extracción de aceites con fluidos supercríticos a...

Extracción de aceites con fluidos supercríticos a partir de semillas de

frutas con potencialidad en la industria cosmética

Ana Lucia Pantoja Chamorro

Universidad Nacional de Colombia

Facultad de Ingeniería y Administración

Palmira, Colombia

2016

Extracción de aceites con fluidos supercríticos a partir de semillas de

frutas con potencialidad en la industria cosmética


Trabajo de investigación presentado como requisito parcial para optar al título de:

Magister en Ingeniería Agroindustrial

Directores:

Ph.D. Andrés Mauricio Hurtado Benavides

Ph.D. Hugo Alexander Martínez Correa

Línea de Investigación:

Ingeniería de procesos aplicada a la obtención de compuestos naturales bioactivos

Grupo de Investigación:

Tecnologías Emergentes en Agroindustria (TEA)

Universidad Nacional de Colombia

Facultad de Ingeniería y Administración

Palmira, Colombia

2016

Dedicatoria

A Dios, por darme la oportunidad de vivir y por estar conmigo en cada paso que doy, por fortalecer mi corazón e iluminar mi mente y por haber puesto en mi camino a aquellas personas que han sido mi soporte y compañía durante esta etapa de mi vida. A mis padres, quienes a lo largo de mi vida han velado por mi bienestar y educación siendo mi apoyo en todo momento. A mis hermanos por su apoyo y comprensión. A mi novio, quien la vida me dio la dicha de conocer y de quien me enamoré y fue quien nunca dejó de alentarme en mi vocación de ingeniera. A mi hijo(a), esa personita que viene en camino quien me ha causado mucha felicidad y me impulsa cada día a cumplir cada uno de mis sueños. Para todos ustedes, seres a quienes amo profundamente, les dedico este momento de plena felicidad.


Agradecimientos

Al Fondo de Ciencia, Tecnología e Innovación del Sistema General de Regalías (SGR) y

Universidad de Nariño por la financiación del presente proyecto.

A Industria de Productos Agroindustriales de Nariño (INPADENA) por el suministro de

materia prima (semillas de frutas) para la investigación.

Al Dr. Andrés Hurtado por su asesoría como director del trabajo de grado.

Al Dr. Hugo Martínez por su asesoría como co-director del trabajo de grado.

A la Universidad Nacional de Colombia Sede Palmira por el acompañamiento constante

en el proceso de formación.

A los evaluadores de este trabajo Dr. Luis Ignacio Rodríguez y Dr. Luis Eduardo Ordoñez

por sus recomendaciones y aportes a este estudio.

Resumen y Abstract VII

Resumen

Se realizó la extracción, caracterización fisicoquímica y composicional y medición de la

actividad antioxidante de los aceites vegetales de semillas de maracuyá, lulo, y mora

mediante la tecnología de extracción con fluidos supercríticos utilizando CO2 como

solvente verde. Se evaluaron diferentes condiciones de presión y temperatura frente al

rendimiento del aceite, utilizando un diseño compuesto central rotacional 22. El mejor

resultado fue obtenido a 350 bar de presión y 60°C de temperatura, en las cuales se

obtuvo rendimientos de aceite del 15,7% de maracuyá, 14,5% de mora y 12,3% de lulo.

La determinación de la composición química de los aceites se realizó utilizando

cromatografía de gases que presentó una composición de ácidos grasos enriquecida en

linoleico, oleico, palmítico, linolénico, esteárico y palmitoleico. En cuanto a compuestos

minoritarios determinados por cromatografía de gases acoplado a espectrometría de

masas se encontraron en mayor concentración el β-sitosterol presente en los tres aceites

estudiados, además de escualeno en maracuyá, γ-sitosterol en lulo y γ-tocoferol en mora.

Las propiedades fisicoquímicas evaluadas indicaron que los aceites cumplen con los

estándares de calidad establecidos para aceites comestibles y de interés en la industria

cosmética. En cuanto a la actividad antioxidante determinada por los métodos ABTS y

DPPH se evidenció que los aceites poseen dicha característica, en la cual el aceite de

mora presenta mayor actividad seguido por el aceite de lulo y finalmente el aceite de

maracuyá. Las sustancias encontradas y el rendimiento del aceite de semillas de frutas

plantean la posibilidad de su utilización en matrices cosméticas.

Palabras clave: Rubus glaucus, Solanum quitoense, Passiflora edulis, CO2 supercrítico,

aceite vegetal, actividad antioxidante

Extracción de aceites con fluidos supercríticos a partir de semillas de frutas

con potencialidad en la industria cosmética

VIII

Abstract

Extraction, physical chemistry and compositional characterization and measurement of

the antioxidant activity of vegetable seed oils from passion fruit, lulo and blackberry were

performed using supercritical fluid extraction using CO2 as a green solvent. Different

conditions of pressure and temperature were evaluated against oil yield, using a central

composite design rotational 22. The best result was obtained at 350 bar pressure and 60 °

C temperature, in which oil yields of 15,7% was obtained passion fruit, blackberry of

14.5% and 12.3% of lulo. Determining the chemical composition of the oils was performed

using gas chromatography showed a composition of fatty acids enriched in linoleic, oleic,

palmitic, linolenic, stearic and palmitoleic. As for minority compounds determined by

chromatography coupled with mass spectrometry gases are found in higher

concentrations the β-sitosterol present in the three oils in addition to squalene studied in

passion fruit, γ-sitosterol in lulo and γ-tocopherol in blackberry. The physicochemical

properties evaluated indicated that oils meet the quality standards set for food and

cosmetic industry interest in oils. As for the specific antioxidant activity by ABTS and

DPPH methods showed that the oils have said characteristic, in which the oil has greater

activity blackberry followed by oil lulo and finally passion fruit oil. The substances found

and yield fruit seed oil raise the possibility of their use in cosmetic matrices.

Keywords: Rubus glaucus, Solanum quitoense, Passiflora edulis, supercritical CO2,

vegetal oil, antioxidant activity

Contenido IX

Contenido

Pág.

Introducción………………………………………………………………………………………1

1. Planteamiento del problema .................................................................................... 3

2. Justificación ............................................................................................................. 5

3. Objetivos ................................................................................................................... 9 3.1 Objetivo general ................................................................................................. 9 3.2 Objetivos específicos ......................................................................................... 9

4. Marco teórico .......................................................................................................... 11 4.1 Material vegetal ................................................................................................ 11 4.2 Aceites vegetales ............................................................................................. 12 4.3 Composición de aceites vegetales ................................................................... 12 4.4 Métodos de extracción ..................................................................................... 14 4.5 Técnicas de análisis del aceite: ........................................................................ 15

5. Estado del arte........................................................................................................ 19

6. Materiales y métodos ............................................................................................. 23 6.1 Recolección y adecuación de las semillas ........................................................ 23 6.2 Molienda de semillas ........................................................................................ 26 6.3 Análisis proximal de las semillas ...................................................................... 28 6.4 Extracción supercrítica de aceites .................................................................... 29 6.5 Determinación de la composición de los aceites mediante cromatografía de gases (GC-FID) y cromatografía de gases acoplada a espectrometría de masas (GC-MS) 31 6.6 Determinación de propiedades fisicoquímicas .................................................. 32 6.7 Medición de la actividad antioxidante de los aceites de semilla de frutas ......... 34

6.7.1 Método radical ABTS°+ ................................................................................. 34 6.7.2 Método radical DPPH* ................................................................................... 36

7. Resultados y discusión ......................................................................................... 41 7.1 Adecuación y caracterización de las semillas de frutas .................................... 41

7.1.1 Análisis proximal de las semillas de frutas ..................................................... 41 7.2 Rendimiento del aceite de semillas de frutas extraído con CO2 supercrítico .... 42

7.2.1 Extracción de aceite de semillas de maracuyá............................................... 44

X Contenido

7.2.2 Extracción de aceite de semillas de lulo ........................................................ 48 7.2.3 Extracción de aceite de semillas de mora ...................................................... 50

7.3 Caracterización composicional de aceite de semillas de frutas ........................ 54 7.3.1 Análisis de ácidos grasos de aceites de semillas de frutas por CG-FID ......... 54 7.3.2 Análisis de compuestos minoritarios de aceites de semillas de frutas ............ 72

7.4 Caracterización fisicoquímica de aceite de semillas de frutas .......................... 75 7.5 Evaluación de la actividad antioxidante ............................................................ 78

7.5.1 Ensayo ABTS°+ ............................................................................................. 78 7.5.2 Ensayo DPPH* .............................................................................................. 80

8. Conclusiones y recomendaciones ........................................................................ 87 8.1 Conclusiones .................................................................................................... 87 8.2 Recomendaciones ............................................................................................ 87

Contenido XI

Lista de figuras

Pág.

Figura 4-1. Reacción de saponificación ......................................................................... 12

Figura 4-2. Ácido graso insaturado ................................................................................. 13

Figura 4-3. Ácido graso saturado ................................................................................... 13

Figura 4-4. Diagrama de fases de una sustancia pura ................................................... 14

Figura 4-5. Reducción del radical 1,1-difenil-2-picril-hidrazilo (DPPH*) .......................... 18

Figura 6-1. Diagrama de flujo de acondicionamiento y molienda de semillas ................. 24

Figura 6-2. Proceso de adecuación de semilla de maracuyá. ......................................... 24

Figura 6-3. Proceso de adecuación de semilla de lulo. ................................................... 25

Figura 6-4. Proceso de adecuación de semilla de mora. ................................................ 25

Figura 6-5. Molienda y tamizado de semillas de maracuyá ............................................ 27

Figura 6-6. Molienda de semillas de lulo ........................................................................ 27

Figura 6-7. Molienda de semillas de mora ...................................................................... 28

Figura 6-8. Diagrama de equipo de extracción con fluidos supercríticos ........................ 30

Contenido XII

Lista de tablas

Pág. Tabla 5-1. Revisión de extracción de aceites de semillas con CO2 supercrítico ............. 21

Tabla 6-1. Matriz de diseño experimental ....................................................................... 31

Tabla 6-2. Resultados de la prueba ABTS°+ con patrones de trolox .............................. 35

Tabla 6-3. Valores de absorbancia obtenidos a diferentes concentraciones de DPPH* .. 37

Tabla 6-4. Eficiencia anti-radical en ácido ascórbico y ácido gálico ................................ 38

Tabla 7-1. Diámetros promedio de partícula ................................................................... 41

Tabla 7-2. Análisis proximal de semillas de maracuyá, lulo y mora ................................ 42

Tabla 7-3. Resultados de extracción de aceite de semillas de maracuyá ....................... 45

Tabla 7-4. Análisis de varianza para rendimiento de aceite de semillas de maracuyá .... 46

Tabla 7-5. Resultados de extracción de aceite de semillas de lulo ................................. 48

Tabla 7-6. Análisis de varianza para rendimiento de aceite de semillas de lulo .............. 49

Tabla 7-7. Resultados de extracción de aceite de semillas de mora ............................... 51

Tabla 7-8. Análisis de varianza para rendimiento de aceite de semillas de mora ........... 52

Tabla 7-9. Composición promedio de ácidos grasos en aceite de semillas de maracuyá 55

Tabla 7-10. Valor de P en el análisis de varianza para la composición del aceite de

semillas de maracuyá ..................................................................................................... 56

Tabla 7-11. Resultados del rendimiento de aceite en la extracción y relación Insat/sat de

ácidos grasos en aceite de maracuyá ............................................................................ 60

Tabla 7-12. Composición de ácidos grasos de aceite de semillas de lulo ....................... 62


semillas de lulo ............................................................................................................... 64

Tabla 7-14. Resultados del rendimiento de aceite en la extracción y ácidos grasos

saturados e insaturados en aceite de lulo....................................................................... 65

Tabla 7-15. Optimización multirespuesta para el rendimiento de la extracción y la relación

ácidos grasos de aceite de semillas de lulo .................................................................... 65

Tabla 7-16. Composición de ácidos grasos de aceite de semillas de mora .................... 67


semillas de mora ............................................................................................................ 68


saturados e insaturados en aceite de mora .................................................................... 70

Tabla 7-19. Condiciones óptimas el rendimiento de la extracción y la relación de ácidos

grasos de aceite de semillas de mora ............................................................................ 71

Tabla 7-20. Composición de escualeno y esteroles en aceite de semillas de maracuyá 73

Tabla 7-21. Composición de escualeno y esteroles en aceite de semillas de lulo .......... 74

Tabla 7-22. Composición de tocoferoles en aceite de semillas de lulo ........................... 74

Contenido XIII

Tabla 7-23. Composición de escualeno y esteroles en aceite de semillas de mora ........ 75

Tabla 7-24. Composición de tocoferoles en aceite de semillas de mora ......................... 75

Tabla 7-25. Características fisicoquímicas de los aceites de semillas extraídos con CO2

supercrítico ..................................................................................................................... 76

Tabla 7-26. Características fisicoquímicas del aceite de semillas de maracuyá ............. 76

Tabla 7-27. Características fisicoquímicas de aceite de semillas de lulo ........................ 76

Tabla 7-28. Características fisicoquímicas de aceite de semillas de mora ...................... 77

Tabla 7-29. Resultados de actividad antioxidante en TEAC para los aceites de semillas

de frutas obtenidos a 350 bar y 60°C ............................................................................. 79

Tabla 7-30. Actividad antioxidante de aceite de semillas oleoginosas ............................ 80

Tabla 7-31. Expresión matemática para el cálculo de EC50 y TEC50 ................................. 82

Tabla 7-32. Eficiencia anti-radical en aceite de semillas de mora, lulo y maracuyá ........ 82

Contenido XIV

Lista de gráficos

Pág.

Gráfico 6-1. Curva de calibración para determinar la capacidad antioxidante en TEAC . 36

Gráfico 6-2. Curva de concentración DPPH* Vs Absorbancia ........................................ 38

Gráfico 6-3. Curva para determinar EC50 para ácido ascórbico ...................................... 39

Gráfico 6-4. Curva para determinar TEC50 para ácido ascórbico ...................................... 39

Gráfico 6-5. Curva para determinar EC50 para ácido gálico ............................................ 40

Gráfico 6-6. Curva para determinar TEC50 para ácido gálico ............................................ 40

Gráfico 7-1. Cinética de extracción con CO2 supercrítico de aceite de semillas de

maracuyá, lulo y mora .................................................................................................... 43

Gráfico 7-2. Extracción con CO2 supercrítico y soxhlet de aceite de semillas de

maracuyá, lulo y mora .................................................................................................... 44

Gráfico 7-3. Rendimiento en la extracción de aceite de semillas de maracuyá ............... 46

Gráfico 7-4. Diagrama de Pareto para rendimiento de aceite de semillas de maracuyá . 47

Gráfico 7-5. Diagrama de efectos principales para rendimiento de aceite de semillas de

maracuyá ....................................................................................................................... 47

Gráfico 7-6. Rendimiento en la extracción de aceite de semillas de lulo ......................... 49

Gráfico 7-7. Diagrama de Pareto para rendimiento de aceite de semillas de lulo ........... 50

Gráfico 7-8. Diagrama de efectos principales para rendimiento de aceite de semillas lulo

....................................................................................................................................... 50

Gráfico 7-9. Rendimiento en la extracción de aceite de semillas de mora ...................... 51

Gráfico 7-10. Diagrama de Pareto para rendimiento de aceite de semillas de mora ....... 52

Gráfico 7-11. Diagrama de efectos principales para rendimiento de aceite de semillas de

mora ............................................................................................................................... 53

Gráfico 7-12. Gráfica de interacciones para rendimiento de aceite de semillas de mora 53

Gráfico 7-13. Composición de ácidos grasos de aceite de semillas de maracuyá extraído

con CO2-SC .................................................................................................................... 56

Gráfico 7-14. Diagrama de Pareto para ácido linoleico en aceite de maracuyá .............. 57

Gráfico 7-15. Gráfico de efectos principales para ácido linoleico en aceite de maracuyá 57

Gráfico 7-16. Gráfico de interacción presión-temperatura para ácido linoleico en aceite de

maracuyá ....................................................................................................................... 58

Gráfico 7-17. Diagrama de Pareto para Ácido Oleico en aceite de maracuyá ................ 58

Gráfico 7-18. Gráfico de efectos principales para ácido oleico en aceite de maracuyá ... 59

Gráfico 7-19. Gráfico de interacciones presión-temperatura para ácido oleico en aceite de

maracuyá ....................................................................................................................... 59

Gráfico 7-20. Diagrama de Pareto para ácido palmítico en aceite de maracuyá ............. 59

Contenido XV

Gráfico 7-21. Gráfico de efectos principales para ácido palmítico en aceite de maracuyá

....................................................................................................................................... 60

Gráfico 7-22. Respuesta para la optimización de múltiples respuesta en el rendimiento de

la extracción y la relación Insat/Sat de aceite de semillas de maracuyá ......................... 61


la extracción y la relación Sat/Insat de aceite de semillas de maracuyá ......................... 61

Gráfico 7-24. Composición de ácidos grasos de aceite de semillas de lulo extraído con

CO2-SC .......................................................................................................................... 63

Gráfico 7-25. Diagrama de Pareto para ácido palmitoleico en aceite de lulo .................. 64

Gráfico 7-26. Gráfico de efectos principales para ácido palmitoleico en aceite de lulo ... 64


la extracción y la relación Insat/Sat de aceite de semillas de lulo ................................... 66


la extracción y la relación Sat/Insat de aceite de semillas de lulo ................................... 66

Gráfico 7-29. Composición de ácidos grasos de aceite de semillas de mora extraído con

CO2-SC .......................................................................................................................... 68

Gráfico 7-30. Diagrama de Pareto para ácido palmítico en aceite de mora .................... 69

Gráfico 7-31. Diagrama de Pareto para ácido esteárico en aceite de mora .................... 69

Gráfico 7-32. Gráfico de efectos principales para ácido palmítico en aceite de mora ..... 69

Gráfico 7-33. Gráfico de efectos principales para ácido esteárico en aceite de mora ..... 70


la extracción y la relación Insat/Sat de aceite de semillas de mora................................. 71


la extracción y la relación Sat/Insat de aceite de semillas de mora................................. 71

Gráfico 7-36. Resultados capacidad antioxidante de aceite de semillas de frutas .......... 79

Gráfico 7-37. Comportamiento de ácido ascórbico frente al radical DPPH* .................... 81

Gráfico 7-38. Comportamiento de ácido gálico frente al radical DPPH* .......................... 81

Gráfico 7-39. Comportamiento del aceite de semillas de mora frente al radical DPPH* .. 83

Gráfico 7-40. Comportamiento del aceite de semillas de lulo frente al radical DPPH* .... 84

Gráfico 7-41. Comportamiento del aceite de semillas de maracuyá frente al radical

DPPH* ............................................................................................................................ 84

Gráfico 7-42. Comparación del %[DPPH*]remanente a 0,5 mL aceite/mL solución ........ 85

Introducción 1

Introducción

Nariño es un departamento que posee diversas características geográficas,

climatológicas y biológicas, lo que hace que su vegetación sea variada y enriquecida con

numerosas especies de frutas producidas durante todo el año. Este recurso es utilizado

para la elaboración de productos a base de frutas, entre las cuales se encuentran mora,

lulo, maracuyá, tomate de árbol, mango, papaya, guayaba y guanábana.

