ESCUELA AGRÍCOLA PANAMERICANA DEPARTAMENTO DE AGRONOMÍA EVALUACIÓN DE Beauveria bassiana (DEUTEROMYCETE) EN EL COMBATE DE Prostephanus truncatus (Coleoptera: Bostrichidae). Tesis presentada como requisito parcial para optar al título de Ingeniero Agrónomo en el grado académico de Licenciatura Por Juan Diego Molina Lupiac. Abril de 1997.

ESCUELA AGRiCOLA PANAMERICANADEPARTAMENTO DE AGRONOMiA

EVALUACIDN DE Beauveria bassiana (DEUTEROMYCETE) EN EL COMBATEDE Prostephanus truncatus (Coleopteraz Bostrichidae).

Tesis presentada como requisito parcial para optar altitulo de Ingeniero Agrénomo en el gradoacadémico de Licenciatura

Por

Juan Diego Molina Lupiac.

Abril de 1997.

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El autor concede a la Escuela Agrícola Panamericana permiso para reproducir y distribuir copias de este trabajo para fines educativos. Para otras personas físicas o jurídicas se reservan los derechos de autor. ________________________________ Juan Diego Molina Lupiac Honduras, Abril de 1997.

E1 autor concede a la Escuela Agricola Panamericana perrniso para reproducir y distribuircopias de este trabajo para fines educativos. Para otras personas fisicas o juridicas sereservan los derechos de autor.

Juan Diego Molina Lupiac

Honduras, Abril de 1997.

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EVALUACIÓN DE Beauveria bassiana (DEUTEROMYCETE) EN EL COMBATE DE Prostephanus truncatus (Horn) (Coleoptera: Bostrichidae). Por Juan Diego Molina Lupiac Aprobada: __________________ ____________________ Sally Gladstone, Ph. D. Juan J. Alán, Ph. D. Asesor principal Coordinador PIA ___________________ ____________________ Michael Zeiss, Ph.D. Pablo E. Paz, Ph. D. Consejero Jefe de Departamento ___________________ ____________________ Juan José Alán, Ph. D. Antonio Flores, Ph. D. Consejero Decano Académico __________ _________ Keith L. Andrews,Ph.D. Director

EVALUACIDN DE Beauveria bassiana (DEUTEROMYCETE) EN EL COMBATEDE Prostephanus truncatus (Horn) (Coleoptera: Bostrichidae).

Por

Juan Diego Molina Lupiac

Aprobada:

Sally Gladstone, Ph. D. Juan J. Alan, Ph. D.Asesor principal Coordinador PIA

Michael Zeiss, Ph.D. Pablo E. Paz, Ph. D.Consejero Jefe de Departamento

Juan José Alan, Ph. D. Antonio Flores, Ph. D.Consejero Decano Académico

Keith L. Andrews,Ph.D.Director

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DEDICATORIA. En primer lugar a Dios por su ayuda y protección. A mi esposa e hija Cinthia de Molina y Andrea Molina por su apoyo y amor, que son la razón y fin de este proyecto. A mis padres Juan Diego e Isabel por su ayuda y apoyo, a mis hermanos Karina, Sofía, Gisel, Alex y Dennis por su ayuda incondicional. A mis abuelos Humberto Lupiac (Q.D.D.G) y Digna de Lupiac por el cariño brindado. A mi familia con quien siempre he podido contar. A la familia Pineda Madrid por su aceptación y apoyo durante este año.

DEDICATORIA.

En primer lugar a Dios por su ayuda y proteccion.

A mi esposa e hija Cinthia de Molina y Andrea Molina por su apoyo y amor, que son larazon y fin de este proyecto.

A mis padres Juan Diego e Isabel por su ayuda y apoyo, a mis hermanos Karina, Sofi a,Gisel, Alex y Dennis por su ayuda incondicional.

A mis abuelos Humberto Lupiac (Q.D.D.G) y Digna de Lupiac por el carifio brindado.

A mi familia con quien siempre he podido contar.

A la familia Pineda Madrid por su aceptacion y apoyo durante este afio.

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AGRADECIMIENTOS. Al Instituto Internacional de Agricultura Tropical (IITA) por el finanaciamiento de mis estudios. A la Dra. Sally Gladstone por su asesoría y tiempo en la revisión y supervisión de los trabajos realizados. Al Dr. Raúl Espinal por su asesoría, amistad y confianza depositada en mi persona. A los Drs. Valerie Wright y Richard Markham, por sus consejos para realización de este trabajo. Al Dr. Michael Zeiss por su ayuda en los análisis estadísticos. Al Dr. Juan José Alán por su ayuda en la revisión de mis trabajos. A mis amigos: Rafael, Carolina, Jorge, José por la ayuda prestada en la realización de este trabajo. A todo el personal del CITESGRAN por la ayuda y colaboración brindada en especial Suyapa, Marvin y Edgardo.

AGRADECIMIENTOS.

Al Instituto Internacional de Agricultura Tropical (IITA) por el finanaciamiento de misestudios.

A la Dra. Sally Gladstone por su asesoria y tiempo en la revision y supervision de lostrabajos realizados.

Al Dr. Ra1'1l Espinal por su asesoria, amistad y confianza depositada en mi persona.

A los Drs. Valerie Wright y Richard Markham, por sus consejos para realizacion de estetrabajo.

Al Dr. Michael Zeiss por su ayuda en los analisis estadisticos.

Al Dr. Juan José Alan por su ayuda en la revision de mis trabajos.

A mis amigos: Rafael, Carolina, Jorge, José por la ayuda prestada en la realizacion deeste trabajo.

A todo el personal del CITESGRAN por la ayuda y colaboracién brindada en especialSuyapa, Marvin y Edgardo.

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RESUMEN Prostephanus truncatus es una plaga de maíz almacenado tradicionalmente, este fue introducido accidentalmente en África donde esta causando severas pérdidas en maíz y yuca almacenados tradicionalmente. Para el combate de P. truncatus se introdujó en África el depredador Teretriosoma nigrescens. Este estudio se hizo con la finalidad de evaluar una nueva táctica de combate biológico, mediante el uso del hongo entomopatógeno B. bassiana, contra P. truncatus, que no dañe a T. nigrescens ni a la salud humana. En un bioensayo se evaluó la patogenicidad de los cinco aislamientos de B. bassiana a una concentración de 1x108 conidios por ml, en contra de P. truncatus y T. nigrescens y se encontró que los aislamientos provenientes de las plagas Anthonomus grandis y Cosmopolites sordidus causaron una mortalidad de 86.7% y 84.4% respectivamente en P. truncatus, mientras que en T. nigrescens causaron una mortalidad de 62.2% y 66.7% respectivamente. Se seleccionó el aislamiento de A. grandis para ser probado en almacenes tradicionales de maíz. En un ensayo realizado en trojas experimentales en casas de los agricultores se aplicó una dosis de 1x1010 conidios por troja en mezcla con kaolinita aplicados en forma preventiva a maíz fumigado es decir, antes de la llegada de P. truncatus. En un segundo ensayo se aplicó el hongo en kaolinita en forma curativa, cuando P. truncatus se encontraba en el interior de las mazorcas. En ambos ensayos se liberaron cuatro adultos de P. truncatus por mazorca. Las trojas fueron arreglados en un Diseño completamente al azar (DCA) con cuatro repeticiones por tratamiento. No se encontraron diferencias significativas entre tratamientos en ninguno de los ensayos para las variables analizadas, P. truncatus y S. zeamais por kilogramo de grano y pérdida de peso. Cuando se aplicó el hongo en forma preventiva se encontraron porcentajes de mortalidad por B. bassiana mayores en P. truncatus (1.38%) que cuando se aplicó en forma curativa (0.31%), lo cual nos indica que P. truncatus no se infecta con el hongo al estar dentro de las mazorcas con abundancia de comida por lo que debería aplicarse el hongo al momento de almacenarse las mazorcas. En cuanto a S. zeamais la mortalidad fue de 0.6% y de 0.37%, respectivamente, por lo que no se recomienda el uso del hongo en contra de S. zeamais ya que este se encuentra en el interior de las mazorcas antes de ser almacenadas.

RESUMEN

Prostephanus truncatus es una plaga de maiz almacenado tradicionalmente, este fueintroducido accidentalmente en Africa donde esta causando severas pérdidas en maiz yyuca almacenados tradicionalmente. Para e1 combate de P. truncatus se introdujé enAfrica el depredador Teretriosoma nigrescens. Este estudio se hizo con la finalidad deevaluar una nueva tactica de combate biolégico, mediante el uso del hongoentomopatégeno B. bassiana, contra P. truncatus, que no dafie a T. nigrescens ni a lasalud humana. En un bioensayo se evaluo la patogenicidad de los cinco aislamientos deB. bassiana a una concentracién de 1x108 conidios por ml, en contra dc P. truncatus y T.nigrescens y se encontré que los aislamientos provenientes de las plagas Anthonomusgrandis y Cosmopolites sordidus causaron una mortalidad de 86.7% y 84.4%respectivamente en P. truncatus, mientras que en T. nigrescens causaron una mortalidadde 62.2% y 66.7% respectivamente. Se seleccioné el aislamiento de A. grandis para serprobado en almacenes tradicionales de maiz. En un ensayo realizado en trojasexperimentales en casas de los agricultores se aplico una dosis de 1x101° conidios portroja en mezcla con kaolinita aplicados en forrna preventiva a maiz fumigado es decir,antes de la llegada de P. truncatus. En un segundo ensayo se aplicé el hongo en kaolinitaen forrna curativa, cuando P. truncatus se encontraba en el interior de las mazorcas. Enambos ensayos se liberaron cuatro adultos de P. truncatus por mazorca. Las troj as fueronarreglados en un Disefi o completamente al azar (DCA) con cuatro repeticiones portratamiento. No se encontraron diferencias significativas entre tratamientos en ningunode los ensayos para las Variables analizadas, P. truncatus y S. zeamais por kilogramo degrano y pérdida de peso. Cuando se aplicé e1 hongo en forrna preventiva se encontraronporcentajes de mortalidad por B. bassiana mayores en P. truncatus (1.38%) que cuandose aplicé en forrna curativa (0.31%), lo cual nos indica que P. truncatus no se infecta conel hongo al estar dentro de las mazorcas con abundancia de comida por lo que deberiaaplicarse el hongo al momento de almacenarse las mazorcas. En cuanto a S. zeamais lamortalidad fue de 0.6% y de 0.37%, respectivamente, por lo que no se recomienda el usodel hongo en contra de S. zeamais ya que este se encuentra en el interior de las mazorcasantes de ser almacenadas.

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CONTENIDO. Página Portada........................................................................................................................ i Derechos de Autor...................................................................................................... ii Hoja de firmas............................................................................................................. iii Dedicatoria.................................................................................................................. iv Agradecimientos......................................................................................................... v Resumen...................................................................................................................... vi Contenido.................................................................................................................... vii Indice de Figuras......................................................................................................... viii Indice de Cuadros....................................................................................................... ix Indice de Anexos........................................................................................................ x I. Introducción............................................................................................................ 1 II. Revisión de Literatura............................................................................................ 3 2.1 Taxonomía y Morfología de Prostephanus truncatus.................................. 3 2.2 Biología de Prostephanus truncatus............................................................. 3 2.3 Hospederos de Prostephanus truncatus........................................................ 4 2.4 Distribución de Prostephanus truncatus....................................................... 4 2.5 Daños y Pérdidas causadas por Prostephanus truncatus.............................. 5 2.6 Medios de Combate...................................................................................... 5 2.6.1 Prácticas culturales....................................................................................... 5 2.6.2 Combate biológico........................................................................................ 6 2.7 Historia del combate biológico por entomopatógenos................................. 6 2.8 Características de los hongos........................................................................ 7 2.9 Ventajas y desventajas del combate microbiológico.................................... 7 2.10 Toxinas producidas por Beauveria bassiana................................................ 8 2.11 Ciclo de vida y síntomas de infección del hongo entomopatógeno Beauveria bassiana....................................................................................... 8 2.12 Factores que afectan el desarrollo del hongo.............................................. 9

CONTENIDO.

PéginaPortada...................................................................................................................... .. iDerechos de Autor.................................................................................................... .. iiHoja de firmas........................................................................................................... .. iiiDedicatoria................................................................................................................ .. ivAgradecimientos....................................................................................................... .. VResumen.................................................................................................................... .. ViContenido.................................................................................................................. .. ViiIndice de Figuras....................................................................................................... .. viiiIndice de Cuadros..................................................................................................... .. ixIndice de Anexos...................................................................................................... .. x

I. Introduccién.......................................................................................................... .. 1

II. Revisién de Literatura.......................................................................................... .. 32.1 Taxonomia y Morfologia de Prostephanus truncatus................................ .. 32.2 Biologia de Prostephanus truncatus........................................................... .. 32.3 Hospederos de Prostephanus truncatus...................................................... .. 42.4 Distribucién de Prostephanus truncatus..................................................... .. 42.5 Dafi osy Pérdidas causadas por Prostephanus truncatus............................ .. 52.6 Medios de Combate.................................................................................... .. 52.6.1 Précticas culturales..................................................................................... .. 52.6.2 Combate biolégico...................................................................................... .. 62.7 Historia del combate biolégico por entomopatégenos............................... .. 62.8 Caracteristicas de los hongos...................................................................... .. 72.9 Ventaj as y desventajas del combate microbiolégico.................................. .. 72.10 Toxinas producidas por Beauveria bassiana.............................................. .. 82.11 Ciclo de Vida y sintomas de infeccién del hongo entomopatégeno

Beauveria bassiana..................................................................................... .. 82.12 Factores que afectan el desarrollo del hongo............................................ .. 9

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III. Materiales y Métodos........................................................................................... 12 3.1 Ensayo I. Evaluación de la patogenicidad de cinco aislamientos de Beauveria bassiana contra Prostephanus truncatus y Teretriosoma nigrescens............................................................... 12 3.1.1 Establecimiento de los bioensayos............................................................. 13 3.1.2 Revisión de los bioensayos.......................................................................... 14 3.2 Ensayo II y III. Evaluación de Beauveria bassiana en kaolinita en el control de Prostephanus truncatus y Sitophilus zeamais en almacenes tradicionales de maíz..................................... 14 3.2.1 Localización del Estudio............................................................................... 14 3.2.2 Diseño del Estudio........................................................................................ 15 3.2.3 Recolección y análisis de muestras.............................................................. 16 3.2.4 Análisis Estadístico....................................................................................... 17 IV. Resultados............................................................................................................ 18 4.1 Ensayo 1. Patogenicidad de cinco aislamientos de Beauveria bassiana contra Prostephanus truncatus y Teretriosom nigrescens........................... 18 4.2 Ensayos II y III. Evaluación de Beauveria bassiana en Kaolinita en el control de Prostephanus truncatus y Sitophilus zeamais en almacenes tradicionales de maíz................................... 20 4.2.1 Ensayo II. Trojas infestadas con Prostephanus truncatus al momento de la aplicación del producto............................................................... 20 4.2.2 Ensayo III. Trojas inoculadas con Prostephanus truncatus un mes antes de la aplicación del producto....................................................... 23 V. Discusión............................................................................................................... 27 VI. Conclusiones......................................................................................................... 30 VII. Recomendaciones................................................................................................ 31 VIII. Literatura citada.................................................................................................. 32 IX. Anexos............................................................................................................... 37

III. Materiales y Métodos......................................................................................... .. 123.1 Ensayo I. Evaluacién de la patogenicidad de cinco aislamientos de

Beauveria bassiana contra Prostephanus truncatus yTeretriosoma nigrescens............................................................. .. 12

3.1.1 Establecimiento de los bioensayos........................................................... .. 133.1.2 Revisién de los bioensayos........................................................................ .. 143.2 Ensayo II y III. Evaluacién de Beauveria bassiana en kaolinita en el

control de Prostephanus truncatus y Sitophilus zeamaisen almacenes tradicionales de maiz................................... .. 14

3.2.1 Localizacién de1Estudio ............................................................................. .. 143.2.2 Disefi ode1Estudio ...................................................................................... .. 153.2.3 Recoleccién y anélisis de muestras............................................................ .. 163.2.4 Anélisis Estadistico..................................................................................... .. 17

IV. Resultados.......................................................................................................... .. 1 84.1 Ensayo 1. Patogenicidad de cinco aislamientos de Beauveria bassiana

contra Prostephanus truncatus y Teretriosom nigrescens......................... .. 184.2 Ensayos II y III. Evaluacién de Beauveria bassiana en Kaolinita en el

control de Prostephanus truncatus y Sitophilus zeamaisen almacenes tradicionales de maiz................................. .. 20

4.2.1 Ensayo II. Trojas infestadas con Prostephanus truncatus a1 momento de laaplicacién del producto............................................................. .. 20

4.2.2 Ensayo III. Trojas inoculadas con Prostephanus truncatus un mes antes dela aplicacién del producto..................................................... .. 23

V. Discusién............................................................................................................. .. 27

