aproximadamente 15.000 gallinas en cada uno. El blend nutricional
fue aplicado en el galpón 3, mientras que al galpón 2 y 4 se les mantuvo la dieta intacta. Para
esto, al galpón 3 se le modificó levemente los ingredientes, pues se le eliminaron ciertos
aditivos de la dieta original (los cuales ya vienen contenidos en el blend nutricional, con el fin
de evitar una entrega desigual de aditivos en las dietas y solo diferenciarlas por el uso del
blend nutricional. De esta forma, se pretende observar con mayor claridad el posible efecto del
programa nutricional sobre un mayor aprovechamiento de los nutrientes de la dieta.
Todas las aves son de la misma línea genética (Bovans White), tienen sistema de jaula
convencional, recolección manual y son ponedoras intermedias, de 56, 57 y 58 semanas de
vida, para cada galpón: galpón 2, galpón 3 y galpón 4, respectivamente.
Tabla 3. Dieta Galpón 3 (con tratamiento) y dieta Galpón 2 y 4 (sin tratamiento).
Con tratamiento Sin Tratamiento
Ingrediente kg
Ingrediente kg
Harina de Soya Boliviana 51 Harina de Soya Boliviana 51
Expeller de Canola 60
Expeller de Canola 60
Harina de Carne 46
Harina de Carne 46
DDGS 100
DDGS 100
Poroto Soya 90
Poroto Soya 90
Maíz 380
Maíz 380
Afrechillo 133
Afrechillo 133
Conchuela 106
Conchuela 106
Ácidos Grasos 28
Ácidos Grasos 28
Sal 3
Sal 3
Alimet 1,62
Alimet 1,62
Lysina 0,15
Lysina 0
ROXAPHYLL 0,3
Mix Pac Ponedora 1,5
41
Blend nutricional 2,5
ECONASE 0,075
ROVIMIX-ROXAPHIL ROJO 0,3
TOTAL 1001,57
TOTAL 1000,495
El experimento se inició el día jueves 21 de diciembre de 2017 y finalizó el 12 de marzo de
2018 y tuvo 6 muestreos con una frecuencia de dos semanas cada uno. Cada muestra
consistía en seleccionar al azar 30 huevos de cada galpón, obteniendo 90 huevos por muestra
(30 huevos del galpón 2, 30 del galpón 3 y 30 del galpón 4). Los huevos eran seleccionados y
retirados un sábado, los cuales eran transportados cada lunes a Ñuñoa, Región Metropolitana,
Chile, oficina de DSM, lugar donde se disponía a analizarlos. El instrumento utilizado para el
análisis de los huevos es el Digital Egg Tester DET 6000 y se midieron los siguientes
parámetros: peso, altura de albúmina, pigmentación, unidades Haugh, resistencia del
cascarón, y grosor de la cáscara.
Figura 4. Digital Egg Tester DET 6000
En primer lugar, el huevo es pesado en una pequeña báscula con ajuste automático a cero,
luego se ubica (con su extremo agudo hacia la derecha) en el compresor de baja velocidad
para determinar la fuerza de resistencia de rotura del cascarón. Posterior al pesado y trizado,
se debe quebrar el huevo y depositar su contenido en el plato central (se debe girar el plato
hasta que el huevo quede extendido hacia el equipo) para ser escaneado a través de un
42
medidor de haces paralelos de luz que cuantifican su valor en unidades Haugh, que es
calculada de forma instantánea a partir del peso y la altura de la albúmina e identifica
digitalmente el color de la yema mediante la escala YOLKFAN (abanico para evaluar la
pigmentación de la yema).
Finalmente, se mide el grosor del cascarón, para esto, se obtiene un trozo de cascarón de la
zona ecuatorial del huevo y se desprende la membrana interna para colocarlo en el medidor
de calibre. Una vez que se midieron todas las variables, se ubica otro huevo en la báscula y el
sistema iniciará automáticamente un nuevo análisis. Posterior al último huevo analizado, se
extrae toda la información hacia una computadora.
Tabla 4. Especificaciones del Digital Egg Tester DET 6000
Rango de Medición
Ítem Rango
Altura del albumen 3,0 - 15,0 mm
Peso del Huevo 25,0 - 200,0 g
Altura de la yema 5,0 - 25,0 mm
Diámetro de la yema 27,0 - 69,0 mm
Fuerza de ruptura del cascarón
0,82 - 8,16 Kgf (8,0 - 8,0 N)
Color de la yema YolkFanTM (escala de color: 1 - 16)
Grosor del cascarón 0,10 - 0,60 mm
Método de Medición
Unidad Haugh
Fórmula: 100 ∗ log(ℎ − 1,7𝑤0,37 + 7,6)
UH: Unidad Haugh H: Altura del albumen W: Peso del huevo
Índice de la yema Altura de la yema /Diámetro de la yema
Altura del albúmen Heces paralelas de luz Sensor lineal
Altura de la yema
Diámetro de la yema
Peso del Huevo Unidad de carga (báscula con ajuste automático a cero)
Fuerza de ruptura del cascarón
Pulso de motor, unidad de carga
Color de la yema LED blanco, Sensor RGB basados en el abanico de color YolkFanTM
Grosor del cascarón Cáliper digital
43
ANÁLISIS ESTADÍSTICO
El análisis de los parámetros productivos se realizó bajo un diseño estadístico completamente
al azar donde el primer factor correspondió al efecto del blend nutricional. En primera instancia,
los valores evaluados fueron analizados considerando el tiempo, lo cual no arrojó resultados
significativos, por lo que se decidió no considerarlo para tener una mayor sensibilidad en el
análisis.
La siguiente descripción corresponde al modelo matemático utilizado:
Yij = μ + ζi + εi
Donde:
Yij = respuesta observada
μ = media poblacional
ζi = efecto del tratamiento
εi = error experimental
Los valores obtenidos para cada una de las variables fueron sometidos a un análisis de
varianza (ANDEVA), utilizando el paquete estadístico SAS (1996). Las variables que
presentaron un efecto significativo (p<0,05) fueron comparadas con la prueba de rangos
múltiples de Tukey.
44
RESULTADOS
Los resultados obtenidos para las siguientes variables: peso, altura de albumen, pigmentación,
calidad interna (UH), resistencia al quiebre y grosor de cáscara se presentan en la Tabla N°5.
Tabla 5. Promedio de los valores obtenidos por muestra por galpón para cada variable analizada.
Peso Altura de
albumen Pigmentación Calidad
interna (Unidades
Haugh)
Resistencia del
cascarón
Grosor del
cascarón
g mm YolkFanTM UH Kgf Mm
Muestra 1
Galpón 2 61,76 5,05 6,76 67,79 4,50 0,41
Galpón 3 60,80 5,63 9,60 73,96 4,17 0,41
Galpón 4 61,18 5,53 6,83 70,81 4,26 0,40
Muestra 2
Galpón 2 62,75 5,95 7,13 74,77 4,29 0,40
Galpón 3 64,63 5,64 9,80 72,03 4,49 0,41
Galpón 4 64,20 5,83 6,93 73,44 4,26 0,41
Muestra 3
Galpón 2 63,46 6,35 7,03 77,65 3,90 0,38
Galpón 3 63,06 6,07 9,90 75,67 4,33 0,41
Galpón 4 64,00 5,67 7,10 72,57 4,27 0,40
Muestra 4
Galpón 2 61,66 5,61 6,83 72,94 4,06 0,40
Galpón 3 62,04 5,36 10,17 70,43 3,93 0,43
Galpón 4 60,87 5,74 7,14 74,13 4,04 0,40
Muestra 5
Galpón 2 63,25 5,90 7,03 74,12 4,31 0,41
Galpón 3 61,51 5,92 10,17 74,99 4,20 0,44
Galpón 4 62,07 5,78 7,10 73,98 4,04 0,41
Muestra 6
Galpón 2 63,53 6,26 6,87 77,21 4,13 0,40
Galpón 3 62,49 5,97 10,17 75,19 3,82 0,45
Galpón 4 61,73 6,18 6,70 77,14 4,24 0,40
Galpón 2 62,74 5,86 6,94a 74,08 4,20 0,40a
MEDIA Galpón 3 62,42 5,76 9,97b 73,71 4,16 0,43b
Galpón 4 62,34 5,79 6,97a 73,68 4,19 0,40a
45
ab: Superíndices diferentes dentro de la misma columna indican diferencias estadísticamente significativas (p< 0,05).
Figura 6. Valores promedio de las muestras por galpón para la variable “peso”.
Para la variable “peso” no se observaron diferencias estadísticamente significativas (p>0,05),
mas en el galpón 3 hubo una mayor dispersión de los datos, (sobre todo en el bigote superior,)
y más de la mitad de estos se situó en valores inferiores a la media, presentándose de este
modo una asimetría positiva, en contraste al galpón 2 y 4 que presentan mayor dispersión
dentro del 50% de la muestra.
Peso
g
Galpón 2 Galpón 3 Galpón 4
46
Figura 7. Valores promedio de las muestras por galpón para la variable “altura de albumen”.
