MÉXICO D.F. Enero 2010

INSTITUTO POLITÉCNICO NACIONAL

ESCUELA NACIONAL DE CIENCIAS BIOLÓGICAS SECCIÓN DE ESTUDIOS DE POSGRADO E INVESTIGACIÓN

Solubilización y estabilidad de las

microemulsiones del colorante natural Neocandenatona.

T E S I S

P R E S E N T A :

Q.A. AZUCENA YOLOTLI TÉLLEZ DÍAZ

DIRECTORES DE TESIS Dra. Blanca Estela Barragán Huerta M en C. María Teresa Cruz y Victoria

QUE PARA OBTENER EL TÍTULO DE

MAESTRA EN CIENCIAS EN ALIMENTOS

AGRADECIMIENTOS.

Al IPN por abrirme las puertas y permitirme realizar una de mis metas, que es hacer una

maestría, por las cátedras brindadas, por llenarme en todos lo sentidos, por que aquí

adquirí conocimientos que en ningún otro lado podría haber aprendido. Por dejarme

aprender que las circunstancias y el ambiente que nos rodea tienen influencia sobre

nosotros, pero nosotros somos los únicos responsables de lo que hacemos; por dejarme

descubrir que se lleva mucho tiempo para llegar a ser la persona que quieres ser, y que el

tiempo es corto. Gracias por enseñarme que no importa a donde llegaste, sino a donde te

diriges.

A CONACYT por la confianza y apoyo económico que brindo para mi preparación

científica tanto a nivel nacional como internacional, por darme la oportunidad de tener otra

perspectiva de la ciencia, por apoyarme en mi crecimiento profesional y humano. Gracias.

A la Dra. Blanca Barragán. Gracias por abrirme las puertas de su laboratorio, Gracias por

brindarme ese apoyo incondicional, Gracias por darme una probadita de lo que hay

afuera, Gracias por ser mi guía, mi luz. Gracias por enseñarme que uno puede llegar tan

alto como uno se lo proponga. Gracias por enseñarme a que nadie alcanza la meta con

un solo intento, ni perfecciona la vida con una sola rectificación, ni alcanza altura con un

solo vuelo. Nadie camina la vida sin haber pisado en falso muchas veces...nadie recoge

cosecha sin probar muchos sabores, enterrar muchas semillas y abonar mucha tierra.

Nadie mira la vida sin acobardarse en muchas ocasiones, ni se mete en el barco sin

temerle a la tempestad, ni llega a puerto sin remar muchas veces. Gracias Doctora.

A la Maestra Tere, Maestra Aidé, Dra. Irasema, Dra. Rosa Martha, Dr. Osorio, Dra.

Tzahiry, Dr. Arana por regalarme su herencia más valiosa que son sus conocimientos

transmitidos hacia mí, por hacerme ver que lo que haga hoy tendrá ECO en la eternidad.

A la Dra. Sierra y al Dr. Field Gracias por darme el mayor regalo de la vida: caer en

cuenta que todo absolutamente todo nos fue dado para aprender y que el camino es un

proceso para poder seguir creciendo.

Al Dr. Tecante por brindarme su apoyo y abrirme las puertas de su laboratorio para poder

terminar la investigación de mi tesis.

A Isa, Dominique, Tony, Aída, Paco, por dejar una huella en mi corazón y hacer diferencia

en mi vida.

A mis papis que me han enseñado que el tiempo no es algo que pueda volver hacia

atrás, por enseñarme a cultivar mi propio jardín y decorar mi alma, en vez de esperar que

alguien me traiga flores. Por enseñarme que entonces y solo entonces sabre realmente lo

que puedes soportar; por demostrarme que soy fuerte y que podré ir mucho mas lejos de

lo que pensaba cuando creía que no se podía más. Es que realmente la vida vale cuando

tienes el valor de enfrentarla.

A mi hermana Xanis Gracias por enseñarme que puedes pasar buenos momentos con tu

mejor amigo haciendo cualquier cosa o nada, solo por el placer de disfrutar su

compañía… Te amo hermanita.

A Danny por enseñarme a que si quiero vivir el gozo de tener, debo liberarme de la

manía de poseer y retener. Gozar de la mariposa que revolotea, gozar del río que corre

huidizo todo, sin poseerlo y sin retenerlo. Sólo así se goza de la vida, sabiendo que la

tienes sin poseerla, y dejándola correr sin retenerla. Gracias Danny por ser mi amigo, mi

confidente. Gracias por enseñarme a ser un mejor humano.

A Nancy, Martha, Nikté, Erika, Vanesa, Carmen, Daniela, Sandra, Cinthya, Mónica, Flor,

Laura, Katherine, Jaime y Erik por permitirme descubrir que no importa que sea lo que

tienes, sino a quien tienes en la vida. Gracias por todas aquellos reventones, conciertos,

que compartimos por las tardes, exámenes, seminarios, y materias que compartimos por

las mañanas, gracias por la amistad que me han brindado. Gracias.

A Tania, Sonia, Carmen, Richard, Toño, Luis, Raúl, Rafa, Feyo, Jorge A., Tatiana, Diego,

Zazú, Alan, Jorgito, Carlitos, Christian y Diegolas. Por enseñarme que las verdaderas

amistades continúan creciendo a pesar de las distancias, por escucharme, por quedarse a

altas horas de la noche chateando con tal de que termine mi tarea, por estar ahí y darme

su amor. Por darme su mano para salir de los aprietos en los que me meto, por los

buenos momentos compartidos, por que son aquellos amigos que se cuentan los dedos

de las manos Gracias amigos! Los quiero mucho.

Gracia por enseñarme que si no controlas tus actos, ellos te controlaran y que ser flexible

no significa ser débil o no tener personalidad, porqué no importa cuan delicada y frágil sea

una situación: siempre existen dos lados.

Nunca dejes de soñar, porque soñar es el principio de un sueño hecho realidad .

DEDICATORIA

A cada una de esas personitas que hemos cruzado camino y han hecho de vida única y

especial. Todos y cada uno de ustedes ocupan un lugar especial en mi corazón,

Existen personas en nuestras vidas que nos hacen felices por la simple casualidad

Algunas recorren el camino a nuestro lado, viendo muchas lunas pasar, mas otras apenas

las vemos entre un paso y otro. A todos las llamamos amigos y hay muchas clases de

ellos.

Tal vez cada hoja de un árbol caracteriza uno de nuestros amigos. El primero que nace

del brote es nuestro amigo papá y nuestra amiga mamá, que nos muestran lo que es la

vida. Después vienen los amigos hermanos, con quienes dividimos nuestro espacio para

que puedan florecer como nosotros.

Pasamos a conocer a toda la familia de hojas a quienes respetamos y deseamos el bien.

Mas el destino nos presenta a otros amigos, los cuales no sabíamos que irían a cruzarse

en nuestro camino. A muchos de ellos los denominamos amigos del alma, de corazón.

Son sinceros, son verdaderos. Saben cuando no estamos bien, saben lo que nos hace

feliz.

Y a veces uno de esos amigos del alma estalla en nuestro corazón y entonces es llamado

un amigo enamorado. Ese da brillo a nuestros ojos, música a nuestros labios, saltos a

nuestros pies.

Más también hay de aquellos amigos por un tiempo, tal vez unas vacaciones o unos días

o unas horas. Ellos acostumbran a colocar muchas sonrisas en nuestro rostro, durante el

tiempo que estamos cerca.

Hablando de cerca, no podemos olvidar a amigos distantes, a aquellos que están en la

punta de las ramas y que cuando el viento sopla siempre aparecen entre una hoja y otra.

El tiempo pasa, el verano se va, el otoño se aproxima y perdemos algunas de nuestras

hojas, algunas nacen en otro verano y otras permanecen por muchas estaciones. Pero lo

que nos deja más felices es que las que cayeron continúan cerca, alimentando nuestra

raíz con alegría. Son recuerdos de momentos maravillosos de cuando se cruzan en

nuestro camino

Te deseo, hoja de mi árbol, paz, amor, salud, suerte y prosperidad.

Hoy y siempre... Simplemente porque cada persona que pasa en nuestra vida es única.

Siempre deja un poco de sí y se lleva un poco de nosotros.

Habrá los que se llevarán mucho, pero no habrá de los que no nos dejarán nada.

Ésta es la mayor responsabilidad de nuestra vida y la prueba evidente de que dos almas

no se encuentran por casualidad.

ÍNDICE Tema Página Resumen 1 Summary 2 Introducción 3 Antecedentes 5 1.1 Colorantes 5 1.1.1 Clasificación de colorantes según su origen 5 1.1.1.1 Colorantes inorgánicos 5 1.1.1.2 Colorantes orgánicos 5 1 .1.1.3 Clasificación de colorantes naturales 6 1.1.2 Colorantes naturales en alimentos. 7 1.2 Cromóforos más comunes 9 1.3 Pigmento 9 1.3.1 Base Física 10

1.3.2 Grupos de pigmentos 11 1.4 Estabilidad 11 1.4.1 Estabilidad de pigmentos 11 1.4.2 Efecto de disolventes en la estabilidad de pigmentos 15 1.4.3 Efecto del aluminio en la estabilidad de pigmentos 16 1.4.4 Estabilidad de pigmentos en sistemas modelos 17 1.5 Ciclodextrinas 17 1.6 Tensoactivos 19 1.6.1 Clasificación de tensoactivos 21 1.6.1.1 Tensoactivos catiónicos 22 1.6.1.2 Tensoactivos aniónicos 22 1.6.1.3 Tensoactivos anfóteros 23 1.6.1.4 Tensoactivos no iónicos 23 1.7 Solubilidad 24 1.8 Adsorción y Concentración Crítica Micelar 25 1.9 Formación de micelas 26 1.9.1 Tipos de Micelas 27 1.10 Solubilización y dispersiones 29 1.11 Tamaño de partícula (nano partículas) 31 1.11.1 Métodos de caracterización de partículas 31 1.12 Actividad Antioxidante 34 1.13 Neocandenatona 38 1.13.1 La madera de la Dalbergia congestiflora Pittier 41 1.13.2 Descripción de esta especie 41 1.13.3 Localización de la madera púrpura 42 1.13.4 Distribución geográfica en el país 43 1.13.5 Utilización de la madera 43 1.13.6 Normatividad 44

Tema Página Justificación 46 Objetivos 47 Materiales y Métodos 48 4.1 Materia Prima 48 4.2 Reactivos 49 4.3 Equipo de laboratorio 49 4.4 Obtención y purificación del colorante Neocandenatona 51 4.4.1 Obtención del extracto alcohólico 51 4.4.2 Fraccionamiento Soxhlet 51

4.4.3 Determinación de la pureza de la Neocandenatona 52 4.4.3.1 Preparación del estándar 52

4.4.3.2 Determinación de pureza del pigmento en estudio

52

4.4 Selección de los tensoactivos 53 4.5 Solubilidad en disolventes orgánicos 54 4.6 Solubilidad en soluciones de etanol-agua 54 4.7 Efecto de tensoactivos a diferentes pH’s en la solubilidad y estabilidad del pigmento Neocandenatona en soluciones acuosas

55

4.7.1 Determinación de la cantidad de colorante en solución 55 4.7.2 Estabilidad 56 4.7.2.1 Efecto del pH en la estabilidad de las microemulsiones

56

4.7.2.2 Efecto de la glucosa y el ácido cítrico en la estabilidad de las microemulsiones

57

4.7.2.3 Efecto de la adición de aluminio en la estabilidad del colorante a diferentes pH’s

57

4.8 Elaboración de de la Neocandenatona encapsulada y determinación de su estabilidad a diferentes temperaturas

57

4.8.1 Elaboración del pigmento encapsulado 57 4.8.2 Determinación de estabilidad a diferentes temperaturas 58

4.9 Determinación de la actividad antioxidante del colorante por la técnica TEAC

58

4.9.1 Preparación de solución stock de ABTS 7mM 58 4.9.2 Preparación de persulfato de potasio 140 mM 59 4.9.3 Preparación del radical ABTS 59 4.9.4 Solución patrón Trolox 2 mM 59 4.9.4.1 Curva patrón de Trolox 59 4.9.5 Determinación de la actividad antioxidante total del pigmento Neocandenatona

60

Tema Página

4.10 Determinación de tamaño de partícula del pigmento Neocandenatona

60

4.10.1 Determinación del índice de refracción 60 4.10.2 Determinación de tiempo de estabilización de las micelas

61

4.10.3 Determinación de tamaño de partícula de los diferentes Sistemas en estudio

61

Resultados y Discusión 63 5.1 Obtención y purificación del pigmento Neocandenatona 63 5.2 Determinación de la solubilidad en diferentes disolventes orgánicos y mezclas de etanol: agua

66

5.3 Determinación del efecto de tensoactivos a diferentes pH’s en la solubilización del colorante Neocandenatona en soluciones

acuosas

70

5.3.1 Pruebas preliminares de solubilidad del pigmento en Presencia de ciclodextrinas

71

5.3.2 Pruebas de solubilidad del pigmento en presencia de de los diferentes tensoactivos

73

5.3.3 Estabilidad del pigmento a 92 °C 76 5.3.4 Estabilidad del pigmento a 4 °C 82 5.3.5 Estabilidad del pigmento en presencia de glucosa 87 5.3.6 Estabilidad del pigmento en presencia de Ac. Cítrico 90 5.3.7 Estabilidad del pigmento en presencia de aluminio 94 5.4 Estabilidad del pigmento encapsulado 99 5.5 Actividad antioxidante del pigmento Neocandenatona 103 5.6 Tamaño de partícula 109 Conclusiones 120 Referencias 122 Referencias consultadas por Internet 132 Anexo A 133

INDICE DE FIGURAS

Figura Descripción Página 1 Cambios estructurales de las antocianinas producidos por

efecto de pH.

13

2 Formación de complejos en antocianinas

16

3 Estructura general de α, β y γ ciclodextrinas definidos por n-1,2 e 3 respectivamente.

19

4 Esquema de un tensoactivo.

20

5 Estructura de acetilcolina.

22

6 Estructura de SDS.

22

7 Estructura química de tween 80.

23

8 Estructura química de tween 20.

24

9 Tipos de adsorciones en la interfase.

25

10 Micelas.

27

11 Niveles de inserción de una molécula en una micela.

29

12 Operación del equipo zeta-sizer nano.

32

13 Distribución de tamaño de diferentes coloides y partículas, así como las técnicas utilizadas para su caracterización.

34

14 Estructura de la curcumina.

35

15 Estructuras tautoméricas de la Neocandenatona.

39

16 Estructura química de la Neocandenatona.

40

17 Árbol del Campincerán (Dalbergia congestiflora Pittier).

41

18 Descripción del árbol.

43

19 Madera púrpura del Campincerán.

43

20 Diagrama de desarrollo experimental.

50

21 Sistema de fraccionamiento Soxhlet

51

22 Refractómetro óptico Milton.

60

Figura Descripción Página

23 Equipo Malvern Zetasizer Nano ZS.

62

24 Curva tipo de un estándar del pigmento Neocandenatona determinada en HPLC.

63

25 Cromatograma del pigmento Neocandenatona purificado por cromatografía en capa fina (estándar). 515 nm.

64

26 Cromatograma del pigmento Neocandenatona purificado por cromatografía en capa fina preparativa (estándar). 260 nm.

64

27 Cromatograma del extracto alcohólico de la madera de D.congestiflora. 515 nm.

65

28 Cromatograma del extracto purificado por soxhlet del pigmento Neocandenatona 515 nm.

65

29 Determinación del espectro absorbancia con respecto a la longitud de onda máxima del pigmento Neocandenatona.

67

30 Determinación del espectro absorbancia con respecto a la longitud de de onda máxima del pigmento Neocandenatona

68

31 Estabilidad del pigmento Neocandenatona 1mg/mL en diferentes soluciones etanol: agua respecto al tiempo a 70 °C.

69

32 Tiempo de vida media del pigmento Neocandenatona en una concentración de 1 mg/mL en diferentes soluciones de etanol-agua a 70 °C.

69

33 Solubilidad del pigmento Neocandenatona en solución acuosa en presencia de diferentes tensoactivos en su Concentración micelar crítica a 26 ± 2 °C.

74

34 Estructura del colorante Neocandenatona a diferentes pH’s

75

35 Variación en la estabilidad del pigmento Neocandenatona 0.04 mg/mL durante 8 h en presencia de diferentes tensoactivos a 92°C, pH 3.

77

36 Variación en la estabilidad del pigmento Neocandenatona 0.04 mg/mL durante 8 h en presencia de diferentes tensoactivos a 92° C, pH 5.

77

37 Variación en la estabilidad del pigmento Neocandenatona 0.04 mg/mL durante 8 h. en presencia de diferentes tensoactivos a 92°C. pH 7.

78

Figura Descripción Página

38 Variación en la estabilidad del pigmento Neocandenatona 0.04 mg/mL durante 8 h. en presencia de diferentes tensoactivos a 92°C, pH 9.

78

39 Estabilidad del pigmento Neocandenatona con los diversos tensoactivos en soluciones acuosas a pH 3, 5, 7 y 9 a 92 °C.

79

40 Tiempo de vida media del pigmento Neocandenatona a pH 3, pH 5, pH 7, pH 9, en presencia de diversos tensoactivos durante una cinética de 8 h a 92°C.

80

41 Variación en la estabilidad del pigmento Neocandenatona 0.04 mg/mL durante 60 días en presencia de diferentes tensoactivos a 4 °C, pH 3.

82

42 Variación en la estabilidad del pigmento Neocandenatona 0.04 mg/mL durante 60 días en presencia de diferentes tensoactivos a 4 °C, pH 5.

83

43 Variación en la estabilidad del pigmento Neocandenatona 0.04 mg/mL durante 60 días en presencia de diferentes tensoactivos a 4 °C, pH 7.

84

44 Variación en la estabilidad del pigmento Neocandenatona 0.04 mg/mL durante 60 días en presencia de diferentes tensoactivos a 4 °C, pH 9.

84

45 Estabilidad del pigmento Neocandenatona con los diversos tensoactivos en soluciones acuosas a pH 3, 5, 7 y 9 a 4 °C.

85

46 Tiempo de vida media del pigmento Neocandenatona a pH 3, 5, 7, 9, en presencia de diversos tensoactivos durante una cinética de 60 días a 4 °C.

86

47 Variación en la estabilidad del sistema Neocandenatona- tween 80 en presencia de glucosa a una concentración de 10 mg/mL durante 8 h a pH’s 3, 5, 7 y 9. Temperatura: 92°C.

87

48 Variación en la estabilidad del sistema Neocandenatona- SDS en presencia de glucosa a una concentración de 10 mg/mL durante 8 h a pH’s 3, 5, 7 y 9. Temperatura: 92°C.

88

49 Variación en la estabilidad del sistema Neocandenatona- tween 20 en presencia de glucosa a una concentración de 10 mg/mL durante 8 h a pH’s 3, 5, 7 y 9. Temperatura: 92°C.

88

Figura Descripción Página

50 Tiempo de vida media de los sistema Neocandenatona - tween 80, Neocandenatona – tween 20 y Neocandenatona –SDS, en presencia de glucosa a una concentración de 10 mg/mL durante 8 h a pH’s 3, 5, 7 y 9. Temperatura: 92°C.

90

51 Variación en la estabilidad del sistema Neocandenatona- tween 80 en presencia de ácido cítrico a una concentración de 0.5 mg/mL durante 8 h a pH’s 3, 5, 7 y 9. Temperatura: 92°C.

91

52 Variación en la estabilidad del sistema Neocandenatona- tween 20 en presencia de ácido cítrico a una concentración de 0.5 mg/mL durante 8 h a pH’s 3, 5, 7 y 9. Temperatura: 92°C.

91

53 Variación en la estabilidad del sistema Neocandenatona- SDS en presencia de ácido cítrico a una concentración de 0.5 mg/mL durante 8 h a pH’s 3, 5, 7 y 9. Temperatura: 92°C.

92

54 Tiempo de vida media de los sistema Neocandenatona - tween 80, Neocandenatona – tween 20 y Neocandenatona –SDS, en presencia de ácido cítrico en una concentración de 0.5 mg/mL durante 8 h a pH’s 3, 5, 7 y 9. Temperatura: 92°C.

93

55 Espectro de absorción de Neocandenatona 1.53 mM en presencia de aluminio a temperatura ambiente en etanol: agua 50:50 en pH 3.

94

56 Espectro de absorción de Neocandenatona en presencia de aluminio a temperatura ambiente en etanol: agua 50:50 en pH 5.

95

57 Espectro de absorción de Neocandenatona en presencia de aluminio a temperatura ambiente en etanol: agua 50:50 en pH 7.

95

58 Variación en la estabilidad del sistema Neocandenatona- tween 80 en presencia de aluminio en una relación pigmento: aluminio 1:1, durante 8 h a pH’s 3, 5, 7 y 9. Temperatura: 92°C.

96

59 Variación en la estabilidad del sistema Neocandenatona- tween 20 en presencia de aluminio en una relación pigmento: aluminio 1:1, durante 8 h a pH’s 3, 5, 7 y 9. Temperatura: 92°C.

97

60 Variación en la estabilidad del sistema Neocandenatona- SDS en presencia de aluminio en una relación pigmento: aluminio 1:1, durante 8 h a pH’s 3, 5, 7 y 9. Temperatura: 92°C

97

Figura Descripción Página

61 Tiempo de vida media de los sistema Neocandenatona - tween 80, Neocandenatona – tween 20 y Neocandenatona –SDS, en presencia de aluminio en una relación pigmento: aluminio 1: 1 durante 8 h a pH’s 3, 5, 7 y 9. Temperatura: 92°C.

98

62 Microscopía del encapsulado de pigmento Neocandenatona.

99

63 Variación en la estabilidad del sistema Neocandenatona encapsulado durante 8 h a 50, 60, 70, 80, 92 °C. a pH 3.

100

64 Variación en la estabilidad del sistema Neocandenatona encapsulado durante 8 h a 50, 60, 70, 80, 92 °C a p H 7.

100

65 Tiempo de vida media del sistema Neocandenatona encapsulado, durante 8 h a 50, 60 ,70 80 y 92 °C a pH 3 y 7.

102

66 Determinación de la energía de activación del pigmento Neocandenatona encapsulado a pH 3 y pH 7.

103

67 Porcentaje de inhibición de la actividad oxidativa del radical ABTS.+ en presencia de la curcumina, BHT, Neocandenatona, Trolox y el pigmento Neocandenatona encapsualdo a 26 ± 2 °C y oscuridad.

104

68 Porcentaje de inhibición de la actividad oxidativa del radical ABTS.+ en presencia del pigmento Neocandenatona a 26 ± 2 °C y oscuridad.

105

69 Porcentaje de inhibición de la actividad oxidativa del radical ABTS.+ en presencia del pigmento curcumina a 26 ± 2 °C y oscuridad.

105

70 Porcentaje de inhibición de la actividad oxidativa del radical ABTS.+ en presencia del antioxidante BHT a 26 ± 2 °C y oscuridad.

106

71 Porcentaje inhibición de la actividad oxidativa del radical ABTS.+ en presencia del antioxidante Trolox a 26 ± 2 °C y oscuridad.

106

72 Porcentaje inhibición de la actividad oxidativa del radical ABTS.+ en presencia del pigmento Neocandenatona encapsulado a 26 ± 2 °C y oscuridad.

107

73 Estructuras de la curcumina y Neocandenatona.

108

74 Tiempo de estabilización del pigmento Neocandenatona sonicado 480 amp. Durante 15 minutos.

110

Figura Descripción Página

75 Tiempo de estabilización del pigmento Neocandenatona- SDS a pH 3 durante 48 h.

111

76 Tiempo de estabilización del pigmento Neocandenatona- SDS a pH 5 durante 48 h por duplicado.

111

77 Tiempo de estabilización del pigmento Neocandenatona- SDS a pH 7 durante 48 h. por duplicado.

112

78 Tiempo de estabilización del pigmento Neocandenatona- SDS a pH 9 durante 48 h.

112

79 Tamaño de partícula de Neocandenatona sonicado en agua desionizada a 480 rpm durante 15 min., a 36 ± 2 °C y oscuridad.

113

80 Tamaño de partícula de Neocandenatona – SDS en pH 3, 5, 7 y 9.

115

81 Tamaño de partícula de Neocandenatona – Tween 80 en diferentes pH’s 3, 5 7 y 9.

116

82 Tamaño de partícula de Neocandenatona – Tween 20 en diferentes pH’s 3, 5 7 y 9.

117

83 Tamaño de partícula de Neocandenatona – Docusato de sodio 20 en diferentes pH’s 3, 5 7 y 9.

117

84 Tamaño de partícula de Neocandenatona – Acetilcolina a diferentes pH’s 3, 5 7 y 9.

118

85 Tamaño de partícula de Neocandenatona –α ciclodextrina en soluciones de fosfatos a pH’s 3, 5,7 y 9.

118

86 Tamaño de partícula de Neocandenatona –β ciclodextrina en soluciones de fosfatos a pH’s 3, 5 7 y 9.

119

INDICE DE CUADROS

Cuadro Descripción Página 1 Actividad antioxidante en alimentos de consumo popular.

37

2 Lista de especies en riesgo.

45

3 Método de análisis por HPLC del pigmento obtenido de D. congestiflora.

53

4 Condiciones de trabajo en el HPLC.

53

5 Tensoactivos seleccionados para el presente estudio.

54

6 CMC de los diferentes tensoactivos.

56

7 Índice de refracción teórico de los tensoactivos en estudio.

61

8 Rendimientos obtenidos para los extractos alcohólicos y purificados.

63

9 Solubilidad del pigmento Neocandenatona en diferentes disolventes orgánicos y diferentes mezclas etanol- agua a temperatura ambiente.

66

10 Datos obtenidos de la cinética de degradación del pigmento Neocandenatona en una concentración de 1 mg/mL en diferentes soluciones etanol: agua a 70 °C.

70

11 Longitud de onda máxima y absortividad molar del pigmento Neocandenatona en presencia de diferentes tensoactivos a pH 3, 5, 7 y 9 a 26 ± 2 °C.

71

12 Solubilidad del pigmento Neocandenatona en presencia de α y β ciclodextrina a pH 3, 5, 7 y 9.

72

13 Datos obtenidos de la cinética de degradación del pigmento Neocandenatona en presencia de diferentes tensoactivos 92 °C.

80

14 Datos obtenidos de la cinética de degradación del pigmento Neocandenatona en presencia de diferentes tensoactivos en soluciones acuosas a 4 °C.

85

15 Datos obtenidos de la cinética de degradación del pigmento Neocandenatona en presencia de los diferentes tensoactivos en solución acuosa en presencia de glucosa a 92 °C.

89

Cuadro Descripción Página 16 Datos obtenidos de la cinética de degradación del pigmento

Neocandenatona en presencia de los diferentes tensoactivos en solución acuosa en presencia de ácido cítrico a 92 °C.

93

17 Datos obtenidos de la cinética de degradación del pigmento Neocandenatona en presencia de Tween 80 en solución acuosa en presencia de aluminio a 92 °C.

98

18 Datos obtenidos de la cinética de degradación del pigmento encapsulado a diferentes temperaturas a pH 3 y pH 7.

101

19 Energía de activación del encapsulado del pigmento Neocandenatona.

103

20 EC50 y TEAC de Neocandenatona, Curcumina, BHT y Trolox.

108

21 Índice de refracción del pigmento Neocandenatona en diferentes concentraciones.

109

23 Tamaño de Micela del pigmento Neocandenatona en presencia de diferentes tensoactivos (nm).

114

24 Tamaño de micela de diferentes tensoactivos sin pigmento (nm).

114

25 Tamaño de partícula de la Neocandenatona sonicada en los diferentes pH’s.

114

Abreviaturas

DMPD Diclorihidrato de N, N-dimetil-finlendiamina CARS Capacidad atrapadora de radicales superóxido TOSC Total oxyradical scavening capacity NOM Norma oficial mexicana HPLC Cromatografía de líquidos a alta presión CCF Cromatografía capa fina Ea Energía de activación k Constante de cinética de degradación ABTS Bis 2,2’-azino-(3-etilbenzotiazolina-6-sulfónico SDS Dodecilsulfato sódico TVM Tiempo de vida media FDA Administración estadounidense de drogas y alimentos OMS Organización mundial de la salud EDTA Ácido etilendiaminotetraacético UV Ultravioleta VIS Visible CMC Concentración crítica micelar HLB Balance lipofílico hidrofóbico DLS Dispersión dinámica de la luz PCS Espectrofotometría de correlación fotónica DPPH 2,2,-difenil--picrihidrazil DFT Teoría de la densidad funcional DDE Entalpía de disociación de enlace BHT Butirato hidroxitolueno TEAC Actividad Antioxidante equivalente a Trolx TROLOX 6-hidroxi-2, 5, 7,8 –tetrametilcroman-2-carboxílico ORAC Capacidad de absorbancia del radical oxígeno EC50 Concentración del extracto a la cual existe una inhibición del 50 por ciento

de la actividad oxidativa IR Índice de refracción εεεε Coeficiente de absortividad A Absorbancia Nd No detectado R2 Coeficiente de correlación mau Mili unidades de absorbancia λλλλmáx. Longitud de onda máxima

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RESUMEN

La Neocandenatona es un pigmento púrpura proveniente del duramén del campincerán

(Dalbergia congestinflora Pittier). El pigmento no es soluble en disolventes no polares

como hexano, pero su solubilidad aumenta con el incremento en la polaridad del

disolvente; es insoluble en agua fría y caliente debido a su naturaleza orgánica. Uno de

los principales inconvenientes en el uso de los colorantes naturales en alimentos es su

baja estabilidad a factores normales de proceso como son luz, oxígeno, pH, temperatura,

aniones, metales, disolventes, por lo que se requiere encontrar colorantes naturales que

sean estables a estos factores. El pigmento Neocandenatona, presenta buena estabilidad

al calor en soluciones alcohólicas pero su baja solubilidad en agua limita su aplicación en

alimentos, por lo que se requiere realizar un estudio sobre la solubilidad y estabilidad del

pigmento en soluciones acuosas, mediante la aplicación de tensoactivos. Al llevar a cabo

las pruebas de solubilidad en soluciones acuosas en presencia de tensoactivos: tween 20,

tween 80, dodecilsulfato sódico (SDS), acetilcolina, docusato de sodio, α ciclodextrina y β

ciclodextrina se encontró que el pigmento presenta una mejor solubilidad en presencia de

tween 20 a pH 9 y pH 3 de 17.62 mg/mL y 13.65 mg/mL respectivamente.

En cuanto a la estabilidad del pigmento en presencia de los diversos tensoactivos a 92 °C

presenta una cinética de degradación de primer orden mostrando una mejor estabilidad

en presencia del SDS para pH 3 (5.98 h ±0.03), pH 5 (3.75 h ± 0.16) y pH 7 (3.71 h ±

0.04); por otro lado a 4 °C el pigmento presenta u na estabilidad significativamente mayor

en pH 3 y 7 en presencia de tween 80 con un valor de tiempo de vida media (TVM) de

12.70 ± 0.02h y 16.85 ± 0.05 h respectivamente mientras que en pH 5 y 9 el pigmento fue

más estable en presencia de SDS con un TVM de 10.08 ± 0.02 h y 5.30 ± 0.04 h

respectivamente. En cuanto a los estudios de la estabilidad del pigmento en presencia de

glucosa, ácido cítrico y aluminio no existe una tendencia del efecto de estos

componentes ya que depende del pH y del tensoactivo en el sistema. Presentando un

TVM máximo de 39. 83 h en presencia de SDS a pH de 9 en el caso de glucosa; 28.00 h

en presencia de tween 20 a pH 3 en el caso de ácido cítrico, y finalmente en el caso del

aluminio el TVM máximo fue en presencia de tween 20 a pH 7 13.59 h. Al analizar la

relación del tamaño de partícula con la solubilidad se observó que no existe alguna

tendencia o relación entre estos dos parámetros; sin embargo al estudiar la relación entre

el tamaño de partícula con la estabilidad se observó que existe una tendencia clara; entre

mayor sea el tamaño de partícula mayor es la estabilidad.

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SUMMARY

The Neocandenatone is a purple pigment which has been gotten from the duramen of

campinceran (Dalbergia congestinflora Pittier). The pigment is insoluble in not polar

solvents like hexane, but the solubility of the pigment increase as the polarity of solvents

grow up. The pigment is insoluble in cold water and hot water due to its organic source.

