Download - Tesis correcciones
I.- INTRODUCCIÓN
El Perú está situado en la parte central occidental de Sudamérica, frente al Océano
Pacífico, y posee el 80% de los climas existentes en el mundo, lo que le permite tener
excelentes condiciones para la producción de uva en sus diferentes variedades, durante
todo el año.
Por ello, la viticultura en el Perú viene ganando cada vez más área en el contexto
agrícola y uno de los motivos es la capacidad del país de exportar uva fresca para otros
países como los Estados Unidos y naciones Europeas, cuando estos no pueden cosechar.
Como consecuencia de lo anterior, en los últimos cinco años las áreas de vid cosechadas
en el Perú, crecieron en 40%, y en, la reciente campaña de uva de mesa, octubre 2009 –
abril 2010, se registró un crecimiento del 50% en las exportaciones, con 62 mil
toneladas vendidas al exterior frente a las 41 mil toneladas de la campaña anterior, lo
que monetariamente significó US$ 50 millones más.
Según la Revista Inform@cción (2010) el área cultivada de uva en unos quince años
más igualaría al área cultivada de espárrago con un valor de ventas mayor a este en la
rama de productos no tradicionales.
Entre las nuevas zonas del norte del país donde se están instalando plantaciones
comerciales de vid para exportación, se encuentra la localidad de Casma (Ancash),
donde, debido a sus condiciones particulares de clima, se pueden obtener cosechas fuera
de época. El manejo del cultivo en esta localidad se hace en base a las experiencias
obtenidas de otros lugares del Perú, sin embargo la adecuación de estas tecnologías debe
de estar sustentada en la evaluación de los procesos fisiológicos y sus manifestaciones
en las condiciones ambientales de la zona.
Hasta el momento, en la zona de Casma, el cultivar Red Globe tiene el predominio
absoluto, y es conducido en el sistema de parrón español. Los periodos de cosecha
generalmente se ubican entre julio y noviembre y entre enero y mayo.
1
Uno de los aspectos que genera dificultad para obtener fruta de mayor calidad, es la
presencia de racimos cortos. Una alternativa para hacer frente a este inconveniente es el
empleo de reguladores del crecimiento, entre los que destaca el ácido giberélico, que
normalmente se aplica antes del cuaje.
Sin embargo las dosis y momentos específicos de aplicación siguen siendo objeto de
controversias, por lo cual los resultados no son consistentes y con frecuencia, la
respuesta que se obtiene no es la esperada. Además, el ácido giberélico afecta otros
procesos relacionados con importantes características de los frutos.
Por este motivo, el objetivo principal del presente trabajo, es estudiar el efecto de cuatro
concentraciones de ácido giberélico más un testigo, aplicadas en tres diferente estados
fenológicos de los racimos, en el alargamiento del raquis del cultivar de vid Red Globe
bajo las condiciones edafoclimáticas de la localidad de Casma. Adicionalmente se
evaluará la influencia de los mencionados factores en los siguientes parámetros de
calidad:
Peso del racimo
Número de bayas por racimo
Peso del escobajo
Diámetro ecuatorial y longitudinal de la baya
Peso de las bayas
Número de semillas por baya
Acumulación de grados Brix
Susceptibilidad al desgrane
2
II.- REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA
2.1. ASPECTOS ECONÓMICOS DE LA VITICULTURA
La viticultura mundial ocupa un área de 7´660,000 hectáreas, siendo Europa el
continente que posee más del 50 % de este total (4.4 millones de hectáreas). Los seis
países que destacan en áreas plantadas son: España (1´113,000 ha.), Francia (840,000
ha.), Italia (818,000 ha.), Turquía (505,000 ha.), China (470,000 ha.) y EE.UU.
(398,000 ha.). La producción mundial de uva es de 67´532,300 TM, de las cuales,
Europa tiene el 40%, Asia 26.5%, América 20.7%, África 6.0 % y Oceanía 2.8% (FAO,
2009).
En el ranking mundial de exportadores de uva de mesa para el año 2010, destaca Chile
en el primer lugar con US$ 975.47 millones, seguido de Italia que registra US$ 839.45
millones, y el tercer puesto lo ocupa EE.UU. con US$ 786.63 millones, lo que en
porcentaje del total mundial corresponde al 19%, 16% y 15%, respectivamente. El Perú
ocupa el lugar número 13 entre los países exportadores, con US$ 174.984 millones, que
es el 3% del monto total mundial de las exportaciones (PROMPEX, 2011).
En el año 2010 los envíos de uva peruana al exterior, alcanzaron 77 mil TM, a un
precio de venta promedio de US$ 2.29 el kilo, volumen que fue 21% más que la
anterior campaña (60 mil TM, en la que se vendió a un precio promedio de US$ 2.31
por kilo). En el año referido, los principales destinos de nuestras variedades de mesa
(con el volumen enviado a cada uno de ellos y el porcentaje del total exportado que
representa), fueron los siguientes: EEUU (21.19 mil TM, 27.2%), Países Bajos (11.02
mil TM,14.1%), Rusia (9.46 mil TM,12.1%), Hong Kong (7.76 mil TM, 9.8 %) ,Reino
Unido (3.99 mil TM, 5.1%) y China (3.32 mil TM, 4.2%) (ADEX, 2011).
En el sector de uvas para exportación, el Perú, al 2010, posee 11,168 hectáreas
cultivadas que se distribuyen en siete Departamentos, destacando Ica, Piura y La
Libertad con 7,000 ha, 2,042 ha y 1,416 ha, respectivamente. Los otros departamentos
con áreas mucho menores, son: Lambayeque, 300 ha.; Arequipa, 250 ha.; Lima, 100 ha.
y Ancash, 60 ha. Las variedades que destacan en importancia son: Red Globe, Superior
Seedless, FlameSeedless, CrimsonSeedless y Thompson Seedless (PROVID, 2010).
3
2.2. ORIGEN, DISTRIBUCIÓN Y CLASIFICACIÓN BOTÁNICA
Los primeros signos de existencia de la vid datan de la era prehistórica, así parece
deducirse por las semillas encontradas junto a vestigios que estaban extendidos en todo
el hemisferio norte, desde el Himalaya hasta lo que es actualmente el territorio de los
Estados Unidos. Cuando se produjeron las glaciaciones, en la era Cuaternaria, y el
hemisferio norte se cubrió de hielo, desapareció gran parte de las plantas (Sousa, 1996).
Sin embargo, algunas sobrevivieron en lo que se conoce como los refugios climáticos.
Esos refugios existieron en todo lo que es hoy Europa, Asia Menor y en los Estados
Unidos. El más importante, en el Asia, fue denominado Refugio Caucásico, donde se
conservó la mayor cantidad de especies vegetales, entre ellas la vid (Giovannini, 1999).
La vid, en la actualidad puede ser encontrada en una amplia faja del globo entre las
latitudes de 52ºN y 40ºS, pero su mejor desarrollo se logra en regiones de clima
mediterráneo, donde los veranos son más secos y sus inviernos húmedos y fríos (Galet,
1983).
La vid pertenece al grupo Cormófitas (plantas con raíz, tallo, hojas y autótrofas),
división Spermatophyta (planta con flor y semilla), subdivisión Angiospermae (planta
con semilla dentro del fruto), clases Dycotyledoneae (plantas con dos cotiledones, que
originan las primeras hojas), orden Rhamnales (plantas leñosas con un ciclo de
estambres dentro de los pétalos), familia Vitaceae (flores con corola de pétalos soldados
en la parte superior y de prefloración valvar, con cáliz poco desarrollado, gineceo
bicarpelar y bilocular, con fruto tipo baya) (Hidalgo, 1999; Alvarenga, et al., 1998).
La familia Vitaceae puede, ser dividida en dos géneros: Vitis (de gran importancia
económica, pues se destina a la producción de vino y frutas) y Cissus (con algunas
especies de interés medicinal y ornamental) (Sousa, 1996).
El género Vitis puede ser dividido en dos subgéneros: Muscadínea (comprende 3
especies) y Euvitis (comprende más de 50 especies). Dentro del subgénero Euvitis,
encontramos dos especies de gran importancia para la agricultura (Vitis labrusca y
Vitisvinifera), sea para la producción de vino, o para el consumo en fresco. La primera
4
es una especie de origen americana y presenta características más rústicas en cuanto a
susceptibilidad a enfermedades; la segunda es una especie de origen europeo, con
muchas de cuyas variedades se fabrica, más del 90% de los vinos existentes en el
mundo y con otras se produce la mayoría de las uvas de mesa (Giovannini, 1999).
Indudablemente vitisvinifera es la más importante a nivel mundial.
2.3. EXIGENCIAS CLIMÁTICAS
Los factores climáticos ejercen gran influencia en el cultivo de la vid. Cada estado
fenológico necesita de cantidades adecuadas de luz, agua y temperatura para que la viña
pueda desarrollar y producir uva de calidad (Mandelli, 2005).
La vid, a pesar de ser considerada una planta de clima templado, con hojas caducas,
presenta una capacidad de adaptación muy grande a diversas condiciones climáticas. Va
muy bien en condiciones de clima seco, con precipitaciones que varían de 400 a 600
milímetros anuales, sin embargo, su cultivo también ha desarrollado en regiones con
precipitaciones de 1000 milímetros al año (Giovannini, 1999).
La temperatura es el factor climático más importante que define el momento e
intensidad de las distintas fases fenológicas de la vid. La temperatura base, umbral de
crecimiento aparente, o cero de vegetación, corresponde a 10 °C, que es la temperatura
media diaria por encima de la cual se produce el desarrollo, aunque es importante
mencionar que hay variación en los sucesivos estados de desarrollo fenológico
dependiendo del cultivar (Antonacci, et al., 2001; Oliveira, 1998; Wilson y Barnett,
1983). La temperatura óptima para el desarrollo de las plantas está entre 15° y 30ºC,
pero es posible tener un viñedo en regiones con temperaturas entre 10° y 40ºC
(Sentelhas, 1998).
La vid es exigente en radiación solar, la falta de luz puede causar problemas
principalmente durante la floración y la maduración. La radiación solar es la mayor
fuente de energía para el proceso de evapotranspiración. (Pedro Júnior et. al., 1993;
Mandelli, 2005).
5
La luz es indispensable para la realización de la fotosíntesis y la absorción de la misma
está en el rango de 400 a 700 nm. La cantidad y calidad de luz en una localidad varían
con la latitud, época del año, hora del día, exposición del terreno y nubosidad. Si el
nivel de luz es muy bajo, las hojas producirán menos materia de la que necesita,
transformándose en hojas sin materia seca, dependiente de las otras hojas. Con nivel de
20 a 30 µmol.m2.s-1 o 1% de luz fotosintéticamente activa, la hoja se encontrará en
equilibrio productivo, ya que la tasa fotosintética se iguala a la respiratoria. Si es mayor
la intensidad lumínica, mayor será la fotosíntesis neta hasta llegar al punto de
saturación, correspondiente a 99% de la fotosíntesis neta máxima, donde ocurre la foto
inhibición, cayendo la tasa fotosintética (Gil, 2000).
Terra et al., (1997) consideran importante la amplitud térmica para una buena
coloración de bayas y acumulación de azúcares, por lo que es necesario que el total de
horas de insolación durante el periodo vegetativo sea alrededor de 1200 a 1400 horas.
La caracterización fenológica y la cuantificación de las unidades térmicas necesarias
para la vid para completar las diferentes fases del ciclo productivo proporcionan al
viticultor el conocimiento de las fechas probables de cosecha, indicando el potencial
climático de las regiones para el cultivo. La necesidad térmica de la vid mediante el
concepto de grados – día ha sido ampliamente usada, para su evaluación son necesarias
observaciones fenológicas en áreas de cultivo situadas en diferentes ecosistemas (Pedro
Júnior et al., 1993).
Existe una relación directa entre la latitud y la temperatura, si aumenta la latitud,
aumenta la estacionalidad del ambiente (los climas son más extremos). A menores
latitudes, la relación entre grados día y días para completar un determinado estado
fenológico es casi rectilínea, en cambio a mayores latitudes la relación se hace
curvilínea, y aumenta el número de días para alcanzar el estado fenológico determinado
(Antonacciet al., 2001).
Comparada a otras especies de plantas caducifolias, las vides, requieren pocas horas de
exposición a condiciones de bajas temperaturas para salir de la condición de dormancia
y regresar al desarrollo en la primavera. Ellas son, en general, poco exigentes en frío,
necesitando entre 50 y 800 horas de frío, variando en función del cultivar (Samish,
1954; Dokoozlianet al., 1995; Pires, 1998; Pires y Botelho, 2000). Si bien es cierto, en
6
climas templados la interrupción del periodo de dormancia ocurre naturalmente por las
temperaturas bajas de invierno, de acuerdo a Dokoozlianet al. (1995) no hay una
temperatura y tiempo de duración establecidos para una óptima ruptura de la dormancia
de la vid. Para los autores anteriores, el frío exigido por las vides y el papel que ejerce
en la regulación de la ruptura de la dormancia de las yemas aun no está bien definido.
Algunos resultados muestran que temperaturas por encima de 7.2 ºC también
influencian en la ruptura de la dormancia. Los estímulos de las bajas temperaturas son
recibidos por las células meristemáticas de las yemas (Galston y Davies, 1972;
Salisbury y Ross; 1994).
2.4. BIOLOGÍA
2.4.1. Morfología
La vid es una planta liana perenne. Está constituida por raíces, tallo principal, ramas y
hojas, estas partes son las responsables del sostén y mantenimiento de los frutos, que
son denominados bayas y están agrupados en racimos. Los frutos de la vid, así como las
hojas, pueden presentar diferentes formas y tamaños de acuerdo a la variedad a la que
pertenecen (Sousa, 1996; Terra et al., 1997).
La vid tiene varias raíces principales, que nacen lateralmente sobre la porción del tallo
usado como estaca para su propagación. El cultivar tiene influencia sobre la ubicación,
dirección, longitud y diámetro de las raíces. Las raíces de la vid colonizan capas poco
profundas del suelo, comprendidas entre los 20 y 50 cm., aunque Winkler (1962)
sostiene que la mayor parte de éstas se ubican a una considerable profundidad, entre los
60 y 150 centímetros. En la fase final del ciclo vegetativo anual, las raíces son zonas de
almacenamiento de carbohidratos, los cuales servirán para el desarrollo inicial de la
planta en el próximo ciclo (Reynier, 1995).
La importancia de las hojas se desprende de sus funciones, que son: transpiración,
fotosíntesis y respiración. Las hojas son de gran importancia para la intercepción de la
luz, realización de la fotosíntesis, protección de los frutos y producción de los
carbohidratos, que posteriormente serán transportados para las bayas en formación. La
disposición de las hojas en el brote es alterna y opuesta. Éstas se componen de un
7
pecíolo y un ensanchamiento en lámina, llamado limbo. El primero es un eje por el cual
pasan los haces libero leñosos, que unen el limbo con el brote, y su longitud varía de
acuerdo con el cultivar. El pecíolo se prolonga en el limbo a través de cinco nervaduras,
que se dividen en nervaduras más finas de órdenes superiores e irrigan toda la superficie
del limbo. La hoja se compone de cinco lóbulos, separados por senos o interrupciones
marcadas en el borde de la hoja. La hoja adulta es el órgano principal para el
reconocimiento visual de cultivares y patrones, ya que varían en tamaño, vellosidad,
forma y color (Hidalgo, 1999; Reynier, 1995).
La vid, es una liana que se debe podar severamente para regular su crecimiento, y
entutorarla si se quiere elevar por encima del suelo. Esto la distingue marcadamente de
otras especies frutales. El tronco, normalmente se divide en brazos, constituidos por
madera vieja. Los brazos son los portadores de la madera de poda; pitones y/o
cargadores, sobre los cuales se desarrollan los brotes del año. Los tejidos superficiales
de los tallos, se secan y mueren, tomando una coloración pardo – negruzca y agrietada,
que se desprenden con facilidad y comúnmente se llama ritidoma (Reynier, 1995).
Las yemas de la vid son compuestas, raramente simples. Están constituidas
exteriormente por escamas protectoras de forma triangular y de color pardo, bajo las
cuales existe una segunda protección llamada algodón o borra, de color blanquecino.
Ambas estructuras protegen de uno a varios conos vegetativos con sus respectivos
meristemos terminales o ápices vegetativos, sinónimos de brotes en miniatura con todos
sus órganos: hojas, zarcillos, uno a tres racimillos de flores y bosquejos de yemas. La
complejidad y grado de fertilidad no es externamente diferenciable como en otros
frutales. Existen diferentes tipos de yemas, las cuales se pueden clasificar según el
momento de brotación en las siguientes categorías:
• Yema pronta o de brotación anticipada: la brotación ocurre en la misma temporada
de su formación y da origen a brotes llamados nietos, feminelas o anticipados, los cuales
pueden producir fruta de mala calidad.
