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1Antiparasitarios para especies productivas

FITOVETERINARIOS ANTIPARASITARIOS PARAESPECIES PRODUCTIVAS

Proyecto FPTA-259 Fitoveterinarios antiparasitarios paraespecies productivas

Jefa de Proyecto: Laura Domínguez

Equipo de trabajo: A. López1, M. J. Andina1, X. Ures1, J. Saldaña1,B. Munguía1,

V. Cesio1, H. Heinzen2, M. Breijo3, S. Palma4, S. Castro4, L. Domínguez1*

1Farmacología-LEA, Depto. CIENFAR- Facultad de Química, UdelaR.2Farmacognosia y Productos Naturales, Depto. DQO- Facultad de Química, UdelaR.3URBE-Facultad de Medicina, UdelaR.4Departamento de Farmacia. Facultad de Ciencias Químicas. U.N.C. (Argentina).

*Correo electrónico de contacto: [email protected]

2 Antiparasitarios para especies productivas

Título: FITOVETERINARIOS ANTIPARASITARIOS PARA ESPECIES PRODUCTIVAS

Jefa de Proyecto: Laura Domínguez

Equipo de trabajo: A. López, M. J. Andina, X. Ures, J. Saldaña,B. Munguía, V. Cesio, H. Heinzen, M. Breijo,S. Palma, S. Castro, L. Domínguez

Serie: FPTA N° 42

© 2013, INIA

Editado por la Unidad de Comunicación y Transferencia del Tecnología del INIA

Andes 1365, Piso 12. Montevideo - Uruguayhttp://www.inia.org.uy

Quedan reservados todos los derechos de la presente edición. Esta publicación no se podráreproducir total o parcialmente sin expreso consentimiento del INIA.

Instituto Nacional de Investigación Agropecuaria

Integración de la Junta Directiva

Ing. Agr., MSc., PhD. Álvaro Roel - Presidente

D.M.T.V., PhD. José Luis Repetto - Vicepresidente

D.M.V. Álvaro Bentancur

D.M.V., MSc. Pablo Zerbino

Ing. Agr. Joaquín Mangado

Ing. Agr. Pablo Gorriti


FONDO DE PROMOCIÓN DE TECNOLOGÍA AGROPECUARIA

El Fondo de Promoción de Tecnología Agropecuaria (FPTA) fue instituido porel artículo 18º de la ley 16.065 (ley de creación del INIA), con el destino de financiarproyectos especiales de investigación tecnológica relativos al sector agropecua-rio del Uruguay, no previstos en los planes del Instituto.

El FPTA se integra con la afectación preceptiva del 10% de los recursos delINIA provenientes del financiamiento básico (adicional del 4o/oo del Impuesto a laEnajenación de Bienes Agropecuarios y contrapartida del Estado), con aportesvoluntarios que efectúen los productores u otras instituciones, y con los fondosprovenientes de financiamiento externo con tal fin.

EL FPTA es un instrumento para financiar la ejecución de proyectos deinvestigación en forma conjunta entre INIA y otras organizaciones nacionales ointernacionales, y una herramienta para coordinar las políticas tecnológicasnacionales para el agro.

Los proyectos a ser financiados por el FPTA pueden surgir de propuestaspresentadas por:

a) los productores agropecuarios, beneficiarios finales de la investigación, opor sus instituciones.

b) por instituciones nacionales o internacionales ejecutoras de la investiga-ción, de acuerdo a temas definidos por sí o en acuerdo con INIA.

c) por consultoras privadas, organizaciones no gubernamentales o cualquierotro organismo con capacidad para ejecutar la investigación propuesta.

En todos los casos, la Junta Directiva del INIA decide la aplicación de recursosdel FPTA para financiar proyectos, de acuerdo a su potencial contribución aldesarrollo del sector agropecuario nacional y del acervo científico y tecnológicorelativo a la investigación agropecuaria.

El INIA a través de su Junta Directiva y de sus técnicos especializados en lasdiferentes áreas de investigación, asesora y facilita la presentación de proyectosa los potenciales interesados. Las políticas y procedimientos para la presentaciónde proyectos son fijados periódicamente y hechos públicos a través de una ampliagama de medios de comunicación.

El FPTA es un instrumento para profundizar las vinculaciones tecnológicas coninstituciones públicas y privadas, a los efectos de llevar a cabo proyectosconjuntos. De esta manera, se busca potenciar el uso de capacidades técnicasy de infraestructura instalada, lo que resulta en un mejor aprovechamiento de losrecursos nacionales para resolver problemas tecnológicos del sector agropecua-rio.