La generación de residuos a partir del procesamiento de frutas es considerablemente alta

y la industria no cuenta con el conocimiento e infraestructura para aprovechar

integralmente las frutas, y los residuos se destinan a alimentación animal o al proceso de

compostaje para luego ser usado como abono, limitando la generación de mayor valor

agregado con el uso de las semillas de frutas, las cuales pretenden ser una fuente

promisoria de extractos y aceites con potencial uso en la industria cosmética.

Diversos estudios presentan como alternativa remediadora, obtener aceite de semillas de

frutas, con posibles aplicaciones en la industria alimentaria, cosmética o farmacéutica por

su interesante composición química, lo que permitiría convertir al subproducto en materia

prima valiosa (García et al., 2003; Van Hoed et al., 2009; Conrado, 2008; Cerón, Osorio y

Hurtado, 2012). Los aceites de semillas de frutas poseen ácidos grasos insaturados

como saturados (Cerón, Osorio y Hurtado, 2012; Micic et al., 2015; Liu et al., 2009),

cuenta con una alta gama de tocoferoles y esteroles (Van Hoed et al., 2009; Jurado y

Muñoz, 2009), además posee actividad antioxidante que lo hace más interesante para su

uso en la industria (Yang et al., 2011; Pasquel et al., 2014). Por lo tanto una de las

alternativas de generar valor agregado a los residuos de frutas es el aprovechamiento de

las semillas, como fuente de aceites con importantes moléculas de interés,

principalmente para uso cosmético.

Existen diferentes métodos de obtención de aceites, entre los cuales se encuentran la

extracción con solventes, la destilación, la extracción por prensado (García et al., 2003;

2 Introducción

Cerón, Osorio y Hurtado 2012; Fazio et al., 2013; Pasquel et al., 2014) y recientemente,

la extracción con fluidos supercríticos (EFS), específicamente con dióxido de carbono

como una alternativa interesante para la extracción y fraccionamiento de aceites

vegetales por cuanto no posee los inconvenientes de las técnicas de extracción

tradicionales (Hurtado, 2002). Además, la EFS, permite la obtención de aceites vegetales

con características particulares o fracciones con determinados componentes de interés

para fines específicos.

Por lo tanto en este trabajo se planteó la obtención y caracterización de aceites a partir

de semillas de maracuyá, lulo y mora, mediante la tecnología de extracción con fluidos

supercríticos. Se propuso evaluar las condiciones de extracción, identificar los

componentes activos de interés en la industria cosmética tales como tocoferoles,

esteroles y ácidos grasos, así como la determinación de la actividad antioxidante.

El presente estudio apunta hacia el desarrollo de la investigación y la innovación

tecnológica de la cadena frutícola, contribuyendo con el aprovechamiento integral de las

frutas, pues se valoriza un residuo sin utilidad actual alguna.

1. Planteamiento del problema

El departamento de Nariño, se destaca con gran variedad de frutas ya que es una región

que cuenta con todos los pisos térmicos; produciendo frutas de diferentes especies

durante todo el año, y dispone de 10.341 hectáreas sembradas de frutales que

representan el 5,5% del área nacional (DANE, 2015).

El crecimiento del sector frutícola en Nariño, ha permitido que aunque lentamente, el

procesamiento de frutas tome importancia en el sector socio-económico de la región. No

obstante, las empresas transformadoras de frutas centran su mayor esfuerzo en la

utilización de la pulpa para la obtención de productos como jugos, mermeladas,

conservas, confites y colorantes los cuales generan valor agregado.

Sin embargo, tras el procesamiento de frutas resultan aproximadamente 0,1 kg de

residuos por kg de fruta procesada en el caso de mora (CORPOICA, 2007). El 70% de

estos subproductos agroindustriales están representados en semillas y el 30% en restos

de pulpa, a lo anterior se le adiciona un 30% en pérdidas poscosecha (Ruiz, Urueña y

Martinez, 2009). El procesamiento de maracuyá produce cantidades apreciables de

semillas (20-26%) (Malacrida y Neuza, 2012), como subproductos agrícolas del

procesamiento agroindustrial de la fruta. Mientas que la agroindustria del lulo produce

una cantidad significativa de residuos representados en cáscara (32-39%) y semillas (16-

28%) (Gobernación del Huila-Secretaría de Agricultura y Minería, 2006).

La situación se agrava si se tiene en cuenta que la industria no cuenta con el

conocimiento e infraestructura para dar un mayor valor agregado a la fruta, y los residuos

tienen una mala disposición final o bien se destinan a alimentación para animales o al

proceso de compostaje para luego ser usado como abono (Narváez et al., 2013),

pudiendo ser aprovechados para la obtención de productos de interés en la industria

alimentaria, cosmética o farmacéutica, generando un valor agregado y mitigando la

4 Extracción de aceites con fluidos supercríticos a partir de semillas de frutas con

potencialidad en la industria cosmética

contaminación ambiental, que estos pueden generar cuando no son manejados

adecuadamente.

En conclusión, en Nariño el desaprovechamiento de las frutas es evidente, además del

perjuicio ocasionado a la cadena frutícola y al medio ambiente. Se está perdiendo la

oportunidad de aprovechar integralmente esta materia prima, como lo reportan ciertos

estudios en los cuales las semillas son fuente promisoria de aceites vegetales (Castro et

al., 2010; Cerón, Osorio, y Hurtado, 2012; García et al., 2003; Jurado y Muñoz, 2009;

Oliveira, Angonese y Ferreira, 2013).

Por lo tanto en este proyecto se planteó la posibilidad de obtener aceite de semillas de

maracuyá, lulo y mora mediante la técnica de extracción con fluidos supercríticos, su

caracterización y determinación de actividad antioxidante con el fin de evaluar su uso

potencial en la industria cosmética y brindar alternativas de generación de valor a la

cadena frutícola.

La pregunta a resolver con este proyecto de investigación fue la siguiente: ¿Cuáles son

las propiedades y el rendimiento de aceites obtenidos de semillas de frutas obtenidos

mediante la técnica de extracción con fluidos supercríticos?

2. Justificación

“Colombia cuenta con 433 especies nativas de frutales comestibles identificados, que lo

posicionan como el primer país del mundo en biodiversidad de frutas por kilómetro

cuadrado” (Nucci, 2013). Por lo cual la cadena frutícola es considerada como una de las

actividades productivas con mayor potencialidad en nuestro país (Ministerio de

Agricultura y Desarrollo Rural, 2006).

En Colombia se cuenta con 188.487 hectáreas de frutales sembradas DANE, (2015), que

generan en promedio 0,64 empleos directos/ha y 2,3 indirectos (Ministerio de Agricultura

y Desarrolo Rural, 2009). Según la Secretaria de Agricultura de Pasto, la participación

promedio del valor agregado de la producción de frutas y hortalizas en el Producto

Interno Bruto (PIB) agrícola de Nariño fue del 17,27% para 2008, siendo uno de los

subsectores con mayor dinámica en la economía rural del país.

El departamento de Nariño cuenta con una producción anual de 23.885,7 t, de las cuales

las frutas de mayor producción al año son: mora con 5.552 t, lulo con 5.514 t, maracuyá

con 1.382 t, tomate de árbol con 2.563 t, mango con 476,0 t, guanábana con 163,5 t,

papaya con 824,2 t y guayaba con 146,0 t (DANE, 2015).

Entre las empresas dedicadas al procesamiento de frutas en el departamento de Nariño

se encuentran: (1). ASPHONAR, que cuenta con una planta de procesamiento para la

obtención de pulpas de frutas donde se genera cerca de 500 kg/mes de residuos de

frutas y son usados para compostaje; (2). Industria de Productos Agroindustriales de

Nariño - INPADENA, la cual se dedica al proceso de obtención de pulpas de frutas

generando 800 kg/mes de residuos que se utilizan como alimento para cerdos o se

destinan al relleno sanitario y (3). MAS FRUTA, una frutería y heladería de la región que

produce cerca de 450 kg/mes de residuos de frutas y son destinados para criaderos de



pollos y cerdos. De esta manera se generan en total 1750 kg de residuos al mes, entre

estas tres empresas, que varían dependiendo de la cantidad de fruta disponible para

procesar (Narváez et al., 2013).

Debido a que en nuestra región no se le ha dado un uso potencial a los residuos de

maracuyá, lulo o mora y teniendo en cuenta que sus semillas poseen cantidades de

aceite vegetal con una interesante composición química, lo que permitiría convertir al

subproducto en materia prima valiosa, se propone en este proyecto la extracción,

caracterización y determinación de la actividad antioxidante del aceite de semillas, que

contribuya a ampliar la información de estas frutas, con el fin de aprovechar un recurso

natural disponible en la región, del cual las semillas son el subproducto de las empresas

procesadoras y que podría llegar a servir para propósitos industriales o cosméticos

generando valor a un residuo o desecho en el país.

Los aceites vegetales son los ingredientes de mayor demanda a nivel mundial en la

industria (88%) según Proexport- Colombia (2010); estos son utilizados en alimentación,

obtención de biodiesel y como ingredientes naturales en la preparación de cosméticos.

Además se cree que cuentan con compuestos antioxidantes que pueden estar ligados al

antienvejecimiento y prevención de enfermedades de la piel.

Dentro de las técnicas de extracción de aceites se tienen: la extracción con solventes, la

destilación, la extracción por prensado y la extracción con fluidos supercríticos. La

destilación resulta poco conveniente para usarse con aceites vegetales debido a la

presencia de triglicéridos que pueden degradarse a altas temperaturas de operación

necesarias. La presión en frío solo da lugar a una recuperación parcial del aceite. La

extracción con solventes, particularmente con hexano deja un residuo inherente en el

aceite, además de ser un solvente inflamable y tóxico, puede generar un deterioro de los

ácidos grasos poliinsaturados, así como también puede provocar rancidez oxidativa,

producción de sabores y olores indeseables. Sin embargo la extracción con fluidos

supercríticos se ha posicionado entre las tecnologías verdes de mayor importancia por

cuanto genera extractos libres de solventes (Al-Otoom et al., 2014), evita la degradación

de componentes bioactivos y utiliza solventes no derivados de la industria petroquímica,

como es el dióxido de carbono (CO2).

Justificación 7

El CO2 es un fluido con propiedades fisicoquímicas y características ideales que permite

preservar los principios activos y las características propias de los extractos debido a la

posibilidad de trabajar a baja temperatura y separar compuestos termolábiles. Sus

condiciones de presión y temperatura crítica (73,8 bar y 31,1°C respectivamente) son

relativamente bajas, al igual que el consumo energético. Además es un solvente

selectivo, no inflamable, no tóxico, no corrosivo, de bajo costo, naturalmente abundante y

no genera residuos que afecten la salud y el medio ambiente (Norhuda y Jusoff, 2009;

Nivia et al., 2007; Hurtado, 2002). Posee una densidad relativamente alta en el punto

crítico, y por ende un poder de solvatación alto. Sin embargo uno de los inconvenientes

del CO2 supercrítico es su carácter apolar, que limita su poder de solvatación de

compuestos apolares (Hurtado, 2002).

3. Objetivos

3.1 Objetivo general

Estudiar la influencia de las variables de extracción con fluidos supercríticos sobre las

características de aceites de semillas provenientes del procesamiento de tres especies

de frutas con potencialidad en la industria cosmética.

3.2 Objetivos específicos

Determinar el efecto de las condiciones del proceso de extracción supercrítico

(Presión-Temperatura) en el rendimiento de los aceites de semillas de mora, lulo y

maracuyá.

Determinar la composición de los aceites de semillas de mora, lulo y maracuyá,

en cuanto al perfil de ácidos grasos, esteroles y tocoferoles mediante técnicas

cromatográficas y determinar sus propiedades fisicoquímicas.

Determinar la actividad antioxidante de los aceites mediante las técnicas ABTS y

DPPH.

4. Marco teórico

4.1 Material vegetal

Lulo (Solanum quitoense L.): Es nativo de los Andes, cultivado y consumido

principalmente en Colombia, Ecuador y Centro América (Acosta, Pérez y Vaillant, 2009);

conocido popularmente como naranjilla. Su cultivo se da principalmente en climas

templados entre 17 y 20°C y alturas entre 1200 y 2000 msnm; en el mercado

internacional, Colombia se encuentra entre los mayores productores del fruto con una

producción aproximada de 47.983 t/año y una área de cosecha de 9.845 ha, distribuido

en 22 departamentos, entre los cuales la mayor producción se centra en los

departamentos de Antioquia, Huila, Boyacá y Nariño (DANE, 2015).

Mora (Rubus glaucus): originaria de la zona andina tropical de América. Pertenece a la

familia de las rosáceas, es definida como un fruto jugoso constituido por numerosas

drupas unidas a un receptáculo, que dependiendo de las condiciones agroclimáticas en

las que se desarrolle, podrá presentar diversidad en forma, tamaño, coloración y

características organolépticas. En Colombia es cultivada en zonas de clima frío

moderado (Ayala, Valenzuela y Bohórquez, 2013), con una producción de 66.770 t/año,

de la cual el departamento de Nariño produce el 8% de la producción nacional (DANE,

2015).

Maracuyá (Passiflora edulis): es originaria de sur América y con más de 500 especies en

todo el mundo (Oliveira et al., 2016). La maracuyá contiene, cerca de 250 semillas

pequeñas, de color café oscuro y agradable sabor. Las semillas se encuentran

suspendidas en un líquido gelatinoso de color amarillo naranja (Osorio, 2009). En

Colombia se produce aproximadamente 46.879 t/año de maracuyá y es una de las frutas

tropicales de mayor producción en el departamento de Nariño (1.382 t/año) (DANE,

2015).



4.2 Aceites vegetales

Son compuestos orgánicos que se obtienen a partir de diferentes partes de las plantas en

cuyos tejidos se acumula como fuente de energía, están formados básicamente por

triglicéridos que representan el 95% en peso de la mayoría de grasas y aceites; y

monoglicéridos, diglicéridos, ácidos grasos libres y otros componentes minoritarios como

tocoferoles y esteroles (Ziller, 1996).

Un triglicérido se forma fundamentalmente de tres ácidos grasos unidos por enlaces éster

a una molécula de glicerol (Figura 4-1). Las propiedades físicas y químicas de las grasas

obedecen en gran medida de los tipos y proporciones de los ácidos grasos que lo

constituyen, así como el modo en que se distribuyen en el esqueleto de glicerol (Escobar,

2012).

Figura 4-1. Reacción de saponificación (Jurado y Muñoz, 2009)

4.3 Composición de aceites vegetales

Ácidos grasos:

Entre los componentes de los aceites vegetales se encuentran los ácidos grasos, que

confieren las características particulares de cada aceite. Un ácido graso tiene un grupo

carboxilo en el extremo polar (hidrofílico) y una cadena hidrocarbonada en el extremo

apolar (hidrofóbico), por lo que se conocen como compuestos anfipáticos. Los ácidos

grasos se sintetizan a partir de unidades de dos carbonos. Si hay enlaces dobles

carbono-carbono en la cadena, decimos que es un ácido graso insaturado (Figura 4-2); si

hay solo enlaces sencillos el ácido graso es saturado (Figura 4-3) (Campbell y Farrell,

2004, citado por Suárez y Toro, 2012).

Capítulo 4. Marco Teórico 13

Entre los ácidos grasos insaturados más abundantes en los aceites vegetales se

encuentran los ácidos linoleico y oleico. Mientras que los ácidos palmítico y esteárico son

los ácidos grasos saturados más comunes en los vegetales (Jurado y Muñoz, 2009).

Figura 4-2. Ácido graso insaturado

Figura 4-3. Ácido graso saturado

Vitamina E:

Pertenece al grupo de vitaminas liposolubles y está conformada por un grupo de ocho

vitaminas. Estos se dividen en dos grupos fundamentales cuatro tocoferoles y cuatro

tocotrienoles que se diferencian en la saturación de la cadena lateral (α, β, γ y δ). Se

encuentra en aceites vegetales, tales como el del germen de maíz y trigo, de la semilla

de algodón, de soya, de girasol, de maní y en guisantes secos como chicharos,

garbanzos y lentejas entre otros; siendo los más activos el α-tocoferol por ser el isómero

más activo (Ortiz y Ratner, 2009) y el γ-tocoferol por su poder antioxidante (Martínez y

Ceballos, 2012).

Fitoesteroles:

Son todos los componentes bioactivos de los alimentos vegetales presentes

mayoritariamente en plantas oleaginosas (maíz, soya, girasol y canola), nueces y

cereales. Son triterpenos insaturados con uno o dos dobles enlaces entre carbono y

carbono. Se han encontrado más de 200 tipos de esteroles en diferentes especies de

plantas, siendo los más abundantes el β-sitosterol, campesterol y estigmasterol (Muñoz,

Alvarado-Ortíz y Encina, 2011). Los fitoesteroles tienen propiedades antiinflamatorias,

antitumorales, antioxidantes, bactericidas y antifúngicas (Valenzuela y Ronco, 2004).

Antioxidantes:



Son sustancias que puede inhibir o retardar el proceso oxidativo, interfiriendo con la

iniciación o propagación de las reacciones en cadena de la auto-oxidación. La

importancia de un antioxidante depende de su concentración, del medio donde actúa y

de su habilidad para interaccionar con sistemas regeneradores (Jurado y Muñoz, 2009).

El antioxidante, interactuar con el radical libre le cede un electrón, debilitando su acción y

en algunos casos, como la vitamina E, puede regenerarse a su forma primitiva por la

acción de los antioxidantes (Lourdes, et al., 2001, citado por Suárez y Toro, 2012).

4.4 Métodos de extracción

Extracción con fluidos supercríticos:

Un fluido supercrítico es una sustancia que se encuentra por encima de su temperatura

crítica y su presión crítica (punto crítico) como se observa en la figura 4-4. En estas

condiciones no son gases, ni líquidos, pero poseen propiedades de ambos que los hacen

muy interesantes en procesos de extracción y en cromatografía. Las propiedades físicas

como la viscosidad, la difusividad y la densidad, son las que más interesan a la hora de

llevar a cabo algunas de sus aplicaciones y éstas se pueden controlar modificando las

condiciones de presión y temperatura (Velásquez, 2008; Hurtado, 2002).

Figura 4-4. Diagrama de fases de una sustancia pura (S: Sólido, L: Líquido, G: Gas, Pc: Presión crítica, Tc: Temperatura crítica, Pt: Punto triple)

Fuente: Hurtado (2002)

La extracción con fluidos supercríticos es una operación unitaria de transferencia de

masa que se efectúa por encima del punto crítico del solvente, similar a la extracción


clásica con la particularidad de utilizar como agente extractor un fluido supercrítico en

lugar de un líquido. El proceso de EFS básicamente consiste de cuatro etapas:

Etapa de presurización: se eleva la presión del gas a utilizar como solvente a un valor por

encima de su presión crítica; esta operación se realiza por medio de un compresor o

bomba.

