I

INDICE    Presentación de la Asignatura  1 

Introducción  1 Programa Analítico  1 Bibliografía  4 Programa de examen  6 

Organización de la Asignatura  6 Docentes  6 Características Generales  7 Clases Teóricas    7 Trabajos Prácticos  7 Materiales para los Trabajos Prácticos  8 Evaluaciones  8 Seminarios  8 Regularización de la asignatura  9 Nómina de Trabajos Prácticos  9 Nómina de Seminarios  10 Cronograma    10 

Manejo y mantenimiento del microscopio  13 TPNº1: Análisis de cromosomas en mitosis  14 TPNº2: Cariotipo  19 TPNº3: Análisis de cromosomas en meoisis  26 TPNº4: Principios básicos de la herencia mendeliana  35 TPNº5: Probabilidades  42 TPNº6: Extensiones del mendelismo  44 TPNº7: Genética del sexo y herencia en relación con el sexo  52 TPNº8: Ligamiento, recombinación y mapeo de los genes  55 TPNº9: Mutaciones cromosómicas estructurales  59 TPNº10: Mutaciones cromosómicas numéricas  63 TPNº11: Mutaciones génicas o puntuales  68 TPNº12: Análisis genético molecular  69 TPNº13: Genética Humana  73 TPNº14: Herencia Cuantitativa  82 TPNº15: Genética de Poblaciones  85 TPNº16: Análisis Filogenético  87  

 

1

A. PRESENTACIÓN DE LA ASIGNATURA 

 INTRODUCCIÓN 

 El presente curso de Genética  intenta proporcionar al estudiante de Biología, una 

visión  esencial  de  los mecanismos  de  herencia  y  de  los  patrones  de  estructura,  función  y organización  del material  hereditario,  el  comportamiento  de  los  genes  en  las  poblaciones naturales y el  cambio evolutivo, así  como un panorama de  los métodos de  investigación en Genética y de las distintas aplicaciones de los conocimientos básicos del análisis genético. 

 Se procurará que el alumno:   1)  interprete  los  fundamentos,  resultados y  limitaciones 

de los principales métodos de análisis genéticos; 2) se instruya en el empleo de la terminología de la Genética, tanto en su expresión gráfica, como escrita y oral; 3) desarrolle un pensamiento reflexivo sobre la base del método científico; 4) desarrolle las competencias intelectuales para integrar los conceptos de la Genética así como para la resolución de problemas y 5) sea capaz de obtener, seleccionar y registrar la información genética pertinente. 

PROGRAMA ANALÍTICO  Unidad 1: Introducción a la Genética. Definición, objetivos, métodos y relaciones con otras  ciencias.  El  surgimiento de  la Genética. Divisiones de  la Genética. Organismos genéticos modelo. La Genética como eje unificador en  la Biología. Aplicaciones de  la Genética. 

Unidad  2:  Mitosis  y  meiosis.  Análisis  de  cromosomas  en  mitosis.  Morfología cromosómica.  El  complemento  cromosómico.  Cariotipo.  Análisis  de  cromosomas  en meiosis. Meiosis y  recombinación. El modelo de Holliday. Cromosomas politénicos  y plumulados. 

Unidad  3:  Principios  básicos  de  la  herencia  mendeliana.  Terminología  genética. Cruzamientos monohíbridos. El principio de segregación. Predicción de  los resultados de  los  cruzamientos  genéticos.  Métodos  del  tablero  y  dicotómico.  Retrocruzas. Cruzamiento de prueba. Aplicación de  la probabilidad  a  los  cruzamientos  genéticos. Cruzamientos dihíbridos. El principio de la segregación independiente. La prueba de X2 

de bondad de  ajuste. Análisis de pedigríes.  Las bases  cromosómicas de  la herencia. Desarrollo histórico de la teoría cromosómica. Meiosis. Relación entre el principio de la segregación independiente y la meiosis. 

Unidad  4:  Extensiones  del  mendelismo.  Variación  de  la  dominancia.  Dominancia incompleta, codominancia y superdominancia. Alelos múltiples, concepto y notación. Pseudoalelismo.  Pleiotropía.  Interacción  génica  sin  y  con  modificaciones  de  las proporciones mendelianas en F2 y retrocruza. Epístasis dominante. Epístasis recesiva. Epístasis  dominante  duplicado.  Epístasis  dominante  y  recesiva.  Epístasis  recesiva duplicada. Genes  letales, semiletales y subvitales. Penetrancia y expresividad del gen. Herencia extranuclear. Efecto genético materno. Herencia citoplasmática. 

Unidad  5:  Genética  del  sexo  y  herencia  en  relación  con  el  sexo.  Sistemas cromosómicos de determinación del sexo. Los cromosomas sexuales. Sistemas génicos de determinación del sexo. Factores ambientales y determinación del sexo. Herencia ligada  al  sexo. Características  ligadas  al X. Compensación de  la dosis. Características ligadas al Y. Letales ligados al sexo. Características influidas o limitadas por el sexo.  

2

Unidad 6:  Ligamiento,  recombinación y mapeo de  los genes. El descubrimiento del ligamiento.  Recombinación.  Notación.  Ligamiento  parcial  y  completo.  Comparación entre el  ligamiento  completo  y  la  segregación  independiente. Entrecruzamiento  con genes  ligados. Cálculo de  la  frecuencia de  recombinación. Acoplamiento y  repulsión. Demostración  citológica  del  sobrecruzamiento.  Frecuencia  de  quiasmas. Mapas  de ligamiento. Concepto. Orden  lineal de  los genes. Mapeo de genes con frecuencias de recombinación.  Construcción  de  un  mapa  genético  mediante  el  cruzamiento  de prueba. Determinación del orden y distancia de los genes. Aplicación de prueba de tres puntos. Interferencia y coincidencia. Sintenia. 

Unidad  7:  Sistemas  genéticos bacterianos  y  virales. Genomas bacterianos  y  víricos. Recombinación en bacterias y virus. Transferencia génica en bacterias. Transferencia génica natural y resistencia a antibióticos. Transformación en bacterias. Transducción por fagos. Genética de los bacteriófagos. Virus con ARN. Virus de la inmunodeficiencia humana y sida. 

Unidad  8:  Mutaciones  cromosómicas  estructurales.  Mutación  somática  versus mutación germinal. Tipos de mutaciones cromosómicas. Cambios en  la estructura de los  cromosomas.  Deleciones.  Duplicaciones.  Inversiones.  Translocaciones.  Efectos citológicos y genéticos de los cambios en la estructura de los cromosomas. Importancia en la evolución. 

Unidad 9: Mutaciones cromosómicas numéricas. Aneuploidía. Mecanismos de origen de aneuploides. Tipos de aneuploidía. Efectos de la aneuploidía. Euploidía. Poliploidía. Mecanismos  de  poliploidización.  Tipos  de  poliploides.  Fórmulas  genómicas. Importancia evolutiva y práctica de la poliploidía. 

Unidad 10: Mutaciones génicas. Importancia de  las mutaciones. Tipos de mutaciones génicas.  Efectos  fenotípicos  de  las  mutaciones.  Mutaciones  supresoras.  Tasas  de mutación.  Bases  moleculares  de  la  mutación.  Errores  espontáneos  de  replicación. Cambios químicos espontáneos. Mutaciones inducidas. Agentes mutagénicos: físicos y químicos; luz ultravioleta, radiaciones ionizantes, sustancias químicas. 

Unidad 11: Elementos genéticos transponibles o móviles.  Inestabilidad genética y el descubrimiento  de  los  elementos  transponibles.  Trabajos  de  Barbara  McClintock. Características generales de  los elementos  transponibles. Transposones en bacterias. Transposones en eucariontes. Importancia genética y evolutiva de los transposones. 

Unidad  12:  Estructura  del  gen  y  regulación  de  la  acción  génica.  Concepto  y organización  del  gen  procariota  y  eucariota.  Organización  policistrónica  y monocistrónica.  Intrones  y  Exones.  Promotores.  Potenciadores.  La  regulación  en procariontes. El modelo del operón. Metabolismo de  la  lactosa en E.  coli. Operones inducibles  y  reprimibles.  Regulación  génica  en  eucariotas.  Elementos  reguladores  y genes eucarióticos. Alteraciones genómicas y expresión génica. Metilación del ADN y amplificación  génica.  Factores  de  transcripción  y  proteínas  activadoras  de  la transcripción. Regulación génica mediante el procesamiento y la degradación del ARN. Interferencia  del  ARN  y  regulación  génica.  Regulación  génica  postranscripcional. Control hormonal en la expresión génica. Epigenética. 

Unidad 13: Análisis genético molecular, biotecnología y genómica. Fundamento de las técnicas  de  biología  molecular.  Técnicas  moleculares  empleadas  para  aislar, 

3

recombinar  y  amplificar  genes.  Técnicas moleculares  para  hallar  genes  de  interés. Análisis de las secuencias de ADN. Técnicas moleculares para analizar la función de los genes.  Aplicaciones  de  la  tecnología  del  ADN  recombinante.  Ingeniería  genética  y responsabilidad social. Genómica. Organización del genoma eucariota. Mapas  físicos. Bioinformática.  Genómica  funcional  y  comparada.  Genomas  de  procariotas  y eucariotas. Preoteómica. Transcriptómica. Metabolómica. Metagenómica. 

Unidad  14:  Genética  humana  y  médica.  El  genoma  humano.  Enfermedades mendelianas  y  de  herencia  multifactorial.  Determinación  sexual  y  cromosomas sexuales.  Genes  ligados  al  sexo.  Genética  e  infertilidad.  El  cariotipo  humano  y cromosomopatías. Aberraciones cromosóicas estructurales. Genética del cáncer. Base genética de  la  respuesta  inmunitaria. Aspectos éticos,  sociales  y  legales en  genética humana. Genética forense. Genética del comportamiento humano. Evolución humana. 

Unidad 15: Genética del desarrollo. Concepto de desarrollo. Principios básicos de  la Genética  del  desarrollo.  Transcripción  diferencial  en  el  desarrollo  de  procariotas  y eucariotas.  Genética  del  desarrollo  embrionario.  Control  génico  en  el  desarrollo. Formación de patrones complejos. Establecimiento de  la  información posicional. Uso de  la  información posicional para establecer el destino de  las células. Los genes Hox. Homeobox. Homeodominio. Paralelismo entre la formación de patrones en insectos y vertebrados y entre animales y plantas. 

Unidad  16:  Genética  cuantitativa.  Variación  continua.  Genotipos  y  distribución fenotípica.  Tipos  de  características  cuantitativas.  Herencia  poligénica.  Variación transgresiva.  Genes  modificadores.  Análisis  de  las  características  cuantitativas. Distribuciones, media y varianza. Varianza fenotípica. Heredabilidad. Cuantificación de la heredabilidad. Localización de los genes que afectan las características cuantitativas. 

Unidad 17: Genética poblacional. Acervo génico. Ley de Hardy‐Weinberg. Frecuencias génicas,  genotípicas  y  fenotípicas.  Cálculo  de  las  frecuencias  génicas.  Factores  que afectan  a  las  frecuencias  génicas.  Heterocigosis.  Endogamia  y  apareamientos preferenciales.  Fuerzas  evolutivas:  mutación,  selección  natural,  migración  y  deriva genética. Recombinación.  

Unidad  18:  Genética  evolutiva.  El  concepto  de  especie  biológica.  Mecanismos  de aislamiento reproductivo. Modelos de especiación. Utilización de técnicas moleculares para  el  estudio  de  la  evolución.  Variación  y  divergencia  entre  las  poblaciones.  La construcción de árboles  filogenéticos. Tasas de evolución molecular. La evolución del genoma. Filogeografía. 

Unidad 19: Genética y mejoramiento. Recursos genéticos: origen, uso y conservación de  la  variabilidad.  Orígenes  de  la  agricultura.  Origen  genético  y  origen  geográfico. Centros de origen. Centros de variación. Bancos de germoplasma. Efecto genético de la consanguinidad. Aplicación al mejoramiento. Heterosis: concepto, efectos en plantas y animales.  Aplicaciones.  Métodos  de  selección.  Selección  individual,  masal. Cruzamientos y manejo de poblaciones segregantes. Selección recurrente. Utilización de plantas transgénicas en la agricultura. 

Unidad  20:  Genética  de  la  conservación.  Conservación  de  la  biodiversidad. Importancia de  la diversidad genética. Las consecuencias genéticas de  la disminución del tamaño de  la población. Depresión endogámica. Perdida de diversidad genética y 

4

extinción. Manejo genético de especies amenazadas. Manejo genético de poblaciones fragmentadas. Aspectos genéticos del diseño de reservas. 

 BIBLIOGRAFÍA 

 

General 

Burns  GW  (1983)  The  science  of  genetic.  An  introduction  to  heredity.  5ª  ed.  Ed. Macmillan. New York. USA.  

Gardner EJ, Simmons MJ, Snustad DP (1998) Principios de Genética. 4ª. ed. Ed. Limusa Wiley. México. 

Griffiths AJF, Miller JH, Suzuki DT, Lewontin RC, Gelbart WM (1996) An Introduction to Genetic Analysis. 6ª ed. Ed. Freeman & Co. New York. USA.  

Klug WS, Cummings MR (1999) Conceptos de Genética. 5a ed. Ed. Prentice Hall.  

Lacadena JR (1988) Genética. Ed. Agesa. Madrid, España.  

Levine L (1979) Biología del gen. Ed. Omega. Madrid, España. 

Lewin B (2001) Genes VII. Ed. Marban. Madrid, España. 

Mueller RF, Young ID, Emery EH (2001) Genética Médica. Ed. Marbán, Madrid España. 

Novitski E (1982) Human Genetics. MacMillan. New York. USA. 

Pierce  BA  (2011)  Fundamentos  de  Genética.  Conceptos  y  relaciones.  Ed.  Médica Panamericana. Madrid, España. 

Puertas MJ  (1992) Genética:  fundamentos  y  perspectivas.  1º  ed.  Ed. McGraw  ‐  Hill Interamericana, Madrid. España. 

Sanchez‐Monge E & Jouve N (1989) Genética. Ed. Omega, Barcelona, España. 

Sinnott  WE,  Dunn  LC  &  Dobzhansky  T  (1978)  Principios  de  Genética.  Ed.  Omega. Barcelona, España. 

Solari AJ (2004) Genética Humana. Fundamentos y aplicaciones en medicina. 3ª ed. Ed. Medica Panamericana. Buenos Aires, Argentina. 

Srb AM, Owen RD, Edgar RS (1978) Genética general. OMEGA. Madrid, España. 

Srb AM, Owen RD, Edgar RS  (1978) Facetas de  la Genética. Selecciones de Scientific American. H. Blume Ediciones. Madrid, España. 

Strickberger MW (1978) Genética. 2º ed. Ed. Omega, Barcelona, España. 

Thompson JS, Thompson MW (1977) Genética humana. Ed. Salvat, Buenos Aires. 

 

Específica 

Alberts B, Bray D, Lewis J, Raff M, Roberts K, Watson JD (1989) Molecular biology of the cell. 2ª. ed. Ed. Garland Publ. Inc., New York. USA. 

Avers CJ (1991) Biología Celular. Ed. Iberoamérica, México. 

5

Brawn TT (1999) Genome. Wiley‐Liss. Bath, UK. 

Clark MS, Wall WJ (1996) Chromosomes. Chapman & Hall. London, UK. 

Cooper GM (2002) La célula. Ed. Marbán. Madrid. España. 

Curtis H, Barnes NS Biología.  (1993) 5ª ed. Ed. Médica Panamericana. Buenos Aires, Argentina.. 

Darlington CD (1965) Cytology. Churchill Ltd. London, UK. 

De Robertis EMF, Hib  J, Ponzio R  (2000) Biología Celular y Molecular. 13ª ed. Ed. El Ateneo. Buenos Aires, Argentina. 

Dobzhansky  T,  Ayala  FJ,  Stebbins  GL,  Valentine  JW  (1980)  Evolución.  Ed.  Omega. Barcelona, España. 

Heslop‐Harrison  JS,  Flavell  RB  (1993)  The  chromosome.  Bios  Scientific  Publishers. Oxford, UK. 

Jauhar PP  (1996) Methods of genome analysis  in plants. CRC Press.  Inc. Boca Ratón, Florida. 

Karp G (1996) Biología Celular y Molecular. Ed. Mcgraw‐Hill Interamericana.  

Lacadena JR (1996) Citogenética. 1º ed. Ed. Complutense, Madrid, España. 

Stebbins GL (1978) Procesos de la evolución orgánica. PHI. Madrid, España. 

Van Dyke  F  (2008) Conservation Biology.  Foundations,  concepts, applications. 2° ed. Springer. 

 

Revistas científicas 

Publicaciones disponibles en  las Bibliotecas de  la UNNE y en  la Biblioteca Electrónica de la Secretaría General de Ciencia y Tecnología (http://www.biblioteca.secyt.gov.ar)  

Advances in Genetics (USA) 

Annual Reviews in Genetics (USA) 

Basic and Applied Genetics (Argentina) 

BMC Genetics (USA) 

BMC Genomics (USA) 

Caryologia (Italia) 

Chromosoma (Alemania) 

Chromosome Research (Gran Bretaña) 

Conservation Genetics (Gran Bretaña) 

Cytologia (Japón) 

Evolution (USA) 

Genetical Research (Gran Bretaña) 

6

Genetica (Holanda) 

Genetics (USA) 

Genetics and Molecular Biology (Brasil) 

Hereditas (Suecia) 

Heredity (Gran Bretaña) 

International Review of Cytology (USA) 

Journal of Heredity (USA) 

Molecular Ecology (USA) 

Nature (Gran Bretaña) 

Science (USA) 

Theoretical and Applied Genetics (Alemania) 

Trends in Genetics (USA) 

Trends in Ecology and Evolution (USA) 

 

PROGRAMA DE EXÁMEN 

 

Bolilla  Temas  Bolilla  Temas 1  1‐8‐20  11  11‐2‐10 2  2‐9‐19  12  12‐3‐9 3  3‐10‐18  13  13‐4‐8 4  4‐11‐17  14  14‐5‐7 5  5‐12‐16  15  15‐6‐5 6  6‐13‐14  16  16‐4‐6 7  7‐14‐15  17  17‐8‐4 8  8‐15‐13  18  18‐5‐3 9  9‐16‐12  19  19‐10‐2 10  10‐17‐11  20  20‐7‐1 

  B. ORGANIZACIÓN DE LA ASIGNATURA  DOCENTES:  Profesora Titular: Viviana G. Solís Neffa  Jefa de Trabajos Prácticos: Ivana Evelin Kovalsky  Jefe de Trabajos Prácticos Adscripto: Juan Manuel Roggero Luque  Ayudante Alumna Adscripta: Silvia A. Fernández  

7

Ayudante Alumna Adscripta: Natalia Silvero    

CARACTERÍSTICAS GENERALES  

El  curso  de Genética  se  desarrolla  durante  el  primer  cuatrimestre  del  año  y tiene un total de 16 semanas de duración. La asignatura está destinada a los alumnos del 3º año de las carreras de Profesorado en Biología y Licenciatura en Biología, siendo de  carácter  obligatorio.  El  cursado  comprende  cuatro  horas  semanales  de  clases teóricas y cuatro horas semanales de trabajos prácticos de laboratorio. Además de las consultas que los alumnos puedan realizar después de cada clase teórica o práctica, se podrán hacer consultas a los docentes del curso en los horarios establecidos a tal fin. 

 CLASES TEÓRICAS 

 Las clases  teóricas están destinadas al conjunto de  los alumnos y constituyen 

una  actividad  fundamental debido  a que en estas  clases  se desarrollan  los  aspectos básicos  y  la  orientación  general  de  la materia.  Para  facilitar  la  comprensión  de  los contenidos  desarrollados  durante  las  clases  teóricas,  es  imprescindible  la  lectura  o estudio previo de los temas dictados. 

El alumno deberá estudiar y comprender  las nociones que se  imparten en  las clases  teóricas,  sin  lo  cual  no  podrá  desarrollar  los  trabajos  prácticos  en  forma satisfactoria. Se recomienda la lectura de cada tema tratado tanto antes como después de  cada  clase, utilizando  la bibliografía  recomendada  y  resolviendo  los problemas o ejercicios que  se encuentran  al  final de  cada  capítulo en dichos  textos.  La  lectura  y ejercitación  es  de  suma  importancia  puesto  que  la Genética  es  una  ciencia  que  va desde lo teórico a lo experimental, de lo deductivo a lo inductivo. 

  

TRABAJOS PRÁCTICOS  

Las prácticas de  laboratorio o  trabajos prácticos son una actividad obligatoria para todos los alumnos inscriptos y se desarrollan dos veces por semana, guiados por uno o más auxiliares de docencia. Las bases conceptuales de los temas de los trabajos prácticos son desarrolladas previamente en las clases teóricas. Para poder integrar los conocimientos  teóricos  y  prácticos,  que  conduzcan  a  la  comprensión  global  de  la materia,  es  imprescindible  que  los  alumnos  concurran  a  los  trabajos  prácticos habiendo estudiado o preparado previamente el tema a desarrollar. 

La Genética se ha destacado desde su nacimiento por el rigor y la precisión de su metodología,  lo  cual  permite  hacer  inferencias  y  resolver  planteos  teóricos  ante situaciones  hipotéticas.  Es  por  ello,  que  además  de  los  prácticos  experimentales, algunas clases prácticas estarán destinadas a la resolución de problemas teóricos. 

Las  clases  tendrán  una  duración  aproximada  de  2  horas,  aunque ocasionalmente algunos prácticos puedan demandar mayor  cantidad de  tiempo.  Los temas a desarrollar en  los prácticos, así como  los materiales necesarios y actividades, se detallan en  la  guía de  trabajos prácticos. Al  final de  cada práctico, en  la  guía de 

8

actividades prácticas se  incluyen referencias bibliográficas a  las que el alumno podrá recurrir para aclarar conceptos o estudiar el tema. Para cada clase práctica el alumno deberá  concurrir  conociendo  la  finalidad  del  trabajo  y  trayendo  la  guía  de  trabajos prácticos y los materiales necesarios mencionados en la misma.  

La realización de cada trabajo práctico implica la comprensión de los principios teóricos del fenómeno en estudio, el adiestramiento manual del alumno, la práctica en el manejo instrumental y entrenamiento en la presentación de datos e interpretación de resultados. Al  finalizar cada trabajo práctico, el alumno deberá entregar en  forma individual  las actividades realizadas durante  la clase para su evaluación (ilustraciones, respuestas del cuestionario, problemas  resueltos, etc.). Si dicho  informe  se presenta en  estado  deficiente  o  incompleto  se  considerará  que  no  ha  cumplido  con  la  clase práctica. Igualmente, cuando el alumno se encuentre ajeno al trabajo, sea por ignorar los fundamentos teóricos de  la actividad o por permanecer  inactivo en  la práctica, se considerará que no ha cumplido esa clase práctica.  

MATERIALES PARA LOS TRABAJOS PRÁCTICOS  

Para  la  realización de  las actividades prácticas,  los alumnos deberán proveerse de los siguientes materiales: • Guía de Trabajos Prácticos • Carpeta con hojas blancas tamaño oficio • Lápiz negro • Goma de borrar • Regla milimetrada • Calculadora 

Los materiales que deberán  llevar a cada trabajo práctico se detallan en  la guía de actividades de laboratorio. 