• Yemas latentes: como su nombre lo indica, estas yemas van a permanecer latentes, y
van a brotar a la temporada siguiente de su formación. La producción comercial se
sustenta en este tipo de yemas.
8
• Yemas adventicias: situadas sobre la madera de más de un año de edad, podrían
brotar después de la temporada de su formación. Estas yemas son generalmente
infértiles (Hidalgo, 1999).
De acuerdo a su ubicación, la vid no forma yema apical. En consecuencia todas las
yemas son axilares y están situadas sobre la inserción del pecíolo de las hojas. Los
conos vegetativos de este tipo de yemas tienen posiciones características. Arriba del
plano de inserción del pecíolo de la hoja, y ligeramente descentrada en relación a este,
se ubica la yema pronta; a continuación, centrada en relación a la base del pecíolo, esta
la yema latente. La yema latente, generalmente está compuesta de tres conos
vegetativos, el principal, ubicado al centro, y los dos secundarios, uno a cada lado de
este. Normalmente solo brota el cono principal, y los demás sufren una inhibición de
tipo hormonal. En la base del brote del año, se forma un grupo de pequeñas yemas
llamadas yemas basales, ciegas y casqueras. De estas, la que tiene cierta importancia es
la yema ciega, pues en la mayoría de las veces se comporta como latente, y a veces lleva
un racimo, las otras son del tipo adventicio (Hidalgo, 1999; Reynier, 1995).
Los brotes o sarmientos se originan de las yemas y están constituidos por entrenudos y
nudos, insertándose en estos últimos, las hojas, inflorescencias, zarcillos y yemas. La
longitud del sarmiento es variable, dependiendo del cultivar, vigor y sanidad. En el
brote se pueden distinguir dos partes: una preformada, que existía en la yema y tiene un
largo de cuatro a diez entrenudos, y otra que se desarrolla a partir del meristema apical
de la yema (Reynier, 1995).
Las flores son hermafroditas, perfectas, tienen un pistilo y cinco estambres, autofértiles
y están agrupadas en inflorescencias. Después de la floración, la inflorescencia queda
suspendida del pedúnculo a causa del peso de los frutos, recibiendo el nombre de
racimo, el cual está compuesto por el raquis y sus ramificaciones y los frutos son bayas
de formas variadas. La parte del pedicelo que penetra en la baya es denominada pincel
(Kunh, 2003).
La forma y tamaño del racimo en la madurez, que son características varietales
dependen de la forma inicial de la inflorescencia, y del número y volumen de las bayas.
En la baya, el tamaño, forma, color, consistencia, sabor, y separación del pedicelo, así
9
como el número y tamaño de las semillas también son características varietales
(Reynier, 1995).
2.4.2. Ciclo anual
Fase de movilización de reservas
El ciclo normal de la vid adulta se inicia con la llamada poda de invierno, donde,
después de pasar por un periodo de reposo, la planta inicia su brotación con las reservas
de carbohidratos acumuladas después el periodo de cosecha. Satisfechas las necesidades
en frío y alcanzada la temperatura de base (10°C, que es la temperatura media diaria por
encima de la cual se produce el desarrollo), las escamas que cubren las yemas se
separan dando origen a la brotación (Giovannini, 1999).
Después de la poda, y por las zonas del corte en las ramas, ocurre una exudación
acuosa. Esto es lo que se denomina el “lloro” y representa el inicio de la actividad de las
raíces, que comienzan a absorber agua y elementos minerales y a movilizar
carbohidratos. Debido al movimiento ascendente de la savia y por no haber todavía
vegetación sobre las plantas, ocurre la salida de ese exudado por las partes podadas
(Reynier, 1995).
El crecimiento de las ramas de las vides se ajusta a una curva sigmoidea, caracterizada
por un periodo inicial de crecimiento lento, seguida por un crecimiento rápido y
nuevamente por un crecimiento lento. El final de la fase de crecimiento rápido de las
ramas coincide con el pico de floración de las plantas (Pommer y Passos, 1990; Reynier,
1995).
Las nuevas brotaciones dependen inicialmente de la cantidad y movilización de las
reservas almacenadas el ciclo anterior, siendo el movimiento de las sustancias
asimiladas esencialmente en dirección acropétala (Hidalgo, 2002). Cuando los brotes
alcanzan aproximadamente 50% de su tamaño, pasan a producir más material
fotosintetizado del que consumen (Giovannini, 1999).
10
La segunda etapa de crecimiento es dependiente de la actividad fotosintética de los
órganos verdes de la planta, principalmente las hojas (Scarpare, 2007). A medida que
aumenta la temperatura, el crecimiento y la elongación del brote es cada vez más rápido,
alcanzando supunto más alto en tres a cuatro semanas, aproximadamente. Como las
ramas de las vides no forman yemas terminales, si hay condiciones favorables para su
crecimiento, este no se detiene (Giovannini, 1999).
El control del crecimiento se explica en parte por el balance endógeno entre
estimuladores e inhibidores en respuesta al ambiente y al propio estado de desarrollo de
la planta. El ácido giberélico, superando el efecto del ácido abscísico, sería el factor
preponderante de la extensión de los entrenudos, mientras que la caída de los
promotores, con el aumento, o no, del ácido abscísico, estaría relacionada con el
termino del crecimiento (Gil, 2000).
Después de la poda de invierno, además de las prácticas básicas de cultivo como riegos,
fertilización, control de malezas, etc., será necesaria la realización de otras labores
especiales como el aclareo del follaje (hojas y brotes), raleo de racimos y de frutos,
amarre de brotes a los alambres de la estructura de soporte, aplicaciones de reguladores
del crecimiento, etc (Terra et al., 1997).
Fases de inducción, iniciación y diferenciación floral
La actividad organogénica de los meristemas apicales de las yemas es la responsable de
la formación de las futuras estructuras de la planta. Algunos ápices meristemáticos
caulinares sufren grandes cambios fisiológicos, a partir del proceso de diferenciación, y
se transforman de un estado vegetativo a reproductivo, como resultado de lo cual se
forma el primordio de inflorescencia. Este proceso prosigue hasta que las yemas entren
en dormancia. De acuerdo con Bosset al. (2003), después de diferenciarse, las
inflorescencias inmaduras sobreviven durante el invierno en estado quiescente en la
yema dormante y después, con el inicio de la brotación de las yemas en la primavera
siguiente, el proceso de desarrollo continúa hasta la formación de las flores. Por otro
lado, Chadha y Shikhamany (1999) indican que en condiciones de clima subtropical, la
diferenciación coincide con la fase de fijaciónde frutos que en la India ocurre entre 45 y
60 días después de la poda de producción.
11
Las etapas del proceso de diferenciación floral son las siguientes:
Formación del anlage o primordio no diferenciado (protuberancia meristemática):
ocurre en la misma temporada de crecimiento del brote.
Formación de los primordios de inflorescencia: tiene lugar en la misma temporada
de crecimiento del brote.
Formación de las flores: ocurre en la temporada siguiente de crecimiento del brote.
Tomando como base la brotación:
-Una semana después se forma el cáliz
-Dos semanas después se forma la corola
-Tres a cuatro semanas después se forma el androceo
-Cuatro a cinco semanas después se forma el gineceo (Pérez, 1984; Pérez, 1992).
El estudio de la fisiología de la formación de las yemas florales o yemas fértiles en vid
es asunto que merece la mayor atención para la solución de problemas relevantes para la
producción. La profundización en esta área del conocimiento debe traer en el futuro
avances considerables en el desarrollo de la tecnología para producción de uvas de mesa
sin semillas y el aumento del promedio de los viñedos. (Botelhoet al., 2006a).
La ubicación de las yemas fértiles en el sarmiento es variable. Hay cultivares en los que
las yemas basales son prácticamente infértiles o de baja fertilidad, otros por el contrario
tienen una marcada fertilidad desde las primeras yemas, siendo lo normal una situación
intermedia. En ambos casos se produce un constante incremento de la fertilidad hasta la
mitad del sarmiento (yema número 16 aproximadamente), lugar desde el cual la
fertilidad comienza a decrecer (Hidalgo, 2002).
El exceso de vigor de las ramas es uno de los factores que puede llevar a la reducción de
la fertilidad de las yemas en vides (Botelhoet al., 2004).
Un fenómeno bastante común, que en principio tienen un componente varietal muy
importante y cuya presencia o intensidad es variable e inconstante en las diversas
temporadas, es la necrosis de yemas. Este problema, que también se conoce como
yemas partidas, aparece como consecuencia de la muerte de la yema principal, lo cual
determina que las laterales, inicialmente inhibidas, se desarrollen dando la apariencia de
una yema partida o doble (Gil, 1999; Laveeet al., 1984).
12
Se asume que la necrosis de yemas ocurre en todos los cultivares de uva de mesa, en un
10% y 30% de las yemas, pasando la mayor parte de las veces inadvertida dada la gran
capacidad de fructificación de la vid. Algunos datos establecidos para ciertos cultivares
indican lo siguiente:
Cultivares Victoria y Superior Seedless: las dos primeras yemas son necróticas en
un 60%, y luego esta característica se reduce a un 10%.
Cultivar CentenialSeedless: las seis primeras yemas son necróticas en un 60%, y
luego se reduce a un 20% (De Palma et al., 2000; Sansavini y Fanigliulo, 1998;
Pérez, 1992).
Fases de floración, polinización y fertilización
Después de la reanudación vegetativa, cuando el brote presenta aproximadamente de 6 a
7 centímeros, se inicia la aparición de los racimos de uva y se completa la última fase de
la diferenciación, la macro y micro esporogénesis. La floración o antesis no ocurre en
todo el racimo al mismo tiempo; primero florece la parte central del racimo, después la
base y por último la punta. Por eso es que con frecuencia se hace referencia a una
“floración inicial” (cuando se abren las primeras flores), una “plena floración” (cuando
75% de las flores ya están abiertas) y una “floración final” (cuando todas las flores están
abiertas o en vías de fructificar) (Pires y Pommer, 2003).
A diferencia de lo que ocurre con las yemas, en las vides no son frecuentes los
problemas de fertilidad de las flores. La flor de la vid es hermafrodita (perfecta),
contiene un pistilo y cinco estambres funcionales por el cual es posible la
autofecundación (cleistogamia), ocurriendo incluso cierto grado de autopolinización y
fecundación del ovario antes de la antesis, lo cual sin embargo, no es suficiente para una
adecuada fructificación, y es imprescindible la apertura total de la flor para que,
favorecido sobre todo por el viento, el polen llegue a los estigmas del mayor número de
flores posibles pues la polinización puede ser favorecida por el viento y por insectos. La
presencia de lluvias frecuentes o temperaturas muy bajas durante la antesis pueden
comprometer seriamente la fecundación de los ovarios (Gil, 2000; Pires y Pommer,
2003).
13
En condiciones de campo normales, la fertilización sucede dos o tres días después de la
polinización. Las temperaturas adecuadas para la germinación y el crecimiento del tubo
polínico están en la rango de los 26.7°C a 32.2ºC. Estos dos procesos son inhibidos a
temperaturas debajo de 15.6ºC y arriba de 37.8ºC (Dokoozlian, 2000). La baja
temperatura de 12/9 ºC (día/noche) afecta negativamente el crecimiento del tubo
polínico y de este modo, a la fructificación (Ebadiet al., 1995).
Fases de “amarre” o fijación y desarrollo de las bayas
Después de la floración, con la fecundación y el relativo estímulo hormonal, con la
presencia o no de la estenoespermocarpia, el ovario de la flor a través de la división
celular y su propio crecimiento, inicia la formación del fruto. La evolución que ocurre
con la baya en su crecimiento es representada por una doble curva “sigmoidea”, en la
cual se evidencian tres periodos:
Fase 1, o de crecimiento rápido de las bayas: dura cinco a siete semanas. En un
comienzo ocurre división y elongación celular, luego únicamente la segunda. Es en
esta fase donde se registra la mayor concentración de giberelinas en los frutos.
Fase 2, o de crecimiento lento: dura desde pocos días a cuatro semanas dependiendo
de la fecha de cosecha de la variedad. Ocurre principalmente organización de la
semilla con el crecimiento del embrión.
Fase 3, o de crecimiento rápido: Gran actividad de elongación celular debido a un
aumento en la concentración de giberelinas, pero de menor intensidad que en la fase
1. También ocurre acumulación de sólidos solubles, aumento en el pH y
acumulación de antocianinas en las bayas (Pérez et al., 2000; Reynier, 1995;
Hrazdinaet al., 1984).
Fases de maduración y cosecha
La pinta, envero o cambio de color ocurre al inicio de la fase de maduración final. Los
frutos pierden la coloración verde que les otorga la clorofila, asumiendo la coloración
típica del cultivar. Los pigmentos que colorean la piel de las bayas son polifenoles
conocidos como, flavonoides. En las uvas blancas, estos son las flaconas, mientras que
en las variedades oscuras son las antocianinas. La acumulación de antocianinas, así
como de otros fenoles y lignina en la epidermis de los frutos, es dependiente de la
14
disponibilidad de fenilalanina, la cual es sintetizada desde los carbohidratos. Igualmente
existen factores externos, que también son limitantes en la acumulación de antocianinas,
estos son: luz, diferencias de temperatura entre el día y la noche, y niveles hormonales
como por ejemplo de etileno (Hrazdinaet al., 1984).
En la pinta y luego de ésta, el flujo de agua y metabolitos hacia la baya a través del
xilema se reduce, debido al embolismo xilemático. Otros importantes eventos ocurren
en las bayas luego de iniciado el envero, como manifestación de importantes cambios en
el metabolismo que ponen fin a su crecimiento y dan inicio a la maduración: modifican
su estructura, pierden dureza y se ablandan; la acidez disminuye; los azúcares se
incrementan; se desarrollan sabores y aromas característicos, y la epidermis se recubre
de pruina (Hrazdinaet al., 1984).
Según Pommer y Passos (1990), a partir de la pinta la planta entra en la fase de
acumulación de reservas, pues produce más energía de la que consume. Sin embargo, es
después la cosecha, que la planta intensifica la movilización de los carbohidratos
producidos en las hojas hacia las zonas de almacenamiento, principalmente raíces y
tronco. Luego, las hojas comienzan a caer y un nuevo ciclo puede ser iniciado con la
poda.
El volumen de cosecha puede tener una acción directa sobre las substancias de reserva.
Las vides con producciones elevadas utilizan una mayor cantidad de carbohidratos y
destinan limitadas cantidades de estos productos para ser almacenadas como reservas, lo
que puede originar una menor productividad la campaña siguiente (Hidalgo, 2002;
Reynier, 1995)
La cosecha, tanto de las uvas de mesa como de aquellas para fabricar vino, es manual,
sin embargo, por su forma de consumo, en las primeras la recolección exige mayores
cuidados y precauciones. En esta fase, en las uvas de mesa, se acostumbra realizar la
primera limpieza de los racimos que consiste en retirarse restos foliares, ramas secas,
zarcillos y bayas defectuosas y dañadas. En seguida, los racimos deben ser acomodados
cuidadosamente en contenedores plásticos revestidos con espuma de polietileno con el
pedúnculo en alto y en un solo nivel (Benato, 2003).
15
2.5. CULTIVAR RED GLOBE
2.5.1. Antecedentes Generales
Este cultivar fue obtenido en un programa de mejoramiento en la Universidad de
California, Davis, U.S.A.; liderado por los profesor Harol P. Olmo y Albert Koyama
(Volosky, 1989). Las variedades involucradas fueron Emperor, Hunisa, Nocera y otras.
Se introdujo al mercado de los Estados Unidos como un nuevo y definido cultivar en el
año 1980 (Rosés y Valenzuela, 1999).
Red Globe es un cultivar rojo de bayas grandes y redondas, de gran calibre y con
semillas. Respecto a su fenología, se trata de un cultivar de brotación tardía, y
normalmente se cosecha tarde en la temporada, pero antes que Emperor. Su disposición
para el almacenamiento es excelente (Volosky, 1989). Red Globe es una de las
principales variedades de uva de mesa que se cultiva en Perú.