Para la variable “altura de albumen” no se observaron diferencias estadísticamente
significativas (p>0,05). El galpón 3 muestra sus datos menos dispersos que el galpón 2, el cual
presenta un bigote inferior bastante pronunciado, mientras que el galpón 4 se encuentra
afectado por la presencia de un outlier.
Altura de albumen
mm
Galpón 2 Galpón 3 Galpón 4
47
Figura 8. Valores promedio de las muestras por galpón para la variable “pigmentación”.
Para la variable “pigmentación” se observó una interacción significativa (p<0,05) en presencia
del blend nutricional, pues el valor de pigmentación es considerablemente mayor en el galpón
con tratamiento que en los galpones sin tratamiento. Este valor fue aumentando con respecto
al tiempo (desde la muestra 1 hasta la 4) de aplicación del programa nutricional (ver Gráfico
9).
Pigmentación
Galpón 2 Galpón 3 Galpón 4
Esc
ala
Yolk
Fan
™
48
Figura 9. Valores por muestra del galpón 3 para la variable “pigmentación”.
También se puede observar que desde la muestra 4 en adelante la recta se hace horizontal,
lo que indica que su pendiente es cero, o que no mejora el efecto después de la semana 8.
Pigmentación
9,30
9,40
9,50
9,60
9,70
9,80
9,90
10,00
10,10
10,20
10,30
1 2 3 4 5 6
Esc
ala
Yolk
Fan
™
Muestras
49
Figura 10. Valores promedio de las muestras por galpón para la variable “calidad interna”.
Para la variable “calidad interna” no se observaron diferencias estadísticamente significativas
(p>0,05). En el galpón 3 hubo una menor dispersión de los datos que en el galpón 2 con
respecto al 50% de la muestra, pero mayor que en el galpón 4.
Calidad interna
Galpón 2 Galpón 3 Galpón 4
Un
idad
es H
au
gh
50
Figura 11. Valores promedio de las muestras por galpón para la variable “resistencia del
cascarón”.
Para la variable “resistencia del cascarón” no se observaron diferencias estadísticamente
significativas (p>0,05). El galpón 3 tuvo la mayor dispersión de datos de los tres galpones en
contraste, sobre todo, con el galpón 4 que tuvo una dispersión mínima y bigotes casi
imperceptibles.
Resistencia del cascarón
Kgf
Galpón 2 Galpón 3 Galpón 4
51
Figura 12. Valores promedio de las muestras por galpón para la variable “grosor del cascarón”.
Para la variable “grosor del cascarón” se observó una interacción significativa (p<0,05) en
presencia del blend nutricional. El grosor del cascarón del huevo fue mayor en el galpón con
tratamiento que en los galpones sin tratamiento. Este valor fue aumentando con respecto al
tiempo desde la primera aplicación del programa nutricional (ver Gráfico 12).
Grosor del cascarón
mm
Galpón 2 Galpón 3 Galpón 4
52
Gráfico 12. Valores por muestra del galpón 3 para la variable “grosor del cascarón”.
Además, se puede observar que la muestra 3 exhibe un declive con respecto a la recta, la cual
tiene una pendiente positiva.
0,38
0,39
0,40
0,41
0,42
0,43
0,44
0,45
0,46
1 2 3 4 5 6
mm
Muestras
Grosor del cascarón
53
DISCUSIÓN
CALIDAD INTERNA
La inclusión del blend nutricional en la dieta del galpón 3 mejoró la pigmentación de la yema
en contraste al galpón 2 y 4, que no tenían tratamiento (p<0,05). Estos resultados concuerdan
con los obtenidos por Montoya et al. (2016), los cuales utilizaron distintos niveles de
cantaxantina y apo-éster y observaron un aumento significativo en la pigmentación de la yema.
En dicho experimento se utilizaron gallinas de la misma línea genética (Bovans White) y se
midió la coloración con el mismo instrumento, el abanico de color YolkFan™. Se observó un
efecto lineal en la pigmentación de las yemas a los 21 días de experimentación en relación
con el incremento del apo-éster y cantaxantina en la dieta, coincidiendo con el punto de
estabilización del color que se generó en el presente experimento a las 8 semanas de su inicio.
El tiempo de estabilización del color fue discordante debido a que los huevos iniciaron con un
valor de pigmentación más bajo, es decir, se demoraron más tiempo para alcanzar la
estabilización en el color de las yemas (6-7 vs. 9-10). Por otro lado, Fletcher (1984) evaluó
diversas fuentes de xantofilas en el alimento de gallinas de postura para conocer su capacidad
de coloración, obteniendo resultados más altos al incluir apo-éster seguido por cantaxantina,
similar a lo conseguido por Kirkpinar y Erkek (1999) y por Papa et al. (1985), los cuales
investigaron el efecto de la adición de diferentes niveles y combinaciones de pigmentos
sintéticos y naturales en dietas maíz-trigo, logrando un mayor valor de color de yema en los
huevos de las gallinas alimentadas con apo-éster y cantaxantina. Estos resultados indican,
además de una mayor eficacia para incrementar la pigmentación de la yema, que los
pigmentos sintéticos tienen mayores valores de acuerdo con el abanico de color DSM, tal como
lo evaluaron Santos et al. (2004), al momento de comparar xantófilas naturales amarillas
(Tagetes erecta) y rojas (Capsicum spp.) con apo-éster y cantaxantina, pues estas últimas
obtuvieron mayores resultados de coloración (superior a 12 en la escala YolkFan™,
dependiendo de la inclusión y la combinación), lo que concuerda también al comparar dichos
pigmentos sintéticos con luteína y alga Chlorella, resultando mayores valores de pigmentación
de la yema con apo-éster y cantaxantina (Englmaierová et al., 2013).
54
Es importante reconocer que para aumentar el costo-beneficio en cuanto a la pigmentación de
la yema del huevo, diversos autores (Fletcher, 1984; Papa et al. 1985; Kirkpinar y Erkek 1999;
Englmaierová et al., 2013 y Surai et al., 2015) recomiendan la combinación de dos fuentes de
color (amarillo y rojo) para alcanzar tonalidades mayores, a un costo más económico, pues no
es redituable incluir niveles elevados de pigmentos amarillos para alcanzar valores más altos
en el abanico de color YolkFan™. Existen dos componentes para lograr la pigmentación de la
yema de huevo; el primero, denominado fase de saturación, involucra la deposición de los
carotenoides amarillos para crear una base amarilla que corresponde a una clasificación 7 en
el abanico de color. Una vez que la base amarilla esté establecida, la adición de un carotenoide
rojo modifica el color hacia una tonalidad más anaranjada-rojiza (DSM, 2013).
Asimismo, uno de los déficits de muchos estudios publicados es el planteamiento de
situaciones irreales respecto al uso de xantofilas en la industria avícola, donde se compara el
pigmento amarillo sintético con el amarillo natural utilizando dosis crecientes hasta niveles
mucho más elevados de los habituales y sin añadir ninguna xantofila roja natural -capsantina-
o sintética -cantaxantina-, y lo mismo ocurre cuando se comparan carotenoides rojos naturales
y sintéticos sin utilizar una base de amarillo. Por lo tanto, es imprescindible vincular la eficacia
de una concentración determinada de xantofilas amarillas a la presencia de una concentración
determinada de xantofilas rojas, y a la inversa (ITPSA, 2005).
La mayoría de los componentes de calidad del huevo, a excepción del color de la yema, se
deterioran y se hacen más variable con la edad de las aves. La calidad de albúmina promedio
disminuye y la variabilidad aumenta con la edad (Overfield, 1995).
Los parámetros de “altura de albumen” y “calidad interna (UH)” se encuentran relacionados
debido a que las Unidades Haugh dependen directamente de la altura (además del peso), por
tanto, se hará una revisión con ambos parámetros en conjunto.
El blend nutricional no tuvo efectos significativos sobre la altura de albumen ni sobre las
unidades Haugh (p>0,05), lo que concuerda con Um y Paik (1999), Terreros (2001), Jalal y
Scheideler (2001) y Lim et al. (2003), al evaluar el efecto de la inclusión de fitasas exógenas
sobre la calidad interna del huevo. Al mismo tiempo, la adición de un complejo multi enzimático
a base de α-amilasa, xilanasa y proteasa tampoco tuvo un efecto significativo sobre estos
parámetros, lo que concuerda con lo observado por Jiménez (2001) y Vera (2004). Por otro
55
lado, Serpa et al. (2016) utilizó una mixtura de proteasas y fitasas donde obtuvo diferencias
significativas en el valor de Unidades Haugh (UH) al incluir ambas enzimas (104,25 con fitasa
vs. 106.05 con fitasa + proteasa), lo que evidencia que la mezcla de ambas enzimas puede
generar un incremento en la calidad interna de los huevos.
CALIDAD EXTERNA
Al valorar la calidad del cascarón se deben considerar los diversos factores que influyen en su
composición, como su heterogeneidad, la interacción de las resistencias materiales y
estructurales, etc (Carnarius et al., 1996). Por ello es de esperarse que no todos los estudios
hayan tenido resultados análogos, particularmente en lo que respecta al grosor y la resistencia
del cascarón, de hecho, esta última es inconstante en una misma línea genética, pudiendo
mantenerse o disminuir a lo largo del ciclo productivo (De Ketelaere et al., 2002).