One of the principal disadvantages of natural pigments in food is its low stability to normal

process conditions as light, oxygen, pH, temperature, ions, metals and solvents, for that

reason, it is important to find stable natural pigments in this conditions. The

Neocandeantone pigment is stable in hot conditions in alcoholic solutions but its low

solubility in water solutions restricts its uses in food so nowdays it is necessary to

investigate about solubility and stability of the pigment in water solution by means of the

use of different surfactants: tween 20, tween 80, sodium dodecyl sulfate (SDS),

acetylcholine, sodium docusate , cyclodextrin α y cyclodextrin β.

In this research the the best solubility was 17.62 mg/mL and 13.65 mg/mL with tween 20 in

pH 9 and pH 3 respectively. By the way, the stability of pigment with diferent surfactants

over 92 °C was a degradation cinetic of the first o rder, the best stability was with SDS in

pH 3 (5.98 h ±0.03), pH 5 (3.75 h ± 0.16) and pH 7 (3.71 h ± 0.04); by the other hand over

4 °C the pigment was more stable in pH 3 y 7 with tween 80 with time of half life (TVM) of

12.70 ± 0.02h and 16.85 ± 0.05 h respectively meanwhile in pH 5 and pH 9 the pigment

was more stable with SDS with one TVM of 10.08 ± 0.02 h and 5.304 ± 0.04 h

respectively. In regard to stability of pigment with glucose, citric acid and aluminum there is

not a tendency of the effect being that it depends of the pH and the surfactant in the

system, with a highest TVM of 39. 83 h with SDS in pH 9 in the case of glucose; 28.00 h

with tween 20 in pH 3 in the case of citric acid, and finally in the case of aluminum the

highest TVM was 13.59± 0.04 h with tween 20 in pH 7. When the relationship between

size of particle and solubility was studied the result was that there is not tendency or

relationship between these parameters; however when the relationship between size of

particle and stability was studied the result was that there was a clear tendency; as the

size of particle were higher the stability would be higher.

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INTRODUCCIÓN

Es a partir de 1980, cuando los investigadores de la Administración Estadounidense de

Drogas y Alimentos (FDA), identificaron que ciertos colorantes artificiales (rojos #2 y #6)

usados para dar color en alimentos, medicamentos y drogas eran causantes de cáncer

por lo cual decidieron restringir su uso en los Estados Unidos y algunos otros países del

mundo. Aunado a que se encuentra reportado que los colorantes naturales presentan

actividad antioxidante (Cai, et. al., 2004), y que los antioxidantes presentes en alimentos

muestran una baja toxicidad (Kaur y Kapoor, 2001) fue suficiente para que la producción

e investigación de obtener colorantes naturales a costos cada vez más bajos recobrara

interés (Llanderal, 1990). Además de que durante los últimos 10 ó 15 años, el uso de los

colorantes naturales en el ámbito mundial se ha incrementado en forma casi explosiva,

debido a las exigencias de su utilización en las industrias alimentaria, farmacéutica y

cosmética establecidas por las legislaciones de los diferentes países. Al encontrarnos en

la era ecológica, existen motivos suficientes para realizar proyectos relativos a la

caracterización de nuevos colorantes, principalmente aquellos que muestren una gran

estabilidad.

Existen un gran número de colorantes naturales, y solo se emplean una minoría de ellos

en forma individual, (palo de Campeche, caracol púrpura, grana cochinilla, añil) lo que

limita la variedad de colores.

Europa tiene actualmente 13 pigmentos permitidos derivados de fuentes naturales, que

pueden ser usados en la coloración de alimentos (Metarom, 1997). Ellos son curcumina

(Curcuminoide), luteína (xantofila), β-caroteno, norbixina/bixina, capsantina/capsorubina

(carotenoides), betanina (betalainas), ácido carmíneo y carmín (antraquinonas), azúcar

caramelizada y extracto de malta (melanoidinas), clorofila y clorofilina (porfirinas) y

antocianinas (flavonoides). Entre las alternativas económicamente viables para la

sustitución de los colorantes rojos sintéticos en la industria de alimentos, farmacéuticas y

de cosméticos se encuentran principalmente a las antocianinas y las betalaínas.

Uno de los principales inconvenientes en el uso de los colorantes naturales en alimentos

es su baja estabilidad a factores normales de proceso como son luz, oxígeno, pH,

temperatura, aniones, metales, disolventes, por lo que se requiere encontrar colorantes

naturales que sean estables a estos factores.

Se ha reportado la estructura de un nuevo colorante púrpura obtenido de la madera del

campincerán (Dalbergia congestiflora Pittier), denominada Neocandenatona, el cual

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presenta buena estabilidad al calor en soluciones alcohólicas. Su baja solubilidad en agua

limita su aplicación en alimentos, por lo que se requiere realizar un estudio sobre

solubilización del pigmento en soluciones acuosas, mediante la aplicación de

tensoactivos y la determinación de la estabilidad de las microemulsiones obtenidas.

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1. ANTECEDENTES 1.1 Colorantes

Los colorantes son sustancias que añadidas a otras les proporcionan, refuerzan o varían

el color. Los colorantes han sido usados por el hombre desde los tiempos más remotos

como aditivos de sus alimentos. En un principio se utilizaron colorantes extraídos de

plantas e incluso minerales. Hoy en día se utilizan mucho los colorantes sintéticos

llamados así por ser obtenidos por procedimientos químicos de síntesis. (Moreno, 2004).

1.1.1 Clasificación de colorantes según su origen (Metarom, 1997) Pueden clasificarse de acuerdo a su origen en: inorgánicos y orgánicos. 1.1.1.1 Colorantes inorgánicos Son aquellos colorantes constituidos por compuestos inorgánicos encontrados en la

naturaleza. Los mismos se pueden modificar por métodos físicos como la pulverización o

la desecación, (arcillas coloreadas por óxidos metálicos), mientras que otros son

productos de fabricación industrial. Se clasifican en:

� Naturales: son óxidos metálicos de amplio uso en cerámica y pintura

� Sintéticos: son sales de metales como hierro, cobre, cromo y mercurio. utilizados

en la coloración de tejidos, cerámica, esmaltes, papeles y otros.

1.1.1.2 Colorantes orgánicos Sintéticos: obtenidos por lo general por la destilación del alquitrán de hulla se conocen

cerca de 2000, se clasifican de acuerdo al grupo funcional que contiene su molécula. Los

más ampliamente usados son los azo-colorantes.

Los colorantes sintéticos son muy utilizados por las excelentes propiedades como son:

� Proporcionar un color persistente

� Ofrecer colores variados y uniformes.

� Tener colores de la intensidad que se desee.

� Ser de alta pureza y bajo costo.

� Se pueden obtener en grandes cantidades.

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Naturales: se clasifican de acuerdo a su origen en:

De origen animal: En América el más importante es la púrpura proveniente de caracoles

marinos. El rojo grana (ácido carmínico) proveniente de la cochinilla (Coccus cacti L).

De origen vegetal: los colorantes están presentes en casi todas las plantas del mundo. De

estos, unos son producidos directamente por la actividad fisiológica de las plantas,

mientras que otros son producto de transformaciones sintéticas de sustancias de

procedencia vegetal.

Estos colorantes eran los que hasta principios de siglo utilizaban las industrias textiles y

que fueron sustituidos paulatinamente por los colorantes sintéticos.

Ya que desde hace unos años se han prohibido algunos colorantes de origen sintético a

nivel mundial debido a que han resultado tóxicas para el ser humano, el empleo de

pigmentos naturales es de gran interés, especialmente aquellas sustancias provenientes

de fuentes consideradas como no convencionales tales como microorganismos, algas,

flores o madera de los cuales se pueden obtener una gama amplia de pigmentos.

Según las estadísticas, México cuenta con importantes recursos forestales que no han

sido apreciados en su justa medida ya que, a pesar de su relevancia y representación en

nuestro país, gran parte de los ecosistemas forestales no han sabido aprovecharse

integralmente. Las áreas forestales están disminuyendo tanto en cantidad como en

calidad, lo que obliga poner mayor énfasis en la investigación sobre el mejoramiento

forestal, mecánico, químico y genético (CONACYT, 1981).

Los colorantes también pueden dividirse en: (Calvo, 1991)

• Hidrosolubles (solubles el agua)

• Liposoluble (soluble en la grasa)

• Insolubles

1.1.1.3 Clasificación de colorantes naturales

Los colorantes naturales se pueden agrupar en dos diferentes formas: composición

química y características físicas. Shirata en 1996 propuso la clasificación de acuerdo a su

estructura química en:

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I. Colorantes flavonoides

� Grupo Tanino-Pirogallo y Catecol: color café proveniente del castaño.

� Derivados de Delfinidina: color azul proveniente de la hierba de pollo

(Alternanthera pungens).

II. Colorantes carotenoides

III. Colorantes tipo quinona

IV. Derivados de Indol: color azul proveniente del añil

V. Derivados de dihidropirano: color rojo y violeta proveniente del palo de Brasil

VI. Grupo betalaína: color rojo proveniente del betabel

VII. Grupo xantonas: color amarillo proveniente de algunos líquenes.

VIII. Grupo clorofilas: color verde proveniente de las plantas verdes.

1.1.2 Colorantes naturales en alimentos. ( Santillán, 2003)

El uso de colorantes en alimentación se remonta a tiempos inmemoriales. Las razones de

su uso continuado a lo largo de la historia obedecen, en buena medida, al potencial de

tinción observado en productos naturales que se han venido añadiendo a los alimentos

con el fin de hacer más apetecible su apariencia sin causar efectos adversos para la

salud, ya que dan un color uniforme. Por ejemplo, el jugo de naranja, tiene un color

distinto según variedades de naranja, estado de madurez, procedencia, época de año.

Por ello, si se pretende hacer néctares de naranja partiendo del jugo natural, sería

necesario, aunque en pequeñas cantidades, la adición de un colorante para uniformar su

color. Realzan el color natural, por ejemplo, a la hora de hacer un yogur de fresa, si se

quiere dar un color fuerte y atractivo al mismo no basta con la adición de fresas cuyo color

se diluirá mucho en la mezcla, es necesario reforzar con un colorante (Calvo, 1991).

Ocultan algún defecto, salvo en casos muy leves, no se debe recurrir a los colorantes por

esta última razón.

Los pueblos latinoamericanos antiguos y los egipcios hicieron uso de los colorantes

naturales en alimentos y cosméticos. Las propiedades de estos productos se ampliaron,

muchísimo tiempo después, a la tinción de productos farmacéuticos. En alimentación su

uso ha sido recurrente y se desplazó tras la aparición de colorantes sintéticos en el

mercado.

Algunos ejemplos de colorantes naturales para uso de alimentos son:

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El extracto de cochinilla y el carmín son usados para colorear alimentos y medicamentos,

se utilizan para teñir cárnicos, lácteos, confitería, aderezos y bebidas. (Vigueras, 1998).

Las antocianinas pertenecen a la clase de flavonoides. Son pigmentos de color rojo,

naranja y azul, algunos son solubles en agua e intensamente coloreados. Se utilizan

relativamente poco, solamente en algunos derivados lácteos, helados, caramelos,

productos de pastelería y conservas vegetales (hasta 300 mg/Kg), aunque están también

autorizados en conservas de pescado (200 mg/Kg), productos cárnicos, licores, sopas y

bebidas refrescantes. Como los demás colorantes naturales, en muchos casos no tienen

más limitación legal a su uso que la buena práctica de fabricación, aunque esta situación

tiende a cambiar progresivamente. La ingestión diaria de estas sustancias, procedentes

en su inmensa mayoría de fuentes naturales, puede estimarse en unos 200 mg por

persona (Hrazdina, 1982).

Las betaninas son las betacianinas y las betaxantinas, un pequeño grupo de pigmentos

presentes solamente en la familia Centrosperme. Su principal aplicación es en productos

lácteos dirigidos al público infantil, pero también se usan en caramelos duros, chicle de

frutas, postres de gelatina y mezclas en polvo para hacer bebidas, en repostería, helados,

conservas vegetales. En España se utiliza en mermeladas (300mg/Kg), conservas de

pescado (200mg/Kg), en yogures (hasta 18 mg/Kg) y en preparados a base de queso

fresco, hasta 250 mg/Kg. No se conocen efectos nocivos de este colorante y la

Organización Mundial de la Salud (OMS) no ha fijado un límite a la dosis diaria admisible.

(Francis, 1989).

Los carotenos, son por lo general pigmentos de color amarillo y naranja que se

encuentran en los cítricos, zanahorias, tomates rojos, pimiento, mantequilla, aceite de

palma, azafrán, yema de huevo, trucha, salmón y algas. (Kopas et al. 1995) Los carotenos

son empleados en la industria alimenticia para colorear productos lácteos (mantequilla,

margarina, yogur y quesos) y productos cárnicos, productos derivados de huevos,

conservas de pescado y vegetales; mermeladas, bebidas refrescantes y helados (Krisky,

1990).

La clorofila es una mezcla de pigmentos verdes compuesta por dos clorofilas (α y β).

Como aditivos alimentarios se utilizan ocasionalmente en aceites, chicle, helados y

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bebidas refrescantes, en sopas preparadas y en productos lácteos (queso y yogures).

(Schwartz y Von Elbe, 1990).

La curcumina. La especia es un componente fundamental del curry, al que confiere su

color amarillo intenso característico. Se utiliza también como colorante de mostazas, en

preparados para sopas y caldos y en algunos productos cárnicos. Es también un

colorante tradicional de derivados lácteos (FAO/OMS, 1987).

1. 2 Cromóforos más comunes

La mayoría de los colores que ocurren en la naturaleza se deben a la absorción de ciertas

longitudes de onda de luz visible por los compuestos orgánicos (Hendrickson y Pine,

1987).

Antes de que se desarrollaran las teorías de las transiciones electrónicas, se había

observado que ciertos tipos de estructuras orgánicas tendían a originar color mientras

que otras no. Estas estructuras parciales necesarias para la aparición de color (que no

son sino grupo insaturados capaces de experimentar transiciones π→π* o n→π*) fueron

denominadas cromóforos, término creado en 1876 a partir de las raíces griegas chroma,

“color” y foros,”soportar”.

Se observó también que la presencia de algunos otros grupos daba lugar a una

intensificación del color. Estos grupos fueron denominados auxócromos (del griego

auxanein, “aumentar”).

1.3. Pigmento

Un pigmento es un material que cambia el color de la luz que refleja como resultado de la

absorción selectiva del color. Este proceso físico es diferente a la fluorescencia, la

fosforescencia y otras formas de luminiscencia, en las cuales el propio material emite luz.

Muchos materiales selectivamente absorben ciertas ondas de luz, dependiendo de su

longitud de onda. Los materiales que los seres humanos han elegido y producido para ser

utilizados como pigmentos por lo general tienen propiedades especiales que los vuelven

ideales para colorear otros materiales. Un pigmento debe tener una alta fuerza teñidora

relativa a los materiales que colorea. Además debe ser estable en forma sólida a

temperatura ambiente.

pág. 10

Los pigmentos son utilizados para teñir pintura, tinta, plástico, textiles, cosméticos,

alimentos y otros productos. La mayoría de los pigmentos utilizados en la manufactura y

en las artes visuales son colorantes secos, usualmente en forma de polvo fino. Este polvo

es añadido a un vehículo o matriz, un material relativamente neutro o incoloro que actúa

como adhesivo. Para aplicaciones industriales, así como artísticas, la permanencia y la

estabilidad son propiedades deseadas. Los pigmentos que no son permanentes son

llamados fugitivos. Los pigmentos fugitivos se desvanecen con el tiempo, o con la

exposición a la luz, mientras que otros terminan por ennegrecer.

Generalmente se hace distinción entre un pigmento, el cual es insoluble en el vehículo

(formando una suspensión), y un tinte, el cual o es un líquido o es soluble en el vehículo

(resultando en una solución). Un colorante puede ser un pigmento o un tinte dependiendo

del vehículo en el que se usa. En algunos casos, un pigmento puede ser fabricado a partir

de un tinte precipitando (un tinte soluble con una sal metálica)

1.3.1 Base Física

Los pigmentos producen sus colores debido a que selectivamente reflejan y absorben

ciertas ondas luminosas. La luz blanca es aproximadamente igual a una mezcla de todo el

espectro visible de luz. Cuando esta luz se encuentra con un pigmento, algunas ondas

son absorbidas por los enlaces químicos y sustituyentes del pigmento, mientras otras son

reflejadas. Este nuevo espectro de luz reflejado crea la apariencia del color. Por ejemplo,

un pigmento azul marino refleja la luz azul, y absorbe los demás colores. Los pigmentos, a

diferencia de las sustancias fluorescentes o fosforescentes, solo pueden sustraer ondas

de la luz que recibe, nunca añadir nuevas.

La apariencia de los pigmentos está íntimamente ligada al color de la luz que reciben. La

luz solar tiene una temperatura de color alta y un espectro relativamente uniforme, y es

considerada un estándar para la luz blanca. La luz artificial, por su parte, tiende a tener

grandes variaciones en algunas partes de su espectro. Vistos bajo estas condiciones, los

pigmentos lucen de diferentes colores.

Otras propiedades de un color, tales como su saturación o su luminosidad, pueden ser

determinadas a partir de las otras sustancias que acompañan a los pigmentos. Los

adhesivos y rellenos añadidos a químicos pigmentadores puros también tienen sus

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propios patrones de inflexión y absorción, los cuales pueden afectar el espectro final. De

la misma forma, en mezclas de pigmento y adhesivo, algunos rayos de luz pueden no

encontrarse con moléculas pigmentadoras, y pueden ser reflejados tal cual. Este tipo de

rayos contribuyen a la saturación del color. Un pigmento puro permite que muy poca luz

blanca escape, produciendo un color altamente saturado. Una pequeña cantidad de

pigmento mezclado con mucho adhesivo, no obstante, tiene un aspecto insaturado y

opaco, debido a la gran cantidad de luz blanca que escapa.

1.3.2 Grupos de pigmentos

� Pigmentos de arsénico: Verde de París.

� Pigmentos de carbono: Negro de carbón, negro marfil, negro viña, negro de humo.

� Pigmentos de cadmio: Verde cadmio, rojo cadmio, amarillo cadmio, naranja

cadmio.

� Pigmentos de óxidos de hierro: Caput Mortuum, rojo óxido, ocre rojo, rojo

veneciano.

� Pigmentos de cromo: Óxido de cromo verde, amarillo cromo.

� Pigmentos de cobalto: Azul cobalto, azul cerúleo, violeta de cobalto, amarillo

cobalto.

� Pigmentos de plomo: blanco de plomo, amarillo Nápoles, albayalde, rojo de plomo.

� Pigmentos de cobre: Verde de París, verdigrís, azul egipcio.

� Pigmentos de titanio: Blanco de titanio, amarillo de titanio, negro de titanio.

� Pigmentos de mercurio: Bermellón.

� Pigmentos de zinc: Blanco de zinc.

� Pigmentos de arcilla: Siena natural, siena tostada, sombra natural, sombra tostada,

ocre.

� Pigmentos biológicos: Alizarina, carmesí alizarino, añil, cochinilla, púrpura de Tiro,

ftalocianina.

1.4 Estabilidad

1.4.1 Estabilidad de pigmentos

Uno de los principales inconvenientes en el uso de los colorantes naturales en alimentos

es su baja estabilidad a factores normales de proceso como son luz, oxígeno, pH,

pág. 12

temperatura, aniones, metales, disolventes, además de que el uso de pigmentos

naturales, muestra algunos inconvenientes técnicos ya que son menos intensos que sus

símiles sintéticos, ofrecen menor estabilidad y mayor dificultad en la reproducibilidad de

color; lo que aumenta los costos unitarios. En ocasiones se imparten olores y sabores,

nada adecuados. La composición de los extractos está influida por la época de cosecha y

el almacenamiento. Por lo que se requiere encontrar colorantes naturales que sean

estables a estos factores.

La explotación comercial de colorantes a través de fuentes naturales, esta determinada

por los bajos rendimientos de extracción, además de que su aplicación extensiva debe

asegurarse antes con largos estudios toxicológicos (Francis, 1987).

Uno de los mayores esfuerzos en la obtención de colorantes naturales debe encaminarse

a maximizar los rendimientos de las fuentes convencionales. Los métodos de extracción

involucran el uso de solventes no polares, la estabilización con ácido cítrico, ácido

ascórbico y antioxidantes ayudarían a reducir las pérdidas.

En cuanto a estudios reportados de estabilidad se referirá principalmente a las

antocianinas y las betalaínas (Wissgott y Bortlik, 1996) ya que su estructura y

comportamiento son semejantes al pigmento Neocandenatona con estos pigmentos.

(Figura 1).

La betanina puede transformarse y perder su coloración bajo la influencia de factores

como el pH, las temperaturas altas, el oxigeno, la luz y la actividad acuosa (Saguy et al.,

1978; Von Elbe et al., 1974; Altamirano, 1993; Jiménez- Aparicio et al., 1997; Huang y

Von Elbe, 1987). Su estabilidad al calor está en función de la acidez y del oxígeno disuelto

en el medio; los valores de pH de 4 a 6 son favorables y es resistente a los tratamientos

térmicos en ausencia de este gas. La degradación térmica de la betanina en presencia de

oxígeno sigue una cinética de primer orden, pero en ausencia del oxígeno la cinética es

diferente (Attoe y Von Elbe, 1985). Se ha reportado que el tiempo de vida media a pH de

5 a 75 ° C en regulador de fosfatos es de 48 min., el cual disminuye en presencia de iones

Fe 3+ y Cu 2+ a 33.4 y 6 min respectivamente; la presencia de antioxidantes como γ-

tocoferol y el ácido ascórbico no tienen efecto sobre la estabilidad. Secuestrantes como el

ácido etildiaminotetraacético (EDTA) y el ácido cítrico a 10 000 ppm incrementaron el

valor de tiempo de vida media en aproximadamente 1.5 veces el valor del control (Pasch y

Von Elbe, 1979).

pág. 13

Las antocianinas son estables a pH menores de 3.5 y por arriba de este valor se

degradan rápidamente. El color de una antocianina cambia con el pH de el medio (R=

azúcar). El catión flavilio (I) (Belitz, 1999) es estable solo a pH’s muy bajos (Figura 1).

Cuando el pH se incrementa este es transformado en un cromenol incoloro (II). La

formación de una base quinoidal (III) y una base iónica (IV) a pH 6-8 intensifica el color. A

pH 7-8 la estructura (IV) es transformada a través de la apertura del anillo a una chalcona

amarilla (V). A pH’s mayores, el color puede ser estabilizado por la presencia de iones

multivalentes como Al3+ y Fe3+. Cambios similares se producen en la Neocandenatona,

aun cuando no se trata de una antocianina.

OH

OH

O

OH

OH

OR

OH

OH

OH

OH

OR

OOH

OH2+

(I) pH ≤ 1 rojo (II) pH = 4-5 incoloro

OH

OH

OR

O

O

OH

O

OH

OR

O

O

OH

OH2

-OH

OH

OR

OHO

OH

OH

OH2

(III) pH = 6-7 púrpura (IV) pH = 7-8 azul (V) pH = 7-8 amarillo

Si R = H

OH

OH

OH

O

OOH

OH

OH

OH

OH

OHO

OH

OH

OH2

OH

OH

OH

CHO

OH

OH

OH

HOOC

+

Figura 1. Cambios estructurales de las antocianinas producidos por efecto de pH.

pág. 14

Temperaturas altas, el incremento en los niveles de azúcar, el ácido ascórbico y la luz

afectan la velocidad de degradación. La cinética de degradación depende del tipo de

antocianina, del sistema utilizado y de la temperatura. Así la estabilidad del color de

rábano rojo en sistemas modelo de jugos depende de la temperatura de almacenamiento,

siguiendo un modelo cuadrático a 25° C y un modelo lineal a 2 °C (Rodríguez-Saona et

al., 1999). Un estudio sobre el efecto de la temperatura (50, 60, 70 y 80 °C) y la

concentración de sólidos solubles (15, 45 y 71 °Bx) a un pH menor a 3.5 en la

degradación de las antocianinas en un concentrado y un jugo de cereza ácida, indicó que

el deterioro del pigmento seguía una cinética del primer orden (Cemeroglu et al., 1994).

Los tiempos de vida media de la antocianina a 70 °C fueron 22.5, 10.9 y 5.9 horas para

bebidas con 15, 45 y 71° Brix respectivamente.

Walkowiak y Czapski 2006, determinaron que el contenido de antocianinas de col roja

desciende conforme existe un aumento de pH, temperatura, tiempo de almacenamiento y

concentración de ácido ascórbico. La degradación del colorante es mayor en condiciones

aerobias que anaerobias y en presencia de ácido ascórbico. Teniendo así que bajo

condiciones anaerobias en ausencia de ácido ascórbico existe degradación de las

antocianinas aproximadamente del 7% después de 30 días de almacenamiento a 20°C

pH 3 y del 33% a pH 5.

En presencia de ácido ascórbico (100mg/mL) en las mismas condiciones provoca una

pérdida de 55% y 5% de antocianinas respectivamente. Mientras que bajo condiciones

aerobias en ausencia de ácido ascórbico hay una degradación del 46 % a pH 3 y 70 % a

pH 5; y en presencia de ácido ascórbico (100mg/mL) en las mismas condiciones hay una

perdida de 66% y 77% respectivamente (Walkowiak y Czapski, 2006).

De Rosso y Mercante en el 2006, determinaron que la adición de 276 mg de ácido

ascórbico en solución de antocianinas de acerola (Crataegus azarolus) causa un aumento

en el valor de k de degradación de 109 a 116 veces más comparada con una solución de

antocianina sin fortificar. Esto ocurre principalmente por la condensación directa del ácido

ascórbico sobre el carbono cuatro de la antocianina. La degradación de la solución de

antocianinas en una atmósfera inerte fue de 1.3 a 1.4 veces menor que en aire (De

Rosso y Mercadante., 2006).

Es importante mencionar que los flavonoides pueden proteger a las antocianinas por co-

pigmentación intermolecular provocando un descenso en la producción de la pseudo

pág. 15

base carbinol y un aumento en el anhidro base quinoidal retardando la degradación de la

antocianina hasta un 20% en presencia de ácido ascórbico (Elhabiri et al., 1997).

La degradación de las antocianinas se ve favorecida al aumentar los grados Brix y la

temperatura. Las antocianinas aciladas mostraron una estabilidad del 80% en medios

neutros y un pocos ácidos. El efecto de los grados Brix se debe a que al encontrarse las

moléculas más cercanas existe mayor interacción entre ellas, se recomienda congelar y

su estabilidad se debe a la diacilación (Kirca et al., 2006).

También se encontró que hay una relación lineal entre la degradación del color con

respecto al tiempo a las diferentes humedades relativas. Donde se observó que en un

medio seco la constante de degradación para las antocianinas libres y encapsuladas

fueron muy similares, mientras que en presencia de alta humedad las antocianinas libres

presentaron una degradación más rápida que las antocianinas encapsuladas (Gradinaru

et. al, 2003).

En un estudio realizado de la estabilidad de tres colorantes azules naturales a la luz y a

diferentes temperaturas, se encontró que el color de la gardenia fue estable a

temperaturas mayores de 80°C en soluciones acuosas a pH 3, 5 y 7 y se degrada en

presencia de luz, mientras que las ficocianinas son inestables a temperaturas altas y a la

luz en soluciones acuosas, es insoluble a pH 3 y se desnaturaliza a 45°C a pH 5 y con la

luz se degrada hasta un 80%. Mientras que el colorante índigo es estable en soluciones

oleicas a temperaturas mayores de 90°C; después de esta temperatura se degrada el

70% de color (Jespersen et al., 2004).

Estudios recientes han demostrado que la encapsulación de colorantes naturales reduce

significativamente la degradación del colorante aumentando su tiempo de vida media en

condiciones variables de humedad (Beatus et al., 1985; Desobry et al., 1997; Selim et al.,

2000; Wanger y Warthesen, 1995).

1.4.2 Efecto de disolventes en la estabilidad de pi gmentos (UNAM, 2000)

El cambio de un disolvente a otro puede modificar la velocidad de la reacción en casi un

millón de veces. Los efectos del disolvente pueden ser más poderosos que otros factores;

mucho más que los efectos polares o estéricos.

pág. 16

La selección de un disolvente en particular puede ser el factor más importante para

determinar la rapidez de una reacción e incluso si se realiza o no; puede determinar cuál

de los distintos caminos alternativos seguirá realmente una reacción.

Las moléculas e iones del soluto no existen en solución como partículas desnudas; están

solvatadas. Hay muchas moléculas de disolvente unidas por enlaces a cada partícula

disuelta y es la formación de dichos enlaces la que proporciona la energía necesaria para

que se rompan los enlaces que mantienen unidas las partículas del soluto.

El metanol se parece al agua debido a su grupo OH. No es de sorprender que también

pueda disolver compuestos iónicos. (Sin embargo, es inferior al agua: es menos polar, y

el grupo CH3 es más grande y ocasiona mayor aglomeración que el segundo H del agua).

Los disolventes como el agua y el metanol se denominan disolventes próticos: contienen

hidrógeno unido a oxígeno o nitrógeno, de modo que son lo suficientemente ácidos como

para formar puentes de hidrógeno.

1.4.3 Efecto del aluminio en la estabilidad de pigm entos

La presencia de metálicos multivalentes como Al3+ o Fe3+ pueden estabilizar pigmentos

tanto de origen natural como sintéticos (Figura 2) a valores altos de pH por la formación

de complejos (Belitz, 1999).

Figura 2. Formación de complejos en antocianinas

El complejo de los iones aluminio y galio con antocianinas sintéticas y naturales

extraídas de Evolvulus pilosus y Matthiola incana en soluciones acuosas a pH’s de 2 a

5, se encontró por medio ultravioleta (UV) – Visible (Vis) que la formación de estos

complejos favorece la estabilidad y la intensidad del color tanto en las antocianinas

sintéticas como en las antocianinas naturales. (Elhabiri et al., 1997).

OH

OH

OR

O

O

O

O

OO

OH

OH

OR

Me

pág. 17

En el año del 2003 Moncada et al. estudiaron el efecto del aluminio en la estabilidad de

antocianinas colocándolos en una relación 1:1 aluminio: antocianinas encontrando que

existe mayor estabilidad en presencia de aluminio que en ausencia de este.

1.4.4 Estabilidad de pigmentos en sistemas modelos La vida media de las antocianinas provenientes de la uva Isabel en un sistema modelo de

yogurt (2:2:3 w/v/v ácido tánico :extracto crudo: buffer de citrato pH 4.2) comparado con

las muestras control.( 2:3 v/v extracto crudo: buffer de citrato pH 4.2) indica que el

pigmento es relativamente estable, 11.46 h y 8.90 h respectivamente de tiempo de vida

media a temperatura ambiente; mientras que en un modelo de bebida rehidratada (pH 2.9,

sacarosa, glucosa , cloruro de sodio, citrato de sodio diluidos en 10 mL de agua) a 4 °C, la

presencia de ácido tánico (1:1 w/v) aumenta el tiempo de vida media por 187 h (924 h)

comparado con las muestras control 737 h. (Bordignon k et. al, 2006).

Duangmal et al. en el 2007, evaluaron la estabilidad del color de un liofilizado de

colorante natural proveniente de “extracto roselle” (antocianinas) en un sistema modelo

de bebida a 30 °C durante 15 semanas. Antes del aná lisis la muestra se rehidrató con el

volumen original. En el cual determinaron que la adición de maltodextrina 3g/100 mL

provee una mayor estabilidad y no existe cambios significativos dentro de los primeros 56

días de almacenamiento.

1.5 Ciclodextrinas

Las ciclodextrinas son polisacáridos de peso molecular bajo y se producen a partir de una

reacción de ciclación de una cadena lineal de glucopiranosa (6, 7 u 8 unidades de

hidrosacáridos unidos por un enlace α-(1- 4) realizado por una enzima llamada

ciclodextrinaglusiltransferasa-CG’Tasa;de modo que forman un anillo. Un brazalete de

cadena, en el que el eslabón es un hexágono piranósico.

La ciclodextrina α tiene la forma de una cavidad truncada cónica con 12 grupos hidroxilos

secundarios muy similar a la de los éteres corona, este agujero es ligeramente cónico, de

manera que la molécula adquiere la forma de un pequeño balde al que se le quitó el

fondo. Sus lados los representan un lazo de seis o más hexágonos, cada uno ubicado

aproximadamente en el plano de los lados, la profundidad del balde, es así el ancho del

anillo piranósico. Por fuera del entorno al borde superior mayor se hallan los -OH

secundarios del carbón dos y tres; en torno al borde menor inferior se hallan los -OH

pág. 18

primarios del carbono seis, esto es, los grupos CH2OH. El interior del balde consta de tres

bandas superpuestas: dos unidades CH y en medio, una de unidades o glicosidicas. Al

igual que un éter corona. (Figura 3).