El Fondo de Promoción de Tecnología Agropecuaria contribuye de esta maneraa la consolidación de un sistema integrado de investigación agropecuaria para elUruguay.

A través del Fondo de Promoción de Tecnología Agropecuaria (FPTA), INIA hafinanciado numerosos proyectos de investigación agropecuaria a distintas institu-ciones nacionales e internacionales. Muchos de estos proyectos han producidoresultados que se integran a las recomendaciones tecnológicas que realiza lainstitución por sus medios habituales.

En esta serie de publicaciones, se han seleccionado los proyectos cuyosresultados se considera contribuyen al desarrollo del sector agropecuario nacio-nal. Su relevancia, el potencial impacto de sus conclusiones y recomendaciones,y su aporte al conocimiento científico y tecnológico nacional e internacional,hacen necesaria la amplia difusión de estos resultados, objetivo al cual sepretende contribuir con esta publicación.


Pág.

CONTENIDO

RESUMEN .................................................................................................................. 9

INTRODUCCIÓN ....................................................................................................... 11

EXPERIMENTAL ....................................................................................................... 13

AGRADECIMIENTOS .............................................................................................. 16

BIBLIOGRAFÍA ............................................................................................................ 17


RESUMEN

Las parasitosis provocadas por endo y ectoparásitos en especies producti-vas generan enormes pérdidas económicas, debido al desarrollo de toleran-cia ampliamente descrita contra lo antiparasitarios comercializados dispo-nibles. La demanda del sector productivo por nuevas alternativas económi-cas, eficaces, novedosas, y amigables con el medio para el control de talesenfermedades está planteada.

En un esfuerzo interdisciplinario enmarcado en el proyecto recientementefinalizado (INIA 259), se planteó la búsqueda y desarrollo de un fitoveterina-rio antiparasitario. A tales efectos, se utilizaron como herramientas para elscreening de muestras de interés, bioensayos in vitro de actividad antihel-míntica (desarrollados por el grupo proponente) así como de actividadinsecticida (desarrollado en el proyecto). De las más de 40 muestrasensayadas de origen natural (extractos, infusiones, etc.), se pudieronseleccionar algunas por su relevante actividad, en particular S. molle

(aceites esenciales AE de aguaribay) por su actividad insecticida contraHaematobia irritans (más de 50% muerte a 1 mg/ml). Se desarrolló metodo-logía de análisis (GC-FID) para la validación de esta «materia prima», y seprepararon formulaciones innovadoras (microcápsulas) con el fin de obteneruna liberación regulada de los AE (materia prima), de manera de optimizarla eficacia insecticida. Tales formulaciones fueron caracterizadas cuali ycuantitativamente (SEM, difracción de rayos X de polvo, tamaño y distribu-ción de partícula, porcentaje de encapsulamiento, etc.).

Los resultados obtenidos fueron muy promisorios, y justifican continuar conetapas del desarrollo que implican realizar pruebas preliminares de eficaciapara seleccionar la mejor formulación de aguaribay a escalar su prepara-ción, para llevar a cabo las pruebas definitivas de eficacia en bovinos coninfección de H. irritans. Estas etapas, a ejecutar en marco de un proyectode continuación, permitirán confirmar el éxito del objetivo propuesto: desa-rrollar un novedoso fitoveterinario antiparasitario para el control de parasito-sis de especies productivas.

Palabras clave: antiparasitario, especies productivas, H. irritans, nematodo, resistencia, fitoveterinario


Proyecto FPTA 259

Período de Ejecución: Abr. 2009-Jul. 2012

FITOVETERINARIOSANTIPARASITARIOS

PARA ESPECIESPRODUCTIVAS

INTRODUCCIÓN

Las enormes pérdidas económicasprovocadas por parasitosis (tanto endocomo ectoparasitosis) en especies pro-ductivas son un problema urgente porresolver.

Por un lado, las gastroenteritis pa-rasitarias causadas por nematodes sonuna importante enfermedad en rumian-tes (vacunos, lanares y caprinos), re-gistrándose altas tasas de mortalidad,y ocasionando las principales pérdidaseconómicas descritas en la produc-ción ganadera (Waller, 1997). Por otraparte, la resistencia al arsenal tera-péutico comercializado para el controlde infecciones por helmintos en ru-miantes, tales como bencimidazoles(Taylor ,2002) y hasta las avermecti-nas de última generación (Gill, 1998),está abundantemente documentadocomo fenómeno creciente y global, re-sultado de selección por tratamientoquimioterápico (Meinke, 2001).