VI. Conclusiones....................................................................................................... .. 30

VII. Recomendaciones.............................................................................................. .. 31

VIII. Literatura citada................................................................................................ .. 32

IX. Anexos............................................................................................................. .. 37

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ÍNDICE DE FIGURAS. Figura Página 1. Ciclo de vida del hongo entomopatógeno Beauveria bassiana.............................. 11 2. Porcentajes de mortalidad de Prostephanus truncatus provocados por los cinco aislamientos de Beauveria bassiana en Prostephanus truncatus............................ 18 3. Porcentajes de mortalidad de Teretriosoma nigrescens debido a los aislamientos de Beauveria bassiana y el testigo........................................................................ 19 4. Tiempo letal medio de los cinco aislamientos de Beauveria bassiana en Prostephanus truncatus.......................................................................................... 20 5. Dinámica poblacional de Prostephanus truncatus en trojas aplicadas con Beauveria bassiana mas kaolinita y trojas testigo en maíz fumigado previa la inoculación con Prostephanus truncatus............................................................... 21 6. Dinámica poblacional de Sitophilus zeamais en trojas aplicadas con Beauveria bassiana mas kaolinita y trojas testigo en maíz fumigado previa la inoculación con Prostephanus truncatus.................................................................................... 21 7. Porcentaje de mortalidad de Prostephanus truncatus y Sitophilus zeamais por Beauveria bassiana en trojas aplicadas con Beauveria bassiana más kaolinita en maíz fumigado previa la inoculacion con Prostephanus truncatus..................... 22 8. Pérdida de peso en trojas aplicadas con Beauveria bassiana más kaolinita y trojas testigo con maíz fumigado previa la inoculación con Prostephanus truncatus....... 23 9. Dinámica poblacional de Prostephanus truncatus en trojas con Beauveria bassiana más kaolinita y trojas testigo en maíz inoculado con Prostephanus truncatus previa la aplicación del producto........................................................................................ 24 10. Dinámica poblacional de Sitophilus zeamais en trojas con Beauveria bassiana más kaolinita y trojas testigo en maíz inoculado con Prostephanus truncatus previa la aplicación del producto.................................................................................. 24 11. Porcentaje de mortalidad de Prostephanus truncatus y Sitophilus zeamais en trojas con Beauveria bassiana más kaolinita en maíz inoculado con Prostephanus truncatus previa la aplicación del producto y muestra viva de P. truncatus......... 25 12. Pérdidas de peso en trojas con B. bassiana más kaolinita y trojas testigo en maíz inoculado con Prostephanus truncatus antes de la aplicación del producto........ 26

1NDICE DE FIGURAS.

Figura Pégina1. Ciclo de Vida del hongo entomopatégeno Beauveria bassiana............................ .. 112. Porcentaj es de mortalidad de Prostephanus truncatus provocados por los cinco

aislamientos de Beauveria bassiana en Prostephanus truncatus.......................... .. 18

3. Porcentaj es de mortalidad de Teretriosoma nigrescens debido a los aislamientosde Beauveria bassiana y el testigo...................................................................... .. 19

4. Tiempo letal medio de los cinco aislamientos de Beauveria bassiana enProstephanus truncatus........................................................................................ .. 20

5. Dinémica poblacional de Prostephanus truncatus en trojas aplicadas conBeauveria bassiana mas kaolinita y trojas testigo en maiz fumigado previa lainoculacién con Prostephanus truncatus............................................................. .. 21

6. Dinémica poblacional de Sitophilus zeamais en trojas aplicadas con Beauveriabassiana mas kaolinita y trojas testigo en maiz fumigado previa la inoculaciéncon Prostephanus truncatus.................................................................................. .. 21

7. Porcentaje de mortalidad de Prostephanus truncatus y Sitophilus zeamais porBeauveria bassiana en trojas aplicadas con Beauveria bassiana més kaolinita enmaiz fumigado previa la inoculacion con Prostephanus truncatus................... .. 22

8. Pérdida de peso en trojas aplicadas con Beauveria bassiana més kaolinita y trojastestigo con maiz fumigado previa la inoculacién con Prostephanus truncatus..... .. 23

9. Dinémica poblacional de Prostephanus truncatus en trojas con Beauveria bassianamés kaolinita y trojas testigo en maiz inoculado con Prostephanus truncatus previala aplicacién del producto...................................................................................... .. 24

10. Dinémica poblacional de Sitophilus zeamais en troj as con Beauveria bassiana méskaolinita y trojas testigo en maiz inoculado con Prostephanus truncatus previala aplicacién del producto................................................................................ .. 24

11. Porcentaje de mortalidad de Prostephanus truncatus y Sitophilus zeamais en troj ascon Beauveria bassiana més kaolinita en maiz inoculado con Prostephanustruncatus previa la aplicacién del producto y muestra Viva de P. truncatus....... .. 25

12. Pérdidas de peso en trojas con B. bassiana més kaolinita y trojas testigo en maizinoculado con Prostephanus truncatus antes de la aplicacién del producto ...... .. 26

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ÍNDICE DE CUADROS. Cuadro Página 1. Características de los cinco aislamientos de Beauveria bassiana.......................... 12 2. Tiempo letal medio de los cinco aislamientos de Beauveria bassiana................... 19 3. Valores F para las variables densidad de Prostephanus truncatus y Sitophilus zeamais y pérdida de peso en el En sayo II............................................................ 20 4. Valores F para las variables densidad de Prostephanus truncatus y Sitophilus zeamais y Pérdida de peso en el Ensayo III............................................................ 23

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iNDICE DE CUADROS.

Cuadro Pégina

1. Caracteristicas de los cinco aislamientos de Beauveria bassiana........................ .. 12

2. Tiempo letal medio de los cinco aislamientos de Beauveria bassiana................. .. 19

3. Valores F para las Variables densidad de Prostephanus truncatus y Sitophiluszeamais y pérdida de peso en el En sayo II.......................................................... .. 20

4. Valores F para las Variables densidad de Prostephanus truncatus y Sitophiluszeamais y Pérdida de peso en el Ensayo III.......................................................... .. 23

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ÍNDICE DE ANEXOS. Anexo Página 1. Resumen de la Metodología de análisis de muestras en el laboratorio.................. 38 2. Análisis de Varianza para las variables P. truncatus por Kilogramo, S. zeamais por kilogramo y pérdida de peso en el Ensayo II......................................................... 39 3. Análisis de Varianza para las variables P. truncatus por Kilogramo, S. zeamais por kilogramo y pérdida de peso en el Ensayo III........................................................ 40

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iNDICE DE ANEXOS.

Anexo Pégina1. Resumen de la Metodologia de anélisis de muestras en el laboratorio................ .. 38

2. Anélisis de Varianza para las Variables P. truncatus por Kilogramo, S. zeamais porkilogramo y pérdida de peso en e1Ensayo II....................................................... .. 39

3. Anélisis de Varianza para las Variables P. truncatus por Kilogramo, S. zeamais porkilogramo y pérdida de peso en e1Ensayo III...................................................... .. 40

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I. INTRODUCCIÓN. En América Latina y África , el maíz es uno de los principales cultivos utilizados para la alimentación humana. En estas regiones, se ha encontrado que en los sistemas tradicionales de almacenamiento de grano seco se pueden llegar a tener severas pérdidas debido al mal manejo de los granos. El mal secado y, sobre todo, el daño ocasionado por el ataque de insectos de almacén, son las principales causas de las pérdidas. Actualmente, se estima que el promedio de las pérdidas de granos a nivel mundial durante el período poscosecha es de un 10 porciento anual (FAO,1992). Las pérdidas encontradas durante este período se deben sobre todo por agentes bióticos: insectos, roedores, aves y el hombre mismo. FAO (1992) estima que los insectos son responsables de un 70 por ciento de las pérdidas poscosecha en la producción de agricultores de subsistencia. Además del daño directo, los insectos provocan, con su actividad, un aumento de la temperatura y humedad del lugar de almacenamiento, lo cual favorece el desarrollo de microorganismos, principalmente hongos. Las pérdidas en Latinoamérica son causadas por insectos primarios como Sitophilus zeamais Motsh (Coleoptera: Curculionidae) que es la plaga principal asociada con las pérdidas de almacenamiento de maíz en las regiones tropicales del continente (Ríos Ibarra, 1991). Sin embargo, Prostephanus truncatus (Horn) (Coleoptera: Bostrichidae), el mayor barrenador de los granos, puede causar pérdidas mayores en caso de no tener huéspedes alternos como árboles de los géneros Spondia y Bursera (Novillo 1991). Prostephanus truncatus es una plaga ocasional de maíz almacenado tradicionalmente en Mesoamérica, su lugar de origen. Sin embargo, este insecto fue introducido accidentalmente en África a principios de la década de los ochenta. Actualmente, se encuentra distribuida en África del este y del oeste, convirtiéndose en un problema muy importante en maíz y yuca almacenados tradicionalmente (Markham et al., 1991). Investigaciones en Tanzania informan que P. truncatus provoca pérdidas máximas de 17.4 por ciento en el peso seco después de seis meses de almacenamiento y de 41.2 por ciento después de ocho meses (Keil, 1988). Debido a los graves daños que esta causando P. truncatus en África se establecieron varios proyectos internacionales para desarrollar un sistema de manejo integrado de plagas. Uno de los componentes de este manejo integrado incluye el control biológico realizado por entomopatógenos como el hongo Beauveria bassiana (Deuteromycete).

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1. INTRODUCCION.

En América Latina y Africa , el maiz es uno de los principales cultivos utilizados para laalimentacion humana. En estas regiones, se ha encontrado que en los sistemastradicionales de almacenamiento de grano seco se pueden llegar a tener severas pérdidasdebido a1 mal manejo de los granos. E1 mal secado y, sobre todo, el dafio ocasionado porel ataque de insectos de almacén, son las principales causas de las pérdidas.

Actualmente, se estima que el promedio de las pérdidas de granos a nivel mundialdurante el periodo poscosecha es de un 10 porciento anual (FAO,1992). Las pérdidasencontradas durante este periodo se deben sobre todo por agentes biéticos: insectos,roedores, aves y el hombre mismo. FAO (1992) estima que los insectos son responsablesde un 70 por ciento de las pérdidas poscosecha en la produccion de agricultores desubsistencia. Ademas del dafio directo, los insectos provocan, con su actividad, unaumento de la temperatura y humedad del lugar de almacenamiento, lo cual favorece eldesarrollo de microorganismos, principalmente hongos.

Las pérdidas en Latinoamérica son causadas por insectos primarios como Sitophiluszeamais Motsh (Coleoptera: Curculionidae) que es la plaga principal asociada con laspérdidas de almacenamiento de maiz en las regiones tropicales del continente (RiosIbarra, 1991). Sin embargo, Prostephanus truncatus (Horn) (Coleopteraz Bostrichidae),el mayor barrenador de los granos, puede causar pérdidas mayores en caso de no tenerhuéspedes altemos como arboles de los géneros Spondia y Bursera (NoVi11o 1991).

Prostephanus truncatus es una plaga ocasional de maiz almacenado tradicionalmente enMesoamérica, su lugar de origen. Sin embargo, este insecto fue introducidoaccidentalmente en Africa a principios de la década de los ochenta. Actualmente, seencuentra distribuida en Africa del este y del oeste, convirtiéndose en un problema muyimportante en maiz y yuca almacenados tradicionalmente (Markham et al., 1991).Investigaciones en Tanzania informan que P. truncatus provoca pérdidas maximas de17.4 por ciento en el peso seco después de seis meses de almacenamiento y de 41.2 porciento después de ocho meses (Keil, 1988).

Debido a los graves dafios que esta causando P. truncatus en Africa se establecieronVarios proyectos intemacionales para desarrollar un sistema de manejo integrado deplagas. Uno de los componentes de este manejo integrado incluye el control biologicorealizado por entomopatogenos como el hongo Beauveria bassiana (Deuteromycete).

Además, Teretriosoma nigrescens Lewis (Coleoptera:Histeridae), un depredador de P. truncatus, ha sido introducido intencionalmente en África, pero no ha tenido el impacto que se esperaba ya que es la principal táctica de control biológico utilizada en estos momentos. El objetivo general de este estudio fue el de evaluar una táctica de control biológico para P. truncatus y S. zeamais que no dañe a T. nigrescens y de bajo riesgo a la salud humana a través de los siguientes objetivos específicos: la evaluación de aislamientos de B. bassiana a nivel de laboratorio para escoger el aislamiento que realize el mejor control sobre P. truncatus y el menor daño a T. nigrescens; y su aplicación en almacenes tradicionales de maíz infestados con Prostephanus truncatus antes y después de la aplicación del hongo.

Ademas, Teretriosoma nigrescens Lewis (Coleoptera:Histeridae), un depredador de P.truncatus, ha sido introducido intencionalmente en Africa, pero no ha tenido el impactoque se esperaba ya que es la principal tactica de control biologico utilizada en estosmomentos.

El objetivo general de este estudio fue el de evaluar una téctica de control biologico paraP. truncatus y S. zeamais que no dafie a T. nigrescens y de bajo riesgo a la salud humanaa través de los siguientes objetivos especificos: la evaluacion de aislamientos de B.bassiana a nivel de laboratorio para escoger el aislamiento que realize el mejor controlsobre P. truncatus y el menor dafio a T. nigrescens; y su aplicacion en almacenestradicionales de maiz infestados con Prostephanus truncatus antes y después de laaplicacion del hongo.

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II. REVISIÓN DE LITERATURA. 2.1 Taxonomía y morfología de P. truncatus. La larva de P. truncatus tiene forma recurvada, su cuerpo y sus extremidades en todos los instares son de color blanco cremoso (Gardner, 1945., citado por Mateo, 1996). La pupa también es de color blanco cremoso aunque se vuelve café con la edad (Spilman, 1984., citado por Mateo, 1996). Los adultos tienen forma cilíndrica, de color café obscuro, de 1.5 mm de ancho y de 3 a 5 mm de largo (Hodges, 1983., citado por García, 1996), típica de los bostrichidos. 2.2 Biología de P. truncatus. Los estadios de huevo, larva y pupa duran en promedio 4.9, 25.4 y 5.2 días respectivamente, resultando un total de 35 días desde huevo hasta adulto a 30 °C y 70% de humedad relativa (HR) (Shires, 1980). Li (1988) encontró que P. truncatus puede completar su ciclo de vida en 34.5 días a 30 °C y 70 % HR, con un rango de 31 a 38 días mientras que Hodges y Meik (1984) encontraron un ciclo de vida de 32 a 39 días a 30 °C y 70% de HR. Según sondeos realizados en 1995 los almacenes tradicionales de maíz generalmente son infestados por P. truncatus al momento de iniciarse las lluvias entre los meses de mayo y junio que es el período cuando presentan una mayor actividad de vuelo (Espinal, 1996)1 . En Kenya encontraron la mayor actividad de vuelo de P. truncatus durante el período de las lluvias cortas entre septiembre y diciembre (Nángayo, 1993).

1 ESPINAL, R. 1996. Prácticas culturales para el control de Prostephanus

truncatus (Coleoptera: Bostrichidae). Grupo ALCON, San

Pedro Sula, Honduras. (Comunicación personal).

II. REVISION DE LITERATURA.

2.1 Taxonomia y morfologia de P. truncatus.

La larva de P. truncatus tiene forma recurvada, su cuerpo y sus extremidades en todos losinstares son de color blanco cremoso (Gardner, 1945., citado por Mateo, 1996). La pupatambién es de color blanco cremoso aunque se Vuelve café con la edad (Spilman, 1984.,citado por Mateo, 1996). Los adultos tienen forma cilindrica, de color café obscuro, de1.5 mm de ancho y de 3 a 5 mm de largo (Hodges, 1983., citado por Garcia, 1996), tipicade los bostrichidos.

2.2 Biologia de P. truncatus.

Los estadios de huevo, larva y pupa duran en promedio 4.9, 25.4 y 5.2 diasrespectivamente, resultando un total de 35 dias desde huevo hasta adulto a 30 “C y 70%de humedad relativa (HR) (Shires, 1980). Li (1988) encontro que P. truncatus puedecompletar su ciclo de Vida en 34.5 dias a 30 °C y 70 % HR, con un rango de 31 a 38 diasmientras que Hodges y Meik (1984) encontraron un ciclo de Vida de 32 a 39 dias a 30 “Cy 70% de HR.

Segfi n sondeos realizados en 1995 los almacenes tradicionales de maiz generalmente soninfestados por P. truncatus al momento de iniciarse las lluvias entre los meses de mayo yjunio que es el periodo cuando presentan una mayor actividad de vuelo (Espinal, 1996)1 .En Kenya encontraron la mayor actividad de vuelo de P. truncatus durante el periodo delas lluvias cortas entre septiembre y diciembre (Nangayo, 1993).

l ESPINAL, R. 1996. Practicas culturales para el control de Prostephanus

truncatus (Coleoptera: Bostrichidae). Grupo ALCON, San

Pedro Sula, Honduras. (Comunicacién personal).