Una ciclodextrina puede actuar como molécula anfitriona-huésped. (Belitz, 1993).La

característica más extraordinaria de una ciclodextrina es la habilidad de formar un

complejo de inclusión con compuestos variados. En una ciclodextrina en su exterior

presenta un carácter polar hidrófilo mientras que su interior es lipofílico y relativamente no

polar, lo que conduce de manera natural dos resultados importantes:

a) una ciclodextrina admite en su interior lipofílico una molécula orgánica no polar

como huésped en vez de un ión

b) su exterior hidrofílico confiere al complejo resultante solubilidad en agua.

El acomodo de la molécula huésped depende de su tamaño, polaridad y del tamaño de la

ciclodextrina que se use. (Morrison, 1987).

En trabajos previos con ciclodextrinas y colorantes se ha encontrado que la complejación

de la bixina y la α- ciclodextrina es un método eficiente de protección de carotenos en

condiciones ambientales dañinas como el aire, el ozono, la luz y la temperatura. Al mismo

tiempo favorece la solubilidad en agua, pero solo hasta 50 °C ya que a temperaturas

mayores el complejo se destruye. (Méndes et al., 2004). Se ha encontrado que las

ciclodextrinas aumentan la solubilidad de la curcumina en un factor de aproximadamente

104 y que aumenta su estabilidad hidrolítica (Tonnesen, 2002).

El efecto del tamaño de la cavidad de la ciclodextrina en la estabilidad hidrolítica en en

soluciones de ciclodextrina a un 10% (w/v) (MβCD, HPβCD, HPγCD; en orden de menor a

mayor tamaño de cavidad) a pH 5, 8 y 10. Se determinó que la degradación de los

curcuminoides va depender del grado de protección de la ciclodextrina, del pH y de la

estructura del curcuminoide encontrando de tal manera que hay mayor estabilidad en pH

5 y va aumentando conforme reduce el tamaño de la cavidad de la ciclodextrina mientras

que la solubilidad aumenta conforme aumenta el tamaño de la cavidad de la ciclodextrina

(Tomren et al., 2007).

Por otro lado en un estudio realizado por Joong et al. en 2003, sobre la solubilización de

antocianinas en hexano por micelas reversibles se determinó que el pigmento puede ser

pág. 19

uniformemente solubilizado en el sistema no polar y que el tamaño de agregación de

micelas depende no solo de la concentración del surfactante si no también de la

naturaleza del disolvente. Se determinó que la intensidad del color fue cuatro veces más

que en una solución de buffer. Su estabilidad se midió a 30 °C durante 14 días

manteniendo el 91% de la intensidad del color inicial después de los 14 días.

Figura 3. Estructura general de α, β y γ ciclodextrinas definidos por n-1,2 e 3 respectivamente (A). Representación esquemática de la estructura general de α, β y γ ciclodextrinas, mostrando las características estructurales definidas por unidades de glucosa (B). 1.6 Tensoactivos Los tensoactivos, también llamados surfactantes o agentes de actividad superficial, son

especies químicas con una naturaleza o estructura polar-no polar, con tendencia a

localizarse en la capa superficial de la sustancia, formando una capa monomolecular

adsorbida en la interfase entre 2 fases, gas-líquido (aire-agua), líquido- líquido (aceite-

agua) o gas sólido (superficie de sólidos). (Attwood y Florence, 1983) disminuyendo el

valor de la tensión superficial y que a partir de una determinada concentración es capaz

de formar agregados.

La tensión superficial se define como la fuerza de atracción entre las moléculas de la

superficie de un líquido y las moléculas por debajo de ellas. Este fenómeno tiene como

principal efecto disminuir en lo posible la superficie de líquido para un volumen dado, de

aquí que un líquido en ausencia de gravedad adopte la forme esférica, que es la que tiene

una menor relación área-volumen (Sánchez, 2006).

A. B.

pág. 20

El trabajo (W) requerido por unidad de área para incrementar el área de un líquido se

denomina Tensión superficial (γ) del líquido:

W = γdA

Los tensoactivos poseen en su estructura química dos regiones claramente diferenciadas

lo que les confiere el carácter dual característico de todas las sustancias anfifílas (Figura

4). Una de ellas es de carácter hidrófilo (polar) caracterizada por mostrar atracción hacia

disolventes polares sobre todo agua y puede estar formado por átomos de oxígeno,

azufre, fosfato, o nitrógeno incluidos en grupos funcionales como alcoholes, tioles, éteres,

ésteres, ácidos, sulfatos, sulfonatos, fosfatos, aminas, amidas, etc. La otra es la porción

hidrófoba que presenta afinidad por disolventes orgánicos o apolares y corresponden

frecuentemente a una cadena hidrocarbonada, tipo alquilo o alquilo benceno, de longitud

variable.

La naturaleza dual (polar-apolar) de los tensoactivos y en particular el equilibrio entre las

porciones hidrófoba e hidrófila de la molécula se le conoce como balance hidrófilo-lipófilo

(HLB), que es la característica responsable de los fenómenos de actividad superficial y de

agregación supramolecular de los tensoactivos (micelas, cristales líquidos, liposomas,

vesículas y geles)( Crokford y Knight, 1998).

Parte hidrófobica Parte hidrofílica Figura 4. Esquema de un tensoactivo

La solubilidad de una sustancia depende de la naturaleza del disolvente y del soluto, así

como de la temperatura y la presión del sistema, es decir, de la tendencia del sistema a

alcanzar el valor máximo de entropía. (Crockford y Knight, 1998). Sustancias orgánicas

insolubles en agua se pueden solubilizar en presencia de surfactantes, la localización de

las moléculas a disolver en una micela va depender de la naturaleza química del

compuesto orgánico y del surfactante. Los hidrocarbonos se asociarán en el centro de la

micela, mientras que los compuestos polares estarán en la parte exterior de la misma.

Dicha solubilización se ve limitada por el tamaño y número de micelas presentes, además

de la concentración del surfactante. La solubilización de productos hidrófobos se debe a

pág. 21

una inserción de sus moléculas en las micelas del tensoactivo, lo cual puede ocurrir a

diferentes niveles (Crokford y Knight, 1998).

Los surfactantes juegan un rol importante en la preparación de suspensiones y su

estabilidad por un periodo largo de almacenamiento.

Por otro lado en el proceso de dispersión se forma una interfase entre sólido/ líquido y el

surfactante reduce la energía interfacial de dicho sistema facilitando la formación de

nuevas interfaces. El surfactante también estabilizará la agregación y/o sedimentación de

las partículas.

Una dispersión de partículas en solución será estable si la fuerza de atracción es mayor

que la fuerza de repulsión entre las partículas. Las fuerzas de atracción presentes en una

dispersión de partículas en solución son las fuerzas de London, las fuerzas de carga-

fluctuación y las fuerzas electrodinámicas. (Crokford, 1998).

Las partículas serán estables y no coagularan si existe una repulsión neta entre ellas,

dicha repulsión será mayor conforme a mayor sea la repulsión electrostática. La influencia

del surfactante es la adsorción de la cola hidrófoba, causando que el sólido adquiera una

carga con la cual repelerá partículas con la misma carga aumentando la repulsión

electroestática. Cuando se adsorbe el surfactante produce una barrera electrostática

para prevenir la reagregación de las partículas. La adsorción se debe a las interacciones

de Van der Waals entre el grupo hidrófobo del surfactante y la superficie del sólido. Sin

embargo los efectos estéricos actúan en la estabilización de las partículas hidrofóbicas.

(Porter, 1991).Mulinacci et al. en el 2001, realizó un estudio sobre la estabilización de las

antocianinas y esta depende de las cargas negativas presentes y su distribución en el

medio.

1.6.1 Clasificación de tensoactivos (Fernández et al., 2005).

1.6.1.1 Clasificación según naturaleza química del grupo polar

Esta clasificación se fundamenta en el poder de disociación del grupo polar del

tensoactivo. Pueden ser:

• Aniónico

• Anfótero

• No iónico

• Catiónico

1.6.1.1.1 Tensoactivos catiónicos

Un tensoactivo catiónico se caracteriza por poseer una carga eléctrica neta positiva en su

parte hidrófila. Las sustancias que a pH altos no presentan carga neta pero a pH menores

son catiónicas también se incluyen en este grupo

encuentra la acetilcolina (Figura 5).

Figura

1.6.1.1.2 Tensoactivos aniónicos

Un tensoactivo es de tipo aniónico si la carga eléctrica

negativa. Son los más utilizados como emuls

detergentes. Hay casos de tensoactivos, por ejemplo sales de ácidos carboxílicos, que a

bajo pH no presentan carga eléctrica neta, pero qu

Dentro de este grupo existen varios tipos

Jabones : Los jabones alcalinos (sales de ácido saturados o

monovalentes Na ó K), jabones

ácidos diterpénicos.

Derivados sulfatados : sales de ésteres sulfatados de alcoholes de cadena larga

grasos. Ejemplo: dodecil sulfato de sodio (SDS)

Tensoactivos catiónicos

Un tensoactivo catiónico se caracteriza por poseer una carga eléctrica neta positiva en su

parte hidrófila. Las sustancias que a pH altos no presentan carga neta pero a pH menores

son catiónicas también se incluyen en este grupo. ejemplo de tensoactivos catió

encuentra la acetilcolina (Figura 5).

Figura 5. Estructura de acetilcolina

Tensoactivos aniónicos

Un tensoactivo es de tipo aniónico si la carga eléctrica presente en el grupo hidrófilo es

on los más utilizados como emulsificantes, humectante

detergentes. Hay casos de tensoactivos, por ejemplo sales de ácidos carboxílicos, que a

bajo pH no presentan carga eléctrica neta, pero que a pH más elevados son aniónicos.

Dentro de este grupo existen varios tipos:

: Los jabones alcalinos (sales de ácido saturados o Insaturados con cationes

monovalentes Na ó K), jabones metálicos, jabones de bases orgánicas y jabones de

: sales de ésteres sulfatados de alcoholes de cadena larga

dodecil sulfato de sodio (SDS) Figura 6.

Figura 6. Estructura del SDS

pág. 22

Un tensoactivo catiónico se caracteriza por poseer una carga eléctrica neta positiva en su

parte hidrófila. Las sustancias que a pH altos no presentan carga neta pero a pH menores

ejemplo de tensoactivos catiónicos se

presente en el grupo hidrófilo es

, humectantes, solubilizantes y

detergentes. Hay casos de tensoactivos, por ejemplo sales de ácidos carboxílicos, que a

e a pH más elevados son aniónicos.

Insaturados con cationes

de bases orgánicas y jabones de

: sales de ésteres sulfatados de alcoholes de cadena larga o ácidos

Derivados sulfonados : poseen la ventaja de tolerar la presencia de sales

tanto, las aguas calcáreas o duras. Ej

1.6.1.1.3 Tensoactivos anfóteros

Algunas sustancias clasificadas como anfóteras tienen la particularidad de que la carga

eléctrica de la parte hidrófila

disociaciones aniónicas como catiónicas. Los tensoactivos que son anfóteros

carga positiva en ambientes fuertemente ácidos, presentan carga negativa en ambientes

fuertemente básicos, y en medios neutros tienen fo

betaínas (Fernández et. al. 2005).

1.6.1.1.4 Tensoactivos no iónicos

Este tipo de sustancias son moléculas tensoactivas que no poseen carga eléctrica neta.

Estos tensoactivos no se ionizan en solución acuosa ya que su grupo hidrófilo (alcohol,

fenol, éter, éster o amida) no se puede disociar y por tanto, no se ven afectad

de la solución, se clasifican en función de la naturaleza del enlace que une la porción

lipófila con la hidrófila:

� Tensoactivos con función primaria éster: derivados de glicerol y

sorbitol (Span®).

� Tensoactivos con función primaria

Tween®.(Figura 7

� Tensoactivos con función primaria amida: amidas polioxietilenadas.

� Tensoactivos constituidos por copolímeros de óxidos de alquilo: Ej

Pluronic® PEO-PPO

� Tensoactivos constituidos por

interesantes porque son biodegradables. (Fernández

Figura 7

poseen la ventaja de tolerar la presencia de sales

tanto, las aguas calcáreas o duras. Ejemplo: docusato sódico (Fernández

Tensoactivos anfóteros

Algunas sustancias clasificadas como anfóteras tienen la particularidad de que la carga

hidrófila cambia en función del pH del medio. Es decir dan lugar tanto

disociaciones aniónicas como catiónicas. Los tensoactivos que son anfóteros

carga positiva en ambientes fuertemente ácidos, presentan carga negativa en ambientes

fuertemente básicos, y en medios neutros tienen forma intermedia híbrida por ejemplo las

. 2005).

Tensoactivos no iónicos

Este tipo de sustancias son moléculas tensoactivas que no poseen carga eléctrica neta.

Estos tensoactivos no se ionizan en solución acuosa ya que su grupo hidrófilo (alcohol,

fenol, éter, éster o amida) no se puede disociar y por tanto, no se ven afectad

e clasifican en función de la naturaleza del enlace que une la porción

Tensoactivos con función primaria éster: derivados de glicerol y

Tensoactivos con función primaria éter: éteres de alcoholes alifáticos

y 8).

Tensoactivos con función primaria amida: amidas polioxietilenadas.

Tensoactivos constituidos por copolímeros de óxidos de alquilo: Ej

PPO

Tensoactivos constituidos por polisacáridos: Ejemplo alquilpoliglucósidos.

interesantes porque son biodegradables. (Fernández et. al. 2005).

Figura 7. Estructura química de tween 80

pág. 23

poseen la ventaja de tolerar la presencia de sales de calcio y por

Fernández et. al., 2005).

Algunas sustancias clasificadas como anfóteras tienen la particularidad de que la carga

cambia en función del pH del medio. Es decir dan lugar tanto

disociaciones aniónicas como catiónicas. Los tensoactivos que son anfóteros poseen una

carga positiva en ambientes fuertemente ácidos, presentan carga negativa en ambientes

rma intermedia híbrida por ejemplo las

Este tipo de sustancias son moléculas tensoactivas que no poseen carga eléctrica neta.

Estos tensoactivos no se ionizan en solución acuosa ya que su grupo hidrófilo (alcohol,

fenol, éter, éster o amida) no se puede disociar y por tanto, no se ven afectados por el pH

e clasifican en función de la naturaleza del enlace que une la porción

Tensoactivos con función primaria éster: derivados de glicerol y Ésteres de

éter: éteres de alcoholes alifáticos como los

Tensoactivos con función primaria amida: amidas polioxietilenadas.

Tensoactivos constituidos por copolímeros de óxidos de alquilo: Ejemplo

alquilpoliglucósidos.Son muy

. 2005).

Figura 8

1.7 Solubilidad

La solubilidad es una medida de la

disolverse en otra. Puede expresarse en

porcentaje de soluto. El método preferido para hacer que el soluto se disuelva en esta

clase de soluciones es calentar la muestra. La sustancia que se disuelve se llama

la sustancia donde se disuelva se llama

en un mismo solvente, por ejemplo en el agua, se disuelve el alcohol y la sal. El aceite y la

gasolina no se disuelven. En la solubilidad, el carácter

influye mucho, ya que, debido a éstos la sustancia será más o menos soluble; por

ejemplo, los compuestos con más de un grupo funcional presentan gran polaridad por lo

que no son solubles en éter

tener poca polaridad, es decir no ha de tener más de un grupo polar el compuesto. Los

compuestos con menor solubilidad son los que presentan menor reactividad como son:

las parafinas, compuestos aromáticos y los derivados halogenados.

El término solubilidad se utiliza tanto para designar al fenómeno cualitativo del proceso

de disolución como para expresar cuantitativamente la

La solubilidad de una sustancia depende de la naturaleza del disolvente y del soluto, así

como de la temperatura y la

alcanzar el valor máximo de

disolvente y las partículas del soluto para formar agregados se le llama

solvente es agua, hidratación

Figura 8. Estructura química de tween 20

es una medida de la capacidad de una determinada

disolverse en otra. Puede expresarse en moles por litro, en gramos

. El método preferido para hacer que el soluto se disuelva en esta

clase de soluciones es calentar la muestra. La sustancia que se disuelve se llama

tancia donde se disuelva se llama disolvente. No todas las sustancias se disuelven

en un mismo solvente, por ejemplo en el agua, se disuelve el alcohol y la sal. El aceite y la

no se disuelven. En la solubilidad, el carácter polar o apolar

nfluye mucho, ya que, debido a éstos la sustancia será más o menos soluble; por

ejemplo, los compuestos con más de un grupo funcional presentan gran polaridad por lo

éter etílico. Entonces para que sea soluble en éter etílico ha de

ener poca polaridad, es decir no ha de tener más de un grupo polar el compuesto. Los

compuestos con menor solubilidad son los que presentan menor reactividad como son:

las parafinas, compuestos aromáticos y los derivados halogenados. (Crokford, 1998).

término solubilidad se utiliza tanto para designar al fenómeno cualitativo del proceso

como para expresar cuantitativamente la concentración

La solubilidad de una sustancia depende de la naturaleza del disolvente y del soluto, así

y la presión del sistema, es decir, de la tendencia del sistema a

alcanzar el valor máximo de entropía. Al proceso de interacción entre las

disolvente y las partículas del soluto para formar agregados se le llama

hidratación. (Crockford. 1998).

pág. 24

de una determinada sustancia para

gramos por litro, o en

. El método preferido para hacer que el soluto se disuelva en esta

clase de soluciones es calentar la muestra. La sustancia que se disuelve se llama soluto y

. No todas las sustancias se disuelven

en un mismo solvente, por ejemplo en el agua, se disuelve el alcohol y la sal. El aceite y la

apolar de la sustancia

nfluye mucho, ya que, debido a éstos la sustancia será más o menos soluble; por

ejemplo, los compuestos con más de un grupo funcional presentan gran polaridad por lo

etílico. Entonces para que sea soluble en éter etílico ha de

ener poca polaridad, es decir no ha de tener más de un grupo polar el compuesto. Los

compuestos con menor solubilidad son los que presentan menor reactividad como son:

(Crokford, 1998).

término solubilidad se utiliza tanto para designar al fenómeno cualitativo del proceso

concentración de las soluciones.

La solubilidad de una sustancia depende de la naturaleza del disolvente y del soluto, así

del sistema, es decir, de la tendencia del sistema a

Al proceso de interacción entre las moléculas del

disolvente y las partículas del soluto para formar agregados se le llama solvatación y si el

pág. 25

1.8 Adsorción y Concentración Crítica Micelar (CMC ).

La principal característica de un surfactante es que se encuentra presente en grandes

concentraciones sobre la superficie del volumen de un líquido; este fenómeno es

conocido como adsorción y ocurre en la interfase del sistema líquido/sólido

liquido/líquido y aire/líquido. (Figura 9)

Líquido Líquido

Líquido Sólido Hidrofóbico

Aire Líquido Líquido Sólido Polar

Figura 9. Tipos de adsorciones en la interfase

La adsorción de las moléculas de un tensoactivo en las interfases o en las superficies que

las contienen es debida, por un lado, a la débil interacción entre la parte hidrófoba del

tensoactivo con las moléculas de agua y por otro a la fuerte interacción (fuerzas de

dispersión y puentes de hidrogeno) entre las propias moléculas de agua. Todo esto

provoca la expulsión de la parte hidrófoba del tensoactivo fuera del seno de la solución

acuosa. Además, la parte hidrófila del tensoactivo interacciona fuertemente con el agua a

través de interacciones dipolo-dipolo o ión-dipolo, y como consecuencia queda solvatada.

Por tanto las moléculas del tensoactivo no se separan en otra fase si no que permanecen

adsorbidas de manera ordenada en la interfase con la parte hidrófoba fuera del seno de la

fase acuosa y la parte hidrófila solvatada. (Porter, 1991)

La adsorción progresiva de las moléculas del tensoactivo en la superficie de la solución

provoca cambios en la fuerzas de interacción de las moléculas de agua de las superficies.

Como consecuencia el tensoactivo es capaz de disminuir las energías de los enlaces

entre las moléculas de agua, es decir, reducir la fuerza de tensión superficial del agua.

pág. 26

A medida que aumenta la concentración del tensoactivo, aumenta el número de

moléculas del tensoactivo en la superficie, hasta alcanzar un valor crítico, llamado

concentración micelar crítica (CMC) a partir del cual la tensión superficial se mantiene

constante y se empiezan a formar agregados moleculares de tensoactivo o micelas en la

solución (Sánchez , 2006) en equilibrio con los monómeros, a partir de CMC, cualquier

cantidad de tensoactivo que se añade a la solución se incorpora en forma de agregado y

no de monómero.

1.9 Formación de micelas (Porter, 1991)

La formación de micelas es una característica de los tensoactivos ya que algunos

procesos se dan en las interfases y la solubilización depende de las micelas o agregados

presentes en la solución.

Cuando se preparan soluciones de concentración creciente de un tensoactivo de

predominio hidrofílico (HLB elevado), a partir de cierta concentración, llamada CMC

(concentración micelar crítica), las moléculas se agrupan en forma de micelas; se

producen cambios en las propiedades físicas de la solución alterando la energía libre de

la superficie, de tal manera que la tensión superficial se reduce considerablemente.

En la disolución las micelas están en equilibrio con moléculas de tensoactivo aisladas

que se llaman monómeros y las micelas pueden estar integradas por un número n de

estos monómeros. El número de agregación n es el número de moléculas de

tensoactivo (monómero) presentes en una micela de moléculas, el tamaño es variable y

depende de la naturaleza del tensoactivo, de la concentración, de la temperatura y de

iones presentes. Estas soluciones micelares son dinámicas, las moléculas son objeto de

continuas reestructuraciones, se disocian, se reagrupan, se disocian nuevamente con

gran rapidez.

La facilidad de formar micelas depende del tensoactivo y decrece en el siguiente orden:

No iónico > anfótero > iónico.

Las micelas no iónicas están formada por una parte central donde se sitúan las cadenas

de hidrocarburos no polares, y una capa formada por cadenas de polioxietileno largas y

flexibles. El manto polar interacciona con el agua y, en consecuencia, las micelas están

muy hidratadas. La deshidratación por elevación de la temperatura produce la

pág. 27

precipitación del tensoactivo enturbiando la disolución. El amplio manto de hidratación

proporciona un lugar de solubilización para muchos compuestos.

En líquidos no polares, los tensoactivos pueden formar micelas invertidas, donde las

cabezas polares se dirigen hacia el centro y la parte no polar hacia el medio dispersante.

Como ejemplo podemos citar: el dioctilsulfosuccinato de sodio y los monoésteres del

sorbitano, cuando se dispersan en aceites u otros líquidos no polares. Las micelas

formadas en soluciones diluidas de tensoactivo son aproximadamente esféricas. Al

aumentar la concentración de tensoactivo las micelas aumentan de tamaño. Siendo

demasiado grandes para conservar la forma esférica, adoptan estructura elipsoidal,

cilíndricas y finalmente laminares (Figura 10).

Figura 10. Micelas: a. esférica b. cilíndrica c. laminar d. micela

Estas fases afectan a la viscosidad y a la reología de la formulación, así como a la

solubilidad del principio activo.

La estructura y forma de una micela depende de la temperatura, el tipo de surfactante y la

concentración, iones en solución y compuestos orgánicos solubles en agua. Es

importante entender que la estructura y forma de una micela puede cambiar ya que la

micela es una entidad dinámica por tanto dependiendo de las condiciones de las micelas

pueden tomar forma esférica, cilíndrica ó laminar.

1.9.1 Tipos de Micelas

En 1913 Mc. Bain propuso que el jabón estaba formado por micelas esféricas o laminares.

Hartley en 1936 propuso un modelo de micelas esféricas de un surfactante iónico donde

los grupos hidrófobos forman un centro de hidrocarbono y los grupos hidrófilos forman

pág. 28

una superficie cargada en forma de esfera con algunos enlaces de contraiones a la

superficie de la micela (Porter, 1991).

La forma micelar de cilindros, discos y laminar han sido identificadas, todas estas formas

de micelas se pueden explicar fácilmente por la teoría de empacado geométrico de los

grupos hidrófobos e hidrófilos donde el grupo hidrófilo se repelen y el grupo hidrófobo se

atraen (Sánchez, 2006). La forma cilíndrica de las micelas tienen propiedades inusuales, y

el tamaño de dichas micelas depende de la concentración del surfactante, del largo de la

cadena del grupo hidrófobo, de la temperatura y de la fuerza iónica de la solución.

Mientras que las micelas esféricas son mono dispersas (todas del mismo tamaño) las

micelas cilíndricas muestran variación en su tamaño.

Las micelas cilíndricas se forman por diversos factores: (Porter, 1991).

• Contraión

• Adición de co- surfactantes con grupo polar compacto

• Cambios en la naturaleza hidrófila de los grupos polares

Cuando el área de contacto del grupo hidrófilo y del grupo hidrófobo son muy similares

las micelas pueden tomar formas planas o laminares. Existe una tendencia muy fuerte de

la micelas laminares de formar multicapas; cuando la concentración del surfactante es

baja, se forman primero las micelas y conforme se aumenta la concentración se forman

las micelas hexagonales y laminares.

Micelas < Hexagonal < laminar

Un surfactante que forma micelas esféricas puede cambiar a micelas cilíndricas y de

estas a laminares por la disminución del tamaño del grupo polar en relación con la

cadena de hidrocarbonos (Porter, 1991).

La solubilidad es una de las más importantes propiedades de un surfactante, por tanto la

adsorción y la actividad del surfactante son altas cuando la solubilidad es pobre.

Actualmente las formulaciones necesitan una buena solubilidad particularmente en

concentraciones que necesitan dilución.

La molécula del surfactante consiste en un grupo soluble en agua (hidrófilo) y un grupo

insoluble en agua (hidrófobo), dependiendo del tamaño de estos dos grupos va ser la

solubilidad del surfactante, de tal modo que entre más grande sea el grupo hidrófobo

menos soluble será el surfactante, de lo contrario entre más grande sea el grupo hidrófilo

más soluble será el surfactante.Sin embargo la solubilidad de los surfactantes iónicos

pág. 29

aumenta drásticamente alrededor de una temperatura conocida como punto Krafft. La

solubilidad de los surfactante no iónicos disminuye drásticamente alrededor de cierta

temperatura conocida como punto Cloud (Porter, 1991).

1.10 Solubilización y dispersiones (Crokford, 1998)

Sustancias orgánicas insolubles en agua se pueden solubilizar en presencia de

surfactantes, La localización de las moléculas a disolver en una micela va depender de la

naturaleza química del compuesto orgánico y del surfactante. Los hidrocarbonos se

asociarán en el centro de la micela, mientras que los compuestos polares estarán en la

parte exterior de la misma. Dicha solubilización se ve limitada por el tamaño y número de

micelas presentes, además de la concentración del surfactante. La solubilización de

productos hidrófobos se debe a una inserción de sus moléculas en las micelas de

tensoactivo, lo cual puede ocurrir a diferentes niveles (Figura 11):

· Inserción a nivel profundo : ocurre con productos no polares, hidrocarburos (A)

· Inserción menos profunda: se produce con sustancias polares o muy polares, alcoholes

y ácidos grasos (B)

· Inserción en superficie: por ejemplo, ftalato de metil (C)

· Inserción en cadenas de óxido de etileno: por ejemplo, tensoactivos

polioxietilenados(D)

Figura 11. a. Inserción a nivel profundo b. inserción menos profunda c. inserción en superficie d. Inserción en cadena de óxidos de etileno. Los tensoactivos, debido a su capacidad de disminuir la tensión superficial, presentan

diversas propiedades: Detergencia, poder espumógeno, humectantes, emulsionantes,

dispersantes, solubilizantes. (Porter, 1991)

En el presente trabajo se enfoca al fenómeno de dispersión ya que el sistema en estudio

es de un sólido insoluble en agua. La suspensión de partículas sólidas en medio líquido,

pág. 30

en particular agua, es un proceso tecnológico importante. Los surfactantes juegan un rol

importante en la preparación de suspensiones y su estabilidad por un periodo largo de

almacenamiento. En el proceso de dispersión se forma una interfase entre sólido/ líquido

y el surfactante reduce la energía interfacial de dicho sistema facilitando la formación de

nuevas interfaces al mismo tiempo el surfactante también estabilizará la agregación y/o

sedimentación de las partículas.

Una dispersión de partículas en solución será estable si la fuerza de atracción es mayor

que la fuerza de repulsión entre las partículas. Las fuerzas de atracción presentes en una

dispersión de partículas en solución son las fuerzas de London, las fuerzas de carga-

fluctuación, y las fuerzas electrodinámicas.

Las partículas serán estables y no coagularan si existe una repulsión neta entre ellas,

dicha repulsión será mayor conforme a mayor sea la repulsión electrostática. La influencia

del surfactante es la adsorción de la cola hidrófoba, causando que el sólido adquiera una

carga con la cual repelará partículas con la misma carga aumentando la repulsión

electroestática. Cuando se adsorbe el surfactante produce una barrera electrostática

para prevenir la reagregación de las partículas. La adsorción se debe a las interacciones

de Van der Waals entre el grupo hidrófobo del surfactante y la superficie del sólido. Sin

embargo los efectos estéricos actúan en la estabilización de las partículas hidrofóbicas

(Porter, 1991).

Existen dos principales diferencias entre la adsorción de un surfactante iónico y un

surfactante no iónico en sólidos hidrófobos. Primero la presencia de electrolitos puede

cambiar las características de adsorción de surfactantes iónicos volviéndolos más

hidrófobos. Por otro lado sólidos hidrofilitos en agua normalmente tienen una carga, si un

surfactante de carga opuesta es usado puede ocurrir una floculación; de lo contrario si el

surfactante utilizado es de la misma carga y se utiliza en una concentración adecuada

estabilizará la partícula. Como la mayoría de lo sólidos polares tienen carga negativa,

encontrar un surfactante aniónico tendrá una mejor eficiencia en la estabilidad. Los

surfactante no iónicos pueden tener un menor grado de adsorción que los surfactantes

iónicos de carga opuesta a la del sólido.

pág. 31

1.11 Tamaño de partícula (nano partículas)

La nanociencia estudia el control de sistemas cuyo tamaño se encuentra

aproximadamente entre 1 a 100 nm (Rotello, 2003). En general dichos sistemas se

pueden clasificar de acuerdo a sus materiales en: películas, nanotubos de carbón y

partículas, algunas de ellas basadas en óxidos de metales (oxido de zinc, oxido de

aluminio, dióxido de titanio, oxido de cerio), otros basados en metales (oro, plata y

aluminio) y pequeños cuantums (sulfido de cadmio y selenido de cadminoI), las cuales

presentan diferentes morfologías como puede ser esferas, tubos, barras y prismas. Las

propiedades inusuales de las nanopartículas han despertado el interés en diferentes

áreas para la investigación, el gobierno y la industria. Actualmente la manufactura de las

nanopartículas se aplica en diferentes áreas: electrónica, biomedicina, farmacéuticos,

cosméticos, ambiental, y catálisis entre otras. (Niemeyer, 2001; Poole y Owen, 2003;

Schmid, 2004).

1.11.1 Métodos de caracterización de partículas (manual Z-sizer nano, 2004)

Actualmente se han desarrollado varios métodos para la detección y caracterización de

nanopartículas. Es importante mencionar que para determinar la concentración y los

cambios físicos-químicos de nanopartículas en suspensión se debe tomar en cuenta el

tamaño, tamaño de distribución, el área específica de superficie, forma y química.

El zetasizer nano usa un sistema de medición llamado dispersión dinámica de la Luz

(DLS) también conocida como espectrofotometría de correlación fotónica (PCS), el

zetasizer nano mide el movimiento browniano y lo relaciona con el tamaño de las

partículas, iluminando las partículas con un láser y analizando la intensidad de las

fluctuaciones en la dispersión de la luz.

Si las partículas son iluminadas por un haz de luz con un láser, la partícula dispersará la

luz a todas direcciones causando áreas iluminadas y oscuras en la pantalla. En la práctica

las partículas suspendidas en un líquido nunca están estacionarias, las partículas están

constantemente en movimiento (movimiento browniano). El movimiento browniano es el

movimiento de partícula que produce colisiones con las partículas del líquido que la

rodean. Un importante aspecto del movimiento browniano para DLS es que las partículas

pág. 32

pequeñas se mueven rápidamente y las partículas grandes se mueven lentamente. La

relación entre el tamaño de partícula y la velocidad del movimiento browniano esta

definido por la ecuación de Stokes-Einstein, es así como se determina el tamaño de

partícula (Figura13).