  

 SEMINARIOS 

Estas  clases  tendrán  como objetivo  analizar  los  aspectos prácticos de  los  conceptos teóricos y su importancia en el desarrollo de protocolos y en el análisis genético. Para el desarrollo de los seminarios, los alumnos realizarán trabajos individuales, al final de los  cuales,  presentarán  informes  escritos  o  exposiciones  orales.  Para  tal  fin,  los alumnos emplearán bibliografía actualizada sobre los temas a tratar, recurriendo tanto a  la  consulta  de  libros  como  de  revistas  científicas  especializadas  disponibles  en  la página web de  la Cátedra,  las bibliotecas dependientes de  la UNNE y en  la biblioteca electrónica de la SGCYT. 

  

EVALUACIONES  

Las evaluaciones están destinadas a determinar el grado de comprensión de los diferentes  temas  por  parte  de  los  alumnos  y  estimar  el  grado  en  que  los  objetivos propuestos por la asignatura se cumplen.  

9

a.‐ Evaluaciones de  las Actividades Prácticas:  tienen como objetivo determinar  si el grado de  comprensión de  los  fundamentos del  tema es  satisfactorio  y  verificar  si el alumno  es  capaz  de  aplicar  dichos  conocimientos  en  la  resolución  de  problemas hipotético‐deductivos. La evaluación de las mismas se realizará a partir de los trabajos o problemas realizados por los alumnos, que serán entregados al finalizar cada clase. El no  cumplimento  de  las  actividades  previstas  en  cada  práctico  o  la  incorrecta elaboración de los informes implicará la desaprobación del trabajo práctico realizado.  b.‐  Evaluaciones  Parciales:  se  realizarán  tres  evaluaciones  parciales,  que comprenderán temas estrechamente relacionados, cuya comprensión es fundamental para la correcta asimilación de los temas posteriores. Los parciales serán desarrollados por escrito, y tendrán como objetivo fundamental evaluar la capacidad de análisis y de las  diferentes  situaciones  que  pudieran  plantearse.  Los  contenidos  a  evaluar  en  las evaluaciones parciales comprenden los trabajos prácticos realizados y los fundamentos teóricos de  los mismos. Se considerarán aprobados  los parciales que obtuvieran una calificación de 7 (siete) o superior. Dentro de  los 7 días posteriores a cada evaluación se realizarán los recuperatorios correspondientes.   

REGULARIZACIÓN DE LA ASIGNATURA  

Serán  considerados  alumnos  regulares,  los que  cumplieran  con  las  siguientes exigencias: a) Alcanzar el 75 % de asistencia en las clases prácticas. b) Aprobar el 75% de las clases prácticas. c) Aprobar el 100% de las evaluaciones parciales con calificación 7 (siete) o superior.  

Los  alumnos  que  no  cumplieran  con  los  tres  requisitos mencionados  serán considerados alumnos libres.    

NÓMINA DE TRABAJOS PRÁCTICOS  

Trabajo Práctico N° 1: Análisis de cromosomas en mitosis 

Trabajo Práctico N° 2: Confección del Cariotipo  

Trabajo Práctico N° 3: Meiosis. 

Trabajo Práctico N° 4: Análisis de cromosomas en meiosis. 

Trabajo Práctico N° 5: Leyes de la segregación y de la segregación independiente.  

Trabajo Práctico N° 6: Probabilidades. 

Trabajo  Práctico  N°  7:  Extensiones  del  mendelismo:  Alelos  múltiples,  interacción génica y genes letales. 

Trabajo Práctico N° 8: Determinación cromosómica del sexo y Herencia ligada al sexo . 

Trabajo Práctico N° 9: Ligamiento, recombinación y mapeo de genes. 

10

Trabajo Práctico N° 10: Mutaciones cromosómicas estructurales. 

Trabajo Práctico N° 11: Mutaciones cromosómicas numéricas. 

Trabajo Práctico N° 12: Mutaciones génicas.  

Trabajo Práctico N° 13: Análisis genético molecular, biotecnología y genómica. 

Trabajo Práctico N° 14: El cariotipo humano. 

Trabajo Práctico N° 15: Herencia cuantitativa.  

Trabajo Práctico N° 16: Genética de poblaciones. 

Trabajo Práctico N° 17: Genética evolutiva. 

 

NÓMINA DE SEMINARIOS 

Seminario N° 1: Estructura del gen y regulación de la acción génica 

Seminario N° 2: Ingeniería genética 

Seminario N° 3: Elementos genéticos transponibles 

Seminario N° 4: Genética del desarrollo  

Seminario N° 5: Genética y mejoramiento  

Seminario N° 6: Genética de la conservación  

 

CRONOGRAMA DE ACTIVIDADES 

Las  clases  teóricas  se  dictarán  los martes  y  jueves  de  15:00  a  17:00  hs  y  las  clases prácticas los martes y jueves de 17:00 a 19:00 hs.  

5.1. Cronograma de clases teóricas 

MARZO  M J M J M 

 12 14 19 21 26 

 Introducción. Mitosis Meiosis Principios básicos de la herencia mendeliana Principios básicos de la herencia mendeliana Extensiones del mendelismo  

 ABRIL 

 J M J M J M 

 11 16 18 23 25 30 

 Genética del Sexo y herencia en relación con el sexo 

Ligamiento, recombinación y mapeo de los genes Sistemas genéticos bacterianos y virales PRIMER PARCIAL Mutaciones cromosómicas estructurales Mutaciones cromosómicas numéricas – PRIMER RECUPERATORIO 

11

      MAYO 

 J M J M J M J M 

 2 7 9 14 16 21 23 28 

 Mutaciones génicas Elementos genéticos transponibles o móviles Estructura del gen y regulación de la acción génica Análisis genético molecular, biotecnología y genómica Genética humana y médica  Genética del desarrollo Genética cuantitativa SEGUNDO PARCIAL 

 JUNIO 

 M J M J M M J 

 4 6 11 13 18 25 27  

 Genética poblacional Genética evolutiva – SEGUNDO RECUPERATORIO Genética y mejoramiento Genética de la Conservación SEMINARIOS TERCER PARCIAL  Clase de Consultas   

 JULIO 

 M J 

 2 4 

 TERCER RECUPERATORIO  EXTRAORDINARIO 

 

 

5.2 Cronograma de clases prácticas y seminarios 

MARZO  J M J M 

 14 19 21 26 

 Análisis de cromosomas en mitosis / Cariotipo Análisis de cromosomas en mitosis / Cariotipo Análisis de cromosomas en meiosis Análisis de cromosomas en meiosis  

 ABRIL 

 J M J M J 

 11 16 18 23 25 

 Principios básicos de la herencia mendeliana Principios básicos de la herencia mendeliana Extensiones del mendelismo PRIMER PARCIAL Determinación cromosómica del sexo y herencia ligada al sexo 

12

M  

30  

PRIMER RECUPERATORIO 

 MAYO 

 J M J M J M J M J 

 2 7 9 14 16 21 23 28 30 

 Ligamiento, recombinación y mapeo de los genes Mutaciones cromosómicas estructurales Mutaciones cromosómicas numéricas Mutaciones génicas / Análisis de secuencias Mutaciones génicas / Análisis de secuencias SEMINARIOS Genética Humana  SEGUNDO PARCIAL SEMINARIOS  

 JUNIO 

 M J M J M M J 

 4 6 11 13 18 25 27  

 Genética cuantitativa SEGUNDO RECUPERATORIO Genética de poblaciones Genética evolutiva SEMINARIOS TERCER PARCIAL  Clase de Consultas 

 JULIO 

 M J 

 2 4 

 TERCER RECUPERATORIO EXTRAORDINARIO 

 

13

MANEJO y MANTENIMIENTO DEL MICROSCOPIO  1. Conectar la luz. 2.  Colocar  el  preparado  sobre  la  platina  y  centrar, mirando  exteriormente,  la  zona teñida sobre el eje del objetivo. 3. Abrir el diafragma del condensador y colocar éste en su posición más alta.  4. Colocar el objetivo de menor aumento (10×) lo más cerca posible del preparado, sin que  llegue  a  tocarlo.  Hacer  esta  operación  empleando  el  tornillo  macrométrico, observando lateralmente el microscopio. 5. Observar a través del ocular y mover el tornillo macrométrico, hasta que aparezca la imagen nítida. 6.  Una  vez  enfocado  el  preparado,  no  volver  a  tocar  el  tornillo macrométrico.  Los enfoques con los otros objetivos se realizarán únicamente con el tornillo micrométrico. 7. Para observar el preparado, mover ordenadamente  la platina con  los  tornillos del vernier, de izquierda a derecha y de arriba abajo, procurando no pasar dos veces por el mismo punto del preparado. Tomar  las  coordenadas de aquellas  células que  resulte interesante observar con objetivos de mayor aumento. Para ello: • Situar en el centro del campo visual la célula cuyas coordenadas queremos anotar. • En el eje de abscisas (horizontal) existe una escala pequeña fija, dividida del 0 al 10 

(nonius);  sobre  ella  se  desliza  una  escala  grande,  cuya  numeración  depende  del modelo de microscopio. La parte entera de la medida, está indicada por la división de  la escala grande que queda situada  inmediatamente antes del 0 del nonius. Si dicho 0  llegara a  coincidir exactamente  con una división de  la escala grande, no habría  en  este  caso  parte  decimal.  Esta  última  estará  dada  por  la  división  de  la escala pequeña que coincida exactamente con una división de la escala grande. 

• En el eje de  las ordenadas (vertical) existen también dos escalas. La escala grande se  desliza  sobre  una  escala  pequeña  fija,  que  va  del  0  al  10.  La  lectura  de  las coordenadas se realiza de igual manera que en el eje de abscisas.  

9. Finalizada la revisión del preparado, observar con mayor aumento las células cuyas coordenadas  se  anotaron.  Tanto  con  el  objetivo  de  40×  como  con  el  de  inmersión (100×),  tener  la  precaución  de  no  tocar  nunca  el  preparado.  Para  observar  con  el objetivo de 100×, colocar una gota de aceite de inmersión sobre el preparado. 10.  En  cada paso  a objetivos de mayor  aumento,  rectificar  el enfoque,  si  ello  fuera necesario, utilizando exclusivamente el tornillo micrométrico. 11. Mover siempre suave y lentamente cualquier elemento del microscopio. 12. Una vez finalizada la observación: • Poner el objetivo de 10×. • Quitar el preparado. • Limpiar el objetivo de inmersión. • Desconectar el microscopio. • Poner la funda al microscopio.  Recomendaciones ‐  Apagar  el  microscopio  si  no  se  está  utilizando,  aunque  tampoco  encenderlo  y apagarlo a intervalos cortos de tiempo.  ‐ No deslizar el microscopio sobre la mesa para evitar vibraciones. 

14

Trabajo Práctico N° 1 

ANÁLISIS DE CROMOSOMAS EN MITOSIS 

 La mitosis es un proceso de división celular, Constituye un mecanismo estable que  

tienen  las  células  para  distribuir  de  forma  exacta  la  información  genética  entre  las células hijas.  La división  celular  consta de dos procesos  fundamentales:  la mitosis o división  del  núcleo  y  la  citocinesis  o  división  del  citoplasma.  Ambos  procesos  son independientes  pero  deben  ocurrir  sincronizadamente.  El  resultado  son  dos  células hijas con igual dotación cromosómica entre sí e igual a la de la célula madre. El período entre dos divisiones celulares define al ciclo celular (Fig. 1).  

 

  

Figura 1‐ Ciclo celular.  

Cuando una célula no se está dividiendo se dice que está en interfase (Fig. 2 A), lo que  corresponde  al  lapso  de  tiempo  que  transcurre  entre  dos  mitosis  sucesivas. Durante  este  período  la  cromatina  está  descondensada  y  existe  mucha  actividad metabólica porque es cuando la mayor parte de los genes se expresan, aunque en cada tipo celular  lo harán solo  los necesarios para que desarrolle su función específica. Un suceso  importante de  la  interfase es  la replicación del ADN que ocurre en el período denominado  S,  tras  la  cual  los  cromosomas  ya  tienen  dos  réplicas  idénticas denominadas  cromátidas  hermanas.  Esta  fase  va  antecedida  por  el  período  G1  y seguida del período G2 en los que hay crecimiento celular, actividad transcripcional y la célula  se prepara para dividirse. A continuación  se  iniciaría  la mitosis. Si después de una mitosis la célula no va a dividirse de nuevo, se queda en lo que llamamos fase G0. Si indicamos como M a la mitosis, el ciclo celular es una sucesión cíclica de los distintos períodos. 

Una vez que se inicia, el proceso mitótico transcurre de forma continua sin que haya  interrupciones, pero ocurren una  serie de acontecimientos que  son  clave para que el reparto de la información genética sea correcto y en los que nos basamos para distinguir cuatro etapas:  

15

 Figura 2‐ Mitosis en células de la punta de la raíz de Lilium regale. A) Interfase. B) 

Profase temprana. C) Profase tardía. D) Metafase. E) Anafase. F) Telofase (Extraído de Mc Leish & Noad, 1958). 

 Profase  (Fig. 2 B y C). Durante este período  la  fibra de cromatina, que ha  ido 

organizándose en plegamientos cada vez más complejos, aparece como cromosomas visibles que van condensándose gradualmente. Hay 2n cromosomas en la célula y cada uno de ellos consta de dos cromátidas hermanas con  igual  información y morfología. Éstas aparecen unidas a nivel del centrómero y a lo largo de los brazos cromosómicos gracias a  complejos proteicos. Al  final de  la profase  se desorganizan  los nucléolos  y desparece la membrana nuclear cuyos componentes quedan dispersos en el núcleo. 

Metafase  (Fig.  2  D).  Los  cromosomas  se  encuentran  ahora  libres  en  el citoplasma y  los centrómeros de cada cromosoma contactan con  las  fibras del huso, que se organizan en el centro organizador de microtúbulos  (MTOC),  formado por  los centríolos  (en  células  animales),  que  actúan  como  centro  de  atracción  de  los cromosomas hacia  los polos, y  la masa amorfa pericentriolar.  La  intervención de  las fibras  del  huso  y  de  otras  proteínas  de  movimiento  cromosómico  permite  a  los cromosomas organizarse en  la  llamada placa metafásica. Cada cromátida hermana se orienta hacia un polo distinto lo que garantiza el reparto de la información genética de cada  cromosoma a  las dos  células hijas. Ahora  los  cromosomas alcanzan  su máximo grado de condensación y su morfología se hace evidente (Fig. 3).  

16

  

Figura 3‐ Morfología cromosómica.  

El  centrómero  es  la  constricción  primaria  que  aparece  en  todos  los  cromosomas y donde se asocian los cinetocoros o estructura proteica a la que se unen las fibras de huso mitótico. Su posición define el número de brazos de un cromosoma. Si está situado en un extremo del cromosoma, éste tendrá un solo brazo y si está en otra posición veremos cromosomas con dos brazos. El cinetocoro funciona a modo de un  “interfaz”  entre  el  centrómero  y  las  fibras  del  huso.  En  algunos  cromosomas aparecen constricciones secundarias, normalmente asociadas a la región organizadora nucleolar (NOR) donde se encuentran los genes para ARN ribosómico. El fragmento de cromosoma que va desde la constricción secundaria al telómero se denomina satélite cromosómico. El telómero constituye el extremo cromosómico por lo que hay uno en cada  brazo  cromosómico  y  juega  un  papel  fundamental  en  el mantenimiento  de  la integridad del cromosoma.  

Anafase  (Fig. 2 E). Esta  fase es, en   general,  la etapa más corta de  la mitosis. Cada  centrómero  se  divide  en  dos  y  se  desorganizan  las  proteínas  que mantenían unidas a las cromátidas hermanas, lo que les permite migrar a polos opuestos. En cada polo celular veremos un grupo de cromosomas (2n) con una sola cromátida orientados hacia el polo correspondiente. 

Telofase  (Fig.  2  F).  Los  cromosomas  agrupados  en  cada  polo  comienzan  a descondensarse y  los nucleolos y  la membrana nuclear vuelven a organizarse a partir de material preexistente y de nueva síntesis. La división celular se completa al final de esta  etapa  con  la  citocinesis,  donde  hay  también  un  reparto  de  los  orgánulos  y componentes citoplásmicos a  las dos células hijas, aunque no se realiza de forma tan precisa como durante la mitosis. El resultado final del proceso mitótico son dos células con 2n cromosomas.  

 La caracterización cromosómica se realiza en metafase mitótica debido a que, en 

esta  fase,  los  cromosomas  han  alcanzado  su máximo  grado  de  condensación  y  sus límites  están  perfectamente  definidos.  En  esta  fase,  los  cromosomas  también muestran las mejores condiciones de tinción. Esto hace que podamos conocer en este momento cuántos cromosomas tiene una especie, dónde se localiza el centrómero (o constricción  primaria),  el  número  de  brazos  cromosómicos  que  presentan  o  la existencia  de  constricciones  secundarias  y  satélites,  identificar  homólogos  y confeccionar un cariotipo o realizar estudios comparativos entre especies y conocer la evolución cariotípica ocurrida dentro de un taxón.  

Para este análisis generalmente  se emplean  tejidos que presentan un alto  índice mitótico. 

17

Índice mitótico (IM)= N° de células en división / N° total de células observadas 

Para poder  analizar  la morfología  cromosómica,  los  tejidos  son pre‐tratados  con diversas  sustancias  que  inhiben  la  formación  del  huso  mitótico  (colchicina,  8‐hidroxiquinoleína,  paclosol,  etc.)  a  los  efectos  de  acumular metafases,  dispersar  los cromosomas en el citoplasma y producir una mayor condensación de  los mismos. Los materiales se  fijan y  luego se tiñen con colorantes nucleares  (fucsina básica, orceína, carmín,  giemsa,  etc.).  Con  estos métodos  de  tinción,  los  cromosomas metafásicos observados con un microscopio óptico aparecen uniformemente teñidos, excepto en el centrómero (constricción primaria) y en algunas constricciones menores (secundarias).  Objetivos 

• Reconocer las distintas fases de la mitosis. • Comprender  la  importancia de determinar el  índice mitótico para el análisis de  los cromosomas en mitosis, • Analizar las diferencias entre los métodos de obtención de preparados.  Materiales 

Guía de trabajos prácticos.  Preparados de centeno otorgados por la cátedra.  Elementos de dibujo (hojas blancas, lápiz negro, goma de borrar, etc.).  Calculadora. 

 Actividades 

1) Observe  detenidamente  los  preparados  y  diferencie  las  células  en  interfase  y  en división. Luego, complete el siguiente cuadro indicando el número de células que están en cada fase. A partir de esta información, calcule el índice mitótico (IM). 

 Horario         

  1  2  3  1  2  3  1  2  3  1  2  3 Interfase                         Profase                         Metafase                         Anafase                         Telofase                         Total                         

IM                         2) En cada una de las microfotografías de cebolla (Allium cepa) de la Figura 4 indique la fase de la mitosis en la que se encuentra la célula y si el material fue sometido o no a pretratamiento.  Cuando  fuera  posible,  indique  el  número  cromosómico  (2n)  de  la especie estudiada.  

18

  Figura 4‐ Cromosomas mitóticos de Allium cepa con y sin pretratamiento. (Gentileza 

de A. Fernández).  Cuestionario 

1. Un  individuo diploide y homocigótico AA, ¿Cuántas  copias del alelo A  tiene en el periodo G1 de la interfase y cuántas en metafase?  2. Un  individuo diploide y heterocigótico Aa, ¿Cuántas copias del alelo A  tiene en el periodo G1 de la interfase y cuántas en metafase? 3. ¿Por qué es importante determinar el índice mitótico? 4. ¿En  qué  fase  del  ciclo  celular  se  observan  los  cromosomas  para  el  análisis cariotípico? ¿Por qué?  5. ¿Cuáles son las diferencias entre los preparados realizados con pretratamiento y sin pretratamiento en plantas? 6. La  cebolla, Allium  cepa  es  una  especie  vegetal  con  2n=16  cromosomas  ¿Cuántas cromátidas tiene cada uno de los cromosomas de cebolla en telofase?  7.  ¿Las cromátidas de un cromosoma son idénticas a las cromátidas de su homólogo? ¿Por qué?   Bibliografía 

De  Robertis,  E.M.F.,  J.  Hib  &  R.  Ponzio.  1996.  Biología  Celular  y Molecular.  Ed.  El Ateneo, Buenos Aires. 

Lacadena, J.R. 1996. Citogenética. 1º edición. Ed. Complutense. Madrid. Mc Leish, J. & B. Noad. 1958. Looking at chromosomes. Copyrigth. Macmillan. Strickberger, M.W. 1988. Genética. 3º edición. Ed. Omega, Barcelona. 

19

Trabajo Práctico N° 2 

CARIOTIPO 

 La  caracterización  cromosómica  de  especies  o  variedades  se  inicia  con  la 

descripción del cariotipo a través del análisis del número, el tamaño y la forma de los cromosomas que presentan (complemento cromosómico).  

Mediante  la  observación  microscópica  se  determina  el  número  cromosómico somático (2n) y, a través del análisis de microfotografías o dibujos de metafases con cromosomas  bien  definidos  y  separados,  se  establecen  los  cariotipos.  Para  ello,  se analiza  la morfología de  los cromosomas determinando  la posición del centrómero y la longitud de los brazos corto (bc) y largo (bl), así como la longitud total (lt) de cada cromosoma. A partir de estas medidas, se calcula el índice centromérico [IC = (bc / lt) ×  100],  según  el  cual  los  cromosomas  se  clasifican  en  cuatro  tipos  morfológicos: metacéntricos (m, IC = 50 ‐ 37,5, centrómero equidistante de los extremos, brazos de igual  longitud),  submetacéntricos  (sm,  IC  =  37,5  –  25,  centrómero muy  próximo  al centro), subtelocéntricos (st, IC = 25‐12,5), acrocéntricos (t, IC = 12,5 – 0, centrómero muy  próximo  a  un  extremo)  y  telocéntricos  (T,  IC  =  0,  centrómero  terminal,  no  se puede hablar propiamente de constricción, ni de brazos, sólo existe un brazo).  

 

  

Figura 5‐ Tipos de cromosomas según su morfología.  Otro aspecto a considerar para caracterizar morfológicamente a  los cromosomas 

es la presencia y la posición de las constricciones secundarias, así como la presencia y el  tipo de satélites. En general,  las primeras corresponden a  regiones organizadoras de  los  nucleolos  (NORs)  y  los  últimos  a  las  porciones  cromosómicas  distales delimitadas por  la constricción secundaria y el telómero de los brazos que  los portan. Los cromosomas que presentan satélites se denominan cromosomas SAT. 

Para  la  confección  del  cariotipo  los  cromosomas  del  complemento  se  ordenan según  su  morfología  (de  metacéntricos  a  submetacéntricos,  subtelocéntricos, acrocéntricos  y  telocéntricos)  y, dentro de  cada  tipo,  según  su  tamaño  (de mayor a menor) ubicando  los  centrómeros  alineados  a una misma  altura  y  los brazos  cortos hacia  arriba.  El orden que ocupa en  el  cariotipo  cada par de  cromosomas  se  indica mediante un número y, mediante una letra, el tipo cromosómico al que pertenece de 

20

acuerdo  a  su  morfología.  La  representación  gráfica  del  cariotipo  se  denomina idiograma.  La  composición  de  un  complemento  cromosómico  también  se  puede expresar mediante una fórmula cariotípica, en la que se indica el número de cada tipo morfológico de cromosomas que presenta el material analizado (ej. 16 m + 10 sm + 2 st + 2 t).  

