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(~oSGRADO EN ) CIENCIAS
( BIOLÓGICAS
Centro de Investigación Científica de Yucatán, A.C.
Posgrado en Ciencias Biológicas
EFECTO DE LA GLICINA Y EL GLUTAMATO
SOBRE EL CRECIMIENTO RADICULAR DE
Capsicum chinense
Tesis que presenta
ANGEL VIRGILIO DOMINGUEZ MAY
En opción al título de
DOCTOR EN CIENCIAS BIOLOGICAS
(Ciencias Biológicas: Opción Bioquímica y Biología Molecular)
Mérida, Yucatán, México
2013
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CENTRO DE INVESTIGACIÓN CIENTÍFICA DE YUCATÁN, A. C.
POSGRADO EN CIENCIAS BIOLÓGICAS
CICY
RECONOCIMIENTO
CIENCIAS BIOLÓGICAS
Por medio de la presente, hago constar que el trabajo de tesis titulado "EFECTO DE LA
GLICINA Y EL GLUTAMATO SOBRE EL CRECIMIENTO RADICULAR DE Capsicum
chinense" fue realizado en los laboratorios de la Unidad de Bioquímica y Biología
Molecular de Plantas del Centro de Investigación Científica de Yucatán , A.C. bajo la
dirección de la Ora, lleana de la Caridad Echevarría Machado, dentro de la opción de
Bioquímica y Biología Molecular de Plantas, perteneciente al Programa de Posgrado en
Ciencias Biológicas de este Centro.
Atentamente ,
Dr. Felipe
Coordinador de Docencia
Mérida, Yucatán, México, 11 de enero de 2013.
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DECLARACIÓN DE PROPIEDAD
Declaro que la información contenida en la sección de Materiales y Métodos
Experimentales, los Resultados y Discusión de este documento proviene de las
actividades de experimentación realizadas durante el período que se me asignó para
desarrollar mi trabajo de tesis, en las Unidades y Laboratorios del Centro de Investigación
Científica de Yucatán, A.C. , y que a razón de lo anterior y en contraprestación de los
servicios educativos o de apoyo que me fueron brindados, dicha información, en términos
de la Ley Federal del Derecho de Autor y la Ley de la Propiedad Industrial, le pertenece
patrimonialmente a dicho Centro de Investigación. Por otra parte, en virtud de lo ya
manifestado, reconozco que de igual manera los productos intelectuales o desarrollos
tecnológicos que deriven o pudieran derivar de lo correspondiente a dicha información, le
pertenecen patrimonialmente al Centro de Investigación Científica, A.C., y en el mismo
tenor, reconozco que si derivaren de este trabajo productos intelectuales o desarrollos
tecnológicos, en lo especial, estos se regirán en todo caso por lo dispuesto por la Ley
Federal del Derecho de Autor y la Ley de la Propiedad Industrial , en el tenor de lo
expuesto en la presente Declaración.
ANGEL VIRGILIO DOMINGUEZ MAY
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Este trabajo se llevó a cabo en la Unidad de Bioquímica y Biología Molecular de Plantas
del Centro de Investigación Científica de Yucatán, y forma parte del proyecto titulado
"ESTUDIO DE LOS MECANISMOS BIOQUÍMICOS Y FISIOLÓGICOS QUE
CONTRIBUYEN A LA VARIABILIDAD EN LA RESPUESTA DEL SISTEMA RADICAL A
DISTINTAS FUENTES DE NITRÓGENO EN Capsicum chinense" bajo la dirección de la
Dra. lleana Echevarría Machado.
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AGRADECIMIENTOS
Agradezco a mi asesora, la Dra. lleana Echevarría Machado, por todo su apoyo y consejo
académicos, sobre todo, su paciencia hasta el término de esta tesis. Como ser humano
ha sido una gran persona y me ha servido como un ejemplo en el ámbito académico.
Mis agradecimientos al Dr. Felipe Vázquez, igual por todo su apoyo académico y por
formar parte de mi comité doctoral
A la Dra. Lourdes Miranda por su consejo académico y por formar parte también de mi
comité doctoral
Al Dr. Manuel Martínez por su consejo y apoyo académicos, y por formar parte de mi
comité doctoral
Le agradezco también al Dr. lgor Pottosi de la Universidad de Colima por formar parte de
mi comité tutorial y dejar su tiempo para asistir a los exámenes.
Mis agradecimientos también al Dr. Enrique Castaño por formar parte de mi examen
predoctoral y por su apoyo académico.
Agradezco a la técnico QBA lleana Borges por su apoyo en la captura de fotos en el
microscopio.
Agradezco también a la Dra. Virginia Herrera por prestarme las instalaciones de su
laboratorio para el manejo y toma de fotos en el microscopio.
Agradezco al l. B. Israel Seseña por su apoyo en la parte de histología.
Agradezco también a la M.C Mildred Carrillo, por todo su apoyo en las actividades de
laboratorio.
También le quiero agradecer a la M.C. Miriam Monforte, por su apoyo en la parte de
fotografías.
Mis agradecimientos al Biol. Felipe Barreda, por su apoyo y donación de reactivos en la
parte de los estudios histológicos.
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Agradezco a la técnico Nuria Barba Bosch de la Universidad Autónoma de Barcelona por
su apoyo en la parte de microscopía confocal.
Mis agradecimientos a la Dra. Isabel Corales de la Universidad Autónoma de Barcelona
por su apoyo en el establecimiento del protocolo de inmunoflorescencia.
Le agradezco también a la Dra. Charlotte Poschenrieder de la Universidad Autónoma de
Barcelona por aceptarme en su laboratorio para el establecimiento del protocolo de
inmunoflorescencia en raíces de chile habanero.
Mis agradecimientos y respeto al Dr. Joseph Dubrovsky del Instituto de Biotecnología de
la UNAM, campus Cuernavaca, por prestarme las instalaciones de su laboratorio para a-
prender las técnicas de análisis de raíces.
Agradezco también al Dr. Luis Pinzón del Instituto Tecnológico de Conkal por formar parte
de mi examen predoctoral , de la revisión de la tesis y por sus consejos académicos.
Agradezco al Dr. Enrique Sauri del Instituto Tecnológico de Mérida por formar parte de la
revisión de esta tesis y de mi examen doctoral.
Agradezco a todos mis compañeros del laboratorio y amigos del CICY, porque de alguna
manera formaron parte en mi motivación, y logro de este sueño.
Agradezco al Centro de Investigación Científica de Yucatán (CICY), por abrir sus puertas
y apoyarme para estudiar la maestría y éste, el doctorado; y agradezco sinceramente a
cada una de las personas del CICY que participaron en la realización de este trabajo.
Agradezco al CONACYT por la beca número 21354 7 y por el proyecto número 169041 ,
en general por todo el apoyo económico y a la confianza destinada sobre las diferentes
actividades que realicé en el ámbito académico, tanto en México como en el extranjero a
través de las becas de intercambio.
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DEDICATORIAS
Este trabajo científico se lo dedico a mis padres, José y Adela , a mis hermanos (Ezequiel ,
Eleazar, William, Minelia, Marciela y Lorena), a mi esposa (Fabiola) y a nuestro hijo,
porque ellos son la base y la motivación de la lucha que hago todos los días. Gracias
familia por su trabajo incansable y apoyo incondicional. Gracias Dios por bendecir mi
trabajo y por darme una linda familia. Gracias por darme unos padres maravillosos.
También te doy gracias por todas las bendiciones que he recibido de ti a lo largo de toda
mi vida, por mostrarme en mi camino buenas personas que me apoyaron desde que
empecé mi vida académica.
