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Tesis Doctoral
Obtención de extractos secos deObtención de extractos secos deyerba mate con alto contenido deyerba mate con alto contenido de
polifenoles y alta capacidadpolifenoles y alta capacidadantioxidanteantioxidante
Hartwig, Vanessa Graciela
2015-09-23
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Hartwig, Vanessa Graciela. (2015-09-23). Obtención de extractos secos de yerba mate con altocontenido de polifenoles y alta capacidad antioxidante. Facultad de Ciencias Exactas yNaturales. Universidad de Buenos Aires.
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Hartwig, Vanessa Graciela. "Obtención de extractos secos de yerba mate con alto contenido depolifenoles y alta capacidad antioxidante". Facultad de Ciencias Exactas y Naturales.Universidad de Buenos Aires. 2015-09-23.
UNIVERSIDAD DE BUENOS AIRES
Facultad de Ciencias Exactas y Naturales
Departamento de Industrias
Obtención de extractos secos de yerba mate con alto contenido de polifenoles y alta capacidad antioxidante
Tesis presentada para optar por el título de Doctor de la Universidad de Buenos Aires en el área Química Industrial
Vanessa Graciela Hartwig
Directores de tesis: Dra. Stella Maris Alzamora
Dr. Miguel Eduardo Schmalko
Consejero de estudios: Dra. Stella Maris Alzamora
Lugar de trabajo: Facultad de Ciencias Exactas, Químicas y Naturales de la Universidad
Nacional de Misiones.
Buenos Aires, 2015
Obtención de extractos secos de yerba mate con alto contenido de polifenoles y alta capacidad antioxidante
El objetivo de la tesis fue obtener un producto en polvo para consumo con elevada capacidad antioxidante a partir de yerba mate. Para ello se abordaron una serie de objetivos particulares: seleccionar y adaptar técnicas de evaluación del contenido de polifenoles y de la capacidad antioxidante de los extractos; evaluar la influencia de la materia prima mediante la comparación de diferentes fracciones y procedencias geográficas; y optimizar la obtención de los extractos y su posterior secado.
El contenido de polifenoles y la capacidad antioxidante se determinaron mediante los métodos de Folin-Ciocalteu y del radical DPPH, usando principalmente ácido clorogénico y Trolox como estándares.
El uso de la fracción de hojas del material cosechado durante el inicio del periodo de cosecha permitió obtener extractos con alto contenido de polifenoles y alta capacidad antioxidante, ya que la fracción hojas posee mayor concentración de polifenoles totales que la fracción palos.
En cuanto a las soluciones extractivas, tanto el agua como soluciones acuosas binarias de metanol y de etanol mostraron ser eficaces en la extracción de dichos compuestos fenólicos, lográndose extracciones cercanas al 55 % del valor máximo posible.
La pérdida de polifenoles durante el secado spray usando maltodextrinas como agentes de secado fue despreciable, sugiriéndose que los compuestos que contribuyen al valor del contenido de polifenoles del producto en polvo son muy estables a las temperaturas ensayadas, o sus posibles productos de hidrólisis durante el proceso de secado mantienen su capacidad antioxidante.
Los resultados confirman la potencialidad del mate soluble como un alimento funcional.
Palabras Claves: yerba mate; antioxidantes; extracción; mate soluble; Illex paraguariensis
Production of dried yerba mate extracts with high polyphenol content and antioxidant capacity
This thesis was aimed to obtain a powder for human consumption with high antioxidant capacity from yerba mate. Specific objectives included the selection and adaptation of techniques to measure phenol content and antioxidant capacity of the extracts; choosing the more adequate raw material by comparing different fractions and geographical origins; and finally optimizing the extraction and drying conditions.
Total polyphenol content and antioxidant capacity were measured by Folin-Ciocalteu method and DPPH assay respectively, using mainly chlorogenic acid and Trolox as standards.
The use of leaf fraction harvested during the early harvest was found to be the most convenient for obtaining yerba mate extracts rich in polyphenols with high antioxidant capacity, due to the higher polyphenol content of this fraction compared with the stick one.
Water and aqueous binary solutions of methanol and ethanol were found to be suitable for extraction of total polyphenols, reaching around 55% of the maximum value possible to achieve.
Loss of polyphenolic compounds during spray-drying was negligible, suggesting that polyphenols compounds present in maté extracts were stable during spray drying or their hydrolysis products were still reactive to the Folin–Ciocalteu reagent.
These results confirmed the potentiality of the soluble mate as a functional food.
Keywords: yerba mate; antioxidants; extraction, soluble mate; Illexparaguariensis
Agradecimientos
A mis directores de tesis Stella Alzamora y Miguel Schmalko y al doctor Luis
Brumovsky por la oportunidad brindada, por su dedicación y conocimiento, por su
constante apoyo, colaboración y comprensión; sin los cuales no hubiese sido posible el
trabajo.
Al Instituto Nacional de la Yerba Mate por la financiación parcial de este trabajo de
investigación, a la fundación DINCYT y al Laboratorio de Yerba Mate de la Universidad
Nacional de Misiones por el uso de sus equipos e instalaciones.
A los integrantes del laboratorio: Paola, Raquel, Gustavo, Hernán y Nicolás. por su
colaboración en los análisis de laboratorio.
Y a mi familia por su incesante apoyo, tolerancia y contención.
Vanessa
1
INDICE
SECCION I .......................................................................................................................................... 7
OBJETIVOS Y JUSTIFICACIÓN .................................................................................................... 7
CAPITULO 1 ....................................................................................................................................... 8
1.1. Objetivo general ........................................................................................................................ 9
1.2. Objetivos específicos ................................................................................................................. 9
1.3. Organización de la tesis ............................................................................................................. 9
SECCION II ....................................................................................................................................... 11
INTRODUCCIÓN ............................................................................................................................. 11
CAPITULO 2 ..................................................................................................................................... 12
2.1. Descripción de la planta .......................................................................................................... 13
2.2. Cosecha y procesamiento ........................................................................................................ 13
2.2.1. Cosecha ........................................................................................................................... 13
2.2.2. Procesamiento ................................................................................................................. 14
2.2.3. Escaldado o “zapecado” ................................................................................................. 14
2.2.4. Secado ............................................................................................................................. 16
2.2.5. Canchado ......................................................................................................................... 16
2.2.6. Estacionamiento .............................................................................................................. 16
2.2.7. Molienda .......................................................................................................................... 17
2.2.8. Envasado ......................................................................................................................... 17
2.3. Tipos de producto y normativa vigente ................................................................................... 17
2.4. Formas de consumo ................................................................................................................. 20
2.4.1. Principales formas de consumo ....................................................................................... 20
2.4.2. Otros usos ........................................................................................................................ 21
2.5. Composición nutricional de la yerba mate .............................................................................. 22
CAPITULO 3 ..................................................................................................................................... 25
3.1. Definición de términos generales ............................................................................................ 26
3.2. Antioxidantes y salud ............................................................................................................. 26
3.2.1. Antioxidantes y patologías asociadas .............................................................................. 26
3.2.2. Mecanismos internos contra la acción de los radicales libres ......................................... 28
3.2.3. Principal sistema enzimático de defensa antioxidante .................................................... 30
3.2.3.1. Antioxidantes no enzimáticos .................................................................................... 32
3.3. Antioxidantes y reacciones de oxidación en alimentos ........................................................... 32
3.3.1. Tipos de deterioro en lípidos ........................................................................................... 33
3.3.2. Oxidación lipídica por lipoxidasas .................................................................................. 36
3.3.3. Oxidación lipídica fotosensibilizada ............................................................................... 37
2
3.3.4. Pro-oxidantes en sistemas lipídicos ................................................................................. 38
3.3.5. Efectos de la oxidación de lípidos en el alimento ........................................................... 38
3.3.5.1. Sabores oxidados ........................................................................................................ 38
3.3.5.2. Pérdidas de vitaminas liposolubles y pigmentos ........................................................ 39
3.3.5.3. Efecto sobre las proteínas ........................................................................................... 39
3.3.6. Estrategias de control y retardo de la oxidación .............................................................. 40
3.3.6.1. Concentración de oxígeno y oxidación de lípidos ...................................................... 41
3.3.6.2. Actividad acuosa y oxidación de lípidos .................................................................... 42
3.3.6.3. Temperatura y oxidación de lípidos ........................................................................... 43
3.3.6.4. Aditivos antioxidantes y oxidación de lípidos ............................................................ 43
3.3.7. Clasificación de antioxidantes alimenticios .................................................................... 44
3.3.8. Sinergismo entre antioxidantes ....................................................................................... 45
3.3.9. Sustancias potenciadoras de antioxidantes/agentes quelantes ......................................... 47
3.3.10. Antioxidantes sintéticos .................................................................................................. 48
3.3.11. Antioxidantes naturales ................................................................................................... 49
3.4. Breve descripción de algunos antioxidantes naturales ............................................................ 50
3.4.1. Tocoferoles (vitamina E) ................................................................................................. 50
3.4.2. Carotenoides .................................................................................................................... 53
3.4.3. Ascorbato ........................................................................................................................ 56
3.4.4. Antioxidantes fenólicos ................................................................................................... 57
3.4.4.1. Clasificación general de compuestos fenólicos ........................................................... 58
3.5. Polifenoles en yerba mate........................................................................................................ 65
SECCION III ..................................................................................................................................... 67
DESARROLLO ................................................................................................................................. 67
CAPITULO 4 ..................................................................................................................................... 68
4.1. INTRODUCCIÓN .................................................................................................................. 69
4.1.1. Complejidad en la estandarización de una metodología universal .................................. 69
4.1.2. Mecanismos de reacción de los antioxidantes ................................................................. 69
4.1.3. Pruebas químicas in vitro de medida de la actividad antioxidante en sistemas alimenticios ..................................................................................................................................... 71
4.1.3.1. Métodos basados en mecanismos de transferencia de átomos de hidrógeno ............. 72
4.1.3.2. Métodos basados en mecanismos de transferencia de electrones ............................... 76
4.1.3.3. Métodos basados en mecanismos HAT y SET ........................................................... 78
4.1.4. Objetivos ......................................................................................................................... 82
4.2. MATERIALES Y METODOS .............................................................................................. 83
4.2.1. Adaptación del método de Folin-Ciocalteu (FC) ............................................................ 83
4.2.1.1. Materia prima ............................................................................................................. 83
3
4.2.1.2. Reactivos .................................................................................................................... 83
4.2.1.3. Equipos ....................................................................................................................... 83
4.2.1.4. Determinación de humedad ........................................................................................ 83
4.2.1.5. Preparación del material de vidrio .............................................................................. 83
4.2.1.6. Preparación de soluciones y patrones ......................................................................... 84
4.2.1.7. Obtención de los extractos y diluciones ..................................................................... 84
4.2.1.8. Determinación de polifenoles totales ......................................................................... 85
4.2.1.9. Estabilidad del acido clorogénico como patrón estándar ........................................... 85
4.2.2. Adaptación del método de DPPH .................................................................................... 86
4.2.2.1. Materia prima ............................................................................................................. 86
4.2.2.2. Reactivos .................................................................................................................... 86
4.2.2.3. Equipos ....................................................................................................................... 86
4.2.2.4. Determinación de humedad ........................................................................................ 86
4.2.2.5. Preparación del material de vidrio .............................................................................. 86
4.2.2.6. Preparación de soluciones y patrones ......................................................................... 86
4.2.2.7. Obtención de los extractos y diluciones ..................................................................... 87
4.2.2.8. Determinación de polifenoles totales ......................................................................... 87
4.2.2.9. Elección de la longitud de onda para el ensayo .......................................................... 87
4.2.2.10. Determinación del perfil de absorbancia .................................................................... 88
4.2.2.11. Determinación de la capacidad antioxidante .............................................................. 88
4.2.2.12. Efecto de la temperatura de incubación en la reacción del DPPH ............................. 88
4.2.2.13. Evaluación de repetibilidad y reproducibilidad .......................................................... 89
4.2.2.14. Análisis estadístico ..................................................................................................... 89
4.3. RESULTADOS Y DISCUSION ............................................................................................. 89
4.3.1. Adaptación del método de Folin Ciocalteu ..................................................................... 89
4.3.2. Adaptación del ensayo de reducción del radical DPPH .................................................. 91
4.4. CONCLUSIONES DEL CAPITULO ..................................................................................... 98
CAPITULO 5 ................................................................................................................................... 100
5.1. INTRODUCCIÓN ................................................................................................................ 101
5.1.1. Estudios sobre composición fisicoquímica y manejo agronómico de yerba mate ........ 101
5.1.2. Cosecha y procesamiento de yerba mate ....................................................................... 102
5.1.3. Estudios sobre composición fisicoquímica y procesamiento ....................................... 105
5.1.4. Objetivos y justificación ................................................................................................ 108
5.2. MATERIALES Y METODOS ............................................................................................. 108
5.2.1. Selección de las zonas productoras y de los establecimientos yerbateros ..................... 108
4
5.2.2. Materia prima ................................................................................................................ 109
5.2.3. Reactivos ....................................................................................................................... 110
5.2.4. Equipos .......................................................................................................................... 110
5.2.5. Determinación de humedad ........................................................................................... 110
5.2.6. Preparación del material de vidrio ................................................................................. 111
5.2.7. Preparación de soluciones y patrones ............................................................................ 111
5.2.8. Obtención de los extractos y diluciones ........................................................................ 111
5.2.9. Determinación de polifenoles totales ............................................................................ 111
5.2.10. Determinación de la capacidad antioxidante ................................................................. 111
5.2.11. Análisis estadístico ........................................................................................................ 112
5.3. RESULTADOS Y DISCUSIÓN ........................................................................................... 112
5.4. CONCLUSIONES DEL CAPITULO ................................................................................... 118
CAPITULO 6 ................................................................................................................................... 119
6.1. INTRODUCCIÓN ................................................................................................................ 120
6.1.1. Extracción de compuestos fenólicos ............................................................................. 120
6.1.2. Extracción de polifenoles a partir de yerba mate .......................................................... 121
6.1.3. Objetivos y justificación ................................................................................................ 122
6.2. MATERIALES Y METODOS ............................................................................................. 123
6.2.1. Materia prima ................................................................................................................ 123
6.2.2. Reactivos ....................................................................................................................... 123
6.2.3. Equipos .......................................................................................................................... 124
6.2.4. Determinación de humedad ........................................................................................... 124
6.2.5. Preparación del material de vidrio ................................................................................. 124
6.2.6. Preparación de soluciones y patrones ............................................................................ 124
6.2.7. Planeamiento factorial y análisis de datos ..................................................................... 124
6.2.8. Extracciones adicionales ............................................................................................... 126
6.2.9. Obtención de los extractos y diluciones ........................................................................ 126
6.2.10. Modelado de la extracción acuosa ................................................................................. 128
6.2.11. Determinación del contenido de polifenoles totales ..................................................... 129
6.2.12. Determinación de la capacidad antioxidante ................................................................. 129
6.2.13. Determinación del contenido de cafeína ....................................................................... 129
6.2.14. Análisis estadístico ........................................................................................................ 130
6.3. RESULTADOS Y DISCUSIÓN ........................................................................................... 130
6.3.1. Experiencias preliminares y modelado de la extracción acuosa .................................... 130
6.3.2. Análisis de correlación .................................................................................................. 133
6.3.3. Análisis de superficies de respuesta .............................................................................. 134
6.3.4. Extracciones adicionales ............................................................................................... 142
6.4. CONCLUSIONES DEL CAPITULO ................................................................................... 144
5
CAPITULO 7 ................................................................................................................................... 145
7.1. INTRODUCCIÓN ................................................................................................................ 146
7.1.1. Alimentos funcionales ................................................................................................... 146
7.1.2. Extractos en polvo ......................................................................................................... 150
7.1.3. Secado spray .................................................................................................................. 151
7.1.4. Actividad acuosa, isotermas de adsorción, y temperatura de transición vítrea - Conceptos y aplicaciones. ............................................................................................................................... 152
7.1.5. Objetivos ....................................................................................................................... 154
7.2. MATERIALES Y METODOS ............................................................................................. 155
7.2.1. Materia prima ................................................................................................................ 155
7.2.2. Reactivos ....................................................................................................................... 155
7.2.3. Equipos .......................................................................................................................... 155
7.2.4. Preparación del material de vidrio ................................................................................. 156
7.2.5. Preparación de soluciones y patrones ............................................................................ 156
7.2.6. Preparación de las muestras y condiciones de secado ................................................... 156
7.2.7. Planeamiento factorial y análisis de datos ..................................................................... 156
7.2.8. Diluciones ...................................................................................................................... 157
7.2.9. Determinación de polifenoles totales ............................................................................ 158
7.2.10. Determinación de la capacidad antioxidante ................................................................. 158
7.2.11. Determinaciones analíticas del jarabe ........................................................................... 159
7.2.11.1. Sólidos solubles ........................................................................................................ 159
7.2.12. Determinaciones analíticas de los polvos ...................................................................... 159
7.2.12.1. Determinación de humedad ...................................................................................... 159
7.2.12.2. Densidad ................................................................................................................... 159
7.2.12.3. Solubilidad en agua .................................................................................................. 159
7.2.12.4. Actividad acuosa ...................................................................................................... 160
7.2.12.5. Color ......................................................................................................................... 160
7.2.12.6. Cinética de adsorción e higroscopicidad .................................................................. 160
7.2.12.7. Isotermas de adsorción ............................................................................................. 161
7.2.12.8. Temperatura de transición vítrea .............................................................................. 162
7.2.13. Análisis estadístico ........................................................................................................ 163
7.3. RESULTADOS Y DISCUSIÓN ........................................................................................... 163
7.3.1. Propiedades antioxidantes y solubilidad ....................................................................... 163
7.3.2. Contenido de humedad .................................................................................................. 170
7.3.3. Densidad ........................................................................................................................ 171
7.3.4. Color .............................................................................................................................. 172
7.3.5. Cinética de adsorción e higroscopicidad ....................................................................... 176
6
7.3.6. Isotermas de adsorción .................................................................................................. 179
7.3.7. Temperatura de transición vítrea ................................................................................... 184
7.3.8. Discusión de criterios de estabilidad ............................................................................. 187
7.4. CONCLUSIONES DEL CAPITULO ................................................................................... 193
SECCION IV ................................................................................................................................... 195
CONCLUSIONES FINALES ......................................................................................................... 196
SECCION V ..................................................................................................................................... 200
REFERENCIAS .............................................................................................................................. 201
7
SECCION I
OBJETIVOS Y JUSTIFICACIÓN
8
CAPITULO 1
“Objetivos y organización de la tesis”
9
1.1. Objetivo general
El objetivo del presente trabajo fue obtener un producto en polvo para consumo con
elevada capacidad antioxidante a partir de yerba mate.
Para cumplir estos objetivos generales fue necesario abordar una serie de objetivos
particulares que se mencionan a continuación.
1.2. Objetivos específicos
• Adaptar la técnica de evaluación del contenido de polifenoles totales (CPT)
para extractos de yerba mate.
• Proponer una metodología para estandarizar la determinación de capacidad
antioxidante (CAO) en extractos de yerba mate.
• Evaluar los efectos del origen, tipo de procesamiento y época de cosecha
sobre el CPT y la CAO de la yerba mate canchada.
• Optimizar la extracción de polifenoles totales (PT) a partir de yerba mate.
• Optimizar el secado por aspersión de extractos de yerba maximizando el CPT
y su CAO.
• Caracterizar los polvos obtenidos mediante la evaluación de la densidad bruta,
el contenido de humedad, la actividad acuosa, la cinética de adsorción e higroscopicidad, el
color y la temperatura de transición vítrea.
1.3. Organización de la tesis
El desarrollo de la tesis se expone en seis secciones y a su vez cada sección incluye
capítulos independientes para cumplir cada uno de los objetivos particulares. La sección I
comprende al capítulo 1 y en el se presentan los objetivos y la justificación del presente
trabajo. La sección II se refiere a capítulos introductorios a la temática del trabajo; incluye
dos capítulos, el primero introduce en forma general al lector en temas relacionados
exclusivamente a la yerba mate como su procesamiento, formas de consumo y valor
nutricional; el segundo introduce en forma general al lector en temas relacionados a los
10
antioxidantes y su importancia. La sección III comprende el desarrollo del trabajo, consta de
cuatro capítulos dependientes que incluyen introducción, materiales y métodos, resultados y
discusión y conclusiones: el capítulo 4 expone la puesta a punto de las técnicas analíticas de
CPT y CAO; el capítulo 5 expone las comparación de CPT y CAO de diferentes fracciones
y procedencias geográficas; el capítulo 6 expone la optimización de la extracción de
polifenoles y finalmente el capítulo 7 expone la optimización del secado y la caracterización
de los polvos obtenidos. La sección IV comprende las conclusiones generales del trabajo. En
la sección V se presentan las referencias bibliográficas. Finalmente se adjunta un archivo en
formato digital en el cual se presentan los anexos donde pueden constatarse los datos
experimentales y los análisis estadísticos.
11
SECCION II
INTRODUCCIÓN
12
CAPITULO 2
“Yerba Mate”
13
2.1. Descripción de la planta
La planta pertenece a la especie Ilex paraguariensis Saint Hilaire y vulgarmente es
denominada “yerba mate”. Es un árbol de porte erecto y copa redondeada, con follaje
persistente compuesto por hojas gruesas y coriáceas, y pertenece a la familia botánica de
las Aquifoliaceas. En su hábitat natural puede alcanzar un desarrollo de hasta 20 metros de
altura, aunque bajo cultivo se realizan podas para que su porte arbustivo sea de 3-6 m de
altura a fin de facilitar la cosecha. Las flores son pequeñas, tetrámeras, dioicas,
blanquecinas, dispuestas en cimas auxiliares muy cortas. El fruto es carnoso, globoso, de
5-7 cm de diámetro y color pardusco (Parra, 2005). Florece en primavera y fructifica en
verano. Es nativa de las regiones subtropicales de Argentina (región noreste), Brasil
(región sur) y Paraguay (región oriental); su área de distribución natural está delimitada
por la costa atlántica de Brasil por el este y por el río Paraguay al oeste, entre los 21 y 30 °
de latitud sur y entre 48° 38´ y 56° 10´de longitud oeste, abarcando un área total de 540
mil km2 (Da Croce, 2002).
2.2. Cosecha y procesamiento
2.2.1. Cosecha
La entrada en producción del yerbal ocurre entre el 4° y 6° año de la implantación,
alcanzando su máximo rendimiento entre el 8° y 10° año, con un período productivo entre
25 y 30 años, llegando en algunos casos a los 60 años, dependiendo del cuidado del suelo.
La cosecha “o tarefa” se realiza anualmente extendiéndose desde enero hasta octubre
pero el período más adecuado comprende los meses de abril-octubre (Parra, 2005).
Durante este período la planta disminuye la circulación de su sabia y cuenta con mayor
porcentaje de hojas maduras y además se evitan las épocas de florescencia, brotación o
fructificación. Se realiza en forma manual con tijeras o serruchos, retirando alrededor del
75% del follaje maduro. Durante la cosecha, el material recolectado se deposita sobre
paños de arpillera, que con sus cuatro extremos ligados forman un atado los cuales son
pesados in situ y transportados a las playas de recepción en tractores y/o camiones, con un
tiempo entre cosecha e ingreso al procesamiento inferior a las 12 h.
14
2.2.2. Procesamiento
Su procesamiento comprende cinco etapas: 1) Zapecado o Escaldado; 2) Secado; 3)
Molienda Gruesa o Canchado; 4) Estacionamiento y 5) Molienda Fina, Tipificación y
Envasado. Las tres primeras etapas se llevan a cabo en establecimientos denominados
“secaderos” y la quinta etapa en establecimientos industriales denominados “molinos”. El
estacionamiento se realiza indistintamente en los secaderos o en los molinos. En general, los
molinos procesan yerba mate proveniente de diferentes secaderos, ya sean propios o de otras
empresas. En Brasil, el procesamiento de la yerba mate no incluye la etapa de
estacionamiento.
2.2.3. Escaldado o “zapecado”
Esta operación consiste en exponer durante 20 o 30 segundos las ramas a la acción
directa de llamas y luego a gases de combustión provenientes del quemado de leña (y en
algunos casos chips de madera) por 2-3 minutos, lo que genera vapor de agua en el
parénquima foliar, formándose así pequeñas ampollas que rompen la epidermis de las hojas,
además se inactivan las enzimas responsables de los procesos biológicos de degradación.
Esto impide la oxidación enzimática de ciertas sustancias contenidas en la hoja por
inactivación de enzimas (peroxidasa y polifenoloxidasa), asegurando la conservación de su
color verde. En esta etapa la yerba mate adquiere su aroma característico (Parra, 2005) y se
produce una pérdida importante de humedad de las hojas de tal forma que cuando las
mismas se disponen en el lecho de secado, éste tenga una porosidad alta para facilitar el flujo
del gas de secado; además se logra una disminución de la carga microbiológica y la
pérdida de probables residuos de agroquímicos (por ejemplo cipermetria y dimetoato)
(Escalada, 1999; Schmalko, 2005), como así también, parte de algunos compuestos como la
vitamina C, la cafeína y la clorofila (Bertoni et al., 1991, 1992, 1993; Ramallo et al., 1998b;
Schmalko y Alzamora, 2001). Debe realizarse dentro de las 24 h de efectuada la cosecha.
Esta operación se lleva a cabo en un equipo similar a un secadero rotatorio. El equipo
consiste en un cilindro metálico con pequeñas perforaciones que gira por medio de un
engranaje a bajas revoluciones (unas 10 rpm). Las ramas se introducen en el extremo del
cilindro en que se produce el quemado de la leña (o de chips de madera), recibiendo de la
misma calor por radiación de la llama y convección. Luego, el aire y las ramas se desplazan
hacia el extremo opuesto en corrientes paralelas. El desplazamiento del sólido es producido
15
por a) una serie de aletas dispuestas en forma discontinua y con una ligera inclinación para
favorecer el desplazamiento y b) por el arrastre de los gases de combustión (Esmelindro et
al., 2002; Schmalko, 2005) (Figura 2.1).
El flujo de los gases de combustión es producido por una chimenea ubicada en el
extremo de salida y es regulado por un deflector ubicado en su interior. De acuerdo con
Esmelindro et al. (2002), la temperatura media del aire al ingreso al zapecador ronda los 400
°C y a la salida 120 °C.
Figura 2.1. Diagrama general de un zapecador
Núñez y Känzig (1995) realizaron un relevamiento de las condiciones de operación
de zapecadores en 6 establecimientos, encontrando las siguientes dimensiones y condiciones
de trabajo: longitud: 6,5-7,5 m; diámetro: 1,6-2,5 m; tiempo de residencia: 2-4 min;
contenido de humedad de salida: 29-34 % (base húmeda); capacidad de procesamiento:
1.500-3.000 kg de hoja verde/h.
Cabe mencionar que el contenido de humedad de las ramas a la entrada es de
aproximadamente un 60 % (base húmeda).
Se debe destacar la gran uniformidad de diseño y operación de los zapecadores que
existen en los diferentes establecimientos industriales.
El control que se realiza en los zapecadores es bastante deficiente y se basa en la
experiencia de los operarios, ya sea en la alimentación de la leña o el material, la que en la
mayoría de los establecimientos es cargada con horquillas sobre una cinta transportadora que
a su vez alimenta el zapecador. En algunos establecimientos, se mide la temperatura de
salida de los gases y ésta y la velocidad de los gases son reguladas con la apertura o cierre de
un deflector localizado en la chimenea. Un operario con experiencia controla, en forma
manual, que las ramas a la salida tengan el tratamiento adecuado, es decir, que las hojas no
estén quemadas (excesivo tratamiento) ni tengan una excesiva humedad que produciría
16
inconvenientes en la etapa de secado (en la industria se denomina a ésta “yerba cruda” y es
consecuencia de un tratamiento térmico defectuoso) (Schmalko, 2005).
2.2.4. Secado
Dentro de las 24 horas siguientes al zapecado, el material zapecado debe ser sometido
a un proceso de secado para reducir su contenido en humedad, hasta un valor entre 3-6 %
(Parra, 2005). En Argentina actualmente se utilizan tres tipos de secado: barbacuá (lecho de
ramas en contacto directo durante 9 y 24 h con gases de combustión de leña alcanzando
temperaturas entre 60 y 90 °C); cinta (lecho móvil de baja velocidad en contacto con aire
caliente y gases de combustión de leña, durante 2-5 h, temperaturas entre 80 y 130 ºC);
rotatorio o tubular (tambores rotatorios, en algunos modelos las ramas no toman contacto
directo con los gases de combustión sino únicamente con aire caliente (secaderos
neumáticos) con tiempos de residencia entre 10-20 min y temperaturas superiores a 200 ºC).
En el capítulo 5 se presenta una descripción más profunda y detallada de los tipos de secado.
2.2.5. Canchado
Consiste en un proceso de molienda gruesa para disminuir el volumen de la hoja (lo
cual facilita su embolsado y transporte) y para aumentar la superficie expuesta al contacto
con la atmósfera y la humedad ambiente (lo cual favorece el inicio de reacciones que se
ocurren durante el estacionamiento) (Gómez Vara et al., 1979). En general, la relación
volumen de hoja verde: volumen de yerba mate canchada es de 3:1 (Parra, 2005). Los
rendimientos industriales después de este proceso, varían entre 34 y 38 g peso seco/peso
verde) en yerbas cosechadas al final del invierno.
2.2.6. Estacionamiento
Tras el canchado, la yerba se coloca en bolsas de arpillera de 40-50 kg y entra en un
período de estacionamiento que puede ser natural o acelerado a fin de que el producto
adquiera las características de sabor, aroma y color requeridas por los consumidores.
En el estacionamiento natural, la yerba canchada se mantiene almacenada en depósitos
cerrados por un lapso que oscila entre 6 y 24 meses; durante ese tiempo, se controla la
evolución del producto y se ventila el depósito, a través de la apertura de puertas y ventanas
en días secos y soleados. En el estacionamiento acelerado la yerba canchada se mantiene
17
almacenada por un período de 30 a 60 días en depósitos cerrados especialmente
acondicionados, donde se regula la temperatura, la humedad y la circulación interna del aire.
2.2.7. Molienda
Una vez canchada y estacionada, la yerba pasa a la etapa de molienda. Esta comprende
sucesivas operaciones de trituración, zarandeo y mezcla, que arrojan como resultado final la
yerba mate adecuada al gusto de diferentes regiones y grupos de consumidores.
La materia prima se coloca sobre cintas transportadoras que la conducen hacia una
zaranda circular de alambre, conocida como "zaranda de limpieza", que elimina posibles
cuerpos extraños, palos y ramas excesivamente gruesas. El proceso continúa con un
zarandeo primario de clasificación que separa las hojas muy grandes y el palo.
Estas hojas se someten a una trituración más o menos intensa en un molino o bien en el
"trapiche" (tanque de hierro en el que giran dos pesados rodillos de hierro, de forma cónica
truncada y superficie estriada) y luego son zarandeadas nuevamente. En este punto se
utilizan zarandas vibradoras que permiten obtener distintos productos según su grado de
trituración, que se almacenan en silos.
Concluida la clasificación se puede proceder a una mezcla con "palos" (cortados
previamente en trozos uniformes mediante un “corta palos"), en distintas proporciones,
según características deseadas de acuerdo a calidad, origen y sabor, entre otras. Del proceso
y de la granulometría de la mezcla depende el sabor que diferencia las distintas yerbas.
(Kotik, 1994)
2.2.8. Envasado
Para preservar las características organolépticas de la yerba mate, los envases cuentan
con varias capas de diversos materiales. Las presentaciones más usuales son de medio y de
un kilogramo, aunque también se comercializan envases de un cuarto y de dos kilogramos
(Parra, 2005).
2.3. Tipos de producto y normativa vigente
El 75 % del total de la yerba mate que egresa de la zona productora (74 % molida y
envasada y 1 % en saquitos) lo hace en su último proceso de industrialización. El 25 %
18
restante está integrado por yerba mate canchada (12 %) y molida a granel (13 %), con
destino a sucesivos procesos de elaboración y fraccionamiento.
La yerba mate debe cumplir con las siguientes normativas obligatorias vigentes:
• Dadas por el Código Alimentario Argentino
La normativa específica vigente para la yerba mate se halla en los Artículos 1193 al
1198 del Código Alimentario Argentino (2008); los mismos definen los siguientes
productos:
a- yerba mate canchada: es la yerba mate zapecada, secada y groseramente triturada.
Constituye la materia prima de los molinos.
b- yerba mate elaborada: es la yerba mate canchada que ha sido sometida a los
procesos de zarandeo, trituración, molienda y estacionamiento.
b1- yerba mate elaborada o yerba mate elaborada con palos: es la yerba mate
elaborada que contiene más de 65 % de hojas y menos del 35 % de palos. Debe además
cumplir ciertos requisitos de tamizado.
b2- yerba mate elaborada despalada o despalillada: es la yerba mate elaborada que
contiene más de 90 % de hojas y menos del 10 % de palos. Debe además cumplir ciertos
requisitos de tamizado.
c- yerba mate tostada: es la yerba mate elaborada sometida posteriormente a un
proceso de tostación.
d- yerba mate soluble ( o mate instantáneo, extracto de mate en polvo,
concentrado de mate): es el producto en polvo resultante de la deshidratación de los
extractos acuosos de yerba mate canchada despalada.
e-yerba mate compuesta o yerba mate aromatizada: es la yerba mate elaborada
(con palos o despalillada) adicionada de una o varias hierbas sápido-aromáticas de
reconocida inocuidad fisiológica en la forma habitual de su uso (cedrón, menta, tomillo,
etc.). Estas hierbas pueden adicionarse hasta en un 40 %.
19
Además de los límites impuestos al porcentaje máximo de palos, las características que
deben reunir los productos están mencionadas en los artículos 1195 y 1198 (Tabla 2.1).
• Dada por la Secretaría de Agricultura, Ganadería y Pesca de la Nación; en la
Resolución 20/95 (1995); referida al contenido máximo de plaguicidas (Tabla 2.2).
• Existen también otras normas de aplicación referidas a la higiene y seguridad
de los establecimientos industriales, rotulado, tipo de envases, etc.
Tabla 2.1 Características exigidas por el CAA
Productos
Componente yerba mate elaborada
yerba mate soluble
yerba mate compuesta
Humedad (100-105 °C) Max. 9,5 % Max. 7,5 % Max. 9,5 %
Cenizas totales (500-550 °C), método de la AOAC (sobre producto seco)
Max. 9,0 % Max. 9,0 % --------------
Cenizas insolubles en ácido clorhídrico al 10 % p/v, método de la AOAC (sobre producto seco)
Max. 1,5 % -------------- Max. 2,0 %
Cafeína, método de Cortés (sobre producto seco)
Min. 0,6 % -------------- --------------
Extracto Acuoso, método de la AOAC (sobre producto seco)
Min. 25 % -------------- --------------
Sustancias vegetales extrañas Max. 1,0 % -------------- --------------
Semillas de yerba mate Max. 1,0 % -------------- --------------
Nitrógeno total -------------- Max. 3,0 % --------------
Hidratos de carbono totales (como glucosa)
-------------- 18-24 % --------------
Bases purínicas totales, método de Bailey-Andrew
-------------- Min. 2,5 % --------------
Alcalinidad de las cenizas (en ml de ácido /g de cenizas
-------------- 25-30 --------------
pH de una solución al 2% p/v en agua destilada
-------------- 5,0-6,0 --------------
Observaciones No deberá estar ardida, agotada o alterada
Se prohíbe el agregado de hidratos de carbono y aromatizantes artificiales
--------------
20
También se dispone de normativas de aplicación voluntaria referidas a la calidad de la
yerba mate, elaboradas por el Instituto Argentino de Normalización y Certificación (IRAM).
Estas normas se caracterizan por ser voluntarias. Las empresas adheridas deben pagar un
canon para ser controladas (generalmente el control es realizado por el INTA) y como
contrapartida incluyen en su producto el sello de IRAM de certificación de calidad.
Actualmente existen más de 25 normas aprobadas o en estudio. Estas normas tratan
cuestiones relacionadas a las definiciones sobre los diferentes tipos de yerba mate, análisis
físico-químicos, de muestreo, preparación de muestra y buenas prácticas de manufactura.
Tabla 2.2 Contenido máximo de plaguicidas
Producto Nivel de tolerancia (mg/kg sólido seco)
Oxifluorfen 0,01
Paraquat 0,1
Tiometon 0,1
Dimetoato 0,5
Glifosato 0,5
Mirex 0,01
2.4. Formas de consumo
2.4.1. Principales formas de consumo
La yerba mate se consume en un 99 % como infusión. El término infusión abarca cinco
formas de consumo: el mate caliente (o simplemente mate), mate frío (o tereré) y en tazas en
forma similar al té (mate cocido o en saquitos; y mate soluble) (Schmalko, 2005).
Mate: Cuando se consume en forma de mate, entre 20 y 100 g de yerba “elaborada” y
en menor medida la denominada “yerba mate compuesta” con otras hierbas es colocada en
un recipiente “o mate” sobre el cual se vierten porciones de agua (aprox. 25 mL; entre 65-90
°C) que son succionadas con una bombilla metálica.
Los recipientes utilizados varían mucho según la región. El recipiente tradicional es
una calabaza; pero también se utilizan vasos de vidrio, tazas de cerámica, metal, etc. El agua
caliente es generalmente mantenida en termos durante el consumo del mate. La norma
IRAM 20540-1 (1997) normalizó la degustación de yerba mate a ser utilizada en las
21
transacciones comerciales. Esta norma sugiere la utilización de un recipiente de vidrio con
50 g de yerba mate con una bombilla lisa de acero inoxidable y agua a 70 °C.
Mate frío: El mate frío “o tereré” se consume generalmente en el verano y en algunas
zonas cálidas durante todo el año. La forma de preparar es similar a la del mate; pero se
utiliza agua fría, jugos o bebidas carbonatadas (5-10 °C). En algunas regiones de Argentina y
Paraguay es muy común adicionar hierbas (por ejemplo menta o cedrón) por considerárselas
refrescantes.
Yerba Mate en saquitos: La yerba mate en saquitos se consume en tazas en una forma
similar al té. Los saquitos contienen 3 g de yerba mate y están contenidos en una bolsita de
papel de filtro tissue, ensobrados con papel común. La bebida se prepara con
aproximadamente 250 mL de agua caliente (aprox. 95°C).
Mate cocido: El mate cocido es preparado en forma similar al caso anterior; pero en
este caso la yerba mate elaborada es vertida sobre el agua caliente, se mantiene en el
recipiente hasta ebullición y después es filtrada. En algunos casos, la infusión es saborizada
con cáscara de naranja o azúcar quemada.
Mate soluble: o “yerba mate soluble” es el polvo resultante de la deshidratación de los
extractos acuosos obtenidos exclusivamente de la yerba mate. Es preparado en forma similar
al café instantáneo. También se le conoce con el nombre de mate instantáneo, extracto de
mate en polvo, concentrado de mate, o yerba mate soluble en forma sólida. Su elaboración se
resume en cuatro etapas: extracción de los solubles, concentrado por evaporación, secado por
atomización y envasado.
El consumo per capita en Argentina y Uruguay ronda los 5-7 kg/año de yerba mate
lista para consumir mientras que en Brasil alcanza a 1,2 kg/año (Pagliosa et al., 2010).
2.4.2. Otros usos
Concientes de la dificultad que representa que los compradores de otros países
consuman la Ilex paraguariensis a través del mate y la bombilla, los exportadores locales
avanzaron en el desarrollo de diferentes productos elaborados en base al producto. La yerba
mate se utiliza en la elaboración de bebidas energizantes, gaseosas, aguas saborizadas,
preparados de leche, y hierbas exóticas; como saborizante de cervezas amargas, té helado,
22
chocolates, barritas de cereales y helados. En general para bebidas se elabora un concentrado
partiendo de yerba mate canchada (estacionada o verde) que se utiliza como base o como
ingrediente en la elaboración de bebidas. A partir de éste concentrado se elaboran bebidas
refrigerantes, carbonatadas y licores. También se la destina para productos cosméticos
(elaboración de jabones, perfumes, cremas, entre otros productos) (De Paula y Chociai,
2000). Las hojas de la yerba mate podrían ser utilizadas para la obtención de clorofila y
cafeína. Esta propuesta se debe al elevado contenido de clorofilas (6 mg/100 g sólido seco) y
cafeína (1,6 g/100 g sólido seco), pero hasta el presente no se tiene conocimiento que se haya
realizado un estudio técnico-económico de este proceso. Maccari y Rodriquez Pinto (2000)
mencionan la aplicación de la yerba mate en productos de higiene y tratamiento de residuos
aprovechando su contenido de saponinas. Se están realizando estudios a escala piloto para
este uso, ya que las saponinas normalmente utilizadas son obtenidas de otras fuentes (por
ejemplo semillas de té).
2.5. Composición nutricional de la yerba mate
En algunos sectores de la población, la yerba mate es uno de los principales productos
alimenticios. Su aporte de nutrientes puede ser importante debido a su forma particular de
consumo, el mate, en el que se utiliza una porción relativamente grande (aproximadamente
50 g de material sólido).
Respecto al contenido de nutrientes en la yerba mate, se pueden citar tres trabajos
realizados en los últimos tiempos: el primer trabajo se realizó sobre el producto seco y
comprendía el análisis de azúcares, cafeína, proteína, vitaminas y minerales (Schmalko et al.,
1995); el segundo trabajo se realizó a partir de una solución de yerba mate y comprendía
los minerales presentes (Tenorio Sanz y Torija Isasa, 1991); y el tercero simuló las formas
tradicionales de consumo (Tabla 2.3) (Ramallo et al., 1998a).
En la tabla 2.4 se presenta el aporte de nutrientes que representa el consumo diario de
100 g de yerba mate (2 porciones) en forma de mate caliente, con respecto a la Dosis Diaria
Recomendada (DDR); se puede observar que existen aportes importantes únicamente de
tiamina y piridoxina (B6).
El contenido de polifenoles totales (CPT) presente en las bebidas de yerba mate
habituales depende de la forma de consumo (p ≤ 0,0001), decreciendo en el orden: infusión
23
de mate en saquitos > mate caliente > mate frío. El CPT promedio en cada tipo de bebida y
el porcentaje de los sólidos solubles que dicho valor representa, se pueden apreciar en la
tabla 2.5 (Brumovsky et al., 2009).
El hábito de consumo del mate caliente y frío involucra el consumo diario de grandes
volúmenes: más de 1,5 L en el caso de los consumidores fuertes y menos de 0,5 L en el caso
de los consumidores suaves (Castellsague et al., 2000).
Tabla 2.3 Contenido de nutrientes en el extracto acuoso de yerba mate obtenido con tres formas diferentes de extracción.
Composición general
Infusión de mate en saquitos
Mate caliente Mate frío
Glucosa (g) 0,54±0,54 0,59±0,41+ 0,15±0,04 Sacarosa (g) 2,97±1,41 2,77±0,53+ 1,19±0,50 Proteínas (g) 3,69±3,26 2,14±0,39+ 1,24±0,52 Cafeína (g) 1,27±2,90 0,85±0,08+ 0,44±0,35
Cenizas totales (g) 3,80±1,38 3,23±0,37+ 1,86±0,75 Extracto acuoso (g) 40,22±1,34* 27,02±3,09+ 15,60±6,38
Vitaminas Vitamina C (mg) 4,89±3,04 5,11±2,78 2,35±0,13 Tiamina (B1) (mg) 1,59±1,38 1,48±1,86 0,15±0,10 Niacinamida (mg) 4,38±4,89 1,27±0,68+ n.d Piridoxina (B6)(mg) 0,54±0,51 0,94±0,97 n.d Minerales
Calcio (mg) 107,25±9,42* 80,94±9,78+ 43,90±19,45 Fósforo (mg) 60,5±7,25 45,89±6,31+ 21,27±8,70 Hierro (mg) 2,54±0,36 2,22±0,34+ 1,10±0,46 Magnesio (mg) 86,96±7,25* 58,58±7,57+ 33,17±13,64 Potasio (mg) 99,64±13,40 100,59±18,32+ 41,63±16,85 Sodio (mg) 27,54±5,43* 14,04±2,45 11,07±4,11 Valores expresados como media ± DE a partir de cinco muestras comerciales; referidos a % ms. n.d : No detectado * Denota diferencias significativas entre la infusión de saquitos y el mate caliente (p < 0,05) + Denota diferencias significativas entre el mate caliente y el mate frío (p < 0,05) Fuente: Ramallo et al. (1998a)
24
Tabla 2.4 Aportes nutricionales que representa el consumo de 100 g de yerba mate en forma de mate caliente con respecto a la Dosis Diaria Recomendada
Aportes nutricionales del mate
Valor medio DDR % de la DDR
Proteínas (g) 2,14 50 4,3
Vitamina C (mg) 5,11 60 8,5
Tiamina (mg) 1,48 1,4 100
Niacinamida (mg) 1,27 18 7,1
Piridoxina (mg) 0,94 2 47
Calcio (mg) 80,94 800 10,1
Hierro (mg) 2,22 14 15,9
Magnesio (mg) 58,78 300 19,5
Fuente: Ramallo et al. (1998a)
Tabla 2.5 Contenido de polifenoles totales (CPT) en el extracto acuoso de yerba mate obtenido por simulación de las tres formas de consumo.
Forma de consumo CPT Porcentaje de sólidos
solubles Infusión de mate en saquitos
19,25 g EAC %ms
10,52 g EAG %ms
50 %
Mate caliente 11 g EAC %ms
6,25 g EAG %ms
48 %
Mate frío 4,03 g EAC %ms;
2,32 g EAG %ms
36 %
EAC: equivalentes a ácido clorogénico; EAG: equivalentes a ácido gálico; %ms: por 100 g de muestra seca. Fuente: Brumovsky et al. (2009)
25
CAPITULO 3
“Antioxidantes”
26
3.1. Definición de términos generales
El término radical libre se refiere a cualquier especie química capaz de existir
independientemente de otras especies (por ello el término “libre”), y que posee uno o más
electrones desapareados. Son especies químicas altamente inestables y muy reactivas. Para
estabilizarse reaccionan rápidamente con moléculas adyacentes mediante reacciones de
oxido-reducción. Especies reactivas de oxígeno (Reactive Oxigen Species, ROS en inglés) es
un término colectivo referido no solo a compuestos radicales que contienen oxígeno como el
radical hidroxilo (OH°); el radical superóxido (O2°-) y el radical óxido nítrico (NO°), sino
también a los compuestos derivados del oxígeno no radicales que son oxidantes y/o que se
convierten fácilmente en radicales libres como el peróxido de hidrógeno (H2O2) y el ozono
(O3). La producción de ROS es una consecuencia normal de una serie de reacciones
bioquímicas esenciales para el organismo (propias del metabolismo biológico) y resulta en
daños biológicos cuando estas especies se hallan en concentraciones normalmente elevadas o
cuando las concentraciones de antioxidantes se hallan disminuidas (estrés oxidativo). El
término antioxidante hace referencia a cualquier sustancia que, estando presente a una
concentración más baja comparada con la de un sustrato susceptible al ataque de radicales
libres, es capaz de retrasar o prevenir la oxidación de dicho radical libre. Una especie
oxidante es aquella capaz de aceptar electrones y reducirse. Los agentes antioxidantes
exógenos son aquellos que se ingieren a través de la dieta. El estrés oxidativo es una
condición del organismo en la cual hay un desequilibrio oxidantes/antioxidantes, ya sea por
elevada concentración de ROS o porque las concentraciones de antioxidantes se hallan
disminuidas.
3.2. Antioxidantes y salud
3.2.1. Antioxidantes y patologías asociadas
Se estima que las células humanas producen por día 10.000 situaciones probables para
generar radicales libres o ROS (Ames, 1983), pero que en general estos son eliminados por
mecanismos que dispone el organismo, los que al fallar pueden dar lugar a que dichos
radicales libres ejerzan sus acciones nocivas sobre ciertas moléculas o procesos biológicos
generando diversas patologías (Figura 3.1). Los efectos biológicos de las ROS (disminución
de las defensas, daño celular con la posibilidad de producir cáncer, arteriosclerosis y
envejecimiento) son controlados en los seres vivos por una gama de mecanismos fisiológicos
27
de defensa antioxidante, que involucran a un complejo grupo de procesos, todos
encaminados a evitar el exceso de oxidación a nivel celular, que es en definitiva el causante
de los trastornos de salud. “Cuando predominan los compuestos agresores, se rompe el
equilibrio a favor de las sustancias pro-oxidantes, desencadenándose alteraciones en la
estructura celular y cambios en las reacciones metabólicas” (Cabrera-Silva, 2005). Con el
paso del tiempo, el proceso se hace crónico y se produce entonces el deterioro de los tejidos,
los órganos y luego del organismo, con lo que deviene la enfermedad.
Figura 3.1. Relación entre estrés oxidativo y enfermedad
Existen varios procesos patológicos atribuibles razonablemente al estrés oxidativo en
el organismo (Figura 3.2) como cáncer (Rao y Berk, 1992), diabetes (Kashiwagi et al.,
1996), enfermedades neurodegenerativas (Astley, 2003; Jiménez-Jiménez et al., 2006),
enfermedades cardiovasculares (Astley, 2003; Delgado Roche et al., 2009), enfermedades
relacionadas a la edad (Astley, 2003), entre otras (Atoui et al., 2005). Entre las enfermedades
neurodegenerativas se pueden nombrar alteraciones frecuentes y debilitantes como la
enfermedad de Parkinson, la enfermedad de Alzheimer, la enfermedad de Huntington y la
esclerosis lateral amiotrófica.
Entre las principales alteraciones celulares y metabólicas producidas por el estrés
oxidativo se pueden nombrar: 1-destrucción de compuestos protectores del estrés oxidativo
(vitamina E, grupos tioles de péptidos o proteínas, vitamina C); 2-modificación de la
estructura del ADN celular produciendo mutaciones y daño celular; 3-alteraciones de las
reacciones enzimáticas a través de la destrucción de nucleótidos: cambios en el grupo tiol de
las enzimas y cambios en el
lipoperoxidación (o peroxida
debido a la presencia de ácido
radicales, dando lugar a reacc
celulares y sub-celulares (C
generado cerca de las membra
fosfolípidos de la membrana
el cual por lo general reaccio
(Figura 3.3). El radical peroxi
originar hidroperóxidos lípid
las membranas pudiendo prov
dañan a las proteínas de mem
y proteínas de transporte (Mo
Figura 3.
3.2.2. Mecanismos
La acción de los radic
mecanismos internos y para
RIÑONInsuficienrenal crón
PULMÓNAsma
ARTICULAReumatism
el estado redox de las coenzimas; 4-iniciación
idación de lípidos) principalmente en las me
idos grasos poli-insaturados, que reaccionan co
acciones en cadena que alteran la funcionalidad
(Cabrera-Silva, 2005). Por ejemplo cuando
branas celulares, ataca las cadenas laterales de
na originando un radical centrado en un carbon
ciona con oxígeno generando al radical peroxil
oxilo puede reaccionar con otra cadena lateral d
idos (Figura 3.3), los cuales son capaces de a
rovocar su ruptura además de producir product
embrana, inactivan receptores, dañan mecanism
ora, 2002).
.2. Patologías asociadas al estrés oxidativo
os internos contra la acción de los radicales l
dicales libres genera enfermedades que puede
ara fortalecer estos mecanismos, se deben pr
RL
CEREBROShock,
ParkinsonCORAZONCardiopatías,
trombosis,infarto
INTESTPancreatitis,
Sistema VasEsteroescle
hipertens
Sistema OcularCataratas,
retinopatías
MULTIORGANICADiabetes, HIV, intoxicaciones, inflamaciones
ONiencia rónica
ÓN
ACIÓNismos
PIELCancer
28
ión y desarrollo de la
membranas celulares
con facilidad con los
ad de las membranas
o el radical OH° es
de ácido grasos de los
ono de la membrana,
xilo (o peroxiradical)
del ácido graso para
e alterar la fluidez de
uctos cito-tóxicos que
smos de transducción
s libres
den ser frenadas por
proveer hábitos que
STINOtis, ulcera
a Vascularsclerosis, ensión
29
lleven a la formación de menor cantidad de radicales libres y una dieta que aporte nutrientes
esenciales antioxidantes (Tabla 3.1) y otros compuestos bioactivos denominados
fitoquímicos que, si bien no son esenciales para el organismo, presentan propiedades
saludables (Cabrera-Silva, 2005).
Figura 3.3. Formación de radicales
Tabla 3.1 Nutrientes protectores del estrés oxidativo y fitoquímicos con capacidad antioxidante
Nutrientes protectores del estrés oxidativo
Directos Vitamina E y C; β-caroteno
Indirectos Vitamina B2 (glutatión reductasa), Selenio
(glutatión peroxidasa), aminoácidos
azufrados (glutatión), cobre
(superoxidismutasa), manganeso
(superoxidismutasa), zinc
(superoxidismutasa)
Fitoquímicos con capacidad antioxidante presentes en los alimentos
Fitatos (cereales integrales, leguminosas), taninos (leguminosas, frutas), flavonoides
(frutas, verduras, leguminosas, infusiones de té), alilcisteína (ajos), compuestos azufrados
presentes en la familia de las crucíferas (coles, mostaza, coliflor, rábanos), licopeno
(tomates, sandias)
Fuente: Cabrera-Silva (2005)
30
La Sociedad Española de Ciencias de la Alimentación propone como recurso didáctico
una “rueda de los alimentos” (Figura 3.4) con el objetivo de informar sobre los alimentos
más ricos en antioxidantes y sus porciones diarias recomendadas. Existen diversos sistemas
de defensa para mantener el equilibrio ROS-antioxidantes y en diferentes niveles.
Básicamente existen dos líneas defensivas basadas en mecanismos antioxidantes: la primera
está compuesta por enzimas protectoras y el secuestro de iones metálicos y la segunda línea
está constituida por varias sustancias no enzimáticas como los tocoferoles, los carotenoides o
el ácido ascórbico (Cabrera-Silva, 2005; Mora, 2002). Las células poseen además otros
mecanismos no antioxidantes para remover el exceso de radicales libres del organismo,
como los mecanismos de reparación de ADN, de degradación de proteínas dañadas y de
metabolización de hidroperóxidos en las membranas (Gil, 2010a).
Figura 3.4. Rueda de los Alimentos (Fuente: web 1)
3.2.3. Principal sistema enzimático de defensa antioxidante
El principal sistema enzimático de defensa antioxidante está compuesto por un sistema
antioxidante enzimático integrado por las enzimas superoxidismutasa (SOD), catalasa (CAT)
y glutatión peroxidasa (GP). Para que este sistema sea eficiente es necesario que la SOD se
31
halle integrada a la acción de peroxidasas y catalasas que permitan la eliminación del agua
oxigenada (Cabrera-Silva, 2005).
La enzima SOD está presente en el organismo y actúa como inhibidora preventiva de
la oxidación lipídica catalizando la dismutación del anión superóxido (O2°-) en peróxido de
hidrógeno (H2O2) y O2, mediante el mecanismo descripto en la ecuación 3.1. Si bien el
peróxido de hidrógeno no es especialmente reactivo por sí solo, es un importante precursor
de otras sustancias radicales mas reactivas como el radical hidroxilo (°OH).
2O�°� + 2H
�� �� H�O� +O� 3.1
La remoción del radical superóxido (O2°-) y del H2O2 es importante por cuanto el
radical superóxido acelera por vía de la reacción de Fenton (Ec. 3.2a y 3.2b) la producción
del radical hidroxilo (°OH) a partir de moléculas de H2O2 e iones ferrosos (generados por la
acción del radical anión superóxido) (Cabrera-Silva, 2005; Gil, 2010a; Mora, 2002).
O�°� +Fe��X�
→ Fe��X� +O� 3.2a
Fe��X� +H�O�→ Fe��X� + OH° + OH� 3.2b
Las peroxidasas intervienen como primera estrategia defensiva cuando las
concentraciones de H2O2 son bajas y las catalasas (CAT) actúan cuando las concentraciones
de H2O2 son mayores. En las ecuaciones 3.3a y 3.3b se describen los mecanismos de
actuación de las nombradas enzimas, donde “D” corresponde a una molécula donadora de
átomos de hidrógeno (es decir representa a alguna molécula que se oxidó).
La peroxidasa más efectiva en este sistema de protección es la glutatión peroxidasa
(GP). Esta enzima cataliza la reducción del hidrógeno de los peróxidos lipídicos (LOOH) y
al peróxido de hidrógeno por medio del antioxidante glutatión (GSH) (GSH es el medio
reductor) el cual es convertido a glutatión oxidado (GSSG). El GSSG luego es nuevamente
reducido a GSH, reacción que es catalizada por la enzima glutatión reductasa en presencia de
la NADPH como agente reductor.
2H�O���� �� O� + 2H�O�Catalasa� 3.3a
H�O� + DH� ! � D + 2H�O�Peroxidasa� 3.3b
32
El secuestro de iones metálicos (potenciales catalizadores de oxidación) como
mecanismo de defensa se refiere principalmente al secuestro de los iones de hierro y cobre,
los cuales están ligados a las proteínas ceruloplasmina y transferrina respectivamente. Estas
proteínas actúan manteniendo los metales de transición en su estado de oxidación mas
inactivo, ya sea secuestrados o ligados de forma que en condiciones normales no existan
iones de hierro o de cobre libres en circulación (Mora, 2002).
3.2.3.1. Antioxidantes no enzimáticos
La segunda línea de defensa antioxidante está representada por una gama de
compuestos antioxidantes no enzimáticos los cuales intervienen directamente en la cadena de
formación de radicales libres, inactivándolos o dando lugar a la formación de un radical de
baja energía (Ec. 3.4). Su efectividad depende de sus propiedades químicas como las
energías de enlace, la posibilidad de formación de distintas formas resonantes del radical
formado y la susceptibilidad a la oxidación; esta última viene dada por el valor de su
potencial de reducción. Otro aspecto importante es la solubilidad en distintos medios ya que
los radicales responsables del deterioro lipídico se forman tanto en la parte lipofílica de las
células (ruptura de peróxidos o hidroperóxidos lipídicos) como en el citosol (peróxido de
hidrógeno, superóxido, etc) (Iglesias Neira, 2009)
R°+ AH→ RH + A° 3.4
Entre los antioxidantes de tipo hidrofílicos se destacan el ascorbato, los tioles y varios
tipos de compuestos nitrogenados mientras que los tocoferoles, la ubiquinona y los
carotenoides son los más importantes entre los de tipo lipofílico.
3.3. Antioxidantes y reacciones de oxidación en alimentos
En tecnología de alimentos, los antioxidantes son definidos como sustancias que
previenen o retardan la oxidación de las grasas responsable de la formación de compuestos
químicos que pueden afectar negativamente la calidad del alimento. Entre los principales
aspectos relacionados a la calidad del alimento que tienen relación directa con la oxidación
de lípidos están: calidad nutricional, toxicidad, “flavors” anómalos, textura y color (Finley y
Given, 1986; Huang et al., 2005). Es importante mencionar que la oxidación y la necesidad
de antioxidantes no está limitada a alimentos de alto tenor lipídico (aceites vegetales, grasas
33
animales, saborizantes, productos cárnicos procesados y productos snack) sino que incluye a
alimentos de bajo contenido lipídico como los cereales (Finley y Given, 1986).
3.3.1. Tipos de deterioro en lípidos
La oxidación de los lípidos constituye una de las principales causas de deterioro de los
alimentos. Tiene como consecuencias las alteraciones en el aroma, en el sabor
(enranciamiento), en el color (especialmente en el caso de los carotenos) y la textura, la
pérdida de determinados nutrientes (por ejemplo la vitamina E) y la formación de sustancias
potencialmente nocivas (Frankel, 1996). El grado de deterioro depende del tipo de grasa o
de aceite; en terminos generales, los lípidos que más fácilmente se afectan son los de origen
marino, seguidos por los aceites vegetales y finalmente por las grasas animales. El término
rancidez se usa para describir diferentes mecanismos de alteración de lípidos. Existen tres
mecanismos principales:
a-rancidez hidrolítica o lipólisis: se debe a la hidrólisis de grasas con liberación de
glicerol y ácidos grasos libres (R) (Ec. 3.5). Se origina generalmente por presencia de
humedad y de altas temperaturas, aunque también puede tener origen enzimático por acción
de las enzimas lipolíticas (lipasas) sobre el enlace éster (-(C=O)-R) de los triglicéridos. Si los
ácidos grasos generados son de cadena corta (como en la leche: ácido butírico (también
responsable del deterioro en manteca), ácido caproico, ácido caprílico y ácido láurico) se
producen olores peculiares y representan un deterioro sensorial del alimento. Si bien en
general la lipólisis es indeseable, hay alimentos donde es totalmente deseable, tal es el caso
de algunos quesos en los cuales se añaden lipasas microbianas o algunos microorganismos
con fuerte actividad lipolítica. Este tipo de deterioro también puede ocurrir en granos
almacenados que han sufrido calentamiento moderado o sostenido crecimiento de hongos
productores de lipasas capaces de producir rancidez hidrolítica en éstos. La forma usual de
prevenir este tipo de deterioro es mediante la inactivación de las enzimas mediante calor o
evitando el contacto del alimento con la humedad y el calor. La medición de este tipo de
deterioro se realiza mediante el índice de acidez de grasas (FFAV).
34
3.5
b-autoxidación o rancidez oxidativa: se refiere fundamentalmente a la acción del
oxígeno atmosférico (reacción espontánea) y de las lipoxigenasas (ver siguiente ítem) sobre
las insaturaciones de los ácidos grasos liberando compuestos peróxidos y compuestos
carbonilos volátiles (que luego pueden participar en reacciones de pardeamiento no
enzimático) de “flavor rancio”. Es la principal forma de oxidación de los lípidos. Recibe el
nombre de auto-oxidación pues es un mecanismo que genera compuestos que a su vez
mantienen y aceleran la reacción; entre los productos sintetizados se encuentran aldehídos,
cetonas y alcoholes; algunos de peso molecular bajo que le confieren el olor característico a
las grasas oxidadas, y otros cuya toxicidad todavía se halla en estudio. La presencia de hierro
y cobre (aun en concentraciones menores al 1 ppm) favorecen el inicio de la reacción; los
ácidos grasos libres solubilizan estos iones y facilitan su acción catalizadora pues provocan
un mayor contacto con el lípido. Los peróxidos provenientes de grasas oxidadas también
producen esta reacción, por lo que no es conveniente mezclar grasas usadas con grasas
frescas; la energía radiante del ultravioleta es también un importante agente que favorece
estos cambios.
Entre los compuestos formados por la oxidación de los lípidos los más abundantes son
los aldehídos, cuya composición cuali y cuantitativa está influenciada por la composición de
los ácidos grados originales. Gran parte de los aldehídos formados son muy volátiles y
poseen un bajo umbral de olfatación, por lo que provocan modificaciones importantes en el
aroma de los alimentos donde se forman, siendo los principales responsables del “flavor”
característico de muchos de ellos y en otros casos desencadenando la aparición de sabores y
aromas desagradables a rancio o a fritura, etc.
El proceso más importante por el cual el oxígeno atmosférico y los ácidos grasos
insaturados interactúan es por medio de un mecanismo de radicales libres caracterizado por
tres fases: iniciación, propagación y terminación (Barreiro et al., 2006).
35
i. reacciones de iniciación: Esta fase ocurre cuando el hidrógeno es removido de la
molécula de los ácidos grasos insaturados, por ruptura homolítica del enlace C-H dando
lugar a un radical libre lipídico (Ec. 3.6a y 3.6b). Los radicales libres lipídicos tienden a
estabilizarse mediante reordenamiento interno originando dienos conjugados.
ii. reacciones de propagación: Los radicales formados en la etapa de iniciación (L°)
pueden reaccionar con el oxígeno para formar radicales peróxido (LOO°) los cuales
inmediatamente forman hidroperóxidos (LOOH) y un nuevo radical lipídico al abstraer otro
hidrógeno a un ácido graso y propagando así la reacción en cadena (Ec. 3.6c).
Los hidroperóxidos generados también pueden fragmentarse por acción térmica o
descomponerse por la catálisis de metales de transición, lo que genera nuevos radicales que
autocatalizan el proceso de oxidación (Ec. 3.6d).
LH→ L°+ H° 3.6a
LH +O� → LOO° + H° 3.6b
LH +LOO°→ L° + LOOH 3.6c
LOOH→ LO° + °OH 3.6d
Este tipo de interacciones ocurren entre 10 y 100 veces antes de que se combinen dos
radicales para terminar el proceso. Se caracterizan por una cierta acumulación de peróxidos
lipídicos. Se crean tantos radicales libres como se consumen. Es la etapa de oxidación de los
ácidos grasos insaturados.
Los hidroperóxidos generados en esta etapa se caracterizan por ser insípidos e inoloros
y son denominados “productos primarios” de la oxidación lipídica.
iii. reacciones de terminación: Los radicales libres provenientes de la descomposición
de hidroperóxidos se asocian para formar productos no-radicales que no pueden formar parte
en las reacciones de la etapa de propagación (aldehídos, alcoholes, cetonas de bajo peso
molecular responsables del olor a rancio) (Ec. 3.7a y 3.7b) y son comúnmente denominados
“productos secundarios”.
36
L° +L°→ LL 3.7a
LOO° +L°→ LOOL 3.7b
Salvo al comienzo de la autoxidación, las reacciones de iniciación, propagación y
terminación se desarrollan simultáneamente (Graciani Constante, 2006).
Las pruebas de laboratorio más usuales para determinar la rancidez oxidativa son el
número de peróxidos, la prueba de Kreis y la prueba del ácido tiobarbitúrico.
c- reversión: se debe generalmente a la autoxidación del ácido linoleico; su
mecanismo es poco conocido. Es característico en aceites vegetales con un contenido
relativamente alto de ácidos no saturados (semilla de lino, soja, colza). Los sabores
"revertidos" se deben a aldehídos no saturados. Este tipo de deterioro tiene menos
importancia que los dos anteriores.
3.3.2. Oxidación lipídica por lipoxidasas
Las lipoxigenasas (en un principio conocidas como lipoxidasas) son un grupo de
enzimas muy heterogéneas presentes en algunos alimentos (legumbres, trigo, papas, rábanos,
carne de cerdo y pescado, oleaginosas etc), que poseen efecto prooxidante sobre algunos
ácidos grasos (Gutiérrez, 2000). Estas enzimas poseen en su estructura un átomo de Fe(II) y
catalizan en forma altamente específica la oxidación de los sistemas 1,4 pentadieno cis-cis
existentes en los ácidos linoleico, linolénico y araquidónico. Tambien puede afectar a los
estructuras carotenoides con la consigiente pérdida de valor nutricional y de propiedades
sensoriales. En su forma activa (en forma férrica) es capaz de remover un electrón de un
doble enlace no conjugado para convertirse nuevamente en su forma natural liberando un
radical catiónico. Se cree que su acción se inicia con la formación de radicales libres y luego
tienen lugar reacciones en cadena similares a las descriptas en el caso de la autoxidación.
Los mecanismos de formacion de hidroperóxidos serían diferentes a los mecanismos de
autooxidacion estudiados, ya que los productos secundarios que se originan son muy
distintos (Gutiérrez, 2000). Aun no se conocen con exactitud los mecanismos implicados en
el enranciamiento de lípidos por enzimas lipoxidasas.
Las lipoxigenasas son
Representan un factor de imp
a bajas temperaturas.
3.3.3. Oxidación lip
La formación de prod
posible mediante la adición d
acción del oxígeno es su form
pero para que esta vía ocurra
Una de las formas m
fotosensibilización, que consi
absorbedoras de luz (fotos
pigmentos naturales present
mioglobina.
La irradiación con luz
(sens) que pasan desde el est
3.8.a y 2.8.b). Luego las espe
energía directamente al oxíge
vez que alcanza el estado sing
una especie muy electrofílica
con los lípidos que el oxígeno
cadenas de los ácidos graso
2006; Cabrera-Silva, 2005).
on capaces de permanecer activas aun a b
mportancia en el deterioro de productos congela
lipídica fotosensibilizada
roductos de oxidación de lípidos (hidroperóx
n directa del oxígeno al doble enlace de los lípi
orma más estable, triplete, sobre la molécula li
ra es necesaria la excitación previa del oxígeno
s más comunes de generación del oxígeno
nsiste en un proceso activado por la luz en pres
tosensibilizadores) (Ec. 3.8.d). Los fotosen
entes en los alimentos tales como clorofila,
z visible produce la excitación electrónica del
estado fundamental a los estados excitados (1se
species del sensibilizador en estado triplete ex
ígeno triplete convirtiéndolo en oxígeno single
inglete mediante excitación electrónica, el oxíge
ica y excepcionalmente reactiva (reacción 1500
eno triplete) y se adiciona directamente a los do
sos dando lugar a hidroperóxidos alílicos (G
3.8a
3.8b
3.8c
3.8d
37
bajas temperaturas.
elados y conservados
róxidos) es también
ípidos (en lugar de la
a lipídica insaturada);
no al estado singlete.
eno singlete es por
resencia de sustancias
sensibilizadores son
la, feofitina, flavina,
del fotosensibilizador
sens° y 3sens°) (Ec.
excitado transfiere la
glete (Ec. 3.8.c). Una
ígeno se convierte en
500 veces más rápido
dobles enlaces de las
(Graciani Constante,
38
3.3.4. Pro-oxidantes en sistemas lipídicos
Para que la oxidación lipídica se inicie es necesaria la presencia de iniciadores que
catalicen el proceso: como energía (proporcionada por la luz o por calentamiento), y/o
presencia de metales o enzimas.
Los pro-oxidantes poseen la habilidad de reducir la estabilidad de los lípidos.
Muchas sustancias usadas como aditivos antioxidantes pueden ejercer un efecto
prooxidante. Ejemplos de ellos son la vitamina C, la cual ejerce un efecto antioxidante o pro-
oxidante según sea su concentración (Bradshaw et al., 2003; Rietjens et al., 2002; Yen et al.,
2002) o dada la presencia de metales pesados, los β carotenos a altas presiones de oxígeno
(Rietjens et al., 2002), los flavonoides en presencia de iones Cu+2 y Fe+3 (Rietjens et al.,
2002) y la quercetina, la miricetina y el kaemferol en presencia de metales de transición en
carnes curadas.
El hierro en presencia de peróxido cataliza la descomposición de los hidroperóxidos
dando lugar a la formación de nuevos radicales libres (Ec. 3.9a y 3.9b). En un sistema libre
de peróxidos, el Fe+2 reacciona con el oxígeno molecular dando lugar a nuevas especies
reactivas de oxígeno (Ec. 3.9c).
LOOH +Fe� → LO° + OH° +Fe� 3.9a
LOOH +Fe� → LOO° + H +Fe� 3.9b
O� +Fe�
→Fe� + O°�
� 3.9c
3.3.5. Efectos de la oxidación de lípidos en el alimento
3.3.5.1. Sabores oxidados
El efecto inmediatamente reconocible de la oxidación de los lípidos en los alimentos es
el desarrollo de olores y sabores indeseables. Los productos "rancios" de la oxidación de lí-
pidos son en su mayoría compuestos carbonílicos de cadena corta, formados como resultado
de la descomposición de los peróxidos. La aparición de “flavors” rancios en productos
lácteos se debe fundamentalmente a la auto-oxidación; por ejemplo en el caso de la leche
líquida, el sustrato está representado por los fosfolipidos y la reacción es catalizada por
vestigios de hierro o de cobre, en cambio en la leche en polvo la auto-oxidación afecta
fundamentalmente a los ácidos grados de los triglicéridos. Según Jayathilakan et al. (2007),
39
las papas, cuando son cocidas en agua a ebullición y luego almacenadas en frío, desarrollan
rápidamente un sabor no agradable como resultado de la actividad de la lipoxigenasa.
3.3.5.2. Pérdidas de vitaminas liposolubles y pigmentos
La oxidación de lípidos en alimentos ricos en vitaminas liposolubles (A, D, E y K)
suele ir acompañada de pérdidas en dichos compuestos por reacciones catalizadas que
involucran la presencia de radicales libres. La vitamina E, por ejemplo, actúa como
antioxidante y es consumida durante el período de inducción de las reacciones de auto-
oxidación (Pokorny, 1991). La oxidación de los lípidos puede afectar indirectamente el
color de los alimentos; un típico ejemplo lo constituyen los pigmentos carotenoides y
clorofilas por reacción con los hidroperóxidos.
3.3.5.3. Efecto sobre las proteínas
Los productos de la oxidación lipídica pueden reaccionar con las proteínas presentes
en el alimento provocando la polimerización de las proteínas con un significativo aumento
del peso molecular da las mismas (Berlett y Standtman, 1997; Zayas, 1997).
El mecanismo de interacción entre los lípidos oxidados y las proteínas implica la
propagación de la cadena de radicales libres al sistema proteico. Existen varios grupos en la
molécula de proteína capaces de convertirse en radicales libres mediante la pérdida de un
átomo de hidrógeno ante la acción de un radical libre de origen lipídico. Los radicales libres
de la proteína así formados tienden a combinarse por entre-cruzamiento. Se ha atribuido la
dureza en el pescado congelado a la agregación de moléculas de miosina como resultado del
ataque de radicales libres de lípidos oxidados. El sitio más vulnerable a dicho ataque, en la
molécula de proteína, parecería ser el grupo NH.
La interacción entre lípidos oxidados y proteínas afecta negativamente al valor
nutricional y a la funcionalidad de las proteínas en sistemas alimenticios debido a la
desnaturalización de las proteínas con la consiguiente disminución de su solubilidad y de su
capacidad de retención de agua, también es responsable de cambios texturales (“hardening
texture”). Entre los aminoácidos más vulnerables a los productos de la oxidación lipídica se
encuentran la metionina, la histidina, la cistina y la lisina (Richardson y Finley, 1985).
40
Mottram y Edwards (1983) sugieren que el flavor característico a carne tostada se debe
a la reacción entre las proteínas y los compuestos carbonílicos derivados de la oxidación de
los fosfolipidos.
La interacción entre las proteínas y los productos de la oxidación de los lípidos puede
determinar cambios en la textura. Según Decker (2000) los productos preparados con carne
que exhiben claros signos de rancidez oxidativa tienden a mostrar una baja habilidad para
moldearse y baja retención de agua.
3.3.6. Estrategias de control y retardo de la oxidación
Actualmente el diseño de estrategias de control de la oxidación lipidica en alimentos
constituye un aspecto muy importante desde el punto de vista comercial y de calidad
organoléptica (Iglesias Neira, 2009). Posibles estrategias a combinar son: reducción de la
actividad acuosa, uso de materiales pobres en lípidos poli-insaturados (las moléculas se
tornan más reactivas cuando existe un carbono metilénico entre dobles enlaces), protección
del alimento del contacto con el oxígeno (eliminación de la mayor parte del aire disuelto y en
el caso de aceites, disminución del espacio de cabeza del envase para limitar la entrada de
aire a través de su superficie, reemplazo del aire por gases no reactivos como nitrógeno o
dióxido de carbono, o finalmente realizando vacío; siempre acompañada esta estrategia por
un empaque que limite el ingreso de oxígeno) (Formanek et al., 2001; Lund et al., 2007),
inactivación de enzimas (especialmente lipoxigenasas), reducción de temperatura y agregado
de aditivos inhibidores de la oxidación (antioxidantes solos, combinados o en combinación
con agentes sinérgicos de la oxidación como el ácido cítrico o polifosfatos); eliminación de
trazas de elementos metálicos como Cu e Fe (propios del alimento, provenientes de aguas no
tratadas correctamente o de los equipos) por agregado de agentes quelantes (Frankel, 1996);
evitar la presencia de luz VIS-UV o IR (usando envases opacos) (Kim et al., 2002). En la
tabla 3.2 se presenta un resumen de los principales factores que influyen en la oxidación de
lípidos.
El agregado de aditivos antioxidantes a productos alimenticios ricos en grasas de
origen animal (excepto productos de la pesca) puede ser una estrategia muy útil dado que no
poseen (o poseen trazas) antioxidantes naturales (o endógenos); en cambio los aceites
vegetales comestibles, debido a la presencia de tocoferoles, disponen de una protección
41
natural frente a la auto-oxidación (siempre que el almacenamiento no sea demasiado
prolongado).
La autoxidación de lípidos en pescados puede ser una alteración muy importante
debido al alto grado de insaturación de sus lípidos (de 4 a 8 dobles enlaces) y a la presencia
de mioglobina muscular, la cual cataliza la auto-oxidación.
Tabla 3.2 Factores que influyen en la oxidación de lípidos
Promotores Inhibidores
Temperaturas altas Temperaturas bajas
Metales: Cu, Fe Agentes quelantes (o secuestradores)
Contacto con oxígeno atmosférico Atmosfera modificadas o controladas. Vacío
Presencia de luz VIS, UV o IR Empaque opaco
Peróxidos de lípidos oxidados Antioxidantes
Peroxidasas Tratamiento térmico
Poli-insaturaciones Hidrogenación de las insaturaciones
3.3.6.1. Concentración de oxígeno y oxidación de lípidos
En un sentido estricto la ausencia de oxígeno impediría la oxidación de los lípidos, ya
que el oxígeno es un reactivo imprescindible para la propagación de la reacción (Graciani
Constante, 2006). Estudios basados en cinética de absorción de oxígeno demostraron la
presencia de dos etapas características en el desarrollo de la oxidación: i- un período de
inducción, de duración variable, donde el consumo de oxígeno es muy bajo y tiene lugar la
formación de los hidroperóxidos a través de las reacciones de propagación, y ii- un período
caracterizado por un aumento brusco del consumo de oxígeno en el que se da un desarrollo
acelerado de la formación de nuevos compuestos de terminación. Desde el punto de vista de
la conservación del alimento, se debe aumentar al máximo el período de inducción (Graciani
Constante, 2006).
42
3.3.6.2. Actividad acuosa y oxidación de lípidos
La reducción de la actividad acuosa como método de conservación contempla otras
metas más allá del punto de vista microbiológico, ya que ejerce influencia en otras
reacciones de deterioro de alimentos tanto químicas como bioquímicas, entre ellas la
oxidación de lípidos.
Cuando la actividad acuosa (aw) es menor a 0,2 la velocidad de oxidación es muy
elevada. La sucesión de reacciones comienza con la generación de radicales libres y continúa
con la fijación de oxígeno sobre ellos dando lugar a peróxidos, los cuales se degradarán
formando compuestos carbonilo. A valores de aw muy bajos, al aumentar el contenido de
agua se evidencia un efecto antioxidante del agua, ya que las moléculas de agua se unen
mediante enlaces de puentes de hidrógeno a los peróxidos y además compiten con el oxígeno
por los lugares de adsorción en los lípidos.
A partir de valores de aw de aproximadamente 0,2 (cuando la interfase lipídica está
saturada de agua), el efecto antioxidante del agua ya no aumenta. La velocidad de los
procesos de oxidación presenta un mínimo en el rango 0,2 < aw < 0,5, ya que en este rango
gran parte de los peróxidos están unidos al agua e imposibilitados para continuar con las
reacciones de oxidación; la hidratación de los átomos metálicos dificultaría su acción
catalizadora sobre las reacciones de oxidación.
A valores de aw superiores a 0,5 la oxidación se acelera, ya que el efecto antioxidante
del agua se ve superado por el efecto catalizador de la oxidación de los metales, los cuales al
haber más agua disponible, difunden más fácilmente hacia los otros compuestos implicados
en la oxidación.
Cuando la aw es muy alta la velocidad de oxidación se lentifica un poco debido a un
efecto de dilución (Labuza, 1971)
En la figura 3.5 se puede observar la velocidad de oxidación de lípidos en función de la
actividad acuosa.
43
Figura 3.5. Velocidad de oxidación en alimentos según actividad acuosa y contenido de humedad (Fuente: adaptado de Labuza, 1971)
3.3.6.3. Temperatura y oxidación de lípidos
La disminución de temperatura reduce las tasas de oxidación de acuerdo a la ecuación
de Ahrrenius.
3.3.6.4. Aditivos antioxidantes y oxidación de lípidos
Además del rol de los antioxidantes como benefactores de la salud, estos se
desempeñan como aditivos alimentarios para prevenir o retrasar el desarrollo de
rancidez de grasas u otros deterioros de “flavor” debidos a la oxidación durante el
almacenamiento (exposición del alimento a factores como: aire, luz, temperatura, etc) o
durante el procesamiento (Pokorny, 1991). Sin embargo, se debe contemplar que la
utilización de antioxidantes, si bien retrasa la alteración oxidativa del alimento, no la
evita de una forma definitiva (Jacobsen et al., 2008).
En la elección de un aditivo antioxidante se deben considerar aspectos
económicos, de salud y normativos, entre los que se destacan:
1-capacidad de inhibir la oxidación lipidica, 2-inocuidad: el uso de antioxidantes
sintéticos está sujeto a normativas, por ejemplo el Código Alimentario Argentino (CAA)
especifica 200 mg/kg como límite máximo de los antioxidantes butil-hidroxianisol (BHA) y
butil-hidroxitolueno (BHT) agregados a aceites comestibles (CAA, 2000), 3-modificaciones
44
organolépticas del alimento (color, aroma, sabor), 4-deben ser efectivos a bajas
concentraciones para eludir sus niveles de toxicidad, 5-modo de incorporación del
antioxidante al alimento, pues su actividad no depende exclusivamente de las propiedades
químicas del mismo sino también de su accesibilidad o difusión hacia los puntos sensibles a
la oxidación (interfase aire/lípido si es un sólido graso o interfase lípido/agua si es una
emulsión); además la solubilidad del AO debe ser compatible con el estado físico del
sustrato lipídico sobre el que actuara (Iglesias Neira, 2009), 6-estabilidad del antioxidante
durante el almacenamiento y procesamiento y 7-el costo del antioxidante y su aplicación, ya
que no deben encarecer significativamente el precio del producto sobre el que se adiciona.
3.3.7. Clasificación de antioxidantes alimenticios
Según el mecanismo general de acción se clasifican en:
Antioxidantes de tipo I: Estas sustancias son capaces de interrumpir y detener la
reacción de propagación en cadena al reaccionar con los radicales libres, cediendo un radical
hidrógeno a un radical lipídico libre. Su forma de actuación puede representarse
esquemáticamente en la ecuación 3.10 donde el radical del ácido graso o del hidroperóxido
(R°) se transforma en una molécula y el antioxidante AH se transforma en el radical libre
(A°). La diferencia fundamental es que el radical libre del antioxidante no es lo
suficientemente reactivo para seguir dando lugar a reacciones de propagación, y se destruye
o se une a otro radical libre, dando entonces una molécula estable.
R° + AH→ RH + A° 3.10
Los antioxidantes de tipo I pueden ser fenólicos (artificiales: galato de propilo,
butilhidroxianisol y butilhidroxitolueno; o naturales) o no fenólicos (carotenoides; a su vez
pueden ser carotenoides o xantinas). En la tabla 3.3 se presentan algunas características de
los antioxidantes de tipo I.
Antioxidantes de tipo II: Son compuestos que impiden o disminuyen la formación de
radicales libres (Ec. 3.11). Su acción depende del pH y de la temperatura. Dentro de este
grupo se puede mencionar aminoácidos como la histidina y la cisteína y fosfatos. Son
secuestrantes de metales o reaccionan con el oxígeno. Potencian la acción de antioxidantes
de tipo I. Ejemplos: ácidos ascórbico, cítrico, láctico y sus derivados, EDTA (ácido
45
etilendiaminotetraacético y sus derivados: etilendiamono tetracetato cálcico disódico y
etilendiamono tetracetato disódico).
Tabla 3.3 Antioxidantes de tipo I
Antioxidantes tipo I fenólicos
Lipofílicos: tocoferoles y tocotrienoles Solubles en grasas y aceites, inestables a
altas temperaturas
Hidrofílicos: ácidos fenólicos, flavonoides
(antocianos) y taninos
Solubles en medios polares, inestables a
altas temperaturas
Antioxidantes tipo I no fenólicos: carotenoides
Carotenos Hidrocarburos formados únicamente por
átomos de carbono e hidrógeno
Xantofilas Presentan grupos oxigenados: alcoholes,
cetonas, aldehídos, ácidos carboxílicos y
ésteres
M� +H�Y + e�
→ MHY +H 3.11
Antioxidantes tipo III : están definidos como procedimientos destinados a proteger el
producto alimenticio frente a la oxidación estableciendo condiciones físicas adecuadas, en
especial en lo que respecta al contenido de oxígeno, luz, humedad y temperatura. Entre los
ejemplos que podrían citarse se destacan los embalajes impermeables al oxígeno y el
envasado al vacío o en atmosferas inertes con N2 o CO2. Se suelen asociar con antioxidantes
de tipo I y II.
3.3.8. Sinergismo entre antioxidantes
Para que exista un efecto sinérgico entre antioxidantes es necesario que el efecto
antioxidante de la combinación de ellos sea mayor a la suma de los efectos causados por
dichos compuestos por separado. Simbólicamente: (A + B) > A + B.
Para que exista un efecto antagónico entre antioxidantes es necesario que el efecto
antioxidante de la combinación de ellos sea menor a la suma de los efectos causados por
dichos compuestos por separado. Simbólicamente: (A + B) < A + B.