Un sistema DLS (Figura 12) normalmente consta de seis componentes. Primero que

nada el Láser (1), que es la fuente de luz que ilumina las partículas de las muestra dentro

de una celda (2) . La mayor parte de la luz láser pasa directamente por la muestra, pero

algunos haces de luz son dispersados por las partículas. Como una partícula dispersa la

luz en todas direcciones, es posible colocar el detector (3) de luz en cualquier posición y

detectará la dispersión; dependiendo del modelo del z-sizer el detector de luz se puede

encontrar en un ángulo de 173° o 90°.

Figura 12. Operación del equipo zeta-sizer nano.

pág. 33

La intensidad de la luz dispersada debe ser dentro de una gama específica para el

detector y así medirlo satisfactoriamente, si demasiada luz es descubierta entonces el

detector se habrá sobrecargado. Para vencer esto "un atenuador (4)" es usado reducir la

intensidad del láser y de ahí reducir la intensidad de la dispersión.

Para las muestras que no dispersan mucha luz, como pueden ser partículas muy

pequeñas o muestras de concentración baja, la cantidad de luz dispersada debe ser

aumentada. En esta situación, el atenuador permitirá pasar a más luz de láser por a la

muestra. Por el contrario las muestras que contienen partículas grandes o muestras de

concentración más alta, la cantidad de luz dispersada debe ser disminuida. Esto es

alcanzado usando el atenuador para reducir la cantidad de luz de láser que pasa por la

muestra.

La posición adecuada del atenuador es determinada automáticamente por el Zetasizer

durante la secuencia de medida.La intensidad de señal que se dispersa para el detector

se transforma a una señal digital que procesa el equipo en un correlador (5). El

correlador compara la intensidad que se dispersa en intervalos de tiempo sucesivos para

sacar que tanto varía la intensidad.

Esta información del correlador es transmitida a un ordenador (6), donde el software de

especialista Zetasizer analizará los datos y sacará la información de tamaño.

pág. 34

Figura 13. Distribución de tamaño de diferentes coloides y partículas, así como las técnicas utilizadas para su caracterización. Abreviaciones utilizadas: FFF=field-flow fractionation; FCS=fluorescence correlation spectroscopy; LIBD=laser induced breakdown detection.Tomada de Lead and Wilkinson (copyright 2006, JohnWiley and Sons). 1.12 Actividad Antioxidante

Estudios epidemiológicos han sugerido una positiva relación entre el consumo de

alimentos con propiedades antioxidantes y su posible función en la prevención de

enfermedades crónicas degenerativas. Esto es gracias a la actividad antioxidante frente a

radicales libres, lo que ayuda a prevenir daños en los tejidos celulares por posibles

reacciones químicas. Se pueden encontrar secuestradores de radicales libres en los

alimentos, como es la vitamina E y C, carotenoides, compuestos fenólicos, incluyendo

flavonoides.

En la literatura se encuentra reportado que los colorantes naturales que presentan

actividad antioxidante son las antocianinas (Cai et al., 2004), y que los antioxidantes

presentes en alimentos muestran una baja toxicidad (Kaur y Kapoor, 2001). La curcumina

(Figura 9) es un compuesto fenólico aislado como un pigmento amarillo que se utiliza

como colorante sobre todo en alimentos. Se ha reportado que este compuesto posee una

pág. 35

variedad de actividades biológicas y farmacéuticas, que incluyen actividad antioxidante,

actividad antiinflamatoria, anticancerígeno y anti VIH. (Ling et al. 2006). En los últimos

años se han hecho una gran cantidad de estudios de la actividad antioxidante de la

curcumina (Figura 14) .

El mecanismo antioxidante de la curcumina se debe a la presencia del hidrógeno fenólico

o el hidrógeno central metilénico en la mitad de la heptadiedona ya que son responsables

de su actividad antioxidante (Jeovanovic et al., 1999). Por otro lado Barclay et al. 2000

compararon la actividad antioxidante de la curcumina y dimetilcurcumina en la iniciación

de radicales libres por peroxidación en una solución de estireno en clorobenceno y

concluyeron que la curcumina es un antioxidante donador de H presente en el grupo

fenólico.

Recientemente Priyadarsini et al. 2003, compararon la actividad antioxidante de la

curcumina y dimetilcurcumina en la peroxidación lipídica inducida por radiación en hígado

de ratón y concluyeron que el grupo fenólico juega un papel mayor en la actividad de la

curcumina comparado con el 2, 2,-difenil-1-picrihidrazil (DPPH). Los cálculos teóricos,

basados en la teoría de densidad funcional (DFT), demuestran que el enol formado de la

curcumina es significativamente más estable que el diceto formado y que la entalpía de el

enlace de disociación (BDE) del enlace O- H fenólico es significativamente menor que el

BDE del enlace central C-H sugiriendo que la abstracción del átomo de H toma lugar en

el grupo fenólico (Priyadarsini et al., 2003; Sun et al., 2002; Wright, 2001). También se ha

determinado que la relativa contribución del grupo fenólico y del grupo metilenico central

en la actividad antioxidante de la curcumina depende de la actividad de radical y el medio

de reacción (Wright, 2001; Zheng et al., 1997).

O

H

O

OH

OCH3

HO

OH3C

Figura 14. Estructura de la curcumina.

Estudios realizados por Jayaprakasha et al. 2005 en la determinación de la actividad

antioxidante de la curcumina, bisdemetocurcumina y demetocurcumina en sistemas

modelos in Vitro como la peroxidación en fosdomolibdeno y ácido linoleico. Determinaron

que la actividad antioxidante de los extractos en equivalentes de ácido ascórbico (1mol/g)

pág. 36

fueron en el siguiente orden: curcumina> demetoxycurcumina> bisdemetoxycurcumina.

En comparación con el butirato hidroxitolueno (BHT), a 100 ppm, la actividad antioxidante

por peroxidación del ácido linoleico fue mayor en presencia de curcumina>

demetoxicurcumina> bisdemetoxicurcumina.

Por otro lado el café contiene una serie de esteres fenólicos característicos denominados

ácidos clorogénicos, que derivan de la unión éster entre el ácido cafeico y el ácido

quínico. Se han identificado hasta 11 ácidos clorogénicos en el café Robusta.

Normalmente se denomina ácido clorogénico al que está presente en mayor cantidad (5-

O-cafeoilquínico). Junto a los también presentes ácidos feruloilquínicos, ésteres del ácido

caféico y el ácido ferúlico son una importante fuente de fenoles dietarios.

Los ácidos clorogénicos son bien reconocidos como antioxidantes. La capacidad

antiradical hidroxilo (OH.) del café verde y tostado depende del ácido 5-O-cafeoilquínico

(Daglia et al., 2004). Se ha descrito el uso de mezclas de ácido caféico con ácidos

clorogénicos como alternativa al uso de antioxidantes sintéticos (Belitz, 1993). Igualmente

se ha demostrado que el café instantáneo puede actuar como prooxidante para el ácido

ascórbico y como atrapador de radicales libres superóxido (Goodman et al., 1994).

La actividad antioxidante del café no se debe sólo a los compuestos polifenólicos sino

que también a la presencia de cafeína y compuestos derivados del tostado. Todo esto

convierte al café en una fuente dietaria de antioxidantes de carácter único con un perfil

muy específico y con alta capacidad antioxidante total.

El mecanismo de acción más importante de un antioxidante consiste en su reacción con

radicales libres y con lleva la formación de productos inactivos. Los aditivos que actúan

a través de este mecanismo son denominados correctamente antioxidante. En el Cuadro

1 se mencionan algunos alimentos de consumo popular que presentan actividad

antioxidante. La actividad antioxidante de una sustancia depende de factores tales como

la composición lipídica, su concentración, la temperatura, la presión de oxígeno y la

presencia de otros antioxidantes y componentes habituales de los alimentos, por ejemplo,

proteínas y agua.

pág. 37

Cuadro 1. Actividad antioxidante en alimentos de consumo popular.

ACTIVIDAD ANTIOXIDANTE EN ALIMENTOS DE CONSUMO POPU LAR

ALIMENTO CANTIDAD TEAC

mmol Trolox

FRUTAS

Mora

Frambuesa

Piña

Naranja

Manzana

VERDURA

Espinaca

Pimentón rojo

Calabaza

Brócoli

Zanahoria

Bebidas

Café soluble

Café colado

Vino Tinto

Té verde

Té negro

Jugo de naranja

100 g

100 g

100 g

100 g

100 g

100 g

100 g

100 g

100 g

100 g

100 ml

100 ml

100 ml

100 ml

100 ml

100 ml

2.024

1.679

0.991

0.874

0.139

0.849

0.840

0.371

0.304

0.044

3.248

3.029

1.214

0.601

0.360

0.302

Actividad antioxidante equivalente a trolox (TEAC); 6-hidroxi-2, 5, 7,8-

tetramethylchroman-2-carboxilo (Trolox).

Los antioxidantes pueden inhibir o retardar la oxidación de dos formas: captando radicales

libre, en cuyo caso se denominan antioxidantes primarios o por mecanismos que no estén

relacionados con la captación de radicales libres, en cuyo caso se conocen como

antioxidantes secundarios. Los antioxidantes primarios incluyen compuesto fenólicos,

tales como la vitamina E (α-tocoferol), y se destruyen durante el periodo de inducción. Los

antioxidantes secundarios operan a través de un cierto número de mecanismos,

incluyendo su unión a metales pesados, captación del oxígeno, conversión de

pág. 38

hidroperóxidos a especies no radicales, absorción de la radiación de UV o desactivación

del oxígeno singulete (Porkorny et al., 2001).

Algunas técnicas utilizadas para la determinación de actividad antioxidante son los

métodos de captación de radicales libres: por medio del radical libre estable difenilpicril-

hidrazil (DPPH) y actividad antioxidante equivalente a Trolox (TEAC). El método Oxygen

radical absorbance capacity (ORAC), el método Galvinoxilo, el método diclorihidrato de N,

N-dimetil-p-fenilendiamina (DMPD), capacidad atrapadora de radicales superóxido

(CARS), Total Oxyradical scavening capacity (TOSC), ácido linoleico, decoloración de β−

caroteno (Lugardo, 2008).

1.13 Neocandenatona

Se ha reportado que el duramen de campincerán (Dalbergia congestiflora Pittier),

contiene un pigmento púrpura que presenta cambios de color similares a las antocianinas

frente a variación de pH’s, es decir es rojo a pH ácidos, púrpura a pH neutro y azul a pH

básico (Barragán et al. 1995) por sus diferentes formas tautoméricas (Figura 15).

Su estructura (Figura 16), ha sido elucidada por Barragán et al. 2004 y es un polifenol

dimérico constituido por el isoflavonoide vestitol y la obtusaquinona por lo que puede

presentar reacciones características de metaquinonas (QM) e isoflavonoides. El pigmento

no es soluble en disolventes no polares como hexano, pero su solubilidad aumenta con el

incremento en la polaridad del disolvente, teniendo la máxima solubilidad en etanol y

metanol. Es insoluble en agua fría y caliente, debido seguramente a la naturaleza

orgánica de los compuestos (Barragán et al. 2004).

También se ha observado que la degradación del colorante disminuye en presencia de

sales de boro, fierro y aluminio, de manera similar a las antocianinas que presentan

grupos fenólicos orto sustituidos en su estructura; la velocidad de degradación se

incrementa con el pH y su cinética de deterioro es de primer orden (Barragán et al. 2004).

Estudios realizados por Villanueva en el 2004, indican que la estabilidad del pigmento

depende del anión presente en la disolución, el pigmento disuelto en regulador de citratos

registra el mayor tiempo de vida media de 78 h a 40º C siguiendo el regulador de fosfatos

TVM de 55 h y con el de acetatos, con un TVM de 48 h.

pág. 39

Se observó que se presenta una degradación notable en una mezcla etanol-agua,

acetona, y acetato de etilo, sin embargo entre mayor cantidad de agua es mayor la

degradación.

Figura 15. Estructuras Tautoméricas de la Neocandenatona.

Vestitol Obtusaquinona

O

OHO O

0H

OCH3

OCH3D

F A

E

B

4"

3"2"

6"5"

7"

8"9"

10"

11"

12"

13"

14"

15"

78

1a2

3

44a

56

1'

6'

5'

4'

3'

2'

1

C

-O

OO O

0H

OCH3

OCH3D

F A

E

B

4"

3"2"

6"5"

7"

8"9"

10"

11"

12"

13"

14"

15"

78

1a2

3

44a

5

61'

6'

5'

4'

3'

2'

1

C

O

OO O

0H

OCH3

OCH3D

F A

E

B

4"

3"2"

6"5"

7"

8"9"

10"

11"

12"

13"

14"

15"

78

1a2

3

44a

56

1'

6'

5'

4'

3'

2'

1

CH

H

I: pH neutro (púrpura) II: pH ácido(rojo)

IV: pH básico (azul)III: pH básico (azul)

Metal

H+

Base

O

OO O

0H

OCH3

OCH3D

F A

E

B

4"

3"2"

6"5"

7"

8"9"

10"

11"

12"

13"

14"

15"

78

1a2

3

44a

56

1'

6'

5'

4'

3'

2'

1

C

Al

HO

O OMe

HO OHO

O:

CH3

pág. 40

O O

O MeO

OH

O Me

OH

Figura 16. Estructura química de la Neocandenatona.

Un aspecto que es de vital importancia para la aplicación de cualquier compuesto tanto

en alimentos, como en farmacia y cosmetología es la propiedad funcional y toxicológica

que puedan presentar los compuestos en estudio; Herrera et al. en 1996 realizaron

estudios del efecto tóxico, en ratones del colorante natural obtenido del duramen de

Dalbergia congestiflora.

En ese estudio se trabajó con 36 ratones de cepa NIH de 25 ± 2 g. de peso, se formaron

al azar 4 lotes experimentales de 9 animales cada uno, uno de los ratones tratados con el

diluyente y los restantes con las dosis de 55.5, 11 y 222 mg de colorante/kg de peso,

respectivamente. La dosis administrada fue única y se realizó por vía oral, los animales se

observaron durante 7 días, ninguno de ellos murió. Se procedió a sacrificarlos y se

obtuvieron cada uno de ellos estomago, intestino delgado, hígado y riñón para su estudio

histológico, y determinar la posible toxicidad aguda de este colorante en dichos órganos.

Todos los órganos estudiados presentaron histología normal, por lo que se concluye que

dicho colorante no tiene efecto tóxico a nivel digestivo y renal a las dosis ensayadas. Aun

cuando se requieren realizar mayores estudios sobre toxicidad, estos resultados

demuestran que el pigmento obtenido del duramen de Dalbergia congestiflora, podría ser

utilizado como excipiente en la elaboración de fármacos, alimentos y cosméticos.

Por otro lado estudios de Campos-Arias en el 2001 indican que este colorante natural

posee mayor estabilidad que la antocianina comercial de uva en soluciones alcohólicas.

Finalmente la Neocandenatona ha mostrado tener efectos de inhibición del crecimiento de

células cancerosas tipo Hela en un 91.2 ± 0.83% a dosis de 31.36 µg/mL (Ramón-

Gallegos et al., 2006).

pág. 41

1.13.1 La madera de la Dalbergia congestiflora Pittier

La madera de las especies del género Dalbergia han mantenido una considerable

atención debido a su distinguida belleza y excelentes propiedades físicas, mecánicas y

acústicas por lo que tiene gran demanda en los mercados nacionales e internacionales y

tiene gran aplicación en toda clase de trabajos de ebanistería, fabricación de muebles

finos e instrumentos musicales.

El campincerán (Figura 17) (Dalbergia congestiflora Pittier), es un árbol endémico de

México que pertenece a la familia Leguminosae y al subfamilia de la Papilionoideae,

algunos nombres comunes de esta especie son: campinchirán, camotillo, granadillo,

campincerán.

1.13.2 Descripción de esta especie.

A través del proyecto de conservación y manejo sustentable de recursos forestales en

México (PROCYMAF, 2003) se realizó la siguiente descripción de esta especie; es un

árbol pequeño de 6 m de alto con 20 cm diámetro. Flores y frutos con brácteas florales;

brácteas de la inflorescencia, pedicelos y cáliz hispidulosos, brácteas vegetativas jóvenes,

escasamente pilosas-adpresas, esencialmente glabro en los primeros años de edad;

numerosas yemas escamosas, imbricadas suborbiculares, algo leñosas y persistentes;

hojas jóvenes densamente piloso-adpresas por debajo; hojas maduras glabescentes;

hojas 7-12 cm largo; folíolos (5-) 7-10 (-13) elíptico-ovado, ápice obtuso a redondeado y

Figura 17. Árbol del campincerán (Dalbergia congestiflora Pittier)

pág. 42

retuso y de agudo a redondeado hacia la base; la mayoría de 1.5-3 (-4.5) cm largo, 1-2.3

cm ancho; inflorescencia aglomeradas en panículas irregulares, muy ramificadas, flores

2-3 cm de largo y ancho, surgen de los nudos, los foliolos en la madera vieja, los ejes de

los frutos de 2- 3 cm de largo; flores muy numerosas, 4-5.5 mm de largo, grupos

racemosos próximos en los nudos de los ejes secundarios, casi sésiles, los pedicelos de

los frutos muy gruesos de 1.5-2 mm largo; bractéolas y brácteas florales casi semejantes,

deciduas, 1 mm de largo a la vez más de 1 mm de ancho; corola glabra verde-amarillenta,

estandarte algo rígido, obovado, retuso, atenuado hacia la base, ca. 3.5 mm de largo; alas

y quilla ligeramente cortas; androceo ca. 3 mm de largo, dilatado hacia la base; estambres

9; ovario 1(-2)-ovulado, largamente estipitado, estípite piloso; estilo 0.5-0.7 mm de largo,

rígidos, estigma pequeño, terminal, oblicuo; frutos elíptico-oblongos, glabros (con pocos

pelos extendidos usualmente persistente en el estípite), 3-4 cm de largo (excluyendo el

estípite), 1.2-1.5 cm de ancho, obtuso a cortamente agudo hacia el ápice, base

cortamente aguda a atenuada, aparentemente siempre una semilla, superficie

conspicuamente reticulada-venulosa, usualmente suspendidos en grupos 5-10 cm de

largo y ancho; estípite filiforme; semilla plana, reniforme, 2-14 mm de largo, 7-8 mm de

ancho. Florece de febrero a marzo (en Guerrero), fructifica en marzo en Jalisco y

Michoacán. Se encuentra en selvas bajas caducifolias, selvas medianas subperennifolias,

selvas altas perennifolias y bosques caducifolios y en la vegetación secundaria derivada

de los mismos. Desde los 500 hasta los 1165 msnm. (PROCYMAF, 2003)

1.13.2 Localización de la madera púrpura.

Es importante la descripción exacta de la obtención del colorante, como se puede

observar en la Figura 18 la parte donde se localiza el duramen, que es el centro del

tronco, es la parte mas densa y es la que contiene una coloración púrpura, como se

observa en la Figura 19. Es de ahí donde se extrae el pigmento para el desarrollo de este

estudio (Barragán et al. 1995).

pág. 43

1.13.4 Distribución geográfica en el país Esta especie crece en la selva baja caducifolia, en los estados de Guerrero, Jalisco,

Michoacán, Oaxaca, y Puebla y su uso es maderable.

1.13.5 Utilización de la madera

La madera del campincerán se utiliza para la construcción de viviendas rurales,

fabricación de los mangos de herramientas y elaboración de artesanías. Como

consecuencia de la difícil situación económica del país, una de las alternativas mas

viables de empleo en nuestro país como lo hay en algunos estados que desarrollan

actividades artesanales provenientes de las raíces de sus antepasados.

Gilmer Wood Company, 2004

Figura 18. Descripción del árbol.

Figura 19. Madera púrpura del Campincerán.

pág. 44

La actividad artesanal ha dejado de ser, en muchos casos la actividad económica

complementaria, para convertirse en actividad principal de ingresos a miles de familias,

como lo es la fabricación de guitarras realizadas en Paracho, Michoacán, utilizando en

ocasiones diferentes especies de Dalbergia, entre ellas la madera del campincerán, que

es muy densa, lo que le da una diferente resonancia a las guitarras. Por otra parte la

artesanía sigue constituyendo el principal signo distintivo de la cultura y del arte popular y

un factor determinante en nuestra identidad histórica. (SAGARPA, 2009)

1.13.6 Normatividad.

Esta especie, debido al uso de la madera con fines artesanales, de construcción y para la

elaboración de herramientas, es regulada por la Norma Oficial Mexicana NOM-005-

RECNAT-1997. Que establece los procedimientos, criterios y especificaciones para

realizar el aprovechamiento, transporte y almacenamiento de corteza, tallos y plantas

completas de vegetación forestal, además de que se encuentra en la categoría de especie

en peligro de extinción (Cuadro 2), en la Norma Oficial Mexicana NOM-059-ECOL-2001.

Protección ambiental-especies nativas de México de flora y fauna silvestres-categorías de

riesgo y especificaciones para su inclusión, exclusión o cambio-lista de especies en

riesgo.

Es importante resaltar que dicha especie se encuentra incluida en el listado de especies

de plantas y hongos que se encuentran en la Norma Oficial Mexicana (NOM-059-ECOL-

2001) como especie en peligro de extinción que son aquellas especies cuyas áreas de

distribución o tamaño de sus poblaciones en el territorio nacional han disminuido

drásticamente poniendo en riesgo su viabilidad biológica en todo su hábitat natural,

debido a factores tales como la destrucción o modificación drástica del hábitat,

aprovechamiento no sustentable, enfermedades o depredación, entre otros factores.

pág. 45

Cuadro 2. Especies en peligro de extinción

FAMILIA GÉNERO ESPECIE DISTRIBUCIÓN

Fabaceae Acosmium panamense no endémica Fabaceae Albizia plurijuga no endémica Fabaceae Bauhinia fryxellii no endémica Fabaceae Calliandra arborea no endémica Fabaceae Dalbergia congestiflora no endémica Fabaceae Dalbergia granadillo no endémica Fabaceae Enterolobium schomburgkii no endémica

pág. 46

2. JUSTIFICACION

La limitante del uso de los colorantes naturales en alimentos es su baja estabilidad a

factores normales de proceso como son luz, oxígeno, pH, temperatura, aniones, metales,

disolventes, por lo que se requiere encontrar nuevos colorantes naturales que sean

estables a estos factores. La Neocandenatona obtenida del árbol campincerán (Dalbergia

congestinflora) presenta buena estabilidad a diferentes pH’s en soluciones alcohólicas sin

embargo al ser un compuesto insoluble en agua, su aplicación tanto en alimentos como

en otras áreas es limitado; por lo que se requiere hacer estudios de solubilidad y

estabilidad de dicho compuesto en presencia de tensoactivos, ya que se ha reportado

que la aplicación de estos compuestos favorece la solubilidad de colorantes hidrofóbicos

en soluciones acuosas.

Dada la limitante a nivel mundial del uso de compuestos para dar tonos rojos en alimentos

el presente trabajo aportará una excelente alternativa para esta gama de colores. Además

de darle un valora agregado a residuos de la industria maderea.

Estudios epidemiológicos han sugerido una positiva relación entre el consumo de

alimentos con propiedades antioxidantes y su posible función en la prevención de

enfermedades crónicas degenerativas. La selección propia de colorantes como aditivos

para alimentos es un factor importante para la manufactura de alimentos y bebidas sobre

todo desde que se restringió la utilización de muchos colorantes sintéticos. Es por eso que

cualquier evaluación adicional de sus propiedades biológicas como la actividad

antioxidante y su efecto en la salud puede ser de gran utilidad.

pág. 47

3. OBJETIVOS

3.1 Objetivo General

� Determinar la solubilidad y estabilidad de las dispersiones del pigmento natural

Neocandenatona en presencia de tensoactivos y ciclodextrinas y aditivos utilizados

en la industria de los alimentos en soluciones acuosas.

3.2 Objetivos Específicos

� Estimar cuantitativamente la solubilidad de la Neocandenatona en disolventes de

diferente polaridad

� Definir el efecto de tensoactivos de diferente naturaleza química a pH de 3, 5, 7 y

9, en la solubilidad y estabilidad del pigmento Neocandenatona.

� Determinar el efecto del tamaño de partícula de las micelas formadas por la

Neocandenatona con los tensoactivos en la estabilidad del sistema.

� Analizar el efecto de la sacarosa, ácido cítrico y aluminio sobre la estabilidad de la

Neocandenatona a pH 3,5,7,9 en soluciones acuosas.

� Obtener un encapsulado en polvo de Neocandenatona y determinar su estabilidad

en sistema acuoso a diferentes temperaturas.

� Determinar la capacidad antioxidante equivalente a Trolox (TEAC) de la

Neocandenatona.

pág. 48

4. MATERIALES Y MÉTODOS

El trabajo se desarrolló en varias etapas. En la primera etapa de obtuvo el pigmento

Neocandenatona y se determinó su pureza por cromatografía de líquidos de alta

resolución (HPLC). Posteriormente se determinó su solubilidad a en diferentes disolventes

orgánicos y en mezclas de etanol/agua en los cuales presenta cierta solubilidad.

Como se sabe la Neocandenatona es insoluble en agua, lo cual limita seriamente su

aplicación en productos de la industria alimentaria y farmacéutica por lo cual en una

tercera etapa se aplicaron tensoactivos de diferente naturaleza química y ciclodextrinas a

su concentración micelar critica y a los pHs de 3, 5, 7 y 9 para lograr la solubilización del

pigmento en soluciones acuosas. Además de determinar la solubilidad en cada caso, se

analizó la estabilidad de las microdispersiones obtenidas con el fin de definir el sistema

más estable a cada uno de los pHs en estudio. Se llevó a cabo la determinación del

tamaño de las micelas formadas en cada caso y se analizó su relación con la estabilidad

en cada sistema. Adicionalmente se estudió el efecto de la glucosa, el ácido cítrico y una

sal de aluminio sobre la estabilidad del pigmento.

Una vez seleccionado el tensoactivo que favorece la solubilidad del pigmento en agua y

forma las dispersiones más estables se obtuvo en una siguiente etapa un producto

encapsulado en maltodextrina que pudiera ser utilizado para la formulación de bebidas y

se analizó su estabilidad a la temperatura.

Finalmente se determinó la capacidad antioxidante por el método de Trolox,

comparándolo con otros antioxidantes conocidos.

En la Figura 20 se presenta el diagrama del desarrollo experimental del presente trabajo.

4.1 Materia prima

La madera del árbol campincerán se colectó en el estado de Michoacán y se aserró con

una sierra circular marca Hattori Nagoya de 5 HP con disco de 10’’ y diente de carburo de

tungsteno. Posteriormente el serrín se tamizó de acuerdo al número de malla 40, para ser

utilizada posteriormente, ya que serrada facilita la extracción sólido-liquido. Se almacenó

en bolsa de plástico a una temperatura aproximada de 26 ± 2 °C.

pág. 49

4.2 Reactivos

Metanol grado HPLC Tween 20 (Sigma)

Etanol Acetilcolina (Sigma)

Acetato de etilo Docusato de Sodio (Sigma)

Hexano Ciclodextrina α (Sigma)

Agua destilada tipo II Ciclodextrina β (Sigma)

Glucosa (Sigma) Bis 2,2 '-azino-(3-etilbenzotiazolina-6-

sulfónico) (ABTS)(Sigma)

Ácido cítrico (Sigma) Persulfato de potasio (Sigma)

Al2(SO4)3 6-hidroxi-2 ,5,7,8-tetramethylchroman-2-

carboxílico (Trolox) (Sigma)

Maltodextrina D10 de chícharo Fosfato disódico heptahidratado

(Na2HPO4 * 7 H2O)

Dodecilsulfato Sódico (SDS) (Sigma) Fosfato monosódico hidratado (NaH2PO4

* H2O)

Tween 80 (Sigma) Ácido Fosfórcio 0.01 M

4.3 Equipo de Laboratorio

Sierra círcular Hattori Nagoya 5 HP Baño Maria Aquatherm brunsik

Evaporador rotatorio al vacio Bûchi R-000 Vortex Mixter VM-300

Bomba de vacío de ½ HP Felisa Espectrofotó metro HACH Mod. DR5000

Acrodisco de nylon de 0.45µm Baño Maria Aquatherm brunsik

Cromatógrafo de líquidos de alta

resolución marca Waters con detector de

arreglo de diodos

Refractometró óptico Milton

Equipo Malvern zetasizer nano ZS Balanza Analítica, Mettler

Incubadora BRikmann Orbomix 1010

pág. 50

En la Figura 20 se presenta el diagrama del desarrollo experimental del presente trabajo

Figura 20. Diagrama de desarrollo experimental.

pág. 51

4.4 Obtención y purificación del colorante Neocandenat ona (Barragán et al.,

1999)

4.4.1 Obtención del extracto alcohólico

Con la finalidad de obtener el pigmento de la madera se coloca en un matraz de bola

100 g de serrin con la adición de metanol, en una relación madera: disolvente (3:1 p/v),

se mantiene en agitación por 24 h a temperatura ambiente, transcurrido este tiempo se

decanta el extracto y se filtra por gravedad con papel filtro Whatman, finalmente se

evapora el metanol en un evaporador rotatorio al vacío (Bûchi R-000) a una

temperatura de 40°C hasta eliminar por completo e l disolvente. La recuperación del

disolvente se utiliza para reextraer el pigmento hasta agotar la madera realizando la

extracción 2 veces más. (Barragán et al., 1999).

4.4.2 Purificación del extracto alcohólico por So xhlet

El extracto alcohólico obtenido se seca al vacío con una bomba de ½ HP (Felisa), una

vez seco éste extracto se coloca en un equipo Soxhlet y se somete a un

fraccionamiento con éter etílico, a una temperatura de 32 °C (Figura 21).

Figura 21. Sistema de extracción Soxhlet

La extracción por Soxhlet se suspende cuando se hace una toma de la muestra y el

extracto presenta una sola mancha de coloración rosa por cromatografia de capa fina

con un valor de Rf de 0.65 utilizando sílica gel como adsorbente y acetato de etilo:

etanol (4:1 v/v), como eluyente (Barragán et al., 1999). El extracto sólido ya purificado,

y constituido mayormente por la Neocandenatona, se coloca sobre papel aluminio para

evaporar el éter etílico y se determina el rendimiento.

pág. 52

4.4.3 Determinación de la pureza del pigmento Neoca ndenatona

4.4.3.1 Preparación del estándar. (Barragán et. al., 2004)

En un matraz erlenmeyer se colocan 80 mg del pigmento obtenido en la extracción

de Soxhlet (extracto purificado) en 3 ml de metanol y se deja en agitación a a una

temperatura aproximada de 26 ± 2 °C hasta que se di suelva por completo (Barragán et

al.,2004). Una vez disuelto el pigmento, se aplica con un capilar en todo lo ancho

(repetidas veces hasta que la solución se agote) en una placa de cromatografía de

capa fina de sílica gel de 20 x 20 cm dejando 1. 5 cm de espacio en cada extremo de

la placa, posteriormente el pigmento se eluye con acetato de etilo: metanol (4:1 V/V)

con la finalidad de separar los impurezas que pudiera contener el pigmento; se deja

secar y se raspa la parte de la placa donde se presenta un color morado oscuro

uniforme (pigmento puro) el cual se disuelve en metanol y se filtra para no tener el

problema de interferencia de los sólidos. Finalmente se evapora el disolvente en un

evaporador rotatorio al vacío a una temperatura de 40 °C.

Para realizar el análisis en por c romatografía de líquidos de alta resolución (HPLC) el

pigmento purificado se redisuelve en metanol a diferentes concentraciones 1, 0.5, 0.3,

0.1, 0.05 y 0.025 mg/mL, se filtran por un acrodisco de nylon de 0.45 µm y se inyectan

en el cromatógrafo con el objetivo de tener una curva patrón.

Nota: el material utilizado debe estar perfectamente limpio y seco y los disolventes

utilizados en esta parte son disolventes grado HPLC.

4.4.3.2 Determinación de pureza de los extractos o btenidos.

El pigmento que se obtuvo en la extracción de Soxhlet se disuelve en metanol

absoluto a una concentración de 0.3 mg/mL, mientras que el extracto obtenido antes

del fraccionamiento de Soxhlet se disuelve a una concentración de 0.5 mg/mL, se

filtran por un acrodisco de nylon de 0.45 µm y se inyectan en el cromatógrafo. Para su

posterior análisis. (Barragán et. al., 2004).

La pureza de los extractos se determina en un cromatógrafo de líquidos de alta

resolución (HPLC), utilizando una columna de C18 y un gradiente de metanol: ácido

acético 2% para la elución (Cuadro 3). Se realiza una curva patrón para la

Neocandenatona utilizando como estándar el pigmento purificado por cromatografía

pág. 53

capa fina (CCF). Las condiciones de trabajo para la separación cromatográficas en

HPLC se presentan en el cuadro 4.