2.3 Hospederos de P. truncatus. P. truncatus como plaga de maíz probablemente se originó de un barrenador de la madera o de otras partes de plantas (Chittenden, 1911). También pueden ser substrato para el desarrollo de P. truncatus la yuca seca (Nyakunga, 1982), así como el camote seco (Li, 1988). Se han usado trampas con feromonas que han mostrado que P. truncatus puede actuar fuera de sistemas de producción y almacenamiento de maíz (Herrera et al., 1989 y 1991; citado por García 1995). Por tanto, existen posibles hospederos alternos en forma natural. Infestaciones naturales en árboles de Spondias purpurea y Bursera fagaroides, incluyendo estados inmaduros del insecto, han sido observados en bosques deciduos secos en México (Ramírez, 1991). 2.4 Distribución de P. truncatus. La plaga es originaria de Mesoamérica desde el sur de Texas hasta Panamá y Colombia (Wright, 1984). En México esta distribuida en Yucatán y Quintana Roo (Herrera et al. , 1989; Rees et al., 1990) y en el sur del país (Ríos Ibarra, 1991). En Honduras se encuentra en la costa norte y en el sur (Novillo, 1991) y en las zonas productoras de maíz del interior del país (Hoppe, 1986). Fue introducido en África accidentalmente a principios de la década de los ochenta, donde se ha establecido como una plaga destructiva. En África se detectó por primera vez en dos lugares, Tanzania (Golob y Hodges, 1982) y Togo (Harnish y Krall, 1984). De Tanzania se ha difundido a África oriental en el sur de Kenya y Burundi (Golob, 1988) y de Togo a África occidental en Benin y Ghana (Dick y Rees, 1989). El transporte de productos en regiones del continente africano y el intercambio de víveres en mercados locales y regionales ha promovido la rápida propagación de la plaga, ya que esta tiene una alta capacidad de vuelo (Ritcher y Biliwa, 1991). En el sur de California y Arizona se encontraron especímenes en productos alimenticios importados de China y mas recientemente en flores de azucena que provenían de Hong Kong (Zimmerman, 1990).

2.3 Hospederos de P. truncatus.

P. truncatus como plaga de maiz probablemente se origino de un barrenador de la maderao de otras partes de plantas (Chittenden, 1911). También pueden ser substrato para eldesarrollo de P. truncatus la yuca seca (Nyakunga, 1982), asi como el camote seco (Li,1988).

Se han usado trampas con feromonas que han mostrado que P. truncatus puede actuarfuera de sistemas de produccion y almacenamiento de maiz (Herrera et al., 1989 y 1991;citado por Garcia 1995). Por tanto, existen posibles hospederos altemos en formanatural. Infestaciones naturales en arboles de Spondias purpurea y Bursera fagaroides,incluyendo estados inmaduros del insecto, han sido observados en bosques deciduossecos en Mexico (Ramirez, 1991).

2.4 Distribucién de P. truncatus.

La plaga es originaria de Mesoamérica desde el sur de Texas hasta Panama y Colombia(Wright, 1984). En Mexico esta distribuida en Yucatan y Quintana Roo (Herrera et al. ,1989; Rees et al., 1990) y en el sur del pais (Rios Ibarra, 1991). En Honduras seencuentra en la costa norte y en el sur (NoVillo, 1991) y en las zonas productoras de maizdel interior del pais (Hoppe, 1986).

Fue introducido en Africa accidentalmente a principios de la década de los ochenta,donde se ha establecido como una plaga destructiva. En Africa se detecto por primeraVez en dos lugares, Tanzania (Golob y Hodges, 1982) y Togo (Hamish y Krall, 1984).De Tanzania se ha difundido a Africa oriental en el sur de Kenya y Burundi (Golob,1988) y de Togo a Africa occidental en Benin y Ghana (Dick y Rees, 1989). Eltransporte de productos en regiones del continente africano y el intercambio de Viveres enmercados locales y regionales ha promovido la rapida propagacion de la plaga, ya queesta tiene una alta capacidad de vuelo (Ritcher y Biliwa, 1991).

En el sur de California y Arizona se encontraron especimenes en productos alimenticiosimportados de China y mas recientemente en flores de azucena que provenian de HongKong (Zimmerman, 1990).

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2.5 Daños y pérdidas causadas por P. truncatus. P. truncatus es una plaga con un alto potencial de daño a lo largo del período de almacenamiento. En almacenes de maíz infestados con P. truncatus en el valle de Zamorano en Honduras, se encontraron pérdidas de 21.1% a los 10.5 meses después de iniciado el almacenamiento durante el primer año de evaluación, mientras que en el siguiente año de almacenamiento se encontraron pérdidas de 15.6% a los 4.5 meses (Novillo, 1991). En Nicaragua se han encontrado pérdidas de hasta 40% en almacenes tradicionales con maíz en mazorca, durante un período de seis meses (Giles y León, 1974). Por esto es que las pérdidas en los neotrópicos es objeto de debate. Sin embargo, existe la impresión de que las pérdidas son más bajas que en África (Boeye et al, 1988; Laborius, 1990b). Hodges y Meik (1984) observaron en Tanzania que al inicio del almacenamiento el 20% de los almacenes estaban infestados con P. truncatus y al final del período (5 a 6 meses después) el 80% de los almacenes presentaban infestaciones por P. truncatus. Después de 3 a 6 meses de almacenamiento las mazorcas presentaron pérdidas de peso mayores del 34%, donde el promedio de pérdidas de peso antes de la aparición de P. truncatus era de 9%. También en Togo se observó que en varios almacenes hubo perforaciones de las mazorcas por P. truncatus en 100% de ellas después de nueve meses de almacenamiento, dándose una pérdida de peso de 30.2% en seis meses de almacenamiento donde el promedio anterior de la zona era de 7% (Pantenius, 1988). Hodges et al. (1985) observaron que P. truncatus también causa daños en yuca. Se han encontrado pérdidas mayores de 70% en yuca fermentada y 50% en yuca no fermentada después de cuatro meses de almacenamiento en Tanzania.

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2.5 Dafi osy pérdidas causadas por P. truncatus.

P. truncatus es una plaga con un alto potencial de dafio a lo largo del periodo dealmacenamiento. En almacenes de maiz infestados con P. truncatus en el Valle deZamorano en Honduras, se encontraron pérdidas de 21.1% a los 10.5 meses después deiniciado el almacenamiento durante el primer afio de evaluacién, mientras que en elsiguiente afio de almacenamiento se encontraron pérdidas de 15.6% a los 4.5 meses(Novillo, 1991). En Nicaragua se han encontrado pérdidas de hasta 40% en almacenestradicionales con maiz en mazorca, durante un periodo de seis meses (Giles y Leon,1974). Por esto es que las pérdidas en los neotropicos es objeto de debate. Sin embargo,existe la impresion de que las pérdidas son mas bajas que en Africa (Boeye et al, 1988;Laborius, 1990b).

Hodges y Meik (1984) observaron en Tanzania que al inicio del almacenamiento el 20%de los almacenes estaban infestados con P. truncatus y al final del periodo (5 a 6 mesesdespués) el 80% de los almacenes presentaban infestaciones por P. truncatus. Despuésde 3 a 6 meses de almacenamiento las mazorcas presentaron pérdidas de peso mayoresdel 34%, donde el promedio de pérdidas de peso antes de la aparicion de P. truncatus erade 9%. También en Togo se observo que en Varios almacenes hubo perforaciones de lasmazorcas por P. truncatus en 100% de ellas después de nueve meses de almacenamiento,dandose una pérdida de peso de 30.2% en seis meses de almacenamiento donde elpromedio anterior de la zona era de 7% (Pantenius, 1988).

Hodges et al. (1985) observaron que P. truncatus también causa dafios en yuca. Se hanencontrado pérdidas mayores de 70% en yuca ferrnentada y 50% en yuca no fermentadadespués de cuatro meses de almacenamiento en Tanzania.

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2.6 Medios de combate 2.6.1 Prácticas culturales. Se han evaluado varias prácticas culturales sobre todo en lo que se refiere al tiempo de cosecha en relación con el patrón de la actividad de vuelo de P. truncatus, y modificaciones en el proceso de selección y almacenamiento de las mazorcas de maíz. Cuando existen infestaciones altas de P. truncatus la selección de mazorcas limpias y con buena cobertura por tuza, pueden reducir la infestación y por consiguiente la pérdida de peso (Dick, 1990). También es recomendable realizar el desgranado de las mazorcas a los cinco meses de almacenamiento y aplicarles un protector de grano y, preferiblemente, fumigarlo en recipientes herméticos para disminuir las pérdidas de peso (Espinal, 1996)2 . 2.6.2 Combate biológico. Microorganismos patogénicos a P. truncatus han sido encontrados en Tanzania y en Centroamérica, como hongos del género Aspergillus spp., Fusarim spp. y otros hongos de almacén, los cuales no puede ser usados para el combate de la plaga en maíz almacenado porque podría ser un riesgo para la salud humana por los metabolitos tóxicos que producen (Boeye et al., 1988, Laborius, 1990a). Además se encontraron en Centroamérica hongos entomopatogénicos como son Beauveria bassiana y Metarrhizium anisopliae que fueron obtenidos de insectos que no son plagas de almacén (Burde, 1988). En México se evaluaron dos incubaciones de la bacteria Bacillus thuringiensis en contra de P. truncatus los cuales no produjeron buenos resultados (Ibarra y León, 1989). Se encontró el histérido Teretriosoma nigrescens en asocio con la plaga en muestras de maíz (Haines, 1981), el cual ha sido utilizado en el combate biológico clásico. También se han encontrado algunos parasitoides de la familia Pteromalidae como son Aniopteromalus calandrae y Choetospila elegans en Costa Rica. Además, se ha encontrado Calliodis sp. (Hemiptera: Anthocoridae) y T. nigrecens (Col.: Histeridae) (Laborius, 1990a), los cuales no realizaron un buen control sobre la plaga. Con la unión del control biológico con otros métodos de combate compatibles se espera encontrar una solución ambientalista y completa al problema.

2 ESPINAL, R. 1996. Prácticas culturales para el control de prostephanus

truncatus (Coleoptera: Bostrichidae). Grupo ALCON, San Pedro Sula,

Honduras. (Comunicación personal)

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2.6 Medios de combate

2.6.1 Practicas culturales.

Se han evaluado Varias practicas culturales sobre todo en lo que se refiere a1 tiempo dccosecha en relacion con el patron de la actividad dc vuelo de P. truncatus, ymodifi cacionesen el proceso de seleccion y almacenamiento de las mazorcas de maiz.Cuando existen infestaciones altas dc P. truncatus la seleccion dc mazorcas limpias y conbuena cobertura por tuza, pueden reducir la infestacién y por consiguiente la pérdida dcpeso (Dick, 1990). También es recomendable realizar el desgranado de las mazorcas alos cinco meses dc almacenamiento y aplicarles un protector dc grano y, preferiblemente,furnigarlo en recipientes herrnéticos para disrninuir las pérdidas de peso (Espinal, 1996)2 .2.6.2 Combate biolégico.

Microorganismos patogénicos a P. truncatus han sido encontrados en Tanzania y enCentroamérica, como hongos del género Aspergillus spp., Fusarim spp. y otros hongos dealmacén, los cuales no puede ser usados para el combate de la plaga en maiz almacenadoporque podria ser un riesgo para la salud humana por los metabolitos toxicos queproducen (Boeye et al., 1988, Laborius, 1990a). Ademas se encontraron enCentroamérica hongos entomopatogénicos como son Beauveria bassiana y Metarrhiziumanisopliae que fueron obtenidos dc insectos que no son plagas dc a1macén(Burde, 1988).En México se evaluaron dos incubaciones de la bacteria Bacillus thuringiensis en contradc P. truncatus los cuales no produjeron buenos resultados (Ibarra y Leon, 1989).Se encontré el histérido Teretriosoma nigrescens en asocio con la plaga en muestras demaiz (Haines, 1981), el cual ha sido utilizado en el combate biologico clasico. Tambiénse han encontrado algunos parasitoides de la familia Pteromalidae como sonAniopteromalus calandrae y Choetospila elegans en Costa Rica. Ademas, se haencontrado Calliodis sp. (Hemiptera: Anthocoridae) y T. nigrecens (Co1.: Histeridae)(Laborius, 1990a), los cuales no realizaron un buen control sobre la plaga.

Con la union del control biologico con otros métodos de combate compatibles se esperaencontrar una solucion ambientalista y completa al problema.

2 ESPINAL, R. 1996. Practicas culturales para el control de prostephanus

truncatus (Coleoptera: Bostrichidae). Grupo ALCON, San Pedro Sula,

Honduras. (Comunicacién personal)

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2.7 Historia del control biológico por entomopatógenos. Jackson et al., 1994 dicen que los hongos fueron los primeros microorganismos en ser asociados con los insectos. Hay reportes de que chinos y japoneses hace 1000 años usaron medicinas producidas de insectos infectados con hongos. Pero el primer escrito de un hongo infectando a un insecto fue en Europa en 1726, un hongo del género Cordyceps. Los estudios modernos con enfermedades infecciosas realmente comenzaron con Agostino Bassi quien demostró en 1834 que el hongo Beauveria bassiana causaba enfermedades en el gusano de seda. Pero el primer intento práctico de usar hongos para el combate de insectos fue hecho por el ruso Elie Metschikoff que intento usar Metarhizium anisopliae en contra del escarabajo Anisoplia austriaca en 1879 (Jacckson et al, 1994). Desde que los hongos fueron descubiertos como causantes de enfermedades en insectos se han descrito 700 especies de hongos entomopatogénicos. Actualmente se conocen 51 géneros de hongos que contienen especies entomopatogénicas (Sanson et al. 1988, Citado por Jackson et al, 1994). 2.8 Características de los hongos. Los hongos son organismos eucarióticos. Con algunas excepciones, se reproducen naturalmente por medio de esporas y no tienen clorofila. La mayoría de las partes de un hongo pueden tener crecimiento individual aún cuando sean separadas del resto. Los cuerpos son generalmente como fibras o filamentos y comúnmente ramificados. No son mótiles, y las esporas pueden ser producidas sexual o asexualmente (Jackson et al., 1994). Según Jackson et al 1994, los hongos se dividen en dos grupos: 1.Hongos inferiores de los ordenes: Mastigomycota, Zygomycota y Ascomycota. 2.Hongos superiores de los ordenes: Basidiomycota y Deuteromycota, (hongos imperfectos), que solo se reproducen asexualmente. Los Deuteromycetes y los Ascomycetes son los grupos en los cuales se encuentran los hongos entomopatógenos mas conocidos.

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2.7 Historia del control biologico por entomopatégenos.

Jackson et al., 1994 dicen que los hongos fueron los primeros microorganismos en serasociados con los insectos. Hay reportes de que chinos y japoneses hace 1000 afiosusaron medicinas producidas de insectos infectados con hongos. Pero el primer escritode un hongo infectando a un insecto fue en Europa en 1726, un hongo del géneroCordyceps.

Los estudios modernos con enferrnedades infecciosas realmente comenzaron conAgostino Bassi quien demostro en 1834 que el hongo Beauveria bassiana causabaenferrnedades en el gusano de seda. Pero el primer intento practico de usar hongos parael combate de insectos fue hecho por el ruso Elie Metschikoff que intento usarMetarhizium cmisopliae en contra del escarabajo Anisoplia austriaca en 1879 (Jaccksonet al, 1994).

Desde que los hongos fueron descubiertos como causantes de enferrnedades en insectosse han descrito 700 especies de hongos entomopatogénicos. Actualmente se conocen 51géneros de hongos que contienen especies entomopatogénicas (Sanson et al. 1988, Citadopor Jackson et al, 1994).

2.8 Caracteristicas de los hongos.

Los hongos son organismos eucarioticos. Con algunas excepciones, se reproducennaturalmente por medio de esporas y no tienen clorofila. La mayoria de las partes de unhongo pueden tener crecimiento individual aun cuando sean separadas del resto. Loscuerpos son generalmente como fibras o filamentos y comunmente rarnificados. No sonmotiles, y las esporas pueden ser producidas sexual o asexualmente (Jackson et al.,1994).

Segun Jackson et al 1994, los hongos se dividen en dos grupos:1.Hongos inferiores de los ordenes: Mastigomycota, Zygomycota y Ascomycota.2.Hongos superiores de los ordenes: Basidiomycota y Deuteromycota, (hongosimperfectos), que solo se reproducen asexualmente.Los Deuteromycetes y los Ascomycetes son los grupos en los cuales se encuentran loshongos entomopatogenos mas conocidos.