Por otro lado, la mosca de los cuer-nos Haematobia irritans (H. irritans,

Díptera: Muscidae) es un ectoparásitohematófago ampliamente distribuído,conocido por ser plaga para el ganadode pastoreo (Honer y col., 1990). Lasaltas cargas parasitarias que se regis-tran por cabeza de ganado (hasta 200individuos/animal) provocan un importan-te grado de stress que llevan a disminu-ciones en ganancia de peso (5-22%,Haufe, 1982), detrimento de la produc-ción lechera (10-40%, Guglielmone y col,1998), disminución del peso al destete(7-8 kg en terneros) y deterioro de loscueros destinados a las curtiembres( reducc ión de 20% de su va lo r ,

Vanzini, 1997). Todo ello provoca unalto impacto en la economía y la pro-ducción animal. Sólo en los EUA estaparasitosis genera pérdidas a razón de1 billón de dólares por año (Cupp y col.,2004).

El control ectoparasitario a nivelmundial se basa principalmente en eluso de insecticidas (organoclorados,organofosforados y piretroides), pre-sentes bajo diferentes formas de apli-cación como por ejemplo pour-on, as-persión, caravanas y baños de inmer-sión. Sin embargo, el uso intensivo yextensivo de los mismos ha determina-do no sólo que se genere resistenciapor parte de las moscas a estos insec-ticidas (Guglielmone y col., 2001a y2001b), sino que ha perjudicado a bovi-nos no tratados debido al efecto dedesplazamiento de moscas en un con-texto de alta prevalencia de poblacio-nes resistentes (Sheppard y Torres,1998). Ejemplo de esto es H. irritans

(L.), para la que se describe resisten-cia a piretroides y organofosforados(Barros y col., 2001; Castelli y col.,2000).

Explorar el uso de plantas medici-nales para desarrollar fitoterápicos an-tiparasitarios, resulta una alternativainnovadora a los fármacos clásicos,ecológicamente sustentable, que ade-más reduciría la importación de fárma-cos y consecuentemente los costos(Olayiwola y col., 1993), pudiendo ade-más ser complementaria a otras opcio-nes tales como vacunas (Cupp y col.,2004). No obstante, H. irritans es uninsecto zafral (clima cálido-dependien-te), de difícil mantenimiento en el labo-ratorio, por lo cual las alternativas di-

A. López, M. J. Andina, X. Ures,

J. Saldaña, B. Munguía,

V. Cesio, H. Heinzen,

M. Breijo, S. Palma,

S. Castro, L. Domínguez


rectas tendientes a la realización deensayos con sustancias naturales y/osintéticas, se discontinúan dependien-do de la disponibilidad de dicho ecto-parásito (infección natural en bovinos).

Drosophila melanogaster (D. mela-

nogaster, Díptera, Drosophilidae) co-nocida como mosca de la fruta o delvinagre, es un insecto de interés parael sector agrícola, por ser plaga enfrutas y hortalizas durante su produc-ción, cosecha y almacenamiento. Esuna especie utilizada frecuentementeen experimentación genética, dado queposee un reducido número de cromo-somas (cuatro pares), y breve ciclo devida (15-21 días). También es vector dehongos y otras enfermedades que afec-tan dichas plantas y cultivos, disminu-yendo así la calidad y la cantidad de laproducción tanto pre y post cosecha(Louis y col., 1995). Es un reactivobiológico ampliamente utilizado en in-vestigaciones (Hardstone y col., 2006,2010); por lo que se encuentra disponi-ble amplia información respecto a suciclo de vida y mantenimiento en ellaboratorio. Por estas razones es uninteresante reactivo para la «puesta apunto» de bioensayos tendientes a labúsqueda de insecticidas para el sec-tor agrícola así como para estimar laposible afectación del sector por el usode insecticidas en animales de produc-ción para el control de ectoparásitos.

En suma, la aparición de poblacio-nes de ecto y endoparásitos resisten-tes a los antiparasitarios comercializa-dos, requiere de nuevas alternativasterapéuticas que reconozcan ademásla dualidad de la problemática, ectopa-rasitosis primaria y endoparasitosissecundaria o viceversa.