La inclusión del blend nutricional mostró resultados estadísticamente significativos del grosor
del cascarón (p<0,05) en el galpón 3, donde se percibe un incremento de dicho valor posterior
al inicio del experimento, mientras que en los galpones 2 y 4 los valores para este parámetro
se mantuvieron relativamente constantes. Este aumento concuerda con el estudio de Villardi
et al. (2002) y Englmaierová et al. (2015) en donde se evaluó, entre otras variables, el grosor
del cascarón de huevos de gallinas alimentadas con dietas que contenían fitasas y otras que
no, teniendo mayores valores en las primeras; 0,346 mm vs. 0,324 mm, en el estudio de
Vallardi et al. (2002) y 0,348 mm vs. 0,357 mm al aplicar 0 vs. 250 unidades de fitasa (UFT)/kg
y 1,8 g/kg de fósforo no fítico y 0,351 mm vs. 0,360 mm al aplicar 0 vs. 350 UFT/kg y 2,1 g/kg
de fósforo no fítico en el estudio de Englmaierová et al. (2015). Por otra parte, la incorporación
de fitasas disminuyó significativamente el grosor de la cáscara en los estudios realizados por
Borrmann et al. (2001) y Vera (2004) que indican que un aumento en la adición de fitasas
resultó en cascarones más delgados (0,359 mm con fitasa y 0,368 mm sin fitasa y, 0,325 mm
con fitasa y 0,332 sin fitasa, respectivamente). Esta situación podría explicarse debido a la
actividad asignada de la fitasa empleada en dichos estudios, pues se generó una mayor
liberación de fósforo fítico (mayor al 0,1%), aumentando los niveles de P en la sangre y
ejerciendo un efecto inhibitorio del 1,25-(OH)2D3 (calcitriol), lo que produce una disminución de
la absorción de Ca intestinal y una retención de Ca en el riñón, procesos que pueden deteriorar
la calidad de la cáscara (Roland, 1992).
56
La actividad fitásica fue definida por Engelen et al. (1994) mediante la técnica de liberación de
ortofosfato, como UFT/kg de alimento, en la que 1 UFT es la actividad enzimática que libera 1
μmol de P inorgánico de fitato sódico 0,0051/mol a un pH de 5,5 y una temperatura de 37 ºC.
Usando esta técnica, Shin et al. (2001) identificaron el mecanismo catalítico y las propiedades
que permiten que queden dos iones fosfato y cuatro iones calcio en una fitasa microbiana
calciodependiente. De acuerdo con la National Research Council (NRC), los requerimientos
de P en gallinas ponedoras son 0,42% de P disponible o NPP —P no fítico— durante las
primeras 20 semanas de puesta, 0,32% entre las 46- 62 semanas y 0,3% luego de las 63-62
semanas (Acosta et al., 2008). Adicional a ello, varios estudios han reportado que la actividad
fitásica exógena incrementa la retención de fósforo en un 8,5% cuando la relación Ca:P es 2:1,
pero se incrementa en un 39,8% si la relación Ca:P es de 1:1 (Seller et al., 2009).
Consecuentemente, los resultados presentados de los diversos estudios demuestran que es
de suma importancia conocer con exactitud la actividad fitásica de la enzima antes de su uso
en las raciones de gallinas ponedoras, de este modo, se puede evitar una merma en los
parámetros de calidad del cascarón como en los casos de Borrmann et al. (2001) y Vera
(2004), donde el grosor se vio reducido debido a la inclusión de las fitasas en la dieta.
Desde otro punto de vista, Cowan y Kahn (1999) señalan que la deficiencia de fósforo (y la no
inclusión de fitasas en la dieta) en gallinas ponedoras tiene como efecto una disminución en
el grosor del cascarón y el porcentaje de postura, dejando en evidencia que tanto la deficiencia
como el exceso de fósforo pueden llevar a un deterioro en la calidad de la cáscara (Keshavarz
y Nakajima 1993). De este modo, el nivel de inclusión de fitasas (y su actividad fitásica) debe
estar controlada para prevenir excesos de fósforo y evitar lo indicado por Harms y Miles (1977)
que señalan que niveles adecuados de calcio, pero excesivos de fósforo, provocan un
deterioro en la calidad del cascarón en gallinas ponedoras.
Además de las fitasas, la mezcla de aceites esenciales y ácidos orgánicos también presenta
efectos positivos en el grosor del cascarón. Así lo demuestran Umar Faruk et al. (2012) al
utilizar el producto CRINA® Poultry Plus (CPP) en gallinas de postura de la línea genética Hy-
Line. Para esto, se utilizaron dos tratamientos de 0 y 300 ppm de CPP, dando como resultado
0,340 vs. 0,349 mm de grosor, respectivamente.
57
La suplementación en la dieta con ácido benzoico y compuestos de aceites esenciales
modifica las poblaciones microbianas al aumentar las de Lactobacillus spp. Se sugiere que el
establecimiento de esta bacteria evita la colonización de bacterias patógenas por exclusión
competitiva (Van Der Wielen et al., 2002). Los lactobacilos y las bifidobacterias (también
productoras de ácido láctico) compiten con los microorganismos patógenos potenciales por
los nutrientes y los sitios de unión, lo que reduce la población intestinal de patógenos. Además,
estas poblaciones bacterianas producen ácidos orgánicos y otras sustancias bactericidas (Jin
et al., 1998), los cuales también pueden suprimir la colonización del intestino por bacterias
patógenas. De este modo, las bacterias ácido-lácticas pueden mejorar la función
gastrointestinal (Rehman et al., 2006), lo que afecta positivamente a la absorción de calcio a
lo largo del tracto gastrointestinal, principalmente del duodeno (Martínez-Alesón et al., 2011).
En lo que respecta a la resistencia a la fractura del cascarón, el tratamiento con la presencia
del blend nutricional no tuvo efectos significativos (p>0,05). De hecho, la resistencia registró
una disminución numérica a medida que fue pasando el tiempo: 4,17 - 4,49 - 4,33 - 3,93 - 4,20
- 3,82 Kgf, con respecto a las 6 muestras del experimento, lo cual no concuerda con los
resultados del grosor del cascarón, que fueron aumentando. Estos resultados concuerdan, sin
embargo, con los obtenidos por Terreros (2001), quién obtuvo menores valores de resistencia
a la fractura en los mayores valores del grosor del cascarón y Um y Paik (1999) que, a pesar
de no encontrar diferencias significativas para esta variable, tampoco hallaron una relación
directa entre la resistencia y el grosor del cascarón. Por otro lado, y contrariamente a los
resultados registrados en el presente experimento, Borrmann et al. (2001) y Vera (2004)
coinciden con sus resultados que al aumentar el grosor (mm) también lo hace la resistencia al
quiebre (Kgf) del cascarón y viceversa.
Tabla 6. Valores y relaciones de grosor y resistencia del cascarón obtenidos por los diversos autores.
Muestra 1 Muestra 2
Grosor Resistencia* Grosor Resistencia* Relación Autor
mm
mm kgf
0,361 mm 4,56 kgf 0,357 mm 4,63 kgf Inversa Um y Paik, 1999
0,362 mm 4,49 kgf 0,355 mm 4,57 kgf Inversa Terreros, 2001
0,359 mm 2778,32 kg/cm2 0,368 mm 2909,11 kg/cm2 Directa Borrmann et al., 2001
0,332 mm 2506,19 kg/cm2 0,325 mm 2359,80 kg/cm2 Directa Vera, 2004
*kgf para mediciones en los polos y kg/cm2 para mediciones en el ecuador.
58
Esta variabilidad podría ser explicada por Carnarius et al. (1992) y Bain (2005), los cuales se
basan en el hecho de que una disminución en el grosor del cascarón no conlleva
necesariamente a una merma en su resistencia. Las características que determinan la
resistencia del cascarón del huevo tienen que ver con su estructura microscópica,
principalmente, con los cuerpos mamilares, pues si presentan una forma más bien redondeada
y ancha y, se encuentran estrechamente asociados con las fibras de la membrana del
cascarón y desprovistos de poros en la capa en empalizada, constituirían una conformación
ideal para un cascarón resistente, y, en consecuencia, de calidad. Por tal motivo, si las
columnas de calcita (capa en empalizada) que se depositan sobre los cuerpos mamilares
tuviesen una calcificación incompleta, fueran porosas, estuviesen fragmentadas o dispuestas
en pendientes o conformadas de manera desorganizada e inestable, se debilitaría la estructura
del cascarón, mermando su resistencia directamente. De este modo es posible explicar el
hecho de que el grosor del cascarón no presenta altas correlaciones con su resistencia a la
fractura, ya que su ultraestructura más que su grosor, es determinante para las otras
características, particularmente en lo que respecta a la capa empalizada, es decir, la
resistencia a la fractura de un huevo no sólo depende de la forma y grosor de su cáscara, sino
que también de la calidad de su construcción. Tumová et al. (2011) y Ledvinka et al. (2012)
relacionaron las características ultraestructurales a los resultados de sus estudios, indicando
que, a pesar de que el grosor del cascarón fue menor en los huevos producidos en un sistema
de jaula, estos eran más resistentes, efecto que fue relacionado a la organización de la
estructura microscópica del cascarón.