Cuadro 3. Método de análisis por HPLC del pigmento obtenido de D. congestiflora.

Tiempo (min.) Módulo Función valor Duración (min.)

0 Autocero 0 caudal 1 1 0 0 % metanol 100 100 10

15 % metanol 50 50 5 24.8 alarma 1 0.10 24.9 Alarma 1 0.10 25 fin

Cuadro 4. Condiciones de trabajo en el HPLC.

Variable Condiciones

Columna C18, Waters, Novapack, 3.9 x 150 mm.

Fase móvil A) Acido acético 2% en agua

B) metanol

Flujo 1mL/min.

Detector UV –Vis., 260 nm y 515 nm.

Una vez obtenidos los cromatogramas se construye la grafica que relaciona área

contra concentración de pigmento puro y, se calcula la ecuación de la recta. El

porcentaje de pureza del extracto alcohólico y del purificado por Soxhlet se calcula

interpolando las áreas correspondientes en la curva patrón.

4.4 Selección de los tensoactivos.

Puesto que uno de los objetivos de este trabajo es solubilizar el pigmento a los pH’s

3, 5, 7 y 9 y la interacción de este compuesto con los tensoactivos varia debido al

cambio en su estructura, se seleccionan tensoactivos con diferente carga y peso

molecular, que están permitidos para usarse en alimentos y que sean de naturaleza

aniónica, catiónica y neutra para realizar la pruebas de solubilización. Los diferentes

tensoactivos se utilizan en su concentración micelar crítica.

Los tensoactivos seleccionados se muestran en el Cuadro 5 dichos compuestos están

permitidos por disposición del Codex Alimentarius 2007, para usarse en bebidas.

pág. 54

Cuadro 5. Tensoactivos seleccionados para el presente estudio.

Tensoactivo Dosis permitida niveles máximos

mg/Kg

Tween 20 50

Tween 80 Reconocido como GRAS

50

Docusato sódico 20

Acetilcolina Permitido

Ciclodextrina α 500

Ciclodextrina β 500

SDS No permitido

(Codex Alimentarus, 2007)

Nota: El SDS no esta permitido su uso en alimentos, pero como es un tensoactivo que

ha tenido resultados positivos para la solubilización de compuestos farmacéuticos y se

contaba con el, se decidió incluirse en el estudio.

4.5 Determinación de solubilidad en disolventes or gánicos

En 4 vasos de precipitados de 10 mL se colocan 2 mL de etanol, acetato de etilo,

hexano, y agua, por separado; con agitación magnética y cada 10 minutos se le

agrega pigmento previamente pesado (P0) en pequeñas cantidades aproximadamente

0.1 mg hasta que el colorante ya no se disolvió (P2), la cantidad total de colorante

disuelto (PT) se determina por diferencia de peso. (Ec. 1)

PT= P0 – P2 ……….. (Ec. 1)

PT = Pigmento Total Soluble en los disolventes (mg).

Po= Pigmento inicial (mg).

P2= Pigmento final (mg).

El experimento se realiza por triplicado.

4.6 Determinación de solubilidad en soluciones de etanol-agua.

En 8 vasos de precipitados de 10 mL se colocan 2 mL de las mezclas de etanol:

agua 90:10, 80:20, 70:30, 60:40, 50:50, 40:60, 30:70, 20:80, por separado; con

pág. 55

agitación magnética y cada 10 minutos se le agrega colorante previamente pesado

(P0) en pequeñas cantidades aproximadamente 0.1 mg hasta que el colorante ya no

se solubilizó más (P2), la cantidad total de colorante disuelto (PT) se calcula por

diferencia de peso. El experimento se realiza por triplicado (Ec. 1).

4.7 Determinación del efecto de tensoactivos a dife rentes pH’s en la solubilidad

y estabilidad del pigmento Neocandenatona en soluc iones acuosas.

4.7.1 Determinación de la cantidad de colorante en solución.

Debido a que la Neocandenatona presenta cambios de color con el pH, se debe

determinar el coeficiente de absortividad a la λmáx. a cada pH, el cual posteriormente

servirá para calcular la concentración del colorante en solución.

Se toman 5 mL de las soluciones a pH 3, 5, 7 y 9 con los diferentes tensoactivos y se

les adiciona 9.3 micromoles del pigmento y se determina el espectro de absorción para

cada una de ellas. Del espectro se determina la absorbancia a la λmáx para cada

muestra y con ella se cálcula el coeficiente de absortividad, que será aplicado para la

determinación de la concentración del pigmento en solución.

A partir de la ecuación 2 se despeja ε y c para obtener el coeficiente de absortividad y

la cantidad del colorante en solución respectivamente (Ecuación 3). Donde A es

absorbancia, ε es coeficiente de absortividad y es dada en cm-1 moles-1 L, b es el

ancho de la celda que mide 1 cm y finalmente c es la concentración dada en

molaridad. (Villanueva, 2004)

bcA ε= ……… (Ec. 2) bc

A=ε ……… (Ec. 3)

Para determinar la solubilidad, se utilizan soluciones a pH 3, 5, 7 y 9 , adicionados

con solución de fosfatos 0.01M con cada uno de los surfactantes seleccionados a su

concentración micelar crítica (CMC) por separado (Cuadro 6).

Se toman 5 mL de cada solución y se colocan en viales por duplicado con su

respectivo blanco. A cada vial se le agrega 20mg/mL del colorante y se deja agitando

por 24 h en una incubadora (Brikmann Orbomix 1010) a 200 rpm; el blanco contiene 5

mL de la solución reguladora sin tensoactivo y 1mg/mL de colorante. Para determinar

la cantidad de colorante en solución (solubilidad) se filtran las muestras y se

determina la concentración en solución por espectrofotometría, haciendo uso del valor

de absortividad previamente calculado.

pág. 56

Nota: Tapar muy bien los tubos cuando se hagan las cinéticas tanto a temperaturas

altas, por la perdida de volumen; como a temperaturas bajas, posible crecimiento de

microorganismos.

Cuadro 6. Concentración micelar crítica (CMC) de los diferentes tensoactivos.

Tensoactivo CMC

SDS 10mM

Docusato 3mM

Acetilcolina 9mM

Tween 20 8 mM

Tween 80 8 mM

4.7.2 Estabilidad

4.7.2.1 Efecto del pH en la estabilidad de las micr oemulsiones.

Se seleccionan los diferentes tensoactivos que presentan una capacidad mayor de

disolución del pigmento en soluciones acuosas.

Se colocan en tubos de ensayo 5 mL de soluciones de fosfatos 0.01M a pH 3, 5, 7, 9,

con los tensoactivos seleccionados a su CMC y posteriormente se le adiciona el

pigmento a una concentración final de 0.04 mg/mL y se tapan perfectamente.

Los tubos de ensayo se colocan en baño maría a 92°C para realizar cinéticas de 8

horas; Las lecturas se realizan a tiempos de 0, 60, 120, 180, 300, 480 minutos; al

mismo tiempo se lleva acabo una cinética en frío a 4°C durante 60 días. La

disminución de color por degradación o precipitación del pigmento se determina por

espectrofotometría visible a la longitud de onda máxima. Se elabora un gráfico con la

concentración remanente de pigmento en la solución a los diferentes tiempos. De igual

manera se elabora el gráfico del Ln (C/Co)*100 con respecto al tiempo, donde Co es la

concentración inicial, C es la concentración remanente de colorante a cada tiempo y

se determinan los parámetros cinéticos de la degradación: Constante de degradación

(k) y tiempo de vida mendia (TMV) (Huang y Von Elbe, 1987; Sondheimer y Kertzs,

1952; Markakis et al., 1957; Dravingas y Cain, 1968) utilizando las ecuaciones 4 y 5:

kteCo

Ct −= ……. (Ec. 4) k

TVM693.0= ………. (Ec. 5)

pág. 57

También se realiza el cálculo de la energía de activación (Ea). Utilizando ecuación de

Arrhenius (Huang y Von Elbe,1987; Sondheimer y Kertzs, 1952; Markakis et. al., 1957;

Dravingas y Cain;1968) (Ecuación 6).

RTEa

kek−

= …….. (Ec. 6)

4.7.2.2 Efecto de la glucosa y el ácido cítrico en la estabilidad de las

microemulsiones.

Para determinar el efecto de glucosa y ácido cítrico, dos componentes comunes en

bebidas, de los sistemas más estables determinados en la etapa anterior se realiza el

experimento descrito en el inciso 2.7.2.1, adicionando a las soluciones con los

diferentes pHs glucosa y ácido cítrico a una concentración final de 10g/L y 0.5 g/L

respectivamente. (Duangmal et al., 2007)

4.7.2.3 Efecto de la adición de una sal de alumin io en la estabilidad del

colorante a diferentes pH’s

De los sistemas más estables determinados en el enciso 2.7.2.1. se estudia el efecto

de adición de una sal de aluminio, utilizando Al2 (SO4)3 en una relación molar metal:

colorante 1:1 (Moncada et al., 2003), manteniendo en todos los casos una

concentración inicial de colorante de 0.04 mg/mL (PM= 522). Siguiendo el experimento

descrito en el inciso 2.7.2.1 (Villanueva, 2004)

4.8 Elaboración del encapsulado de la Neocandenato na y determinación de su

estabilidad a diferentes temperaturas.

4.8.1 Elaboración del encapsulado del pigmento.

Se prepara una solución de pigmento 2.5 mg/mL conteniendo el tensoactivo en su

CMC que generó las microemulsiones más estables de acuerdo a los puntos

anteriores. Se mezcla con maltodextrina D10 de chícharo a una cantidad de 8 mg/mg

de pigmento, se coloca en un frasco de plástico y se congela a -72 °C en un

ultracongelador y se liofiliza a -54± 2 °C a una p resión de 0.42 ± 0.02 atm durante 12

h.

pág. 58

En un portaespecime, colocar un trozo de cinta conductiva, y suministrar encima de

esta el pigmento encapsulado, se le da un baño de oro al portaespecime donde ya va

incluida la muestra y finalmente se coloca el portaespecime en el microscopio de

barrido, para observar una topografía de la muestra (fotos).

4.8.2 Determinación de estabilidad a diferentes t emperaturas 50, 60 70, 80 °C y 92 °C Posteriormente una porción del polvo obtenido se re-disuelve al pH de mayor

estabilidad y se determina su estabilidad a diferentes temperaturas. (Walkowiak et al.,

2006). Se colocan 5 mL de agua y el pigmento encapsulado en una concentración de

0.04 mg/mL, posteriormente se colocan en baño maría a 50°, 60°, 70°, 80°C y 92 °C

para realizar cinéticas de estabilidad por 8 horas se realizan lecturas de absorbancia

de cada una de las muestras a diferentes tiempos 60, 120, 180, 300, 480 minutos, y

una inicial (t=0), que se realiza antes de iniciar la cinética. (El experimento se realiza

por duplicado).

La concentración residual del pigmento a cada tiempo se determina por

espectrofotometría visible a la longitud de onda máxima correspondiente. De igual

manera se elabora el gráfico del Ln (C/Co)*100 con respecto al tiempo, para poder

determinar k y el (TMV) (Villanueva, 2004) utilizando las ecuaciones 4 y 5.

También se realiza el cálculo de la energía de activación (Ea). (Ecuación de Arrhenius)

utilizando la ecuación 6.

4.9 Determinación de la actividad antioxidante del pigmento Neocandenatona

encapsulado y no encapsulado por la técnica de act ividad antioxidante

equivalente a Trolox (TEAC) (Moura et al., 2007)

4.9.1 Preparación de solución stock de Bis 2,2’-az ino-(3-etilbenzotiazolina-6-

sulfónico) (ABTS) 7 mM

Se disuelve 192 mg de ABTS en agua destilada y se afora a 50 mL, se vuelve

homogeneo y se transfiere a un frasco de vidrio ámbar, debidamente etiquetado.

Finalmente se mantiene en refrigeración (4°C) antes de ser utilizado.

pág. 59

4.9.2 Preparación de persulfato de potasio 140 mM

Se disuelve 189.2 mg de persulfato de potasio en agua destilada; se afora a 5, se

homogeniza y se transfiere a un frasco de vidrio ámbar, debidamente etiquetado.

Finalmente se mantiene a temperatura ambiente antes de ser utilizado.

4.9.3 Preparación del radical ABTS .+

El radical se prepara a partir de la reacción de 50 mL de la solución stock de ABTS

con 880µL de la solución de persulfato de potasio, se mezcla en un ambiente oscuro,

a una temperatura apróximada de 26 ± 2 °C por 16h. En seguida se diluye con alcohol

etílico hasta obtener una absorbancia de 0.70 nm ± 0.05 nm a 734 nm. Esto se realiza

el día de análisis.

4.9.4 Solución patrón Trolox 2 mM .

Se disuelve 5 mg de Trolox en alcohol etílico; se afora a 10 mL en un matraz

volumétrico aforado. Se vuelve homogeneo y se transfiere a un frasco de vidrio ámbar,

debidamente etiquetado. Se prepara el día del análisis.

4.9.4.1 Curva patrón de Trolox

A partir de la solución patrón Trolox (2mM) se prepara soluciones variando las

concentraciones 0.2, 0.1, 0.05 y 0.025 mg/mL y en un ambiente oscuro, se trasfiere

una alícuota de 30 µL de cada solución de Trolox en tubos de ensayo, se mezclan

con 1.5 mL de la solución de radical ABTS durante 6 minutos con un vortex, para

posteriormente realizar la lectura en un espectrofotómetro a 734 nm. Se utiliza alcohol

etílico como blanco para calibrar el espectrofotómetro.

Posteriormente se calcula y se construye la grafica que relaciona el porcentaje de

inhibición con respecto a la concentración, se calcula la ecuación de la recta para

determinar Ec50 (Concentración del extracto a la cual existe una inhibición del 50%)

(Tepe et al., 2006). El porcentaje de inhibición se calcula mediante la ecuación 7

(Sachetti, G. et al., 2008):

100%734

734734 ×

−=

controlA

muestraAcontrolAInhibición ………. (Ec. 7)

pág. 60

Se divide la pendiente que se obtiene en la grafica del porcentaje de inhibición con

respecto a la concentración para cada compuesto entre la pendiente que se obtiene

del porcentaje de inhibición con respecto a la concentración de Trolox para obtener el

valor de TEAC (Obón et. al., 2005).

4.9.5 Determinación de la actividad antioxidante to tal del pigmento

Neocandenatona. (Moura et al., 2007)

Se prepara en tubos de ensayo por triplicado tres diferentes diluciones en etanol, de

curcumina (1.0, 0.8, 0.4, 0.2 mg/mL), BHT (0.1, 0.08, 0.04, 0.02 mg/mL),

Neocandenatona (1.0, 0.8, 0.4, 0.2 mg/mL) y del pigmento encapsulado (0.2, 0.1,

0.05, 0.03, 0.01 mg/mL). En ambiente oscuro, se transfiere una alícuota de 30 µL de

cada dilución de las muestras con 1.5 mL de radical ABTS, se homogeneizan en un

agitador de tubos durante 6 minutos, posteriormente se toma lectura a 734 nm, se

utiliza alcohol etílico, como blanco para calibrar el espectrofotómetro. A partir de las

absorbancias obtenidas de las diferentes diluciones para cada muestra se calcula y se

grafica el porciento de inhibición mediante la ecuación 7 (Sachetti, G. et al., 2008).Y

se determina la diferencia de absorbancias entre el minuto cero y el minuto 6 para

poder determinar el TEAC, tomando en cuenta que Trolox se le ha asignado un TEAC

de 1. (Obón, J.M et. al., 2005).

4.10 Determinación de tamaño de partícula del pigme nto Neocandenatona 4.10.1 Determinación del índice de refracción (IR) Para llevar a cabo la determinación del tamaño de partícula es necesario conocer el IR

de cada material, para esto se utilizo un refractómetro óptico Figura 22 y Cuadro 7, y

ajustar el equipo para tomar la lectura.

Figura 22. Refractómetro óptico Milton

pág. 61

Cuadro 7. Índice de refracción (IR) de los tensoactivos en estudio.

Tensoactivo IR tween 80 1.471-1.473 tween 20 1.4685-1.4715

α ciclodextrina 1.336 β ciclodextrina 0.97-1.03

acetilcolina 1.544 Docusato de Sodio 1.336

SDS 1.333 (Sample dispersion and refractive index guide , 1997)

Nota: Para la determinación del tamaño de partícula para ciclodextrinas se utilizó una

solución de fosfatos al 0.01 M ya que el pigmento se degrada muy rápido en ausencia

de esta sal.

4.10.2 Determinación de tiempo de estabilización d e las micelas. Los sistemas en estudio son sistemas dinámicos que están en constante formación y

desintegración de micelas, por lo que es necesario determinar el tiempo en el cual se

alcanza el equilibrio y se estabiliza el sistema dentro de la celda antes de llevar acabo

la determinación del tamaño de partícula con el fin de obtener datos reproducibles,

para esto se prepara una solución en agua del pigmento (0.04 mg/mL) con SDS en

su CMC a pH 7 y se determina el tamaño de partícula cada 30 minutos por duplicado

hasta que los resultados sean reproducibles.

4.10.3 Determinación de tamaño de partícula de los diferentes sistemas en estudio. Para determinar el tamaño de partícula se prepara soluciones del pigmento con los

diferentes tensoactivos (tween 80, tween 20, SDS, docusato de sodio, acetilcolina, α

ciclodextrina y β ciclodextrina), en una concentración de 0.04 mg/mL del pigmento

mientras que los tensoactivos se preparan a su concentración micelar crítica y se

disuelven en agua a pH 3, 5, 7 y 9 por separado. El pH se ajusta con hidróxido de

sodio y ácido clorhídrico; al mismo tiempo se prepara una solución de pigmento

Neocandenatona a una concentración de 0.04 mg/mL sonicado a 360 rpm por 15

min. el cual se utiliza como blanco; para α ciclodextrina y β ciclodextrina el pH se

ajusta con hidróxido de sodio y ácido clorhídrico. Se observó que este sistema no es

estable en ausencia de fosfatos (se decolora rapidamente), por lo que la determinación

de tamaño de particula utilizando ciclodextrinas se realiza adicionando fosfatos a una

concentración de 0.01M. El tamaño de partícula se determina por espectroscopia

electrónica utilizando el equipo Malvern Zetasizer Nano ZS (Figura 23). Se coloca la

pág. 62

muestra en estudio en la celda se introduce en el equipo, se deja el tiempo de

estabilización determinado anteriormente y finalmente se toma la lectura del tamaño

partícula. (Manual del equipo zetasizer, 2000).

Figura 23. Equipo Malvern Zetasizer Nano ZS

pág. 63

5. RESULTADOS Y DISCUSIÓN

5.1 Obtención y purificación del pigmento Neocanden atona Los rendimientos obtenidos para los extractos alcohólicos y purificados a partir del

serrin se muestran en el cuadro 8.

Cuadro 8. Rendimientos obtenidos para los extractos alcohólicos y purficiados.

Muestra Cantidad (g) Rendimiento

(%)

Pureza (%)

(Contenido de

Neocandenatona)

Serrin 100.00 ---- ------

Extracto alcohólico 33.32 33.32% 56.43%

Extracto purificado 4.73 4.74% 73.75%

En base seca

La pureza del extracto se determinó mediante la ecuación de la curva tipo que se

muestra en la Figura 24. La pureza del extracto mejoró significativamente en un

17.32% después de ser sometido a una extracción de Soxhlet (p< 0.05).

Neocandenatona estándar (mg/mL)

0.0 0.2 0.4 0.6 0.8 1.0 1.2

Are

a

0

106

2x106

3x106

4x106

5x106

6x106

7x106

y = 6567428.887x + 85443R2 = 0.9977

Figura 24. Curva tipo de un estándar del pigmento Neocandenatona determinada en HPLC, con elución por gradiente utilizando una columna C18, Waters, Novapack. 3.9 x 150 mL.

pág. 64

En las Figuras 25 y 26 se muestran los cromatogramas obtenidos para la

Neocandenatona a 515 nm y 260 nm respectivamente, la cual fue utilizada como

estándar pigmento purificado por cromatografía en capa fina preparativa (CCF) para

la cuantificación. Analizado por HPLC.

Figura 25. Cromatograma del pigmento Neocandenatona purificado por CCF preparativa (estándar). Condiciones: Gradiente ácido acético 2%: metanol; columna C18, Waters, Novapack. 3.9 x 150 mL, 515 nm.

Figura 26. Cromatograma del pigmento Neocandenatona purificado por CCF preparativa (estándar). Condiciones: Gradiente ácido acético 2%: metanol; columna C18, Waters, Novapack. 3.9 x 150 mL, 260 nm.

Neocandenatona

Neocandenatona

pág. 65

En las Figuras 27 y 28 se muestran los cromatogramas del extracto alcohólico del

serrín y del del extracto purificado por Soxhlet. Como se puede observar en el

extracto alcohólico (Figura 27) está presente la Neocandenatona, con un tiempo de

retención de 12.51 min y además varios picos con diferentes tiempos de retención,

observándose que en el extracto purificado por Sohxlet (Figura 28) se reducen las

impurezas.

De acuerdo al análisis cuantitativo realizado por el método de estándar externo y

tomando el pigmento purificado por CCF preparativa como estándar, el contenido de

Neocandenatona en el extracto purificado por Sohxlet es del 73.75%. Esta muestra es

la que se utilizó en el resto del presente estudio.

Figura 27. Cromatograma del extracto alcohólico de la madera de D.congestiflora. Condiciones: Gradiente ácido acético 2%: metanol; columna C18, Waters, Novapack. 3.9 x 150 mL, 515 nm.

Figura 28. Cromatograma del extracto purificado por Soxhlet del pigmento Neocandenatona después del fraccionamiento de Soxhlet Condiciones: Gradiente ácido acético 2%: metanol; columna C18, Waters, Novapack. 3.9 x 150 mL, 515 nm.

Neocandenatona

Neocandenatona

pág. 66

5.2 Determinación de la solubilidad del pigmento Neocandenatona en hexano,

acetato de etilo, agua y etanol y mezclas de etanol : agua.

En el Cuadro 9 se presenta la solubilidad del colorante Neocandenatona en diferentes

soluciones etanol: agua y en algunos disolventes orgánicos. Sin embargo a pesar de

presentar grupos polares en la molécula, se observó que el colorante no se disuelve

en agua, esto se debe a su alto peso molecular y a la presencia de varios anillos

aromáticos; lo que hace que aumente su lipofília y por tanto que disminuya su

solubilidad en agua, pero también al tener partes polares se espera que su

solubilidad en hexano sea baja; por lo tanto un disolvente polar adecuado para

solubilizarla sería un alcohol como el etanol.

Cuadro 9. Solubilidad del pigmento Neocandenatona en diferentes disolventes orgánicos y diferentes mezclas etanol- agua a 25± 2 °C.

Concentración (mg/mL)

εεεε mg -1cm -1mL

λλλλmáx. UV (nm)

λλλλmáx. Vis. (nm)

Hexano 0.00 ± 0.00 Nd Nd Nd Acetato de

Etilo 0.52 ± 0.02 Nd Nd Nd

Agua 0.00 ± 0.00 Nd Nd Nd Agua : Etanol

80:20 0.10 ± 0.00 1.12 E+06 246 564

Agua : Etanol 70:30

0.08 ± 0.07 14.70 E+06 243 544

Agua : Etanol 60:40

0.27 ± 0.02 5.49 E+06 244 545

Agua : Etanol 50:50

4.67 ± 0.05 4.00 E+06 242 547

Agua : Etanol 40:60

5.12 ± 0.05 8.00 E+06 240 548

Agua : Etanol 30:70

11.62 ± 0.07 8.00 E+06 240 549

Agua : Etanol 20:80

14.30 ± 0.04 4.00 E+06 240 550

Agua : Etanol 10:90

19.57 ± 0.05 1.00 E+07 234 550

Etanol 22.20 ± 0.06 7.00 E+06 241 550 ε= coeficiente de absortividad; Nd= No detectado por falta de solubilidad. λmáx = longitud de onda máxima En el caso del acetato de etilo, que no es un disolvente prótico, es más hidrofóbico que

el etanol o el metanol provoca la ruptura de los agregados por su hidrofobicidad

(Boulton et al., 1995) dejando así a las moléculas de Neocandenatona aisladas y más

expuestas al ataque nucleofílico, lo que se manifiesta en su estabilidad y solubilidad.

pág. 67

La degradación del pigmento en las diferentes mezclas etanol: agua se siguió por

espectrofotometría visible a λmáx. y los valores encontrados se muestran en el

Cuadro 9.

En las Figuras 29 y 30 se observa que hubo un aumento en la absortividad en la zona

de visible conforme va aumentando la cantidad de etanol. Esto se debe a que la

solubilidad del colorante se favoreció en presencia de este disolvente por el fenómeno

de cosolvencia (UNAM, 2000).

λ (nm)

200 300 400 500 600 700 800

A

0

1

2

3

4

Etanol : Agua 10 : 90Etanol : Agua 20 : 80

Etanol : Agua 30 : 70

Etanol : Agua 40 : 60

Etanol : Agua 50 : 50

Figura 29. Espectro de la absorbancia cpn respecto a λmáx. del pigmento Neocandenatona en una concentración de 0.2 mg/mL, en etanol: agua a temperatura aproximada de 26 ± 2 °C.

El grado de degradación fue determinado midiendo cambios de la absorbancia,

pudiendo observar que entre más alto el porcentaje de etanol hay una mayor

estabilidad del pigmento. Como se puede observar en las siguientes Figuras 31 y 32,

no hay cambio en la coloración aun después de 6 horas en la mayoría de las

disoluciones, lo que indica la gran estabilidad a 70°C del colorante. Por otro lado, la

estabilidad disminuyó al diluir el alcohol; esto se puede deberse a que forma puentes

de hidrógeno con el etanol. El agua posiblemente desestabilice los agregados de

Neocandenatona debido a su elevada constante dieléctrica y capacidad de formar

puentes de hidrógeno, facilitando así la adición nucleofílica y por tanto provocando la

decoloración (Barragán et al., 2004).

pág. 68

λ (nm)

200 300 400 500 600 700 800

A

0

1

2

3

4

Etanol : Agua 60 : 40 Etanol : Agua 70 : 30Etanol : Agua 80 : 20Etanol : Agua 90 : 10Etanol 100

Figura 30. Espectro de la absorbancia cpn respecto a λmáx. del pigmento Neocandenatona en una concentración de 0.2 mg/mL, en etanol: agua a temperatura aproximada de 26 ± 2 °C. Aún cuando el etanol puede actuar como nucleófilo y adicionarse a la molécula de la

Neocandenatona en una forma similar tal como lo hace el agua con las antocianinas

causando la pérdida del color, los resultados demuestran que esta adición no se lleva

a cabo.

Algunos estudios realizados con antocianinas (Boulton, 1995), indican que el etanol

promueve la asociación de los pigmentos. Es probable que debido al gran tamaño de

la molécula de la Neocandenatona, se produzcan interacciones entre diferentes

moléculas dando lugar a una “autoasociación” de la molécula de tal manera que las

interacciones π−π de los distintos anillos aromáticos estabilicen por donación

electrónica las posiciones reactivas a la adición nucleofílica. Los alcoholes al ser

disolventes próticos pueden formar puentes intermoleculares contribuyendo a la auto

asociación y por ende a la estabilidad. (Villanueva, 2004).

pág. 69

tiem po (m in)

0 100 200 300 400 500 600

Ln (

C/C

0)*

100

-40

-30

-20

-10

0

10

Etanol : Agua 50 : 50Etanol : Agua 60 : 40Etanol : Agua 70 : 30Etanol : Agua 80 : 20Etanol : Agua 90 : 10 Etanol : Agua 100

Figura 31. Estabilidad del pigmento Neocandenatona 1mg/mL en diferentes soluciones etanol: agua respecto al tiempo a 70 °C.

50 : 50 60 : 40 70 : 30 80 : 20 90 : 10 100 : 1

TV

M (

min

)

0

50

100

150

200

250

Etanol : Agua

Figura 32.Tiempo de vida media del pigmento Neocandenatona en una concentración de 1 mg/mL en diferentes soluciones de etanol-agua a 70 °C.

pág. 70

En el Cuadro 10. Se observa de manera clara tanto en los valores de k como en el

TVM que la presencia de etanol favoreció la estabilidad del pigmento de tal manera

que los valores de TVM fueron proporcionales al aumento de la cantidad de etanol

mientras que la k de degradación fue inversamente proporcional, los cuales presentan

diferencia significativa (p < 0.05) entre cada una de las mezclas etanol: agua.

Cuadro 10. Datos obtenidos de la cinética de degradación del pigmento Neocandenatona en una concentración de 1 mg/mL en diferentes soluciones etanol: agua a 70 °C.

Etanol: Agua Ecuación de la recta R2 k TVM (min)

T ° C

50:50 y = -0.07x +1.32 0.98 0.07 9.60 70 60:40 y = -0.04x - 1.47 0.98 0.04 17.77 70 70:30 y = -0.04x - 0.19 0.99 0.03 19.86 70 80:20 y = -0.02x +0.40 0.97 0.02 41.75 70 90:10 y = -0.01x - 0.52 0.91 0.01 58.24 70 100 y = -0.00x - 0.19 0.86 0.00 216.50 70

k = Constante de cinética de degradación; R2= coeficiente de correlación.

Villanueva en el 2004 determinó el tiempo de vida media del pigmento en diferentes

soluciones etanol- agua a 21 °C; y encontró que l os tiempos de vida media eran

mayores, conforme aumenta la cantidad de etanol, y disminuían conforme aumentaba

la cantidad de agua. Los valores de tiempo de vida media fueron de 63, 63, 71, 89, 99

días para soluciones de etanol: agua 60:40, 70: 30, 80: 20, 90: 10 y 100 de etanol

respectivamente; este mismo efecto se observó en el presente trabajo a 70 °C 9.60,

17.77, 19.86, 41.75, 58.21, 216.50 min. La diferencia se debe a una aceleración en la

degradación del pigmento por el aumento en la temperatura a 70°C.

5.3 Determinación del efecto del tensoactivo a di ferentes pH’s en la solubilidad

y estabilidad del colorante Neocandenatona.

La degradación del pigmento se siguió por espectrofotometría visible a su λmáx. (Ver en

anexo A) del pigmento Neocandenatona en cada una de las condiciones del estudio.

Los valores encontrados de longitud de onda de máxima absorción se muestran en el

Cuadro 11.

pág. 71

Cuadro 11. Longitud de onda máxima (λ máx.) y absortividad molar (ε) del pigmento Neocandenatona en presencia de diferentes tensoactivos a pH 3, 5, 7 y 9 a temperatura ambiente y está dada en unidades de mol-1cm-1L.

pH 3 pH 5 pH 7 pH 9

Tween 80 λ máx (nm) 515 550 555 555

ε 145.56 24.00 77.67 77.67

Tween 20 λ máx (nm) 515 520 515 550

ε 157.00 55.00 30.78 29.67

SDS λ máx (nm) 510 510 515 515

ε 174.78 194.33 164.78 179.00

Acetilcolina λ máx (nm) 520 545 550 550

ε 182.67 133.89 55.44 293.44

Docusato de

Sodio

λ máx (nm) 515 520 545 545

ε 24.89 66.11 172.33 118.44

αααα

ciclodextrina

λ máx (nm) 515 495 550 550

ε 108.67 0.89 157.56 80.11

ββββ

ciclodextrina

λ máx (nm) 515 520 550 550

ε 107.89 3.78 57.11 96.11

Se observó que la longitud de onda máxima es diferente a un mismo pH para cada

tensoactivo presentándose mayores cambios a pH 5; para un mismo tensoactivo, el

aumento en el pH produce un efecto batocrómico (un aumento en la longitud de onda

máxima) en la mayoría de los casos esto se debe a una mayor conjugación de la

molécula, presentando longitudes de onda máximas más altas a pH básicos.

5.3.1 Resultado de pruebas preliminares de solubili dad del pigmento en

presencia de ciclodextrinas

En el Cuadro 12 se observa el grado de disolución del colorante Neocandenatona

depende de la relación molar de colorante: ciclodextrina; La solubilidad del colorante

fue significativamente mayor en presencia de α- ciclodextrina, alcanzando una

concentración de 13.35 ± 0.03 mg/mL y 2.77 ± 0.02 mg/mL en una relación 1:1

colorante: ciclodextrinas para pH 9 y 7 respectivamente (p < 0.05); mientras que la

solubilidad a pH 5 fue significativamente mayor en presencia de α-ciclodextrina

pág. 72

alcanzandose una concentración en la solución de 0.8 mg/mL para pH 5 en una

relación 1:0.5 colorante: ciclodextrina y 3.13 ± 0.01 mg/mL para pH 3 con unas

relación 1:4 colorante: ciclodextrina. (p<0.05).