El uso de plantas medicinales paradesarrollar fitoterápicos antiparasita-rios, resulta una alternativa innovadoraa los fármacos clásicos, ecológica-mente sustentable, y que reduciría laimportación de fármacos y consecuen-temente los costos.

En este contexto y mediante untrabajo interdesciplinario se planteantres grandes ejes:

• 1) instalación y validación de herra-mientas farmacológicas (bioen-sayos de actividad) que permitanla selección, y optimización de«los activos» de origen natural(Farmacología-LEA, Facultad deQuímica), y URBE-Facultad deMedicina (Dr. M. Breijo)

• 2) búsqueda , selección , y valida-ción de «activos» de origen natu-ral para desarrollar un fitoterápi-co antiparasitario (Profs. H. Hein-zen y V. Cesio, Productos Natu-rales-Facultad de Química)

• 3) explorar y desarrollar formulacio-nes innovadoras de tales activospara su uso e introducción enclínica veterinaria (Dres. S. Pal-ma y Silvina Castro, UNC-Córdo-ba-Argentina)

Los ensayos farmacológicos queguíen la búsqueda de estos nuevosfitoveterinarios, deberán ser una herra-mienta ágil para el screening de activi-dad antihelmíntica e insecticida, quede manera rápida, confiable, económi-ca y requiriendo pequeñas cantidadesde muestra (del orden del miligramo),orienten la selección de las plantasmedicinales de interés. En tal sentido,se cuenta con modelos de actividadantihelmíntica ya desarrollados pornuestro grupo de Farmacología-LEA,in vitro e in vivo, utilizando el nematodoNippostrongylus brasiliensis L4 (Gor-don et al., 1997; Domínguez et al.,2000); así como con el cestodo Meso-

cestoides vogae (Saldaña et al, 2003 y2001).

Por otro lado, el bioensayo paradeterminar actividad insecticida demuestras de interés, contra H. irritans,ha sido instalado y validado durante elcurso de este proyecto.

Como se mencionara, dado el ca-rácter «zafral clima-dependiente» deH. irritans, se realizó la validación delbioensayo con D. melanogaster (man-tenida y cultivada en laboratorio), porresultar ser de interés agrícola, «mos-ca del fruto», por lo que también permi-te evaluar posible impacto del uso debioinsecticidas en ganado, sobre elmedio.


EXPERIMENTAL

De manera resumida, se trabaja consoluciones en acetona (ppa) de lasmuestras a ensayar. Se prepara unasolución stock de diazinón (95%, La-boratorio Uruguay LUSA) , el que seusará como control positivo, y paracalibrar y validar el bioensayo.

Las sustancias o extractos a ensa-yar se prepararon el día del ensayo pordisolución en acetona, o en mínimacantidad de agua destilada o etanol,llevando a volumen con acetona, a con-centración de 1.0 mg/ml.

Cría y mantenimiento de D. mela-

nogaster, en el laboratorio. ColoniaD. melanogaster (Canton S, provistapor Dra. Beatriz Goñi, Facultad de Cien-cias-Udelar). Este insecto es manteni-do en URBE (Unidad Reactivos Biológi-cos Exper imentación, Facul tad deMedicina-Udelar). El bioensayo se rea-liza con moscas de tres a cinco días deedad. Para mantener y obtener estereactivo biológico en dichas condicio-nes se emplea el siguiente esquemaexperimental (Figura 1).

Figura 1. Etapas optimizadas en el ciclo de cultivo de D. melanogaster para obtener adultos de dosa tres días.

Haematobia irritans: Manejo y usode moscas adultas de vida libre parabioensayos. Los insectos adultos devida libre son capturados de bovinosnaturalmente parasitados alojados enel Campo Experimental del Instituto deHigiene, Facultad de Medicina-UdelaR,ubicado en el departamento de Canelo-nes, Uruguay (34º 38´S, 55º 55´W). Lacaptura se realiza durante los mesescomprendidos entre fines de noviembrey principios de abril, período que co-rresponde a la estación cálida de estaregión.