Además, se debe ser cauteloso con la metodología empleada en la evaluación de la resistencia
a la fractura, ya que, por lo general, se encuentran disponibles dos formas para determinar
este parámetro: aplicando las fuerzas en los polos, o bien, en la zona ecuatorial. Las
implicancias que esto conlleva pueden ser explicadas por la variación de fuerza que se
requiere para romper el huevo según dónde se aplique la fuerza. Si la fuerza es aplicada en
los polos, los valores obtenidos serán mayores dado a que la curvatura en esta zona del huevo
requiere menos fuerzas estabilizadoras. En cambio, si la fuerza es aplicada en el ecuador del
huevo, se obtendrán valores más bajos, dadas las altas fuerzas estabilizadoras requeridas
para mantener un arco más plano. Esto explica que en estudios como el de Altuntaş y
59
Şekeroğlu (2008) se determinara que la dureza del cascarón a nivel ecuatorial es menor que
aquella determinada a nivel de polos.
Altuntaş y Şekeroğlu (2008) estudiaron el efecto del índice morfológico en las propiedades
mecánicas de huevos blancos provenientes de ponedoras Lohmann de 64 semanas. El índice
morfológico se obtiene con las mediciones de largo y ancho del huevo; según la siguiente
fórmula:
Í𝑛𝑑𝑖𝑐𝑒𝑚𝑜𝑟𝑓𝑜𝑙ó𝑔𝑖𝑐𝑜 = 𝐴𝑛𝑐ℎ𝑜𝑑𝑒𝑙ℎ𝑢𝑒𝑣𝑜
𝐿𝑎𝑟𝑔𝑜𝑑𝑒𝑙ℎ𝑢𝑒𝑣𝑜× 100
De esta forma, los investigadores determinaron que la resistencia a la fractura es altamente
dependiente del índice morfológico, requiriéndose mayor fuerza para romper huevos con un
mayor valor de este. Por ello, la forma del huevo, sumada a su conformación a nivel
microscópico son factores importantes que considerar al momento de evaluar su calidad.
Incluso se ha demostrado que huevos de ponedoras Lohmann Brown con cáscaras delgadas
pero muy uniformes han resultado ser más resistentes que aquellos con cáscaras de
espesores intermedios, pero de baja uniformidad Yan et al., (2014).
Si bien en el grosor del cascarón del huevo se considera uno de los principales parámetros
indirectos para la evaluación de la calidad externa del huevo (Khatkar et al., 1997) se debe
tener en cuenta que el grosor difiere de un punto a otro, es por eso que Sun et al. (2012)
introduce un nuevo parámetro: la uniformidad del grosor de la cáscara del huevo, parámetro
que se define como el recíproco del coeficiente de variación del grosor del cascarón desde
múltiples puntos en la superficie de la cáscara del huevo. De acuerdo con dichos autores y
Yan et al. (2014) se debería tener especial consideración con la uniformidad del grosor del
cascarón debido a que, a mayor uniformidad de esta, mayor es la resistencia del cascarón,
con una correlación positiva de r = 0,341 y 0,297 (p<0,01) para cada estudio, respectivamente.
En lo que respecta al peso del huevo, la inclusión del blend nutricional no tuvo resultados
significativos (p>0,05). Los datos obtenidos exhiben un comportamiento que se podría
interpretar como un proceso de aclimación debido a la exposición controlada de las
condiciones experimentales, donde las aves se adaptaron fisiológicamente a los cambios en
la dieta, teniendo en la cuarta semana un aumento repentino en el peso y un declive inmediato
60
hasta llegar a la décima, para aumentar posteriormente en la décima segunda, donde podría
haber existido una estabilización. Estos valores podrían indicar que las gallinas se habían
adaptado a la mayor cantidad de nutrientes disponibles gracias al blend nutricional, pero no lo
pudieron aprovechar posteriormente, lo que redujo el peso de los huevos.
Shalev y Pasternak (1993) indican que el peso del huevo va en constante aumento a medida
que avanza el ciclo de postura, es decir, mientras más cerca se encuentre la gallina del final
del ciclo, más grandes serán los huevos y viceversa; mientras más cerca del inicio del ciclo,
los huevos serán más pequeños. Esto se da por el tamaño del ave, pues una gallina más
grande y pesada, pondrá huevos de mayor tamaño. Pérez-Bonilla et al. (2012b) estiman que
por cada 100 g de peso corporal el huevo pesará aproximadamente un gramo extra, mientras
que Galíndez et al. (2014), desde otra perspectiva, señala que el peso del huevo aumenta 0,23
g semanalmente. En el caso del galpón 2 y 4, se esperaba un aumento gradual del peso
durante la serie de muestras registradas, lo que no se pudo reflejar tan claramente debido a la
irregularidad de los valores obtenidos, sobre todo en el galpón 4 donde hay un aumento de los
valores en la mitad del experimento, para después disminuir considerablemente al final de
este, lo que podría estar asociado a la heterogeneidad biológica esperable en una parvada.
Por otro lado, se puede decir que el galpón 2 sí tiende al alza (exceptuando la muestra 4),
concordando con los autores anteriormente mencionados.
Los estudios efectuados para estimar el efecto de la enzima fitasa en el peso del huevo han
arrojado resultados bastante contrapuestos. Algunos autores describen una mejora en el peso
de huevo (Van der Kliss et al., 1997; Scott et al., 1999; Um y Paik, 1999, Keshavarz, 2003;
Zyla et al., 2011). Zyla et al. (2011), por ejemplo, observaron un aumento del peso de cáscara
de 62,1 a 66,7 gramos por huevo, lo que no concuerda con lo observado por Terreros (2001),
que presenció una disminución significativa del peso de la cáscara a mayor incorporación de
fitasa (300 U vs. 600 U), siendo mayor el peso de huevo del control sin suplementación. Otros
autores no describen efectos beneficiosos (Kamińska y Skraba, 1997; Roland y Punna, 1998;
Boling et al., 2000; Jalal y Scheideler, 2001; Kim et al., 2001; Lim et al., 2003).
Además de la fitasa, hay otras enzimas que pueden afectar positivamente el peso del huevo,
tales como las xilanasas, glucanasas, proteasas y amilasas (Danisco, 1997; Scheideler y
Abudabos, 1998; Jaroni et al., 1999; Jiménez, 2001; 1998; Lorenzoni, 2001). Lorenzoni (2001),
por ejemplo, evaluó dos niveles de energía metabólica (EM), el primero con una EM
61
considerada normal (2800 kcal/kg de 23 a 26 semanas y 2750 kcal/kg de 36 a 44 semanas) y
el segundo con una EM considerada deficiente (2710 kcal/kg de 23 a 26 semanas y 2670
kcal/kg de 36 a 44 semanas) sin y con la adición de un complejo multi enzimático a base de
α-amilasa, xilanasa y proteasa. Los resultados de este estudio demostraron que el uso de
dicho complejo provocó aumentos significativos en el peso del huevo de 60,58 a 62,02 g
independiente del nivel energético de la dieta. Por otro lado, otros autores señalan que las
enzimas anteriormente mencionadas no presentaron ningún efecto (Danisco, 1999; Halle,
2001; Sohail et al., 2002; Lázaro et al., 2003; Mathlouthi, 2003). En este caso, Sohail et al.
(2002) evaluaron el efecto de incorporar el complejo multi enzimático en dietas con dos niveles
de energía (alta y baja) y tres niveles de proteína (19,8, 18,7 y 17,4%) y no encontraron ningún
efecto sobre el peso de huevo, independiente del nivel energético o del porcentaje de proteína
en la dieta.
En síntesis, el uso del blend nutricional tuvo efectos positivos sobre la pigmentación de la
yema, lo cual concuerda con los autores anteriormente mencionados, quienes describen un
aumento incuestionable en el color de la yema al obtener mayores valores de pigmentación
en la escala YolkFan™ luego de incorporar pigmentos en las dietas de gallinas de postura.
Asimismo, el grosor del cascarón también tuvo resultados positivos, los que son respaldados
mediante los diversos estudios realizados por los autores que utilizaron fitasas con la actividad
fitásica adecuada, exhibiendo en sus resultados un aumento significativo de este parámetro.
Por consiguiente, estos beneficios en términos de calidad van a generar una mayor preferencia
por parte de los consumidores al momento de la compra, tanto por el hecho de obtener huevos
con una pigmentación más anaranjada y cascarones más gruesos, debido a que una yema
con un color más vívido es mucho más atrayente visualmente a uno que no y un cascarón más
grueso va a ayudar a conservar su integridad en los procesos de transporte y almacenamiento,
respectivamente.