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CAPITULO VI
105
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ÍNDICE
INTRODUCCIÓN .................................................................................................................. 1
CAPÍTULO 1 •••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••••.••••••• 3
ANTECEDENTES ...... ... .. .................. .....•.......... ..... .... ... .... .... ... .... .... .... .. ... .... .... .. ... ........ .. .. ........ ..... 3
1. LOS SISTEMAS RADICULARES ... .... ... . .. .... ........ .............................................................. .... .. ..... ..... .. 3
1.1. ESTRUCTURA DE UNA RA[Z .. ....... ..... .. ... ............. ... . .. ..... ... .... ....... ........ ...... ........ ..... ....... ... ... ... ...... 3
1.2. RESPUESTA RADICULAR A LA PRESENCIA HETEROGÉNEA DE NUTRIMENTOS ... ... ... ...... ................... . 7
1.2.1. FORMAS DE NITRÓGENO EN EL SUELO ....... .................. . ........ . ....... .. ... .... .. ... ........ . ......... .. .. .... ..... 7
1.3. EFECTO DE LOS DIFERENTES TIPOS DE NITRÓGENO SOBRE EL CRECIMIENTO RADICULAR ...... .. ........ 7
1.4. PRESENCIA DE LOS AMINOÁCIDOS EN EL SUELO Y SU ABSORCIÓN POR LAS RAfCES .... .. ..... ... ... .... .... 9
1.5. TRANSPORTE Y COMPARTAMENTALIZACIÓN DE AMINOÁCIDOS ... .. ... ....... .... •.... . ............ . ...... . ..... . ... 10
1.6. CARACTERISTICAS GENERALES DEL GLUTAMATO Y SU METABOLISMO .... ................ ...................... 12
1.7. GLUTAMATO COMO MOLÉCULA SEÑAL EN ANIMALES, PLANTAS Y OTROS ORGANISMOS ...... .......... . 15
1.7.1. CARACTER[STICAS DE LOS RECEPTORES DE GLUTAMATO ......... .. ..... ....................... .................. 17
1.7.2. FUNCIÓN DE LOS RECEPTORES IONOTRÓPICOS DE GLUTAMATO EN LAS PLANTAS ....... . ............. . 21
1.8. EL PAPEL DE LA GLICINA EN LAS PLANTAS ...... ................ ..... .. .. ... ... .. .... .. ..... .. .... ... ......... .... .. ........ . 24
1.9. CAPS/CUM CH/NENSE COMO MODELO DE ESTUDIO ... ..•... ....... . .... . ........................................ .... ... . 25
JUSTIFICACIÓN ... .... ... ... ...... .. ...... .. ..... .•... ... ... ..... ... . ...... ... ...... .. .... .. .... .... . .. .. ..... .. ............ ......... .. .. . 26
OBJETIVO GENERAL ..... .... .. ...... . .. ... •.... ....... . ... ..... .... .... .. •. ...... ..... ... . .. .............. ... ................ .. .. .. .. 27
OBJETIVOS ESPECÍFICOS .. . .... .... ..... .... ... .. ....... ......... ... ... . ........... . .•.. ... .... ................ .................. 27
ESTRATEGIA EXPERIMENTAL. ........................... . ....... ............................................................... 28
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BIBLIOGRAFfA ....... .. ..................... .......... .... ..................................................... .... ...... .................. 30
CAPÍTULO 11 ...................................................................................................................... 37
EFECTO DEL GLUTAMATO SOBRE EL SISTEMA RADICULAR DE CHILE HABANERO ......... 37
2.1 . INTRODUCCIÓN ..... ... .. .......................................... .. .... ... .. .................. ........ ....... ................... 37
2.2. MATERIALES Y MÉTODOS ................ .............................. ............... .................... .... ......... .. .. 38
2.2.1. MATERIAL VEGETAL, GERMINACIÓN DE SEMILLAS Y CRECIMIENTO DE PLÁNTULAS ...................... 38
2.2.2. TRATAMIENTOS CON LOS AMINOÁCIDOS .................................................................................. 39
2.2.3. CURVAS DOSIS-RESPUESTA ...................................................... .. ........................................... 40
2.2.4. EFECTO DE LAS CONDICIONES DE LUZ Y DE PH EN LA RESPUESTA RADICULAR A GLUTAMATO Y
GLICINA ........................ ... .......... . ........................... .... ....... ....... .... ..... .......................................... . .... 40
2.2.5. EVALUACIONES DE CRECIMIENTO ..................................................................... ............. ...... .... 40
2.2.6. CLAREADO DE RAÍCES Y ANÁLISIS EN EL MICROSCOPIO ............................................................ 40
2.2.7. ANÁLISIS ESTADÍSTICOS ...... . ........ .. ..................... ...... .... ..... ........ ................................ ....... ..... 41
2.3. RESULTADOS ....................................................................................................................... 41
2.3.1 EFECTO DEL GLUTAMATO SOBRE EL CRECIMIENTO RADICULAR DE CHILE HABANERO ................... 41
2.3 .2. INFLUENCIA DEL PH Y LA LUZ EN LA RESPUESTA RADICULAR A GLUTAMATO ............................... 47
2.3.3. INFLUENCIA DEL PH Y LA LUZ EN LA RESPUESTA RADICULAR A GLICINA ...................... ........ ........ 48
2.3.4. CAMBIOS MORFOLÓGICOS EN LAS RAICES EXPUESTAS A LOS AMINOÁCIDOS .............................. 53
2.4. DISCUSIÓN .. .. .............................................................................................. .... .. .................. . 57
2.4.1. RESPUESTA DE LA RAÍZ PRIMARIA DE CHILE HABANERO A LA PRESENCIA DEL GLUTAMATO ...... .... 57
2.4.2. FORMACIÓN DE RAÍCES LATERALES EN RESPUESTA A LA PRESENCIA DEL GLUTAMATO ...... ...... ... 57
¡¡
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2.4.3 RESPUESTA DE LA RAIZ PRIMARIA DE CHILE HABANERO A LA PRESENCIA DE LA GLICINA ............... 58
2.4.3.1. AFECTACIÓN DEL CRECIMIENTO DE LOS PELOS RADICULARES ..... .......................................... 58
2.4.3.2. DISMINUCIÓN DEL CRECIMIENTO DE LA RAIZ PRIMARIA ........................................................... 59
3. BIBLIOGRAFIA ......................................................................................................................... 63
CAPÍTULO 111 ..................................................................................................................... 65
CAMBIOS ANATÓMICOS DE LA RAÍZ DE CHILE HABANERO EN PRESENCIA DE LOS
AMINOÁCIDOS ............................................................................................................................. 65
3.1. INTRODUCCIÓN ................................................................................................................... 65
3.2. MATERIALES Y MÉTODOS .................................................................................................. 66
3.2.1. MATERIAL VEGETAL ............................................................................................................... 66
3.2.2. APLICACIÓN DE LOS TRATAMIENTOS DE LOS AMINOÁCIDOS ....................................................... 66
3.2.3. CORTES HISTOLÓGICOS ......................................................................................................... 66
3.2.4. TINCIONES ....................................................................................... ..................................... 67
3.2.5. EVALUACIONES ..................................................................................................................... 67
3.3. RESULTADOS ....................................................................................................................... 68
3.3.1 EFECTO DE LOS AMINOÁCIDOS SOBRE EL ÁPICE DE LA RAIZ PRIMARIA ........................................ 68
3.4. DISCUSIÓN ........................................................ ................................................ ....... ........ .... 80
4. BIBLIOGRAFIA .................. .... ...... ......... ...... .............................................................................. 83
CAPÍTULO IV ............•........................................................................................................ 85
ESTABLECIMIENTO DE UN PROTOCOLO PARA EVALUAR LA AFECTACIÓN DEL
CRECIMIENTO DE LAS CÉLULAS, A TRAVES DE LA FASE S DEL CICLO CELULAR EN EL
MERISTEMO RADICULAR. ANÁLISIS PRELIMINAR DEL EFECTO DE LOS AMINOÁCIDOS .. 85
-
4.1. INTRODUC.CIÓN ...... .... ......................................................................................................... 85
4.2. MATERIALES Y MÉTODOS ............... ............ .... ...... ........... .... ... ... .. .............. .. ... .. .... ...... .. ..... 86
4.3. RESULTADOS ....................................................................................................................... 87
4.3.1. PROTOCOLO ........... .. .......... .............. .. .......................................................... ... ..................... 87
4.3. CONCLUSIONES ..... ...... ... ........ ... ............. ... .. ... .... .. .......................................... ... ... ........ ..... . 91
5. BIBLIOGRAFIA .............. .. .............. ................... .. ..... ... .. ........... ..... ............................................ 92
CAPITULO V ...................................... ................................................................................ 93
DISCUSIÓN GENERAL ................................................................................................................ 93
6. BIBLIOGRAFIA ....................................................................................................................... 100
CAPITULO Vl ................................................................................................................... 103
CONCLUSIONES GENERALES Y PERSPECTIVAS ................................................................. 103
CONCLUSIONES .. ......... .. ...... ......... ... ........................................... .... ...... ..... .................. ............ 103
PERSPECTIVAS ......................................................................................................................... 104
iv
-
LISTADO DE FIGURAS
Figura 1.1 . Clasificación de las zonas presentes en el ápice de la raíz primaria de
Arabidopsis . .... ............ ..... ..... ............ ..... .................. ....... .... .. .... ....... .. ... ..... ....... ............. .. ... .. 4
Figura 1.2. Cambios en el crecimiento de la raíz en respuesta a señales endógenas y
ambientales .......................................................................................................................... 6
Figura 1.3. Estructura química del glutamato .. ......... .................................... ................... ... 13
Figura 1.4. Ruta de síntesis y metabolismo del glutamato en las plantas . ......... ... ............. 14
Figura 1.5. Esquema de las rutas de señalización diferencial propuestas para el iGiuR-
NMDA ..... .. .. ..... ............ ... ... ..... .... .. .... .. .. .. ............ ............. ........................................ ........... 16
Figura1.6. Relación evolutiva de los receptores ionotrópicos de glutamato ...................... . 18
Figura 1. 7. Representación de un diagrama que muestra los residuos de aminoácidos
conservados y específicos entre cianobacterias, animales y plantas ............... ........... ..... . 19
Figura1.8. Modelo de activación de un receptor ionotrópico de glutamato ....... ... .......... ... . 21
Figura 1.9. Estrategia experimental seguida en este trabajo .... .... .. ...... ............................. 29
Figura 2.1. Sistema de evaluación de raíces de chile habanero en presencia de
aminoácidos ......... .. .... ... .......... .... ... .... ... ........ ... ....... .... ................... ...... .. ... .. ........................ 39
Figura 2.2. Efecto del glutamato sobre el crecimiento de la raíz primaria (RP) de Capsicum
chinense .. ............. ........ ....... .... ......... .... ...... .................... .......... ....................... ... ................ 42
Figura 2.3. Efecto del glutamato sobre la formación y elongación de raíces laterales en
Capsicum chinense .. ... ................................................. ...... .. .............................................. 43
Figura 2.4. Curva dosis- respuesta del efecto del glutamato sobre la raíz primaria (RP) de