En muchas  especies,  la  identificación  de  los  diferentes  pares  de  homólogos  del cariotipo  puede  resultar  engorrosa  debido  a  que  presentan  cromosomas  con morfología muy similar. En estos casos, la aplicación de determinados tratamientos en combinación con diferentes tipos de tinción, puede revelar regiones cromosómicas con condensación o composición cromatínica diferencial (bandas), generando marcadores cromosómicos  adicionales. Así, el  tratamiento de  los  cromosomas  con un  álcali  y  la posterior  tinción  con  Giemsa  revela  regiones  de  heterocromatina  constitutiva, mientras  que  la  impregnación  argéntica  (bandeo  Ag‐NOR)  revela  las  NORs  activas. Además,  pueden  utilizarse  diversos  fluorocromos  que  tienen  la  capacidad  de intercalarse  preferentemente  en  regiones  del  ADN  con  una  composición  de  bases particular. Por ejemplo, las regiones ricas en adenina y timina son reveladas con DAPI o quinacrina, mientras que las ricas en guanina y citosina lo son con CMA3 (cromomicina A3).  Las  bandas  pueden  ser  de  tamaño  e  intensidad  diferentes  y  presentar  una distribución  particular  sobre  los  cromosomas  (se  localizan,  por  lo  general,  en  las regiones pericentroméricas y teloméricas ) de un complemento generando un patrón de bandeo característico. Estas  técnicas de bandeo  cromosómico han permitido, en muchos  casos,  la  identificación  inequívoca  de  cromosomas  homólogos,  la caracterización  de  genomas  así  como  el  seguimiento  de  cromosomas  o  bloques cromosómicos en híbridos y líneas de introgresión. 

La  información obtenida a partir del análisis de  los  cariotipos permite  identificar cromosomas,  clasificar  los  cariotipos,  realizar  análisis  comparativos  entre  grupos  de especies más  o menos  relacionadas  e  inferir  sus  tendencias  evolutivas.  Asimismo, permite  detectar  las  anomalías  numéricas  y  estructurales  en  los  complementos cromosómicos de células o individuos. 

 Objetivos 

• Adquirir destreza en la confección de cariotipos. • Comprender  la  importancia del  análisis  cariotípico  en  los  estudios  taxonómicos  y evolutivos.  Materiales 

Elementos de dibujo (hojas blancas, lápiz negro, goma de borrar, etc.)  Actividades 

1) En  las siguientes microfotografías, realice el recuento de cromosomas y determine el número cromosómico somático de las diferentes especies:  

 

21

 Figura 6– Cromosomas somáticos de Turnera sidoides. 1) subsp. carnea, 2n=.......... 2) subsp. holosericea, 2n=..........3) subsp. integrifolia, 2n=.......... 4 y 5. subsp. pinnatifida. 4)  Población  1,  2n=.........  5)  población  2,  2n=.........Escala  =  5  μm  (Extraído  de  Solís Neffa & Fernández 2002).  

22

 

 Figura  7‐  Cromosomas  somáticos  de  Lathyrus.  1)  L.  cabrerianus,  2n=……….  2)  L. crassipes,  2n=………..  3)  L.  hasslerianus,  2n=………..  4)  L.  macropus,  2n=………..  5)  L. macrostathys,  2n=………..  6)  L.  magellanicus  var.  magellanicus,  2n=………..  7)  L. magellanicus var. tucumanensis, 2n=……….. 8) L. multiceps, 2n=……….. 9) L. pubescens, 2n=………..  10)  L.  nervosus,  2n=……….  11)  L.  tomentosus,  2n=………...Escala=  5  μm (Extraído de Seijo & Fernández 2003).   2) Realice el cariotipo de Lathyrus sp. a partir de  la siguiente microfotografía de una placa metafásica:    

23

  

Figura 8‐ Metafase mitótica de Lathyrus sp. Escala= 5 μm.  

Para confeccionar el cariotipo: a) Numere cada uno de los cromosomas. b) En cada uno de  los cromosomas, con una regla milimetrada tome  las medidas del brazo corto y del brazo largo. Luego calcule su longitud total y el índice centromérico:  Cromosoma  Brazo corto  Brazo largo  Longitud total  Indice centromérico 

1         2         3         4         5         6         7         8         9         10         11         12         13         14         

 c)  Forme  los  pares  de  cromosomas  teniendo  en  cuenta  el  índice  centromérico  y  la longitud  total  de  cada  cromosoma.  Para  cada  par  cromosómico  calcule  los  valores promedio de de las variables analizadas y complete el siguiente cuadro: 

24

 Par  Brazo corto  Brazo largo  Longitud total  Indice centromérico 1         2         3         4         5         6         7         

 d) A partir de los valores de la tabla anterior escriba la fórmula cariotípica de Lathyrus sp. y calcule los siguientes parámetros cariotípicos: 

‐ Fórmula cariotípica: ‐ Longitud total del complemento: ‐ Longitud cromosómica media: ‐ Indice centromérico promedio: 

 3) Analice los idiogramas de la siguiente figura y escriba las fórmulas cariotípicas de las especies.  

  Figura 9‐ Idiogramas de Turnera sidoides A) subsp. carnea, 2n=…………………... B) subsp. holosericea, 2n=…………………... C)  subsp.  integrifolia, 2n=…………………... D) y E).  subsp. pinnatifida.  D)  Población  1,  2n=…………………..E)  Población  2=  2n=…………………... Population from Uruguay (S57). F) subsp. sidoides, 2n=…………………... Escala=5 μm. 

25

  

Figura 10‐ Idiogramas de Lathyrus. 17) L. cabrerianus, 2n=………………….. 18) L. crassipes, 2n=…………………...  19)  L.  hasslerianus,  2n=…………………...  20)  L.  macropus, 2n=…………………...  21)  L.macrostathys,  2n=…………………...  22)  L.  magellanicus  var. magellanicus,  2n=…………………...  23)  L.  magellanicus  var.  tucumanensis, 2n=…………………...  24)  L.  multiceps,  2n=…………………...  25)  L.  pubescens, 2n=…………………...  26)  L.  nervosus,  2n=…………………..  27)  L.  tomentosus, 2n=…………………...  28)  L.  annuus,  2n=…………………...  29)  L.  latifolius,  2n=…………………... 30) L. odoratus, 2n=…………………... 31) L. sylvestris, 2n=…………………... 32) L.  japonicus, 2n=…………………..Escala= 5 μm.  Cuestionario 1) Analizando las Figuras 6 y 9 ¿Qué conclusiones puede extraer sobre Turnera? 2) Analizando las Figuras 7 y 10 ¿Qué conclusiones puede extraer sobre Lathyrus? 

 Bibliografía 

Lacadena, J.R. 1996. Citogenética. 1º edición. Ed. Complutense. Madrid. Seijo,  J.G. &  A.  Fernández.  2003.  Karyotype  analysis  and  chromosome  evolution  in 

South American species of Lathyrus (Leguminosae). Amer. J. Bot. 90(7): 980–987. Solís Neffa, V.G. & A. Fernández. 2002. Karyotypic studies in Turnera sidoides complex (Turneraceae, Leiocarpae). Amer. J. Bot. 89(4): 551–558.  

26

Trabajo Práctico Nº 3 

ANÁLISIS DE CROMOSOMAS EN MEOISIS 

 La  meiosis  es  un  tipo  especial  de  división  celular  que  ocurre  durante  la 

gametogénesis.  Consiste  en  dos  divisiones  nucleares  pero  sólo  una  vuelta  de replicación del ADN. Como resultado las cuatro células hijas resultantes son haploides, es decir que  contienen  sólo un  cromosoma de  cada par.  En  la  reproducción  sexual, mediante  la  fertilización  se  reconstituye el  complemento diploide encontrado en  las células somáticas. 

La meiosis difiere de  la mitosis en aspectos genéticos y citológicos. En primer lugar,  los  cromosomas homólogos  se aparean durante  la profase de  la Meiosis  I. En segundo  lugar, se producen  intercambios regulares entre  los cromosomas homólogos (crossing  over).  Esto  genera  cromosomas  con  segmentos  tanto  de  origen materno como  paterno,  dando  lugar  a  combinaciones  nuevas,  lo  que  se  conoce  como recombinación genética. En tercer lugar, el juego cromosómico se reduce a la mitad en la Meiosis I, por lo tanto se forman células haploides. 

 Fases de la meiosis  

La meiosis es un proceso celular y bioquímico complejo. El curso observable de la  misma  en  términos  citológicos  y  las  consecuencias  genéticas  no  tienen  una correspondencia temporal exacta, sim embargo para su mejor estudio se divide en dos etapas. En  la primera división meiótica ocurre una serie de  intercambios de material genético entre  los  cromosomas homólogos. Este  fenómeno es un proceso  complejo que comprende una larga profase en la que, para su mejor estudio y comprensión, se distinguen los estadíos:  

Profase I 

Leptotene. El  comienzo de  la Profase  I de  la  célula  se  caracteriza porque  los cromosomas que se encuentran completamente desenrollados en el núcleo, debido a los  procesos  de  síntesis  de  los momentos  premeióticos,  comienzan  a  estructurarse según un doble modelo de espiralización, que conduce en definitiva a un aumento del volumen nuclear.  

Cigotene.  La  célula  diploide  presenta  en  estos  momentos  2n  cromosomas homólogos completamente espiralizados (contraídos), los cuales se aparean cada uno con su homólogo. Es una sinapsis perfecta, cromómero a cromómero,  formando por tanto n bivalentes.  

Paquitene. En este estadío se terminaliza el apareamiento de  los cromosomas homólogos. Los n‐bivalentes se visualizan engrosados y cada uno de  los cromosomas están compuestos de dos cromátidas, esto hace que el bivalente se presente como una tétrada.  

Diplotene.  Las  dobles  parejas  de  cromátidas  homólogas  comienzan  a separarse, permaneciendo unidas por ciertos puntos que son los quiasmas, los cuales constituyen  la manifestación  citológica  del mecanismo  de  intercambio  de material genético denominado sobrecruzamiento (crossing‐over). 

 

27

 

  

Figura 11‐ Meiosis y formación de granos de polen en Lillium regale. a) Leptotene. b)  Cigotene.  c)  Paquitene.  d)  Diplotene.  e)  Diacinesis.  f)  Metafase  I.  g)  Anafase  I temprana. h) Anafase I tardía. (Extraído de Mc Leish & Noad, 1958). 

 

28

  

Figura 11 (continuación)‐‐ i) Telofase I.  j) Interfase. l) Metafase II. m) Anafase II. n) Telofase II. o) Una tétrada. p) Granos de polen jóvenes. (Extraído de Mc Leish & Noad, 1958). 

 

29

 

Figura 12‐ Arriba. Microfotografía de un bivalente de espermatocito de salamandra en diplotene. Abajo. Interpretación esquemática de la microfotografía. Se observan los dos quiasmas y  la posición de  los centrómeros. Los centrómeros hermanos están uno al lado del otro. 

Diacinesis. En este estadío  las tétradas aparecen muy condensadas con bucles unidos por los quiasmas; al mismo tiempo que se terminalizan hacia los extremos de la tétrada. 

 

Figura 13 ‐ Configuraciones de los bivalentes de Schistocerca gregaria en diacinesis. El univalente  señalado  con  la  flecha es el  cromosomas  sexual.  (i) Bivalente  con  tres quiasmas.  (ii)  Bivalente  en  anillo  con  dos  quiasmas.  (iii)  Bivalente  con  un  quiasma terminal. (iv) Bivalente en forma de cruz con dos quiasmas. (Extraído de Clarck & Wall, 1996).  

30

 

Metafase  I.  A  lo  largo  de  la  Profase  I,  los  centríolos  duplicados  (en  células animales)  se  orientan  dos  a  dos,  hacia  cada  uno  de  los  polos  de  la  célula, visualizándose  ya  en  la Metafase  I  el  aparato meiótico,  al mismo  tiempo  que  las tétradas se disponen en la placa ecuatorial.  

Anafase  I.  En  este  estadío  ocurre  la  rotura  y  desaparición  de  la membrana nuclear y la migración de n cromosomas a cada polo. Es importante señalar en primer lugar que la repartición de n cromosomas homólogos a cada polo ocurre al azar, y en segundo lugar que, a diferencia de la mitosis, en esta primera división meiótica no hay división longitudinal del centrómero, y por lo tanto separación de las cromátidas, sino que  éstas  permanecen  unidas  por  sus  respectivos  centrómeros.  Por  lo  tanto,  esta división meiótica I es una división reduccional.  

 

 

Figura  14‐  Diagrama  donde  se  muestra  el  comportamiento  de  bivalentes  de diferentes  tipos  en  Anafase  I.  A)  Bivalente  abierto  con  un  solo  quiasma.  B)‐  D) Bivalentes con dos quiasmas. (Extraído de Darlington, 1965).  

 

Telofase I.  Ocurre la individualización de las dos células de la división meiótica I,  con  la aparición de  la membrana plasmática que  las  separa, y  la  reaparición de  la membrana nuclear.  

División meiótica II  

Entre la Telofase I y el comienzo de la segunda división meiótica, a diferencia de la mitosis, no hay un período de síntesis y duplicación del ADN, por lo demás la división meiótica  II,  tiene  lugar como  la mitosis normal en cada una de  las células haploides, resultantes de la división meiótica I.  

Profase  II.  En  este  estadío  los  centríolos  (en  células  animales)  aparecen duplicados y migran dos a dos hacia los polos, constituyendo el huso mitótico.  

31

Metafase II. Los n cromosomas de cada una de las células hijas, se disponen en la placa ecuatorial del huso, al mismo tiempo que desaparece la membrana nuclear.  

Anafase II. Ocurre  la división  longitudinal del centrómero y repartición al azar de n cromátidas a cada uno de los polos, de modo que las cromátidas hermanas (que no serán idénticas por el sobrecruzamiento) van siempre a lados opuestos. 

Telofase  II.  En  esta  fase  tiene  lugar  la  individualización  de  las  cuatro  células hijas, con aparición de las membranas plasmática y nuclear. Ahora bien, a diferencia de la  mitosis,  las  dos  células  resultantes  de  cada  meiocito  de  segundo  orden  son diferentes, porque sus cromátidas han  intercambiado material genético previamente en la Profase I.  

A  continuación, ocurre  la desespiralización de  las  cromátidas y el período de síntesis  y duplicación del ADN. No obstante,  se presentan numerosas excepciones a este  esquema  general  de  la  meiosis,  según  sean  los  ciclos  haplontes,  diplontes  o diplohaplontes  de  las  especies,  o  en  una misma  especie  en  la  espermatogénesis  y ovogénesis. 

 Objetivos 

• Reconocer las distintas fases de la división meiótica. • Observar el apareamiento de los cromosomas homólogos. • Visualizar la forma que adoptan los cromosomas meióticos. • Esquematizar todas las etapas de la división meiótica.  Materiales 

Elementos de dibujo (hojas blancas, lápiz negro, goma, etc.)  

Actividades 

 1) Observe detenidamente  los preparados. Localice, analice y esquematice cada una de las etapas de la división meiótica.  

            

   

Paquitene  Diplotene  Diacinesis      

32

         

Metafase I  Anafase I  Telofase I          

   

Profase II  Metafase II  Anafase II          

   

Telofase II  Tétrada  Granos de polen 2)  A  partir  del  análisis  de  las  fases  de  la meiosis  en  el  punto  anterior,  conteste  el siguiente cuestionario. En el material estudiado: 

a‐ ¿Cuántos bivalentes observó durante diacinesis y metafase I? b‐ ¿Cuál es el número promedio de quiasmas que pudo observar en una célula? c‐ ¿Cuantas células y con cuántos cromosomas se obtienen al final de la meiosis?  d‐ ¿Cuáles  son  las  diferencias  entre  la  mitosis  y  la  meiosis?  Considere  las 

diferencias tanto en el mecanismo como en los productos finales. e‐ ¿Cuántas  cromátidas  componen  un  cromosoma  en  los  siguientes  estadios 

celulares?: ‐ G1 ‐ Anafase I ‐ Metafase II ‐ G2 ‐ Metafase mitótica ‐ Telofase II ‐ Profase mitótica ‐ Interfase 

33

3)  Analice  la  siguiente  microfotografía  y  luego  represente  gráficamente  las configuraciones de los bivalentes. 

 

  

Figura  15‐  Microfotografía  de  bivalentes  de  Schistocerca  gregaria  en  Metafase  I. (Extraído de Clarck & Wall, 1996).  

 4) Marcar con una cruz las respuestas correctas: a‐ Una  célula humana  tiene 46  cromosomas en  total o 23 pares de  cromosomas. A continuación  de  la mitosis,  las  células  hijas  tendrán  cada  una  un  total  de  ______ cromosomas. Después de la meiosis I, las dos células hijas tendrán _____cromosomas, y después de la meiosis II ______ cromosomas.  

A.   46, 46, 46 B.   46, 23, 23  C.   23, 23, 23  D.   46, 12, 12  b‐ El proceso de meiosis produce  cuatro  células  con  cromosomas no  idénticos. Esta diversificación ocurre durante:  

A.   Telofase I B.   Profase I C.   Metafase II D.   Profase II  

c‐  Algunos  organismos  son  capaces  de  reproducirse  asexual  o  sexualmente.  Bajo condiciones  favorables,  la  reproducción  procede  asexualmente.  Cuándo  las condiciones se vuelven más estresantes  la reproducción cambia al modo sexual. ¿Por qué?  

A.   La  reproducción sexual es simple y más  rápida permitiendo producir un número mayor de descendientes. 

B.   La  reproducción  sexual  requiere  dos  individuos  separados,  quienes  pueden mutuamente proveer apoyo nutritivo durante el estrés. 

C.  La reproducción asexual requiere más energía. 

D.   La  reproducción  sexual  produce  individuos  con  nuevas  combinaciones  de cromosomas recombinados incrementando la diversidad.  

 

34

d‐ El estado de meiosis dónde las células se vuelven haploides es:  

 

 e‐ Uno de  los más tempranos eventos que distingue  la meiosis ocurre en Profase  I e involucra:  

A.   Condensación de los cromosomas B.   Pérdida de la membrana nuclear C.   Movimiento de los cromosomas hacia la placa metafásicaD.   Apareamiento de los cromosomas homólogos (sinapsis)  f‐ El coral en el océano crece por gemación, donde el nuevo organismo crece a partir del viejo por mitosis. Esta forma de replicación es un ejemplo de:  

A.   Meiosis para producir un cigotoB.   Reproducción asexual C.   Reproducción sexual D.   Formación de gametos   Bibliografía 

Clarck, M.S. & W.J. Wall. 1996. Chromosomes. The complex code. Ed. Chapman & Hall. London. 

Darlington, C.D. 1965 Recent advances in cytology. J. and A. Churchill Ltd. London. 

Lacadena, J.R. 1996. Citogenética. 1º edición. Ed. Complutense. Madrid. 

A.   Profase I B.   Profase II C.   Anafase I D.   Anafase II 

35

Trabajo Práctico Nº 4 

PRINCIPIOS BÁSICOS DE LA HERENCIA MENDELIANA 

 La ley de la segregación. Al cruzar entre sí dos variedades o razas puras de una 

misma especie que difieren en un único par de  caracteres,  la primera  generación o filial 1 (F1) es uniforme en cuanto a su genotipo y fenotipo. La segunda generación o F2 no es uniforme,  sino que  se observan 2 o 3  fenotipos diferentes,  según  se  trate de caracteres con dominancia completa o con codominancia. 

Desde el punto de vista genético, cada individuo tiene estructura doble, debido a que lleva en sus células dos series de factores: una aportada por la madre por medio del gameto femenino y otra por el padre por medio del gameto masculino. Entonces para cada par de factores que se considere, los gametos llevan uno solo de ellos (dosis simple o n) y las células somáticas dos (dosis doble o 2n). 

En la arveja (Pisum sativum) por ejemplo, un individuo puro para el carácter de flor roja se habría originado seguramente de un gameto femenino con un factor para rojo. Análogamente, un  individuo de  flor blanca habrá sido originado por un gameto femenino fecundado por un gameto masculino llevando ambos un factor para el color blanco.  Si  se  cruza  una  planta  de  flores  blancas  por  otra  de  flor  roja  pura,  la descendencia  inmediata  será  de  flores  rojas.  Se  deduce  que  el  factor  para  rojo  es dominante con respecto al factor para color blanco, siendo éste recesivo con respecto a aquel. Los genes dominantes se representan con la letra correspondiente mayúscula y los recesivos con la misma letra pero minúscula. 

Un individuo puro para el carácter de flor roja (homocigota) lleva en sus células somáticas dos factores R (RR), pues proviene de un gameto femenino R fecundada por un masculino R. Análogamente, un  individuo de  flores blancas  tendrá  la constitución rr. 

La  constitución  genética de un  individuo para un  carácter o  característica en estudio (Ej.: RR, Rr, rr) se  llama genotipo, en tanto que  las características apreciables por  los  sentidos  que  distinguen  a  los  individuos,  se  llama  fenotipo  (genotipo  + ambiente).  

La  segregación  independiente.  Cuando  se  efectúa  el  cruzamiento  entre individuos  que  difieren  en  dos  pares  de  factores,  partiendo  de  líneas  homocigotas dominantes y recesivas respectivamente,  la F1 obtenida será homogénea en cuanto a su fenotipo y genotipo. Sin embargo, al realizar el cruzamiento F1 x F1, se obtiene una F2 en la que segregan los diferentes factores, obteniéndose una proporción fenotípica de 9:3:3:1. 

Si  consideramos  el  cruzamiento  de  una  planta  pura  homocigota  para  los caracteres semilla  lisa  (L) y cotiledones amarillos  (A), por otra de semilla  rugosa  (l) y cotiledones verdes (a), se obtiene:  P:    AALL    X  aall  G:                       AL                                  al  F1:                                        AaLl   

Genotipo: Heterocigota. Fenotipo: Lisa y Amarilla. 

36

 Los gametos de la madre que intervienen en éste cruzamiento son de una sola 

clase AL, ya que el individuo es homocigota (AALL). Si hubiésemos tomado éstos genes por  separado,  por  ejemplo AA,  los  gametos  serían A,  por  lo  tanto,  el  gameto  debe llevar la mitad de cada par de factores existentes en el padre. 

Siendo  el  genotipo  de  la  F1,  AaLl,  para  obtener  los  gametos  empleamos  el método  corto o dicotómico.  Los  genes  citados  se hallan en  cromosomas diferentes, por lo cual cada gen de un par puede combinarse para formar gametos con cada uno del segundo par, es decir:      Par Aa      Par Ll      Gametos               L    =       AL 

  A              l    =       Al                L    =      aL       a              l    =      al  

Para la obtención de la F2 hacemos uso de métodos que nos ayudan a obtener las combinaciones posibles entre los factores que actúan en forma independiente: 

 1. Método del cuadrado de Punnett o tablero de ajedrez. 2. Método algebraico 3. Método corto o dicotómico.   1. Método del cuadrado de Punnett 

 Cada  uno  de  los  individuos  de  la  F1  da  los  cuatro  gametos  (G)  detalladas 

anteriormente.  