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2.9 Ventajas y desventajas del combate microbiológico. Según Burges (1981) las ventajas y desventajas de este tipo de combate son: Las ventajas de usar patógenos para combatir una plaga son: a. Especificidad hacia el organismo que queremos combatir o un número limitado de especies hospederas. b. No dañan a los vertebrados y las plantas. c. No dejan residuos tóxicos. d. Producen poca o ninguna contaminación ambiental. e. Producen poca o ninguna resistencia por el organismo que combatimos. f. Son compatibles con muchos pesticidas químicos, parasitoides, depredadores y otros patógenos. g. Posibilidad de un combate a largo plazo. h. De fácil aplicación con equipo convecional para pesticidas . y. De fácil producción masiva para patógenos facultativos. j. Son adaptables a modificaciones genéticas a través de la biotecnología . Las ventajas del combate microbiológico son muchas pero se pueden convertir en desventajas dependiendo del patógeno que se utilice. Estas desventajas son: a. Especificidad solo para el organismo que queremos combatir. b. Los patógenos o sus productos son dañinos a otros organismos c. Hora de aplicación es determinante para obtener máximos efectos. d. Una buena cobertura es esencial para la ingestión del patógeno o contacto con organismos a controlar . e. El tiempo de infección hasta la muerte no es inmediato. f. Susceptible a inactivación por condiciones ambientales. g. Pérdida de virulencia y patogenicidad por cultivos frecuentes. h. Patógenos obligados son difíciles y caros en la producción masiva. i. Solo se recomienda su uso para cultivos de alto valor económico . j. Miedo de las personas a los patógenos. k. Riesgos asociados con la ingeniería genética del patógeno.

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2.9 Ventajas y desventaj as del combate microbiolégico.

Segfi nBurges (1981) las Ventaj as y desventajas de este tipo de combate son:Las Ventajas de usar patogenos para combatir una plaga son:a. Especifi cidadhacia el organismo que queremos combatir 0 un nL'1mero limitado de

especies hospederas.No dafian a los Vertebrados y las plantas.No dejan residuos toxicos.Producen poca o ninguna contarninacion ambiental.

. Producen poca o ninguna resistencia por el organismo que combatimos.f. Son compatibles con muchos pesticidas quimicos, parasitoides, depredadores y otros

patogenos.g. Posibilidad de un combate a largo plazo.h. De facil aplicacion con equipo convecional para pesticidas .y. De facil produccion masiva para patogenos facultativos.j. Son adaptables a modifi cacionesgenéticas a través de la biotecnologia .

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Las Ventajas del combate microbiologico son muchas pero se pueden convertir endesventajas dependiendo del patogeno que se utilice. Estas desventajas son:

. Especifi cidad solo para el organismo que queremos combatir.. Los patogenos o sus productos son dafiinos a otros organismos. Hora de aplicacion es deterrninante para obtener maximos efectos.. Una buena cobertura es esencial para la ingestion del patogeno o contacto con

organismos a controlar .e. E1 tiempo de infeccion hasta la muerte no es inmediato.f. Susceptible a inactivacion por condiciones ambientales.g. Pérdida de Virulencia y patogenicidad por cultivos frecuentes.h. Patogenos obligados son dificiles y caros en la produccion masiva.iJk

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Solo se recomienda su uso para cultivos de alto Valor economico .'. Miedo de las personas a los patogenos.

. Riesgos asociados con la ingenieria genética del patogeno.

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2.10 Toxinas producidas por Beauveria bassiana. Los compuestos que han sido aislados de varias especies del género Beauveria son: a. Beauvericina: ha sido probada contra larvas de mosquitos, algunas bacterias y adultos de moscas caseras con los cuales ha dado buenos resultados , pero la DL50 no ha sido publicada. Este ha sido el compuesto con el cual se han realizado la mayoría de las investigaciones . b. Beauviriloides: Se han aislado dos beauveriloides, el H y el I, de los micelios de B. bassiana. Se han hecho estudios y se ha encontrado que no han hecho daño a mosquitos y larvas de moscas. c. Basianolida : Este compuesto ha sido aislado del quinto instar de larvas del gusano de seda en las que causa un alto grado de mortalidad . d. Isarolidas y pigmentos: Con estos dos compuestos no se han realizado pruebas de toxicidad. e. Ácido oxálico: Este ácido ha sido encontrado en la superficie de insectos muertos por B. bassiana. El ácido oxálico es generalmente venenoso, y su participación en el modo de acción de algunos hongos patógenos a plantas es bien conocido. Hasta el momento no se han encontrado evidencias de su rol en el modo de acción de B. bassiana (Burges,1981). 2.11 Ciclo de vida y síntomas de infección del hongo entomopatógeno Beauveria bassiana. Desarrollo de B. bassiana en un hospedero susceptible (Figura 1): a) El hongo entomopatógeno pueden causar infección en cualquier etapa del desarrollo del insecto. b) Los conidios inician la germinación al entrar en contacto con la cutícula del insecto, y requieren de condiciones específicas de temperatura (15 a 35 °C) y una humedad relativa de 70% o mayor. A diferencia de los virus, bacterias y protozoarios, el hongo no necesita ser ingerido para causar infección. c) Durante la germinación, en las primeras 24 horas, el tubo germinal produce enzimas que destruyen la cutícula y la pared celular que permite que el hongo penetre. d) El tubo germinal llega a la cavidad hemocélica, produce micelios vegetativamente que invaden los tejidos y fluidos corporales, hasta llenar el interior del hospedero y matarlo por el daño mecánico o por la liberación de toxinas resultantes del metabolismo (la muerte del hospedero ocurre generalmente cinco a seis días después de la penetración del

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2.10 Toxinas producidas por Beauveria bassiana.

Los compuestos que han sido aislados de Varias especies del género Beauveria son:a. Beauvericinaz ha sido probada contra larvas de mosquitos, algunas bacterias y adultosde moscas caseras con los cuales ha dado buenos resultados , pero la DL50 no ha sidopublicada. Este ha sido el compuesto con el cual se han realizado la mayoria de lasinvestigaciones .b. Beauviriloidesz Se han aislado dos beauveriloides, el H y el 1, de los micelios de B.bassiana. Se han hecho estudios y se ha encontrado que no han hecho dafio a mosquitosy larvas de moscas.c. Basianolida : Este compuesto ha sido aislado del quinto instar de larvas del gusano deseda en las que causa un alto grado de mortalidad .d. Isarolidas y pigmentos: Con estos dos compuestos no se han realizado pruebas detoxicidad.e. Acido oxalico: Este acido ha sido encontrado en la superficie de insectos muertos porB. bassiana. El acido oxalico es generalmente venenoso, y su participacion en el modode accion de algunos hongos patogenos a plantas es bien conocido. Hasta el momento nose han encontrado evidencias de su rol en el modo de accion de B. bassiana(Burges,1981).

2.11 Ciclo de Vida y sintomas de infeccién del hongo entomopatégeno Beauveriabassiana.

Desarrollo de B. bassiana en un hospedero susceptible (Figura 1):a) El hongo entomopatogeno pueden causar infeccion en cualquier etapa del desarrollodel insecto.b) Los conidios inician la gerrninacion al entrar en contacto con la cuticula del insecto, yrequieren de condiciones especificas de temperatura (15 a 35 °C) y una humedad relativade 70% o mayor. A diferencia de los Virus, bacterias y protozoarios, el hongo no necesitaser ingerido para causar infeccion.c) Durante la gerrninacion, en las primeras 24 horas, el tubo germinal produce enzimasque destruyen la cuticula y la pared celular que perrnite que el hongo penetre.(1) El tubo germinal llega a la cavidad hemocélica, produce micelios Vegetativamente queinvaden los tejidos y fluidos corporales, hasta llenar el interior del hospedero y matarlopor el dafio mecanico o por la liberacion de toxinas resultantes del metabolismo (lamuerte del hospedero ocurre generalmente cinco a seis dias después de la penetracion del

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tubo germinal). El lapso entre la infección y la muerte es función de la temperatura, el nivel de inoculación y la susceptibilidad del hospedero. e) Cuando las condiciones ambientales son favorables, ocurre la esporulación, manifestándose por los brotes de cuerpos fructíferos, llamados conidióforos, sobre el integumento del insecto; estos producen conidios (conidiogénesis) bajo condiciones de alta humedad. f) El viento, con condiciones de baja humedad dispersa los conidios a la cutícula de nuevos hospederos. También, pueden ser dispersados por adultos infectados, por la lluvia, el movimiento de insectos no hospederos, y a través de las heces de los hospederos infectados. El número de conidios producidos sobre los cadáveres es un factor importante para determinar el potencial epizóotico de las razas. Las razas virulentas no necesariamente producen conidios en abundancia (Cave, 1995). Síntomas de Infección. Los hospederos infectados son débiles e inactivos, se cubren de un hollín blanco (micelios) y mueren lentamente, quedando momificados como moho algodonoso (esporulación) de color blanco. Si no hay esporulación los cadáveres están duros debido a que están llenos de hifas (Cave, 1995). 2.12 Factores que afectan el desarrollo del hongo. Estos microorganismos requieren ciertas condiciones para completar su ciclo de vida. Las condiciones ambientales adversas pueden restringir la infección en cualquier estado del ciclo del patógeno. También, existe una interrelación entre todos los factores ambientales bióticos y abióticos. Los factores abióticos incluyen: la temperatuta, la humedad, la luz, la materia inorgánica, el pH, la aireación, y la presencia de pesticidas; los factores bióticos incluyen las poblaciones de la plaga, las plantas hospederas y otros entomopatógenos. Otros factores que limitan la susceptibilidad del insecto son: la densidad poblacional, el hábitat, sus hábitos y su resistencia. Cuando una condición de enfermedad ocurre en un insecto, no somos capaces de determinar que factor causó el estrés, que actuó para disminuir la resistencia del insecto, o si el factor fue un estimulador o activador del patógeno. Los factores que pueden actuar como estresadores o estimuladores según sea el caso, son: la temperatura, la humedad, la superpoblación, las hambrunas, la nutrición, el oxígeno, el desbalance hormonal, las sustancias químicas y drogas, intoxicación por proteínas, la luz ultravioleta, los rayos X, las heridas o la hiperactividad. Hay una gran variación con cada factor de estrés que diferirán en intensidad y tiempo, y cualquiera de ellos puede convertirse en el más importante bajo ciertas condiciones (Tanada,1993).

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tubo germinal). El lapso entre la infeccion y la muerte es funcién de la temperatura, elnivel dc inoculacion y la susceptibilidad del hospedero.e) Cuando las condiciones ambientales son favorables, ocurre la esporulacién,manifestandose por los brotes de cuerpos fructiferos, llamados conidioforos, sobre elintegumento del insecto; estos producen conidios (conidiogéncsis) bajo condiciones dealta humedad.f) El Viento, con condiciones de baja humcdad dispersa los conidios a la cuticula denuevos hospederos. También, pueden ser dispersados por adultos infectados, por lalluvia, el movimicnto de insectos no hospederos, y a través de las heces de los hospederosinfectados. El nL'1mero de conidios producidos sobre los cadaveres es un factorimportante para deterrninar el potencial epizootico de las razas. Las razas virulentas nonecesariamcnte producen conidios en abundancia (Cave, 1995).

Sintomas de Infeccion.Los hospederos infectados son débiles e inactivos, se cubren de un hollin blanco(rnicelios) y mueren lentamente, quedando momifi cados como moho algodonoso(csporulacion) de color blanco. Si no hay esporulacion los cadéveres estan duros debidoa que estan llenos de hifas (Cave, 1995).

2.12 Factores que afectan el desarrollo del hongo.

Estos rnicroorganismos requicren cicrtas condiciones para completar su ciclo de Vida.Las condiciones ambientales adversas pueden restringir la infeccién en cualquier estadodel ciclo del patégeno. También, existe una interrelacién entre todos los factoresambientales biéticos y abioticos. Los factores abioticos incluyen: la temperatuta, lahumedad, la luz, la materia inorganica, cl pH, la aireacion, y la presencia de pesticidas;los factores bioticos incluycn las poblaciones de la plaga, las plantas hospederas y otrosentomopatogenos. Otros factores que limitan la susceptibilidad del insecto son: ladensidad poblacional, el habitat, sus habitos y su resistencia.

Cuando una condicién de enferrnedad ocurre en un insecto, no somos capaccs dedeterrninar que factor causé el estrés, que actuo para disminuir la resistencia del insecto,o si el factor fue un estimulador o activador del patogeno. Los factores que puedenactuar como estresadores o estimuladores segfin sea el caso, son: la temperatura, lahumedad, la superpoblacion, las hambrunas, la nutricion, el oxigeno, el desbalancehormonal, las sustancias quimicas y drogas, intoxicacién por proteinas, la luz ultravioleta,los rayos X, las heridas o la hiperactividad. Hay una gran Variacion con cada factor deestrés que diferiran en intensidad y tiempo, y cualquicra de ellos puede convertirse en elmas importante bajo cicrtas condiciones (Tanada,1993).

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III. MATERIALES Y MÉTODOS. 3.1 Ensayo I. Evaluación de la patogenicidad de cinco aislamientos de Beauveria bassiana contra Prostephanus truncatus y Teretriosoma nigrescens. Este estudio se realizó en el Laboratorio de Fitopatología del Departamento de Protección Vegetal (DPV), de la Escuela Agrícola Panamericana (EAP), Zamorano, Honduras. Se realizaron bioensayos con cinco aislamientos del hongo entomopatógeno B. bassiana, en dos formulaciones: conidios secos y conidios en emulsión de aceite. Estos aislamientos provienen de plagas de los ordenes Coleoptera y Lepidoptera (Cuadro 1). Cuadro 1. Características de los cinco aislamientos de B. bassiana. Aislamiento Formulación País de

origen Huésped original

1 emulsión de aceite EE.UU. desconocido 2 conidios secas Nicaragua Hypothenemus hampeii

(Coleoptera: Scolytidae) 3 conidios secas Nicaragua Cosmopolites sordidus

(Coleoptera: Curculionidae) 4 conidios secas Nicaragua Anthonomus grandis

(Coleoptera: Curculionidae) 5 conidios secas Nicaragua Plutella xylostella

(Lepidoptera: Plutellidae) Los aislamientos provenientes de Nicaragua fueron enviados por el Proyecto MIP, CATIE, Managua, Nicaragua. El aislado 1, comercializado bajo el nombre de Mycotrol, provenía de la Cía. MYCOTECH, Butte, Montana EEUU.

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III. MATERIALES Y METODOS.

3.1 Ensayo I. Evaluacién de la patogenicidad de cinco aislamientos de Beauveriabassiana contra Prostephanus truncatus y Teretriosoma nigrescens.

Este estudio se realizo en el Laboratorio de Fitopatologia del Departamento de ProteccionVegetal (DPV), de la Escuela Agricola Panamericana (EAP), Zamorano, Honduras.

Se realizaron bioensayos con cinco aislamientos del hongo entomopatogeno B. bassiana,en dos forrnulaciones: conidios secos y conidios en emulsion de aceite. Estosaislamientos provienen de plagas de los ordenes Coleoptera y Lepidoptera (Cuadro 1).

Cuadro 1. Caracteristicas de los cinco aislamientos de B. bassiana.

Aislamiento Formulacién Pais de Huéspedorigen original

1 emulsion de aceite EE.UU. desconocido2 conidios secas Nicaragua Hypothenemus hampeii

(Coleoptera: Scolytidae)3 conidios secas Nicaragua Cosmopolites sordidus

(Coleoptera: Curculionidae)4 conidios secas Nicaragua Anthonomus grandis

(Coleoptera: Curculionidae)5 conidios secas Nicaragua Plutella xylostella

(Lepidoptera: Plutellidae)

Los aislamientos provenientes de Nicaragua fueron enviados por el Proyecto MIP,CATIE, Managua, Nicaragua.

El aislado l, comercializado bajo el nombre de Mycotrol, provenia de la Cia.MYCOTECH, Butte, Montana EEUU.