2.5.2. Algunas Características Botánicas del Cultivar
La planta es de vigor medio de producción pareja y consistente. Su fertilidad
generalmente la presenta entre la 5ta y la 6ta yema. La flor es hermafrodita y
autopolinizante. El racimo se caracteriza por ser grande y suelto, con un pedúnculo
largo y fino, y con aspecto armonioso en su condición natural. En cuanto a sus bayas,
éstas son de tamaño grande con un diámetro medio de 25 mm., redondas y ligeramente
más cortas en sus polos, de color rosado a purpurino, de pulpa carnosa y firme. En su
interior, la baya posee entre tres a cuatro semillas de fácil desprendimiento. Posee un
pedicelo firme que se une a la baya a través de una pestaña extensa otorgándole gran
resistencia al desgrane. Sumado a esta característica, ayuda un pincel largo y firme que
penetra en la baya tomando un color rosado suave (Volosky, 1989).
2.6. HORMONAS Y REGULADORES VEGETALES
Las hormonas vegetales son mayormente definidas como compuestos orgánicos, no
nutrientes, de origen natural, producido por la planta, los cuales en bajas
concentraciones (10-4 M) influencian el crecimiento y desarrollo vegetal, promoviendo,
16
inhibiendo o modificando procesos morfológicos y fisiológicos (Castro y Vieira, 2001;
Taiz y Zeiger, 2004). Las más importantes son: ácido abscísico, auxina, citoquinina,
etileno y giberelina.
Estas hormonas vegetales, naturalmente actúan de manera conjunta dentro de la planta,
proporcionando el equilibrio necesario para que todas las actividades inherentes a las
etapas fenológicas ocurran de forma armónica (Davies, 2004; Ruiz, 1998; Castro y
Vieira, 2001). Su efecto finalmente dependerá de la especie, de la parte de la planta, del
estado de desarrollo, de la concentración, de la interacción con otros compuestos y de
los factores ambientales (Salisbury y Ross, 1994).
Según Conde et al. (2007), las auxinas, citoquininas y giberelinas son promotores de la
división y expansión celular y son producidos principalmente por las semillas o, en el
caso de cultivares apirénicos, por los tejidos de los óvulos no fertilizados. Por eso en
vid, el tamaño final de la baya generalmente guarda relación directa con el número de
semillas que posee. Sin embargo, la producción de citoquinina por las semillas no está
completamente establecida para todas las especies de plantas.
Los niveles endógenos de determinada hormona están condicionados a factores
climáticos como luz y temperatura y también a la presencia o concentración de otras
hormonas (Collet al., 2001; Ruiz, 1998).
Por otro lado, los reguladores vegetales o biorreguladores son sustancias sintetizadas
que aplicadas exógenamente, poseen acciones similares a los grupos de hormonas
vegetales conocidos. Los reguladores vegetales pueden actuar directamente en las
diferentes estructuras celulares y en ellas provocan alteraciones físicas, químicas y
metabólicas (Castro y Vieira, 2001; Taiz y Zeiger, 2004). Sin embargo, de acuerdo con
la concentración utilizada, una misma sustancia puede pasar del papel de activadora a
inhibidora del crecimiento (Ruiz, 1998).
El estudio de la aplicación de reguladores vegetales en muchas especies cultivadas,
busca el dominio y control de los procesos fisiológicos de las plantas y, de cierto modo,
su acción ha mostrado resultados sorprendentes tanto por las reacciones divergentes de
17
plantas semejantes al empleo de un mismo producto como por la modificación de
ciertas técnicas consideradas tradicionalmente inalterables (Ruiz, 1998).
2.7. GIBERELINAS EN LA VITICULTURA
La acción de las giberelinas en la viticultura viene siendo intensamente estudiada a
través de aplicaciones exógenas de ácido giberélico, generalmente AG3, efectuadas
desde la aparición de la inflorescencia hasta el inicio de la maduración de los racimos.
Los estados en que más se usa este regulador son:
Pre floración: para la elongación del escobajo y obtener floraciones más uniformes.
Floración: para provocar un aborto de bayas del racimo.
Baya de 4 a 5 mm. en adelante: para provocar un mayor crecimiento de ésta.
Después de la cuarta aplicación ya no hay contribución al peso de la baya
(Benavente, 1988).
Generalmente los cultivares con semillas son muy sensibles a las aplicaciones de AG3
en prefloración, mientras que la respuesta al tratamiento de las bayas en postfloración es
relativamente pequeña (Lavee, 1987).
Las giberelinas son consideradas inhibidoras del proceso de floración en muchas
especies frutales, pero, el papel del ácido giberélico en la floración de las vides varía
según el estado de desarrollo de la yema latente. Inicialmente actúa como promotor de
la floración al ser requerido en el proceso de la formación del primordio indiferenciado
o anlage. Luego, en la fase de inducción floral, funciona como inhibidor de la
diferenciación floral ya que induce la transformación del anlange en zarcillos en lugar
de inflorescencias (Srinivasan y Mullins, 1980; Mullinset al., 1992).
El ácido giberélico aplicado no es traslocado al interior del racimo, o al menos no lo
hace con facilidad, pues sólo las partes tratadas responden a la aplicación del producto.
Por eso el mayor aumento en el tamaño de los frutos es obtenido cuando los racimos
son pulverizados o sumergidos en soluciones de ácido giberélico (Leão, 2000b). La
giberelina aplicada a las hojas tiene efecto reducido sobre el tamaño de los frutos,
(Weaver y McCune, 1959b).
18
Trabajando con el cv. Cabernet Sauvignon se ha detectado que entre dos y cuatro
semanas después de plena floración, existen dos picos de producción de giberelinas,
ambos en la fase I de desarrollo de las bayas y muy relacionados con el número de
semillas (Scienzaet al., 1978). Por eso es que los cultivares con semilla son mucho más
sensibles a las aplicaciones de AG3 para el crecimiento del fruto en pre floración cuando
la giberelina endógena aún no existe o es escaza y generalmente el efecto es pequeño o
menos marcado en los tratamientos post floración, momento en que hay giberelinas en
abundancia producida por las semillas.
En los cultivares sin semilla la giberelina puede ser detectada en los frutos solo durante
los primeros 14 días después de la antesis. Por ello es que el nivel endógeno de la
hormona en las bayas de estos cultivares puede ser un factor limitante de su desarrollo y
responden más ampliamente a las aplicaciones en estados más avanzados de la primera
etapa de su crecimiento (Coombe, 1960; Weaver, 1961; Lavee, 1987). Precisamente, es
una práctica muy empleada en las principales regiones productoras de uva de mesa del
mundo, la aplicación de AG3 para el crecimiento de bayas cuando estas tienen 3 a 5
milímetros de diámetro aproximadamente (Pires y Botelho, 2001).
El crecimiento de los frutos a partir de la fase II de la curva respectiva, parece que ya no
está relacionado con las giberelinas sino más bien con los azúcares que aumentan
rápidamente, favoreciendo de esta manera la entrada de agua en los frutos (Coombe,
1960).
Además del crecimiento de las bayas, otros efectos también pueden ser, de manera
general, activados por las aplicaciones de AG3. Por ejemplo cuando se aplica en plena
floración es posible provocar el aborto de las flores y el alargamiento del raquis,
formando racimos más sueltos. También puede producir el alargamiento de los
pedicelos (disminuyendo así la compacidad de los racimos), inducir la apirenia,
uniformizar y adelantar la maduración (Pires y Botelho, 2002; Santos et al., 2003; Pires,
1998; Taiz y Zeiger, 1998). Sin embargo, algunas veces puede también obtenerse
afectos indeseables con el uso del AG3, como por ejemplo un engrosamiento excesivo
de los racimos, ocasionando un mayor desgrane en cosecha y postcosecha; retardo en la
maduración con una menor acumulación se sólidos solubles, mayor acidez y menor
19
coloración de bayas; disminución de la fertilidad de yemas en la siguiente temporada,
etc (Weaver, 1961; Dokoozlian, 2000).
Existen una serie de reportes que informan de resultados variados encontrados en
cultivares específicos, tanto para uvas con semilla como para variedades apirénicas, con
aplicaciones de AG3 tempranas (crecimiento de racimos) y tardías (después del
cuajado). En ‘Red Globe’ por ejemplo se logra uniformidad y mayor peso de bayas
cuando se emplean concentraciones de 20 y 40 ppm, dos semanas después del cuajado,
en el momento en que los frutos tienen de 10 a 12 milímetros de diámetro (Dokoozlian,
2000; Rosés y Valenzuela, 1999). En la variedad Italia, aplicaciones de entre 0.5 a 50
ppm al inicio de floración dieron como resultado racimos más sueltos y alargados y
bayas con menor número de semillas y mayor concentración de sólidos solubles, sin
embargo cuando las aplicaciones fueron más tardías (frutos de 8 mm. de diámetro), aún
cuando se incrementó el peso de los racimos y las bayas, no hubo aumento de los
sólidos solubles (Guerra et al., 1981; Feitosa, 2002; Leãoet al., 2000b). Otros resultados
con esta misma variedad y con sus mutaciones Benitaka y Brasil, indican que el AG3 en
concentraciones de 10 a 30 ppm aplicado directamente sobre los racimos entre 20 y 30
días después de la floración sólo resultó en una mayor rigidez de la epidermis de los
frutos y sus pedicelos, sin afectar significativamente el tamaño y forma de las bayas
(Pires, 1998; Pires y Botelho, 2000). En otro cultivar con semillas como Niágara
Rosada (Vitis labrusca), tampoco se modificaron las características del fruto ni de los
racimos cuando se aplicó 100 ppm de AG3, 14 días después de la floración (Botelhoet
al., 2003a). Resultados similares se reportan con el cv. Delaware, con 50 ppm aplicado
antes y después de floración, pero cuando se agregó nitrato de amonio se incrementó el
tamaño de los frutos por un aumento del volumen de las células aún cuando el
contenido de sólidos solubles fue ligeramente menor (Unganset al., 2003).
Mucho más abundantes son los reportes de las aplicaciones de AG3 en uvas sin semilla,
en muchas de las cuales dichas prácticas forman parte obligatoria de su manejo
comercial. Sus efectos son múltiples y hay variaciones importantes según los factores ya
conocidos: cultivar, época y dosis. En ‘Thompson Seedless’ las aplicaciones por
inmersión de racimos antes de la floración dan como resultado que estos se alarguen y
se vuelvan más sueltos, mientras que si se hacen después de la floración, se logra un
mayor crecimiento de las bayas (Weaver y McCune, 1962).
20
Las variadas respuestas a la aplicación de giberelinas exógenas confirman que su efecto
está supeditado tanto a factores internos como externos y por lo cual, los momentos y
dosis para lograr los efectos deseados deben de ser precisados en función del cultivar y
de las condiciones medioambientales, especialmente clima.
Bajo la premisa anterior, se planificó el siguiente trabajo de investigación, teniendo
como objetivo principal determinar, en las condiciones de la localidad de Casma, el
efecto de cuatro concentraciones y tres épocas de aplicación de ácido giberélico en el
alargamiento del raquis y sobre otros parámetros relacionados con características de
calidad del fruto del cultivar de uva de mesa ‘Red Globe’.
21
III.-MATERIALES Y MÉTODOS
3.1. DESCRIPCIÓN DEL PREDIO Y DE LOS VIÑEDOS
El experimento en su fase de campo y postcosecha fue conducido en el Fundo “IV
Palos” de la Empresa “Agrícola y Ganadera Chavín de Huántar S.A.” (Latitud Sur 9º
24΄54.95”, Longitud Oeste 78º 20´34.28”), en la localidad de Casma, distrito de Casma,
Provincia de Casma, Departamento de Ancash. Dentro del mismo Fundo se encuentra la
Planta de Procesamiento de Uva con cámaras de frío y de aire forzado necesarios para
su empaque y refrigerado posterior, y es ahí donde se realizaron las evaluaciones
postcosecha a los racimos del experimento. La zona recién está incursionando en el
cultivo de vid, con la variedad Red Globe.
El distrito de Casma está localizado a 38 m.s.n.m. Los meses de enero, febrero y marzo
se caracterizan por ser los más secos (meses de verano, con 64% de humedad relativa),
mientras que los meses de junio, julio y agosto son un poco más húmedos (89% de
humedad relativa) y mayormente corresponden a los meses de invierno.
Durante el periodo de evaluaciones, en la estación meteorológica DAVIS del fundo, se
registraron, precipitaciones de 0.8 mm en promedio, temperaturas promedio de 18.9 º C,
humedad relativa alrededor de 79%, presión atmosférica promedio de 1015 mb
(milibares) y velocidad del viento promedio de 1 m/s y con dirección ESE (este sur
este).
El Fundo posee un suelo con una conductividad eléctrica de 2.74 dS/m, con pH 7.63,
contenido de materia orgánica de 0.02%, una capacidad de intercambio catiónico de
2.88 y clase estructural arenosa. El agua utilizada para realizar los riegos fueron
extraídos de pozos tubulares, y tiene una conductividad eléctrica de 2.81 dS/m y un pH
de 7.46 (Anexo 1 y 2).
El lote de 5 hectáreas de ‘Red Globe’ conducido en el sistema de parrón español, en
parte del cual se realizó el experimento fue instalado en el mes de abril del 2009, y
22
tiene como porta injerto a MGT 101-14. Los distanciamientos de siembra son de 3 x
2.5 metros, dando un total de 1,333 plantas por hectárea.
El riego se hace con el sistema de goteo, a doble manguera por lado de las plantas. Entre
goteros hay una distancia de 30 cm. y tienen un caudal de 4 litros por hora.
Durante el ciclo de crecimiento fueron realizadas las prácticas de cultivo habituales
como control de plagas, enfermedades y malezas; aplicación de fertilizantes a través del
riego y foliares y aplicación manual de materia orgánica (50 kg. /planta). También se
realizaron labores especiales propias de la vid como la poda (la misma que fue mixta,
dejando cargadores de 6 a 8 yemas y pitones de reemplazo de 4 yemas), raleo de
racimos, bajado o penduleo de racimos, descole de racimos, y entresacado de bayas.
3.2. MATERIALES Y EQUIPOS
Para marcar las plantas experimentales dentro del parronal y las panículas florales
respectivas, se hizo uso de etiquetas y cintas plásticas de colores, respectivamente.
Como fuente de ácido giberélico se empleó el producto comercial Ryz Up, que es el
usado normalmente en el Fundo, cuya concentración de ingrediente activo es 32 gr. /
litro. Las concentraciones aplicadas fueron 10 ppm (6,25 ml. de Ryz Up en 20 L. de
agua), 20 ppm (12,5 ml. de Ryz Up en 20 L. de agua), 30 ppm (18,75 ml. de Ryz Up en
20 L. de agua) y 40 ppm (25 ml. de Ryz Up en 20 L. de agua).
Para medir el crecimiento de los racimos evaluados en el campo, se hizo uso de una
cinta métrica, un cuaderno de notas para apuntar todas las medidas, un lapicero, y una
escalerita especial en forma de trípode hecha de eucalipto que en la zona se conoce
como “caballito”.
La cosecha se hizo con tijeras especiales y se usaron jabas plásticas cosecheras de 8.2
Kg. de capacidad acomodando los racimos en un solo piso evitando que se aprisionen
entre sí. Además se hizo uso de bolsas de polietileno en cada una de las cuales se colocó
un racimo para evaluar su desgrane.
23
En la Planta de Procesamiento los racimos cosechados se almacenaron en la Cámara de
frío con aire forzado y en las evaluaciones se emplearon los siguientes materiales y/o
equipos: calibrador, regla vernier, brixómetro y balanza digital.
También se hizo uso de cajas de cartón, para almacenar los racimos a temperatura
ambiente a fin medir el desgrane.
3.3. METODOLOGÍA EXPERIMENTAL EN CAMPO
El periodo del experimento abarcó desde de la poda (12 de abril), luego de la cual se
escogió y marcó las plantas experimentales sobre las que, en su momento, se aplicaron
los respectivos tratamientos, hasta la cosecha (4 de setiembre).
Dentro del lote de 5 hectáreas, se escogieron 75 plantas con la mayor similitud aparente
entre ellas, identificándolas con carteles de cartulina plastificada. Los tratamientos en
número de 15 fueron distribuidos al azar entre las plantas marcadas, de manera que cada
tratamiento fuese aplicado en 5 plantas. Al inicio del brotamiento, en cada planta
experimental se marcaron dos inflorescencias en dos brotes diferentes. Estas se
identificaron con cinta masking tape. Es decir, cada tratamiento se evaluó sobre 10
inflorescencias (2 por cada uno de las 5 plantas/tratamiento) que después se
transformaron en racimos fruteros.
Todas las plantas experimentales y marcadas se manejaron de manera igual a la del
resto del parrón del fundo, excepto en lo siguiente:
1° La aplicación de AG3 que se hace directamente sobre los racimos después de la cuaja
no se realizó en los racimos experimentales. Estos fueron cubiertos con bolsas de papel.
2° No se realizó raleo ni “descole” de los racimos, y tampoco raleo o entresacado de
bayas.