Etapa de ajuste de temperatura: se remueve o adiciona energía térmica, ya sea con un

intercambiador de calor, baños térmicos o resistencias eléctricas, para llevar el solvente

comprimido a la temperatura de extracción requerida, estado que está por encima de su

temperatura crítica.

Etapa de extracción: se conduce el fluido supercrítico al extractor donde se encuentra la

muestra o materia prima que contiene el soluto de interés.

Etapa de separación: el gas se descomprime a una presión inferior a la presión crítica,

liberando el soluto en un recipiente separador” (Velásquez, 2008).

La EFS es una alternativa interesante para la obtención de aceites vegetales, ya que no

presenta los inconvenientes de los disolventes orgánicos tradicionales y por las ventajas

que ofrece el CO2 supercrítico, mencionadas anteriormente, principalmente la calidad de

aceite obtenido por esta tecnología (Mangold, 1983, citado por Velasco, Villada y

Carrera, 2007).

4.5 Técnicas de análisis del aceite:

Cromatografía de gases:

La cromatografía de gases es una técnica utilizada para separar diferentes compuestos

volátiles de una muestra. La fase móvil es un gas inerte, (nitrógeno o helio) conocido

como gas portador, que transporta la muestra volatilizada en el inyector a través de la

columna cromatográfica. La fase estacionaria generalmente está constituida por una

columna de metil polisiloxano, o derivados de éste. Los diferentes compuestos se

separan en función de su grado de volatilidad (punto de ebullición, peso molecular) y su

afinidad por la fase estacionaria. Entre los detectores más utilizados caben mencionar el

detector FID (ionización de llama) que por su alta versatilidad, hace posible la detección



de un elevado tipo de compuestos. También provee información cualitativa y cuantitativa

de los componentes presentes en una mezcla (Olguín y Rodríguez, 2004).

Cromatografía de gases acoplada a espectrometría de masas:

Técnica utilizada para la separación e identificación de compuestos volátiles, donde la

muestra se volatiliza y se inyecta en la cabeza de una columna cromatográfica, donde la

elución se produce por el flujo de una fase móvil del gas portador, la cual no interacciona

con las moléculas del analito. Los diversos componentes son retenidos por la fase

estacionaria con mayor o menor fuerza y alcanzaran correspondientemente el final de la

columna donde se encuentra el detector (Skoog, Holler y Crouch, 2008); en este caso el

espectrómetro de masas es un detector universal para cromatografía de gases. La

Espectrometría de Masas es una técnica analítica instrumental de alta sensibilidad capaz

de identificar cualitativa y cuantitativamente, y de forma inequívoca, cualquier tipo de

mezclas de sustancias. Asimismo esta técnica permite también determinar la masa

molecular de un compuesto, así como de los diversos fragmentos que resultan de la

rotura controlada del mismo dando estos una información muy valiosa sobre la estructura

de la molécula. Cuando una molécula se somete a ionización por impacto electrónico en

un espectrómetro de masas el proceso primario consiste en la abstracción de un electrón

para dar un catión-radical. Este catión-radical se trata del ión molecular y tendrá mayor o

menor tendencia a fragmentar en función de su estabilidad. Los iones moleculares muy

estables tendrán poca tendencia a fragmentar y serán muy abundantes. Al ión más

abundante del espectro se le denomina pico base. Los fragmentos más abundantes de

un espectro de masas nos dan una información valiosa sobre la estructura de una

molécula (Robinson y Robinson, 2001).

Actividad antioxidante:

No es posible hacer una medida directa, pero la mayoría de los métodos se basan en el

uso de sistemas generadores de radicales, los cuales son métodos de inhibición donde

se emplea una especie generadora de radicales libres y una sustancia detectora de estas

especies. Su efecto se analiza por métodos espectrofotométricos UV-Vis. Entre los

métodos se encuentran:

Método ABTS+: Consiste en generar el radical ABTS a partir del ácido 2,2’-azino-bis-(3-

etilbenzotiazolin)-6-sulfónico, donde el radical catiónico obtenido es un compuesto


estable, de color verde- azulado y con un espectro de absorción máximo a 734 nm (UV-

vis). La ventaja del radical es su estabilidad cuando se encuentra en refrigeración y

lejos de la luz. Estos factores permiten almacenar una solución de trabajo por

aproximadamente seis meses. Además este absorbe en la región cercana al

infrarrojo (645, 734 y 815 nm), evitando interferencias con las antocianinas (Kuskoski,

et al., 2004; Okezie 2002, citados por Cerón y Lopez, 2013). El método permite

expresar los resultados de acuerdo a la capacidad del antioxidante para donar un

hidrógeno y estabilizar al radical ABTS°+. La decoloración que la solución de ABTS°+

experimenta en la reacción, se compara con la decoloración hecha por un

antioxidante patrón derivado de la vitamina E conocido como Trolox (6-Hidroxi-

2,5,7,8-tetrametilcroman-2-ácido carboxílico), mediante una curva de calibración. Por

esta razón el resultado se expresa como capacidad antioxidante en equivalentes

trolox ó TEAC (Trolox Equivalent Antioxidant Capacity) (Okezie 2002, citado por

Jimenez y Villareal, 2008).

Método del DPPH*: Consiste en determinar la capacidad de captura del radical libre

DPPH* por parte de los compuestos antioxidantes (Samaniego, 2006). El procedimiento

seguido para determinar la actividad antioxidante se basa en el método descrito por

Brand-Williams et al., (1995) y descrito por Malacrida y Neuza (2012), el cual consiste

en la medición a 517 nm de la reducción del radical estable 1,1-difenil-2-picril-

hidrazilo (DPPH.). La absorbancia característica de este radical que posee un color

violeta intenso, disminuye en presencia de un antioxidante. Por lo tanto, es posible

cuantificar la capacidad captadora de radicales libres que poseen determinados

compuestos mediante la determinación del grado de decoloración que provocan a

una solución de DPPH (Figura 4-5).



Figura 4-5. Reducción del radical 1,1-difenil-2-picril-hidrazilo (DPPH*)

AH A*

H

5. Estado del arte

En la actualidad las empresas procesadoras de frutas dirigen su mayor esfuerzo al

aprovechamiento de la pulpa para la obtención de productos como jugos, pulpas,

mermeladas, conservas, confites y colorantes los cuales generan valor agregado;

desechando grandes cantidades de materia orgánica ocasionando perjuicio a la cadena

frutícola y al medio ambiente.

Esta situación ha ido generando nuevas ideas de aprovechamiento de estos recursos

como alternativas remediadoras, como por ejemplo: obtener aceite a partir de las

semillas de mora, con posibles aplicaciones en la industria alimentaria, cosmética o

farmacéutica por su interesante composición química, lo que permitiría convertir al

subproducto en materia prima valiosa (Cerón, Osorio y Hurtado, 2012; Conrado, 2008;

Van Hoed et al., 2009; García et al., 2003). Diversos autores sostienen que, dependiendo

de la técnica de extracción, tipo de solvente utilizado y condiciones de operación

aplicadas, el rendimiento de aceite proveniente de las semillas de mora, puede oscilar

entre 9,2 y 18,3% (Pasquel et al., 2014; García et al., 2003). El producto es rico en ácidos

grasos insaturados como saturados (Micic et al., 2015; Cerón, Osorio y Hurtado, 2012),

cuenta con un alto contenido de tocoferoles y esteroles (Van Hoed et al., 2009) y

además, posee actividad antioxidante que incrementa su potencial industrial (Yang et al.,

2011).

Los residuos del procesamiento de maracuyá alcanzan entre un 61-86% de la cantidad

de frutas procesadas (Malacrida y Neuza, 2012), los cuales pueden ser aprovechados

para la obtención de productos de interés en la industria como pectinas, aromas

naturales, aceites vegetales, entre otros compuestos (Leao et al., 2014). Diversos

estudios reportan que las semillas de maracuyá contienen un alto porcentaje de aceite

vegetal, que oscila entre un 16,7–33,5%, dependiendo de la técnica de extracción, el tipo

de solvente, las condiciones de operación y las zonas geográficas donde se cultiva ésta

fruta (Malacrida y Neuza, 2012; Oliveira et al., 2016; Cerón, Osorio y Hurtado, 2012).



Además varios estudios han encontrado en los aceites de maracuyá compuestos de alto

valor nutricional como ácidos grasos, principalmente linoleico, oleico y palmítico (Liu et

al., 2009); y características antioxidantes descritas en otros estudios (Malacrida y Neuza,

2012) por lo cual se ha considerado como una fuente promisoria para posibles

aplicaciones en la industria alimentaria, cosmética y farmacéutica (Zeraik et al., 2010;

Malacrida y Neuza, 2012).

La agroindustria del lulo produce una cantidad significativa de residuos representados en

cáscara (32-39%) y semillas (16-28%) (Gobernación del Huila-Secretaría de Agricultura y

Minería, 2006), generalmente utilizados para alimentación animal, elaboración de abonos

orgánicos o enviados a un relleno sanitario, sin embargo estos residuos pueden llegar a ser

una fuente promisoria de aceite vegetal con importantes compuestos utilizados en la

industria alimentaria, cosmética o farmacéutica (Cerón, Osorio y Hurtado, 2012). Aunque

existen muy pocos estudios acerca del aprovechamiento de las semillas de lulo y

específicamente del aceite, Jurado y Muñoz (2009) caracterizaron el aceite obtenido a

partir de semillas de lulo en cuanto al contenido de ácidos grasos y determinaron su

capacidad antioxidante, mientras que Cerón, Osorio y Hurtado (2012) determinaron el

rendimiento de aceite mediante extracción con solventes (soxhlet) y estudiaron la

composición de ácidos grasos de dicho aceite. Además se realizó un estudio

microbiológico y la evaluación de la actividad antibacteriana del aceite para posible uso en

la industria cosmética, donde el aceite no mostró inhibición frente a los microorganismos

empleados en el estudio (Escobar, 2012). Sin embargo no existe información disponible

respecto al contenido de esteroles y tocoferoles en el aceite de semillas de lulo.

Entre los diferentes métodos de obtención de aceite, se encuentran la extracción con

solventes, la destilación y la extracción por prensado (Pasquel et al., 2014; Fazio et al.,

2013; Cerón, Osorio y Hurtado, 2012; García et al., 2003). Martínez, Mattea y Maestri

(2008) comparan la extracción por prensado en frío y extracción con fluidos supercríticos

evaluando el contenido de tocoferoles y carotenoides, reportando los mejores resultados

con extracción supercrítica; al igual que Oliveira, Angonese y Ferreira (2013) presentan

mayor rendimiento de extracción de aceites de maracuyá en extracción con fluidos

supercríticos en comparación con ultrasonido, bajas presiones y maceración en frio.

Mientras que Nivia et al., (2007) resaltaron que mediante la EFS, obtuvieron un aceite de

semillas de guayaba, libre de residuos de solvente y con buenas características. Sin

Capítulo 5. Estado del arte 21

embargo una de las desventajas de la extracción con CO2 supercrítico es su carácter

apolar, que limita su poder de solvatación de compuestos apolares, este inconveniente se

puede evitar mediante la adición de un modificador o cosolvente que es un compuesto

orgánico que varía la polaridad del disolvente (Hurtado, 2002).

La obtención de aceites a partir de semillas ha sido estudiada por Boutin y Badens,

(2009), Castro, et al. (2010), Follegatti, (2007), Oliveira, Angonese, y Ferreira, (2013),

Nivia, et al. (2007), Martínez, Mattea, y Maestri, (2008), Azevedo, et al. (2008), Nyam, et

al. (2010), Vázquez, et al. (2009), Hurtado-Benavides, Dorado y Sanchez-Camargo

(2016), Cerón, Hurtado y Ayala (2016) utilizando dióxido de carbono como solvente a

temperaturas entre 40-60°C y presiones desde 150 hasta 400 bar, como se resume en la

tabla 5-1.

Tabla 5-1. Revisión de extracción de aceites de semillas con CO2 supercrítico

Semillas Temperatura

(°C) Presión

(bar) Referencia

Oleaginosas 35-75 150-450 (Boutin y Badens, 2009) Guayaba 40-60 100-300 (Castro et al., 2010) Sasha inchi 40-60 300-400 (Follegatti, 2007) Maracuyá 40-50 150-250 (Oliveira, Angonese y Ferreira, 2013) Guayaba 40-60 100-300 (Castro et al., 2010) Guayaba 40 170-310 (Nivia et al., 2007) Almendra 40-80 207-483 (Zaidul et al., 2006) Nuez 50-70 200-400 (Martínez, Mattea y Maestri, 2008) Café 50-70 152-352 (Azevedo et al., 2008) Mora 35 75-90 (Oztas, Galip y Murathan, 2011) Roselle 40-80 200-400 (Nyam et al., 2010) Nigella sativa

40-70 100-400 (Rao et al., 2007)

Olivo 40 180-250 (Vázquez et al., 2009)

Café 40-60 150-300 (Hurtado-Benavides, Dorado y Sanchez-Camargo, 2016)

Guayaba 40-60 200-350 (Cerón, Hurtado y Ayala, 2016) Maracuyá 50-60 200-300 (Liu et al., 2009) Mora 50 350 (Yang et al., 2011) Mora 40-60 150-250 (Pasquel et al., 2014) Granada 35-65 150-450 (Liu et al., 2012)

La variación de condiciones de presión y temperatura permite obtener extractos de

diferente composición. Por ejemplo Cavero et al. (2005), reportaron que del romero

(Rosmarinus officinalis) es posible obtener una fracción rica en aceites esenciales en



condiciones cercanas al punto crítico, y otra fracción oleoresinosa rica en antioxidantes, a

presiones entre 200 y 300 bar. Además Cerón, Hurtado y Ayala (2016) reportan que al

modificar la presión y la temperatura de extracción varía el rendimiento y composición del

aceite de semillas de guayaba, generando varias fracciones con diferente composición;

similares resultados presentaron Castro, Rodriguez y Parada (2001) y Hurtado-

Benavides, Dorado y Sanchez-Camargo (2016) obtuvieron similar comportamiento en la

extracción de aceite de café.

6. Materiales y métodos

6.1 Recolección y adecuación de las semillas

Las semillas de maracuyá (Passiflora edulis), lulo (Solanum quitoense L) y mora (Rubus

glaucus), utilizadas como fuente de aceite fueron suministradas por la empresa Industria

de Productos Agroindustriales de Nariño (INPADENA) en el municipio de Pasto (Nariño).

La cantidad de semillas utilizadas fueron 26,1 kg de maracuyá, 25,5 kg de lulo y 35,6 kg

de mora.

La adecuación del material en cuestión (Figura 6-1) consistió en separar las semillas de

restos de pulpa, cascara, nervaduras o materiales diferentes a estas con abundante agua

y con ayuda de un filtro colador de diferente tamaño de acuerdo al tipo de semilla

utilizada, posteriormente se colocó la semilla lavada en un recipiente en el cual pueda

eliminar el exceso de agua y pasar al proceso de secado (Figuras 6-2, 6-3, 6-4). El

material se colocó en un secador de bandejas (FIQ, Colombia) ubicado en la planta piloto

de la Universidad de Nariño a 60°C durante 8 horas. Seguidamente se empacó en bolsas

de papel kraft y polietileno, y se almacenó a temperatura ambiente hasta su posterior

extracción.



Figura 6-1. Diagrama de flujo de acondicionamiento y molienda de semillas

Figura 6-2. Proceso de adecuación de semilla de maracuyá.

Fuente: Esta investigación

RECEPCIÓN DE MATERIA PRIMA

(Residuos de maracuyá, lulo y

mora)

LAVADO O SEPARACIÓN

•Semillas

•Restos de pulpa

•Cáscara

ESCURRIDO SEMILLAS LAVADAS

SECADO

(60°C - 8 horas)

EMPACADO

(Papel kraft)

ALMACENAMIENTO

(T° Ambiente)

MOLIENDA

•Molino de discos

•Molino de martillos

•Molino de cuchillas

ANALISIS GRANULOMÉTRICO

(NTC 2441)

EMPAQUE AL VACÍO

ALMACENAMIENTO (4°C)

Capítulo 6. Materiales y Métodos 25

Figura 6-3. Proceso de adecuación de semilla de lulo.


Figura 6-4. Proceso de adecuación de semilla de mora.




6.2 Molienda de semillas

El producto seco de maracuyá (Figura 6-5), lulo (Figura 6-6) y mora (Figura 6-7) se llevó

a un molino de discos, de martillos y de cuchillas respectivamente. Posteriormente se

hizo un análisis granulométrico a las semillas molidas con el fin de caracterizar el tamaño

del material. Posteriormente se empacó al vacío en bolsas con 250 g y almacenó en

refrigeración a 4°C, hasta su posterior utilización.

Análisis Granulométrico

Dentro del estudio se determinó el tamaño promedio de partícula de las semillas de

maracuyá, lulo y mora secas y molidas, de acuerdo a los parámetros establecidos en la

NTC 2441 de 1996. De esta manera 100 g de material fueron tamizados utilizando una

tamizadora (modelo PS-35 serie 1182) en la serie de tamices 10-80, A.S.T.M.E., por

espacio de 10 minutos.

Para la determinación del análisis granulométrico de las semillas molidas, se calculó el

porcentaje retenido acumulado en cada malla y para los diferentes porcentajes de

retención se calculó el siguiente término:

ln(ln (100

%𝑅)) (6.1)

Donde %R es el porcentaje de retención acumulado.

Además, se calculó el logaritmo natural del diámetro de cada malla empleada y se

construyó la gráfica de ln(ln(100/%R)) Vs ln(abertura de malla), para cada una de las

semillas, con lo cual se obtuvo una ecuación de la gráfica para usarla más adelante.

Para encontrar el tamaño promedio de partícula se reemplazó el porcentaje de retención

por 50 y se calculó el término ln(ln 5 ), lo cual equivale a -0,37. Para este punto se

determinó sobre el eje X el tamaño de diámetro correspondiente (expresado en

micrómetros), realizando el respectivo despeje en la fórmula de la recta obtenida. Al

despejar X de la ecuación se obtuvo un diámetro promedio de partícula en µm.


Figura 6-5. Molienda y tamizado de semillas de maracuyá


Figura 6-6. Molienda de semillas de lulo




Figura 6-7. Molienda de semillas de mora


6.3 Análisis proximal de las semillas

La caracterización bromatológica de las semillas secas de maracuyá, lulo y mora se

realizaron basadas en las técnicas de la AOAC (1997), sobre las cuales se aplicaron los

siguientes parámetros:

Humedad: Hace referencia al contenido de agua presente en la muestra. Se

determinó por el método de secado en dos fases, un secado parcial a 65°C, seguido por

un secado total a 105°C mediante el análisis de Weende (AOAC 977.11).