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3.1.1 Establecimiento de los bioensayos. Los adultos de P. truncatus utilizados en los bioensayos tenían una edad aproximada de 25 a 35 días de emergidos. Para asegurarnos de esto, se colocaron 50 adultos a ovopositar en 100 g de grano de maíz durante 21 días. Luego, se removieron los 50 adultos. Se esperó entre 30 y 35 días para que los adultos de la siguiente generación emergieran del maíz. Los nuevos adultos fueron mantenidos en la cámara de cría del Laboratorio de Entomología del CITESGRAN durante un día bajo las siguientes condiciones controladas: humedad relativa 70 ± 7%; 27 ± 2 °C. Estas condiciones se verificaron semanalmente por medio de un higrotermógrafo. Se les proporcionó 12 hr de oscuridad y 12 hr de luz por día (Cálix 1995). Los T. nigrescens provenían de crías mantenidas en granos de maíz infestados con P. truncatus, en el laboratorio con las mismas condiciones que P. truncatus. Las pruebas se montaron en una cámara de flujo laminar en un cuarto aséptico, debido a que nos proporcionan las condiciones para evitar que los insectos fueran infestados por otros microorganismos. En P. truncatus se probaron todos los aislamientos, mientras en T. nigrescens solo se probaron los aislamientos 3 y 4 (Cuadro 1), por que estos causaron una mayor mortalidad en P. truncatus y un testigo para ambos en el cual los P. truncatus y T. nigrescens fueron sumergidos solo en agua destilada. Para cada aislamiento se preparó una solución con 1x108 conidios/ml de B. bassiana dispersadas en agua destilada. Luego, los adultos de P. truncatus y T. nigrescens (45 por especie para cada aislamiento), fueron sumergidos durante 30 segundos en la solución. Estos adultos fueron colocados inmediatamente e individualmente en cajas de plástico con compartimientos individuales. Las cajas de plástico tenían las siguientes dimensiones 14 cm de largo, 7 cm de ancho y 2 cm de alto. Se les colocó un tubo de aluminio de 1 cm de diámetro por 2.2 cm de alto, para evitar que los insectos pudieran subir por las paredes de los compartimientos. Se colocó 0.2 g de maíz quebrado por compartimiento para la alimentación de los adultos de P. truncatus y una larva de P. truncatus en el maíz quebrado para la alimentación del depredador T. nigrescens. A cada caja se le colocó un pedazo húmedo de toalla de papel por dos días para que el hongo tuviera entre 90% y 100% de humedad relativa, condiciones adecuadas para su desarrollo. Luego, cada caja fue colocada en la cámara incubadora con condiciones controladas por un higrotermógrafo con una temperatura de 28 ± 2°C y una humedad relativa de 70 ± 7% durante una semana.

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3.1.1 Establecimiento de los bioensayos.

Los adultos de P. truncatus utilizados en los bioensayos tenian una edad aproximada de25 a 35 dias de emergidos. Para asegurarnos de esto, se colocaron 50 adultos aovopositar en 100 g de grano de maiz durante 21 dias. Luego, se removieron los 50adultos. Se espero entre 30 y 35 dias para que los adultos de la siguiente generacionemergieran del maiz. Los nuevos adultos fueron mantenidos en la camara de cria delLaboratorio de Entomologia del CITESGRAN durante un dia bajo las siguientescondiciones controladas: humedad relativa 70 i 7%; 27 i 2 °C. Estas condiciones seVerifi caron semanalmente por medio de un higrotermografo. Se les proporciono 12 hr deoscuridad y 12 hr de luz por dia (Calix 1995). Los T. nigrescens provenian de criasmantenidas en granos de maiz infestados con P. truncatus, en el laboratorio con lasmismas condiciones que P. truncatus.

Las pruebas se montaron en una camara de flujo laminar en un cuarto aséptico, debido aque nos proporcionan las condiciones para evitar que los insectos fueran infestados porotros microorganismos. En P. truncatus se probaron todos los aislamientos, mientras enT. nigrescens solo se probaron los aislamientos 3 y 4 (Cuadro 1), por que estos causaronuna mayor mortalidad en P. truncatus y un testigo para ambos en el cual los P. truncatusy T. nigrescens fueron sumergidos solo en agua destilada.

Para cada aislamiento se preparo una solucion con 1x108 conidios/ml de B. bassianadispersadas en agua destilada. Luego, los adultos de P. truncatus y T. nigrescens (45 porespecie para cada aislamiento), fueron sumergidos durante 30 segundos en la solucion.Estos adultos fueron colocados inrnediatamente e individualmente en cajas de plasticocon compartimientos individuales. Las cajas de plastico tenian las siguientesdimensiones 14 om de largo, 7 cm de ancho y 2 cm de alto. Se les coloco un tubo dealuminio de 1 cm de diametro por 2.2 cm de alto, para evitar que los insectos pudieransubir por las paredes de los compartimientos. Se coloco 0.2 g de maiz quebrado porcompartimiento para la alimentacion de los adultos de P. truncatus y una larva de P.truncatus en el maiz quebrado para la alimentacion del depredador T. nigrescens.

A cada caja se le coloco un pedazo hfimedo de toalla de papel por dos dias para que elhongo tuviera entre 90% y 100% de humedad relativa, condiciones adecuadas para sudesarrollo. Luego, cada caja fue colocada en la cémara incubadora con condicionescontroladas por un higroterrnografo con una temperatura de 28 i 2°C y una humedadrelativa de 70 i 7% durante una semana.

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3.1.2 Revisión de los bioensayos. Los insectos fueron revisados diariamente por un período de una semana, sacando los adultos muertos de las cajas. Los adultos muertos fueron sumergidos por un minuto en una solución de hipoclorito de sodio al 0.5%, para la eliminación de cualquier microorganismo presente en la superficie del insecto. Posteriormente se colocaron en agua destilada durante un minuto para eliminar el exceso de hipoclorito de sodio. Ya desinfectados, los adultos de P. truncatus y T. nigrescens se colocaron en platos Petri con un pedazo húmedo de toalla de papel por una semana, en la cámara de incubación con condiciones controladas de 70 ± 7 % humedad relativa y 28 ± 2 °C. Para observar si había crecimiento de algún hongo entomopatógeno. En caso de observarse el crecimiento el hongo era aislado en un medio de cultivo papa dextrosa agar (PDA) con el antibiótico estreptomicina (0.05 g/l de medio) a razón de 10 ml por plato Petri, para permitir la observación e identificación del hongo B. bassiana. La identificación se hizó por medio de observaciones visuales del hongo (Loreck, 1995)3 . En cada prueba se contaron diariamente los insectos muertos se calcularon los porcentajes de mortalidad diario y acumulado. Para P. truncatus se determinó el tiempo en el cual mueren el 50% de los adultos (TL 50) a una concentración del hongo de 1x108 conidias por mililitro. La TL 50 se calculó por medio del programa “Probit Analysis Program”. 3.2 Ensayo II y III. Evaluación de Beauveria bassiana en kaolinita en el control de Prostephanus truncatus y Sitophilus zeamais en almacenes tradicionales de maíz.

3 LORECK, C. 1995. Técnicas de evaluación de hongos entomopatógenos en Prostephanus truncatus por

medio de bioensayos. Instituto Internacional de Agricultura Tropical (IITA), Benin.

(Comunicación personal).

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3.1.2 Revision de los bioensayos.

Los insectos fueron revisados diariamente por un periodo de una semana, sacando losadultos muertos de las cajas. Los adultos muertos fueron sumergidos por un minuto enuna solucion de hipoclorito de sodio a1 0.5%, para la eliminacién de cualquiermicroorganismo presente en la superficie del insecto. Posteriorrnente se colocaron enagua destilada durante un minuto para eliminar el exceso de hipoclorito de sodio. Yadesinfectados, los adultos de P. truncatus y T. nigrescens se colocaron en platos Petri conun pedazo hfimedo de toalla de papel por una semana, en la camara de incubacion concondiciones controladas de 70 i 7 % humedad relativa y 28 i 2 °C. Para observar sihabia crecimiento de algL'1n hongo entomopatégeno. En caso de observarse elcrecimiento el hongo era aislado en un medio de cultivo papa dextrosa agar (PDA) con elantibiotico estreptomicina (0.05 g/l de medio) a razén de 10 ml por plato Petri, paraperrnitir la observacién e identificacién del hongo B. bassiana. La identificacién se hizopor medio de observaciones Visuales del hongo (Loreck, 1995)3 .En cada prueba se contaron diariamente los insectos muertos se calcularon losporcentajes de mortalidad diario y acumulado.

Para P. truncatus se deterrnino el tiempo en el cual mueren el 50% de los adultos (TL 50)a una concentracién del hongo de 1x108 conidias por mililitro. La TL 50 se calculé pormedio del programa “Probit Analysis Program”.

3.2 Ensayo II y III. Evaluacién de Beauveria bassiana en kaolinita en el control deProstephanus truncatus y Sitophilus zeamais en almacenestradicionales de maiz.

3 LORECK, C. 1995. Técnicas dc evaluacién de hongos entomopatégenos en Prostephanus truncatus por

medio de bioensayos. Instituto Internacional de Agricultura Tropical (IITA), Benin.

(Comunicacién personal).

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3.2.1 Localización del estudio. Este estudio se realizó en tres comunidades en el valle del río Yeguare, Departamento de Francisco Morazán, Honduras a una altitud promedio de 800 m, temperatura máxima promedio de 29.4 °C, temperatura mínima promedio de 19 °C y una precipitación anual de 1100 mm, distribuida entre mayo y noviembre. Las comunidades fueron El Suyatillo, San Francisco y Galeras. Se escogieron por tres razones. Primero, por estar a una distancia promedio de no más de 8 km de la EAP; lo cual era necesario porque los muestreos se realizaron semanalmente. Segundo, el maíz es producido tradicionalmente por pequeños agricultores que utilizan este grano básico para su dieta alimenticia diaria. Tercero, estos agricultores habían colaborado con el Proyecto Prostephanus y presentan las mismas condiciones en sus hogares que los campesinos que utilizan sistemas tradicionales de almacenamiento. 3.2.2 Diseño del Estudio. Se escogió el aislamiento de B. bassiana proveniente de Anthonomus grandis porque fue el que causó la mayor mortalidad sobre P. truncatus y la menor mortalidad en T. nigrescens. Para montar cada ensayo, se fabricaron trojas de madera de orilla de pino para simular el almacenamiento tradicional. Las dimensiones de las trojas fueron de 94 cm de largo, 56 cm de ancho y 57 cm de alto. El maíz que se utilizó fue de la variedad Honduras Planta Baja (HPB), el cual es cultivado por los agricultores de la zona Sur-Oriental de Honduras. En cada troja se colocaron 450 mazorcas en capas de 50 mazorcas cada una arregladas horizontalmente, para ser muestreada la capa superior semanalmente por un período de siete semanas. Conidios secos del hongo B. bassiana se mezclaron con kaolinita (arcilla inerte) y se aplicaron a una dosis de 0.125 kg de la mezcla por capa a una concentración de 1x 1010 conidios por troja. Se establecieron dos ensayos en Octubre de 1996 los cuales consistían en: a) Ensayo II. Trojas infestadas con P. truncatus al momento de la aplicación del producto. El objetivo fue probar si aplicaciones preventivas del hongo ( al momento de almacenar el maíz) podrían proteger las mazorcas del ataque de P. truncatus al llegar ellos a las trojas. Las trojas se montaron con mazorcas de maíz fumigado por diez días con Phostoxin (fosfuro de aluminio) a una dosis de 1pastilla por m3 (57% de ingrediente activo). Se aplicó la kaolinita con conidios de B. bassiana por capa, realizándose la inoculación con P. truncatus al momento de montarse las trojas (200 adultos por capa). Los insectos tenían una edad comprendida entre los 25 y 35 días de emergidos.

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3.2.1 Localizacién del estudio.

Este estudio se realizo en tres comunidades en el Valle del rio Yeguare, Departamento deFrancisco Morazan, Honduras a una altitud promedio de 800 In, temperatura maximapromedio de 29.4 °C, temperatura minima promedio de 19 °C y una precipitacion anualde 1100 mm, distribuida entre mayo y noviembre. Las comunidades fueron El Suyatillo,San Francisco y Galeras. Se escogieron por tres razones. Primero, por estar a unadistancia promedio de no mas de 8 km de la EAP; lo cual era necesario porque losmuestreos se realizaron semanalmente. Segundo, el maiz es producido tradicionalmentepor pequefios agricultores que utilizan este grano basico para su dieta alimenticia diaria.Tercero, estos agricultores habian colaborado con el Proyecto Prostephanus y presentanlas mismas condiciones en sus hogares que los campesinos que utilizan sistemastradicionales de almacenamiento.

3.2.2 Disefi odel Estudio.

Se escogio el aislamiento de B. bassiana proveniente de Anthonomus grandis porque fueel que causo la mayor mortalidad sobre P. truncatus y la menor mortalidad en T.nigrescens.

Para montar cada ensayo, se fabricaron trojas de madera de orilla de pino para simular elalmacenarniento tradicional. Las dimensiones de las trojas fueron de 94 cm de largo, 56cm de ancho y 57 cm de alto. El maiz que se utilizo fue de la Variedad Honduras PlantaBaja (HPB), el cual es cultivado por los agricultores de la zona Sur-Oriental de Honduras.En cada troja se colocaron 450 mazorcas en capas de 50 mazorcas cada una arregladashorizontalmente, para ser muestreada la capa superior semanalmente por un periodo desiete semanas. Conidios secos del hongo B. bassiana se mezclaron con kaolinita (arcillainerte) y se aplicaron a una dosis de 0.125 kg de la mezcla por capa a una concentracionde lx 101° conidios por troja.

Se establecieron dos ensayos en Octubre de 1996 los cuales consistian en:a) Ensayo II. Troias infestadas con P. truncatus al momento de la aplicacion delproducto.El objetivo fue probar si aplicaciones preventivas del hongo ( al momento de almacenarel maiz) podrian proteger las mazorcas del ataque de P. truncatus al llegar ellos a lastrojas. Las trojas se montaron con mazorcas de maiz fumigado por diez dias conPhostoxin (fosfuro de aluminio) a una dosis de lpastilla por m3 (57% de ingredienteactivo). Se aplico la kaolinita con conidios de B. bassiana por capa, realizéndose lainoculacion con P. truncatus al momento dc montarse las trojas (200 adultos por capa).Los insectos tenian una edad comprendida entre los 25 y 35 dias de emergidos.

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Se utilizaron cinco trojas a las cuales se les aplicó la kaolinita con conidios del hongo y tres trojas como testigos, teniendo una troja por agricultor (ocho agricultores), arregladas en un Diseño Completamente al Azar (DCA), para evitar el movimiento de insectos entre los tratamientos. b) Ensayo III: Trojas inoculadas con P. truncatus un mes antes de la aplicación de la kaolinita con conidios del hongo. El objetivo fue probar si aplicaciones curativas del hongo (después de almacenado el maíz) podrían proteger las mazorcas de maíz al encontrarse P. truncatus en el interior de las mazorcas. Las trojas se montaron con mazorcas de maíz sin fumigar, las cuales fueron inoculadas con cuatro adultos de P. truncatus por mazorca un mes antes de montarse las trojas. Se usaron cuatro trojas a las cuales se les aplicó la kaolinita con conidios del hongo y cuatro como testigo, teniendo una troja por agricultor (ocho agricultores), en un Diseño Completamente al Azar (DCA). 3.2.3 Recolección y análisis de muestras. Al momento de montar los ensayos se tomó una muestra de 20 mazorcas en total para el maíz a utilizar en los dos ensayos. Se determinó la pérdida de peso, el número de insectos de Prostephanus truncatus, Sitophilus zeamais y Teretriosoma nigrescens y el contenido de humedad. Una vez por semana, se muestreó la capa superior de mazorcas de cada troja. De las 50 mazorcas se dejaron para el análisis de laboratorio solamente 20 escogidas al azar, las cuales fueron colocadas en bolsas de plástico previamente etiquetadas. A cada muestra se le realizó un conteo inicial de insectos, que se encontraban fuera de las mazorcas al momento de llegar la muestra al laboratorio para su análisis. Luego, las mazorcas se destuzaron, se desgranaron y se pesó el grano. Los granos se tamizaron para separar los insectos adultos de P. truncatus y S. zeamais y contarlos, calculando el número de insectos por kilogramo de muestra desgranada. En cada muestra de las trojas a las cuales se les aplicó la kaolinita con conidios del hongo, todos los adultos muertos encontrados fueron aislados en una cámara húmeda para el cálculo del porcentaje de mortalidad debido al hongo B. bassiana del total de la población de P. truncatus y S. zeamais. Esto no se hizo con los testigos debido a que en estudios previos realizados por el proyecto no se habían encontrado evidencias de la existencia de algún hongo entomopatógeno en insectos recolectados en el campo o criados en el laboratorio.

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Se utilizaron cinco trojas a las cuales se les aplicé la kaolinita con conidios del hongo ytres trojas como testigos, teniendo una troja por agricultor (ocho agricultores), arregladasen un Disefi oCompletamente a1Azar(DCA), para evitar el movimiento de insectos entrelos tratamientos.

b) Ensayo III: Troias inoculadas con P. truncatus un mes antes de la aplicacién de lakaolinita con conidios del hongo.E1 objetivo fue probar si aplicaciones curativas del hongo (después de almacenado elmaiz) podrian proteger las mazorcas de maiz al encontrarse P. truncatus en el interior delas mazorcas. Las trojas se montaron con mazorcas de maiz sin fumigar, las cualesfueron inoculadas con cuatro adultos de P. truncatus por mazorca un mes antes demontarse las troj as.Se usaron cuatro trojas a las cuales se les aplico la kaolinita con conidios del hongo ycuatro como testigo, teniendo una troja por agricultor (ocho agricultores), en un Disefi oCompletamente al Azar (DCA).

3.2.3 Recoleccién y anélisis de muestras.

A1 momento de montar los ensayos se tomo una muestra de 20 mazorcas en total para elmaiz a utilizar en los dos ensayos. Se deterrnino la pérdida de peso, el nfimero deinsectos de Prostephanus truncatus, Sitophilus zeamais y Teretriosoma nigrescens y elcontenido de humedad. Una Vez por semana, se muestreo la capa superior de mazorcasde cada troja. De las 50 mazorcas se dejaron para el analisis de laboratorio solamente 20escogidas al azar, las cuales fueron colocadas en bolsas de plastico previamenteetiquetadas.