chile habanero .. ........ .... ...................................................................... ... .. ....... ..... ............... 44
Figura 2.5. Efecto de los aminoácidos sobre el crecimiento diario de la raíz primaria de
-
Capsicum chinense . ........... ...... .. ...... ............... ..... .... ...... ... ............................................... .. 45
Figura 2.6. Crecimiento total de la raíz primaria de chile habanero en presencia de
distintas concentraciones de glicina ......... ....... ... ........ ...................... ...... ............. ........... .. . .46
Figura 2.7. Efecto del pH (7.5) sobre la respuesta a glutamato en condiciones de
fotoperiodo .. .................. ...... ........ ...... ... .. ....... .... .. .. ........ ... ............................ ............. .......... 4 7
Figura 2.8. Efecto del pH sobre la respuesta radicular a glutamato en condiciones de
oscuridad .. .... ................... .. ........... .. ............. ...... .... ........... .... ...................... ...... ... .. ..... .. ...... 48
Figura 2.9. Efecto del pH (7.5) sobre la respuesta radicular de Capsicum chinense a
glicina en condiciones de fotoperiodo ....... ....... .... ... .. ... ........ ... ...... ................ ... .... .. ..... .. .. ... .49
Figura 2.1 O. Efecto de la glicina sobre el crecimiento radicular de Capsicum chinense bajo
condiciones de oscuridad ............. .. ...... ... .... ........ ............. ........ ....... ....... ....... .. .. ... .. ... .... .... . 50
Figura 2.11 . Efecto de los aminoácidos sobre el crecimiento total (cuatro días) de la raíz
primaria de Capsicum chinense .. .. ... .................... ... ......... .. .... .. .... ... ... ... .... .... ...... ....... ... ..... 52
Figura 2.12. Cambios morfológicos en el ápice radicular de Capsicum chinense inducidos
por glutamato o glicina ..... ......... ...... ... ............ ..... ...... .......... .................... ...... .. ... ...... ....... .... 54
Figura 2.13.Cambios morfológicos de la raíz de Capsicum chinense inducidos por
glutamato o glicina ........... .. .... ...... .. .... .... .. ... ..... ... ... ... ....... ... .. .. ........... ............ .. 55
Figura 2.14. Las fotos representan raíces expuestas a los aminoácidos durante cuatro
días ........ .. ...... ............................................................. ........ ...... .. .................................... .. .. 56
Figura 3.1. La distancia entre el ápice y el primer pelo radicular se acorta en presencia de
la glicina .. .............. ... ..... ......... ........ ... .... ..... .... .... .. .................... ... ....................... ...... ....... .... 69
Figura 3.2. Cambio en el tamaño de las células en la fila de la epidermis .... ........ ............. 70
Figura 3.3. Las fotos representan raíces expuestas a 1 mM de KCI (testigo), glutamato de
potasio (GiuK) y glicina (Giy) durante tres días ...... ... .. ....... ....... ........ ....... .. ... ..... ..... ........... 70
vi
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Figura 3.4. La disminución en el tamaño de la zona meristemática es consecuencia de
una reducción en el tamaño de las células que la conforman ............................................ 73
Figura 3.5. El tamaño de las células en la zona de elongación es modificado por la glicina
y por el glutamato .................................................................... ..... ..... ... ........... .. ........ ....... .. 7 4
Figura 3.6. Corte longitudinal y transversal de las raíces de chile habanero en presencia
de la glicina durante tres días ............................................................................................. 77
Figura 3.7. Acumulación de gránulos de almidón en raíces tratadas durante tres días con
el GluK o Gly ....................................................................................................................... 78
Figura 4.1. lnmunoflorescencia en células meristemáticas de raíces de chile habanero
tratadas con KCI. .............. ........ ....... ...... ... ...... ... ........... ........... .. ...... ....... ... .. .. ... .. ... ........ ..... 88
Figura 4.2. lnmunoflorescencia de raíces tratadas con los aminoácidos ........................... 90
Figura 5.1 . Modelo del efecto de la presencia de glicina sobre el crecimiento del sistema
radicular de chile habanero en oscuridad .......... .. .... ......... .... ....... .. .. .... .. .. ........................... 98
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LISTADO DE CUADROS
Cuadro 3.1. Tamaño promedio de las diferentes zonas de la raíz (IJm) ........ ..... .. .... ... .... .. 71
Cuadro 3.2. Efecto de los aminoácidos sobre el número y el tamaño promedio de las
células , determinados a partir de la fila de células correspondiendo a la epidermis, en las
diferentes zonas de la raíz (IJm) .... ....... ............ .. ........ ............ .. ............... ............ ..... ...... ... . 72
Cuadro 3.3. Diámetro de la raíz a diferentes distancias del ápice rad icular ....................... 75
Cuadro 3.4. Número celular a diferentes distancias del ápice radicular .................... ... ...... 76
Cuadro 3.5. Acumulación de almidón en ra íces tratadas con la glicina ... .... ..... ... ... .. .. .... .. . 79
vii i
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ABREVIATURAS
ABA, Acido abscisico
ACC, Acido 1-aminociclopropano -1- carboxílico
AMP, Adenosina monofosfato
AMPA, a-amino-3 hidroxi-5-metil-4-isoxale acido propiónico
ASPK, Aspartato de potasio
ATP, Adenosina trifosfato
AtGLR, Receptor de glutamato de Arabidopsis thaliana
AVG, Amino -etoxi- vinilglicina
BMAA, 8-metil-amino-L-alanina
Brdu, Bromodeoxiuridina
DNQX, 6, 7 -di nitro quinoxaline-2,3 dione
FAA, Formaldehido-ácido acético-agua
GABA, Ácido y-aminobutírico
GDH, Glutamato deshidrogenasa
GluK, Glutamato de potasio
GluRm, Receptores metabotrópicos de glutamato
GluR-NMDA, Receptores de glutamato activados por NMDA
GOGAT, Glutamina 2-oxoglutarato amino transferasa
GS, Glutamina sintetasa
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Gly, Glicina
HCI , Acido clorhídrico
HEPES,( Acido (4-(2-hidroxietil)-1 -piperazine etanofulfónico
AlA, Acido indolacético
KCI , Cloruro de sodio
M1,M2, Segmentos transmembranales
MES, 2-Morfolino-etanosulfónico
Na(OH), Hidróxido de sodio
NO, Nitrógeno orgánico
NH/, Amonio
NMDA, N-metil-O aspartato
NR, Nitrato reductasa
N03-, Nitrato
PR, Pelos radiculares
RP, Raíz primaria
RL, Raices laterales
X
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RESUMEN
Los frutos de chile habanero que se cultivan en los suelos pedregosos de Yucatán
presentan un mayor picor y vida de anaquel. Sin embargo, en suelos profundos como los
K'an kab, el rendimiento del cultivo es más alto. En los últimos años se ha demostrado
que los suelos pedregosos contienen más materia orgánica que los Kán kab. Hasta ahora
se han hecho pocos estudios dirigidos hacia el mejoramiento de la producción y
rendimiento de las plantas de chile habanero, entre estos el uso de abonos orgánicos. En
el presente trabajo se realizó un estudio para conocer la respuesta de la raíz de chile
habanero a la presencia exógena de diferentes aminoácidos. El glutamato, un aminoácido
previamente reportado que inhibe drásticamente el crecimiento de la raíz de Arabidopsis,
no tuvo un efecto significativo.sobre chile habanero. No obstante, la glicina indujo cambios
significativos sobre el crecimiento de la raíz primaria. Las plántulas creciendo en
presencia de 1 mM de este aminoácido presentaron una inhibición en el crecimiento
radicular y una estimulación tanto en la elongación de los pelos radiculares como en la
expansión radial de la raíz. Los pelos radiculares se formaron más cerca del ápice,
indicando un acortamiento de la zona meristemática y/o zonas de transición y elongación.
Al analizar los cortes histológicos longitudinales y transversales del ápice radicular, se
observó que las raíces creciendo en presencia de glicina presentaron igual número de
células en cada zona del ápice radicular, comparadas con aquellas creciendo en
presencia de 1 mM de KCI (testigo). Sin embargo, el tamaño de las células fue menor, por
lo que la inhibición sobre el crecimiento parece deberse a una afectación en la elongación
y no en la división celular. Sorprendentemente, la glicina indujo la acumulación de
gránulos de almidón, particularmente en las células corticales inmaduras de la zona
meristemática del ápice radicular, aunque también se encontraron en la endodermis y el
periciclo. Todos los cambios inducidos por glicina en la raíz pueden constituir una
respuesta adaptativa de las plantas cuando se encuentran en presencia de nichos de
materia orgánica en el suelo, en los que la glicina es un aminoácido abundante. En este
trabajo se discute la posible participación de receptores de glutamato, así como de las
hormonas etileno y auxina para mediar dicha respuesta; sin embargo, esto debe ser
dilucidado en futuras investigaciones.
-
ABSTRACT
Habanero pepper pods plants from growing in the rocky soils of Yucatan present a higher
pungency and longer life. However, in profound soils as the luvisols, culture yield is even-
higher. Recently, it has been proved that rocky soils have more organic matter that the
luvisols. Few studies have been made in order to improve Habanero pepper production
and yield; specifically those using organic fertilizers. In the present work, a s udy was
performed to known the response of habanero pepper roots to the exogenous presence of
different amino acids. Glutamate, an amino acid that drastically inhibits Arabidopsis root
growth, no did affect significantly habanero pepper root system. However, glycine induced
significant changes on it. Seedlings growing in presence of 1 mM glycine showed an
inhibition in primary root growth and a stimulation in both, root hairs elongation , and radial
root expansion. Root hairs formation occurred closer to root apex, indicating an slhorting of
meristematic and/or transition and/or elongation zones. When histological analysis was
performed, it was observed that roots growing in presence of glycine showed similar cells
number in each root apex zone, compared with those growing in presence of 1 mM KCI
(control); however, the cells size was smaller, so that the inhibition of root growth is
caused by an affectation in cell elongation, and no in cell division. Surprisingly, glycine
induced starch grain accumulation, particularly in inmadure cortical cells of meristematic
zone, although also scarse starch grains were observed in endodermis and pericycle. All
changes induced by glycine in root can to constitute an adaptative response of plants
when it growth in presence of organic matter niches in soil, where the glycine is an
abundant amino acid . In this work its discussed the possible participation glutamate
receptors, and ethylene and auxin hormones in the response; however, it should be
elucidated in future research .
-
INTRODUCCIÓN
INTRODUCCIÓN
El ambiente del suelo de donde las plantas extraen agua y nutrientes es altamente
heterogéneo, tanto espacial como temporalmente. Debido a esto, las plantas dependen
de varios tropismos (gravitropismo, tigmotropismo, hidrotropismo, quimiotropismo, etc.)
para dirigir sus raíces hacia las fuentes de nutrientes y agua en el suelo. Los mecanismos
fisiológicos por los cuales estos tropismos alteran el crecimiento de la raíz todavía no
están del todo claro (Bloom et al. , 2006).
Existen evidencias de que estos cambios en el crecimiento radicular pueden ser causados
por la hipótesis del "crecimiento ácido". De acuerdo a esta hipótesis, la expansión celular
está regulada por la modificación del pH alrededor de la pared celular. Por lo tanto, a pH
bajo (pH < 4) ocurre la expansión de las células. Se sabe que este cambio de pH está
regulado por auxinas (Cosgrove, 1999). Existen trabajos que apoyan esta hipótesis en
brotes de coleóptilo de berenjena (Kotake et al., 2000) y en el cierre de hojas de plantas
de Venus Flytrap (Williams et al., 1982); sin embargo, en las raíces los resultados no son
claros (Bloom et al., 2006).