Cuadro 12. Solubilidad del pigmento Neocandenatona en presencia de α y β ciclodextrina en pH 3, 5, 7 y 9.

Ciclodextrina: Neocandenatona

A αααα

ciclodextrina

solubilidad en αααα

ciclodextrina (mg/mL)

A β β β β

ciclodextrina

solubilidad en

β β β β ciclodextrina

(mg/mL) pH 9 pH 9

5:1 1.36 9.12 ±0.02 1.04 5.84±0.08 4:1 0.67 4.50±0.04 0.65 3.65±0.01

2.5:1 0.66 4.43±0.03 0.62 3.48±0.00 1:1 1.99 13.35±0.03 1.75 9.83±0.03

0.5:1 0.71 4.77±0.06 0.76 4.27±0.02 0.25:1 0.62 4.16±0.05 0.61 3.43±0.00

pH 7 pH 7 51 0.30 1.03±0.00 0.45 4.25±0.02 4:1 0.26 0.89±0.01 0.61 5.75±0.01

2.5:1 0.52 1.78±0.00 0.59 5.57±0.01 1:1 0.81 2.77±0.00 0.74 6.98±0.02

0.5:1 0.75 2.57±0.00 0.67 6.32±0.01 0.25:1 0.73 2.50±0.00 0.61 5.75±0.03

pH 5 pH 5 5:1 0.29 0.03±0.00 0.49 0.04±0.07 4:1 0.60 0.05±0.02 0.57 0.05±0.01 2.5: 0.50 0.04±0.01 0.54 0.04±0.00 1:1 0.32 0.03±0.02 0.35 0.03±0.01

0.50:1 0.66 0.05±0.00 0.62 0.05±0.03 0.25:1 0.50 0.04±0.06 0.44 0.04±0.02

pH 3 pH 3 5:1 0.40 1.98±0.01 0.45 2.25±0.02 4:1 0.63 3.13±0.01 0.58 2.89±0.01

2.5:1 0.51 2.55±0.01 0.44 2.22±0.00 1:1 0.48 2.39±0.00 0.39 1.95±0.01

0.50:1 0.56 2.75±0.00 0.65 3.27±0.00 0.25:1 0.32 1.60±0.01 0.51 2.54±0.03

A= Absorbancia

La mayor solubilidad del colorante en presencia de β- ciclodextrina fue a una

concentración de 9.83 ± 0.03 mg/mL y 6.98 ± 0.02 mg/mL para pH 9 y 7

respectivamente en una relación 1:1 colorante: ciclodextrina (p<0.05); mientras que

para pH 3 la mayor solubilidad en presencia de β-ciclodextrina fue de una

concentración de 3.27 ± 0.00 mg/mL (p<0.05) mientras que para pH 5 no hubo

diferencias significativas entre las diferentes relaciones colorante: ciclodextrina 1:5

pág. 73

0.04 ± 0.07 mg/mL; 1: 4 0.05 ± 0.03 mg/mL; 1:2.5 0.04 ± 0.00 mg/mL; 1:1 0.03 ±0.01

mg/mL; 1: 0.5 0.05 ± 0.03 mg/mL; 1:0.25 0.04 ± 0.02 mg/mL (p< 0.05). Estos

comportamientos se debe a que un exceso de ciclodextrina puede aglomerar las

moléculas del colorante provocado por un desbalance hidrofílico- hidrofóbico.

En estudios realizados por Tomren et al., 2007, en la estabilidad y solubilidad de la

curcumina en presencia de diferentes ciclodextrinas se determinó que en presencia de

un 10% w/v de HPβCD, la curcumina presentó una solubilidad de 0.05 mg/mL;

mientras que en presencia de 10% w/v de HPγCD su solubilidad fue de 0.14 mg/mL y

finalmente en presencia de 10% w/v de HPβCD-metilada fue de 0.30 mg/mL.

Comparando estos valores con los del presente estudio se observa que hay una

mayor solubilidad del pigmento Neocandenatona con las ciclodextrinas que la

curcumina. Es importante mencionar que la relación optima de ciclodextrina: colorante

puede variar según el compuesto y el pH por lo que se ensayaron varias

concentraciones para determinar la mejor solubilización.

5.3.2 Resultados de las pruebas de solubilidad del pigmento en presencia de de

los diferentes tensoactivos .

El grado de solubilidad fue determinado midiendo la absorbancia y utilizando la

constante de absortividad calculada previamente para cada pH y cada tensoactivo,

pudiendo observar que la solubilidad del pigmento va depender del pH y del

tensoactivo presente en el sistema (Figura 33).

Para el análisis de la solubilidad de pigmento en soluciones acuosas en presencia de

diferentes tensoactivos se hizo un análisis de varianza para los resultados con el

programa estadístico SAS 9.0, el cual indicò que existen diferencias significativas entre

los valores obtenidos a cada pH y cada tensoactivo. Se observó que el docusato de

sodio (11.78 mg/mL), y acetilcolina (5.25 mg/mL) tienen un poder de disolución

significativamente mayor a pH 3 que a pH 5, 7 y 9 (p<0.05), mientras que

α ciclodextrina (5.49 mg/mL), β ciclodextrina (6.36 mg/mL) y Tween 20 (17.62 mg/mL)

tuvieron un poder de solubilización significativamente mayor a pH 9 que a pH 3, 5 y 7

(p<0.05).

Para Tween 80 no hubo diferencia significativa en la solubilidad en pH 3 y 7, cuyos

valores fueron 10.36 y 10.09 mg/mL respectivamente pero si presentó un poder de

solubilidad significativamente mayor a estos pH’s que en pH 5 y 9, mientras que para

pág. 74

docusato de sodio no hubo diferencia significativa en la solubilidad en pH 7 y 5, con

valores de 0.65 y 0.51 mg/mL respectivamente (p<0.05); Para SDS no hubo diferencia

significativa en la solubilidad en pH 3 y 7 y 9 que fueron de 4.59, 4.37 y 4.90mg/mL

respectivamente pero si presentó un poder de solubilidad significativamente mayor a

estos pH’s que a pH 5. Finalmente para β ciclodextrina no se encontró diferencia

significativa en la solubilidad en pH 7, 5 y 3 cpn valores de 4.14, 4.11 y 4.03 mg/mL

respectivamente (p<0.05).

pH 3 pH 5 pH 7 pH 9

Con

cent

raci

ón (

mg/

mL)

0

2

4

6

8

10

12

14

16

18

20

Docusato de Sodio Aceticolina Tween 80Tween 20SDS

α ciclodextrina

β ciclodextrina

Figura 33. Solubilidad del pigmento Neocandenatona en solución acuosa en presencia de diferentes tensoactivos en su CMC a temperatura ambiente. Los valores son las medias de dos diferentes ensayos, las barras de error corresponden a la desviación estándar.

El tensoactivo que dio mejor solubilidad fue el tween 80, con valores significativamente

mayores a todos los pH’s (p<0.05) 10.3563 mg/mL, 5.37 mg/mL, 10.09 mg/mL y

8.6283 mg/mL en pH 3, 5, 7 y 9 respectivamente seguido del Tween 20

>β ciclodextrina >α ciclodextrina > SDS > acetilcolina y docusato sódico. Se observó

que en pH 3 hay diferencia significativa (p< 0.05) entre los tensoactivos con mayor

poder solubilizante docusato de sodio (11.78 mg/mL), tween 80 (10.36 mg/mL) y

acetilcolina (5,25 mg/mL) (p< 0.05).

En pH 5 hubo diferencia significativa entre la solubilidad de tween 80 (5.37 mg/mL) y β

ciclodextrina (4.11 mg/mL), que son los que presentaron mejor solubilización en este

medio (p<0.05).

pág. 75

En pH 7 existió diferencia significativa entre la solubilidad de tween 20 (13.65 mg/mL)

y tween 80 (10.09 mg/mL) , que son los que presentaron mejor solubilidad en este

medio (p< 0.05).

En pH 9 existió diferencia significativa entre todo los tensoactivos presentando mayor

poder solubilizante el tween 20 (17.62 mg/mL y tween 80(8.63 mg/mL).La mejor

solubilidad se dio en el pH 3 seguido del pH 9, del pH 7 y finalmente del pH 5.

El pH en que se presentó mejor solubilidad fue en el pH 3 y 9 esto se debe a que la

molécula de Neocandenatona tanto en pH ácido y como en pH básico presenta carga,

lo que confiere polaridad permitiendo la interacción con el tensoactivo favoreciendo su

solubilidad (barragan et al., 1999) Figura 34.

Figura 34. Estructura del colorante Neocandenatona a diferentes pH’s

La variación del pH permite que el tween 80 pueda interaccionar con las diferentes

estructuras del colorante, debido a su doble enlace y al grupo carbonilo, confiriéndole

polaridad. La buena solubilidad en presencia de SDS se debe a que es una molécula

electronegativa y a que su electrón desapareado se encuentra en el oxígeno (especie

electronegativa) lo que permite la interacción con la molécula de colorante

Neocandenatona sobre todo en pH ácido.

O

OHO O

0H

OCH3

OCH3D

F A

E

B

4"

3"2"

6"5"

7"

8"9"

10"

11"

12"

13"

14"

15"

78

1a2

3

44a

56

1'

6'

5'

4'

3'

2'

1

C

-O

OO O

0H

OCH3

OCH3D

F A

E

B

4"

3"2"

6"5"

7"

8"9"

10"

11"

12"

13"

14"

15"

78

1a2

3

44a

5

61'

6'

5'

4'

3'

2'

1

C

O

OO O

0H

OCH3

OCH3D

F A

E

B

4"

3"2"

6"5"

7"

8"9"

10"

11"

12"

13"

14"

15"

78

1a2

3

44a

56

1'

6'

5'

4'

3'

2'

1

CH

H

I: pH neutro (púrpura) II: pH ácido(rojo)

IV: pH básico (azul)III: pH básico (azul)

Metal

H+

Base

O

OO O

0H

OCH3

OCH3D

F A

E

B

4"

3"2"

6"5"

7"

8"9"

10"

11"

12"

13"

14"

15"

78

1a2

3

44a

56

1'

6'

5'

4'

3'

2'

1

C

Al

pág. 76

Finalmente la solubilidad en presencia de α ciclodextrina depende del acomodo de la

molécula huésped, de su tamaño y polaridad, y del tamaño de la ciclodextrina que se

usó. El colorante Neocandenatona también se solubilizó aunque en menor grado en

presencia de Tween 20 y β- ciclodextrina.

La diferencia entre la solubilidad de tween 20 y tween 80 se debe principalmente a la

presencia de dobles enlaces en el tween 80 y la ausencia de ellos en el tween 20.

Mientras que la diferencia entre la solubilidad del colorante Neocandenatona en α

ciclodextrina y β ciclodextrina se debe al tamaño de las ciclodextrina, ya que el anillo

de β- ciclodextrina es más grande que el tamaño de la molécula quedando lejos de las

interacciones entre la molécula del Neocandenatona y la parte lipofílica de la

ciclodextrina.

Finalmente comparando la solubilización del colorante en presencia de tensoactivos y

en etanol existe una mayor solubilidad en etanol pero con los tensoactivos se alcanza

una solubilización similar a soluciones agua-etanol 20-80. Es importante lograr una

solubilidad similar a estas concentraciones sin etanol, ya que esto nos permitirá utilizar

este pigmento no solo en alimentos si no también en sistemas biológicos.La siguiente

fase es ver que tan estables son las dispersiones y comparar los tiempos de vida

media con las de etanol-agua.

5.3.3 Estabilidad del pigmento a 92 °C El grado de estabilidad del pigmento Neocandenatona en presencia de diversos

tensoactivos a pH 3, 5, 7 y 9 se determinó midiendo cambios de absorbancia durante 8

h a 92 °C, pudiendo observar en las Figuras 35, 36, 37 y 38 que hay un

comportamiento de cinética de primer orden en todos los casos; mostrando una mejor

estabilidad del pigmento en presencia de SDS.

pág. 77

tiempo (min)

0 100 200 300 400 500

Ln (

C/C

0)*1

00

-300

-250

-200

-150

-100

-50

0

50

Tw 80

Tw 20

α ciclodextrina

β ciclodextrina

SDS

Figura 35. Variación en la estabilidad del pigmento Neocandenatona 0.04mg/mL durante 8 h en presencia de diferentes tensoactivos a 92 °C, pH 3.

Figura 36. Variación en la estabilidad del pigmento Neocandenatona 0.04 mg/mL

durante 8 h en presencia de diferentes tensoactivos a 92 °C, pH 5.

tiempo (min)

0 100 200 300 400 500

Ln (

C/C

0)*1

00

-300

-250

-200

-150

-100

-50

0

50

Tw 80

Tw 20

α ciclodextrina

β ciclodextrina

SDS

pág. 78

tiempo (min)

0 100 200 300 400 500

Ln(C

/C0)

*100

-300

-250

-200

-150

-100

-50

0

50

Tw 80

Tw 20

α ciclodextrina

β ciclodextrina

SDS

Figura 37. Variación en la estabilidad del pigmento Neocandenatona 0.04 mg/mL durante 8 h. en presencia de diferentes tensoactivos a 92 °C. pH 7.

Figura 38. Variación en la estabilidad del pigmento Neocandenatona 0.04 mg/mL durante 8 h. en presencia de diferentes tensoactivos a 92 °C, pH 9.

tiempo (min)

0 100 200 300 400 500

Ln(C

/Co)

*100

-300

-250

-200

-150

-100

-50

0

50

Tw 80

Tw 20

α ciclodextrina

β ciclodextrina

SDS

pág. 79

En la Figura 39 se muestra la estabilidad de pigmento en presencia de tween 20,

tween 80, SDS, α ciclodextrina y β ciclodextrinas en soluciones acuosas con respecto

al pH a 92 °C. Se observa que con presencia de SDS la k de degradación es menor y

se mantiene constante con respecto al pH comparado con los demás tensoactivos.

Por otro lado se observa que la estabilidad del pigmento en presencia de α y β

ciclodextrinas desciende muy rápido, siendo un sistema muy inestable.

En la Figura 40 Se observa que el pigmento presentó una estabilidad

significativamente mayor en presencia de SDS para tres de los pH’s experimentales

pH 3 (5.98 h ±0.00) siendo este el valor máximo de TVM en todos los casos, pH 5

(3.75 h ± 0.16) y pH 7 (3.71 h ± 0.00); mientras que en presencia del tensoactivo

Tween 80 el pigmento presentó una estabilidad significativamente mayor que los

demás tensoactivos a pH 9 5.58 h ± 0.01 (p< 0.05). Infiriendo en base a estos

resultados en pH’s básicos el pigmento fue más estable en presencia de Tween 80

mientras que en pH’s ácidos el pigmento presentó mejor estabilidad en presencia de

SDS. En el caso de Tween 20 se observó que su máximo valor de TVM fue a pH 3

(4.37 h ± 0.00) (p<0.05).Finalmente los resultados muestran que los valores

significativamente menores de TVM fueron en presencia de las ciclodextrina α y β a

pH 5 1.12 h ± 0.00 y 0.87 h ± 0.00 respectivamente, sin embargo la ciclodextrina α fue

la que presentó una estabilidad significativamente mayor comparada con la

ciclodextrina β. esto se corrobora en el Cuadro 13.

pH

2 3 4 5 6 7 8 9 10

k degr

adac

ión

0.0

0.2

0.4

0.6

0.8

1.0

Tween 20 Tween 80 Ciclodextrina αCiclodextrina βSDS

Figura 39. Estabilidad del pigmento Neocandenatona con los diversos tensoactivos en soluciones acuosas a pH 3, 5, 7 y 9 a 92 °C.

pág. 80

01

23

4

5

6

Neo - Tw 80

Neo - Tw 20

Neo -a ciclo

Neo- b ciclo

Neo - SDS

pH 3pH 5

pH 7pH 9

TVM

(h)

Figura 40. Tiempo de vida media del pigmento Neocandenatona a pH 3, pH 5, pH 7, pH 9, en presencia de diversos tensoactivos durante una cinética de 8 h a 92 °C. Cuadro 13. Datos obtenidos de la cinética de degradación del pigmento Neocandenatona en presencia de diferentes tensoactivos a 92 °C.

Tween 20 Ecuación R2 k TVM

h T °C

pH 3 Y= -0.16x – 1.09 0.99 0.16 4.37 92 pH 5 Y= -0.25x + 5.41 0.98 0.25 2.79 92 pH 7 Y= -0.36x –15.97 0.94 0.36 1.93 92 pH 9 Y= -0.18x – 4.65 0.97 0.18 3.93 92

Tween 80 Ecuación R2 k TVM

h T °C

pH 3 Y= -0.21x + 0.62 0.99 0.21 3.33 92 pH 5 Y= -0.46x – 18.62 0.97 0.46 1.51 92 pH 7 Y= -0.33x – 18.37 0.94 0.33 2.11 92 pH 9 Y= -0.12x – 5.61 0.94 0.12 5.58 92

αααα-ciclodextrina Ecuación R2 k TVM

h T °C

pH 3 Y= -0.27x - 3.77 0.98 0.27 2.54 92 pH 5 Y= -0.62x - 18.86 0.96 0.62 1.12 92 pH 7 Y= -0.21x + 5.23 0.98 0.21 3.30 92 pH 9 Y= -0.51x - 2.51 0.99 0.51 1.36 92

ββββ-ciclodextrina Ecuación R2 k TVM

h T °C

pH 3 Y= -0.49x – 1.03 0.99 0.49 1.41 92 pH 5 Y= -0.80x – 9.71 0.97 0.80 0.87 92 pH 7 Y= -0.33x – 2.09 0.93 0.33 1.36 92 pH 9 Y= -0.12x – 10.53 0.96 0.12 1.58 92

pág. 81

SDS Ecuación R2 k TVM

h T °C

pH 3 Y= -0.12x – 2.98 0.93 0.12 5.98 92 pH 5 Y= -0.19x – 4.18 0.93 0.19 3.75 92 pH 7 Y= -0.19x – 3.48 0.93 0.19 3.71 92 pH 9 Y= -0.25x – 13.47 0.96 0.25 2.75 92

Estos comportamientos se atribuyen a la naturaleza estructural del pigmento y de los

tensoactivos en los diferentes pH’s, ya que existen grupos carbonilos, hidroxilos y

grupos metoxis que pueden interaccionar y dar lugar a dichos comportamientos. La

estabilidad del pigmento en pH’s ácidos pH 3 y pH 5 en presencia de SDS es posible

al enlace polar iónico que existe entre la parte catiónica de la Neocandenatona y la

parte aniónica del SDS brindando protección al cromófero de la Neocandenatona a la

presencia de protones del medio.

La estabilidad del pigmento en pH’s básicos pH 7 y pH 9 en presencia de tween 80 se

debe probablemente al enlace covalente que existe entre el O- de la Neocandenatona

y el grupo carbonilo del tween 80 brindando protección al cromófero de la

Neocandenatona a la presencia de grupo hidroxilo del medio.

La baja estabilidad del colorante en presencia de ciclodextrinas posiblemente se

debe a que la Neocandenatona es una molécula voluminosa. Además de que a

temperaturas mayores de 50 °C destruye el complejo ciclodextrina – pigmento

(Méndez et al., 2004)

Villanueva en el 2004 observó que entre mayor cantidad de agua presente en el

sistema es mayor la degradación del pigmento Neocandenatona. Sin embargo en el

presente estudio se observa que con ayuda de un tensoactivo y los diferentes pH’s se

puede lograr una estabilidad aceptable comparando el TVM del pigmento que obtuvo

en un sistema de regulador de acetato a 40 °C (10.0 0 h) y el máximo valor obtenido de

TVM de dicho pigmento en el presente trabajo (7.44 h ±0.003).

Estudios realizados por Attoe en 1985 mostraron que la degradación térmica de la

betanina sigue una cinética de primer orden al igual que las cinéticas de degradación

térmica a 92 °C del pigmento Neocandenatona present adas en este estudio. Se ha

reportado que el TVM de la betanina a pH de 5 a 75 °C en regulador de fosfatos es de

48 min. (Pasch, 1979) mientras que el valor mínimo de TVM encontrado para todos los

casos de la Neocandenatona en soluciones de fosfato fue de 1.65 h ±0.00 a pH 9 a

92°C en presencia de ciclodextrina α. por lo que la Neocandenatona es mucho más

estable que la betanina en presencia de tensoactivos y a una temperatura mayor.

pág. 82

En la literatura se ha reportado que las antocianinas son estables a pH menores de

3.5 y que conforme aumenta el pH hay una degradación del color (Walkowiak y

Czapski 2006), mientras que los resultados obtenidos en el presente estudio muestran

que la Neocandenatona es estable a pH 3, 7 y 9, y que la degradación del color solo

se presenta en el pH 5. Lo que permite la utilización de este pigmento en un rango

mayor de pH’s que las antocianinas.

5.3.4 Estabilidad del pigmento a 4 °C El grado de estabilidad del pigmento Neocandenatona en presencia de diversos

tensoactivos a pH 3, 5, 7 y 9 a 4 °C se determinó m idiendo cambios de absorbancia

por 65 días a 4 °C. En las Figuras 41, 42, 43 y 44 se observa un comportamiento

común en todos los casos donde hubo una disminución notable en la absorbancia del

pigmento dentro de los primeros diez días, posterior a estos días los valores de la

absorbancia se mantuvieron constantes. En las gráficas se observa que el pigmento

en presencia de tween 80 y SDS presentaron una disminución de los valores de su

absorbancias menor seguidos del tween 20; mientras que el pigmento en presencia de

ciclodextrinas α y β después de 10 días hubo pérdida total del color en los pH’s en

estudio.

tiempo (días)

0 10 20 30 40 50 60

Ln (

C/C

o)*1

00

-500

-400

-300

-200

-100

0

100

Tw 20Tw 80SDSα ciclodextrinaβ ciclodextrina

Figura 41. Variación en la estabilidad del pigmento Neocandenatona 0.04 mg/mL durante 60 días en presencia de diferentes tensoactivos a 4 °C, pH 3.

pág. 83

Figura 42. Variación en la estabilidad del pigmento Neocandenatona 0.04 mg/mL durante 60 días en presencia de diferentes tensoactivos a 4 °C, pH 5.

tiempo (días)

0 10 20 30 40 50 60

Ln (

C/C

o)*1

00

-350

-300

-250

-200

-150

-100

-50

0

50

Tween 20Tween 80SDSα ciclodextrinaβ ciclodextrina

Figura 43. Variación en la estabilidad del pigmento Neocandenatona 0.04 mg/mL durante 60 días en presencia de diferentes tensoactivos a 4 °C, pH 7.

tiem po (días)

0 10 20 30 40 50 60

Ln (

C/C

o)*1

00

-350

-300

-250

-200

-150

-100

-50

0

50

Tw 20Tw 80SDSα ciclodextrinaβ ciclodextrina

pág. 84

tiempo (días)

0 10 20 30 40 50

Ln (

C/C

o)*1

00

-250

-200

-150

-100

-50

0

50

Tween 20Tween 80SDSα ciclodextrinaβ ciclodextrina

Figura 44. Variación en la estabilidad del pigmento Neocandenatona 0.04 mg/mL durante 60 días en presencia de diferentes tensoactivos a 4 °C, pH 9.

En la Figura 45 se muestra la estabilidad del pigmento en presencia de tween 20,

tween 80, SDS, α ciclodextrina y β ciclodextrinas en soluciones acuosas con respecto

al pH a 4 °C. Se observa que con presencia de SDS, tween 20 y tween 80 la k de

degradación es menor y se mantiene constante con respecto al pH comparado con las

ciclodextrinas. Se observa que la estabilidad del pigmento en presencia de α y β

ciclodextrinas desciende muy rápido, y sus valores de k de degradación son mayores,

siendo un sistema muy inestable.

A 4 °C el pigmento presentó una estabilidad signif icativamente mayor en pH 3 y 7 en

presencia de tween 80 con un TVM de 12.70 ± 0.02h y 16.85 ± 0.05 h respectivamente

mientras que en pH 5 y 9 el pigmento fue más estable en presencia de SDS con un

TVM de 10.08 ± 0.02 h y 5.30 ± 0.04 h respectivamente, Figura 46 y Cuadro 14 (p<

0.05); por otro lado se observó que el pigmento en presencia de tween 20 es

significativamente más estable en pH 7, 5.66 ± 0.01 h mientras que en presencia de α

ciclodextrina el pigmento fue significativamente más estable a pH 5 10.08 ± 0.05 h y

en β ciclodextrina el pigmento fue significativamente mas estable en pH 3 y pH 9 1.37

± 0.25 h y 1.03± 0.56 h (p<0.05) esto posiblemente se debe a la protección por la

interacción de la parte polar de la Neocandenatona tanto con la parte aniónica del

pág. 85

SDS como el grupo carbonilo del tween 80 protegiendo al cromóforo del ataque

nucleofílico de los protones y de los OH – presentes en el medio.

pH

2 3 4 5 6 7 8 9 10

k degr

adac

ión

0

10

20

30

40

50

60

Tween 20 Tween 80 Ciclodextrina αCiclodextrina βSDS

Figura 45. Estabilidad del pigmento Neocandenatona con los diversos tensoactivos en

soluciones acuosas a pH 3, 5, 7 y 9 a 4 °C.

Por otro lado la pérdida total de color en presencia de α y β ciclodextrina después de

los diez días en todos los pH’s posiblemente se debe a que la ciclodextrina tiene la

habilidad de formar un complejo de inclusión con el pigmento el cual depende del

tamaño y polaridad de la molécula huésped, entonces al no existir un ajuste preciso

entre la ciclodextrina y el pigmento, por ser una molécula voluminosa permite que

existan interacciones entre la molécula y los protones o grupos hidroxilos del sistema

según sea el caso perdiendo el grupo cromóforo del pigmento y por tanto el color de la

solución. (Morrison, 1987).

Cuadro 14. Datos obtenidos de la cinética de degradación del pigmento Neocandenatona en presencia de diferentes tensoactivos a 4 °C.

Tween 20 Ecuación R2 k TVM

h T °C

pH 3 Y= -3.53x – 35.42 0.95 3.53 4.70 4 pH 5 Y= -7.70x – 7.601 0.96 7.70 2.16 4 pH 7 Y= -2.93x – 12.70 0.95 2.93 5.66 4 pH 9 Y= -3.44x – 30.69 0.94 3.44 4.82 4

pág. 86

Tween 80 Ecuación R2 k TVM T °C

pH 3 Y= -1.31x + 1.74 0.89 1.31 12.70 4 pH 5 Y= -2.14x + 13.27 0.96 2.14 7.78 4 pH 7 Y= -0.99x – 78.60 0.94 0.99 16.85 4 pH 9 Y= -3.26x – 22.56 0.87 3.26 5.11 4

αααα-ciclodextrina Ecuación R2 k TVM

h T °C

pH 3 Y= -19.49x – 48.65 0.94 19.49 0.86 4 pH 5 Y= -47.01x + 4.56 0.98 47.01 0.36 4 pH 7 Y= -46.50x + 0.63 0.98 46.50 0.36 4 pH 9 Y= -16.03x – 24.48 0.92 16.03 1.03 4

ββββ-ciclodextrina Ecuación R2 k TVM

h T °C

pH 3 Y= -12.23x – 7.17 0.95 12.23 1.37 4 pH 5 Y= -56.33x + 16.53 0.99 56.33 0.29 4 pH 7 Y= -36.18x + 16.76 0.94 36.18 0.46 4 pH 9 Y= -26.02x – 10.24 0.98 26.02 4.12 4

SDS Ecuación R2 k TVM

h T °C

pH 3 Y= -4.38x –10.92 0.91 4.38 3.79 4 pH 5 Y= -1.65x – 2.35 0.94 1.65 10.08 4 pH 7 Y= -2.18x – 6.47 0.93 2.18 7.63 4 pH 9 Y= -3.12x – 1.34 0.92 3.12 5.34 4

02

46

810

1214

16

Tw 20

Tw 80

SDS

a ciclo

b ciclo

pH 3

pH 5

pH 7

pH 9

TVM

(h)

Figura 46. Tiempo de vida media del pigmento Neocandenatona a pH 3, 5, 7, 9, en presencia de diversos tensoactivos durante una cinética de 60 días a 4 °C.

pág. 87

En la literatura se reporta que conforme aumenta la temperatura la estabilidad de las

betaninas (Attoe, 1985) y las antocianinas (Rodríguez-Saona, 1999) es menor; en el

caso de la Neocandenatona se observó que la estabilidad a 92 ° C y 4 °C depende

del tensoactivo presente, ya que en algunos casos se observó una mejor estabilidad a

92 °C (Cuadro 13) que a 4 °C (Cuadro 14).

5.3.5 Estabilidad del pigmento en presencia de glu cosa

El grado de estabilidad del pigmento en presencia de glucosa (10 g/L) y tensoactivos a

pH 3, 5, 7 y 9 se determinó midiendo los cambios de absorbancia por 8 h a 92 °C,

pudiendo observar en las Figuras 47, 48 y 49 que hubo un comportamiento de cinética

de primer orden en todos los casos.

tiempo (min)

0 100 200 300 400 500

Ln(C

/Co)

*100

-180

-160

-140

-120

-100

-80

-60

-40

-20

0

20

Tw 80 pH 3 Tw 80 pH 5 Tw 80 pH 7 Tw 80 pH 9

Figura 47. Variación en la estabilidad del sistema Neocandenatona- tween 80 en presencia de glucosa a una concentración de 10 mg/mL durante 8 h a pH’s 3, 5, 7 y 9. Temperatura: 92°C.

pág. 88

tiempo (min)

0 100 200 300 400 500

Ln(C

/Co)

*100

-180

-160

-140

-120

-100

-80

-60

-40

-20

0

20

SDS pH 3 SDS pH 5 SDS pH 7 SDS pH 9

Figura 48. Variación en la estabilidad del sistema Neocandenatona- SDS en presencia de glucosa a una concentración de 10 mg/mL durante 8 h a pH’s 3, 5, 7 y 9. Temperatura: 92°C.

tiempo (min)

0 100 200 300 400 500

Ln(C

/Co)

*100

-180

-160

-140

-120

-100

-80

-60

-40

-20

0

20

Tw 20 pH 3 Tw 20 pH 5 Tw 20 pH 7 Tw 20 pH 9

Figura 49. Variación en la estabilidad del sistema Neocandenatona- tween 20 en presencia de glucosa a una concentración de 10 mg/mL durante 8 h a pH’s 3, 5, 7 y 9. Temperatura: 92°C.

pág. 89

En el Cuadro 15 y Figura 50 se observa que el efecto de la glucosa sobre la

estabilidad del pigmento depende del pH y tensoactivo presente. Ya que en el caso de

Neocandenatona en presencia de tween 20 se observó una disminución de la

estabilidad con respecto al blanco del 32.00 % para pH 3, del 15.67% para pH 5 y del

58.4% para el pH 9, mientras que en pH 7 su estabilidad aumentó 132.00% .El efecto

de la glucosa en la estabilidad del pigmento en presencia de tween 80 produjo una

disminución en la estabilidad del pigmento del 10.88% a pH 3 y del 30.49% a pH 9

mientras que a pH 5 hubo un aumento en la estabilidad del 26.00% y del 43.50% a pH

7 con respecto al blanco. Finalmente el efecto de la glucosa en la estabilidad del

pigmento en presencia de SDS produjo un aumento en la estabilidad en todos los

casos, siendo el valor máximo de TVM, de 39. 83 h ± 0.00, mientras que el valor

mínimo de TVM fue en presencia de tween 20 a pH 5 (2.11 h ± 0.01).

En la Figura 50 se observa que presentó una mayor estabilidad en presencia de

glucosa en el sistema cuando se encuentra en SDS presente mientras que en el caso

de tween 20 y tween 80 aparentan tener un comportamiento similar.

También se muestra que existe mayor estabilidad en medios neutros (pH 7) y un

poco ácidos (pH 5) coincidiendo con lo reportado por Kirca et al., 2006, encontraron

que las antocianinas aciladas presentan una estabilidad del 80.00 % en medios

neutros y un poco ácidos. El efecto de la glucosa se debe a que al encontrarse las

moléculas más cercanas existe mayor interacción entre ellas. Rodríguez – Saona en

1999 determinó que los tiempos de vida media de la antocianina a 70 °C fueron de

22.50 h la máxima y 5.90 h la mínima; comparando estos valores con los resultados

obtenidos en el presente trabajo (39. 83 h ± 0.00, y 2.11 h ± 0.01) se concluye que el

pigmento Neocandenatona presenta una mejor estabilidad que la antocianina

estudiada por Rodríguez.