Bioensayos de actividad insecti-cida con moscas adultas. Se utilizanplacas de petri de 90 mm de diámetro,en las cuales se coloca 1,0 ml de lasolución de la muestra a ensayar (do-sis inicial ensayada: 1 mg/ml), blancosde vehículo (acetona) y diazinón comocontrol positivo a una de las concentra-ciones determinadas previamente en lacurva dosis-respuesta correspondien-te para validar los bioensayos con esteinsecticida (0,6 µg/ml de diazinón paraH. irritans y 1,2 µg/ml para D. melano-

gaster), y con no menos de seis répli-


cas por muestra. Las placas se dejanabiertas durante una hora para que seevapore el solvente bajo cabina de flujolaminar.

Para distribuirlas en las placas, lasmoscas son anestesiadas previamen-te. Para D. melanogaster mediante elcontacto con vapores de éter duranteunos segundos, hasta observar nomovimiento. Se colocan rápidamente enuna tabla de plástico blanca y con laayuda de un pincel se distribuyen 25 ± 2moscas en cada placa de Petri.

Para H. irritans, las moscas caza-das en el campo se trasladan al labora-torio en cajas como ya se describió,manteniéndolas hidratadas, y a tempe-ratura controlada (25 ± 2 ºC). Parafraccionarlas y hacerlas migrar al reci-piente donde se anestesiarán, se lasatrae acercando luz artificial. El reci-piente es de plástico transparente,permitiendo así el pasaje de luz, ycuenta con un extremo abierto que semantiene cerrado con una tela de mallaelástica. Luego son llevadas a una cá-mara de CO

2 donde se dejan durante 10

minutos a un flujo de 5 L/min (estanda-rizado previamente). Se retiran y es-parcen en una placa fría (mantenida enfreezer), y se reparten rápidamente arazón de 25 ± 2 moscas por placa.

Una vez listas las placas con lasmoscas en su interior, se registra lahora en que fueron distribuidas y lalectura a tiempo cero del número demoscas totales (n

to) por placa. A las

dos horas de ensayo se recuenta yanota el número de moscas muertas(n

t2) para cada placa. Los resultados se

ana l i zan por ANOVA y pos te r io rDunnet‘s test. Las muestras que a ladosis inicial ensayada (1 mg/ml) pre-senten un porcentaje de muerte signi-ficativo, se someten a experimentosdosis-respuesta para poder calcular laconcentración efectiva para la muertedel 50% de los insectos (CE

50), usando

programa estadístico de regresión li-neal GraphPad Prism v.5.

El porcentaje de muerte se determi-na según:

% muerte= [nt2)/n

t0] x 100

nt0: nº moscas inicial

nt2

: nº moscas muertas a las 2 h

RESULTADOS

Figura 2. Validación del bioensayo con H.

irritans uti l izando diazinón (nºmoscas muertas ± ds vsconcentración).

2) Usando los bioensayos que de-sarrolló el grupo, para determinar acti-vidad antihelmíntica e insecticida, fue-ron ensayadas más de 45 muestras deorigen natural (extractos, infusiones,etc.), provenientes de investigadoresde la región en marco de red CYTED(Proyecto CYTED 308AC0334).

De dicho screening, fueron selec-cionadas muestras con interés, paraser utilizadas como «activos» en eldesarrollo de potenciales antiparasita-rios fitoveterinarios.

En par t icu lar , destaca Schinus

molle («Aguaribay», aceites esencia-les: AE, muestra provista por el Ing.Heriberto Elder, Universidad de SantaFé, Argentina), con la cual se conti-nuaron las etapas de desarrollo que seresumen a continuación.

3) Para la muestra escogida poractividad, AE de Aguaribay se proce-dió según:

a) Se adaptó metodología de análi-sis a partir de las NORMAS IRAM- ISO/TC 54* (Essential Oils, Part 1: S. molleL «Oil of molle»,2008), para AE deAguaribay, por GC-FID

1) En la Figura 2 se muestra la curvadosis respuesta para el patrón escogi-do diazinón para la validación del bio-ensayo, y en la Figura 3 se resumenlas etapas para descritas para el bio-ensayo con H. irritans.


b) Se prepararon formulaciones in-nnovadoras de microcápsulas para esteactivo

c) Las mismas se caracterizaroncuali (microscopía óptica, SEM, difrac-ción de rayos X de polvo, etc.) y cuan-titativamente (determinación de porcen-taje encapsulado, tamaño y distribu-ción de partícula, etc.)

d) Se iniciaron estudios del perfil deliberación (40 ºC, humedad controlada90%) confirmando una liberación mu-cho más enlentecida respecto al activono formulado .