Los 15 tratamientos que se aplicaron fueron consecuencia de la combinación de los dos
factores en estudio: concentraciones de AG3 (cuatro más un testigo) y momentos de
aplicación (tres). El detalle de los niveles de cada factor es el siguiente:
24
A. Concentraciones del ácido giberélico.
1. 0ppm (Testigo)
2. 10 ppm
3. 20 ppm
4. 30 ppm
5. 40 ppm
B. Momentos o épocas de aplicación del ácido giberélico. Tres estados fenológicos,
todos antes de la cuaja:
1. E1. Inicio de crecimiento de panículas. (Después de la salida y expansión de las
hojas, cuando la panícula floral ya es visible): 15 de mayo
2. E2. Panículas totalmente formadas. Aproximadamente 2 semanas después del primer
momento, cuando la panícula floral está completamente separada de las hojas, y los
botones florales están separados entre sí: 29 de mayo
3. E3. Inicio de aperturas florales (con aproximadamente el 20% de flores abiertas): 12
de junio.
Las características morfológicas de estos estados se pueden observar en la figura 1.
La aplicación del AG3 se realizó por inmersión de las panículas florales en las
respectivas soluciones utilizando el método del “jarreo”.
Los tratamientos resultantes de la interacción de los dos factores se indican en el cuadro
1.
25
Figura 1: Estado de las inflorescencias al recibir los tratamientos. E1: Inicio de crecimiento de
panículas, E2: Botones florales separados entre sí, E3: Panículas florales con aproximadamente
el 20% de flores abiertas.
26
E1
E2
E3
Cuadro 1: Detalle de los tratamientos aplicados
Concentración de AG3
Época de aplicación
InicioCrecim. Paníc. (ICP)
15 mayo
Panic. Totalm. Form. (PTF)
29 mayo
Inicio Aperturas
Florales (IAF)12 junio
0 ppm E0C1(Testigo) E0C2(Testigo) E0C3(Testigo)
10 ppm E1C1 E2C1 E3C1
20 ppm E1C2 E2C2 E3C2
30 ppm E1C3 E2C3 E3C3
40 ppm E1C4 E2C4 E3C4
Para las evaluaciones de crecimiento en los racimos, se midió por separado el eje
principal o raquis y las ramificaciones laterales 2 y 10 (contados de la base al ápice del
racimo y que nacían directamente del raquis). Estos registros se realizaron en dos
fechas, al inicio del experimento y un día antes de cosecha:
Eje principal; 15 de mayo y 04 de septiembre
Ramificaciones laterales 2 y 10: 29 de mayo y 04 de septiembre
3.4 METODOLOGÍA EXPERIMENTAL EN POSTCOSECHA
Un días después de la última evaluación de campo, el 5 de septiembre, los racimos
fueron recolectados empleando tijeras de cosecha y se acondicionaron en bolsas de
polietileno para luego colocarlos en bandejas plásticas cosecheras con capacidad de 8.2
kilogramos. Estas se trasladaron inmediatamente a la planta de procesamiento del fundo
y mantenidas allí a la temperatura de 1ºC en cámara de frío mientras se realizaron las
determinaciones de los parámetros indicados a continuación:
Peso de los racimos: determinado directamente en balanza electrónica digital. La
medición se expresó en gramos.
Número de bayas: se cuantificó por conteo directo en los racimos.
27
Luego, en ocho bayas por racimo elegidas al azar (dos de la parte apical del racimo,
cuatro de la parte media y dos de la parte basal) se hicieron las siguientes mediciones:
Diámetro ecuatorial, en milímetros
Diámetro longitudinal, en milímetros
Peso, en gramos
Número de semillas
Sólidos solubles, medidos con un brixómetro
Después de estas evaluaciones, los racimos fueron embalados en cajas de cartón con
capacidad para 8.2 kilogramos y almacenados a la temperatura de 1ºC en cámara de frío
por 24 horas, al día siguiente se cuantificó el desgrane, es decir el número de bayas que
se desprendieron del racimo y cayeron en la bolsa de polietileno. Se expresó como
porcentaje en relación con el número total de frutos del racimo.
Finalmente, después de haber extraído todas las bayas del racimo se determinó el peso
del escobajo en gramos.
En la figura 2 se puede observar detalles de algunas de estas determinaciones
postcosecha.
3.5. DISEÑO EXPERIMENTAL Y ANÁLISIS ESTADÍSTICO
En el presente trabajo se empleó un Diseño Completamente al Azar con un Análisis
Combinado de dos factores 5 x 3, arrojando un total de 15 tratamientos, según el
esquema del cuadro 1 (Detalle de los tratamientos aplicados). Para la parte experimental
de campo, el crecimiento del raquis y las ramificaciones laterales de los racimos, se
evaluó por una comparación de incrementos.
Los datos fueron sometidos al análisis de varianza por el programa SAS (SYSTEM
HELP--MODELING & ANALYSIS TOOLS--DATA ANALYSIS), aplicando la
prueba de Duncan para la comparación de medias.
28
B
A
D
C
E
Figura 2. A: Pesado del racimo, B: Medición del diámetro ecuatorial de una baya
mediante el calibrador, C: Calibrador, D: Brixómetro digital, E: Pesado del escobajo
IV. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
29
4. 1. EVALUACIONES DE CAMPO
4.1.1. Longitud del raquis
Considerando el incremento del tamaño del raquis del racimo como índice de su
crecimiento, en el cuadro 2 se anotan las medidas alcanzadas como efecto de las épocas
y las concentraciones empleadas. En el cuadro 1 del anexo 4 están registradas las
longitudes promedio iniciales y finales de cada tratamiento.
Cuadro 2. Incremento de la longitud del raquis (cm), entre el 15 de mayo y el 04 de
septiembre (*).
E1 E2 E3 C
C0 15.43 15.43 19.08 16.70c
C1 18.08 18.41 22.17 19.54b
C2 20.23 22.66 24.55 22.31a
C3 18.63 21.53 21.47 20.55b
C4 21.37 20.071 23.80 21.92a
E 18.59c 19.72b 22.06a
*: En la columna de promedios de C y en la fila de promedios de E, las cifras con las mismas letras no son estadísticamente diferentes.
Según puede observarse, en todas las épocas de aplicación, las diversas concentraciones
de AG3 provocaron el incremento del tamaño del raquis pero sin alcanzar niveles de
significación estadística con relación a los testigos. Sin embargo, independientemente
de las épocas, el promedio de las concentraciones del regulador del crecimiento revela
una influencia significativa de todas ellas, destacando 20 y 40 ppm (C2 y C4,
respectivamente). De la misma manera, el promedio de las épocas arrojan un mejor
efecto a medida que las panículas estuvieron en estados más avanzados de desarrollo al
recibir su respectiva aplicación, siendo el mejor, cuando las panículas mostraban el
20%, aproximadamente, de antesis florales (E3). Esto último podría explicarse porque la
provisión de giberelina endógena al raquis en sus primeros estados de desarrollo
proviene de los brotes y hojas jóvenes, pues tal como anota Scienzaet al. (1978) recién
después de 2 y 4 semanas de la plena floración se presentan dos picos de producción de
30
la hormona en los frutos recién formados. De acuerdo a esto, la aplicación más tardía
coincidiría con un descenso de la giberelina endógena que llega al raquis por la madurez
de las hojas cercanas y la lejanía cada vez mayor del ápice del brote en crecimiento en
relación con las inflorescencias. En tales circunstancias el aporte de las aplicaciones
exógenas puede ser significativo.
Como efecto colateral se observó que en los racimos donde el incremento de la longitud
del eje principal fue más grande, su ápice mostró una ligera curvatura.
El efecto del AG3 en el alargamiento de los racimos está documentado desde hace
varios años, pero, tal como lo señala Benavente (1988), las variedades tienen diferentes
respuestas a las aplicaciones de AG3. Ya en 1959, Weaver y McCune (1959b)
trabajando con ‘Thompson Seedless’ determinan que aplicaciones tempranas de
giberelina, cuando los racimos tenían 4 centímetros de longitud, provocaban un rápido
aumento de la longitud del racimo. Más tarde, los mismos autores (Weaver y McCune,
1962), en la misma variedad, pero con dosis más elevadas, 100 a 1,000 ppm, y en
estados más avanzados de desarrollo de los racimos, con 7 centímetros de longitud,
antes de la floración, lograron un mayor crecimiento del raquis y de los pedicelos.
Con aplicaciones más tempranas de giberelinas, cuando los racimos tienen entre dos y
tres centímetros de longitud también se informa de resultados positivos en el incremento
del raquis, tanto en variedades de vino como en uvas de mesa sin semilla (Hernández y
Vargas, 1993; Coelho et al., 2004).
No obstante, algunas veces, como lo reportado para los cultivares Tokay y Zinfadel por
Weaver y Pool (1971), las aplicaciones de giberelinas para ralear frutos no tuvieron
influencia en la longitud de los racimos.
4.1.2 Longitud de la ramificación lateral 2 del racimo
31
La interacción entre los dos factores, cuadro 3, indica que el AG3 tuvo un efecto
negativo en crecimiento de la segunda ramificación lateral del racimo cuando se aplicó
en el momento más temprano (E1) y en el más tardío (E3), con E2 las cifras no
alcanzaron diferencia con el testigo. Los resultados son más consistentes en la primera
época en la cual con todas las concentraciones disminuyó la longitud de la ramificación,
mientras que en E3 esto sólo ocurrió con las concentraciones de 20 y 40 ppm.
Cuadro 3. Incremento de la longitud de la ramificación lateral 2 (cm.), entre el 29 de
mayo y el 04 de septiembre. (*).
E1 E2 E3 C
C0 7.38a 5.85a 8.11a 7.11a
C1 3.66b 6.50a 6.80ab 5.43b
C2 4.58b 5.60a 4.42c 4.93b
C3 4.22b 4.94a 6.48ab 5.17b
C4 4.98b 6.00a 5.45bc 5.47b
E 4.93b 5.74a 6.41a
*En cada columna, las cifras resultantes de cada tratamiento (En x Cn) con las mismas letras no son estadísticamente diferentes. En la columna de promedios de C y en la fila de promedios de E, las cifras con las mismas letras no son estadísticamente diferentes.
De manera independiente, el promedio de las concentraciones muestra un claro y
estadísticamente significativo efecto depresivo de todas ellas, sin diferencias entre las
mismas. El promedio de las épocas de aplicación revela un efecto restrictivo más
acentuado de las aplicaciones más tempranas (E1).
4.1.3 Longitud de la ramificación lateral 10 del racimo
32
Los resultados de los efectos de las aplicaciones del AG3 en el crecimiento en longitud,
mostrados en el cuadro 4, son bastante inestables para los tres momentos de aplicación.
En efecto, sólo la concentración más baja, 10 ppm, pero con efectos opuestos alcanza
niveles estadísticos significativos: depresivos del crecimiento para E1 y promotores del
mismo para E2. Para las aplicaciones más tardías ninguna concentración de AG 3 mostró
resultados diferentes al testigo.
Cuadro 4. Incrementos de la longitud de la ramificación lateral 10 (cm), entre el 29 de
mayo y el 04 de septiembre (*).
E1 E2 E3 C
C0 2.67ab 2.28b 2.31a 2.44a
C1 1.50c 3.62a 2.28a 2.45a
C2 1.80bc 2.96ab 2.96a 2.55a
C3 1.94bc 2.53ab 3.00a 2.49a
C4 2.88a 3.20ab 2.76a 2.94a
E 2.18b 2.90a 2.63a
*En cada columna, las cifras resultantes de cada tratamiento (En x Cn) con las mismas letras no son estadísticamente diferentes.En la columna de promedios de C y en la fila de promedios de E, las cifras con las mismas letras no son estadísticamente diferentes
De manera independiente, el promedio de las concentraciones señala que, a pesar de
existir una tendencia al incremento de la longitud, ninguna de ellas alcanzó niveles de
significación estadística. Por su lado, el promedio de las épocas manifiesta que un mejor
efecto promotor se logra con las dos aplicaciones tardías.
Los resultados que apuntan a una inhibición del crecimiento de las ramificación lateral 2
con algunas aplicación de AG3 podrían estar relacionados con el conocido efecto
inhibidor del crecimientos laterales de las auxinas, cuya síntesis posiblemente fue
promovida por la giberelina aplicada a través de la formación de enzimas proteolíticas
33
que liberan triptófano que es precursor de la auxina endógena ácido indol acético (AIA)
(Van Overbeek, 1966), pudiendo la giberelina, además, transportar a la auxina a su
lugar de acción (Kuraishi y Muir, 1963, citados por Weaver, 1980). También es posible
que las giberelinas protejan a las auxinas previniendo su destrucción enzimática al
inhibir la producción de de AIA oxidasa (Law, 1987).
4.2. Evaluaciones Postcosecha
En el anexo 5 cuadro 1, se anotan los promedios de todos los registros y
determinaciones efectuadas en los racimos y los frutos después de la cosecha.
4.2.1. Peso de los racimos
Según puede observarse en la figura 3.1, la giberelina aplicada en las dos primeras
épocas, mostró un efecto depresivo sobre el peso de los racimos, que alcanzó a ser
estadísticamente significativo para las concentraciones de 10, 30 y 40 ppm en la primera
época y para 10 y 40 ppm en la segunda. Sin embargo con la aplicación más tardía las
cifras registradas fueron similares al testigo, a excepción de 20 ppm que incrementó
significativamente el peso de los racimos.
Los promedios de los factores independientemente uno de otro, figura 3.2, muestran que
las concentraciones de 10 y 30 ppm de AG3 disminuyeron el peso de los racimos,
mientras que con 20 y 40 ppm fueron similares al testigo. En cuanto al promedio de
épocas, con la aplicación más tardía se cosecharon racimos de mayor peso que con las
épocas 1 y 2.
El peso de los racimos depende del peso del escobajo y el número y tamaño de las
bayas, y en la medida que estos sean alterados por los tratamientos habrá igualmente
una alteración correspondiente del peso del racimo.
Figura 3.1. Peso promedio de los racimos (gr.). Interacción de concentraciones de AG3
con cada época de aplicación.
34
E1 E2 E30
100
200
300
400
500
600
700
460.33a 463.25a 461.56b
341.11b298.71b
498.5b
383.75ab 363.33ab
659.67a
281.25b
373.13ab
461.75b
343.57b322.57b
554.67ab
Peso del racimoC0 C1 C2 C3 C4
Tratamientos (Interacción Época x Concentración)
PEso
en
gram
os (g
r.)
Figura 3.2. Peso promedio de los racimos (gr.). Promedios de épocas de aplicación y
concentraciones de AG3
E1 E2 E3 C0 C1 C2 C3 C40
110
220
330
440
550
362b 364.2b
527.23a
461.71a
379.44bc
468.92a
372.04c406.94abc
Peso de los racimosSeries1
Promedio de épocas y concentraciones independientes
Peso
en
gram
os (g
r.)
4.2.2. Peso del escobajo
35
En la figura 4.1 se observa que ninguna concentración de AG3 afectó el peso del
escobajo en relación con los testigos cuando se aplicaron en la época más temprana (E1)
y en la más tardía (E3), pero en la época intermedia (E2), las dos concentraciones
mayores dieron como resultado escobajos con un peso significativamente mayor que el
testigo. El promedio de las concentraciones (Figura 4.2), indica que,
independientemente de las ápocas de aplicación sólo la concentración mayor (40 ppm)
tuvo un efecto significativo, incrementando el peso del escobajo. Con respecto al
promedio de las épocas, el peso se incrementa, con diferencias estadísticas entre ellas, a
medida que las aplicaciones son más tardías.
Figura 4.1. Peso del escobajo de los racimos (gr.). Interacción de concentraciones de
AG3 con cada época de aplicación.
E1 E2 E30
5
10
15
20
25
30
35
40
21.22ab
17.12c
24.56a
18.56ab 19.57bc
25.25a
18.75ab21bc
30.33a
16.12b
28b29.87a
25.43a
37.86a
29.67a
Peso del escobajoC0 C1 C2 C3 C4
Tratamientos (Interacción Época x Concentración)
Peso
en
gram
os (g
r.)
Aparentemente el peso del escobajo no tuvo correspondencia directa con el peso total
del racimo.
Figura 4.2. Peso del escobajo de los racimos (gr.). Promedios de épocas de aplicación y
concentraciones de AG3.
36
E1 E2 E3 C0 C1 C2 C3 C40
8
16
24
32
20.01c
24.71b
27.93a
20.96b 21.12b23.36b
24.66b
30.98a
Peso del escobajoSeries1
Promedio de épocas y concentraciones independientes
Peso
en
gram
os (g
r.)