G  AL  Al  aL  al AL  AALL  AALl  AaLL  AaLl 

Al  AALl  AAll  AaLl  Aall 

aL  AaLL  AaLl  aaLL  aaLl 

al  AaLl  Aall  aaLl  aall 

      

37

2. Método algebraico  

  Este fue el método utilizado por Mendel en sus experimentos. Por ejemplo, si 

cruzamos  Aa  x  Ll,  para  hallar  el  fenotipo  se  tiene  en  cuenta  la  frecuencia  de  los fenotipos de la F2 para monohíbridos (3:1).    1º par:                  3 A_ : 1 aa   2º par:                  3 L_ : 1 ll 

       9 A_L_ : 3 A_ll : 3 aaL_ : 1 aall  

Para hallar el genotipo se tienen en cuenta las frecuencias de los genotipos en la F2 para monohíbridos (1:2:1).      1º par:   1 AA     :     2 Aa      :      1 aa     2º par:   1 LL     :     2  Ll      :       1 ll 

  

1AALL : 2AaLL : 1aaLL : 2AA Ll : 4AaLl : 2aaLl : 1AAll : 2Aall : 1aall   3. Método dicotómico  

Para hallar el fenotipo hay que recordar las frecuencias de fenotipos en F2 para monohíbridos (3:1).   Par Aa    Par Ll    Frecuencias        Genotipos      3 L_    =  9    A_L_ 3 A_     1 ll    =  3    A_ll       3 L_    =  3    aaL_ 1 aa     1 ll    =  1    aall  

      

38

 Para hallar el genotipo hay que basarse en la frecuencia de genotipos en F2 para 

monohíbridos (1:2:1).  Par Aa    Par Ll      Frecuencias         Genotipos      1 LL    =    1    AALL 1 AA    2 Ll    =    2    AALl     1 ll    =    1    AAll      1 LL    =    2    AaLL 2 Aa    2 Ll    =    4    AaLl     1 ll    =    2    Aall      1 LL    =    1    aaLL 1 aa    2 Ll    =    2    aaLl     1 ll    =    1    aall   Retrocruza. La retrocruza es el cruzamiento de uno de los descendientes con alguno de los progenitores.       Retrocruza por el padre dominante: (método dicotómico)  Cruzamiento:    AaLl  ×  AALL  Par Aa    Par Ll      Genotipos     Fenotipos      1 LL    =  1 AALL =  amarillo‐lisa 1 AA     1 Ll    =  1 AALl  =  amarillo‐lisa      1 LL    =  1 AaLL =  amarillo‐lisa 1 Aa     1 Ll    =  1AaLl  =  amarillo‐lisa         

39

Retrocruza por el padre recesivo (cruza de prueba):   Cruzamiento:    AaLl  ×  aall   Par Aa    Par Ll      Genotipos     Fenotipos      1 Ll    =  1 AaLl    =  amarillo‐lisa 1 Aa     1 ll    =  1 Aall    =  amarillo‐rugosa       1 Ll    =  1 aaLl    =  verde‐lisa 1 aa     1 ll    =  1 aall    =  verde rugosa     

Segregación en polihíbridos. Cuando se efectúa el cruzamiento entre individuos que  difieren  en  tres  o  más  pares  de  genes,  partiendo  de  líneas  homocigotas dominantes y recesivas respectivamente,  la F1 obtenida será homogénea en cuanto a su fenotipo y genotipo. Al realizar el cruzamiento F1 x F1, se obtiene una F2 en  la que segregan los diferentes factores, obteniéndose las siguientes proporciones fenotípicas: siguiendo  con  la  arveja,  cruzaremos  individuos  homocigotas  para  tallo  alto  (T), cotiledones amarillos (A) y semillas lisas (L), por tallo enano (t), cotiledones verdes (a) y semillas rugosas (l).  P:  TTAALL  ×  ttaall  G:           TAL                               tal  F1:        TtAaLl    Genotipo: heterocigota           Fenotipo: alta, amarilla y lisa.    F2                     Fenotipos              3 L_  =  27  T_ A_ L_       3 A_             1 ll  =    9  T_ A_ ll 3 T_             3 L_  =    9  T_ aa L_       1 aa             1 ll  =    3  T_ aa ll 

40

             3 L_  =    9  tt A_ L_       3 A_             1 ll  =    3  tt A_ ll 1 tt             3 L_  =    3  tt aa L_       1 aa             1 ll  =    1  tt aa ll              Total  =    64  individuos     F2                     Genotipos              1 LL  =  1  TT AA LL       1 AA      2 Ll  =  2  TT AA Ll             1 ll  =  1  TT AA ll              1 LL  =  2  TT Aa LL 1 TT      2 Aa      2 Ll  =  4  TT Aa Ll             1 ll  =  2  TT Aa ll              1 LL  =  1  TT aa LL       1 aa      2 Ll  =  2  TT aa Ll             1 ll  =  1  TT aa ll                 1 LL  =  2  Tt AA LL       1 AA      2 Ll  =  4  Tt AA Ll             1 ll  =  2  Tt AA ll              1 LL  =  4  Tt Aa LL 2 Tt      2 Aa      2 Ll  =  8  Tt Aa Ll             1 ll  =  4  Tt Aa ll              1 LL  =  2  Tt aa LL       1 aa      2 Ll  =  4  Tt aa Ll             1 ll  =  2  Tt aa ll      

41

             1 LL  =  1  tt AA LL       1 AA      2 Ll  =  2  tt AA Ll             1 ll  =  1  tt AA ll              1 LL  =  2  tt Aa LL 1 tt      2 Aa      2 Ll  =  4  tt Aa Ll             1 ll  =  2  tt Aa ll              1 LL  =  1  tt aa LL       1 aa      2 Ll  =  2  tt aa Ll             1 ll  =  1  tt aa ll  

Total  =  64  individuos  Objetivos   

• Diferenciar los términos fenotipo y genotipo. • Comprender el mecanismo de transmisión de los caracteres. • Entender la forma de obtención de los gametos y de la descendencia. • Comprender el mecanismo de segregación independiente de los genes. • Adquirir  destreza  en  el  cálculo  de  frecuencias  fenotípicas  y  genotípicas  de  la 

descendencia de individuos que difieren en tres o más pares de genes. • Conocer y aplicar los diferentes métodos para obtener los fenotipos y genotipos de 

la descendencia.  Materiales 

Calculadora científica.  Elementos de dibujo (hojas blancas, lápiz negro, goma, etc.) 

 Actividades 

1) Resuelva  los problemas  teóricos utilizando  los métodos descriptos anteriormente. Los  problemas  resueltos,  incluyendo  el  desarrollo  de  los  mismos,  deberán  ser entregados al finalizar el trabajo práctico.  Bibliografía 

Gardner, E.J., M.J. Simmons & D.P. Snustad. 1998. Principios de Genética. 4ª. ed. Ed. Limusa Wiley. México. 

Griffiths  A.J.F.,  J.H.  Miller,  D.T.  Suzuki,  R.C.  Lewontin  &  W.M.  Gerbart.  1996.  An Introduction to Genetic Analysis. 6º edición. Ed. Freeman & Co., New York. 

Lacadena, J.R. 1988. Genética. 4º edición. Ed. Agesa, Madrid. Sanchez‐Monge, E. & N. Jouve. 1989. Genética. Ed. Omega. Barcelona. Sinnott, E.W., Dunn, L.C. & T. Dobzhansky. 1961. Principios de Genética. Ed. Omega. 

Barcelona. Stansfield, W.D. 1971. Teoría y problemas de Genética. Ed. McGraw‐Hill. México. Strickberger, M.W. 1988. Genética. 3º edición. Ed. Omega, Barcelona. 

42

Trabajo Práctico Nº 5 

PROBABILIDADES 

 La probabilidad se refiere a la posibilidad de que un resultado específico de un 

evento ocurra en una situación particular (con respecto a todos los resultados posibles del  suceso)  y  se  calcula  como el  cociente del  resultado del  suceso entre el número total de maneras en las que todos los resultados del suceso pueden ocurrir. Los límites de probabilidad van de 0 (si el evento nunca ocurre) a 1 (si siempre ocurre). Si dos o mas  eventos  son  independientes,  la  probabilidad  de  que  ocurran  juntos  es  igual  al producto de sus probabilidades por separado. 

Cuando se trabaja con probabilidades, los resultados se someten a pruebas de significancia estadística,  siendo una de  las más usadas  la prueba de  ji cuadrado  (X2). Esta prueba es un mecanismo por el cual  las desviaciones a partir de una proporción hipotética  se  reducen  a  un  solo  valor  con  base  en  el  tamaño  de  la muestra.  Esto permite  determinar  la  probabilidad  de  que  una  suma  determinada  de  desviaciones suceda al azar. Esta prueba toma en cuenta el tamaño de la muestra y las desviaciones con respecto a la proporción esperada y se calcula mediante la fórmula: 

 X2 =    (O ‐ E)2      O: valor observado 

       E      E: valor esperado Donde (O‐E) es la desviación entre cada valor de clase observado y cada valor 

de clase esperado. 

Una  vez obtenido el  valor de X2,  se observa el  grado de  significancia en una tabla de doble entrada:  

  

                   

Tabla de Ji cuadrado. R.A:Fisher y F. Yates.1943

Grados de Libertad p = 0,99 p = 0,95 p = 0,80 p = 0,50 p = 0,20 p = 0,05 p = 0,01

1 0,000157 0,00393 0,0642 0,455 1,642 3,841 6,635 2 0,02 0,103 0,446 1,386 3,219 5,991 9,21 3 0,115 0,325 1,005 2,366 4,642 7,815 11,345 4 0,297 0,711 1,649 3,357 5,989 9,488 13,277 5 0,554 1,145 2,343 4,351 7,289 11,07 15,086 6 0,872 1,635 3,07 5,348 8,558 12,592 16,812 7 1,239 2,167 3,822 6,346 9,803 14,067 18,475 8 1,646 2,733 4,594 7,344 11,03 15,507 20,09 9 2,088 3,325 5,38 8,343 12,242 16,919 21,666

10 2,558 3,94 6,179 9,342 13,442 18,307 23,209 15 5,229 7,261 10,307 14,339 19,311 24,996 30,578 20 8,26 10,851 14,578 19,337 25,038 31,41 37,566 25 11,524 14,611 18,94 24,337 30,675 37,652 44,314 30 14,953 18,493 23,364 29,336 36,25 43,773 50,892

43

Los grados de libertad se calculan por medio de la fórmula:    GL =  n – 1   Siendo n el número de clases con que se ha trabajado. El valor p es el valor de 

probabilidad por debajo del cual las diferencias entre observado y calculado se dan al azar. En biología por  lo general  se  trabaja  con un p  ≥0.05.  Si el  valor de X2  cae por debajo  del  valor  de  P  para  un  determinado  grado  de  libertad,  quiere  decir  que  las diferencias no son significativas y que por  lo tanto, esas pequeñas diferencias se dan por puro azar. En general, cuanto más elevado es el valor de X2, menor es la posibilidad de que  las diferencias se deban al azar. Cuando el resultado de X2 es significativo,  la diferencia no se dio al azar, sino por otros factores debido a un error experimental o a que hay una correlación entre las clases como por ejemplo el caso de los genes ligados.   Objetivos   

• Comprender el cálculo de probabilidades. • Comprender la importancia del método de X2. • Adquirir  destreza  en  el  cálculo  de  frecuencias,  probabilidades  y  su  significancia 

estadística  Materiales 

Calculadora científica  Elementos de dibujo (hojas blancas, lápiz negro, goma, etc.) 

 

Actividades 

1) Resuelva  los problemas  teóricos utilizando  los métodos descriptos anteriormente. Los  problemas  resueltos,  incluyendo  el  desarrollo  de  los  mismos,  deberán  ser entregados al finalizar el trabajo práctico.  Bibliografía 

Gardner, E.J., M.J. Simmons & D.P. Snustad. 1998. Principios de Genética. 4ª. ed. Ed. Limusa Wiley. México. 

Griffiths  A.J.F.,  J.H.  Miller,  D.T.  Suzuki,  R.C.  Lewontin  &  W.M.  Gerbart.  1996.  An Introduction to Genetic Analysis. 6º edición. Ed. Freeman & Co., New York. 

Lacadena, J.R. 1988. Genética. 4º edición. Ed. Agesa, Madrid. Sanchez‐Monge, E. & N. Jouve. 1989. Genética. Ed. Omega. Barcelona. Sinnott, E.W., Dunn, L.C. & T. Dobzhansky. 1961. Principios de Genética. Ed. Omega. 

Barcelona. Stansfield, W.D. 1971. Teoría y problemas de Genética. Ed. McGraw‐Hill. México. Strickberger, M.W. 1988. Genética. 3º edición. Ed. Omega, Barcelona. 

44

Trabajo Práctico N° 6 

EXTENSIONES DEL MENDELISMO 

 Hasta  ahora  se  consideraron  los  fenómenos  genéticos  basados  en  los 

experimentos de Mendel. En este  trabajo práctico  se estudiarán  las extensiones del mendelismo  (o  mendelismo  complejo),  es  decir,  los  sistemas  genéticos  que  no cumplen o que enmascaran los conceptos de la genética mendeliana. 

 Alelos múltiples.  La mayoría  de  los  sistemas  génicos  analizados  hasta  ahora 

consisten  en  dos  alelos.  Por  ejemplo,  en  los  guisantes  de Mendel  un  alelo  codifica semillas  lisas  y el otro alelo  codifica  semillas  rugosas. Pero  como  se  sabe,  los genes pueden  mutar  a  formas  distintas  dentro  del  mismo  locus.  Cada  cambio  tiene  el potencial de dar  lugar a un  alelo diferente. Por  consiguiente, para  cualquier  gen, el número de alelos presentes en los individuos de una población no tiene por qué estar limitado a dos. Cuando un mismo gen presenta más de dos estados alternativos, es decir más  de  dos  alelos,  el modo  de  herencia  se  denomina  alelismo múltiple.  Los alelos múltiples pueden también denominarse series alélicas, simbolizando cada alelo como A1, A2, A3,.... An , por ejemplo.  

En  los  organismos  diploides,  generalmente,  cada  gen  tiene  solamente  dos alelos,  dado  que  los  cromosomas  se  encuentran  de  a  pares  y  cada  cromosoma homólogo  lleva  un  alelo.  Estos  sistemas  también  se  pueden  presentar  en  los organismos haploides, pero en lugar de tener dos alelos a la vez como en los diploides, hay solo una copia de cada gen. 

La herencia de  las características codificadas por alelos múltiples no difiere de la herencia de las codificadas por dos alelos, salvo que es posible una mayor variedad de genotipos y fenotipos. 

Uno de los casos más conocidos de alelos múltiples es el color del pelaje de los conejos, para  los cuales se conocen varios genes: agutí, chinchilla, himalaya y albino. Estos genes pueden combinarse dando diferentes genotipos y fenotipos con respecto al color de pelo. El orden de dominancia de un alelo sobre el otro es el siguiente:  

C: agutí   >     cch: chinchilla   >   ch: himalaya       >        c: albino       

Esquema extraído de Oliver (1977).  

El  primer  sistema  de  alelos múltiples  que  se  encontró  en  el  hombre  fue  el sistema ABO, el cual consiste en tres alelos diferentes:  IA,  IB e  i. Los alelos  IA e  IB son codominantes entre  sí, pero dominantes  con  respecto al alelo  i. Estos  tres alelos  se pueden  combinar para  formar  cuatro  fenotipos diferentes.  El  grupo  sanguíneo A  se presenta  cuando  un  individuo  es  homocigota  para  el  gen  IA  (IAIA)  o  bien  cuando  es heterocigota combinado con i (IAi), el grupo B se produce en presencia homocigota del 

45

gen  IB  (IBIB)  o  bien  cuando  es  heterocigota  combinado  con  i  (IBi), mientras  que  el fenotipo AB  se presenta  cuando un  individuo  es heterocigota para  los  alelos  IAIB.  El fenotipo restante, el grupo O, se produce por  la presencia del alelo  i en homocigosis (ii).  Las  personas  que  presentan  un  determinado  antígeno  sanguíneo  tienen anticuerpos  contra  los  restantes  antígenos. Debido  a ello  se producen  reacciones  al realizar una transfusión de sangre a una persona. 

  Grupo  Antígeno  Anticuerpo  Genotipo  Reacción con suero 

A  B  AB  O  

A 

 

A 

 

anti B 

 

IAIA o IAi 

 

–  +  ±  – 

B  B  anti A  IBIB o IBi  +  –  ±  – 

AB  AB  –  IAIB  –  –  –  – 

O  –  anti A y anti B  ii  +  +  +  – 

 Por  las  reacciones  que  se  producen,  a  las  personas  con  grupo  sanguíneo  O 

(ausencia de antígenos A y B) se las denomina dadores universales, mientras que a las personas  con  sangre  AB  (ausencia  de  anticuerpos  A  y  B)  se  las  llama  receptores universales.  Actualmente  se  sabe  que  los  antígenos  sanguíneos  son  glucolípidos ubicados en la membrana plasmática de los eritrocitos. Los grupos A y B difieren en las cadenas de oligosacáridos de  los glucolípidos, mientras que  las personas  con  sangre del grupo O carecen de este glucolípido.  

Interacción génica. Se denomina interacción génica a la influencia mutua entre genes  no  alélicos  en  la  producción  de  un  fenotipo  determinado.  Debido  a  tal interacción,  las  proporciones mendelianas  típicas,  tales  como  3:1  o  9:3:3:1,  no  se presentan  en  todos  los  cruzamientos.  En  base  a  esto,  las  interacciones  pueden clasificarse en dos categorías: sin modificación de las proporciones mendelianas y con modificación de las proporciones. 

El  concepto  de  interacción  génica  no  significa  que  dos  o más  genes,  o  sus productos,  necesariamente  interactúen  directamente  para  dar  lugar  a  un  fenotipo concreto; sino que implica que la función celular de numerosos productos génicos está relacionada con el desarrollo de un fenotipo común.  

1.  Sin  variación  de  las  proporciones mendelianas.  Se  obtiene  en  la  F2  una proporción 9:3:3:1, pero con  la aparición de nuevos  fenotipos que no estaban en  los parentales ni en la F1. 

El ejemplo más conocido es la herencia del tipo de cresta en las gallinas, en las cuales  existen  cuatro  tipos  diferentes  de  crestas  llamados:  arveja,  roseta,  sencilla  y nuez.  P:  arveja      ×  roseta   RR pp    rr PP  

roseta arveja nuez sencilla

46

F1:     nuez     Rr Pp  F2:  9 nuez  : 3 arveja  : 3 roseta   : 1 sencilla    R_ P_        R_ pp        rr P_          rr pp  

Estos dos pares actúan en la manifestación de un solo carácter. La cresta nuez depende de la presencia de los genes R y P, uno solo de éstos genes R produce cresta arveja y P produce roseta, los dos alelos recesivos en conjunto producen sencilla. Hay interacción de factores cuando 2 o más pares de genes actúan en la manifestación de un solo carácter.  

2. Con modificación de  las proporciones mendelianas. La modificación de  las proporciones ocurre cuando un gen enmascara o  suprime  la manifestación del otro. Este  tipo  de  interacción  no  es  recíproca  y  se  denomina  epistasis.  Las  epistasis  se pueden clasificar como sigue: 

 

a)  Epistasis  simple  dominante.  Es  cuando  el  alelo  dominante  de  un  par  de genes  suprime  o  enmascara  la  manifestación  del  otro  par.  Aquí  las  proporciones fenotípicas  observadas  en  la  F2  son  12:3:1.  Por  ejemplo,  en  el  sorgo  el  color  de  la semilla está determinado por un par de  genes que  interactúan de  tal  forma que: B produce  color  pardo  y  R  produce  color  amarillo;  pero  B  es  epistático  dominante, dando: 

 P         BB RR    x  bb rr           pardo      blanco F1                 Bb Rr                      pardo 

 F2:  9 B_R_Pardos :  3 B_rr Pardos : 3 bbR_ Amarillos : 1 bbrr Blanco     12 Pardos    3 Amarillos          1 Blanco 

 

b) Epistasis simple recesiva. Esto ocurre cuando un doble recesivo de un par de genes es capaz de enmascarar la manifestación fenotípica del otro par. Las frecuencias observadas  en  la  F2  son  9:3:4. Uno  de  los  ejemplos más  conocidos  es  el  pelaje  de muchos animales como las ratas. En las ratas la presencia de color es determinada por el alelo C, en tanto que el alelo recesivo c causa la ausencia de color y por lo tanto las ratas  son albinas. El color es determinado por otro par de genes, el alelo R produce pelaje  negro,  mientras  que  r  causa  pelaje  color  crema.  Al  cruzar  dos  individuos homocigotas se obtiene una F1 en donde todas  las ratas son negras, pero en  la F2 se obtienen  9  negros,  3  crema  y  4  albinos.  En  este  caso,  la  presencia  del  alelo  c  en homocigosis enmascara la presencia de los alelos R y r que determinan el color negro o crema, respectivamente. 

 

47

 P   negro  CC RR    x  cc rr albino  F1             Cc Aa  negro  F2  9 C_ A_  3 C_ aa   3 cc A_   1 cc aa 

negros   crema    albinos   albino 

 

c)  Interacción  con  inhibidor  o  epistasis  doble  dominante‐recesiva.  En  este caso,  la  epistasis  dominante  y  la  epistasis  recesiva  se  presentan  en  un  mismo cruzamiento,  obteniéndose  en  la  F2  una  proporción  fenotípica  de  13:3.  El  alelo dominante de un par de genes y el recesivo de la otra suprimen la acción de los otros miembros. Se llama inhibidor a todo factor dominante que, por su presencia, impide la manifestación  de  otro  factor  dominante.  Por  ejemplo  en  las  gallinas  la  raza  Leghorn  el color blanco se debe a la presencia del gen inhibidor I, que es dominante e inhibe la expresión de los genes del color. Las razas Wyandotte y Plymounth Rock son blancas por la presencia de un  gen  recesivo  que  condiciona  la  ausencia  del  cromógeno  necesario  para  color.  Las  aves homocigotas recesivas cc son blancas aunque  lleven genes para color, porque estos genes no pueden  expresarse  en  ausencia  del  cromógeno.  Si  cruzamos  una  Leghorn  blanca  por  una Wyandotte blanca toda la F1 será blanca porque heredan el gen I del progenitor Leghorn. En la F2, sin embargo, aparecerán individuos con color en una proporción característica. 

 P   Leghorn II CC    x  ii cc Wyandotte     blanca         blanca  F1        Ii Cc 

blancas F2       3 C_    9 II C_ blancas (por I)   3 I_       1 cc    3 I_ cc  blancas (por I)        3 C_    3 ii C_ coloreadas (por C)   1 ii       1 cc    1 ii cc blancas (por la presencia de cc)  

En  la F2  se puede ver que doce de  las 16 heredan el gen dominante  I y por  lo tanto serán blancas. Las otras cuatro no lo tienen pero una de ellas será blanca debido a la condición homocigótica del gen recesivo epistático c. Solamente tres de las 16 aves tienen el genotipo necesario para la producción de color (iiCC). 

 

d) Genes recesivos duplicados o epistasis doble recesiva. En la epistasis doble recesiva  cada uno de  los pares de genes  contiene un gen epistático  recesivo. Se  los llama  genes  recesivos  duplicados  porque  cualquiera  de  los  dos  pares  en  estado recesivo,  separados  o  juntos,  manifiestan  el  mismo  carácter  produciendo  una 

48

proporción fenotípica de 9: 7 en  la F2. Por ejemplo, en  la margarita común,  las flores pueden presentar el centro amarillo o púrpura. El color púrpura se produce debido a la acción  complementaria  de  los  alelos  dominantes  de  dos  pares  de  genes;  al  faltar alguno  de  éstos  alelos,  se  altera  el  proceso  normal  de  síntesis  del  pigmento  y  se producen flores amarillas. 