Tomando en cuenta la característi-ca de la materia prima, mezcla deaceites esenciales (volátiles), y paraoptimizar el efecto insecticida de lamisma, se pretende «encapsular» losAE en una formulación adecuada quepermita:

• su aplicación como insecticida so-bre el animal a tratar (ej.: bovino),

• aumentar la permanencia y por endesu efecto, regulando la liberación

de los AE (mediante un proceso dedifusión a través de microcápsu-las),

• lograr adhesión en el lugar de apli-cación (cuero del bovino)

• tamaño de partícula pequeño (mi-cro/nano).

En las figuras 4 y 5 y a modo deejemplo se presenta parte de las ca-racterizaciones realizadas para una delas formulaciones (nº1) en microcáp-sulas para aguaribay, tomadas porSEM (Equipo y condiciones: JEOL JSM-5900LV Scanning electron microsco-pe. La metalización se hizo por «sput-tering» en un equipo Dentom VacuumDesk II, durante 120 segundos a 40miliampers).

Los promisorios resultados obteni-dos al término de este proyecto (junio2012), se resumen en haber desarrolla-do y validado herramientas como losbioensayos de actividad antihelmínticae insecticida que han permitido selec-cionar con acierto, una muestra deor igen na tu ra l , AE de aguar ibay

Figura 3. Esquema de etapas para el bioensayo: colecta, y puesta en cultivode H. irritans.


(S. molle), la cual se ha validado ade-más como activo (control de materiaprima), y desarrollado formulacionesinnovadoras «microcápsulas», con elobjetivo de optimizar la eficacia insec-ticida regulando la liberación del acti-vo.

Se continuará con etapa de optimi-zar la mejor formulación para procedera «su escalado» para realizar las prue-bas de eficacia en bovinos naturalmen-te infectados con H. irritans para con-firmar su potencial introducción comofitoterápico insecticida para especiesproductivas.

AGRADECIMIENTOS

Al INIA-FPTA Proyecto Nº 259, alProyecto CYTED 308AC0334, al PE-DECIBA, al personal de URBE de Fa-cultad de Medicina, y a la Dra. BeatrizGoñi, Facultad de Ciencias-UDELARpor proveer de la cepa de Drosophila

melanogaster. Al Dr. Eduardo Dellacasa(Productos Naturales, Facultad de Quí-mica) por su contribución tanto por elponer a disposición equipamiento (GC-MS, FID) utilizado como por su aseso-ramiento para el análisis de AE; y a laDra. Helena Pardo (Física-NanomatFacultad de Química) por su colabora-ción en la etapa de caracterización delas formulaciones.

BIBLIOGRAFÍA

BARROS, A.T.M.; OTTEA, J.; SANSON, D.;FOIL, L.D. 2001. Horn fly (Diptera:Muscidae) resistance toorganophosphate insecticides. Vet.Parasitol. 96: 243-256.

CASTELLI, M.E.; VOLPOGNI, MM.; MANGOLDAJ.; GUGLIELMONE AA. 2000.Determinación de las concentracionesletales de diazinon para Haematobiairr i tans (Diptera: Muscidae)susceptibles a los organofosforados ysu aplicación para el diagnostico deresistencia. FAVE 14: 7-13.

CUPP, MS.; CUPP, EW.; NAVARRE, C.;WISNEWSKI, N.; BRANDT, KS.;S ILVER, GM.; ZHANG, D . ;PANANGALA, V. 2004. Evaluation ofa recombinant salivary gland protein( th rombostas in ) as a vacc ine

candidate to disrupt blood-feedingby horn flies. Vaccine 22: 2285-97.

DOMINGUEZ, L.; SALDAÑA, J.; CHERNIN, J.2000. Use of L4 larvae ofNippostrongylus brasiliensis for the invivo screening of anthelmintic drugs.The Canadian Journal of VeterinaryResearch 64:160-163.

GILL, J. H.; LACEY, E. 1998. Avermectin/mibelmycin resistance intrichostrongyloid nematodes.International Journal for Parasitology 28(6): 863-877.

GORDON, S.; COSTA, L.; INCERTI, M.;MANTA, E.; SALDAÑA, J.; DOMÍNGUEZ,L.; MARIEZCURRENA, R.; SUESCUN, L.1997. Synthesis and in Vi troanthelmint ic act iv i ty againstNippostrongylus brasiliensis of new 2-amino-4-hydroxy-delta-valerolactamderivatives. Il Farmaco, 52, 603-608.