La deshidratación del raquis constituye uno de los principales factores de deterioro de
los racimos de la uva de mesa, que limita el tiempo de almacenaje, especialmente en el
cultivar Red Globe, y el potencial de deshidratación está relacionado con la calidad del
escobajo, mientras más grueso sea, el tiempo de almacenamiento en buenas condiciones
será mayor (Zoffoli y Godoy, 2004). El peso del escobajo empleado como parámetro en
el presente trabajo, sería un buen indicativo del vigor del mismo, de manera que el
mayor peso, hasta cierto límite, estaría relacionado directamente con una posible mejor
conservación de los racimos postcosecha, aún cuando un exceso de vigor podría
propiciar el desgrane.
4.2.3. Número de bayas por racimo
De acuerdo a lo que puede observarse en la figura 5.1, en la época de aplicación
temprana (E1), las concentraciones de 10 y 30 ppm dieron como resultado un menor
número de bayas que alcanzaron diferencias estadísticas significativas en relación con el
testigo, mientras que con las otras dos concentraciones las cifras fueron similares al
testigo. Sin embargo en la segunda y tercera época de aplicación (E2 y E3), el efecto
registrado fue un incremento del número de bayas de los racimos, que alcanzó
diferencias estadísticas con los testigos para 30 ppm en E1 y para 20 y 40 ppm en E3.
37
El número de bayas es un componente importante del peso del racimo, y esto se ve
claramente confirmado por los resultados, ya que, sobre todo para la época 1 y la época
3 hay una correspondencia estrecha con las cifras registradas para los dos parámetros.
Figura 5.1. Número de bayas de los racimos. Interacción de concentraciones de AG3
concada época de aplicación.
E1 E2 E30
102030405060708090
46a 45.75b 47.44c
32.33b
48.29b
60.25bc
44.62a
57.78ab
80a
28.37b
67.63a
53.12bc52.14a47.71b
70.22ab
Número de bayas por racimo C0 C1 C2 C3 C4
Tratamientos (Interacción Época x Concentración
Núm
ero
de b
ayas
Los promedios de cada factor indican, figura 5.2, que un mayor número de bayas en los
racimos fue influenciado por las dos últimas aplicaciones, destacando
significativamente la más tardía. Igualmente más bayas se formaron por efecto de las
concentraciones de 20 y 40 ppm.
Es bastante conocido el efecto raleador del AG3 en vides, como el informado por
Christodoulou et al. (1968), quienes concluyen que el ácido giberélico reduce el número
de bayas del racimo; de manera similar, trabajando específicamente con el cultivar
Italia, Leão et al. (2005) reportan que con concentraciones de AG3 de hasta 50 ppm
aplicadas al inicio de floración disminuyó el número de granos por racimo. Lagiberelina
puede funcionar como promotor de la formación del ácido indol acético, auxina
relacionada con la promoción de la abscisión de flores y bayas en estados tempranos de
desarrollo. Precisamente este es el resultado que se obtuvo en la época más temprana
con algunas concentraciones del regulador aplicado. Luego, el efecto raleador fue
perdiendo intensidad a medida que los racimos o las flores avanzaron en su desarrollo,
38
para finalmente registrarse un aumento de las bayas, resultado que concuerdan con lo
encontrado por Pires (1998) que demostró que el AG3, cuando es aplicado en plena
floración permite en el cultivar Maria, un incremento en el número de bayas.
Figura 5.2. Número de bayas de los racimos. Promedios de épocas de aplicación y
concentraciones de AG3.
E1 E2 E3 C0 C1 C2 C3 C40
10
20
30
40
50
60
70
41c
53b
62a
46b 47b
61a
50b57a
Número de bayas por racimo
Series1
Promedio de épocas y concentraciones independientes
Núm
ero
de b
ayas
4.2.4. Peso de las bayas
En cada época de aplicación no se encontró diferencias significativas para las diferentes
concentraciones de AG3 empleadas. El promedio de los factores, de manera
independiente anotado en la figura 6, muestra que, en comparación con los testigos, y
con niveles estadísticos significativos, todas las concentraciones del regulador, sin
diferencias entre ellas, afectaron negativamente el peso de las bayas. El promedio de las
épocas revela que las aplicaciones en la segunda época fueron más restrictivas.
Figura 6. Peso promedio de las bayas (gr.). Promedios de épocas de aplicación y
concentraciones de AG3
39
E1 E2 E3 C0 C1 C2 C3 C40
2
4
6
8
10
12
8.74a
6.66b
8.69a
9.91a
8.15b7.54b 7.79b
6.76b
Peso de bayasSeries1
Promedio de épocas y concentraciones independientes
Peso
en
gram
os (g
r.)
En un racimo, generalmente existe una relación inversa entre número de bayas y el peso
individual de cada una de ellas, eso se refleja de manera general en los resultados
obtenidos, es decir, el mayor peso de las bayas corresponden a racimos con menor
número de frutos y viceversa.
Otro factor que puede estar involucrado en el peso de los frutos es el contenido de
semillas. Por lo general las bayas más grandes poseen mayor número de semillas. Los
resultados de este último parámetro, que se muestran más adelante parecen confirmar
esta relación.
Las referencias son variadas y parece que con aplicaciones de giberelina en estados
fenológicos más avanzados de floración los resultados pueden favorecer el peso de los
frutos en variedades con semillas, tal como informan Dokoozlian (2000) y Rosés y
Valenzuela (1999) quienes encontraron un mayor peso de las bayas en ‘Red Globe’
cuando se aplicaron 20 y 40 ppm en época mucho más tardía, dos semanas después del
cuajado. Otros resultados con aplicaciones antes y después de floración en cultivares
como Niágara Rosada, Delaware, Italia y dos de sus mutaciones, señalan que con
40
concentraciones entre 10 y 100 ppm no se afecto ni el tamaño ni la forma de los frutos
(Pires, 1998; Pires y Botelho, 2000; Botelhoet al., 2003, Unganset al. 2003).
4.2.5. Diámetro ecuatorial y longitudinal de las bayas
En cada época de aplicación, alguna o algunas concentraciones de la giberelina
produjeron una reducción significativa del diámetro ecuatorial de los frutos en relación
con los testigos, tal como se anota en la figura 7.1. En efecto, en la época más temprana
fueron todas menos 20 ppm; en la segunda época, todas las concentraciones redujeron el
diámetro ecuatorial, y en la época más tardía sólo lo logró la concentración mayor, 40
ppm.
Figura 7.1. Diámetro ecuatorial promedio de las bayas (mm.). Interacción de
concentraciones de AG3 con cada época de aplicación.
E1 E2 E30
5
10
15
20
25
30
25.66a 25a 24.88a23.77b
21.85b
24.12ab24.25ab
20.22b
24.5ab23.75b
19.5b
24.37ab
20.71c 21.42b23b
Diámetro ecuatorial de las bayas
C0 C1 C2 C3 C4
Tratamientos (Interacción Época x Concentración)
Diám
etro
ecu
ator
ial e
n m
ilím
etro
s (m
m.)
41
El promedio de las concentraciones, independientemente de las épocas de aplicación, figura
7.2, indica que todas las concentraciones disminuyeron significativamente el diámetro
ecuatorial de los frutos en relación con los testigos, y el efecto fue más fuerte con la más
elevada, 40 ppm. De los tres momentos de aplicación, destacó significativamente por su
mayor efecto inhibidor, el promedio de la segunda época.
Figura 7.2. Diámetro ecuatorial de las bayas (mm.). Promedios de épocas de aplicación y
concentraciones de AG3.
E1 E2 E3 C0 C1 C2 C3 C419
20
21
22
23
24
25
26
23.63a
21.6b
24.17a
25.18a
23.24b 22.99bc22.54bc
21.71c
Diámetro ecuatorial de las bayasSeries1
Promedio de épocas y concentraciones independientes
Diám
etro
ecu
ator
ial e
n m
ilím
etro
(mm
.)
En lo referente al diámetro longitudinal (figura 8.1), aún cuando de manera general lo que
se registró igual que para el diámetro ecuatorial, fue una reducción de las medidas en los
tres momentos de aplicación, sólo en la época más temprana y en la más tardía las
diferencias con los testigos fueron significativas y sólo para la concentración más elevada,
40 ppm.
El promedio de las concentraciones, figura 8.2, señala que, a diferencia del diámetro
ecuatorial, el efecto depresivo fue menos amplio, pues la longitud de las bayas fue
significativamente reducida en comparación con los testigos sólo por las dos
concentraciones mayores, 30 y 40 ppm. Por otra parte, como para el diámetro ecuatorial, un
mayor efecto depresivo se registró con el promedio de la segunda época de aplicación.
42
Figura 8.1. Diámetro longitudinal promedio de las bayas (mm.). Interacción
deconcentraciones de AG3 con cada época de aplicación.
E1 E2 E30
5
10
15
20
25
3026.91a
24.37a
26.44ab25.41b
23.68a25.12abc
26.73ab
22.47a
26.58a26.1ab
21.71a
24.68bc
22.4c 23a24.58c
Diámetro longitudinal de las bayasC0 C1 C2 C3 C4
Promedio de épocas y concentraciones independientes
Diám
etro
ecu
ator
ial e
n m
ilím
etro
s (m
m.)
Figura 8.2. Diámetro longitudinal promedio de las bayas (mm.). Promedios de
épocas de aplicación y concentraciones de AG3.
E1 E2 E3 C0 C1 C2 C3 C421.5
2222.5
2323.5
2424.5
2525.5
2626.5
25.51a
23.05b
25.48a25.91a
24.74ab25.26ab
24.16bc
23.33c
Diámetro longitudinal de las bayasSeries1
Tratamientos (Interacción Época x Concentración)
Diám
etro
ecu
ator
ial e
n m
ilím
etro
s (m
m.)
43
4.2.6. Número de semillas
En la figura 9.1 se encuentra registrado el número promedio de semillas en las bayas de los
racimos que recibieron los diferentes tratamientos. En las tres épocas de aplicación se
puede observar que hay reducción de la cantidad de semillas por efecto de la giberelina
empleada. En la primera época, alcanzan diferencias significativas las concentraciones de
20 y 40 ppm de AG3 con las cuales se logra 1.6 y 1.1 semillas por fruto, respectivamente, en
comparación con 3.1 del testigo. Con las aplicaciones de la segunda época se reduce aun
más el número de semillas, y en esta oportunidad es con las concentraciones de 20, 30 y 40
ppm que se registran 0.8, 0.0 y 0.7 semillas por baya, respectivamente en comparación con
el testigo que tuvo 2.6 semillas. Con la aplicación más tardía sólo la concentración más
elevada de la giberelina, 40 ppm produjo frutos con menos semillas que el testigo (0.5 y 2.4
respectivamente).
Figura 9.1. Número promedio de semillas por baya. Interacción de concentraciones de AG3
con cada época de aplicación.
E1 E2 E30
0.5
1
1.5
2
2.5
3
3.53.11a
2.62a2.44a
2ab1.85ab 2a
1.62bc
0.88bc
2.16a2ab
0d
1.5a
1.14c
0.71cd0.55b
Número de semillas por bayaC0 C1 C2 C3 C4
Tratamientos (Interacción Época x Concentración)
Núm
ero
de se
mill
as
El promedio de los factores independientemente uno del otro, figura 9.2, indica que todas
las concentraciones de AG3 redujeron el número de semillas de las bayas con cifras
estadísticamente significativas, esta reducción fue mayor a medida que la
44
giberelinaaplicada fue más concentrada. El promedio de la época 2 tuvo un mayor efecto
reductor de semillas que la más temprana y la más tardía.
Figura 9.2. Número promedio de semillas por baya. Promedios de épocas de aplicación y
concentraciones de AG3.
E1 E2 E3 C0 C1 C2 C3 C40
0.5
1
1.5
2
2.5
3
1.97a
1.21b
1.73a
2.72a
1.95b
1.55bc
1.17cd
0.8d
Número de semillas por bayaSeries1
Promedio de épocas y concentraciones independientes
Núm
ero
de se
mill
as
La inducción a la apirenia por aplicaciones de giberelina a inicios de floración o en plena
floración es referida por muchos autores (Pires y Botelho, 2002; Santos et al., 2003; Pires,
1998; Taiz y Zeiger, 1998; Gil y Escobar, 1979). Posiblemente, el regulador actúe
directamente sobre las estructuras celulares de los óvulos de las flores o de los embriones
recién formados, provocando alteraciones físicas, químicas o metabólicas que culminan con
el aborto de los mismos.
Si bien es cierto la reducción del número de semillas a través de la aplicación de giberelina
puede ser un aspecto positivo importante en la calidad de las uvas, el peso de las mismas (y
lógicamente su tamaño), es afectado negativamente, tal como se puede apreciar en la figura
6.
45
4.2.7. Grados Brix de las bayas
En la figura 10.1 se observa que las aplicaciones de la giberelina en la primera época dieron
como resultado frutos con un mayor grado Brix, hasta 1.9 más, en relación con el testigo,
con diferencias significativas para todas las concentraciones a excepción de la más elevada
(40 ppm). Con la segunda aplicación la situación fue similar, alcanzando hasta 2.6 grados
más, pero en esta oportunidad sólo alcanzaron niveles de significación 20 y 30 ppm. En la
época más tardía, los resultados fueron iguales al testigo, salvo 20 ppm que registró un
menor grado Brix que el resto.
Figura 10.1. Grado Brix de las bayas. Interacción de concentraciones de AG3 con cada
época de aplicación.
E1 E2 E302468
1012141618
13.4b 13.26b14.08a
15.2a 14.7ab 15.11a15.35a 15.84a
12.36b
14.91a15.92a
14.83a14.4ab 14.82ab 14.81a
Grados Brix de las bayasC0 C1 C2 C3 C4
Tratamientos (Interacción Época x Concentración)
°Brix
Considerando los promedios de los dos factores de manera independiente, figura 10.2, se
puede observar que todas las concentraciones de AG3 empleadas y sin diferencias
estadísticas entre ellas, superaron significativamente a los testigos. En cuanto al promedio
de épocas, resultan mejor las aplicaciones de la segunda época, aunque sólo supera
estadísticamente a las aplicaciones más tardías (E3).
46
La acumulación de azúcares en las bayas es un evento bastante lejano a las épocas de
aplicación de los tratamientos pues tiene lugar en la etapa III de crecimiento del fruto, es
decir aproximadamente unos tres meses después, por eso es que la afectación de los grados
Brix sería un efecto indirecto de la giberelina aplicada, a través de modificaciones de
estructuras o procesos que ocurrieron en el momento de las aplicaciones, como el número
de semillas por ejemplo. Efectivamente, en los resultados es evidente la relación inversa
entre grados Brix y número de semillas, la cual se nota más claramente en la época 2,
donde las tres concentraciones con el menor número de semillas, resultan teniendo el mayor
grado Brix. Según Weaver e Ibrahim (1967), lo que existe es una relación inversa entre la
velocidad de acumulación de sólidos solubles y el número de semillas. Esto resulta algo
contradictorio y aún no está convenientemente explicado puesto que las semillas son
potentes movilizadores (“sink”) de solutos.
Figura 10.2. Grados Brix de las bayas. Promedios de épocas de aplicación
yconcentraciones de AG3
E1 E2 E3 C0 C1 C2 C3 C412.5
13
13.5
14
14.5
15
15.5
14.65ab14.91a
14.24b
13.58b
15a
14.52a
15.22a
14.68a
Grados Brix de las bayasSeries1
Promedio de concentraciones independientes
°Brix
Por otro lado, los resultados del presente experimento muestran que el número de semillas,
tal como ya se indicó oportunamente, tiene una relación inversa con el tamaño de los frutos,
de lo que se puede deducir que en los frutos más grandes tienen más probabilidades de
tener menor porcentaje de sólidos solubles. Al respecto, Sepúlveda y Valenzuela (1974),
47
trabajando con la variedad Moscatel Rosada, reportan que con aplicaciones más tardías,
frutos con 2 mm.de diámetro, de 30 y 50 ppm de giberelina, lograron aumentar el peso de
los racimos pero el porcentaje de sólidos solubles disminuyó notablemente.
4.2.8. Porcentaje de desgrane de los racimos
En la figura 11.1, para los tres momentos de aplicación se evidencia un efecto promotor de
las aplicaciones de la giberelina en la abscisión de las bayas en postcosecha. En la época
más temprana, las diferencias con el testigo alcanzan significación estadística con la
concentración más elevada de AG3, que duplica el porcentaje de desgrane de los racimos
sin tratamiento. En la época 2, todos los tratamientos con el regulador muestran cifras de
desgrane significativamente más elevadas que el testigo y con una tendencia a ser más
fuerte a medida que las concentraciones son más altas (con 40 ppm el porcentaje de
desgrane fue cuatro veces más el del testigo). En la época 3, sólo la concentración más baja,
10 ppm, arrojó porcentajes similares al testigo, con todas las otras la caída de los frutos fue
significativamente más elevada, y como en E1, 40 ppm duplicó el porcentaje de desgrane
de los racimos testigo.