62
RESUMEN
Este estudio evaluó el efecto de la incorporación de un “blend nutricional” en dietas de gallinas comerciales sobre los siguientes parámetros: altura de albumen, peso del huevo, pigmentación de la yema, calidad interna (unidades Haugh), resistencia del cascarón y grosor del cascarón. El experimento se llevó a cabo en la empresa de Huevos Arizona, fundo los Molles, Quilpué, Región de Valparaíso, Chile. Para esto, se utilizaron los galpones 2, 3 y 4. El análisis de los parámetros se realizó bajo un diseño estadístico completamente al azar, en el cual el tratamiento evaluado fue la incorporación o no del programa nutricional Excelegg. Este fue incorporado en el galpón 3, mientras que al galpón 2 y 4 se les mantuvo la dieta intacta. Se realizaron 6 muestreos con una frecuencia de dos semanas cada uno, cada muestra consistía en seleccionar al azar 30 huevos de cada galpón, obteniendo 90 huevos por muestra (30 huevos del galpón 2, 30 del galpón 3 y 30 del galpón 4). Después de ser seleccionados, los huevos fueron analizados mediante el instrumento Digital Egg Tester DET 6000. La adición del programa nutricional Excelegg no afectó significativamente (p>0,05) la altura del albumen, la calidad interna (unidades Haugh), resistencia del cascarón ni peso del huevo, pero sí lo hizo (p<0,05) en el grosor del cascaron y la pigmentación de la yema, resultando un incremento en el grosor del cascarón y un aumento incuestionable en el color en el color de la yema al obtener mayores valores de pigmentación en la escala YolkFan™, respectivamente. Palabras clave: Blend nutricional, calidad interna y externa del huevo, enzima, pigmento, resistencia del cascarón, grosor del cascarón.
63
BIBLIOGRAFÍA
• Acosta, A., E. Lon-wo, E, M. Cárdenas y M. Almeida. 2008. Comportamiento productivo
y metabolismo mineral de gallinas, según la fuente de fosforo y la adición de una
enzima fitasa (Aspegillus ficuum) en la dieta. Revista cubana de ciencia agrícola. 42:
3. 279-284.
• Ahmadi, F y F. Rahimi. 2011. Factors Affecting Quality and Quantity of Egg Production
in Laying Hens: A Review. World Applied Sciences Journal 12 (3): 372-384.
• Ajakaiye, J., J. Ayo, y A. Sunday. 2010a. Effects of heat stress on some blood
parameters and egg production of Shika Brown layer chickens transported by road. Biol.
Res. (43): 183-189.
• Ajakaiye, J; Perez-Bello, A. y Mollineda-Trujillo, A. 2010b. El estrés calórico en algunos
electrolitos de plasma de gallinas ponedoras durante el verano en clima
calientehúmedo y suplementadas con vitaminas C y E. Revista Cubana de Ciencia
Agrícola. Vol. 44(4): 40
• Altuntaş, E. y A. Şekeroğlu. 2008. Effect of egg shape index on mechanical properties
of chicken eggs. J. Food. Eng. 85(4): 606–612.
• Araneda, R. 2006. Percepción de calidad de huevo vista por un grupo de consumidores
del gran Santiago. Departamento de Medicina Preventiva Animal, Universidad de Chile.
Tesis de pregrado.
• Arias, J, D. Fink, S. Xiao, A. Heuer y A. Caplan. 1993. Biomineralization and eggshell:
cell-mediated acellular compartments of mineralized extracellular matrix. Inter. Rev.
Cytol. 145: 217-250.
• Arias, J. 1998. Calidad del huevo: un enfoque científico-práctico. Inform. Avic. & Porc.
218: 8-15.
• Arias, J., M. Fernandez y H. Hidalgo. 1994. "Calidad de la cáscara del huevo: Nuevo
enfoque a un viejo problema". Informaciones Avícolas, Diciembre: 12-25.
• Arias, J., M. Fernández, J. Dennis y A. Caplan.1991. The fabrication and collagenous
substructure of the eggshell membrane in the isthmus of the hen oviduct. Matrix 11:
313-320.
• Arias, J., O. Nakamura, M. Fernández, J. Wu, P. Knigge, D. Eyre y A. Caplan. 1997.
Role of type X collagen on experimental mineralization of eggshell membranes.
Connect. Tissue Res. 36: 21-33.
• Asociación Española De Productores De Huevo. 2002. La calidad del huevo vista por
el consumidor español. In: Jornada temática Industria agroalimentaria. Seguridad y
calidad alimentaria. Madrid.
• Bain, M. 2005. Recent advances in the assessment of eggshell quality and their future
application. Worlds Poult Sci J. 61:268–277.
64
• Barroeta, A., C. Izquierdo y J. Pérez. 2011. Manual de avicultura. Breve manual de
aporximación a la empresa avícola para estudiantes de Veterinaria. Barcelona:
Departament de Ciència Animal i dels Aliments. Unitat de Ciència Animal. Facultat de
Veterinaria.
• Boling, S., M. Douglas, R. Shirley, C. Parsons y K. Koelkebeck. 2000. The effects of
various dietary levels of phytase and available phosphorus on performance of laying
hens. Poultry Science 79: 535-539.
• Borrmann, M., A. Bertechini, E. Fialho y B. De Oliveira. 2001. Efeitos da adição de fitase
com diferentes níveis de fósforo disponível em raçoes de podeiras de segundo ciclo.
Ciênc. agrotec., Lavras, 25(1):181-187.
• Bruneton, J. (2001). Farmacognosia. Fitoquímica. Plantas Medicinales. 2ª Ed.
Zaragoza:
Acribia S. A.
• Bühler M., J. Limper, A. Müller, G. Schwartz, O. Simon, M. Sommer y W. Spring. 1998.
Las enzimas en la nutrición animal. Arbeitsgemeinschaft für Wirkstoffe in der
Tierernährung (ed.). Bonn, Alemania. pp. 1-46.
• Buxadé, C. 2000. La gallina ponedora. Segunda edición. Ed. Mundiprensa. Madrid,
España.
• Campabadal, C. 1996. Consideraciones Nutricionales en la Formulación y Alimentación
de Gallinas para Postura Aplicadas a la Explotación de Huevos en Centro América.
Centro de Investigaciones en Nutrición Animal, Escuela de Zootecnia, Universidad de
Costa Rica 51-55.
• Capella, M. 1980. La pelecha forzada en gallinas ponedoras. Agricultura Técinca.
40(4): 157-160.
• Carbajal, A. 2006. Calidad nutricional de los huevos y relación con la salud. Dpto de
Nutrición. Facultad de Farmacia. Universidad Complutense de Madrid. En: Revista de
Nutrición Práctica. 10: 73-36.
• Carnarius, K. y K. Conrad, M. Mast y J. Macneil. 1996. Relationship of Eggshell
Ultrastructure and Shell Strength to the Soundness of Shell Eggs. Poult. Sci. 75(5):655-
663.
• Casaubon, T. 2002. Medicina Aviar (en línea). Universidad Nacional Autónoma, Centro Regional de Ayuda Técnica de México. 1966. Manual para la clasificación de huevos; manual agrícola No. 75. Departamento de Agricultura de los Estados Unidos de Norteamérica. México, p. 1-22.
• CFSPH. Center for Food Security and Public Health, Iowa State University of Science
and Technology. 2013. Department of Agriculture. 2013. Poultry Industry Manual. 174
p.
• Conway, A. 2015. World egg output grows despite disease impact. En: Watt AgNet.
Information on global poultry, pig and animal feed markets.
• Covacevic, G., y V. Esnaola. 2009. Producción de huevos (situación actual y
perspectivas). Ministerio de Agricultura, ODEPA, Santiago de Chile.
• Cowan, D. y N. Kahn. 1999. Phytase cuts phosphorous losses. Feed Mix 7 (3): 14-16.
• Crossley, J. y G. Ferrando. 1978. Respuesta a la estimulación de receptores
adrenérgicos del oviducto aviar in vitro. 1er. Cong. Nac. Med. Vet. Chile, Chillán.
• Cuca, G., G. Ávila, G. y M. Pro. Alimentación de las aves. 8a ed. Chapingo, Edo. de
México: Universidad Autónoma de Chapingo; 1996.
65
• Cuca, M. 2005. Estudios recientes con calcio en gallinas de postura. Programa de
Ganadería, IREGEP. Colegio de Postgraduados, Montecillo Estado de México, México.
• Danisco, D. 1999. Avizyme® 1500 improves production persistency and cumulative egg
numbers in layers fed a sorghum-based diet. 1500.43. Trial report-Mexico. 4 p.
• Danisco, D. 1997. Avizyme® 1500 allows nutrient reductions in corn based layer diets
without affecting production. 1500.27. Trial report-Australia. 3 p.
• Drisko, J., C. Giles y B. Bischoff. 2003. Probiotics in health maintenance and disease
prevention. Disponible en: Natural Standard Monograph (www.naturalstandard.com).
• DSM. 2013. Guía de DSM para la pigmentación de la yema de huevo con
CAROPHYLL.
• Ebeid, T., T. Suzuki, y T. Sugiyama. 2012. High ambient temperature influences eggshell quality and calbindin-D28k localization of eggshell gland and all intestinal segments of laying hens. Poult Sci. (91): 2282-2287. 7-413.
• Eiler, H., E. Gonzalez y A. Horvath. 1970. Effect of egg yolk substance on the
metabolism of the magnum in vitro. Biol. Reprod. 2:172–177.
