informe 11 de microv

UNIVERSIDAD NACIONAL DE INGENIERÍA

Facultad de Ingeniería Ambiental

MICROBIOLOGÍA SANITARIA I

INFORME DE LABORATORIO Nº11

Título:

Control Microbiológico de Ambientes, Superficies y

Manipuladores.

Docente:

MSc. Martín Martínez Vila

Integrantes:

Vásquez Peña Julian Gustavo 20132141E

Flores Cárdenas Karen Kimberly 20123502I

2015

INFORME DE LABORATORIO Nº11 2015

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I. OBJETIVOS

Comprender el rol que cumplen los microorganismos en la contaminación del

aire, superficie y los manipuladores.

Establecer la importancia de la educación sanitaria.

Aplicar las técnicas, metodologías adecuadas para el control microbiológico

del ambiente, superficie y manipuladores.

II. MARCO TEORICO

Procedimiento para la selección de la muestra

El procedimiento para seleccionar muestras, debe estar en función de los riesgos

sanitarios relacionados a las diferentes etapas de la cadena alimentaria, sea de la

fabricación, de la elaboración y/o expendio.

En fábrica de alimentos y bebidas

a) Superficies inertes

Se seleccionarán aquellas que están o tendrán contacto directo con los

alimentos que no serán sometidos a un proceso térmico posterior u otro

tratamiento que disminuya la carga microbiana.

b) Superficies vivas

En establecimientos de elaboración y expendio

a) Superficies inertes

Se seleccionarán aquellas superficies que están en contacto con los alimentos

destinados al consumo directo, como utensilios, vajilla, superficies de corte,

menaje, quipos, entre otros.

b) Superficies vivas

Se seleccionarán las manos de los manipuladores, con o sin guantes, que están

en contacto con los alimentos destinados al consumo directo.

Selección del método del muestreo

La selección del método del muestreo debe estar en función de las características de la

superficie a muestrear.


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Método del muestreo Superficies a muestrear

Método del hisopo

Se utiliza para superficies inertes regulares e irregulares, tales como tabla de picar, cuchillas de

equipos, cortadoras de embutidos, cortadora de pan molde, fajas transportadoras, tolvas, mezcladoras,

pisos, paredes y otros.

Método de la esponja El método de la esponja se utiliza preferentemente

para muestrear superficies de mayor área.

Método del enjuague Se utiliza para superficies vivas (manos) y para objetos pequeños o para muestreo de superficies interiores de

envases, botellas, botellas de plástico, etc.

AGAR TSA

El TSA Agar es un medio de uso general que permite el

crecimiento tanto de microorganismos exigentes como no

exigentes, que incluyen bacterias aerobias y anaerobias.

Permite visualizar reacciones hemolíticas que producen muchas

especies bacterianas. Tiene por base una fuente proteica

(digeridos trípticos, digeridos proteicos de soja) con una

pequeña cantidad de hidratos de carbono naturales, cloruro

sódico y 5% de sangre. Es un medio recomendado para la

detección y recuento de una amplia gama de microorganismos. La presencia de Lectina

y Tween permite neutralizar la actividad antibacteriana, facilitando la investigación de

los gérmenes en productos o superficies que contengan: Aldehídos, derivados

fenólicos, o amonio cuaternario.

La aportación de caseína y peptonas de soja al Agar de Tripticasa-soja hace el medio

muy nutritivo por el suministro de nitrógeno orgánico, particularmente aminoácidos y

péptidos de cadena más larga. La presencia de estas peptonas en el medio permite el

cultivo de una gran variedad de gérmenes aerobios y anaerobios que crecen

rápidamente, así como los del género Candida. También permite el crecimiento de

algunos gérmenes exigentes como estreptococos, pneumococos, Brucella,

corinebacterias, Erysipelothrix y Pasteurella.


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AGAR SABOURAUD

El agar Sabouraud es un tipo de medio de cultivo selectivo que

contiene peptonas. Es utilizado para el cultivo de hongos,

especialmente dermatofitos, aunque también pueden

desarrollarse en él cierto tipo de bacterias filamentosas tales como

Nocardia.

Fue utilizado por primera vez por Raymond Sabouraud en 1892. Más tarde Chester W.

Emmons mejoró el medio acercando el pH al neutro y disminuyendo el nivel de glucosa

para permitir el crecimiento de otros subcultivos de hongos.

MANITOL SALADO

Medio de cultivo selectivo y diferencial, utilizado para el

aislamiento y diferenciación de estafilococos. Es recomendado

para el aislamiento de estafilococos patogénicos a partir de

muestras clínicas, alimentos, productos cosméticos y otros

materiales de importancia sanitaria. También, este medio

puede utilizarse para el cultivo de especies halófilas de Vibrio,

si no se dispone de medios apropiados (TCBS Medio, Medio

Marino, etc.), aunque algunas especies pueden no desarrollar.

Se trata de un medio altamente selectivo debido a su alta concentración salina. Los

estafilococos coagulasa positiva hidrolizan el manitol acidificando el medio; las

colonias aparecen rodeadas de una zona amarilla brillante. Los estafilococos coagulasa

negativos, presentan colonias rodeadas de una zona roja o púrpura. Las colonias

sospechosas, se repicarán en un medio sin exceso de cloruro de sodio para efectuarles,

posteriormente, la prueba de la coagulasa.

En el medio de cultivo, el extracto de carne y la pluripeptona, constituyen la fuente de

carbono, nitrógeno, vitaminas y minerales, el manitol es el hidrato de carbono

fermentable, el cloruro de sodio (que se encuentra en alta concentración) es el agente

selectivo que inhibe el desarrollo de la flora acompañante, y el rojo fenol es el indicador

de pH.