El promedio de los factores, analizados de manera independiente uno del otro, figura 11.2,
muestra que las aplicaciones en la segunda época (E2), fueron más efectivas que las otras
dos, para incentivar el desgrane de los racimos. De manera similar, se puede observar que
todas las concentraciones superaron significativamente a los testigos que no recibieron
giberelina, destacando la más alta, 40 ppm, que fue estadísticamente superior a las otras tres
concentraciones.
48
Figura 11.1. Porcentaje de desgrane de los racimos. Interacción de concentraciones de AG3
con cada época de aplicación.
E1 E2 E302468
101214161820
6.04b4.32d
5.55c
8.84ab
10.47bc
5.5c
7.32b8.41c 7.85b
9.24b
13.9b
9.02b
12.21a
17.88a
12.3a
Porcentaje de desgrane de los racimosC0 C1 C2 C3 C4
Tratamientos (Interacción Época x Concentración)
Porc
enta
je d
e de
sgra
ne (%
)
Figura 11.2. Porcentaje de desgrane de los racimos (%). Promedios de épocas de
aplicacióny concentraciones de AG3.
E1 E2 E3 C0 C1 C2 C3 C402468
10121416
8.36b
11a
8.04b
5.3d
8.27c 7.86c
10.11b
14.13a
Porcentaje de Desgrane de los racimosSeries1
Promedio de épocas y concentraciones independientes
Porc
enta
je d
e de
sgra
ne (%
)
49
Numerosas referencias señalan que las aplicaciones de giberelina después del cuajado
provocan una pérdida de flexibilidad de los pedicelos, lo que trae como consecuencia un
incremento del desgrane postcosecha (Navarro et al., 2001; Defilipiet al., 2000; Gil, 2000;
Retamales y Cooper, 1999; Cooper et al., 1993; Retamales et al., 1993b; Ben-Tal, 1990;
Nakamura y Hori, 1981). Posiblemente las aplicaciones en etapas más tempranas como las
empleadas en la presente investigación, tengan similares efectos en los pedicelos. Sin
embargo, parece también que los desgranes registrados son producto de otras
modificaciones que se presentaron en la época de aplicación de los tratamientos, por
ejemplo, Weaver (1961) y Dokoozlian (2000) reportan que un mayor desgrane se presenta
cuando existe un excesivo grosor del racimo, y si comparamos los resultados de peso del
escobajo en la época 2 vemos que las mayores cifras de este parámetro se dan con las
concentraciones de 30 y 40 ppm, las mismas que en postcosecha alcanzan los mayores
porcentajes de desgrane. De la misma manera, comparando los resultados del desgrane con
aquellos referidos al número de semillas, se observa claramente que hay una relación
inversa bastante marcada entre los dos parámetros, tanto a nivel de las interacciones como
en los promedios independientes de los factores. Es decir, que a menor número de semillas,
mayor desgrane y viceversa. Probablemente siendo ‘Red Globe’ una uva con semillas, la
ausencia ocasionada de estas reduzca la capacidad de la bayas para atraer nutrientes y otras
substancias hacia ellas (capacidad de fosa o “sink”), e incluso para producirlas, debilitando
así su adherencia a los pedicelos.
50
V.- CONCLUSIONES
- Todas las concentraciones de AG3 en promedioincrementaron la longitud del raquis,
pero 20 y 40 ppm fueron mejores. Las aplicaciones más tardías tuvieron mayor
efecto.
- El crecimiento de la ramificación lateral 2 del racimo fue afectado negativamente
por todas las concentraciones de la giberelina en la época 1, y por 20 y 40 ppm en la
época 3.
- Las concentraciones aplicadas, en promedio no afectaron la longitud de la
ramificación lateral 10.
- El peso de los racimos disminuyó con los tratamientos de giberelina aplicados en la
primera y segunda época.
- El peso del escobajo fue superior al testigo con las dosis de 30 y 40 ppm aplicadas
en la segunda época
- El número de bayas disminuyó con 10 y 30 ppm de AG3 aplicadas en la época más
temprana y se incrementó con 30 ppm de la segunda época y 20 y 40 ppm de la
aplicación más tardía.
- En el peso de las bayas, las concentraciones en promedio tienen un efecto negativo
que se acentúa con el incremento de las mismas, y la segunda época de aplicación
afecta más que las otras dos.
- Los racimos que recibieron los tratamientos con la giberelina produjeron bayas con
un menor diámetro ecuatorial, efecto que fue más consistente con las aplicaciones
de la época 2. El diámetro longitudinal también fue afectado pero sólo con la dosis
más elevada en la época más temprana y la más tardía, y con 30 ppm en la época 2.
- El número de semillas fue reducido con las aplicaciones en todas las épocas, siendo
más fuerte el efecto con las aplicaciones de la segunda época.
51
- Los grados Brix fueron más elevados con las concentraciones de 10, 20 y 30 ppm
aplicada en la primera época y con 20 y 30 ppm en la época 2.
- El desgrane aumentó en los racimos que recibieron el tratamiento de AG3, los
resultados fueron más consistentes con los tratamientos de las épocas de aplicación
2 y 3.
52
VI.- BIBLIOGRAFÍA
ADEX. AdexDataTrade: Estadísticas. Asociación de exportadores. [en línea]
<http://www.adexdatatrade.com/ ranking.asp 2011>[consultado: 12 de diciembre]
ALVARENGA, A. A.; ABRAHÃO, E; REGINA, M.A. et al. Origem e classificação
botânica da videira. Informe Agropecuário, v. 19, n. 194, 1998. p.5 – 8.
ANTONACCI, D.; RAMOS, J.C.; e DALLA, J.E. Infuenzadelladisponibilitá térmica
sulle manifestación fenologichedella vite in diversearee di produzionedeidueemisferi.
Rivistadifrutticoltura e diortofloricoltura, 2001. 63(12): 65 – 72.
BEN – TAL. 1990. Effects of gibberellin treatments on ripening and berry drop from
Thompson Seedlessgrapes. Am. J. Enol. Vitic. Vol. 41 (2): 142 – 146
BENATO, E. A. Tecnologia, fisiologia e doenças pós-colheita de uvas de mesa. Em:
POMMER, C. V. Uva: tecnologia de produção, pós-colheita, mercado. Porto Alegre:
Cinco Continentes, 2003. cap. 10 p. 635-723.
BENAVENTE, E. 1988. El uso del ácido giberélico en uvas de mesa. Aconex 21: 11 –
13.
BOSS, P. K.; BUCKERIDGE, E. J.; POOLE, A.; and THOMAS, M. R. New insights
into grapevine flowering. Functional Plant Biology, Victoria, 2003. v. 30, n. 6, p. 593-
606.
BOTELHO, R. V.; PIRES, E. J. P.; TERRA, M. M.; e CARVAHO, C. R. L. 2003a.
Efeitos do thidiazuron e do ácido giberélico nas características dos cachos e bagas de
uvas ‘Niagara Rosada’ na região de Jundiaí-SP. Revista Brasileira de Fruticultura.
Jaboticabal. v. 25 (1): 96-99.
53
BOTELHO, R. V.; PIRES, E. J. P.; e TERRA, M. M. Efeitos do cycocel na fertilidade
de gemás e no crescimento de ramos de videiras cv. Itália (Vitisvinifera L.) Revista
Brasileira de Fruticultura. Jaboticabal. v. 26, n. 1, p. 78-81, 2004.
BOTELHO, R. V.; PIRES, E. J. P.; e TERRA, M. M. 2006a. Fertilidade de gemás em
videiras: fisiologia e fatores envolvidos. Ambiência, Guarapuava. v. 2, n. 1, p. 129-144.
CASTRO, P.R. C.; e VIEIRA, E. L. Aplicações de reguladores vegetais na agricultura
tropical. Guaíba: Agropecuária, 2001. 132p.
CHADHA, K. L.; and SHIKHAMANY, S. D. 1999. The grape: improvement,
productionand post harvest management. MalhotraPublishingHouse, New Delhi. 579p.
CHRISTODOULOU, A.; WEAVER, R. J.;and POOL, R. M. 1988.
Relationofgibberellintreatmenttofruit-set, berrydevelopment, and cluster compactness in
Vitisviniferagrapes. Proceedingsofthe American Society for Horticultural Science,
Mount Vernon, v. 92, p. 301-310, 1968.
COELHO de SOUZA, P.; JOSÉ, D.; e GOMES da SILVA, E. Efeitos do anelamento e
da aplicação de ácido giberélico e Crop Set sobre as características dos cachos de uvas
sem sementes no vale do São Francisco. Seminário Novas Perspectivas para o cultivo da
Uva sem Sementes, Embrapa Semi-Árido, Petrolina- Pernambuco, Brasil. Documentos
185, 2004.
COLL, J. B.; RODRIGO, G. N.; GARCIA, B. S.; y TAMÉS, R. S. 2001. En: Fisiologia
Vegetal. Madrid. EdicionesPirámide. 2001. 566p.
CONDE, C.; SILVA, P.; FONTES, N.; DIAS, A. C. P.; TAVARES, R.M.; SOUSA,
M.J.; AGASSE, A.; DELROT, S.; and GEROS, H.
Biochemicalchangesthroughoutgrape Berry developmentandfruitandwinequality. Food,
Braga, 2007 v. 1 n. 1-22.
54
COOMBE, B. G. Relationshipofgrowthanddevelopmenttochanges in sugars, auxins,
andgibberellins in fruitofseededandseedlessvarietiesofVitisvinifera L. PlantPhysiology,
v. 35, 1960. p. 241 – 250.
COOPER, T.; BOTTI, C.; RETAMALES, J. y CALLEJAS, R. Desgrane en uva
Sultanina: Aspectos histológicos y mecánicos. 1993. Aconex 41: 5 – 10.
DAVIES, P. J. Plant hormones: biosíntesis signal transduction, action. 2004. 3 rd Ed.:
Kluwer Academic Publishers, Dordrecht. 705p.
DE PALMA, L.; NOVELLO, V.; e TARRICONE, L. Influenza dellacarica di gemm.e e
dellapotatura di allevamento su fertilitá e produzione di vite cv. Victoria. Rivista di
frutticoltura e di ortofloricoltura. 62(3): 69 – 74. 2000.
DEFILIPPI B., RETAMALES J. 2000. Manejo de postcosecha. En: Uva de mesa en
Chile. Colección Libros INIA N° 5.Santiago, Chile. pp.304-308.
DOKOOOZLIAN, N. K.; WILLIAMS, L. E.; and NEJA, R. A. Chilling exposure and
hydrogen cyanamide interact in breaking dormancy of grape buds. HortScience,
Alexandria, 1995 v. 30, n. 6, p. 1244-1247.
DOKOOZLIAN, N. Plant growth regulators in use for table grape production in
California.En: Cuarto Simposio Internacional de Uva de Mesa: 28 de noviembre al 1 de
diciembre. La Serena. InstitutoNacional de InvestigacionesAgropecuarias, 2000.pp 122
-13.
EBADI, A.; MAY, P.; SEDGLEY, M.; and COOMBE, B. Effect of low temperature
near flowering time on ovule development and pollen tube growth in the grapevine
(Vitisvinifera L.), cvs. Chardonnay and Shiraz.Australian Journal of Grape and Wine
Research, Adelaide, v. 1, n. 1, p. 11-18, 1995.
FAO.FAOSTAT Food and Agriculture Organization.[en línea].
<http://faostat.fao.org/site/535/default.aspx#ancor>[consulta: 12 de abril del 2011]
55
FEITOSA, D. A. M. Efeitos do CPPU y AG3 no cultivo de uva ‘Italia’ na região do
submédio São Francisco, Nordeste do Brasil. Revista Brasileira de Fruticultura,
Jaboticabal, v. 24, n. 2, p. 348-353, 2002.
GALET, P. Précis de viticulture. 4ta.ed. Montpellier: Déhan. 1983, 584p.
GALSTON, A. W. e DAVIES, P. J. Mecanismo de controle no desenvolvimento
vegetal. São Paulo: Edgard Blucher Ltda., 1972. 171p.
GIL, G. Fruticultura: El potencial productivo. Santiago. Ediciones Universidad Católica
de Chile, 1999. 342 p.
GIL, G. Fruticultura: La producción de fruta. Santiago. Ediciones Universidad Católica
de Chile, 2000. 583 p.
GIL, G.; ESCOBAR, R. Empleo del ácido giberélico para regular la compactación de
racimos en parronales vigorosos. Ciencia e Investigación Agraria, v. 6, n. 1, p. 15-20,
1979.
GIOVANNINI, E. Produção de uvas para vinho, suco e mesa. Porto Alegre:
Renascença, 1999, 364p.
GUERRA, M. P.; BARCELLOS, F. M. e KOLLER, O. C. Influência do ácido
giberélico, aplicado em floração e pós-floração, sobre as características do cachos da
videira Itália (Vitisvinifera L.). In: CONGRESSO BRASILEIRO DE
FRUTICULTURA, 1981. v. 4, p. 1278-1286.
HERNÁNDEZ, A.V. y VARGAS, L.G. Efectodel ácido giberelico sobre
lacompactacióndel racimo de las vides "Mourvedre" y "Syrah". Revista de laFacultad
de Agronomía, Universidad de Zulia, Maracaibo, Venezuela. v. 10, n. 2, 1993.
HIDALGO, L. 1999. Tratado de viticultura general. Ediciones Mundi –Prensa. Madrid.
1147 p.
56
HIDALGO, L. 2002. Tratado de viticultura general. 3ra. ed.: Mundi-prensa, Madrid.
1235p.
HRAZDINA, G., PARSONS, G. and MATTICK, L.
Physiologicalandbiochemicaleventsduringdevelopmentandmaturationofgrapeberries.
Am. J. Enol. Vitic. Vol. 35 (4): 220 – 227, 1984.
INFORM@CCIÓN. Mercados Internacionales Agrícolas: Uva. Revista Inform@cción.
Edicióndelmes de agosto. 2010.
KUHN, G. B. Descrição da planta. In: KUHN, G. B. Uva para processamento.
Produção. Aspectos técnicos. Bento Gonçãlves: Embrapa informação Tecnológica,
2003. cap. 4. p.24-26.
LAVEE, S.; ZIV, M.; MELAMUD, H. y BERNSTEIN, Z. Necrosisenyemas de uva
(Vitis vinífera cv Queen). PontificiaUniversidad Católica de Chile. Curso breve: Uva de
mesa de exportación, problemas de producción, y calidad. Santiago. 23 p, 1984.
LAVEE, S. Use fullness of growth regulators for controlling vine growth and improving
grape quality in intensive vineyards.ActaHorticulturae, Davis, v. 206, p. 89-108, 1987.
LAW, D.W. 1987. Gibberellin-enhanced indole-3-acetic acidbiosynthesis: D-tryptophan
as a precusorof indole-3-acetic acid. Physiol. Plant. 70, 626-632
LEÃO, P. C. S. Manejo e tratos culturais da videira. Petrolina, PE: Embrapa Semi-
Árido, 2000b. Não paginado. Apostila apresentada no Curso sobre Manejo da Cultura e
Agronegócio da Uva de Mesa, Petrolina, PE, 2000b.
LEÃO, P. C. de S.; SILVA, D. J.; e SILVA, E. E. G. Efeito do acido giberelico, do
bioestimulantecrop set e do anelamento na produção e na qualidade a uva ‘Thompson
Seedless’ no Vale do São Francisco. Revista de Fruticultura, Jaboticabal, vol. 27, n. 3,
p. 418-421, 2005.
57
MANDELI, F. Comportamento meteorológico e suainfluenciêncianavindima de 2005
naserragaúcha. BentoGonçalves: Centro nacional de pesquisa de uva e vino, 2005. 6p.
(EMBRAPA uva e vino. Comunicado técnico, 58).
MULLINS, M. G.; BOUQUET, A. and WILLIANS, L. E. 1992.
Biologyofthegrapevine. New York: Cambridge University Press, 239p.
NAKAMURA, M., and Y. HORI.Postharvest berry drop of seedless berries produced
by GA treatment in grape cultivar "Kyoho". I. Relationship between postharvest berry
drop and rachis hardness. J. Agric. Res. (Tohoku) 32:1-13. 1981
NAVARRO O., Mauricio; RETAMALES A, Julio; DEFILIPPI B., Bruno. Efecto del
arreglo de racimo y aplicación de citoquinina sintética (cppu) en la calidad de uva de
mesa variedad Sultanina tratada con dos fuentes de giberelinas. Agric. Téc., Chillán, v.