A cada muestra se le realizé un conteo inicial de insectos, que se encontraban fuera de lasmazorcas al momento de llegar la muestra al laboratorio para su anélisis. Luego, lasmazorcas se destuzaron, se desgranaron y se peso el grano. Los granos se tamizaron paraseparar los insectos adultos de P. truncatus y S. zeamais y contarlos, calculando elnfimero de insectos por kilogramo de muestra desgranada.

En cada muestra de las trojas a las cuales se les aplico la kaolinita con conidios delhongo, todos los adultos muertos encontrados fueron aislados en una camara hfimedapara el calculo del porcentaje de mortalidad debido al hongo B. bassiana del total de lapoblacién de P. truncatus y S. zeamais. Esto no se hizo con los testigos debido a que enestudios previos realizados por el proyecto no se habian encontrado evidencias de laexistencia de algfin hongo entomopatogeno en insectos recolectados en el campo ocriados en el laboratorio.

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En la última semana de muestreo se tomaron 50 insectos vivos de P. truncatus en ambos ensayos para tener una idea mas clara del porcentaje de mortalidad por B. bassiana. Se determinó si el porcentaje de mortalidad era diferente al obtenido por el muestreo de soló los insectos muertos. Se pusieron los insectos en frascos individuales con maíz quebrado (0.2 g) y se revisaron a las dos semanas de colectadas para el conteo de los insectos muertos. Estos se colocaron en platos Petri por una semana con un pedazo húmedo de toalla de papel en la cámara de cría para observar si había esporulación del hongo B. bassiana. De cada muestra de maíz desgranado se obtenían tres submuestras de 250 g cada una para medir el contenido de humedad para lo cual se utilizo el Motomco Meter Aerglide N 919. El resto de la muestra se utilizó para obtener el porcentaje de pérdida usando el método de conteo y pesado de 1000 granos (Anexo 1) por medio de la siguiente fórmula: (PGS x NGD) - (NGS x PGD) % de pérdida de peso = ---------------------------------------------- x 100 PGS x 1000 PGS= Peso de granos sanos. NGD= Número de granos dañados. NGS= Número de granos sanos. PGD= Peso de grano dañado. 3.2.4 Análisis estadístico. Las variables que se analizaron fueron el número de P. truncatus y S. zeamais por kilogramo y pérdida de peso. En el Ensayo II se normalizaron las variables de pérdida y densidad de P. truncatus por medio del logaritmo natural, y en el Ensayo III las variables pérdida y densidad de S. zeamais por logaritmo natural y densidad de P. truncatus por raíz cuadrada. Se analizó cada variable usando un modelo de medidas repetidas en el tiempo por medio de un análisisis de varianza (ANDEVA) (alfa= 0.05) con el programa ¨Statistical Analysis System¨ (SAS). Para evaluar si había algún efecto de los tratamientos en la población de las plagas a través del tiempo se calculó el número de insectos días usando el programa “ENSTAT” (Pedigo y Zeiss, 1996) para calcular el área debajo de la curva del número de insectos contra la fecha. Posteriormente esta nueva variable se analizó usando un ANDEVA en el programa “ Statistical Analysis System” .

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En la L'1ltima semana de muestreo se tomaron 50 insectos Vivos de P. truncatus en ambosensayos para tener una idea mas clara del porcentaje de mortalidad por B. bassiana. Sedeterrnino si el porcentaje de mortalidad era diferente al obtenido por el muestreo de sololos insectos muertos. Se pusieron los insectos en frascos individuales con maiz quebrado(0.2 g) y se revisaron a las dos semanas de colectadas para el conteo de los insectosmuertos. Estos se colocaron en platos Petri por una semana con un pedazo hfimedo detoalla de papel en la camara de cria para observar si habia esporulacion del hongo B.bassiana.

De cada muestra de maiz desgranado se obtenian tres submuestras de 250 g cada una paramedir el contenido de humedad para lo cual se utilizo el Motomco Meter Aerglide N 919.El resto de la muestra se utilizo para obtener el porcentaje de pérdida usando el métodode conteo y pesado de 1000 granos (Anexo l) por medio de la siguiente formula:

(PGS x NGD) - (NGS x PGD)% de pérdida de peso = x 100

PGS x 1000

PGS= Peso de granos sanos.NGD= N1'1mero de granos dafiados.NGS= Nfi merode granos sanos.PGD= Peso de grano dafiado.

3.2.4 Anzilisis estadistico.

Las Variables que se analizaron fueron el nL'1mero de P. truncatus y S. zeamais porkilogramo y pérdida de peso. En el Ensayo 11 se nonnalizaron las Variables de pérdida ydensidad de P. truncatus por medio del logaritmo natural, y en el Ensayo III las Variablespérdida y densidad de S. zeamais por logaritmo natural y densidad de P. truncatus porraiz cuadrada.

Se analizo cada Variable usando un modelo de medidas repetidas en el tiempo por mediode un analisisis de varianza (ANDEVA) (alfa= 0.05) con el programa "StatisticalAnalysis System" (SAS).

Para evaluar si habia algL'1n efecto de los tratamientos en la poblacion de las plagas através del tiempo se calculo el nfimero de insectos dias usando el programa “ENSTAT”(Pedigo y Zeiss, 1996) para calcular el area debajo de la curva del nL'1mero de insectoscontra la fecha. Posteriorrnente esta nueva Variable se analizo usando un ANDEVA en elprograma “ Statistical Analysis System” .

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IV. RESULTADOS. 4.1 Ensayo I. Patogenicidad de cinco aislamientos de Beauveria bassiana contra Prostephanus truncatus y Teretriosoma nigrescens. Al analizar la patogenicidad de los cinco aislamientos de B. bassiana contra P. truncatus todos causaron un porcentaje de mortalidad similar. El aislamiento de Anthonomus grandis (picudo del algodón) fue el que causó la mayor mortalidad con 86.7 % y en segundo lugar el de Cosmopolites sordidus (picudo del banano) con 84.4%, mientras que en el testigo no hubo mortalidad (Figura 2). Por lo tanto los aislamientos provenientes de A. grandis y C. sordidus fueron los escogidos para ser probados contra T. nigrescens enemigo natural de P. truncatus.

0102030405060708090

Testigo MYCOTECH H. hampeii C. sordidus A. grandis P. xylostella

Aislamientos de B. bassiana

% d

e m

orta

lidad

Figura 2. Porcentajes de mortalidad de P. truncatus provocados por lo aislamientos de B. bassiana y el testigo. También en esta prueba con T. nigrescens, se obtuvieron similares porcentajes de mortalidad con los dos aislamientos. El que causó el menor porcentaje de mortalidad al depredador T. nigrescens fue el aislamiento de Anthonomus grandis

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IV. RESULTADOS.

4.1 Ensayo I. Patogenicidad de cinco aislamientos de Beauveria bassiana contraProstephanus truncatus y Teretriosoma nigrescens.

Al analizar la patogenicidad de los cinco aislamientos de B. bassiana contra P. truncatustodos causaron un porcentaje de mortalidad similar. E1 aislamiento de Anthonomusgrandis (picudo del algodon) fue el que causo la mayor mortalidad con 86.7 % y ensegundo lugar el de Cosmopolites sordidus (picudo del banano) con 84.4%, mientras queen el testigo no hubo morta1idad(Figura 2). Por lo tanto los aislamientos provenientes deA. grandis y C. sordidus fueron los escogidos para ser probados contra T. nigrescensenemigo natural de P. truncatus.

70

60

40

3020

10

O x y‘ 1 v‘ ‘v y‘Testigo MYCOTECH H. hampeii C. sordidus A. grandis P. xylostella

%de

mortalidad

01o

Aislamientos de B. bassiana

Figura 2. Porcentajes de mortalidad de P. truncatus provocados por loaislamientos de B. bassiana y el testigo.

También en esta prueba con T. nigrescens, se obtuvieron similares porcentajes demortalidad con los dos aislamientos. E1 que causo el menor porcentaje de mortalidad aldepredador T. nigrescens fue el aislarniento de Anthonomus grandis

(62.2%). Con el aislamiento de Cosmopolites sordidus se obtuvo una mortalidad de 66.7%, mientras que en el testigo no hubo mortalidad (Figura 3).

0

10

20

30

40

50

60

70

Testigo A . g randis C . sord idus

Aislam ientos de B . bassiana

% d

e m

orta

lidad

Figura 3. Porcentaje de mortalidad de T. nigrescens debido a los aislamientos de B. bassiana y el testigo. Con los resultados obtenidos, se escogió el aislamiento de Anthonomus grandis para ser probado en el campo. Los aislamientos de H. hampeii y A. grandis tuvieron las menores TL 50 para P. truncatus con 92.3 y 98.8 horas respectivamente, mientras que los aislamientos de C. sordidus, P. xylostella y la formulación en aceite (MYCOTECH) tardaron más de 100 horas en matar a la mitad de la población (Cuadro 2 y Figura 4). Cuadro 2. Tiempo letal medio de los cinco aislamientos de B. bassiana. H. hampeii A. grandis C. sordidus Mycotech P. xylostella TL 50 (hr) 92.3 98.8 110.5 117 124.1

(62.2%). Con el aislamiento de Cosmopolites sordidus se obtuvo una mortalidad de66.7%, mientras que en el testigo no hubo morta1idad(Figura 3).

70

60

50

40

30

%de

mortalidad

20

10

Testigo A. grandis C. sordidus

Aislamientos de B. bassiana

Figura 3. Porcentaje de mortalidad de T. nigrescens debido a los aislamientos deB. bassiana y el testigo.

Con los resultados obtenidos, se escogio el aislamiento de Anthonomus grandis para serprobado en el campo.

Los aislamientos de H. hampeii y A. grandis tuvieron las menores TL 50 para P.truncatus con 92.3 y 98.8 horas respectivamente, mientras que los aislamientos de C.sordidus, P. xylostella y la formulacion en aceite (MYCOTECH) tardaron mas de 100horas en matar a la mitad de la poblacion (Cuadro 2 y Figura 4).

Cuadro 2. Tiempo letal medio de los cinco aislamientos de B. bassiana.

H. hampeii A. grandis C. sordidus Mycotech P. xylostellaTL 50 (hr) 92.3 98.8 110.5 117 124.1

28

0102030405060708090

24 48 72 96 120 144 168

Horas después de aplicado

% d

e m

orta

lidad

MYCOTECH H. hampeii C. sordidus P. xylostella A. grandis

Figura 4. Tiempo letal medio de los cinco aislamientos de B. bassiana en P. truncatus. 4.2 Ensayos II y III. Evaluación de Beauveria bassiana en kaolinita en el control de Prostephanus truncatus y Sitophilus zeamais en almacenes tradicionales de maíz. 4.2.1 Ensayo II. Trojas infestadas con Prostephanus truncatus al momento de la aplicación del producto. Las diferencias entre tratamientos y semanas de muestreo no fueron significativamente diferentes a través del tiempo para las variables P. truncatus y S. zeamais por kilogramo de grano y pérdidas de peso (alfa=0.05) (Cuadro 3). No hubo una interacción significativa entre fecha de muestreo y los tratamientos para ninguna de las variables analizadas (Anexo2).

28

%de

mortalidad

Horas después de aplicado

‘—<>—MYCOTECH —I—H. hampeii —A—C. sordidus —O—P. xylostella —E—A. grandis

Figura 4. Tiempo letal medio de los cinco aislamientos de B. bassiana en P. truncatus.

4.2 Ensayos II y III. Evaluacién de Beauveria bassiana en kaolinita en el controlde Prostephanus truncatus y Sitophilus zeamais en almacenestradicionales de maiz.

4.2.1 Ensayo II. Trojas infestadas con Prostephanus truncatus al momento de laaplicacién del producto.

Las diferencias entre tratamientos y semanas de muestreo no fueron significativamentediferentes a través del tiempo para las variables P. truncatus y S. zeamais por kilogramode grano y pérdidas de peso (a1fa=0.05) (Cuadro 3).

No hubo una interaccién significativa entre fecha de muestreo y los tratamientos paraninguna de las Variables analizadas (Anexo2).

29

Cuadro 3. Valores F para las variables densidad de P. truncatus y S. zeamais y pérdida de peso. G L Valor F Pr > F Trat Error P. truncatus 1 31 0.02 0.2106 S. zeamais 1 35 0.02 0.8826 Pérdida de Peso 1 31 1.66 0.2447 Las poblaciones de P. truncatus no difirieron significativamente entre tratamientos y semanas de muestreo a través del tiempo (Figura 5).

020406080

100

1 2 3 4 5 6 7

Semana

P. tr

unca

tus

/ Kg

TratamientoTestigo

Figura 5. Dinámica poblacional de P. truncatus en trojas aplicadas con B. bassiana más kaolinita y trojas testigo en maíz fumigado previa la inoculación con P. truncatus.

29

Cuadro 3. Valores F para las Variables densidad de P. truncatus y S. zeamais y pérdidade peso.

G L Valor F Pr > FTrat Error

P. truncatus 1 31 0.02 0.2106S. zeamais 1 35 0.02 0.8826Pérdida de Peso 1 31 1.66 0.2447Las poblaciones de P. truncatus no difirieron significativamente entre tratamientos ysemanas de muestreo a través del tiempo (Figura 5).

Q 100 —~ ,‘7, 80 —— ,1 X _§ 60 _i ’ _ _ ~ I. \‘

Tratamlento

8 40_:_.' ‘~._ _ _ _ _ __/' \\ -----Testigog 20 —— ‘- -__1- 0 1 1 1 1 1 1

1 2 3 4 5 6 7

Semana

Figura 5. Dinamica poblacional de P. truncatus en troj as aplicadas con B. bassiana maskaolinita y trojas testigo en maiz fumigado previa la inoculacion conP. truncatus.

30

Las poblaciones de S. zeamais no difirieron significativamente entre tratamientos y semanas de muestreo a través del tiempo (Figura 6). Error! Not a valid link.Figura 6. Dinámica poblacional de S. zeamais en trojas aplicadas con B. bassiana más kaolinita y trojas testigo en maíz fumigado previa la inoculación con P. truncatus. En las variables días insecto P. truncatus, días insecto S. zeamais y pérdida de peso acumuladas no se encontraron diferencias estadísticas significativas entre tratamientos (alfa= 0.05). Aunque la aplicación del producto no afectó significativamente las poblaciones de P. truncatus y de S. zeamais. Sin embargo si hubo una infección de individuos de ambas plagas por B. bassiana. Las muestras de insectos muertos indicaron que B. bassiana causó una mortalidad promedio de 1.38% en P. truncatus y de 0.6% en S. zeamais en las siete semanas de muestreo. En la muestra viva de P. truncatus en el último muestreo, se encontraron similares porcentajes de mortalidad (1.98%) (Figura 7). Error! Not a valid link.Error! Not a valid link. Las pérdidas de peso no difirieron significativamente entre tratamientos y semanas de muestreo a través del tiempo (Figura 8). Error! Not a valid link.Figura 8. Pérdida de peso en trojas aplicadas con B. bassiana más kaolinita y trojas testigo con maíz fumigado previa la inoculación con P. truncatus. 4.2.2 Ensayo III. Trojas inoculadas con Prostephanus truncatus un mes antes de la aplicación del producto.

30

Las poblaciones de S. zeamais no difirieron significativamente entre tratamientos ysemanas de muestreo a través del tiempo (Figura 6).

Error! Not a valid link.Figura 6. Dinémica poblacional de S. zeamais en trojasaplicadas con B. bassiana més

kaolinita y trojas testigo en maiz fumigado previa la inoculacién conP. truncatus.

En las Variables dias insecto P. truncatus, dias insecto S. zeamais y pérdida de pesoacumuladas no se encontraron diferencias estadisticas significativas entre tratamientos(a1fa= 0.05).

Aunque la aplicacién del producto no afecto significativamente las poblaciones de P.truncatus y de S. zeamais. Sin embargo si hubo una infeccion de individuos de ambasplagas por B. bassiana. Las muestras de insectos muertos indicaron que B. bassianacauso una mortalidad promedio de 1.38% en P. truncatus y de 0.6% en S. zeamais en lassiete semanas de muestreo. En la muestra viva de P. truncatus en el filtimo muestreo, seencontraron similares porcentaj es de mortalidad (1.98%) (Figura 7).

Error! Not a valid link.Error! Not a valid link.

Las pérdidas de peso no difirieron significativamente entre tratamientos y semanas demuestreo a través del tiempo (Figura 8).Error! Not a valid link.Figura 8. Pérdida de peso en trojas aplicadas con B. bassianamés kaolinita y trojas

testigo con maiz fumigado previa la inoculacién con P. truncatus.