Bloom et al., (2006) demostraron que valores de pH entre 5.6 y 6.5 no afectaron la
elongación de las raíces de maíz, pero sí su elasticidad. Por el contrario, al adicionar
nitrógeno inorgánico en el medio, en las mismas condiciones de pH, se observó un efecto
sobre la elongación de la raíz. Por lo tanto , estos autores concluyeron que el nitrógeno
inorgánico, más que el pH, influyó en la elongación del ápice radicular en esta especie.
Otros estudios han demostrado que las raíces proliferan en las zonas del suelo ricas en
nitrógeno, particularmente nitrato (Bloom et al. , 2006). Recientemente, se ha demostrado
que la forma del nitrógeno orgánico en el suelo también influye sobre el crecimiento de las
plantas. Sin embargo, pocos grupos de científicos han dirigido su investigación al
respecto.
Se ha demostrado que L-glutamato produce cambios en el desarrollo de la raíz de
Arabídopsís thalíana , al ocasionar una inhibición de la división celular en el meristemo
(Walch-Liu et al., 2006). Más aun, el ápice de la raíz de Arabídopsís thalíana es capaz de
percibir el glutamato extracelular y desencadenar una reducción en la expansión celular
1
-
INTRODUCCIÓN
(Walch-Liu et al., 2005). Por ello, se propone que este aminoácido podría actuar como
una señal endógena en la comunicación célula - célula o como una molécula de
señalización a larga distancia (Walch-Liu et al., 2005).
En el género Capsicum, que pertenece a la familia de las solanáceas, existen especies de
importancia económica. De varias especies existentes, Capsicum annum, Capsicum
frutescens y Capsicum chinense están ampliamente distribuidas, las cuales producen
frutos pungentes o picosos (Menichini et al., 2009). En lo particular, las plantas de
Capsicum chinense (chile habanero) que se cultivan en Yucatán, son importantes
económicamente para el Estado, las cuales pueden sobrevivir en suelos pedregosos
como aquellos que son pobres de nitrógeno, por lo que han de presentar un sistema
radicular especializado que les permite crecer y desarrollarse en estas condiciones. Sin
embargo, no existe un estudio sobre el efecto que una fuerte orgánica de nitrógeno tiene
en el desarrollo del sistema radicular en el género Capsicum. En el presente trabajo se
estudió el efecto sobre el sistema radicular del chile habanero de los aminoácidos
glutamato y glicina, los cuales son abundantes en los alrededores de la materia orgánica
en descomposición en el suelo.
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CAPÍTULO 1
ANTECEDENTES
1. Los sistemas radiculares
1.1. Estructura de una raíz
CAPÍTULO 1
El crecimiento de los sistemas radiculares está dado por tres eventos diferentes, la
actividad del meristemo apical , la formación de los pelos radiculares y la formación de
raíces laterales. En el meristemo apical se lleva a cabo la división celular, tanto en
dirección hacia la base radical (para formar células que se diferenciarán dentro de los
tejidos), como en dirección contraria (para la formación de las células meristemáticas de
la cofia).
La raíz está organizada en una zona protectora llamada cofia , una zona meristemática,
una de elongación y una de maduración (Figura 1.1 ). Dentro de la zona de elongación, la
velocidad con que se elongan las células no es homogéna, existiendo una zona llamada
de transición, en la cual las células se preparan para "dejar al meristemo" , donde la
elongación ocurre lentamente. La división celular en el meristemo empieza
aproximadamente a 0.1 mm del apice y va disminuyendo hasta a una distancia de 0.4
mm. En cambio, la zona de elongación inicia de los 0.7 mm a 1.5 mm del ápice, donde
las células se extienden rápidamente en longitud y sufren una serie de divisiones para
producir un cilindro de células endodérmicas. En el cilindro vascular, el floema empieza a
diferenciarse entre los 3 y 4 mm del ápice y este tejido es responsable del transporte de
carbohidratos, desde la parte aérea de la planta para el crecimiento del ápice (Bloom et
al. , 2003).
En los tejidos jóvenes, en donde el floema todavía no se desarrolla, se ha propuesto que
el transporte de carbohidratos y de nitrógeno depende de una difusión simplástica (Bret-
Harte et al. , 1994).
Por otra parte, la zona de maduración inicia entre los 5 y 20 mm del ápice, donde el
xilema desarrolla la capacidad de translocar agua y solutos hasta los brotes. También en
esta zona ocurre la formación de pelos radicales (Figura 1.1) (Bloom et al., 2003).
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CAPÍTULO 1
e •O ·u Pelo radicular 1! ;:,
"C
"' :E
Corteu e Xllema ·O ·u "' tJI Floema e: o üi Endodermls
Epidermis o E Cl> Región de una rápida -111 división celular ·e: ~ Centro qulascente
Ápice radicular "' 'S Cofia o
Cubierta de mucigel
Figura 1.1. Clasificación de las zonas presentes en el ápice de la raíz
primaria de Arabidopsis (Bloom et al. , 2003).
El sistema radical es indispensable para la sobrevivencia de las plantas, al suministrarles
un soporte físico, además de nutrientes y agua (Mouchel et al. , 2004). Las raíces
responden a nutrientes localizados en determinadas zonas del suelo, modificando su
velocidad y dirección de crecimiento, además de ampliar sus ramificaciones y formar
pelos radiculares (PR) para accesar a las fuentes de agua y aumentar la absorción de
nutrientes (Mouchel et al., 2004).
Los (PR) son proyecciones de las células epidérmicas de la raíz. Estas estructuras juegan
un papel importante para la toma de agua y nutrientes. Ellos también pueden estar
involucrados en el anclaje, aunque su capacidad para sostener una planta completa es
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CAPÍTULO 1
limitada. No obstante, estas estructuras sirven para anclar la raíz en la zona de
maduración y proporcionar una firmeza en la base, a partir de la cual el ápice puede
extenderse dentro del suelo (Bloom et al., 2003).
Las células epidérmicas no se dividen para formar el pelo radicular sino que se elongan
fuera de la raíz primaria y están localizadas sobre la pared longitudinal y anticlinal , entre
dos células corticales subyacentes (Ridge, 1995). El inicio de la formación de los PR
depende del pH del citoplasma y de la pared celular de las células de la raíz. Bibikova et
al. (1998) observaron que un incremento en el pH del citoplasma y de la pared celular
disminuyeron la formación de pelos radiculares en las raíces de Arabidopsis thaliana.
En otro estudio, se evalúo el efecto de la auxina (2,4-D) y el etileno sobre la formación de
los pelos radiculares. A través del uso de mutantes diferencialmente sensibles a estas
hormonas se pudo determinar que son requeridas para la elongación normal de los PR
(Pitts et al. , 1998). Sin embargo, el etileno juega un papel importante no sólo en la
iniciación de estas estructuras, sino también en su elongación (Dolan, 2001 ).
Por otro lado, las células epidérmicas de la raíz y el desarrollo de los pelos radiculares
están reguladas por el estrés salino, observando que al incrementar la concentración de
NaCI la densidad de los PR disminuye hasta presentarse una inhibición drástica a una
concentración de 100 mM de NaCI (Wang et al. , 2008). Es importante mencionar que en
la formación y el desarrollo de los PR influyen señales ambientales y existe un control a
nivel genético (como los genes que regulan la producción de especies reactivas de
oxígeno involucrados en la morfogénesis de los PR) (Wang et al. , 2008; Jones et al. ,
2007).
La velocidad de elongación de la raíz, el ángulo de crecimiento y su trayectoria se
modifican en respuesta a un gran número de factores , tanto ambientales como internos
(Figura 1.2) (Filleur et al. , 2005). Una de las señales internas que ha sido estudiada, son
las auxinas. Se sabe que bajos niveles el ácido indolacético (IAA) inhibe el alargamiento
celular (lshikawa et al., 1993b) y el crecimiento de los PR (Felle et al. , 1997). Sin
embargo, la respuesta de la raíz a estos estímulos va a depender de la especie (Bloom et
al., 2003).
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CAPÍTULO 1
Señales endógenas Hormonas, azúcares, péptidos, etc.
Señales ambientales Nutrientes, agua, oxigeno, tacto, luz, gravedad, microorganismos
Zona de elongación
Meristemo
Cofia de la rafz
Respuesta de crecimiento Crecimiento rápido o lento, trayectoria alterada o detención
del crecimiento
Figura 1.2. Cambios en el crecimiento de la raíz en respuesta a señales
endógenas y ambientales (Filleur et al. , 2005).
Una característica importante de los sistemas radiculares es su plasticidad, entendida
como la capacidad para modificar su fenotipo en respuesta a cambios en el ambiente, ya
que proliferan ra íces laterales (RL) en determinadas partes del suelo ricas en
determinados nutrientes tales como amonio, nitrato y fósforo inorgánico (Walch- Liu et al. ,
2006).
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CAPÍTULO 1
1.2. Respuesta radicular a la presencia heterogénea de nutrimentos
1.2.1. Formas de nitrógeno en el suelo.
En el suelo existen diferentes formas de nitrógeno que son util izados por las plantas para
su crecimiento y desarrollo. La mayor parte de ellos se encuentra en forma de moléculas
orgánicas, como lo son los péptidos, proteínas y aminoácidos libres; los cuales son
convertidos en amonio y nitrato, como formas inorgánicas, a través del proceso de
mineralización y nitrificación por los microorganismos del suelo (Miller et al. , 2004).
Muchos de los trabajos de investigación reportados se han dirigido hacia el estudio de los
efectos del nitrógeno inorgánico; mientras que las investigaciones dirigidas sobre la
interacción del nitrógeno orgánico (NO) en el desarrollo de las plantas son escasas. Por
esta razón , hacer investigación al respecto, sería un reto para enriquecer y fortalecer los
trabajos previos hechos sobre el estudio del nitrógeno orgánico.