Cuadro 15. Datos obtenidos de la cinética de degradación del pigmento Neocandenatona en con los diferentes tensoactivos en solución acuosa en presencia de glucosa a 92 °C.

Tween 20 Ecuación R2 K t ½

h T °C

pH 3 Y= -0.21x - 0.61 0.99 0.20 3.42 92 pH 5 Y= -0.33x - 8.82 0.97 0.33 2.11 92 pH 7 Y= -0.19x + 1.76 0.98 0.19 3.68 92 pH 9 Y= -0.38x + 0.85 0.10 0.38 1.81 92

pág. 90

Tween 80 Ecuación R2 k t ½

h T °C

pH 3 Y = -0.20x - 13.60 0.93 0.20 3.44 92 pH 5 Y = -0.23x - 11.04 0.096 0.23 3.05 92 pH 7 Y = -0.20x - 7.01 0.96 0.20 3.53 92 pH 9 Y = -0.16x - 0.73 0.10 0.16 4.24 92

SDS Ecuación R2 k t ½

h T °C

pH 3 Y = -0.07x - 2.61 0.98 0.07 10.65 92 pH 5 Y = -0.07x + 1.13 0.10 0.07 9.83 92 pH 7 Y = -0.02x - 0.21 0.94 0.02 39.83 92 pH 9 Y = -0.14x - 1.75 0.99 0.14 4.87 92

0

5

10

15

20

25

30

35

40

Neo + Tw 80 S/G

Neo + Tw 80 C/GNeo- Tw 20 S/G

Neo + Tw 20 C/GNeo + SDS S/G

Neo + SDS C/G

pH3pH5

pH 7pH 9

TV

M (H

)

Figura 50. Tiempo de vida media de los sistema Neocandenatona - tween 80, Neocandenatona – tween 20 y Neocandenatona –SDS, en presencia de glucosa a una concentración de 10 mg/mL durante 8 h a pH’s 3, 5, 7 y 9. Temperatura: 92°C. 5.3.6 Estabilidad del pigmento en presencia de Ac. Cítrico El grado de estabilidad del pigmento Neocandenatona en presencia de ac. cítrico (5

g/L) en diversos tensoactivos a pH 3, 5, 7 y 9 se determinó midiendo cambios de

absorbancia por 8 h a 92 °C, pudiendo observar en l as Figuras 51, 52 y 53 que hay un

comportamiento de cinética de primer orden en todos los casos.

pág. 91

tiempo (min)

0 100 200 300 400 500

Ln (

C/C

o)*1

00

-250

-200

-150

-100

-50

0

50

Tw 80 pH 3 Tw 80 pH 5 Tw 80 pH 7 Tw 80 pH 9

Figura 51. Variación en la estabilidad del sistema Neocandenatona- tween 80 en presencia de ácido cítrico a una concentración de 0.5 mg/mL durante 8 h a pH’s 3, 5, 7 y 9. Temperatura: 92°C.

tiempo (min)

0 100 200 300 400 500

Ln (

C/C

o)*1

00

-250

-200

-150

-100

-50

0

50

Tw 20 pH 3 Tw 20 pH 5 Tw 20 pH 7 Tw 20 pH 9

Figura 52. Variación en la estabilidad del sistema Neocandenatona- tween 20 en presencia de ácido cítrico a una concentración de 0.5 mg/mL durante 8 h a pH’s 3, 5, 7 y 9. Temperatura: 92°C.

pág. 92

tiempo (min)

0 100 200 300 400 500

Ln (

C/C

o)*1

00

-250

-200

-150

-100

-50

0

50

SDS pH 3 SDS pH 5 SDS pH 7 SDS pH 9

Figura 53. Variación en la estabilidad del sistema Neocandenatona- SDS en presencia de ácido cítrico a una concentración de 0.5 mg/mL durante 8 h a pH’s 3, 5, 7 y 9. Temperatura: 92°C. En la Figura 54 y Cuadro 16 se observa que el efecto de ácido cítrico en la estabilidad

del pigmento depende del pH y tensoactivo, ya que para el caso de Neocandenatona

en presencia de Tween 20 se observó una disminución de la estabilidad con respecto

al blanco del 14.52 % para pH 3, del 39.29 % para pH 9, mientras que en pH 7 su

estabilidad aumentó 66.87 % y pH 5 su estabilidad aumentó 11.47 %.El efecto del

ácido cítrico en presencia de tween 80 se observó que hay una disminución en la

estabilidad del pigmento del 53.23% en pH 3 de 20.33% en pH 5 y del 68.24% en pH

9 mientras que en pH 7 hubo un aumento en la estabilidad del 52.23% con respecto al

blanco. Finalmente el efecto del ácido cítrico en la estabilidad del pigmento en

presencia de SDS se observó una disminución de estabilidad en los pH’s en estudio

presentando el valor mínimo de TVM en todos los casos de 1.20 ±0.00 h a pH 9

mientras que el valor máximo de TVM en todos los casos del pigmento fue en

presencia de tween 20 a pH 3 (4.28 h ± 0.00).

En el Cuadro 16 se observa que hay una mayor estabilidad al existir presencia de

ácido cítrico en el sistema cuando se encuentra presente tween 20 seguida del SDS y

pág. 93

tween 80 mientras que en el caso de tween 20 y tween 80 aparentan tener un

comportamiento similar.

0

2

4

6

Neo+ Tw 80 S/AC

Neo + Tw 80 C/AC

Neo + Tw 20 S/AC

Neo + Tw 20 C/AC

Neo + SDS S/ACNeo + SDS C/AC

pH 3

pH 5

pH 7pH 9

TVM

(h)

Figura 54. Tiempo de vida media de los sistema Neocandenatona - tween 80, Neocandenatona – tween 20 y Neocandenatona –SDS, en presencia de ácido cítrico en una concentración de 0.5 mg/mL durante 8 h a pH’s 3, 5, 7 y 9. Temperatura: 92°C.

Cuadro 16. Datos obtenidos de la cinética de degradación del pigmento Neocandenatona con los diferentes tensoactivos en solución acuosa en presencia de ácido cítrico a 92 °C.

Tween 20 Ecuación R2 k TVM

h T °C

pH 3 y = -0.16x - 8.46 0.96 0.16 4.28 92 pH 5 y = -0.25x - 3.26 0.99 0.25 2.77 92 pH 7 y = -0.26x - 19.47 0.93 0.26 2.63 92 pH 9 y = -0.27x - 7.89 0.96 0.27 2.65 92

Tween 80 Ecuación R2 k TVM

h T °C

pH 3 y = -0.38x - 0.10 0.10 0.38 1.81 92 pH 5 y = -0.36x - 12.66 0.92 0.36 1.92 92 pH 7 y = -0.18x - 3.30 0.97 0.18 3.76 92 pH 9 y = -0.36x - 28.54 0.91 0.36 1.94 92

SDS Ecuación R2 k TVM

h T °C

pH 3 y = -0.24x - 3.10 0.10 0.24 2.88 92 pH 5 y = -0.28x - 7.91 0.97 0.28 2.48 92 pH 7 y = -0.24x + 3.58 0.98 0.24 2.84 92 pH 9 y = -0.58x + 1.91 0.99 0.58 1.20 92

pág. 94

Walkowiak y Czapski en el 2006 determinaron que existe una degradación de

antocianinas presentes en la col conforme la concentración de ácido cítrico es mayor.

De Ross et al. en el 2006 determinaron que la adición de ac. cítrico de 276 mg en

soluciones de antocianinas de acerola (Crateagus azarolus) causa un aumento en el

valor de k de degradación de 109 a 116 veces más comparada con una solución de

antocianina sin fortificar, lo que no se observó en el caso del pigmento

Neocandenatona ya que el efecto del ácido cítrico dependió del pH y del tensoactivo

presente.

5.3.7 Estabilidad del pigmento en presencia de alum inio

Para esta parte del estudio se realizó una prueba preliminar con el fin de determinar la

concentración óptima en la que se va utilizar del aluminio ya que se ha reportado que

un exceso de aluminio puede ocasionar una precipitación del pigmento en

antocianinas (Elhabiri et. al, 1997) para esto se realizó barridos de absorbancia

Figuras 55, 56, 57 donde se observa que se presenta mejor solubilidad del pigmento

en una relación 1:1 pigmento: aluminio que en una relación 1:100 pigmento : aluminio

inclusive que la muestra testigo, en pH 3, 5 y 7; esto puede ser posible a un efecto de

copigmentación.

λ (nm)

100 200 300 400 500 600 700 800

A

0

1

2

3

4

NeocandenatonaNeocandenatona : Aluminio 1:1Neocandenatona : Aluminio 1:100

504, 1.678

504, 0.627

500, 0.228

Figura 55. Espectro de absorción de Neocandenatona 1.53 mM en presencia de aluminio a una temperatura apróximada de 26 ± 2 °C en etanol: agua 50:50 en pH 3.

pág. 95

λ (nm)

100 200 300 400 500 600 700 800

A

0

1

2

3

4

Neocandenatona : Aluminio 1:1Neocandenatona : Aluminio 1:100Neocandenatona

531, 0.061

498, 0.264501, 0.356

Figura 56. Espectro de absorción de Neocandenatona 1,53 mM en presencia de aluminio a una temperatura apróximada de 26 ± 2 °C en etanol: agua 50:50 en pH 5.

λ (nm)

100 200 300 400 500 600 700 800

A

0

1

2

3

4

Neocandenatona : Aluminio 100:1NeocandenatonaNeocandenatona : Aluminio 1:1

537, 0.084

550, 0.253

Figura 57. Espectro de absorción de Neocandenatona 1.53 mM en presencia de aluminio a a una temperatura apróximada de 26 ± 2 °C en etanol: agua 50:50 en pH 7.

pág. 96

En las Figuras 58, 59 y 60 se muestran un ejemplo del comportamiento de estabilidad

del pigmento en presencia de aluminio. El grado de estabilidad del pigmento

Neocandenatona en presencia de aluminio (1:1 pigmento: aluminio) con diversos

tensoactivos a pH 3, 5, 7 y 9 se determinó midiendo cambios de absorbancia por 8 h a

92 °C, pudiendo observar que hay un comportamiento de cinética de primer orden en

todos los casos.

En la Figura 61 y Cuadro 17 se observa que el efecto del aluminio en la estabilidad del

pigmento depende del pH donde el TVM del pigmento en pH 5, 7 y 9 aumentó en

presencia de aluminio hasta 600.00 % más comparado con la muestra testigo,

mientras que en el pH 3 hubo una disminución del TVM hasta un 22.00%. Siendo el

TVM máximo para el pigmento en presencia de tween 20 a pH 7 13.59 h ± 0.03 y el

TVM mínimo para el pigmento en presencia de tween 20 a pH 9 1.98 h ± 0.00. Se

observó que la

mayor estabilidad del pigmento en presencia de aluminio para los diferentes

tensoactivos en estudio fue a pH 7 seguido de pH 5, pH 3 y finalmente pH 9 para

tween 20 y tween 80 mientras que para SDS el orden de mejor estabilidad

dependiendo del pH fue pH 7>pH 9 > pH 5>pH 3.

tiempo (min)

0 100 200 300 400 500

Ln (

C/C

o)*1

00

-140

-120

-100

-80

-60

-40

-20

0

20

Tw 80 pH 3 Tw 80 pH 5 Tw 80 pH 7 Tw 80 pH 9

Figura 58. Variación en la estabilidad del sistema Neocandenatona- tween 80 en presencia de aluminio en una relación pigmento: aluminio 1:1, durante 8 h a pH’s 3, 5, 7 y 9. Temperatura: 92°C.

pág. 97

tiempo (min)

0 100 200 300 400 500

Ln (

C/C

o)*1

00

-140

-120

-100

-80

-60

-40

-20

0

20

Tw 20 pH 3 Tw 20 pH 5 Tw 20 pH 7 Tw 20 pH 9

Figura 59. Variación en la estabilidad del sistema Neocandenatona- tween 20 en presencia de aluminio en una relación pigmento: aluminio 1:1, durante 8 h a pH’s 3, 5, 7 y 9. Temperatura: 92°C.

tiempo (min)

0 100 200 300 400 500

Ln (C

/Co)

*100

-140

-120

-100

-80

-60

-40

-20

0

20

SDS pH 3 SDS pH 5 SDS pH 7 SDS pH 9

Figura 60. Variación en la estabilidad del sistema Neocandenatona- SDS en presencia de aluminio en una relación pigmento: aluminio 1:1, durante 8 h a pH’s 3, 5, 7 y 9. Temperatura: 92°C.

pág. 98

02

46

8

10

12

14

16

Neo + Tw 80 S/Al

Neo + Tw 80 C/ Al

Neo + Tw20 S/Al

Neo + Tw 20 C/ Al

Neo +SDS S/Al

Neo + SDS C/ Al

pH3

pH 5

pH 7

pH 9

TVM

(h)

Figura 61. Tiempo de vida media de los sistema Neocandenatona - tween 80,

Neocandenatona – tween 20 y Neocandenatona –SDS, en presencia de aluminio en

una relación pigmento: aluminio 1: 1 durante 8 h a pH’s 3, 5, 7 y 9. Temperatura: 92°C.

Cuadro 17. Datos obtenidos de la cinética de degradación del pigmento Neocandenatona con los diferentes tensoactivos en solución acuosa en presencia de Aluminio a 92 °C.

Tween 20 Ecuación R2 k TVM

h T °C

pH 3 y = -0.17x - 4.44 0.97 0.17 4.03 92 pH 5 y = -0.10x - 5.62 0.90 0.10 7.30 92 pH 7 y = -0.05x + 1.11 0.99 0.05 13.59 92 pH 9 y = -0.35x + 9.14 0.96 0.35 1.98 92

Tween 80 Ecuación R2 k TVM

H T °C

pH 3 y = -0.09x - 1.24 0.99 0.09 7.88 92 pH 5 y = -0.10x - 2.58 0.99 0.10 6.86 92 pH 7 y = -0.08x - 2.50 0.95 0.08 8.66 92 pH 9 y = -0.09x - 1.61 0.94 0.09 7.45 92

SDS Ecuación R2 k TVM

H T °C

pH 3 y = -0.13x - 3.23 0.98 0.13 5.25 92 pH 5 y = -0.13x - 0.26 0.99 0.13 5.50 92 pH 7 y = -0.07x - 0.36 0.10 0.07 10.19 92 pH 9 y = -0.07x - 0.21 0.98 0.07 9.76 92

Se ha encontrado que la presencia de iones metálicos influye en la estabilidad de

pigmentos tanto de origen natural como sintéticos y que el complejo de iones aluminio

pág. 99

con antocianinas sintéticas y naturales en soluciones acuosas favorece la estabilidad

de dichos pigmentos en pH ácidos 2-5 (Elhabiri at al., 1997), efecto que se observó

para el pigmento de Neocandenatona, ya que la presencia de aluminio mejoró la

estabilidad a pH ligeramente ácidos y neutro 5 y 7 pero no a pH básicos. Esto se debe

principalmente a que la presencia de tensoactivos provoca la interacción de aluminio y

pigmento no sea directa y probablemente tenga una protección estérica, dando origen

a la competitividad de interacciones entre el pigmento, tensoactivos, iones de aluminio,

protones e hidroxilos.

5.4 Estabilidad del pigmento encapsulado

En la Figura 62 se observa una microfotografía obtenida por microscopía, donde se

observa que el encapsulado tiene apariencia de hojuela midiendo de de larog aprox 50

µm y de ancho 30 µm.

Figura 62. Microfotografía del encapsulado de pigmento Neocandenatona

Para el estudio del pigmento encapsulado se trabajó con el tensoactivo tween 80,

debido a que es un tensoactivo que esta permitido en alimentos y es uno de los más

utilizados, además de que fue el que presentó mejor estabilidad en pH ácidos y

básicos tanto a 92 °C como a 4°C.

En la Figuras 63 y 64 se muestra el comportamiento de estabilidad del pigmento

encapsulado. El grado de estabilidad del pigmento Neocandenatona encapsulado con

diversos tensoactivos a pH 3, 5, 7 y 9 se determinó midiendo cambios de absorbancia

por 8 h a 92 °C, se puede observar que hubo un com portamiento de cinética de

primer orden en todos los casos como se puede observar en el cuadro 18.

pág. 100

tiempo (min)

0 100 200 300 400 500 600

Ln (

C/C

o)*1

00

-140

-120

-100

-80

-60

-40

-20

0

20

50 °C 60 °C70 °C 80 °C 92 °C

Figura 63. Variación en la estabilidad del sistema Neocandenatona encapsulado durante 8 h a 50, 60, 70, 80, 92 °C a pH 3.

tiempo (min)

0 100 200 300 400 500 600

Ln (

C/C

o)*1

00

-140

-120

-100

-80

-60

-40

-20

0

20

50 °C 60 °C 70 °C 80 °C 92 °C

Figura 64. Variación en la estabilidad del sistema Neocandenatona encapsulado durante 8 h a 50, 60, 70, 80, 92 °C a pH 7.

pág. 101

En la Figura 64 y Cuadro 18 se observa que conforme aumentó la temperatura hubo

un aumento significativo en la degradación del pigmento, siendo significativamente

más estable en el pH 3 que en el pH 7 (p< 0.05), esto se puede deber a que en pH

ácido el pigmento presenta carga positiva con lo cual las interacciones que existe entre

el pigmento con tween 80 y la maltodextrina son más fuerte que las existentes en pH 7

quedando protegido de la inserción de moléculas de agua, ya que a pH 7 la molécula

del pigmento es neutra, y las interacciones entre el pigmento con tween 80 y

maltodrextrinas son muy débiles, quedando las moléculas de la Neocandenatona

desprotegidas permitiendo así que exista mayor interacción con las moléculas de agua

formando puentes de hidrogeno y por consecuente perdida de color.

Cuadro 18. Datos obtenidos de la cinética de degradación del pigmento encapsulado a diferentes temperaturas a pH 3 y pH 7.

pH 3

Ecuación R2 k TVM

h 50 °C y = -0.05x - 2.30 0.93 0.054 12.86 60 °C y = -0.12x – 5.96 0.96 0.12 6.05 70 °C y = -0.11x + 1.24 0.98 0.11 6.43 80 °C y = -0.14x - 2.66 0.99 0.14 5.15 92 °C y = -0.20x +4.39 0.98 0.20 3.47

pH 7

Ecuación R2 k TVM h

50 °C y = -0.09x - 2.76 0.92 0.09 7.47 60 °C y = -0.14x - 3.64 0.97 0.14 5.13 70 °C y = -0.18x + 2.29 0.98 0.18 3.83 80 °C y = -0.24x - 0.25 0.99 0.24 2.90 92 °C y = -0.25x - 7.38 0.96 0.25 2.75

pág. 102

02

46

810

1214

Neo L. 50 °C

Neo L. 60 °C

Neo L. 70 °C

Neo L. 80 °C

Neo L. 92 °C

pH 3

pH 7

TVM

(h)

.

Figura 65. Tiempo de vida media del sistema Neocandenatona encapsulado, durante 8 h a 50, 60 ,70 80 y 92 °C a pH 3 y 7.

Comparando el TVM del pigmento encapsulado (3.47 ± 0.04 h) con el del pigmento no

encapsulado (3.33 ± 0.02 h) y el TVM del pigmento no encapsulado en presencia de

glucosa (3.44 ± 0.10 h) a pH 3 no hay diferencia significativa (p< 0.05), prácticamente

presentan la misma estabilidad; sin embargo el pigmento encapsulado presenta una

estabilidad significativamente mayor que el pigmento no encapsulado en presencia de

ácido cítrico (1.81 ± 0.09 h) y una estabilidad significativamente menor que el

pigmento no encapsulado en presencia de aluminio (7.88 ± 0.00 h) (p< 0.05).

En pH 7 el pigmento encapsulado presenta una mayor estabilidad (2.74 ± 0.47 h) que

le pigmento no encapsulado (2.11 ± 0.75 h) pero sin diferencia significativa. Sin

embargo su estabilidad es mucho menor que el pigmento no encapsulado en

presencia de ácido cítrico (3.76 ± 0.38 h), glucosa (3.53 ± 0.47 h) y aluminio (8.66 ±

0.45 h).

Daangmal et. al. en el 2007 estudiaron la estabilidad de antocianina encapsulada

proveniente del extracto de roselle a 30 °C y encon traron que no hay diferencias

significativas dentro de los primeros 56 días comparado con la muestra control

(antocianina no liofilizada.), el cual es el mismo comportamiento del pigmento

Neocandenatona que se observa en el presente trabajo.

La energía de activación (Figura 66 y Cuadro 19) siendo la energía necesaria para la

reacción de degradación, 1.70 Kcal./mol en pH 3 y 1.47 Kcal./mol para pH 7 se

pág. 103

encontró por debajo de los valores reportado por la betanina de betabel que es 10

Kcal./mol (Von Elbe et. al., 1974). Los estudios realizados en el jugo de la granada

arrojaron valores altos de energía de activación de 25.00 Kcal. /mol para la

degradación de antocianina (Mishkin y Saguy, 1982). Lo que indica que es más

factible que se degrade el pigmento encapsulado que la betanina del betabel y las

antocianinas del jugo de granada.

1/ T (K)

2.7x10-3 2.8x10-3 2.9x10-3 3.0x10-3 3.1x10-3 3.2x10-3

Ln K

-3.2

-3.0

-2.8

-2.6

-2.4

-2.2

-2.0

-1.8

-1.6

-1.4

-1.2

-1.0

pH 3 pH 7

Figura 66. Determinación de la energía de activación del encapsulado Neocandenatona: tween 80: maltodextrina a pH 3 y pH 7.

Cuadro 19. Energía de activación del encapsulado Neocandenatona: tween 80: maltodextrina en pH 3 y pH 7.

Ecuación R2 K Ea (Kcal./mol)

pH 3 y = -3385.30x +7.65 0.96 3385.3 1.70 pH 7 y = -2913.70x + 6.72 0.95 2917.7 1.47

5.5 Actividad antioxidante del pigmento Neocandena tona

La prueba de Trolox se realizó para tener un punto de comparación de la actividad

antioxidante de la muestra. En las Figuras 67, 68. 69. 70, 71 y 72 se observa la

variación del porcentaje de inhibición de actividad oxidante del radical ABTS+ con

respecto a la concentración de Neocandenatona, curcumina, de BHT, y Trolox. En

pág. 104

donde el por ciento de inhibición aumentó conforme al aumento de la concentración de

los compuestos, esto se debe a que al existir mayor concentración del compuesto,

existe mayor disponibilidad de moléculas para estabilidad el radical ABTS+ así como

también existe un aumento en la energía cinética de las moléculas favoreciendo las

interacciones entre ellas.

Concentración (mM)

0.0 0.5 1.0 1.5 2.0 2.5 3.0

% d

e In

hibi

ción

0

20

40

60

80

100

120

CurcuminaBHTNeocandenatonaTroloxNeocandenatona encapsulada

Figura 67. Porcentaje de inhibición de la actividad oxidativa del radical ABTS.+ en presencia de la curcumina, BHT, Neocandenatona, Trolox y el pigmento Neocandenatona encapsulado a 26 ± 2 °C y oscuridad.

pág. 105

Neocandenatona (mM)

0.0 0.5 1.0 1.5 2.0 2.5 3.0

Inhi

bici

ón d

e ac

tivid

ad o

xida

tiva

(%)

0

20

40

60

80

100

120

Y= 30.077x + 42.294R2= 0.9755

Figura 68. Porcentaje de inhibición de la actividad oxidativa del radical ABTS.+ en presencia del pigmento Neocandenatona a 26 ± 2 °C y oscuridad.

Curcumina (mM)

0.0 0.5 1.0 1.5 2.0 2.5 3.0

Inhi

bici

ón d

e ac

tivid

ad o

xida

tiva

(%)

0

20

40

60

80

100

120

Y= 30.504x + 14.599R2=0.999

Figura 69. Porcentaje de inhibición de la actividad oxidativa del radical ABTS+ en presencia del pigmento curcumina a 26 ± 2 °C y oscu ridad.

pág. 106

BHT (mM)0.0 0.5 1.0 1.5 2.0 2.5 3.0

Inhi

bici

ón d

e ac

tivid

ad o

xida

tiva

(%)

0

20

40

60

80

100

120Y= 81.064x + 14.27

R2= 0.9205

Figura 70. Porcentaje de inhibición de la actividad oxidativa del radical ABTS.+ en presencia del antioxidante BHT a 26 ± 2 °C y oscur idad.

Trolox (mM)

0.0 0.5 1.0 1.5 2.0 2.5 3.0

Inhi

bici

ón d

e ac

tivid

ad o

xida

tiva

(%)

0

20

40

60

80

100

120

Y= 113.39x + 1.5072R2=0.995

Figura 71. Porcentaje de inhibición de la actividad oxidativa del radical ABTS.+ en presencia del antioxidante Trolox a 26 ± 2 °C y osc uridad.

pág. 107

Neocandenatona encapsulado (mM)

0.00 0.05 0.10 0.15 0.20 0.25 0.30 0.35 0.40 0.45 0.50

% Inh

ibic

ión

30

40

50

60

70

80

90

100

y = 75.172x + 62.053R2 = 0.9413

Figura 72. Porcentaje de inhibición de la actividad oxidativa del radical ABTS.+ en presencia del pigmento Neocandenatona encapsualdo a 26 ± 2 °C y oscuridad.

En el Cuadro 20 se presenta los valores de Ec50 de las muestras en estudio,

Neocandenatona, Neocandenatona encapsulada, Curcumina, BHT y Trolox, lo que

índica que se necesitó una concentración menor del pigmento tanto encapsulado

0.16 mM como no encapsulado 0.86 mM que la curcumina 1.16 mM para inhibir el

50.00% de la actividad oxidativa del radical ABTS.+ y se necesitó una mayor

concentración del pigmento no encapsulado en estudio que los antioxidante sintéticos

BHT y Trolox 0.44 mM y 0.43 mM respectivamente; por lo que se determina que el

pigmento Neocandenatona no lencapsulado tiene una mayor actividad antioxidante

que la curcumina pero menor actividad antioxidante que el BHT y Trolox. Esto se debe

principalmente a las diferencias que existen en sus estructuras ya que el BHT tiene un

grupo hidroxilo junto con su anillo aromático lo que facilita el moviendo de electrones y

las interacciones con otras especies químicas, haciéndolo una especie muy eficiente

como antioxidante.

Por otro lado la curcumina por sus enlaces conjugados le da la propiedad antioxidante

mientras que la Neocandenatona su aromaticidad y la presencia de grupos le hace

tener mayor actividad antioxidante que la curcumina pero menor que actividad que el

BHT, ya que el OH es grupo con mayor polaridad que el grupo carbonilo de la

pág. 108

Neocandenatona. Analizando los resultados de la actividad antioxidante equivalente a

Trolox (Cuadro 20) se observa que el BHT presentó mayor actividad antioxidante 0.71

mM Seguido del pigmento Neocandenatona encapsulado 0.66mM y del pigmento

Neocandenatona no encapsulado 0.27 mM y la curcumina 0.27 mM. Comparando los

valores de TEAC obtenidos por la curcumina y la Neocandenatona no presentan

diferencia significativa (p<0.05), posiblemente se debe a que se encuentran los

mismos grupos funcionales en ambas estructuras (Figura 72), ya que en ambos casos

encontramos un anillo aromático con sustituyentes (R-hidroxilo y R-metoxilo) lo que

les confiere su actividad antioxidante ya que estudios realizados por Barcley et al. en

el 2000, concluyeron que la curcumina es un antioxidante donador de H presente en

el grupo fenólico. (Barcley et al., 2000).

Se puede observar que el pigmento encapsulado tuvo mayor actividad que el pigmento

no encapsulado, esto se debe a un posible efecto sinergista del sistema de

encapsulación ya que también se encuentran presentes tween 80 y maltodextrina D10.

Cuadro 20. EC50 y TEAC de Neocandenatona, Curcumina, BHT y Trolox.

Compuesto TEAC Ec50 mM

Neocandenatona encapsulada 0.66 0.16

Neocandenatona 0.27 0.86

BHT 0.71 0.44

Curcumina 0.22 1.03

Trolox 1.00 0.43

O

H

O

OH

OCH3

HO

OH3C

AB

O O

O MeO

HO

O Me

OH

A

B

C

D E

F

Curcumina Neocandenatona

Figura 73. Estructuras de la curcumina y Neocandenatona.

Por otro lado comparando el valor obtenido de la Neocandenatona 0.27 mM y la

Neocandenatona encapsulada 0.66 mM con los reportados en la literatura de

alimentos de consumo popular (cuadro 1.1) podemos ver que el TEAC valuado del

pág. 109

colorante Neocandenatona es menor que los observados en Mora 2.02 mM café

3.03 mM frambuesa 1.69 mM pero mayor actividad antioxidante del pigmento

encapsulado que el jugo de naranja 0.30 mM, té verde 0.60 mM, posiblemente sea

que su propiedad antioxidante se deba a la diversidad de compuestos teniendo un

efecto sinérgico (Gotteland et al., 2007).

Finalmente comparando la actividad antioxidante de la Neocandenatona 0.27 mM y la

Neocandenatona encapsulada 0.66 mM con colorantes sintéticos rojos de uso para

alimentos se encontró que la Neocandenatona presenta una mayor actividad

antioxidante que los colorantes Azorubine (E-122) 0.03 mM Amarant (E-123) 0.02

mM, Ponceau 4R (E-124) 0.01 mM Eritrocina (E-127) 0.02 mM rojo 2G (E-128) 0.02

mM rojo alura AC (E-129) 0.03 mM. (Obón et. al., 2005); Por lo que su funcionamiento

biológico es mucho mejor que estos colorantes sintéticos lo que resulta muy

importante ya que estudios epidemiológicos han sugerido una positiva relación entre

el consumo de alimentos con propiedades antioxidantes y su posible función en la

prevención de enfermedades crónicas degenerativas; además de que hoy en día son

más los consumidores que se preocupan por su salud y la selección propia de

colorantes como aditivos para alimentos es un factor importante para la manufactura

de alimentos y bebidas sobre todo desde que se restringió el uso de muchos

colorantes tanto sintéticos como naturales, Es por eso que la actividad antioxidante en

la salud puede ser de gran utilidad.

5.6 Tamaño de partícula. El tamaño de partícula se determinó con la finalidad de ver si existe alguna relación

entre el tamaño de partícula y su estabilidad. Para ello se realizaron pruebas

preliminares, para establecer las condiciones de trabajo.

Debido a que el tamaño de partícula se determina por la dispersión dinámica de rayos

láser (DLS) es importante conocer el índice de refracción de cada sistema ya que este

es la medida que determina la reducción de luz al propagarse por un medio y va influir

en los resultados obtenidos (Cuadro 21).

Cuadro 21. Índice de refracción del pigmento Neocandenatona en diferentes concentraciones.