61, n. 1, enero 2001.
OLIVEIRA, M. Calculationofbudbreakandflowering base temperatures for
Vitisviniferacv. Toriga Francesa in the Douro regionof Portugal. American
JournalEnologyViticola. Volumen 49 (1): 74 – 78, 1998.
PEDRO JÚNIOR, M. J.; SENTELHAS, P. C.; POMMER; C. V.; MARTINS, F. P.;
GALLO, P. B.; SANTOS, R. R.; BOVI, V. e SABINO, J. C. Caracterização fenológica
da videira ‘Niágara Rosada’ em diferentes regiões paulistas. Bragantia, Campinas, v. 52,
n. 2, p. 153-160, 1993.
PÉREZ, J. 1984. Fisiología de floración y fructificación de la vid de mesa. Problemas
de la yema dormida. Fundación Chile, Santiago de Chile, 13 p.
PÉREZ, F. 1992. La uva de mesa. Madrid. Ediciones Mundi – Prensa, 153 p.
PÉREZ, F., VIANI, C. and RETAMALES, J. Bioactive gibberellins in seeded and
seedless grapes: identification and changes in content during berry development.
American JournalEnologyViticola. Vol 51 (4): 315 – 318, 2000.
58
PIRES, E.J.P. Emprego de reguladores de crescimento em viticutura tropical. Informe
Agropecuário, v.19, n.194, p. 40-43, 1998.
PIRES, E. J. P.; e BOTELHO, R. V. Uso de reguladores vegetais na cultura da videira.
In: Simposio Brasileiro sobre uvas de mesa, 2000. Ilha Solteira, Culturas de uvas de
mesa: do plantio á comercialização. Anais. Piracicaba: ALGRAF, 2001. P. 129-147.
PIRES, E. J. P.; e BOTELHO, R. V. Emprego de reguladores de crescimento em
vitivultura. In: Viticultura e Enologia: atualizando conceitos. Belo Horizonte: EPAMIG
– FECD. p. 59-81, 2002.
PIRES, E. J. P.; BOTELHO, R. V.; e TERRA, M. M. Efeitos do CPPU e do ácido
giberélico nas características dos cachos da uva de mesa ‘CentennialSeedless’. Ciências
Agrotecnicas, Lavras, v. 27, n. 2, p. 305-311, 2003.
PIRES, E. J. P.; e POMMER, C. V. Fisiologia da Videira. In: POMMER, C. C. Uva:
tecnologia de produção, pós-colheita, mercado. Porto Alegre, cinco Continentes. cap. 4,
p. 250-295, 2003.
POMMER, C.V.; e PASSOS, I.R.S. Fisiologia da videira: como produz açúcar uma
videira. Campinas: IAC. 20p. (IAC.Documentos, 20), 1990.
PROMPEX. COMISIÓN PARA LA PROMOCIÓN DE EXPORTACIONES DEL
PERÚ. Récord de las exportaciones peruanas por sector.[en línea]
<http://www.siicex.gob.pe/siicex/portal5ES.asp?
_page_=172.17100&_portletid_=sfichaproductoinit&scriptdo=cc_fp_init&pproducto=0
806100000>[consulta: 12 de diciembre del 2011]
PROVID. 2010. Posicionamiento de la uva de mesa. Revista de la Asociación de
Productores de Vid. Edición de Marzo, N°04.
RETAMALES, J., T. COOPER, C. BOTTI, y R. CALLEJAS. Desgrane en uva
Sultanina: aspectos histológicos y mecánicos. Aconex 41:5-10. 1993.b
59
RETAMALES, J., and T. COOPER. Berry drop and fruit removal forces as related with
GA3 applications in table grapes. Acta Hortic. 329:81-83. 1993
REYNIER, A. 1995. Manual de viticultura. Quinta edición. Bilbao. Ediciones Mundi –
Prensa, 407 p.
ROSES, H.P. y VALENZUELA, J. Uva de mesa en Chile, Red Globe y
CrimsonSeedless. Tierra adentro 27: 22 – 25, 1999.
RUIZ, V. S. 1998. Fitorreguladores. In: LOS PARASITOS de la vid: estrategias de
protección razonada, 4ta ed.: Mundi-Prensa, Madrid. p. 303-306.
SALISBURY, F. B.; and ROSS, C. W. 1994.Fisiología vegetal. Trad. Velázquez. V. G.
México: Iberoamérica, 759p.
SAMISH, R. M. Dormancy in woodyplants. AnnualReviewPlantPhysiology, 1954. v. 5,
p. 183-203.
SANSAVINI, S.; e FANIGLIULO, G. Fertilitádellegemm.e e influenza
dellapotaturasullafruttificazionedelleuveapirene “CentenalSeedless” e “Sugraone”.
Revista difrutticoltura e di ortofloricoltura. 60(2): 55 – 60, 1998.
SANTOS, R. N.; SANTOS, H. P.; VENTURIN, M.; e CAMARGO, U. A. Fisiologia
Vegetal: novas abordagens para antigos problemas, 9: Influência de doses e épocas de
aplicação de ácido giberélico sobre o desenvolvimento do traço de semente em uva
apirênica. Em: CONGRESSO BRASILEIRO DE FISIOLOGIA VEGETAL. Resumos:
BrazilianJournalofPlantPhysiology, Atibaia/SP, 2003. v. 15, suplemento, p. 191.
SCARPARE, F. V. Determinação de indicesbiometeorologicos da videira ‘Niagara
Rosada’ (Vitislabrusca L.) podadas em diferentes épocas e fases do ciclo vegetativo.
Dissertação (Mestrado em Física do Ambiente Agrícola) – Escola Superior de
Agricultura “Luiz de Queiroz”, Universidade de São Paulo, Piracicaba, 2007. 75p.
60
SCIENZA, A. R.; MIRAVALLE, C.; VISAI, M.; and FREGONI.Relationship between
seed Lumber, gibberellin and abscisic acid levels and ripening in Cabernet Souvignon
grape berries.Vitis. 1978. v. 17, p. 361.
SENTELHAS, P. C. Aspectos climáticos para a viticultura tropical. Informe
Agropecuário. v. 19, n. 194, p.9-14, 1998.
SEPÚLVEDA R., G. y VALENZUELA B., J. Efectosdel A.G. enlaproducción de vid
(Vitisvinifera L.) cultivar Moscatel Rosada. Agricultura Técnica (Chile) 34(4): 221-227,
1974.
SOUSA, J.S.I. Uvas para o Brasil. 2da ed. Piracicaba: FEALQ, 1996. 791p.
SRINIVASAN, C. and MULLINS, M. G. Effects of temperature
andgrowthregulatorsonformationofanlagen, tendrilsandinflorescence in Vitisvinifera L.
AnnalsofBotany, Oxford, v. 45, p. 439-446, 1980.
TAIZ, L. and ZEIGER, E. PlantPhysiology. Secondedition. Sunderland.
Sinauerassociates, Inc. 814 p, 1998.
TAIZ, L., eZEIGER, E. Fisiologia vegetal. 3ra ed. Porto Alegre. 719p, 2004.
TERRA, M. M.; PIRES, E.J.P. e POMMER, C.V. et al. (Coord.). Tecnologia para
produção de uva Itália na região noroeste do estado de São Paulo. Campinas, 1997.58 p.
(CATI.DocumentoTécnico, 97).
UNGSA, M.; KATO, K; TAKEMURA, K; HORI, T.; OHARA, H.; OHKAWA, K.;
MATSUI, H.; and BUKOVAC, M. J. Effects of the combination of gibberellic acid and
ammonium nitrate on the growth and quality of seedless berries in ‘Delaware’ grape.
JournaloftheJapaneseSociety for Horticultural Science, v. 72, n. 5, p. 366-371, 2003.
VAN OVERBEEK J. (1966). Plant hormones and regulators.Science152, 721–731.
61
VOLOSKY, S. Uvas de mesa cultivadas en Chile destinadas a la exportación XV.
Variedad Red Globe.Aconex 23: 29 – 32, 1989.
WEAVER, R. J. 1961. Growth of grapes in relation to gibberellin. In: GOULD, R. F.
(ed.). Gibberellins: advances in chemistry series, n. 28. American ChemicalSociety:
Washington. p. 89-108.
WEAVER, R. J. 1980. Reguladores del crecimiento de las plantas en la agricultura.
México, Trillas. 622p
WEAVER, R. J. and IBRAHIM, I. M. 1967. Effect of thinning and seededness on
maturation of Vitisvinifera L. grapes.American society for Horticultural Science, Mount
Vernon, v. 92, p. 311 – 318.
WEAVER, R. J.; and McCUNE, S. B. 1959b.Effect of gibberellin on seedless
Vitisvinifera.Hilgardia, Berkeley, v. 29, n. 6, p. 247-275.
WEAVER, R. J.; and McCUNE, S. B. 1962.Studies on prebloom sprays of gibberellin
to elongate and loosen clusters of ‘Thompson Seedless’ grapes.American Journal
Enology Vitivulture, Davis, v. 13, p. 15-19.
WEAVER, R. J.; and POOL R. M. Thinning ‘Tokay’ and ‘Zinfandel’ grapes by bloom
sprays of gibberellin.Journal American Societyfor Horticultural Science. 96(6): 820-
822.1971.
WILSON, L.T y BARNETT, W.B. 1983. Degree- days, an aid in crop and pest
management. California Agricultura 37 (1-2): 47.
WINKLER, A. J. 1962.General viticulture.Univerity of California Press. California. 843
p.
ZOFFOLI, J. y GODOY, S. Caracterización de la deshidratación del raquis de la uva de
mesa cv. Red Globe. Simiente 74(3-4): 1-91; 2004. Santiago de Chile. 2004.
62
ANEXOS
63
Anexo 1.Análisis de suelo
ANALISIS DE SUELOS : CARACTERIZACION
Solicitante : AGRÍCOLA Y GANADERA CHAVÍN DE HUÁNTAR S.A.C.
Departamento : ANCASHProvincia : CASMA
Distrito :Predio :
Referencia : Fact.: Pendiente Fecha :
Número de Muestra C.E. Análisis Mecánico Clase CIC Cationes Cambiables Suma Suma %
Lab Campo pH (1:1) CaCO3 M.O. P K Arena Limo Arcilla Textural Ca+2 Mg+2 K+ Na+ Al+3 + H+ de de Sat. De
( 1:1 ) dS/m % % ppm ppm % % % meq/100g Cationes Bases Bases
13492 7.63 2.74 2.50 0.02 2.4 208 96 4 0 A. 2.88 1.74 0.58 0.34 0.22 0.00 2.88 2.88 100
A = Arena ; A.Fr. = Arena Franca ; Fr.A. = Franco Arenoso ; Fr. = Franco ;Fr.L. = Franco Limoso ; L = Limoso ; Fr.Ar.A. = Franco Arcillo Arenoso ;Fr.Ar. = Franco Arcilloso;
Fr.Ar.L. = Franco Arcillo Limoso ;Ar.A. = Arcillo Arenoso ;Ar.L. = Arcillo Limoso ; Ar. = Arcilloso
Número de Muestra
Lab Campo B Cu Fe Mn Zn
ppm ppm ppm ppm ppm Ing. Braulio La Torre MartínezJefe del Laboratorio
13492 3.84 0.25 14.00 6.00 0.35
64
65
64
Anexo 2. Análisis de agua
ANALISIS DE AGUA
SOLICITANTE :AGRÍCOLA Y GANADERA CHAVÍN DE HUÁNTAR S.A.C.
PROCEDENCIA : ANCASH/CASMA
REFERENCIA :
No. Laboratorio 0830
No. Campo
pH 7.46
C.E. dS/m 2.81
Calcio meq/L 6.63
Magnesio meq/L 2.16
Potasio meq/L 0.42
Sodio meq/L 23.91
SUMA DE CATIONES 33.12
Nitratos meq/L 0.05
Carbonatos meq/L 0.00
Bicarbonatos meq/L 2.74
Sulfatos meq/L 6.29
Cloruros meq/L 24.10
SUMA DE ANIONES 33.18
Sodio % 72.19
RAS 11.41
Boro ppm 0.99
Clasificación C4-S3
Cobre ppm 0.00
Zinc ppm 0.01
Manganeso ppm 0.01
Hierro ppm 0.01
65
66
Anexo 3. Figura del registro de temperaturas en el periodo experimental
15/05/2
010
19/05/2
010
23/05/2
010
27/05/2
010
31/05/2
010
04/06/2
010
08/06/2
010
12/06/2
010
16/06/2
010
20/06/2
010
24/06/2
010
28/06/2
010
02/07/2
010
06/07/2
010
10/07/2
010
14/07/2
010
18/07/2
010
22/07/2
010
26/07/2
010
30/07/2
010
03/08/2
010
07/08/2
010
11/08/2
010
15/08/2
010
19/08/2
010
23/08/2
010
27/08/2
010
31/08/2
010
04/09/2
0100
5
10
15
20
25
30
REGISTRO DE TEMPERATURAS
T° MÍN
T° MÁX
TEM
PERA
TURA
(ºC)
65
65
Anexo 4.
Cuadro 1. Longitud promedio, inicial y final, del raquis (cm) en los diferentes tratamientos (combinaciones de tres épocas y cinco concentraciones, incluyendo testigos)
Época
Concentración 15-may 04-sep
E1 C0 10.79 26.22
E1 C1 9.68 27.77
E1 C2 10.69 30.93
E1 C3 9.69 28.33
E1 C4 9.57 30.94
E2 C0 10.31 25.75
E2 C1 8.89 27.30
E2 C2 10.32 32.99
E2 C3 10.59 32.13
E2 C4 9.67 29.74
E3 C0 10.16 29.24
E3 C1 9.84 32.01
E3 C2 10.22 34.77
E3 C3 10.05 31.53
E3 C4 9.48 33.28
66
Cuadro 2. Longitud promedio, inicial y final, del lateral 2 del racimo (cm) en los diferentes tratamientos (combinaciones de tres épocas y cinco concentraciones, incluyendo testigos)
Época Concentración 29-may 04-sep
E1 C0 4.34 11.73
E1 C1 4.99 8.66
E1 C2 3.65 8.24
E1 C3 5.04 9.26
E1 C4 8.68 13.67
E2 C0 3.80 9.65
E2 C1 4.18 10.68
E2 C2 4.34 9.94
E2 C3 5.17 10.11
E2 C4 4.48 10.48
E3 C0 3.54 11.65
E3 C1 4.77 11.57
E3 C2 4.54 8.96
E3 C3 5.43 11.91
E3 C4 5.51 10.97
67
Cuadro 3. Longitud promedio, inicial y final, del lateral 10 del racimo (cm) en los diferentes tratamientos (combinaciones de tres épocas y cinco concentraciones, incluyendo
testigos)
ÉpocaConcentració
n 29-may 04-sep
E1 C0 0.44 3.11
E1 C1 0.28 1.78
E1 C2 0.83 2.63
E1 C3 1.58 3.52
E1 C4 1.32 4.20
E2 C0 0.32 2.60
E2 C1 0.58 4.20
E2 C2 0.62 3.58
E2 C3 0.98 3.52
E2 C4 0.80 4.00
E3 C0 0.32 2.50
E3 C1 0.58 2.82
E3 C2 0.62 3.70
E3 C3 0.98 3.60
E3 C4 0.80 4.16
68
Anexo 5
Cuadro 1. Resumen de los promedios de evaluaciones postcosecha en los diferentes tratamientos
Época ConcentraciónPeso del
racimo (gr.)
Peso del escobajo
(gr.)
Número de bayas
Peso de las bayas (gr.)
Diámetro ecuatorial de la baya
(mm.)
Diámetro longitudinal de la baya
(mm.)