1.3. Efecto de los diferentes tipos de nitrógeno sobre el crecimiento radicular.
Desde 1975 se han hecho experimentos para evaluar el comportamiento de la raíz frente
a diferentes concentraciones de nutrientes en el medio de cultivo. Estos estudios
consistieron en crecer plantas de cebada en contenedores y dividir las raíces en dos
compartimentos; en uno de ellos se adicionó una baja concentración del nutriente y en el
otro una alta concentración, ya sea de nitrato, fosforo o potasio (Drew, 1975). Estos
trabajos lograron demostrar que las raíces respondieron de manera distinta a la presencia
de estos nutrientes.
A partir de ellos se observó que en la parte de la raíz primaria (RP) expuesta a altas
concentraciones de fosfato se incrementó la formación y la elongación de las RL, en
comparación a la zona expuesta a baja concentración. Esta respuesta fue similar con
nitrato y amonio. Sin embargo, el potasio no afectó el crecimiento de la raíz (Drew et al. ,
1975).
Por otro lado, las concentraciones de los diferentes nutrientes varían de acuerdo al tipo de
suelo en el que se encuentren, así como del nutrimento en cuestión. Por ejemplo, las
concentraciones de nitrato presentan una variación de casi tres veces entre dos puntos
separados a una distancia de 3 cm en el suelo, en comparación al fosforo (P) y potasio
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CAPÍTULO 1
(K), que apenas muestran una pequeña variación (Robinson, 1994 ).
El nitrógeno es uno de los elementos requeridos en grandes cantidades para el
crecimiento de las plantas y su absorción sólo es posible a través de la raíz (Bloom et a/.,
2003). Muchas especies son capaces de responder al nitrato localizado en una
determinada zona del suelo y en éstas se incrementan la toma de nutrientes a través de
la proliferación de sus RL.
Al exponer las raíces de Arabídopsís a N03- distribu ido localmente, se observó que la
elongación de las RL se estimuló en la zona expuesta a este nutrimento. Sin embargo, el
número de RL no se incrementó (Zhang et a/., 1999). En cebada, por el contrario, se
observó un incremento en el número y la elongación de las RL. Sin embargo, como el
experimento no fue llevado a cabo bajo condiciones asépticas es posible que haya
ocurrido una nitrificación del NH/ (Drew et a/. , 1975).
Por otra parte, se tienen evidencias de que el efecto de N03- en Arabídopsis,
probablemente sea por un mecanismo de señalización por el mismo ión y no a nivel
metabólico. Este efecto se pudo entender al utilizar mutantes deficientes de la enzima
nitrato reductasa (NR), que sugiere que la concentración de N03- interno más que la
acumulación del producto de la asimilación del mismo ión , fue el factor clave para la
respuesta de elongación de las RL (Zhang et a/., 1999).
Las plantas también pueden obtener el nitrógeno a partir del amonio. Al usar diferentes
niveles, tanto de amonio como de N03-, se observó que el crecimiento de brotes de
tomate fue similar bajo ambas formas de nitrógeno. No obstante, el crecimiento de la raíz
se incrementó por amonio (Bloom et a/., 2003).
El alargamiento de la raíz y el aumento de la biomasa de plántulas de maíz fueron
superiores en soluciones que contenían amonio, en lugar de N03- (Bloom et a/. , 2003).
Estos autores plantean que estos resultados concuerdan con la hipótesis de que la
nutrición con amonio acelera la división celular (Bloom et a/. , 2003).
En Arabídopsís thalíana , se demostró que el amonio no estimulaba el crecimiento de las
(RL) a concentraciones de 1 mM e incluso a 0. 1 mM. Se plantea que a concentraciones
mayores de 1 mM podría inhibir el crecimiento de las RL. Sin embargo, el efecto sobre el
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CAPÍTULO 1
crecimiento de la RP no se menciona en este trabajo (Zhang et al., 1999).
Otra fuente de nitrógeno para las plantas es la de origen orgánico, como lo son los
aminoácidos. El glutamato se ha utilizado en experimentos con Arabidopsis thaliana para
determinar su efecto sobre el desarrollo del sistema radicular. Al compararlo con el resto
de los aminoácidos (asparagina, glicina, serina, entre otros), se observó que solo éste
inhibía el crecimiento de la RP, excepto por un efecto ligeramente negativo del triptófano,
el cual fue atribuido a la auxina por ser un precursor de esta hormona (Walch-Liu et al. ,
2006).
También , se realizaron experimentos para estudiar si el efecto del glutamato podría
deberse a la percepción del mismo por el ápice de la raíz, o era un resultado del
metabolismo de este aminoácido. De acuerdo a estos resultados , la RP de Arabidopsis
thaliana puede percibir al glutamato y, éste puede comportarse como una molécula señal,
además de que el efecto es altamente específico, porque su estereoisómero D, no fue
capaz de inhibir el crecimiento (Walch-Liu et al., 2006).
La inhibición de la RP se produjo en concentraciones de glutamato tan bajas como 0.05 -
0.5 mM. Estos autores también reportaron que el crecimiento de las raíces de otras
especies, como tomate y Thlaspi caerulescens, fueron sensibles a concentraciones de 1
mM de glutamato, al igual que en Arabidopsis (Walch- Liu et al., 2006).
La función ecológica que puede tener la respuesta de las plantas a los aminoácidos, así
como el papel de esta fuente de nitrógeno orgánica sobre la nutrición vegetal es materia
actual de debate (Walch-Chiu et al., 2006).
1.4. Presencia de los aminoácidos en el suelo y su absorción por las raíces
Se sabe que los nutrientes que están en los ecosistemas son utilizados, tanto por las
plantas como por los microorganismos presentes en el suelo, originando una competencia
entre todos ellos por la toma de los mismos (Neff et al., 2003). El NO como los
aminoácidos, son fuentes importantes de carbono y nitrógeno para los organismos. Se
plantea que solamente el exceso del nitrógeno inorgánico producido por éstos, podrían
estar disponibles para las plantas (Lipson et al. , 2001 ).
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CAPÍTULO 1
Esta conversión del NO a inorgánico, útil para el crecimiento de las plantas, es llamada
mineralización microbiológica. Sin embargo, existe la evidencia de una toma directa de
aminoácidos por muchas especies de plantas (Neff et al., 2003).
Se ha estimado que el NO del suelo contiene 40% de material proteico, 35% de
compuestos heterocíclicos (ácidos nucleicos), 5-6% de aminoazúcares y 19% de amonio
(Schulten et al., 1998). Actualmente se ha encontrado que la distribución de diferentes
aminoácidos en el suelo (glutamato y aspartato), así como sus amidas, (glutamina y
asparagina) y los dos aminoácidos neutrales (glicina y alanina) son bastante uniformes.
Sin embargo, el aspartato, el glutamato y la glicina son los que predominan comúnmente
en el suelo, con respecto a los aminoácidos básicos lisina, arginina e histidina y los
neutros: alanina, serina, asparagina, glutamina y leucina, que son algunos de los
presentes en altas concentraciones (Lipson et al., 2001 ).
Por otro lado, se sabe que sólo una fracción pequeña del total de los aminoácidos se
encuentra en forma libre en el suelo. Por lo tanto, la cantidad es pequeña y dinámica,
debido a que son rápidamente tomados por los microorganismos y las plantas. Se ha
reportado que la vida media de los aminoácidos en el suelo varía entre 1.7 a 28.7 horas y
que los aminoácidos básicos son adsorbidos por las partículas del suelo debido a su
carga positiva, mientras que los neutrales o acídicos presentan menos grado de adsorción
(Lipson et al., 2001 ).
Generalmente, en la solución del suelo la concentración total de aminoácidos está
alrededor de 0.01 mM (Jones et al. , 2005). Sin embargo, en los alrededores de la materia
orgánica en descomposición , estos valores pueden aumentar hasta el orden de los
milimolares (Walch-chiu et al. , 2006)
1.5. Transporte y compartamentalización de aminoácidos
Los compartimentos tales como cloroplasto, citosol y vacuola están involucrados en el
metabolismo y almacenaje de aminoácidos. Las vacuolas funcionan principalmente para
el almacenamiento de estos aminoácidos. Cuando la síntesis de proteínas se excede en
el citosol , los aminoácidos son transportados hacia las vacuolas para regular el
metabolismo del nitrógeno, que es importante para el crecimiento y desarrollo de las
plantas (Dietz et al. , 1990).
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CAPÍTULO 1
En las hojas de cebada la concentración del ácido glutámico es superior en el citoplasma
que en las vacuolas. En cambio, la alanina , la leucina y la glutamina son los aminoácidos
que se concentran en mayor proporción en las vacuolas. Además, se observó que los
aminoácidos neutrales valina y leucina disminuyeron el transporte de la alanina hacia la
vacuola (Dietz et al., 1990).
Los productos de la asimilación del carbono y del nitrógeno, tales como la sacarosa, el
malato y los aminoácidos son rápidamente transferidos dentro de la vacuola en las células
de las hojas durante el día. El transporte de la fenilalanina hacia las vacuolas es inhibido
por otros aminoácidos y su translocación hacia este organelo es dirigida por una bomba
de protones (H+-ATPasa). Por su parte, la toma de glutamina y de alanina dentro de las
vacuolas de las hojas de cebada se incrementa por el ATP exógeno, así como la de
arginina en los hongos (Neurospora crassa). Estos organismos acumulan un alto
contenido de arginina en sus vacuolas. Además, se identificó una proteína de 40 kD
involucrada en este transporte (revisado por Martinoia et al. , 1991 ). Estos resultados
demuestran que el transporte de los aminoácidos hacia la vacuola es activo.
En Acer pseudop/atanus, la homoserina uno de los intermediarios en la síntesis de
metionina, treonina e isoleucina (derivados del aspartato) entra activamente a la célula
compitiendo con serina o treonina mediante un transporte de alta afinidad (simporte -
proton), a una velocidad máxima de 8 ± 0.5 ¡Jmol.h/g de peso fresco celular. Mediante
resonancia magnética nuclear se pudo visualizar que la compartamentalización de este
aminoácido fue de 4 a 5 veces superior en el citoplasma que en la vacuola (Aubert et a/. ,
1998).