Materia seca: Correspondiente a la cantidad de material residual después de secar o

eliminar el agua de la muestra. La materia seca es inversamente proporcional al

contenido de agua (humedad).

Ceniza: Se realizó por el método de incineración en mufla, en la que se quema la

materia orgánica y la materia inorgánica remanente se pesa fría (AOAC 942.05).


Extracto etéreo: Se determinó mediante el método soxhlet, sobre el cual se cuantificó

el porcentaje (%) de grasa presente en la muestra (AOAC 920.39).

Fibra cruda: Se realizó mediante dos digestiones con ácido sulfúrico y con hidróxido

de sodio con el fin de eliminar las proteínas, carbohidratos solubles, residuos de grasas y

vitaminas (AOAC 962.09).

Proteína: Se determinó por el método Kjeldalh (%proteina = %Nx6,25) que se realizó

por digestión de la muestra con ácido sulfúrico concentrado en presencia de un

catalizador a temperatura elevada para transformar el nitrógeno en sulfato de amonio, la

cual se alcaliniza y el amoniaco liberado se destila para su posterior titulación (AOAC

955.04).

Extracto no nitrogenado: Se establece por diferencia luego de sumar los parámetros:

fibra bruta, extracto etéreo, proteína y ceniza. La cantidad resultante se resta de 100.

6.4 Extracción supercrítica de aceites

La obtención de los aceites de semillas de frutas se realizó mediante la aplicación de la

tecnología de extracción con fluidos supercríticos bajo diferentes condiciones de presión

y temperatura. Para lograrlo, se manejó un equipo Waters SFE-500 (USA), como se

muestra en el diagrama de proceso (Figura 6-8), y se utilizó CO2 al 99,9% de pureza

(Cryogas, Colombia) como solvente. El proceso extractivo se llevó a cabo utilizando una

carga de 250 g de semillas tratadas, intervalos de presión de 200 a 350 bares,

temperaturas entre 40 y 60°C, manteniendo un flujo constante de 30 g CO2/min y un

tiempo de 150 min. Estos valores se determinaron basándose en la cinética del proceso y

estudios preliminares de ésta investigación.



Figura 6-8. Diagrama de equipo de extracción con fluidos supercríticos


Diseño Experimental

Se aplicó un diseño factorial 22 con 4 puntos centrales con repeticiones (2) y de manera

aleatoria (Tabla 6-1), de acuerdo a la metodología descrita por Hurtado-Benavides,

Dorado y Sanchez-Camargo (2016), con algunas modificaciones. El aceite obtenido se

colectó y almacenó en un vial de vidrio ámbar en refrigeración (4°C), hasta su posterior

análisis. El rendimiento fue calculado mediante la ecuación 6.2, y se expresó como

porcentaje de aceite extraído.

%𝑅𝑒𝑛𝑑𝑖𝑚𝑖𝑒𝑛𝑡𝑜 = (𝑃𝑒𝑠𝑜𝐴𝑐𝑒𝑖𝑡𝑒𝐸𝑥𝑡𝑟𝑎í𝑑𝑜

𝑃𝑒𝑠𝑜𝑆𝑒𝑚𝑖𝑙𝑙𝑎𝑈𝑡𝑖𝑙𝑖𝑧𝑎𝑑𝑎)𝑥 (6.2)


Tabla 6-1. Matriz de diseño experimental

Experimento Temperatura Presión Rendimiento

N° °C Bar %

1 50 275

2 50 275

3 50 275

4 50 275

5 40 200

6 60 200

7 40 350

8 60 350

9 40 200

10 60 200

11 40 350

12 60 350

Con el fin de determinar el efecto de la presión y la temperatura sobre el rendimiento del

aceite, se realizó un análisis de varianza (ANOVA, diferencia de medias) con ayuda del

programa estadístico STATGRAPHICS Centurion XV (2007). Las determinaciones

analíticas y experimentos fueron realizados por duplicado.

6.5 Determinación de la composición de los aceites mediante cromatografía de gases (GC-FID) y cromatografía de gases acoplada a espectrometría de masas (GC-MS)

Para la determinación de la composición de los aceites de maracuyá, lulo y mora se

analizaron las muestras obtenidas en cada una de las condiciones de extracción

evaluadas, con el fin de observar el efecto de los factores de extracción en su

composición.

Perfil de ácidos grasos:

Los ácidos grasos del aceite fueron analizados como metil ésteres de ácidos grasos

empleando la metodología descrita por Christie (1998) con algunas modificaciones. Se

realizó mediante derivatización de 200 mg de aceite en una solución de HCl/metanol al

5% a 50°C. La extracción de los metil ésteres de los ácidos grasos se realizó con 2 mL



de n-hexano grado HPLC (Fisher, USA).

Para el análisis cromatográfico se utilizó un cromatógrafo de gases (Shimadzu GC 17A,

Japón), equipado con un detector de ionización de llama (FID a 280°C), y modo de

inyección Split 1:10. Los compuestos fueron separados en una columna DB-WAX (JyW

Scientific) de 30 m de largo, con diámetro interno de 0,25 mm y espesor de película de

0,25 µm.

Los ácidos grasos fueron identificados por comparación de tiempos de retención de una

mezcla estándar de ácidos grasos (Restek, USA) analizados bajo las mismas

condiciones operacionales. La cuantificación se realizó por porcentaje relativo de área y

también mediante estándar interno empleando como estándar metil undecanoato

(Alltech, USA), para la cuantificación en mg/mL.

Esteroles y tocoferoles

La composición de esteroles y tocoferoles se determinó según la metodología descrita

por Matthaus y Ozcan (2011) con algunas modificaciones. Se utilizaron 20 µL de aceite y

se diluyeron a 1 mL en diclorometano grado HPLC (Honeywell, USA). Los extractos se

agitaron en un vortex por 0,5 min y se les adicionó sulfato de sodio anhidro (Merck,

Germany). Se inyectaron 1,0 µL en un cromatógrafo de gases acoplado a espectrometría

de masas (Shimadzu QP2010S, USA), equipado con una columna SHXRI-5MS

(Shimadzu. 30 m x 0,25 mm x 0,25 µm), un detector selectivo de masas QP2010S con

ionización por impacto electrónico (full scan EI a 70eV) y un inyector de modo de

inyección splitless a 270°C.

La identificación tentativa de los compuestos del aceite extraído se realizó por

comparación de los espectros de masas, empleando la base de datos NIST y la

cuantificación se llevó a cabo empleando el método del estándar interno utilizado como

estándar una solución de patrón de Colesterol (Sigma, USA).

6.6 Determinación de propiedades fisicoquímicas

Los aceites vegetales de maracuyá, lulo y mora fueron caracterizados de acuerdo a las

siguientes propiedades fisicoquímicas:

Densidad (masa por volumen convencional):


Este proceso se llevó a cabo de acuerdo a lo establecido en la Norma Técnica

Colombiana 336, para lo cual se utilizó un picnómetro Gay-Lussac previamente calibrado,

un termómetro, un baño termostatado y una balanza analítica. El cálculo de la densidad

del aceite se determinó a partir de la siguiente expresión:

𝜌𝜃 =𝑀3−𝑀1

𝑉𝑑+ 𝑘(𝜃𝑑 − 𝜃) (6.3)

Donde:

ρ: Densidad (g/mL)

M1: Masa del picnómetro vacío (g)

M3: Masa del picnómetro con muestra (g)

Vd: Volumen del picnómetro a temperatura deseada (θd)

θd: Temperatura de determinación

θ: Temperatura para ser establecida

k: Cambio medio de densidad de las grasa debido al cambio de temperatura.

k = 0,00068 gr/mL °C

Índice de refracción:

Según NTC 289, este ensayo se llevó a cabo en un refractómetro de mesa Brixco 3030,

la determinación del índice de refracción de la muestra (aceite) se midió entre 20 y 25°C.

Para la medición se remueve la parte móvil del prisma y se limpió la superficie con un

paño suave y luego con un algodón humedecido con unas gotas de solvente (tolueno) y

se dejó secar. Posteriormente se llevó a cabo la medición del índice de refracción con

aproximación de 0,0001 y se registró la temperatura del prisma del instrumento. Para

calcular del índice de refracción se tuvo en cuenta que si la diferencia entre la

temperatura de la medición t1 y la temperatura de referencia t es menos que 3°C, el

índice de refracción nDt a la temperatura de referencia t está dado por la fórmula:

𝑛𝐷𝑡 = 𝑛𝐷

𝑡 + (𝑡1 − 𝑡)𝐹 (6.4)

Donde:

t1: es la temperatura de medición

t: es la temperatura de referencia

F: es un factor igual a 0,00035 a t = 20 y 25°C



Índice de acidez:

Según NTC 218: es el número de miligramos de hidróxido requeridos para neutralizar los

ácidos grasos libres presentes en 1 gr de grasa de acuerdo al procedimiento especificado

por esta norma. Se expresa en mg KOH/g.

Índice de yodo:

Según NTC 283: consiste en disolver el aceite en un solvente y se adiciona el reactivo de

Wijs, posteriormente se adiciona yoduro de potasio y agua y se titula la liberación de

yoduro con una solución de tiosulfato. Se determina el grado de insaturación de la

muestra, expresado como gramos de yodo absorbidos por 100 g de muestra.

Índice Saponificación:

Según AOAC 920.160: es el número de miligramos de hidróxido de potasio que se

requieren para saponificar 1 gr de aceite.

Índice Peróxidos:

Según AOAC 965.33: la muestra se dispone en una solución de ácido acético y

cloroformo, con una solución de yoduro de potasio. Se hace la titulación del yodo liberado

con una solución normalizada de tiosulfato de sodio. Se expresa en miliequivalentes de

oxigeno activo por kilogramo de muestra.

6.7 Medición de la actividad antioxidante de los aceites de semilla de frutas

6.7.1 Método radical ABTS°+

Para la determinación de la actividad antioxidante de los aceites extraídos con fluidos

supercríticos de semillas de maracuyá, lulo y mora se realizó el siguiente proceso:

La metodología aplicada fue la descrita por Re et al. (1999), citado por Jimenez y

Villareal (2008). El radical ABTS°+ se generó tras la reacción de ABTS (7 mM) con

persulfato potásico (2,45 mM). La mezcla reaccionante permaneció a temperatura

ambiente y en ausencia de luz durante 24 horas. El ABTS°+ preparado se diluyó con

etanol hasta obtener un valor de absorbancia de 0,7 + 0,2 a una longitud de onda de 734


nm, y utilizando un espectrofotómetro Genesys UV-VIS 10S (Thermo Scientific, USA). El

potencial antioxidante de la muestra se probó por la adición de 1 mL de la solución del

radical ABTS°+ a 10 µL del aceite diluido en una mezcla isopropanol: etanol (80:20) y se

leyó la absorbancia a 734 nm; la lectura se interpoló en la ecuación de la recta obtenida a

partir de trolox (0,05 – 1,5 mM). Para la mezcla reaccionante se utilizaron 30 µL de

solución de trolox y 3 mL de ABTS°+. En cada ensayo se aplicó 1 min de agitación y 6

min de reposo, al final de los cuales se tomó la lectura de A734.

Cada ensayo se realizó por triplicado. Teniendo en cuenta la curva de calibración

realizada con soluciones de trolox a diferentes concentraciones se expresan los

resultados en µmol de trolox por g o 100 g de aceite vegetal. La funcionalidad del método

se verificó con un patrón de ácido ascórbico. Se realiza el mismo procedimiento que con

la muestra a una sola concentración.

Se realizó una curva de calibración con distintas concentraciones de trolox. Cada

muestra fue medida por triplicado, de lo cual se encontró la ecuación obtenida del gráfico

6-1. Y=0,8885 - 0,3102X (R2 = 0,9979). La pendiente negativa indica la pérdida de color

que sufre el radical ABTS°+ al reaccionar con el antioxidante. Los resultados de las

absorbancias se muestran en la tabla 6-2.

Tabla 6-2. Resultados de la prueba ABTS°+ con patrones de trolox

Trolox (mM)

Absorbancia Promedio Desviación Estándar

Coeficiente de Variación

0 0,905 0,904 0,905 0,905 0,001 0,064

0,05 0,868 0,869 0,862 0,866 0,004 0,437

0,1 0,849 0,844 0,856 0,850 0,006 0,709

0,3 0,799 0,787 0,792 0,793 0,006 0,760

1,0 0,574 0,582 0,577 0,578 0,004 0,700

1,5 0,419 0,418 0,438 0,425 0,011 2,652



Gráfico 6-1. Curva de calibración para determinar la capacidad antioxidante en TEAC

La funcionalidad del método se comprobó con un patrón de ácido ascórbico 1,6 mM, al

cual se realizó el mismo procedimiento que a las muestras de aceite y se obtuvo un valor

de 0,904 mM de trolox, el cual es cercano al reportado por Jimenez y Villareal (2008).

6.7.2 Método radical DPPH*

El método consistió en la preparación de una solución DPPH* a una concentración de

0,0756 mM, a partir de la cual se obtuvieron diluciones a 0,025 mM, 0,01 mM, 0,0075

mM, 0,0050 mM, y 0,0025 mM con el fin de realizar la curva de calibración o control,

graficando absorbancia medida a una longitud de onda de 515 nm Vs concentración de

DPPH*. La determinación de la absorbancia se llevó a cabo en un espectrofotómetro

GENESYS 1OS UV-VIS.

Para la reacción se tomaron 3,9 mL de solución de DPPH* (0,0756 mM) y se registró la

absorbancia a 515 nm y posteriormente se adicionó 0,1 mL de la muestra a analizar y se

registró la disminución de absorbancia hasta la estabilización de la solución. Este

proceso se repitió para cada muestra (aceite) evaluada a diferentes concentraciones. Los

tiempos finales de la reacción dependen de la naturaleza de las muestras. La

funcionalidad del método se verificó con patrones de ácido ascórbico y ácido gálico,

como punto de referencia sobre la eficiencia anti-radical (Sánchez, Larrauri y Saura,

1997).

y = -0,3102x + 0,8885 R² = 0,9979

0,0

0,1

0,2

0,3

0,4

0,5

0,6

0,7

0,8

0,9

1,0

0 0,5 1 1,5

Ab

sorb

anci

a (7

34

nm

)

Concentración Trolox (mM)


Se calculó %[DPPH*]Remanente, y los parámetros EC50, TEEC50 y la eficiencia anti-

radical (AE).

El %[DPPH*]Remanente se calculó de acuerdo a la expresión (6-5) utilizada por

(Sánchez, Larrauri y Saura, 1997):

%[ ] 𝑒𝑚 𝑛𝑒𝑛𝑡𝑒 =%[ ]

%[ ] 0 (6-5)

El EC50 se refiere a la concentración necesaria de antioxidante para reducir al 50% la

concentración del radical y el TEC50 hace referencia al tiempo necesario en alcanzar el

EC50.

La eficiencia anti-radical de los aceites de semillas de frutas se calculó de acuerdo a la

metodología citada por Malacrida y Neuza (2012) y descrita por Brand-Williams, Cuvelier

y Berset (1995) con la siguiente expresión:

=1

𝐸 0 (6-6)

El primer paso para el desarrollo del método, fue la preparación de la curva (tabla 6-3)

absorbancia Vs concentración DPPH* (Gráfico 6-2), de la cual se obtuvo la ecuación Y=

9,9307x + 0,0108 (R2 = 0,9996), con la que se calcula la concentración de DPPH* en el

tiempo.

Tabla 6-3. Valores de absorbancia obtenidos a diferentes concentraciones de DPPH*

Concentración (mM)

Absorbancia 515 nm

Promedio Desviación estándar

Coeficiente de

Variación

0,0025 0,034 0,034 0,034 0,034 0,000 0,000

0,0050 0,062 0,061 0,062 0,062 0,001 0,936

0,0075 0,088 0,087 0,087 0,087 0,001 0,661

0,0100 0,108 0,108 0,109 0,108 0,001 0,533

0,0250 0,259 0,258 0,260 0,259 0,001 0,386



Gráfico 6-2. Curva de concentración DPPH* Vs Absorbancia

La funcionalidad del método se verificó con patrones de ácido ascórbico y ácido gálico,

como punto de referencia sobre la eficiencia anti-radical (Sánchez, Larrauri y Saura,

1997). La tabla 6-4 presenta los resultados obtenidos para estos patrones. El

%[DPPH*]remanente y el tiempo, hacen referencia a la concentración que permanece en

la solución, al estabilizarse y cuánto tiempo tarda para lograrlo. Con estos resultados se

elaboró el gráfico 6-3: %[DPPH*]remanente Vs Concentración de antioxidante. Se obtuvo

la concentración necesaria para disminuir el %[DPPH*]remanente al 50% (EC50.),

mediante la expresión 𝑦 = ,36𝑒−0,01𝑥 (R2 = 0,9896) para ácido ascórbico y para ácido

gálico por medio de 𝑦 = 75,536𝑒−0,016𝑥 (R2 = 0,949). Para calcular el tiempo que alcanza

el EC50, se graficó tiempo Vs %[DPPH*]remanente (Gráfico 6-4 y 6-6), donde se obtuvo

las expresiones 𝑦 = − ,82 5𝑥 + 5, 4(R²=0,9438), 𝑦 = − , 4 4𝑥 + 64,29 (R2 =

0,9926) para los ácidos ascórbico y gálico respectivamente.

Tabla 6-4. Eficiencia anti-radical en ácido ascórbico y ácido gálico

Patrón [Patrón]a %[DPPH*]rem Tiempo (min) EC50* TEC50

EA (x10

-3)

EA (x10

-3)b

Ácido Ascórbico

30 70,488 0,83

70,7 1,13 12,52 11,44 80 47,978 1,25

130 28,398 1,33

177 15,877 1,92

Ácido Gálico

10 79,146 9,92

25,79 13,47 2,88 2,62 50 31,062 16,17

100 10,816 18,08

171 5,887 18,33 a g Antioxidante/kg DPPH* -

b Tomado de Sánchez (1997)- *g antioxidante/kg DPPH*

y = 9,9307x + 0,0108 R² = 0,9996

0,000

0,050

0,100

0,150

0,200

0,250

0,300

0,000 0,005 0,010 0,015 0,020 0,025 0,030

Ab

so

rba

ncia

51

5 n

m

Concentración DPPH (mM)


Gráfico 6-3. Curva para determinar EC50 para ácido ascórbico

Gráfico 6-4. Curva para determinar TEC50 para ácido ascórbico

y = 101,36e-0,01x R² = 0,9896

0,0

10,0

20,0

30,0

40,0

50,0

60,0

70,0

80,0

0 50 100 150 200

%[D

PP

H]r

em

ane

nte

g Antioxidante/kg DPPH

y = -0,821x + 105,53 R² = 0,94

0,0

10,0

20,0

30,0

40,0

50,0

60,0

70,0

80,0

90,0

100,0

0 20 40 60 80 100 120 140

% [

DP

PH

]re

man

Tiempo (s)



Gráfico 6-5. Curva para determinar EC50 para ácido gálico

Gráfico 6-6. Curva para determinar TEC50 para ácido gálico

y = 75,536e-0,016x R² = 0,949

0,0

10,0

20,0

30,0

40,0

50,0

60,0

70,0

80,0

90,0

0 50 100 150 200

%[D

PP

H]r

em

ane

nte

g Antioxidante/kg DPPH

y = -0,1414x + 164,29 R² = 0,9926

0,0

10,0

20,0

30,0

40,0

50,0

60,0

70,0

80,0

90,0

0 200 400 600 800 1000 1200

%[D

PP

H]r

em

an

Tiempo (s)

7. Resultados y discusión

7.1 Adecuación y caracterización de las semillas de frutas

La adecuación de semillas de maracuyá (Passiflora edulis), lulo (Solanum quitoense L) y

mora (Rubus glaucus), consistió en el lavado, secado y molienda del material vegetal.