46
Para que exista un efecto de potenciación de un antioxidante, es necesario que el efecto
de dicho antioxidante en combinación con su potenciador sea mayor al efecto causado por
dicho antioxidante sin combinación. Simbólicamente: (A + P) > A.
Para que exista un efecto de inhibición de un antioxidante, es necesario que el efecto
de dicho antioxidante en combinación con su inhibidor sea menor al efecto causado por
dicho antioxidante sin combinación. Simbólicamente: (A + P) < A.
En muchas ocasiones, pero no en todas, la combinación de dos o más antioxidantes
presenta un efecto sinérgico (Miranova et al., 2008); por ejemplo el agregado de mezclas de
carotenoides resultan más efectivas que el agregado de dichos compuestos en forma
individual.
En algunas ocasiones el papel del compuesto sinergista consiste en regenerar el
antioxidante oxidado mediante una reacción redox que cataliza su paso al estado reducido
original. Esto es lo que ocurre entre la vitamina C y la vitamina E, cuando la primera
regenera a la segunda, así como entre el β-caroteno y la vitamina C.
La figura 3.6 ilustra el sinergismo típico entre los antioxidantes sintéticos BHA y BHT
en una grasa animal (Allen y Hamilton, 1994).
Figura 3.6. Sinergismo en una grasa animal típica, con (a) 0,02% de BHA, (b) 0,02% de BHT, (c) 0,01% de BHA + 0,01% de BHT (Fuente: adaptado de Allen y Hamilton,
1994)
47
3.3.9. Sustancias potenciadoras de antioxidantes/agentes quelantes
Los sinérgicos (SH) son sustancias que no tienen actividad antioxidante por si mismas,
pero benefician la actividad de los antioxidantes (AH) eliminando los radicales oxidantes
(A°) formados durante la reacción entre el radical peróxido (ROO°) y el antioxidante (AH) y
dando lugar a un nuevo radical libre S° menos reactivo. Las sustancias sinérgicas previenen
la descomposición de los peróxidos, retrasando así la aparición de los productos secundarios
de la oxidación lipidica responsables del deterioro sensorial del alimento. También pueden
actuar como secuestrantes o complejantes de iones metálicos, inhibiendo su acción pro-
oxidante (Cubero et al., 2002).
La concentración máxima permitida por el CAA para los sinergistas ácido cítrico,
ácido fosfórico, citrato de monoisopropilo y ésteres de monoglicéridos con ácido cítrico, en
aceites comestibles es de 100 mg / kg, aislados o mezclados (CAA, 2000).
A continuación se nombran los principales compuestos sinergistas de uso alimenticio:
Acido cítrico y citratos
Estos compuestos se desempeñan como sinérgicos de otros antioxidantes y como
agentes complejantes de iones metálicos catalizadores de la auto-oxidación lipídica. La
cantidad que se puede agregar es limitada dada su baja solubilidad en grasas y aceites
(Cubero et al., 2002).
Polifosfatos
Los polifosfatos se hallan representados en su mayoría por moléculas de carácter
alcalino. Si bien poseen poder secuestrante de iones metálicos, su eficacia está limitada por
el pH, siendo más eficiente en medios de baja acidez (Cubero et al., 2002).
Etilen-diamin-tetracetato de calcio y disodio
Este compuesto, más conocido por su sigla EDTA, presenta interés como sinérgico por
su acción complejante de iones metálicos altamente estables. En forma de sal sódica es más
soluble en agua que en su forma de ácido. Se usa como secuestrante con alta afinidad por el
hierro, plomo, cobre, zinc, etc.
3.3.10. Antioxidantes
Algunos de los antioxid
el butil-hidroxianisol (BHA),
(o ter-butilhidroquinona, TBH
(PG); sus estructuras química
Figura 3.7. Estru
El BHA y el BHT son
parafinas. Son considerados
aceites vegetales (Amerling, 2
como protectores del color y
no es volatilizable como el
horneado) por lo que suelen
con contenido graso (hornea
combinación debido al efecto
antimicrobiano frente a bacte
bacterias Gram negativas mie
(Cubero et al., 2002).
La TBHQ es muy poco
mejor antioxidante para las
vegetales (Pokorny, 2001),
horneado. Su uso no está auto
En los ésteres del ácido
dodecilo) la presencia de tre
responsables de su capacida
tes sintéticos
xidantes sintéticos más usados son compuesto
A), el butil-hidroxitolueno (BHT), la butil-hidr
BHQ) y los ésteres del ácido gálico como el
icas se muestran en la figura 3.7.
tructuras de los principales antioxidantes sin
on muy poco solubles en agua, pero solubles e
dos más efectivos en las aplicaciones a gras
g, 2001; Cubero et al., 2002), encontrándose tam
r y del aroma de aceites esenciales (Cubero et a
el BHT. Ambos son estables al calor (temper
en usarse como protectores de lípidos en prod
neados y fritos) (Cubero et al., 2002) y adem
cto sinérgico resultante (Pokorny, 1991). El BH
cterias Gram positivas y hongos y un efecto a
mientras que el BHT lo ejerce frente a C. botu
oco soluble en agua y muy soluble en lípidos.
las aplicaciones de fritura (Cubero et al., 2
), pero resulta poco eficaz en los procesos
utorizado en la UE, pero si en Estados Unidos.
ido gálico (como galato de propilo, galato de
tres grupos fenólicos los hace muy activos,
dad para formar complejos intensamente colo
48
stos fenólicos como
idroquinona terciaria
el galato de propilo
sintéticos
s en etanol, aceites y
rasas animales que a
también aplicaciones
et al., 2002). El BHA
peraturas de fritura y
oductos de confitería
emás son usados en
BHA ejerce un efecto
algo menor frente a
otulinum y S. aureus.
os. Es considerado el
2002) y en aceites
os de panificación u
de octilo y galato de
s, pero también son
oloreados (negruzco-
49
azulados) con algunos metales (especialmente hierro y cobre). Son poco estables a altas
temperaturas por lo que no son aptos para la protección del contenido lipídico de productos
de fritura y horneado. Al aumentar el peso molecular aumenta su solubilidad en grasas y
disminuye su solubilidad en agua. Presentan el fenómeno de reversión cuando superan
concentraciones de aplicación del 0,1% (Cubero et al., 2002). En la tabla 3.4 se presenta un
listado de los principales antioxidantes sintéticos de uso industrial.
Tabla 3.4 Listado de principales antioxidantes sintéticos de uso industrial
Nombre Origen Uso habitual en
Galato de propilo Síntesis artificial
Copos de cereales, chicles, purés de papa instantáneos, aperitivos, grasas y
aceites vegetales
Ácido eritorbico Síntesis artificial
Carnes en conserva
Eritorbato sódico Síntesis artificial
Carnes en conserva, mermeladas, confituras, jaleas, productos con huevos
Butilhidroxianisol (BHA) Síntesis artificial
Galletas, dulces, arroz aromatizado.
Butilhidroxitolueno (BHT) Síntesis
Artificial Chicles
3.3.11. Antioxidantes naturales
Al contrario de los antioxidantes sintéticos, los cuales se encuentran disponibles como
sustancias puras de composición perfectamente conocida y de aplicación directa, los
antioxidantes naturales se obtienen a partir de materias primas cuya composición varia con
diversos factores (manejo agronómico, variedad de la materia prima, condiciones climáticas,
grado de madurez, etc) y por lo tanto su contenido de sustancias bioactivas no es homogéneo
en el tiempo; se requeriría de determinaciones analíticas de cada lote para dosificar dicho
antioxidante antes de agregarlo al alimento. Además, al trabajar con antioxidantes naturales
se debe considerar que se trata de una mezcla de compuestos bioactivos y no bioactivos, y no
de sustancias puras.
La gran mayoría de los compuestos antioxidantes naturales que se usan actualmente en
la industria alimenticia no son estrictamente naturales, sino “idénticos al natural”. Esta nueva
denominación “idéntico al natural” significa que la estructura química del compuesto es la
misma que la del compuesto natural pero que dicho compuesto ha sido preparado por
50
síntesis, lo cual posibilita su presentación con un estado de relativa pureza, como cualquier
otro antioxidante sintético y su aplicación directa. A este grupo pertenecen aditivos como el
ácido ascórbico, los α-tocoferoles, los β-carotenos, etc (Ohlsson y Bengtsson, 2002).
Por otro lado muchos componentes con capacidad antioxidante son agregados como
ingredientes al alimento en su forma natural (o con pretratamientos mínimos: secado,
molido, etc) como es el caso de las hierbas (salvia, menta, romero, etc) y las especias
(orégano, nuez moscada, etc.), las cuales son reconocidas como sustancias GRAS
(“generally regarded as safe” o sustancias generalmente conocidas como inocuas). Especias
es el nombre dado a ciertos aromatizantes de origen vegetal, que se usan para sazonar los
alimentos. Técnicamente se considera una especia a las partes duras, como las semillas o
cortezas, de ciertas plantas aromáticas, aunque por similitud, muchas veces también se
engloba a las fragantes hojas de algunas plantas herbáceas, cuyo nombre real es hierbas. Al
ser ingredientes alimenticios aromáticos, su uso está restringido a alimentos que admitan ser
condimentados, tales como productos cárnicos y de confitería. El clavo de olor, el romero
(Rosmarinus officinalis L.) y la salvia (Salvia officinalis) resultan ser muy efectivos como
inhibidores de la rancidez oxidativa en productos cárnicos (Georgantelis et al., 2007;
Johnston et al., 2003; Nassu et al., 2003). En la tabla 3.5 se presenta un listado de los
principales antioxidantes naturales de uso industrial.
3.4. Breve descripción de algunos antioxidantes naturales
3.4.1. Tocoferoles (vitamina E)
La vitamina E pertenece al grupo de las vitaminas liposolubles y está conformada por
un grupo de 8 vitámeros. Su estructura consta de 2 partes primarias: un anillo complejo
cromano y una larga cadena lateral. Los 8 vitámeros se dividen en 2 grupos fundamentales
según sea la saturación de la cadena lateral: los tocoferoles (TF; poseen cadena saturada) y
los tocotrienoles (TT; poseen una cadena insaturada con 3 dobles enlaces) (Rodríguez,
1997) (Figura 3.8).
Dentro de cada grupo los vitámeros difieren en el número y posición de los grupos
metilo enlazados al anillo fenólico, designándose como α, β, δ y γ (Figura 3.9). Su acción
antioxidante disminuye de la forma delta a la forma alfa (Cubero et al., 2002).
51
Tabla 3.5 Antioxidantes naturales
Nombre Origen Uso habitual en Ácido láctico Bacteriano Arvejas, pepinos, alimentos infantiles,
bebidas carbonatadas, salsas de ensaladas, margarinas ligeras.
Ácido L-ascórbico
Síntesis artificial Bebidas frutales, productos congelados con huevos, derivados de papa deshidratada, jugos instantáneos deshidratados.
Ascorbato sódico Síntesis artificial Comidas preparadas. Ascorbato cálcico Síntesis artificial Embutidos. Palmitato de ascorbilo
Síntesis artificial Embutidos, extractos de caldo de pollo.
Tocoferoles de origen natural
Extractos de aceite de soja, germen de arroz y trigo, semillas de algodón
Postres preparados, aceites vegetales.
Tocoferol sintético
Síntesis artificial Embutidos.
Lecitina Granos de soja, maíz, maní y huevos
Postres cremas, yogurt, leche en polvo, chocolates, margarina, productos de pastelería.
Lactato de sodio Sal sódica de ác. Láctico Quesos. Lactato de calcio Sal cálcica de ác. Láctico Pasteles rellenos, empanadas, merengues. Ácido cítrico Frutas y hortalizas en conserva, sopas,
helados, pescado y mariscos congelados, bollería.
Citrato de sodio Síntesis artificial Quesos loncha, helados, bebidas carbónicas, vino, dulces.
Citrato de calcio Síntesis artificial Quesos, confiterías, vino, bebidas carbónicas.
Ácido L (+) tartárico
Síntesis artificial Confitería, jaleas, mermeladas, bebidas carbónicas.
Tartrato de sodio Síntesis artificial Confitería, jaleas, mermeladas, bebidas carbónicas.
Tartrato de potasio
Síntesis artificial Mermeladas, merengue de limón, pasteles variados.
Inicialmente el radical tocoferilo se forma al ceder a otro radical el hidrógeno
perteneciente al grupo fenólico (Figura 3.10). Su actividad antioxidante se debe a su
estructura fenólica, la cual permite estabilizar al radical tocoferilo resultante por
deslocalización electrónica a lo largo del anillo del electrón desapareado (estabilización por
resonancia).
Figura 3.8. Est
Figura 3
Los TF y TT son impo
las plantas verdes. Los TT so
tienen una actividad biológi
nutricional (Rodríguez, 1997)
Estructuras químicas generales de los tocofer
3.9. Estructura química de los tocoferoles
portantes constituyentes de las membranas de
son productos menos ampliamente distribuido
ógica más baja que los TF y, por lo tanto, m
7).
52
feroles
de los cloroplastos en
idos en la naturaleza;
, menor importancia
Constituyen el princi
mayoritariamente en la fase
bloqueadores de la reacción
También estabilizan a las RO
Dentro de los agentes
principalmente, el ascorbato
(regenera a la vitamina E po
selenio dependiente).
Figura 3.10. Estabilizació
3.4.2. Carotenoides
Constituidos por un gr
lipofílicos producidos por veg
licopeno y β-caroteno, zeaxan
encontrarse en sistemas acuos
ncipal antioxidante lipídico y en el orga
se lipídica de las membranas y lipoproteínas d
ón oxidativa en cadena, inhibiendo la lipopero
OS, como el radical superóxido y el oxígeno si
es reductores (regeneradores) de la vitamina
to (regenera a la vitamina E por vía no enzimá
por vía enzimática, enzima: hidroperóxido gl
ción por resonancia de un radical libre de tocDecker et al. (2000)
es
grupo que comprende alrededor de 600 comp
vegetales y algas. Algunos carotenoides dietari
xantina, astaxantina, cantaxantina y luteína (Fi
uosos enlazados a proteínas.
53
rganismo se hallan
s donde actúan como
eroxidación (LOO°).
singlete.
a E se han descrito,
mática) y el glutatión
glutatión peroxidasa
tocoferol. Fuente:
mpuestos coloreados
arios importantes son
(Figura 3.11). Pueden
Fig
Los carotenos así como
grupos oxidrilos) poseen un
dobles enlaces conjugados) q
de ROS y de otros agentes
peroxilo. Además son efect
cuales están involucradas en
singlete.
En el caso de la desac
diferente al mecanismo antio
no es capaz de abstraer un hi
une por adición al sistema c
carotenoide pierde su activ
reaccionar con otro radical
molécula de β-caroteno, o ata
el β-caroteno puede actuar co
muy sensible a la presión
presiones de oxígeno se pres
radical peroxil-lipídico, y RO
poco reactivo; ROO-Car-OO
radicales y ROO-Car-OO° es
Figura 3.11. Estructuras de carotenos
mo también sus oxi-derivados (xantofilas: carot
un sistema de deslocalización electrónica (sis
) que los hace muy efectivos en la desactivaci
es electrófilos, especialmente del oxígeno sing
ectivos desactivando moléculas excitadas ele
en la generación tanto de radicales como d
sactivación de radicales peroxilo, el mecanism
tioxidante de los compuestos fenólicos, ya que
hidrógeno de los carotenoides. Se cree que el
a conjugado de la molécula del carotenoide, l
ctividad (Ec. 3.12a). El radical formado (R
al para formar un producto estable (Ec. 3.1
atacar a un sustrato lipídico para generar otro r
como antioxidante o como prooxidante y su c
n de oxígeno. Los mecanismos propuestos p
resentan en las ecuaciones 3.12a-c y 3.12d,
ROO-Car° es un radical muy estabilizado por r
OOR es un precursor de oxidaciones con pro
es el radical peroxil-carotenoide.
54
rotenos que presentan
sistema extendido de
ación (“scavenging”)
singlete y del radical
electrónicamente, las
del propio oxígeno
ismo antioxidante es
ue el radical peroxilo
el radical peroxilo se
, luego de la cual el
(ROO-Car°) puede
3.12b), atacar a otra
o radical. Por lo tanto
u comportamiento es
s para bajas y altas
donde ROO° es el
r resonancia, es decir
productos finales no
Su efecto pro-oxidan
(mayores a 150 torr; Gil, 201
formación del radical peroxil
Los caroteonoides tam
atrapamiento (“quenching”) f
con mayor energia y se form
En el “quenching” físico, l
carotenoide produciendo oxíg
En este proceso el caroteno
fundamental o basal disipand
varios ciclos sobre otras m
química (“quenching” quím
carotenoides resulta ser de m
tasa total de “quenching” (Ec.
ante es observado ante presiones parciales
010a) mediante reacciones en cadena (Ec. 3.1
xil -carotenoide (Decker et al., 2000).
también pueden desactivar al oxígeno single
”) físico o químico. El oxígeno singlete es el e
rma en sistemas biologicos por reaciones de fo
, la energía del oxígeno singlete es transferid
xígeno molecular en su estado basal y caroten
no conserva su estructura química (es decir re
ndo la energia en forma de calor) y puede volv
moléculas de oxígeno singlete (Ec. 3.13a-b
ímico) por reacción química ente el oxíge
menor importancia, contribuyendo con meno
Ec. 3.13c).
55
3.12.a
3.12.b
3.12.c
3.12.d
es de oxígeno altas
.12d) y conlleva a la
glete a través de un
el estado del oxígeno
fotosensibiliazación.
erida directamente al
teno triplete excitado.
r regresa a su estado
olver a actuar durante
b). La inactivación
ígeno singlete y los
enos del 0,05% de la
3.13a
3.13b
3.13.c
3.4.3. Ascorbato
La vitamina C (o acido
fisiológicas se encuentra en
antioxidante se convierte en
(reducida) por el glutatión red
El ascorbato es un exc
procesos redox con radicales
ascorbato, que es relativamen
Las propiedades antioxidante
peróxidos lipídicos, en su cap
y en su capacidad para ne
superóxido) (Iglesias Neira, 2
de la vitamina E.
Figura 3
Dado que el ácido ascó
ésteres del ácido ascórbico co
Además de su capacida
dependiendo de su concentrac
iones férrico y cúprico, los cu
de oxígeno la formación de ra
acerca de cuál es la concent
ido o ascórbico) es una molécula hidrosoluble q
en su forma desprotonada (ascorbato). Una ve
en dehidroascorbato y es nuevamente llevado
reducido (Figura 3.12).
excelente agente reductor, ya que la pérdida
ales lipídicos da lugar a la formación del rad
ente estable debido a la deslocalización del ele
ntes del ascorbato se basan en su capacidad r
capacidad para quelar y neutralizar la acción ca
neutralizar ROS (especialmente oxígeno si
, 2009). También interactúa en la regeneración
3.12. Algunas estructuras de la vitamina C
scórbico como tal no es soluble en grasas, se u
con el ácido esteárico o con el ácido palmítico,
idad como antioxidante también puede actuar c
tración. Al ser un potente agente reductor es cap
cuales en su estado reducido (Fe+2 y Cu+1) cata
e radicales libres. Hay mucha controversia en la
entración a la cual el ascorbato actúa como
56
le que en condiciones
vez que actúa como
do a su forma activa
da de un electrón en
radical semi-dehidro-
electrón desapareado.
d reductora sobre los
catalítica de metales
singlete y radical
ión de la forma activa
e utilizan también los
co, que sí lo son.
r como pro-oxidante,
capaz de reducir a los
catalizan en presencia
la bibliografía hacer
o pro-oxidante (Gil,
57
2010a). Su actuación como pro-oxidante ocurre si la concentración de ascorbato es baja y la
concentración de metales en el medio es elevada.
3.4.4. Antioxidantes fenólicos
Los compuestos fenólicos son sustancias que presentan uno o más anillos aromáticos
(Figura 3.13), con al menos un sustituyente hidroxilo como elemento común en sus
estructuras moleculares, pudiendo incluir grupos funcionales como ésteres, metil ésteres,
glicósidos, etc (Duthie et al., 2000). Debido a su actividad antioxidante, representan uno de
los grupos de mayor interés desde un punto de vista tecnológico y nutricional (Berra et al.,
1995; Matos-Chamorro et al., 2010).
Figura 3.13. Ejemplos de estructuras fenólicas
La actividad antioxidante de los compuestos fenólicos se atribuye a su facilidad para
ceder átomos de hidrógeno de un grupo hidroxilo aromático a un radical libre y a la
posibilidad de deslocalización de cargas en el sistema de dobles enlaces del anillo aromático
(Duthie et al., 2003) (Figura 3.14). Poseen además una estructura química ideal para captar
iones metálicos (principalmente hierro y cobre) y por tanto para inhibir la formación de
radicales libres a través de reacciones de Fenton (Rice-Evans et al., 1997).
Los compuestos fenólicos constituyen una de las principales clases de metabolitos
secundarios de las plantas, en las que desempeñan diversas funciones fisiológicas, tales
como el crecimiento y reproducción de la planta y procesos defensivos frente a patógenos,
depredadores o radiación solar (Friedman y Jürgens, 2000). Sus cantidades y tipos varían en
función de la especie vegetal y variedad, parte de la planta considerada (frutos, semillas,
hojas, tallos, etc.), horas de exposición solar, grado de madurez, condiciones de cultivo,
58
procesamiento y almacenamiento, etc. En los alimentos, los compuestos fenólicos
habitualmente se presentan conjugados con azúcares como la glucosa, galactosa, arabinosa,
ramnosa, xilosa, o los ácidos glucurónico y galacturónico. También pueden unirse a ácidos
carboxílicos, ácidos orgánicos, aminas y lípidos (Duthie et al., 2003).
Figura 3.14. Deslocalización de cargas de los compuestos fenólicos
3.4.4.1. Clasificación general de compuestos fenólicos
Se han descripto más de 8000 estructuras fenólicas diferentes (Gil, 2010b). Dada su
diversidad estructural, no es posible una clasificación perfecta y exhaustiva. Se pueden
clasificar de varias maneras; una de las más usuales los clasifica en dos grandes grupos:
flavonoides y no flavonoides (Tabla 3.6).
A continuación se describen los principales grupos de compuestos fenólicos presentes
en los alimentos vegetales.
a-No flavonoides: Los compuestos fenólicos no flavonoides incluyen dos grandes
familias: los ácidos fenólicos y los estilbenos.
Ácidos fenólicos: Los ácidos fenólicos se caracterizan por la presencia de un solo
anillo bencénico en su estructura. A su vez se subdividen en dos grupos: los derivados del
ácido p-hidroxibenzoico y los derivados del ácido cinámico (Figura 3.15 y Tabla 3.7).
59
Tabla 3.6 Clasificación de compuestos fenólicos
Compuestos
fenólicos
No
flavonoides
Ácidos fenólicos y
sus derivados
Derivados del ácido benzoico
Derivados del ácido cinámico
Estilbenos
Flavonoides
Flavanoles
Flavonoles
Flavonas
Flavononoles
Antocianidinas
Flavanonas
Isoflavonas
Leucoantocianidinas
Taninos
Figura 3.15. Estructuras químicas de los ácidos fenólicos
Tabla 3.7 Estructura química de los ácidos fenólicos
Principales ácidos hidroxibenzoicos R1 R2
Principales ácidos hidroxicinámicos R1 R2
Ác. p-
hidroxibenzoico H H Ác. p-cumárico H H
Ác. gálico OH OH Ác. Cafeico OH H
Ác. siríngico OCH3 OCH3 Ác. Ferúlico OCH3 H
Ác. protocatecuico H OH
Ác. vaníllico H OCH3
60
Los ácidos benzoicos o derivados del ácido p-hidroxibenzoico tienen una estructura
básica C6-C1. Los principales son los ácidos gálico, salicílico, p-hidroxibenzoico,
protocatécuico, vaníllico y siríngico. Generalmente se presentan de forma conjugada en los
vegetales, aunque pueden ser detectados en forma libre en algunas frutas o tras su liberación
como consecuencia del procesamiento. El ácido gálico se puede encontrar conjugado como
tal o como sus dímeros (ácido elágico), trímeros (ácido tergálico) o tetrámeros (ácido
galágico), los dos últimos menos frecuentes. Generalmente los contenidos en estos ácidos
son bajos a excepción de las frutas rojas (Manach et al., 2004).
Los ácidos de la serie cinámica, los ácidos cinámicos, tienen una estructura básica C6-
C3 y raramente se hallan en su forma libre, en general se presentan predominantemente en
forma esterificada con ácido quínico, tartárico o glucosa (ésteres hidroxicinámicos): así el
ácido cafeico se halla esterificado con el acido quínico para dar lugar a los ácidos:
clorogénico, isoclorogénico, neoclorogénico y criptoclorogénico (Figura 3.16) (Castillo
García y Martínez Solís, 2007). Los ácidos cinámicos más comunes son los ácidos cafeico,
ferúlico, sinápico y p-cumárico. El ácido cafeico, libre o esterificado, constituye el ácido
fenólico más abundante en muchas frutas (Manach et al., 2004).
Figura 3.16. Estructuras químicas del ácido quínico, de ácidos hidroxicinámicos y de mono-ésteres hidroxicinámicos
Estilbenos: Se caracter
conformado por dos ciclos
eventualmente etileno. Su e
distribución en alimentos veg
con mayor interés nutriciona
(resveratrol-3-O-b-D-glucósi
Figura 3
Tabla 3.8
Principales
Resve
Astrin
Picet
b-Flavonoides
Este gran grupo supone
conformados por una gran div
y solubles en agua. Los flavo
libres o unidos a azúcares form
como sulfatos y algunas vece
con más frecuencia a las geni
glucosa, D-galactosa, L-ram
pueden ser de dos clases: c
(enlace hemiacetal) como O
C-C, como C-glicósidos. Las
veces se encuentran varias cla
Su estructura se caracte
fenil-benzopirona (Figura 3.1
terizan por poseer un esqueleto básico de 14 car
s bencénicos unidos generalmente por una c
estructura química general se presenta en l
vegetales no es muy amplia (Scalbert et al., 200
onal son el resveratrol (3, 5, 4’-trihidroxiestilb
sido), presentes en uvas y vinos (Figura 3.17 y
a 3.17. Estructura química de los estilbenos
8 Estructuras de los principales estilbenos
les estilbenos R1 R2
sveratrol OH H
tringina O-glucosa OH
cetanol OH OH
ne la mitad de los compuestos fenólicos prese
diversidad de compuestos, siendo todos compu
vonoides se encuentran en los tejidos vegetales
formando glicósidos (la mayoría de las veces, co
ces como dímeros y polímeros. Los azúcares qu
eninas (estructura no glucídica, también llamad
amnosa, L-arabinosa, D-xilosa y D-glucurónic
: con los carbohidratos ligados a través de á
O-glicósidos; o con los carbohidratos ligados
as antocianinas por su parte se encuentran com
clases de flavonoides en un mismo tejido veget
acteriza por un esqueleto de 15 carbonos (C6
.18); es decir formada por dos anillos bencénic
61
carbonos (C6-C2-C6)
cadena de etanol o
n la figura 3.17. Su
2000). Los estilbenos
tilbeno) y el piceido
y Tabla 3.8).
R3
OH
OH
OH
sentes en las plantas,
puestos polifenólicos
les como flavonoides
, como O-glicósidos),
que aparecen unidos
ada aglicona) son D-
nico. Los glicósidos
átomos de oxígeno
os a través de enlaces
mo sales. Muy pocas
getal.
6-C3-C6) de tipo 2-
nicos (A y B) ligados
a través de un anillo hetero
posición 4; Figura 3.19). Los
y los del anillo B desde el 2 a
patrones de sustitución (es de
el anillo C.
Figura
Figur
.
Figura 3.20.
Tal como se muestra en
de su estructura química en:
Flavanoles: poseen un g
Flavonoles: poseen un
anillo C y un doble enlace ent
rocíclico C de pirano o pirona (si tiene un d
os átomos de carbono en los anillos C y A se n
2 al 6 (Figura 3.20). Esta estructura básica perm
decir múltiples adiciones de grupos funcionale
ra 3.18. Estructura de 2-fenil-benzopirona
ura 3.19. Estructura del anillo de pirano
. Numeración de los anillos de los flavonoid
en la figura 3.21, los flavonoides pueden clas
n grupo hidroxilo en posición 3 del anillo C. Ej
un grupo carbonilo en posición 4, un grupo -OH
entre los carbonos 2 y 3 del anillo C. Ejemplo: q
62
n doble enlace en la
e numeran del 2 al 8,
rmite una multitud de
ales) y variaciones en
oides
lasificarse en función
. Ejemplo: catequina.
OH en posición 3 del
o: quercetina.
63
Figura 3.21. Estructuras de flavonoides y ejemplos
Un derivado frecuente
agrupada como flavonol glic
rutinosa, formado por una ra
enlace glicosídico de tipo (1
quercetina.
Figur
Flavonas: poseen un g
hidroxilo en posición C3. Eje
Flavononoles: poseen
posición 3 del anillo C y no p
Flavanonas: poseen un
hidroxilo en posición C3 y no
Isoflavonas: poseen el
de tenerlo en la posición 2.
anillo C. Existen 230 tipos de
Antocianidinas: posee
poseen un doble enlace ent
glicosidadas, los azúcares se
menos frecuencia puede apar
galactosa, ramnosa o arabinos
nte de la quercetina es la rutina (Figura 3.2
glicosidado cuya glicona es un disacárido red
ramnosa (6-desoxi-L-manosa) unida a una glu
(1β-α6) y cuya aglicona o genina es un flav
gura 3.22. Estructura química de rutina
grupo carbonilo en posición 4 del anillo C y
jemplo: luteolina.
en un grupo carbonilo en posición 4 y un
o presentan doble enlace entre los carbonos 2 y
un grupo carbonilo en posición 4 del anillo C,
no presentan el doble enlace entre los carbonos
el anillo bencénico B en la posición 3 del anill
2. Además poseen un doble enlace entre los c
de isoflavonas.
een un grupo hidroxilo en posición 3 del ani
entre los carbonos 3 y 4 del anillo C. En
se unen generalmente al hidroxilo en posición 3
arecer unida en posición 5 ó 7. Los azúcares p
nosa, y pueden presentar diversas acilaciones .
64
.22); químicamente
reductor denominado
glucosa mediante un
flavonol denominado
y carecen del grupo
n grupo oxidrilo en
y 3 del anillo C.
C, carecen del grupo
os 2 y 3 del anillo C.
illo central C, en vez
s carbonos 2 y 3 del
anillo C pero además
n las antocianidinas
n 3 de la genina. Con
s pueden ser glucosa,
65
Leucoantocianidinas: poseen estructura equivalente a la de los flavanoles pero con un
grupo hidroxilo adicional en la posición 4 del anillo C (Gil, 2010b).
Taninos: representados por los polímeros fenólicos de pesos moleculares
comprendidos entre 500 y 3000 daltons. Además de presentar propiedades típicas de
polifenoles, precipitan a los alcaloides, y a ciertas proteínas como la gelatina. Según si la
polimerización es entre moléculas elementales y otras, se tienen los taninos hidrolizables y
los taninos condensados. El nombre de taninos condensados tiende a ser sustituido en la
actualidad por el de procianidinas o proantocianidinas según liberen, respectivamente,
antocinidinas o cianidinas por hidrólisis ácida (Gil, 2010b).
3.5. Polifenoles en yerba mate
Los compuestos polifenólicos presentes en los extractos de yerba mate se hallan
representados mayoritariamente por compuestos del grupo de los ácidos hidroxicinámicos,
principalmente derivados de ácidos hidroxicimanoilquínicos (Figura 3.23, Tabla 3.9): i-
Mono-ésteres de ácido quínico con ácido cafeico: específicamente isómeros del ácido
cafeoilquínico: ácido 5-o-cafeoilquínico (ácido clorogénico), ácido 3-o-cafeoilquínico (ácido
neoclorogénico) y ácido 4-o-cafeoilquínico (ácido criptoclorogénico); ii- Di-ésteres de ácido
quínico con ácido cafeico: específicamente isómeros del ácido di-cafeoilquínico
representados por los ácidos 3,4 dicafeoilquínico, 3,5 dicafeoilquínico (ácido
isoclorogénico) y 4,5 dicafeoilquínico y es posible pero no está confirmada la presencia del
ácido 1,5 dicafeoilquínico (cinarina) (Bravo y Angus, 2007; Cardozo et al., 2007; Carini et
al., 1998; Filip et al., 2001; Heck y Mejía Gonzalez, 2007).
Entre los isómeros hidroxicimanoilquínicos minoritarios se encuentran algunos
isómeros del ácido feruloilquínico, y del ácido p-coumarilquínico; y no se reportó ácido
cafeico libre.
En promedio según Bravo y Angus (2007), los isómeros del ácido cafeoilquínico
representan el 53 % del contenido de polifenoles totales (CPT) en yerba mate elaborada
mientras los isómeros del ácido di-y tri-cafeoilquínico representan el 37,5% representando
en forma conjunta el 90 % del CPT y aproximadamente 77 mg por g de materia seca. La
gran mayoría de los estudios de yerba mate se basan en yerba mate elaborada.
El grupo de los ácid
derivados del ácido gálico
antioxidante.
A la presencia de los m
atribuye una probada activida
Gonzalez, 2004), igual o
antioxidante como el ácido a
compuestos del grupo de los á
más antioxidantes de la serie,
Figura 3.23. Estruc
Tabla 3.9 Estructura de lo
Principales
Ácido 3,4 dic
Ácido 3,4 dic
Ácido 3,4 dic
Entre los flavonoides p
derivados de la quercetina (ru
CPT (Bravo y Angus, 2007; C
Es posible que los com
contribuyan al sabor del mate
los principales compuestos re
que el ácido cafeico contribuy
cidos hidroxibenzoicos únicamente se halla
co y del ácido siríngico, reconocidos por s
s mencionados isómeros del ácido hidroxicin
idad antioxidante in vitro (Bravo y Angus, 2007
o superior a la de sustancias reconocidas
o ascórbico y la vitamina E. Según Liu et al
s ácidos hidroxicinámicos, los derivados del ác
ie, tanto en sistemas biológicos como alimentic
ructura de los principales di-ésteres hidroxic
los principales compuestos di-ésteres hidroxácido caféico)
es compuestos R1 R2
dicafeoilquínico CA CA
dicafeoilquínico CA H
dicafeoilquínico H CA
s presentes se destacan dos grupos de flavonole
(rutina) y los derivados de kaempferol, represe
; Carini et al., 1998; Cardozo et al., 2007; Filip
ompuestos fenólicos conjuntamente con las xa
ate (Schneider et al., 2006). En el caso del café
s responsables de la astringencia es el ácido clo
buye al sabor amargo (Variyar et al., 2003).
66
lla representado por
r su baja capacidad
cinamoilquínico se le
007; Chandra y Mejía
as por su actividad
al. (2009), entre los
ácido cafeico son los
ticios.
xicinámicos
oxicinámicos (CA:
R3
H
CA
CA
oles glicosidados: los
esentando el 5 % del
lip et al., 2001).
xantinas y saponinas
fé se sabe que uno de
clorogénico mientras
67
SECCION III
DESARROLLO
68
CAPITULO 4
“Adaptación de técnicas analíticas”
69
4.1. INTRODUCCIÓN
4.1.1. Complejidad en la estandarización de una metodología universal
En los últimos años se publicaron varias revisiones sobre métodos de medición de
capacidad antioxidante (CAO) (Joon-Kwan y Takayuki, 2009; Niki, 2002; Prior et al., 2005;
Sanchez-Moreno, 2002). No existe un método simple y universal para cuantificar la CAO
con precisión (Prior et al., 2005) dado que el tema de antioxidantes es un tópico de alta
complejidad y cada alimento particular es una matriz compleja en la que generalmente se
hallan involucrados sistemas multi-fases.
Dentro de un mismo sistema alimenticio, un determinado antioxidante puede actuar
por múltiples mecanismos o por mecanismos específicos diferentes según sean las
condiciones del medio de reacción (matriz alimenticia + condiciones ambientales) y además
su respuesta no es la misma para todas las fuentes oxidantes. Un ejemplo citado por Prior et
al. (2005) lo constituyen los carotenos, los cuales, comparados con los (poli)fenoles, son
pobres antioxidantes ante radicales peróxidos pero son excepcionales agentes atrapadores
(“quenching agents”) de oxígeno singlete (ver apartado 3.4.2).
Hay quienes sostienen que el enfoque in vitro es insuficiente, siendo indispensable
realizar evaluaciones biológicas.
Entre las diversas propuestas que apuntan a solucionar este problema, una de las que
goza de bastante aceptación es la de combinar varios ensayos in vitro y crear luego algún
tipo de escala que refleje con mayor precisión el poder antioxidante real de las sustancias o
productos (Sun, 2007).
4.1.2. Mecanismos de reacción de los antioxidantes
Según revisiones relacionadas (Huang et al., 2005; Prior et al., 2005), un antioxidante
puede actuar mediante dos principales mecanismos principales: de transferencia de átomos
de hidrógenos o protones (HAT, Hydrogen Atom Transfer, por sus siglas en inglés) (Ec. 4.1)
y de transferencia de electrones (SET, Single Electron Transfer, por sus siglas en inglés) (Ec.
4.2a - 4.2d).
En los métodos basados en la transferencia de hidrógeno se mide la habilidad de un
compuesto antioxidante (AH) de atrapar radicales libres por donación de un átomo de
70
hidrógeno, basándose en competiciones de tipo cinéticas. Estos métodos generalmente
involucran a una sustancia antioxidante, a un generador de radicales libres y a una sustancia
oxidable (Huang et al., 2005). De acuerdo con Prior et al. (2005), las reacciones que
involucran transferencia de átomos de hidrógeno son independientes del solvente y del pH y
por lo general son rápidas; además la presencia de agentes reductores incluidos los metales,
representa una complicación para este tipo de métodos.
X° + AH→ XH + A° 4.1
X° + AH→X� + AH° 4.2a
AH°-.� �� A° + H�O°
4.2b
X� +H�O
→ XH +H�O 4.2c
M�III� + AH→ AH + M�II� 4.2d
Los métodos basados en la transferencia de electrones detectan la habilidad de una
sustancia para transferir un electrón y provocar la reducción de un compuesto (metálicos,
carbonílicos y radicales). Las reacciones basadas en la transferencia de electrones son
generalmente lentas y requieren tiempo para lograr el estado estable; por esta razón la
cuantificación de CAO se realiza por lo general en porcentajes de productos más que por
consideraciones cinéticas (Prior et al., 2005).
Los mecanismos HAT y SET ocurren en simultáneo en todos los casos, con la balanza
determinada por el pH y la estructura del compuesto antioxidante (Prior et al., 2005). Las
condiciones en que predominan cada tipo de mecanismos se detallan en la tabla 4.1.
Tabla 4.1. Condiciones para cada tipo de mecanismos de reacción
Mecanismo prevalente
∆ potencial de ionización
Energía de disociación de enlace del grupo donador de H
HAT < - 36 Kcal/mol ~ - 10 Kcal/mol
SET > - 45 Kcal/mol
Fuente: Prior et al. (2005).
71
4.1.3. Pruebas químicas in vitro de medida de la actividad antioxidante en
sistemas alimenticios
Existen numerosos métodos de medición de la actividad antioxidante total en muestras
biológicas y alimentos; los mismos difieren en términos de sustratos, patrones, fuentes de
radicales libres, condiciones de reacción y metodología de cuantificación. Generalmente se
basan en la captación o secuestro de radicales libres generados en la mezcla de reacción
mientras que otros están basados en la reducción de iones metálicos tales como el Fe(III) o el
Cu(II) (Prior et al., 2005; Sánchez-Moreno, 2002; Schlesier et al., 2002). Los generadores de
radicales peroxilo más usados son los compuestos azo termolábiles: i- 2,2´-azobis (2-
amidinopropano) dihidrocloruro (AAPH) y ii -el azo-compuesto 2,2'-azobis-(2-
amidinopropano) hidrocloruro (ABAP), ambos solubles en agua y el 2,2´-azobis (2,4-
dimetilvaleronitrilo) (AMVN), liposoluble; los cuales por calentamiento generan los
radicales libres en cuestión a una velocidad constante.
Como se puede apreciar en muchos estudios relacionados a la temática, los datos a
menudo son cruzados con el contenido de polifenoles totales de las muestras, determinados
como equivalentes de ácido gálico, ya que la respuesta de este compuesto representa la
respuesta media de los principales compuestos polifenólicos en frutas y vegetales (Georgé et
al., 2005).
Sin embargo, cada vez es más frecuente recurrir a técnicas de separación acopladas a
sistemas de detección como el arreglo de diodos (DAD) o la espectrometría de masas (LC-
MS). Dichas técnicas permiten medir de mejor manera la actividad antioxidante y asignarla a
un grupo específico de compuestos (Bravo y Angus, 2007).
En las siguientes secciones se describen brevemente algunos de los métodos más
comúnmente utilizados para la medición de la CAO in vitro de compuestos químicos,
alimentos y muestras biológicas puntualizando el mecanismo de reacción, el tipo de radical
evaluado, y sus principales ventajas y desventajas (Tabla 4.2). Estos métodos no son
alternativos, sino más bien complementarios.
72
Tabla 4.2 Comparación de métodos para medición de capacidad antioxidante
Ensayo Simplicidad Equipos Mecanismo Relevancia biológica
ORAC ++a --- HAT +++
TRAP ---b --- HAT +++
FRAP +++ +++ SET --
CUPRAC +++ +++ SET
TEAC + +++ SET -
DPPH + +++ SET - a +, ++, +++ = nivel de puntuación positiva de la característica; b -, --, --- = nivel de puntuación negativa de la característica.
4.1.3.1. Métodos basados en mecanismos de transferencia de átomos de
hidrógeno
Los métodos basados en mecanismos de transferencia de átomos de hidrógeno por lo
general consisten en poner en contacto un generador sintético de radicales más moléculas
oxidables que actúen como sonda, más un antioxidante.
Entre los métodos más usados, basados en un mecanismo de tipo HAT, se destacan los
métodos: i- método de la capacidad de absorción de radicales de oxígeno (ORAC), ii-
método del potencial antioxidante total (TRAP) y iii-método de decoloración del β-caroteno.
Los dos primeros miden la habilidad de un antioxidante para secuestrar radicales peroxilos
por transferencia de un átomo de hidrógeno.
Capacidad de absorción de radicales de oxígeno
Este método conocido como ORAC (Oxygen Radical Absorbance Capacity, por sus
siglas en inglés) consiste en mezclar un sustrato oxidable fluorescente con algún generador
de radicales peroxilos (generalmente compuestos iniciadores azo, por ejemplo el AAPH) y
medir la pérdida de fluorescencia. La intensidad de la fluorescencia disminuye a medida que
avanza la oxidación. Los antioxidantes protegen al compuesto fluorescente de la oxidación.
Los tiempos de monitoreo usuales rondan los 35 min luego del agregado del generador de
radicales. El grado de protección antioxidante se mide en un fluorímetro disponible
comercialmente. La capacidad antioxidante se calcula como el área entre las dos curvas de
73
decaimiento de la fluorescencia (intensidad de fluorescencia vs tiempo) (con y sin
antioxidante; Figura 4.1), y los resultados de este método suelen ser expresados en unidades
de Trolox equivalentes (TE).
Figura 4.1. Actividad antioxidante de una muestra mediante el ensayo ORAC expresada como el área neta debajo de la curva (AUC). (Fuente: adaptado de Prior et
al. (2005))
Este método ha sido adoptado por el Departamento Federal de Agricultura de
Norteamérica para medir el potencial antioxidante total de alimentos y suplementos
nutricionales. Con el tiempo se han propuesto varias modificaciones y variantes, como por
ejemplo el método ORAC-EPR (Kohri et al., 2009), que utiliza la resonancia paramagnética
electrónica.
Entre los sustratos oxidables fluorescentes más usados están la fluoresceína (FL; 3´,6´-
dihidroxispiro [isobenzofuran-1[3H],9´[9H]-xanten]-3-ona) (ORAC-FL), el rojo de
pirogalol (ORAC-PGR) o la diclorofluoresceína (H2DCF-dA; diacetato de 2´,7´-
diclorodihidrofluorescein) (ORAC-H2DCF-dA). Inicialmente se usaba como sustrato
oxidable una proteína denominada ficoeritrina (PE) pero la misma presenta ciertos
inconvenientes: varía de lote a lote, no es fotoestable y se puede decolorar tras su exposición
a una luz de excitación, es capaz de interaccionar con polifenoles dando lugar a valores
74
erróneos; actualmente es reemplazada por la FL la cual no interacciona con polifenoles, es
fotoestable y reduce los costos del experimento.
En el ensayo ORAC-FL, los tiempos de inducción están fuertemente influenciados por
el número de grupos fenólicos presentes en la muestra, mientras que en el ensayo ORAC-
PGR, dichos tiempos prácticamente no se observan y el decaimiento de la absorbancia se ve
influenciado principalmente por la reactividad de los fenoles de la muestra. Recientemente,
se ha planteado que ambos índices ORAC (FL y PGR) son complementarios y su relación es
un mejor indicador de la calidad promedio de los antioxidantes de una muestra (Poblete et
al., 2009).
Este método es especialmente útil para alimentos, suplementos alimentarios y sistemas
biológicos que contienen varios ingredientes con capacidad antioxidante rápida y lenta, y
puede ser adaptado para medición de antioxidantes tanto hidrofílicos como lipofílicos
variando el generador de radicales y el solvente (Davalos et al., 2004; Huang et al., 2002;
Prior et al., 2003). Además en él se han introducido modificaciones que permiten medir el
efecto de antioxidantes sobre otras especies reactivas del oxígeno y nitrógeno dando origen a
variantes para los radicales hidroxilo (HORAC), peroxinitrito (NORAC) y anión superóxido
(SORAC).
Numerosos estudios consideran que ciertos ensayos como el ORAC poseen ventajas
comparativas en relación al resto (Ou et al., 2001). Es un método que actualmente se
encuentra automatizado aunque requiere de equipo relativamente sofisticado y es muy
sensible a la temperatura.
Potencial antioxidante total
Este método conocido como TRAP (Total Radical-Trapping Parameter, por sus siglas
en inglés) fue desarrollado para medir el estado antioxidante del plasma humano contra
radicales peroxilo.
Mide la capacidad de un antioxidante de interferir en la reacción entre radicales
peroxilos (ROO°) y un sustrato oxidable (usualmente: el compuesto fluorescente R-
ficoeritrina, o el compuesto ABTS (ácido 2,2-azinobis-(3-etilbenzotioazolín-6-sulfónico));
hidrosoluble y químicamente estable; cuyo radical catiónico es cromógeno.
75
La oxidación y su inhibición se miden mediante monitoreo de absorbancia, monitoreo
de fluorescencia (Pineda Alonso et al., 1999) o por monitoreo de absorción de oxígeno (u
oxígeno consumido) (Wayner et al., 1985), dependiendo de cuál sea el sustrato oxidable
empleado.
La capacidad antioxidante se determina de tres maneras posibles: i-como el tiempo
necesario para consumir todo el antioxidante, ii-como porcentaje de disminución de la
reacción a un determinado tiempo o iii-como el período de inducción, en el que la oxidación
se inhibe, usando Trolox como estándar.
No hay uniformidad en cuanto al tiempo de detección (end-point), al sustrato oxidable
ni al método de monitoreo; por ende las comparaciones son impracticables. Cuando la
reacción se basa en el tiempo de inducción (tiempo lag) existe el inconveniente de que no
todos los antioxidantes presentan un tiempo lag evidente, y en estos casos se subestimaría la
CAO de dichos antioxidantes ya que se ignora el efecto del antioxidante fuera de dicho
tiempo lag.
Este método ha sido aplicado a alimentos y extractos vegetales (Pellegrini et al., 2003;
Pineda Alonso et al., 1999).
Método de decoloración de crocina o del β-caroteno
Los carotenoides se pueden blanquear por tres vías principales: i-autoxidación, ii-
oxidación inducida por calor o luz o iii- oxidación inducida por radicales peroxilos
(generados por el generador AAPH o por la oxidación de lípidos). Esta decoloración (o
blanqueo) puede ser prevenida o disminuida por el agregado de algún compuesto
antioxidante capaz de donar átomos de hidrógeno para neutralizar radicales libres (Ec. 4.3a y
4.3b).
crocina_H�naranja� + ROO°→ crocina°�decolorado� + ROOH 4.3a
crocina_H�naranja� + ROO°+ AH→ crocina°�decolorado� + ROOH + A°+ H 4.3b
Se destacan dos métodos de decoloración: el método CBA (Crocin Bleaching Assay,
por sus siglas en inglés) o el β-CBA (β-Carotene Bleaching Assay); se diferencian en el
sustrato oxidable utilizado (crocina y β-caroteno respectivamente).
76
Se recomienda el uso de crocina como sustrato oxidable ya que su decoloración se da
únicamente por vía de oxidación por radicales libres; mientras que el β-caroteno que
usualmente se usa como sustrato oxidable en este método puede decolorarse por varios
mecanismos alternativos, lo cual complica la interpretación de resultados.
Este método mide la capacidad de un antioxidante para proteger a un derivado
carotenoide natural (crocina) del blanqueo por radicales libres empleando como generador
AAPH y monitoreando su decoloración a 443 nm.
Es un método simple y rápido (Bors et al., 1984; Fukumoto y Mazza, 2000), no
requiere equipos sofisticados, pero posee la desventaja de que la crocina no está disponible
comercialmente y por ello debe ser extraída. La crocina es una mezcla de pigmentos
naturales extraídos del azafrán y por ende está sujeta a variaciones lote-a-lote, lo cual limita
su aplicación como método cuantitativo industrial. No hay estándares en la forma de
expresar los resultados ni en el modo de cálculo de las cinéticas.
4.1.3.2. Métodos basados en mecanismos de transferencia de electrones
Los métodos basados en mecanismos de transferencia de electrones por lo general siguen la
siguiente ecuación genérica:
Entre los métodos más usados basados en este mecanismo se destacan los métodos FRAP y
CUPRAC.
Método del poder antioxidante del ion férrico
También conocido como ensayo FRAP (Ferric Reducing Antioxidant Power, por sus
siglas en inglés). Fue desarrollado por Benzie y Strain (1996) para cuantificación de
capacidad antioxidante en plasma; posteriormente fue aplicado a muestras botánicas. El
método determina la capacidad de la muestra para reducir iones ferricos presentes en la
molécula tripiridil-s-triazina (TPTZ) a su forma ferrosa (producto intensamente coloreado,
593 nm); se realiza en condiciones de pH ácido (3,6) para asegurar la solubilidad del Fe+3.
Según Prior et al. (2005) éste método no detecta capacidad antioxidante de compuestos que
actúen por mecanismo HAT de neutralización de radicales libres. Es un método sencillo,
77
fácilmente automatizable y generalmente rápido (4-8 min para completar la reacción),
aunque en algunos casos sobre todo en muestras ricas en polifenoles se describieron
reacciones más lentas (desde 30 min hasta varias horas para completar la reacción) (Puertas-
Mejía et al., 2009; Pulido et al., 2000) y puede presentar interferencias ante la presencia de
ácido cítrico y azúcares.
Método del poder antioxidante del ion cúprico
Este método posee dos variantes: el ensayo CUPRAC y el ensayo Bioxytech AOP-
490. Ambos métodos consisten en una modificación del método FRAP, al reemplazar el ion
férrico por iones cúpricos. El método determina la capacidad de la muestra para reducir los
iones cúpricos presentes en las moléculas de neocuproína (2,9-dimetil-1,10-fenantrolina) en
el ensayo CUPRAC o de batocuproína en el ensayo AOP-490, a iones cuprosos por
formación de un complejo cromóforo de Cu+1 con máximos de absorción a 450 nm
(CUPRAC) o 490 nm (AOP-490). El ensayo se ha adaptado para al análisis de antioxidantes
hidrofílicos y lipofílicos (Apak et al., 2010; Celik et al., 2007) y en la determinación de la
capacidad captadora de radical hidroxilo (Bektasoglu et al., 2008).
Este ensayo ha sido empleado para la determinación de la capacidad antioxidante de
polifenoles, ácido ascórbico y tioles (Apak et al., 2004; Cekic et al., 2009). El ensayo AOP-
490 requiere solo 3 min de reacción mientras que la duración del ensayo CUPRAC varía
desde pocos minutos para el caso de compuesto sencillos como los ácidos gálico, ascórbico o
la quercetina hasta 30-60 min para moléculas más complejas (Prior et al., 2005), por lo que
requiere la determinación experimental del tiempo de reacción en el caso de mezclas
complejas de antioxidantes.
Los valores obtenidos por el ensayo CUPRAC son considerablemente mayores a los
obtenibles con el ensayo FRAP (Prior et al., 2005). Frente al ensayo FRAP, este ensayo
presenta menores interferencias para todos los tipos de antioxidantes incluyendo a los tioles;
además las reacciones cinéticas del cobre son más veloces que las del hierro (Prior et al.,
2005). Comparada con técnicas de detección HPLC/electroquímica, este método resulta una
alternativa conveniente, eficiente y menos costosa.
78
4.1.3.3. Métodos basados en mecanismos HAT y SET
Entre los métodos más usados basados en mecanismos combinados HAT y SET se destacan
los métodos TEAC-ABTS, DPPH y Folin-Ciocalteu.
Capacidad antioxidante expresada en equivalentes Trolox (Ensayo TEAC-ABTS)
Este método es conocido comúnmente por método TEAC (Trolox Equivalent
Antioxidant Capacity, por sus siglas en inglés) o por método del secuestro del radical
catiónico de ABTS (ácido 2,2-azinobis-(3-etilbenzotioazolín-6-sulfónico); se basa en la
captación o secuestro del radical catión ABTS°+ (que pasa a ABTS, no coloreado) por parte
de los antioxidantes monitoreado por la decoloración del medio (inhibición de la
absorbancia).
El radical catiónico del ABTS (ABTS°+) posee una coloración verde-azulada con un
máximo de absorción a 415 nm y una serie máximos secundarios de absorción a 645, 660,
734, 815 y 820 nm (Sánchez-Moreno, 2002; Re et al., 1999). Dependiendo de la variante del
método TEAC utilizada se emplean distintas longitudes de onda, aunque las más frecuentes
son 415 y 734 nm (Prior et al., 2005).
Para el desarrollo del método se suelen emplear dos estrategias: i-inhibición y ii-
decoloración. En la estrategia de inhibición los antioxidantes se añaden previamente a la
generación del radical ABTS, y se determina la inhibición en la formación del radical,
evidenciada por el retraso en la aparición de la coloración verde-azulada (también conocida
como estrategia de la fase lag). En esta estrategia la CAO se cuantifica según a la duración
de dicha fase lag. En la estrategia de decoloración, los antioxidantes se añaden una vez que
el ABTS°+ se ha formado y se determina entonces la disminución de la absorbancia debida a
la reducción del radical, es decir a la decoloración de éste (Sánchez-Moreno, 2002). Cuando
se emplea esta estrategia, la CAO se cuantifica como porcentaje de inhibición de la
absorbancia. El agregado del antioxidante luego de la generación del radical catiónico
previene interferencias en la formación de dicho radical y evita la sobreestimación de la
CAO (Sánchez-Moreno, 2002).
El radical ABTS°+ puede ser generado: i-por reacción química (reacción química entre
el ABTS y persulfato de potasio, dióxido de manganeso o cloruro de 2,2’-azo-bis-(2-
amidinopropano) (ABAP); ii-por reacción enzimática (incubando el ABTS con peróxido de
79
hidrógeno y con metamioglobina o hemoglobina). La generación del radical ABTS°+ por
reacción química generalmente requiere largos períodos de incubación (mayor a 16 h en el
caso del persulfato de potasio) (Leong y Shui, 2002; Prior et al., 2005) o altas temperaturas
(60ºC en el caso del ABAP) (Prior et al., 2005).
La denominación de este método como método TEAC deriva del patrón que se suele
emplear, el Trolox (ácido 6-hidroxi-2,5,7,8- tetrametil-cromán-2-carboxílico), un análogo
sintético hidrosoluble de la vitamina E. Los resultados del ensayo se expresan como
equivalentes a Trolox, es decir la concentración de una solución de Trolox que posee un
potencial antioxidante equivalente a 1 mmol/L de la solución de la sustancia en estudio.
Como el radical ABTS°+ es soluble en agua y en soluciones etanólica acidificadas, este
método resulta apto para determinar la capacidad antioxidante de compuestos tanto
hidrofílicos como lipofílicos (Sánchez-Moreno, 2002).
Es un método aplicable al estudio de antioxidantes puros o en extractos alimenticios
(Leong y Shui, 2002).
Este método, ensayado como método de inhibición y generando el radical ABTS°+ por
reacción enzimática, es un método ampliamente utilizado en ensayos clínicos, al ser rápido,
sencillo y automatizable. Incluso existen kits comercializados por Randox Laboratories Ltd.
(Reino Unido) para su uso.
Los valores obtenidos por el ensayo TEAC son comparables a los valores del ensayo
CUPRAC en compuestos polifenólicos (Prior et al., 2005).
Reducción del radical 2,2-difenil-1-picrilhidracilo (Ensayo DPPH)
Este método se basa en la habilidad del antioxidante de neutralizar al radical libre
DPPH°, el cual se reduce tras aceptar un átomo de hidrógeno.
El radical DPPH° es un radical orgánico nitrogenado, intensamente coloreado
(púrpura), estable y disponible comercialmente. No requiere ser generado in situ como el
radical ABTS°+.
80
El ensayo puede ser monitoreado por espectroscopía de resonancia paramagnética
electrónica (EPR, Electron Spin Resonance, por sus siglas en inglés) pero la forma más
frecuente de realizar el ensayo es monitoreando la inhibición de absorbancia en presencia
del antioxidante como una técnica espectrofotométrica de decoloración. Esta última consiste
en medir la pérdida de color del radical DPPH a una determinada longitud de onda
comprendida entre 515 y 528 nm (Sánchez-Moreno, 2002) luego de iniciada la reacción
entre el radical y la muestra antioxidante en un medio hidro-alcohólico (etanol o metanol)
hasta alcanzar el estado estable (Brand-Williams et al., 1995) usando un espectrofotómetro
UV-VIS habitual.
Desde el punto de vista metodológico es un ensayo simple, preciso, de bajo costo y
rápido, lo cual sumado a que no requiere equipos de medición complejos, hace de este
método uno de los más ampliamente usados; sin embargo a pesar de ello; su aplicación no
está estandarizada (Tabla 4.3). Según Sánchez-Moreno (2002) sus resultados son altamente
reproducibles y comparables a los obtenibles por otros métodos de neutralización de
radicales como el método ABTS.
Este método ha sido ampliamente aplicado tanto a compuestos puros como a extractos
vegetales (Diallo et al., 2001), a frutos y vegetales comestibles (Du Toit et al., 2001; Leong y
Shui, 2002; Bennett et al., 2010), a compuestos polifenólicos (Hayes et al., 2011), ácidos
fenólicos y sus derivados (Silva et al., 2000), a compuestos derivados de ácidos
hidroxicinámicos (Kumar Maurya y Asir Devasagayam, 2010), a flavonoides (Sansone et al.,
2011), a té (Macedo et al., 2011), etc.
Como desventajas adicionales a la falta de estandarización, la reacción en que se basa
este método puede estar influenciada por impedimentos estéricos: las moléculas pequeñas al
presentar mejor accesibilidad al centro activo del radical mostrarían una mayor actividad
antioxidante (Prior et al., 2005). Además, según Prior et al. (2005), el radical DPPH no
presenta similaridad estructural con los radicales peroxilos involucrados en las reacciones de
peroxidación lipidica, por lo que ciertos sustancias antioxidantes que neutralizan
rápidamente a los radicales peroxilo pueden ser inertes (por impedimento estérico) o bien
reaccionar lentamente con el radical DPPH°. No resulta adecuado para medir CAO en
plasma o suero ya que el medio alcohólico provocaría la precipitación de proteínas
(Sánchez-Moreno, 2002).
81
Tabla 4.3 Resumen de publicaciones representativas de la aplicación del ensayo del radical DPPH
Referencias
Concentración del DPPH (µM) 4 Pineda Rivelli et al., (2007) 25 Göktürk Baydar et., (2007) 60 Brands-Williams et al., (1995) 190 Kevers et al., (2007) 500 Elzaawely et al., (2007), Chen et al., (2005)
Medio de reacción Metanol Pineda Rivelli et al., (2007); Kevers et al., (2007) Etanol Lo Scalzo, (2000); Karioti et al., (2004) Tolueno Wettasinghe y Shahid, (2000) Metanol buffer (pH: 5,5) Chen et al., (2005) Tiempo de incubación (min)
5 Kevers et al., (2007) 15 Meda et al., (2005) 30 Chen et al., (2005) 60 Paixao et al., (2007) 120 Pineda Rivelli et al., (2007) 1440 Thaipong et al., (2006)
Longitud de onda (nm) 515 Paixao et al., (2007; Brands-Williams et al., (1995);
Thaipong et al., (2006; Saito et al., (2007) 517 Pineda Rivelli et al., (2007); Chen et al., (2005); Meda et
al., (2005)
Ensayo del contenido de fenoles totales
El método del contenido de fenoles totales, más conocido como método de Folin-
Ciocalteu, que se utiliza actualmente es una modificación efectuada por Singleton y Rossi
(1965) de un método empleado para la determinación de tirosina, el cual se basaba en la
oxidación de los fenoles por un reactivo de molibdeno y wolframio (tungsteno).
La presencia de (poli)fenoles contenidos en una muestra es determinada
colorimétricamente usando el reactivo de Folin-Ciocalteau. El principal constituyente del
reactivo de Folin-Ciocalteau es el ácido fosfomolibdotúngstico, de color amarillo, que al ser
reducido por los grupos fenólicos (reacciona con los grupos oxidrilos de los fenoles)
82
presentes en la muestra da lugar a la formación de sales complejas de color azul intenso, las
cuales presentan un máximo de absorción a 765 nm. El mecanismo básico del método es una
reacción redox, por lo que puede considerarse como otro método de medida de la actividad
antioxidante total (Prior et al., 2005).
Los resultados se obtienen por espectrofotometría en base a una recta patrón;
generalmente de ácido gálico, aunque también se reporta el uso de otros patrones como ácido
cafeico, ácido clorogénico, ácido ferúlico, catequina, etc. Según George et al. (2005), la
respuesta del ácido gálico representa la respuesta media de todos los compuestos
polifenólicos principales en frutas y vegetales, ya sea como agliconas o conjugados.
Entre las sustancias de naturaleza no fenólica que pueden interferir en las
determinaciones se destacan las proteínas, el ácido ascórbico, el ácido úrico, algunos
aminoácidos y nucleótidos, azúcares y algunas sales inorgánicas (Prior et al., 2005).
Si bien el reactivo de Folin-Ciocalteu no es específico para polifenoles, en condiciones
básicas reacciona con un amplio rango de ellos, y con la utilización de patrones apropiados,
representa una medida adecuada del contenido total de polifenoles. El ensayo de Folin-
Ciocalteu también se ha empleado en estudios in vivo para la determinación de los niveles de
compuestos fenólicos totales en plasma/suero tras la ingesta de vino (Duthie et al., 1998;
Serafini et al., 1998) y zumos de frutas ricos en compuestos fenólicos (Pedersen et al., 2000).
4.1.4. Objetivos
Los objetivos del presente estudio fueron:
• Adaptar el método de Folin-Ciocalteu para la determinación del contenido de
polifenoles totales (CPT) en extractos de yerba mate.
• Proponer una metodología para estandarizar la determinación de capacidad
antioxidante (CAO) en extractos de yerba mate.
Objetivos particulares:
• Determinar el contenido de polifenoles totales (CPT) en extractos de yerba
mate y su CAO.
83
• Verificar cuestiones inherentes a la metodología de cuantificación de CAO, a
saber: verificar los valores de CAO de dos sustancias reconocidas por su acción frente al
DPPH; verificar la no interferencia de la cafeína en la determinacion de CAO y evaluar la
repetibilidad y reproducibilidad del método propuesto.
4.2. MATERIALES Y METODOS
4.2.1. Adaptación del método de Folin-Ciocalteu (FC)
4.2.1.1. Materia prima
Se muestrearon al azar 10 marcas comerciales de yerba mate elaborada (YME). El
contenido de cada paquete comercial se mezcló por cuarteos sucesivos antes de tomar la
muestra.
4.2.1.2. Reactivos
Para la determinación de polifenoles totales se utilizaron los siguientes reactivos: ácido
clorogénico (MP Biomedicals, Argentina), ácido gálico (MP Biomedicals, Argentina),
reactivo de Folin-Ciocalteu (Fluka, Argentina), carbonato de sodio (Anedra, Argentina).
4.2.1.3. Equipos
Las mediciones de absorbancia se realizaron en un espectrofotómetro UV/VIS
(Espectro SP-21029; Estados Unidos) usando cubetas de cuarzo de 10 mm de camino óptico.
Se utilizó un agitador de tubos (Vortexer VWR mini; Estados Unidos), una centrifuga, y
estufas de aire de convección natural.
4.2.1.4. Determinación de humedad
El contenido de agua se determinó por triplicado por el método gravimétrico: la
muestra (aproximadamente 2,5 g) se secó en estufa de aire con convección natural (6 h; 103
± 2 º C; IRAM 20503, 1995).
4.2.1.5. Preparación del material de vidrio
Debido a la sensibilidad del ensayo de Folin-Ciocalteu a trazas de impurezas
orgánicas, todo el material fue lavado con una solución diluida de detergente no iónico; se
84
enjuagó con agua destilada al menos tres veces consecutivas y seguidamente fue sumergido
en una solución de ácido nítrico (15 %v/v) durante algunos minutos. Finalmente se enjuagó
con agua destilada siete veces (adaptado de ISO 14502-1, 2004).
4.2.1.6. Preparación de soluciones y patrones
Para la preparación de la solución del reactivo de Folin-Ciocalteau diluido (10 %v/v),
se trasfirió el reactivo Folin-Ciocalteau (10 mL) a un matraz aforado (100 mL), se enrazó
con agua y se mezcló.
Para la preparación de la solución de carbonato de sodio (7,5 %p/p), se pesó y disolvió
una porción de carbonato de sodio anhidro (37,50 ± 0,01 g) y se enrazó (500 mL). Esta
solución es estable a temperatura ambiente por un mes.
Para la preparación de la solución estándar de ácido clorogénico (1000 µg/mL) se pesó
y disolvió una porción de ácido clorogénico (0,100 ± 0,001 g) y se enrazó (100 mL).
Para la preparación de la solución estándar de ácido gálico (1000 µg/mL) se pesó y
disolvió una porción de ácido gálico monohidratado (0,100 ± 0,001 g) y se enrazó (100 mL).
Para la dilución de las soluciones de ácido clorogénico y de ácido gálico se trasfirieron
diferentes volúmenes de las soluciones estándar de ácido clorogénico y de ácido gálico (1, 2,
3, 4, 5 y 6 mL) y se enrazó cada matraz aforado a 100 mL; obteniéndose las respectivas
concentraciones nominales (10, 20, 30, 40, 50 y 60 µg/mL).
4.2.1.7. Obtención de los extractos y diluciones
Se mezcló la muestra sólida por duplicado (0,2 ± 0,001 g) con metanol (5 mL; 70
%v/v; en baño agitado a 70 °C) en un tubo usando un agitador de tubos (10 min; 1800 rpm).
Se enfrió a temperatura ambiente y se centrifugó (10 min; 1800 rpm). El sobrenadante se
recolectó. El paso de extracción se repitió una vez sobre el residuo sólido. Los sobrenadantes
se combinaron y se ajustó el volumen (10 mL; metanol; 70 %v/v; 70 °C) (ISO 14502-1,
2004).
Para la determinación de CPT, los extractos de yerba mate se diluyeron 1:100 (v/v).
85
4.2.1.8. Determinación de polifenoles totales
El contenido de polifenoles totales (CPT) se determinó espectrofotométricamente por
duplicado por el método de Folin-Ciocalteu (ISO 14502-1, 2004): una alícuota de muestra
(1 mL de extracto diluido, de soluciones estándar del ácido clorogénico, del ácido gálico o
de agua) se mezcló por duplicado con la solución del Reactivo de Folin-Ciocalteu diluido (5
mL; 10 %v/v). Transcurrido un tiempo (3-8 min) se agregó la solución de carbonato de sodio
(4 mL; 7,5 % p/v), se mezcló y se dejó en reposo (60 min). Se determinó su absorbancia
(765 nm; espectrofotómetro UV/VIS calibrado con agua).
El CPT se expresó como gramos equivalentes a ácido clorogénico por 100 g de
muestra seca (gEAC %ms) y como gramos equivalentes a ácido gálico por 100 g de muestra
seca (gEAG %ms) a partir de las respectivas curvas de calibración.
Para la lectura del blanco de reactivos, se realizó el mismo procedimiento descripto es
este ítem, pero reemplazando la alícuota de muestra por agua destilada. Dicha lectura debió
en todos los casos mostrar una absorbancia menor o igual a 0,01 ya que valores mayores
indicarían problemas de contaminación que pidrían deberse a una pobre calidad del agua y/o
de los reactivos o a suciedades del material de vidrio utilizado.
El cálculo del contenido de polifenoles totales equivalentes a ácido clorogénico en 100
g de yerba mate seca (EAC %ms) cuando de usa la extracción descripta en el ítem 4.2.1.7 es
presentado en el Anexo 1-Nota 1.
4.2.1.9. Estabilidad del acido clorogénico como patrón estándar
Se evalúo la estabilidad del acido clorogénico como patrón estándar. Para ello se
preparó el patrón y sus correspondientes diluciones y se determinó el CPT; el remanente de
las diluciones se almacenó en matraces aforados cubiertos con papel de aluminio (24 h, a
temperatura ambiente; en oscuridad) y se procedió a una segunda determinación.
86
4.2.2. Adaptación del método de DPPH
4.2.2.1. Materia prima
Se utilizó la fracción de hojas manualmente separada, molida (malla de 4 mm) y
tamizada (40 mesh) obtenida a partir de un lote de yerba mate canchada y estacionada
producido en Apóstoles, Argentina.
4.2.2.2. Reactivos
Para la determinación de CAO se utilizaron los siguientes reactivos: DPPH (Sigma),
metanol (Merck; grado HPLC, Argentina), ácido ascórbico (Sigma Ultra, Argentina), Trolox
(Aldrich, Argentina), cafeína (Sigma, Argentina), etanol 96º (Sigma Aldrich, Argentina).
4.2.2.3. Equipos
Los equipos utilizados se mencionan en el ítem 4.2.1.3.
4.2.2.4. Determinación de humedad
El contenido de humedad se determinó acorde a la metodología descripta en el ítem
4.2.1.4.
4.2.2.5. Preparación del material de vidrio
El material de vidrio se preparó acorde al protocolo descripto en el ítem 4.2.1.5.
4.2.2.6. Preparación de soluciones y patrones
Para la preparación de la solución stock del radical DPPH° (1 mM) se pesó y disolvió
una porción de DPPH° en polvo (0,0986 g; PM: 394,32 g/mol) y se enrazó (250 mL;
metanol). La misma fue almacenada por períodos no mayores a 10 días a -18 ± 1 °C hasta
ser utilizada.
La solución de DPPH de trabajo (100 µM) se preparó diariamente por dilución con
metanol de la solución stock de manera de lograr en la lectura del blanco de reactivos una
absorbancia de 1 ± 0,05 unidades a 517 nm.
Para la preparación diaria de la solución estándar de ácido ascórbico (1000 µg/mL) se
pesó y disolvió una porción de ácido ascórbico (0,100 ± 0,001 g) y se enrazó (100 mL).
87
Para la preparación diaria de la solución estándar de Trolox (1000 µg/mL) se pesó y
disolvió una porción de Trolox (0,100 ± 0,001 g) y se enrazó con metanol (100 mL).
Para la dilución de las soluciones de ácido ascórbico y de Trolox, se transfirieron
diferentes volúmenes de las soluciones estándar respectivas y cada matraz aforado se enrazó
con agua (100 mL), obteniéndose las respectivas concentraciones nominales (de 0 a 1,2
mM).
Para la preparación de la solución de cafeína (0,1 p/v so/sn) se pesó y disolvió una
porción de cafeína (0,100 ± 0,001 g) y se enrazó (100 mL) con una solución etanol/agua (1/4
v/v).
4.2.2.7. Obtención de los extractos y diluciones
Para la obtención de los extractos, la muestra (fracción hojas, 30 ± 0,001 g ms) se
mezcló por duplicado con etanol (75 %p/p; 180 mL) en erlenmeyer (500 mL) y se mantuvo
en baño (60 ± 1 °C; 30 min; 120 rpm). Luego el sobrenadante se filtró (diámetro de poro: 1
mm) y se registró el volumen recolectado. Para la determinación de CPT, los extractos se
diluyeron (1:5; luego 1:100). Para la determinación de CAO, los extractos se diluyeron en la
relación 1:75, 1:100, 1:150, 1:200, 1:250, 1:300, 1:400 y 1:500 (v/v).
Los extractos para estudiar el efecto de la temperatura de incubación sobre la
capacidad de neutralizar radicales libres por parte de los extractos y para la validación del
ensayo, se obtuvieron acorde a la metodología descripta en el ítem 4.2.1.7. La dilución usada
fue 1:30 (v/v).
4.2.2.8. Determinación de polifenoles totales
El CPT se determinó acorde a la metodología descripta en el ítem 4.2.1.8.
4.2.2.9. Elección de la longitud de onda para el ensayo
Para la elección de la longitud de onda de trabajo se monitoreó la absorbancia del
radical. Para ello se mezcló metanol absoluto (100 µL) con una solución metanólica de
DPPH (3 mL, 100 µM) y se midió inmediatamente a diferentes longitudes de onda (350-900
nm; temperatura ambiente).
88
4.2.2.10. Determinación del perfil de absorbancia
Para el perfil de absorbancia del radical, se mezcló metanol absoluto (100 µL) con una
solución metanólica de DPPH (3 mL, 10-200 µM) y se midió la absorbancia inmediatamente
(517 nm; temperatura ambiente).
4.2.2.11. Determinación de la capacidad antioxidante
La CAO se determinó por duplicado con el ensayo del radical DPPH: se mezcló la
muestra, la cafeína o los patrones (100 µL) con una solución metanólica de DPPH (3 mL,
100 µM). La absorbancia se midió a varios intervalos de tiempo hasta que la reacción
alcanzó el equilibrio siempre a temperatura ambiente (25 ± 2 ºC). Se midió en oscuridad a
temperatura ambiente (517 nm) con metanol como blanco. Para la lectura del blanco de
reactivos se realizó el mismo procedimiento descripto es este ítem, pero reemplazando la
alícuota de muestra por metanol.
Los resultados se expresaron como equivalentes de ácido ascórbico (EAA) y
equivalentes de Trolox (ET) por 100 g de muestra seca (g %ms) y se calculó como el
porcentaje de radical remanente en el equilibrio (%DPPHR, Ec. 4.4), donde DPPHee la
concentración del radical DPPH en el estado estable y DPPHo la concentración inicial de
dicho radical (ambas en µM).
R (%)= %DPPHR= DPPHee*100/ DPPHo 4.4
La concentración del radical en el medio se calculó con una curva de calibración (10-
100 µM).
4.2.2.12. Efecto de la temperatura de incubación en la reacción del DPPH
La mezcla de reacción (100 µL de muestra; 3 mL de solución metanólica de DPPH,
100 µM) se incubó durante 120 min en oscuridad en estufas a cuatro temperaturas (20 ± 2ºC,
25 ± 2ºC, 30 ± 2ºC y 40 ± 2ºC °C) y luego se determinó la absorbancia (517 nm; temperatura
ambiente).
89
4.2.2.13. Evaluación de repetibilidad y reproducibilidad
Las condiciones para la evaluación de la repetibilidad fueron tales que los resultados
de ensayos independientes de una misma muestra fueron obtenidos con el mismo método,
sobre ítems de ensayo idénticos, en el mismo laboratorio, por el mismo operador usando el
mismo equipo, dentro de un intervalo corto de tiempo (ISO 14502-1; 2004). Los valores de
repetibilidad se expresaron como el promedio de cinco determinaciones independientes.
Las condiciones para la evaluación de la reproducibilidad fueron tales que los
resultados de ensayos independientes de una misma muestra fueron obtenidos con el mismo
método, sobre ítems de ensayo idénticos, en diferentes laboratorios con diferentes
operadores usando distintos equipos (ISO 14502-1; 2004). Participaron tres laboratorios,
obteniéndose cuatro resultados por muestra; usando dos muestras en total.
4.2.2.14. Análisis estadístico
Los datos se evaluaron mediante los siguientes análisis: regresión lineal, análisis de
varianza y correlación (Pearson) usando Statgraphics Centurion XVI Académico. Los datos
se expresaron como media ± error estándar (ee) a partir de experimentos independientes
realizados por duplicado.
4.3. RESULTADOS Y DISCUSION
4.3.1. Adaptación del método de Folin Ciocalteu
El análisis y cuantificación de los compuestos polifenólicos presentes en un producto
vegetal dado está influenciado por numerosos factores, tales como su naturaleza química, el
método de extracción utilizado (polaridad de la fase extractiva, tamaño de las partículas de
las muestras, tiempo y temperatura de extracción, etc.), el tiempo y condiciones de
almacenamiento tanto de las muestras como de los extractos, el método de ensayo empleado,
los estándares elegidos, y la presencia de sustancias que interfieren en las determinaciones
(Huang et al., 2005; Kuskoski et al., 2005).
Los datos de la primer experiencia de obtención de la curva de calibración de ácido
clorogénico como patrón estándar del CPT se presentan en anexo 1- Cuadro A1. Los mismos
se ajustaron a una ecuación lineal: Abs=a*x+b, siendo a= 0,0067 (error estándar=9,1x10-5) y
b= -0,0104 (error estándar=3,3x10-3) con un R² = 0,9977 (análisis estadístico en Anexo 1-
90
Cuadro A2) siendo x = concentración del patrón y Abs = absorbancia. Las diluciones del
patrón de ácido clorogénico pueden usarse hasta 24 horas desde su preparación (prueba de
hipótesis disponible en Anexo 1 - Cuadro A3).
Los datos de la primer experiencia de obtención de la curva de calibración de ácido
gálico como patrón estándar del CPT se presentan en el Anexo 1-Cuadro A4; los mismos se
ajustaron a una ecuación lineal: Abs=a*x+b, siendo a= 0,0122 (error estándar=1,3x10-4) y b=
-0,009 (error estándar=4,8x10-3;) con un R² = 0,998 (análisis estadístico- Anexo 1-Cuadro
A5) siendo x = concentración del patrón.
Se encontró que el contenido de polifenoles totales (CPT) expresado en equivalentes a
ácido clorogénico (EAC) es mayor al expresado en equivalentes de ácido gálico (EAG), lo
cual coincide con lo reportado por González de Mejía et al. (2005). La expresión del
contenido de polifenoles totales como equivalentes a ácido clorogénico sería más adecuada
para la yerba mate debido a que el ácido gálico se halla en menor proporción que el ácido
clorogénico.
Los resultados de CPT se presentan en la tabla 4.4 según su marca comercial
codificada (los datos sin procesar se presentan en el Anexo 1 - Cuadros A6 y A7).
Tabla 4.4 Cuadro comparativo del CPT por marca
Marca CPT-EAC CPT-EAG
1 19,32±0,41 10,56±0,22
2 15,84±0,29 8,66±0,16
3 16,50±0,14 9,02±0,08
4 17,10±0,63 9,35±0,35
5 17,45±0,13 9,56±0,07
6 16,87±0,37 9,22±0,20
7 17,31±0,08 9,46±0,05
8 18,24±0,10 9,97±0,06
9 17,45±0,05 9,54±0,03
10 17,91±0,07 9,79±0,04
Los datos se presentan como media ± ee de dos determinaciones por muestra y se expresan como g equivalentes al patrón % ms
El CPT varió entre 15
Angus (2007) reportaron un
(1,5 g de YME molida en
Ciocalteu).
Dudonné et al. (2009)
extractos de plantas con mayo
4.3.2. Adaptación de
La reacción del ensayo
nitrógeno del radical DPPH
antioxidante o por algún rad
monitorea por el descenso
Williams et al., 1995) a algu
máximo de absorción. Dicho
4.2; Anexo 1-Cuadro A8), co
Moreno (2002).
DPPH° + AH → DPPH-H + A
DPPH° + R° → DPPH-R
Figura 4.2. Absorban
15,8 y 19,3 gEAC %ms y entre 8,7 y 10,7 gE
un valor promedio de 8 gEAG %ms obtenido
n 150 mL de agua en ebullición por 5 min;
9) posicionan a los extractos acuosos de YM
ayor capacidad antioxidante de 30 plantas selecc
del ensayo de reducción del radical DPPH
ayo DPPH se basa en el cambio de color cu
PH, que posee un electrón desapareado, es
radical (Ec. 4.5a y 4.5b; Huang et al., 2005
o en la absorbancia hasta alcanzar el estad
lguna longitud de onda en la cual el radical D
ho rango de longitud de onda resultó entre 515
coincidiendo con el rango 515 - 528 nm repor
+ A°
ancia del radical DPPH a diferentes longitud
91
gEAG %ms. Bravo y
idos como infusiones
in; método de Folin
YM entre los cinco
eccionadas.
cuando el átomo de
es reducido por un
05). Este método se
tado estable (Brand-
l DPPH° presente un
15 y 520 nm, (Figura
portado por Sánchez-
4.5a
4.5b
tudes de onda
El perfil de absorbancia
con Sharma y Bhat, (2009),
concentración del radical dur
encuentre dentro del rango de
< 0,9), ya que para absorb
absorbancias menores se difi
eligió 100 µM como concentr
Figura 4.3. Absorbancia de
La concentración del r
estimó a partir del perfil de
concentración del radical DPP
1- Cuadros A9 y A10).
La duración del ensayo
en oscuridad y a temperatur
(ácido ascórbico, Trolox y ex
ascórbico y de Trolox ensaya
las diluciones del extracto de
1:250, 1:300, 1:400 y 1:500 (v
cia del radical resultó lineal en el rango 10-200
), (Figura 4.3; Anexo 1-Cuadro A9). Como
durante el ensayo varíe en un intervalo tal que
de precisión de la mayoría de los espectrofotó
rbancias mayores resultaría difícil medir la
dificultaría la diferenciación entre la muestra
ntración de trabajo.
de diferentes soluciones del radical DPPH dipuro
l radical DPPH en el medio de reacción a di
de absorbancia del radical, Abs = 0,0103 x -
PPH (µM) (R2 = 0,999) válida para el rango 1
yo se estimó como el tiempo necesario para alc
tura ambiente entre el radical DPPH y la sust
extractos diluidos de yerba mate). Las concen
yadas estuvieron comprendidas entre 0 y 1,2 m
de yerba mate se realizaron en relación 1:75, 1
0 (v/v).
92
00 µM; coincidiendo
o es deseable que la
ue su absorbancia se
otómetros (0,4 < Abs
la intensidad y para
ra y su referencia, se
disuelto en metanol
distintos tiempos se
0,0013 siendo x =
o 10-100 µM (Anexo
alcanzar el equilibrio
ustancia antioxidante
entraciones del ácido
2 mM/L mientras que
, 1:100, 1:150, 1:200,
Las curvas cinéticas de
DPPH y µg Trolox / µg de D
cocientes másicos se present
1- Cuadros A11 a A13). El
disponible en el Anexo 1- Cu
Figura 4.4. Curvas cinéti
Los patrones ácido ascó
y 20 min, mientras que los e
tiempo de reacción obtenido
con lo reportado por Pineda
extractos acuosos e hidroalco
DPPH. Acorde a lo esperado
tiempos de reacción.
Los datos de las curva
(disuelto en metanol y dilui
presentan en la figura 4.7 y e
modelo lineal: y =a*x+b, sien
agregada (µg patrón). Los c
99,99 (error estándar=0,640)
de la reacción del radical DPPH con los estánd
µ e DPPH) y con los extractos (µgEAC / µg de D
entan en las figuras 4.4, 4.5 y 4.6 (datos dispon
El cálculo de los mencionados cocientes má
uadro A14.
éticas de la reacción del radical DPPH con á
scórbico y Trolox alcanzaron el equilibrio de l
s extractos de yerba mate requirieron un tiem
do experimentalmente para los extractos de yer
eda Rivelli et al. (2007) para la determinaci
lcohólicos de Ilex paraguariensis mediante el
do, los extractos más diluidos alcanzaron el eq
rvas de calibración de los estándares ácido a
iluido en agua) para el rango de concentracio
y en el Anexo 1 (Cuadro A15 y A16). Los mism
iendo y = % R en el equilibrio y x = cantidad d
s coeficientes resultaron a= -3,98 (error está
0) (R² = 0,998; Anexo 1- Cuadro A15) para áci
93
ándares (µAA / µg de
µ e DPPH) para varios
ponibles en el Anexo
másicos se encuentra
n ácido ascórbico
e la reacción a 3 min
empo de 120 min. El
yerba mate concuerda
ación de la CAO de
el ensayo del radical
equilibrio a menores
ascórbico y Trolox
ciones 0-1,2 mM se
ismos se ajustaron al
d del patrón estándar
stándar=0,049;) y b=
ácido ascórbico y a =
-2,77 (error estándar=0,036
Cuadro A16). Coincidiendo c
que el Trolox frente al radic
natural y el Trolox es una su
ambos son comúnmente usad
Bhat, 2009).