Por otro lado, en Pringlea antiscorbutica, la prolina se acumula en hojas, tallos y raíces
cuando está sometida a estrés salino. Esta acumulación es de 2 a 3 veces superior en el
citoplasma que en la vacuola (Aubert et al. , 1999).
Los aminoácidos también son transportados entre diferentes órganos; asimismo, la
redistribución del carbono y el nitrógeno, requ ieren de la actividad de transportadores de
aminoácidos en la membrana celular (Fischer et a/., 1998).
En los últimos años se ha demostrado que efectivamente los aminoácidos pueden ser
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CAPÍTULO 1
transportados a través del floema y el xilema en las plantas (Pratelli et al. , 201 0). Existe la
evidencia de glutamato y glicina son tomados por transportadores específicos que se
encuentran en las raíces (Svennerstam et al. , 2008).
Sin embargo, los aminoácidos aparte de que son absorbidos, también son excretados por
la planta; este proceso de excreción es regulado por determinadas proteínas como las de
la familia GDU (glutamina dumper). En A. thaliana esta familia de proteínas estimulan la
exportación de los aminoácidos. Algunas de ellas están involucradas en la regulación de
la excreción del glutamato y de la glicina, debido a que al sobreexpresar los genes gdu1-
1 D aumentó la exportación de los aminoácidos, mientras que su absorción se redujo.
Estas proteínas GDU pueden encontrarse tanto en las raíces como en la parte aérea
(Pratelli et al., 201 0).
Estos resultados son una herramienta básica que abre una serie de evidencias sobre el
transporte de los aminoácidos dentro de la planta.
1.6. Características generales del glutamato y su metabolismo
El glutamato es uno de los aminoácidos más abundantes y su estructura química se
observa en la Figura 1.3. El ácido glutámico puede existir en forma de glutamato libre o
unido con otros aminoácidos formando péptidos. Las proteínas animales pueden contener
alrededor del 11 al 20% por peso de ácido glutámico, mientras que las proteínas
vegetales alcanzan hasta el 40% por peso. Por lo tanto, el glutamato se encuentra en una
gran variedad de alimentos (Naim et al., 1979).
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CAPÍTULO 1
+H N -Goo-
~
Figura 1.3. Estructura química del glutamato (Tomado de Berg et al.,
2002)
El metabolismo del glutamato en las plantas es de gran importancia, ya que este
aminoácido es una molécula central para la síntesis de otros aminoácidos (Figura 1.4). El
grupo a-amino del glutamato está involucrado en la asimilación de amonio y también es
transferido a otros aminoácidos. Tanto la estructura carbonada, como el grupo a-amino
son la base para la síntesis de ácido y- aminobutírico (GASA), arginina y prolina (Forde et
al. , 2007). Este compuesto también forma glutamina y asparagina, que son transportados
a través del floema y usados para la síntesis de otros aminoácidos y proteínas (Hiroaki et
al., 2007). Este aminoácido puede ser compartamentalizado tanto en los glioxisomas,
como en las vacuolas (Davenport, 2002). Además, es sintetizado en las mitocondrias y
cloroplastos , y funciona como un intermediario en el ciclo fotorespiratorio dentro de los
peroxisomas (Masclaux et al., 2006).
La enzima clave que interviene en la síntesis de glutamato es la glutamina:2-oxoglutarato
amidotransferasa (GOGAT). La reacción es una transferencia del grupo amino de la
glutamina al 2-oxoglutarato para producir dos moléculas de glutamato. En las plantas esta
enzima está presente en dos formas distintas, dependiendo del donador de electrones
que usen, una que usa ferrodoxina reducida (EC 1.4.7.1) y la otra que usa NADH (EC
1.4.1.14 ). La primera presenta una alta actividad en los cloroplastos de los tejidos
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CAPÍTULO 1
fotosintéticos, donde es capaz de usar la energía solar directamente como proveedor del
compuesto reductor. La enzima dependiente de NADH, presente también en plástidos,
está localizada en células no fotosintéticas, donde el poder reductor es proporcionado por
la ruta de las pentosas fosfato . El sustrato usado por la glutamato sintasa es la glutamina,
ésta es sintetizada por acción de glutamina sintetasa (GS; EC 6.3.1.2) que utiliza como
sustrato al glutamato y al amonio, y es una reacción dependiente de ATP. La forma GS1
está localizada en el citoplasma, y la GS2 en los plástidos (Farde et al. , 2007).
Otra de las enzimas que está involucrada en el metabolismo del glutamato es la glutamato
deshidrogenasa (GDH; EC 1.4.1.2), que se localiza en la mitocondria. Esta enzima
cataliza de manera reversible la aminación como la deaminación, pudiendo realizar la
síntesis o el catabolismo del glutamato (Farde et al. , 2007) .
. \ s¡•aroa ~lua Addos nudt>kos (fui des
!iiii((•/(I .'UI
Glutamato
GlllftLmalll l ~ ===~j $intasa 1 1
Amioobulirato
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Amhw y '"-••f•ro•~ l 2-oxo:idflos
.\milaoáddos
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Figura 1.4. Ruta de síntesis y metabolismo del glutamato en las plantas
(Farde et al., 2007).
En animales, el glutamato presenta un flujo entre órganos (pulmones, hígado, riñones,
cerebro y músculos) y algunos de ellos liberan o absorben este compuesto para regular
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CAPÍTULO 1
su energía metabólica (Hediger et al. , 1999). Existe la evidencia de la formación del
glutamato a partir del a-cetoglutarato, intermediario del ciclo del ácido cítrico. A su vez, a
partir de él se sintetizan otros aminoácidos, los cuales posteriormente son usados para la
síntesis de purinas (Berg et al., 2002). El a-cetoglutarato, formado a partir de la
deaminación del glutamato, puede ser usado nuevamente en el ciclo del ácido cítrico y
para la síntesis de glucosa. Además de que el glutamato es producido por el intermediario
del ciclo de Krebs, también interviene en la formación de moléculas de amonio en el ciclo
de la urea (Nelson et al. , 2000). En bacterias, el glutamato puede formarse a partir de 2-
oxoglutarato y amonio por la acción de la glutamato deshidrogenasa o por la glutamato
sintasa, la cual convierte la glutamina y el 2-oxoglutarato en dos moléculas de glutamato
(Kioosterman et al. , 2006).
Además del papel central que juega el glutamato en el metabolismo del nitrógeno,
también este aminoácido es considerado una molécula señal en varios organismos. Su
papel como señal es descrito a continuación.
1.7. Glutamato como molécula señal en animales, plantas y otros organismos
Aunque desde los años 50 se pensaba que el glutamato podría ser una molécula de
señalización, no fue hasta 1970 que se comprobó que era un importante neurotransmisor
excitatorio en el sistema nervioso central de los mamíferos (Forde et al., 2007). Ahora se
sabe que es una molécula importante de señalización en animales, ya que es el principal
neurotransmisor del sistema nervioso central {Figura 1.5) (Li et al. , 2006).
En mamíferos algunos receptores de glutamato relacionados con canales de calcio , son
activados por el N-metii-D-aspartato (NMDA). Estos receptores se conocen como
receptores de glutamato activados por NMDA (GiuR-NMDA), se encuentran en la
membrana post-sináptica de las neuronas y actúan con otras proteínas intracelulares,
pero también cuentan con una serie de coagonistas y moduladores.
Estos receptores están involucrados en el desencadenamiento de una cascada de
señalización en el cerebro (Aibarracin et al. , 2007). La Figura 1.5 muestra un modelo
básico de las posibles rutas de señalización diferencial del GluR-NMDA, así como la
integración entre las diferentes rutas para dar origen a posibles resultados de aprendizaje
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CAPÍTULO 1
en humanos (Aibarracin et a/. , 2007). Como se observa, la ruta de señalización mediada
por GluR-NMDA desencadena una serie de respuestas intermediarias, que en conjunto,
provocan el equilibrio y la plasticidad conduciendo a una respuesta involucrada en el
aprendizaje o la memoria del ser humano.
Otros receptores. enzimas,
canales. etc
Señalización nuclear, síntesis de nuevas especies proteiCas
Activación 1
--~· 1 AprendiZ~Je, 1----- mamona _
Citoesqueleto y proteinas de adhesión
Figura 1.5. Esquema de las rutas de señalización diferencial propuestas
para el GluR-NMDA. El aprendizaje y memoria de los seres humanos es
mediado por receptores del subtipo NMDA seguida por una
interconexión de rutas de señalización que conllevan a la plasticidad y
homeostasis del sistema nervioso central (Aibarracin et al. , 2007)
En A. tha/iana , existe la evidencia de que el efecto de este aminoácido sobre el
crecimiento de la RP posiblemente sea por una señalización del glutamato y que éste es
percibido en el ápice de la raíz (Walch- Liu et al. , 2006).
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CAPÍTULO 1
El glutamato también está involucrado en la ruta de señalización quimiosensorial del
Paramecium tetraurelia (protozoos), donde inicia una cascada de señales, produciendo un
incremento en los niveles del AMP cíclico intracelular y provocando una hiperpolarización
de la membrana celular (Yang et al. , 1997).
1. 7 .1. Características de los receptores de glutamato
La señalización por glutamato puede tener un origen evolutivo. Esta evidencia se basa en
la gran distribución filogenética de una familia de receptores ionotrópicos de glutamato
(iGiuR) en diferentes re inos. La existencia de homólogos de estos receptores en las
plantas fue reportada en 1998 (Filleur et al. , 2005). Después de varios años también se
identificó una familia de estos receptores en cianobacterias, los cuales estaban
relacionados con canales de potasio (Filleur et al. , 2005).
También, existe evidencia de que las plantas poseen receptores de glutamato
relacionados con canales iónicos no selectivos, similares a los receptores presentes en
animales, con una posible función en el transporte o señalización de calcio (Filleur et al.,
2005).
En la Figura 1.6 se muestran algunas de las estructuras que representan posibles
relaciones evolutivas entre los receptores ionotrópicos de glutamato. Tanto los
organismos procarióticos como los eucarióticos comparten una similitud de dominios
transmembranales presentes en los receptores ionotrópicos de glutamato (Figura 1.6 A, B
y C).