GUGLIELMONE, A. A.; KUNZ, S.E.;VOLPOGNI, M.M.; ANZIANI, O.S.;FLORES, S.G. 1998. Diagnóstico depob lac iones de la Haematob ia

i r r i tans (D ip te ra : Musc idae)resistente a la cipermetina en SantaFé, Argentina. Rev. Med. Vet. (BuenosAires) 79: 353-356.

GUGLIELMONE, A.A.; VOLPOGNI, M.M.;QUAINO, O.R.; ANZIANI, O.S.;MANGOLD, A.J. 2001. Long term studyof Haematobia i rr i tans (Diptera:Muscidae) seasonal distribution incentral Argentina with focus on winterfly abundance. Parasite 8: 369- 373, a.

GUGLIELMONE, A.A.; CASTELLI, M.E.;VOLPOGNI, M.M.; MEDUS, P.D.;MARTINS, J.R.; SUÁREZ, V.H.; ANZIANI,O.S.; MANGOLD, A.J. 2001. Toxicity ofcypermethr in and diazinon toHaematobia i rr i tans (Diptera:Muscidae) in its American southernrange. Vet. Parasitol. 101: 67-73, b.

HARDSTONE, M.C.; BAKER, S.A.; JIANWEI,G.; EWER, J.; SCOTT, J.G. 2010. Areview of the interactions betweenmultiple insecticide resistance loci.Pest Biochem Physiol 97: 123-128.

HARDSTONE, M.C.; BAKER, S.; GAO, J.; EWER,J.; SCOTT, J. 2006. Deletion of Cyp6d4does not alter toxicity of insecticides toDrosophila melanogaster. Pest BiochemPhysiol 84: 236-242.

HAUFE, W. O. 1982. Growth of range cattlepro tec ted f rom horn f l i es(Haemalobia irritans) by ear tags


impregnated with fenvalerate. Can. J.Anim. Sci. 62: 561-573.

HONER, MR., BIANCHIN, I., GOMES, A. 1990.Mosca Dos Chifres: Histórico, Biologíae Controle. EMBRAPA-CNPGC, CampoGrande, MS, Brazil, p. 34.

LOUIS C.; GIRARD M.; KUHL G.; LÓPEZ-FERBER M. 1995 . Persistence of Botrytscinerea in I ts Vector Drosophi lamelanogaster. Vector Relations . SaintChristol, Francia.

MEINKE, P. 2001. Perspectives in animalhealth: old targets and newopportunit ies. Journal of MedicalChemistry 44 (5): 641-659.

OLAYIWOLA, A. 1993. Nature´s medicinalbounty; don´t throw it away. World HealthForum 14: 391-395.

SALDAÑA, J.; MARÍN ,M.; FERNÁNDEZ, C.;DOMÍNGUEZ, L. 2001. In v i t ro

taurocholate-induced segmentationand clustering of Mesocestoides vogae(syn. Corti) tetrathyridia (Cestoda):inhibi t ion by cestocidal drugs.Parasitology Research, 87, 281-286.

SALDAÑA, J.; CASARAVILLA ,C.; MARÍN ,M.;FERNÁNDEZ, C.; DOMÍNGUEZ, L. 2003.The toxicity of praziquantel againstMesocestoides vogae (syn. Corti)tetrathyridia can be assessed using anovel in vitro system. ParasitologyResearch, 89, 467-472.

SHEPPARD, D.C.; TORRES, P.R. 1998. Onsetof resistance to fenvalerate, apyrethroid insecticide in Argentine hornflies (Diptera: Muscidae). J MedEntomol 35: 726-729.

TAYLOR, M. A.; HUNT, K R.; GOODYEAR, K. L.2002. The effects of stage-specificselection on the development ofbenzimidazole resistance in Haemonchus

contortus in sheep. Veterinary Parasitology109 (1-2): 29-43.

VANZINI, G.L.; TOURNI, R.; LLOVET. L. 1997.Daños ocasionados por ectoparásitosen la industria del cuero. Therios 26:84-88.

WALLER, P.J.; ECHEVARRIA, F.; EDDI, C.;MACIEL, S.; NARI, A.; HANSEN, J.W.1996. The prevalence of anthelminticresistance in nematode parasites ofsheep in Southern Latin America:General overview. Veter inaryParasitology, 62, 181-187.

fpta 42. fitoveterinarios antiparasitarios para especies ... fileinia provenientes del...

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