4.2.2 Ensayo III. Trojas inoculadas con Prostephanus truncatus un mes antes de laaplicacién del producto.

31

Las diferencias entre tratamientos y semanas de muestreo no fueron significativamente diferentes a través del tiempo para las variables densidad de P. truncatus y S. zeamais y pérdidad de peso (alfa=0.05) (Cuadro 4). No se encontró una interacción significativa entre tratamientos y fecha de muestreo para todas las variables analizadas (Anexo 3) . Cuadro 4. Valores F para las variables densidad de P. truncatus y S. zeamais y pérdida de peso. G L Valor F Pr > F Trat Error P. truncatus 1 29 1.16 0.3228 S. zeamais 1 30 0.01 0.942 Pérdida de Peso 1 25 2.04 0.2034 Las poblaciones de P. truncatus no difirieron significativamente entre tratamientos y semanas de muestreo a través del tiempo (Figura 9). Error! Not a valid link.Figura 9. Dinámica poblacional de P. truncatus en trojas con B. bassiana más kaolinita y trojas testigo en maíz inoculado con P. truncatus previa la aplicación del producto. Las poblaciones de S. zeamais no difirieron significativamente entre los tratamientos y semanas de muestreo a través del tiempo (Figura 10). Error! Not a valid link.Figura 10. Dinámica poblacional de S. zeamais en trojas con B. bassiana más kaolinita y trojas testigo en maíz inoculado con P. truncatus previa la aplicación del producto. En las variables pérdida de peso, P. truncatus y S. zeamais por kilogramo de grano (insectos día) a través del tiempo no se encontró diferencia estadística significativa entre las trojas con el producto y las trojas testigo (alfa=0.05).

31

Las diferencias entre tratamientos y semanas de muestreo no fueron significativamentediferentes a través del tiempo para las Variables densidad de P. truncatus y S. zeamais ypérdidad de peso (a1fa=0.05) (Cuadro 4).

No se encontré una interaccion significativa entre tratamientos y fecha de muestreo paratodas las Variables analizadas (Anexo 3) .

Cuadro 4. Valores F para las Variables densidad de P. truncatus y S. zeamais y pérdidade peso.

G L Valor F Pr > FTrat Error

P. truncatus 1 29 1.16 0.3228S. zeamais 1 30 0.01 0.942Pérdida de Peso 1 25 2.04 0.2034

Las poblaciones de P. truncatus no difirieron significativamente entre tratamientos ysemanas de muestreo a través del tiempo (Figura 9).

Error! Not a valid link.Figura 9. Dinémica poblacional de P. truncatus en trojas con B.bassiana mas

kaolinita y trojas testigo en maiz inoculado con P. truncatus previa laaplicacion del producto.

Las poblaciones de S. zeamais no difirieron significativamente entre los tratamientos ysemanas de muestreo a través del tiempo (Figura 10).

Error! Not a valid link.Figura 10. Dinamica poblacional de S. zeamais en trojas con B.bassiana mas kaolinita

y trojas testigo en maiz inoculado con P. truncatus previa la aplicacion delproducto.

En las Variables pérdida de peso, P. truncatus y S. zeamais por kilogramo de grano(insectos dia) a través del tiempo no se encontro diferencia estadistica significativa entrelas trojas con el producto y las troj as testigo (a1fa=0.05).

32

A través de todas las semanas de muestreo en trojas tratadas con el producto la taza de mortalidad por B. bassiana fue menor que en el ensayo anterior, con un promedio de 0.31% para P. truncatus y de 0.37% para S. seamais. Con una muestra viva de P. truncatus en la última semana de muestreo, se encontró un porcentaje de mortalidad de 3.1% en contraste con el porcentaje de mortalidad encontrado en la muestra de insectos muertos (Figura11). Error! Not a valid link.Figura 11. Porcentaje de mortalidad de P. truncatus y S. zeamais en trojas con B. bassiana mas kaolinita en maíz inoculado con P. truncatus previa la aplicación del producto. (P. truncatus v= muestra viva de insectos). La pérdida de peso entre los tratamientos y semanas de muestreo no difirieron significativamente a través del tiempo (Figura 12). Error! Not a valid link.Figura 12. Pérdidas de peso en trojas con B. bassiana más kaolinita y trojas testigo en maíz inoculado con P. truncatus antes de la aplicación del producto.

32

A través de todas las semanas de muestreo en trojas tratadas con el producto la taza demortalidad por B. bassiana fue menor que en el ensayo anterior, con un promedio de0.31% para P. truncatus y de 0.37% para S. seamais. Con una muestra Viva de P.truncatus en la L'11tima semana de muestreo, se encontré un porcentaje de mortalidad de3.1% en contraste con el porcentaje de mortalidad encontrado en la muestra de insectosmuertos (Figural 1).

Error! Not a valid link.Figura 11. Porcentaje de mortalidad de P. truncatus y S.zeamais en trojas con

B. bassiana mas kaolinita en maiz inoculado con P. truncatus previa laaplicacion del producto. (P. truncatus V= muestra Viva de insectos).

La pérdida de peso entre los tratamientos y semanas de muestreo no difirieronsignificativamente a través del tiempo (Figura 12).

Error! Not a valid link.Figura 12. Pérdidas de peso en trojas con B. bassiana maskaolinita y trojas testigo en

maiz inoculado con P. truncatus antes de la aplicacion del producto.

33

V. DISCUSIÓN. En los bioensayos los aislamientos de Beauveria bassiana provenientes de plagas del orden Coleoptera (Anthonomus grandis, Cosmopolites sordidus e Hypothenemus hampeii) obtuvieron porcentajes de control sobre P. truncatus (84% en promedio) mayores que el aislamiento proveniente de la plaga del orden Lepidoptera (Plutella xylostella) con 64%. Esto puede deberse a que los primeros aislamientos provienen del mismo orden (Coleoptera) que P. truncatus y los aislamientos provenientes del orden Coleoptera atacan los estados maduros de los insectos mientras que el aislamiento del orden Lepidoptera ataca el estado larval de la plaga. Produciendo por tanto, un mejor control los aislamientos del orden Coleoptera (Figura 2). Los niveles de mortalidad obtenidos en P. truncatus son buenos y prometedores ya que similares resultados se han encontrado con plagas como Anthonomus eugenii (picudo del chile) teniendo mortalidades por B. bassiana de 82% (Gómez et al., 1994), con la misma dosis en los bioensayos. En las pruebas realizadas en contra de T. nigrescens los aislamientos de A. grandis y C. sordidus causaron una mortalidad de 62 y 67%, respectivamente (Figura 3), esto debido a que ambos aislamientos pertenecen al mismo orden como es Coleoptera. Como podemos observar el hongo entomopatógeno también causa un alto porcentaje de mortalidad en este enemigo natural de P. truncatus que debería ser considerado para la aplicación práctica de este tipo de control. Podría hacerse uso de este hongo en situaciones en las que el depredador T. nigrescens no pueda ser utilizado como en zonas en que las condiciones ambientales óptimas (26°C y 70% de humedad relativa) no permitan su establecimiento (Rees, 1985), o cuando halla una falta de hospederos alternos. T. nigrescens se puede reproducir en otras plagas de granos almacenados como son Dinoderus sp., Sitophilus sp., Ryzopertha dominica y Tribolium castaneum (Rees, 1987, 1991; Leliveldt, 1990, citado por García 1995). La determinación del tiempo letal medio es importante debido a que con un tiempo menor para el comienzo del control de la plaga se podrían evitar pérdidas que habrían sido causadas por los insectos. Se encontró que el tiempo en que el hongo mató la mitad de la población de adultos de P. truncatus (100 hr) con cada uno de los diferentes aislamientos fue similar al encontrado en H. hampeii (Jiménez, 1996) (Figura 4).

33

V. DISCUSION.

En los bioensayos los aislamientos de Beauveria bassiana provenientes de plagas delorden Coleoptera (Anthonomus grandis, Cosmopolites sordidus e Hypothenemushampeii) obtuvieron porcentajes de control sobre P. truncatus (84% en promedio)mayores que el aislamiento proveniente de la plaga del orden Lepidoptera (Plutellaxylostella) con 64%. Esto puede deberse a que los primeros aislamientos provienen delmismo orden (Coleoptera) que P. truncatus y los aislamientos provenientes del ordenColeoptera atacan los estados maduros de los insectos mientras que el aislamiento delorden Lepidoptera ataca el estado larval de la plaga. Produciendo por tanto, un mejorcontrol los aislamientos del orden Coleoptera (Figura 2).

Los niveles de mortalidad obtenidos en P. truncatus son buenos y prometedores ya quesimilares resultados se han encontrado con plagas como Anthonomus eugenii (picudo delchile) teniendo mortalidades por B. bassiana de 82% (Gomez et al., 1994), con la mismadosis en los bioensayos.

En las pruebas realizadas en contra de T. nigrescens los aislamientos de A. grandis y C.sordidus causaron una mortalidad de 62 y 67%, respectivamente (Figura 3), esto debido aque ambos aislamientos pertenecen al mismo orden como es Coleoptera. Como podemosobservar el hongo entomopatogcno también causa un alto porcentaje de mortalidad eneste enemigo natural de P. truncatus que deberia ser considerado para la aplicacionpractica de este tipo de control. Podria haccrse uso de este hongo en situaciones en lasque el depredador T. nigrescens no pueda ser utilizado como en zonas en que lascondiciones ambientales optimas (26°C y 70% de humedad relativa) no perrnitan suestablecimicnto (Rees, 1985), o cuando halla una falta de hospederos alternos. T.nigrescens se puede reproducir en otras plagas de granos almacenados como sonDinoderus sp., Sitophilus sp., Ryzopertha dominica y Tribolium castaneum (Rees, 1987,1991; Leliveldt, 1990, citado por Garcia 1995).

La deterrninacion del tiempo letal medio es importante debido a que con un tiempomenor para el cornienzo del control de la plaga se podrian evitar pérdidas que habriansido causadas por los insectos. Se encontro que el tiempo en que el hongo mato la mitadde la poblacion de adultos dc P. truncatus (100 hr) con cada uno de los diferentesaislamientos fue similar al encontrado en H. hampeii (Jiménez, 1996) (Figura 4).

La mortalidad de P. truncatus fue cuatro veces mayor en el ensayo en el que se aplicó el producto en forma preventiva que cuando se aplicó en forma curativa (Figuras 7 y 11). Esto sugiere que al encontrarse P. truncatus dentro de las mazorcas con abundancia de alimento no saldrá para alimentarse y no se pondrá en contacto con los conidios del hongo entomopatógeno. Las poblaciones de P. truncatus en el ensayo en el cual se aplicó el producto antes de la inoculación de P. truncatus fueron menores debido a que no todos los insectos con que se inoculó el maíz penetraron las mazorcas ya que la penetración fue de solo el 2.6% y 7.9% en el primero y segundo muestreos respectivamente, lo cual puede haberse debido a la kaolinita que actúa como una barrera física, mientras que en el testigo la penetración fue de 35% y 70% para el primer y segundo muestreo respectivamente. En las poblaciones de P. truncatus no se encontraron diferencias estadísticas significativas a través del tiempo posiblemente debido a la gran variabilidad entre repeticiones en el Ensayo II, por la metodología que se utilizó para la inoculación de P. truncatus, ya que P. truncatus muestra una preferencia de moverse hacia el interior de las trojas (Figura 5). Las poblaciones de S. zeamais fueron similares tanto en el tratamiento con el producto como en el testigo en ambos ensayos (Figuras 6 y 10), esto es debido a que esta plaga ya se encontraba en las mazorcas antes de la aplicación del producto lo cual dificulta el contacto de la plaga con los conidios del hongo entomopatógeno. La mortalidad de S. zeamais fue el doble en el tratamiento en el cual se aplicó el producto al momento de inocularlo con P. truncatus que en el tratamiento en el cual se aplicó el producto cuando ya se encontraba inoculado con P. truncatus. Esto indica que hubo una transmisión por medio de los cadáveres de P. truncatus que contenían el hongo por conidios transportados en la cutícula de P. truncatus hasta S. zeamais dentro de las mazorcas de maíz. En general, los niveles de mortalidad por B. bassiana son mayores en P. truncatus que en S. zeamais, pero S. zeamais muestra aproximadamente un 20 % más de infección por el hongo en el caso que P. truncatus ya se encuentre en el interior de las mazorcas. Esto nos indica que S. zeamais tiene mayor tendencia a salir de las mazorcas para movilizarse desplazado por la alta densidad de P. truncatus. Novillo (1991) encontró que altas densidades de P. truncatus provocaban la disminución o inmigración de las poblaciones de S. zeamais.

La mortalidad de P. truncatus fue cuatro Veces mayor en el ensayo en el que se aplicé elproducto en forma preventiva que cuando se aplico en forma curativa (Figuras 7 y 11).Esto sugiere que al encontrarse P. truncatus dentro de las mazorcas con abundancia dealimento no saldra para alimentarse y no se pondra en contacto con los conidios delhongo entomopatogeno.

Las poblaciones de P. truncatus en el ensayo en el cual se aplico el producto antes de lainoculacion de P. truncatus fueron menores debido a que no todos los insectos con que seinoculo el maiz penetraron las mazorcas ya que la penetracién fue de solo el 2.6% y 7.9%en el primero y segundo muestreos respectivamente, lo cual puede haberse debido a lakaolinita que act1'1a como una barrera fisica, mientras que en el testigo la penetracién fuede 35% y 70% para el primer y segundo muestreo respectivamente.

En las poblaciones de P. truncatus no se encontraron diferencias estadisticassignificativas a través del tiempo posiblemente debido a la gran Variabilidad entrerepeticiones en el Ensayo II, por la metodologia que se utilizo para la inoculacion de P.truncatus, ya que P. truncatus muestra una preferencia de moverse hacia el interior de lastrojas (Figura 5).

Las poblaciones de S. zeamais fueron similares tanto en el tratamiento con el productocomo en el testigo en ambos ensayos (Figuras 6 y 10), esto es debido a que esta plaga yase encontraba en las mazorcas antes de la aplicacién del producto lo cual dificulta elcontacto de la plaga con los conidios del hongo entomopatogeno.

La mortalidad de S. zeamais fue el doble en el tratamiento en el cual se aplicé e1 productoal momento de inocularlo con P. truncatus que en el tratamiento en el cual se aplico elproducto cuando ya se encontraba inoculado con P. truncatus. Esto indica que hubo unatransmision por medio de los cadaveres de P. truncatus que contenian el hongo porconidios transportados en la cuticula de P. truncatus hasta S. zeamais dentro de lasmazorcas de maiz.

En general, los niveles de mortalidad por B. bassiana son mayores en P. truncatus que enS. zeamais, pero S. zeamais muestra aproximadamente un 20 % mas de infeccion por elhongo en el caso que P. truncatus ya se encuentre en el interior de las mazorcas. Estonos indica que S. zeamais tiene mayor tendencia a salir de las mazorcas para movilizarsedesplazado por la alta densidad de P. truncatus. Novillo (1991) encontro que altasdensidades de P. truncatus provocaban la disminucién o inmigracion de las poblacionesde S. zeamais.

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Los porcentajes de mortalidad encontrado son similares a los que se obtuvieron en pruebas de campo en almacenes a una dosis similar de B. bassiana realizadas en África siendo estos de 1.2 a 4.0% (Loreck, 1996)4 . Los bajos porcentajes de mortalidad que se encontraron en todos los muestreos se pueden aumentar con una dosis mayor de conidios para lograr mayor contacto con las plagas. Las pérdidas en el peso de maíz fueron altas en el período de estudio de siete semanas ya que similares pérdidas se han encontrado en almacenes pero en un período de almacenamiento de seis meses. Esto se debió a que en el maíz se liberaron una gran cantidad de P. truncatus por mazorca (Figuras 8 y 12). Con los resultados obtenidos en ambos ensayos podemos concluir que B. bassiana no se transmite mucho dentro de las mazorcas de maíz. La mejor opción es aumentar la dosis de conidios para controlar la población de P. truncatus que penetre en la troja una vez montada. Esto no sucedería en el caso de S. zeamais porque este infecta las mazorcas en el campo, lo cual no permitiría que la plaga entre en contacto con las conidios de B. bassiana.

4 LORECK, 1996. Evaluación de B. bassiana en P. truncatus. Instituto

Internacional de Agricultura Tropical. Benín. (Comunicación personal)

33

Los porcentajes de mortalidad encontrado son similares a los que se obtuvieron enpruebas de campo en almacenes a una dosis similar de B. bassiana realizadas en Africasiendo estos de 1.2 a 4.0% (Loreck, 1996)4 .Los bajos porcentajes de mortalidad que se encontraron en todos los muestreos se puedenaumentar con una dosis mayor de conidios para lograr mayor contacto con las plagas.

Las pérdidas en el peso de maiz fueron altas en el periodo de estudio de siete semanas yaque similares pérdidas se han encontrado en almacenes pero en un periodo dealmacenamiento de seis meses. Esto se debio a que en el maiz se liberaron una grancantidad de P. truncatus por mazorca (Figuras 8 y 12).