Pigmento (mg/mL )

IR

0.04 1.33 0.40 1.33 4.00 1.33

(Refractómetro óptico Milton)

pág. 110

La formación de micelas es una característica de los tensoactivos, estas soluciones

micelares son dinámicas, las moléculas son objeto de continuas reestructuraciones, se

disocian, se reagrupan, se disocian nuevamente con gran rapidez; por tal motivo es

importante determinar el tiempo de estabilización del sistema ya que el equipo

determina el tamaño de partícula en base al movimiento browniano de las moléculas y

sin un tiempo de estabilización nos pueden dar resultados erróneos. En las Figuras 73-

77 se muestra el seguimiento del tiempo de estabilidad del sistema el cual fue de 24

h.

tiempo (min)

0 500 1000 1500 2000 2500 3000 3500

Tam

año

(nm

)

50

100

150

200

250

300

350

400

450

500

550

Figura 74 Tiempo de estabilización del pigmento Neocandenatona sonicado 480 amp. Durante 15 minutos por duplicado.

pág. 111

tiempo (min)

0 500 1000 1500 2000 2500 3000 3500

Tam

año

(nm

)

50

100

150

200

250

300

350

400

450

500

550

Figura 75.Tiempo de estabilización del pigmento Neocandenatona- SDS a pH 3 durante 48 h por duplicado.

tiempo (min)

0 500 1000 1500 2000 2500 3000 3500

Tam

año

(nm

)

50

100

150

200

250

300

350

400

450

500

550

Figura 76. Tiempo de estabilización del pigmento Neocandenatona- SDS a pH 5 durante 48 h por duplicado.

pág. 112

Figura 77.Tiempo de estabilización del pigmento Neocandenatona- SDS a pH 7 durante 48 h por duplicado.

tiempo (min)

0 500 1000 1500 2000 2500 3000 3500

Tam

año

(nm

)

50

100

150

200

250

300

350

400

450

500

550

Figura 78.Tiempo de estabilización del pigmento Neocandenatona- SDS a pH 9 durante 48 h por duplicado.

tiem po (m in)

0 500 1000 1500 2000 2500 3000 3500

Tam

año

(nm

)

50

100

150

200

250

300

350

400

450

500

550

pág. 113

En el Cuadro 22 se muestra los tamaños de micelas formadas por los diversos

tensoactivos en estudio (tween 20, tween 80, SDS, docusato de sodio, acetilcolina, α-

ciclodextrina y β-ciclodextrina) , los cuales todos presentaron diferencia significativas

(p< 0.05) donde al analizar el tamaño de partícula con la solubilidad se observó que

no existe alguna tendencia o relación entre estos dos parámetros; sin embargo al

estudiar la relación entre el tamaño de partícula con la estabilidad se observó que

existe una tendencia clara; entre mayor sea el tamaño de partícula mayor es la

estabilidad, ya que tween 20 con Neocandenatona y el SDS con Neocandenatona

presentaron los tamaños de partícula (274.80 nm, pH 3; 419.80 nm, pH 5; 603. 85 nm,

pH 7; 261. 80 nm, pH 9 y 117.90 nm, pH 3; 408.50 nm, pH 5; 173.30 nm, pH 7; 209.30

nm; pH 9 respectivamente) y estabilidad mayores, a una temperatura de 92°C (4.37 h,

pH 3; 2.79 h, pH 5; 1.93 h, pH 7; 3.93 h, pH 9 y 5.98 h, pH 3 ; 3.75 h, pH 5; 3.71 h, pH

7; 2.75 h, pH 9 respectivamente).

Esto se debe principalmente al movimiento browniano de las moléculas ya que al ser

el tamaño de las moléculas mayor el movimiento browniano es más lento por tanto las

cantidad de colisiones y la intensidad de estas son más débiles que las de moléculas

de tamaño menor por lo cual hay una mejor estabilidad. Mientras que a 4 ° C no se

observó una relación entre la estabilidad del sistema y el tamaño de partícula.

Por otro lado comparando los resultados del Cuadro 23 se observa que a pH 3, 5, 7 y

9 la micela que se formaron con el pigmento y tween 20 fueron significativamente más

grande que todas las demás 274.80 ± 20.05, 419.80 ± 21.50, 603.85 ± 7.65, 261.80 ±

97.4 respectivamente, mientras que la micela formada con el pigmento y tween 80

fueron significativamente menor a la formada con otros tensoactivos a pH 3, 5, 7 y 9;

10.74 ± 0.58, 10.03 ± 0.20, 10.25 ± 0.24, 15.30 ± 1.15 respectivamente.

Finalmente en el Cuadro 23 se presenta el tamaño de las micelas de los diferentes

tensoactivos sin presencia del pigmento, se observa que en el caso de los

tensoactivos neutros el tamaño de partícula fue menor que la micela formada con el

pigmento y el tensoactivo (tween 20 y tween 80), pero en el caso de los tensoactivos

con carga (catiónicos y aniónicos) el tamaño de partícula fue mayor que la micela

formada con el pigmento y el tensoactivo (SDS, docusato de sodio, acetilcolina, α-

ciclodextrina, β-ciclodextrina), probablemente se debe a que al existir la presencia de

cargas las interacciones con el disolvente son más fuertes y la solvatación de las

moléculas sea mayor.

pág. 114

Cuadro 22. Tamaño de Micela del pigmento Neocandenatona en presencia de diferentes tensoactivos (nm). pH Tw 20

Nm Tw 80

Nm SDS nm

Docusato de Sodio

nm

Acetilcolina nm

αααα�ciclo nm

ββββ ciclo nm

3 274.80±20.05 10.74±0.58 117.90±1.34 174.30±23.90 147.85± 3.75 13.00±0.28 16.70±0.03

5 419.80±21.50 10.03±0.20 408.50±4.10 193.30±40.80 200.85± 2.85 13.97±3.11 16.52±0.24

7 603.85± 7.65 10.25±0.24 173.30±8.44 183.20±36.10 245.60± 2.40 9.75±0.06 17.43±0.67

9 261.80±97.40 15.30±1.15 209.30±8.90 195.80± 3.60 215.25±98.80 15.45±0.40 14.18±2.31

Cuadro 23. Tamaño de micela de diferentes tensoactivos sin pigmento (nm). pH Tw 20 Tw 80 SDS Docusato acetilcolina αααα�ciclo ββββ ciclo

3 14.09 ± 0.11 9.87±0.12 117.90±10.50 604.80±4.6 188.10±3.75 401.30±70.22 4.56±0.03

5 249.90±20.86 9.79±0.02 330.50±14.42 756.20±4.5 147. 60±2.85 25.41± 2.83 189.50±5.10

7 260.80±53.79 9.04±0.08 291.20±15.27 597.50±5.4 164. 30±2.40 118.40± 1.91 4.58±2.16

9 113.40 ± 1.57 9.04±0.15 248.50± 3.25 390.80±1.4 197 .30±98.8 203.40± 0.78 94.97±5.60

En el Cuadro 24 y Figura 78 se muestra el tamaño de partícula de la Neocandenatona

los cuales se usaron de blanco.

Cuadro 24.Tamaño de partícula de la Neocandenatona sonicada en los diferentes pH’s.

pH

Tamaño nm

3 308.40 ± 3.75 5 304.10 ± 7.21 7 301.80 ± 1.77 9 305.90 ± 2.40

Figura 79.Tamaño de partícula de Neocandenatona sonicado en agua desionizada a 480 rpm durante 15 min.

_______ Neocandenatona sonicado (1) _______ Neocandenatona sonicado (2)

pág. 115

En las Figuras 79-85 se muestran los tamaños de partículas del pigmento con los

diversos tensoactivos a pH 3, 5, 7 y 9.

En el caso del tamaño de partícula del pigmento con el tensoactivo SDS se observa

que la distribución de tamaño de la partícula fue prácticamente la misma en los cuatro

pH’s, lo que cambió es la intensidad (Figura 79).

En el caso de la micela formada por el pigmento y tween 80 se observa que el tamaño

de partícula e intensidad fue igual en todos los pH’s, sin embargo en el pH 9 se puede

suponer que existen agregados de Neocandenatona sin tensoactivo ya que se observa

un segundo pico que comparado con el blanco de la Neocandenatona parece ser el

mismo (Figura 80); lo mismo se observó para α y β ciclodextrina pero en estos caso el

pico de la Neocandenatona libre se presenta en los cuatro pH’s (3, 5, 7 y 9) (Figuras

84 y 85) .

Figura 80.Tamaño de partícula de Neocandenatona – SDS en pH 3, 5, 7 y 9; por duplicado.

_______ Neo-SDS pH 5 (1) ______ Neo-SDS pH 5 (2) _______ Neo-SDS pH 3 (1) ______ Neo-SDS pH 3 (2) _______ Neo-SDS pH 9 (1) ______ Neo-SDS pH 9 (2) _______ Neo-SDS pH 7 (1) ______ Neo-SDS pH 7 (2)

pág. 116

Figura 81. Tamaño de partícula de Neocandenatona – tween 80 en diferentes pH’s 3, 5 7 y 9. En la Figura 81 se muestran los resultados obtenidos del tamaño de partícula para

tween 20 con el pigmento Neocandenatona y se observa en los cuatro pH’s la

presencia de dos picos, el primero en común en los cuatro pH de alrededor de 10 nm;

posiblemente este pico es el del tween 20-Neocandenatona, mientras que los otros

picos se encuentran en la zona de 100-1000 nm comparando los picos con los blanco

nos señala la presencia del moléculas agregadas de tween 20 y Neocandenatona,

esto se debe a que el sistema micelar es un sistema dinámico que esta en constante

formación y destrucción de las micelas.

En la Figura 82 se observa que para la determinación de tamaño de partícula del

pigmento- docusato de sodio fue similar en los cuatro pH’s, pero la intensidad varía.

Finalmente los resultados obtenidos para el sistema acetilcolina-Neocandenatona

(Figura 83) Se observó diferente comportamiento del sistema dependiendo del pH, lo

que no indica que la formación de micela en este sistema es más débil teniendo así

moléculas agregadas de Neocandenatona y acetilcolina.

_______ Neo-Tw 80 pH 3 ______ Neo-Tw 80 pH 5 _______ Neo-Tw 80 pH 7 ______ Neo-Tw 80 pH 9

pág. 117

Figura 82. Tamaño de partícula de Neocandenatona – tween 20 en diferentes pH’s 3, 5 7 y 9.

Figura 83. Tamaño de partícula de Neocandenatona – docusato de sodio 20 en diferentes pH’s 3, 5 7 y 9.

_______ Neo-Tw 20 pH 3 ______ Neo-Tw 20 pH 5 _______ Neo-Tw 20 pH 7 ______ Neo-Tw 20 pH 9

_______ Neo-Docusato pH 9 ______ Neo-Docusato pH 7 _______ Neo-Docusato pH 5 ______ Neo-Docusato pH 3

pág. 118

Figura 84. Tamaño de partícula de Neocandenatona – acetilcolina a diferentes pH’s 3, 5 7 y 9.

Figura 85.Tamaño de partícula de Neocandenatona –α ciclodextrina en diferentes pH’s 3, 5,7 y 9.

_______ Neo-Acetilcolina pH 3 ______ Neo- Acetilcolina pH 5 _______ Neo- Acetilcolina pH 7 ______ Neo- Acetilcolina pH 9

_______ Neo-α ciclodextrina pH 3 ______ Neo- α ciclodextrina pH 5 _______ Neo- α ciclodextrina pH 7 ______ Neo- α ciclodextrina pH 9

pág. 119

Figura 86.Tamaño de partícula de Neocandenatona –β ciclodextrina en diferentes pH’s 3, 5 7 y 9.

Las gráficas para los sistemas Neocandenatona – tween 20, Neocandenatona – tween

80, Neocandenatona – SDS, Neocandenatona – docusato de sodio, Neocandenatona

– ciclodextrina α, Neocandenatona – ciclodextrina β, en pH 3, 5, 7 y 9 de encuentran

en el anexo A.

_______ Neo-α ciclodextrina pH 7 ______ Neo- α ciclodextrina pH 3 _______ Neo- α ciclodextrina pH 5 ______ Neo- α ciclodextrina pH 9

_______ Neo-β ciclodextrina pH 9 ______ Neo-β ciclodextrina pH 7 _______ Neo-β ciclodextrina pH 5 ______ Neo-β ciclodextrina pH 3

pág. 120

CONCLUSIONES

Uno de los principales inconvenientes en el uso de los colorantes sintéticos en la

industria de los alimentos y farmacia es su toxicidad, por lo cual ha despertado un gran

interés el estudio de pigmentos naturales con un gran estabilidad a diversos factores

como son pH, temperatura, disolventes y a compuestos adicionados como aditivos.

Estudios sobre el uso de tensoactivos y ciclodextrina para incremetar la solubilidad en

agua de pigmentos naturales están siendo realizados con el fin de tener una gama

más amplia de aplicaciones de este tipo de compuestos tanto en la industria de los

alimentos y farmacéutica.

La Neocandenatona es un pigmento insoluble en agua que de acuerdo a los

resultados del presente trabajo puede solubilizarse en agua mediante el uso de

tensoactivos y ciclodextrinas. La estabilidad y la solubilidad de las soluciones

obtenidas depende del tensoactivo utilizado y del pH del medio.

La Neocandenatona presentó mejor solubilidad en presencia de tween 20 a pH 9 y pH

3 17.62 mg/mL y 13.65 mg/mL respectivamente seguido del tween 80, con valores de

10.36 mg/mL, 5.37 mg/mL, 10.09 mg/mL y 8.63 mg/mL en pH 3, 5, 7 y 9

respectivamente.

La estabilidad del pigmento en presencia de los diversos tensoactivos a 92 °C

presenta una cinética de degradación de primer orden mostrando una mejor

estabilidad en presencia del SDS para pH 3 (5.98 h ± 0.03), pH 5 (3.75 h ± 0.16) y pH

7 (3.71 h ± 0.04); mientras que para pH 9 presentó una mejor estabilidad enn

presencia de tween 80 (5.58 h ± 0.01). Infiriendo en base a estos resultados en pH’s

básicos el pigmento fue más estable en presencia de tween 80 mientras que en pH’s

ácidos el pigmento presentó mejor estabilidad en presencia de SDS.

A 4 °C el pigmento presentó una estabilidad signif icativamente mayor en pH 3 y 7 en

presencia de tween 80 con un TVM de 12.70 ± 0.02h y 16.85 ± 0.05 h respectivamente

mientras que en pH 5 y 9 el pigmento fue más estable en presencia de SDS con un

TVM de 10.08 ± 0.02 h y 5.304 ± 0.04 h respectivamente.

El efecto de la glucosa, ácido cítrico y aluminio en la estabilidad del pigmento no

muestra una tendencia, este va a depender del pH del medio y del tensoactivo

presente.

pág. 121

La encapsulación del pigmento mejora su estabilidad a pH 7 a 92 °C e incrementa su

actividad antioxidante.

Respecto al tamaño de partícula se observó que a mayor tamaño mayor es la

estabilidad del pigmento en solución, en contraste con su solubilidad donde no existe

alguna tendencia o relación.

Se determinó que el tween 80 es el tensoactivo que permite obtener soluciones

acuosas estables de Neocandenatona tanto en altas como en bajas temperaturas en

la mayoría de los pH´s ensayados.

pág. 122

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pág. 133

ANEXO A Curvas patrón del pigmento Neocandenatona en difere ntes soluciones etanol: agua

Concentración (mg/mL)

0.00 0.05 0.10 0.15 0.20

A547

0.0

0.5

1.0

1.5

2.0

2.5

3.0

3.5

4.0

y = 7.701x + 0.3387R2 = 0.985

Figura 86. Curva patrón del pigmento Neocandenatona en solución etanol: agua 50:50.

Figura 87. Curva patrón del pigmento Neocandenatona en solución etanol: agua 60:40.

Concentración (m g/m L)

0.00 0.05 0.10 0.15 0.20

A548

0.0

0.5

1.0

1.5

2.0

2.5

3.0

3.5

4.0

y = 15.966x - 0.0097R2 = 0.9997

pág. 134

Concentración (mg/mL)

0.00 0.05 0.10 0.15 0.20

A549

0.0

0.5

1.0

1.5

2.0

2.5

3.0

3.5

4.0

y = 16.09x + 0.0045R2 = 0.9966

Figura 88. Curva patrón del pigmento Neocandenatona en solución etanol: agua 70:30.

Concentración (mg/mL)

0.00 0.05 0.10 0.15 0.20

A550

0.0

0.5

1.0

1.5

2.0

2.5

3.0

3.5

4.0

y = 7.3906x + 0.4934R2 = 0.9857

Figura 89. Curva patrón del pigmento Neocandenatona en solución etanol: agua 80:20 a temperatura ambiente.

pág. 135

Concentración (mg/mL)

0.00 0.05 0.10 0.15 0.20

A550

0.0

0.5

1.0

1.5

2.0

2.5

3.0

3.5

4.0

y = 20.535x - 0.0397R2 = 0.9915

Figura 90. Curva patrón del pigmento Neocandenatona en solución etanol: agua 90:10.

Concentración (mg/mL)

0.00 0.05 0.10 0.15 0.20

A55

0

0.0

0.5

1.0

1.5

2.0

2.5

3.0

3.5

4.0

y = 12.864x + 0.2469R2 = 0.999

Figura 91. Curva patrón del pigmento Neocandenatona en etanol.

pág. 136

Espectros de absorción del pigmento Neocandenatona con los diversos tensoactivos.

Figura 92. Espectro de absorción de Neocandenatona: acetilcolina. 9.3µM:9 mM a pH 3, 5, 7 y 9.

Figura 93. Espectro de absorción de Neocandenatona: Tween 80 9.3µ : 8mM. a pH 3, 5, 7 y 9.

520, 1.644

285, 2.473

545, 1.205

330, 0.959

550, 0.499

290, 3.719 350, 3.77

550, 2.641

-1.5

-0.5

0.5

1.5

2.5

3.5

4.5

200 300 400 500 600 700 800 900

A

λ(nm)

pH 3

pH 5

pH 7

pH 9

305, 1.384 515, 1.31

330, 0.889

550, 0.216

330, 2.521

330, 2.945

555, 0.699

-1.5

-0.5

0.5

1.5

2.5

3.5

4.5

200 300 400 500 600 700 800 900

A

λ(nm)

pH3

pH 5

pH 7

pH 9

pág. 137

Figura 94. Espectro de absorción de Neocandenatona: Tween 20 9.3µM:8mM a pH 3, 5, 7 y 9.

Figura 95. Espectro de absorción de Neocandenatona: SDS 9.3µM:10mM a pH 3, 5, 7 y 9.

290, 2.68

515, 1.413

285, 2.41

520, 0.495

285, 2.673330, 2.617

515, 0.277 550, 0.267

-1.5

-0.5

0.5

1.5

2.5

3.5

4.5

200 300 400 500 600 700 800 900

A

λλλλ(nm)

pH3

ph5

ph7

ph9

300, 1.387

300, 1.546

510, 1.749290, 2.117

335, 3.747

510, 1.573

515, 1.611

-1.5

-0.5

0.5

1.5

2.5

3.5

4.5

200 300 400 500 600 700 800 900

A

λλλλ(nm)

ph3

ph5

pH7

pH9

pág. 138

Figura 96. Espectro de absorción de Neocandenatona: docusato de sodio 9.3µM:3mM a pH 3, 5, 7 y 9.

Figura 97. Espectro de absorción de Neocandenatona: α ciclodextrina 9.3µM: 2.1 µM a pH 3, 5 7 y 9.

545, 1.066

515, 0.224

520, 0.595

545, 1.551

-1.5

-0.5

0.5

1.5

2.5

3.5

4.5

200 300 400 500 600 700 800 900

A

λλλλ (nm)

pH 9

pH 3

pH 5

pH 7

290, 1.886

515, 0.978

285, 1.754550, 1.418

330, 1.67

550, 0.721

-1.5

-0.5

0.5

1.5

2.5

3.5

4.5

200 300 400 500 600 700 800 900

A

λ λ λ λ (nm)

pH 3

pH 5

pH 7

pH 9

pág. 139

Figura 98. Espectro de absorción de Neocandenatona: β ciclodextrina 9.3µM:1.8 µM a pH 3, 5, 7, y 9. Determinación del tamaño de partícula del pigmento Neocandenatona con los diversos tensoactivos utilizando el índice de refra cción teórico y experimental

Figura 99. Tamaño de partícula de SDS a pH 3 en IR teórico y experimental.

290, 1.815

515, 0.97

290, 1.913

330, 3.293

550, 0.514

330, 1.816

550, 0.865

-1.5

-0.5

0.5

1.5

2.5

3.5

4.5

200 300 400 500 600 700 800 900

A

λλλλ (nm)

pH 3

pH 5

pH 7

pH 9

_______ SDS IR Teórico (1) _______ SDS IR Teórico (2) _______ SDS IR Experimental (1) _______ SDS IR Experimental (2)

pág. 140

Figura 100.Tamaño de partícula de Tween 80 a pH 3 en IR teórico y experimental.

Figura 101. Tamaño de partícula de Neocandenatona- Tween 80 a pH 3 en IR teórico y experimental.

_______ Neo-Tween 80 IR Teórico (1) _______Neo- Tween 80 IR Teórico (2) _______ Neo-Tween 80 IR Experimental (1) _______ Neo-Tween 80 IR Experimental (2)

_______ Tween 80 IR Experimental (1) _______Tween 80 IR Experimental (2) _______ Tween 80 IR Teórico (1) _______ Tween 80 IR Teórico (2)

pág. 141

Figura 102. Tamaño de partícula de acetilcolina a pH 3 en IR teórico y experimental.

Figura 103.Tamaño de partícula de Neocandenatona-acetilcolina a pH 3 en IR teórico y experimental.

_______ Acetilcolina IR Teórico (1) _______ Acetilcolina IR Teórico (2)

______ Acetilcolina IR Experimental (1) ______ Acetilcolina IR Experimental (2)

_______ Neo-Acetilcolina IR Teórico (1) _______ Neo-Acetilcolina IR Teórico (2) _______ Neo-Acetilcolina IR Experimental (1) _______ Neo-Acetilcolina IR Experimental (2)

pág. 142

Figura 104.Tamaño de partícula de docusato de sodio a pH 3 en IR teórico y experimental.

Figura 105.Tamaño de partícula de Neocandenatona- docusato de sodio a pH 3 en IR teórico y experimental.

.

_______ Docusato de Sodio IR Teórico (1) _______ Docusato de Sodio IR Teórico (2)

______ Docusato de Sodio IR Experimental (1) ______ Docusato de Sodio IR Experimental (2)

_______ Neo-Docusato IR Experimental (1) _______ Neo-Docusato IR Experimental (2) _______ Neo-Docusato IR Teórico (1) _______ Neo-Docusato IR Teórico (2)

pág. 143

Figura 106. Tamaño de partícula de Tween 20 a pH 3 en IR teórico y experimental.

Figura 107. Tamaño de partícula de Neocandenatona- Tween 20 a pH 3 en IR teórico y experimental.

o

_______ Tween 20 IR Teórico (1) _______ Tween 20 IR Teórico (2)

______ Tween 20 IR Experimental (1) ______ Tween 20 IR Experimental (2)

_______ Neo-Tween 20 IR Experimental (1) _______ Neo-Tween 20 IR Experimental (2)

______ Neo-Tween 20 IR Teórico (1) ______ Neo-Tween 20 IR Teórico (2)

pág. 144

Figura 108. Tamaño de partícula de α �ciclodextrina a pH 3 en IR teórico y experimental.

Figura 109.Tamaño de partícula de Neocandenatona- α �ciclodextrina a pH 3 en IR teórico y experimental.

_______ Neo- α Ciclodextrina IR Experimental (1) _______Neo- α Ciclodextrina IR Experimental (2) _______ Neo- α Ciclodextrina IR Teórico (1) _______ Neo- α Ciclodextrina IR Teórico (2)

_______ α Ciclodextrina IR Teórico (1) _______ α ciclodextrina IR Teórico (2) _______ α Ciclodextrina IR Experimental (1) _______ α Ciclodextrina IR Experimental (2)

pág. 145

Figura 110.Tamaño de partícula de β �ciclodextrina a pH 3 en IR teórico y experimental.

Figura 111. Tamaño de partícula de Neocandenatona- β �ciclodextrina a pH 3 en IR teórico y experimental.

_______ β Ciclodextrina IR Experimental (1) _______β Ciclodextrina IR Experimental (2) _______ β Ciclodextrina IR Teórico (1) _______ β Ciclodextrina IR Teórico (2)

_______ β Ciclodextrina IR Experimental (1) _______β Ciclodextrina IR Experimental (2) _______ β Ciclodextrina IR Teórico (1) _______ β Ciclodextrina IR Teórico (2)

pág. 146

Figura 112. Tamaño de partícula de Neocandenatona – SDS en pH 3, por duplicado.

.

Figura 113. Tamaño de partícula de Neocandenatona – SDS en pH 5.

_______ Neo-SDS pH 5 (1) ______ Neo-SDS pH 5 (2) _______ SDS pH 5 (1) ______ SDS pH 5 (2)

_______ Neo-SDS pH 3 (1) ______ Neo-SDS pH 3 (2) _______ SDS pH 3 (1) ______ SDS pH 5 (2)

pág. 147

Figura 114. Tamaño de partícula de Neocandenatona – Tween 80 en pH 3.

Figura 115. Tamaño de partícula de Neocandenatona – Tween 80 en pH 5.

_______ Neo-Tw 80 pH 3 ______ Tw 80 pH 3

_______ Neo-Tw 80 pH 5 ______ Tw 80 pH5

pág. 148

Figura 116. Tamaño de partícula de Neocandenatona – Tween 20 en pH 3.

Figura 117. Tamaño de partícula de Neocandenatona – Tween 20 en pH 5.

_______ Neo-Tw 20 pH 3 ______ Tw 20 pH 3

_______ Neo-Tw 20 pH 5 (1) ______ Neo-Tw 20 pH 5 (2) _______ Tw 20 pH 5

pág. 149

Figura 118. Tamaño de partícula de Neocandenatona – Tween 20 en pH 7.

Figura 119. Tamaño de partícula de Neocandenatona – Tween 20 en pH 9.

_______ Neo-Tw 20 pH 7 (1) ______ Neo-Tw 20 pH 7 (2) _______ Tw 20 pH 7

_______ Neo-Tw 20 pH 9 (1) ______ Neo-Tw 20 pH 9 (2) _______ Tw 20 pH 9

pág. 150

Figura 120. Tamaño de partícula de Neocandenatona – Docusato de sodio en pH 3.

Figura 121. Tamaño de partícula de Neocandenatona – Docusato de sodio en pH 5.

_______ Docusato pH 3 ______ Neo-Docusato pH 3 (1) _______ Neo-Docusato pH 3 (2)

_______ Docusato pH 5 ______ Neo-Docusato pH 5 (1) _______ Neo-Docusato pH 5 (2)

pág. 151

Figura 122. Tamaño de partícula de Neocandenatona – Docusato de sodio en pH 7.

Figura 123. Tamaño de partícula de Neocandenatona – Docusato de sodio en pH 9.

_______ Docusato pH 7 ______ Neo-Docusato pH 7 (1) _______ Neo-Docusato pH 7 (2)

_______ Docusato pH 9 (1) ______ Docusato pH 9(2) _______ Neo-Docusato pH 9 (1) ______ Neo – Docusato pH 9 (2)

pág. 152

Figura 124. Tamaño de partícula de Neocandenatona – Tween 80 en pH 7.

Figura 125. Tamaño de partícula de Neocandenatona – Tween 80 en pH 9.

_______ Neo-Tw 80 pH 7 ______ Tw 80 pH 7

_______ Neo-Tw 80 pH 9 ______ Tw 80 pH 9

pág. 153

Figura 126. Tamaño de partícula de Neocandenatona – SDS en pH 7.

Figura 127. .Tamaño de partícula de Neocandenatona – SDS en pH 9.

_______ Neo-SDS pH 7 (1) ______ Neo-SDS pH 7 (2) _______ SDS pH 7 (1) ______ SDS pH 7 (2)

_______ Neo-SDS pH 9 (1) ______ Neo-SDS pH 9 (2)

pág. 154

Figura 128. Tamaño de partícula de Neocandenatona –Acetilcolina de sodio en pH 3.

Figura 129. Tamaño de partícula de Neocandenatona –Acetilcolina de sodio en pH 5.

_______ Acetilcolina pH 5 ______ Neo-Acetilcolina pH 5 (1) _______ Neo-Acetilcolina pH 5 (2)

_______ Acetilcolina pH 3 ______ Neo-Acetilcolina pH 3 (1) _______ Neo-Acetilcolina pH 3 (2)

pág. 155

Figura 130.Tamaño de partícula de Neocandenatona –Acetilcolina de sodio en pH 7.

Figura 131. Tamaño de partícula de Neocandenatona –Acetilcolina de sodio en pH 9.

_______ Acetilcolina pH 7 ______ Neo-Acetilcolina pH 7 (1) _______ Neo-Acetilcolina pH 7 (2)

_______ Acetilcolina pH 9 ______ Neo-Acetilcolina pH 9 (1) _______ Neo-Acetilcolina pH 9 (2)

pág. 156

Figura 132. Tamaño de partícula de Neocandenatona –α ciclodextrina en pH 3 fosfatos.

Figura 133. Tamaño de partícula de Neocandenatona –α ciclodextrina en pH 3.

_______ α ciclodextrina pH 3 ______ Neo- α ciclodextrina pH 3 (1) _______ Neo- α ciclodextrina pH 3 (2)

_______ α ciclodextrina pH 3 ______ Neo- α ciclodextrina pH 3 (1) _______ Neo- α ciclodextrina pH 3 (2)

pág. 157

Figura 134. Tamaño de partícula de Neocandenatona –α ciclodextrina en pH 5 fosfatos.

Figura 135. Tamaño de partícula de Neocandenatona –α ciclodextrina en pH 5.

_______ α ciclodextrina pH 5 (1) ______ α ciclodextrina pH 5 (2) _______ Neo- α ciclodextrina pH 5 (1) ______ Neo- α ciclodextrina pH 5 (2)

_______ α ciclodextrina pH 5 (1) ______ α ciclodextrina pH 5 (2) _______ Neo- α ciclodextrina pH 5 (1) ______ Neo- α ciclodextrina pH 5 (2)

pág. 158

Figura 136. Tamaño de partícula de Neocandenatona –α ciclodextrina en pH 7 fosfatos.

Figura 137. Tamaño de partícula de Neocandenatona –α ciclodextrina en pH 7.

_______ α ciclodextrina pH 7 (1) ______ α ciclodextrina pH 7 (2) _______ Neo- α ciclodextrina pH 7 (1) ______ Neo- α ciclodextrina pH 7 (2)

_______ α ciclodextrina pH 7 (1) ______ α ciclodextrina pH 7 (2) _______ Neo- α ciclodextrina pH 7 (1) ______ Neo- α ciclodextrina pH 7 (2)

pág. 159

Figura 138. Tamaño de partícula de Neocandenatona –α ciclodextrina en pH 9 fosfatos.

Figura 139. Tamaño de partícula de Neocandenatona –α ciclodextrina en pH 9.

_______ α ciclodextrina pH 9 (1) ______ α ciclodextrina pH 9 (2) _______ Neo- α ciclodextrina pH 9 (1) ______ Neo- α ciclodextrina pH 9 (2)

_______ α ciclodextrina pH 9 (1) ______ α ciclodextrina pH 9 (2) _______ Neo- α ciclodextrina pH 9 (1) ______ Neo- α ciclodextrina pH 9 (2)

pág. 160

Figura 140. Tamaño de partícula de Neocandenatona –β ciclodextrina en pH 3 fosfatos.

Figura 141. Tamaño de partícula de Neocandenatona –β ciclodextrina en pH 3.

_______ β ciclodextrina pH 3 (1) ______ β ciclodextrina pH 3 (2) _______ Neo-β ciclodextrina pH 3 (1) ______ Neo-β ciclodextrina pH 3 (2)

_______ Neo-β ciclodextrina pH 3 (1) ______ Neo-β ciclodextrina pH 3 (2) _______ β ciclodextrina pH 3 (1) ______ β ciclodextrina pH 3 (2)

pág. 161

Figura 142. Tamaño de partícula de Neocandenatona –β ciclodextrina en pH 5 fosfatos.

Figura 143. Tamaño de partícula de Neocandenatona –β ciclodextrina en pH 5.

_______ Neo-β ciclodextrina pH 3 (1) ______ Neo-β ciclodextrina pH 3 (2) _______ β ciclodextrina pH 3 (1) ______ β ciclodextrina pH 3 (2)

_______ Neo-β ciclodextrina pH 5 (1) ______ Neo-β ciclodextrina pH 5 (2) _______ β ciclodextrina pH 5 (1) ______ β ciclodextrina pH 5 (2)

pág. 162

Figura 144.Tamaño de partícula de Neocandenatona –β ciclodextrina en pH 7 fosfatos.

Figura 145. Tamaño de partícula de Neocandenatona –β ciclodextrina en pH 7.

_______ β ciclodextrina pH 7 (1) ______ β ciclodextrina pH 7 (2) _______ Neo-β ciclodextrina pH 7 (1) ______ Neo-β ciclodextrina pH 7 (2)

_______ Neo-β ciclodextrina pH 7 (1) ______ Neo-β ciclodextrina pH 7 (2) _______ β ciclodextrina pH 7 (1) ______ β ciclodextrina pH 7 (2)

pág. 163

Figura 146. Tamaño de partícula de Neocandenatona –β ciclodextrina en pH 9 fosfatos.

Figura 147. Tamaño de partícula de Neocandenatona –β ciclodextrina en pH 9.

_______ β ciclodextrina pH 9 (1) ______ β ciclodextrina pH 9 (2) _______ Neo-β ciclodextrina pH 9 (1) ______ Neo-β ciclodextrina pH 9 (2)

_______ Neo-β ciclodextrina pH 9 (1) ______ Neo-β ciclodextrina pH 9 (2) _______ β ciclodextrina pH 9 (1) ______ β ciclodextrina pH 9 (2)

pág. 164