 P   PP rr    x    pp RR     amarillo      amarillo  F1      PpRr                 púrpura  F2       3 R_    9 P_ R_ púrpura   3 P_       1 rr    3 P_ rr  amarillo        3 R_    3 pp R_ amarillo    1 pp       1 rr    1 pp rr  amarillo  

e) Genes dominantes duplicados o epistasis doble dominante. En  la epistasis doble dominante cada par de genes tiene un alelo epistático dominante. En este caso, se los llama duplicados porque cualquiera de los dos dominantes o los dos juntos, son capaces  de  producir  un  fenotipo  determinante.  Por  ejemplo,  en  las  gallinas  existen razas  con patas emplumadas  y  razas  con patas  sin plumas.  La  raza Black  Langshans tiene  plumas  en  las  patas,  mientras  que  la  raza  Buff  Rock  carece  de  ellas.  Un cruzamiento entre ambas razas produce una F1 con patas emplumadas y al cruzar la F1 entre  si  se obtiene una F2 con una proporción  fenotípica de 15 emplumadas y 1  sin plumas. 

 P         FF SS    x       ff ss        emplumadas    sin plumas  F1        Ff Ss             emplumadas  F2       3 S_    9 F_S_ emplumadas   3 F_       1 ss    3 F_ss emplumadas         3 S_    3 ffS_ emplumadas    1 ff       1 ss    1 ffss sin plumas 

49

f) Genes duplicados con efecto acumulativo. Son genes que producen un efecto individual  semejante, pero diferente al de  los dos  conjuntos. Por ejemplo,  los  cerdos Duroc Jersey generalmente  tienen el pelaje de color rojo, pero existe una mutación de color arena que  es  recesiva  con  respecto  al  rojo,  y  un  color  blanco  o  albino  producido  por  el  doble homocigota recesivo. Al cruzar dos cerdos color arena,  la F1 es roja, pero en  la F2 se obtiene una descendencia de 9 rojo, 6 arena y 1 blanco. 

  P   rr SS    x  RR ss     arena      arena  F1      Rr Ss 

rojo F2       3 S_    9 R_ S_ rojo   3 R_       1 ss    3 R_ ss arena        3 S_    3 rr S_ arena   1 rr       1 ss    1 rr ss blanco 

  

Genes  letales.  Los  genes  que  porta  un  organismo  determinan  no  solo  los caracteres  visibles  sino,  además,  otras  características  como  la  viabilidad.  Los numerosos estudios realizados en genética de la transmisión han demostrado que los organismos que portan ciertos genes o combinaciones de genes  tienen una posición desventajosa con respecto a otros que no  los poseen. Por ejemplo, en Drosophila se sabe que  las moscas  con ojos blancos y alas vestigiales  tienen una menor viabilidad que el fenotipo salvaje. Estos efectos fisiológicos perjudiciales están asociados con los genes que intervienen, en este caso w y vg. 

Muchos  genes  no  tienen  efectos  en  la  apariencia  de  los  organismos  pero influyen en la viabilidad del organismo de algún modo. Otros genes tienen efectos tan graves  que  hacen  imposible  la  vida  del  organismo,  en  este  caso  se  habla  de  genes letales. Cuando se descubrió  la  forma en que se heredan  los caracteres era difícil de concebir  que  existieran  genes  capaces  de  causarle  la muerte  a  un  organismo.  Sin embargo, en 1905, el genetista francés Cuenot informó sobre la herencia del gen que determina  el  color  Amarillo  de  las  ratas  que  no  se  ajustaba  a  las  proporciones mendelianas  típicas.  El  gen  Amarillo  parecía  tener  un  efecto  dominante,  pero  sin embargo no se comportaba como una cepa pura. Al cruzar dos ratas amarillas entre sí siempre  se  producen  individuos  amarillos  y  salvajes  o  agutí.  Al  retrocruzar  los individuos amarillos con los parentales amarillos, Cuenot encontró que todas las ratas eran  heterocigotas  para  el  gen  Amarillo  y  que  no  podían  encontrarse  amarillos homocigotas. En un principio Cuenot supuso que  los espermatozoides portadores de Amarillo  no  podían  penetrar  los  óvulos  de  otros  portadores  del  gen  amarillo.  Sin embargo,  tiempo después Castle y Little demostraron que  los homocigotas amarillos se  formaban pero que morían en el útero durante el embarazo.  Según ellos, el gen 

50

amarillo  se  comportaba  como  dominante,  pero  a  la  vez  era  un  letal  recesivo,  de manera que  los cruzamientos entre  ratas amarillas siempre producían 2/3 amarillo y 1/3 agutí en  lugar de ¾ amarillo y ¼ agutí como cabría esperar. La progenie amarilla faltante eran los homocigotas amarillos inviables. 

Desde  entonces  se  han  encontrado  numerosos  casos  y  ejemplos  de  genes letales que  tienen un  efecto  fenotípico dominante  en  el heterocigota pero que  son letales en condición homocigota. El gen Dexter del ganado vacuno produce  terneros con  patas  cortas  llamados  bulldog  en  condición  heterocigota  pero  es  letal  en homocigosis  y  los  terneros  generalmente mueren  antes  de  nacer.  En  el  hombre,  la aparición  de  gran  número  de  lunares  es  causada  por  el  gen  de  Xeroderma pigmentosum  y  también  es  letal  cuando  el  gen  está  en  condición  homocigota.  Sin embargo,  la  letalidad no está  limitada a genes con efecto  fenotípico dominante sino que  también  puede  ser  causada  por  genes  recesivos.  En  estos  casos,  en  condición heterocigótica  no  afectan  la  viabilidad  del  organismo  y  no  producen  un  efecto fenotípico observable, pero en homocigosis producen cambios notables y muerte. 

En  ambos  casos,  ya  sea  si  el  gen  tiene  efecto  fenotípico  dominante  o  bien recesivo,  se  lo  denomina  letal  recesivo  debido  a  que  su  letalidad  depende  de  la presencia en combinación homocigótica. Los genes letales dominantes son genes cuyo efecto  letal  se  presenta  también  en  los  individuos  heterocigotas.  El  caso  mejor conocido es el  gen Epiloia en el hombre, que en una  sola dosis determina defectos mentales, anormalidades corporales y tumores, de manera que los individuos mueren jóvenes. 

Una  característica de  los genes  letales es que pueden presentar  variación en cuanto  a  su  penetración,  de  modo  que  no  todos  los  individuos  genotípicamente afectados  sean  fenotípicamente  letales.  Algunos  letales  tienen  un  alto  grado  de penetración  y expresión de manera que muy pocos  individuos o más  generalmente ninguno  pasa  el  estado  embrionario  o  infantil.  En  otros  casos  en  cambio,  algunos genes  permiten  la  supervivencia  de  una mayor  proporción  de  genotipos  afectados. Según el grado de penetración de los genes letales, se pueden clasificar en: 

 • letales: producen la muerte de todos los individuos que llevan ese gen. 

 • semiletales: cuando producen la muerte de más del 50% de los individuos. 

 • subvitales: producen una proporción de muertes entre el 10% y el 50%. 

 Los genes letales actúan, generalmente, en un estado temprano del desarrollo 

(cigóticos), pero también pueden producir  la muerte en  los gametos (gaméticos). Los genes  letales pueden tener un efecto fenotípico dominante o recesivo. Si bien el tipo recesivo es el más común en  las poblaciones naturales, se conocen algunos casos de dominantes. 

Un ejemplo de letales dominantes se da en las gallinas de la raza creeper, que se caracterizan por tener alas y patas cortas. Cuando las creeper se cruzan con gallinas normales, se obtiene siempre igual proporción de normales y creeper, pero cuando se cruzan dos creeper, las proporciones obtenidas son diferentes:   

51

P:    creeper    x  creeper   Cc                Cc  F1:      1 CC    :    2 Cc     :    1 cc                muere      creeper      normal  

Los casos de genes letales recesivos son bastantes numerosos. Uno de los más típicos es el albinismo en las plantas. En este caso mueren los individuos homocigotas, pero los heterocigotas son completamente normales.  P:       Aa    x  Aa     normal                 normal  F1:     1AA   :    2 Aa   :     1aa      normal   normal    muere   Objetivos 

• Reconocer  la  presencia  de  alelos múltiples  en  la  determinación  de  un  carácter determinado y comprender su forma de herencia. 

• Reconocer  los  distintos  tipos  de  interacciones  génicas  e  identificar  las  diferentes desviaciones fenotípicas que se presentan en la F2 

• Reconocer  los  tipos  de  genes  letales  y  observar  las  desviaciones  respecto  a  las proporciones mendelianas clásicas. 

 Materiales 

Calculadora científica.  Elementos de dibujo (hojas blancas, lápiz negro, goma, etc.) 

 

Actividades 

1) Resolver  los problemas  teóricos utilizando  los métodos descriptos anteriormente. Los  problemas  resueltos,  incluyendo  el  desarrollo  de  los  mismos,  deberán  ser entregados al finalizar el trabajo práctico.  Bibliografía 

Gardner, E.J., M.J. Simmons & D.P. Snustad. 1998. Principios de Genética. 4ª. ed. Ed. Limusa Wiley. México. 

Griffiths  A.J.F.,  J.H.  Miller,  D.T.  Suzuki,  R.C.  Lewontin  &  W.M.  Gerbart.  1996.  An Introduction to Genetic Analysis. 6º edición. Ed. Freeman & Co., New York. 

Klug, W.S. & M.R. Cummings. 2006. Conceptos de Genética, 8ª ed. Pearson Educación. Lacadena, J.R. 1988. Genética. 4º edición. Ed. Agesa, Madrid. Pierce,  B.A.  2010.  Genética.  Un  enfoque  conceptual.  3ª  edición.  Editorial  Médica 

Panamericana. Sanchez‐Monge, E. & N. Jouve. 1989. Genética. Ed. Omega. Barcelona. Strickberger, M.W. 1988. Genética. 3º edición. Ed. Omega, Barcelona.

52

Trabajo Práctico Nº 7 

GENÉTICA DEL SEXO Y HERENCIA EN RELACIÓN CON EL SEXO 

 

Los  organismos  con  sexos  separados  tienen  dos  tipos  de  cromosomas:  los autosomas y los cromosomas sexuales o alosomas. Según la cantidad de cromosomas implicados  en  la  determinación  del  sexo  y  en  cual  sexo  se  encuentran  presentes, existen diversos tipos de sistemas.  Sistemas simples: presentan solamente un par de cromosomas sexuales.  

Sistema XX/XY: está presente en el hombre, en  la mayoría de  los mamíferos y en Drosophila. El hombre tiene 2n=46 cromosomas, de los cuales 44 son autosomas y 2 son  sexuales.  Aquí  las  hembras  son  homogaméticas  (XX)  y  los  machos heterogaméticos (XY).  Sistema  XX/XO:  se  halla  presente  en  algunos  insectos  como  las  langostas (ortópteros)  y  las  chinches  (hemípteros).  En  éstos  la  hembra  tiene  XX  (sexo homogamético)  mientras  que  el  macho  posee  un  solo  cromosoma  X  (sexo heterogamético).  Sistema  ZZ/ZW:  se  observa  en  las  aves  y  algunas  mariposas  (lepidópteros).  La hembra es heterogamética ZW y el macho es homogamético ZZ.  Sistema ZZ/ZO: se encuentra en algunas mariposas y otros  insectos. La hembra es heterogamética ZO y el macho es homogamético ZZ. 

 Sistemas múltiples: presentan 3 o más cromosomas sexuales presentes.  

Sistema  X1X1X2X2/X1X2Y:  está  presente  en  algunos mamíferos,  las  hembras  son homogaméticas (X1X1X2X2) y los machos heterogaméticos (X1X2Y).  Sistema X1X1X2X2/X1X2O: se halla presente en algunas arañas. En éstos  la hembra tiene  X1X1X2X2  (sexo  homogamético) mientras  que  el macho  posee  X1X2O  (sexo heterogamético).  Sistema  ZW1W2/ZZ:  se  observa  en  las  serpientes;  la  hembra  es  heterogamética ZW1W2 y el macho es homogamético ZZ.  Sistema  Z1Z2W/Z1Z1Z2Z2:  aquí  la hembra  es heterogamética  Z1Z2W  y  el macho  es homogamético Z1Z1Z2Z2.  

Sistema haplodiploide: en abejas, avispas y hormigas (himenópteros). En el caso de las abejas, la hembra tiene 2n=32 (diploide) y el macho 2n=16 (haploide).   

53

Herencia  ligada  al  sexo.  La  relación  entre  la  determinación  del  sexo  y  la presencia de otros caracteres no sexuales fue establecida por primera vez por Morgan en  Drosophila melanogaster.  Cualquier  gen  localizado  en  el  cromosoma  X  o  en  su análogo Z  (en  las aves)  se dice que está  ligado al  sexo. El primer gen  ligado al  sexo encontrado fue un mutante recesivo que determina el color blanco de ojos (w). En un cultivo de Drosophila apareció espontáneamente un macho mutante con ojos blancos y se realizaron los siguientes cruzamientos:  P:      ♀ ojos rojos   x  ♂ ojos blancos   F1:      ♀ y ♂ ojos rojos  F2:  ♂ ojos rojos : ♂ ojos blancos : ♀ ojos rojos  

En  la F2  se encontraban ausentes  las hembras con ojos blancos que deberían aparecer. Sin embargo, si se realizaba una retrocruza entre  las hembras de ojos rojos de  la  F1  con  los machos parentales de ojos blancos  se obtenían ojos blancos en  las hembras. Debido a que el macho de Drosophila tiene un solo cromosoma X, el carácter ojos blancos  (w) se expresa a pesar de ser recesivo  (el Y no tiene ningún gen para el color de ojos). Considerando  los  genotipos,  los  resultados obtenidos por Morgan  se pueden explicar de la siguiente manera:  P:  ♀ WW   x  ♂  wY       rojo          blanco  F1:      ♂ WY  : ♀ Ww           rojo       rojo  F2:  ♂ WY  : ♂ wY  : ♀ WW  : ♀ Ww     rojo   blanco        rojo       rojo 

  

Objetivos 

• Comprender los sistemas de determinación cromosómica del sexo. • Comprender el mecanismo de herencia de un carácter ligado al sexo. • Observar  y determinar  las diferencias en  la  segregación de un  gen  ligado  al  sexo 

respecto a un gen autosómico.  Materiales 

Calculadora científica   Elementos de dibujo (hojas blancas, lápiz negro, goma, etc.) 

 Actividades 

1) Resuelva  los problemas  teóricos utilizando  los métodos descriptos anteriormente. Los  problemas  resueltos,  incluyendo  el  desarrollo  de  los  mismos,  deberán  ser entregados al finalizar el trabajo práctico. 

54

 Bibliografía 

Gardner, E.J., M.J. Simmons & D.P. Snustad. 1998. Principios de Genética. 4ª. ed. Ed. Limusa Wiley. México. 

Griffiths  A.J.F.,  J.H.  Miller,  D.T.  Suzuki,  R.C.  Lewontin  &  W.M.  Gerbart.  1996.  An Introduction to Genetic Analysis. 6º edición. Ed. Freeman & Co., New York. 

Lacadena, J.R. 1988. Genética. 4º edición. Ed. Agesa, Madrid. Sanchez‐Monge, E. & N. Jouve. 1989. Genética. Ed. Omega. Barcelona. Sinnott, E.W., Dunn, L.C. & T. Dobzhansky. 1961. Principios de Genética. Ed. Omega. 

Barcelona. Stansfield, W.D. 1971. Teoría y problemas de Genética. Ed. McGraw‐Hill. México. Strickberger, M.W. 1988. Genética. 3º edición. Ed. Omega, Barcelona.  

55

Trabajo Práctico Nº 8 

LIGAMIENTO, RECOMBINACIÓN Y MAPEO DE LOS GENES 

 Cuando Sutton en 1903 relacionó por primera vez los factores mendelianos con 

los cromosomas, supuso que probablemente el número de cromosomas de todos  los organismos  sería  inferior  a  la  cantidad de  factores mendelianos. Por  lo  tanto  cabría esperar que  los genes situados en un mismo cromosoma tendieran a transmitirse en grupo o sea como si estuvieran ligados en una sola unidad. 

Las  primeras  pruebas  de  la  ocurrencia  de  ligamiento  fueron  encontradas comparando las proporciones fenotípicas esperadas para la transmisión independiente con las frecuencias observadas. Como sabemos cuando hay transmisión independiente de genes, en  la F2 se espera una proporción  fenotípica de 9 A_B_: 3A_bb; 3 aaB_: 1 aabb. El primer ejemplo de una desviación de estas proporciones fue encontrado por Bateson  y  Punnett  en  1906  cruzando  diferentes  variedades  de  guisantes.  Ellos encontraron que al cruzar variedades con diferente color de  flor y distinta  forma de fruto (AABB x aabb), en la F2 se obtenía una proporción muy alta de individuos con los fenotipos  parentales  (A_B_  y  aabb)  y  una  cantidad  disminuida  de  combinaciones nuevas (A_bb y aaB_). Parecía como si las variedades paternas originales AABB y aabb produjesen gametos en los cuales los genes AB y ab permanecían asociados en forma permanente  a  lo  largo  de  las  generaciones.  La  posibilidad  de  éstos  genes  de  ir  a gametos separados, está dada por la frecuencia de recombinación que exista entre los genes, y esta depende a su vez de la distancia física a la que se encuentren. 

Para detectar la diferencia entre la transmisión independiente y el ligamiento de dos pares de  genes el método más  sencillo  consiste en  comparar  las  cantidades de individuos de cada clase  fenotípica observada con  las cantidades esperadas  según  la transmisión independiente. La diferencia entre ambas cantidades se puede comprobar mediante una prueba de X2. Por ejemplo, el apareamiento de un heterocigota AaBb con una homocigota recesivo aabb daría cuatro  tipos de descendientes: AaBb, Aabb, aaBb y aabb. Si la transmisión de los genes a y b fuera independiente, se esperaría ¼ o 25% de cada clase y cualquier distorsión con respecto a estas proporciones se pueden detectar con una prueba de X2. 

Por ejemplo  se cruzan dos  individuos AABB x aabb y a  la F1 heterocigota  se  le hace una cruza prueba dando estos resultados: 

AaBb    Aabb    aaBb    aabb    total Observado  140    38    32    150    360 Esperado  90    90    90    90    360  La prueba de X2 para tres grados de libertad da un total de 135,19 lo cual indica 

que  las  desviaciones  observadas  son  significativamente  diferentes  a  las  esperadas. Para descartar una distribución distorsionada de los genes a y b individuales se puede calcular la X2 de cada uno de ellos.  

Mapas  genéticos.  Cuando  en  1911  Morgan  descubrió  el  ligamiento  en Drosophila  supuso que probablemente existía alguna  relación entre  la  frecuencia de recombinación de los genes ligados y la distancia lineal existente entre los genes en el 

56

cromosoma.  Numerosos  experimentos,  principalmente  en  Drosophila  demostraron que esto realmente es así. 

El grado de separación entre  los genes puede establecerse en forma relativa a través de su frecuencia de recombinación. Mediante esta técnica puede determinarse el orden y  la distancia relativa entre  los genes y construirse un mapa de  ligamiento o mapa  genético.  Si  el  orden  de  tres  genes  es  A‐B‐C  y  se  utiliza  la  frecuencia  de recombinación para estimar  las distancias,  la  suma de  las distancias entre A‐B y B‐C será igual a la distancia entre A‐C. Esto se debe a que la frecuencia de recombinación es  una  función  de  la  distancia  entre  los  genes.  Si  dos  genes  se  encuentran  muy separados en el cromosoma, la probabilidad de recombinación será mayor que si estos genes  se  encuentran  ubicados  cerca.  Este  hecho  conduce  a  la  posibilidad  de confeccionar mapas genéticos, que son diagramas que muestran la posición relativa de los genes en los cromosomas. 

Diagrama teórico de una experiencia para mapas genéticos  

Se utilizan dos cepas de D. melanogaster, una salvaje y otra mutante para tres genes recesivos: white (ojos blancos), cut (alas cortadas) y forked (quetas retorcidas). 

                    a  b  c                      +  +  + Padres                            X  

                          a  b  c  F1 Cruza      +  +  +                      a  b  c Prueba                                   X         a  b  c      

 Suponiendo que el orden de los genes en el cromosoma es a ‐ b ‐ c, se pueden 

distinguir dos regiones.                      a          b          c       Región            I           II                               +          +          +       Tipos progenitores         Hembras                      Machos          a  b  c                               a  b  c             a  b  c        

57

         a  b  c                               +  +  +            +  +  +      Crossing‐over en Región I (SI)          a  b  c                                a  +  +           a  +  +           a  b  c                               +  b  c            +  b  c   Crossing‐over en Región II (SII)          a  b  c                               a  b  +             a  b  +          a  b  c                               +  +  c            +  +  c   Crossing‐over en Región I‐II (DI‐II)         a  b  c                                +  b  +            +  b  +          a  b  c                                a  +  c         a  +  c  

Si el orden de los loci en el cromosoma es a ‐ b ‐ c, el ligamiento entre los loci a y b puede determinarse dividiendo la suma de clases que recombinan en la región I (SI + D1 ‐ II) por el número total de individuos analizados. De la misma manera la distancia 

58

entre  b  y  c  se  determina  sumando  SII  + DI  ‐II  y  dividiendo  por  el  número  total  de individuos analizados. La distancia entre a y c será:  

SI  +  SII  + 2  DI ‐ II                      = 

TOTAL  

Para determinar el orden de los tres loci se debe tener en cuenta lo siguiente: 1) Las clases progenitoras difieren de las clases con doble "cross‐over" por el gen que 

está en el centro. 2) Las  clases  que  no  han  experimentado  "cross‐over"  son  siempre muy  numerosas, 

mientras que las que tienen doble "cross‐over" son las menos numerosas.  Objetivos 

• Comprender el fenómeno de ligamiento. • Determinar la frecuencia de recombinación entre dos genes determinados. • Establecer el grado de ligamiento entre genes. • Comprender la utilidad de la construcción de mapas genéticos • Establecer el orden de ligamiento de los genes • Determinar  las  distancias  relativas  entre  tres  genes  a  través  de  su  frecuencia  de 

recombinación  Materiales 

Calculadora científica  Elementos de dibujo (hojas blancas, lápiz negro, goma, etc.) 

 Actividades 

1) Resuelva  los problemas  teóricos utilizando  los métodos descriptos anteriormente. Los  problemas  resueltos,  incluyendo  el  desarrollo  de  los  mismos,  deberán  ser entregados al finalizar el trabajo práctico. 

 Bibliografía 

Bridges, C. B. & K. S Brehne. 1944. The mutants of Drosophila melanogaster. Carnegie Institution, Washington. Publ. 552. 

Demerec, M. & B.P. Kaufmann. 1964. Drosophila guide,  introduction  to  the genetics and cytology of Drosophila melanogaster. Carnegie Institution, Washington. 44 pp. 

Griffiths  A.J.F.,  J.H.  Miller,  D.T.  Suzuki,  R.C.  Lewontin  &  W.M.  Gerbart.  1996.  An Introduction to Genetic Analysis. 6º edición. Ed. Freeman & Co., New York. 