• Engelen, A., T. Van Der Heef, P. Randoft y E. Smith. 1994. Simple and rapid
determination of phytase activity. Journal AOAC int.; 77: 760-764.
• Engimaierová, M., M. Skrivan e I. Bubancová. 2013. A comparison of Lutein, spray-
dried Chlorella and synthetic carotenoids effects on yolk color, oxidative stability, and
reproductive performance of laying hens. Czech J. Anim. Sci. 58(9):412-419.
• Englmaierová, M., M. Skřivan, E. Skřivanová, I. Bubancová, L. Čermák1 y J. Vlčková1.
2015. Effects of a low-phosphorus diet and exogenous phytase on performance, egg
quality, and bacterial colonisation and digestibility of minerals in the digestive tract of
laying hens. Czech J. Anim. Sci., 60, 2015 (12): 542–549.
• FAO. 2015. El huevo en cifras. Sitio web: http://www.fao.org/assets/infographics/FAO-
Infographic-egg-facts-es.pdf
• Fernández, M. y J. Arias, J. 2000. La cáscara del huevo: Un modelo de
biomineralización. Monografías de medicina veterinaria, Universidad de Chile. Vol. 20
(2): 50-60.
• Fernández, M., M. Araya y J. Arias. 1997. Eggshell are shaped by a precise spatio-
temporal arrangement of sequentially deposited macromolecules. Matrix Biol. 16: 13-
20.
• Fernández, M., A. Moya y J. Arias. 2001. Secretion pattern, ultrastructural localization
and function of extracellular matrix molecules involved in eggshell formation. Matrix
Biol. 19 (8): 793-803.
• FIRA. 2016. Panorama agroalimentario (avicultura carne 2016). Dirección de
Investigación y Evaluación Económica y Sectorial, Ciudad de México, México.
• Fletcher, D. 1984. Evaluaciones de la pigmentación en aves. En VII Ciclo Internacional
de Conferencias sobre avicultura. México. Colegio de postgraduados, Institución de
Enseñanza e Investigación y Ciencias Agrícolas
• Fraser, A.1996. Environmental and physiological factors influencing the formation of the
eggshell of the domestic fowl. Ph. D. Thesis, University of Glasgow, Scotland 199 pp.
• Frost, T. y Roland Sr, D. 1991. The influence of various calcium and phosphorus levels
on tibia strength and eggshell quality of pullets during peak production. Poultry Science
70: 963-969.
66
• Gabert, V. y W. Saue. 1994. The effects of supplementing diets for weanling pigs with
organic acids. A review. Journal of Animal and Feed Sciences, 3:73-87.
• Galíndez, R., I. Peña, A. Albarrán y J. Prospert. 2014. Peso e indicadores de calidad
interna del huevo de cuatro razas de gallinas reproductoras venezolanas. Universidad
Central de Venezuela. Facultad de Agronomía. Instituto de Producción Animal. 32 (2):
207-215
• Garlich, J.D. 1979. The Phosphorus requirement in laying hens. In: Proceedings of the
Georgia Nutrition Conference, Athens, GA. 1979. University Of Georgia. Pp. 104-113.
• Giacomozzi, J. 2014. Panorama y actualización del mercado del huevo. Ministerio de
Agricultura, ODEPA, Santiago de Chile. Sitio web: http://www.odepa.cl/wp-
content/files_mf/1403205233Huevos201406.pdf
• Giacomozzi, J. y D. Barrera 2017. Boletín carne bovina: tendencias de producción,
precios y comercio exterior. Ministerio de Agricultura, ODEPA, Santiago de Chile. Sitio
web: http://www.odepa.gob.cl/wp-
content/files_mf/1488374543BoletinCarneFeb2017.pdf
• Giannenas, I., C. Papaneophytou, E. Tsalie, S. Mavridis, E. Triantafillou, G Kontopidisy
D. Tontis. 2014. Effect of benzoic acid and essential oil compounds on performance of
turkeys, intestinal microbiota, intestinal morphology and antioxidant status. Asian
Australas. J. Anim. Sci. 27, 225-236.
• Gibson, G. y M. Roberfroid. 1995. Dietary modulation of the human colonic microbio-
ta: Introducing the concept of prebiotics. J Nutr. 125:1401-1412.
• Gilbert A. 1971. Egg albumen and its formation in Physiology and Biochemistry of the
domestic fowl. Ed. Bell D.J. and Freeman B.M. Academic Press London, Vol 3:1291–
1330.
• González, J. 2004. “Panorama actual de la Industria Avícola en Chile”. Revista Gestión
Veterinaria, edición Marzo. Pág. 14-23.
• Gutiérrez, D., J, Cuca, A. Pró, Becerril, P. y J. Figueroa. 2013. Niveles de calcio y
fósforo disponible en gallinas durante 48 semanas en postura. En: Revista Mexicana
de Ciencias Pecuarias. 4(4): 435-446
• Halle, I. 2001. Effect off dietary enzymes in wheat-based diets on laying performance
of hens. In: Proceedings of the 13th European Symposium on Poultry Nutrition. 30
September -04 October. Blankenberge, Belgium.
• Harms, R. y Miles, R. 1977. Phosphorus and laying hen nutrition. Feedstuffs 49(26):
18-19.
• Hertelendy, F., H. Billier y H. Todd. 1975. Effects of the egg cycle and route of
administration on prostaglandin –induced oviposition of hens and japanese quail. J.
Reprod. Fert. 44: 579–582.
• Heuer, A., D. Fink, V. Laraia, J. Arias, P. Calvert, K. Kendall, G. Messing, J. Blackwell,
P. Rieke, D. Thompson, A. Wheeler, A. Veis y A. Caplan. 1992. Innovative materials
processing strategies: a biomimetic approach. Science 255, 1098-1105.
• Hocking, P., M. Bain, C. Channing, R. Fleming y S. Wilson. 2003. Genetic variation for
egg production, egg quality and bone strength in selected and traditional breeds of
laying fowl. Br. Poult. Sci. 44, 365-373.
• Hume, M., S. Clemente-Hernández, y E. Oviedo-Rondón. 2006. Effects of feed
additives and mixed Eimeria species infection on intestinal microbial ecology of broilers.
Poult. Sci. 85 2111-2106 ׃
67
• Hunton, P. 2005. Research on eggshell structure and quality: An historical overview.
Rev. Bras. Cienc. Avic. 7(2): 67-71.
• Huston T. y A. Nalbandov. 1953. Neurohumoral control of the pituitary in the fowl.
Endocrinology 52:149–156
• Hy-Line International. 2017. Guía de manejo ponedoras comerciales Hy-Line Brown.
Boletín Técnico.
• Instituto interamericano de ciencias agrícolas de la OEA. 1964. Estudio sobre
producción y mercadeo de huevos en las cooperativas patrocinadas por la división de
crédito supervisado del INCORA en el Vall del Cauca. Bogotá, Colombia.
• ITPSA. 2005. Xantófilas naturales en el huevo: cuando no basta con tener buen color.
AviNews.
• Jalal, M. y S. Scheideler. 2001. Effect of supplementation of two different sources of
phytase on egg production parameters in laying hens and nutrient digestibility. Poultry
Science 80: 1463-1471.
• Jamilah, M., K. Abbas y R. Abdul. 2008. A review on some organic acids additives as
shelf life extenders of fresh beef cuts. American Journal of Agricultural and Biological
Sciences 3 (3): 566-574.
• Jang, I., Y. Ko, H. Yandg, J. Ha, J. Kim, S. Kang, D. Yoo, D. Nam, D. Kim, y C. Lee.
2004. Influence of essential oil components on growth performance and the functional
activity of the pancreas and small intestine in broiler chickens. Asian Australasian
Journal of Animal Science 17, 394-400.
• Jang, I., Y. Ko, S. Kang y C. Lee. 2007. Effect of a commercial essential oil on growth
performance, digestive enzyme activity and intestinal microflora population in broiler
chickens. Anim. Feed Sci. Technol. 134: 304-315
• Jaroni, D., S. Scheideler, M. Beck y C Wyatt. 1999. The effect of dietary wheat middlings
and enzyme supplementation. 1. Late egg production efficiency, egg yields, and egg
composition in two strains of leghorn hens. Poultry Science 78: 841-847.
• Jiménez, F. 2001. Evaluación del empleo de xilanasas, -amilasas y proteasas (Avizyme
1500) en dietas de gallinas de postura. II: Efectos en indicadores de la calidad del
huevo. Memoria título Médico Veterinario. Santiago, Chile. Universidad de Chile.
Facultad de Ciencias Veterinarias y Pecuarias. 54 p.
• Kamińska, B. y S. Skraba. 1997. Benefical effect of supplementing laying-hen diets with
microbial phytase on the eggshell quality. In: Proceedings of the 7th European
Symposium of quality of egg and egg products. Poznan, Poland. 1997. pp. 89-94.
• Kan, A., L. Jager y F. Grommers. 1998. Feed additives: do they add to animal welfare?
An evaluation. Animal Welfare 1998, 7: 397-414.