Figura 4.5. Curvas c
Figura 4.6. Curvas
36) y b= 99,05(error estándar=0,6590) (R² =
o con Dae-Ok et al. (2002), el ácido ascórbico m
dical DPPH (Figura 4.7). El ácido ascórbico
sustancia sintética soluble en agua equivalent
sados como estándares para CAO (Chan et al
s cinéticas de la reacción del radical DPPH c
as cinéticas de la reacción del radical DPPH diluciones de extracto
94
² = 0,999; Anexo 1-
o mostró mayor CAO
o es un antioxidante
ente a la vitamina E,
t al., 2010; Sharma y
con Trolox
H con diferentes
Figura 4.7. Curvas de
El CPT de los extracto
fue 19,75 ± 0,55 mgEAC / mL
de 10 ± 0,255 gEAA %ms y 1
A18). La relación entre CA
másicos 0 - 0,168 µgEAC / µ
ello se sugiere diluir los extra
el cociente másico extracto/r
si el extracto se obtiene según
µgEAC / mL.
Figura 4.8. Relación entre Cco
de calibración de los estándares ácido ascórb
tos resultó 8,10 ± 0,22 gEAC %ms, y su con
mL (datos disponibles en el Anexo 1- Cuadro A
y 14,1 ± 0,35 gET %ms (datos disponibles en e
CAO y CPT fue lineal (R2 = 0,987) en el r
µgradical DPPH (Figuras 4.8 y 4.9; Anexo 1
tractos hasta que la CoPT se halle entre 90 -105
o/radical DPPH se hallaría entre 0,075-0,088 (
gún la Norma ISO 14502, la CoPT debería hall
e CAO y CPT de diferentes diluciones del excomo % de DPPH remanente (%R)
95
órbico y Trolox
oncentración (CoPT)
o A17) y su CAO fue
n el Anexo 1- Cuadro
l rango de cocientes
1- Cuadro A18). Por
105 µgEAC / mL, así
8 (Figuras 4.8 y 4.9);
allarse entre 130-150
extracto expresadas
Figura 4.9. Rango lineal deextracto exp
Coincidiendo con Pined
los extractos no interfiere en l
Figura 4.10. Ciné
Los datos de CAO
temperaturas y sus respectivo
A21c). Se observó que a m
estable se alcanzaba a menor
sobreestimando la CAO (Fig
l de la relación entre CAO y CPT de diferentxpresadas como % de DPPH remanente (%R
neda Rivelli et al. (2007), se comprobó que la c
n la determinación (Figura 4.10; Anexo 1-Cuad
inética de reacción entre el radical DPPH° y
de los extractos obtenidos tras la incuba
ivos análisis estadísticos se hallan en el Anexo
mayores temperaturas de incubación de la r
nores concentraciones del radical (p ≤ 10-3) con
Fig. 4.11). Se recomienda una temperatura de
96
entes diluciones del %R)
la cafeína presente en
uadro A20).
y cafeína
ubación a diferentes
exo 1 (Cuadro A21a-
a reacción, el estado
con lo cual se estaría
de incubación de la
reacción de 37 °C. Esta tem
Benzie y Strain, (1996); Dudo
Figura 4.11. Ef
En las tablas 4.5 y 4.
diferencia absoluta entre dos
obtenidos con el mismo méto
por el mismo operador usand
deberá superar en el 95% de
(ISO 14502-1; 2004). La dife
una misma muestra, obtenido
diferentes laboratorios con d
mayor al valor de la reprodu
(ISO 14502-1; 2004).
emperatura ya ha sido usada por numerosos
udonné et al. (2009); Pulido et al. (2000); Serafi
. Efecto de la temperatura de incubación de la
4.6 se presentan los estadísticos de precisió
os resultados de ensayos independientes de un
étodo, sobre ítems de ensayo idénticos, en el m
ndo el mismo equipo, dentro de un intervalo c
de los casos, el valor de repetibilidad presenta
diferencia absoluta entre resultados de ensayos
idos con el mismo método, sobre ítems de en
n diferentes operadores usando distintos equi
ducibilidad presentado en la Tabla 4.6; en el 95
97
s autores entre ellos
afini et al. (2000).
e la reacción
sión calculados. La
una misma muestra,
el mismo laboratorio,
o corto de tiempo, no
ntado en la tabla 4.5
os independientes de
ensayo idénticos, en
uipos no deberá ser
l 95% de las muestras
98
Tabla 4.5 Evaluación de la repetibilidad del ensayo
CAO g EAA %ms g ET %ms Muestra 1 Muestra 2 Muestra 1 Muestra 2
N° de resultados aceptados 5 5 5 5
Promedio (x) 18,12 16,32 25,46 22,89
Desvío Estándar (DS) 0,255 0,370 0,367 0,497 DS de los resultados (Sr = DS*m-0,5)
0,180 0,261 0,259 0,352
Repetibilidad (r = 2,77*Sr)
0,499 0,724 0,719 0,974
Repetibilidad en % (%r = 100*r/x)
2,8 4,4 2,8 4,3
Repetibilidad promedio en % 3,6 3,5
m: número de muestras; EAA: equivalente a ácido ascórbico; ET: equivalente a Trolox, ms: masa seca
Tabla 4.6 Evaluación de la reproducibilidad del ensayo
CAO g EAA %ms g ET %ms Laboratorio Media DS Media DS 1 16,90 0,29 23,68 0,42 2 16,75 0,25 23,48 0,36 3 17,11 0,31 24,00 0,45 Promedio 16,92 0,29 23,72 0,41 DS entre laboratorios; Sn 0,181 0,260 DS entre laboratorios corregido; SR 0,231 0,332 Reproducibilidad (entre laboratorios); R = 2,77*SR
0,639 0,919
Reproducibilidad (entre laboratorios) en %
3,8 3,9
DS: desvío estándar; EAA: equivalente a ácido ascórbico; ET: equivalente a Trolox, ms: masa seca
4.4. CONCLUSIONES DEL CAPITULO
• Se recomienda incorporar como parámetro de calidad en las muestras de yerba mate
la determinación de polifenoles totales basada en la Norma ISO 14502 y expresar los
resultados en equivalentes de ácido clorogénico. El CPT de extractos de yerba mate
elaborada, obtenidos por la metodología descripta en la norma ISO 14502 (2004), varió entre
15,8 y 19,3 g equivalentes a ácido clorogénico por 100 g de masa seca con un promedio
99
global de 17,4 ± 0,3 gEAC %ms y entre 8,6 y 10,5 g equivalentes ácido gálico por 100 g de
masa seca.
• Los resultados de la aplicación del ensayo del radical DPPH para determinación de
capacidad antioxidante tanto para extractos vegetales como para compuestos puros depende,
entre otros factores, de la concentración final de los extractos, de la concentración inicial del
la solución de DPPH, de las alícuotas de extractos y de soluciones de DPPH, del tiempo y
temperatura de incubación. Para asegurar estandarización en la determinación de CAO de
extractos de yerba mate mediante este ensayo, el protocolo sugerido consiste en mezclar por
duplicado el extracto (100 µL) convenientemente diluido con la solución metanólica de
DPPH (3,0 mL; 100 µM) durante 2 h a 37 ± 1 °C en oscuridad, y medir la absorbancia a 517
nm con metanol puro como blanco de calibración. En la lectura del blanco de reactivos,
reemplazar la porción de extracto por metanol puro de manera de lograr una absorbancia de
1,05 ± 0,05 unidades a 517 nm. Los resultados deberían ser expresados como equivalentes a
ácido ascórbico o Trolox en porcentaje másico (peso seco), para facilitar posteriores
comparaciones.
• Los extractos etanólicos de yerba mate deberían ser diluidos de forma que la CoPT se
halle entre 90 y 105 µg EAC / mL, en cambio si el extracto se obtiene según la Norma ISO
14502-1 (2004) la CoPT debería estar comprendida entre 130 y 150 µg EAC / mL. Ambos
estándares (ácido clorogénico y ácido gálico) mostraron sencillez de manejo y gran
estabilidad en las condiciones del ensayo. La presencia de cafeína en los extractos no
interfiere en la determinación de CAO. El protocolo propuesto es apropiado para la
determinación de la capacidad antioxidante in vitro de los extractos de I. paraguariensis y
podría contribuir al control de calidad de productos. Su uso podría extenderse a otros
extractos vegetales como té o café.
100
CAPITULO 5
“Efectos del orígen y del procesamiento sobre el contenido de polifenoles”
101
5.1. INTRODUCCIÓN
5.1.1. Estudios sobre composición fisicoquímica y manejo agronómico de yerba
mate
La materia prima de la yerba mate puede proceder de dos manejos culturales: cultivos
naturales (típicos de Brasil y algunas regiones de Paraguay) y plantaciones denominadas
“rosados o yerbales” (típicas de Argentina y Paraguay). En los cultivos naturales (“bajo
cubierta”) los árboles de yerba mate crecen como arboles nativos preferentemente en sub-
bosques de araucarias (Araucaria angustifolia), con poca disponibilidad de luz solar (hasta
60-70% de sombra; Scarminio et al., 2011), limitados en su proceso de fotosíntesis (de allí
su baja producción de biomasa), desde donde son cosechados manualmente. En cambio en
las plantaciones (“monocultivos”), las plantas de yerba mate crecen en grandes extensiones
de terrenos abiertos, en condiciones de exposición solar; este sistema es por lejos más
productivo y consistente que el anterior tanto en calidad como en cantidad.
En el área de la fitoquímica es conocido el hecho de que las condiciones de
crecimiento juegan un importante rol en la producción de estos compuestos en las plantas
(Meyer et al., 2006). El crecimiento en condiciones adversas o “crecimiento bajo stress”,
como la presencia de insectos o incluso la alta exposición a rayos ultravioletas, puede
desencadenar la producción de compuestos destinados a la protección de la planta (Meyer et
al., 2006). Dichos compuestos son generalmente compuestos fenólicos y compuestos
alcaloides. Por ejemplo la cafeína y la teobromina son compuestos alcaloides que resultan
tóxicos para ciertos insectos y hongos, cuya producción en ciertas plantas tolerantes a la
sombra se ve incrementada bajo condiciones de sombra, tal vez como un mecanismo de
protección de la longevidad foliar, pudiendo además jugar un rol como agente químico de
defensa (Hoft et al., 1996; Hoft et al., 1998; Itoyama y Bicudo, 1992).
La especie Ilex es considerada de baja selectividad en cuanto a exigencias nutricionales
(Oliva et al., 2006); en tanto que su composición química, como la de todo producto
agrícola, puede variar significativamente con el tipo de suelo, clima, época, edad de la planta
y las hojas, dimorfismo sexual y características genéticas. En la literatura se reportan
diferencias significativas en el contenido de minerales (N, P, Ca y Mg) en hojas de yerba
mate de diferentes procedencias geográficas en Brasil (Ivaí, PR y Barao de Cotegipe, RS)
(Oliva et al., 2006). Se han encontrado mayores contenidos de polifenoles y menores
102
contenidos de minerales en extractos de yerba mate provenientes de plantas que crecen
expuestas a la luz solar (típicas condiciones dadas en los cultivares de yerba mate,
“yerbales”) que en los provenientes de plantas que crecen a la sombra (típicas condiciones
dadas en plantas nativas) (Heck et al., 2008; Jacques et al., 2007).
Da Croce (2002) evaluó el efecto de la época de cosecha y de las regiones geográficas
de procedencia en Brasil (Regiones: Chapeco, Canoinhas, Irani y Concordia; todas con
suelos y climas bien diferenciados entre sí) sobre varias características físico-químicas de
extractos de yerba mate. El hallazgo más relevante fue un efecto significativo de la época de
cosecha sobre el contenido de cafeína (p ≤ 0,05): siendo éste más bajo en los meses de
brotación (meses de mayor crecimiento vegetativo, septiembre a diciembre) y aumentando a
medida que las hojas maduran. El efecto de la procedencia geográfica brasileña sobre el
contenido de metilxantinas (específicamente cafeína y teobromina) y sobre los ácidos
clorogénico y cafeico también fue reportado por Cardozo et al. (2010).
Streit et al. (2007) evaluaron la composición química asociada al perfil sensorial de
infusiones de yerba mate usando hojas provenientes de dos regiones diferentes del sur de
Brasil (estados de Rio Grande do Sur y Santa Catarina) y dos prácticas culturales (cultivos
nativos y plantaciones) encontrando que existía un efecto significativo tanto de la región
geográfica de procedencia como de la práctica cultural. Las infusiones a partir de plantas
provenientes de cultivos nativos respecto de las provenientes de plantaciones mostraron un
contenido de ácido cafeico significativamente menor y contenidos significativamente
mayores de ácido clorogénico, cafeína, catequina y ácido gálico. Las infusiones a partir de
plantas provenientes del estado de Santa Catarina mostraron un contenido significativamente
mayor de cafeína y ácido gálico que las provenientes del estado de Rio Grande do Sur.
5.1.2. Cosecha y procesamiento de yerba mate
La densidad foliar de la yerba mate tiene variaciones significativas en el año
calendario; sin embargo los niveles de densidad más altos se obtienen a mediados de
septiembre pero decaen bruscamente al comenzar el período de brotación; en la figura 5.1 se
muestran las variaciones de densidad durante el transcurso de dos años (Silva y Rakocevic,
2010).
103
La cosecha de la yerba mate (denominada zafra) se extiende generalmente por un
período de aproximadamente 6 meses. La zafra comienza entre los meses de abril y mayo
(inicio de zafra; IZ) y culmina en el mes de septiembre (fin de zafra; FZ). Como regla
general se evita cosechar cuando la planta se encuentra en etapa de brotación, floración o
fructificación. Este cultivo presenta un crecimiento monopodial y rítmico con dos ciclos de
brotación, que se dan en los meses de marzo a mayo y de septiembre a diciembre (Silva y
Rakocevic, 2010). De acuerdo con Da Croce (2002), el período de mayor brotación se da
entre los meses de septiembre a diciembre; entre enero y marzo las hojas se hallan en una
etapa de maduración intermedia en la que una parte de las hojas han alcanzado su ciclo de
crecimiento y otra parte aun no lo ha alcanzado, mientras que durante los meses de junio a
julio las hojas se encuentran prácticamente maduras, es decir con su ciclo de crecimiento
completo.
Figura 5.1. Crecimiento promedio de plantas de yerba mate bajo dos prácticas culturales (MO, monocultivo, y FUS, bajo cubierta); i corresponde al inicio de mes y f
al final de mes; GU son períodos de crecimiento diferenciados entre si durante un período de dos años (2003-2005). Fuente: Silva y Rakocevic, 2010
De acuerdo a lo mencionado en el capítulo 1, el proceso de industrialización primario
consta de tres etapas: el zapecado, el secado y una molienda gruesa (denominada canchado)
con la que se obtiene la yerba mate canchada.
104
En general existe un alto grado de uniformidad en el tipo de zapecado llevado a cabo
(Nuñez y Känzig, 1995) (Ver ítem 1.2.3).
El secado es la etapa que sigue a la etapa del zapecado; tiene por objetivo reducir el
contenido de humedad de la yerba mate desde el 29-34 % (base húmeda) hasta valores donde
el producto se vuelve estable y puede ser estacionado. En la yerba mate este valor es menor
al 5 % (base húmeda) o actividad de agua de 0,3 (correspondiente a los valores de contenido
de humedad de la monocapa) (Schmalko, 2005). En general en Argentina las condiciones de
trabajo en los establecimientos industriales difieren mucho entre sí, ya sea en el tipo de
secadero utilizado, la temperatura del aire y/o el tiempo de residencia. Sin embargo el
contenido de humedad del producto a la salida es bastante uniforme, encontrándose valores
entre el 2 y el 4 % (base húmeda) (Nuñez y Känzig, 1995). Actualmente se utilizan tres
tipos de secado: i-secado tipo barbacuá, ii-secado tipo cinta y iii- secado rotatorio o tubular.
(Prat Krikum, 1994):
Secado “tipo barbacuá” (también conocido como secadero de catre): en este tipo de
secadero la materia prima se seca durante un período comprendido entre 6 y 24 h sobre un
lecho de ramas. Se trata de secaderos discontinuos con flujo de gases de combustión de leña
a través de dicho lecho, con temperaturas entre 60 y 90 °C. Los secaderos de “catre” tienen
paredes de mampostería y una malla metálica sobre la cual se colocan las ramas en un lecho
de 0,8 a 1,2 m de altura. El gas para el secado (generalmente gas de combustión de leña y
aire) se introduce por tubos, ubicados en la parte inferior y homogéneamente distribuidos,
teniéndose una altura de 2-3 m entre los conductos de alimentación de los gases y la cinta
con el material (Prat Krikum, 1994; Schmalko, 2005).
Secado tipo cinta: este tipo de secado se realiza en secaderos de flujo cruzado continuos. El
material es transportado de un extremo al otro sobre una malla o lecho móvil perforado de
baja velocidad en contacto con aire caliente y gases de combustión de leña, con un tiempo de
residencia que varía entre 2 y 6 h y con temperaturas entre 80 y 130 ºC. Estos secaderos de
cinta son construidos de mampostería pudiendo alcanzar longitudes de hasta 30 m y 5 m de
ancho. Pueden existir secaderos de hasta 3 cintas superpuestas, o en otros casos
consecutivas. El gas de secado (generalmente gas de combustión de leña y aire) se introduce
en la parte inferior por conductos uniformemente distribuidos, pasa a través del lecho de
ramas y sale por chimeneas ubicadas en el techo. El tiro puede ser natural o inducido,
105
utilizándose en este caso ventiladores ubicados a la salida. El lecho de hojas tiene alturas que
varían de 0,7 a 1 m (Prat Krikum, 1994; Schmalko, 2005). El contenido de humedad y la
temperatura del producto y del aire varían a lo largo y alto del lecho. La velocidad de secado
depende de la velocidad y temperatura del aire, el flujo de material, la altura y porosidad del
lecho y el tipo de material (Khankari y Patankar, 1999; Sturgeon, 1995).
Secado rotatorio : en este tipo de secado las ramas se secan en tambores rotatorios, con la
salvedad de que en algunos modelos las ramas no toman contacto directo con los gases de
combustión sino únicamente con aire caliente (secaderos neumáticos). Los tiempos de
residencia en los secaderos rotatorios varían entre 10 y 20 min y las temperaturas son
superiores a los 200 ºC (Prat Krikum, 1994; Schmalko, 2005). Los secadores rotatorios o
tubulares consisten en cilindros giratorios alimentados en un extremo con la materia prima y
los gases de combustión (corrientes paralelas) y son muy similares a los zapecadores.
5.1.3. Estudios sobre composición fisicoquímica y procesamiento
Entre los cambios físico-químicos se citarán estudios referidos a la degradación de
compuestos que guardan relación con la calidad y el valor nutritivo de la yerba mate a lo
largo del procesamiento.
Ramallo et al. (1998b) midieron las modificaciones de la vitamina C durante el
procesamiento, encontrando que en las etapas de zapecado y secado se degradaba el 79 % de
su contenido inicial y además concluyeron que el contenido de vitamina C en los palos era
mucho menor que en las hojas y durante el procesamiento, el contenido de vitamina C en las
hojas disminuía un 90 %.
La degradación durante el procesamiento de dos plaguicidas utilizados en el cultivo de
la yerba mate (cipermetrina y dimetoato) fue estudiada por Escalada et al. (1999) y
Schmalko et al. (1999). En ambos trabajos se concluyó que los plaguicidas sufrían un gran
deterioro durante el zapecado y el secado. La cipermetrina se degradaba un 63,4 % en el
zapecado y un 18,2 % en el secado, mientras que el dimetoato se degradaba un 33 % en el
zapecado y un 52 % en el secado. Además, en el estacionamiento (acelerado) sufrían
degradaciones que reducían la concentración por debajo del límite de detección de los
equipos. Por lo tanto, las concentraciones de salida de estos plaguicidas se encontraban muy
por debajo de los valores máximos permitidos.
106
Paredes et al. (2000a) estudiaron las modificaciones en el contenido de azúcares
(glucosa, fructosa y sacarosa) en las etapas de zapecado y secado y encontraron que durante
el zapecado se producía una disminución del contenido de los azúcares simples y un
aumento de la sacarosa. Además encontraron que las concentraciones de los azúcares
dependían de la época de cosecha y de si las hojas eran jóvenes o maduras. También
estudiaron las variaciones de los azúcares durante el secado cuando el mismo se realizaba
por circulación transversal en condiciones controladas. Encontraron que las variaciones de
tiempo y temperatura no producían variaciones tan importantes como las que se producían
en el zapecado (Paredes et al., 2000b).
Esmelindro et al. (2002) realizaron una caracterización fisicoquímica de yerba mate en
función de las etapas de procesamiento industrial (zapecado, secado y molienda)
encontrando que las etapas de zapecado y secado no afectan significativamente a los
contenidos de cenizas y fibras pero si provocan reducciones en los contenidos de grasas,
proteínas, glucosa, sacarosa y cafeína. En dicho trabajo, que se realizó en Brasil, se
ensayaron dos tipos de secaderos, (rotatorio y cinta), pero las temperaturas y tiempos de
residencia aplicados no fueron especificadas.
Valerga et al. (2011) evaluaron el contenido de polifenoles totales en hojas de yerba
mate (método de Folin Ciocalteau) a lo largo del procesamiento, encontraron que el único
tratamiento que tuvo una incidencia significativa fue el zapecado, ya que las muestras
zapecadas presentaron un contenido de polifenoles totales (98,86 ± 12,15 mg EAG / g ms)
aproximadamente 22 veces mayor respecto al de las hojas frescas, y el mismo se mantuvo
sin variaciones significativas en las etapas sucesivas al zapecado, no aclarando los tipos de
secado y estacionamiento a que fueron sometidas las muestras.
López et al. (2006) analizaron extractos acuosos de Ilex paraguariensis en las distintas
etapas del procesamiento industrial. Hallaron que la capacidad antioxidante disminuyó
significativamente durante el zapecado, pero luego se mantuvo constante durante el secado y
el estacionamiento acelerado.
Los ácidos clorogénicos forman parte de la composición de diversas especies vegetales
y sus frutos. El contenido total de derivados del cafeoil (ácido clorogénico, ácido cafeico, y
107
ácidos mono y dicafeoilquinicos) en hojas frescas de Ilex paraguariensis reportado por
Isolabella et al. (2010) es de aproximadamente 6 % en peso seco (determinado por HPLC).
El único informe encontrado sobre la variación cuantitativa de derivados del cafeoil
durante cada una de las etapas del proceso de industrialización de yerba mate (Isolabella et
al., 2010) informa un aumento del contenido de metilxantinas (cafeína y teobromina) luego
del zapecado y una disminución del mismo luego del secado para mantenerse constante
durante el estacionamiento. Parte de estos resultados concuerdan con Schmalko y Alzamora,
(2001) quienes informaron que la pérdida más significativa de cafeína (alrededor del 20 %)
ocurre durante la etapa de secado.
En el mismo informe (Isolabella et al., 2010) también se reporta un aumento del
contenido totales de compuestos derivados del cafeoil (ácido clorogénico e isómeros del
ácido isoclorogénico: 3,2 DCQ, 3,5 DCQ y el 4,5 DCQ) durante el zapecado respecto de la
hoja fresca (no tan evidente como en el trabajo de Valerga et al. (2011) antes mencionado) y
otro aumento aunque menos pronunciado durante el secado para mantenerse constante
durante el estacionamiento; mientras que el contenido de ácido cafeico se mantuvo
constante a lo largo de dichas etapas. La disrupción celular y al impacto mecánico al que son
expuestas las hojas influyen positivamente sobre la extracción de cafeína y de acido 5-
cafeoilquínico (Bastos et al., 2006).
En la figura 5.2 se muestran los resultados obtenidos por Isolabella et al., (2010) para
el contenido total de derivados cafeoílicos durante las diferentes etapas del procesamiento
industrial; los valores fueron obtenidos por HPLC y representan la media ± error estándar de
tres experimentos llevados a cabo por duplicado.
Murakami et al. (2004) analizaron la estabilidad de diferentes polifenoles frente al
tratamiento térmico y encontraron que el ácido clorogénico era el más estable dentro de los
compuestos analizados. Al tratar térmicamente este compuesto a 100 ºC, luego de 6 h, los
valores de contenido de polifenoles totales y de actividad antioxidante permanecieron
prácticamente constantes; al repetir la experiencia térmica a 180º C luego de 15 minutos, la
actividad antioxidante disminuyó un 20 % y el contenido de polifenoles totales permaneció
cercano al 100 %, a pesar de que el contenido de ácido clorogénico disminuyó (30 %). Esto
implicaría que a 180º C parte del ácido clorogénico se descompone, pero sus productos de
108
descomposición siguen siendo reactivos al reactivo de Folin-Ciocalteau y algunos de ellos
también poseen actividad antioxidante.
Figura 5.2. Contenido total de derivados cafeoílicos durante el procesamiento. Letras diferentes representan diferencias significativas entre las muestras (p < 0,05). Etapas: H: cosecha, Z: zapecado; D: Secado; FA: almacenamiento acelerado; NA:
almacenamiento natural. Fuente: Isolabella et al., (2010).
5.1.4. Objetivos y justificación
El cultivo de la yerba mate se halla ampliamente distribuido en la provincia de
Misiones.
Por lo expuesto la zona de procedencia de la materia prima (dentro de la provincia de
Misiones), el tipo de secado y la época de cosecha podrían afectar tanto al contenido de
polifenoles totales (CPT) como a la capacidad antioxidante (CAO) de los extractos de yerba
mate.
En esta etapa se empleó yerba mate canchada en lugar de yerba mate elaborada como
material vegetal de estudio, como una medida para evitar la confusión de efectos; ya que tal
y como se expuso en el capítulo II, la yerba mate elaborada posee dos etapas industriales
posteriores al secado, que son la molienda y el estacionamiento.
Los objetivos del presentecapítulo fueron evaluar los efectos del origen de la materia
prima, del tipo de secado y de la época de cosecha, sobre el CPT y la CAO de la yerba mate
canchada.
5.2. MATERIALES Y METODOS
5.2.1. Selección de las zonas productoras y de los establecimientos yerbateros
109
En base a la distribución geográfica de los establecimientos productores de yerba mate,
en la Provincia de Misiones (Figura 5.3) se definieron cuatro orígenes: i- Zona sur:
departamentos de Apóstoles, Concepción de la Sierra y San Javier. Banda latitudinal: S28°
08’ 17’’ - S27° 45’ 00’’; ii- Zona centro: departamentos de Candelaria, Alem, Oberá, San
Ignacio, 25 de Mayo, Cainguás, Guaraní, y parte de Gral. San Martín. Banda latitudinal:
S27° 45’ 00’’- S26° 55’ 00’’; iii- Zona centro-norte: departamentos de Montecarlo, San
Pedro y parte de Eldorado. Banda latitudinal: S26° 55’ 00’’- S26° 22’ 00’’; iv- Zona norte:
departamentos de Iguazú y Gral. Manuel Belgrano. Banda latitudinal: S26° 22’ 00’’- S25°
30’ 00’’.
Figura 5.3. Mapa de Misiones con la ubicación de los establecimientos yerbateros existentes
La selección de los 19 establecimientos yerbateros se llevó a cabo de acuerdo a su
ubicación geográfica, el tipo de proceso de secado utilizado y la procedencia de la materia
prima que acopian (Tabla 5.1). La totalidad de los establecimientos muestreados procesan
material procedente de la misma zona geográfica en que se encuentran ubicados.
5.2.2. Materia prima
Se tomaron 2 muestras de yerba mate canchada (yerba mate seca, molido grueso) en
cada establecimiento industrial, una al inicio de la zafra (meses de abril-mayo de 2009) y
otra al final de la zafra (septiembre de 2009), cosechadas del modo convencional sin
discriminar edad de la hoja ni posición en la planta (tal y como lo realizan los cosechadores).
110
Tabla 5.1 Zonas geográficas y tipos de secado de los establecimientos muestreados.
Establecimiento Secado Orígen 1 Cinta Sur 2 Cinta Sur 3 Barbacuá Sur 4 Barbacuá Sur 5 Tubular Sur 6 Cinta Centro 7 Cinta Centro 8 Barbacuá Centro 9 Barbacuá Centro 10 Tubular Centro 11 Tubular Centro 12 Cinta Centro-Norte 13 Cinta Centro-Norte 14 Barbacuá Centro-Norte 15 Barbacuá Centro-Norte 16 Tubular Centro-Norte 17 Cinta Norte 18 Cinta Norte 19 Tubular Norte
Para cada muestra se realizó un cuarteo sucesivo y posterior remoción manual de las
fracciones de hoja y palo. Se utilizó la fracción de hoja molida que atraviesa una malla de
500 micrómetros de apertura nominal.
5.2.3. Reactivos
Para la determinación de polifenoles totales y capacidad antioxidante se utilizaron los
reactivos mencionados en los ítems 4.2.1.2 y 4.2.2.2, respectivamente.
5.2.4. Equipos
Los equipos utilizados se mencionan en el ítem 4.2.1.3.
5.2.5. Determinación de humedad
111
El contenido de humedad se determinó acorde a la metodología descripta en el ítem
4.2.1.4.
5.2.6. Preparación del material de vidrio
El material de vidrio se preparó acorde al protocolo descripto en el ítem 4.2.1.5.
5.2.7. Preparación de soluciones y patrones
La solución del reactivo de Folin-Ciocalteu (RFCD), la solución de carbonato de
sodio, las soluciones estándar de los ácidos clorogénico y sus respectivas diluciones para las
curvas de calibración se prepararon acordes al ítem 4.2.1.6
La solución stock del radical DPPH°, la solución de DPPH de trabajo; las soluciones
estándar de ácido ascórbico y Trolox y sus respectivas diluciones se prepararon acordes al
ítem 4.2.2.6
5.2.8. Obtención de los extractos y diluciones
Los extractos de yerba mate se obtuvieron acorde a la metodología descripta en el ítem
4.2.1.7. Las extracciones se realizaron por duplicado.
Para la determinación de CPT se utilizó una dilución acuosa 1:100. Para la
determinación de CAO se utilizó una dilución acuosa 1:25 ó 1:30 según fue necesario.
5.2.9. Determinación de polifenoles totales
El CPT se determinó acorde a la metodología descripta en el ítem 4.2.1.8.
5.2.10. Determinación de la capacidad antioxidante
El ensayo consistió en mezclar la muestra diluida, los patrones estándares o el blanco
(metanol) (100 µL) con la solución de DPPH de trabajo (3 mL). Transcurridos 120 min en
oscuridad a 37 ± 1°C se midió la absorbancia de las muestras a 517 nm usando metanol
puro como blanco.
La concentración del radical DPPH en el medio a cualquier tiempo y la capacidad
antioxidante calculada como el % de DPPH remanente fueron calculados según lo descripto
en el ítem 4.2.2.11.
112
La capacidad antioxidante se expresó en g equivalentes a ácido ascórbico (gEAA) y g
equivalentes a Trolox (gET) en 100 g ms (%ms).
5.2.11. Análisis estadístico
Para el análisis de los datos experimentales se realizó un análisis de varianza y
comparación de muestras pareadas (test t) usando Statgraphics Centurion XVI Académico.
Todas las comparaciones fueron realizadas con un nivel de confianza del 95%. Los datos
fueron expresados como media ± error estándar (ee).
5.3. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
El CPT varió entre 19,21 y 24,28 g EAC %ms, con una media global de 21,58 gEAC
%ms. Dicho valor coincide razonablemente con el valor de 22,20 gEAC %ms reportado por
Brumovsky et al. (2009) para extractos de yerba mate elaborada comercial, obtenidos
aplicando la metodología descripta en la norma ISO 14502 (2004), tal como fue aplicada en
el presente trabajo. La CAO varió entre 29,99 y 44,8 gET %ms y entre 21,23 y 31,53 gEAA
%ms con medias globales de 37,42 gET %ms y 26,40 gEAA %ms.
Un resumen de los resultados de CPT (expresados en gEAC %ms) y CAO (expresados
en gET y gEAA en %ms) para todas las muestras analizadas se presenta en la tabla 5.2
(Datos disponibles en Anexo 2, Cuadros B1 y B2) mientras que en la figura 5.3 se visualizan
gráficos de medias con barras de error estándar para las tres variables respuesta estudiadas.
Del análisis de varianza de efectos simples realizado (Datos disponibles en Anexo B,
Cuadros B3 y B4) no surgen evidencias suficientes para afirmar que el origen y el tipo de
secado ejerzan un efecto significativo sobre el CPT y sobre la CAO. En cambio la época de
cosecha sí ejerce un efecto significativo tanto sobre el CPT como sobre la CAO. La media
global del CPT para todos los orígenes y tipos de secado fue de 22,06 gEAC %ms en el
inicio de zafra y de 21,10 gEAC %ms en el final de la zafra. La medias globales de la CAO
fueron de 39,74 gET %ms y 28,01 gEAA %ms en el inicio de la zafra y de 35,10 gET %ms
y 24,78 gEAA %ms en el final de la zafra. Los valores obtenidos permiten afirmar que el
CPT y la CAO de los extractos de yerba mate son mayores al inico de zafra que al final de la
misma. Esto podría atribuirse a las distintas condiciones climáticas (temperatura, humedad
ambiental, intensidad solar, etc.), a la fase de desarrollo de la planta (Silva y Rakocevic,
2010) y a otros factores no identificados que se dan al inicio y al final de la zafra y que
113
podrían afectar al contenido de polifenoles presentes en la planta de yerba mate, ya que
como se mencionó en el ítem 5.1.2 del presente capítulo el inicio de zafra se lleva a cabo al
en los meses de abril-mayo, y que el fin de la zafra se realiza al terminar el invierno (agosto-
septiembre). Según Rakocevic et al. (2011), las hojas de Ilex paraguariensis cultivadas en
yerbales crecen durante aproximadamente seis meses, llegando a los meses de marzo-abril
con edades foliares menores a cinco o seis meses. Uno de los factores no identificados podría
ser el grado de madurez de las hojas (o edad) ya que en abril-mayo el crecimiento foliar sería
entre intermedio y completo (es decir con hojas que completaron su crecimiento foliar y
otras que no) mientras que en septiembre la cosecha ya tendría una mayor proporción de
brotes nuevos. Este efecto de la época de mayor tasa de brotación fue observado sobre el
contenido de cafeína en muestras de yerba mate; durante meses de brotación (período de
mayor crecimiento vegetativo), el contenido de cafeína es relativamente bajo pero aumenta a
medida que la hoja madura (Da Croce, 2002).
Holovaty (2007) evaluó el CPT (Folin-Ciocalteu) y la CAO (reducción del radical
DPPH) de hojas y palos frescos, cosechados en dos épocas del año: noviembre de 2004 (mes
dentro del período de brotación con floración) y en septiembre de 2004 (mes dentro del
período de mayor madurez de las hojas), y reportó que no se encontraron diferencias en
ambas variables con la época de cosecha, tanto en las hojas como en los palos (p ≤ 0,05).
Bortoluzzi et al. (2006) reportaron un mayor contenido de compuestos fenólicos (ácido
clorogénico y ácido gálico) en muestras comerciales obtenidas en octubre (mes dentro del
período de mayor tasa de brotación) respecto de las obtenidas en abril (mes intermedio entre
los períodos de crecimiento foliar intermedio y completo) de 2004. Esta aparente
contradicción con los presentes resultados podría puede justificarse mencionando que otros
compuestos fenólicos presentes en los extractos de yerba mate, especialmente los ácidos
dicafeoilquínicos, contribuyen en la determinación del CPT. Estos autores cuantificaron
únicamente ácido clorogénico y ácido caféico, por cromatografía líquida (HPLC) en
extractos acuosos de yerba mate elaborada comercializada en la ciudad de Toledo, Brasil;
además, este último hecho hace que no se pueda confirmar la época de cosecha. Sin embargo
cabe mencionar que en Brasil, la yerba mate elaborada se comercializa sin ser sometida al
período de estacionamiento que se hace en Argentina.
114
No se hallaron evidencias de la existencia de interacciones dobles entre los factores
origen-época y entre los factores secado-época para el CPT de las muestras (Datos
disponibles en Anexo 2, Cuadro B5 y B6), por lo que la época de cosecha influye de igual
forma en el CPT de los extractos de la yerba mate de todos los orígenes y de todos los tipos
de secado.
No se hallaron evidencias de la existencia de interacción doble entre los factores
origen-época para la CAO de las muestras (Anexo 2, Cuadro B7); por lo tanto la época de
cosecha afecta a la CAO de las muestras de yerba mate independientemente del origen de las
mismas. En cambio se halló interacción significativa entre los factores época y secado para
la CAO (Anexo 2, Cuadro B8). Este resultado nos permite afirmar que los diferentes tipos de
secado inciden de distinta forma sobre la CAO según cual sea la fase de desarrollo en que se
encuentre la planta. Así, por ejemplo en el secado barbacuá no se detectaron variaciones
significativas en la CAO mientras que en los otros dos tipos de secado se halló variación
significativa de la CAO según las épocas de zafra, encontrándose valores mayores en el
inicio de la zafra, tanto para el secado en cinta como para el secado tubular (Anexo 2-Cuadro
B9). Este comportamiento podría deberse a la variación del tratamiento térmico realizado en
cada tipo de secado
115
Tabla 5.2. Valores medios ± error estándar de CPT y CAO en las muestras analizadas.
Muestra Origen Secado Época CPT CAO
ET EAA 300 Centro Cinta IZ 21,98±0,69 43,20±0,46 30,41±0,31 301 Centro Cinta IZ 23,28±0,17 42,73±3,37 30,09±2,34 302 Norte Cinta IZ 24,22±0,06 40,91±0,10 28,83±0,07 303 Norte Cinta IZ 22,74±0,18 36,84±1,95 25,98±1,35 304 Sur Tubular IZ 21,59±0,25 35,79±0,19 25,27±0,13 305 Centro Barbacuá IZ 19,73±0,08 37,22±1,39 26,26±0,97 306 Centro Tubular IZ 21,31±0,20 39,75±2,70 28,02±1,87 307 C-N Cinta IZ 22,79±0,02 44,31±1,22 31,19±0,85 308 Centro Tubular IZ 21,91±0,50 40,46±0,46 28,51±0,32 309 Norte Tubular IZ 23,20±0,20 39,1±0,25 27,64±0,12 310 C-N Tubular IZ 23,08±0,62 44,81±0,29 31,53±0,20 311 C-N Barbacuá IZ 22,55±1,53 37,62±0,69 26,54±0,48 312 Sur Cinta IZ 21,73±0,55 42,99±0,24 30,27±0,17 313 C-N Cinta IZ 21,77±0,41 37,84±2,34 26,69±1,63 314 Sur Barbacuá IZ 21,87±0,28 37,93±0,84 26,75±0,59 315 C-N Barbacuá IZ 21,65±0,24 35,94±0,05 25,37±0,04 316 Sur Cinta IZ 20,91±0,04 41,53±0,12 29,25±0,08 317 Centro Barbacuá IZ 21,28±1,25 38,46±0,54 27,12±0,38 318 Sur Barbacuá IZ 22,09±0,62 37,69±0,03 26,58±0,02 319 C-N Cinta FZ 21,90±0,51 33,54±0,88 23,69±0,61 320 Sur Cinta FZ 20,94±1,08 32,43±0,80 22,93±0,55 321 C-N Barbacuá FZ 20,12±0,57 34,70±1,10 24,50±0,77 322 Sur Barbacuá FZ 20,79±0,60 37,01±0,02 26,12±0,02 323 C-N Barbacuá FZ 20,08±1,53 37,26±0,59 26,29±0,41 324 C-N Cinta FZ 20,46±0,59 35,78±0,40 25,25±0,27 325 Centro Cinta FZ 20,43±0,20 35,20±0,98 24,85±0,68 326 Centro Cinta FZ 20,14±0,20 30,97±0,88 21,91±0,61 327 Norte Tubular FZ 20,50±0,80 39,70±0,61 27,98±0,42 328 Norte Cinta FZ 21,12±0,15 37,90±0,19 26,72±0,13 329 Norte Cinta FZ 20,92±0,10 31,22±1,97 22,08±1,37 330 Centro Barbacuá FZ 22,48±1,37 40,52±0,28 28,55±0,19 331 C-N Tubular FZ 23,82±0,20 37,01±0,51 26,11±0,35 332 Sur Tubular FZ 21,91±0,32 33,63±0,86 23,75±0,60 333 Centro Tubular FZ 21,49±0,05 34,18±2,35 24,15±1,63 334 C-N Cinta FZ 24,28±0,66 32,67±1,18 23,09±0,82 335 Centro Tubular FZ 20,10±0,71 30,98±0,08 21,23±0,06 336 sur Barbacuá FZ 21,51±0,96 37,83±0,62 26,67±0,43 337 centro Barbacuá FZ 19,65±0,43 35,41±0,41 24,99±0,28
CPT: Contenido de polifenoles totales (g EAC % ms); EAC: equivalentes a ácido clorogénico; ms: masa seca; CAO: Capacidad antioxidante (g ET %ms y g EAA %ms); ET: equivalente a Trolox; EAA: equivalente a ácido ascórbico. IZ: Inicio de zafra; FZ: Final de zafra. C-N: Centro-norte.Datos expresados como media ± error estándar.
116
Figura 5.3. Gráfico de medias y barras de error estándar .CPT: Contenido de polifenoles totales, en g EAC %ms; CAO: Capacidad antioxidante, en g ET %ms y
g EAA %ms (EAC: equivalentes a ácido clorogénico; ET: equivalente a Trolox; EAA: equivalente a ácido ascórbico; ms: masa seca; FZ: fin de zafra; IZ: inicio de zafra)
117
Tabla 5.3. Estadísticos descriptivos de las variables
Variable respuesta: CPT (gEAC %ms) Recuento Media Error estándar ORÍGEN Centro 12 21,69 0,426 Centro-Norte 11 21,28 0,404 Norte 6 22,17 0,534 Sur 9 21,42 0,304 SECADO Barbacuá 12 21,04 0,384 Cinta 16 21,61 0,309 Tubular 10 22,18 0,350 EPOCA FZ 19 21,10 0,298 IZ 19 22,06 0,250
Variable respuesta: CAO (gET %ms) Recuento Media Error estándar ORIGEN Centro 12 37,34 1,240 Centro-Norte 11 37,40 1,177 Norte 6 37,61 1,403 Sur 9 37,42 1,121 SECADO Barbacuá 12 37,29 0,434 Cinta 16 37,50 1,155 Tubular 10 37,44 1,333 EPOCA FZ 19 35,10 0,673 IZ 19 39,74 0,652
Variable respuesta: CAO (gEAA %ms) Recuento Media Error estándar ORIGEN Centro 12 26,34 0,862 Centro-Norte 11 26,38 0,819 Norte 6 26,54 0,979 Sur 9 26,40 0,780 SECADO Barbacuá 12 26,31 0,302 Cinta 16 26,45 0,803 Tubular 10 26,42 0,927 EPOCA FZ 19 24,78 0,468 IZ 19 28,01 0,453 CPT: Contenido de polifenoles totales (gEAC %ms); EAC: equivalentes a ácido clorogénico; ms: masa seca; CAO: Capacidad antioxidante (gET %ms y gEAA %ms); ET: equivalente a Trolox; EAA: equivalente a ácido ascórbico. IZ: Inicio de zafra; FZ: Final de zafra
118
5.4. CONCLUSIONES DEL CAPITULO
• No se encontró efecto del orígen ni del tipo de secado sobre el CPT de los extractos
de la yerba mate.
• El efecto de la época de cosecha influye sobre el contenido de polifenoles totales
(CPT) de los extractos de la yerba mate independientemente del origen y del tipo de secado
al que fuera sometida la hoja verde. El CPT para el inicio de zafra es 4,5 % mayor respecto
del valor para el final de zafra correspondiente al año 2009; esto podría deberse a la
distribución de edades foliares en el material cosechado.
• La época de cosecha (la cual guarda relación con la fase de desarrollo del cultivo)
afecta a la CAO de los extractos de yerba mate independientemente del origen de las
muestras.
• Los diferentes tipos de secado inciden de distinta forma sobre la CAO según se trate
del inicio o del final de la zafra. En el secado tipo barbacuá no se detectaron variaciones
significativas en la CAO mientras que en los otros dos tipos de secado (cinta y tubular) se
halló variación significativa de la CAO según las épocas de zafra, encontrándose valores
mayores en el inicio de la zafra, tanto para el secado en cinta como para el secado tubular.
• EL CPT varió entre 19,21 y 24,28 gEAC %ms con un valor medio de 21,58 gEAC %
ms.
• La CAO varió entre 21,23 y 31,53 gEAA %ms (29,99 y 44,8 gET %ms) con valor
medio de 26,40 gEAA %ms (o 37,42 gET %ms).
• Los resultados encontrados demostraron que si se quiere obtener extractos de yerba
mate con altos CPT y CAO se debe trabajar con materia prima cosechada al inicio de zafra.
119
CAPITULO 6
“Optimización de la extracción”
120
6.1. INTRODUCCIÓN
6.1.1. Extracción de compuestos fenólicos
Existen numerosos trabajos publicados que comprueban que ciertos factores como la
temperatura de extracción (Wettasinghe y Shahidi, 1999), la polaridad del solvente
(Turkmen y Sari, 2006), y la relación sólido/solvente (Cacace y Mazza, 2003) pueden influir
en forma directa sobre la extracción de polifenoles. Por citar ejemplos para la extracción de
polifenoles, soluciones extractivas de metanol absoluto (en té; Yao et al., 2006) y de acetona
al 50 % (en trigo; Zhou y Yu, 2004) resultaron ser más efectivas que el agua. En cambio
Khokhar y Magnusdotti´r (2002) encontraron al agua como el mejor solvente para extraer
catequinas de té, en comparación con metanol al 80 % y etanol al 70 %. Hayouni et al.
(2007) reportaron que tanto agua como diferentes solventes usados en forma individual o en
mezclas tales como acetona/agua/ácido acético (90/9,5/0,5) y acetato de etilo/metanol/agua
(60/30/10) afectaban significativamente el CPT de extractos frutales de Quercus coccifera
L. y Juniperus phoenicea L. Yu et al. (2005) reportaron que para la extracción de
compuestos fenólicos totales a partir de la piel de maní, tanto soluciones metanólicas como
etanólicas al 80 % resultan más efectivas que el agua.
Hay evidencias de la efectividad del etanol en la extracción de polifenoles a partir de
varios tejidos vegetales: granos de soja (Jokić et al., 2010), té negro y verde (Astill et al.,
2001), salvia (Durling et al., 2007), semillas de uvas (Shi et al., 2003; Yilmaz y Toledo,
2006) y arándanos (Dragović-Uzelac et al., 2010). Spigno et al. (2007) encontraron que a
mayores proporciones de agua en soluciones extractivas etanol:agua (concentraciones de
etanol inferiores al 50 %) se reduce la extracción de polifenoles a partir de uvas. Rostango et
al. (2004) encontraron que es necesario el agregado de cierta cantidad de agua (30-40 %) en
la solución extractiva para aumentar la extracción de compuestos fenólicos a partir de granos
de soja (ricos en isoflavonas); mientras que si el contenido de agua es mayor al 60 % la
eficiencia de extracción de los mismos compuestos se ve reducida.
Es sabido que la reducción del tamaño de partículas contribuye a mejorar la velocidad
y la eficiencia de extracción de cualquier compuesto bioactivo. Dos formas de lograrlo son
mediante la molienda (reducción a escala macromolecular) y el agregado de enzimas
(reducción a escala micromolecular). Varios estudios reportaron un incremento en la
eficiencia de extracción de polifenoles por el agregado de pectinas (Furhman et al., 2001;
121
Landbo y Meyer, 2001); sin embargo este incremento no siempre fue traducido en un
aumento de la capacidad antioxidante.
6.1.2. Extracción de polifenoles a partir de yerba mate
En referencia a la extracción de polifenoles a partir de yerba mate, se han empleado
varios solventes: agua (Dudonné et al., 2009; Markowicz Bastos et al., 2006; Schinella et al.,
2000; Turkmen y Sari, 2006), acetona, metanol y etanol en diferentes soluciones
hidroalcohólicas (Pineda Rivelli et al., 2007; Turkmen y Sari, 2006). Sin embargo la
literatura sobre la evaluación de diferentes sistemas de extracción de polifenoles a partir de
yerba mate es muy escasa.
Hasta la fecha únicamente en dos trabajos se comparó el CPT a partir de diferentes
soluciones extractivas (Pagliosa et al., 2010; Turkmen y Sari, 2006).
Turkmen y Sari (2006) analizaron el efecto de diferentes soluciones extractivas a
temperatura ambiente (agua y acetona, metanol, etanol en concentraciones 50 %, 80 % y 100
%) sobre el CPT y la CAO a partir de té negro y yerba mate. Todos los extractos preparados
con 50 % de solvente mostraron los niveles de CPT más altos, seguidos por aquellos con 80
y 100 %. Los contenidos más bajos se obtuvieron con acetona y etanol al 100 %,
concluyéndose que con incrementos en la polaridad de la solución extractiva (reduciendo la
proporción de alcohol o acetona) utilizada se logran mayores valores de CPT. En la tabla 6.1
se presenta un resumen parcial de los resultados obtenidos en dicho trabajo.
Pagliosa et al. (2010) compararon los contenidos de metilxantinas y compuestos
fenólicos además de la capacidad antioxidante de hojas y cortezas de ramas (diámetro mayor
a 10 mm; descartadas como residuo durante la cosecha) de yerba mate cosechadas (Brasil,
agosto de 2007) a partir de 30 árboles maduros (más de 20 años) usando dos soluciones
extractivas a 85 ± 1 °C: metanol/agua (80/20 v/v) y agua destilada. Los extractos acuosos de
las cortezas presentaron menores CPT que los metanólicos (12,5 y 17,5 g equivalentes a
ácido gálico (gEAG) en 100 g de muestra seca (%ms), respectivamente; p ≤ 0,05), mientras
que en el caso de los extractos de hojas, la relación se invirtió (7,01 y 5,21 gEAG %ms,
respectivamente; p ≤ 0,05); sugiriendo que la solubilidad de los compuestos fenólicos
presentes en ambos materiales vegetales es diferente.
122
Tabla 6.1 Efecto de diferentes solventes sobre el contenido de polifenoles totales y la capacidad antioxidante
Solvente CPT
(mg EAG / g ms)
CAO (%)
Agua 64,2 ± 1,36 61,2 ± 0,89
Acetona
50% 120,4 ± 1,49 93,7 ± 0,18
80 % 113,4 ± 1,00 94,2 ± 0,30
100% 2,6 ± 0,44 Nd
Etanol
50% 106,1 ± 3,24 94,3 ± 0,53
80 % 83,5 ± 2,66 78,7 ± 1,13
100% 4,8 ± 0,06 4,7 ± 0,75
Metanol
50% 96,6 ± 2,63 89,6 ± 0,17
80 % 85,6 ± 1,60 82,0 ± 1,20
100% 35,5 ± 0,36 40,0 ± 1,73
Datos expresados como media ± desvío estándar de tres experiencias. nd = no detectado. EAG: equivalentes a ácido gálico; ms: masa seca. Adaptado de Turkmen y Sari (2006)
6.1.3. Objetivos y justificación
El objetivo del presente trabajo fue evaluar diferentes mezclas etanol-agua y
diferentes relaciones líquido/sólido para maximizar la extracción de polifenoles totales
(CPT) a partir de yerba mate. Para ello se usaron diferentes proporciones de etanol/agua; la
elección de ambos solventes (etanol y agua) para los diferentes ensayos se basó en las
conclusiones de Pagliosa et al. (2010) y de Turkmen y Sari (2006). En principio la
extracción acuosa presentaría la desventaja competitiva de ser inadecuada para la extracción
123
de compuestos antioxidantes de baja polaridad o liposolubles; sin embargo estos compuestos
no representan grupos importantes entre los compuestos antioxidantes de la yerba mate. Por
otro lado, la elección de etanol en lugar de acetona se respaldó en que este alcohol es un bio-
solvente generado a partir de fermentación de azúcares o almidones, con posibilidades de ser
reciclado, constituyendo un elemento básico para el desarrollo de procesos sustentables.
También se consideró el uso potencial en alimentos y nutracéuticos de los extractos en polvo
de yerba mate.
Un segundo objetivo fue comparar los valores de CPT extraíbles al emplear ambos
solventes puros (agua y etanol) en sus puntos de ebullición normales y con metanol, dado
que éste último es el solvente usado en la normativa ISO referente a extracción de
polifenoles en té.
6.2. MATERIALES Y METODOS
6.2.1. Materia prima
Se utilizó un lote de yerba mate canchada obtenido en un establecimiento industrial en
Apóstoles, Argentina.
Cada fracción (hojas y palos) fue manualmente separada y molida (malla de 1 mm). Se
utilizó la fracción de hoja molida retenida en un tamiz de 40 mesh. La fracción de palos
retenida en un tamiz de 40 mesh se utilizó únicamente durante la comparación del CPT de
cada fracción.
6.2.2. Reactivos
Para las extracciones se utilizó etanol (Bioalcohol, Argentina; 96°) y metanol (Merck,
Argentina; grado HPLC).
Para la determinación de polifenoles totales y de capacidad antioxidante se utilizaron
los reactivos mencionados en el ítem 5.2.3.
Para la determinación de cafeína se utilizaron los siguientes reactivos: cafeína (Sigma
Ultra, Argentina; 99 % de pureza-catálogo C8960) y metanol (Merck, Argentina; grado
HPLC).
124
6.2.3. Equipos
Las determinaciones de cromatografía HPLC se realizaron utilizando un detector
espectrofotométrico UV-Vis (Waters, modelo 481). El baño termostatizado usado fue un
Dubnoff Metabolic Shaking Incubator (GCA Corporation; Precision Scientic Group; USA).
Los demás equipos utilizados en el presente trabajo se detallan en el ítem 4.2.1.3.
6.2.4. Determinación de humedad
El contenido de humedad se determinó acorde a la metodología descripta en el ítem
4.2.1.4.
6.2.5. Preparación del material de vidrio
El material de vidrio se preparó acorde al protocolo descripto en el ítem 4.2.1.5.
6.2.6. Preparación de soluciones y patrones
La solución del reactivo de Folin-Ciocalteau diluido, la solución de carbonato de
sodio, las soluciones estándar de los ácidos clorogénico y sus respectivas diluciones para las
curvas de calibración se prepararon acordes al ítem 4.2.1.6.
La solución stock del radical DPPH°, la solución de DPPH de trabajo, las soluciones
estándar de ácido ascórbico y Trolox y sus respectivas diluciones se prepararon acordes al
ítem 4.2.2.6.
6.2.7. Planeamiento factorial y análisis de datos
La extracción se optimizó siguiendo un diseño de superficie de respuesta incompleto
de dos factores con cuatro repeticiones en el punto central, constituido por 12 ensayos por
duplicado, ejecutados en orden aleatorio. Las variables respuesta fueron: contenido de
polifenoles totales (CPT), contenido de cafeína (CC), capacidad antioxidante (CAO) y
concentración de polifenoles totales (CoPT) (Tabla 6.2).
Las variables de diseño fueron i-la relación líquido/sólido (X1, g líquido/g sólido seco),
en el rango 5-11 g líquido/g sólido seco y ii- la concentración de etanol (X2, % p/p so/sn) en
el rango 15-85 % p/p so/sn. Los valores codificados de las variables de diseño fueron
125
determinados como xi=(Xi-X io)/∆xi, donde xi es el valor codificado de la i-esima variable, Xi
es el valor real de la i-ésima variable y Xio es el valor real de la i-ésima variable en el punto
central y ∆xi fue el factor de incremento. Los factores de incremento (∆x1 = 2 g líquido / g
sólido seco; ∆x2 = 25 g etanol / 100 g de líquido) se estimaron en base al trabajo de
Sambiasi et al. (2002). Los valores reales seleccionados para las dos variables en el punto
central fueron X10 = 8 g líquido / g sólido seco y X20 = 50 g etanol / 100 g de líquido;
(entiéndase como líquido a la suma de las masas de etanol y agua).
Tabla 6.2 Listado de abreviaciones empleadas en el presente capítulo
Abreviación Variable Unidades Técnica analítica CPT Contenido de
polifenoles totales g equivalentes de ácido clorogénico / 100 g de sólido seco (% ms)
Punto 6.2.10
CoPT Concentración de polifenoles totales
g equivalentes a ácido clorogénico / 100 mL de extracto
Punto 6.2.10
CC Contenido de cafeína g de cafeína / 100 g de sólido seco (% ms)
Punto 6.2.12
CAO-EAA Capacidad antioxidante
g equivalentes a ácido ascórbico / 100 g de sólido seco (EAA % ms)
Punto 6.2.11
CAO-ET Capacidad antioxidante
g equivalentes a Trolox / 100 g de sólido seco (ET % ms)
Punto 6.2.11
Se eligió 60 °C como temperatura para la extracción acuosa y para las extracciones
correspondientes al diseño experimental debido a que la misma es una temperatura
relativamente alejada de los puntos de ebullición normales de ambos solventes puros (agua y
etanol); su empleo aseguraría la no ebullición de las mezclas.
En la tabla 6.3 se presenta el diseño factorial utilizado para la optimización y las demás
extracciones utilizadas a lo largo del trabajo.
El ajuste a los datos experimentales se realizó por regresión no lineal con un polinomio
de segundo orden con interacción (Ec. 6.1), usando el método de Marquardt. En la ecuación
6.1, Y representa la respuesta predicha, a0, a1, a2, a11, a22 y a12 son los coeficientes estimados
y X1 y X2 son las variables independientes no codificadas.
Y = a0+a1*X 1+a2*X 2+a11*X 12+a22*X 2
2+a12*X 1*X 2 6.1
126
Para evaluar el ajuste de los modelos de superficie de respuesta se empleó como
criterio al Error Promedio Porcentual (EMP) y al coeficiente de determinación (R2). El EMP
se calculó con la ecuación 6.2, donde N representa el número de datos experimentales. El
objetivo de los puntos centrales fue estimar el error puro y la curvatura.
∑−
=exp
exp100 EMP
Y
YY
N
pred 6.2
6.2.8. Extracciones adicionales
Adicionalmente a las extracciones correspondientes al diseño experimental, se ensayaron
cinco extracciones adicionales:
• Extracción “control” (sistema extractivo 1): Se realizó por considerarla la extracción
control.
• Extracción acuosa (sistema extractivo 2): Su elección se basó en la hipótesis inicial:
“el empleo de agua a 60°C constituiría el sistema extractivo menos eficiente”.
• Extracción adicional (sistema extractivo 12): Se ensayó para evaluar algún indicio
del efecto de la temperatura de extracción sobre el CPT.
• Extracción adicional (sistema extractivo 13): Se ensayó para verificar la predicción
de los modelos en base a la superposición de máximos.
• Extracción adicional (sistema extractivo 14): Se ensayó para verificar que el empleo
de etanol comercial (96°) efectivamente reduce la extracción de polifenoles.
6.2.9. Obtención de los extractos y diluciones
Para la comparación del CPT de las fracciones hoja y palo, los extractos de cada
fracción fueron obtenidos según la metodología descripta en el ítem 4.2.1.7. Las extracciones
se realizaron por duplicado. La muestra (0,2 ± 0,001 g) se mezcló con metanol (5 mL, 70 %
v/v, 70 °C) en un tubo usando un agitador de tubos (10 min). Luego se enfrió a temperatura
ambiente y se centrifugó (10 min, 1800 rpm); el sobrenadante se recolectó. El paso de
127
extracción se repitió una vez más. Los sobrenadantes se combinaron y se ajustó el volumen
(10 mL, metanol, 70 % v/v, 25°C). El extracto se diluyó en proporción volumétrica 1:100
(extracto:agua) (ISO 14502-1, 2004).
El sistema extractivo 1 considerado como el método de extracción “total”, consistió en
la extracción metanolica descripta en el párrafo anterior y empleando unicamente la fracción
de hojas.
Para la determinación del tiempo de extracción, se mezcló la muestra (fracción hojas,
30 ± 0,001 g ms) con agua (240 ± 1 g, 60 ± 2 °C) en un erlenmeyer (500 mL) y se mantuvo
en un baño (60 ± 1 °C; 10, 20, 30, 50, 60 y 120 min; 200 rpm). Luego el sobrenadante se
filtró (diámetro de poro: 1 mm) y se registró el volumen recolectado (agua; sistema 2; ver
Tabla 6.3). El sistema extractivo utilizado para la selección del tiempo de extracción se basó
en la hipótesis inicial: “el empleo de agua a 60°C constituiría el sistema extractivo menos
eficiente”.
Los extractos de yerba mate para el diseño experimental se prepararon por duplicado
acorde al sistema 2 pero reemplazando el agua por cierta cantidad de solución extractiva
(agua y etanol al 96°; acorde al diseño experimental) durante 30 min (sistemas 3 al 11; ver
Tabla 6.3).
Adicionalmente se probaron por duplicado tres sistemas extractivos: sistema 12 (idem
al sistema 2 pero a 95 ± 2 °C), sistema 13 (idem al sistema 10 pero con etanol al 40 %) y
sistema 14 (idem al sistema 10 pero con etanol al 96 %). Los sobrenadantes fueron unidos y
filtrados (diámetro de poro: 1 mm), se registró el volumen recolectado y se almacenaron a -
21 °C.
Antes de las determinaciones analíticas, los extractos fueron centrifugados (5 min) y
diluidos (1:5, 1:8 o 1:9 y luego 1:100 para determinar CPT y 1:50-1:200 para determinar
CAO y CC).
128
Tabla 6.3. Diseño de las extracciones empleadas con X1: relación líquido a sólido (g líquido/g sólido seco) y X2: concentración de etanol (% p/p).
Sistema extractivo
N° Sistema
extractivo
Variables independientes TemperaturaTiempo
Valores codificados
Valores reales
x1 x2 X1 X2 (°C) (min)
Control 1 - - * ** 70±1 10-10
Acuoso 2 - - 8 0 60±1 30
De diseño
3 -1 -1 6 25 60±1 30
4 -1 1 6 75 60±1 30
5 1 -1 10 25 60±1 30
6 1 1 10 75 60±1 30
7 1,41 0 10,82 50 60±1 30
8 -1,41 0 5,18 50 60±1 30
9 0 1,41 8 85,25 60±1 30
10 0 -1,41 8 14,75 60±1 30
11 0 0 8 50 60±1 30
Adicionales
12 - - 8 0 95±2 30
13 - - 8 40 60±1 30
14 - - 8 96 60±1 30
*X 1: 50 g líquido / g sólido; **X2: 70% v/v metanol / agua
6.2.10. Modelado de la extracción acuosa
Los modelos matemáticos para describir la curva de extracción acuosa (contenido de
polifenoles totales vs. tiempo) fueron tres: modelo de Peleg (1988) (Ec. 6.3), modelo
logarítmico (Ec. 6.4) y modelo propuesto por Pilosof et al. (1985) (Ec. 6.5).
CPT�t�=t
K1+ t*K2 6.3
CPT �t�=a* log�t�+b 6.4
CPT�t� =9∗;
<; 6.5
En la ecuación 6.3, CPT(t) es el contenido de polifenoles totales al tiempo t (expresado
en %ms); t es el tiempo de extracción (en minutos), K1 constante de velocidad de Peleg (en
129
min * %ms / g) y K2 constante de Peleg de capacidad en (100 g ms / g). La constante K1 se
relaciona con la velocidad de extracción (vo) a tiempo inicial (t=t0) (Ec. 6.6). La constante
K2 se relaciona con el máximo CPT en el equilibrio, (Ec. 6.7) esto es CPTe cuando t→∞.
vo=1
K1 6.6
CPT�t→ ∞� = CPTe =
@
A. 6.7
En la ecuación 6.4, a y b son las constantes del modelo logarítmico, CPT(t) en el
contenido de polifenoles totales al tiempo t, expresadas en g %ms y t es el tiempo de
extracción en minutos.
En la ecuación 6.5, a representa el máximo CPT alcanzado expresado en %ms y b el
tiempo necesario para lograr un CPT igual a la mitad del CPT máximo expresado en
minutos.
6.2.11. Determinación del contenido de polifenoles totales
El CPT se determinó acorde a la metodología descripta en el ítem 4.2.1.8. El CPT se
expresó como g equivalentes a ácido clorogénico (gEAC) en 100 g muestra seca (%ms) a
partir de la curva de calibración.
6.2.12. Determinación de la capacidad antioxidante
La CAO se determinó acorde a la metodología descripta en el ítem 5.2.10.
La concentración del radical DPPH en el medio a cualquier tiempo y la capacidad
antioxidante calculada como el porcentaje de radical de DPPH remanente (% R) fueron
calculados según lo descripto en el ítem 4.2.2.11.
La capacidad antioxidante se expresó en g equivalentes a ácido ascórbico (EAA) y g
equivalentes a Trolox (ET) en 100 g muestra seca (EAA %ms y ET %ms) a partir de las
curvas de calibración detalladas en el apartado 4.3.2.
6.2.13. Determinación del contenido de cafeína
El contenido de cafeína (CC) se determinó por duplicado por cromatografía líquida de
alta resolución (HPLC) (IRAM 20512, 2003) y se expresó como g de cafeína/100 g ms
130
(%ms). Se usó una columna C18 (Ultrasphere; 250 mm × 4.6 mm., Beckman. USA) con un
diámetro de partícula de 5 µm, una fase móvil de metanol:agua (30:70 v/v), con un caudal de
1,1 mL / min y a 280 nm usando un detector espectrofotométrico UV-Vis. Como patrón de
referencia se utilizó cafeína.
6.2.14. Análisis estadístico
Los datos experimentales obtenidos se expresaron como media ± error estándar (ee).
Los análisis empleados fueron: análisis de regresión múltiple no lineal (p ≤ 0,05), análisis de
correlación (Pearson) y prueba t (Student), usando Statgraphics Centurion XVI Académico.
6.3. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
6.3.1. Experiencias preliminares y modelado de la extracción acuosa
Para la selección de la materia prima se comparó el CPT de las fracciones de hojas y
palos de yerba mate canchada (seca, molido grueso) extraíble empleando el sistema
extractivo 1; se encontró que el CPT de los palos es 36% menor al de las hojas (14,1 ± 1,24 y
22,2 ± 0,14 %ms respectivamente; p ≤ 0,012). Los datos están disponibles en el Anexo 3-
Cuadros C1 y C2 para el sistema extractivo 1). Por esta razón se eligió la fracción hojas
como materia prima para las extracciones. Hollovaty (2007) reportó CPT de 6,6 y 17,3 %ms,
para las fracciones de palos y hojas de yerba elaborada respectivamente. Estas diferencias
entre grupos de investigación pueden atribuirse a la falta de estandarización en la extracción
y la determinación del CPT y a diferencias en el material utilizado.
La diferencia en el CPT de las hojas y de los palos podría deberse a la distinta
composición y función de los tejidos en estos materiales. Mientras que en las hojas se
realizan muchas funciones metabólicas, el tallo sirve fundamentalmente para la circulación y
transporte de los metabolitos. En las hojas, el ácido clorogénico, uno de los componentes
mayoritarios de los compuestos fenólicos en la yerba mate, participa del ciclo de Calvin de la
fotosíntesis; en cambio en los tallos prácticamente no hay cloroplastos, siendo escasa la
fotosíntesis. Se demostró con isótopos radiactivos que los ácidos clorogénicos en su mayoría
se incorporan como lignina a las hojas de papas (Taylor y Zucker, 1996).
Los compuestos fenólicos se originan principalmente a partir de carbohidratos simples
(fotosintatos), a través de la vía del ácido siquímico que genera fenilalanina (y tirosina) que
131
es transformada a ácido cinámico mediante la enzima fenilalanina liasa. Ante estímulos
externos, como ataques por insectos o por hongos, se incrementa la concentración de dicha
enzima y aumenta el contenido de compuestos fenólicos, que funcionarían como metabolitos
de defensa vegetal. Los más simples actuarían como fitotóxicos o inhibiendo el crecimiento
de otras plantas competidoras en la vecindad. Los más complejos estarían representados por
los polímeros ligninas, que unidos covalentemente a la celulosa y otros polisacáridos,
aumentarían la indigestibilidad para los herbívoros; la lignificación en los vegetales bloquea
el crecimiento de patógenos y es la respuesta frecuente a la infección (Taitz y Zieger, 1991).
El CPT de las hojas usando el sistema 1 fue considerado como el valor máximo
posible de CPT y dicha extracción se consideró como extracción control para las sucesivas
extracciones.
La curva de extracción acuosa de polifenoles totales correspondiente a los datos de la
Tabla 6.4 (CPT vs. Tiempo; Fig. 6.1) muestra un aumento de la eficiencia de extracción con
el tiempo. A partir de dichos datos se observa una velocidad de extracción inicial alta,
seguida de la velocidad de extracción menor que se aproxima asintóticamente al CPT de
equilibrio. Mas precisamente, durante los primeros 10 min se logró una extracción cercana
al 69 % del CPT de equilibrio, logrando a los 20 min una extracción cercana al 82 % del
CPT de equilibrio, bajo las condiciones dadas. El equilibrio de extracción acuosa de
polifenoles totales se alcanzaría a partir de los 30 minutos, con un valor experimental de
equilibrio de 11,3 ± 0,18 %ms (sistema 2). En la tabla 6.4 se presentan los valores medios
del CPT obtenidos a partir de diferentes tiempos de extracción (datos disponibles en Anexo
3- Cuadro C3).
En la figura 6.1 se muestra la curva de extracción basada en los valores experimentales
y los predichos por los modelos de Peleg y Pilosof. En la tabla 6.5 se presentan los valores
para las constantes de los modelos matemáticos, los coeficientes de determinación y la raíz
media de la desviación al cuadrado (RMSD) aplicados a la extracción acuosa (análisis
estadístico disponible en anexo C-Cuadro C4). En el caso de los modelos de Peleg y Pilosof,
los R2 fueron altos y las raíces medias de la desviación al cuadrado estuvieron en el rango
0,45 a 0,51, lo cual implica una buena concordancia entre los valores experimentales y los
valores predichos por ambos modelos. En realidad ambos modelos, son algebraicamente
idénticos, con K1= a*b-1 y K2=a-1.
Tabla 6.4 Contenidextracción emple
Tie
Valodos
Figura 6.1. Comparacde extracción (sistema extra
Una razón más por las q
compuestos polifenólicos es
presentes en el medio acuoso
nido de polifenoles totales obtenido a diferenpleando el sistema extractivo 2 (extracción a
Tiempo (s) CPT (%ms)
0 0 ± 0
10 8,17 ± 0,01
20 9,77 ± 0,03
30 11,39 ± 0,02
50 10,46 ± 0,04
60 11,31 ± 0,18
120 11,32 ± 0,16
alores corresponden a media ± DE de os muestras analizadas por duplicado.
ración de datos experimentales de CPT en futractivo 2) y datos obtenidos mediante el ajus
de Pilosof y de Peleg
as que las extracciones acuosas serían poco efic
es debido a la actividad de las enzimas
oso, las cuales en medios hidroalcohólicos per
132
entes tiempos de acuosa)
función del tiempo juste de los modelos
ficientes para extraer
polifenol-oxidasas
permanecen inactivas
133
(Lapornik et al., 2005); aunque al tratarse de yerba mate canchada la misma ha sido sometida
al proceso de zapecado el cual inactiva enzimas (Capítulo 2).
En un principio y en base a la bibliografía específica analizada, la extracción acuosa a
temperatura inferior a la temperatura de ebullición fue considerada como la extracción
potencialmente más ineficiente; de allí que se eligió 30 min como tiempo de extracción para
las extracciones del diseño experimental.
Tabla 6.5 Constantes de los modelos matemáticos, coeficientes de determinación y raíces medias de las desviaciones al cuadrado (RMSD) correspondientes a la extracción
acuosa de polifenoles totales
Modelo Constantes Coeficiente de
determinación
(R2; en %)
Raíz media de la
desviación al
cuadrado
(RMSD)
Peleg K1 =0,3518 (min*100 g ms/g)
K2 = (0,0837 100 g ms/g)
98,72 0,510
Logarítmico a=1,208
b=6,079 (g EAC/100 g ms)
69,74 2,449
Pilosof a=11,93 (g EAC/100 g ms)
b= 4,2 min
98,72 0,455
.
6.3.2. Análisis de correlación
En la tabla 6.6 se presenta el análisis de correlación con datos del coeficiente de
Pearson en el área triangular inferior a la diagonal de 1 y los correspondientes datos de
probabilidad en el área triangular superior a la diagonal de 1, para las variables: CPT, CAO-
EAA, CAO-ET y CC empleando extractos correspondientes a los sistemas extractivos 3 al
11 (el correspondiente análisis estadístico se halla disponible en el Anexo 3-Cuadro C10 y
134
C11). Existe una fuerte asociación lineal directa entre CPT y cualquiera de las formas de
expresar CAO, como puede apreciarse en la figura 6.2, mientras que la asociación del CPT
con el CC es una asociación lineal directa débil. No se encontró relación lineal entre CAO y
CC.
La diferencia en el CPT entre ambas fracciones (hojas y palos) y por otro lado la alta
correlación entre estos y su CAO, indican que los aportes de polifenoles totales en la yerba
mate elaborada estarán determinados fundamentalmente por la proporción hojas:palos que
contenga el producto comercial. Esta proporción normalmente es del 80:20 hojas:palos. Por
lo tanto, las yerbas elaboradas sin palo (despaladas) presentarían amplias ventajas respecto
del producto elaborado con palo, desde el punto de vista de sus propiedades antioxidantes.
Tabla 6.6 Análisis de correlación (coeficiente/probabilidad)
CPT CAO-EAA CAO-ET CC CPT 1 <10-4 <10-4 0,03 CAO-EAA 0,92 1 <10-4 0,12 CAO-ET 0,92 1 1 0,12 CC 0,45 0,32 0,32 1
Figura 6.2. Análisis de regresión entre el contenido de polifenoles totales y la
capacidad antioxidante de los extractos de yerba mate elaborada frente al radical DPPH
6.3.3. Análisis de superficies de respuesta
La metodología de superficies de respuesta es un conjunto de técnicas matemáticas y
estadísticas utilizadas para modelar y analizar casos en los que la variable de interés es
influenciada por otras. El objetivo es siempre optimizar la variable de interés y el modo de
lograrlo es determinar las condiciones óptimas de operación del sistema.
135
Dada la cantidad de datos experimentales correspondientes al diseño experimental, en
el presente capítulo se presentan únicamente los datos resumidos expresados como media ±
ee; sin embargo los datos se encuentran disponibles en el Anexo 3-Cuadros C5 al C10.
El diseño factorial y un resumen de los resultados se muestran en la tabla 6.7 (análisis
estadístico disponible en Anexo 3-Cuadro C12), mientras que en la tabla 6.8 se presentan
los coeficientes de regresión y los criterios para evaluar el ajuste de las superficies de
respuesta (Análisis disponible en Anexo 3-Cuadro C12). De las cuatro variables medidas
(CoPT, CPT, CAO y CC), ajustaron adecuadamente únicamente las variables CPT y CAO
con coeficientes de determinación mayores a 90% y con EMP menores a 5; mientras que el
ajuste de los modelos para CoPT y CC fue deficiente (R2 < 80 % a EMP > 5). En los
cuatro modelos, los coeficientes de los términos independientes y lineales (a0, a1 y a2) fueron
los más relevantes en comparación al resto de los coeficientes; siendo los valores de a0 todos
negativos y de a1 y a2 todos positivos, mientras que los coeficientes de los términos
cuadráticos fueron todos negativos.
Los gráficos de superficies de respuesta muestran el valor de la variable predicha en
función de las variables independientes seleccionadas en el modelo polinomial. En el caso de
las superficies de respuestas presentadas en el presente capítulo, éstas incluyen los valores
experimentales que dieron origen a los modelos elegidos (mostrados como puntos negros).
Los gráficos de contorno facilitan la visualización de la forma de la superficie de
respuesta; en este gráfico, las curvas de los valores iguales de respuesta se grafican en un
plano donde los ejes coordenados representan los niveles de los factores. Cada curva
representa un valor específico de la altura de la superficie, es decir un valor especifico de la
respuesta estimada.
136
Tabla 6.7. Diseño de las superficies de respuesta y resumen de los valores experimentales para la extracción etanólica con X1: relación líquido a sólido (g líquido / g sólido seco) y X2: concentración de etanol (% p/p).
Sistema
extractivo
Variables independientes Respuestas
X1 (x1)
X2(x2)
CoPT
CPT
CC
CAO-ET
CAO-EAA
3 6(-1) 25(-1) 37,9±2,10 a,c 11,0±0,00a 0,34±0,02a,b 18,6±0,07a,d 13,2±0,05a,b
4 6(-1) 75(1) 41,5±2,04 b,c 8,2±0,15d 0,35±0,01a,b,c 14,1±0,35e 10±0,26e
5 10(1) 25(-1) 34,8±0,06 a,d 13,4±0,40b 0,45±0,02e 21,8±1,49b,c 15,5±1,04c,d
6 10(1) 75(1) 23,5±1,27f 9,7±0,60c 0,37±0,01d,e 14,3±1,12e 10,1±0,79e
7 10,82(1,41) 50(0) 29,0±1,00e 12,8±0,20b 0,43±0,01b,c,d 23,1±0,46b 16,4±0,35d
8 5,18(-1,41) 50(0) 31,7±1,19 d,e 9,6±0,00c 0,29±0,01a 17,2±1,01d 12,2±0,7a
9 8(0) 85,25(1,41) 21,6±0,73f 7,0±0,15d 0,41±0,01c,d,e 12,8±0,01e 9,1±0,01e
10 8(0) 14,75(-1,41) 36,2±1,27a,d 10,0±0,25a,c 0,35±0,01a,b,c 21±1,76a,c 14,9±1,23 b,c
11 8(0) 50(0) 42,96±0,89b 12,7±0,27b 0,42±0,01d,e 22,2±0,45b 15,7±0,32d
Los datos se expresan como media ± ee. Valores de una misma columna que poseen letras diferentes son significativamente diferentes a p ≤ 0,012. CoPT: concentración de polifenoles totales (g EAC / mL); CPT: contenido de polifenoles totales (EAC %ms); CC: contenido de cafeína (%ms); CAO: capacidad antioxidante (EAA %ms y ET %ms); EAC: equivalente a ácido clorogénico; EAA: equivalente a ácido ascórbico; ET: equivalente a Trolox.
137
Tabla 6.8. Coeficientes de regresión de los términos significativos y criterios de
ajuste (variables independientes no codificadas)
CAO
Coeficiente CoPT (%)
CPT CC ET EAA
a0 -72,54 -7,90 -0,40 -17,98 -12,63
Lineal
a1 22,62 3,14 0,16 6,77 4,79
a2 1,39 0,29 0,004 0,52 0,36
Cuadrático
a11 -1,28 -0,15 -0,008 -0,33 -0,23
a22 -0,01 -0,00 -0,00 -0,00 -0,00
Cruzado
a12 -0,075 -0,00 0,00 -0,015 -0,01
R2 (%) 79,5 91,5 64,2 89,9 90,3
EMP 8,09 4,45 5,89 4,88 4,81
R2: coeficiente de determinación; EMP: error medio porcentual; CoPT: concentración de polifenoles totales (g EAC / mL); CPT: contenido de polifenoles totales (%ms); CC: contenido de cafeína (%ms); CAO: capacidad antioxidante (EAA %ms y ET %ms); EAC: equivalente a ácido clorogénico; EAA: equivalente a ácido ascórbico; ET: equivalente a Trolox; ms: muestra seca.
En la figura 6.3 se presentan los gráficos de superficies de respuesta y de contorno
para CoPT. En estas superficies de respuestas se observa que la curvatura de las isolineas X1
es mayor que la curvatura de las isolíneas X2 y además, se puede preveer que la CoPT será
baja cuando X1 y X2 sean ambos altos o ambos bajos. El valor de CoPT del punto central
experimental es 42,9 g EAC / mL; el cual coincidiría con la zona de máxima extracción
predicha por el modelo.
138
En la figura 6.4 se presentan los gráficos de superficies de respuesta y de contorno
para CPT (%ms).
Figura 6.3. Superficies de respuesta y gráfico de contornos para Concentración de polifenoles totales, con X1: relación líquido a sólido (g líquido / g sólido seco) y X2:
concentración de etanol (% p/p).
Figura 6.4. Superficies de respuesta y gráfico de contornos para Contenido de polifenoles totales, con X1: relación líquido a sólido (g líquido / g sólido seco) y X2:
concentración de etanol (% p/p).
139
En la figura 6.5 se presentan los gráficos de superficies de respuesta y de contorno
para CAO; al igual que para la CoPT, se puede observar gráficamente que dentro del rango
estudiado, la curvatura de las líneas de CAO a valores de X1 constantes es mucho mayor que
la curvatura de las líneas a valores de X2 constantes.
Figura 6.5. Superficies de respuesta y gráfico de contornos para Capacidad antioxidante, con X1: relación líquido a sólido (g líquido / g sólido seco) y X2:
concentración de etanol (% p/p).
En la figura 6.6 se presentan los gráficos de superficies de respuesta y de contorno para CC. La predicción del modelo de CC para el máximo de CC no coincide con el valor experimental de cafeína del extracto N° 3 con un valor de 0,455 ± 0,02 cuando X1 = 10 g líquido / g peso seco y X2 = 25 g etanol / 100 g de líquido; esta discrepancia se debe probablemente a que el modelo posee un valor relativamente bajo de R2.
En base a los gráficos de contornos, los valores predichos para cada respuesta y los
rangos óptimos de las variables controladas se presentan en la tabla 6.9.
El CPT (11,3 ± 0,18 %ms) logrado al emplear el sistema extractivo 2 (agua, 60 °C; 30
min; X1 = 8), considerado en la presente investigación como el sistema extractivo
teóricamente más desfavorable dado que usa agua a una temperatura relativamente mas baja,
representa aproximadamente el 51 % del CPT máximo posible (22,2 ± 0,14 %ms; sistema 1;
metanol 70 %; 70 °C, 10 min).
140
Figura 6.6. Superficies de respuesta y gráfico de contornos para Contenido de cafeína, con X1: relación líquido a sólido (g líquido / g sólido seco) y X2: concentración
de etanol (% p/p)
Tabla 6.9. Valores predichos para cada respuesta y rangos óptimos de las variables controladas.
Respuesta Valores Predichos Rangos Óptimos
X1 X2
CoTP 40 5,7 – 9,4 22 – 66
CPT 13 8 – 11,8 27 – 53
CAO 22 (ET) y 15,5 (EAA) 7,3 – 11,5 19 – 54
CC 0,42 8 – 12,3 19 – 55
CoPT: concentración de polifenoles totales (µg EAC / mL); CPT: contenido de polifenoles totales (%ms); CC: contenido de cafeína (%ms); CAO: capacidad antioxidante (EAA y ET en %ms); EAC: equivalente a ácido clorogénico; EAA: equivalente a ácido ascórbico; ET: equivalente a Trolox; ms: muestra seca; X1: relación líquido a sólido (g líquido / g ms); X2: concentración de etanol (g etanol / 100 g líquido)
141
El CPT máximo experimental obtenido siguiendo el diseño experimental fue 13,4 ±
0,40 %ms cuando X1 fue de 10 g líquido / g sólido seco y X2 de 25 g etanol / 100 g de
líquido (sistema 5), este valor representa el 60,4 % del valor máximo posible (22,2 ± 0,14
%ms; sistema 1; metanol 70 %; 70 °C, 10 min).
Brumovsky et al. (2009) reportaron valores de CPT en infusiones (conocidas
regionalmente como “mate cocido”) de 10 marcas diferentes de yerba mate preparadas
vertiendo 200 mL de agua destilada en ebullición sobre un saquito de aproximadamente 3 g
mantenido durante 5 minutos, de 19,40 ± 0,38 %ms. Si bien la extracción reportada en dicho
trabajo fue mayor, se debe resaltar que usaron una relación liquido a sólido (X1) de
aproximadamente 67 g líquido / g sólido seco y una temperatura de extracción próxima a los
100 °C, mientras que en el presente trabajo se utilizaron relaciones líquido a sólido
comprendidas entre 5,2 y 10,8 g líquido / g sólido seco y 60 ± 1 °C como temperatura de
extracción. La elección de los rangos de X1 bajos se fundamentó en los futuros costos de
evaporación del solvente a escala industrial.
La zona de óptimos para CPT estaría comprendida entre 8 < X1 < 12 y 27 < X2 < 53; y
en general el CPT tiene a disminuir conforme X2 (proporción de etanol) se aleja del rango
propuesto (27 < X2 < 53).
Turkmen y Sari (2006), aplicando varias extracciones sucesivas a partir de yerba mate,
al usar una solución etanólica al 50 % reportaron un valor de CPT de 10,61 g equivalentes a
ácido gálico en 100 g ms (106,1 ± 3,24 mgEAG/g ms; datos publicados) y al usar una
solución etanólica al 80 %, un valor de CPT de 8,35 gEAG %ms (83,5 mgEAG/g ms, datos
publicados), valor que condice con lo hallado en la presente investigación al emplear una
solución etanol-agua al 85,25 %. Se debe recordar que el CPT de yerba mate, cuando es
expresado como equivalentes a ácido clorogénico, es ligeramente superior a cuando es
expresado como equivalentes a ácido gálico. El incremento de concentración de etanol en
una solución acuosa, como ocurre con cualquier otro alcohol simple, provoca una reducción
de la polaridad de la mezcla.