Las semillas secas presentaron un porcentaje (%) de humedad de 7,8%, 5,7% y 7,59%

respetivamente. Otros estudios han reportado un contenido de humedad del 8% para

semillas oleoginosas, el cual garantizará su conservación y la extracción (Londoño,

Mieres-Pitre y Hernández, 2012). Cabe resaltar que las semillas presentaron una

humedad relativamente baja.

Tras el proceso de molienda, el tamaño promedio de partícula obtenido de cada semilla

se muestra en la tabla 7-1. La razón por la que el material debe ser molido o triturado es

facilitar la extracción, ya que permite obtener mayor área de contacto entre el material y

el solvente. Entre más finas sean las partículas, menor la distancia que debe recorrer el

aceite y solvente en la semilla. Por lo tanto es posible que la extracción del aceite sea

más fácil en las semillas de lulo y mora que en maracuyá (Suárez y Toro, 2012).

Tabla 7-1. Diámetros promedio de partícula

Semilla Tamaño promedio de partícula

Maracuyá 1143 ± 4,9 µm Lulo 692 ± 5,7 µm Mora 727 ± 3,5 µm

7.1.1 Análisis proximal de las semillas de frutas

En la tabla 7-2 se presentan los resultados químicos proximales de las semillas de

maracuyá, lulo y mora realizados por el laboratorio de bromatología de la Universidad de

Nariño, en los cuales se puede observar cada uno de los parámetros evaluados como



humedad, materia seca, ceniza, extracto etéreo, fibra cruda, proteína y extracto no

nitrogenado; lo cual da una información rápida sobre el potencial de aprovechamiento de

las semillas como residuo agroindustrial. Se observa un bajo contenido de agua que

favorece para el proceso de extracción de aceites, debido a que la mayoría de semillas

oleoginosas deben contener una humedad alrededor del 8% para su conservación y

extracción (Londoño, Mieres-Pitre y Hernández, 2012). El contenido de extracto etéreo

muestra que las semillas de maracuyá, lulo y mora pueden ser una fuente promisoria de

aceite, cuentan también con un alto contenido de fibra y proteína para ser encaminado a

posteriores estudios para su aprovechamiento.

Entre los resultados se evaluó el extracto etéreo que hace referencia a la materia grasa

contenida en las semillas, siendo la característica de mayor interés en la presente

investigación. Las semillas de maracuyá presentaron un contenido de extracto etéreo de

27,6 g/100 g de semilla, lo cual es acorde a lo reportado por Oliveira, Angonese y

Ferreira (2013); en las semillas de lulo se reportó un contenido graso de 10,3 g/100 g de

semillas, similar al obtenido por Jurado y Muñoz (2009); mientras que en las semillas de

mora se encontró una cantidad de extracto etéreo de 18,5 g/100 g de muestra,

superando el valor reportado por Conrado (2008) y Oztas, Galip y Murathan (2011).

Tabla 7-2. Análisis proximal de semillas de maracuyá, lulo y mora

Parámetro Técnica Semillas

Maracuyá Lulo Mora

g/100 g de muestra

Humedad Gravimétrica 7,80 ±0,7 5,70 ±0,5 7,59 ±0,7

Materia seca Gravimétrica 92,20 ±0,7 93,34 ±0,5 92,41 ±0,7

Ceniza* Gravimétrica 1,72 ±0,2 1,44 ±0,4 1,90 ±0,1

Extracto etéreo* Gravimétrica 27,6 ±0,8 10,3 ±0,4 18,5 ±0,3

Fibra cruda* Gravimétrica 55,5 ±0,2 70,1 ±0,3 67,8 ±0,1

Proteína* Titulométrica 15,2 ±0,5 10,9 ±0,6 11,0 ±0,3

Extracto no nitrogenado* Cálculo matemático 0,07 ±0,4 7,21 ±0,4 0,80 ±0,2

*Determinación basada sobre el contenido total de materia seca (base seca)

7.2 Rendimiento del aceite de semillas de frutas extraído con CO2 supercrítico

En el gráfico 7-1 se presentan las curvas de extracción de aceite de semillas de

maracuyá, lulo y mora obtenidas a 275 bar y 50°C, donde se estudió el comportamiento

Capítulo 7. Resultados y Discusión 43

del rendimiento de aceite en el tiempo de extracción. El porcentaje de aceite extraído fue

de 22,2% de aceite de maracuyá, 13,3% de aceite de lulo y 20,2% de aceite de mora,

transcurridos 450, 360 y 420 minutos de extracción respectivamente. Teniendo en cuenta

lo mencionado anteriormente se fijó el tiempo de extracción en 150 minutos para todo el

diseño experimental, tiempo en el cual se recuperó más del 70% del aceite contenido en

las semillas, debido a que es un criterio de trabajo, puesto que en la práctica industrial no

se llega a agotar totalmente la materia prima dado a largos tiempos de extracción y los

costos asociados a ello. Además en el gráfico 7-2 se muestra la comparación del

rendimiento obtenido mediante extracción con fluidos supercríticos como se mencionaron

anteriormente y extracción soxhlet utilizando hexano como solvente durante 480 min de

extracción.

Gráfico 7-1. Cinética de extracción con CO2 supercrítico de aceite de semillas de maracuyá, lulo y mora

Tiempo (min)

0 100 200 300 400

Re

nd

imie

nto

Ace

ite

(%

p/p

)

0

5

10

15

20

25

Lulo

Mora

Maracuyá



Gráfico 7-2. Extracción con CO2 supercrítico y soxhlet de aceite de semillas de maracuyá, lulo y mora

Aceites de semillas

Maracuyá Lulo Mora

Re

nd

imie

nto

(%

p/p

)

0

5

10

15

20

25

30

EFS

Soxhlet

7.2.1 Extracción de aceite de semillas de maracuyá.

En la tabla 7-3 se muestra el rendimiento de aceite de semillas de maracuyá secas y

molidas obtenido mediante la extracción con fluidos supercríticos en cada una de las

condiciones de presión y temperatura, al igual como se ve reflejado en el gráfico 7-3

donde se puede observar el mayor rendimiento de 15,7±0,5% de aceite obtenido a 350

bar y 60°C, siendo estas las mejores condiciones experimentales.

Los resultados son comparables a los obtenidos mediante la técnica de extracción

soxhlet que utiliza hexano o diclorometano, durante un tiempo de extracción de 8 h

(Nyanzi, Carstensen y Schwack, 2005; Lopes et al., 2010); sin embargo este resultado ha

sido superado en diferentes estudios debido a factores tales como técnicas de extracción

combinadas, tipos de solventes, zona geográfica donde se cultiva la fruta, entre otros

aspectos que influyen en la extracción de aceite, por ejemplo Malacrida y Neuza (2012)

obtuvieron un rendimiento del 30,39% utilizando eter de petroleo en un extractor soxhlet

por 6 h; Oliveira, Angonese y Ferreira (2013) evaluaron diferentes metodos de extracción

como maceración en frio, extracción asistida por ultrasonido y extracción con fluidos

supercríticos, donde el mayor rendimiento de aceite fue el 27% con fluidos supercríticos.


Zahedi y Azarpour (2011) obtuvieron un rendimiento del 25,76% de aceite extraído con

fluidos supercríticos; mientras que Cardoso, Davantel, y Gimenes (2013) utilizaron

acetona en la extracción asistida por ultrasonido y obtuvieron un rendimiento de 23,8%.

Pero Liu, et al. (2009) extrajeron aceite de semillas de maracuyá por prensado mecánico

y obtuvieron un rendimiento del 9,8%, inferior al obtenido en la presente investigacion.

El rendimiento de extracción varía por la influencia de varios factores, entre ellos la

variedad de la semilla, las condiciones agroclimatológicas, el método de extracción

empleado, la humedad y tamaño de partícula de las semillas, etc.

En cuanto al método de extracción, el rendimiento obtenido en este estudio es superado

por por el método soxhlet, debido al permanente contacto del solvente con el material

vegetal. Las extracciones con fluidos supercríticos realizadas por diversos estudios

obtuvieron mayor rendimiento debido a la utilización de co-solvente, ultrasonido en la

extracción, lo cual facilita la obtención del aceite.

Tabla 7-3. Resultados de extracción de aceite de semillas de maracuyá

Ensayo Rendimiento

Promedio Desviación

Coeficiente Variación

Densidad CO2*

P(bar)-T(°C)

% (g/mL)

200-40 3,603 0,618 17,146 0,840

200-60 2,626 0,246 9,371 0,724

275-50 11,189 1,507 13,467 0,853

350-40 9,574 1,833 19,144 0,935

350-60 15,729 0,547 3,480 0,863

*Base de datos NIST 2016



Gráfico 7-3. Rendimiento en la extracción de aceite de semillas de maracuyá

Condiciones: Presión (bar)-Temperatura (°C)

200-40 200-60 275-50 350-40 350-60

Re

nd

imie

nto

(%

p/p

)

0

2

4

6

8

10

12

14

16

18

En la tabla 7-4 se muestran los resultados del análisis de varianza. Se puede observar

que únicamente la presión influye significativamente sobre el rendimiento de aceite

extraído de maracuyá (p<0,05). Mientras que los factores temperatura e interacción

presión-temperatura no presentaron efecto significativo dentro del intervalo de las

condiciones estudiadas (Gráfico 7-4).

Tabla 7-4. Análisis de varianza para rendimiento de aceite de semillas de maracuyá

Fuente Suma de cuadrados

Gl Cuadrado Medio Razón-F Valor-P

A: Presión 181,909 1 181,909 31,85 0,0008 B:Temperatura 13,4058 1 13,4058 2,35 0,1693 AB 25,4327 1 25,4327 4,45 0,0728 Bloques 0,0823363 1 0,0823363 0,01 0,9078 Error total 39,9748 7 5,71068 Total (corr.) 260,804 11


Gráfico 7-4. Diagrama de Pareto para rendimiento de aceite de semillas de maracuyá

El gráfico 7-5 muestra el efecto particular de cada factor sobre la variable de respuesta,

por lo tanto se evidencia que la presión presenta una pendiente con mayor inclinación lo

cual hace referencia a su significancia frente al rendimiento y la sensibilidad de la

variable de respuesta a los cambios de este factor. El efecto de la presión frente al

rendimiento es directamente proporcional en los rangos evaluados en la presente

investigación.

Gráfico 7-5. Diagrama de efectos principales para rendimiento de aceite de semillas de maracuyá

El mayor porcentaje de aceite extraído de semillas de maracuyá se obtuvo en los niveles

altos de presión y temperatura evaluados, por lo tanto los resultados del análisis

estadístico de la extracción con fluidos supercríticos presentaron que las mejores

condiciones de extracción fueron 350 bar y 60°C, con un rendimiento promedio real

observado del 15,7% y un valor estadístico medio de 16,7%.

Diagrama de Pareto Estandarizada para Rendimiento

0 1 2 3 4 5 6

Efecto estandarizado

B:Temperatura

AB

A:Presión

+

-

200,0Temperatura

60,0

Gráfica de Efectos Principales para Rendimiento

4,2

6,2

8,2

10,2

12,2

14,2

Rendim

iento

Presión350,0 40,0



7.2.2 Extracción de aceite de semillas de lulo

Los resultados mostrados en la tabla 7-5 y gráfico 7-6 muestran el rendimiento de aceite

de semillas de lulo obtenido mediante extracción con CO2 supercrítico a diferentes

condiciones de presión y temperatura. El mayor rendimiento en este estudio se observa a

350 bar y 60°C. A dichas condiciones se obtuvo un rendimiento del 12,31 %p/p de aceite.

Este valor es superior a los reportados en otros estudios como por ejemplo Cerón, Osorio

y Hurtado (2012) obtuvieron un rendimiento del aceite del 8,5 %p/p, mediante la técnica

de extracción soxhlet, utilizando hexano como solvente; al igual que Jurado y Muñoz

(2009) quienes obtuvieron un 11,03 %p/p de rendimiento.

En este estudio se obtuvo mayor rendimiento de aceite mediante extracción con fluidos

supercríticos en algunas de las condiciones en comparación con el contenido graso

reportado en el análisis bromatológico (Tabla 7-2) de las semillas de lulo, realizado

mediante la técnica de extracción soxhlet (10,3 %p/p), lo cual puede deberse al tipo de

solvente utilizado, como por ejemplo Zhao y Zhang (2014) obtuvieron diferente

rendimiento en la obtención de aceite de eucalipto utilizando extracción soxhlet, variando

el tipo de solvente. Debido a la polaridad del solvente obtuvo mayor rendimiento con

etanol, en comparación al hexano.

Tabla 7-5. Resultados de extracción de aceite de semillas de lulo

Ensayo Rendimiento Promedio Desviación Coeficiente Variación

Densidad CO2*

P(bar)/T (°C)

% %

(g/mL)

200-40 2,463 2,305 - - 2,384 0,112 4,697 0,840

200-60 4,465 4,247 - - 4,356 0,154 3,543 0,724

275-50 10,630 11,045 10,795 11,195 10,916 0,253 2,314 0,853

350-40 11,464 10,989 - - 11,226 0,335 2,988 0,935

350-60 13,672 10,957 - - 12,315 1,920 15,590 0,863



Gráfico 7-6. Rendimiento en la extracción de aceite de semillas de lulo

Condiciones: Presión (bar) - Temperatura (°C)

200-40 200-60 275-50 350-40 350-60

Re

nd

imie

nto

(%

p/p

)

0

2

4

6

8

10

12

14

16

La tabla 7-6 presenta el análisis de varianza, el cual indica que únicamente el factor

presión ejerce un efecto estadísticamente significativo sobre el rendimiento del aceite

(p<0,05). El rendimiento del aceite aumentó significativamente con el aumento de la

presión, debido al aumento de la densidad del CO2 lo cual mejora el poder de solvatación

(Duba y Fiori, 2015). Así mismo, muestra que otros factores como la temperatura y la

interacción presión-temperatura no ejercieron efectos significativos en los niveles

evaluados en el proceso de extracción frente a la variable de respuesta. El gráfico 7-7

también describe detalladamente el efecto de los factores.

Tabla 7-6. Análisis de varianza para rendimiento de aceite de semillas de lulo

Fuente Suma de Cuadrados

Gl Cuadrado Medio Razón-F Valor-P

A:Presión 141,137 1 141,137 30,72 0,0009 B:Temperatura 4,6818 1 4,6818 1,02 0,3463 AB 0,390728 1 0,390728 0,09 0,7790 Bloques 0,74053 1 0,74053 0,16 0,7000 Error total 32,1571 7 4,59388 Total (corr.) 179,107 11



Gráfico 7-7. Diagrama de Pareto para rendimiento de aceite de semillas de lulo

El diagrama de efectos principales indica el comportamiento del rendimiento con el

cambio de la presión y la temperatura. Se puede observar (Gráfico 7-8) que un aumento

en la presión conlleva al incremento del rendimiento en la extracción de aceite de

semillas de lulo, independientemente de la temperatura en los niveles evaluados.

Además la presión tiene un efecto positivo sobre el rendimiento.

Gráfico 7-8. Diagrama de efectos principales para rendimiento de aceite de semillas lulo

El rendimiento en la extracción de aceite de semillas de lulo se ve favorecido a

condiciones de 350 bar y 60°C con un rendimiento real observado del 12,315% y un

rendimiento estadístico promedio del 13,407%.

7.2.3 Extracción de aceite de semillas de mora

En la tabla 7-7 se muestra los resultados de la extracción de aceite de semillas de mora

en cada una de las condiciones evaluadas. Se muestra el efecto de la presión y

temperatura de extracción frente al porcentaje de rendimiento de aceite de semillas de


0 1 2 3 4 5 6


AB

B:Temperatura

A:Presión

+

-

200,0Temperatura

60,0


4,4

6,4

8,4

10,4

12,4

14,4

Rendim

iento

Presión350,0 40,0


mora (Gráfico 7-9). Puede observarse que cuando se lleva a cabo la extracción en el

nivel bajo de presión (200 bar), el rendimiento es menor, mientras que al trabajar en los

niveles altos de presión y temperatura (350 bar-60°C), el rendimiento de aceite se

incrementa notablemente. El mayor rendimiento obtenido fue del 14,5% de aceite.

Tabla 7-7. Resultados de extracción de aceite de semillas de mora

Ensayo Rendimiento Promedio Desviación Coeficiente Variación

Densidad CO2*

P bar/ T °C % % (g/mL)

200-40 2,864 3,334 - - 3,099 0,333 10,739 0,840

200-60 2,197 2,445 - - 2,321 0,175 7,554 0,724

275-50 10,444 8,351 7,055 10,493 9,086 1,682 18,515 0,853

350-40 8,977 8,748 - - 8,862 0,162 1,825 0,935

350-60 13,631 15,433 - - 14,532 1,274 8,769 0,863


Gráfico 7-9. Rendimiento en la extracción de aceite de semillas de mora

Condiciones Presión (bar)-Temperatura (°C)

200-40 200-60 275-50 350-40 350-60

Re

nd

imie

nto

(%

p/p

)

0

2

4

6

8

10

12

14

16

18

El análisis de varianza (Tabla 7-8) al igual que el diagrama de Pareto (Gráfico 7-10)

proporcionan la variabilidad del rendimiento de aceite de semillas de mora de acuerdo al

nivel de los factores, donde la presión y la interacción presión-temperatura presentan un

p-valor <0,05 indicando que son estadísticamente significativos con un nivel de confianza



del 95%. Adicionalmente se observa que los factores significativos ejercen un efecto

positivo sobre el rendimiento.

Tabla 7-8. Análisis de varianza para rendimiento de aceite de semillas de mora

Fuente Suma de Cuadrados

Gl Cuadrado Medio

Razón-F Valor-P

A:Presión 161,541 1 161,541 57,59 0,0001 B:Temperatura 11,9634 1 11,9634 4,26 0,0778 AB 20,7851 1 20,7851 7,41 0,0297 Bloques 0,090828 1 0,090828 0,03 0,8623 Error total 19,6356 7 2,80508 Total (corr.) 214,016 11

Gráfico 7-10. Diagrama de Pareto para rendimiento de aceite de semillas de mora

El diagrama de efectos principales (Gráfico 7-11) ilustra que la presión tiene mayor

influencia que la temperatura en el rendimiento de aceite. La pendiente muestra un efecto

positivo de la presión sobre el rendimiento, que se produce por el aumento de la

densidad del CO2 con el incremento de la presión, y aumento de la solubilidad del aceite

en el disolvente. Este efecto ha sido descrito por otros investigadores en la extracción de

aceite de granada (Liu et al., 2012) y semillas de uva (Duba y Fiori, 2015).