En peces, anfibios y aves se expresan ciertas proteínas de bajo peso molecular que se
unen a kainato (Revisado por Davenport, 2002), un compuesto producido por algas rojas
que actúa como agonista en receptores ionotrópicos de glutamato (Lam et al., 1998)
(Figura 1.6 D). Estas proteínas carecen del extremo N terminal en comparación a la de los
receptores ionotrópicos, pero aunque todas se unen a este aminoácido y son parecidas a
las secuencias de los receptores ionotrópicos , no parecen funcionar como canales iónicos
(Davenport, 2002).
En animales no sólo existen receptores iónicos, sino otros llamados metabotrópicos que
tienen dominios homólogos de unión a glutamato, pero que no forman canales (Figura 1.6
17
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CAPÍTULO 1
E). Como se observa en la figura , estos receptores de glutamato posiblemente compartan
un ancestro común (Davenport, 2002).
18
A B D
ca
Figura1.6. Relación evolutiva de los receptores ionotrópicos de
glutamato. (A), subunidad de canal de potasio con estructura M1 PM2 en
procariotes.(B), GluR0 , una subunidad del canal de potasio que se abre
por la presencia de glutamato, en procariotes. (C), subunidad de
receptores tanto en plantas como en animales. (D), Subunidades de
proteínas que se unen a kainato, encontradas en peces, anfibios y aves.
(E), Subunidad de receptores metabotrópicos de glutamato (GiuRm). En
el caso de los receptores, se muestra una sola subunidad, pero se ha
previsto que cuatro o posiblemente cinco subunidades al parecer
forman un canal iónico funcional. PBP (proteína que se une a
aminoácido periplásmico); S1 , S2 (dominios que se unen al ligando); M
(dominio transmembranal); O (extracelular); i (citosol) (Davenport,
2002).
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CAPÍTULO 1
La familia de receptores ionotrópicos de plantas y cianobacterias son estructuralmente
similares a los receptores de mamíferos (Figura 1. 7) (Chiu et al. , 2002).
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CAPÍTULO 1
D- aspartato), AMPA (a- amino- 3 hidroxi- 5- metil- 4- isoxazole ácido propiónico) y
receptores de kainato. Los receptores diferentes a NMDA (los AMPA y Kainato) presentan
un canal catiónico no selectivo permeable a sodio y potasio, mientras que los receptores
tipo NMDA son más permeables a iones calcio. Además, estos receptores están
compuestos por las subunidades NR1 (sitio de unión de la glicina) y NR2 (sitio de unión
del glutamato); la expresión de ambas subunidades es requerida para formar un canal
funcional (Rousseaux, 2008). Sin embargo, estos receptores requieren de la unión tanto
del glutamato como de la glicina para poderse activar por completo (Rousseaux, 2008).
Además, en su estructura tienen un sitio regulado por poliaminas que promueve la
activación del receptor, y los dos restantes son aquellos donde se lleva a cabo el
reconocimiento de Mg++, zn++ y penciclidina (PCP), los cuales inhiben el flujo iónico,
aunque el agonista se una al receptor. Los receptores NMDA son inactivos a potenciales
de membrana con valores de reposo, debido al bloqueo (dependiente de voltaje) de la
entrada de iones al canal por la presencia de magnesio (Rousseaux, 2008).
A diferencia de los receptores AMPA que contienen GluR2, los NMDA son permeables a
calcio y a otros iones. Por lo tanto, su activación provoca la entrada de iones Ca2+ a través
de la membrana de las células post- sinápticas en el sistema nervioso central (Figura 1.8) .
Sin embargo, las corrientes iónicas producidas por los receptores NMDA son más lentas
que las generadas por los de kainato y AMPA. El Zn2+ bloquea al canal de manera
dependiente de voltaje, mientras que las poliaminas (espermina y espermidina) no son
necesarias para la activación del receptor, pero sí causan un efecto en la eficiencia del
canal (Rousseaux, 2008).
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CAPÍTULO 1
Unión del antagonfsta
Estado inactivo Unión del agonista
Figura 1.8. Modelo de activación de un receptor ionotrópico de glutamato
(Armstrong ,2000). El nivel de activación de un GluR es dependiente de
la conformación de su dominio de unión al ligando. Cuando un agonista
se le une, el receptor de glutamato presenta un cierre máximo del
dominio provocando que el poro se abra y permita la entrada de iones.
Mientras que la unión de un antagonista evita este evento y por tanto no
activan al receptor.
1.7.2. Función de los receptores ionotrópicos de glutamato en las plantas
Se han identificado 20 genes en Arabidopsis que presentan una secuencia muy similar a
la de receptores de glutamato de animales. Dentro de éstos, se ha demostrado que el
receptor de glutamato 1.1 (AtGLR1.1) posiblemente regula el metabolismo del carbono y
del nitrógeno y el balance de agua. Estos eventos son requeridos para el crecimiento y
desarrollo normal de las plantas (Kang et at., 2004).
Otro de los miembros de los receptores de glutamato de A. thaliana es el AtGiuR2. Kim et
al. (2001) proponen que este receptor controla la translocación de calcio durante el
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CAPÍTULO 1
desarrollo normal de la planta o cuando ésta se encuentra bajo condiciones de estrés
iónico. Esta evidencia se logró al sobreexpresar AtG/uR2, el cual provocó síntomas de
deficiencia de calcio en las plantas transgénicas y una notable hipersensibilidad a potasio
y sodio; sin embargo, al incrementar la concentración de calcio la hipersensibilidad iónica
fue moderada (Kim et a/., 2001 ).
Por otro lado, los resultados sugieren que la activación del receptor inotrópico de
glutamato AtGLR3.3 induce la entrada de calcio, ya que mutantes de este receptor
presentaron una reducción en la entrada de calcio al citosol y en la subsecuente
despolarización de la membrana plasmática. Además, se logró observar que la respuesta
del receptor dependió del pH, ya que a un pH de 7.7, en lugar de 5.7 no se observó el
efecto sobre el flujo de calcio (Qi et al., 2006). Cabe recalcar que también se realizaron
experimentos con la glicina, obteniendo resultados similares a los de glutamato (Qi et a/. ,
2006).
En este trabajo, sólo cuatro de los aminoácidos (alanina, arginina, cisteína y serina)
causaron efectos similares al glutamato y la glicina, mientras que el resto produjeron una
pequeña despolarización. En este trabajo se demostró que alanina, cisteína, glutamato,
glicina, serina y asparagina desencadenan una entrada temporal de calcio y una
despolarización de la membrana, mediante un mecanismo que depende de AtGLR3.3 (Qi
et a/. , 2006).
Por otra parte, se demostró que estos seis aminoácidos tienen efectos distintos, de tal
manera que los autores proponen la existencia de cuatro subtipos de receptores en
hipocotilos de Arabidopsis. El tipo A es activado y desensibilizado sólo por glutamato y
contiene la subunidad GLR3.3. El tipo B es activado y desensibilizado por alanina,
cisteína, glutamato y glicina. Este receptor contiene subunidades GLR3.3 y posiblemente
una subunidad GLR3.4; mientras que el tipo C es activado y desensibilizado por los seis
aminoácidos y contiene las dos subunidades. Los autores mencionan que si no está
presente la subunidad GLR3.3 en los tres subtipos, posiblemente el canal pierda su
función (Stephens et a/. , 2008).
También, en otro trabajo se estudió si otro posible receptor de glutamato de Arabidopsis,
el AtGLR 1.1, está involucrado en la regulación del efecto del ABA. Con base en el uso de
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CAPÍTULO 1
mutantes se demostró que efectivamente el AtGLR 1.1 regula los efectos del ABA sobre la
germinación y el crecimiento de la RP. Además, también se observó que el proceso de
cierre y apertura de los estomas es regulado por este receptor, ya que en plantas
transgénicas que crecieron bajo las mismas condiciones el proceso de apertura no fue
completado en comparación de las silvestres. Cabe mencionar que el receptor también
está involucrado en la regulación de los efectos de la escases de agua. Las plantas
transgénicas sometidas a sequía se mantuvieron verdes en comparación de las silvestres,
las cuales presentaron un proceso de marchitamiento y clorosis (Kang et al., 2004).
Por otra parte, en Arabidopsis se ha reportado que los receptores de glutamato pueden
moderar la transmisión de las señales de luz. Esta evidencia se logró al usar 13-metil-
amino-L-alanina (I3MAA), un agonista de los receptores de mamíferos que se produce en
plantas y que inhibe la unión del ligando al receptor, disminuyendo su actividad. Bajo
condiciones de luz el I3MAA induce la elongación del hipocotilo, mientras que en la
oscuridad no lo hace. Además, se observó que revierte el efecto negativo del glutamato
en el crecimiento del hipocotilo (Brenner et al. , 2000).
En un estudio realizado en arroz, Li et al. , (2006) proponen que el receptor GLR3.1 es
necesario para mantener la división celular y la sobrevivencia de células individuales en el
meristemo, ya que mutantes de este gen (plantas que producen raíces cortas), tuvieron
una disminución en el tamaño del centro quiescente y una reducción de la actividad
mitótica en el meristemo apical de la raíz (Li et al. , 2006).
También, existe la evidencia de que un tipo de receptor para este aminoácido participa en
el control de la toxicidad por aluminio en plantas de Arabidopsis. El aluminio y el
glutamato provocaron una depolimerización de los microtúbulos y una despolarización de
la membrana celular en la raíces. Sin embargo, ambas respuestas son bloqueadas por un
antagonista específico de receptores ionotrópicos de glutamato, mientras que un
antagonista de un canal aniónico que se regula por aluminio bloquea la respuesta a
aluminio, pero no a glutamato. Por esto, los autores plantean que posiblemente ambos
eventos ocurren en la célula, después de que el glutamato endógeno entre a través de un
canal aniónico (Al) y se une a su receptor para traducir la respuesta celular por aluminio
(Sivaguru et al. , 2003).
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CAPÍTULO 1
El receptor AtGLR3.4 de Arabidopsis se expresa en las raíces, el tejido vascular, las
células del mesófilo y en las células guarda. Se observó que el contacto, el estrés
osmótico o el frío estimulan su expresión de manera independiente del ácido abscísico,
pero dependiente de calcio (Meyerhoff et a/., 2005).