Pagliosa et al., (2010) usando una solución metanólica (80/20 v/v; 85 °C) reportaron
diferencias en el CPT de los tallos frescos (diámetro > 10 mm) y de las hojas frescas (p ≤
0,05; 17,5 ± 0,66 y 5 ± 0,60 gEAG %ms, respectivamente); esta diferencia en el CPT de
142
ambas partes de la planta también fue encontrada usando extractos acuosos en las mismas
condiciones de extracción (p ≤ 0,05; 5,21 ± 0,31 y 7,01 ± 0,25 gEAG %ms, para los palos y
las hojas, respectivamente).
Al realizar la superposición de las zonas de máximos para las variables dependientes
estudiadas en función de las dos variables controladas, la zona de óptimos para una
extracción de 30 min estaría entre: 8 ≤ X1 ≤ 9 y 30 ≤ X2 ≤ 50 a 60 °C, siendo los valores
predichos: 40 µg EAC / mL para CoPT; con un CPT de aproximadamente 13 %ms; una
CAO de 22 gET %ms y 15,5 gEAA %ms y un CC de 0,42 %ms.
6.3.4. Extracciones adicionales
Los valores obtenidos a partir de la extracción con etanol (sistema 13; etanol, 40%; 60
ºC; 30 min; Tabla 6.10) resultaron razonablemente cercanos a los predichos (ver Tabla 6.9)
confirmando la validez y suficiencia de los modelos correspondientes a las variables CPT y
CAO.
Si bien el rendimiento de extracción de polifenoles totales usando agua a temperatura
próxima al punto de ebullición (sistema 12; agua; 95ºC; 30 min; Tabla 6.10) es
razonablemente cercano al obtenido usando etanol (sistema 13; etanol, 40%; 60 ºC; 30 min;
Tabla 6.10), la CAO resultó mayor en el primer caso (sistema 12; agua; 95ºC; 30 min; Tabla
6.10).
Bastos et al. (2006) sugieren que la solubilidad de los compuestos fenólicos presentes
en hojas de yerba mate y en yerba mate elaborada (compuesta por 80:20 hojas:palos) es
mayor en solventes polares como el agua. Además la mayor temperatura de extracción
empleada (95 ± 1 °C) provoca un incremento en la velocidad de difusión y en la solubilidad
de las sustancias extraíbles. De acuerdo con Naczk y Shaidi (2005), los compuestos
fenólicos que presentan mayor solubilidad en agua se hallan presentes principalmente en las
células vasculares, hallándose bajo la forma de glicósidos, mientras que los menos solubles
se hallan asociados principalmente al material lignocelulósico.
Los resultados obtenidos por Pagliosa et al. (2010) a partir de hojas de yerba mate
usando el método de reducción del radical DPPH revelan una CAO mayor en 1,2 órdenes de
magnitud para los extractos acuosos en comparación con los extractos metanólicos. Turkmen
143
y Sari (2006) afirman que los extractos de yerba mate y té negro obtenidos con soluciones
extractivas altamente polares (con menor proporción de alcoholes simples) muestran una
mayor eficacia como atrapadores de radicales libres que los obtenidos con soluciones
extractivas menos polares.
Empleando etanol puro como solvente extractivo (sistema 14; etanol, 96º; 60 ºC; 30
min; Tabla 6.10), la extracción de los compuestos fenólicos se vió reducida
aproximadamente en 6,4 y 5,3 veces respecto de las soluciones extractivas 12 y 13, en
concordancia con los resultados publicados por Turkmen y Sari (2006). La concentración de
etanol juega un rol clave cuando se desea extraer la mayor cantidad de antioxidantes a partir
de una matriz vegetal; el usode etanol sin el agregado de agua no permite alcanzar altos
CPT; mientras que el empleo de mezclas de agua y etanol en supone la posibilidad de extraer
compuestos antioxidantes de baja polaridad. Ademas se debe tener en cuenta que los
compuestos polifenolicos deben difundirse desde el interior de la hoja hacia el seno de la
solución extractiva, a través de caminos tortuosos y probablemente se hallan asociados
macroscópicamente entre si y/o con moléculas de cafeína.
Tabla 6.10. Datos experimentales de las extracciones adicionales
Sistema extractivo
CPT CAO-ET CAO-EAA
12 12,25 ± 0,16 26,9 ± 0,4 19,0 ± 0,3
13 12,33 ± 1,35 22,5 ± 2,8 16,0 ± 1,9
14 2,85 ± 0,10 4,2 ± 0,2 3,1 ± 0,2
Datos expresados como media ± ee; CPT: contenido de polifenoles totales (%ms); CAO: Capacidad antioxidante (EAA %ms y ET %ms); EAC: equivalente a ácido clorogénico; EAA: equivalente a ácido ascórbico; ET: equivalente a Trolox; ms: muestra seca
Si bien la extracción metanólica (sistema 1; metanol 70 %; 70 °C, 10 min; CPT = 22,2
± 0,14 %ms) fue la más eficiente, el etanol y el agua han mostrado ser eficaces en la
extracción de los compuestos fenólicos presentes en yerba mate canchada y presentan la
ventaja competitiva de ser de baja toxicidad (etanol) y alta abundancia relativa (agua).
Si se comparan los valores de CPT obtenidos al emplear agua como único solvente
extractivo a 60 ºC y 95 ºC (sistemas 2 y 12) y empleando una misma relación X1, se
144
evidencia un efecto positivo de la temperatura sobre esta variable (11,3 ± 0,18 %ms versus
12,25 ± 0,16 %ms); posiblemente por el incremento en la velocidad de difusión que suponen
los incrementos en la temperatura y por un mayor daño en la estructura del tejido que
disminuiría las barreras estructurales a la transferencia de masa.
Considerando el uso potencial en alimentos y nutracéuticos, los extractos acuosos de
vegetales presentan ventajas en relación a la certificación y seguridad, por lo que la
extracción acuosa a temperatura de ebullición sería la recomendada.
6.4. CONCLUSIONES DEL CAPITULO
• La fracción hojas posee mayor CPT que la fracción palos, por lo que para la
extracción de polifenoles a partir de yerba mate canchada se sugiere la utilización
únicamente de la fracción de hojas.
• Existe una fuerte asociación lineal directa entre CPT y cualquiera de las formas de
expresar CAO, mientras que la asociación del CPT con el contenido de cafeína es una
asociación lineal directa débil.
• La eficiencia de extracción y la capacidad antioxidante de los extractos de yerba mate
dependen, entre otros factores, de la polaridad de la solución extractiva, la cual determina en
forma cuantitativa y cualitativa los compuestos antioxidantes extraíbles. Se recomiendan dos
sistemas extractivos: soluciones etanólicas (concentraciones 30-50 % p/p con relaciones
líquido a sólido comprendidas entre 8 y 9 g líquido / g ms durante 30 min a 60 ± 2 °C y
agua en ebullición usando la misma relación líquido a sólido (8-9) y el mismo tiempo de
extracción (30 min).
145
CAPITULO 7
“Producto en polvo”
146
7.1. INTRODUCCIÓN
7.1.1. Alimentos funcionales
El consumidor actual es un consumidor conciente del cuidado de su salud y por ende
de su cuerpo y tiende a elegir productos que contribuyan a su salud.
El concepto de alimento funcional esta mas allá de la mera cobertura de necesidades de
nutrientes; está relacionado a la prevención y tratamiento de enfermedades; son alimentos
que contienen ciertos componentes capaces de afectar de forma específica determinadas las
funciones del organismo y así promover un efecto benefico físico y/o mental.
No hay consenso en cuanto a si el término “alimentos funcionales” incluyen a los
alimentos naturales, sin procesamiento, que son una fuente superior de determinados
componentes benéficos (“alimentos saludables”) o simplemente abarcan a alimentos
procesados para lograr eliminar o modificar la concentración de algún determinado
compuesto o directamente sustituirlo o para alterar la disponibilidad metabólica de algún
determinado componente o grupo de componentes presentes en el alimento. Ejemplos de
alimentos funcionales naturales lo constituyen la soja y otras legumbres, el té y el tomate, los
cítricos, el aceite de oliva o la carne de pescado; mientras que los alimentos de bajo
contenido lipídico, los libres de gluten, los alimentos enriquecidos con minerales, folatos y/o
vitaminas y las mermeladas dietéticas son claros ejemplos de alimentos funcionales del
segundo grupo (Silveira Rodríguez et al., 2003).
Son beneficiosos para la salud, pero a la vez deben ser consumidos en una medida
justa; es decir que deben ser usados como un complemento saludable en el marco de una
dieta apropiada y ejercicio activo (Hasler, 2002; Silveira Rodríguez et al., 2003).
Según Silveira Rodríguez et al. (2003) los alimentos funcionales pueden ser
clasificados como:
Alimentos Probióticos:
Los probióticos son alimentos funcionales que se caracterizan por contener
microorganismos vivos que al ser ingeridos en cantidades suficientes, ejercen un efecto
positivo en la salud más allá de los efectos nutricionales básicos. Las bacterias ácido-lácticas
147
ejercen similares acciones saludables en el organismo: equilibran la flora intestinal y
potencian el sistema de defensas o inmunológico.
El yogur (obtenido de la fermentación de la leche por Lactobacillus bulgaricus y
Streptococcus thermophilus) y otros derivados lácteos fermentados (Bifidobacterium y
Lactobacillus casei inmunitas, etc.) son los principales representantes de este grupo de
alimentos funcionales, al que también pertenecen algunos vegetales y productos cárnicos
fermentados. No todas las cepas de bacterias ejercen efectos probióticos y existe gran
variabilidad en cuanto a sus acciones, tanto entre las distintas especies como dentro de la
misma. Para su funcionalidad, resulta esencial que los probióticos permanezcan vivos
durante su tránsito por el tracto gastrointestinal (Silveira Rodríguez et al., 2003).
Alimentos Prebióticos:
Un prebiótico es el sustrato trófico del probiótico. Son sustancias del alimento no
digeribles por el hombre, las cuales benefician al huésped estimulando de forma selectiva el
crecimiento y/o actividad de una o un número limitado de bacterias en el colon. Actúan a
nivel gastrointestinal; llegando al colon sin ser digeridos y allí son fermentados por las
bacterias colónicas, lo que favorece la selección de la flora de bifidobacterias u otras
bacterias potencialmente beneficiosas (Silveira Rodriguez et al., 2003; Gil Hernández,
2010b).
Los prebióticos son generalmente hidratos de carbono de cadena corta que pueden ser
fermentados a lo largo del tracto gastrointestinal; es por ello que un requisito clave para que
un ingrediente sea clasificado como prebiótico es que no sea hidrolizado ni absorbido en la
parte alta del tracto gastrointestinal.
Todavía hay poca experiencia en su empleo; por el momento los únicos datos
relevantes se refieren a los fructanos tipo inulina (oligosacáridos no digeribles: inulina,
hidrolizados enzimáticos de la inulina, oligofructosacáridos (C2-10), fructosacáridos
sintéticos de cadena larga) que se agregan a leches, yogures y flanes. De forma natural están
presentes en el trigo, la cebolla, los plátanos, el ajo y los puerros (Silveira Rodríguez et al.,
2003).
148
Alimentos Simbióticos:
Los alimentos simbióticos son alimentos que combinan un probiótico (generalmente
una bacteria) con un prebiótico (generalmente fructanos naturales como carbohidratos). Su
nombre alude al sinergismo entre ambos componentes. Ejemplos de este grupo de alimentos
son las leches que contienen bifidobacterias (probiótico) con galactooligosacáridos o con
fructooligosacáridos (prebióticos).
Alimentos enriquecidos en fibras:
La denominación de fibra dietética se aplica a aquellas sustancias de origen vegetal, en
su mayor parte hidratos de carbono, no digeridas por las enzimas humanas y con la
peculiaridad de ser parcialmente fermentadas por bacterias colónicas. La fibra insoluble
engloba a la celulosa, hemicelulosas y lignina; entre las acciones funcionales que se le
atribuyen se destacan la sensación de saciedad, el incremento del bolo fecal, el estímulo de la
motilidad intestinal; la mayor necesidad de masticado, el aumento de la excreción de ácidos
biliares y propiedades antioxidantes e hipocolesterolemiantes. La fibra soluble está
representada fundamentalmente por pectinas, gomas, mucílagos y algunas hemicelulosas; su
principal característica es su capacidad para atrapar agua y formar geles viscosos, lo que
determina su poder laxante. Asimismo, al incrementar significativamente la cantidad y
consistencia del bolo fecal se consigue un efecto positivo en el caso de diarreas. Además
produce un enlentecimiento del proceso digestivo, del tránsito y de la absorción de hidratos
de carbono, así como una adicional sensación de plenitud.
Ambos tipos de fibras se encuentran en proporciones variables en los alimentos,
aunque de forma genérica puede decirse que la insoluble predomina en los cereales enteros
mientras que la soluble abunda en frutas, vegetales y tubérculos. De forma industrial
numerosos productos aparecen enriquecidos con las mismas, desde panes, bollos y bebidas a
otros tan variados como fiambres, patés o embutidos (Silveira Rodríguez et al., 2003).
Alimentos enriquecidos en ácidos mono y poli-insaturados:
La mayor parte de las investigaciones encaminadas a optimizar la composición grasa
de la dieta se han centrado en los ácidos grasos mono y poli-insaturados y, más
recientemente, en una nueva familia de moléculas vegetales: los fito-esteroles.
149
El representante dietético fundamental de los ácidos grasos mono-insaturados es el
acido oleico y entre los poli-insaturados se destacan el ácido linolénico y el ácido linoleico.
La industria alimentaria fabrica alimentos que han sustituido ácidos grasos saturados o poli-
insaturados omega 6 por omega 3, como bollería, leche y derivados, embutidos o incluso
huevos (modificando la composición de los piensos de las gallinas, con adición de aceites de
pescado). Un claro ejemplo lo constituyen las leches leches enriquecidas con omega 3.
Alimentos enriquecidos en fitoesteroles:
Genéricamente la denominación de fito-esteroles engloba tanto a los fitoesteroles
como a fitoestanoles. Son propiamente esteroles que se describen como sólidos cristalinos a
temperatura ambiente y son principalmente alcoholes derivados del
ciclopentanoperhidrofenantreno con una estructura química muy similar a la del colesterol.
Los fitoestanoles son menos abundantes en la naturaleza que los fitoesteroles; pueden ser
obtenidos por reducción química de los fitoesteroles, como en el caso de sitostanol,
campestanol y estigmastanol. En la naturaleza, se han descrito más de 200 tipos diferentes de
esteroles vegetales en diferentes especies de plantas, siendo los más abundantes: el β-
sitosterol, el campesterol y el estigmasterol, constituyendo el 95-98%de los fitoesteroles
identificados. Su principal fuente natural son los aceites vegetales (de cereales, de semillas
oleoginosas, legunmbres, frutas secas, etc.). Debido a su similitud estructural con el
colesterol, compiten con éste por la solubilización en micelas; de este modo, inhiben la
absorción tanto del colesterol de la dieta como el endógeno (efecto hipocolesterolemiante).
En la industria de los alimentos se presentan por enriquecimiento en alimentos tanto grasos
(como margarinas) como poco grasos (zumos de frutas, leches descremadas). Un claro
ejemplo lo constituyen las leches “anti-colesterol” (con fitoesteroles) (Ortega al., 2006;
Simojoki et al., 2005).
Alimentos ricos en fitoestrógenos:
Los fitoestrógenos (especialmente las isoflavonas) son moléculas de origen vegetal no
esteroideas que poseen una estructura difenólica heterocíclica común, a la cual se encuentran
unidos grupos oxo, ceto, hidroxi o ésteres con una estructura química similar a los
estrógenos; se les atribuyen ciertas acciones beneficiosas como reducción de la osteoporosis,
disminución de la incidencia de cáncer de mama y de próstata, mejora de la sintomatología
150
asociada al climaterio y mejoras en el sistema cardiovascular. Su mayor fuente natural son
las legumbres (especialmente la soja), el trébol rojo, y ciertos cereales (Bacciottini et al.,
2007; Heide et al., 2004).
Alimentos ricos en compuestos (poli)-fenólicos:
Se encuentran principalmente en frutas y verduras asi como también en bebidas como
el té, la cerveza, el vino, el cacao y diferentes bebidas derivadas de productos naturales. Los
polifenoles importantes en tecnología de alimentos se clasifican según su estructura química
(generalmente en función de sus anillos fenólicos y las sustituciones presentes en dichos
anillos). Este grupo de fitoquímicos recientemente ha despertado gran interés, incluso a nivel
popular, debido a su actividad antioxidante la cual consiste en la capacidad de neutralizar
radicales libres o de quelar metales. Tambien pueden ejercer un efecto pro-oxidante como el
caso del consumo en altas dosis o ante la presencia de determinados compuestos.
La mayoría de estos compuestos confieren a los alimentos unas características
peculiares en cuanto al sabor: amargor (polifenoles de bajo peso molecular) y astringencia
(polifenoles de alto peso molecular) (Lesschaeve y Noble, 2005; Silveira Rodríguez et al.,
2003).
Otros productos:
Cabe mencionar la oferta de ciertos productos que favorecen las funciones psicológicas
y de conducta relacionadas con el rendimiento cognitivo, el humor y el manejo del estrés,
entre ellos los alimentos ricos en sustancias excitantes (cafeína, ginseng, etc.) o
tranquilizantes.
7.1.2. Extractos en polvo
El interés por compuestos fitoquímicos bioactivos se ha visto incrementado en los
últimos años debido a su poder anti-radical y a su asociación con la prevención de
enfermedades. Actualmente se producen extractos con propiedades antioxidantes a partir de
plantas comestibles y medicinales y a partir de subproductos que antiguamente constituían
desechos.
151
Los extractos de yerba mate constituyen una atractiva materia prima para la industria
alimenticia y nutracéutica debido a su alto contenido de polifenoles (principalmente
derivados de ácidos hidroxicimanoilquínicos), con buena propiedades antioxidantes (Bravo y
Angus, 2007; Heck et al., 2008) y antimicrobianas (Heck y Mejía Gonzalez, 2007).
Una manera conveniente de incrementar la vida de anaquel y mejorar las
características organolépticas de cualquier extracto vegetal es transformándolo en un polvo
seco estable por secado por atomización o spray con el agregado de los polímeros
adecuados.
Desde el punto de vista de la tecnología de alimentos, la microencapsulación, ya sea
por el agregado de algún polímero formador de película o por el atrapamiento en una matriz
polimérica, reduce el contenido de humedad y actúa como una barrera física al oxigeno y a
ciertas moléculas pequeñas, inhibiendo las reacciones de degradación oxidativas y
enzimáticas; incluso dependiendo del polímero usado, la microencapsulación puede mejorar
las características de solubilidad/dispersión y contribuir al control de las modificaciones
organolépticas del producto final.
7.1.3. Secado spray
El secado por aspersión es una operación de secado en la cual un producto líquido
(solución, emulsión o suspensión) es atomizado en una corriente de gas caliente
(normalmente aire, pero puede ser reemplazado por un gas inerte como el nitrógeno) para
convertirse casi instantáneamente en un producto en polvo.
El tamaño de las partículas de polvo depende fundamentalmente de las condiciones de
operación, entre las que se destaca la velocidad de alimentación del liquido, pudiendo
obtenerse polvos finos o polvos particulados (2-3 mm).
Este tipo de secado es muy común en la industria de alimentos, ya que permite
asegurar la estabilidad microbiológica del producto final, reducir el riesgo de degradaciones
químicas o biológicas, y reducir los costos de almacenamiento y transporte.
Para ciertas combinaciones de materiales a secar y ayudantes de secado, el secado por
aspersión puede ser considerado un método de encapsulación, como es el caso del secado de
leche: el glóbulo de grasa constituye el material encapsulado en una pared formada por una
152
mezcla de azúcares y proteínas. El secado por aspersión resulta muy apropiado en el caso de
la encapsulación de compuestos sensibles al calor como los polifenoles.
La adición de agentes de secado (“carriers”) es muy común en el secado por aspersión.
Los tipos más usados incluyen a polímeros de carbohidratos, gomas, y polímeros sintéticos y
semisintéticos derivados de la celulosa. Se pueden mencionar, entre otros, maltodextrinas,
goma arábica, proteínas de soja, cloruro de sodio, glucosa, etc. Cada agente posee sus
ventajas y desventajas en términos de propiedades, costos y eficiencia de encapsulación. Las
maltodextrinas son los materiales más empleados debido a su alta solubilidad, baja
viscosidad y bajo contenido de azúcar (Robert et al., 2010) y han mostrado ser efectivas en la
preservación de compuestos fenólicos, como carotenoides, flavonoides (Fernandes Souza et
al., 2009), antocianinas (Robert et al., 2010) y aditivos aromáticos. Poseen la desventaja de
presentar baja temperatura de transición vítrea, lo cual puede facilitar la formación de
cristales ante aumentos de temperatura, contribuyendo a la disrupción de la integridad
estructural de la cobertura y a la tendencia de aglomeración y colapso de los polvos.
7.1.4. Actividad acuosa, isotermas de adsorción, y temperatura de transición
vítrea - Conceptos y aplicaciones.
Desde hace muchos años el concepto de actividad acuosa (aw) viene siendo
considerado en lugar del contenido de humedad en lo concerniente a la calidad y estabilidad
de los alimentos. Las isotermas de adsorción constituyen una importante herramienta
termodinámica para predecir las interacciones entre el agua y los componentes del alimento;
las mismas describen la relación entre aw y el contenido de humedad de equilibrio de un
alimento a una determinada temperatura. Numerosos son los modelos propuestos para la
descripción de las isotermas de adsorción, entre ellos los más citados son los modelos de
Guggenhein, Anderson y deBoer (GAB) y de Brunauer-Emmett-Teller modificado (BET)
(Tabla 7.1). En dichas ecuaciones, Xe, Xm y aw representan el contenido de humedad en el
equilibrio en base seca (g agua/g masa seca), el contenido de humedad de la monocapa en
base seca (g agua/g masa seca), y la actividad acuosa, respectivamente, mientras que los
demás símbolos (CBET,CGAB, K, n) son constantes matemáticas de cada modelo.
Los modelos GAB y BET modificado contemplan el concepto de contenido de
humedad de la monocapa. Conceptualmente, Xm representa la cantidad de agua que se
153
encuentra fuertemente ligada a ciertos sitios activos del alimento y es considerado un valor
importante para asegurar la estabilidad del alimento.
Tabla 7.1. Modelos matemáticos usados para el modelado de las isotermas de adsorción
Modelo Expresión matemática
GAB (van den
Berg y Bruin,
1981)
BC =DEFGHIJGHIKL
�@�JGHIKL��@�JGHIKLFGHIJGHIKL� (7.1)
BET modificado
(Brunauer et al.,
1938)
BC =DEFIMNKL[@��P@��KL�
QP�KL�QRS]
�@�KL�[@�FIMN�@�KL�FIMN�KL�QRS]
(7.2)
El concepto de actividad acuosa debe ser considerado conjuntamente con el concepto
de temperatura de transición vítrea a fin de evaluar la estabilidad de un alimento
deshidratado, ya que ambos conceptos permiten un abordamiento integral del rol del agua en
los alimentos (Moraga et al., 2006; Kurozawa et al., 2009; Tonon et al., 2009). Aquellos
alimentos que posean bajos contenidos de humedad y que sean almacenados a temperaturas
inferiores a su temperatura de transición vítrea pueden ser considerados estables.
La temperatura de transición vítrea (Tg) se define como la temperatura a la cual un
sistema amorfo pasa del estado “vítreo” al estado “goma”. Cuando los alimentos de tipo
polvo amorfo son almacenados a temperaturas superiores a su Tg o cuando su contenido de
humedad se incrementa, dichos polvos pueden sufrir en cambio de estado pasando del estado
vítreo al estado gomoso. Este cambio de estado suele ir acompañado de importantes cambios
estructurales en el sistema, tales como pérdida de la naturaleza “free flowing”, pegajosidad,
aglomeración, colapso y cristalización. Estos cambios están asociados a un aumento de la
movilidad molecular y a una disminución de la viscosidad respecto del estado amorfo vítreo
(Hartmann y Palzer, 2011).
154
Ligeros incrementos de agua en el alimento provocan drásticas disminuciones en la Tg
del alimento. Este efecto plastificador del agua sobre la Tg suele ser modelado con la
ecuación de Gordon y Taylor, aunque también se encontró otro modelo empírico
desarrollado por Khalloufi et al. (2000) para alimentos (Tabla 7.2). En dichos modelos, Tg
representa la temperatura de transición vítrea, Tgs representa la temperatura de transición
vítrea de los sólidos anhidros o secos (°C); Tgw representa el valor de temperatura de
transición vítrea del agua (-135°C; Johari et al., 1987), ww es el contenido de humedad en
base seca; ws=(1-ww) representa la fracción de sólidos secos en base seca y aw representa a
la actividad acuosa. Los símbolos k, C, c, D, d y E representan constantes propias de cada
modelo.
La temperatura de transición vítrea de un sistema es proporcional al peso molecular de
sus componentes; por ello el agregado de agentes de secado de alto peso molecular tales
como maltodextrina o goma arábiga contribuye a elevar la temperatura de transición vítrea
del sistema alimenticio.
Tabla 7.2 Modelos matemáticos usados para el modelado de la variación de la temperatura de transición vítrea con el contenido de humedad y la aw
Modelo Expresión matemática
Gordon y Taylor (1952) UV =WXYVXZWLYVL
WXZWL (7.3)
Khalloufi et al. (2000) UV =[\W
� + ]\W + ^
_\W� + `\W + 1
7.1.5. Objetivos
Los objetivos del presente trabajo fueron:
• desarrollar un procedimiento adecuado de secado por aspersión para obtener
un producto final altamente soluble y con alto contenido de polifenoles totales,
a partir de extractos concentrados de yerba mate con el agregado de
maltodextrina como agente de secado.
155
• proporcionar datos experimentales de adsorción de agua y de la temperatura de
transición vítrea de mate soluble obtenido por secado spray y formulado con
tres porcentajes de maltodextrina (MD: 0; 7,05 y 14,10 % p/v) a fin de
disponer de información útil relacionada a la estabilidad de los polvos.
7.2. MATERIALES Y METODOS
7.2.1. Materia prima
Se utilizó un lote de extractos concentrados de yerba mate canchada (jarabe) con un
contenido de sólidos solubles (SS) de 21 ± 1 % y un contenido de polifenoles totales (CPT)
de 9,60 ± 0,075 g equivalentes a ácido clorogénico por 100 mL de jarabe (gEAC / 100 mL) y
45,73 ± 0,35 g equivalentes a ácido clorogénico por 100 gramos de sólidos solubles (gEAC /
100 SS), obtenido en un establecimiento industrial en Apóstoles, Argentina.
7.2.2. Reactivos
Para la determinación de polifenoles totales se utilizaron los siguientes reactivos: ácido
clorogénico (MP Biomedicals), reactivo de Folin-Ciocalteu (Fluka), carbonato de sodio
(Anedra) y acetonitrilo (Merck; grado HPLC).
Para la determinación de CAO se utilizaron los siguientes reactivos: radical DPPH
(radical 1,1-difenil-2-picrilhidrazilo; Sigma), metanol (Merck; grado HPLC), ácido
ascórbico (Sigma Ultra) y Trolox (ácido 6-hidroxi-2,5,7,8-tetrametilcroman-2-carboxilico;
Aldrich).
Para la determinación de cafeína se utilizaron los siguientes reactivos: cafeína (Sigma
Ultra, 99 % de pureza, catálogo C8960) y metanol (Merck; grado HPLC).
El agente de secado utilizado fue maltodextrina (MD) (DE: 15, Globe 019150,
Argentina,).
7.2.3. Equipos
Las mediciones de los parámetros de color se realizaron usando un colorímetro Hunter
Lab modelo D25-9 de Hunter Associates Laboratory (Virginia, EEUU).
156
Las mediciones de actividad acuosa se realizaron usando un medidor de aw modelo
AquaLab PawKit (marca Decagon Devices; Pullman, Washington, EEUU).
Las mediciones de temperatura de transición vítrea se realizaron usando un calorímetro
diferencial de barrido (Equipo Mettler DSC 30 con un procesador TA 4000 y un sistema de
análisis térmico TA72). Se emplearon cápsulas de aluminio (Mettler aluminum pan).
Los demás equipos utilizados en el presente trabajo se detallan en el ítem 4.2.1.3.
7.2.4. Preparación del material de vidrio
El material de vidrio se preparó acorde al protocolo descripto en el ítem 4.2.1.5.
7.2.5. Preparación de soluciones y patrones
La solución de reactivo de Folin-Ciocalteu diluido, la solución de carbonato de sodio,
la solución estándar del ácido clorogénico y sus respectivas diluciones para las curvas de
calibración, se prepararon de acuerdo al ítem 4.2.1.6.
La solución stock del radical DPPH°, la solución de DPPH de trabajo; las soluciones
estándar de ácido ascórbico y Trolox y sus respectivas diluciones se prepararon de acuerdo al
ítem 4.2.2.6.
7.2.6. Preparación de las muestras y condiciones de secado
La maltodextrina fue añadida directamente al jarabe, con agitación manual hasta su
completa disolución, antes del proceso de secado spray. La tabla 7.3 muestra las diferentes
formulaciones (jarabe + maltodextrina) ensayadas siguiendo el diseño experimental. Las
experiencias de secado spray se realizaron a escala piloto en un equipo modelo EQI
(ESPAQ, Argentina) provisto de un rotor atomizador de disco (120 mm de diámetro). El
caudal de alimentación fue 200 mL / min y se usó una bomba de desplazamiento positivo.
Los polvos obtenidos se mantuvieron en frascos de vidrio con cierre hermético a -20 ºC
hasta su análisis, que no tardó mas de 7 días en realizarse.
7.2.7. Planeamiento factorial y análisis de datos
Para la optimización del secado por aspersión se usó un diseño de superficie de
respuesta con cinco repeticiones en el punto central, constituido por un total de 13 ensayos
157
en orden aleatorio con temperatura del aire de entrada (X1, ºC) en el rango 192 - 240 ºC y
concentración de maltodextrina (X2, %p/v), en el rango de 0 a 14,1 g MD / 100 mL como
variables de diseño. Las variables respuesta fueron: contenido de polifenoles totales (CPTP),
capacidad antioxidante (CAO) y solubilidad del polvo a 25°C (S). Los valores codificados
de las variables de diseño fueron determinados como xi=(Xi-X io)/∆xi, donde xi es el valor
codificado de la i-ésima variable, Xi es el valor no codificado de la i-ésima variable, X io es
el valor no codificado de la i-ésima variable en el punto central y ∆xi es el factor de
incremento. El diseño experimental empleado se presenta en la tabla 7.3. Para estimar la
función respuesta, se realizó un análisis de regresión con un polinomio de segundo orden
(Ec. 7.4), donde y es la respuesta predicha, a0, a1, a2, a11, a22 and a12 son los coeficientes
estimados y x1 y x2 son las variables independientes codificadas. El grado de ajuste se
determinó utilizando los parámetros estadísticos: coeficiente de determinación (R2), valor de
Chi-cuadrado (χ2, ecuación 6.2), raíz del cuadrado medio del error (RCME, Ec. 6.3) y error
medio promedio porcentual (EMP, Ec. 6.4). Los valores de R2 proporcionan el porcentaje de
variación explicada por el modelo; el valor de χ2 considera las diferencias entre valores
experimentales (exp) y predichos (pre), el número de datos experimentales (N) y el número
de parámetros (Np) utilizados en el modelo (N-Np, o grados de libertad). La RMSE se
expresó como la diferencia media absoluta entre los valores experimentales y los predichos,
mientras que el error promedio porcentual se relaciona con la diferencia relativa. (Scipioni et
al., 2010). El propósito de los puntos centrales fue estimar el error puro y curvatura.
y = a0+a1 . x1+a2 . x2+a11 . x12+a22 . x2
2+a12 . x1 . x2 7.4
7.2.8. Diluciones
Para la determinación de contenido de polifenoles totales, las muestras de jarabe se
diluyeron (relación jarabe:agua; 1:50 v/v y luego 1:100 v/v); en el caso de los polvos, los
mismos fueron reconstituidos de acuerdo a la metodología descripta en la norma ISO-14502.
Brevemente, una porción de polvo (0,500 ± 0,001g; bh) se disolvió en agua caliente (25 mL;
temperatura inferior a 60 °C) y se dejó enfriar a temperatura ambiente. Luego se agregó
acetonitrilo (5 mL) y se enrazó la mezcla (agua; 50 mL)
Para determinar la CAO, las muestras de jarabe se diluyeron (relación jarabe:agua;
1:50 v/v y luego 1:25 v/v); en el caso de los polvos, alrededor de 0,5 g (bh) se
158
reconstituyeron en agua (50 mL) y luego se diluyeron (relación reconstituido:agua; 1:25
v/v).
7.2.9. Determinación de polifenoles totales
El contenido de polifenoles totales se determinó acorde a la metodología descripta en
el ítem 4.2.1.8.
El contenido de polifenoles totales en el jarabe (CPTJ) se expresó como g EAC en 100
mL de jarabe (gEAC / 100mL) y como g EAC en 100 g de sólidos solubles (gEAC %SS).
El contenido de polifenoles totales teórico en los polvos (CPTT) se calculó como el
cociente porcentual entre el contenido de polifenoles totales del jarabe (gEAC / 100 mL) y
el peso total de los sólidos contenidos en 100 mL de la formulación ingresada al secadero
(SST; g sólidos solubles / 100 mL de formulación).
El contenido de polifenoles totales de los polvos se expresó como gEAC / 100 g de
polvo seco (CPTP) y como gEAC / 100 de polvo seco libre de maltodextrina (CPTP*).
La eficiencia de retención de polifenoles totales (EPT; en %) se calculó como el
cociente entre el CPTP y el CPTT en porcentaje.
7.2.10. Determinación de la capacidad antioxidante
La CAO se determinó acorde a la metodología descripta en el ítem 6.2.11.
La concentración del radical DPPH en el medio a cualquier tiempo y la capacidad
antioxidante calculada como porcentaje de DPPH remanente fueron calculados según lo
descripto en el ítem 4.2.2.11.
La capacidad antioxidante se expresó como equivalentes de ácido ascórbico (AAE) y
equivalentes de Trolox (ET) en g / 100 g de polvo seco (CAO, g %ms) y g / 100 g de polvo
seco libre de maltodextrina (CAO*; g %ms lm).
159
7.2.11. Determinaciones analíticas del jarabe
7.2.11.1. Sólidos solubles
Para determinar los sólidos solubles del jarabe (SS), el jarabe (50 mL) se filtró y una
alícuota (10 mL) fue transferida a un vaso tarado y evaporada a sequedad. El residuo se secó
en estufa (12 h; 103 ± 2 ºC). Las determinaciones se realizaron por duplicado. Los resultados
se expresaron en unidades de concentración p/v (soluto/jarabe). Los sólidos solubles totales
(SST; g sólidos solubles / 100 mL de formulación) en cada formulación ingresada al
secadero se calcularon como la suma de los sólidos solubles aportados por el jarabe (SS, g
sólidos solubles / 100 mL) y los sólidos aportados por la maltodextrina (%MD, g sólidos /
100 mL de formulación).
7.2.12. Determinaciones analíticas de los polvos
7.2.12.1. Determinación de humedad
El contenido de humedad se determinó por triplicado acorde a la metodología descripta
en el ítem 4.2.1.4. Los resultados se expresaron como porcentaje de masa (g %bh).
7.2.12.2. Densidad
La densidad (db) fue determinada por triplicado; para ello, una muestra en polvo
(aproximadamente 4 g, bh) se colocó en una probeta de 20 mL, luego se asentó el contenido
manualmente dejando caer la probeta 10 veces desde una altura de 1,5 cm, registrándose la
lectura del volumen final ocupado por el polvo. La densidad se calculó como la masa de
polvo sobre el volumen ocupado por el mismo (Goula et al., 2004).
7.2.12.3. Solubilidad en agua
Para la determinación de la solubilidad, la muestra en polvo (aproximadamente 2 g,
bh) se mezcló con agua (40 mL; 25 ºC) usando un agitador de tubos (1 min; 1800 rpm).
Luego se centrifugó (5 min; 2500 g). Una alícuota del sobrenadante (20 mL) se extrajo
cuidadosamente sin remover los sedimentos y fue secada en estufa (6 h; 105 ± 2 ºC). El
porcentaje de solubilidad se calculó como el peso de sobrenadante seco con respecto al peso
del polvo contenido en la correspondiente alícuota (Kha et al., 2010; Cano-Chauca et al.,
2005). Las mediciones se realizaron por duplicado.
160
7.2.12.4. Actividad acuosa
Los valores de actividad acuosa (aw) se determinaron usando el medidor de actividad
acuosa antes descripto calibrado con soluciones salinas saturadas a 25 ± 1 ºC (LiCl, MgCl2,
K2CO3, Mg(NO3)2) (Greenspan, 1977). Para el análisis de los datos se utilizaron los valores
medios de tres lecturas por muestra.
7.2.12.5. Color
Para la medición del color se colocó una porción de la muestra en polvo
(aproximadamente 3 g, bh) sobre un platillo de vidrio y se determinaron los parámetros de
color: luminosidad (L*), rojo-verde (a*) y amarillo-azul (b*) con un colorímetro Hunter Lab
girando el platillo 3 veces en sentido horario. Para el análisis de los datos se utilizaron los
valores medios de tres réplicas por muestra.
Para comparar dichos parámetros con datos de referencia del material de partida (yerba
mate elaborada), se calculó la diferencia absoluta de color, utilizando la ecuación 7.5 en la
cual Lo, ao y bo representan los parámetros de color de la yerba mate elaborada y los valores
L*, a* y b* representan los valores medios de los resultados de las mediciones de color de
los polvos obtenidos.
( ) ( ) ( )[ ]2
12
02
02
0 *** bbaaLLE −+−+−=∆ 7.5
7.2.12.6. Cinética de adsorción e higroscopicidad
La muestra (aproximadamente 1 g, bs) se colocó por triplicado en recipientes tarados y
se acondicionó en un recipiente cerrado sobre una solución saturada de ClK a 25 °C
(proporcionando un valor de humedad relativa de 84,34 %), (Greenspan, 1977). Se
determinó la ganancia en peso a intervalos de tiempo regulares (12, 24, 48, 72, 120, 168,
456, 480, 528 h) de acuerdo a la ecuación 7.6. En dicha ecuación, HG es la ganancia en peso
al tiempo t (en %), P(t) y P(0) son los pesos de los pocillos conteniendo los polvos
descontado el peso de cada pocillo, a tiempo t y a tiempo inicial (t=0 h) respectivamente.
HG =!�;��!�b�
!�b�∗ 100 7.6
161
Los modelos matemáticos para describir la cinética de adsorción (ganancia en peso vs.
tiempo) fueron el modelo de Peleg (1988) (Ec. 7.7) y el modelo logarítmico (Ec. 7.8).
G�t� =;
AS;∗A. 7.7
G�t� = a ∗ log �t� + b 7.8
En la ecuación 7.7, G(t) es la ganancia en peso al tiempo t en (%) calculada como la
diferencia entre P(t) y P(0); t es el tiempo de exposición a la atmosfera especificada (en h),
K1 la constante de velocidad de Peleg (en h*g ms / g agua) y K2 la constante de Peleg de
capacidad (en g ms / g agua). La constante K1 se relaciona con la velocidad de adsorción
(vo) a tiempo inicial (t=t0) (Ec. 7.9). La constante K2 se relaciona con la máxima ganancia
alcanzada en el equilibrio (Ec. 7.10) esto es G(equilibrio) cuando t→∞.
vo =@
AS 7.9
G�t→ ∞� = Gequilibrio =@
A. 7.10
En la ecuación 7.8, a (adimensional) y b (en g agua/g ms) son las constantes del
modelo logarítmico, G(t) es la ganancia al tiempo t, calculada como la diferencia entre P(t) y
P(0) y t es el tiempo de extracción en horas.
Si bien la higroscopicidad (HG) está basada en el contenido de humedad de equilibrio,
para posibilitar las comparaciones entre muestras, el incremento en peso por g de polvo
luego de estar expuesto a dicha atmosfera durante 12 h se determinó como porcentaje (Ec.
7.11) siendo P(12) y P(0) los pesos de los pocillos conteniendo los polvos descontado el
peso de cada pocillo, a un tiempo de 12 h y a tiempo inicial (t=0 h) respectivamente (Goula
et al., 2004; Goula y Adamopoulos, 2008).
HG =!�@�g��!�b�
!�b�∗ 100 7.11
7.2.12.7. Isotermas de adsorción
Las isotermas de adsorción se determinaron por el método gravimétrico. Para ello
porciones (aproximadamente 3 g, bh) de las muestras 1, 3, 7, 8 y 9 fueron pre-secados en
estufa (50 °C; 3 días). Luego se colocó una porción de muestra (aproximadamente 1 g, bs)
en un pocillo plástico pequeño y se equilibró sobre soluciones salinas sobresaturadas de
162
LiCl, MgCl2, Mg(NO3)2, BrNa, Cl2Co, NaNO3, ClNa y ClK, las cuales proporcionaban
humedades relativas ambientes de 11,3 %, 32,78 %, 52,89 %, 57,57 %, 64,92 %, 74,25 %,
75,29 % and 84,34 %, respectivamente, de acuerdo con Greenspan (1977), en recipientes
cerrados hasta lograr el equilibrio (25 ± 2 °C). Una vez logrado el equilibrio las muestras
equilibradas fueron secadas utilizando la metodología descripta en el ítem 7.2.6.1
(determinación de humedad) para determinar su contenido de humedad. También se observó
la apariencia física de los polvos para corroborar si las muestras en polvo sufrieron algún
cambio visible como colapso o aglomeración. Algunas muestras no pudieron dejarse el
tiempo necesario para lograr el equilibrio porque comenzaban a mostrar cambios visuales
(pegajosidad y apelmazamiento).
Los modelos utilizados para la descripción de las isotermas de adsorción fueron: BET
modificado (Ec. 7.1 de tabla 7.1) y GAB (Ec. 7.2, de tabla 7.1).
El grado de ajuste se determinó utilizando los parámetros estadísticos: coeficiente de
determinación (R2) y porcentaje de error promedio porcentual (MPE, Ec. 6.4).
7.2.12.8. Temperatura de transición vítrea
Para la determinación de la temperatura de transición vítrea, porciones de las muestras
1, 3, 7, 8 y 9 (aproximadamente 1 g) fueron pre-secadas en estufa (50 °C; 3 días) y luego
colocadas en desecadores (25 ± 2 °C; 3-4 días) con atmósferas de distinta humedad relativa,
utilizándose soluciones salinas saturadas de LiCl, MgCl2, Mg(NO3)2, ClNa y ClK
(humedades relativas de 11,3 %, 32,78 %, 52,89%, 75,29% y 84,34 %, respectivamente, de
acuerdo con Greenspan (1977)). Algunas muestras no pudieron dejarse el tiempo necesario
para lograr el equilibrio porque comenzaban a mostrar cambios visuales (pegajosidad y
apelmazamiento). Luego las muestras fueron aisladas herméticamente para las
determinaciones de contenido de humedad y temperatura de transición vítrea.
Para la determinación de temperatura de transición vítrea, la muestra previamente
acondicionada (aproximadamente 8-15 mg) fue colocada en una cápsula de aluminio de 40
µL herméticamente sellada en un calorímetro diferencial de barrido. Como referencia se
utilizó una cápsula vacía perforada. Luego del enfriamiento de la muestra a -20 °C, la
temperatura de transición vítrea se determinó a partir de las curvas termo-analíticas por
163
calentamiento de la muestras a 10 °C / min hasta 100 °C. Todos los análisis se realizaron por
duplicado.
Para describir el efecto plastificador del agua en los polvos, los datos de temperatura
de transición vítrea (promedios de 2 determinaciones por muestras) fueron modelados
usando el modelo de Gordon y Taylor (G-T) (Ec. 7.3 de tabla 7.2). La temperatura de
transición vítrea de la mezcla (Tg) se modeló con los valores de la temperatura de inicio de
la transición vítrea (Tgonset). La bondad del ajuste se determinó utilizando los parámetros
estadísticos: coeficiente de determinación (R2) y porcentaje de error promedio porcentual
(MPE, Ec. 6.4).
7.2.13. Análisis estadístico
Los datos se expresaron como la media ± error estándar. Los datos experimentales se
estudiaron usando metodología de superficie de respuesta, análisis de regresión múltiple no
lineal (p ≤ 0,05), análisis de correlación de Pearson, análisis de varianza, test t-Student y
test de mínima diferencia significativa (LSD) de comparación de medias utilizando
Statgraphics Centurion XVI Académico.
7.3. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
7.3.1. Propiedades antioxidantes y solubilidad
Los sólidos solubles representan una forma de medir la concentración de una solución;
en el jarabe su concentración fué: 21 ± 1 g SS / 100 mL de jarabe.
El contenido de polifenoles totales en el jarabe fué de 9,6 ± 0,075 g EAC / 100 mL de
jarabe y 45,73 ± 0,35 g EAC / 100 g de SS. Un resumen de los resultados de las propiedades
antioxidantes de los polvos obtenidos se muestra en la tabla 7.3 (datos disponibles en Anexo
4 Cuadros D3 a D7).
Los contenidos de polifenoles totales en los polvos resultantes (CPTP) resultaron muy
cercanos al contenido de polifenoles totales presente en las formulaciones que fueron
alimentadas al secadero (CPTT). Consecuentemente las eficiencias de retención de
polifenoles totales (EPT; en %) resultaron más satisfactorias de lo esperado (EPT ≥ 91). En
la mayoría de los ensayos, excepto en los ensayos 1 y 3, las EPT fueron mayores a 98, lo que
indica que en la zona de operación estudiada la pérdida de polifenoles fue despreciable. Esta
164
última observación sugiere que los componentes que contribuyen al valor de CPTP son muy
estables a las temperaturas ensayadas. Las eficiencias de retención de polifenoles totales
mayores a 1 podrían ser una consecuencia de la hidrólisis de los polifenoles de yerba mate
durante el proceso de secado (Turkmen et al., 2005). Robert et al. (2010) reportan
porcentajes de recuperación de polifenoles totales de 96 y 99 % para jugo y extracto
etanólico de granada (Punica granatum) en polvo respectivamente, ambos obtenidos por
secado por aspersión usando maltodextrina (12 < DE < 20) como agente encapsulante y 153
°C como temperatura de secado, mientras que usando proteínas aisladas de soja en
reemplazo de la maltodextrina los porcentajes de recuperación fueron de 121 y 103 %
empleando 120 y 100 °C como temperatura de secado. En la encapsulación de β-carotenos
con maltodextrina (25 DE) las pérdidas fueron del 11 % (Desobry et al., 1997).
En cuanto a los resultados de solubilidad a 25 °C presentados en la tabla 7.3, puede
observarse que esta propiedad presentó valores aceptables (siempre mayores o iguales al
91%) y en las experiencias realizadas no se observaron depósitos en la preparación de
infusiones (datos disponibles en Anexo 4-Cuadro D6 y D7). Es importante que la solubilidad
de los polvos obtenidos durante la operación sea elevada, ya que esto garantiza la ausencia
de depósitos en la preparación de infusiones, contribuyendo a la buena imagen del producto.
En la tabla 7.4 se presentan los coeficientes de regresión y los criterios para evaluar el
ajuste de las superficies de respuesta de las distintas variables de respuesta (Análisis
disponible en Anexo 4-Cuadros D8 a D10) en función de las variables independientes del
proceso. Los cuatro modelos (CPTP, CAO-EAA, CAO-ET, S) se ajustaron adecuadamente
con coeficientes de determinación mayores o iguales a 93 % y con MPE menores a 2,00.
Cotejando los valores relativos de los coeficientes del modelo para para las variables
dependientes, se observó la preponderancia de los coeficientes lineales para ambas variables
independientes frente a los demás coeficientes del modelo; los demás términos presentaron
importancias relativas menores. En las figuras 7.1 a 7.4 se presentan los gráficos de
superficies de respuesta y de contorno para los cuatro modelos.
165
Tabla 7.3 Resumen de datos sobre contenido de polifenoles totales, capacidad antioxidante y solubilidad
Nº de Ensayo Condiciones Nº de
muestra CPTT CPTP EPT CPTP* CAO-EAA CAO-ET CAO*-EAA CAO*-ET S
1 200 °C(-1); 2,05 %MD(-1) 2 41,6 37,9 ± 0,37 91 ± 1 41,5 ± 0,41 48,5 ± 0,16 68,9 ± 0,24 53,3 ± 0,25 75,6 ± 0,25 93 ± 0,0
2 200 °C(-1); 12,05 %MD(+1) 2 29,0 29,3 ± 0,35 101 ± 1 46,1 ± 0,55 38,8 ± 0,34 54,9 ± 0,48 61,1 ± 0,53 86,5 ± 0,75 97 ± 0,5
3 240 °C(+1); 2,05 %MD(-1) 2 41,6 38,8 ± 0,04 93 ± 0 42,6 ± 0,04 47,3 ± 0,88 67,1 ± 1,27 51,9 ± 0,97 73,7 ± 1,39 94 ± 0,3
4 240 °C(+1); 12,05 %MD(+1) 2 29,0 28,9 ± 0,02 101 ± 0 45,5 ± 0,03 37,0 ± 0,28 52,3 ± 0,40 58,2 ± 0,44 82,4 ± 0,63 94 ± 1,1
5 248,2 °C(1,41); 7,05 %MD(0) 2 34,2 34,3 ± 0,49 101 ± 1 45,8 ± 0,66 43,8 ± 0,75 62,1 ± 1,08 58,5 ± 0,99 83,0 ± 1,44 96 ± 1,7
6 191,8 °C(-1,41); 7,05 %MD(0) 2 34,2 33,5 ± 0,97 98 ± 3 44,7 ± 1,30 44,3 ± 0,50 62,8 ± 0,72 59,2 ± 0,67 83,8 ± 0,96 97 ± 0,2
7 220 °C(0); 14,1 %MD(1,41) 2 27,4 28,2 ± 0,46 103 ± 2 47,1 ± 0,78 37,4 ± 0,57 52,9 ± 0,82 62,5 ± 0,95 88,5 ± 1,38 95 ± 0,5
8 220 °C(0); 0 %MD(-1,41) 2 45,7 44,7 ± 0,30 98 ± 1 44,7 ± 0,30 51,7 ± 0,42 73,4 ± 0,60 51,7 ± 0,42 73,4 ± 0,60 91 ± 0,1
9 220 °C(0); 7,05 %MD(0) 10 34,2 33,9 ± 0,10
99 ±
0,00 45,3 ± 0,14 42,7 ± 0,43 60,6 ± 0,63 57,1 ± 0,59 80,9 ± 0,84 95 ± 0,5
CPTT: contenido de polifenoles totales teórico (g EAC %ms); CPTP: contenido de polifenoles totales (g EAC %ms); EPT: eficiencias de retención de polifenoles totales; CPTP*(g EAC %ms lm); CAO-EAA (g EAA %ms); CAO-ET (g ET %ms); CAO*-EAA (g EAA% ms lm); CAO*-ET (g ET %ms lm); S: solubilidad (%); ms: muestra seca; lm: libre de maltodextrina
166
Tabla 7.4 Coeficientes de regresión de los términos significativos y criterios de ajuste
Respuesta
Coeficiente CPTP CAO-EAA CAO-ET S
a0 -10,804 91,018 128,181 169,742
Lineal
a1 0,455 -0,351 -0,489 -0,754
a2 -0,800 -1,004 -1,431 2,678
Cuadrático
a11 -0,001 0,001 0,001 0,002
a22 0,037 0,023 0,032 -0,035
Cruzado
a12 -0,003 -0,001 -0,002 -0,009
R2 0,96 0,94 0,94 0,93
χ2 0,96 1,35 2,80 0,36
RMSE 0,86 1,02 1,47 0,42
MPE 1,79 1,97 2,00 0,39 R2: coeficiente de determinación; χ2: Chi-cuadrado; RSME: raíz del cuadrado medio del error; MPE: porcentaje de error promedio porcentual; CPTP: contenido de polifenoles totales (gEAC %ms); CAO: Capacidad antioxidante (g EAA y g ET en %ms); S: solubilidad (%); EAC: equivalente a ácido clorogénico; EAA: equivalente a ácido ascórbico; ET: equivalente a Trolox. Variables no codificadas.
167
Figura 7.1. Superficies de respuesta y gráfico de contornos para Contenido de
polifenoles totales de los polvos (CPTP; g EAC %ms).
168
Figura 7.2. Superficies de respuesta y gráfico de contornos para Capacidad antioxidante de los polvos (CAO; g EAA %ms)
169
Figura 7.3. Superficies de respuesta y gráfico de contornos para Capacidad antioxidante de los polvos (CAO; g ET %ms).
170
Figura 7.4. Superficies de respuesta y gráfico de contornos para Solubilidad de los polvos a 25 °C (S; %).
7.3.1. Contenido de humedad
El contenido de humedad (CH) varió entre 3,2-7,7 % bh, excepto el polvo 6 (191,8 °C;
7,05 %MD), que presentó un CH del 10,6 ± 0,07 % bh (datos disponibles en Anexo 4-
Cuadro D11). Para té soluble en polvo, se reportaron CH entre 6-8 % (Sinija y Mishra,
2008).
La figura 7.5 muestra los valores de CH logrados empleando diferentes temperaturas
de entrada de aire; y se puede observar en general que con mayores temperaturas de entrada
de aire se lograron menores CH de los polvos debido a la mayor tasa de transferencia de
calor, lo cual facilita la eliminación de agua (Kha et al., 2010). A bajas temperaturas de
entrada de aire (prueba 6; 191,8 ºC), el polvo resultó demasiado húmedo.
Por lo general para una
aumentos en la concentración
humedad final, ya que las g
moléculas de agua (Adhikar
polvos obtenidos a 220 ºC.
7.3.2. Densidad
La densidad (db) prom
obtenida en el ensayo Nº6), f
0,226-0,356 g / mL respectiva
°C; 7,05 %MD), que present
disponibles en Anexo A4-Cu
entrada del aire sobre la dens
de humedad de los polvos, y
tener mayor peso bruto debid
más denso que un producto
correlación (rpearson: -0,849;
temperatura de entrada del air
Figura 7.5. Contenidtemperaturas de entrada
Mayores temperaturas d
producto final, pues mayores
na misma temperatura de entrada de aire sería e
ión de maltodextrina, se produzcan aumentos
s grandes moléculas de maltodextrina dificul
kari et al., 2005); esta observación sólo resul
romedio de todas las muestras (excepto el c
), fue de 0,279 ± 0,039 g / mL con valores min
tivamente. En el caso del polvo obtenido en el e
entó un valor de 0,45 ± 2,5x10-4 g / mL (ver
Cuadro D12). Es lógico pensar que el efecto de
nsidad está relacionado al efecto de este factor
ya que un producto con mayor contenido de h
bido a la presencia de agua, con lo cual será
to seco. Este supuesto fue respaldado por un
; análisis disponible en Anexo 4-Cuadro
aire, menor CH, menor densidad).
nido de humedad de los polvos (CH; % bh) a de aire (Ti; °C) y varias concentraciones d
(MD; %p/v)
s de entrada de aire provocarían una reducción
es temperaturas de entrada de aire implican m
171
ía esperable que, ante
os en el contenido de
cultan la difusión de
sultó válida para los
l caso de la muestra
minimo y máximo de
el ensayo Nº 6 (191,8
er Figura 7.6) (datos
de la temperatura de
tor sobre el contenido
e humedad tenderá a
rá considerablemente
n alto coeficiente de
dro D13) (a mayor
h) para diferentes s de maltodextrina
ión en la densidad del
mayor velocidad de
evaporación dando productos
todo cuando se usan “agent
como lo es la maltodextrina
obtenido por secado por asper
contener burbujas de aire, lo c
densidad.
Figura 7.6. Valores mtemperaturas de entrad
Según Goula y Adamop
mayor naturaleza pegajosa, y
espacios entre ellas y por end
Las características óptim
particulares de quien lo produ
a la existencia de un valor ópt
7.3.3. Color
El color es un atribut
parámetro de calidad desde e
consumo. El color debiera, en
este caso la yerba mate, e ince
El sistema de color H
dimensiones basado en la teo
tos con estructuras más porosas o huecas (W
ntes de secado” con características “formad
ina. Según Kwapinska y Zbicinski (2005), el
persión con agregado de materiales formadores
lo cual incrementaría el volumen de aire atrapad
s medios de densidad de los polvos (db; g/mLada de aire (Ti) y varias concentraciones de m
(%MD)
opoulos (2008), altos valores de densidad se as
, ya que las partículas que muestran esta tenden
nde resultan en un menor volumen bruto.
ptimas de densidad para el producto dependerá
oduzca, no pudiendo hacer “a priori” ninguna a
óptimo para este parámetro.
buto de suma importancia comercial, ya que
e el punto de vista del consumidor, teniendo i
, en principio, ser asociado con facilidad al prod
ncentivar al consumo.
Hunter L*, a*, b* es un espacio de color r
teoría de los colores opuestos (ver Figura 7.7) d
172
Walton, 2000); sobre
adoras de películas”
el material en polvo
res de película, suelen
pado disminuyendo la
mL) para diferentes e maltodextrina
asocian a polvos con
dencia dejan menores
erán de los objetivos
a afirmación respecto
que el mismo es un
o incidencia sobre el
roducto de origen, en
r rectangular de tres
) donde “L*” mide la
173
luminosidad o claridad y es el atributo que hace corresponder a cada color con respecto a la
escala de grises; este parámetro varía de 100 para blanco perfecto a 0 para el negro,
aproximadamente como el ojo lo evaluaría. Los ejes “a*” y “b*” permiten evaluar la
cromaticidad; y se caracterizan por carecer de límites numéricos definidos. Concretamente:
“a*” mide el componente rojo en el eje positivo, gris cuando es 0 y el componente verde en
el eje negativo y “b*” mide el amarillo en el eje positivo, gris cuando es 0 y el azul en el eje
negativo. Todos los colores que se pueden percibir visualmente se pueden mostrar en este
espacio rectangular de color (Hunter Lab., 2001).
Figura 7.7. Escala de color de Hunter Lab
Los resultados de las mediciones de color de los polvos para las diferentes condiciones
ensayadas se presentan en la tabla 7.6 (datos disponibles en Anexo 4-Cuadro D14) y los
gráficos de superficie de respuesta se presentan en la figura 7.8 (coeficientes de las
superficies de respuesta y respectivos parámetros de ajuste disponibles en Anexo 4-Cuadro
D14). Los coeficientes de la ecuación del modelo de superficie de respuesta significativos se
presentan en las ecuaciones 7.12 a 7.14 para los parámetros L*; a* y b* respectivamente (X1
representa a la temperatura del aire que entrada al secadero en ºC y X2 la concentración de
maltodextrina, en %MD).
L*= -236,8 + 2,58*X1- 0,005* X12+0,0004*X1*X 2 R
2= 69,4 % 7.12
a* = 87,9502-0,778872*X1-0,0373762*X2+0,0016868*X12 R2= 79,5 % 7.13
b*= -6,25165 + 0,28 * X1 – 0,054 *X2 -0,0006 * X12 + 0,0019* x2
2 R2=64 % 7.14
Los valores obtenidos para el parámetro “L*” presentaron un valor medio de 59,1 y un
desvío estándar de 3,1, indicando una luminosidad elevada de los polvos en las condiciones
en las que fueron obtenidos. El coeficiente importante en la ecuación del modelo de
superficie de respuesta fue el coeficiente lineal para la temperatura de entrada de aire al
174
secadero; indicando que el parámetro L* es mas influenciado por la temperatura de entrada
de aire al secadero que por la cantidad de maltodextrina empleada en la formulación (ver
Anexo 4 – Cuadro D14 y su análisis).
Figura 7.8. Superficies de respuesta para los parámetros colorimétricos L* , a* y b * para distintas temperaturas del aire de secado y distintas concentraciones de
maltodextrinas.
Los valores del parámetro “a*” se localizaron en la región central (a* ≈ 0) sin
tendencia al verde o al rojo; presentando un valor de -1,6 ± 0,91 (media ± de).
175
Tabla 7.6 Parámetros colorimétricos de los polvos para las diferentes condiciones ensayadas y valores de higroscopicidad
(HG)
Parámetro
N° de ensayo X1 (x1) X2 (x2) L* a* b* HG (%)
1 200 °C (-1) 2,05 %MD (-1) 58,50 ± 0,03 -1,12 ± 0,05 24,97 ± 0,01 6,8 ± 0,50
2 200 °C (-1) 12,05 %MD (1) 58,62 ± 0,05 -1,33 ± 0,02 24,55 ± 0,05 6,8 ± 0,41
3 240 °C (1) 2,05 %MD (-1) 60,56 ± 0,01 -1,91 ± 0,03 25,33 ± 0,01 7,8 ± 0,13
4 240 °C (1) 12,05 %MD (1) 62,46 ± 0,01 -2,26 ± 0,02 24,84 ± 0,02 7,2 ± 0,61
5 248,2 °C (1,41) 7,05 %MD (0) 58,93 ± 0,04 -1,84 ± 0,04 24,56 ± 0,04 8,7 ± 1,22
6 191,8 °C (-1,41) 7,05 %MD (0) 50,09 ± 0,06 1,09 ± 0,04 24,10 ± 0,00 4,9 ± 0,33
7 220 ° C (0) 14,1%MD (1,41) 59,76 ± 0,05 -1,96 ± 0,03 24,86 ± 0,02 7,0 ± 0,19
8 220 °C (0) 0 %MD (-1,41) 58,56 ± 0,03 -1,30 ± 0,03 24,97 ± 0,01 7,6 ± 0,07
9-13 220 °C (0) 7,05 %MD (0) 60,57 ± 0,43 -2,06 ± 0,09 24,97 ± 0,07 6,7 ± 0,49
Datos expresados como media ± desvío estándar
Los valores para “b
una media de 24,8. Los el
los polvos hacia el amarillo
concentración de maltodex
Trela et al. (2012) re
estacionada: Lo* = 41,5 ±
valores con los del polvo d
producto obtenido en el pr
producto de partida. El val
7.3.4. Cinética de
La humedad adsorb
almacenamiento ensayadas
en la figura 7.9 y en la ta
pseudo-replicas (Datos dis
humedad inicial de las mue
Figura 7.9. Valoresdiferentes temperatur
Generalmente los po
a adsorber con facilidad
precauciones necesarias la
fenómeno de apelmazamie
“b*” mostraron una desviación estándar de 0,
elevados valores hallados para “b*” indican u
rillo. Sus valores tienden a disminuir conforme s
extrina en la formulación.
reportaron los siguientes parámetros de colo
5 ± 0,5; ao*= -2,9 ± 0,4 y bo*= 15,7± 0,2. Co
o de yerba mate, dados en la tabla 7.6, se puede
presente trabajo es más claro y amarillo y men
valor de la diferencia absoluta de color fue ∆E=
de adsorción e higroscopicidad
orbida por los polvos luego de 12 h en las
das (22 ± 1 °C y 84,3 ± 2% de humedad relativ
tabla 7.6; los datos representan los valores p
disponibles en Anexo 4-Cuadro D15 y D16).
uestras no fue uniforme (ver punto 7.3.4)
res medios de higroscopicidad de los polvos turas de entrada de aire (Ti) y varias concent
maltodextrina (MD)
polvos obtenidos por secado spray son higroscó
ad humedad del aire circundante y a menos qu
s la superficie de los polvos se vuelve pegaj
miento (caking). Según Ross (1993), la higrosc
176
0,33 alrededor de
n una tendencia de
e se incremente la
lor en yerba mate
Comparando estos
ede concluir que el
enos verde que el
∆E= 19,8.
as condiciones de
tiva) es presentada
promedio de tres
El contenido de
s (HG; %) para entraciones de
scópicos y tienden
que se tomen las
gajosa y ocurre el
oscopicidad es una
177
más de las características de los polvos deshidratados que puede ser atribuida al
fenómeno de transición vítrea.
Tabla 7.7 Constantes y parámetros de ajuste del modelo de Peleg y del modelo logarítmico para la cinética de adsorción de humedad.
Modelo Condiciones Constante Parámetro
K1 K2 R2 EMA(%)
Peleg 200°C; 2,05 %MD 145,61 2,66 99,86 0,30
200°C; 12,05 %MD 55,47 2,49 98,01 1,40
240°C; 2,05 %MD 144,94 2,56 99,48 0,60
240°C; 12,05 %MD 147,85 3,12 99,05 0,70
248,2°C; 7,05 %MD 131,02 2,81 99,10 0,70
191,8°C; 7,05 %MD 194,62 2,64 99,61 0,50
220°C; 0 %MD 141,37 2,60 99,59 0,60
220°C; 7,05 %MD 152,72 2,86 98,30 1,00
220°C; 14,1 %MD 131,05 3,17 99,57 0,40
Constante Parámetro
Log A B R2 EMA(%)
200°C; 2,05 %MD 0,1674 -0,1050 99,45 0,59
200°C; 12,05 %MD 0,1398 0,0247 99,37 0,40
240°C; 2,05 %MD 0,1716 -0,1058 99,71 0,30
240°C; 12,05 %MD 0,1380 -0,0716 99,36 0,50
248,2°C; 7,05 %MD 0,1506 -0,0729 99,55 0,40
191,8°C; 7,05 %MD 0,1754 -0,1392 99,38 0,50
220°C; 0 %MD 0,1687 -0,1009 99,71 0,40
220°C; 7,05 %MD 0,1537 -0,0916 98,91 0,50
220°C; 14,1 %MD 0,1333 -0,0588 98,66 0,70
EMA: error medio absoluto; K1 (en h*g ms/g agua); K2 (en g ms/g agua); a (adimensional); b (en g agua/g ms)
Por lo general, para una misma temperatura de entrada del aire, el agregado de
maltodextrina contribuyó a disminuir la higroscopicidad de los polvos. Este efecto
puede apreciarse mejor en la figura 7.10.
178
Fig. 7.10. Cinética de ganancia de humedad (G, %) en función del tiempo-Efecto del agregado de maltodextrina
Modelado de la cinética de adsorción:
Las cinéticas de adsorción se modelaron empleando el modelo de Peleg y el
modelo logarítmico; el ajuste de los modelos fue evaluado por el coeficiente de
determinación (R2 ) y por el EMA (error medio absoluto) (Datos disponibles en Anexo
179
4-Cuadro 17). Estos valores y los parámetros de ajuste de los modelos se presentan en
la tabla 7.7. Los resultados mostraron que para las diferentes condiciones de secado
ensayadas, el modelo logarítmico presentó mejor ajuste que el modelo de Peleg, con
EMA menores a 0,7 % y R2 cercanos a la unidad.
En las figuras 7.10 y 7.11 se muestran los datos experimentales con sus
respectivos valores calculados utilizando el modelo logarítmico. Se esperaría que el
agregado de maltodextrina contribuya a disminuir la tendencia a la higroscopicidad, lo
cual puede apreciarse en la figura 7.10; mientras que para un mismo porcentaje de
maltodextrina (7,05 %MD) dentro del rango de temperaturas de entrada de aire al
secadero comprendidas entre 191 y 248 °C (Figura 7.11), la temperatura no parece
tener efecto sobre la higroscopicidad.
Figura 7.11. Cinética de ganancia de humedad (G; %) en función del tiempo-Efecto de la temperatura de entrada del aire al secadero
7.3.5. Isotermas de adsorción
El contenido de humedad de equilibrio de las muestras en polvo obtenido con
diferentes proporciones de maltodextrina y diferentes temperaturas de entrada de aire
equilibrados a seis actividades acuosas se presentan en la tabla 7.8 (datos disponibles
en Anexo 4 - Cuadro D18). Dichos datos experimentales se modelaron usando los
180
Tabla 7.8 Contenido de humedad de equilibrio del mate soluble formulado con diferentes porcentajes de maltodextrina y deshidratado a diferentes temperaturas de entrada del aire de secado
Contenido de humedad de equilibrio, CHe (g/g ms) a 25ºC.
aw 220°C; 0 %MD 220°C; 7,05 %MD 220°C; 14,1 %MD 240°C; 2,05 %MD 200°C; 2,05 %MD
0,113 0,037 ± 0,001 0,037 ± 0,001 0,048 ± 0,000 0,025 ± 0,001 0,030 ± 0,001
0,327 0,075 ± 0,000 0,062 ± 0,000 0,067 ± 0,000 0,055 ± 0,001 0,056 ± 0,004
0,528 0,103 ± 0,003 0,085 ± 0,005 0,103 ± 0,003 0,120 ± 0,005 0,118 ± 0,001
0,649 0,128 ± 0,004 0,109 ± 0,003 0,122 ± 0,003 0,158 ± 0,011 0,143 ± 0,002
0,753 0,236 ± 0,007 0,185 ± 0,005 0,168 ± 0,002 0,250 ± 0,007 0,259 ± 0,004
0,843 0,321 ± 0,012 0,295 ± 0,013 0,278 ± 0,009 0,384 ± 0,006 0,381 ± 0,005
181
modelos de GAB y BET modificado, cuyos parámetros estimados y de ajuste se
presentan en la tabla 7.9 (análisis estadístico disponible en Anexo 4 - Cuadros D19 y
D20).
Tabla 7.9 Parámetros estimados de los modelos GAB y BET modificado para mate soluble formulado con diferentes porcentajes de maltodextrina y
deshidratado a diferentes temperaturas de entrada del aire de secado
Modelo Condiciones Constante R2 MPE(%)
Xm CGAB kGAB
GAB 0 %MD; 220 °C 0,057 10,03 0,982 0,980 7,58
2,05 %MD; 200 °C 0,072 2,75 0,979 0,990 10,62
2,05 %MD; 240 °C 0,075 2,56 0,972 0,998 6,98
7,05 %MD; 220 °C 0,041 34,11 1,024 0,994 4,41
14,10 %MD; 220 °C 0,049 23,21 0,971 0,990 6,28
BET Xm CBET N
0 %MD; 220 °C 0,054 12,76 22,89 0,981 6,79
2,05 %MD; 200 °C 0,065 3,49 23,50 0,990 9,81
2,05 %MD; 240 °C 0,066 3,47 20,96 0,997 5,82
7,05 %MD; 220 °C 0,045 17,69 11,16 0,990 5,94
14,10 %MD; 220 °C 0,044 14,45 13,98 0,983 10,82
Xm: contenido de humedad de la monocapa (g agua / g de producto seco); Constantes adimensioanles de los modelos (CGAB, kGAB, CBET, n)
La figura 7.12 muestra las isotermas experimentales y el ajuste del modelo GAB
para los polvos formulados con 2,05 %MD y obtenidos a dos temperaturas de entrada
de aire al secadero (200 y 240 °C). La figura 7.13 muestra las isotermas
experimentales y el ajuste del modelo GAB para los polvos obtenidos a una
temperatura de entrada de aire de 220 °C y formulados con tres concentraciones de
maltodextrina (%MD, 0, 7,05 y 14,10 %MD). En ella se puede observar que para aw ≤
0,8 el agregado de dicho aditivo provoca la reducción del contenido de humedad final
de equilibrio; probablemente debido que se modifica el balance de los sitios
hidrofílicos/hidrofobicos (Perez-Alonso et al., 2006). Resultados similares fueron
observados por Kurozawa et al. (2009).
Figura 7.12. Isote%MD y deshidratado u
Ambas figuras mue
amorfos: se verifica la ads
incrementa la humedad
comportamiento tipo III se
de humedad es función de
de la microestructura del p
Para cada muestra
alcanzar el equilibrio, cuy
relativa. Luego de aproxim
muestras expuestas a hume
embargo cuando fueron ac
adsorbiendo humedad incl
de humedad por parte de
(2011).
Los valores prome
resultaron 0,058 ± 0,014 g
otermas de adsorción de mate soluble formulutilizando diferentes temperaturas de entra
secado (200 y 240 °C)
uestran el perfil de adsorción de agua típico
dsorción de cantidades incrementales de agua a
dad relativa a temperatura constante; p
egún la clasificación de Brunauer. La aw a un
de la composición química, de la estructura su
l polvo.
tra acondicionada, se evidenció un tiempo
cuya duración se incrementó con el aumento
ximadamente dos semanas de acondicionamien
medades relativas menores a 64 % alcanzaron e
acondicionadas a humedades relativas mayor
ncluso luego de 30 días. Este fenómeno de con
de los polvos también fue observado y reporta
medio del contenido de humedad de la m
4 g agua / g de producto seco de acuerdo al mo
182
ulado con 2,05 trada del aire de
ico de materiales
a a medida que se
presentando un
un dado contenido
supramolecular y
o necesario para
to de la humedad
iento a 25 °C, las
n el equilibrio; sin
yores continuaron
continua adsorción
rtado por Li et al.
monocapa (Xm)
modelo de GAB y
0,058 ± 0,0105 g agua / g
7.9). En la bibliografía se
producto seco; con const
isotermas a 25 °C según e
aditivos, disponibles come
partir de isotermas a 20, 30
yerba mate estacionada va
para la fracción de hojas y
fracción de palos. (Känzig
sido reportados en product
Comparando el valo
temperatura de aire de en
entre 7 y 14 % contribuye
atribuyen esta disminuci
provocaría una disminució
Figura 7.13. Isotermcon diferentes porcent
como tem
/ g de producto seco de acuerdo al modelo de
se reportan valores de Xm de 0,06029 ± 0,0055
nstantes k = 0,9618 ± 0,00735 y C = 1,417
n el modelo de GAB para muestras de té verde
mercialmente (Li et al., 2011). Los valores de X
, 30, 40 y 50ºC y usando el modelo de GAB en
varían de entre 4,11 y 5,39 kg de agua / 100 kg
s y entre 5,30 y 5,95 kg de agua / 100 kg de sól
zig et al., 1985, 1987). Valores de k cercanos
uctos vegetales en polvo en varios trabajos (Ped
alor de Xm correspondiente a los polvos obten
entrada (220°C), se aprecia que el agregado d
ye a una disminución de este parámetro. Kuroza
ución al efecto encapsulador de la maltode
ción de los sitios polares expuestos a las molécu
ermas de adsorción de mate soluble puro y mentajes de maltodextrina, deshidratados utiliz temperatura de entrada del aire de secado.
183
de BET (ver Tabla
0553 g agua / g de
417 ± 0,262 para
rde instantáneo sin
e Xm reportados a
en hojas y palos de
kg de sólido seco
sólido seco para la
os a la unidad han
edro et al., 2010).
tenidos a una dada
de maltodextrina
ozawa et al. (2009)
odextrina lo cual
éculas de agua.
mate formulado tilizando 220 ºC
184
7.3.6. Temperatura de transición vítrea
Las temperaturas de transición vítrea (onset y midpoint; Tgos y Tgmp
respectivamente) de los polvos de mate soluble acondicionados en ambientes con 53,
33 y 11 % de humedad relativa y de los sólidos secos (Tgs) presentes en los mismos se
presentan en la tabla 7.10 (datos disponibles en Anexo 4 - Cuadros D21 y D22). Los
datos experimentales de Tgos (datos disponibles en Anexo 4 - Cuadro D23) se ajustaron
a la ecuación de Gordon y Taylor (G-T; ecuación 7.3 en tabla 7.2). Los parámetros
obtenidos por regresión no lineal (la constante empírica k y la temperatura de
transición vítrea de los sólidos secos o anhidros (Tgs) se presentan en la tabla 7.11
(análisis estadístico disponible en Anexo 4 - Cuadros D24 y D25); mientras que las
curvas predichas por el modelo de G-T aplicadas a Tgos se presentan en la figura 7.14.
Tabla 7.10 Temperaturas de transición vítrea de mate soluble puro y formulado con diferentes porcentajes de maltodextrina y obtenidos con una
temperatura de aire de entrada de 220 ºC
Condiciones Muestra aw muestra Tgos(°C) Tgmp (°C)
0 %MD
8 0,53 15,4 35,9
8 0,44 30,8 37,3
8 0,41 39,2 43,6
7,05 %MD
9 0,55 14,8 28,4
9 0,46 31,4 37,1
9 0,41 42,9 47,3
14,1 %MD
7 0,52 27,6 39,8
7 0,47 36,2 41,2
7 0,44 52,1 60,5
Para un sistema binario, el parámetro k del modelo de G-T controla el grado de
curvatura de la linea Tg-CH, y puede ser relacionado a la fuerza de la interacción entre
los componentes del sistema. En la bibliografía se reportan casos en los que la adición
de maltodextrina incrementa el valor de k (Silva et al., 2006); sin embargo en la
185
presente investigación dicho incremento no se verificó. Los valores de k estimados se
encuentran en el rango de valores reportados en la bibliografía para productos en polvo
formulados con y sin maltodextrina (3,9≤ k ≤ 5,5; Silva et al.; 2006). Li et al. (2011)
reporta una k de 2,946 para muestras comerciales de té verde instantáneo sin aditivos.
Tabla 7.11 Parámetros estimados del modelo de G-T para mate soluble formulado con diferentes porcentajes de maltodextrina y deshidratados a una
temperatura de entrada del aire de secado de 220 °C
Condiciones Constantes R2 MPE (%)
Tgs (ºC) k
0 %MD 63,2 2,466 0,902 10,50
7,05 %MD 62,0 2,514 0,993 2,76
14,1 %MD 70,0 2,428 0,969 5,39
Figura 7.14. Temperatura de transición vítrea en función del contenido de sólidos para mate soluble formulado con 0; 7,05 y 14,10 %MD) y deshidratado
utilizando una temperatura de aire de entrada al secadero spray de 220 °C
186
Los polvos obtenidos empleando una temperatura de aire de entrada al secadero
de 220 °C, formulados con 0 y 7,05 %MD, presentaron temperaturas de transición
vítrea (Tgos) a humedades relativas comprendidas entre 53-55 % de 14,8 y 15,4 °C,
ambas inferiores a la temperatura ambiente. Cuando se formularon con 14 %MD, su
Tgos se elevó a 27,6 °C para una humedad relativa del 52%, confirmando que el
agregado de maltodextrina en un 14 % eleva la Tgos de los polvos hasta la zona estable.
Dicho comportamiento es esperable, dado que al aumentar el porcentaje de
maltodextrina se está provocando un incremento del peso molecular medio de los
sólidos solubles de los polvos. Para los polvos obtenidos empleando 220 °C como
temperatura de entrada de aire, se encontró un efecto significativo sobre la temperatura
de transición vítrea de los sólidos secos (Tgs) por parte de la variable concentración de
maltodextrina (p ≤ 0,0926; ANOVA disponible en Anexo 4 - Cuadro D26) (Figura
7.15). Sin embargo no se encontraron diferencias significativas en los valores de Tgs
de los polvos formulados con 0 y 7 %MD, pero si entre la Tgs de estos últimos y la Tgs
de los polvos formulados con 14 % MD (Anexo 4 - Cuadro D26). Esto podría
interpretarse considerando que el agregado de maltodextrina de 0 a 7 % no implica un
incremento suficiente en el peso molecular medio de los sólidos en el producto final
como para provocar un aumento en escala práctica de la temperatura de transición
vítrea, mientras que el agregado de un 7 % más de dicho aditivo hasta lograr un 14 %
MD resulta suficiente.
Figura 7.15. Medias e intervalos de mínima diferencia significativa (p ≤0,05) para temperaturas de transición vítrea de los sólidos secos en mate soluble formulado con 0; 7,05 y 14,10 %MD y deshidratado utilizando una temperatura de aire de
entrada al secadero spray de 220 °C
187
7.3.7. Discusión de criterios de estabilidad
El enfoque basado en el concepto de aw sugiere que un producto a una
determinada temperatura posee su mayor estabilidad química cuando su contenido de
humedad corresponde al contenido de humedad de la monocapa a dicha temperatura, el
cual depende de la composición química y la temperatura a la que se encuentra el
material. Este enfoque si bien es aun ampliamente aceptado, posee algunas
limitaciones tales como: i- que el alimento puede no encontrarse en un estado de
equilibrio, ii- que la naturaleza de los solutos presentes puede desempeñar un rol
importante en el desarrollo de reacciones químicas, iii- no indica acerca del estado del
agua presente en el alimento y en como sus moléculas están interactuando con las
moléculas de los sustratos, iv-que los valores de aw límites estipulados para
determinados cambios pueden ser influenciados por niveles altos o bajos de otros
factores presentes tales como pH, sales, agentes antimicrobianos, tipos de tratamientos,
etc (Rahman, 2006). Por ejemplo, este enfoque postula que los cambio debidos a
actividad microbiológica estarán restringidos si la aw del alimento es menor a 0,6; sin
embargo, la tecnología de efecto valla (“hurdle effect”) que se basa en la combinación
inteligente de varios factores de preservación para lograr la estabilidad microbiológica
de un alimento, postula que dicha aw límite puede incrementarse si se contempla el
efecto de otros factores de preservación tales como el pH del producto.
En la tabla 7.12 se presentan los valores de contenido de humedad
correspondientes al valor de la monocapa predichos por el modelo de GAB y sus
correspondientes valores de aw obtenidos gráficamente a partir de las isotermas para
polvos obtenidos a una temperatura del aire de entrada de 220 ºC.
Tabla 7.12 Valores del contenido de humedad y de actividad acuosa de la monocapa (Xm y aw) para las formulaciones de mate soluble a 25ºC.
MD (%)
Xm (GAB)
(g agua / g sólidos secos) aw (GAB)
0 0,057 0,23
7,05 0,041 0,11
14,10 0,049 0,11
188
De acuedo con Rahman (2006) existen alimentos cuya estabilidad no se explica
únicamente con el concepto de aw siendo necesario un abordaje multienfoque
(actividad acuosa + transición vítrea) para el estudio de la estabilidad del alimento.
Durante la deshidratación por aspersión, la eliminación de agua normalmente se da en
un tiempo menor al que fija la cinética de cristalización de los solutos presentes en el
extracto inicial. Por ello en este tipo de proceso es frecuente llevar a los solutos
solubles y a los insolubles compatibles con el agua a un estado amorfo,
molecularmente desordenado, de no equilibrio termodinámico, que exhibe cambios
dependientes del tiempo aproximándose al equilibrio (Roos et al., 1996). El problema
con el manejo de los alimentos en polvo es que usualmente se hallan en un estado
amorfo inestable, por lo que su estado físico puede cambiar de un estado de sólido
amorfo vítreo a un estado de sólido amorfo viscoso una vez que el producto alcanza su
Tg, ya sea como consecuencia de una ganancia de humedad o por su exposición a una
temperatura de almacenamiento superior a su Tg. Por ello, el enfoque de aw,
empleando Xm como único criterio de estabilidad del producto, no resultaría
suficiente.
El concepto de transición vítrea postula que un producto será estable siempre que
se halle en estado amorfo vítreo, es decir que se halle a una temperatura por debajo de
su temperatura de transición vítrea. En alimentos deshidratados en polvo, ciertos
cambios tanto estructurales como fisicoquímicos se correlacionan más con el
fenómeno de transición vítrea a través del efecto de plastificación del agua o de la
temperatura que con el contenido de humedad de la monocapa. Entre dichos cambios
se pueden mencionar los fenómenos de pegajosidad (pérdida del “free flowing”),
colapso, apelmazamiento y sinterizado de la superficie del material (Lievonen y Roos,
2002; Miao y Roos, 2006; Slade y Levine, 1991).
El fenómeno de caking es un fenómeno indeseable, por el cual los polvos “ free
flowing” de bajo contenido de humedad, con el transcurso del tiempo, al ser expuestos
a altas humedades relativas o altas temperaturas, se van transformando en partículas
pegajosas que luego se van adhiriendo unas a otras, lo cual reduce la capacidad de los
polvos de dispersarse libremente (estadío de apelmazamiento y pegajosidad). Con el
progreso del fenómeno de caking, se comienzan a formar bultos quebradizos tipo
terrones que luego se transforman en masas aglomeradas comúnmente denominadas
“tortas”. En la fase más avanzada de este fenómeno, las partículas pierden su estructura
189
interna estabilizadora, por lo que la estructura de los polvos colapsa y desaparecen los
poros abiertos que presentaban dichas estructuras, obteniéndose una masa amorfa
altamente viscosa, (Hartmann y Palzer, 2011). Estos cambios resultan en pérdidas de
funcionalidad y calidad (Aguilera et al., 1995) (Figura 7.16). La principal causa de
dicho fenómeno es la plastificación de la superficie de la partícula sólida debida a la
ganancia de humedad. La figura 7.17 presenta, a los fines de ilustración, los “puentes”
entre partículas de polvo de tomate obtenido por secado spray que sufrieron el
fenómeno de caking.
Figura 7.16. Diferentes fases del proceso de coalescencia de las partículas. Adaptado de Hartmann y Palzer (2011)
Figura 7.17. “Puentes” entre partículas de polvo que sufrieron el fenómeno de caking. Hartmann y Palzer (2011)
En relación a la apariencia de los polvos luego de ser equilibrados sobre
soluciones salinas saturadas, las muestras correspondientes a los ensayos 1(200 ºC;
2,05 %MD), 3 (200 ºC; 12,05 %MD), 7 (220 ºC; 14,1 %MD), 8 (220 ºC; 0 %MD) y 9
(220 ºC; 7,05 %MD) sufrieron el fenómeno de caking. El mismo incluyó los estadios
de apelmazamiento, pegajosidad, colapso y melting (Figura 7.16), todos observables
190
macroscópicamente cuando fueron almacenadas a 25 ± 2°C en ambientes de
humedades relativas superiores a 64 % (soluciones salinas saturadas de Mg(NO3)2,
ClNa y ClK).