Lacadena, J.R. 1981. Genética. 3º edición. Ed. AGESA. Madrid. Lacadena, J.R. 1996. Citogenética. 1º edición. Ed. Complutense. Madrid. Strickberger, M.W.  1962.  Experiments  in  genetics  with  Drosophila.  John Wiley  and 

Sons, New York. 144 pp. Strickberger, M.W. 1988. Genética. 3º edición. Ed. Omega, Barcelona. 

59

Trabajo Práctico N° 9 

MUTACIONES CROMOSÓMICAS ESTRUCTURALES 

 Las  mutaciones  son  cambios  producidos  en  la  constitución  genética  de  un 

individuo,  que  son  heredables  y  se  transmiten  a  las  generaciones  futuras.  Las mutaciones pueden ocurrir en células somáticas, en cuyo caso solo afectan al individuo en que ocurren y solamente en forma parcial, produciendo un mosaico genético. Una mutación somática no se transmite a la descendencia y desaparece con la muerte del propio individuo. 

En  las especies  con  reproducción  sexual,  las mutaciones que  afectan  la  línea germinal  sí  se  transmiten  a  la  descendencia,  originando  individuos  que  llevan  la mutación tanto en la línea somática como en la germinal. 

Las mutaciones, en general, se pueden clasificar de la siguiente manera:        1‐ Cromosómicas         a) Numéricas     aneuploidía                euploidía         b) Estructurales  deleción               duplicación               inversión               translocación 

    2‐ Génicas o puntuales  

En los rearreglos estructurales de los cromosomas, el número de cromosomas en la mayoría de los casos permanece constante pero se produce pérdida, ganancia o reordenación del material hereditario. Según el número de rupturas, su  localización y la  forma  de  unión  de  los  extremos  rotos  se  pueden  producir  varios  cambios estructurales diferentes. A estos se los puede clasificar en dos grandes grupos: 

Cambios en el número de genes ‐ Deficiencias o deleciones ‐ Duplicaciones 

Cambios en el ordenamiento o disposición de los genes  ‐ Inversiones ‐ Translocaciones 

 Deficiencias o deleciones. Las deleciones constituyen una pérdida de material 

cromosómico. Si ocurre una sola ruptura cerca del extremo del cromosoma se pierde el segmento restante del cromosoma generándose una deficiencia terminal. También pueden producirse dos roturas y posterior pérdida del segmento con lo que se produce una deficiencia intersticial. Las deleciones terminales parecen ser más simples y por lo tanto más factibles de ocurrir ya que  implican solamente una rotura. Sin embargo,  la gran mayoría de  las deficiencias detectadas hasta ahora son de tipo  intersticial o sea intercalado en el cromosoma. Al producirse una deleción el segmento se pierde ya que carece de centrómero y no puede migrar a  los polos en  la anafase. Al perderse este fragmento, uno de  los  cromosomas del  individuo carecerá de  los genes ubicados en 

60

esa  región.  Debido  a  ello,  cualquier  alelo  recesivo  que  presente  el  cromosoma homólogo en esa región se va a manifestar.  

Duplicaciones. Las duplicaciones son cambios estructurales donde se produce la  repetición de un  segmento  cromosómico.  Las duplicaciones  constituyen adiciones de partes de un cromosoma, produciéndose la presencia en exceso de una sección de un cromosoma con respecto a lo normal. 

Desde el punto de vista funcional,  la ocurrencia de duplicaciones permite que no  se produzcan desequilibrios  funcionales en  caso de que ocurra una mutación en una  de  las  copias  del  gen. Desde  el  punto  de  vista  evolutivo  las  duplicaciones  han tenido  un  rol  preponderante  en  el  origen  de  las  familias multigénicas  o  sea  varios genes  relacionados  que  han  derivado  de  un  único  gen,  como  es  el  caso  de  las hemoglobinas. Al producirse  la duplicación de un gen, una de  las copias puede con el tiempo  cambiar  su  función  sin  alterar  el  funcionamiento  normal  del  individuo pudiendo originar nuevos genes con funciones similares o diferentes. 

Inversiones.  Los  cambios  estructurales  que  vimos  hasta  ahora  producen cambios en el número de genes. Sin embargo, en muchos  rearreglos  la  cantidad de material hereditario permanece constante pero la disposición de dicho material puede variar dando lugar a efectos nuevos. Uno de estos rearreglos implica a las inversiones, en  las  que  un  segmento  del  cromosoma  cambia  de  sentido  dentro  del  propio cromosoma.  Es  decir  se  producen  dos  roturas  seguidas  de  un  giro  de  180º  del segmento, invirtiéndose el orden de los genes que comprende esa región. 

Según  la  región de  los cromosomas que comprendan,  las  inversiones pueden ser  pericéntricas  si  la  región  invertida  incluye  al  centrómero,  o  paracéntricas  si  no incluye al centrómero. Una de  las mayores modificaciones o alteraciones que causan las  inversiones  es  el  apareamiento  de  los  cromosomas  durante  la  meiosis  y  la recombinación de los cromosomas. En los individuos heterocigotas para una inversión el  cromosoma  no  invertido  forma  una  especie  de  bucle  o  lazo  dentro  del  cual  se dispone el cromosoma invertido formando un asa pero en orden inverso o contrario. A través de esta asa de inversión los cromosomas homólogos se pueden aparear en toda su longitud, a pesar de la inversión de un segmento de uno de ellos. 

En  individuos heterocigotas para una  inversión paracéntrica, si ocurre un solo entrecruzamiento dentro del asa de inversión se formará un fragmento acéntrico y un cromosoma  dicéntrico  entre  las  cromátidas  involucradas.  El  fragmento  acéntrico  se pierde  ya  que  no  puede migrar  a  los  polos, mientras  que  el  dicéntrico  formará  un puente en Anafase I que se puede romper en cualquier parte. Como consecuencia de ello, las dos cromátidas recombinantes serán inviables mientras que las otras dos que no sufrieron entrecruzamiento darán gametos viables. O sea se produce una reducción de la fertilidad del 50% y los cromosomas resultantes son de tipo parental, es decir sin recombinación. 

En los heterocigotas para una inversión pericéntrica también se formará el asa de inversión, pero la ocurrencia de un entrecruzamiento traerá como consecuencia la formación de  cromátidas  recombinantes  anormales, una  con duplicaciones  y  la otra con  deleciones.  Al  igual  que  en  las  inversiones  paracéntricas  solamente  las  dos cromátidas parentales darán origen a gametos normales. 

Las inversiones son en si mismas un mecanismo supresor de la recombinación, ya sea porque no se produce recombinación dentro del asa de inversión o porque si se 

61

producen  todos  los productos  recombinantes  resultan  inviables.  Los únicos gametos viables  serán  los  que  presentan  cromosomas  parentales  sin  recombinación.  La ocurrencia de doble entrecruzamiento es poco probable, por lo cual las inversiones en general  tienen  un  efecto  supresor  de  la  recombinación  y  por  lo  tanto  los  genes ubicados en  la región  invertida tenderán a transmitirse como una unidad. En muchos casos puede formarse lo que Darlington denomina un supergén, es decir un grupo de genes  ligados  que  son  transmitidos  o  tienden  a  ser  transmitidos  como  una  unidad hereditaria y se mantienen juntos en el cromosoma. 

 Translocaciones.  Las  translocaciones  son  cambios  estructurales  en  que  se 

produce  la  transferencia  de  una  porción  de  un  cromosoma  a  otro  cromosoma  no homólogo.  Es  decir,  un  segmento  de  cromosoma  cambia  su  posición  dentro  del complemento  cromosómico  modificando  los  grupos  de  ligamiento.  A  las translocaciones  se  las  puede  clasificar  de  varias  maneras  diferentes  y  existen numerosas clasificaciones. Pero según el número de cortes y cromosomas  implicados las podemos clasificar simplemente en: 

 • Translocaciones  simples:  implican  una  sola  ruptura  en  el  cromosoma  y  la 

transferencia del fragmento resultante al telómero de otro cromosoma.  

• Translocaciones  recíprocas o  intercambios: estas  translocaciones ocurren  cuando se  producen  rupturas  en  dos  cromosomas  no  homólogos  y  los  fragmentos resultantes se intercambian. 

 En  los  individuos homocigotas para  las translocaciones  la meiosis será normal, 

formándose la misma cantidad de bivalentes que en los individuos sin translocación y produciéndose  gametos  viables.  Sin  embargo,  el  apareamiento  y  los  productos meióticos  son  bastante  distintos  en  el  caso  de  un  individuo  heterocigota  para  una translocación  recíproca.  En  este  individuo  en  la  meiosis  se  aparearán  los  dos cromosomas  translocados  y  los  dos  homólogos  correspondientes  formándose  un tetravalente.  En  la  anafase  I  los  cromosomas  pueden  segregar  de  dos  maneras diferentes. En  la orientación alterna o en zig‐zag  los cromosomas no  translocados se dirigen  a  un  polo  y  los  cromosomas  translocados  van  al  otro,  de manera  que  cada gameto tendrá un complemento cromosómico equilibrado y los gametos serán viables. En la orientación adyacente se forma un anillo en metafase y se dirigen a cada polo un cromosoma translocado y uno no translocado, dando lugar a gametos no equilibrados con  duplicaciones  y  deleciones.  La  orientación  adyacente  puede  producirse  de  dos maneras  diferentes,  una  cuando migran  los  centrómeros  homólogos  a  los mismos polos y la otra si migran centrómeros no homólogos al mismo polo. En cualquier caso, la  consecuencia  de  la  orientación  adyacente  será  la  producción  de  gametos desequilibrados y la orientación alterna dará gametos balanceados. 

Cuando  las translocaciones  implican a más de dos pares de cromosomas en  la meiosis pueden encontrarse anillos con seis, ocho o más cromosomas. En estos casos se  habla  de  translocaciones  múltiples.  En  algunas  especies,  se  ha  producido  la acumulación  de  translocaciones  recíprocas  a  lo  largo  de  la  evolución,  pudiendo  en algunos  casos  llegar  a  formar  complejos  en  que  están  implicados  todos  los cromosomas  del  complemento.  Las  translocaciones  múltiples  son  frecuentes 

62

principalmente en plantas, dónde los casos más conocidos pertenecen a los géneros y Rhoeo. En Oenothera existen numerosas especies que  se  caracterizan por presentar diferentes combinaciones de translocaciones, por  lo que en  la meiosis se encuentran desde siete bivalentes individuales hasta anillos de 14 cromosomas.  Objetivos 

• Diferenciar los distintos tipo de rearreglos cromosómicos estructurales • Analizar el comportamiento meiótico de cromosomas con rearreglos estructurales • Comprender las consecuencias evolutivas de los cambios estructurales  Actividades 

1)  Analice  las  consecuencias  citológicas  de  las  inversiones  en  preparados  de Oziroë argentinensis. Para ello: a‐  Observe  y  esquematice  los  cromosomas  en  Anafase  I  en  las  que  se  observe puentes anafásicos y fragmentos acéntricos. b‐  Calcule  la  frecuencia  de  los  puentes  y  fragmentos  contando  no menos  de  200 células en Anafase I. c‐ Explique el origen de  los puentes y fragmentos mediante un diagrama marcando con letras los segmentos cromosómicos. d‐ Determine el tipo de inversión que se ha producido en este individuo. 

 2) Analice las consecuencias citológicas de las translocaciones en preparados de Rhoeo discolor, una especie heterocigota para translocaciones. a‐ Analice las configuraciones de los cromosomas meióticos de Rhoeo discolor. b‐  Observe  y  esquematice  las  distintas  orientaciones  que  pueden  presentar  los cromosomas en Metafase I y Anafase I. c‐ Explique las consecuencias que traerán aparejadas las orientaciones observadas. 

 Bibliografía 

Gardner, E.J., M.J. Simmons & D.P. Snustad. 1998. Principios de Genética. 4ª. ed. Ed. Limusa Wiley. México. 

Griffiths  A.J.F.,  J.H.  Miller,  D.T.  Suzuki,  R.C.  Lewontin  &  W.M.  Gerbart.  1996.  An Introduction to Genetic Analysis. 6º edición. Ed. Freeman & Co., New York. 

Lacadena, J.R. 1981. Genética. 3º edición. Ed. AGESA. Madrid. Lacadena, J.R. 1996. Citogenética. 1º edición. Ed. Complutense. Madrid. Sanchez‐Monge, E. & N. Jouve. 1989. Genética. Ed. Omega. Barcelona. Strickberger, M.W. 1988. Genética. 3º edición. Ed. Omega, Barcelona.  

63

Trabajo Práctico N° 10 

MUTACIONES CROMOSÓMICAS NUMÉRICAS 

 

Las  mutaciones  numéricas  pueden  ser  de  dos  tipos  euploidía  que  implica dotaciones  completas  de  cromosomas  y  la  aneuploidía  que  son  variaciones  que involucran cromosomas aislados o individuales de una dotación cromosómica. En este trabajo veremos el primer caso, la poliploidía. 

Las variaciones en juegos completos de cromosomas son altamente frecuentes en  las plantas, aunque  también se han encontrado poliploides en algunos grupos de animales. En  la euploidía todo el complemento cromosómico se encuentra duplicado una  o  varias  veces,  de  manera  que  un  individuo  puede  tener  tres  cuatro  o  más cromosomas  de  cada  clase.  A  los  individuos  que  presentan  duplicaciones  del  juego haploide de cromosomas  se  los denomina poliploides. Cuando hay  tres cromosomas de  cada  clase,  o  sea  tres  juegos  haploides  completos  se  los  llama  triploides,  si  hay cuatro tetraploide, si hay seis hexaploides y así sucesivamente. 

Un  individuo diploide tiene una dotación cromosómica normal con dos  juegos idénticos de x cromosomas cada uno, de manera que tales x son diferentes entre sí. A cada uno de dichos juegos de cromosomas (x) se lo denomina genomio, y al conjunto de cromosomas que forman un genomio se  lo  llama número básico. Por  lo tanto, un triploide tendrá 3x o tres juegos de cromosomas, un tetraploide 4x o cuatro juegos de cromosomas, y así sucesivamente. 

Dentro de los poliploides, se pueden distinguir dos tipos diferentes: ‐ Autopoliploides:  se originan por duplicación de  cromosomas de  la misma especie, 

por ejemplo si denominamos a una especie A, un diploide tendrá dos jegos de cromosomas  (AA),  pero  un  autopoliploide  tendrá  juegos  adicionales  (AAA, AAAA, etc.). 

‐  Alopoliploides:  son  producto  de  hibridación  entre  las  especies  y  subsiguiente duplicación  de  cada  complemento  cromosómico.  En  este  caso  se  produce  la hibridación de una especie A con una B y el híbrido resultante (AB) sufre duplicación de los cromosomas de manera que tendrá dos  juegos de cromosomas de  la especie A y dos juegos de la especie B (AABB) en el caso de un tetraploide. 

Debido al diferente origen de estos dos tipos de poliploides, el comportamiento de los cromosomas en la meiosis es significativamente diferente en los autopoliploides y en  los alopoliploides. En  los autopoliploides habrá varios cromosomas  idénticos por lo cual se formarán multivalentes en  la meiosis y en muchos casos habrá segregación anormal  de  los  cromosomas.  Por  ejemplo  un  autotetraploide  (AAAA)  tiene  cuatro cromosomas del mismo tipo y por  lo tanto en  lugar de formarse bivalentes tenderá a formar  tetravalentes que  frecuentemente  tienen un  comportamiento  irregular en  la anafase. En la anafase, pueden migrar dos cromosomas hacia cada polo, pero también pueden segregar en forma desbalanceada yendo tres a un polo y uno solo al otro. De esta  manera,  algunos  gametos  tendrán  cromosomas  de  más  y  otros  tendrán cromosomas de menos, reduciendo la fertilidad del individuo. 

En los alopoliploides, la situación es generalmente diferente. Por ejemplo en un alotetraploide habrá dos juegos cromosómicos de cada especie parental (AABB) y por lo  tanto en  la meiosis  se producirán bivalentes que migrarán en  forma normal a  los polos sin producirse gametos desbalanceados y reducción de la fertilidad del individuo. 

64

Los alopoliploides  se producen por hibridación entre dos especies y posterior duplicación de  los cromosomas. Al cruzarse entre sí dos especies diploides, el híbrido producido (AB) será estéril debido a que tiene 1 solo cromosoma de cada clase que se comportarán en forma irregular en la meiosis. Sin embargo, ocasionalmente el híbrido puede formar gametos sin reducir, es decir diploides. Si se unen dos de estos gametos, el individuo resultante será un tetraploide (AABB) en que cada cromosoma tendrá otro idéntico, con lo cual se formarán bivalentes y se producirán gametos normales. 

  

     

65

Objetivos • Reconocer los distintos tipos de poliploidía • Analizar el comportamiento meiótico de autopoliploides • Analizar las consecuencias de la poliploidía. • Comprender los mecanismos de origen de los poliploides  Materiales 

Elementos de dibujo (hojas blancas, lápiz negro, goma, etc.).  Actividades 1) A partir del recuento de números cromosómicos, estime el nivel de ploidía de  los siguientes taxones. 

  Figura 16‐ Cromosomas somáticos de Turnera. A) T. grandiflora, 2n = .....x = ...... B) T. grandidentata, 2n = .....x = ...... C) T. ulmifolia, 2n = .....x = ...... D) T. aurelii, 2n = .....x = ...... E) T. sidoides subsp. pinnatifida, 2n =  .....x =  ...... F) T. sidoides subsp.  integrifolia, 2n  =  .....x=  ...... G)  T.  opifera,  2n  =  .....x  =  ......  (Extraído de  Solís Neffa &  Fernández 2000).  2) Analice las microfotografías y los histogramas de citometría de flujo de la siguiente 

figura e indique: a‐ Número básico de la especie. b‐ Nivel de ploidía de las tres poblaciones. c‐ Fase de la meiosis en la que se encuentran las células. 

66

d‐ Configuraciones meióticas observadas en las microfotografías c y e.  

  Figura 17‐ Cromosomas meióticos e histogramas de citometría de flujo de poblaciones diploides y poliploides de Turnera sidoides subsp. carnea (Extraído de Kovalsky & Solís Neffa & Fernández 2012).  3) En  los preparados que  le proveerá  la cátedra, analice el comportamiento meiótico de los taxones observando no menos de 30 células en diacinesis o metafase I. A partir de las observaciones realizadas deberá realizar las siguientes actividades:  a‐ Observe si se encuentra multivalentes. En caso positivo indique la cantidad. b‐  Determine  qué  tipo  de  poliploide  es  la  especie  en  estudio.  Fundamente  su respuesta. c‐ Establezca cuál es el número básico y estime el nivel de ploidía de la especie. d‐  En base  a  las observaciones  anteriores establezca  la  formula  genómica de esta especie. e‐ Determine  la  frecuencia  de  cromosomas  rezagados  en  Anafase  I  (contando  no menos de 100 células). 

4) Estime la viabilidad de un diploide y de diferentes poliploides. Para ello, observe los preparados  al  microscopio  (40×)  y  contabilice  los  granos  fértiles  (totalmente coloreados) y los estériles. Es necesario, como término medio, efectuar un recuento de 

67

al menos  300  granos  de  polen  en  total.  Luego,  compare  los  valores  observados  en autopoliploides, alopoliploides y poliploides impares respecto del diploide.  

Especie  Nivel de ploidía 

Tipo de poliploide

Granos fértiles 

Granos estériles 

% de granos fértiles 

                                            

 5) Estime la frecuencia esperada de polen x, 2x y 4x a partir de los porcentajes de tríadas, díadas y mónadas observadas, considerando que las tétradas forman cuatro gametos n, las díadas dos gametos 2n, las tríadas dos gametos n y uno 2n, mientras que las mónadas originan gametos 4n.  

Polen esperado Población  Nº de esporadas 

Tétradas   Tríadas  Díadas  Mónadas x  2x  4x 

S215  2663  2645  6  0  2       

S156  5446  5436  1  1  0       

S159  1066  1052  0  3  0       

S224  3348  3106  4  2  1       

S182  3245  3103  1  0  0       

S187  4793  4651  13  2  1       

  6792  6464  18  0  0       

S188  2935  2930  5  0  0       

S212  6415  6141  6  2  1       

  

Bibliografía 

Gardner, E.J., M.J. Simmons & D.P. Snustad. 1998. Principios de Genética. 4ª. ed. Ed. Limusa Wiley. México. 

Griffiths  A.J.F.,  J.H.  Miller,  D.T.  Suzuki,  R.C.  Lewontin  &  W.M.  Gerbart.  1996.  An Introduction to Genetic Analysis. 6º edición. Ed. Freeman & Co., New York. 

Kovalsky,  I.E. &  V.G.  Solís  Neffa.  2012.  Evidence  of  2n microspore  production  in  a natural diploid population of Turnera sidoides subsp. carnea and its relevance in the evolution of  the T. sidoides  (Turneraceae) autopolyploid complex.  Journal of Plant Research. DOI 10.1007/s10265‐012‐0493‐7. 

Solís Neffa, V.G. & A. Fernández. Chromosome studies in Turnera (Turneraceae). 2000. Genetics and Molecular Biology 23 (4): 925‐930. 

68

Trabajo Práctico Nº 11 

MUTACIONES GÉNICAS O PUNTUALES   

Las mutaciones génicas o puntuales, son cambios que se producen a nivel de un gen, como puede ser la sustitución de una base, un error en la reparación del ADN o un daño causado por agentes mutágenos. 

  

Tipos de mutaciones génicas  

I Sustituciones (sustitución de una base nucleotídica por otra).  A‐ Transiciones 1. Sustitución de una purina por otra purina                                             A                   G 2. Sustitución de una pirimidina por otra pirimidina                                             C                     T       

B‐ Transversiones (sustitución de una purina por una pirimidina o viceversa)                                              A, G                     C, T  II Inserción / deleción 

 Objetivos 

• Asimilar el significado del término mutación • Reconocer los tipos de mutaciones posibles y el nivel a los que pueden ocurrir • Comprender la importancia evolutiva de las mutaciones  Materiales 

Calculadora científica.   Elementos de dibujo (hojas blancas, lápiz negro, goma, etc.) 

 Actividades 

1) Resuelva  los problemas teóricos. Los problemas resueltos,  incluyendo el desarrollo de los mismos, deberán ser entregados al finalizar el trabajo práctico.  Bibliografía 

Gardner, E.J., M.J. Simmons & D.P. Snustad. 1998. Principios de Genética. 4ª. ed. Ed. Limusa Wiley. México. 

Griffiths  A.J.F.,  J.H.  Miller,  D.T.  Suzuki,  R.C.  Lewontin  &  W.M.  Gerbart.  1996.  An Introduction to Genetic Analysis. 6º edición. Ed. Freeman & Co., New York. 

Lacadena, J.R. 1981. Genética. 3º edición. Ed. AGESA. Madrid. Sanchez‐Monge, E. & N. Jouve. 1989. Genética. Ed. Omega. Barcelona. Strickberger, M.W. 1988. Genética. 3º edición. Ed. Omega, Barcelona.  

69

Trabajo Práctico N° 12 

ANALISIS GENÉTICO MOLECULAR 

 Secuenciación  del  ADN.  El  término  secuencia  designa  la  composición  de 

nucleótidos de un  trozo de ADN o  la de aminoácidos de una proteína. Ese  trozo de ADN puede corresponder a un gen, un genoma, o a una parte de ellos. Secuenciar es determinar  la estructura de una  secuencia de ADN, es decir, el  tipo  y orden de  sus nucleótidos. 