Los 20 genes de receptores ionotrópicos de glutamato encontrados en Arabidopsis
thaliana , se expresan en raíces. Sin embargo, 16 de ellos también se expresan en otros
órganos como hojas, tallos y peciolos y cuatro se expresan exclusivamente en raíces.
También, se encontró que el gen AtGLR3.7, es ubicuo en todo los estados de desarrollo
de la planta y su expresión en ovocitos de rana induce la conductancia de elementos
como el bario, calcio y sodio en la membrana plasmática. Los autores sugieren que la
ubicuidad de la expresión del AtGLR3.7 en plantas demuestra su capacidad para formar
canales catión icos, independientes a ligandos o quizá actuar como una plataforma para
estructuras heteroméricas, incluyendo a la de receptores de glutamato en Arabidopsis que
responden a ligandos (Roy et a/., 2008).
1.8. El papel de la glicina en las plantas
En 1939, White propuso que la glicina era uno de los aminoácidos involucrados en la
estimulación del desarrollo de raíces de tomate. Mediante la eliminación de nueve de los
aminoácidos del extracto de levadura (histidina, fenilalanina , lisina, leucina, isoleucina,
ácido glutámico, prolina, valina y serina), se observó que su carencia no afectó el
crecimiento de las raíces cortadas e incubadas en una solución residual. Sin embargo, el
crecimiento de las raíces expuestas a un medio básico (sales estándar, sales de
complemento y azúcar), suplementado únicamente con glicina fue similar al observado en
la solución completa. De acuerdo a los resultados, ellos sugieren que la glicina está
jugando un papel como nutrimento, induciendo el crecimiento de las ra íces (White , 1939).
Por otra lado, se ha propuesto que la glicina podría activar receptores como lo hace el
glutamato. Así , más aún , la glicina también provoca el incremento del calcio en el citosol.
Sin embargo, una mezcla del glutamato y glicina produce una respuesta menor de
entrada de calcio en las células del hipocotilo de Arabidopsis thaliana , que cuando se
usaron individualmente estos aminoácidos (Dubas et al., 2003). De esta forma, estos dos
aminoácidos modulan esa respuesta sinérgicamente.
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CAPÍTULO 1
Para confirmar que estos aminoácidos activan receptores , plantas de Arabidopsis fueron
pretratadas con inhibidores de receptores de glutamato (DNQX). Al suministrarse en
presencia del glutamato o glicina se detectó una disminución en la entrada de calcio,
causando una reducción de la longitud del hipocotilo (Dubas et al. , 2003).
Los receptores del tipo NMDA están compuestos de una subunidad NR1 y al menos una
de las subunidades NR2 (NR2A-D). Hay evidencia de que la activación de estos
receptores por el glutamato requiere del ca-agonista glicina y ha sido propuesto que su
sitio de unión es la subunidad NR1 (Miyazaki et al. , 1999). Así, la glicina podría ser el
ligando natural para estos receptores en plantas, y no el glutamato. Esto fue demostrado
mediante programas computacionales creando modelos moleculares de la unión de estos
aminoácidos a subunidades de determinados receptores (Dubas et al. , 2003).
Como se ha descrito, los aminoácidos pueden regular el crecimiento radicular, incluso a
concentraciones a las cuales se pueden detectar en los alrededores de la materia
orgánica en descomposición en el suelo. Sin embargo, se ha observado que no todos los
aminoácidos son capaces de provocar este efecto e incluso la respuesta es diferencial
entre especie y dentro de la especie (Walch-Liu et al., 2006).
Con base a estas investigaciones realizadas con respecto a la respuesta de ciertas
especies de plantas a la presencia del glutamato y de la glicina, sin duda, genera una
aportación de ideas que consolida nuevas investigaciones científicas para sust~ntar la
importancia del nitrógeno orgánico en el crecimiento de las plantas en su medio ambiente.
Es por ello que en este trabajo se realizó una investigación de la respuesta del chile
habanero en la presencia de los aminoácidos, debido a que es un cultivo de importancia
cultural y económica para el Estado de Yucatán .
1.9. Capsicum chinense como modelo de estudio
México cuenta con una gran variedad de especies cultivadas y silvestres de chile que
crecen en diferentes partes del país (Montes et al. , 2004). La especie más importante en
el Estado de Yucatán es Capsicum chinense Jacq. (chile habanero), la cual es cultivada
todo el año por la gran demanda que tiene en el mercado regional. Su fruto se
comercializa en fresco o industrializado (Trujillo-Aguirre et al., 2004). En los últimos años
la comercialización de chile habanero se ha incrementado no solamente en el país, sino
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CAPÍTULO 1
también a nivel internacional. Debido a esto se ha planteado aumentar las áreas de
siembra para producir una cantidad suficiente.
Recientemente, se ha estudiado los medios físicos que le afectan su crecimiento,
desarrollo y producción. El tipo de suelo es uno de los factores más importante a estudiar
para mejorar y aumentar la producción de Capsicum chinense (Ramírez et al., 2005).
Dentro de la clasificación maya de los suelos de Yucatán conocidos como litosoles y
rendzinas se encuentran: el tz'ekel , el chac-lu 'um; y el pus-lu'um, respectivamente. Otro
de los grupos son los vertisoles, conocidos como ak'alché. Sin embargo, los suelos
adecuados para la siembra del chile en la región , son el k'an kab (ródico) y el ya'ax-hom
(crómico) que son luvisoles. Las plantas del género Capsicum crecen incluso en suelos
pedregosos que, son pobres en nitrógeno y tienden a ser alcalinos (Ramírez et al., 2005),
por lo que sugerimos que estas plantas deben de contar con un sistema radicular
especializado para captar los nutrientes y otros compuestos orgánicos en determinadas
partes del suelo.
En el estado de Yucatán , los suelos de tipo luvisol (Káncab) cuentan con alrededor de un
3.2 % de materia orgánica, mientras que los de tipo rendzinas (pedregosos) cerca de
7.89% (Borges et al. , 2008).
Con base a la revisión presentada, se observa que el NO presente en el suelo puede
orientar el crecimiento de las raíces, ya que existen receptores de glutamato. Puesto que
la materia orgánica en los suelos del estado de Yucatán es elevada, sería interesante
estudiar más a profundidad los cambios morfológicos que pudiera tener el sistema
radicular de chile habanero en presencia de los aminoácidos.
JUSTIFICACIÓN
El chile habanero es uno de los cultivos de importancia económica para la península de
Yucatán . Desafortunadamente, el número de estudios realizados para mejorar el
rendimiento de esta importante hortaliza es poco; en algunos lugares el rend imiento de
chi le habanero se ve afectado por las condiciones del suelo. Sin embargo, esta limitante
se ha logrado solucionar con la aplicación de abonos orgánicos (gall inaza, cerdaza), no al
100%, pero se ha demostrado que es posible alcanzar rendimientos similares a los
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CAPÍTULO 1
obtenidos en suelos con sistemas de riego (Ramírez-Jaramillo et al, 2005). Una de las
nuevas alternativas, es estudiar más a profundidad la interacción de las raíces de chile
habanero con los nutrimentos, en este caso, el estudiar su crecimiento en presencia de
los aminoácidos es una de las opciones, debido a que éstos forman parte de los abonos
orgánicos. Chile habanero es una de entre muchas especies de Capsicum de cuyo
crecimiento en presencia de nitrógeno orgánico no ha sido estudiado. Así que cada vez
más, se cae en la necesidad del uso de abonos orgánicos para mejorar la productividad
de los cultivos de interés económico y evitar la contaminación más del suelo por el uso de
fertilizantes inorgánicos. Si se lograra conocer los cambios morfológicos producidos por
los aminoácidos y descifrar el mecanismo por el cual el chile habanero responde a la
presencia de los mismos, se tendría mayor conocimiento científico para el mejoramiento
en un futuro de la productividad de chile habanero, y a la vez evitar la contaminación del
subsuelo por el uso en exceso de fertilizantes inorgánicos.
OBJETIVO GENERAL
Caracterizar la respuesta del sistema radicular de Capsicum chinense a la presencia
exógena de glutamato y glicina.
OBJETIVOS ESPECÍFICOS
1. Evaluar el efecto de los aminoácidos glutamato y glicina sobre el crecimiento del
sistema radicular de Capsicum chinense.
2. Determinar el efecto de las condiciones de pH y de luz sobre la respuesta radicular a
los aminoácidos.
3. Determinar los cambios morfológicos y anatómicos del ápice de la raíz en respuesta a
la presencia de los aminoácidos.
4. Establecer una metodología para el estudio de la división celular en el ápice radicular y
evaluar el efecto de los aminoácidos sobre este proceso.
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CAPÍTULO 1
ESTRATEGIA EXPERIMENTAL
Para alcanzar los objetivos planteados se propuso la estrategia experimental descrita en
el esquema de la Figura 1.9.
A manera de resumen, como material biológico se propuso utilizar a la variedad de chile
habanero naranja, cuya semilla proviene de la empresa Seminis. Las plántulas serán
obtenidas in vitro, después de la germinación de dichas semillas en condiciones asépticas
y el crecimiento de las plántulas en un medio adecuado. Para los ensayos se utilizarán
plántulas cuya raíz primaria mida aproximadamente 2.5 ± 0.2 cm.
En un experimento inicial, las plántulas se expondrán a dosis creciente de L-glutamato de
potasio y L-glicina {desde 0.250 mM hasta 5 mM), ajustando en todas el KCI a 1 mM y el
testigo será 1 mM de KCI , sin la adición de cualquier aminoácido. Se evaluará diariamente
el crecimiento de la RP, hasta que el ápice radicular alcance el borde inferior de las cajas
de Petri. El experimento será conducido inicialmente con plántulas creciendo en un
fotoperíodo de 16 h luz/8 h oscuridad , a un pH de 5.7, ya que estas condiciones han sido
las utilizadas anteriormente con Arabidopsis para evaluar el efecto de los aminoácidos.
Sin embargo, los ensayos también se desarrollarán en condiciones de oscuridad , debido a