Ross (1993), evaluando ambos conceptos (aw y Tg) en relación al peso molecular
de una serie de compuestos homólogos, definió un contenido de agua crítico (CHC)
que provocaba una caída de la temperatura de transición vítrea del producto hasta
igualarse a la temperatura ambiente (25 °C). Dicho contenido crítico de agua podría
relacionarse a un valor de actividad acuosa crítica (aWC) obtenible a partir de la
isoterma a 25 °C.
Ambos conceptos arriba mencionados (CHC y aWC) fueron relacionados
gráficamente en la figura 7.18, en la cual se combinaron los datos experimentales de
temperatura de transición vítrea con los datos correspondientes a las isotermas
(experimentales y calculadas mediante el modelo GAB) para las muestras
deshidratadas empleando una temperatura de aire de entrada de 220 °C y formuladas
con 0; 7,05 y 14,10 % MD (muestras 8, 9 y 7). A partir de estos gráficos combinados
(Figura 7.18) se ha evaluado, para una determinada temperatura de almacenamiento
(25 ºC), cual será la aWC y el contenido de humedad critico (CHC) que delimitan la
transición vítreo-goma y por lo tanto la humedad relativa ambiente límite de
almacenamiento del producto a esa temperatura para las tres formulaciones antes
citadas. Los valores críticos encontrados se presentan en la tabla 7.13.
Tabla 7.13 Valores críticos para contenido de humedad (CHC) y actividad
acuosa (aWC) para las formulaciones de mate soluble
MD (%)
CHC
(g agua / g sólidos secos)
aWC (GAB)
0 0,082 0,42
7,05 0,075 0,42
14,10 0,110 >0,55 (experimental) o = 0,603 (predicho por GAB)
191
El CHC resultó muy similar para el mate soluble puro y el mate soluble
formulado con 7,05 % MD. Cuando estos productos son almacenados a una humedad
relativa ambiente del 42%, presentarán un contenido de humedad cercano al 7-8 % bs
y su Tg será de 25 °C, por lo tanto si estos productos se almacenan y comercializan a
una temperatura menor a 25 °C, el nivel máximo de humedad relativa ambiente que
permitiría asegurar el estado vítreo sería del 42% (es decir sin signos deteriorativos
gobernados por fenómenos difusionales). Este valor de CHC es 1,4 y 1,7 veces superior
a los correspondientes Xm a 25ºC predichos por el modelo de GAB.
La transición vítrea en condiciones ambientales (25 °C) para la formulación con
14 %MD ocurriría cuando la humedad relativa ambiente ronde el 58-60 %, por lo que
dicha formulación puede ser considerada la más estable desde el punto de vista de los
deterioros gobernados por fenómenos difusionales. Esta formulación presentaría una
aWC probablemente mayor a 0,55 (de acuerdo a la extrapolación de la línea de Tg en la
figura 7.18c) (o de 0,6 según predicciones del modelo de G-T y modelo de GAB
combinados). Esto significa que las muestras formuladas con 14,1 % MD pueden ser
almacenadas a temperaturas hasta 25 °C a una humedad relativa máxima de
aproximadamente 60 % sin presentar cambios físicos deteriorativos asociados a la
transición de su estado vítreo con un CHC cercano al 11 % bs. Este CHC es
aproximadamente 2,2 veces mayor al contenido de humedad de la monocapa a 25ºC
predicho por el modelo de GAB (ver Tabla 7.12).
El agregado de maltodextrina en dicho porcentaje permitiría elevar la tolerancia
del producto a HR de almacenamiento del 60%, por lo que su uso resultaría apropiado
para prolongar la vida útil del mate soluble desde el punto de vista de su estabilidad
estructural. Sin embargo, si se consideran otras reacciones químicas de deterioro que
no están limitadas por la difusión de los reactantes, el valor de humedad de monocapa,
menor que los valores de CHC determinados para los polvos formulados con las
distintas concentraciones de maltodextrina, debe tomarse en consideración para
mantener la estabilidad de los polvos. Dichos valores de Xm implican valores de aw en
el rango 0,11-0,23 (Tabla 7.12) para polvos deshidratados a 220 ºC.
Figura 7.18. Relahumedad de equilibrio y
(a) puro
elación entre la actividad acuosa (a 25 °C), el io y la temperatura de transición vítrea para uro; (b) con 7,05 %MD; (c) con 14,1 %MD
192
el contenido de ra mate soluble:
193
7.4. CONCLUSIONES DEL CAPITULO
• La adsorción de agua por parte de los polvos de mate soluble
ensayados pudo ser descripta adecuadamente por los modelos de GAB y BET
modificado. La temperatura de transición vítrea disminuyó conforme aumentó el
contenido de humedad de los productos, confirmando el efecto plastificador del agua
sobre esta propiedad.
• El efecto simultaneo de la temperatura de entrada al secadero y
y del porcentaje de maltodextrina agregado previamente al secado ha podido
modelarse adecuadamente; y permitiría la predicción del contenido de polifenoles
totales y de la capacidad antioxidante de los polvos.
• El mate soluble constituye un material amorfo, ya que las
moléculas de sus solutos fueron inmovilizadas por la rápida deshidratación durante su
secado spray. El problema de la perdida de fluidez y del apelmazamiento del producto
es un problema omnipresente por lo que para lograr su estabilidad (tanto física como
química) se deben considerar los conceptos de actividad acuosa y de transición vítrea
combinados. Un ligero aumento en la aw de las muestras, provocado por una leve
humectación o aumento en la temperatura de almacenamiento, provocaría fenómenos
indeseables asociados al cambio de estado vítreo a estado gomoso, por lo que sería
necesario emplear envases de muy baja permeabilidad al vapor de agua para mantener
la calidad del producto y controlar la temperatura de almacenamiento.
• El secado spray de extractos concentrados de yerba mate con la
utilización de maltodextrina como agente encapsulante en concentraciones entre 0 y
14,1% p/v y con temperaturas de entrada de aire entre 192 y 248 ºC permite la
obtención de mate soluble con un contenido de polifenoles totales similar al del
extracto líquido; de coloración acorde al producto original, con valores muy
aceptables de solubilidad a 25 ºC (siempre mayores al 91%) y que al ser rehidratados
no presentan depósitos sedimentados visualmente perceptibles.
• Se recomienda como futuros rangos de operación el de las
temperaturas bajas a medias (200-220 ºC) y concentraciones de maltodextrina elevadas
(10-14 % p/v) a partir de las cuales se logra menores pérdidas de polifenoles y una
mayor estabilidad física del producto final.
• El agregado de maltodextrina en un 14% permitiría elevar la
humedad relativa crítica de almacenamiento (en relación a los cambios físicos); efecto
194
no evidenciado a menores porcentajes de maltodextrina. Sin embargo, la estabilidad de
los polvos desde el punto de vista de reacciones químicas requeriría humedades de
almacenamiento menores e iguales a las de monocapa.
Con base en lo concluido anteriormente, se presentan las siguienes recomendaciones:
1-Evaluar el tipo de empaque más adecuado para el producto.
2-Realizar un análisis sensorial de los polvos.
3-Evaluar si el producto en polvo podría ser un ingrediente de alimentos como
yogures, mermeladas, etc., por su efecto antioxidante.
4-Evaluar la ocurrencia y extensión de reacciones químicas de deterioro de polifenoles
durante su almacenamiento en ambientes a diferentes humedades relativas y en
función de la permeabilidad de los envases.
195
SECCION IV
CONCLUSIONES FINALES
196
CONCLUSIONES FINALES
197
• La metodología ISO/FDIS 14502 para la determinación del
contenido de polifenoles totales (CPT) pudo adaptarse sin inconvenientes a muestras
de yerba mate elaborada (Ilex paraguariensis). Los resultados obtenidos fueron
razonablemente cercanos a los reportados en la bibliografía y los estándares ácido
clorogénico y ácido gálico mostraron sencillez de manejo y estabilidad en las
condiciones de los ensayos.
• Los resultados obtenidos a partir del empleo de método del
radical DPPH para la determinación de capacidad antioxidante (CAO) in vitro de los
extractos de yerba mate adaptada, resultaron apropiados y podrían contribuir al control
de calidad del producto, sin embargo la temperatura de incubación es un factor que
debe ser estandarizado a lo largo de las determinaciones; el método no presentó
interferencia con la cafeína presente en los extractos. Los estándares ácido ascórbico y
Trolox mostraron sencillez de manejo y estabilidad en las condiciones de los ensayos.
• Al evaluar los efectos del origen, tipo de procesamiento y época
de cosecha, sobre el CPT y la CAO de la yerba mate, se encontró que:
• de los tres factores estudiados, el único que ejerce un efecto
significativo sobre el CPT de los extractos de la yerba mate fue la época de cosecha,
resultando el CPT promedio 4,5 % mayor al inicio de la época de cosecha que al final
de la misma, probablemente debido a distribución de edades foliares en el material
cosechado;
• la época de cosecha (la cual guarda relación con la fase de
desarrollo del cultivo) afecta a la CAO de los extractos de yerba mate
independientemente del origen de las muestras. Los diferentes tipos de secado inciden
de distinta forma sobre la CAO según se trate del inicio o del final de la época de
cosecha. En el secado tipo barbacuá no se detectaron variaciones significativas en la
CAO de los extractos provenientes de muestras cosechas en ambas épocas, mientras
que en los otros dos tipos de secado (cinta y tubular) se halló variación significativa de
la CAO según las épocas de cosecha, encontrándose valores mayores en el inicio de la
cosecha (marzo – abril), tanto para el secado en cinta como para el secado tubular. En
base a los resultados, para obtener extractos de yerba mate con altos CPT y CAO se
debe trabajar con materia prima cosechada al inicio de la cosecha.
• Al optimizar la extracción de polifenoles totales a partir de la
yerba mate se encontró que:
198
• la fracción hojas posee mayor CPT que la fracción palos (22,2 ±
0,14 y 14,1 ± 1,24 gEAC %ms respectivamente; p ≤ 0,012) por lo que para la
extracción de polifenoles a partir de yerba mate se sugiere la utilización únicamente de
la fracción de hojas;
• existe una fuerte asociación lineal directa entre CPT y
cualquiera de las formas de expresar CAO;
• si bien la extracción metanólica (metanol al 70 % en volumen, a
70 ºC durante 10 min) a partir de la fracción de hojas fue la más eficiente, el etanol y el
agua han mostrado ser eficaces en la extracción de los compuestos fenólicos presentes
en yerba mate y presentan la ventaja competitiva de ser de baja toxicidad (etanol) y
alta abundancia relativa (agua);
• se considera conveniente utilizar dos sistemas extractivos:
soluciones etanólicas (concentraciones 30-50 %p/p con relaciones líquido a sólido
comprendidas entre 8 y 9 g líquido / g ms por 30 min a 65 ± 2° C) y agua en ebullición
usando la misma relación líquido a sólido (8 - 9) y el mismo tiempo de extracción (30
min). Con ambos sistemas extractivos se logra una eficiencia de extracción cercana al
55 % del valor máximo posible (metanol al 70 % en volumen; a 70 °C por 10 min).
• El secado spray de extractos concentrados de yerba mate con la
utilización de maltodextrina como agente encapsulante en concentraciones entre 0 y
14,1% p/v y con temperaturas de entrada de aire entre 192 y 248 ºC permite la
obtención de mate soluble con un contenido de polifenoles totales similar al del
extracto líquido previo al secado; de coloración acorde al producto original, con
valores muy aceptables de solubilidad a 25 ºC (siempre mayores al 91%) y que al ser
rehidratados no presentan depósitos sedimentados visualmente perceptibles. La
adsorción de agua por parte de los polvos de mate soluble ensayados puede ser
descripta adecuadamente por los modelos de GAB y BET modificado.
• En el rango operación estudiada (temperatura del aire de
entrada entre 192 ºC y 248 ºC y porcentaje de maltodextrina (MD) entre 0 y 14,1
%p/v) la pérdida de polifenoles fue despreciable (no mayor al 9%) lo cual sugiere que
los compuestos que contribuyen al valor de CPT del producto en polvo son muy
estables a las temperaturas ensayadas o sus posibles productos de hidrólisis durante el
proceso de secado continúan presentando estructuras moleculares con grupos oxidrilos
199
unidos al anillo bencénico, es decir que mantienen su capacidad reductora (o
antioxidante).
• El problema de la perdida de fluidez y del apelmazamiento del
producto es un problema omnipresente. El mate soluble constituye un material amorfo,
ya que las moléculas de sus solutos fueron inmovilizadas por la rápida deshidratación
durante su secado spray. Por lo tanto cuando se desea lograr su estabilidad (tanto física
como química) se deben considerar ambos conceptos, tanto actividad acuosa como
transición vítrea. Un ligero aumento en la aw de las muestras, provocado por una leve
humectación o aumento en la temperatura de almacenamiento, provocaría fenómenos
indeseables asociados al cambio de estado vítreo a estado gomoso, por lo que sería
necesario emplear envases de muy baja permeabilidad al vapor de agua para mantener
la calidad del producto. El agregado de maltodextrina en un 14% porcentaje permitió
lograr un nivel máximo de HR del almacenamiento sin riesgo de aparición de signos
de deterioro asociados al paso al estado gomoso de la matriz amorfa; resultando este
porcentaje de maltodextrina el adecuado para prolongar la vida del mate soluble. Sin
embargo, la estabilidad de los polvos desde el punto de vista de reacciones químicas de
deterioro requeriría humedades de almacenamiento menores o iguales a las de la
monocapa.
• los resultados obtenidos en el rango estudiado orientan la zona
óptima (mínima pérdida de polifenoles) hacia las temperaturas bajas a medias (200 -
220 ºC) y 14,1 %p/v como concentración de maltodextrina a partir de las cuales se
logra menores pérdidas de polifenoles y una mayor estabilidad física del producto
final.
200
SECCION V
REFERENCIAS
201
REFERENCIAS
202
Adhikari, B.; Howes, T.; Lecomte, D.; Bhandari, B. R. 2005. A glass transition temperature approach for the prediction of the surface stickiness of a drying droplet during spray-drying. Powder Technology, 149, 168-179.
Aguilera, J. M.; Del Valle, J. M.; Kareel, M. 1995. Caking phenomena inn amorphous food poder. Trends in Food Science and Technology, 6, 149-155.
Allen, J. C.; Hamilton, R. J. 1994. Rancidity in Foods. Chapman & Hall Ltd. Londres, Reino Unido.
Amerling, C. 2001. Tecnología de la Carne: Antología. Editorial Universidad Estatal a Distancia. San Jose, Costa Rica.
Ames, B. M. 1983. Dietary carcinogens and anticarcinogens: oxygen radicals and degenerative diseases. Science, 221, 1256-1263.
Apak, R.; Güçlü, K.; Ozyürek, M.; Bektaşoğlu, B.; Bener, M. 2010. Cupric ion reducing antioxidant capacity assay for antioxidants in human serum and for hydroxyl radical scavengers. Methods in Molecular Biology, 594, 215-39.
Apak, R.; Guclu, K.; Ozyurek, M.; Karademir, S. E. 2004. Novel total antioxidant capacity index for dietary polyphenols and vitamins C and E, using their cupric ion reducing capability in the presence of neocuproine: CUPRAC method. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 52, 7970-7981.
Astill, C.; Birch, M.; Dacombe, C.; Humphrey, P.; Martin, P. 2001. Factors affecting the caffeine and polyphenol content of black and green tea infusions. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 49, 5340-5347.
Astley, S. B. 2003. Dietary antioxidants - past, present and future?. Trends in Food Science and Technology, 14, 93-98.
Atoui, A. K.; Mansouri, A.; Boskou, G.; Kefalas, P. 2005. Tea and herbal infusions: their antioxidant activity and phenolic profile. Food Chemistry, 89, 27-36.
Bacciottini, L.; Falchetti, A.; Pampaloni, B.; Bartolini, E.; Carossino, A. M.; Brandi, M. L. 2007. Phytoestrogens: food or drug?. Clinical Cases in Mineral and Bone Metabolism, 4, 123-130.
Barreiro, J. A.; Aleida, J.; Sandoval, B. 2006. Operaciones de Conservación de Alimentos por Bajas Temperaturas. Editorial Equinoccio. Caracas, Venezuela.
Bastos, D. H. M.; Fornari, A. C.; Queiroz, Y. S.; Torres, E. A. 2006. Bioactive compounds content of chimarrão infusions related to the moisture of yerba mate (Ilex paraguariensis) leaves. Brazilian Archives of Biology and Technology, 49, 399-404.
Bektasoglu, B.; Ozyurek, M.; Guclu, K.; Apak, R. 2008. Hydroxyl radical detection with a salicylate probe using modified CUPRAC spectrophotometry and HPLC. Talanta, 77, 90-97.
Bennett, R. N.; Shiga, T. M.; Neuza, M.; Hassimotto, A.; Rosa, E. A. S.; Lajolo, F. M.; Cordenunsi, B. R. 2010. Phenolics and antioxidant properties of fruit pulp and cell wall fractions of postharvest banana (Musa acuminata Juss.) cultivars. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 58, 7991-8003.
203
Benzie, I. F. F.; Strain, J. J. 1996. The ferric reducing ability of plasma (FRAP) as a measure of “antioxidant power”: the FRAP assay. Analytical Biochemistry, 239, 70-76.
Berlett, B. S.; Stadtman, E. R. 1997. Protein oxidation in aging, disease, and oxidative stress. The Journal of Biological Chemistry, 272, 20313-20316.
Berra, B.; Caruso, D.; Cortesi, N.; Fedeli, E.; Rasetti, M. F.; Galli, G. 1995. Antioxidant properties of minor polar components of olive oil on the oxidative processes of cholesterol in human LDL. Rivista Italiana Sostanze Grasse, 72, 285-291.
Bertoni, M. H.; Vigo, M.S.; Gomez, R. G.; Prat Krikum, S. D.; Känzig, R. G; Cataneo, P. 1991. Hojas frescas de Ilex paraguariensis St. Hil.-I-Composición química general en función del grado de desarrollo (joven, intermedia, maduro) y de la época de cosecha para tres clones. Anales de la Asociación Química Argentina, 79, 269-276.
Bertoni, M.H.; Prat Krikum, S.D.; Känzig, R.G.; Cataneo, P. 1992. Hojas frescas de Ilex paraguariensis St. Hil.-III-Influencia de las distintas etapas del proceso tradicional de elaboración de la yerba mate (zapecado, secado+canchado y estacionamiento) sobre la composición de la hoja fresca del clon 44/75, cosecha 1988. Anales de la Asociación Química Argentina, 80, 403-501.
Bertoni, M.H.; Prat Krikum, S.D.; Känzig, R.G; Cattaneo, P. 1993. Hojas frescas de especies de Ilex (Aquifoliaceae)-IV-Composición química general de hojas de I. dumosa e I. brevicuspis de “yerba mate” sobre algunos valores de composición. Anales de la Asociación Química Argentina, 81, 1-8.
Bors, W.; Michel, C.; Saran, M. 1984. Inhibition of the bleaching of the carotenoid crocin a rapid test for quantifying antioxidant activity. Biochimica Et Biophysica Acta (BBA) - Lipids and Lipid Metabolism, 796, 312-319.
Bortoluzzi, A.; Pascualato, R.; Gueser, G.; Cardozo, E.; Donaluzi, C.; Mitsui, M. 2006. Cuantificacao de metilxantinas e compostos fenólicos en amostras comerciais de erva-mate (Illex paraguariensis Saint. Hilaire). Actas del IV Congreso Sudamericano de Yerba Mate. Argentina, 143-147.
Bradshaw, M. P.; Cheynier, V.; Scollary, G. R.; Prenzler, P. D. 2003. Defining the ascorbic acid crossover from anti-oxidant to pro-oxidant in a model wine matrix containing (+)-catechin. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 51, 4126-4132.
Brand-Williams, W.; Cuvelier, M.; Berset, C. 1995. Use of a free radical method to evaluate antioxidant activity. Lebensmittel-Wissenschaft und-Technologie, 28, 25-30.
Bravo, L.; Angus, H. 2007. LC/MS characterization of phenolic constituents of mate (I. paraguariensis, St. Hil.) and its antioxidant activity compared to commonly consumed beverages. Food Research International, 40, 393-405.
Brumovsky, Luis A; Hartwig, Vanessa G; Fretes, Raquel M.; Novo, Paola S. 2009 Evaluación del contenido de polifenoles totales en distintas formas de consumo de yerba mate producidas en Argentina. Actas del XII Congreso Argentino de Ciencia y Tecnología de Alimentos (CYTAL). Argentina. 7-9/10/09.
Brunauer, S.; Emmet, P. H.; Teller, E. 1938. Adsorption of gases in multimolecular layers. Journal of American Chemistry Society, 60, 309-320.
Cabrera-Silva, Sergio. 2005. Radiación Ultravioleta y Salud. Editorial Universitaria. Santiago de Chile, Chile.
204
Cacace, J.; Mazza, G.; 2003. Optimization of extraction of anthocyanins from black currants with aqueous ethanol. Journal of Food Science, 68, 240-248.
Cano-Chauca M.; Stringheta, P. C.; Ramos A. M.; Cal-Vidal J. 2005. Effect of the carriers on the microstructure of mango powder obtained by spray drying and its functional characterization. Innovative Food Science and Emerging Technologies, 6, 420-428.
Cardozo, E. L. Jr.; Ferrarese-Filho, O.; Cardozo Filho, L.; Ferrarese, M.; Donaduzzi, C.M.; Sturion, J. A. 2007. Methylxanthines and phenolic compounds in mate (Ilex paraguariensis St. Hil.) progenies grown in Brazil. Journal of Food Composition and Analysis, 20, 7553-7558.
Cardozo, E. L. Jr.; Donaduzzi, C. M.; Ferrarese-Filho, O.; Friedrich, J. C.; Gonela, A.; Sturion, J. A. 2010. Quantitative genetic analysis of methilxantines and phenolic compounds in mate progenies. Pesquisa Agropecuária Brasileira, 45, 171-177.
Carini, M.; Facino, R. M.; Aldini, G.; Calloni, M.; Colombo, L. 1998. Characterization of phenolic antioxidants from mate (Ilex paraguariensis) by liquid chromatography/mass spectrometry and liquid chromatography/tandem mass spectrometry. Rapid Communications in Mass Spectrometry, 12, 1813-1819.
Castellsague, X.; Muñoz, N.; De Stefani, E.; Victora, C.G.; Castelletto R.; Rolón, P.A. 2000. Influence of mate drinking, hot beverages and diet on esophageal cancer risk in South America. International Journal of Cancer, 88, 658-664.
Castillo García, E.; Martínez Solís, I. 2007. Manual de Fitoterapia. Elsevier. Madrid, España.
Cekic, S. D.; Baskan, K. S.; Tutem, E.; Apak, R. 2009. Modified cupric reducing antioxidant capacity (CUPRAC) assay for measuring the antioxidant capacities of thiol-containing proteins in admixture with polyphenols. Talanta, 79, 344-351.
Celik, S. E.; Ozyurek, M.; Guclu, K.; Apak, R. 2007. CUPRAC total antioxidant capacity assay of lypophilic antioxidants in combination with hydrophilic antioxidants using macrocyclic oligosaccharide methyl β-cyclodextrin as the solubility enhancer. Reactive & Functional Polymers, 67, 1548-1560.
Chan, E. W. C.; Lim, Y.Y.; Chong, K. L.; Tan, J. B. L.; Wong, S. K. 2010. Antioxidant properties of tropical and temperate herbal teas. Journal of Food Composition and Analysis, 23, 185-189.
Chandra, S.; Gonzalez de Mejia, E. 2004. Polyphenolic compounds, antioxidant capacity, and quinone reductase activity of an aqueous extract of Ardisia compressa in comparison to mate (Ilex paraguariensis) and green (Camellia sinensis) teas. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 52, 3583-3589.
Chen, Y.; Sugiyama, Y.; Abe, N.; Kuruto-niwa, R.; Nozawa, R.; Hirota, A. 2005. DPPH Radical-scavenging compounds from Dou-Chi, a soybean fermented food. Bioscience, Biotechnology and Biochemistry, 69, 999-1006.
Código Alimentario Argentino. 2000. Cap VII. Art. 523 bis. Ediciones La Rocca. Buenos Aires, Argentina.
Código Alimentario Argentino. 2008. Art. 1193-1198. Ediciones La Rocca. Buenos Aires, Argentina.
205
Cubero, N.; Monferrer, A.; Villalta, J. 2002. Aditivos Alimentarios. Mundi-Prensa Libros. Madrid, España.
Da Croce, D. M. 2002. Características fisicoquímicas de extratos de erva-mate (Ilex paraguariensis St. Hil) no estado de Santa Catarina. Ciencia Florestal, 12, 107-113.
Dae-Ok, K.; Ki Won, L.; Hyong Joo, L.; Chang Yong, L. 2002. Vitamnin C equivalent antioxidant capacity (VCEAC) of phenolic phytichemicals. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 50, 3713-3717.
Davalos, A.; Gomez-Cordoves, C.; Bartolome, B. 2004. Extending applicability of the oxygen radical absorbance capacity (ORACfluorescein) assay. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 52, 48-54.
De Paula, M. L.; Chociai, J. G. 2000. Uso e aplicacao industrial da erva-mate em cosméticos. Productos alternativos e desenvolvimento da tecnología industrial na cadeia produtivo da Erva-Mate. Proyecto plataforma tecnológica da Erva-Mate do Paraná – Curitiva- Brasil, 77-91.
Decker, E.; Faustman, C.; Lopez-Bote, C. J. 2000. Antioxidants in Muscle Foods: Nutritional Strategies to Improve Quality. Wiley-IEEE. Nueva York. Estados Unidos.
Delgado Roche, L.; Martinez Sanchez, G.; Diaz Batista, A. 2009. Determinación de marcadores de estrés oxidativo en pacientes con enfermedades cardiovasculares. Acta Bioquímica Clínica Latinoamericana, 43, 307-313.
Desobry, S.; Netto, F.; Labuza, T. 1997. Comparison of spray-drying, drum-drying and freeze-drying for β-carotene encapsulation and preservation. Journal of Food Science, 62, 1158-1162.
Diallo, D.; Marston, A.; Terreaux, C.; Toure, Y.; Paulsen, B. S.; Hostettmann, K. 2001. Screening of Malian medicinal plants for antifungal, larvicidal, molluscidal, antioxidant and radical scavenging activities. Phytotherapy Research, 15, 401-406.
Dragović-Uzelac,V.; Zvonimir Savić, Z.; Brala, A.; Levaj, B.; Bursać Kovačević, D.; Biško, A. 2010. Phenolics and antioxidant capacity of blueberry. Food Technology and Biotechnology, 48, 214-221.
Du Toit, R.; Volsteedt, Y.; Apostolides, Z. 2001. Comparison of the antioxidant content of fruits, vegetables and teas measured as vitamin C equivalents. Toxicology, 166, 63-69.
Dudonné, S.; Vitrac, X.; Coutière, P.; Woillez, M.; Mérillon, J. M. 2009. Comparative study of antioxidant properties and total phenolic content of 30 plant extracts of industrial interest using DPPH, ABTS, FRAP, SOD and ORAC assays. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 57, 1768-1774.
Durling, N. E.; Catchpole, O. J.; Grey, J. B.; Webby, R. F.; Mitchell, K. A.; Foo, L. Y.; Perry, N. B. 2007. Extraction of phenolics and essential oil from dried sage (Salvia officinalis) using ethanol–water mixtures. Food Chemistry, 101, 1417-1424.
Duthie, G. G.; Pedersen, M. W.; Gardner, P. T.; Morice, P. C.; Jenkinson, A. Mc. E, Mc Phail, D. B.; Steele, G. M. 1998. The effect of whisky and wine consumption on total phenol content and antioxidant capacity of plasma from healthy volunteers. European Journal of Clinical Nutrition, 52, 733-736.
206
Duthie, G.; Crozier, A. 2000. Plant-derived phenolic antioxidants. Current Opinion in Lipidology, 11, 43-47.
Duthie, G.; Gardner, P. T.; Jam, K. 2003. Plant polyphenols: are they the new magic bullet?. Proceedings of the Nutrition Society, 62, 599-603.
Elzaawely, A.; Xuan, T.; Tawata, S. 2007. Essential oils, kava pyrones and phenolic compounds from leaves and rhizomes of Alpinia zerumbet (Pers.) B.L. Burtt. & R.M. Sm. and their antioxidant activity. Food Chemistry, 103, 486-494.
Escalada, M. A; Mayol, M.; Kolb, N. 1999. Degradación de cipermetrina bajo influencia de factores biológicos y de procesamiento. Jornadas de Investigación Científica de la Facultad de Ciencias Exactas, Químicas y Naturales. Universidad Nacional de Misiones.
Esmelindro, M. C.; Toniazzo, G.; Waczuk, A.; Dariva, C.; De Oliveira, D. 2002. Caracterização físico-química da erva-mate: Influência das etapas do processamento industrial. Ciência e Tecnologia de Alimentos, 22, 193-204.
Fernandes Souza, C. R.; Georgetti, S. R.; Salvador, M. J.; Vieira Fonseca, M. J.; Pereira Oliveira, W. 2009. Antioxidant activity and physical-chemical properties of spray and spouted bed dried extracts of Bauhinia forficate. Brazilian Journal of Pharmaceutical Sciences, 45, 209-218.
Filip, R.; Lopez, P.; Giberti, G.; Coussio, J.; Ferraro, G. 2001. Phenolic compounds in seven South American Ilex species. Fitoterapia, 72, 774-778.
Finley, J. W.; Given, P. Jr. 1986. Technological necessity of antioxidants in the food industry. Food and Chemical Toxicology, 24, 999-1006.
Formanek, Z.; Kerry, J. P.; Higgins, F.; Buckley, D. J.; Morrissey, P. A.; Farkas, J. 2001. Addition of synthetic and natural antioxidants to α-tocopheryl acetate supplemented beef patties: effects of antioxidants and packaging on lipid oxidation. Meat Science 58, 337-341.
Frankel, E. N, 1996. Antioxidants in lipid foods and food quality. Food Chemistry, 57, 51-55.
Friedman, M.; Jürgens, H. S. 2000. Effect of pH on the stability of plant phenolic compounds. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 48, 2101-2110.
Fukumoto, L. R.; Mazza, G. 2000. Assessing antioxidant and prooxidante activities of phenolic compounds. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 48, 6247-6253.
Furhman, B.; Volkova, N.; Suraski, A.; Aviram, M. 2001. White wine with red wine-like properties: Increased extraction of grape skin polyphenols improves the antioxidant capacity of the derived white wine. Journal of Food Science, 49, 3164-3166.
Georgantelis, D.; Blekas, G.; Katikou, P.; Ambrosiadis, I.; Fletouris, D. J. 2007. Effect of rosemary extract, chitosan and α-tocopherol on lipid oxidation and colour stability during frozen storage of beef burgers. Meat Science, 75, 2256-2264.
Georgé, S, B. P.; Alter, P.; Amiot, M. J. 2005. Rapid determination of polyphenols and vitamin C in plant derived products. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 53, 1370-1573.
207
Gil, A. 2010a. Tratado de Nutrición. Tomo I: Bases Fisiológicas y Bioquímicas de la Nutrición. Editorial Médica Panamericana. Buenos Aires, Argentina.
Gil, A. 2010b. Tratado de Nutrición. Tomo II: Composición y Calidad Nutritiva de losAalimentos. Editorial Médica Panamericana. Buenos Aires, Argentina.
Göktürk Baydar, N.; Özkan, G.; Yaşar, S. 2007. Evaluation of the antiradical and antioxidant potential of grape extracts. Food Control, 18, 1131-1136.
Gomez Vara, M. E.; Brieux, J. A.; Avanza, J. R. 1979. Investigaciones sobre tecnología de la yerba mate. Informe APRYMA, 1-226.
González De Mejia, E.; Young, S.; Ramírez-Mares, M. V.; Kobayashi, H. 2005. Effect of yerba mate (Ilex paraguariensis) tea on topoisomerase inhibition and oral carcinoma cell proliferation, Journal of Agricultural and Food Chemistry, 53, 1966-1973.
Gordon, M.; Taylor, J. S. 1952. Ideal copolymers and the non-crystalline copolymers. Second order transitions of synthetic rubbers. Journal of Applied Chemistry, 2, 493-500.
Goula, A. M.; Adamopoulos, K. G.; Kazakis, N. A. 2004. Influence of spray drying conditions on tomato powder properties. Drying Technology, 22, 1129-1151.
Goula, A. M.; Adamopoulos, K. G. 2008. Effect of maltodextrin addition during spray drying of tomato pulp in dehumidified air: I. Powder properties. Drying Technology, 26, 726-737.
Graciani Constante, E. 2006. Los Aceites y Grasas: Composición y Propiedades. Mundi-Prensa Libros. Madrid, España.
Greenspan, L. 1977. Humidity fixed points of binary saturated aqueous solutions. Journal of Research of the National Bureau of Standards, 81, 89-96.
Gutiérrez, J. B. 2000. Ciencia Bromatológica-Principios Generales. Díaz de Santos. Madrid, España.
Hartmann, M.; Palzer, S. 2011. Caking of amorphous powders — Material aspects, modelling and applications. Powder Technology, 206, 112-121.
Hasler, C. M. 2002. Functional foods: benefits, concerns and challenges—a position paper from the American Council on Science and Health. Journal of Nutrition, 132, 3772-3781.
Hayes, J. E.; Allen, P.; Brunton, N.; O’Grady, M.N.; Kerry, J. P. 2011. Phenolic composition and in vitro antioxidant capacity of four commercial phytochemical products: olive leaf extract (Olea europaea L.), lutein, sesamol and ellagic acid. Food Chemistry, 126, 948-955.
Hayouni, E. A.; Abedrabba, M.; Bouix, M.; Hamdi, M. 2007. The effects of solvents and extraction method on the phenolic contents and biological activities in vitro of Tunisian Quercus coccifera L. and Juniperus phoenicea L. fruit extracts. Food Chemistry, 105, 1126-1134.
Heck, C. I.; Mejia Gonzalez de, E. 2007. Yerba mate tea (Ilex paraguariensis): A comprehensive review on chemistry, health implications, and technological considerations. Journal of Food Science, 72, 138-151.
208
Heck, C.; Schmalko, M.; Gonzalez de Mejia, E. 2008. Effect of growing and drying conditions on the phenolic composition of mate teas (Ilex paraguariensis). Journal of Agricultural and Food Chemistry, 56, 8394-8403.
Heide S.; Cross, H. S.; Kállay, E.; Lechner, D.; Gerdenitsch, W.; Adlercreutz, H.; Armbrecht, H. J. 2004. Phytoestrogens and Vitamin D Metabolism: A New Concept for the Prevention and Therapy of Colorectal, Prostate, and Mammary Carcinomas. Journal of Nutrition,134, 1207S-1212S.
Hoft, M.; Verpoorte, R.; Beck, E. 1996. Growth and alkaloid contents in leaves of Tabernaemontana pachysiphon Stapf (Apocynaceae) as influenced by light intensity, water and nutrient supply. Ecologia, 107, 160-169.
Hoft, M.; Verpoorte, R.; Beck, E. 1998. Growth and alkaloid patterns of roots of Tabernaemontana pachysiphon and Rauvolfia mombasiana as influenced by environmental factors. Acta Botánica, 111, 222-230.
Holovatty, S. E. 2007. Contenido de polifenoles totales y capacidad antioxidante durante el procesamiento de la yerba mate. Tesis de Magíster en Tecnología de los Alimentos. Universidad Nacional de Misiones. Facultad de Ciencias Exactas, Químicas y Naturales.
Huang, D.; Ou, B.; Hampsch-Woodill, M.; Flanagan, J.; Prior, R. 2002. High-throughput assay of oxygen radical absorbance capacity (ORAC) using a multichannel liquid handling system coupled with a microplate fluorescence reader in 96-well format. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 50, 4437-4444.
Huang, D.; Ou, B.; Prior, R. L. 2005. The chemistry behind antioxidant capacity assays. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 53, 1841-1856.
Hunter Lab, Apliccations Note. 2001. Vol. 13, Nº 2.
Iglesias Neira, J. 2009. Diseño de ingredientes antioxidantes de origen natural y su aplicación en la su aplicación en la estabilización de productos derivados de la pesca. Tesis de doctorado. Universidad de Santiago de Compostela, España.
IRAM (Instituto Argentino de Racionalización de Materiales). Norma 20503: Yerba mate: Determinación de pérdida de masa a 103 ºC. 1995.
IRAM (Instituto Argentino de Racionalización de Materiales). Norma 20512: Yerba mate: Determinación del contenido de cafeína. 2003.
IRAM (Instituto Argentino de Racionalización de Materiales). Norma 20540-1: Yerba mate: Materiales y procedimientos a utilizar en la determinación de los caracteres organolépticos de la yerba mate, bajo forma de mate. 1997.
ISO (International Organization for Standarization). Norma 14502-1. Determination of total polyphenols in tea-colorimetric method using Folin-Ciocalteau reagent. Part 1. 2004.
Isolabella, S.; Cogoi, L.; López, P.; Anesini, C.; Ferraro, G.; Filip, R. 2010. Study of the bioactive compounds variation during yerba mate (Ilex paraguariensis) processing. Food Chemistry, 122, 695-699.
Itoyama, M. M.; Bicudo, E. M. C. 1992. Effects of caffeine on fecundity, egg laying capacity, development time and longevity in Drosophila prosaltans. Revista Brasileira de Genetica, 15, 303-321.
209
Jacobsen, C.; Let, M.; Nielsen, N. S.; Meyer, A. S. 2008. Antioxidant strategies for preventing oxidative flavour deterioration of foods enriched with n-3 polyunsaturated lipids: a comparative evaluation. Trends in Food Science & Technology, 19, 76-93.
Jacques, R.; Arruda, E.; De Oliveira, L. C. S.; De Oliveira, A. P.; Dariva, C.; De Oliveira, J. V.; Carama, E. B. 2007. Influence of agronomic variables on the macronutrient and micronutrient contents and thermal behavior of mate tea leaves (Ilex paraguariensis). Journal of Agricultural and Food Chemistry, 55, 7510-7516.
Jayathilakan, K.; Sharma, G. K.; Radhakrishna, K.; Bawa, A. S. 2007. Antioxidant potential of synthetic and natural antioxidants and its effect on warmed-over-flavour in different species of meat. Food Chemistry, 105, 908-916.
Jiménez-Jiménez, F. J.; Alonso-Navarro, H.; Ayuso-Peralta, L.; Jabbour-Wadih, T. 2006. Estrés oxidativo y enfermedad de Alzheimer. Revista de Neurología, 42, 419-427.
Johari, G. P.; Hallbrucker, A.; Mayer, E. 1987. The glass-liquid transition of hyperquenched water. Nature, 330, 552-553.
Johnston, J. E.; Sepe, H. A.; Miano, C. L.; Brannan, R. G.; Alderton, A. L. 2003. Honey inhibits lipid oxidation in ready-to-eat ground beef patties. Meat Science, 63, 43-49.
Jokić, S.; Velić, D.; Bilić, M.; Bucić-Kojić, A.; Planinić, M.; Tomas S. 2010. Modelling of the process of solid-liquid extraction of total polyphenols from soybeans. Czech Journal of Food Sciences, 28, 206-212.
Joon-Kwan Moon, Takayuki Shibamoto. 2009. Antioxidant assays for plant and food components. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 57, 1655-1666.
Känzig, R. G.; Novo, M. A.; Schmalko, M. E. 1985. Isotermas de adsorción de la yerba mate estacionada. Revista de Ciencia y Tecnología de la Universidad Nacional de Misiones, 1, 47-51.
Känzig, R. G.; Novo, M. A.; Schmalko, M. E. 1987. Comparación estadística de las isotermas de adsorción de la yerba mate. Revista de Ciencia y Tecnología de la Universidad Nacional de Misiones, 5, 13-24.
Karioti, A.; Hadjipavlou-Litina, D.; Mensah, M.; Fleischer, T.; Skaltsa, H. 2004. Composition and antioxidant activity of the essential oils of Xylopia aethiopica (Dun) A. Rich. (Annonaceae) leaves, stem bark, root bark, and fresh and dried fruits, growing in Ghana. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 52, 8094-8098.
Kashiwagi, A.; Asahina, T.; Nishio, Y.; Ikebuchi, M.; Tanaka, Y.; Kikkawa, R.; Shigeta, Y. 1996. Glycation, oxidative stress, and scavenger activity: glucose metabolism and radical scavenger dysfunction in endothelial cells. Diabetes, 45, 84-86.
Kevers, C.; Falkowski, M.; Tabart, J.; Defraigne, J. O.; Dommes, J.; Pincemail, J. 2007. Evolution of antioxidant capacity during storage of selected fruits and vegetables. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 55, 8596-8603.
Kha, T. C.; Nguyen, M. H.; Roach, P. D. 2010. Effects of spray drying conditions on the physicochemical and antioxidant properties of the Gac (Momordica cochinchinensis) fruit aril powder. Journal of Food Engineering, 98, 385-392.
Khalloufi, S.; El-Maslouhi, Y.; Ratti, C. 2000. Mathematical model for prediction of glass transition temperature of fruit powders. Journal of Food Science, 65, 842-845.
210
Khankari, K. K.; Patankar, S. V. 1999. Perfomance analysis of doble-deck conveyor dryer - A computational approach. Drying Technology, 17, 2055-2067.
Khokhar, S.; Magnusdottı´r, S. G. M. 2002. Total phenol, catechin, and caffeine contents of teas commonly consumed in the United Kingdom. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 50, 565-570.
Kim, Y. H.; Nam, K. C.; Ahn, D. U. 2002. Volatile profiles, lipid oxidation and sensory characteristics of irradiated meat from different animal species. Meat Science, 61, 257-265.
Kohri, S.; Fujii, H.; Oowada, S.; Endoh, N.; Sueishi, Y.; Kusakabe, M..; Shimmei, M.; Kotake, Y. 2009. An oxygen radical absorbance capacity-like assay that directly quantifies the antioxidant's scavenging capacity against AAPH-derived free radicals. Analytical Biochemistry, 386, 167-71.
Kotik, B. E. 1994. 2° curso de capacitación en producción de Yerba Mate. Molinería de la yerba mate. INTA-Estación Agropecuaria Cerro Azul, 109-112.
Kumar Maurya, D.; Asir Devasagayam, T. P. 2010, Antioxidant and prooxidant nature of hydroxycinnamic acid derivatives ferulic and caffeic acids. Food and Chemical Toxicology, 48, 3369-3373.
Kurozawa, L. E.; Park, K. J.; Hubinger, M. D. 2009. Effect of maltodextrin and gum Arabic on water sorption and glass transition temperature of spray dried chicken meat hydrolysate protein. Journal of Food Engineering, 91, 287-296.
Kuskoski, E. M.; Asuero, A. G.; Troncoso, A. M. 2005. Aplicación de diversos métodos químicos para determinar actividad antioxidante en pulpa de frutos. Ciéncia e Tecnologia de Alimentos, 25, 726-732.
Kwapinska, M.; Zbicinski, I. 2005. Prediction of final product properties after concurrent spray drying. Drying Technology, 23, 1653-1665.
Labuza, T. P. 1971. Properties of waer and the keeping quality of foods. Memorias del III Congreso Internacional de Cienia y Tecnología de Alimentos, Washington, D. D., USA
Landbo, A.; Meyer, A. 2001. Enzyme-assisted extraction of antioxidative phenols from Black Currant juice press residues (Ribes nigrum). Journal of Agricultural and Food Chemistry, 49, 3169-3177.
Lapornik, B.; Prošek, M.; Golc Wondra, A. 2005. Comparison of extracts prepared from plant by-products using different solvent and extraction time. Journal of Food Engineering, 71, 214-222.
Leong, L. P.; Shui, G. 2002. An investigation of antioxidant capacity of fruits in Singapore market. Food Chemistry, 76, 69-75.
Lesschaeve, I.; Noble, A. C. 2005. Polyphenols: factors influencing their sensory properties and their effects on food and beverage preferences.The American Journal of Clinical Nutrition, 81,330S-335S.
Li, N.; Taylor, L. S.; Mauer, L. J. 2011. Degradation kinetics of catechins in green tea powder: effects of temperature and relative humidity. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 59, 6082-6090.
211
Lievonen, S. M. y Roos, Y. H. 2002. Non-enzymatic browning in amorphous food models: Effects of glass transition and wáter. Journal of Food Science, 67, 2100-2106.
Liu, L.; Sun, Y.; Laura, T.; Liang, X.; Ye, H.; Zeng, H. 2009. Determination of polyphenolic content and antioxidant activity of kudingcha made from Ilex kudingcha C. Food Chemistry, 112, 35-41.
Lo Scalzo, R. 2000. Organic acids influence on DPPH scavenging by ascorbic acid. Food Chemistry, 107, 40-43.
López, P.; Isolabella, S.; Anesini, C.; Ferraro, G.; Filip, R. 2006. Estudio cuali-cuantitativo por HPLC de los principios activos presentes en los extractos de Ilex paraguariensis (yerba mate) en las diferentes etapas del procesamiento industrial. Actas del IV Congreso Sudamericano de Yerba Mate. Argentina, 5-8/11/2006, p. 127-131.
Lund, M. N.; Hviid, M. S.; Skibsted, L. H. 2007. The combined effect of antioxidants and modified atmosphere packaging on protein and lipid oxidation in beef patties during chill storage. Meat Science, 76, 226-233.
Maccari, J. A.; Rodriguez Pinto, J. 2000. Aplicacoes potenciais da Erva-Mate em produtos de higiene e no tratamento da residuos. Productos Alternativos e Desenvolvimento da Tecnología Industrial na Cadeia Produtivo da Erva-Mate. Proyecto Plataforma Tecnológica da Erva-Mate do Paraná – Curitiva- Paraná- Brasil, 122-135.
Macedo, J. A.; Battestin, V.; Ribeiro, M. L.; Macedo, G. A. 2011. Increasing the antioxidant power of tea extracts by biotransformation of polyphenols. Food Chemistry, 126, 491-497.
Manach, C.; Scalbert, A.; Morand, C.; Rémésy, C.; Jiménez, L. 2004. Polyphenols: food sources and bioavailability. The American Journal of Clinical Nutrition, 79, 727-747.
Marinova, E.; Toneva, A.; Yanishlieva, N. 2008. Synergistic antioxidant effect of α-tocopherol and myricetin on the autoxidation of triacylglycerols of sunflower oil. Food Chemistry, 106, 628-633.
Markowicz Bastos, D. H.; Ishimoto, E. Y.; Ortiz, M.; Marques, M.; Ferri A. F.; Torres, E. 2006. Essential oil and antioxidant activity of green mate and mate tea (Ilex paraguariensis) infusions. Journal of Food Composition and Analysis, 19, 538-543.
Matos-Chamorro, A.; Paredes-Guzmán, J.; González-Rengifo, L. 2010. Determinación de la capacidad antioxidante de los compuestos fenólicos del sancayo (Corryocactus brevistylus). Revista de Investigación en Ciencia y Tecnología de Alimentos, 1, 66-71.
Meda, A.; Lamien, C.; Romito, M.; Millogo, J.; Nacoulma, O. G. 2005. Determination of the total phenolic, flavonoid and proline contents in Burkina Fasan honey, as well as their radical scavenging activity. Food Chemistry, 91, 571-577.
Meyer, S.; Cerovic, Z. G.; Goulas, Y.; Montpied, P.; Demontes-Mainard, S.; Bidel, L. P. R.; Moya, I.; Dreyer, E. 2006. Relationships between optically assessed polyphenols and chlorophyll contents and leaf mass per area ratio in woody plants: a signature of the carbon-nitrogen balance within leaves. Plant, Cell and Environment, 29, 1338-1348.
Miao, S.; Roos Y. H. 2006. Isothermal study of nonenzymatic browning kinetics in spray-dried and freeze-dried food systems at different RVP environments. Innovative Food Science and Emerging Technologies, 7, 182-194.
212
Mora, R. 2002. Soporte Nutricional Especial. Editoria Médica Panamericana. Buenos Aires, Argentina.
Moraga, G.; Martínez-Navarrete, N.; Chiralt, A. 2006. Water sorption isotherms and phase transitions in kiwi fruit. Journal of Food Engineering, 72, 147-156.
Mottram, D. S.; Edwards, R. A. 1983. The role of triglycerides and phospholipids in the aroma of cooked beef. Journal of the Science of Food and Agriculture, 34, 517-522.
Murakami, M.; Yamaguchi, T.; Takamura, H.; Matoba, T. 2004. Effects of the thermal treatment on radical scavenging activity of single and mixed polyphenolic compounds. Journal of Food Science, 69, 7-10.
Naczk, M.; Shaidi, F. 2005. Phenolics en cereals, fruits and vegetables: ocurrence, extraction and analysis. Journal of Pharmaceutical and Biomedical Analysis, 41, 1523-1542.
Nassu, R. T.; Goncalves, L. A. G.; Azevedo Pereira da Silva, M. A.; Beserra, F. J. 2003. Oxidative stability of fermented goat meat sausage with different levels of natural antioxidant. Meat Science, 63, 43-49.
Niki, E. 2002. Antioxidant activity: are we measuring it correctly? Nutrition, 18, 524-525.
Núñez, J. C.; Känzig, R. G. 1995. Secanza de la Yerba Mate. Erva-Mate: Biología e Cultura no Cone Sul, Editora da Universidade- Universidad Federal do Rio Grande do Sul. Rio Grande do Sur, Brasil.
Ohlsson, T; Bengtsson N. 2002. Minimal Processing Technologies in the Food Industry. Woodhead Publishing. Cambridge, Reino Unido.
Oliva, E. V.; Reissmann, C. B.; Gaiad, S.; Sturion, J. A.; De Olivera, E. B.; Wisniewski, C.; Miaqui, D. P. 2006. Composicao química foliar de macronutrientes em precedencias de erva-mate Ilex paraguariensis St. Hil. Actas del IV Congreso Sudamericano de Yerba Mate. Argentina, 5-8/11/2006, p. 143-147.
Ortega, R.M.; Palencia, A.; López-Sobaler, A.M . 2006. Improvement of cholesterol levels and reduction of cardiovascular risk via the consumption of phytosterols. British Journal of Nutrition, 96 89-93.
Pagliosa, C. M.; Vieira, M. A.; Podestá, R.; Maraschin, M.; Bertello Zeni, A. L.; Amante, E. R.; Dias de Mello Castanho Amboni, R. 2010. Methylxantines, phenolic composition, and antioxidant activity of bark from residues from mate tree harvesting (Ilex paraguariensis A. St. Hil.). Food Chemistry, 122, 173-178.
Paixão, N.; Perestrelo, R.; Marques, J.; Câmara, J. 2007. Relationship between antioxidant capacity and total phenolic content of red, rose and white wines. Food Chemistry, 105, 204-214.
Paredes, A. M.; Valdez, E. C.: Känzig, R. G. 2000a. Variación de los hidratos de carbono durante el zapecado. Anales del II Congreso Sul-Americano da Erva-Mate, Brasil, 19-23/11/00, 178-181.
Paredes, A.M.; Valdez, E.C.; Nuñez, J.C.; Känzig, R.G. 2000b. Variación de los hidratos de carbono durante el secado de la yerba mate. Anales del II Congreso Sul-Americano da Erva-Mate, Brasil, 19-23/11/00, 182-185.
213
Parra, P. 2005. Yerba mate: análisis de la cadena alimentaria. En http://www.alimentosargentinos.gov.ar/03/revistas/r_32/cadenas/Infusiones_yerba_mate.htm (consulta: 1 de diciembre, 2010).
Pedersen, C. B.; Kyle, J.; Jenkinson, A. Mc. E.; Gardner, P. T.; McPhail, D. B.; Duthie, G. G. 2000. Effects of blueberry and cranberry juice consumption on the plasma antioxidant capacity of healthy female volunteers. European Journal of Clinical Nutrition, 54, 405-408.
Pedro, M.A. M.; Telis-Romero, J.; Telis, V. R. N. 2010. Effect of drying method on the adsorption isotherms and isosteric heat of passion fruit pulp powder. Ciência e Tecnologia de Alimentos, 30, 993-1000.
Peleg, M. 1988. An empirical model for the description of moisture sorption curves. Journal of Food Science, 53, 1216-1219.
Pellegrini, N.; Serafini, M.; Colombi, B.; Del Rio, D.; Salvatore, S.; Bianchi, M. 2003. Total antioxidant capacity of plant foods, beverages and oils consumed in Italy, assessed by three different in vitro assays. Journal of Nutrition, 133, 2812-2819.
Perez-Alonso, C.; Beristain, C. I.; Lobato-Calleros, C.; Rodriguez-Huezo, M. E.; Vernon-Carter, E. J. 2006. Thermodynamic analysis of the sorption isotherms of pure and blended carbohydrate polymers. Journal of Food Engineering, 77, 753-760.
Pilosof, A. M. R.; Boquet, R.; Bartholomai. G. B. 1985. Kinetics of water uptake by food powder. Journal of Food Science, 50, 278-283.
Pineda Alonso, D.; Salucci, M.; Lázaro, R.; Maian, G.; Ferro-Luzzi, A. 1999. Capacidad antioxidante y potencial de sinergismo entre los principales constituyentes antioxidantes de algunos alimentos. Revista Cubana de Alimentación y Nutrición, 13, 104-111.
Pineda Rivelli, D.; Vitoriano Da Silva, V.; Dislich Ropke, C.; Varella, D.; Leite Almeida, R.; Higashi Sawada, T.; Berlanga de Moraes Barros, S. 2007. Simultaneous determination of chlorogenic acid, caffeic acid and caffeine in hydroalcoholic and aqueous extracts of Ilex paraguariensis by HPLC and correlation with antioxidant capacity of the extracts by DPPH• reduction. Brazilian Journal of Pharmaceutical Sciences, 43, 215-222.
Poblete, A.; López-Alarcón, C.; Lissi, E.; Campos, A. M. 2009. Oxygen Radical antioxidant capacity (ORAC) values of herbal teas obtained employing different methodologies can provide complementary data. Journal of the Chilean Chemical Society, 54, 154-157.
Pokorny, J. 1991. Natural antioxidants for food use. Trends in Food Science & Technology, 2, 2223-2279.
Pokorny, J. 2001. Antioxidants in Food. Woodhead Publishing. Cambridge, Reino Unido.
Prat Krikum, S. D. 1994. 2° Curso de capacitación en producción de yerba mate. La Transformación Primaria. INTA-Estación Agropecuaria Cerro Azul, 99-107.
Prior, R. L.; Hoang, H.; Gu, L.; Wu, X.; Bacchiocca, M.; Howard, L.; Hampsch-Woodill, M.; Huang, D.; Ou, B.; Jacob, R. 2003. Assays for hydrophilic and lipophilic antioxidant capacity (oxygen radical absorbance capacity (ORAC-FL)) of plasma and other biological and food samples. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 51, 3273-3279.
214
Prior, R. L.; Wu, X.; Schaich, K. 2005. Standardized methods for the determination of antioxidant capacity and phenolics in foods and dietary supplements. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 53, 4290-4302.
Puertas-Mejia, M. A.; Gomez-Chabala, L.; Rojano, B.; Saez-Vega, J. A. 2009. Capacidad antioxidante in vitro de fracciones de hojas de Piper peltatum L. Revista Cubana de Plantas Medicinales, 14, 0-0.
Pulido, R.; Bravo, L.; Saura-Calixto, F. 2000. Antioxidant activity of dietary polyphenols as determined by a modified ferric reducing/ antioxidant power assay. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 48, 3396-3402.
Rakocevic, M.; Borsato, A. V.; Bona, C.; Medrado, M. J. S. 2011. Distribuicao de estomatos em folhas de diferentes idades de erva-mate cultivada em monocultura e sub-bosque. En Anales del V Congreso Sudamericano de Yerba Mate. Argentina, 5-6/01/2011, 45-50
Ramallo, L; Smorcewski, M; Valdez, E; Paredes, A. M.; Schmalko, M. E. 1998a. Contenido nutricional de extracto acuoso de la yerba mate en tres formas diferentes de consumo. La Alimentación Latinoamericana, 225, 48-52.
Ramallo, L. A.; Schmalko, M. E.; Känzig, R. G. 1998b. Variación de la concentración de ácido ascórbico (vitamina C) en el procesamiento de la Yerba Mate. Revista de Ciencia y Tecnología, 1, 25-29.
Rahman, M. S. 2006. Trends Food Science and Technology, 17, 129-141.
Rao, G. N.; Berk, B. C. 1992. Active oxygen species stimulate vascular smooth muscle cell growth and proto-oncogene expression. Circulation Research, 70, 593-599.
Re, R.; Pellegrini, N.; Proteggente, A.; Pannala, A.; Yang, M.; Rice-Evans, C. 1999. Antioxidant activity applying an improved ABTS radical cation decolorization assay. Free Radical Biology & Medicine, 26, 123-1237.
Rice-Evans, C.; Miller, N. J.; Paganga, G. 1997. Antioxidant properties of phenolic compounds. Trends in Plant Science, 2, 152-159.
Richardson, T.; Finley, J. W. 1985. Chemical Changes in Food during Processing. Springer US. Nueva York, Estados Unidos
Rietjens, I. M.; Boersma, M. G.; de Haan, L.; Spenkelink, B.; Awad, H.M.; Cnubben, N. H. P.; van Zanden, J. J.; van der Woude, H.; Alink, G. M.; Koeman, J. H. 2002. The pro-oxidant chemistry of the natural antioxidants vitamin C, vitamin E, carotenoids and flavonoids. Environmental Toxicology and Pharmacology, 11, 321-333.
Robert, P.; Gorena, T.; Romero, N.; Sepulveda, E.; Jorge Chavez, J.; Saenz, C. 2010. Encapsulation of polyphenols and anthocyanins from pomegranate (Punica granatum) by spray drying. International Journal of Food Science and Technology, 45, 1386-1394.
Rodríguez, G. P. 1997. Funciones de la vitamina E en la nutrición humana. Revista Cubana de Alimentación y Nutrición, 11, 46-57.
Ross, Y. H. 1993. Water activity and physical state effects on amorphous food stability. Journal of Food Processing and Preservation, 16, 433-447.
215
Rostango, M. A.; Palma, M.; Barroso, C. G. 2004. Pressurized liquid extraction of isoflavones from soybeans. Analytica Chimica Acta, 522, 169-177.
Saito, S.; Gosmann, G.; Saffi, J.; Presser, M.; Richter, M.; Bergold, A. 2007. Characterization of the constituents and antioxidant activity of Brazilian green tea (Camellia sinensis var. assamica IAC-259 cultivar) extracts. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 55, 9409-9414.
Sambiassi, C.; Escalada, A.; Schmalko, M. 2002. Extraction optimization of soluble compounds of yerba maté. Brazilian Archives of Biology and Technology, 45, 189-193.
Sánchez-Moreno, C. 2002. Review: Methods used to evaluate the radical scavenging activity in foods and biological systems. Food Science and Technology International, 8, 121-137.
Sansone, F.; Picerno, P.; Mencherini, T.; Villecco, F.; D'Ursi, A. M.; Aquino, R. P.; Lauro, M. R. 2011. Flavonoid microparticles by spray-drying: Influence of enhancers of the dissolution rate on properties and stability. Journal of Food Engineering, 103, 188-196.
Scalbert, A,; Williamson, G. 2000. Dietary intake and bioavailability of polyphenols. Journal of Nutrition, 130, 2073S-2085S.
Scarminio Spacinio, I.; Delaroza, F.; Duo, L. J. S.; Rakocevic, M. 2011. A busca de impressao digital metobolomica em folhas da erva-mate. Efeito de solvente extractor. En Anales del V Congreso Sudamericano de Yerba Mate. Argentina, 5-6/01/2011, 189-194.
Schinella, G. R.; Troiani, G.; Dávila, V.; Buschiazzo, P. M.; Tournier, H. A. 2000, Antioxidant effects of an aqueous extract of Ilex paraguariensis. Biochemical and Biophysical Research Communications, 269, 357-360.
Schlesier, K.; Harwat, M.; Böhm, V.; Bitsch, R. 2002. Assessment of antioxidant activity by using different in vitro methods. Free Radical Research, 36, 177-187.
Schmalko, M. E; Ramallo, L; Herrera, J; Valdez, E; Paredes, A; Morawicki, R; Grosso, S; Smorczewski, M; Benitez Britez, S.; Escalada, A. 1995. Programa Eco Mate. Reconocimiento de calidad. Análisis de composición general, minerales y vitaminas en yerba mate. Facultad de Ciencias Exactas, Químicas y Naturales. Universidad Nacional de Misiones. Inédito.
Schmalko, M. E.; Ramallo, L. A.; Ferreyra, D.; Berlingheri, R. D. 1999. Degradación del dimetoato en la planta y en el procesamiento de la yerba mate. Jornadas de Investigación Científica 1999 de la Facultad de Ciencias Exactas, Químicas y Naturales – Universidad Nacional de Misiones.
Schmalko, M. E; Alzamora, S. M. 2001. Color, chlorophyll, caffeine and water content variation during yerba maté processing. Drying Technology, 19, 599-610.
Schmalko, M. E. 2005. Estudio y modelado del procesamiento primario de la yerba mate. Tesis de doctorado de la Universidad de Buenos Aires. Facultad de Ciencias Exactas y Naturales.
Schneider, E.; Scherer, R.; Urfer, P.; Janssens, M. J. 2006. Análisis químico-sensorial de diferentes muestras de yerba mate argentina orientado al mercado alemán. IV Congreso Sudamericano de la Yerba Mate. Posadas, Misiones. 104-109.
216
Scipioni, G. P.; Ferreyra, D. J.; Acuña, M. G.; Schmalko, M. E. 2010. Rebaudioside A release from matrices used in a yerba maté infusion. Journal of Food Engineering, 100, 627-633.
Secretaría de Agricultura, Ganadería y Pesca de la República Argentina. 1995. Resolución 20/95. Boletín Oficial.
Serafini, M.; Maiani, G.; Ferro-Luzzi, A. 1998. Alcohol-free red wine enhances plasma antioxidant capacity in humans. Journal of Nutrition, 128, 1003-1007.
Serafini, M.; Laranjinha, J.; Almeida, L.; Maiani, G. 2000. Inhibition of human LDL lipid peroxidation by phenol-rich beverages and their impact on plasma total antioxidant capacity in humans. Journal of Nutritional Biochemistry, 11, 585-590.
Sharma, O.; Bhat, T. 2009. DPPH antioxidant assay revisited. Food Chemistry, 113, 1202-1205.
Shi, J.; Yu, J.; Pohorly, J.; Young J. C.; Bryan, M.; Ying Wu, Y. 2003. Optimization of the extraction of polyphenols from grape seed meal by aqueous ethanol solution. Journal of Food, Agriculture & Environment, 1, 42-47.
Silva, F. A. M.; Borges, F.; Guimaraes, C.; Lima, J. L. F. C.; Matos, C.; Reis, S. 2000. Phenolic acids and derivatives: Studies on the relationship among structure, radical scavenging activity, and physicochemical parameters. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 8, 2111-2126.
Silva, M. A.; Sobral, P. J. A.; Kieckbusch, T. G. 2006. State diagrams of freeze-dried camu-camu (Myrciaria dubia (HBK) Mc Vaugh) pulp with and without maltodextrine addition. Journal of Food Engineering, 77, 426-432.
Silva, M. H. M.; Rakocevic, M. 2010. Software for interpolation of vegetative growth of yerba mate plants in 3D. Pesquisa Agropecuária Brasileira, 4, 244-251.
Silveira Rodríguez, M. B.; Monereo Megías, S.; Molina Baena, B. 2003. Alimentos funcionales y nutrición óptima, ¿cerca o lejos?. Revista Española de Salud Pública, 77.
Simojoki, M.;Luoto, R.;.Uutela, A.; Rita, H.; Boice, J. D.; McLaughlin, J. K.; Puska, P. 2005. Use of plant stanol ester margarine among persons with and without cardiovascular disease: Early phases of the adoption of a functional food in Finland. Nutrition Journal, 4, 20-25.
Singleton, V. L.; Rossi, J. A. Jr. 1965. Colorimetry of total phenolics with phosphomolybdicphosphotungstic acid reagents. American Journal of Enology and Viticulture, 16, 144-158.
Sinija, V. R.; Mishra, H. N. 2008. Moisture sorption isotherms and heat of sorption of instant (soluble) green tea powder and green tea granules. Journal of Food Engineering, 86, 494-500.
Slade, L.; Levine, H. 1991. Beyond water activity: Recent advances based on an alternative approach to the assessment of food quality and safety. Critical Reviews in Food Science and Nutrition, 30, 115-359.
Spigno, G.; Tramelli, L.; De Faveri, D. M. 2007. Effects of extraction time, temperature and solvent on concentration and antioxidant activity of grape marc phenolics. Journal of Food Engineering, 81, 200-208.
217
Streit, N. M.; Rychecki Hecktheuer, L. H.; Weber do Canto, M.; Mallmann, C. A.; Streck, L.; Vey Parodi, T.; Pedrolo Canterle, L. 2007. Relation among taste-related compounds (phenolics and caffeine) and sensory profile of erva mate (Ilex paraguariensis). Food Chemistry, 102, 560-564.
Sturgeon, L. F. 1995. Handbook of Industrial Drying. Marcel Dekker. Nueva York, Estados Unidos.
Sun, S. A. 2007. An integrated approach to evaluate food antioxidant capacity. Journal of Food Science, 72, R159-R165.
Taitz, L.; Zieger. E. 1991. Plant Physiology. The Benjamin /Cummings Publishing Company, Inc. Redwood City, Canadá.
Taylor, A. O.; Zucker, M. 1996. Turnover and metabolism of chlorogenic acid in Xanthium leaves and potato tubers. American Society of Plant Biologists. Plant Physiology, 41, 1350-1359.
Tenorio Sanz, M. D.; Torija Isasa, M. E. 1991. Elementos minerales en la yerba mate (Ilex paraguarienses St.H.). Archivos Latinoamericanos de Nutrición, XLI, 441-453.
Thaipong, K.; Boonprakob, U.; Crosby, K.; Cisneros-Zevallos, L.; Hawkins Byrne, D. 2006. Comparison of ABTS, DPPH, FRAP, and ORAC assays for estimating antioxidant capacity from guava fruits extracts. Journal of Food Composition and Analysis, 19, 669-675.
Tonon, R. V.; Baroni , A. F.; Brabet, C.; Gibert, O.; Pallet, D.; Hubinger, M. D. 2009. Water sorption and glass transition temperature of spray dried açai (Euterpe oleracea Mart.) juice. Journal of Food Engineering, 94, 215-221.
Trela, V. D.; Holowaty, S. A.; Schmalko, M. E. 2012. Estudio cinético en las modificaciones de los parámetros en los distintos estacionamientos de la yerba mate. IV Congreso Internacional de Ciencia y Tecnología de los Alimentos, Córdoba, Argentina, 14 al 16 de Noviembre de 2012
Turkmen, N.; Sari, F.; Velioglu, Y. 2005. The effect of cooking methods on total phenolics and antioxidant activity of selected green vegetables. Food Chemistry, 93, 713-718.
Turkmen, N.; Sari, F. 2006. Effects of extraction solvents on concentration and antioxidant activity of black and black mate tea polyphenols determined by ferrous tartrate and Folin–Ciocalteu methods. Food Chemistry, 99, 835-841.
Valerga, J.; Reta, M.; Lanari, C. M. 2011. Selección de la materia prima para la producción de extractos antioxidantes con actividad optima. En Anales del V Congreso Sudamericano de Yerba Mate. Argentina, 5-6/01/2011, 303-308.
Van den Berg, C.; Bruin, S. 1981. Water activity and its estimation in food systems. Academic Press. Nueva York, Estados Unidos.
Variyar, P. S.; Ahmad, R.; Niyas, Z.; Sharma, A. 2003. Flavoring components of raw monsooned Arabica coffee and their changes during radiation processing. Journal of the Science of Food and Agriculture, 51, 7945-7950.
Walton, D. E. 2000. The morphology of spray-dried particles. A qualitative view. Drying Technology, 18, 1943-1986.
218
Wayner, D. D. M.; Burton, G. W.; Ingold, K. U.; Locke, S. J. 1985. Quantitative measurement of the total peroxyl radical-trapping antioxidant capability of human plasma by controlled peroxidationsthe important contribution made by plasma proteins. FEBS Letters, 187, 33-37.
Web 1: http://revista.consumer.es/web/es/20060901/alimentacion/70676.php
Wettasinghe, M.; Shahidi, F.; 1999. Evening primrose meal: a source of natural antioxidants and scavenger of hydrogen peroxide and oxygen-derived free radicals. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 47, 1801-1812.
Wettasinghe, M.; Shahid, F. 2000. Scavenging of reactive-oxygen species and DPPH free radicals by extracts of borage and evening primrose meals. Food Chemistry, 79, 17-26.
Yao, L. H.; Jiang, Y. M.; Caffin, N.; D’Arcy, B.; Datta, N.; Liu, X. 2006. Phenolic compounds in tea from Australian supermarkets. Food Chemistry, 96, 614-620.
Yen, G. C.; Duh, P. D.; Tsai, H. 2002. Antioxidant and pro-oxidant properties of ascorbic acid and gallic acid. Food Chemistry, 79, 307-313.
Yilmaz, Y.; Toledo, R. T. 2006. Oxygen radical absorbance capacities of grape/wine industry by products and effect of solvent type on extraction of grape seed polyphenols. Journal of Food Composition and Analysis, 19, 41-44.
Yu, J.; Ahmedna, M.; Goktepe, I. 2005. Effects of processing methods and extraction solvents on concentration and antioxidant activity of peanut skin phenolics. Food Chemistry, 90, 199-206.
Zayas, J. F. 1997. Functionality of Proteins in Food. Springer-Verlag, Berlin,.Alemania.
Zhou, K.; Yu, L. 2004. Effects of extraction solvent on wheat bran antioxidant activity estimation. Lebennsmittel-Wissenschaft und-Technologie, 37, 717-721.
ÍNDICE DE ANEXOS
ANEXO 1 ............................................................................................................................ 5
Nota 1. Modo de cálculo del contenido de polifenoles totales ............................................ 6
Cuadro A.1. Datos del ácido clorogénico como patrón estándar......................................... 6
Cuadro A.2. Análisis de regresión lineal para la curva de calibración con ácido clorogénico como estándar .................................................................................................. 7
Cuadro A.3. Contraste de hipótesis ..................................................................................... 7
Cuadro A.4. Datos del ácido gálico como patrón estándar ................................................. 8
Cuadro A.5. Análisis de regresión lineal para la curva de calibración con ácido gálico como estándar ...................................................................................................................... 8
Cuadro A.6. Datos crudos de lecturas de CPT .................................................................... 9
Cuadro A.7. Datos promediados de las lecturas de CPT del cuadro A6 ........................... 10
Cuadro A.8. Datos de lectura de absorbancia del blanco de reactivos del ensayo del radical DPPH a diferentes longitudes de onda .................................................................. 11
Cuadro A.9. Perfil de absorbancia del blanco de reactivos del ensayo del radical DPPH a diferentes concentraciones de la solución de trabajo del radical DPPH. ........................... 11
Cuadro A.10. Análisis de regresión lineal del perfil de absorbancia del radical DPPH .... 12
Cuadro A.11. Cinética de reacción entre el radical DPPH y el patrón ácido ascórbico ... 12
Cuadro A.12. Cinética de reacción entre el radical DPPH y el patrón Trolox ................. 14
Cuadro A.13. Cinética de reacción entre el radical DPPH y los extractos diluidos de yerba mate ......................................................................................................................... 15
Cuadro A.14. Planilla de cálculo de los cocientes másicos empleados ............................. 19
Cuadro A.15. Análisis de regresión lineal- Curva de calibración con Trolox ................... 20
Cuadro A.16. Análisis de regresión lineal-Curva de calibración con ácido ascórbico ...... 21
Cuadro A.17. Datos del ensayo de Folin-Ciocalteu .......................................................... 21
Cuadro A.18. Datos correspondientes al ensayo DPPH .................................................... 22
Cuadro A.19. Datos y análisis de regresión para la relación CPT-CAO de extractos de yerba mate ......................................................................................................................... 23
Cuadro A.20. Datos cinéticos correspondientes a la reacción del radical DPPH con cafeína ............................................................................................................................... 24
Cuadro A.21a. Efecto de la temperatura de incubación sobre el ensayo del radical DPPH ........................................................................................................................................... 25
Cuadro A.21b. Análisis de varianza para los efectos simples extracto (A) y temperatura (B) sobre la CAO (utilizando Trolox como patrón estándar) ............................................ 25
Cuadro A.21c. Análisis de varianza para los efectos simples extracto (A) y temperatura (B) sobre la CAO (utilizando ácido ascórbico como patrón estándar) .............................. 26
ANEXO 2 .......................................................................................................................... 27
Cuadro B.1. Datos de la determinación de contenido de polifenoles totales- Método de Folin-Ciocalteu .................................................................................................................. 28
Cuadro B.2. Datos de la determinación de Capacidad Antioxidante- Método de reducción del radical DPPH ............................................................................................................... 31
Cuadro B.3. Análisis de la Varianza para CPT (efectos simples) ..................................... 34
Cuadro B.4. Análisis de la Varianza para CAO (efectos simples) .................................... 34
Cuadro B.5. Análisis de la Varianza para CPT (efectos dobles: Orígen y época) ............. 35
Cuadro B.6. Análisis de la Varianza para CPT (efectos dobles: Secado y época) ............ 35
Cuadro B.7. Análisis de la Varianza para CAO (efectos dobles: Orígen y época)............ 35
Cuadro B.8. Análisis de la Varianza para CAO (efectos dobles: Secado y época) ........... 36
Cuadro B.9. Contrastes de hipótesis .................................................................................. 37
ANEXO 3 .......................................................................................................................... 38
Cuadro C.1. Datos de determinación de CPT- Método de Folin-Ciucalteu ...................... 39
Cuadro C.2. Resumen estadístico de CPT de las fracciones de hojas y palos y prueba t 39
Cuadro C.3. Datos correspondientes a la experiencia de determinación del tiempo de extracción .......................................................................................................................... 40
Cuadro C.4. Análisis de regresión no lineal – tiempo de extracción ................................. 41
Cuadro C.5. Planilla de cálculo de las cantidades a agregar - Experiencia correspondiente al diseño experimental ....................................................................................................... 44
Cuadro C.6. Datos de concentración y contenido de polifenoles totales ........................... 46
Cuadro C.7. Resumenes estadísticos y gráficos de dispersión .......................................... 48
Cuadro C.8. Datos de capacidad antioxidante ................................................................... 51
Nota C.3. Modo de cálculo del contenido de cafeína (CC) para extracciones del diseño . 52
Cuadro C.9. Datos de contenido de cafeína ....................................................................... 52
Cuadro C.10. Datos empleados para el análisis de regresión y de correlación ................. 54
Cuadro C.11. Análisis de correlación para los pares de variables ..................................... 55
Cuadro C.12. Análisis de mínima diferencia significativa (LSD, 95%) ........................... 58
Cuadro C.13. Análisis de regresión no lineal .................................................................... 64
ANEXO 4 .......................................................................................................................... 72
Cuadro D.1. Datos del ácido clorogénico como patrón estándar y análisis de regresión lineal .................................................................................................................................. 73
Nota D.1. Modo de cálculo de CPT para experiencias de secado .................................... 74
Cuadro D.2. Datos crudos de contenido de polifenoles totales de los polvos -Experiencia de secado ........................................................................................................................... 75
Cuadro D.3. Resúmen de datos de contenido de polifenoles totales de los polvos ........... 76
Nota D.2. Modo de cálculo de la capacidad antioxidante ................................................. 76
Cuadro D.4. Datos crudos de capacidad antioxidante de los polvos -Experiencia de secado ................................................................................................................................ 78
Cuadro D.5. Resumen de datos de Capacidad Antioxidante de los polvos ....................... 80
Cuadro D.6. Datos crudos de Solubilidad de los polvos (a 25°C)-Experiencia de secado 81
Cuadro D.7. Resumen de datos de solubilidad de los polvos ............................................ 81
Cuadro D.8. Datos usados para el análisis de superficie de respuesta (con variables independientes codificadas) ............................................................................................... 82
Cuadro D.9. Análisis de superficie de respuesta ............................................................... 82
Cuadro D.10. Estimación de errores del análisis de superficie de respuesta ..................... 86
Cuadro D.11. Datos crudos de determinación de humedad (CH, %bh) ............................ 90
Cuadro D.12. Datos crudos de determinación de densidad bruta (db; g/mL) ................... 91
Cuadro D.13. Análisis de correlación entre contenido de humedad (CH) y densidad (db) ........................................................................................................................................... 92
Cuadro D.14. Determinación de parámetros de color ....................................................... 94
Cuadro D.15. Datos crudos de determinación de ganancia de humedad de los diferentes polvos, almacenados a 22 °C y 84,34% de humedad relativa. .......................................... 95
Cuadro D.16. Planilla de cálculo de higroscopicidad (HG, %) ......................................... 96
Cuadro D.17. Valores medios de ganancia en peso........................................................... 97
Cuadro D.18. Datos obtenidos a partir de la determinación de humedad para isotermas104
Cuadro D.19. Datos de contenido de humedad de equilibrio (CHe; g agua / g ms) –Experiencia de isotermas ................................................................................................. 107
Cuadro D.20. Cálculo de errores-Modelado de las isotermas de adsorción .................... 117
Cuadro D.21. Datos de contenidos de humedad (CH), y fracciones de agua (ww) y de sólidos secos (ws), basados en nota D.3. ......................................................................... 120
Cuadro D.23. Resumen de datos empleados en el modelado de la ecuación de Gordon y Taylor .............................................................................................................................. 121
Cuadro D.24. Análisis de regresión no lineal-Modelo de Gordon y Taylor .................... 122
Cuadro D.25. Cálculo de errores-Modelado de Gordon y Taylor ................................... 125
Cuadro D.26. Datos empleados en el ANOVA de efecto simple del factor X2 (%MD) sobre la Tgs predicha por el modelo de Gordon y Taylor. .............................................. 126
ANEXO 1
Nota 1. Modo de cálculo del contenido de polifenoles totales
Cuando de utiliza la extracción descripta en el ítem 4.2.1.7, el CPT de la muestra (expresado en gramos de equivalente por 100 g de muestra seca, g E % ms) se calcula con los siguientes datos: Volumen del extracto (VO; mL), Peso de la muestra empleada (wi; g base húmeda), Volumen de dilución del extracto (VD; mL), Volumen de reacción (VR; mL), Equivalentes al patrón (E; mg equivalentes al patrón / mL) (valor obtenido de la curva de calibración del patrón elegido) y Contenido de humedad de la muestra (CH; g % base húmeda), utilizándola siguiente ecuación:
Cuadro A.1. Datos del ácido clorogénico como patrón estándar
Concentración (µg/mL)
Absorbancia (765nm)
Tiempo 0 h Tiempo 24 h
0 0,0002 0,0003
0 0,0001 0,0001
10 0,052 0,054
10 0,053 0,053
20 0,112 0,114
20 0,113 0,11
30 0,191 0,19
30 0,187 0,192
40 0,256 0,26
40 0,256 0,259
50 0,331 0,329
50 0,322 0,32
60 0,393 0,39
60 0,393 0,394
Cuadro A.2. Análisis de regresión lineal para la curva de calibración con ácido clorogénico como estándar
Análisis de Regresión - Modelo Lineal Y = a + b*X
--------------------------------------------------- --------------------------
Variable dependiente: A(0 h; 765 nm)
Variable independiente: concentración de ácido clor ogénico(ug/mL)
--------------------------------------------------- --------------------------
Error Estadíst ico
Parámetro Estimación estándar T P-Valor
--------------------------------------------------- --------------------------
Ordenada -0,0104125 0,00330632 -3,14 928 0,0084
Pendiente 0,00667875 0,0000917007 72, 832 0,0000
--------------------------------------------------- --------------------------
Análisis de la Varianza
--------------------------------------------------- --------------------------
Fuente Suma de cuadrados GL Cuadrado medio Cociente-F P-Valor
--------------------------------------------------- --------------------------
Modelo 0,249792 1 0,2497 92 5304,51 0,0000
Residuo 0,000565086 12 0,00004709 05
--------------------------------------------------- --------------------------
Total (Corr.) 0,250357 13
Coeficiente de Correlación = 0,998871
R-cuadrado = 99,7743 porcentaje
R-cuadrado (ajustado para g.l.) = 99,7555 porcentaj e
Error estándar de est. = 0,00686225
Error absoluto medio = 0,00500357
Estadístico de Durbin-Watson = 1,05665 (P=0,0101)
Autocorrelación residual en Lag 1 = 0,365631
Hipótesis del presente análisis de regresión: Hnula (Ho): la variable dependiente (Absorbancia) no depende linealmente de la variable independiente (concentración). H alternativa (Ha): la variable dependiente (Absorbancia) depende linealmente de la variable independiente (concentración).
Conclusión: Se rechaza la Ho. El modelo lineal es válido.
Cuadro A.3. Contraste de hipótesis
Lecturas de absorbancia para las diluciones de ácido clorogénico a 0 y 24 h desde su preparación (A(0h)-A(24h)), (prueba t para muestras pareadas)
Media muestral = -0,000435714
Mediana muestral = -0,00005
contraste t
-----------
Hipótesis nula: media = 0,0
Alternativa: no igual
Estadístico t = -0,643842
P-valor = 0,530874
No se rechaza la hipótesis nula para alpha = 0,05.
Cuadro A.4. Datos del ácido gálico como patrón estándar
Concentración (µg/mL)
Absorbancia (765nm)
0 0,002 0 0,002
10 0,095 10 0,098 20 0,23 20 0,236 30 0,351 30 0,363 40 0,483 40 0,493 50 0,593 50 0,599 60 0,716 60 0,723
Cuadro A.5. Análisis de regresión lineal para la curva de calibración con ácido gálico como estándar
Análisis de Regresión - Modelo Lineal Y = a + b*X
--------------------------------------------------- --------------------------
Variable dependiente: A (PATRÓN ÁCIDO GÁLICO)
Variable independiente: Concentración (ug/mL)
--------------------------------------------------- --------------------------
Error Estadíst ico
Parámetro Estimación estándar T P-Valor
--------------------------------------------------- --------------------------
Ordenada -0,00898214 0,00481321 -1,86 615 0,0866
Pendiente 0,0121661 0,000133494 91,1 355 0,0000
--------------------------------------------------- --------------------------
Análisis de la Varianza
--------------------------------------------------- --------------------------
Fuente Suma de cuadrados GL Cuadrado medio Cociente-F P-Valor
--------------------------------------------------- --------------------------
Modelo 0,828874 1 0,8288 74 8305,68 0,0000
Residuo 0,00119755 12 0,00009979 61
--------------------------------------------------- --------------------------
Total (Corr.) 0,830072 13
Coeficiente de Correlación = 0,999278
R-cuadrado = 99,8557 porcentaje
R-cuadrado (ajustado para g.l.) = 99,8437 porcentaj e
Error estándar de est. = 0,0099898
Error absoluto medio = 0,00761735
Estadístico de Durbin-Watson = 1,53677 (P=0,1026)
Autocorrelación residual en Lag 1 = 0,179557
Hipótesis del presente análisis de regresión: Hnula (Ho): la variable dependiente (Absorbancia) no depende linealmente de la variable independiente (concentración). H alternativa (Ha): la variable dependiente
(Absorbancia) depende linealmente de la variable independiente (concentración). . Conclusión: Se rechaza la Ho. El modelo lineal es válido.