El método Sanger (Figura 18) es, actualmente, el método de secuenciación más usado en los laboratorios. Este método se basa en la replicación. El fragmento que se va a secuenciar se usa como molde para  la síntesis de una serie de nuevas moléculas de ADN. Durante el proceso,  la  replicación a veces  (pero no  siempre)  se  interrumpe cuando se encuentra una base específica, por  lo que se generan cadenas de ADN de diferentes longitudes, cada una de las cuales termina en la misma base. En el método Sanger,  las  reacciones  se  realizan  en  presencia  de  un  nucleótido  especial,  llamado didesoxirribonucleósido  fosfato  (ddNTP)  o  dideoxinucleótido.  Éstas,  son moléculas similares a los nucleótidos normales, pero carecen del grupo 3’‐OH, lo que impide que otros nucleótidos se unan a él, deteniendo la replicación del ADN. 

Las reacciones para secuenciar el ADN son similares a cualquier reacción de PCR (Polimerasa  Chain  Reaction).  Las  copias  del  ADN muestra  se  aíslan  y  se  colocan  en cuatro partes diferentes.  La mezcla  incluye una muestra de ADN, nucleótidos  libres, una enzima (generalmente una variante de la Taq polimerasa) y un primer ‐o cebador‐ (una pieza pequeña –de 20 a 30 nucleótidos‐ de ADN de una sola hebra) que sea capaz de hibridar con una de  las hebras de  la muestra de ADN, y una péquela cantidad de unos de los cuatro tipos de dideoxinucleótido (cada uno de los cuatro tubos recibe un ddNTP diferente). Dentro de cada uno de los tubos, la ADN polimerasa sintetiza ADN. Si consideramos la reacción en uno de ellos; por ejemplo, al replicar hebras de ADN en presencia de dideoxi‐T, la mayor parte de las veces cuando se necesite una 'T' para la nueva  hebra,  la  enzima  encontrará  una  T  correcta,  y  la  replicación  continuará añadiendo más nucleótidos. Sin embargo, un porcentaje de las veces (proporcional a la cantidad  de  dideoxi‐T  que  se  haya  incluido)  la  enzima  colocará  un  ddTTP  y  el crecimiento de  la hebra  se detendrá. En  los  tubos  restantes  tienen  lugar  reacciones similares, pero la síntesis se interrumpe en nucleótidos con una base diferente en cada uno  de  ellos.  Una  vez  finalizada  la  reacción  de  polimerización,  todo  el  ADN  se desnaturaliza,  y  los  productos  de  cada  simple  de  cada  reacción  se  separan  por electroforesis en gel. Los contenidos de cada uno de los cuatro tubos se separan uno al lado del otro en un gel de poliacrilamida, de modo que pueden distinguirse las cadenas de ADN que difieren en un solo nucleótido. Luego de la electroforesis, sus ubicaciones, y por  lo  tanto  sus  tamaños,  se  revelan mediante una autorradiografía.  La  secuencia puede  ser  leída directamente de  las bandas que aparecen en  la autorradiografía del gel,  comenzando  por  la  parte  inferior.  Debe  tenerse  en  cuenta  que  la  secuencia obtenida es complemento de la cadena molde original.  

70

 Figura 18. Método Sanger (o dideoxi) de secuenciación del ADN (Extraído de Pierce, 

2010).    Durante muchos  años,  la  secuenciación  de ADN  se  hizo  a mano,  y  resultaba difícil y costosa. En la actualidad se la realiza con máquinas automatizadas que utilizan marcas fluorescentes y escáneres con láser para secuenciar cientos de pares de bases en unas pocas horas. En ellas  también  se utiliza  la  reacción dideoxi, pero  los ddNTP usados se marcan con un pigmento  fluorescente, y se utiliza un color diferente para cada  tipo de dideoxinucleótido. En este caso,  las cuatro  reacciones de secuenciación pueden  realizarse  en  el  mismo  tubo,  y  colocarse  en  la  misma  calle  para  la electroforesis. La  información obtenida en  la  reacción de  secuenciación  se  introduce en un ordenador para su interpretación, y los resultados se imprimen como una serie de picos en un gráfico denominado cromatograma (Figura 19).  

71

  

Figura 19. Cromatograma que representa una secuencia de ADN. Los diferentes nucleótidos en la secuencia se representan con picos de diferentes colores. 

 Bioinformática.  Ya  se han determinado  vastas  cantidades de  secuencias de DNA;  la velocidad  de  caracterización  de  nuevas  secuencias  está  en  continuo  incremento. Catalogar,  almacenar,  buscar  y  analizar  este  enorme  conjunto  de  datos  son  los principales desafíos de  la Genética moderna.  La Bioinformática es un nuevo  campo que reúne a la Biología Molecular y la ciencia de la computación, y que se centra en el desarrollo de bases de datos, algoritmos de búsqueda en ordenadores, programas de predicción  de  genes  y  otras  herramientas  analíticas  que  se  usan  para  entender  los datos de secuencias del ADN, el ARN, y  las proteínas. Las principales bases de datos son el GenBank de los Institutos Nacionales para la Salud (National Institutes of Health, NIH)  en  Bethesda,  Maryland,  y  el  EMBL  Sequence  Data  Base,  del  Laboratorio  de Biología  Molecular  Europeo,  en  Heidelberg.  Estas  bases  de  datos  intercambian continuamente  las  secuencias  recién  informadas  y  las  ponen  a  disposición  de investigadores especializados en biología celular molecular de todo el mundo, a través de  Internet.  Las  secuencias  recién  obtenidas  se  pueden  comparar  con  otras determinadas con anterioridad, para buscar similitudes:  las secuencias homólogas. Se traducen  regiones  codificadoras  de  proteínas  a  secuencias  de  aminoácidos,  que también  se  comparan. Debido  a  la  degeneración  del  código  genético,  las  proteínas relacionadas a menudo exhiben mayor homología que los genes que las codifican. Las bases de datos de secuencias parciales de cDNA (base de datos EST) son de particular utilidad en el diseño de sondas para la búsqueda de las bibliotecas.  Bases de datos de bioinformática Nombre  Descripción   URL Gen Bank  Información sobre la secuencia de 

ADN primaria mantenida por los Institutos Nacionales de Salud de los Estados Unidos 

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/Genbank/ 

EMBL‐Bank  Información sobre la secuencia de ADN primaria mantenida por investigadores europeos 

http://www.ebi.ac.uk/embl/ 

dbEST  Base de datos de EST de muchos organismos 

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/dbEST/ 

MMDB  Base de datos de modelos moleculares con estructuras tridimensionales macromoleculares 

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/Structure/MMDB/mmdb.shtml 

72

de proteínas y nucleótidos FlyBase  Información genética diversa sobre 

Drosophila melanogaster http://flybase.bio.indiana.edu/ 

UniProt  Datos de secuencias y otra información sobre proteínas de distintos organismos 

http://www.ebi.ac.uk/uniprot/ 

 Objetivos 

• Introducir  al  alumno  en  el  conocimiento  y manejo  de  las  bases  de  datos  de secuencias de ADN y proteínas. 

 Actividades  1) Realice la búsqueda de secuencias de ADN propuestas por el profesor. 2) Dada una  secuencia de ADN  anónima, determine el  tipo de  secuencia de que  se trata mediante rastreo de una base de datos. 3)  Dada  una  secuencia  problema  de  aminoácidos,  busque  al menos  tres  proteínas diferentes que presenten similitud (homología) con ella.  Bibliografía Lodish, H., Berk, A., Lawrence Zipurski, S., Matsudaira, P., Baltimore, D. y Darnell, J. E. 

2005.  Biología  Celular  y Molecular. 5º  edición.  Editorial médica  Panamericana S.A., Buenos Aires. 

Pierce,  B.A.  2010.  Genética:  Un  enfoque  conceptual.  3ª  edición.  Ed.  médica Panamericana S.A. Madrid. 

 

 

73

Trabajo Práctico Nº 13 

GENÉTICA HUMANA  

El  cariotipo  es  el  complemento  cromosómico particular de un  individuo  y  se define por el número y morfología de  los cromosomas en  la metafase mitótica. En  la especie humana la dotación cromosómica es de 2n = 46 (22 pares de autosomas y un par de cromosomas sexuales). Utilizando técnicas de tinción estándar los cromosomas aparecen  uniformemente  teñidos  en metafase  y  se  clasifican  en  7  grupos  según  su longitud  relativa  y  a  la  posición  del  centrómero  que  define  su  morfología.  Los autosomas  se  numeran  del  1  al  22  ordenados  por  tamaños  decrecientes  y  por  la posición del centrómero. Los cromosomas  sexuales X e Y constituyen un par aparte, independientemente del resto. De esta forma el cariotipo humano queda constituido así:  

Grupo  Pares cromosómicos  Características A  1, 2 y 3  Cr. muy grandes casi metacéntricos (1 y 

3  metacéntricos,  pero  2 submetacéntrico) 

B  4 y 5  Cr. grandes y submetacéntricos, con dos brazos muy diferentes en tamaño 

C  6, 7, 8, 9, 10, 11 y 12  Cr. medianos submetacéntricos D  13, 14 y 15  Cr. medianos acrocéntricos con satélites E  16, 17 y 18  Cr.  pequeños,  metacéntrico  el  16  y 

submetacéntricos 17, 18 F  19 y 20  Cr. pequeños y metacéntricos G  21 y 22  Cr.  pequeños  y  acrocéntricos,  con 

satélites. X, Y    El cr. X es parecido al 6. El Y, al grupo G, 

pero sin satélites.  

Sin  embargo,  para  identificar  inequívocamente  cada  par  de  cromosomas  es necesario utilizar diferentes  técnicas de bandeo cromosómico. Los distintos patrones de  bandas  que  se  encuentran  son  constantes  y  específicos  de  cada  técnica  y determinan  la  distribución  de  regiones  cromosómicas  que  se  revelan  positiva  o negativamente según el método utilizado. 

74

 Figura 20 – Cariotipos humanos normales femenino y masculino.

 

Cromosomopatías 

Las  enfermedades  producidas  por  las  alteraciones  del  número,  la  estructura interna  o  la  disposición  de  las  partes  de  los  cromosomas  se  conocen  como cromosomopatías.  Éstas  se  expresan  como  alteraciones  fenotípicas  múltiples  y  de acentuada  gravedad,  dado  que  cada  una  de  ellas  involucra  bloques  de millares  de genes. 

Hay dos tipos fundamentales de cromosomopatías: 

‐  Variaciones  cromosómicas  estructurales:  afectan  a  la  estructura  del cromosoma en cuanto a la ordenación lineal de los genes. Aquí se incluyen deleciones, duplicaciones, inversiones y translocaciones. 

‐  Variaciones  cromosómicas  numéricas:  afectan  al  número  de  cromosomas. Incluyen  la  poliploidía  (triploidía;  tetraploidía)  y  los  diversos  tipos  de  aneuploidía (trisomías: 2n+1; monosomías: 2n‐1). 

75

Las alteraciones cromosómicas más frecuentes en humanos son: 

  Anomalías autosómicas:  Síndrome  de  Down,  por  trisomía  del  cromosoma  21,  translocación  21/21  o translocación 14/21. Síndrome de Patau, por trisomía del par 13.  Síndrome de Edwards, por trisomía del par 18.  Síndrome Cri du Chat, por deleción parcial del brazo corto del cromosoma 5 (5p).  Síndrome  de  DiGeorge,    por  deleción  parcial  del  brazo  largo  del  cromosoma  22 (22q11). Cromosoma Filadelfia, formado por una translocación entre los cromosomas 9 y 22.    Anomalías de los cromosomas sexuales:  Síndrome de Klinefelter, por una constitución XXY, XXXY, XXXXY.  Síndrome XYY, cromosoma Y extra en varones.  Síndrome de Turner, constitución X0.  Síndrome XXX, cromosoma X extra en mujeres.    Actualmente  se  ha  llegado  a  profundizar  bastante  en  el  conocimiento  del cariotipo humano y se sabe que es relativamente frecuente la aparición de anomalías cromosómicas. Las cromosomopatías se observan en el 0,5 a 1% de los recién nacidos vivos, y se encuentran en el 6% de los niños que mueren en la época perinatal y en el 39% de los abortos espontáneos.   Estas  alteraciones no  sólo pueden producir  anomalías  en  el propio  individuo sino que, por tratarse de anomalías genéticas, pueden transmitirse a  la descendencia en el  caso de afectar a  las  células germinales.  La detección anticipada de anomalías cromosómicas  permite  dictaminar  las  posibilidades  de  que  la  descendencia  de  una pareja portadora de una de ellas pueda presentarla o no. Para ello es preciso conocer el  cariotipo  de  cada  progenitor,  lo  que  permite  emitir  un  diagnóstico  de  su  posible descendencia, con lo que el individuo será consciente de sus posibilidades.  El  estudio  del  cariotipo  tiene  también  su  aplicación  en  el  diagnóstico  prenatal.  Es posible  determinar  la  constitución  cromosómica  del  feto  antes  de  su  nacimiento pudiendo así observarse si presenta alguna anomalía cromosómica detectable.  Nomenclatura.  Se  ha  establecido  un  “Sistema  Internacional  de  Nomenclatura  para Citogenética Humana”  (SINCH =  ISCN en  inglés) por medio del cual  la descripción del cariotipo normal y anormal está estandarizada. Este Sistema de Nomenclatura se creó a partir de la necesidad de categorizar los casos normales y anormales y de lograr una comunicación  común  entre  investigadores,  médicos,  citogenetistas  y  demás profesionales relacionados con el área. El comité de soporte del ISCN recomienda que este sistema de nomenclatura sea usado en otras especies.  Abreviaturas   ace    Fragmento acéntrico Del    Deleción der    Cromosoma derivativo Dic    Dicéntrico 

76

Dup  Duplicación  Fra    Sitio Frágil i    Isocromosoma Ins    Inserción Inv    Inversión o Invertido mar    Cromosoma marcador p    Brazo corto q    Brazo largo qr    Cuadriradial r    Cromosoma en anillo Trc    Tricéntrico t    Translocación tr    Triradial SIMBOLOS ;    Separa cromosomas alterados y puntos de rompimiento en  

rearreglos estructurales involucrando más de un cromosoma  

(   )    Rodea cromosomas alterados estructuralmente y rompimientos +    Ganancia ‐  Pérdida de material :  :    Se rompió y se reunió /  Separa líneas celulares en la descripción del mosaico →  Desde hasta    

Estudio genealógico en genetica humana. En los seres humanos, los rasgos con un patrón sencillo de herencia a veces se pueden  localizar con  la suficiente exactitud como para justificar predicciones respecto a su probabilidad de ocurrencia en futuros descendientes  cuando  se  casan  individuos  emparentados  o  con  un  historial  familiar relacionado con dichos rasgos. Al hacer un análisis de este tipo, el primer paso consiste en  determinar  si  el  rasgo  en  cuestión  se  comporta  como  dominante  o  recesivo. Aunque  la mayor  parte  de  las  características  humanas  son  afectadas  por  muchos genes, algunos han sido  identificados como dominantes o recesivos en ciertos grupos familiares. 

Los genes recesivos son difíciles de localizar debido a que sus alelos dominantes los mantienen ocultos generación tras generación. Sus portadores en la población, por lo general, no se pueden identificar hasta que se manifiesten los genes recesivos. Unos caracteres dependientes de genes recesivos aparecen repentinamente en familias que no  los habían presentado antes. Los genes recesivos se expresan con más  frecuencia en  familias en que el padre y  la madre están estrechamente emparentados entre  sí que  con  la  población  en  general,  ya  que  la  probabilidad  de  presencia  de  genes similares es mayor cuando los progenitores son descendientes de un ancestro común. 

Ante la ausencia de datos que indiquen cuáles individuos son los portadores, el genetista puede recurrir a la probabilidad como el mejor instrumento disponible para determinar la posibilidad de que se vaya a manifestar un determinado gen recesivo en una familia dada. Cuando un rasgo nunca se manifestó en una familia, se puede usar como base de probabilidad una estimación de  la frecuencia del gen que  lo determina en la población en general. Si el mismo rasgo ya se manifestó en la familia, es posible 

77

hacer  cálculos  más  precisos  de  probabilidad  basándose  en  la  historia  familiar registrada en un árbol genealógico. 

  I                 1    2        3    4   II    1  2  3  4  5  6    7  8  9      III            1  2  3  4  5   

En la genealogía se indica el orden de las generaciones con números romanos. La primera generación (I) corresponde a la primera persona de la que se posean datos, por ejemplo  la de  los abuelos del alumno;  la  segunda  (II) correspondería a  la de  los padres y tíos, y la tercera (III), a la generación del alumno. 

Los  varones  se  representan  con  cuadrados,  las mujeres  con  círculos,  y  por rombos los individuos de los que no se conocen los datos (II.9). Las parejas se unen por una línea horizontal. Los descendientes se disponen bajo una línea horizontal desde la que parte una  línea vertical por  individuo, excepto en el caso de mellizos (III.4 y 5) o gemelos  fraternos  (II.4  y 5), que  se  indican por  líneas  convergentes  (ver  figura).  Los individuos que muestran el fenotipo en estudio se indican rellenando el símbolo. 

 Objetivos 

• Analizar el cariotipo humano • Distinguir  el  cariotipo  normal  de  aquellos  cariotipos  que  reflejan  alteraciones cromosómicas. • Adquirir destreza en la confección y análisis de árboles genealógicos • Conocer la transmisión de algunos caracteres sencillos y de fácil observación.  

 Actividades  1)  Analice  los  siguientes  cariotipos,  determine  a  qué  tipo  de  cromosomopatía corresponden y describa sus características. 

 

78

  Patología: Nomenclatura: Descripción de la patología:  

  Patología: Nomenclatura: Descripción de la patología:  

79

  

Patología: Nomenclatura: Descripción de la patología:  

  Patología: Nomenclatura: Descripción de la patología: 

80

2) Conteste el siguiente cuestionario: a.‐ ¿Qué características permiten diferenciar, en general, unos cromosomas de otros?  

b.‐ ¿Qué células del organismo llevan el cariotipo diploide completo?  

c.‐ ¿Qué mecanismos cromosómicos producen anomalías en el cariotipo humano? 

d.‐ ¿Se manifiestan siempre las alteraciones cromosómicas en el fenotipo del individuo que las transmite? Justificar. 

 3) Reconozca las variaciones fenotípicas para cada uno de los caracteres monogénicos que se describen a continuación, deduciendo su genotipo en cada caso. Los datos se tomarán en una hoja como  la que se  indica. Se utilizará una hoja de datos para cada persona. 

a‐  Disposición  del  lóbulo  de  la  oreja.  Lóbulo  separado  de  la  mejilla  o  pegado lateralmente a la mejilla. 

b‐ Línea  frontal del pelo. Puede ser continua o  tener un saliente  frontal en el centro denominado  "pico  de  viuda".  Obviamente  las  personas  calvas  no  se  pueden contabilizar. 

c‐ Capacidad de enrollar la lengua. Ser o no capaces de enrollar la lengua en forma de U fuera de la boca. 

d‐ Hiperextensibilidad del dedo pulgar.  Capacidad o incapacidad de doblar hacia atrás la última falange del pulgar en un ángulo de casi 90º respecto a la anterior ("dedo del autoestopista").  Esta  capacidad  puede manifestarse  sólo  en  una  de  las manos,  y  la expresividad del rasgo es variable. 

e‐ Dedo meñique doblado. El meñique puede estar recto, o bien con la última falange doblada hacia el dedo anular. Se colocan ambas manos relajadas sobre una mesa y se observa si los dedos están paralelos o si los meñiques se doblan hacia dentro. 

f‐ Longitud relativa del dedo  índice. Dedo  índice más o menos  largo que el anular. Se realiza  la observación como en el caso anterior. Se trata de un carácter de expresión influenciada por el sexo. 

g‐ Hoyuelos faciales a ambos lados de la boca. Presencia o ausencia de hoyuelos en las mejillas. 

h‐ Presencia de pelo en las segundas falanges de los dedos. Aunque sólo haya algo de pelo en alguna de las diez falanges, se considera como fenotipo positivo. 

i‐ Dedo gordo del pie corto. El dedo gordo del pie puede ser más corto o más largo que el índice adyacente. 

 Una vez realizada la observación, proceder de la siguiente manera:   1. Tome los datos del fenotipo propio 

  2. Anote todos los fenotipos en el lugar correspondiente de la hoja de datos. 

  3. Tome  los datos de tantos parientes (padres, hermanos, abuelos, tíos) como sea posible. 

81

  4. Anote los datos de cada persona en una hoja de datos diferente. 

  5. Confeccione el árbol genealógico indicando el fenotipo de cada persona para, al menos, dos de los caracteres analizados. 

  6. Determine si es posible el tipo de herencia de los caracteres analizados. 

  7. En base al tipo de herencia, nombre los alelos adjudicados a cada carácter en la  hoja  de  datos,  usando  una  letra  distinta  para  cada  carácter,  en mayúsculas/minúsculas para dominante/recesivo. 

  8. Por último, indique cuando sea posible los genotipos de todos los miembros para cada carácter. 

 Modelo de hoja de datos   

Parentesco   

Fenotipo     

Lóbulo de la oreja  separado  unido 

Dedo autoestopista  presente  ausente 

Pico de viuda  presente  ausente 

Lengua en U  capaz  incapaz 

Longitud del índice  corto  largo 

Dedo meñique   curvado  recto 

Hoyuelos faciales  presentes  ausentes 

Dedo gordo del pie  corto  largo 

Pelo en 2ª  falanges  presente  ausente 

 

Bibliografía Mueller RF, Young ID, Emery EH (2001) Genética Médica. Ed. Marbán, Madrid España. 

Novitski E (1982) Human Genetics. MacMillan. New York. USA. 

Solari AJ (2004) Genética Humana. Fundamentos y aplicaciones en medicina. 3ª ed. Ed. Medica Panamericana. Buenos Aires, Argentina. 

Thompson JS, Thompson MW (1977) Genética humana. Ed. Salvat, Buenos Aires. 

 

82

Trabajo Práctico Nº 14 

HERENCIA CUANTITATIVA 

 Mendel  en  sus  trabajos  sobre  arvejas  veía  caracteres  perfectamente 

contrastantes (flores rojas o flores blancas, planta alta o enana). No obstante no todas las diferencias entre  los  individuos  y entre  las  variedades o  razas  son de ésta  clase. Existen  caracteres  como  la  estatura  y  el  peso,  y  la  mayoría  de  los  caracteres económicos importantes como ser: producción de frutos, semillas, huevos, cantidad de leche,  carne,  etc.,  que  no  pueden  ser  clasificados  en  clases  perfectamente distinguibles.  Estos  caracteres  reciben  el  nombre  de  cuantitativos.  En  cambio,  a  los caracteres en que si pueden distinguirse clases o categorías se los llama cualitativos. Se llama herencia  cuantitativa o herencia multifactorial,  cuando  varios  juegos de alelos producen efectos más o menos iguales y acumulativos sobre el mismo carácter. 