Con los resultados obtenidos en ambos ensayos podemos concluir que B. bassiana no setransmite mucho dentro de las mazorcas de maiz. La mejor opcién es aumentar la dosisde conidios para controlar la poblacion de P. truncatus que penetre en la troja una Vezmontada. Esto no sucederia en el caso de S. zeamais porque este infecta las mazorcas enel campo, lo cual no perrnitiria que la plaga entre en contacto con las conidios de B.bassiana.

4 LORECK, 1996. Evaluacién de B. bassiana en P. truncatus. Instituto

Internacional de Agricultura Tropical. Benin. (Comunicacion personal)

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VI. CONCLUSIONES. 1. Los aislamientos provenientes del orden Coleoptera fueron los que causaron la mayor mortalidad de Prostephanus truncatus que el aislamiento del orden Lepidoptera. 2. El mejor aislamiento fue el de A. grandis con una alta mortalidad sobre P. truncatus. 3. En T. nigrecens también se obtuvo una alta mortalidad por el hongo B. bassiana. 4. Todos los aislamientos actuán rápidamente sobre P. truncatus. 5. P. truncatus tuvo una mayor mortalidad que S. zeamais por el hongo entomopatógeno B. bassiana. 6. No hubo un impacto significativo del hongo aplicado en kaolinita entre capas de maíz en trojas sobre las poblaciones de P. truncatus y S. zeamais, y pérdida de peso. 7. S. zeamais es más propenso a infectarse con el hongo que P. truncatus al estar ambos dentro de las mazorcas de maíz. 8. El hongo puede dispersarse dentro de las mazorcas de maíz por el contacto entre insectos sanos y enfermos, pero esto no produce un impacto significativo en la población.

34

VI. CONCLUSIONES.

1. Los aislamientos provenientes del orden Coleoptera fueron los que causaron lamayor mortalidad de Prostephanus truncatus que el aislamiento del ordenLepidoptera.

2. E1 mejor aislamiento fue el de A. grandis con una alta mortalidad sobre P.truncatus.

3. En T. nigrecens también se obtuvo una alta mortalidad por el hongo B. bassiana.

4. Todos los aislamientos actuén répidamente sobre P. truncatus.

5. P. truncatus tuvo una mayor mortalidad que S. zeamais por el hongoentomopatogeno B. bassiana.

6. No hubo un impacto significativo del hongo aplicado en kaolinita entre capas demaiz en trojas sobre las poblaciones de P. truncatus y S. zeamais, y pérdida depeso.

7. S. zeamais es més propenso a infectarse con el hongo que P. truncatus al estarambos dentro de las mazorcas de maiz.

8. E1 hongo puede dispersarse dentro de las mazorcas de maiz por el contacto entreinsectos sanos y enferrnos, pero esto no produce un impacto significativo en lapoblacion.

35

VII. RECOMENDACIONES 1. Evaluar en el campo los aislamientos de B. bassiana provenientes de Hypothenemus hampeii y Cosmopolites sordidus que causaron una mortalidad similar que el aislamiento de Anthonomus grandis. 2. Utilizar este hongo en situaciones en que no pueda actuar el depredador Teretriosoma nigrescens. 3. Probar mayores dosis de este hongo aplicados al maíz en mazorca al momento de ser almacenadas. 4. Evaluar aplicaciones a las estructuras de almacenamiento para lograr un mayor contacto de los insectos con los conidios del hongo. 5. Realizar las aplicaciones al momento de la colocación de las mazorcas en los almacenes. 6. Evaluar el efecto que tendría este hongo en los diferentes tipos de troja usadas por los agricultores para el almacenamiento de maíz. 7. Evaluar un testigo con kaolinita para aislar el efecto de esta sobre la penetración de los insectos en las mazorcas.

35

VII. RECOMENDACIONES

1. Evaluar en el campo los aislamientos de B. bassiana provenientes deHypothenemus hampeii y Cosmopolites sordidus que causaron una mortalidadsimilar que el aislamiento de Anthonomus grandis.

2. Utilizar este hongo en situaciones en que no pueda actuar el depredadorTeretriosoma nigrescens.

3. Probar mayores dosis de este hongo aplicados al maiz en mazorca a1 momento deser almacenadas.

4. Evaluar aplicaciones a las estructuras de almacenamiento para lograr un mayorcontacto de los insectos con los conidios del hongo.

5. Realizar las aplicaciones a1 momento de la colocacién de las mazorcas en losalmacenes.

6. Evaluar e1 efecto que tendria este hongo en los diferentes tipos de troja usadas porlos agricultores para el almacenamiento de maiz.

7. Evaluar un testigo con kaolinita para aislar e1 efecto de esta sobre la penetraciénde los insectos en las mazorcas.

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IX. ANEXOS.

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IX. ANEXOS.

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Anexo 1 . Resumen de la metodología de análisis de muestras en el laboratorio. Muestras de mazorcas tomadas de las unidades experimentales Destuzar las mazorcas individualmente de las muestras Desgranar las mazorcas Pesar el grano Tamizar los insectos adultos y contarlos Al día siguiente volver a tamizar la muestra para contar insectos remanentes en los granos Aislamiento en cámaras húmedas de insectos muertos Obtener tres submuestras de 250 g. para evaluar humedad Analizar la muestra sobrante Obtener de esta muestra restante el porcentaje de pérdida de peso (Método de los 1000 granos)

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AIICXO 1 . Resumen de la metodologia de analisis de muestras en el laboratorio.

Muestras de mazorcas tomadas de las unidades experimentales

Destuzar las mazorcas individualmente de las muestras

Desgranar las mazorcas

Pesar el grano

Tamizar los insectos adultos y contarlos

A1 dia siguiente Volver a tamizar la muestra para contarinsectos remanentes en los granos

Aislamiento en camaras hfimedas de insectos muertos

Obtener tres submuestras de 250 g. para evaluar humedad

Analizar la muestra sobrante

Obtener de esta muestra restante el porcentaje de pérdida depeso (Método de 10s 1000 granos)

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Anexo 2. Análisis de Varianza para las variables P. truncatus por kilogramo, S. zeamais por kilogramo y Pérdida de peso en el Ensayo II. a) Variable Pérdida de Peso. Dependent Variable: PERDLO Sum of Mean Source DF Squares Square F Value Pr > F Model 19 1.78561344 0.09397965 0.94 0.5460 Error 31 3.09977316 0.09999268 Corrected Total 50 4.88538659 R-Square C.V. Root MSE PERDLO Mean 0.365501 56.70782 0.316216 0.55762364 Source DF Type III SS Mean Square F Value Pr > F TRAT 1 0.24555669 0.24555669 2.46 0.1272 REP(TRAT) 6 0.88602819 0.14767136 1.48 0.2186 MUESTREO 6 0.49009584 0.08168264 0.82 0.5652 TRAT*MUESTREO 6 0.15362548 0.02560425 0.26 0.9530 Tests of Hypotheses using the Type III MS for REP(TRAT) as an error term Source DF Type III SS Mean Square F Value Pr > F TRAT 1 0.24555669 0.24555669 1.66 0.2447 b) Variable P. truncatus por kilogramo. Dependent Variable: PTLO Sum of Mean Source DF Squares Square F Value Pr > F Model 19 12.18327300 0.64122489 2.54 0.0092 Error 33 8.33682943 0.25263119 Corrected Total 52 20.52010243 R-Square C.V. Root MSE PTLO Mean 0.593724 49.64029 0.502624 1.01253301 Source DF Type III SS Mean Square F Value Pr > F TRAT 1 1.71774793 1.71774793 6.80 0.0136 REP(TRAT) 6 5.24725585 0.87454264 3.46 0.0092 MUESTREO 6 3.17817495 0.52969582 2.10 0.0803 TRAT*MUESTREO 6 1.96971390 0.32828565 1.30 0.2848

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Anexo 2. Analisis de Varianza para las Variables P. truncatus por kilogramo, S.zeamais por kilogramo y Pérdida de peso en el Ensayo II.

a) Variable Pérdida de Peso.

Dependent Variable: PERDLOSum of Mean

Source DF Squares Square F Value Pr > FModel 19 1.78561344 0.09397965 0.94 0.5460Error 31 3.09977316 0.09999268Corrected Total 50 4.8853 8659

R-Square C.V. Root MSE PERDLO Mean0.365501 56.70782 0.316216 0.55762364

Source DF Type III SS Mean Square F Value Pr > FTRAT 1 0.24555669 0.24555669 2.46 0.1272REP(TRAT) 6 0.88602819 0.14767136 1.48 0.2186MUESTREO 6 0.49009584 0.08168264 0.82 0.5652TRAT*MUESTREO 6 0.15362548 0.02560425 0.26 0.9530

Tests of Hypotheses using the Type III MS for REP(TRAT) as an error termSource DF Type III SS Mean Square F Value Pr > FTRAT 1 0.24555669 0.24555669 1.66 0.2447

b) Variable P. truncatus por kilogramo.

Dependent Variable: PTLOSum of Mean

Source DF Squares Square F Value Pr > FModel 19 12.18327300 0.64122489 2.54 0.0092Error 33 8.33682943 0.25263119Corrected Total 52 20.52010243

R-Square C.V. Root MSE PTLO Mean0.593724 49.64029 0.502624 1.01253301

Source DF Type III SS Mean Square F Value Pr > FTRAT 1 1.71774793 1.71774793 6.80 0.0136REP(TRAT) 6 5.24725585 0.87454264 3.46 0.0092MUESTREO 6 3.17817495 0.52969582 2.10 0.0803TRAT*MUESTREO 6 1.96971390 0.32828565 1.30 0.2848

xliv

Tests of Hypotheses using the Type III MS for REP(TRAT) as an error term Source DF Type III SS Mean Square F Value Pr > F TRAT 1 1.71774793 1.71774793 1.96 0.2106 c) Variable S. zeamais por kilogramo. Dependent Variable: SITO Sum of Mean Source DF Squares Square F Value Pr > F Model 19 76524.55491 4027.60815 0.96 0.5262 Error 35 147176.66654 4205.04762 Corrected Total 54 223701.22145 R-Square C.V. Root MSE SITO Mean 0.342084 54.84340 64.84634 118.239091 Source DF Type III SS Mean Square F Value Pr > F TRAT 1 171.35554 171.35554 0.04 0.8412 REP(TRAT) 6 43277.84799 7212.97466 1.72 0.1465 MUESTREO 6 21977.33861 3662.88977 0.87 0.5258 TRAT*MUESTREO 6 14430.32302 2405.05384 0.57 0.7498 Tests of Hypotheses using the Type III MS for REP(TRAT) as an error term Source DF Type III SS Mean Square F Value Pr > F TRAT 1 171.3555446 171.3555446 0.02 0.8826

xliv

Tests of Hypotheses using the Type III MS for REP(TRAT) as an error term

Source DF Type III SS Mean Square F Value Pr > FTRAT 1 1.71774793 1.71774793 1.96 0.2106

c) Variable S. zeamais por kilogramo.

Dependent Variable: SITOSum of Mean

Source DF Squares Square F Value Pr > FModel 19 76524.55491 4027.60815 0.96 0.5262Error 35 147176.66654 4205.04762Corrected Total 54 223701 .22145

R-Square C.V. Root MSE SITO Mean0.342084 54.84340 64.84634 118.239091

Source DF Type III SS Mean Square F Value Pr > FTRAT 1 171.35554 171.35554 0.04 0.8412REP(TRAT) 6 43277.84799 7212.97466 1.72 0.1465MUESTREO 6 21977.33861 3662.88977 0.87 0.5258TRAT*MUESTREO 6 14430.32302 2405.05384 0.57 0.7498

Tests of Hypotheses using the Type III MS for REP(TRAT) as an error term

Source DF Type III SS Mean Square F Value Pr>FTRAT 1 171.3555446 171.3555446 0.02 0.8826

xlv

Anexo 3. Análisis de Varianza para las variables P. truncatus por kilogramo, S. zeamais por kilogramo y pérdida de peso en el Ensayo III. a) Variable Pérdida de peso. Dependent Variable: PERDLO Sum of Mean Source DF Squares Square F Value Pr > F Model 19 16.62390363 0.87494230 2.93 0.006 Error 25 7.46209331 0.29848373 Corrected Total 44 24.08599695 R-Square C.V. Root MSE PERDLO Mean 0.690190 19.87534 0.546337 2.74881639 Source DF Type III SS Mean Square F Value Pr > F TRAT 1 1.27424302 1.27424302 4.27 0.0493 REP(TRAT) 6 3.75365764 0.62560961 2.10 0.0898 MUESTREO 6 10.11142943 1.68523824 5.65 0.0008 TRAT*MUESTREO 6 3.97086062 0.66181010 2.22 0.0749 Tests of Hypotheses using the Type III MS for REP(TRAT) as an error term Source DF Type III SS Mean Square F Value Pr > F TRAT 1 1.27424302 1.27424302 2.04 0.2034 b) Variable P. truncatus por kilogramo. Dependent Variable: PTSQ Sum of Mean Source DF Squares Square F Value Pr > F Model 19 2500.833702 131.622826 4.78 0.0001 Error 29 798.110251 27.521043 Corrected Total 48 3298.943953 R-Square C.V. Root MSE PTSQ Mean 0.758071 25.94259 5.246050 20.2217685

xlv

Anexo 3. Analisis de Varianza para las Variables P. truncatus por kilogramo, S. zeamaispor kilogramo y pérdida de peso en el Ensayo III.

a) Variable Pérdida de peso.

Dependent Variable: PERDLOSum of Mean

Source DF Squares Square F Value Pr > FModel 19 16.62390363 0.87494230 2.93 0.006Error 25 7.46209331 0.29848373Corrected Total 44 24.08599695

R-Square C.V. Root MSE PERDLO Mean0.690190 19.87534 0.546337 2.74881639

Source DF Type III SS Mean Square F Value Pr > FTRAT 1 1.27424302 1.27424302 4.27 0.0493REP(TRAT) 6 3.75365764 0.62560961 2.10 0.0898MUESTREO 6 10.11142943 1.68523824 5.65 0.0008TRAT*MUESTREO 6 3.97086062 0.66181010 2.22 0.0749

Tests of Hypotheses using the Type III MS for REP(TRAT) as an error term

Source DF Type III SS Mean Square F Value Pr > FTRAT 1 1.27424302 1.27424302 2.04 0.2034

b) Variable P. truncatus por kilogramo.

Dependent Variable: PTSQSum of Mean

Source DF Squares Square F Value Pr > FModel 19 2500.833702 131.622826 4.78 0.0001Error 29 798.110251 27.521043Corrected Total 48 3298.943953

R-Square C.V. Root MSE PTSQ Mean0.758071 25.94259 5.246050 20.2217685

xlvi

Tests of Hypotheses using the Type III MS for REP(TRAT) as an error term Source DF Type III SS Mean Square F Value Pr > F TRAT 1 222.5394180 222.5394180 1.16 0.3228 c) Variable S. zeamais por kilogramo Dependent Variable: SZLO Sum of Mean Source DF Squares Square F Value Pr > F Model 19 25.03166935 1.31745628 5.10 0.0001 Error 30 7.74476615 0.25815887 Corrected Total 49 32.77643550 R-Square C.V. Root MSE SZLO Mean 0.763709 10.26400 0.508093 4.95024684 Source DF Type III SS Mean Square F Value Pr > F TRAT 1 0.00143168 0.00143168 0.01 0.9411 REP(TRAT) 6 1.49075986 0.24845998 0.96 0.4670 MUESTREO 6 21.28764240 3.54794040 13.74 0.0001 TRAT*MUESTREO 6 0.77497285 0.12916214 0.50 0.8030 Tests of Hypotheses using the Type III MS for REP(TRAT) as an error term Source DF Type III SS Mean Square F Value Pr > F TRAT 1 0.00143168 0.00143168 0.01 0.9420

xlvi

Tests of Hypotheses using the Type III MS for REP(TRAT) as an error term

Source DF Type III SS Mean Square F Value Pr > FTRAT 1 222.5394180 222.5394180 1.16 0.3228

c) Variable S. zeamais por kilogramo

Dependent Variable: SZLOSum of Mean

Source DF Squares Square F Value Pr > FModel 19 25.03166935 1.31745628 5.10 0.0001Error 30 7.74476615 0.25815887Corrected Total 49 32.77643550

R-Square C.V. Root MSE SZLO Mean0.763709 10.26400 0.508093 4.95024684

Source DF Type III SS Mean Square F Value Pr > FTRAT 1 0.00143168 0.00143168 0.01 0.9411REP(TRAT) 6 1.49075986 0.24845998 0.96 0.4670MUESTREO 6 21.28764240 3.54794040 13.74 0.0001TRAT*MUESTREO 6 0.77497285 0.12916214 0.50 0.8030

Tests of Hypotheses using the Type III MS for REP(TRAT) as an error term

Source DF Type III SS Mean Square F Value Pr>FTRAT 1 0.00143168 0.00143168 0.01 0.9420