Cuadro A.6. Datos crudos de lecturas de CPT
Concentración Equivalente CPT
Muestra Extracción Peso (g) CH Lectura A EAC EAG CPT-EAC CPT-EAG
1 1 0,2082 9,2 1 0,224 34,99 19,10 18,51 10,10 1 1 0,2082 9,2 2 0,226 35,28 19,26 18,66 10,19 1 2 0,2015 9,2 1 0,235 36,63 20,00 20,02 10,93 1 2 0,2015 9,2 2 0,234 36,48 19,92 19,94 10,89 2 1 0,2065 6,5 1 0,193 30,36 16,56 15,72 8,58 2 1 0,2065 6,5 2 0,184 29,01 15,82 15,03 8,19 2 2 0,2085 6,5 1 0,202 31,70 17,30 16,26 8,87 2 2 0,2085 6,5 2 0,202 31,70 17,30 16,26 8,87 3 1 0,2042 6,3 1 0,200 31,40 17,13 16,41 8,95 3 1 0,2042 6,3 2 0,196 30,81 16,80 16,10 8,78 3 2 0,2110 6,3 1 0,210 32,90 17,95 16,64 9,08 3 2 0,2110 6,3 2 0,211 33,04 18,03 16,71 9,12 4 1 0,2005 6,9 1 0,190 29,91 16,31 16,02 8,74 4 1 0,2005 6,9 2 0,189 29,76 16,23 15,94 8,69 4 2 0,2057 6,9 1 0,220 34,39 18,77 17,96 9,80 4 2 0,2057 6,9 2 0,225 35,13 19,18 18,35 10,02 5 1 0,2087 7 1 0,215 33,64 18,36 17,33 9,46 5 1 0,2087 7 2 0,220 34,39 18,77 17,72 9,67 5 2 0,2048 7 1 0,208 32,60 17,79 17,11 9,34 5 2 0,2048 7 2 0,213 33,34 18,20 17,51 9,55 6 1 0,2031 6,9 1 0,193 30,36 16,56 16,06 8,76 6 1 0,2031 6,9 2 0,197 30,96 16,89 16,37 8,93 6 2 0,2079 6,9 1 0,217 33,94 18,52 17,54 9,57 6 2 0,2079 6,9 2 0,215 33,64 18,36 17,38 9,49 7 1 0,2028 7,5 1 0,209 32,75 17,87 17,46 9,53 7 1 0,2028 7,5 2 0,204 32,00 17,46 17,06 9,31 7 2 0,2080 7,5 1 0,213 33,34 18,20 17,33 9,46 7 2 0,2080 7,5 2 0,212 33,19 18,11 17,25 9,42 8 1 0,2013 5,3 1 0,225 35,13 19,18 18,43 10,06 8 1 0,2013 5,3 2 0,223 34,84 19,02 18,27 9,98 8 2 0,2015 5,3 1 0,219 34,24 18,69 17,94 9,79 8 2 0,2015 5,3 2 0,222 34,69 18,93 18,18 9,92 9 1 0,2054 6,4 1 0,212 33,19 18,11 17,27 9,42 9 1 0,2054 6,4 2 0,215 33,64 18,36 17,50 9,55 9 2 0,2120 6,4 1 0,221 34,54 18,85 17,41 9,50 9 2 0,2120 6,4 2 0,222 34,69 18,93 17,48 9,54 10 1 0,2056 7,7 1 0,216 33,79 18,44 17,81 9,72 10 1 0,2056 7,7 2 0,215 33,64 18,36 17,73 9,68 10 2 0,2062 7,7 1 0,218 34,09 18,61 17,91 9,78 10 2 0,2062 7,7 2 0,220 34,39 18,77 18,07 9,86
CH: Contenido de humedad (g % bh); concentración equivalente (µg/mL); CTP-EAC: contenido de polifenoles totales equivalente a ácido clorogénico (g%ms); CTP-EAG: contenido de polifenoles totales equivalente a ácido gálico (g%ms)
Cuadro A.7. Datos promediados de las lecturas de CPT del cuadro A6
Muestra Extracción CPT-(EAC) CPT-(EAG) CPT -(EAC) CPT-(EAG)
1 1 18,59±0,08 10,15±0,05
19,28 ± 0,7 10,53 ± 0,38 2 19,98±0,04 10,91±0,02
2 1 15,38±0,35 8,39±0,20
15,82 ± 0,44 8,63 ± 0,24 2 16,26±0,00 8,87±0,00
3 1 16,26±0,16 8,87±0,09
16,47 ± 0,21 8,98 ± 0,12 2 16,68±0,04 9,10±0,02
4 1 15,98±0,04 8,72±0,03
17,07 ± 1,09 9,31 ± 0,6 2 18,16±0,20 9,91±0,11
5 1 17,53±0,20 9,57±0,11
17,42 ± 0,11 9,51 ± 0,06 2 17,31±0,20 9,45±0,11
6 1 16,22±0,16 8,85±0,09
16,84 ± 0,62 9,19 ± 0,34 2 17,46±0,08 9,53±0,04
7 1 17,26±0,20 9,42±0,11
17,28 ± 0,02 9,43 ± 0,01 2 17,29±0,04 9,44±0,02
8 1 18,35±0,08 10,02±0,04
18,21 ± 0,15 9,94 ± 0,08 2 18,06±0,12 9,86±0,07
9 1 17,39±0,12 9,49±0,07
17,42 ± 0,03 9,5 ± 0,02 2 17,45±0,04 9,52±0,02
10 1 17,77±0,04 9,70±0,02
17,88 ±0,11 9,76 ± 0,06 2 17,99±0,08 9,82±0,04
Datos expresados como media ± error estándar. CTP-EAC: contenido de polifenoles totales equivalente a ácido clorogénico (g%ms); CTP-EAG: contenido de polifenoles totales equivalente a ácido gálico (g%ms).
Resumen Estadístico para CPT-EAC
Frecuencia = 20
Media = 17,3663
Varianza = 1,11314
Desviación típica = 1,05506
Error estándar = 0,235918
Mínimo = 15,375
Máximo = 19,98
Rango = 4,605
Asimetría tipi. = 0,60125
Curtosis típificada = 0,762547
Resumen Estadístico para CPT-EAG
Frecuencia = 20
Media = 9,47725
Varianza = 0,335162
Desviación típica = 0,578932
Error estándar = 0,129453
Mínimo = 8,385
Máximo = 10,91
Rango = 2,525
Asimetría tipi. = 0,594174
Curtosis típificada = 0,754426
Cuadro A.8. Datos de lectura de absorbancia del blanco de reactivos del ensayo del radical DPPH a diferentes longitudes de onda
λ (nm) A
350 0,651
360 0,475
370 0,39
380 0,328
390 0,292
400 0,284
410 0,301
420 0,325
430 0,412
450 0,485
460 0,7
480 0,824
490 0,956
500 1,005
505 1,038
510 1,038
511 1,038
512 1,047
513 1,049
514 1,049
515 1,052
516 1,052
517 1,053
518 1,053
519 1,051
520 1,047
521 1,031
522 1,033
523 1,027
524 1,022
525 1,02
530 0,97
540 0,862
550 0,758
570 0,607
580 0,559
600 0,487
620 0,433
640 0,379
660 0,334
675 0,297
700 0,231
725 0,17
750 0,11
775 0,071
800 0,046
825 0,022
850 0,02
875 0,012
900 0,005
925 0,004
950 0,007
975 0,006
1000 0,004
Cuadro A.9. Perfil de absorbancia del blanco de reactivos del ensayo del radical DPPH a diferentes concentraciones de la solución de trabajo del radical DPPH.
Concentración de la solución del radical (µM) A (517 nm)
10 0,103 20 0,201 40 0,408 60 0,617 80 0,82
100 1,023 150 1,602 200 1,919
Cuadro A.10. Análisis de regresión lineal del perfil de absorbancia del radical DPPH Análisis de Regresión - Modelo Lineal Y = a + b*X
--------------------------------------------------- --------------------------
Variable dependiente: Absorbancia
Variable independiente: Concentración del radical D PPH (uM)
--------------------------------------------------- --------------------------
Error Estadíst ico
Parámetro Estimación estándar T P-Valor
--------------------------------------------------- --------------------------
Ordenada -0,00133425 0,0018582 -0,718 033 0,5124
Pendiente 0,0102581 0,0000306176 335, 039 0,0000
--------------------------------------------------- --------------------------
Análisis de la Varianza
--------------------------------------------------- --------------------------
Fuente Suma de cuadrados GL Cuadrado medio Cociente-F P-Valor
--------------------------------------------------- --------------------------
Modelo 0,640139 1 0,6401 39 112251,05 0,0000
Residuo 0,000022811 40,000005702 74
--------------------------------------------------- --------------------------
Total (Corr.) 0,640161 5
Coeficiente de Correlación = 0,999982
R-cuadrado = 99,9964 porcentaje
R-cuadrado (ajustado para g.l.) = 99,9955 porcentaj e
Error estándar de est. = 0,00238804
Error absoluto medio = 0,00176347
Estadístico de Durbin-Watson = 2,12362 (P=0,1158)
Autocorrelación residual en Lag 1 = -0,176824
Hipótesis del presente análisis de regresión: H nula (Ho): la variable dependiente (Absorbancia) no depende linealmente de la variable independiente (concentración). H alternativa (Ha): la variable dependiente (Absorbancia) depende linealmente de la variable independiente (concentración).
Se rechaza la Ho. El modelo lineal es válido.
Cuadro A.11. Cinética de reacción entre el radical DPPH y el patrón ácido ascórbico
Concentración: 8 mg / 100 mL
Tiempo (min) A(517nm) %R 0 1,045 100
0,19 0,7 70,2 0,34 0,7 70,2
1 0,7 70,4 2 0,7 70,2 3 0,7 70,2 4 0,7 70,3 6 0,7 70,3
Concentración: 10 mg / 100 mL
Tiempo (min) A(517nm) %R 0 1,045 100
0,21 0,7 63,0 0,29 0,7 62,8 0,45 0,7 62,8
1 0,7 63,0 1,25 0,7 63,1
2 0,7 63,5 3 0,7 63,5 6 0,7 63,1
Concentración: 16 mg / 100 mL
Tiempo (min) A(517nm) %R 0 1,045 100
0,3 0,4 37,9 1,12 0,4 38,0 1,3 0,4 38,1 2,3 0,4 38,3 3,3 0,4 37,9
6 0,4 38,1 3 0,7 63,5 6 0,7 63,1
Concentración: 20 mg / 100 mL
Tiempo (min) A(517nm) %R 0 1,045 100
0,25 0,257 24,7 1 0,258 24,8 6 0,258 24,8
Concentración: 21 mg / 100 mL
Tiempo (min) A(517nm) %R 0 1,045 100
0,25 0,2 15,2 0,55 0,2 15,1 1,05 0,2 15,2
6 0,2 15,2
Cuadro A.12. Cinética de reacción entre el radical DPPH y el patrón Trolox
Cuadro A.13. Cinética de reacción entre el radical DPPH y los extractos diluidos de yerba mate
Dilución: 1:400 Tiempo (min) A (517nm-ee) %R
0 1,12 100 1 1,023 91,3 3 1,007 89,9 5 0,994 88,8 8 0,977 87,2 9 0,972 86,8
10 0,967 86,4 12 0,958 85,6 15 0,946 84,5 17 0,94 83,9 19 0,934 83,4 21 0,928 82,9 24 0,921 82,3 27 0,915 81,7 31 0,913 81,5 33 0,909 81,2 36 0,905 80,8 39 0,904 80,7 42 0,903 80,6 45 0,902 80,6 48 0,902 80,6 51 0,902 80,6 54 0,904 80,7 57 0,903 80,6 65 0,905 80,8
Dilución: 1: 300 Tiempo (min) A (517nm-ee) %R
0 1,05 100 1 0,897 85,4 4 0,882 84,0 7 0,87 82,9
10 0,859 81,8 13 0,849 80,9 16 0,842 80,2 19 0,834 79,5 22 0,826 78,7 25 0,82 78,1 28 0,812 77,4 31 0,805 76,7 34 0,799 76,1 36 0,796 75,8 39 0,789 75,2 42 0,784 74,7 45 0,779 74,2 48 0,776 73,9 51 0,77 73,4 54 0,766 73,0 57 0,763 72,7 60 0,759 72,3 63 0,757 72,1 66 0,754 71,8 69 0,756 72,0 72 0,752 71,7 75 0,751 71,6 78 0,749 71,4 81 0,748 71,3 84 0,747 71,2 88 0,747 71,2 90 0,744 70,9 93 0,744 70,9 96 0,743 70,8 99 0,742 70,7
102 0,744 70,9 105 0,743 70,8
Dilución: 1:250 Tiempo (min) A (517nm-ee) %R
0 1,038 100 1 0,845 81,4 4 0,828 79,8 7 0,815 78,5
10 0,802 77,3 13 0,79 76,1 16 0,779 75,1 19 0,768 74,0 22 0,758 73,1 25 0,749 72,2 28 0,743 71,6 31 0,734 70,7 34 0,728 70,2 37 0,721 69,5 40 0,713 68,7 43 0,709 68,3 46 0,702 67,7 49 0,699 67,4 52 0,694 66,9 55 0,689 66,4 58 0,685 66,0 61 0,684 65,9 64 0,681 65,6 67 0,678 65,4 70 0,677 65,3 73 0,673 64,9 76 0,672 64,8 79 0,668 64,4 82 0,665 64,1 85 0,664 64,0 88 0,661 63,7 91 0,661 63,7 94 0,659 63,5 97 0,656 63,2
100 0,655 63,1 103 0,652 62,9 106 0,651 62,8 109 0,65 62,7 112 0,649 62,6 115 0,648 62,5 118 0,647 62,4 120 0,647 62,4 122 0,647 62,4
Dilución: 1:200 Tiempo (min) A (517nm-ee) %R
0 1,038 100 1 0,805 77,6 4 0,781 75,3 7 0,759 73,2
10 0,739 71,2 13 0,72 69,4 16 0,703 67,8 19 0,686 66,1 22 0,672 64,8 25 0,657 63,3 28 0,645 62,2 31 0,633 61,0 34 0,619 59,7 37 0,606 58,4 40 0,6 57,9 43 0,591 57,0 46 0,582 56,1 49 0,573 55,3 52 0,566 54,6 55 0,558 53,8 58 0,552 53,2 61 0,544 52,5 64 0,539 52,0 67 0,534 51,5 70 0,531 51,2 73 0,527 50,8 76 0,524 50,5 79 0,521 50,3 82 0,517 49,9 85 0,516 49,8 88 0,511 49,3 91 0,509 49,1 94 0,505 48,7 97 0,502 48,4
100 0,5 48,2 104 0,498 48,0 107 0,496 47,8 110 0,495 47,8 113 0,495 47,8 116 0,495 47,8
Dilución: 1:150 Tiempo (min) A (517nm-ee) %R
0 1,025 100 1 0,751 73,3 4 0,716 69,9 7 0,688 67,2 10 0,662 64,6 13 0,638 62,3 16 0,618 60,3 19 0,597 58,3 22 0,577 56,3 25 0,562 54,9 28 0,544 53,1 31 0,528 51,6 34 0,514 50,2 37 0,501 48,9 40 0,49 47,9 43 0,478 46,7 46 0,465 45,4 49 0,455 44,5 52 0,445 43,5 55 0,436 42,6 58 0,427 41,7 61 0,418 40,9 64 0,41 40,1 67 0,403 39,4 70 0,397 38,8 73 0,391 38,2 76 0,385 37,6 79 0,38 37,2 82 0,374 36,6 85 0,37 36,2 88 0,366 35,8 91 0,361 35,3 94 0,357 34,9 97 0,354 34,6 100 0,35 34,2 103 0,349 34,1 106 0,343 33,5 109 0,341 33,4 112 0,339 33,2 115 0,334 32,7 118 0,333 32,6 119 0,332 32,5 120 0,332 32,5 121 0,332 32,5 122 0,332 32,5
Dilución 1:100 Tiempo (min) A (517nm-ee) %R
0 1,024 100 0,5 0,643 62,8
3 0,598 58,5 6 0,558 54,5 9 0,521 50,9
12 0,488 47,7 15 0,458 44,8 18 0,43 42,1 21 0,404 39,5 24 0,38 37,2 27 0,358 35,0 30 0,336 32,9 33 0,317 31,0 36 0,299 29,3 39 0,281 27,5 42 0,265 26,0 45 0,25 24,5 48 0,237 23,2 51 0,223 21,9 54 0,212 20,8 57 0,201 19,7 60 0,191 18,8 63 0,181 17,8 66 0,172 16,9 69 0,163 16,0 72 0,156 15,3 75 0,149 14,7 78 0,142 14,0 81 0,137 13,5 84 0,131 12,9 87 0,128 12,6 90 0,122 12,0 93 0,118 11,6 96 0,115 11,3 99 0,112 11,1
102 0,108 10,7 105 0,106 10,5 108 0,104 10,3 111 0,101 10,0 114 0,1 9,9 117 0,099 9,8 120 0,096 9,5 123 0,096 9,5
Dilución: 1:75 Tiempo (min) A (517nm-ee) %R
0 1,038 100 0,5 0,570 55,0
3 0,517 49,9 6 0,475 45,8 9 0,437 42,2
10 0,426 41,1 14 0,383 37,0 15 0,374 36,1 19 0,335 32,4 20 0,326 31,5 22 0,308 29,8 24 0,297 28,7 27 0,269 26,0 30 0,246 23,8 33 0,225 21,8 36 0,204 19,8 39 0,186 18,0 43 0,163 15,8 46 0,146 14,2 49 0,133 12,9 52 0,121 11,8 55 0,112 10,9 58 0,103 10,0 61 0,097 9,5 64 0,092 9,0 67 0,088 8,6 70 0,086 8,4 73 0,083 8,1 76 0,082 8,0 79 0,08 7,8 82 0,079 7,7 85 0,079 7,7 88 0,078 7,6 91 0,077 7,5 94 0,076 7,4 97 0,077 7,5
100 0,078 7,5
Cuadro A.14. Planilla de cálculo de los cocientes másicos empleados
Abs (t:0-
517 nm
C1
C2
Cantidad de
Trolox (µg)
Abs (equilibrio-
517 nm) %R
Cantidad de
DPPH (µg)
Cociente másico (µgTrolox/µgDPPH)
1,099 0,00 0,00 0 1,099 100 0
1,098 5,20 0,2 5,2 0,934 85,1 126,26 0,041
1,098 10,01 0,4 10 0,775 70,6 126,26 0,079
1,098 15,02 0,6 15 0,617 56,2 126,26 0,119
1,098 20,02 0,8 20 0,472 43,1 126,26 0,158
1,100 25,03 1 25 0,335 30,5 126,48 0,198
1,100 30,04 1,2 30 0,183 16,7 126,48 0,237
C1: Concentración del patrón (mg/100 mL); C2: Concentración del patrón (mM/L)
Lectura A (t:0-517 nm
C1 C2
Cantidad de ácido ascórbico
(µg)
Lectura A
(equilibrio-517 nm)
%R
Cantidad de
DPPH (µg)
Cociente másico (µg AA/µgDPPH)
1,045 0 0 0 1,045 100 120,168 0
1,045 8 0,45 8 0,734 70,3 120,168 0,067
1,045 10 0,56 10 0,659 63,1 120,168 0,083
1,045 16 0,90 16 0,397 38,1 120,168 0,133
1,045 20 1,10 20 0,258 24,8 120,168 0,166
1,045 21 1,20 21 0,158 15,2 120,168 0,175
C1: Concentración del patrón (mg/100 mL); C2: Concentración del patrón (mM/L); AA: ácido ascórbico
Cuadro A.15. Análisis de regresión lineal- Curva de calibración con Trolox Análisis de Regresión - Modelo Lineal Y = a + b*X
--------------------------------------------------- --------------------------
Variable dependiente: % R
Variable independiente: Cantidad de Trolox (ug)
--------------------------------------------------- --------------------------
Error Estadíst ico
Parámetro Estimación estándar T P-Valor
--------------------------------------------------- --------------------------
Ordenada 99,0541 0,659668 150, 157 0,0000
Pendiente -2,76757 0,0365754 -75,6 676 0,0000
--------------------------------------------------- --------------------------
Análisis de la Varianza
--------------------------------------------------- --------------------------
Fuente Suma de cuadrados GL Cuadrado medio Cociente-F P-Valor
--------------------------------------------------- --------------------------
Modelo 5331,25 1 5331, 25 5725,59 0,0000
Residuo 4,65564 5 0,9311 27
--------------------------------------------------- --------------------------
Total (Corr.) 5335,91 6
Coeficiente de Correlación = -0,999564
R-cuadrado = 99,9127 porcentaje
R-cuadrado (ajustado para g.l.) = 99,8953 porcentaj e
Error estándar de est. = 0,964949
Error absoluto medio = 0,774716
Estadístico de Durbin-Watson = 0,88246 (P=0,0025)
Autocorrelación residual en Lag 1 = 0,415587
Hipótesis del presente análisis de regresión: Hnula (Ho): la variable dependiente (Absorbancia) no depende linealmente de la variable independiente (concentración). H alternativa (Ha): la variable dependiente (Absorbancia) depende linealmente de la variable independiente (concentración).
Conclusión: Se rechaza la Ho. El modelo lineal es válido.
Cuadro A.16. Análisis de regresión lineal-Curva de calibración con ácido ascórbico Análisis de Regresión - Modelo Lineal Y = a + b*X
--------------------------------------------------- --------------------------
Variable dependiente: % R
Variable independiente: Cantidad de ácido ascórbico (ug)
--------------------------------------------------- --------------------------
Error Estadíst ico
Parámetro Estimación estándar T P-Valor
--------------------------------------------------- --------------------------
Ordenada 99,9964 0,640298 156, 172 0,0000
Pendiente -3,98081 0,0498346 -79,8 806 0,0000
--------------------------------------------------- --------------------------
Análisis de la Varianza
--------------------------------------------------- --------------------------
Fuente Suma de cuadrados GL Cuadrado medio Cociente-F P-Valor
--------------------------------------------------- --------------------------
Modelo 8730,3 1 8730 ,3 6380,90 0,0000
Residuo 13,6819 10 1,368 19
--------------------------------------------------- --------------------------
Total (Corr.) 8743,98 11
Coeficiente de Correlación = -0,999217
R-cuadrado = 99,8435 porcentaje
R-cuadrado (ajustado para g.l.) = 99,8279 porcentaj e
Error estándar de est. = 1,1697
Error absoluto medio = 0,846099
Estadístico de Durbin-Watson = 1,30938 (P=0,0434)
Autocorrelación residual en Lag 1 = 0,313996
Hipótesis del presente análisis de regresión: Hnula (Ho): la variable dependiente (Absorbancia) no depende linealmente de la variable independiente (concentración). H alternativa (Ha): la variable dependiente (Absorbancia) depende linealmente de la variable independiente (concentración).
Conclusión: Se rechaza la Ho. El modelo lineal es válido.
Cuadro A.17. Datos del ensayo de Folin-Ciocalteu
PT EXTRAIDOS CPT CoPT
Extracto Lectura A leída µgEAC (gEAC/30g hoja
seca) (gEAC/100
g ms) (mg
EAC/mL)
1 1 0,247 37,89 2,33 7,77 18,95
1 2 0,254 38,97 2,40 7,99 19,48
2 1 0,264 40,51 2,49 8,30 20,25
2 2 0,265 40,66 2,50 8,34 20,33
Dilución del extracto: 1:5; Muestra B2; PT: polifenoles totales; CPT: contenido de polifenoles totales; CoPT: concentración de polifenoles totales
Resúmenes Estadísticos para lecturas de CPT
Erro r
Extracción N° lecturas Media Están dar
--------------------------------------------------- --------------
1 2 7,88 0,11
2 2 8,32 0,02
--------------------------------------------------- --------------
Total 4 8,1 0,134 969
Resumen Estadístico para CPT
Frecuencia = 2
Media = 8,1
Varianza = 0,0968
Desviación típica = 0,311127
Error estándar = 0,22
Mínimo = 7,88
Máximo = 8,32
Resumen Estadístico para CoPT
Frecuencia = 2
Media = 19,75
Varianza = 0,605
Desviación típica = 0,777817
Error estándar = 0,55
Mínimo = 19,2
Máximo = 20,3
Rango = 1,1
Resúmenes Estadísticos para CoPT
Er ror
Extracción N° Lecturas Media E stándar
--------------------------------------------------- --------------
1 2 19,2154 0, 269231
2 2 20,2923 0, 0384615
--------------------------------------------------- --------------
Total 4 19,7538 0, 330113
Cuadro A.18. Datos correspondientes al ensayo DPPH
E DPPH
Gramos
equivalentes CAO
wi VO VD(1:xx) A
(t=0) A
(t=120) X %R gEAA gET CAO-
EAA(g%ms) CAO-
ET(g%ms)
1 31,5 116 180 1,055 0,467 45,47 44,33 13,98 19,77 9,74 13,77
2 31,5 123 200 1,030 0,517 50,32 50,26 12,49 17,63 10,25 14,46
9,99 14,12 E: extracto; Contenido de Humedad (CHbh): 4,8%; wi: peso de muestra base humeda (g); VO: volumen original (mL); VD: volumen de dilución (mL); t:tiempo (min); A: absorbancia; EAA: equivalentes a ácido ascórbico; ET: equivalentes a Trolox
Resumen Estadístico para CAO_EAA
Frecuencia = 2
Media = 9,995
Varianza = 0,13005
Desviación típica = 0,360624
Error estándar = 0,255
Mínimo = 9,74
Máximo = 10,25
Rango = 0,51
Resumen Estadístico para CAO_ET
Frecuencia = 2
Media = 14,115
Varianza = 0,23805
Desviación típica = 0,487904
Error estándar = 0,345
Mínimo = 13,77
Máximo = 14,46
Rango = 0,69
Cuadro A.19. Datos y análisis de regresión para la relación CPT-CAO de extractos de yerba mate
Dilución 1:x µg-PFT A (t=0) X µgDPPH µg-PFT / µgDPPH 75 26,337 1,038 100,90 119,364 0,221
100 19,753 1,024 99,54 117,756 0,168
150 13,168 1,025 99,64 117,871 0,112
200 9,876 1,038 100,90 119,364 0,083
250 7,901 1,038 100,90 119,364 0,066
300 6,584 1,050 102,06 120,742 0,055
400 4,938 1,120 108,86 128,781 0,038
500 3,950 1,030 100,12 118,445 0,033
0 0,000 1,118 108,66 128,552 0,000
Modo de cálculo del cociente másico: EXTRACTO B2: 19753 µgEAC/mL de extracto original
Para una dilución de 1:75 será: 1 mL de extracto original----- 19753µgEAC--------------------75mL=75000 µL 26,337 µgEAC=x--------------- 100 µL
PM del DPPH=394,32 g/mol
1 mol--1000 mM----1x106 µM
1X106 µM---------394,32 g/mol 100 µM------------x=0,039432 g DPPH
1000 mL de solución de DPPH----------------0,039432 g DPPH 3 mL (usado en la reacción)--------- x=1,18296x10-4 g de DPPH=118,296 µg de DPPH
Análisis de Regresión - Modelo Lineal Y = a + b*X
--------------------------------------------------- --------------------------
Variable dependiente: %R
Variable independiente: cociente ug PFT/ugDPPH en el estado estacionario.
--------------------------------------------------- --------------------------
Error Estadíst ico
Parámetro Estimación estándar T P-Valor
--------------------------------------------------- --------------------------
Ordenada 99,692 2,16345 46,0 801 0,0000
Pendiente -561,687 25,5029 -22,0 244 0,0000
--------------------------------------------------- --------------------------
Análisis de la Varianza
--------------------------------------------------- --------------------------
Fuente Suma de cuadrados GL Cuadrado medio Cociente-F P-Valor
--------------------------------------------------- --------------------------
Modelo 6015,76 1 6015, 76 485,07 0,0000
Residuo 74,4103 6 12,40 17
--------------------------------------------------- --------------------------
Total (Corr.) 6090,18 7
Coeficiente de Correlación = -0,993872
R-cuadrado = 98,7782 porcentaje
R-cuadrado (ajustado para g.l.) = 98,5746 porcentaj e
Error estándar de est. = 3,52161
Error absoluto medio = 2,44395
Estadístico de Durbin-Watson = 1,42432 (P=0,0794)
Autocorrelación residual en Lag 1 = 0,17028
ug PFT/ ug DPPH en el estado estacionario
%R
0 0,03 0,06 0,09 0,12 0,15 0,180
20
40
60
80
100
Cuadro A.20. Datos cinéticos correspondientes a la reacción del radical DPPH con cafeína
Tiempo (min) A (517 nm) 0 1,134 1 1,133 2 1,132 3 1,132 5 1,132
10 1,133 17 1,137 20 1,140 25 1,144 30 1,140
Cuadro A.21a. Efecto de la temperatura de incubación sobre el ensayo del radical DPPH
T (°C)
E
Volumen (mL)
Abs (517nm) Cantidad de DPPH° %R
CAO (g % ms)
VO VD (t=0) (t=120) a t= 0 min a t=120 min CAO-ET CAO-EAA
20 1 10 30 1,07 0,648 104,01 63,04 60,61 20,46 14,57
20 1 10 30 1,07 0,642 104,01 62,46 60,05 20,76 14,78
25 1 10 30 1,07 0,491 104,01 47,79 45,95 28,26 19,99
25 1 10 30 1,07 0,489 104,01 47,60 45,77 28,36 20,06
30 1 10 30 1,07 0,391 104,01 38,09 36,62 33,23 23,45
30 1 10 30 1,07 0,386 104,01 37,60 36,15 33,47 23,62
40 1 10 30 1,07 0,326 104,01 31,78 30,55 36,45 25,69
40 1 10 30 1,07 0,323 104,01 31,48 30,27 36,60 25,80
20 2 10 30 1,07 0,609 104,01 59,25 56,97 22,45 15,96
20 2 10 30 1,07 0,612 104,01 59,54 57,25 22,30 15,85
25 2 10 30 1,07 0,442 104,01 43,04 41,38 30,77 21,74
25 2 10 30 1,07 0,438 104,01 42,65 41,01 30,97 21,88
30 2 10 30 1,07 0,372 104,01 36,24 34,85 34,25 24,16
30 2 10 30 1,07 0,365 104,01 35,56 34,19 34,60 24,40
40 2 10 30 1,07 0,322 104,01 31,39 30,18 36,74 25,89
40 2 10 30 1,07 0,32 104,01 31,19 29,99 36,84 25,96 T: temperatura de incubación; E: extracto; VO: volumen original; VD: Volumen de dilución; Peso de muestra empleado (wi): 0,2037 g (Extracto 1) y 0,2032 g (Extracto 2)
Cuadro A.21b. Análisis de varianza para los efectos simples extracto (A) y temperatura (B) sobre la CAO (utilizando Trolox como patrón estándar)
Análisis de la Varianza para CAO_ET - Sumas de Cuad rados de Tipo III
--------------------------------------------------- -------------------------
Fuente Suma de cuadrados GL Cuadrad o Medio Cociente-F P-V
--------------------------------------------------- -------------------------
EFECTOS PRINCIPALES
A:extracto 4,6818 1 4,6818 8,39 0,
B:T 306,19 3 102,063 182,83 0,
RESIDUOS 1,6747 3 0 ,558233
--------------------------------------------------- -------------------------
TOTAL (CORREGIDO) 312,547 7
--------------------------------------------------- -------------------------
Los cocientes F están basados en el error cuadrátic o medio residual.
Cuadro A.21c. Análisis de varianza para los efectos simples extracto (A) y temperatura (B) sobre la CAO (utilizando ácido ascórbico como patrón estándar)
Análisis de la Varianza paraCAO_EAA - Sumas de Cuad rados de Tipo III
--------------------------------------------------- ----------------------------
Fuente Suma de cuadrados GL Cuadrad o Medio Cociente-F P-Valo
--------------------------------------------------- ----------------------------
EFECTOS PRINCIPALES
A:extracto 2,26845 1 2,26845 8,43 0,062
B:T 147,979 3 49,3263 183,31 0,000
RESIDUOS 0,80725 3 0 ,269083
--------------------------------------------------- ----------------------------
TOTAL (CORREGIDO) 151,055 7
--------------------------------------------------- ----------------------------
Los cocientes F están basados en el error cuadrátic o medio residual.
En ambos análisis de varianza, las hipótesis a prueba fueron:
Ho(extracto): no hay variabilidad en la CAO debida a los extractos. Ha (extractos): hay variabilidad en la CAO debida a los extractos. Como Pv:0,0623, no se rechaza Ho.
Ho(temperatura): no hay efecto de la temperatura sobre la CAO. Ha (temperatura): hay efecto de la temperatura sobre la CAO. Como Pv:0,0007, se rechaza Ho.
La temperatura de incubación afecta a las lecturas de CAO.
ANEXO 2
Cuadro B.1. Datos de la determinación de contenido de polifenoles totales- Método de Folin-Ciocalteu
Mues-tra
Ori-gen
Se- cado
Época
Peso (g)
CH (%bh)
Extracción
Lec-tura
Abs (765 nm)
CoPT (µgEAC/m
L)
CPT (gEAC/100g
ms)
300 C ci IZ 0,2021 8,74 300ª 1 0,284 39,18 21,24 300 C ci IZ 0,2021 8,74 300ª 2 0,285 39,32 21,32 300 C ci IZ 0,2037 8,74 300B 1 0,304 42,00 22,59 300 C ci IZ 0,2037 8,74 300B 2 0,306 42,28 22,74 301 C ci IZ 0,2062 8,32 301ª 1 0,316 43,69 23,11 301 C ci IZ 0,2062 8,32 301ª 2 0,316 43,69 23,11 301 C ci IZ 0,2055 8,32 301B 1 0,319 44,11 23,41 301 C ci IZ 0,2055 8,32 301B 2 0,32 44,25 23,49 302 N ci IZ 0,2074 7,73 302ª 1 0,333 46,08 24,08 302 N ci IZ 0,2074 7,73 302ª 2 0,335 46,37 24,23 302 N ci IZ 0,2057 7,73 302B 1 0,333 46,08 24,28 302 N ci IZ 0,2057 7,73 302B 2 0,333 46,08 24,28 303 N ci IZ 0,2076 8,33 303ª 1 0,316 43,69 22,96 303 N ci IZ 0,2076 8,33 303ª 2 0,315 43,55 22,88 303 N ci IZ 0,2031 8,33 303B 1 0,303 41,86 22,48 303 N ci IZ 0,2031 8,33 303B 2 0,305 42,14 22,63 304 S tu IZ 0,2001 7,72 304ª 1 0,285 39,32 21,30 304 S tu IZ 0,2001 7,72 304ª 2 0,286 39,46 21,37 304 S tu IZ 0,2007 7,72 304B 1 0,294 40,59 21,92 304 S tu IZ 0,2007 7,72 304B 2 0,292 40,31 21,76 305 C ba IZ 0,2029 9,15 305ª 1 0,264 36,37 19,73 305 C ba IZ 0,2029 9,15 305ª 2 0,266 36,65 19,88 305 C ba IZ 0,2019 9,15 305B 1 0,262 36,08 19,67 305 C ba IZ 0,2019 9,15 305B 2 0,261 35,94 19,60 306 C tu IZ 0,2021 7,43 306ª 1 0,293 40,45 21,62 306 C tu IZ 0,2021 7,43 306ª 2 0,29 40,03 21,40 306 C tu IZ 0,202 7,43 306B 1 0,287 39,61 21,18 306 C tu IZ 0,202 7,43 306B 2 0,285 39,32 21,03 307 CN ci IZ 0,2004 8,26 307ª 1 0,302 41,72 22,69 307 CN ci IZ 0,2004 8,26 307ª 2 0,305 42,14 22,92 307 CN ci IZ 0,2005 8,26 307B 1 0,305 42,14 22,91 307 CN ci IZ 0,2005 8,26 307B 2 0,301 41,58 22,60 308 C tu IZ 0,2017 7,65 308ª 1 0,287 39,61 21,26 308 C tu IZ 0,2017 7,65 308ª 2 0,291 40,17 21,56 308 C tu IZ 0,2026 7,65 308B 1 0,303 41,86 22,37 308 C tu IZ 0,2026 7,65 308B 2 0,304 42,00 22,45 309 N tu IZ 0,2050 7,4 309ª 1 0,320 44,25 23,31 309 N tu IZ 0,2050 7,4 309ª 2 0,317 43,83 23,09 309 N tu IZ 0,2057 7,4 309B 1 0,311 42,99 22,57 309 N tu IZ 0,2057 7,4 309B 2 0,308 42,56 22,35 310 CN tu IZ 0,2001 7,84 310ª 1 0,317 43,83 23,77 310 CN tu IZ 0,2001 7,84 310ª 2 0,315 43,55 23,62 310 CN tu IZ 0,2029 7,84 310B 1 0,324 44,82 23,97 310 CN tu IZ 0,2029 7,84 310B 2 0,327 45,24 24,19 311 CN ba IZ 0,2058 9,39 311ª 1 0,287 39,61 21,24 311 CN ba IZ 0,2058 9,39 311ª 2 0,281 38,76 20,79
311 CN ba IZ 0,2057 9,39 311B 1 0,286 39,46 21,17 311 CN ba IZ 0,2057 9,39 311B 2 0,286 39,46 21,17 312 S ci IZ 0,204 8,83 312ª 1 0,298 41,15 22,13 312 S ci IZ 0,204 8,83 312ª 2 0,302 41,72 22,43 312 S ci IZ 0,2025 8,83 312B 1 0,297 41,01 22,22 312 S ci IZ 0,2025 8,83 312B 2 0,296 40,87 22,14 313 CN ci IZ 0,2028 8,34 313ª 1 0,289 39,89 21,46 313 CN ci IZ 0,2028 8,34 313ª 2 0,286 39,46 21,23 313 CN ci IZ 0,2006 8,34 313B 1 0,295 40,73 22,15 313 CN ci IZ 0,2006 8,34 313B 2 0,295 40,73 22,15 314 S ba IZ 0,2022 7,76 314ª 1 0,291 40,17 21,54 314 S ba IZ 0,2022 7,76 314ª 2 0,292 40,31 21,61 314 S ba IZ 0,2041 7,76 314B 1 0,299 41,30 21,94 314 S ba IZ 0,2041 7,76 314B 2 0,23 31,58 16,77 315 CN ba IZ 0,2075 7,6 315ª 1 0,296 40,87 21,32 315 CN ba IZ 0,2075 7,6 315ª 2 0,298 41,15 21,47 315 CN ba IZ 0,2065 7,6 315B 1 0,288 39,75 20,83 315 CN ba IZ 0,2065 7,6 315B 2 0,289 39,89 20,90 316 S ci IZ 0,2051 6,17 316ª 1 0,291 40,17 20,87 316 S ci IZ 0,2051 6,17 316ª 2 0,293 40,45 21,02 316 S ci IZ 0,2057 6,17 316B 1 0,314 43,41 22,49 316 S ci IZ 0,2057 6,17 316B 2 0,315 43,55 22,56 317 C ba IZ 0,2064 9,24 317ª 1 0,271 37,35 19,94 317 C ba IZ 0,2064 9,24 317ª 2 0,273 37,63 20,09 317 C ba IZ 0,207 9,24 317B 1 0,293 40,45 21,53 317 C ba IZ 0,207 9,24 317B 2 0,291 40,17 21,38 318 S ba IZ 0,2096 9,55 318ª 1 0,312 43,13 22,75 318 S ba IZ 0,2096 9,55 318ª 2 0,311 42,99 22,67 318 S ba IZ 0,2051 9,55 318B 1 0,301 41,58 22,41 318 S ba IZ 0,2051 9,55 318B 2 0,301 41,58 22,41 319 CN ci FZ 0,2048 8,44 319ª 1 0,29 40,03 21,35 319 CN ci FZ 0,2048 8,44 319ª 2 0,291 40,17 21,42 319 CN ci FZ 0,2021 8,44 319B 1 0,296 40,87 22,09 319 CN ci FZ 0,2021 8,44 319B 2 0,294 40,59 21,94 320 S ci FZ 0,2024 9,84 320ª 1 0,271 37,35 20,47 320 S ci FZ 0,2024 9,84 320ª 2 0,255 35,10 19,23 320 S ci FZ 0,2018 9,84 320B 1 0,271 37,35 20,53 320 S ci FZ 0,2018 9,84 320B 2 0,275 37,92 20,84 321 CN ba FZ 0,2061 9,33 321ª 1 0,262 36,08 19,31 321 CN ba FZ 0,2061 9,33 321ª 2 0,268 36,93 19,76 321 CN ba FZ 0,2071 9,33 321B 1 0,277 38,20 20,34 321 CN ba FZ 0,2071 9,33 321B 2 0,273 37,63 20,04 322 S ba FZ 0,2039 9,82 322ª 1 0,285 39,32 21,39 322 S ba FZ 0,2039 9,82 322ª 2 0,285 39,32 21,39 322 S ba FZ 0,2015 9,82 322B 1 0,282 38,90 21,41 322 S ba FZ 0,2015 9,82 322B 2 0,287 39,61 21,80 323 CN ba FZ 0,2023 8,13 323ª 1 0,25 34,39 18,51 323 CN ba FZ 0,2023 8,13 323ª 2 0,251 34,54 18,58 323 CN ba FZ 0,2038 8,13 323B 1 0,27 37,21 19,87 323 CN ba FZ 0,2038 8,13 323B 2 0,27 37,21 19,87 324 CN ci FZ 0,2017 7,89 324ª 1 0,283 39,04 21,01 324 CN ci FZ 0,2017 7,89 324ª 2 0,284 39,18 21,09
324 CN ci FZ 0,2028 7,89 324B 1 0,274 37,77 20,22 324 CN ci FZ 0,2028 7,89 324B 2 0,274 37,77 20,22 325 C ci FZ 0,2005 6,78 325ª 1 0,279 38,48 20,59 325 C ci FZ 0,2005 6,78 325ª 2 0,28 38,62 20,66 325 C ci FZ 0,2004 6,78 325B 1 0,275 37,92 20,30 325 C ci FZ 0,2004 6,78 325B 2 0,276 38,06 20,37 326 C ci FZ 0,2007 8,03 326ª 1 0,266 36,65 19,85 326 C ci FZ 0,2007 8,03 326ª 2 0,268 36,93 20,01 326 C ci FZ 0,2009 8,03 326B 1 0,263 36,23 19,61 326 C ci FZ 0,2009 8,03 326B 2 0,265 36,51 19,76 327 N tu FZ 0,2016 6,29 327ª 1 0,29 40,03 21,19 327 N tu FZ 0,2016 6,29 327ª 2 0,293 40,45 21,41 327 N tu FZ 0,2005 6,29 327B 1 0,282 38,90 20,70 327 N tu FZ 0,2005 6,29 327B 2 0,289 39,89 21,23 328 N ci FZ 0,2042 8,3 328ª 1 0,287 39,61 21,15 328 N ci FZ 0,2042 8,3 328ª 2 0,29 40,03 21,38 328 N ci FZ 0,2059 8,3 328B 1 0,287 39,61 20,98 328 N ci FZ 0,2059 8,3 328B 2 0,288 39,75 21,05 329 N ci FZ 0,2029 7,19 329ª 1 0,283 39,04 20,73 329 N ci FZ 0,2029 7,19 329ª 2 0,285 39,32 20,88 329 N ci FZ 0,2044 7,19 329B 1 0,29 40,03 21,10 329 N ci FZ 0,2044 7,19 329B 2 0,29 40,03 21,10 330 C ba FZ 0,2028 7,79 330ª 1 0,32 44,25 23,66 330 C ba FZ 0,2028 7,79 330ª 2 0,325 44,96 24,04 330 C ba FZ 0,206 7,79 330B 1 0,326 45,10 23,74 330 C ba FZ 0,206 7,79 330B 2 0,328 45,38 23,89 331 CN tu FZ 0,2049 8,7 331ª 1 0,301 41,58 22,23 331 CN tu FZ 0,2049 8,7 331ª 2 0,301 41,58 22,23 331 CN tu FZ 0,2028 8,7 331B
0,289 39,89 21,54
331 CN tu FZ 0,2028 8,7 331B
0,290 40,03 21,62 332 S tu FZ 0,2012 6,47 332ª 1 0,293 40,45 21,50 332 S tu FZ 0,2012 6,47 332ª 2 0,291 40,17 21,35 332 S tu FZ 0,2029 6,47 332B 1 0,295 40,73 21,46 332 S tu FZ 0,2029 6,47 332B 2 0,297 41,01 21,61 333 C tu FZ 0,2019 8,88 333ª 1 0,331 45,80 24,90 333 C tu FZ 0,2019 8,88 333ª 2 0,332 45,94 24,97 333 C tu FZ 0,204 8,88 333B 1 0,318 43,97 23,66 333 C tu FZ 0,204 8,88 333B 2 0,317 43,83 23,58 334 S ci FZ 0,2017 7,5 334ª 1 0,262 36,08 19,34 334 S ci FZ 0,2017 7,5 334ª 2 0,263 36,23 19,42 334 S ci FZ 0,2025 7,5 334B 1 0,282 38,90 20,77 334 S ci FZ 0,2025 7,5 334B 2 0,283 39,04 20,84 335 C tu FZ 0,209 8,17 335ª 1 0,311 42,99 22,40 335 C tu FZ 0,209 8,17 335ª 2 0,313 43,27 22,54 335 C tu FZ 0,2062 8,17 335B 1 0,283 39,04 20,62 335 C tu FZ 0,2062 8,17 335B 2 0,281 38,76 20,47 336 S ba FZ 0,2096 8,39 336ª 1 0,279 38,48 20,04 336 S ba FZ 0,2096 8,39 336ª 2 0,28 38,62 20,11 336 S ba FZ 0,2086 8,39 336B 1 0,266 36,65 19,18 336 S ba FZ 0,2086 8,39 336B 2 0,267 36,79 19,25 337 C ba FZ 0,2035 8,1 337ª 1 0,288 39,75 21,25 337 C ba FZ 0,2035 8,1 337ª 2 0,288 39,75 21,25
337 C ba FZ 0,2045 8,1 337B 1 0,294 40,59 21,60 337 C ba FZ 0,2045 8,1 337B 2 0,296 40,87 21,75
C: centro, S: sur, N: norte, CN: centro-norte; ci: cinta; tu: tubular; ba: barbacuá; FZ: fin de zafra; IZ: inicio de zafra.
Cuadro B.2. Datos de la determinación de Capacidad Antioxidante- Método de reducción del radical DPPH
Mu-estra
Orí-gen
Se-cado
Épo-ca
Ex trac-to
CH (%bh)
Peso (wi; g)
VD (mL) A0 A120
DPPH t=0
DPPH t=120 %R
CAO-ET
CAO-EAA
300 C ci IZ A 8,74 0,2021 25 1,078 0,370 104,79 36,05 34,40 31,67 22,34 300 C ci IZ A 8,74 0,2021 25 1,078 0,372 104,79 36,24 34,59 31,57 22,27 300 C ci IZ B 8,74 0,2037 25 1,078 0,405 104,79 39,45 37,64 29,84 21,06 300 C ci IZ B 8,74 0,2037 25 1,078 0,395 104,79 38,48 36,72 30,29 21,38 301 C ci IZ A 8,32 0,2062 25 1,078 0,376 104,79 36,63 34,96 30,63 21,61 301 C ci IZ A 8,32 0,2062 25 1,078 0,387 104,79 37,70 35,98 30,14 21,27 301 C ci IZ B 8,32 0,2055 25 1,078 0,357 104,79 34,79 33,20 31,58 22,27 301 C ci IZ B 8,32 0,2055 25 1,078 0,352 104,79 34,30 32,73 31,80 22,42 309 N tu IZ A 7,40 0,2050 30 1,055 0,492 102,55 47,89 46,70 29,90 21,16 309 N tu IZ A 7,40 0,2050 30 1,055 0,472 102,55 45,95 44,81 30,98 21,91 309 N tu IZ B 7,40 0,2057 30 1,055 0,432 102,55 42,07 41,02 33,03 23,33 309 N tu IZ B 7,40 0,2057 30 1,055 0,460 102,55 44,79 43,67 31,52 22,28 303 N ci IZ A 8,33 0,2076 25 1,078 0,316 104,79 30,81 29,40 33,06 23,30 303 N ci IZ A 8,33 0,2076 25 1,078 0,319 104,79 31,10 29,68 32,93 23,21 303 N ci IZ B 8,33 0,2031 25 1,078 0,387 104,79 37,70 35,98 30,60 21,59 303 N ci IZ B 8,33 0,2031 25 1,078 0,385 104,79 37,50 35,79 30,69 21,66 304 S tu IZ A 7,72 0,2001 30 1,037 0,676 100,81 65,76 65,23 19,86 14,19 304 S tu IZ A 7,72 0,2001 30 1,037 0,673 100,81 65,47 64,94 20,03 14,31 304 S tu IZ B 7,72 0,2007 30 1,037 0,673 100,81 65,47 64,94 19,97 14,26 304 S tu IZ B 7,72 0,2007 30 1,037 0,669 100,81 65,08 64,56 20,19 14,42 305 C ba IZ A 9,15 0,2029 30 1,037 0,671 100,81 65,27 64,75 20,17 14,41 305 C ba IZ A 9,15 0,2029 30 1,037 0,680 100,81 66,15 65,62 19,66 14,06 305 C ba IZ B 9,15 0,2019 30 1,037 0,704 100,81 68,48 67,93 18,39 13,18 305 C ba IZ B 9,15 0,2019 30 1,037 0,702 100,81 68,28 67,74 18,51 13,25 311 CN ba IZ A 9,39 0,2058 30 1,073 0,655 104,30 63,72 61,09 22,07 15,72 311 CN ba IZ A 9,39 0,2058 30 1,073 0,654 104,30 63,62 61,00 22,12 15,76 311 CN ba IZ B 9,39 0,2057 30 1,073 0,711 104,30 69,16 66,30 19,05 13,62 311 CN ba IZ B 9,39 0,2057 30 1,073 0,710 104,30 69,06 66,21 19,10 13,66 307 CN ci IZ A 8,26 0,2004 30 1,037 0,691 100,81 67,21 66,68 19,09 13,66 307 CN ci IZ A 8,26 0,2004 30 1,037 0,670 100,81 65,17 64,65 20,28 14,49 307 CN ci IZ B 8,26 0,2005 30 1,037 0,701 100,81 68,18 67,64 18,51 13,26 307 CN ci IZ B 8,26 0,2005 30 1,037 0,665 100,81 64,69 64,17 20,56 14,68 313 CN ci IZ A 8,34 0,2010 30 1,073 0,630 104,30 61,29 58,76 23,71 16,87 313 CN ci IZ A 8,34 0,2010 30 1,073 0,629 104,30 61,19 58,67 23,76 16,90 313 CN ci IZ B 8,34 0,2017 30 1,073 0,625 104,30 60,81 58,30 23,90 17,00 313 CN ci IZ B 8,34 0,2017 30 1,073 0,626 104,30 60,90 58,39 23,84 16,96 310 CN tu IZ A 7,84 0,2007 30 1,073 0,660 104,30 64,20 61,56 21,98 15,66 310 CN tu IZ A 7,84 0,2007 30 1,073 0,659 104,30 64,11 61,46 22,03 15,70 310 CN tu IZ B 7,84 0,2033 30 1,073 0,658 104,30 64,01 61,37 21,80 15,54 310 CN tu IZ B 7,84 0,2033 30 1,073 0,657 104,30 63,91 61,28 21,86 15,57 312 S ci IZ A 8,83 0,2037 30 1,073 0,610 104,30 59,35 56,90 24,60 17,49
312 S ci IZ A 8,83 0,2037 30 1,073 0,608 104,30 59,16 56,72 24,71 17,56 312 S ci IZ B 8,83 0,2034 30 1,073 0,601 104,30 58,48 56,06 25,13 17,85 312 S ci IZ B 8,83 0,2034 30 1,073 0,600 104,30 58,38 55,97 25,18 17,89 314 S ba IZ A 7,76 0,2022 30 1,019 0,539 99,06 52,46 52,96 26,79 19,01 314 S ba IZ A 7,76 0,2022 30 1,019 0,543 99,06 52,84 53,35 26,57 18,85 314 S ba IZ B 7,76 0,2041 30 1,019 0,518 99,06 50,42 50,90 27,73 19,65 314 S ba IZ B 7,76 0,2041 30 1,019 0,552 99,06 53,72 54,23 25,81 18,32 317 C ba IZ A 9,86 0,2041 30 1,047 0,376 101,78 36,63 35,99 37,16 26,22 317 C ba IZ A 9,86 0,2041 30 1,047 0,372 101,78 36,24 35,61 37,38 26,37 317 C ba IZ B 9,86 0,2039 30 1,047 0,385 101,78 37,50 36,85 36,69 25,89 317 C ba IZ B 9,86 0,2039 30 1,047 0,380 101,78 37,02 36,37 36,97 26,09 318 S ba IZ A 9,70 0,2047 30 1,047 0,359 101,78 34,98 34,37 37,94 26,76 318 S ba IZ A 9,70 0,2047 30 1,047 0,372 101,78 36,24 35,61 37,21 26,25 318 S ba IZ B 9,70 0,2049 30 1,047 0,313 101,78 30,51 29,98 40,47 28,52 318 S ba IZ B 9,70 0,2049 30 1,047 0,350 101,78 34,11 33,51 38,40 27,08 308 C tu IZ A 7,65 0,2017 30 1,037 0,658 100,81 64,01 63,50 20,69 14,77 308 C tu IZ A 7,65 0,2017 30 1,037 0,649 100,81 63,14 62,63 21,20 15,12 308 C tu IZ B 7,65 0,2026 30 1,037 0,649 100,81 63,14 62,63 21,10 15,05 308 C tu IZ B 7,65 0,2026 30 1,037 0,655 100,81 63,72 63,21 20,77 14,82 306 C tu IZ A 7,43 0,2021 30 1,037 0,691 100,81 67,21 66,68 18,76 13,42 306 C tu IZ A 7,43 0,2021 30 1,037 0,696 100,81 67,70 67,16 18,48 13,23 306 C tu IZ B 7,43 0,2020 30 1,037 0,693 100,81 67,41 66,87 18,66 13,35 306 C tu IZ B 7,43 0,2020 30 1,037 0,692 100,81 67,31 66,77 18,71 13,39 316 S ci IZ A 6,17 0,2051 30 1,019 0,508 99,06 49,45 49,92 27,68 19,61 316 S ci IZ A 6,17 0,2051 30 1,019 0,567 99,06 55,17 55,70 24,42 17,35 316 S ci IZ B 6,17 0,2057 30 1,019 0,545 99,06 53,04 53,54 25,56 18,14 316 S ci IZ B 6,17 0,2057 30 1,019 0,540 99,06 52,55 53,05 25,84 18,33 302 N ci IZ A 7,73 0,2074 25 1,078 0,292 104,79 28,48 27,18 33,93 23,90 302 N ci IZ A 7,73 0,2074 25 1,078 0,290 104,79 28,28 26,99 34,02 23,96 302 N ci IZ B 7,73 0,2057 25 1,078 0,282 104,79 27,50 26,25 34,65 24,40 302 N ci IZ B 7,73 0,2057 25 1,078 0,285 104,79 27,80 26,53 34,52 24,31 315 CN ba IZ A 7,60 0,2075 30 1,019 0,556 99,06 54,11 54,62 25,12 17,84 315 CN ba IZ A 7,60 0,2075 30 1,019 0,552 99,06 53,72 54,23 25,34 17,99 315 CN ba IZ B 7,60 0,2065 30 1,019 0,593 99,06 57,70 58,25 23,18 16,49 315 CN ba IZ B 7,60 0,2065 30 1,019 0,593 99,06 57,70 58,25 23,18 16,49 319 CN ci IZ A 9,43 0,2032 30 1,047 0,388 101,78 37,80 37,14 36,47 25,74 319 CN ci IZ A 9,43 0,2032 30 1,047 0,390 101,78 37,99 37,33 36,36 25,66 319 CN ci IZ B 9,43 0,2031 30 1,047 0,401 101,78 39,06 38,38 35,76 25,24 319 CN ci IZ B 9,43 0,2031 30 1,047 0,408 101,78 39,74 39,04 35,36 24,97 323 CN ba IZ A 8,13 0,2023 30 1,003 0,278 97,50 27,12 27,81 41,55 29,27 323 CN ba IZ A 8,13 0,2023 30 1,003 0,279 97,50 27,21 27,91 41,50 29,23 323 CN ba IZ B 8,13 0,2038 30 1,003 0,310 97,50 30,22 31,00 39,40 27,77 323 CN ba IZ B 8,13 0,2038 30 1,003 0,303 97,50 29,54 30,30 39,81 28,05 328 N ci FZ A 8,30 0,2042 30 1,074 0,446 104,40 43,43 41,60 33,26 23,50 328 N ci FZ A 8,30 0,2042 30 1,074 0,438 104,40 42,65 40,85 33,69 23,80 328 N ci FZ B 8,30 0,2059 30 1,074 0,421 104,40 41,00 39,27 34,32 24,24 328 N ci FZ B 8,30 0,2059 30 1,074 0,418 104,40 40,71 38,99 34,48 24,35 334 CN ci FZ A 7,50 0,2017 30 1,039 0,378 101,00 36,83 36,46 36,37 25,66 334 CN ci FZ A 7,50 0,2017 30 1,039 0,375 101,00 36,53 36,17 36,54 25,78 334 CN ci FZ B 7,50 0,2025 30 1,039 0,373 101,00 36,34 35,98 36,50 25,76 334 CN ci FZ B 7,50 0,2025 30 1,039 0,376 101,00 36,63 36,27 36,34 25,64 325 C ci FZ A 6,78 0,2005 30 1,074 0,534 104,40 51,97 49,78 28,58 20,25 325 C ci FZ A 6,78 0,2005 30 1,074 0,531 104,40 51,68 49,50 28,74 20,36
325 C ci FZ B 6,78 0,2004 30 1,074 0,556 104,40 54,11 51,83 27,40 19,43 325 C ci FZ B 6,78 0,2004 30 1,074 0,551 104,40 53,62 51,36 27,67 19,62 320 S ci FZ A 10,19 0,2035 30 1,047 0,460 101,78 44,79 44,00 32,65 23,09 320 S ci FZ A 10,19 0,2035 30 1,047 0,444 101,78 43,23 42,48 33,56 23,72 320 S ci FZ B 10,19 0,2044 30 1,047 0,426 101,78 41,49 40,76 34,42 24,32 320 S ci FZ B 10,19 0,2044 30 1,047 0,413 101,78 40,22 39,52 35,16 24,83 322 S ba FZ A 9,82 0,2039 30 1,003 0,307 97,50 29,93 30,70 40,30 28,40 322 S ba FZ A 9,82 0,2039 30 1,003 0,335 97,50 32,65 33,49 38,65 27,26 322 S ba FZ B 9,82 0,2015 30 1,003 0,277 97,50 27,02 27,71 42,56 29,98 322 S ba FZ B 9,82 0,2015 30 1,003 0,288 97,50 28,09 28,81 41,91 29,52 329 N ci FZ A 7,19 0,2029 30 1,074 0,375 104,40 36,53 34,99 36,88 26,01 329 N ci FZ A 7,19 0,2029 30 1,074 0,392 104,40 38,18 36,58 35,97 25,38 329 N ci FZ B 7,19 0,2044 30 1,074 0,377 104,40 36,73 35,18 36,50 25,75 329 N ci FZ B 7,19 0,2044 30 1,074 0,390 104,40 37,99 36,39 35,81 25,27 326 C ci FZ A 8,68 0,2056 30 1,047 0,416 101,78 40,51 39,81 34,21 24,16 326 C ci FZ A 8,68 0,2056 30 1,047 0,424 101,78 41,29 40,57 33,77 23,85 326 C ci FZ B 8,68 0,2051 30 1,047 0,407 101,78 39,64 38,95 34,79 24,56 326 C ci FZ B 8,68 0,2051 30 1,047 0,412 101,78 40,13 39,43 34,51 24,37 336 S ba FZ A 8,39 0,2096 30 1,045 0,338 101,58 32,94 32,43 37,61 26,52 336 S ba FZ A 8,39 0,2096 30 1,045 0,374 101,58 36,44 35,87 35,67 25,17 336 S ba FZ B 8,39 0,2086 30 1,045 0,392 101,58 38,18 37,59 34,87 24,61 336 S ba FZ B 8,39 0,2086 30 1,045 0,397 101,58 38,67 38,07 34,59 24,42 335 C tu FZ A 8,17 0,209 30 1,045 0,363 101,58 35,37 34,82 36,28 25,59 335 C tu FZ A 8,17 0,209 30 1,045 0,340 101,58 33,14 32,62 37,52 26,46 335 C tu FZ B 8,17 0,2062 30 1,045 0,385 101,58 37,50 36,92 35,57 25,10 335 C tu FZ B 8,17 0,2062 30 1,045 0,382 101,58 37,21 36,63 35,73 25,22 332 S tu FZ A 6,47 0,2012 30 1,039 0,315 101,00 30,71 30,40 39,54 27,87 332 S tu FZ A 6,47 0,2012 30 1,039 0,338 101,00 32,94 32,62 38,27 26,98 332 S tu FZ B 6,47 0,2029 30 1,039 0,344 101,00 33,52 33,19 37,62 26,53 332 S tu FZ B 6,47 0,2029 30 1,039 0,342 101,00 33,33 33,00 37,73 26,61 324 CN ci FZ A 7,89 0,2017 25 1,003 0,275 97,50 26,83 27,51 34,79 24,50 324 CN ci FZ A 7,89 0,2017 25 1,003 0,273 97,50 26,63 27,31 34,88 24,57 324 CN ci FZ B 7,89 0,2028 25 1,003 0,292 97,50 28,48 29,20 33,78 23,80 324 CN ci FZ B 7,89 0,2028 25 1,003 0,295 97,50 28,77 29,50 33,63 23,70 321 CN ba FZ A 9,39 0,2013 30 1,047 0,412 101,78 40,13 39,43 35,44 25,02 321 CN ba FZ A 9,39 0,2013 30 1,047 0,406 101,78 39,54 38,85 35,78 25,26 321 CN ba FZ B 9,39 0,2011 30 1,047 0,412 101,78 40,13 39,43 35,47 25,05 321 CN ba FZ B 9,39 0,2011 30 1,047 0,406 101,78 39,54 38,85 35,81 25,29 330 C ba FZ A 7,79 0,2028 30 1,074 0,280 104,40 27,31 26,16 42,26 29,76 330 C ba FZ A 7,79 0,2028 30 1,074 0,263 104,40 25,66 24,58 43,17 30,39 330 C ba FZ B 7,79 0,206 30 1,074 0,299 104,40 29,16 27,93 40,59 28,59 330 C ba FZ B 7,79 0,206 30 1,074 0,293 104,40 28,57 27,37 40,91 28,81 331 CN tu FZ A 8,70 0,2049 30 1,055 0,453 102,55 44,11 43,01 32,48 22,96 331 CN tu FZ A 8,70 0,2049 30 1,055 0,433 102,55 42,17 41,12 33,57 23,72 331 CN tu FZ B 8,70 0,2028 30 1,055 0,413 102,55 40,22 39,22 35,03 24,74 331 CN tu FZ B 8,70 0,2028 30 1,055 0,422 102,55 41,10 40,07 34,53 24,39 333 C tu FZ A 8,88 0,2019 30 1,039 0,325 101,00 31,68 31,37 39,88 28,11 333 C tu FZ A 8,88 0,2019 30 1,039 0,323 101,00 31,49 31,17 40,00 28,19 333 C tu FZ B 8,88 0,204 30 1,039 0,294 101,00 28,67 28,39 41,21 29,03 333 C tu FZ B 8,88 0,204 30 1,039 0,296 101,00 28,86 28,58 41,10 28,95 327 N tu FZ A 6,29 0,2016 30 1,074 0,492 104,40 47,89 45,88 30,51 21,59 327 N tu FZ A 6,29 0,2016 30 1,074 0,418 104,40 40,71 38,99 34,46 24,33 327 N tu FZ B 6,29 0,2005 30 1,074 0,415 104,40 40,42 38,71 34,81 24,58
327 N tu FZ B 6,29 0,2005 30 1,074 0,428 104,40 41,68 39,92 34,11 24,09 337 C ba FZ A 8,10 0,2035 30 1,045 0,350 101,58 34,11 33,58 37,95 26,77 337 C ba FZ A 8,10 0,2035 30 1,045 0,387 101,58 37,70 37,11 35,90 25,34 337 C ba FZ B 8,10 0,2045 30 1,045 0,344 101,58 33,52 33,00 38,10 26,86 337 C ba FZ B 8,10 0,2045 30 1,045 0,372 101,58 36,24 35,68 36,56 25,79
Cuadro B.3. Análisis de la Varianza para CPT (efectos simples)
Análisis de la Varianza para CPT - Sumas de Cuadrad os de Tipo III
--------------------------------------------------- --------------------------
Fuente Suma de cuadrados GL Cuadrad o Medio Cociente-F P-Va
--------------------------------------------------- --------------------------
EFECTOS PRINCIPALES
A:Orígen 1,51893 3 0 ,506311 0,36 0,7
B:Secado 5,25692 2 2,62846 1,89 0,1
C:Epoca 8,71243 1 8,71243 6,25 0,0
RESIDUOS 43,2063 31 1,39375
--------------------------------------------------- --------------------------
TOTAL (CORREGIDO) 60,6715 37
--------------------------------------------------- --------------------------
Los cocientes F están basados en el error cuadrátic o medio residual.
Cuadro B.4. Análisis de la Varianza para CAO (efectos simples)
Análisis de la Varianza para CAO_ET - Sumas de Cua drados de Tipo III
--------------------------------------------------- --------------------------
Fuente Suma de cuadrados GL Cuadrad o Medio Cociente-F P-Va
--------------------------------------------------- --------------------------
EFECTOS PRINCIPALES
A:origen 1,11476 3 0 ,371587 0,04 0,9
B:secado 0,117774 2 0 ,058887 0,01 0,9
C:Epoca 205,489 1 205,489 21,28 0,0
RESIDUOS 299,283 31 9,65428
--------------------------------------------------- --------------------------
TOTAL (CORREGIDO) 505,247 37
--------------------------------------------------- --------------------------
Los cocientes F están basados en el error cuadrátic o medio residual.
Análisis de la Varianza paraCAO_EAA - Sumas de Cuad rados de Tipo III
--------------------------------------------------- -----------------------------
Fuente Suma de cuadrados GL Cuadrad o Medio Cociente-F P-Valor
--------------------------------------------------- -----------------------------
EFECTOS PRINCIPALES
A:origen 0,557667 3 0 ,185889 0,04 0,9892
B:secado 0,0544743 2 0, 0272371 0,01 0,9942
C:Epoca 99,7533 1 99,7533 21,38 0,0001
RESIDUOS 144,61 31 4,66485
--------------------------------------------------- -----------------------------
TOTAL (CORREGIDO) 244,608 37
--------------------------------------------------- -----------------------------
Los cocientes F están basados en el error cuadrátic o medio residual.
Cuadro B.5. Análisis de la Varianza para CPT (efectos dobles: Orígen y época) Análisis de la Varianza para CPT - Sumas de Cuadrad os de Tipo III
--------------------------------------------------- ---------------------------
Fuente Suma de cuadrados GL Cuadrad o Medio Cociente-F P-Val
--------------------------------------------------- ---------------------------
EFECTOS PRINCIPALES
A:Orígen 3,29916 3 1,09972 0,84 0,48
B:Epoca 11,5672 1 11,5672 8,80 0,00
INTERACCIONES
AB 9,02911 3 3,0097 2,29 0,09
RESIDUOS 39,4341 30 1,31447
--------------------------------------------------- ---------------------------
TOTAL (CORREGIDO) 60,6715 37
--------------------------------------------------- ---------------------------
Los cocientes F están basados en el error cuadrátic o medio residual.
Cuadro B.6. Análisis de la Varianza para CPT (efectos dobles: Secado y época)
Análisis de la Varianza para CPT - Sumas de Cuadrad os de Tipo III
--------------------------------------------------- ----------------------------
Fuente Suma de cuadrados GL Cuadrad o Medio Cociente-F P-Valo
--------------------------------------------------- ----------------------------
EFECTOS PRINCIPALES
A:secado 7,13341 2 3,56671 3,01 0,063
B:Epoca 6,05285 1 6,05285 5,10 0,030
INTERACCIONES
AB 6,7626 2 3,3813 2,85 0,072
RESIDUOS 37,9626 32 1,18633
--------------------------------------------------- ----------------------------
TOTAL (CORREGIDO) 60,6715 37
--------------------------------------------------- ----------------------------
Los cocientes F están basados en el error cuadrátic o medio residual.
Cuadro B.7. Análisis de la Varianza para CAO (efectos dobles: Orígen y época)
Análisis de la Varianza para CAO_EAA - Sumas de Cua drados de Tipo III
--------------------------------------------------- ----------------------------
Fuente Suma de cuadrados GL Cuadrad o Medio Cociente-F P-Valo
--------------------------------------------------- ----------------------------
EFECTOS PRINCIPALES
A:Orígen 0,584818 3 0 ,194939 0,04 0,988
B:Epoca 82,0344 1 82,0344 17,71 0,000
INTERACCIONES
AB 5,68709 3 1,8957 0,41 0,747
RESIDUOS 138,978 30 4,63259
--------------------------------------------------- ----------------------------
TOTAL (CORREGIDO) 244,608 37
--------------------------------------------------- ----------------------------
Los cocientes F están basados en el error cuadrátic o medio residual.
Análisis de la Varianza para CAO_ET - Sumas de Cuad rados de Tipo III
--------------------------------------------------- ----------------------------
Fuente Suma de cuadrados GL Cuadrad o Medio Cociente-F P-Valo
--------------------------------------------------- ----------------------------
EFECTOS PRINCIPALES
A:Orígen 1,17279 3 0 ,390929 0,04 0,988
B:Epoca 168,674 1 168,674 17,61 0,000
INTERACCIONES
AB 12,0009 3 4,00031 0,42 0,741
RESIDUOS 287,399 30 9,57998
--------------------------------------------------- ----------------------------
TOTAL (CORREGIDO) 505,247 37
--------------------------------------------------- ----------------------------
Los cocientes F están basados en el error cuadrátic o medio residual.
Cuadro B.8. Análisis de la Varianza para CAO (efectos dobles: Secado y época)
Análisis de la Varianza para CAO_EAA - Sumas de Cua drados de Tipo III
--------------------------------------------------- ---------------------------
Fuente Suma de cuadrados GL Cuadrad o Medio Cociente-F P-Val
--------------------------------------------------- ---------------------------
EFECTOS PRINCIPALES
A:secado 0,141519 2 0, 0707597 0,02 0,97
B:Epoca 83,7061 1 83,7061 26,37 0,00
INTERACCIONES
AB 43,5914 2 21,7957 6,87 0,00
RESIDUOS 101,577 32 3,17427
--------------------------------------------------- ---------------------------
TOTAL (CORREGIDO) 244,608 37
--------------------------------------------------- ---------------------------
Los cocientes F están basados en el error cuadrátic o medio residual.
Análisis de la Varianza para CAO_ET - Sumas de Cuad rados de Tipo III
--------------------------------------------------- ---------------------------
Fuente Suma de cuadrados GL Cuadrad o Medio Cociente-F P-Val
--------------------------------------------------- ---------------------------
EFECTOS PRINCIPALES
A:Secado 0,295643 2 0 ,147821 0,02 0,97
B:Epoca 172,215 1 172,215 26,21 0,00
INTERACCIONES
AB 90,135 2 45,0675 6,86 0,00
RESIDUOS 210,262 32 6,5707
--------------------------------------------------- ---------------------------
TOTAL (CORREGIDO) 505,247 37
--------------------------------------------------- ---------------------------
Los cocientes F están basados en el error cuadrátic o medio residual.
Cuadro B.9. Contrastes de hipótesis Contraste Múltiple de Rango para CAO_ET según Epoca (secado tipo cinta)
--------------------------------------------------- --------------------------
Método: 95,0 porcentaje LSD
Epoca Frec. Media Grupos h omogéneos
--------------------------------------------------- --------------------------
FZ 8 33,7122 X
IZ 8 41,2931 X
--------------------------------------------------- --------------------------
Contraste Diferenc ias +/- Límites
--------------------------------------------------- --------------------------
FZ - IZ *-7,58094 2,72145
--------------------------------------------------- --------------------------
* indica una diferencia significativa.
Contraste Múltiple de Rango para CAO_ET según Epoca (secado tubular)
--------------------------------------------------- --------------------------
Método: 95,0 porcentaje LSD
Epoca Frec. Media Grupos h omogéneos
--------------------------------------------------- --------------------------
FZ 5 34,9045 X
IZ 5 39,981 X
--------------------------------------------------- --------------------------
Contraste Diferenc ias +/- Límites
--------------------------------------------------- --------------------------
FZ - IZ *-5,0765 5,04115
--------------------------------------------------- --------------------------
* indica una diferencia significativa.
Contraste Múltiple de Rango para CAO_ET según Epoca (secado tipo barbacúa)
--------------------------------------------------- ----------------------------
Método: 95,0 porcentaje LSD
Epoca Frec. Media Grupos h omogéneos
--------------------------------------------------- ----------------------------
FZ 6 37,1192 X
IZ 6 37,475 X
--------------------------------------------------- ----------------------------
Contraste Diferenc ias +/- Límites
--------------------------------------------------- ----------------------------
FZ - IZ -0,35583 3 2,01446
--------------------------------------------------- ----------------------------
* indica una diferencia significativa.
ANEXO 3
Cuadro C.1. Datos de determinación de CPT- Método de Folin-Ciucalteu
Muestra Wi (g) CH(bh) Extracción Lectura
Abs CoPT CPT
(765 nm) (µgEAC/mL) (gEAC %ms) hojas 0,2286 4,8 H1 1 0,309 47,80 22,0
hojas 0,2286 4,8 H1 2 0,312 48,25 22,2
hojas 0,2256 4,8 H2 1 0,309 47,80 22,3
hojas 0,2256 4,8 H2 2 0,310 47,95 22,3
palos 0,2405 5,7 P1 1 0,190 29,96 13,2
palos 0,2405 5,7 P1 2 0,192 30,26 13,3
palos 0,2261 5,7 P2 1 0,206 32,36 15,2
palos 0,2261 5,7 P2 2 0,201 31,61 14,8 Wi: peso de muestra empleada, CH: contenido de humedad (%, base humeda), Abs: absorbancia, CoPT: concentración de polifenoles totales; CPT: contenido de polifenoles totales
Er ror
Código Recuento Media Es tánda
--------------------------------------------------- -----
H 2 22,2 0, 1
P 2 14,125 0, 875
--------------------------------------------------- -----
Total 4 18,1625 2, 35862
Cuadro C.2. Resumen estadístico de CPT de las fracciones de hojas y palos y prueba t CPThojas CPTpalos
--------------------------------------------------- -----
Frecuencia 2 2
Media 22,2 14,125
Varianza 0,02 1,53125
Desviación típica 0,141421 1,23744
Error estándar 0,1 0,875
Mínimo 22,1 13,25
Máximo 22,3 15,0
Comparación de Medias, Prueba t-Student
---------------------
95,0% intervalo de confianza para la media de CPTho jas: 22,2 +/- 1,27062 [20,9294,2
95,0% intervalo de confianza para la media de CPTpa los: 14,125 +/- 11,1179 [3,00707
95,0% intervalos de confianza para la diferencia de medias:
suponiendo varianzas iguales: 8,075 +/- 3,78933 [4,28567,11,8643]
contrastes t de comparación de medias
Hipótesis nula: media1 = media2
Hipótesis alt.: media1 <> media2
suponiendo varianzas iguales: t = 9,16889 P-Valor = 0,0116869
Cuadro C.3. Datos correspondientes a la experiencia de determinación del tiempo de extracción
VA (mL)a t (min)
Peso inicial (g)
Peso final (g) VR (mL) VF (mL)b VRM (mL)
238 10 437 437 140 140 98
238 20 443 443 146 156 82
238 30 441 441 156 166 72
238 50 439 438 136 146 92
238 50 -- -- 167 167 71
238 60 442 442 145 145 93
238 120 431 431 150 160 78 VA: volumen de agua agregado; t: tiempo de extracción; VR: volumen recolectado; VF: volumen final; VRM: volumen de liquido retenido en la muestra; aPara la cantidad de agua agregada, se contempló el contenido de humedad de la muestra. b Volumen final luego de exprimir manualmente la muestra humedecida.
Muestra t (min)
Peso (g, bh)
Abs. CH(% bh)
VE (mL) Dilución CoPT
(µg/mL) g EACc CPT
(g EAC % ms)
1 10 31,5 0,381 4,8 140 1+2 58,25 2,4467 8,156
1 10 31,5 0,382 4,8 140 1+2 58,40 2,4529 8,176
2 20 31,5 0,409 4,8 156 1+2 62,43 2,9219 9,740
2 20 31,5 0,412 4,8 156 1+2 62,88 2,9428 9,809
3 30 31,5 0,266 4,8 166 1+4 41,09 3,4104 11,368
3 30 31,5 0,267 4,8 166 1+4 41,24 3,4228 11,409
5 50 31,5 0,242 4,8 167 1+4 37,51 3,1319 10,440
5 50 31,5 0,241 4,8 167 1+4 37,36 3,1194 10,398
5 50 31,5 0,244 4,8 167 1+4 37,81 3,1568 10,523
5 50 31,5 0,243 4,8 167 1+4 37,66 3,1443 10,481
7 60 31,5 0,253 4,8 170 1+4 39,15 3,3277 11,092
7 60 31,5 0,255 4,8 170 1+4 39,45 3,3531 11,177
7 60 31,5 0,261 4,8 170 1+4 40,34 3,4292 11,431
7 60 31,5 0,264 4,8 170 1+4 40,79 3,4672 11,557
8 120 31,5 0,271 4,8 160 1+4 41,84 3,3469 11,156
8 120 31,5 0,279 4,8 160 1+4 43,03 3,4424 11,475 t: tiempo de extracción; wi: peso de la muestra en base humeda; Abs: absorbancia; CH: contenido de humedad; VE: volumen extraído; CoPT: concentración de polifenoles totales; CPT: contenido de polifenoles totales c Recta de calibración con ácido clorogénico: Abs==0,0067*x-0,0093 siendo x la concentración del patrón ácido clorogénico válida entre 0 y 60 µgEAC/mL.
Cuadro de medias:
Error
Tiempo (min) Recuento Media Estándar
--------------------------------------------------- -
0 1 0,0 0,0
10 2 8,166 0,01
20 2 9,7745 0,0345
30 2 11,3885 0,0205
50 2 10,4605 0,0415
60 2 11,3145 0,1795
120 2 11,3155 0,1595
--------------------------------------------------- -
Total 13 9,603 0,862684
Cuadro C.4. Análisis de regresión no lineal – tiempo de extracción
a)- Modelo de Peleg:
Regresión No líneal---MODELO DE PELEG
-------------------
Variable dependiente: cpt
Variables independientes: t
Función a estimar: t/(k1+k2*t)
Estimaciones del parámetro inicial:
k1 = 0,1
k2 = 0,1
Método de estimación: Marquardt
La estimación se detuvo debido a la convergencia de la suma de cuadrados de residuos.