Por ejemplo en el trigo algunas variedades tienen granos rojos y otras blancos, siendo el rojo dominante sobre el blanco. Cada alelo dominante aporta una parte a la generación  del  color  rojo,  pero  al  haber  tres  pares  de  genes  implicados  existían heterocigotas  que  son  más  rojos  que  otros.  Al  cruzar  un  individuo  homocigota dominante (rojo) por otro homocigota recesivo (blanco) toda la descendencia presenta color rojo claro o rosado. Al cruzar entre sí a estos  individuos, en  la descendencia de obtendrá una proporción de 63 individuos con diferentes tonos de rojos y solamente 1 blanco.  La  distribución  fenotípica  resultante  de  la  segregación  de  los  tres  pares  de genes  se  acerca  bastante  a  la  distribución  normal  esperada  para  los  caracteres cuantitativos.  P:  R1R1R2R2R3R3    x  r1r1r2r2r3r3  F1:      R1r1R2r2R3r3  F2:        1 R3R3    1 R1R1R2R2R3R3  rojo     1 R2R2    2 R3r3    2 R1R1R2R2R3r3         1 r3r3    1 R1R1R2R2r3r3          1 R3R3    2 R1R1R2r2R3R3 1 R1R1    2 R2r2    2 R3r3    4 R1R1R2r2R3r3         1 r3r3    2 R1R1R2r2r3r3          1 R3R3    1 R1R1r2r2R3R3     1 r2r2    2 R3r3     2 R1R1r2r2R3r3         1 r3r3    1 R1R1r2r2r3r3             1 R3R3    2 R1r1R2R2R3R3     1 R2R2    2 R3r3    4 R1r1R2R2R3r3         1 r3r3    2 R1r1R2R2r3r3          1 R3R3    4 R1r1R2r2R3R3 2 R1r1    2 R2r2    2 R3r3    8 R1r1R2r2R3r3    rosado 

83

        1 r3r3    4 R1r1R2r2r3r3         1 R3R3    2 R1r1r2r2R3R3     1 r2r2    2 R3r3    4 R1r1r2r2R3r3         1 r3r3    2 R1r1r2r2r3r3           1 R3R3    1 r1r1R2R2R3R3     1 R2R2    2 R3r3    2 r1r1R2R2R3r3         1 r3r3    1 r1r1R2R2r3r3          1 R3R3    2 r1r1R2r2R3R3 1 r1r1    2 R2r2    2 R3r3    4 r1r1R2r2R3r3         1 r3r3    2 r1r1R2r2r3r3          1 R3R3    1 r1r1r2r2R3R3     1 r2r2    2 R3r3    2 r1r1r2r2R3r3         1 r3r3    1 r1r1r2r2r3r3    blanco   

Cualquiera de los R1, R2 o R3 aportan para producir el tono rojo y su intensidad depende de cuántos de éstos genes se encuentren juntos. Es decir, los efectos de estos genes actúan en forma acumulativa y no existe codominancia.  

La causa de esta distribución es la segregación al azar de los tres pares de genes implicados. Aunque en la distribución de estos tres pares de genes aun existen grados o clases que pueden diferenciarse, las clases se van reduciendo al aumentar el número de genes  implicados en  la determinación del carácter cuantitativo. Debido que en  la determinación de una carácter cuantitativo  intervienen varios pares de genes a estos se  los denomina factores o genes múltiples. A  los factores múltiples se  los denomina también  poligenes.  Los  poligenes  pueden  definirse  como  genes  que  presentan  un efecto  fenotípico  pequeño  sobre  un  carácter  determinado  y  que  pueden complementarse entre sí para producir cambios cuantitativos observables. En muchos casos,  estos  efectos  cuantitativos  son  aditivos,  es  decir  pueden  sumarse  y  dar fenotipos  que  son  la  suma  total  de  los  efectos  positivos  y  negativos  de  los  genes individuales.  

Determinación  del  número  de  genes.  El  número  posible  de  genes  puede estimarse considerando que al aumentar  la cantidad de pares de genes disminuye  la proporción  de  individuos  exactamente  iguales  a  los  progenitores  originales.  Por ejemplo, a partir de un cruzamiento  inicial entre homocigotas para una par de genes (AA x aa), una cuarta parte de la F2 será igual a cada uno de los progenitores originales (1/4  AA,  2/4  Aa,  1/4  aa).  Para  dos  pares  de  genes,  la  proporción  de  la  F2  con  un genotipo paterno desciende a 1/16. Para tres  la proporción es 1/64. Un cruzamiento entre individuos de la F1 heterocigota para n pares de genes dará lugar por lo tanto a 1/4n de descendientes con el genotipo de uno de los progenitores. Así, para 4 pares de genes se esperaría que 1/256 (1/44) individuos de la F2 presentasen el mismo genotipo que uno de los progenitores. 

 

84

Genes  modificadores.  Un  caso  interesante  de  genes  múltiples  se  presenta cuando dichos genes producen su efecto en un carácter cuya aparición depende a su vez de otro gen. Por ejemplo el pelaje manchado de muchos animales se debe a un gen recesivo que podemos designar s, de manera que los individuos de color uniforme son SS o Ss, mientras que  los animales ss son manchados. Sin embargo, el grado del manchado está determinado por genes múltiples, de manera que los individuos varían considerablemente en cuanto a  las manchas, oscilando entre casi sin manchas a muy manchados.  Como  el  carácter  manchado  depende  de  un  solo  gen,  a  los  genes múltiples que lo afectan se los denomina genes modificadores. 

Los genes modificadores actúan cambiando  la magnitud del efecto de un gen principal o mayor. Los genes modificadores tienen un efecto pequeño que determinan el efecto final del gen mayor. Estos no tienen ningún efecto si no está presente el gen principal. Para el caso anterior,  los genes modificadores que determinan el grado del manchado no tienen ningún efecto en individuos sin manchas.   Objetivos 

• Interpretar la forma de transmisión de los caracteres cuantitativos. • Resolver problemas sobre caracteres determinados en forma cuantitativa. • Comprender la utilidad del conocimiento de la herencia cuantitativa.  Materiales 

Calculadora  Lápiz negro y goma  Hojas blancas 

 Actividades 

1) Resuelva  los problemas teóricos. Los problemas resueltos,  incluyendo el desarrollo de los mismos, deberán ser entregados al finalizar el trabajo práctico.  Bibliografía 

Gardner, E.J., M.J. Simmons & D.P. Snustad. 1998. Principios de Genética. 4ª. ed. Ed. Limusa Wiley. México. 

Lacadena, J.R. 1981. Genética. 3º edición. Ed. AGESA. Madrid. Sanchez‐Monge, E. 1974. Fitogenética, Mejora de plantas. Ed. INIA. Madrid. Sanchez‐Monge, E. & N. Jouve. 1989. Genética. Ed. Omega. Barcelona. Sinnott, E.W., Dunn,  L.C.  y Dobzhansky, T. 1961. Principios de Genética. Ed. Omega. 

Barcelona. Strickberger, M.W. 1988. Genética. 3º edición. Ed. Omega, Barcelona.      

85

Trabajo Práctico Nº 15 

GENÉTICA DE POBLACIONES  

La Genética de Poblaciones es  la rama de  la Genética que estudia  la dotación genética  de  los  grupos  de  individuos  y  cómo  cambia  con  el  tiempo  la  composición genética de un grupo. Los genetistas poblacionales generalmente enfocan su atención en  una  población mendeliana,  que  es  un  grupo  de  individuos  que  se  cruzan  entre ellos, que se reproducen sexualmente, y que poseen un conjunto de genes comunes, el conjunto  génico.   Una  población  evoluciona  a  través  de  cambios  en  este  conjunto génico; por lo tanto, la Genética de Poblaciones es también un estudio de la evolución. Los genetistas poblacionales estudian  la variación de  los alelos dentro de un grupo y entre grupos, y las fuerzas evolutivas responsables de formar los patrones de variación genética que se encuentran en la naturaleza. 

La  composición  genética  de  una  población  puede  describirse  a  partir  de  sus frecuencias genotípicas y génicas. La ley de Hardy‐Weinberg describe los efectos de la reproducción y de las leyes de Mendel sobre las frecuencias génica y genotípica de una población. Supone que una población es grande, con apareamiento al azar y  libre de los efectos de mutación, migración y  selección natural. Cuando estas condiciones  se cumplen,  las  frecuencias  génicas  no  cambian  y  las  frecuencias  genotípicas  se estabilizan después de una generación de apareamiento al azar en las proporciones de equilibrio de Hardy‐Weinberg p2, 2pq y q2, donde p y q son la frecuencia de los genes. 

Si consideramos por ejemplo el grupo sanguíneo MN, hay un total de 200 genes en una población de 100 individuos. Si en la población hay 50 individuos MM, 20 MN y 30 NN, la frecuencia del gen M será: 100 (50x2) + 20: 120/200 o 0,6 y la frecuencia del gen N será: 20 + 60 (30x2): 80/200 o 0,4. Designamos como p a la frecuencia del gen M y q a la frecuencia del gen N, de manera que siempre p + q = 1. De acuerdo a la ley de Hardy‐Weinberg, las frecuencias genotípicas en equilibrio estarán dadas por: 

 

p2(MM) + 2pq(Mn) + q2(nn) = 1   Si  la  frecuencia de p  (M)  es  0,6  y  la de q  (N)  es  0,4,  las  frecuencias  genotípicas  en equilibrio serán:   

p2 (MM)= (0,6)2 = 0,36 2pq (MN)= 2 . (06) . (0,4) = 0,48 

q2 (NN) = (0,4)2 = 0,16  Objetivos 

• Calcular las frecuencias génicas y genotípicas de una población  • Comprender el principio o ley de Hardy‐Weinberg y sus aplicaciones  • Estimar las frecuencias genotípicas de equilibrio de una población  Materiales  

Calculadora científica 

86

Lápiz negro, goma, etc.  Actividades 

1) Resolver  los problemas  teóricos utilizando  los métodos descriptos anteriormente. Los  problemas  resueltos,  incluyendo  el  desarrollo  de  los  mismos,  deberán  ser entregados al finalizar el trabajo práctico.  Bibliografía 

Gardner, E.J., M.J. Simmons & D.P. Snustad. 1998. Principios de Genética. 4ª. ed. Ed. Limusa Wiley. México. 

Griffiths  A.J.F.,  J.H.  Miller,  D.T.  Suzuki,  R.C.  Lewontin  &  W.M.  Gerbart.  1996.  An Introduction to Genetic Analysis. 6º edición. Ed. Freeman & Co., New York. 

Lacadena, J.R. 1981. Genética. 3º edición. Ed. AGESA. Madrid. Pierce,  B.A.  2010.  Genética:  Un  enfoque  conceptual.  3ª  edición.  Ed.  médica 

Panamericana S.A. Madrid. Sanchez‐Monge, E. 1974. Fitogenética, Mejora de plantas. Ed. INIA. Madrid. Sanchez‐Monge, E. & N. Jouve. 1989. Genética. Ed. Omega. Barcelona. Sinnott, E.W., Dunn, L.C. & T. Dobzhansky. 1970. Principios de Genética. 4º edición. Ed. 

Omega. Barcelona. Srb, A.M., Owen, R. D. & R. S. Edgar. 1978. Genética General. 4º edición. Ed. Omega. 

Barcelona. Strickberger, M.W. 1988. Genética. 3º edición. Ed. Omega, Barcelona.  

87

Trabajo Práctico Nº 16 

ANÁLISIS FILOGENÉTICO  

Las  relaciones  evolutivas  entre  un  grupo  de  organismos  se  denominan filogenia. Dado que  la mayor parte de  la evolución se produce a  lo  largo de períodos de  tiempo  prolongados  y  no  es  pasible  de  observación  directa,  los  biólogos  deben reconstruir  las  filogenias mediante  la  inferencia de  las relaciones evolutivas entre  los organismos presentes en la actualidad. 

La filogenia molecular consiste en el estudio de  las relaciones evolutivas entre organismos a partir de datos moleculares ordenados en un alineamiento múltiple de secuencias de ADN o de proteínas. 

En el análisis filogenético, el objetivo es la construcción de un árbol filogenético (Figura  1)  que  ilustre  la  historia  evolutiva  de  un  grupo  de  especies.  Un  árbol filogenético es un gráfico compuesto de nodos y ramas en el que una rama conecta dos nodos adyacentes. Los nodos  representan a  las especies y  las  ramas definen  las relaciones entre esas especies en términos de descendencia y ascendencia. El patrón de  ramificación  se  denomina  topología  del  árbol.  Hay  que  distinguir  entre  nodos terminales  y  nodos  internos.  Estos  últimos  representan  a  especies  ancestrales hipotéticas mientras que los nodos terminales representan a especies existentes en la actualidad.  Las especies que están  conectadas por  ramas a un mismo nodo  interno, comparte  ese  nodo  ancestral.  Las  ramas  que  conectan  nodos  externos  con  nodos internos  se denominan  ramas externas o  terminales mientras que  las que conectan nodos  internos son  ramas  internas. Las  relaciones  filogenéticas entre  las especies se espera que sean ramificadas, como en un árbol dicotómico, formado por bifurcaciones que representan la evolución de un linaje y se unen a otros linajes mediante nodos. En los casos en que surjan más de dos ramas (linajes) de un nodo, se habla de politomía (en oposición a la dicotomía). 

             

Figura 20. Componentes de un árbol filogenético (Modificado de Gallardo, 2011) 

 Un  clado  natural  o  grupo  monofilético  consiste  en  un  grupo  de  táxones 

(especies,  géneros,  familias,  etc.)  que  derivan  de  un  ancestral  común  que  no  es compartido  con  ningún  otro  táxon  fuera  del  grupo.  Se  espera  que  un  grupo taxonómico sea monofilético. Sin embargo, algunos grupos taxonómicos establecidos 

88

actualmente pueden  ser no monofiléticos:  la  filogenia molecular ha demostrado, en algunos  casos, que un  grupo  taxonómico  tiene un  ancestral  común  compartido  con otros táxones  (grupo parafilético); un grupo polifilético está  formado por dos  linajes que  han  adquirido  un mismo  carácter  por  convergencia  evolutiva  (los  organismos clasificados  en  un  mismo  grupo  polifilético  comparten  homoplasias  fenotípicas). (Figura 2) 

          Figura 21. Árbol filogenético parcial de los vertebrados. Los reptiles no forman 

un clado monofilético debido a que los cocodrilos y las aves comparten un ancestro común más reciente que el resto de los reptiles (tortugas y serpientes). Adhiriendo al principio de monofilia, los reptiles deberían incluir a todos los linajes que descienden de un ancestro común. Como las aves no son incluidas en esta clasificación, los reptiles no constituyen un clado natural sino un grupo parafilético (Modificado de Gallardo, 

2011).  

 Un árbol puede  ser un árbol  con  raíz  cuando existe un nodo,  la  raíz, que de 

forma  inequívoca  es  el  ancestral  común  más  reciente  de  todas  las  especies comparadas.  Un  árbol  sin  raíz  es  un  árbol  que  sólo  especifica  las  relaciones  de parentesco entre  las especies comparadas  sin describir  los pasos evolutivos que han conducido desde un ancestral común a dichas especies. 

Para un grupo determinado de especies existen diferentes árboles posibles y el número de estos  se  incrementa en  relación al número de especies  comparadas.  Sin embargo,  sólo  uno  de  esos  árboles  es  el  árbol  correcto  que,  dependiendo  de  la precisión de nuestros datos y de nuestros análisis, puede coincidir o no con el árbol inferido en nuestra reconstrucción filogenética. 

En cualquier caso, siempre tenemos que tener presente que en nuestro análisis lo que comparamos son secuencias homólogas de ADN obtenidas de cada una de  las especies que estamos estudiando. Por tanto, para obtener un árbol de especies lo más preciso posible, es más correcto analizar la historia de diferentes genes y secuencias no génicas. La tasa de cambio de  las secuencias comparadas es algo que debemos tener muy en cuenta a  la hora de elegir qué tipo de secuencias vamos a utilizar en nuestro análisis  filogenético.  Así,  si  el  grupo  a  comparar  está  formado  por  especies  muy próximas  filogenéticamente,  se  requiere  una  secuencia  que  evolucione  más rápidamente  y haya  acumulado  suficientes  cambios en el proceso de diversificación del grupo comparado. Suele ser útil el uso de secuencias génicas de ADN mitocondrial que  tienen  una  tasa  de  evolución más  rápida  que  las  secuencias  de  ADN  nuclear. Cuando  la  comparación  es  entre  especies  de  grupos  taxonómicos  alejados,  por  el 

89

contrario, las secuencias no génicas pueden ser muy dispares y ser poco aconsejables para el análisis filogenético. En este caso, es más conveniente el uso de secuencias más conservadas. Métodos  de  reconstrucción  filogenética.  La mayoría  de  los métodos  de  inferencia filogenética definen un  criterio de optimización determinado que persigue  elegir  el mejor árbol de entre todos los posibles que podrían explicar los datos de partida. Este criterio da diferentes  valores  a  cada  árbol posible.  Este  valor  es  el que  se usa para comparar los diferentes árboles. Existen diferentes algoritmos que permiten computar dichos valores e identificar el mejor árbol de acuerdo al criterio de optimización. 

En  la  actualidad  disponemos  de  los  siguientes  métodos  de  inferencia filogenética: a) métodos basados en matrices de distancias genéticas; b) método de máxima parsimonia; c) método de máxima verosimilitud; d) método bayesiano.  Métodos basados en matrices de distancias. Convierten  los caracteres en una matriz de distancia que representa la divergencia evolutiva entre pares de especies. Para ello se estiman las diferencias entre cada par de secuencias del alineamiento. La forma más simple  de  calcular  la  distancia  genética  es  calculando  el  número  de  diferencias  (p) entre  las secuencias. Se han desarrollo un número amplio de métodos de cálculo de distancias  corregidas  basados  en  modelos  probabilísticos.  Los  cálculos  de  dichas distancias son valores corregidos de p según dichos modelos. Cada modelo asume un patrón evolutivo diferente con respecto a composición nucleotídica y tasas de cambio para  cada  tipo  de  substitución  nucleotídica,  para  cada  posición  nucleotídica  y  para cada linaje. Una matriz de distancias típica tiene esta apariencia:  

Especie A  B  C B  dAB ‐  ‐ C  dAC  dBC  ‐ D  dAD dBD dCD

 Cuando se calculan  las distancias entre un taxón y su ancestro,  la  longitud del 

árbol  es  la  suma  de  la  longitud  de  sus  ramas.  Luego,  el  árbol  se  infiere  usando algoritmos  tales  como  UPGMA  (Unweighted  Pair  Group  Method  with  Arithmetic mean),  el  algoritmo  de  Evolución Mínima,  o  el  algoritmo  del Vecino más  Cercano (Neighbor Joining). Este último es el más popular, y se basa en un algoritmo que trata de buscar el árbol más corto, es decir, aquel que minimiza  la  longitud total del árbol, entendida  ésta  como  la  suma  de  las  longitudes  de  todas  sus  ramas.  Primero  se identifican las dos secuencias que más se parecen (menor distancia genética hay entre ellas).  Es  decir,  de  entre  todos  los  pares  de  secuencias  comparados,  se  identifican aquellas dos secuencias cuya suma de las longitudes de sus ramas es la menor. Ese par de secuencias constituyen el primer par de "vecinos", conectados a través de un nodo interno.  El  siguiente  paso  es  considerar  a  este  par  como  una  sola  secuencia computándose  la  distancia media  aritmética  entre  ellas  y  el  resto  de  secuencias  y construyendo una nueva matriz de distancias. A continuación se elige de nuevo el par de secuencias cuya suma de  las  longitudes de sus ramas es  la menor, procedimiento que se continúa hasta que se identifican todos los nodos internos del árbol.  

90

Método de máxima parsimonia. Mediante este método de optimización, se selecciona el árbol filogenético que tenga el menor número de cambios (= pasos) en el carácter (o caracteres) elegido(s) para explicar  los datos observados. También  supone que  cada sitio mutable lo ha hecho sólo una vez, de modo que la diferencia la comparten todos los miembros del  linaje mutado. El método asume que el árbol más corto  refleja  las verdaderas relaciones de parentesco. Si hay más de un árbol con esas características, se puede obtener un árbol consenso, del que podemos distinguir: a) consenso estricto (strict consensus), en el que todas  las ramas conflictivas se resuelven colapsándolas a un  único  nodo  politómico;  b)  consenso  por  la  regla  de  la  mayoría  (majority‐rule consensus)  en  el  que  las  ramas  en  conflicto  se  resuelven mediante  la  selección  del patrón de ramificación observado en más del 50% de los árboles obtenidos.  Método  de máxima  verosimilitud.  La  verosimilitud,  L,  de  un  árbol  filogenético  es  la probabilidad  de  que  los  datos  observados  en un  alineamiento  se  puedan  explicar  a partir  de  esa  filogenia  construida  según  un  modelo  evolutivo  de  substitución nucleotídica determinado, es decir, L = P(datos|árbol+modelo). El objetivo del método de máxima verosimilitud es encontrar el árbol con el mayor valor de L, de entre todos los árboles posibles que explicarían los datos observados.  Método de inferencia bayesiana. La inferencia bayesiana de una filogenia está basada en una cantidad  llamada probabilidad posterior de árboles de distribución, que es  la probabilidad  de  un  árbol  condicionado  por  las  observaciones [P(árbol+modelo|datos)]. El condicionamiento se logra a través del teorema de Bayes. No  es  posible  calcular  analíticamente  la  probabilidad  posterior  de  árboles  de distribución. A  cambio,  se utiliza una  técnica de  simulación  llamada Monte Carlo de cadena de Harkov (MCMC) para aproximar esta probabilidad.  Fiabilidad de la reconstrucción filogenética. Los remuestreos aleatorios son una forma muy usada para validar  los nodos de un árbol y para cuantificar el grado de apoyo (o soporte)  de  cada  rama.  Entre  los  ejemplos  más  conocidos  para  dar  apoyo  a  una topología determinada, están el bootstrap y el jacknife.  

El  método  de  bootstrap  consiste  en  remuestrar  aleatoriamente  la  matriz original mediante  extracción  y  reemplazo  de  los  datos,  hasta  tener  una matriz  con igual número de filas y columnas que  la  inicial. Como el proceso es aleatorio, algunos puntos son remuestreados varias veces y otros no  lo son nunca. El bootstrapping nos da una idea de cuán probable es que una rama no se afecte si se agregaran datos con la misma distribución. Como regla general, si el valor de bootstrap de una rama interior determinada es superior al 95%, se acepta que la topología de esa rama es correcta. 

El método  de  jacknife  es  una metodología muy  similar  al  bootstrap,  porque elimina aleatoriamente datos puntuales  (filas o columnas) en cada  remuestreo de  la matriz original. Después se recompita la estimación de cada rama y se proporciona un valor de jacknife.  Objetivos 

• Comprender la metodología utilizada en el análisis filogenético. • Adquirir conocimiento en el uso de programas informáticos de análisis 

filogenético. 

91

 Actividades 

1)  Establezca  las  relaciones  evolutivas  entre  grupos  de  organismos  a  través  de  un análisis filogenético. Para ello se les entregarán datos de secuencias de ADN obtenidos de  las  bases  de  datos  disponibles  en  Internet,  que  deberán  procesar  para  la construcción de árboles filogenéticos.  Bibliografía Pierce,  B.A.  2010.  Genética:  Un  enfoque  conceptual.  3ª  edición.  Ed.  médica Panamericana S.A. Madrid. Gallardo,  M.H.  2011.  Evolución,  El  curso  de  la  vida.  1º  edición.  Ed.  médica 

Panamericana S.A. Buenos Aires.