• Kelly D, 1998. Probiotics in young and newborn animals. J. Anim. Feed Sci. 7, Suppl.
1, 15-23.
• Keshavarz, K. 2003. Effects of continuous feeding of low-phosphorus diets with and
without phytase during the growing and laying on performance of two strains of
leghorns. Poultry Science 82: 1444-1456.
• Keshavarz, K. y S. Nakajima. 1993. Re-evaluation of calcium and phosphorus
requirements of laying hens for optimum performance and eggshell quality. Poultry
Science 72:144-153.
• Khatkar, M., J. Sandhu, G.Brah y M. Chaudhary. 1997. Estimation of egg shell breaking
strength from egg characteristics in layer chickens. Int. J. Poult. Sci. 32:111–113
68
• Kim, S., W. Lee, S. Lee, D. Yu, S. Park, B. Kang, J. Na y K. Ryu. 2001. Effects of dietary
supplemental microbial phytase and nonphytate phosphorus on performance, nutrient
digestibility and egg quality of laying hens. (Abstract). Poultry Science 80, (Suppl. 1):
478.
• Kirkpinar, F. y R. Erkek. 1999. The effects of some natural and sythetic pigment
materials for egg yolk pigmentation and production in yellow corn diets. Turk. J. Vet.
Anim. Sci, 23:15-21.
• Klingensmith, P., J. Mc Combs y I. Addison. 1988. Gas chromatographic analysis of
shell membrane amino acids from hard-shelled, soft-shelled and shell-less eggs.
Poultry Sci. 67: 1203-1209.
• Kluge, J., M, Kessler, y R. Dunn. 2006. What drives elevational patterns of diversity? A
test of geometric constraints, climate, and species pool effects for pteridophytes on an
elevational gradient in Costa Rica. Global Ecology and Biogeography 15: 358–371
• Kluger, J. 2010. «Organic Eggs: More Expensive, but No Healthier». Time magazine.
Consultado el 11 de octubre 2018.
• Kornegay, E. 2001. Digestion of phosphorus and other nutrients: the role of phytase
and factors influencing their activity. In: Bedford, M.R.; Patridge, G.G. (Eds.). Enzymes
in animal nutrition. CABI Publishing. Wallingford Oxon, U.K. pp. 237-272.
• Kramer, A. 1951. Objective testing of vegetable quality. Food Technol. 5, 265-269.
• Kwakernaak, C., L. Star, y G. Weber. 2009. Essential oil compounds in combination
with benzoic acid as a new feed additive concept: effects on performance of broiler
chickens. Proceeding of 17th European Symposium on Poultry Nutrition, 23-27 August
2009 Edinburgh, Scotland, pp 263.
• Lázaro, R., M. García, M. Aranibar y G. Mateos. 2003. Effect of enzyme addition to
wheat-, barley-and rye-based diets on nutrient digestibility and performance of laying
hens. Br. Poult. Sci. 44(2): 256-265.
• Ledvinka, Z. E. Tumová, M. Englmaierová y M. Podsednícek. 2012. Egg quality of three
laying hen genotypes kept in conventional cages and on litter. Arch Fur Geflugelkd.
76:38–43.
• Lee, K., H. Everts, H. Kappert, H. Yeom y A. Beynen. 2003. Dietary carvacrol lowers
body weight gain but improves feed conversion in female broiler chickens. L. Journal of
Applied Poultry Research, 12: 394-399.
• Levic, J., J. Levic, S. Sredanovic, O. Đuragic, D. Jakic, L. Levic, S. Pavkov. 2007. New
feed additives based on phytogenics and acidifiers in animal nutrition. Biotechnology in
Animal Husbandry 23, 527-534
• Lim, H., H. Namkung e I. Paik. 2003. Effects of phytase supplementation on the
performance, egg quality, and phosphorus excretion of laying hens fed different levels
of Dietary Calcium and Nonphytate Phosphorus. Poultry Science 82: 92-99.
• Lorenzoni, A. 2001. Evaluación del empleo de xilanasa, α-amilasa y proteasa (Avizyme
1500®) en dietas de gallinas de postura en producción. I: Efectos en indicadores
productivos. Memoria Título Médico Veterinario. Santiago, Chile. U. Chile, Fac. Cs.
Veterinarias y Pecuarias. 55p.
• Maenz D. 2001. Enzymatic characteristics of phytases as they relate to their use in
animal feeds. Enzyme in farm animal nutrition.1; 61-63.
• Martínez-Alesón, R., A. Meuter y C. Paulus. 2009. Aceites esenciales y ácidos
orgánicos: Beneficios productivos y sanitarios en las aves. DSM Nutritional Products.
69
• Mathlouthi, N., M. Mohamed y M. Larbier, M. 2003. Effect of enzyme preparation
containing xylanase and beta-glucanase on performance of laying hens fed
wheat/barley or maize/soybean meal –based diets. British Poultry Science 44(1): 60-
66.
• Mcdowell, L. 1992. Calcium and phosphorus. In: Minerals in animal and human
nutrition. Academic Press. Inc., San Diego, U.S.A. pp. 26-77.
• Miles, R. 1994. Feeding management of laying hens for high quality eggs and lower
production cost. American Soybean Association, Tokio, Japan. 38 p.
• Mitsch, P., K. Zitterl-Eglseer, B. Kohler, C. Gabler, R. Losa, e I. Zimpernik. 2004. The
effect of two different blends of essential oil components on the proliferation of
Clostridium perfringens in thein testines of broiler chickens, Poultry Science, 83(4), 669-
675.
• Monira, K., N. Salahuddin y G. Miah. 2003, Effect of Breed and Holding Period on Egg
Quality Characteristics of Chicken. International journal of Poultry Science 2 (4): 261-
263.
• Montoya, V., A. Cortes y E. Ávila. 2016. Efecto de niveles de apoéster y cantaxantina
en dietas de gallinas, sobre la coloración de la yema del huevo y la preferencia del
consumidor. (Tesis de licenciatura), Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia
UNAM, Ciudad de México.
• National Research Council. Nutrient requirements of poultry. 9ª ed. Washington, DC:
National Academy Press.
• Nava, G. y V. Davila. 2004. Nuevas perspectivas en la selección y evaluación de
probióticos. Revista Chilena de nutrición. Vol. 21, Suplemento N° 1, noviembre 2004,
obtenida el 21 octubre 2018.p-184-185.
• North, M. y D. Bell. 1993. Manual de Producción Avícola. Tercera Edición. Editorial el
• NRC (National Research Council). 1994. Nutrient requirements of poultry. Washington,
DC, USA: National academy press.
• Nys, Y., C. Frapin y P. Pointillart. 1996. Occurrence of phytase in plants, animals and
microorganism. In: Coelho, M.B.; Kornegay, E.T. (ed.) Phytase in Animal Nutrition and
Waste Management. BASF Corporation. Mount Olive, New Jersey, pp. 213-240.
• Oliveira, G. e I. González- Molero. 2007. Probióticos y prebióticos en la práctica clínica.
Unidad de Nutrición Clínica y Dietética. Servicio de Endocrinología y Nutrición. Hospital
Regional Universitario Carlos Haya. 22(2):26-34. Málaga. Instituto de Salud Carlos III.
Red RD06/001510008. España
• Ortiz, A. y J. Mello. 2013. Factores que afectan la calidad externa del huevo. Actualidad
Profesional, Producción Animal. 18-19.
• Overfield, N. 1995. Egg quality assessment techniques at laboratory and field level. In:
Proceedings of the VI European symposium of the quality of eggs and egg products.
Zaragoza, Spain. September 25 - 29, 1995.
• Panda, PC. 1998. Text book on egg and poultry technology. Delhi, IN, Vikas. p. 61- 64.
• Panheleux, M., M. Bain, M. Fernandez, I. Morales, J. Gautron, J.Arias, S. Solomon, M.
Hincke y Y. Nys, Y. 1999. Organic matrix composition and ultrastructure of eggshell: a
comparative study. Br. Poult. Sci. 40(2): 240-252.
• Papa, C. y D. Fletcher. 1985. Utilization and yolk coloring capability of xanthophylls from
synthetic and high xantophyll concentrates, Poultry Science 64:1464-1469.
70
• Partanen, K. y Z. Mroz. 1999. Organic acids for performance enhancement in pigs diets.
Nutrition Research Reviews, 12. 117-145.
• Pereira, D., B. Tavares y P. Mac-Lean. 2017. Form of laying hens eggs in the function
of different lamps used in production. São Paulo State University (UNESP), School of
Sciences and Engineering, Tupã, SP, Brazil. ISSN: 1809-4430.
• Pérez-Bonilla, A., C. Jabbour, M. Frikha, S. Mirzaie, J. García y G. Mateos. 2012. Effect
of crude protein and fat content of diet on productive performance and egg quality traits
of brown egg-laying hens with different initial body weight. Poult. Sci. 91: 1400-1405
• Pérez-Bonilla, A., Novoa, S., García, J., Frikha, M., Mohiti-Asli, M., Mateos, G.G. 2012b.
Effects of energy concentration of the diet on productive performance and egg quality
of brown egg-laying hens differing in initial body weight. Poult. Sci. 91: 3156-3166.