Número de iteracciones: 3
Número de llamadas de funciones: 11
Resultados de la Estimación
--------------------------------------------------- -------------------------
Asintótica 95,0%
Asintótica Intervalos de Confianza
Parámetro Estimado Error Estándar Inferior Superior
--------------------------------------------------- -------------------------
k1 0,351854 0,0796942 0,146993 0,556715
k2 0,0837909 0,0029293 0,0762609 0,0913209
--------------------------------------------------- -------------------------
Análisis de Varianza
--------------------------------------------------- --
Fuente Suma de Cuadrados Gl Cuadrado M edio
--------------------------------------------------- --
Modelo 656,118 2 328,0 59
Residuos 1,28438 5 0,2568 77
--------------------------------------------------- --
Total 657,403 7
Total (Corr.) 100,804 6
R-Cuadrado = 98,7259 porcentaje
R-Cuadrado (adaptado para g.l.) = 98,471 porcentaje
Error Estándar de la Est. = 0,50683
Error absoluto de la Media = 0,310417
Estadístico Durbin-Watson = 3,03595
Autocorrelación residual Lag 1 = -0,53605
Análisis de Residuos
---------------------------------
Estimación Validación
n 7
MSE 0,256877
MAE 0,310417
MAPE
ME -0,0018265
MPE
b)- Modelo Logarítmico:
Regresión No líneal---Modelo Logarítmico
-------------------
Variable dependiente: CPT
Variables independientes: t
Función a estimar: a*LOG(t)+b
Estimaciones del parámetro inicial:
a = 0,1
b = 0,1
Método de estimación: Marquardt
La estimación se detuvo debido a la convergencia de la suma de cuadrados de resi
Número de iteracciones: 3
Número de llamadas de funciones: 11
Resultados de la Estimación
--------------------------------------------------- -------------------------
Asintótica 95,0%
Asintótica Intervalos de Confianza
Parámetro Estimado Error Estándar Inferior Superior
--------------------------------------------------- -------------------------
a 1,20855 0,39798 0,10358 2,31353
b 6,07394 1,46076 2,01821 10,1297
--------------------------------------------------- -------------------------
Análisis de Varianza
--------------------------------------------------- --
Fuente Suma de Cuadrados Gl Cuadrado M edio
--------------------------------------------------- --
Modelo 654,971 2 327,4 86
Residuos 2,43153 4 0,6078 82
--------------------------------------------------- --
Total 657,403 6
Total (Corr.) 8,03719 5
R-Cuadrado = 69,7465 porcentaje
R-Cuadrado (adaptado para g.l.) = 62,1832 porcentaj e
Error Estándar de la Est. = 0,779668
Error absoluto de la Media = 0,525477
Estadístico Durbin-Watson = 2,1991
Autocorrelación residual Lag 1 = -0,258597
c)- Modelo de Pilosof:
Cuadro C.5. Planilla de cálculo de las cantidades a agregar - Experiencia correspondiente al diseño experimental
Sistema
extractivo
Variables codificadas Variables codificadas WA (g) WB (g)
WD (g)
WE (g) x1 x2 X1 X2
3 -1 -1 6 25 180 45 2,2 131,3 4 -1 1 6 75 180 135 6,6 36,9 5 1 -1 10 25 300 75 3,7 219,8 6 1 1 10 75 300 225 11,0 62,5 7 1,41 0 10,82 50 324,6 162,3 8,0 152,8 8 -1,41 0 5,18 50 155,4 77,7 3,8 72,4 9 0 1,41 8 85,25 240 204,6 10,0 23,9 10 0 -1,41 8 14,75 240 35,4 1,7 201,4 11 0 0 8 50 240 120 5,9 112,6 11 0 0 8 50 240 120 5,9 112,6 11 0 0 8 50 240 120 5,9 112,6 11 0 0 8 50 240 120 5,9 112,6
Datos adicionales y nomanclatura presentados en el cuadro C5:
WA -Cantidad total de liquido a agregar
WB-Cantidad de etanol a agregar WC-Cantidad de agua aportada por la muestra = 1,5 g de agua WD- Cantidad de agua aportada por la solucion etanolica WA= (WMbs)*X1 WB=WA*X2 WE=WA-WB-WC-WD Densidad de etanol (96°) =0,816 g/mL (a 27°C) Humedad de las muestras: 4,7%(bh) Peso de muestra húmeda utilizado en la extracción= WMbh= 31,5 g YM bh Peso de muestra seca utilizado en la extracción= WMbs= 30 g YM bs Nota C1. Modo de cálculo de CPT para extracciones del diseño
Ejemplo para A1a:
1 mL de reacción------Abs------ 67,74µgEAC 100 mL------------------------- x1= 6774 µgEAC 1 mL------------------------------------------ 6774 µgEAC 5 mL (vol dilución)------------------------- x2= 33870 µgEAC 1 mL --------------------------------- 33870 µgEAC 103 mL (Vol recuperado)-------- x3=3,4886 g EAC 30 g hoja seca-------------3,4886 g EAC 100 g hoja seca------------- x4= 11,6287 g EAC
Cuadro C.6. Datos de concentración y contenido de polifenoles totales
Curvas de calibración empleadas: • Acido gálico: Abs=0,0122*X1+0,001 con X1 expresado como µgEAG/mL (R2:0,9994) • Ácido clorogénico: Abs=0,0065*X2+0,0007 con X2 expresado como µgEAC/mL (R2:0,9995) • Abs: absorbancia leída a 765 nm
Muestra: Fracción de hojas Peso de la muestra: 31,5 g (bh) = 30 g (bs)
Sist. Extrac-
tivo
Extra-cción
Mues-tra
Lectu-ra
Abs Dilución 1:x
VR(mL) CoPT (µgEAC/mL)
CPT-EAC (gEAC %ms)
3 A a 1 0,251 8 103 38,51 10,58 3 A a 2 0,251 8 103 38,51 10,58 3 A b 1 0,271 8 103 41,58 11,42 3 A b 2 0,269 8 103 41,28 11,34 4 A a 1 0,289 5 116 44,35 8,58 4 A a 2 0,296 5 116 45,43 8,78 4 A b 1 0,273 5 116 41,89 8,10 4 A b 2 0,278 5 116 42,66 8,25 5 A a 1 0,227 5 224 34,82 13,00 5 A a 2 0,220 5 224 33,74 12,60 5 A b 1 0,225 5 224 34,51 12,88 5 A b 2 0,238 5 224 36,51 13,63 6 A a 1 0,130 5 247 19,89 8,19 6 A a 2 0,131 5 247 20,05 8,25 6 A b 1 0,151 5 247 23,12 9,52 6 A b 2 0,168 5 247 25,74 10,60 7 A a 1 0,199 5 260 30,51 13,22 7 A a 2 0,198 5 260 30,35 13,15 7 A b 1 0,194 5 260 29,74 12,89 7 A b 2 0,192 5 260 29,43 12,75 8 A a 1 0,236 10 88 36,20 10,62 8 A a 2 0,236 10 88 36,20 10,62 8 A b 1 0,193 10 88 29,58 8,68 8 A b 2 0,193 10 88 29,58 8,68 9 A a 1 0,141 5 194 21,58 6,98 9 A a 2 0,142 5 194 21,74 7,03 9 A b 1 0,150 5 194 22,97 7,43 9 A b 2 0,151 5 194 23,12 7,48 10 A a 1 0,252 5 164 38,66 10,57 10 A a 2 0,249 5 164 38,20 10,44 10 A b 1 0,241 5 164 36,97 10,10
Continúa
Continuación cuadro C.6 10 A b 2 0,236 5 164 36,20 9,89 11 A a 1 0,317 5 180 48,66 14,60 11 A a 2 0,320 5 180 49,12 14,74 11 A b 1 0,339 5 180 52,05 15,61 11 A b 2 0,348 5 180 53,43 16,03 11 A a 1 0,274 5 179 42,05 12,54 11 A a 2 0,276 5 179 42,35 12,64 11 A b 1 0,286 5 179 43,89 13,09 11 A b 2 0,288 5 179 44,20 13,19 11 A a 1 0,270 5 175 41,43 12,08 11 A a 2 0,270 5 175 41,43 12,08 11 A b 1 0,300 5 175 46,05 13,43 11 A b 2 0,305 5 175 46,82 13,65 11 A a 1 0,301 5 175 46,20 13,48 11 A a 2 0,305 5 175 46,82 13,65 11 A b 1 0,307 5 175 47,12 13,74 11 A b 2 0,309 5 175 47,43 13,83 3 B a 1 0,236 8 115 36,20 11,10 3 B a 2 0,237 8 115 36,35 11,15 3 B b 1 0,229 8 115 35,12 10,77 3 B b 2 0,231 8 115 35,43 10,87 4 B a 1 0,247 5 123 37,89 7,77 4 B a 2 0,254 5 123 38,97 7,99 4 B b 1 0,264 5 123 40,51 8,30 4 B b 2 0,265 5 123 40,66 8,34 5 B a 1 0,233 5 238 35,74 14,18 5 B a 2 0,232 5 238 35,58 14,12 5 B b 1 0,223 5 238 34,20 13,57 5 B b 2 0,219 5 238 33,58 13,32 6 B a 1 0,162 5 251 24,82 10,38 6 B a 2 0,159 5 251 24,35 10,19 6 B b 1 0,164 5 251 25,12 10,51 6 B b 2 0,161 5 251 24,66 10,32 7 B a 1 0,180 5 270 27,58 12,41 7 B a 2 0,182 5 270 27,89 12,55 7 B b 1 0,184 5 270 28,20 12,69 7 B b 2 0,185 5 270 28,35 12,76 8 B a 1 0,193 10 94 29,58 9,27 8 B a 2 0,195 10 94 29,89 9,37 8 B b 1 0,206 10 94 31,58 9,90 8 B b 2 0,202 10 94 30,97 9,70 9 B a 1 0,132 5 197 20,20 6,63
Continúa
Continuación cuadro C.6 9 B a 2 0,130 5 197 19,89 6,53 9 B b 1 0,140 5 197 21,43 7,04 9 B b 2 0,144 5 197 22,05 7,24 10 B a 1 0,216 5 168 33,12 9,27 10 B a 2 0,222 5 168 34,05 9,53 10 B b 1 0,241 5 168 36,97 10,35 10 B b 2 0,233 5 168 35,74 10,01 11 B a 1 0,243 5 175 37,28 10,87 11 B a 2 0,251 5 175 38,51 11,23 11 B b 1 0,255 5 175 39,12 11,41 11 B b 2 0,257 5 175 39,43 11,50 11 B a 1 0,258 5 178 39,58 11,74 11 B a 2 0,265 5 178 40,66 12,06 11 B b 1 0,264 5 178 40,51 12,02 11 B b 2 0,264 5 178 40,51 12,02 11 B a 1 0,271 5 181 41,58 12,54 11 B a 2 0,271 5 181 41,58 12,54 11 B b 1 0,302 5 181 46,35 13,98 11 B b 2 0,301 5 181 46,20 13,94 11 B a 1 0,272 5 180 41,74 12,52 11 B a 2 0,275 5 180 42,20 12,66 11 B b 1 0,294 5 180 45,12 13,54 11 B b 2 0,300 5 180 46,05 13,81
SE: Sistema extractivo; VR: volumen recuperado
Cuadro C.7. Resumenes estadísticos y gráficos de dispersión
Para: a)-Contenido de polifenoles totales (CPT; g EAC %ms) y b)-Concentración de polifenoles totales (CoPT; µg EAC / mL). Extracciones correspondientes al diseño experimental
a)- CPT (g EAC %ms)
Sistema
Extractivo Recuento Media Error Estándar
--------------------------------------------------- ------------
3 2 11,0 0, 0
4 2 8,25 0, 15
5 2 13,4 0, 4
6 2 9,7 0, 6
7 2 12,8 0, 2
8 2 9,6 0, 0
9 2 7,05 0, 15
10 2 10,05 0, 25
11 8 13,0375 0, 40
b)- CoPT (µg EAC /mL)
Sistema
Extractivo Recuento Media E rror Estándar
--------------------------------------------------- ----------------------
3 2 37,875 2, 095
4 2 41,545 2, 035
5 2 34,835 0, 055
6 2 23,47 1, 27
7 2 29,01 1, 0
8 2 31,7 1, 19
9 2 21,62 0, 73
10 2 36,24 1, 27
11 8 43,9213 1, 32669
Nota C.2. Modo de cálculo de CAO para extracciones del diseño
Ejemplo de cálculo: Volumen de extracto original (zz mL)---------m g YMH 1mL--------------------------------------------------x=x1 VD=Volumen de dilución-----------------------x1 100µL=0,1 mL------------------------------------x=x2 100 g YMH-------------------------(100-CH) gYMS x2-------------------------------------x=x3 g YMS x3 g YMS---------------------xµgEAA/1000000(µg/g) 100 g YMS-------------------x=CAO
Cuadro C.8. Datos de capacidad antioxidante
Curvas de calibración empleadas:
• Ácido Ascórbico: R(%)=-3,9898*(uequivalentes a AA)+99,996 • Trolox: R(%)=-2,7675*(uequivalenes a T) + 99,054
Absorbancia leída a 517 nm Muestra: Fracción de hojas Peso de la muestra: w= 31,5 g (bh) = 30 g (bs)
CAO
E w Vor (mL)
VD (mL) A(t=0) A
(t=120) X R(%) gEAA gET CAO-EAA
CAO-ET
A1 31,5 103 300 1,055 0,518 50,42 49,16 12,77 18,03 13,16 18,58 B1 31,5 115 275 1,032 0,515 50,13 49,97 12,57 17,74 13,25 18,71 A2 31,5 116 180 1,055 0,467 45,47 44,33 13,98 19,77 9,74 13,77 B2 31,5 123 200 1,030 0,517 50,32 50,26 12,49 17,63 10,25 14,46 A3 31,5 224 170 1,032 0,565 54,98 54,80 11,35 15,99 14,42 20,30 B3 31,5 238 170 1,032 0,529 51,49 51,32 12,23 17,25 16,50 23,27 A4 31,5 247 92 1,032 0,524 51,00 50,84 12,35 17,42 9,36 13,20 B4 31,5 251 100 1,026 0,492 47,89 48,02 13,06 18,44 10,93 15,43 A5 31,5 260 136 1,005 0,461 44,88 45,94 13,58 19,19 16,01 22,63 B5 31,5 270 154 1,029 0,535 52,07 52,05 12,04 16,98 16,70 23,55 A6 31,5 88 330 1,032 0,544 52,94 52,77 11,86 16,72 11,49 16,19 B6 31,5 94 300 1,026 0,466 45,37 45,49 13,69 19,36 12,88 18,20 A7 31,5 194 118 1,032 0,542 52,75 52,58 11,91 16,79 9,09 12,82 B7 31,5 197 114 1,029 0,532 51,78 51,76 12,12 17,09 9,07 12,80 A8 31,5 164 220 1,029 0,479 46,63 46,62 13,41 18,95 16,13 22,80 B8 31,5 168 196 1,030 0,519 50,51 50,45 12,45 17,56 13,67 19,28 A9 31,5 180 220 1,032 0,568 55,27 55,10 11,28 15,88 14,89 20,98 B9 31,5 175 200 1,029 0,496 48,28 48,27 12,99 18,35 15,17 21,42 A10 31,5 179 220 1,029 0,549 53,43 53,41 11,70 16,49 15,37 21,66 B10 31,5 178 210 1,029 0,509 49,54 49,53 12,68 17,90 15,80 22,31 A11 31,5 175 220 1,029 0,531 51,68 51,66 12,14 17,12 15,59 21,98 B11 31,5 181 218 1,026 0,551 53,62 53,76 11,61 16,37 15,28 21,53 A12 31,5 175 240 1,055 0,522 50,81 49,54 12,67 17,89 17,75 25,06 B12 31,5 180 218 1,029 0,523 50,90 50,89 12,34 17,40 16,14 22,77 E: extracto; Ai: corresponde al extracto del sistema extractivo i; Bi: corresponde a la replica del extracto del sistema extractivo i. w: peso (g); Vor: Volumen Original; VD: Volumen de dilución; A: Absorbancia; t: tiempo (min); CAO-EAA: capacidad antioxidante expresada en g EAA %ms; CAO-ET: capacidad antioxidante expresada en g ET %ms; EAA: equivalentes a ácido ascórbico; ET: equivalentes a Trolox
Nota C.3. Modo de cálculo del contenido de cafeína (CC) para extracciones del diseño Ejemplo de cálculo para A1: 1000 mL-------------------------------0,95 g CAF Vrecuperado=103 mL------------- x=0,09785 g CAF 31,5 g YMHUM-----30 g YM SECA-----------0,09785 g CAF 100 g Ymseca-----------x=0,3261 g CAF
Cuadro C.9. Datos de contenido de cafeína
Sistema extractivo Extracción Área gCAF/L Vrecuperado (mL)
CC (gCAF/100
g ms) 3 A 86300 0,95 103 0,326
4 A 83700 0,92 116 0,356
5 A 53800 0,59 224 0,441
6 A 41100 0,45 247 0,371
7 A 35700 0,39 260 0,338
8 A 90100 0,99 88 0,290
9 A 56300 0,62 194 0,401
10 A 57300 0,63 164 0,344
11 A 60700 0,67 180 0,402
11 A 64200 0,70 179 0,418
11 A 67900 0,74 175 0,432
11 A 64900 0,71 175 0,414
3 B 85000 0,93 115 0,357
4 B 78700 0,86 123 0,353
5 B 54200 0,59 238 0,473
6 B 50600 0,56 251 0,469
7 B 43900 0,48 270 0,432
8 B 87500 0,96 94 0,301
9 B 58700 0,64 197 0,420
10 B 59400 0,65 168 0,364
11 B 92800 0,65 175 0,379
11 B 66500 0,73 178 0,433
11 B 66200 0,72 181 0,434
11 B 68100 0,75 180 0,450
Resumen estadístico y gráfico de dispersion para Contenido de cafeína (CC; g CAF %ms). Extracciones correspondientes al diseño experimental
Sistema
Extractivo Recuento Media Error Est ándar
--------------------------------------------------- ------
3 2 0,3415 0,0155
4 2 0,3545 0,0015
5 2 0,457 0,016
6 2 0,42 0,049
7 2 0,385 0,047
8 2 0,2955 0,0055
9 2 0,4105 0,0095
10 2 0,354 0,01
11 8 0,42025 0,0078 53
Gráfico de Dispersión-CC
Sistema Extractivo
CC
0,28
0,32
0,36
0,4
0,44
0,48
3 4 5 6 7 8 9 10 11
Cuadro C.10. Datos empleados para el análisis de regresión y de correlación Variables independientes: x1: relación líquido a sólido (g líquido/g sólido seco); x2: concentración de etanol (% p/p)
x1 x2 CoPT CPT CAO-ET CC CAO-EAA 6 25 39,97 11,0 18,6 0,326 13,2 6 25 35,78 11,0 18,7 0,357 13,2 6 75 43,58 8,4 13,8 0,356 9,7 6 75 39,51 8,1 14,5 0,353 10,2
10 25 34,89 13,0 20,3 0,441 14,4 10 25 34,78 13,8 23,3 0,473 16,5 10 75 22,20 9,10 13,2 0,371 9,4 10 75 24,74 10,3 15,4 0,469 10,9
10,82 50 30,01 13,0 22,6 0,338 16,0 10,82 50 28,01 12,6 23,5 0,432 16,7 5,18 50 32,89 9,6 16,2 0,290 11,5 5,18 50 30,51 9,6 18,2 0,301 12,9
8 85,25 22,35 7,2 12,8 0,401 9,1 8 85,25 20,89 6,9 12,8 0,420 9,1 8 14,75 37,51 10,3 20,7 0,344 14,7 8 14,75 34,97 9,8 19,3 0,364 13,7 8 50 43,10 12,9 21,0 0,402 14,9 8 50 38,58 11,3 21,4 0,379 15,2 8 50 43,12 12,9 21,7 0,418 15,4 8 50 40,32 12,0 22,3 0,433 15,8 8 50 43,93 12,8 22,2 0,432 15,7 8 50 43,93 13,3 21,5 0,434 15,3 8 50 46,89 13,7 25,1 0,414 17,7 8 50 43,78 13,1 22,8 0,450 16,1
Cuadro C.11. Análisis de correlación para los pares de variables a)CPT-CAO_EAA; b)CPT-CAO_ET; c)CPT-CC; d)CAO_EAA-CAO_ET; e)- CAO_EAA-CC; f) CAO_ET-CC
a)CPT-CAO_EAA
Análisis de Regresión - Modelo Lineal Y = a + b*X-----------------------------------------------------------------------------Variable dependiente: CPTVariable independiente: CAO_EAA----------------------------------------------------------------------------- Error EstadísticoParámetro Estimación estándar T P-Valor-----------------------------------------------------------------------------Ordenada 1,1588 0,909843 1,27362 0,2161Pendiente 0,726822 0,0655112 11,0946 0,0000-----------------------------------------------------------------------------
Análisis de la Varianza-----------------------------------------------------------------------------Fuente Suma de cuadrados GL Cuadrado medio Cociente-F P-Valor-----------------------------------------------------------------------------Modelo 87,543 1 87,543 123,09 0,0000Residuo 15,6466 22 0,711208-----------------------------------------------------------------------------Total (Corr.) 103,19 23
Coeficiente de Correlación = 0,92107R-cuadrado = 84,8371 porcentajeR-cuadrado (ajustado para g.l.) = 84,1478 porcentajeError estándar de est. = 0,843331Error absoluto medio = 0,690136Estadístico de Durbin-Watson = 1,54187 (P=0,0816)Autocorrelación residual en Lag 1 = 0,225283
b)CPT-CAO_ET
Análisis de Regresión - Modelo Lineal Y = a + b*X-----------------------------------------------------------------------------Variable dependiente: CPTVariable independiente: CAO_ET----------------------------------------------------------------------------- Error EstadísticoParámetro Estimación estándar T P-Valor-----------------------------------------------------------------------------Ordenada 1,16477 0,908778 1,28169 0,2133Pendiente 0,514712 0,0463655 11,1012 0,0000-----------------------------------------------------------------------------
Análisis de la Varianza-----------------------------------------------------------------------------Fuente Suma de cuadrados GL Cuadrado medio Cociente-F P-Valor-----------------------------------------------------------------------------Modelo 87,5587 1 87,5587 123,24 0,0000Residuo 15,6309 22 0,710494-----------------------------------------------------------------------------Total (Corr.) 103,19 23
Coeficiente de Correlación = 0,921153R-cuadrado = 84,8523 porcentajeR-cuadrado (ajustado para g.l.) = 84,1638 porcentajeError estándar de est. = 0,842908Error absoluto medio = 0,687652Estadístico de Durbin-Watson = 1,58113 (P=0,0981)Autocorrelación residual en Lag 1 = 0,205971
c)CPT-CC
Análisis de Regresión - Modelo Lineal Y = a + b*X-----------------------------------------------------------------------------Variable dependiente: CPTVariable independiente: CC----------------------------------------------------------------------------- Error EstadísticoParámetro Estimación estándar T P-Valor-----------------------------------------------------------------------------Ordenada 3,86118 3,10468 1,24367 0,2267Pendiente 18,4115 7,86393 2,34126 0,0287-----------------------------------------------------------------------------
Análisis de la Varianza-----------------------------------------------------------------------------Fuente Suma de cuadrados GL Cuadrado medio Cociente-F P-Valor-----------------------------------------------------------------------------Modelo 20,5824 1 20,5824 5,48 0,0287Residuo 82,6072 22 3,75487-----------------------------------------------------------------------------Total (Corr.) 103,19 23
Coeficiente de Correlación = 0,446612R-cuadrado = 19,9462 porcentajeR-cuadrado (ajustado para g.l.) = 16,3074 porcentajeError estándar de est. = 1,93775Error absoluto medio = 1,46378Estadístico de Durbin-Watson = 1,35115 (P=0,0286)Autocorrelación residual en Lag 1 = 0,3111
d)CAO_EAA-CAO_ET
Análisis de Regresión - Modelo Lineal Y = a + b*X-----------------------------------------------------------------------------Variable dependiente: CAO_EAAVariable independiente: CAO_ET----------------------------------------------------------------------------- Error EstadísticoParámetro Estimación estándar T P-Valor-----------------------------------------------------------------------------Ordenada 0,0111562 0,0468619 0,238066 0,8140Pendiente 0,708015 0,00239088 296,132 0,0000-----------------------------------------------------------------------------
Análisis de la Varianza-----------------------------------------------------------------------------Fuente Suma de cuadrados GL Cuadrado medio Cociente-F P-Valor-----------------------------------------------------------------------------Modelo 165,675 1 165,675 87694,29 0,0000Residuo 0,0415631 22 0,00188923-----------------------------------------------------------------------------Total (Corr.) 165,716 23
Coeficiente de Correlación = 0,999875R-cuadrado = 99,9749 porcentajeR-cuadrado (ajustado para g.l.) = 99,9738 porcentajeError estándar de est. = 0,0434653Error absoluto medio = 0,0341941Estadístico de Durbin-Watson = 1,47008 (P=0,0568)Autocorrelación residual en Lag 1 = 0,225306
e) CAO_ET-CC
Análisis de Regresión - Modelo Lineal Y = a + b*X-----------------------------------------------------------------------------Variable dependiente: CAO_ETVariable independiente: CC----------------------------------------------------------------------------- Error EstadísticoParámetro Estimación estándar T P-Valor-----------------------------------------------------------------------------Ordenada 9,79669 5,86848 1,66937 0,1092Pendiente 24,1306 14,8644 1,62338 0,1188-----------------------------------------------------------------------------
Análisis de la Varianza-----------------------------------------------------------------------------Fuente Suma de cuadrados GL Cuadrado medio Cociente-F P-Valor-----------------------------------------------------------------------------Modelo 35,3552 1 35,3552 2,64 0,1188Residuo 295,144 22 13,4157-----------------------------------------------------------------------------Total (Corr.) 330,5 23
Coeficiente de Correlación = 0,32707R-cuadrado = 10,6975 porcentajeR-cuadrado (ajustado para g.l.) = 6,63829 porcentajeError estándar de est. = 3,66274Error absoluto medio = 2,85021Estadístico de Durbin-Watson = 1,41524 (P=0,0419)Autocorrelación residual en Lag 1 = 0,283105
f)- CAO_EAA-CC
Análisis de Regresión - Modelo Lineal Y = a + b*X-----------------------------------------------------------------------------Variable dependiente: CAO_EAAVariable independiente: CC----------------------------------------------------------------------------- Error EstadísticoParámetro Estimación estándar T P-Valor-----------------------------------------------------------------------------Ordenada 6,94207 4,15516 1,67071 0,1089Pendiente 17,0984 10,5247 1,62459 0,1185-----------------------------------------------------------------------------
Análisis de la Varianza-----------------------------------------------------------------------------Fuente Suma de cuadrados GL Cuadrado medio Cociente-F P-Valor-----------------------------------------------------------------------------Modelo 17,7511 1 17,7511 2,64 0,1185Residuo 147,965 22 6,72569-----------------------------------------------------------------------------Total (Corr.) 165,716 23
Coeficiente de Correlación = 0,327288R-cuadrado = 10,7117 porcentajeR-cuadrado (ajustado para g.l.) = 6,65318 porcentajeError estándar de est. = 2,59339Error absoluto medio = 2,02155Estadístico de Durbin-Watson = 1,40892 (P=0,0404)Autocorrelación residual en Lag 1 = 0,286722
Cuadro C.12. Análisis de mínima diferencia significativa (LSD, 95%)
Para las variables: a)-CoPT (µg EAC/mL); b)-CPT (g EAC %ms); c)-CAO-EAA (g EAA %ms); d)-CAO-ET (g ET %ms); e)-CC (g CAF %ms)
a)-CoPT (µg EAC/mL)
--------------------------------------------------- ------------------------
Variable: CoPT
Sistema
extractivo Frec. Media Grupos h omogéneos
--------------------------------------------------- ------------------------
9 2 21,62 X
6 2 23,47 X
7 2 29,01 X
8 2 31,7 XX
5 2 34,835 XX
10 2 36,24 XX
3 2 37,875 XX
4 2 41,545 XX
11 8 42,9563 X
--------------------------------------------------- ------------------------
Contraste Diferenc ias +/- Límite
--------------------------------------------------- ------------------------
3 - 4 -3,67 4,72184
3 - 5 3,04 4,72184
3 - 6 *14,405 4,72184
3 - 7 *8,865 4,72184
3 - 8 *6,175 4,72184
3 - 9 *16,255 4,72184
3 - 10 1,635 4,72184
3 - 11 *-5,08125 3,73294
4 - 5 *6,71 4,72184
4 - 6 *18,075 4,72184
4 - 7 *12,535 4,72184
4 - 8 *9,845 4,72184
4 - 9 *19,925 4,72184
4 - 10 *5,305 4,72184
4 - 11 -1,41125 3,73294
5 - 6 *11,365 4,72184
5 - 7 *5,825 4,72184
5 - 8 3,135 4,72184
5 - 9 *13,215 4,72184
5 - 10 -1,405 4,72184
5 - 11 *-8,12125 3,73294
6 - 7 *-5,54 4,72184
6 - 8 *-8,23 4,72184
6 - 9 1,85 4,72184
6 - 10 *-12,77 4,72184
6 - 11 *-19,4863 3,73294
7 - 8 -2,69 4,72184
7 - 9 *7,39 4,72184
7 - 10 *-7,23 4,72184
7 - 11 *-13,9463 3,73294
8 - 9 *10,08 4,72184
8 - 10 -4,54 4,72184
8 - 11 *-11,2563 3,73294
9 - 10 *-14,62 4,72184
9 - 11 *-21,3363 3,73294
10 - 11 *-6,71625 3,73294
--------------------------------------------------- ------------------------
* indica una diferencia significativa.
b)-CPT (g EAC %ms)
--------------------------------------------------- -------------------------
Variable: CPT
Sistema
extractivo Frec. Media Grupos ho mogéneos
--------------------------------------------------- -------------------------
9 2 7,05 X
4 2 8,25 X
8 2 9,6 X
6 2 9,7 X
10 2 10,05 XX
3 2 11,0 X
11 8 12,75 X
7 2 12,8 X
5 2 13,4 X
--------------------------------------------------- -------------------------
Contraste Diferenc ias +/- Límites
--------------------------------------------------- -------------------------
3 - 4 *2,75 1,27591
3 - 5 *-2,4 1,27591
3 - 6 *1,3 1,27591
3 - 7 *-1,8 1,27591
3 - 8 *1,4 1,27591
3 - 9 *3,95 1,27591
3 - 10 0,95 1,27591
3 - 11 *-1,75 1,00869
4 - 5 *-5,15 1,27591
4 - 6 *-1,45 1,27591
4 - 7 *-4,55 1,27591
4 - 8 *-1,35 1,27591
4 - 9 1,2 1,27591
4 - 10 *-1,8 1,27591
4 - 11 *-4,5 1,00869
5 - 6 *3,7 1,27591
5 - 7 0,6 1,27591
5 - 8 *3,8 1,27591
5 - 9 *6,35 1,27591
5 - 10 *3,35 1,27591
5 - 11 0,65 1,00869
6 - 7 *-3,1 1,27591
6 - 8 0,1 1,27591
6 - 9 *2,65 1,27591
6 - 10 -0,35 1,27591
6 - 11 *-3,05 1,00869
7 - 8 *3,2 1,27591
7 - 9 *5,75 1,27591
7 - 10 *2,75 1,27591
7 - 11 0,05 1,00869
8 - 9 *2,55 1,27591
8 - 10 -0,45 1,27591
8 - 11 *-3,15 1,00869
9 - 10 *-3,0 1,27591
9 - 11 *-5,7 1,00869
10 - 11 *-2,7 1,00869
--------------------------------------------------- -------------------------
* indica una diferencia significativa.
c)-CAO-EAA (g EAA %ms)
--------------------------------------------------- --------------------------
Variable: CAO_EAA
Sistema
extractivo Frec. Media Grupos hom ogéneos
--------------------------------------------------- --------------------------
9 2 9,1 X
4 2 9,95 X
6 2 10,15 X
8 2 12,2 X
3 2 13,2 XX
10 2 14,2 XX
5 2 15,45 XX
11 8 15,7625 X
7 2 16,35 X
--------------------------------------------------- --------------------------
Contraste Diferenc ias +/- Límites
--------------------------------------------------- --------------------------
3 - 4 *3,25 1,7798
3 - 5 *-2,25 1,7798
3 - 6 *3,05 1,7798
3 - 7 *-3,15 1,7798
3 - 8 1,0 1,7798
3 - 9 *4,1 1,7798
3 - 10 -1,0 1,7798
3 - 11 *-2,5625 1,40705
4 - 5 *-5,5 1,7798
4 - 6 -0,2 1,7798
4 - 7 *-6,4 1,7798
4 - 8 *-2,25 1,7798
4 - 9 0,85 1,7798
4 - 10 *-4,25 1,7798
4 - 11 *-5,8125 1,40705
5 - 6 *5,3 1,7798
5 - 7 -0,9 1,7798
5 - 8 *3,25 1,7798
5 - 9 *6,35 1,7798
5 - 10 1,25 1,7798
5 - 11 -0,3125 1,40705
6 - 7 *-6,2 1,7798
6 - 8 *-2,05 1,7798
6 - 9 1,05 1,7798
6 - 10 *-4,05 1,7798
6 - 11 *-5,6125 1,40705
7 - 8 *4,15 1,7798
7 - 9 *7,25 1,7798
7 - 10 *2,15 1,7798
7 - 11 0,5875 1,40705
8 - 9 *3,1 1,7798
8 - 10 *-2,0 1,7798
8 - 11 *-3,5625 1,40705
9 - 10 *-5,1 1,7798
9 - 11 *-6,6625 1,40705
10 - 11 *-1,5625 1,40705
--------------------------------------------------- --------------------------
* indica una diferencia significativa.
d)-CAO-ET (g ET %ms)
--------------------------------------------------- -------------------------
Variable: CAO_ET
Sistema
extractivo Frec. Media Grupos ho mogéneos
--------------------------------------------------- -------------------------
9 2 12,8 X
4 2 14,15 X
6 2 14,3 X
8 2 17,2 X
3 2 18,65 XX
10 2 20,0 XX
5 2 21,8 XX
11 8 22,25 X
7 2 23,05 X
--------------------------------------------------- -------------------------
Contraste Diferenc ias +/- Límites
--------------------------------------------------- -------------------------
3 - 4 *4,5 2,58923
3 - 5 *-3,15 2,58923
3 - 6 *4,35 2,58923
3 - 7 *-4,4 2,58923
3 - 8 1,45 2,58923
3 - 9 *5,85 2,58923
3 - 10 -1,35 2,58923
3 - 11 *-3,6 2,04696
4 - 5 *-7,65 2,58923
4 - 6 -0,15 2,58923
4 - 7 *-8,9 2,58923
4 - 8 *-3,05 2,58923
4 - 9 1,35 2,58923
4 - 10 *-5,85 2,58923
4 - 11 *-8,1 2,04696
5 - 6 *7,5 2,58923
5 - 7 -1,25 2,58923
5 - 8 *4,6 2,58923
5 - 9 *9,0 2,58923
5 - 10 1,8 2,58923
5 - 11 -0,45 2,04696
6 - 7 *-8,75 2,58923
6 - 8 *-2,9 2,58923
6 - 9 1,5 2,58923
6 - 10 *-5,7 2,58923
6 - 11 *-7,95 2,04696
7 - 8 *5,85 2,58923
7 - 9 *10,25 2,58923
7 - 10 *3,05 2,58923
7 - 11 0,8 2,04696
8 - 9 *4,4 2,58923
8 - 10 *-2,8 2,58923
8 - 11 *-5,05 2,04696
9 - 10 *-7,2 2,58923
9 - 11 *-9,45 2,04696
10 - 11 *-2,25 2,04696
--------------------------------------------------- -------------------------
* indica una diferencia significativa.
e)-CC (g CAF %ms)
--------------------------------------------------- --------------------------
Variable: CC
Sistema
extractivo Frec. Media Grupos ho mogéneos
--------------------------------------------------- --------------------------
8 2 0,2955 X
3 2 0,3415 XX
10 2 0,354 XXX
4 2 0,3545 XXX
7 2 0,385 XXX
9 2 0,4105 XXX
6 2 0,42 XX
11 8 0,42025 XX
5 2 0,457 X
--------------------------------------------------- --------------------------
Contraste Diferenc ias +/- Límites
--------------------------------------------------- --------------------------
3 - 4 -0,013 0,0653758
3 - 5 *-0,1155 0,0653758
3 - 6 *-0,0785 0,0653758
3 - 7 -0,0435 0,0653758
3 - 8 0,046 0,0653758
3 - 9 *-0,069 0,0653758
3 - 10 -0,0125 0,0653758
3 - 11 *-0,07875 0,0516841
4 - 5 *-0,1025 0,0653758
4 - 6 *-0,0655 0,0653758
4 - 7 -0,0305 0,0653758
4 - 8 0,059 0,0653758
4 - 9 -0,056 0,0653758
4 - 10 0,0005 0,0653758
4 - 11 *-0,06575 0,0516841
5 - 6 0,037 0,0653758
5 - 7 *0,072 0,0653758
5 - 8 *0,1615 0,0653758
5 - 9 0,0465 0,0653758
5 - 10 *0,103 0,0653758
5 - 11 0,03675 0,0516841
6 - 7 0,035 0,0653758
6 - 8 *0,1245 0,0653758
6 - 9 0,0095 0,0653758
6 - 10 *0,066 0,0653758
6 - 11 -0,00025 0,0516841
7 - 8 *0,0895 0,0653758
7 - 9 -0,0255 0,0653758
7 - 10 0,031 0,0653758
7 - 11 -0,03525 0,0516841
8 - 9 *-0,115 0,0653758
8 - 10 -0,0585 0,0653758
8 - 11 *-0,12475 0,0516841
9 - 10 0,0565 0,0653758
9 - 11 -0,00975 0,0516841
10 - 11 *-0,06625 0,0516841
--------------------------------------------------- --------------------------
* indica una diferencia significativa.
Gráficos de medias con barras de intervalos de LSD (NC: 95%)
Cuadro C.13. Análisis de regresión no lineal
Variables independientes:
• x1: relación líquido a sólido (g líquido/g sólido seco)
• x2: concentración de etanol (% p/p)
Estimaciones del parámetro inicial: A0=a1=a2=a11=a12=a22=0,1
a)-Variable dependiente: CoPT
Resultados de la Estimación
--------------------------------------------------- -----------------------
Asintótica 95,0%
Asintótica Intervalos de Confian
Parámetro Estimado Error Estándar Inferior Superi
--------------------------------------------------- -----------------------
A0 -72,5398 21,8926 -118,535 -26,5
a1 22,6242 4,70881 12,7313 32,5
a2 1,39119 0,290072 0,781767 2,000
a11 -1,27668 0,279136 -1,86312 -0,6902
a22 -0,00931755 0,00178647 -0,0130708 -0,00556
a12 -0,075175 0,0281291 -0,134272 -0,01607
--------------------------------------------------- -----------------------
Análisis de Varianza
--------------------------------------------------- --
Fuente Suma de Cuadrados Gl Cuadrado M edio
--------------------------------------------------- --
Modelo 31654,8 6 5275 ,8
Residuos 284,848 18 15,82 49
--------------------------------------------------- --
Total 31939,6 24
Total (Corr.) 1391,85 23
R-Cuadrado = 79,5345 porcentaje
R-Cuadrado (adaptado para g.l.) = 73,8497 porcentaj e
Error Estándar de la Est. = 3,97805
Error absoluto de la Media = 2,66214
Estadístico Durbin-Watson = 1,04898
Autocorrelación residual Lag 1 = 0,429595
Análisis de Residuos
---------------------------------
Estimación Validación
n 24
MSE 15,8249
MAE 2,66214
MAPE 8,08994
ME -1,52239E-9
MPE -1,08303
b)-Variable dependiente: CPT
Resultados de la Estimación
--------------------------------------------------- -------------------------
Asintótica 95,0%
Asintótica Intervalos de Confianza
Parámetro Estimado Error Estándar Inferior Superior
--------------------------------------------------- -------------------------
A0 -7,90009 3,85039 -15,9895 0,189301
a1 3,14182 0,828167 1,4019 4,88174
a2 0,292915 0,0510167 0,185733 0,400097
a11 -0,148759 0,0490934 -0,2519 -0,045617
a22 -0,00308474 0,000314198 -0,00374485 -0,00242464
a12 -0,00475 0,00494723 -0,0151438 0,00564377
--------------------------------------------------- -------------------------
Análisis de Varianza
--------------------------------------------------- --
Fuente Suma de Cuadrados Gl Cuadrado M edio
--------------------------------------------------- --
Modelo 3035,9 6 505,9 83
Residuos 8,81104 18 0,4895 02
--------------------------------------------------- --
Total 3044,71 24
Total (Corr.) 103,19 23
R-Cuadrado = 91,4613 porcentaje
R-Cuadrado (adaptado para g.l.) = 89,0894 porcentaj e
Error Estándar de la Est. = 0,699644
Error absoluto de la Media = 0,490352
Estadístico Durbin-Watson = 1,69184
Autocorrelación residual Lag 1 = 0,117456
Análisis de Residuos
---------------------------------
Estimación Validación
n 24
MSE 0,489502
MAE 0,490352
MAPE 4,44619
ME -2,92232E-10
MPE -0,265535
c)-Variable dependiente: CAO-ET
Resultados de la Estimación
--------------------------------------------------- -------------------------
Asintótica 95,0%
Asintótica Intervalos de Confianza
Parámetro Estimado Error Estándar Inferior Superior
--------------------------------------------------- -------------------------
A0 -17,9844 7,4789 -33,697 -2,27176
a1 6,7751 1,60861 3,39553 10,1547
a2 0,52074 0,0990935 0,312552 0,728928
a11 -0,331323 0,0953577 -0,531663 -0,130984
a22 -0,0051183 0,000610289 -0,00640048 -0,00383613
a12 -0,015 0,00960937 -0,0351886 0,00518859
--------------------------------------------------- -------------------------
Análisis de Varianza
--------------------------------------------------- --
Fuente Suma de Cuadrados Gl Cuadrado M edio
--------------------------------------------------- --
Modelo 9186,91 6 1531, 15
Residuos 33,2424 18 1,84 68
--------------------------------------------------- --
Total 9220,15 24
Total (Corr.) 330,5 23
R-Cuadrado = 89,9418 porcentaje
R-Cuadrado (adaptado para g.l.) = 87,1478 porcentaj e
Error Estándar de la Est. = 1,35897
Error absoluto de la Media = 0,908939
Estadístico Durbin-Watson = 2,10111
Autocorrelación residual Lag 1 = -0,0563351
Análisis de Residuos
---------------------------------
Estimación Validación
n 24
MSE 1,8468
MAE 0,908939
MAPE 4,88052
ME -5,07228E-10
MPE -0,34309
d)-Variable dependiente: CAO-EAA
Resultados de la Estimación
--------------------------------------------------- -------------------------
Asintótica 95,0%
Asintótica Intervalos de Confianza
Parámetro Estimado Error Estándar Inferior Superior
--------------------------------------------------- -------------------------
A0 -12,6333 5,20803 -23,575 -1,69161
a1 4,79299 1,12018 2,43958 7,1464
a2 0,364721 0,069005 0,219746 0,509696
a11 -0,235006 0,0664035 -0,374515 -0,0954971
a22 -0,00361661 0,000424983 -0,00450947 -0,00272375
a12 -0,01025 0,00669161 -0,0243086 0,00380858
--------------------------------------------------- -------------------------
Análisis de Varianza
--------------------------------------------------- --
Fuente Suma de Cuadrados Gl Cuadrado M edio
--------------------------------------------------- --
Modelo 4613,15 6 768,8 58
Residuos 16,12 18 0,8955 53
--------------------------------------------------- --
Total 4629,27 24
Total (Corr.) 165,716 23
R-Cuadrado = 90,2726 porcentaje
R-Cuadrado (adaptado para g.l.) = 87,5705 porcentaj e
Error Estándar de la Est. = 0,946337
Error absoluto de la Media = 0,633139
Estadístico Durbin-Watson = 2,0776
Autocorrelación residual Lag 1 = -0,0437251
Análisis de Residuos
---------------------------------
Estimación Validación
n 24
MSE 0,895553
MAE 0,633139
MAPE 4,81589
ME -3,87948E-10
MPE -0,33179
e)-Variable dependiente: CC
Resultados de la Estimación
--------------------------------------------------- -------------------------
Asintótica 95,0%
Asintótica Intervalos de Confianza
Parámetro Estimado Error Estándar Inferior Superior
--------------------------------------------------- -------------------------
A0 -0,404449 0,191104 -0,805944 -0,00295374
a1 0,159975 0,0411038 0,0736192 0,246331
a2 0,00402778 0,00253208 -0,00129193 0,00934748
a11 -0,00801365 0,00243662 -0,0131328 -0,00289449
a22 -0,0000174862 0,0000155943 -0 ,0000502488 0,0000152763
a12 -0,00025 0,000245542 - 0,000765866 0,000265867
--------------------------------------------------- -------------------------
Análisis de Varianza
--------------------------------------------------- --
Fuente Suma de Cuadrados Gl Cuadrado M edio
--------------------------------------------------- --
Modelo 3,71911 6 0,6198 52
Residuos 0,0217048 18 0,001205 82
--------------------------------------------------- --
Total 3,74082 24
Total (Corr.) 0,0607178 23
R-Cuadrado = 64,253 porcentaje
R-Cuadrado (adaptado para g.l.) = 54,3233 porcentaj e
Error Estándar de la Est. = 0,0347249
Error absoluto de la Media = 0,0230383
Estadístico Durbin-Watson = 2,64731
Autocorrelación residual Lag 1 = -0,34525
Análisis de Residuos
---------------------------------
Estimación Validación
n 24
MSE 0,00120582
MAE 0,0230383
MAPE 5,89603
ME -1,14717E-10
MPE -0,569322
ANEXO 4
Cuadro D.1. Datos del ácido clorogénico como patrón estándar y análisis de regresión lineal
Concentración (µg/mL) Lecturas
Absorbancia (765nm)
0 1 0,005 0 2 0,005 0 1 0,005 0 2 0,004
10 1 0,085 10 2 0,087 20 1 0,154 20 2 0,152 30 1 0,219 30 2 0,219 40 1 0,281 40 2 0,284 50 1 0,345 50 2 0,345
Análisis de Regresión - Modelo Lineal Y = a + b*X-M uestras: polvos-secadero spray
--------------------------------------------------- --------------------------
Variable dependiente: Absorbancia (765nm)
Variable independiente: concentración de ácido clor ogénico (ug/mL)
--------------------------------------------------- --------------------------
Error Estadíst ico
Parámetro Estimación estándar T P-Valor
--------------------------------------------------- --------------------------
Ordenada 0,0104063 0,00250443 4,15 513 0,0013
Pendiente 0,00681438 0,0000893464 76,2 692 0,0000
--------------------------------------------------- --------------------------
Análisis de la Varianza
--------------------------------------------------- --------------------------
Fuente Suma de cuadrados GL Cuadrado medio Cociente-F P-Valor
--------------------------------------------------- --------------------------
Modelo 0,212278 1 0,2122 78 5816,98 0,0000
Residuo 0,000437913 12 0,00003649 27
--------------------------------------------------- --------------------------
Total (Corr.) 0,212715 13
Coeficiente de Correlación = 0,99897
R-cuadrado = 99,7941 porcentaje
R-cuadrado (ajustado para g.l.) = 99,777 porcentaje
Error estándar de est. = 0,00604092
Error absoluto medio = 0,00526518
Estadístico de Durbin-Watson = 0,627245 (P=0,0002)
Autocorrelación residual en Lag 1 = 0,610172
Nota D.1. Modo de cálculo de CPT para experiencias de secado
Ejemplo para calcular CPTP correspondientes al polvo S1:
Ejemplo para calcular CPTP* correspondientes al polvo S2:
Cuadro D.2. Datos crudos de contenido de polifenoles totales de los polvos -Experiencia de secado
Polvo CH w E L Abs µg EAC CPTP SS*
Sólidos de YM CPTP*
s1 7,7 0,5008 a 1 0,243 34,21 37,00 23,05 91,11 40,61 s1 7,7 0,5008 a 2 0,249 35,09 37,95 23,05 91,11 41,66 s1 7,7 0,5003 b 1 0,249 35,09 37,99 23,05 91,11 41,70 s1 7,7 0,5003 b 2 0,252 35,53 38,47 23,05 91,11 42,23 s2 7,03 0,5016 a 1 0,194 27,00 28,95 33,05 63,54 45,56 s2 7,03 0,5016 a 2 0,194 27,00 28,95 33,05 63,54 45,56 s2 7,03 0,5005 b 1 0,195 27,15 29,17 33,05 63,54 45,91 s2 7,03 0,5005 b 2 0,201 28,03 30,12 33,05 63,54 47,40 s3 3,66 0,5008 a 1 0,261 36,85 38,19 23,05 91,11 41,92 s3 3,66 0,5008 a 2 0,269 38,03 39,41 23,05 91,11 43,26 s3 3,66 0,5048 b 1 0,268 37,88 38,95 23,05 91,11 42,75 s3 3,66 0,5048 b 2 0,267 37,74 38,80 23,05 91,11 42,58 s4 4,45 0,5014 a 1 0,198 27,59 28,79 33,05 63,54 45,31 s4 4,45 0,5014 a 2 0,199 27,74 28,95 33,05 63,54 45,56 s4 4,45 0,5048 b 1 0,201 28,03 29,06 33,05 63,54 45,73 s4 4,45 0,5048 b 2 0,199 27,74 28,75 33,05 63,54 45,25 s5 3,16 0,5016 a 1 0,239 33,62 34,60 28,05 74,87 46,22 s5 3,16 0,5016 a 2 0,241 33,91 34,91 28,05 74,87 46,63 s5 3,16 0,5072 b 1 0,235 33,03 33,62 28,05 74,87 44,91 s5 3,16 0,5072 b 2 0,237 33,32 33,92 28,05 74,87 45,31 s6 10,59 0,5037 a 1 0,209 29,21 32,43 28,05 74,87 43,31 s6 10,59 0,5037 a 2 0,21 29,35 32,59 28,05 74,87 43,53 s6 10,59 0,5014 b 1 0,221 30,97 34,54 28,05 74,87 46,14 s6 10,59 0,5014 b 2 0,22 30,82 34,38 28,05 74,87 45,92 s7 7,09 0,5072 a 1 0,189 26,26 27,87 35,10 59,83 46,58 s7 7,09 0,5072 a 2 0,187 25,97 27,56 35,10 59,83 46,06 s7 7,09 0,5059 b 1 0,193 26,85 28,57 35,10 59,83 47,74 s7 7,09 0,5059 b 2 0,194 27,00 28,72 35,10 59,83 48,01 s8 4,02 0,5054 a 1 0,307 43,62 44,96 21,00 100,00 44,96 s8 4,02 0,5054 a 2 0,308 43,76 45,11 21,00 100,00 45,11 s8 4,02 0,5045 b 1 0,303 43,03 44,43 21,00 100,00 44,43 s8 4,02 0,5045 b 2 0,303 43,03 44,43 21,00 100,00 44,43 s9 3,57 0,5048 a 1 0,238 33,47 34,38 28,05 74,87 45,92 s9 3,57 0,5048 a 2 0,237 33,32 34,23 28,05 74,87 45,72 s9 3,57 0,5064 b 1 0,236 33,18 33,97 28,05 74,87 45,37 s9 3,57 0,5064 b 2 0,236 33,18 33,97 28,05 74,87 45,37 s10 3,45 0,5018 a 1 0,233 32,74 33,78 28,05 74,87 45,12 s10 3,45 0,5018 a 2 0,233 32,74 33,78 28,05 74,87 45,12 s10 3,45 0,5023 b 1 0,231 32,44 33,45 28,05 74,87 44,68 s10 3,45 0,5023 b 2 0,232 32,59 33,60 28,05 74,87 44,88 s11 5,64 0,508 a 1 0,229 32,15 33,53 28,05 74,87 44,79 s11 5,64 0,508 a 2 0,227 31,85 33,23 28,05 74,87 44,38 s11 5,64 0,5041 b 1 0,229 32,15 33,79 28,05 74,87 45,14 s11 5,64 0,5041 b 2 0,231 32,44 34,10 28,05 74,87 45,55 s12 4,29 0,5054 a 1 0,236 33,18 34,29 28,05 74,87 45,81 s12 4,29 0,5054 a 2 0,237 33,32 34,45 28,05 74,87 46,01 Continúa
Continuación s12 4,29 0,5025 b 1 0,234 32,88 34,19 28,05 74,87 45,66 s12 4,29 0,5025 b 2 0,235 33,03 34,34 28,05 74,87 45,87 s13 3,62 0,5076 a 1 0,233 32,74 33,46 28,05 74,87 44,69 s13 3,62 0,5076 a 2 0,237 33,32 34,06 28,05 74,87 45,49 s13 3,62 0,5071 b 1 0,235 33,03 33,79 28,05 74,87 45,13 s13 3,62 0,5071 b 2 0,234 32,88 33,64 28,05 74,87 44,93 w: peso de la muestra (g); CH: contenido de humedad (%bh); E: extracto; L: N° de lectura; Abs: absorbancia; CPTP: contenido de polifenoles totales (g EAC %ms); SS*: sólidos solubles totales YM: sólidos de yerba mate; CPTP*: contenido de polifenoles totales libre de maltodextrina (g EAC %ms lm)
Cuadro D.3. Resúmen de datos de contenido de polifenoles totales de los polvos
CPTP*
(g EAC %ms lm) CPTP
(%EAC %ms) Muestra Replica Media Error Estándar Media Error Estándar
s1 2 41,6 0,42 37,9 0,38
s2 2 46,1 0,55 29,3 0,35
s3 2 42,6 0,04 38,8 0,04
s4 2 45,5 0,03 28,9 0,02
s5 2 45,8 0,66 34,3 0,49
s6 2 44,7 1,31 33,5 0,98
s7 2 47,1 0,78 28,2 0,47
s8 2 44,7 0,30 44,7 0,30
s9 2 45,6 0,23 34,1 0,17
s10 2 45,0 0,17 33,7 0,13
s11 2 45,0 0,38 33,7 0,28
s12 2 45,8 0,07 34,3 0,05
s13 2 45,1 0,03 33,7 0,02
Nota D.2. Modo de cálculo de la capacidad antioxidante
Ejemplo de cálculo de CAO (g Epatrón % ms)
Ejemplo de cálculo de CAO* (g Epatrón %ms lm)
Cuadro D.4. Datos crudos de capacidad antioxidante de los polvos -Experiencia de secado
Polvo CH (%bh) W D
dilución 1:x E L
Absorbancia Concentración del DPPH
%R µgEAA µg-ET A0 A120 C0 C120
s1 7,7 0,5008 50 25 a 1 1,079 0,310 104,88 30,22 28,82 17,88 25,38
s1 7,7 0,5008 50 25 a 2 1,079 0,299 104,88 29,16 27,80 18,14 25,75
s1 7,7 0,5032 50 25 b 1 1,079 0,305 104,88 29,74 28,35 18,00 25,55
s1 7,7 0,5032 50 25 b 2 1,079 0,307 104,88 29,93 28,54 17,95 25,48
s2 7,03 0,5041 50 25 a 1 1,079 0,460 104,88 44,79 42,70 14,39 20,36
s2 7,03 0,5041 50 25 a 2 1,079 0,435 104,88 42,36 40,39 14,97 21,20
s2 7,03 0,5047 50 25 b 1 1,079 0,454 104,88 44,20 42,15 14,53 20,56
s2 7,03 0,5047 50 25 b 2 1,079 0,461 104,88 44,88 42,79 14,37 20,33
s3 3,66 0,5029 50 25 a 1 1,079 0,284 104,88 27,70 26,41 18,49 26,25
s3 3,66 0,5029 50 25 a 2 1,079 0,268 104,88 26,15 24,93 18,86 26,78
s3 3,66 0,5058 50 25 b 1 1,079 0,303 104,88 29,54 28,17 18,04 25,61
s3 3,66 0,5058 50 25 b 2 1,079 0,299 104,88 29,16 27,80 18,14 25,75
s4 4,45 0,5030 50 25 a 1 1,079 0,464 104,88 45,17 43,07 14,30 20,23
s4 4,45 0,5030 50 25 a 2 1,079 0,461 104,88 44,88 42,79 14,37 20,33
s4 4,45 0,5036 50 25 b 1 1,079 0,473 104,88 46,05 43,90 14,09 19,93
s4 4,45 0,5036 50 25 b 2 1,079 0,469 104,88 45,66 43,53 14,18 20,06
s5 3,16 0,5041 50 25 a 1 1,079 0,353 104,88 34,40 32,80 16,88 23,94
s5 3,16 0,5041 50 25 a 2 1,079 0,359 104,88 34,98 33,35 16,74 23,74
s5 3,16 0,5071 50 25 b 1 1,079 0,332 104,88 32,36 30,85 17,37 24,64
s5 3,16 0,5071 50 25 b 2 1,079 0,321 104,88 31,29 29,83 17,63 25,01
s6 10,59 0,5030 50 25 a 1 1,079 0,404 104,88 39,35 37,52 15,69 22,24
s6 10,59 0,5030 50 25 a 2 1,079 0,399 104,88 38,86 37,05 15,81 22,40
s6 10,59 0,5056 50 25 b 1 1,079 0,385 104,88 37,50 35,76 16,14 22,87
s6 10,59 0,5056 50 25 b 2 1,079 0,380 104,88 37,02 35,30 16,25 23,04
s7 7,09 0,5097 50 25 a 1 1,079 0,458 104,88 44,59 42,52 14,44 20,43
s7 7,09 0,5097 50 25 a 2 1,079 0,462 104,88 44,98 42,89 14,35 20,30
s7 7,09 0,5055 50 25 b 1 1,079 0,482 104,88 46,92 44,74 13,88 19,63
s7 7,09 0,5055 50 25 b 2 1,079 0,485 104,88 47,21 45,02 13,81 19,53
s8 4,02 0,5032 50 25 a 1 1,087 0,225 105,66 21,97 20,79 19,90 28,28
s8 4,02 0,5032 50 25 a 2 1,087 0,205 105,66 20,03 18,96 20,36 28,94
s8 4,02 0,5020 50 25 b 1 1,087 0,234 105,66 22,84 21,62 19,69 27,98
s8 4,02 0,5020 50 25 b 2 1,087 0,228 105,66 22,26 21,07 19,83 28,18
s9 3,57 0,5042 50 25 a 1 1,087 0,403 105,66 39,25 37,15 15,79 22,37
s9 3,57 0,5042 50 25 a 2 1,087 0,426 105,66 41,49 39,26 15,26 21,60
s9 3,57 0,5012 50 25 b 1 1,087 0,371 105,66 36,15 34,21 16,53 23,43
s9 3,57 0,5012 50 25 b 2 1,087 0,349 105,66 34,01 32,19 17,03 24,16
s10 3,45 0,5041 50 25 a 1 1,087 0,376 105,66 36,63 34,67 16,41 23,26
s10 3,45 0,5041 50 25 a 2 1,087 0,383 105,66 37,31 35,31 16,25 23,03
s10 3,45 0,5050 50 25 b 1 1,087 0,418 105,66 40,71 38,53 15,44 21,87
s10 3,45 0,5050 50 25 b 2 1,087 0,381 105,66 37,12 35,13 16,30 23,10
s11 5,64 0,5064 50 25 a 1 1,087 0,409 105,66 39,83 37,70 15,65 22,17
s11 5,64 0,5064 50 25 a 2 1,087 0,399 105,66 38,86 36,78 15,88 22,50
s11 5,64 0,5027 50 25 b 1 1,087 0,370 105,66 36,05 34,12 16,55 23,46
s11 5,64 0,5027 50 25 b 2 1,087 0,386 105,66 37,60 35,59 16,18 22,93
s12 4,29 0,5046 50 25 a 1 1,087 0,339 105,66 33,04 31,27 17,26 24,49
s12 4,29 0,5046 50 25 a 2 1,087 0,357 105,66 34,79 32,92 16,85 23,90
s12 4,29 0,5023 50 25 b 1 1,087 0,350 105,66 34,11 32,28 17,01 24,13
Continúa
Continuación
s12 4,29 0,5023 50 25 b 2 1,087 0,358 105,66 34,88 33,01 16,83 23,86
s13 3,62 0,5086 50 25 a 1 1,087 0,350 105,66 34,11 32,28 17,01 24,13
s13 3,62 0,5086 50 25 a 2 1,087 0,348 105,66 33,91 32,10 17,06 24,19
s13 3,62 0,5067 50 25 b 1 1,087 0,347 105,66 33,82 32,00 17,08 24,23
s13 3,62 0,5067 50 25 b 2 1,087 0,355 105,66 34,59 32,74 16,90 23,96 CH: contenido de humedad (%ms), w: peso de la muestra en polvo (g); D: volumen de dilución (mL); A0: absorbancia a tiempo inicial; A120: absorbancia a 120 min; E: extracto; L: N° de lectura; C0: concentración de DPPH a tiempo inicial; C120: concentración de DPPH a 120 min.
Cálculo de capacidad antioxidante por 100 g de sólidos de yerba mate secos (libres de maltodextrina)
Polvo CAO
Sólidos de YM %ms CAO*
g EAA %ms g ET %ms g EAA %ms lm g ET %ms lm
s1 48,35 68,63 91,11 53,07 75,33 s1 49,05 69,63 91,11 53,83 76,42 s1 48,44 68,75 91,11 53,16 75,47 s1 48,31 68,57 91,11 53,03 75,27 s2 38,39 54,31 63,54 60,42 85,47 s2 39,94 56,54 63,54 62,86 88,98 s2 38,71 54,78 63,54 60,93 86,21 s2 38,28 54,16 63,54 60,25 85,23 s3 47,69 67,72 91,11 52,35 74,33 s3 48,65 69,10 91,11 53,40 75,85 s3 46,29 65,70 91,11 50,80 72,12 s3 46,52 66,05 91,11 51,07 72,50 s4 37,19 52,61 63,54 58,53 82,80 s4 37,37 52,87 63,54 58,82 83,21 s4 36,60 51,77 63,54 57,61 81,47 s4 36,84 52,11 63,54 57,99 82,02 s5 43,22 61,30 74,87 57,74 81,88 s5 42,87 60,79 74,87 57,26 81,20 s5 44,21 62,73 74,87 59,05 83,79 s5 44,86 63,67 74,87 59,92 85,04 s6 43,62 61,80 74,87 58,27 82,55 s6 43,95 62,27 74,87 58,70 83,17 s6 44,62 63,24 74,87 59,60 84,47 s6 44,94 63,70 74,87 60,03 85,09 s7 38,11 53,92 59,83 63,70 90,13 s7 37,87 53,57 59,83 63,29 89,54 s7 36,94 52,24 59,83 61,75 87,31 s7 36,76 51,97 59,83 61,44 86,86 s8 51,49 73,19 100,00 51,49 73,19 s8 52,69 74,91 100,00 52,69 74,91 s8 51,08 72,59 100,00 51,08 72,59 s8 51,44 73,10 100,00 51,44 73,10 s9 40,59 57,51 74,87 54,21 76,81
Continúa
Continuación s9 39,22 55,54 74,87 Eliminado eliminado s9 42,74 60,60 74,87 57,09 80,94 s9 44,06 62,49 74,87 58,85 83,47 s10 42,15 59,75 74,87 56,30 79,81 s10 41,73 59,15 74,87 55,74 79,01 s10 39,59 56,07 74,87 Eliminado eliminado s10 41,78 59,22 74,87 55,80 79,10 s11 40,94 57,99 74,87 54,68 77,46 s11 41,54 58,86 74,87 55,49 78,62 s11 43,61 61,83 74,87 58,25 82,59 s11 42,64 60,43 74,87 56,95 80,72 s12 44,69 63,39 74,87 59,69 84,68 s12 43,61 61,85 74,87 58,25 82,61 s12 44,23 62,74 74,87 59,08 83,80 s12 43,75 62,04 74,87 58,44 82,87 s13 43,38 61,53 74,87 57,94 82,18 s13 43,50 61,70 74,87 58,10 82,41 s13 43,72 62,01 74,87 58,39 82,83 s13 43,25 61,33 74,87 57,76 81,92
Cuadro D.5. Resumen de datos de Capacidad Antioxidante de los polvos
Mues-tra
Recu-ento
CAO CAO*
(g EAA %ms) (g ET %ms) (g EAA %ms lm) (g ET %ms lm)
Media Error Standard Media
Error Standard Media
Error Standard Media
Error Standard
s1 2 48,5 0,16 68,9 0,24 53,27 0,18 75,62 0,25
s2 2 38,8 0,34 54,9 0,48 61,11 0,52 86,47 0,75
s3 2 47,3 0,88 67,1 1,27 51,90 0,97 73,70 1,39
s4 2 37,0 0,28 52,3 0,40 58,24 0,44 82,37 0,63
s5 2 43,8 0,75 62,1 1,08 58,49 0,99 82,98 1,43
s6 2 44,3 0,50 62,8 0,72 59,15 0,66 83,82 0,96
s7 2 37,4 0,57 52,9 0,82 62,54 0,95 88,46 1,37
s8 2 51,7 0,42 73,4 0,60 51,67 0,41 73,44 0,60
s9 2 42,0 1,41 59,5 2,02 56,09 1,88 79,51 2,69
s10 2 41,9 0,08 59,3 0,12 55,91 0,11 79,25 0,15
s11 2 42,2 0,94 59,8 1,35 56,34 1,26 79,85 1,80
s12 2 44,1 0,08 62,5 0,12 58,86 0,10 83,49 0,15
s13 2 43,5 0,02 61,6 0,03 58,05 0,03 82,33 0,04
Cuadro D.6. Datos crudos de Solubilidad de los polvos (a 25°C)-Experiencia de secado
Polvo Muestra Peso(g bh) Humedad Peso seco (g) Peso Crisol (PC) PC + Ms 105 Solubilidad Solubilidad (%) S1 1 2,0044 7,7046 1,8500 49,8928 50,7555 0,93 93,3
S1 2 2,0000 7,7046 1,8459 49,5829 - - -
S2 1 2,0034 7,0332 1,8625 49,4009 50,2983 0,96 96,4
S2 2 2,0004 7,0332 1,8597 48,0119 48,9181 0,97 97,5
S3 1 1,9993 3,6600 1,9261 46,5868 47,4935 0,94 94,1
S3 2 2,0042 3,6600 1,9308 48,2963 49,1991 0,94 93,5
S4 1 2,0001 4,4464 1,9112 46,6348 47,5219 0,93 92,8
S4 2 2,0007 4,4464 1,9117 43,8294 44,7381 0,95 95,1
S5 1 1,9992 3,1565 1,9361 44,9031 45,8158 0,94 94,3
S5 2 1,9993 3,1565 1,9362 48,3078 49,2538 0,98 97,7
S6 1 2,0006 10,5904 1,7887 49,0666 49,9289 0,96 96,4
S6 2 1,9994 10,5904 1,7877 50,2593 51,1247 0,97 96,8
S7 1 1,9992 7,0950 1,8574 50,3065 51,1866 0,95 94,8
S7 2 2,0000 7,0950 1,8581 50,4392 51,3291 0,96 95,8
S8 1 2,0022 0,0000 2,0022 48,2643 49,1758 0,91 91,0
S8 2 2,0005 0,0000 2,0005 49,0365 49,9451 0,91 90,8
S9 1 2,0028 3,5692 1,9313 48,3000 49,2243 0,96 95,7
S9 2 1,9984 3,5692 1,9271 48,7960 49,7141 0,95 95,3
S10 1 2,0016 3,4512 1,9325 47,3342 48,2445 0,94 94,2
S10 2 1,9974 3,4512 1,9285 50,0112 50,9191 0,94 94,2
S11 1 2,0015 5,6436 1,8885 46,3384 47,2385 0,95 95,3
S11 2 2,0007 5,6436 1,8878 51,4424 52,3336 0,94 94,4 S12 1 1,9967 4,2929 1,9110 48,2906 - - -
S12 2 2,0032 4,2929 1,9172 49,4848 50,3589 0,91 91,2
S13 1 2,0018 3,6228 1,9293 48,5115 49,4185 0,94 94,0
S13 2 1,9999 3,6228 1,9274 50,0592 50,9738 0,95 94,9
Cuadro D.7. Resumen de datos de solubilidad de los polvos
Solubilidad (S; %)
Muestra Réplica Media Error Standard
S1 1 93 0,00 S2 2 97 0,55 S3 2 94 0,30 S4 2 94 1,15 S5 2 96 1,70 S6 2 97 0,20 S7 2 95 0,50 S8 2 91 0,10 S9 2 96 0,20 S10 2 94 0,00 S11 2 95 0,45 S13 2 94 0,45 S9-13 (promediado) 95 0,48
Cuadro D.8. Datos usados para el análisis de superficie de respuesta (con variables independientes codificadas)
Polvo x1 x2 CPTP CAO-EAA CAO-ET S s1 -1 -1 37,90 48,5 68,9 93,3
s2 -1 1 29,30 38,8 54,9 97,0
s3 1 -1 38,80 47,3 67,1 93,8
s4 1 1 28,90 37,0 52,3 94,0
s5 1,41 0 34,30 43,8 62,1 96,0
s6 -1,41 0 33,50 44,3 62,8 96,6
s7 0 1,41 28,20 37,4 52,9 95,3
s8 0 -1,41 44,70 51,7 73,4 90,9
s9 0 0 34,14 42,0 59,5 95,5
s10 0 0 33,65 42,0 59,5 94,2
s11 0 0 33,66 42,2 59,8 94,9
s12 0 0 34,32 44,1 62,5 94,5
s13 0 0 33,74 43,5 61,6 --
Cuadro D.9. Análisis de superficie de respuesta
Variables: a)- variable dependiente: contenido de polefenoles totales de los polvos (CPTP; g EAC %ms); b)- variable dependiente: capacidad antioxidante (CAO-EAA; g EAA %ms); c)- variable dependiente: capacidad antioxidante (CAO-ET; gET %ms); d)- variable dependiente: Solubilidad (S; %).
a)- variable dependiente: contenido de polefenoles totales de los polvos (CPTP; g EAC %ms)
Regresión No líneal
-------------------
Variable dependiente: CPTP
Variables independientes:
x1
x2
Función a estimar: A0+a1*x1+a2*x2+a11*x1^2+a22*x2^2+ a12*x1*x2
Estimaciones del parámetro inicial:
A0 = 0,1
a1 = 0,1
a2 = 0,1
a11 = 0,1
a22 = 0,1
a12 = 0,1
Método de estimación: Marquardt
La estimación se detuvo debido a la convergencia de la suma de cuadrados de residuos.
Número de iteracciones: 3
Número de llamadas de funciones: 23
Resultados de la Estimación
---------------------------------------------------- ------------------------
Asintótica 95,0%
Asintótica Intervalos de Confianza
Parámetro Estimado Error Estándar Inferior Superior
---------------------------------------------------- ------------------------
A0 33,9075 0,4674 32,8022 35,0127
a1 0,204107 0,370066 -0,670961 1,07918
a2 -5,2362 0,370066 -6,11127 -4,36113
a11 -0,370328 0,397958 -1,31135 0,570695
a22 0,912304 0,397958 -0,0287192 1,85333
a12 -0,325 0,522573 -1,56069 0,910691
---------------------------------------------------- ------------------------
Análisis de Varianza
---------------------------------------------------- -
Fuente Suma de Cuadrados Gl Cuadrado Me dio
---------------------------------------------------- -
Modelo 15467,8 6 2577,9 6
Residuos 7,6463 7 1,0923 3
---------------------------------------------------- -
Total 15475,4 13
Total (Corr.) 234,492 12
R-Cuadrado = 96,7392 porcentaje
R-Cuadrado (adaptado para g.l.) = 94,4101 porcentaje
Error Estándar de la Est. = 1,04515
Error absoluto de la Media = 0,568978
Estadístico Durbin-Watson = 1,62797
Autocorrelación residual Lag 1 = 0,0809344
Análisis de Residuos
---------------------------------
Estimación Validación
n 13
MSE 1,09233
MAE 0,568978
MAPE 1,5343
ME 3,98003E-8
MPE -0,0350083
b)- variable dependiente: capacidad antioxidante (CAO-EAA; g EAA %ms)
Regresión No líneal
-------------------
Variable dependiente: CAO (gEAA %ms)
Variables independientes (CODIFICADAS): x1; x2
Función a estimar: A0+a1*x1+a2*x2+a11*x1^2+a22*x2^2 +a12*x1*x2
Estimaciones del parámetro inicial: A0 = 0,1=a1=a2 =a11=a22=a12=0,1
Método de estimación: Marquardt
La estimación se detuvo debido a la convergencia de la suma de cuadrados de
Número de iteracciones: 3
Número de llamadas de funciones: 23
Resultados de la Estimación
--------------------------------------------------- ------------------------
Asintótica 95,0%
Asintótica Intervalos de Confianz
Parámetro Estimado Error Estándar Inferior Superio
--------------------------------------------------- ------------------------
A0 42,7634 0,490596 41,6033 43,923
a1 -0,464507 0,388431 -1,383 0,45398
a2 -5,03536 0,388431 -5,95385 -4,1168
a11 0,292772 0,417707 -0,694951 1,280
a22 0,544268 0,417707 -0,443455 1,5319
a12 -0,15 0,548507 -1,44702 1,1470
--------------------------------------------------- ------------------------
Análisis de Varianza
--------------------------------------------------- --
Fuente Suma de Cuadrados Gl Cuadrado M edio
--------------------------------------------------- --
Modelo 24554,0 6 4092, 34
Residuos 8,42406 7 1,203 44
--------------------------------------------------- --
Total 24562,5 13
Total (Corr.) 214,863 12
R-Cuadrado = 96,0793 porcentaje
R-Cuadrado (adaptado para g.l.) = 93,2789 porcentaj e
Error Estándar de la Est. = 1,09701
Error absoluto de la Media = 0,75256
Estadístico Durbin-Watson = 1,39745
Autocorrelación residual Lag 1 = 0,257036
Análisis de Residuos
---------------------------------
Estimación Validación
n 13
MSE 1,20344
MAE 0,75256
MAPE 1,74987
ME 5,00924E-8
MPE -0,0354625
c)- variable dependiente: capacidad antioxidante (CAO-ET; gET %ms)
Variable dependiente: CAO (gET %ms)
Variables independientes: x1; x2
Función a estimar: A0+a1*x1+a2*x2+a11*x1^2+a22*x2^2 +a12*x1*x2
Estimaciones del parámetro inicial: A0=a1=a2=a11=a2 2=a12=0,1
Método de estimación: Marquardt
La estimación se detuvo debido a la convergencia de la suma de cuadrados
Número de iteracciones: 3
Número de llamadas de funciones: 23
Resultados de la Estimación
--------------------------------------------------- ----------------------
Asintótica 95,0%
Asintótica Intervalos de Confia
Parámetro Estimado Error Estándar Inferior Super
--------------------------------------------------- ----------------------
A0 60,5848 0,700658 58,928 62,2
a1 -0,675384 0,554749 -1,98716 0,636
a2 -7,23465 0,554749 -8,54642 -5,92
a11 0,431868 0,59656 -0,978777 1,84
a22 0,783963 0,59656 -0,626682 2,19
a12 -0,2 0,783365 -2,05237 1,65
--------------------------------------------------- ----------------------
Análisis de Varianza
--------------------------------------------------- --
Fuente Suma de Cuadrados Gl Cuadrado M edio
--------------------------------------------------- --
Modelo 49325,3 6 8220, 88
Residuos 17,1825 7 2,454 64
--------------------------------------------------- --
Total 49342,5 13
Total (Corr.) 443,468 12
R-Cuadrado = 96,1254 porcentaje
R-Cuadrado (adaptado para g.l.) = 93,3579 porcentaj e
Error Estándar de la Est. = 1,56673
Error absoluto de la Media = 1,07029
Estadístico Durbin-Watson = 1,4194
Autocorrelación residual Lag 1 = 0,249457
Análisis de Residuos
---------------------------------
Estimación Validación
n 13
MSE 2,45464
MAE 1,07029
MAPE 1,75854
ME 7,09433E-8
MPE -0,0361757
d)- variable dependiente: Solubilidad (S; %)
Regresión No líneal
-------------------
Variable dependiente: S (%)
Variables independientes: x1; x2
Función a estimar: A0+a1*x1+a2*x2+a11*x1^2+a22*x2^2 +a12*x1*x2
Estimaciones del parámetro inicial: A0=a1=a2=a11=a1 2=a22=0,1
Método de estimación: Marquardt
La estimación se detuvo debido a la convergencia de las estimaciones del parámetro.
Número de iteracciones: 4
Número de llamadas de funciones: 29
Resultados de la Estimación
--------------------------------------------------- -------------------------
Asintótica 95,0%
Asintótica Intervalos de Confianza
Parámetro Estimado Error Estándar Inferior Superior
--------------------------------------------------- -------------------------
A0 94,7755 0,29083 94,0639 95,4872
a1 -0,419498 0,205956 -0,923456 0,0844595
a2 1,26677 0,205956 0,762811 1,77073
a11 0,722906 0,230884 0,157953 1,28786
a22 -0,886671 0,230884 -1,45162 -0,321718
a12 -0,875 0,290832 -1,58664 -0,163357
--------------------------------------------------- -------------------------
Análisis de Varianza
--------------------------------------------------- --
Fuente Suma de Cuadrados Gl Cuadrado M edio
--------------------------------------------------- --
Modelo 107569,0 6 17928 ,2
Residuos 2,03 6 0,3383 33
--------------------------------------------------- --
Total 107571,0 12
Total (Corr.) 29,6067 11
R-Cuadrado = 93,1434 porcentaje
R-Cuadrado (adaptado para g.l.) = 87,4296 porcentaj e
Error Estándar de la Est. = 0,581664
Error absoluto de la Media = 0,356562
Estadístico Durbin-Watson = 3,25369
Autocorrelación residual Lag 1 = -0,687051
Análisis de Residuos
---------------------------------
Estimación Validación
n 12
MSE 0,338333
MAE 0,356562
MAPE 0,376964
ME 1,52381E-7
MPE -0,00193406
Cuadro D.10. Estimación de errores del análisis de superficie de respuesta Para: a)- variable dependiente: contenido de polefenoles totales de los polvos (CPTP; g EAC %ms); b)- variable dependiente: capacidad antioxidante (CAO-EAA; g EAA %ms); c)- variable dependiente: capacidad antioxidante (CAO-ET; gET %ms); d)- variable dependiente: Solubilidad (S; %)
a)- variable dependiente: contenido de polefenoles totales de los polvos (CPTP; g EAC %ms)
CPTP Ypred Ypred-Yexp (Ypred-Yexp)2 ABS(YpreYexp)/Yexp (Yexp-Yprom)2
39,2 1,30 1,69 0,03 13,1
29,3 0,03 0,00 0,00 24,4
40,2 1,37 1,89 0,04 21,2
29,1 0,20 0,04 0,01 28,6
33,5 -0,81 0,65 0,02 0,0
32,9 -0,60 0,36 0,02 0,6
28,3 0,15 0,02 0,01 36,6
43,1 -1,63 2,66 0,04 110,2
33,9 -0,23 0,05 0,01 0,0
33,9 0,25 0,06 0,01 0,3
33,9 0,24 0,06 0,01 0,3
33,9 -0,41 0,17 0,01 0,0
33,9 0,17 0,03 0,00 0,2
sumatorias 0,05 7,70 0,20 235,57
Np=6 N: número de datos exp 13
R2 0,967
χ2 1,099
RMSE 0,769
MPE 1,537
b)- variable dependiente: capacidad antioxidante (CAO-EAA; g EAA %ms)
CAO-EAA
Ypred Ypred-Yexp (Ypred-Yexp)2 ABS(Ypre-Yexp)/Yexp (Yexp-Yprom)2
49,0 0,41 0,17 0,01 27,8
39,2 0,35 0,12 0,01 19,7
48,3 1,03 1,07 0,02 16,2
38,0 0,95 0,90 0,03 39,3
42,7 -1,10 1,21 0,03 0,3
44,0 -0,28 0,08 0,01 1,0
36,7 -0,67 0,45 0,02 34,2
50,9 -0,73 0,53 0,01 70,7
42,8 0,77 0,59 0,02 1,6
42,8 0,81 0,66 0,02 1,7
42,8 0,58 0,34 0,01 1,2
42,8 -1,31 1,71 0,03 0,6
42,8 -0,70 0,49 0,02 0,0
Sumatorias 0,12 8,32 0,23 214,30
Np=6 N: número de datos exp 13
R2 0,961
χ2 1,189
RMSE 0,800
MPE 1,737
c)- variable dependiente: capacidad antioxidante (CAO-ET; gET %ms)
CAO-ET
Ypred Ypred-Yexp (Ypred-Yexp)2 ABS(Ypre-Yexp)/Yexp (Yexp-Yprom)2
69,5 0,62 0,38 0,01 57,0
55,4 0,49 0,24 0,01 40,9
68,6 1,42 2,01 0,02 33,6
53,7 1,35 1,82 0,03 81,1
60,5 -1,63 2,66 0,03 0,6
62,4 -0,36 0,13 0,01 2,0
51,9 -0,98 0,97 0,02 70,9
72,3 -1,10 1,22 0,02 146,5
60,6 1,06 1,12 0,02 3,3
60,6 1,12 1,25 0,02 3,5
60,6 0,81 0,65 0,01 2,5
60,6 -1,92 3,69 0,03 1,3
60,6 -1,06 1,12 0,02 0,1
sumatorias -0,19 17,25 0,23 443,30
Np=6 N: número de datos exp 13
R2 0,961
χ2 2,464
RMSE 1,152
MPE 1,756
d)- variable dependiente: Solubilidad (S; %)
S Ypred Ypred-Yexp (Ypred-Yexp)2 ABS(Ypre-Yexp)/Yexp (Yexp-Yprom)2
92,9 -0,41 0,17 0,00 1,8
97,2 0,22 0,05 0,00 5,3
93,8 0,00 0,00 0,00 0,7
94,6 0,63 0,40 0,01 0,5
95,6 -0,38 0,14 0,00 1,8
96,8 0,20 0,04 0,00 3,8
94,8 -0,50 0,25 0,01 0,4
91,2 0,33 0,11 0,00 14,1
94,8 -0,72 0,52 0,01 0,7
94,8 0,58 0,33 0,01 0,2
94,8 -0,07 0,01 0,00 0,0
94,8 0,33 0,11 0,00 0,0
sumatorias 0,20 2,13 0,05 29,44
Np=6 N: número de datos exp 12
R2 0,92762222
χ2 0,35513363
RMSE 0,42138678
MPE 0,38576537
Cuadro D.11. Datos crudos de determinación de humedad (CH, %bh)
Muestra NºCrisol Peso Crisol Crisol + Mh Crisol + Ms Peso Mh Peso Ms CH (%bh)
S1 29 19,0094 21,0153 20,8608 2,0059 1,8514 7,7023
21 18,9833 20,9893 20,8347 2,0060 1,8514 7,7069
S2 22 18,6367 20,6370 20,4961 2,0003 1,8594 7,0439
23 18,1001 20,1008 19,9603 2,0007 1,8602 7,0225
S3 28 19,2766 21,2726 21,1982 1,9960 1,9216 3,7275
27 19,1006 21,1075 21,0354 2,0069 1,9348 3,5926
S4 859 36,3850 38,3806 38,2934 1,9956 1,9084 4,3696
860 37,5366 39,5352 39,4448 1,9986 1,9082 4,5232
S5 815 36,9073 38,9037 38,8408 1,9964 1,9335 3,1507
24 18,2105 20,2185 20,1550 2,0080 1,9445 3,1624
S6 21 18,9826 20,4032 20,2518 1,4206 1,2692 10,6575
27 19,1017 20,5157 20,3669 1,4140 1,2652 10,5233
S7 25 18,5081 20,5064 20,3657 1,9983 1,8576 7,0410
26 19,0716 21,0747 20,9315 2,0031 1,8599 7,1489
S8 842 36,8387 38,8381 38,7574 1,9994 1,9187 4,0362
858 36,3960 38,3956 38,3155 1,9996 1,9195 4,0058
S9 841 36,7338 38,7349 38,6614 2,0011 1,9276 3,6730
852 37,4838 39,4835 39,4142 1,9997 1,9304 3,4655
S10 836 36,4564 38,4583 38,3907 2,0019 1,9343 3,3768
849 38,1236 40,1233 40,0528 1,9997 1,9292 3,5255
S11 828 36,8941 38,8895 38,7777 1,9954 1,8836 5,6029
844 37,0971 39,1044 38,9903 2,0073 1,8932 5,6843
S12 831 36,1797 38,1717 38,0872 1,9920 1,9075 4,2420
816 36,4399 38,4427 38,3557 2,0028 1,9158 4,3439
S13 5 13,5446 14,5162 14,4806 0,9716 0,9360 3,6641
28 19,2768 20,1898 20,1571 0,9130 0,8803 3,5816 Mh: muestra húmeda; Ms: muestra seca; CH: contenido de humedad
Resumen de resultados de la determinación del contenido de humedad (CH, %bh)
Desviación Estándar
Error Estándar NºMuestra Recuento Promedio
S1 2 7,7 0,00325269 0,0023 S2 2 7,03 0,0151321 0,0107 S3 2 3,66 0,0953887 0,06745 S4 2 4,45 0,108612 0,0768 S5 2 3,15 0,00827315 0,00585 S6 2 10,56 0,0948937 0,0671 S7 2 7,09 0,0762968 0,05395 S8 2 4,02 0,021496 0,0152 S9-13 10 4,12 0,865548 0,27371
Cuadro D.12. Datos crudos de determinación de densidad bruta (db; g/mL) Muestra Peso (g) Volumen (mL) Densidad CV %
S1 1,9994 6,9 0,2898 0,8290 S1 1,9998 6,8 0,2941
S1 2,0014 6,9 0,2901 S2 2,0004 5,9 0,3391
1,5746 S2 2,0041 6,1 0,3285 S2 2,0021 6,0 0,3337 S3 2,0008 8,7 0,2300
1,3833 S3 1,9977 8,9 0,2245 S3 1,9994 8,9 0,2247 S4 2,0004 6,3 0,3175
1,4460 S4 2,0054 6,5 0,3085 S4 1,9984 6,4 0,3123 S5 2,0004 7,0 0,2858
1,6661 S5 2,0015 7,0 0,2859 S5 1,9993 7,2 0,2777 S6 1,9986 4,4 0,4542
0,0551 S6 1,9984 4,4 0,4542 S6 2,0004 4,4 0,4546 S7 2,0007 5,7 0,3510
1,7707 S7 2,0010 5,6 0,3573 S7 2,0001 5,5 0,3637
S8/2 1,9999 7,9 0,2532 1,2257 S8/2 2,0009 8,1 0,2470
S8/2 1,9995 8,0 0,2499 S9 1,9976 7,7 0,2594
1,8613 S9 2,0005 8,0 0,2501 S9 2,0030 7,9 0,2535 S10 1,9990 8,0 0,2499
2,5254 S10 2,0008 8,3 0,2411 S10 1,9998 8,4 0,2381 S11 1,9981 8,0 0,2498
1,2612 S11 1,9992 8,1 0,2468 S11 1,9996 7,9 0,2531 S12 1,9969 6,9 0,2894
1,6054 S12 2,0009 7,1 0,2818 S12 1,9967 7,1 0,2812 S13 1,9977 7,3 0,2737
1,4633 S13 2,0022 7,5 0,2670 S13 2,0004 7,5 0,2667
CV(%): coeficiente de variación
Resumen de resultados de la determinación de la densidad (db; g/mL)
X1 X2 Muestra N° replicas Densidad
Media Error Standard 200 2,05 S1 3 0,291 0,001 200 12,05 S2 3 0,334 0,003 240 2,05 S3 3 0,226 0,002 240 12,05 S4 3 0,313 0,003
248,2 7,05 S5 3 0,283 0,003 191,8 7,05 S6 3 0,454 0,000 220 14,10 S7 3 0,357 0,004 220 0,00 S8 3 0,250 0,002 220 7,05 S9 3 0,254 0,003 220 7,05 S10 3 0,243 0,004 220 7,05 S11 3 0,250 0,002 220 7,05 S12 3 0,284 0,003 220 7,05 S13 3 0,269 0,002
s9-13 prom
0,260 0,007
Cuadro D.13. Análisis de correlación entre contenido de humedad (CH) y densidad (db)
MUESTRA N° de replicas db (g/L) CH (%bh) S1 3 0,291 7,7 S2 3 0,334 7,03 S3 3 0,226 3,66 S4 3 0,313 4,45 S5 3 0,283 3,16 S6 3 0,454 10,59 S7 3 0,357 7,09
S8/2 3 0,250 4,02 S9 3 0,254 3,57 S10 3 0,243 3,45 S11 3 0,250 5,64 S12 3 0,284 4,29 S13 3 0,269 3,62
s9-13 prom
0,260 4,114
Análisis de Regresión - Modelo Lineal Y = a + b*X
--------------------------------------------------- ---------------------
Variables: CH (%bh) y db (g/mL)
--------------------------------------------------- ---------------------
Error Estadíst ico
Parámetro Estimación estándar T P-Valor
--------------------------------------------------- ---------------------
Ordenada -3,82477 1,73134 -2,20 913 0,0493
Pendiente 30,9853 5,79468 5,3 472 0,0002
--------------------------------------------------- ---------------------
Análisis de la Varianza
--------------------------------------------------- ---------------------
Fuente Suma de cuadrados GL Cuadrado medio Cociente-F P-
--------------------------------------------------- ---------------------
Modelo 43,2682 1 43,26 82 28,59 0
Residuo 16,646 11 1,513 27
--------------------------------------------------- ---------------------
Total (Corr.) 59,9142 12
Coeficiente de Correlación = 0,849806
R-cuadrado = 72,217 porcentaje
R-cuadrado (ajustado para g.l.) = 69,6913 porcentaj e
Error estándar de est. = 1,23015
Error absoluto medio = 0,870794
Estadístico de Durbin-Watson = 1,3643 (P=0,0534)
Autocorrelación residual en Lag 1 = 0,105101
Cuadro D.14. Determinación de parámetros de color X1 X2 Polvo Muestra L* a* b* 200 2,05 s1 s1 58,44 -1,13 24,95 200 2,05 s1 s1 58,50 -1,04 24,97 200 2,05 s1 s1 58,56 -1,20 24,98 200 12,05 s2 s2 58,70 -1,30 24,63 200 12,05 s2 s2 58,62 -1,35 24,55 200 12,05 s2 s2 58,54 -1,34 24,47 240 2,05 s3 s3 60,56 -1,86 25,33 240 2,05 s3 s3 60,58 -1,94 25,34 240 2,05 s3 s3 60,55 -1,94 25,31 240 12,05 s4 s4 62,45 -2,28 24,87 240 12,05 s4 s4 62,46 -2,22 24,85 240 12,05 s4 s4 62,48 -2,28 24,81
248,2 7,05 s5 s5 58,92 -1,84 24,63 248,2 7,05 s5 s5 58,86 -1,91 24,56 248,2 7,05 s5 s5 59,00 -1,76 24,49 191,8 7,05 s6 s6 50,19 1,17 24,10 191,8 7,05 s6 s6 50,10 1,06 24,10 191,8 7,05 s6 s6 49,99 1,04 24,10 220 14,10 s7 s7 59,85 -1,92 24,83 220 14,10 s7 s7 59,76 -1,93 24,87 220 14,10 s7 s7 59,68 -2,02 24,88 220 0,00 s8 s8 58,59 -1,34 24,96 220 0,00 s8 s8 58,60 -1,23 24,98 220 0,00 s8 s8 58,50 -1,32 24,96 220 7,05 s9 s9 60,82 -2,47 24,56 220 7,05 s9 s9 60,72 -2,56 24,60 220 7,05 s9 s9 61,06 -2,55 24,81 220 7,05 s10 s10 61,54 -2,01 25,19 220 7,05 s10 s10 61,52 -2,12 25,22 220 7,05 s10 s10 61,49 -1,98 25,23 220 7,05 s11 s11 61,75 -1,97 25,15 220 7,05 s11 s11 61,77 -1,93 25,17 220 7,05 s11 s11 61,77 -1,99 25,16 220 7,05 s12 s12 58,20 -1,64 24,83 220 7,05 s12 s12 58,18 -1,77 24,84 220 7,05 s12 s12 58,06 -1,73 24,87
Resumen de resultados de la determinación de los parámetros de color
Muestra L* a* b* s1 58,50±0,035 -1,12±0,046 24,97±0,01 s2 58,62±0,046 -1,33±0,015 24,55±0,05 s3 60,56±0,009 -1,91±0,027 25,33±0,01 s4 62,46±0,009 -2,26±0,02 24,84±0,02 s5 58,93±0,041 -1,84±0,043 24,56±0,04 s6 50,09±0,058 1,09±0,04 24,10±0,00 s7 59,76±0,049 -1,96±0,032 24,86±0,01 s8 58,56±0,032 -1,30±0,034 24,97±0,01
s9-12 60,57±0,434 -2,06±0,09 24,97±0,07
Cuadro D.15. Datos crudos de determinación de ganancia de humedad de los diferentes polvos, almacenados a 22 °C y 84,34% de humedad relativa.