Número de semillas por
baya° Brix
Porcentaje de desgrane
(%)
E1 C0 460.33 21.22 46.00 9.72 25.67 26.90 3.11 13.40 6.02E1 C1 341.11 18.56 32.33 10.03 23.78 25.41 2.00 15.20 8.84E1 C2 383.75 18.75 44.62 8.14 24.25 26.74 1.62 15.35 7.31E1 C3 281.25 16.12 28.37 9.45 23.75 26.09 2.00 14.91 9.24E1 C4 343.57 25.43 52.14 6.34 20.71 22.40 1.14 14.40 12.21E2 C0 463.25 17.12 45.75 9.92 25.00 24.36 2.62 13.26 4.30E2 C1 298.71 19.57 48.29 5.97 21.86 23.69 1.86 14.70 10.48E2 C2 363.33 21.00 57.78 5.83 20.22 22.48 0.89 15.84 8.41E2 C3 373.13 28.00 67.63 5.23 19.50 21.71 0 15.93 13.88E2 C4 322.57 37.86 47.71 6.33 21.43 23.01 0.71 14.83 17.88E3 C0 461.56 24.56 47.44 10.09 24.89 26.44 2.44 14.09 5.53E3 C1 498.50 25.25 60.25 8.41 24.12 25.12 2.00 15.11 5.48E3 C2 659.67 30.33 80.00 8.65 24.50 26.59 2.17 12.37 7.84E3 C3 461.75 29.87 53.12 8.65 24.37 24.68 1.50 14.83 9.01E3 C4 554.67 29.67 70.22 7.60 23.00 24.58 0.56 14.81 12.29
6970
Anexo 6. ANÁLISIS ESTADÍSTICOS
Cuadro 6.1. Longitud del eje principal
Fuente de Variación GL SC CM F calc F0.05 F0.01
Época (E) 2 252.716 126.358 * 23.78 3.09 4.82
Concentración (C) 4 502.097 125.524 * 23.62 2.46 3.51
E x C 8 76.559 9.570 n.s. 1.80 2.03 2.69
Error 105 558.015 5.314
Total 119 1389.387
CV (%) 11.46
Promedio 20.12
n.s.: no significativo, *: significativo y **: muy significativo
Cuadro 6.2. Longitud del lateral 2
Interacción Época x ConcentraciónFuente de Variación GL SC CM F calc F0.05 F0.01
Época (E) 2 40.237 20.118 ** 7.18 3.09 4.82
Concentración (C) 4 68.957 17.239 ** 6.16 2.46 3.51
E x C 8 57.669 7.209 * 2.57 2.03 2.69
Error 93 260.420 2.800
Total 107 427.283
CV (%) 29.54
Promedio 5.67
n.s.: no significativo, *: significativo y **: muy significativo
Época 1Fuente de Variación GL SC CM F calc F0.05 F0.01
Concentración (C) 4 67.609 16.902 ** 4.35 2.65 3.93
Error 34 132.041 3.884
Total 38 199.650
CV (%) 39.93
Promedio 4.94
n.s.: no significativo, *: significativo y **: muy significativo
Época 2Fuente de Variación GL SC CM F calc F0.05 F0.01
Concentración (C) 4 8.570 2.143 n.s. 0.99 2.69 4.01
Error 30 64.997 2.167
Total 34 73.567
CV (%) 25.61
Promedio 5.75
n.s.: no significativo, *: significativo y **: muy significativoÉpoca 3
70
Fuente de Variación GL SC CM F calc F0.05 F0.01
Concentración (C) 4 50.447 12.612 ** 5.77 2.70 4.03
Error 29 63.382 2.186
Total 33 113.829
CV (%) 23.04
Promedio 6.42
n.s.: no significativo, *: significativo y **: muy significativo
Cuadro 6.3. Longitud del lateral 10
Interacción Época x Concentración
Fuente de Variación GL SC CM F calc F0.05 F0.01
Época (E) 2 7.407 3.704 ** 6.51 3.14 4.96
Concentración (C) 4 2.717 0.679 n.s. 1.19 2.51 3.62
E x C 8 13.308 1.664 ** 2.92 2.08 2.80
Error 67 38.118 0.569
Total 81 61.550
CV (%) 29.34
Promedio 2.57
n.s.: no significativo, *: significativo y **: muy significativo
Época 1
Fuente de Variación GL SC CM F calc F0.05 F0.01
Concentración (C) 4 7.607 1.902 * 3.75 2.76 4.15
Error 23 11.674 0.508
Total 27 19.281
CV (%) 32.65
Promedio 2.18
n.s.: no significativo, *: significativo y **: muy significativo
Época 2
Fuente de Variación GL SC CM F calc F0.05 F0.01
Concentración (C) 4 5.796 1.449 n.s. 1.73 2.77 4.17
Error 22 18.463 0.839
Total 26 24.259
CV (%) 31.51
Promedio 2.91
n.s.: no significativo, *: significativo y **: muy significativo
Época 3
71
Fuente de Variación GL SC CM F calc F0.05 F0.01
Concentración (C) 4 2.622 0.656 n.s. 1.81 2.77 4.17
Error 22 7.981 0.363
Total 26 10.603
CV (%) 22.84
Promedio 2.64
n.s.: no significativo, *: significativo y **: muy significativo
Cuadro 6.4. Peso del racimo
Interacción Época x Concentración
Fuente de Variación GL SC CM F calc F0.05 F0.01
Época (E) 2 632970.61 316485.31 ** 24.10 3.09 4.82
Concentración (C) 4 153008.55 38252.14 * 2.91 2.46 3.51
E x C 8 306472.36 38309.05 ** 2.92 2.03 2.69
Error 105 1379052.18 13133.83
Total 119 2471503.70
CV (%) 27.49
Promedio 416.95
n.s.: no significativo, *: significativo y **: muy significativo
Época 1
Fuente de Variación GL SC CM F calc F0.05 F0.01
Concentración (C) 4 149053.616 37263.404 * 3.17 2.63 3.89
Error 36 423231.603 11756.433
Total 40 572285.220
CV (%) 29.760
Promedio 364.342
n.s.: no significativo, *: significativo y **: muy significativo
Época 2
Fuente de Variación GL SC CM F calc F0.05 F0.01
Concentración (C) 4 120991.251 30247.813 n.s. 2.45 2.65 3.93
Error 34 420479.518 12367.045
Total 38 541470.769
CV (%) 30.308
Promedio 366.923
n.s.: no significativo, *: significativo y **: muy significativoÉpoca 3
72
Fuente de Variación GL SC CM F calc F0.05 F0.01
Concentración (C) 4 189436.04 47359.01 * 3.10 2.64 3.91
Error 35 535341.06 15295.46
Total 39 724777.10
CV (%) 23.80
Promedio 519.65
n.s.: no significativo, *: significativo y **: muy significativo
Cuadro 6.5.Peso del escobajo
Interacción Época x Concentración
Fuente de Variación GL SC CM F calc F0.05 F0.01
Época (E) 2 1273.17 636.58 ** 11.08 3.09 4.82
Concentración (C) 4 1558.32 389.58 ** 6.78 2.46 3.51
E x C 8 1125.24 140.65 * 2.45 2.03 2.69
Error 105 6033.24 57.46
Total 119 9989.97
CV (%) 31.61
Promedio 23.98
n.s.: no significativo, *: significativo y **: muy significativo
Época 1
Fuente de Variación GL SC CM F calc F0.05 F0.01
Concentración (C) 4 370.523 92.631 n.s. 1.38 2.63 3.89
Error 36 2421.867 67.274
Total 40 2792.390
CV (%) 41.262
Promedio 19.878
n.s.: no significativo, *: significativo y **: muy significativo
Época 2
Fuente de Variación GL SC CM F calc F0.05 F0.01
Concentración (C) 4 2061.989 515.497 ** 7.76 2.65 3.93
Error 34 2257.446 66.395
Total 38 4319.436
CV (%) 33.381
Promedio 24.410
n.s.: no significativo, *: significativo y **: muy significativo
Época 3
Fuente de Variación GL SC CM F calc F0.05 F0.01
73
Concentración (C) 4 251.04 62.76 n.s. 1.62 2.64 3.91
Error 35 1353.93 38.68
Total 39 1604.98
CV (%) 22.39
Promedio 27.78
n.s.: no significativo, *: significativo y **: muy significativo
Cuadro 6.6. Número de bayas
Interacción Época x Concentración
Fuente de Variación GL SC CM F calc F0.05 F0.01
Época (E) 2 45.18 22.59 ** 22.69 3.09 4.82
Concentración (C) 4 17.27 4.32 ** 4.34 2.46 3.51
E x C 8 33.13 4.14 ** 4.16 2.03 2.69
Error 105 104.52 1.00
Total 119 200.11
CV (%) 14.11
Promedio 7.07
n.s.: no significativo, *: significativo y **: muy significativo
Época 1
Fuente de Variación GL SC CM F calc F0.05 F0.01
Concentración (C) 4 19.280 4.820 ** 6.1 2.63 3.89
Error 36 28.468 0.791
Total 40 47.748
CV (%) 14.207
Promedio 6.259
n.s.: no significativo, *: significativo y **: muy significativo
Época 2
Fuente de Variación GL SC CM F calc F0.05 F0.01
Concentración (C) 4 10.364 2.591 n.s. 2.59 2.65 3.93
Error 34 34.063 1.002
Total 38 44.427
CV (%) 13.790
Promedio 7.258
n.s.: no significativo, *: significativo y **: muy significativo
Época 3
Fuente de Variación GL SC CM F calc F0.05 F0.01
Concentración (C) 4 20.76 5.19 ** 4.33 2.64 3.91
74
Error 35 41.99 1.20
Total 39 62.75
CV (%) 14.19
Promedio 7.72
n.s.: no significativo, *: significativo y **: muy significativo
Cuadro 6.7. Peso de bayas
Interacción Época x Concentración
Fuente de Variación GL SC CM F calc F0.05 F0.01
Época (E) 2 118.67 59.33 ** 8.97 3.09 4.82
Concentración (C) 4 137.55 34.39 ** 5.20 2.46 3.51
E x C 8 73.14 9.14 n.s. 1.38 2.03 2.69
Error 105 694.35 6.61
Total 119 1023.71
CV (%) 31.77
Promedio 8.09
n.s.: no significativo, *: significativo y **: muy significativo
Cuadro 6.8. Diámetro ecuatorial
Interacción Época x Concentración
Fuente de Variación GL SC CM F calc F0.05 F0.01
Época (E) 2 153.07 76.54 ** 19.93 3.09 4.82
Concentración (C) 4 162.26 40.56 ** 10.56 2.46 3.51
E x C 8 100.74 12.59 ** 3.28 2.03 2.69
Error 105 403.25 3.84
Total 119 819.33
CV (%) 8.46
Promedio 23.18
n.s.: no significativo, *: significativo y **: muy significativo
Época 1
Fuente de Variación GL SC CM F calc F0.05 F0.01
Concentración (C) 4 99.577 24.894 ** 12.11 2.63 3.89
Error 36 73.984 2.055
75
Total 40 173.561
CV (%) 6.035
Promedio 23.756
n.s.: no significativo, *: significativo y **: muy significativo
Época 2
Fuente de Variación GL SC CM F calc F0.05 F0.01
Concentración (C) 4 145.463 36.366 ** 5.19 2.65 3.93
Error 34 238.127 7.004
Total 38 383.590
CV (%) 12.273
Promedio 21.564
n.s.: no significativo, *: significativo y **: muy significativo
Época 3
Fuente de Variación GL SC CM F calc F0.05 F0.01
Concentración (C) 4 17.96 4.49 n.s. 1.72 2.64 3.91
Error 35 91.14 2.60
Total 39 109.10
CV (%) 6.68
Promedio 24.15
n.s.: no significativo, *: significativo y **: muy significativo
Cuadro 6.9. Diámetro longitudinal
Interacción Época x Concentración
Fuente de Variación GL SC CM F calc F0.05 F0.01
Época (E) 2 166.12 83.06 ** 19.79 3.09 4.82
Concentración (C) 4 88.07 22.02 ** 5.25 2.46 3.51
E x C 8 74.62 9.33 * 2.22 2.03 2.69
Error 105 440.63 4.20
Total 119 769.43
CV (%) 8.29
Promedio 24.71
n.s.: no significativo, *: significativo y **: muy significativoÉpoca 1
Fuente de Variación GL SC CM F calc F0.05 F0.01
Concentración (C) 4 99.808 24.952 ** 14.12 2.63 3.89
Error 36 63.597 1.767
Total 40 163.404
76
CV (%) 5.188
Promedio 25.620
n.s.: no significativo, *: significativo y **: muy significativo
Época 2
Fuente de Variación GL SC CM F calc F0.05 F0.01
Concentración (C) 4 34.116 8.529 n.s. 1.02 2.65 3.93
Error 34 283.648 8.343
Total 38 317.764
CV (%) 12.547
Promedio 23.021
n.s.: no significativo, *: significativo y **: muy significativo
Época 3Fuente de Variación GL SC CM F calc F0.05 F0.01
Concentración (C) 4 28.76 7.19 * 2.7 2.64 3.91
Error 35 93.38 2.67
Total 39 122.15
CV (%) 6.42
Promedio 25.43
n.s.: no significativo, *: significativo y **: muy significativo
Cuadro 6.10. Número de semillas
Interacción Época x Concentración
Fuente de Variación GL SC CM F calc F0.05 F0.01
Época (E) 2 1.62 0.81 ** 9.59 3.09 4.82
Concentración (C) 4 5.82 1.46 ** 17.26 2.46 3.51
E x C 8 1.74 0.22 * 2.58 2.03 2.69
Error 105 8.86 0.08
Total 119 18.04
CV (%) 18.37
Promedio 1.58
n.s.: no significativo, *: significativo y **: muy significativoÉpoca 1
Fuente de Variación GL SC CM F calc F0.05 F0.01
Concentración (C) 4 1.733 0.433 ** 4.79 2.63 3.89
Error 36 3.256 0.090
Total 40 4.989
CV (%) 17.653
77
Promedio 1.704
Época 2
Fuente de Variación GL SC CM F calc F0.05 F0.01
Concentración (C) 4 3.785 0.946 ** 10.07 2.65 3.93
Error 34 3.196 0.094
Total 38 6.981
CV (%) 21.540
Promedio 1.423
n.s.: no significativo, *: significativo y **: muy significativo
Época 3
Fuente de Variación GL SC CM F calc F0.05 F0.01
Concentración (C) 4 2.04 0.51 ** 7.44 2.64 3.91
Error 35 2.40 0.07
Total 39 4.45
CV (%) 16.29
Promedio 1.61
n.s.: no significativo, *: significativo y **: muy significativo
Cuadro 6.11. °Brix
Interacción Época x Concentración
Fuente de Variación GL SC CM F calc F0.05 F0.01
Época (E) 2 7.02 3.51 n.s. 2.45 3.09 4.82
Concentración (C) 4 40.52 10.13 ** 7.06 2.46 3.51
E x C 8 51.98 6.50 ** 4.53 2.03 2.69
Error 105 150.62 1.43
Total 119 250.13
CV (%) 8.18
Promedio 14.64
n.s.: no significativo, *: significativo y **: muy significativo
Época 1
Fuente de Variación GL SC CM F calc F0.05 F0.01
Concentración (C) 4 21.691 5.423 ** 4.48 2.63 3.89
Error 36 43.609 1.211
Total 40 65.300
CV (%) 7.517
Promedio 14.641
78
n.s.: no significativo, *: significativo y **: muy significativo
Época 2
Fuente de Variación GL SC CM F calc F0.05 F0.01
Concentración (C) 4 38.126 9.531 ** 4.25 2.65 3.93
Error 34 76.250 2.243
Total 38 114.376
CV (%) 10.021
Promedio 14.944
n.s.: no significativo, *: significativo y **: muy significativo
Época 3
Fuente de Variación GL SC CM F calc F0.05 F0.01
Concentración (C) 4 32.68 8.17 ** 9.30 2.64 3.91
Error 35 30.76 0.88
Total 39 63.44
CV (%) 6.53
Promedio 14.35
n.s.: no significativo, *: significativo y **: muy significativo
Cuadro 6.12. % Desgrane
Interacción Época x Concentración
Fuente de Variación GL SC CM F calc F0.05 F0.01
Época (E) 2 148.51 74.26 ** 8.71 3.09 4.82
Concentración (C) 4 949.48 237.37 ** 27.84 2.46 3.51
E x C 8 319.33 39.92 ** 4.68 2.03 2.69
Error 105 895.26 8.53
Total 119 2312.58
CV (%) 17.20
Promedio 16.98
n.s.: no significativo, *: significativo y **: muy significativoÉpoca 1
Fuente de Variación GL SC CM F calc F0.05 F0.01
Concentración (C) 4 215.190 53.797 * 3.48 2.63 3.89
Error 36 555.810 15.439
Total 40 771.000
CV (%) 24.350
Promedio 16.136
n.s.: no significativo, *: significativo y **: muy significativo
79
Época 2
Fuente de Variación GL SC CM F calc F0.05 F0.01
Concentración (C) 4 757.948 189.487 ** 25.3 2.65 3.93
Error 34 254.669 7.490
Total 38 1012.616
CV (%) 14.730
Promedio 18.579
n.s.: no significativo, *: significativo y **: muy significativo
Época 3
Fuente de Variación GL SC CM F calc F0.05 F0.01
Concentración (C) 4 295.67 73.92 ** 30.52 2.64 3.91
Error 35 84.78 2.42
Total 39 380.45
CV (%) 9.56
Promedio 16.28
n.s.: no significativo, *: significativo y **: muy significativo
80