• Periago, J. 2007. Higiene, inspección y control alimentario. España: Universidad
Central de Murcia.
• Pointillart, A. 1994. Fitatos, fitasas: su importancia en la alimentación de los
monogástricos. INRA Prod. Anim. 7(1): 29-39.
• Ravindran, V. 2010. Aditivos en alimentación animal: presente y futuro. Institute of
Food, Nutrition and Human Health, Massey University, Palmerston North 4442, New
Zealand. Roberfroid, M. 1998. Nutr. 80 (Suppl. 2), S197-S202.
• Redondo, PA. 2003. Instituto del huevo, Seguridad alimentario en huevos y
Ovoproductos (en línea). Consultado 26 oct. 2018. Disponible en
http://www.institutohuevo.com/images/articulos/ima2.gif
• Reichmann, J. y W. Arias. 2016. Caracterización de mercado para la incorporación de
comercialización de huevo por peso en Honduras. Escuela Agrícola Panamericana,
Zamorano, Honduras.
• Roberfroid, M. 2007. Prebiotics: The Concept Revisited. Journal of Nutrition, 137, 830-
837.
• Rodríguez, A., E. López y Y. Valdés. 2011. Evaluación de indicadores agregados
ambientales en la producción de huevos. Revista OIDLES. Vol. 5(10).
• Roland Sr., D. y S. Punna. 1998. Effect of dietary supplementation of phytase on Hy-
line® W-36 hens fed varying levels of dietary phosphorus 2. Week 19 to 50. In:
Proceedings of the 1999 BASF Technical Symposium. Atlanta, Georgia, U.S.A. January
19, 1999. Pp.49-59.
• Roland, S. 1992. The interrelationship of phosphorus, calcium and vitamin D3 on bone
metabolism. In: Proceedings of the National Feed Ingredient Association Meeting.
Chicago, Ilinois, U.S.A. June 1-3, 1992.
• Sánchez, C. 2003. Gallina Ponedoras Crianza, Raza y Comercialización, Ediciones
ripalme. Lima - Perú. Pp. 39-40.
• Sanmiguel Plazas, R-Angélica. 2011. Investigación y uso de fitasas en avicultura.
Revista Spei Domus. 7(15): 47-54.
• Santos-Bocanegra, E., O. Ospina y R. Oviedo. 2004. Evaluation of xantophylls
extracted from Tagetes erectus (Marigold Flower) and Capsicum Sp. (Red Pepper
Paprika) as a pigment for egg-yolks compare with synthetic pigments. International
Journal of Poultry Science 3(11):685-689.
• Sastre, A., R. Ortega, F. Tortuero, G. Suárez, G. Vergara, C. López, R. Capero, S.
Martín, J. Campo y M. Fernández. 2003. El libro del Huevo. Instituto del Huevo. Madrid,
España.
71
• Scott, M., M. Nesheim y J. Young. 1986. Nutrition of the chicken. 3rd ed. New York:
Scott & Associates.
• Scott, T., R. Kampen y F. Silversides. 1999. The Effect of Phosphorus, Phytase
Enzyme, and Calcium on the Performance of Layers Fed Corn-Based Diets. Poultry
Science 78:1742-1749.
• Scheideler, S. y A. Abudabos, 1998. Enzyme supplementation in corn/soy-based layer
diets. In. The Nebraska Poultry Report, 1997-1998. University of Nebraska Cooperative
Extension MP70. p12-13
• Scholtiyssek, S. 1996. Manual de Avicultura Moderna Universidad Hohenhein Escuela
Superior de Agricultura Ed. Acribia Zaragoza – España. Pp. 67 – 97.
• Seller, P., A. Cowieson y V. Ravindran. 2009. Consequences of calciuminteractions
whit phytate and phytase for poultry and pigs. Livestock science. 124: 126-141.
• Shalev, B. y H. Pasternak. 1993. Increment of egg weight with hen age in various
commercial avian species, British Poultry Science, 34:5, 915-924.
• Shin, S., N. Ha, B. Oh, T. Oh y B. Oh. 2001. Enzyme mechanism and catalytic property
of β propeller phytase. Structure. 9: 850-851.
• Silversides, F. y P Villeneuve. 1994. Is the Haugh unit correction for egg wright valid
eggs at room temperature. Poult. Sci., 73: 50-55.
• Simkiss, K. y K. Wilburu. 1989. Biomineralization, Acad. Press, San Diego, 337 pp.
• Simkiss, K. y T. Taylor. 1971. Shell formation, in Physiology and Biochemistry of the
domestic fowl. Ed. Bell D.J. and Freeman B.M. Academic Press London, Vol 3: 1331–
1342.
• Simon, O., A. Jadamus y W. Vahjen, 2001. Probiotic feed additives-effectiveness
and expected modes of action. J. Anim. Feed. Sci., 10: 51-67.
• Simons, P. y G. Wiertz. 1963. Notes on the structure of membranes and shell in the
hen’s egg: an electron microscopical study. Z. Zellforsch. 59: 555-567.
• Sohail, S., M. Bryant y D Roland Sr. 2002. Effect of Avizyme on energy utilization in
commercial leghorns. (Abstract). Abstracts from current meetings of The Southern
Poultry Science Society. Poultry Science 80 (Suppl.1): S171. p.149.
• Soler, M., C. Garcés e I. Barragán. 2011. La alimentación de la ponedora y la calidad
del huevo. Departamento de Producción Animal, Sanidad Animal, Salud Pública
Veterinaria y Ciencia y Tecnología de los Alimentos, Facultad de Veterinaria de la
Universidad CEU Cardenal Herrera.
• Star, L., R. Jan Molenaar y P. Agostini. 2015. Calidad de la cáscara del huevo en
ponedoras de mayor edad. Sitio web WATTAgNet.com, Information on global poultry,
pig an animal feed markets.
• Strong, C. 1989. Management of replacement pullets and layers. MC(P)15/1/Ag. Vol
PO 5. American Soybean Association. Singapore. 4p.
• Sturkie, P. 1965. Avian Physiology, 2da. edición, Ed. Cornell University Press, New
York, 447–501.
• Sun, C., S. Chen, G. Xu, X. Liu y N. Yang. 2012. Global variation and uniformity of
eggshell thickness for chicken eggs. Poultry Science 91 :2718–2721.
• Surai, P., B. Speake y N. Sparks. 2015. Carotenoids in avian nutrition and embryonic
development. 2. Antioxidant properties and discrimination in embryonic tissues.
Japanese Poultry Science, 38:117–145.
72
• Torrallardona, D., I. Badiola, y J. Broz. 2007. Effects of benzoic acid on performance
and ecology of gastrointestinal microbiota in weanling pigs. Livestock Sci. 108:210-213.
Varley, M. 2007. Managing gut health without antibiotics. Pig Progress. 24(7):27-28
• Tumová, E., M, Englmaierová, Z. Ledvinka y V. Charvátová. 2011. Interaction between
housing system and genotype in relation to internal and external egg quality
parameters. Czech J Anim Sci. 56:490–498.
• Um, J. e I. Paik. 1999. Effects of microbial phytase supplementation on egg production,
eggshell quality, and mineral retention of laying hen fed different levels of phosphorus.
Poultry Science 78: 75-79.
• Vallardi, M., R. Morales y E. Ávila. 2002. Efecto de la adición de fitasa como fuente de
fósfoto inorgánico en dietas para gallinas de postura. Tec. Pecu. Méx. 40(2):181-186.
• Van der Brand H; Reijrink I. A. M; Hoekstra L. A. y Kemp, B. 2008. Storage of eggs in
water affects internal egg quality, embryonic development, and hatchling quality. Poult.
Sci. (87): 2350-2357.
• Van Der Klis, J., H. Versteegh, P. Simons y A. Kies, A. 1997. The efficacy of phytase in
corn-soybean meal-based diets for laying hens. Poultry Science 76: 1535-1542.
• Weber, G., M. Michalczuk, G. Huyghebaert, H. Juin, C. Kwakernaak y M. Gracia. 2012.
Effects of a blend of essential oil compounds and benzoic acid on performance of broiler
chickens as revealed by a meta-analysis of 4 growth trials in various locations. Poultry
Science 91 :2820–2828.
• Webster, A. 2003. Physiology and behaviour of the hen during induced molt. Poultry
Science 82:992-1002.
• Yan, Y., C. Sun, L. Lian, J. Zheng, G. Xu y N. Yang. 2014. Effect of Uniformity of
Eggshell Thickness on Eggshell Quality in Chickens. J. Poult. Sci. (51)3: 338-342.
• Zamorano, R. 2001. Manual de Explotación de Gallinas Ponedoras “Manual Técnico”.
org/documentos/tecnicos/manual_gallinas_ponedoras.pdf.
• Żyła, K., M. Mika, S. Świątkiewicz, J. Koreleski y J. Piironen. 2011. Effects of phytase
B on laying performance, eggshell quality and on phosphorus and calcium balance in
laying hens fed phosphorus-deficient maize-soybean meal diets. Czech J. Anim. Sci.,
56, 2011 (9): 406–413
73