0h 12 h 24 h 48 h 72 h 120 h 168 h Muestra Frasco p(f+tapa) p(polvo) P(F+tapa+muestra)
S1 44 4,4562 1,0028 5,4590 5,5376 5,5908 5,6404 5,6831 5,7057 5,7433 S1 32 3,9277 1,0570 4,9847 5,0491 5,0994 5,1599 5,1913 5,2346 5,2633 S1 10 4,0353 1,0645 5,0998 5,1713 5,2169 5,2732 5,3050 5,3490 5,3782 S2 16 4,3881 1,0055 5,3936 5,4696 5,5382 5,5652 5,5856 5,6176 5,6538 S2 22 5,2432 1,0175 6,2607 6,3233 6,3677 6,4186 6,4460 6,4859 6,511 S2 26 4,3380 1,0121 5,3501 5,4188 5,4668 5,5134 5,5168 5,5590 5,5875 S3 20 4,2905 1,0180 5,3085 5,3902 5,4358 5,4841 5,5135 5,5545 5,5835 S3 24 4,2479 1,0162 5,2641 5,3459 5,3983 5,4485 5,4808 5,5236 5,5713 S3 46 4,2718 1,0128 5,2846 5,3613 5,4141 5,4665 5,4951 5,5337 5,5635 S4 42 4,3436 1,0104 5,3540 5,4186 5,467 5,5148 5,5203 5,5619 5,5883 S4 45 4,0897 1,0056 5,0953 5,1802 5,2283 5,2733 5,2772 5,3203 5,3459 S4 35 4,4479 1,0193 5,4672 5,5365 5,5841 5,6292 5,6549 5,6873 5,7133 S5 17 5,1307 1,0104 6,1411 6,2170 6,2619 6,3196 6,3389 6,3778 6,4057 S5 11 4,1393 1,0056 5,1449 5,2217 5,2724 5,3213 5,3503 5,3809 5,4123 S5 48 4,4190 1,0193 5,4383 5,5520 5,5769 5,6239 5,6549 5,6810 5,7107 S6 36 5,0569 1,0396 6,0965 6,1521 6,1969 6,2538 6,2809 6,3175 6,3516 S6 33 3,9832 1,0659 5,0491 5,1051 5,1562 5,2162 5,2158 5,2615 5,2927 S6 15 4,4463 1,1657 5,6120 5,6623 5,7124 5,7791 5,8111 5,8501 5,9165 S7 18 4,0051 1,0030 5,0081 5,0758 5,1474 5,1789 5,2030 5,2364 5,2603 S7 52 3,9219 1,0018 4,9237 4,9956 5,0414 5,0884 5,0896 5,1338 5,1618 S7 13 4,5441 1,0025 5,5466 5,6196 5,6674 5,7116 5,7436 5,7941 5,8016 S8 19 4,5223 1,0090 5,5313 5,6082 5,6597 5,7111 5,7420 5,7824 5,8111 S8 27 4,0877 1,0283 5,1160 5,1966 5,2422 5,2953 5,3268 5,3757 5,4021 S8 21 3,9985 1,0091 5,0076 5,0842 5,1326 5,1878 5,2182 5,2620 5,2880 S11 34 4,0085 1,0470 5,0555 5,1268 5,1776 5,2272 5,2847 5,2898 5,3173 S11 7 4,1443 1,0477 5,1920 5,2525 5,2955 5,3417 5,3702 5,4092 5,4359 S11 1 4,3930 1,0170 5,4100 5,4866 5,5364 5,5880 5,6177 5,6532 5,5889
Cuadro D.16. Planilla de cálculo de higroscopicidad (HG, %) Muestra X1 X2 HG(12h) HG(%)
S1 200 2,05 0,0786 7,8 S1 200 2,05 0,0644 6,1 S1 200 2,05 0,0715 6,7 S2 200 12,05 0,0760 7,6 S2 200 12,05 0,0626 6,2 S2 200 12,05 0,0687 6,8 S3 240 2,05 0,0817 8,0 S3 240 2,05 0,0818 8,0 S3 240 2,05 0,0767 7,6 S4 240 12,05 0,0646 6,4 S4 240 12,05 0,0849 8,4 S4 240 12,05 0,0693 6,8 S5 248,2 7,05 0,0759 7,5 S5 248,2 7,05 0,0768 7,6 S5 248,2 7,05 0,1137 ----- S6 191,8 7,05 0,0556 5,3 S6 191,8 7,05 0,0560 5,3 S6 191,8 7,05 0,0503 4,3 S7 220 14,10 0,0677 6,7 S7 220 14,10 0,0719 7,2 S7 220 14,10 0,0730 7,3 S8 220 0,00 0,0769 7,6 S8 220 0,00 0,0806 7,8 S8 220 0,00 0,0766 7,6 S11 220 7,05 0,0713 6,8 S11 220 7,05 0,0605 5,8 S11 220 7,05 0,0766 7,5
Resumen de resultados para Higroscopicidad (HG; %)
HG (%) Muestra Recuento Valor medio Error Estándar
S1 3 6,9 0,50 S2 3 6,9 0,41 S3 3 7,9 0,13 S4 3 7,2 0,61 S5 3 8,8 1,22 S6 3 5,0 0,33 S7 3 7,1 0,19 S8 3 7,7 0,07 S9 3 6,7 0,49
Cuadro D.17. Valores medios de ganancia en peso
Función: G(t)=P(t)-P(t=0) (en g agua/g ms) a partir de tres replicas para el modelado de la cinética de adsorción-Análisis de ajuste de modelos.
G(t)=P(t)-P(t=0)
t (h) s1 s2 s3 s4 s5 s6 s7 s8 s9 0 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00
12 0,07 0,17 0,08 0,07 0,09 0,05 0,07 0,08 0,07 24 0,12 0,22 0,13 0,12 0,13 0,10 0,13 0,13 0,12 48 0,18 0,26 0,18 0,17 0,18 0,16 0,17 0,18 0,17 72 0,21 0,28 0,21 0,18 0,21 0,18 0,19 0,21 0,21
120 0,25 0,32 0,25 0,22 0,24 0,22 0,23 0,26 0,23 168 0,28 0,35 0,29 0,24 0,27 0,27 0,25 0,28 0,23 456 0,34 0,39 0,35 0,29 0,32 0,33 0,29 0,35 0,32 480 0,34 0,40 0,35 0,29 0,34 0,33 0,29 0,35 0,32 528 0,34 0,40 0,36 0,31 0,33 0,33 0,30 0,35 0,33
Cuadro D.16. Análisis de Regresión No Lineal empleado en el modelado de la cinética de adsorción y gráficos de ajuste de los modelos Variable dependiente: G(t)=P(t)-P(t=0), g Agua/g ms). Estimaciones iniciales de parámetros: a = 0,1, b = 0,1, K1= 0,1 y K2 = 0,1. Funciones a estimar: Modelo LOG: G=a*LOG10(t)+b ; Modelo de Peleg: G= t / (k1 +k2*t)
Modelo Logarítmico-muestra S1: Método de estimación: Marquardt. La estimación se detuvo debido a convergencia de los parámetros estimados. Número de iteraciones: 4. Número de llamadas de la función: 13 Resultados de la Estimación Intervalo Confianza a 95,0% Error Estándar Asintótico Parámetro Estimado Asintótico Inferior Superior a 0,167437 0,00468421 0,15636 0,178513 B -0,105002 0,00991126 -0,128439 -0,0815659 Análisis de Varianza Fuente Suma de Cuadrados Gl Cuadrado Medio Modelo 0,583067 2 0,291534 Residuo 0,000432631 7 0,0000618045 Total 0,5835 9 Total (Corr.) 0,0794 8 R-Cuadrada = 99,4551 porciento R-Cuadrada (ajustada por g.l.) = 99,3773 porciento Error estándar del est. = 0,00786158 Error medio absoluto = 0,00595425 Modelo Logarítmico-muestra S2: Método de estimación: Marquardt. La estimación se detuvo debido a convergencia de los parámetros estimados. Número de iteraciones: 4. Número de llamadas de la función: 13 Resultados de la Estimación Intervalo Confianza a 95,0% Error Estándar Asintótico Parámetro Estimado Asintótico Inferior Superior a 0,139801 0,0042042 0,12986 0,149743 b 0,0247231 0,0088956 0,00368833 0,045758
Análisis de Varianza Fuente Suma de Cuadrados Gl Cuadrado Medio Modelo 0,919951 2 0,459976 Residuo 0,000348506 7 0,0000497866 Total 0,9203 9 Total (Corr.) 0,0554 8 R-Cuadrada = 99,3709 porciento R-Cuadrada (ajustada por g.l.) = 99,2811 porciento Error estándar del est. = 0,00705596 Error medio absoluto = 0,00483894 Modelo Logarítmico-muestra S3: Método de estimación: Marquardt La estimación se detuvo debido a convergencia de los parámetros estimados. Número de iteraciones: 4. Número de llamadas de la función: 13 Resultados de la Estimación Intervalo Confianza a 95,0% Error Estándar Asintótico Parámetro Estimado Asintótico Inferior Superior A 0,171647 0,00343853 0,163516 0,179778 B -0,105817 0,00727554 -0,123021 -0,088613 Análisis de Varianza Fuente Suma de Cuadrados Gl Cuadrado Medio Modelo 0,620767 2 0,310383 Residuo 0,000233126 7 0,0000333037 Total 0,621 9 Total (Corr.) 0,0832222 8 R-Cuadrada = 99,7199 porciento R-Cuadrada (ajustada por g.l.) = 99,6799 porciento Error estándar del est. = 0,00577093 Error medio absoluto = 0,00320606 Modelo Logarítmico-muestra S4: Método de estimación: Marquardt. La estimación se detuvo debido a convergencia de los parámetros estimados. Número de iteraciones: 4. Número de llamadas de la función: 13 Resultados de la Estimación Intervalo Confianza a 95,0% Error Estándar Asintótico Parámetro Estimado Asintótico Inferior Superior A 0,138017 0,00418317 0,128125 0,147908 B -0,0716351 0,00885112 -0,0925647 -0,0507055 Análisis de Varianza Fuente Suma de Cuadrados Gl Cuadrado Medio Modelo 0,450555 2 0,225277 Residuo 0,000345029 7 0,0000492899 Total 0,4509 9 Total (Corr.) 0,054 8 R-Cuadrada = 99,3611 porciento R-Cuadrada (ajustada por g.l.) = 99,2698 porciento Error estándar del est. = 0,00702068 Error medio absoluto = 0,00572986 Modelo Logarítmico-muestra S5:
Método de estimación: Marquardt. La estimación se detuvo debido a convergencia de los parámetros estimados. Número de iteraciones: 4.Número de llamadas de la función: 13 Resultados de la Estimación Intervalo Confianza a 95,0% Error Estándar Asintótico Parámetro Estimado Asintótico Inferior Superior a 0,150661 0,00380809 0,141656 0,159665 B -0,0729921 0,00805748 -0,0920451 -0,0539392 Análisis de Varianza Fuente Suma de Cuadrados Gl Cuadrado Medio Modelo 0,558614 2 0,279307 Residuo 0,000285929 7 0,000040847 Total 0,5589 9 Total (Corr.) 0,0642222 8 R-Cuadrada = 99,5548 porciento R-Cuadrada (ajustada por g.l.) = 99,4912 porciento Error estándar del est. = 0,00639117 Error medio absoluto = 0,00451704 Modelo Logarítmico-muestra S6: Método de estimación: Marquardt. La estimación se detuvo debido a convergencia de los parámetros estimados. Número de iteraciones: 4. Número de llamadas de la función: 13 Resultados de la Estimación Intervalo Confianza a 95,0% Error Estándar Asintótico Parámetro Estimado Asintótico Inferior Superior a 0,175497 0,00521069 0,163176 0,187818 b -0,139228 0,0110252 -0,165299 -0,113158 Análisis de Varianza Fuente Suma de Cuadrados Gl Cuadrado Medio Modelo 0,517965 2 0,258982 Residuo 0,000535346 7 0,0000764781 Total 0,5185 9 Total (Corr.) 0,0872889 8 R-Cuadrada = 99,3867 porciento R-Cuadrada (ajustada por g.l.) = 99,2991 porciento Error estándar del est. = 0,00874517 Error medio absoluto = 0,00565701 Modelo Logarítmico-muestra S7: Método de estimación: Marquardt. La estimación se detuvo debido a convergencia de los parámetros estimados. Número de iteraciones: 4. Número de llamadas de la función: 13 Resultados de la Estimación Intervalo Confianza a 95,0% Error Estándar Asintótico Parámetro Estimado Asintótico Inferior Superior a 0,133393 0,00587166 0,119509 0,147277 b -0,0588668 0,0124238 -0,0882444 -0,0294892 Análisis de Varianza Fuente Suma de Cuadrados Gl Cuadrado Medio Modelo 0,45972 2 0,22986 Residuo 0,000679777 7 0,000097111 Total 0,4604 9 Total (Corr.) 0,0508 8 R-Cuadrada = 98,6619 porciento R-Cuadrada (ajustada por g.l.) = 98,4707 porciento
Error estándar del est. = 0,00985449 Error medio absoluto = 0,00755867 Modelo Logarítmico-muestra S8: Método de estimación: Marquardt. La estimación se detuvo debido a convergencia de los parámetros estimados. Número de iteraciones: 4. Número de llamadas de la función: 13 Resultados de la Estimación Intervalo Confianza a 95,0% Error Estándar Asintótico Parámetro Estimado Asintótico Inferior Superior a 0,168707 0,00341266 0,160637 0,176777 b -0,100928 0,00722079 -0,118003 -0,0838539 Análisis de Varianza Fuente Suma de Cuadrados Gl Cuadrado Medio Modelo 0,61307 2 0,306535 Residuo 0,000229631 7 0,0000328044 Total 0,6133 9 Total (Corr.) 0,0804 8 R-Cuadrada = 99,7144 porciento R-Cuadrada (ajustada por g.l.) = 99,6736 porciento Error estándar del est. = 0,00572751 Error medio absoluto = 0,00400022 Modelo Logarítmico-muestra S9: Método de estimación: Marquardt. La estimación se detuvo debido a convergencia de los parámetros estimados. Número de iteraciones: 4. Número de llamadas de la función: 13 Resultados de la Estimación Intervalo Confianza a 95,0% Error Estándar Asintótico Parámetro Estimado Asintótico Inferior Superior a 0,153798 0,00607878 0,139424 0,168172 b -0,0916167 0,012862 -0,122031 -0,0612029 Análisis de Varianza Fuente Suma de Cuadrados Gl Cuadrado Medio Modelo 0,511071 2 0,255536 Residuo 0,000728579 7 0,000104083 Total 0,5118 9 Total (Corr.) 0,0673556 8 R-Cuadrada = 98,9183 porciento R-Cuadrada (ajustada por g.l.) = 98,7638 porciento Error estándar del est. = 0,0102021 Error medio absoluto = 0,00586716 Modelo de Peleg -muestra S1: Método de estimación: Marquardt. La estimación se detuvo debido a la convergencia de la suma de cuadrados de residuos. Número de iteraciones: 11. Número de llamadas de la función: 35 Resultados de la Estimación Intervalo Confianza a 95,0% Error Estándar Asintótico Parámetro Estimado Asintótico Inferior Superior k1 145,606 4,40989 135,437 155,775 k2 2,6613 0,0267855 2,59954 2,72307 Análisis de Varianza Fuente Suma de Cuadrados Gl Cuadrado Medio Modelo 0,583328 2 0,291664 Residuo 0,00017193 8 0,0000214912 Total 0,5835 10 Total (Corr.) 0,12981 9 R-Cuadrada = 99,8676 porciento R-Cuadrada (ajustada por g.l.) = 99,851 porciento Error estándar del est. = 0,00463586
Error medio absoluto = 0,00349474 Modelo de Peleg -muestra S2: Método de estimación: Marquardt. La estimación se detuvo debido a la convergencia de la suma de cuadrados de residuos. Número de iteraciones: 11. Número de llamadas de la función: 35 Resultados de la Estimación Intervalo Confianza a 95,0% Error Estándar Asintótico Parámetro Estimado Asintótico Inferior Superior k1 55,4736 6,78881 39,8185 71,1287 k2 2,48656 0,0702923 2,32447 2,64866 Análisis de Varianza Fuente Suma de Cuadrados Gl Cuadrado Medio Modelo 0,917482 2 0,458741 Residuo 0,00281786 8 0,000352233 Total 0,9203 10 Total (Corr.) 0,14189 9 R-Cuadrada = 98,0141 porciento R-Cuadrada (ajustada por g.l.) = 97,7658 porciento Error estándar del est. = 0,0187679 Error medio absoluto = 0,0143073 Modelo de Peleg -muestra S3: Método de estimación: Marquardt. La estimación se detuvo debido a convergencia de los parámetros estimados. Número de iteraciones: 12. Número de llamadas de la función: 37 Resultados de la Estimación Intervalo Confianza a 95,0% Error Estándar Asintótico Parámetro Estimado Asintótico Inferior Superior k1 144,938 8,5353 125,255 164,62 k2 2,56245 0,0508323 2,44523 2,67966 Análisis de Varianza Fuente Suma de Cuadrados Gl Cuadrado Medio Modelo 0,620299 2 0,31015 Residuo 0,000700557 8 0,0000875696 Total 0,621 10 Total (Corr.) 0,137 9 R-Cuadrada = 99,4886 porciento R-Cuadrada (ajustada por g.l.) = 99,4247 porciento Error estándar del est. = 0,00935786 Error medio absoluto = 0,00632452 Modelo de Peleg -muestra S4: Método de estimación: Marquardt. La estimación se detuvo debido a la convergencia de la suma de cuadrados de residuos. Número de iteraciones: 12. Número de llamadas de la función: 38 Resultados de la Estimación Intervalo Confianza a 95,0% Error Estándar Asintótico Parámetro Estimado Asintótico Inferior Superior k1 147,846 11,9022 120,399 175,292 k2 3,12156 0,0787294 2,94001 3,30311 Análisis de Varianza Fuente Suma de Cuadrados Gl Cuadrado Medio Modelo 0,450019 2 0,22501 Residuo 0,000880827 8 0,000110103 Total 0,4509 10 Total (Corr.) 0,09369 9 R-Cuadrada = 99,0598 porciento R-Cuadrada (ajustada por g.l.) = 98,9423 porciento Error estándar del est. = 0,010493 Error medio absoluto = 0,00768996
Modelo de Peleg -muestra S5: Método de estimación: Marquardt La estimación se detuvo debido a la convergencia de la suma de cuadrados de residuos. Número de iteraciones: 12 Número de llamadas de la función: 38 Resultados de la Estimación Intervalo Confianza a 95,0% Error Estándar Asintótico Parámetro Estimado Asintótico Inferior Superior k1 131,018 10,1957 107,506 154,529 k2 2,81297 0,0681186 2,65589 2,97005 Análisis de Varianza Fuente Suma de Cuadrados Gl Cuadrado Medio Modelo 0,557887 2 0,278944 Residuo 0,00101278 8 0,000126598 Total 0,5589 10 Total (Corr.) 0,11369 9 R-Cuadrada = 99,1092 porciento R-Cuadrada (ajustada por g.l.) = 98,9978 porciento Error estándar del est. = 0,0112516 Error medio absoluto = 0,00788131 Modelo de Peleg -muestra S6: Método de estimación: Marquardt. La estimación se detuvo debido a la convergencia de la suma de cuadrados de residuos. Número de iteraciones: 11. Número de llamadas de la función: 35 Resultados de la Estimación Intervalo Confianza a 95,0% Error Estándar Asintótico Parámetro Estimado Asintótico Inferior Superior k1 194,618 10,1284 171,262 217,974 k2 2,63933 0,0517238 2,52005 2,7586 Análisis de Varianza Fuente Suma de Cuadrados Gl Cuadrado Medio Modelo 0,517995 2 0,258997 Residuo 0,000505364 8 0,0000631705 Total 0,5185 10 Total (Corr.) 0,13041 9 R-Cuadrada = 99,6125 porciento R-Cuadrada (ajustada por g.l.) = 99,564 porciento Error estándar del est. = 0,00794799 Error medio absoluto = 0,00570312 Modelo de Peleg -muestra S7: Método de estimación: Marquardt. La estimación se detuvo debido a la convergencia de la suma de cuadrados de residuos. Número de iteraciones: 11. Número de llamadas de la función: 35 Resultados de la Estimación Intervalo Confianza a 95,0% Error Estándar Asintótico Parámetro Estimado Asintótico Inferior Superior k1 131,046 7,22075 114,395 147,697 k2 3,17037 0,0518081 3,0509 3,28984 Análisis de Varianza Fuente Suma de Cuadrados Gl Cuadrado Medio Modelo 0,460003 2 0,230002 Residuo 0,000396596 8 0,0000495745 Total 0,4604 10
Total (Corr.) 0,09176 9 R-Cuadrada = 99,5678 porciento R-Cuadrada (ajustada por g.l.) = 99,5138 porciento Error estándar del est. = 0,00704091 Error medio absoluto = 0,00424397 Modelo de Peleg -muestra S8: Método de estimación: Marquardt. La estimación se detuvo debido a convergencia de los parámetros estimados. Número de iteraciones: 12. Número de llamadas de la función: 37 Resultados de la Estimación Intervalo Confianza a 95,0% Error Estándar Asintótico Parámetro Estimado Asintótico Inferior Superior k1 141,37 7,40424 124,296 158,445 k2 2,60004 0,045133 2,49597 2,70412 Análisis de Varianza Fuente Suma de Cuadrados Gl Cuadrado Medio Modelo 0,612761 2 0,306381 Residuo 0,000538564 8 0,0000673205 Total 0,6133 10 Total (Corr.) 0,13369 9 R-Cuadrada = 99,5972 porciento R-Cuadrada (ajustada por g.l.) = 99,5468 porciento Error estándar del est. = 0,00820491 Error medio absoluto = 0,00595865 Modelo de Peleg -muestra S9: Método de estimación: Marquardt. La estimación se detuvo debido a la convergencia de la suma de cuadrados de residuos. Número de iteraciones: 12. Número de llamadas de la función: 38 Resultados de la Estimación Intervalo Confianza a 95,0% Error Estándar Asintótico Parámetro Estimado Asintótico Inferior Superior k1 152,717 16,5203 114,621 190,813 k2 2,86149 0,101821 2,62669 3,09629 Análisis de Varianza Fuente Suma de Cuadrados Gl Cuadrado Medio Modelo 0,509903 2 0,254951 Residuo 0,00189748 8 0,000237185 Total 0,5118 10 Total (Corr.) 0,1118 9 R-Cuadrada = 98,3028 porciento R-Cuadrada (ajustada por g.l.) = 98,0906 porciento Error estándar del est. = 0,0154008 Error medio absoluto = 0,0103629
Cuadro D.18. Datos obtenidos a partir de la determinación de humedad para isotermas
Sal Muestra Replica PF PF + Mh P Mh PF + Ms P Ms 1 S1 1 30,0030 30,9734 0,9704 30,9437 0,9407
1 S1 2 31,1290 32,0686 0,9396 32,0432 0,9142
1 S1 3 28,1813 29,1432 0,9619 29,1162 0,9349
1 S3 1 26,2824 27,0473 0,7649 27,0268 0,7444
1 S3 2 33,4471 34,1265 0,6794 34,1107 0,6636
1 S3 3 32,1985 32,8481 0,6496 32,8332 0,6347
2 S1 1 32,2699 33,2368 0,9669 33,1783 0,9084
2 S1 2 30,5320 31,5605 1,0285 31,5074 0,9754
2 S1 3 30,9785 32,0245 1,0460 31,974 0,9955
2 S3 1 45,6932 46,7730 1,0798 46,7181 1,0249
2 S3 2 30,7615 31,5513 0,7898 31,5104 0,7489
2 S3 3 29,5057 30,5317 1,0260 30,4773 0,9716
3 S1 1 32,9210 34,1219 1,2009 33,9952 1,0742
3 S1 2 29,4955 30,5475 1,0520 30,4386 0,9431
3 S1 3 33,7078 34,4505 0,7427 34,3711 0,6633
3 S3 1 45,5405 46,5603 1,0198 46,4418 0,9013
3 S3 2 29,6185 30,5894 0,9709 30,4882 0,8697
3 S3 3 31,3372 32,0016 0,6644 31,9335 0,5963
4 S1 1 45,3794 46,1540 0,7746 46,0578 0,6784
4 S1 2 34,7663 35,5786 0,8123 35,4813 0,715
4 S1 3 32,3725 33,3911 1,0186 33,2697 0,8972
4 S3 1 32,5126 33,2229 0,7103 33,1371 0,6245
4 S3 2 30,5421 31,2794 0,7373 31,1888 0,6467
4 S3 3 29,4663 30,3086 0,8423 30,2101 0,7438
5 S1 1 31,8649 33,2896 1,4247 33,1167 1,2518
5 S1 2 28,2011 29,4654 1,2643 29,3044 1,1033
5 S1 3 28,3917 29,4714 1,0797 29,3358 0,9441
5 S3 1 29,7752 30,4015 0,6263 30,3188 0,5436
5 S3 2 29,3826 30,3048 0,9222 30,1899 0,8073
5 S3 3 40,0884 40,8133 0,7249 40,7035 0,6151
6 S1 1 30,3628 30,9332 0,5704 30,8183 0,4555
6 S1 2 33,2121 33,7748 0,5627 33,6613 0,4492
6 S1 3 31,7779 32,4550 0,6771 32,3215 0,5436
6 S3 1 34,6965 35,1636 0,4671 35,0727 0,3762
6 S3 2 29,3924 29,6860 0,2936 29,6291 0,2367
6 S3 3 29,6248 29,9305 0,3057 29,8722 0,2474
7 S1 1 28,7808 29,3992 0,6184 29,2722 0,4914
7 S1 2 29,7107 30,2161 0,5054 30,1141 0,4034
7 S1 3 31,4875 32,0714 0,5839 31,9485 0,461
7 S3 1 30,1737 30,6801 0,5064 30,5786 0,4049
7 S3 2 28,5688 29,1385 0,5697 29,0292 0,4604
Continúa
Continuación
7 S3 3 36,4300 37,0374 0,6074 36,9109 0,4809
8 S1 1 28,7333 29,2207 0,4874 29,0851 0,3518
8 S1 2 32,3760 33,0181 0,6421 32,8387 0,4627
8 S1 3 29,8696 30,2903 0,4207 30,1764 0,3068
8 S3 1 34,6861 35,0462 0,3601 34,9448 0,2587
8 S3 2 33,0056 33,5026 0,4970 33,3675 0,3619
8 S3 3 29,5983 29,9057 0,3074 29,8198 0,2215 1 S7 1 34,6979 38,0454 3,3475 37,8935 3,1956
1 S7 2 30,3630 34,1760 3,8130 34,0013 3,6383
1 S7 3 40,0887 44,5223 4,4336 44,3213 4,2326
1 S8 1 30,1742 32,0592 1,8850 31,9902 1,8160
1 S8 2 29,5108 31,1263 1,6155 31,0664 1,5556
1 S8 3 29,6269 30,7816 1,1547 30,7426 1,1157
1 S9 1 31,4880 34,0805 2,5925 33,9904 2,5024
1 S9 2 32,2739 35,0642 2,7903 34,9669 2,6930
1 S9 3 33,0060 34,9349 1,9289 34,8616 1,8556
2 S7 1 31,8655 35,9112 4,0457 35,6634 3,7979
2 S7 2 28,3939 32,9919 4,5980 32,7027 4,3088
2 S7 3 32,5143 35,9741 3,4598 35,7526 3,2383
2 S8 1 32,3761 34,5869 2,2108 34,4330 2,0569
2 S8 2 28,5690 30,6243 2,0553 30,4850 1,9160
2 S8 3 29,7764 31,8712 2,0948 31,7227 1,9463
2 S9 1 29,6201 32,5186 2,8985 32,3478 2,7277
2 S9 2 28,2031 30,2762 2,0731 30,1576 1,9545
2 S9 3 33,2138 35,3297 2,1159 35,2058 1,9920
3 S7 1 32,3731 36,6538 4,2807 36,2321 3,8590
3 S7 2 33,4550 37,0944 3,6394 36,7650 3,3100
3 S7 3 28,7212 31,7505 3,0293 31,4786 2,7574
3 S8 1 29,3936 31,5564 2,1628 31,3480 1,9544
3 S8 2 31,7791 33,8022 2,0231 33,6229 1,8438
3 S8 3 33,7080 36,2486 2,5406 36,0088 2,3008
3 S9 1 31,3384 33,4882 2,1498 33,3375 1,9991
3 S9 2 30,0087 32,6505 2,6418 32,4209 2,4122
3 S9 3 30,7652 32,7866 2,0214 32,6308 1,8656
4 S7 1 29,8700 34,8614 4,9914 34,3448 4,4748
4 S7 2 29,7113 34,0364 4,3251 33,5906 3,8793
4 S7 3 31,3102 35,0181 3,7079 34,6390 3,3288
4 S8 1 36,0842 38,3040 2,2198 38,0346 1,9504
4 S8 2 30,5440 33,8174 3,2734 33,4226 2,8786
4 S8 3 32,9224 35,1919 2,2695 34,9200 1,9976
4 S9 1 30,5339 34,4135 3,8796 33,9738 3,4399
4 S9 2 29,4955 32,3410 2,8455 32,0169 2,5214
4 S9 3 34,7675 38,3972 3,6297 37,9852 3,2177
Continúa
Continuación
5 S7 1 36,0832 40,4238 4,3406 39,9325 3,8493
5 S7 2 33,7079 37,3708 3,6629 36,9793 3,2714
5 S7 3 31,7774 35,9626 4,1852 35,5238 3,7464
5 S8 1 29,8689 32,2059 2,3370 31,9555 2,0866
5 S8 2 33,2128 35,0075 1,7947 34,7997 1,5869
5 S8 3 31,3378 33,7829 2,4451 33,4977 2,1599
5 S9 1 29,7762 33,1845 3,4083 32,8336 3,0574
5 S9 2 29,5078 33,4832 3,9754 33,0929 3,5851
5 S9 3 31,8644 36,7980 4,9336 36,3391 4,4747
6 S7 1 28,7812 32,9020 4,1208 32,4325 3,6513
6 S7 2 29,6193 33,6462 4,0269 33,1811 3,5618
6 S7 3 32,5134 36,5166 4,0032 36,0747 3,5613
6 S8 1 31,4882 33,6183 2,1301 33,2781 1,7899
6 S8 2 30,5324 32,6932 2,1608 32,3575 1,8251
6 S8 3 32,3759 34,2916 1,9157 33,9960 1,6201
6 S9 1 33,0053 35,5836 2,5783 35,2343 2,2290
6 S9 2 28,5697 31,8788 3,3091 31,4508 2,8811
6 S9 3 30,0080 33,0439 3,0359 32,6976 2,6896
7 S7 1 30,5435 34,7481 4,2046 34,1533 3,6098
7 S7 2 40,0906 44,5896 4,4990 43,9405 3,8499
7 S7 3 28,3934 31,6125 3,2191 31,1419 2,7485
7 S8 1 30,1746 32,4241 2,2495 31,9839 1,8093
7 S8 2 30,3638 32,3678 2,0040 32,0054 1,6416
7 S8 3 32,3733 34,1536 1,7803 33,8048 1,4315
7 S9 1 34,7677 38,3999 3,6322 37,8500 3,0823
7 S9 2 29,6271 33,7389 4,1118 33,1031 3,4760
7 S9 3 32,2775 34,8877 2,6102 34,4635 2,1860
8 S7 1 32,9216 34,8307 1,9091 34,4311 1,5095
8 S7 2 29,7112 30,9475 1,2363 30,6642 0,9530
8 S7 3 29,3937 31,0778 1,6841 30,7188 1,3251
8 S8 1 28,2026 29,9538 1,7512 29,5057 1,3031
8 S8 2 31,3096 32,9286 1,6190 32,5372 1,2276
8 S8 3 34,6987 36,9100 2,2113 36,3981 1,6994
8 S9 1 33,4546 36,1498 2,6952 35,4940 2,0394
8 S9 2 30,7662 33,5936 2,8274 32,9683 2,2021
8 S9 3 29,4954 31,6822 2,1868 31,2037 1,7083
Cuadro D.19. Datos de contenido de humedad de equilibrio (CHe; g agua / g ms) –Experiencia de isotermas
CHe (g agua / g ms)
Muestras
220 °C;
14,1 %MD
220 °C;
0 %MD
220 °C;
7,05 %MD
200 °C;
2,05 %MD
240 °C;
2,05 %MD
Sal Sal HR (%) aw S7 S8 S9 S1 S3 1 ClLi 11,30 0,1130 0,048 0,038 0,036 0,032 0,028
1 ClLi 11,30 0,1130 0,048 0,039 0,036 0,028 0,024
1 ClLi 11,30 0,1130 0,047 0,035 0,040 0,029 0,023
2 Cl2Mg 32,78 0,3278 0,065 0,075 0,063 0,064 0,054
2 Cl2Mg 32,78 0,3278 0,067 0,073 0,061 0,054 0,055
2 Cl2Mg 32,78 0,3278 0,068 0,076 0,062 0,051 0,056
3 Mg(NO3)2 52,89 0,5289 0,109 0,107 0,075 0,118 0,131
3 Mg(NO3)2 52,89 0,5289 0,100 0,097 0,095 0,115 0,116
3 Mg(NO3)2 52,89 0,5289 0,099 0,104 0,084 0,120 0,114
5 Cl2Co 64,92 0,6492 0,128 0,120 0,115 0,138 0,152
5 Cl2Co 64,92 0,6492 0,120 0,131 0,109 0,146 0,142
5 Cl2Co 64,92 0,6492 0,117 0,132 0,103 0,144 0,179
7 ClNa 75,29 0,7529 0,165 0,243 0,178 0,258 0,251
7 ClNa 75,29 0,7529 0,169 0,221 0,183 0,253 0,237
7 ClNa 75,29 0,7529 0,171 0,244 0,194 0,267 0,263
8 ClK 84,34 0,8434 0,265 0,344 0,322 0,385 0,392
8 ClK 84,34 0,8434 0,297 0,319 0,284 0,388 0,373
8 ClK 84,34 0,8434 0,271 0,301 0,280 0,371 0,388
Análisis de regresión no lineal-Modelado de las isotermas de adsorción. (Aclaración: Para el ajuste de los modelos, se utilizó el valor medio de CHe correspondiente a cada muestra).
a-Modelo de GAB para la muestra S8
R e g r e s i ó n N o l í n e a l
- - - - - - - - - - - - - - - - - - -
V a r i a b l e d e p e n d i e n t e : s 8 ( 2 ° a n a l i s i s )
V a r i a b l e s i n d e p e n d i e n t e s :
a w
F u n c i ó n a e s t i m a r : ( x m * C * k * a w ) / ( ( 1 - k * a w ) * ( 1 - k * a w + C * k * a w ) )
E s t i m a c i o n e s d e l p a r á m e t r o i n i c i a l :
x m = 0 , 0 5
C = 1 , 0
k = 0 , 9
M é t o d o d e e s t i m a c i ó n : M a r q u a r d t
L a e s t i m a c i ó n s e d e t u v o d e b i d o a l a c o n v e r g e n c i a d e l a s u m a d e
N ú m e r o d e i t e r a c c i o n e s : 7
N ú m e r o d e l l a m a d a s d e f u n c i o n e s : 3 0
R e s u l t a d o s d e l a E s t i m a c i ó n
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
A s i n t
A s i n t ó t i c a I n t e r v a l o
P a r á m e t r o E s t i m a d o E r r o r E s t á n d a r I n f e r i o r
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
x m 0 , 0 5 7 1 1 7 2 0 , 0 1 0 9 9 5 1 0 , 0 2 2 1 2 5 9
C 1 0 , 0 3 2 3 1 3 , 3 4 5 7 - 3 2 , 4 3 9 7
k 0 , 9 8 2 3 1 8 0 , 0 3 7 7 8 1 2 0 , 8 6 2 0 8 1
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
A n á l i s i s d e V a r i a n z a
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
F u e n t e S u m a d e C u a d r a d o s G l C u a d r a d o M e d i o
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
M o d e l o 0 , 1 9 1 6 3 0 , 0 6 3 8 6 6 8
R e s i d u o s 0 , 0 0 1 1 2 3 5 3 3 0 , 0 0 0 3 7 4 5 0 9
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
T o t a l 0 , 1 9 2 7 2 4 6
T o t a l ( C o r r . ) 0 , 0 5 7 7 2 4 5
R - C u a d r a d o = 9 8 , 0 5 3 6 p o r c e n t a j e
R - C u a d r a d o ( a d a p t a d o p a r a g . l . ) = 9 6 , 7 5 6 p o r c e n t a j e
E r r o r E s t á n d a r d e l a E s t . = 0 , 0 1 9 3 5 2 2
E r r o r a b s o l u t o d e l a M e d i a = 0 , 0 1 0 5 1 5 5
E s t a d í s t i c o D u r b i n - W a t s o n = 2 , 9 3 3 5 5
A u t o c o r r e l a c i ó n r e s i d u a l L a g 1 = - 0 , 4 7 9 9 3 2
A n á l i s i s d e R e s i d u o s
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
E s t i m a c i ó n V a l i d a c i ó n
n 6
M S E 0 , 0 0 0 3 7 4 5 0 9
M A E 0 , 0 1 0 5 1 5 5
M A P E 7 , 4 5 1 5 6
M E - 0 , 0 0 0 2 6 6 8 7 9
M P E - 0 , 5 1 4 0 9 7
b-Modelo de GAB para la muestra S9 R e g r e s i ó n N o l í n e a l
- - - - - - - - - - - - - - - - - - -
V a r i a b l e d e p e n d i e n t e : s 9 ( 2 ° a n a l i s i s )
V a r i a b l e s i n d e p e n d i e n t e s :
a w
F u n c i ó n a e s t i m a r : ( x m * C * k * a w ) / ( ( 1 - k * a w ) * ( 1 - k * a w + C * k * a w ) )
E s t i m a c i o n e s d e l p a r á m e t r o i n i c i a l :
x m = 0 , 0 5
C = 1 , 0
k = 0 , 9
M é t o d o d e e s t i m a c i ó n : M a r q u a r d t
L a e s t i m a c i ó n s e d e t u v o d e b i d o a l a c o n v e r g e n c i a d e l a s u m a d e
N ú m e r o d e i t e r a c c i o n e s : 7
N ú m e r o d e l l a m a d a s d e f u n c i o n e s : 3 1
R e s u l t a d o s d e l a E s t i m a c i ó n
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
A s i n t
A s i n t ó t i c a I n t e r v a l o
P a r á m e t r o E s t i m a d o E r r o r E s t á n d a r I n f e r i o r
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
x m 0 , 0 4 0 6 3 9 8 0 , 0 0 3 0 4 5 0 9 0 , 0 3 0 9 4 9
C 3 4 , 1 0 6 9 4 6 , 5 5 0 4 - 1 1 4 , 0 3 7
k 1 , 0 2 3 9 2 0 , 0 1 2 6 3 3 8 0 , 9 8 3 7 1 5
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
A n á l i s i s d e V a r i a n z a
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
F u e n t e S u m a d e C u a d r a d o s G l C u a d r a d o M e d i o
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
M o d e l o 0 , 1 4 5 3 5 4 3 0 , 0 4 8 4 5 1 3
R e s i d u o s 0 , 0 0 0 2 1 4 9 8 3 3 0 , 0 0 0 0 7 1 6 6 0 9
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
T o t a l 0 , 1 4 5 5 6 9 6
T o t a l ( C o r r . ) 0 , 0 4 5 9 8 0 8 5
R - C u a d r a d o = 9 9 , 5 3 2 5 p o r c e n t a j e
R - C u a d r a d o ( a d a p t a d o p a r a g . l . ) = 9 9 , 2 2 0 8 p o r c e n t a j e
E r r o r E s t á n d a r d e l a E s t . = 0 , 0 0 8 4 6 5 2 8
E r r o r a b s o l u t o d e l a M e d i a = 0 , 0 0 4 5 5 5 1 5
E s t a d í s t i c o D u r b i n - W a t s o n = 2 , 9 3 8 7 6
A u t o c o r r e l a c i ó n r e s i d u a l L a g 1 = - 0 , 4 7 5 4 4
A n á l i s i s d e R e s i d u o s
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
E s t i m a c i ó n V a l i d a c i ó n
n 6
M S E 0 , 0 0 0 0 7 1 6 6 0 9
M A E 0 , 0 0 4 5 5 5 1 5
M A P E 4 , 1 7 0 3 4
M E - 0 , 0 0 0 1 1 5 5 8 8
M P E - 0 , 2 7 5 0 7
c-Modelo de GAB para la muestra S3 R e g r e s i ó n N o l í n e a l
- - - - - - - - - - - - - - - - - - -
V a r i a b l e d e p e n d i e n t e : s 3 ( 2 ° a n a l i s i s )
V a r i a b l e s i n d e p e n d i e n t e s :
a w
F u n c i ó n a e s t i m a r : ( x m * C * k * a w ) / ( ( 1 - k * a w ) * ( 1 - k * a w + C * k * a w ) )
E s t i m a c i o n e s d e l p a r á m e t r o i n i c i a l :
x m = 0 , 0 4
C = 1 , 0
k = 0 , 9
M é t o d o d e e s t i m a c i ó n : M a r q u a r d t
L a e s t i m a c i ó n s e d e t u v o d e b i d o a l a c o n v e r g e n c i a d e l a s e s t i m
N ú m e r o d e i t e r a c c i o n e s : 7
N ú m e r o d e l l a m a d a s d e f u n c i o n e s : 3 0
R e s u l t a d o s d e l a E s t i m a c i ó n
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
A s i n
A s i n t ó t i c a I n t e r v a l
P a r á m e t r o E s t i m a d o E r r o r E s t á n d a r I n f e r i o
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
x m 0 , 0 7 5 2 4 5 5 0 , 0 1 0 3 4 6 4 0 , 0 4 2 3 1 8
C 2 , 5 6 4 5 2 1 , 0 6 7 7 6 - 0 , 8 3 3 5 5
k 0 , 9 7 2 1 0 9 0 , 0 2 1 6 0 3 7 0 , 9 0 3 3 5
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
A n á l i s i s d e V a r i a n z a
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
F u e n t e S u m a d e C u a d r a d o s G l C u a d r a d o M e d i o
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
M o d e l o 0 , 2 5 2 7 8 8 3 0 , 0 8 4 2 6 2 8
R e s i d u o s 0 , 0 0 0 1 8 1 6 3 7 3 0 , 0 0 0 0 6 0 5 4 5 6
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
T o t a l 0 , 2 5 2 9 7 6
T o t a l ( C o r r . ) 0 , 0 8 8 9 5 9 3 5
R - C u a d r a d o = 9 9 , 7 9 5 8 p o r c e n t a j e
R - C u a d r a d o ( a d a p t a d o p a r a g . l . ) = 9 9 , 6 5 9 7 p o r c e n t a j e
E r r o r E s t á n d a r d e l a E s t . = 0 , 0 0 7 7 8 1 1
E r r o r a b s o l u t o d e l a M e d i a = 0 , 0 0 5 0 0 5 8 7
E s t a d í s t i c o D u r b i n - W a t s o n = 3 , 5 7 9 6 7
A u t o c o r r e l a c i ó n r e s i d u a l L a g 1 = - 0 , 8 5 1 7 9
A n á l i s i s d e R e s i d u o s
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
E s t i m a c i ó n V a l i d a c i ó n
n 6
M S E 0 , 0 0 0 0 6 0 5 4 5 6
M A E 0 , 0 0 5 0 0 5 8 7
M A P E 6 , 8 3 4 4 4
M E 0 , 0 0 0 3 0 1 5 4 3
M P E 1 , 8 8 9 7 9
d-Modelo de GAB para la muestra S1 R e g r e s i ó n N o l í n e a l
- - - - - - - - - - - - - - - - - - -
V a r i a b l e d e p e n d i e n t e : s 1 ( 2 ° a n a l i s i s )
V a r i a b l e s i n d e p e n d i e n t e s :
a w
F u n c i ó n a e s t i m a r : ( x m * C * k * a w ) / ( ( 1 - k * a w ) * ( 1 - k * a w + C * k * a w ) )
E s t i m a c i o n e s d e l p a r á m e t r o i n i c i a l :
x m = 0 , 0 5
C = 1 , 0
k = 0 , 9
M é t o d o d e e s t i m a c i ó n : M a r q u a r d t
L a e s t i m a c i ó n s e d e t u v o d e b i d o a l a c o n v e r g e n c i a d e l a s u m a d e
N ú m e r o d e i t e r a c c i o n e s : 7
N ú m e r o d e l l a m a d a s d e f u n c i o n e s : 3 0
R e s u l t a d o s d e l a E s t i m a c i ó n
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
A s i n t
A s i n t ó t i c a I n t e r v a l o
P a r á m e t r o E s t i m a d o E r r o r E s t á n d a r I n f e r i o r
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
x m 0 , 0 7 2 0 9 2 1 0 , 0 2 0 1 4 1 7 0 , 0 0 7 9 9 2 1 3
C 2 , 7 4 9 3 2 , 4 8 9 7 9 - 5 , 1 7 4 3 3
k 0 , 9 7 9 0 3 7 0 , 0 4 3 4 0 8 8 0 , 8 4 0 8 9 1
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
A n á l i s i s d e V a r i a n z a
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
F u e n t e S u m a d e C u a d r a d o s G l C u a d r a d o M e d i o
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
M o d e l o 0 , 2 4 9 8 0 5 3 0 , 0 8 3 2 6 8 5
R e s i d u o s 0 , 0 0 0 8 4 5 5 9 3 0 , 0 0 0 2 8 1 8 6 3
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
T o t a l 0 , 2 5 0 6 5 1 6
T o t a l ( C o r r . ) 0 , 0 8 8 2 8 9 5 5
R - C u a d r a d o = 9 9 , 0 4 2 3 p o r c e n t a j e
R - C u a d r a d o ( a d a p t a d o p a r a g . l . ) = 9 8 , 4 0 3 8 p o r c e n t a j e
E r r o r E s t á n d a r d e l a E s t . = 0 , 0 1 6 7 8 8 8
E r r o r a b s o l u t o d e l a M e d i a = 0 , 0 0 9 9 6 0 5 8
E s t a d í s t i c o D u r b i n - W a t s o n = 3 , 2 5 9 1 7
A u t o c o r r e l a c i ó n r e s i d u a l L a g 1 = - 0 , 6 8 7 1 1 9
A n á l i s i s d e R e s i d u o s
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
E s t i m a c i ó n V a l i d a c i ó n
n 6
M S E 0 , 0 0 0 2 8 1 8 6 3
M A E 0 , 0 0 9 9 6 0 5 8
M A P E 1 0 , 8 6 6 9
M E 0 , 0 0 0 6 7 6 8 0 2
M P E 3 , 3 9 0 0 9
e-Modelo de GAB para la muestra S7. En este caso los datos tuvieron que ser linealizados de la forma: aw/X=b1+b2*aw+b3*aw^2 con: xm= (1/(b2^2-4*b1*b3))^0,5; c= -2/(b2*xm-1); k= b3+xm/((1/c)-1)
S7
Sal aw CHe aw/Che
1 0,1130 0,048 2,371
2 0,3278 0,067 4,917
3 0,5289 0,103 5,152
5 0,6492 0,122 5,336
7 0,7529 0,168 4,473
8 0,8434 0,278 3,037
A n á l i s i s d e R e g r e s i ó n P o l i n o m i a l
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
V a r i a b l e d e p e n d i e n t e : s 7 n
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
E r r o r E s t a d í
P a r á m e t r o E s t i m a c i ó n E s t á n d a r T
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
C O N S T A N T E 0 , 3 0 5 0 3 3 0 , 4 5 6 7 6 2 0 , 6
a w 2 0 , 4 8 6 7 2 , 1 9 2 6 5 9 ,
a w ^ 2 - 2 0 , 2 0 0 5 2 , 2 4 2 3 2 - 9 ,
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
A n á l i s i s d e l a V a r i a n z a
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
F u e n t e S u m a d e C u a d r a d o s G L C u a d r a d o s M e d i o s
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
M o d e l o 7 , 2 3 4 2 7 2 3 , 6 1 7 1 4
R e s i d u o 0 , 2 4 7 7 2 4 3 0 , 0 8 2 5 7 4 6
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
T o t a l ( C o r r . ) 7 , 4 8 2 5
R - c u a d r a d o = 9 6 , 6 8 9 1 p o r c e n t a j e
R - c u a d r a d o ( a j u s t a d o p a r a d . f . ) = 9 4 , 4 8 1 8 p o r c e n t a j e
E r r o r E s t á n d a r d e l a E s t . = 0 , 2 8 7 3 5 8
E r r o r a b s o l u t o m e d i o = 0 , 1 7 1 6 8 3
E s t a d í s t i c o D u r b i n - W a t s o n = 2 , 6 1 2 0 3 ( P = 0 , 0 0 2 6 )
a u t o c o r r e l a c i ó n d e r e s i d u o s e n L a g 1 = - 0 , 3 6 9 6 9 6
Resultado:
Constantes S7
b1 0,305
b2 20,487
b3 -20,201
xm 0,05
c 71,10
k 0,97
R2 0,9668 Estos valores de Xm, c y k se usaron como valores iniciales para volver a iterar:
Xm 0,049
C 23,21
K 0,972
R2 0,990
f-Modelo de BET para la muestra S8 R e g r e s i ó n N o l í n e a l
- - - - - - - - - - - - - - - - - - -
V a r i a b l e d e p e n d i e n t e : s 8 ( 2 ° a n a l i s i s )
V a r i a b l e s i n d e p e n d i e n t e s :
a w
F u n c i ó n a e s t i m a r : x m * C * a w * ( 1 - ( n - 1 ) * ( a w ^ n ) + n * ( a w ^ ( n + 1 ) ) ) / ( ( 1 - a w ) * ( 1
E s t i m a c i o n e s d e l p a r á m e t r o i n i c i a l :
x m = 0 , 0 1
C = 8 , 0
n = 1 5 , 0
M é t o d o d e e s t i m a c i ó n : M a r q u a r d t
L a e s t i m a c i ó n s e d e t u v o d e b i d o a l a c o n v e r g e n c i a d e l a s u m a d e c u a d
N ú m e r o d e i t e r a c c i o n e s : 1 8
N ú m e r o d e l l a m a d a s d e f u n c i o n e s : 9 3
R e s u l t a d o s d e l a E s t i m a c i ó n
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
A s i n t ó t i c a
A s i n t ó t i c a I n t e r v a l o s d e
P a r á m e t r o E s t i m a d o E r r o r E s t á n d a r I n f e r i o r
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
x m 0 , 0 5 3 8 9 0 2 0 , 0 0 6 6 1 8 1 7 0 , 0 3 2 8 2 8 2
C 1 2 , 7 6 5 3 1 7 , 6 3 1 4 - 4 3 , 3 4 5 9
n 2 2 , 8 8 7 3 5 0 , 2 8 0 2 - 1 3 7 , 1 2 7
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
A n á l i s i s d e V a r i a n z a
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
F u e n t e S u m a d e C u a d r a d o s G l C u a d r a d o M e d i o
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
M o d e l o 0 , 1 9 1 6 4 7 3 0 , 0 6 3 8 8 2 5
R e s i d u o s 0 , 0 0 1 0 7 6 6 1 3 0 , 0 0 0 3 5 8 8 7 1
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
T o t a l 0 , 1 9 2 7 2 4 6
T o t a l ( C o r r . ) 0 , 0 5 7 7 2 4 5
R - C u a d r a d o = 9 8 , 1 3 4 9 p o r c e n t a j e
R - C u a d r a d o ( a d a p t a d o p a r a g . l . ) = 9 6 , 8 9 1 5 p o r c e n t a j e
E r r o r E s t á n d a r d e l a E s t . = 0 , 0 1 8 9 4 3 9
E r r o r a b s o l u t o d e l a M e d i a = 0 , 0 1 0 2 2 4 3
E s t a d í s t i c o D u r b i n - W a t s o n = 3 , 0 6 3 6 8
A u t o c o r r e l a c i ó n r e s i d u a l L a g 1 = - 0 , 5 5 4 5 9 2
A n á l i s i s d e R e s i d u o s
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
E s t i m a c i ó n V a l i d a c i ó n
n 6
M S E 0 , 0 0 0 3 5 8 8 7 1
M A E 0 , 0 1 0 2 2 4 3
M A P E 6 , 8 4 7 1 4
M E - 0 , 0 0 0 0 6 2 6 2 3 7
M P E - 0 , 7 4 4 5 1
g-Modelo de BET para la muestra S9
R e g r e s i ó n N o l í n e a l
- - - - - - - - - - - - - - - - - - -
V a r i a b l e d e p e n d i e n t e : s 9 ( 2 ° a n a l i s i s )
V a r i a b l e s i n d e p e n d i e n t e s :
a w
F u n c i ó n a e s t i m a r : x m * C * a w * ( 1 - ( n - 1 ) * ( a w ^ n ) + n * ( a w ^ ( n + 1 ) ) ) / ( ( 1 - a w ) * ( 1
E s t i m a c i o n e s d e l p a r á m e t r o i n i c i a l :
x m = 0 , 0 1
C = 2 0 , 0
n = 1 0 , 0
M é t o d o d e e s t i m a c i ó n : M a r q u a r d t
L a e s t i m a c i ó n s e d e t u v o d e b i d o a l a c o n v e r g e n c i a d e l a s u m a d e c u a d
N ú m e r o d e i t e r a c c i o n e s : 6
N ú m e r o d e l l a m a d a s d e f u n c i o n e s : 2 9
R e s u l t a d o s d e l a E s t i m a c i ó n
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
A s i n t ó t i c a
A s i n t ó t i c a I n t e r v a l o s d e
P a r á m e t r o E s t i m a d o E r r o r E s t á n d a r I n f e r i o r
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
x m 0 , 0 4 4 9 0 8 3 0 , 0 0 2 6 4 9 8 2 0 , 0 3 6 4 7 5 4
C 1 7 , 6 9 5 6 1 8 , 2 8 9 4 - 4 0 , 5 0 9 6
n 1 1 , 1 5 7 7 1 , 8 6 8 9 3 5 , 2 0 9 8 9
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
A n á l i s i s d e V a r i a n z a
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
F u e n t e S u m a d e C u a d r a d o s G l C u a d r a d o M e d i o
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
M o d e l o 0 , 1 4 5 1 9 4 3 0 , 0 4 8 3 9 7 9
R e s i d u o s 0 , 0 0 0 3 7 5 2 2 5 3 0 , 0 0 0 1 2 5 0 7 5
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
T o t a l 0 , 1 4 5 5 6 9 6
T o t a l ( C o r r . ) 0 , 0 4 5 9 8 0 8 5
R - C u a d r a d o = 9 9 , 1 8 4 p o r c e n t a j e
R - C u a d r a d o ( a d a p t a d o p a r a g . l . ) = 9 8 , 6 3 9 9 p o r c e n t a j e
E r r o r E s t á n d a r d e l a E s t . = 0 , 0 1 1 1 8 3 7
E r r o r a b s o l u t o d e l a M e d i a = 0 , 0 0 6 0 5 7 0 8
E s t a d í s t i c o D u r b i n - W a t s o n = 2 , 5 9 1 3 3
A u t o c o r r e l a c i ó n r e s i d u a l L a g 1 = - 0 , 3 0 1 6 0 8
A n á l i s i s d e R e s i d u o s
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
E s t i m a c i ó n V a l i d a c i ó n
n 6
M S E 0 , 0 0 0 1 2 5 0 7 5
M A E 0 , 0 0 6 0 5 7 0 8
M A P E 5 , 7 3 8 1 2
M E - 0 , 0 0 0 4 8 7 6 6 3
M P E - 0 , 5 7 6 1 0 6
h-Modelo de BET para la muestra S1:
R e g r e s i ó n N o l í n e a l
- - - - - - - - - - - - - - - - - - -
V a r i a b l e d e p e n d i e n t e : s 1 ( 2 ° a n a l i s i s )
V a r i a b l e s i n d e p e n d i e n t e s :
a w
F u n c i ó n a e s t i m a r : x m * C * a w * ( 1 - ( n - 1 ) * ( a w ^ n ) + n * ( a w ^ ( n + 1 ) ) ) / ( ( 1 - a w ) * ( 1
E s t i m a c i o n e s d e l p a r á m e t r o i n i c i a l :
x m = 0 , 0 1
C = 1 , 0
n = 1 5 , 0
M é t o d o d e e s t i m a c i ó n : M a r q u a r d t
L a e s t i m a c i ó n s e d e t u v o d e s p u é s d e a l c a n z a r l a s m á x i m a s i t e r a c c i o n e
N ú m e r o d e i t e r a c c i o n e s : 3 1
N ú m e r o d e l l a m a d a s d e f u n c i o n e s : 1 5 3
R e s u l t a d o s d e l a E s t i m a c i ó n
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
A s i n t ó t i c a
A s i n t ó t i c a I n t e r v a l o s d e
P a r á m e t r o E s t i m a d o E r r o r E s t á n d a r I n f e r i o r
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
x m 0 , 0 6 5 6 5 9 6 0 , 0 0 9 5 2 8 6 5 0 , 0 3 5 3 3 5 2
C 3 , 4 9 7 2 8 2 , 8 5 1 3 8 - 5 , 5 7 7 1
n 2 3 , 5 0 5 2 4 4 , 8 2 1 - 1 1 9 , 1 3 5
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
A n á l i s i s d e V a r i a n z a
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
F u e n t e S u m a d e C u a d r a d o s G l C u a d r a d o M e d i o
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
M o d e l o 0 , 2 4 9 8 3 9 3 0 , 0 8 3 2 7 9 7
R e s i d u o s 0 , 0 0 0 8 1 1 9 1 3 3 0 , 0 0 0 2 7 0 6 3 8
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
T o t a l 0 , 2 5 0 6 5 1 6
T o t a l ( C o r r . ) 0 , 0 8 8 2 8 9 5 5
R - C u a d r a d o = 9 9 , 0 8 0 4 p o r c e n t a j e
R - C u a d r a d o ( a d a p t a d o p a r a g . l . ) = 9 8 , 4 6 7 3 p o r c e n t a j e
E r r o r E s t á n d a r d e l a E s t . = 0 , 0 1 6 4 5 1 1
E r r o r a b s o l u t o d e l a M e d i a = 0 , 0 1 0 0 6 1 8
E s t a d í s t i c o D u r b i n - W a t s o n = 3 , 4 2 8 6 4
A u t o c o r r e l a c i ó n r e s i d u a l L a g 1 = - 0 , 7 5 7 6 9 4
A n á l i s i s d e R e s i d u o s
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
E s t i m a c i ó n V a l i d a c i ó n
n 6
M S E 0 , 0 0 0 2 7 0 6 3 8
M A E 0 , 0 1 0 0 6 1 8
M A P E 1 0 , 1 5 2 8
M E 0 , 0 0 0 3 9 7 2 1 4
M P E 2 , 0 0 7 2 7
i-Modelo de BET para la muestra S3
R e g r e s i ó n N o l í n e a l
- - - - - - - - - - - - - - - - - - -
V a r i a b l e d e p e n d i e n t e : s 3 ( 2 ° a n a l i s i s )
V a r i a b l e s i n d e p e n d i e n t e s :
a w
F u n c i ó n a e s t i m a r : x m * C * a w * ( 1 - ( n - 1 ) * ( a w ^ n ) + n * ( a w ^ ( n + 1 ) ) ) / ( ( 1 - a w ) * ( 1
E s t i m a c i o n e s d e l p a r á m e t r o i n i c i a l :
x m = 0 , 1
C = 1 , 0
n = 1 5 , 0
M é t o d o d e e s t i m a c i ó n : M a r q u a r d t
L a e s t i m a c i ó n s e d e t u v o d e b i d o a l a c o n v e r g e n c i a d e l a s u m a d e c u a d
N ú m e r o d e i t e r a c c i o n e s : 1 6
N ú m e r o d e l l a m a d a s d e f u n c i o n e s : 8 3
R e s u l t a d o s d e l a E s t i m a c i ó n
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
A s i n t ó t i c a
A s i n t ó t i c a I n t e r v a l o s d e
P a r á m e t r o E s t i m a d o E r r o r E s t á n d a r I n f e r i o r
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
x m 0 , 0 6 6 4 0 3 5 0 , 0 0 6 5 4 0 9 2 0 , 0 4 5 5 8 7 3
C 3 , 4 6 8 9 9 1 , 6 1 3 1 3 - 1 , 6 6 4 7 3
n 2 0 , 9 6 4 5 3 4 , 6 2 7 5 - 8 9 , 2 3 5 9
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
A n á l i s i s d e V a r i a n z a
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
F u e n t e S u m a d e C u a d r a d o s G l C u a d r a d o M e d i o
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
M o d e l o 0 , 2 5 2 7 7 3 0 , 0 8 4 2 5 6 5
R e s i d u o s 0 , 0 0 0 2 0 0 4 0 8 3 0 , 0 0 0 0 6 6 8 0 2 5
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
T o t a l 0 , 2 5 2 9 7 6
T o t a l ( C o r r . ) 0 , 0 8 8 9 5 9 3 5
R - C u a d r a d o = 9 9 , 7 7 4 7 p o r c e n t a j e
R - C u a d r a d o ( a d a p t a d o p a r a g . l . ) = 9 9 , 6 2 4 5 p o r c e n t a j e
E r r o r E s t á n d a r d e l a E s t . = 0 , 0 0 8 1 7 3 2 8
E r r o r a b s o l u t o d e l a M e d i a = 0 , 0 0 5 3 6 9 6 4
E s t a d í s t i c o D u r b i n - W a t s o n = 3 , 6 4 7 7
A u t o c o r r e l a c i ó n r e s i d u a l L a g 1 = - 0 , 8 5 6 3 5 5
A n á l i s i s d e R e s i d u o s
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
E s t i m a c i ó n V a l i d a c i ó n
n 6
M S E 0 , 0 0 0 0 6 6 8 0 2 5
M A E 0 , 0 0 5 3 6 9 6 4
M A P E 5 , 7 7 3 5 9
M E 0 , 0 0 0 1 2 7 3 2 9
M P E 0 , 0 2 4 9 6 0 3
Cuadro D.20. Cálculo de errores-Modelado de las isotermas de adsorción Tabla de medias usadas en el cálculo de errores
Sal aw S7 S8 S9 S1 S3 1,00 0,113 0,048 0,037 0,037 0,030 0,025
2,00 0,3278 0,067 0,075 0,062 0,056 0,055
3,00 0,5289 0,103 0,103 0,085 0,118 0,120
5,00 0,6492 0,122 0,128 0,109 0,143 0,158
7,00 0,7529 0,168 0,236 0,185 0,259 0,250
8,00 0,8434 0,278 0,321 0,295 0,381 0,384
y promedio 0,131 0,150 0,129 0,165 0,165
Constantes de GAB
Xm 0,049 0,057 0,041 0,072 0,075
C 23,21 10,03 34,11 2,75 2,56
K 0,9712 0,982 1,024 0,979 0,9721
Constantes de BET
X 0,044 0,054 0,045 0,065 0,066 C 14,45 12,76 17,69 3,49 3,47 N 13,98 22,89 11,16 23,5 20,96
Muestra S7 Modelo GAB Modelo BET
(yex-ypre) (yex-ypre)2 ABS (yex-ypre) (yex-yprom)2 (yex-ypre) (yex-ypre)2
ABS (yex-ypre) (yex-yprom)2
0,007 0,000 0,144 0,007 0,016 0,000 0,326 0,007
0,001 0,000 0,013 0,004 0,009 0,000 0,140 0,004
0,006 0,000 0,057 0,001 0,015 0,000 0,144 0,001
-0,008 0,000 0,063 0,000 0,002 0,000 0,013 0,000
-0,011 0,000 0,066 0,001 -0,001 0,000 0,005 0,001
0,009 0,000 0,034 0,022 0,006 0,000 0,021 0,022
sumatorias 0,000 0,377 0,035 sumatorias 0,001 0,649 0,035
R2 0,990 R2 0,983
MPE 6,285 MPE 10,818
Muestra S8 Modelo GAB Modelo BET
(yex-ypre) (yex-ypre)2 ABS (yex-ypre) (yex-yprom)2 (yex-ypre) (yex-ypre)2
ABS (yex-ypre) (yex-yprom)2
0,002 0,000 0,045 0,013 0,000 0,000 0,010 0,013
0,005 0,000 0,070 0,006 0,005 0,000 0,073 0,006
-0,006 0,000 0,058 0,002 -0,004 0,000 0,044 0,002
-0,021 0,000 0,166 0,000 -0,020 0,000 0,156 0,000
0,025 0,001 0,105 0,007 0,024 0,001 0,102 0,007
-0,004 0,000 0,012 0,029 -0,007 0,000 0,023 0,029
sumatorias 0,001 0,455 0,058 sumatorias 0,001 0,408 0,058
R2 0,980 R2 0,981 MPE 7,577 MPE 6,795
Muestra S9 Modelo GAB Modelo BET
(yex-ypre) (yex-ypre)2 ABS (yex-ypre) (yex-yprom)2 (yex-ypre) (yex-ypre)2
ABS (yex-ypre) (yex-yprom)2
-0,001 0,000 0,015 0,008 0,002 0,000 0,059 0,009
0,004 0,000 0,059 0,004 0,002 0,000 0,032 0,005
-0,003 0,000 0,031 0,001 -0,006 0,000 0,071 0,002
-0,012 0,000 0,106 0,000 -0,014 0,000 0,124 0,000
0,008 0,000 0,041 0,003 0,012 0,000 0,066 0,002
-0,004 0,000 0,013 0,019 -0,001 0,000 0,004 0,020
sumatorias 0,000 0,264 0,035 sumatorias 0,000 0,357 0,038
R2 0,994 R2 0,990
MPE 4,407 MPE 5,943
Muestra S1 Modelo GAB Modelo BET
(yex-ypre) (yex-ypre)2 ABS (yex-ypre) (yex-yprom)2 (yex-ypre) (yex-ypre)2
ABS (yex-ypre) (yex-yprom)2
0,009 0,000 0,304 0,018 0,007 0,000 0,240 0,018
-0,004 0,000 0,064 0,012 -0,005 0,000 0,081 0,012
0,006 0,000 0,052 0,002 0,008 0,000 0,066 0,002
-0,021 0,000 0,146 0,000 -0,018 0,000 0,124 0,000
0,017 0,000 0,065 0,009 0,020 0,000 0,077 0,009
-0,002 0,000 0,006 0,047 0,000 0,000 0,000 0,047
sumatorias 0,001 0,637 0,089 sumatorias 0,001 0,589 0,089
R2 0,990 R2 0,990
MPE 10,621 MPE 9,814
Muestra S3 Modelo GAB Modelo BET
(yex-ypre) (yex-ypre)2 ABS (yex-ypre) (yex-yprom)2 (yex-ypre) (yex-ypre)2
ABS (yex-ypre) (yex-yprom)2
0,005 0,000 0,191 0,020 0,002 0,000 0,088 0,020
-0,005 0,000 0,091 0,012 -0,007 0,000 0,122 0,012
0,008 0,000 0,063 0,002 0,009 0,000 0,074 0,002
-0,008 0,000 0,050 0,000 -0,005 0,000 0,032 0,000
0,006 0,000 0,022 0,007 0,008 0,000 0,034 0,007
0,001 0,000 0,002 0,048 0,000 0,000 0,001 0,048
sumatorias 0,000 0,419 0,089 sumatorias 0,000 0,349 0,089
R2 0,998 R2 0,997
MPE 6,982 MPE 5,823 Nota D.3. Modo de cálculo de fracción de agua (ww; g agua/g totales) y fracción de sólidos secos (ws; g solidos secos/g totales); empleados en el modelado de temperatura de transición vítrea.
Dato: CHbs=11,2% entonces: (100 +11,2)g---------------------11,2 g agua
100 g sólidos secos-----------x=100*11,2/111,2 = 10,0719 %
Entonces ww=10,0719/100=0,1007
ws=1-ww=1-0,1007= 0,8993 g sólidos secos/g totales
ws=1-(CHbs/(100 + CHbs))
Cuadro D.21. Datos de contenidos de humedad (CH), y fracciones de agua (ww) y de sólidos secos (ws), basados en nota D.3.
Muestra PPF PPF+MH PPF+MS MH MS CH(bh) CH(bs) ww ws
sal3-muestra9 32,3726 32,8535 32,7997 0,4809 0,4271 0,112 0,13 0,112 0,888
sal2-muestra9 30,3626 31,0879 31,0358 0,7253 0,6732 0,07 0,08 0,072 0,928
sal1-muestra9 29,6202 30,26 30,2329 0,6398 0,6127 0,04 0,04 0,042 0,958
sal3-muestra8 33,2121 34,1507 34,0479 0,9386 0,8358 0,11 0,12 0,110 0,890
sal2-muestra8 29,4655 30,3397 30,2659 0,8742 0,8004 0,08 0,09 0,084 0,916
sal1-muestra8 31,1345 31,6836 31,6579 0,5491 0,5234 0,05 0,05 0,047 0,953
sal3-muestra7 44,1681 45,3796 45,2634 1,2115 1,0953 0,10 0,11 0,096 0,904
sal2-muestra7 29,777 30,6788 30,6186 0,9018 0,8416 0,07 0,07 0,067 0,933
sal1-muestra7 29,8701 30,8855 30,8407 1,0154 0,9706 0,04 0,05 0,044 0,956
sal3-muestra3 45,52 46,3312 46,2369 0,8112 0,7169 0,12 0,13 0,116 0,884
sal2-muestra3 40,0902 40,5724 40,5311 0,4822 0,4409 0,09 0,09 0,086 0,914
sal1-muestra3 29,3852 30,1169 30,0821 0,7317 0,6969 0,05 0,05 0,048 0,952
sal3-muestra1 31,3097 32,4231 32,3013 1,1134 0,9916 0,11 0,12 0,109 0,891
sal2-muestra1 28,5253 29,3855 29,319 0,8602 0,7937 0,08 0,08 0,077 0,923
sal1-muestra1 30,7647 31,7031 31,6538 0,9384 0,8891 0,05 0,06 0,053 0,947 PPF: peso del pocillo; PPF+MH: peso del pocillo más peso de la muestra húmeda; PPF+MS: peso del pocillo mas peso de la muestra seca; MH: muestra húmeda; MS: muestra seca.
Cuadro D22. Datos de lecturas de temperaturas de transición vítrea
Para transición vítrea (Tg; os: onset; mp: midpoint) y actividad acuosa muestras de mate soluble puro y formulado con diferentes porcentajes de maltodextrina (%MD); obtenidas a diferentes temperaturas de entrada de aire (Ti).
X1 (Ti;°C)
X2 (%MD; %p/v)
Muestra Sal aw aw del
desecador (25°C)
Tg os (°C) Tg mp (°C)
220 7,05 9 3 0,555 0,5289 14,87 28,40 220 0,00 8 3 0,528 0,5289 15,38 35,92 220 14,10 7 3 0,52 0,5289 27,60 39,82 200 2,05 3 3 0,513 0,5289 12,18 22,77 240 2,05 1 3 0,524 0,5289 31,60 40,39 220 7,05 9 2 0,461 0,3278 31,39 37,10 220 0,00 8 2 0,44 0,3278 30,83 37,28 220 14,10 7 2 0,469 0,3278 36,25 41,26 200 2,05 3 2 0,425 0,3278 29,02 35,29 240 2,05 1 2 0,436 0,3278 34,53 41,67 220 7,05 9 1 0,411 0,113 42,88 47,33 220 0,00 8 1 0,416 0,113 39,20 43,61 220 14,10 7 1 0,443 0,113 52,09 60,54 200 2,05 3 1 0,406 0,113 42,82 46,97 240 2,05 1 1 0,404 0,113 47,04 51,17
Cuadro D.23. Resumen de datos empleados en el modelado de la ecuación de Gordon y Taylor
Muestra X1 (°C) X2 (%MD) aw muestra Tgos ww ws 8 220 0 0,528 15,38 0,11 0,89
8 220 0 0,44 30,83 0,08 0,92
8 220 0 0,416 39,20 0,05 0,95
9 220 7,05 0,555 14,87 0,11 0,89
9 220 7,05 0,461 31,39 0,07 0,93
9 220 7,05 0,411 42,88 0,04 0,96
7 220 14,1 0,52 27,60 0,10 0,90
7 220 14,1 0,469 36,25 0,07 0,93
7 220 14,1 0,443 52,09 0,04 0,96
3 200 2,05 0,513 12,18 0,12 0,88
3 200 2,05 0,425 29,02 0,09 0,91
3 200 2,05 0,406 42,82 0,05 0,95
1 240 2,05 0,524 31,60 0,11 0,89
1 240 2,05 0,436 34,53 0,08 0,92
1 240 2,05 0,404 47,04 0,05 0,95
Cuadro D.24. Análisis de regresión no lineal-Modelo de Gordon y Taylor
a-Modelado G-T para muestra S8
V a r i a b l e d e p e n d i e n t e : T g o s ( ° C ) p a r a m u e s t r a s d e l p o l v o 8
V a r i a b l e s i n d e p e n d i e n t e s :
w s
w w
F u n c i ó n a e s t i m a r : ( w s * T g s + k * w w * ( - 1 3 5 ) ) / ( w s + k * w w )
E s t i m a c i o n e s d e l p a r á m e t r o i n i c i a l :
T g s = 0 , 1
k = 0 , 1
M é t o d o d e e s t i m a c i ó n : M a r q u a r d t
L a e s t i m a c i ó n s e d e t u v o d e b i d o a l a c o n v e r g e n c i a d e l a s e s t i m
N ú m e r o d e i t e r a c c i o n e s : 4
N ú m e r o d e l l a m a d a s d e f u n c i o n e s : 1 3
R e s u l t a d o s d e l a E s t i m a c i ó n
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
A s i n
A s i n t ó t i c a I n t e r v a l
P a r á m e t r o E s t i m a d o E r r o r E s t á n d a r I n f e r i o
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
T g s 6 3 , 1 5 5 8 , 3 3 8 7 - 4 2 , 7 9 8
k 2 , 4 6 6 0 5 0 , 5 8 9 3 7 6 - 5 , 0 2 2 6
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
A n á l i s i s d e V a r i a n z a
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
F u e n t e S u m a d e C u a d r a d o s G l C u a d r a d o M e d i o
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
M o d e l o 2 7 1 2 , 9 5 2 1 3 5 6 , 4 7
R e s i d u o s 1 0 , 7 2 6 6 1 1 0 , 7 2 6 6
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
T o t a l 2 7 2 3 , 6 7 3
T o t a l ( C o r r . ) 2 9 2 , 0 5 1 2
R - C u a d r a d o = 9 6 , 3 2 7 1 p o r c e n t a j e
R - C u a d r a d o ( a d a p t a d o p a r a g . l . ) = 9 2 , 6 5 4 3 p o r c e n t a j e
E r r o r E s t á n d a r d e l a E s t . = 3 , 2 7 5 1 6
E r r o r a b s o l u t o d e l a M e d i a = 1 , 7 8 0 6 2
E s t a d í s t i c o D u r b i n - W a t s o n = 2 , 9 9 1 7 9
A u t o c o r r e l a c i ó n r e s i d u a l L a g 1 = - 0 , 6 6 5 0 5 4
A n á l i s i s d e R e s i d u o s
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
E s t i m a c i ó n V a l i d a c i ó n
n 3
M S E 1 0 , 7 2 6 6
M A E 1 , 7 8 0 6 2
M A P E 7 , 1 1 5 8 4
M E - 0 , 0 0 4 5 2 1 8 5
M P E - 1 , 3 5 4 9 1
b-Modelado G-T para muestra S9
R e g r e s i ó n N o l í n e a l
- - - - - - - - - - - - - - - - - - -
V a r i a b l e d e p e n d i e n t e : T g o s ( ° C ) p a r a p o l v o 9
V a r i a b l e s i n d e p e n d i e n t e s :
w s
w w
F u n c i ó n a e s t i m a r : ( w s * T g s + k * w w * ( - 1 3 5 ) ) / ( w s + k * w w )
E s t i m a c i o n e s d e l p a r á m e t r o i n i c i a l :
T g s = 0 , 1
k = 0 , 1
M é t o d o d e e s t i m a c i ó n : M a r q u a r d t
L a e s t i m a c i ó n s e d e t u v o d e b i d o a l a c o n v e r g e n c i a d e l a s e s t i m
N ú m e r o d e i t e r a c c i o n e s : 4
N ú m e r o d e l l a m a d a s d e f u n c i o n e s : 1 3
R e s u l t a d o s d e l a E s t i m a c i ó n
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
A s i n
A s i n t ó t i c a I n t e r v a l
P a r á m e t r o E s t i m a d o E r r o r E s t á n d a r I n f e r i o
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
T g s 6 1 , 9 5 4 3 1 , 9 0 9 7 7 3 7 , 6 8 8
k 2 , 5 1 4 4 4 0 , 1 4 7 0 2 2 0 , 6 4 6 3 4
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
A n á l i s i s d e V a r i a n z a
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
F u e n t e S u m a d e C u a d r a d o s G l C u a d r a d o M e d i o
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
M o d e l o 3 0 4 4 , 2 3 2 1 5 2 2 , 1 1
R e s i d u o s 0 , 9 1 4 7 8 3 1 0 , 9 1 4 7 8 3
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
T o t a l 3 0 4 5 , 1 4 3
T o t a l ( C o r r . ) 3 9 6 , 4 9 7 2
R - C u a d r a d o = 9 9 , 7 6 9 3 p o r c e n t a j e
R - C u a d r a d o ( a d a p t a d o p a r a g . l . ) = 9 9 , 5 3 8 6 p o r c e n t a j e
E r r o r E s t á n d a r d e l a E s t . = 0 , 9 5 6 4 4 3
E r r o r a b s o l u t o d e l a M e d i a = 0 , 5 2 1 2 3 1
E s t a d í s t i c o D u r b i n - W a t s o n = 2 , 9 9 9 8 9
A u t o c o r r e l a c i ó n r e s i d u a l L a g 1 = - 0 , 6 6 8 2 1 9
A n á l i s i s d e R e s i d u o s
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
E s t i m a c i ó n V a l i d a c i ó n
n 3
M S E 0 , 9 1 4 7 8 3
M A E 0 , 5 2 1 2 3 1
M A P E 2 , 0 0 5 5 1
M E - 0 , 0 0 1 8 6 7 4 9
M P E - 0 , 3 5 0 9 5 7
c-Modelado G-T para muestra S7
R e g r e s i ó n N o l í n e a l
- - - - - - - - - - - - - - - - - - -
V a r i a b l e d e p e n d i e n t e : T g o s ( ° C ) p a r a p o l v o 7
V a r i a b l e s i n d e p e n d i e n t e s :
w s
w w
F u n c i ó n a e s t i m a r : ( w s * T g s + k * w w * ( - 1 3 5 ) ) / ( w s + k * w w )
E s t i m a c i o n e s d e l p a r á m e t r o i n i c i a l :
T g s = 0 , 1
k = 0 , 1
M é t o d o d e e s t i m a c i ó n : M a r q u a r d t
L a e s t i m a c i ó n s e d e t u v o d e b i d o a l a c o n v e r g e n c i a d e l a s e s t i m
N ú m e r o d e i t e r a c c i o n e s : 4
N ú m e r o d e l l a m a d a s d e f u n c i o n e s : 1 3
R e s u l t a d o s d e l a E s t i m a c i ó n
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
A s i n
A s i n t ó t i c a I n t e r v a l
P a r á m e t r o E s t i m a d o E r r o r E s t á n d a r I n f e r i o
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
T g s 6 9 , 9 9 3 7 5 , 4 8 0 7 3 0 , 3 5 4 3 5
k 2 , 4 2 7 7 1 0 , 4 1 8 2 8 2 - 2 , 8 8 7 0
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
A n á l i s i s d e V a r i a n z a
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
F u e n t e S u m a d e C u a d r a d o s G l C u a d r a d o M e d i o
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
M o d e l o 4 7 8 2 , 7 2 2 3 9 1 , 3 5
R e s i d u o s 6 , 4 8 9 6 1 6 , 4 8 9 6
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
T o t a l 4 7 8 9 , 1 9 3
T o t a l ( C o r r . ) 3 0 8 , 4 9 6 2
R - C u a d r a d o = 9 7 , 8 9 6 4 p o r c e n t a j e
R - C u a d r a d o ( a d a p t a d o p a r a g . l . ) = 9 5 , 7 9 2 7 p o r c e n t a j e
E r r o r E s t á n d a r d e l a E s t . = 2 , 5 4 7 4 7
E r r o r a b s o l u t o d e l a M e d i a = 1 , 3 8 5 0 7
E s t a d í s t i c o D u r b i n - W a t s o n = 2 , 9 9 1 9 8
A u t o c o r r e l a c i ó n r e s i d u a l L a g 1 = - 0 , 6 6 5 1 2 7
A n á l i s i s d e R e s i d u o s
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
E s t i m a c i ó n V a l i d a c i ó n
n 3
M S E 6 , 4 8 9 6
M A E 1 , 3 8 5 0 7
M A P E 3 , 8 9 4 4 8
M E 0 , 0 0 3 5 4 5 2 4
M P E 0 , 0 8 3 3 8 2 1
Cuadro D.25. Cálculo de errores-Modelado de Gordon y Taylor
Muestra S8 (220°C; 0 %MD) sal Aw y exp ypred yexp-ypred yexp-ypred)^2 ABS(yexp-ypred) (yexp-yprom)^2
3 0,555 15,38 17,04 -1,657 2,745 0,108 171,348
2 0,528 30,83 26,44 4,387 19,248 0,142 5,570
1 0,520 39,2 41,75 -2,549 6,496 0,065 115,133
sumatorias 28,489 0,315 292,051
R2 0,902
MPE 10,502
Muestra S9 (220°C; 7,05 %MD) sal Aw y exp ypred yexp-ypred yexp-ypred)^2 ABS(yexp-ypred) (yexp-yprom)^2
3 0,555 14,87 14,58 0,292 0,085 0,020 220,325
2 0,528 31,39 29,87 1,519 2,307 0,048 2,811
1 0,52 42,88 42,24 0,638 0,406 0,015 173,361
sumatorias 2,799 0,083 396,497
R2 0,993
MPE 2,764
Muestra S7 (220°C; 14,1 %MD) sal Aw y exp ypred yexp-ypred yexp-ypred)^2 ABS(yexp-ypred) (yexp-yprom)^2
3 0,555 27,60 28,01 -0,410 0,168 0,015 466,981
2 0,528 36,25 39,66 -3,412 11,645 0,094 148,936
1 0,52 52,09 49,34 2,753 7,579 0,053 9,623
sumatorias 19,392 0,162 625,540
R2 0,969
MPE 5,395
Cuadro D.26. Datos empleados en el ANOVA de efecto simple del factor X2 (%MD) sobre la Tgs predicha por el modelo de Gordon y Taylor. Muestra-sal X1 X2 Tgs predicha 8-3 220 0 61,0
8-2 220 0 --
8-1 220 0 60,3
9-3 220 7,05 62,3
9-2 220 7,05 63,8
9-1 220 7,05 62,7
7-3 220 14,1 69,5
7-2 220 14,1 66,0
7-1 220 14,1 73,1 Tabla ANOVA para Tgspred según X2 (%MD; %p/v)
Análisis de la Varianza
--------------------------------------------------- -------------------------
Fuente Sumas de cuad. Gl Cuadrado Medio Cociente-F P-Val
--------------------------------------------------- -------------------------
Entre grupos 112,1 2 56,05 02 10,51 0,016
Intra grupos 26,6583 5 5,331 67
--------------------------------------------------- -------------------------
Total (Corr.) 138,759 7
Como pv resultó menor a 0,05, hay diferencias significativas entre las medias de Tgs predichas entre los niveles del factor X2. Contraste Múltiple de Rango para Tgspred según X2 ( % MD; %p/v)
--------------------------------------------------- -----------------------------
Método: 95,0 porcentaje LSD
X2 Frec. Media Grupos h omogéneos
--------------------------------------------------- -----------------------------
0 2 60,65 X
7,05 3 62,9333 X
14,1 3 69,5333 X
--------------------------------------------------- -----------------------------
Contraste Diferenc ias +/- Límites
--------------------------------------------------- -----------------------------
0 - 7,05 -2,28333 5,41843
0 - 14,1 *-8,88333 5,41843
7,05 - 14,1 *-6,6 4,84639
--------------------------------------------------- -----------------------------
* indica una diferencia significativa.