El gráfico 7-12, indica una interacción entre la presión y la temperatura en la extracción

de aceite de mora. El rendimiento de aceite es mayor a 350 bar de presión, cuando se

trabaja a 60°C. Sin embargo cuando la presión es de 200 bar, el rendimiento es mayor

cuando se mantiene la temperatura a 40°C.


0 2 4 6 8


B:Temperatura

AB

A:Presión

+

-


Gráfico 7-11. Diagrama de efectos principales para rendimiento de aceite de semillas de mora

Gráfico 7-12. Gráfica de interacciones para rendimiento de aceite de semillas de mora

El rendimiento de aceite de mora máximo real observado fue el de 14,532% para las

mejores condiciones (350 bar- 60°C); mientras que el valor estadístico medio fue de

15,159%.

Se observaron rendimientos similares en la extracción de aceite de mora (Fazio et al.,

2013) obtenido por el método de extracción soxhlet (15,9%), utilizando éter de petróleo

como solvente. Mientras que Pasquel et al. (2014) extrajo aceite por el mismo método,

pero usando etanol, y obtuvo un rendimiento del 14,58%. Otras investigaciones

presentaron rendimientos de aceite diferentes, por ejemplo Cerón, Osorio y Hurtado

(2012) y García et al. (2003), obtuvieron un rendimiento del 12,2% y 9,2%

respectivamente utilizando hexano en un extractor soxhlet por 8 horas; Pasquel et al.,

(2014) evaluaron diferentes metodos de extracción como maceración en frio, extracción

200,0

Temperatura

60,0


3,3

5,3

7,3

9,3

11,3

13,3

Rendim

iento

Presión

350,0 40,0

200,0

Temperatura=40,0Temperatura=60,0

Gráfica de Interacción para Rendimiento

0

4

8

12

16

Rendim

iento

Presión

350,0

Temperatura=40,0

Temperatura=60,0



soxhlet y extracción con CO2 supercrítico. El mayor rendimiento de aceite fue de 18,25%

obtenido con fluidos supercríticos. Las diferencias se deben a la técnica de extracción,

tipo de solvente, condiciones de operación y principalmente a que las moras son

cultivadas en diferentes zonas geográficas, suelos y otros factores que pueden influir en

el contenido de aceites.

El contenido graso de semillas de mora es similar a los niveles reportados para otras

semillas oleoginosas como oliva (12,37%) extraído con CO2 supercrítico a 240 bar y 60°C

(Al-Otoom et al., 2014), y uva con un rendimiento de aceite que oscila entre 12,35 y 16%,

obtenido por extracción soxhlet (Nilgün et al., 2007). Estos rendimientos evidencian la

posibilidad de utilizar las semillas de mora como materia prima para la obtención de

aceite.

7.3 Caracterización composicional de aceite de semillas de frutas

7.3.1 Análisis de ácidos grasos de aceites de semillas de frutas por CG-FID

Aceite de semillas de maracuyá:

Entre los ácidos grasos identificados por cromatografía de gases (GC-FID) en el aceite

de semillas de maracuyá se encontraron: ácido linoleico, ácido oleico, ácido palmítico,

ácido esteárico, ácido linolénico y ácido palmitoleico, los cuales se indican en la tabla 7-9.

De acuerdo a los resultados obtenidos se puede afirmar que el ácido linoleico es el más

abundante en el aceite de maracuyá extraído con fluidos supercríticos (67,0%), seguido

por el ácido oleico (16,6%) y palmítico (14,5%) y en menor cantidad los ácidos esteárico

(1,08%), linolénico (0,48%) y palmitoleico (0,08%).

Similares resultados de Cerón, Osorio y Hurtado (2012) en aceite de maracuyá obtenido

mediante extracción soxhlet, al igual Zeraik et al. (2010) reportaron la composición de

ácidos grasos en el aceite de maracuyá en los siguientes rangos: ácido linoleico 55-66%,

oleico 18-20%, palmítico 10-14% y linolénico 0,8-1%. El perfil de ácidos grasos

encontrados en ésta investigación está compuesto por un 84% de ácidos grasos

insaturados y un bajo porcentaje de ácidos grasos saturados, y posee una similar

relación al aceite de maíz, girasol, germen de trigo, sésamo (Malacrida y Neuza, 2012) y


de semillas de uva (Codex Alimentarius, 2015). Por lo tanto el alto contenido de ácidos

grasos poliinsaturados hace del aceite de semillas de maracuyá un posible ingrediente

para la industria alimentaria y cosmética.

Tabla 7-9. Composición promedio de ácidos grasos en aceite de semillas de maracuyá

Ácidos Grasos Concentración

(mg/mL) % relativo de área

Linoleico (C18:2) 112,48 67,53 ± 10,3

Oleico (C18:1) 31,74 16,33 ± 4,8

Palmítico (C16:0) 30,16 14,16 ± 6,1

Esteárico (C18:0) 1,43 1,29 ± 0,7

Linolénico (C18:3) 0,91 0,46 ± 0,2

Palmitoleico (C18:3) 0,28 0,23 ± 0,1

Monoinsaturados 32,02 16,56

Poliinsaturados 113,39 67,99

Saturados 31,59 15,45

Además en la gráfico 7-13 se presentan los resultados del análisis de ácidos grasos del

aceite de maracuyá obtenido con CO2-SC a diferentes condiciones de presión (200-350

bar) y temperatura (40-60°C).



Gráfico 7-13. Composición de ácidos grasos de aceite de semillas de maracuyá extraído con CO2-SC

Condiciones P (bar)-T(°C)

200-40 200-60 275-50 350-40 350-60

% R

ela

tivo

de

Áre

a

0

20

40

60

80

100

Palmitico

Palmitoleico

Estearico

Oleico

Linoleico

Linolénico

La significancia estadística de la presión y la temperatura sobre la composición de ácidos

grasos en aceite de maracuyá se realizó empleando un análisis de varianza (ANOVA)

como se indica en la tabla 7-10, en la cual se puede observar el efecto estadísticamente

significativo (P≤0,05) de los factores presión y/o temperatura sobre los ácidos grasos

identificados en el aceite como palmítico, linoleico, oleico, y palmitoleico. Sin embargo no

se presentaron efectos de la presión y temperatura evaluados, ni de sus interacciones

sobre los ácidos esteárico y linolénico.

Tabla 7-10. Valor de P en el análisis de varianza para la composición del aceite de semillas de maracuyá

Factores Ácido

Palmítico Ácido

Palmitoleico Ácido

Esteárico Ácido Oleico

Ácido Linoleico

Ácido Linolénico

Presión (A) 0,0005 0,0052 0,1975 0,1547 0,0065 0,3124

Temperatura (B) 0,0103 0,0856 0,7094 0,0317 0,0129 0,1713

AB 0,0136 0,0856 0,2822 0,0028 0,0053 0,5345


Los siguientes análisis fueron realizados para los ácidos palmítico, oleico y linoleico dado

que presentaron efectos estadísticamente significativos.

En el gráfico 7-14, se puede observar claramente que el factor más influyente sobre el

porcentaje relativo de ácido linoleico fue la interacción presión-temperatura, seguido por

la presión y finalmente la temperatura, donde solo la presión ejerce un efecto negativo en

dicho ácido graso. Además el efecto particular de cada uno de los factores en estudio

sobre el contenido de ácido linoleico se presenta en el gráfico 7-15, donde se observa

por la inclinación de las pendientes, que tanto la presión como la temperatura influyen en

% de ácido linoleico.

Gráfico 7-14. Diagrama de Pareto para ácido linoleico en aceite de maracuyá

Gráfico 7-15. Gráfico de efectos principales para ácido linoleico en aceite de maracuyá

Diagrama de Pareto Estandarizada para Acido Linoleico

0 1 2 3 4


B:TEMPERATURA

A:PRESIÓN

AB

+

-

200,0Temperatura (°C)

60,0

Ácid

o L

inole

ico (

%)

Gráfica de Efectos Principales para Acido Linoleico

60

63

66

69

72

75

Presión (bar)350,0 40,0



Gráfico 7-16. Gráfico de interacción presión-temperatura para ácido linoleico en aceite de maracuyá

En el diagrama de Pareto (Gráfico 7-17) se observa que todos los factores a excepción

de la presión influyen sobre el porcentaje relativo de ácido oleico. Mientras que en gráfico

de efectos principales (Grafico 7-18) muestra un marcado efecto de la temperatura, se

observa claramente el efecto negativo a medida que se incrementa sobre el contenido

del ácido graso. El gráfico 7-19 muestra la influencia de la interacción en la composición

de ácido oleico del aceite de maracuyá.

Gráfico 7-17. Diagrama de Pareto para Ácido Oleico en aceite de maracuyá

200,0

Temperatura=40°C

Temperatura=60°C

Ácid

o L

inole

ico (

%)

Gráfica de Interacción para Acido Linoleico

48

53

58

63

68

73

78

Presión (bar)350,0

Temperatura=40°C

Temperatura=60°C

Diagrama de Pareto Estandarizada para Acido Oleico

0 1 2 3 4 5


A:PRESIÓN

B:TEMPERATURA

AB

+

-


Gráfico 7-18. Gráfico de efectos principales para ácido oleico en aceite de maracuyá

Gráfico 7-19. Gráfico de interacciones presión-temperatura para ácido oleico en aceite de maracuyá

El diagrama de Pareto (Gráfico 7-20) muestra claramente el efecto significativo de la

presión de manera positiva sobre la cantidad relativa de ácido palmítico, además el

efecto significativo pero negativo de la temperatura y la interacción presión-temperatura.

Lo anterior se describe claramente en el gráfico de efectos principales (Gráfico 7-21),

donde los factores de manera independiente influyen en el % relativo de ácido palmítico.

Gráfico 7-20. Diagrama de Pareto para ácido palmítico en aceite de maracuyá


60,0

Gráfica de Efectos Principales para Acido Oleico

13

14

15

16

17

18

19

Acid

o O

leic

o


200,0

Temperatura=40°C

Temperatura=60°C

Gráfica de Interacción para Acido Oleico

11

14

17

20

23

26

Acid

o O

leic

o

Presión (bar)350,0

Temperatura=40°C

Temperatura=60°C

Diagrama de Pareto Estandarizada para Äcido Palmitico

0 2 4 6 8


AB

B:TEMPERATURA

A:PRESIÓN

+

-



Gráfico 7-21. Gráfico de efectos principales para ácido palmítico en aceite de maracuyá

Teniendo en cuenta la variabilidad de la composición de algunos ácidos grasos del aceite

de semillas de maracuyá de acuerdo a las condiciones de extracción se planteó la

realización de un análisis de optimización de múltiples respuesta o la relación de

compromiso entre el rendimiento y la relación entre ácidos grasos insaturados-saturados

(relación insat/sat) que nos permita garantizar mejor rendimiento y composición. Para ello

se tuvo en cuenta el rendimiento y la relación de composición de ácidos grasos

insaturados y saturados (Tabla 7-11).

Tabla 7-11. Resultados del rendimiento de aceite en la extracción y relación Insat/sat de

ácidos grasos en aceite de maracuyá

Condición P(bar)-T(°C)

Rendimiento (%p/p)

Ácidos Grasos

Insaturados

Ácidos Grasos

saturados

Relación Insat/Sat

Relación Sat/Insat

200-40 3,60 88,60 11,45 7,74 0,13

200-60 2,63 89,30 10,65 8,38 0,12

275-50 11,19 85,40 14,10 6,06 0,17

350-40 9,57 72,75 25,90 2,81 0,36

350-60 15,73 84,90 15,20 5,59 0,18

La optimización de múltiples respuestas para el aceite de maracuyá se obtuvo que las

condiciones óptimas para maximizar el rendimiento y la composición de ácidos grasos

(Insat/Sat) fueron 330,7 bar y 60°C, que arroja como resultado un rendimiento del 15,0 %

y una relación de ácidos grasos (Insat/Sat) de 5,03, favoreciendo la composición de

ácidos grasos insaturados. Pero si hay mayor interés en obtener ácidos grasos

saturados, las condiciones óptimas serian 350 bar y 40°C con un rendimiento del 11,86%


60,0

Gráfica de Efectos Principales para Äcido Palmitico

8

10

12

14

16

18

20

Äcid

o P

alm

itic

o



y una relación de ácidos grasos sat/Insat de 0,35. Dichos resultados se ven reflejados

gráficamente en la superficie de respuesta (Gráficos 7-22, 7-23).

Gráfico 7-22. Respuesta para la optimización de múltiples respuesta en el rendimiento de la extracción y la relación Insat/Sat de aceite de semillas de maracuyá

Gráfico 7-23. Respuesta para la optimización de múltiples respuesta en el rendimiento de la extracción y la relación Sat/Insat de aceite de semillas de maracuyá

Aceite de semillas de lulo:

El perfil de ácidos grasos del aceite de semillas de lulo analizado mediante cromatografía

de gases (GC-FID) se presenta en la tabla 7-12. Los resultados indican que el aceite de

semillas de lulo contiene un alto contenido de ácidos grasos insaturados (89,2%), entre

ellos ácido linoleico, ácido oleico, ácido linolénico y ácido palmitoleico; siendo el ácido

linoleico el más abundante en el aceite, el cual es un ácido graso del grupo omega 6 muy

importante para el desarrollo y mantenimiento del sistema nervioso y funciones

fisiológicas en los seres humanos debido a que reduce los niveles del LDL- colesterol

Presión (bar)

Temperatura (°C)

Superficie de Respuesta Estimada

200 230 260 290 320 35040

4448

5256

60

0

0,2

0,4

0,6

0,8

Deseabili

dad

Deseabilidad

0,1

0,2

0,3

0,4

0,5

0,6

0,7

Presión (bar)

Temperatura (°C)


200230

260290

320350

40

44

48

52

56

60

0

0,2

0,4

0,6

0,8

1

Deseabili

dad

Deseabilidad

0,11

0,21

0,31

0,41

0,51

0,61

0,71

0,81



(Wu et al., 2011). También presenta una pequeña cantidad de ácidos grasos saturados

(10,8%) representada por ácido palmítico y ácido esteárico.

Los resultados son comparables a los obtenidos por Cerón, Osorio y Hurtado (2012) y

Jurado y Muñoz (2009) en aceite de semillas de lulo obtenido mediante la extracción con

solventes (soxhlet). El contenido de ácidos grasos en aceite de semillas de lulo es similar

al perfil de ácidos grasos de los aceites de semillas de uva, cártamo, girasol (Codex

Alimentarius, 2015); ajonjolí (Botelho et al., 2014) y el reportado por Wu et al., (2011) en

aceite de almendra de durazno utilizado en la industria cosmética por su alto contenido

de ácidos grasos insaturados.

Tabla 7-12. Composición de ácidos grasos de aceite de semillas de lulo



Linoleico (C18:2) 386,76 76,06 ± 3,12 Oleico (C18:1) 49,75 10,98 ± 2,49 Palmítico (C16:0) 40,25 10,18 ± 2,66 Linolénico (C18:3) 6,02 1,17 ± 0,4 Palmitoleico (C18:3) 5,46 0,95 ± 0,4 Esteárico (C18:0) 3,78 0,65 ± 0,5 Monoinsaturados Poliinsaturados Saturados

55,21 392,78 44,03

11,93 77,23 10,83

El perfil de ácidos grasos de aceite de semillas de lulo obtenido con CO2-SC bajo

diferentes condiciones de presión y temperatura de extracción, se muestra en gráfico 7-

24.


Gráfico 7-24. Composición de ácidos grasos de aceite de semillas de lulo extraído con CO2-SC

Condicones P(bar)-T(°C)

200-40 200-60 275-50 350-40 350-60

% R

ela

tivo

de

Áre

a

0

20

40

60

80

100

Palmitico

Palmitoleico

Estearico

Oleico

Linoleico

Linolénico

La significancia estadística de los factores sobre el perfil en ácidos grasos se estudió

usando un análisis de varianza (ANOVA) con un nivel de confianza del 95%. La Tabla 7-

13, reporta los valores de p-valor, para las variables sobre las cuales los factores fueron

evaluados. La presión y la temperatura y sus interacciones no tuvieron un efecto

estadísticamente significativo sobre el contenido de los ácidos grasos identificados,

excepto la presión en el contenido de ácido palmitoleico en el aceite de semillas de lulo.

El diagrama de Pareto (Gráfico 7-25) indica que la presión fue el principal factor de

variabilidad para el contenido de ácido palmitoleico en el aceite de lulo y la influencia de

la temperatura y la interacción presión-temperatura no fue significativa.



Tabla 7-13. Valor de P en el análisis de varianza para la composición del aceite de semillas de lulo

Factores Ácido

Palmítico Ácido

Palmitoleico Ácido


Ácido Linoleico

Ácido Linolénico

Presión (A) 0,7895 0,0338 0,5486 0,1347 0,6404 0,0686

Temperatura (B) 0,1914 0,5223 0,4807 0,8694 0,3083 0,3630

AB 0,2632 0,2604 0,1215 0,6827 0,6173 0,2318

Gráfico 7-25. Diagrama de Pareto para ácido palmitoleico en aceite de lulo

En el Gráfico 7-26, se presenta el efecto particular de cada uno de los factores en estudio

en la concentración de ácido palmitoleico, de esta manera se puede observar una

reducción de la concentración del ácido graso con el aumento de la presión.

Gráfico 7-26. Gráfico de efectos principales para ácido palmitoleico en aceite de lulo

De acuerdo al rendimiento y la composición de ácidos grasos insaturados, como

saturados en el aceite de lulo obtenido en cada una de las condiciones de extracción del

aceite (Tabla 7-14) se realizó la optimización de múltiples respuestas para obtener las

Diagrama de Pareto Estandarizada para Ácido Palmitoleico

0 0,5 1 1,5 2 2,5 3


B:Temperatura

AB

A:Presión

+

-


60,0

Gráfica de Efectos Principales para Ácido Palmitoleico

0,62

0,82

1,02

1,22

1,42

Ácid

o P

alm

itole

ico



condiciones adecuadas que brinden mejor rendimiento y composición (alta relación

insat/sat).


saturados e insaturados en aceite de lulo

Condición P(bar)-T(°C)

Rendimiento (%p/p)

Ácidos Grasos

Insaturados

Ácidos Grasos

saturados

Relación Insat/Sat

Relación Sat/Insat

200-40 2,384 86,58 13,37 6,48 0,15

200-60 4,356 91,81 8,20 11,20 0,09

275-50 10,916 88,41 11,60 7,62 0,13

350-40 11,226 89,87 10,13 8,88 0,11

350-60 12,315 89,89 10,11 8,89 0,11

Los gráficos 7-27 y 7-28, indican las condiciones óptimas o la deseabilidad predicha para

la rendimiento y composición de ácidos grasos saturados e insaturados, valores que se

pueden verificar en las tablas de respuesta óptima (Tabla 7-25), donde se encuentran los

puntos óptimos arrojados por el programa estadístico para el proceso de extracción en el

rango experimental estudiado.