Las bacterias que crecen en un medio con alta concentración de sal y fermentan el

manitol, producen ácidos, con lo que se modifica el pH del medio y vira el indicador de

pH del color rojo al amarillo.

Los estafilococos crecen en altas concentraciones de sal, y pueden o no fermentar el

manitol.


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Los estafilococos coagulasa positiva fermentan el manitol y se visualizan como colonias

amarillas rodeadas de una zona del mismo color.

Los estafilococos que no fermentan el manitol, se visualizan como colonias rojas,

rodeadas de una zona del mismo color o púrpura.

III. MATERIALES Y EQUIPOS

Tubos de ensayo 16 x 150mm con 10ml de agua peptonada (0.1%) más tween

80 (1%).

Tubos de ensayo 15 x 150mm con 10ml de agua peptonada (0.1%).

Torundas estériles con vístego de madera.

Plantillas de hojalata o aluminio de 10cm x 10cm (100cm2).

Espátula Drigalsky.

Incubadora 35oC.

Pipetas bacteriológicas 1ml.

Refrigeradora.

Baño María a 46oC.

Agar TSA en placa Petri estéril (recuento de heterótrofos).

Agar Endo en placa Petri estéril.

Agar Manitol Salado en placa Petri estéril. (para aislar estafilococos).

Agar sabourand glucosado en placa Petri estéril.

IV. PROCEDIMIENTO EXPERIMENTAL

A. Análisis de Superficies

Método del hisopado (torundas):

Humedecer la torunda que contiene la muestra en el tubo de ensayo que

contiene agua peptonada con twin80 (10ml).

Sostener la torunda con un ángulo de 30° y pasarlas por el área (100cm2) de

la plantilla de tres formas diferentes, el primer hisopo de forma vertical, el

segundo hisopo de forma horizontal y el último hisopo de forma diagonal.

Romper el vástago el interior del tubo de ensayo (realizar este proceso es las

proximidades de la llama de un mechero bunsen para evitar el crecimiento

de otro tipo de microorganismos). Agitar por 20 minutos para homogenizar

la muestra.


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SIEMBRA POR DISEMINACION

Primero se coloca el inoculo (0,1 ml) en la placa Petri con los agares ya

preparados y con la ayuda de una pipeta estéril, ir diseminando el inoculo

con una espátula de Drigalsky correctamente esterilizada. Esto se realiza en

la proximidad de las llamas del mechero.

Realizar este proceso con todos los agares a usar.

Dejar enfriar los agares e incubar las placas a 35oC por 48 horas en caso de

los agares TSA, ENDO y Manitol salado. Invirtiendo la placa.

Incubar a temperatura ambiente 20 – 22oC por 4 días en caso del agar

Sabourand Glucosado. Sin invertir la placa.

Contar colonias y expresar UFC / cm2.

𝑈𝐹𝐶/𝑐𝑚2 =𝑁ú𝑚𝑒𝑟𝑜 𝑑𝑒 𝑐𝑜𝑙𝑜𝑛𝑖𝑎𝑠 × 10 × 10

100𝑐𝑚2

B. Control higiénico de manipuladores MUESTREO DE MANIPULADORES

Coger una torunda esterilizada y humedecer la torunda con la muestra en

el tubo de ensayo que contiene agua peptonada con twin80 (10ml).

Frotar completamente la torunda humedecida por la mano de una de las

personas que está realizando el experimento.

Romper el vástago el interior del tubo de ensayo (realizar este proceso es las

proximidades de la llama de un mechero bunsen para evitar el crecimiento

de otro tipo de microorganismos).

Agitar por 20 minutos para homogenizar la muestra. Revivificar.

Realizar el proceso de SIEMBRA POR DISEMINACION en los mismos

agares.

Reportar UFC / mano.

𝑈𝐹𝐶/𝑚𝑎𝑛𝑜 =𝑁ú𝑚𝑒𝑟𝑜 𝑑𝑒 𝑐𝑜𝑙𝑜𝑛𝑖𝑎𝑠 × 10 × 10

𝑚𝑎𝑛𝑜

C. Control microbiológico de ambientes (aire) Método de sedimentación:

Elegir zonas estratégicas del ambiente.

Colocar placas Petri con los medios de cultivo sólidos indicados (ASG, TSA,

Manitol salado y Endo) con las tapas retiradas por 20 minutos.

Colocar las tapas e incubar pacas.

Bacterias: a 35oC por 48 horas.


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Hongos: a 20-22oC por 4 días.

Recuento: UFC / 20min.

V. RESULTADOS

Ambiente Superficie

ENDO Limpio

TSA 10 colonias

MS Limpio

ASG 3 moho verde

2 moho blanco

3 levaduras

Mano

ENDO Limpio

TSA Incontables

MS 2 colonias

ASG 40 levaduras

1 moho

VI. CONCLUSIONES

No hubo presencia de coliformes en el ambiente (Laboratorio de microbiología)

Existe presencia de hongos en el laboratorio

Existe crecimiento de hongos en las tres métodos analizados

ENDO Limpio

TSA Incontables

MS Incontables

ASG 31 levaduras


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VII. RECOMENDACIONES

- Tomar las superficies con cuidado de manera horizontal, vertical y en diagonal

- Agitar el tiempo suficiente para que se puedan formar las colonias.

- Todo proceso se debe hacer en presencia del mechero

VIII. BIBLIOGRAFÍA

o http://www.primuslabs.com/spanish/services/guia_de_muestreo_para_sup

erficies.pdf

ANEXOS

http://www.primuslabs.com/spanish/services/guia_de_muestreo_para_superficies.pdf

http://www.primuslabs.com/spanish/services/guia_de_muestreo_para_superficies.pdf

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