Tabla 7-15. Optimización multirespuesta para el rendimiento de la extracción y la relación

ácidos grasos de aceite de semillas de lulo

Factor Bajo Alto Óptimo

Insat/sat

Óptimo

Sat/Insat

Presión (bar) 200 350 270,7 349,8

Temperatura (°C) 40 60 60,0 52,7

Respuesta Rendimiento (%) - - 9,20 13,0

Respuesta Relación AG - - 12,27 0,11



Gráfico 7-27. Respuesta para la optimización de múltiples respuesta en el rendimiento

de la extracción y la relación Insat/Sat de aceite de semillas de lulo


de la extracción y la relación Sat/Insat de aceite de semillas de lulo

Aceite de semillas de mora

El análisis por cromatografía de gases con un detector de ionización de llama (GC-FID)

permitió determinar que el aceite de semillas de mora está compuesto por una fracción

mayoritaria de ácidos grasos insaturados tales como linoleico, linolénico y oleico,

representan el 96,0% del aceite, mientras que los saturados, entre ellos palmítico y

esteárico, solo representan el 4,0% (Tabla 7-16). Similar composición de insaturados fue

reportada por Yang et al. (2011) y Micic et al. (2015) con el 91,2% y 93,48%

respectivamente, y con alguna variación se observa en los resultados obtenidos por

Fazio et al. (2013) con un rango de 84-88,6% y Conrado (2008) el 89,85% de

insaturados.

Temperatuta (°C)

Presión (bar)


200 230 260 290 320 35040

4448

5256

60

0,36

0,56

0,76

0,96

1,16

Deseabili

dad

Deseabilidad

0,0

0,1

0,2

0,3

0,4

0,5

0,6

0,7

0,8

0,9

1,0

Presión (bar)

Temperatura (°C)


200 230 260 290 320 35040

4448

5256

60

0,36

0,56

0,76

0,96

1,16

Deseabili

dad

Deseabilidad

0,0

0,1

0,2

0,3

0,4

0,5

0,6

0,7

0,8

0,9

1,0


Tabla 7-16. Composición de ácidos grasos de aceite de semillas de mora



Linoleico (C18:2) 244,99 56,11 ± 6,58 Linolénico (C18:3) 148,33 34,55 ± 4,39 Palmítico (C16:0) 19,21 4,56 ± 1,35 Oleico (C18:1) 16,94 4,17 ± 2,35 Esteárico (C18:0) 2,14 0,58 ± 0,54 Monoinsaturados Poliinsaturados Saturados

16,94 393,32 21,35

4,17 90,66 5,72

Los resultados de la composición de ácidos grasos del aceite de mora obtenido de las

diferentes condiciones de extracción se presentan en el gráfico 7-29, donde se observa la

el contenido de cada ácido graso en cada condición de extracción.

La significancia estadística de la presión y la temperatura sobre el contenido de cada uno

de los ácidos grasos identificados, se puede ver en la tabla 7-17. De esta manera se

puede observar que únicamente presenta un efecto estadísticamente significativo

(P≤0,05) de los factores en el contenido de ácido palmítico y ácido esteárico. El efecto en

el ácido palmítico está dado por la presión y la temperatura y en el ácido esteárico por la

temperatura. Sin embargo en el contenido de los demás ácidos grasos no se presentó

efecto significativo de los factores ni de sus interacciones.



Gráfico 7-29. Composición de ácidos grasos de aceite de semillas de mora extraído con CO2-SC

Condiciones P(bar)-T(°C)

200-40 200-60 275-50 350-40 350-60

% R

ela

tivo

de

Áre

a

0

10

20

30

40

50

60

70Palmítico

Estearico

Oleico

Linoleico

Linolénico

Tabla 7-17. Valor de P en el análisis de varianza para la composición del aceite de semillas de mora

Factores Ácido

Palmítico Ácido


Ácido Linoleico

Ácido Linolénico

Presión (A) 0,0246 0,1150 0,0773 0,0874 0,4370

Temperatura (B) 0,0076 0,0187 0,9112 0,5823 0,9245

AB 0,0521 0,0770 0,5876 0,1141 0,1977

En el Gráfico 7-30, se puede observar claramente que los factores más influyentes fueron

la temperatura y la presión, en donde este último factor ejerció un efecto negativo. Con

relación al ácido esteárico el factor más influyente fue la temperatura ejerciendo un efecto

positivo (Gráfico 7-31).


El efecto particular de cada uno de los factores sobre el ácido palmítico y el ácido

esteárico se presentan en los gráfico 7-32 y 7-33 respectivamente. Se puede observar el

mismo efecto de la temperatura en ambos ácidos grasos, en donde se presenta un

incremento del contenido de los ácidos grasos con el aumento de la temperatura y un

efecto contrario con el aumento de la presión.

Gráfico 7-30. Diagrama de Pareto para ácido palmítico en aceite de mora

Gráfico 7-31. Diagrama de Pareto para ácido esteárico en aceite de mora

Gráfico 7-32. Gráfico de efectos principales para ácido palmítico en aceite de mora

Diagrama de Pareto Estandarizada para Ácido Palmitico

0 1 2 3 4


AB

A:Presión

B:Temperatura

+

-

Diagrama de Pareto Estandarizada para Ácido Estearico

0 1 2 3 4


A:Presión

AB

B:Temperatura

+

-


60,0

Gráfica de Efectos Principales para Ácido Palmitico

3,5

3,9

4,3

4,7

5,1

5,5

5,9

Ácid

o P

alm

itic

o




Gráfico 7-33. Gráfico de efectos principales para ácido esteárico en aceite de mora

Con el fin de obtener resultados con doble propósito se realizó un análisis de

optimización de múltiples respuestas que garantice mejor rendimiento y composición de

ácidos grasos insaturados o saturados, para lo cual se tuvo en cuenta los datos

consignados en la tabla 7-18.


saturados e insaturados en aceite de mora

Condiciones P(bar)-T(°C)

Rendimiento (%p/p)

Ácidos Grasos

Insaturados

Ácidos Grasos

Saturados

Relación Insat/Sat

Relación Sat/Insat

200-40 3,10 95,78 4,21 22,75 0,04

200-60 2,32 91,20 8,68 10,51 0,10

275-50 9,09 95,49 4,58 20,86 0,05

350-40 8,86 96,02 4,01 23,94 0,04

350-60 14,53 95,02 4,98 19,10 0,05

El análisis de optimización de múltiples respuestas arrojó las condiciones óptimas de

extracción de aceite de mora (Tabla 7-19) que predijo un rendimiento del 14,88% y una

relación de ácidos grasos Insat/sat de 20,02. Sin embargo para obtener mayor valor en la

relación Sat/Insat las condiciones óptimas se presentan en la tabla 7-25, generando un

rendimiento deseado del 15,06% y una relación Sat/Insat de 0,05. Igualmente la gráfica

de respuestas (Gráfico 7-34 y 7-35) muestran las condiciones óptimas de operación de

acuerdo a los niveles evaluados en la investigación.


60,0

Gráfica de Efectos Principales para Ácido Estearico

0

0,2

0,4

0,6

0,8

1

Ácid

o E

ste

ari

co



Tabla 7-19. Condiciones óptimas el rendimiento de la extracción y la relación de ácidos

grasos de aceite de semillas de mora

Factor Bajo Alto Óptimo

Insat/sat

Óptimo

Sat/Insat

Presión (bar) 200 350 350,0 348,9

Temperatura (°C) 40 60 59,02 59,98

Respuesta

Rendimiento (%) 14,88 15,06

Respuesta

Relación AG 20,02 0,05


de la extracción y la relación Insat/Sat de aceite de semillas de mora

Gráfico 7-35. Respuesta para la optimización de múltiples respuesta en el rendimiento de la extracción y la relación Sat/Insat de aceite de semillas de mora

Presión (bar)

Temperatura (°C)


200 230 260 290 320 35040

4448

5256

60

0

0,2

0,4

0,6

0,8

Deseabili

dad

Deseabilidad

0,0

0,1

0,2

0,3

0,4

0,5

0,6

0,7

0,8

Presión (bar)

Temperatura (°C)


200230

260290

320350

40

44

4852

56

60

0

0,2

0,4

0,6

0,8

Deseabili

dad

Deseabilidad

0,0

0,1

0,2

0,3

0,4

0,5

0,6

0,7

0,8

0,9

1,0



El perfil de ácidos grasos del aceite de mora, principalmente la fracción insaturada es

comparable con la composición de aceite de nuez (Martínez et al., 2008), sacha inchi

(Follegatti, 2007), ajonjolí (Botelho et al., 2014), semillas de uva (Fiori et al., 2014), soja,

maíz (Briceño y Navas, 2005) y semillas de girasol (Rai et al., 2016).

En general el ácido linoléico, es un ácido graso poliinsaturado presente en el aceite de

semillas de mora en mayor porcentaje del contenido total de ácidos grasos. Además se

observa que la composición de ácidos grasos obtenida a alta presión y temperatura

muestra un aumento en el contenido de ácido linoléico, mientras que disminuyen

ligeramente los niveles de los ácidos linolénico, palmítico, oléico y esteárico. Por lo tanto

las semillas de mora se pueden considerar como fuente de ácido linoléico, debido a su

amplia gama de aplicaciones.

7.3.2 Análisis de compuestos minoritarios de aceites de semillas de frutas

En cuanto al análisis de compuestos minoritarios en los aceite de semillas de maracuyá,

lulo y mora identificados mediante cromatografía de gases acoplada a espectrometría de

masas se encontraron escualeno, esteroles y tocoferoles.

Aceite de semillas de maracuyá

Con respecto a los componentes minoritarios en el aceite de semillas de maracuyá

(Tabla 7-20), se identificaron compuestos como campesterol, estigmasterol, β-sitosterol y

lanosterol, que hacen parte del grupo de los esteroles, similares a los resultados

reportados por Da Silva y Neuza (2014). El contenido de esteroles totales en el aceite de

maracuyá es similar al contenido de esteroles en los aceites de semillas de algodón y

uva (Codex Alimentarius, 2015).

Además en la presente investigación, se identificó la presencia de escualeno (11942

mg/kg), compuesto de gran importancia en la industria cosmética y farmacéutica debido a

su uso como foto protector, humectante de la piel, en la producción de alimentos

funcionales, fabricación de fármacos, antioxidante natural, entre otros (Gaforio et al.,

2015), el cual es un hidrocarburo insaturado de 30 átomos de carbono y 6 dobles

enlaces, producto intermedio del colesterol. Esta sustancia se encuentra en


concentraciones superiores a la de los aceites de oliva, linaza, maíz, soja, girasol,

algodón y cacahuete (Kiritsakis, 1992, citado por Hurtado, 2002); siendo el aceite de

maracuyá una fuente promisoria de escualeno, debido a que este compuesto no ha sido

reportado en estudios anteriores de aceite de semillas de maracuyá.

Tabla 7-20. Composición de escualeno y esteroles en aceite de semillas de maracuyá

Compuestos Concentración

(mg/mL) Concentración

(mg/kg)

Escualeno 11,13 11941,8

Campesterol 0,78 831,9

Estigmasterol 2,43 2608,4

β-sitosterol 2,58 2769,4

Lanosterol 0,58 617,2

Esteroles Totales 6,36 6827,0

Aceite de semillas de lulo

En la tabla 7-21 se muestra la presencia de compuestos minoritarios como escualeno y

esteroles, presentes en el aceite de lulo. El escualeno se determinó en mayor

concentración que en otros aceites vegetales como en los aceites de oliva, linaza, maíz,

soja, girasol, algodón y cacahuete (Kiritsakis, 1992, citado por Hurtado, 2002).

En cuanto a la presencia de esteroles se detectó mayor concentración de un esterol no

identificado, pero el pico detectado presenta relaciones masa/carga (m/z) características

de las fragmentaciones de esteroles, principalmente por el anillo de perhidrofenantreno

(m/z 428(80), 413(24), 269(64), 43(100) umas). La fragmentación asignada a este

compuesto en un 75% de similaridad (NIST, Wiley spectrun data base) corresponde al

compuesto Colest-8-en-3β.-ol, acetato. También se identificaron β-sitosterol, γ-sitosterol

y Dihidrolanosterol que hacen parte del grupo de los esteroles, para un total de esteroles

de 7641 mg/kg. Similar concentración presenta los aceites de maíz y sésamo, según lo

establecido por Codex Alimentarius, (2015).

Además en el aceite se semillas de lulo se encontraron tocoferoles como γ-tocoferol y α-

tocoferol (Tabla 7-22); siendo los tocoferoles el grupo de antioxidantes naturales más

representativos, presentes en los principales aceites vegetales, donde el γ-tocoferol es el

más activo por su poder antioxidante (Martínez y Ceballos, 2012). El aceite de semillas

de lulo contiene 826,1 mg/kg de tocoferoles totales, comparable con aceite de maní,



semillas de algodón, maíz, mostaza, palma, colza o canola, salvado de arroz, sésamo y

girasol (Codex Alimentarius, 2015). Sin embargo presenta mayor concentración de

tocoferoles que los aceite de nuez, almendra, avellana, maní y pistacho, investigados por

Arranz et al. (2008). Teniendo en cuenta lo mencionado anteriormente el aceite de

semillas de lulo contiene compuestos de gran importancia en industria cosmética y

farmacéutica.

Tabla 7-21. Composición de escualeno y esteroles en aceite de semillas de lulo



(mg/kg)

Escualeno 1,10 1195,7 No Identificado 3,06 3322,5 β-sitosterol 2,15 2337,9 γ-sitosterol 1,26 1372,3 Dihidrolanosterol 0,56 607,8 Esteroles Totales 7,03 7640,4

Tabla 7-22. Composición de tocoferoles en aceite de semillas de lulo



(mg/kg)

γ-tocoferol 0,65 702,0 α-tocoferol 0,11 116,8 Tocoferoles totales 0,76 818,8

Aceite de semillas de mora

En la tabla 7-23 se presenta la concentración de escualeno y esteroles en aceite de

semillas de mora. Entre los esteroles encontrados en el aceite, el β-sitosterol es el más

abundante, al igual que en el aceite de semillas de uva (Fiori et al., 2014), oliva y girasol;

superando al aceite de soja (Hurtado, 2002), el cual es un compuesto presente en la

mayoria de semillas vegetales y parece ofrecer una seria de beneficos para la salud

(Jones y Abumweis., 2009 citado por Hurtado et al., 2014). Además en el aceite se

identificaron también los esteroles 24-metil-cicloartanol y estigmasterol en menor

concentración, comparable con el aceite de palma estudiado por Marrero et al., (2013).

Además en la tabla 7-24 se presenta la concentración de los tocoferoles encontrados en

el aceite de semillas de mora extraído con fluidos supercríticos. En el análisis se

identificó γ-tocoferol en mayor concentración, seguido por α-tocoferol y δ-tocoferol. Los


resultados son comparables a los reportados por Fazio et al. (2013), Yang et al. (2011) y

Conrado (2008). La concentración de tocoferoles de aceite de semillas de mora es

superior al encontrado en cualquier otro aceite reportado en la literatura, incluyendo al de

oliva (Ibañez et al., 2002), palma (Gonçalves et al., 2016) y uva (Fiori et al., 2014).

Además sobrepasa los niveles para aceites vegetales especificados en Codex

Alimentarius (2015); lo cual hace al producto extraído, una fuente promisoria de

tocoferoles naturales.

Tabla 7-23. Composición de escualeno y esteroles en aceite de semillas de mora



(mg/kg)

Escualeno 0,81 869,0 β-sitosterol 4,27 4566,0 24-metil-cicloartanol 0,93 999,1 Estigmasterol 0,20 210,3 Esteroles Totales 5,45 5774,5

Tabla 7-24. Composición de tocoferoles en aceite de semillas de mora



(mg/kg)

γ-tocoferol 4,85 5186,3 α-tocoferol 0,77 820,0 δ-tocoferol 0,52 557,0 Tocoferoles totales 6,14 6563,3

7.4 Caracterización fisicoquímica de aceite de semillas de frutas

Las características fisicoquímicas determinadas para los aceites de semillas de

maracuyá, lulo y mora obtenidos con fluidos supercríticos se compararon con estudios

realizados a diferentes tipos de aceites vegetales y con los rangos establecidos por

normas nacionales (Normas Técnica Colombiana) e internacionales (Codex Alimentarius)

para grasas y aceites vegetales, debido a que los aceites de semillas de maracuyá, lulo y

mora no se encuentran regulados por normas individuales.

Los parámetros fisicoquímicos evaluados de los aceites de semillas de frutas se

registraron en la tabla 7-25. Además los resultados fueron comparados con valores de la

literatura en estudios del mismo material biológico como se muestra en las tablas 7-26, 7-

27 y 7-28.



Tabla 7-25. Características fisicoquímicas de los aceites de semillas extraídos con CO2

supercrítico

Parámetro Aceite de semillas

Maracuyá Lulo Mora

Densidad (g/mL) 0,9316 0,9197 0,9348 Índice de Refracción (25°C) 1,4741 1,4759 1,4805 Índice de Peróxido (meq H2O2/kg) 4,55 13,92 7,80 Índice de Saponificación (mg KOH/g) 167 163 182 Índice de Yodo (g/100 g) 108 106 109 Índice de Acidez (mg/g) 2,56 8,39 1,16

Tabla 7-26. Características fisicoquímicas del aceite de semillas de maracuyá

Características Valores Valores de la literatura

Esta

Investigación (Malacrida y

Neuza, 2012) (Leao et al., 2014)

(Kobori y Neuza, 2005)

(Liu et al.,

2009)

Densidad (g/mL) 0,9316 0,910 0,9171 Índice de Refracción

1,4741 1,4682 1,472 1,4691 1,4680

Índice de Peróxido (meqH2O2/kg) 4,55 1,46 - 0,59 1,37

Índice de Saponificación (mg

KOH/g) 167 190,7 188,68 174,97 187,4

Índice de Yodo (g/100 g)

108 128 134,94 124,36 129,3

Índice de Acidez (mg/g) 2,56 2,35 2,90 - 2,36

Tabla 7-27. Características fisicoquímicas de aceite de semillas de lulo


Esta investigación (Jurado y

Muñoz, 2009) (Nolasco et al.,

2001) Densidad (g/mL) 0,920 0,908 - Índice de Refracción

1,476 1,467 1,461

Índice de Peróxido (meqH2O2/kg)

13,92 0 -

Índice de Saponificación (mg KOH/g)

163 46,76 170

Índice de Yodo (g/100 g) 106 123,28 112,8

Índice de Acidez (mg/g)

8,39 - 2,4


Tabla 7-28. Características fisicoquímicas de aceite de semillas de mora


Esta

investigación

(García et al., 2003)

(Górnas, Siger y Seglina, 2013)

Densidad (g/mL) 0,935 - 0,900 Índice de Refracción

1,480 1,478 1,474

Índice de Peróxido (meqH2O2/kg)

7,80 30,40 0,60

Índice de Saponificación (mg KOH/g)

182 193,76 196,37

Índice de Yodo (g/100g) 109 160,16 96,6

Índice de Acidez (mg/g)

1,16 2,83 0,88

Con respecto a la densidad, los aceites de semillas de maracuyá, lulo y mora

presentaron una densidad promedio de 0,9316 g/mL, 0,9197 g/mL y 0,9348 g/mL

respectivamente. Los resultados obtenidos son similares a la densidad del aceite de

germen de trigo (0,916-0,933) (NTC 3758, 1995) y la del aceite de lulo también es similar

al aceite de maíz (0,917-0,925) (Codex Alimentarius, 2015).

El índice de refracción de los aceites de semillas determinado a 25°C fue de 1,474 para

maracuyá y 1,476 para lulo, valor similar al aceite de semillas de uva (1,467-1,477)

(Codex Alimentarius, 2015), germen de trigo (1,469-1,478) y ricino (1,473-1,477) (NTC

1529, 1998). El valor para mora fue de 1,4805 cercano al valor de aceite germen de trigo

(NTC 3758, 1995).

El índice de peróxido es uno de los parámetros de calidad establecidos para los aceites

vegetales con un valor inferior a 10 meq H2O2/kg, para lo cual los aceites de semillas de

maracuyá y mora cumplen con lo establecido en la normatividad vigente (Codex

Alimentarius, 2015). Mientras que el aceite de lulo no cumple con los requisitos mínimos

establecidos en la normatividad Colombiana (<10 meq H2O2/kg), lo cual puede ser

atribuido a la inadecuada manipulación de las semillas o proceso de recepción, empaque

y almacenamiento del aceite extraído, indicando el grado de rancidez que ha sufrido el

aceite. Sin embargo, el valor obtenido en este estudio de 13,92 meq H2O2/kg se

encuentra dentro del rango establecido para los aceites prensados en frio y vírgenes por

el Codex Alimentarius (2015).



El valor del índice de saponificación determinado para el aceite de maracuyá fue de 167

meq KOH/gr, valor cercano al establecido para el aceite de colza y mostaza (Codex

Alimentarius, 2015). Mientras que para el aceite de semillas de mora fue de 182 meq

KOH/gr, similar a los aceites de germen de trigo, ricino, mostaza, salvado de arroz,

girasol y colza, ademas este valor indica la presencia de acidos grasos de cadena larga,

al igual que los aceites de soja, girasol, maíz, semillas de algodón y canola (Lawson,

1994). Pero el índice de saponificación del aceite de semillas de lulo fue de 163 mg

KOH/100 g, inferior a los aceites de maracuyá y mora, siendo un valor comparable al

reportado en aceite de almendra de durazno (101,8-165,7), el cual ha sido ampliamente

utilizado en la industria cosmética como ingrediente en jabones, champú, lociones y

cremas (Saadany et al. (2004) citado por Wu et al. (2011).

Los valores del índice de yodo de los aceite de maracuyá, lulo y mora fueron 108, 106 y

109 g/100 g respectivamente, los cuales se clasifican como aceites semi-secantes como

los aceites de algodón, ajonjolí, maíz, maní, mostaza, salvado de arroz y canola ya que

su índice está comprendido entre 100-120 (Codex Alimentarius, 2015), utilizados

principalmente en elaboración de jabones, productos de limpieza y cosméticos (Leao et

al., 2014). Al comparar el índice de yodo de los aceites, el valor del aceite de mora fue

mayor porque puede presentar más insaturaciones en la composición de ácidos grasos

(Rodríguez et al., 2011).

El valor del índice de acidez de los aceites de semillas de maracuyá (2,56 mg/g) y mora

(1,16 mg/g) se encuentran dentro de los parámetros permisibles de calidad de los aceites

vegetales (<4 mg KOH/g aceite). El índice de acidez del aceite de semillas de lulo fue de

8,39 mg/g, valor no apto para aceites vegetales; pero dicho valor no supera el índice de

acidez establecido para el aceite de palma (10 mg/g) (Codex Alimentarius, 2015), el cual

es un aceite comestible.

7.5 Evaluación de la actividad antioxidante

7.5.1 Ensayo ABTS°+

A continuación se presentan los resultados de actividad antioxidante para los aceites de

semillas de maracuyá, lulo y mora (Tabla 7-29). La mayor actividad antioxidante obtenida

por el método ABTS se observa en el aceite de semillas de mora (475,1 ±3,3 µmol


Trolox/100 g aceite), (Grafico 7-36), debido a la mayor concentración de vitamina E

(tocoferoles γ, β, δ) y ácidos grasos insaturados (linoleico y linolénico) en el aceite,

conocidos por ser compuestos con potencial antioxidante.

Tabla 7-29. Resultados de actividad antioxidante en TEAC para los aceites de semillas de frutas obtenidos a 350 bar y 60°C

Aceite de semillas

Promedio TEAC (µmol de trolox/100 g

de aceite)

Desviación Estándar

Coeficiente de

Variación

Maracuyá 247,9 22,285 8,990

Lulo 231,1 5,549 2,401

Mora 415,4 3,284 0,791

Patrón* 0,904 0,026 2,830

* Ácido ascórbico (1,6 mM)

Gráfico 7-36. Resultados capacidad antioxidante de aceite de semillas de frutas

Aceite de semillas

Maracuyá Lulo Mora

TE

AC

(µ

mo

l d

e t

rolo

x/1

00

g d

e a

ce

ite

)

0

100

200

300

400

500

Según Liu et al., (2012) la favorabilidad de la actividad antioxidante del aceite es debida

al alto contenido de tocoferoles en su composición. Los resultados de actividad

antioxidante del aceite de mora son comparados con los reportados por Yang et al.,

(2011) en aceites obtenidos de diferentes especies de mora, extraidos con CO2



supercrítico presentados en la tabla 7-30. En esta se observa que unicamente una de las

especies supera notablemente la actividad antioxidante de la presente investigación.

Además el aceite de mora presento una actividad antioxidante superior al aceite de oliva

(Sousa et al., 2015), por lo que podría tener importantes propiedades benéficas.

La actividad antioxidante del aceite de maracuyá se puede relacionar con la

concentración de escualeno identificada en su composición, ya que en este material

vegetal no se identificó tocoferol alguno. La capacidad antioxidante supera a la obtenida

por Vasco, Ruales y Kamal-Eldin (2008), en una muestra de maracuyá (50 µmol TE/100 g

aceite) obtenida por el método de extracción con solventes (metanol-agua).

Tabla 7-30. Actividad antioxidante de aceite de semillas oleoginosas

Aceites µmol TE/100 g aceite Referencias

Mora 415,4 Esta investigación Lulo 231,1

Maracuyá 247,9 Oliva 300 (Sousa et al., 2015) Arándano rojo 338

(Yang et al., 2011) Zarzaparrilla negra 478 Frambuesa 424 Mora de los pantanos 650 Maracuyá 50

(Vasco, Ruales y Kamal-Eldin, 2008) Naranjilla (Lulo) 320

7.5.2 Ensayo DPPH*

En el comportamiento de los patrones frente al radical DPPH* se puede observar una

relación inversamente proporcional entre la concentración de antioxidante y

%(DPPH*)remanente en los niveles evaluados (Gráfico 7-37 y 7-38). Además cabe

resaltar que a mayor concentración del antioxidante tarda más tiempo en alcanzar un %

(DPPH)remanente constante.

La eficiencia anti-radical (AE) se clasifica Baja (AE <1x10-3), Media (1x10-3<AE<5x10-3),

Alta 5x10-3<AE<10x10-3) y Muy Alta (AE>10x10-3) según Sánchez, Larrauri y Saura

(1997); por lo tanto el ácido ascórbico se clasifica de alta eficiencia y el ácido gálico de

mediana eficiencia.


Gráfico 7-37. Comportamiento de ácido ascórbico frente al radical DPPH*

Gráfico 7-38. Comportamiento de ácido gálico frente al radical DPPH*

Se evaluó la actividad antioxidante del aceite de semillas de maracuyá, lulo y mora

mediante el método del radical DPPH*. En las tablas 7-31 y 7-32 se presentan los

resultados obtenidos, donde se observa que a medida que la concentración del aceite en

la solución aumenta, menor es el % de la concentración del DPPH* remanente, lo que

indica que hay mayor actividad antioxidante, pero tarda mayor tiempo. El EC50 indica la

cantidad necesaria de aceite para disminuir la concentración inicial de DPPH* en un 50%;

este estudio arrojó un valor de EC50 de 433,4 g aceite/g DPPH* para el aceite de

maracuyá; él aceite de semillas de lulo exhibe la eliminación de radicales DPPH* con un

g/kg DPPH

g/kg DPPH



EC50 de 312,1 g aceite/g DPPH*, y el aceite de mora presentó un EC50 de 113,62 g

aceite/g DPPH, valores menores que los obtenidos por Arranz, et al. (2008), en los

aceites de nuez (1514,3 g aceite/g DPPH*), almendras (712,2 g aceite/g DPPH*),

avellana (478,5 g aceite/g DPPH*), maní (1395.9 g aceite/g DPPH*) y pistacho (377,9 g

aceite/g DPPH*). Lo anterior indica que el aceite de semillas de frutas poseen una

importante capacidad antioxidante, debido a que cuanto menor sea el EC50, resulta

mayor el poder antioxidante (Malacrida y Neuza, 2012).

De acuerdo a la metodología descrita por Sánchez, Larrauri y Saura (1997) los aceites de

semillas de maracuyá y lulo se clasifican en el grupo de mediana eficiencia antiradical,

similar a la eficiencia radical reportada para un patrón de ácido gálico realizado para la

verificación de la funcionalidad del método (Sánchez, Larrauri y Saura, 1997), mientras

que el aceite de mora se clasifica de alta eficiencia antiradical, al igual que el ácido

ascórbico.

Tabla 7-31. Expresión matemática para el cálculo de EC50 y TEC50

Aceite de semillas EC50 TEC50

Mora 𝑦 = −65, 97𝑥 + 59,2 6

R2=0,9902 𝑦 = ,36 9𝑥 − 62,92

R2= 0,993

Lulo 𝑦 = −7 ,329 + 77,8 4

R2=0,9998 𝑦 = − , 97𝑥 + 77,5

R2=0,9821

Maracuyá 𝑦 = −66,333𝑥 + 88, 7

R2=0,9609 𝑦 = ,4 46𝑥 + 266,34

R2=0,9609

Tabla 7-32. Eficiencia anti-radical en aceite de semillas de mora, lulo y maracuyá

Aceite de semillas

[Aceite]a %[DPPH*]rem Tiempo (min)

EC50b TEC50 EA Clasificación

Mora

0,50 26,933 2,33

113,62 2,61 8,80E-03 Alta 0,25 42,517 2,50

0,15 48,111 2,58

0,10 54,105 2,67

Lulo

0,75 25,201 7,67

312,07 5,71 3,20E-03 Media 0,50 42,384 6,58

0,25 60,365 4,75

Maracuyá

0,75 36,390 9,17

433,40 8,70 2,31E-03 Media 0,50 58,767 8,50

0,25 69,556 7,83 a µL aceite/µL sln – b g aceite/g DPPH*


El comportamiento de los aceites de semillas de mora (Gráfico 7-39), lulo (Gráfico 7-40) y

maracuyá (Gráfico 7-41) a diferentes concentraciones frente al radical DPPH* en el

tiempo, es similar al comportamiento de los patrones (ácido ascórbico y gálico), ya que a

mayor concentración de antioxidante deja menor %[DPPH] remanente, en mayor tiempo.

Los resultados presentados en el gráfico 7-42 se relacionan con los obtenidos por el

método ABTS, ya que en ambos métodos el aceite que mayor actividad presenta es el de

semillas de mora. Sin embargo el aceite de maracuyá presenta mayor actividad que lulo

por el método ABTS, mientras que por el DPPH los dos se clasifican de mediana

eficiencia antiradical.

Gráfico 7-39. Comportamiento del aceite de semillas de mora frente al radical DPPH*

Concentración Aceite

(mL aceite/mL sln)



Gráfico 7-40. Comportamiento del aceite de semillas de lulo frente al radical DPPH*

Gráfico 7-41. Comportamiento del aceite de semillas de maracuyá frente al radical DPPH*

Concentración Aceite (mL

aceite/mL sln)

Concentración Aceite (mL

aceite/mL sln)


Gráfico 7-42. Comparación del %[DPPH*]remanente a 0,5 mL aceite/mL solución

De acuerdo a los resultados presentados se puede finalizar mencionando que el

rendimiento de los aceites vegetales estudiados en este trabajo, ha demostrado la

posibilidad de ser fuentes de materia prima, además presentan características

importantes para ser tenidas en cuenta para posible uso en la industria cosmética, ya que

en su composición presentan sustancias como ácidos grasos omega 3, 6 y 9 los cuales

son indispensables como regeneradores de tejidos, calmantes o reparadores de la piel

(Jurado y Muñoz, 2009), entre otras aplicaciones.

Además la calidad de los aceites se determina por la cantidad y composición de ácidos

grasos insaturados. Por ejemplo la presencia de ácido linoleico es fundamental, porque

se trata de un ácido graso esencial. Cuanto mayor sea la cantidad de ácido linoleico en

relación al oleico, mejor es la calidad del aceite vegetal (Neuza, 2011). Para lo cual los

aceites de maracuyá, lulo y mora presentan en su composición mayor cantidad de ácido

linoleico que oleico.

Cada uno de los aceites evaluados presenta características fisicoquímicas y de

composición similares a diversos aceites utilizados en la industria cosmética a nivel

nacional, como internacional. Entre ellos aceite de argán, coco, rosa mosqueta, germen

de trigo, sésamo, nuez, ricino, uva, colza, girasol, maíz, soja, entre otros.

El aceite de semillas de maracuyá se caracterizó por la alta concentración de escualeno

en su composición; el aceite de semillas de lulo presentó la mayor concentración de



ácido linoleico; y finalmente el aceite de semillas de mora sobresale por su alto contenido

de vitamina E y mayor actividad antioxidante. Dichas características pueden brindar

muchos beneficios a nivel cosmético o nutricional.

8. Conclusiones y recomendaciones

8.1 Conclusiones

Los residuos generados tras el procesamiento industrial de mora, lulo y maracuyá

demostraron ser una fuente promisoria de aceites, obtenidos con una tecnología limpia,

que garantiza un buen rendimiento y calidad.

Con la presente investigación se concluye que los aceites de semillas de maracuyá, lulo

y mora pueden ser una fuente de aceite vegetal rico en ácidos grasos insaturados tipo

omega 3, 6 y 9, compuestos minoritarios tales como escualeno, esteroles y tocoferoles y

propiedades antioxidantes, con gran potencial para la industria cosmética.

En cuanto a las propiedades fisicoquímicas de los aceites, éstos se encuentran dentro de

los parámetros establecidos para diferentes aceites de uso en la industria alimentaria y

cosmética, por el Codex Alimentarius.

El presente estudio puede ser una alternativa de aprovechamiento de los residuos

agroindustriales de frutas tropicales que contribuye a mitigar el impacto ambiental que

estos residuos generan y aumentar la competitividad de la cadena frutícola.

8.2 Recomendaciones

Los aceites obtenidos tienen perfiles cosméticos y nutricionalmente interesantes de

ácidos grasos, contenido de tocoferoles y fitoesteroles, pero baja estabilidad a la

oxidación, lo que requiere embalaje y almacenamiento cuidadoso, para lo cual se

recomienda realizar estudios de estabilidad oxidativa.

Realizar estudios de extracción con fluidos supercríticos utilizando co-solvente, con el fin

de mejorar el rendimiento del aceite de semillas de frutas.

A. Anexo: Análisis proximal de semillas de maracuyá, lulo y mora

Anexo A: Análisis proximal de semillas de maracuyá, lulo y mora 91

B. Anexo: Cromatogramas de ácidos grasos, esteroles y tocoferoles

Anexo B: Cromatogramas de ácidos grasos, esteroles y tocoferoles 95

Anexo B: Cromatogramas de ácidos grasos, esteroles y tocoferoles 97

C. Anexo: Análisis químico de aceites de semillas de maracuyá, lulo y mora

Anexo C: Análisis químico de aceites de semillas de maracuyá, lulo y mora 101

D. Anexo: Producción Académica Relacionada

(1). Ponencia Oral Congreso Latinoamericano de Química CLAQ 2016 Chile.

(2). Artículos aprobados para publicación:

Evaluación del rendimiento, composición y actividad antioxidante de aceite de semillas de

mora (Rubus glaucus) extraído con CO2 supercrítico. Revista Información Tecnológica –

Chile. Volumen 28, Número 1 -2017

Caracterización de aceite de semillas de maracuyá (Passiflora edulis) procedentes de

residuos agroindustriales obtenido con CO2 supercrítico. Revista Acta Agronómica-

Universidad Nacional de Colombia.

Anexo D: Producción Académica Relacionada 105

Evaluaciones disponible 57786

Estimados autores,

Reciban un especial y atento saludo,

Las evaluaciones se han completado en su totalidad. Su artículo ha sido aprobado.

No obstante, la editora jefe considera que se deben tomar en cuenta las observaciones emitidas

por los pares evaluadores, observaciones y ajustes que consideramos importantes de realizar y

que se tendrán en cuenta para la aceptación final.

1. Traducir al inglés el paper. Se debe adjuntar la certificación de la persona que traduzca el paper.

2. En caso de que lo consideren necesario la Revista Acta Agronómica presta el servicio, el costo y

condiciones lo remitiremos en otro correo en caso de que lo requieran.

Estas evaluaciones tienen algunas sugerencias para mejorar el manuscrito, por lo cual, se hace imperiosa

la necesidad que realicen las correcciones y observaciones emitidas por los pares evaluadores, para así

poder otorgarle la debida continuidad editorial. Una vez tengan esta versión corregida, enviarla

nuevamente a la revista utilizando este medio.

El plazo en el cual esperamos esta versión corregida es de 20 días, es decir hasta el próximo 25 de

octubre de 2016. Por favor acusar recibo del presente mensaje a la mayor brevedad posible. Cualquier

inquietud, estaremos prestos a atenderla, no dude en contactarnos,

Cordialmente,

--

Hernando Perdomo Gómez

Asistente Editorial

Acta Agronómica

http://www.revistas.unal.edu.co/index.php/acta_agronomica/index

Tel.:(57-2) 286 8888 Ext.: 35190

Universidad Nacional de Colombia - Sede Palmira

Palmira, Valle del Cauca, Colombia, Sur América

http://www.revistas.unal.edu.co/index.php/acta_agronomica/index

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